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UNIVERSIDAD NACIONAL AGRARIA DE LA

SELVA

FACULTAD DE AGRONOMÍA

Departamento Académico de Ciencias Agrarias

“RESPUESTA DE ONCE VARIEDADES DE CAFÉ (Coffea spp.) Al NEMÁTODO AGALLADOR DE LA RAÍZ (Meloidogyne spp.), BAJO CONDICIONES

DE VIVERO EN TINGO MARÍA”

PROYECTO DE TESIS

Para optar el Título de:

INGENIERO AGRÓNOMO

MIGUEL ÁNGEL CCENCHO ARROYO

TINGO MARÍA – PERÚ

2014

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ÍNDICE GENERAL

Página

I. INTRODUCCIÓN.................................................................................. 03

II. REVISIÓN DE LITERATURA............................................................... 05

2.1. Especies del café......................................................................... 05

2.1.1. Variedad de café “Caturra roja”......................................... 06

2.1.2. Variedad de café catimores “Catimor, Castillo, Costa

Rica 95 y Gran Colombia”................................................. 06

2.1.3. Variedad de café “Typica”................................................. 06

2.1.4. Variedad de café “Catuaí”................................................. 07

2.1.5. Variedad de café “Bourbón amarillo y rojo”....................... 07

2.1.6. Variedad de café “Sarchimor”............................................ 08

2.1.7. Café robusta...................................................................... 08

2.2. Instalación de un vivero de café................................................... 08

2.3. Nemátodos Fitoparásitos............................................................. 15

2.4. Antecedentes............................................................................... 20

III. MATERIALES Y MÉTODOS................................................................ 22

3.1. Ubicación del experimento........................................................... 22

3.2. Materiales y equipos.................................................................... 22

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3.3. Componentes en estudio............................................................. 25

3.4. Tratamientos en estudio............................................................... 26

3.5. Diseño Estadístico....................................................................... 26

3.6. Características del campo experimental...................................... 28

3.7. Ejecución del experimento........................................................... 29

3.8. Características a evaluar............................................................. 36

3.8.1. Altura de la planta (cm)..................................................... 36

3.8.2. Diámetro de tallo (mm)...................................................... 36

3.8.3. Número de hojas............................................................... 36

3.8.4. Longitud de raíces (cm)..................................................... 37

3.8.5. Volumen de raíces (cm3).................................................. 37

3.8.6. Peso seco de la parte aérea y radicular (g)....................... 37

3.8.7. Materia seca...................................................................... 37

3.8.8. Área foliar.......................................................................... 38

3.8.9. Conteo e identificación de nematodos............................... 39

IV. CROQUIS EXPERIMENTAL................................................................ 40

V. CRONOGRAMAS DE ACTIVIDADES.................................................. 41

VI. PRESUPUESTO.................................................................................. 42

VII. BIBLIOGRAFÍA..................................................................................... 43

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I. INTRODUCCIÓN

El café en el Perú es un cultivo de gran importancia económica y

social; por ello se logró exportar 6.3 millones de quintales de café en el año

2011, que representa US$1,550 millones, cifras que constituyen un récord en la

historia del producto peruano (PERÚ 21, 2012), son cifras que convierten en el

principal producto de agroexportación. El cultivo del café, al igual que las otras

especies vegetales cultivadas, es atacado por diversas plagas y enfermedades.

En el Perú se han reportado cuatro especies de nemátodos que ocasionan

daños a este cultivo. Se ha reportado en los cafetales la presencia clara de

varias especies de Meloidogyne spp., entre ellas M. exigua (SALAS y

ECHANDI, 1961), M. javanica (HERNÁNDEZ, 2007), M. incognita (Villain et al.,

2006; citado por ROJAS y SALAZAR, 2013); por ello es muy importante

considerar, En café, las pérdidas de producción por acción de Meloidogyne

exigua estarían entre 10 y 24 % a nivel de campo, semillero y vivero (SASSER,

1979). La presencia de Meloidogyne spp. puede afectar en diferente grado, el

desarrollo de las plantas de almácigo de café, además del posterior efecto

sobre la producción al llevar al campo las plantas infestadas. El deterioro

causado en la planta de café por este patógeno puede estar asociado al clima,

tipo del suelo, la variedad, manejo, entre otros, además de la población inicial

del nematodo y otros aspectos.

Considerando el escaso nivel tecnológico de la gran mayoría de los

productores de café en nuestro país, se puede esperar que las pérdidas en el

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Perú sean considerables, en el orden de un quinto a un tercio de la producción

(SHULLER, 2003); bajo ese contexto real, el muy importante dar soluciones

muy prácticas e inmediatas para los agricultores, que padecen en almácigos,

viveros y plantaciones en campo definitivo, del ataque de estos nemátodos

fitopatógenos que ocasionan daños a variedades susceptibles a éstos; de

acuerdo al problema general es muy importante evaluar la respuestas de once

variedades de café, diez de la especie Arábica y una de la especie Canephora,

bajo la inoculación de nemátodos Meloidogyne, en condiciones de vivero en

Tingo María. Por lo expuesto, el objetivo de este trabajo de investigación será:

I.1.1. Objetivo general

Evaluar la respuesta de las variedades de café (Coffea spp.), bajo

la inoculación del nemátodo agallador de raíces (Meloidogyne spp.)

en condiciones de vivero en Tingo María.

I.1.2. Objetivos específicos

Determinar la variedad de café más susceptible a Meloidogyne spp.

bajo condiciones de vivero en Tingo María.

Determinar la variedad de café más tolerante a Meloidogyne spp.

bajo condiciones de vivero en Tingo María.

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II. REVISIÓN DE LITERATURA

II.1. Especies del café

La planta de café pertenece a la familia Rubiaceae y género

Coffea, dos especies son de importancia económica en el mundo: Coffea

arabica L. y Coffea canephora P. La especie C. arabica L. presenta atributos

como el aroma acidez, muy pronunciadas, suaves, dulces, frutales; cuerpo

mediano y exquisito sabor y características sensoriales químicas, mientras el

Robusta se caracteriza por tener mayor cuerpo (PUERTA, 1998). El café se

cultiva en zonas de clima tropical, motivo por el cual los países productores

están ubicados cerca de la línea ecuatorial. El Perú cuenta con ventajas

comparativas para obtener café de especialidad porque cuenta con una de las

mejores variedades botánicas de café (CASTRO et al., 2004). BERTRAND et

al. (1997), clasifica en a los dos especies con mayor importancia económica de

forma así:

a. Coffea arabica, es autógama, que una misma flor de una planta

posee órganos masculinos y femeninos, que permite

polinizarse así mismo, aceptando entre un 8 a 10% de

polinización cruzada entre plantas diferentes. Es tetraploide 2n

= 44 y autofértil.

b. Coffea canephora, también llamada Robusta, produce

alrededor del 30% del café mundial, proporcionando café de

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menor calidad que procede en su mayoría del África. Al igual

que las demás especies, es diploide 2n = 22 y autoinfértil.

