INSTRUCTIVO 3: ACCIONES DE CONSERVACIÓN PREVENTIVA

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Código: I-BNA-010

Versión: 1

Fecha: 25/feb/2016

Contenido

OBJETIVO: ............................................................................................................................................ 1

ALCANCE: ............................................................................................................................................. 2

DEFINICIONES: ..................................................................................................................................... 2

DESCRIPCIÓN DE ACTIVIDADES ........................................................................................................... 3

CAPITULO 1: CALIDAD DE AIRE EN LOS ESPACIOS DE LA BIBLIOTECA NACIONAL DE COLOMBIA ...... 3

1.1 MONITOREO Y CONTROL DE CONDICIONES AMBIENTALES: HUMEDAD RELATIVA Y

TEMPERATURA ............................................................................................................................... 4

1.2. MONITOREO Y CONTROL DE CONDICIONES AMBIENTALES: ILUMINANCIA ..................... 10

1.3. EVALUACIÓN DE BIOCONTAMINACIÓN EN ESPACIOS FÍSICOS DE LA BIBLIOTECA

NACIONAL DE COLOMBIA ............................................................................................................. 16

1.4. SANEAMIENTO AMBIENTAL .............................................................................................. 19

CAPITULO 2: LIMPIEZA LOCATIVA Y DOCUMENTAL .......................................................................... 26

2.1 LIMPIEZA LOCATIVA: ÁREAS TÉCNIAS, DEPÓSITOS Y SALAS DE CONSULTA ........................... 26

2.2 LIMPIEZA DOCUMENTAL ......................................................................................................... 27

CAPITULO 3: DIAGNÓSTICO DE BIODETERIORO Y SANEAMIENTO DOCUMENTAL ........................... 30

3.1 PROCESO DE AISLAMIENTO EN MICROORGANISMOS DETERIORANTES EN LA BIBLIOTECA

NACIONAL DE COLOMBIA ............................................................................................................. 30

3.2 DETERMINACIÓN DE ACTIVIDADES HIDROLÍTICAS EN PLACA DE MICROORGANISMOS

DETERIORANTES EN LA BIBLIOTECA NACIONAL DE COLOMBIA ................................................... 35

3.3. SANEAMIENTO DOCUMENTAL .......................................................................................... 41

Bibliografía: ....................................................................................................................................... 46

OBJETIVO: Servir de guía para la ejecución de las acciones en el marco de la conservación preventiva,

relacionadas con el manejo de la calidad de aire, limpieza locativa y documental, y el diagnóstico de

biodeterioro y saneamiento documental en el edificio y colecciones patrimoniales en custodia de la

Biblioteca Nacional, UAE del Ministerio de Cultura.

ALCANCE: Este documento aplica para los equipos de Conservación, Procesos Organizacionales y

empresa contratista de los servicios de aseo, mantenimiento y vigilancia en el edificio de la Biblioteca

Nacional.

DEFINICIONES: Conservación preventiva: "se entiende como el conjunto de estrategias y medidas del orden técnico, política y administrativo que, orientadas al manejo del entorno en el cual se hallan inmersos los objetos, contribuyen a retardar o prevenir el deterioro de estos, preservando su integridad y l estabilidad de las intervenciones realizadas sobre ellos" (Sociedad Colombiana de Restauradores de Bienes Muebles, 1999). Se incluyen también las acciones que no involucran tocar de forma directa y material los bienes culturales. (Política para la protección del patrimonio cultural mueble, 2013). Humedad Relativa: Relación entre la cantidad de vapor de agua que tiene una masa de aire y la máxima que podría tener. Temperatura: es una propiedad de la materia que está relacionada con la sensación de calor o frío que se siente en contacto con ella. Actualmente se utilizan tres escalas para medir la temperatura, la escala Celsius, utilizada en este instructivo, la Fahrenheit que se usa en los países anglosajones, y la escala Kelvin de uso científico. Iluminancia: se define como el flujo luminoso recibido por una superficie. Su símbolo es E y su unidad el lux (lx) que es un lm/m2. Indicador de biodeterioro: manifestación visual en el soporte documental producto de la actividad de los microorganismos. Medio de cultivo: sustrato sólido, semisólido o líquido empleado para el aislamiento de microorganismos. Xerófilo: microorganismos capaces de crecer en condiciones de baja actividad de agua (Aw). Inoculación: siembra de un microorganismo en un medio de cultivo. Morfotipo: categoría en la que un individuo es clasificado de acuerdo con sus formas. Inóculo: concentración de células o esporas microbianas empleadas durante la siembra de microorganismos sobre medios de cultivo, bajo condiciones estándar. Enzima: macromolécula biológica con capacidad catalítica y transformante. Generalmente proteínas con habilidad para aumentar la velocidad de las reacciones metabólicas mediante transformación directa de reactantes en productos. Celulasas: enzimas con capacidad catalizadora sobre celulosa que convierten la celulosa en oligómeros o monómeros solubles como la glucosa. Amilasas: enzimas con capacidad catalizadora sobre almidón que convierten la amilasa y la amilopectina en oligómeros o monómeros solubles como la glucosa. Proteasas: enzimas con capacidad catalizadora sobre proteínas que convierten las proteínas en péptidos de menor complejidad. Halo de hidrólisis: zonas traslucidas o contrastantes con el medio de cultivo ubicado en la frontera del crecimiento microbiano que evidencian la actividad de una enzima o complejo multienzimático sobre un sustrato de interés. Desodorización: es una de las prácticas del programa de calidad de aire de la Biblioteca Nacional que utiliza esencias de lavanda, pino, limón y eucalipto, entre otras, y un producto desinfectante a base de triclosán mezclados con agua en una aspiradora Hidrofiltro con el fin de disminuir olores y carga microbiana ambiental (biocontaminación). Saneamiento locativo y documental: es el conjunto de acciones realizadas con el fin de reducir y controlar la biocontaminación tanto en las unidades documentales, por tanto saneamiento documental; y en los espacios físicos, esto con el fin de proteger su estado de conservación en el tiempo y mejorar la calidad de aire en los espacios.

DESCRIPCIÓN DE ACTIVIDADES

CAPITULO 1: CALIDAD DE AIRE EN LOS ESPACIOS DE LA BIBLIOTECA

NACIONAL DE COLOMBIA OBJETIVO Establecer los parámetros, metodología y control de las condiciones físicas y de calidad de aire de las reservas técnicas y salas de consulta de la Biblioteca Nacional con el fin de aplicar los correctivos pertinentes en aras de la conservación del acervo bibliográfico y documental custodiado por la Entidad. METODOLOGÍA

- Levantamiento del plano de la reserva técnica o área requerida con la definición de áreas, ubicación

de estanterías, puertas, ventanas y demás elementos arquitectónicos.

- Determinación del volumen del depósito en metros cúbicos (m3) del espacio.

- Identificación de los sitios de ventilación, rutas de corrientes de aire y existencia o no de sistemas

de aireación mecánicos o eléctricos.

- Identificación de posibles áreas o zonas húmedas por deficiencias en la construcción o en el

mantenimiento.

- Para evaluar los parámetros de temperatura y humedad relativa, determinar los sitios de ubicación

de termohigrógrafos o dataloggers y deshumificadores en el depósito. Para la instalación de los

instrumentos de medición, se recomienda ubicarlos en lugares alejados de las puertas y de los sitios

de salida o entrada de aire.

- Para la evaluación de iluminancia, se deben realizar un número de mediciones, de tal manera que

sean representativos de la mayoría del área del depósito o área técnica, de ahí la importancia de

conocer el depósito. El mismo criterio se debe tener en cuenta para la toma de muestras en el

análisis de material particulado.

- Diligenciar el formato de registro de parámetros ambientales y anotar fecha y hora del momento

del inicio de las mediciones, así como la terminación de las mismas.

- Para evaluar el nivel biocontaminación seleccionar los puntos críticos para la toma de muestras ya

sea por el método de sedimentación1 o por método de impacto2 para determinar la carga

microbiana.

- Finalizado el periodo (1 mes) de captura de datos de temperatura y humedad relativa por cada

depósito o área de trabajo, bajar los datos la última semana del mes con el programa respectivo al

computador.

1 Toma de muestras microbiológicas ambientales exponiendo placas con medio de cultivo por espacio de

una hora. 2 Toma de muestras microbiológicas ambientales por medio de dispositivos que toman un volumen de aire

determinando el cual impacta a una velocidad estandarizada en un medio de cultivo.

- En cuanto al nivel de biocontaminación, efectuar los recuentos totales y diferenciales de los

microorganismos ambientales aislados en los medios de cultivo primarios y diligenciar el formato

de biocontaminación.

- Analizar la información obtenida durante el mes a partir de los parámetros evaluados y consignados

en la base de datos del laboratorio y elaborar el informe semestral y/o los requeridos en el mes, en

donde se consignan los resultados, análisis estadísticos y recomendaciones.

- Diligenciar el Formato de solicitud de acciones preventivas y correctivas al momento de detectar

condiciones no adecuadas y/o aquellas que requieran corrección, entregar al coordinador del grupo

para su revisión y firma, solicitar número de registro para Tablas de Retención Documental, y

enviar al remitente correspondiente.

1.1 MONITOREO Y CONTROL DE CONDICIONES AMBIENTALES: HUMEDAD RELATIVA Y

TEMPERATURA

1.1.1. Levantamiento Planimétrico

Se toman las medidas de las áreas con decámetro y se sistematizan en el programa arquitectónico Autocad.

En el caso de no poseer esta herramienta, se hacen bocetos en PowerPoint tomando como guía planos

antiguos y/o en todo caso intentando llevar la escala de medida al boceto.

Se procede a delimitar las áreas a monitorear para llevar el control de la cantidad de equipos en cada área y

para esquematizar la ubicación de los mismos.

Existen muchas y diversas convenciones arquitectínicas para dibujar los planos en un espacio. Aquí hay

algunas básicas para tener precentes en este ejercicio:

Si son 2 puertas: Si es una puerta :

Ventanas:

Columnas:

Iluminación:

Estantería:

- La línea de los elementos estructurales es más gruesa que la de otros elementos como la

iluminación la estantería u otros objetos.

- Se pueden crear las convenciones adicionales que se requiera, pero lo ideal es que en el mismo

plano se expliquen de ser necesario o que su título haga referencia a lo que se está graficando.

- El plano puede llevar un rotulo institucional en el que dice de qué institución es, de qué área de la

institución, y a qué escala está, también puede tener el nombre de la persona que lo graficó.

Por ejemplo los siguientes planos hacen referencia a diferentes elementos de un mismo espacio.

La selección de las áreas a monitorear en el año 2015 se realizó teniendo en cuenta los siguientes criterios:

1. Vulnerabilidad de la colección a condiciones climáticas inadecuadas

2. Valor o importancia de la colección3

3. Áreas con antecedentes de problemáticas de humedad relativa o temperatura

También era indispensable tener en cuenta que la Biblioteca cuenta con 23 dataloggers para la medición de

condiciones ambientales y que uno de ellos debe permanecer de manera continua en portería para la

comparación de datos internos con los datos externos. Además que por la magnitud de las áreas hay

muchos espacios que requieren más de un equipo.

Según el cuadro a continuación para la selección de las áreas críticas se dio prioridad a aquellas que más

criterios reunían (resaltadas en rojo).

Ubicación NOMBRE DEL ÁREA Criterios

1 2 3

3 Todas las colecciones de la Biblioteca Nacional tienen una relevancia patrimonial, sin embargo hay algunas

que por características como la antigüedad, la unicidad, la vulnerabilidad al entorno, entre otras características

pueden jerarquizarse en un nivel mayor a otras o incluso constituirse como bienes de interés cultural de la

nación lo que les daría una mayor protección a nivel estatal.

