UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO

FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES CUAUTITLÁN

DEPARTAMENTO-CIENCIAS BIOLÓGICAS

SECCIÓN-BIOQUÍMICA Y FARMACOLOGÍA HUMANAS

“MANEJO DE TÉCNICAS HISTOLÓGICAS I

NECROPSIA Y TOMA DE MUESTRA PARA PROCESAMIENTO

HISTOLÓGICO”

Anatomía e Histología Humanas

Equipo: 4 Grupo: 1302

Integrantes:

Fuentes Bautista Jesús UrielLuna Flores Oscar Medina Velázquez Laura QuetzallyRivero Alcalá Víctor Daniel

Profesores: Nopal Guerrero TaisVázquez Verónica Fecha: lunes 20 de agosto de 2012

OBJETIVOS

a) Distinguir tipo de corte realizado con distintos instrumentos.

b) Identificar, observar y describir partes anatómicas u órganos.

c) Pasos a seguir en la realización de anestesia por inhalación.

d) Identificar las etapas de la anestesia.

e) Aprender a dividir y subdividir a los órganos.

f) Pasos a seguir en la necropsia de un animal de laboratorio.

g) Aprender a identificar órganos con ayuda de algún modelo o esquema.

h) Aprender a realizar fijaciones y su importancia.

i) Distinguir semejanza o diferencias entre órganos del animal estudiado y el humano.

j) Identificar sistemas y aparatos que componen al animal de estudio.

INTRODUCCIÓN

El término eutanasia deriva del griego: "eu" (bien) y "thánatos" (muerte). Los animales

se sacrifican en los laboratorios o establecimientos de cría por varios motivos:

al final de un experimento o cuando pudieran proseguir con efectos adversos;

para obtener sangre y otros tejidos con un fin científico;

cuando los niveles de dolor, angustia y sufrimiento es probable que sobrepasen

el nivel previsto;

cuando el campo de estudio sea la salud o el bienestar de los animales;

cuando ya no sean aptos para la cría;

animales no utilizados, o aquellos con sus características no adecuadas, por

ejemplo el tipo de animal o el sexo y que por ello no son necesarios.

Los criterios primordiales para la eutanasia en términos de bienestar animal, son que

el método sea indoloro, consiga una rápida inconsciencia y muerte, requiera una

mínima inmovilización, evite la excitación, sea apropiado para la edad, especie y salud

del animal, debe de minimizar el miedo y el estrés en el animal, ser fiable,

reproducible, irreversible, sencillo de administrar (en dosis pequeñas si es posible) y

seguro para el operador. Y en la medida de lo posible, debe ser estéticamente

aceptable para el operador.

Métodos físicos

Estos métodos deben producir la inmediata pérdida de consciencia a través del trauma

físico del cerebro.

Métodos químicos

Muchos anestésicos se utilizan en sobredosis como agentes eutanásicos. Un

anestésico es un agente que produce, de un modo controlado, la ausencia de

percepción de cualquier sensación.

Produce inconsciencia, analgesia y relajación muscular suficiente para realizar los

procedimientos sin dolor.

Agentes inhalatorios

Los agentes inhalatorios son, o bien vaporizados, o bien conducidos como gas hasta

cámaras o circuitos anestésicos. Las cámaras que se utilicen para la distribución de

estos agentes, deben estar diseñadas adecuadamente, de modo que aseguren la

distribución uniforme del gas y la rápida exposición de los animales a una

concentración alta del agente. Su utilización es de gran interés en muchos animales

pequeños, por ejemplo aves, roedores, gatos y perros pequeños (Smith et al. 1986).

Se debe confirmar la muerte.

La anestesia es un acto médico controlado en el que se usan fármacos para bloquear

la sensibilidad táctil y dolorosa de un paciente, sea en todo o parte de su cuerpo y sea

con o sin compromiso de conciencia.

La anestesia general se caracteriza por brindar hipnosis, amnesia, analgesia,

relajación muscular y abolición de reflejos.

Etapas de la anestesia general:

1 . - I nducc ión  o ana lges ia :

Empieza cuando se aplica el fármaco y consiste en analgesia y amnesia, se conserva

la actividad refleja y termina cuando se pierde la conciencia.

2 . -Exc i t ac ión o  de l i r i o :

Com ienza   con   l a  pe r d ida de   l a   conc ienc ia . La ac t i v i da d re f l e j a es t á

aumentada, hay respiración irregular, amnesia, pero el paciente puede

presentar delirios, forcejeos… Esta etapa termina cuando la respiración se vuelve

regular.

3 . - Ane s tes ia  qu i r ú rg i ca

Com ienza con l a r egu la r i zac ión de l a   r es p i rac i ón .

