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CONSEJO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA –CONCYT-

SECRETARIA NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA-SENACYT-

FONDO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA -FONACYT-

UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA

FACULTAD DE AGRONOMIA

INFORME FINAL

PROYECTO: SELECCION Y PROPAGACION DE MATERIALES SILVESTRES

PROMISORIOS DEL GENERO Vanilla PRESENTES EN GUATEMALA,

MEDIANTE LA CARACTERIZACION DE SUS FRAGANCIAS Y EL CULTIVO In

Vitro

PROYECTO FODECYT No. 039-2004

ING. AGR. LUÍS FELIPE LEÓN SOLARES

Investigador Principal

GUATEMALA, 30 DE NOVIEMBRE DE 2006.

CONTENIDO

página

RESUMEN……………………………………………………………………... i

PARTE I

I.1 INTRODUCCIÓN…………………………………………………………. 1

I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA ……………………………....... 5

I.2.1 Antecedentes………………………………………………………………. 5

I.2.2 Justificación del trabajo…………………………………………………… 6

I.3 OBJETIVOS 7

I.3.1 General ……………………………………………………………………. 7

I.3.2 Específicos………………………………………………………………… 7

I.4 METODOLOGÍA………………………………………………………….. 8

I.4.1 Exploración y colecta de material…………………………………………. 8

I.4.1.1 Definición de zona de estudio…………………………………………… 8

I.4.1.2 Identificación de los líderes de las comunidades………………………... 8

I.4.1.3 Visitas a los agricultores que conocen la vainilla……………………….. 8

I.4.1.4 Caminamientos………………………………………………………….. 9

I.4.1.5 Exploración por los caminos en la selva………………………………… 9

I.4.1.6 Establecimiento de rumbos……………………………………………… 9

I.4.1.7 Toma de datos…………………………………………………………… 9

I.4.1.8 Monitoreo……………………………………………………………….. 9

I.4.1.9 Preparación del material………………………………………………… 10

I.4.1.10 Colecta de material…………………………………………………….. 10

I.4.1.11 Determinación de las especies…………………………………………. 10

I.4.2 Caracterización de fragancias mediante análisis cromatografico…………. 11

I.4.3 Propagación in vitro ………………………………………………………. 11

I.4.3.1 Propagación asexual …………………………………………………... 11

I.4.3.2 Propagación sexual ………….………………………………………… 13

I.4.4 Conservación ……….……………………………………………………… 15

I.4.4.1 in vitro……...…….……………………………………………………….. 15

I.4.4.2 Invernadero……...…….…………………………………………………. 15

PARTE II MARCO TEÓRICO…………………………………………………………... 16

II.1 ECOLOGÍA Y DISTRIBUCIÓN DE LAS PLANTAS………………… 16

II.2 RIQUEZA Y DIVERSIDAD FLORÍSTICA……….…………………… 18

II.3 FENOLOGÍA …………………………………………………………….. 18

II.4 BOTÁNICA... …………………………………………………………….. 18

II.4.1 Botánica sistemática……………………………………………………… 19

II.5 CARACTERÍSTICAS E IMPORTANCIA DE LAS ORQUÍDEAS…. 19

II.6LA VAINILLA LA ÚNICA ORQUÍDEA APROVECHADA POR SU

FRUTO.………………………………………………………………………… 21

II.7 ORIGEN E HISTORIA DE LA VAINILLA……………………………. 21

II.8 TAXONOMÍA……………………………….……………………………. 22

II.9 CARACTERÍSTICAS GENERALES DEL GÉNERO VANILLA

Mill. ……………………………………………………………………….. 22

II.10 ESPECIES DE VAINILLA CULTIVADAS.………………………….. 23

II.10.1 Especies de vainilla en centroamérica….……………………………….. 23

II.10.2 Especies de vainilla en Guatemala….….……………………………….. 24

II.11 VAINILLINA………………………………..…………………………... 25

II.12 OTROS COMPUESTOS ASOCIADOS A LAS VAINILLAS……..... 26

II.13 CROMATOGRAFÍA PARA IDENTIFICACIÓN DE

COMPUESTOS ORGÁNICOS……….…………………………...……. 27

II.13.1 Cromatografía de gases…………...….…………………………………. 27

II.13.2 Cromatografía de gases masas..…...….…………………………………. 28

PARTE III III.1

RESULTADOS………………………………………………………………… 29

III.1.1 Especies de vainilla encontradas ………………………………………... 29

III.1.2 Densidad poblacional …………………………………………………… 35

III.1.3. Identificación morfológica y habitat de las especies de vainilla ……….. 38

III.1.3.1 Descripción botánica de las especies ………………………………… 38

III.1.3.2 Hábitat de las especies ………………………………………………... 44

III.1.3.3 Periodo de floración y maduración de las cápsulas …………………... 46

III.1.4 Caracterización de fragancias mediante análisis cromatográfico……….. 51

III.1.5 Propagación in vitro ……………………………………………………. 56

III.1.5.1 Propagación asexual …………………………………………………... 56

III.1.5.2 Propagación sexual …………………………………………….……… 64

III.1.6 Conservación ……...…………………………………………………….. 70

III.1.6.1 In Vitro…. ……...……………………………………………………… 70

III.1.6.2 Invernadero………………………….………………………………… 70

PARTE IV IV.1 CONCLUSIONES ………………...……………………………………… 71

IV.2 RECOMENDACIONES ….………………………………………………. 72

IV.3 REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ……………………………………. 73

PARTE V V.1. INFORME FINANCIERO … .…………………………………………… 76

página

LISTADO DE TABLAS

Tabla 1. Comportamiento del mercado de la vainilla para el año 2,002……… 3

LISTADO DE CUADROS página

Cuadro 1. Características básicas de la Vainilla encontradas en el

municipio de Ixcàn ………………….……………………………… 30

Cuadro 2. Número de vainilla por especie encontrados en el municipio de

Ixcán………………………………………………………………… 35

Cuadro 3. Número de plantas por especie de vainilla encontradas en la ……... 37

Cuadro 4. Fenología de las especies 50

Cuadro 5. componentes utilizados en la desinfección de segmentos nodales de 57

vanilla…………………………………………………………………

Cuadro 6. Comportamiento de los explantes a nivel in Vitro……………………… 59

Cuadro 7. comportamiento del desarrollo y crecimiento de una vitroplanta de

vanilla spp……………………………………………………………. 62

Cuadro 8. por unidad experimental se detalla la germinación de las semillas de

vanilla planifolia. Primera lectura, 66 días después de la siembra 65


vanilla planifolia. segunda lectura a los 127 días después de la

siembra………………………………………………………………………... 67

Cuadro 10. por unidad experimental se detalla la germinación de las semillas

de

vanilla planifolia. tercera lectura a los 127 días después de la

Siembra………………………………………………………………………... 68

LISTADO DE FIGURAS página

Figura 1. Estructura química de la Vainillina……………………………………... 25

Figura 2. Estructura del ácido oleico……………………………………………… 26

Figura 3. Mapa de distribución, abundancia y variabilidad del Género Vanilla en

el municipio de Playa Grante, Quiché, Guatemala……………………... 34

Figura 4. Cantidad de plantas de vainilla por especie encontradas en el

municipio de Ixccán……………………………………………………… 35

Figura 5. Densidad poblacional de las especies de vainilla silvestres

reportadas en la aldea de Cuarto Pueblo………………………………... 37

Figura 6. Tallos y hojas, Inflorescencia y cápsulas de la Vanilla odorata…………. 38

Figura 7. Tallos y hojas, inflorescencia y cápsulas de la Vanilla hartii…………….. 39

Figura 8. Tallos y hojas, inflorescencia y cápsula de Vanilla insignis……………. 40

Figura 9. Tallos y hojas, inflorescencia y cápsula de la Vanilla inodora………….. 41

Figura 10.Tallos y hojas, inflorescencia y cápsulas de la Vanilla cribbiana………. 42

Figura 11.Tallos y hojas e inflorescencia de la Vanilla planifolia…………………… 43

Figura 12.Cromatografía de V. odorata silvestre…………………………………... 51

Figura 13.Cromatografía de V. planifolia cultivada……………………………….. 55

Figura 14. Los segmentos nodales fueron reducidos a 2 centímetros de longitud… 58

Fgura 15. Comportamiento de los microorganismos contaminantes en

explantes de vanilla spp…………………………………………………. 60

Figura 16. Los brotes fueron individualizados a medios nuevos…………………... 61

Figura 17. Vitroplantas listas para ser aclimatadas………………………………… 62

Figura 18. Proceso de lavado de las plantas para establecerlas ex vitro…………….. 63

Figura19. Aclimatación de plántulas de vanilla spp……………………………….. 64

Figura 20. Semillas asépticas establecidas en medios de cultivos…………………. 64

Figura 21. Inicio de la germinación de las semillas………………………………... 66

Figura 22. Fases del desarrollo in vitro de vitroplantulas de vanilla planifolia……. 69

Figura 23.Formación de raíces y tallos en vanilla planifolia…………………………. 69

AGRADECIMIENTOS:

La realización de este trabajo, ha sido posible gracias al apoyo financiero dentro del

Fondo Nacional de Ciencia y Tecnología, -FONACYT-, otorgado por La Secretaría

Nacional de Ciencia y Tecnología –SENACYT- y el Consejo Nacional de Ciencia y

Tecnología –CONCYT-.

RESUMEN

La vainilla comprende a varias especies del género Vanilla nativas de

Mesoamérica. Presentan frutos en forma de cápsulas con altos contenidos de fragancias,

siendo la vainillina la de mayor concentración. Los extractos de vainilla constituyen el

complejo de sustancias saborizantes más utilizadas en la industria. A pesar de las bajas en

el mercado debido al surgimiento de nuevas tecnologías de síntesis artificial o

biotecnológicas, la vainilla natural sigue siendo preferida, especialmente por los

compuestos asociados a ella en los extractos, así como por la demanda de productos

orgánicos.

Las selvas húmedas de Guatemala constituyen un hábitat natural para las vainillas.

Específicamente la zona que comprende la denominada franja transversal del norte o

Zona Reina, presenta particularidades climáticas donde éstas plantas se desarrollan de

una buena manera, confirma esta afirmación el hecho de haber encontrado durante la

exploración realizada en Ixcán, Quiché las especies Vanilla odorata, Vanilla hartii,

Vanilla insignis, Vanilla inodora, Vanilla cribbiana y Vanilla planifolia, en una densidad

poblacional y diversidad de especies por área mayores a las de otras zonas que reportan la

presencia de vainillas silvestres. La existencia de material silvestre propio en Guatemala

constituye una riqueza tanto para poder iniciar plantaciones locales como para el

enriquecimiento del pozo genético de los programas de fitomejoramiento.

Dado que la vainillina es la sustancia de mayor interés comercial, mediante la

técnica de cromatografía de gases, se consideró el análisis de su contenido en cada una de

las especies encontradas para determinar su utilidad en un proceso de explotación

inmediato. Así mismo se tomó en cuenta otras sustancias asociadas que le dan un aroma

peculiar a las otras especies y llegando a constituir incluso una forma de diferenciación

interespecífica.

Una vez identificadas las especies que presentan mayor concentración de vainillina

y/o ausencia de ataques de enfermedades, se desarrollaron los procedimientos que

permitan su propagación in vitro tanto vegetativa como sexual, de esta forma se tiene

material propagativo en una forma masiva en un tiempo relativamente corto, así como un

procedimiento de conservación para evitar la pérdida de los materiales encontrados en la

selva.

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PARTE I

I.1 INTRODUCCIÓN

La vainilla, Vanilla plannifolia, especie nativa de las selvas tropicales de

mesoamérica, perteneciente a la familia Orchidaceae, forma parte de un complejo de

especies agrupadas en el género Vanilla el cual se considera como procedente de un

linaje basal primitivo dentro de la familia constituido por la subtribu Vanillinae de la

tribu Vanilleae (Dressler y Chase, 1,995). Esta especie al igual que algunas otras

nativas de Mesoamérica pertenecientes al género Vanilla, son las únicas dentro de

Orchidaceae que presentan frutos en forma de cápsulas con altos contenidos de

fragancias, siendo la vainillina (3-metoxi 4-hidroxibenzaldehído; C8H8O3) la de mayor

concentración. La presencia de estas sustancias es un mecanismo para atraer animales,

especialmente murciélagos, los cuales cumplen el papel de dispersores de las semillas

(Vásquez-Yanes et al., 1,975).

Por sus propiedades aromatizantes estas plantas fueron ampliamente utilizadas,

antes de la llegada de los españoles, por los pueblos américanos como medicinales y para

preparar bebidas como el chocolate. La vainilla fue introducida a España con los mimos

fines desde la segunda mitad del siglo XVI (Correll, 1,944). Debido a sus

requerimientos climáticos, y a pesar de los muchos intentos, no fue posible cultivarla en

Europa. Sin embargo, se introdujo en las zonas tropicales de Asia y África, donde

existían colonias Europeas. Hacia 1886 la producción de vainilla en Madagascar,

Reunión, Mauricio y Java era mayor que la producción mexicana (Mallory et al., 1,942),

y hasta ahora constituye uno de sus principales productos de exportación.

Los extractos de vainilla contienen además de vainillina otros 250 compuestos

(Adedeji et al., 1,993) entre los cuales los más abundantes son el ácido vaníllico, 4-

hidroxibenzaldehído y el ácido 4-hidroxibenzóico (Dignum et al., 2,001). Estos

constituyen el complejo de sustancias saborizantes más utilizadas en la industria de

alimentos y bebidas, se utilizan también en la industria cosmética, licorera y tabacalera.

Hasta la primera mitad del siglo pasado, la vainilla natural era una industria prospera, sin

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embargo la introducción al mercado de la vainilla sintética que la sustituía, hizo decrecer

la producción hasta niveles en los cuales muchas plantaciones desaparecieron (Metzel,

1,999). Sin embargo, la vainilla sintética no pudo competir ni en sabor ni en inocuidad

(FIRA, 2,000) y es en la década de los ochenta que inicia un nuevo auge en la producción

de vainilla natural. La producción de vainilla natural recibe otro golpe a partir de 1,988,

pues en Texas, Estados Unidos, inicia sus actividades una empresa que había logrado

modificar una bacteria capaz de sintetizar vainillina (Rao y Ravishankar, 2,000). La

exportación estadounidense de vainilla respecto a la exportación mundial, creció de 124

Tn (5.36%) en 1,995 a 1,012 Tn (43.5%) en 2002 (FAO). Muy probablemente debido a

esta situación se produce una baja de aproximadamente el 200 % en los precios a partir

de 1,995 pasando de 35,104 dólares por tonelada hasta 18,476 dólares por tonelada en

1,998. No obstante, de 1998 inicia un ascenso constante hasta recuperarse y situarse en

40,262 dólares por tonelada para el año 2002 (FAO). Este nuevo incremento de los

precios obedece a la demanda no satisfecha, la cual a pesar de la producción

estadounidense, se mantiene creciente. No obstante la facilidad de producción de una

vainillina en condiciones de laboratorio, la vainilla natural sigue siendo preferida,

especialmente por los compuestos asociados a ella en los extractos, así como por la

demanda de productos orgánicos.

Para el año 2,002 los mayores exportadores de vainilla natural eran Madagascar,

Indonesia y Nueva Guinea (tabala 1). México produjo 189 Tn. En ese mismo año, El

valor total para las exportaciones fue de USD $ 251,377,000.00 (FAO)

En ese mismo año se importó a nuestro país, dos toneladas con valor de USD $

6,000. Sin embargo en 1,999 se experimentó una demanda de 11 toneladas, siendo esta

la más alta desde 1,993. La producción nacional de vainilla, todavía es incipiente, de tal

manera que no se logra cubrir la demanda interna.

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Tabla 1. Comportamiento del mercado de la vainilla para el año 2,002

PAIS PRODUCCIÓN

(Tn)

EXPORTACIÓN

(Tn)

IMPORTACIÓN

(Tn)

Indonesia 2,731 898 -

Madagascar 1,518 932 -

China 700 - -

México 189 184 -

Nueva Guinea - 196 -

EUA - - 1,117

Mauricio - - 466

Francia - - 450

Reino Unido - - 218

Singapur - - 117

Guatemala - - 2

Otros 623 1,593 2527

TOTAL 5,510 3,676 4,454

Fuente: Consulta base de datos producción mundial por cultivo, disponible en http://apps.fao.org/faostat

Las producciones mexicanas se limitan a los estados de Veracruz, Oaxaca, Chiapas

y Quintana Roo, debido a las condiciones ambientales que requiere esta planta. Las

especies más utilizadas son V. plannifolia, V. pompona y V. odorata, principalmente.

