Nº6 Nº 6 Boletín Micológico de FAMCAL

Año2011

Nº 6 Boletín Micológico de FAMCAL

Una contribución de FAMCAL a la difusión de losconocimientos micológicos en Castilla y León

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Año2011

Nº6

Con la colaboración de

PORTADAINTERIOR

Boletín Micológico de FAMCAL

Una contribución de FAMCAL a la difusión de losconocimientos micológicos en Castilla y León

COORDINADOR DEL BOLETÍNLuis Alberto Parra Sánchez

COMITÉ EDITORIALRafael Aramendi SánchezAgustín Caballero MorenoRafael López RevueltaJesús Martínez de la HeraLuis Alberto Parra SánchezJuan Manuel Velasco Santos

COMITÉ CIENTÍFICO ASESORLuis Alberto Parra SánchezJuan Manuel Velasco Santos

Reservados todos los derechos. No está permitida la reproducción total o parcial de este libro, ni su tratamiento informático, ni la transmisión de ninguna forma o por cualquier medio, ya sea electrónico, mecánico, por fotocopia, por registro u otros métodos, sin el permiso previo y por escrito del titular del copyright.La Federación de Asociaciones Micológicas de Castilla y León no se responsabiliza de las opiniones expresadas en los artículos firmados.

© Federación de Asociaciones Micológicas de Castilla y León (FAMCAL)Edita: Federación de Asociaciones Micológicas de Castilla y León (FAMCAL) http://www.famcal.esColabora: Junta de Castilla y León. Consejería de Medio AmbienteProducción Editorial: NC Comunicación. Avda. Padre Isla, 70, 1ºB. 24002 León Tel. 902 910 002 E-mail: [email protected] http://www.nuevacomunicacion.comD.L.: Le-1011-06ISSN: 1886-5984

Nº6 Boletín Micológico de FAMCAL 9

Índice

Índice

Presentación ....................................................................................................................................................................................11

Favolaschia calocera, una especie de origen tropical recolectada en el País Vasco,

por ARRILLAGA, P. & J. RIEZU ......................................................................................................................................................13

Aportaciones al conocimiento del género Agaricus en el noroeste de la península ibérica (III): Agaricus subrufescens,

segunda cita para España y Portugal,

por BLANCO-DIOS, J.B. & Ó. REQUEJO .....................................................................................................................................19

Ciclo biológico y atlas evolutivo de un bello mixomiceto de identificación problemática: Cribraria aurantiaca,

por BOZA, C. & J. DE UÑA .............................................................................................................................................................25

Algunas especies raras o interesantes de Agaricales recolectadas en la península ibérica (España),

por CABALLERO, A. & G. MUÑOZ ................................................................................................................................................39

Segunda cita para la península ibérica de Gymnomyces ilicis,

por CABERO, J. ................................................................................................................................................................................63

Algunas especies de Lactarius interesantes de León, Asturias y Cantabria,

por CADIÑANOS, J.A. & E. FIDALGO ...........................................................................................................................................69

Nuevas aportaciones al conocimiento de los hongos de la cordillera Cantábrica (León),

por CASARES, P., A. TERRÓN & B. LLAMAS ..............................................................................................................................75

Cantharellus romagnesianus, Cantharellus gallaecicus, Mycenella rubropunctata y Pholiotina striipes, cuatro especies

poco frecuentes encontradas en Candás (Asturias),

por CUESTA, J., N. SANTAMARÍA & S. SERRANO ....................................................................................................................83

Dos especies del género Ustilago de la provincia de Guadalajara (España),

por GONZALO, M.Á. & M.Á. RIBES ...............................................................................................................................................97

Cortinarios de aparición primaveral. I.,

por MAhIQUES, R. & J. BALLARÀ ..............................................................................................................................................101

Elaphomyces virgatosporus, primera cita para la península ibérica de una especie con escasas localizaciones en el

mundo,

por PAZ, I. & C. LAVOISE ..............................................................................................................................................................117

Algunos ascomicetos interesantes de Castilla y León,

por RIBES, M.Á., J. CUESTA & E. ARCONADA .........................................................................................................................123

Coprinopsis vermiculifer, una especie poco común recogida en el Parque Nacional de Sierra Nevada,

por RUIZ-MATEO, A. & J. BLEDA ................................................................................................................................................135

Brote de intoxicación alimentaria asociado al consumo de Tricholoma josserandii,

por TEJEDOR, F. & J. ÁLVAREZ ...................................................................................................................................................141

Determinación de ph y contenido acuoso en carpóforos comestibles ofertados comercialmente: valoración de

metodologías,

por MARCO, P., M.E. VENTURINI, C.S. RIVERA, C. LÓPEZ & D. BLANCO ...........................................................................145

Los nombres comunes y vernáculos castellanos de las setas: Micoverna-I. Primera recopilación realizada a partir de

literatura micológica e informantes,

por VELASCO J.M. , A. MARTÍN & A. GONZÁLEZ ....................................................................................................................155

IX “Feria de la Trufa” negra de invierno en Abejar, Soria,

por ALONSO, C. .............................................................................................................................................................................217

Crónica del IX Encuentro de Asociaciones Micológicas de Castilla y León,

por ALONSO, T. ..............................................................................................................................................................................221

Normas para la presentación de los trabajos ...........................................................................................................................225

Suscripción al Boletín Micológico de FAMCAL .......................................................................................................................231


Presentación

Presentación

De nuevo ponemos a disposición de los lecto-

res micólogos y aficionados un nuevo número de

nuestro Boletín Micológico de FAMcAL, y ya son

seis, en el cual hemos puesto todo nuestro em-

peño para continuar mejorando su calidad con

la esperanza de que satisfaga a todos nuestros

lectores. En este caso, con un cierto retraso por

haber dejado el cargo nuestro presidente, Santia-

go de Castro Alfageme, el cual también realizaba

las tareas de coordinación de este boletín. Des-

de aquí queremos expresar nuestro más sincero

agradecimiento a sus desvelos, esfuerzos y tiem-

po dedicado a la publicación de los anteriores

números.

Así como el año 2010 se celebró el Año Inter-

nacional de la Biodiversidad, este año 2011 ha

sido declarado por la Asamblea General de las

Naciones Unidas como Año Internacional de

los Bosques, con el objetivo de que tomemos

conciencia de que “los bosques son parte inte-

grante del desarrollo sostenible del planeta debi-

do a los beneficios económicos, socioculturales y

ambientales que proporcionan”. Ambas celebra-

ciones nos afectan de cerca y están íntimamente

relacionadas con la Micología y su objeto de es-

tudio, los hongos. Desde este boletín queremos

contribuir al conocimiento de estos seres y su

relevante función en los bosques para la conser-

vación de los mismos.

De la misma manera que en los bosques en los

bosques, y en otros entornos naturales, los seres vi-

vos no racionales han sabido establecer colabora-

ciones y sinergias que les han permitido sobrevivir

en el tiempo, los humanos deberíamos aprender

de ellos y utilizar nuestro raciocinio para crear re-

laciones estables de colaboración a todos los nive-

les, incluido el de nuestra humilde Federación de

Asociaciones Micológicas de Castilla y León. Aho-

ra que afrontamos cambios en los cargos de repre-

sentación y propuestas para modificar los estatu-

tos de la federación, es hora de arrimar el hombro

por parte de todos los asociados y crear relaciones

simbióticas para un fructífero trabajo dentro de

FAMCAL que redunde en beneficio de la sociedad

castellana y leonesa, en particular, y española en

general.

Seguiremos trabajando en aras del conoci-

miento y de las relaciones personales cordiales

para disfrute de la Naturaleza propio y ajeno.

El presidente en funciones,

Enrique Fernández Villamor y

el Comité Científico Asesor.


ARRiLLAGA, P. & J. RieZU

INTRODUCCIÓN

En este artículo se describe una especie de

hongo procedente de zonas tropicales recolecta-

da en dos ocasiones en el País Vasco, concreta-

mente en el municipio de Oyartzun, durante los

meses de junio y julio del 2010. Esta especie ha

sido escasamente citada en Europa y nuestros

hallazgos suponen la segunda y tercera citas

para el territorio español. Estas nuevas citas tie-

nen un alto interés corológico como indicador

de la progresiva difusión de la especie a nivel

tanto del territorio nacional como del conjunto

de Europa. Se realiza para ello un estudio tanto

macroscópico como microscópico de las recolec-

tas y se estudia, como material de referencia, una

muestra del material recogido por primera vez

en Gijón (Asturias), facilitado por Santi Serrano.

Se acompaña el estudio con las correspondien-

tes imágenes de archivo tanto macroscópicas

como microscópicas. El material se conserva en

el herbario de la Sociedad de Ciencias Aranzadi,

ARAN-Fungi, sito en San Sebastián (Guipúzcoa).

Siguiendo la línea de trabajos anteriores

(ARRILLAGA & LASKIBAR, 2007; ARRILLAGA &

al., 2008; ARRILLAGA & al., 2009; ARRILLAGA & al.,

2010), el objetivo propuesto es describir y aportar

nuevas citas corológicas para nuestras áreas de

estudio, País Vasco y territorios limítrofes.

MATERIAL Y MÉTODOS

Para el estudio y descripción de los caracte-

res macroscópicos se han utilizado las notas de

campo y los carpóforos recolectados.

Las fotografías se han realizado en su propio

hábitat con una cámara digital Sony DSC-h10.

Para la microscopía se han empleado dos mi-

croscopios ópticos, uno de la marca Nikon y otro

de la marca Ura-technic, con objetivos de 10x,

40x, 60x y 100x en inmersión. En una primera ob-

servación se han recogido los datos del material

fresco y posteriormente se han contrastado con

el material de herbario.

Como medios de observación, tinción y re-

hidratación, se han utilizado el rojo congo SDS,

reactivo de Melzer, azul de cresilo y el hidróxido

amónico (Nh4Oh).

La medición de las esporas y la obtención del

coeficiente Q, relación longitud/anchura, se ha

realizado de acuerdo con el método de hEINE-

MANN & RAMMELOO (1985), para n = 60.

Todas las fotos han sido realizadas a partir de

la colección ARAN-Fungi 3020692 por P. Arrillaga.

DESCRIPCIÓN DEL MATERIAL RECOLECTADO

Favolaschia calocera R. heim ex R. heim,

Rev. Mycol. 31: 154. 1966.

Material estudiado: GUIPÚZCOA: Oyartzun,

Favolaschia calocera, una especie de origen tropical recolectada en el País VascoARRILLAGA, P.1 & J. RIEZU2

1Dpto. de Micología de la Sociedad de Ciencias Aranzadi, C/ Zorroagagaina 11, 20014 Donostia-San Sebastián (Guipúzcoa). E-mail: [email protected]. de Micología de la Sociedad de Ciencias Aranzadi, C/ Zorroagagaina 11, 20014 Donostia-San Sebastián (Guipúzcoa). E-mail: [email protected]

Resumen: ARRILLAGA, P. & J. RIEZU (2011). Favolaschia calocera, una especie de origen tropical recolectada en el País Vasco. Bol. Micol. FAMCAL 6: 13-18. Se dan descripciones macroscópicas y microscópicas de Favolaschia calocera R. heim ex R. heim, junto con sus datos corológicos.Palabras clave: Basidiomycetes, Mycenaceae, Favolaschia, corología, taxonomía.

Summary: ARRILLAGA, P. & J. RIEZU (2011). Favolaschia calocera, a tropical species collected in the Vasque Country. Bol. Micol. FAMCAL 6: 13-18. A full macroscopic and microscopic description of Favolaschia calocera R. heim ex R. heim is done, along with its chorologic data.Keywords: Basidiomycetes, Mycenaceae, Favolaschia, chorology, taxonomy.


Favolaschia calocera, una especie de origen tropical recolectada en el País Vasco

30TWN9093. Los ejemplares fueron recolectados

entre los helechos en el borde de un bosquecillo

de pinos y robles creciendo sobre ramas caídas

de Quercus sp., leg. J. Riezu y J.M. Zapirain, det.

P. Arrillaga y J. Riezu, 28-VI-2010, ARAN-Fungi

3020692. ibidem, leg. P. Arrillaga, J. Riezu y J.M.

Zapirain, det. P. Arrillaga y J. Riezu, 5-VII-2010.

ASTURIAS: Gijón, cercanías del Jardín Botá-

nico Atlántico, leg. F. Casero, det. S. Serrano,

08-XI-2009, herbario particular de S. Serrano,

2009111002.

Descripción macroscópica

Píleo de 5-16 mm de diámetro, semicircular

a reniforme, más o menos lobulado a ambos

lados de la inserción del estípite, inicialmente

convexo aplanado, finalmente aplanado, borde

fino, poco incurvado. Cutícula mate, pruinosa,

de color amarillo, amarillo anaranjado o salmón

anaranjado, generalmente con protuberancias

bajas marcadas por las paredes de los alvéolos

del himenóforo, formando una superficie de as-

pecto reticulado.

himenóforo formado por alvéolos en forma

de panal, angulosos, adnatos, concolores con

la cutícula, a veces con la arista de las paredes

blancuzca, más pequeños y regulares hacia el

borde, alargados o irregulares hacia el estípite,

de (0,5)1-1,5(2) mm de diámetro.

Estípite de 6-20 x 1-2 mm, cilíndrico o ligera-

mente estrechado hacia la base, de excéntrico a

lateral, en general algo incurvado, concolor con

el píleo, pruinoso.

Contexto amarillo a amarillo anaranjado, olor

acídulo ligero, sabor a caucho, un poco astrin-

gente.

Descripción microscópica

Esporas anchamente elipsoidales, ovoides,

subcilíndricas, algunas ligeramente renifor-

mes, lisas, con contenido gutular, amiloides,

de 9-10,69-12,5(13) x 6-6,96-8,2 µm, Q: 1,30-1,55-

1,76(1,90) para n = 60. Esporada no observada,

blanca según la literatura consultada.

Basidios claviformes, de 35-50 x 9-11 µm, es-

terigmas de hasta 12 µm, en nuestras recolectas,

Fig. 1. Favolaschia calocera. Basidiomas.



sobre todo, tetraspóricos, más escasos con (1), 2

o (3) esterigmas.

Queilocistidios de 30-100 x 9-15 µm, numero-

sos, de tipo acantocistidios, cilíndricos, clavifor-

mes, ventrudos con el ápice alargado y obtuso,

superficie cubierta de divertículos de 1(2) µm. Se

observan algunos pleurocistidios dispersos, acan-

tocistidiformes, entremezclados con los basidios.

Caulocistidios numerosos, de 56-110 x 7-11

µm, subcilíndricos, flexuosos, en general lisos,

algunos parcialmente diverticulados, bien hacia

el ápice o hacia la base.

Gloeocistidios de 28-65 x 10-23 µm, abundan-

tes y presentes en todo el carpóforo, con conte-

nido oleoso, gútulas refringentes de distintas

dimensiones de color amarillo o amarillo ana-

ranjado, a veces naranja pardusco, variando la

forma y dimensión según la zona del carpóforo,

anchamente claviformes a esferopedunculados

en el cutis, subcilíndricos y más alargados en el

himenio, muy numerosos en la estipitipellis.

Pileipellis mixta, de tipo himeniforme, forma-

da por células piriformes a subglobosas de 20-45

x 10-20 µm, gloeocistidios con gútulas de conte-

nido oleoso amarillento anaranjado, de 45-52 x

12-15 µm, y células claviformes a subcilíndricas,

diverticuladas sobre todo en la zona apical, de 25-

48 x 7-11 µm. Subcutis formado por hifas entrela-

zadas más o menos gelatinizadas, de 2-3 µm de

grosor, pigmento extracelular presente, fíbulas

no observadas.

Observaciones

Favolaschia calocera fue observada originaria-

mente en la isla de Madagascar, posteriormente

en el continente africano (PEGLER & RAYNER,

1969), y más tarde en Oceanía, donde según

nuestros datos ha sido citada en Nueva Zelanda

y Australia.

En el continente europeo fue recolectada por

primera vez en Liguria, Italia, sobre restos de ma-

dera tropical utilizada en jardinería, publicándose

el hallazgo por VIZZINI & ZOTTI (2002: 169-176).

En la península ibérica se recolectó por pri-

mera vez en España, en la provincia de Asturias,

municipio de Gijón, en las cercanías del Jardín

Fig. 2. Favolaschia calocera. Basidiomas.



Botánico Atlántico, publicándose el hallazgo

por MENÉNDEZ & RUBIO (2009).

Nuestras recolectas suponen, por lo tanto,

una segunda y tercera citas para la península

ibérica y la primera y segunda citas para el País

Vasco. Es importante señalar que el lugar donde

se encontraron los ejemplares es una zona ru-

ral muy poco transitada, sin influencia de plan-

tas exóticas y aunque relativamente cercana a

algunos caseríos, se encuentra alejada varios

kilómetros de los núcleos de población más im-

portantes.

En el entorno, discurre una senda entre hele-

chos por el borde de una vaguada lindante con

un bosquecillo de Pinus pinaster y Quercus pyre-

naica, un poco más abajo del lugar de recolecta

se encuentran algunos ejemplares de Quercus

rubra (especie exótica procedente del este de

Norteamérica).

En cuanto a la taxonomía, Favolaschia caloce-

ra está considerada por los autores (hEIM, 1946;

SINGER, 1974; PEGLER, 1977; VIZZINI & ZOTTI,

2002) como una especie bispórica y sin fíbulas

en las hifas. hemos podido constatar estos ca-

racteres taxonómicos en el estudio realizado del

material recolectado en la provincia de Asturias.

SINGER (1974: 38-39), contempla que F. calo-

cera var. claudopus, presente algunos basidios

con 1, 3 o 4 esporas, pero los considera excep-

cionales.

Los ejemplares estudiados presentan como

carácter diferencial importante los numerosos

basidios tetraspóricos que superan en número

a los bispóricos y naturalmente a los más esca-

sos monospóricos y trispóricos. En un primer

momento, dicha observación nos hizo pensar

en la posibilidad de que se tratase de Favolas-

chia thwaitesii, pero los poros de esta última son

mucho más pequeños entre 0,18-0,40 mm, (PE-

GLER, 1977), frente a los (0,5)1-1,5(2) mm en los

de la recolecta estudiada. Así mismo, PEGLER

(1977: 240), realiza una detallada descripción de

Favolaschia thwaitesii a la que describe con las

hifas provistas de fíbulas, hecho éste que no se

ha podido observar en ninguno de los ejempla-

res analizados.

Fig. 3. Favolaschia calocera. A: Esporas, B: Basidios, C: Queilocistidios, D: Gloeocistidios, E: Caulocistidios. Barra=10 µm.



En base a lo expuesto y mientras no se dis-

ponga de más recolectas, se considera que los

ejemplares recolectados en el municipio de

Oyartzun pueden haber sufrido esta variación

en el número de esterigmas en los basidios por

un mecanismo de adaptación de la especie al

entorno de crecimiento.

AGRADECIMIENTOS

Nuestro agradecimiento al micólogo Santi

Serrano, por el material de herbario de Favolas-

chia calocera amablemente cedido. También

agradecemos por la ayuda y atención prestada

a Enrique Rubio, Pierre-Arthur Moreau, Mirca

Zotti, José Manuel Lekuona, Luis Alberto Parra

e Ibai Olariaga.

REFERENCIAS

ARRILLAGA, P. & X. LASKIBAR (2007). Especies

raras o poco conocidas de hongos macromi-

cetos. Bol. Micol. FAMcAL 2: 13-21.

ARRILLAGA, P., J.M. LEKUONA & I. OLARIAGA

(2008). Especies raras o poco conocidas de

hongos macromicetos II. Bol. Micol. FAMcAL

3: 85-94.

ARRILLAGA, P., J.M. LEKUONA & J.L. TERES


hongos macromicetos III. Zizak 6: 35-44.

ARRILLAGA P., FERREÑO J. & J.I. ITURRIOZ


hongos macromicetos IV. Bol. Micol. FAMcAL

5: 65-76.

hEINEMANN, P. & J. RAMMELOO (1985). De

la mesure des spores et de son expression.

Agarica 6(12): 366-380.

hEIM, R. (1946) [“1945”]. Les agarics tropicaux

à hymenium tubulé. Madagascar, Côte

d’Ivoire, Antilles, Insulinde. Rev. Mycol. 10:

3-61.

MENÉNDEZ, J.L. & E. RUBIO (2009). Favolaschia

calocera R. heim. http://www.asturnatura.

com/especie/favolaschia-calocera.html.

[consultada el 21 de enero de 2011].

PEGLER, D.N. (1977). A preliminary Agaric Flora

of East Africa. Kew Bulletin Additional Series

VI: 240-241.

Fig. 4. Favolaschia calocera. Elementos de la pileipellis. Barra=10 µm.



PEGLER, D.N. & R.W. RAYNER. (1969) A

Contribution to the Agaric Flora of Kenya.

Kew Bulletin 23(3): 395-397.

SINGER, R. (1974). A monograph of Favolaschia.

Beihefte Zur nova Hedwigia heft 50: 37-40 / 46-47.

VIZZINI, A. & M. ZOTTI (2002). Favolaschia

calocera, a Tropical species Collected in Italy.

Mycotaxon Vol. LXXXII: 169-176.


BLAncO-diOS, J.B. & Ó. ReQUeJO

INTRODUCCIÓN

El estudio del género Agaricus L. en el noroes-

te de la península ibérica nos ha llevado a publi-

car varias contribuciones al conocimiento en ese

territorio (BLANCO-DIOS, 1998, 2001, 2005), entre

las que destaca la descripción de Agaricus freirei

como especie nueva para la ciencia (BLANCO-

DIOS, 2001; CASTRO & BLANCO-DIOS, 2007).

En esta ocasión comunicamos el hallazgo en dos

localidades de España y Portugal de Agaricus

subrufescens Peck. Esta especie fue descrita por

primera vez por C.h. Peck en 1893. En 1999, M.M.

Nauta describe una nueva especie con material

procedente de holanda y Gran Bretaña, a la que

denominó Agaricus rufotegulis (NAUTA, 1999). En

un posterior trabajo, KERRIGAN (2005), usando

técnicas moleculares, sinonimiza la especie des-

crita por Nauta con Agaricus subrufescens y A.

brasiliensis Wasser, M. Didukh, De Amazonas &

Stamets (WASSER & al., 2002), siendo prioritario

el epíteto del taxón descrito por Peck.

Por la importancia corológica de las recolec-

ciones se aporta una descripción macro y mi-

croscópica del material estudiado, fotografías y

comentarios sobre la taxonomía y ecología de

esta especie.

MATERIAL Y MÉTODOS

Para la descripción macroscópica se han

utilizado las notas y las fotografías tomadas en

el momento de la recolección. Para el estudio

de las estructuras microscópicas hemos utili-

zado un microscopio óptico equipado con cá-

mara clara. Como reactivos para este estudio

se han empleado agua destilada, rojo congo en

agua al 1% e hidróxido potásico al 10%. Como

reactivos macroscópicos se han utilizado ácido

nítrico y aceite de anilina para la realización de

la reacción de Schaeffer y KOh al 10 %. Las ex-

siccata se conservan en el herbario LOU-Fungi,

situado en el Centro de Investigación Forestal

de Lourizán (Pontevedra), dependiente de la

Consellería de Medio Rural de la Xunta de Ga-

licia.

DESCRIPCIÓN

Agaricus subrufescens Peck, new York State,

Mus. Ann. Rep. 46: 105. 1893 [“1892”]

= Agaricus rufotegulis Nauta, Persoonia 17

(2): 231. 1999

= Agaricus brasiliensis Wasser, M. Didukh, De

Amazonas & Stamets, int. J. Med. Mush. 4: 274.

2002

Aportaciones al conocimiento del género Agaricus en el noroeste de la península ibérica (III): Agaricus subrufescens, segunda cita para España y Portugal

BLANCO-DIOS, J.B.1 & Ó. REQUEJO2

1Asociación Micolóxica Brincabois. C/ Fernando II, Nº 6, 1º izq., 36003 Pontevedra. E-mail: [email protected]/ Coruña nº 12, 2ºA, 36473 Salceda de Caselas, Pontevedra. E-mail: [email protected]

Resumen: BLANCO-DIOS, J.B. & Ó. REQUEJO (2011). Aportaciones al conocimiento del género Agaricus L. en el noroeste de la península ibérica (III): Agaricus subrufescens, segunda cita para España y Portugal. Bol. Micol. FAMCAL 6: 19-24. Se describen, macro- y microscópicamente, tres recolecciones de Agaricus subrufescens Peck, que constituyen segunda cita para España y segunda y tercera citas para Portugal.Palabras clave: Agaricales, Agaricus, corología, taxonomía, España, Portugal.

Summary: BLANCO-DIOS, J.B. & Ó. REQUEJO (2011). Contributions to knowledge of the genus Agaricus L. in the Northwest of the Iberian Peninsula (III): Agaricus subrufescens, second record from Spain and Portugal. Bol. Micol. FAMCAL 6: 19-37. Three gatherings of Agaricus subrufescens Peck, including the second record for Spain and the second and third record for Portugal, are described macro- and microscopically.Keywords: Agaricales, Agaricus. chorology, taxonomy, Spain, Portugal.


Aportaciones al conocimiento del género Agaricus en el noroeste de la península ibérica (iii): Agaricus subrufescens, segunda cita para españa y Portugal

Fig. 1. Agaricus subrufescens (LOU-Fungi 16761). Foto: Ó. Requejo.

Fig. 2. Agaricus subrufescens (LOU-Fungi 19451). Foto: J.B. Blanco-Dios.



Material estudiado: ESPAÑA: Pontevedra, Salva-

terra de Miño, Cabreira, 29TNG3961, 80 m, sobre un

montón de restos vegetales para la obtención de

abono orgánico, 28-IX-2008, leg. Ó. Requejo, LOU-

Fungi 16761. PORTUGAL: Minho, Caminha, Pinhal

de Camarido, 29TNG1134, 10 m, en plantación de

Pinus pinaster sobre dunas, 13-X-2007, leg. J.B.

Blanco-Dios, LOU-Fungi 19451; ibidem, 27-X-2007,

leg. J.B. Blanco-Dios, LOU-Fungi 19452.


(Figs. 1, 2, 3 y 4). Píleo de 58-90 mm de diá-

metro, al principio de hemisférico a subcilíndri-

co, posteriormente convexo y, finalmente, más o

menos aplanado o con el centro truncado, con el

margen irregular, ligeramente excedente y apendi-

culado con restos del anillo. Cutícula tomentosa,

que amarillea intensamente al tacto, al principio

completamente recubierta de estrechas y largas

escamas o fibrillas de color entre ocre y pardo cla-

ro con tonos purpúreos sobre fondo blanquecino;

en el centro del sombrero es de color pardo con

tonos purpúreos más marcados y que permanece

indisociada en escamas o fibrillas. Láminas libres,

anchas (de hasta 5 mm), prietas, al principio blan-

quecinas con tonos grises, después gris salmón

en los adultos, finalmente oscurecen hasta color

pardo o pardo negruzco. Arista más pálida. Esti-

pe de 52-90 x 9,5-23 mm, fistuloso, inicialmente

grueso o anchamente claviforme, luego cilíndri-

co y, a menudo, bulboso, blanco por encima del

anillo y blanquecino por debajo de éste, liso por

encima del anillo y, por debajo de éste, recubierto

completamente de delicadas fibrillas blancas que

amarillean fuertemente al frotarlas, para luego to-

mar tonos gris ocráceo amarronado, más o menos

intensos en función de la manipulación ejercida,

mientras que, en ejemplares viejos, esta colora-

ción es entre ocre anaranjado y marrón en todo

el estipe, gris ocráceo en las proximidades de las

láminas. La superficie del estipe es pruinosa en el

tercio inferior, donde amarillea al frotarla con ma-

yor intensidad que el píleo, para después virar a

ocre o pardo. Base del estipe con presencia de lar-

gos rizomorfos, también amarillos al tocarlos. Ani-

llo súpero, amplio, membranoso, deja restos en el

margen del píleo al formarse, blanquecino en la

superficie superior (salvo varias manchas de espo-

ras de color salmón ocráceo), con la parte inferior

recubierta por escamitas algodonoso-verrucosas,

de color inicialmente blanquecino y luego salmón

ocráceo pardusco. En los ejemplares adultos el

anillo se pierde con facilidad o queda reducido a

hilachas y no amarillea, toma tonos anaranjados

o marrones en los adultos y es inmutable en los

jóvenes. Trama de color variable: en numerosos

ejemplares se produce un amarilleamiento in-

tenso, tanto exterior como interiormente que, en

general, acaba virando al cabo de unos minutos a

ocre o pardo, en unas zonas con mayor rapidez y

en otras de forma más lenta, llegando solo a ama-

rillo ocráceo; en otros carpóforos recolectados, la

trama vira a amarillo en distintas zonas interiores

y exteriores del píleo y del estipe, lugares donde,

al cabo de varios minutos, vira a alguna de esta

amplia gama de tonalidades: gris ocráceo, ocre,

marrón ocráceo anaranjado, gris vinoso, marrón

purpúreo vinoso, pardo vinoso y/o vinoso, con ma-

yor o menor intensidad. Por otra parte, en algún

ejemplar joven alguna zona permanece blanca,

sin amarillear. Como caso extremo, en algunos

ejemplares, ya sean jóvenes o adultos, solo ama-

rillea ligeramente la base del estipe, permane-

ciendo blanca el resto de la trama. Olor y sabor

intensos a almendras amargas, más notable en la

base del estipe, salvo en los ejemplares viejos, en

los cuales el olor es a champiñón deshidratado.

Reacción de Schaeffer positiva, de color amarillo

intenso en toda la trama, amarillo oro o anaranja-

do en la cutícula pileica, rojizo anaranjado fuerte

en la superficie de la base del estipe, negativa o

dudosa en el resto de la superficie. Reacción po-

sitiva al KOh (5 y 10 %), de color amarillo vivo en

todo el esporocarpo en el momento de aplicación,

después cambia a color crema.


(Fig. 5). Esporas de (5-) 5,2-6,3 (-7) x 4,2-5 µm,

Q=1,06-1,6, de subglobosas a elipsoidales, sin

poro germinativo, lisas, normalmente unigutula-

das. Basidios de 19-25 x 6,5-8,5 µm, claviformes,

tetraspóricos. Queilocistidios numerosos, en su

mayor parte catenulados y formados por elemen-

tos claviformes, de 15-25 x 8-12 µm, y/o elementos



Fig. 3. Agaricus subrufescens (LOU-Fungi 19451), detalle del amarilleamiento del estipe. Foto: J.B. Blanco-Dios.

Fig. 4. Agaricus subrufescens (LOU-Fungi 16761), detalle del anillo algodonoso. Foto: Ó. Requejo.



Fig. 5. Agaricus subrufescens (LOU-Fungi 16761). A: Esporas, B: Basidios, C: Queilocistidios, D: hifas de la cara inferior del anillo, E: Estipitipellis. Barra=10 µm. Ó. Requejo.



entre subglobosos y esféricos de 7-12 x 6-11 µm.

Pileipellis en cutis, formada por hifas de 5-10 µm

de ancho, con elementos intercalados o termina-

les hinchados o claviformes, de 35-60 x 12-20 µm.

hifas de la cara inferior del anillo formadas por

elementos estrechados en los septos, con nume-

rosos elementos aislados libres, subcilíndricos,

subglobosos, claviformes o piriformes de 35-50

x 12-17 µm. Estipitipellis formada por hifas cilín-

dricas paralelas de 4,5-8 µm de ancho, entremez-

cladas con elementos deformemente globosos de

11-15 x 7-11 µm.

Observaciones

NAUTA (1999) sitúa a Agaricus subrufescens

en la sección Spissicaules dentro del subgénero

Lanagaricus, opinión que no comparte KERRIGAN

(2005), que lo incluye en la sección Arvenses.

En la península ibérica solo hemos encontrado

citada esta especie una vez para Portugal (Beira

Litoral, Leiria, Sâo Pedro de Muel), como Agari-

cus rufotegulis Nauta (hAUSKNEChT, 2002) y en

otra ocasión para España (País Vasco, Guipúzcoa,

Itziar) (ARRILLAGA & PARRA, 2006), por lo que

creemos que las presentes recolecciones de este

taxón constituyen segunda mención para España

y segunda y tercera menciones para Portugal.

Las especies europeas más cercanas a Aga-

ricus subrufescens son A. augustus Fr. y A. brun-

neolus (J.E. Lange) Pilát (= A. porphyrizon P.D.

Orton). La especie más próxima macroscópica-

mente hablando sería Agaricus augustus, que

presenta en ocasiones una gran similitud en la

forma y ornamentación del sombrero, en la es-

tructura del anillo, cambio de color de la trama al

amarillo anaranjado y olor a almendras amargas,

aunque el estipe de ésta está recubierto de esca-

mas de color amarillo anaranjado, mientras que

el estipe de A. subrufescens es entre liso a ligera-

mente pruinoso en la base. Microscópicamente,

Agaricus augustus tiene las esporas claramente

mayores, que llegan fácilmente a 10 µm de longi-

tud, mientras las esporas de A. subrufescens no

superan normalmente las 7 µm de longitud. Por

otra parte, A. subrufescens se diferencia macros-

cópicamente de A. brunneolus sobre todo por el

anillo algodonoso-lanoso en su cara inferior, que

es liso en esta especie y, microscópicamente, A.

subrufescens posee abundantes queilocistidios

catenulados, simples en A. brunneolus (ARRI-

LLAGA & PARRA, 2006).

AGRADECIMIENTOS

Estamos agradecidos a Luis Alberto Parra

(Aranda de Duero, Burgos) por la confirmación

de la identidad de los ejemplares estudiados y

por las informaciones aportadas, a Nicanor Floro

Andrés (Grupo Micolóxico Galego, Vigo, Ponteve-

dra) por su colaboración en la realización del es-

tudio microscópico y al Centro de Investigación

Forestal de Lourizán (Consellería de Medio Rural,

Xunta de Galicia), por facilitarnos la gestión y

conservación del herbario LOU-Fungi.

REFERENCIAS

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género Agaricus L. en España. XI. Agaricus

subrufescens, primera cita para España. Bol.

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te da Península Ibérica (I). Mykes 1: 61-66.

BLANCO-DIOS, J.B. (2001). Agaricales des dunes

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BLANCO-DIOS, J.B. (2005). Aportacións ao

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noroeste da Península Ibérica (II). Mykes 8: 45-50.

CASTRO, M.L. & J.B. BLANCO-DIOS (2007).

Algunos basidiomicetos raros o interesantes

de la Península Ibérica. Fungi non delineati,

XXXVII. Ed. Candusso. Alassio. 90 pp.

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KERRIGAN, R.W. (2005). Agaricus subrufescens,

a cultivated edible and medicinal mushroom,

and its synonyms. Mycologia 97(1): 12-24.

NAUTA, M.M. (1999). Notulae ad floram agaricinam

neerlandicam, XXXIII. Notes on Agaricus

section Spissicaules. Persoonia 17(2): 221-233.

WASSER S.P., M.Y. DIDUKh, M.A.L. de A.

AMAZONAS, E. NEVO, P. STAMETS &

A.F. da EIRA (2002). Is a widely cultivated

culinary-medicinal Royal Sun Agaricus (the

himematsutake Mushroom) indeed Agaricus

blazei Murrill? int. J. Med. Mushr. 4(4): 267-290.

Nº6 Boletín Micológico de FAMCAL 25Nº6 Boletín Micológico de FAMCAL 25

BOZA, c. & J. de UÑA

INTRODUCCIÓN

Nuestro anterior artículo (DE UÑA & al., 2010)

sobre Lamproderma gulielmae Meyl. nos dio pie

a comentar las características generales de los

mixomicetos, así como su problemática ubica-

ción entre los seres vivos y su dificultosa identi-

ficación. En dicho escrito se remarcaba, además,

la característica que hace únicos a estos entes en

el armazón natural planetario: su ciclo vital, basa-

do en una fase somática, reptante, multinucleada

y acelular o plasmodio (del griego plasma = “ob-

jeto moldeado”), con una estructura y fisiología

de carácter animal; y otra fase reproductora, con

indumentaria fúngica, que origina esporas den-

tro de esporotecas inmóviles. Podemos así dife-

renciar dos etapas en su desarrollo: una haplo-

fase, invisible a nuestros ojos, en la que, a partir

de la germinación de las esporas haploides, se

originan por mitosis células flageladas o no que

se unen por parejas; y una diplofase, donde la ca-

riogamia resultante de dichas uniones produce

un cigoto que crece por divisiones mitóticas sin-

crónicas originando un plasmodio plurinucleado,

con núcleos diploides (ALEXOPOULOS & MIMS,

1985). A partir de aquí, el espectáculo cambiante

de formas y colores, en ocasiones ya visible desde

el inicio, nos fascina: descubrimos el lento pero

continuo crecimiento de las venas plasmodiales,

que en esta etapa consiguen que el nuevo ser se

alimente de virus, bacterias, protozoos, esporas

de hongos y de plantas, y fragmentos de materia

orgánica no viva, incluso de cuerpos fructíferos

de hongos lignícolas y de otros hábitats, a los

que con frecuencia envuelven; más tarde, cuan-

do el plasmodio madura, se engrosa y se trans-

forma en uno o más esporocarpos típicos para

cada especie; en sus esporotecas el protoplasma

se escinde en numerosas esporas que realizan la

meiosis, y el ciclo puede así comenzar de nuevo.

