PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA FACULTAD DE CIENCIAS CARRERA DE...
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PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA FACULTAD DE CIENCIAS CARRERA DE BIOLOGIA CLONACIÓN Y EXPRESIÓN EN E. coli DEL ANTÍGENO DE REPETICIONES ÁCIDO-BÁSICAS DE Plasmodium falciparum: PfABRA CAMILO ANDRES MONCADA BENAVIDES TRABAJO DE GRADO Presentado como requisito parcial para optar al tÍtulo de BIOLOGIA Bogotá D.C. Mayo de 2003
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PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA FACULTAD DE CIENCIAS CARRERA DE BIOLOGIA
CLONACIÓN Y EXPRESIÓN EN E. coli DEL ANTÍGENO DE REPETICIONES
ÁCIDO-BÁSICAS DE Plasmodium falciparum:
PfABRA
CAMILO ANDRES MONCADA BENAVIDES
TRABAJO DE GRADO Presentado como requisito parcial para optar al tÍtulo de
BIOLOGIA
Bogotá D.C. Mayo de 2003
NOTA DE ADVERTENCIA
"La Universidad no se hace responsable por los
conceptos emitidos por sus alumnos en sus
trabajos de tesis. Sólo velará porque no se
publique nada contrario al dogma y a la moral
católica y porque las tesis no contengan ataques
personales contra persona alguna, antes bien
vea en ellas el anhelo de buscar la verdad y la
justicia”.
Artículo 23 de la Resolución No13 de julio de
1946.
CARTA DE AUTORIZACIÓN DE LOS AUTORES PARA CONSULTA Y PUBLICACIÓN ELECTRÓNICA
Bogotá, Agosto 5 de 2003 Señores PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA Cuidad Estimados Señores: Yo (nosotros) CAMILO ANDRES MONCADA BENAVIDES, identificado (s) con C.C. No. 79788429, autor (es) del trabajo de grado titulado CLONACIÓN Y EXPRESIÓN EN E. coli DEL ANTÍGENO DE REPETICIONES ÁCIDO-BÁSICAS DE Plasmodium falciparum: PfABRA, presentado como requisito para optar al título de Biología en el año de 2003; autorizo(amos) a la Universidad Javeriana a: a) Reproducir el trabajo en medio digital o electrónico con el fin de ofrecerlo para la
consulta en la Biblioteca General. b) Poner a disposición para la consulta con fines académicos, en la página web de la
Facultad, de la Biblioteca General y en redes de información con las cuales tenga convenio la Universidad Javeriana.
c) Enviar el trabajo en formato impreso o digital, en caso de que sea seleccionado para participar en concursos de trabajos de grado.
d) Distribuir ejemplares de la obra, para la consulta entre las entidades educativas con las que la facultad tenga convenio de intercambio de información, para que este sea consultado en las bibliotecas y centros de documentación de las respectivas entidades.
e) Todos los usos, que tengan finalidad académica. Los derechos morales sobre el trabajo son de los autores de conformidad con lo establecido en el artículo 30 de la Ley 23 de 1982 y el artículo 11 de la Decisión Andina 351 de 1993, los cuales son irrenunciables, imprescriptibles, inembargables e inalienables. Atendiendo lo anterior, siempre que se consulte la obra, mediante cita bibliográfica se debe dar crédito al trabajo y a su (s) autor (es). Este documento se firma, sin perjuicio de los acuerdos que el autor (es) pacte con la Unidad Académica referentes al uso de la obra o a los derechos de propiedad industrial que puedan surgir de la actividad académica. ___________________________ Firmas y documento de identidad
Bogotá, 26 de Mayo de 2003 Doctora LUZ MERCEDES SANTAMARIA Directora Carrera de Biología Pontificia Universidad Javeriana Bogotá, D.C. Apreciada Doctora Santamaría: Por medio de la presente manifiesto mi aprobación para la entrega del trabajo de grado titulado “Clonación y expresión en E. coli del antígeno de repeticiones ácido-básicas de Plasmodium falciparum: PfABRA” realizado por el alumno de la carrera de biología CAMILO ANDRES MONCADA BENAVIDES, identificado con la cédula de ciudadanía número 79’788.429 de Bogotá. Agradeciendo su amable atención, Atentamente, Director MANUEL ALFONSO PATARROYO, M.D. Coordinador Departamento de Biología Molecular Fundación Instituto de Inmunologia de Colombia
Bogotá, 26 de Mayo de 2003 Doctora LUZ MERCEDES SANTAMARIA Directora Carrera de Biología Pontificia Universidad Javeriana Bogotá, D.C. Apreciada Doctora Santamaría: Por medio de la presente manifiesto mi aprobación para la entrega del trabajo de grado titulado “Clonación y expresión en E. coli del antígeno de repeticiones ácido-básicas de Plasmodium falciparum: PfABRA” realizado por el alumno de la carrera de biología CAMILO ANDRES MONCADA BENAVIDES, identificado con la cédula de ciudadanía número 79’788.429 de Bogotá. Agradeciendo su amable atención, Atentamente, Codirector RAUL POUTOU, M. Sc. Grupo de Proteínas Recombinantes Pontificia Universidad Javeriana
FORMATO DESCRIPCIÓN TRABAJO DE GRADO
AUTOR O AUTORES Apellidos Nombres
MONCADA BENAVIDES
CAMILO ANDRES
DIRECTOR (ES)
Apellidos Nombres PATARROYO GUTIERREZ
MANUEL ALFONSO
ASESOR (ES) O CODIRECTOR
Apellidos Nombres POUTOU
RAUL
TRABAJO PARA OPTAR POR EL TÍTULO DE: BIOLOGIA TÍTULO COMPLETO DEL TRABAJO: CLONACIÓN Y EXPRESIÓN EN E. coli DEL ANTÍGENO DE REPETICIONES ÁCIDO-BÁSICAS DE Plasmodium falciparum: PfABRA SUBTÍTULO DEL TRABAJO: Clonación y expresión en E. coli de PfABRA FACULTAD: CIENCIAS PROGRAMA: Carrera X Especialización ____ Maestría ____ Doctorado ____ NOMBRE DEL PROGRAMA: CARRERA DE BIOLOGÍA CIUDAD: BOGOTA AÑO DE PRESENTACIÓN DEL TRABAJO: 2003 NÚMERO DE PÁGINAS 95 TIPO DE ILUSTRACIONES:
- Ilustraciones X - Mapas X - Retratos - Tablas, gráficos y diagramas X - Planos
- Láminas - Fotografías
MATERIAL ANEXO (Vídeo, audio, multimedia o producción electrónica):
Duración del audiovisual: ___________ Minutos.
Número de casetes de vídeo: ______ Formato: VHS ___ Beta Max ___ ¾ ___
Beta Cam ____ Mini DV ____ DV Cam ____ DVC Pro ____ Vídeo 8 ____ Hi 8
____
Otro. Cual? _____
Sistema: Americano NTSC ______ Europeo PAL _____ SECAM ______
Número de casetes de audio: ________________
Número de archivos dentro del CD (En caso de incluirse un CD-ROM diferente al
trabajo de grado: __________________________
DESCRIPTORES O PALABRAS CLAVES. ABRA, clonación, estrés osmótico, expresión periplásmica, P. falciparum, proteína recombinante RESUMEN DEL CONTENIDO Con el fin de asegurar su obtención para futuros ensayos funcionales, el fragmento codificante de la región de alta unión a eritrocitos de PfABRA fue clonado y expresado como proteína recombinante en la cepa BL-21 de E. coli utilizando el plásmido de expresión periplásmica pASK-4. La clonación del fragmento amplificado inicialmente en el plásmido pGEM-T permitió llevar a cabo dos restricciones que aseguraran la correcta orientación y la entrada en marco de lectura en pASK-4. La solubilidad de la proteína fue evaluada a 26, 30 y 37ºC bajo condiciones normales de crecimiento y bajo condiciones de estrés osmótico (NaCl 4%, sorbitol 0.5 M y betaína 10 mM). En todos los tratamientos, la proteína fue obtenida de forma soluble y la disminución de la temperatura tuvo un efecto en cuanto a la cantidad de proteína liberada en el medio de cultivo. Las condiciones de estrés osmótico mostraron una tendencia a disminuir la cantidad de proteína expresada a 26 y 30ºC pero a 37ºC facilitaron la salida de gran parte de la proteína al medio de cultivo. Bajo condiciones normales de crecimiento, ninguno de los tratamientos evaluados mostró diferencias evidentes en la cantidad de proteína obtenida. La identidad de la proteína purificada utilizando una columna de afinidad Strep-Tactin Macropep fue demostrada por el reconocimiento específico con suero policlonal de cabros inmunizados con péptidos sintéticos.
Dedicatoria
Este trabajo está dedicado a mis padres como una forma de reconocimiento
y agradecimiento por su apoyo y amor incondicionales.
Agradecimientos
Agradezco muy sinceramente al Dr. Manuel Alfonso Patarroyo por haber
aceptado participar en la dirección de éste trabajo, así como al profesor Raúl
Poutou por la codirección del mismo. A los dos, mis más sinceros
agradecimientos por todo su apoyo, orientación y comprensión durante la
realización de éste trabajo. Igualmente agradezco a la Fundación Instituto de
Inmunología el haberme brindado la oportunidad de participar con la
realización de éste trabajo en parte de sus proyectos de investigación y
especialmente a todo el personal del Departamento de Biología Molecular
por toda su colaboración. A los directivos y profesores de la Pontificia
Universidad Javeriana por todo el apoyo recibido.
Tabla de contenido
Capítulo Página
1. Introducción 1
1.1 Problema de investigación 1
1.2 Justificación 2
1.3 Hipótesis de trabajo 3
1.4 Objetivo general 3
1.5 Objetivos específicos 3
2. Marco teórico 4
2.1Malaria 4
2.1.1 Situación actual de la malaria 4
2.1.2 Plasmodium spp. y malaria 6
2.1.3 Vacunas y antígenos maláricos 13
2.2 Antígeno de repeticiones ácido-básicas 16
2.3 Expresión de proteínas recombinantes en E. coli 21
2.3.1 Cuerpos de inclusión y proteínas solubles 22
2.3.1.1 Disminución de la Tº de crecimiento celular 24
2.3.1.2 Co-expresión de chaperonas moleculares 24
2.3.1.3 Estrés osmótico 24
2.3.1.4 Expresión periplásmica 25
2.3.1.5 Proteína de fusión 26
2.3.2 Sistema de expresión periplásmica Strep-tagII 26
3. Materiales y métodos 30
3.1 Diseño experimental 30
3.1.1 Estructura de diseño 30
3.1.2 Estructura de tratamientos 30
3.1.3 Variables de estudio 30
3.2 Métodos 31
3.2.1 Cepas bacterianas, plásmidos y medios de cultivo 31
3.2.2 Clonación del fragmento codificante de la región
de alta unión a eritrocitos de PfABRA 31
3.2.3 Subclonaje del fragmento codificante de la región
de alta unión a eritrocitos de PfABRA 34
3.1.4 Expresión de la proteína recombinante PfABRA 36
3.3 Recolección y análisis de la información 40
3.3.1 Diseño de cebadores 40
3.3.2 Clonación y subclonaje del inserto ABRA 41
3.3.3 Expresión de la proteína recombinante PfABRA 41
3.4 Esquema general de todo el procedimiento 43
4. Resultados 44
4.1 Clonación de PfABRA en pGEM-T 44
4.2 Subclonaje de PfABRA en el vector de expresión pASK-4 54
4.3 Expresión de la proteína recombinante PfABRA 64
5. Discusión 77
6. Conclusiones 88
7. Recomendaciones 90
8. Literatura citada 91
Indice de figuras
Figura Página
Figura 1. Mapa de las zonas con alto riesgo de malaria 5
Figura 2. Ciclo de vida del parásito de la malaria 7
Figura 3. Hembra del género Anopheles spp. 9
Figura 4. Esporozoito del género Plasmodium spp. 9
Figura 5. Merozoito 11
Figura 6. Características estructurales de la familia MSP-9 18
Figura 7. Perfil de unión específica de péptidos a eritrocitos 20
Figura 8. Mapa del vector de expresión periplásmica
pASK-IBA4 29
Figura 9. Amplificación por PCR del fragmento génico
codificante para la región de alta unión a
eritrocitos de PfABRA 45
Figura 10. Producto de PCR purificado 46
Figura 11. Liberación del inserto del plásmido pGEM
por digestión con enzimas de restricción 49
Figura 12. Perfil de restricción del plásmido
recombinante pGEM/ABRA con HincII 50
Figura 13. Producto de PCR amplificado a partir de
pGEM/ABRA 51
Figura 14. Secuencia parcial del fragmento clonado
en el constructo pGEM/ABRA (clon 1.3) y BLAST 52
Figura 15. Vector de expresión pASK-4 56
Figura 16. Vector e inserto digeridos y purificados 57
Figura 17. Plásmido de expresión recombinante
pASK-4/ABRA digerido 58
Figura18. Perfil de restricción y liberación del inserto
del plásmido recombinante pASK-4/ABRA 59
Figura 19. Producto de PCR amplificado a partir de
pASK-4/ABRA 60
Figura 20. Secuencia parcial del fragmento clonado en
el constructo pASK-4/ABRA (clon 2.1) y BLAST 61
Figura 21. Expresión de clonos recombinantes 67
Figura 22. Western-blots de la expresión de clonos
recombinantes 68
Figura 23. Western-blots de la proteína recombinante
PfABRA expresada bajo diferentes
condiciones de temperatura y estrés osmótico 70
Figura 24. Expresión de la proteína recombinante
PfABRA bajo diferentes condiciones de
temperatura y estrés osmótico 72
Figura 25. Identificación de la proteína recombinante en
los medios de cultivo 73
Figura 26. Purificación analítica de la proteína
recombinante PfABRA 74
Figura 27. Detección de la proteína recombinante
PfABRA purificada 75
Figura 28. Reconocimiento con anticuerpos policlonales
de cabros de la proteína recombinante
PfABRA purificada 76
Indice de tablas
Tabla Página
Tabla1. Principales antígenos candidatos a vacuna
de las diferentes fases del ciclo de
vida de Plasmodium 15
Tabla 2. Concentración de las purificaciones del
producto de PCR 47
Tabla 3. Cantidades de vector e inserto utilizadas
en las reacciones de ligación 47
Tabla 4. Concentraciones de proteína total de
lisados bacterianos 65
Tabla 5. Concentraciones de proteína total en la fracción
soluble de lisados provenientes de cultivos
expresados en tres temperaturas diferentes 66
Tabla 6. Concentraciones de proteína total en la fracción
insoluble de lisados provenientes de cultivos
expresados en tres temperaturas diferentes 66
Anexos
Anexo 1. Movilidad de control positivo y proteína recombinante con respecto a patrones de peso de amplio rango
Indice de abreviaturas AHT Anhidrotetraciclina AP Fosfatasa alcalina BLAST Basic Local Alignment Search Tool CN Condiciones normales gDNA Acido desoxirribonucléico (genómico) ELISA Enzyme-linked immunoabsorbent assay EO Estrés osmótico MSP Proteína de superficie de merozoito PfABRA Antígeno de repeticiones ácido-básicas de Plasmodium falciparum SDS-PAGE Electroforesis en gel de poliacrilamida – SDS TA Temperatura ambiente WB Western-blot
1
1. Introducción
En la biología moderna, la capacidad de expresar proteínas
específicas ya sea in vivo o in vitro es un rasgo esencial de muchos
programas de investigación. La expresión de moldes de DNA o cDNA es
posible en ciertos organismos ya sean eucariotes o procariotes y constituye
una herramienta muy importante y útil para el análisis de un gran número de
procesos que ocurren a niveles tanto intra como intercelulares; procesos que,
en muchos casos, están relacionados con el desarrollo de enfermedades
fatales para el ser humano. En el caso de la malaria la comprensión a nivel
molecular de la relación entre el parásito y hospedero constituye un aspecto
indispensable para el desarrollo de curas efectivas, como por ejemplo
vacunas sintéticas; éstas pueden ser desarrolladas a partir de la
identificación y caracterización de antígenos del parásito, capaces de
estimular la respuesta eficiente del sistema inmune humano.
1.1 Problema de investigación
Suficientes cantidades de un antígeno específico, obtenido
directamente de Plasmodium falciparum ó Plasmodium vivax, son
difícilmente alcanzables a causa de la biología misma del parásito, lo que
dificulta la caracterización de los mismos y conocer la relevancia como
candidatos para el desarrollo de una vacuna. Actualmente uno de los
métodos más utilizados es la expresión de proteínas en sistemas heterólogos
procariotes tales como Escherichia coli, ya que la expresión de los genes
de interés es llevada a niveles significativamente mayores utilizando vectores
con promotores fuertes. Así, los sistemas de expresión bacterial son
comúnmente usados para la obtención de productos génicos tanto de origen
eucariótico como procariótico (Higgins 1999). No obstante, una limitación de
estos sistemas de expresión en E. coli y que puede generar complicaciones
es que algunas proteínas recombinantes son obtenidas de manera insoluble,
como consecuencia del mal plegamiento, y la acumulación en forma de
2
“cuerpos de inclusión” (Higgins 1999). En éstas condiciones, las proteínas
pueden perder la actividad biológica, lo que impide llevar a cabo ensayos
funcionales de interés. Una de las aproximaciones idóneas para la solución
a este problema está en la posibilidad de expresar proteínas que sean
secretadas al periplasma de E. coli (en algunas ocasiones al medio de
cultivo), lo que facilita la extracción de la proteína recombinante en forma
soluble. Este método puede ser optimizarse cuando se combina con otras
variables como la disminución de la temperatura de cultivo (Bollang et al.
