UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR FACULTAD DE …2.1.9. Recuento bacteriano de unidades formadoras de...

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE ODONTOLOGÍA

CARRERA DE ODONTOLOGÍA

Nivel de contaminación bacteriana en esponjeros endodónticos de

aluminio, plástico común y plástico autoclavable, de los

estudiantes de la clínica integral de la FOUCE

Autora: Cárdenas Vinueza Victoria Alejandra

Tutora: Dra. Alexie Elizabeth Izquierdo Bucheli

Quito, 2019

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE ODONTOLOGÍA

CARRERA DE ODONTOLOGÍA

Nivel de contaminación bacteriana en esponjeros endodónticos de

aluminio, plástico común y plástico autoclavable, de los

estudiantes de la clínica integral de la FOUCE

Trabajo de titulación presentado como requisito previo a la obtención del Título

de Odontóloga

AUTORA: Cárdenas Vinueza Victoria Alejandra

TUTORA: Dra. Alexie Elizabeth Izquierdo Bucheli

Quito, 2019

ii

DERECHOS DE AUTOR

Yo, Victoria Alejandra Cárdenas Vinueza en calidad de autora y titular de los

derechos morales y patrimoniales del trabajo de Titulación NIVEL DE

CONTAMINACIÓN BACTERIANA EN ESPONJEROS ENDODÓNTICOS DE

ALUMINIO, PLÁSTICO COMÚN Y PLÁSTICO AUTOCLAVABLE, DE LOS

ESTUDIANTES DE LA CLÍNICA INTEGRAL DE LA FOUCE, modalidad

Proyecto de Investigación, de conformidad con el Art. 114 del CÓDIGO

ORGÁNICO DE LA ECONOMÍA SOCIAL DE LOS CONOCIMIENTOS,

CREATIVIDAD E INNOVACIÓN, concedo a favor de la Universidad Central

del Ecuador una licencia gratuita, intransferible y no exclusiva para el uso no

comercial de la obra, con fines estrictamente académicos. Conservo a mi favor

todos los derechos de autor sobre la obra, establecidos en la norma citada.

Así mismo, autorizó a la Universidad Central del Ecuador para que realice la

digitalización y publicación de este trabajo de titulación en el repositorio virtual,

de conformidad a lo dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación

Superior.

La autora declara que la obra objeto de la presente autorización es original en su

forma de expresión y no infringe el derecho de autor de terceros, asumiendo la

responsabilidad por cualquier reclamación que pudiera presentarse por esta causa

y liberando a la Universidad de toda responsabilidad.

Firma:

Victoria Alejandra Cárdenas Vinueza

172108054-5

Dirección Electrónica: [email protected]

mailto:[email protected]

iii

APROBACIÓN DEL TUTOR DEL TRABAJO DE TITULACIÓN

Yo, Dra. Alexie Elizabeth Izquierdo Bucheli en mi calidad de tutor del trabajo de

titulación, modalidad Proyecto de Investigación, elaborado por VICTORIA

ALEJANDRA CÁRDENAS VINUEZA, cuyo título es: NIVEL DE



ESTUDIANTES DE LA CLÍNICA INTEGRAL DE LA FOUCE, previo a la

obtención del Grado de Odontólogo: considero que el mismo reúne los requisitos

y méritos necesarios en el campo metodológico y epistemológico, para ser

sometido a la evaluación por parte del tribunal examinador que se designe, por lo

que lo APRUEBO, a fin de que el trabajo sea habilitado para continuar con el

proceso de titulación determinado por la Universidad Central del Ecuador.

En la ciudad de Quito, a los 26 días del mes de Marzo de 2019.

Dra. Alexie Elizabeth Izquierdo

DOCENTE-TUTOR

C.C: 1711533057

iv

APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL

El Tribunal constituido por: Dr. Eduardo Garrido (Presidente del tribunal), y Dra.

Erika Espinosa (Vocal de tribunal), Luego de receptar la presentación oral del

trabajo de titulación previo a la obtención del título de Odontóloga presentado por

la Señorita Victoria Alejandra Cárdenas Vinueza. Con el título: NIVEL DE



ESTUDIANTES DE LA CLÍNICA INTEGRAL DE LA FOUCE.

Emite el siguiente veredicto: ______________________________

Fecha: Miércoles 15 de Mayo de 2019

Para constancia de lo actuado firman:

Nombre y Apellido Calificación Firma

Presidente: Dr. Eduardo Garrido ____________ ______________

Vocal: Dra. Erika Espinosa ____________ ______________

v

DEDICATORIA

El presente trabajo lo dedico a Dios por darme la fortaleza, el

apoyo y la convicción. Y a mis queridos padres Alberto y Carmita,

por constituirse en mis pilares fundamentales y el mejor ejemplo de

superación, motivándome día a día para cristalizar en una

hermosa realidad mis sueños.

Mi gratitud a mi esposo Byron y a mis hijos Julián, Luis y Adriana

que con su paciencia y apoyo incondicional se han convertido en

el motor de este proyecto de vida.

Mi reconocimiento a mi estimada tutora y a mis hermanos por el

cariño, la dedicación y el empuje que supieron brindarme en todo

momento.

vi

AGRADECIMIENTOS

El sentimiento de estima y reconocimiento es valioso para todo ser

humano y en especial para aquellas personas que en la vida de un

estudiante se convierten en pilares fundamentales, guías y

horizontes invaluables para el cumplimiento de metas conseguidas

con esfuerzo, sacrificio y emprendimiento.

Dios, tu amor y tu bondad no tiene límites, me permitiste sonreír

ante todos mis logros que son el resultado de tu ayuda, me

levantaste cuando caí, me pusiste a prueba con mis errores y hoy

pones en mí esta bendición.

Gracias a mis padres por todo el esfuerzo, apoyo incondicional y

por confiar en mis capacidades ya que con su cariño me motivaron

a no rendirme ante las adversidades que se presentan en el camino

pre-profesional.

A mi tutora Alexie, quiero expresarle mi profundo sentimiento de

gratitud y estima por convertirse en mi mentora y amiga en este

largo proceso de mi vida estudiantil.

Gracias de corazón.

vii

ÍNDICE DE CONTENIDOS

DERECHOS DE AUTOR ...................................................................................... ii

APROBACIÓN DEL TUTOR DEL TRABAJO DE TITULACIÓN ................... iii

APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL ......................... iv

DEDICATORIA ..................................................................................................... v

AGRADECIMIENTOS ......................................................................................... vi

ÍNDICE DE CONTENIDOS ................................................................................ vii

LISTA DE TABLAS ............................................................................................ xii

LISTA DE FIGURAS .......................................................................................... xiv

LISTA DE GRÁFICOS ....................................................................................... xvi

LISTA DE ANEXOS .......................................................................................... xvii

RESUMEN ......................................................................................................... xviii

ABSTRACT ......................................................................................................... xix

INTRODUCCIÓN .................................................................................................. 1

CAPÍTULO I ........................................................................................................... 2

1. PROBLEMA ................................................................................................... 2

1.1. Planteamiento del Problema .......................................................................... 2

1.2. Justificación ................................................................................................... 3

1.3. Objetivos ........................................................................................................ 4

1.3.1. Objetivo general ........................................................................................ 4

1.3.2. Objetivos específicos ................................................................................ 4

1.4. Hipótesis ........................................................................................................ 5

1.4.1. Hipótesis de investigación, Hi. ................................................................. 5

1.4.2. Hipótesis nula, Ho. .................................................................................... 5

CAPÍTULO II ......................................................................................................... 6

viii

2. MARCO TEÓRICO (REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA).................................. 6

2.1. Riesgo biológico ............................................................................................ 6

2.1.1. Generalidades ............................................................................................ 6

2.1.2. Microorganismos ...................................................................................... 7

2.1.3. Mecanismos de transmisión ...................................................................... 7

2.1.3.1. Mecanismos de transmisión según los factores ...................................... 7

2.1.3.2. Tipos de mecanismos de transmisión ..................................................... 8

2.1.4. Agentes biológicos .................................................................................. 11

2.1.5. Clasificación de los microorganismos .................................................... 11

2.1.5.1. Bacterias ............................................................................................... 12

2.1.6. Enfermedades producidas por bacterias.................................................. 18

2.1.6.1. Faringoamigdalitis ................................................................................ 18

2.1.6.2. Infecciones inespecíficas en la piel ...................................................... 19

2.1.7. Identificación bacteriana ......................................................................... 19

2.1.7.1. Recolección de muestras ...................................................................... 19

2.1.7.2. Transporte de muestras ......................................................................... 20

2.1.7.3. Medios de cultivo ................................................................................. 20

2.1.7.4. Siembra o inoculación .......................................................................... 24

2.1.7.5. Técnicas de aislamiento de los microorganismos................................. 25

2.1.7.6. Identidad bacteriana .............................................................................. 26

2.1.8. Pruebas bioquímicas ............................................................................... 28

2.1.8.1 Manitol ................................................................................................. 29

2.1.9. Recuento bacteriano de unidades formadoras de colonia mediante placas

Petrifilm para aerobios totales y coliformes.......................................................... 29

2.1.9.1. Las placas Petrifilm para recuento de aerobios (Aerobic Count AC) ......

.............................................................................................................. 29

ix

2.1.9.2. Las Placas Petrifilm para el Recuento de Coliformes (ColiformCount,

CC) .............................................................................................................. 30

2.2. Esponjero endodóntico (clean stand) ........................................................... 30

2.2.1. Características físicas .............................................................................. 31

2.2.1.1. Plástico común (Polietileno) ................................................................. 31

2.2.1.2. Plástico autoclavable (Polipropileno) ................................................... 32

2.2.1.3. Aluminio ............................................................................................... 32

2.2.2. Usos del Esponjero Endodóntico ............................................................ 32

2.3. Asepsia ......................................................................................................... 33

2.3.1. Desinfección ........................................................................................... 33

2.3.1.1. Clasificación de los desinfectantes ....................................................... 33

2.3.2. Esterilización........................................................................................... 34

2.3.2.1. Técnicas de esterilización ..................................................................... 34

2.4. Medidas de bioseguridad en la práctica odontológica ................................. 37

CAPÍTULO III ...................................................................................................... 39

3. METODOLOGÍA ......................................................................................... 39

3.1. Diseño de la investigación ........................................................................... 39

3.2. Población en estudio .................................................................................... 39

3.3. Selección y tamaño de la muestra ................................................................ 39

3.4. Criterios de inclusión y exclusión................................................................ 40

3.4.1. Criterios de inclusión .............................................................................. 40

3.4.2. Criterios de exclusión ............................................................................. 40

3.5. Conceptualización de variables ................................................................... 40

3.6. Operacionalización de variables .................................................................. 41

3.7. Estandarización ............................................................................................ 42

3.7.1. Prueba Piloto ........................................................................................... 42

x

3.7.1.1. Procedimiento ....................................................................................... 42

3.7.1.2. Resultados de la Prueba Piloto ............................................................. 42

3.8. Materiales y Métodos .................................................................................. 43

3.8.1. Método de recolección de datos .............................................................. 43

3.8.2. Equipos, instrumentos, materiales y sustancias ...................................... 44

3.9. Procedimientos y técnicas............................................................................ 45

3.9.1. Obtención de muestras ............................................................................ 45

3.9.2. Transporte de muestras ........................................................................... 46

3.9.3. Cultivo..................................................................................................... 47

3.9.4. Siembra ................................................................................................... 48

3.9.5. Identificación de microorganismos ......................................................... 50

3.9.5.1. Tinción Gram ........................................................................................ 50

3.9.5.2. Vitek Compact 2® ................................................................................ 52

3.9.6. Observación de los resultados ................................................................. 54

3.9.7. Eliminación de desechos ......................................................................... 55

3.10. Resultados de las pruebas de laboratorio. .................................................... 56

3.11. Aspectos bioéticos ....................................................................................... 60

3.11.1. Beneficencia ............................................................................................ 60

3.11.2. Confidencialidad ..................................................................................... 60

3.11.3. Riesgos potenciales de la Investigación .................................................. 60

3.11.4. Beneficios potenciales de la Investigación ............................................. 60

3.11.4.1. Directos ................................................................................................. 60

3.11.4.2. Indirectos .............................................................................................. 61

3.11.5. Idoneidad ética y experticia del estudio .................................................. 61

3.11.6. Conflicto de interés ................................................................................. 61

CAPÍTULO IV ...................................................................................................... 62

xi

4. ANÁLISIS E INTERPRETACIÓN DE RESULTADOS............................. 62

4.1. Técnicas para procesamiento y análisis estadísticos de datos ..................... 62

4.2. Discusión ..................................................................................................... 80

CAPÍTULO V ....................................................................................................... 84

5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ............................................ 84

5.1. Conclusiones ................................................................................................ 84

5.2. Recomendaciones ........................................................................................ 85

BIBLIOGRAFÍAS ................................................................................................ 86

ANEXOS .............................................................................................................. 90

xii

LISTA DE TABLAS

Tabla 1. Clasificación de los desinfectantes ......................................................... 34

Tabla 2. Cruce de variables UFC*muestras (total) ............................................... 62

Tabla 3. Prueba de chi-cuadrado del Cruce de variables UFC*muestras (total) .. 63

Tabla 4. Índice de Shannon-Wiener ...................................................................... 63

Tabla 5. Cruce de variables UFC*muestras esponjero endodóntico estéril .......... 64

Tabla 6. Prueba de chi-cuadrado de variables UFC*muestras esponjero

endodóntico estéril ................................................................................................ 64

Tabla 7. Cruce de variables UFC*esponjero endodóntico no estéril .................... 66

Tabla 8. Prueba de chi-cuadrado de variables UFC*esponjero endodóntico no

estéril ..................................................................................................................... 66

Tabla 9. Cruce de variables aerobios totales *muestras (total) ............................. 68

Tabla 10. Prueba de chi-cuadrado de variables aerobios totales *muestras (total) 68

Tabla 11. Cruce de variables aerobios totales *muestras esponjero endodóntico

Estéril .................................................................................................................... 69

Tabla 12. Prueba de chi cuadrado de variables aerobios totales *muestras

esponjero endodóntico Estéril ............................................................................... 69

Tabla 13. Cruce de variables aerobios totales *muestras esponjero endodóntico no

estéril ..................................................................................................................... 70

Tabla 14. Prueba de chi-cuadrado de variables aerobios totales *muestras

esponjero endodóntico no estéril ........................................................................... 70

Tabla 15. Cruce de variables enterobacterias * muestras (total) ........................... 71

Tabla 16. Prueba de chi-cudrado de variables enterobacterias * muestras (total) 71

Tabla 17. Cruce de variables enterobacterias * muestras esponjero endodóntico

estéril ..................................................................................................................... 72

Tabla 18. Prueba de chi-cuadrado de variables enterobacterias * muestras

esponjero endodóntico estéril ................................................................................ 72

Tabla 19. Cruce de variables enterobacterias * muestras esponjero endodóntico no

estéril ..................................................................................................................... 73

Tabla 20. Prueba de chi-cuadrado de variables enterobacterias * muestras

esponjero endodóntico no estéril ........................................................................... 73

xiii

Tabla 21. Cruce de variables identificación bacteriana vitek compact® 2 *

muestras (total) ...................................................................................................... 74


muestras esponjero endodónticoestéril ................................................................. 76


muestras esponjero endodóntico no estéril ........................................................... 77

xiv

LISTA DE FIGURAS

Figura 1. Clasificación de los Microorganismos .................................................. 12

Figura 2. Clasificación de las Bacterias ................................................................ 13

Figura 3. Morfología y agrupaciones bacterianas (cocos) .................................... 13

Figura 4. Morfología y agrupaciones bacterianas (bacilos) .................................. 15

Figura 5. Esquema de procedimiento tinción gram .............................................. 17

Figura 6. Disposición de la pared celular de las bacterias Gram negativas y

Grampositivas ....................................................................................................... 18

Figura 7. Clasificación por criterios de los medios de cultivo .............................. 20

Figura 8. Técnica de siembra e inoculación .......................................................... 25

Figura 9. Manitol positivo (S. aureus) y manitol negativo(S. epidermidis) .......... 29

Figura 10. Placas petrifilm aerobios totales .......................................................... 30

Figura 11. Placas petrifilm coliformes .................................................................. 30

Figura 12. Esponjeros endodónticos de cada material a) plástico común b) plástico

autoclavable c) aluminio ....................................................................................... 31

Figura 13. Autoclave (calor Húmedo) .................................................................. 35

Figura 14. Horno Pasteur (calor seco)................................................................... 36

Figura 15. Toma de muestras. A) Esponjero plástico común, B) Esponjero plástico

autoclavable, C) Esponjero de aluminio. D) muestras con su respectiva etiqueta 46

Figura 16. Muestras etiquetadas y selladas en el contenedor isotérmico para

realizar el transporte .............................................................................................. 47

Figura 17. Muestras con caldo de enriquecimiento en incubación 24 horas ........ 47

Figura 18. Preparación placas petrifilm. A)Placaspetrifilm aerobios totales y

coliformes, B-C) Toma de 2ml para colocar en las placas, D-E) Colocación de 1

ml en cada placa respectivamente, F) delimitación de la muestra, G) Placas listas

para incubar ........................................................................................................... 48