Como fotógrafos de naturaleza fuimos recom-

pensados con la contemplación del vertiginoso

desarrollo vital completo de esta especie, ya que

no es frecuente observar en plena naturaleza la

progresiva maduración de un plasmodio y el con-

siguiente desarrollo de los esporocarpos, pues el

proceso necesita de un tiempo y unas condicio-

Ciclo biológico y atlas evolutivo de un bello mixomiceto de identificación problemática: Cribraria aurantiaca

BOZA, C.1 & J. DE UÑA2

1Carlos Boza Osuna, C/ Clara Campoamor 8, 9ºB, 50015 Zaragoza, España. E-mail: [email protected]é de Uña y Villamediana, Avda. Anselmo Clavé 47 dpdo. 3ºA (Edificio “Goya”), 50004 Zaragoza, España. E-mail: [email protected]

Resumen: BOZA, C. & J. DE UÑA (2011). Ciclo biológico y atlas evolutivo de un bello mixomiceto de identificación problemática: Cribraria aurantiaca. Bol. Micol. FAMCAL 6: 25-37. Se describe con detalle el ciclo vital completo de esta especie realizado en muestras de campo. Se analizan detalladamente sus características macroscópicas, microscópicas (tanto al microscopio óptico [M.O.] como al microscopio electrónico de barrido [M.E.B.]) y ecológicas (considerada como primera cita para Aragón y primera sobre madera de Fagus sylvatica). Se compara con algunas especies similares, revisándose brevemente la literatura y remarcando las dificultades para su circunscripción correcta.Palabras clave: cribraria aurantiaca, ciclo vital, muestras de campo, características, especies similares.

Summary: BOZA, C. & J. DE UÑA (2011). Life cycle and evolutionary atlas of a beautiful myxomycete problematic to identify: Cribraria aurantiaca. Bol. Micol. FAMCAL 6: 25-37. The full life cycle of this species is described in detail through field samples. Its macroscopic, microscopic (both under light microscope [LM] and scanning electron microscope [SEM]) and ecological features are analysed in detail (it is considered the first record for Aragon [Spain] and the first collection on Fagus sylvatica wood). A number of similar species are compared, literature is briefly discussed and those difficulties for its correct circunscription are emphasized.Keywords: cribraria aurantiaca, life cycle, field simples, features, similar species.


ciclo biológico y atlas evolutivo de un bello mixomiceto de identificación problemática: cribraria aurantiaca

nes ambientales óptimas (humedad, luz, tempe-

ratura, ph, y otras desconocidas) que pueden no

coincidir en un sustrato y momento determina-

dos. Sin embargo, si todos estos factores se con-

jugan sincrónicamente y, por supuesto, nuestros

ojos lo descubren, todo nuestro cuerpo queda

paralizado ante un acontecimiento natural que,

como tantos otros, nos maravilla y nos atrapa.

Teniendo en cuenta lo anterior, este trabajo bus-

ca una doble intención: de un lado, pretendemos

mostrar teórica y gráficamente el asombroso

proceso metamórfico evolutivo en plena natura-

leza –y no en cultivo, como suele ser lo habitual–

de cribraria aurantiaca Schrad., desde su etapa

plasmodial hasta la completa maduración de sus

esporocarpos, pasando por sus múltiples y varia-

das fases intermedias, estudiando así el desarro-

llo de un típico mixomiceto estipitado, endospó-

reo (esporas internas y rodeadas de un peridio)

y con faneroplasmodio (plasmodio visible), todo

lo cual conlleva a su vez un laborioso y grato tra-

bajo fotográfico; y, por otra parte, facilitar a los

interesados la identificación básica y sistemática

“de visu” en el campo del sorprendente género

cribraria Pers., denominado así por la peculiar

forma que toma la parte superior del esporocar-

po (esporoteca propiamente dicha), parecida a la

malla de un colador (de ahí su nombre, derivado

del latín cribrum = “tamiz”, “criba”).

Dentro de este género existen especies do-

tadas, bien con calículo basal membranoso y

una red con nudos engrosados en sus esporote-

cas (como es nuestra protagonista), o bien con

costillas que se extienden desde la base hacia

el ápice y conectadas con hilos transversales

(como es el ejemplo típico de c. cancellata). Sin

embargo, la existencia de especies con caracte-

rísticas intermedias hace difícil muchas veces su

neta filiación taxonómica. Eso es lo que ocurre

con “nuestra” cribraria aurantiaca Schrad., por

lo que pretendemos con este estudio contribuir,

mediante la descripción exhaustiva de nuestros

especímenes, a clarificar la discusión abierta en

nuestra Península sobre la identificación certe-

ra de otros ejemplares encontrados y asignados

como pertenecientes a esta especie, o atribuidos

a otras especies similares dentro del mismo gé-

nero o a una supuesta variedad intermedia.

MATERIAL Y MÉTODOS

Para las fotografías macro y microscópicas se

han seguido los mismos métodos que en nuestro

anterior trabajo (DE UÑA, & al., 2010).

Las referencias literarias descriptivas e imá-

genes del protólogo pueden encontrarse en los

libros ya clásicos de MARTIN & ALEXOPOULOS

(1969), NANNENGA-BREMEKAMP (1991), STE-

PhENSON & STEMPEN (1994), KELLER & BRAUN

(1999), NEUBERT, & al., (2001), LADO (2001) y en el

reciente de POULAIN & al., (2011) y las artísticas

láminas de hAëCKEL (1904) (Fig. 1) y las más prác-

ticas de campo de NANNENGA-BREMEKAMP (s.

d.) (Fig. 2 A-B).

Tanto para la descripción macroscópica como

microscópica de la especie nos hemos basado

fundamentalmente en la observación meticulo-

sa de la secuencia evolutiva de los especímenes

recolectados por nosotros. Para el tratamiento

descriptivo y sistemático, hemos seguido las di-

rectrices de LADO & PANDO (1997) que, a su vez,

son muy similares a las empleadas por los auto-

res previamente citados.

Fig. 1. c. aurantiaca (remarcada en rojo), en una lámina clásica de E. haëckel junto a otras especies de mixomicetos.



El material estudiado y las muestras de her-

bario se encuentran depositadas y debidamente

identificadas en el domicilio particular de uno de

los autores (C. Boza), bajo las siglas CB/JU. Las

preparaciones microscópicas permanentes se han

elaborado con medio de hoyer y se han sellado con

laca de uñas para su mejor preservación. Todos los

ejemplares fotografiados provienen de material sil-

vestre, no habiéndose utilizado ningún método de

crecimiento artificioso (cámara húmeda, etc.).

RESULTADOS

Cribraria aurantiaca Schrad., Nov. Gen. Pl.:

5. (1797)

cribraria vulgaris var. aurantiaca (Schrad.)

Pers., Syn. Meth. Fung. 1: 194. (1801)

Descripción original: cr. aurantiaca, gregaria,

peridio cernuo sphaerico: reticulo aequali nodoso,

pulvere aurantiaco.

Hab. in fagetis ad truncos putrescentes, sed

rarius occurrit. Gregatim nascitur mensibus Sep-

tembri et Octobri.

Material estudiado: ZARAGOZA: Sierra del

Moncayo, Parque Natural “Dehesa del Monca-

yo”, camino al Santuario de la Virgen del Mon-

cayo, aledaños de la “Fuente de la Teja”, en piso

montano de haya (Fagus sylvatica) y pino sil-

vestre (Pinus sylvestris), 1.300 m, sobre madera

descompuesta de haya (Fagus sylvatica), 04-VII-

2010, 11-VII-2010, 01-VIII-2010, leg.: C. Boza y J.

de Uña, CB-JU 1080.

Posición taxonómica

De acuerdo con BISBY & al. (2011), la pirámi-

de taxonómica actual de dicha especie es:

Eukaryota Wthittaker & Margulis [Dominio]

Protozoa Goldfuss [Reino]

Myxomycota Bold. [División / Phylum]

Myxomycetes Link. [Clase]

Liceales E. Jahn [Orden]

Cribrariaceae Rostaf. [Familia]

Cribraria Pers. [Género]

C. aurantiaca Schrad. [Especie]

DESCRIPCIÓN

Caracteres macroscópicos

El plasmodio

El plasmodio de c. aurantiaca parece ser

de tipo faneroplasmodio, es decir, microscópi-

co al principio, pero enseguida crece, se hace

más grueso y se despliega sobre el sustrato

formando un enrejado de venas con contenido

granular, fluido en algunas partes y gelatinoso

en otras y con una corriente de hialoplasma

reversible. En este estadio se hace evidente a

nuestros ojos en forma de “masa” abollonada

reptante y, cuando las condiciones internas y

externas son óptimas, fructifica con celeridad

en multitudinarios esporocarpos.

En nuestro caso, el plasmodio, de un verde

intenso y muy brillante (color poco habitual,

pues son el amarillo y blanco los que imperan),

emergía del interior de la húmeda madera de

un tronco de haya (Fagus sylvatica) en des-

composición a través de pequeños orificios y

grietas dispersos (Fig. 4), avanzando su resba-

ladizo y adherente contenido con gran lentitud

y desplegándose por las irregularidades del

sustrato. En este sentido, dado que el género

cribraria pertenece al orden Liceales (en el que

muchas de sus especies se desarrollan a par-

tir de un protoplasmodio microscópico, que al

fructificar da lugar a un solo esporocarpo pero

que, en cambio, no forma venas y es más o me-

nos homogéneo, avanzando también con par-

simonia), podríamos estar ante un plasmodio

de carácter intermedio, lo que reafirmaría la

tesis sobre la dificultosa filiación de nuestras

muestras.

Fig. 2 (A-B). Dibujos de campo de c. aurantiaca realiza-dos por N. E. Nannenga–Bremekamp.



Desarrollo evolutivo de los esporocarpos

Una vez recolectadas las muestras adecuada-

mente, conteniendo zonas plasmodiales y otras

donde los esporocarpos eran inmaduros todavía

o ya podían esporular, nos dispusimos a inmor-

talizar en fotografía digital tales maravillas, y

fue en ese momento cuando tuvimos la oportu-

nidad de observar la conversión de los verdosos

plasmodios en esporocarpos. De forma rápida,

continua e irreversible, pudimos diferenciar las

siguientes etapas de crecimiento: en primer lu-

gar, la formación de los primordios esporocár-

picos, en forma de pequeños montículos redon-

deados del mismo color del plasmodio (Fig. 5),

sin ninguna estructura que los separara de él;

todas las pequeñas semiesferas verdosas eran

de parecido tamaño, lo que hacía pensar en un

crecimiento al unísono. Enseguida la base del

plasmodio cambió de color pasando a un verde

pálido con tonalidades amarillentas, y de cada

primordio nació un pequeño pedúnculo que lo

elevaba del sustrato (Fig. 6): eran esporocarpos

inmaduros con un primitivo esporóforo (= es-

poroteca o esporangio) en su extremo superior

que conservaba la misma consistencia y color

que el primordio del que había surgido. Estos es-

porocarpos (ejemplares definidos o completos)

jóvenes, en una metamorfosis continua, desarro-

llaron progresivamente un estípite ya visible con

un color pardo anaranjado claro con tintes amari-

llos y con plegamientos longitudinales (Figs. 7-8),

mientras la base se transformaba en una masa

membranosa del mismo color, constituyendo el

hipotalo. En este momento, el esporóforo todavía

conservaba el color verdoso plasmodial pero se

observaban ya pequeñas manchas más oscuras

que formarían luego la red con nudos del peridio.

Como campeones del transformismo, los jóvenes

esporocarpos siguieron creciendo a partir de sus

estípites, que adquirieron color pardo oscuro en

su ápice. La base del esporóforo tomó la forma

membranosa pardo oscura característica de la

Fig. 3. Esporocarpos maduros de c. aurantiaca mostrando las dos características típicas del género: el calículo basal y la red peridial con sus nódulos. Foto: J. de Uña.



Figs. 4-8. Ciclo evolutivo de c. aurantiaca: 4.- Plasmodio gelatinoso verde y brillante. 5.- Primordios esporocárpicos creciendo a partir del plasmodio. 6.- Desarrollo de los estípites. 7 y 8.- Esporocarpos inmaduros con los nudos del peridio todavía sin unir. Fotos: C. Boza.



Figs. 9-13. Ciclo evolutivo de c. aurantiaca: 9 a 12.- Maduración progresiva de los esporocarpos; obsérvese el cambio de color de las esporotecas hasta el definitivo amarillo naranja intenso con puntos oscuros. 13.- Dehiscencia de las esporotecas dejando un peri-dio residual con un calículo basal (1/3 del total) y una red con nudos engrosados y evidentes. Foto 9: J. de Uña. Fotos 10-13: C. Boza.



Figs. 14-19. Imágenes comparativas [M.E.B. (izda.) y M.O. en medio de hoyer (dcha.)] de esporocarpos de c. aurantiaca. 14 y 15.- Esporocar-pos completos. 16 y 17.- Nudos de la red peridial evidenciando los filamentos de unión y los libres con esporas adheridas. 18 y 19.- Detalle de los filamentos de la red peridial mostrando los gránulos cálcicos y las inclusiones oleosas de las esporas (exclusivamente en M.O.). Fotos M.O.: J. de Uña / C. Boza.



Figs. 20-23. Imágenes comparativas [M.E.B. (izda.) y M.O. en medio de hoyer (dcha.)]. de un filamento libre con esporas (20 y 21) y calículo con la red peridial de c. aurantiaca, exponiendo los plegamientos y las costillas del borde superior que se unen a la red, así como las finísimas acanaladuras (M.E.B.) que lo diferencia de la superficie casi lisa observada al M.O. (22 y 23). Fotos M.O.: C. Boza / J. de Uña.

especie y sobre ella, todavía de color verde, se

diferenciaron claramente ya la red y los nudos

peridiales. Tras una etapa en la que los esporófo-

ros adquieren un tono verdoso más oscuro, que

contrasta con el amarillo del hipotalo y el pardo

anaranjado rojizo del estípite (Figs. 9 y 24), los es-

porocarpos presentan ya la estructura, el tamaño

y el color definitivos que les convierten en espo-

rocarpos maduros, capaces de hacer fructificar

multitud de esporas que hagan pervivir a tan be-

lla especie (Figs. 3, 10 y 11).

Estructura del esporocarpo maduro

cribraria aurantiaca es una especie gregaria.

En las tres ocasiones que la hemos observado en

el campo –siempre en el mismo lugar y con tan

solo un mes de diferencia–, los esporocarpos apa-

recían agrupados y extendiéndose a lo largo del

sustrato en grupos de numerosos ejemplares con

distinto nivel de desarrollo. Son erectos o, como

es típico en el género cribraria, tienden a colgar

los esporóforos, situados en su extremo superior,

como si fueran farolillos chinos (Fig. 12). El tama-

ño total de un esporocarpo íntegro y aislado es

variable y fluctúa de 1 a 2 mm de longitud. Parten

de un hipotalo común membranoso y grueso,

muy irregular, de color amarillento parduzco. El

estípite o pie nace de los pliegues del hipotalo

con una base cuatro a seis veces más ancha que

el ápice, que suele curvarse para sostener al es-

poróforo; se pliega a su vez en surcos irregulares

y no paralelos y retorcidos; el color varía de pardo

rojizo en la base a pardo negruzco en el ápice y,

conforme madura el espécimen, se atenúa y se

oscurece progresivamente; en ocasiones varios

estípites pueden fusionarse dando la impresión



de un solo y grueso pie que sustenta a un raci-

mo de esporóforos (Fig. 25). La esporoteca (=

esporóforo o esporangio) es de subglobosa a

esférica, de color amarillo oro vivo inicialmente

(de ahí el nombre específico, derivado del latín

aurantium = “dorado”, “de oro”) y brillante, con

muy tenues o inexistentes tintes anaranjados

(divergencia ésta con las descripciones de otras

muestras ibéricas que consideran la tonalidad

anaranjada como característica) y puntos pardo

verdosos oscuros anárquicamente distribuidos

que se corresponden con los nudos evidentes

de la red peridial; el diámetro es de 1/2 a 1/3 de

la longitud total del estípite; conforme madura,

su contenido global (esporas en masa) se hace

más mate, aunque persiste siempre su típico co-

lor dorado y los nudos peridiales se enrarecen

y minimizan, culminando el desarrollo con una

dehiscencia apical por dislaceración progresiva

del peridio reticular (Fig. 13). El peridio es simple

y posee dos partes bien diferenciadas: su base

(1/3 del total del mismo), membranosa, gruesa,

muy poco rugosa, que, tras la dehiscencia, per-

siste como un calículo profundo, de coloración

amarronada olivácea; por encima de este calícu-

lo el peridio toma un tono amarillo, que perma-

nece poco tiempo debido a la dehiscencia apical,

dejando una red con nudos alargados en su ma-

yoría y otros más o menos redondeados, gruesos,

conectados con filamentos delgados que com-

pletan la red. Como todos los representantes del

género, no posee ni columela ni capilicio.

Caracteres microscópicos

Al M.O. se observan los estípites con un co-

lor marrón rojizo negruzco, más claro conforme

nos acercamos al esporóforo, con estrías longitu-

dinales irregulares, alguna de ellas de color par-

do muy oscuro. Al M.E.B., tales estriaciones se

manifiestan como arrugamientos longitudinales,

observándose bien la diferencia de anchura entre

la base y el ápice.

El calículo basal, pardo amarillento al M.O.,

presenta unas nervaduras que nacen del estípite

y que, al llegar al final, se llenan de gránulos cál-

cicos. Al M.E.B. podemos observar unas bandas

Fig. 24. Esporocarpos de c. aurantiaca en diferentes fases de desarrollo no sincrónico, con esporotecas y estípites adheridos. Foto: J. de Uña.



o estrías muy finas paralelas que se insinúan y

sobresalen sutilmente de la superficie membra-

nosa y que unen las diferentes nervaduras.

La red peridial, del mismo color que el calí-

culo al M.O., nace de unas costillas en el borde

superior de dicho calículo (de unos 30-50 µm de

diámetro), a partir de las cuales se organizan los

nudos y filamentos que los unen. Observados al

M.E.B., los nudos se ven muy engrosados en la

parte central debido a la aglomeración de nódu-

los cálcicos de 1-2 µm de diámetro y, a lo largo

de su superficie lisa, se aprecian unas peque-

ñas depresiones crateriformes de unos 0,7-1 µm

(¿podrían ser lugares donde se insertan esporas

o la huella dejada por los nódulos de calcio des-

prendidos?). De cada nudo parten 3 a 4 filamen-

tos con esporas adheridas que se unen a otros

para completar la red, y, además, presentan típi-

camente de 0 a 2 filamentos libres (muy pocas

veces aparecen 3 o 4, pero, cuando esto aconte-

ce, es muy posible que se deba a roturas en las

uniones de los nudos).

Las esporas en masa son libres, de un color

amarillo oro intenso (y, para algunos autores,

anaranjadas, aunque -como ya apuntamos pre-

viamente- en las muestras estudiadas por noso-

tros este detalle no lo hemos apreciado). Al M.O.

y en medio de hoyer son incoloras, hialinas, muy

poco evidentes, dificultosas de observar y expo-

ner, subglobosas, lisas, con una inclusión oleosa

(NANNENGA–BREMEKAMP [1991] ha observado

a veces más de una inclusión), redondeada en el

material fresco y reniforme en las muestras enve-

jecidas y que, al parecer, desaparece después de

varios años de secarse dicho material; con el ob-

jetivo de inmersión estas inclusiones tienen una

apariencia grumosa, con zonas incoloras y otras

amarillo verdosas, brillantes y apenas percepti-

bles. Al M.E.B., las esporas deshidratadas están

arrugadas, tomando formas diversas que impiden

una correcta medición; no obstante, cuando algu-

na de ellas muestra una cara sin arrugar, nuestras

medidas (5-6 µm de diámetro), coinciden con los

diferentes autores (5-6-7 µm); la observación al

Fig. 25. Esporocarpos maduros agrupados de c. aurantiaca surgiendo de un hipotalo común membranáceo y de color pardo. Foto: C. Boza.



M.E.B. de la superficie esporal demuestra que no

es lisa sino con finas arrugas que confluyen ori-

ginando un conjunto de relieves irregulares; con

este método tampoco se observan las inclusiones

oleosas, probablemente por la manipulación es-

pecial que exige esta técnica (Figs. 14 a 23).

ESPECIES SIMILARES

El género cribraria Pers. es fácil de identificar

en el campo. Todos sus representantes son esti-

pitados (con la excepción de c. argillacea [Pers.

ex J.F. Gmel.] Pers. que puede ser sésil), con es-

poras de colores brillantes y con verrugas finas

o espínulas y un peridio engrosado que persiste

después de la dehiscencia como un calículo ba-

sal membranoso y una red con nudos engrosa-

dos en el resto de la esporoteca, o como costillas

que se extienden desde la base hacia el ápice

conectadas con hilos transversales delgados. El

problema radica en la existencia de especies con

características intermedias que confunden al

taxónomo, nombrando nuevas especies o cam-

biando el nombre a otras.

Según indica NANNENGA–BREMEKAMP

(1991), Persoon y más tarde Lister, consideraron

a c. aurantiaca como una variedad de c. vulga-

ris Schrad., señalando también que Schrader ya

describió de forma muy completa las dos espe-

cies y las consideró diferentes. En realidad am-

bas tienen divergencias suficientes como para

no ser confundidas: c. aurantiaca posee estípites

más largos, el color es más amarillento, la orna-

mentación esporal es muy distinta (en c. vulga-

ris las esporas están densamente cubiertas por

pequeñas y tenues verrugas dispuestas en deli-

cadas filas alineadas formando un retículo laxo

que confiere a las mismas un aspecto anguloso

y carecen de inclusiones oleosas), los nudos del

peridio son más gruesos, y, por último, el color

del plasmodio es gris.

En nuestra Península, LADO & PANDO (1997)

ya señalaron la necesidad de un estudio más

minucioso de las muestras de c. aurantiaca es-

tudiadas hasta entonces: en unas, las esporas

carecían de inclusiones oleosas, acercándolas a

c. persoonii Nann.-Bremek. (con plasmodio tam-

bién gris y sin filamentos nodales libres), y en

otras, que poseían inclusiones, los nudos de la

red peridial tenían de 2-4 extremos libres y eran

de color más pardusco. Nuestros especímenes

parecen encajar con los caracteres distintivos de

la especie, como son: esporotecas amarillas (con

tibias esfumaciones anaranjadas, en especial el

calículo), con muchos nudos oscuros en la red

peridial, estípites largos en relación con el espo-

róforo, esporas con inclusiones oleosas al M.O. y

nudos con 0-2 extremos o filamentos libres.

ECOLOGÍA

Distribución

FARR (1976) opina que c. aurantiaca es pro-

bablemente una especie de la zona templada, y

señala que no está de acuerdo con la condición

de especie cosmopolita que le otorga Torrend,

aunque ING (1999), al igual que este último autor,

la considera como tal.

hoy parece claro que la distribución mundial

es amplia, sobre todo después de su extensa lo-

calización en Centroamérica y Sudamérica: Mé-

jico, Panamá, Jamaica, Venezuela, Brasil, Chile

y Argentina (LADO & WRIGLEY, 2008), incluso en

los bosques subantárticos de Patagonia (WRI-

GLEY & al., 2010).

En cuanto a la península ibérica, LADO &

PANDO (1997), limitan su distribución a las zonas

más húmedas del norte y oeste. Más reciente-

mente, en el Sistema de Información Micológica

Ibérica en Línea (SIMIL) (hERNÁNDEZ-CRESPO,

2006), se muestra un mapa de reparto de esta

especie, localizándola en España (Barcelona, La

Coruña, Pontevedra y Gerona) y Portugal (Beira

Baxa y Estremadura).

Suelo, clima y vegetación asociada

La zona de prospección y localización de c.

aurantiaca objeto de estudio en este artículo, co-

rresponde al hayedo de la vertiente nororiental

de la sierra del Moncayo (localizado en el sector

central del sistema Ibérico), provincia de Zarago-

za y en pleno Parque Natural de la Dehesa del

Moncayo. Este macizo se caracteriza por un fuer-

te gradiente altitudinal (de 700 m en su base a

2.316 m en su cumbre) lo que se traduce en varia-

ciones considerables de temperatura, precipita-



ciones, nieblas, insolación, etc., y esto, a su vez,

se refleja en los distintos pisos de vegetación. A

esto hay que añadir la persistencia del viento frío

y seco del NW, el célebre “cierzo”, que es cana-

lizado a través del corredor que queda entre el

sistema Ibérico y los Pirineos.

El hayedo se sitúa por encima de los 1.200

m. Es un bosque característico de los ambientes

eurosiberianos y es el que se localiza más al sur

de Aragón. En esta zona, las hayas (Fagus sylva-

tica) superan los 15 m de altura y tienen un porte

tal que impiden el desarrollo del sotobosque de-

bido a la disposición de sus hojas, paralelas al

suelo, y a la escasa luz que se filtra bajo ellas.

Aun así, y junto a algún serbal (Sorbus aucupa-

ria) y ejemplares de acebo (ilex aquifolium), se

pueden encontrar: erica arborea (brezo blanco),

Genista florida (retama), cytisus purgans (piorno

serrano) y Arctostaphylos uva-ursi (gayuba), en-

tre otras especies de plantas que cubren el sue-

lo. Esto, junto a su denso ramaje, contribuyen a

una alta interceptación estacional de la precipi-

tación, colonizando, por tanto, las laderas bien

drenadas pero con abundantes nieblas (BALLA-

RÍN & PELAYO, 1985).

En cuanto a sus características edáficas, el

hayedo se localiza en la parte media de la ladera

con pendientes entre 30 y 40%. El suelo se desa-

rrolla sobre depósitos de clastos de areniscas y

conglomerados triásicos. El perfil supera los 150

cm con horizontes bien definidos. El horizonte

orgánico tiene unos 4 cm y el A unos 33 cm,

textura franco-arenosa y abundante pedregosi-

dad (30%) y se clasifica como umbrisol húmico.

Estos rasgos de los horizontes superficiales del

suelo favorecen la rápida infiltración del agua

en él (IBARRA & EChEVERRÍA, 2004).

cribaria aurantiaca es una especie lignícola

que se desarrolla tanto en madera de gimnos-

permas como de angiospermas. Así, en el mapa

de distribución de esta especie en la penínsu-

la ibérica, comentado anteriormente, podemos

leer el sustrato donde ha crecido: Barcelona

(castanea sp.), La Coruña (Pinus pinaster), Ge-

rona (Pinus sylvestris), Pontevedra (P. pinaster),

Beira Baxa (castanea sativa) y Estremadura

(Pinus sp.), siempre en zonas montañosas con

suficiente humedad. A estas citas añadimos la

nuestra, primera en Aragón, y también la única

(que tengamos noticia) desarrollada sobre ma-

dera de haya (Fagus sylvatica) abatida, a 1.300

m de altitud, a principios de julio y agosto del

2010 y después de unas generosas tormentas

estivales.

AGRADECIMIENTOS

A Ignacio Tacchini, del Instituto de Carboquí-

mica (ICB) de Zaragoza, dependiente del CSIC,

por la realización de las imágenes de microsco-

pía electrónica de barrido (MEB) que ilustran

este artículo.

A Luisa Davis y Juan Boza, por las traduccio-

nes en lengua inglesa.

A Raúl & Alberto S.C. Servicios Fotográficos,

por su amistad y ayuda en la optimización de las

imágenes fotográficas y en la pre-maquetación.

A nuestras respectivas esposas, por la pa-

ciencia demostrada ante el tiempo que dedica-

mos a la naturaleza.

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cABALLeRO, A. & G. MUÑOZ

INTRODUCCIÓN

Continuando en la línea del trabajo de uno de

nosotros (CABALLERO, 2010) exponemos en esta

ocasión otros 10 taxones raros o interesantes re-

colectados por los autores, esta vez procedentes

tanto de La Rioja como de otras regiones penin-

sulares.

MATERIAL Y MÉTODOS

Las colecciones estudiadas han sido fotogra-

fiadas macroscópicamente “in situ”. Para ello, se

han utilizado cámaras digitales (Nikon Coolpix

E8700, Fujifilm Finepix S1000fd por A. Caballero y

Nikon D50 por G. Muñoz); todas con uso de trípo-

de y luz natural. Exceptuamos el caso de la ima-

gen correspondiente a Leucoagaricus volvatus

(recolecta AC-2154, que figura aquí parcialmente

arriba a la izquierda) en el que se utilizó una cá-

mara analógica réflex Canon EOS1000FN con pe-

lícula de diapositiva, escaneada posteriormente

en un Epson Perfection 3170 Photo. Una vez en el

laboratorio, a cada recolecta se le ha asignado un

número de herbario, que coincide con el número

de imagen correspondiente. Se han realizado las

descripciones macroscópicas basadas en el ma-

terial aun fresco y, posteriormente, se han deshi-

dratado convenientemente para su conservación

en herbario. Para las observaciones microscópi-

cas y sus correspondientes descripciones, se ha

utilizado un microscopio óptico (General Óptica)

con luz incorporada y ocular micrométrico por A.

Caballero y un microscopio óptico Motic BA300

con cámara microfotográfica Moticam conecta-

da a un ordenador por G. Muñoz, con el que se

han realizado las fotografías de microscopía.

Posteriormente, han sido tratadas conveniente-

mente con un programa informático para imáge-

nes (Adobe Photoshop).

El material ha sido depositado en los herba-

rios particulares de los autores, Agustín Caballe-

ro Moreno, indicado aquí como AC y Guillermo

Muñoz González como GM.

Algunas especies raras o interesantes de Agaricales recolectadas en la península ibérica

CABALLERO, A.1 & G. MUÑOZ2

1C/ Andalucía 3, 4.º dcha, 26500 Calahorra, La Rioja, España. E-mail: [email protected]. Valvanera 32, 5.º dcha, 26500 Calahorra, La Rioja, España. E-mail: [email protected]

Resumen: CABALLERO, A. & G. MUÑOZ (2011). Algunas especies raras o interesantes de Agaricales recolectadas en la península ibérica. Bol. Micol. FAMCAL 6: 39-61. Se describen macro y microscópicamente diez taxones de Agaricales (Basidiomycota, Fungi), recolectados por los autores en la península ibérica (España): coprinopsis ochraceolanata (Bas) Redhead, Vilgalys & Moncalvo, coprinopsis scobicola (P.D. Orton) Redhead, Vilgalys & Moncalvo, Hebeloma sordidum Maire, inocybe alluvionis Stangl & J. Veselský, inocybe lavandulochlora Esteve-Rav. & M. Villarreal, inocybe pusio var. floccipes Esteve-Rav. & Fouchier, Lepiota nigrescentipes G. Riousset, Leucoagaricus volvatus Bon & A. Caball., Macrolepiota heimii Locq. ex Bon y Pluteus insidiosus Vellinga & Schreurs, acompañados de las correspondientes iconografías. Se aportan también datos corológicos. Se hacen algunos comentarios y referencias a taxones próximos. Palabras clave: Fungi, Basidiomycota, Agaricales, taxonomía, corología, península ibérica, España.

Summary: CABALLERO, A. & G. MUÑOZ (2011). Some rare or interesting species of Agaricales gathered in the Iberian Peninsula. Bol. Micol. FAMCAL 6: 39-61. Ten taxa of Agaricales (Basidiomycota, Fungi) gathered for the authors in the Iberian Peninsula (Spain) are described macro- and microscopically: coprinopsis ochraceolanata (Bas) Redhead, Vilgalys & Moncalvo, coprinopsis scobicola (P.D. Orton) Redhead, Vilgalys & Moncalvo, Hebeloma sordidum Maire, inocybe alluvionis Stangl & J. Veselský, inocybe lavandulochlora Esteve-Rav. & M. Villarreal, inocybe pusio var. floccipes Esteve-Rav. & Fouchier, Lepiota nigrescentipes G. Riousset, Leucoagaricus volvatus Bon & A. Caball., Macrolepiota heimii Locq. ex Bon and Pluteus insidiosus Vellinga & Schreurs, accompanied of the corresponding iconography. Chorological data are also included. Some commentaries and references to similar taxa are done.Keywords: Fungi, Basidiomycota, Agaricales, taxonomy, chorology, Iberian Peninsula, Spain.


Algunas especies raras o interesantes de Agaricales recolectadas en la península ibérica (españa)

En cuanto a la terminología utilizada en las

descripciones, se ha intentado evitar en lo posible

ciertos anglicismos, galicismos o “adaptaciones”, y

se ha procurado usar, siempre que fuera posible, la

terminología admitida por el Diccionario de la Len-

gua Española (R. A. E., 2001). Para la nomenclatura

de los autores se ha seguido la propuesta por INDEX

FUNGORUM (s. d.) en Authors of Fungal Names.

Fig. 1. coprinopsis ochraceolanata. A: Basidiomas, B: Velo general, C: Basidiósporas, D: Pleurocistidios, E: Basidios. Fotos: G. Muñoz.



Material estudiado: LA RIOJA: Valle del Jubera,

Ventas Blancas, UTM 30TWM5787, 600 m, bajo la

hojarasca húmeda, creciendo en grupos fascicu-

lados entre el humus de Populus alba y Populus

nigra, con abundante vegetación de ribera, 29-IV-

2007, leg. G. Muñoz, GM-1007. (Fig. 1).


Píleo de 2 a 5 cm de diámetro, al principio

Fig. 2. coprinopsis scobicola. A: Basidiomas, B: Velo general, C: Basidiósporas, D: Basidios, E: Queilocistidios, F: Pleurocistidios. Fotos: G. Muñoz.

RESULTADOS

1.- Coprinopsis ochraceolanata (Bas) Red-

head, Vilgalys & Moncalvo, in Redhead, Vilgalys,

Moncalvo, Johnson & hopple, Taxon 50 (1): 230

(2001).

coprinus ochraceolanatus Bas, in Uljé &

Bas, Persoonia 15 (3): 362 (1993).

= coprinus citrinovelatus E. Ludw. & P. Roux,

Z. Mykol. 61 (1): 35 (1995).



ovoide, pronto cónico, aplanado al madurar; to-

talmente cubierto por un espeso velo a modo de

copos o gránulos, de color blanco amarillento pri-

mero y ocre amarillento o amarillo más patente

después, que al ir madurando o con la manipu-

lación se desprende, haciéndose menos denso

y quedando únicamente restos adheridos en la

zona central; cutícula de color grisáceo pálido

primero, gris plomo después, con el disco central

marrón oscuro a marrón grisáceo; margen irre-

gular, fisurado, larga y profundamente estriado

en sentido radial. Láminas libres, muy apretadas,

con laminillas, hasta de 0,5 cm de anchura; de

color blanco inicialmente, luego grisáceas y al

final negras, con la arista blanquecina. Esporada

negruzca. Estípite de 5-10(-15) x 0,3-0,5 cm, muy

esbelto, cilíndrico o claviforme, engrosado hacia

la base, hueco, frágil; superficie enteramente

fibrosilla, de color blanco, con intensos tonos

amarillos hacia la base. Carne muy escasa, frágil,

grisácea; de olor y sabor muy débiles o inapre-

ciables, aunque según CITÉRIN (1994) de sabor

amargo.


Basidiósporas lisas, marrón rojizas al micros-

copio óptico, no pardo negruzcas, elipsoides,

con poro germinativo central, de (9-)10-12(-13) x

5,5-6,5(-7) µm, Q alrededor de 1,8. Basidios tetras-

póricos, de 20-33 x 8-10 µm. Pleurocistidios abun-

dantes, subcilíndricos, elipsoides, subglobosos,

anchamente fusiformes, de 50-150 x 25-65 µm.

Queilocistidios numerosos, similares a los pleuro-

cistidios o más estrechos. Velo general compues-

to por hifas alargadas, subcilíndricas, septadas y

levemente estrechadas en los septos, de 50-150 x

10-20 µm. Pigmento parietal incrustante de color

amarillo o leonado muy evidente y llamativo. Pilei-

pellis de tipo cutis, banal. Estipitipellis con presen-

cia de hifas con idéntico pigmento al del velo, aun-

que algo más estrechas, sin cistidios ni sétulas.

