Síntesis y evaluación de la actividad anticonvulsionante de las fenil alcohol amidas

7/23/2019 Síntesis y evaluación de la actividad anticonvulsionante de las fenil alcohol amidas

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INSTITUTO POLITECNICO NACIONAL

ESCUELA NACIONAL DE CIENCIAS BIOLOGICAS

MÉXICO, D.F. ENERO 2011

“Síntesis y evaluación de la actividad

anticonvulsionante de lasfenil alcohol amidas”

T E S I S

QUE PARA OBTENER EL GRADO DEMAESTRO EN

CIENCIAS QUIMICOBIOLÓGICAS

P R E S E N T A

QFB. HILDA BEATRIZ POLANCO MINAYA



INSTITUTO POLITECNICO NACIONAL

SECRETARIA DE INVESTIGACION Y POSGRADO

En la Ciudad de Mexico D. F., siendo las 10:00 hor as del d.f a 17 del mes de

diciembre del 2010 se reunier on los miembr os de la Comisi6n Revisor a de Tesis designada

par el Colegio de Prof esores de Estudios de Posgr ado e Investigaci6n de la Escuela Nacional

de Ciencias Biol68icas para examinar la tesis titulada:

Presentada par el alumna:

Polanco Apellido paterno

Minaya Apellido materno

Con r egistro:

Maestr fa en Ciencias Quimicobiol6gicas

Despues de inter cambiar opiniones, los miembros de la Comisi6n manifestaron APROBAR LA

OEFENSA DE LA TES/S, en virtud de que satisface los requisitos senalados par las

disposiciones reglamentar ias vigentes.

iF :? :Dr . Ser gio Enrique Meza Toledo

J_r J \Dra.~aler o



/ N ST/TUTO POL/TECN/CO N AC/O NA L

SECRETARi A D E I NVESTIG ACIO N Y POSGR A DO

En la Ciudad de _ Mexico, D.F., el dia _ 05 _ del mes ener o del ano _2011, el (la) que suscribe

QFB. Hilda Beatriz Polanco Minaya alumno (a) d el Programa d e Maestrf a en Ciencias

Quimicobiol6gicas con numero de registro B081639, adscrito a la Escuela Nacional d e

Ciencias Biol6gicas, manif iesta que es autor (a) intelectual del pr esente tra bajo d e Tesis ba jola dir ecci6n d el Dr. Ger man Alberto Chamorr o Cevallos y d el Dr. Sergio Emique Meza

Toled o y ced en los derechos d el traba jo intitulado "Sintesis y evaluaci6n de la actividad

anticonvulsionante d e las fenil alcohol amid as", al Instituto Politecnico Nacional para su

dif usi6n, con f ines acad emicos y de investigaci6n.

Los usuar ios d e la infonnaci6n no deben reprod ucir el contenid o textual, gr af icas 0 d atos del

tr a bajo sin el pemliso ex pr eso del autor y/o dir ector d el tr aba jo. Este pued e ser o btenid o

escr ibiendo a la siguiente d irecci6n [email protected] . Si el permiso se otor ga, el

usuario deber a d ar el agrad ecimiento corr espondiente y citar la fuente del mismo.

/erman Alber to Chamorr o Cevallos

mailto:[email protected]
















Este trabajo fue realizado en el Laboratorio de Quimioterapia Experimental

del Departamento de Bioquímica y en el Laboratorio de Toxicología

Preclínica del Departamento de Farmacia de la Escuela Nacional De Ciencias

Biológicas del Instituto Politécnico Nacional bajo la dirección de los

Doctores Germán Alberto Chamorro Cevallos y Sergio Enrique Meza Toledo

con el apoyo de la Secretaría de Investigación y Posgrado del IPN. Proyecto

SIP20100520.



Dedicatoria

A m is padres

A quienes agradezco su apoyo incondicional durante mi preparación

académica, por su preocupación durante mis desvelos y por la confianza que

depositan en mí todos los días. Para ustedes con cariño.



Agradecimientos

Al Dr. Sergio Enriq ue Meza Toledo

Por el tiempo y asesoría que me brindó durante el desarrollo de este trabajo

Al Dr. Germán A. Chamo rro Ceval los

Por su apoyo y dedicación en la dirección de este trabajo

A los profesores:

Dra. Norm a Paniagua Castro

Dra. El izdat h Martínez Galero

Dr. Javier Peralta Cruz

Dr. Jorg e Pacheco Rosado

Dr. Javier Peralta Cruz

Por sus valiosos consejos en la revisión de este trabajo

A Dra. Norm a Paniagua Castro

Por su apoyo técnico en la realización del ensayo de electrochoque

A M. en C. María Angélic a Mojic a V ill egas

Por su valiosa colaboración en la realización del ensayo de electrochoque

A m is compañeros d el laborator io de quim ioterapia experim ental

Gabriel, Claudia, Amelia, Miguel Angel y Guillermo por su apoyo incondicional

Al Co ns ejo Nacio nal de Cien cia y Tecnolo gía (CONACYT)

Por la beca con registro 210208 que me fue otorgada para realizar mis estudiosde posgrado

Al Insti tut o Politécn ico Nacio nal

Por la beca institucional que me fue otorgada para la realización de la tesis



Indice general

Páginas

Resumen I

1. Introducción 1

1.1. Epilepsia 1

1.2. Clasificación de las epilepsias 1

1.2.1. Crisis parciales 2

1.2.2. Crisis generalizadas 3

1.3. Neuroanatomía 4

1.4. Bases neuroquímicas de la epilepsia 6

1.4.1. Neurotransmisores 6

1.4.2. Sistema inhibidor GABAérgico 7

1.4.3. Sistema excitador Glutamatérgico 9

1.5. Modelos experimentales de epilepsia en ratón 10

1.5.1. Electrochoque 10

1.6. Tratamiento de las epilepsias 11

1.6.1. Mecanismos de acción de los fármacos antiepilépticos 11

1.7. Hexanamidas: nuevos anticonvulsionantes desarrollados en México 13

2. Justificación 18

3. Hipótesis 19

4. Objetivos 20

4.1. Objetivo general 20

4.2. Objetivos específicos 20

5. Estrategia experimental 21

5.1. Síntesis de la 3’-trifluorometil-propiofenona 21

5.1.1. Obtención de la propionaldoxima (paso 1) 21

5.1.2. Obtención de la oxima de la 3’-trifluorometil-propiofenona

(paso 2) 21

5.1.3. Obtención de la 3’-trifluorometil-propiofenona (paso 3) 22

5.2. Síntesis de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona 23

5.2.1. Obtención de la 3’-trifluorometil-acetanilida (paso 2A) 23

5.2.2. Obtención de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida (paso 2B) 24

5.2.3. Obtención de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina (paso 2C) 245.2.4. Obtención de la oxima de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona



(DL-3’-CF3-HEPP) 52

6.3.1. Obtención del DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propio-

nato de etilo 52

6.3.2. Obtención de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propio-

namida (DL-3’-CF3-HEPP) 55

6.4. Evaluación de la actividad anticonvulsionante 58

6.4.1. Electrochoque máximo 58

7. Discusión 63

7.1. Caracterización de los compuestos 63

7.1.1. Espectrofotometria de infrarrojo 63

7.1.1.1. Espectros de IR de 3’-trifluorometil-acetanilida y 3’-trifluoro-

metil-4’-nitro-acetanilida 64

7.1.1.2. Espectro de IR de 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina 64

7.1.1.3. Espectros de IR de la 3’-trifluorometil-propiofenona y de la 3’-

trifluorometil-4-nitro-propiofenona 64

7.1.1.4. Espectros de IR de los hidroxiesteres de DL-HEPP y del DL-3’

-CF3-HEPP 64

7.1.1.5. Espectros de IR del DL-HEPP y del DL-3´-CF3 –HEPP 65

7.1.2. Espectrofotometría de resonancia magnética nuclear de hidró-

geno (RMN-1H) 65

7.1.2.1. Espectrofotometria de RMN-1H de 3’-trifluorometil-acetanilida

y de 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida 66

7.1.2.2. Espectros de RMN-1H de 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina 66

7.1.2.3. Espectros de RMN-1H del DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenilpropionato

de etilo y del DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propio-

nato de etilo 66

7.1.2.4. Espectros de RMN-1H del DL-HEPP y del DL-3’-CF3-HEPP 67

7.1.3. Espectrofotometria de resonancia magnética nuclear de carbo-

no 13 (RMN-13C) 68

7.1.3.1. Espectrofotometria de RMN-13C de 3’-trifluorometil-acetanili-

da y 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida 68

7.1.3.2. Espectro de RNM-13C de 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina 68

7.1.3.3. Espectros de RMN-13

C del DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propio-nato de etilo y del DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-pro-



pionato de etilo 69

7.1.3.4. Espectros de RMN-13C del DL-HEPP y del DL-3’-CF3-HEPP 70

7.2. Actividad anticonvulsionante 70

7.2.1. Electrochoque 70

8. Conclusiones 73

9. Referencias bibliográficas 74

Indice de figuras

páginas

Fig. 1. Síntesis de GABA 7

Fig. 2. Sinapsis GABAérgica 8

Fig. 3. Sinapsis glutamatérgica 9

Fig. 4. Estructura del anillo heterocíclico de los anticonvulsionantes 11

Fig. 5. Estructura química de las pirrolidinonas 14

Fig. 6. Estructura química del HEPB y de sus homólogos inferiores 15

Fig. 7. Estructura química de los homólogos estructurales del HEPA 16

Fig. 8. Esquema general de reacción para la síntesis de la 3’-trifluoro-

metil-propiofenona 21

Fig. 9. Esquema general de reacción para la síntesis de la 3’-trifluoro-

metil-4’-nitro-propiofeno 23

Fig. 10. Esquema general de reacción para la síntesis de DL-3-hidroxi-

3-etil-3-fenil-propionamida (DL-HEPP) 26

Fig. 11. Esquema general de reacción para la síntesis de DL-3-hidroxi-

3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida (DL-3’-CF3-HEPP) 28

Fig. 12. Espectro de IR de la propionaldoxima 32

Fig. 13. Espectro de IR de la oxima de la 3’-trifluorometil-propiofenona 33

Fig. 14. Espectro de IR de la 3’-trifluorometil-propiofenona 34

Fig. 15. Espectro de IR de la 3’-trifluorometil-acetanilida 35

Fig. 16. Espectro de RMN-1H de la 3’-trifluorometil-acetanilida 36

Fig. 17. Espectro de RMN-13C de la 3’-trifluorometil-acetanilida 37

Fig. 18. Espectro de IR de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida 38

Fig. 19. Espectro de RMN-1

H de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida 39Fig. 20. Espectro de RMN-13C de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida 40



Fig. 21. Espectro de IR de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina 41

Fig. 22. Espectro de RMN-1H de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina 42

Fig. 23. Espectro de RMN-13C de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina 43

Fig. 24. Espectro de IR de la oxima de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propio-

fenona 44

Fig. 25. Espectro de IR de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona 45

Fig. 26. Espectro de IR de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de etilo 46

Fig. 27. Espectro de RMN-1H de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato

de etilo 47

Fig. 28. Espectro de RMN-13C de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato

de etilo 48

Fig. 29. Espectro de IR de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida

(DL-HEPP) 49

Fig. 30. Espectro de RMN-1H de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propiona-

mida (DL-HEPP) 50

Fig. 31. Espectro de RMN-13C de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propiona-

mida (DL-HEPP) 51

Fig. 32. Espectro de IR de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-

propionato de etilo 52

Fig. 33. Espectro de RMN-1H protón de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluoro-

metilfenil)-propionato de etilo 53

Fig. 34. Espectro de RMN-13C de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometil-

fenil)-propionato de etilo 54

Fig. 35. Espectro de IR de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)

propionamida (DL-3’-CF3-HEPP) 55

Fig. 36. Espectro de RMN-1H de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometil-

fenil)-propionamida (DL-3’-CF3-HEPP) 56

Fig. 37. Espectro de RMN-13C de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometil-


Fig. 38. Curva dosis-respuesta de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propiona-

mida (DL-HEPP) 60

Fig. 39. Curva dosis-respuesta de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometil-




Indice de tablas

Tabla 1. Dosis utilizadas de los compuestos sintetizados 30



RESUMEN

El DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenilpropionamida (DL-HEPP) es un

compuesto anticonvulsionante que se encuentra en fase clínica II de estudio

en humanos. Con el fin de incrementar su potencia anticonvulsionante, se

planeó introducir el grupo trifluorometilo en su anillo aromático para

incrementar la hidrofobicidad de dicho compuesto.

Por lo anterior, se sintetizó y evaluó la actividad anticonvulsionante

del compuesto DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida (DL-

3’-CF3-HEPP). Este se sintetizó mediante la reacción entre la 3’-

trifluorometil-propiofenona con el bromoacetato de etilo, en presencia delzinc, formándose el hidroxiéster correspondiente, el cual al tratarse con

amoniaco dió el DL-3’-CF3 –HEPP.

El DL-3’-CF3 –HEPP se caracterizó mediante las técnicas de

espectroscopía de infrarrojo y resonancia magnética nuclear de hidrógeno y

de carbono 13, y los resultados obtenidos confirmaron la estructura

planeada. Se evaluó la actividad anticonvulsionante del DL-3’-CF3 –HEPP

utilizando el modelo de electrochoque como inductor de las convulsiones en

ratones. Las dosis efectivas al 50 % encontradas para el DL-HEPP y DL-3’-

CF3 –HEPP fueron de 110.6 (96.1 – 145.8) y 39.9 (34.1 – 48.7) mg/kg,

respectivamente. La sustitución del hidrógeno 3’ del anillo aromático del DL-

HEPP por un grupo trifluorometilo incrementó su potencia

anticonvulsionante.



