Cuadernillo de prácticas Biología 1º

(curso 2019-20)

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ÍNDICE

Normas para la realización de las prácticas 2

Práctica 1: El microscopio 3 Práctica 2: Preparaciones en fresco y tinción simple 10

Practica 3. Niveles morfológicos de organización y división celular (Mitosis) 17 Práctica 4: Morfología y anatomía de cormofitos 28

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DISTRIBUCIÓN DE LAS PRÁCTICAS DE LA ASIGNATURA BIOLOGÍA POR DÍAS PRÁCTICA 1 PRÁCTICA 2 PRÁCTICA 3 PRÁCTICA 4

DÍA 1 LUNES

- Descripción del microscopio. - Observación de preparaciones de microorganismos, cortes y tejidos fijadas y teñidas.

DÍA 2 MARTES

- Observación de preparaciones en fresco. - Tinción simple de muestras de boca y de yogur y de colonias desarrolladas en placas.

DÍA 3 MIÉRCOLES

Niveles de organización vegetal. Mitosis. Cariotipo y cariograma.

DÍA 4 JUEVES

Morfología y anatomía de plantas vasculares.

DÍA 5 VIERNES EXAMEN

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NORMAS PARA LA REALIZACIÓN DE LAS PRÁCTICAS DE BIOLOGÍA 1. Preste atención a las explicaciones de los profesores antes de comenzar el trabajo de

laboratorio. La mayoría de las veces, sus comentarios son complementarios a la información que se incluye en el cuaderno. Tome las notas que crea necesarias y, si lo considera oportuno, realice dibujos que le ayuden a comprender mejor lo explicado.

2. Lea cuidadosamente el cuaderno de prácticas antes de realizarlas y trate de comprender cada

una de ellas. Si tiene alguna duda, pregunte a los profesores. 3. Planifique el trabajo antes de realizarlo. Antes de iniciar una práctica compruebe que dispone

de todo el material necesario. 4. Mantenga la mesa de trabajo libre de objetos personales (ropa, carpetas, bolsos, teléfonos

móviles, etc.). Coloque dichos objetos en las zonas indicadas por los profesores. 5. Utilice siempre bata de laboratorio. La bata protege sus ropas de una contaminación

accidental y de las salpicaduras de los colorantes que se utilizan en el laboratorio o de otros compuestos.

6. No fume ni ingiera alimentos en el laboratorio. No se aproxime pinzas, lápices, papeles u

otros utensilios a la boca. No beba agua contenida en material del laboratorio. 7. Procure que su zona de trabajo esté lo más limpia posible. Para ello, trabaje siempre sobre

los papeles de filtro dispuestos sobre las mesas. Siéntese para trabajar, saldrá todo mejor. 8. El material de desecho debe disponerse en recipientes adecuados para su posterior

descontaminación y limpieza. Es muy importante que coloque cada tipo de material en su contenedor (material biológico, líquidos, vidrio, etc.). No debe tirar por el desagüe los colorantes utilizados en las tinciones sino verterlos en los bidones preparados para tal fin.

9. Tanto en caso de accidente personal (cortes, quemaduras, etc.), como en el caso de rotura de

algún cultivo, caída de éste al suelo o sobre la mesa de trabajo, debe comunicárselo inmediatamente a los profesores responsables de las prácticas.

10. Al finalizar el trabajo, deje recogido todo el material. Compruebe que quedan cerrados

mecheros, grifos y rotuladores y, por ultimo, cada día, antes de abandonar el laboratorio, es aconsejable que se lave, cuidadosamente, las manos con jabón.

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PRÁCTICA 1A: EL MICROSCOPIO 1. Material - Microscopio. - Aceite de inmersión (aceite de cedro). - Solución desengrasante. - Preparaciones de microorganismos, células y cortes de tejidos, fijadas y teñidas. 2. Objetivos de la práctica 1. Conocer los nombres y la función de cada uno de los componentes del microscopio de campo claro,

así como su manejo. 2. Comprender cómo funciona un microscopio de campo claro. 3. Aprender a enfocar con los dos ojos abiertos puesto que los microscopios son binoculares. 4. Enfocar preparaciones de microorganismos, células o cortes de tejidos, utilizando los objetivos

secos (4X, 10X, 40X). 5. Enfocar preparaciones teñidas de bacterias con el objetivo de inmersión (100X). 3. El microscopio La Microbiología se ocupa generalmente de organismos tan pequeños que el ojo humano no los puede ver a simple vista. Debido a la naturaleza de esta disciplina, el microscopio tiene una importancia crucial; la mayor parte de los conocimientos sobre los microorganismos se han descubierto con microscopios. Por ello, es necesario comprender cómo funciona un microscopio y la forma de preparar adecuadamente las muestras para su examen. Hay dos tipos fundamentales de microscopio: óptico y electrónico. Dentro del primer tipo, se encuentran entre otros, los microscopios de campo claro, campo oscuro, contraste de fases y fluorescencia. En las prácticas se utilizará únicamente el microscopio óptico de campo claro. 3.1. Microscopio óptico Los microscopios creados por los primeros microscopistas eran todos sencillos, es decir, constituidos por una sola lente, denominándose por ello microscopios simples. Los microscopios modernos son todos compuestos, lo que significa que tienen más de una lente, de manera que la imagen aumentada que forma la lente del objetivo es ampliada por la lente del ocular. 3.1.1. Lentes y desviación de la luz Para comprender cómo funciona un microscopio óptico, es preciso entender la forma en la que las lentes desvían y enfocan la luz para formar imágenes. Cuando un rayo de luz pasa de un medio a otro, se produce el fenómeno conocido como “refracción de la luz”, es decir, el rayo se desvía en la interfase. Debido a este fenómeno, cuando introducimos un lápiz en un vaso con agua, da la impresión de que el lápiz está doblado. Cada medio tiene un índice de refracción determinado. El índice de refracción es una medida de la intensidad con que una sustancia disminuye la

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Normal Normal

Aire

Aire

Rayo de luz emergente

Rayo de luz incidente

Vidrio

n = 1,52

n = 1 (n = índice de refracción)

velocidad de la luz; la dirección y la magnitud de la desviación se determinan por los índices de refracción de los dos medios que forman la interfase. Así, cuando la luz pasa del aire al vidrio, un medio con un índice de refracción superior, disminuye su velocidad y se desvía hacia la normal, una línea imaginaria perpendicular a la superficie. A medida que la luz deja el vidrio para volver al aire, un medio con un índice de refracción inferior, acelera su velocidad y se desvía de la normal. En consecuencia, un prisma desvía la luz porque la luz incide sobre su superficie en ángulo y el vidrio tiene un índice de refracción diferente al aire. Las lentes actúan como un conjunto de prismas que funcionan como una unidad. Cuando la

fuente de luz está alejada, de forma que los rayos de luz inciden paralelos sobre la lente, una lente convexa enfocará estos rayos en un punto específico, llamado foco o punto focal (F). La

distancia entre el centro de la lente y el punto focal se denomina distancia focal (f). La potencia de una lente está relacionada con la distancia focal. Una lente con una distancia

focal corta aumentará más un objeto que otra lente con una distancia

focal más larga. La lente 1 producirá más aumento.

3.1.2. Microscopio de campo claro Se denomina así a este microscopio porque forma una imagen oscura sobre un fondo claro. Está formado por un cuerpo o soporte de metal compacto, compuesto por una base y un brazo, donde se fija el resto de las partes. En la base se sitúa la fuente de luz. Idealmente, un microscopio debe ser parafocal, es decir, que mantenga la imagen enfocada al cambiar el objetivo. 3.1.2.1. Componentes del microscopio de campo claro Ocular: lente situada cerca del ojo del observador que amplía la imagen del objetivo (10 ó 15 aumentos 10X ó 15X). Cabezal: contiene los sistemas de lentes oculares; aunque puede ser monocular la mayoría son binoculares.