Estantería Fondo Antiguo Iluminación Fondo Antiguo

Sótanos

Reserva Hemerográfica Sótano x x x

Reserva Hemerográfica Mezzanine x x

Reserva Hemerográfica Anexa x x x

Reserva Vázquez x x x

Reservas Material en tránsito

(Colecciones, Selección y Adquisiciones y

Administración)

x x x

Librería x x

Reserva Microfilm y Fotografía x x x

Piso 1

Sala de Exposiciones x x x

Procesos Técnicos x x

Sala Samper x

Selección y Adquisiciones x x

Sistemas

Proyectos Digitales

Fondo Antiguo x x

Piso 2

Sala de Seguridad x x

Centro de Documentación Musical x x

Sala de Consulta Fondo Antiguo

Sala de Consulta Hemeroteca

Bibliotecas Públicas

Dirección

Piso 3

Administración

Reserva Bibliográfica x x

Reserva Audiovisuales x x

Conservación x

Piso 4

Reserva Hemerográfica x

Auditorios (Aurelio Arturo/Germán

Arciniegas)

Este primer filtro para la selección de espacios dio como resultado un total de 6 áreas con prioridad para el

monitoreo de condiciones ambientales (en rojo) y nueve áreas (en naranja) que también tendrían que

cubrirse con estas acciones lo más pronto posible.

Se escogieron entonces tres de las áreas con mayor volumen de material que reunían los tres criterios de

selección iniciales y dos de las áreas que tenían sólo dos criterios pero que por la relevancia de sus

colecciones también requerían de un control especial:

- Fondo Antiguo

- Sala de Seguridad

- Reserva Hemerográfica-Sótano

- Reserva Vázquez

- Sala de Exposiciones

- Microfilm y Fotografía

Los resultados de esta selección inicial permitieron, posteriormente, ir abordando otras áreas y plantear

propuestas para seguir monitoreando el resto de la Biblioteca pese a no tener los insumos ideales en este

momento para esta actividad ya que el número de equipos el limitado para abarcar todos los espacios en el

tiempo deseado.

1.1.2. Selección y programación de equipos

Los equipos seleccionados para la medición de las condiciones ambientales son dataloggers o

termohigrógrafos digitales. Equipos portátiles electrónicos equipados con sensores que tienen una memoria

interna para el almacenamiento de datos y que utilizan un software para la visualización y análisis de la

información. La programación se realiza por medio de este software según el modelo del datalogger.

Cabe anotar que hay otros equipos de medición de humedad relativa y temperatura que pueden ser

utilizados pero que no tienen capacidad de almacenamiento y sólo recogen la información en el momento

en el que se activan para ser visualizada.

En la actualidad la Biblioteca Nacional cuenta con 23 equipos del primer tipo y con dos equipos de medición

puntual.

Las consideraciones básicas para tener en cuenta con los equipos que requieren programación son:

- El nombre que se le dará al archivo: Debe ser claro y corto. Preferiblemente debe tener una fecha

de referencia.

En el caso de la Biblioteca Nacional número de serial del equipo, seguido de la iniciales del área a

monitorear y un número asignado internamente (Por ejemplo si el Fondo Antiguo tiene 5 equipos

son numerados del 1 al 5); y al final la fecha en la que inicia la captura.

Por ejemplo: 714780_fa3_011015

- Los intervalos de tiempo de captura: Entre más cortos los intervalos de tiempo hay mayor

precisión en la obtención de los resultados. No obstante si son demasiado cortos la memoria del

equipo puede llenarse y dejar de funcionar antes del tiempo que se desea.

En el caso de la biblioteca se programan cada 10 minutos para que puedan capturar datos

continuos durante un mes.

- Las convenciones de temperatura: Algunos equipos tienen la posibilidad de realizar mediciones en

grados Fahrenheit o Celsius. Asegurarse de que quede programado con la convención deseada.

- Inicio de la captura: Es bueno programar el inicio de captura de datos una o dos horas más tarde de

la hora en la que se está preparando el equipo. Lo anterior porque de esta manera el equipo no

inicia las mediciones el área donde se está programando si no en el área donde se realizarán las

mediciones minimizando errores de captura.

1.1.3. Ubicación de equipos

Con el levantamiento planimétrico y teniendo en cuenta el área y características de cada espacio los equipos

deben ubicarse según estos lineamientos:

- Deben escogerse zonas con estabilidad ambiental (puntos estables), sin corrientes o fluctuaciones

significativas de aire.

- Los equipos deben ubicarse al menos a tres niveles de altura con el fin de captar diferencias en las

condiciones que se dan cercanas al suelo (especialmente en sótanos o primeras plantas) de las que

se dan en áreas de más altura.

- Es aconsejable ubicar rótulos infamativos en los puntos de medición de temperatura y humedad

relativa.

- Los equipos deben permanecer en el punto seleccionado como mínimo un año para la

comparación de datos. Pueden rotarse o reubicarse en la medida en que dos o más equipos estén

arrojando durante un periodo de 6 meses resultados muy similares. Lo ideal es que cada área

tuviera de manera permanente los equipos necesarios.

- La recopilación de datos está a criterio del profesional. En el caso de la Biblioteca Nacional se tienen

los registros mensuales y se realizan informes semestrales.

A la fecha no se ha encontrado el área exacta de acción de un equipo. Según indagaciones con los

proveedores y diferentes documentos institucionales, varía con respecto al volumen del área, a la cantidad

de entradas de aire (puertas y ventanas), a la cantidad y características de los objetos que puede albergar

(estantería). En ese sentido es aconsejable que se ubiquen tanto equipos como se considere necesario y a

medida que se va teniendo control climático y resultados del lugar, se van retirando o rotando.

1.1.4. Recolección y análisis de datos

La descarga de los datos recopilados se realiza por medio del software que trae el equipo de medición. Las

gráficas del software sólo se pueden leer en el computador que instalado el programa pero en varios casos

estos sistemas cuentan con una posibilidad de migrar la información numérica a tablas de excel.

Los gráficos deben descargarse en una carpeta de fácil acceso coherente con la información que se está

registrando.

En la Biblioteca Nacional por ejemplo se estableció que a cada área monitoreada se le asigne una carpeta de

información y en esta carpeta se pueden encontrar una serie de subcarpetas llamadas condiciones

ambientales y divididas por años. De esta manera en la carpeta que corresponde a Fondo Antiguo tenemos

las mediciones realizadas en el año 2012,2013, 2014 y 2015.

Ahora bien la información y las gráficas arrojadas por los equipos deben ser analizadas a la luz, tanto del

contexto climático externo, como del contexto de la biblioteca, hasta llegar al contexto del espacio

monitoreado, es decir que es indispensable estar al tanto de lo que sucede en estos tres ambientes.

Por ejemplo el último semestre del año 2015 fue uno de los más secos y afectados por el fenómeno del niño

con una muy baja cantidad de lluvias. No obstante en la Biblioteca Nacional en este tiempo se han realizado

obras de adecuación de la planta física y en particular de los baños. En este marco ocurrió una emergencia

por inundación en la reserva Vázquez hacia noviembre por la ruptura de un tubo lo que afectó

considerablemente la estabilidad de las condiciones ambientales.

Además de realizar este tipo de análisis la Biblioteca Nacional sugiere algunas pautas para la recolección y

análisis de los datos:

Para cada gráfico, es decir para cada equipo de medición se debe extraer la siguiente información.

- Valores Máximos de Humedad Relativa y Temperatura: En los software de los equipos

normalmente se puede hacer uso de un cursor que se ubica en el punto más alto de la gráfica. Al

hacerlo en la pantalla aparece el valor que se desea. Normalmente se descartan los datos de las

primeras horas del primer día de monitoreo y el último día ya que el equipo puede haber registrado

datos mientras se movilizaba y también se descartan picos en caso de que haya un evento puntual

fuera de lo usual y con una duración mínima.

- Por ejemplo en una gráfica muy estable en la que se ve todos los días un mismo rango de humedad

o temperatura hay un súbito pico a las 10 am de un día entre semana, esto puede obedecer a una

caída del equipo, a la cercanía de una persona que estaba realizando labores de limpieza u otros

factores que pueden documentarse pero no se contemplan en la lectura macro de los datos.

- Variaciones Máximas de Humedad Relativa y Temperatura: Se establecen restando los valores

mínimos de humedad relativa y temperatura a los valores máximos. Como sabemos 5% es el límite

de variación de humedad relativa y 1°C es el límite en temperatura.

- Promedios: Por lo general se obtienen de las funciones del mismo software, aunque también

pueden obtenerse a partir de la sumatoria de todos los valores de humedad y temperatura mínima

y máxima, divididos por el número de valores de la sumatoria = (HR - TMáx+HR-TMin/# de valores).

En el caso de realizar el análisis de más de un equipo en un mismo espacio, es importante hacer los

promedios independientes de humedad relativa y temperatura máxima, y de humedad relativa y

temperatura mínima.

A partir estos datos es posible hacer múltiples análisis de la información obtenida. Es posible realizar el

análisis semanal, mensual, o del periodo que se crea conveniente, para conocer si hay diferencias

significativas en las variables analizadas y tomar acciones de control si se requiere. En la Biblioteca Nacional

se realiza Mensual, además se presenta el informe semestral de los monitoreo y análisis de la información

que contemple, conclusiones y recomendaciones y se consolida la información en la que puede verse el

consolidado anual cruzado con otros variables como la de carga biológica de las áreas.

1.2. MONITOREO Y CONTROL DE CONDICIONES AMBIENTALES:

ILUMINANCIA

1.2.1. Iluminancia promedio de la reserva (fuentes artificiales)

a. Insumos previos

Plano del área, divido en zonas o áreas a evaluar, considerando la distribución de las luminarias, ver ejemplo figura 1.

Figura 1. Ejemplo de División o distribución de áreas a evaluar según plano general de la reserva.

Área en metros cuadrados del o los espacios destinados para la medición.

Plano de zonas y disposición de las luminarias en las zonas a evaluar, cantidad y estado de conservación.

Plano-cuadrícula o rejilla del área, disposición de las luminarias en el espacio y número mínimo de puntos a evaluar para sacar la Iluminancia Promedio, según fórmula:

*índice del área de la reserva= Largo x Ancho Altura de Montaje x (Largo + Ancho) Altura de Montaje: distancia vertical entre el centro de la fuente de luz y El primer entrepaño de la estantería Número mínimo de puntos= (x+2)

2

Donde X ese índice del área de la reserva. En la figura 2 se indica una rejilla de 16 cuadrados según fórmula aplicada.

Figura 2. Ejemplo de Rejilla de Zona para evaluar iluminancia

Plano con puntos para medición, considerando la rejilla o grilla general del depósito y disposición de las luminarias (ver punto c).

b. Equipos a utilizar

Luxómetro

EQUIPO NÚMERO

INVENTARIO MARCA MODELO SERIE

67082 Lutron LX-101 N/S: L406768

1.2.2. Medición de iluminancia promedio según ubicación de las luminarias en las reservas

a. Lineamientos previos antes de las lecturas

-Prácticamente la totalidad de los fabricantes de instrumentos indican una calibración anual, la que debe

incluir el control de la respuesta espectral y la corrección a la ley Coseno.

-La fotocelda del luxómetro debe ser previamente expuesta hasta que las lecturas se estabilicen. En tal caso

esto sucede entre 5 y 15 minutos como máximo. Estabilizado el equipo, realizar la medición de cada punto

seleccionado y tomar la medida una vez el equipo se detenga, acción que tarda como máximo 5 segundos.

-La medición de la iluminancia del sistema de iluminación artificial, debe registrase al final de la tarde o en la

noche.

-Previo a la medición, las luminarias se deben encender y permitir que la cantidad de luz que emiten se

estabilice (Mínimo 30 minutos).