Figura 19. Siembra de Agar. A) Tubos con caldo de cultivo, B) agar sangre y agar

Mac Conkey, C) agares identificados, D) descarga inicial con hisopo, E)

esterilización del asa, F) siembra por estría cruzada, G) siembra realizada H)

agares listos para incubación I) agares sangre en campana- estufa y agares Mac

Conkey en estufa para incubación 48 horas .......................................................... 49

xv

Figura 20. A) Agar sangre con crecimiento de microorganismos B) Agar Mac

Conkey con crecimiento de Microorganismos ...................................................... 50

Figura 21. Proceso de tinción Gram ...................................................................... 51

Figura 22. Observación de Gram positivos y Gram negativos ............................. 52

Figura 23. Proceso de identificación Sistema Vitek Compact 2 ........................... 53

Figura 24. 1) Placas petrifilm aerobios totales con presencia de colonias, 2) Placas

petrifilm coliformes con presencia de colonias ..................................................... 54

Figura 25. 1) Sistema Vitek Compact 2, 2) tarjeta vitek después de la

identificación ......................................................................................................... 54

Figura 26. Área de desechos ................................................................................. 55

xvi

LISTA DE GRÁFICOS

Gráfico 1. Cruce de variables UFC*muestras (total) ............................................ 63

Gráfico 2. Cruce de variables UFC*muestras esponjero endodóntico estéril ....... 65

Gráfico 3. Cruce de variables UFC*esponjero endodóntico no estéril ................. 67

Gráfico 4. Cruce de variables aerobios totales *muestras (total) .......................... 68

Gráfico 5. Cruce de variables aerobios totales *muestras esponjero endodóntico

Estéril .................................................................................................................... 69

Gráfico 6. Cruce de variables aerobios totales *muestras esponjero endodóntico

no estéril ................................................................................................................ 70

Gráfico 7. Cruce de variables enterobacterias * muestras (total) .......................... 71

Gráfico 8. Cruce de variables enterobacterias * muestras esponjero endodóntico

estéril ..................................................................................................................... 73

Gráfico 9. Cruce de variables enterobacterias * muestras esponjero endodóntico

no estéril ................................................................................................................ 74

Gráfico 10. Cruce de variables identificación bacteriana vitek compact® 2 *

muestras (total) ...................................................................................................... 75


muestras esponjero endodónticoestéril ................................................................. 76


muestras esponjero endodóntico no estéril ........................................................... 78

xvii

LISTA DE ANEXOS

Anexo A. Certificado de aprobación SEISH – UCE............................................. 90

Anexo B. Certificado URKUND .......................................................................... 91

Anexo C. Solicitud de autorización para el uso de equipos del laboratorio de

microbiología del Hospital Gineco-Obstétrico Isidro Ayora ................................ 92

Anexo D. Certificado de realización del estudio y uso de equipos del laboratorio

de microbiología del Hospital Gineco-Obstétrico Isidro Ayora ........................... 93

Anexo E. Solicitud de autorización para el ingreso a clínicas de la Facultad de

odontología de la Universidad Central del Ecuador. ............................................ 94

Anexo F. Autorización para el ingreso a clínicas de la Facultad de odontología de

la Universidad Central del Ecuador. ..................................................................... 95

Anexo G. Tablas de recolección de datos. ............................................................ 96

Anexo H. Guía del Manejo de desechos del laboratorio de microbiología del

Hospital Gineco-Obstétrico Isidro Ayora. ............................................................ 97

Anexo I. Certificado de idoneidad ética y experticia del Tutor. ......................... 101

Anexo J. Certificado de idoneidad ética y experticia del Estudiante. ................. 102

Anexo K. Carta de confidencialidad. .................................................................. 103

Anexo L. Declaración de conflictos de Interés del Tutor. .................................. 104

Anexo M. Declaración de conflictos de Interés del Estudiante. ......................... 105

Anexo N. Certificado de renuncia al trabajo estadístico. .................................... 106

Anexo O. Certificado de traducción del resumen. .............................................. 107

Anexo P. Autorización de publicación en el repositorio..................................... 108

Anexo Q. Certificado de autenticidad del tema otorgado por la biblioteca. ....... 110

Anexo R. Aceptación de tutoría. ......................................................................... 111

Anexo S. Inscripción del Tema. .......................................................................... 112

Anexo T. Resultados de Laboratorio .................................................................. 115

xviii

TEMA: Nivel de contaminación bacteriana en esponjeros endodónticos de

aluminio, plástico común y plástico autoclavable, de los estudiantes de la clínica

integral de la FOUCE

Autora: Victoria Alejandra Cárdenas Vinueza

Tutora: Dra. Alexie Izquierdo Bucheli

RESUMEN

El esponjero endodóntico es un material de importancia, debido a que en él se realiza la

limpieza de las limas que son utilizadas durante la fase de instrumentación del conducto

radicular, pero puede ser un medio contaminante si no ha recibido previo a su uso un

protocolo adecuado de desinfección y/o esterilización. El objetivo de esta investigación

fue determinar in vitro el nivel de contaminación de esponjeros endodónticos previo a su

uso en la práctica clínica. Se tomaron 30 muestras con hisopo estéril que se distribuyeron

en tres grupos: Grupo A: 9 muestras de esponjeros de plástico común, y una muestra

control, Grupo B: 9 muestras de esponjeros de plástico autoclavable y una muestra

control, Grupo C: 9 muestras de esponjeros de aluminio y una muestra control. Las

muestras fueron transportadas en 3ml de tioglicolato, y se incubaron por 24 horas a

36°C. Transcurrido el tiempo se realizaron 2 procesos: Primero, para el conteo de

unidades formadoras de colonias (UFC), se tomó 1ml de cultivos in dilución y se colocó

en las placas petrifilm aerobios totales y 1ml en las placas petrifilm coliformes; Segundo,

para identificar el crecimiento bacteriano por cada grupo se realizó la siembra en 10 cajas

petri con agar sangre y 10 cajas con agar Mac Conkey, y se incubó las placas y los agares

por 48 horas a 36°C. Posteriormente se aisló los grupos bacterianos y se realizó la tinción

Gram de cada placa en la que hubo crecimiento y con el lente de 100X se identificó

bacterias Gram + y Gram– Finalmente se procedió a la identificación de microorganismos

mediante el lector vitek 2® Compact con tarjetas de identificación vitek GP (Gram

positivos) y vitek GN (Gram negativos), en un lapso de 8 horas. Se detectaron los

siguientes grupos: Staphylococcus, bacilos ambientales, aerococcus, enterobacterias y

neisserias y se pudo determinar el nivel de carga bacteriana mediante la escala de

unidades formadoras de colonias las cuales presentan mayor prevalencia en los

esponjeros endodónticos de aluminio y plástico común, frente al esponjero endodóntico

de plástico autoclavable, el cuál al presentar la menor contaminación se considera el más

recomendable para el uso clínico.

Este estudio representa un aporte para la comunidad odontológica al determinar el nivel

de contaminación presente en los esponjeros endodónticos y tomar normas de

bioseguridad, que faciliten la prevención de riesgos biológicos.

Palabras clave: MICROORGANISMOS/ ESPONJERO ENDODÓNTICO/

AEROBIOS TOTALES/ COLIFORMES/ AGAR

xix

TOPIC: Level of bacterial contamination in the aluminum, common plastic and

autoclavable plastic endodontic sponges of the students of the integral clinic of

FOUCE

Author: Victoria Alejandra Cárdenas Vinueza

Tutor: Dr. Alexie Izquierdo Bucheli

ABSTRACT

The endodontic sponge is a material of great importance, because the cleaning of the files

that are used during the instrumentation phase of the root canal is performed on it, but as

well, it can be a contaminating medium if it has not received an adequate disinfection and

sterilization protocol prior to its use. The objective of this research is to determine with an

in vitro microbiological study, the level of contamination that endodontic sponges have

before their use in clinical practice. 30 samples with sterile swab were taken and divided

into three groups: Group A: 9 samples of plastic autoclavable sponges, and a control

sample, Group B: 9 samples of common plastic sponges and one control sample, Group

C: 9 samples of aluminum sponges and a control sample. The samples were transported in

test tubes in 3ml of thioglycolate, and incubated for 24 hours at at 36°C. After this time, 2

processes were carried out. Firstly, for counting colony-forming units (CFU), 1 mm of

culture without dilution was placed in the petrifilm total aerobic dishes and 1 mm in the

petrifilm coliform dishes. Secondly, to identify bacterial growth for each group, sowing

was done in 10 petri dishes with blood agar and 10 boxes with Mac Conkey agar, and the

dishes and agars were incubated for 48 hours at 36°C. Subsequently, the bacterial groups

were isolated and the Gram stain procedure of each dish in which there was growth was

performed and with the 100X lens Gram + and Gram– bacteria were identified. Finally,

the identification of microorganisms was carried out using the vitek 2® Compact reader

with vitek GP identification cards, vitek GP (positive Gram) and vitek GN (negative

Gram), in a period of 8 hours. The following groups were detected: Staphylococcus,

environmental bacilli, aerococcus, enterobacteria and neisseries and the level of bacterial

load was possible to determine through the scale of colony-forming units which have a

higher prevalence in endodontic sponges of aluminum and plastic, compared to the

autoclavable plastic endodontic sponge, which as presents the least contamination is

considered the most recommended for clinical use.

This study will represent a contribution to the dental community when determining the

level of contamination present in endodontic sponges and to take biosecurity rules to ease

prevention of biological risks.

KEY WORDS: MICROORGANISMS / ENDODONTIC SPONGE / TOTAL

AEROBES / COLIFORMS / AGAR

1

INTRODUCCIÓN

En el accionar clínico endodóntico es indispensable la utilización de materiales e

instrumentos que hayan sido sometidos a un protocolo fiable de desinfección y

esterilización, previo al uso en el paciente, porque el objetivo del tratamiento es

disminuir la carga bacteriana en cada fase del procedimiento, hasta limpiar de

forma integral el conducto radicular. Durante la práctica clínica endodóntica se

usan diversos instrumentos y materiales con estructuras heterogéneas; para lograr

una eficiente asepsia se debe jerarquizar en forma selectiva los materiales.

Uno de los materiales auxiliares es el esponjero endodóntico, comercialmente se

presenta en 3 tipos de componentes como: plástico común, plástico autoclavable y

aluminio; que son de gran importancia en el procedimiento de endodoncia,

permitiendo la limpieza de las limas en la fase de instrumentación del conducto

radicular.

El presente estudio tuvo como finalidad valorar los niveles de contaminación

bacteriana en los esponjeros endodónticos manipulados por los estudiantes de la

Facultad de Odontología de la Universidad Central del Ecuador, previo al

contacto con el paciente. Adicionalmente permitió reconocer los grupos de

bacterias que se pueden presentar en cada uno de los materiales más comunes de

composición del esponjero endodóntico (plástico autoclavable, plástico común y

aluminio). Según los resultados de la investigación se podrá sugerir un material

adecuado para el uso clínico, asistido con técnicas de asepsia apropiadas que

garanticen una disminución del nivel de carga bacteriana, para generar impacto en

la prevención de riesgos biológicos.

2

CAPÍTULO I

1. PROBLEMA

1.1. Planteamiento del Problema

El esponjero endodóntico es un material auxiliar de gran importancia en el

accionar clínico, en él se realiza la limpieza de las limas que son utilizadas durante

la fase de instrumentación del conducto radicular; una norma básica es realizar el

proceso de desinfección y esterilización adecuados, previo a su utilización y de

esta manera procurar que la terapia sea exitosa disminuyendo los riesgos externos

existentes en el proceso de descontaminación del conducto.

Los datos obtenidos durante la aplicación del estudio piloto, realizado en el

laboratorio de bacteriología del Hospital Gineco-Obstétrico Isidro Ayora

evidenciaron altos niveles de contaminación bacteriana en los esponjeros

endodónticos, con estos resultados se determinó la necesidad de investigar si

existe un manejo óptimo del protocolo de asepsia utilizado en clínica integral de

la FOUCE.

Se conoce que el esponjero endodóntico se presenta en 3 tipos de material que

son: plástico común, plástico autoclavable y aluminio; cada uno de estos

materiales tienen cualidades de resistencia ante ciertas sustancias químicas

utilizadas en el proceso.

En relación a lo antes expuesto se formula la siguiente interrogante: ¿Los

materiales de los esponjeros endodónticos utilizados por los alumnos en la clínica

integral de pregrado de la FOUCE permiten la contaminación bacteriana y se

utilizan contaminados antes de un procedimiento endodóntico?

3

1.2. Justificación

Se pretende demostrar con este estudio investigativo, que en el proceso

endodóntico no todos los materiales cumplen con los parámetros requeridos de

asepsia, que exige este tipo de terapia. Los esponjeros endodónticos son

fabricados con materiales como: el aluminio, plástico común y plástico

autoclavable, estos materiales pueden determinar diferentes niveles de

contaminación.

Los esponjeros endodónticos al estar estructurados por diversos materiales

sensibles a sustancias químicas y el sometimiento continuo a estos agentes pueden

deteriorarlos y convertirse en un elemento contaminante con un elevado número

de las colonias bacterianas. Para evitar infecciones cruzadas es necesaria la

utilización de un protocolo de asepsia, que permita disminuir la carga bacteriana

como mecanismo de prevención de riesgos biológicos.

Evidenciado en el proceso investigativo de campo en los laboratorios del hospital

Gineco-Obstétrico Isidro ayora se pudo demostrar, que en la mayoría de

materiales de endodoncia se hospedan bacterias, desde su diseño, empaque y

comercialización; además en el proceso de uso y de rutina estos materiales se

contaminan, por la inadecuada técnica de desinfección y esterilización, con estos

antecedentes resulta importante el desarrollo de un trabajo de investigación, que

permitirá dar a conocer los grupos de bacterias que se pueden alojar en los tres

tipos de materiales más comunes de composición de los esponjeros endodónticos

y de esta manera sugerir un material óptimo para el uso clínico.

Con esta investigación se plantea recalcar la importancia de un protocolo que

englobe un conjunto de técnicas de asepsia apropiadas que garantice una

depreciación de microorganismos, garantizando un servicio integral con un

potencial de satisfacción.

4

1.3. Objetivos

1.3.1. Objetivo general

Establecer el nivel de contaminación bacteriana y los grupos bacterianos presentes

en esponjeros endodónticos de aluminio, plástico común y plástico autoclavable

previo al uso en el paciente, de los estudiantes de la clínica integral de la FOUCE,

periodo 2018-2019.

1.3.2. Objetivos específicos

• Determinar si existe contaminación bacteriana en los esponjeros

endodónticos de plástico común, plástico autoclavable y aluminio

mediante la valoración de UFC.

• Reconocer según el sistema vitek compact 2®, los grupos bacterianos de

aerobios y coliformes presentes en los esponjeros endodónticos.

• Comparar los niveles de contaminación entre los materiales de los

esponjeros endodónticos: plástico común, plástico autoclavable y

aluminio.

5

1.4. Hipótesis

1.4.1. Hipótesis de investigación, Hi.

El material de los esponjeros endodónticos que usan los estudiantes en la clínica

integral de pregrado de la FOUCE puede presentar un alto nivel de contaminación

bacteriana.

1.4.2. Hipótesis nula, Ho.

El material de los esponjeros endodónticos que usan los estudiantes en la clínica

integral de pregrado de la FOUCE puede presentar un bajo nivel de

contaminación bacteriana.

6

CAPÍTULO II

2. MARCO TEÓRICO (REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA)

2.1. Riesgo biológico

2.1.1. Generalidades

El riesgo biológico es la posibilidad de transmitir un patógeno en la actividad

laboral, este tipo de riesgo proviene de la manipulación o exposición a elementos

contaminantes, que existen en todos los ambientes, con mayor magnitud en

hospitales y centros de investigación biomédica (1).

La obligación del profesional de prevenir el riesgo biológico en el medio laboral,

consiste en tomar medidas para evadir problemas de salud, originados por agentes

biológicos con capacidad infecciosa, presentes en el entorno, aplicando principios

de acción preventiva.

Los agentes biológicos con capacidad infecciosa pueden ser diversos (virus,

bacterias, parásitos, hongos o esporas, toxinas, endotoxinas, cultivos celulares)

etc. Para que este contacto se produzca debe existir una vía de transmisión, que

permita que el agente entre en contacto con el órgano provocando alteraciones y

daño a la salud.

La susceptibilidad propia de cada individuo, explica porqué algunos se complican

cuando entran en contacto con un agente biológico, mientras que otros no, esto

significa que va en función de su inmunización previa y otras características

personales (2).

7

2.1.2. Microorganismos

Los microorganismos son seres vivos diminutos, que no pueden ser observados a

simple vista, en el pasado no se conocía su existencia, hasta que en el siglo XVI se

dio un paso importante con el descubrimiento del microscopio por Anton Van

Leeuwenhoek reconocido como el padre de la Microbiología, fue el primero en

observar este tipo de fenómenos microscópicos (bacterias, hongos, protozoos y

algas).

Pocos microorganismos son patógenos, el conocimiento práctico de los mismos es

importante en medicina y otras ciencias relacionadas con la salud, para prevenir la

propagación de enfermedades (3).