1

1. Introducción

1.1. Epilepsia

La epilepsia es una afección crónica, de etiología diversa, caracterizada

por la repetición de crisis resultantes de la hiperactividad (descarga excesiva y

simultánea) de grupos de neuronas cerebrales (foco epiléptico), (McNamara,

1994).

Las neuronas están organizadas en redes complejas, en estado de

equilibrio permanente entre mecanismos excitadores e inhibidores. Las crisis

sobrevienen en el momento en que estas redes escapan a los procesos de

control del funcionamiento neuronal normal provocando una alteración

repentina, involuntaria, de duración limitada que se presenta como cambios

motores, sensoriales, autonómicos o de conciencia producidos por actividad

cerebral. Las crisis se pueden presentar con o sin interrupción de la conciencia

(capacidad de responder a estímulos del medio ambiente y de recordarlos

después), con movimientos de los ojos o del cuerpo o sin ellos. La forma en

que una crisis epiléptica se manifiesta nos informa del área cerebral implicada.

Aproximadamente el 1% de la población mundial padece de epilepsia y

es el segundo trastorno neurológico más frecuente. El 80% de esta población

sufre de convulsiones que pueden ser controladas con medicamentos (Porter y

Pitlick, 2007).

1.2. Clasificación de las epilepsias

En la epilepsia participan las células que componen el sistema nervioso.

Las crisis de epilepsia se caracterizan por sus síntomas clínicos,

(manifestaciones motoras, sensoriales, psíquicas, etc.) y por su traducción

electroencefalográfica. Clasificar las crisis epilépticas significa describirlas

correctamente, identificarlas para su diagnóstico y para la selección del

tratamiento específico. La clasificación de las crisis epilépticas está basada en

la diferencia entre crisis focales o parciales, y aquellas que son generalizadas

desde un principio (McNamara, 1994; Rubio, 1997; Chan et al., 2003).



2

1.2.1. Crisis parciales.

Las crisis parciales implican inicialmente una porción limitada de las

neuronas corticales de un solo hemisferio cerebral; pueden o no generalizarse.

También puede haber o no alteración de la conciencia. Las manifestaciones de

estas crisis dependen del área implicada. Entre las principales variedades se

tiene:

a) Crisis parciales simples, que empiezan con la hiperactividad de un

foco epiléptico en la corteza cerebral, usualmente áreas temporales o frontales.

Entonces se verán síntomas que implican las emociones, como un cambio en

la conducta, sin pérdida de la conciencia. La persona se encuentra alerta,

responde a las preguntas y puede recordar sus crisis. Se producen alteraciones

que sólo nota el paciente (olores anormales, sensaciones extrañas, miedo,

etc.). Suelen durar menos de un minuto (Commission, 1989).

De acuerdo con sus manifestaciones, se han subclasificado en: i)

motoras, implican la activación o relajación repentina de un músculo o de un

grupo de músculos, por lo general localizados en el lado opuesto del cuerpo

aquel en que se generan en el cerebro, ii) sensoriales, provocan alteraciones

en la percepción sensorial. Puede referirse como hormigueo o adormecimiento

de alguna parte del cuerpo, flashes o luces de colores localizadas en el lado

contrario a donde se encuentra el foco epiléptico o sonidos u olores o sabores

extraños, iii) autonómicas, se relacionan a las partes del cuerpo que son

controladas automáticamente por el sistema nervioso; consisten en

sensaciones viscerales, náusea, vómito, palidez o sonrojo, sudoración,

dilatación pupilar, incontinencia urinaria o fecal, etc. Son frecuentes en casos

de epilepsia del sistema nervioso límbico (amígdala, hipocampo, hipotálamo) y

iv) psíquicas, pueden manifestarse a nivel del lenguaje, o de la memoria.

Suelen durar algunos minutos. Finalmente, las crisis parciales pueden

generalizarse si la actividad epiléptica se propaga al resto del cerebro. Este es

uno de los principales niveles de acción de los fármacos antiepilépticos: la

protección del tejido sano de ser invadido por la actividad anormal proveniente

del foco irritativo (Commission, 1989).

.



3

b) Crisis parciales complejas, también llamadas psicomotoras o del

lóbulo temporal. Pueden presentarse en personas de cualquier edad. En estas

crisis no se pierde la conciencia pero si se altera. Las crisis duran entre 30

segundos y 3 minutos. Este tipo de crisis también puede generalizarse,

produciendo un ataque tónico-clónico, tónico o clónico. Los pacientes son más

vulnerables a emociones, las cuales pueden desencadenar una crisis

(Commission, 1989).

1.2.2. Crisis generalizadas

Las crisis generalizadas implican, desde el inicio y de manera difusa,

una gran porción de neuronas corticales y subcorticales de ambos hemisferios

cerebrales al mismo tiempo; es decir, son simétricas y sincrónicas. Las vías de

proyección difusa del tálamo y al tallo cerebral se encuentran involucradas en

este tipo de crisis epilépticas. Entre las principales se incluye:

a) Las ausencias, en las cuales se activa un circuito tálamo-cortical de

manera rítmica y exagerada, que llega a afectar la capacidad del sujeto para

comunicarse con su medio. Es decir, son episodios breves de detención brusca

de la actividad motora que implican la interrupción de la conciencia, a veces

con movimientos automáticos simultáneos como relamerse los labios o

arreglarse la ropa, acompañándose de una mirada fija e inexpresiva,

parpadeos y reclinación ligera de la cabeza hacia atrás. Terminan bruscamente

reanudándose la actividad previa. Su duración es de 5-20 segundos,

recobrándose con extraordinaria rapidez la conciencia, ocurren en su gran

mayoría en niños de 4 a 14 años (Commission, 1989).

b) Crisis mioclónicas, que se caracterizan por sacudidas musculares

súbitas, repentinas, breves de un músculo o de un grupo de músculos. Pueden

ser generalizadas o localizadas, simétricas o asimétricas, sincrónicas (ocurrir al

mismo tiempo en varias partes del cuerpo) o asincrónicas. Las contracciones

abarcan frecuentemente los músculos del cuello, los hombros, los brazos, el

cuerpo o los muslos (Commission, 1989).

c) Crisis atónicas, que consisten en periodos breves de pérdida del tono

muscular. Puede ocurrir en un músculo o en un grupo de músculos. Estas crisis



4

son más frecuentes en la infancia y se asocian a golpes, fracturas, ya que el

paciente no tiene fuerza para meter las manos (Commission, 1989).

d) Crisis tónicas, donde se presentan contracciones musculares

repentinas, bruscas de un solo músculo o de un grupo de músculos. También

hay pérdida de la conciencia. Duran menos de 20 segundos y son más

frecuentes durante el sueño y en niños con algún retardo intelectual. Suelen

iniciar con rigidez del cuello, cabeza levantada, ojos abiertos, contracciones

súbitas de los músculos respiratorios y abdominales y a veces caída al suelo.

Después de la crisis, el paciente se muestra confuso, cansado y con dolor de

cabeza (Commission, 1989).

e) Crisis clónicas, que ocurren casi exclusivamente en el recién nacido y

niños pequeños. Se inician con pérdida o alteración de la conciencia, una

sacudida muscular brusca, breve, seguida de otras que duran varios minutos.

Son frecuentemente asimétricas y pueden predominar en alguna parte del

cuerpo (Commission, 1989).

f) Crisis tónico-clónicas, que comienzan de forma brusca e inesperada.

Se distinguen dos fases: la primera es la fase de contracción de todos los

músculos, llamada tónica, comienza con la pérdida brusca del conocimiento,

continuada con rigidez en las cuatro extremidades; en ocasiones los labios

pueden ponerse morados, debido a que en esta fase no se respira. En la

segunda fase se presentan contracciones alternas de músculos flexores y

extensores de ambos lados del cuerpo o solo a un lado del cuerpo. Las crisis

duran de 1 a 3 minutos y pueden acompañarse de mordedura de la lengua o de

las mejillas, golpes contra objetos o muebles que estén cerca del paciente y

relajación de los esfínteres, el paciente puede caer dormido o puede quedar

confuso, desorientado o algo agitado (Commission, 1989).

1.3. Neuroanatomía

La condición esencial para que se presente una crisis epiléptica es la

presencia de un sistema nervioso. Es decir, se puede producir una crisis de tipo

epiléptico en cualquier animal, e incluso en células nerviosas de invertebrados

(Brailowsky 1999).



5

El sistema nervioso central (SNC) está formado por el cerebro y la

medula espinal. El cerebro se divide en 2 hemisferios, el derecho y el izquierdo,

y el cerebelo, una estructura que se encuentra en la parte posterior de la

cabeza, inmediatamente por arriba del cuello (Brailowsky 1999).

Las principales células del SNC son las neuronas y la glía. Las primeras

son las encargadas de producir unas sustancias químicas llamadas

neurotransmisores, que tienen influencia sobre las células vecinas. Las

neuronas están formadas de un cuerpo celular, o soma, y de ramificaciones

que sirven para que las señales que salen o que llegan a la neurona se

transmitan. La ramificación de salida de la señal nerviosa (impulso nervioso o

potencial de acción) se llama axón. Las ramificaciones de llegada se llaman

dendritas. El punto de contacto entre dos neuronas se denomina sinapsis. Los

axones pueden o no estar recubiertos de una envoltura compuesta de varias

capas llamada mielina. La mielina esta formada por células gliales y sirve para

mantener a la neurona en buen estado y para proteger la transmisión eléctrica

entre las neuronas. En los axones que no están mielinizados, los impulsos

eléctricos se atenúan rápidamente con la distancia. Los hemiferios cerebrales

están unidos por una estructura formada por los axones mielinizados

provenientes de las neuronas de la corteza cerebral, el cuerpo calloso

(Brailowsky 1999).

La corteza cerebral, la capa más externa del cerebro, en donde se

encuentra la mayor densidad de neuronas y donde residen las funciones

primordiales, se puede dividir en varias zonas: la frontal, la parietal, la temporal

y la occipital. Las funciones nerviosas están distribuidas en la corteza de cada

hemisferio; las motoras y las sensitivas están cruzadas: los movimientos de la

parte izquierda del cuerpo se controlan por el hemisferio derecho, y viceversa.

Además, existen áreas visuales, auditivas, gustativas y las llamadas de

asociación, en donde las señales de varias modalidades sensoriales se

combinan. También existen regiones relacionadas con las emociones y la

memoria, en particular, el lóbulo temporal y, por dentro de él, el hipocampo y la

amígdala (Brailowsky 1999).

En la parte más baja del cerebro se encuentran el tálamo y el tallo

cerebral, y dentro de éste, la formación reticular. En estas regiones se



6

encuentran funciones relacionadas con ambos hemisferios cerebrales

(Brailowsky 1999).

1.4. Bases neuroquímicas de la epilepsia

1.4.1. Neurotransmisores

El lenguaje a través del cual el sistema nervioso se expresa puede

interpretarse en términos de estados de reposo (inhibición) o de activación

(excitación) (Rowasky et al., 2004).

Cada neurona tiene un potencial de reposo (-50 a -80 mV) que

representa la diferencia del voltaje entre el interior y exterior de la membrana

neuronal. A lo largo del espacio extracelular abundan los iones sodio y cloro,

mientras que en el espacio intracelular predominan el potasio, proteínas y

ácidos orgánicos. Por tal razón, la neurona está polarizada; es decir, el interior

es negativo con respecto al exterior. Para que una neurona produzca un

impulso nervioso (potencial de acción) (Moncayo, 2006).

Es necesario que se abran suficientes canales o poros membranales y

que dejen pasar sodio; el aumento de concentración de cargas positivas en el

interior de la célula hace que ésta se despolarice. Todo aquel estimulo que

aumente el desbalance entre la cantidad de cargas entre el interior y el exterior

de la célula será hiperpolarizante y tendrá como efecto la inhibición. Al

contrario, los estímulos despolarizantes producirán excitación (Brailowsky,

1999).

Los neurotransmisores son los responsables de los procesos a través

de los cuales una neurona puede excitarse o inhibirse. Hay neurotransmisores

excitadores, como el glutamato, e inhibidores como el ácido gama –

aminobutírico (GABA). También hay fármacos que pueden aumentar o

disminuir los efectos del glutamato, del GABA y de todos los demás

neurotransmisores presentes en el sistema nervioso (Rogawski et al., 2004;

Moncayo, 2006).

Los neurotransmisores actúan gracias a su interacción con receptores,

que son moléculas que los reconocen de manera específica. La ocupación de

estos receptores puede hacer que se activen (agonistas) o se desactiven

(antagonistas). Por tal razón, los agonistas del receptor al GABA imitan su



7

efecto inhibitorio, mientras que los antagonistas son convulsionantes. Estos

conceptos son necesarios para entender cómo se produce la epilepsia y el

mecanismo de acción de los fármacos antiepilépticos (Martínez, 2003).

1.4.2. Sistema inhibidor GABAérgico

El ácido -aminobutírico se sintetiza por la descarboxilación del L-

glutamato, catalizada por la enzima descarboxilasa del ácido glutámico (GAD)

(Fig. 1). Esta reacción requiere como cofactor al fosfato de piridoxal. (Carvajal

et al., 1997).