También son utilizadas V. cribbiana, V. insignis, V. hameri y V. perplexa. Las distintas

plantaciones comerciales distribuidas en México son en su gran mayoría, artesanales, de

pequeña escala en las regiones indígenas llevadas a cabo de una forma comunitaria y

algunas veces privada. El material inicial se colecta en las selvas y luego es adaptado a

las condiciones de cultivo utilizando diversos tipos de tutores, entre los más comunes

están Erythrina sp. y Gliricidia sp. Sin embargo, son pocas las plantaciones con

verdadera tecnificación (Baltazar-Hernández, 1,999).

A pesar de la insipiente tecnología utilizada en las plantaciones mexicanas, ha sido

de gran valor la exploración por parte de los campesinos, lo cual permitió incorporar

nuevas especies al cultivo, como V. cribbiana, V. insignis y V. hameri, las cuales no eran

utilizadas o eran confundidas con V. plannifolia. A pesar de esta reciente incorporación

de material genético diferente a las plantaciones comerciales, uno de los problemas

actuales del cultivo, es la baja variabilidad genética intraespecífica, por lo que la

incorporación de nuevos materiales como estrategia de mejoramiento, es de suma

importancia, para poder contrarestar los efectos negativos de plagas y enfermedades, de

http://apps.fao.org/faostat

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las cuales las más importantes son la pudrición negra de raíz causada por Fusarium

oxysporum (Alconero, 1,968) y otras pudriciones ocasionadas por Phytopthora meadii,

Colletrotricum vanillae, Sclerotium rolfsii y Rhizoctonia sp (UNIVERSIDAD

NACIONAL, 1,996). Así mismo, se estarán incorporando nuevos materiales utilizables

por su contenido de vainillina o sustancias de interés. Tal es el caso de V. Phaeantha

resistente a F. oxysporum, V. Odorata y V. insignis además de tener frutos de buena

calidad, una soporta condiciones de alta sequía y la otra de alta humedad, V. cribbiana y

V. hameri aportan altos contenidos de vainillina, muy similares a V. pompona.

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I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

I.2.1. Antecedentes

La exploración de nuevos materiales de vainilla para la incorporación de nuevos

materiales al cultivo como a los programas de fitomejoramiento, es de suma importancia

para su aprovechamiento. Sin embargo, esta estrategia debe tener la precaución de evitar

la erosión genética que se produce por extracción de materiales silvestres de su hábitat

natural sin prever la estrategia de reposición, tal como está ocurriendo en los estados de

México donde existen poblaciones silvestres de Vainillas. La erosión del pozo genético

silvestre de las vainillas es sumamente grave debido principalmente a la naturaleza

reproductiva y de dispersión de este género, así como a los métodos de extracción de

material propagativo, destructivos y acelerados que se están utilizando. En estado

silvestre, prevalece la autofecundación aunque también existe en menor grado, la

polinización cruzada. Luego, la dispersión de las semillas realizada principalmente por

murciélagos, hace que estas puedan llegar a distancias grandes (hasta 4 kilómetros) por lo

que la poca variabilidad contenida en las semillas es dispersada en áreas grandes, dando

lugar ha poblaciones muy homogéneas. Sumado a la baja variabilidad de las

poblaciones, se tiene una baja densidad poblacional, pues ésta se estima en un individuo

por cada dos a diez kilómetros cuadrados.

Las selvas húmedas de Guatemala también constituyen un hábitat natural para las

vainillas, pues éstas comparten características comunes y forman parte de las mismas

zonas de vida que los estados mexicanos colindantes, y, siendo que en México la

presencia de vainillas silvestres se reporta para las partes sur de los estados productores,

especialmente de Oaxaca, Chiapas y Quintana Roo, es de esperar que existan también

poblaciones de vainillas en nuestras selvas (ASERCA, 2,002).

Luego de algunas entrevistas con personas de la comunidad de Santa María Tzejá

en Ixcán, Quiché, y de visitas de campo, se ha podido establecer la existencia de plantas

con características similares a las vainillas, pudiendo ser estas alguna especie afín o

alguna de las ya descritas que es utilizada en el cultivo. La existencia de material

silvestre propio en Guatemala constituye una riqueza tanto para poder iniciar

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plantaciones locales como para el enriquecimiento del pozo genético de los programas de

fitomejoramiento. Actualmente se está iniciando en esas zonas el cultivo de vainilla, y

por consiguiente, es de esperarse que la misma situación de depredación de los recursos

silvestres pueda en un momento dado suministrar material de propagación para las

plantaciones.

I.2.1. Justificación del trabajo

Debido a estas amenazas, es de suma importancia iniciar un proceso sistemático de

exploración, identificación, propagación y conservación de los materiales silvestres para

hacerlos disponibles a los productores y a la vez evitar su erosión genética.

La exploración se realizará en las selvas de Ixcán, Quiché. El criterio de selección

primario de los materiales será su contenido de vainillina y otras sustancias importantes,

las cuales se identificarán mediante cromatografía de gases, técnica ampliamente

utilizada para la identificación de aceites esenciales (Güenther, 1,949).

Para propagar y conservar los materiales seleccionados se utilizará la técnica de

cultivo in vitro ya que ésta permite tener una tasa de multiplicación (1:20,000)

considerablemente mayor que las técnicas tradicionales (Archila, 2,000). De esta manera

se podrán tener materiales disponibles para los productores y materiales para conservar.

Así mismo, al implementar ésta técnica se estará propiciando su utilización con los

materiales que actualmente se usan en las plantaciones, ayudando así con la propagación

de los materiales comerciales, puesto que la propagación constituye uno de los

principales problemas en las plantaciones.

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I.3 OBJETIVOS

I.3.1. General

. Contribuir al conocimiento, conservación y revalorización de las especies del

género Vanilla presentes en Guatemala.

I.3.2 Específicos

a. Identificar y Seleccionar materiales del género Vanilla presentes en la selva de

Ixcan Quiché que puedan resultar promisorios por su contenido de fragancias.

b. Evaluar un sistema de propagación masiva que permita hacer disponibles para

productores aquellos materiales seleccionados.

c. Establecer metodologías in Vitro y en invernadero para la conservación de los

materiales seleccionados.

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I.4 METODOLOGIA

I.4.1 Exploración y colecta de material

I.4.1.1 Definir la zona de estudio

La investigación se realizó en 70 comundades del municipio de Ixcán Quiché, y

tres comunidades de Huehuetenango. Ixcán se úbica entre las coordenadas geográficas

W 90°25'30" - 91°7'30" , y N 16°6‟30”- 15°42‟00”.

Se hicieron mapas de Zonas de Vida y Series de suelo, para determinar si existe

diferencias en la región. En base a los mapas se determinó que el municipio pertenece a

dos Zonas de Vida distintas, con dos zonas climáticas, siendo la Zona de Vida, Bosque

Muy Húmedo Subtropical Cálido, siendo la parte norte, además se identificó las

subregiones del municipio y sus comunidades.

De acuerdo a las características físicas del lugar y la distribución de las

comunidades, se determinó realizar las exploraciones en las comunidades de las 7

subregiones del municipio, por estar bien distribuidos en todo el área del Ixcán.

Siendo las subregiones de Playa Grande, Ingenieros, Pueblo Nuevo, Xalbal, Santa

Maria Tzejá, San Antonio Tzejá y San Juan Chactelá.

I.4.1.2 Identificación de los líderes de las comunidades.

A través de las reuniones que realizan las instituciones se logró visitar a los líderes

de la comunidades, quienes conocen mejor a sus habitantes. A los líderes de las

comunidades se les informó sobre el proyecto de exploración de vainilla en el área y a

través de ellos se les solicitó participar en sus reuniones para dar a conocer la exploración

de vainilla a los agricultores y enseñarles la planta de vainilla para que ellos reconozcan y

dan información para su localización.

I.4.1.3 Visitas a los agricultores que conocen la vainilla

Se visitaron aquellos agricultores que resultaron conocer la planta de vainilla y se

acordó los días en que se hará el caminamiento hasta donde se encuentra la planta de

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vainilla. Varios de los agricultores que fueron visitados, fue referido por el líder de la

comunidad.

I.4.1.4 Caminamientos

Después de haber acordado la fecha de salida hacia donde están las matas de

vainilla, se realizó los caminamientos observando por el camino, para aprovechar el

recorrido.

El recorrido en su mayoría se hizo por los caminos y brechas que ellos utilizan

para trasladarse.

I.4.1.5 Exploración por los caminos en la selva

De acuerdo al hábitat de la vainilla, se exploró por los caminos que incrustan la

selva para poder localizar el mayor número posible de plantas.

I.4.1.6 Establecimiento de rumbos

A través de rumbos se prosiguió la búsqueda de las plantas de vainilla, los rumbos

fueron hechas en base a la experiencia del lugar.

I.4.1.7 Toma de datos

La vainilla encontrada por la experiencia de los agricultores, por caminamientos o

a través de los rumbos, fueron descritas, considerando aspectos morfológicos y hábitat de

la planta, además fueron tomados las coordenadas geográficas con la ayuda de un GPS.

Se utilizó una literal para cada especie que se consideraba diferente y en base al código o

literal se hizo todas las descripciones.

I.4.1.8 Monitoreo

Se monitorearon las plantas de vainilla para conocer la época de floración y

fructificación. El monitoreo se hizo cada mes, para poder tener un registro de las plantas.

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Se frecuentaron aquellas plantas que tienen buen desarrollo, pues tienen alto probabilidad

de floración.

I.4.1.9 Colecta de material

Se colectó material vegetativo y flores para su determinación botánica. Se colectó

suficiente material para uso de herbario, de 5 a 7 ejemplares. Durante la colecta se

tomaron fotos de tallos, hojas e inflorescencia.

I.4.1.10 Preparación del material

Los tallos y hojas fueron secados por el método de deshidratado, que consiste en

depositar los ejemplares en camisas de papel periódico y ejercer presión con la prensa de

madera donde está sujeta, para que las plantas tengan un buen secado, el secado en este

caso es de forma natural. El cambio de las camisas de periódico es cada tres días, ya que

el periódico a absorbido humedad de las plantas y se necesita sustituir por camisas de

periódico nueva, el secado se concluyó cuando los ejemplares se tornaron de un color

cafés, es decir, cuando perdieron toda el agua que contenían.

En caso de las flores fueron depositados en alcohol al 70 %

I.4.1.11 Determinación de las especies

Se utilizó el herbario de la Facultad de Agronomía, para la observación de las

Flores, utilizando estereoscopio, pinzas y agujas para observar las características

morfológicas de las flores y de los tallos y hojas.

Se determinaron las especies de vainilla colectado en el municipio de Ixcán y con

las claves utilizadas para Guatemala, Nicaragua y Costa Rica, se determinó algunas de las

especies y dichas especies fueron rectificados por Margaret Dix , orquidióloga de

Guatemala y Miguel Ángel Soto Arenas, orquidiólogo de México,

Las plantas de vainilla que no coincidieron con las especies reportadas para

Guatemala, Nicaragua y Costa Rica, se hicieron descripciones internas de la flor, para

facilitar su determinación y dicha determinación lo hizo Miguel Ángel Soto Arenas vía

Internet.

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I.4.2 Caracterización de fragancias mediante análisis

cromatográfico

La caracterización de las fragancias implica su extracción, identificación y

cuantificación de los aceites esenciales lo cual se realizará mediante la técnica de arrastre

por vapor y cromatografía de gases, respectivamente, por ser éstas las más apropiadas

para la identificación de aceites esenciales (Güenther, 1,949).

La cromatografía de gases se basa en el principio de separación física de moléculas

por su polaridad y afinidad a una fase estacionaria que las retiene en menor o mayor

grado según su afinidad. La fase móvil consiste en un flujo continuo de gas, que puede

ser nitrógeno, el cual arrastra las soluciones que se desean analizar hasta una columna

que contiene una capa o fase estacionaria en la cual se retendrán las moléculas.

Posteriormente estas pasan a un detector. Las moléculas que salen primero de la columna

son leídas primero y así sucesivamente según sea la retención.

Para el análisis de los aceites esenciales ésta es la técnica más recomendable

(Skoog y Leary, 1,994).

La caracterización de aceites esenciales se realizará en la Unidad de Analisis

Instrumental de la Escuela de Química, Facultad de Farmacia de la Universidad de San

Carlos. Para la extracción por arrastre con vapor, se utilizarán 50 g de material vegetal y

se utilizará agua desionizada como fuente de vapor. Los análisis se realizarán con una

columna de polietilen glicol de nombre comercial Carbowax 20M. El detector será el de

ionización de flama (FID por sus siglas en inglés).

I.4.3 Propagación in vitro

I.4.3.1 Propagación asexual

a. Fuente del material vegetal

Se seleccionarán plantas que presenten caracteres superiores de interés comercial,

de acuerdo a la caracterización realizada de las cuales se utilizaran las yemas nodales. El

material vegetal se establecerá en invernadero (Geetha, 2,000).

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b. Desinfección de explantes

El material a utilizar provendrá de segmentos nodales los cuales tendrán una

longitud de 1.0 a 2.0 centímetros, seran desinfectadas con un pretratamiento en una

solución, la cual tendrá los siguientes componentes 0.2 % de bavistin, 0.2 % de

streptocyclina más 6 gotas de liquido dettol por 4 horas y lavadas en tween-20.

Los explantes seran esterilizados superficialmente con 0.1 % hipoclorito de sodio

por 10 minutos y serán lavadas cinco veces con agua destilada estéril (Geetha, 2,000).

c. Inoculación de explantes iniciales.

Los explantes iniciales estarán 70 días en el medio inicial MS (Murashige Skoog

1962) y serán de 1.0 a 2.0 centímetros de longitud los cuales serán inoculados dentro de

la campana de flujo laminar para lo cual se utilizaran tubos de ensayo de 25 X 150 mm.

El medio de cultivo será suplementado con 1 mg/L de 6-bencil amino purina, 30.0 g/L

de sucrosa, y 6.0 g/L de agar. El pH de los medios serán ajustados a 5.6 posteriormente

los medios serán distribuidos en alícuotas de 15 ml por tubo de ensayo y autoclaveados a

121oC durante 20 minutos. Cada 28 días los explantes seran subcultivados a medios

frescos. (Giridhar, 2,001).

d. Proliferación de brotes

Brotes de cuatro a cinco centímetros de longitud provenientes de la fase de

iniciación serán separados, transferidos y subcultivados por 21 días en medios frescos

conteniendo el medio basal NN (Nitsch Nitsch 1969) el cual será suplementado con 0.5

mg/L de 6-benzylaminopurina, 0.05 m/L de biotina, 0.5 mg/L de ácido fólico, 20 g/L de

sucrosa, 6.0 g/ de agar. El pH del medio será ajustado a 5.6 (Geetha, 2,000).

e. Aclimatación de plántulas

Las plantas seran puestas durante 20 días bajo tuéneles de polietileno con una

humedad relativa del 100 %, las cuales tendrán de 8 a 9 centímetros de longitud y con

raíces debidamente formadas provenientes de la fase de proliferación de brotes, serán

lavadas en agua, quitando restos de medio de cultivo. Seran plantadas en bandejas

conteniendo sustrato esterilizado peatmoss teniendo el cuidado de que este no se sature

demasiado de agua.

S E N A C Y T | 13

Gradualmente se expondrán al decrecimiento de la humedad relativa y se retiraran

del túnel de polietileno a los 42 días (Geetha, 2,000).

I.4.3.2 Propagación sexual

a. Selección de la cápsula

Se seleccionó la cápsula de acuerdo al tamaño: madurez del 60 %, que no

presentará dehiscencia, daños por insectos, mecánicos, o enfermedades.

b. Desinfección de la cápsula.

