1. INTRODUCCIÓN 1 REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA 4...
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INDICE DE MATERIAS 1. INTRODUCCIÓN 1 2. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA 4 2.1. Sustratos 4 2.1.1. Características de los sustratos 5 2.2. Hidroponía 8 2.3 Solución nutritiva 11 2.3.1. Conductividad eléctrica 12 2.3.2. pH 13 2.3.3. Manejo de la solución nutritiva 13 3. MATERIALES Y MÉTODO 15 3.2. Materiales 15 3.2.1. Material vegetal 15 3.2.2. Estructuras utilizadas 15 3.3. Solución nutritiva 16 3.4. Metodología 19 3.4.1. Ensayo 1 19 3.4.2. Ensayo 2 19 3.5. Mediciones 20 3.5.1. Otras mediciones 21 3.6. Análisis estadístico 22 4. PRESENTACIÓN Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS 23 4.1. Ensayo 1 23 4.1.1. Crecimiento vegetativo 23 4.1.2. Potencial hídrico 27 4.1.3. Contenido de nitrógeno foliar 28 4.1.4. pH y conductividad eléctrica 29 4.1.5. Radiación fotosintéticamente activa 29 4.2. Ensayo 2 32 4.2.1. Crecimiento vegetativo 32 4.2.2. Potencial hídrico 33 4.2.3. Contenido foliar de nitrógeno total 36 4.2.4. pH y conductividad eléctrica 37 4.2.5. Radiación fotosintéticamente activa 37 5. CONCLUSIONES 40 6. RESUMEN 41 7. LITERATURA CITADA 42
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INDICE DE MATERIAS
1. INTRODUCCIÓN 1 2. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA 4 2.1. Sustratos 4 2.1.1. Características de los sustratos 5 2.2. Hidroponía 8 2.3 Solución nutritiva 11 2.3.1. Conductividad eléctrica 12 2.3.2. pH 13 2.3.3. Manejo de la solución nutritiva 13 3. MATERIALES Y MÉTODO 15 3.2. Materiales 15 3.2.1. Material vegetal 15 3.2.2. Estructuras utilizadas 15 3.3. Solución nutritiva 16 3.4. Metodología 19 3.4.1. Ensayo 1 19 3.4.2. Ensayo 2 19 3.5. Mediciones 20 3.5.1. Otras mediciones 21 3.6. Análisis estadístico 22 4. PRESENTACIÓN Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS 23 4.1. Ensayo 1 23 4.1.1. Crecimiento vegetativo 23 4.1.2. Potencial hídrico 27 4.1.3. Contenido de nitrógeno foliar 28 4.1.4. pH y conductividad eléctrica 29 4.1.5. Radiación fotosintéticamente activa 29 4.2. Ensayo 2 32 4.2.1. Crecimiento vegetativo 32 4.2.2. Potencial hídrico 33 4.2.3. Contenido foliar de nitrógeno total 36 4.2.4. pH y conductividad eléctrica 37 4.2.5. Radiación fotosintéticamente activa 37 5. CONCLUSIONES 40 6. RESUMEN 41 7. LITERATURA CITADA 42
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ANEXOS
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1. INTRODUCCIÓN
Tradicionalmente la obtención de plantas nuevas de cítricos en vivero se realiza en
contenedores utilizando un sustrato de crecimiento. Estos sustratos deben poseer
características físicas, biológicas y químicas que maximicen la calidad y la velocidad de
crecimiento de las plantas. Normalmente se emplean mezclas de diferentes elementos, tales
como tierra de hoja, corteza de pino, acículas de coníferas, arena de río, suelo de cultivo,
entre otros (DURÁN, MARTÍNEZ y NAVAS, 2000; FLORES, KRÖGH,1991).
Los materiales base o elementos utilizados para la elaboración de sustratos al haber sido
extraídos de diferentes zonas geográficas y horizontes del suelo, presentan problemas de
heterogeneidad. Este problema se puede acentuar cuando se realizan mezclas de sustratos, en
este caso es necesario considerar la calidad de los elementos utilizados y la calidad final
obtenida (CADAHIA, 1998; GOJENOCA y ANSORENA, 1994).
Específicamente, en el caso de los cítricos es necesario evitar los materiales base que hayan
sido utilizados anteriormente con esta especie, de preferencia se recomiendan sustratos
nuevos, disminuyéndose así el riesgo de infecciones como las de nemátodos (DAVIES y
ALBRIGO, 1994).
En la actualidad se han generado diversos problemas por la disponibilidad de tierra de hoja,
ya que al no tener un plan de manejo, la extracción desordenada y sin un criterio definido más
la alta demanda del recurso, se ha llegado a una sobre explotación y por lo tanto a un
agotamiento de este elemento. La descomposición de la tierra de hoja para incorporarse al
suelo requiere de aproximadamente siete a ocho años, sin embargo, la extracción se hace en
ciclos de cuatro a cinco años, teniendo un mayor apogeo entre los meses de septiembre a
enero, pero en los lugares de fácil acceso y con una disponibilidad relativamente alta se
realiza durante todo el año (VENEGAS y GALLARDO, 2002; FLORES y KRÖGH,1991).
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Por otro lado, se enfrenta el problema ambiental que se produce por la extracción de
materiales base como la tierra de hoja. En los últimos años se han extraído,
indiscriminadamente, grandes volúmenes, sin un plan de manejo racional y estudiado
provocando un deterioro del ecosistema, como por ejemplo la erosión del suelo y la pérdida
de cobertura vegetal, llegando en algunos casos a ser irreversible. Es necesario destacar que
en Chile no existe ningún tipo de legislación que regule esta actividad, o que al menos actúe
en protección de los recursos que se ven afectados por su extracción, en este caso el suelo y
por ende, los bosques (GALLARDO y VENEGAS, 2002; FLORES y KRÖGH, 1991).
Además, dentro del manejo productivo tradicional de un vivero frutal los sustratos deben ser
fumigados como una manera de prevenir el ataque de organismos patógenos. Para esto, en la
mayoría de los casos se utiliza bromuro de metilo, sustancia que es considerada una activa
destructora de la capa de ozono. Chile se ha suscrito al Protocolo de Montreal del año 1987,
el cual limita, controla y regula la producción, el consumo y el comercio de sustancias
degradadoras de la capa de ozono. Bajo este contexto, se determinó la eliminación del
bromuro de metilo del mercado chileno para el año 2015 (JENSEN, 2001).
La hidroponía es una técnica que no requiere sustratos debido a que es un sistema en que las
plantas crecen en una solución de agua y nutrientes. De esta forma se elimina la necesidad del
uso de sustratos y los problemas asociados a ellos: heterogeneidad, disponibilidad,
desinfección, extracción de materiales base y eliminación de desechos.
Los inicios de la hidroponía datan de cientos de años antes de Cristo con los egipcios, pero
fue en el año 1860 cuando dos científicos alemanes, Kneon y Sachs, lograron cultivar plantas
en una solución de agua y nutrientes, demostrando científicamente que las plantas son
capaces de crecer y fructificar. El primer sistema hidropónico para la producción de
alimentos fue desarrollado por Gerike, científico de la Universidad de California quien logró
instalar unidades con éxito comercial (CHECA, 2002).
Dentro de la hidroponía, se puede utilizar la técnica conocida como aeroponia, donde las
raíces de las plantas están suspendidas en el aire y son asperjadas con una solución nutritiva
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por medio de un mist (PETERSON, WELANDER y HELLGREN, 1991). Estas condiciones
para el crecimiento de las plantas se dan en la naturaleza, donde las plantas llamadas epífitas
crecen y se desarrollan libres en los árboles (CLAWSON et al. , 2000).
La aeroponía presenta como principal ventaja frente a otros sistemas hidropónicos, la
excelente aireación que proporciona a las raíces. En cambio, existe el inconveniente del alto
costo de instalación y mantenimiento del sistema.
Considerando lo anterior –por una parte la dificultades relacionadas con la obtención y
preparación de sustrato y por otra la posibilidad de aplicar la técnica de aeroponía a la
producción de plantas de cítricos- se plantea estudiar el efecto de esta técnica sobre el
crecimiento de portainjertos de cítricos.
El objetivo general de este estudio es determinar una metodología alternativa para la
producción en vivero del portainjerto de cítricos Citrus macrophylla, sin la utilización de
sustratos.
Los objetivos específicos son: Determinar el efecto del sistema de cultivo aeropónico sobre el
crecimiento de portainjertos de cítricos de la variedad Citrus macrophylla.