2.1.3. Mecanismos de transmisión

Los mecanismos de trasmisión son el conjunto de estrategias que utilizan los

microorganismos para ponerse en contacto con el huésped. En la práctica clínica

odontológica las vías de transferencia de enfermedades se producen, por contacto

directo a través de heridas de la piel, sangre, fluidos corporales y por contacto

indirecto a través de aerosoles, la contaminación de agua, por medio del aire,

equipos de protección individual y los instrumentos en uso (4).

2.1.3.1. Mecanismos de transmisión según los factores

A. Por vía de eliminación: esta transmisión depende de la habilidad que tenga el

microorganismo para su eliminación de forma natural o no.

B. Resistencia en el medio exógeno: No todos los microorganismos tienen la

capacidad de sobrevivir si no se alojan en un medio apropiado.

C. Según la vía de entrada: Podemos encontrar puertas de entrada accesibles

para los microorganismos.

D. Según la cantidad de agente infectante: Cuando la transmisión no requiere de

una cantidad muy grande para infectar logra hacerlo a través de las manos, si

8

necesita una cantidad mayor utilizará vías de diseminación, como el agua y

los alimentos (4).

2.1.3.2. Tipos de mecanismos de transmisión

Transmisión por vía directa

La vía de transmisión del agente patógeno de una persona infectada a otra por

contacto directo, se adquiere por medio de fluidos corporales infectados en

contacto con las superficies de los tejidos, a través de una puerta de entrada, como

una herida; también se produce por inoculación cutánea al utilizar objetos corto

punzantes que estén contaminados, otra vía de acceso son las salpicadura de

sangre, saliva u otro fluido corporal (5).

Transmisión por vía indirecta

La transmisión por vía indirecta requiere de un vehículo, este sirve como

intermediario en la trasmisión del agente infeccioso como: instrumentos de alta y

baja velocidad e instrumental contaminado utilizados en pacientes infectados,

instrumentos, vestimenta que no hayan sido sometidos a un adecuado proceso de

desinfección o esterilización (5).

La contaminación es un medio de transmisión por vía indirecta, por ello

hablaremos de este tema a continuación como parte de nuestro estudio.

• Contaminación

La contaminación es conocida como el principal causante de alterar o dañar el

estado de equilibrio de un medio u objeto, mediante la transmisión y propagación

de gases tóxicos a la tierra, atmósfera y el agua, de igual forma la acumulación de

polvos y gérmenes microbianos que provienen de los desechos generados por la

actividad del ser humano” (6).

9

• Tipos de contaminación

Existen tipos de contaminación en diferentes medios, generados por diversas

fuentes que son: biológica, ambiental, del suelo y del agua; sin embargo, en la

práctica odontológica es de vital importancia conocer y prevenir la contaminación

biológica por ser el principal causante de las infecciones transmisibles (7).

Se reconoce la existencia de 2 tipos de contaminación de microorganismos en el

ser humano los cuales son: biológica y cruzada. Estos 2 tipos de contaminación

provocan alteraciones en el equilibrio normal de la persona.

a. Contaminación biológica

La contaminación biológica consiste en la presencia de microorganismos

patógenos en el ambiente, los cuales son los responsables de provocar infecciones

en el ser humano a través del agua y los alimentos (8).

a.1 Fuentes de contaminación biológica en odontología

a.1.1 Profesional

El profesional en la rama odontológica, es considerado uno de los principales

depósitos de microorganismos patógenos, principalmente cuando esté posea algún

tipo de enfermedad infecciosa o haya sido infectado por un paciente con quien

entró en contacto (9).

a.1.2 Paciente

Todo paciente en la consulta odontológica es considerado potencialmente

infeccioso, este puede ocultar su padecimiento para no ser objeto de

discriminación o ser portador de una enfermedad no diagnosticada; en

odontología, el profesional al estar en contacto constante con la boca del paciente

10

se convierte en un huésped susceptible a la contaminación de microorganismos

que este posee (9).

a.1.3 Instrumental

Todo instrumental, artículo y material que se encuentre en el ambiente

odontológico tiene la capacidad de albergar y diseminar microorganismos, por

esta razón se debe tomar medidas de bioseguridad y aplicar protocolos de

desinfección y esterilización adecuados. En el campo de la odontología se debe

precautelar la salud del paciente, del profesional odontólogo y de toda persona

involucrada en este medio (9).

Negroni (2009), acotó que los objetos inanimados como: paredes con presencia de

insectos, techos, y aerosoles, son capaces de transportar y retener

microorganismos en todo el ambiente, esto implica brindar un mantenimiento de

limpieza integral en forma diaria y en algunos casos semanal o mensual (10).

b. Contaminación cruzada

Higashida (2009), concluye que la contaminación cruzada, es la trasmisión de un

agente infeccioso entre 2 personas, por medio de un objeto, instrumento o material

contaminado. Esta forma de contaminación genera en las involucradas

alteraciones en su salud. Los entendidos en este tema afirman que la

contaminación cruzada se clasifica en dos tipos: directa e indirecta (11).

b.1 Tipos de contaminación cruzada

b1.1 Contaminación cruzada directa

La transferencia de contaminación cruzada directa es inmediata, ocasionada por

un agente infeccioso a través de una puerta de entrada receptiva por donde iniciará

11

la enfermedad, facilitando la contaminación por medio de: dispersión de

microgotas al toser, estornudar o habla, hasta un metro o menos (12).

b.1.2 Contaminación cruzada indirecta

Se produce por medio de vehículos de transmisión, a través de objetos o

materiales contaminados, en estos se encuentran los productos biológicos,

incluidos sangre, suero, plasma, tejidos, órganos y cualquier sustancia que sirva

de intermediario (12).

2.1.4. Agentes biológicos

Se consideran agentes biológicos a las bacterias, virus, hongos, parásitos, una

toxina u otro material biológico con capacidad de afectar de manera adversa a los

humanos por poseer algunas propiedades de consideración como: poder

antigénico, virulencia y patogenicidad (11).

2.1.5. Clasificación de los microorganismos

La presencia de microorganismos en las clínicas odontológicas, es uno de los

problemas básicos que afronta el ámbito de la salud, porque la gran cantidad de

virus, bacterias, hongos y levaduras entran en contacto fácilmente con el cuerpo,

por medio de heridas, mucosas de la boca, nariz, ojos, ingestión e inhalación (9).

12

Figura 1. Clasificación de los Microorganismos

Fuente: Montoya. 2008. Microbiología básica para el área de la salud y afines (13).

Múltiples factores propician la generación y propagación de microorganismos

patógenos, causantes de distintas enfermedades; para sanear esta dificultad, la

única medida preventiva es una adecuada aplicación de normas de bioseguridad,

en la relación con los pacientes, el manejo del instrumental y materiales que son

parte del dinamismo odontológico (9).

En este estudio investigativo se encuentra únicamente presencia de bacterias que

se las detalla a continuación.

2.1.5.1. Bacterias

Se definen como: microorganismos unicelulares anucleados y sinorgánulos

metabólicos, rodeados por una membrada conformada por fosfolípidos que les

permite alimentarse y sobrevivir; estas se ubican en un huésped que proporciona

un ambiente óptimo (14).

Las bacterias tienen la siguiente clasificación:

13

Figura 2. Clasificación de las Bacterias

Fuente: Villacrés. 2015. Grado de Contaminación de los teléfonos celulares de docentes y

estudiantes que realizan actividades en la clínica integral de la Facultad de Odontología de la

Universidad Central del Ecuador, periodo 2015 (15).

2.1.5.1.1 Clasificación por agrupamiento y forma

Cocos

Células con forma redondeada; frecuentemente estas bacterias pueden agruparse

de dos en dos (diplococos), en cadenas (estreptococos), en forma de racimos

(estafilococos), en forma de cubos (sarcina) o de cuatro en cuatro (tétradas) (3).

Figura 3. Morfología y agrupaciones bacterianas (cocos)

Fuente: Porres y Ruiz. 2018. Microbiología clínica (3).

14

a. Estreptococos

Son bacterias Gram positivas esféricas, se presentan en cadenas y están

consideradas como las causantes principales de padecimientos y dolencias con

relación a otras bacterias. La causa principal de su patogenicidad se debe a la

producción de sustancias extracelulares que destruyen a los fagocitos que los

ingieren. Algunos estreptococos son perjudiciales para el huésped porque pueden

digerir el tejido contaminado; provocando necrosis o muerte celular; sin embargo,

otras clases de estreptococos no son peligrosas como los usados en la elaboración

de derivados de la leche (16).

De acuerdo a su apariencia con base a los cultivos en Agar sangre se puede

clasificar a los estreptococos en beta-hemolíticos y no beta- hemolíticos, siendo

los primeros en presentar una zona clara de hemolisis en el agar producido por el

Streptococcus pyogenes promotor de alteraciones como: laerisipela, faringitis y

fiebre reumática (16).

En los beta no hemolíticos encontramos el Streptococus pneumoniae causante de

la neumonía, este agente forma colonias de color verde, por la destrucción parcial

de los glóbulos rojos y por el peróxido de hidrógeno producido por la bacteria;

otro tipo es el Streptococus mutans causante de la caries dental (16).

• Staphylococcus

Los staphylococcus son bacterias en forma de racimos, que se encuentran

presentes en la piel y mucosas. El Sthaphylococus aureus es el principal agente

causante de afecciones gastrointestinales y cutáneas; esta bacteria ha revelado

resistencia en ciertas ocasiones a la penicilina; lo que constituye un peligro

evidente en las personas que contraen este microorganismo (17).

15

• Bacilos

Los bacilos son células con forma de bastón alargado, su morfología es

característica al agruparse formando filas de dos denominados diplobacilos o filas

más largas llamadas estreptobacilos (3).

Figura 4. Morfología y agrupaciones bacterianas (bacilos)


2.1.5.1.2 Clasificación de por tinción

Tinción Gram

La técnica de tinción Gram se emplea en la identificación bacteriana, permitiendo

la observación de bacterias que se tiñen con las sustancias utilizadas en el

proceso; de esta forma se clasifican en 2 grupos de importancia que son: Gram

positivos y Gramnegativos (3).

16

1. Procedimiento esquematizado de Tinción Gram

a.1 Cristal violeta

Se realiza un extendido de la muestra sobre una placa y se procede a fijar por

calor, aplicar el colorante cristal violeta cubriendo el extendido, dejar a

temperatura ambiente por un tiempo aproximado de 20 segundos y lavar con agua

destilada.

a.2 Lugol (yodo)

Adicionar solución de yodo para formar un complejo con el cristal violeta que

permitirá la unión de este a la pared de las bacterias Gram positivas, dejar 20

segundos a temperatura ambiente, lavar con agua destilada.

a.3 Alcohol / acetona

Añadir solución decolorante de alcohol / acetona en fracción 1:1 que permitirá la

eliminación de cristal violeta exclusivamente de las bacterias gram negativas,

debido a la estructura molecular de su pared bacteriana, dejar actuar 10 segundos

y lavar con agua destilada.

a.4 Safranina

Agregar safranina como colorante de contraste, que matizará de color rosa

únicamente a las bacterias Gramnegativas. Dejar actuar por 20 segundos a

temperatura ambiente, lavar bien con agua destilada y colocar el porta objetos

sobre una toalla de papel. Dejar secar al ambiente.

Una vez realizada la tinción la muestra se observará al microscopio óptico con el

objetivo de inmersión (objetivo 100X) (3).

17

Figura 5. Esquema de procedimiento tinción gram


Gram positivo

Las bacterias Gram positivas se caracterizan por presentar una envoltura celular

uniforme y gruesa, que se pigmenta de color azul o violeta por la tinción de Gram,

estas no se decoloran al agregar alcohol / cetona por la pared de peptidoglicanos

que posee, la cual al contener pocos lípidos dificulta el ingreso del alcohol que

pudiera extraer el colorante (18).

Gram negativo

Las bacterias Gram negativas se diferencian de las Gram positivas por presentar

una coloración rosácea ocasionada por la estructura celular que posee, se

caracteriza por una doble membrana lipídica, lo cual permite el ingreso del

alcohol / cetona y al disolver los lípidos dilata los poros de la pared celular y

arrastra el tinte del interior de la célula, por lo cual la bacteria se decolora,

posteriormente se puede pigmentar con un matiz de contraste como la safranina o

la fucsina básica (19).

18

Figura 6. Disposición de la pared celular de las bacterias Gram negativas y Grampositivas


2.1.6. Enfermedades producidas por bacterias

En la consulta clínica odontológica podemos encontrar diversos tipos de bacterias

que pueden provocar enfermedades por dos mecanismos elementales: la

invasividad, que es la habilidad para diseminarse en el huésped y la toxicidad, que

es la habilidad para eliminar sustancias químicas llamadas toxinas, que degeneran

los tejidos del huésped.

A estas enfermedades bacterianas se las denomina como enfermedades infecciosas

o contagiosas, porque se dispersan con facilidad entre una población.

Entre las más importantes tenemos:

2.1.6.1. Faringoamigdalitis

La faringoamigdalitis es la inflamación de las amígdalas y la faringe, se

caracteriza por causar dolor a nivel de la garganta, principalmente producida en

niños, la etiología está dada por el Streptococcus pyogenes transmitido por

contacto directo, esta afección produce sintomatología como: fiebre, presencia de

pus en la garganta y malestar general, requerirá de un tratamiento con cobertura

19

antibiótica y recomendaciones generales como aplicar hábitos de higiene, lavarse

las manos y el uso de productos desinfectantes (20).

2.1.6.2. Infecciones inespecíficas en la piel

La bacteria causante de esta alteración es el Staphylococcus aureus que se aloja en

la piel, un tercio de la población está contaminada por este microorganismo, para

su tratamiento es indispensable el uso de antibióticos más agresivos como

aminoglucósidos o cefalosporinas ya que en algunos casos presenta resistencia a

la penicilina (9).

2.1.7. Identificación bacteriana

La identificación bacteriana es observar características de importancia de las

bacterias como: la morfología, desarrollo, propiedades metabólicas y químicas; el

método más fiable es mediante cultivos, los cuales deben cumplir parámetros que

permitan el correcto desarrollo del medio y las condiciones óptimas de

incubación, esto posteriormente facilitará aislar los microorganismos para su

identificación (21).

2.1.7.1. Recolección de muestras

La recolección y transporte de muestras se debe realizar con normas de

bioseguridad pertinentes, para evitar la contaminación de las mismas y proteger al

personal encargado. El uso de hisopos es indispensable para la recolección de

especímenes, los mismos que están compuestos de materiales como: algodón y

alginato; los más utilizados en estos procesos son los hisopos estériles de algodón,

utilizados en superficies inertes regulares e irregulares. Los hisopos con las

muestras son colocados en recipientes de vidrio con tapa hermética, estéril y

rotulado (22).

20

2.1.7.2. Transporte de muestras

El envío de la muestra debe realizarse inmediatamente, es recomendado por los

expertos tener un límite de 2 horas; desde la recolección serán colocados en

contenedores isotérmicos con gel refrigerante, para mantener la cadena de frio

adecuada debe ser no mayor a 10°C, hasta el ingreso para la incubación en el

laboratorio. Con este proceso se evita riesgo contaminación de las muestras

brindando confiabilidad al resultado (23).

2.1.7.3. Medios de cultivo

Negroni (2009), explica que el medio de cultivo es una solución equilibrada

nutritiva para el crecimiento, desarrollo y multiplicación de los microorganismos

que son observados a simple vista y permite aislar e identificar las diferentes

especies para realizar estudios complementarios. Los medios de cultivo se

clasifican según diferentes criterios de referencia y utilidades (10):

Figura 7. Clasificación por criterios de los medios de cultivo

Fuente: Negroni. 2008. Microbiología Estomatológica Fundamentos y guía práctica (10).

21

2.1.7.3.1 Por su estado físico

a. Líquidos: Contienen nutrientes, a los que se adiciona una sustancia capaz de

mantener el pH apropiado; entre los más utilizados están: el caldo nutritivo y

el caldo de peptona

b. Sólidos: Se consiguen añadiendo agar (sustancia polisacárida e inactiva,

obtenida de algas marinas del género Gellidium),en una concentración de 1,5

al 2%, en un medio líquido determinado. Esta solución correctamente

esterilizada, se coloca en un tubo de ensayo o en una caja petri, luego se

puede evidenciar la formación de colonias aisladas, siempre y cuando la

cantidad inoculada este suficientemente diluida.

c. Semisólidos: Son muy afines a los medios sólidos, con la divergencia que a

estos se les disminuye la concentración de agar agregando un 0.5%; Son

utilizados para la preservación de cepas bacterianas y su posterior

observación utilizando un registro para evidenciar bacterias móviles (13).

2.1.7.3.2 Por su origen

a. Naturales: Son medios de cultivo preparados a partir de sustancias

encontradas en la naturaleza, estas pueden ser de origen animal o vegetal,

tienen una composición heterogénea. Ejemplo: el suero, la leche, la papa, etc.

b. Sintéticos: Son medios de cultivo combinados con productos químicos

conocidos: como el agar, usados para estudios metabólicos. Ejemplo: agar

nutritivo, agar blando, agar eosina azul de metileno, caldo nutritivo, etc (13).