1996) y el crecimiento bajo condiciones de estrés osmótico en presencia de
osmoprotectantes (Barth et al. 2000).
1.2 Justificación
La Fundación Instituto de Inmunología de Colombia (FIDIC) ha
enfocado sus esfuerzos de investigación en el diseño de vacunas sintéticas
contra algunos de los principales agentes infecciosos para el ser humano,
incluido la malaria. Como resultado de las investigaciones realizadas en
Plasmodium falciparum el instituto desarrolló la vacuna sintética SPf66 (un
polímero de péptidos con secuencias de varios antígenos maláricos) con una
eficiencia de aproximadamente 30% que se perfecciona actualmente. En
busca de éste objetivo se han identificado nuevas regiones proteicas del
parásito, las que se pretenden caracterizar a través de ensayos funcionales.
Uno de éstos antígenos es la región de alta unión a eritrocitos del antígeno
de repeticiones ácido-básicas (PfABRA) identificada por Curtidor et al.
(2001). La obtención de ésta región como proteína recombinante en forma
soluble, facilitará la purificación así como aumentará la probabilidad de
obtener una molécula biológicamente activa para la valoración como posible
candidata a vacuna antimalárica.
3
1.3 Hipótesis de trabajo
� La expresión periplásmica de la proteína recombinante PfABRA
favorecerá su solubilidad previniendo la formación de cuerpos de
inclusión.
� La disminución de la temperatura de crecimiento celular y/o las
condiciones de estrés osmótico incrementarán la solubilidad de la
proteína recombinante.
1.4 Objetivo general
Clonar y expresar en E. coli la región de alta unión a eritrocitos de PfABRA
en forma soluble.
1.5 Objetivos específicos
� Amplificar a partir de gDNA de P. falciparum el fragmento codificante de la
región de alta unión a eritrocitos de PfABRA.
� Clonar el fragmento amplificado en el plásmido pGEM-T.
� Realizar un subclonaje dirigido del fragmento en el vector de expresión
periplásmica pASK-4.
� Realizar ensayos de expresión analíticos y detectar por SDS-PAGE y
Western-Blot la proteína recombinante.
4
2. Marco teórico
2.1 Malaria
2.1.1 Situación actual de la malaria
Vista como uno de los problemas de salud pública en el mundo, la
malaria es una de las enfermedades humanas conducidas por vector más
importantes. La magnitud exacta del problema de malaria no se conoce,
entre otras, porque las áreas del mundo que sufren el mayor número de
muertes en la niñez temprana y la enfermedad clínica tienen los sistemas de
salud y de información menos desarrollados, por lo que los datos citados
para los casos clínicos y las muertes anuales son las mejores suposiciones
(Phillips 2001). Se estima que entre 400 y 900 millones de episodios febriles
ocurren cada año solamente en niños Africanos, con un mínimo de 750000
muertes y probablemente hasta tres millones, considerándose que un niño
muere cada 12 segundos aproximadamente (Carvalho et al. 2002, Phillips
2001). Adicionalmente, casos no severos aún causan una morbilidad severa
en enfermedad aguda o crónica, con serias consecuencias socio-
económicas. La región del Sub-Sahara africano es la más afectada del
mundo con más del 90% del total de las muertes y con un 5% de los niños
que mueren antes de alcanzar los cinco años de edad (Phillips 2001).
Adicionalmente la malaria es también un serio problema de salud pública en
otros lugares como el Sureste asiático, Oceanía, Medio Oriente y América
Latina (Figura 1). Globalmente la malaria es responsable de
aproximadamente 500 millones de casos de enfermedad y representa un
problema de salud pública para 2.4 billones de personas, lo que significa más
del 40% de la población mundial en más de 90 países (Brown y Reeder
2002, Phillips 2001). El empeoramiento de la situación de la malaria ha sido
causado por diversos factores como las fallas propias de los sistemas de
salud en países pobres, la aparición de mosquitos resistentes a insecticidas y
5
Figura 1. Mapa de zonas con alto riesgo de malaria. Mapa de la OMS
que muestra las zonas con alto riesgo de malaria en los años 1946 (amarillo),
1966 (naranja) y 1994 (rojo) (Tomado de Sachs 2002).
6
de parásitos resistentes a medicamentos antimaláricos de amplia
disponibilidad. Adicionalmente, movimientos de población humana hacia
asentamientos en nuevas regiones ecológicas que favorecen la transmisión
de malaria, proyectos de desarrollo a larga escala, guerras civiles y
conflictos, así como cambios ambientales, han sido factores que actuando
sinérgicamente, incrementan el número de individuos con riesgo de contraer
malaria (Brown y Reeder 2002).
En reconocimiento de la necesidad de renovación en el control de la
malaria, en 1998 se lanzó una estrategia conocida como Roll Back Malaria
Campaign (RBM) que incluyó como componente importante el desarrollo de
vacunas antimaláricas, las que a largo plazo, serán soluciones más
contundentes ya que de hecho la vacunación ha sido la medida más efectiva
y el medio más fácilmente administrado para prevenir las enfermedades
infecciosas (Brown y Reeder 2002, Sachs 2002, Arévalo-Herrera y Herrera
2001).
2.1.2. Plasmodium spp. y malaria
Cuatro especies de Plasmodium causan malaria en el humano, siendo
los más prevalentes Plasmodium falciparum y Plasmodium vivax y los menos
frecuentes Plasmodium malarie y Plasmodium ovale. El parásito posee un
ciclo de vida multiestado (Figura 2) que involucra dos hospederos, uno
invertebrado (mosquito del género Anopheles spp.) y uno vertebrado (el
humano); el parásito posee diferentes ambientes intracelulares y
extracelulares en los cuales puede desarrollarse y presenta un genoma de 26
a 30 megabases distribuido en catorce cromosomas que codifican entre 5000
a 6000 proteínas aproximadamente (Doolan y Hoffman 2001). Los diferentes
estados en el humano son morfológica y antigénicamente distintos, así como
la inmunidad es específica de cada estado en particular (Holder 1999). El
ciclo de vida en el humano inicia cuando una hembra del mosquito
7
Figura 2. Ciclo de vida del parásito de la malaria. Los ciclos pre-
eritrocítico o hepático (A) y eritrocítico (B) del estado asexual así como el
ciclo esporogónico (C) del estado sexual se representan en la figura (DPDx-
Malaria. Centers for Disease Control and Prevention) y se describen en el
texto.
8
Anopheles spp. (Figura 3) infectada con parásitos maláricos pica a una
persona y libera desde sus glándulas salivares un pequeño número de
esporozoitos (Figura 4), se piensa que menos de 100 en cada ocasión
(Phillips 2001), del género Plasmodium que son inoculados por medio de la
saliva desde la piel hasta la sangre circulante del hospedero. Rápidamente,
en un término de aproximadamente 30 a 45 minutos los esporozoitos
alcanzan el hígado e invaden los hepatocitos. No es claro aún cómo los
esporozoitos se mueven a través del tejido sinusoide al espacio de Disse (o
como puede ser el caso, pasar a través de las células de Kupffer en las
paredes de las sinusoides) para alcanzar los hepatocitos ni la precisa
naturaleza de la interacción receptor-ligando hepatocito-esporozoito que
permite al parásito reconocer la célula hospedera. El crecimiento y la división
en el hígado humano le toman a los parásitos de la malaria
aproximadamente seis a quince días dependiendo de las especies: seis, diez
y quince días para P. falciparum, P. vivax y P. ovale, y P. malariae,
respectivamente. Este se conoce como el estado hepático o preeritrocítico
donde el parásito se reproduce por múltiples fisiones asexuales
(esquizogonia) (Prescott et al. 1999). Aunque el número de parásitos que se
han desarrollado durante éste ciclo hepático puede ser grande, el número de
hepatocitos infectados es insuficiente para producir síntomas a nivel del
hígado o sistémicos en el hospedero humano (Arévalo-Herrera y Herrera
2001). En el caso de P. vivax y P. ovale, algunos esporozoitos pueden
desarrollarse 24 horas antes diferenciándose en hipnozoitos, responsables
de recaídas posteriores (meses o años) de infección. Al final de éste ciclo
preeritrocítico, cientos de merozoitos (Figura 5) son liberados explosivamente
de los hepatocitos y a través de las sinusoides llegan hasta el flujo
sanguíneo. Después de 15 ó 20 segundos se unen a los glóbulos rojos
desencadenando el proceso infectivo de éstas células e iniciando así el
estado sanguíneo o eritrocítico.
9
Figura 3. Hembra del género Anopheles spp. spp. Una hembra mosquito
(Anopheles spp. freeborni) vector de la malaria obteniendo su alimento de la
sangre de una persona (WHO/TDR 1999)
Figura 4. Esporozoito del género Plasmodium (Prescott et al. 1999).
10
Como se verá a continuación, el reconocimiento y unión al glóbulo rojo se
llevan a cabo por medio de múltiples y sucesivos pasos de interacciones
moleculares receptor- ligando, que por lo menos para P. falciparum y P.
vivax, involucran moléculas de parásito y hospedero diferentes (Carvalho et
al. 2002, Phillips 2001). Después de la interacción inicial con un eritrocito, la
cual puede tomar parte en cualquier punto de la superficie del merozoito,
éste se reorienta a sí mismo de tal forma que su prominencia apical quede de
frente al eritrocito. Después de ésta reorientación apical se desarrolla una
unión irreversible entre la superficie apical del merozoito y el eritrocito, y
organelos apicales que como las roptrias y micronemas descargan su
contenido (proteico) para crear una invaginación en la superficie del eritrocito.
A medida que el merozoito se mueve al interior de ésta invaginación, la unión
en el extremo apical se transforma en un anillo que va rodeando de forma
circunferencial el merozoito hasta cerrarse por detrás de éste cuando la
invasión se ha completado (Chitnis 2001). Cómo se verá, la comprensión de
las interacciones que median éste proceso complejo tienen una implicación
muy importante en el desarrollo de vacunas que buscan bloquear la invasión
previniendo la malaria.
Una vez dentro del glóbulo rojo, cada merozoito comienza a alargarse
como una célula uninucleada llamada trofozoito cuyo núcleo se divide
asexualmente para producir un esquizonte que tiene de 6 a 24 núcleos. El
esquizonte se divide y produce merozoitos mononucleados (Prescott 1999).
Los merozoitos son liberados con la destrucción del glóbulo rojo dentro de 42
a 72 horas dependiendo de la especie e invaden inmediatamente nuevos
eritrocitos. Usualmente, el ciclo asexual continua hasta que es controlado
por la respuesta inmune, por quimioterapia ó hasta que el paciente muere (en
el caso de P. falciparum). La mayoría de los parásitos maláricos que se
desarrollan en los glóbulos rojos del huésped crecen sincronizados entre sí, y
aunque en algunas especies animales se sintonizan con el ciclo circadiano
11
Figura 5. Merozoito. Organización tridimensional de un merozoito de
Plasmodium falciparum con la capa externa parcialmente retirada para
mostrar la estructura interna (Bannister et al. 2000).
12
del huésped, no existe aún evidencia convincente de que éste sea el caso en
la malaria humana (Phillips 2001).
Ocasionalmente, algunos merozoitos se diferencian en
macrogametocitos y microgametocitos, que no lisan el eritrocito y son
ingeridos por una hembra Anopheles spp. dentro de la cual madurarán en
gametos femenino y masculino respectivamente. En el intestino del mosquito
los eritrocitos infectados se lisan y los gametos se fusionan para fertilizarse y
madurar en las 24 horas siguientes en ookinete móvil, el cual penetra a
través de la pared del intestino para enquistarse en la lámina basal, la capa
de matriz extracelular que separa al intestino del hemocele (Phillips 2001).
Allí, en un proceso llamado esporogonia, el ookinete se desarrolla en oocisto
dentro del cual ocurren muchas divisiones mitóticas resultando en oocistos
llenos de esporozoitos. La ruptura de los oocistos libera esporozoitos, los
cuales migran a través del hemocele a las glándulas salivares para completar
el ciclo aproximadamente siete a dieciocho días después de la ingestión de
gametocitos, dependiendo de la combinación huésped-parásito y de las
condiciones del ambiente externo. Cuando éste mosquito pica de nuevo a
otra persona, el ciclo comienza de nuevo.
Se cree que todos los estados del ciclo de vida son haploides, aparte
del zigoto diploide, el cual después de la fertilización sufre una división
meiótica de dos pasos, con una célula resultante que contiene cuatro núcleos
con cuatro genomas haploides. El proceso sexual y la división meiótica
siguiente a la fertilización permiten que ocurra la recombinación genética, la
cual se refleja en la composición genética de los esporozoitos, y que junto
con mutaciones proveen el material que, por una parte genera nuevas cepas
y por otra es sobre el cual actúan presiones selectivas como los
medicamentos y vacunas antimaláricas (Phillips 2002).
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2.1.3. Vacunas y antígenos maláricos
El desarrollo de vacunas contra los parásitos causantes de la malaria
es una prioridad para los países en vía de desarrollo por representar un
importante problema de salud pública (Patarroyo y Amador 1996). El
aumento en cepas de P. falciparum resistentes a medicamentos
antimaláricos y el reciente surgimiento e incremento de P. vivax resistente a
la cloroquina han creado una necesidad cada vez más creciente de vacunas
eficientes contra la malaria en cualquier lugar del mundo donde ésta se
pueda encontrar (Sherman 1998).
Los primeros intentos para producir una vacuna contra la malaria se
realizaron a comienzos de la década del 40 y durante los siguientes 50 años
el principal enfoque en ésta búsqueda estuvo dirigido al estudio de antígenos
candidatos del estado de esporozoito. Fue sólo con el advenimiento de las
técnicas de cultivo in vitro hacia mediados de la década del 70 y comienzos
de los 80 que los estudios de los antígenos del estadío asexual sanguíneo
fueron iniciados, Romero (1992) (citado por Patarroyo y Amador 1996).
Aunque el conocimiento de la biología del parásito no es completo, la
investigación ha permitido dilucidar algunos mecanismos que el parásito usa
para evadir la inmunidad del hospedero. De éste cuadro aún confuso, ciertos
principios han sido clarificados para el desarrollo de una vacuna antimalárica.
Uno de ellos es la necesidad de adoptar un “cóctel antigénico” como
aproximación para obtener una vacuna de subunidades sintéticas o
recombinantes. Vacunas monovalentes o constituidas por un simple epítope
no toman en cuenta la complejidad del ciclo del parásito (Patarroyo y Amador
1996) ya que sus en sus diferentes estados de desarrollo el parásito
despliega una amplia diversidad de antígenos que median en el proceso
infectivo en las células huésped y que deben ser eficientemente bloqueados
por una vacuna antimalárica efectiva. Cada estado del desarrollo del
parásito está caracterizado por diferentes grupos de antígenos expresados,
que desencadenan diferentes tipos de respuesta inmune. Considerando la
14
totalidad del ciclo de vida del parásito, hay esencialmente seis blancos para
una vacuna contra la malaria: (1) esporozoitos; (2) estado hepático; (3)
merozoitos; (4) glóbulo rojo infectado; (5) toxinas del parásito; (6) estados
sexuales. En la Tabla 1 se resumen los principales candidatos para vacuna
identificados hasta ahora de las diferentes fases del ciclo de vida de
Plasmodium.
La vacuna sintética colombiana contra la malaria SPf66 (Amador et al.
1992, Lopez et al. 1994 y Moreno y Patarroyo 1989) es un ejemplo de ésta
metodología “cóctel” y la que probablemente respalda el éxito de ésta
aproximación. Es la primera generación de vacunas sintéticas multiestado,
multiantigénicas. SPf66 es una molécula quimérica que consiste en cuatro
epítopes sintéticos, uno derivado del dominio de repetición de la proteína de
circunsporozoito, la secuencia PNANP, y tres epítopes del estado sanguíneo
seleccionados en secuencias de aminoácidos de tres proteínas diferentes
que generaron o una respuesta inmune retardante o una protectiva en monos
Aotus (Patarroyo y Amador 1996). En busca del mejoramiento en la
efectividad de SPf66, actualmente se evalúan diversos antígenos de P.
falciparum para determinar su relevancia como posibles candidatos a
subunidades adicionales de la vacuna. Dentro de éstos antígenos se
encuentra una región específica de la proteína de repeticiones ácido-básicas
de P. falciparum que previamente ha sido caracterizada como de alta unión a
eritrocitos en estudios realizados por Curtidor et al. (2001) de la Fundación
Instituto de Inmunología de Colombia.