-Importante hacer la observación de la altura de la estantería, de manera que esté el referente del

elemento que puede incidir en sombras o reflexiones en la medición.

1.2.3. Evaluación según ubicación de las luminarias

a. Áreas regulares con luminarias espaciadas simétricamente en dos o más filas

Sacar los datos requeridos en el ítem de insumos para definir grilla y cantidad de puntos, posteriormente,

con el plano de la grilla y número de puntos en la cuadricula, realizar las mediciones, para este caso, se

mide la iluminancia en el centro de cada cuadro de la grilla y se aplica la fórmula:

Iluminancia Promedio: 𝐸 prom = Σ valores medidos (Lux)

Cantidad de puntos medidos ver figura 3.

Figura 3.

b. Áreas regulares con luminaria simple simétrica.

Figura 4.

Sacar los datos requeridos en el ítem de insumos para definir grilla y cantidad de puntos, posteriormente,

con el plano de la grilla y número de puntos en la cuadricula, realizar las mediciones, puntos p1, p2, p3 y p4

para este caso, se mide la iluminancia en el centro de cada cuadro de la grilla y se aplica la fórmula:

Iluminancia Promedio: 𝐸 promedio = Σvalores medidos (Lux)

Cantidad de puntos medidos

ver figura 4.

c. Áreas regulares con luminarias individuales en una sola fila

Figura 5.

-Se realizan las lecturas de los puntos q1-q8 (Cuatro cuadriculas de la grilla), sacar promedio= Punto Q

-Se realizan las lecturas de los puntos p1-p2, sacar promedio= Punto P

-Aplica Formula:

𝐸 Prom = Q (N-1) +P

N (Cantidad de Luminarias) ver figura 5.

d. Áreas regulares con luminarias individuales en dos o más filas

Figura 6.

-Lecturas de los puntos r1-r4: Promedio= R

-Lecturas de los puntos q1-q2-Localizadas en la mitad del salón, cerca de la pared: Promedio =Q

-Lecturas de los puntos t1-t4: Promedio= T

-Lecturas de los puntos t1-t2: Promedio=P

-Sacar el dato de la iluminancia promedio según fórmula:

𝐸 Prom = RN(M-1)+QN+T (M-1) + P

M(N-1)

N: Cantidad de Luminarias por fila

M: Número de Filas

e. Áreas regulares con fila continua de luminarias individuales

Figura 7.

-Lectura de los puntos q1-q6: Promedio=Q

-Lecturas de los puntos p1-p2: Promedio= P

Sacar el dato de la iluminancia promedio según fórmula:

𝐸 Prom = QN + P

N+1

N: Número de filas

f. Áreas regulares con cielo raso luminoso con luminarias con rejillas

Figura 8.

-Lecturas de los puntos r1-r4, localizadas aleatoriamente en el centro de área: Promedio= R

-Lecturas de los puntos q1 y q2, paredes largas: Promedio= Q

-Lecturas de los puntos t1 –t2, paredes cortas: Promedio= T

-Lecturas de los puntos p1 y p2, Diagonalmente en esquinas opuestas: Promedio= P

Sacar el dato de la iluminancia promedio según fórmula:

𝐸 Prom = R(L-8) (W-8) + 8Q (L-8) + 64PN + P

WL

W: Número de luminarias por fila

L: Número de filas

1.2.3. luminancia promedio zona con iluminación natural (luz día) En relación con las mediciones de iluminancia en zonas cerca de ventanas donde la incidencia de luz es de luz natural directa o fuente natural. Las mediciones deben realizarse a 0.6m de la ventana, al azar. Los datos colectados se promedian y el resultado será la iluminancia de la zona. La lectura deberá efectuarse en horas de la mañana, cuando el sol llegue directamente al área de ventana a muestrear.

1.3. EVALUACIÓN DE BIOCONTAMINACIÓN EN ESPACIOS FÍSICOS DE

LA BIBLIOTECA NACIONAL DE COLOMBIA

OBJETIVO Evaluar el nivel de carga microbiana (biocontaminación) en los espacios tanto técnicos como administrativos de la Biblioteca Nacional con el fin de controlar los agentes biológicos que puedan incidir en los procesos de biodeterioro del acervo bibliográfico y documental custodiado por la Entidad. Materiales e insumos:

Medio de cultivo para aislamiento de hongos filamentosos, bacterias y levaduras:

PDA, agar nutritivo y DG18

Cajas de petri 90mm.

Cámara fotográfica.

Cronómetro

Incubadora

Láminas portaobjetos.

Azul de lactofenol

Cinta adhesiva transparente

Colorantes de Gram.

Microscopio óptico de luz. Personal: Profesional o auxiliar en microbiología y afines. Metodología:

1. Trazar el plano del depósito con la definición de áreas, ubicación de estanterías, puertas, ventanas y demás elementos arquitectónicos.

2. Determinar del volumen del depósito en metros cúbicos (m3).

3. Identificar los sitios de ventilación, rutas de corrientes de aire y existencia o no de sistemas de

aireación mecánicos o eléctricos. Identificación de posibles áreas o zonas húmedas por deficiencias en la construcción o en el mantenimiento.

4. Definir los Puntos Críticos* del espacio basados en los criterios descritos en el numeral anterior. Señalar estos puntos críticos en el plano del lugar y hacer registro fotográfico (figura 1). _________________________________________________________________

*Punto Crítico: Área que por sus características particulares como corrientes de aire, humedad, escasa limpieza, favorece la recolección de los microorganismos suspendidos en el aire.

Figura 1. Puntos críticos seleccionados para la toma de muestras.

5. Exponer cajas de petri con medio de cultivo por triplicado (fines estadísticos), y para cada grupo de microorganismos, en cada uno de los puntos críticos señalados. Las cajas de petri deben ubicarse a distancia de 1 metro sobre el nivel del piso y un metro desde el muro por espacio de 1 hora (figura 2). Luego de este tiempo, las cajas deberán sellarse y ser llevadas al laboratorio.

Figura 2. Metodología toma de muestras ambientales por sedimentación.

6. Diligenciar la información de la ficha “evaluación de biocontaminación”, anotando fecha y hora del momento del inicio de las mediciones, así como la terminación de las mismas. Ficha de evaluación de biocontaminación

Depósito/ Área :

Fecha monitoreo:

Hora monitoreo:

Número de puntos críticos del área:

Número de puntos críticos evaluados:

Cajas expuestas por punto crítico:

Punto de control externo: SI

NO

Responsable monitoreo:

7. Llevar a incubación las cajas de petri utilizadas en el monitoreo por 8 días a 28°C. Luego de este tiempo, realizar los recuentos totales y diferenciales (UFC/1h) de los microorganismos ambientales aislados en el medio de cultivo (figura 3). Registrar fotográficamente los resultados.

Figura 3. Recuento en placa de microorganismos aislados de ambiente.

8. Identificar los microorganismos aislados por la observación de las características macroscópicas y microscópicas de las colonias y el seguimiento de claves taxonómicas o pruebas bioquímicas en el caso de bacterias y levaduras. Registro fotográfico (figura 4).

Figura 4. Observación microscópica de los microorganismos aislados.

9. Analizar la información obtenida del monitoreo correlacionando géneros microbianos y parámetros físicos y consignar la información en la base de datos Condiciones Ambientales del

Programa de Conservación Preventiva, teniendo en cuenta el Índice de Contaminación Microbiológica Ambiental (ICMA), establecido para los ambientes de las reservas o áreas técnicas de la Biblioteca Nacional: Nivel bajo de Biocontaminación: 0 a 500 UFC/m3 Nivel Medio de Biocontaminación: 501 a 1000UFC/m3 Nivel alto de Biocontaminación: Mayor a 1000UFC/m3.

10. Semestralmente elaborar el informe final donde se consignan los resultados, análisis estadísticos y recomendaciones.

1.4. SANEAMIENTO AMBIENTAL

OBJETIVO Reducir la carga microbiana ambiental o biocontaminación a niveles permisibles para evitar procesos activos de biodeterioro, afecciones en la salud humana, y prevenir posibles infestaciones por insectos y roedores. METODOLOGÍA

Levantamiento del plano del depósito con la definición de áreas, ubicación de estanterías, puertas, ventanas y demás elementos arquitectónicos.

Determinación del volumen del depósito en metros cúbicos (m3) del espacio.

Identificación de los sitios de ventilación, rutas de corrientes de aire y existencia o no de sistemas de aireación mecánicos o eléctricos.

Identificación de posibles áreas o zonas húmedas por deficiencias en la construcción o en el mantenimiento, que constituyen fuentes de contaminación microbiológica, al incidir directamente en el aumento de la humedad relativa y carga microbiana.

Para evaluar el nivel de biocontaminación, seleccionar los puntos críticos en el depósito, como zonas de entrada o salida de aire o puntos de humedad. Las placas de petri con medio de cultivo primario para aislar los microorganismos, cuando se utiliza la metodología de sedimentación, deben ser colocadas por un periodo de tiempo de una hora siguiendo el esquema 1/1/1: a un metro desde el piso, un metro desde la pared y a un metros desde la estantería: realizar el esquema de muestreo a partir de los planos de cada una de las plantas de la edificación.

Llevar a incubar los medios de cultivo por 7 días a 28 °C o a temperatura ambiente, finalizado el periodo de incubación, realizar los recuentos totales y diferenciales de las poblaciones de hongos y bacterias. Realizar el registro fotográfico e incluir los resultados en la base de datos del laboratorio.

De acuerdo con los resultados del monitoreo, seleccionar el producto de control y la concentración del mismo. Para contribuir con el mejoramiento de la calidad de aire, se realizan procesos de desodorización

4, que contemplan una intervención mensual. Se utilizarán esencias de lavanda,

pino, limón y eucalipto, entre otras, y un producto a base de triclosán. Los productos mencionados disminuyen olores, carga microbiana y mejoran la calidad de aire.

Según la experiencia de la Biblioteca Nacional, el producto utilizado ha sido el Timsen® a 800 ppm, este puede continuar utilizándose pero es necesario realizar una prueba piloto, que consiste en un monitoreo del nivel de biocontaminación antes y después de aplicado el producto.

TÉCNICA DE APLICACIÓN RECOMENDADA: Método de nebulización. PERIODICIDAD DE LA APLICACIÓN: Cada cuatro (4) meses, periodos más cortos generan resistencia de los microorganismos a los principios activos.

4 La desodorización es una de las prácticas del programa de calidad de aire que utiliza esencias de lavanda, pino, limón y eucalipto,

entre otras, y un producto desinfectante a base de triclosán mezclados con agua en una aspiradora hidrofiltro con el fin de disminuir olores y carga microbiana ambiental (biocontaminación). Esto ayuda a tener niveles permisibles de biocontaminación ambiental, evitar procesos activos de biodeterioro, y afecciones en la salud humana.

Para desinsectación preventiva, producto utilizado: Solfac E.C. 50 de Bayer. PROPIEDADES FÍSICO-QUÍMICAS: Ingrediente activo Cyfluthrin. Fórmula bruta: C22 H18 Cl2 F N 03. Concentración de 50 gramos por litro del producto formulado a 24 °C (5%), incoloro, no oxidante, no mancha, no deja olores desagradables ni residuos visibles. PROPIEDADES BIOLÓGICAS: Sustancia altamente activa del grupo de piretroides sintéticos. Actúa como veneno por contacto, pero también tiene acción por ingestión. Posee rápido efecto inicial y una prolongada acción residual. Controla especies de insectos de normal sensibilidad y aquellas que se han vuelto resistentes a los ésteres fosfóricos y carbonatos. Es eficaz sobre plagas como: pececillo de plata, ácaros, cucarachas, grillos, escarabajos, gorgojo, mosquitos, moscas, polilla, pulgas, chinches y termitas TÉCNICA DE APLICACIÓN: Método de aspersión, jamás utilizar nebulización, pues las piretrinas son toxicas. PERIODICIDAD DE LA APLICACIÓN: Cada cuatro (4) meses.