Lente Foco o punto focal

Distancia focal

F

f

Lente 1

Lente 2

F1

f2

F2

f1

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Microscopio óptico (vista lateral izquierda)

Diafragma

Condensador

Ocular

Objetivos

Portaobjetivos

Brazo

Platina

Pie o base

Foco (lámpara)

Cabezal

Tornillo para mover el condensador

Pinzas

Conexión eléctrica

Macrométrico

Micrométrico

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Microscopio óptico (vista lateral derecha)

Tornillos para mover las pinzas

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Portaobjetivos (revólver): contiene los sistemas de lentes objetivos (de 3 a 5); al girar permite cambiar los objetivos. Objetivo: lente situada cerca de la preparación ampliando la imagen de ésta (4X, 10X, 40-45X, 90-100X). Platina: lugar donde se deposita la preparación; está situada hacia la mitad del brazo. Condensador: lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación, enfocando un cono de luz sobre el portaobjetos. Se monta dentro o por debajo de la platina y puede ser fijo o ajustarse verticalmente. Diafragma: regula la cantidad de luz que entra en el condensador. Fuente de luz: lámpara o foco que dirige los rayos luminosos hacia el condensador. Soporte: mantiene la parte óptica; tiene dos partes, el pie o base y el brazo. Tornillos de enfoque: de ajuste grueso o macrométrico, que aproxima el enfoque y de ajuste fino o micrométrico, que consigue nitidez. Los tornillos se sitúan en el brazo y pueden mover la platina hacia arriba y hacia abajo para enfocar la imagen. Tornillo para desplazar verticalmente el condensador (en aquellos microscopios que lo poseen): permite acercar o alejar el condensador de la preparación. Pinzas: sujeta el portaobjetos. Tornillos para mover las pinzas: permiten desplazar las pinzas junto con el portaobjetos hacia adelante, atrás, izquierda o derecha. 3.1.3. Aumento y resolución de un microscopio El aumento total se calcula multiplicando los aumentos del objetivo y del ocular. Por ejemplo, un objetivo de 40X y un ocular de 10X dan un aumento de 400. El aumento máximo que consiguió Leeuwenhoek fue de unos 270. La resolución o poder de resolución es la capacidad de una lente para separar o distinguir entre objetos pequeños que están muy próximos. La distancia mínima (d) entre dos objetos que permite distinguirlos como entidades separadas, está determinada por la ecuación de Abbé: d = λ/2 AN, donde λ es la longitud de onda de la luz empleada y AN es la apertura numérica. Al disminuir d, aumenta la resolución y el detalle con el que se distingue una muestra. La luz del espectro visible con una longitud de onda menor es la azul (400-500 nm). Normalmente, se emplean microscopios con luz azul o azul-verdosa (450-530 nm). La apertura numérica es una característica propia de la lente y viene definida en función del índice de refracción del medio en que se encuentra la lente (n) y del ángulo θ, que se define como la mitad del ángulo del cono de luz que entra en un objetivo, según la fórmula AN = n sen θ. Como el índice de refracción del aire es 1 y sen θ no puede ser superior a 1 (el

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Objetivo

Bajo aumento

Gran aumento

De inmersión en aceite

De rastreo o lupa Propiedad

Aumento X4 X10 X40-45 X90-100 Apertura numérica 0,1 0,25 0,55-0,65 1,25-1,4 Distancia focal (f) 40 mm 16 mm 4 mm 1,8-2 mm Distancia de trabajo 17-20 mm 4-8 mm 0,5-0,7 mm 0,1 mm Poder de resolución con luz azul (450 nm) 2,3 µm 0,9 µm 0,35 µm 0,18 µm

máximo de θ es 90º, y sen 90 es 1), ninguna lente que funcione en el aire puede tener una apertura numérica superior a 1. La única forma de incrementarla por encima de 1 y conseguir una resolución mayor, es aumentando el índice de refracción del medio (el aire en este caso). 3.1.3.1. Objetivo de inmersión en aceite Si se sustituye el aire por aceite de inmersión, generalmente aceite de cedro, un líquido viscoso e incoloro con el mismo índice de refracción del vidrio (1,52), muchos rayos de luz que no pueden penetrar el objetivo debido a la reflexión y refracción en la superficie de la lente del objetivo, podrían hacerlo. Con ello se consigue aumentar la apertura numérica y la resolución. El máximo poder de resolución de un microscopio con un objetivo de inmersión en aceite (AN = 1,25) y con luz azul (450 nm) sería de 180 nm. Esto quiere decir que, en el mejor de los casos, un microscopio de campo claro puede

distinguir entre dos puntos separados por, aproximadamente, 0,2 µm, el tamaño de una bacteria pequeña (micoplasma). La distancia de trabajo de un objetivo es la distancia entre la superficie frontal de la lente y la superficie del cubreobjetos o de la muestra cuando está bien enfocada. Los objetivos con una apertura numérica y un poder de resolución

elevados tienen distancias de trabajo cortas. La mayoría de los microscopios ópticos de campo claro actuales consiguen aumentos de 1.000 ó 1.500 con aceite de inmersión. Cualquier aumento superior a éste no ofrece una observación más detallada. Se podría construir un microscopio óptico para producir un aumento final de 10.000X, pero sería simplemente como aumentar un borrón. En la siguiente tabla se comparan las propiedades de los objetivos del microscopio de campo claro: 4. Observación al microscopio El microscopio óptico de campo claro permite examinar los microorganismos sin teñir, normalmente vivos, en las denominadas preparaciones en fresco, en las que se reduce la luminosidad del campo de visión para aumentar el contraste, con la ayuda del condensador y el diafragma, o bien teñidos mediante colorantes, normalmente muertos tras el proceso de fijación, en lo que se denominan tinciones.

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5. Normas generales para la observación de las preparaciones con el microscopio óptico 1. Encender el microscopio y colocar la preparación sobre la platina sujetándola con las pinzas.

Con ayuda de los tornillos, desplazar la preparación hasta que la extensión se sitúe en el centro de la luz concentrada por el condensador.

2. Si se va a observar una preparación teñida, comprobar que el condensador está elevado y el

diafragma abierto. Si se va a observar una preparación en fresco, el condensador debe estar bajo y el diafragma semicerrado.

3. Como el microscopio es binocular, ajustar la distancia entre ambos oculares de manera que la

visión sea cómoda utilizando ambos ojos. Para compensar las diferencias ópticas entre el ojo izquierdo y el derecho, girar los oculares hasta que la imagen sea más clara. Se aconseja a aquellas personas que llevan gafas, se acostumbren a prescindir de ellas para enfocar las preparaciones.

4. Si va a utilizar el objetivo de inmersión, mirando el microscopio de frente, subir la platina hasta

que el objetivo de inmersión se sumerja en el aceite de cedro y tome contacto con la preparación. Hay que ser extremadamente cuidadoso al realizar esta operación ya que algunos microscopios no tienen tope y se puede romper el portaobjetos y dañar la lente del objetivo.

5. Enfocar la preparación bajando lentamente la platina (nunca enfocar subiendo la platina).

Utilizar el tornillo macrométrico para el ajuste grosero (rápido) y llevar la preparación al enfoque final con el tornillo micrométrico. El micrométrico debe emplearse únicamente para conseguir nitidez una vez enfocada la preparación con el macrométrico.

6. Visualizar distintos campos de la preparación, hasta encontrar uno que sea adecuado. Observar

cuidadosamente cada preparación realizando las anotaciones y dibujos que considere necesarios.

7. Una vez finalizada la observación, debe retirarla cuidadosamente y depositarla en la caja

correspondiente. 8. Desconectar el microscopio, limpiar el objetivo de inmersión si lo ha utilizado (y todas las

zonas que hayan quedado manchadas con aceite de inmersión) empleando un papel suave impregnado en solución desengrasante y cubrir el microscopio con su funda.

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PRÁCTICA 2: PREPARACIONES EN FRESCO Y TINCIÓN SIMPLE 1. Material - Microscopio. - Cultivo bacteriano. - Suspensión de yogur. - Cristal violeta. - Asa de siembra estéril. - Portaobjetos. - Cubreobjetos. - Pinzas. - Bote con agua de grifo. - Cristalizador y paralelas. - Aceite de inmersión (aceite de cedro). - Solución desengrasante. - Rotulador. - Una placa de una muestra ambiental (aire) proporcionada por los profesores. 2. Objetivos de la práctica 1. Aprender a montar preparaciones en fresco de bacterias. 2. Enfocar preparaciones en fresco de bacterias con el objetivo 40X. 3. Distinguir el pequeño tamaño de las bacterias (y si es posible su movimiento) en las preparaciones en fresco en comparación con las preparaciones teñidas. 4. Aprender la técnica de las tinciones mediante el empleo de la tinción simple. 5. Observar bacterias y células epiteliales a partir de una preparación teñida de una muestra de boca. 6. Observar bacterias a partir de una preparación teñida de una muestra de yogur. 7. Observar bacterias a partir de muestras ambientales (aire) (dos colonias con morfologías diferentes). 3. Preparaciones “en fresco” Las preparaciones “en fresco” (sin teñir) se utilizan para la observación de la movilidad bacteriana, así como para la observación de la morfología de otros microorganismos de mayor tamaño, tales como levaduras, mohos, protozoos o algas microscópicas. 3.1. Observación de la movilidad bacteriana entre porta y cubre 3.1.1. Técnica 1. Utilizar un cultivo bacteriano líquido. 2. Con la ayuda de un asa de plástico estéril, depositar una gota del cultivo sobre el portaobjetos.