15
Tabla 1. Principales antígenos candidatos a vacuna de las diferentes
fases del ciclo de vida de Plasmodium. (Tomado de Caravalho et al. 2002)
BBllaannccooss AAnnttííggeennooss ccaannddiiddaattooss
Esporozoito
Proteína de circunsporozoito (CSP)
Proteína adhesiva relacionada a trombospondina (TRAP)
Antígeno de estado hepático y esporozoito (SALSA)
Proteína de esporozoito rica en treonina y asparagina
(STARP)
Estado hepático
CSP
Antígeno de estado hepático (LSA)-1 y -3
SALSA
STARP
Merozoito
Proteína de superficie de merozoito (MSP)-1, -2, -3, -4 y
-5
Antígeno de unión a eritrocito (EBA)-175
Antígeno de membrana apical (AMA)-1
Proteína asociada a roptria (RAP)-1 y -2
Antígeno de repeticiones ácido-básicas (ABRA)
Proteína de unión a Duffy (DBP) (P. vivax)
Estado
sanguíneo
Antígeno de superficie de anillo eritrocítico (RESA)
Proteína rica en serina (SERP)
Proteína de membrana de eritrocito (EMP)-1, -2 y -3
Proteína rica en glutamato (GLURP)
Toxinas Glicofosfatidilinositol (GPI)
Estados
sexuales Ps25, Ps28, Ps48/45 y Ps230
16
2.2 Antígeno de repeticiones ácido-básicas de P. falciparum (PfABRA)
ABRA es un antígeno soluble localizado en la superficie de merozoitos
y dentro de la vacuola parasitófora de eritrocitos infectados con P. falciparum
(Chulay et al. 1987). Se ha considerado un antígeno malárico conservado a
partir de las comparaciones hechas por Chulay et al. (1987) y Weber et al.
(1988) entre distintas cepas de P. falciparum (IMTM, Camp y FCR3) que se
sabe difieren significativamente en los pesos moleculares y secuencias de
algunos de sus antígenos. En las tres cepas, el cebador grupo de
investigadores observa sólo pequeñas diferencias en el tamaño de la
proteína, mientras que el segundo grupo encuentra que la secuencia parcial
de cDNA de ABRA en la cepa FCR3 es casi idéntica a la secuencia de la
cepa Camp, siendo la única diferencia una base extra cerca del extremo 5’
del clon FC27 y algunos rearreglos dentro de la región de repetición del
extremo C-terminal. Adicionalmente, la movilidad de ABRA en electroforesis
de geles de poliacrilamida-SDS (SDS-PAGE) es invariante en siete cepas
diferentes del parásito (Weber et al. 1988).
Experimentos preliminares demostraron que ABRA es una de las
diferentes proteínas de P. falciparum que puede comportarse como una
proteinasa de tipo quimiotríptico y a pesar de presentar en un momento dado
un comportamiento inusual frente a algunos inhibidores de proteasas
(Nwagwu et al. 1992), su especificidad de tipo quimiotríptico hacia su región
N-terminal ha sido ya demostrada (Kushwaha et al. 2000), aunque su sitio
activo no ha sido localizado de forma precisa. El carácter proteolítico de
ABRA también fue previamente sugerido por Weber et al. (1988) que al
realizar su purificación utilizando columna de afinidad con anticuerpo
monoclonal (mAB 3D5) propuso que la proteína podría estar sujeta a
proteólisis, probablemente autoproteólisis, que podía ser prevenida con
quimiostatina.
La homología de ABRA con la secuencia de otras proteasas es poca y
sólo se le ha encontrado homología parcial con una cistein-proteasa de otro
17
protozoario, Trichomonas vaginalis (Garber et al. 1993). Resulta de especial
interés que después del péptido señal, ABRA tiene 8 residuos His, 51 Asp, y
27 Ser, de los cuales tres ocupan las posiciones His-54, Asp-93, Ser-189;
regiones muy cercanas al sitio catalítico de una serin-proteasa típica: His-57,
Asp-102, Ser-195 (Vargas-Serrato et al. 2002). Adicionalmente la secuencia
SGG, presente en el sitio activo de muchas serin-proteasas, está también
presente en ABRA (residuos 317-319), pero con una pobre homología en la
secuencia circundante (Nwagwu et al. 1992). En P. falciparum las
proteasas están envueltas en dos procesos vitales: el procesamiento de
antígenos del parásito y digestión de la hemoglobina. Así mismo, proteasas
del tipo quimiotríptico del parásito han sido implicadas tanto en procesos de
liberación de merozoitos desde el eritrocito infectado como en la invasión de
merozoitos en eritrocitos (Nwagwu et al. 1992).
Dentro del género Plasmodium, ABRA forma parte de un grupo
específico de proteínas de superficie de merozoito (MSP) denominado familia
MSP-9 de acuerdo al sistema de nomenclatura MSP originalmente adoptado
para proteínas de P. falciparum. De ésta nueva familia de proteínas descrita
por Vargas-Serrato et al. (2002), cuatro miembros han sido caracterizados
completamente, dos de las malarias humanas P. vivax y P. falciparum, y
dos de las malarias en simios P. cynomolgi y P. knowlesi.
Estructuralmente difieren de todas las otras MSP descritas para
Plasmodium y dos regiones distintivas pueden observarse en cada caso.
Un dominio N-terminal altamente conservado con un péptido señal putativo y
cuatro cisteínas conservadas, y un extremo carboxi diverso, el cual contiene
repeticiones en tandem especie–específicas (Figura 6). Al igual que las
MSP-9’s de P. vivax, P. cynomolgi y P. knowlesi, ABRA es una proteína
hidrofílica, con proporciones de aminoácidos ácidos (20%) y básicos (16%)
similares, punto isoeléctrico (pI) bajo (4.82), y alto contenido de
18
Figura 6. Características estructurales de la familia MSP-9. Esquema de
rasgos estructurales primarios comunes deducidos para PvMSP-9, PcyMSP-
9, PkMSP-9 y PfABRA/MSP-9. Cada secuencia tiene un péptido señal
putativo ( ��� FXDWUR� FLVWHtQDV� FRQVHUYDGDV� � ) y motivos de repetición
especie-específicos (Rep-I y Rep-II). (Imagen modificada de Vargas-Serrato
et al. 2002)
19
ácido glutámico (14.8%), Así mismo, su estructura secundaria se predice
FRPR� -hélice y random coil. Una diferencia con los demás miembros de la
familia es que ABRA tiene un dominio de repeticiones de aminoácidos
adicional localizado centralmente. El nivel de identidad entre ABRA y las
MSP-9 de P. vivax, P. cynomolgi y P. knowlesi es 21 – 29% cuando se
comparan las secuencias en su totalidad y 33 – 34% de identidad con un
~54% de similaridad cuando los motivos de repetición diversos no se toman
en consideración (Vargas-Serrato et al. 2002).
Se ha encontrado que algunas secuencias de la proteína representan
epítopes blanco para IgG de humanos recuperados de la infección por P.
falciparum, estimulan el crecimiento de células mononucleares de sangre
periférica de pacientes convalecientes de áreas endémicas e inducen
producción de anticuerpos en conejos y ratones inmunizados (Sharma et al.
1998, Kushwaha et al. 2001). De la misma forma, no sólo anticuerpos
dirigidos contra algunas de éstas secuencias generan un fuerte efecto
inhibitorio en la invasión de cultivos in vitro sino que además ABRA está
presente en agregados inmunes de merozoitos que se forman en el momento
de la ruptura de esquizontes en presencia de sueros inmunes (Chulay et al.
1987), lo que disminuye notablemente la parasitemia.
El papel de ABRA como ligando durante la invasión de merozoitos fue
evaluado por Curtidor et al. (2001) (Fundación Instituto de Inmunología de
Colombia) que identificó algunas secuencias con una alta actividad de unión,
HBAP (de sus siglas en inglés high binding activity peptides), que definen
una región de unión específica a eritrocitos entre los residuos 121 y 240
(región de alta unión) y una región de unión no específica a eritrocitos entre
los residuos 281 y 610, ambas separadas por una región cargada
negativamente (residuos 224 – 280), (Figura 7). Esta región de alta unión
puede que una en al menos tres sitios diferentes a la superficie de eritrocitos
y contiene péptidos (2148 y 2149) capaces de inhibir la invasión de
20
Figura 7. Perfil de unión específica de péptidos de ABRA a eritrocitos.
Las barras negras representan la actividad de unión de cada péptido.
Péptidos con actividad de unión �� ��� IXHURQ� FRQVLGHUDGRV� FRPR� GH� alta
actividad de unión específica a eritrocitos. La línea de la derecha representa
la región que posee actividad del tipo quimiotripsina. La región resaltada en
gris ( ) corresponde a la región de alta unión expresada como proteína
recombinante (aa 104-230) en E. coli. (Figura modificada de Curtidor et al.
2001).
21
merozoitos a eritrocitos en cultivos in vitro pero no el desarrollo
intraeritrocítico del parásito. Así mismo, el péptido 2149 presenta cierta
actividad hemolítica y antimicrobiana que sugiere su posible efecto sobre
membranas de diferente composición (Curtidor et al. 2001).
Con el fin de poder realizar diversos ensayos funcionales de ésta
región de alta unión (Figura 7) y determinar así su relevancia como antígeno
candidato a subunidad de una vacuna contra la malaria causada por P.
falciparum, se llevó a cabo la obtención a partir de la expresión recombinante
en E. coli.
2.3 Expresión de proteínas recombinantes en Escherichia coli
Sintetizando enzimas y otras proteínas que mantienen la integridad y
la continuidad de sus procesos fisiológicos, la célula pude ser vista como una
fabrica de proteínas. Distintas clases de células producen proteínas
diferentes siguiendo instrucciones codificadas en el ADN de sus genes. Los
grandes avances en biología molecular han hecho posible alterar estas
instrucciones en células bacterianas, y, de esta forma, modificar su genoma
para que puedan sintetizar proteínas no bacterianas. Estas bacterias son
“recombinantes” (Gilbert & Villa-Komaroff 1980). Además de los genes
propios, contienen parte o todo un gen de otro organismo. Así, diversas
técnicas de biología molecular permiten aislar un gen del genoma de un
organismo determinado, fusionarlo con la región reguladora de un gen
bacteriano introduciéndolo en un plásmido y a su vez, incorporando éste en
una bacteria. Al multiplicarse, las bacterias producen millones de copias de
sus propios genes y del gen foráneo de tal forma que actúan sobre éste
como si fuera propio expresando la proteína codificada.
Los sistemas de expresión bacterial son comúnmente usados para la
obtención de proteínas recombinantes de origen tanto eucariótico como
procariótico (Higgins 1999). El sistema bacterial más frecuentemente
utilizado para este propósito es Escherichia coli por presentar múltiples
22
ventajas tales como, a) la fácil manipulación y crecimiento de este organismo
utilizando equipo de laboratorio relativamente simple, b) la disponibilidad de
vectores y cepas desarrollados especialmente para maximizar la expresión, y
c) el amplio conocimiento generado acerca de la genética y fisiología de E.
coli. Una limitación de éste sistema es la incapacidad de E. coli para llevar a
cabo modificaciones post-traduccionales complejas como por ejemplo
glicosilación, fosforilación ó procesamiento proteolítico específico, típicas de
los eucariotes y requeridas para lograr la conformación correcta y
funcionamiento de ciertas proteínas. Cuando se hace la elección de E. coli
como sistema de expresión se debe tener en cuenta de una parte la
imposibilidad de estas modificaciones postraduccionales sobre la proteína de
interés, y de otra, su obtención económica en un tiempo relativamente corto y
con las ventajas antes mencionadas que el sistema permite.
2.3.1 Cuerpos de inclusión y proteínas solubles en E. coli
Frecuentemente las proteínas recombinantes expresadas en bacterias
son difíciles de purificar por su tendencia a precipitar intracelularmente,
formando entonces lo que se conoce como cuerpos de inclusión: estructuras
granulares densas de proteína en forma inactiva que se distribuyen a lo largo
del citoplasma. Esta formación de cuerpos de inclusión es común,
especialmente para proteínas no bacterianas, pero inclusive proteínas
bacterianas nativas muestran una tendencia a agregarse cuando son
expresadas a niveles celulares muy altos. Los cuerpos de inclusión pueden
formarse también a partir de proteínas bacterianas que han sido alteradas
por mutación de un sólo residuo aminoacídico (Bollag et al. 1996).
La causa exacta de la formación de los cuerpos de inclusión no se
conoce. Algunos estudios han considerado como posibles causas el hecho
de que la concentración de la proteína expresada exceda el limite de
solubilidad de la proteína, Mitraki & King (1989) (citado por Bollag et al.
1996), ó el rompimiento de enlaces disulfuro. Sin embargo, ha sido más
23
aceptada la idea de que la formación de cuerpos de inclusión está ligada al
proceso de plegamiento de la proteína (Bollag et al. 1996). A medida que la
naciente cadena polipeptídica de una proteína es sintetizada, puede adoptar
varias conformaciones intermedias de plegamiento hasta que llega a
encontrar la estructura tridimensional nativa correcta. Algunos de los estados
intermedios de plegamiento pueden exponer porciones de residuos que
normalmente no se presentan en la superficie de la proteína nativa, por
ejemplo, residuos hidrofóbicos que deberían estar al interior de la proteína.
Cuando esto ocurre a altas concentraciones en el citoplasma, estados
intermedios de la proteína pueden asociarse más rápido de lo que pueden
plegarse en sus conformaciones nativas. Esto conduce a su precipitación en
forma de cuerpos de inclusión. Aunque la proteína en cuerpos de inclusión
puede contener una mezcla de isómeros conformacionales no nativos, las
cadenas polipeptídicas están usualmente completas e intactas (Bollag et al.
1996). En algunos casos, los cuerpos de inclusión son extraídos y
solubilizados y la proteína recombinante puede ser plegada in vitro
(refolding), no obstante, la eficiencia del refolding para generar una
proteína activa varía significativamente en cada caso siendo ésta una
aproximación frecuente para la producción de antígenos u otras aplicaciones
en las que el plegamiento adecuado no sea requerido (Novagen 2002).
Debido a que la formación de cuerpos de inclusión resulta de la
acumulación de polipéptidos plegados en formas intermediarias, una
estrategia alternativa para lograr la expresión de proteínas solubles en E. coli
es modificar las condiciones de crecimiento, ya sea para reducir la tasa de
asociación de éstas conformaciones intermedias o para acelerar la tasa de
plegamiento de los polipéptidos a su conformación nativa. Aunque diferentes
aproximaciones han sido usadas para maximizar la solubilidad de proteínas
expresadas en bacterias, ninguna ha sido lo suficientemente general para
todas las aplicaciones, así que el encontrar la mejor aproximación para una
proteína en particular puede requerir experimentar con diferentes
24
posibilidades, por aparte o en combinación. Las principales estrategias se
describen a continuación.
2.3.1.1 Disminución de la temperatura de crecimiento celular: Los agregados
de estados intermedios parecen ser causados principalmente por la
asociación de superficies hidrofóbicas. Ya que las interacciones hidrofóbicas
tienden a reducirse a bajas temperaturas, decrecer la temperatura del medio
en crecimiento debería disminuir la tasa de asociación de estados
intermedios, permitiéndoles más tiempo para plegarse en estructuras
terciarias solubles, nativas. Desafortunadamente, ésta estrategia está
limitada por el rango relativamente estrecho de temperaturas que permitan
un crecimiento celular óptimo (Bollag et al. 1996). Esta aproximación ha
resultado efectiva en la expresión de proteínas recombinantes de distintos
organismos en E. coli donde se obtuvieron cantidades significativas de
proteína soluble (Liu et al. 1999, Barth et al. 2000, Manosroi et al. 2001,
Juda et al. 2001).
2.3.1.2 Co-expresión de chaperonas moleculares: Las chaperonas
moleculares son proteínas que utilizan la energía de la hidrólisis de ATP para
mantener en estado soluble proteínas plegadas parcialmente. Las
chaperonas procarióticas son homólogas a las que se encuentran en células
eucariotas (GroEL, GroES, DnaK, HtpG) y pueden estabilizar intermedios de
proteínas eucarióticas expresadas en células procarióticas. Los rangos de
solubilización obtenidos con esta estrategia son muy variables (Bollag et al.
1996).
2.3.1.3 Estrés osmótico: La estabilización de proteínas por osmolitos es otra
alternativa utilizada durante la expresión de proteínas recombinantes en E.
coli. El papel de distintos de estos osmolitos como glicina, betaina, azúcares
o alcoholes polihídricos en la estabilización de proteínas ha sido previamente
25
establecido (Arakawa y Timasheff 1985). Se conocen como
osmoprotectantes o solutos compatibles, término establecido para solutos
que son compatibles con el metabolismo y crecimiento a altas
concentraciones intracelulares (Prescott et al. 1999) que protegen a la célula
contra el estrés osmótico y la inactivación por sales (Landfald y Strom 1986).