Desratización preventiva: Producto utilizado: Rodenticida RODILON de Bayer. (Rodilon minibloque parafinado y Rodilon pellets) PROPIEDADES FISICO-QUIMICAS: Nombre químico (IUPAC), nombre común DIFETHIALONE. Polvo incoloro, no inflamable que actúa como anticoagulante. En términos de palatabilidad, ofrece una buena aceptación entre los roedores. PROPIEDADES BIOLOGICAS: Alta eficacia produciendo una mortalidad entre el 90% y 100% de especies como el ratón doméstico, la rata de techos y la de alcantarilla. Presenta mortalidad retardada entre 7 y 10 días, impidiendo que los roedores se vuelvan recelosos con los cebos, produciéndose una mayor aceptación para el consumo. TÉCNICA DE APLICACIÓN: Postura de cebos para consumo de los roedores. PERIODICIDAD DE LA ACCION: Preventivo 3 veces por año. Curativo: De acuerdo con la necesidad.

Diligenciar la base de datos del laboratorio con la información respecto a productos, concentraciones y metodología utilizada en la desinsectación y desratización preventiva de los espacios, por cada una de las plantas del edificio. A continuación se presenta el esquema de saneamiento integral (microorganismos, insectos y roedores) para los diferentes espacios de la Biblioteca Nacional:

AREA MODO DE APLICACIÓN- PRODUCTO INSECTICIDA Y MICROBICIDA

Costado Sur occidental 1. Iniciar por la reserva documental

“Galería Gregorio Vásquez de Arce y Ceballos”, continuar con el auditorio y librería café.

2. Parqueadero, rancha, jardines y

1. Insecticida: 8mL de Solfac E.C. 050 por cada litro

de agua (preparación según ficha técnica). Desinfección para microorganismos: 2g de Timsen® por cada litro de alcohol al 75%. Concentración 800ppm Aplicar el insecticida solo por aspersión en forma separada, completamente en paredes a la mayor altura posible, ventanas, piso, sillas, escritorios y mesas, y por nebulización para microorganismos (evitar contacto directo sobre mobiliario)

2. Insecticida: 12mL de Solfac E.C. 050 por cada litro de agua.

alrededores del edificio.

Desinfección para microorganismos: 2g de Timsen® por cada litro de alcohol al 75%. Concentración 800ppm Aplicar en forma separada sobre toda el área (paredes y techos) incluso las plantas.

Costado sur oriental 1. Cuarto de basura y patios.

2. Entrada 2, Depósitos de materiales en tránsito y baños.

3. Pasillo que comunica desde el sur con el costado norte del edificio.

4. Reserva de prensa siguiente al pasillo.

5. Reserva de Hemeroteca y Reserva de microfilms EN SÓTANO Y MEZZANINE.

-Depósito cinco, tres, dos y uno, y reserva de microfilms -Depósito cuatro:

1. Insecticida: 12mL de Solfac E.C. 050 por cada litro de

agua. Desinfección para microorganismos: 4g de Timsen® por cada litro de alcohol al 75%. Concentración 800ppm

2. Insecticida: 8mL de Solfac E.C. 050 por cada litro de agua. Desinfección para microorganismos: 4g de Timsen® por cada litro de alcohol al 75%. Concentración 800ppm

Aplicar en forma separada desde piso a techo la entrada (2), el pasillo frontal a los depósitos de material en tránsito, puertas por dentro y por fuera de los 3 depósitos de material en tránsito, baños, área de basura y patios.

3. Insecticida: 8mL de Solfac E.C. 050 por cada litro de agua. Desinfección para microorganismos: 4g de Timsen® por cada litro de alcohol al 75%. Concentración 800ppm

Aplicar en forma separada únicamente (de sur a norte), la pared del costado izquierdo, y techo.

4. Insecticida: Insecticida: 8mL de Solfac E.C. 050 por cada litro de agua. Desinfección para microorganismos: 4g de Timsen® por cada litro de alcohol al 75%. Concentración 800ppm

Aplicar en forma separada únicamente techo y rincones. 5. Insecticida: 8mL de Solfac E.C. 050 por cada litro de agua. Desinfección para microorganismos: 4g de Timsen® por cada litro de alcohol al 75%. Concentración 800ppm -Aplicar a puertas de acceso, pasillo, costado de ventanales, debajo y encima de las escaleras, y techo en todas las zonas despejadas. -Puerta de acceso, pasillo del costado de ventanas y pasillo del costado de pared. Aplicar al interior de ascensores. Desinfección para microorganismos: 4g de Timsen® por cada litro de alcohol al 75%. Concentración 800ppm.. Aplicar producto en las mismas áreas, e incluyendo pasillos de cada estantería.

1. Sótano-desratización

AREA MODO DE APLICACIÓN PARA DESRATIZACIÓN 1. Rancha

2. Techo de la rancha y alrededores del parqueadero

3. Pasillo que conduce a depósitos de la reserva hemeroteca

1. Ubicar sobre el suelo, 4 sobres de 50 gramos de Rodilón Pellets en cuatro ángulos del área.

2. Ubicar trozos de rodilon parafinado de 50 gramos

cada uno en tres puntos del área de parqueadero, y en dos puntos del techo de la rancha.

3. Ubicar 20 gramos de rodilón pellets distribuidos en

el trayecto del pasillo que conduce a depósitos de Hemeroteca.

4. Ubicar 30 gramos de rodilón pellets debajo de la

escalera noroccidental.

2. Primer piso-Saneamiento integral: Tipo aspersión y nebulización.

AREA MODO DE APLICACIÓN- PRODUCTO INSECTICIDA Y MICROBICIDA

1. Recepción, información y vestíbulo. Ascensor.

2. Grupo Selección y Adquisiciones, Sala Daniel Samper Ortega, Auditorio Aurelio Arturo, Sistemas, Grupo Procesos técnicos. Sala de exposiciones, Cafetería, Servicios generales y baños costado noroccidente. Salón Jorge Isaacs LABN, Oficina contigua, Bombas- Subestación eléctrica,

1. Insecticida: 8mL de Solfac E.C. 050 por cada litro de agua. Desinfección para microorganismos: 2g de Timsen® por cada litro de alcohol al 75%. Concentración 800ppm Aplicar el insecticida solo por aspersión en forma separada, completamente en paredes a la mayor altura posible, ventanas, piso, sillas, escritorios y mesas, y por nebulización para microorganismos (evitar contacto directo sobre mobiliario) 2. Insecticida: 8mL de Solfac E.C. 050 por cada litro de agua. Desinfección para microorganismos: 2g de Timsen® por cada litro de alcohol al 75%. Concentración 800ppm Aplicar la solución de insecticida en el piso en los espacios abiertos; por paredes, ventanas, puertas, columnas, mesas y escritorios (por debajo o parte baja). NO APLICAR SOBRE EQUIPOS, ESTANTERIA Y CARROS CON LIBROS. Aplicar la solución microbicida por nebulización sobre los mismos espacios, incluyendo pasillos de cada estantería. Aplicar en forma separada insecticida y microbicida en el piso en los espacios abiertos; por paredes, ventanas, puertas, columnas, ficheros, ascensores, mesas y escritorios (por

3. Baños costado nororiental

debajo o parte baja). NO APLICAR SOBRE EQUIPOS Y ESTANTERIA.

3. Aplicar en forma separada insecticida y fungicida en paredes en piso, paredes, puertas, ventanas, escritorio y mesa (Por debajo), sifones, sanitarios y lavamanos.

4. Primer piso-desratización

AREA MODO DE APLICACIÓN: 1. Grupo Procesos Técnicos. 2. Cafetería 3. Sala Jorge Isaacs LABN 4. Auditorio Aurelio Arturo 5. Sala de exposiciones 6. Grupo Selección y Adquisiciones 7. Recepción 8. Sala Daniel Samper Ortega (dos

puertas) 9. Subestación eléctrica 10. Escalera nororiental.

1. Ubicar 10 gramos de rodilon pellets detrás de las puertas de acceso de las áreas 1 al 8.

Para el área 9. Ubicar 50 gramos de rodilón pellets debajo de escalera nor oriental.

5. Segundo piso- Saneamiento integral: Tipo aspersión y nebulización

AREA MODO DE APLICACIÓN: Costado Norte, Oriente y Occidente

1. Hall de acceso a Grupo de Bibliotecas públicas y baño.

2. Grupo Bibliotecas públicas. -Entrada y oficinas -Área de depósito, trabajo y Centro de Documentación.

3. Reserva Fondo Antiguo-Depósito.

1. Insecticida: 8mL de Solfac E.C. 050 por cada litro de agua. Desinfección para microorganismos: 2g de Timsen® por cada litro de alcohol al 75%. Concentración 800ppm 2. - Aplicar en forma separada insecticida y microbicida a pisos, ventanas, paredes, divisiones, escritorios (por debajo o parte baja). NO APLICAR A EQUIPOS. -Aplicar la mezcla de insecticida a ventanas, puertas y columnas. Mesas, escritorios (por debajo o parte baja) NO APLICAR SOBRE EQUIPOS. Piso en áreas despejadas. NO APLICAR A ESTANTERIA NI CARROS CON LIBROS. Aplicar la solución de microbicida por nebulización a los mismos espacios e incluyendo pasillos de estantería. 3. Aplicar la solución de insecticida a puertas, ascensores, ventanas y piso de pasillos de acuerdo con la gráfica en el plano. Aplicar la solución de fungicida sobre las mismas áreas, e incluyendo los pasillos de estantería.

4. Reserva Fondo Antiguo-Sala de Seguridad.

5. Reserva Hemeroteca

6. Reserva de Hemeroteca segundo piso

7. Baños

8. cuarto-cocina

9. Área de descanso

4. Revisar que las vitrinas se encuentren cerradas. Aplicar la solución de insecticida y microbicida en forma separada a puertas, ventanas, piso, escritorios, mesas (por debajo o parte baja). 5. Aplicar la solución de insecticida a puertas, ventanas, piso, pared, divisiones, escritorios, mesas (por debajo o parte baja). NO APLICAR A EQUIPOS, ESTANTERIA Y CUADRO. Aplicar la solución de microbicida por nebulización sobre las mismas áreas e incluyendo pasillos de estantería.

6. Aplicar la solución de insecticida en la puerta de

acceso por dentro y por fuera, y sobre la pared de entrada del costado izquierdo. Aplicar la solución microbicida sobre las mismas áreas e incluyendo pasillos de estantería.

7. Aplicar la solución de insecticida y microbicida en

toda el área incluyendo sifones, sanitarios y lavamanos.

8. Aplicar la solución microbicida en toda el área incluyendo techo.

9. Aplicar la solución de insecticida y microbicida completamente a toda el área.

6. Segundo piso-desratización

AREA MODO DE APLICACIÓN: Grupo de Bibliotecas Reserva Fondo Antiguo

Ubicar 10 gramos de rodilon pellets detrás de la puerta de entrada principal. Ubicar 10 gramos de rodilon pellets detrás de la puerta de acceso del costado norte y 10 gramos detrás de la puerta de entrada a la sala de lectura.