II.1.1. Variedad de café “Caturra roja”

Es un cultivar de porte bajo, probablemente originadas de una o

dos mutaciones naturales de la variedad borbón rojo de porte alto, tiene

elevada capacidad productiva (FINCyT, 2011). Es originaria de Brasil, se

caracteriza por sus entrenudos cortos, de los cual se deriva el porte bajo de la

planta, su tronco es muy grueso, sus ramas laterales abundantes con

numerosas ramificaciones secundarias que dan a la planta un aspecto vigoroso

y frondoso, es más precoz y productivo que otras variedades como el Typica y

Bourbón (BANEGAS, 2009).

II.1.2. Variedad de café catimores “Catimor, Castillo, Costa Rica 95 y

Gran Colombia”

Los catimores es cruce artificial entre la variedad caturra y el

híbrido de Timor; su tronco es grueso y poco flexible; frutos de buen tamaño y

maduran de color rojo, su calidad de bebida es buena (FINCyT, 2011). La

variedad castillo a partir del cruzamiento entre la variedad Caturra (progenitor

femenino) y Híbrido de Timor CIFC#1343 (progenitor masculino), se obtuvieron

las plantas F1 y de ellas, por autofecundación, las generaciones F2 y F3. Éstas,

son plantas por porte bajo de las plantas, buena calidad en taza, producción,

resistencia completa e incompleta a Hemileia. Vastatrix (ALVARADO, 2002).

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II.1.3. Variedad de café “Typica”

Su procedencia y su alto grado de autofecundación determinan una

gran uniformidad. Es de porte alto, forma cónica, generalmente de tronco único,

su producción es muy baja, los brotes nuevos de las hojas son de color bronce.

Se caracteriza por tener de 2 a 3 metros de altura, ramas primarias levemente

caídas o de tendencia a ser horizontales, formando un ángulo de 50 a 70

grados con el tallo, hojas elípticas y más alargadas que en la variedad Bourbon

y sus márgenes y láminas muy poco onduladas. Los granos son grandes y de

forma alargada y la maduración es temprana y uniforme (BERTRAND et al.,

1997).

II.1.4. Variedad de café “Catuaí”

Esta variedad es originaria del Brasil y se trata de un cruzamiento

entre las variedades Caturra amarillo y Mundo Novo. Presentan también bajos

índices de grano vano. Se caracteriza principalmente por su porte bajo, elevado

vigor vegetativo, alto potencial productivo, ramificación abundante y entrenudos

cortos, precoz en la producción, buena adaptabilidad a diferentes ambientes;

su maduración tardía y la desuniformidad de la maduración en zonas de altura

se considera como desventaja de la variedad (BERTRAND et al., 1997).

II.1.5. Variedad de café “Bourbón amarillo y rojo”

Una manera fácil de diferenciarla del Typica, alcanza la misma

altura que la variedad Typica, porte alto, ramificación secundaria más

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abundante y bandolas más verticales que el Typica, formando en promedio un

ángulo de 58 grados con el tallo, las hojas son más anchas y onduladas que la

del Typica, así mismo, el grano es más pequeño y redondo. Es precoz en

iniciar la producción con maduración temprana y uniforme. Su mayor vigor,

tiene una capacidad de producción alrededor del 30% mayor que del Typica

(BERTRAND et al., 1997).

II.1.6. Variedad de café “Sarchimor”

El Villa Sarchi es una mutación natural del Coffea arábica, variedad

Bourbón aparecida en Costa Rica, en el año de 1959, en Portugal e CIFC, creo

la variedad CIFC H 361, hoy conocida como Sarchimor T 5296, originada del

cruzamiento artificial el entre el híbrido de Timor CIFC 832/2 con el Villa Sarchi

CIFC 971/10. Es una planta de porte bajo, tiene brotes de color verde, hojas de

tamaño mediano, planta muy precoz para producir y de maduración intermedia

y uniforme, son afectadas tanto en producción como en la maduración de los

frutos (BERTRAND et al., 1997).

II.1.7. Café robusta

El café robusta (Coffea canephora) pequeños árboles vigorosos, de

altura variable, pudiendo alcanzar hasta los 12 m, sistema radicular abundante,

las inflorescencias son axilares; las cerezas del café robusta están en su punto

de maduración, entre los 240 y 270 días después de la floración; los granos de

robusta tienden a ser más pequeños que los de arábica; son de color verde

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cuando estos se benefician por la vía húmeda y de una tonalidad marrón-

dorado, cuando se benefician por la vía seca (DUICELA et al., 2004).

2.2. Instalación de un vivero de café

2.2.1. Germinador de la semilla de café

Selección de semilla: la selección de semilla es una actividad

inicial, para ello se recomienda (DESCO, 2012):

Ubicar lotes homogéneos con plantas de cuatro a ocho años en

producción.

Seleccionar y marcar plantas madres, de buenas

características, como: alto rendimiento, tolerancia a plagas y

enfermedades.

Cosechar los cerezos maduros, de la parte central de la planta

y rama, durante la cosecha plena.

Realizar la primera selección haciendo flotarlos cerezos.

Despulpar manualmente para no lastimar las semillas.

Fermentar, lavar y secar bajo sombra.

Seleccionar semillas de acuerdo a forma y tamaño,

descartando los granos malos.

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Desinfectar con ceniza o fungicida de ingrediente activo

carboxin + captan, a dosis de 2 gramos por kilogramo de

semilla.

Almacenar en lugares secos, ventilados, y libres de los agentes

contaminantes por un periodo máximo de seis meses, con una

humedad no mayor a 18 – 25%.