Se cree que estos “osmolitos compatibles” son excluidos intensamente de los
dominios proteicos causando una hidratación preferencial que estabiliza la
estructura proteica (Arakawa y Timasheff 1985). En combinación con la
disminución de la temperatura de crecimiento y utilizando glicin-betaina como
osmolito compatible y sorbitol para facilitar la toma de betaina por parte de la
bacteria, ésta estrategia arrojó resultados positivos en la expresión de
proteínas heterólogas en E. coli realizada por Blackwell y Horgan (1991) y
por Barth et al. (2000).
2.3.1.4 Expresión periplásmica: La secreción de una proteína al periplasma
de E. coli presenta varias ventajas. El ambiente oxidante del periplasma
permite la formación de enlaces disulfuro, que son evitados en el ambiente
reductor del citoplasma. En el periplasma se encuentran dos foldasas,
oxidoreductasa disulfuro (DsbA) e isomerasa disulfuro (DsbC), que catalizan
la formación e isomerización de enlaces disulfuro. La proteolisis es reducida
ya que se encuentran menos proteasas y se permite la acumulación de
proteínas que pueden ser tóxicas en el citoplasma. Para lograr que la
proteína llegue al periplasma y se mantenga soluble es necesario fusionar la
proteína recombinante a una secuencia señal de secreción que dirija la
proteína a través de la membrana celular interna hasta el periplasma. Los
péptidos señales más utilizados en expresión de proteínas recombinantes
son pelB, ompA y ompT los cuales son eliminados con alta especificidad por
peptidasas tipo I durante la traslocación de la proteína exportada a través de
la bicapa lipídica (Carlos et al. 2000). Esta estrategia muestra niveles de de
expresión usualmente bajos y no toda la proteína expresada es secretada en
26
el periplasma sino que también puede encontrarse en le medio, el citoplasma
y la membrana plasmática (European Molecular Biology Laboratory). Esta
alternativa es utilizada en combinación con una disminución en la
temperatura de crecimiento (Liu et al. 1999, Manosroi et al. 2001) y
adicionalmente con estrés osmótico (Barth et al. 2000).
2.3.1.5 Proteína de fusión: Las proteínas de fusión consisten generalmente
en polipéptidos amino-terminal que son codificados por genes bacterianos
ligados a una proteína eucariota. Las proteínas de fusión son usualmente
producidas a altos niveles ya que la iniciación de la transcripción y la
traducción son dirigidas por secuencias normales de E. coli. Así mismo, la
fusión de secuencias foráneas a los genes de E. coli frecuentemente resulta
en productos más estables que las proteínas foráneas nativas (Sambrook et
al. 1989). En trabajos como el de Zhang et al. (1998) se describen
resultados que muestran un alto rendimiento en términos de proteína soluble
obtenida para distintas proteínas eucariotas expresadas a 37ºC en E. coli
como proteínas de fusión. Otras veces es una estrategia que ha funcionado
en combinación con otra, como por ejemplo la disminución de la temperatura
(Lee et al. 2001). Sin embargo, una desventaja que presenta ésta alternativa
es la potencial interferencia que la proteína de fusión pueda tener en el
comportamiento de la recombinante durante los ensayos funcionales de
interés.
2.3.2 Sistema de expresión periplásmica Strep-tag II
El sistema Strep-tag II es una tecnología desarrollada para la
expresión en E. coli, purificación y detección de proteínas recombinantes. El
sistema de expresión está basado en vectores que poseen un
promotor/operador (p/o) del gen de resistencia a tetraciclina (tet) fuertemente
regulado por un represor que está codificado por el mismo vector y es
expresado constitutivamente a partir del promotor -lactamasa. El p/o tet
27
puede ser inducido completamente con concentraciones muy bajas de
anhidrotetraciclina de 200 J�PO que resultan inefectivas como antibiótico.
Otros elementos adicionales a éstos vectores de expresión son los sitios en
tandem de unión a ribosoma (RBS) que aseguran un eficiente inicio de la
traducción, un fuerte terminador del gen de lipoproteína para evitar la
prolongación del marco de lectura, una región intergénica del bacteriófago f1
y el gen de la -lactamasa que permite el uso de ampicilina como marcador
de selección. Los vectores no median resistencia contra la tetraciclina (IBA
1).
En éstos vectores, el gen recombinante es fusionado por una
estrategia de clonación sencilla con el precursor de un péptido pequeño de
ocho aminoácidos, Strep-tag II, que de acuerdo al fabricante tiene un efecto
despreciable en la proteína recombinante debido a su composición de
aminoácidos químicamente balanceada (NH2-WWSSHHPPQQFFEEKK-COOH). Este
puede ser colocado al extremo amino o carboxi de la proteína recombinante
y generalmente no interfiere con el plegamiento o la actividad biológica de la
recombinante, no reacciona con iones de metales pesados en impurezas de
soluciones tamponadas, no tiene propiedades de intercambio iónico y no
induce la agregación de la proteína (IBA 2). Ya que su interferencia con la
proteína de interés es improbable, el tratamiento proteolitíco del péptido
Strep-tag se recomienda solamente cuando modificaciones en la proteína
recombinante no pueden ser tolerados (IBA 2000).
Para llevar a cabo la purificación de la proteína recombinante el
sistema está basado en la interacción altamente selectiva del péptido Strep-
tag II con un derivado de estreptavidina llamado Strep-Tactin, construido
especialmente para favorecer un reconocimiento específico, reflejado en una
afinidad de unión de Strep-tag II a Strep-Tactin casi cien veces mayor que a
la estreptavidina. Gracias a éste reconocimiento específico también es
posible llevar a cabo ensayos de detección con alta sensibilidad y
selectividad de la proteína recombinante, utilizando Strep-Tactin conjugado a
28
fosfatasa para detección por Western-blot (WB) ó a peroxidasa para
detección en ELISA (IBA 2).
Existen seis tipos de plásmidos compatibles para la generación de
proteínas fusionadas a Strep-tag II. Para la realización de éste trabajo en
particular, se utilizó como vector de expresión el plásmido pASK-IBA4 (Figura
8) que adicional a los elementos antes descritos y comunes a todos los
plásmidos del sistema Strep-tag II, posee el péptido señal ompA fusionado al
extremo N-terminal que media la exportación de la proteína recombinante al
espacio periplásmico de E. coli (IBA a).
29
Figura 8. Mapa del vector de expresión periplásmica pASK-IBA4. El
mapa del vector muestra la posición del péptido señal (OmpA) para la
expresión periplásmica, del péptido Strep-tag II y de la región de múltiple
clonaje (MCS) dentro de la cual se encuentran los sitios de restricción que
permiten clonar el gen de interés (IBA 2000).
30
3. Materiales y métodos
3.1 Diseño experimental para los ensayos de expresión de la proteína
recombinante
3.1.1 Estructura de diseño
� Diseño de bloques
3.1.2 Estructura de tratamientos
� Factor de diseño (I): Condiciones de estrés osmótico (E)
� Niveles: 1) Presencia (e0)
2) Ausencia (e1)
� Factor de diseño (II): Temperatura (T)
� Niveles: 1) 26°C (t1)
2) 30°C (t2)
3) 37°C (t3)
� Variable respuesta: Proteína recombinante (PfABRA)
� Unidad de respuesta: Presencia de proteína recombinante
� Unidad de muestreo: Inmunoblots
3.1.3 Variables de estudio
� Estrés osmótico: discreta
cualitativa (presencia/ausencia)
independiente
� Temperatura: discreta (26, 30 y 37)
cuantitativa (°C)
independiente
� Proteína soluble: discreta
cualitativa (presencia/ausencia)
dependiente
31
3.2 Métodos
3.2.1 Cepas bacterianas, plásmidos y medios de cultivo
Las cepas de Escherichia coli DH-5 [ATCC] y BL-21 [Life
Technologies] fueron trasnformadas con los plásmidos pGEM-T [Promega] y
pASK-4 [IBA] respectivamente. Medio LB (Triptona 1%, extracto de levadura
0.5% [Difco] y NaCl 0.5% [Merck]) fue suplementado con ampicilina 100
J�PO [Sigma] (LB/amp), tanto para ensayos de clonación como de
expresión. Cajas de LB fueron preparadas con agar 1.5% [Difco] (LB/agar) y
suplementadas con ampicilina (LBagar/amp) como se ha indicado. Para los
ensayos de clonación cajas de LBagar/amp se suplementaron con IPTG 0.5
mM [ICN] y X-*DO� ��� J�PO� >,&1@ (LBagar/amp/IPTG/X-gal). La
electroporación de células BL-21 fue realizada en medio GYT (10% de
glicerol [Sigma], 0.125% de extracto de levadura y 0.25 de triptona) y su
recuperación en medio SOC (2% triptona, 0.5% extracto de levadura; 10mM
NaCl, 10 mM MgSO4, 10mM MgCl2 [Maerck]).
3.2.2 Clonación del fragmento codificante de la región de alta unión a
eritrocitos de PfABRA
� Diseño de cebadores. Para amplificar específicamente el segmento
codificante de la región de alta unión a eritrocitos de PfABRA fue
sintetizada la pareja de cebadores AB-1 (5’
CGGGATCCAAATAATGGTAAAAAAAATAACGC 3’) y AB-2 (5’
AACTGCAGCTAATCTTCATCATTAACTTCTTG 3’) [Integrated DNA
technologies]. Estos cebadores fueron diseñados basándose en la
secuencia del gen de PfABRA obtenida en la base de datos de National
Center for Biotechnology Information (NCBI) (Nº de acceso 7158834) y
sintetizados con los sitios de restricción (subrayados) BamHI (extremo 5’-
de la región) y PstI (extremo 3’- de la región).
32
� Amplificación del fragmento del gen PfABRA por PCR. 0.4 0� GH�cada uno de los cebadores AB-1 y AB-2 y ~20ng de gDNA de P.
falciparum cepa FCB-2 [Suministrado por el Depto. de Biología Molecular
de FIDIC] utilizado como molde, fueron suspendidos en una mezcla de
25 l de PCR conteniendo Taq polimerasa 5U, buffer para Taq
polimerasa 1X, mezcla de dNTP’s 0.2 mM cada uno, MgCl2 1.5 mM
[Promega]. La reacción fue llevada a cabo en un termociclador Gene Amp
PCR system 9600 [Pelkin Elmer] programado para iniciar con una
denaturación a 95ºC por 5 min, seguida de 35 ciclos de anillaje a 59ºC
por 1 min, extensión a 72ºC por 1 minuto, y denaturación a 95ºC por 1
min. Finalmente la reacción fue incubada a 59ºC 1 min y 72ºC 5 min. El
producto de 401 pb amplificado fue confirmado en gel de agarosa 1% y
subsecuentemente purificado utilizando PCR Rapid Purification Kit
[Concert]. La concentración del producto purificado fue estimada a �����nm con el espectrofotómetro UV-550 [Jasco].
� Ligación del fragmento de DNA purificado (inserto) y el plásmido de
clonación (vector). 50 ng del plásmido pGem T-Easy (Promega) fueron
mezclados con tres excesos molares de inserto ~20 ng, 3 unidades Weiss
de DNA-ligasa T4, buffer para DNA-ligasa T4 1X [Promega] y agua
ultrapura en un volumen de reacción de 10 l. La reacción fue realizada a
4ºC durante 16 h (Promega 1999).
� Transformación en E. coli. La reacción de ligación fue mezclada con
100 l de KCM (100 mM KCl, 30mM CaCl2 y 50 mM MgCl2 [Merck]) y
luego agregada a 0.1 ml de células DH-5 termocompetentes tratadas
previamente con 10 mM MgCl2 y 10 mM MgSO2 [Merck]. Luego de un
período de incubación de 20 min se indujo un choque térmico a 42ºC
durante 2 min seguido de otros 2 min en hielo. Posteriormente los 0.1 ml
33
de células fueron extendidas en cajas LBagar/amp/IPTG/X-gal e
incubadas a 37ºC durante 16 h (Baker Lab).
� Análisis de colonias transformantes. Colonias blancas seleccionadas
fueron sembradas separadamente en cajas de LBagar/amp/IPTG/X-gal y
utilizadas para inocular 10 ml de medio LB/amp. Las cajas fueron
incubadas como se ha descrito y los medios incubados a 37ºC, 16 h en
agitación constante a 200 rpm [Incubator–Shaker, LAB-LINE]. Al cabo del
tiempo de incubación, 5 ml de los 10 ml de cultivo de las colonias blancas
verificadas fueron almacenados a 4ºC y a los otros 5 ml se les realizó
extracción de DNA plasmídico (miniprep) con extracción fenol-cloroformo
y precipitación con etanol-acetato de sodio (Davis et al. 1994, Sambrook
et al. 1989). La concentración de DNA obtenida de estos procedimientos
de extracción fue estimada como se ha descrito anteriormente. Con el fin
de comprobar la presencia del inserto, el DNA plasmídico extraído de
cada clon fue utilizado como molde en una reacción de PCR, como
sustrato de digestiones analíticas y finalmente secuenciado por el método
modificado de Sanger utilizando un secuenciador automático ABI Prism
310 Genetic Analyzer [Pelkin Elmer].
� Digestiones de DNA plasmídico. En las digestiones realizadas para la
confirmación de los clonos obtenidos se utilizaron ~1.5 g de DNA
plasmídico y 10 U de la enzima de restricción BamHI [New England] en
presencia de buffer de reacción BamHI 1X (NaCl 150mM, Tris-HCL
10mM, MgCl2 10 mM, DTT 1mM; pH7.9), BSA 100 g/ml [New England] y
agua ultrapura. La reacción fue incubada a 37ºC durante 2h.
Posteriormente la enzima fue inactivada a 80°C durante 20 min. A
continuación, las condiciones del buffer fueron ajustadas a las
requeridas por la enzima PstI para un máximo de eficiencia (NaCl
100mM, Tris-HCL 50mM, MgCl2 10 mM, DTT 1mM; pH 7.9). Se
34
agregaron 10 U de la enzima, BSA 100 g/ml y agua ultrapura y la
reacción fue de nuevo incubada a 37ºC durante 2h. Luego la enzima fue
inactivada bajo las condiciones ya descritas. Adicionalmente se realizó
una digestión a a���� J�GHl DNA plasmídico de cada clon con 10 U de
HincII, buffer D 1X (NaCl 150mM, Tris-HCL 6mM, MgCl2 6 mM, DTT
1mM; pH 7.9) [Promega]; BSA 1 J�PO�[Promega] y agua ultrapura.
Para el paso de subclonaje, entre 4.5 y 6� g de DNA plasmídico del
vector recombinante pGEM/ABRA y del vector de expresión periplásmica
pASK-IBA4 [IBA] fueron digeridos con las enzimas de restricción BamHI y
PstI utilizando las condiciones de reacción antes descritas.
� Purificación de productos de digestiones. Las reacciones de digestión
fueron corridas en geles de agarosa de bajo punto de fusión 1%
Ultraclean agarose [MO BIO]. Las bandas correspondientes a los
fragmentos de interés fueron visualizadas utilizando un transiluminador de
luz blanca DR45 [Clear chemical research]. El DNA fue purificado de la
agarosa de bajo punto utilizando Rapid Gel Extraction System [Concert] y
QIAquick Gel Extraction Kit [QIAGEN].
� Geles de agarosa. DNA de plásmidos, productos de PCR, digestiones y
purificaciones fueron verificados en electroforesis de gel de agarosa al
1% [Amersham] (Sambrook et al. 1989) con patrones de peso para DNA
de 1kb [New England] y/o 123 pb [Gibco].
3.2.3 Subclonaje del fragmento codificante de la región de alta unión a
eritrocitos de PfABRA
� Ligación de inserto PfABRA y vector de expresión pASK4 digeridos
y purificados. Los productos purificados (PfABRA y pASK-4) de las
digestiones realizadas se ligaron entre sí gracias a la complementariedad
35
de sus sitios de restricción (BamHI / PstI) con el fin de obtener el vector
de expresión recombinante pASK-4/ABRA. La reacción de ligación fue
preparada agregando 87 ng de plásmido linearizado; tres excesos
molares de inserto; 3 unidades Weiss de DNA ligasa T4, buffer de ligasa
T4 1X y agua ultrapura en un volumen de reacción 10 l. La reacción fue
llevada a cabo en termociclador durante 16h, realizando ciclos de 10ºC y
30ºC durante 30 s cada uno (Lund et al. 1996).
� Electroporación de células E. coli. 100 ml de medio LB/amp fue
inoculado con 1 ml de un cultivo en fase estacionaria de células BL-21 de
E. coli e incubado a 37ºC, en agitación constante de 250 rpm. Cuando el
cultivo alcanzó una densidad óptica (OD) de 0.6 a 600 nm fue enfriado
en hielo durante 30 min. Posteriormente los cultivos fueron centrifugados
a 4000 g por 15 min a 4ºC en una centrífuga IEC-Multi RF [Thermo IEC].