Fíbulas presentes, aunque no abundantes.

Comentarios

Especie muy rara, fue estudiada por primera

vez por KEMP (1975) con material holandés de

C. Bas bajo el nombre provisional de coprinus

ochraceovelatus y más tarde descrita de forma

válida en ULJÉ & BAS (1993) como coprinus

ochraceolanatus Bas, siendo posteriormente re-

combinada en el género coprinopsis.

Entendemos que esta recolecta representa

la primera cita para España, siendo además una

de las pocas del continente europeo. Además del

material original de los Países Bajos, se ha citado

también en Alemania (LUDWIG & ROUX, 1995)

y en Francia (FOUChIER, 2002); también, se ha

encontrado en Dinamarca, Finlandia, Noruega y

Suecia (VESTERhOLT in KNUDSEN & VESTER-

hOLT, 2008). No hemos hallado información de

que se haya localizado fuera de Europa.

Según ULJÉ (2001) muestra preferencia por

los bosques de hoja caduca, creciendo tanto en

suelos arenosos como arcillosos, con presen-

cia también de restos de madera degradada o

de la tala de árboles; es característico su creci-

miento fasciculado (CITÉRIN, 1994; ULJÉ, 2001;

FOUChIER, 2002), dato perfectamente constata-

ble en nuestra recolecta.

En la sección Lanatuli, se caracteriza, ma-

croscópicamente, por presentar un velo ocre

amarillento intenso (color también patente ha-

cia la base del estípite sobre todo en ejemplares

jóvenes) y, microscópicamente, por sus esporas

elipsoides de dimensiones relativamente varia-

bles pero, sobre todo, por el velo provisto de un

llamativo pigmento incrustante, en sus hifas, de

color amarillo. Una especie próxima es coprinop-

sis spelaiophila (Bas & Uljé) Redhead, Vilgalys &

Moncalvo, que se diferencia fácilmente por sus

esporas de morfología claramente fusiforme, hi-

fas del velo sin incrustaciones amarillas (ULJÉ

& NOORDELOOS, 1999; ULJÉ, 2001; FOUChIER,

2002) y hábitat diferente, ya que esta especie

suele crecer sobre tocones de Populus, de forma

aislada o gregaria, pero no mostrando crecimien-

to fasciculado. También se puede confundir con

coprinopsis lagopus (Fr.) Redhead, Vilgalys &

Moncalvo, pero esta última posee el velo de color

blanco grisáceo (nunca amarillo) y las hifas del

mismo más hinchadas (de hasta 50 µm de diáme-

tro) y sin incrustaciones amarillas (ULJÉ & NO-

ORDELOOS, 1999; ULJÉ, 2001). Otro taxón que

posee velo amarillo es coprinopsis luteocephala



(Watling) Redhead, Vilgalys & Moncalvo, pero

éste es de menor tamaño, presenta cistidios

mucho más hinchados, un velo con abundantes

divertículos y habitat coprófilo (ULJÉ, 2001; DO-

VERI & al., 2005). Por último, coprinus citrinove-

latus E. Ludw. & P. Roux sería muy similar tanto

macroscópicamente como ecológicamente, pero

ULJÉ & NOORDELOOS (2000) que estudiaron

minuciosamente el material tipo de este taxón,

especialmente las características microscópicas

del velo, concluyeron que se trataba de la mis-

ma especie que la aquí tratada, considerando,

además, que el diámetro de las hifas del velo en

coprinopsis ochraceolanata puede ser muy va-

riable y no debe ser un rasgo discriminante de

este taxón, algo que apoyan trabajos posteriores

(FOUChIER, 2002). Nuestra recolecta no mostra-

ba hifas de más de 20 µm de diámetro.

2.- Coprinopsis scobicola (P.D. Orton) Red-

head, Vilgalys & Moncalvo, in Redhead, Vilgalys,

Moncalvo, Johnson & hopple, Taxon 50 (1): 231

(2001).

coprinus scobicola P.D. Orton, notes R. Bot.

Gdn., edinb. 32: 147 (1972).

Material estudiado: MADRID: Madrid, Parque El

Capricho, UTM 30TVK4978, 635 m, sobre material

de abono para jardinería, 19-IX-2010, leg. G. Mu-

ñoz & J.C. Zamora, GM-1922. (Fig. 2).


Píleo de 2 a 3,5 cm de diámetro cuando está

completamente expandido; al principio totalmen-

te cubierto por un velo peloso muy denso, blanco,

frágil y fácilmente desprendible, posteriormente

convexo o ligeramente mamelonado, mostrando

un velo menos denso, que se disocia en peque-

ños copos filamentosos blanquecinos o blanco

grisáceos sobre la cutícula gris plomiza; margen

radialmente estriado hasta un disco liso central

y con tendencia a rajarse. Láminas libres al pie,

muy apretadas, con lamélulas; primero blanque-

cinas, después grises, negras al final y rápida-

mente delicuescentes. Esporada negra. Estípite

de 2,5-10 x 0,1-0,2 cm, esbelto, cilíndrico o leve-

mente bulbosillo, hueco; superficie finamente

fibrosa o floculosa, de color blanquecino. Carne

muy delgada, grisácea, delicuescente; sin olor ni

sabor apreciables.


Basidiósporas lisas, de color pardo negruz-

co al microscopio óptico, ovoides o anchamen-

te elipsoides, con poro geminativo central, de

(10-)11-13(-14) x (7,5-)8-9,5(-10) µm. Basidios

bispóricos en su mayoría, aunque también tam-

bién algunos monospóricos, de 18-32 x 7-10 µm.

Queilocistidios muy abundantes subglobosos,

piriformes, de 35-60 x 15-40 µm. Pleurocistidios

anchamente elipsoides, subglobosos, subutri-

formes, de 70-100 x 30-40 µm. Pileipellis de tipo

cutis, formada por hifas paralelas acostadas, de 3

a 15 µm de anchura. Velo general constituido por

hifas alargadas, subcilíndricas, subfusiformes,

algunas más o menos hinchadas, septadas, de 6

a 20(-35) µm de grosor. Estipitipellis sin caulocis-

tidios. Fíbulas presentes, y relativamente abun-

dantes, en todas las estructuras estudiadas.

Comentarios

La colección que exponemos representa,

según nuestros datos, la primera cita para Es-

paña. Es un taxón extraordinariamente raro, del

que se encuentran muy pocas referencias en la

bibliografía. Después de la descripción válida

del mismo, KEMP (1975) estudió material reco-

gido en invernaderos de holanda bajo el nombre

provisional de coprinus bilanatus, pero según

ULJÉ (2001) las colecciones etiquetadas con este

nombre encajan bien con el tipo de coprinopsis

scobicola; igualmente, LEGON & hENRICI (2006)

estiman que posiblemente sea la misma especie.

Además de los hallazgos en los Países Bajos,

existen también otros contados del Reino Uni-

do, como son la colección original de P.D. Orton

procedente de South Devon (Inglaterra), una de

Esher Common (Surrey) y otra de Orkney (Esco-

cia) (LEGON & hENRICI, 2006). Aunque CITÉRIN

(1994) contempla este taxón en sus claves, el

material que comenta es el de South Devon aquí

arriba citado. No hemos encontrado referencias

de su localización en otros países europeos ni en

los diferentes continentes.



Esta especie muestra preferencia por crecer

sobre serrín y compost de acuerdo con la biblio-

grafía anteriormente citada, por lo que nuestra

recolecta corresponde muy bien. Incluida en la

sección Lanatuli, se separa bien por poseer basi-

dios bispóricos y velo exclusivamente constitui-

do por hifas alargadas. En la misma sección hay

otra especie con basidios bispóricos, coprinop-

sis bicornis (Uljé & horvers) Redhead, Vilgalys

& Moncalvo, pero es de menor tamaño, posee

esporas más estrechas, las hifas del velo son

heteromorfas (unas alargadas que alternan con

algunas otras subglobosas) y habita sobre excre-

mentos de ganado vacuno o equino. Macroscó-

picamente, es muy similar a c. lagopus, aunque

se diferencia con facilidad al estudiar sus carac-

teres microscópicos, pues esta última presenta

esporas más estrechas y basidios tetraspóricos,

entre otras diferencias.

3.- Hebeloma sordidum Maire, Bull. Soc. My-

col. Fr. 30: 212 (1914).

= Hebeloma pallidum Malençon, in Malençon

& Bertault, Fl. champ. Sup. Maroc 1: 452 (1970),

(nom. illegit., art. 53.1); non Hebeloma pallidum P.

Kumm., Führ. Pilzk.: 80 (1871).

= Hebeloma malenconii Bellú & Lanzoni,

Atti iV convegno intern. Micol., Borgo Val di Taro

(1989), (nom. nov. para H. pallidum Malençon).

= Hebeloma mesophaeum var. lacteum Ves-

terh., nord. J. Bot. 9 (3): 299 (1989).

Material estudiado: LA RIOJA: Villarroya, UTM

30TWM7861, 800 m, claro de bosque de Quercus

ilex subsp. ballota con jaras y vegetación medi-

terránea, suelo muy arenoso, 14-XI-2009, leg. A.

Caballero, AC-4227. (Fig. 3).



hemisférico, luego convexo o acampanado, sin

mamelón o muy ancho y poco prominente con

la edad; margen excedente e incurvado en ejem-

plares jóvenes, con restos de cortina adheridos;

cutícula untosa o un poco viscosa, de color blan-

co puro, blanco marfil o ligeramente crema. Lá-

minas adheridas, escotadas o subdecurrentes

por un diente, con lamélulas; de color crema con

tonos beige a ocráceo arcilla al madurar, con la

arista algo irregular o finamente dentado-aserra-

da y más pálida. Esporada crema ocrácea clara.

Estípite de 4-7 x 0,5-1,2 cm, cilíndrico, recto o algo

curvado hacia la mitad; superficie longitudinal-

mente fibrosa o algodonosa, de color blanco por

arriba y ocráceo o manchado de pardusco olivá-

ceo hacia la base; provisto de una copiosa cor-

tina blanca, bien visible en ejemplares jóvenes.

Carne blanquecina o pálida, ocrácea sucia en la

parte inferior del estípite; olor débil, poco distinti-

vo o ligero a patata cruda; sabor un poco dulzaino

o algo desagradable.


Basidiósporas de (8-)9-11(-12) x (4,5-)5-6(-6,5)

µm, elipsoides, amigdaliformes, lisas o casi lisas

al microscopio óptico. Basidios de 28-35 x 7-9 µm,

claviformes, tetraspóricos. Arista laminar estéril,

revestida por queilocistidios (o pelos de arista),

de 40-65 x 4-11 µm, subcilíndricos o sublagenifor-

mes, estrechándose hacia la mitad y prolongán-

dose en un largo cuello que termina igual, algo

ensanchado o de forma poco capitada. Pileipellis

no estudiada.

Comentarios

El color blanco marfil del píleo, el estípite que

toma un colorido amarronado en la mitad inferior,

la presencia de una cortina bien patente y las ba-

sidiósporas lisas o casi lisas son característican

que ayudan a identificar este taxón. BOCCARDO

& al. (2008), describen su sabor como un poco

amargo, cualidad que nosotros no hemos notado.

hemos consultado la obra de MALENÇON &

BERTAULT (1970) donde se tratan como especies

diferentes a Hebeloma pallidum Malençon y a He-

beloma sordidum Maire; en ella se incluyen las

descripciones originales de dichos taxones, pero

no hemos encontrado ninguna diferencia signifi-

cativa entre los mismos, por lo que siguiendo la

opinión de VESTERhOLT (2005), coincidimos en

que ambos son sinónimos.

Curiosamente, VESTERhOLT (2005) pone

también en sinonimia a Hebeloma mesophaeum

var. crassipes Vesterh., mientras que el mismo au-



tor (KNUDSEN & VESTERhOLT, 2008), considera

a este último como sinónimo de Hebeloma me-

sophaeum (Pers.) Quél., pero no de H. sordidum.

Lo hemos encontrado citado bajo el nombre

de Hebeloma pallidum Malençon en ORTEGA &

CALONGE (1980) con material procedente de la

provincia de Granada, como novedad para Espa-

ña peninsular; anteriormente, había sido citado en

Mallorca por Malençon & Bertault en el año 1972.

4.- Inocybe alluvionis Stangl & J. Veselský,

ceská Mykol. 30 (2): 77 (1976). (Fig. 4).

Material estudiado: LA RIOJA: Autol, UTM

30TWM8074, 450 m, bajo Populus alba y Populus

nigra en terreno arenoso inundable, 18-IV-2006,

leg. G. Muñoz, GM-0518.- ibidem, 14-IV-2007, GM-

0991.- ibidem, 18-IV-2009, GM-1501 y GM-1502.-

ibidem, 25-IV-2010, GM-1827.- ibidem, lugares

Fig. 3. Hebeloma sordidum. A: Basidiomas, B: Basidiósporas. Fotos: A. Caballero y G. Muñoz.



próximos, 2-V-2010, GM-1836.- ibidem, 9-V-2010,

GM-1841.- Arnedillo, UTM 30TWM6272, 650 m,

bajo Populus alba y Populus nigra en terreno are-

noso inundable, 23-IV-2009, leg. G. Muñoz, GM-

1841.- Leza de Río Leza, UTM 30TWM4885, 550 m,

bajo nogales cercanos al río en suelo con arrastre

aluvial, 5-V-2009, leg. Grupo Verpa, det. A. Caba-

llero, AC-4069.



cónico o cónico-hemisférico, luego convexo o

acampanado, al final casi extendido y mostran-

do generalmente un ancho mamelón; margen

con marcada tendencia a rajarse; vellipellis muy

efímera y fugaz, visible solo en algunos ejempla-

res jóvenes; cutícula casi lisa al principio, pron-

to fibrosa radialmente y algo escamosa hacia el

margen; de color dominante amarillo cálido va-

riable, ocre cuero, amarillo anaranjado, marrón

leonado, pardo amarillento, beige amarillento,

siendo siempre más pálido hacia la periferia. Lá-

minas escotado-adherentes al pie o casi libres,

relativamente distanciadas, entremezcladas con

abundantes lamélulas; de color blanquecino al

principio, pronto con tonos grisáceos o gris ca-

nela, al final marrones; arista más o menos ase-

rrada y de color blanquecino. Esporada marrón

ocrácea. Estípite de 3-6(-8) x 0,5-1,2 cm, bastante

robusto, lleno, recto, a veces curvado, cilíndrico,

con la base bulbosa y más o menos marginada;

superficie finamente pruinosa en toda su longi-

tud, de color blanco, ocasionalmente manchada

de pardusco hacia el tercio inferior. Carne rela-

tivamente abundante, consistente, blanca, in-

mutable; olor débil, variable, terroso, herbáceo o

algo harinoso-espermático.


Basidiósporas lisas, elipsoides, amigdalifor-

mes, con el ápice ojival o estirado y provisto de

una giba o mamelón en algunas ocasiones, de

(8,5-)9-11(-12) x (4,5-)5-6(-6,5) µm, pudiéndose

observar algunas hasta de 14 µm de longitud.

Basidios claviformes, tetraspóricos al menos en

mayoría, de 23-35 x 8-10 µm. Cistidios himeniales

metuloides de (40-)50-80(-90) x (10-)12-18(-20) µm,

cilíndricos, claviformes o mazudos, algo ventru-

dos, sin cuello o muy corto y con la base estirada;

generalmente incrustados de cristales en el ápi-

ce; con pared estrecha o de grosor medio y reac-

ción débil amarillenta al amoniaco; en la arista se

observan además algunos escasos paracistidios

claviformes o piriformes de 17-25 x 9-13 µm. Es-

tipitipellis con caulocistidios metuloides, simila-

res a los cistidios himeniales, presentes en toda

su longitud, aunque más raros y aislados hacia la

base, entremezclados con abundantes paracau-

locistidios claviformes. Pileipellis no estudiada.

Fíbulas presentes en todas las estructuras estu-

diadas.

Comentarios

Se trata de un taxón conflictivo y diversa-

mente interpretado por los diferentes autores.

Así, KUYPER (1986) consideró como nombre

prioritario a inocybe splendens R. heim y como

sinónimos del mismo a i. alluvionis Stangl & J.

Veselský y a i. terrifera Kühner. Posteriormente,

siguiendo a Kuyper, otros autores como STANGL

(1991), ESTEVE-RAVENTÓS & al., (1997), BREI-

TENBACh & KRÄNZLIN (2000) o FERRARI (2006)

comparten el mismo criterio, a pesar de que el

primero de ellos fue coautor en la creación de i.

alluvionis. Es curioso destacar las notables di-

ferencias macroscópicas que se observan en la

plancha de STANGL (1991) entre los tres taxones

en sinonimia, explicando el autor dichas diferen-

cias como debidas a la gran variabilidad del co-

lor del sombrero en esta especie, observándose

claramente que los ejemplares que figuran arriba

a la izquierda coinciden perfectamente con nues-

tro material. Igualmente, es chocante en FERRA-

RI (2006), que aunque al referirse a i. splendens

pone en sinonimia a i. alluvionis y a i. terrifera, sin

embargo trate como un taxón aparte a i. terrifera

poniendo en sinonimia entonces a i. splendens,

aunque salvando estas circunstancias con “sec.

Kuyper”.

Pero, por otra parte, algunos autores como

COURTECUISSE & DUhEM (1994) separan al

menos i. splendens de i. alluvionis (aunque no

hacen referencia a i. terrifera) y otros como BON

(1997, 2003) basándose en diferencias macroscó-



picas, microscópicas y ecológicas o más recien-

temente KROPP & al. (2010) que usan además

técnicas moleculares, separan claramente los

tres taxones.

Nosotros compartimos esta última opinión,

ya que i. splendens posee colores marrones más

oscuros en el píleo con ocasionales tonos ana-

ranjados o lilas y sus esporas tienen un contorno

diferente, tal y como especifica BON (1997, 2003).

Este mismo autor comenta también que i. terri-

fera se diferencia por poseer un pie no bulboso,

esporas con ápice obtuso y velipellis bien pa-

tente. Similares apreciaciones son compartidas

también por KROPP & al. (2010). Por último, el

hábitat de i. alluvionis es particular, ya que fruc-

tifica preferentemente en bosques de ribera, en

terrenos arenosos que se encharcan o inundan

con facilidad (denominados comúnmente aluvio-

nes), aunque también se ha descrito asociada a

dunas costeras o de interior (BON, 1997, 2003).

Entendemos, pues, que nuestro material se ajus-

ta perfectamente a la especie propuesta, opinión

con la que está de acuerdo F. Esteve-Raventós

(com. pers.).

Fig. 4. inocybe alluvionis. A y B: Basidiomas, C: Basidiósporas, D: Arista laminar (queilocistidios), E: Pleurocistidios, F: Estipitipellis de la zona media (caulocistidios). Fotos: G. Muñoz.



5.- Inocybe lavandulochlora Esteve-Rav. & M.

Villarreal, Rivista Micol. 3: 216 (2001).

Material estudiado: LA RIOJA: Ledesma de la

Cogolla, UTM 30TWM2583, 850 m, bajo Pinus

sylvestris repoblados en encinar, 10-XI-2007, leg.

A. Caballero & P. Muñoz, det. F. Esteve-Raventós,

AC-3683. (Fig. 5).

Fig. 5. inocybe lavandulochlora. A y B: Basidiomas, C: Basidiósporas, D: Arista laminar (queilocistidios), E: Pleurocisti-dios, F: Estipitipellis de la zona superior (caulocistidios). Fotos: A. Caballero y G. Muñoz.




Píleo de 2 a 3,5 cm de diámetro; cónico ma-

melonado, cónico acampanado, con el margen

sinuoso o un poco lobulado y festoneado por

restos de cortina blanquecino lila en ejempla-

res jóvenes; velipellis a modo de una fina pruina

harinosa canosa que cubre todo el sombrero y

que desaparece al roce o con el tiempo; cutícula

finamente fibroso-sedosa, un poco higroscópi-

ca, no rimosa, pero que puede rajarse; de color

café con leche, cremoso, avellana o cuero y que

evoluciona a pajizo u ocráceo amarillento. Lámi-

nas ascendentes-adherentes, anchas, un poco

ventrudas, con lamélulas; de un bello y delica-

do color lila rosado lavanda claro, luego beige

ocráceo; caras un poco sinuosas, con la arista

del mismo color que el resto. Esporada marrón

ocrácea. Estípite de 3-5 x 0,4-0,7 cm, cilíndrico,

recto o algo curvado, casi igual o con la base

ligeramente engrosada, de hasta 0,8 cm de gro-

sor; superficie pruinosa por encima de la corti-

na, finamente rayada longitudinalmente y como

cubierta de una fina capa harinosa que pronto o

al roce desaparece; de color lavanda lila rosado

intenso en ejemplares jóvenes, sobre todo en la

parte alta y media, más blanquecino cerca de la

base, con la edad va palideciendo y ensuciando

a cremoso u ocráceo. Cortina abundante, blan-

quecina lila. Carne lila rosada especialmente en

la mitad superior del pie, más pálida o blanque-

cina en el resto; olor distintivo y característico,

difícil de definir, complejo, floral-harinoso.


Basidiósporas de (6,5-)7-9(-9,5) x (4-)4,5-5,5(-

6) µm, lisas, ovoides, subamigdaliformes, sube-

lipsoides. Basidios banales, tetraspóricos. Cisti-

dios himeniales metuloides de (40-)45-60(-65) x

(10-)12-16(-18) µm, generalmente con cristales

incrustados en el ápice, fusiformes, sublageni-

formes, en forma de lanza, con pared estrecha

a mediana y casi hialina o un poco amarillenta

al amoniaco, algunos ligeramente amarillos por

completo; en la arista se observan, además, fre-

cuentes paracistidios claviformes o piriformes

de 8 a 12 µm de anchura. Caulocutis superior

de estructura similar a la arista laminar (algu-

nos cistidios metuloides pueden presentarse

muy estrechos y alargados, hasta de 90 µm de

longitud, cristalíferos o no y que van evolucio-

nando hacia pelos o elementos cistidioides al

descender); resto del pie banal, sin cistidios ni

terminaciones diferenciadas. Pileipellis no estu-

diada. Fíbulas presentes en todas las estructu-

ras estudiadas.

Comentarios

El material recolectado presenta algunas

diferencias con el de la descripción original

(ESTEVE-RAVENTÓS & VILLARREAL, 2001),

como son, entre otras, las láminas de un bello

color lila lavanda (no blanquecino beis virando

a amarillento oliváceo; aunque pueden obser-

varse ligeros tonos lilas [Esteve-Raventós, com.

pers.]), la ausencia de tonos amarillo verdosos

u oliváceos en la base del pie, la distribución

más amplia de los caulocistidios y por presen-

tar las basidiósporas sensiblemente menores,

siendo de (8-)8,5-9,5-10,5(-11,2) x 5-5,5-6 µm en

la descripción original, frente a (6,5-)7-9(-9,5) x

(4-)4,5-5,5(-6) µm en nuestro material. No obs-

tante, nuestra colección ha sido determinada

por Esteve-Raventós previo análisis molecular,

resultando su secuencia idéntica a la del holo-

typus de inocybe lavandulochlora. Entendemos

que, al ser ésta la segunda vez que se encuentra

este raro taxón, estas diferencias puedan ser de-

bidas a la variabilidad del mismo, dada la esca-

sez de hallazgos estudiados (el primero en Ávila

y el aquí presentado, en La Rioja).

inocybe hygrophana Glowinski & Stangl, pre-

sentaría un píleo más higroscópico con tonos

violáceos hacia el margen y hábitat higrófilo bajo

Betula, Salix o Alnus (BON, 1997; ESTEVE-RAVEN-

TÓS & VILLARREAL, 2001). inocybe hygrophana

var. lepidissima Bon & Citérin es de dimensiones

reducidas, con el píleo alrededor de 1-1,5 cm de

diámetro, menos higroscópico que el del tipo y

de hábitat alpino bajo sauces enanos (BON, 1997;

FERRARI, 2006). En cuanto a inocybe ionochlora

Romagn., también de pequeño tamaño, con el pí-

leo alrededor de 1-2 cm de diámetro, de un color

amarillo oliváceo sostenido, de hábitat higrófilo

bajo Alnus o corylus y con la distribución de los



caulocistidios diversamente reflejada en la litera-

tura micológica, pues mientras algunos autores

como BON (1997) o FERRARI (2010) la describen

con caulocistidios situados exclusivamente en

la zona superior del estípite, otros como ESTE-

VE-RAVENTÓS & VILLARREAL (2001), que han

estudiado el holotypus, dicen haber encontrado

caulocistidios a lo largo de todo el pie.

Fig. 6. inocybe pusio var. floccipes. A: Basidiomas, B: Basidiósporas, C: Arista laminar (queilocistidios), D: Pleurocisti-dios, E: Estipitipellis de la zona media (caulocistidios). Fotos: A. Caballero y G. Muñoz.



6.- Inocybe pusio var. floccipes Esteve-Rav. &

Fouchier, cryptog. Mycol. 25 (2): 108 (2004).

– inocybe pusio f. laticaulocystidiata Fouchier,

in Bon, Bull. Féder. Assoc. Mycol. Médit. 15: 7

(1999) (nom. inval.).

Material estudiado: LA RIOJA: Carbonera, UTM

30TWM6882, 750 m, bajo Quercus ilex subsp. ba-

llota, 4-XI-2000, leg. A. Caballero & P. Muñoz, AC-

2359.- Villarroya, UTM 30TWM7964, 800 m, bajo

Quercus ilex subsp. ballota, 21-X-2006, leg. A.

Caballero & P. Muñoz, AC-3366.- ibidem, lugares

próximos, 17-V-2008, AC-3804.- ibidem, 17-V-2008,

AC3814.- Tudelilla, UTM 30TWM7083, 700 m, bajo

Quercus ilex subsp. ballota, 26-V-2007, leg. G. Mu-

ñoz, GM-1024.- ibidem, 1-VI-2008, GM-1254.- Valle

de Ocón, Santa Lucía, UTM 30TWM6286, 800 m,

bajo Quercus ilex subsp. ballota, 15-VI-2008, leg.

A. Caballero & P. Muñoz, AC-3860.- ibidem, luga-

res próximos, 12-XI-2008, AC-3957. (Fig. 6).



acampanado o cónico, levemente mamelona-

do, luego convexo o aplanado aunque conserva

el mamelón; margen recto o un poco ondulado,

entero, inciso o almenado, a veces con restos de

cortina; velipellis no observada; cutícula radial-

mente fibrosa, deshilachada o netamente rimosa

al fin; de colorido marrón, pardusco, castaño a

ocráceo o beige, con tonos más intensos hacia

el centro y más claros hacia el exterior. Láminas

adheridas, escotadas o casi libres, medianamen-

te distanciadas, anchas, un poco ventrudas, con

lamélulas; de color crema con tonos beige, luego

ocráceo o pardusco; con la arista irregular o fim-

briada y más pálida. Estípite de 2-5 x 0,2-0,5 cm,

cilíndrico y casi igual o con la base ligeramente

engrosada o bulbosilla hasta de 0,8 cm de gro-

sor; recto, algo curvado o suavemente sinuoso;

superficie pruinosa o furfurácea en toda, o casi

toda, su longitud sobre un fondo finamente es-

triado en sentido longitudinal; de color violáceo

a lila azulado o más pálido y blanquecino hacia

la base. Cortina poco evidente, pero presente, ob-

servándose a veces en ejemplares muy jóvenes,

aunque pronto desaparece. Carne delgada, blan-

ca, blanquecina o del mismo color que la superfi-

cie en la periferia del pie; con olor de intensidad

variable pero desagradable, como a patata cruda

o a rábano, terroso o espermático.


Basidiósporas de (7,5-)8-10(-11) x (4,5-)5-6(-

6,5) µm, lisas, un poco amigdaliformes, algo

ovoides o elipsoides, con el ápice ligeramente

cónico u ojival, pero no estirado ni mamelona-

do. Basidios de 22-30 x 8-11 µm, claviformes, te-

traspóricos. Cistidios himeniales metuloides de

(35-)40-60(-65) x (11-)12-20(-22) µm, fusiformes,

lageniformes o un poco ventrudos, cristalíferos

en mayoría, con pared mediana o algo gruesa por

arriba y un poco amarillenta verdosa al amonia-

co; en la arista se observan, además, abundantes

paracistidios claviformes o piriformes, hialinos,

de 8 a 16 µm de anchura y cistidios intermedios

o de transición. Estipitipellis de estructura simi-

lar a la arista laminar, con abundantes caulocis-

tidios metuloides y paracaulocistidios a lo largo

de todo el pie, aunque hacia la base los cistidios

metuloides pueden ser más escasos y menos

cristalíferos. Pileipellis no estudiada.

Comentarios

Taxón relativamente frecuente en nuestras

zonas de estudio de La Rioja, incluso más que

el tipo. Posiblemente, debido a su reciente crea-

ción, ha sido poco citado en España, de donde

solo tenemos noticias de las colecciones que

aparecen en el artículo de la descripción original

procedentes, entre otras extranjeras, de las pro-

vincias españolas de Barcelona, Burgos y Tarra-

gona (ESTEVE-RAVENTÓS & FOUChIER, 2004).

habita bajo especies de fagáceas, especialmente

en bosques termófilos de encinas según nues-

tras experiencias. Fructifica desde primavera

hasta otoño formando pequeños grupos. Bien di-

ferenciado del tipo por presentar caulocistidios a

lo largo de todo el estípite.

La presencia de caulocistidios en toda la lon-

gitud del pie, al igual que en algunos otros es-

casos taxones, como inocybe kuehneri Stangl &

J. Veselský, resulta rara y desconcertante, ya que

casi siempre las especies provistas de cortina



solo presentan cistidios en lo alto del mismo.

Otras especies que presentan colores lilas o

violáceos, carecen de caulocistidios o solo los

tienen en la parte superior del estípite.

7.- Lepiota nigrescentipes G. Riousset, in

M. Bon & G. Riousset, doc. Mycol. XXII (85): 67

(1992).

Material estudiado: MADRID: Madrid, Parque El

Capricho, UTM 30TVK4978, 635 m, sobre humus

de cupressus sempervivens, 19-IX-2010, leg. G.

Muñoz & J.C. Zamora, GM-1923. ZARAGOZA: Za-

ragoza, Parque Grande, UTM 30TXM7511, 240 m,

sobre césped bajo Pinus halepensis, 24-IX-10, leg.

G. Muñoz, GM-1932, GM-1936 y GM-1940. ibidem,

lugares próximos, 14-X-2010, leg. G. Muñoz, GM-

1985. (Fig. 7).


Píleo de 0,5 a 1,5 (2,1) cm de diámetro, al prin-

cipio hemisférico, luego convexo y al final exten-

dido, presentando ocasionalmente un mamelón

más o menos patente; cutícula seca, sedosa o le-

Fig. 7. Lepiota nigrescentipes. A: Basidiomas, B: Basidiósporas en solución Melzer, C: Pileipellis. Fotos: G. Muñoz.



vemente aterciopelada, subglabra, algo fibrosilla

hacia el margen; de un característico color blan-

co puro persistente, aunque en ocasiones, sobre

todo en ejemplares adultos, se observan tonos de

color crema o crema ocráceo hacia el centro. Lá-

minas ventrudas, libres al pie, relativamente dis-

tanciadas, con lamélulas; de color blanco, algo

cremoso o un poco rosado al envejecer. Espora-

da blanca. Estípite de (1-)1,5-2(-3) x 0,1-0,2 cm,

recto, cilíndrico, con la base un poco bulbosilla,

fistuloso; superficie casi lisa o algo fibrosilla, de

color blanco o blancuzco, pero con una evidente

y característica tendencia a grisear o ennegrecer

desde la base hacia la parte superior, llegando

generalmente hasta la zona anular; presenta un

anillo simple, estrecho, persistente, membranoso

y blanco o blanquecino. Carne muy escasa, deli-

cada y frágil; blanquecina en el píleo, grisácea o

gris negruzca en la porción inferior del pie; olor

característico, fuerte, recordando al de Lepiota

cristata o incluso un poco al de la salsa de soja.


Basidiósporas lisas, hialinas, elipsoides, no

amiloides ni dextrinoides, de 3-4(-4,5) x 2-2,5(-3)

µm. Basidios claviformes, tetraspóricos, de 15-25 x

4-7 µm. Queilocistidios dudosos o ausentes; se ob-

servan en la arista algunos elementos claviformes

de similar tamaño y morfología que los basidios,

que podrían corresponder a basidiolos o a quei-

locistidios claviformes pequeños muy banales

y aislados. Pileipellis de tipo cutis, formado por

hifas flexuosas entremezcladas, septadas, con al-

gunos artículos terminales libres de 50-100 x 6-10

µm, con pigmento parietal liso dominante. Fíbulas

abundantes en todas las estructuras estudiadas.

Comentarios

Taxón considerado como muy raro aunque,

dado su pequeño tamaño, puede pasar inadver-

tido. En los lugares donde lo hemos recolectado

se observa con relativa frecuencia. Encontramos

escasas citas del mismo en la bibliografía, sien-

do ésta la primera peninsular, aunque no espa-

ñola, ya que fue citada en las islas Baleares por

SALOM & SIQUIER (2009) como nueva para Es-

paña. Asimismo, es una especie escasamente

citada en Europa, habiendo encontrado solo las

tres colecciones que figuran en el artículo de la

descripción original (BON & RIOUSSET, 1992).

Muestra predilección por las plantaciones de

Pinus halepensis especialmente en zonas húme-

das entre el césped o la hierba, siendo por ello

lugares propicios para su aparición los parques

y jardines. También la hemos encontrado bajo

cupressus sempervivens en un parque y los au-

tores que describen originalmente la especie la

relacionan, además de con pinos de Alepo (Pinus

halepensis), con encinas y robles.

Se trata de una especie caracterizada macros-

cópicamente por su pequeño tamaño, el color

blanco puro persistente del píleo, el peculiar y ca-

racterístico oscurecimiento del estípite y, micros-

cópicamente, por sus pequeñas esporas no dex-

trinoides, la ausencia o rareza de células estériles

marginales y el epicutis de tipo cutis banal con

algunas hifas o pelos terminales libres. Debido a

estas peculiaridades microscópicas viene inclui-

da en la subsección Parvannulatae Bon (BON &

RIOUSSET, 1992), junto a otra pequeña especie,

Lepiota parvannulata (Lasch: Fr.) Gillet, que se di-

ferenciaría por poseer un estípite que no ennegre-

ce y por los pelos del epicutis más largos y dife-

renciados, de 200-300 x 6-10 µm en BON (1981), de

(80-)120-250(-400) x (5-)6-8(-10) µm en BON (1993)

o de 170-300 x 5-6,5 µm en VELLINGA (2001). No

obstante, las diferencias entre ambos taxones son

escasas y recientemente autores como VELLIN-

GA (2003) plantea que ambas especies puedan

ser lo mismo (“the two may be synonymous”). Ya

en CANDUSSO & LANZONI (1990), en las obser-

vaciones de L. parvannulata, figura una de las tres

colecciones referidas en el artículo original de L.

nigrescentipes, la G.R. 87.11.11.01.

Algunas pequeñas especies blancas de los

géneros Leucoagaricus y Sericeomyces podrían

parecerse a simple vista, pero carecen de fíbulas

y sus esporas son dextrinoides.

8.- Leucoagaricus volvatus Bon & A. Caball.,

doc. Mycol. XXIV (96): 9 (1995).

Material estudiado: LA RIOJA: Villarroya, UTM

30TWM7964, 800 m, zona herbosa nitrogenada



en claro de encinar, 22-XI-1997, leg. A. Caballero

& P. Muñoz, AC-2154.- ibidem, lugares próximos,

29-XI-1997, AC-2174.- Autol, Los Livillos, UTM

30TWM8174, 450 m, suelo muy nitrogenado con

abundante materia orgánica e hierba muy húme-

da, en una joven plantación de olivos, 15-XI-2009,

leg. G. Muñoz, GM-1715.- ibidem, lugares próxi-

mos, GM-1716 y GM-1742.- ibidem, 22-XI-2009,

GM-1760. (Fig. 8).


Píleo de 2 a 5,5 cm de diámetro, al principio

ovoide o cónico-ovoide, luego convexo o leve-

mente mamelonado, al final aplanado e incluso

Fig. 8. Leucoagaricus volvatus. A y B: Basidiomas, C: Basidiósporas, D: Queilocistidios, E: Pileipellis central, F: Pileipe-llis periférica. Fotos: A. Caballero y G. Muñoz.



deprimido en el centro; cutícula viscosa hacia la

zona central, en ciertas ocasiones con restos de

velo general adheridos a modo de parches blan-

quecinos, y seca aterciopelada o suavemente fi-

brosa a partir del centro, de color blanco, con to-

nos crema ocráceos a gris parduscos u oliváceos

hacia el centro y, a veces, con esfumaciones fe-

rruginosas; margen regular, no estriado. Láminas

libres al pie, medianamente o muy apretadas,

con lamélulas, de color blanco. Esporada blanca.