2.2.2. Germinación de la semilla de café

DESCO (2012) Recomienda para la germinación de la semilla:

Esta etapa dura de 2 a 2.5, colocar la semilla en lugar

favorable, para que se desarrollen la radícula y las hojas

cotiledones.

Para un kilogramo de semilla, se recomienda construir un cajón

con dimensiones de 1 m2 y 20 cm de profundidad.

Se usa como principal sustrato arena lavada de río o tierra

negra de bosque virgen, debidamente cernida.

Desinfectar el sustrato utilizando: 10 L de agua hirviendo por

m2; 4 cojines de lejía por 7.5 L de agua; utilizar un fungicida

Benomil a razón de 20 g por 20 L de agua.

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Una vez desinfectado, uniformizar el sustrato con la ayuda de

una regla de madera y sembrar las semillas al voleo.

Cubrir las semillas con una capa de sustrato (arena), esta debe

ser el doble del espesor de la semilla.

Cubrir el germinador, para conservar la humedad del sustrato,

así se inducirá la germinación de la semilla.

Regar en la mañana o en la tarde, las veces que sea

necesario.

Una vez emergidas las plántulas, entre los 40 a 45 días se

quita la cubierta y se construye un tinglado a 1.5 m de altura

para así proteger las semillas germinadas.

Transcurridos 60 a 70 dds estarán en estado “cachaquito”

(fosforito) listos para ser repicados y trasladados al vivero.

2.2.3. Vivero propiamente dicho

Es el lugar donde se producen los plantones, hasta que estos

logren de 4 a 6 pares de hojas en un tiempo de 4 a 6 meses. Para la instalación

del vivero se deben tener en cuenta las siguientes consideraciones (DESCO,

2012):

En un terreno plano o con pendiente ligera (4%).

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Protegido del acceso a animales.

Cercano a una fuente de agua.

De fácil acceso.

Lugar estratégico para distribución de plantas a campo

definitivo.

2.2.3.1. Preparación de sustrato

DESCO (2012), recomienda lo siguiente:

Recolección del sustrato, de preferencia de bosque primario o

de bosque secundario.

Cernido de sustrato, con una malla con abertura de 1 cm2.

Enriquecimiento de sustrato según (Cuadro 1).

Cuadro 1. Sustrato para 1000 bolsas.

Sustrato e insumo Descripción Cantidades

Compost Cualquier tipo de M.O descompuesta. 8 sacos de 50 kg

Arena Arena de río semifina. 4 sacos de 50 kg

Tierra agrícola Los primeros 10-15 cm tierra. 8 sacos de 50 kg

Quinoleína fenólico Nematicidas químicos. 750 g

Roca fosfórica Fuente de fósforo y calcio. 2 kg

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Guano de isla N, P, K, M.O y microelementos. 2 kg

2.2.3.2. Embolsado

Consiste en llenar las bolsas con el sustrato, presionando con los

dedos para un llenado adecuado de la base de la bolsa y las esquinas. Con la

ayuda de una estaca, presionar uniformemente para evitar la deformación y

espacios vacíos en la bolsa. Se recomienda utilizar bolsas de 5”x7” con

agujeros de 1mm (para drenaje) (DESCO, 2012).

2.2.3.3. Acomodo de bolsas

Consiste en ordenar el sustrato ya embolsado utilizando un cordel

para un correcto alineado, considerando un número de 6 a 8 bolsas de ancho y

el largo en la cama de acuerdo a la distribución de espacio, con una distancia

de 40 cm entre camas (DESCO, 2012).

2.2.3.4. Selección de plántulas

Consiste en sacar y seleccionar plántulas (fosforitos) del

germinador, eliminando aquellas que presentan raíces torcidas, bifurcadas,

atrofiadas y con presencia de enfermedades. Luego, se lava con agua limpia

las raíces y se desinfectan con captan + flutolanil a razón de 2 gr por L de agua

(DESCO, 2012).

2.2.3.5. Repique

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Es el proceso de trasplante de las plántulas (fosforito) en el vivero,

considerando lo siguiente (DESCO, 2012):

Regar el sustrato embolsado.

Con un repicador, realizar hoyos en el centro de la bolsa.

Colocar las plántulas, que la raíz no esté doblada, ni sobrepase

los 6 cm de largo, realizar el despunte.

El cuello de la plántula coincida al ras del sustrato embolsado.

Presionar adecuadamente el sustrato para evitar que se formen

espacios de aire alrededor de la raíz.

2.2.3.6. Construcción del tinglado

DESCO (2012), recomienda que se construye un tinglado de 1.8 a

2 m de altura, y se colocan postes perimetrales cada 3 a 5 m, utilizar malla

raschel, materiales de la zona (hojas de palmera, entre otros), que permiten

regular la entrada de luz con 40 % de sombra y 60 % de luz. El propósito de la

construcción del tinglado es proteger a las plántulas de los rayos solares en los

primeros meses, ya que estas son susceptibles. Una vez que los plantones

cuenten con 5 a 6 pares de hojas, se deber retirar paulatinamente el tinglado

para adaptarlos a las condiciones de campo definitivo.

2.2.3.7. Manejo del vivero

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DESCO (2012), indica que se debe tener en cuenta lo siguiente:

Riego por la mañana y tarde dando una adecuada humedad.

Deshierbo mensualmente, y realizar la aplicación de abono

foliar mensualmente si es necesario.

Monitoreo de plagas y enfermedades constantemente y

efectuar el control oportuno.

Manejo de sombra: al inicio dejar ingresar un 60 % de luz, a

partir del cuarto mes dejar expuestos los plantones al 100 % de

la luz hasta su traslado a campo definitivo.

Fertilización: se debe realizar después de la aparición del

primer par de hojas verdaderas, pudiendo aplicarse guano de

isla (4 g bolsa-1), fosfato diamónico (2 g bolsa-1). Si es

necesario, realizar una segunda fertilización a la aparición del

cuarto par de hojas.