4 . - P a r á l i s i s b u l b a r :

El centro vasomotor y respiratorio del bulbo se deprimen intensamente y la respiración

espontánea se detiene y hay colapso cardiovascular. Si no se toman medidas para

reducir las dosis el paciente fallece rápidamente.

Por ultimo es importante conocer las diferencias y similitudes entre la anatomía de la

rata y la del humano:

Peso Color Ubicación Tamaño #

Cerebro

1300-1400gr

Gris la capa externa, y gris casi negro el interior

Distal, superiorLa corteza cerebral extendida, cubriría entre 1.800 y 2.300 cm2

1

2gr Rosa claro, Distal, superior 6 cm2 1

muy pálido casi blanco

Estomago

Rosa Abdomen25 cm del cardias al píloro y el diámetro transverso es de 12cm.

1

Blanco Abdomen 1

Riñón150 g rojo parduzca Abdomen

Aproximadamente, el tamaño de un puño cerrado.

2

0,71gr Café claro Abdomen 2

Vejiga

En la excavación de la pelvis

350 cc de volumen líquido en su interior

1

transparenteEn la excavación de la pelvis

1

Hígado

2 kg. Rojo pardo

la totalidad de la región del hipocondrio derecho

26 cm (horizontal) por 15 cm (vertical) en sentido anteroposterior, y 8 cm de espesor a nivel del lóbulo derecho.

1

0,139Café muy obscuro

la totalidad de la región del hipocondrio derecho

1,34cc 1

Corazón

300gr Rojo pardo

En la parte inferior del mediastino medio, entre el segundo y quinto espacio intercostal, izquierdo.

Unos 12 cm de longitud, 9 cm de anchura y 6 cm de grosor máximo.

1

1.3grCafé obscuro casi rojo

tóraxEs al tamaño de lo que es el tamaño de su mano.(0,498cc)

1

DIAGRAMA DE FLUJO

Elije el o los organos de tu interes, separalos y

retiralos con cuidado con ayuda de un bisturi y

tijeras.

Colocalo en el vidrio de reloj y lavalo

perfectamente con SSF y con la jeringa

Obten una muestra de 1cc con bisturii, colocalo en la rejilla para fijacion y

etiquetalo.

Colocalo en un frasco gerber que contenga

formol al 10% en buffer de fosfatos y etiqueta tu

frasco

Observa la apariencia externa de la rata.Haz observaciones

Tomar la rata por la cola y colocarla en una campana de

vidrio, anestesiarla con alcohol etilico hasta provocarle la muerte

Se coloca la rata con la parte ventral hacia arriba y se sujeta con cinta adhesiva

Levanta la piel de la zona abdominal con ayuda de una pinza y realiza con el bisturi

una incision en la linea media ventral

Realiza el corte de la linea ventral hacia abajo , observa

e identifica los organos abdominales.

Continua la insicion hasta la zona genital, identifica las

gonadas sexuales.

Regresa a la zona abdominal, identifica el musculo

diafragmatico y cortalo al igual que las costillas con ayuda de unas tijeras de

diseccion.

Continua con el corte de la capa muscular hacia arriba hasta llegar a la traquea.

Corta la piel de la cabeza por la linea media y retirala hacia

los costados, corta los huesos del craneo por la

linea media.

Retira con pinza los nervios craneales coloca el cerebro

en una caja petri. Comparalo con el cerebro humano.

Extrae otros organos y realiza su comparacion

anatomica de aquellos que tambien se tengan en la

coleccion.

METODOLOGÍA

La metodología fue seguida como se indica en el manual, solo se agregó el siguiente

paso en el punto 3:

Si la rata no muere por completo, se procede con el procedimiento de la dislocación

cervical. Se toma al animal de la parte delos hombros con los dedos índice y pulgar

con la cola atorada entre los dedos meñique y anular, y con la otra mano con el dedo

índice y pulgar se toma la cabeza. Se localiza la epiglotis del animal para realizar la

dislocación. Con un jalón, fuerte y único, se tira del cuerpo y de la cabeza al mismo

tiempo para lograr la separación del cerebro con el resto del cuerpo.

Toma una barra de plastilina, realiza un corte con bisturi y

observa la zona de corte, anota tus observaciones.

Toma un trozo de barra de plastilina y realiza un

corte con tijeras de bisturi.

Compara la zona de corte realizada con los

dos instrumentes, anota tus observaciones.