NH2 OH

OOH

NH2

O

OHO

OH

O

H

O O

O

O

OO

O

O

O

O

GAD

Fosfato de piridoxal

Ácido -aminobutírico Ácido glutámico

Semialdehído succínico

GABA-T

-Cetoglutarato

Succinato

Fumarato

Ciclo de Krebs

Fig. 1. Síntesis de GABA

El GABA sintetizado se almacena en vesículas previo a su liberación al

espacio sináptico. La interacción del GABA con el receptor postsináptico

GABA A (R-GABA A) conduce a la apertura del canal de Cl-, lo que hiperpolariza



8

el potencial de membrana neural presentándose el efecto inhibitorio. Una vez

en el espacio sináptico, el GABA se recaptura a través de una proteína

transportadora localizada en las neuronas presinápticas y en las células gliales.

Cuando esto sucede el GABA se inactiva por transaminación a semialdehido

succínico, reacción catalizada por la transaminasa del GABA (GABA-T). El

semialdehído succínico formado se oxida a succinato y entra al ciclo del Krebs.

Fig. 2. Sinapsis GABAérgica (Martínez et al., 2003)

El incremento de las concentraciones de GABA en la sinapsis conduce a

la activación de los receptores GABAB (R-GABAB) presinápticos produciéndosela inhibición en la entrada de Ca++, lo que reduce la liberación del GABA

vesicular a la sinapsis. En consecuencia, los antagonistas de los R-GABAB

presinápticos podrían tener efecto anticonvulsionante, favoreciendo la

liberación de GABA (Martínez et al., 2003).



9

1.4.3. Sistema excitador Glutamatérgico

El L-glutamato es un neurotransmisor excitador. Actúa sobre dos clases

de receptores: i) ionotrópicos, que están asociados directamente con canales

iónicos. ii) los metabotrópicos, que están acoplados a proteínas G y a la

producción de segundos mensajeros (Martínez et al., 2003). Los receptores

ionotrópicos contienen canales permeables a cationes y se clasifican de

acuerdo con sus agonistas selectivos afines a los compuestos N-metil-D-

aspartato (NMDA), ácido -amino-3-hidroxi-5-metil-4-isoxazol propanoico

(AMPA) y kainato. El receptor NMDA es un canal catiónico que permite el paso

de Ca++; mientras que los receptores para kainato son canales iónicos que

cuando se abren permiten la entrada de Na+ y la salida de K+ (Fig. 3).

Fig. 3. Sinapsis glutamatérgica (Feldman et al., 1997)

La inhibición de la entrada de los iones Na+ a través de los canales de

Na+ dependientes de voltaje (presentes en la membrana presináptica

glutamatérgica), impide la despolarización que se requiere para que se abran

los canales de Ca++ dependientes de voltaje, lo que reduce la liberación del



10

glutamato vesicular. Los compuestos que bloquean al glutamato (antagonistas

de los receptores NMDA, AMPA e inhibidores de su liberación) presentan

efecto anticonvulsionantes (Martínez et al., 2003).

1.5. Modelos experimentales de epilepsia en ratón.

Los modelos experimentales de epilepsia (MEE) son esenciales en la

investigación de los procesos fisiopatológicos de las crisis convulsivas de los

diferentes tipos de epilepsia. Son útiles en el estudio de nuevos fármacos con

actividad anticonvulsionante y su posible mecanismo de acción. Para

desarrollar un MEE, generalmente se eligen mamíferos que presenten

manifestaciones eléctricas y conductuales similares a las de la epilepsia

humana. Existe una gran variedad de MEE en los cuales se puede inducir, en

forma aguda, un número variable de crisis convulsivas apreciables conductual y

electrofisiológicamente (Solís et al., 1997; Kupferberg, 2001).

Un MEE se puede clasificar de manera práctica, lo cual permite

seleccionar el modelo más apropiado a las necesidades del estudio. La

inducción del proceso epiléptico se puede realizar administrando compuestos

químicos por vía sistémica como el pentilentetrazol, la bicuculina, la 4-

aminopiridina, etc. También se puede producir la actividad convulsiva mediante

la aplicación de estímulos eléctricos (Kupferberg, 2001).

1.5.1. Electrochoque

Es un procedimiento que consiste en la aplicación de un estimulo

eléctrico a través de dos electrodos colocados en las orejas del animal para

provocarle convulsiones generalizadas tónico-clónicas. El estímulo consiste en

pulsos rectangulares de 0.2 milisegundos de duración con una frecuencia de 60

a 100 pulsaciones por segundo (pps). Al aplicar un electrochoque a un ratón,

se presentar un cuadro que consta de 3 fases:

a) Flexión inicial

b) Extensión tónica de miembros posteriores

c) Clonus terminal

Un compuesto químico administrado a un animal y evaluado por este

modelo tiene poder anticonvulsionante a las dosis empleadas si es capaz de



11

impedir la presentación de la segunda fase (Giardina, 2000; Granillo et al.,

2002; Mareš et al., 2006).

1.6. Tratamiento de las epilepsias

1.6.1. Mecanismos de acción de los fármacos antiepilépticos

Los agentes antiepilépticos previenen o anulan una crisis porque son

capaces de disminuir la excitabilidad celular. Esto puede lograrse actuando

sobre los neurotransmisores implicados en la sinapsis. De esta forma, se

favorece la inhibición GABAérgica o se bloquea la neurotransmisión producida

por aminoácidos excitadores. Una tercer forma de actuar de éstos fármacos es

modulando los canales iónicos dependientes de voltaje involucrados en la

producción y propagación de potenciales de acción (Rogawski et al., 2004).

Casi el 80% de las epilepsias pueden ser controladas mediante

fármacos. Por lo tanto, la aparición de las crisis pueden prevenirse y el sujeto

puede llevar a cabo una vida normal en todos los aspectos (Porter y Pitlick,

2007).

La selección y utilización de los anticonvulsionantes se basa en su

espectro de acción y su eficacia clínica, aunque deben considerarse otros

factores entre fármacos de similar eficacia como las reacciones adversas y las

interacciones entre ellos. La eficacia del fármaco empleado en el tratamiento

depende del tipo de epilepsia (Porter y Pitlick, 2007).

Hasta 1990, se disponía de 16 fármacos anticonvulsionantes y 13 de

ellos pueden clasificarse en 5 grupos químicos similares: barbitúricos,

hidantoínas, oxazolidinedionas, succinimidas y acetilureas. Estos grupos

tienen en común una estructura de anillo heterocíclico similar, con diversos

sustituyentes (Fig. 1). La X varía como sigue: derivados de la hidantoína, -N-;

barbitúricos, -C-N; oxazolidinedionas; -O-; succinimidas, -C-; acetilureas, NH2

(N está conectado al C2). R1, R2 y R3 varían dentro de cada grupo (Porter y

Pitlick, 2007).



12

N

X

O

OR1

R2

R3

Fig. 4. Estructura del anillo heterocíclico de los anticonvulsionantes

Para los fármacos con esta estructura básica, los sustituyentes en el

anillo heterocíclico determinan la clase farmacológica. Los fármacos restantes

como la carbamazepina, el ácido valproico y las benzodiacepinas, por

mencionar algunos, son estructuralmente distintos (Porter y Pitlick, 2007).

El mecanismo GABAérgico es crucial para la prevención de la actividad

epileptiforme; por lo tanto, el aumento de la inhibición debería ser un medio

efectivo de los compuestos antiepilépticos para disminuir la excitabilidad

anormal de los procesos epilépticos. Para lograr este efecto, se puede i)

facilitar la síntesis de GABA y su liberación en la sinapsis. ii) disminuir su

recaptura por bloqueo de los transportadores del GABA. iii) abatir su

catabolismo por inhibición o bloqueo de la GABA-T iv) activar los receptores

GABA A (Martínez et al., 1989).

El ácido valproico (VPA) o valproato, es un ácido carboxílico de cadena

ramificada simple que inhibe a las enzimas que transforman metabólicamente

al GABA como a la transaminasa del GABA (GABA-T) y la deshidrogenasa del

semialdehido succínico. Estimula a la enzima glutamato descarboxilasa que

interviene en la síntesis del aminoácido, produciendo también el incremento del

gama-hidroxibutirato (GHB), metabolito del GABA, el cual podría ser el

responsable de su acción anticonvulsionante. También es capaz de bloquear

los canales de sodio. Es un fármaco utilizado con frecuencia en enfermedades

del sistema nervioso (SN), especialmente en la epilepsia (crisis generalizadas),

debido a que no presenta efectos sedantes o conductuales (Macdonal et al.,

1993).

También se utiliza el fenobarbital (PB), el cual es un derivado del ácido

barbitúrico; su efecto antiepiléptico se debe a su fijación a un sitio regulador

alostérico en el receptor GABA y potencia la corriente mediada por los

receptores de GABA A, mediante la prolongación del tiempo de apertura de los



13

canales de Cl-. También bloquea las respuestas excitatorias inducidas por

glutamato. Su acción es prolongada en casos de epilepsias generalizadas de

inicio o secundaria a crisis parciales (Martínez et al., 1986; Macdonald et al.,

1993).

La Lamotrigina bloquea la liberación de L-glutamato a la sinapsis es un

antiepilético (Martínez et al., 2003).

La fenitoína, debe su efecto anticonvulsionante a la inhibición de la

liberación de glutamato, bloquea los canales de Na+ dependientes de voltaje, e

inhibe con rapidez la generación de potenciales de acción de membrana

repetitivos. A causa de la formación de radicales libres en los tejidos y de

metabolitos relacionados con efectos teratogénicos, ha pasado a ser fármaco

de segunda elección para ciertos tipos de epilepsias parciales y parciales

complejas y las tónico-clónicas secundariamente generalizadas (Macdonald et

al., 1993).

La carbamazepina (CBZ), inhibe la propagación del foco epiléptico,

disminuye las descargas e impide su propagación. Es de elección en la

epilepsia con crisis parciales. Durante su transformación metabólica forma un

epóxido al que se le atribuye la actividad anticonvulsionante. Este bloquea los

canales de Na+ disminuyendo la transmisión sináptica. Al comienzo del

tratamiento puede producir náuseas, cefaleas, mareos, somnolencia, diplopía e

incoordinación. A niveles elevados puede producir retención de agua,

alteraciones gastrointestinales y cardiovasculares. Como inductor enzimático

(CYP3A4) puede acelerar el metabolismo de otros fármacos, por lo que suele

utilizarse sola (Macdonal et al., 1993; McNamara, 1996).

1.7. Hexanamidas: nuevos anticonvulsionantes desarrollados en México

En 1964, Carvajal y cols., diseñaron y sintetizaron una serie de 2-

pirrolidinonas para que penetraran fácilmente la barrera hematoencefálica e

inhibieran a la transaminasa del ácido -aminobutírico (GABA-T) y tuvieran

efecto anticonvulsionante. Los compuestos se planearon mediante la

sustitución por los grupos etilo y fenilo, metilo y fenilo y difenilo de los átomos

de hidrógeno del carbono del ácido -aminobutírico. Estos radicales se

escogieron porque se conoce que los grupos hidrofóbicos etilo, metilo y fenilo



14

tienen una lipofilicidad que favorece su entrada al sistema nervioso central por

libre difusión. Sin embargo, los productos serían tan polares como el GABA y

por lo tanto, no penetrarían la barrera hematoencefálica. Por otro lado, se había

demostrado que la 2-pirrolidinona si atraviesa la barrera hematoencefálica y se

sugirió que la pirrolidinona en el encéfalo se hidrolizaba a GABA. Finalmente,

se planeó hacer los compuestos -sustituidos ciclizándolos como están en la 2-

pirrolidinona (Fig. 5).

CO

NHCH3

CONH

CO

NHCH3CH2

5-metil-5-fenil-2-pirrolidinona 5,5-difenil-2-pirrolidinona 5-etil-5-fenil-2-pirrolidinona

Fig. 5. Estructura química de las pirrolidinonas

Estos compuestos presentaron un efecto inhibidor moderado de la

GABA-T; aunque no elevaron sus concentraciones demostraron tener un

amplio perfil de actividad anticonvulsionante al proteger a los ratones contra las

convulsiones y muerte producidas por el electrochoque máximo (Carvajal,

1964), pentilentetrazol (PTZ), tiosemicarbazida, bicuculina (Pérez et al ., 1973),

la 4-aminopiridina (Alemán et al ., 1985). También mostraron acción

antiepiléptica en pacientes con convulsiones tónico-clónicas o de grand mal

(Carvajal, 1976). Además protegieron a los gatos contra el “kindling” (Solís et

al., 1979).

En otros estudios realizados, el DL-HEPB, produjo una disminución en la

duración de las postdescargas producidas por la estimulación del hipocampo

en gatos y en algunos de ellos, bloqueó su propagación hacia la sustancia

nigra y la amígdala (Tapia et al., 1979).

Estudios posteriores de resonancia magnética nuclear revelaron que la

estructura real de la 5-etil-5-fenil-pirrolidinona era una -hidroxi- -etil- -fenil

butiramida (HEPB; Fig. 6) (Nathan et al., 1978). Este hallazgo se confirmó dos

años más tarde, cuando elucidaron la estructura por difracción de rayos X y se



15

aclaró que el HEPB era una hidroxi-amida-alifática (Fig. 6) (Castellanos et al.,

1981). Se reevaluó la eficacia farmacológica de estos compuestos, de los

cuales el HEPB resultó ser el más potente ante varios modelos experimentales

de epilepsia. Años más tarde a fin de mejorar su eficacia y reducir sus efectos

tóxicos, se modificó la estructura química reduciendo la cadena carbonada y se

sintetizó la segunda generación de anticonvulsionantes homólogos al HEPB

(Fig. 6); cuyos homólogos inferiores son: 3-hidroxi-3-fenil-pentanamida (HEPP)

y 2-hidroxi-2-fenil-butiramida (HEPA) (Meza et al., 1990).