Determinar el efecto de tres concentraciones de la solución nutritiva de Hoagland sobre el
crecimiento en altura, diámetro del tallo y número de hojas de las plantas del portainjerto de
limonero Citrus macrophylla.
Determinar el efecto del manejo de la solución nutritiva de Hoagland utilizando ácido nítrico,
una mezcla de ácidos nítrico, fosfórico y sulfúrico y el recambio de la solución nutritiva sobre
el portainjerto de limonero Citrus macrophylla, medido como crecimiento en altura, diámetro
del tallo y número de hojas de las plantas.
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2. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA
2.1. Sustratos:
Diversos autores han propuesto definiciones para el concepto de sustrato. Dentro de estos está
CADAHIA (1998) quien define a los sustratos como aquellos materiales sólidos distintos al
suelo in situ, que puestos en un contenedor en forma pura o de mezcla, permite el anclaje del
sistema radicular. Los sustratos deben proporcionar a las plantas todos los elementos que ésta
requiera, es decir, agua, nutrientes, minerales y oxígeno, además de mantener en completa
oscuridad al sistema radicular y la temperatura para que las raíces puedan llevar a cabo todas
sus funciones (MALDONADO, 1997). DURAN, MARTINEZ y NAVAS (2000) indican que
un buen sustrato debe poseer una serie de características como proporcionar una buena
capacidad de aireación, de retención de agua, una granulometría equilibrada, una baja
densidad aparente, una porosidad equilibrada, una baja salinidad, una estructura estable, una
capacidad de intercambio catiónico acorde a la fertilización, poder tampón, baja velocidad de
descomposición y buena estabilidad frente a los cambios ambientales y químicos.
Los materiales base para la elaboración de sustratos se clasifican según el origen que
presenten. Existen materiales orgánicos que corresponden a elementos de origen natural
sujetos a descomposición biológica dentro de los cuales se encuentran turbas (negra, rubia,
neutralizada, enriquecida), también dentro de esta clasificación están los subproductos y
residuos de actividades agrícolas, industriales y urbanas tales como fibra de coco, cáscaras de
arroz, acículas de coníferas y cortezas de pino, y los inorgánicos son aquellos de materiales
origen natural que se obtienen a partir de rocas o minerales de diferentes orígenes, entre estos
están grava y arena. Además, dentro de los inorgánicos están los materiales transformados a
partir de minerales o rocas tratadas ejemplos de estos son lana de roca, perlita, vermiculita
(DURAN, MARTINEZ y NAVAS, 2000; CADAHIA, 1998).
Un material base pocas veces reúne por sí solo todas las características físicas y químicas
para el crecimiento de las plantas; en la mayoría de los casos hay que adecuarlos, para lo cual
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se utilizan mezclas de los materiales base en diferentes proporciones (CADAHIA, 1998). En
una mezcla se busca mejorar el espacio poroso, el contenido de materia orgánica, la relación
densidad/volumen, la distribución de las partículas, entre otros (CADAHIA, 1998;
FONTENO, 1993). Al realizar las mezclas es necesario tener presente la homogeneidad final
del sustrato. Para esto se recomienda no utilizar más de cuatro elementos, ya que de lo
contrario se corre el peligro de exponer el crecimiento de las plantas a diversas limitaciones
como físicas (falta de agua y aire), de tipo nutricional (acidez, salinidad, desequilibrios
nutricionales) e incluso de tipo sanitario, lo que puede alterar la calidad final de las plantas,
dando como resultado una mala producción de las plantas de vivero (CADAHIA, 1998;
GOJENOCA y ANSORENA, 1994).
2.1.1. Características de sustrato
Contenido de materia orgánica
Este elemento otorga características al suelo ya que afecta su estructura, mejora sus
propiedades físicas y en forma indirecta influye sobre la aireación y las relaciones hídricas,
en suelos arenosos mejora la capacidad de retención del agua y la de intercambio catiónico
(AGUSTÍ, 2000).
Como constituyentes básicos de la materia orgánica están el carbono y el nitrógeno. Es
necesario que exista una relación adecuada de estos elementos, teóricamente una relación
óptima es menor a 1, pero va a variar según los elementos que conformen. Si la relación C/N
es muy elevada, disminuye la actividad biológica y si es muy baja significa que se ha perdido
el exceso de nitrógeno en forma de amonio (CRISTI, 2002).
La materia orgánica aporta gran cantidad de nitrógeno, pero no es asimilable por la planta
hasta que es transformado a formas inorgánicas. Esta degradación está dada por bacterias
anaeróbicas las que reducen el nitrógeno orgánico a iones amonio, éste a su vez, es
transformado por bacterias aeróbicas y autótrofas a nitrato, que es la forma más rápida de ser
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absorbido y asimilado por la planta. Además, la materia orgánica es una importante fuente de
fósforo, azufre y otros elementos (AGUSTÍ, 2000; FLORES y KRÖGH, 1991).
Densidad aparente
La densidad aparente es el peso seco de la unidad de volumen total del sustrato, es decir,
incluye el espacio poroso entre las partículas. Este concepto se relaciona con la porosidad y la
capacidad de retención de agua del suelo. Un sustrato con una alta densidad aparente posee
una baja porosidad total, bajando sobre todo la porosidad gruesa, que es la responsable de la
aireación de las raíces (HONORATO y BONEMELLI, 1999 b).
Capacidad de intercambio catiónico
La capacidad de intercambio catiónico se refiere a la suma de cationes intercambiables que
pueden ser adsorvidos por unidad de peso del sustrato. Los cationes de la solución nutritiva o
de los fertilizantes quedan retenidos frente al efecto lixiviante del suelo y en formas
disponibles para las plantas. Esta capacidad de los sustratos está dada por las sustancias
coloidales como arcillas y humus (HONORATO y BONEMELLI, 1999 b).
Los materiales orgánicos poseen una capacidad de intercambio catiónico mayor que los
inorgánicos frente a cambios rápidos de disponibilidad de nutrientes. Una elevada capacidad
de intercambio catiónico supone una reserva de nutrientes, en cambio una baja capacidad
retiene cantidades reducidas de fertilizantes. Lo mismo ocurre con el poder tampón de los
sustratos; aquellos elementos orgánicos poseen mayor estabilidad, pudiéndose prevenir
cambios bruscos de pH (CADAHIA, 1998). Estudios han demostrado que el 70%
aproximadamente de la capacidad de intercambio catiónico en el suelo está dada por la
materia orgánica. Para cítricos la capacidad de intercambio cationico se considera normal
entre 11 y 20 meq/100 gramos (AGUSTÍ, 2000).
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Porosidad
Esta propiedad corresponde al volumen total del sustrato que no está ocupada por sólidos, si
no que ocupada por aire y/o agua, dejando espacio para el establecimiento de la raíces. Varía
según el tipo de suelo o de la mezcla que se esté utilizando. La porosidad se relaciona con la
densidad aparente y la capacidad de retención de agua de los sustratos, cuando la porosidad
total es baja la densidad aparente es elevada (HONORATO y BONOMELLI, 1999 a).
Salinidad
La salinidad se refiere a la concentración de sales solubles presentes en la solución del
sustrato. Para los sustratos que están en contenedor las causas que originan el incremento de
la salinidad son la presencia de fertilizantes insolubles como los de lenta liberación, el aporte
de sales por medio del agua de riego o la solución fertilizante es mayor a lo que la planta
extrae y, cuando los sustratos presentan una alta capacidad de intercambio cationico y
paralelamente se van descomponiendo (CADAHIA, 1998).
La salinidad trae como consecuencias una mala germinación de semillas, limita el
crecimiento vegetal, limita la disponibilidad de agua por un exceso de iones disueltos en la
solución del suelo y eventualmente puede ocasionar problemas de toxicidad que se traducen
en follaje, puntas y márgenes quemados (HARTMANN y KESTER, 1995).
Para cítricos valores entre 1.7 y 3.2 dS/m medidos en extracto de saturación se considera
normal (AGUSTÍ, 2000).
pH
EL pH es una medida de la concentración de los iones de hidrógeno que hay en el medio. El
pH no tiene una influencia directa sobre el crecimiento de las plantas, pero sí indirecto sobre
la disponibilidad de nutrientes y la actividad microbiana de organismos benéficos
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(HARTMANN y KESTER, 1995), además, influye sobre la presencia o ausencia de
elementos tóxicos (HONORATO, 1997).