OBSERVACIONES Y RESULTADOS

Eutanasia y Necropsia de una Rata Wistar

Previo al proceso de Eutanasia, se realizó una observación intensiva de la apariencia

física de la rata con la que se trabajaría obteniéndose lo siguiente

Tabla No.1 Apariencia Física de la externa de una rata Wistar

Observaciones

Ojos Redondos rojos color de rubí

Orejas Color rosadas cónicas

Nariz En forma de M rosácea

PelajeLigeramente largo de color ligeramente amarillento,

grueso algo áspero

Afecciones de la piel y/o

heridasCola lastimada de la punta, lesión cerca del ojo izquierdo

Diarrea Eses normales un poco flojas

Sexo Hembra

En el proceso de Eutanasia se observaron las etapas de la Anestesia.

Etapa 1 Analgésica o de relajación. La rata se ve en un estado de relajación, en

calma, perece somnolienta, pero aun despierta (Figura 1).

Figura 1

Rata Wistar en la Primera Etapa de la Anestesia

Etapa 2 Excitación o Delirio. El pulso es rápido y  la respiración puede ser irregular

acompañado de una serie de movimientos involuntarios, como levantarse en dos

patas, levantar la cabeza, correr a través de la campana (Figura 2).

Figura 2

Rata Wistar en la segunda Etapa de la Anestesia

Etapa 3. Quirúrgica. La rata se encuentra en un estado total de relajación. Su pulso es

normal y sus latidos son lentos (Figura 3).

Figura 3

Rata Wistar en la tercera Etapa de la Anestesia

A pesar de los datos anteriores, no se logró la muerte de la rata por simple inhalación

de éter etílico, por lo que se procedió a la dislocación cervical, por el método indicado

por las asesoras. Así se le dio muerte si dolor al roedor, es decir, se le practicó la

eutanasia. Entonces se procedió a colocar al objeto de estudio sobre la charola de

disección para comenzar con la misma. Al levantar la piel (Figura 4a) y después el

musculo de la zona (Figura 4b) ventral se pudieron observar los órganos abdominales,

entre ellos el hígado, el estómago, los intestinos por mencionar algunos (Figura 5 y

Tabla No.2). En muchos de estos órganos se observó amplio parecido con los

presentes en el ser humano, tanto en color, como en forma (Tabla No.2).

Tabla No.2 Tabla que recopila las observaciones a los órganos del objeto de estudio y

Órgano Observaciones (color,

medidas, consistencia,

etc.,)

Semejanzas con los

órganos humanos

Baso Negro de

aproximadamente de 1 a 2

cm

Cerebro Grisáceo en forma de nuez No muy parecido, pues el

del ser humano sólo se

divide en dos hemisferios y

el del roedor en 5

Corazón Aun latía, de color rojo

intenso aproximadamente

de 2 x 1.5 cm

Muy parecido en color,

forma y función.

Estómago En forma parecida a una

“U” de un color entre gris y

café, aun lleno de alimento

de 3 x 2.5cm aprox.

Muy parecido al del ser

humano

Glándulas suprarrenales Sobre los riñones, café

oscuro, muy pequeños

Hígado Es el órgano más grande

del cuerpo de la rata, color

vino de gran medida

Muy parecido al del ser

humano

Intestinos De color café claro y muy

largos

Parecidos a los del ser

humano

Ovarios Muy pequeños de color

morado

Parecidos en forma, pero

no en color

Pulmones Color rosa pálido de 3 x 2

cm

Parecidos en color y

forma, pero no en tamaño

en relación con el humano

Riñón En forma de frijol, café

oscuro, pequeños, de 1 a

1.5 cm aprox.

Parecidos en color y

forma, pero no en tamaño

en relación con el humano

Vejiga Color transparente de

forma de gota de aprox. 1

cm

Figura 4 Corte de piel y musculo para ver óganos internos

Figura 5 Órganos internos del objeto de estudio

Toma de muestra y fijación de órganos de rata Wistar

En el equipo se tomó la decisión de extraer el estómago del cuerpo del roedor, para lo

cual se hizo el corte para separarlo del intestino (Figura 6a). Después, al ser necesario

abrir el órgano para tomar la muestra, desprendió un aroma muy fuerte por su

contenido (restos de alimento) (Figura 6b). Dicha muestra fue colocada en una rejilla

de fijación, etiquetado y puesto en un frasco Gerber® con formol al 10% en Buffer de

fosfatos.