NH2

OOH

NH2

OOH

NH2

OOH

HEPB HEPP HEPA

Fig. 6. Estructura química del HEPB y de sus homólogos inferiores

Al ser evaluados el HEPP y el HEPA presentaron un amplio perfil

anticonvulsionante en varios modelos de epilepsia experimental en ratón.

(Meza y cols., 1990; Javier y cols., 1996). Además, el HEPP tiene la cualidad

de impedir el status epilepticus experimental en ratas (Brailowsky et al., 1992).

Estos estudios sugieren que el perfil anticonvulsionante de HEPP es similar al

del PB y VPA.

La farmacocinética de HEPP ha sido caracterizada en ratas (Gómez et

al ., 1995a) y perros (Gómez et al ., 1995b) mostrando que el HEPP se absorbe

amplia y rápidamente es distribuido en tejidos extracelulares. El HEPP presenta

baja unión a proteínas plasmáticas y una relación entre la concentración de

HEPP en plasma y cerebro de 1:1. Los grupos de ratas tratados con HEPP

mostraron un cambio en el patrón de ataque, ya que solo mostraron una débil

convulsión clónica o una débil convulsión tónico-clónica. El HEPP alcanza su

efecto máximo de protección contra los ataques inducidos por PTZ durante la

primer hora después de su administración en ratas. El inicio rápido de la



16

protección del HEPP sugiere que penetra rápidamente la barrera

hematoencefálica (Gómez et al ., 1995a,b).

En 1994 Chamorro et al., publicaron que la dosis tóxica 50 (TD50) via

intraperitoneal (ip) del HEPP es mayor que la de HEPB y HEPA en ratones; es

decir, que el HEPP es el menos tóxico de los 3 compuestos; mientras que el

HEPB y el HEPA mostraron entre ellos toxicidad similar. También se evaluó el

potencial teratogénico del HEPB después de la administración oral en ratones.

Se observó que sólo los grupos tratados con dosis altas muestran un ligero

efecto de embriotoxicidad y fetotoxicidad. Sin embargo, el tratamiento con

HEPB no provocó malformaciones en los fetos vivos o reabsorciones.

Meza et al ., (1995), publicaron la resolución del compuesto (±)-2-hidroxi-

2-fenilbutiramida (HEPA) y la evaluación de la actividad anticonvulsionante de

sus enantiómeros y sus TD50 respectivas. Farmacológicamente el racemato y

sus enantiómeros presentaron una actividad anticonvulsionante similar contra

las convulsiones inducidas por el pentiléntetrazol (PTZ). Sin embargo, la

actividad anticonvulsionate de los enantiómeros en el tiempo, muestra una

variación entre ellos, la cual probablemente sea debido a las diferencias en su

metabolismo o distribución.

Años más tarde se determinó por vía oral que dosis de 50, 100 y 200

mg/kg de HEPB a ratas gestantes durante el período de organogénesis y

tampoco produjeron malformaciones congénitas en los fetos. Los resultados del

estudio histopatológico de estos animales mostraron que los órganos

estudiados no presentaron alteraciones macroscópicas, ni lesiones focales en

la superficie externa o al corte. Microscópicamente, no se observaron

alteraciones histológicas en riñones, hígado, bazo, ganglios linfáticos y

glándulas submaxilares (Feria y Castellanos, 1996). Los estudios de toxicidad

subcrónica del DL-HEPB (en ratón) administrado durante 13 semanas por vía

oral en un intervalo de dosis entre 100 y 230 mg/kg tampoco causaron efectos

tóxicos aparentes (Chamorro, 1996).

Se ha descrito que pequeños cambios en la estructura pueden alterar el

mecanismo de acción y las propiedades clínicas de un compuesto.

Las fenil alcohol amidas son nuevos fármacos anticonvulsionantes para

combatir la epilepsia de tipo ausencia. Sin embargo, para que presentaran



17

mayor actividad anticonvulsionante se sustituyeron con flúor en la posición para

del anillo fenílico de la HEPA (Fig. 7) (Carvajal et al ., 1998). También, la

sustitución con cloro en la posición para del anillo fenílico del HEPA (Fig. 7)

mostró un incremento en la actividad anticonvulsionante del compuesto (Meza

et al ., 1998). Así mismo, la sustitución con bromo en la posición para al anillo

fenílico (Fig. 7) generó un aumento en su actividad anticonvulsionante contra

las crisis y muerte provocados por PTZ (Meza et al ., 2008). Lo anterior sugiere

que el anillo fenílico y su sustitución es importante para la actividad

anticonvulsionante de las fenil alcohol amidas y de esta manera su

metabolismo sea más lento ó se refleje un aumento en su actividad

anticonvulsionante.

NH2

OOH

F

NH2

OOH

Cl

NH2

OOH

Br

Fig. 7. Estructura química de los homólogos estructurales del HEPA

También se han realizado estudios en los cuales se evaluó la interacción

del HEPP con algunos de los fármacos anticonvulsionantes actuales. Medina et

al ., (1998), reportaron una disminución en los niveles en sangre y en la vida

media de HEPP, cuando éste se administró conjuntamente con la fenitoína. En

cambio, García et al ., 2003, indicaron una falta de interacción entre HEPP y

CBZ, administrados conjuntamente; es decir, la CBZ no altera los parámetros

farmacocinéticos de HEPP y viceversa. Como la fenitoína es transformadametabólicamente por las isoenzimas CYP2C9 y 2C19, y la CBZ es oxidada por

CYP3A4; es probable que HEPP puede ser biotransformado por diferentes

isoenzimas del citocromo P450.



19

3. Hipótesis

La incorporación de un grupo hidrofóbico (grupo CF3) en el anillo

aromático del DL-HEPP conducirá a un aumento en su actividad

anticonvulsionante.



20

4. Objetivos

4.1. Objetivo general

Estudiar la actividad anticonvulsionante de fluoro fenil alcohol amidas en

ratones, como parte de los ensayos pre-clínicos necesarios en el desarrollo de

un nuevo fármaco.

4.2. Objetivos específicos

1. Sintetizar los compuestos: DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida (DL-

HEPP) yDL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida (DL-3’-

CF3-HEPP).

2. Caracterizar el DL-HEPP y DL-3’-CF3-HEPP mediante espectroscopía

de infrarrojo (IR) y espectroscopia de resonancia magnética nuclear de

hidrógeno (RMN – 1H) y de carbono 13 (RMN – 13C).

3. Evaluar la actividad anticonvulsionante del DL-HEPP y del DL-3’-CF3-

HEPP contra las convulsiones provocadas por electrochoque en ratones.



21

5. Estrategia experimental

5.1. Síntesis de la 3’-trifluorometil-propiofenona

Fig. 8. Esquema general de reacción para la síntesis de la 3’-trifluorometil-

propiofenona

5.1.1. Obtención de la propionaldoxima (paso 1)

Se hicieron reaccionar 90.8 ml de propionaldehído con 83.5 g (1.258

moles) de clorhidrato de hidroxilamina y una solución de 69.18 g (0.65 moles)

de carbonato de sodio disueltos en 250 ml de agua, la mezcla de reacción se

agitó durante 2 horas a una temperatura de 5 a 10 °C. A continuación, la fase

orgánica se extrajo con éter. Los extractos etéreos se dejaron secar sobre

Na2SO4 anhidro durante toda la noche. Al día siguiente se filtró y se concentró

en el rotavapor a fin de eliminar el éter de la mezcla de reacción, obteniéndose

la propionaldoxima.

5.1.2. Obtención de la oxima de la 3’-trifluorometil-propiofenona (paso 2)

Se hicieron reaccionar 18 ml (0.144 moles) de 3’-trifluorometil-anilina con

48 ml de ácido clorhídrico al 37 % y 15 ml de ácido acético glacial a una



22

temperatura de -10°C. Se formó una pasta blanquecina y se agitó hasta que se

disolvió completamente. A continuación se adicionó una solución de nitrito de

sodio (10.8 g de nitrito de sodio disueltos en 16 ml de agua). La adición tardó

60 minutos conservando la temperatura a -10°C. Entonces la mezcla de

reacción se dejó reaccionar durante 45 minutos, observándose vapores naranja

que indicaron la formación de ácido nitroso, obteniéndose la sal de diazonio de

la 3’-trifluorometilanilina. Por otro lado, se preparó una mezcla de ácido acético

glacial (144 ml) con 30 ml de tolueno y una solución de 0.5 g de sulfato de

cobre pentahidratado en 30 ml de agua. Cuando la temperatura de la mezcla

de reacción alcanzó los 15°C se adicionaron 20 g de propionaldoxima, la sal de

diazonio obtenida previamente y una solución de 1.7 g de sulfato de cobre

pentahidratado en 7 ml de agua. La adición tardó 30 minutos. Después la

mezcla de reacción se vertió en un vaso de precipitado que contenía 240 ml de

agua fría y 240 g de hielo y se dejó agitando hasta que el hielo se fundió.

Después la mezcla de reacción se extrajo con dos porciones de 100 ml de éter

etílico cada una y se obtuvieron los extractos etéreos reunidos, se lavaron con

200 ml de una solución saturada de bicarbonato de sodio y con agua destilada.

Posteriormente, los extractos etéreos se secaron sobre sulfato de sodio anhidro

durante la noche. Al día siguiente, se filtró y el filtrado ya seco se concentró en

el rotavapor a fin de eliminar el éter y el tolueno de la mezcla de reacción,

obteniéndose finalmente la oxima de la 3’-trifluorometil-propiofenona (30 g).

5.1.3. Obtención de la 3’-trifluorometil-propiofenona (paso 3)

La oxima de la 3’-trifluorometil-propiofenona (30 g) obtenida previamente

se mezcló con 20 ml de agua y 22 ml ácido clorhídrico al 37%. La mezcla de

reacción se agitó durante 3 horas a 100 ± 5°C, generándose un reflujo suave.

Después la mezcla de reacción se enfrió durante 30 minutos a temperatura

ambiente y se extrajo con dos porciones de 50 ml de éter etílico cada una. A

continuación, los extractos etéreos reunidos se lavaron con 100 ml de una

solución saturada de bicarbonato de sodio y se dejaron secar sobre sulfato de

sodio anhidro durante la noche. Al día siguiente, se filtró y el filtrado ya seco se

concentró en el rotavapor a fin de eliminar el éter y el tolueno de la mezcla de

reacción, obteniéndose finalmente la 3’-trifluorometil-propiofenona (21 g).



23

5.2. Síntesis de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona

Fig. 9. Esquema general de reacción para la síntesis de la 3’-trifluorometil-

4’-nitro-propiofenona

5.2.1. Obtención de la 3’-trifluorometil-acetanilida (paso 2A)

Se hicieron reaccionar 376 ml (3.024 moles) de 3’-trifluorometilanilina y

se agitó con un agitador mecánico, lentamente se adicionaron 332.8 ml (3.530



24

mole) de anhídrido acético manteniendo la temperatura entre 40 y 60°C. A los

70 minutos de adición comenzó a verse la formación de un precipitado blanco.

La adición total del anhídrido duró aproximadamente 2 horas. Terminada la

reacción, el producto se lavó con 2 l de agua y se calentó hasta su completa

fusión. La mezcla de reacción se enfrío y para evitar que se formaran

aglomerados del compuesto, se agitó mecánicamente. Se filtró el producto y se

lavó dos veces más con agua obteniéndose finalmente la 3’-trifluorometil-

acetanilida (591.4 g).

5.2.2. Obtención de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida (paso 2B)

Se enfriaron 2989.7 ml de H2SO4 al 98 % hasta disminuir la temperatura

entre -5 y 0°C y se adicionaron 570.4 g (2.81 moles) de la 3’-trifluorometil-

acetanilida recién obtenida. Una vez que se disolvió toda la amida se adicionó

lentamente una mezcla de ácidos (163.47 ml de HNO3 fumante y 284.1 ml de

H2SO4 al 98 %, cuidando que la temperatura no excediera los 0°C. La adición

total de los ácidos duró 1 hora 45 minutos aproximadamente. Durante la

adición, la mezcla de reacción adquirió un color naranja. Se dejó en agitación

durante 3 horas. Posteriormente se calentó a 40°C por una hora con agitación

constante. Al calentar la mezcla de reacción ésta tomó un color oscuro y se

vertió en hielo, generándose un sólido color amarillo, éste se filtró y se lavó con

agua, obteniéndose finalmente la 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida (657.6 g).

5.2.3. Obtención de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina (paso 2C)

Se disolvieron 640 g (2.58 moles) de la 3’-trifluorometil-4’-nitroanilina en

3 l de etanol. Se dejó enfriar y se adicionaron lentamente 1.2 l de una solución

de NaOH 12.5 N. La mezcla de reacción tomó un color café oscuro y al

disolverse adquirió un color vino oscuro y una consistencia espesa. La solución

de NaOH se enfrió previamente para facilitar la adición y evitar que aumentara

mucho la temperatura durante la adición. Después de adicionar la solución de

NaOH la mezcla de reacción se homogenizó y se reflujó durante 8 horas. A

continuación, se dejó enfriar y se evaporó el etanol a presión reducida. El sólido

formado se filtró y se lavó con suficiente agua hasta que quedó de un color café

claro, obteniéndose finalmente la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina (503 g).