El pellet celular fue entonces lavado dos veces con 50 ml de glicerol 10%
enfriado en hielo previamente, y resuspendidas en un volumen final de
0.2 ml medio GYT enfriado en hielo. Estas células fueron transferidas a
una celda de electroporación Gene Pulse / E. coli Pulser cuvette de 0.2 ml
[BioRad] enfriada previamente. Los 10 µl de la reacción de ligación
fueron agregados y la electroporación fue llevada a cabo utilizando un
Gene Pulser Apparatus [BioRad] bajo las siguientes condiciones: 25 µF,
200 ������ N9�� � 'HVSXpV� GH� OD� HOHFWURSRUDFLyQ, 1ml de medio SOC fue
agregado inmediatamente. Las células fueron entonces transferidas a un
tubo de 1.5 ml [Eppendorf] e incubadas a 37ºC durante 1 h.
Posteriormente las células fueron sembradas en cajas de LB/amp e
incubadas a 37ºC durante 16 h (Tung et al. 1995).
� Análisis de colonias transformantes. A partir de cinco colonias
seleccionadas se obtuvieron sus respectivos DNAs plasmídicos que
fueron analizados por PCR, enzimas de restricción y secuenciación de la
36
misma forma que se ha descrito previamente y con el fin de verificar la
identidad del inserto en el vector de expresión.
3.2.4 Expresión de la proteína recombinante PfABRA
� Expresión bajo condiciones normales. 2 ml de medio LB/ampicilina
fue inoculado con una colonia de células BL-21 conteniendo el vector de
expresión recombinante pASK-4/PfABRA. El cultivo fue incubado a 37ºC
(o 30ºC según el caso), 16 h y 200 rpm. Posteriormente se inocularon 50
ml de medio LB/amp con 1 ml del cultivo anterior y se incubó a 37ºC (o
30ºC), 200 rpm. Adicionalmente, 10 ml de medio también fueron
inoculados con 0.2 ml del mismo cultivo para ser utilizados como control
no inducido. La densidad óptica del cultivo a 600 nm fue monitoreada, de
tal forma que al alcanzar ~0.6 se agregaron 5 l de solución 2 mg/ml
anhidrotetraciclina (AHT) en DMF [IBA] para inducir la expresión de la
proteína recombinante. Al cabo de 5 – 6 h adicionales las células fueron
recogidas por centrífugación a 4500 g, 12 min a 4ºC. El medio fue
separado completamente y el pellet celular resuspendido en 1 ml de
buffer W (100 mM Tris-HCL pH 8.0, 150 mM NaCl y 1 mM EDTA) [IBA]
conteniendo 1 cápsula de inhibidores de proteasas/50 ml de buffer
[Complete; Roche Diagnostics]. El control no inducido fue resuspendido
en 0.3 ml del mismo buffer. Una vez resuspendidas, las células fueron
lisadas completamente por sonicación en hielo utilizando un sonicador
Branson Sonifier Ultrasonic Processor 450 W [Branson] aplicando pulsos
de 0.9 s e intervalos de 1 s con un tiempo de trabajo de 30 s, una
amplitud de 35% y ~18 W. Este homogenizado fue centrifugado a 14 000
rpm, 5 min y 4º C y la fracción soluble o extracto crudo fue transferido a
un nuevo tubo de 1.5 ml [Eppendorf] y la fracción de agregados insolubles
y restos celulares o precipitado fue resuspendida en 1 ml de buffer W.
Ambas fracciones fueron almacenadas a 4ºC (IBA 2000). El medio de
37
cultivo fue colectado y precipitado con ácido tricloroacético (TCA) [Merck]
al 10%, incubado en hielo 15 min y centrifugado a 14 000 x g, 10 minutos.
El sobrenadante fue descartado y el precipitado lavado dos veces
agregando acetona [Merck] (1/10 del volumen inicial), mezclando y
centrifugando a 14 000 x g, 5 min. Posteriormente, el precipitado se dejó
secar al aire 1 h y se resuspendió en 1/10 del volumen inicial con buffer
PBS (4 mM KH2PO4, 16 mM Na2HPO4, 115 mM NaCl [Merck]).
Finalmente se agregó un volumen igual de buffer de carga SDS, la
mezcla se calentó 3 min y se almacenó a -20ºC hasta su análisis en SDS-
PAGE (Novagen 2002). La expresión a 26ºC fue realizada, en general,
de la misma forma salvo que el cultivo fue inducido en 2.0 OD y crecido
12 h a partir de éste momento (Barth et al. 2000).
� Expresión bajo condiciones de estrés osmótico. Todos los medios
LB/amp utilizados en éste tratamiento fueron suplementados
adicionalmente con ZnCl2 0.5 mM. Los 50 ml fueron inoculados con 1.6
ml del cultivo en fase estacionaria así como los 10 ml de control no
inducido con 0.33 ml del mismo cultivo. Al llegar a 0.6 OD el cultivo fue
suplementado con 0.5 M sorbitol [Sigma], 4% NaCl y 10 mM betaína
[Sigma]. Al cabo de ~30 min la expresión fue inducida como se acabo de
describir en el numeral anterior. Para el caso de la expresión a 26ºC, las
condiciones de estrés osmótico fueron generadas a 2.0 OD y la inducción
se realizó también ~30 min después (Barth et al. 2000). El buffer W fue
suplementado adicionalmente con betaína 10 mM y el resto de la
extracción se realizó bajo los mismos parámetros anteriores.
� Cuantificación de proteína total. Las fracciones tanto solubles como
insolubles obtenidas fueron cuantificadas para determinar la cantidad de
proteína total presente en cada muestra utilizando el BCA Protein Assay
Reagent Kit [Pierce Biotechnology]. Las reacciones fueron hechas en
38
placas de 96 pozos, 96 U shaped multi-well plate [Linbro] y leídas a 570
nm en un escáner Labsystems Multiskan MS [Labsystems].
� SDS-PAGE y Western-blot con Strep-Tactin. Las muestras obtenidas
fueron corridas en geles de SDS-PAGE (Bollag et al. 1996) al 15% y se
usaron patrones de peso molecular de bajo rango [Gibco] para determinar
los pesos de las proteínas. Para la realización del Western-blot (WB)
(Bollag et al. 1996) las proteínas fueron electrotransferidas a una
membrana de nitrocelulosa utilizando una cámara Trans-Blot SD Semi-
Dry Transfer Cell [BioRad] a 10 V constantes durante 200 min. Una vez
realizada la transferencia la membrana fue bloqueada con 20 ml de 3 –
5% BSA [Sigma], 0.5% Tween [Sigma] en buffer PBS (4 mM KH2PO4, 16
mM Na2HPO4, 115 mM NaCl [Merck]) a temperatura ambiente (TA) 1 h.
Posteriormente, la membrana fue lavada tres veces durante 5 min con
PBS-Tween (PBS con 0.1% Tween) e incubada con 10 ml de 2 g/ml de
avidina en PBS-Tween durante 10 min con el fin de bloquear
específicamente la proteína BCCP (de sus siglas en inglés biotin
carboxyl carrier protein) de E. coli, que de lo contrario puede ser
reconocida en ~20 kDa. Al cabo de éste tiempo, Strep-tactin conjugado a
fosfatasa alcalina fue agregado con una dilución 1/5000 e incubado a TA
por 1h. Finalmente la membrana fue lavada dos veces con PBS-Tween y
dos con PBS, 1 min cada lavado. Para la reacción cromogénica, la
membrana fue incubada en 10 ml de solución activadora (SA) Quik-light
buffer [Lifecodes Corp.] durante 20 min al cabo de los cuales la solución
fue descartada. La membrana fue entonces puesta en contacto con otros
10 ml de SA conteniendo 66 l de NBT y 33 l de BCIP [Promega]. Una
vez se pudo observar el desarrollo de color, la reacción fue detenida con
abundante agua destilada. Las membranas fueron secadas a TA y
almacenadas en la oscuridad (IBA 2000).
39
� Purificación analítica de la proteína recombinante PfABRA. Para
realizar una purificación analítica de la proteína expresada, dos cultivos
de 50 ml cada uno fueron crecidos a 37ºC, uno bajo condiciones
normales y el otro bajo condiciones de estrés osmótico como se describió
anteriormente. El extracto proteico proveniente del medio de ambos
cultivos así como la fracción soluble del lisado total del cultivo bajo
condiciones normales, fueron resuspendidos en buffer W y mezclados en
un solo pool de fracciones solubles que luego fue filtrado por 0.2 P y
almacenado a 4ºC hasta el momento de ser purificado utilizando una
columna de afinidad Strep-Tactin Macroprep [IBA]. Con el fin de evitar
introducir en la columna partículas insolubles, el pool de fracciones fue
centrifugado a 14000 x g, 10 min y 4ºC inmediatamente antes de ser
pasado por la columna de afinidad. Una vez que la columna fue
equilibrada con 2 ml de buffer W, el pool fue agregado completamente. A
continuación se realizaron cinco lavados con 1 ml de buffer W cada uno,
para posteriormente iniciar la elución de la proteína recombinante con la
adición de seis volúmenes de 0.5 ml de buffer E (Buffer W + 2.5 mM
destiobiotina) [IBA]. Una vez recuperadas estas seis fracciones de
elución, la columna fue regenerada adicionando tres volúmenes de buffer
R (Buffer W + 1mM de ácido 2-4 hidroxibenzoico) [IBA], equilibrada de
nuevo con dos volúmenes de 4 ml de buffer W y almacenada a 4ºC en
2ml de buffer W. Todas las fracciones de este proceso de purificación
fueron recolectadas y almacenadas a 4ºC para su análisis en SDS-PAGE
y WB.
� Western-blot con sueros policlonales. La fracción que contenía de
forma mayoritaria la proteína recombinante purificada, fue corrida en un
gel de SDS-PAGE y transferida a una membrana de nitrocelulosa como
se describió anteriormente. La membrana fue cortada en 6 tiras de 0.5
cm, de las cuales 1 fue utilizada para realizarle un WB con Strep-Tactin
40
como ya se ha descrito y las otras cinco utilizadas para realizar un WB
con sueros preinmunes e inmunes [Suministrados por el Dpto. de
Inmunología-Inmunoquímica de FIDIC y cuyo reconocimiento de los
péptidos sintéticos había sido demostrado previamente por ELISA] de dos
cabras inmunizadas con una mezcla de los péptidos sintéticos 2148,
2149, 2150, 2152 y 2153 [FIDIC] que comprendían casi la totalidad de la
proteína recombinante (Figura 7). Cada una de las tiras fue bloqueada
con 1 ml de 5% leche y 0.5% Tween en buffer PBS durante 1h a TA.
Posteriormente fueron lavadas tres veces durante 5 min con PBS-Tween
(PBS con 0.1% Tween) e incubadas cada una 1h a TA con una dilución
1/100 en PBS-Tween del suero preinmune o inmune de cada cabra. La
tira utilizada como control negativo fue incubada solamente con PBS-
Tween sin suero alguno. Al terminar el tiempo de incubación fueron
lavadas nuevamente tres veces como se acaba de describir e incubadas
1h a TA con 0.12 g/ml de anticuerpo monoclonal anticabra conjugado a
fosfatasa alcalina [ICN]. Finalmente fueron lavadas nuevamente tres
veces y la reacción cromogénica fue desarrollada como se ha descrito
anteriormente.
3.3 Recolección y análisis de la información
3.3.1 Diseño de cebadores
Los cebadores AB-1 y AB-2 fueron diseñados utilizando el software
Gene Runner 3.05 [Hastings software, Inc.] confirmando la ausencia de
estructuras secundarias como hairpins, dímeros ó loops y asegurando que
generaran sitios de restricción que permitieran la entrada en marco de lectura
del fragmento de interés en el plásmido de expresión.
Para confirmar la especificidad de los cebadores diseñados, se les
realizó un análisis de BLAST (de sus siglas en inglés Basic Local Alignment
Search Tool) accediendo a través de la base de datos de NCBI.
41
3.3.2 Clonación y subclonación del inserto ABRA
El análisis de los tamaños esperados de constructos, de fragmentos
digeridos y la posición de los sitios de corte fueron calculados utilizando
Gene Runner 3.05. Igualmente las secuencias obtenidas del fragmento
clonado en pGEM-T y en pASK-4 fueron sometidas a BLAST
La información proveniente de cada uno de los pasos de clonación y
subclonación referente a los productos amplificados y/o digeridos fue
verificada en geles de agarosa y registrada utilizando el analizador de
imagen Molecular Imager FX [BioRad] y el software acoplado al mismo
equipo (Quantity One 4.4.0 [BioRad]).
Las OD260 obtenidas de la lectura de muestras de DNA fue
multiplicada por el factor de dilución de la muestra (100) y por 50, que
corresponde a la constante utilizada para determinar la concentración en
ng/µl de DNA de doble cadena (Davis et al. 1994).
Para las reacciones de ligación, 3 excesos molares de inserto con
respecto a vector fueron calculados de acuerdo a la siguiente fórmula
(Promega 1999):
inserto de ng13
vectorde tamañokbinserto de tamañokb vector de ng =××
3.3.3 Expresión de la proteína recombinante PfABRA
El tamaño teórico de la proteína recombinante fue calculado utilizando
Gene Runner 3.05.
A las OD570 obtenidas por triplicado de los lisados totales utilizando
BCA Protein Assay Reagent Kit se les descontó el valor del blanco (buffer sin
muestra proteica) y fueron reemplazadas en la ecuación generada por la
curva patrón con albúmina sérica bovina (BSA) para determinar la
concentración de cada una de las muestras. Los cálculos fueron llevados a
cabo utilizando el software Microsoft Excel 2002 [Microsoft Corp.].
42
Los lisados celulares, sus fracciones solubles e insolubles y los
medios de cultivo analizados por SDS-PAGE fueron registrados en el
analizador de imagen Molecular Imager FX. Los Western-blots (WB)
realizados a las mismas muestras fueron registrados utilizando un scanner
hp scanjet automatic document feeder [Hewllet Packard].
43
3.4 Esquema general de todo el procedimiento
44
4. Resultados
Con el fin de lograr la expresión en E. coli de la región de alta unión a
eritrocitos de PfABRA en forma soluble, el fragmento génico que codifica la
región fue amplificado a partir de gDNA de P. falciparum e insertado en el
plásmido de clonación pGEM-T. Una vez clonado en éste vector, el
fragmento pudo ser liberado eficientemente con la enzimas de restricción
BamHI / PstI que permitieron llevar a cabo un subclonaje dirigido en el
plásmido de expresión pASK-4, asegurando así su correcta inserción en
marco de lectura. Una vez el fragmento clonado fue verificado por digestión,
PCR y secuenciación, la expresión de la proteína codificada fue inducida con
AHT y verificada por SDS-PAGE y WB utilizando Strep-Tactin y suero
policlonal de cabra para un reconocimiento específico. Los resultados
obtenidos durante cada una de estas etapas de clonación, subclonaje y
expresión se presentan a continuación.
4.1 Clonación de PfABRA en pGEM-T
La amplificación por PCR del fragmento codificante de la región de
alta unión a eritrocitos de PfABRA a partir de gDNA de P. falciparum con los
cebadores AB-1 y AB-2 pudo ser demostrada en un gel de agarosa que se
presenta en la Figura 9 donde es posible identificar el fragmento amplificado
en ~401 pb que corresponde con el peso esperado para la molécula. El
elevado número de copias obtenido como producto de amplificación permitió
llevar a cabo la purificación del fragmento que fue verificada como se
observa en la Figura 10 y cuya concentración se presenta en la Tabla 2.
Luego de ser amplificado, purificado y cuantificado, el fragmento de
interés pudo ser clonado en el plásmido pGEM-T utilizando para la reacción
de ligación las cantidades de inserto y vector que se presentan en la Tabla
3. La inserción de PfABRA en pGEM-T fue confirmada por la identificación
de un fragmento de ~397 pb y otro de ~3000 pb generados al realizar un
45
Figura 9. Amplificación por PCR del fragmento génico codificante para
la región de alta unión a eritrocitos de PfABRA. El fragmento amplificado
de 401 pb a partir de gDNA de la cepa FCB-2 de P. falciparum se muestra en
el carril 1. En el carril 2, control negativo (C-) de reacción con cebadores AB-
1 y AB-2 sin DNA molde. En el carril 3, un fragmento de 987 pb del gen MSP-
2 de P. falciparum que demuestra la integridad del gDNA. M: marcadores de
peso molecular de 123 pb.
46
Figura 10. Producto de PCR purificado. Se puede observar en los carriles
1 y 2 el producto de PCR de gDNA de las muestras 1 y 2 respectivamente,
purificadas como se describe en materiales y métodos. La concentración de
cada purificación se describe en el texto. M: marcadores de peso de 123 pb.
47
Tabla 2. Concentración de las purificaciones del producto de PCR. La
tabla describe las densidades ópticas obteQLGDV� D� ���� QP� y el factor de
dilución utilizado para determinar la concentración en ng/ O�GH�FDGD�XQD�GH�las muestras purificadas. Los números entre paréntesis (1) y (2)
corresponden a cada una de las dos purificaciones hechas para muestras
iguales del producto de PCR de gDNA de P. falciparum.
MMUUEESSTTRRAA OODD226600 FFdd nngg // ll PCR gDNA (1) 0.005 100 25 PCR gDNA (2) 0.0062 100 31 ABRA digerido
de pGEM 0.0022 100 11
pASK-4 digerido 0.0104 100 52
OD260: Densidades ópticas a ����QP���)G��)DFWRU�GH�GLOXFLón Tabla 3. Cantidades de vector e inserto utilizadas en las reacciones de
ligación. Dependiendo de la cantidad de vector utilizada, tres excesos
molares de inserto para agregar fueron calculados de acuerdo a la fórmula
del numeral 3.3.2.