22

2.1.7.3.2 Por su Utilidad

a. Comunes: Estos medios de cultivo conservan requisitos nutricionales

mínimos, que permiten el crecimiento bacteriano en general. Ejemplo: agar

nutritivo, caldo nutritivo, etc.

b. Enriquecidos: son medios simples o comunes a los que se les añade ciertos

componentes como sangre, suero, líquido ascítico, huevo, glucosa, vitaminas,

entre otros, permiten el aporte de factores de crecimiento o sustancias que

neutralizan agentes inhibidores de crecimiento. Ejemplo: Agar sangre, medio

de löwesteinjennsen, etc (13).

b .1 Agar sangre

Este medio de cultivo es diferencial, porque realiza una hemolisina bacteriana

permitiendo diversificar las especies no hemolíticas de las hemolíticas; en las

primeras se observa a su alrededor colonias de formación tipo halos(transparente

hemólisis total, corresponde a especies beta hemolítica; Ejemplo: Estreptococos

del grupo A y del grupo D, etc). (Verdoso que denota una hemólisis parcial,

corresponde las especies alfa hemolítica; ejemplo Estreptococos no pertenecientes

al grupo A, Neumococos, etc), al géneros de las no hemolíticas se las conoce

como: gama hemolíticas o anhemolíticas (24).

Este agar e puede ejecutar con sangre desfibrinada de carnero, conejo o humana;

la sangre humana se adquiere de los remanentes del Banco de Sangre, después de

ser sometidos a estudios, negativos por virus Hepatitis B y HIV. Para la

utilización esta sangre debe llenar ciertas condiciones, entre ellas ser lo más fresca

posible, no tener coágulos, ni estar hemolisada, ser estéril y no haber estado

sometida a cambios de temperatura bruscos.

El medio de cultivo debe ser esterilizado mediante calor húmedo(técnica de

autoclavado), y enfriado entre 45 y 50°C, solo el tiempo necesario. Para luego se

23

colocado en las placas petri lo más pronto posible, en una cantidad por caja que no

supere los 4mm (24).

c. Selectivos: Se consiguen añadiendo al agar nutritivo, compuestos químicos

que son perjudiciales para ciertas bacterias, su crecimiento es irrelevante y

alteran las condiciones físicas del medio. El cristal violeta por ejemplo impide

el crecimiento de bacterias Gram positivas sin afectar a las Gram negativas;

entre ellos tenemos al agar Mac Conkey, Thayer Martin, etc (13).

c.1 Agar Mac Conkey

Medio de cultivo frecuentemente empleado para separar bacterias fermentadoras

de lactosa de aquellas que no la fermentan, resultantes de aguas, alimentos y

muestras clínicas; contienen sales biliares y cristal violeta, que inhabilitan el

crecimiento de bacterias Gram positivas y algunas Gram negativas que no

pertenecen a la familia Enterobacteriacea.

Este agar tiene en su composición lactosa como único carbohidrato y rojo neutro

como indicador de pH, su ámbito de viraje tiene una escala entre pH 8 (amarillo)

y pH 6,8 (rojo).

Las bacterias fermentadoras de lactosa originan colonias que se transforman en

tono rojo, y las no fermentadoras de lactosa producen colonias incoloras, es decir

se tornan ligeramente amarillas, porque estas bacterias utilizan peptonas y

transforman al medio de cultivo en alcalino (24).

d. Diferenciales: Se adiciona a estos medios de cultivo, sustancias para que

únicamente crezcan determinadas bacterias. Estas al actuar sobre algunas de

las sustancias agregadas, permitirán la una observación macroscópica de

ciertas propiedades de crecimiento, que ayuden a diferenciar unas colonias de

otras. Ejemplo: agar eosina azul de metileno (13).

24

2.1.7.4. Siembra o inoculación

Inocular o sembrar es introducir de forma artificial una fracción de muestra

(inoculo) en un medio apropiado, con el fin de formar un cultivo microbiano. Para

realizar una siembra en microbiología, es obligatorio mantener un área de trabajo

exclusiva sin corrientes de aire y estar junto a la flama del mechero (no más de 15

cm. de distancia entre el agar y el mechero); otra forma de trabajo es bajo

campana, o flujo laminar, previa esterilización con luz Ultra Violeta.

La siembra se realiza en medio líquido, semisólido o sólido, utilizando ansa de

inoculación, hilo, hisopo o pipeta estéril. Se debe esterilizar en la flama el ansa o

hilo hasta que el filamento se haya puesto al rojo vivo, posteriormente se enfría

antes y después de realizada la siembra (25).

Para la transferencia de microorganismos, se recomienda:

a) De medio líquido a medio líquido: usar pipeta Pasteur o graduada, ansa o

hilo de inoculación.

b) De medio líquido a sólido: se debe utilizar pipeta Pasteur o graduada, hilo

o ansa de inoculación, e hisopo.

c) De medio sólido a medio sólido: se manejará ansa o hilo de inoculación.

d) Medio sólido a medio líquido: se usará ansa o hilo de inoculación.

Luego de realizar la siembra, se procederá a incubar el medio de cultivo a una

temperatura adecuada para el crecimiento de 36°C a 37°C (25).

25

Figura 8. Técnica de siembra e inoculación

Fuente: Mezomo. 1997. Rehabilitación Oral para el clínico (25).

2.1.7.5. Técnicas de aislamiento de los microorganismos

Aislar es separar un microorganismo de una población heterogénea; en hábitats

naturales ocasionalmente encontramos microorganismos de un solo tipo en una

muestra, por lo cual, es preciso hacer un procedimiento de aislamiento, afín de

separar e identificar los distintos grupos de microorganismos presentes.

El objetivo de aislar es obtener colonias diferenciadas (se forman a partir de una

sola unidad formadora de colonias), consiguiendo un cultivo puro; con los

cultivos puros se podrá observar las características macroscópicas, microscópicas,

fisiológicas, etc. Se debe tomar en consideración que siempre el aislamiento se da

en un medio sólido.

Los medios líquidos utilizados sirven para enriquecer, pero no para aislar; se

puede lograr el aislamiento de forma directa a partir de una muestra, cuando los

microorganismos están en un equilibrio adecuado. Cuando se desea aislar e

identificar una muestra y esta se encuentra en baja proporción, se realizará un

procedimiento de enriquecimiento o etapa de aumento del número de

microorganismos para el estudio de la colonia que se desea investigar.

26

En seguida se procede al aislamiento por el método de estría transversal o de

dilución para posteriormente identificar (26).

Para aislar se usarán los siguientes procedimientos:

2.1.7.5.1 Métodos generales

Los métodos generales para aislar son: La mezcla y la dispersión en superficie

mediante agotamiento de ansa, depósito y posterior quemado y dilución (26).

2.1.7.5.2 Métodos especiales

Los métodos especiales se usan para aislar un microorganismo, que posea una

particularidad especial (por temperatura de incubación, calentamiento, cambios en

el pH, agregado de álcali o ácido y presencia de sales o colorantes) (26).

2.1.7.6. Identidad bacteriana

En 1840 el médico patólogo Henle, marco la necesidad de reconocer que la base

primordial para la identificación de bacterias como agentes patógenos es el

aislamiento en cultivo puro, una colonia de cultivo puro aislada se compone por

un solo tipo de microorganismos procedente de una única célula. Para facilitar la

identificación bacteriana se realizará en cultivos puros. Es posible una

identificación previa al aislamiento de bacterias con base a las características

simples que una célula puede presentar.

Una vez aisladas las bacterias por medio del cultivo correspondiente, sea este

común o selectivo; el paso para identificar las características ambientales de su

crecimiento óptimo son: forma, elevación, bordes, dimensión, color, olor, tipo de

superficie, espesor, consistencia, incrustación en el medio de cultivo; además

crecimiento en sábana y su comportamiento frente a los diferentes sustratos

agregados al medio de cultivo (utilización de sales, hemólisis, fermentación de

27

azúcares); el comportamiento de las colonias frente a los colorantes de los

individuos bacterianos, junto a su morfología y modo de agruparse (27).

2.1.7.6.1 Método de identificación sistema Vitek 2 compact®

Es un sistema de tarjetas con reactivos colorimétricos, que son inoculadas con la

suspensión de Mc Farland al 0.5% y los resultados son interpretados de manera

automática; la tarjetas tiene 64 pozos, cada uno con un sustrato de prueba

individual. Estos sustratos miden varias actividades metabólicas como: desarrollo

en presencia de sustancias inhibidoras, acidificación, hidrólisis enzimáticas y

alcalinización. Las tarjetas están selladas en los dos lados por una película

transparente que impide el contacto entre las diversas mezclas sustrato-

microorganismo, permite a la vez la transmisión del nivel de oxígeno adecuado.

Cada tarjeta contiene un tubo de transferencia pre-insertado para inocular; estas

tarjetas presentan un código de barras con información sobre el tipo de producto,

número de lote, fecha de caducidad y un identificador que es ligado a la muestra,

antes o después de cargar la tarjeta al sistema (28).

Comercialmente encontramos 4 tipos de tarjetas reactivas que sirven para la

identificación de diferentes tipos de microorganismos:

1. GP - Cocos y bacilos no formadores de esporas Gram positivos

2. GN – Bacilos Gram negativos fermentadores y no fermentadores.

3. BCL – Bacilos formadores de esporas Gram positivos.

4. YST – Levaduras y organismos levaduriformes

Preparación del espécimen

1. Preparar el inóculo a partir de un cultivo puro, según las buenas prácticas de

laboratorio

28

2. Colocar en un tubo de ensayo de plástico transparente (poliestireno) de 12 x

75 mm., 3,0 ml de solución salina estéril (NaCl acuoso al 0,45 – 0,50%, con

un pH de 4,5 a 7,0).

3. Utilizar un hisopo o asa estéril, para transferir un número suficiente de

colonias morfológicamente similares al tubo con solución salina.

4. Preparar la suspensión homogénea de organismo con una densidad

equivalente a un patrón McFarland 0.5 utilizando el DensiCHEK™ Plus

VITEK® compact calibrado y previamente controlado con los viales de

concentración McFarland estandar. El tiempo de suspensión no debe superar

los 30 minutos antes de inocular la tarjeta.

5. 1 tubo con la preparación de 0,5 Mc Farland.

6. Colocar el tubo más la tarjeta de identificación en el casette del Vitek,

colocarlos saltando una posición en el casette:

- Tarjeta GN para la identificación de Bacilos Gram-negativos.

- Tarjeta GP para la identificación de Cocos Gram-positivos

7. revisar los resultados de 8 a 10 horas posteriores (28).

2.1.8. Pruebas bioquímicas

Las pruebas bioquímicas son actividades enzimáticas ampliamente utilizadas, que

permite diferenciar a las bacterias, incluso cuando estas están estrechamente

relacionadas, se podrán separar en especies diferentes a través del empleo de

pruebas bioquímicas. Igualmente, podrán proporcionar datos acerca del nicho de

la especie en el ecosistema (21).

29

2.1.8.1 Manitol

Esta prueba bioquímica sirve para detectar si los gérmenes son capaces de

fermentar el manitol, por que libera sustancias ácidas las cuales serán detectadas

gracias al indicador rojo de fenol que cambiara al color amarillo; Esta prueba sirve

para diferenciar bacterias de importancia clínica como: Staphylococcus aureus (+)

de Staphylucoccus epidermidis (-) (29).

Figura 9. Manitol positivo (S. aureus) y manitol negativo(S. epidermidis)

Fuente: Cavallini et al. 2016. Bacteriología General. Principios y prácticas de laboratorio (24).

2.1.9. Recuento bacteriano de unidades formadoras de colonia mediante

placas Petrifilm para aerobios totales y coliformes

2.1.9.1. Las placas Petrifilm para recuento de aerobios (Aerobic Count AC)

Estas placas son un medio de cultivo listo para ser empleado, contiene nutrientes

del Agar Standard Methods (agente gelificante soluble en agua fría, y un tinte

indicador de color rojo), que facilitará el cálculo de las colonias. Las Placas

Petrifilm AC, se usan para el recuento de la población total existente de bacterias

aerobias en productos y superficies, etc (30).

30

Figura 10. Placas petrifilm aerobios totales

Fuente: 3M Microbiology. 2006. Manual de uso Placas petrifilm (30).

2.1.9.2. Las Placas Petrifilm para el Recuento de Coliformes (ColiformCount,

CC)

Este tipo de placa contiene nutrientes de Bilis Rojo Violeta (agente gelificante que

se disuelve en agua fría, más un indicador tetrazolium), que facilita el recuento de

las colonias; la película superior atrapa el gas emanado por los coliformes

fermentadores de lactosa, el gas atrapado alrededor de las colonias rojas de

coliformes confirma su presencia (30).

Figura 11. Placas petrifilm coliformes


2.2. Esponjero endodóntico (clean stand)

Es un material auxiliar usado en procedimientos endodónticos, sirve como un

pequeño organizador útil tanto para limpiar, esterilizar o transferir instrumental

31

del asistente al Odontólogo durante el tratamiento, además se lo utiliza para

recoger de modo ordenado las limas, ensanchadores, etc. después de su uso (31).

2.2.1. Características físicas

Se presenta en 3 tipos de material:

• Plástico común (polietileno)

• Plástico Autoclavable (polipropileno esterilizable)

• Aluminio

A B

C

Figura 12. Esponjeros endodónticos de cada material a) plástico común b) plástico

autoclavable c) aluminio


2.2.1.1. Plástico común (Polietileno)

El polietileno o polieteno (PE), es el plástico más común; se utiliza

principalmente en embalajes (bolsas, láminas y películas de plástico, contenedores

y botellas etc), el polietileno como material es conocido con la fórmula química

(C2H4) nH2. El polieteno es habitualmente una mezcla de compuestos orgánicos

(32).

32

2.2.1.2. Plástico autoclavable (Polipropileno)

El polipropileno (PP) esparcialmente cristalino y termoplástico, se obtiene de la

polimerización del propileno (propeno), perteneciente al grupo de las poliolefinas,

es usado en una amplia diversidad de aplicaciones como: equipos de laboratorio,

empaques de alimentos, componentes automotrices, tejidos y películas

transparentes; poseen gran resistencia frente a diversos solventes químicos, álcalis

y ácidos (32).

2.2.1.3. Aluminio

El aluminio es el metal más importante después del hierro, resalta por su bajo

peso y conductividad eléctrica y térmica, es muy reactivo químicamente y, tan

pronto se expone al aire, en su superficie se forma una capa de óxido adherente

compacto; este óxido resiste a un gran número de ambientes corrosivos y hace de

barrera anticorrosiva protegiendo al aluminio subyacente (32).

2.2.2. Usos del Esponjero Endodóntico

Es utilizado especialmente en la fase de instrumentación del conducto radicular y

en algunos procesos similares, que impliquen la correcta desinfección de

materiales que van a ingresar en la zona interna del órgano dentario, por ejemplo:

limas, conos de gutapercha, fresas peso largo, fresas Gates y pernos anatómicos o

metálicos.

Es importante que el esponjero endodóntico previo a su utilización sea sometido a

un adecuado proceso de desinfección y esterilización.

33

2.3. Asepsia

Es la ausencia total de microorganismos infecciosos, en los tejidos vivos o en un

objeto; este término se aplica habitualmente para designar las técnicas que

impiden el acceso de microorganismos no deseables al área de trabajo.

El odontólogo requiere una técnica aséptica significativa e integral, para

conseguirlo deben utilizarse diferentes procedimientos como la desinfección y la

esterilización (10).

2.3.1. Desinfección

La desinfección es un proceso que determina la eliminación de agentes

infecciosos o contaminantes, generalmente no asegura la disipación de todos los

organismos patógenos, ni de las esporas presentes en materiales inertes. Es un

proceso menos eficiente que la esterilización, porque utiliza agentes químicos que

no siempre tienen la capacidad de eliminar los microorganismos en su totalidad

(10).

2.3.1.1. Clasificación de los desinfectantes

a. Grado alto: Eliminan toda clase de microorganismos excepto esporas

bacterianas.

b. Grado medio: Destruyen micobacterias, bacterias, la mayoría de los virus y

hongos.

c. Grado bajo: Devastan la mayor parte de bacterias, algunos hongos y algunos

virus (19).

34

Tabla 1. Clasificación de los desinfectantes

DESINFECTANTES POR SU GRADO DE ACCIÓN

Nivel alto Nivel medio y bajo

Glutaraldehído Compuestos clorados

Formaldehído Alcohol (60 – 90%)

Ácido peracético (0.001 a 0.2%) Compuestos fenólicos

Peróxido de hidrógeno Iodóforos

Clorhexidina Compuestos de amonio cuaternario

(CAC)

Fuente: Romero. 2007. Microbiología y Parasitología Humana (19).

2.3.2. Esterilización

El proceso de esterilización logra la muerte de todas las formas de vida

microbiana, incluyendo virus, bacterias, hongos y sus esporas altamente

resistentes, mediante la pérdida inalterable de la capacidad de reproducción del

microorganismo (10).

2.3.2.1. Técnicas de esterilización

Existen procedimientos físicos y químicos, este último ya ha sido examinado, al

estudiar los desinfectantes; los procedimientos físicos se clasifican en mecánicos y

energéticos, en este se encuentra: el calor y las radiaciones y en el segundo la

filtración (10).