25

5.2.4. Obtención de la oxima de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona

(paso 3)

Se hicieron reaccionar 15 g (0.0728 moles) de 3’-trifluorometil-4’-nitro

anilina con 24 ml de ácido clorhídrico al 37 % y 7.5 ml de ácido acético glacial a

una temperatura de -10°C, se formó una pasta blanquecina y se agitó hasta

que se disolviera completamente. A continuación se adicionó una solución de

nitrito de sodio (5.4 g de nitrito de sodio disueltos en 8 ml de agua), la adición

tardó 60 minutos conservando la temperatura a -10°C. Entonces la mezcla de

reacción se dejó reaccionar durante 45 minutos, observándose vapores naranja

que indicaron la formación de ácido nitroso, obteniéndose la sal de diazonio de

la 3’-trifluorometil-anilina. Por otro lado, se preparó una mezcla de ácido acético

(72 ml) con 15 ml de tolueno y una solución de 0.25 g de sulfato de cobre

pentahidratado disueltos en 15 ml de agua. Cuando la temperatura alcanzó los

15°C se adicionaron 10 g de propionaldoxima, la sal de diazonio obtenida

previamente y una solución de 0.9 g de sulfato de cobre pentahidratado

disueltos en 3.5 ml de agua. La adición tardó 30 minutos. La mezcla de

reacción se vertió en un vaso de precipitado que contenía 120 ml de agua fría y

120 g de hielo y se dejó agitando hasta que el hielo se fundió. Posteriormente

la mezcla de reacción se extrajo con dos porciones de 100 ml de éter etílico

cada una y se obtuvieron los extractos etéreos, se lavaron con 50 ml de una

solución saturada de bicarbonato de sodio y con agua destilada. Después, los

extractos etéreos reunidos se secaron sobre sulfato de sodio anhidro durante la

noche. Al día siguiente, se filtró y el filtrado ya seco se concentró en el

rotavapor a fin de eliminar el éter y el tolueno de la mezcla de reacción,

obteniéndose finalmente la oxima de la 3’-trifluorometil-4’-nitro propiofenona.

5.2.5. Obtención de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona (paso 4)

La oxima de la 3’-trifluorometil-4’-nitro propiofenona obtenida

previamente se mezcló con 10 ml de agua y 11 ml ácido clorhídrico al 37%. La

mezcla de reacción se agitó durante 3 horas a 100 ± 5°C, generándose un

reflujo suave. Después se enfrió durante 30 minutos a temperatura ambiente y

se extrajo con dos porciones de 50 ml de éter etílico cada una. A continuación,

los extractos etéreos reunidos se lavaron con 50 ml de una solución saturada



26

de bicarbonato de sodio y se dejaron secar sobre sulfato de sodio anhidro

durante la noche. Al día siguiente, se filtró y el filtrado ya seco se concentró en

el rotavapor a fin de eliminar el éter y el tolueno de la mezcla de reacción,

obteniéndose finalmente la 3’-trifluorometil-4’-nitro propiofenona.

5.3. Síntesis de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida (DL-HEPP)

Fig. 10. Esquema general de reacción para la síntesis de DL-3-hidroxi-3-

etil-3-fenil-propionamida (DL-HEPP)

5.3.1. Activación del zinc

Sé purificó el zinc (18.12 g) lavándolo con 100 ml de solución de

hidróxido de sodio 0.1 N, seguido por un lavado con 100 ml de agua destilada,

100 ml de solución de ácido acético 0.1 N, 100 ml de agua destilada, 40 ml deetanol, 40 ml de acetona y finalmente con 40 ml de éter etílico anhidro. Con los

lavados anteriores se elimina el óxido de las partículas lo que permitiría el

desarrollo correcto de la reacción. Posteriormente, el zinc se secó, colocándolo

en un matraz con vacío en un baño de aceite a 105 - 110 °C, durante 5 horas.

5.3.2. Obtención de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de etilo

Se hicieron reaccionar 15.8 g (0.2417 moles) de zinc activado con una

mezcla de reacción que contenia 31.6 g (0.2358 moles) de propiofenona, 35.7

g (0.2138 moles) de bromoacetato de etilo, 40 ml de benceno y 10 ml de éter

etílico, recientemente secos y destilados. De ésta solución se adicionaron 10 ml

sobre el zinc, bajo una atmósfera de nitrógeno. Se calentó suavemente,

evaporándose rápidamente el éter. Una vez que la reacción comenzó se

adicionó el resto de la solución, manteniendo en reflujo la mezcla de reacción

durante 5 horas. Posteriormente, la mezcla de reacción se hidrolizó por la

O O

O

OH

O

NH2

OH

(CH3)3 Al/NH3BrCH2COOC2H5

Zn0



27

adición de 150 ml de ácido sulfúrico al 10 %. Después la fase bencénica se

separó y se lavó con dos porciones de 60 ml de ácido sulfúrico al 5 %, 20 ml de

carbonato de sodio al 10 %, 25 ml de ácido sulfúrico al 5 % y finalmente con

dos porciones de 25 ml de agua fría. Las soluciones ácidas combinadas se

extrajeron con dos porciones de 50 ml de éter etílico cada una. Después las

fases etéreas y bencénicas reunidas se secaron sobre sulfato de magnesio

anhidro. Posteriormente se filtró y el filtrado ya seco se concentró en un

evaporador rotatorio. El residuo se destiló a presión reducida y se recolectó la

fracción que se destiló a 134 °C, obteniéndose 24.9 g (55.4 % de rendimiento),

de un líquido incoloro viscoso ligeramente amarillo, correspondiente al DL-3-

hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de etilo.

5.3.3. Formación del dimetil-amino-aluminio

Se hicieron reaccionar 250 ml de amoníaco y 2 g de sodio metálico

cortado en pedazos, esta mezcla de reacción se agitó durante 10 min. A

continuación, se destilaron 4.2 ml de amoníaco líquido, el cual se condensó en

una trampa Dewar (la cual contenía una mezcla de hielo seco-acetona). El

amoníaco se colectó en un matraz que contenía 250 ml de cloruro de metileno

(bajo una atmósfera de nitrógeno) en frío y se le adicionaron 50 ml (0.1 moles)

de trimetilaluminio disuelto en hexanos manteniendo una agitación constante.

5.3.4. Obtención de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida (DL-HEPP)

Se preparó una mezcla de reacción que contenía 7.31 g de

dimetilaminoaluminio (0.1 moles) y 11.4 g (0.051 moles) de DL-3-hidroxi-3-etil-

3-fenil-propionato de etilo. Dicha mezcla de reacción se mantuvo en agitación

constante durante 20 minutos. Posteriormente, la mezcla se reflujó durante 24

horas. La reacción se siguió por cromatografía en capa fina hasta que ya no se

observó incremento en el producto. A continuación, en frío se adicionaron gota

a gota 200 ml de ácido clorhídrico 1 % N. Se separó la fase orgánica y la fase

acuosa se extrajo con 3 porciones de 100 ml de éter etílico cada una. Las fases

orgánicas combinadas se lavaron con 3 porciones de 50 ml de solución

saturada de cloruro de sodio, se secó sobre sulfato de magnesio anhidro, se

filtró y se concentró en un evaporador rotatorio. El residuo oleoso se lavó con



28

hexano, se filtró y se recristalizó con agua, obteniéndose 4.4 g (44.4%) del DL-

HEPP en forma de cristales finos con un punto de fusión de 102 a 103 °C.

5.4. Síntesis de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida

(DL-3’-CF3-HEPP)

Fig. 11. Esquema general de reacción para la síntesis de DL-3-hidroxi-3-

etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida (DL-3’-CF3-HEPP)

5.4.1. Obtención de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionato

de etilo

Se hicieron reaccionar 20.22 g ( 0.3093 moles) de zinc activado con una

mezcla de reacción que contenía 40 g (0.198 moles) de 3’-

trifluorometilpropiofenona, 41.3 g (0.2475 moles) de bromoacetato de etilo, 50

ml de benceno y 15 ml de éter etílico, recientemente secos y destilados. De

ésta solución se adicionaron 30 ml sobre el zinc, bajo una atmósfera de

nitrógeno. Se calentó suavemente, evaporándose rápidamente el éter. Una vez

que la reacción comenzó se adicionó el resto de la solución, manteniendo en

reflujo la mezcla de reacción durante 5 horas. Posteriormente, la mezcla de

reacción se hidrolizó por la adición de 184 ml de ácido sulfúrico al 10 %.

Después la fase bencénica se separó y se lavó con dos porciones de 72 ml de

ácido sulfúrico al 5 %, 26 ml de carbonato de sodio al 10 %, 17 ml de ácido

sulfúrico al 5 % y finalmente con dos porciones de 25 ml de agua fría. Las

soluciones ácidas combinadas se extrajeron con dos porciones de 70 ml de

éter etílico cada una. Después las fases etéreas y bencénicas reunidas se

secaron sobre sulfato de magnesio anhidro. Posteriormente se filtró y el filtrado

ya seco se concentró en un evaporador rotatorio. El residuo se destiló a presión

reducida y se recolectó la fracción que se destiló a 118 - 119 °C, obteniéndose

O

CF3

O

O

CF3

OH

O

NH2

CF3

OH

(CH3)3 Al/NH3BrCH2COOC2H5

Zn0



29

46.8 g (81.5 % de rendimiento) de DL--3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-

propionato de etilo.

5.4.2. Obtención de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-

propionamida (DL-3’-CF3-HEPP)

Se preparó una mezcla de reacción que contenía 40 g (0.1379 moles)

de DL--3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionato de etilo, 144 ml de

etanol absoluto y 144 ml de hidróxido de amonio. Dicha mezcla se enfrió y se

saturó con amoníaco. El matraz se tapó con un tapón de hule y se dejó

reaccionar a temperatura ambiente durante 21 días. Después, la mezcla de

reacción se enfrío, se destapó el matraz y se adicionaron 11 g de cloruro de

sodio. Entonces la mezcla de reacción se extrajo con 4 porciones de 100 ml de

éter etílico cada una. Los extractos etéreos reunidos se secaron sobre sulfato

de sodio anhidro, se filtraron y se concentraron en un evaporador rotatorio. El

residuo se lavó con hexano, se filtró y se recristalizó con agua, obteniéndose

29.4 g (81.68 %) del DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida, el

cual presentó un punto de fusión de 87 - 88 °C.

5.5. Caracterización de los compuestos obtenidos

Tanto el DL-HEPP como el DL-3’-CF3-HEPP se caracterizaron mediante

las siguientes técnicas:

i) Espectrofotometría de infrarrojo (IR). Se usó un espectrofotómetro

Perkin Elmer modelo Spectrum GX 2000, con accesorio de reflectancia

total atenuada (ATR).

ii) Resonancia magnética nuclear de hidrógeno ( RMN-1H). Se utilizó un

espectrómetro JEOL Eclipse a 400 MHz, empleándose cloroformo

deuterado como disolvente. Los desplazamientos químicos ( ) se

indican en ppm relativas al tetrametilsilano (TMS).

iii) Resonancia magnética nuclear de carbono 13 (RMN- 13C). Se realizó

en un espectro JEOL Eclipse a 100 MHz, empleándose cloroformo

deuterado como disolvente. Los desplazamientos químicos ( ) se

indican en partes por millón (ppm) relativas al (TMS).

Simbología: s =señal simple; d =señal doble; t = señal triple; q = señal



30

cuádruple; bs = banda ancha; m =señal múltiple.

iv) Punto de fusión. Se utilizó un aparato Mettler Toledo automático

modelo FP62.

5.6. Evaluación de la actividad anticonvulsionante

5.6.1. Animales de experimentación

Se emplearon ratones machos de la cepa Swiss Webster de 25-30 g de

peso. Los ratones fueron acondicionados en jaulas con cama de aserrín en un

cuarto con temperatura de 22-24 ºC, humedad relativa de 40-50 %, con ciclos

de luz/oscuridad de 12 horas cada uno (9:00 a 21:00 horas/luz) y con alimento

y agua ad libitum. Se formaron grupos de 8 ratones (asignados aleatoriamente)

y se trataron con diferentes dosis de DL-HEPP y DL-3’-CF3-HEPP. Los

compuestos se disolvieron en polietilénglicol-400 (PEG - 400) al 10%; cada una

de las soluciones se preparó inmediatamente antes de su uso. Todos los

compuestos se administraron por vía intraperitoneal (i.p).


Durante la evaluación de la actividad anticonvulsionante del DL-HEPP y

del DL-3’-CF3-HEPP se aplicó una corriente eléctrica en el cerebro a través de

electrodos colocados en los pabellones de las orejas del ratón para inducir los

ataques a los 30 minutos posteriores a la administración del DL-HEPP y del

DL-3’-CF3-HEPP.

El estimulo que recibieron los ratones fue de 30-35 mA, en pulsaciones

de 100 Hz durante 200 ms y una amplitud de 0.5 ms por medio del estimulador

ECT-Unit 7801 Ugo Basile.

CompuestoDosis

(mg/Kg, ip)Vehículo

DL-HEPP

DL-CF3-HEPP

79, 100, 112, 125

31, 39, 44, 50PEG-400 al 10%

Tabla 1. Dosis utilizadas de los compuestos sintetizados



31

Este experimento demostró que todo ratón estimulado presentó la fase

tónica y clónica de la convulsión. La abolición de la extensión tónica se tomó

como punto final del ensayo después de la administración de los tratamientos.

Se consideró que la convulsión tónica era bloqueada si la extensión tónica de

las extremidades era igual a un ángulo de 90°C y se mantenía esta postura

más de 3 segundos con respecto al cuerpo del ratón.

Finalmente, se determinó la DE50 y los intervalos de confianza del 95 %

del DL-HEPP y del DL-3’-CF3-HEPP por el método de Litchfield y Wilcoxon

(Litchfield et al., 1949) por lo que, utilizamos el programa de análisis de probit

de la EPA para calcular los valores de CL/CE, versión 1.5.



32

6. Resultados

6.1. Caracterización de los compuestos sintetizados

6.1.1. Síntesis de la 3’-trifluorometil-propiofenona

6.1.1.1. Obtención de la propionaldoxima

La propionaldoxima obtenida se caracterizó mediante espectrofotometría

de infrarrojo (IR), observándose la banda de absorción del grupo O-H de las

oximas a 3256 cm-1.