Un rango óptimo de pH para una amplia gama de especies es entre 4.5 – 6.0. (SPINU,
ALBRIGHT y LANGHANS, 1998), un pH alcalino disminuye la absorción de NO3- y H2PO4
-,
independientemente de la concentración en que éstos se encuentren y a pH más ácidos
disminuye la absorción de K+ y NH4+, debido a que se produce una competencia con el ión
H+. Con pH menores a 4.0 se produce una despolarización de la membrana celular de las
raíces, ya que provoca una excesiva entrada de H+, traduciéndose en un cambio del gradiente
electroquímico, donde el K+ sale al exterior (MALDONADO, 1997). Específicamente los
cítricos crecen mejor en un pH entre 5.5 y 7.0, en este rango se mejora la disponibilidad de la
mayoría de los nutrientes, aunque no es un factor determinante en el cultivo de esta especie
(DAVIES y ALBRIGO, 1994).
2.2. Hidroponía:
Frente a los métodos de producción tradicional con sustratos aparece la hidroponía, que se
define según CADAHIA (1998) como un sistema de cultivo en el cual las plantas desarrollan
sus raíces en un medio líquido o sólido confinado en un espacio aislado y limitado, fuera del
suelo. Por su parte, JENSEN (2001) define hidroponía como una tecnología para el
crecimiento de las plantas en una solución nutritiva (agua y nutrientes) con o sin el uso de
sustratos artificiales para proveer a las raíces un soporte mecánico. Este sistema de
producción, durante los últimos veinte años ha tenido muy buenos avances, no sólo logrando
importancia en la producción de hortalizas y plantas ornamentales sino también en la
producción de plantas a nivel de vivero.
La hidroponía como técnica de producción presenta ventajas sobre el uso de sustratos, ya que
permite cultivos en zonas donde los suelos no lo permiten, ya sea por estar infectados con
enfermedades o por estar agotados, permitiendo eliminar la rotación de cultivos o la
interrupción de la producción. También se considera una ventaja la utilización de una menor
área de cultivo, permite tener una mayor densidad por unidad de superficie de plantas
11
(JENSEN, 2001). Además, con esta técnica hay un uso más eficiente del agua y de los
fertilizantes, lo que se traduce en un menor consumo por kilógramo de materia producida
(MALDONADO, 1997). Como otra ventaja de la hidroponía está el hecho que permite un
mayor control de enfermedades, ya que en caso de ocurrencia, se pueden dar desinfecciones
en forma individual a las plantas. Además, se evitan problemas fitosanitarios provocados con
hongos del suelo (damping off) (DURÁN, MARTÍNEZ y NAVAS, 2000; CLAWSON et al,
2000).
En contraste con lo anterior, la hidroponía presenta desventajas respecto a la producción
tradicional, ya que posee un alto costo de implementación y de mantención para obtener una
buena producción. Además, el costo del consumo de energía de las instalaciones es alto
(DURÁN, MARTÍNEZ y NAVAS, 2000; CLAWSON et al, 2000).
En los sistemas hidropónicos la solución nutritiva se puede manejar de dos formas,
constituyendo sistemas abiertos o cerrados. En el sistema abierto la solución nutritiva se
elimina una vez utilizada, el inconveniente de este sistema radica en el hecho que la solución,
al ser eliminada, es una fuente de contaminación de aguas subterráneas y suelo. En cambio,
en un sistema cerrado la solución nutritiva vuelve a recircular. Este último sistema es
recomendado como una alternativa factible para reducir el uso de agua y nutrientes, sin
embargo, se corre el riesgo de acumular componentes orgánicos e inorgánicos, además de
aumentar el riesgo a enfermedades provocadas por patógenos trasmitidos por el agua. Este
problema es solucionable con el uso de ozono (VAN OS et al. ,1998), rayos ultra violeta (TU
y ZHANG, 2000; SUTTON, GRODZINSKI y JOHNSTONE, 2000), sistema de filtraje lento
por arena (VAN OS et al. , 1999, VAN OS et al. , 1998), ultrasonido (TU y ZHANG, 2000) y
pasteurización con calor (TU y ZHANG, 2000). Además, este sistema requiere de un
monitoreo constante, ya que al mantenerse la solución se producen variaciones del pH, la
conductividad eléctrica y de los niveles de nutrientes (WAECHTER-KRISTENSEN, et al . ,
1999; KHALIL, ALSANIUS y SUNDIN, 2001; PARK et al. ,1999).
Dentro de la hidroponía se han desarrollado diversos sistemas, entre los cuales está la
aeroponía. En este sistema, para el crecimiento de plantas, las raíces están continua o
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incontinuamente en un ambiente saturado con finas gotas de solución nutritiva
(CARRUTHERS, 1992; PETTERSON, WELANDER y HELLGREN, 1991).
Dentro de los usos de la aeroponía está la investigación del crecimiento de las raíces, ya que
es un sistema no invasivo que permite estudiar el sistema radicular, por ejemplo, el
crecimiento que presentan, la nutrición mineral, el uso del agua, el efecto de la atmósfera
radicular, enfermedades de las raíces, exudaciones, estres hídrico y la respuesta de las raíces a
variaciones de oxígeno y CO2 (DURAN, MARTÍNEZ y NAVAS, 2000; WAISEL, 1996;
PETTERSON, WELANDER y HELLGREN, 1991).
La principal ventaja que presenta la aeroponía, frente a otros sistemas hidropónicos, es la
aireación de las raíces. Esta importancia radica en que el oxígeno actúa en procesos
metabólicos asociados a la formación de raíces y el subsecuente crecimiento (DURAN,
MARTÍNEZ y NAVAS, 2000; IWASAKI y KSZUYA, 1999; CARRUTHERS,1992).
Al igual que en otros sistemas hidropónicos, la aeroponía limita la transmisión de
enfermedades, ya que el contacto entre plantas es reducido y en caso de ser necesario se
pueden dar desinfecciones en los pulsos de riego, remover fácilmente la planta infectada y
desinfectar las cámaras aeropónicas con hipoclorito de sodio o peróxido de hidrógeno
(CLAWSON et al. , 2000).
También se ha tenido éxito utilizando la aeroponía como un sistema de propagación de
plantas. En Israel se han realizado ensayos para evaluarla como técnica de propagación,
llegándose a tener bastantes buenos resultados en cuanto al número de raíces y de nuevos
crecimientos en crisantemos y Ficus (CARRUTHERS, 1992).
Además, permite la aplicación de hormonas, auxinas, vitaminas, inhibidores de crecimiento y
desinfecciones en forma individual a las plantas, pudiéndose aplicar estos tratamientos
periódicamente, o cuando se estime necesario (CLAWSON et al. , 2000).
13
Como desventaja de la aeroponía esta el alto costo de implementación que presenta, ya que es
una técnica de elaboración totalmente mecánica. Además, existe una alta susceptibilidad a un
mal funcionamiento, ya que se requiere de una regulación precisa y de un constante control
de los niveles de agua y nutrientes (DURÁN, MARTÍNEZ y NAVAS, 2000; JENSEN, 1992).
Además, se puede producir la obturación de las boquillas o alguna avería inadvertible. Las
plantas pueden ser dañadas rápidamente en forma irreparable. Para evitar este tipo de
problemas es necesario contar con sistema de filtraje de la solución y un monitoreo constante
del sistema (DURÁN, MARTÍNEZ y NAVAS, 2000; JENSEN, 1992).
2.3. Solución nutritiva:
DE RIJCK y SCHREVERNS (1998) definen las soluciónes nutritivas como una mezcla
acuosa de iones. La composición química de la solución nutritiva está determinada por la
proporción relativa de cationes, aniones y por la concentración total de iones.
La solución nutritiva para la producción de plantas consiste en microelementos: fierro,
manganeso, cobre, zinc, boro, molibdeno y seis macroelementos esenciales, que son tres
cationes: K+, Ca2+ y Mg2+ y tres aniones: NO3-, H2PO4
- y SO42-. Los fertilizantes aportan dos o
más elementos, es decir, el aporte de un catión siempre va acompañado de otro elemento, de
un anión, esto impone que la suma total de los cationes debe ser equivalente a la suma total
de aniones. Esta restricción del balance iónico es lo que define a la solución como mezcla. Al
realizar la solución nutritiva es necesario tener presente que los fertilizantes que se apliquen
sean compatibles entre sí, es decir, que en las concentraciones utilizadas no precipiten. Si al
momento de preparar la solución se observan precipitaciones, la concentración deseada de
iones disueltos no será la estimada (DE RIJCK y SCHREVENS, 1999a; CADAHIA, 1998).