2.3. Nemátodos Fitoparásitos

Los fitonemátodos en café constituyen un grupo de organismos

poco estudiado y en consecuencia pobremente entendido (MENDOZA et al.,

1995). Los nemátodos son uno de los grupos de invertebrados más numerosos

sobre la tierra; son de gran importancia en la agricultura debido a los problemas

que causan. Una parte importante de los daños se generan debido a la

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secreción que los nemátodos inyectan al alimentarse de la planta. Esta

secreción afecta el tejido vegetal causando necrosis, destrucción de paredes

celulares provocando la supresión de la división celular en el meristemo apical,

impide el crecimiento de la raíz (GONZÁLEZ, 1993). Son animales

multicelulares en generalmente microscópicos (miden alrededor de 0.5 mm de

largo), en general tienen forma de gusano delgado cilíndrico y alargado, con el

diámetro reducido en los extremos. Las hembras, son más grandes que los

machos. Estos organismos requieren un medioambiente húmedo pero pueden

encontrarse en casi todo tipo de ambiente ecológico (ROMÁN y ACOSTA,

1984). Ocasionan daños indirectos; no permiten que el café se desarrolle mal y

exprese plenamente su potencial productivo. Los nematodos se producen

mayormente durante el período lluvioso pero sus daños se acentúan durante el

período seco (MATEILLE, 1993). MONTERROSO (1999) comparó en

Nicaragua, poblaciones de nemátodos en cafetales con manejo convencional y

sombra menor de 10 % y con cafetales con sombra entre el 60 % encontrando

la predominancia de los géneros Meloidogyne y Pratylenchus, siendo

Meloidogyne el más abundante. Göldi (1887) en investigaciones que él las

realizó, señaló al nematodo del nódulo de la raíz Meloidogyne exigua como la

causa de la enfermedad en el café (TAYLOR y SASSER, 1983).

2.3.1. Factores que afectan la actividad de nemátodos fitoparásitos

La supervivencia y reproducción de los nemátodos se ven

afectadas principalmente por tres factores: la temperatura, la humedad y las

propiedades físicas del suelo (TAYLOR y SASSER, 1983). Las altas

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temperaturas favorecen el desarrollo de los nemátodos, mientras que las

temperaturas son bajas sólo prolongan la duración de su ciclo biológico,

disminuyendo la multiplicación del nemátodo (LEMUS y VALENZUELA, 1993).

Sin embargo, se deben considerar los intervalos de las temperaturas extremas

que afectan la supervivencia y la reproducción. Para el caso de huevos y larvas

de Meloidogyne, el intervalo entre 0 a 5°C determina el tiempo que sobreviven

huevos y larvas, mientras que entre 35 a 40°C las larvas son inefectivas

(TAYLOR y SASSER, 1983). La humedad del suelo es importante tanto para la

actividad y supervivencia de los nemátodos como para la actividad de la planta.

Esta capacidad de sobrevivir a los estados de estrés hídrico aumenta cuando la

humedad declina de manera lentamente o la desecación es lenta

(MAGUNACELAYA y DAGNINO, 1999). La textura del suelo es importante ya

que las larvas tienen que moverse a través de los poros del suelo; el

movimiento es imposible si los espacios porosos son tan pequeños que les

impidan a los nemátodos deslizarse a través de ellos. Se ha demostrado que el

nematodo de la raíz Meloidogyne spp es más severo en suelos arenosos que

en los suelos arcillosos (TAYLOR y SASSER, 1983).

2.3.2. Meloidogyne spp.

Las especies de Meloidogyne (nemátodo agallador de la raíz) son

endoparásitos sedentarios. Su reproducción ocurre cuando el segundo estadio

larval infectivo penetra en las raíces u otras partes subterráneas de una planta

apropiada, migra por el interior de las raíces sin romper las células, luego inicia

el desarrollo de células gigantes en las cuales pueda alimentarse y

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desarrollarse hasta convertirse en hembras que producen huevos. Los huevos

eclosionan dando origen a una nueva generación de larvas infectivas del

segundo estadio (TAYLOR y SASSER, 1983). Este género se considera de

gran importancia para el cultivo del café, estudios de nocividad han demostrado

que la progresión de los daños ha significado pérdidas en rendimientos

superiores al 60 % en campos de producción afectados (Fernández et al.,

1993). Es este género destruye por completo la raíz del cafeto, la planta no

forma raíces nuevas, quedando las raíces gruesas, las que tienen una

capacidad muy limitada para la absorción de agua y los nutrientes (JAEHN,

1990).

2.3.2.1. Ciclo de vida de Meloidogyne spp.

El primer estadio ocurre dentro del huevo (J1), luego los juveniles

del segundo estadio (J2) eclosionan. Estos juveniles pueden vivir un mes, libres

en el suelo y tienen energía suficiente para moverse hasta localizar y penetrar

la raíz, donde establecen su sitio de alimentación, usualmente dentro del

periciclo y el tejido vascular. Una vez dentro del hospedero, la glándula

esofágica inyecta secreciones dentro de las células de la raíz, incitando la

producción de células gigantes multinucleadas que proveen de comida y agua

al parásito. Las agallas se forman en el sitio de la alimentación que es debido a

la extensiva hipertrofia e hiperplasia en células de la raíz de la planta. Los

juveniles se alimentan, crecen y toman una forma abultada en 2 o 3 semanas.

Posteriormente pasan por tres estadios juveniles más, el tercer y cuarto estadio

ocurre dentro de la cutícula del segundo estadio. Durante los estadios J3 y J4

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los nemátodos no tienen estilete y no se alimentan. El estilete se regenera

después del cuarto estadio, una vez que se inicia la fase adulta. Los machos

tienen un desarrollo vermiforme después de forma abultada del cuarto estadio

juvenil. Estos no se alimentan, pero sobreviven para fertilizar a las hembras

(SIDDIQI, 2000).

Las hembras toman una forma esferoidal y son fertilizadas por los

machos. Después de 15 a 30 días de alimentarse y crecer, empiezan a

producir una gran cantidad de huevos en un material gelatinoso secretado por

la glándula rectal. La matriz gelatinosa de Meloidogyne tiene una actividad

enzimática en las células de la raíz, lo que ocasiona la formación de un

conducto desde la parte posterior de la hembra, a la superficie de la agalla. Los

huevos depositados en la matriz gelatinosa forma de 500 a 1000 huevos, estos

eclosionan al exponerse a la humedad y al estímulo de los exudados de la raíz

de los hospederos (SIDDIQI, 2000). Los nemátodos pueden generar de 3 a 10

generaciones por año (TAYLOR y SASSER, 1983). En el caso del café,

Meloidogyne afecta todas las fases fenológicas de la planta, desde el vivero

hasta la etapa de la producción en campo (MARIAU et al., 1999).