Se cortaron los extremos de la cápsula, lavándola con agua y jabón antibacterial

para eliminar impurezas. Dentro de la campana de flujo laminar, se transfirió a alcohol

etílico al 70 % por 1 minuto, se realizó un lavado con agua estéril, hipoclorito de cloro al

3 % por 10 minutos, luego se lavó tres veces en agua estéril. Realizando un corte en los

extremos para eliminar las partes dañadas.

c. Siembra y germinación de semillas

Se colocó la cápsula sobre una caja de petri, con una pinza y bisturí, se realizó un

corte longitudinal en la cápsula, dejando toda la semilla expuesta, con una microespátula

se tomó la semilla y se distribuyó uniformemente sobre el medio de cultivo, el medio

basal utilizado fue el MS (Murashige Skoog, 1,962) el cual fue suplementado con 0.05

mg/L de ANA (ácido naftalanacetico), 0.1 mg/L, de BAP (Bencil amino purina),

sacarosa 30 grms/L, agar 6 grms/Lt utilizando un pH de 5.7

d. Unidades experimentales.

Para inducir la germinación de las semillas se colocaron en frascos de 100 ml de

capacidad en los cuales se colocó 15 ml. de medio de cultivo descrito para la fase de

germinación.

S E N A C Y T | 14

e. Variables de respuesta.

Para tener un control sobre la respuesta de la germinación de las semillas se

establecieron las siguientes variables de respuesta.

Presencia de oxidación por parte de las semilla. Algunos géneros de

orquídeas presentan oxidación por la presencia de fenoles, debido que no

se tiene datos acerca de este aspecto se decidió tomar esta variable, para

ello se tomo el porcentaje de oxidación de las unidades experimentales.

Microorganismos contaminantes dentro del medio inicial. Se tomó la

cantidad de unidades experimentales contaminadas pór hongos o bacterias

y se expreso en porcentaje del total de unidades experimentales.

Germinación de las semillas. Para cada unidad experimental se observó y

se anotó el tiempo en que estas germinaron a si mismo el número de

semillas que germinaron.

f. Crecimiento y desarrollo de vitroplantas.

Tomando en cuenta que las condiciones de cultivo son controladas fue necesario

realizar subcultivos con el fin de incrementar el crecimiento y desarrollo de las plántulas

para ello se utilizó el medio MS (Murashige & Skoog 1,962) el cual fue suplementado

con 0.05 mg/L de ANA (ácido naftalanacetico), 0.1 mg/L, de BAP (Bencil amino purina),

+ 0.5 mg/L de GA3, 30 grms/L de sacarosa, 6 grms/L de agar, utilizando un pH de 5.7

g. Unidades experimentales.

Para los subcultivos de las semillas germinadas se utilizaron tubos de ensayo de

25 X 150 mm. En cada tubo de ensayo se adiciono 5 ml de medio de cultivo. Esto

tomando en cuenta que existe la formación de raíz pivotante y para no interferir con el

desarrollo y crecimiento del sistema radicular de las vitroplantas.

S E N A C Y T | 15

h. Variables de respuesta.

Para tener un control sobre la respuesta del crecimiento y desarrollo de las

vitroplantas se establecieron las siguientes variables de respuesta.

Formación de raiz; Para ello se observara cada uno de los protocormos y

se observó si existe la presencia de raiz ya sea pivotante o adventicias.

Formación de tallo. Se observó en cuanto tiempo existió la formación de

tallos en cada vitroplantas.

Formación de hojas. Se observó en cuanto tiempo las vitroplantes forman

hojas.

Formación de brotes. Se tomó lecturas si existió la formación de mas de

un brote por vitroplanta.

i. Aclimatación de plántulas

Las plántulas que tengan una longitud de 6 centímetros con 3 o más raíces con 2.5

centímetros de longitud serán puestas en invernadero durante 30 días con una humedad

relativa del 100 %, previo al establecimiento en invernadero las plántulas serán lavadas

en agua, quitando restos del medio de cultivo. Serán plantadas en bandejas conteniendo

sustrato esterilizado peatmoss. Gradualmente se expondrán al decrecimiento de la

humedad relativa y se retiraran del invernadero (Archiva, 2,000).

I.4.4 Conservación

I.4.4.1 In Vitro

Plantas provenientes tanto asexual como sexualmente serán preservadas en sus

medios de cultivos originales, con el fin que estas constituyan el banco de germoplasma

in vitro.

I.4.4.2 Invernadero

A nivel de invernadero se establecerán plantas con su respectivo sustrato las

cuales provienen de ambos métodos de propagación ensayados, esto con el fin de que

constituyan fuente de material para ser utilizado en mejoramientos de la especie a futuro.

S E N A C Y T | 16

PARTE II MARCO TEÓRICO

II.1 ECOLOGIA Y DISTRIBUCIÓN DE LAS PLANTAS

Las plantas como los animales son organismos dinámicos, que tiene la propiedad

de ser afectado por el ambiente, así este factor determina las características morfológicas

y fisiológicas de las plantas.

Según muchos ecólogos la unidad vegetativa básica es la comunidad, grupo de

plantas que viven juntas en un medio ambiente particular o hábitat. Las comunidades

varían mucho en extensión, tal es el caso de la comunidad de bosque que podría

extenderse hasta miles de kilómetros cuadrados, contra unos pocos centímetros cuadrados

de la comunidad de líquenes. Dentro una comunidad, los organismos tienen relaciones

mutuas entre sí mismos y con su medio ambiente. Las características de la comunidad

están influidas en grado considerable por tres relaciones intracomunitarias: competición

por varios factores como luz, agua y elementos nutricios, que suelen darse en cantidad

limitada; estratificación, o sea la superposición que resulta de diferencias en el tamaño de

las plantas maduras, por ejemplo, los árboles, los arbustos y las hierbas de una

comunidad de bosque, y dependencia, de algunas especies, para su supervivencia de la

estructura de la comunidad, según lo ilustran las hierbas que crecen únicamente en

sombra espesa y las epifitas que crecen sobre los troncos y ramas de los árboles.

Uno de los rasgos más llamativos de la vida vegetal es el hecho de que clases

distintas de plantas solo crecen en determinados lugares y en condiciones ambientales

especificas.

Cada especie y su tipo de distribución representan una adaptación intrincada entre

límites de tolerancia morfológica y fisiológica, genéticamente controlada, y las fuerzas

selectivas del medio ambiente. Una especie es eliminado de un hábitat particular si uno

cualquiera de los factores ambientales excede de los límites de tolerancia fisiológica a los

que la especie está genéticamente adaptada.

S E N A C Y T | 17

Algunos datos experimentales revelan que los individuos de una determinada

especie muy extendida constituyen a menudo poblaciones genéticamente definidas que

están fisiológicamente adaptadas a hábitat ligeramente diferentes.

Los factores que han sido importantes en cuanto a condicionar la distribución de

diversas clases de plantas, pueden clasificarse en dos categorías principales: Factores del

pasado y factores contemporáneos.

Factores del pasado:

La distribución de las plantas sobre la tierra es resultado , en parte, de

transformaciones geológicas importantes en la historia del planeta. Muchos rasgos de la

distribución vegetal no admiten explicaciones basadas en las condiciones actuales y solo

pueden explicarse sobre la base de fenómenos climáticos y geológicos prolongados en

tiempos pasados.

Los fenómenos geológicos, juntamente con los cambios del clima, se han

traducido en la formación de barreras que han obstaculizado o facilitado la dispersión de

diversas especies de plantas. Con frecuencia , estos cambios geológicos y climáticos han

producido la extinción de especies en determinadas regiones.

Factores contemporáneos.

Estos factores que afectan actualmente el desarrollo diario, las reacciones y la

distribución de las plantas existentes, pueden dividirse en cuatro categorías.

A) Factores climáticos: los que actúan sobre las plantas a través de la atmósfera, esto

es, a través de la temperatura, la precipitación pluvial, la luz, el viento y la

humedad.

B) Factores edáficos: los que actúan sobre las plantas a través del suelo como la

humedad, el aire, la temperatura, los elementos nutricios y la reacción dentro del

suelo.

C) Factores bióticos: los que implican relaciones con otras clases de plantas y con

animales.

D) Fuego (Fuller, 1987)

S E N A C Y T | 18

II.2 RIQUEZA Y DIVERSIDAD FLORÍSTICA

La riqueza es considerado la cantidad de especies existentes en un área

determinado, mientras la diversidad florística considera la distribución de los individuos

entre las especies presentes. En caso de las epífitas y herbáceos es difícil determinar los

individuos (UNESCO, 1980).

Fisonómicamente Richards(1952), citado a Schimper(1903), define al bosque

húmedo tropical, como un tipo de vegetación higrófila de cuando menos 30 m de altura,

que en ocasiones puede ser mayor, rica en especies herbáceos, lianas y epifitas.

La gran mayoría de los bosques tropicales son mezclados, en los que no ocurre la

dominancia de una sola especie, aunque esto se puede presentar en ocasiones, en cambio

la dominancia de familias es bastante notoria (UACH,1982).

II.3 FENOLOGIA

Estudia los fenómenos biológicos acomodados a cierto ritmo periódico, como la

brotación, la inflorescencia, la maduración de los frutos, etc, como es natural, estos

fenómenos se relacionan con el clima de la localidad en que ocurren y viceversa, de la

fenología se pueden sacar consecuencias relativos al clima y, sobre todo al microclima,

cuando ni uno ni otro se conocen debidamente.

La fenología de una especie depende de su propia idiosincrasia y del ciclo del

dinamismo del medio sobre todo y mas generalmente del ciclo climático (Quer,1979),

II.4 BOTÁNICA

La botánica es la ciencia que estudia las plantas, generalmente organismos

fotosintéticos. Los aspectos que cubre esta ciencia son:

Forma, función y relaciones filogenéticos.

Interacciones de las plantas entre si y con otros organismos.

Interacciones de las plantas entre si con el medio en el que viven (Cronquist,

1987).

S E N A C Y T | 19

II.4.1 BOTÁNICA SISTEMÁTICA

Parte de la botánica que estudia la diversidad y diferenciación de los organismos,

así como el parentesco que tienen entre ellos.

Taxonomía: parte de la sistemática que dicta normas, métodos y leyes de la

clasificación. Nos ayuda a describir organismos y a delimitarlos.

Clasificación: organización jerárquica de los individuos o grupos basada en la

semejanza o diferencia entre estos.

Nomenclatura: método artificial práctico que consiste en dar nombre a las

plantas(Cronquist, 1987).

II.5 CARACTERÍSTICAS E IMPORTANCIA DE LAS

ORQUÍDEAS

Las orquídeas son las representantes mas evolucionadas del reino vegetal,

perteneciente a la familia Orquidaceae y son las mas numerosa del reino vegetal. Se

estima que existen alrededor de 30,000 especies diferentes distribuidos en todo el mundo,

dentro de ellos se encuentra la vainilla. Es posible encontrarlos creciendo en altitudes

bajas al nivel del mar, así como en alturas de mas de 4,000 m.s.n.m. pero su mayor

concentración ocurre en las regiones subtropicales.

La principal característica que distingue a las orquídeas es la estructura de su flor

y su forma de reproducción. En las orquídeas pueden encontrar flores que van de 2 mm

hasta 1 metro de largo

La orquídeas tienen sépalos en números de tres, que generalmente son coloreados

y contribuyen a embellecer la flor. Los pétalos también son tres, dos superiores que se

parecen a los sépalos y un inferior, frecuentemente diferenciado por ser mas grande y

vistoso , que se conoce por labio

Los estambres y los pistilos no se pueden distinguir pues se han fusionado en un

solo órgano central que se conoce como columna. El polen no es un polvo, como en otras

flores , sino está aglomerado en paquetes, pequeñas masas en numero de dos en algunas

S E N A C Y T | 20

orquídeas y de cuatro u ocho en otras. Estos paquetes de polen son conocidos como

polinios y se encuentra en el extremo libre de la columna, cubierta por un pequeño

capuchón (antera ) que los oculta a la vista, solo sale al pie al que están unidos. Este pie

es muy pegajoso y se adhiere a los insectos que visitan la flor. Así los insectos y a veces

los pájaros, se llevan los polinios de una flor a otra.

En la columna, generalmente debajo de donde están los polinios hay una pequeña

cavidad llamada estigma, cubierta de una sustancia también muy pegajosa. Esta es la

parte femenina de la flor y es aquí donde se quedan pegados los polinios que el insecto

trae de otra flor, realizando así la fecundación.

El ovario está detrás de los sépalos y se confunde con el peciolo. Las flores de las

orquídeas tardan frescas algunos días, semanas y meses, según la especie, pero cuando

son fecundados se marchitan inmediatamente. El ovario principia entonces a engrosar y

finalmente se transforma en una cápsula llena de semillas, al madurar se abre y los deja

volar al viento, como polvo fino. Cada cápsula puede contener miles y hasta millones de

semillitas, casi microscópicas que viajan arrastradas por el viento. Algunos encuentran

una rama o troncos de árboles, un lugar adecuado en donde crecer y formar nuevas

plantas.

Otra característica de las orquídeas, es la presencia de pseudobulbos, que sirven

como depósito de agua y nutrientes para que la planta se alimenta en tiempos de sequía.

Algunas plantas de orquídeas no tienen pseudobulbos, sino hojas o raíces muy

gruesos carnosas, que cumplan la misma función. Solo las orquídeas que viven en

regiones permanentemente húmedas pueden no tener estas características. Las plantas de

orquídeas pueden crecer en dos formas. Una llamada monopodiales, del griego “un pie”,

están formado por un tallo que crece continuamente hacia arriba y del cual sale hojas y

flores. Otros llamados simpodiales que crecen de un tronco horizontal o rizoma del cual

emerge cada año un nuevo crecimiento en el que se desarrollan las hojas y las flores.

En Guatemala existen alrededor de 800 especies diferentes de orquídeas y es muy

probable que haya algunos mas que no han sido descubiertos (Behar, 1993).

S E N A C Y T | 21

II.6 LA VAINILLA LA ÚNICA ORQUÍDEA APROVECHADA POR

SU FRUTO

La vainilla una de las orquídeas diferentes a las demás, es una planta semi epífita. Su

raíz principal se encuentra anclado a la superficie del suelo y las raíces adventicias se

trepa en los árboles, además produce cápsulas con una aroma extraordinario, que es

utilizado en las industrias.

La flor de la vainilla no es muy vistosa, por lo mismo no es muy conocido por las

personas(AGEXPRONT, 2002).

II.7 ORIGEN E HISTORIA DE LA VAINILLA

Se estima que la vainilla es originaria de América tropical.

Datos históricos reportan que la vainilla data de los años 1427-1440, donde fue

utilizado como aromatizante para el chocolate por los Aztecas en México.

Posteriormente los españoles llevaron material para su propagación en el año

1519, en el año 1793 fue llevada al Jardín Botánico de París, donde se multiplicó el

material que luego fue llevado a la Isla de Reunión y para el año 1850 se llevó el

material a la Isla de Madagascar, que es actualmente el mayor productor de vainilla a

nivel mundial (AGEXPRONT, 2002).

El nombre de vainilla se derivó simplemente de la forma alargada de la cápsula de

la orquídea.

S E N A C Y T | 22

II.8 TAXONOMÍA

Reino: Plantae

Subreino: Tracheobionta

División: Magnoliophyta

Clase: Liliopsida

Orden: Asparagales

Fam: Orchidaceae

Subfam: Vanilloideae

Tribu: Vanillae

Genero: Vanilla

(Dressler, 1993)

II.9 CARACTERÍSTICAS GENERALES DEL GENERO

VANILLA Mill.

Epifitas robustas, generalmente trepadoras , de altura considerable, raras veces

terrestres y no trepadoras, generalmente ramificadas. Hojas no articuladas, coriáceas o

carnosas, raras veces reducidas a escamas o ausentes; sésiles o atenuadas en un

pseudopeciolo. Inflorescencias racemosas cortas, axilares, raras veces subterminales, las

flores generalmente grandes y vistosas; sépalos carnosos, desiguales, libres, patente o

menos frecuentemente reflexos; petalos similares a los sépalos; labelo entero o 3 lobado,

con la quilla diferenciada adnada a la columna , la lámina libre envolviendo a la columna

y el disco generalmente con una agrupación de laminillas, columna alargada, sin pie, a

veces con alas inconspicuas, la antera ligada a los bordes del cliandro, incumbente,

convexo semiglobosa o algo cónica, polinios pulverulentos o granulosos. Frutos

alargados, carnosos mas o menos aromáticos.