7. Tercer piso- Saneamiento integral: Tipo aspersión y nebulización.

AREA MODO DE APLICACIÓN: Dirección, Asistencia Cultural, Administración, hall y baños. Almacén

Insecticida: 8mL de Solfac E.C. 050 por cada litro de agua. para microorganismos: 2g de Timsen® por cada litro de alcohol al 75%. Concentración 800ppm. Aplicar sobre piso, paredes, ventanas, escritorios, mesas, sillas (por debajo o parte baja) y plantas. NO APLICAR SOBRE EQUIPOS. NO APLICAR EN LA CAFETERIA. Aplicar solución de insecticida solamente a la entrada de acuerdo con el plano. Aplicar la

Depósito bibliográfico solución microbicida sobre los pasillos de la estantería. Aplicar solución de insecticida a pisos en puertas de acceso por dentro y por fuera, ventanas, ascensores y áreas de pasillo de acuerdo el plano. Aplicar la solución microbicida sobre las mismas áreas e incluir los pasillos de la estantería.

8. Cuarto y quinto piso-fumigación tipo aspersión.

AREA MODO DE APLICACIÓN: 1. Grupo de Conservación

2. Reserva de revistas 3. Cafetería 4. Terrazas de cuarto piso y cuartos localizados en las azoteas del edificio Escaleras que conducen al depósito del 5 piso. Oficinas en 5 piso.

Insecticida: 8mL de Solfac E.C. 050 por cada litro de agua. Desinfección para microorganismos: 2g de Timsen® por cada litro de alcohol al 75%. Concentración 800ppm. Aplicar al piso completamente, paredes, ventanas, sillas, escritorios, y mesas completamente. Baños. NO APLICAR A LOS CUADROS UBICADOS A LA ENTRADA COSTADO NORTE Y ENTRADA COSTADO ORIENTE, NI A EQUIPOS COMPUTADORES Y DE MICROFILM. Insecticida: 8mL de Solfac E.C. 050 por cada litro de agua. Desinfección para microorganismos: 2g de Timsen® por cada litro de alcohol al 75%. Concentración 800ppm. Aplicar al piso y paredes de pasillo de acuerdo con la guía del plano, ventanas, sillas, escritorios, y mesas (por debajo o parte baja). Baños. NO APLICAR SOBRE EQUIPOS. 3. Aplicar microbicida por toda el área. 4. Aplicar insecticida completamente a pisos, techos y paredes. 5. Aplicar insecticida y microbicida completamente por encima y por debajo. 6. Aplicar insecticida y microbicida a piso en área disponible.

9. Desratización tercer y cuarto piso.

AREA MODO DE APLICACIÓN: Cafetería tercer piso Cafetería cuarto piso

Ubicar 10 gramos de rodilon pellets detrás de la puerta de entrada Ubicar 10 gramos de rodilon pellets sobre el costado oriente.

La metodología de aplicación de insecticidas debe ser por aspersión y para microorganismos por nebulización.

Diligenciar la base de datos del laboratorio.

OBSERVACIONES: El saneamiento integral debe realizarse el fin de semana e informar con anticipación al personal, para que se dejen los espacios de trabajo organizados y preparados para el saneamiento como no dejar alimentos sólidos o líquidos y escritorios libres de material bibliográfico y elementos de oficina. El lunes de inicio de actividades, deben airearse los espacios mínimo dos horas.

CAPITULO 2: LIMPIEZA LOCATIVA Y DOCUMENTAL

2.1 LIMPIEZA LOCATIVA: ÁREAS TÉCNIAS, DEPÓSITOS Y SALAS DE

CONSULTA

OBJETIVO Remover toda materia extraña como suciedad o polvo adherido a los objetos y superficies de los depósitos o áreas técnicas, con el fin de validar un procedimiento idóneo. METODOLOGÍA La limpieza de las áreas de la Biblioteca Nacional, es un conjunto de actividades realizadas por el personal de servicios generales que debe cumplir y considerar los siguientes requerimientos:

El personal de servicios generales designado para la limpieza, debe utilizar los elementos de barrera necesarios como guantes de caucho grueso y resistente, prendas de protección, delantales o uniforme, gorro, respirador industrial para protección de material particulado como esporas de microorganismos, polvo y polen (alérgenos), entre otros.

Se deben tener en cuenta los siguientes factores para un adecuado procedimiento: Tipo de superficie si es porosa o no, tipo de suciedad: gruesa o fina, concentración del producto de limpieza sea desodorizante o desinfectante, temperatura del agua: fría o caliente y tiempo de ejecución del procedimiento por área.

Considerar siempre que las labores de limpieza preceden las acciones de desinfección o saneamiento, pues la materia orgánica o residuos de detergente pueden inactivar los principios activos de los productos de control.

Para depósitos iniciar la limpieza por los techos de la estantería, para tal fin usar paños preferiblemente estáticos o en su lugar paños semisecos humedecidos con una solución de alcohol isopropílico y agua en proporción 2:1 para remover el polvo. No se deben utilizar ambientadores ni plumeros para acciones de limpieza. Por ningún motivo aplicar productos sobre la documentación dispuesta en la estantería, lo recomendable es usar aspiradora con tanque de agua provista de boquilla con su respectivo cepillo y aspirar externamente el material documental, ya sea unidades de almacenamiento ó unidades bibliográficas. Es recomendable que el personal que realice las labores de limpieza de techos, tenga entrenamiento en manejo de alturas.

Limpiar lámparas, puertas y paredes con tela o trapo de algodón semiseco humedecido con una solución de alcohol isopropílico y agua en proporción 2:1, pasarlo del área menos sucia a la más sucia.

Los elementos de los depósitos tales como equipos extintores, carros para el transporte de libros y deshumidificadores deben limpiarse primero con agua y detergente y finalizar con alcohol al 70-80% para desinfectar. Reubicarlos en su sitio correspondiente.

Los tanques de los equipos deshumidificadores deben ser evacuados diariamente y diligenciar el formato de control de deshumidificación ubicado en todos los depósitos de colecciones.

Finalizadas las tareas mencionadas anteriormente, se inicia limpieza en seco para eliminar el polvo de pisos utilizando aspiradora industrial. Comenzar de la zona menos sucia a la que presenta mayor suciedad. El procedimiento en seco con escoba o trapero está prohibido en estas áreas.

Terminada la limpieza en seco de los pisos, comenzar la limpieza en húmedo con trapero, pasarlo en zig-zag. Los baldes con agua se deben colocar estrictamente fuera del área del depósito y los traperos deben ser exclusivos para las áreas de depósito, es importante trabajar en serie con varias personas, de manera tal que se elimine rápidamente la humedad.

En caso de usar maquinas, usar la mínima cantidad de detergente e incorporarlo previamente al agua. El agua en poca cantidad se desliza al ras del piso cuidando de no salpicar la parte inferior de la estantería con libros. No utilizar blanqueadores como el Clorox® o Decol®.

Abrir si es necesario, solo las ventanas interiores del edificio durante el proceso de limpieza en húmedo, para así facilitar la migración de humedad; sin embargo deben ser cerradas una vez concluida la actividad.

Los aparatos de medición de Humedad y Temperatura sólo pueden ser movidos de su sitio por el personal del área de Conservación. Evitar su manipulación.

En caso de utilizar cera, usar únicamente antideslizante.

Los escritorios, sillas, mesas y teléfonos de los depósitos y salas de consulta, deben ser limpiados con una de alcohol isopropílico y agua en proporción 2:1, si hay suciedad acumulada utilizar detergente.

En espacios con alfombra, realizar inicialmente una limpieza en seco con aspiradora y finalizar con trapero humedecido en una solución de alcohol isopropílico y agua relación 2:1, esto controlará la acumulación de ácaros y material particulado.

Los desechos generados por cada una de las áreas, deben ser descartados en bolsas plásticas y ser anudadas; seguir código de colores para desechos sólidos, lavar las canecas de basura con detergente y evitar vaciar desechos de un recipiente a otro.

Informar a las áreas Administrativa y de Conservación cualquier irregularidad o suceso presentado durante la ejecución del proceso, por ejemplo excrementos de animal, residuos de comida, daños eléctricos, goteras, manchas de humedad, olores y sonidos extraños, entre otros.

2.2 LIMPIEZA DOCUMENTAL

OBJETIVO Eliminar la suciedad superficial y profunda acumulada en cantos, encuadernaciones, lomos y folios de las unidades bibliográficas debida a la migración de polvo y contaminantes atmosféricos hacía los depósitos del edificio, para evitar procesos de deterioro químico y biológico en las colecciones de la Biblioteca Nacional.

METODOLOGÍA La limpieza puntual de los fondos bibliográficos debe corresponder a una programación o ciclo anual, emitida por la coordinación del grupo de conservación, de acuerdo con los resultados del programa de diagnóstico de Colecciones. La actividad debe ser realizada por el personal de servicios generales, de manera que éste debe recibir la capacitación, entrenamiento (manipulación) y supervisión necesaria por parte de los funcionarios del grupo de conservación.

Dotación de bioseguridad: Monogafas en policarbonato, bata desechable u overol enterizo en tela quirúrgica, guantes preferiblemente de poliuretano, pues son de mayor duración y permiten manipular adecuadamente la documentación, y respirador industrial de partículas con filtro N95, aprobado por NIOSH que cumple con las pautas de los Centros para el Control de Enfermedades (CDC) para exposición a material contaminado.

Insumos: Aspiradora de agua con boquilla o cepillo respectivo, malla, tamiz o liencillo de protección, brochas de cerdas suaves, aspersor manual con alcohol antiséptico 75%, trapos secos.

DESCRIPCIÓN DE ACTIVIDADES: Cuando la documentación llega al laboratorio procedente de registro y control, debe ser sometida a limpieza antes de los procedimientos de saneamiento documental.

El área destinada para ejecutar las actividades de limpieza documental debe cumplir con los siguientes requisitos: (i) aislada de zonas de alto tráfico (ii) aireación adecuada, (iii) pisos, muros y superficies de trabajo en material no poroso, ni higroscópico y de fácil limpieza, (iv) estantería abierta para disposición de la documentación limpia.

La documentación debe ser dispuesta en el área por el personal de servicios generales bajo la asesoría del grupo de conservación. Previamente realizar la numeración secuencial de todos los estantes de la colección en el depósito, indicando el número de libros que contienen cada uno. Es importante que cada integrante del equipo de trabajo tenga claras sus funciones y conozca la secuencia de inicio, desarrollo y fin de la actividad, por ejemplo identificar el estante y en qué dirección se tomarán las obras a limpiar.

Para remover los libros o unidades de los estantes, se debe hacer en pequeñas cantidades, siempre empujando en cada inicio de entrepaño hacia el fondo del mismo, los cuatro o cinco libros inmediatamente vecinos a las obras que se tomarán, para así agarrar con seguridad los libros a remover, y colocarlos en un sitio anexo, por ejemplo, sobre un carro para libros ó mesa, cuidando de no alterar su orden de clasificación.

Cada entrepaño desocupado debe limpiarse con un paño estático, agua y jabón y alcohol antiseptico75%.

Ya dispuestas las unidades bibliográficas en el área, conjuntamente con el profesional encargado, y de acuerdo con el estado de conservación de los materiales, escoger la técnica: manual mediante la utilización de brochas de cerda natural o sintéticas no abrasivas y/o mecánica, utilizando la aspiradora.

De acuerdo con el diagnóstico de colecciones, consignar en el formato de control de limpieza, si es necesario efectuar el re almacenamiento o encuadernación de las unidades de la colección.

Iniciado el proceso, si se determinó limpieza sólo con aspiradora, debe realizarse con succión regulada y cepillo de cerda suave en buen estado, ésta técnica es empleada para materiales

físicamente estables. Aspirar cada libro cerrado, realizando una barrida inicialmente por los 3 cortes de la obra, desde adentro hacia afuera y posteriormente por sus respectivas tapas y lomo.

Posteriormente iniciar en el interior de la unidad folio a folio, con la ayuda de la brocha y la aspiradora.

Para las unidades frágiles muy deterioradas, debe utilizarse un tamiz o liencillo como barrera protectora sobre los libros o documentos y luego proceder limpiar con la aspiradora.