2.3.2.1.1 Destrucción de microorganismos a través de calor:

La forma más efectiva de esterilización es a través de la energía térmica, esta

utiliza el calor húmedo y seco.

a. Calor húmedo: El mecanismo de acción del calor húmedo es destruir a los

microorganismos en forma gradual, sumado a diversos eventos que van

35

sucediendo a medida que aumenta la temperatura; el resultado final de la

esterilización a 121ºC es el cambio estructural y coagulación de las proteínas;

existen otros mecanismos de destrucción, mediante la utilización de calor

húmedo a temperaturas inferiores (10).

Figura 13. Autoclave (calor Húmedo)


a.1 Las temperaturas a la cual puede usarse el calor húmedo son:

• Inferior a 100ºC Pasteurización

• Promedio de 100ºC Ebullición y Tindalización

• Sobre los 100ºC Autoclavado

a.1.1 Pasteurización: Se usa en la eliminación de gérmenes patógenos que

presentan resistencia térmica similar o inferior a Mycobacterium tuberculosis,

Salmonella y Brucella. Este es un método de desinfección, que no se destruye

esporas y virus no lipídicos; existen dos métodos de pasteurización: durante 30' a

65ºC o durante 15´ a 72ºC; posteriormente las dos muestras se enfrían 10ºC; esta

técnica es utilizada en la purificación de la leche (19).

a.1.2 Ebullición: Es someter a 100°C a un objeto o sustancia por un período de

30', destruyendo la mayoría de las formas bacterianas, hongos y virus lipídicos

36

(Ej.: HIV y Herpes virus); no es eficiente para la destrucción de esporas y virus no

envueltos; repetir este proceso durante tres días consecutivos, constituye la

Tindalización. Este estudio se fundamenta por la destrucción de las formas

vegetativas durante el período de ebullición, admitiendo que las esporas germinen

durante el reposo, tornándose susceptibles al siguiente calentamiento,

comprobando que no existe total esterilización (19).

a.1.3 Autoclavado: Usa vapor de agua a 121ºC durante 15'a 20'. Esta temperatura

se logra obteniendo dos atmósferas absolutas, porque el aumento de la presión

provoca acrecimientos proporcionales en el punto de ebullición del agua, siendo el

mecanismo de destrucción microbiana más efectivo, bien utilizado asegura la

esterilización (19).

b. Calor seco: El calor seco (o desecación en general) produce un cambio en la

estructura de las proteínas, efectos tóxicos por elevados niveles de electrolitos

y lesiones por oxidación; la acción mortal del calor seco se genera por el

contacto de los microorganismos con el calor que producen los materiales y

no por el aire caliente que los envuelve; existen otras formas de esterilización

por calor seco como: incineración flambeado y mediante el horno Pasteur

(19).

Figura 14. Horno Pasteur (calor seco)


37

b.1 Horno pasteur o poupinell: Es un contenedor metálico con doble pared

aislante y una puerta; la fuente de calor es eléctrica y tiene un ventilador que

facilita la circulación del aire caliente, para nivelar la temperatura y un

termómetro (con alcance mínimo de 200ºC). El calor seco generado por este

horno esteriliza materiales como: instrumentos quirúrgicos, vidrios, materiales

inyectables, objetos metálicos, aceites, vaselinas y polvos (19).

2.4. Medidas de bioseguridad en la práctica odontológica

En el accionar clínico odontológico se requiere de la aplicación de normas de

bioseguridad necesarias para evitar la propagación de microorganismos que

puedan originar enfermedad poniendo en riesgo la vida de los pacientes y

profesionales de esta rama. Por esa razón, a continuación, se presentan las

medidas de bioseguridad más importantes (33):

• Elaborar una historia clínica del paciente para la detección de posibles

enfermedades infecto - contagiosas.

• Utilizar guantes de manejo en cualquier procedimiento o tratamiento

odontológico, los cuales serán desechados inmediatamente; se utilizará un par

nuevo por cada paciente.

• Usar mascarillas de un material absorbente que permita neutralizar la

propagación de bacterias, verificando que la cavidad oral se encuentre

cubierta por completo.

• Utilizar gafas de protección tanto el profesional como el paciente.

• Usar batas y gorros descartables, la bata debe ser de manga larga y cuello

alto, en caso de utilizar uniforme de tela este deberá ser periódicamente

desinfectado.

• Las áreas que se destinan para colocar instrumentos y materiales de uso

clínico deberán estar protegidas con barreras para evitar un posible contacto

con fluidos salivales y sangre.

• El uso de sobreguantes es indispensable para evitar contaminaciones

cruzadas.

38

• El profesional odontólogo obligatoriamente deberá lavarse las manos en cada

intervalo de pacientes.

• El uso de materiales desechables es importante, estos deben ser almacenados

siguiendo protocolos y normas de asepsia.

• Es necesario lavar, desinfectar y esterilizar de forma constante y obligatoria

los instrumentos y materiales utilizados en la actividad odontológica (33).

39

CAPÍTULO III

3. METODOLOGÍA

3.1. Diseño de la investigación

Se trató de una investigación Experimental e In vitro.

• Experimental: Es experimental porque se van a utilizar tres grupos de 10

muestras, de los tres tipos de material del que están compuestos los

esponjeros endodónticos para realizar distintos ensayos experimentales,

llegando a determinar qué grupo es el que presenta un nivel alto de

contaminación.

• In vitro: Este proyecto es de tipo in vitro, porque se realizará fuera de un

ser vivo, en un laboratorio con un ambiente completamente controlado.

3.2. Población en estudio

La investigación se realizará en la Clínica Integral de la Facultad de Odontología

de la Universidad Central del Ecuador, tomando 10 muestras de los 3 tipos de

material (total 30) del que están compuestos los Esponjeros Endodónticos, las

mismas que serán divididas en tres grupos: Grupo A: n=9, muestras obtenidas de

Esponjeros de plástico común (polietileno) y 1 muestra control, Grupo B: n=9

muestras obtenidas de Esponjeros de plástico Autoclavable (polipropileno) y 1

muestra control; y un grupo C: n=9 muestras obtenidas de Esponjeros de

Aluminio y 1 muestra control.

3.3. Selección y tamaño de la muestra

La muestra es de tipo no probabilístico, por conveniencia en base a estudios

previos como el realizado por Saeed y Koller (2017) (32).

40

3.4. Criterios de inclusión y exclusión

3.4.1. Criterios de inclusión

• Esponjeros endodónticos de plástico común (polietileno).

• Esponjeros endodónticos de plástico autoclavable (polipropileno).

• Esponjeros endodónticos de aluminio.

• Esponjeros endodónticos de los alumnos de la clínica integral.

• Esponjeros endodónticos previo al uso clínico.

• Esponjeros endodónticos estériles o no estériles.

3.4.2. Criterios de exclusión

• Esponjeros Endodónticos deteriorados o rotos.

3.5. Conceptualización de variables

VARIABLE CONCEPTO

Dependiente

Nivel de contaminación de los

Esponjeros Endodónticos

Es un proceso provocado por una

inadecuada aplicación de protocolos de

desinfección y esterilización en los

materiales e instrumentos utilizados en la

práctica clínica odontológica (8).

Independiente

Esponjeros Endodónticos:

Plástico común

Plástico autoclavable

aluminio

Material auxiliar que se usa como un

pequeño organizador, útil para limpiar,

esterilizar o transferir instrumental del

asistente al odontólogo durante el proceso

de endodoncia; también para recoger de

modo ordenado limas, ensanchadores, etc.,

después de su uso (31).

41

3.6. Operacionalización de variables

VARIABLE DEFINICIÓN

OPERACIONAL

TIPO CLASIFICACIÓN INDICADOR

CATEGÓRICO

ESCALAS DE MEDICIÓN

Esponjero

endodóntico de

plástico común

Esponjero

endodóntico de

plástico

autoclavable.

Esponjero

endodóntico de

aluminio.

Esponjero

endodóntico de

plástico común,

plástico

autoclavable y

aluminio utilizado

en la fase de

instrumentación

manual en el

tratamiento

endodóntico.

Independiente

Cualitativa Esponjero endodóntico de

plástico común

Esponjero endodóntico de

plástico autoclavable.

Esponjero endodóntico de

aluminio.

Grupo estudio A

• Estéril A1

• No estéril A2

Grupo estudio B

• Estéril B1

• No estéril B2

Grupo estudio C

• Estéril C1

• No estéril C2

Nivel de

contaminación

El nivel de

contaminación

bacteriana que

presentan los

esponjeros

endodónticos

previa a la

actividad clínica

Dependiente Cualitativa Nominal

Cualitativa

Aerobios totales

Enterobacterias.

UFC

Identificación Bacteriana

Ausencia: 0

Presencia: 1

Ausencia: 0

Presencia: 1

0 sin crecimiento: 0

De 1 a 24 colonias, nivel bajo de contaminación: 1

De 25 a 250 colonias, nivel medio de contaminación:

2

De 251 a 560 colonias, nivel alto de contaminación:

3

> a 560 colonias, grupo MNPC nivel de

contaminación muy alto: 4

Nombres específicos identificados sistema vitek.

42

3.7. Estandarización

3.7.1. Prueba Piloto

Para determinar la metodología que se llevó a cabo en esta investigación se realizó

un estudio piloto dividido en 2 fases: la primera para establecer el medio de

transporte. Se utilizó medio de Stuart y el uso de medios de cultivo agar sangre y

agar chocolate, en los cuales no se obtuvo un resultado significativo, por esta

razón se evaluó otro medio de transporte con caldo de tioglicolato y medios de

cultivo agar sangre y agar Mac Conkey, obteniéndose resultados positivos por lo

que se escogió este medio. Posteriormente se tomaron muestras de esponjeros

endodónticos de alumnos de la clínica integral de la FOUCE distribuidos de la

siguiente manera: Grupo A: esponjeros de plástico autoclavable; Grupo B:

esponjeros de plástico común; Grupo C: esponjeros de aluminio; Grupo D:

esponjero muestra control.

3.7.1.1. Procedimiento

Se procedió a recolectar 7 muestras. Con la ayuda de un hisopo estéril se tomó la

muestra en la zona interna (fondo y paredes) de los esponjeros endodónticos, y se

transportó en tioglicolato, y se procedió a incubar por 24 horas. Luego se realizó

la siembra en agar sangre y agar Mac Conkey y se procedió a incubar por 48 horas

más, posteriormente se aisló los grupos bacterianos y se realizó la tinción gram,

una vez identificados los grupos Gram negativos y Gram positivos se procedió a

identificar los microorganismos mediante el Sistema Vitek compact 2® con

tarjetas vitek GP y vitek GN.

3.7.1.2. Resultados de la Prueba Piloto

De las 6 muestras obtenidas de esponjeros endodónticos que usan los estudiantes

en la clínica integral se evidencia contaminación en la totalidad de muestras, las

mismas se encontraban estériles y no estériles e identificamos grupos como:

43

Staphylococcus epidermidis, Enterobactercloacae, Escherichia coli,

Staphylococcus aureus. Por otro lado, el grupo control que recibió un protocolo de

desinfección y esterilización manejado con normas de bioseguridad no presentó

crecimiento bacteriano.

En base a la prueba piloto se estableció el método, las muestras fueron tomadas en

tres grupos: Grupo A:9 muestras obtenidas de esponjeros de plástico común

(polietileno) y 1 muestra control, Grupo B 9 muestras obtenidas de esponjeros de

plástico autoclavable (polipropileno)y 1 muestra control; Grupo C, 9 muestras

obtenidas de esponjeros de aluminio y 1 muestra control. Estos tres grupos de

muestras fueron analizados en el Laboratorio de Bacteriología del Hospital

Gineco-obstétrico Isidro Ayora.

La investigadora fue entrenada en los procedimientos durante una semana

mediante una capacitación teórico-práctica, se enseñó el proceso de obtención de

muestras, se supervisó el progreso y aprobó los resultados, asegurando muestras y

resultados confiables.

Los equipos e instrumentos de laboratorio que fueron utilizados en el proceso de

almacenamiento, siembra y cultivo de las muestras, disponen de la revisión y

calibración anual obligatoria, lo que asegura un resultado fiable del estudio.

3.8. Materiales y Métodos

3.8.1. Método de recolección de datos

Para la elaboración del proyecto se realizó solicitudes dirigidas a la Dra. Alexie

Izquierdo (ANEXO R), docente de pregrado de la Facultad de Odontología de la

Universidad Central del Ecuador, para aceptar la dirección del proyecto de

investigación.

44

Luego se generó la solicitud para la aprobación del uso del laboratorio de

microbiología del Hospital Gineco-obstétrico Isidro Ayora a la Lic. Karla

Landívar, responsable del Área de microbiología. (ANEXO C)

Además, se realizó la solicitud para la autorización del ingreso a las clínicas de los

tres niveles de la Facultad de Odontología de la Universidad Central del Ecuador,

la cual está dirigida a la Dra. Dona Marina, coordinadora de esta entidad.

(ANEXO E)

Las muestras se procesaron en el laboratorio del Hospital Gineco-obstétrico Isidro

Ayora y se recopilaron los resultados en la hoja de recolección de datos. (ANEXO

G)

3.8.2. Equipos, instrumentos, materiales y sustancias

Equipos

• Incubadora

• Microscopio

• VITEK 2® compact

• Estufa

• DensiCHEK Plus VITEK

• Vortex

Instrumentos

• Asa de inoculación

• Pinza anatómica

• Mechero

45

Materiales

• Esponjeros Endodónticos de aluminio, plástico común y plástico

autoclavable

• Placas petrifilm aerobios totales y coliformes

• Tarjetas VITEK GP y GN

• Tubos de ensayo estériles

• Hisopos estériles

• Gradilla

• Cajas petri (agar sangre y gar Mac Conkey)

• Toallas de papel

• Placas portaobjetos

• Bioseguridad: guantes, gorro, mascarilla, gafas y mandil.

• Jeringuillas 5ml

• Caja isotérmica con gel frío

Sustancias

• Tioglicolato

• Cristal violeta

• Safranina

• Lugol

• Alcohol cetona

• Aceite de inmersión

3.9. Procedimientos y técnicas

3.9.1. Obtención de muestras

Para la recolección de muestras fue necesario usar todo el equipo de protección

que consta de: mascarilla, gorro, gafas, mandil y guantes estériles para prevenir la

contaminación de la muestra y del operador.

46

Las muestras fueron obtenidas de los esponjeros endodónticos (fondo y paredes

internas) que usan los estudiantes en la clínica integral de la Facultad de

Odontología de la Universidad Central del Ecuador; se recogieron tres grupos de

muestras: Grupo A:9 muestras obtenidas de esponjeros de plástico común y una

muestra control; Grupo B: 9 muestras obtenidas de esponjeros de plástico

Autoclavable y una muestra control; y un grupo C: 9 muestras obtenidas de

esponjeros de aluminio y una muestra control; estas muestras se tomaron previo

al uso clínico, antes de la colocación de cualquier tipo de sustancia química

(hipoclorito de sodio al 2.5% o clorhexidina) y al instante que el estudiante

colocó el esponjero endodóntico en su mesa de trabajo.

Para la recolección de las muestras se utilizó hisopo estéril y las muestras fueron

puestas en tubos de ensayo que contenían 3 ml de caldo de tioglicolato como

medio de trasporte, los cuales fueron sellados y rotulados.

A B C D

Figura 15. Toma de muestras. A) Esponjero plástico común, B) Esponjero plástico

autoclavable, C) Esponjero de aluminio. D) muestras con su respectiva etiqueta

Fuente y elaboración: Autora

3.9.2. Transporte de muestras

Concluida la recolección de muestras, se comprobó que todos los tubos de ensayo

se encuentren sellados, se los colocó en gradillas y se los guardó en un contenedor

de plástico herméticamente cerrado, a una temperatura de 7ºC. Posteriormente se

47

procedió a traspórtalo al laboratorio de microbiología del Hospital Gineco-

Obstétrico Isidro Ayora.

Figura 16. Muestras etiquetadas y selladas en el contenedor isotérmico para realizar el

transporte


3.9.3. Cultivo

Una vez que las muestras ingresaron al laboratorio; fueron llevadas a la estufa

para la incubación en su mismo caldo de enriquecimiento por 24 horas a 36°C

para la determinación de turbidez formada.

Figura 17. Muestras con caldo de enriquecimiento en incubación 24 horas


48

A

3.9.4. Siembra

Con la turbidez formada en la muestra después de 24 horas, se tomó 1 ml para

colocar en las placas petrifilm aerobios totales y 1 ml para las placas petrifilm

coliformes y se procedió a incubar en la estufa por 48 horas a 36°C.

Figura 18. Preparación placas petrifilm. A)Placas petrifilm aerobios totales y coliformes, B-

C) Toma de 2ml para colocar en las placas, D-E) Colocación de 1 ml en cada placa

respectivamente, F) delimitación de la muestra, G) Placas listas para incubar


B C

D E F

G

49

Posteriormente se realizó la siembra en cajas petri con Agar Sangre y cajas petri

con agar Mac Conkey, se hizo la descarga inicial con hisopos estériles de cada

cultivo, acto seguido se realizó una siembra por estría cruzada y se incubó por 48

horas a 36ºC.