Los entrenudos de la planta tiene forma de zigzag y el sistema radicular es denso

y corto. Las raíces subterráneas son llamadas trazadores y se extienden en un radio de 80

cm. También tiene raíces adventicias o crampones las cuales son carnosas y largas que la

S E N A C Y T | 23

planta utiliza para adherirse al tutor y nutrirse a través de una estructura exterior llamada

velamen.

Las flores son de poca duración (1 a 2 días como máximo), la inflorescencia es

sucesiva (Stevens et al., 2001).

II.10 ESPECIES DE VAINILLA CULTIVADAS

Este género Vanilla tiene aproximadamente 160 especies distribuidos en los

trópicos el mundo, varias especies son cultivadas por sus frutos, pero solo cinco son

productores de frutos que sirven para la elaboración de extractos aromáticos. Las tres

especies que mas se cultivan en la actualidad a escala internacional son:

Vanilla planifolia

Vanilla tahitensis

Vanilla pompona (AGEXPRONT, 2002)

II.10.1 ESPECIES DE VAINILLA EN

CENTROAMERICA

Vanilla odorata C. Presl, Reliq, Haenk.

Vanilla pfaviana Rchb. F., Gard.

Vanilla helleri A.D. Hawkes

Vanilla planifolia Jacks. in Adrews

Vanlla pompona Schiede, Linnaea

Vanila mexicana

Vanilla pauciflora

Vanilla insignis (Dressler, 1993).

S E N A C Y T | 24

Clave botánica utilizada

1. Hojas linear-lanceoladas, hasta 2 cm de ancho; labelo con bordes apicales

cortamente fimbriados....................................................... V. odorata

1. Hojas ovadas a oblongas, mas de 3 cm de ancho; labelo con bordes ondeados o

crenados

2. Labelo conspicuamente 3-lobado

3. Lobo medio del labelo densamente cubierto de apéndices alargados retrorso

brácteas florales escuamiformes................................ V. helleri

3. Lobo medio del labelo sin apéndices pero con un callo carnoso; brácteas

florales foliiformes.......................................................V. pfaviana

2. Labelo entero, no 3-lobado

4. Hojas carnosas, ovado-elípticas; labelo conspicuamente verrugoso en el

centro desde la mitad hasta el ápice....................... V. planifolia

4. Hojas coriáceas, anchamente oblongas; labelo con carinas elevadas en la

mitad apical.............................................................. V. pompona (Stevens et al.,

2001)

II.10.3 ESPECIES DE VAINILLA EN GUATEMALA

Mientras que la Flora de Guatemala utiliza únicamente las flores para la

determinación, reportándose 4 especies:

Vanilla planifolia

Vanilla pfaviana

Vanilla inodora y

Vanilla pompona (Ames y Correll, 1952)

S E N A C Y T | 25

II.11 VAINILLINA

La vainillina es una molécula del grupo de los benzaldehídos cuya nomenclatura

según las reglas IUPAC es 4-hydroxy-3-methoxybenzaldehído cuya estructura se

representa según se muestra en la figura 1.

Figura 1. Estructura química de la Vainillina.

Fuente: PUBCHEM, 2010.

Su fórmula molecular es C8H8O3, con peso molecular de 152.14732

g/mol. Aislada y purificada se presenta como un cristal blanco, con densidad de

1.056 g/cm3, punto de fusión 79.85 °C, punto de ebullición 284.9° C, una pKa

de 7.4 y solubilidad en agua de 1 g/100 mL a 25°C. (PUBCHEM, 2010)

Como puede verse, la estructura principal es un benzaldeído con

metilación en el carbono tres e hidroxilación en el cuatro.

La vainillina se conoce también por los siguientes nombres: Vanillin; p-

Hidroxi-m-metoxibenzaldehido; Lioxin; Vanillaldehido; aldehído vanillico; 2-

Metoxi-4-formilphenol; 3-Metoxi-4-hydroxibenzaldehido; 4-Formyl-2-

metoxiphenol; 4-Hidroxy-3-metoxibenzaldehido; 4-Hidroxi-5-

S E N A C Y T | 26

metoxibenzaldehyde; Vainilla; m-Anisaldehido, 4-hidroxi-;

Protocatechualdehido, metil-; Zimco; 4-Hidroxi-m-anisaldehido; p-Vanillina;

m-Metoxi-p-hidroxibenzaldehide; Aldehido metilprotcatechuico. (NIST

Chemistry WebBook, 2010).

II.12 OTROS COMPUESTOS ASOCIADOS A LAS

VAINILLAS

El acido (Z) 9-Octadecenoico o ácido oleico es un ácido graso no

saturado muy abundante en la naturaleza. Es uno de los ácidos grasos más

importante en la estructura y funcionamiento de los organismos vivos.

Figura 2. Estructura del ácido oleico.

Fuente: PUBCHEM, 2010.

S E N A C Y T | 27

II.13 CROMATOGRAFÍA PARA IDENTIFICACIÓN

DE COMPUESTOS ORGÁNICOS

La cromatografía es una de las técnicas para la identificación de compuestos más

utilizada en análisis de compuestos orgánicos. Esta se basa en la separación de los

componentes de una mezcla utilizando una fase fija y un solvente que arrastra aquellas

moléculas afines a él y no afines a la fase fija. De igual manera, la fase fija retiene a los

compuestos afines y no retiene aquellos que no son afines. La fase móvil consiste en un

solvente que puede ser líquido, gaseoso o líquido supercrítico.

De acuerdo al tipo de fases que se utilice esta adquiere su nombre. Existe

cromatografía plana y de columna. En la primera la fase fija se coloca en una capa plana

sobre la cual se hace correr la mezcla a analizar; en la segunda se utiliza una columna

para ubicar la fase fija.

La otra clasificación obedece a la naturaleza del fluido, si es líquido, entonces es

cromatografía líquida, si es gas, entonces es cromatografía de gases, y se utilizan fluidos

supercríticos, se conoce como cromatografía de líquidos supercríticos.(Shriner, 1999)

II.13.1 CROMATOGRAFÍA DE GASES

La cromatografía de gases es la técnica más empleada para el análisis de

productos muy volátiles como los son la mayoría de aceites escenciales. Se basa

principalmente en hacer pasar un solvente en forma de gas, el cual generalmente es

orgánico y arrastra compuestos orgánicos, por una columna que retiene los compuestos

menos volátiles. Al final de la columna se encuentra un lector que detecta la salida de

cada compuesto y mide el tiempo que fue retenido en la columna.

S E N A C Y T | 28

II.13.2 CROMATOGRAFÍA DE GASES MASAS

Una variante de la cromatografía de gases es el acoplamiento de la espectrometría

de masas, con la cual se puede identificar el espectro único de la molécula, medir la

concentración y estructura de esta. Otra de las ventajas de este acoplamiento es la gran

sensibilidad, que permite medir concentraciones incluso de partes por billón. (Shriner,

1999).

S E N A C Y T | 29

PARTE III RESULTADOS

III.1 RESULTADOS

III.1.1 ESPECIES DE VAINILLA ENCONTRADAS

Durante la exploración se encontraron las especies siguientes:

Vanilla odorata, Vanilla hartii, Vanilla insignis, Vanilla inodora, Vanilla cribbiana y

Vanilla planifolia; formando un total de 62 plantas distribuidas en dichas especies.

Estas especies fueron encontradas en diferentes comunidades, es importante

mencionar que durante la exploración se visitaron 70 comunidades, de la cuales solo se pudo

encontrar en 18 comunidades, siendo estas:

Cuarto Pueblo, Pueblo Nuevo, Los Angeles, Primavera del Ixcán, Victoria 20 de

Enero, Flor del Norte, Nuevo Malacatán, Nuevo Cuchumatán, San Lorenzo, San Antonio

Tzejá, Santiago Ixcán, Esquipulas, Los Cimientos, Las Flores, Tres Ríos, Cabecera

municipal, Santa María Tzejá, y Santa María Dolores, ver figura 1.

Los números que aparecen en la figura 1, es el número correlativo de las plantas

encontradas, siendo para la comunidad de Cuarto Pueblo 37 plantas de vainilla (1, 2, 3, 4, 5,

6, 7, 8, 11, 12, 13, 15, 16, 17, 18, 19, 20, 21, 22, 23, 24, 40, 41, 42, 43, 44, 45, 46, 51, 52, 53,

54, 55, 56, 57, 58 y 59), en esta comunidad se encontró 5 de las 6 especies y 37 de las 62

plantas , la Vanilla cribbiana fue la única especie que no se encontró, el resto de las plantas

se encontró en las demás comunidades.

La mayor concentración de las plantas de vainilla en la aldea de Cuarto Pueblo,

ubicada en la parte norte del municipio ver figura 1. se debió a la minuciosa exploración,

mientras que en las otras comunidades se exploró poco, pero se encontraron las mismas

especies para la aldea de Cuarto Pueblo, excepto en la parte sur, donde se encontró la Vanilla

cribbiana, esta especie es cultivada por los agricultores de esa región.

El rango altitudinal de exploración fue de 180 metros sobre el nivel del mar (en la

parte norte) hasta los 500 m.s.n.m. (en la parte sur).

Aunque la exploración en la parte sur fue baja, los agricultores únicamente conocían

la Vanilla cribbiana.

Cuadro1. Características básicas de la Vainilla encontradas en el municipio de Ixcàn.

No

.

Código Longitud

de hojas (cms)

Ancho de

hojas (cms)

Consistencia

de las hojas

Mes de

Floración

Longitud y

grosor de cápsulas

Pendiente

(%)

Altitud

(m.s.n.m)

Coordenadas

Geográficas

Hábitat Palabras clave

1 A 15 1.5 Coriáceo Agosto 0 190 N 16º 2‟ 1.4”

W 90º 59 8.2

Se encuentra a 3 mts de un arrollo y orilla de un potrero.

El tutor es un bayal La planta recibe iluminación

durante el día y un suelo Franco arcilloso

Parcela de

Chimino

2 A 12 1.3 Coriáceo 25 204 N 16 º 2 „ 11.6”

W 90º 59‟ 14.2”

Tiene poca iluminación, pues se encuentra entre árboles medianos

y bejucos.

Suelo, F. arenoso

Colindancia al

lote de Febronio

3 A 13 1.4 Coriáceo 0 224 N 16º 2‟ 35.7”

W 90 º 59‟ 48.8”

Se encuentra a la orilla de un camino, sobre unos bejucos y hay

3 matas pequeñas en el mismo punto.

Suelo, arenoso

Ramírez Vargas

4 B 10 3 Coriáceo 10 221 N 16 º 2‟ 36.9”

W 90º 59‟ 2.8”

A la orilla de un camino, sobre

bejucos, poca iluminación. Suelo arenoso

Este de la iglesia

Católica

5 B 10 3 Coriáceo 5 220 N 16º 1‟ 5.5”

W 90º 59‟ 24.5”

Mucha humedad, se encuentra sobre unos arbolitos y tiene buena

iluminación. Suelo arcilloso

Parcela de Joel

6 C 12 5 Coriáceo 5 224 N 16 º 1‟ 5.5”

W90 º 59‟ 14.5”

Se encuentra a la orilla de una

carretera y sobre el suelo, recibe demasiada luz Suelo arcilloso

Parcela de

científico rumbo

a Pueblo Nuevo.

7 B 13 4 Coriáceo 5 222 N 16 º2‟ 36”

W 90 º59‟ 10.2”

Se encuentra sobre un árbol de lacandón, poca iluminación

Suelo arcilloso

Hijo de Sebastián

Pablo

8 D 16 8 Liso 6 187 N 16º 2‟ 35.8”

W 90 º 59‟ 8.7”

Se encuentra sobre un palo de hule

y dentro de una plantación de cardamomo, recibe demasiada luz

Suelo arcilloso

Cerca del

anterior, color

amarillo las hojas

9 AB

12 3 Coriáceo 0 209

N 15º 57‟ 11”

W 90º 48‟ 38” Se encuentra sobre un palo de

peine, suelo arcilloso y anegado

San Pablo

S E N A C Y T | 31

10

E

18 6.5 Coriáceo

Agosto y

Septiembr

e

1.8 cm de

grosor y

15 cms de

largo

0 224 N15º47‟59.5”

W90º47‟2.6”

La vainilla está sobre una mata de Canela y en lote de un señor

Suelo Franco arcilloso Primavera

11

B 11 3 Coriáceo 0 239 N16º2‟52.5”

W90º58‟49.3”

Está a la orilla de un camino, sobre bejucos y tiene poco crecimiento

Suelo arcilloso Paco Guerra

12

B 10 3 Coriáceo 0.6 cms de

grosor 0 204

N 16º3‟35.6”

W 90º59‟8”

Se encuentra sobre bejucos y a la orilla de un pantano

Suelo arenoso Pantano

13

F 17 3.2 Coriáceo

1.3 cm de grosor y 16

cms de

largo

0 204 N 16º3‟35.6”

W 90º59‟8

Se encuentra sobre un árbol pomarrosa, buena iluminación

Suelo arenoso Pantano

14

A 12 3 Coriáceo

24

septiembr

e

Tiene unos

10 cápsulas 0 181

N 16º2‟25”

W 90º55‟33.6”

Sobre un árbol danta que está lleno

de bejucos, buena iluminación Suelo Franco arcilloso

Río Xalbal

15

B 10 3 Coriáceo 30 Se encuentra sobre bejucos, poca

iluminación Suelo arenoso

Derecha del

cementerio

16

A 12 3 Coriáceo 0 N 16º3‟57”

W 90º59‟30”

Se encuentra a la orilla del camino, sobre bejucos, poca iluminación

Suelo arenoso San Luis

17

A 12 3 Coriáceo

Se observó

cápsulas

bien secas

el 20 de

octubre

0 N 16º2‟3.6”

W 90º56‟5,9”

Está sobre una mata de corozo, a la orilla de un arrollo, poca

iluminación Suelo arcilloso

Parcela de

Santiago

B 10 3 Coriáceo 4 200 N16º1‟13.8” Está a la orilla de un camino, sobre Hijo de Arturo

S E N A C Y T | 32

18

W90º56‟4” unos arbolitos, poca iluminación Suelo arenoso

19

A 12 3 Coriáceo 0 207 N 16º1‟3.6”

W 90º56‟10”

Está a la orilla de un arrollo, sobre bejucos, mucha sombra

Suelo arenoso Hijo de Arturo

20

A 12 3 Coriáceo 2 frutas

verdes 5

N 16º0‟25.8”

W 90º56‟12”

Se encuentra sobre guatales, poca luz


21

A 12 3 Coriáceo 10 208 N 16º2‟11.5”

W 90º59‟4.3”

Se encuentra sobre guatales, poca luz


22

A 12 3 Coriáceo 40 N 16º0‟43.9”

W 90º56‟12.6”

Se encuentra sobre un arbolito palo sangre, moderada luz

Suelo arcilloso Lorito

23

A 12 3 Coriáceo 30 N 16º2‟11.5” W 90º59‟4.3”

Se encuentra sobre bejucos, moderada luz

Suelo arcilloso Lorito

24

A

12 3 Coriáceo 0 176 N 16º3‟8.4”

W 91º6‟2”

Se encontró sobre una mata de cacao, buena iluminación, en un

lote. Suelo F. arcilloso

Ixtahuacan

24

D

24 cms

de largo

10 cms de

acho

Hojas

delgadas y

lisas

15 213 N 16º0‟48,7”

W 91º6‟44.7”

Sobre un árbol de Chilacayote, buena iluminación Suelo F. arcilloso

Flor del norte

25

AB

13 cms

de largo

2.5 cms

de ancho

Floreó

parte de

octubre e

inicio noviembr

e

10 240 N 16º0‟43”

W 91º06‟45.6”

Sobre un árbol de la familia de las Melostomataceae, orilla de un

arrollo Suelo F arcilloso

Flor del norte

26

A

13cm 2cm Hojas

coriáceas

Floreó en

agosto

Se encontró

3 cápsulas,

1.3 cm de

grosor y 18

0 257 N 15º53‟9.1”

W 91º8‟27.8”

Sobre un poste de alambrado,

buena iluminación Suelo arcilloso

Nueva

Malacat5an

S E N A C Y T | 33

cms de

largo

27

A

13cm 2cm Hojas

coriáceas

Floró en

septiembr

e

Se encontró

9 cápsulas 30

N 15º54‟1.4”

W 91º7‟21.4”

Está sobre matas de café, buena iluminación

Suelo arcilloso

Parcela de Juan

Domingo

28 D 16 cm de

largo

6 cm de

ancho

Hojas

delgadas

Se encontró

11 cápsulas

de 16 cm de

largo y 0.8 cm de

grosor

10 N 15º52‟47”

W 91º6‟53.5”

Se encuentro sobre un árbol de 15 mts de altura, buena iluminación

Suelo arenoso

Nuevo

Cuchumatán

29

A

13cm 2cm Hojas

coriáceas 15

N 15º54‟37.8”

W 91º0‟51”

Se encuentra sobre plantaciones de

cardamomo Suelo arcilloso

Nuevo San

Lorenzo

30

A

13cm 2cm Hojas

coriáceas 40

N 15º54‟37.2

W 91º1‟3.9” Se encuentra sobre bejucos

Suelo arenoso

Nuevo San

Lorenzo

Fuente: FODECYT 039-2004

Figura 3. Mapa de distribución, abundancia y variabilidad del Género Vanilla en el municipio de Playa

Grante, Quiché, Guatemala.