2.3.2.2. Sintomatología de los cafetos dañados

A diferencia de otros géneros Meloidogyne posee una

característica muy peculiar, (formación de agallas) a simple vista son fáciles de

identificar; inicialmente de color blanco, pero posteriormente se torna parduzca

(TELIZ et al., 1993). En cuanto a la parte aérea, los síntomas de una planta

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infestada con Meloidogyne de acuerdo MAGUNACELAYA y DAGNINO (1999);

TAYLOR y SASSER (1983): 1) Inhibición de la brotación, la disminución del

crecimiento y deficiencias nutricionales en forma de clorosis del follaje, ya que

los nemátodos interfieren la producción y translocación de sustancias

provenientes de raíces, como las hormonas giberilinas y las citoquininas, y

también de substancias que regulan fotosíntesis. 2) Marchitez temporal, debido

al menor tamaño del sistema radical y a que los elementos vasculares en los

nódulos se rompen y se deforman interrumpiendo mecánicamente el flujo

normal del agua y de los nutrientes. 3) Finalmente disminución de la producción

o pérdida de ésta.

Existe dos factores determinantes que propician una alta densidad

poblacional son la temperatura (15 - 30 °C) y la humedad (40 - 60%) del suelo

(TAYLOR y SASSER, 1983; ARAYA, 1994). Los cafetos están infectados por el

nemátodo presentan, en condiciones de vivero, clorosis, raquitismo, enanismo

y defoliación. Asimismo los síntomas que presentan las plantas en campo son

marchitez, amarillamiento, defoliación e incluso la muerte. En la parte radical se

observan agallas debido a la formación de las células gigantes, en forma

general necrosis, acortamiento y disminución de las raíces laterales (ARAYA,

1994). La disminución y pérdida de raíces, provoca una deficiente absorción de

agua y nutrientes del suelo (FERNÁNDEZ et al., 1993). Las lesiones causadas

por los nematodos en la raíz favorecen la penetración y establecimiento de los

hongos fitopatógenos como el Fusarium spp., Rhizoctonia spp., Phytophthora y

Pythium spp., ocasionando así a la planta un daño mayor (CAMPOS Y

VILLAIN, 2005).

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2.4. Antecedentes

En Costa Rica, MORERA y LÓPEZ (1987), reporta, bajo

condiciones de invernadero, se estudió la reacción de seis líneas

experimentales de Coffea a la inoculación de Meloidogyne exigua, se utilizó un

inóculo de 15,000 huevos y/0 J2 por planta. Las líneas evaluadas fueron:

“Catuaí T 5267”, “Villa Sarchi T 3035” y “Anfilo T 3824” de C. arabica; “Robusta

T 8663”. Ochenta días después de la inoculación no se encontraron diferencias

significativas entre las plantas inoculadas y no inoculadas en la altura de las

plantas, el peso seco de la parte aérea, el peso fresco de las raíces y el área

foliar. La comparación del número de agallas/planta, número de huevos/planta,

diámetro de las agallas, el número total de nemátodos, número de hembras y el

número de juveniles/agalla en el “Catuaí”, de reconocida susceptibilidad, con

los obtenidos en las líneas permitió la siguiente clasificación: “Catuaí”, “Villa

Sarchi” y “Catimor” susceptibles; “Anfilo” moderadamente resistente; “Robusta”

y “Sarchimor” resistentes al ataque de M. exigua.En Honduras, MORALES

(2001), reportó, La influencia ejercida por las poblaciones de Meloidogyne sp.

Que estén presentes en las musáceas sobre poblaciones existentes en las

plantas de café, existe y es baja, mientras que la influencia ejercida por todo el

sistema, es la que determina las poblaciones que estarán presentes en

determinada planta.

En Costa Rica, ROJAS y SALAZAR (2013), estimó que la densidad

crítica de Meloidogyne exigua para almácigo de caturra, reportando que bajo

las condiciones en que se desarrolló el ensayo es cercana a cero huevos/cm3

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de sustrato de población inicial. El nematodo Meloidogyne exigua afectó el

desarrollo de las plantas de almácigo a partir de poblaciones iniciales de 0.125

huevos/cm3 de sustrato, que redujo el diámetro del tallo, el número de nudos en

el eje ortotrópico y el peso aéreo de las plantas. El índice de agallas y densidad

de nematodos en las raíces mostraron muy buena relación con la población

inicial de M. exigua y la tasa de reproducción y alcanzaron el máximo con una

Pi de 4 huevos + J2/cm3 de sustrato, mientras la tasa máxima de reproducción

fue de 114 con Pi de 0.125 huevos + J2/cm3 sustrato. También el almácigo se

debe desarrollar en sustrato o suelo libre de nematodos, ya que aún con

inóculos bajos se puede alcanzar los niveles máximos de población en un

período corto de tiempo. En Villa Rica, Pasco, Perú, JULCA et al. (2010),

reportó que en parcelas fertilizadas de café variedad catimor, la población total

promedio de nemátodos parásitos de plantas fue mayor en un 73%, respecto a

las parcelas sin fertilizar Una mayor población de fitonemátodos por efecto de

la fertilización, se podría explicarse por un mayor crecimiento y desarrollo

radicular que supone una mayor oferta alimenticia para estos fitopatógenos. La

sombra aumentó la población total promedio de nemátodos parásitos de

plantas apenas en un 0.99 %, con respecto a la parcela de café cultivada a

pleno sol.

25

III. MATERIALES Y MÉTODOS

III.1. Ubicación del experimento

El presente trabajo, se realizará en el Laboratorio e invernadero de

Fitopatologia de la Facultad de Agronomía de la Universidad Nacional Agraria

de la Selva (UNAS), ubicado en la ciudad de Tingo María respectivamente;

geográficamente corresponde al distrito de Rupa Rupa, Provincia de Leoncio

Prado, Región Huánuco. Las coordenadas UTM del lugar son:

Longitud Este : 18L0390733 UTM.

Latitud Norte : 8970441 UTM.

Altitud : 670 msnm.

Temperatura media : 25°C.

Humedad relativa : 80 %.

Precipitación anual : 3600 mm.

III.2. Materiales y equipos

III.2.1. Material biológico

Semillas de 11 variedades de cafe.

26

Hembras adultas, Huevos y J2 de Meloidogyne spp.

III.2.2. Materiales y equipo en el vivero

Carretilla.