Estípite de 2-6 x 0,4-1 cm, recto o levemente cur-

vado a veces, cilíndrico, con un llamativo bulbo

basal marginado napiforme rebordeado o recu-

bierto por una volva circuncisa; de color blanco

o con zonas de los mismos colores que el píleo;

provisto de un anillo simple pero muy evidente,

membranoso y persistente, blanco, situado en el

tercio superior. Carne relativamente abundante,

inmutable, blanca; olor agradable, débil, afruta-

do; sabor débil, agradable.


Basidiósporas dextrinoides, lisas, ovoides,

elipsoides o levemente amigdaliformes, con el

ápice obtuso o redondeado, sin poro germinati-

vo, de (6-)6,5-8,5(-9) x (4,5-)5-5,5(-6) µm. Basidios

claviformes, tetraspóricos, de 20-30 x 8-10 µm.

Queilocistidios algo cilíndrico-claviformes o ven-

trudo-fusiformes, también un poco lageniformes

o estrangulados, frecuentemente con concrecio-

nes cristaloides hacia la zona apical, de 30-50

x 7-11 µm. Pileipellis de tipo mixto: en ixotrico-

dermis en la zona central, constituida por hifas

delgadas, que se tiñen con rojo congo, enmara-

ñadas, de 2 a 4 µm de grosor, sobre un sustrato

o fondo gelificado; y, en tricodermis hacia el ex-

terior, que pierde la capa gelificada, formada por

hifas erectas, septadas, con artículos terminales

de 50-100 x 8-14 µm; pigmento intracelular domi-

nante. Fíbulas ausentes en todas las estructuras

estudiadas.

Comentarios

Especie rara o muy rara de la que conocemos

escasas citas. hasta la fecha, solo había sido en-

contrada en La Rioja, en la localidad de Calaho-

rra (CABALLERO, 1997, 2005; CABALLERO & PA-

LACIOS, 1997) y fuera de la comunidad riojana,

en la provincia de Valladolid (GARCÍA-BLANCO

& MARTÍNEZ-FERNÁNDEZ, 2007).

Las colecciones aquí presentadas proceden

de Villarroya, a unos 30 km de Calahorra y de Au-

tol, a unos 10 km de la misma. Dichas recolectas

se localizaron en grupos muy numerosos, lo que

nos hace pensar que se trata de una especie en

franca expansión en La Rioja Baja, siendo ésta

una de las causas que nos ha motivado a incluir-

la en el presente trabajo.

Se caracteriza macroscópicamente por la su-

perficie viscosa de la zona central del píleo y por

su estípite, con la base provista de un bulbo mar-

ginado al que envuelve una volva membranosa,

pudiendo ser confundida a primera vista con una

especie del género Amanita (BON & CABALLE-

RO, 1995).

Leucoagariocus leucothites (Vittad.) Wasser y

otros taxones de la misma sección, presentan el

píleo uniformemente seco, carecen de volva en

la base del pie y sus esporas presentan un poro

germinativo evidente.

En cuanto a Leucoagaricus subvolvatus

(Malençon & Bertault) Bon, que sería muy simi-

lar, no muestra pileipellis gelificada en la zona

central y, aunque presenta la base del estípite

bulbosa o marginada, carece de volva envolvente.

9.- Macrolepiota heimii Locq. ex Bon, in Be-

llù, Boll. Gr. Micol. G. Bresadola XXVII (1-2): 18

(1984).

– Leucocoprinus heimii Locq., Rev. Mycol. 17:

53 (1952), (nom. nov. inval., basado en L. naucinus

Locq., 1945; non A. naucinus Fr., 1838).

– Macrolepiota heimii (Locq.) Bon, doc. Mycol.

43: 73 (1981), (comb. nov. inval.).

Material estudiado: LA RIOJA: Larriba, UTM

30TWM5468, 1.200 m, pradera con hierba muy

húmeda y abundante materia orgánica, 23-IX-

2006, leg. G. Muñoz, GM-700.- ibidem, lugares

próximos, 26-X-2006, GM-821. (Fig. 9).


Píleo de 4,5 a 7 cm de diámetro, al principio

hemisférico u ovoide, luego convexo, al final



Fig. 9. Macrolepiota heimii. A: Basidiomas, B: Basidiósporas, C: Basidios, D: Queilocistidios, E: Pileipellis. Fotos: G. Muñoz.



aplanado y no o muy levemente mamelonado;

revestimiento aterciopelado, inicialmente casi

liso, luego disociado en pequeñas y finas esca-

mas de aspecto granuloso, pero no en forma de

estrella hacia la periferia o muy sutilmente y al

final; de color blanco más o menos uniforme, sin

disco central más oscuro, observándose única-

mente tonos de color blanquecino ocráceo hacia

el centro, más evidentes en ejemplares adultos;

margen excedente, festoneado. Láminas anchas,

ventrudas, con lamélulas, libres y separadas del

pie por un pseudocollarium poco marcado; blan-

cas al principio, luego blanco con tonos crema.

Esporada blanca. Estípite de 4-7 x 0,6-1,3 cm, con

la base bulbosa hasta de 2 cm de diámetro, rec-

to y cilíndrico, interiormente fistuloso; superficie

lisa, de color blanco, manchada levemente de

rosado en la base; provisto de un anillo simple,

membranoso, móvil, levemente festoneado en

los bordes, de color blanco. Carne relativamente

abundante, tierna, algo esponjosa, blanca, ligera-

mente rosada hacia la base del estípite; de olor y

sabor débiles, agradables.


Basidiósporas dextrinoides, lisas, elipsoides,

con poro germinativo central y callo lenticular,

de (10-)12-15(-16) x 7-9 µm. Basidios claviformes,

tetraspóricos, de 35-50 x 10-13 µm. Arista laminar

estéril, ocupada por queilocistidios claviformes,

fusiformes, utriformes, algunos disformes, oca-

sionalmente septados en la base, de 30-45 x 10-13

µm. Pileipellis en tricodermis, con pelos multi-

septados que muestran artículos terminales de

50-100 x 5-10(-14) µm; hifas con pigmento parietal

liso dominante, mezclado con algo de pigmento

intracelular en los elementos terminales; hacia

la subpellis se observan unas hifas laticíferas

refringentes no septadas, muy delgadas e irregu-

lares, características. Fíbulas nulas en muchas

partes del basidioma, pero observadas, aunque

raras e inconstantes, en la base de los basidios.

Comentarios

Se trata de una especie de tamaño relativa-

mente reducido dentro del género, aunque CAN-

DUSSO & LANZONI (1990) dan unas medidas

del píleo de hasta 14 cm de anchura. Rara o muy

rara (BELLÚ, 1984; BREITENBACh & KRÄNZLIN,

1995; CABALLERO, 1997), y poco o mal conocida

debido a su parecido con diferentes taxones del

género Leucoagaricus. Es probable que se haya

confundido con alguno de ellos, sobre todo con L.

leucothites (Vittad.) Wasser o taxones próximos,

aunque se diferencia fácilmente por la morfo-

logía y las dimensiones de las esporas que, en

estos últimos, aunque también presentan poro

germinativo, carecen de callo lenticular y sus di-

mensiones son mucho más pequeñas.

Presenta un aspecto macroscópico un tanto

atípico dentro de las especies del género, con

algunas características diferenciadoras, como

son el color blanco o muy pálido, la ausencia

de disco central y/o mamelón y el revestimiento

finamente escamoso, no excoriado en forma de

estrella o solo ligeramente en algunos ejempla-

res muy adultos. A pesar de estas característi-

cas, hay autores como KIRK & COOPER (2009)

que la ponen en sinonimia con Macrolepiota

excoriata (Schaeff.: Fr.) Wasser. Otros, como VE-

LLINGA (2001) lo sugieren, comentando que las

dos comparten el mismo hábitat y explicando

que, aunque tienen el píleo de diferente colorido,

excoriación distinta y diferencias en la presencia

de fíbulas (aisladas en M. hemii, ausentes en M.

excoriata), éstos no son rasgos suficientemente

diferenciadores. No obstante, nosotros pensa-

mos que las diferencias expuestas arriba son

relativamente evidentes y constituyen rasgos

suficientemente diferenciadores, opinión que

también comparten otros autores como BELLÙ

(1984), CANDUSSO & LANZONI (1990), BON

(1993), BREITENBACh & KRÄNZLIN (1995) o

CABALLERO (1997).

Merece la pena reseñar la presencia de tonos

rosados en el bulbo en las recolectas estudiadas,

algo ya observado en colecciones de otros autores

(BELLÙ, 1984; BON, 1993; CABALLERO, 1997).

10.- Pluteus insidiosus Vellinga & Schreurs,

Persoonia 12 (4): 366 (1985).

Material estudiado: MADRID: Madrid, Parque

El Capricho, UTM 30TVK4978, 635 m, sobre los



restos de madera que se usan en jardinería para

cubrir los suelos, en las proximidades de Pinus

halepensis y cupressus sempervivens, leg. G. Mu-

ñoz & J.C. Zamora, 19-IX-2010, GM-1926. (Fig. 10).


Píleo de 2 a 3 cm de diámetro, convexo o

casi aplanado y con un discreto mamelón cen-

tral, ligeramente higroscópico; cutícula opaca,

llamativamente venoso-arrugada hacia la zona

central con el margen brevemente estriado por

transparencia; de color marrón grisáceo en esta-

do húmedo, gris pardusco al secarse. Láminas li-

bres, ventrudas, relativamente distanciadas, con

abundantes lamélulas; de color blanquecino al

principio, pronto con tonos levemente rosados y

salmón rosado al madurar; arista del mismo co-

lor que las caras o levemente más clara. Espora-

da rosada. Estípite de 3-4 x 0,2-0,3 cm, cilíndrico,

no bulboso, frágil; superficie pruinoso-punteada

Fig. 10. Pluteus insidiosus. A: Basidiomas, B: Basidiósporas, C y D: Queilocistidios, E: Pileipellis, F: Caulocistidios. Fotos: G. Muñoz.



en toda su longitud; de color grisáceo o gris pla-

teado. Carne muy escasa, grisácea; olor y sabor

no significativos.


Basidiósporas subglobosas o anchamente

elipsoides, de (5,5-)6-8(-8,5) x 5,5-7 µm. Basidios

alargados, claviformes, hialinos, tetraspóricos,

de 25-35 x 7-9 µm. Queilocistidios muy abundan-

tes, no pigmentados, claviformes, utriformes, an-

chamente elipsoides, de (20-)25-50 x 7-15(-20) µm,

siendo típica y llamativa la presencia en muchos

de ellos de una prolongación apical que puede

llegar a las 25-30 µm de longitud (rostrados).

Pleurocistidios ausentes. Pileipellis en himeno-

dermis, compuesta por células de 40-60 x 10-30

µm, claviformes, esferopedunculadas, algunas

levemente mucronadas, con pigmento intrace-

lular abundante y marrón. Estipitipellis con pre-

sencia de abundantes caulocistidios claviformes,

subclaviformes o piriformes, de similar tamaño

que los queilocistidios. Fíbulas ausentes en to-

das las estructuras estudiadas.

Comentarios

Taxón muy raro del que encontramos esca-

sas citas europeas posteriores a su publicación

(VELLINGA, 1990; BREITENBACh & KRÄNZLIN,

1995; LANGE, 2005; hEILMANN-CLAUSEN in

KNUDSEN & VESTERhOLT, 2008) y únicamente

dos citas nacionales (JUSTO & al., 2005b; JUSTO

& CASTRO, 2007), en el primer caso recolecta-

do en Castellón y representando la primera cita

para la península ibérica y en el segundo caso

en Gerona, siendo la colección aquí expuesta la

tercera española y la primera para la Comunidad

de Madrid.

CITÉRIN & EYSSARTIER (1998) y VELLINGA

(1990) reseñan que es una especie que crece

preferentemente sobre madera de árboles pla-

nifolios, concretamente de Alnus y Fagus. En Es-

paña se ha encontrado sobre madera de Populus

nigra, así como en un bosque mixto con pinos y

abetos sobre madera sin identificar (JUSTO &

CASTRO, 2007). Es de destacar el sustrato par-

ticular sobre el que crecía nuestra recolecta ya

que, aparentemente, era terrestre, pero al escar-

bar en el terreno se apreciaba nítidamente cómo

los ejemplares crecían sobre los pequeños restos

de madera que se usan para cubrir los suelos de

ciertos jardines.

Las escasas descripciones que encontramos

de esta especie son bastante coincidentes; úni-

camente merece la pena reseñar que todos los

autores comentan la ausencia “casi total” de

pleurocistidios, lo que da a entender que en al-

gunas recolectas se han observado muy aislada-

mente si bien no encontramos iconografía sobre

los mismos y solo una mención a su morfología

en el trabajo de JUSTO & al. (2005b), comentando

que son muy escasos y similares a los cistidios

de la arista.

AGRADECIMIENTOS

A nuestras mujeres, Piedad Muñoz y Sigrid

Zalaya, por su colaboración en las salidas al cam-

po, así como por su ayuda y paciencia en el ho-

gar. A Fernando Esteve-Raventós por la determi-

nación de i. lavandulochlora e, igualmente, por la

ayuda prestada en otros taxones del género ino-

cybe. A Antonio Ruiz por su desinteresada cola-

boración para determinar las especies del género

coprinopsis. A Juan Carlos Zamora por su valiosa

ayuda en la guía y localización de las especies

recolectadas en Madrid. Y, por último, a Francis

Fouchier por su gentileza en aportar bibliografía

sobre c. ochraceolanata.

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17(2): 165-199.

ULJÉ, C.B. & M.E. NOORDELOOS (2000). Type

studies in Coprinus subsection Lanatuli.

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VELLINGA, E.C. (2001). Flora Agaricina neerlandica

5. Agaricaceae. A.A. Balkema Publishers.

Rotterdam.

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VESTERhOLT, J. (2005). Fungi of northern europe

3. The genus Hebeloma. Ed. Svampetryck. Tilst.


cABeRO, J.

INTRODUCCIÓN Y ANTECEDENTES

Gymnomyces es un género de la familia elas-

momycetaceae, poco habitual en la provincia de

Zamora (noroeste de España), pues son escasas

las referencias sobre este grupo que además pa-

rece estar poco estudiado a nivel general. Este

trabajo ofrece aportaciones al conocimiento y

distribución de una especie de este género.

Gymnomyces ilicis fue descrita por primera

vez en la península ibérica, concretamente en

Cataluña, noreste de España (LLISTOSELLA & VI-

DAL, 1995; MONTECChI & SARASINI, 2000). Este

artículo ofrece información sobre la presencia de

esta especie en una nueva localidad ubicada en

el noroeste de España.

ÁREA DE ESTUDIO

El área de estudio es la comarca de Toro, si-

tuada en el sector noreste de la provincia de Za-

mora. En un marco predominantemente agrícola,

se han conservado bosques isla mixtos de Pinus

pinea, Quercus ilex subsp. ballota, Juniperus thu-

rifera, y bosques de ribera (Populus alba y P. nigra,

Fraxinus angustifolia, etc.) que albergan nume-

rosas especies de hongos hipogeos (CABERO,

2008).

Las muestras que se describen en este traba-

jo han sido localizadas el 9 de mayo de 2010 en

dos lugares diferentes separados unos 3 km, en

el término de Toro; las zonas muestreadas son

de tipo parameras, con suelo calizo (ph 7,5-8) y

se encuentra a una altitud 790-764 m.s.n.m. Una

de las colecciones se encuentra depositada en

el herbario privado del autor con el número de

herbario CJ00100509BT01.

MATERIAL Y MÉTODOS

Al igual que en trabajos anteriores (CABERO,

2008) la metodología empleada para la localiza-

ción de hipogeos, ha sido el rastreo con perros

entrenados; la raza utilizada es el perro de aguas

español.

Tras la localización de los diferentes hongos,

se realizan in situ fotografías macroscópicas (que

aportamos en este trabajo); de ese modo se pre-

servan los delicados y sutiles tonos (en estos ba-

sidiomas blanco amarillentos), que de otro modo

se hubieran perdido rápidamente, por oxidación

y/o manipulación. El equipo fotográfico utilizado,

fue una cámara Olympus 620 y objetivo 50mm

f2.; la toma fue realizada con valores de 100 ASA,

velocidad de disparo, 1/3 de exp. y apertura F.20.

Segunda cita para la península ibérica de Gymnomyces ilicis

CABERO, J.1

1Asociación Micológica de Toro, Grupo Adalia, C/ El Sol, nº 6, 49800. Toro (Zamora).E-mail: [email protected]

Resumen: CABERO, J. (2011). Segunda cita para la península ibérica de Gymnomyces ilicis. Bol. Micol. FAMCAL 6: 63–68. Se describe la segunda cita de Gymnomyces ilicis en la península ibérica. Esta especie tiene su ciclo biológico de forma semihipogea, creciendo bajo la hojarasca de Quercus ilex subsp. ballota. Su localización se enmarca en el sureste de la provincia de Zamora (Castilla y León) al noroeste de la península ibérica.Palabras clave: Gymnomyces ilicis, esporas, dermatocistidios, Toro, Zamora, península ibérica.

Summary: CABERO, J. (2011). Second report of Gymnomyces ilicis for the Iberian Peninsula. Bol. Micol. FAMCAL 6: 63–68. A second report of Gymnomyces ilicis in the Iberian Peninsula is described in this paper. This species has a semihypogean biological life cycle growing under the fallen leaves of Quercus ilex subsp. ballota. It is commonly found in the Southeastern of Zamora province (Castilla y León), Northwest of the Iberian Peninsula.Keywords: Gymnomyces ilicis, spores, dermatocistidia, Toro, Zamora, Iberian Peninsula.



Una vez fotografiados los ejemplares son

guardados en botes estancos para conservar de

forma más concentrada su olor (en el caso de

existir).

Durante el trabajo de microscopía se utiliza

un equipo Olympus Bh2- BhS 100W. Para la co-

rrecta medición de las esporas se utilizó un pro-

grama informático, Micomètre 2, desarrollado

por el francés Georges Fannechers.

RESULTADOS

Gymnomyces ilicis J.M. Vidal & Llistos.


Basándonos en las siete muestras encontra-

das, podemos describirlas de forma subglobosa,

elipsoidal y algo aplanada (Fig. 1). Su tamaño os-

cila entre 1,3 y 2,5 cm de diámetro, de color blan-

quecino amarillento, apareciendo zonas pardas

amarillentas a medida que alcanza su plena ma-

duración. Al corte observamos la gleba, de color

crema claro, cavernosa y laberíntica, con paredes

tramales algo grisáceas, traslúcidas y una sutil

columela de color blanquecino (Fig. 2).

En cuanto al olor, es imperceptible, posible-

mente por su escasa madurez (aunque quizá algo

afrutado).


El peridio de este basidioma es muy sutil,

algo pruinoso y está formado por una estructu-

ra, de tipo prosenquimático desarrollando hifas

cilindráceas, algunas bifurcadas y septadas, con

un diámetro de ± 3-4 µm y un espesor total de

170-250 µm. En el epicutis se observan algunos

pelos y dermatocistidios, cilíndricos y fusiformes

de 4 x 13 µm (Fig. 3).

Las basidiosporas tienen posición ortotrópica

y son de tipo estatismospóricas (no lanzadas por

el basidio), esféricas y subesféricas, de color par-

do grisáceo, con decoración de pequeñas verru-

gas cónicas, de 0,5-1 µm de altura con reacción

positiva amiloide con reactivo de Melzer (Fig. 4);

éstas poseen un pequeño resto esterigmal, fácil-

mente observable con microscopía electrónica

de barrido (Figs. 5-6). Las medidas esporales de

este taxón son muy significativas por su peque-

ño tamaño, (8-)9-11(-12) µm sin decoración, Q=

(0,97-)0,98-1,07(-1,11), siendo ésta, una de las

claves determinantes de la especie, dentro del

Fig. 1. Basidiomas de color blanquecino amarillento. Foto: J. Cabero.


cABeRO, J.

Fig. 2. Detalle de las cámaras de la gleba. Foto: J. Cabero.

Fig. 3. Dermatocistidios y pelos en el epicutis del peridio. Foto: J. Cabero.



Fig. 4. Esporas con decoración amiloide. Foto: J. Cabero.

Fig. 5. Esporas de Gymnomyces ilicis, al M.E.B., con verrugas cónicas.


cABeRO, J.

género Gymnomyces. El himenio está formado

por una estructura en forma de empalizada, de-

sarrollando basidios claviformes, de 32-45 x 10-14

µm, bispóricos, (Fig. 7) alguno monospórico, con

esterigmas largos de 7-10 µm y cistidios de 43-

56 x 6-10 µm, cilíndricos, con ápice redondeado,

con reacción positiva al SBA (sulfobenzaldehido)

(Fig. 8). Subhimenio pseudoparenquimático, for-

mado por células isodiamétricas (Fig. 9). La tra-

ma está formada por hifas paralelas de 3-4 µm de

diámetro, con heteromería, éstas se desarrollan

de forma más desordenada en las bifurcaciones,

donde son septadas, bifurcadas y poseen algu-

nos engrosamientos. Es frecuente en este géne-

ro, la presencia de nidos de esferocistos en las

bifurcaciones de la trama, aunque en este trabajo

no se observaron de manera habitual.

Ecología

Parece que este taxón fructifica, preferible-

mente en primavera, bajo la hojarasca de Quercus

ilex subsp. ballota como su posible simbionte. En

esta cita, la encina estaba rodeada toda ella, de

Helianthemum oelandicum subsp. incanum, en

Fig. 6. Esporas de Gymnomyces ilicis, al M.E.B., de tipo estatismospórico.

Fig. 7. Basidios bispóricos y esporas con decoración amiloide. Foto: J. Cabero.



bosque muy abierto y soleado, ligeramente orien-

tando hacia el sur. El tipo de suelo de la zona es

algo arenoso y calizo. En las dos prospecciones

realizadas, los carpóforos se encontraron en pe-

queños grupos de 3-4 ejemplares.

DISCUSIÓN

Este taxón, dentro de los hongos hipogeos,

parece estar poco estudiado y citado, quizá por

la complejidad para su identificación; las sutiles

diferencias y la poca variabilidad en los caracte-

res microscópicos entre las especies del género

hacen compleja su identificación.

Esta especie ha sido localizada en una zona

caliza y posiblemente en simbiosis con Quercus

ilex, pero no por eso podemos descartar su pre-

sencia en otros sustratos y asociado a otras espe-

cies vegetales. Las citas de esta especie han sido

encontradas en primavera aunque no se descar-

tan otras épocas de fructificación.

Parece, por todo ello, escaso el conocimien-

to de este género y de sus peculiaridades, por lo

que es del todo necesario el desarrollo de nuevas

investigaciones al respecto.

AGRADECIMIENTOS

A mis compañeros Javier Talegón y José Ma-

ría Vidal, por su colaboración desinteresada en

este trabajo. Al departamento de microscopía

electrónica de barrido de la Universidad de León.

REFERENCIAS

CABERO, J. (2008). Aportaciones al conocimiento

de las especies de hongos hipogeos en la

provincia de Zamora. Bol. Micol. FAMcAL 3:

13-30.

LLISTOSELLA, J. & J.M. VIDAL. (1995). Due nuove

specie di Russulales gasteroidi della regione

mediterranea. Rivista Micol. 2: 149-162.

MONTECChI, A. & M. SARASINI. (2000). Funghi

ipogei d‘europa. A.M.B. / Fondazione Centro

Studi Micologici. Trento / Vicenza.

Fig. 8. Cistidios del himenio, con ápice redondeado (dcha.). Foto: J. Cabero.

Fig. 9. himenio, subhimenio y trama. Foto: J. Cabero.


cAdiÑAnOS J.A. & e. FidALGO

MATERIAL Y MÉTODOS

En el momento de las recolecciones se hicie-

ron las anotaciones pertinentes sobre la macros-

copía, ecología y los datos geográficos (Fig. 1)

que han sido la base de las descripciones sinóp-

ticas que incluimos más adelante. Las muestras

se guardan en las micotecas respectivas de los

autores: Arangu-Lact para Cadiñanos Aguirre y

LACTEF para Fidalgo Prieto.

La microscopía se ha realizado sobre material

seco, rehidratado con KOh al 2%. En el caso de

las pileipellis, se han teñido posteriormente con

rojo Congo SDS. Las esporas se han observado

en reactivo de Melzer, tanto las que provenían de

exsiccata (Lactarius romagnesii y L. illyricus), en

cuyo caso se han rehidratado previamente con la

mencionada disolución de KOh al 2%, como las

que procedían de esporada conservada al efecto

(L. helvus), en cuyo caso se dispersaron en agua

corriente.

RESULTADOS Y DESCRIPCIONES

Lactarius helvus (Fr.) Fr., epicr. Syst. Mycol.

(Upsaliae): 347 (1838) [“1836-1838”]

Material estudiado: LEÓN: Soto de Sajambre,

Vegabaño, en el camino del Roblón de Cuestafría,

30TUN3180, 1400 m, bosque mixto de hayas con

robles y abedules, 27-IX-2008, leg. J. Arteta, A. Mª

Arranz, J.A. Cadiñanos, E. Fidalgo, J. Antonio & F.

J. Soto, Arangu-Lact.-08092701. CANTABRIA: Los

Tojos, camino al collado de Sejos, 30TUN9371,

1075 m, ladera rezumante con abedules, 29-VIII-

2010, leg. J. Arteta y E. Fidalgo, LACTEF100001.

Macroscopía

(Fig. 2). Sombrero de tamaño mediano a gran-

de, pudiendo superar más de 80 mm de diámetro,

duro pero quebradizo, plano-cóncavo con mar-

gen involuto, sin mamelón, luego más cóncavo;

cutícula seca, fibrillosa a subescamosa, mate,

margen a veces fruncido de color gamuza, rela-

tivamente uniforme y poco zonado, salvo porque,

en los ejemplares de Vegabaño, se apreciaba una

corona o zonadura estrecha de tono más oscuro,

pardo oscuro, en la zona antemarginal y por lo

general también con el disco algo más oscuro.

Láminas prietas, estrechas: hasta 5 mm de an-

chura o quizás algo más, falciformes, decurren-

Algunas especies de Lactarius interesantes de León, Asturias y Cantabria

CADIÑANOS, J.A.1 & E. FIDALGO2

1José Antonio Cadiñanos Aguirre, Departamento de Geografía, Prehistoria y Arqueología, UPV/EHU. E-mail: [email protected] Fidalgo Prieto, Sociedad Micológica y Botánica de Getxo “Basozaleak”. E-mail: [email protected]

Resumen: CADIÑANOS, J.A. & E. FIDALGO (2011). Algunas especies de Lactarius interesantes de León, Asturias y Cantabria. Bol. Micol. FAMCAL 6: 69-74. Se comentan y describen algunas colecciones de varias especies de Lactarius recolectadas por los autores en el norte de León, Asturias y Cantabria, y que pueden resultar de interés bien por no estar citadas con anterioridad en dichas provincias (Lactarius illyricus o L. romagnesii), bien porque supone un hábitat infrecuente respecto del que se suele indicar en la bibliografía (L. helvus).Palabras clave: Lactarius, hayedos, abedulares, cordillera Cantábrica.

Summary: CADIÑANOS J.A. & E. FIDALGO (2011). Some interesting species of Lactarius from León, Asturias and Cantabria. Bol. Micol. FAMCAL 6: 69-74. Some gatherings of several species of the genus Lactarius collected by the authors in the north of León, Asturias and Cantabria are commented. They may be of interest either because they were not previously cited in these provinces (Lactarius illyricus o L. romagnesii), or because of its uncommon habitat respect of that usually indicated in the literature (L. helvus).Keywords: Lactarius, Fagus forests, Betula forests, Cantabrian mountains.


Algunas especies de Lactarius interesantes de León, Asturias y cantabria

Fig. 1. Localización cantábrica de las recolecciones estudiadas (elaboración propia, base cartográfica de Flora iberica).

Fig. 2. Lactarius helvus, de izda. a dcha. y de arriba abajo: Basidiocarpos de Vegabaño (Arangu-Lact-08092701) en su hábitat, esporas y pileipellis. Basidiocarpos de Sejos (LACTEF100001). Fotos de los autores.



tes, color crema a ocre, que destaca al corte frente

a la carne blanca, arista entera; lisas, no rizadas

o venosas. Esporada de color blanco puro. Pie de

tamaño medio: 35 x 14 mm, macizo, quebradizo,

cilíndrico, más o menos con la misma sección a lo

largo del mismo, a veces algo más estrecho en el

extremo basal, furfuráceo con pruina blanquecina,

algo estriado junto a las láminas de color arcilla

rosado, a veces algo más vivo junto a las láminas.

Carne abundante, quebradiza, blanca, un poco ro-

sada junto a las superficies; con olor marcado de

achicoria, que a veces es casi harinoso (este aroma

a cichorium intybus se refuerza más si cabe en las

exsiccata). Látex escaso y acuoso. Reacciones ma-

croquímicas: reacción al guayaco positiva y relati-

vamente rápida, azul cobalto verdoso.

Microscopía

(Fig. 2). Esporas de 6,8-7,3-8,1 x 5-5,6-6 micras,

Q: 1,2-1,3-1,4, elipsoides a anchamente elipsoides,

con ornamentación reticulada con líneas que so-

bresalen entre 0,4 y 1 micras y con nodos más mar-

cados. Pileipellis tipo tricodermis.

Hábitat

En grupos prietos, a veces cespitosos, entre

esfagnos, en orla de bosque de Betula alba, Quer-

cus petraea, Fagus sylvatica, Vaccinium myrtillus

y erica spp. Terreno ácido a menudo con turberas.

Observaciones

Lo más destacable de estas recolecciones es

que están efectuadas en bosques turfófilos de

caducifolios, sin presencia de coníferas, mientras

que en la bibliografía se indica casi siempre en

asociación con Pinus, Picea o aciculifolios simila-

res, aunque se admite su presencia solo con abe-

dules (BASSO, 1999: 472; hEILMANN-CLAUSEN &

al., 1998: 174). No obstante, también está presente

en las turberas del pinar de Puebla de Lillo (León),

bosque natural de coníferas (Pinus sylvestris) de

la cordillera Cantábrica. hemos constatado y pu-

blicado otro caso similar con Xerocomus ferrugi-

neus (MUÑOZ & al., 2007), también en Vegabaño.

Como curiosidad, añadiremos que hasta la fecha

no existen citas de Lactarius helvus de Pirineos

(PÉREZ-DE-GREGORIO, com. pers. 2011).

Lactarius illyricus Piltaver, Mycol. Res. 96(8):

694 (1992).

Material estudiado: ASTURIAS, Ponga, Les

Bedules, 30TUN2584, 1015 m, bosque acidófilo

mixto de hayas con robles, 05-VIII-2010, leg. J.A.

Cadiñanos & E. Fidalgo, Arangu-Lact-10080502.

Macroscopía

(Fig. 3). Sombrero de hasta 75 mm de diámet-

ro, poco carnoso, primero cóncavo-umbilicado

con margen enrollado, luego con el margen

recto; cutícula viscosa, brillante, serícea hacia el

margen, más mate en la mitad central, de color

ocre, ligeramente zonado con coronas más blan-

quecino-seríceas en la zona antemarginal. Lámi-

nas estrechas, prietas, decurrentes, de color

crema a crema arcilloso, venosas al fondo; neta-

mente lacrimeantes en los ejemplares jóvenes.

Pie corto y no muy grueso, frágil, siempre hueco

y apuntado hacia el ápice basal, liso, de un tono

crema, ligeramente más claro hacia las láminas.

Carne blanda, escasa, blanquecina, crema rosa-

da junto a las superficies con olor de compota-

resina y sabor acre. Látex blanquecino-acuoso,

escaso y también acre de sabor. Reacciones

macroquímicas: reacción al guayaco esmeralda

suave.

Microscopía

(Fig. 3). Esporas de 6,8-7,6-8,3 x 5,7-6,3-6,8

micras, Q: 1,1-1,2-1,3, subcilíndricas a globosas,

un tanto poliédricas, ornamentación reticulada

con crestas que sobresalen entre 0,7 y 1,2 micras,

sin nodos marcados. Pileipellis tipo ixocutis.

Hábitat

hayedo-robledal mesófilo.

Observaciones

Taxón inconfundible con tendencia a crecer

en verano o en el otoño temprano, en bosques de

frondosas mesófilas: Quercus robur, Q. pyrenaica,

Q. faginea y hayedos. No nos constan citas an-

teriores de Asturias. Nosotros la hemos encon-

trado también en el norte de Burgos, Cantabria

y Vizcaya.



Lactarius romagnesii Bon, doc. Mycol. 9(no.

35): 39 (1979).

Material estudiado: LEÓN, Valle de Sajambre,

hacia el puerto del Pontón, 30TUN3576, 950 m,

hayedo, 20-VI-2009, leg. E. Fidalgo & L. Makazaga,

Arangu-Lact-09062001.

Macroscopía (se trata de ejemplares jóvenes)

(Fig. 4). Sombrero menor de 40 mm de diá-

metro, marrón oscuro, de superficie afieltrada

(recuerda a Paxillus atrotomentosus, pero de

pequeño tamaño); margen curvado uniforme-

mente y regularmente crenulado. Láminas ad-

natas a ligeramente subdecurrentes, de color

crema muy pálido, pero con algunos tonos par-

duscos; el látex al secarse las mancha de pardo

después de una hora aproximadamente. Pie casi

concoloro con el sombrero, liso y, quizá por ello,

de tono menos intenso. Carne compacta, blanco

crema; sabor débilmente picante; olor también

débil, fúngico o a caucho. Látex blanco que, al

secarse, deja manchas pardas sobre las láminas

más o menos en una hora, sin embargo, en pocos

minutos se presenta rosa salmón suave sobre la

carne del sombrero, para quedar, al final, crema

anaranjado sucio, esto no sucede en la carne del

centro del pie, que se mantiene invariable.

Microscopía

(Fig. 4). Esporas de 7-8,1-10 x 6,3-7,1-7,6 micras,

Q: 1-1,1-1,3, globosas o subglobosas, crestadas y su-

breticuladas, con crestas que se cruzan y sobresa-

len de 1 a 2,2 micras. Pileipellis tipo himenodermis.

Hábitat

hayedos.

Observaciones

Tenemos que reconocer que esta especie es

Fig. 3. Lactarius illyricus de Ponga (Arangu-Lact-10080502): Basidiocarpos en su hábitat, pileipellis y esporas. Fotos de los autores.



francamente común en la cordillera Cantábrica

y ámbitos similares del norte de España, pero ci-

tada generalmente como L. ruginosus Romagn.

Nosotros mismos tenemos otras numerosas re-

colecciones del País Vasco, Burgos o Cantabria

y no falta en la iconografía de obras españolas,

siempre en hayedos, pero la novedad en este

caso es de tipo nomenclatural, ya que, siguiendo

el concepto de hEILMANN-CLAUSEN & al. (1998:

174), ratificado en VERBEKEN & al. (2000), hemos

preferido designarla L. romagnesii.

CONCLUSIONES

Desde el punto de vista corológico y ecológi-

co creemos que estas primeras citas cantábricas

son relevantes porque, en el caso de L. helvus,

se manifiesta una mayor amplitud mesológica,

ya que, en ausencia de coníferas, la especie opta

por asociarse a frondosas más o menos afines

en cuanto a su flora micológica asociada, como

el abedul. Esto le permite estar presente en los

ámbitos montanos o subalpinos de la cordillera

Cantábrica, donde, por su particular aislamiento

occidental y/o por causas antrópicas, no existen

coníferas naturales (con las excepciones de los

pinares de Puebla de Lillo y Velilla de Río Carrión).

L. illyricus es una especie de reciente crea-

ción pero bien perfilada taxonómicamente. Es

considerada una especie rara. Admitimos, no

obstante que, sin ser abundante, nos parece

que en realidad está poco o mal conocida. No

en vano en el norte peninsular nosotros mis-

mos la hemos recolectado en más de media

docena de ocasiones, casi siempre en verano

Fig. 4. Lactarius romagnesii de Sajambre (Arangu-Lact-09062001): Basidiocarpos, pileipellis y esporas. Fotos de los autores.



en bosques de frondosas (Quercus spp. o Fa-

gus sylvatica). Quizás precisamente su relativa

precocidad así como su eventual confusión con

taxones próximos del grupo Zonarii, sea la cau-

sa de su rareza.

En cuanto a L. romagnesii, como queda di-

cho, en este caso el interés reside en la actualiza-

ción nomenclatural.