A B

C

D E F

G H I

Figura 19. Siembra de Agar. A) Tubos con caldo de cultivo, B) agar sangre y agar Mac

Conkey, C) agares identificados, D) descarga inicial con hisopo, E) esterilización del asa, F)

siembra por estría cruzada, G) siembra realizada H) agares listos para incubación I) agares

sangre en campana- estufa y agares Mac Conkey en estufa para incubación 48 horas


50

A las 48 horas posteriores se procedió a observar la existencia o no de crecimiento

de microorganismos en los agares.

A

B

Figura 20. A) Agar sangre con crecimiento de microorganismos B) Agar Mac Conkey con

crecimiento de Microorganismos


3.9.5. Identificación de microorganismos

3.9.5.1. Tinción Gram

Se usó hisopos estériles para tomar la muestra, luego se procedió a colocar en

forma de V sobre el portaobjetos una porción de la misma, se fijó con el mechero

de Bunsen y se procedió a colorear, a un tiempo de 20 segundos con cristal

violeta, 20 segundos con lugol, 10 segundos con alcohol cetona y finalmente 20

segundos con safranina, luego dejamos secar sobre una toalla de papel al

ambiente.

51

Figura 21. Proceso de tinción Gram


1 2

3 4

5

6

7

52

Observamos en el microscopio con lente de 100X (aceite de inmersión), las placas

preparadas con la tinción Gram para la diferenciación de gram positivos y gram

negativos.

Figura 22. Observación de Gram positivos y Gram negativos


3.9.5.2. Vitek Compact 2®

Una vez identificadas las bacterias Gram positivas y gram negativas, tomamos

una muestra con hisopo estéril de cada cultivo en el que hubo crecimiento,

colocamos en el tubo de ensayo y realizamos la disolución de Mc Farland hasta

llegar a 0,5; posteriormente colocamos los tubos y las tarjetas Vitek GP (Gram

Positivos) y Vitek GN (Gram Negativos) en la porta placas e ingresamos al

equipo de 8 a 10 horas.

53

1

2

3

4

5

6

7

Figura 23. Proceso de identificación Sistema Vitek Compact 2


54

3.9.6. Observación de los resultados

A las 48 horas posteriores se realizó el conteo de colonias en las placas petrifilm

de aerobios totales y de coliformes.

1 2

Figura 24. 1) Placas petrifilm aerobios totales con presencia de colonias, 2) Placas petrifilm

coliformes con presencia de colonias


Finalmente se revisó los resultados digitales, que fueron proporcionados por el

sistema Vitek® compact 2 y todos estos resultados se registraron en la hoja de

recolección conlas características que presentaron para su identificación.(ANEXO

G)

1 2

Figura 25. 1) Sistema Vitek Compact 2, 2) tarjeta vitek después de la identificación


55

3.9.7. Eliminación de desechos

Al concluir el proceso de identificación bacteriana en el laboratorio de

microbiología del Hospital Gineco Obstétrico Isidro Ayora, se procedió a la

eliminación de desechos generados durante la investigación. Las cajas Petri se

eliminaron en una funda plástica de desechos color rojo que corresponde a

desechos infecciosos, los tubos de ensayo con el caldo de cultivo sobrante se

eliminaron en un recipiente de objetos cortopunzantes, para su eliminación como

desechos cortopunzantes y finalmente las tarjetas Vitek se eliminaron en un cartón

con funda amarilla rotulado como desechos especiales. (ANEXO H)

Figura 26. Área de desechos


56

3.10. Resultados de las pruebas de laboratorio.

CÓ

DIG

O D

E M

UE

ST

RA

S

ESPONJERO

ENDODÓNTI

CO ESTÉRIL /

NO ESTÉRIL

NIVEL DE

CONTAMINACIÓN

GRUPO A

PLÁSTICO

COMÚN

UFC

GENERA

L

UFC

ESTÉRI

L

UFC

NO

ESTÉRIL

AEROBI

OS

TOTALES

GENERA

L

AEROBI

OS

TOTALES

ESTÉRIL

AEROBI

OS

TOTALES NO

ESTÉRIL

ENTEROBACTERI

AS GENERAL

ENTEROBACTERI

AS ESTÉRIL

ENTEROBACTERI

AS NO ESTÉRIL

IDENTIFICACIÓN BACTERIANA VITEK

COMPACT 2

1 A2 2 1 1 1 1 1 Enterobactercloacaedissol

vens

2 A1 0 0 0 0 0 0 Ninguno

3 A2 3 3 1 1 0 0 Aerococcus viridans

4 A2 2 2 1 1 0 0 Staphylococcus aureus

5 A1 2 2 1 1 0 0 Bacilos ambientales

6 A2 4 4 1 1 0 0 Bacilos ambientales

7 A2 1 1 1 1 1 1 Escherichia Coli

8 A1 1 1 1 1 1 1 Neisseria spp.

9 A1 0 0 0 0 0 0 Ninguno

contr

ol

A1 0 0 0 0 0 0 Ninguno

57

CÓ

DIG

O D

E M

UE

ST

RA

S

ESPONJERO

ENDODÓNTIC

O ESTÉRIL /

NO ESTÉRIL

NIVEL DE

CONTAMINACIÓN

GRUPO

B

PLÁSTICO

AUTOCLAVABLE

UFC

GENERA

L

UFC

ESTÉRI

L

UFC

NO

ESTÉRIL

AEROBIO

S

TOTALES GENERA

L

AEROBIO

S

TOTALES ESTÉRIL

AEROBIO

S

TOTALES NO

ESTÉRIL

ENTEROBACTERI

AS GENERAL

ENTEROBACTERI

AS ESTÉRIL

ENTEROBACTERI

AS NO ESTÉRIL

IDENTIFICACIÓ

N

BACTERIANA

VITEK COMPACT 2

1 B1 0 0 0 0 0 0 Ninguno

2 B2 2 2 1 1 0 0 Staphylococcus

hominis

3 B2 0 0 0 0 0 0 Ninguno

4 B2 2 2 1 1 0 0 Staphylococcus

epidermidis

5 B1 0 0 0 0 0 0 Ninguno

6 B2 0 0 0 0 0 0 Ninguno

7 B1 0 0 0 0 0 0 Ninguno

8 B1 0 0 0 0 0 0 Ninguno

9 B2 1 1 1 1 0 0 Staphylococcus epidermidis

contro

l

B1 0 0 0 0 0 0 Ninguno

58

CÓ

DIG

O D

E

MU

ES

TR

AS

ESPONJERO

ENDODÓNTI

CO ESTÉRIL /

NO ESTÉRIL

NIVEL DE

CONTAMINACIÓN

GRUPO C

ALUMINIO

UFC

GENER

AL

UFC

ESTÉRI

L

UFC

NO

ESTÉRIL

AEROBI

OS

TOTALES

GENERA

L

AEROBI

OS

TOTALES

ESTÉRIL

AEROBI

OS

TOTALES NO

ESTÉRIL

ENTEROBACTER

IAS GENERAL

ENTEROBACTER

IAS ESTÉRIL

ENTEROBACTER

IAS NO ESTÉRIL


COMPACT 2

1 C1 2 2 1 1 0 0 Staphylococcus

epidermidis


epidermidis

3 C2 4 4 1 1 1 1 Sphingomonapaucimo

bilis

4 C1 0 0 0 0 0 0 Ninguno

5 C2 4 4 1 1 0 0 Bacilos ambientales

6 C2 3 3 1 1 1 1 Pantoea Agglomerans


epidermidis

8 C2 1 1 1 1 0 0 Bacilos ambientales

9 C1 0 0 0 0 0 0 Ninguno contr

ol C1 0 0 0 0 0 0 Ninguno

59

SIGNIFICADO DE DATOS

Esponjero endodóntico de plástico común

Esponjero endodóntico de plástico autoclavable.

Esponjero endodóntico de aluminio.

Grupo estudio A

• Estéril A1

• No estéril A2

Grupo estudio B

• Estéril B1

• No estéril B2

Grupo estudio C

• Estéril C1

• No estéril C2

Aerobios totales

Enterobacterias.

UFC

Presencia Bacteriana

Ausencia : 0

Presencia : 1

Ausencia: 0

Presencia :1

0 sin crecimiento: 0

De 1 a 24 colonias, nivel bajo de contaminación: 1

De 25 a 250 colonias, nivel medio de contaminación: 2

De 251 a 560 colonias, nivel alto de contaminación :3

> a 560 colonias, grupo MNPC nivel de contaminación muy alto :4

Identificación de bacterias (nombres específicos) Sistema Vitek Compact 2

60

3.11. Aspectos bioéticos

Este estudio se realizará sobre los esponjeros endodónticos que usan los

estudiantes de la clínica integral de la Facultad de Odontología de la Universidad

Central del Ecuador para determinar el nivel de contaminación bacteriana. (Anexo

E)

3.11.1. Beneficencia

Con el presente estudio se identificará el nivel de carga bacteriana en cada

material del que está compuesto el esponjero endodóntico y se recomendará el que

presente menor riesgo de contaminación para el uso clínico.

3.11.2. Confidencialidad

Durante la recolección de muestras se utilizará tubos que contienen tioglicolato

identificados con códigos numéricos respectivamente lo cual garantiza la

confidencialidad de la muestra en el estudio. (Anexo G)

3.11.3. Riesgos potenciales de la Investigación

No existe riesgos y el manejo de las muestras se realizará bajo el protocolo de

bioseguridad y manejo de desechos del laboratorio de microbiología del Hospital

Gineco Obstétrico Isidro Ayora (Anexo H), que se basa en el establecido por el

Ministerio de Salud Pública del Ecuador.

3.11.4. Beneficios potenciales de la Investigación

3.11.4.1. Directos

Los beneficios que nos proporciona el estudio es dar a conocer información de

importancia a los estudiantes y personal docente, para que a través de resultados

61

científicos se conozca la presencia de bacterias en los esponjeros endodónticos

manipulados por los profesionales en la práctica clínica previo al uso en el

paciente, y tomar las medidas necesarias para evitar contaminaciones cruzadas.

3.11.4.2. Indirectos

Los pacientes contarán con elementos clínicos debidamente desinfectados y

esterilizados, lo cual evitará infecciones cruzadas.

3.11.5. Idoneidad ética y experticia del estudio

Declaración de Idoneidad ética y experticia (Anexo I- J)

3.11.6. Conflicto de interés

Declaración de conflictos de interés. (Anexo L- M)

62

CAPÍTULO IV

4. ANÁLISIS E INTERPRETACIÓN DE RESULTADOS

4.1. Técnicas para procesamiento y análisis estadísticos de datos

Para la determinación del nivel de contaminación bacteriana de los esponjeros de

aluminio, plástico común y plástico autoclavable, realizó la identificación de

bacterias mediante el sistema vitek compact 2® y el conteo de colonias mediante

UFC (unidades formadoras de colonias) en 10 muestras por grupo de las cuales 27

fueron tomadas de los esponjeros que usan los estudiantes en la clínica integral de

la FOUCE y 3 muestras control. Estos resultados se organizaron en una base de

datos en el programa SPSS 22, gracias al cual se procedió al cálculo de valores

estadísticos descriptivos e inferenciales con el fin de comprobar la hipótesis

planteada en esta investigación.

Tablas cruzadas para análisis de contaminación bacteriana.

Para el análisis de UFC se establecen 5 categorías:

UFC SIGNIFICADO VALOR

0 Sin crecimiento 1

1-24 Crecimiento Bajo 2

25-250 Crecimiento Medio 3

251-560 Crecimiento Alto 4

>560 Crecimiento Muy alto 5

Tabla 2. Cruce de variables UFC*muestras (total)

MUESTRAS

UFC GRUPO A GRUPO B GRUPO C Total

Cant % Cant % Cant % Cant %

sin crecimiento 2 22,2% 6 66,7% 2 22,2% 10 37,0%

nivel bajo de contaminación 2 22,2% 1 11,1% 1 11,1% 4 14,8%

nivel medio de contaminación 3 33,3% 2 22,2% 2 22,2% 7 25,9%

nivel alto de contaminación 1 11,1% 0 0,0% 2 22,2% 3 11,1%

nivel de contaminación muy

alto 1 11,1% 0 0,0% 2 22,2% 3 11,1%

Total 9 100,0% 9 100,0% 9 100,0% 27 100,0%

Elaborado por: Ing. Jaime Molina

63

Tabla 3. Prueba de chi-cuadrado del Cruce de variables UFC*muestras (total) Pruebas de chi-cuadrado

Valor gl Sig. asintótica (2 caras)

Chi-cuadrado de Pearson 7,986 8 0,435


Prueba Chi cuadrado de Pearson, el valor del nivel de significación (Sig.

asintótica (2 caras) = 0,435) es superior a 0,05 (95% de confiabilidad), luego los

porcentajes entre los grupos son similares con relación a el nivel de UFC.

(POCOS DATOS)

Tabla 4. Índice de Shannon-Wiener

Índice de Shannon-Wiener

ESTÉRILES + NO ESTÉRILES A B C

Tamanho da Amostra 9 9 9

Número de Categorias 5 5 5

Índice de Shannon-Wiener 0.6614 0.3686 0.6867

Máxima diversidade 0.699 0.699 0.699

Homogeneidade 0.9463 0.5273 0.9824

Heterogeneidade 0.0537 0.4727 0.0176

En el análisis de esponjeros endodónticos estériles y no estériles se encontró que

todos los grupos presentaron UFC. No existió diferencia significativa según el

análisis estadístico.

Gráfico 1. Cruce de variables UFC*muestras (total)

22

.2%

66

.7%

22

.2%

22

.2%

11

.1%

11

.1%

33

.3%

22

.2%

22

.2%

11

.1%

0.0

%

22

.2%

11

.1%

0.0

%

22

.2%

GRUPO A GRUPO B GRUPO C

UFC * MUESTRASsin crecimiento nivel bajo de contaminación

64

GRUPO A: el 22,2% de las muestras esta sin crecimiento, el 22,2% están con

nivel bajo de contaminación, el 33,3% están con nivel medio de contaminación, el

11,1% están con nivel alto de contaminación y el 11,1% están con nivel de

contaminación muy alto.

GRUPO B: el 66,7% de las muestras esta sin crecimiento, el 11,1% están con




GRUPO C: el 22,2% de las muestras esta sin crecimiento, el 11,1% están con



contaminación muy alto

El grupo B presenta los mayores porcentajes de muestras sin crecimiento.

Tabla 5. Cruce de variables UFC*muestras esponjero endodóntico estéril

MUESTRAS



sin crecimiento 2 50,0% 4 100,0% 2 50,0% 8 66,7%


nivel medio de

contaminación 1 25,0% 0 0,0% 2 50,0% 3 25,0%

Total 4 100,0% 4 100,0% 4 100,0% 12 100,0%


Tabla 6. Prueba de chi-cuadrado de variables UFC*muestras esponjero endodóntico estéril

Pruebas de chi-cuadrado






65

porcentajes entre los grupos son similares con relación a el nivel de UFC en los

estériles. (POCOS DATOS)


Estériles A B C



Índice de Shannon-Wiener 0.4515 0 0.301


Homogeneidade 0.646 0 0.4307

Heterogeneidade 0.354 1 0.5693

Gráfico 2. Cruce de variables UFC*muestras esponjero endodóntico estéril


nivel bajo de contaminación y el 25,0% están con nivel medio de contaminación.






50.0%

100.0%

50.0%

25.0%

0.0% 0.0%

25.0%

0.0%

50.0%


ESTERIL: UFC * MUESTRAS

sin crecimiento nivel bajo de contaminación

nivel medio de contaminación

66

Tabla 7. Cruce de variables UFC*esponjero endodóntico no estéril

MUESTRAS



sin crecimiento 0 0,0% 2 22,2% 0 0,0% 2 7,4%


nivel medio de contaminación 2 22,2% 2 22,2% 0 0,0% 4 14,8%

nivel alto de contaminación 1 11,1% 0 0,0% 2 22,2% 3 11,1%

nivel de contaminación muy

alto 1 11,1% 0 0,0% 2 22,2% 3 11,1%

Total 5 55,6% 5 55,6% 5 55,6% 15 55,6%


Tabla 8. Prueba de chi-cuadrado de variables UFC*esponjero endodóntico no estéril







porcentajes entre los grupos son similares con relación a el nivel de UFC en los

NO estériles. (POCOS DATOS)


NO ESTERIL A B C



Índice de Shannon-Wiener 0.5786 0.4581 0.4581


Homogeneidade 0.8277 0.6555 0.6555

Heterogeneidade 0.1723 0.3445 0.3445

En el análisis de esponjeros no esterilizados se encontró que todos los grupos

presentaron UFC. No existió diferencia significativa según el análisis estadístico.

Sin embargo, en el grupo B fue el único que dio resultados negativos (22,2%) en

el grupo sin crecimiento (0).