Si la limpieza se realiza en forma manual con brocha, se toma cada libro cerrado y se realiza una barrida inicialmente por sus 3 cortes, sin levantar el libro de la mesa, desde adentro hacia afuera y posteriormente sus respectivas tapas y lomo. Finalizada la limpieza externa, abrir la unidad y limpiar folio a folio y entre costuras. Después del tratamiento puntual, aspirar para recoger los residuos de polvo depositados sobre la mesa de trabajo.

Se hace prioritario durante el proceso de trabajo el prestar atención al estado de conservación del material, bien por extrema fragilidad ó manifestación de biodeterioro, para lo cual se debe registrar la unidad en el formato y aislarla. Informar al profesional responsable del programa de intervenciones para ejecutar las acciones preventivas y curativas pertinentes.

La documentación aislada con biodeterioro, debe ser envuelta en papel Kraft®, NUNCA usar bolsas plásticas. Enviar la documentación a la zona destinada para saneamiento puntual y realizar los análisis microbiológicos correspondientes.

Paralelo al proceso de limpieza eliminar material metálico como clips o bandas de caucho que en algún momento pueden deteriorar la unidad. Para el caso de flores, hojas secas, papeles con inscripciones alusivas al tema de la obra, se deben separar haciendo referencia a obra y página de la cual se sustrajo. Posteriormente deben ser entregados al curador de la Colección o al Grupo de conservación.

Finalizada la limpieza documental puntual, llevar las unidades a su respectivo depósito, previamente a la ubicación del material verificar que la estantería este seca, limpia y en buen estado. Si se encuentra algún tipo de deterioro informar al grupo de conservación, para que por parte de la administración del edificio se apliquen los correctivos necesarios.

Diligenciar la planilla de control de limpieza de colecciones y entregar al profesional a cargo por parte del Grupo de Conservación.

CAPITULO 3: DIAGNÓSTICO DE BIODETERIORO Y SANEAMIENTO

DOCUMENTAL

3.1 PROCESO DE AISLAMIENTO EN MICROORGANISMOS

DETERIORANTES EN LA BIBLIOTECA NACIONAL DE COLOMBIA

El acervo documental considerado de interés nacional está expuesto permanentemente a sufrir alteraciones de tipo físico, químico y biológico. El deterioro biológico es causado principalmente por microorganismos como consecuencia de la colonización y utilización del papel y otros sustratos como fuente de carbono, lo que ocasiona cambios indeseados en las propiedades del material (Villalba et al, 2004). Dentro de los grupos microbianos implicados en el fenómeno del biodeterioro de diversos soportes documentales (material bibliográfico y audiovisual), se han encontrado a los hongos y las bacterias como los contaminantes más frecuentes en depósitos y colecciones que se exhiben en archivos, museos y bibliotecas; siendo su mecanismo de acción la producción de enzimas y ácidos orgánicos que causan manchas de diferentes tonalidades y están implicados en el proceso de degradación (Nieves, s.f). Cabe resaltar que la actividad de dichos agentes biológicos está determinada por factores ambientales como la humedad relativa, la temperatura, la naturaleza del soporte, el pH, la presencia de material particulado, el movimiento del aire y las concentraciones de oxigeno del lugar, que deben ser monitoreados como medida para controlar la aparición y crecimiento de microorganismos deteriorantes (Nieves, s.f). El aislamiento e identificación de los agentes biológicos implicados en el deterioro de los fondos documentales y audiovisuales, constituye el primer paso en el diagnóstico y establecimiento de programas de prevención y control de deterioro producido por microorganismos en bienes culturales (Rodríguez, 2004). OBJETIVO: Aislar e identificar los microorganismos implicados en el deterioro de soportes documentales en la Biblioteca Nacional de Colombia. DEFINICIONES: Indicador de biodeterioro: Manifestación visual en el soporte documental producto de la actividad de los microorganismos. Medio de cultivo: Sustrato sólido, semisólido o líquido empleado para el aislamiento de microorganismos. Xerófilo: Microorganismos capaces de crecer en condiciones de baja actividad de agua (Aw). Inoculación: Siembra de un microorganismo en un medio de cultivo. Morfotipo: Categoría en la que un individuo es clasificado de acuerdo con sus formas. NOTAS DE SEGURIDAD:

Dotación de seguridad: Bata de uso personal, gorro, guantes desechables, tapabocas o máscara en lo posible con filtro HEPA, gafas de seguridad. Impacto ambiental : El impacto ambiental de esta práctica es mínimo ya que los insumos y reactivos que se utilizan lo representan ningún riesgo biológico. La manipulación de microorganismos debe llevarse a cabo en laboratorios donde se manejen normas de bioseguridad. Consideraciones éticas: Los ensayos propuestos se realizarán con microorganismos a nivel in Vitro y no implican el manejo de humanos o animales como sujetos de experimentación , por lo que representa ensayos de mínimo riesgo.

3.1.1. DESCRIPCIÓN DE ACTIVIDADES

3.1.1.1 MATERIALES E INSUMOS:

Aspersor con alcohol antiséptico

Mecheros de alcohol

Hisopos estériles

Bisturí mango #15

Cuchillas # 3

Medios de cultivo para aislamiento de hongos filamentosos y levaduras (PDA y DG18 suplementados con cloranfenicol, caldo sabouraud).

Medios de cultivo para aislamiento de bacterias ( Agar nutritivo y caldo sabouraud)

Cajas de petri 60mm

Tubos tapa rosca 13X100.

Pipetas.

Pipeteador

Agujas de disección para siembra de hongos filamentosos.

Asa redonda para aislamiento de levaduras y bacterias.

Láminas portaobjetos

Azul de lactofenol

Colorantes de Gram.

Cinta adhesiva transparente

Microscopio óptico

Incubadora

Cámara fotográfica digital

3.1.1.2 PERSONAL: Profesional o auxiliar en microbiología y afines.

METODOLOGÍA:

3.1.1.3 Preparación de medios de cultivo. Caldo Sabouraud ( por componentes) a. Suspender 10 gramos de peptona y 20 gramos de Glucosa por litro de medio de cultivo a preparar en

agua destilada. b. Agitar constantemente y calentar hasta que se disuelvan todos los componentes. c. Servir 3 ml del caldo en los tubos tapa rosca. d. Esterilizar en autoclave a 121°C por 15 minutos.

Agar PDA suplementado con cloranfenicol.

a. Disolver 39 gramos de agar PDA comercial en un litro de agua destilada. b. Agregar 50 miligramos de cloranfenicol por litro de medio de cultivo. c. Agitar constantemente y calentar hasta alcanzar el punto de ebullición. d. Esterilizar en autoclave 121°C por 15 minutos. e. Servir en las cajas de petri.

Agar DG18 para hongos xerófilos suplementado con cloranfenicol.

Peptona 5 g/L Glucosa 10 g/L KH2PO4 1g/L MgSO4 0.5 g/L Agar-agar 15 g /L Cloranfenicol 50 mg/ L 1 ml de una sln 0.2% p/v de dicloran en etanol 175 ml /L Glicerol

a. Preparar una solución stock de Dicloran al 0.2% p/v como se describe a continuación: Suspender 0.2 gramos de Dicloran en 100 ml de etanol al 96% grado analítico. Agitar hasta disolver completamente. b. Disolver los componentes excepto la solución de Dicloran, cloranfenicol y el glicerol en 800 ml de agua destilada y calentar hasta disolver completamente. c. Añadir 1 ml de la solución de Dicloran previamente preparada y 50 miligramos de cloranfenicol. d. Adicionar 175 ml de glicerol y aforar a un litro con agua destilada. e. Esterilizar en autoclave a 121°C por 15 minutos y servir en las cajas de petri.

Agar Nutritivo.

a. Disolver 31 gramos de agar nutritivo comercial en un litro de agua destilada (Ver concentración en recipiente). b. Agitar constantemente y calentar hasta alcanzar el punto de ebullición.

c. Esterilizar en autoclave 121°C por 15 minutos. d. Servir en las cajas de petri.

3.1.1.4 Caracterización de los indicadores de biodeterioro.

a. Seleccionar las unidades documentales para la toma de muestras. b. Registrar la información bibliográfica como título, año y lugar de publicación asi como la

materialidad del soporte. c. Seleccionar los puntos de toma de muestra haciendo el correspondiente registro de la página y

características del indicador de deterioro considerando los siguientes aspectos: forma, color y ubicación; como se describe a continuación.: Ver figura 1.

d.

Figura 1. Nomenclatura según forma, color y ubicación de los indicadores de biodeterioro en la unidad documental.

e. Realizar el correspondiente registro fotográfico de los indicadores de biodeterioro. En el caso de material audiovisual, incluyendo fotografías en soporte papel, nitrato de celulosa, acetato de celulosa y diapositivas, los indicadores de biodeterioro se visualizan como puntos o

manchas en el soporte. Específicamente en el caso de los hongos filamentosos aparecen como pequeñas hifas concéntricas embebidas en el material con tonalidades blancas, amarillas o cafés (Ver figura 2 ) .

A. B. Figura 2. Indicadores de biodeterioro en diapositivas. A. Presencia de hifas en crecimiento sobre la emulsión. B. Foxing asociado a microorganismos, sobre el marco en material celulósico.

3.1.1.5 Toma de muestras de la documentación. Los siguientes procedimientos deben realizarse en el área de influencia del mechero y utilizando el aspersor con alcohol antiséptico para reducir la carga microbiana ambiental del área de trabajo.

a. Realizar un ligero raspado de las zonas donde se encuentra el indicador de biodeterioro utilizando el bisturí en soporte papel e hisopos estériles en material audiovisual hasta obtener una muestra del indicador. Ver figura 3 NOTA: Debe prestarse especial atención a conservar la integridad del documento evitando perforaciones o raspados en zonas donde hay técnica de registro e imagen.

Fig 3. Procedimiento de toma de muestras utilizando el bisturí.

b. Depositar las fibras obtenidas con el raspado o hisopado del indicador en los tubos que contienen el caldo sabouraud y en las cajas con medio de cultivo sólido ( PDA , DG18 y agar nutritivo) en tres puntos equidistantes de la siguiente manera:

Fig. 3. Esquema de siembra en medios sólidos.

NOTA: Debe realizarse el registro correspondiente al indicador de biodeterioro de donde se obtuvo la muestra y el medio de cultivo donde fue inoculado para posteriores correlaciones entre los microorganismos aislados y las manifestaciones visuales en el soporte.

3.1.1.6 Incubación a. Incubar los tubos con caldo sabouraud inoculados a 28°C y en agitación por 3 días. Luego de esto,

tomar una alícuota de 0.1 ml y hacer siembra por superficie en los medios sólidos (PDA, DG18 y agar nutritivo).

b. Incubar todos los medios sólidos inoculados (incluyendo los descritos en el punto anterior) a 28°C por 15 días para hongos filamentosos y levaduras y 48 horas para bacterias aerobias.

3.1.1.7 Purificación de colonias e identificación. a. Una vez transcurrido el tiempo de incubación, separar las colonias que crecieron en el medio de

cultivo, inoculando por punción central (hongos filamentosos) o siembra por agotamiento (bacterias y levaduras) en medios sólidos PDA, DG18 y agar nutritivo. Incubar a 28°C de 2 a 8 días para bacterias y hongos respectivamente.

Fig. 4. Esquema siembra por punción central para hongos filamentosos y siembra por agotamiento para bacterias y levaduras.

b. Realizar observaciones macroscópicas de las colonias, registrando características como: COLONIAS DE HONGOS FILAMENTOSOS

Color del anverso de la colonia.

Color del reverso de la colonia

Textura

Producción de pigmentos difusibles al medio.