RREEAACCCCIIOONN DDEE LLIIGGAACCIIOONN
VVEECCTTOORR ((nngg)) IINNSSEERRTTOO ((nngg))**
pGEM + ABRA 50 20 pASK-4 + ABRA 87 31.6
48
corte con las enzimas BamHI / PstI en el DNA plasmídico de cinco clonos
VHOHFFLRQDGRV�SRU�DPSLFLOLQD�\� -complementación (Figura 11).
Los fragmentos de ~227 pb y ~3191 pb generados por la digestión
analítica sobre el constructo pGEM/ABRA con la enzima HincII que pueden
ser observados en la Figura 12 también fueron confirmatorios de la inserción
del fragmento de interés en el plásmido de clonación como se discutirá más
adelante. El producto de PCR de ~401 pb presentado en la Figura 13 fue
amplificado utilizando el constructo pGEM/ABRA como molde y corresponde
al peso esperado del inserto PfABRA. La secuencia del inserto clonado fue
obtenida a partir del plásmido pGEM/ABRA del clon 3.1 y mostró un 90% de
identidad con el gen codificante de ABRA como se presenta en la Figura 14,
confirmando la identidad del fragmento de interés.
49
Figura 11. Liberación del inserto del plásmido pGEM-T por digestión
con enzimas de restricción. La presencia del fragmento de 397 pb fue
demostrada luego de la digestión con BamHI y PstI del DNA plasmídico
proveniente de los clonos 1.1, 1.2, 1.3, 1.4 y 1.5 en los carriles 1, 2, 3, 4 y 5
respectivamente. M1: marcadores de 1Kb y M2: marcadores de 123 pb.
50
Figura 12. Perfil de restricción del plásmido recombinante pGEM/ABRA
con HincII. Se observa la generación de un fragmento de 227 pb y otro de
3191 pb al realizar una digestión sobre los clonos 1.2 – 1.5 en los carriles 1 -
5 respectivamente. M1: marcadores de 1 Kb, M2: marcadores de 123 pb.
51
Figura 13. Producto de PCR amplificado a partir de pGEM/ABRA
utilizando los cebadores AB-1 y AB-2. De los carriles 1 – 5 se observa el
producto de 401 pb amplificado de cada uno de los clonos 1.2 – 1.5
respectivamente. El C- en el carril 6, reacción con cebadores AB-1 y AB-2
sin DNA molde. M: marcadores de 123 pb.
52
AACTGCAGCTAATCTTCATCATTAACTTCTTGATATTTTTGATTGTCGTTATTTAaCATTTTtGATTTTgTgTgGTTaCTTTtGttAtGAccttGtGATTTTAAAGAaATAATTTTTTTTTTGGtcaTTAACAAAAGAGTAGGTAGCttttTGATTCATTAGTTCTTTAAATAAGTTTTGATtTTTTTGAATAaTAaGtTCAACATTTTCTTTTAACATATTCATTTTTTTAACACAAGAAAGTAATAATGGATTAaTATGATTTGtTTTATAAATTAAGTGTTgTcctTATTgTGGtATACcTtcaAaTATTtCTTTtcTtAATGCTTtAATtAAaTTtCtTAtTGAGATTGGAAGAAATTTACTAAAtTTTTCAtTTcTTcAagCcGTaATTTttTTTAcCATtATTTGGAtCC >gi|7158834|gb|AF213645.1|AF213645 Plasmodium falciparum p101/acidic basic repeat antigen (ABRA) gene, complete cds Length = 2220 Score = 389 bits (196), Expect = e-105 Identities = 249/275 (90%) Strand = Plus / Minus Query: 94 atgaccttgtgattttaaagaaataannnnnnnnnnggtattaacanaagagtaggtagc 153 |||||||||||||||||||||||||| |||||||||| ||||||||||||| Sbjct: 618 atgaccttgtgattttaaagaaataattttttttttggtattaacaaaagagtaggtagc 559 Query: 154 tttttgattcattagttctttaaataagttttgannnnnnngaatatagtcaacattttc 213 |||||||||||||| ||||||||||||||||||| ||||||||||||||||||| Sbjct: 558 tttttgattcattaattctttaaataagttttgatttttttgaatatagtcaacattttc 499 Query: 214 ttttaacatattcannnnnnnaacacaagaaagtaataatggattatatgatttgttttt 273 |||||||||||||| ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||| Sbjct: 498 ttttaacatattcatttttttaacacaagaaagtaataatggattatatgatttgttttt 439 Query: 274 ataaattaagtgtttcttattttgtatactttcaatattcttttttaatgctttaattaa 333 |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||| Sbjct: 438 ataaattaagtgtttcttattttgtatactttcaatattcttttttaatgctttaattaa 379 Query: 334 tttcttatgagattgtaagaaatttactaaatttt 368 ||||||||||||||||||||||||||||||||||| Sbjct: 378 tttcttatgagattgtaagaaatttactaaatttt 344
53
Figura 14. Secuencia parcial del fragmento clonado en el constructo
pGEM/ABRA (clon 1.3) y BLAST. Se presentan la secuencia parcial
obtenida con el cebador universal reverso M13 sobre la región de inserción
del plásmido pGEM. Se resalta la secuencia del cebador reverso específico
para la región de alta unión de PfABRA y se subraya el sitio de corte para la
enzima de restricción. Las letras en minúscula corresponden a las
correcciones hechas manualmente basándose en el electroferograma
generado por el secuenciador. Así mismo se muestra la identidad con el gen
codificante de PfABRA, calculada por BLAST.
54
4.2 Subclonaje de PfABRA en el vector de expresión pASK-4
El subclonaje dirigido del inserto PfABRA fue llevado a cabo en el
vector de expresión pASK-4 previamente linearizado que se observa en la
Figura 15. Los productos purificados provenientes de la digestión con las
enzimas BamHI / PstI y correspondientes al fragmento PfABRA liberado del
plásmido pGEM-T y al vector de expresión pASK-4 linearizado, fueron
confirmados en un gel de agarosa que se muestra en la Figura 16,
obteniéndose a las concentraciones que se presentan en la Tabla 2. Una
vez éstos productos de digestión fueron purificados y cuantificados, la
reacción de ligación fue llevada a cabo utilizando las cantidades tanto de
inserto como de vector que se presentan en la Tabla 3. La identidad del
plásmido de expresión recombinante pASK-4/ABRA fue confirmada por
digestión, PCR y secuenciación de forma similar a como se hizo con el paso
de clonación en pGEM-T. La Figura 17 muestra la linearización de
pASK4/ABRA en el peso esperado de 3674 pb como resultado de la
digestión con cada una de la enzimas BamHI y PstI del DNA plasmídico de
cinco clonos seleccionados con ampicilina. Al realizar un corte con ambas
enzimas se pudo verificar la liberación de un fragmento de ~397 pb
correspondiente al peso esperado del inserto PfABRA que se observa en la
Figura 18B. Por su parte, la generación de un fragmento ~439 pb y otro de
~3233 pb a partir de la digestión con HincII pudo ser visualizada en un gel de
agarosa que se muestra en la Figura 18 y como se discutirá más adelante,
también fue confirmatoria de la correcta inserción del fragmento de interés en
el vector de expresión pASK-4. La presencia del inserto verificada realizando
una amplificación por PCR con los cebadores AB-1 y AB-2 utilizando como
molde el plásmido recombinante pASK4/ABRA se observa en la Figura 19
donde es posible identificar el fragmento amplificado en el peso esperado.
Las secuencias obtenidas del DNA plasmídico con cebadores universales
directo y reverso del clon 4.2 confirmaron por medio de BLAST una identidad
de ~92% del fragmento clonado con la secuencia del gen codificante para
55
ABRA y permitieron verificar la entrada en marco del gen de interés (Figura
20).
56
Figura 15. Vector de expresión pASK-4. El panel A muestra el plásmido de
expresión pASK-4 en 3277 pb digerido con las enzimas de restricción BamHI
y PstI. El panel B muestra las diferentes formas del plásmido circularizado.
M: marcadores de peso de 1kb.
57
Figura 16. Vector e inserto digeridos y purificados. Se puede observar
los productos digeridos y purificados del plásmido pASK-4 en 3277 pb (carril
2) y del inserto ABRA en 397 pb (carril 6). Plásmidos sin digerir PASK-4 y
pGEM/ABRA se observan en los carriles 1 y 4 respectivamente así como
pGEM/ABRA digerido y sin purificar (carril 5). ABRA amplificado de gDNA de
P. falciparum como control positivo del inserto en el carril 8. M1: marcadores
de 1 Kb y M2: marcadores de 123 pb.
58
Figura 17. Plásmido de expresión recombinante pASK-4/ABRA digerido.
Se observa el producto de digestión del DNA de los clonos 2.1, 2.2, 2.3, 2.4 y
2.5 en los carriles 1, 2, 3, 4 y 5 respectivamente con PstI (panel A) y con
BamHI (panel B). En el carril 6 el plásmido pASK-4. M: marcadores de 1Kb.
59
Figura 18. Perfil de restricción y liberación del inserto del plásmido
recombinante pASK-4/ABRA. El panel A muestra el perfil de restricción
obtenido de la digestión con HincII de cada uno de los cinco clonos de pASK-
4/ABRA 2.1 - 2.5 (carriles 1- 5) comparado con el del plásmido pASK-4 sin
inserto (carril 6). El panel B muestra la liberación del inserto ABRA de 397 pb
con las enzimas BamHI y PstI de cada uno de los clonos 2.1 - 2.5 en los
carriles 1 – 5 respectivamente y del constructo pGEM/ABRA como control del
inserto liberado, en el carril 6. M: marcadores de peso.
60
Figura 19. Producto de PCR amplificado a partir de pASK-4/ABRA
utilizando los cebadores AB-1 y AB-2. De los carriles 3 – 7 se observa el
producto de 401 pb amplificado de cada uno de los clonos 2.1 – 2.5
respectivamente. C- de cebadores sin DNA molde en el carril 1. C+ producto
de PCR amplificado de gDNA de P. falciparum en el carril 2. M: marcadores
de 123 pb.
61
Primer T7
TTGAATAGTTCGCAAAAATCTAGATAACGAGGGAAAAAATGAAAAAGACAGCTATCGCGATTGCAGTGGCACTGGCTGGTTTCGCTACCGTAGCGCAGGCCGCTAGCTGGAGCCACCCGCAGTTCGAAAAAGGCGCCGAGACCGCGGTCCCGAATTCGAGCTCGGTACCCGGGGATCCAAATAATGGTAAAAAAAATAACGCTGAAGAAATGAAAAATTTAGTAAATTTCTTACAATCTCATAAGAAATTAATTAAAGCATTAAAAAAGAATATTGAAAGTATACAAAATAAGAAACACTTAATTTATAAAAACAAATCATATAATCCATTATTACTTTCTTGTGTTAAAAAAATGAATATGTTAAAAGAAAATGTTGCTATATTCAAAAAAATCAAAACTTATTTAAAGACTAATGAATCAAAAAGCTCCTACTCTTTTGTTAATCCAAAAAAAAATTTTTCTTTAAAATCACAAGGTCTTAAAAAGAACCTCACAAATCAAATGAAATACCGCCATCAAAATTTCAAGAAgTATGTGAAATTACTGCAGGGGC >gi|7158834|gb|AF213645.1|AF213645 Plasmodium falciparum p101/acidic basic repeat antigen (ABRA) gene, complete cds Length = 2220 Score = 363 bits (183), Expect = 2e-97 Identities = 235/253 (92%), Gaps = 3/253 (1%) Strand = Plus / Plus Query: 213 taacgctgaagaaatgaaaaatttagtaaatttcttacaatctcataagaaattaattaa 272 |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||| Sbjct: 327 taacgctgaagaaatgaaaaatttagtaaatttcttacaatctcataagaaattaattaa 386 Query: 273 agcattaaaaaagaatattgaaagtatacaaaataagaaacacttaatttataaaaacaa 332 |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||| Sbjct: 387 agcattaaaaaagaatattgaaagtatacaaaataagaaacacttaatttataaaaacaa 446 Query: 333 atcatataatccattattactttcttgtgttnnnnnnntgaatatgttaaaagaaaatgt 392 ||||||||||||||||||||||||||||||| |||||||||||||||||||||| Sbjct: 447 atcatataatccattattactttcttgtgttaaaaaaatgaatatgttaaaagaaaatgt 506 Query: 393 tg-ctatattcnnnnnnntcaaaacttatttaaag-actaatgaatcaaaaagct-ccta 449 || |||||||| ||||||||||||||||| | ||||||||||||||||| |||| Sbjct: 507 tgactatattcaaaaaaatcaaaacttatttaaagaattaatgaatcaaaaagctaccta 566
62
Query: 450 ctcttttgttaat 462 ||||||||||||| Sbjct: 567 ctcttttgttaat 579
Primer M13
TCCTTTTTCCTTCCAGGTCAGCTTAGTTAGATATCAGAGACCATGGTCCCCCTGCAGCTAATCTTCATCATTAACTTCTTGATATTTTTGATTGTCGTTATTTTCATTTTGATTTTAGTGAGGTTTCTTTTTTATGACCTTGTGATTTTAAAGAAATAATTTTTTTTTTGGTATTAACANAAGAGTAGGTAGCTTTNNGATTCATTAGTTCTTTAAATAAGTTTTGATTTTTTTGAATATAGTCAACATTTTCTTTTAACATATTCATTTTTTTAACACAAGAAAGTAATAATGGATTATATGATTTGTTTTTATAAATTAAGTGTTTCTTATTTTGTATACTTTCAATATTCTTTTTTAATGCTTTAATTAATTTCTTATGAGATTGTAAGAAATTACTAAATTTTTCATTTCTTCAGCGTATTTTTTTTACCATTATTTGGATCCCGGGTCCGAGCTCGAATTCGGACCGCGGTTCGGCGCCTTTCNACCGCGGGGGCTCAACTAGCGGCCGCCTACGGAGCGAAACAGCAATGCNCTGAATCCGA >gi|23496770|gb|AE014848.1| Plasmodium falciparum 3D7 chromosome 12, section 5 of 9 of the complete sequence Length = 250707 Score = 446 bits (225), Expect = e-123 Identities = 283/309 (91%), Gaps = 1/309 (0%) Strand = Plus / Plus Query: 1 atcttcatcattaacttcttgatatttttgattgtcgttattttcattttgattttagtg 60 |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||| ||| Sbjct: 154637 atcttcatcattaacttcttgatatttttgattgtcgttattttcattttgatttt-gtg 154695 Query: 61 aggtttcttttttatgaccttgtgattttaaagaaataannnnnnnnnnggtattaacaa 120 ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||| ||||||||||| Sbjct: 154696 aggtttcttttttatgaccttgtgattttaaagaaataattttttttttggtattaacaa 154755 Query: 121 aagagtaggtagctttttgattcattagttctttaaataagttttgannnnnnngaatat 180 ||||||||||||||||||||||||||| ||||||||||||||||||| |||||| Sbjct: 154756 aagagtaggtagctttttgattcattaattctttaaataagttttgatttttttgaatat 154815
63
Query: 181 agtcaacattttcttttaacatattcannnnnnnaacacaagaaagtaataatggattat 240 ||||||||||||||||||||||||||| |||||||||||||||||||||||||| Sbjct: 154816 agtcaacattttcttttaacatattcatttttttaacacaagaaagtaataatggattat 154875 Query: 241 atgatttgtttttataaattaagtgtttcttattttgtatactttcaatattctttttta 300 |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||| Sbjct: 154876 atgatttgtttttataaattaagtgtttcttattttgtatactttcaatattctttttta 154935 Query: 301 atgctttaa 309 ||||||||| Sbjct: 154936 atgctttaa 154944
Figura 20. Secuencia parcial del fragmento clonado en el constructo
pASK-4/ABRA (clon 2.1) y BLAST. Se presentan las secuencias obtenidas
con los cebadores universales directo T7 y reverso M13 sobre la región de
inserción del plásmido pASK-4. Se resaltan la secuencia de los cebadores
específicos para la región de alta unión de PfABRA y se subraya el sitio de
corte para cada enzima de restricción. Así mismo se muestra la identidad
calculada por BLAST de cada secuencia con el gen codificante de PfABRA,
64
4.3 Expresión de la proteína recombinante PfABRA
La expresión de la proteína recombinante PfABRA en células BL21
con el plásmido pASK-4/ABRA incorporado fue inducida con AHT. Con el fin
de normalizar la cantidad de proteína analizada en SDS-PAGE y WB, la
concentración de proteína total de cada una de las muestras utilizadas y
provenientes de un ensayo de expresión, fue determinada y se presenta en
las Tablas 4, 5 y 6. Los lisados totales de un ensayo inicial de expresión con
los clonos 2.1 a 2.5 analizados por SDS-PAGE teñido con coomassie se
pueden observar en la Figura 21 e igualmente, la detección específica por
Western-blot (WB) de la proteína recombinante con un peso aparente de
~23 kDa en las mismas muestras y utilizando Strep-Tactin conjugado a
fosfatasa alcalina (AP), se demuestra en la Figura 22. La detección
específica por WB en las fracciones soluble e insoluble de los lisados totales
crecidos a 26, 30 y 37ºC tanto en condiciones normales como de estrés
osmótico se presentan en la Figura 23 así como el análisis por SDS-PAGE
en un gel de mayor tamaño teñido con coomassie de la fracción soluble de
los cultivos inducidos y no inducidos puede observarse en la Figura 24. Por
otra parte, el extracto proteico proveniente de cada uno de los medios de
cultivo y analizado por WB se presenta en la Figura 25 y permite evidenciar
la diferencia de cada uno de los tratamientos en cuanto a la cantidad de
proteína soluble liberada al medio de cultivo. Las fracciones correspondientes
a un ensayo de purificación analítica con columna de afinidad Strep-Tactin
Macroprep fueron analizadas tanto por SDS-PAGE con tinción de plata como
por WB y se muestran en las Figuras 26 y 27 respectivamente, donde es
posible identificar de forma mayoritaria la banda correspondiente a la
proteína recombinante en por lo menos una de las tres de las fracciones
eluídas (Carril 8, Figuras 26 y 27). La Figura 28 muestra el reconocimiento
específico de la proteína recombinante por WB utilizando anticuerpos
policlonales de cabras que reconocen péptidos sintéticos idénticos a los
presentes en PfABRA.