67

Gráfico 3. Cruce de variables UFC*esponjero endodóntico no estéril














0.0%

22.2%

0.0%

11.1% 11.1% 11.1%

22.2% 22.2%

0.0%

11.1%

0.0%

22.2%

11.1%

0.0%

22.2%


NO ESTERIL: UFC * MUESTRAS

sin crecimiento nivel bajo de contaminación

nivel medio de contaminación nivel alto de contaminación

nivel de contaminación muy alto

68

Tabla 9. Cruce de variables aerobios totales *muestras (total)

MUESTRAS

AEROBIOS TOTALES GRUPO A GRUPO B GRUPO C Total


ausencia 2 22,2% 6 66,7% 2 22,2% 10 37,0%

presencia 7 77,8% 3 33,3% 7 77,8% 17 63,0%

Total 9 100,0% 9 100,0% 9 100,0% 27 100,0%


Tabla 10. Prueba de chi-cuadrado de variables aerobios totales *muestras (total)







porcentajes entre los grupos son similares con relación a la ausencia o presencia

de aerobios totales. (POCOS DATOS)

Gráfico 4. Cruce de variables aerobios totales *muestras (total)

GRUPO A: el 22,2% de las muestras tiene ausencia y el 77,8% tiene presencia

GRUPO B: el 66,7% de las muestras tiene ausencia y el 33,3% tiene presencia

GRUPO C: el 22,2% de las muestras tiene ausencia y el 77,8% tiene presencia

El grupo B presenta los mayores porcentajes de muestras con ausencia.

22.2%

66.7%

22.2%

77.8%

33.3%

77.8%


AEROBIOS TOTALES * MUESTRAS

ausencia presencia

69

Tabla 11. Cruce de variables aerobios totales *muestras esponjero endodóntico Estéril

MUESTRAS



ausencia 2 50,0% 4 100,0% 2 50,0% 8 66,7%

presencia 2 50,0% 0 0,0% 2 50,0% 4 33,3%

Total 4 100,0% 4 100,0% 4 100,0% 12 100,0%


Tabla 12. Prueba de chi cuadrado de variables aerobios totales *muestras esponjero

endodóntico Estéril








de aerobios totales en los estériles. (POCOS DATOS)

Gráfico 5. Cruce de variables aerobios totales *muestras esponjero endodóntico Estéril

GRUPO A: el 50,0% de las muestras tiene ausencia y el 50,0% tiene presencia.

GRUPO B: el 100,0% de las muestras tiene ausencia y el 0,0% tiene presencia.

50.0%

100.0%

50.0%50.0%

0.0%

50.0%


ESTERIL: AEROBIOS TOTALES *

MUESTRAS

ausencia presencia

70

GRUPO C: el 50,0% de las muestras tiene ausencia y el 50,0% tiene presencia.

El grupo B presenta los mayores porcentajes de muestras con ausencia, GRUPO

A y el GRUPO C son muy similares.

Tabla 13. Cruce de variables aerobios totales *muestras esponjero endodóntico no estéril

MUESTRAS



ausencia 0 0,0% 2 40,0% 0 0,0% 2 13,3%

presencia 5 100,0% 3 60,0% 5 100,0% 13 86,7%

Total 5 100,0% 5 100,0% 5 100,0% 15 100,0%


Tabla 14. Prueba de chi-cuadrado de variables aerobios totales *muestras esponjero

endodóntico no estéril








de aerobios totales en los NO estériles. (POCOS DATOS)

Gráfico 6. Cruce de variables aerobios totales *muestras esponjero endodóntico no estéril

0.0%

40.0%

0.0%

100.0%

60.0%

100.0%


NO ESTERIL: AEROBIOS TOTALES *

MUESTRAS

ausencia presencia

71




El grupo B presenta los mayores porcentajes de muestras con ausencia, GRUPO

A y el GRUPO C son muy similares.

Tabla 15. Cruce de variables enterobacterias * muestras (total)

MUESTRAS

ENTEROBACTERIAS GRUPO A GRUPO B GRUPO C Total


ausencia 6 66,7% 9 100,0% 7 77,8% 22 81,5%

presencia 3 33,3% 0 0,0% 2 22,2% 5 18,5%

Total 9 100,0% 9 100,0% 9 100,0% 27 100,0%


Tabla 16. Prueba de chi-cudrado de variables enterobacterias * muestras (total)








de ENTEROBACTERIAS. (POCOS DATOS)

Gráfico 7. Cruce de variables enterobacterias * muestras (total)

72




El grupo B presenta mayores porcentajes de ausencia.

Tabla 17. Cruce de variables enterobacterias * muestras esponjero endodóntico estéril

MUESTRAS



ausencia 3 75,0% 4 100,0% 4 100,0% 11 91,7%

presencia 1 25,0% 0 0,0% 0 0,0% 1 8,3%

Total 4 100,0% 4 100,0% 4 100,0% 12 100,0%


Tabla 18. Prueba de chi-cuadrado de variables enterobacterias * muestras esponjero

endodóntico estéril








de ENTEROBACTERIAS en los estériles. (POCOS DATOS)

66.7%

100.0%

77.8%

33.3%

0.0%

22.2%


ENTEROBACTERIAS * MUESTRAS

ausencia presencia

73

Gráfico 8. Cruce de variables enterobacterias * muestras esponjero endodóntico estéril




El GRUPO B y el GRUPO C presentan los mayores porcentajes de muestras con

ausencia.

Tabla 19. Cruce de variables enterobacterias * muestras esponjero endodóntico no estéril

MUESTRAS



ausencia 3 60,0% 5 100,0% 3 60,0% 11 73,3%

presencia 2 40,0% 0 0,0% 2 40,0% 4 26,7%

Total 5 100,0% 5 100,0% 5 100,0% 15 100,0%


Tabla 20. Prueba de chi-cuadrado de variables enterobacterias * muestras esponjero

endodóntico no estéril





75.0%

100.0% 100.0%

25.0%

0.0% 0.0%


ESTERIL: ENTEROBACTERIAS *

MUESTRAS

ausencia presencia

74




de ENTEROBACTERIAS en los NO estériles. (POCOS DATOS)

Gráfico 9. Cruce de variables enterobacterias * muestras esponjero endodóntico no estéril




El GRUPO A y el GRUPO C presentan los mayores porcentajes de muestras con

presencia, el grupo B tiene los mayores porcentajes de ausencia.

Tabla 21. Cruce de variables identificación bacteriana vitek compact® 2 * muestras (total)

MUESTRAS IDENTIFICACIÓN

BACTERIANA VITEK

COMPACT 2

GRUPO A GRUPO B GRUPO C Total


Aerococcus viridans 1 11,1% 0 0,0% 0 0,0% 1 3,7%

Bacilos ambientales 2 22,2% 0 0,0% 2 22,2% 4 14,8%

Enterobactercloacaedissolvens 1 11,1% 0 0,0% 0 0,0% 1 3,7%

Escherichia Coli 1 11,1% 0 0,0% 0 0,0% 1 3,7%

Neisseria spp. 1 11,1% 0 0,0% 0 0,0% 1 3,7%

Ninguno 2 22,2% 6 66,7% 2 22,2% 10 37,0%

60.0%

100.0%

60.0%

40.0%

0.0%

40.0%


NO ESTERIL: ENTEROBACTERIAS *

MUESTRAS

ausencia presencia

75

PantoeaAgglomerans 0 0,0% 0 0,0% 1 11,1% 1 3,7%

Sphingomonapaucimobilis 0 0,0% 0 0,0% 1 11,1% 1 3,7%

Staphylococcus aureus 1 11,1% 0 0,0% 0 0,0% 1 3,7%

Staphylococcus epidermidis 0 0,0% 2 22,2% 3 33,3% 5 18,5%

Staphylococcus hominis 0 0,0% 1 11,1% 0 0,0% 1 3,7%

Total 9 100,0% 9 100,0% 9 100,0% 27 100,0%


Gráfico 10. Cruce de variables identificación bacteriana vitek compact® 2 * muestras (total)

GRUPO A: el 11,1% de las muestras tienen Aerococcus viridans, el 22,2% tienen

Bacilos ambientales, el 11,1% tienen Enterobactercloacaedissolvens, el 11,1%

tienen Escherichia Coli, el 11,1% tienen Neisserias pp., el 22,2% no tienen

Ninguno, el 0,0% tienen Pantoea Agglomerans, el 0,0% tienen

Sphingomonapaucimobilis, el 11,1% tienen Staphylococcus aureus, el 0,0%

tienen Staphylococcus epidermidis y el 0,0% tienen Staphylococcus hominis.

GRUPO B: el 0,0% de las muestras tienen Aerococcus viridans, el 0,0% tienen


tienen Escherichia Coli, el 0,0% tienen Neisseria spp., el 66,7% no tienen

Ninguno, el 0,0% tienen Pantoea Agglomerans, el 0,0% tienen

11

.1%

0.0

%

0.0

%

22

.2%

0.0

%

22

.2%

11

.1%

0.0

%

0.0

%

11

.1%

0.0

%

0.0

%

11

.1%

0.0

%

0.0

%

22

.2%

66

.7%

22

.2%

0.0

%

0.0

%

11

.1%

0.0

%

0.0

%

11

.1%

11

.1%

0.0

%

0.0

%

0.0

%

22

.2% 3

3.3

%

0.0

%

11

.1%

0.0

%GRUPO A GRUPO B GRUPO C


COMPACT 2 * MUESTRAS

Aerococcus viridans Bacilos ambientalesEnterobacter cloacae dissolvens Escherichia ColiNeisseria spp. NingunoPantoea Agglomerans Sphingomona paucimobilisStaphylococcus aureus Staphylococcus epidermidisStaphylococcus hominis

76



GRUPO C: el 0,0% de las muestras tienen Aerococcus viridans, el 22,2% tienen


tienen Escherichia Coli, el 0,0% tienen Neisserias pp., el 22,2% no tienen

Ninguno, el 11,1% tienen PantoeaAgglomerans, el 11,1% tienen



Tabla 22. Cruce de variables identificación bacteriana vitek compact® 2 * muestras

esponjero endodónticoestéril


BACTERIANA VITEK

COMPACT 2




Neisseriaspp. 1 25,0% 0 0,0% 0 0,0% 1 8,3%

Ninguno 2 50,0% 4 100,0% 2 50,0% 8 66,7%

Staphylococcus epidermidis 0 0,0% 0 0,0% 2 50,0% 2 16,7%

Total 4 100,0% 4 100,0% 4 100,0% 12 100,0%


Gráfico 11. Cruce de variables identificación bacteriana vitek compact® 2 * muestras

esponjero endodónticoestéril

25.0%

0.0% 0.0%

25.0%

0.0% 0.0%

50.0%

100.0%

50.0%

0.0% 0.0%

50.0%


ESTERIL: IDENTIFICACIÓN BACTERIANA

VITEK COMPACT 2 * MUESTRAS

Bacilos ambientales Neisseria spp. Ninguno Staphylococcus epidermidis

77

GRUPO A: el 25,0% tienen Bacilos ambientales, el 25,0% tienen Neisseria spp.,

el 50,0% no tienen Ninguno y el 0,0% tienen Staphylococcus epidermidis.

GRUPO B: el 0,0% tienen Bacilos ambientales, el 0,0% tienen Neisseria spp., el

100,0% no tienen Ninguno y el 0,0% tienen Staphylococcus epidermidis.

GRUPO C: el 0,0% tienen Bacilos ambientales, el 0,0% tienen Neisseria spp., el

50,0% no tienen Ninguno y el 50,0% tienen Staphylococcus epidermidis.

Tabla 23. Cruce de variables identificación bacteriana vitek compact® 2 * muestras

esponjero endodóntico no estéril


BACTERIANA VITEK

COMPACT 2



Aerococcusviridans 1 20,0% 0 0,0% 0 0,0% 1 6,7%


Enterobactercloacaedissolvens 1 20,0% 0 0,0% 0 0,0% 1 6,7%

EscherichiaColi 1 20,0% 0 0,0% 0 0,0% 1 6,7%

Ninguno 0 0,0% 2 40,0% 0 0,0% 2 13,3%

PantoeaAgglomerans 0 0,0% 0 0,0% 1 20,0% 1 6,7%

Sphingomonapaucimobilis 0 0,0% 0 0,0% 1 20,0% 1 6,7%

Staphylococcusaureus 1 20,0% 0 0,0% 0 0,0% 1 6,7%

Staphylococcusepidermidis 0 0,0% 2 40,0% 1 20,0% 3 20,0%

Staphylococcus hominis 0 0,0% 1 20,0% 0 0,0% 1 6,7%

Total 5 100,0% 5 100,0% 5 100,0% 15 100,0%

Elaborado por: Ing. Jaime Mo

78

Gráfico 12. Cruce de variables identificación bacteriana vitek compact® 2 * muestras

esponjero endodóntico no estéril

GRUPO A: el 20,0% de las muestras tienen Aerococcus viridans, el 20,0% tienen


tienen EscherichiaColi, el 0,0% no tienen Ninguno, el 0,0% tienen

PantoeaAgglomerans, el 0,0% tienen Sphingomonapaucimobilis, el 20,0% tienen

Staphylococcus aureus, el 0,0% tienen Staphylococcus epidermidis y el 0,0%

tienen Staphylococcus hominis.

GRUPO B: el 0,0% de las muestras tienen Aerococcusviridans, el 0,0% tienen


tienen Escherichia Coli, el 40,0% no tienen Ninguno, el 0,0% tienen



tienen Staphylococcus hominis

GRUPO C: el 0,0% de las muestras tienen Aerococcusviridans, el 40,0% tienen


tienen Escherichia Coli, el 0,0% no tienen Ninguno, el 20,0% tienen

20

.0%

0.0

%

0.0

%

20

.0%

0.0

%

40

.0%

20

.0%

0.0

%

0.0

%

0.0

%

40

.0%

0.0

%

0.0

%

40

.0%

20

.0%

0.0

%

20

.0%

0.0

%


NO ESTERIL: IDENTIFICACIÓN BACTERIANA VITEK

COMPACT 2 * MUESTRAS

Aerococcus viridans Bacilos ambientales Enterobacter cloacae dissolvens

Escherichia Coli Ninguno Pantoea Agglomerans

Sphingomona paucimobilis Staphylococcus aureus Staphylococcus epidermidis

Staphylococcus hominis

79



tienen Staphylococcus hominis.

80

4.2. Discusión

Los resultados de este estudio determinan que puede existir contaminación

bacteriana en los esponjeros antes de su utilización. Las bacterias aerobias y

coliformes que se encontraron en este estudio mediante el sistema Vitek

Compact® 2 son: Staphylococcus, bacilos ambientales, aerococcus,

enterobacterias y neisserias, y el nivel de contaminación bacteriana se determinó

mediante unidades formadoras de colonias las cuales presentan mayor prevalencia

en los esponjeros endodónticos de aluminio y plástico común, frente al esponjero

endodóntico de plástico autoclavable, el cuál al presentar la menor contaminación

se considera el más recomendable para el uso clínico.

De la revisión bibliográfica realizada no se encuentra un estudio in vitro análogo

al nuestro, sin embargo estudios similares como el realizado por el Saeed y cols.

(2017), afirman que los insumos endodónticos comúnmente usados como las GP

(gutaperchas), RDs (diques de goma), PMPs (almohadillas de papel para

mezclas), y los EISs (esponjas endodónticas), cuando fueron tomados de un

empaque recién abierto, estaban ya contaminados. Estos al ser abiertos y

almacenados durante los tratamientos endodónticos, podrían generar un

incremento en el nivel de contaminación. Se encontró que los géneros más

comunes en la contaminación de materiales endodónticos son Propionibacterium,

Staphylococcus y Micrococcus (32). En nuestro estudio se observan grupos

bacterianos que discrepan con la presente investigación, coincidiendo únicamente

en los Staphylococcus que en la muestra fue el de mayor presencia permitiendo

establecer un grado referencial entre los dos estudios.

Zambrano (2013), determinó que entre los géneros bacterianos más frecuentes en

los ambientes de centros odontológicos se encuentra el Staphylococcus. Este

género bacteriano es un componente de la microbiota normal del hombre,

encontrándose en la piel y secreciones corporales (34). En nuestro estudio el

género Staphylococcus fue el que se presentó mayoritariamente, como el S.

epidermidis, S. aureus y S. hominis de los cuales se debe considerar que géneros

81

como el aureus son de importancia por ser la bacteria responsable de muchas

enfermedades como la neumonía.

Factores como los aerosoles constituyen una fuente importante de emisión de

microorganismos, por esta razón Bustamante (2014), señala que existe una gran

cantidad y diversidad de microorganismos presentes en los aerosoles generados

durante los procedimientos odontológicos en los que se usa turbina, permitiendo

que estos microorganismos se depositen posteriormente en diversas superficies

que brinden los medios adecuados para su desarrollo (35), haciendo del esponjero

endodóntico por sus características estructurales, materiales idóneos para la

acumulación de bacterias; lo cual se confirma con los resultados de esta

investigación ya que los microorganismos presentes son similares a los que

nosotros encontramos como: Staphylococcus epidermidis en mayor cantidad,

neisserias, bacillus y difieren en la presencia de streptococcus y corynebacterium

que estuvieron ausentes en nuestro estudio.

Las bacterias Gram negativas influyen en la calidad del ambiente de las zonas

clínicas cerradas. Zambrano (2007), en el estudio realizado en superficies y

ambientes de la clínica odontológica, encontró una baja prevalencia de estos

grupos bacterianos, considerados oportunistas ya que se adaptan fácilmente a

ambientes húmedos con amplios rangos de temperatura; tienen la capacidad de

adquirir resistencia a desinfectantes (34). En nuestra investigación la presencia de

bacterias Gram negativas (enterobacterias) es representativa discrepando del

estudio de Zambrano en el que determina que a nivel de ambiente la incidencia de

estas es baja pero en los esponjeros se encuentra en un nivel medianamente

importante los cuál se debería a una inadecuada manipulación por parte de los

estudiantes.