S E N A C Y T | 35

III.1.2 DENSIDAD POBLACIONAL

La densidad poblacional de la vainilla es muy baja, en esta exploración

únicamente se encontró 62 plantas de vainilla distribuidas en las seis especies.

Cuadro 2. Número de vainilla por especie encontrados en el municipio de Ixcán.

Especie Cantidad

Vanilla odorata 29

Vanilla hartii 11

Vanilla insignis 1

Vanilla inodora 9

Vanilla cribbiana 6

Vanilla planifolia 6

62

Fuente: FODECYT 039-2004.

Figura 4. Cantidad de plantas de vainilla por especie encontradas en el municipio de

Ixccán


S E N A C Y T | 36

Es importante recalcar que el área de exploración fue básicamente el municipio de

Ixcán y donde únicamente se encontraron 62 plantas de vainilla, siendo el municipio un

área de 1575 km².

En la parte media del municipio no existe bosques densos, mucho menos bosques

secundarios, donde podría haber vainilla, debido a que existen fincas dedicada a la

ganadería.

La mayoría de las plantas encontradas fue en la comunidad de Cuarto Pueblo,

donde se hicieron las exploraciones por los caminos y a través de rumbos, además el

aporte de los agricultores favoreció en la búsqueda de vainilla.

En la figura 4 se observa que la especie mas abundante es la Vanilla odorata, esta

planta crece bien en todo el área explorado, la abundancia puede ser por la viabilidad de

las semillas de las cápsulas y como también por ser la especie de mayor producción de

cápsulas de forma natural.

La Vanilla insignis es la especie de baja densidad, en esta exploración únicamente

se encontró un individuo, debido a la baja producción de cápsulas.

La densidad de las plantas de vainilla depende de la producción de cápsulas,

siendo la semilla muy pequeña puede dispersarse por varios kilómetros, pero si las

plantas no producen cápsulas, la especie no se dispersa, únicamente crea una pequeña

población a su alrededor de la planta madre.

Las plantas de vainilla fueron encontradas en pequeñas colonias, de una a cuatro

plantas separadas, esto se debe a que tiene la característica de treparse en los troncos y

con el tiempo las guías principales mueren y las plantas crecen de forma independiente.

S E N A C Y T | 37

Cuadro 3. Número de plantas por especie de vainilla encontradas en la comunidad de Cuarto Pueblo

Especie Cantidad

V odorata 17

V hartti 10

V insignis 1

V inoodora 6

V planifolia 2

36


Figura 5. Densidad poblacional de las especies de vainilla silvestres reportadas en la

aldea de Cuarto Pueblo.


Como se puede observar en la figura 3, la especie con mayor densidad es la

Vanilla odorata con 4 km cuadrado por planta, mientras las especie muy baja en

densidad es la Vanilla insignis con 64 km cuadrado por planta.

S E N A C Y T | 38

La densidad fue tomado en base al área de la comunidad, siendo

aproximadamente de 64 kilómetros cuadrados.

Esta comunidad fue la mas explorada, por lo tanto se tomó de referencia la

densidad poblacional, es importante mencionar que las plantas de vainilla encontradas no

cubre toda la población, debido a que siempre habrán plantas difícil de encontrar dentro

de la selva, pero dichas plantas no duplicaría la densidad, ya que se exploraron todos los

caminos que circulan el área de la comunidad y se considera que esta exploración fue

muy minuciosa.

III.1.3 IDENTIFICACION MORFOLÓGICA Y HABITAT DE

LAS ESPECIES DE VAINILLA

III.1.3.1 DESCRIPCIONES BOTÁNICAS DE LAS ESPECIES

Parte de las descripciones morfológicas se hizo a simple vista de los tallos y

hojas, flores, inflorescencia y cápsulas, se utilizó una regla para la realizar las medidas

de las partes.

En la figura 4 se observa las características morfológicas de la Vanilla odorata, la

cual fueron descritas, mientras las características interna de la flor fueron observadas en

el estereoscopio y dibujadas. Estas consideraciones fueron tomadas para las 6 especies

reportadas.

a. Vanilla odorata

Figura 6. Tallos y hojas, Inflorescencia y cápsulas de la Vanilla odorata


S E N A C Y T | 39

Tallos cilíndricos carnoso de 1 cm de grosor, cápsulas aromáticas de 1 cm de

grosor y hasta 25 cm de largo, raíces opuestas a las axilas con entrenudos de dos terceras

partes del largo de las hojas; hojas carnosas coriáceas, linear lanceoladas hasta 18 cm de

largo y 2.6 cm de ancho, con ápice reflexo de 0.5 cm de grosor; pedúnculo de 5 cm de

largo, inflorescencia hasta 15 flores sucesivas, las flores con pétalos y sépalos amarillo

verdoso, brácteas obovada de 1 cm de largo, con pedicelo con color amarillo blanco en

su base, flores de 10 cm de largo; sépalos oblanceoladas de 6 cm de largo y 1.5 cm de

ancho gradualmente atenuadas hacia una uña corta, ligeramente cóncavos, con ápice

subagudo, pétalos oblaceoladas de 5.8 cm de largo y 1 cm de ancho subobtuso

gradualmente atenuadas hacia una uña delgada, ligeramente carinado.

Labelo de de 4.5 cm de largo y 2 cm cuando aplanado, adnado a la columna hasta 2 cm,

formando un tubo cuneiforme cuando aplanado, el borde del labelo es ligeramente 3

lobado, con bordes apicales cortamente fimbriados, disco con una cresta y subcuadrada

por arriba de la mitad, de 4 mm de largo, encontrándose justo enfrente del rostelo, con

carinas serruladas en los bordes superiores, columna de 3.3 cm de largo.

b. Vanilla hartii

Figura 7. Tallos y hojas, inflorescencia y cápsulas de la Vanilla hartii


Tallos cilíndricos, ligeramente sulcado, con entrenudos casi igual al largo de las

hojas, 0.5 cm de grosor., hojas carnosa, no cariácea, elípticas de 10 cm de largo con ápice

acuminado; pedúnculo de 1.5 cm de largo, hasta 10 flores por inflorescencia, brácteas

florales de 5 mm de largo, con ápice acuminado. Flores de 6.2 cm de largo.

S E N A C Y T | 40

Sépalos y pétalos de color amarillo verdoso de 4.1 cm de largo, oblaceoladas y 0.8

cm de ancho, ligeramente cóncavo, con ápice subagudo.

Labelo de color blanco cremoso, de 3.8 cm de largo, 2.5 cm de ancho cuando aplanado,

con borde entero, labelo adnado a 2.6 cm de la columna y columna de 3.3 cm de largo y

2mm de grosor con vista frontal, disco subcuadrado de 2 mm de largo, justo enfrente del

rostelo, rostelo casi cuadrado de 2 mm de largo, al igual que la antera. Cápsulas de 12

cm de largo y 0.8 cm de grosor.

c. Vanilla insignis

Figura 8. Tallos y hojas, inflorescencia y cápsula de Vanilla insignis


Tallos sulcados en ambos lados y papiloso, 0.8 cm de grosor, con entre nudos de

12 cm, hojas carnosas, coriaceas oblongas, con ápice ligeramente acuminado de 1 cm.

Pedúnculo de 8 cm de largo, inflorescencia hasta 17 flores sucesivas.

Flores de 13.5 cm de largo, brácteas obovada de 1.4 cm de largo y 1 cm de ancho en la

base.

Sépalos oblanceoladas de color verde claro de 7.5 cm de largo y 1.2 cm de ancho,

con ápice agudo; petalos de 7.4 cm de largo y 0.9 cm de ancho, con nervadura a su largo.

S E N A C Y T | 41

Lóbulo de color blanco cremoso de 7 cm de largo, 3 cm de ancho cuando

aplanado, con el ápice ligeramente 3 lobado, con bordes fimbriado hasta 0.8 cm de largo,

con apéndices de color anaranjado distribuido en surcos a lo largo del labelo, disco

subcuadrado de color anaranjado de 3 mm de largo. Capsulas de 15 cm de largo y 1 cm

de grosor.

d. Vanilla inodora

Figura 9. Tallos y hojas, inflorescencia y cápsula de la Vanilla inodora


Tallos cilíndricos no carnoso, de color verde pálido, 5 mm de grosor, con entre

nudos de 5 cm, con raíces opuestas a las hojas.

Hojas delgadas oblonga elípticas, con ápice algo acuminado, con fuertes nervios de 15

cm de largo y 6 cm de ancho.

Pedúnculo de 21 cm de largo, hasta 8 flores por inflorescencia y distantes,

brácteas en forma de hojas de 5 cm de largo, pedicelo de 5 cm de largo, sépalos revoluto,

de 3.5 cm de largo y 1.5 cm de ancho y petalos de 3.5 cm de largo y 1 cm de ancho de

color verde; labelo de color blanco entero 3 lobado con el ápice emarginado, 3 cm de

largo y 3 cm de ancho cuando aplanado los lobos laterales ligeramente redondeados, el

labelo presenta callo de forma elíptica y en la base del labelo tiene un par de quilla ,

labelo no adnado a la columna.

S E N A C Y T | 42

Columna de color blanco de 2 cm de largo, antera de 4 mm de ancho, vista

frontal, antera con dos prolongaciones con apariencia de cachitos, la polinia agrupada en

dos sacos de color cafés, el rostelo, el rostelo es demasiado pequeño, de modo que no se

levanta. Capsulas de 20 cm de largo y 0.8 cm de grosor casi cilíndricas, no son

aromaticas

e. Vanilla cribbiana

Figura 10. Tallos y hojas, inflorescencia y cápsulas de la Vanilla cribbiana


Tallos de 0.8 cm de grosor, con entrenudos de 11 cm, hojas elípticas

semicarnosas, lisas de 16 cm de largo y 6 cm de ancho, pedúnculo de 30 cm de largo con

una gran cantidad de flores hasta 50, brácteas obovada de 5 mm de largo con pedicelo de

color verde amarillo de 3.5 cm de largo, sépalos de color amarillo cremoso oblanceolada

ligeramente cóncavo, de 6 cm de largo y 1 cm de ancho.

Labelo de 4.5 cm de largo, borde entero, ligeramente 3 lobado, 2.8 cm de ancho

cuando aplanado los lobos laterales, el labelo envuelve la columna, columna de 3.2 cm de

largo, 2 mm de ancho y adnado al labelo hasta 2.5 cm, disco subcuadrado presente justo

enfrente del rostelo, antera de 2 mm de ancho, rostelo de 2 mm.

Cápsulas aromáticas, sulcados de 12 cm de largo y de apariencia triangular con

1.7 cm de grosor., son aromáticas.

S E N A C Y T | 43

f. Vanilla planifolia

Figura 11. Tallos y hojas e inflorescencia de la Vanilla planifolia


Tallos de 1 cm de grosor, con entrenudos de 10 cm, hojas oblonga elípticas,

carnosas y coriáceas de 15 cm de largo, 5 cm de ancho.

Pedúnculo e 10 cm de largo, con 36 flores por inflorescencia, la parte basal del pedicelo

es de color verde amarillo, Flores de 10 cm de largo, brácteas hasta 7 mm de largo,

sépalos linear oblanceoladas hasta 6 cm de largo y 1 cm de ancho; pétalos similares a los

sépalos, 5 cm de largo y 0.8 cm de ancho, con nervio central conspicamente carinado;

labelo de 4.5 cm de largo y 2 cm de ancho, labelo tubular en posición natural, 4.5 cm de

largo y 2 cm de ancho, la uña basal adnada en toda su longitud de la columna, finamente

pubescente por dentro, la porcion libre cuneiforme, truncada y emarginada en el ápice,

disco lontitudinalmente verrrugoso y con cierta cantidad de carinas retrosos y

denticuladas; columna 3.2 cm de largo, delgada , pubescente en la cara anterior.

Cápsulas de 15 cm de largo ,1 cm de grosor, son aromáticas.

S E N A C Y T | 44

III.1.3.2 HABITAT DE LAS ESPECIES

a. Vanilla odorata

Esta especie se encuentra generalmente en bosques secundarios con

aproximadamente 70 % de sombra, aunque también se encontraron algunas plantas de

vainilla al Norte de la comunidad de Cuarto Pueblo, donde la vegetación es muy denso y

los rayos del sol casi no llega al sotobosque. Esta especie puede alcanzar hasta 10 metros

de altura en el dosel, pero generalmente se extiende a los 3 metros, espacio donde crecen

una infinidad de especies de sotobosque. Las especies de árboles donde la vainilla se

encuentra es variada, encontrándose árboles de palo peine (Terminalia amazonia), palo

de hule (Evea brasilensis), palo sangre (Virola koxhnii), corozo (Orbingya cohume), palo

tamarindo (Dialium guianensis), pero en su mayoría, la vainilla se encuentra sobre las

lianas de la selva o sobre el sotobosque.

La vainilla no tiene preferencia con especies de árboles para treparse, sino

únicamente necesita una buena proporción de sombra.

Es importante resaltar que esta especie se encontró en lugares donde existe broza

y mucha acumulación de hojarasca.

El 65 % de las plantas encontradas viven en suelos húmedos, generalmente a la

orilla de los ríos y arroyos; el 20 % de las plantas se encuentra en suelos secos, donde la

textura es arenosa y con afloramientos de pequeñas rocas y finalmente el 15% fue

encontrado en pantanos, donde las raíces de la planta están en parte en contacto con el

agua.

El 44 % de las plantas viven en suelos arcillosos, el 34 % lo hace en suelos

arenoso y el 12% viven en suelos Franco Arcilloso.

La topografía del lugar donde se reportó la mayoría de las plantas fueron en terrenos casi

planos, aunque hubieron plantas hasta 45 % de pendiente.

Esta especie prefiere los suelos arcillosos, pero de las pocas plantas encontradas

en suelos Franco arcilloso son de mejor crecimiento y aún mas aquellas plantas que

reciben buena iluminación.

S E N A C Y T | 45

b. Vanilla hartii

Esta especie al igual que la Vanilla odorata crece en bosques secundarios, donde

se han creado pequeños claros, mucha de estas especies fueron encontradas en la orilla de

los caminos, característica de esta especie y de la Vanilla odorata.

Esta especie no sobre pasa los 5 metros verticales en el dosel, quedándose sobre

las lianas que están casi sobre la superficie del suelo.

Las plantas fueron encontrados también en suelos arcillosos y arenosos, así como

también en lugares cercanos a los arroyos, y en algunos casos sobre pantanos.

Esta especie tampoco tiene preferencia en estar asociados a algunos tutores

específicos.

Generalmente esta especie tiene un bajo crecimiento vegetativo, a pesar de los

buenos suelos donde se encuentra.

c. Vanilla insignis

La única especie reportada, fue encontrada a la orilla de un pantano, en

jurisdicción de la comunidad de Curto Pueblo, teniendo un suelo arenoso, con un 70 % de

sombra, el ápice terminal de esta planta alcanzó la copa del árbol donde estaba, teniendo

este una altura de 15 metros.