65
Tabla 4. Concentraciones de proteína total de lisados bacterianos. Se
expresa en mg/ml la concentración de proteína total de cada uno de los
lisados provenientes de un ensayo preliminar de expresión con células BL-
21, BL-21 con pASK4 sin inserto, cinco clonos recombinantes (2.1 – 2.5) y un
control positivo de expresión.
MMUUEESSTTRRAA NNOO IINNDDUUCCIIDDOO IINNDDUUCCIIDDOO
BL21 1,195 2,260
BL21 / pASK-4 0,959 1,448
2.1 1,055 1,015
2.2 1,344 0,829
2.3 1,167 1,015
2.4 1,094 0,917
2.5 0,894 1,222
C+ 0,825 0,585
C+: control positivo
66
Tabla 5. Concentraciones de proteína total en la fracción soluble de
lisados provenientes de cultivos expresados en tres temperaturas
diferentes. La concentración de proteína soluble total se expresa en mg/ml
tanto para cultivos inducidos como no inducidos del clon recombinante 2.1.
TTEEMMPPEERRAATTUURRAA
DDEE
CCRREECCIIMMIIEENNTTOO
CCOONNDDIICCIIOONNEESS
NNOORRMMAALLEESS EESSTTRREESS OOSSMMOOTTIICCOO
NNOO IINNDD IINNDD NNOO IINNDD IINNDD
26ºC 5,28 6,43 5,10 4,15 30ºC 5,69 4,59 1,54 2,20 37ºC 3,41 4,49 1,62 2,05
Tabla 6. Concentraciones de proteína total en la fracción insoluble de
lisados provenientes de cultivos expresados en tres temperaturas
diferentes. La concentración de proteína insoluble total se expresa en
mg/ml tanto para cultivos inducidos como no inducidos del clon recombinante
2.1.
TTEEMMPPEERRAATTUURRAA
DDEE
CCRREECCIIMMIIEENNTTOO
CCOONNDDIICCIIOONNEESS
NNOORRMMAALLEESS EESSTTRREESS OOSSMMOOTTIICCOO
NNOO IINNDD IINNDD NNOO IINNDD IINNDD
26ºC 3,41 4,49 1,62 2,05
30ºC 2,22 4,39 2,96 2,53 37ºC 4,06 2,74 2,67 2,57
67
A
B
Figura 21. Expresión de clonos recombinantes. Geles de SDS-PAGE al
15% en el que se corrieron ~18 g de extracto proteico proveniente de
lisados totales de 10 ml de cultivos inducidos (A) y cultivos no inducidos (B)
de células BL-21 (carril 1), BL-21/pASK-4 sin inserto (carril 2), clonos
recombinantes 2.1 a 2.5 (carriles 3 a 7) y control positivo (carril 8). M:
marcadores de peso de bajo rango. En cada carril se sembraron ~18 g de
proteína total.
68
A
B
69
Figura 22. Western-blots de la expresión de clonos recombinantes.
Western-blots realizados con ~18 g de extracto proteico (excepto para el
control positivo ~12 g) proveniente de lisados totales de 10 ml de cultivos
inducidos (A) y no inducidos (B) de células BL-21 (carril 1), BL-21/pASK-4
sin inserto (carril 2), clonos recombinantes 2.1 a 2.5 (carriles 3 a 7) y control
positivo (carril 8). En (A) M: marcadores de peso de bajo rango, en (B) M:
marcadores de peso preteñidos de amplio rango.
70
A
B
71
Figura 23. Western-blots de la proteína recombinante PfABRA
expresada bajo diferentes condiciones de temperatura y estrés
osmótico. Se observan los Western-blots de las fracciones solubles (A) e
insolubles (B) provenientes del lisado total de cultivos inducidos y no
inducidos del clon 2.1. Se aplicaron a��� J�GH�SURWHína total para todas las
PXHVWUDV� H[FHSWR� SDUD� ORV� FRQWUROHV� SRVLWLYRV� �a�� J��� Los carriles 1 a 6
corresponden a cultivos crecidos bajo condiciones normales. Los carriles 7 a
12 a cultivos crecidos bajo condiciones de estrés osmótico. En los carriles 1
a 3 y 7 a 9 cultivos no inducidos y en los carriles 4 a 6 y 10 a 12 cultivos
inducidos, a 26, 30 y 37ºC respectivamente en cada grupo. Control positivo
no inducido en el carril 13 e inducido en el carril 14. M: marcadores de peso
de bajo rango.
72
Figura 24. Expresión de la proteína recombinante PfABRA bajo
diferentes condiciones de temperatura y estrés osmótico. Gel de SDS-
PAGE que muestra la fracción soluble de extracto proteico proveniente del
lisado total de cultivos inducidos o no inducidos del clon 2.1. Se aplicaron
a��� J� GH� SURWHína total para todas las muestras. Los carriles 1 a 6
corresponden a cultivos crecidos bajo condiciones normales. Los carriles 7 a
12 a cultivos crecidos bajo condiciones de estrés osmótico. En los carriles 1
a 3 y 7 a 9 cultivos no inducidos y en los carriles 4 a 6 y 10 a 12 cultivos
inducidos, a 26, 30 y 37ºC respectivamente en cada grupo. Control positivo
no inducido en el carril 13 e inducido en el carril 14. M: marcadores de peso
de bajo rango.
73
Figura 25. Identificación de la proteína recombinante en los medios de
cultivo. En los carriles 1 a 3 extracto proteico de medio de cultivo no
inducido crecido en condiciones normales a 26, 30 y 37ºC respectivamente.
En el mismo orden, carriles 3 a 6, extracto correspondiente a los cultivos
inducidos. Carriles 7 a 9, extracto proteico correspondiente a medio de
cultivo no inducido, crecido en condiciones de estrés osmótico a 26, 30 y
37ºC respectivamente. En el mismo orden, las muestras correspondientes a
los cultivos inducidos bajo estas mismas condiciones, carriles 10 a 12. M:
marcadores de de peso de bajo rango. Para cada muestra se aplicaron 28 l
de la mezcla obtenida como se describe en el numeral 3.2.4.
74
Figura 26. Purificación analítica de la proteína recombinante PfABRA.
SDS-PAGE teñido con plata que muestra en el carril 1 el pool de las
fracciones solubles de un cultivo inducido de 100 ml crecido a 26ºC del clon
2.1. Pellet de las fracciones solubles (carril 2). Lavados 1, 3 y 5 (carriles 3 –
5 respectivamente). Fracciones 1 – 6 de proteína eluída (carriles 6 – 11
respectivamente). Fracciones 1 y 3 de buffer de regeneración (carriles 12 y
13). Fracción soluble no retenida (carril 14). M: marcadores de peso de bajo
rango.
75
Figura 27. Detección de la proteína recombinante PfABRA purificada.
Western-blot que muestra en el carril 1 el pool de las fracciones solubles de
un cultivo inducido de 100 ml crecido a 26ºC del clon 2.1. Pellet de las
fracciones solubles (carril 2). Lavados 1, 3 y 5 (carriles 3 – 5
respectivamente). Fracciones 1 – 6 de proteína eluída (carriles 6 – 11
respectivamente). Fracciones 1 y 3 de buffer de regeneración (carriles 12 y
13). Fracción soluble no retenida (carril 14). M: marcadores de peso de bajo
rango.
76
Figura 28. Reconocimiento con anticuerpos policlonales de cabras de la
proteína recombinante PfABRA purificada. Sueros pre-inmunes K1- y K2-
en los carriles 1 y 3. Sueros inmunes K1+ y K2+ carriles 2 y 4. Control
negativo (incubado solamente con 2º anticuerpo-conjugado) en el carril 5 y
detección con Strep-Tactin (AP) en el carril 6.
77
5. Discusión
Una aparente interacción entre PfABRA y la superficie de eritrocitos
fue propuesta por Curtidor et al. (2001), quien identificó péptidos hacia el
extremo amino terminal con alta actividad de unión a eritrocitos, más
específicamente, entre los residuos 104 – 230 (Figura 7). El fragmento
génico codificante para dicha región fue amplificado, clonado y expresado
como proteína recombinante en E. coli.
El fragmento amplificado a partir de gDNA de P. falciparum con los
cebadores AB-1 y AB-2 (Figura 9) fue insertado en el plásmido de clonación
pGEM-T con el fin de permitir un sub-clonaje dirigido que garantizara la
entrada de dicho inserto en marco de lectura con el plásmido de expresión
pASK-4. El producto purificado de PCR (Figura 10) pudo ser clonado
directamente en pGEM-T gracias a que éste plásmido posee timidinas 3’
terminales en el sitio de inserción del fragmento que representaban sitios
compatibles para las adeninas generadas por la polimerasa en los extremos
3’ del producto amplificado. Una cuantificación de los productos utilizados en
los pasos de ligación (Tabla 2) permitió la adición de cantidades de DNA que
guardaran una proporción molar de 3:1 inserto:vector (Tabla 3).
El plásmido recombinante obtenido como resultado de la clonación del
fragmento amplificado, llamado pGEM/ABRA, permitió aislar la secuencia
específica que codifica para la región de alta unión a eritrocitos de PfABRA y
fue construido con el fin de asegurar una digestión exitosa que permitiera
generar los extremos adhesivos específicos (BamHI 5’ y PstI 3’) en el inserto
y así poder llevar a cabo la clonación dirigida de éste en el plásmido de
expresión pASK-4. La digestión directa sobre el producto de PCR no fue
llevada acabo a causa de la posición marginal que estos sitios de corte
ocupaban en el fragmento amplificado. Se consideró que la eficiencia de
cada una de las enzimas podría comprometerse, debido a que un sitio de
corte que esté demasiado cerca del extremo de una molécula de DNA puede
ser cortado ineficientemente o no cortado en lo absoluto a causa de los
78
requerimientos de nucleótidos adicionales alrededor de los sitios de
reconocimiento que tienen las enzimas de restricción (Promega 1996). De
aquí que la inserción del fragmento de interés en una molécula de DNA más
grande (plásmido pGEM) aseguró una digestión eficiente que generara los
extremos compatibles BamHI y PstI adecuados para la correcta inserción en
el plásmido de expresión.
La necesidad de confirmar la identidad de la secuencia clonada
implicó la realización de los procedimientos de reconocimiento con enzimas
de restricción y PCR antes de llevar a cabo una secuenciación directa del
fragmento. La obtención de un producto de ~397 pb y otro de ~3000 pb
como resultado de un tratamiento con las enzimas BamHI y PstI
correspondió con los pesos esperados para el constructo pGEM/ABRA dados
los pesos correspondientes del inserto y del plásmido (Figura 11). Así
mismo, teniendo en cuenta que dicho constructo debería tener un peso
teórico de ~3418 pb y dos sitios de corte para la enzima HincII en las
posiciones 298 (dentro del inserto) y 395 (en el plásmido), la obtención de un
fragmento ~227 pb y otro de ~3191 pb como resultado del tratamiento del
constructo con ésta enzima no sólo permitió tener mayor certeza a cerca de
la identidad del inserto clonado sino que adicionalmente demostró su
correcta orientación en el plásmido pGEM (Figura 12). De haber sido
clonado en la orientación contraria, los fragmentos generados hubiesen
correspondido a 239 pb y 2175 pb teniendo en cuenta que las posiciones de
corte del constructo habrían sido 255 (dentro del inserto) y 495 (dentro del
plásmido). No obstante, la orientación en pGEM fue sólo una información
adicional que no tuvo una implicación directa para el objetivo de éste trabajo,
ya que al formar parte del inserto mismo, los sitios de restricción con los
cuales se planeó dirigir la subclonación en el vector de expresión siempre se
mantendrían BamHI 5’ y PstI 3’ independientemente de la orientación en el
plásmido de clonación. La secuencia parcial del fragmento amplificado por
PCR de ~401 pb con los cebadores AB-1 y AB-2 utilizando como molde el
79
constructo pGEM/ABRA (Figura 13) confirmó la identidad de la región
codificante de ABRA como fragmento clonado en pGEM y que por BLAST
mostró una identidad del 90% con el gen codificante de PfABRA (Figura 14).
La integridad del plásmido de expresión antes y después de la
digestión con las enzimas BamHI y PstI así como la eficiencia de corte de
éstas últimas sobre la molécula en mención, pudo ser verificada y permitió
confirmar el plásmido linearizado en el peso esperado de ~3277 pb (Figura
15). Como se puede observar en la Figura 16, si bien el proceso de
digestión, tanto para liberar el inserto PfABRA del constructo pGEM/ABRA,
como para linearizar el plásmido de expresión pASK-4 mostró un buen
rendimiento, el subsiguiente paso de purificación con gel de agarosa de bajo
punto de fusión disminuyó notablemente la cantidad de inserto purificado.
Esta fue una situación que sólo se pudo mejorar un poco al utilizar un kit de
purificación diferente e hizo necesario purificar mayores volúmenes de
digestión.
En general, el proceso de subclonación en el plásmido de expresión
presentó serios inconvenientes que no fueron resueltos sino hasta después
de haberse implementado diferentes estrategias de optimización para los
distintos pasos implicados en el proceso. Varios procedimientos relacionados
con la ligación han sido descritos para incrementar la eficiencia de la
clonación como por ejemplo, la adición de agentes condensantes como
polietilenglicol (PEG) ó cloruro de hexamincobalto que inducen acumulación
macromolecular para simular una mayor concentración de DNA en la
reacción. Alternativamente la omisión del paso de ligación también ha
demostrado aumentar la eficiencia de los procesos de clonación, que son
llevados a cabo generando extremos largos de DNA de cadena sencilla que
puedan ser anillados y transformados directamente en hospederos
apropiados de E. coli (Lund et al. 1996). Sin embargo, procedimientos más
sencillos como la TCL (de sus iniciales en inglés temperature-cycle
ligations) establecido por Lund et al. (1996) ha mostrado elevar la eficiencia
80
de reacciones de ligación entre ~6 – 8 veces para DNA de extremos
adhesivos y ~4 – 6 veces para DNA de extremos romos. Este sencillo
procedimiento fue adoptado para esta etapa de subclonación en el presente
trabajo y básicamente consiste en balancear una alta actividad enzimática
con el anillaje de las moléculas de DNA por ciclos de temperatura que
consisten en 10ºC, 30s (para favorecer el anillaje de los extremos
complementarios) y 30ºC, 30 s (para favorecer la actividad de la enzima). De
la misma forma, para el paso de transformación también se adoptó un
procedimiento alternativo que permitiera elevar la eficiencia de la
subclonación y superar el inconveniente de no obtener células
recombinantes. Dicho procedimiento consistió en realizar un protocolo de
transformación con células electrocompetentes incluyendo triptona y extracto
de levadura en el medio de electroporación tradicional (glicerol al 10%). De
acuerdo a Tung et al. (1995), la inclusión de éstos nutrientes en el medio de
electroporación incrementa la eficiencia de transformación de 4 a 10 veces,
no parece estar restringido a cepas específicas de E. coli y puede que
probablemente confiera una expresión fenotípica más eficiente a las células
electroporadas, aumentando así el número de transformantes que se
recuperan.