Fig. 12. Espectro de IR de la propionaldoxima

H

NHOH



33

6.1.1.2. Obtención de la oxima de la 3’-trifluorometil-propiofenona

La oxima de la 3’-trifluorometil-propiofenona obtenida se caracterizó por

espectrofotometría de infrarrojo (IR), observándose las siguientes bandas de

absorción: la del grupo O-H de las oximas 3256 cm-1 y la del grupo CF3 a 1322

y a 1072 cm-1.

Fig. 13. Espectro de IR de la oxima de la 3’-trifluorometil-propiofenona

NHOH

CF3



34

6.1.1.3. Obtención de la 3’-trifluorometil-propiofenona

La 3’-trifluorometil-propiofenona obtenida se caracterizó por


absorción: la del grupo C=O de las cetonas en 1697 cm-1, la del grupo CF3 a

1322 y a 1071 cm-1.

Fig. 14. Espectro de IR de la 3’-trifluorometil-propiofenona

O

CF3



35

6.1.2. Síntesis de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona

6.1.2.1. Obtención de la 3’-trifluorometil-acetanilida

La 3’-trifluorometil-acetanilida obtenida se caracterizó por


absorción: la del grupo C=O de la acetanilida en 1669 cm-1; la del grupo N-H de

la acetanilida a 3305 y a 3278 cm-1 y la del grupo CF3 a 1374 y a 1160 cm-1.

Fig. 15. Espectro de IR de la 3’-trifluorometil-acetanilida

CF3

NH

O

CH3



36

La 3’-trifluorometil-acetanilida también se caracterizó por resonancia

magnética nuclear de hidrógeno (RMN-1H), observándose los siguientes

desplazamientos químicos:

RMN-1H ( ): 1.95 (s, 3H, H2); 7.07 (d, 1H (J=7.5 Hz), H6’) 7.18 (t, 1H (J=7.8 Hz),

H5’); 7.58 (d, 1H (J=7.8 Hz), H4’); 7.76 (s, 1H, H2’); 9.54 (s, 1H, NH).

Fig. 16. Espectro de RMN-1H de la 3’-trifluorometil-acetanilida



37

La 3’-trifluorometil-acetanilida se caracterizó por resonancia magnética

nuclear de carbono (RMN-13C), observándose los siguientes desplazamientos

químicos:

RMN-13C ( ): 24.3 (C2); 116.4 (q, C2’ 3JC-F = 4Hz); 120.0 (q, C4’,

3JC-F = 4Hz);

122.9 (C6’); 124.2 (q, C3’,1JC-F = 272 Hz); 129.3 (C5’); 130.8 (q, C3’

2JC-F = 32

Hz); 139.7 (C1); 169.6 (C1).

Fig. 17. Espectro de RMN-13C de la 3’-trifluorometil-acetanilida



38

6.1.2.2. Obtención de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida

La 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida obtenida se caracterizó por


absorción: la del grupo N-H de la acetanilida a 3359 cm-1; la del grupo C=O de

la acetanilida en 1709 cm-1; la del grupo CF3 a 1330 y a 1137 cm-1 y la del

grupo NO2 en 858 cm-1.

Fig. 18. Espectro de IR de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida

CH3

NO2

NH

CF3

O



39

La 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida se caracterizó por resonancia



RMN-1H ( ): 2.55 (s, 3H, H2) 8.24 (d, 1H (J=9.1 Hz), H6’); 8.35 (d, 1H (J=9.0

Hz), H5’); 8.49 (s, 1H, H2’); 10.82 (s, 1H, NH).

Fig. 19. Espectro de RMN-1H de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida

CH3

NO2

NH

CF3

O

1

21'

2'

3'4'

5'

6'



40

La 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida se caracterizó por resonancia

magnética nuclear de carbono (RMN-13C), observándose los siguientes


RMN-13C ( ): 25.0 (C2); 118.5 (q, C2’ 3JC-F = 6 Hz); 122.5 (C5’); 122.7 (C3’,

1JC-F =

273 Hz); 124.9 (q, C3’,2JC-F = 34 Hz); 127.6 (C6’); 142.3 (C4’); 144.7 (C1’); 170.5

(C1).

Fig. 20. Espectro de RMN-13C de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida



41

6.1.2.3. Obtención de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina

La 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina se caracterizó por espectrofotometría

de infrarrojo (IR), observándose las siguientes bandas de absorción: del grupo

N-H de la anilina a 3481 y a 3369 cm-1; la del grupo CF3 a 1322 y a 1129 cm-1 y

la del grupo NO2 en 878 cm-1.

Fig. 21. Espectro de IR de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina

NO2

NH2

CF3



42

La 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina se caracterizó por resonancia



RMN-1H ( ): 4.67 (bs, 2H, NH2); 6.57 (dd, 1H (J=2.6 Hz; J=9.0Hz), H6’); 6.84 (d,

1H (J=2.6 Hz), H2’); 7.73 (d, 1H, (J=9.1 Hz), H5’).

Fig. 22. Espectro de RMN-1H de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina



43

La 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina se caracterizó por resonancia



RMN-13C ( ): 112.7 (q, C2’,3JC-F = 6 Hz); 114.9 (C6’); 122.5 (q, C1,

1JC-F = 273

Hz); 126.4 (q, C3’,2JC-F = 33 Hz); 129.2 (C5’); 135.9 (C4’); 153.3 (C1’).

Fig. 23. Espectro de RMN-13C de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina



44

6.1.2.4. Obtención de la oxima de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-

propiofenona

La oxima de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona obtenida se

caracterizó por espectrofotometría de infrarrojo (IR), observándose las

siguientes bandas de absorción: la del grupo O-H de las oximas a 3260 cm-1, la

del grupo CF3 a 1353 y a 1047 cm y la del grupo NO2 en 865 cm-1.

Fig. 24. Espectro de IR de la oxima de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-

propiofenona

NHOH

NO2

CF3



45

O

NO2

CF3

6.1.2.5. Obtención de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona

La 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona se caracterizó por


absorción: la del grupo C=O de las cetonas en 1701 cm-1, la del grupo CF3 a

1305 y a 1047 cm-1 y la del grupo NO2 en 865 cm-1.

Fig. 25. Espectro de IR de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona



46

6.2. Síntesis de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida (DL-HEPP)

6.2.1. Obtención del DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de etilo

El DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de etilo, intermediario en la

síntesis del DL-HEPP se caracterizó por espectrofotometría de infrarrojo (IR),

observándose las siguientes bandas de absorción: la del grupo O-H en 3493

cm-1, la del grupo C=O del éster en 1710 cm-1.

Fig. 26. Espectro de IR de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de etilo



47

El DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de etilo, se caracterizó por

resonancia magnética nuclear de hidrógeno (RMN-1H), observándose los

siguientes desplazamientos químicos:

RMN-1H ( ): 0.77 (t, 3H (J=7.3 Hz), H5); 1.07 (t, 3H (J=7.3 Hz), HB); 1.80 (dq,

2H (J=7.5 Hz), H4); 2.87 (dd, 2H (J=15.6 Hz; J=15.9 Hz), H2); 4.01 (q, 2H (J=7.0

Hz), H A); 4.34 (s, 1H, OH); 7.21 (t, 1H (J=7.1 Hz), H4); 7.32 (t, 2H (J=7.3 Hz),

H3’,5’); 7.40 (d, 2H (J=7.8 Hz), H2’,6’).

Fig. 27. Espectro de RMN-1H de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de

etilo



48

El DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de etilo, se caracterizó por

resonancia magnética nuclear de carbono (RMN-13C), observándose los

siguientes desplazamientos químicos:

RMN-13C ( ): 0.8 (C5); 14.2 (CB); 36.1 (C4); 45.3 (C2); 60.9 (C A); 75.4 (C3); 125.4

(C3’,5’); 126.9 (C4’); 128.3 (C2’,6’); 145.5 (C1’); 173.1 (C1).

Fig. 28. Espectro de RMN-13C de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de

etilo



49

6.2.2. Obtención de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida (DL-HEPP)

La DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida se caracterizó por


absorción: la del grupo O-H en 3375 cm-1, la del grupo N-H en 3176 cm-1 y la

del grupo C=O de la amida en 1666 cm-1.

Fig. 29. Espectro de IR de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida (DL-

HEPP)

O

NH2

OH



50

La DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida, se caracterizó por resonancia



RMN-1H ( ): 0.74 (t, 3H, H5); 1.80 (m, 2H, H5); 2.67 (d, 2H, H2); 5.06 (s, 1H,

OH); 5.78 – 5.97 (bs, 2H, NH2); 7.21 (t, 1H, H4); 7.31 (t, 2H, H3’,5’); 7.36 (d, 2H,

H2’,6’).

Fig. 30. Espectro de RMN-1H de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida

(DL-HEPP)



51

La DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida, se caracterizó por resonancia



RMN-13C ( ): 7.75 (C5); 35.82 (C4); 45.92 (C2); 75.57 (C3); 125.16 (C3’,5’);

126.70 (C4’); 128.16 (C2’,6’); 145.14 (C1’); 174.88 (C1).

Fig. 31. Espectro de RMN-13C de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida

(DL-HEPP)



52

6.3. Síntesis de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida

(DL-3’-CF3-HEPP)

6.3.1. Obtención del DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionato

de etilo

El DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionato de etilo,

intermediario en la síntesis del DL-3’-CF3-HEPP se caracterizó por


absorción: la del grupo O-H en 3493 cm-1, la del grupo C=O del éster en 1711

cm-1.


propionato de etilo



53

El DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionato de etilo se

caracterizó por resonancia magnética nuclear de hidrógeno (RMN-1H),

observándose los siguientes desplazamientos químicos:

RMN-1H ( ): 0.75 (t, 3H, H5); 1.07 (t, 3H, HB); 1.73 – 1.87 (m, 2H, H4); 2.88 (dd,

2H, H2); 4.01 (q, 2H, H A); 4.45 (bs, 1H, OH); 7.40 - 7.50 (m, 2H, H5’,6’); 7.57 -

7.6 (d, 1H, H4’); 7.68 (s, 1H, H2’).

Fig. 33. Espectro de RMN-1H protón de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-

trifluorometilfenil)-propionato de etilo



54

El DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionato de etilo, se

caracterizó por resonancia magnética nuclear de carbono (RMN-13C),


RMN-13C ( ): 7.86 (C5); 14.04 (CB); 36.04 (C4); 44.90 (C2); 61.11 (C A); 75.32

(C3); 122.30 (C4’); 123.90 (C2’); 124.46 (CF3); 128.8 (C5’); 128.91 (C6’); 130.64

(C3’); 146.71 (C1’); 172.97 (C1).

Fig. 34. Espectro de RMN-13C de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-

trifluorometilfenil)-propionato de etilo



55

6.3.2. Obtención de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-


La DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida se

caracterizó por espectrofotometría de infrarrojo (IR), observándose las

siguientes bandas de absorción: la del grupo O-H en 3325 cm -1, la del grupo N-

H2 de la amida en 3166 cm-1, la del grupo C=O de la amida en 1673 cm-1.





56

La DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida, se

caracterizó por resonancia magnética nuclear de hidrógeno (RMN-1H),


RMN-1H ( ): 0.73 (t, 3H, H5); 1.81 (m, 2H, H4) 2.71 (s, 2H, H2); 5.33 (s, 1H, OH);

6.09 (bs, 2H NH2); 7.44 (m, 2H, H5’,6’); 7.54 – 7.57 (d, 1H, H4’); 7.66 (s, 1H, H2’).

Fig. 36. Espectro de RMN-1H de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-




57

La DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida, se

caracterizó por resonancia magnética nuclear de carbono (RMN-13C),


RMN-13C ( ): 7.8 (C5); 35.91 (C4); 45.61 (C2); 75.66 (C3); 122.27 (C4’); 123.88

(C2’); 124.49 (CF3); 128.90 (C5’,6’); 130.63 (C3’); 146.66 (C1’); 174.97 (C1).

Fig. 37. Espectro de RMN-13C de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-

trifluorometilfenil)-propionamida (DL-3’-CF3-HEPP)



58

6.4. Evaluación de la actividad anticonvulsionante

6.4.1. Electrochoque máximo

Se emplearon grupos de 8 ratones macho de la cepa Swiss Webster de

25 a 30 g de peso. Para inducir las crisis epilépticas se aplicó una corriente

eléctrica a través de electrodos colocados en la oreja del ratón. El estímulo fue

de 30-35 mA, en pulsaciones de 100 Hz durante 200 ms. El PEG-400 al 10 %

fue inactivo. Se evalúo la protección del DL-HEPP y del DL-CF3-HEPP,

obteniéndose las DE50 correspondientes mediante un programa de análisis de

probit de la EPA para calcular los valores de CL/CE, versión 1.5.