No hacer nunca una extensión, pues las células pueden perder sus flagelos. Evitar las agitaciones vigorosas de los cultivos.

3. Colocar sobre la preparación un cubreobjetos

perfectamente limpio. Apoyar un lado del cubreobjetos sobre el portaobjetos. Ir inclinándolo hacia la preparación hasta dejarlo caer suavemente sobre la muestra. No comprimir.

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4. Inmediatamente, observar con objetivo de 40X (a veces es conveniente comenzar con un objetivo de menor aumento, 4X ó 10X, y pasar luego al de 40X). El condensador debe estar bajo y el diafragma semicerrado (al no estar las células teñidas y debido al poco contraste que hay entre dichas células y el medio, la observación resulta difícil y un exceso de luz la hace aún más ardua).

5. Si es posible, distinguir el movimiento debido a flagelos (caótico e irregular), del movimiento

debido a las corrientes (todas las células se desplazan en la misma dirección) y del movimiento browniano que toda partícula de pequeño tamaño presenta cuando se encuentra en suspensión (movimiento vibratorio e irregular alrededor de un punto).

Al concluir, depositar la preparación en los contenedores destinados al material de vidrio. 4. Recomendaciones generales para realizar una tinción 1. Marcar con un rotulador cada portaobjetos a fin de identificar la tinción. Marcar por el lado

opuesto a la preparación, para evitar que las letras se borren durante la tinción. 2. La extensión se hará directamente de los cultivos líquidos. Con la ayuda de un asa de plástico estéril, tomar una gota o dos del cultivo líquido y extenderlas sobre la superficie del portaobjetos. La extensión debe tener aproximadamente 1 cm

2.

3. Dejar secar totalmente las extensiones, preferiblemente a temperatura ambiente. 4. Las células teñidas deben parecerse lo más posible a las vivas. Por ello, deben fijarse. La

fijación es el proceso por el que se conservan y mantienen (fijan) en su posición las estructuras internas y externas de las células microbianas; además, inactiva enzimas que podrían alterar la morfología celular y endurece las estructuras celulares para que no cambien durante el proceso de tinción ni de observación. Durante la fijación el microorganismo se destruye y se adhiere (fija) firmemente al portaobjetos.

5. Existen dos formas de realizar la fijación: mediante

calor (llama de mechero) o con productos químicos. 6. Para fijar una preparación con calor, se pasa el

portaobjetos, por el lado opuesto a la preparación, por encima de la llama de un mechero. Son suficientes dos o tres pases rápidos. Para evitar quemaduras se pueden utilizar las pinzas.

7. Una vez fijada, colocar la preparación en las paralelas sobre el cristalizador. Añadir el colorante

a los portaobjetos de uno en uno. 8. Los colorantes empleados en microbiología tienen dos características en común: poseen grupos

cromóforos (grupos con dobles enlaces conjugados que dan el color) y pueden unirse a las células mediante enlaces iónicos, covalentes o hidrófobos.

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9. Los colorantes ionizables se pueden dividir en dos clases en función de su grupo cargado: básicos (son catiónicos o tienen grupos cargados positivamente por lo que se unirán a moléculas o estructuras celulares cargadas negativamente como ácidos nucleicos, proteínas, o la superficie bacteriana). Ejemplos: cristal violeta, azul de metileno, fucsina básica, safranina, verde malaquita; y ácidos (son aniónicos o poseen grupos cargados negativamente por lo que se unen a moléculas o estructuras cargadas positivamente). Ejemplos: eosina, rosa de bengala, fucsina ácida.

10. En la tinción, los colorantes deben

cubrir sólo la superficie de la extensión. Los lavados con agua (de grifo) deben ser abundantes. Los secados finales deben realizarse al aire colocando el portaobjetos verticalmente (apoyado en alguna superficie) sobre el papel de filtro.

11. Comprobar que los rótulos no se han

borrado. Observar al microscopio con objetivo de inmersión (100X).

5. Tinción sencilla o simple Se denomina así porque se emplea un único colorante. Permite determinar el tamaño, la forma y las agrupaciones a las que de lugar la bacteria. También se utiliza para teñir otros microorganismos o células. 5.1. Técnica 1. Extensión. 2. Desecación. 3. Fijación con calor. 4. Colorante: cristal violeta u otro colorante básico, 1 minuto. 5. Lavado con agua de grifo. 6. Dejar secar y observar al microscopio con objetivo de inmersión (100X). 6. Observación de bacterias y células epiteliales en muestras de boca En la boca existe una microbiota muy abundante tanto cualitativa como cuantitativamente. Hay microorganismos en la saliva, en los dientes, en la lengua, en el paladar, etc. Algunos de estos microorganismos intervienen en la formación de la placa dental, produciendo, en ocasiones, caries. Esto se debe a que tienen la capacidad de adherirse firmemente al esmalte dental y una vez que colonizan la superficie del diente son muy difíciles de erradicar.

Una de estas bacterias, Streptococcus mutans, se encuentra en la boca de casi todas las personas y se convierte en un potente inductor de caries porque degrada la sacarosa de la dieta en glucosa y fructosa. La fructosa la utiliza para su propio crecimiento, pero la glucosa la emplea para sintetizar un polímero (glucano). El glucano constituye una especie de red o malla que junto con la gran población de bacterias que Placa dental

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hay en la boca y los residuos orgánicos, forman la placa dental que se adhiere tan firmemente a la superficie de los dientes que la saliva no puede eliminarla.

Por otra parte, como producto final de la fermentación de la glucosa, se forma ácido láctico que daña el esmalte del diente. Cuando la sacarosa se agota, la saliva neutraliza la acidez, pero si ésta persiste o es muy frecuente, el daño no puede reparase de forma eficaz y se produce la caries. Si la caries afecta al interior del diente éste se pudre a menos que se empaste. 6.1. Procedimiento 1. Con la ayuda de un asa de plástico estéril raspar la superficie de los dientes y depositar la

muestra en un portaobjetos. Opcionalmente, se pueden tomar también otros tipos de muestras: raspado de lengua, raspado del paladar, saliva o raspado de cara interna de las mejillas.

2. Si la muestra es líquida no es necesario añadir agua al portaobjetos. Si no es así, extender la

muestra sobre una gota pequeña de agua (la gota se recoge vertiendo agua del bote sobre el asa encima del cristalizador).

3. Dejar secar y realizar una tinción simple. 4. Observar al microscopio con objetivo de inmersión (100X). 6.2. Resultado

En la tinción sencilla de la muestra de boca se comprobará la presencia de células epiteliales y de bacterias (bacilos y cocos). 7. Detección de la presencia de bacterias lácticas en muestras de yogur El yogur es una leche fermentada obtenida por la acción de dos bacterias lácticas sobre la leche, a la temperatura de 45ºC, Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus y Streptococcus thermophilus.

Las características propias del yogur se deben al crecimiento en la leche de estas dos bacterias, que son responsables de la acidificación del medio, las propiedades organolépticas y el desarrollo de la textura adecuada.

Según la legislación española (Real Decreto 874/87, de 30 de abril de 1987), y al igual que

ocurre en el resto de Europa, el yogur debe estar producido por L. delbrueckii subsp. bulgaricus y S. thermophilus, y no es sólo por una cuestión legal, sino porque los compuestos que condicionan el sabor son el resultado del metabolismo de estos microorganismos sobre la lactosa: la fermentación láctica homofermentativa, en la que un 90% del producto de la fermentación de la lactosa es el ácido láctico. A consecuencia de la acidificación de la leche se produce la coagulación (pH 4,6). Este proceso se detiene por enfriamiento del producto a una temperatura inferior a los 10ºC. 7.1. Procedimiento 1. A partir de una muestra homogeneizada de yogur (presentada en una placa Petri) hacer una

extensión con un asa sobre un portaobjetos. 2. Dejar secar y realizar una tinción simple. 3. Observar al microscopio con objetivo de inmersión (100X).