Producción de exudados. COLONIAS DE BACTERIAS Y LEVADURAS

Color y aspecto de la colonia ( textura, forma, bordes)

Presencia de pigmentos.

c. Realizar observaciones microscópicas de las colonias, por medio del montaje de láminas con azul de lactofenol para hongos filamentosos. Registrar las características del micelio vegetativo y las estructuras reproductivas. En el caso de las bacterias y levaduras realizar coloración de Gram.

d. Registrar fotográficamente lo observado y hacer el seguimiento de claves taxonómicas para la identificación de los morfotipos de hongos filamentosos aislados. Para las levaduras y bacterias se hace necesaria la realización de pruebas bioquímicas para su identificación.

3.2 DETERMINACIÓN DE ACTIVIDADES HIDROLÍTICAS EN PLACA DE

MICROORGANISMOS DETERIORANTES EN LA BIBLIOTECA NACIONAL

DE COLOMBIA

El biodeterioro se define como un cambio indeseado en las propiedades de un material causado por la actividad vital de los organismos, actividad que se encuentra relacionada con su maquinaria metabólica que les permite degradar diferentes macromoléculas y sustratos complejos para obtener la energía necesaria para sobrevivir y reproducirse (Vaillant y Valentin, 1996). Específicamente en la degradación de soportes de papel, compuestos por fibras vegetales, aditivos funcionales (encolantes, carga, abrillantadores ópticos, agentes consolidantes) y tintas con aglutinantes orgánicos, participan diferentes poblaciones microbianas incluyendo bacterias, hongos y actinomicetos que hacen uso de complejos sistemas enzimáticos (celulasas, amilasas, glucanasas y proteasas) para utilizar el papel como fuente nutricional (Villalba et al, 2004). El estudio de tales sistemas enzimáticos siguiendo un enfoque bioprospectivo permite explorar el gran potencial de los microorganismos deteriorantes y sus enzimas hidrolíticas aplicables en el desarrollo de nuevos procedimientos en biorestauracion y biolimpieza de materiales afectados por la actividad vital de los agentes biológicos, así como en el desarrollo de nuevas biotecnologías. OBJETIVO: Evaluar las actividades hidrolíticas en placa (celulasas, amilasas y proteasas) para los microorganismos aislados de soportes documentales. DEFINICIONES: Inóculo: Concentración de células o esporas microbianas empleadas durante la siembra de microorganismos sobre medios de cultivo, bajo condiciones estándar. Enzima: Macromolécula biológica con capacidad catalítica y transformante. Generalmente proteinas con habilidad para aumentar la velocidad de las reacciones metabólicas mediante transformación directa de reactantes en productos. Celulasas: Enzimas con capacidad catalizadora sobre celulosa que convierten la celulosa en oligómeros o monómeros solubles como la glucosa. Amilasas: Enzimas con capacidad catalizadora sobre almidón que convierten la amilasa y la amilopectina en oligómeros o monómeros solubles como la glucosa. Proteasas: Enzimas con capacidad catalizadora sobre proteínas que convierten las proteínas en péptidos de menor complejidad. Halo de hidrólisis: Zonas traslucidas o contrastantes con el medio de cultivo ubicadas en la frontera del crecimiento microbiano que evidencian la actividad de una enzima o complejo multienzimático sobre un sustrato de interés. NOTAS DE SEGURIDAD

Dotación de seguridad: Bata de uso personal, gorro, guantes desechables, tapabocas o máscara en lo posible con filtro HEPA, gafas de seguridad.

Impacto ambiental: El impacto ambiental de esta práctica es mínimo ya que los insumos y reactivos que se utilizan lo representan ningún riesgo biológico. La manipulación de microorganismos debe llevarse a cabo en laboratorios donde se manejen normas de bioseguridad. Consideraciones éticas: Los ensayos propuestos se realizarán con microorganismos a nivel in Vitro y no implican el manejo de humanos o animales como sujetos de experimentación, por lo que representa ensayos de mínimo riesgo. 3.2.1. DESCRIPCIÓN DE ACTIVIDADES:

3.2.1.1. Materiales e insumos:

Aspersor manual con alcohol antiséptico para reducir carga microbiana ambiental del área de trabajo.

Cámaras de neubauer

Laminillas cubreobjetos

Microscopio óptico

Tubos 16x100 con 4.5 ml de solución salina 0.85% p/v estéril

Pitillos de 5 mm de diámetro estériles

Puntas amarillas y azules estériles

Juego de micropipetas ( 10-100 50 µl y 100-1000 50 µl)

Vaso precipitado con producto desinfectante para descartar material

Medios de cultivo para la recuperación de microorganismos ( PDA y agar nutritivo)

Medios de cultivo para screening de actividades hidrolíticas en placa: Carboximetilcelulosa (CMC) al 1%p/v, Agar almidón y agar Skim milk.

Colorantes de contraste para halos de hidrólisis: Rojo congo, lugol.

Pipetas Pasteur

Cabina de flujo laminar

Cámara fotográfica digital

Licuadora

Calibrador

Paños limpiadores

3.2.1.2. Personal: Profesional o auxiliar en microbiología o afines.

3.2.1.3. Metodología: 1. Generalidades:

Los puntos mencionados a continuación aplican para los tres perfiles hidrolíticos:

3.2.1.4. Recuperación de los microorganismos: Recuperar los microorganismos del cepario, provenientes de soportes documentales en placas de PDA para hongos filamentosos o placas de agar nutritivo para bacterias. Incubar los medios de cultivo inoculados con hongos filamentosos por 5-7 días a 28°C y con bacterias por 1 día a la misma temperatura.

3.2.1.5. Inoculación en placa: Preparación de inóculo para hongos filamentosos Preparar un inóculo de 10

5 propágulos / ml a partir de los cultivos recuperados de 5 días de

crecimiento tomando una asada del cultivo o un plug de 5 x 5 mm (dependiendo de la capacidad de esporulación del hongo filamentoso) y depositándola en un tubo con solución salina estéril. Agitar vigorosamente con el fin de realizar el desprendimiento de propágulos.y hacer recuento en cámara de Neubauer. Se sugiere realizar el recuento de conidios en los 25 cuadrantes omitiendo aquellos conidios que se encuentren en las líneas periféricas y calcular el número de conidios/ ml según la siguiente fórmula:

a. Conidios/mm3 = ∑conidios x fd

1 mm* 1 mm* 0,1 mm * 25/25 b. Conidios/mL = (conidios/mm

3) * (1 mm

3/1 µL) * (1000 µL/1 mL)

Donde: fd: inverso de la dilución. En este caso al recuento inicial no se le realiza dilución, por lo tanto fd = 10

0.

∑conidios: total esporas o conidios contados. Ajustar la concentración de propágulos en 10

5 realizando diluciones en caso de ser necesario.

3.2.1.6. Inoculación:

Realizar pozos centrales en los medios de cultivo para actividades hidrolíticas utilizando pitillos de 5mm o pipetas Pasteur de vidrio estériles. Inocular con 50 µl de la suspensión de conidios obtenida anteriormente.

Fig 1. Esquema de siembra en pozo para evaluación de actividades hidrolíticas en placa. Para el caso de hongos no esporulados, inocular con un disco de medio (plug) de 5 x 5 mm de diámetro obtenido con ayuda de una aguja para hongos o un pitillo estéril mediante punción en la periferia de las cepas.

Fig 2 . Esquema de siembra por disco de agar para evaluación de actividades hidrolíticas en placa de hongos no esporulados.

3.2.1.7. Incubación, toma de datos y análisis estadístico

Incubar los medios de cultivo inoculados a 20°C por 5 días ( aplica para las tres actividades hidrolíticas evaluadas)

Medir los halos de degradación y el diámetro de la colonia empleando un calibrador o regla. Se recomienda realizar las mediciones en forma de asterisco como se aprecia en la figura:

50 µl

Fig 2. Esquema de medición de diámetro de colonia y halos de hidrólisis en forma de asterisco.

Calcular el tamaño de los halos de hidrólisis aplicando la fórmula A-B= C; donde A hace referencia al diámetro de la colonia más el halo de hidrólisis, B es el diámetro de la colonia y C es el resultado de la diferencia de las dos medidas y equivalente al halo de degradación o de hidrólisis que formó el microorganismo (Rojas et al, 2009; Pedroza et al, 2001).

Fig 3. Determinación de halos de hidrólisis. A) Diámetro de la colonia + halo de hidrólisis .B) Diámetro de la colonia. (Tomado por Manrique y Patiño, 2011).

Seleccionar los morfotipos que presenten las actividades hidrolíticas más altas con base en: i) Las desviaciones estándar de los halos promedio obtenidos por morfotipo.; ii) La prueba de normalidad de Shapiro-Wilk test; si los datos presentan normalidad se deben evaluar las diferencias entre tratamientos mediante análisis de varianza de una vía; si los datos no presentan normalidad se deben determinar las diferencias con una prueba no paramétrica Kruskal-wallis de una vía.

Para estimar la diferencia entre muestras dentro de un tratamiento dado se recomienda graficar los datos en columnas con barras de desviación estándar ( α=0,05)

3.2.2 Determinación de actividades hidrolíticas en placa 3.2.2.1. Actividad celulolítica

Preparar placas de agar carboximetilcelulosa (CMC) de baja densidad (Sigma) al 1% p/v ( 10g/L)

CMC agar Cloruro de amonio 1g/L Sulfato de amonio 1g/L KH2 PO4 0.1 g/L CaCl2 0.4 g/L MgSO4 * 7H2O 0.1 g/L CMC Sigma 10 g/L Agar-agar 15 g/L (Techapun et al, 2001) a. Suspender las sales en un litro de agua destilada. Calentar hasta disolver completamente. b. Adicionar la solución de sales a la licuadora y posteriormente agregar 15 g de agar y 10 g de

carboximetilcelulosa simultáneamente.

4

B

A

HALO DE HIDROLISIS

c. Licuar de 5-10 minutos hasta conseguir una mezcla homogénea. d. Ajustar p H a 6.5 – 7. e. Esterilizar en autoclave a 121°C por 15 minutos y servir en las cajas de petri.

Luego de inocular e incubar los medios de cultivo observar el halo de actividad celulolítica en cada caja mediante tinción con rojo congo al 0.1% p/v manejando el siguiente procedimiento:

a. Adicionar rojo congo al 0.1% directamente sobre las placas de cultivo con ayuda de una pipeta

Pasteur como se observa a continuación. Equilibrar por 5 minutos a temperatura ambiente.

Fig 4. Procedimiento revelado de halos de hidrólisis con rojo congo en agar CMC.

b. Retirar el exceso de colorante y realizar lavados sucesivos (2-5 lavados) con NaCl 1M hasta que se elimine el exceso de color.

Fig 5. Procedimiento de lavado con solución salina.

c. De ser necesario revelar halos de hidrólisis por contraste con ácido acético 0.1% v/v.

Fig 6 . Procedimiento adición de ácido acético para mejorar

contraste de halos de hidrólisis en agar CMC.

Fig 7 . Placa de carboximetilcelulosa (CMC) revelada con rojo congo al 0.1% p/v.

Nótese el halo de hidrólisis. (Tomado por Manrique y Patiño, 2011)

3.2.2.2. Actividad amilolítica

Preparar placas de agar almidón al 1% p/v. Agar almidón Almidón hidrosoluble 10 g/L Extracto de levadura 3 g /L Agar –agar 12 g / L pH : 6.5 -7

a. Suspender todos los componentes en 1 litro de agua destilada. b. Calentar hasta disolver. c. Ajustar p H d. Esterilizar en autoclave por medio ciclo (7.5 p.s.i x 7 minutos) y servir en las cajas de petri.

Luego de inocular e incubar los medios de cultivo, revelar el halo de actividad amilolítica adicionando lugol en la superficie del medio (Atlas R, 1995) Interpretar el halo de hidrólisis como la zona que no se tiñe de morado alrededor de la colonia.