Figura 6 Toma de mustra de estómago de rata

a) Separación del estomago b) interior del estómago

Cortes en plastilina

Tras el corte con el bisturí y con las tijeras en la barra de plastilina se observó que el

corte realizado con bisturí casi no lastima ni maltrata el objeto de estudio, cosa que

con las tijeras si sucede

ANÁLISIS E INTERPRETACIÓN DE RESULTADOS

Eutanasia y necropsia de una rata Wistar

Primeramente fue observada la rata y se fueron identificando algunos aspectos

superficiales que pueden ser de gran ayuda para predecir si el animal pudiera padecer

alguna enfermedad, golpe interno, heridas o alguna otra lesión que pudiera afectar el

estudio realizado. Después se procedió a la anestesia de la rata, permitiendo observar

las etapas de inducción, excitación, anestesia quirúrgica, aunque ya no se pudo

observar la fase de sueño profundo, ya que el tiempo de exposición ante el éter etílico

fue prolongado, pero suficiente para reconocer la etapa adecuada para comenzar la

realización de la necropsia.

Para comenzar la necropsia fueron de utilidad los conocimientos anteriores respecto a

los cortes anatómicos, ya que para realizar el primer corte se tomo como base un corte

sagital, permitiendo que los órganos no fueran dañados. Se comprobó que la primera

capa está conformada por una capa de tejido epitelial, el cual presentó una pequeña

resistencia ante el bisturí, el cual era de esperarse, sabiendo que está estructurado de

tejido epitelial y tejido conjuntivo adiposo. Una vez pasada esa capa se encontró el

tejido muscular que recubría la parte abdominal y le da soporte a los órganos internos,

observando una gran semejanza ante los esquemas de la rata y el humano,

incluyendo el peritoneo que protege a los órganos y les da un soporte, previniendo que

estos pierdan su posición anatómica.

Una vez cortado el peritoneo se pudieron apreciar algunos órganos tales como el

estómago, intestinos delgado y grueso, hígado, pulmones, vejiga y riñones, los cuales

presentaban un gran parentesco ante los esquemas del humano, tanto en color y

forma, dando a entender que la anatomía de los órganos no es muy distinta y que son

fácilmente reconocibles. El corte sagital se extendió hasta la parte supra posterior de

la cavidad craneal, el cual se requirió de la ayuda de las tijeras, sin importar el daño al

tejido epitelial, ya que la muestra de interés era el cerebro y no podía ser cortada tan

fácilmente. Una vez identificados los sistemas y órganos, se tomó la muestra de

estómago aunque provocó olores desagradables, demostrando que la rata se

encontraba en proceso de degradación de los alimentos el cual también se asemeja al

del humano. Como la muestra presentaba un aspecto blando y de fácil corte, fue

requerido el bisturí para no dañar el tejido epitelial y no rasgar ese tejido. La muestra

fue lavada con SSF para evitar algún resto de alimento u otros componentes

gastrointestinales. Para su fijación fue puesta la muestra en un saco compuesto de

gasas para evitar que pudiese haber pequeñas fracciones flotando, la sustancia

requerida fue el formol al 10% para evitar que las células fueran destruidas por

microorganismos y que ellas mismas tuvieran un proceso de autolisis.

Cortes realizados en plastilina

Los cortes realizados en las barras de plastilina permitieron identificar la utilidad y

zonas en donde pueden ser ocupados algunos instrumentos de corte, tal es el caso

del bisturí, ya que en la barra permitió un corte suave, recto y sin mayores

complicaciones, tomando en cuenta que se tomo una barra delgada, pero al momento

de hacer un corte más profundo, el bisturí perdió esa facilidad, razonando la situación,

nos da a entender que es útil para cortes superficiales y que no son de alta dureza.

Por otro lado al realizar los cortes con las tijeras se comprobó que maltrata demasiado

la muestra, debido a que la longitud de corte no es tan amplia, por lo tanto, requiere de

más cortes. Aunque los cortes realizados a mayor profundidad fueron de mayor

facilidad, al igual que el esfuerzo realizado para el corte fue menor, esto permite saber

que esta herramienta puede ser de mayor utilidad para cortes profundos y con un

grado de dureza mayor, aunque tengan que ser cortes no tan extensos para no causar

lesiones o maltratar muestras.

CONCLUSIONES

Al final de la práctica se aprendió como se utiliza la anestesia por inhalación de gases

en ratas, así como identificar cada fase de la misma observando los síntomas que

mostraba dicho animal, también se aprendió un método de eutanasia.

Posteriormente se aprendió a realizar una necropsia a una rata de laboratorio con lo

cual, cada miembro del equipo tuvo la oportunidad de identificar cada órgano que

compone los diferentes aparatos y sistemas que componen a un ser vivo así como

nombrar e identificar los tejidos que se pudieron observar a simple vista.

Finalmente, todos los miembros del equipo pudieron realizar una correcta extracción

de un órgano específico así como una toma de muestra del mismo.

BIBLIOGRAFÍA

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