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7.2. Resultado

En la tinción sencilla de la muestra de yogur se comprobará la presencia de Lactobacillus y Streptococcus, bacilos y cocos en cadena, respectivamente.

8. Observación de bacterias a partir de colonias aisladas en medios de cultivo con agar (de muestras ambientales de aire) 8.1. Los microorganismos en el medio ambiente Los microorganismos ocupan prácticamente todos los hábitats del planeta, incluyendo sistemas de agua dulce, mares, suelos, aire, otros organismos vivos (plantas y animales), objetos inanimados, etc. Sin embargo, en los ambientes naturales no es frecuente encontrar un solo tipo de microorganismo. Por el contrario, lo que encontramos frecuentemente son comunidades microbianas. En particular, es interesante conocer qué microorganismos están presentes en un hábitat determinado, cultivarlos y aislarlos -cuando sea posible-, e identificarlos.

En esta práctica, se pretende detectar la biodiversidad y ubicuidad de los microorganismos en muestras ambientales, concretamente, en muestras de aire. Para ello se van a exponer placas que contienen un medio cultivo sólido (agar común) durante 24 horas al aire. Las placas se van a incubar en una estufa a 37ºC durante el tiempo suficiente y tras la incubación correspondiente, se van a ver los distintos tipos de microorganismos que aparecen en las placas.

8.2. Placa con microorganismos de una muestra de aire Esta placa será proporcionada por los profesores. El procedimiento para sembrar la muestra consiste simplemente en dejar expuestas las placas de medio agar común al aire durante un tiempo determinado, con el objeto de que los microorganismos que se encuentran en las partículas de polvo o en aerosoles en el ambiente, entren en contacto con la placa, efectuándose así la siembra de la misma. 1. Abrir la placa de agar común y dejarla expuesta al aire durante 24 horas (dejarla sobre una mesa hasta el martes).

Lactobacillus bulgaricus Streptococcus thermophilus

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Estufa de incubación

5. Lectura de las placas Transcurrido el periodo de incubación, se observarán las placas detectando la presencia de colonias o crecimiento de microorganismos. Es probable la observación de colonias de bacterias y levaduras y el crecimiento de hongos. Observar las diferentes morfologías obtenidas a partir de las diferentes muestras, comparando las colonias formadas por diferentes microorganismos de las muestras ambientales de aire. 8.3. Procedimiento Realizar una tinción sencilla a partir de 2 colonias morfológicamente diferentes de las muestras ambientales. Para ello, seleccionar dos colonias que sean morfológicamente diferentes, por ejemplo, como las que están señaladas en la foto. Es muy importante que las colonias estén aisladas, es decir, que no estén en contacto con ninguna otra. Cada colonia aislada es un CULTIVO PURO, es decir, incluye un solo tipo de microorganismo.

2. El martes cerrar la placa. Rotular la placa en el borde de la misma con las iniciales del nombre y apellidos de alguno de los miembros del grupo a fin de que pueda ser identificada tras la incubación. 3. Incubar en la estufa a 37ºC durante 72-96 horas. 4. Dado que el tiempo de incubación es largo, esta placa servirá a los alumnos de la semana próxima. Así cada grupo de prácticas dispondrá de las placas obtenidas por los alumnos de la semana anterior.

Aspecto típico de una placa medio de cultivo expuesta al aire. Obsérvense las diferentes morfologías que se corresponden con distintos microorganismos presentes en esta muestra ambiental.

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Para realizar la tinción simple, utilizar el mismo procedimiento que se ha descrito en el apartado 5.1. 8.4. Resultado Observar las tinciones al microscopio con el objetivo 100x y aceite de inmersión. En la tinción sencilla de las muestras ambientales observar los tipos de morfologías y agrupaciones que aparecen (cocos, bacilos, levaduras) en la muestra de aire.

PRÁCTICA 3: NIVELES MORFOLÓGICOS DE ORGANIZACIÓN Y DIVISIÓN CELULAR (MITOSIS)

1. OBJETIVOS DE LA PRÁCTICA:

Conocer la complejidad de los organismos vegetales, desde los más sencillos, que están formados por una sola célula, hasta los Cormofitos que son las plantas mas complejas. Observar los principales tipos morfológicos que existen.

Observar las distintas fases de la mitosis.

Aprender a estudiar un cariotipo y realizar un cariograma.

Los organismos vegetales más simples están constituidos por una sola célula (son unicelulares) y los más complejos por millones de células (son pluricelulares). Entre unos y otros hay muchos tipos morfológicos, unos son muy sencillos, microscópicos y normalmente acuáticos y a partir de ellos, y en el transcurso de la evolución, se han ido complicando hasta formarse otros muchos más complejos, macroscópicos y terrestres, que son los vegetales superiores (los que normalmente vemos en el campo o en los jardines). Vamos a ver dentro de cada uno de los niveles de organización, los principales tipos morfológicos:

2.1 NIVEL 1 - PROTOFITOS. Organismos generalmente acuáticos, formados por una sola célula o por varias unidas por una especie de gelatina, donde cada una de las células funciona independiente de las otras.

Podemos distinguir los siguientes tipos morfológicos:

A) Unicelulares Procariotas: formados por una sola célula, sin núcleo, ni orgánulos citoplasmáticos (cloro-plastos, mitocondrias, retículo endoplasmático, etc.).

B) Unicelulares Eucariotas: formados por una sola célula, con núcleo y orgánulos citoplasmáticos (cloroplastos, mitocondrias, etc.).

2. NIVELES MORFOLÓGICOS DE ORGANIZACIÓN

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C) Cenobios: formados por varias células unidas por gelatina. Cada célula funciona independiente del resto, pudiendo disgregarse.

2.2 NIVEL 2 - TALOFITOS. Organismos más complejos, generalmente acuáticos, constituidos por 2 ó más células, entre las cuales hay intercambio de sustancias a través de plasmodesmos, y por ello funcionan todas como una unidad.

Son pues seres PLURICELULARES. Las células pueden ser todas iguales y con las mismas funciones o bien están diferenciadas, unas forman el cuerpo del organismo (células vegetativas) y otras se especializan en la reproducción (células reproductoras). Generalmente al cuerpo de estos organismos se le llama TALO.

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Podemos distinguir los siguientes tipos morfológicos:

D) Colonias: formadas por 2 a 50.000 células. Pueden ser planas o esféricas. Son microscópicas.

E) Filamentos celulares tabicados y simples: cadenas de células situadas unas a continuación de otras, todas en un plano. Son microscópicos.

G) Filamentos cenocíticos o sifonados: Son como tubos alargados con muchos núcleos, cada uno de ellos tiene sus correspondientes orgánulos citoplasmáticos, pero no hay tabiques que los separen. Son planos y pueden ser simples o ramificados. Son microscópicos.

F) Filamentos celulares tabicados y ramificados: Son cadenas de células en un plano, de las que salen cadenas laterales. Son microscópicos.

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H) Láminas u organismos laminares: organismos planos formados por muchos filamentos celulares paralelos y unidos lateralmente. Son microscópicas o macroscópicas.

I) Plecténquima: organismos con distintas formas, con volumen, formados por filamentos dispuestos en las tres direcciones del espacio, entrelazados y unidos por una sustancia compactante. Son macroscópicos.

J) Pseudoparénquima: organismos más complejos, con distintas formas, con volumen, formados por filamentos dispuestos en las tres direcciones del espacio, entrelazados y soldados por las paredes celulares. Tienen siempre las células diferenciadas en C. vegetativas y C. reproductoras. Además en las C. vegetativas aparece otra diferenciación celular, las células externas son de pequeño tamaño, tienen las paredes muy gruesas y son protectoras y las células internas son de mayor tamaño y acumulan sustancias de reserva. Son macroscópicos.

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K) Talos Hísticos: son los talofitos más complejos que existen. Pueden tener distintas formas, son organismos con volumen, formados por muchas células dispuestas en las tres direcciones del espacio que todas se forman por división de una o varias células iniciales y están diferenciadas en C. vegetativas y C reproductoras. Las C. vegetativas están diferenciadas en varios tipos distintos, células protectoras, células de almacenamiento, y a veces también células conductoras.