Se ha descrito un gran número de formulaciones de soluciones nutritivas, las que varían más
en los fertilizantes que en las concentraciones de elementos que aportan, así se encuentran las
soluciones formuladas por: Hoagland y Arnon, Hewitt, Steiner, Cooper, entre otros
(CARRASCO e IZQUIERDO, 1996)
14
2.3.1. Conductividad eléctrica
Para lograr un buen crecimiento de las plantas se requiere dar una concentración de iones
totales, es decir, una presión osmótica determinada expresada como conductividad eléctrica
(ROJAS, 2002b).
MADRID et al. (2000) señalan que en general, en cultivos hidropónicos, al mantener la
conductividad eléctrica en un rango de 1.5 – 3.5 dS m-1, se tiene una presión osmótica
generada por sales que no dificulta el proceso de absorción radicular. Específicamente para
los cítricos los valores de conductividad eléctrica para las aguas de riego entre 0.9 y 3.0 dSm-
1 son normales (AGUSTÍ, 2000).
Los iones que se producen tras la disolución de los fertilizantes contribuyen en forma
proporcional e individual a la conductividad eléctrica de la solución nutritiva. La magnitud de
esta contribución depende de la proporción que los iones tengan en la solución y de las
características propias de cada ión (MALDONADO, 1997).
Un problema típico de los sistemas hidropónicos es la salinidad, la que afecta las relaciones
de agua de las plantas. Al producirse un estrés osmótico se reduce el consumo de agua y de
nutrientes, aunque con un efecto más negativo en la absorción de minerales, por lo que puede
que aumente la salinidad de la solución nutritiva y se produzca una baja en el rendimiento
(MALDONADO, 1997).
El estrés por salinidad se traduce en las plantas como cambios fisiológicos, dependiendo de la
severidad, de los factores ambientales y de la resistencia de las plantas a este tipo de estrés
(CRAMER y LIPS, 1995). En cítricos, concentraciones salinas mayores a 3.2 dS m-1 reducen
el crecimiento de la planta, provocan daños foliares y de abscisión de hojas. La respuesta de
esta especie se puede dividir en dos etapas, una en que se ve afectado el componente
osmótico y otra en que se acumulan iones tóxicos. Así, la supresión del crecimiento se
relaciona con la cantidad de sales solubles y con el potencial osmótico del medio radicular, y
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los daños foliares como suculencia, epinastia, clorosis y necrosis se relacionan con la
acumulación de iones tóxicos. Además, la salinidad reduce el potencial hídrico, pero la
acumulación foliar de los distintos iones hace descender en forma paralela el potencial
osmótico, produciéndose un reajuste osmótico que mantiene la turgencia foliar (GOMEZ -
CARDENAS et al. , 2001).
2.3.2. pH
Los valores de pH de la solución nutritiva son dinámicos durante el desarrollo del cultivo. La
variación del pH en la rizósfera es promovida por tres factores: la composición de la solución
nutritiva, composición del agua de riego empleada y el tipo de ácido empleado en la
regulación del pH final de la solución nutritiva (MALDONADO, 1997).
2.3.3. Manejo de la solución nutritiva
Una alternativa para el control de la conductividad eléctrica de la solución nutritiva, es
reemplazarla periódicamente por una nueva, para así mantener las relaciones de los nutrientes
dentro de la solución y los niveles de cada uno (SAROOSHI y GRESSWELL, 1994).
Las aguas de riego hacen aportes de nutrientes a la solución nutritiva, además de bicarbonatos.
Los bicarbonatos no son considerados como un nutriente, pero es necesario tenerlos en cuenta,
ya que éstos suben el pH de la solución nutritiva, para tratarlos, se utilizan ácidos como
nítrico, sulfúrico y fosfórico. Estos ácidos pueden aplicarse en forma individual (ROJAS,
2002a) o como mezclas, manteniendo la proporción en que se encuentran los elementos en la
solución nutritiva según corresponda (DE RIJCK y SCHREVENS, 1998).
En la práctica, la inyección de los ácidos requiere de mucho cuidado, por lo que una vez
aplicados se requiere revolver la solución nutritiva, con el fin de evitar que se localice una
concentración de ácido fuerte en la solución, ya que si las plantas son expuestas a pH bajo 2-3,
las raíces pueden ser dañadas (SPINU, ALBRIGHT y LANGHANS, 1998)
16
3. MATERIALES Y MÉTODO
3.1. Ubicación del ensayo:
El ensayo se llevó a cabo en la Estación Experimental La Palma, Facultad de Agronomía de
la Universidad Católica de Valparaíso, ubicada en la provincia de Quillota (32° 52´ Latitud
Sur), región de Valparaíso.
3.2. Materiales:
3.2.1. Material vegetal
Para este ensayo se utilizó 540 plántulas del portainjerto de limonero Citrus macrophylla.
Este material fue obtenido de la maternidad de cítricos del vivero de la Estación Experimental
La Palma. La semilla que se usó es de origen californiano de Willits & New Comb. Las
semillas se sembraron durante la segunda quincena de marzo. Previo a la siembra se removió
la testa y se ubicó la parte proximal hacia abajo en un tubete de 75 cm3, con una mezcla de
sustrato compuesta por: 50% tierra de hoja, 17% arena gruesa y 33% de perlita,
manteniéndose en esta condición hasta el momento de establecer las plantas en el sistema
aeropónico.
Las plantas se eligieron lo más homogéneamente posible, teniéndose en consideración los
siguientes aspectos: altura, diámetro de los tallos y número de hojas. Además, en este estudio
se utilizó plantas sanas, lo cual se determinó mediante un examen visual.
3.2.2. Estructuras utilizadas:
El sistema aeropónico se instaló en un invernadero frío de 7 metros de ancho, 30 metros de
largo y 4 metros de alto, el invernadero fue cerrado con polietileno de 0.20 mm de espesor.
Dentro del invernadero el techo fue cubierto con malla rachel.
17
Las plantas del portainjerto Citrus macrophylla se hicieron crecer en un sistema aeropónico,
constituido por una cámara formada de polietileno y poliestireno expandido con una densidad
de 10 kg/m3, al poliestireno expandido se le hicieron orificios para sostener las plantas con
espuma plástica de 15 kg/m3 de densidad (Figura 1). Esta estructura fue sostenida por un
anclaje de madera que permitió dejar las mesas a 90 cm del suelo con una pendiente del 2 %
para la recirculación de la solución. Las raíces de las plantas crecieron dentro de la manga en
oscuridad y fueron asperjadas por 10 segundos cada 1 minuto con la solución nutritiva por
medio de un mist. El sistema fue regulado mediante un programador, que permitió el
accionamiento de las bombas de 0.5 HP (una bomba para cada tratamiento), marca Pedrollo
modelo PKm 60 –1, permitiendo el funcionamiento durante las veinticuatro horas del día
(Figura 2).
Previo a la instalación de las plantas en las mesas, éstas fueron sacadas del tubete, con la
precaución de no romper sus raíces. Luego, fueron lavadas para sacarles los restos de
sustratos y recibieron un tratamiento de inmersión de las raíces en una solución de benlate y
captan de 1 y 0.8 gramos litro-1, respectivamente.
En el extremo inferior de cada una de las mesas se ubicó un estanque de 200 litros. Estos
estanques contenían las soluciones nutritivas para alimentar el sistema y, además, recibían el
excedente de la recirculación.
3.3. Solución nutritiva:
Para sistemas hidropónicos se ha desarrollado una serie de formulaciones estándar, las que
aportan los nutrientes necesarios para el óptimo desarrollo de las plantas. En el caso de este
ensayo se utilizó como solución nutritiva la formulada por Hoagland (Anexo 1) y para su
elaboración se utilizó agua de pozo de la Estación Experimental La Palma (Anexo 2).
18
FIGURA 1. Esquema de soporte de las plantas en el sistema aeropónico.
19
FIGURA 2. Esquema general de las mesas de aeroponía utilizadas para el crecimiento del portainjerto Citrus macrophylla
20
3.4. Metodología:
Se realizaron dos ensayos simultáneos bajo un sistema aeropónico.