La importancia de la luz fue bien notoria en esta planta, una ramificación de esta

tiene entrenudos bien cortos por estar bajo demasiada sombra, mientras que la otra

ramificación tiene buen crecimiento e incluso abundante floración, por estar en un

espacio donde los rayos del sol hacen contacto con la planta.

d. Vanilla inodora

Esta especie se encontró en áreas que fueron cultivados con anterioridad y en la

mayoría de los casos en cultivos de café y cardamomo, esta planta parece agradarle un

poco mas la luz que las especies anteriores.

Esta especie se caracteriza por trepar árboles, muy pocas veces se encuentra en la

superficie del suelo. Se encontró una planta que estaba sobre un árbol de zapote (Pouteria

zapota), donde las guías de la vainilla habían alcanzado la copa del árbol, midiendo este

una altura de 25 metros.

S E N A C Y T | 46

Esta especie también se encontró en suelos donde se tiene materia orgánica y

mucha acumulación de hojarasca.


Esta planta se encontró en plantaciones de cacao, donde los agricultores aseguran

que esta planta fue cultivado por sus abuelos.

Esta especie crece bien en suelos arenoso y arcilloso, con iluminación y un 60 a

70 % de sombra.

f. Vanilla planifolia

Esta especie se encontró en la selva, siendo la planta original, que dio origen al

mejoramiento genético del cultivo que ahora se está trabajando.

Crece en bosques secundarios como las demás especies, excepto la Vanilla cribbiana, es

un buen trepador de árboles, aunque no tiene preferencia. Las características de suelo,

sombra, humedad y acumulación de broza son las mismas que las anteriores.

III.1.3.3 PERIODO DE FLORACION Y MADURACION DE LAS

CAPSULAS

Las condiciones del clima es la misma para las especies de vainilla encontradas,

siendo un lugar donde se tiene una precipitación promedio anual de 2,600 mm, una

temperatura de 32 º C y una humeada relativa de 81 %, tratándose de un clima cálido.

a. Vanilla odorata:

Florece en los diferentes meses del año, pero no todas la plantas florecen al

mismo tiempo. Hubieron plantas que florearon en los meses de agosto y septiembre, otros

florearon en los meses de noviembre, pero también hubieron plantas que lo hicieron en

los meses de marzo y abril.

S E N A C Y T | 47

Esta especie tiene una floración escalonada, puede florear durante 2 meses

seguidos, pero de forma intercalada, debido a que la inflorescencia tiene hasta 15 flores y

como las plantas no producen inflorescencia al mismo tiempo, sino de forma secuencial.

Los individuos que florearon son aquellas plantas que tienen buena iluminación,

por lo tanto han alcanzado un buen desarrollo.

El tiempo de formación de la flor tarda aproximadamente 20 días, iniciando con

un abultamiento sobre la axila de la planta, señal de una yema floral hasta que los pétalos

y sépalos se abren y la flor en la inflorescencia está lista para ser polinizada.

Generalmente la maduración de la mayoría de las cápsulas ocurre en los meses de

abril y mayo. Durante la exploración se consiguieron 50 cápsulas

No todas las flores son fecundadas, pero se encontró una planta que había producido 15

cápsulas, esta planta con buena producción, es aquel que fue encontrado en suelo Franco

Arcilloso y con buena proporción de luz., teniendo buena humedad en el suelo,

regularmente esta especie de vainilla puede producir 1 a 2 cápsulas por planta de forma

natural. Durante la exploración no se encontraron meliponas sobre las flores u otro

insecto que sea el posible polinizador, únicamente se encontraron hormigas sobre la flor.

Las flores solo tardan un día en la planta, excepto aquellas flores que han sido

fecundadas. En caso que la flor haya sido fecundado, los pétalos y sépalos se mantendrán

en la cápsula hasta el día de su maduración.

La maduración de las cápsulas tarda 8 meses y los meses en que están listas para

cortarlos son en el mes de abril, septiembre y noviembre, los meses del corte de cápsulas

depende de los meses de la fecundación de las flores.

El mecanismo de polinización manual en esta especie, es el mismo mecanismo utilizado

con las plantas de vainilla que actualmente se están cultivando. Se logró el 80 % de

fecundación de las flores, la polinización manual en especies silvestres es muy incómodo,

debido a que las flores muchas veces se encuentra sobre árboles y bejucos difíciles se

subir

b. Vanilla hartii

Esta especie florece a finales del mes de abril, el periodo de floración es de

aproximadamente 10 días, esta especie no tiene una floración escalonada, debido a que

S E N A C Y T | 48

son solo 10 flores por inflorescencia las que produce y como también la inflorescencia

aparece al mismo tiempo en la planta.

El periodo de formación de las flores es de aproximadamente 23 días, la

maduración de las cápsulas es de 10 meses, siendo el mes de marzo en que las cápsulas

están listas para cortar.

La polinización manual de la flor es muy difícil, se trata de flores muy pequeñas y

difíciles de manipular, pero aún así se logró polinizar algunas flores logrando el 60 % de

fecundación.

Durante la exploración únicamente se encontraron 2 cápsulas. La baja

polinización natural por insectos, pudo haber sido por las flores muy pequeñas.

c. Vanilla insignis

Florece a finales de abril, el periodo de floración es de 1 mes y de forma

intercalada, es decir que no todos los días habrán flores disponibles para ser polinizadas.

El periodo de formación de la flor es de 22 días siendo la única planta encontrada para

esta especie, solamente se encontró una cápsula, la forma de las flores permite hacer una

buena polinización, pero la condición del lugar impidieron que se realizara la

polinización.

El periodo de maduración de las cápsulas es de aproximadamente 9 meses y el

corte u aprovechamiento de las cápsulas se hace en el mes de diciembre.

d. Vanilla inodora

Florece durante el mes de abril, el periodo de formación de la flor es de 23 días.

Los pétalos y sépalos de la flor siempre se caen, aunque hayan sido fecundadas. El

periodo de maduración de las cápsulas es de 9 meses y el corte de la cápsula se hace en el

mes de Diciembre.

Se encontraron únicamente 3 cápsulas en la selva. La forma de las flores no son las

mismas que las flores de la Vanilla planifolia que se cultiva en el mundo, por lo tanto el

mecanismo de polinización es diferente, la polinización consistió en hacer un arrastre de

la polinia con un palillo y llevarlo en la abertura donde está el estigma, se logró un 50 %

de fecundación de las flores.

S E N A C Y T | 49


Esta planta florece a final del mes de mayo y durante los meses de junio y julio,

esta especie es muy común encontrar cápsulas, siempre y cuando tenga buena

iluminación de los rayos del sol.

El periodo de formación de las flores de 23 días y el periodo de maduración de las

cápsulas es de 10 meses, siendo los meses de febrero y marzo en que se puede cortar las

cápsulas.

La polinización manual es muy exitosa, logrando el 90 % de fecundación, la

maduración de las cápsulas ocurre en los meses de febrero marzo.

El mes de mayo, las cápsulas están listas para ser cosechadas en el mes de marzo,

únicamente se encontró una cápsula de esta especie.

El periodo de formación de la flor es de 22 días y el periodo de maduración de las

cápsulas es de 10 meses, siendo los meses de febrero y marzo en que se puede cortar las

cápsulas.

En la mayoría de los casos la polinización se hicieron en horas de la mañana,

debido a que es cuando la flor se encuentra bien abierta y se puede observar bien las

partes de la flor y hacer una buena polinización.

La Vanilla inodora fue la única planta que la polinización se hizo en la tarde,

logrando la fecundación. Esta planta mantiene su flor abierta todo el día, mientras las

demás solo lo están disponible en la mañana.

Cuadro 4. Fenología de las especies.

ESPECIE

MESES

E F M A M J J A S O N D

Vanilla odorata

Época de Floración

Periodo de maduración de cápsulas

Cosecha

Vanilla hartii



Cosecha

Vanilla insignis



Cosecha

Vanilla inodora



Cosecha

Vanilla cribbiana



Cosecha

Vanilla planifolia



Cosecha


III.1.4 CARACTERIZACIÓN DE FRAGANCIAS

MEDIANTE ANÁLISIS CROMATOGRÁFICO

A continuación se muestran los cromatogramas según los cuales se puede distinguir

entre compuestos diferentes según sea su tiempo de retención, el área bajo la curva es una

medida de la abundancia relativa del compuesto en la muestra analizada. Cada pico de la

gráfica se compara con estandares que producen los mismos picos de tal manera que

pueden compararse con estos.

Figura 12. Cromatografía de V. odorata silvestre.


Pk# RT Area% Library/ID Ref# CAS# Qual

________________________________________________________________________

_____

1 7.52 0.18 C:\DATABASE\WILEY275.L

Hexanoic acid (CAS) $$ n-Hexanoic 12955 000142-62-1 72

Hexanoic acid (CAS) $$ n-Hexanoic 12954 000142-62-1 72

heptanoic acid 20921 000111-14-8 64


Nonanal (CAS) $$ n-Nonanal $$ n-No 29783 000124-19-6 38

Cyclohexanol, 2-(1-methylethyl)- ( 29936 000096-07-1 38

NONANAL 29974 000000-00-0 35

6 . 0 0 8 . 0 0 1 0 . 0 01 2 . 0 01 4 . 0 01 6 . 0 01 8 . 0 02 0 . 0 02 2 . 0 02 4 . 0 02 6 . 0 02 8 . 0 03 0 . 0 03 2 . 0 00

2 0 0 0 0 0 0

4 0 0 0 0 0 0

6 0 0 0 0 0 0

8 0 0 0 0 0 0

1 e + 0 7

1 . 2 e + 0 7

1 . 4 e + 0 7

1 . 6 e + 0 7

1 . 8 e + 0 7

2 e + 0 7

2 . 2 e + 0 7

2 . 4 e + 0 7

2 . 6 e + 0 7

T i m e - - >

A b u n d a n c e

T I C : A . D

7 . 5 3 8 . 6 9 1 0 . 1 4 1 0 . 4 6

1 1 . 4 9

1 1 . 7 9

1 2 . 0 7

1 2 . 6 6 1 3 . 0 3 1 3 . 5 4 1 3 . 6 8 1 4 . 0 4 1 4 . 3 5 1 4 . 5 3

1 4 . 9 7

1 5 . 5 8

1 6 . 2 8

1 6 . 6 0

1 7 . 4 5

1 8 . 0 3

1 8 . 1 8 1 8 . 4 9

1 9 . 1 7

1 9 . 6 4 2 0 . 4 4 2 0 . 9 9 2 2 . 2 4 2 2 . 8 1 2 6 . 0 1 2 6 . 2 6

2 8 . 0 5

2 8 . 3 4

S E N A C Y T | 52


2-Decenal, (Z)- (CAS) $$ CIS-DEC-2 39927 002497-25-8 86

2-Decenal, (E)- (CAS) $$ trans-2-D 39933 003913-81-3 80

2-Decenal, (E)- (CAS) $$ trans-2-D 39932 003913-81-3 80


ANISYL ALCOHOL 26205 000000-00-0 98

Benzenemethanol, 4-methoxy- (CAS) 26223 000105-13-5 98

Benzenemethanol, 4-methoxy- (CAS) 26222 000105-13-5 97


Benzaldehyde, 4-hydroxy-3-methoxy- 37177 000121-33-5 97

VANILLIN $$ 4-HYDROXY-3-METHOXY BE 37226 000121-33-5 97



4-Hydroxy-3-methoxybenzyl alcohol 39473 000498-00-0 95

3-hydroxy-4-methoxybenzyl alcohol 39479 004383-06-6 94

2-ethoxy-3,4-dihydro-6-methyl-3-me 39785 122722-51-4 78


Phenol, 2,6-bis(1,1-dimethylethyl) 105773 000128-37-0 98

BUTYL HYDROXY TOLUENE 106031 000128-37-0 97

BHT $$ Butylated hydroxytoluene 105989 000128-37-0 97


Benzoic acid, 4-hydroxy-3-methoxy- 52582 000121-34-6 55




(tetrahydroxycyclopentadienone)tri 164566 117696-75-0 70

(Tetrahydroxycyclopentadienone)tri 164567 000000-00-0 70

Tetradecanal (CAS) $$ Myristaldehy 98176 000124-25-4 64


9,17-Octadecadienal, (Z)- (CAS) $$ 148348 056554-35-9 93

9-Octadecenoic acid (Z)- (CAS) $$ 163703 000112-80-1 87

9-Eicosene, (E)- (CAS) 162217 074685-29-3 80


1-Octadecene (CAS) $$ .alpha.-Octa 137615 000112-88-9 95

3-Octadecene, (E)- (CAS) 137621 007206-19-1 83

5-Eicosene, (E)- (CAS) 162218 074685-30-6 83

S E N A C Y T | 53


Cyclohexane, 1-(1,5-dimethylhexyl) 162220 056009-20-2 64

Bicyclo[4.1.0]heptane, 2-methyl- ( 10048 041977-46-2 64

9-Borabicyclo[3.3.1]nonane, 9-hydr 26352 063366-65-4 64






Hexadecanoic acid, methyl ester (C 153624 000112-39-0 96




Hexadecanoic acid (CAS) $$ Palmiti 141004 000057-10-3 95




methyl dihydromalvalate 175271 000000-00-0 95

9-Octadecenoic acid (Z)-, methyl e 175228 000112-62-9 93

8-Octadecenoic acid, methyl ester, 175222 026528-50-7 90




13a,3a-(Epoxyethano)-1H-indolizino 239886 002122-26-1 62


9-Octadecenoic acid (Z)-, 2,3-dihy 214835 000111-03-5 96

9,17-Octadecadienal, (Z)- (CAS) $$ 148348 056554-35-9 90

9-Octadecenal, (Z)- (CAS) $$ CIS-O 150204 002423-10-1 78


Cyclotetracosane (CAS) 203771 000297-03-0 91

HEPTADECENE-(8)-CARBONIC ACID-(1) 163698 000000-00-0 91

9-Eicosene, (E)- (CAS) 162217 074685-29-3 89


9-Octadecenoic acid (Z)-, 2-hydrox 214838 003443-84-3 64

Oleic acid, 3-hydroxypropyl ester 205978 000821-17-0 62

7,10-Hexadecadienoic acid, methyl 150031 016106-03-9 60

S E N A C Y T | 54




Cyclohexane, 1-(1,5-dimethylhexyl) 162220 056009-20-2 35


9-Octadecenal, (Z)- (CAS) $$ CIS-O 150204 002423-10-1 81

1,2-Epoxy-1-vinylcyclododecene 93984 053601-11-9 72



11-Hexacosyne (CAS) $$ HEXACOSYNE- 218293 034291-69-5 94

6(Z),9(E)-Heptadecadiene 122442 000000-00-0 84

Naphthalene, decahydro- (CAS) $$ D 26835 000091-17-8 76



9-Octadecenoic acid (Z)-, 2,3-dihy 214835 000111-03-5 64



DI-(9-OCTADECENOYL)-GLYCEROL 269900 000000-00-0 38


6-Methyltetrahydro-1,3-oxazine-2-t 21350 085333-94-4 30


Oxirane, tetradecyl- $$ Hexadecane 126424 007320-37-8 53

1,14-Docosanediol (CAS) 207199 004452-45-3 49

Cyclopentadecanone (CAS) $$ Normus 110756 000502-72-7 49




cis-Undec-4-enal $$ Z-4-undecenal 53568 068820-32-6 30



Methyl 3-Methyl-2-butenyl Ether 7019 000000-00-0 43

3-methyl-4a-((diethylcarbamoyl)car 250722 116325-24-7 35


S E N A C Y T | 55

Cholesta-3,5-diene (CAS) $$ Choles 221111 000747-90-0 95

Cholest-5-ene, 3-bromo-, (3.beta.) 249901 000516-91-6 53

Cholest-5-en-3-ol (3.beta.)-, carb 249919 007144-08-3 50


3-Methyl-1-oxaspiro(4.11)hexadecan 137383 072252-09-6 46

1-Tetradecanol (CAS) $$ Alfol 14 $ 100061 000112-72-1 35

(-)-TRANS PINANE $$ Bicyclo[3.1.1] 26821 000473-55-2 30


Methyl 1-Methyl-2-butenyl Ether 7025 000000-00-0 50

2,4-Pentanedione (CAS) $$ Acetoace 6462 000123-54-6 49

2,4-Pentanedione (CAS) $$ Acetoace 6463 000123-54-6 49


Nonadecane-2,4-dione 175264 016577-69-8 72

4-METHYL-4-PHOSPHACYCLOPENTENE 6577 000000-00-0 59

TRICOSANE-2,4-DIONE 0TMS $$ Tricos 212875 065351-36-2 58

Figura 13. Cromatografía de V. planifolia cultivada


Pk# RT Area% Library/ID Ref# CAS# Qual

________________________________________________________________________

_____




6 . 0 0 8 . 0 0 1 0 . 0 0 1 2 . 0 0 1 4 . 0 0 1 6 . 0 0 1 8 . 0 0 2 0 . 0 0 2 2 . 0 0 2 4 . 0 0 2 6 . 0 0 2 8 . 0 0 3 0 . 0 0 3 2 . 0 00