Externamente están divididos en tres partes, una que esta dentro del substrato y ancla el organismo que son los RIZOIDES (formados por una célula o por un filamento de células), y dos partes fuera del substrato, el CAULOIDE que es más o menos cilíndrico y el FILOIDE que es aplanado y está a continuación del cauloide. Son macroscópicos.

2.3 NIVEL intermedio entre Talofitos y Cormofitos (los veremos a continuación) - BRIOFITOS. Organismos terrestres, pluricelulares, de pequeño tamaño, macroscópicos. Son muy parecidos a los talos hísticos en cuanto a constitución, diferenciación celular y forma externa..

2.4 NIVEL 3 - CORMOFITOS. Organismos terrestres, pluricelulares, de tamaños diferentes (hasta de más de 100 m de longitud), macroscópicos, con volumen, que están divididos externamente en tres ÓRGANOS: RAÍZ, TALLO Y HOJA. Estos tres órganos constituyen el CORMO. La raíz es un órgano vegetativo y subterráneo, sirve para anclar la planta y absorber agua y sales minerales del suelo. El tallo es un órgano vegetativo y aéreo, sostiene las hojas, normalmente se divide en ramas, algunas de ellas se especializan en la reproducción (FLORES). Las hojas son vegetativas y planas, realizan la fotosíntesis y la transpiración. Estos tres órganos están formados por TEJIDOS.

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Externamente también están divididos en tres parte: RIZOIDES (formados por una célula o por un filamento de células) que sirven para sujetarse al substrato, CAULIDIO parte cilíndrica y aérea sobre la que se disponen los FILIDIOS (estructuras planas, verdes, formadas por una capa de células). También al cuerpo de estos organismos se le llama TALO.

Caulidio

Filidios

Rizoides

Rizoides

Cauloide

Filoide

UN TEJIDO es un conjunto de células que tienen una morfología definida y una función especial

Estos organismos presentan dos grandes grupos de tejidos: Los Meristemos o Tejido meristemático (que se encuentran en el ápice de la Raíz y del Tallo) y los Tejidos Adultos (que forman el resto de la raíz, tallo y hoja). Los Meristemos están formados por células vivas, más o menos esféricas, pequeñas, de paredes delgadas, situadas unas al lado de otra, con núcleos grandes, que tienen gran capacidad de división. Al dividirse cada una de las células meristemáticas por mitosis, forman 2 células hijas, una sigue meristemática y la otra se diferencia (adquieren otra forma y una función especifica) y constituyen los tejidos adultos. Estos Tejidos Adultos están formados por células vivas o muertas, poliédricas, grandes, con paredes normales o gruesas y están separadas dejando entre ellas espacios intercelulares. Las células de los tejidos adultos se dividen poco o no se dividen.

Los principales tejidos adultos son: el tejido fundamental o PARÉNQUIMA que forma la mayor parte de los tres órganos; Los tejidos PROTECTORES que recubren cada uno de los órganos; los tejidos CONDUCTORES (Floema y Xilema) que transportan sustancias desde la raíz hasta las hojas y viceversa; los tejidos MECÁNICOS o de SOSTÉN que dan consistencia y resistencia al vegetal.

2.5 APLICACIÓN DE LOS CONOCIMIENTOS ADQUIRIDOS

Analizar las muestras 1-11 y decir de cada una de ellas: si son microscópicas o macroscópicas, unicelulares o pluricelulares, si son planos o tienen volumen, el nivel de organización al que pertenecen y el tipo morfológico de organismo.

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3.1 LA MITOSIS

Es la división del núcleo que origina dos núcleos hijos idénticos genéticamente, e iguales al núcleo de la célula original. A continuación se divide el citoplasma, por lo que se obtienen dos células.

3. DIVISIÓN CELULAR: MITOSIS

En las células de los meristemos (tejidos de crecimientos) que tienen una alta capacidad de dividirse mediante mitosis.

Como se ha mencionado anteriormente, estos tejidos están formados por células isodiamétricas con paredes delgadas, núcleos grandes, nucleolos bien desarrollados y orgánulos citoplasmático poco diferenciados.

¿En qué células se pueden observar la mitosis?

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Vais a realizar una preparación utilizando meristemos apicales de raíces de Allium cepa (cebolla). Una vez realizada deberéis buscar e identificar células en las distintas fases de la mitosis. Para ello deberéis seguir los siguientes pasos: 1.-Teñir varias raíces con Carmín nacarado 2.- Cortar 2 mm de una raíz sobre un portaobjetos 3.- Inmediatamente poner una gota de ácido acético al 45% 4.- Colocar encima un cubreobjeto 5.- Calentar en la bombilla del flexo sin sobrepasar los 37ºC (repetir varias veces) 6.- Con cuidado, golpear sobre la preparación con un palillo 7.- Eliminar el exceso de ácido acético con papel de filtro 8.- Observación al microscopio

3.2 METODOLOGÍA

PROFASE METAFASE TELOFASE ANAFASE

Aunque la mayoría de las células estarán en interfase, busca e identifica las restantes fases de la mitosis

Para el estudio del cariotipo y la elaboración de un cariograma se deben examinar los cromosomas con más detalle.

3.3 CARIOTIPO Y ELABORACIÓN DE UN CARIOGRAMA

El CARIOTIPO es el conjunto de cromosomas que tienen los núcleos somáticos de las células de una planta (en plantas superiores son diploides).

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Centrómero

Brazo corto

Brazo largo

Cromátidas

ADN

Satélites

BC

BL

Partes de un cromosoma

En el estudio del cariotipo de una especie determinada hay que tener en cuenta:

Metacéntrico (m) 1 – 1,7

Submetacéntrico (sm)

1,8 – 3

Subtelocéntrico (st)

3,1 – 7

Telocéntrico (t) >7

Número de cromosomas (hay que contarlos en varias células y asegurarse de que es constante.

Tamaño de los cromosomas.

Morfología. La forma se define por la posición del centrómero que divide al cromosoma en dos partes o brazos que pueden ser iguales o desiguales. Si los dos brazos son más o menos iguales porque el centrómero esté situado en la región mediana se les llama METACÉNTRICOS (la relación entre los brazos es de 1-1,7); si el centrómero está en la región submedia, SUBMETACÉNTRICOS (la relación entre los brazos varía entre 1,8 y 3); si el centrómero está en la región subterminal, SUBTELOCÉNTRICOS (la relación entre los brazos es de 3,1-7); y si el centrómero está en la región terminal TELOCÉNTRICOS (la relación entre los brazos es mayor de 7).

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Presencia o ausencia de estrechamientos o constricciones en los cromosomas y la posición dentro del cromosoma. A veces una porción del cromosoma está separada del resto por un filamento más o menos largo de ADN, a esta porción se le llama SATÉLITE.

Asimetría del cariotipo. Depende simultáneamente del tamaño y la morfología de los cromosomas. Cuando todos los cromosomas son más o menos del mismo tamaño y predominan los cromosomas metacénticos o submetacénticos, se dice que el cariotipo es simétrico. Si por el contrario hay diferencia en el tamaño de los cromosomas y hay predominio de cromosomas telocéntricos o subtelocéntricos, se dice que el cariotipo es asimétrico.

Una vez que se ha verificado que el número de cromosomas es igual en todas las células examinadas, se procederá a la elaboración del cariograma.

EJEMPLO DE LA ELABORACIÓN DE UN CARIOGRAMA

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1.- Numerar cada cromosoma por detrás

2.- Medir con un trozo de papel milimetrado o con una regla los brazos largos (BL) y cortos (BC) de todos los cromosomas, y se elabora una tabla añadiendo la longitud total (LT), la relación brazo largo/brazo corto (BL/BC) y el tipo de cromosoma (m, sm, st, t). El satélite (en el caso que aparezca) no contabilizará en la medida del cromosoma.

LT BL BC BL/BC Tipo 1 21 13,5 7,5 1,8 sm 2 57 30 27 1,1 m 3 54 30 24 1,3 m 4 54 31 23 1,4 m 5 59 31 28 1,1 m 6 32 27 5 5,4 st 7 32 25 7 3,6 st 8 22 15 7 2,1 sm

POR DETRÁS

3.- Recortar cada cromosoma

4.- Emparejar cada cromosoma teniendo en cuenta la longitud total de los cromosomas y el tipo (m, sm, st, t).