6.4.1.1. Cálculo de la DE50 del DL-HEPP

Dosis(mg/Kg)

Animalesexpuestos

Noconvulsionaron

Respuestaobservada

Respuestaajustada

Respuestaesperada

80 8 1 0.1250 0.1250 0.0854100 8 2 0.2500 0.2500 0.3403112 8 4 0.5000 0.5000 0.5195125 8 6 0.7500 0.7500 0.6897

Chi - cuadrado para la heterogeneidad (calculado) = 0.599

Chi - cuadrado para la heterogeneidad

(Valor de tabla en el 0,05) = 5.991Mu = 2.043999

Sigma = 0.106888

Parámetros EstimadoError

estándarLímites de confianza del 95%

Intercepto

Pendiente

-14.122790

9.355578

7.630762

3.764177

( -29.079082, 0.833502)

( 1.977792, 16.733364)

Velocidad de respuesta espontánea teórico = 0.0000



59

Estimación de LC / CE y de los valores de límites de confianza

Exposición Límites de confianza del 95%

Punto Conc. Bajo Alto

DL/DE 1.00DL/DE 5.00

DL/DE 10.00

DL/DE 15.00

DL/DE 50.00

DL/DE 85.00

DL/DE 90.00

DL/DE 95.00

DL/DE 99.00

62.42373.821

80.726

85.747

110.662

142.816

151.700

165.889

196.179

8.45718.560

28.126

37.119

96.110

121.804

126.574

133.688

147.593

80.19588.721

93.952

97.961

145.825

443.499

587.270

892.260

1962.296



60

10+

-

-

-

-

9+

-

-

-

-

8+

-

-

- .

-

7+ .

- ..

- ..

- ...

- ....

6+ ....

- ....

- o...

- ....

- ....

5+ ..o

- ....

- ....

- ... o

- ....

4+ ....

- o....

- ...

- ..

- ..

3+ .

-

-.

-

-

2+

-

-

-

-

1+

-

-

-

-

0+

-+--------------+--------+---------+---------+--------+-------+-

DE01 DE10 DE25 DE50 DE75 DE90 DE99

Fig. 38. Curva dosis-respuesta de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida

(DL-HEPP)



61

6.4.1.2. Cálculo de la DE50 del DL-3’-CF3-HEPP

Dosis(mg/Kg)

Animalesexpuestos

Noconvulsionaron

Respuestaobservada

Respuestaajustada

Respuestaesperada

25 8 1 0.1250 0.1250 0.0677

31 8 1 0.1250 0.1250 0.210139 8 3 0.3750 0.3750 0.470844 8 6 0.7500 0.7500 0.622450 8 6 0.7500 0.7500 0.7642

Chi - cuadrado para la heterogeneidad (calculado) = 1.622

Ch Chi - cuadrado para la heterogeneidad

(Valor de tabla en el 0,05) = 7.815

Mu = 1.601035

Sigma = 0.136048

Parámetros EstimadoError

estándarLímites de confianza del 95%

Intercepto

Pendiente

-6.768169

7.350353

3.716293

2.339301

(-14.052104, 0.515766)

(2.765323, 11.935384)

Velocidad de respuesta espontánea teórico = 0.0000

Estimación de LC / CE y de los valores de límites de confianza

Exposición Límites de confianza del 95%

Punto Conc. Bajo Alto

DL/DE 1.00

DL/DE 5.00

DL/DE 10.00

DL/DE 15.00

DL/DE 50.00

DL/DE 85.00

DL/DE 90.00

DL/DE 95.00

DL/DE 99.00

19.255

23.837

26.710

28.843

39.906

55.212

59.620

66.807

82.703

5.969

10.434

14.000

17.018

34.165

46.241

48.791

52.671

60.502

25.670

29.538

31.953

33.801

48.739

104.245

127.045

170.820

299.119



62

10+

-

-

-

-

9+

-

-

-

-

8+

-

-

- .

-

7+ .

- ..

- ..

- ...

- ....6+ ....

- ....

- o ... o

- ....

- ....

5+ ...

- ....

- ....o

- ...

- ....

4+ ....

- ..o.

- ...- ..

- ..

3+ .

-

-.

-

-

2+

-

-

-

-

1+-

-

-

-

0+

-+--------------+--------+---------+---------+--------+-------+-

DE01 DE10 DE25 DE50 DE75 DE90 DE99

Fig. 39. Curva dosis-respuesta de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-

trifluorometilfenil)-propionamida (DL-3’-CF3-HEPP)



63

7. Discusión

Para intentar incrementar la actividad anticonvulsionante del DL-HEPP

se sintetizó el compuesto DL-3’-CF3-HEPP, que se diferencia del DL-HEPP por

la presencia de un grupo hidrofóbico (CF3) en la posición 3’ del anillo

aromático.

Para la síntesis de DL-HEPP y del DL-3’-CF3-HEPP se partió de las

propiofenonas correspondientes, las cuales se transformaron mediante la

reacción de Refotmatsky en los respectivos ésteres, los cuales mediante una

reacción de amoniolisis produjeron las amidas esperadas.

La forma de obtener la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina es mediante una

acetilación previa de la 3’-trifluorometil-anilina debido a que si se hace

reaccionar esta última con ácido nítrico y ácido clorhídrico se obtendría una

mezcla de compuestos nitrados. Estos productos se deben a que se tiene un

grupo amino, el cual es un grupo activador del anillo por efecto mesomérico

positivo, haciendo así más susceptible de nitrar las posiciones orto y para del

anillo aromático. Así la necesidad de acetilar primero la 3’-trifluorometil-anilina

es para disminuir el aporte de carga electrónica del grupo amino sobre el anillo,

y dirigir la nitración hacia la posición para, impidiendo estéricamente la nitración

de la posición orto. Posteriormente a partir de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina

se obtuvo la correspondiente 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona.

7.1. Caracterización de los compuestos

7.1.1. Espectrofotometria de infrarrojo

Cuando una molécula vibra constantemente, sus enlaces se alargan y

contraen recíprocamente. La absorción de luz infrarroja produce cambios en las

vibraciones de una molécula. El espectro infrarrojo es una propiedad

característica de un compuesto orgánico y puede emplearse para establecer la

identidad de los compuestos y revelar su estructura al informar los grupos que

se encuentran en la molécula. Un grupo de átomos determinado da origen a

bandas de absorción características; es decir, un grupo específico absorbe

frecuencias determinadas, que son características de un compuesto (Morrison

y Boyd, 1998).



64

7.1.1.1. Espectros de IR de 3’-trifluorometil-acetanilida y 3’-trifluorometil-

4’-nitro-acetanilida

Los espectros de IR para la 3’-trifluorometil-acetanilida y 3’-trifluorometil-

4’-nitro-acetanilida (Figs. 15 y 18, respectivamente) confirman la acetilación al

observarse una absorbancia en 1669 y 1709 cm-1, respectivamente; estas

absorciones indican la presencia de un grupo carbonilo de amida en la

molécula. El grupo nitro, presenta absorciones características en el espectro de

IR (858 y 878 cm-1) en los intermediarios obtenidos. El grupo trifluorometil,

presenta absorciones en 1137 y en 1330 cm-1.

7.1.1.2. Espectro de IR de 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina

El espectro de IR de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina (Fig. 21) muestra

señales a 3481 y 3369 cm-1, que indican la presencia de un grupo amino

correspondiente a la anilina. El grupo nitro, presenta absorciones

características en el espectro de IR (878 cm-1) en los intermediarios obtenidos.

El grupo trifluorometil, presenta absorciones en 1129 y en 1322 cm-1.

7.1.1.3. Espectros de IR de la 3’-trifluorometil-propiofenona y de la 3’-

trifluorometil-4-nitro-propiofenona

Los espectros de IR para la 3’-trifluorometil-propiofenona y de la 3’-

trifluorometil-4-nitro-propiofenona (Figs. 14 y 24, respectivamente) muestran

una absorbancia en 1697 y 1701 cm-1, respectivamente; estas absorciones

indican la presencia de un grupo carbonilo de cetona en la molécula. El grupo

trifluorometil, presenta absorciones en 1322 (Fig. 14) y en 1353 (Fig. 24) cm -1.

El grupo nitro, presenta absorciones características en el espectro de IR (865

cm-1) en el intermediario obtenido.

7.1.1.4. Espectros de IR de los hidroxiesteres de DL-HEPP y del DL-3’-CF3-

HEPP

Los espectros IR del DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de etilo y DL-

3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionato de etilo revelan la presencia

del grupo hidroxi: 3480 cm-1 para el hidroxiéster del DL-HEPP, y a 3493 cm-1

para el hidroxiéster del DL-3’-CF3 –HEPP (Figs. 26 y 32, respectivamente). El



65

grupo carbonilo apareció a 1700 cm-1 para el hidroxiéster del DL-HEPP, y a

1711 cm-1 para el hidroxiéster del DL-3’-CF3 -HEPP, los cuales son grupos

característicos de los hidroxiésteres intermediarios. Las señales registradas en

el espectro IR para los grupos carbonilo e hidroxi corresponden al número de

onda de absorción característico para estos grupos funcionales publicados en

la bibliografía (Morrison y Boyd, 1998; Pretsch et al., 1998; Silverstein y

Webster, 1998). La incorporación del grupo CF3 en posición meta en el anillo

aromático, afectó solo marginalmente la energía vibracional de los grupos de

interés en la estructura del intermediario del DL-3’-CF3 -HEPP, según se

observó en su espectro IR.

7.1.1.5. Espectros de IR del DL-HEPP y del DL-3´-CF3 –HEPP

Los espectros IR del DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida y del DL-3-

hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida revelaron la presencia del

grupo hidroxi a 3375 cm-1 para DL-HEPP, y a 3325 cm-1 para el DL-3’-CF3-

HEPP (Figs. 29 y 35, respectivamente). El grupo amino del DL-HEPP apareció

en 3176 cm-1, y a 3166 cm-1 en el DL-CF3-HEPP. El grupo carbonilo apareció

para el DL-HEPP a 1666 cm-1, y en 1673 cm-1 para el DL-3’-CF3-HEPP. Las

señales registradas en el espectro IR para los grupos mencionados

corresponden al número de onda de absorción característico para dichos

grupos funcionales publicados (Morrison y Boyd, 1998; Pretsch et al., 1998;

Silverstein y Webster, 1998).

7.1.2. Espectrofotometría de resonancia magnética nuclear de hidrógeno

(RMN-1H)

Este espectro muestra picos de absorción que reflejan diferencias en el

ambiente de los protones. Un conjunto de protones de un mismo entorno son

equivalentes, por lo tanto, el número de señales en el espectro RMN-1H revela

el número de conjunto de protones que contiene la molécula. La intensidad

efectiva en cada protón depende del ambiente de éste, la densidad electrónica

y la presencia de otros protones cercanos. Cada conjunto de protones

equivalentes tendrá un ambiente ligeramente diferente de cualquier otro

conjunto, por lo que requerirá una intensidad de campo aplicada diferente para



66

producir la misma intensidad de campo efectiva. La posición de las señales

ayuda a identificar el tipo de protones (aromático, alifático, primario, secundario

o terciario). Un protón protegido comparado con un protón desnudo requiere

una intensidad de campo aplicado mayor, y uno desprotegido, una menor. La

protección desplaza la absorción al campo más alto (hacia la derecha), y la

desprotección la desplaza al campo más bajo (hacia la izquierda). Dichos

desplazamientos de las posiciones de absorción de RMN causadas por la

protección y desprotección electrónica se denominan desplazamientos

químicos. La unidad para expresar dicho desplazamiento es en partes por

millón del campo magnético total aplicado utilizando como referencia al

tetrametisilano (Morrison y Boyd, 1998).

7.1.2.1. Espectrofotometria de RMN-1H de 3’-trifluorometil-acetanilida y de

3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida

Los espectros de RMN-1H de la 3’-trifluorometil-acetanilida y de la 3’-

trifluorometil-4’-nitro-acetanilida (figs. 16 y 19, respectivamente), muestran las

señales esperadas para las estructuras propuestas mas una señal extra, cuyo

desplazamiento (2.96 ppm y 3.67 ppm, respectivamente) es atribuído a la

presencia de agua.

7.1.2.2. Espectros de RMN-1H de 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina

La incertidumbre existente acerca de la posición en la cual se adicionó el

grupo nitro se ve eliminada al obtener el espectro de RMN-1H de la 3’-

trifluorometil-4’-nitro-anilina (Fig. 22). En el se observan las señales de los 3

hidrógenos aromáticos; es decir, los sistemas acoplados esperados para los

protones 2’, 5’ y 6’.

7.1.2.3. Espectros de RMN-1H del DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenilpropionato de

etilo y del DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionato de etilo.

Los desplazamientos químicos para protones equivalentes en la cadena

alifática (carbonos 2, 5, 2, A y B) fueron similares para los intermediarios DL-3-

hidroxi-3-etil-3-fenilpropionato de etilo y DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-

trifluorometilfenil)-propionato de etilo, pues las pequeñas variaciones de



67

desplazamiento químico no son significativas (Figs. 26 y 33). Con lo que

respecta al hidrógeno del grupo hidroxi, éste también mantuvo un

desplazamiento químico similar en ambos intermediarios. Sin embargo la

introducción del grupo CF3 en el anillo aromático del hidroxiéster del DL-HEPP

provocó cambios significativos en los desplazamientos químicos para los

protones en dicho anillo. En el caso del hidroxiéster del DL-HEPP (Fig. 26), en

el anillo aromático existen dos pares de protones equivalentes: los de los

carbonos 3’ y 5’ pues aparecieron en una sola señal a 7.32 ppm, así como los

protones de los carbonos 4’ y 6’ se encuentra en 7.40 ppm. La

electronegatividad del grupo CF3 modificó los desplazamientos químicos de los

protones en el anillo aromático del hidroxiéster del DL-3’-CF3-HEPP (Fig. 33).

Sólo se registró un par de protones equivalentes, los de los carbonos 5’ y 6’

que aparecieron en una señal de 7.45 ppm en promedio. También los protones

de los carbonos 2’ y 4’ registraron señales separadas en el caso del DL-3’-CF3-

HEPP. Los desplazamientos químicos registrados en los espectros de RMN-1H

para los hidroxiésteres intermediarios corresponden a lo esperado (Pretsch et

al., 1998; Silverstein y Webster, 1998).