3.4.1. Ensayo 1
Este ensayo se realizó con el objeto de evaluar el efecto de tres concentraciones de la
solución nutritiva, las cuales se detallan en el Cuadro 1, sobre la producción de vivero del
portainjerto Citrus macrophylla. Para esto se utilizó la solución de Hoagland en un 50%,
100% (normal) y en un 150% respecto del contenido de sales, manteniendo las
concentraciones de ácido en un 100% en los tres tratamientos. En cada uno de los
tratamientos se establecieron 90 plantas. La solución de cada uno de estos tres tratamientos
fue reemplazada cada 3 a 3.5 semanas.
CUADRO 1. Tratamientos del ensayo, en base a la concentración de la solución nutritiva de Hoagland
Sistema aeropónico Concentración de la solución
Tratamiento 1 50% Tratamiento 2 100% Tratamiento 3 150%
3.4.2. Ensayo 2
Este ensayo consistió en probar diferentes métodos de mantenimiento de la solución nutritiva,
para esto se realizaron tres tratamientos, en que se hicieron crecer plantas de Citrus
macrophylla en un sistema aeropónico con la solución de Hoagland.
En el tratamiento 1 se reguló la solución nutritiva mediante la aplicación ácido nítrico. En el
tratamiento 2 se manejó la solución nutritiva mediante la aplicación de una mezcla de ácido
nítrico, ácido sulfúrico, ácido fosfórico, las soluciones de estos tratamientos fueron
reemplazadas por una nueva cada 3 a 3.5 semanas, y el tratamiento 3 consistió en cambiar la
21
solución nutritiva completa, lo que se realizó cada 1- 1.5 semanas. Al igual que en el ensayo
anterior se pusieron 90 plantas de Citrus macrophylla en cada tratamiento (Cuadro 2).
CUADRO 2. Tratamientos del ensayo, en base al manejo de la solución nutritiva de Hoagland
Sistema Aeropónico Manejo de la solución Tratamiento 1 Ácido nítrico Tratamiento 2 Ácido nítrico + ácido
fosfórico + ácido sulfúrico Tratamiento 3 Cambio de la solución
nutritiva
En ambos ensayos el pH y la conductividad eléctrica fueron los índices en todos los
tratamientos para realizar los manejos de la solución madres, el pH se mantuvo en 5.5 y se
permitió un rango de variación de 0.5. La conductividad eléctrica se mantuvo según la
concentración de la solución nutritiva. En el caso de la solución al 50 % la conductividad
eléctrica quedó en un rango entre 1.7 y 2.4 dS m-1; la de 100 % entre 2.0 y 2.8 dS m-1 y; la
solución al 150 % fue en un rango de 2.7 a 3.4 dS m-1.
Diariamente se realizó un control de las soluciones nutritivas a través de la medición de pH y
de conductividad eléctrica, las que se efectuaron con un pHmetro y un conductivímetro
portátil (HANNA, modelo HI 9813).
3.5. Mediciones:
Las mediciones se realizaron semanalmente a partir de la fecha de establecimiento, el 6 de
noviembre de 2002 hasta el 15 de enero de 2003.
En ambos ensayos las variables que se midieron en las plantas fueron tres: altura de plántula,
diámetro del tallo y número de hojas. Se escogieron estas variables, ya que como lo explica
RABE (2000), la calidad de los cítricos a nivel de vivero está dada por su perfil físico en el
que destacan las variables a medir, existiendo una correlación positiva entre el aumento del
22
diámetro del tallo y la altura de la planta al momento del transplante y por el estatus
fitosanitario que presenten las plantas.
La altura de las plantas se midió con una regla de 80 cm desde el cuello hasta el ápice. El
diámetro de los tallos fue medido con un pie de metro digital a la altura del cuello de las
plántulas. Finalmente, se midió el número de hojas, contabilizando las hojas con lámina
expandida.
3.5.1. Otras mediciones
Con el objeto de conocer las temperaturas a las que estuvieron sometidas las plantas, se
instaló un sensor a nivel del follaje, además, al interior de cada una de las mesas se colocaron
sensores para obtener un registro de las temperaturas radiculares.
Junto a lo anterior se midió, en una oportunidad, la radiación fotosintética en cada una de las
mesas de los diferentes tratamientos, realizándose esta medición a las 9:00, 13:00 y 17:30
horas del 14 de enero de 2003 en tres puntos de las mesas, utilizando un sensor de radiación
fotosintéticamente activa marca LI-COLOR, modelo LI – 1400
Para tener una noción más clara sobre la nutrición de las plantas, al término de las mediciones
se enviaron muestras de tejido foliar para análisis al Laboratorio de Suelos de la Facultad de
Agronomía, con el fin de determinar los niveles de nitrógeno total de las plantas, con el
método de KJELDAHL.
Se determinó el potencial hídrico de las plantas de cada uno de los tratamientos el día 7 de
febrero a las 17:00 horas, para esto se tomó una muestra de cinco plantas por tratamiento, las
que 1 hora antes de la medición fueron tapadas con plástico y con papel alusa para tener las
plantas en equilibrio, luego de la hora se cortó una sección de 10 cm de cada una de las
plantas y se midió el potencial con la bomba Scholander. Esta medición se realizó para
determinar el estatus hídrico que presentaban las plantas bajo el sistema aeropónico.
23
3.6. Análisis estadístico:
Los resultados del ensayo 1 fueron evaluados por medio de contrastes ortogonales al 5% de
significancia, para esto se construyeron tres sets de dos contrastes cada uno.
¿Es lo mismo aplicar la solución nutritiva al 50 % que al 100 % o al 150 %?
¿Es lo mismo aplicar la solución nutritiva al 150 % que al 100?
¿Es lo mismo aplicar la solución nutritiva al 100 % que menos?
¿Es lo mismo aplicar la solución nutritiva al 150 % que menos?
¿Es lo mismo aplicar la solución nutritiva al 50 % que al 150 %?
¿Es lo mismo aplicar la solución nutritiva al 50 % y 150 % que al 100 %?
Para el ensayo 2 se utilizó comparaciones de medias al 5% de significancia, debido a que sólo
se pudieron evaluar los tratamientos 1 y 2, correspondientes a aplicar sólo ácido nítrico y
aplicar ácido nítrico, ácido sulfúrico y ácido fosfórico a la solución nutritiva,
respectivamente, ya que una semana después de haber instalado las plantas se perdió la
solución nutritiva del tratamiento en el cual ésta se recambiaba, teniéndose que replantar.
24
4. PRESENTACIÓN Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS
4.1 Ensayo 1: Evaluación de la concentración de la solución nutritiva de Hoagland en un sistema aeropónico sobre el crecimiento del portainjerto Citrus macrophylla
4.1.1. Crecimiento vegetativo
Se midió el crecimiento vegetativo de las plantas, ya que éste permite estimar la velocidad de
crecimiento que ellas tendrán, siendo esto de importancia ya que determina el éxito
económico de la actividad del vivero, debido a que un menor tiempo de producción implica
un menor costo de mantención. Además, al medir el crecimiento vegetativo se puede
determinar el vigor del portainjerto que indica la calidad de la planta.
De los resultados obtenidos se desprende que en cuanto al crecimiento en altura de las plantas
(Cuadro 3) el tratamiento que presentó mayor crecimiento fue 50% respecto de los
tratamientos 100% y 150%. En cuanto a los tratamientos 100% y 150% fue el de 150% el que
logró un mejor crecimiento en altura. En cuanto al diámetro del tallo (Cuadro 3) el
tratamiento con el que se logró un mejor diámetro fue el de 150% y entre el de 50% y 100%,
fue el tratamiento de 50% mejor que el 100%. El número de hojas (Cuadro 4) también
presentó diferencias entre los tratamientos, siendo los tratamientos de 50 % y 150 % los que
presentaron un mayor número de hojas respecto del tratamiento de 100%.
Las temperaturas aéreas y radiculares registradas durante el desarrollo del ensayo se
encuentran en la Figura 3 y Figura 4, donde se relacionan con el crecimiento en altura y
diámetro de tallos, respectivamente. En ambos parámetros - altura de las plantas y diámetro
del tallo- se observa que a mayor temperatura aérea y radicular la tasa de crecimiento
disminuye. Esta disminución de la tasa de crecimiento de las plantas se debe a que si bien la
temperatura promedio a la que estuvieron sometidas estuvo dentro del óptimo, las
temperaturas máximas lo sobrepasan alcanzando alrededor de 45ºC, que para el caso de
plantas jóvenes de cítricos son muy altas, ya que a temperaturas mayores a 40ºC aumentan la
25
FIGURA 3: Tasa de crecimiento promedio en altura y temperaturas promedio semanales aérea y radicular registradas durante el desarrollo de plantas de cítricos en un sistema aeropónico bajo tres concentraciones de la solución nutritiva de Hoagland.