Fig 8 . Procedimiento revelado de halos de hidrólisis con lugol en agar almidón.

Fig 9 . Placa de agar almidón revelada con lugol. Nótese el halo de hidrólisis.

(Tomado por Manrique y Patiño, 2011) 3.2.2.3. Actividad proteolítica

Preparar placas de agar Skim milk al 1% p/v Agar skim milk Skim milk ( leche descremada) 10 g/L Sulfato de amonio 0.5 g/L Cloruro de calcio 0.5 g/L Fosfato monobásico de potasio 0.1 g/L pH : 7 Fosfato dibásico de potasio 0.1 g/L Agar-agar 15 g/L

a. Suspender todos los componentes excepto el agar-agar en un litro de agua destilada. Agitar para disolver.

b. Ajustar pH c. Agregar el agar-agar y calentar hasta ebullición suave. d. Esterilizar en autoclave por medio ciclo ( 7.5 p.s.i x 7 minutos) y servir en cajas de petri.

Luego de inocular e incubar las placas, observar el halo de actividad proteolítica en cada caja directamente por contraste.

Fig 10 . Placa de agar skim milk . Nótese el halo de hidrólisis por contraste directo. (Tomado por Manrique y Patiño, 2011)

3.3. SANEAMIENTO DOCUMENTAL

OBJETIVO Eliminar los agentes biológicos comprometidos en el deterioro de los acervos para garantizar la conservación de la documentación a través de los diversos procesos técnicos y cuidar la salud de los funcionarios e investigadores que la manipulan y la consultan. METODOLOGÍA

Dotación de bioseguridad

Bata de dril y/o desechable

Monogafas de seguridad

Gorro desechable (tela quirúrgica)

Máscaras o respiradores industriales con filtro HEPA o de eficiencia N95

Guantes desechables de nitrilo preferiblemente, calibre 8

Guantes blancos de algodón

Insumos

Producto de control seleccionado y formulado según lo establecido por el laboratorio del grupo de Conservación de la Biblioteca Nacional. Se utilizarán amonios cuaternarios a 400ppm. El producto debe ser inerte para no alterar el soporte y técnica de registro de la unidad bibliográfica.

Aspersor manual con alcohol antiséptico (75%).

Nebulizador (saneamiento masivo)

Cámara hermética (saneamiento masivo)

Hisopos y torundas de algodón

Vaso precipitado con producto desinfectante (hipoclorito de sodio al 3.5%) para descartar el material utilizado

Espátula

Pinzas

Paños limpiadores

Papel filtro

Medios de cultivo primarios

Asas microbiológicas 3.3.1. DESCRIPCIÓN DE ACTIVIDADES: 3.3.1.1. Saneamiento Puntual

El área destinada para ejecutar las actividades de saneamiento debe cumplir con los siguientes requisitos: (i) aislada de zonas de alto tráfico, (ii) aireación adecuada, (iii) pisos, muros y superficies de trabajo en material no poroso, ni higroscópico y de fácil limpieza, (iv) estantería abierta para disposición de la documentación, que permita separar el material contaminado del saneado.

El nivel de biodeterioro5 de la documentación determina el tipo de saneamiento: puntual o masivo,

saneamiento puntual documentación con nivel de bajo ha avanzado y saneamiento masivo (en cámara) biodeterioro incipiente, con frecuencia en encuadernaciones, hojas de guarda y cantos. Es importante mencionar que un indicador predominante en este nivel es el foxing asociado a microbiodeterioro.

En el caso unidades con biodeterioro avanzado y medio, si el micelio esta en costuras y lomos, determinar conjuntamente con el restaurador si debe realizarse desencuadernación total o parcial de la unidad:

Desencuadernado total: es necesaria cuando el biodeterioro se ubica entre las costuras (Foto 1 y 2) y el saneamiento y/o remoción de micelio no puede hacerse con la simple apertura del libro. Este proceso debe ser aprobado por el grupo de conservación y realizado por un restaurador.

Desencuadernado parcial: consiste en retirar solamente la encuadernación o pastas, sin retirar los folios. Es necesaria cuando el biodeterioro se ubica solo en encuadernación y hojas de guarda.

5 Nivel de biodeterioro: Incipiente: encuadernaciones y hojas de guarda, bajo: Cobertura 1-5/16 e intensidad

de 1-25%, medio: Cobertura 6-10/16 e intensidad de 26-50% y avanzado: Cobertura 11-16/16 e intensidad de 51-100%.

Fotos 1 y 2. Biodeterioro en costuras.

Definido el nivel de biodeterioro y antes de cualquier procedimiento, establecer con el laboratorio la toma de muestras microbiológicas

6 para aislar los microorganismos causantes de biodeterioro,

efectuar los biotest necesarios para seleccionar la concentración ideal del producto de control y consolidar el banco de cepas o microorganismos que constituyen el material biológico para futuras investigaciones.

Posterior a la toma de muestras, en caso de que la capa de micelio presente en la superficie del soporte o unidad bibliográfica sea muy densa, no es aconsejable realizar la limpieza con aspiradora, ni brocha, debe realizarse con una torunda de algodón impregnada en el producto de control, recogiendo el micelio de manera que no se propague en el ambiente. Luego de este procedimiento los algodones deben ser descartados en bolsas rojas.

Posterior a la limpieza se debe colocar papel filtro en el vuelto tanto de la encuadernación como de los folios, y con la torunda de algodón ó un hisopo humedecido con la solución desinfectante realizar la aplicación del producto sobre el indicador y 5cm más al rededor, girando el hisopo suavemente o la torunda de algodón, es muy importante verificar la solubilidad de las tintas antes de utilizar el producto (Figura 4).

Luego de la aplicación del producto, si es necesario se debe secar el área tratada con una corriente de aire fría (secador manual) con el fin de eliminar la humedad residual del producto desinfectante.

Figura 2. Procedimiento de aplicación del producto de control en cantos y folios de la unidad

bibliográfica.

6 Diligenciar formato de toma de muestras de la base de datos cepario del laboratorio del grupo de

conservación.

Se debe verificar que los folios o unidad saneada no esté húmeda, para continuar con el almacenamiento y disposición en el depósito correspondiente.

Adecuar un área para colocar el material tratado, lejos de fuentes de contaminación, para los posteriores tratamientos de conservación, restauración y reprografía.

Finalizado el procedimiento de saneamiento documental puntual, se debe realizar una segunda toma de muestras a partir de los indicadores. Esta actividad es el control de calidad

7 del

procedimiento.

El manejo de residuos biológicos y similares, se rige por los principios básicos de bioseguridad, gestión integral, minimización en la generación, cultura de la no basura, precaución y prevención, determinados en el Decreto 2676 de 2000. El descarte debe contemplar el Código único de colores según la clase de residuos, en este caso particular, de acuerdo con la caracterización, son residuos peligrosos (Tabla 1. Clasificación de los residuos, color de recipientes y rótulos respectivos, Manual de procedimientos para la gestión integral de residuos hospitalarios y similares en Colombia, Ministerio de salud y Ministerio del Medio Ambiente, resolución No. 01164 de 2002)

De manera tal que la eliminación de los productos generados durante el procedimiento como las gasas, algodones, papel filtro, entre otros, debe realizarse en recipientes rígidos reutilizables y bolsas desechables de color rojo, como se aprecia en el siguiente cuadro.

PELIGROSOS INFECCIOSOS Biosanitarios, Cortopunzantes y Químicos Citotóxicos.

Compuestos por cultivos, mezcla de microorganismos, medios de cultivo, vacunas vencidas o inutilizadas, filtros de gases utilizados en áreas contaminadas por agentes infecciosos o cualquier residuo contaminado por éstos.

Rojo

Rotular

RIESGO BIOLÓGICO

3.3.1.2. Saneamiento Masivo

Las unidades bibliográficas con deterioro incipiente (microbiodeterioro en encuadernaciones y hojas de guarda) serán sometidas a un saneamiento masivo.

Al igual que con el saneamiento puntual, inicialmente proceder a la toma de muestras microbiológicas y diligenciar el formato correspondiente.

El procedimiento masivo implica la aplicación del producto de control de manera que toda la documentación, a nivel de encuadernaciones, cantos y hojas de guarda quede tratada.

Disponer de un área aislada con ventilación y estantería abierta para ubicar la documentación. El espacio debe contar con un sistema de cierre que permita el hermetismo, esto evita salidas del producto y permite que la suspensión o el gas permanezcan y penetren las zonas afectas de la unidad.

Colocar las unidades bibliográficas en la estantería en posición vertical y abrir cada unidad para asegurar el contacto del principio activo con las zonas afectadas (Figura 5).

7 Diligenciar formato de control de calidad de la Base de Datos del Laboratorio del grupo de conservación.

o

Figura 3. Ubicación de las unidades en estantería para la aplicación del producto de control por nebulización o gas.

En caso de contar solo con producto de control en solución o líquido, lo ideal es aplicarlo por nebulización. Lo anterior garantiza el tamaño de la partícula en suspensión entre 1 y 7 micras, facilita el contacto con el microorganismo sin empapar las unidades y permite la distribución homogénea del desinfectante.

Aplicado el producto, cerrar herméticamente el lugar y dejar actuar por 24 a 48 horas.

Abrir el área destinada para el saneamiento y ventilar mínimo 8 horas. Posteriormente revisar las unidades y verificar que estén completamente secas y tomar muestras microbiológicas al azar de algunas de las unidades bibliográficas para comprobar la efectividad del tratamiento, diligenciar el formato de control de calidad de la base de datos del Laboratorio de conservación y continuar con las actividades de conservación, restauración o reprografía.

Bibliografía: Atlas R. 1995. Handbook of media for environmental microbiology. ed., CRC. 540 p. Boca Raton, Florida. Barnett. O, Hunter B.1998 Ilustrated genera of imperfect fungi. Burgless. Publishing Co. Minneapolis, USA. Pedroza A, Matiz A y Gómez D. 2001. Manual de laboratorio introducción a la Biotecnología. Pontificia Universidad Javeriana: 27-32p. Rojas, J. A; Cruz, C.A ; Mikan, J.F; Villalba, L.S; Cepero de Garcia M.C y Restrepo, S. 2009. Isoenzyme characterization of proteases and amylases and partial purification of proteases from filamentous fungi causing biodeterioration of industrial paper. International Biodeterioration & Biodegradation 63: 169-175. Rodríguez , M. 2004. Estudios científicos previos para la conservación de libros y documentos. En: Jornadas Monográficas, Prevención del Biodeterioro en Archivo y Bibliotecas. Consulta en línea. Disponible en: http://www.mcu.es/patrimonio/docs/MC/IPHE/M0901-02-4-2-PDF2.pdf. Consultado en Abril 3 de 2011. Techapun C, Sinsuwongwat S, Poosaran N, Watanabe M, Sasaki K. 2001. Production of a cellulase-free xylanase from agricultural waste materials by a thermotolerant Streptomyces sp. Biotechnology Letters 23:1685 - 1689. Vaillant C. y Valentin N. 1996. Principios básicos de la conservación documental y causas de su deterioro. 1 Edición. Editorial Ministerio de la Educacion y Cultura. Madrid, España. 185 p. Valentín, N. s.f. Conferencia basada en la publicación “ El biodeterioro de materiales orgánicos”. Consulta en línea. Disponible en: http://www.abracor.com.br/novosite/downloads/nieves_valentin.pdf. Consultado en Abril 3 de 2011. Villalba, L.S, Mikán, J. F y Sánchez J. 2004. Actividades hidrolíticas y caracterización isoenzimática de poblaciones microbianas aisladas del patrimonio documental del Archivo General de Colombia. NOVA 2;50-58.