LT BL BC BL/BC Tipo 1 21 13,5 7,5 1,8 sm 2 57 30 27 1,1 m 3 54 30 24 1,3 m 4 54 31 23 1,4 m 5 59 31 28 1,1 m 6 32 27 5 5,4 st 7 32 25 7 3,6 st 8 22 15 7 2,1 sm

Parejas de cromosomas

1 – 8

2 – 5 3 – 4

6 - 7

5.- Alinear las parejas de cromosomas por el centrómero, empezando por la pareja más grande hasta la más pequeña (independientemente del tipo de cromosoma). Siempre se pone el brazo largo hacia abajo.

6.- Poner de forma abreviada el tipo de cromosoma debajo de cada pareja. Los satélites se indican con superíndices.

m msat st sm

Por lo tanto, un cariograma es la disposición ordenada (de mayor a menor) de los cromosomas emparejados que se obtiene con el estudio del cariotipo.

3.4. APLICACIÓN DE LOS CONOCIMIENTOS ADQUIRIDOS

Realiza el estudio del siguiente cariotipo y elabora su correspondiente cariograma siguiendo las indicaciones anteriores.

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PRÁCTICA 4: MORFOLOGÍA Y ANATOMÍA DE CORMOFITOS

Como se ha indicado en la práctica anterior, los Cormofitos son aquellos vegetales que generalmente tienen una parte subterránea (raíz), y una parte aérea diferenciada en tallo y hojas. Estos tres órganos están formados por distintos tipos de tejidos especializados. Además, la raíz, el tallo y/o las hojas pueden sufrir modificaciones dependiendo de las condiciones en las que vivan estas plantas.

1. OBJETIVOS DE LA PRÁCTICA

Conocer qué es un Cormofito y qué grupos de plantas incluye.

Familiarizarse con la morfología y anatomía de los órganos característicos de los Cormofitos (raíz, tallo y hojas).

Comprender la utilidad de los caracteres morfológicos y anatómicos en la identificación de plantas.

Iniciar el manejo de claves dicotómicas utilizando los caracteres aprendidos.

Reconocer diversas adaptaciones de la raíz, el tallo y las hojas, así como comprender su finalidad.

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En los Cormofitos se agrupan los helechos y las plantas con semillas.

Helechos Plantas con semillas

Gimnospermas Angiospermas

Monocotiledóneas

Dicotiledóneas

CORMOFITOS

(Pteridofitas y plantas afines) (Espermatofitas)

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(Angiospermas primitivas y

Eudicotiledóneas)

2. LA RAÍZ (MESA 1)

La raíz fija la planta al substrato, y absorbe agua y substancias nutritivas disueltas que serán transportadas por toda la planta.

Axonomorfa: Constituida por una raíz principal bien desarrollada, a partir de la cual se producen raíces laterales o secundarias más pequeñas. Es típica de Dicotiledóneas y Gimnospermas.

Fasciculada: Constituida por numerosas raíces, más o menos de la misma longitud y grosor, que se originan en la parte inferior del tallo. Es típica de Monocotiledóneas.

En la muestra 1 y 2 se observan estos dos tipos de raíces. Especifica cuál es cada una y realiza un esquema de ellas.

Muestra 1:

Muestra 2:

Lo habitual, es que crezca bajo el suelo, y desde un punto de vista morfológico, se pueden diferenciar dos tipos de raíces:

2.1. MORFOLOGÍA

2.2. ANATOMÍA

En una raíz típica se observan las siguientes partes:

Muestra 3: Observa al microscopio el corte longitudinal del extremo de una raíz. Identifica las tres zonas señaladas.

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Si se da un corte transversal a una raíz típica con crecimiento primario se pueden observar los tejidos que la forman y cómo se disponen.

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Floema (Tejido conductor). Está formado por células vivas pequeñas de paredes delgadas que se encarga de transportar las sustancias elaboradas en la fotosíntesis.

Xilema (Tejido conductor). Está formado por células muertas más grandes y de paredes gruesas que se encargan de transportar el agua y las sales minerales.

Epidermis (Tejido protector). Es la capa más externa, formada por células vivas pequeñas de paredes delgadas.

Endodermis (Tejido protector). Es común en órganos subterráneos. Está formada por una capa de células vivas pequeñas que presentan paredes gruesas (Bandas de Caspary). Esta capa aísla la zona exterior de la raíz de la zona interior.

Parénquima cortical (Tejido parenquimático). Es el tejido localizado entre la epidermis y la endodermis. Está formada por numerosas capas de células vivas más grandes y de paredes delgadas.

Como se puede observar a continuación, la estructura primaria de una raíz de dicotiledónea y la de una monocotiledónea presentan algunas diferencias.

CORTE TRANSVERSAL DE UNA RAÍZ PRIMARIA DE UNA DICOTILEDÓNEA

CORTE TRANSVERSAL DE UNA RAÍZ PRIMARIA DE UNA MONOCOTILEDÓNEA

Endodermis (Tejido protector). Es común en órganos subterráneos. Está formada por una capa de células vivas pequeñas que presentan paredes gruesas (Bandas de Caspary). Esta capa aísla la zona exterior de la raíz de la zona interior.

Parénquima cortical (Tejido parenquimático). Es el tejido localizado entre la epidermis y la endodermis. Está formada por numerosas capas de células vivas más grandes y de paredes delgadas.

Epidermis (Tejido protector). Es la capa más externa, formada por células vivas pequeñas de paredes delgadas.

Floema (Tejido conductor). Está formado por células vivas pequeñas de paredes delgadas que se encarga de transportar las sustancias elaboradas en la fotosíntesis.

Xilema (Tejido conductor). Está formado por células muertas más grandes y de paredes gruesas que se encargan de transportar el agua y las sales minerales.

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Médula (Tejido parenquimático). Es el tejido fundamental que está formado por numerosas capas de células vivas de paredes delgadas que pueden acumular sustancias de reserva. Este tejido puede terminar desapareciendo.

Muestra 4: Observa el corte transversal de la raíz con crecimiento primario que está en el microscopio. Identifica los tejidos que la forman con ayuda del esquema anterior y señálalos en la siguiente fotografía. Indica si pertenece a una dicotiledónea o monocotiledónea.

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Muestra 5: Observa el corte transversal de la raíz con crecimiento primario que está en el microscopio. Identifica los tejidos que la forman con ayuda del esquema anterior y señálalos en la siguiente fotografía. Indica si pertenece a una dicotiledónea o monocotiledónea.

Indica la diferencia entre el corte transversal de la raíz primaria de una dicotiledónea y la de una monocotiledónea.

3. EL TALLO (MESA 2)

3.1. MORFOLOGÍA

El tallo, generalmente es la parte aérea de la planta que sirve de soporte a hojas, flores y frutos, y permite la conducción del agua y las sales minerales procedentes de la raíz, así como los productos sintetizados tras la fotosíntesis en las partes verdes. En él se diferencian nudos (punto en el que se insertan las hojas) y entrenudos (zona situada entre cada dos nudos).

Los tallos de las plantas arbóreas y arbustivas son leñosos (duros), mientras que los de las plantas herbáceas son blandos y verdes. Aunque los tallos son generalmente cilíndricos, también se pueden encontrar de sección cuadrada o triangular.

Muestra 6 (A-C): Indica en cada caso si el tallo es herbáceo o leñosos y su sección (cilíndrico, cuadrado o triangular).

6A:

6B:

6C:

nudos

Tallo

entrenudo

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3.2. ANATOMÍA

Epidermis (Tejido protector). Es la capa más externa, formada por células vivas pequeñas de paredes delgadas.

Xilema (Tejido conductor). Formado por células más grandes y de paredes gruesas que se encargan de transportar el agua y las sales minerales.

Floema (Tejido conductor). Formado por células pequeñas de paredes delgadas que se encargan de transportar las sustancias elaboradas en la fotosíntesis. Colénquima (tejido mecáni-

co). Está formado por varias capas de células vivas pequeñas y con las paredes algo más gruesa que en la epidermis.

Esclerénquima (tejido mecánico). Está formado por células muertas pequeñas con paredes muy gruesas.

Si se da un corte transversal a un tallo típico con crecimiento primario se pueden observar los tejidos que la forman y cómo se disponen.