20,0
21,0
22,0
23,0
24,0
25,0
26,0
0 - 7
7,-1
4
14- 2
1
21-2
8
28-3
5
35-4
2
42-4
9
49-5
6
56-6
3
63-7
0
Días después del transplante
Tem
pera
tura
med
ia
sem
anal
, ºC
0,020,030,040,050,060,070,080,090,100,110,12
Tas
a de
cre
cim
ient
o
Temperatura media semanal Temperatura aérea media semanalTasa de crecimiento promedio
26
FIGURA 4. Tasa de crecimiento promedio en diámetro del tallo y temperaturas radicular y
aérea registradas durante el desarrollo de plantas de cítricos en un sistema aeropónico bajo tres concentraciones de la solución nutritiva de Hoagland (50%, 100% y 150%).
20,021,022,023,024,025,026,0
0 - 7
7,-1
414
- 21
21-2
8
28-3
5
35-4
242
-49
49-5
6
56-6
3
63-7
0
Días despues del transplante
Tem
pera
tura
sem
anal
ºC
0,00
0,05
0,10
0,15
0,20
0,25
Tas
a de
cre
cim
ient
o
Temperatura media radicularTemperatura media aéreaTasa de crecimiento en diámetro del tallo
27
transpiración, lo que induce al cierre estomático y a una disminución de la fotosíntesis
(DAVIES y ALBRIGO, 1994).
CUADRO 3. Resultados contrastes ortogonales de la tasa promedio de crecimiento en altura y diámetro del tallo de plantas de cítricos desarrolladas en un sistema aeropónico bajo tres concentraciones de la solución nutritiva de Hoagland.
Tasa de crecimiento relativo1 50 % 100% 150%
Intervalo de días
después del transplante
Altura Diámetro de tallo Altura Diámetro
de tallo Altura Diámetro de tallo
0 - 70 0.76 a e f 0.25 e f 0.42 c 0.14 c 0.73 b d f 0.31 b d f 0 - 7 0.02 a e 0.05 0.04 0.21 0.09 b d 0.03 7-14 0.1 0.003 0.14 0.03 0.1 0.01 14- 21 0.13 a f 0.03 0.05 c 0.01 0.01 b f 0.02 21-28 0.09 0.04 f 0.08 0.02 0.06 0.04 f 28-35 0.08 a e f 0.08 a e 0.05 0.003 c 0.06 d f 0.04 b d 35-42 0.05 a f 0.02 a e f 0.02 c 0.01 0.04 b f 0.1 b d f 42-49 0.03 e f 0.02 a e 0.01 c 0.01 c 0.05 b d f 0.04 b d 49-56 0.03 f 0.1 a e f 0.02 0.03 c 0.04 b d f 0.03 d f 56-63 0.07 0.04 f 0.05 0.02 0.06 0.05 b d f 63-70 0.09 a e f 0.05 0.06 c 0.04 0.07 f 0.06
1 Datos analizados por medio de contrastes ortogonales
Las letras en las filas indican que: a La media del tratamiento 50 % es diferente (α= 0.05) del promedio de los tratamientos 100% y 150%. b La media del tratamiento 150% es diferente (α= 0.05) del promedio del tratamiento 100%. c La media del tratamiento 100% es diferente (α= 0.05) del promedio del tratamiento 50%. d La media del tratamiento 150% es diferente (α= 0.05) del promedio de los tratamientos 50% y 100%. e La media del tratamiento 50% es diferente (α= 0.05) del promedio del tratamiento 150%. f La media de los tratamientos 50% y 150% es diferente (α= 0.05) del promedio del tratamiento 100%.
28
CUADRO 4. Resultados contrastes ortogonales del número de hojas promedio de plantas de cítricos desarrolladas en un sistema aeropónico bajo tres concentraciones de la solución nutritiva de Hoagland..
Crecimiento promedio del número de hojasl
50 % 100% 150% Intervalo de días
después del transplante
Número de hojas Número de hojas Número de hojas
0 - 70 19.3 a f 16.2 c 19.3 b d f 0 - 7 11.6 f 11 c 12 b d f 7-14 13.8 a e f 13.6 11.7 b d f 14- 21 11.8 a e f 12.5 13 d f 21-28 13.2 a e f 12.8 13.4 f 28-35 14.6 13.4 c 14.7 b 35-42 15 14.3 15.4 b 42-49 15.8 14.3 c 15.7 b 49-56 15.7 f 13.9 c 16.1 b d f 56-63 16.5 f 15 c 17.1 b d f 63-70 17.6 f 15.3 c 18.2 b d f
l Datos analizados por medio de contrastes ortogonales
Las letras en las filas indican: a La media del tratamiento 50 % es diferente (α= 0.05) del promedio de los tratamientos 100% y 150%. b La media del tratamiento 150% es diferente (α= 0.05) del promedio del tratamiento 100%. c La media del tratamiento 100% es diferente (α= 0.05) del promedio del tratamiento 50%. d La media del tratamiento 150% es diferente (α= 0.05) del promedio de los tratamientos 50% y 100%. e La media del tratamiento 50% es diferente (α= 0.05) del promedio del tratamiento 150%. f La media de los tratamientos 50% y 150% es diferente (α= 0.05) del promedio del tratamiento 100%.
4.1.2. Potencial hídrico
El potencial hídrico es una medida para cuantificar cómo es el estatus hídrico de las plantas,
su valor va a depender de las condiciones de cultivo y del tipo de planta. Es importante
cuantificar este valor, ya que las plantas presentan síntomas evidentes de estrés en el follaje
sólo cuando se ha llegado a niveles severos (LUGO, ARANJO y VILLALOBOS, 1996).
29
Estadísticamente los valores obtenidos de potencial hídrico (Cuadro 5) son diferentes, siendo
el tratamiento del 50% el que obtuvo un menor valor y no existiendo diferencias entre los
tratamientos de 100% y 150%.
En general, los valores concuerdan con los resultados obtenidos por OKATANI et al. (1995)
para cítricos producidos bajo un sistema hidropónico NFT, donde midió potencial hídrico en
un rango de –1 a –0.5 MPa. Además, señalan que el potencial hídrico está relacionado con el
crecimiento de las plantas, cuando el crecimiento es activo el potencial hídrico fue más bajo.
En general, valores entre -0 y -1 se considera que las plantas están bien hidratadas, -1 y -2 las
plantas se encuentran bajo una condición de estrés moderado.
4.1.3. Contenido foliar de nitrógeno total
Las plantas de cítricos, a partir de la tercera semana después del transplante, presentaron un
aspecto clorótico tanto en sus hojas nuevas como viejas. Este síntoma se atribuye a un déficit
de nitrógeno, ya que éste es un constituyente de la clorofila, además, es importante para el
balance entre la RuBP y la clorofila que es fundamental para mantener una fotosíntesis
eficiente (LAVON, SALOMON y GOLSCHMIDT, 1999). Para verificar si la clorosis es
producto de un déficit de nitrógeno se presenta en el Cuadro 5 los resultados del análisis
foliar efectuado a las plantas.
Según ensayos de LAVON, SALOMON y GOLDSCHMIDT (1999), un nivel de nitrógeno
total foliar considerado normal es de 2.68%, valor inferior a lo obtenido en este ensayo, por
lo que la clorosis que presentaron las plantas no se debe a un déficit de este nutriente si no a
otras causas como exceso de nitrógeno o deficiencia de otros minerales. Un déficit de
magnesio y calcio provoca una clorosis foliar, y una disminución importante de clorofila.
30
CUADRO 5. Porcentaje de nitrógeno total foliar y potencial hídrico de las plantas
Tratamiento % Nitrógeno foliar Potencial hídrico (MPa)
50% 3.56 -0.892 a 100% 4.7 -0.605 b 150% 3.86 -0.680 b
4.1.4. pH y conductividad eléctrica de la solución nutritiva
Como se observa en la Figura 5, los valores de pH medidos durante el desarrollo del ensayo
presentan una tendencia y magnitud similar entre los tratamientos, manteniéndose dentro del
rango permitido para las plantas de cítricos producidas bajo un sistema hidropónico.