Pala.

Cernidor de tierra.

Regadera.

Plástico.

Bolsas de polietileno color negro tamaño 6 x10 pulgadas.

Bolsas de polietileno de 20 x 30 cm.

Sustrato (suelo agrícola + arena).

III.2.3. Materiales y equipos del laboratorio de Fitopatología

Licuadora.

Agua destilada.

Tamices (60, 100, 200 y 325 mallas pulgada-2).

Pizetas de 1000 ml.

27

Embudo chico.

Papel filtro.

Bolsas de polietileno.

Vasos de precipitación de 250 ml y 1000 ml.

Pipeta de 5ml y 10 ml.

III.3. Componentes en estudio

III.3.1. Variedades de café

Once variedades de café (Coffea arábica L.).

III.3.2. Nemátodo fitoparásito

Nemátodo agallador de la raíz Meloidogyne spp.

III.4. Tratamientos en estudio

Cuadro 2. Descripción de los tratamientos.

Tratamientos N° de plantas

Clave Con inoculo Con inoculo Sin inoculo

T1 Café Canephora 20 20

T2 Café variedad "Caturra roja" 20 20

T3 Café variedad "Catimor" 20 20

T4 Café variedad "Gran Colombia" 20 20

28

T5 Café variedad "Costa Rica" 20 20

T6 Café variedad "Castillo" 20 20

T7 Café variedad "Typica" 20 20

T8 Café variedad "Catuaí" 20 20

T9 Café variedad "Bourbón rojo" 20 20

T10 Café variedad "Bourbón amarillo" 20 20

T11 Café variedad "Sarchimor" 20 20

Fuente: Elaboración propia.

III.5. Diseño Estadístico

Se utilizará el Diseño Completamente al Azar (DBA) con un total de

11 tratamientos, 12 repeticiones y 40 unidades experimentales (Cuadro 3). Los

promedios de los parámetros evaluados se someterán a la Prueba de Análisis

de Variancia (F. tab. = 0.05 y 0.01) y la comparación de medias por la Prueba

de Duncan (α= 0.05) (CALZADA, 1982).

Cuadro 3. Modelo del Análisis de Variancia.

Fuentes de variabilidad Grados de libertad

Tratamientos 10

Error experimental 121

Total 131

Modelo aditivo lineal

Yij = µ +σi + €ij

29

Dónde:

Yij = Respuesta del i-ésimo tratamiento de la j-ésima repetición.

µ = Efecto de la media general.

σi = Efecto del i-ésimo tratamiento.

€ij = Efecto aleatorio del error experimental.

Para:

i = 1, 2,...,11Tratamientos.

j = 1, 2,…, 12 repeticiones.

III.6. Ejecución del experimento

III.6.1. Obtención de las variedades de café

La no existencia en el Perú de una institución que oferte semilla con

garantía de identidad varietal se emplearan aquellas que solo es garantizada

por los propietarios de fincas de caficultores de mucha experiencia en el

manejo y comercialización de semilla de café en el Perú (Villa Rica – Selva

Central y San Ignacio- Selva Norte). En el Cuadro 5, se muestra la procedencia de

cada una de las variedades.

30

Cuadro 5. Procedencia de las semillas de 11 variedades de café que se utilizaran en el experimento.

Variedades de café

Finca

Ubicación

Coffea arabica:

Var. Catimor

“AVE FENIX”

Santa Herminia Villa Rica-Cerro de Pasco

Var. Gran Colombia

“AVE FENIX”

Santa Herminia Villa Rica-Cerro de Pasco

Var. Caturra Roja

“AVE FENIX”

Santa Herminia Villa Rica-Cerro de Pasco

Var. Caturra amarillo

“AVE FENIX”

Santa Herminia Villa Rica-Cerro de Pasco

Var. Catuahí

“AVE FENIX”

Santa Herminia Villa Rica-Cerro de Pasco

Var. Bourbon amarillo

31

Var. Catimor

“AVE FENIX”

Santa Herminia Villa Rica-Cerro de Pasco

Var. Typica

“AVE FENIX”

Santa Herminia Villa Rica-Cerro de Pasco

Var. Pache

“AVE FENIX”

Santa Herminia Villa Rica-Cerro de Pasco

Var. Costa Rica 95

“AVE FENIX”

Santa Herminia Villa Rica-Cerro de Pasco

Var. Mundo novo

“AVE FENIX”

Santa Herminia Villa Rica-Cerro de Pasco

Coffea canephora:

Var. Robusta

Tulumayo-Tingo Maria

III.6.2. Proceso de germinación de las semillas

32

Las semillas de todas las variedades la germinación se realizará en

arena fina lavada, previamente desinfectada con hipoclorito de

sodio al 2,5% mediante riego superficial a la cama germinadora.

Las semillas de cada variedad se colocaran en hileras debidamente

identificadas. Se cubrirá con hojas de palmeras para darle

condiciones de humedad y sombra necesarias para el proceso de

germinación. Se regara con agua diariamente.

III.6.3. Obtención y preparación del sustrato

III.6.4. Transplante de las variedades

III.6.5. Obtención y aislamiento de Meloidogyne sp.

Los nemátodos (Meloidogyne spp.) serán obtenidos de plantas de

plátano, con síntomas evidentes de la enfermedad, que se colectará del fundo

de la facultad de Agronomía, de la Universidad Nacional Agraria de la Selva.

III.6.5.1. Toma de muestras

Una vez seleccionada las plantas de plátano que presenten los

síntomas de la enfermedad, luego con un machete se eliminará

33

la planta, una vez tumbada la planta, con un azadón se

extraerá la tierra.

Para el muestreo y obtención del nemátodo Meloidogyne spp.,

se realizará el muestreo a la raíz, las nodulaciones, las

agallas, etc. de la planta, se tomarán todas las raíces y se

sacará una muestra al azar de diez plantas aproximadamente.

La muestra general de 2 a 4 kg, se identificarán, anotando la

localidad, fecha de muestra, cultivo anterior; se mezclarán las

submuestras para una muestra general.

III.6.6. Extracción de huevos y J2 de Meloidogyne

CEPEDA (1995), recomienda para la obtención de nemátodos por

el Método de la centrífuga y se realiza mediante los siguientes pasos:

En una cubeta se depositará 6 L de agua y 400 g de suelo, se

agitarán para romper terrones y se dejará reposar por espacio

de 1 minuto.