Como se puede observar a continuación, la estructura primaria de un tallo de dicotiledónea y el de una monocotiledónea presentan algunas diferencias.

CORTE TRANSVERSAL DE UN TALLO PRIMARIO DE UNA DICOTILEDÓNEA

Parénquima (Tejido parenquimá-tico). Es el tejido fundamental donde se encuentran los elementos conductores. Está formado por numerosas capas de células vivas más grandes y de paredes delgadas.

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CORTE TRANSVERSAL DE UN TALLO PRIMARIO DE UNA MONOCOTILEDÓNEA

Epidermis (Tejido protector). Es la capa más externa, formada por células vivas pequeñas y paredes delgadas.

Xilema (Tejido conductor). Está formado por células muertas más grandes y de paredes gruesas que se encargan de transportar el agua y las sales minerales.

Floema (Tejido conductor). Está formado por células vivas pequeñas de paredes delgadas que se encarga de transportar las sustancias elaboradas en la fotosíntesis.

Colénquima (tejido mecánico). Está formado por varias capas de células vivas pequeñas y con las paredes algo más gruesa que en la epidermis.

Parénquima (Tejido paren-quimático). Es el tejido donde se encuentran los elementos conductores. Está formado por numerosas capas de células vivas más grandes y de paredes delgadas.

Esclerénquima (tejido mecánico). Está formado por células muertas pequeñas con paredes muy gruesas.

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Muestra 7: Observa al microscopio el corte transversal de un tallo con crecimiento primario. Identifica los tejidos que la forman con ayuda del esquema anterior y señálalos en la siguiente fotografía. Indica si se trata del tallo de una monocotiledónea o de una dicotiledónea.

Muestra 8: Observa al microscopio el corte transversal de un tallo con crecimiento primario. Identifica los tejidos que la forman con ayuda del esquema anterior y señálalos en la siguiente fotografía. Indica si se trata del tallo de una monocotiledónea o de una dicotiledónea.

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Indica las diferencias entre el corte transversal del tallo primario de una monocotiledónea y el de una dicotiledónea.

4. LA HOJA (MESA 3)

4.1. MORFOLOGÍA

Las hojas son órganos laminares, generalmente especializados en la función fotosintética y en la respiración.

ÁPICE

BASE

La cara superior de la hoja es el haz y la inferior es el envés. El limbo es la parte laminar de la hoja, y el eje que lo une al tallo es el pecíolo. A veces, en la base del pecíolo aparecen unas pequeñas piezas que se denominan estípulas. Las hojas que tienen pecíolos son hojas pecioladas, pero si carecen de él, son hojas sésiles o sentadas.

Hoja peciolada Hoja sentada

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Disposición de las hojas en el tallo

Muestra 9 (A-E): Indica en cada caso la disposición de las hojas en cada uno de los tallos.

9A:

9B:

9C:

9D:

9E:

Las hojas son simples, cuando constan de una sola lámina foliar, o compuestas, cuando la lámina foliar se divide en varias subunidades llamadas folíolos (todos los folíolos están en el mismo plano).

Hojas simples Hojas compuestas

Folíolos

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Existen muchos tipos de hojas simples atendiendo a su forma, margen, ápice, base, etc.

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Tipos de hojas compuestas

Nerviación de la hoja Los nervios que atraviesan las hojas, además de proporcionar cierta rigidez, se encargan de conducir el agua y las sustancias nutritivas. A continuación se indican algunos tipos de hojas atendiendo a la disposición de sus nervios.

Los caracteres dados anteriormente para las hojas simples se pueden aplicar a los folíolos de las hojas compuestas.

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42

ACTIVIDAD 1. A continuación se pueden observar diferentes tipos de hojas. Completa los siguientes recuadros. Si la hoja es compuesta especifica el tipo.

Forma

Margen Tipo de hoja

Ápice Ápice Apice

Base Base

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Nerviación Nerviación

Tipo de hoja

Tipo de hoja

Forma de los foliolos de la base

Forma de la hoja

Ápice

Margen

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ACTIVIDAD 2. Identificación mediante una clave dicotómica de las muestras 10A-Ñ A continuación se aplicarán los conocimientos adquiridos sobre la morfología de la hoja identificando distintos tipos de hojas mediante una clave dicotómica.

CLAVE 1.- Hoja peciolada ····································································································2 1.- Hoja sentada ·····································································································10 2.- Hoja simple·········································································································3 2.- Hoja compuesta ································································································13 3.- Hoja palmatinervia ···························································································M 3.- Hoja pinnatinervia ······························································································4 4.- Hoja con estípula ································································································F 4.- Hoja sin estípula ·································································································5 5.- Margen de la hoja entero ····················································································6 5.- Margen de la hoja de otra forma·········································································7 6.- Hoja falcada·········································································································I 6.- Hoja hastada ······································································································ E 7.- Margen de la hoja lobulado ···············································································C 7.- Margen de la hoja de otra forma·········································································8 8.- Hoja deltoide······································································································Ñ 8.- Hoja de otra forma······························································································9 9.- Base de la hoja cordada ·····················································································A 9.- Base de la hoja de otra forma ············································································N 10.- Hojas escuamiformes·······················································································D 10.- Hojas de otra forma ························································································11 11.- Hoja acicular····································································································H 11.- Hoja de otra forma··························································································12 12.- Hoja con nerviación paralela, margen entero ··················································K 12.- Hoja con nerviación pinnada, margen dentado ··············································· L 13.- Hoja digitada·····································································································J 13.- Hoja pinnada···································································································14 14.- Con estípula, margen de los folíolos serrados ·················································B 14.- Sin estípula, margen de los folíolos entero······················································G

Muestra

Muestra

Muestra

Muestra

Muestra

Muestra

Muestra

Muestra

Muestra

Muestra

Muestra

Muestra

Muestra

Muestra

Muestra

Al igual que en la la raíz y el tallo, al dar un corte transversal a una hoja típica se pueden observar los tejidos que la forman.

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4.2. ANATOMÍA

Epidermis superior (Tejido protector). Es la capa más externa, formada por células vivas pequeñas y paredes delgadas.

Xilema (Tejido conductor). Formado por células muertas más grandes y de paredes gruesas que se encargan de transportar el agua y las sales minerales.

Floema (Tejido conduc-tor). Formado por células vivas pequeñas de paredes delgadas que se encarga de transportar las sustancias elaboradas en la fotosíntesis.

Epidermis inferior (Tejido protector)

Cutícula capa delgada que está compuesta de una sustancia denominada cutina segregada por las células de la epidermis.

Parénquima en empalizada (Tejido parenquimático). Capa de células vivas alargadas con muchos cloroplastos y que se disponen muy juntas.

Parénquima esponjoso (Tejido parenquimático). Varias capa de células vivas poligonales con mucho espacio entre ellas.

Células oclusivas. Pareja de células vivas que forman el estoma

Muestra 11: Observa al microscopio el corte transversal de una hoja típica de Dicotiledónea. Identifica los tejidos que la forman con ayuda del esquema anterior y rotula la siguiente fotografía.

Muestra 12: Estomas en la epidermis de Carpobrotus.

Para ver los estomas separa una lámina de la epidermis de apio, y colócala sobre el portaobjeto con una gota de agua destilada, con la cara interna de la epidermis hacia arriba. Ahora coloca encima un cubreobjeto y reconoce los estomas en el microscopio usando el objetivo de x10 y x40. Realiza un esquema localizando las células oclusivas y el ostíolo.

5.1. ADAPTACIONES DE LA RAÍZ

Aunque lo normal es que la raíz sea un órgano subterráneo con la morfología observada en las muestras 1 o 2, a veces puede presentar otro aspecto debido a que la planta necesite adaptarse a una determinada situación.

5.1.1. Raíces que acumulan sustancias de reserva para pasar una época desfavorable.

* Raíces tuberosas

Son raíces subterráneas engrosadas que se parecen a los tubérculos caulinares.

* Raíces napiformes

Son raíces principales engrosadas, aunque es frecuente que también forme parte la zona inferior del tallo.

5. ADAPTACIONES DEL CORMO (MESA 4)

Las distintas partes del cormo (raíz, tallo y hojas) pueden presentar diversas modificaciones para adaptarse al lugar en el que viven o bien a unas determinadas condiciones ambientales.