La conductividad eléctrica (Figura 6) de cada uno de los tratamientos del ensayo presenta un
patrón similar de aumento y disminución en el tiempo, pero la magnitud es diferente, ya que
ésta se relaciona directamente con la concentración de la solución nutritiva. Es decir, los
tratamientos con 100% y 150% presentan una mayor conductividad eléctrica que el
tratamiento con 50%. Además, la variación de la conductividad eléctrica está relacionada con
las temperaturas, ya que bajo un estrés por altas temperatura, las plantas transpiran más y las
sales de la solución tienden a concentrarse, lo que produce un aumento de la conductividad
eléctrica de la solución nutritiva (POKLUDA y KOBZA, 2001).
4.1.5. Radiación fotosintéticamente activa
La importancia de medir la luz radica en el hecho de que ésta es esencial para el crecimiento
de las plantas, ya que afecta directamente la fotosíntesis. En general, cuando las plantas están
en condiciones óptimas de luz y niveles de CO2, a medida que aumente la luz va a aumentar
la fotosíntesis hasta determinado nivel en que la fotosíntesis deja de aumentar.
En el Cuadro 6 se presentan los resultados de la medición de la radiación fotosintéticamente
activa promedio recibida por los tratamientos. Se observa claramente que el tratamiento del
50% recibe mayor radiación que el resto, esto probablemente se debe a la posición de la mesa
31
FIGURA 5. pH de la solución nutritiva de Hoagland registradas durante el desarrollo de
plantas de cítricos en un sistema aeropónico bajo tres concentraciones de la solución nutritiva de Hoagland (50%, 100% y 150%).
4,5
4,8
5,1
5,4
5,7
6
6,3
6,6
6,9
6/11/02
13/11/02
20/11/02
27/11/02
4/12/02
11/12/02
18/12/02
25/12/02
1/01/03
8/01/03
15/01/03
Fechas
pH
50% 100% 150%
32
FIGURA 6. Conductividad eléctrica y temperaturas promedio semanales aérea y radicular registradas durante el desarrollo de plantas de cítricos en un sistema aeropónico bajo tres concentraciones de la solución nutritiva de Hoagland (50%, 100% y 150%).
20,021,022,023,024,025,026,0
0 - 7
7,-1
4
14- 2
1
21-2
8
28-3
5
35-4
2
42-4
9
49-5
6
56-6
3
63-7
0
Días después del transplante
Tem
pera
tura
med
iaºC
1,01,52,02,53,03,54,0
CE
, dS/
m
Temperatura media radicular Temperatura media aéreaCE 50% CE 100%CE 150%
33
dentro del invernadero, ya que estaba norte – sur con el costado hacia la pared poniente del
invernadero. En general, un frutal requiere de 500 – 800 µmol fotones m-2 s-1 para lograr una
fotosíntesis estable en un nivel máximo (RAZETO, 1999), pero en el caso de este ensayo, por
tratarse de plantas de vivero en que el área foliar es menor, la fotosíntesis máxima se logra
con menor radiación, debido a esto los valores medidos de radiación fotosintéticamente
activa no deberían ser restrictivos para el desarrollo de las plantas.
CUADRO 6. Radiación fotosintéticamente activa.
Tratamientos Radiación fotosintéticamente activa µmol fotones m2s-1
50% 601.6 100% 395,7 150% 331,9
4.2 Ensayo 2: Evaluación de tres manejos de la solución nutritiva de Hoagland en un sistema aeropónico para el portainjerto Citrus macrophylla
4.2.1. Crecimiento vegetativo
En este ensayo sólo se pudo analizar los tratamientos de ácido nítrico y ácido nítrico,
fosfórico y sulfúrico, ya que el tratamiento correspondiente a la sustitución de la solución
nutritiva a las dos semanas de haberse iniciado el ensayo hubo que reponer las plantas, ya que
las inicialmente instaladas se secaron por la pérdida de la solución nutritiva.
Entre los tratamientos de ácido nítrico y ácido nítrico, fosfórico y sulfúrico (Cuadro 7 y
Cuadro 8) los resultados de las comparaciones de medias indican que no tiene el mismo
efecto sobre las plantas manejar la solución nutritiva aplicando sólo ácido nítrico que
manejando la solución con ácido nítrico, fosfórico y sulfúrico. En los tres parámetros
evaluados, altura, diámetro del tallo y número de hojas se observa que hubo diferencias entre
la primera y última medición, lográndose mejores resultados con el tratamiento cuya solución
nutritiva fue manejada con ácido nítrico, ácido sulfúrico y ácido fosfórico.
34
CUADRO 7. Resultados comparaciones de medias de las tasa de crecimiento de altura y diámetro del tallo en un sistema aeropónico bajo dos métodos de manejo de la solución nutritiva de Hoagland.
Tasa de crecimiento relativol
HNO3 HNO3 HSO3 H3 PO4
Intervalo de días después del transplante
Altura Diámetro de tallo Altura Diámetro de
tallo
0 - 70 0.29 a 0.1 a 0.53 0.22 0 - 7 0.06 0.09 0.05 0.1 7-14 0.05 a 0.01 0.1 0.003 14- 21 0.04 a 0.01 0.07 0.01 21-28 0.03 0.05 0.03 0.04 28-35 0.05 a 0.03 a 0.06 0.08 35-42 0.02 0.01 a 0.03 0.2 42-49 0.01 0.01 0.03 0.14 49-56 0.03 0.04 0.02 0.04 56-63 0.07 0.01 a 0.04 0.01 63-70 0.09 a 0.04 0.04 0.05
l Datos analizados por medio de comparaciones de medias
Las letras en las filas indican: a La media del tratamiento HNO3 es diferente (α= 0.05) al promedio del tratamiento correspondiente a HNO3 HSO3 H3 PO4.
Al igual que en el ensayo anterior se observa que a mayor temperatura disminuye la tasa de
crecimiento en altura de las plantas. En cuanto al diámetro de los tallos, la tasa no presenta
una tendencia clara respecto de la temperatura, ya que se observa que aumenta o disminuye
independiente de esta (Figura 7 y Figura 8).
4.2.2. Potencial hídrico
Los tratamientos de este ensayo no presentan diferencias estadísticas respecto de los valores
de potencial hídrico y, al igual que en el ensayo anterior, los valores medidos de potencial son
similares a los obtenidos por OKATANI et al. (1995) (Cuadro 9).
35
FIGURA 7. Tasa de crecimiento promedio medida como altura y las temperaturas promedio
semanal radicular y aérea registradas durante el desarrollo de plantas de cítricos en un sistema aeropónico bajo dos modalidades de manejo de la solución nutritiva (ácido nítrico y una combinación de ácido nítrico, fosfórico y sulfúrico).
20,021,022,023,024,025,026,0
0 - 7
7,-1
4
14- 2
1
21-2
8
28-3
5
35-4
2
42-4
9
49-5
6
56-6
3
63-7
0
Días después del transplante
Tem
pera
tura
med
ia º
C
00,010,020,030,040,050,060,070,08
Tas
a de
cre
cim
ient
o
Temperatura media radicular Temperatura media aéreaAltura promedio
36
FIGURA 8. Tasa de crecimiento promedio medida como diámetro del tallo y las temperaturas promedio semanal aérea y radicular, registradas durante el desarrollo de plantas de cítricos en un sistema aeropónico bajo dos modalidades de manejo de la solución nutritiva (ácido nítrico y una combinación de ácido nítrico, fosfórico y sulfúrico).
20,021,022,023,024,025,026,027,028,0
0 - 7
7,-1
4
14- 2
1
21-2
8
28-3
5
35-4
2
42-4
9
49-5
6
56-6
3
63-7
0
Días después del transplante
Tem
pera
tura
med
ia
sem
anal
, ºC
0,00
0,02
0,04
0,06
0,08
0,10
Tas
a de
cre
cim
ient
o
Temperatura media semanal aerea Temperatura media semanal radicularTasa de crecimiento como diámetro del tallo
37
CUADRO 8. Resultados comparaciones de medias del número de hojas de plantas de cítricos en un sistema aeropónico bajo dos métodos de manejo de la solución nutritiva.