REFERENCIAS

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Micologia 2000. Ed. Micologia. Brescia.


cASAReS, P., A. TeRRÓn & B. LLAMAS

INTRODUCCIÓN

La provincia de León y la cordillera Cantábri-

ca cuentan con gran diversidad de hábitats mi-

cológicos debido a su ubicación en una zona de

transición entre dos ámbitos climáticos, el ma-

crobioclima mediterráneo y el atlántico. Además,

dentro de este sistema montañoso existe una

gran diversidad de litologías, altitudes, manejos

del suelo, entre otros factores, que la convierten

en un mosaico de ambientes.

No en vano se trata de un territorio con nume-

rosas figuras de protección ambiental. Tan solo

en el territorio leonés de la cordillera Cantábrica

se encuentran el parque nacional y el parque re-

gional de los Picos de Europa, el espacio natural

de las hoces de Vegacervera, el espacio natural

del valle de San Emiliano (futuro parque natural

de los valles de Babia y Luna), 7 reservas de la

biosfera y varios LIC y ZEPA.

Si bien la diversidad fúngica de León se ha

tratado en diversas obras generales como AN-

DRÉS & al. (1990) o LLAMAS & TERRÓN (2004),

aún queda un número importante de hongos, es-

pecialmente aquellos de pequeño tamaño o con

fructificaciones esporádicas, de los que no existe

constancia de su presencia en este territorio, y

que además de aportar nuevos e interesantes da-

tos fenológicos y corológicos, pueden tener im-

portancia como indicadores biológicos para di-

ferentes parámetros. Durante los muestreos que

hemos realizado a lo largo de estos últimos años

en diferentes hábitats de la cordillera Cantábri-

ca, hemos recolectado distintas especies, más o

menos raras, que en su conjunto aportan mayor

valor ecológico a estos espacios.

Este artículo pretende describir e ilustrar tres

de estas especies, así como servir de punto de

partida para un trabajo de mayor envergadura

cuyo objetivo sea aportar nuevas citas corológi-

cas de hongos para la cordillera Cantábrica y la

provincia de León.

MATERIAL Y MÉTODOS

El material estudiado ha sido recolectado du-

rante los años 2009 y 2010 en distintas localidades

del territorio leonés de la cordillera Cantábrica y

se encuentran depositados en el herbario LEB

“Jaime Andrés Rodríguez” de la Universidad de

Nuevas aportaciones al conocimiento de los hongos de la cordillera Cantábrica (León)

CASARES, P.1, A. TERRÓN2 & B. LLAMAS1C/ El Cine 1, 24141 Piedrafita de Babia, León. E-mail: [email protected]. Biodiversidad y Gestión Ambiental, Fac. CC. Biológicas y Ambientales, 24071 León. E-mail: [email protected]. Biodiversidad y Gestión Ambiental, Fac. CC. Biológicas y Ambientales, 24071 León. E-mail: [email protected]

Resumen: CASARES, P., A. TERRÓN & B. LLAMAS (2011). Nuevas aportaciones al conocimiento de los hongos de la cordillera Cantábrica (León). Bol. Micol. FAMCAL 6: 75-81. Se aportan descripciones macroscópicas y microscópicas, junto con sus datos corológicos de Rimbachia neckerae (Fr. : Fr.) Redhead, cheimonophyllum candidissimum (Berk. & M.A. Curtis) Singer y crepidotus cesatii (Rabenh.) Sacc. var. cesatii, tres especies de hongos poco conocidas para la cordillera Cantábrica. Palabras clave: Rimbachia, cheimonophyllum, crepidotus, corología, ecología.

Summary: CASARES, P., A. TERRÓN & B. LLAMAS (2011). New contributions to the knowledge of the fungi of the Cantabrian mountains (León). Bol. Micol. FAMCAL 6: 75-81 . A full macroscopic and microscopic description, along with chorologic information, of Rimbachia neckerae (Fr. : Fr.) Redhead, cheimonophyllum candidissimum (Berk. & M.A. Curtis) Singer and crepidotus cesatii (Rabenh.) Sacc. var. cesatii, three barely known species of fungi in the Cantabrian Mountains, are provided. Keywords: Rimbachia, cheimonophyllum, crepidotus, chorology, ecology.


nuevas aportaciones al conocimiento de los hongos de la cordillera cantábrica (León)

León (LEB-FUNGI). La descripción macroscópica

se ha realizado basándose en el material fresco

recolectado en las diferentes salidas de campo.

Todos los caracteres microscópicos se han

descrito a partir del material fresco recolectado,

y realizando una posterior comprobación sobre

material seco herborizado. Las observaciones

han sido efectuadas con un microscopio Nikon

Eclipse E100 con objetivos 40x y 100x (inmersión).

La medición de los elementos microscópicos se

ha realizado mediante el programa Piximetre 4.3.

Como medios de observación y tinción se han

empleado agua destilada, rojo congo amoniacal

al 1% y reactivo de Melzer.

Para su estudio e identificación se han con-

sultado los trabajos KNUDSEN & VESTERhOLT

(2008), BREITENBACh & KRÄNZLIN (2000) y

WATLING & GREGORY (1989), así como todos

aquellos trabajos más específicos que se señalan

en el texto y que aparecen reflejados en el aparta-

do de bibliografía.

CATÁLOGO DE ESPECIES

Rimbachia neckerae (Fr. : Fr.) Redhead, can.

J. Bot. 62(5): 879 (1984). Tricholomataceae.

Material estudiado: LEÓN: Oseja de Sajambre,

30TUN3378, 600 m.s.n.m., en ribera, sobre mus-

gos, 15-V-2009, leg. P. Casares y A. Terrón. LEB-

FUNGI 3886.

Macroscopía

(Fig. 1). Basidioma sésil, en forma de copa al

principio, después se abre en forma de disco, de

1 a 10 mm de diámetro, presentando el margen

algo lobulado y más o menos involuto. Sin pie,

unido por la parte central e inferior del disco al

sustrato. himenio liso, blanco. Superficie externa

Fig. 1. Basidiomas de Rimbachia neckerae. LEB-FUNGI 3886. Foto: P. Casares.



finamente fibrosa, blanca u ocrácea con la edad.

Sin olor ni sabor apreciables.

Microscopía

Basidiósporas (Fig. 2 izda.) globoso-elipsoides

de 7,5-9,9 x 4,6-6,3 µm (Q=1,4-1,8), lisas, hialinas,

con pared delgada y un apéndice hilar bien desa-

rrollado. No se ha observado poro germinativo. Sin

reacción amiloide. Basidios tetraspóricos de 31-37

x 6,45-8,35 µm. Esterigmas largos, 5,25-5,90 µm.

Cistidios ausentes. Presencia de cristales (Fig. 2

dcha.) más o menos romboides en el contexto. Pi-

leipellis tricodérmica, más o menos diverticulada.

hifas fibuladas.

Hábitat

Fructifica en la superficie de musgos. Recogi-

da sobre material calizo a la orilla de un arroyo.

Observaciones

Esta especie aparece citada en Cataluña en

ESTEVE-RAVENTÓS & al. (2001) y ROCABRUNA

& TABARÉS (2001). Sin embargo, no se han en-

contrado referencias para el noroeste peninsular.

Macroscópicamente es similar a cyphelloste-

reum laeve (Fr. : Fr.) D.A. Reid, especie también

muscícola que presenta un basidioma más espa-

tulado, aunque microscópicamente se diferencia

con claridad pues ésta presenta esporas más pe-

queñas, cistidios y ausencia de fíbulas.

Cheimonophyllum candidissimum (Berk.

& M.A. Curtis) Singer, Sydowia 9(1-6): 417 (1955).

cyphellaceae.

Material estudiado: LEÓN: Rodillazo,

30TTN9554, 1.390 m.s.n.m., en hayedo, creciendo

Fig. 2. Basidiósporas (izda.) y cristales (dcha.) de Rimbachia neckerae. LEB-FUNGI 3886. Foto: P. Casares.



sobre madera de haya en descomposición, 11-X-

2010, leg. P. Casares y A. Terrón. LEB-FUNGI 3878.

Macroscopía

(Fig. 3). Basidioma pleurotoide, con el pie re-

ducido y lateral. Sombrero con forma de riñón

abriéndose con la edad, de 5-12 mm de diámetro,

con el margen liso, involuto en los ejemplares

jóvenes. Cutícula blanca, finamente aterciopela-

da de joven, más lisa con la edad. Pie lateral, muy

reducido, 1-2 x 3-5 mm (ancho/largo), blanco, algo

aterciopelado en los ejemplares jóvenes. Láminas

decurrentes, muy espaciadas, gruesas, blancas,

con lamélulas. Olor y sabor inapreciables.

Microscopía

Basidiósporas (Foto 4 dcha.) prácticamente

esféricas, de 5,3-6,8 x 4,7-6,1 µm (Q=1), lisas e

hialinas, con un pequeño apéndice hilar. No se

observa poro germinativo. Sin reacción amiloide.

Basidios claviformes de 22-30 x 5-7 µm. Queilo-

cistidios filiformes (Foto 4 izda.), a veces algo ra-

mificados y de longitud muy variable (30-60 x 2-4

µm). Pileipellis tricodérmica. Fíbulas presentes.

Hábitat

Fructifica sobre madera en descomposición

de Fagus sylvatica.

Observaciones

Respecto a esta especie, hemos encontrado

una diferencia en el tamaño esporal respecto

a los ejemplares descritos en RIBES (2009),

pues en este trabajo se refiere un tamaño de

las esporas de 6,4-9,2 x 5,8-8,6 µm. Este tamaño

supera los descritos en otros trabajos, como en

Fig. 3. Basidiomas de cheimonophyllum candidissimum. LEB-FUNGI 3878. Foto: P. Casares.



SINGER (1955), el reciente trabajo de RUBIO &

al. (2010) y con aún mayor diferencia del referi-

do en WATLING & GREGORY (1989). Esto podría

deberse a una forma local, ya que la recolec-

ción de RIBES (2009) se localiza en las Islas

Canarias sobre diferentes especies de planifo-

lios propios de la laurisilva, en una región bio-

geográfica con unas características climáticas

muy diferentes a las correspondientes en los

otros estudios.

Crepidotus cesatii (Rabenh.) Sacc., Miche-

lia 1(no. 1): 2 (1877) var. cesatii. inocybaceae.

Material estudiado: LEÓN: Posada de Valdeón,

30TUN4378, 1.070 m.s.n.m., en robledal de Quer-

cus pyrenaica, creciendo sobre madera en des-

composición de roble, 24-X-2010, leg. P. Casares

y A. Terrón. LEB-FUNGI 3874.

Macroscopía

(Fig. 5). Sombrero de forma pleurotoide o re-

niforme, convexo, de 10-25 mm de diámetro, con

el margen involuto de joven. Cutícula blanca, li-

geramente tomentosa. Sin pie, por tanto se une

al sustrato por el sombrero. Láminas distribuidas

radialmente desde el punto de inserción, espa-

ciadas, con gran presencia de lamélulas, de color

blanco o crema, más tarde color canela. Olor y

sabor inapreciables.

Microscopía

Basidiósporas (Fig. 6 abajo) de subglobosas

a anchamente elipsoides, de 6,3-8,4 x 6,2-7,6 µm

(Q=1-1,2), muy finamente ornamentadas con

pequeñas espinas. Queilocistidios (Fig. 6 arriba)

sinuosos o ramificados, de 24-50 x 5-10 µm, algu-

nos de ellos recordando su parte superior a un

cuerno o asta. Sin pleurocistidios. Basidios te-

Fig. 4. Queilocistidios (izda.) y basidiósporas (dcha.) de cheimonophyllum candidissimum. LEB-FUNGI 3878. Foto: P. Casares.



Fig. 5. Basidiomas de crepidotus cesatii var. cesatii. LEB-FUNGI 3874. Foto: B. Llamas.

Fig. 6. Queilocistidios (arriba) y esporas (abajo) de crepidotus cesatii var. cesatii. LEB-FUNGI 3874. Foto: P. Casares.



traspóricos de 25-30 x 5-7 µm. Pileipellis forma-

da por hifas hialinas, lisas, a veces bifurcadas y

algo enrolladas. Fíbulas presentes.

Hábitat

Los ejemplares aquí descritos se recolectaron

sobre madera en descomposición de Quercus

pyrenaica. En KNUDSEN & VESTERhOLT (2008)

se indica también su crecimiento sobre ramas,

pero de coníferas.

Observaciones

crepidotus cesatii (Rabenh.) Sacc. var.

subsphaerosporus aparece bien descrita en

KNUDSEN & VESTERhOLT (2008). Para estos au-

tores difiere de la variedad tipo al presentar espo-

ras más elipsoidales, con un tamaño de 6-9 x 4,5-

7 µm (Q=1,2-1,45) y por su crecimiento exclusivo

en madera de coníferas.

REFERENCIAS

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SÁNChEZ, O. GARCÍA, E. ARROJO & T.

PÉREZ (1990). Guía de hongos de la Península

ibérica (noroeste peninsular, León). Celarayn.

León.


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ESTEVE-RAVENTÓS, F., J. LLISTOSELLA & J.

VILA (2001). Algunos hongos interesantes del

piso subalpino de los Pirineos de Cataluña.

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KNUDSEN, h. & J. VESTERhOLT (eds.) (2008).

Funga nordica. Agaricoid, boletoid and

cyphelloid genera. Nordsvamp. Copenhagen.

LLAMAS, B. & A. TERRÓN (2004). Atlas fotográfico

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www.micobotanica jaen.com/Revis ta/

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Cheimonophyllum%20candidissimum%20

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ROCABRUNA, A. & M. TABARÉS (2001).

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macizo montañoso del Montseny (Cataluña).

III. Rev. catalana Micol. 23: 25-36.

RUBIO, E., M.A. MIRANDA, J. LINDE & J.A.

SÁNChEZ (2010). Biodiversidad fúngica del

Parque natural de Somiedo. Ayuntamiento de

Somiedo. Somiedo.

SINGER, R. (1955). Type studies on

basidiomycetes. VIII. Sydowia 9(1-6): 367-431.

WATLING, R. & N.M. GREGORY (1989).

British Fungus Flora. Agarics and Boleti

6. crepidotaceae, Pleurotaceae and other

pleurotoid agarics. Royal Botanic Garden.

Edinburgh.


cUeSTA, J. , n. SAnTAMARÍA & S. SeRRAnO

INTRODUCCIÓN

Durante una fructífera prospección micológi-

ca llevada a cabo en el municipio asturiano de

Carreño, el seis de noviembre de 2010, tuvimos

la suerte de encontrar, entre otras, las especies

descritas en este artículo. Mycenella rubropunc-

tata y Pholiotina striipes, se localizaron en un

área recreativa muy cercana al casco urbano de

Candás y muy próximas entre sí. cantharellus ro-

magnesianus y c. gallaecicus las encontramos a

unos ochocientos metros de las anteriores y casi

contiguas en el talud de un camino abierto en

una plantación de eucalyptus globulus con pies

aislados de castanea sativa.

MATERIAL Y MÉTODOS

El estudio microscópico ha sido realizado so-

bre material fresco y sobre material de herbario

rehidratado con GDS. Se ha utilizado un micros-

copio Leitz Laborlux D y rojo congo SDS como

colorante y agua y GSM como medios de obser-

vación. Las fotografías de microscopía se han

realizado mediante una cámara Nikon Coolpix

4300 acoplada al triocular del microscopio. Las

mediciones microscópicas se han llevado a cabo

sobre imágenes digitales con el programa infor-

mático Piximetre 4.6. Todas las fotografías macro

y microscópicas han sido realizadas por los auto-

res del estudio. Las fotografías macroscópicas se

hicieron en el lugar de la recolección. El material

estudiado se encuentra depositado en los herba-

rios particulares de los autores.

DESCRIPCIÓN

Cantharellus romagnesianus Eyssart. &

Buyck, Cryptog. Mycol. 20(2): 108 (1999).

cantharellus cibarius var. tenuis Romagn.

doc. Mycol. 25 (98-100): 422 (1995).

Material estudiado: ASTURIAS: Candás,

30TTP7629, 50 m.s.n.m., en el talud de un ca-

mino de una plantación de eucalyptus globu-

lus con pies aislados de castanea sativa, en

cercanía de diversos briófitos, 6-XI-2010, leg. S.

Serrano, N. Santamaría y J. Cuesta, herbario:

NS-10110620.

Cantharellus romagnesianus, Cantharellus gallaecicus, Mycenella rubropunctata y Pholiotina striipes, cuatro especies poco frecuentes encontradas en Candás (Asturias)CUESTA, J.1, N. SANTAMARÍA2 & S. SERRANO3

1Plaza Beata Mª Ana 3, 28045 Madrid. E-mail: [email protected]/ Trascastrillo 45, 09670 Quintanar de la Sierra (Burgos). E-mail: [email protected] 3C/ La Matiella 21, 2º E, 33430 Candás (Asturias). E-mail: [email protected]

Resumen: CUESTA, J., N. SANTAMARÍA & S. SERRANO (2011). Cantharellus romagnesianus, Cantharellus gallaecicus, Mycenella rubropunctata y Pholiotina striipes, cuatro especies poco frecuentes encontradas en Candás (Asturias). Bol. Micol. FAMCAL 6: 83-96. Se describen cantharellus romagnesianus Eyssart. & Buyck, c. gallaecicus (Blanco-Dios) Olariaga, Mycenella rubropunctata Boekhout, y Pholiotina striipes (Cooke) Singer, cuatro especies poco conocidas y poco citadas. De ellas, solo Mycenella rubropunctata Boekhout ha sido citada en Asturias. Se comentan también las diferencias más apreciables con las especies más próximas.Palabras clave: cantharellus, Mycenella, Pholiotina, corología, taxonomía, Asturias, España.

Summary: CUESTA, J., N. SANTAMARÍA & S. SERRANO (2011). Cantharellus romagnesianus, Cantharellus gallaecicus, Mycenella rubropunctata and Pholiotina striipes, four uncommon species found in Candás (Asturias). Bol. Micol. FAMCAL 6: 83-96. cantharellus romagnesianus Eyssart. & Buyck, c. gallaecicus (Blanco-Dios) Olariaga, Mycenella rubropunctata Boekhout, and Pholiotina striipes (Cooke) Singer, four little-known and under-recorded species, are described. Of these, only Mycenella rubropunctata Boekhout has been reported previously in Asturias (North of Spain). The main differences with the closest species are given in each case.Keywords: cantharellus, Mycenella, Pholiotina, chorology, taxonomy, Asturias, Spain.


cantharellus romagnesianus, cantharellus gallaecicus, Mycenella rubropunctata y Pholiotina striipes, cuatro especies poco frecuentes encontradas en candás (Asturias)

Fig. 1. cantharellus romagnesianus. NS-10110620. Foto: J. Cuesta.

Fig. 2. cantharellus romagnesianus. A: Vista general, basidios y esporas, B: hifas de la pileipellis. Fotos: N. Santamaría.




(Fig. 1). Píleo de hasta 35 mm de diámetro,

convexo al principio y aplanado-deprimido en

la madurez, margen irregular, ondulado. Super-

ficie pileica de color amarillo, más oscura hacia

el centro, seca, lisa, no higrófana. Parte fértil for-

mada por pliegues de color crema, muy separa-

dos, arqueados, decurrentes con la arista entera

y concolora. Estípite de hasta 30 mm de largo

por 4-8 mm de diámetro, troncocónico, atenuado

hacia la base, curvado, macizo, liso, concoloro

con el píleo. Carne escasa, firme, blanco crema;

olor nulo y sabor no característico. Al roce y con

envejecimiento, todo el basidioma toma tonos

amarillos vivos. Según la literatura consultada,

OLARIAGA & SALCEDO (2007), puede presentar

a veces la base del estípite rojiza, pero nosotros

no hemos observado esta característica.


(Fig. 2). Esporas tomadas de las láminas (no

de esporada) (8-)8,5-9,5(-10,5) x (4,5-)5-5,5(-6) µm;

Q = 1,7-2, de oblongas a elipsoides, lisas, hiali-

nas, no amiloides, generalmente algo deprimidas

en el centro (Fig. 2.A). Basidios de 55-80 x 7,5-10

µm, con 4-6 esterigmas, claviformes; basidiolos

abundantes (Fig. 2.A). No presenta queilocisti-

dios ni pleurocistidios. Pileipellis formada por

hifas de 4-10 µm de diámetro, de paredes delga-

das, irregulares, con fíbulas, contienen pigmento

amarillento (Fig. 2.B).

Ecología

Especie de distribución no muy amplia, pero

no demasiado infrecuente en sus zonas de apari-

ción, donde se puede encontrar desde final de la

primavera hasta inicio del invierno. La recolección

descrita en este trabajo se hizo en una masa mixta

(plantación de eucalyptus globulus y pies aislados

de castanea sativa), en el talud de un camino, aun-

que según la literatura consultada BLANCO-DIOS

(2004) crece también bajo otras especies, incluso

en masas mixtas de Quercus robur y Pinus pinas-

ter. Encontrada en suelo ácido. Los ejemplares

descritos en este artículo crecían solo a unos po-

cos metros de distancia de los ejemplares de can-

tharellus gallaecicus, descritos a continuación.

Discusión

ROMAGNESI (1995) describió cantharellus ci-

barius var. tenuis, a partir de material recolectado

en el litoral atlántico francés, bajo Pinus pinaster

con presencia de Leucobryum glaucum. Aporta-

ba unas medidas de esporas de 7,5-10(-11,5) x 5-6

µm, y lo describía como un hongo con carpóforo

de 2-4 cm, remarcablemente delgado y un poco

traslúcido en el borde, con margen tendente a

ondularse profundamente al final.

EYSSARTIER & BUYCK (1999) estimaron en

base a las características particulares de este

taxón, principalmente la pileipellis con hifas de

paredes finas, pero también el reducido tamaño

de los carpóforos, que no podría considerarse

como una variedad de cantharellus cibarius, y

merecía categoría de especie autónoma. Dado

que hEINEMANN (1958: 418) había descrito con

el nombre cantharellus minimus una especie

africana de cantharellus de color anaranjado vivo

que guarda poca o ninguna relación con la espe-

cie europea, al recombinar a especie la variedad

descrita por Romagnesi se imponía la necesidad

de darle un nuevo nombre. En homenaje al micó-

logo francés escogieron el nombre cantharellus

romagnesianus. En este mismo trabajo, EYSSAR-

TIER & BUYCK (1999) indican una medida de es-

poras de 8-8,83-9,6(-10,5) x 4,5-4,68-5 µm.

Posteriormente, EYSSARTIER & BUYCK

(2001), describen el subgénero Parvocanthare-

llus, compuesto por especies con basidiomas

poco carnosos, píleo generalmente de 1 a 3 cm,

pileipellis compuesta por hifas fibuladas y de pa-

redes finas, y designa como tipo de este subgé-

nero a cantharellus romagnesianus.

Cantharellus cibarius Fr., difiere macroscópi-

camente de c. romagnesianus por presentar ba-

sidiomas de mayor tamaño, que no amarillean al

roce. Microscópicamente se distingue por tener

esporas algo más pequeñas, y por presentar pa-

redes gruesas en las hifas de la pileipellis.

Cantharellus gallaecicus (Blanco-Dios) Ola-

riaga, es una especie muy próxima a c. romag-

nesianus, ya que coinciden en tener basidiomas

de tamaño semejante, base del estípite rojiza a

veces, tendencia a virar al amarillo al roce y pre-

sentar hifas de la pileipellis de pared delgada.



Fig. 3. cantharellus gallaecicus. NS-10110619. Foto: J. Cuesta.

Fig. 4. cantharellus gallaecicus. A: Esporas, B: hifas de la pileipellis, C: Vista general, basidios y esporas. Fotos: N. Santamaría.



Macroscópicamente ambas especies se diferen-

cian por el color del carpóforo en general y del pí-

leo en particular, que en el caso de c. gallaecicus

es blanquecino, y a nivel microscópico porque c.

gallaecicus tiene esporas un poco más pequeñas.

Cantharellus pseudominimus Eyssart. &

Buyck, es otro taxón muy próximo a c. romagne-

sianus, del que macroscópicamente se diferen-

ciaría por poseer basidiomas inmutables al roce,

cuyo píleo no sobrepasa los 15 mm de diámetro

y con un estípite muy poco desarrollado, de lon-

gitud inferior al diámetro del píleo. Microscópica-

mente no parece haber diferencias significativas.

EYSSARTIER & al. (1998) aportan unas medidas

de esporas muy similares a las de c. romagne-

sianus, indican que son abundantes las fíbulas

en todo el basidioma, y si bien no detallan si las

hifas de la cutícula poseen paredes finas inclu-

yen una plancha en la que se puede interpre-

tar que así es. Por ello, también pertenecería al

subgénero Parvocantharellus.

Cantharellus gallaecicus (Blanco-Dios) Ola-

riaga in Olariaga & Salcedo, Anales Jard. Bot. Ma-

drid 64(2): 222 (2007)

cantharellus cibarius var. gallaecicus Blan-

co-Dios, Bol. Soc. Micol. Madrid 28: 181 (2004).

Material estudiado: ASTURIAS: Candás,

30TTP7629, 50 m.s.n.m., en el talud de un camino

de una plantación de eucalyptus globulus, con

pies aislados de castanea sativa, 6-XI-2010, leg.

S. Serrano, N. Santamaría, J. Cuesta, herbario:

NS-10110619.


(Fig. 3). Píleo de hasta 35 mm de diámetro,

convexo al principio y aplanado-deprimido o

deprimido en la madurez, con margen irregular,

generalmente ondulado sobre todo en estadios

adultos, delgado. Superficie pileica de color

blanquecino, que oscurece hacia tonos grises o

crema con el envejecimiento, seca, lisa, no higró-

fana. Parte fértil formada por pliegues de color

blanco a blanco grisáceo medianamente separa-

dos, arqueados, decurrentes, con la arista de los

pliegues entera y concolora. Estípite de hasta 30

mm de largo por 4-8 mm de diámetro, cilíndrico,

ligeramente atenuado hacia la base, curvado,

macizo, liso, blanco. Carne escasa, firme, blanco

grisácea; olor nulo o muy tenue a albaricoque y

sabor no característico. Al roce y con el enveje-

cimiento todo el basidioma toma tonos amarillos

vivos (Fig. 3, base ejemplar izquierda). Según la

literatura consultada BLANCO-DIOS (2004), PÉ-

REZ BUTRÓN & al. (2006), OLARIAGA & SALCE-

DO (2007), puede presentar a veces la base del

estípite rojiza, pero nosotros no hemos observa-

do esta característica en esta recolección.


(Fig. 4). Esporas tomadas de los pliegues (no de

esporada), de (7,5-)8-9(-9,5) x (4-)4,5-5(-5,5) µm; Q =

1,7-2, elipsoides, lisas, hialinas, no amiloides, ge-

neralmente algo deprimidas en el centro (Fig. 4.A).

Basidios de 55-75 x 8,5-10 µm, con 5-6 esterigmas,

claviformes; basidiolos abundantes (Fig. 4.C). No

presenta queilocistidios ni pleurocistidios. Pileipe-

llis formada por hifas de 4,5-9 µm de diámetro de

paredes delgadas, con fíbulas (Fig. 4.B).

Ecología

Especie con preferencia otoñal aunque existe

al menos una cita de final de primavera por PÉREZ

BUTRÓN & al. (2006), muy rara, de distribución no

muy amplia o poco conocida. La recolección des-

crita en este trabajo se hizo en una masa mixta

(plantación de eucalyptus globulus y pies aislados

de castanea sativa), en el talud de un camino, aun-

que según la literatura consultada BLANCO-DIOS

(2004) crece también bajo otras especies, incluso

en masas mixtas de eucalyptus globulus y Pinus

pinaster o de castanea x coudercii y Pinus pinaster.

Encontrada en suelo ácido. Crece de forma dis-

persa a cespitosa y a veces presenta ejemplares

connatos. Los ejemplares descritos en este artícu-

lo, crecían solo a unos pocos metros de distancia

de los ejemplares de cantharellus romagnesianus

descritos anteriormente.

Discusión

Especie descrita recientemente BLANCO-

DIOS (2004) como cantharellus cibarius var.

gallaecicus, con ejemplares recolectados en la



provincia de Pontevedra. Posteriormente PÉREZ

BUTRÓN & al. (2006) publican una nueva reco-

lecta en Cantabria sin aportar ninguna novedad

en su descripción. Por último en OLARIAGA &

SALCEDO (2007), Olariaga propone la siguiente

combinación: cantharellus gallaecicus (Blanco-

Dios) Olariaga comb. & stat. nov. en base a que

se comprobó que todo el material estudiado y re-

visado, incluidas las colecciones a las que hemos

hecho mención con anterioridad, posee hifas en

la pileipellis de pared delgada de hasta 0,4 µm,

mientras que las especies de subgénero cantha-

rellus, cuyo tipo es c. cibarius, poseen hifas ter-

minales de la pileipellis gruesas (0,8-2 µm). Ade-

más de esta diferencia, c. gallaecicus diverge de

c. cibarius, porque los basidiomas de esta última

especie son mayores, más carnosos y no viran de

forma marcada al amarillo, el píleo y el himenó-

foro son de color amarillo anaranjado vivo, y la

base del estípite no presenta nunca tonos rojizos

(EYSSARTIER & BUYCK, 2000).

Mycenella rubropunctata Boekhout Perso-

onia 12: 433 (1985).

Material estudiado: ASTURIAS: Candás, Área

recreativa “Fuente de los Ángeles”, 30TTP7630,

30 m.s.n.m, zona ajardinada, entre musgo y res-

tos herbáceos con presencia de robles y chopos

en las proximidades, media docena de ejempla-

res, 06-XI-2010, leg. J. Cuesta, S. Serrano y N.

Santamaría, det. N. Santamaría y S. Serrano,

herbario: NS-10110603.


(Fig. 5). Píleo de 6-10 mm de diámetro, de as-

pecto "micenoide", inicialmente campanulado y

en la madurez plano-convexo con un suave ma-

melón, higrófano, en estado húmedo es de color

pardo grisáceo, más oscuro en el centro y palide-

ciendo hacia el borde, tornándose de coloración

crema grisácea con el centro pardusco al secar-

se. Superficie mate y estriada por transparencia.

Láminas adnatas a ligeramente escotadas, blan-

quecinas, con abundantes laminillas intercala-

das. En el borde y cara de las láminas de algu-

nos ejemplares se observan pequeñas máculas

o puntitos pardo-rojizos poco llamativos. Arista

entera y concolora. Estípite de 30-40 x 1-2 mm, ci-

Fig. 5. Mycenella rubropunctata. NS-10110603. Foto: J. Cuesta.



líndrico, filiforme, bastante frágil, de color beige

en el ápice, oscureciéndose a pardo grisáceo ha-

cia la base. Superficie llamativamente pruinosa.

Carne muy escasa, blanquecina. Sin olor ni sabor

apreciables. Esporada no obtenida.


(Fig. 6). Esporas de 5-6 x 4,5-5,5 µm, subg-

lobosas con protuberancias redondeadas y un

apículo prominente y llamativo, no amiloides

(Fig. 6.A). Basidios de 25-30 x 6,5-7,5 µm, en su

mayoría tetraspóricos, aunque también se ob-

serva alguno bispórico, fibulados en la base (Fig.

6.C). Queilocistidios de 40-62 x 12-15 µm, de fu-

siformes a fusiforme-ventricosos, con pared de

anchura variable que puede llegar hasta 1 µm de

grosor, presentando ligeros estrangulamientos

hacia el ápice, que es fusiforme o mucronado y

Fig. 6. Mycenella rubropunctata. A: Esporas, B: Cistidios himeniales, C: Basidio, D: Cistidio himenial mucronado, E: Incrustaciones resinosas de los cistidios, F: Caulocistidios, G: Pileipellis con pileocistidios. Fotos: N. Santamaría.



en algún caso capitulado. A veces, presentan in-

crustaciones (resinosas?), de coloración amarillo

verdosa (Fig. 6.E). Pleurocistidios abundantes de

morfología y tamaño semejante (Fig. 6.B y 6.D).

Pileipellis formada por hifas cilíndricas, de 2-4

µm de ancho, con terminaciones diverticuladas

y pigmento intracelular de color pardo (Fig. 6.G).

Con pileocistidios cilíndrico-fusiformes de 40-50

x 5-7 µm. Fíbulas presentes. hifas del pie cilín-

dricas, de 2-4 µm de diámetro, con divertículos.

Caulocistidios de 60-65 x 5,5-9 µm, cilíndrico-fu-

siformes más o menos flexuosos y con la base

irregular (Fig. 6.F). Fíbulas presentes.

Discusión

Este taxón fue descrito como especie con en-

tidad propia por BOEKhOUT (1985: 433), si bien

existen referencias anteriores (VON hÖhNEL,

1914: 24; KÜhNER, 1938: 614) que la tratan como

una forma tetraspórica de Mycenella bryophila.

En Asturias ha sido citada al menos en dos

ocasiones, por RUBIO & al. (2006: 215) en Siero,

y por RUBIO & al. (2010: 110) en Somiedo, lo que

hace pensar que esta rara especie, no lo es tanto

en el Principado de Asturias.

Además del trabajo original de BOECKhOUT

(1985: 433), en la literatura micológica aparecen

publicadas excelentes descripciones de esta es-

pecie en ROBICh (1994: 73) y MOREAU & PÉREZ-

DE-GREGORIO (1999: 49), además de referencias

en obras generalistas como BOEKhOUT (1999:

173-177) y LÆSSØE & ELBORNE (2008: 257-259).

La característica propia de la especie a nivel

macroscópico, que le da nombre y que la dife-

rencia de especies próximas es la presencia de

máculas de color pardo en las láminas, si bien

no son ni demasiado llamativas ni parecen estar

siempre presentes según los autores anterior-

mente citados, al menos en el material de her-

bario.

Más determinantes a la hora de diferenciarla

de especies próximas son sus características mi-

croscópicas: Esporas menores de 10 µm, globo-

sas y con protuberancias, basidios tetraspóricos,

Fig. 7: Pholiotina striipes. SSJ-2010112101. Foto: S. Serrano.



cistidios fusiformes de paredes anchas y ápice

fusiforme mucronado no digitado, con presencia

de matriz resinosa.

Mycenella salicina (Velen.) Singer se diferen-

cia, entre otras cosas, por sus esporas que care-

cen de las típicas protuberancias (ocasionalmen-

te pueden presentar una o dos “yemas”).

Mycenella margaristispora (J.E. Lange) Sin-

ger presenta cistidios digitados en el ápice.

Mycenella bryophila (Voglino) Singer tiene

basidios bispóricos y sus cistidios son lagenifor-

mes con ápice obtuso, no mucronados. Macros-

cópicamente posee coloraciones más oscuras y

pie radicante.

Mycenella trachyspora (Rea) Boekhout pre-

senta basidios tetraspóricos sin embargo sus

cistidios aunque sub-agudos no son fusoides ni

mucronados. No presenta máculas pardo rojizo

en las láminas. Es, sin embargo, la especie más

próxima, y algunos autores como LÆSSØE & EL-

BORNE (2008: 258) la consideran sinónimo prio-

ritario de la especie que nos ocupa.

Mycenella nodulosa (A.h. Sm.) Boekhout se

distingue por sus esporas levemente más gran-

des (6-7 µm) y sus cistidios himeniales lagenifor-

mes y con un cuello cilíndrico largo. Sus pileo-

cistidios son, también, considerablemente más

largos (100-150 x 7-9 µm).

Pholiotina striipes (Cooke) Singer 1989, Fiel-

diana Bot., n.s. 21: 107.

conocybe striipes (Cooke) S. Lundell 1953

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230. nom. inval. publ. [art 33.4, basiónimo no ci-

tado].

Material estudiado: Asturias: Candás, Área

recreativa “Fuente de los Ángeles”, 30TTP7630,

30 m.s.n.m, zona ajardinada cerca de un parque

Fig. 8: Pholiotina striipes. SSJ-2010112101. Foto: J. Cuesta.



Fig. 9. Pholiotina striipes. A: Vista general, basidio y esporas, B: Queilocistidios, C: Esporas, D: Caulocistidios, E: Pileocistidios, F: Pileipellis, vista general. Fotos: N. Santamaría.

infantil, entre Bellis perennis y otras plantas her-

báceas, a escasa distancia de un seto de cu-

pressocyparis x leylandii y a unos treinta metros

de un pequeño curso fluvial con presencia de

Populus y Alnus. Un grupo de una docena de

ejemplares y otros dos grupos menores, 06-XI-

2010, leg. J. Cuesta, N. Santamaría y S. Serrano,

SSJ-2010110602. ibidem, 14-XI-2010, leg. S. Se-

rrano, SSJ-2010111403. ibidem, 21-XI-2010, leg.