Ostíolo

Células oclusivas

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5.2. ADAPTACIONES DEL TALLO

Aunque las funciones del tallo son sostener las ramas, hojas, flores y frutos, así como conducir la savia bruta y elaborada, en ocasiones se adapta para favorecer la fotosíntesis, actúa como órgano de reserva acumulando sustancias elaboradas o simplemente agua, o puede actuar como órgano de multiplicación. A veces realizan más de una función a la vez.

5.2.2. Tallos subterráneos que acumulan sustancias de reserva para sobrevivir en condiciones ambientales desfavorables, y además sirven para la multiplicación.

* Rizomas Son tallos subterráneos, ricos en sustancias de reserva, que crecen de forma indefinida paralelos al sustrato. Al poseer yemas pueden producir nuevas plantas.

5.1.3. Raíces con función de sostén.

* Raíces fúlcreas

Son raíces gruesas que se forman en los nudos basales y penetran en el suelo donde cumplen una doble función: sostén y absorción.

5.1.2. Raíces que ayudan a la planta a disponer de mayor cantidad de luz para la fotosíntesis.

* Raíces adhesivas

Son raíces aéreas que se pegan a un soporte vertical para alcanzar zonas mejor iluminadas.

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5.2.1. Tallos subterráneos reducidos a un pequeño disco del que salen raíces

Estos tallos están rodeados de hojas no fotosintéticas que acumulan sustancias de reservas.

* Tubérculos caulinares

Son tallos subterráneos, ricos en sustancias de reserva y generalmente más grueso que los rizomas, pero de crecimiento limitado. En su superficie también tienen yemas de las que podrán brotar nuevas plantas.

* Estolones

Son brotes laterales que nace en la base del tallo que crecen horizontalmente al sustrato, y que son capaces de enraizar para originar un nuevo individuo .

5.2.3. Tallos adaptados exclusivamente a la multiplicación.

5.2.4. Tallos que acumulan agua

* Tallos carnosos, crasos o suculentos Son tallo aéreos de aspecto carnoso que muestran algunas plantas al almacenar agua en su tejido parenquimático.

A veces el agua se almacena en la base del tallo.

5.2.5. Tallos o ramas que ayudan al la planta a disponer de mayor cantidad de luz para la fotosíntesis.

* Zarcillos caulinares

Son tallos que se hacen delgados, a modo de hilos, capaces de rodear cualquier soporte para alcanzar zonas mejor iluminadas.

* Tallos o ramas volubles

Son tallos flexibles que se enrollan en algún soporte .

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*Bulbo

Son yemas subterráneas con hojas o bases de hojas ricas en materia de reserva y tallo reducido a un pequeño disco situado en la base. En las axilas de las hojas se producen nuevas yemas, originando nuevos bulbos, por lo que los bulbos también sirven para la multiplicación de la planta.

* Zarcillos foliares Son hojas o partes de éstas que se hacen delgadas, a modo de hilos, capaces de rodear cualquier soporte para alcanzar zonas mejor iluminadas.

5.3.3. Hojas que contribuyen a disponer de mayor cantidad de luz para la fotosíntesis.

5.3.2. Hojas que acumulan sustancias de reserva para pasar una época desfavorable.

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* Tallos o ramas aplanados

Son típicos de plantas con hojas muy reducidas (escamas o espinas) que aplastan sus tallos, dándoles incluso aspecto de hojas, con el fin de aumentar la superficie por donde realizar la fotosíntesis.

5.3. ADAPTACIONES DE LAS HOJAS

Las espinas son formaciones rígidas, ricas en tejidos de sostén, que disminuyen la pérdida de agua, e incluso pueden ayudar a la absorción del rocío y de la niebla como en el caso de los cactus.

No hay que confundir estas espinas con las que desarrollan otras plantas para defenderse de los herbívoros.

* Hojas carnosas, crasas o suculentas

Son hojas de aspecto carnoso que muestran algunas plantas al almacenar agua en el tejido parenquimático de las hojas.

5.3.1. Hojas que acumulan agua o minimizan su pérdida

* Hojas reducidas a espinas

Zarcillo

Espinas

5.3.4. Hojas adaptadas a condiciones anormales de nutrición

* Hojas trampas Son típicas de plantas que viven en lugares pobres en nitrógeno. Para compensar esta carencia suelen transforman sus hojas en trampas para capturar pequeños insectos que utilizarán como fuente suplementaria de nitrógeno.

ACTIVIDAD 3. Indica en cada muestra el tipo de adaptación y para que sirve. Fíjate que en algunas plantas se modifica más de un órgano. Indícalo cuando ocurra.

Muestra 13…………………………………………………………………

Muestra 14…………………………………………………………………

Muestra 15…………………………………………………………………

Muestra 16…………………………………………………………………

Muestra 17…………………………………………………………………

Muestra 18…………………………………………………………………

Muestra 19…………………………………………………………………

Muestra 20…………………………………………………………………

Muestra 21…………………………………………………………………

Muestra 22…………………………………………………………………

Muestra 23 …………………………………………………………………

Muestra 24…………………………………………………………………

Muestra 25…………………………………………………………………

Muestra 26…………………………………………………………………

Muestra 27…………………………………………………………………

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Muestra 29…………………………………………………………………

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Portada cuaderno de prácticasNuevo Cuaderno de Prácticas Biología 1º (2019-20)NORMAS PARA LA REALIZACIÓN DE LAS PRÁCTICAS DE BIOLOGÍA1. Material5. Normas generales para la observación de las preparaciones con el microscopio óptico1. Encender el microscopio y colocar la preparación sobre la platina sujetándola con las pinzas. Con ayuda de los tornillos, desplazar la preparación hasta que la extensión se sitúe en el centro de la luz concentrada por el condensador.2. Si se va a observar una preparación teñida, comprobar que el condensador está elevado y el diafragma abierto. Si se va a observar una preparación en fresco, el condensador debe estar bajo y el diafragma semicerrado.3. Como el microscopio es binocular, ajustar la distancia entre ambos oculares de manera que la visión sea cómoda utilizando ambos ojos. Para compensar las diferencias ópticas entre el ojo izquierdo y el derecho, girar los oculares hasta que la imagen...4. Si va a utilizar el objetivo de inmersión, mirando el microscopio de frente, subir la platina hasta que el objetivo de inmersión se sumerja en el aceite de cedro y tome contacto con la preparación. Hay que ser extremadamente cuidadoso al realizar e...5. Enfocar la preparación bajando lentamente la platina (nunca enfocar subiendo la platina). Utilizar el tornillo macrométrico para el ajuste grosero (rápido) y llevar la preparación al enfoque final con el tornillo micrométrico. El micrométrico debe ...6. Visualizar distintos campos de la preparación, hasta encontrar uno que sea adecuado. Observar cuidadosamente cada preparación realizando las anotaciones y dibujos que considere necesarios.7. Una vez finalizada la observación, debe retirarla cuidadosamente y depositarla en la caja correspondiente.8. Desconectar el microscopio, limpiar el objetivo de inmersión si lo ha utilizado (y todas las zonas que hayan quedado manchadas con aceite de inmersión) empleando un papel suave impregnado en solución desengrasante y cubrir el microscopio con su funda.1. MaterialLas preparaciones “en fresco” (sin teñir) se utilizan para la observación de la movilidad bacteriana, así como para la observación de la morfología de otros microorganismos de mayor tamaño, tales como levaduras, mohos, protozoos o algas microscópicas.3.1. Observación de la movilidad bacteriana entre porta y cubre6.1. Procedimiento7.1. Procedimiento

GUION NIVELES Y MITOSIS curso 2019-20Número de diapositiva 1Número de diapositiva 2Número de diapositiva 3Número de diapositiva 4Número de diapositiva 5Número de diapositiva 6Número de diapositiva 7Número de diapositiva 8Número de diapositiva 9Número de diapositiva 10Número de diapositiva 11Número de diapositiva 12Número de diapositiva 13Número de diapositiva 14Número de diapositiva 15Número de diapositiva 16Número de diapositiva 17Número de diapositiva 18Número de diapositiva 19Número de diapositiva 20Número de diapositiva 21Número de diapositiva 22Número de diapositiva 23Número de diapositiva 24Número de diapositiva 25Número de diapositiva 26Número de diapositiva 27Número de diapositiva 28Número de diapositiva 29Número de diapositiva 30Número de diapositiva 31Número de diapositiva 32Número de diapositiva 33Número de diapositiva 34