Enseguida se pasará esa mezcla a otra tina a través del tamiz

de 60 mallas por pulgada cuadrada (se pasará toda el agua);

se agitará y se dejará reposar.

La mezcla se pasará a otra cubeta por el tamiz de 100 mallas

por pulgada cuadrada, se agitará y se dejará reposar. Luego la

34

mezcla se pasará por tamiz de 200 mallas por pulgada

cuadrada a otra tina, se agitará y se dejará reposar.

Posteriormente a lo anterior, la mezcla se pasará a otra cubeta

por el tamiz de 325 mallas por pulgada cuadrada y parte de la

muestra de suelo quedará en este tamiz.

De la muestra que quedará en el tamiz de 325, se pasará una

porción a los tubos de centrífuga y se colocarán estos tubos en

la centrífuga (tiene capacidad para 10 tubos); los tubos

deberán quedar opuestos (para que la centrífuga queda

balanceada y no se dañe) y deberán llenarse al mismo nivel

(suelo más agua).

Los tubos en la centrífuga girarán por espacio de dos minutos.

La centrífuga tiene un vacío que cuando llega a la parte de

abajo, será el momento para empezar a contar los dos minutos;

la centrífuga desarrolla 5,000 RPM, lo ideal es a 17,000.0 RPM,

la perilla de arranque se regresará lentamente al final de los

dos minutos.

Luego se sacará el tubo de la centrifuga y se tirará el agua, en

el fondo del tubo quedará la muestra con nemátodos y también

una porción de suelo.

35

Se tendrá previamente preparada el agua azucarada, 454 g en

1000 ml agua; su función será que los nemátodos se adhieran,

esa agua se vaciará en el tubo de la centrífuga y se agitará en

el suelo con agua azucarada con ayuda de una vara de

madera.

Los tubos serán colocados nuevamente en el centrífuga

durante dos minutos a 5000 RPM.

Luego se sacarán los tubos de la centrífuga, os nemátodos se

quedarán en agua azucarada, se pasarán a través del tamiz de

325, se sacarán las muestras, pasándole otra vez de un

embudo; sus paredes se lavarán con una pizeta con agua y los

nemátodos se pasarán a un tubo de ensayo.

La muestra obtenida se pasará a un vidrio de reloj para verificar

la existencia de nemátodos. La muestra del tubo de ensayo se

pasará al refrigerado y luego se observará por el microscopio

en los días siguientes.

III.6.7. Calculo de la concentración de Inoculo

III.6.8. Inoculación

III.6.9. Parámetros a evaluar

III.6.10. Germinador

36

.

III.6.11. Preparación de sustrato

Se juntará el sustrato del fundo agrícola, luego se zarandeara

la tierra con una malla de ½ pulgada para obtener tierra fina,

luego se hará la mezcla de tierra agrícola con las dosis de

abonos orgánicos y con el fertilizante químico cada uno en sus

diversas proporciones.

III.6.12. Embolsado

Las bolsas se llenarán hasta el borde, presionando ligeramente

para que queden compactas y así puedan acomodarse en las

camas del vivero. La cama de vivero será nivelada antes de

acomodar las bolsas. Una vez ordenadas las bolsas en el

vivero, se regarán agua a fin de humedecer el sustrato y luego

a ello repicar las plántulas en estado fosforito.

III.6.13. Inoculación de nemátodos

A los 55 días aproximadamente después de la germinación, en

etapa fosforito, se inoculará nemátodos en las bolsas llenados

de sustrato contaminados con Meloidogyne spp.

Del tubo de ensayo guardado con nemátodos agallador de la

raíz, se mezclará con agua a una dosis de (xx ml xx L-1) y esta

37

se pondrá en una regadera, la cual servirá para regar sobre las

variedades de café en el vivero.

III.6.14. Repique a bolsas contaminadas con Meloidogyne spp.

Esta actividad se realizará cuando las plantas germinadas se

encuentran en estado de “fosforito”, para lo cual se procederá a

hacer un hoyo en la bolsa con ayuda de una estaca delgada

(del ancho de un lápiz) a una profundidad aproximada de 8 cm,

en donde se colocará a la plántula para su respectiva siembra,

así evitando torcer la raíz. Para ello se separará por tratamiento

y será identificado.

III.6.15. Actividades a realizar en el vivero

El germinador se debe regar y siempre estar húmedo según

sea necesario evitando que se reseque el medio o que haya

exceso de humedad; se realizará con la regadera, el riego se

hará en horas de la mañana y en la tarde.

Las plantas de vivero tendrá sombra para evitar el

resecamiento del sustrato y al mejor crecimiento y desarrollo de

las plántulas.

El control de malezas se realizará mediante el método manual,

con la finalidad de que las parcelas en estudio estén libres de

38

malezas, evitando la competencia por luz, espacio y nutrientes.

III.6.16. Extracción de nematodos por Método del Embudo de

Baerman

Para la extracción de nematodos en las raíces se utilizaron los

métodos de Centrifugación-flotación y el método del embudo de Baerman. Para

el primer método se explicó en el enciso (3.7.2). El método del Embudo de

Baerman: Se realizó para lograr obtener la totalidad nematodos dentro de las

raíces, mediante el siguiente procedimiento (CEPEDA, 1995):

Colocar las raíces que quedaron en el tamiz de 100 mesh en

un papel kleenex y colocarla sobre un círculo de maya

metálica.

Colocar el círculo de la maya metálica sobre un embudo y así

asegurarse de que entre en contacto directo con el agua que

este contiene.

Esperar tres días, asegurándose de que el nivel del agua este

siempre en contacto con las raíces contenidas en el papel.

Recolectar 15 cm3 del agua del fondo del embudo en un tubo

de ensayo.

III.7. Características a evaluar

39

III.7.1. Altura de la planta (cm)

La evaluación de esta característica se realizará cada a 30 días, la

primera evaluación se realizará a los 30 días después de la siembra en el

vivero, donde se evaluará doce plantas por cada tratamiento. Para la altura de

tallo, se empleará una regla graduada en cm, se medirá desde el cuello de la

planta hasta la yema terminal visible.