7.1.2.4. Espectros de RMN-1H del DL-HEPP y del DL-3’-CF3-HEPP

Los desplazamientos químicos para los protones equivalentes en la

cadena alifática (carbonos 2, 4 y 5) fueron similares para el DL-HEPP y para el

DL-3’-CF3-HEPP; como en el caso de los hidroxiésteres, las pequeñas

variaciones de desplazamiento químico no son significativas (Figs. 30 y 36). El

hidrógeno del grupo hidroxi del DL-HEPP presentó un mayor desplazamiento

hacia el campo bajo si se compara con el desplazamiento del mismo grupo en

el DL-HEPP (5.33 y 5.06 ppm, respectivamente) esto debido a la introducción

del grupo electroatractor CF3 en el anillo aromático. Los desplazamientos

químicos de los protones del grupo amino en el DL-HEPP indican que estos

protones no son magnéticamente equivalentes pues se registran dos señales

en el espectro de RMN-1H para dicho grupo amino (5.78 y 5.97 ppm, fig. 30).

Mientras que en el DL-3’-CF3-HEPP los protones del mismo grupo son casi

equivalentes apareciendo a 6.09 ppm (Fig. 36). De forma análoga a los

hidroxiésteres del DL-HEPP y del DL-3’-CF3-HEPP, la presencia en éste último



68

del grupo CF3 en el anillo aromático provocó diferencias significativas en los

desplazamientos químicos para los protones en dicho anillo. Para el DL-HEPP,

los dos pares de protones equivalentes en el anillo aromático son: los

hidrógenos 3’ y 5’ que aparecen en 7.31 ppm; y los protones 2’ y 6’ con una

señal en 7.36 ppm. En el espectro de RMN-1H del DL-3’-CF3-HEPP sólo se

registró un par de protones equivalentes, los unidos a los carbonos 5’ y 6’ que

aparecieron a 7.44 ppm; mientras que los protones de los carbonos 2’ y 4’

registraron señales separadas (Fig. 36). Los desplazamientos químicos

registrados en los espectros de RMN-1H para las propionamidas corresponden

a lo esperado (Pretsch et al., 1998; Silverstein y Webster, 1998).

7.1.3. Espectrofotometria de resonancia magnética nuclear de carbono 13

(RMN-13C)

El espectro de resonancia magnética nuclear de carbono 13

complementa la espectroscopía de resonancia magnética nuclear de

hidrógeno, y está relacionado con el esqueleto carbonado. El número de

señales indica cuántos carbonos diferentes, o conjunto de carbonos

equivalentes, existen en una molécula. El desplazamiento químico indica la

hibridación de cada carbono y su ambiente electrónico con respecto a otros

carbonos vecinos o grupos funcionales.

7.1.3.1. Espectrofotometria de RMN-13C de 3’-trifluorometil-acetanilida y

3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida

Los espectros de RMN-13C de 3’-trifluorometil-acetanilida y 3’-

trifluorometil-4’-nitro-acetanilida (Figs. 17 y 20, respectivamente) muestran

señales a 169.6 y 170.5 ppm características de los carbonos carbonílicos de

las acetanilidas correspondientes.

7.1.3.2. Espectro de RNM-13C de 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina

En el espectro de RMN-13C de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina (Fig.

23). El grupo CF3 apareció a 122.5 ppm y la constante de acoplamiento C-F de

273 Hz corresponde a lo esperado (Pretsch et al., 1998; Silverstein y Webster,

1998).



69

7.1.3.3. Espectros de RMN-13C del DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de

etilo y del DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionato de etilo.

Los desplazamientos químicos de los carbonos de la cadena alifática de

los hidroxiésteres análogos fueron similares ya que las pequeñas variaciones

de desplazamiento químico no son significativas (Figs. 28 y 34). Lo mismo

ocurrió para el carbono 1’ del anillo aromático. El carbono 1 presentó el mayor

desplazamiento químico hacia el campo bajo, y corresponde al grupo carbonilo

de acuerdo a la bibliografía (Pretsch et al., 1998; Silverstein y Webster, 1998).

Mientras que el de mayor desplazamiento hacia el campo alto es el carbono 5,

seguido del carbono B, estos dos últimos corresponden a carbonos primarios

(Figs. 28 y 34). En el espectro de RMN-13C del hidroxiéster del DL-HEPP (Fig.

28) los carbonos 2’ y 6’ mostraron una sola señal a 128.3 ppm, esto sugiere

que son carbonos magnéticamente equivalentes; lo mismo ocurre con el par de

carbonos 3’ y 5’ con una señal en 125.14 ppm. Los carbonos 1’ y 4’ mostraron

señales independientes. La introducción del grupo CF3 en el anillo aromático

del DL-HEPP provocó cambios en los desplazamientos químicos para los

carbonos del anillo fenilo. En el espectro de RMN-13C (Fig. 34) del hidroxiéster

del DL-3’-CF3-HEPP, los carbonos 5’ y 6’ registraron desplazamientos químicos

próximos entre sí (128.8 y 128.9 ppm, respectivamente). Los carbonos 2 ’ y 4’

también registraron desplazamientos químicos similares entre sí (123.90 y

122.3 ppm, respectivamente). El grupo CF3 en la posición 3’ del anillo

aromático provocó un mayor desplazamiento del carbono 3´ hacia el campo

bajo a 130.6 ppm (Fig. 34).

7.1.3.4. Espectros de RMN-13C del DL-HEPP y del DL-3’-CF3-HEPP

Los desplazamientos químicos de los carbonos de la cadena alifática (carbonos

1 al 5) de las propionamidas análogas fueron similares entre sí; las pequeñas

variaciones de desplazamiento químico no son significativas. Lo mismo ocurrió

para el carbono 1’ del anillo aromático (Figs. 31 y 37). Como en el caso de los

hidroxiésteres, se observaron diferencias en los desplazamientos químicos de

los carbonos del anillo aromático entre el DL-HEPP y su derivado

trifluorometilado. Para el DL-3’-CF3-HEPP existe un par de carbonos



70

equivalentes en el anillo aromático, estos son los carbonos 5 ’ y 6’ pues ambos

registraron el mismo desplazamiento químico (128.90 ppm; fig. 37), mientras

que el resto de los carbonos aromáticos, incluyendo el del grupo CF 3,

registraron señales independientes. Para el DL-HEPP existen dos pares de

carbonos equivalentes aromáticos, éstos son: los carbonos 2 ’ y 6’ que

presentaron un desplazamiento químico de 128.16 ppm; y los carbonos 3’ y 5’

con un desplazamiento químico de 125.16 ppm. La presencia del grupo CF3 en

el DL-HEPP provocó que el carbono 3’ ya no fuera magnéticamenteequivalente

con el carbono 5’, desplazando su señal hacia el campo bajo apareciendo a

130 - 63 ppm (Fig. 37). Los espectros de RMN-13C para las propionamidas

confirmaron la identidad de los compuestos sintetizados, de acuerdo a lo

publicado en la bibliografía (Pretsch et al., 1998; Silverstein y Webster, 1998).

7.2. Actividad anticonvulsionante


La actividad anticonvulsionante de un fármaco puede ser caracterizada

por inducción de las convulsiones en ratones con pentilentetrazol (PTZ) o con

electrochoque. El PTZ es el convulsionante químico más utilizado. Puede ser

administrado vía subcutánea a dosis de 85 mg/kg para inducir convulsiones

clónicas. Estas son bloqueadas por etosuximida, ácido valproico, fenobarbital y

diazepam, fármacos capaces de controlar las convulsiones generalizadas de

ausencia y mioclónicas. De tal manera que, la inducción de las convulsiones

con PTZ es considerado un modelo experimental de epilepsia de tipo ausencia

y mioclónica. Cuatro de los fármacos más efectivo contra las convulsiones

tónico-clónico en humanos son fenitoína, carbamacepina, ácido valproico y

fenobarbital. Estos fármacos bloquean el estímulo eléctrico inducido con

electrochoque. Por lo tanto, el modelo de electrochoque es considerado como

un modelo experimental de epilepsia de tipo tónico-clónico generalizada en

animales (Giardina, 2000).

Se ha demostrado que las fenil alcohol amidas presentan actividad

anticonvulsionante contra las convulsiones inducidas por un amplia variedad de

modelos experimentales de epilepsia (Carvajal G et al., 1964; Carvajal-

Sandoval G et al., 1998; Meza et al., 1990; Meza-Toledo et al., 1998; Meza et



71

al., 2008). La DE50 de HEPA para el modelo de PTZ (100 mg/kg vía i.p) se

reporta en 61 (55 - 68) mg/kg; mientras que para F-HEPA se reporta en 49 (43

- 56) mg/kg. En cambio, para el HEPP su DE50 se reporta en 54 (48 - 61)

mg/kg y la del F-HEPP en 43 (34 - 54) mg/kg. La DE50 de HEPB, 56 (51 - 61)

mg/kg, F-HEPB se reporta en 46 (41 - 51) mg/kg (Carvajal et al., 1998).

Se observó que la incorporación de átomos de flúor, cloro o bromo al

anillo fenílico de las fenil alcohol amidas incrementa su actividad

anticonvulsionante (Carvajal et al., 1998; Meza et al., 2004; Meza et al., 2008).

Por otro lado, se ha reportado que la DE50 de HEPA para el modelo de

electrochoque es de 126 (119 – 133) mg/kg; mientras que para el HEPP es de

144 (139 – 149) mg/kg y para el HEPB se reporta en 148 (138 – 158) mg/kg.

Este trabajo, se llevó a cabo mediante el modelo experimental de

electrochoque. El tipo y la severidad de la convulsión dependen de la

intensidad del estímulo que se aplique a los animales para el caso del modelo

de electrochoque; mientras que en otros modelos depende de la dosis y la vía

de administración del inductor de las convulsiones. La estimulación eléctrica

puede ser transcorneal o transauricular; nosotros utilizamos la segunda por ser

más efectiva en la generación de la convulsión tónica y manifestación del

clonus de las extremidades (Mareš et al., 2006).

En el modelo clásico de electrochoque se aplica un estímulo de 60 Hz

durante 0.2 s con una corriente de 50 mA para ratón y 150 mA para ratas. En

trabajos previos, Meza et al. (1990), aplicaron un estímulo de 60 Hz durante 0.2

s pero disminuyeron la intensidad de la corriente a 30 – 35 mA y reportaron que

la DE50 de DL-HEPP es de 144 (139 - 149) mg/kg en ratones macho de la cepa

NMR1 de 28 – 32 g de peso; sin embargo, en este estudio se aplicó un

estímulo de 100 Hz pero con la misma intensidad de corriente y con la misma

duración que Meza et al., (1990) y se obtuvo que la DE50 de DL-HEPP es de

110.6 (96 - 146) en ratones macho de la cepa Swiss Webster de 25 – 30 g de

peso. Lo que sugiere la variabilidad en los resultados dependiendo de las

condiciones en las que se realice el ensayo; sin embargo la DE50 que reporta

Meza et al., (1990) cae dentro de los intervalos de confianza del valor que se

obtuvo en este trabajo.



72

Se ha descrito que pequeños cambios en la estructura pueden alterar el

mecanismo de acción y las propiedades farmacológicas de un compuesto. Con

la finalidad de aumentar la actividad anticonvulsionante de DL-HEPP se

modificó su estructura química, adicionándole un grupo hidrofóbico (grupo CF3)

en su anillo aromático, observándose que la DE50 de su nuevo homólogo (DL-

CF3-HEPP) es de 39.9 (34 - 49) mg/kg en el modelo de electrochoque. Por lo

que, la presencia de un grupo trifluorometilo en el anillo aromático del DL-

HEPP aumentó su potencia anticonvulsionante.

El perfil de actividad anticonvulsionante de la serie homóloga de las fenil

alcohol amidas sugiere que son anticonvulsionantes contra las crisis

epilépticas de tipo ausencia. Los resultados obtenidos en nuestro trabajo

mediante el modelo de electrochoque sugieren que las fenil alcohol amidas

también son anticonvulsionantes contra las convulsiones tónico – clónico

generalizadas.



73

8. Conclusiones

Se preparó la 3’-trifluorometilpropiofenona, la cual es la cetona

intermediaria en la síntesis de los compuestos DL-3’-CF3-HEPP, DL-3’-

CF3-HEPB y DL-3’-CF3-HEPA.

Se preparó la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona, la cual es la cetona

intermediaria en la síntesis de los compuestos: DL-3’-CF3-4’-NO2-HEPP,

DL-3’-CF3-4’-NO2-HEPB y DL-3’-CF3-4’-NO2-HEPA

Se sintetizaron los compuestos DL-HEPP y DL-3’-CF3-HEPP, los cuales

se caracterizaron mediante espectroscopía de infrarrojo (IR) y

resonancia magnética nuclear de hidrógeno y de carbono 13, siendo los

resultados obtenidos compatibles con sus estructuras.

Se evaluó la actividad anticonvulsionante (electrochoque máximo) de

DL-HEPP y de 3’ CF3-HEPP, obteniéndose que la DE50 es de 110.6 (96

- 146) y 39.9 (34 – 49) mg/Kg, respectivamente.

La incorporación del grupo trifluorometilo (CF3) al anillo aromático del

DL-HEPP incrementó su potencia de su actividad anticonvulsionante; lo

que sugiere la presencia de un sitio hidrofóbico en el receptor del DL-

HEPP, donde el grupo CF3 pudiera favorecer la interacción con el

receptor y así aumentar la potencia anticonvulsionante de las fenil

alcohol amidas.



74

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Síntesis y evaluación de la actividad anticonvulsionante de las fenil alcohol amidas

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