Suárez y cols. (2010), determinaron que el aluminio tiende a atacarse localmente

en medios que contienen cloruros, en particular en resquicios o en áreas de

estancamiento, haciendo que desaparezca la pasividad del mismo formando una

capa blanquecina de sílice fuertemente adherida (36). Concuerda con lo observado

82

en la presente investigación donde se evidenció que el esponjero endodóntico de

aluminio posee mayor contaminación lo cual se daría por la colocación de

hipoclorito de sodio en su contenedor, esto provoca una capa blanquecina

haciendo de esta manera una zona susceptible al acumulo de bacterias.

Según el estudio realizado por Uyana (2018), en el cuál se determinó el grado de

contaminación del hilo retractor previo al uso en el paciente, concluyó que las

muestras de este material manipuladas por los estudiantes presentan un grado de

contaminación del 100%, frente a los materiales entregados por el personal de

materiales dentales con un 25% de contaminación (37). Los esponjeros

endodónticos siendo un material sensible a la contaminación y manipulados

estrictamente por los estudiantes, evidencian niveles de contaminación por un

inadecuado manejo de protocolos de asepsia.

Por este motivo, Gutiérrez y cols. (2008) el cuál evalúa tres agentes

desinfectantes frente a superficies susceptibles a contaminación bacteriana de uso

continuo determina que el hipoclorito es el segundo agente desinfectante con

buena acción bactericida por esta razón podemos decir que el uso de hipoclorito

de sodio al 2% aplicado a los materiales que se usan en odontología, permiten

aminorar el nivel de carga bacteriana, disminuyendo de esta manera el potencial

de contaminación (38), por lo cual se recomienda el uso de este agente

desinfectantes en el contenedor del esponjero endodóntico para disminuir la carga

bacteriana presente en los mismos mediante un protocolo óptimo que se pueda dar

a conocer en el grupo de prevención de riesgos biológicos.

Véliz y cols. (2017), da a conocer la importancia del proceso de limpieza y

desinfección de superficies críticas en el servicio dental, el mismo que nos

determina que la capacitación que se brinda a todo el personal participe de la

atención odontológica mejora las condiciones de prevención logrando que la

contaminación este bajo el rango establecido (39), por tal motivo se propondrá un

protocolo de asepsia del esponjero endodóntico que sea viable para la

manipulación y limpieza del mismo.

83

Como se ha podido constatar en los párrafos anteriores, existen estudios que

respaldan y elevan la trascendencia y veracidad de nuestros resultados ya que los

mismos cumplen con el propósito de la investigación.

Se puede aseverar que el estudio realizado es relevante y constituye un valioso

aporte en cuanto a conocimientos para la prevención de riesgos biológicos dentro

de la atención clínica de nuestros pacientes.

84

CAPÍTULO V

5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES

5.1. Conclusiones

Después de realizar la presente investigación se concluye:

1. El esponjero endodóntico (aluminio, plástico común y plástico

autoclavable), presenta contaminación bacteriana previo a su uso.

2. Se detectaron mediante el sistema Vitek compact 2 los siguientes grupos

bacterianos: Staphylococcus, bacilos ambientales, aerococcus,

enterobacterias y neisserias.

3. Al comparar cualitativamente por UFC los niveles de contaminación en

cada uno de los materiales de composición del esponjero endodóntico se

evidenció mayor incidencia bacteriana en los esponjeros endodónticos de

aluminio y plástico común, frente al esponjero endodóntico de plástico

autoclavable, el cuál presenta la menor contaminación. Sin embargo, en el

análisis cuantitativo no se evidenció diferencia estadística, probablemente

por el pequeño tamaño de la muestra.

85

5.2. Recomendaciones

Después de realizar la presente investigación se recomienda:

1. El uso de esponjeros endodónticos de un material que permita realizar

protocolos adecuados de asepsia (desinfección y esterilización), sin alterar

su estructura.

2. El uso de barreras de protección (guantes, mascarilla, gafas, etc.), al

momento de preparar su mesa de trabajo, para disminuir la incidencia de

bacterias.

3. Aplicar obligatoriamente protocolos de asepsia sobre los esponjeros

endodónticos y material en general, antes y después del uso clínico como

parte de su ética profesional lo cual permitirá disminuir riesgos biológicos

en general.

4. Realizar un estudio con un número mayor de muestras que permitan

determinar rangos más precisos de contaminación utilizando una

metodología similar para compararlo con el presente estudio.

86

BIBLIOGRAFÍAS

1. Álvarez F, Valderrama E. Riesgos Biológicos y Bioseguridad. 2nd ed.

Bogotá: Ecoe; 2010.

2. Instituto Nacional de Seguridad e Higiene en el Trabajo. Guía técnica para la

evaluación y prevención de los riesgos relacionados con la exposición a

agentes biológicos. Madrid: INSHT; 2014.

3. Porres N, Ruiz E. Microbiología clínica. 1st ed. Madrid: Ediciones Paraninfo,

S.A; 2018.

4. Cortesi V. Manual Práctico para el Auxiliar de Odontología. 1st ed.

Barcelona: Elsevier Masson; 2008.

5. Leivers M. Uniform contamination in the dental environment. Canadian

Journal of Dental Hygiene. 2012; 46(1): p. 50-56.

6. Williams G, Denyer S, Hosein I, Hill D, Maillard J. The development of a

new three-step protocol to determine the efficacy of disinfectant wipes on

surfaces contaminated with Staphylococcus aureus. J Hosp Infect. 2012

Octubre; 67(4): p. 329-35.

7. Chaher R. Contaminación. In Editor EC, editor. Contaminación. Buenos

Aires- Argentina; 2009. p. 29.

8. Campos P. Biología Editores N, editor. México D.F: Limusa; 2003.

9. Palma A, Sánchez F. Técnicas de ayuda odontológica y Estomatológica. 2nd

ed. Madrid: Paraninfo; 2013.

10. Negroni M. Microbiología Estomatológica: Fundamentos y Guía Práctica.

Segunda ed. Buenos Aires: Médica Panamericana; 2009.

11. Higashida B. Odontología Preventiva. 1st ed. México D.F: Mc Graw- Hill

Interamericana ; 2009.

12. Comité Nacional de Bioseguridad en Salud Pública. Bioseguridad en la

práctica bucodental. Normas técnicas y manual de procedimientos. [Online].;

2006 [cited 2018 Enero 6. Available from:

http://www.minsa.gob.pa/sites/default/files/publicaciones/bioseguridad_buco

http://www.minsa.gob.pa/sites/default/files/publicaciones/bioseguridad_bucodental.pdf

87

dental.pdf.

13. Montoya H. Microbiología básica para el área de la salud y afines. 2nd ed.

Antioquia-Colombia: Universidad de Antioquia; 2008.

14. Kotcher J. Instrumentación Quirúrgica: teoría, técnicas y procedimientos. 4th

ed. México D.F: Ed. Médica Panamericana; 2009.

15. Villacrés D. Grado de Contaminación de los teléfonos celulares de docentes y

estudiantes que realizan actividades en la clínica integral de la Facultad de

Odontología de la Universidad Central del Ecuador, periodo 2015. Quito:

UCE; 2015.

16. Tortora G, Funke B, Case C. Introduccion a la Microbiología. 9th ed. Madrid:

Editorial Médica Panamericana; 2007.

17. Prats G. Microbiología Clínica. 1st ed. Buenos Aires: Ed. Médica

Panamericana; 2005.

18. Forbes B, Sahm D, Weissfeld A. Bayle & Scott´s. Diagnóstico

Microbiológico. 12th ed. Madrid: Editorial Médica Panamericana; 2009.

19. Romero R. Microbiología y Parasitología Humana México: Editorial Médica

Panamericana; 2007.

20. García J. Microbiología médica Madrid: Tres Cantos; 1998.

21. Fernández O. Procedimientos en microbiología clínica Madrid: Seimc; 2010.

22. Instituto de Higiene. Higiene. [Online].; 2006 [cited 1018 Febrero 15.

Available from: http://www.higiene.edu.uy/cefa/cefaed2006.htm.

23. El Diario el Peruano. Higiene. [Online].; 2007 [cited 2018 Febreo 5.

Available from: http://extwprlegs1.fao.org/docs/pdf/per72441anx.pdf.

24. Cavallini E, Gamboa M, Hernández F, García J. Bacteriología General.

Principios y prácticas de laboratorio. 2nd ed. San José-Costa Rica:

Universidad de Costa Rica; 2016.

25. Mezomo E. Rehabilitación Oral para el clínico. 1st ed. Sao Paulo: Santos;

1997.

26. Carvajal J. Prótesis Fija. 1st ed. Santiago de Chile: Ed. Mediterráneo; 2001.

27. Gobernado M. Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica. 3rd ed.

http://www.minsa.gob.pa/sites/default/files/publicaciones/bioseguridad_bucodental.pdf

http://www.higiene.edu.uy/cefa/cefaed2006.htm

http://extwprlegs1.fao.org/docs/pdf/per72441anx.pdf.

88

Buenos Aires: Médica Panamericana; 2005.

28. Mancero Y. Manual Uso tarjetas vitek compact 2. In ; 2018; Quito.

29. U.S. Food and Drug Administration. Departamento de salud y servicios de

salud - FDA. [Online].; 1998 [cited 2018 Febrero 4. Available from:

https://www.fda.gov.

30. 3M Microbiology. Manual de uso Placas petrifilm. México D.F: 3M; 2006.

31. Dentsplay Sirona Endodontics. Manual de uso Esponjero endodóntico. New

York: Dentsplay Sirona ; 2014.

32. Saeed M, Koller G, Niazi S, Patel S, Mannocci F, Bruce K, et al. Bacterial

Contamination of Endodontic Materials before and after Clinical Storage. J

Endod. 2017; 43(11): p. 1852-1856.

33. Garza A. Control de infecciones y bioseguridad en odontología. 2nd ed.

Morales S, editor. Madrid; 2016.

34. Zambrano-Gari C, Luna-Fontalvo J. Diversidad microbiana presente en el

ambiente de la clínica odontológica de la Universidad del Magdalena.

Intropica. 2013; 1(1): p. 61 - 68.

35. Bustamante M, Herrera J, Ferreira R, Riquelme D. Contaminación Bacteriana

Generada por Aerosoles en Ambiente Odontológico. Int. J. Odontostomat.

2014; 8(1): p. 99-105.

36. Suárez-Peña B, Asensio-Lozano J, Vander-Voort G. Metalografía a color en

aleaciones Al-Si comerciales. Optimización de las técnicas de caracterización

microestructural mediante microscopía óptica de reflexión. Revista de

Metalurgia. 2010; 46(5).

37. Uyana G. Grado de contaminación del hilo retractor previo al uso en el

paciente, en la clínica de la Facultad de Odontología de la Universidad

Central del Ecuador, perido 2018. Quito: UCE; 2018.

38. Gutierrez S, Dussán D, Leal S, Sánchez A. Evaluación microbiológica de la

desinfección en unidades odontológicas (estudio piloto). Rev. Colomb. Cienc.

Quím. Farm. 2008; 37(2): p. 4-9.

39. Véliz E, Vergara T, Pearcy M, Dabanch J. Importancia del proceso de

https://www.fda.gov/

89

limpieza y desinfección de superficies críticas en un servicio dental. Impacto

de un programa de intervenciónal. Rev Chilena Infectol. 2018; 35(1): p. 88-

90.

90

ANEXOS

Anexo A. Certificado de aprobación SEISH – UCE

91

Anexo B. Certificado URKUND

92

Anexo C. Solicitud de autorización para el uso de equipos del laboratorio de

microbiología del Hospital Gineco-Obstétrico Isidro Ayora

93

Anexo D. Certificado de realización del estudio y uso de equipos del

laboratorio de microbiología del Hospital Gineco-Obstétrico Isidro Ayora

94

Anexo E. Solicitud de autorización para el ingreso a clínicas de la Facultad de

odontología de la Universidad Central del Ecuador.

95

Anexo F. Autorización para el ingreso a clínicas de la Facultad de

odontología de la Universidad Central del Ecuador.

96

Anexo G. Tablas de recolección de datos.

HOJA DE RECOLECCIÓN DE DATOS C

ÓD

IGO

DE

MU

ES

TR

AS

ESPONJERO

ENDODÓNTI

CO ESTÉRIL /

NO ESTÉRIL

NIVEL DE

CONTAMINACIÓN

GRUPO

B PLÁSTICO

AUTOCLAVABL

E

UFC GENERA

L

UFC ESTÉRI

L

UFC NO

ESTÉRI

L

AEROBIOS

TOTALE

S GENERA

L

AEROBIOS

TOTALE

S ESTÉRIL

AEROBIOS

TOTALE

S NO ESTÉRIL

ENTEROBACTERIAS GENERAL

ENTEROBACTERIAS ESTÉRIL

ENTEROBACTERIAS NO ESTÉRIL

IDENTIFICACI

ÓN BACTERIANA

VITEK

COMPACT 2

1

2

3

4

5

6

7

8

9

contr

ol

Elaborado por: Victoria Cárdenas V.

97

Anexo H. Guía del Manejo de desechos del laboratorio de microbiología del

Hospital Gineco-Obstétrico Isidro Ayora.

101

Anexo I. Certificado de idoneidad ética y experticia del Tutor.

102

Anexo J. Certificado de idoneidad ética y experticia del Estudiante.

103

Anexo K. Carta de confidencialidad.

104

Anexo L. Declaración de conflictos de Interés del Tutor.

105

Anexo M. Declaración de conflictos de Interés del Estudiante.

106

Anexo N. Certificado de renuncia al trabajo estadístico.

107

Anexo O. Certificado de traducción del resumen.

108

Anexo P. Autorización de publicación en el repositorio

110

Anexo Q. Certificado de autenticidad del tema otorgado por la biblioteca.

111

Anexo R. Aceptación de tutoría.

112

Anexo S. Inscripción del Tema.

115

Anexo T. Resultados de Laboratorio

CÓ

DIG

O D

E M

UE

ST

RA

S ESPONJERO

ENDODÓNTICO

ESTÉRIL / NO

ESTÉRIL

NIVEL DE

CONTAMINACIÓN

TO

TA

L

IDE

NT

IFIC

AC

IÓN

BA

CT

ER

IAN

A V

ITE

K

CO

MP

AC

T 2

GRUPO

C

ALUMINIO

CONTAMINADO

/ NO

CONTAMINADO

GRAM +

GRAM

-

AEROBIOS

TOTALES

ENTEROBACTERIAS

UFC

1 0 0 0 0 0 0 0 0 Ninguno

2 0 1 1 0 1 0 2 5 Staphylococcusepidermidis


4 1 1 0 1 1 1 4 9 Sphingomonapaucimobilis

5 0 0 0 0 0 0 0 0 Ninguno

6 1 1 1 0 1 0 4 8 Bacilos ambientales

7 1 1 0 1 1 1 3 8 PantoeaAgglomerans



10 0 0 0 0 0 0 0 0 Ninguno

116

CÓ

DIG

O D

E M

UE

ST

RA

S ESPONJERO

ENDODÓNTICO

ESTÉRIL / NO

ESTÉRIL

NIVEL DE

CONTAMINACIÓN

TO

TA

L

IDE

NT

IFIC

AC

IÓN

BA

CT

ER

IAN

A V

ITE

K

CO

MP

AC

T 2

GRUPO

A

PLÁSTICO COMÚN

CONTAMINADO

/ NO

CONTAMINADO

GRAM +

GRAM

-

AEROBIOS

TOTALES

ENTEROBACTERIAS

UFC

1 0 0 0 0 0 0 0 0 Ninguno

2 1 1 0 1 1 1 2 7 Enterobactercloacaedissolvens

3 0 0 0 0 0 0 0 0 Ninguno

4 1 1 1 0 1 0 3 7 Aerococcusviridans

5 1 1 1 0 1 0 2 6 Staphylococcusaureus



8 1 1 0 1 1 1 1 6 EscherichiaColi

9 0 1 0 1 1 1 4 8 Neisseriaspp.

10 0 0 0 0 0 0 0 0 Ninguno

117

CÓ

DIG

O D

E M

UE

ST

RA

S ESPONJERO

ENDODÓNTICO

ESTÉRIL / NO

ESTÉRIL

NIVEL DE

CONTAMINACIÓN

TO

TA

L

IDE

NT

IFIC

AC

IÓN

BA

CT

ER

IAN

A V

ITE

K

CO

MP

AC

T 2

GRUPO

B

PLÁSTICO

AUTOCLAVABLE

CONTAMINADO

/ NO

CONTAMINADO

GRAM +

GRAM

-

AEROBIOS

TOTALES

ENTEROBACTERIAS

UFC

1 0 0 0 0 0 0 0 0 Ninguno

2 0 0 0 0 0 0 0 0 Ninguno

3 1 1 1 0 1 0 2 6 Staphylococcus hominis

4 1 0 0 0 0 0 0 1 Ninguno


6 0 0 0 0 0 0 0 0 Ninguno

7 1 0 0 0 0 0 0 1 Ninguno

8 0 0 0 0 0 0 0 0 Ninguno

9 1 0 0 0 0 0 0 1 Ninguno


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