No obstante la implementación de las alternativas antes descritas, la
ausencia de células transformantes en el proceso de subclonación fue
resuelto sólo cuando la purificación del plásmido y el inserto fue realizada sin
exponer el DNA a luz ultravioleta. El hecho de que moléculas de DNA
purificadas por gel de agarosa resulten posteriormente pobremente reactivas,
en términos de su eficiencia como sustrato para procedimientos enzimáticos
como por ejemplo ligación, replicación ó transcripción in vitro es bien
conocido, y en el caso de la ligación, se refleja en la baja eficiencia de
bacterias transformadas. Aunque generalmente estas dificultades son
atribuidas a impurezas que permanecen de la agarosa, se ha podido
documentar una causa más probable a esta inhibición del procesamiento
81
enzimático del DNA y es un daño severo causado por la radiación ultravioleta
durante su visualización en el proceso de purificación (Gründemann y
Schömig 1996). Aparentemente fue ésta la causa de la ausencia de colonias
recombinantes durante el proceso de subclonación en el presente trabajo, ya
que si bien Gründemann y Schömig (1996) proponen el uso de guanosina
para prevenir el daño del DNA durante su visualización con UV, la
purificación del inserto ABRA y del plásmido pASK-4 se hicieron previniendo
por completo su exposición a UV, utilizando durante la purificación un
transiluminador que emite una longitud de onda ~450 nm y que permite la
visualización de DNA con tinción por bromuro de etidio.
La identidad del plásmido de expresión recombinante pASK-4/ABRA
fue sugerida por la liberación de dos fragmentos durante la digestión con
BamHI/PstI, uno de ~397 pb correspondiente al inserto ABRA y otro de
~3277 pb correspondiente al plásmido de expresión pASK-4 (Figura 18B).
La presencia del inserto en la orientación correcta pudo demostrarse por la
liberación de un fragmento ~439 pb y otro de ~3233 pb a partir de la
digestión con HincII (Figura 18A) que teóricamente debería cortar al
constructo pASK-4/ABRA en las posiciones 38 (en el plásmido) y 477 (en el
inserto). La secuencia obtenida (Figura 20) del fragmento amplificado por
PCR con los cebadores AB-1 y AB-2 utilizando como molde éste constructo
(Figura 19) fue utilizada para la realización de un BLAST que encontró una
identidad del 92% con la secuencia del gen codificante para ABRA.
Adicionalmente, se confirmó la entrada en marco del gen de interés.
El peso teórico para la proteína codificada por el fragmento clonado en
el vector de expresión fue calculado en ~18 kDa y su presencia en cada uno
de los cinco clonos fue evaluada en geles de SDS-PAGE y WB, luego de
inducir su expresión en un ensayo preliminar con cultivos de 10 ml. A pesar
de que la proteína no pudo ser identificada en SDS-PAGE de los lisados
totales de las muestras inducidas (Figura 21) el WB realizado con Strep-
Tactin para las mismas muestras si permitió identificar una banda específica
82
con un peso aparente de ~23 kDa en los lisados provenientes de células
transformadas con el constructo pASK-4/BL21 (Figura 22A). Por el contrario,
en los lisados que no fueron inducidos no fue detectada banda alguna
(Figura 22B) sugiriendo la posible identidad de la banda detectada como la
correspondiente a la proteína recombinante de interés. El que ésta banda no
haya sido visiblemente distinguible por tinción con coomassie en los geles de
SDS-PAGE (Figuras 21 y 24) fue tomado como indicativo de un bajo nivel de
expresión ya que si bien pudo ser detectada por WB, hay que tener en
cuenta que éste es un método mucho más sensible (límite de detección de
10 pg) y altamente específico. Es de notar que el no poder identificar con
certeza la banda de interés por tinción con coomassie en SDS-PAGE incluso
utilizando geles de mayor tamaño para favorecer una mejor resolución
(Figura 24) representó un impedimento para llevar a cabo análisis de
densitometría que hubiesen permitido realizar estimaciones numéricas a
cerca de la concentración de proteína recombinante obtenida Esto tuvo una
implicación importante en las apreciaciones aquí expuestas ya que
corresponden a estimaciones puramente cualitativas, basadas sobretodo en
los resultados obtenidos en los WB. Casos como el de las fracciones
correspondientes a los cultivos bajo condiciones de estrés osmótico
inducidos, en los que puede evidenciarse una banda que aparentemente
podría corresponder a la recombinante (señalada en la Figura 24 con ),
son descartados al no existir una relación en la intensidad de dicha banda
que corresponda con lo observado en el WB realizado con las mismas
fracciones (Figura 23A).
La expresión en E. coli de la proteína completa de PfABRA llevada a
cabo previamente por Kushwaha et al. (2000) demostró que ésta
recombinante fue altamente inestable y sólo pudo ser expresada como
proteína de fusión a la proteína de unión a maltosa (MBP) con un nivel de
expresión solamente detectable por WB, lo que coincide con lo reportado por
Weber et al. (1988), quien al fusionarla con -galactosidasa la encontró
83
igualmente inestable y tampoco pudo detectarla por tinción con coomassie en
SDS-PAGE. De aquí que en general, se ha preferido llevar a cabo su
expresión en E. coli con regiones de menor tamaño, aunque no con menos
inconvenientes en cuanto a niveles de expresión se refiere. Por ejemplo el
mismo Kushwha et al. reporta que el intento de expresar dos regiones de la
proteína, una comprendiendo los aminoácidos 370-507 y otra los
aminoácidos 508-743, fue completamente imposible de llevar a cabo en el
plásmido de expresión pQE-30, por lo que cada región tuvo que ser
expresada como proteína de fusión a MBP en el plásmido pMAL-c2. En
general lo que se ha podido ver hasta ahora, es que ABRA es difícil de
obtener; su purificación por afinidad utilizando anticuerpos monoclonales ha
dado un bajo rendimiento, y la expresión (heteróloga) de esta proteína no ha
sido muy exitosa incluso con regiones pequeñas (Kushwaha et al. 2001).
Es importante tener en cuenta que si bien los niveles de expresión de
un proteína recombinante dependen en gran medida de su naturaleza
intrínseca, otros factores ajenos a ella como los promotores utilizados para
generar su expresión y las regiones que los circundan, así como la cepa
utilizada para la expresión pueden también tener un efecto en los niveles de
expresión finales (Baneyx 1999). No obstante, si bien el sistema de
expresión Strep-tag no está restringido a una cepa específica de E. coli, la
utilizada en éste trabajo ha sido diseñada específicamente para la expresión
de proteínas recombinantes haciéndola más ventajosa por carecer de dos
proteasas, una a nivel del citoplasma (proteasa Lon) y otra a nivel de la
membrana externa (Omp T) (Donahue y Bebee 1999). De aquí que pueda
decirse que la expresión periplásmica realizada en el presente trabajo es
favorecida por el genotipo de la cepa usada como hospedera. Por otra parte,
el uso de un control positivo suministrado por el fabricante del sistema
permitió asegurar que el promotor fue inducido eficientemente (Figuras 21A y
22A). Este control positivo es un plásmido que expresa una proteína 15 kDa
84
cuando es inducido con AHT aunque un nivel basal de expresión pudo ser
detectado en un lisado de cultivo no inducido (Figura 22B)
Si bien el peso teórico de la proteína se calculó en ~18 kDa, el peso
aparente fue de ~23 kDa con respecto a los marcadores utilizados. Es
posible esperar que no siempre el peso teórico de una proteína recombinante
expresada en E. coli coincida exactamente con su peso aparente. De
hecho, podemos tomar como ejemplo el caso de la misma ABRA, cuyas
regiones recombinantes tuvieron pesos teóricos por debajo de los pesos
aparentes aún cuando la identidad de las proteínas fue completamente
demostrada (Kushwaha et al. 2001). De todas formas se debe notar que al
comparar la movilidad del control positivo frente a marcadores de peso
distintos, los pesos aparentes no se mantuvieron constantes, sino que
variaron en ~3 kDa dependiendo de los marcadores utilizados (Figura 22A y
B) ya que frente a marcadores de peso de bajo rango su peso aparente fue
de ~18 kDa (Figura 22A) mientras que frente a marcadores de peso de
amplio rango presenta un peso equivalente a ~15 kDa (Figura 22B). Por el
contrario, el peso aparente de la banda de interés fue menos variable en
cuanto a su movilidad relativa frente a diferentes marcadores de peso si se
comparan la Figura 22A y el Anexo 1, y en promedio se mantuvo de ~23
kDa.
La solubilidad de la proteína pudo ser monitoreada al evaluar las
fracciones soluble e insoluble de los lisados totales. En general la proteína
pudo ser detectada siempre en las fracciones solubles dentro de cualquiera
de los tratamientos evaluados pero no en las fracciones insolubles (Figura
23A y B). Resultados empíricos han mostrado que muchas proteínas
recombinantes casi siempre forman cuerpos de inclusión en el periplasma al
ser expresadas a 37ºC; sin embargo la cantidad de proteína soluble puede
ser incrementada por una disminución en la temperatura de crecimiento a 30
ó 26º C dependiendo de las propiedades individuales de cada proteína (IBA
2000). Como puede observarse en la Figura 23A y B, la totalidad de la
85
proteína expresada se mantuvo soluble, incluso cuando la expresión fue
llevada a cabo a 37ºC. Podría pensarse que la transcripción de la proteína
fue llevada a cabo a una tasa lo suficientemente baja que incluso a 37ºC no
saturó la maquinaria de secreción bacteriana, sin embargo, al hacer una
comparación entre las Figura 23A y la Figura 25 resulta evidente que la
disminución en la temperatura de crecimiento aumenta la cantidad de
proteína liberada al medio de cultivo. Cabe entonces la posibilidad de
considerar el hecho de que PfABRA se exprese y se mantenga soluble
solamente en función de sus características intrínsecas, lo que incluso a
37ºC le permitiría mantenerse soluble, pero que la cantidad de proteína en el
medio de cultivo (Figura 25) haya reflejado la eficiencia de la secreción al
periplasma a temperaturas cada vez menores. Aparentemente la proteína
secretada en el periplasma alcanzó a salir al medio de cultivo en una
proporción dependiente de la temperatura de crecimiento, lo cual es
coherente con el caso de muchas proteínas recombinantes que, dirigidas al
periplasma, frecuentemente llegan a ser liberadas también al medio de
cultivo por un fenómeno no muy bien entendido aún, aunque que en muchos
casos es realmente a causa de daños en la capa celular externa y no por una
verdadera secreción (Novagen 2002).
De acuerdo a los resultados observados en las Figuras 26 y 27 se
pudo evidenciar de forma preliminar una óptima purificación de la proteína
recombinante a partir de un pool de fracciones solubles utilizando una
columna de afinidad Strep-Tactin Macroprep. La banda correspondiente a la
proteína recombinante (señalada en la Figura 26 con ) pudo ser observada
con mayor intensidad en la tercera fracción de elución y cada vez con menos
intensidad en las fracciones cuarta y quinta, coincidiendo con lo sugerido por
el fabricante del sistema que afirma que la proteína recombinante fusionada
a Strep-tag II usualmente es recuperada entre la tercera y quinta fracción de
elución (IBA 2000) (Figuras 26 y 27 carriles 8 al 10). Este resultado fue
perfectamente coherente con lo detectado por WB en las mismas fracciones
86
y demostró que, en primer lugar la proteína se mantuvo siempre en la
fracción soluble a pesar que durante el tiempo de almacenamiento a 4ºC
antes de la purificación algunas otras partículas precipitaron (Figuras 26 y 27,
carriles 1 y 2). En segundo lugar, que fue eficientemente separada del
extracto de proteína total no retenido por la columna (Figuras 26 y 27 carril
14).
La identidad de la proteína recombinante PfABRA fue completamente
demostrada por el reconocimiento específico de la proteína purificada con los
sueros de cabras inmunizadas con péptidos sintéticos correspondientes a los
presentes en la región de alta unión a eritrocitos de PfABRA (Figura 28
carriles 2 y 4). El reconocimiento pudo ser evidenciado claramente en la
misma proteína detectada por Strep-Tactin (Figura 28 carril 6) y resulta
evidente la ausencia de reconocimiento alguno por parte de los sueros
preinmunes (Figura 28 carriles 1 y 3) o del anticuerpo secundario (Figura 28
carril 5).
Las condiciones de estrés osmótico en general, no parecieron afectar
marcadamente, excepto a 37ºC, la solubilidad de la proteína, y por el
contrario no fueron tan favorables en cuanto a la cantidad de proteína
obtenida se refiere. Probablemente efectos adversos al crecimiento celular
en condiciones de estrés osmótico, aún en presencia de osmoprotectantes
se reflejó en bajos niveles de expresión a 26 y 30ºC. No obstante, una
eficiente secreción al medio de cultivo cuando el crecimiento se hizo a 37ºC
(Figura 23) pudo ser detectada lo cual estaría sugiriendo que las condiciones
de estrés osmótico favorecieron de alguna manera una tasa de secreción al
periplasma mayor que la lograda bajo condiciones normales. Como punto de
partida se sugiere realizar la expresión de PfABRA a 37ºC y en condiciones
normales teniendo en cuenta que la solubilidad de la proteína ni su
procesamiento (clivaje del péptido señal) están siendo visiblemente
afectados por las condiciones de estrés osmótico o la disminución de la
temperatura. Obviamente la expresión a 37ºC se prefiere por ser la
87
temperatura óptima de crecimiento de E. coli permitiendo tiempos más
cortos de cultivo durante la expresión.
Con base en los resultados obtenidos durante éste trabajo es posible
afirmar que la clonación y expresión de la región de alta unión a eritrocitos de
P. falciparum en forma soluble fue lograda satisfactoriamente, sugiriendo
adicionalmente que su purificación no presentará mayores dificultades. Así
mismo, a partir de éste punto resulta evidente la conveniencia de realizar
ensayos que permitan mejorar los niveles de expresión conduciendo a
alcanzar el máximo de eficiencia posible en el proceso de obtención de la
proteína recombinante.
88
6. Conclusiones
� La construcción del plásmido recombinante pGEM-T/ABRA permitió llevar
a cabo la clonación dirigida del gen codificante para la región de alta
unión a eritrocitos de PfABRA en el plásmido de expresión pASK-4.
� Sólo previniendo completamente la exposición a U.V. durante la
purificación de fragmentos con extremos complementarios fue posible
realizar la clonación del fragmento PfABRA en el plásmido de expresión
pASK-4.
� Los niveles de expresión alcanzados por el plásmido recombinante pASK-
4/ABRA en células BL-21 no permitió una detección eficiente de la
proteína recombinante en SDS-PAGE teñido con Coomassie, pero si en
Western-blot con un peso aparente de ~23kDa.
� La detección de la proteína recombinante solamente en fracciones
solubles y medio de cultivo demostró que su expresión en cuerpos de
inclusión fue eficientemente prevenida.
� La eficiencia de la purificación analítica por columna de afinidad de la
proteína recombinante PfABRA fue demostrada por SDS-PAGE con
tinción de plata y Western-blot.
� El reconocimiento de la proteína purificada con sueros policlonales de
cabras inmunizadas con péptidos sintéticos demostró la identidad de la
región de alta unión a eritrocitos de PfABRA expresada en E. coli.
89
� El efecto de secreción al medio de cultivo bajo condiciones normales de
crecimiento observado por una disminución de la temperatura, solamente
se evidenció a 37ºC bajo condiciones de estrés osmótico.
� La expresión de la región de alta unión a eritrocitos de PfABRA en forma
soluble no dependió de la presencia de estrés osmótico y osmolitos
compatibles o de una disminución en la temperatura por lo que puede ser
expresada eficientemente (en términos de solubilidad) a 37ºC bajo
condiciones normales.
90
7. Recomendaciones
La realización de un estimativo con datos numéricos por medio del
análisis de densitometría en geles de SDS-PAGE teñidos con coomassie
para determinar y comparar los rendimientos de las diferentes estrategias de
expresión aquí evaluadas no pudo ser llevado a cabo en virtud de la
imposibilidad de detectar una banda específica. El mismo análisis sobre los
WB realizados y en los que la detección de la banda si fue evidente no es
posible.
Intentos para escalar los niveles de expresión de la proteína
recombinante a partir del constructo pASK-4/ABRA generado durante éste
trabajo deberían ser realizados tratando de modificar condiciones fisiológicas
que eventualmente permitieran obtener una mayor cantidad de proteína.
Para empezar sería conveniente evaluar ciertas variables como medios de
cultivo, presencia de glucosa en el medio o tiempos de inducción. Sin
embargo dependiendo de la cantidad de proteína requerida, el simple
incremento de los volúmenes de cultivo expresados podría superar éste
inconveniente. Es de notar que la expresión periplásmica usualmente no
muestra niveles elevados de expresión, pero a cambio, da mayor oportunidad
de obtener proteína soluble. Si cantidades mucho mayores de proteínas
fuesen requeridas, entonces alternativas como la fermentación deberían ser
tenidas en cuenta. A nivel de biología molecular, la construcción de un
plásmido que permita la expresión de la recombinante como proteína de
fusión podría ser la alternativa para incrementar los niveles de expresión, sin
embargo ha de tenerse en cuenta las posibles desventajas ya discutidas.
El comportamiento de la recombinante durante ensayos funcionales
debería servir como el criterio más acertado para elegir una alternativa de
expresión dentro de las aquí presentadas, ya que la actividad de las
proteínas recombinantes en ensayos de actividad biológica puede variar
dependiendo de si ésta proviene de la fracción periplásmica o del medio de
cultivo (Manosroi et al. 2001, Barth et al. 2000).
91
8. Literatura citada
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