III.7.2. Diámetro de tallo (mm)

Para el diámetro de tallo la evaluación se realizará empleando un

vernier a nivel de la altura de cuello de planta. Esta operación se realizará cada

30 días, la primera evaluación se realizará a los 30 días después de la siembra

en el vivero, donde se evaluará doce plantas por cada tratamiento. Se medirá a

la mitad de la planta.

III.7.3. Número de hojas

Se determinará el número de hojas por planta; esta operación se

realizará cada 30 días, la primera evaluación se realizará a los 30 días después

de la siembra en el vivero, donde se evaluará doce plantas por cada

tratamiento.

III.7.4. Longitud de raíces (cm)

Esta característica se evaluará al final del experimento a los 180

días después de la siembra en el vivero, utilizando la regla graduada, midiendo

40

desde la inserción con el esqueje hasta la parte terminal de las raíces. Se

tomará las mediciones a doce plantas por tratamiento.

III.7.5. Volumen de raíces (cm3)

Una vez realizada la medición de la longitud de la raíz, se tomará

las mediciones del volumen radicular (cm3) de doce plantas por cada

tratamiento. La metodología consistirá en sumergir la plántula hasta el cuello de

la raíz en una probeta graduada llena con agua destilada permitiéndonos

determinar el volumen por diferencia.

III.7.6. Peso seco de la parte aérea y radicular (g)

Se pesará el peso de la parte aérea y radicular de la planta en una

balanza electrónica, se tomarán doce plantas por tratamiento, la parte aérea y

radicular de la planta serán separados para su peso individual de cada parte y

así compararla entre tratamientos.

III.7.7. Materia seca

La determinación de esta característica se realizará a los 180 días

después de la siembra en el vivero, para lo cual se tomarán doce plantas de

cada tratamiento para realizar la evaluación correspondiente, se empleará la

siguiente fórmula:

41

El procedimiento que se empleará es el siguiente:

Se tomará las muestras frescas de la parte foliar y radicular, las

cuales serán pesadas y puestas en bolsas de papel periódico,

para así obtener el peso fresco de las muestras.

Para obtener el peso seco, se llevará las muestras a la estufa a

70°C durante 48 horas, hasta que adquieran peso constante.

Las muestras secas serán pesadas, y por diferencia se calculará

el porcentaje de humedad y materia seca.

III.7.8. Área foliar

Para medir esta variable se utilizará el método de los discos o el

sacabocado con el siguiente procedimiento: Se escogerán doce plantas al azar

por tratamiento, para extraer de ellas el mayor número de discos posibles del

área foliar de la muestra empleando un sacabocado de área conocida.

Después se determinara el área y peso total de los discos, luego con una regla

de tres simple se calculara el área foliar total. Esta característica se evaluó a

los 180 a los después de la siembra en el vivero.

III.7.9. Conteo e identificación de nematodos

42

Se evaluará a doce plantas por tratamiento, esto se realizará a los

180 días después de la siembra en el vivero, una vez realizada el proceso de la

obtención de nemátodos bajo el método del embudo de Baerman, se realizará

el procedimiento es el siguiente:

Homogenizar la muestra contenida en el tubo de ensayo, esto se

hace removiendo el agua del tubo con nematodos (15.0 cm3) a

través de una pipeta.

Extraer 4 cm3 de la muestra con la pipeta y colocarlo en una

placa Petri debidamente rayado en bandas para su más fácil

conteo.

Contar e identificar en el microscopio los nematodos contenidos

en la mitad de este plato.

43

IV. CROQUIS EXPERIMENTAL

Figura 1. Croquis experimental de una cama 1 x 10 m.

X : Plantas inoculadas con nemátodos, sin evaluar.O : Plantas inoculadas con nemátodos, evaluadas.

Leyenda:T1 : Café Canephora.T2 : Café variedad "Caturra roja".T3 : Café variedad "Catimor".

T4 : Café variedad "Gran Colombia".T5 : Café variedad "Costa Rica".T6 : Café variedad "Castillo".

T7 : Café variedad "Typica".T8 : Café variedad "Catuaí".T9 : Café variedad "Bourbón rojo".

44

T10 : Café variedad "Bourbón amarillo".T11 : Café variedad "Sarchimor".

45

V. CRONOGRAMAS DE ACTIVIDADES

Cuadro 4. Realización de las actividades en relación a los meses de duración de la tesis.

Actividades

Meses 2014 - 15

Octubre Noviembre Diciembre Enero Febrero Marzo Abril Mayo Junio

1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4Elección de área experimental (AE)

X

Demarcación del AE. X

Instalar el germinador. X

Limpieza del AE. X

Juntado de sustrato y tamizar X

Llenado de bolsas X X

Germinación de semillas X X

Repique de plantas de café X X

Obtención de nemátodos X X

Trabajo en laboratorio X X

Inoculación de nemátodos X X

Control de malezas X X

Visita de jurados X X X X X X

Medición y evaluación de datos X X X X X X

Tabulación de datos X X X X X X X

Redacción X X

Sustentación de la tesis X

Elaboración propia.

46

VI. PRESUPUESTO

Cuadro 5. Presupuesto para la investigación.

RubroUnidad Medida

CantidadS/ Valor unitario

S/ Costo parcial

S/ Total

Mano de obra

Acondicionamiento del vivero Jornal 2 25 50Demarcación de parcelas Jornal 2 25 50Preparación del sustrato Jornal 2 25 50Deshierbo y limpieza Jornal 2 25 50Llenado de bolsas Jornal 2 25 50Acomodar bolsas Jornal 2 25 50Siembra de semillas Jornal 2 25 50Obtención de nemátodos Jornal 2 25 50Inoculación de nemátodos Jornal 2 25 50

450

Insumos

Azúcar Kg. 3 2 6Semillas de café Kg. 1 12 12

18

Materiales de campo

Machete Unidad 1 10 10Wincha Unidad 1 55 55Ráfia Unidad 2 5 10Azadón Unidad 2 20 40Letrero Unidad 13 5 65Bolsa plástica Millar 1 10 10Bolsas de vivero Millar 2 10 20Vernier Unidad 1 100 100

310

Materiales de laboratorioRegla milimetrada Unidad 1 2 2Plumón indeleble Unidad 2 3 6Lapicero Unidad 2 1.5 3Libreta de campo Unidad 1 2 2

13

Transporte y otros

Movilidad local Pasaje Global Global 100

100

Total parcial 891

Imprevistos 10% 89.1

Presupuesto total 980.1

47

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