Crecimiento medido como número de hojasl
HNO3 HNO3 HSO3 H3 PO4
Intervalo de días después del transplante Número de hojas Número de hojas
0 – 70 14 a 18 0 – 7 11 11 7-14 11 12 14- 21 12 12 21-28 12 13 28-35 13 a 14 35-42 13 a 15 42-49 13 a 15 49-56 13 a 16 56-63 14 a 16 63-70 14 a 17
l Datos analizados por medio de comparaciones de medias.
Las letras en las filas indican: a La media del tratamiento HNO3 es diferente (α= 0.05) al promedio del tratamiento correspondiente a HNO3 HSO3 H3 PO4
4.2.3. Contenido foliar de nitrógeno total
Estas plantas presentaron un estado clorótico general, del mismo modo como las plantas de
ensayo 1. En el Cuadro 9 se presentan los porcentajes de nitrógeno total foliar medido a las
plantas de cítricos. Si se compara estos resultados con lo obtenido por LAVON, SALOMON
y GOLDSCHMIDT (1999) se concluye que estas plantas también presentan niveles de
nitrógeno foliar total superior, por lo que la clorosis no se debe a la falta de nitrógeno.
CUADRO 9. Porcentaje de nitrógeno foliar y potencial hídrico medido a plantas de cítricos.
Tratamiento % Nitrógeno foliar Potencial hídrico (Mpa)
HNO3 3.78 -0.705 a
HNO3 HSO3 H3PO4 3.5 -0.778 a
38
4.2.4. pH y conductividad eléctrica de la solución nutritiva
El pH de las soluciones nutritivas de ambos tratamientos, al igual que las soluciones del
ensayo 1 presenta un comportamiento similar, ya sea en tendencia y magnitud (Figura 9),
manteniéndose dentro del rango tolerado por las plantas.
Como se observa en la Figura 10, la conductividad eléctrica presenta una tendencia de
variación similar entre los tratamientos, esta variación está relacionada con las altas
temperaturas registradas en el período y las bajas de la conductividad eléctrica coinciden con
las fechas en que las soluciones nutritivas fueron reemplazadas.
4.2.5. Radiación fotosintéticamente activa
En la Cuadro 10 se presentan los resultados de la medición de la radiación fotosintéticamente
activa recibida por los tratamientos, de lo que se desprende que el tratamiento cuya solución
nutritiva fue manejada con ácido nítrico recibió mayor radiación que el tratamiento con ácido
nítrico, sulfúrico y fosfórico. Estos valores, al igual que en el ensayo 1, no deberían presentar
restricciones para el desarrollo de las plantas, porque si bien están bajo el rango en que las
plantas logran una fotosíntesis máxima, al ser plantas de vivero su área foliar es menor, por lo
que su fotosíntesis máxima ocurre con menor radiación fotosintéticamente activa.
CUADRO 10. Radiación fotosintéticamente activa
Tratamientos Radiación fotosintéticamente activa promedio µmol fotones m-2 s-1
HNO3 419.6 HNO3 HSO4 H2PO4 331.2
39
FIGURA 9. pH de la solución nutritiva registrado durante el desarrollo de plantas de cítricos en un sistema aeropónico bajo dos modalidades de manejo de la solución nutritiva (ácido nítrico y una combinación de ácido nítrico, fosfórico y sulfúrico).
4,6
4,9
5,2
5,5
5,8
6,1
6,4
6/11/02
13/11/02
20/11/02
27/11/02
4/12/02
11/12/02
18/12/02
25/12/02
1/01/03
8/01/03
15/01/03
Fechas
pH
Ácido nítrico Ácido nítrico, ácido sulfúrico, ácido fosfórico
40
FIGURA 10. Conductividad eléctrica y temperaturas promedio semanales aéreas y radicular registradas durante el desarrollo de plantas de cítricos en un sistema aeropónico bajo dos
modalidades de manejo de la solución nutritiva (ácido nítrico y una combinación de ácido nítrico, fosfórico y sulfúrico).
20,021,022,023,024,025,026,0
7,-1
4
14- 2
1
21-2
8
28-3
5
35-4
2
42-4
9
49-5
6
56-6
3
63-7
0
Días después del transplante
Tem
pera
tura
med
ia ºC
1,5
2,0
2,5
3,0
3,5
CE
, dS/
m
Temperatura promedio radicular Temperatura promedio aéreaCE HNO3 CE HNO3 H3PO4 HSO3
41
5. CONCLUSIONES
Este trabajo permitió demostrar que es posible desarrollar plantas de vivero de cítricos que
presentan un crecimiento entre 10 cm y 60 cm de altura en un período de 70 días bajo un
sistema aeropónico
Al evaluar la concentración de la solución nutritiva de Hoagland bajo un sistema aeropónico
para el portainjerto de cítrico Citrus macrophylla, se puede decir que el tratamiento que
presentó el mayor crecimiento fue el del 50% de la solución nutritiva, en comparación con los
tratamientos de 100% y 150% de la solución.
En cuanto al manejo de la solución nutritiva, el tratamiento con ácido nítrico, ácido fosfórico
y ácido sulfúrico permitió un mayor crecimiento de las plantas, en comparación con el
tratamiento en que la solución nutritiva fue manejada sólo con ácido nítrico.
El desarrollo de este estudio da una pauta técnica para considerar futuras investigaciones
relacionadas con aeroponía.
42
6. RESUMEN
En la actualidad se han generado diversos problemas por el uso de sustratos en la producción de plantas de vivero, debido a que la heterogeneidad y la calidad de éstos no es la adecuada para obtener plantas de buena calidad final. Frente a este inconveniente y como solución al problema se desarrolló un ensayo para la producción de un portainjerto de cítricos (Citrus macrophylla) bajo un sistema aeropónico en la Estación Experimental La Palma de la Universidad Católica de Valparaíso. En este estudio se llevaron a cabo dos ensayos, uno en que se evaluó la concentración de sales de la solución nutritiva de Hoagland a 50%, 100% y 150% sobre el crecimiento del portainjerto y otro en que se evaluó el manejo de la solución nutritiva - con ácido nítrico solamente, una combinación de ácido nítrico, ácido fosfórico y ácido sulfúrico y sustituyendo la solución nutritiva cada 1 a 1.5 semanas -. En ambos ensayos se midieron parámetros vegetativos como altura de la planta, diámetro del tallo y número de hojas, además, del pH y conductividad eléctrica de la solución nutritiva, la temperatura aérea y radicular, el potencial hídrico, la radiación fotosintéticamente activa y el contenido foliar de nitrógeno total. Como resultado del ensayo se puede concluir que las plantas del portainjerto de cítrico crecen en este sistema entre los 10 y los 60 cm de altura. En cuanto a las concentraciones de sales de la solución nutritiva se concluye que el mejor resultado se obtuvo con el 50%. En el ensayo del manejo de la solución nutritiva sólo se pudo evaluar dos tratamientos – ácido nítrico y ácido nítrico, fosfórico y sulfúrico -, ya que en el tratamiento de sustitución de la solución se perdió en el transcurso del ensayo, perdiéndose las plantas, por lo que no pudieron ser evaluadas, pero entre los tratamientos restantes se obtuvo el mayor resultado en cuanto a crecimiento en altura y diámetro del tallo con la aplicación de la mezcla de ácido nítrico sulfúrico y fosfórico.
43
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48
ANEXOS
49
ANEXO 1. Solución de Hoagland
Solución de Hoagland
Concentración (ppm) Concentración (meq/litros)
N
P
K
Mg
Ca
S
Fe
Mn
B
Cu
Zn
Mo
210
31
234
34
160
64
2.5
0.5
0.5
0.02
0.05
0.01
15
1
6
3
8
4
0.09
0.01
0.05
3.1*10-4
1.6*10-3
1.04*10-4
50
ANEXO 2. Análisis de fertirrigación del agua utilizada para las soluciones nutritivas. Nitrato (mmol-/lt) : 0.99 Fosfato (mmol-/lt) : 0.01 Bicarbonato (mmol-/lt) : 3.02 Amonio (mmol-/lt) : 0.14 Calcio (mmol-/lt) : 2.91 Magnesio (mmol-/lt) : 2.75 Potasio (mmol-/lt) : 0.03 Fierro (mg/lt) : NSD Cobre (mg/lt) : NSD Zinc (mg/lt) : NSD Manganeso (mg/lt) : NSD Boro (mg/lt) : 0.07 PH : 6.63 Ce (dS/m) : 0.67 Sodio (mmol+/lt) : 1.04 Sulfatos (mmol-/lt) : 2.53 Cloruros (mmol-/lt) : 0.62 NSD: No se determinó