5 0 0 0 0

1 0 0 0 0 0

1 5 0 0 0 0

2 0 0 0 0 0

2 5 0 0 0 0

3 0 0 0 0 0

3 5 0 0 0 0

4 0 0 0 0 0

4 5 0 0 0 0

5 0 0 0 0 0

5 5 0 0 0 0

6 0 0 0 0 0

6 5 0 0 0 0

7 0 0 0 0 0

7 5 0 0 0 0

8 0 0 0 0 0

8 5 0 0 0 0

9 0 0 0 0 0

9 5 0 0 0 0

1 0 0 0 0 0 0

1 0 5 0 0 0 0

T i m e - - >

A b u n d a n c e

T I C : C R . D 1 1 . 4 0

1 5 . 5 6 1 5 . 8 4

1 9 . 1 3

2 7 . 8 4

S E N A C Y T | 56



9-Octadecenoic acid (Z)-, methyl e 175234 000112-62-9 91

12-Octadecenoic acid, methyl ester 175250 056554-46-2 83

11-Octadecenoic acid, methyl ester 175249 052380-33-3 83


(tetrahydroxycyclopentadienone)tri 164566 117696-75-0 58

(Tetrahydroxycyclopentadienone)tri 164567 000000-00-0 58



1,2-Benzenedicarboxylic acid, bis( 230973 000117-81-7 83

1,2-Benzenedicarboxylic acid, 3-ni 96361 000603-11-2 64

1,2-Benzenedicarboxylic acid, bis( 230977 000117-81-7 64


2H-Pyran, tetrahydro-2-(12-pentade 184538 056666-38-7 47

(E)-4-methyl-3-decen-2-ol 55846 138857-32-6 47

2-Norpinanol, 3,6,6-trimethyl- (CA 40453 029548-09-2 43

La identificación de compuestos por cromatografía de gases permite diferenciar a

una especie de la otra. En el caso de las especies silvestres se espera que exista una

diversidad mayor de moléculas pero concentraciones menores de cada una de ellas. En el

caso de las especies domesticadas y actualmente cultivadas la tendencia esperada es

menor diversidad de sustancias pero mayor concentración de cada una. Se puede apreciar

claramente como la V. planifolia supera por mucho a la V. odorata en cuanto a la

concentración de vainillina.

III.1.5 Propagación in vitro

III.1.5.1 Propagación asexual

a. Fuente del material vegetal

De las especies de vanilla establecidas en el umbráculo de la FAUSAC Se

seleccionarán yemas nodales las cuales presentaron características de sanidad, libre de

malformaciones.

S E N A C Y T | 57

b. Desinfección de explantes

El material inicial a utilizar provino de segmentos nodales de 5 centímetros de

longitud, estos segmentos fueron preservados por 48 horas en soluciones preservantes -

desinfectantes, la primera permaneció por 24 horas en la siguiente solución: captan 0.5

grm/Lt, benomyl 1 grm/Lt, sulfato de cobre 0.5 grm/Lt, cloranfenicol 0.5 grm/Lt, acido

ascórbico 2.0 grm/Lt, acido cítrico 4.0 grm/Lt, los segmentos fueron transferidos a una

nueva solución la cual se conformó con los siguientes químicos; metalaxyl 1 grm/Lt,

oxicloruro de cobre 1 grm/Lt, estreptomicina + oxitetraciclina 1.5 grm/Lt, amoxixilina

0.25 grm/Lt, acido ascórbico 2.0 grm/Lt, acido cítrico 4.0 grm/Lt,. los segmentos antes de

transferirlos a la nueva solución fueron cortados por los extremos eliminando las partes

dañadas.

Cuadro 5. componentes utilizados en la desinfección de segmentos nodales de

vanilla.

Componentes solución A dosis

grm/Lt

tiempo de

inmersión

Captan 0.5

24 horas

benomyl 1.0

Sulfato de cobre 0.5

cloranfenicol 0-5

acido ascórbico 2.0

acido cítrico 4.0

Componentes solución B

metalaxyl 1.0

24 horas

Oxicloruro de cobre 1.0

estreptomicina +

oxitetraciclina

1.5

amoxixilina 0.25

acido ascórbico 2.0

acido cítrico 4.0


S E N A C Y T | 58

c. Desinfección de explantes en campana de flujo laminar.

Los segmentos nodales de 5 centímetros de longitud fueron desinfectados dentro

de la campana de flujo laminar, lavándolos en agua estéril para eliminar restos de la

solución desinfectante-preservante, luego por 10 minutos en cloro al 3%, se les realizo un

nuevo lavado utilizando agua autoclaveada, luego se sumergieron en alcohol al 70% por

5 minutos, seguidamente se les realizó 4 lavados seguidos en agua autoclaveada, los

segmentos nodales debidamente esterilizados se redujeron a secciones de 2.0 centímetros

de longitud.

d. Inoculación de explantes

Los explantes de 2.0 centímetros de longitud fueron inoculados en forma

horizontal con la yema hacia arriba, en tubos de ensayos de 25 X 150 mm de longitud los

cuales contenían el medio basal MS (Murashige & Skoog 1962) suplementado con 0.05

mg/Lt de acido indolbutirico, 1.0 mg/Lt de bencil amino purina, y 1.50 mg/Lt de acido

giberelico además de 1000 mg/Lt de PVP. Adicionando 30 grm/Lt de sacarosa, mas 6.0

grm/Lt de agar. el pH fue ajustado a 5.7. Los explantes se incubaron a una temperatura

de 25oC +/-1 con un fotoperiodo de 16 horas luz con una intensidad de 3000 lux.

Figura 14. los segmentos nodales fueron reducidos a 2 centímetros de longitud


S E N A C Y T | 59

e. Brotación de las yemas y contaminación

Los explantes de vanilla establecidos in vitro respondieron a la brotación, sin

embargo existe una limitante grande en cuanto a la asepsia de los explantes. Existió la

presencia de hongos y bacterias los cuales afectaron directamente en la sobreviviencia de

los explantes. La brotación se observó a los 15 días después de inoculados los explantes.

Cuadro 6. Comportamiento de los explantes a nivel in Vitro

U. E. asepsia hongo bacteria brotación días a la brotación

1 si no ----------------------

2 si no ----------------------

3 no si no ----------------------

4 si no ----------------------

5 si si 15

6 si no -----------------------

7 no si no -----------------------

8 si no -----------------------

9 no si no -----------------------

10 Si no ---------------------

11 si no -----------------------

12 no si no ----------------------

13 si si 11

14 no si no ---------------------

15 no si no ----------------------

16 si no ----------------------

62.5 % 25 % 12.5 % 12.5 %


S E N A C Y T | 60

Del total de explantes inoculados se obtuvo un 62.5% de asepsia, y del

total de explantes el 25% presento hongos, el 12.5 % presentaron bacterias y

solo un 12.5% se observó de brotación es decir solo 2 explantes de 16, esto

durante 18 días después de inoculadas las yemas axilares, sin embargo como se

puede notar la brotación difiere en cuanto al tiempo ya que no todas las yemas

axilares responden igual.

Fgura 15. Comportamiento de los microorganismos contaminantes en explantes de

vanilla spp.

1 2 3 4

5 6 7 8

1,2 explantes in vitro de vanilla con micelio de hongo

3,4 dos tipos de bacterias se observo en los explantes de vanilla.

5,6 explantes asépticos, la mejor forma de colocar el explante es de forma horizontal

7,8 yemas de vanilla en la fase de brotación


S E N A C Y T | 61

f. Formación de más de un brote.

Las plántulas que formaron mas de un brote fueron seccionada y separadas, para

ser establecidas en nuevos medios de cultivo el medio basal utilizado fue el MS

(Murashige & Skoog 1962) suplementado con 0.05 mg/Lt de acido naftalanacetico, 0.1

mg/Lt de bencil amino purina, y 0.50 mg/Lt de acido giberelico además de 1000 mg/Lt

de PVP. Adicionando 30 grm/Lt de sacarosa, mas 6.0 grm/Lt de agar. el pH fue ajustado

a 5.7. el promedio de brotes observados es de 3 y esta va en relación con la edad de la

planta, a mas tiempo mas capacidad presenta para formar nuevos brotes.

figura 16. los brotes fueron individualizados a medios nuevos.

1 2


g. Aclimatación de plántulas

Las vitroplantas que presentaron una altura promedio de 6 a 8 centímetros de

longitud, y que tuvieran por lo menos dos raíces fueron aclimatadas ex vitro, fueron

colocadas por 20 días bajo un climatizador forrado con nylon transparente dentro del

cual la humedad ambiental fue del 100 %, esto con el fin de evitar la deshidratación de

las plantas, las raíces fueron lavadas con agua estéril cuidadosamente quitando restos de

agar, luego fueron puestas en recipientes de 7 X 7 X 9 cm. conteniendo peatmoss estéril,

teniendo el cuidado de que las raíces no se doblaran ni se quebraran evitando así daños

por manipulación. Después de los 20 días las plantas fueron gradualmente expuestas a la

humedad ambiental logrando así la climatización de las plantas.

S E N A C Y T | 62

Cuadro 7. comportamiento del desarrollo y crecimiento de una vitroplanta de

vanilla spp.

hojas

raíces

brotes

entrenudos altura

planta

long.

hoja

Diámetro del

tallo

long

raiz

2 2 1 Ninguno 6

centímetros

1 2.5

cm

base 3 mm 9.5 cm

2 1.5

cm

Ext.

Sup.

2 mm 6.0 cm


Figura 17. vitroplantas listas para ser aclimatadas.


S E N A C Y T | 63

Figura 18. proceso de lavado de las plantas para establecerlas ex vitro

1 2

3 4

1, 2 lavado de las plantas a nivel de laboratorio

3, 4 plántulas listas para ser aclimatadas.


S E N A C Y T | 64

Figura19. aclimatación de plántulas de vanilla spp.

1 recipiente utilizado de 7 X 7 X 9 cm. conteniendo peatmoss estéril.

2 planta aclimatada.


III.1.5.2 Propagación sexual

a. Siembra y germinación de semillas.

i. Oxidación de las semillas: De acuerdo a los monitoreos constantes se pudo

observar que no existe la presencia de fenoles que afectan el proceso de

germinación de las semillas. Sin embargo se observó la presencia de sustancias

café-anaranjadas que podrían confundirse con oxidación, o con bacterias, después

de analizarlas se concluye que es debido a sustancias propias de la vainillina.

Figura 20. semillas asépticas establecidas en medios de cultivos


S E N A C Y T | 65

ii. Contaminación. De las 24 unidades experimentales una unidad presentó la

presencia de microorganismos, en este caso se observó bacterias en una unidad

experimental. De acuerdo a esto se concluye que las concentraciones de alcohol al

70% y cloro al 3% y el tiempo de exposición de las cápsulas fueron efectivas. Y el

porcentaje de contaminación fue del 4.16% de contaminación del total de las

unidades experimentales, la presencia de la contaminación se pudo deber a una

mala desinfección de los instrumentos al momento de la siembra.

iii. Germinación de las semillas. Para esta variable se observó cada unidad

experimental y se procedió a tomar nota en el momento en que estas presentaron

el inicio de germinación, para ello se detallan los siguiente cuadro.


vanilla planifolia. Primera lectura, 66 días después de la siembra

U. exp. Semillas germinadas Estado Días a la germinación

1 4 Protocormos pequeños 68


3 0 0 0

4 0 0 0

5 0 0 0

6 1 Inicio germinación 78

7 5 Protocormos verdes 66

8 0 0 0


10 0 0 0

11 0 0 0

12 12 Protocrmos blancos 68

13 0 0 0


15 0 0 0

16 0 0 0

17 8 Protocormos blancos 68

18 0 0 0

19 9 Protocormos diferenciados 66

20 0 0 0

21 Contaminada por bacteria


23 0 0 0

24 0 0 0

57 Total de semillas germinadas


S E N A C Y T | 66

El cuadro 8 demuestra que la germinación de semillas de vanilla planifolia es

muy baja por lo que se obtuvo una media de germinación de 5.7 semillas germinadas por

cada unidad experimental donde se observo germinación y el promedio en días de

germinación es de 71.3 días.

Figura 21. inicio de la germinación de las semillas


S E N A C Y T | 67


vanilla planifolia. segunda lectura a los 127 días después de la siembra

U. exp. Semillas germinadas Estado Días después de la

germinación

1 6 Protocormos grandes 127


3 0 0 127

4 0 0 127

5 0 0 127


7 11 Protocormos verdes grandes 127

8 0 0 127

9 3 Protocormos verdes grades 127

10 0 0 127

11 0 0 127

12 24 Protocrmos verdes grandes 127

13 0 0 127


15 0 0 127

16 0 0 127


18 0 0 127





23 0 0 127

24 0 0 127



Después de 127 días, se incremento el número de semillas germinadas, y los

protocormos aumentaron de tamaño observándose también la formación de raíces

pivotantes y adventicias en algunas vitroplantas.

S E N A C Y T | 68


vanilla planifolia. tercera lectura a los 127 días después de la siembra

U. exp. Semillas germinadas Estado Días después de la

germinación



3 0 0 190

4 0 0 190

5 0 0 190



8 0 0 190

9 3 Protocormos verdes grades 190

10 0 0 190

11 0 0 190

12 24 Protocrmos verdes grandes 190

13 0 0 190


15 0 0 190



18 0 0 190





23 0 0 190




b. Crecimiento y desarrollo de vitroplantas.

i. Formación de raiz. Después de 190 días se observó cada unidad experimental, en

una sola se observó la formación de mas de una raiz. Y en el resto se observa la

formación de raiz pivotante.

S E N A C Y T | 69

FIGURA 22. fases del desarrollo in vitro de vitroplantulas de vanilla planifolia. De izquierda a derecha,

semilla germinando, protocormo formado, formación de tallo y raíz.

. Fuente: FODECYT 039-2006

ii. Formación del tallo. Se observó un único tallo, vigoroso y de una coloración

verde encendido.

iii. Formación de hojas. Al momento de realizar las lecturas se observo la formación de

una primera hoja, sin embargo el crecimiento y desarrollo es rápido y se espera

observar más de una.

iv Formación de brotes. No existió la formación de mas de un brote se observa un

único tallo.

Figura 23. Formación de raíces y tallos en vanilla planifolia


Las variables de respuesta demuestran que el proceso de germinación de las

semillas de vanilla es muy complejo, debido a su baja germinación, tomando en cuenta

S E N A C Y T | 70

que se encuentran bajo condiciones controladas. Por lo que la repoblación natural de

esta especie en las selvas de Ixcan es muy lenta, ya que las vainas después de su

dehiscencia dejan escapar las diminutas semillas, estas caen sobre el grueso humus

que se encuentra bajo los árboles, y debido a la simbiosis existente entre micorizas y

las semillas estas logran germinar para dar origen a nuevas plantas. Sin embargo en

este proceso interactúan factores como; la temperatura, humedad, disponibilidad de

micorrizas, la dispersión de las semillas.