S. Serrano, SSJ-2010112101.


(Fig. 7). Píleo de aspecto "micenoide", inicial-

mente parabólico, luego convexo-acampanado,

finalmente plano-convexo, de 10-30 mm de diá-

metro, higrófano y carente de velo, de coloración

ocre anaranjada en ejemplares jóvenes, progre-

sivamente más pálida hacia el margen, oscu-

reciéndose la tonalidad general a medida que

madura hasta tomar coloraciones marrones más

intensas, conservando en la mayoría de ejempla-



res cerca del margen una pequeña zona de colo-

ración más pálida, y estriada al trasluz. La super-

ficie del píleo es finamente pruinosa, detalle que

se aprecia mejor al ser observada con una lupa

de mano, si bien en los ejemplares jóvenes esta

pruina puede ser apreciada a simple vista y llegar

a confundirse con presencia de velo. El aspecto

general de la superficie del píleo en la mayoría

de los ejemplares es irregular, con rugosidades

y a veces ligeramente venoso, concolora con el

fondo en tiempo húmedo, pero que tiende a pali-

decer a medida que el carpóforo va deshidratán-

dose, contrastando con el fondo que mantiene el

colorido o, al menos, se decolora en menor grado.

Con tiempo húmedo, y en especial en ejemplares

jóvenes, el píleo y en menor medida el estípite,

pueden estar cubiertos por gotas de rocío, do-

tando al conjunto de una bonita apariencia (Fig.

8). Láminas adnatas, moderadamente ventrudas,

con laminillas intercaladas hacia el margen del

píleo, durante bastante tiempo de coloración

café con leche muy pálido, finalmente adquie-

ren tonalidades ocre no demasiado intensas, a

excepción de la arista laminar, finamente serra-

da, que se mantiene blanquecina. Estípite cilín-

drico, de 30-60 x 3-5 mm, hueco. De color blanco

puro, con la superficie pruinosa observable con

la lupa, y distintivamente estriada, en particular

hacia el ápice, observable sin necesidad de ésta.

La estriación en todo el estípite se acentúa en

el material de herbario. En los grupos de ejem-

plares encontrados el crecimiento se producía

fasciculado, con hasta cinco o seis ejemplares

unidos por la base tan firmemente que al inten-

tar separarlos no se producía una fisura limpia.

Carne escasa, no hemos apreciado ningún olor

destacable. Esporada obtenida, de color pardo

grisáceo en masa.


(Fig. 9). Esporas de (7-)7,5-8,5(-9) x 4-4,5(5) µm.

Q = (1,6)1,7-1,9, lisas, de elipsoides a oblongo-

elipsoides en vista frontal y amigdaliformes en

vista lateral, con poro germinativo truncado de

hasta 1 µm (Fig. 9.C), ocre amarillentas en agua,

notablemente más anaranjadas en KOh (Fig. 10).

Basidios de 20-25 x 7,5-8,5 µm, tetraspóricos, cla-

viformes (Fig. 9.A). Fíbulas no observadas. Quei-

locistidios numerosos, de 20-50 x 5-9(-10) µm, de

paredes finas, lanceolados a subulados, con un

amplio cuello que se estrecha progresivamen-

te hacia el ápice, hasta una anchura mínima de

2-3(-5) µm (Fig. 9.B), con presencia también de

células claviformes a piriformes. Pleurocistidios

no observados. Pileipellis himeniforme (Fig. 9.F),

formada por células de claviformes a piriformes,

de 20-25 x 12-15 µm, de la que emergen abundan-

tes pileocistidios (Fig. 9.E) de morfología similar

a los queilocistidios, pero mayores en tamaño, de

(40-)50-72(-75) x 6-13(-14) µm. Caulocistidios nu-

merosos y similares en apariencia a los queilocis-

tidios, de 35-75 x 8.5-10 µm, en algunos el ápice es

más estrechamente acuminado (Fig. 9.D).

Discusión

Al revisar distintos trabajos hemos observado

una doble problemática. Por un lado, referente al

género, pues autores como KÜhNER (1935), KITS

Fig. 10. Pholiotina striipes. Foto superior: esporas en agua. Foto inferior: esporas en KOh. Fotos: N. Santa-maría.



VAN WAVEREN (1970: 121) y WATLING (1982)

consideran que no existen argumentos suficien-

tes como para considerar conocybe y Pholiotina

dos géneros independientes. Para estos autores

Pholiotina sería un subgénero de conocybe. Y

en contra de esta opinión, autores como FAYOD

(1889), SINGER (1989), BON (1992), ARNOLDS

(2005), hAUSKNEChT & VESTERhOLT (2008) y

hAUSKNEChT (2009) defienden que Pholiotina

es un género independiente y no un subgénero

de conocybe.

El principal argumento a favor de la conside-

ración como género independiente es la presen-

cia en la trama del himenio en Pholiotina de un

himenopodio mucho más desarrollado. KÜhNER

(1935) indicaba que en la zona más distante de

la arista de algunas láminas de conocybe tam-

bién se podía apreciar un himenopodio muy de-

sarrollado, si bien no tanto como en Pholiotina.

hay otras diferencias, así, los cistidios en el caso

de conocybe suelen ser lecitiformes, mientras

en el caso de Pholiotina tienen otra morfología,

las especies de conocybe no presentan velo y la

mayoría de las de Pholiotina sí, pero estas carac-

terísticas presentan excepciones en cada caso

(cistidios lecitiformes en Pholiotina intermedia, y

presencia de velo, al menos trazas, en varias es-

pecies de conocybe).

Recientes estudios moleculares parecen indi-

car que la diferencia está justificada. MONCAL-

VO & al. (2002) realizaron un estudio molecular

de más de 700 especies de Agaricales, con la in-

tención de tener una visión lo más completa po-

sible de la filogenia de este grupo de hongos. La

única especie de Pholiotina analizada, P. subnu-

da, resultó estar más estrechamente relacionada

con dos especies del género Bolbitius que con la

única especie del género conocybe estudiada,

c. rickenii. En otro estudio molecular, hALLEN

& al. (2003) incluyeron a Pholiotina filaris y a P.

subnuda en sus estudios filogenéticos de cono-

cybe lactea y especies relacionadas, y de nuevo

parece deducirse una mayor afinidad de estas

dos especies de Pholiotina con Bolbitius que con

conocybe.

El segundo debate que nos encontramos

afecta a la sinonimia o no entre Pholiotina strii-

pes (Cooke) Singer y Pholiotina pygmaeoaffinis

(Fr.) Singer. La mayoría de trabajos recientes

aceptan y/o defienden la autonomía de ambas

especies: WATLING (1982: 89), SINGER (1989:

107), BON (1992: 77), ARNOLDS (2005: 196-198),

hAUSKNEChT & VESTERhOLT (2008: 656),

hAUSKNEChT (2009: 571-578). Algunos de los

autores que consideran ambas especies autóno-

mas expresan sus dudas al respecto, por ejem-

plo BON (1982: 77) indica que “existen colectas

con caracteres cruzados… es posible que uno de

los dos taxones pueda ser variedad del otro…”.

También ARNOLDS (2005, 198) expresa: “todavía

es cuestionable si la diferencia en el tamaño es-

poral garantiza la distinción de dos especies. Sin

embargo, aún no se han encontrado colecciones

intermedias”.

Siguiendo la monografía más reciente,

hAUSKNEChT (2009), encuadraríamos a Pholio-

tina striipes en la sección Piliferae hauskn. & Kri-

sai. Esta sección engloba a especies del género

Pholiotina que presenten estas características:

esporas lisas, velo ausente incluso en basidio-

carpos jóvenes, ausencia de tonos azul verdoso,

y queilocistidios lanceolados, subcilíndricos o

lageniformes.

A modo de anécdota, mencionar que el térmi-

no Piliferae ya había sido empleado por KÜhNER

(1935: 124) como sección del subgénero euco-

nocybe (auténticos conocybe, por oposición al

subgénero Pholiotina), y pese a haber sido inco-

rrectamente publicado por carencia de diagnosis

latina, ha sido utilizado con distintos rangos en

trabajos posteriores por la mayoría de especialis-

tas del género. WATLING (1982) incluso eleva al

rango de subgénero la sección Piliferae, al mis-

mo nivel que Pholiotina, que también considera

subgénero de conocybe. BON (1992: 76) al hablar

de la sección Piliferae del género Pholiotina indi-

ca: “colores y siluetas banales de conocybe, es

el grupo que se parece más a este género y las

especies son prácticamente imposibles de dife-

renciar macroscópicamente.

Volviendo al trabajo de hAUSKNEChT

(2009:569), sitúa a Pholiotina striipes dentro de la

serie Pygmaeoaffinis, con especies que presen-

ten estos caracteres: “basidiocarpos de tamaño



medio a grande, píleo y estípite completamente

pruinosos, de joven a menudo gutulados. Píleo

en su mayor parte pálido, estípite durante largo

tiempo blanco. Esporas pequeñas, de paredes

finas, con poro germinativo o sin él. Queilo –cau-

lo– y pileocistidios grandes, lanceolados a lageni-

formes. Aislados o en pequeños grupos, en bos-

ques, prados, praderas, sobre desechos o restos

vegetales”. En esta sección encuadra a tres úni-

cas especies: Pholiotina alba, P. pygmaeoaffinis y

P. striipes.

Pholiotina alba (Enderle) hauskn. & Enderle,

es un taxón que se caracteriza por el color blanco

del píleo, por lo que en principio podría pasar por

ser una forma blanca de alguna especie de esta

serie, así ENDERLE (1994: 47) al describir este

taxón lo hace como P. striipes f. alba. Pero ade-

más del píleo blanco presenta esporas hialinas

en KOh, y carentes de poro germinativo, carac-

terísticas sorprendentes y que diferencian de los

otros miembros de esta serie. hasta la fecha solo

parece haberse citado en la localidad de Alema-

nia en la que la recolectó Enderle.

Pholiotina pygmaeoaffinis (Fr.) Singer, como

ya hemos en parte adelantado, es un taxón muy

cercano a P. striipes, del que se diferencia princi-

palmente por el mayor tamaño de sus esporas.

hAUSKNEChT (2008) indica una media de 8,3-

10,1 x 4,5-5,3 µm frente a 6,8-8,2 x 4,1-4,8 µm que

señala en el caso de P. striipes. Indica también

que las esporas de P. pygmaeoaffinis en KOh to-

man coloración amarillenta a amarillo ocráceo,

mientras las esporas de P. striipes toman colora-

ción amarillo anaranjado en dicho medio. Por úl-

timo, señala que P. pygmaeoaffinis presenta colo-

raciones menos intensas, y que P. striipes tiende

a crecer fasciculado. Según WATLING (1982: 89),

los queilocistidios de P. pygmaeoaffinis presenta-

ban un ápice más obtuso, con un ancho de 2-4,5

µm, mientras en el caso de P. striipes el ancho

era de 1-2,5 µm. Sobre este detalle del ancho del

ápice de los cistidios, hAUSKNEChT (2008: 574)

considera que la diferencia no es constante, y

hay recolectas de P. pygmaeoaffinis con cistidios

tan afilados como los típicos de P. striipes.

Los ejemplares que hemos estudiado encajan

perfectamente en este concepto de Pholiotina

striipes, pues presentan esporas de 7,5-8,5 x 4-4,5

µm, que se tornan más anaranjadas en KOh, cis-

tidios con ápice estrecho bastante similares a

los descritos en la literatura, coloración general

intensa (comparada con la que se indica para P.

pygmaeoaffinis) y la mayor parte de los ejempla-

res crecían fasciculados.

AGRADECIMIENTOS

A nuestras familias y amigos por su colabora-

ción e inagotable paciencia. A Corsino Gutiérrez,

Enrique Rubio y Juan Carlos Zamora por su ayu-

da para la obtención de parte de la bibliografía

utilizada. A Luis Parra por su ayuda ante dudas

nomenclaturales.

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GOnZALO, M.Á. & M.Á. RiBeS

INTRODUCCIÓN

El orden Ustilaginales G. Winter, con ocho

familias, comprende 49 géneros y 851 especies

a nivel mundial. El género Ustilago (Pers.) Rous-

sel lo componen aproximadamente 200 especies

que se desarrollan sobre gramíneas (Poaceae)

y tiene gran importancia en la interrelación con

los humanos, pues afecta a varias plantas muy

utilizadas desde el principio de nuestra historia

agrícola, como Ustilago tritici (Pers.) Rostr. al

trigo, Ustilago avenae (Pers.) Rostr. a la avena,

Ustilago nuda (J.L. Jensen) Kellerm. & Swingle a

la cebada y Ustilago maydis (DC.) Corda al maíz

(KIRK & al., 2008). En el presente artículo vamos a

describir y documentar dos recolectas realizadas

en Guadalajara de las dos últimas especies que,

aunque ampliamente distribuidas y conocidas,

aparecen poco iconografiadas en la literatura mi-

cológica española.

Ustilago nuda o carbón desnudo de la cebada

es de gran importancia a nivel mundial, pues es

un gran destructor de este cereal, causando mu-

chos problemas en sus cultivos de Europa orien-

tal en el Caucaso norte, en Siberia en los Urales

y también en Estonia, Lituania, Kazajstán, etc.,

donde llega a afectar hasta el 25% de la cosecha

si ésta se hace con semillas sin tratar (AFANA-

SENKO, 2003-2009).

Ustilago maydis, que parasita al maíz (Zea

Dos especies del género Ustilago de la provincia de Guadalajara (España)

GONZALO, M.Á.1 & M.Á. RIBES2

1Calle Mestanza 5, 4ºB, 28053 Madrid. E-mail: [email protected] Pablo Neruda 120 F, 2ºD, 28018 Madrid. E-mail: [email protected]

Resumen: GONZALO, M.Á. & M.Á. RIBES (2011). Dos especies del género Ustilago de la provincia de Guadalajara (España). Bol. Micol. FAMCAL 6: 97-100. Se describen e ilustran, tanto macro como microscópicamente dos especies del género Ustilago, Ustilago nuda y Ustilago maydis, recolectadas en la provincia de Guadalajara.Palabras clave: Ustilaginaceae, Ustilago, Basidiomycota, corología, taxonomía, Guadalajara, España.

Summary: GONZALO, M.Á. & M.Á, RIBES (2011). Two species of the genus Ustilago from Guadalajara province (Spain). Bol. Micol. FAMCAL 6: 97-100. Two species of the genus Ustilago, Ustilago nuda y Ustilago maydis, collected in Guadalajara province are, macro- and microscopically, described and illustrated.Keywords: Ustilaginaceae, Ustilago, Basidiomycota, chorology, taxonomy, Guadalajara, Spain.

mays L.), es mundialmente conocido como car-

bón del maíz. En algunos lugares, como en Méxi-

co, es conocido como “huitlacoche” y es muy

apreciado como comestible (la parte blanca de

las agallas, tumores o soros), tanto que incluso

se vende como producto enlatado. También goza

de cierto prestigio en la medicina tradicional chi-

na, donde es utilizado para curar o prevenir úlce-

ras hepáticas y gastrointestinales, se le atribuyen

propiedades hemostáticas y antibacterianas, y

puede ser abortivo. De este hongo se han aislado

dos alcaloides cristalizados, ustalogenina y us-

tilagotoxiergotoxina, también contiene vitamina

D2 y lactoflavina (GUERRA & SANZ, 1996).

MATERIAL Y MÉTODOS

El estudio macroscópico se ha realizado so-

bre material fresco e imágenes digitales realiza-

das con dos cámaras réflex digital Nikon D70 y

D300, un objetivo Nikkor AF 60mm f 2,8 D Micro y

un flash anular Sigma macro EM-140 DG. El estu-

dio microscópico se ha realizado sobre material

fresco en agua e imágenes realizadas con una

cámara digital Nikon D70 acoplada al tubo trio-

cular de un microscopio Nikon Eclipse E200. Las

mediciones esporales se han realizado sobre las

imágenes digitales con el programa informático

Piximètre. Todas las fotografías han sido realiza-

das por M.Á. Ribes.


dos especies del género Ustilago de la provincia de Guadalajara (españa) (Asturias)

DESCRIPCIÓN DE LAS ESPECIES

Ustilago nuda (J.L. Jensen) Kellerm. & Swingle

Material estudiado: GUADALAJARA: hijes,

30TWL001666, 1150 m, sobre espigas de cebadi-

lla o cola de ratón (Hordeum murinum L.) en el

borde de una plantación de cebada (Hordeum

vulgare L.), 31-V-2010, leg. Miguel Á. Gonzalo, MA-

Fungi 88279 (col. MAR-310510-02).


(Fig. 1, A-B). Basidioma que ataca a los ovarios

de las espiguillas, inicialmente protegidos por una

membrana delgada y sutil que se deshace pronto

y deja la masa esporal al desnudo. De esta forma

es dispersada por el viento hasta dejar el raquis

de la planta desnudo. La masa esporal es pulveru-

lenta, de color marrón oliváceo, y al depositarse

sobre las flores abiertas de otras espigas inician

la infección por crecimiento a través de la pared

del ovario.


(Fig. 1, C-D). Teliosporas subglobosas, en

ocasiones irregulares, de color oliváceo pálido a

marrón dorado, más claras por un lado que por

el otro, formando una curiosa media luna oscura,

con ornamentación ligeramente equinulada, de

(6,6) 7 – 7,8 (8,8) x (6,1) 6,4 – 7,2 (7,8) µm; Q = 1 –

1,19 (1,2); N = 55; Me = 7,4 x 6,8; Qe = 1,1.

Ustilago maydis (DC.) Corda.

Material estudiado: GUADALAJARA: Yunquera

de henares, 30TVL857113, 698 m, sobre plantas de

maíz (Zea mays L.), 2-VIII-2004, leg. M. Á. Gonzalo,

MA-Fungi 88278 (col. MAR-020804-02).

Fig. 1. Ustilago nuda. A-B: Espigas de cebadilla (Hordeum murinum) parasitadas. C-D: Esporas subglobosas equinu-ladas.


GOnZALO, M.Á. & M.Á. RiBeS


(Fig. 2, A-C). Basidioma de desarrollo intra-

celular en las hojas, tallos, flores y brácteas, que

destruye los tejidos internos, pero no la epider-

mis, y forma una especie de tumores globosos e

irregulares también llamados soros, que alcan-

zan hasta 15 cm, dependiendo de la parte don-

de se desarrollen. Estos tumores o agallas son

blanquecinos y grisáceos por fuera, con un ligero

tono plateado. La carne, primero blanca, es de

tacto agradable y sabor dulzaino (parte comes-

tible y comercializada), pero al madurar se con-

vierte en una masa pulverulenta de color pardo

negruzco por la acumulación de esporas, que le

da el nombre popular de carbón del maíz.


(Fig. 2, D). Teliosporas subglobosas de color

pardo oliváceo oscuro en el exterior y más claro

en el interior, ornamentadas con espinas aisladas

no muy densas, de (7,4) 8,2 – 9,8 (10,5) x (7,2) 7,8 –

9,3 (9,9) µm; Q = 1,0 – 1,2 (1,3); N = 62; Me = 9,1

x 8,5 µm; Qe = 1,1.

DISCUSIÓN

Generalmente Ustilago nuda es parásito de

la cebada (Hordeum vulgare L.), sustrato sobre

el que habitualmente ha sido citado. A pesar de

ser una especie ampliamente citada en España,

al menos en 19 provincias, únicamente cono-

cemos citas sobre Hordeum murinum L. de las

provincias de Jaén, Sevilla y Madrid. Las citas

anteriores de Guadalajara son de Palazuelos en

1917, sobre espigas de H. vulgare y en 1996 so-

bre inflorescencias de Hordeum sp. (ALMARAZ,

2002; hERNÁNDEZ-CRESPO, 2006). Ustilago

nuda puede confundirse con Ustilago hordei, que

también parasita al género Hordeum, pero con

el que existen diferencias tanto macroscópicas

como microscópicas: U. hordei conserva parcial

o completamente cubierta la masa esporal, por

eso se le llama carbón cubierto de la cebada, y

Fig. 2. Ustilago maydis. A-C: Plantas de maíz (Zea mays) parasitadas. D: Esporas subglobosas espinosas.


dos especies del género Ustilago de la provincia de Guadalajara (españa) (Asturias)

las esporas son lisas y de mayor tamaño (7-) 8-9

(11) µm (ELLIS & ELLIS, 1997).

En España, así como en otros lugares en los

que Ustilago maydis no tiene usos gastronómi-

cos ni medicinales, es considerado una plaga o

enfermedad dañina. Actualmente es menos fre-

cuente, pues se utilizan semillas modificadas

genéticamente para evitar su contagio. En Gali-

cia y en la cornisa cantábrica es relativamente

habitual ver plantaciones de maíz parasitadas

por U. maydis, sin embargo no es tan frecuente

encontrar una gran infestación en un maizal en la

vega del henares (Guadalajara) con ejemplares

del hongo hasta de 15 cm.

AGRADECIMIENTOS

A Armando Guerra por su empeño en hacer-

nos mejores micólogos, a Manuel Luque y a José

Cuesta por su ayuda en la determinación de Usti-

lago nuda y de su hospedador Hordeum murinum.

REFERENCIAS

AFANASENKO, O.S. (2008). Ustilago nuda. in:

AFONIN, A.N., S.L. GREENE, N.I. DZYUBENKO

& A.M. FROLOV (eds.). interactive Agricultural

ecological Atlas of Russia and neighbouring

countries. economic Plants and their

diseases, Pests and Weeds. http://www.

agroatlas.ru/en/content/diseases/hordei/

hordei_Ustilago_nuda/

ALMARAZ, T. (2002). Bases corológicas de Flora

Micológica Ibérica. Números 1766-1932. cuad.

Trab. Flora Micol. ibér. 17: 1-124.

ELLIS, M.B. & J.P. ELLIS (1997). Microfungi on land

plants. An identification handbook. Richmond

Publishing Co., Slough. 868 pp.

GUERRA DE LA CRUZ, A. & B. SANZ PÉREZ

(1996). Uso culinario y medicinal de los

hongos superiores y otras curiosidades.

Lactarius 5: 21-62.

hERNÁNDEZ-CRESPO, J.C. (2006). SiMiL,

Sistema de información Micológica ibérica en

Línea. Real Jardín Botánico de Madrid, CSIC

Proyecto Flora Micológica Ibérica I-VI (1990-

2008). Ministerio de Educación y Ciencia,

España. http://www.rjb.csic.es/fmi/sim.php

KIRK, P.M., P.F. CANNON, D.W. MINTER, &

J.A. STALPERS (eds.) (2008). Ainsworth &

Bisby’s dictionary of the Fungi, (10th ed.). CAB

International. Wallingford.


MAHiQUeS, R. & J. BALLARÀ

MATERIAL Y MÉTODOS

Se inicia el estudio de determinadas espe-

cies del género cortinarius, cuya aparición es

característica de la época primaveral o coincide

con ella, aun cuando no sea excluyente el he-

cho de que también se den en la época otoñal.

Si se trata de un taxón conocido, frecuente o

poco controvertido, tan solo se da una escueta

descripción, acompañada de la iconografía. De

preferencia se ha trabajado sobre material fres-

co, sin descartar alguna comprobación hecha

sobre material de herbario, previa hidratación

con KOh al 5%. Las muestras se conservan en

los herbarios de los autores, JB (Josep Ballarà)

y MES (Rafael Mahiques). Además de su loca-

lización, se ha intentado dar algunas pincela-

das que sirvan para que la diferenciación entre

ellos sea rápida y precisa, acompañando una

descripción escueta que destaque las caracte-

rísticas más llamativas, así como la iconografía

de los mismos.

Para el análisis colorimétrico se han seguido

los códigos de colores de SÉGUY (1936), (Ség.) y

CAILLEUX (1981), (Cx).

PARTE DESCRIPTIVA

Cortinarius bovinus Fr., epicr. Syst. Mycol.:

297 (1838).

Subgénero Telamonia (Fr.) Trog, sección Bo-

vini Liimat., Niskanen & Kytöv. ined. (cortinarius

subgenus Telamonia p.p. in North Europe: 678)

Cortinarios de aparición primaveral. I.

MAHIQUES, R.1 & J. BALLARÀ2

1C/ Dr. Climent 26, 46837 Quatretonda (Valencia). E-mail: [email protected]/ Tossalet de les Forques 44, 08600 Berga (Barcelona). E-mail: [email protected]

Resumen: MAHIQUES, R. & J. BALLARÀ (2011). Cortinarios de aparición primaveral. I. Bol. Micol. FAMCAL 6: 101-116. Se describen e iconografían seis cortinarios de aparición preferencial en primavera: c. bovinus, c. impolitus, c. inexspectatus, c. ortovernus, c. uraceovernus y c. vernus var. nevadavernus.Palabras clave: Agaricales, cortinarius, corología, taxonomía, primavera.

Summary: MAHIQUES, R. & J. BALLARÀ (2011). Some cortinarii appearing in spring season. I. Bol. Micol. FAMCAL 6: 101-116. Six cortinarii, arising preferentially in spring, are described and iconographied: c. bovinus, c. impolitus, c. inexspectatus, c. ortovernus, c. uraceovernus and c. vernus var. nevadavernus.Keywords: Agaricales, cortinarius, chorology, taxonomy, spring season.

Material estudiado: hUESCA, Jaca, Parador

de Oroel, 1300 m, Pinus sylvestris, sobre suelo

calcáreo, 08-V-2010, leg. J. Ballarà, JB-6989/10.

LLEIDA, Guils del Cantó, 1700 m, Pinus sylvestris,

sobre suelo ácido, 23-V-1993, leg. J. Ballarà, JB-

0533/93.


(Figs.1-3). Píleo de 30-65 mm de diámetro, ini-

cialmente cónico, luego convexo, presentando un

ligero umbón obtuso, con el margen extendido,

progresivamente fisurado; cutícula higrófana, de

apariencia lardosa, poco viscosa, pardo oscuro,

pardo chocolate, pardo rojizo en estado hidratado

(Ség. 131, 176, 701), pronto seca, lisa, brillante, con

coloraciones más pálidas, pardo beis pálido (Ség.

133, 694), secando desde el centro, más oscuro, en

algunos ejemplares por zonas irregulares, en otros

concéntricamente; los ejemplares jóvenes presen-

tan restos de velo general blanquecino en el borde

pileal, que desaparecen en los adultos, al tiempo

que van apareciendo pequeñas zonas con necro-

pigmentación negruzca. Láminas anchas, media-

namente densas, unas 70 láminas enteras, unci-

nadas con depresión suave, de color pardo beis

pálido, con arista finamente aserrada, claramente

blanquecina. Estípite de 40-80 x 12-15 (15-25) mm,

de cilíndrico claviforme a fuertemente clavifor-

me, con bulbo redondeado; fibrilloso, de color

beis, totalmente cubierto por abundantes restos

cortiniformes del velo general blanquecinos, de


cortinarios de aparición primaveral. i.

Fig. 1. cortinarius bovinus. JB-JB6989. Foto: J. Ballarà.

Fig. 2. cortinarius bovinus. Foto: R. Mahiques.



apariencia armilloide, en los individuos jóvenes,

desvaneciéndose progresivamente, pero dejando

restos anulares evidentes en forma de una fina

franja en la parte inferior del estípite de bastantes

ejemplares. Carne compacta, tenaz, de color beis

pálido, pardo beis pálido, ligeramente gris beis hi-

grófano en la parte alta del estípite; sabor suave

y olor suave, acidulado afrutado. Reacciones ma-

croquímicas: KOh banal, pardo negruzco sobre la

cutícula pileal; ligeramente bruno oliváceo sobre

la carne, finalmente negruzco; AgNO3 grisáceo,

ligeramente positivo; FA (fenolanilina), metol y

tintura de guayaco, negativas.


Esporas largamente ovoides en vista frontal,

de ápice redondeado, subamigdaloides en vista

lateral, con verrugas medianas, densas y media-

namente altas, conformando un perímetro asperu-

lado, de (8) 8,5-9,3-9,5 (10,5) x (5) 5,5-5,95-6,5 µm. Q

= (1,45) 1,50-1,60 (1,70). Basidios tetraspóricos de

30-35 x 10-11 µm. Arista laminar fértil, con abun-

dantes células estériles claviformes, piriformes y

ventricosas, de 18-26 x 7-10 µm, mezcladas con ba-

sidios. Cutícula pileal con un epicutis compuesto

por hifas fibulíferas paralelas, de 4-7 µm de grosor,

con pigmento intracelular vacuolar y parietal in-

crustante, pardo pálido y un subcutis diferenciado

con elementos fibulados cortos y anchos.

Hábitat

Ejemplares localizados, en pequeños grupos,

en bosques subalpinos de Pinus sylvestris, sobre

suelos generalmente básicos.

Observaciones

En la división entre las secciones Privigni y

Biveli, donde se agrupan especies del subgénero

Telamonia con evidentes restos velares blancos,

ausencia de tonalidades lilacinas en sus partes y

estípites más o menos bulbosos y anulados, los

Biveli serían los taxones menos higrófanos y con

mayores restos velares, en comparación a los Pri-

vigni, muy higrófanos y con restos velares fugaces

en el estípite. La variación y sobre todo la interpre-

tación de estas diferencias es extraordinaria, por

lo que la multiplicidad de descripciones de taxo-

nes de estas secciones en la literatura es enorme,

y pendientes de una importante criba. Nuestros

ejemplares presentan una cutícula higrófana,

poco brillante, lisa en estado seco y sin fibrillas

innatas, además de un abundante velo general

blanquecino, separándose por tanto de c. bivelus

(Fr. : Fr.) Fr., c. laniger Fr. y c. solis-occassus Me-

lot, especies con cutículas poco higrófanas, más

o menos afieltradas o con fibrillas innatas. Tanto

la higrofaneidad del píleo como la abundancia

de velo general y el estípite bulboso claviforme

apuntan hacia c. bulbosus Fr. en la interpretación

de Quélet, como una especie más o menos hi-

grófana, pardo rojiza, bulbosa, abundantemente

fibrillosa, aunque la presenta como micorrícica

de planifolios. La interpretación de dicho taxón

por parte de Cooke se ha sinonimizado con c. ar-

meniacus var. poecilopus, especie muy higrófana,

de bellas tonalidades albaricoque, de estípite y

carne más blanquecinos, esporas ligeramente

menores y asociación preferentemente con Pi-

cea y Abies. Finalmente, c. säikeislakki-bovinus

Niskanen & Kytöv., especie muy próxima, parece-

ría presentar una cutícula con fibrillas innatas y

unas esporas de medidas similares pero menos

ornamentadas (NISKANEN & al., 2 008: 682).

Cortinarius impolitus Kauffman, Publica-

tions Michigan Geology Biology Survey, Biological

Series 5(26): 419, 1918.

– c. incisus Pers. ss. Bres., iconographia My-

cologica: tab. 656, 1927.

– c. incisus Pers. ss. M.M. Moser, Mycologia

Helvetica 1(1): 3, 1983.

Fig. 3. cortinarius bovinus. JB-JB6989. Foto: J. Ballarà.



Fig. 4. cortinarius impolitus. Foto: J. Ballarà.

Fig. 5. cortinarius impolitus. MES-4423. Foto: R. Mahiques.



Subgénero Hydrocybe (Fr.) Trog, sección in-

crustati Melot.

Material estudiado: hUESCA, Jaca, Monte Oro-

el, 1300 m; Pinus sylvestris sobre suelo básico; es-

caso y gregario; 08-V-2010; leg. R. Mahiques, det. J.

Ballarà y R. Mahiques, MES-4423.


(Figs. 4-5) . Píleo de 21-43 mm de diámetro, frá-

gil, convexo, con mamelón obtuso en unos o agu-

do en otros, pero poco marcado, periferia incurva-

da margen estriado por transparencia y fisurado;

cutícula higrófana, con el centro de color castaño

oscuro (Cx T-30) y la periferia pardo amarillenta;

restos del velo grisáceos pálidos, en forma de es-

carcha o de pequeñas escuámulas. Láminas me-

dianamente separadas, gruesas, hasta 5 mm de

anchura, algo ventricosas y sinuado-adnatas, de

color pardo grisáceo a pardo amarillento, con tono

rojizo; arista entera, algo flocosa de jóvenes y del

mismo color en los ejemplares más desarrollados.

Estípite de 20-30 x 2,5-3 (4) mm, igual o ligeramen-

te engrosado en la base, que en algunos ejempla-

res puede llegar a ser bulbillosa, fibroso, fistuloso,

torcido, con restos de velo fibrosos, formando ban-

das poco persistentes; color pardo grisáceo páli-

do. Carne escasa, fibrosa, de color castaño oscuro

en el píleo y pardo grisáceo con tono rojizo en el

estípite. Olor y sabor débiles, poco característicos

o ausentes. Reacciones macroquímicas: FA poco

notoria y tardía.


(Fig. 6). Esporas de forma estrechamente

amigdaliforme, algunas "boletoides" (de forma

similar a las de las especies del género Boletus),

de ornamentación aislada, mediana o densa, que

marcan un perímetro esporal asperulado, de (8,5)

9-9,7-10,6 (12) x (4) 4,2-4,8-5,3 (5,5) µm. Q = 1,8-2-

2,2. Vm = 116,7 µm3. Basidios tetraspóricos. Arista

laminar ocupada por células estériles claviformes

o ventricosas en los ejemplares jóvenes o casi to-

talmente por basidios en los adultos. Epicutis es-

trecho, con hifas delgadas y alargadas; subcutis

bien desarrollado, con hifas paralelas, de mayor

tamaño y con gruesos gránulos de pigmento pa-

rietal incrustante.

Hábitat

Bajo Pinus sylvestris sobre suelo básico.

Observaciones

Especie caracterizada por su crecimiento bajo

coníferas de montaña, primaveral, con esporas

estrechamente amigdaliformes, algunas "boletoi-

des", éstas con una Q superior a las 2 unidades.

En el conjunto de los cortinarios parecidos, de

aparición primaveral o precoz y porte "hidrociboi-

de", se diferencia del c. helobius Romagn. porque

éste es más esbelto, tiene las láminas más sepa-

radas, estípite con la base algo ensanchada, co-

loraciones pardo amarillentas, hábitats pantano-

sos o de ribera y esporas más anchas, con una Q

menor (ROMAGNESI, 1952: 59; BRANDRUD & al.,

1994: C43; BIDAUD & al., 1991: f. 124). cortinarius

romagnesii Rob. henry, de porte y características

macroscópicas similares a cortinarius helobius, se

diferencia de éste por tener las esporas con orna-Fig. 6. cortinarius impolitus. MES-4423. Esporas. Foto: R. Mahiques.



mentación más fina y un hábitat particular, sobre

áreas quemadas, en terreno silíceo (ROMAGNESI,

1952: 60, SUÁREZ in BALLARÀ & al., 2009: 92). cor-

tinarius robertii Moënne-Locc. & Reumaux, tiene

láminas ocre claro, estípite igual o aumentado en

la base, carne algo rosada, esporas elipsoides y

hábitat particular, en bosques de ribera, bajo Po-

pulus sp. (MOëNNE-LOCCOZ & al., 1990: f. 43).

cortinarius andreae h. Lindstr., posee coloraciones

pardo amarillentas saturadas, estípite con tenden-

cia al ennegrecimiento y a atenuarse en la base,

olor de madera de cedro y esporas pequeñas, casi

lisas (LINSTRÖM & SOOP, 1999: 49). cortinarius

gallurensis Contu [Non c. gallurae D. Antonini, M.

Antonini & Consiglio (= c. gallurensis D. Antonini,

M. Antonini & Consiglio; c. sertipes f. contrarius

(J. Geesink) A. Ortega & Mahiques, de aparición

otoñal], es esbelto, tiene el píleo liso, pardo miel

u ocre miel, con el centro más oscuro, carne blan-

quecina o parduzca pálida, esporas elipsoides,

con la relación Q más baja y hábitat bajo Quercus

suber (CONTU, M., 1999: 38).

Dentro de los cortinarios con esporas "boletoi-

des", se diferencia de c. aureifolius Peck y C. ar-

canus G. Moreno, heykoop & E. horak, por tener

éstos los basidiomas de mayor tamaño, coloracio-

nes amarillentas doradas y esporas "boletoides"

más alargadas, llegando, en el primero de ellos,

hasta tener un valor máximo de la Q = 3,7, y una

Q media = 2,6 en el segundo de ellos (MORENO

in BALLARÀ & al., 2007: 12). cortinarius ruizii Fern.

Sas. presenta un píleo castaño, con residuos blan-

quecinos del velo y tendencia al ennegrecimiento,

estípite con tono liláceo y base igual o atenuada,

carne de color canela, que ennegrece en la base

del estípite, olor a geranio, hábitat en bosque de

ribera y esporas fusiformes de 12-15 (17) x (4,75)

5-6 (6,5) µm (FERNÁNDEZ SASIA, 2003: 94). corti-

narius heterosporus Bres. in hennig (¿= C. fusis-

porus Kühner?), con las láminas ocráceas, base

del estípite fusiforme, esporas muy estrechas, de

(7) 7,5-10,5 x 2,5-3,7 µm y hábitat en bosques are-

nosos de Pinus sp. cortinarius cystidifer (Velen.)