La germinación de las semillas es muy lento, obteniéndose un 5.7 % de

germinación por unidad experimental, y el periodo en que estas logran germinar

también es muy largo observándose a los 68 dias la primera semilla que inicio el

proceso de germinación. Las concentraciones de reguladores utilizados promovió la

germinación, sin embargo valdría la pena evaluar otras dosis con el fin de encontrar

alguna que promoviera y aumentara el porcentaje de germinación. En cuanto al bajo

porcentaje de germinación podría deberse a la acción de sustancias inhibidoras que no

permiten una germinación adecuada, o bien podría deberse a las concentraciones del

medio utilizado, sin embargo esto no puede aseverarse hasta realizar prueba, que

permitan aumentar al 100 % la germinación de estas semillas. Para este estudio la

cantidad de semillas germinadas es aceptable debido que a partir de estas se puede

aumentar diez veces mas la cantidad original, aspecto que en la repoblación natural no

es factible.

III.1.6 Conservación

III.1.6.1 In Vitro

Se tienen plantulas regeneradas in Vitro de todas las especies colectadas

III.1.6.2 Invernadero

Se tiene plantas de todas las especies procedentes de las colectas de campo. Así

también se cuenta ya con plántulas de cada especie procedentes de cultivo in Vitro que

inician su proceso de adaptación al invernadero.

S E N A C Y T | 71

PARTE IV

IV.1 CONCLUSIONES

a. Durante la exploración se localizaron 6 especies de vainilla silvestres, en

altitudes de 280 a 400 m.s.n.m, 5 de ellas en la zona de Vida Bosque Muy Húmedo

Subropical Cálido asociadas a bosques secundarios y plantaciones de café y

cardamomo, mientras que en la Zona de vida Bosque Pluvial, solamente se

localizó la Vanilla cribbiana, de forma cultivada. Las especies localizadas

son:Vanilla odorataVanilla hartiiVanilla inodoraVanilla insignisVanilla planifolia

Vanilla cribbiana,

La densidad poblacional específica y del género es mayor a la reportada en

México y centroamérica, siendo la Vanilla odorata la más abundante , con una

densidad de 1 planta por cada 4 km cuadrados.

De los ejemplares encontrados, los de las especies V. odorata y V. cribbiana

fueron las más vigorosas y con mayor producción de cápsulas. La V. pannifolia es

la especie que tiene el mayor contenido de vainillina.

b. La técnica in vitro tanto sexual como asexual en el género vanilla reduce el

tiempo de germinación de las semillas y yemas obteniéndose material libre de

microorganismos, y en grandes cantidades, constituyendo una técnica factible de

utilizar para poder hacer disponibles para productores aquellos materiales

seleccionados. El promedio en días a la germinación de las semillas es de 71.3 días

y un porcentaje de germinación de 5.7%, logrando plántulas completas en un

promedio de 190 días a partir del inicio de la germinación. En propagación asexual

se logró una regeneración del 12.5%, obteniendo hasta 3 brotes por vitroplanta en

un mes, y plántulas completas incluyendo raíz en 70 días.

S E N A C Y T | 72

c. Las plántulas regeneradas in Vitro se mantuvieron en el laboratorio para

fines de conservación, así mismo, algunas se trasladaron al invernadero las cuales,

después de un periodo de adaptación reaccionaron satisfactoriamente y se

mantienen actualmente conservadas en el invernadero. Así mismo, para fines de

conservación, todo el material colectado se tiene en el invernadero, en dichos

ejemplares se logró la floración, esto favorece su conservación y su posible

inclusión en programas de mejoramiento.

IV.2 RECOMENDACIONES

a. Dado que el conocimiento de la distribución a nivel nacional así como los aspectos

ecológicos relacionados con estas especies son escazos, es necesario profundizar en

el estudio de estas áreas, que nos permitan una mejor comprensión de la dinámica

natural del genero Vanilla y de este modo poder planificar con mejores resultados

su utilización en producciones comerciales previniendo su pérdida en los ambientes

naturales. Las líneas prioritarias de acción en este tema deberían ser: a)

exploraciones a nivel nacional para completar el conocimiento de las especies de

vainilla presentes en Guatemala y b) Exploraciones para determinar las especies de

otros organismos asociados, especialmente insectos encargadas de polinizar las

flores de vainilla y micorrizas. Así mismo es importante profundizar en el estudio

genético de las poblaciones localizadas para poder determinar la importancia de la

región explorada como centro de origen del género y especies.

b. Por sus características aromáticas, de floración y producción de vainas, las especies

de Vanilla odorata y Vanilla cribbiana, pueden ser utilizadas en programas de

mejoramiento, tendientes a producir variedades para el cultivo comercial.

c. Debido a la pérdida acelerada del hábitat natural y a su baja densidad poblacional,

para poder realizar un plan de conservación efectivo es necesario crear un banco de

germoplasma de las especies de vainilla silvestre, en el cual se pueden utilizar las

metodologías de propagación y conservación descritas en este documento.

S E N A C Y T | 73

IV.3 REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

AGEXPRONT. 2002. Estudio de mercado sobre la vainilla. Guatemala. 47p.

Archila, M., E. 2,000. Manual de propagación de orquídeas in vitro. Tesis ingeniero

Agrónomo facultad de Agronomía Universidad de san Carlos de Guatemala 77

Ames, O., Correll, D. S., 1,952. Orchids of Guatemala. Vol. 26 No. 1, Field any Botany

14, 54-60 p.

Adedeji, J., Hartman, T.G. and Ho, C-T. 1993. Flavor characterization of different

varieties of vanilla beans. Per.Flav. 18:25-33.

Alconero, R., Santiago, A., G. 1969. Fusaria pathogenic to vanilla: plant disease reporter,

53(11): 854-857.

Arseca. 2002. la vainilla una tradición con alto potencial. Revista claridades

agropecuarias No. 101, 44p.

Baltazar H. J. 1999. Diagnostico del cutivo de vainilla como alternative en comunidades

cafetaleras de Oaxaca. Veracruz y Puebla. Universidad Autonoma Chapingo,

mexico, 1999, pag. 130.

Behar, M. 1993. Orquídeas de Guatemala, Asociación Guatemalteca de Orquideología,

32 p.

Calel, L. 2005. Manejo del cultivo de vainilla en el Ixcán (entrevista). ICTA. Guatemala.

Correl, D.S. 1944. Vanilla: Its history , Cultivation and importante. Lloydia 7: 236-264

Cronquist, A. 1987. Introducción a la botánica. Editorial continental S.A. México. Trad.

Antonio Mariano . 9ª ed. 13_19 p.

Dignum, M.J. W., kerler, J. and Verpoorte, R. 2001 Vanilla production: technological.

Chemical, and biosynthetic aspects. Food Res. Inter. 17:199-219.

Dix, A. 2000. Orchid of Guatemala, editorial Missoouri Botanical Garden, Universidad

del Valle de Guatemala. USA. Vol 78. 61p.

Douglas, A., S. James J., L. 1994 Analisis instrumental. McGraw-Hill Interamericana

España 935 p.

Dressler, R. 1993. Field Guide to the Orchids of Costa Rica and Panama. USA. Editorial

Comstock/Cornell. p 324-326.

Dressler, R. y M. Chase. 1995. Whence the orchids? Pp. 217-226 in P.J. Rudall, P.j.

Cribb,

S E N A C Y T | 74

FIRA. 2000. La iniciativa de la inocuidad alimentaria, contenido e implicaciones para los

productores mexicanos. Fideicomiso en Relacion con la Agricultura en el Banco de

Mexico, Mexico.

French, J. C., Graft, N. M. et al. 2,004. Interrelation of Curing and Botany in Vanilla

(Vanilla planifolia) Bean Proc. XXVI IHC . Future for Medicinal and Aromatic

Plants Eds. L.E. Craker et al. Acta Hort. 629, ISHS 2004 Publication supported by

Can. Int. Dev. Agency (CIDA)

Fuller, H. 1987. Botánica. Trad Carlos Gerhard. Editorial Interamericana. México 5ª.

Edición. 445_450 p.

Geetha, S., Shetty A. 2,000. In vitro of vanilla planifolia, a tropical orchid. Current

sciencie 79:(6) 886-889.

Giridhar, P., Reddy O, B., Ravishankar A. G., 2,001. Silver nitrate influences in vitro

shoot multiplication and root formation in vanilla planifólia Andr. Current sciencie

81:(6) 1166-1170.

Gonzáles Lutz I. Mora de Retana E. Warner J. (1994) Crecimiento de Cattleya dowiana

(Orchidaceae) en varias condiciones de cultivo. Biología tropical 42(1/2):73-79.

Güenther, E. 1949. The Essential Oils, Vol. I . D. van NOSTRAND Co. Inc.

Holdridge, L.R. 1,982. Ecología basada en zonas de vida. Trad. Humberto Jiménez Saa.

San José, C. R., IICA. 216 p.

Lopez Villalobos A. Mejia Muñoz J. Sosa Moss. (1994) Cultivo de tejidos de orquídeas:

Cattleya, Encyclia, Oncidium y Stanhopea. Chapingo, Horticultura No. 1.

MAGA (Ministerio de Agricultura, Ganadería y Alimentación). 1982. Clasificación de

Zonas de Vida de Guatemala a nivel de reconocimiento, basado en Jorge René De

la Cruz. Guatemala. P. 22-29

Mallory, L.D., D. F. Walter y K. Walter. 1942. Mexico vanilla production. Foreign

Commerce Weekly 7: 8-10, 23.

Metzel, J. 1999. The political economy of trade liberalization: the case of vanilla in

Madagascar Financed by the United States Agency for International development

(USAID) Burneu for Africa, Washington.

Murashige, T., Skoog, F. (1962) A revised Medium for rapid Growth and Bioassays

with tobacco Tissue Cultures. Physiologia Plantarum 15:473-497.

S E N A C Y T | 75

NIST Chemistry WebBook. NIST Standard Reference Database Number

69, Eds. P.J. Linstrom and W.G. Mallard, National Institute of Standards

and Technology, Gaithersburg MD, 20899, http://webbook.nist.gov

Orantes, A. 1995. Comparación y caracterización preliminar de 3 etapas sucesionales de

bosques secundarios, en campos abandonados después de cultivar maíz, en la

reserva de la Biosfera Maya. Tesis Lic. Biología. Guatemala, Universidad de San

Carlos de Guatemala, Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia. 87 p.

Pierik R. L. M. (1994) Biotecnología vegetal como Herramienta en la Horticultura

ornamental. Chapingo, Horticultura No 1.

PUBCHEM. 2010. National center for biotechnology informacion.

http://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov/summary/summary.cgi?cid=1183&loc=ec_rcs

Quer, F. 1979. Diccionario Botánico. Editorial LABOR, S.A., 244p.

Rao, S.R. and Ravishankar, G.A. 2000 flavour: production by conventional and

biotechnological routes. J. Sci. Food Agr. 80:289-304

SECRETARIA DE AGRICULTURA Y RECURSOS HIDRÁULICOS; INSTITIUTO

NACIONAL DE INVESTIGACIONES FORESTALES Y AGROPECUARIAS;

CENTRO DE INVESTIGACIÓN REGIONAL DEL GOLFO CENTRO. 1993

manual de producción de vainilla en el estado de Veracruz. Editor Eunice Pérez

Luna. SARH, México. Folleto No.6. 2 ed. 27p.

Shriner, R., Fuson, R., Cutin, D. 1999. Identificación sistemática de compuestos

orgánicos. Trad. Por: Xorge A. Dominguez. Limusa, México. 476p.

Skoog, D. y Leary, J 1,994. Análisis Instrumental. 4a. Edición. McGraw-Hill. 935 p.

Stevens, W. y Ulloa, C. 2001. Flora de Nicaragua: Angiospermas. Editores Any Pool y

Olga Martha Montiel. USA. Editorial Missouri Botanical. v. 85 Tomo II. p.1854-

1856.

Vazques - Yanes, C., A. orozco-Segovia, G. Francois y L. Trejo. 1975. Observations on

seed dispersal by bats in a tropical sumid region in Veracruz. Biotropica 7: 73-76.

UNESCO (FRANCIA). 1980. Ecosistemas de los bosques tropicales húmedos; Informe

sobre el estado de conocimiento. París, Francia. 771 p.

UNIVERSIDAD AUTONOMA DE CHAPINGO, DEPARTAMENTO DE

ENSEÑANZA, INVESTIGACIÓN Y SERVICIO EN BOSQUES (Mex). 1982. El

bosque húmedo tropical. México. 28 p.

Universidad Nacional. 1996. Enfermedades de la vanilla. Escuela de ciencias agrarias,

Facultad de Ciencias de la tierra y el mar. Boletín Agrario 15(58): 1-28.

http://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov/summary/summary.cgi?cid=1183&loc=ec_rcs

FORMULARIO DE PRESUPUESTO GENERAL DE GASTOS

NOMBRE DEL PROYECTO: SELECCIÓN Y PROPAGACION DE MATERIALES SILVESTRES PROMISORIOS DEL GENERO Vanilla PRESENTES EN GUATEMALA, MEDIANTE

LA CARACTERIZACION DE SUS FRAGANCIAS Y EL CULTIVO In vitro

No. del Proyecto: 39-2004

DESCRIPCION DEL PRESUPUESTO

SUB

DESCRIPCION

MONTO MONTO DE MONTO

GRUPO GRUPO RENGLON SOLICITADO CONTRAPARTIDA TOTAL

0 SERVICIOS PERSONALES -

PERSONAL TEMPORAL

3 031 Jornales (guías) 2,700.00 2,700.00

1 SERVICIOS NO PERSONALES - -

11 SERVICIOS BASICOS -

111 Energía electrica 2,000.00 2,000.00

112 Agua 1,000.00 1,000.00

113 Telefonía 1,000.00 1,000.00

12 PUBLICIDAD, IMPRESIÓN Y ENCUADERNACION - -

122 Impresión, encuadernación y reproducción 2,700.00 2,700.00

13 VIATICOS Y GASTOS CONEXOS - -

133 Viáticos en el interior 6,300.00 2,000.00 8,300.00

14 TRANSPORTE Y ALMACENAJE - -

141 Transporte de personas 1,800.00 1,800.00

16 MANTENIMIENTO Y REPARACION DE MAQUINARIA Y EQUIPO - -

165 Mantenimiento y reparación de medios de transporte 900.00 900.00

18 SERVICIOS TECNICOS Y PROFESIONALES - -

181 Estudios, investigaciones y proyectos de factibilidad (Honorarios Investigadores y auxiliar) 35,775.00 19,500.00 55,275.00

181 Estudios, investigaciones y proyectos de factibilidad (Honorarios de consultorías) 7,200.00 7,200.00

189 Otros estudios y/o servicios 7,200.00 7,200.00

2 MATERIALES Y SUMINISTROS -

26 PRODUCTOS QUIMICOS Y CONEXOS - -

261 Elementos y compuestos químicos 13,000.00 13,000.00

262 Combustibles y lubricantes 4,500.00 2,000.00 6,500.00

267 Tintes, pinturas y colorantes 900.00 900.00

268 Productos plásticos, nylon, vinil y pvc 900.00 900.00

27 PRODUCTOS DE MINERALES NO METALICOS - -

272 Productos de vidrio 400.00 3,000.00 3,400.00

S E N A C Y T | 77

28 PRODUCTOS METALICOS - -

282 Productos metalurgicos no férricos 900.00 900.00

29 OTROS MATERIALES Y SUMINISTROS - -

292 Utiles de limpieza y productos sanitarios 1,000.00 1,000.00

295 Útiles menores médico-quirúrgicos y de laboratorio 1,000.00 6,000.00 7,000.00

298 Accesorios y repuestos en general 900.00 900.00

3 PROPIEDAD, PLANTA, EQUIPO E INTANGIBLES -

32 MAQUINARIA Y EQUIPO - -

323 Equipo médico-sanitario y de laboratorio 1,000.00 200,000.00 201,000.00

324 Equipo educacional, cultural y recreativo 3,500.00 3,500.00

326 Equipo para comunicaciones (un geoposicionador portatil) 3,500.00 135,000.00 138,500.00

329 Otras maquinarias y equipos (datta logger, estufa portatil, potenciometro) 3,843.18 3,843.18

381 Activos Intangibles (Registro de patentes) 4,500.00 4,500.00

9 ASIGNACIONES GLOBALES - -

91 GASTOS IMPREVISTOS - -

914 Gastos no previstos 5% 9,000.00 9,000.00

(-) Gastos de administración 10% 11,241.82 11,241.82

TOTALES 123,660.00 372,500.00 496,160.00

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