Reumaux tiene las esporas más grandes y alarga-

das, con las células estériles de la arista laminar

más grandes y de forma diferente. Las esporas de

c. cucumisporus M.M. Moser no son "boletoides"

y su hábitat es alpino. cortinarius semivestitus M.

M. Moser, es bastante parecido, pero el velo es par-

duzco, y su hábitat alpino, bajo Salix sp. (CONTU

& LA ROCCA, 1999: 11). cortinarius diasemosper-

mus var. leptospermus h. Lindstr. se diferencia por

su velo amarillento, olor ligero a geranio y hábitat

bajo planifolios (BRANDRUD & al., 1998: D 27).

cortinarius flexipes var. violilamellatus (A. Pearson

ex P.D. Orton) A. Ortega se caracteriza por la abun-

dancia de velo, láminas separadas y olor a hojas

de geranio (loc. cit., BRANDRUD & al., 1998: D 39).

cortinarius nigricans (Velen.) Singer, con láminas

gruesas y separadas, que ennegrecen al roce y

carne oscura de olor a rábano (PILÁT, 1948: 178).

cortinarius scobinaceus Malençon & Bertault var.

scobinaceus, con el velo más abundante, porte

menor, carne parduzca, esporas más grandes y

hábitat particular, bajo cistus sp. (VILA & PÉREZ-

DE-GREGORIO in BALLARÀ & al., 2009: 107).

Cortinarius inexspectatus Brandrud, docu-

ments mycologiques XX(77): 110 (1989).

Subgénero Phlegmacium (Fr.) Trog, sección

Multiformes Rob. henry ex Moënne-Locc. & Reu-

maux.

Material estudiado: hUESCA, Jaca, Monte

Oroel, 1300 m; Pinus sylvestris sobre suelo básico;

gregario; 08-V-2010; leg. J. Ballarà, JB-6982-10.


(Figs. 7-8). Píleo de 55-100 mm de diámetro,

convexo o plano-convexo; margen incurvado; cu-

tícula viscosa, con fibrillas radiales innatas, de

color pardo anaranjado (Cx N40), más saturado

en el centro.

Láminas escotadas, apretadas, delgadas, de

color crema anaranjado (Cx, M45), más pálido en

los primeros estadios y hacia el ocráceo en los

adultos; arista del mismo color.

Estípite de 45-75 x 12-20 (40) mm, robusto,

bulboso claviforme, con el bulbo ensanchado,

apenas marginado; superficie fibrillosa, de color

blanquecino, con restos pardo anaranjados en

la base, del mismo color que el del píleo; cortina

blanquecina, que permanece en forma de zona

anular.



Fig. 7. cortinarius inexspectatus. JB-6982. Foto: J. Ballarà.

Fig. 8. cortinarius inexspectatus. JB-6982. Foto: J. Ballarà.



Carne compacta, firme, blanquecina. Olor

aceitoso fuerte, como el sabor.

Reacciones macroquímicas: Con KOh la cutí-

cula da color pardo; tintura de guayaco, azulado.


(Fig. 9). Esporas amigdaliformes, con verru-

gas densas, finas, que apenas hacen protrusión

asperulada sobre el perfil perimetral, de (11) 11,5-

12,5-14 x 6,5-7-7,5 (8) µm. Q = (1,5) 1,6-1,8-1,9 (2).

Vm = 323,1 µm3.

Basidios tetraspóricos.

Arista laminar con algún basidio y células

marginales estériles claviformes o subutriformes.

Epicutis gelificado; subcutis con pigmento

parietal incrustante pardo amarillento.

Hábitat

Bajo coníferas de montaña, en especial Pinus

sylvestris, sobre suelo básico.

Observaciones

Especie bastante localizada, de los pocos

Phlegmacium que tenemos ocasión de apreciar

en la época de primavera, fiel a los lugares de

aparición y cada vez más citado en nuestra geo-

grafía, se caracteriza por su robustez, píleo con

fibrillas innatas, decoración en forma de banda

en la base del estípite y grandes esporas amigda-

liformes. cortinarius saporatus Britzelm. (=corti-

narius subturbinatus Rob. henry ex P.D. Orton),

de forma similar, también posee una banda ocrá-

cea en la base del estípite, pero el píleo es de

color pardo ocráceo, a veces con tono oliváceo,

glabro, posee restos del velo general en forma de

parches blanquecinos o parduzcos, esporas algo

citriformes y más pequeñas, habita en planifolios

y no surge en primavera (BRANDRUD & al., 1992:

B44). cortinarius napus Fr. no tiene banda alguna

sobre la base del estípite, el píleo no es fibrilloso

innato o si se evidencian fibras, éstas son blan-

quecinas, bulbo muy ensanchado, semejante al

del Leucocortinarius bulbiger (Alb. & Schwein.)

Singer, esporas con tendencia citriforme y se da

sobre suelos acidificados, fuera de la época pri-

maveral (CONSIGLIO & al., 2007: E 125).

Cortinarius ortovernus Ballarà & Mahiques,

Journal des J.e.c. XII (11): 58 (2009).

Subgénero Telamonia (Fr.) J.G. Trog, sección

Firmiores (Fr.) hennings.

Subgénero Hydrocybe (Fr.) J.G. Trog, sección

Saturnini Rob. henry ex Moënne-Locc. & Reu-

maux.

Material estudiado: BARCELONA: Berga (Ber-

guedà), Cal Sala, 750 m, bajo Quercus ilex en sue-

lo calcáreo, húmedo, 26-IV-2008, leg. J. Ballarà,

(JB-6048/08, Holotypus). ibidem, 01-V-2008, leg. J.

Ballarà, (JB-6053/08, 6054/08). ibidem, 04-VI-2008,

leg. J. Ballarà, (JB-6066/08). ibidem, 18-IV-2009,

leg. J. Ballarà, (JB-6461/09). ibidem, 25-IV-2009,

leg. J. Ballarà, (JB-6465/09). ibidem, 01-V-2009,

leg. M. Rovira, det. J. Ballarà (JB-6469/09). ibidem,

10-IV-2010, leg. J. Ballarà, (JB-6967/10, 6968/10).

ibidem, 24-IV-2010, leg. J. Ballarà, (JB-6975/10).

ibidem, 02-V-2010, leg. J. Ballarà, (JB-6980/10).

Sagàs (Berguedà), 800 m, bajo Quercus ilex en

suelo descalcificado, 24-V-2008, leg. M. Rovira,

det. J. Ballarà (JB-6094/08).

Fig. 9. cortinarius inexspectatus. MES-3857. Esporas. Foto: R. Mahiques.



Fig. 10. cortinarius ortovernus. Foto: J. Ballarà.

Fig. 11 . cortinarius ortovernus. JB-2604. Foto: J. Ballarà.



Fig. 13. cortinarius ortovernus. Foto: J. Ballarà.Fig. 12. cortinarius ortovernus. Foto: J. Ballarà.


(Figs. 10-13). Píleo de 25-50 (65) mm de diáme-

tro, de hemiesférico pasa a convexo, finalmente

plano, obtusamente umbonado, apenas higrófa-

no, con la superficie seca y brillante, de color par-

duzco oscuro, con tono violáceo pálido; margen

fuliginoso argénteo, debido a los restos del velo.

Láminas anchas y espaciadas, de redondea-

do escotadas a uncinadas, irregulares, frecuente-

mente anastomosadas, de color beis pálido con

tono violáceo fugaz, pasan a parduzcas oscuras;

arista regular y algo más pálida en los ejemplares

jóvenes.

Estípite de 30-70 x 10-13 (18) mm, claviforme,

blanquecino, con tono violáceo fugaz en la parte

superior, finalmente parduzco, sobre todo al roce;

ápice sedoso, con restos fibrillosos, que llegan a

formar una impronta de anillo fugaz.

Carne compacta, beis parduzco pálido, gris

liláceo en el ápice del estípite, progresivamente

parduzco oscuro hacia la base de éste; olor aci-

duloso-afrutado, al igual que el sabor.

Reacciones macroquímicas: KOh, apenas

marcado sobre la cutícula, pero con tono gris

oliváceo sobre la carne; FA, positiva, pero lenta;

AgNO3 y tintura de guayaco, positivas, pero poco

marcadas.


Esporas de ovoides a elipsoides, con orna-

mentación densa, costrosa, de (8) 8,5-10 (12) x (5)

5,7-6,2 (7) µm. Q = (1,4) 1,5-1,7 (2).

Basidios tetraspóricos, con fíbulas en la base.

Arista laminar con abundantes elementos esté-

riles cilíndricos o claviformes, de 16-32 x 7-10 µm.

Epicutis con hifas que tienen un pigmento

intracelular parduzco; subcutis también con pig-

mento intracelular granular.

Hábitat

Bajo Quercus ilex sobre suelo básico.

Observaciones

Cortinario de aparición primaveral que se ca-

racteriza por su crecimiento semihipogeo, ser es-

casamente higrófano, de láminas irregulares, fre-

cuentemente anastomosadas y con hábitat bajo

Quercus ilex en terrenos básicos de ambiente me-

diterráneo. Cabe destacar que se trata del primer

macromiceto que aparece durante la temporada

primaveral en los lugares señalados, tal vez por el

especial crecimiento semihipogeo, contribuyen-

do a hacerlos visibles los registros realizados por

los animales herbívoros. Para su diferenciación

con taxones próximos, se puede consultar el pro-

tólogo (BALLARÀ & MAhIQUES, 2009).

Cortinarius uraceovernus Rob. henry ex A.

Favre & Vialard, Journal des J.e.c. 11(10): 27 (2008).

– c. uraceovernus Rob. henry, Bull. Soc. mycol.

Fr. 97 (3): 259 (1981) (nom. inval. publ.).

Subgénero Hydrocybe (Fr.) Trog, sección cas-

tanei Rob. henry ex Moënne-Locc. & Reumaux

Material estudiado: CASTELLÓ, L’Alcalatén,

Vistabella del Maestrat, Penyagolosa, Font de

l’Espino, 06-V-2006, 1220 m, Pinus sylvestris, P.

pinaster y P. nigra subsp. salzmannii, con algún



Fig. 14. cortinarius uraceovernus. Foto: J. Ballarà.

Fig. 15. cortinarius uraceovernus. MES-4422. Foto: R. Mahiques.



Fig. 16. cortinarius uraceovernus. JB-6986. Foto: J. Ballarà.

Fig. 17. cortinarius uraceovernus. MES-4422. Basidios. Foto: R. Mahiques.

ejemplar aislado de Quercus faginea, suelo de

características básicas, leg. J. Ormad, det. R. Ma-

hiques, MES-4321. hUESCA, Jaca, Monte Oroel,

1300 m; Pinus sylvestris sobre suelo básico; fre-

cuente y gregario; 08-V-2010; leg. C. Gutiérrez &

al., det. J. Ballarà y R. Mahiques, MES-4422, JB-

6986-10. TERUEL, Mosqueruela, Pinar Ciego, Pi-

nus sylvestris y P. nigra subsp. salzmannii, 1200

m, cespitosos, 18-V-2008, leg. A. Conca, J. Alvarez

y A. Erasun, det. R. Mahiques, MES-4375.



de consistencia firme, convexo-campanulado,

que conserva un umbón obtuso en el adulto;

margen incurvado e infractado (con un escalón

cerca del margen), fisurado y apenas estriado

por transparencia; cutícula lisa, apenas ocu-

pada por escasas fibras blanquecinas en esta-

dios iniciales, evanescentes con posterioridad

y con tendencia a fracturarse en tiempo seco;

higrófano, con la parte central de color castaño

oscuro (Cx T-11), que pasa al de caramelo ro-

jizo (Cx S-19), con el margen más pálido; con

el tiempo se aprecia la aparición de manchas

oscuras de necropigmento. Láminas mediana-

mente apretadas (7/cm), gruesas, ventricosas,

hasta 6 mm de anchura, sinuado-uncinadas, de

superficie rugulosa, de color pardo grisáceo (Cx

P-29) que pasan a rojizas (Cx S27); arista entera

y del mismo color en el adulto, más pálida en los

ejemplares jóvenes.

Estípite de 45-55 x 6-9 (8-12) mm, de consis-

tencia fibrosa, unas veces lleno, otras con luz

central, engrosado hacia la base, ésta tomen-

tosa blanquecina, torcido, fibrilloso-estriado

longitudinalmente, con escasos restos fibrillo-

sos del velo sobre su superficie, que no llegan

a formar impronta alguna en forma de anillo,

gris con tonalidad verdosa (Cx M-75), tendiendo

a enrojecer sobre todo hacia la base (Cx S-33).

Carne firme, de color parduzco pálido en el

píleo y parte superior del estípite, castaño oscu-

ra (Cx T-33) o coñac verdosa en el resto del estí-

pite; olor y sabor débiles, poco característicos.

Fig. 18. cortinarius uraceovernus. MES-4422. Esporas. Foto: R. Mahiques.



Reacciones macroquímicas: KOh, pardo os-

curo con tono oliváceo (Cx T-71) sobre la carne y

sobre la cutícula del píleo; FA, rojo vinoso sobre

la carne, a los 5 minutos.


(Fig. 17-18). Esporas elipsoides, con verrugas

aisladas, gruesas, que forman un perímetro den-

ticulado, de (7) 7,5-8,5-10 x 5-5,5-6 µm. Q = (1,3)

1,5-1,6-1,7 (1,8). Vm = 132,5 µm3.

Basidios tetraspóricos, con vacuolas verdo-

sas refringentes en su interior.

Arista laminar estéril, con elementos termi-

nales catenulados, con el artículo distal de for-

ma claviforme o ventricosa.

Epicutis con hifas postradas y retorcidas, de

2-6 µm de calibre, con abundante pigmento in-

tracelular pardo verdoso; subcutis con hifas has-

ta de 20 µm de calibre, con pigmento del mismo

color, vacuolar intracelular, así como incrustante

de pared, tanto granular como plaquetario; en el

subcutis y en la trama se observan abundantes

depósitos extracelulares de este pigmento.

Hábitat


Observaciones

Caracterizado por su aparición primaveral,

amplia distribución geográfica, basidiomas me-

dianos, con tendencia al ennegrecimiento y au-

sencia de tonos amarillentos.

hemos observado algunas diferencias en re-

lación con las descripciones que de este taxón

hacen BIDAUD & al. (2000: f. 479) y FAVRE &

VIALARD (2008: 22), como son la presencia de

necropigmentos y la base del estípite que tiende

muy pronto al ennegrecimiento. Presenta seme-

janzas con las siguientes especies: c. irregula-

ris Fr. [(= C. paruraceus Melot (1986: 136)] no le

ennegrece la base del estípite ni posee granu-

laciones verdosas en el interior de los basidios,

mientras que tiene en común con c. uraceus el

tono verdoso tan solo en alguna parte del estípi-

te (EYSSARTIER, 2008: 55). cortinarius colymba-

dinus Fr. ss. Melot (= c. isabellinus Fr., c. zinzi-

beratus (Scop) Fr.) tiene tintes oliváceos más o

menos amarillentos tanto en el píleo como en el

estípite. cortinarius fulvoisabellinus Rob. hen-

ry se caracteriza por los colores blanquecinos,

pálidos en el estípite y rosados o leonados páli-

dos en la carne (loc. cit.: 2008: 55), aunque en la

interpretación de FAVRE & VIALARD (2008: 22)

se le atribuye la aparición de necropigmentos,

granulaciones leonado citrinas a leonado rosá-

ceas en el interior de los basidios y color leona-

do oscuro en la carne del estípite, pero se dife-

rencia de los ejemplares que describimos por el

color del píleo, que es pardo leonado en estado

hidratado y uniformemente leonado amarillento

cuando se seca, con la base del estípite que no

ennegrece nunca, siendo ésta igual, atenuada

o fusiforme. cortinarius oreinus (Rob. henry)

Eyssartier (= C. fulvoisabellinus subsp. oreinus

Rob. henry) presenta coloraciones ferruginosas

y canela en todo el basidioma, destacados en la

carne del estípite, velo blanquecino en corona

sobre la superficie del píleo, con la arista lami-

nar irregularmente erosionada (EYSSARTIER,

2008: 51). cortinarius earinus Romagn. tiene

tonos más oscuros en el píleo que c. fulvoisa-

bellinus y se distingue del primero de ellos por

el velo mucho más desarrollado, llegando a

envainar la base del estípite, reaccionando al

KOh sobre la carne de la base del estípite en

violáceo negruzco. cortinarius uraceus Fr. (=

C. rigidipes M.M. Moser, = c. viridipes M.M.

Moser, sensu Melot) sería más estilizado, de

aparición otoñal, con el estípite verdoso y los

basidios con pequeñas granulaciones verdosas

oscuras en su interior.

Cortinarius vernus var. nevadavernus

Suár.–Sant. & A. Ortega, Mycol. Res. 113(10):

1087 (2009)

– c. vernus h. Lindstr. & Melot sensu auct.,

non sensu orig.

Subgénero Telamonia (Fr.) Trog, sección

Hydrocybe (Fr. ex Rabenh.) Gillot & Lucand.

Material estudiado: hUESCA, Jaca, Monte Oro-

el, 1300 m; Pinus sylvestris sobre suelo básico;

gregario o cespitoso; 08-V-2010; leg. C. Gutiérrez

& al., det. J. Ballarà y R. Mahiques, JB-6984-10.





convexo, que tiende a aplanarse por el centro y

mantener el margen incurvado; superficie escar-

chada por los abundantes restos fibrillosos blan-

quecinos o gris pálido del velo, que se rompen en

fibro-mechulas flocosas y dejan un ribete canela

en el margen; higrófano, de color pardo rojizo (Cx

R47) o castaño más o menos oscuro.

Láminas ventricosas, sinuado-escotadas o re-

dondeadas en la inserción, medianamente separa-

das, con la arista regular y más pálida; pardo gri-

sáceas (Cx M49), que tienden al canela (Cx P45).

Esporada canela.

Estípite de 4-6 x 5-7 (8) mm, retorcido, igual o

aumentado hacia la base, que puede ser bulbi-

llosa, con bandas flocosas en zigzag blanqueci-

nas o gris pálido, la superior en forma de anillo

persistente, por encima del cual aparece fibroso;

color pardo grisáceo (Cx M50).

Carne escasa, elástica, rojo oscuro ( Cx T30) en

el píleo, pardo grisáceo (Cx M50) con estrías blan-

quecinas en la mitad superior del estípite y pardo

rojizo (Cx R17) en la mitad inferior del mismo; sin

olor ni sabor especiales.

Reacciones macroquímicas: KOh, gris fuligi-

noso oscuro sobre la cutícula del píleo, con tono

verdoso sobre la carne de la base del estípite; FA,

positiva no muy intensa; tintura de guayaco, po-

sitiva.

Fig. 19. cortinarius vernus var. nevadavernus. JB-6984. Foto: J. Ballarà.

Fig. 20. cortinarius vernus var. nevadavernus. Foto: R. Mahiques.




Esporas elipsoides, con verrugas gruesas,

que forman un perfil perimetral denticulado, de

(7) 7,5-8-9,1 (9,5) x 5-5,3-5,8 (6) µm. Q = (1,3) 1,4-

1,7 (1,8). Vm = 122,7 µm3.

Basidios tetraspóricos.

Arista laminar con células estériles clavifor-

mes, acompañadas por basidios.

Epicutis con hifas paralelas estrechas, con

pigmentación fina de membrana; subcutis bien

desarrollado, con elementos cortos y gruesos,

hasta de 23 µm de anchura, con pigmentación

parietal incrustante de patrón cebrado, que llega

a formar pequeñas plaquetas.

Hábitat


Observaciones

Cortinario de aparición primaveral, le ca-

racteriza el píleo castaño oscuro, ser higrófano,

restos blanquecinos del velo y color rojizo de la

carne de la base del estípite, con esporas elip-

soidales. cortinarius impolitus Kauffman, con

quien comparte hábitat y época de aparición,

no tiene la carne del estípite rojiza y las esporas

son estrechamente amigdaliformes, con ten-

dencia "boletoide".

Uno de los autores (J. Ballarà) es del parecer

que convendría seguir nombrando este taxón

descrito, tal como se venía haciendo hasta hace

poco, cortinarius vernus h. Lindstr. & Melot y de-

jar que nuevos trabajos de secuenciación gené-

tica diluciden en el futuro los límites entre éste

y los cortinarius vernus var. nevadavernus Suár.–

Sant. & A. Ortega y cortinarius petroselineus Che-

vassut & Rob. henry.

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PAZ, i. & c. LAVOiSe

INTRODUCCIÓN

Aunque en España las personas apasionadas

por la búsqueda de hongos hipogeos formamos

un grupo muy reducido, afortunadamente y con

mucha frecuencia los que vivimos en el norte

solemos reunirnos para compartir jornadas de

búsqueda, experiencia y sobre todo para afianzar

nuestra amistad por medio de la micología. El

día 26 de marzo de 2011 nos reunimos: J. Igna-

cio González, Martín Cueto, Claude Lavoise e Ita

Paz junto con el ser que más nos ha enseñado

a disfrutar con la apasionante búsqueda de los

hongos hipogeos, de emocionarnos juntos por

localizar esos maravillosos tesoros que guarda

la madre naturaleza, me refiero a nuestra perrita

“TRUfI”. Después de pasar la mañana por la co-

marca lebaniega (Cantabria), decidimos irnos a

la Peñamellera Baja, una bella comarca asturia-

na en el límite con Cantabria. En concreto fuimos

a un hermoso pueblecito llamado San Esteban de

Cuñaba con la intención de encontrar nuevamen-

te ejemplares de elaphomyces aculeatus, hongo

hipogeo difícil de localizar, con pocas citas en

España y que previamente habíamos recolectado

en 2008 en dicha localidad. La fortuna hizo que,

junto con “TRUfI”, encontráramos en un mismo

escarbadero ejemplares de estas dos especies

de elaphomyces pero a distinta profundidad: más

somero e. virgatosporus, entre 2-3 cm, mientras

que e. aculeatus se hallaba entre 5-6 cm. A unos

escasos dos metros, en diferentes escarbaderos

indicados por nuestra perrita, localizamos e. pa-

pillatus, e. septatus y e. muricatus. Una segunda

recolección de e. virgatosporus fue efectuada el

10 de abril de 2011. En esta ocasión nos reuni-

mos: Enrique Rubio, Julio Cabero, Luis Barrio,

Claude Lavoise e Ita Paz. Efectuaron un gran tra-

bajo en la búsqueda de los hipogeos los perros

de Julio Cabero (“BALTO” y “NORA”) y se recolec-

taron varios ejemplares de e. virgatosporus, junto

con e. aculeatus, e. anthracinus, e. granulatus, e.

muricatus, e. papillatus, e. personii, e. septatus y

una interesante recolección de elaphomyces sp.

(5ª recolección de un material muy interesante y

aún en proceso de estudio).

MATERIAL Y MÉTODOS

Una vez recolectados y limpiados minuciosa-

mente con un cepillo muy fino para poder obser-

var con una lupa de campo los detalles de la de-

coración de su exoperidio, practicamos un corte

central para apreciar la forma, estructura, color,

etc., de su parte interna (endoperidio y gleba).

Una vez trasladado a nuestro hogar procedemos

Elaphomyces virgatosporus, primera cita para la península ibérica de una especie con escasas localizaciones en el mundo

PAZ, I.1 & C. LAVOISE2

1C/ Peñona, 10, Urb. La Manzanera, Chalet N° 5, 39527 Liandres, Ruiloba, Cantabria (España). E-mail: [email protected]/ Peñona, 10, Urb. La Manzanera, Chalet N° 5, 39527 Liandres, Ruiloba, Cantabria (España). E-mail: [email protected]

Resumen: PAZ, I. & C. LAVOISE (2011). Elaphomyces virgatosporus, primera cita para la península ibérica de una especie con escasas localizaciones en el mundo. Bol. Micol. FAMCAL 6: 117–122. Palabras clave: Ascomycetes, eurotiales, elaphomyces, hongos hipogeos, taxonomía, corología. Summary: PAZ, I. & C. LAVOISE (2011). Elaphomyces virgatosporus, first record for the Iberian Peninsula of a species with scanty locations worldwide. Bol. Micol. FAMCAL 6: 117–122. Keywords: Ascomycetes, eurotiales, elaphomyces, hypogeous fungi, taxonomy, chorology.


elaphomyces virgatosporus, primera cita para la península ibérica de una especie con escasas localizaciones en el mundo

a su estudio intuyendo que se puede tratar de

una especie nueva para nosotros.

Las fotografías macroscópicas se realizan con

una cámara Nikon D90, con un objetivo AF micro-

Nikkor 60 mm. Las fotos de las hifas de la gleba

junto a las esporas se han realizado con el cuerpo

de la Nikon D90 y un “Macroscope” personal. Para

las fotografías microscópicas se ha utilizado un

microscopio Motic BA 400 triocular y el cuerpo de

una Nikon D5000. El estudio de las muestras se

realiza con agua e hidrato de cloral. Por último, las

muestras son desecadas, registradas y conserva-

das en nuestro herbario personal (IC).

RESULTADOS

Elaphomyces virgatosporus hollós (1908,

Annls hist-nat. Mus. natn. Hung. 6:318).

Material estudiado: ASTURIAS: Peñamellera

Baja, San Esteban de Cuñaba, N 43° 16’ 479” W

04° 39’ 474”, 388 m, en un bosque mixto de corylus

avellana, castanea sativa y Fagus sylvatica en el

que predomina corylus avellana, en una ladera

orientada al norte, sombría, calcárea, con escasa

vegetación herbácea, tierra rojiza con arena, 26-

III-2011, cuatro ejemplares, IC-26031101; ibidem,

10-IV-2011, tres ejemplares, IC-10041109.

Fig. 1. elaphomyces virgatosporus, sección del ascoma en el que se aprecia la morfología de su endoperidio y gleba (exc. IC-26031103). Foto: C. Lavoise.

Fig. 2. Exoperidio decorado con diminutas verrugas prominentes, agudas e irregulares. Foto: C. Lavoise.

Fig. 3. hifas del endoperidio y exoperidio. Foto: I. Paz.



Figs. 4-5. Detalle de la gleba (hifas y esporas). Efecto con macroscope (foto inferior). Foto: C. Lavoise.



Posición taxonómica

Reino: Fungi

Filo: Ascomycota

Subfilo: Pezizomycotina

Clase: eurotiomycetes

Subclase: eurotiomycetidae

Orden: eurotiales

Familia: elaphomycetaceae

Género: elaphomyces

Caracteres macroscópicos

Ascomas (Fig. 1): irregulares, globosos, de

1,4 a 2,6 cm de diámetro, envueltos en una den-

sa capa de tierra y algunos cordones miceliares

pardo rojizos.

Exoperidio (Fig. 2): de color marrón oscuro,

casi negro, decorado mediante diminutas verru-

gas prominentes agudas y bastante irregulares

que necesitan del auxilio de la lupa para poder

ser correctamente apreciadas. El exoperidio se

muestra muy duro, con una consistencia similar

a la del carbón, pero en la madurez se debilita

mucho volviéndose débil y quebradizo.

Endoperidio: inicialmente grueso, de color

blanco crema sucio, un poco más oscuro hacia

la gleba, que con la edad prácticamente llega a

desaparecer.

Gleba: inicialmente hueca, blanca y algodo-

nosa en la juventud y en plena madurez de color

marrón rojizo oscuro por la maduración esporal.

Olor: débil aliáceo, que desaparece en exsic-

cata.

Caracteres microscópicos

Exoperidio: formado por hifas, constituidas

por células cortas, de 24-42 µm de longitud y 5

µm de diámetro, muy entrelazadas, con paredes

gruesas pigmentadas de pardo oscuro, casi ne-

gro, junto con otras hifas globulosas e irregulares

de 7-13 µm de diámetro que se encuentran próxi-

mas al endoperidio.

Endoperidio (Fig. 3): con una estructura pseu-

doprosenquimática, formada por hifas muy en-

trelazadas de color blanco crema de 5-7 µm de

diámetro. A medida que nos vamos acercando a

la gleba se vuelven más cortas y anchas de mane-

ra que al final se transforman en hifas globulosas

e irregulares, con paredes finas, que envuelven a

la gleba a modo de membrana.

Gleba (Figs. 4-5): Con unas hifas ramificadas

de 2-4 µm de diámetro, de pared fina y color gris

claro que constituyen el capilicio.

Ascas: efímeras y globulosas de 45-60 µm,

con paredes finas e hialinas, que contienen (4-6)

8 ascósporas.

Ascósporas (Figs. 6-7): esféricas, de 17 a 22

µm, decoradas mediante un mixosporio lamina-

do en forma de costillas onduladas, paralelas y

bastante regulares de 2 a 3 µm, de color marrón

rojizo, oscureciéndose con la edad, dicho mixos-

porio envuelve prácticamente toda las ascóspo-

ras, aunque en alguna se puede apreciar como si

tuvieran una base de donde surgen las láminas.

Ecología

elaphomyces virgatosporus es una especie

muy rara descrita por primera vez por hOLLÓS

(1908), de la que se han realizado escasas reco-

lecciones en todo el mundo (Fig. 8).

Las principales recolecciones se encuentran

en hungría, informando SILLER & al. (2005) de al

menos siete localizaciones en hungría, encontra-

das por hOLLÓS (1908, 1911, 1933), Litke (carpi-

no-Fagetum), Szekszárd: Kisbükk-erdö; BRATEK

& al. (1992, 1999), Gerecse: Malomvölgy; BRA-

TEK & al. (1999), Aggteleki-karszt: Szelcepuszta,

Börzsöny: Kemence (Quercus-carpinetum), Kend

(Melittio-Fagetum) y la colección privada de Z.

Lukács, Budai-hegység, (bosque mixto de Fagus

sylvatica).

No se dan ninguna de las descripciones de-

talladas del suelo, uno de los sitios se define

como “Melittio-Fagetum” lo que indicaría un tipo

termófilo, calcáreo y con vegetación formada, en-

tre otras especies, por Melittis melissophyllum y

Fagus sylvatica.

ŁAWRYNOWICZ (1989) cita que fue encontra-

do por Knapp en Basilea (Suiza), en 1921.

KERS (1997) informa de una única recolec-

ción en América, concretamente en Mississippi

bajo Quercus virginiana. En el área de distribu-

ción de Suecia (Gottland, Öland, Eikedal y Linge),

los registros aparecen bajo corylus avellana en

un suelo de ph de 5,49 y 6,10. Kers añade que, de



Fig. 6. Ascósporas globosas, laminado-acostilladas. Foto: I. Paz.

Fig. 7. Ascósporas en negativo, blanco y negro. Foto I. Paz.



acuerdo con Trappe, elaphomyces virgatosporus

quizá represente una especie relicta que se ori-

ginó antes de que los continentes se separaran.

LÆSSØE & al. (2009), informan de que las

primeras recolecciones en Noruega se localizan

en dos sitios al oeste del país (More og Romsdal

Condado) en 2008. Todo el material fue recogido

bajo corylus avellana.

AGRADECIMIENTOS

A J. Ignacio González y Martín Cueto por

disfrutar en común de la localización de esta es-

pecie de elaphomyces y por los muchos días de

campo imborrables. A Luis Barrio por ser nuestro

“maestro”, amigo e incansable compañero en la

búsqueda de los hongos hipogeos. A Julio Cabe-

ro y especialmente a “BALTO” y “NORA” sus perros

maravillosos que nos están dando tantas alegrías

a todos, forman un equipo envidiable y gracias a

ellos se ha realizado una segunda recolección de

material. A Josep Mª Vidal por su inestimable ayu-

da con todos los hipogeos. A Jesús Martínez por

su apoyo incondicional dentro y fuera de la mi-

cología. A Enrique Rubio y Pierre-Arthur Moreau

siempre dispuestos a resolver nuestras pequeñas

y grandes dudas dentro de la micología y por ha-

cer la corrección de este artículo. Por último, y no

menos importante, a nuestra perrita “TRUfI”, no

solo por indicarnos donde se encuentran estos

tesoros sino por todo lo que nos da día tras día.

REFERENCIAS

BRATEK, Z., I. KIRÁLY & F. LÁNG (1992). R-spectra

of some hypogeous mushrooms. Micol. Veget.

Medit. 7(1): 95-102.

BRATEK, Z., L. ALBERT, I. BAGI, B. PÁLFY, T.

TAKÁCS, S.Z. RUDNÓY & K. hALÁSZ (1999).

New and rare hypogeous fungi of Carpathian

basin. Actes Ve congrès international,

Science et culture de la Truffe et des autres

champignons hypogés comestibles, 4-6 marzo

1999, Aix-en-Provence: 255-256.

hOLLÓS, L. (1908). elaphomyces virgatosporus.

Annls hist-nat. Mus. natn. Hung. 6: 318.

hOLLÓS, L. (1911). Magyarország földalatti

gombái, szarvasgombaféléi [Fungi Hypogaei

Hungariae]. K. M. Természettudományi

Társulat, Budapest, pp. 49-51.

hOLLÓS, L. (1933). Szekszárd vidékének gombái.

Mathem. Term. Tud. Közl. 37(2): 1-205.

KERS, L.E. (1997). elaphomyces virgatosporus

funnen i Sverige. Svensk Bot. Tidskr. 91: 25-36.

ŁAWRYNOWICZ, M. (1989). Chorology of

the European hypogeous Ascomycetes I.

Elaphomycetales. Acta Mycol. 25(1): 3–41.

LÆSSØE, T., J.B. JORDAL, J.G.B. NIELSEN, D.

hOLTAN & P.G. LARSEN (2009). elaphomyces

virgatosporus in NW Norway - the

northernmost records of a rare truffle. Agarica

28: 43-49.

SILLER, I., G. VASAS, F. PÁL-FÁM, Z. BRATEK,

I. ZAGYVA & L. FODOR (2005). hungarian

distribution of the legally protected macrofungi

species. Studia Bot. Hung. 36: 131-163.

Fig. 8. Mapamundi de las diferentes localizaciones, marcando con un círculo y flecha nuestra nueva reco-lección.


RiBeS, M.Á., J. cUeSTA & e. ARcOnAdA

INTRODUCCIÓN

Todas las especies que se describen en el pre-

sente artículo han sido recogidas por los autores

del mismo en el ámbito territorial de Castilla y

León, y todas menos cordyceps militaris en cua-

tro enclaves diferentes de la provincia de Burgos.

Aunque no disponemos de información fide-

digna sobre las citas previas de cada una de es-

tas especies, creemos que para alguna de ellas

se trata de la segunda cita para España y con se-

guridad la primera cita para Castilla y León en el

caso de Ombrophila hemiamyloidea.

MATERIAL Y MÉTODOS

Describimos macro y microscópicamente las

especies a partir de material fresco, recolectado

en 2010. El material fresco fue fotografiado en el

lugar de la recolección con una cámara réflex di-

gital Nikon D-300, un objetivo Nikkor AF 60 mm

f 2,8 D Micro, un flash anular Sigma macro EM-

140 DG y, en ocasiones, con anillos de extensión

Kenko; con un objetivo Sigma AF 50 mm macro

y flash Nikon SB-800; o bien con una Canon EOS

50D con un objetivo EF-S 60 mm f 2,8 Macro USM.

Los estudios microscópicos se han realizado

sobre material fresco. Las fotografías microscó-

picas se han tomado con una cámara réflex digi-

tal Nikon D-70, acoplada al tubo triocular de un

microscopio Nikon Eclipse E200. Las mediciones

microscópicas se han realizado sobre imágenes

digitales, la mayoría en agua a 1.000 aumentos

con el programa informático Piximètre. Las tin-

ciones utilizadas para el análisis microscópico se

han realizado con soluciones de triyoduro (IKI 1,

IKI 2), rojo congo en agua y amoniacal con sodio

dodecil sulfato (SDS), azul de algodón al lactofe-

nol y floxina B alcohólica. Para la interpretación

de la amiloicidad del ápice de las ascas hemos

seguido las indicaciones de BARAL (1987).

Todas las fotografías han sido realizadas por

los autores del artículo y las muestras están de-

positadas en el herbario MA-Fungi y en el herba-

rio particular de M.Á. Ribes (MAR). La fuente de

información consultada para las denominacio-

nes de las especies es el INDEX FUNGORUM (s.

d.).

RESULTADOS

Cordyceps militaris (L.) Link.

Material estudiado: ÁVILA: Arenas de San

Pedro, Río del Arenal, Casa de los Llanos,

Algunos ascomicetos interesantes de Castilla y LeónRIBES, M.Á.1, J. CUESTA2 & E. ARCONADA3

1Avda. Pablo Neruda 120 F, 2ºD, 28018 Madrid. E-mail: [email protected] Beata Mª Ana 3, 28045 Madrid. E-mail: [email protected]. del Cid 6 bis, 10ºA, 09005 Burgos. E-mail: [email protected]

Resumen: RIBES, M.Á., J. CUESTA, & E. ARCONADA (2011). Algunos ascomicetos interesantes de Castilla y León. Bol. Micol. FAMCAL 6: 123-134. Se describen macro y microscópicamente seis ascomicetos interesantes o poco citados en Castilla y León: cordyceps militaris (L.) Link, discina melaleuca Bres., Lasiobolus ciliatus (J.C. Schmidt) Boud, Loculotuber gennadii (Chatin) Trappe, Parladé & I.F. Álvarez, Ombrophila hemiamiloidea Baral & Gminder y Pachyella violaceonigra (Rehm) Pfister.Palabras clave: cordyceps, discina, Lasiobolus, Loculotuber, Ombrophila, Pachyella, corología, taxonomía, España.

Summary. RIBES, M.Á., J. CUESTA, & E. ARCONADA (2011). Some interesting ascomycete from Castilla y León. Bol. Micol. FAMCAL 6: 123-134. Six interesting or under-recorded ascomycete from Castilla y León are described macro- and microscopically: cordyceps militaris (L.) Link, discina melaleuca Bres., Lasiobolus ciliatus (J.C. Schmidt) Boud, Loculotuber gennadii (Chatin) Trappe, Parladé & I.F. Álvarez, Ombrophila hemiamiloidea Baral & Gminder y Pachyella violaceonigra (Rehm) Pfister.Keywords: cordyceps, discina, Lasiobolus, Loculotuber, Ombrophila, Pachyella, chorology, taxonomy, Spain.


Algunos ascomicetos interesantes de castilla y León

Fig. 1. cordyceps militaris. Aspecto general y detalle de la cabeza estromática.

Fig. 2. cordyceps militaris. A-B: Ascas, C-D: Esporas, E: Pared del peritecio con textura angular, F: Pared del peritecio con textura intricada.



30TUK215510, 450 m, parasitando larvas de in-

sectos no identificados, aunque probablemente

se trate de procesionaria del pino (Thaumetopoea

pityocampa) en los laterales de un camino en un

bosque de ribera, 27-III-2010, leg. A. Calderón,

C. hinojal, V. Ribes, M.Á. Ribes, det. M.Á. Ribes,

MÁ-Fungi 88099.


(Fig. 1). Ascoma claviforme de 4-6 cm de alto

y menos de 1 cm de ancho. Cabeza estromática

fértil, cilíndrico-claviforme, en ocasiones más

engrosada que el estípite, del que se diferencia

únicamente por tener la superficie amarillenta

recubierta por numerosos peritecios de color

naranja vivo abiertos en un pequeño ostiolo, que

sobresale bastante de la superficie del estroma,

lo que le da un aspecto punteado y áspero. Perite-

cios de menos de 1 mm de diámetro y globosos.

Estípite amarillo anaranjado liso, ligeramente

más grueso en la parte superior, unido a la larva

a la que parasita. Solitarios o en grupos de varios

ejemplares sobre la misma larva. Carne tenaz,

amarillo anaranjado y fibrosa.


(Fig. 2). Ascas cilíndricas, no amiloides, oc-

tospóricas, con las esporas dispuestas paralela-

mente, de (333) 367-452 (461) x 4-5,7 (7,2) µm, Me

= 402 x 5 µm. Esporas filiformes, casi tan largas

como las ascas, que al madurar se fragmentan

en multitud de esporas secundarias cilíndricas,

muy poco uniformes en su tamaño, de (2,6) 3,2-

5,1 (6,2) x (0,6) 0,7-1,1 (1,3) µm; Q = (2,6) 3,2-6,6

(8,8); N = 76; Me = 4,2 x 0,9 µm; Qe = 4,7. Pare-

des del peritecio con textura angular y cilíndrico

-intricada.

Observaciones

Se trata de una especie bastante llamativa

y fácil de identificar por su intenso color naran-

ja. cordyceps sphecocephala (Klotzsch in Berk.)

Berk. & M.A. Curtis crece sobre moscas enterra-

das, tiene la cabeza redondeada u ovoide, ama-

rillenta, de 4-5 mm de diámetro y con esporas

secundarias más grandes, de 8-15 x 1,5-2,5 µm

(MEDARDI, 2006).

Discina melaleuca Bres.

Gyromitra melaleuca (Bres.) Donadini.

Material estudiado: BURGOS: Oña, Arroyo Pen-

ches, 30TVN705301, 747 m, sobre un talud arcillo-

so de un arroyo, 18-IV-2010, leg. E. Arconada, det.

E. Arconada & M.Á. Ribes, MA-Fungi 88100.


(Fig. 3). Ascomas en forma de apotecios li-

geramente estipitados, hasta de 8 cm de diáme-

tro, ligeramente cupuliformes de jóvenes, pero

pronto abiertos, involutos e incluso umbilicados,

venosos en el centro. himenio liso, ligeramente

ondulado giboso, de color pardo negruzco. Su-

perficie externa de color mucho más claro, blan-

quecina y lisa. Borde regular, ondulado sinuoso,

por la parte superior del color del himenio y por la

inferior del color de la superficie externa. Carne

elástica, bastante gruesa y de color blanco ocrá-

ceo.


(Fig. 4). Ascas cilíndricas, no amiloides, oc-

tospóricas y uniseriadas. Esporas elipsoidales,

bigutuladas, hialinas, de paredes gruesas, lisas

cuando están inmaduras y ligeramente verrugo-

sas cuando maduran, de (14,8) 16,2-19,6 (20,4) x

(7,6) 8,3-10,2 (10,7) µm; Q = (1,6) 1,8-2,1 (2,2); N

= 44; Me = 18,2 x 9,3 µm; Qe = 2. Paráfisis cilín-

dricas, septadas, ligeramente engrosadas en el

ápice y con pigmento marrón. Excípulo medular

y ectal de hifas cilíndricas con textura intricada.

Observaciones

La especie más parecida es Pachyella viola-

ceonigra (Rehm) Pfister, incluida también en este

artículo, con la que en ocasiones comparte hábi-

tat, pero no sustrato, ya que crece directamente

sobre madera descompuesta y muy húmeda, tie-

ne las esporas mucho más lisas, solo finamente

verrugosas cuando maduran completamente,

más grandes (Me = 26 x 11,7 µm), también bi-

gutuladas y ascas amiloides. Sobre terreno que-

mado crece Plicaria endocarpoides (Berk.) Rifai,

sésil, normalmente más oscura y con reflejos

violáceos, exterior no blanquecino, sino de color



Fig. 3 discina melaleuca. Ascomas.

Fig. 4. discina melaleuca. A: Ascas, B-C: Esporas, D: Paráfisis, E: Excípulo medular, F: Excípulo ectal.



semejante al himenio y esporas esféricas (ME-

DARDI, 2006).

Lasiobolus ciliatus (J.C. Schmidt) Boud.

Material estudiado: BURGOS: Canicosa de la

Sierra (Revenga), 30TVM991454, 1160 m, sobre

heces de vacuno, 2-V-2010, leg. N. Santamaría,

J. Cuesta, F. Pancorbo, F. Figueroa, E. Arconada,

M.Á. Ribes, det. M.Á. Ribes, MAR-020510-01.


(Fig. 5). Ascomas en forma de apotecios hasta

de 0,8 mm de diámetro, sésiles, subglobosos al

principio, luego urceolados y pulvinados al ma-

durar. himenio liso a ligeramente convexo, de

color amarillo anaranjado, borde regular y no di-

ferenciado. Exterior concolor y cubierto de pelos

hialinos, tanto en el borde como en la base.


(Fig. 6). Ascas cilíndrico-claviformes, tendien-

do en ocasiones a netamente cilíndricas, con el

ápice redondeado, octospóricas, irregularmente

biseriadas y no amiloides. Esporas elipsoidales a

estrechamente elipsoidales, redondeadas en los

extremos, lisas en azul de algodón, hialinas, en

ocasiones con una gran burbuja de "de Bary" y con

una envoltura gelatinosa irregular, de (21,9) 23,6-

24,3 (26,1) x (9,4) 10,9-11,4 (12,9) µm; Q = (1,9) 2,1-

2,2 (2,5); N = 41; Me = 23,9 x 11,2 µm; Qe = 2,2. Pa-

ráfisis cilíndrico-filiformes, septadas, ligeramente

estranguladas, ramificadas sobre todo en la zona

apical, apenas engrosadas en el ápice, excedentes

a las ascas y con pigmentación amarillenta. Excí-

pulo ectal con textura intricada a epidermoidea en

la parte superior del apotecio, donde se asientan

los pelos. Pelos hialinos de paredes gruesas, ter-

minados en punta, sin septos y con base ventrico-

sa. Los pelos son superficiales y parten de la base

y los lados del apotecio, de (394) 399-429 (479) x

(20,7) 27,5-31,5 (38,3) µm; Me = 414 x 29,5 µm.

Observaciones

Lasiobolus cuniculi Velen., además del hábi-

tat distinto, sobre heces de conejo, tiene ascas

anchamente claviformes y esporas relativamen-

te más anchas (Q = 1,6) (RIBES, 2010), mientras

L. ciliatus las tiene bastante más estrechas (Q =

2,2). Lasiobolus ruber (Quel.) Sacc. es de color ro-

jizo, tiene las esporas más grandes, de 23,7-28,3

(31) x 10,5-12 µm, estrechamente elipsoidales a

fusiformes, con los extremos agudos y con un co-

eficiente Q mayor (Q = 2,36) y los pelos también

bastante mayores, de 280-950 x (15) 29-42 µm. L.

macrotrichus Rea es de color naranja ocráceo,

tiene los pelos también bastante más largos, de

700-840 µm y esporas de 20-21 x 7-8 µm. Macros-

cópicamente podría confundirse con algunas

especies del género cheilymenia, sobre todo con

c. stercorea (Pers.: Fr.) Boud., que también crece

sobre estiércol, pero las especies de este género

tienen los pelos septados y concretamente esta

especie los tiene más largos, de 700 µm, con la

base plurifurcada, marrones y las esporas más

pequeñas, de 18-20 x 9 µm. (DOVERI, 2004).

Loculotuber gennadii (Chatin) Trappe, Par-

ladé & I.F. Álvarez.

Tuber gennadii (Chatin) Patouillard.

Material estudiado: BURGOS: Tordueles,

30TVM494528, 862 m, en suelo muy arenoso y

bastante suelto en encinar (Quercus ilex) calizo,

1-V-2010, leg. N. Santamaría, J. Cuesta, F. Pancor-

bo, F. Figueroa, E. Arconada, M.Á. Ribes, det. A.

Rodríguez, MA-Fungi 88101.


(Fig. 7). Ascomas en forma de cleistotecio,

globoso, más o menos regular, superficie rugosa,

mate, englobando numerosos restos de arena, de

color claro, beige a nuez claro, de menos de 1 cm

de diámetro. Peridio fino y bien diferenciado. Gleba

consistente, firme y cartilaginosa, blanquecino gri-

sácea con venas estériles más claras. Olor intenso.


(Fig. 8). Ascas elíptico-claviformes o pirifor-

mes, hialinas, de paredes gruesas, con un pe-

dúnculo bastante desarrollado y sinuoso, de (87)

107-153 (166) x (43) 56-68 (72) µm, Me = 128 x 61

µm, con 1-3 esporas en su interior. Esporas citrifor-

mes o en forma de ojo, hialinas, de (23,6) 27,5-33,4



Fig. 5. Lasiobolus ciliatus. Ascomas.

Fig. 6. Lasiobolus ciliatus. A: Ascas, B-C: Esporas, D: Paráfisis, E: Excípulo ectal, F: Pelos.



Fig. 7. Loculotuber gennadii. Ascomas.

Fig. 8. Loculotuber gennadii. A: Ascas, B: Esporas, C: Paráfisis, D: Peridio.



(39,7) x (20,6) 21-23,2 (30,3) µm; Q = (1,1) 1,3-1,4

(1,5); N = 16; Me = 30,5 x 22,9 µm; Qe = 1,3, orna-

mentadas con crestas de (1,9) 2,1-3,1 (3,6) µm; Me

= 2,7 µm de alto, que forman una malla completa

de celdas bastante grandes. Las esporas de esta

recolecta se encuentran bastante inmaduras. Pa-

ráfisis abundantes entre las ascas, cortas, septa-

das, hialinas, de paredes relativamente gruesas y

con el ápice engrosado. Peridio de hifas cilíndrico-

piriformes.

Observaciones

Por su falta de maduración, esta recolecta

presenta las esporas bastante más pequeñas que

otra anterior realizada por nosotros en Cáceres

en una dehesa de encinar alcornocal con Tube-

raria guttata (RIBES, 2009), con una media de

54,8 x 48,5 µm. A pesar de ello, una persona con

gran experiencia en la recolecta de esta especie,

Antonio Rodríguez, a quien debemos agradecer

su identificación y algunos comentarios sobre

la biología de la especie, es capaz de reconocer-

la fácilmente, sobre todo microscópicamente,

debido a sus características ascas con un gran

pedúnculo y a las esporas, aún inmaduras, en for-

ma de ojo o limón. Al parecer, en suelos ácidos se

encuentran ejemplares de mayor tamaño de esta

especie asociados a Tuberaria guttata, mientras

que en terreno calizo suelen ser bastante peque-

ños y están asociados a Helianthemum sp. Las

paráfisis presentes en esta recolecta coinciden

con las descritas por MONTEChI & SARASINI

(2000), habiendo pasado desapercibidas en la an-

terior colección de Cáceres. Otra característica

de esta especie, señalada por estos autores, es la

presencia de pequeñas cavidades al madurar la

gleba, haciéndose mayores en material seco, que

le dan aspecto de esponja similar al de un Hyme-

nogaster, característica que separa esta especie

de las del género Tuber.

Fig. 9. Ombrophila hemiamyloidea. Ascomas.



Ombrophila hemiamyloidea Baral & Gminder.

Material estudiado: BURGOS: Barbadillo de he-

rreros, Arroyo de Valcavado, 30TVM901703, 1387

m, sobre madera de haya (Fagus sylvatica) semi-

sumergida en el agua de un riachuelo, 19-X-2010,

leg. J. Cuesta, det. h.O. Baral & A. Gminder, MA-

Fungi 88102.


(Fig. 9). Ascomas en forma de apotecios de

2-3 mm de diámetro, ligeramente gregarios, muy

pegados a la madera sobre la que se desarrollan,

aparentemente sésiles pero con un pie muy corto

y ancho, solo visible en un corte transversal del

ascoma; himenio convexo a hemisférico, superfi-

cie irregular, dándole un aspecto ligeramente ce-

Fig. 10. Ombrophila hemiamyloidea. A-D: Ascas, E-F: Esporas, G: Paráfisis, h: Cristales.



rebriforme a algunos ejemplares, color blanque-

cino cremoso y opaco; margen no diferenciado,

lobulado irregular; exterior blanquecino; carne

dura y gelatinosa.


(Fig. 10). Ascas cilíndrico-claviformes, octos-

póricas, biseriadas en oblicuo, con uncínulos,

con el aparato apical rojo oscuro con IKI (rojo

muy claro con Melzer) y azul oscuro con KOh +

IKI o Melzer, de (119,8) 122,5-137,5 (145,0) x (11,7)

12,5-14,3 (15,5) µm; Me = 130,7 x 13,3 µm. Esporas

cilíndricas con los extremos afilados, rectas o li-

geramente curvadas, lisas, hialinas, con 3 septos,

en ocasiones solo 2, ligeramente constreñidas

en los septos, con el borde de color rojo en IKI a

modo de envoltura en forma de gel muy delgado,

de (19,5) 20,4-25 (28,6) x (4,4) 4,7-5,8 (7,3) µm; Q =

(3) 3,7-5 (5,6); N = 55; Me = 22,8 x 5,2 µm; Qe =

4,4. Paráfisis cilíndricas, septadas, engrosadas a

capitadas en el ápice hasta (5,8) 6,3-8,7 (9,2) µm;

Me = 7,3 µm y con una o dos gútulas vacuolares

fuertemente refractivas en la célula terminal. Pre-

sencia de numerosos cristales bipiramidales en

el excípulo medular.

Observaciones

Se trata de una especie descrita recientemen-

te (BARAL, 1999) encuadrada de forma marginal

en el género Ombrophila, ya que la hemiamiloidía

de la envoltura esporal y del anillo apical de las

ascas, así como las esporas septadas son carac-

terísticas desconocidas en este género. Tiene

semejanza con otros Leotiales que se desarrollan

en maderas semisumergidas como Vibrissea Fr.,

Graddonia coracina (Bres.) Dennis o Mollisia uda

(Pers.) Gillet, con las que puede confundirse, pero

que son especies primaverales, mientras que O.

hemiamyloidea es otoñal. Esta especie se conoce

al menos de Alemania, Polonia y España (hayedo

de Valgrande, Asturias) sobre carpinus, Fraxinus

y Fagus. Debemos agradecer a los autores de la

especie, hans Otto Baral y Andreas Gminder, su

rápida identificación y a Alain Gardiennet los da-

tos sobre la cita española.

Pachyella violaceonigra (Rehm) Pfister

= Pachyella barlaeana (Bres.) Boud.

Material estudiado: BURGOS: Oña, Arroyo Pen-

ches, 30TVN705301, 747 m, sobre madera muy

húmeda, dentro de un arroyo, en bosque de ribe-

ra, 24-IV-2010, leg. E. Arconada, det. E. Arconada

& M.Á. Ribes, MAR-240410-01.


(Fig. 11). Ascomas en forma de apotecios

sésiles, gregarios, hasta de 6 cm de diámetro, li-

geramente cupuliformes de jóvenes, pero pronto

abiertos y aplanados. himenio liso, ligeramente

ondulado giboso, de color pardo rojizo a pardo

castaño y con algún reflejo violáceo. Superficie

externa de color mucho más claro, blanco crema,

lisa y ligeramente viscosa. Borde regular, ondu-

lado sinuoso, por la parte superior del color del

himenio y por la inferior del color de la superfi-

cie externa. Carne cérea, pero no frágil, bastante

gruesa y de color claro.


(Fig. 12). Ascas cilíndricas, octospóricas,

uniseriadas, operculadas, con uncínulos y ami-

loides. Esporas elipsoidales, bigutuladas, hiali-

nas, de paredes gruesas, lisas cuando están in-

maduras y finamente punteadas al madurar, de

(23,6) 2,4-27,9 (28,5) x (10,2) 10,7-12,9 (14,7) µm; Q

= (1,7) 2-2,5 (2,7); N = 34; Me = 25,9 x 11,7 µm;

Qe = 2,2. Paráfisis cilíndricas, septadas, ligera-

mente engrosadas en el ápice y con pigmento

amarillento ocre verdoso. Excípulo ectal en for-

ma de empalizada gelificada, perpendicular a la

Fig. 11. Pachyella violaceonigra. Ascomas.



Fig. 12. Pachyella violaceonigra. A: Ascas, B-C: Esporas, D: Paráfisis, E: Excípulo ectal, F: Margen.

superficie, formada por 3-4 células subgloboso-

piriformes, que van estrechándose hacia el exte-

rior hasta convertirse en terminaciones filiformes

delgadas de otras 3-4 células similares a pelos.

Margen del apotecio con estructura muy similar

al excípulo ectal, con las células terminales bas-

tante más pigmentadas de amarillo ocráceo.

Observaciones

La ornamentación finamente punteada de esta

especie es difícil de observar incluso con esporas

maduras. La especie más próxima es Pachyella la-

zzariana Trimbach, que tiene esporas menores, de

21-23 x 12-13 µm, también elipsoidales, lisas a fina-

mente punteadas, hialinas o débilmente lilacinas.

P. babingtonii (Berk.) Boud. es de menor tamaño,

hasta de 2 cm de diámetro, tiene la superficie ex-

terna concolor al himenio (ocre a marrón rojizo), y

las esporas lisas más pequeñas, de 21-22 x 13 µm

(MEDARDI, 2006). Por su combinación de colores

(himenio muy oscuro y exterior muy claro) podría

confundirse con discina melaleuca Bres., ligera-

mente más grande, que no crece en madera, tiene

las ascas no amiloides, las esporas más pequeñas

(Me = 18,2 x 9,3 µm) y con ornamentación com-

puesta por verrugas más gruesas y evidentes.

REFERENCIAS

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Melzer’s reagent: hemiamyloidity, a universal

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com/Revista/Articulos/MARibesR/Jaen001/

Jaen001.html [consultada el 22 de marzo de

2011].


RUiZ-MATeO, A. & J. BLedA

INTRODUCCIÓN

El Marquesado del Zenete, comarca natural

del altiplano granadino, se localiza en el extremo

suroeste del mismo, al pie de Sierra Nevada, en

su ladera norte. La influencia de ésta hace que

las precipitaciones anuales, y por ello también

los recursos hídricos disponibles, sean muy su-

periores a los que tendría sin su existencia, pero

por lo mismo, la intensa actividad antrópica de-

rivada de su uso ha transformado de modo im-

portante las características del medio natural.

La vegetación original ha sido sustituida por

cultivos en las zonas más bajas, y por pinares de

repoblación en las laderas de la sierra. Estos úl-

timos, en sus zonas más húmedas, y también en

la ripisilva que se desarrolla en los ríos que bajan

de la sierra, sirven de pastos a un ganado bovino

que facilita el desarrollo de una abundante mico-

flora coprófila, como es el caso de coprinopsis

vermiculifer (Joss. ex Dennis) Redhead, Vilgalys

& Moncalvo (2001), especie poco frecuente sobre

la cual existen muy pocas citas en España. No-

sotros la hemos encontrado en una sola ocasión,

sobre excrementos de vaca. Consideramos por

tanto que es de interés la publicación de la cita

y de los datos obtenidos a partir del estudio de

la recolecta.

MATERIAL Y MÉTODOS

Los ejemplares estudiados se han recolecta-

do en su hábitat natural, siendo examinados in-

mediatamente. Para observar el desarrollo de los

basidiomas se han incubado algunos ejemplares

en cámara húmeda y temperatura adecuada. Las

fotografías de los caracteres macroscópicos han

sido realizadas in situ con una máquina fotográ-

fica digital Canon 350-D, provista de un objetivo

de 50 mm. Para la medida esporal se ha utilizado

únicamente material recogido en esporada y en

varios ejemplares. El diámetro del píleo se refiere

siempre al diámetro proyectado. Las preparacio-

nes microscópicas se han realizado utilizando

ejemplares bien desarrollados. Para la observa-

ción del himenio se emplearon ejemplares poco

desarrollados en los que el proceso de autolisis

no hubiera dado comienzo. Las preparaciones

para la observación de los caracteres microscópi-

cos han sido montadas en agua bidestilada, uti-

lizando rojo congo o floxina B como colorantes.

En ningún caso se han utilizado técnicas de re-

Coprinopsis vermiculifer, una especie poco común recogida en el Parque Nacional de Sierra Nevada

RUIZ-MATEO, A.1 & J. BLEDA2

1C/ Valle Baztán 34, 31550 Ribaforada, Navarra. E-mail: [email protected]/ Bailén 22, 18500 Guadix, Granada. E-mail: [email protected]

Resumen: RUIZ-MATEO, A. & J. BLEDA (2011). Coprinopsis vermiculifer, una especie poco común recogida en el parque nacional de Sierra Nevada. Bol. Micol. FAMCAL 6: 135-140. Se describe ampliamente la especie coprinopsis vermiculifer (Joss. ex Dennis) Redhead, Vilgalys & Moncalvo (2001). Se dan nuevos datos sobre su corología y estacionalidad y se hacen algunas observaciones taxonómicas y de su distribución geográfica mundial.Palabras clave: Fungi, coprinus, coprinopsis, vermiculifer, taxonomía, España, Granada, Sierra Nevada.

Summary: RUIZ-MATEO, A. & J. BLEDA (2011). Coprinopsis vermiculifer, a uncommon species collected in Sierra Nevada National Park. Bol. Micol. FAMCAL 6: 135-140. The species coprinopsis vermiculifer (Joss. ex Dennis) Redhead, Vilgalys & Moncalvo (2001) is widely described. New information on its chorology and seasonal variation is given and some observations on its taxonomy and its world geographical distribution are also added.Keywords: Fungi, coprinus, coprinopsis, vermiculifer, taxonomy, Spain, Granada, Sierra Nevada.


coprinopsis vermiculifer, una especie poco común recogida en el Parque nacional de Sierra nevada

hidratación. Para el estudio de los caracteres mi-

croscópicos se ha utilizado un microscopio Motic

BA-310, en campo claro, utilizando objetivos de

10X, 40X, 60X y 100X combinados con un ocular

de 10X. Para la obtención de las micro-fotogra-

fías se ha utilizado una cámara fotográfica digital

Moticam 2300 de 3Mpix. Para las mediciones se

ha utilizado el programa Motic images plus de-

bidamente calibrado. Para el cálculo de las me-

dias aritméticas y límites superior e inferior de

las medidas esporales y otros caracteres se ha

utilizado el programa Piximetre. Las colecciones

estudiadas se encuentran en la micoteca privada

de A. Ruiz-Mateo (hERB-ARM). Para la nomen-

clatura se ha seguido la propuesta publicada por

REDhEAD & al. (2001).

DESCRIPCIÓN

Coprinopsis vermiculifer (Joss. ex Dennis)

Redhead, Vilgalys & Moncalvo (2001).

coprinus vermiculifer Joss. ex Dennis (1964).

–coprinus vermiculifer Joss. (1944) nom. inval.

Material estudiado: GRANADA: Parque Na-

cional de Sierra Nevada, término municipal de

Jerez del Marquesado, 30SWG831113, 1570 m.,

sobre excrementos de ganado vacuno, 28-XI-09,

leg. J.M. Bleda, det. J.M. Bleda & A. Ruiz-Mateo,

ARM-CO32.


(Fig. 1). Píleo pequeño o muy pequeño, al prin-

cipio ovoide, más tarde acampanado y al final de

aspecto convexo, de hasta 12 mm de diámetro

proyectado y medido antes de comenzada la li-

sis, margen estriado por transparencia. Superfi-

cie pileica de color blanquecino o beis (Fig. 2),

ligeramente más oscuro en el disco central, más

tarde de color grisáceo al comenzar la madura-

ción esporal, completamente cubierta de un velo

de aspecto lanoso a la lupa, de color blanquecino

aunque más ocre en el centro y fácilmente se-

parable al roce o manipulación. Láminas libres,

muy densas, lanceoladas, de color blanquecino

al principio, negras al final, con la arista visible-

mente escarchada. Estípite de color blanco, cilín-

drico de hasta 40 x 0,2 mm, con la base bulbillosa

en algunos ejemplares, de aspecto velloso por

Fig. 1. coprinopsis vermiculifer. Basidiomas inmaduros. Foto: R. Mateo.



los restos de velo general. Ausencia de anillo y

volva. Carne casi inexistente de olor neutro y sa-

bor no comprobado. Esporada negra.


(Fig. 3). Esporas elipsoidales de 8,9 [9,7; 10,2]

11 x 5,6 [5,8; 6] 6,3 µm; Me = 9,97 x 5,93 µm; Qe

= 1,68, de color negro, con poro germinativo cen-

tral, apéndice hilar poco evidente. Basidios te-

traspóricos, claviformes, estrechados en su parte

media, rodeados de braquicistidios no sobresa-

lientes. Queilocistidios muy numerosos, globo-

sos, esferopedunculados que miden 20,9 [27,8;

33,7] 40,6 x 14,3 [18,4; 21,9] 26 µm; Me = 30,77 x

20,13 µm. Pleurocistidios muy variables en cuan-

to a forma y medidas, encontrándose algunos

globosos, aunque mayoritariamente cilíndricos o

mitriformes, midiendo 14,3 [41,6; 71,4] 98,6 x 18,3

[24,7 ; 31,7] 38,2 µm. Me = 56,48 x 28,23 µm. Pilei-

pellis constituida por hifas alargadas formando

un cutis, aunque viéndose, en ocasiones, y por

capas, células algo más cortas. Estructura del

velo formada por cadenas de hifas, fibuladas,

ramificadas y en ocasiones diverticuladas, con

pequeñas incrustaciones, a veces pigmentadas,

de hasta 3 [4,7; 5,5] 7,2 µm; Me = 5,11, con ele-

mentos terminales más anchos que las hifas de

las capas subyacentes, de ápice redondeado, es-

trechado y con pared muy gruesa, llegando hasta

2 µm de diámetro.

Observaciones

La especie que nos ocupa fue creada por Jos-

serand en 1945, aunque este taxon fue invalidado

al no presentarse diagnosis latina. Posteriormen-

te fue validada por DENISS (1964). En el año 2001

y tras profundos estudios mediante técnicas de

biología molecular se desglosa coprinus s.l. en

varios géneros distintos y nuestra especie queda

incluida en el genero coprinopsis P. Karst. dentro

de la familia Psathyrellaceae Vilgalys, Moncalvo

& Redhead. No obstante, y debido a problemas

estrictamente nomenclaturales aún sin consen-

suar, (JOGENSEN & al. 2001), es posible que vea-

mos en el futuro a esta especie incluida de nuevo

en el género coprinus Pers., dentro de la familia

coprinaceae Overeem & Weese. Seguimos aquí la

propuesta de REDhEAD & al. (2001) y la consi-

Fig. 2. coprinopsis vermiculifer. Detalle de la rotura del velo general. Foto: R. Mateo.



Fig. 3. coprinopsis vermiculifer. Caracteres microscópicos. Ilustraciones: B. Porteo.



deramos válida. En cuanto a la nomenclatura del

taxon debemos señalar que aunque no se declinó

el nombre al realizar la recombinación al géne-

ro coprinopsis el epíteto vermiculifer es correcto

al tratarse de un sustantivo en aposición con un

verbo que no necesita ser declinado. A pesar de

que el epíteto en femenino vermiculifera es utili-

zado por algunos autores, nosotros nos ceñimos

al taxon tal y como se publicó en su momento

(REDhEAD & al. 2001).

coprinopsis vermiculifer (Joss. ex Dennis)

Redhead, Vilgalys & Moncalvo pertenece a un

grupo de hongos bastante amplio y demasiado

heterogéneo desde nuestro punto de vista. ha

sido definido de varias formas por los distintos

autores, pero básicamente lo constituyen hongos

pequeños o muy pequeños, de desarrollo parcial-

mente angiocárpico, y cuyo velo está constituido

por hifas alargadas, muy ramificadas o diverticu-

ladas. Así pues, este tipo de hongos ha conforma-

do la sección Alachuani Singer, sección Picacei

Penn. según Citérin, o simplemente denominada

sección coprinus según Orton & Watling.

Las descripciones consultadas de coprinop-

sis vermiculifer resultan bastante homogéneas,

no hallando demasiadas diferencias entre los

distintos autores. Únicamente en la dimensión

esporal encontramos ciertas diferencias. Así al-

gunos autores dan medidas de hasta 13,5-13,7

µm, (ULJÉ, 2005; VERTERhOLT, 2008; DOVERI,

2004), en cambio también se mencionan medi-

das menores en otros trabajos dando un máximo

de hasta 10 µm, (CITÉRIN, 1992; ORTON & WAT-

LING, 1979; MOSER, 1986), observaciones éstas

más acordes a las nuestras. Dentro de los hon-

gos estrictamente coprófilos, que componen la

sección Alachuani Singer, encontramos a copri-

nopsis vermiculifer muy bien caracterizado y dife-

renciado de otras especies próximas, pues todas

las especies coprófilas de esta sección presentan

hifas del velo de pared estrecha, nunca de pared

muy ancha y con elementos terminales del velo

más gruesos y algo erectos como es el caso de la

especie que nos ocupa. Podemos citar coprinop-

sis candidolanata (Doveri & Uljé) Keirle, hemmes

& Desjardin, pequeña especie igualmente copró-

fila, generalmente con hifas del velo fuertemente

diverticuladas, de pared delgada, pero con pared

ancha en ocasiones (KEIRLE & al., 2004). copri-

nopsis luteocephala (Watling) Redhead, Vilgalys

& Moncalvo es otra especie muy afín, pero perfec-

tamente reconocible por sus colores sulfurinos

en el píleo (ULJÉ, 2005). coprinopsis filamentifer

(Kühner) Redhead, Vilgalys & Moncalvo es quizá

la especie más próxima taxonómicamente, pero

que podemos separar como decíamos anterior-

mente por la ausencia de hifas velares de pared

ancha (VESTERhOLT, 2008). El resto de táxones

incluidos en la sección Alachuani Singer, con hi-

fas velares gruesas, tienen un hábitat más bien

nitrófilo o saprótrofo de restos vegetales, nunca

estrictamente coprófilo, como es la especie que

estudiamos. coprinopsis vermiculifer se encuen-

tra ampliamente distribuido en la Europa occi-

dental, concretamente en Alemania (ENDERLE &

al., 1990), Inglaterra (ORTON & WATLING, 1979),

Francia (CITÉRIN, 1992), Italia (DOVERI, 2004),

España (MORENO, 1976) e islas Faroe (RIChARD-

SON, 2005). En África se ha citado en Namibia

y en América en hawai (KEIRLE & al., 2004). En

España solo se conocen citas en el sur peninsu-

lar, concretamente en Cádiz, (IMBA, 2004). Sobre

el hábitat podemos generalizar y concluir que

aparece siempre en estiércol de herbívoros, tales

como elefante, caballo, vaca o ciervo.

REFERENCIAS

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ULJÉ, C.B. (2005). Flora agaricina neerlandica 6.

Taylor & Francis Group. Boca Raton.


TeJedOR, F. & J. ÁLVAReZ

INTRODUCCIÓN

Desde la descripción de Tricholoma josseran-

dii por BON (1975: 160), se tienen noticias de tres

episodios de intoxicación atribuibles a su consu-

mo por confusión con las especies próximas, dos

de ellos en Las Landas (Francia) y otro en Duran-

go (España), este último reportado y ampliamen-

te difundido por la Sociedad Micológica y Botáni-

ca de Getxo. Los citados episodios, a diferencia

del acontecido en 2010 en Alcacer (Valencia), se

produjeron a partir de recolección para consumo

propio.

En el caso que nos ocupa, con motivo de

unas jornadas de gastronomía micológica, un

restaurador de la localidad antes citada, adquirió

una partida de setas silvestres en Mercavalen-

cia, parte de ellas etiquetadas como Tricholoma

portentosum y con procedencia de una empresa

de manipulado, envasado y comercialización de

hongos de Zamora.

El 19 de octubre de 2010, sirvió distintos pla-

tos con la seta citada como ingrediente, reci-

biendo esa misma noche distintos avisos de los

comensales dándole cuenta de los síntomas de

intoxicación que sufrían, resultando comprobada

la correspondencia entre comensales afectados

y los platos servidos con la “carbonera” como

ingrediente a 18 personas. Para confirmar la re-

lación causa-efecto entre la ingesta y la sinto-

matología, el gerente del restaurante cocinó dos

setas, las ingirió y pudo comprobar a su costa la

toxicidad de las mismas.

Ya en fin de semana, sin conseguir contacto

con las autoridades sanitarias, el gerente contac-

tó con la Sociedad Micológica Valenciana (SO-

MIVAL), haciendo entrega de seis ejemplares de

la especie comprada como “carbonera” en tres

estadios de madurez distintos, muestra que fue

examinada y diagnosticada inicialmente por dos

de nosotros como Tricholoma josserandii ya en la

tarde noche del sábado 21 de octubre, con riesgo

de que hubiera más partidas de setas a punto de

entrar en los canales de comercialización la ma-

drugada del lunes.

La primera medida adoptada fue el asesora-

miento al gerente del restaurante, instándole a

denunciar el hecho de forma inmediata y a inmo-

vilizar la totalidad de las setas que le restaban,

poniéndolas a disposición de la autoridad que

finalmente resultara competente, lo que así nos

consta que hizo.

Paralelamente, a través del Centro de Coordi-

nación de Emergencias de la Generalitat y de la

Comandancia de la Guardia Civil de Valencia, se

cursó la correspondiente alerta sanitaria, hacién-

dose cargo posteriormente de las actuaciones

Brote de intoxicación alimentaria asociado al consumo de Tricholoma josserandiiTEJEDOR, F.1 & J. ÁLVAREZ2

1SOMIVAL, A. P. 7048, 46080 Valencia. E-mail: [email protected], A. P. 7048, 46080 Valencia. E-mail: [email protected]

Resumen: TEJEDOR, F. & J. ÁLVAREZ (2011). Brote de intoxicación alimentaria asociado al consumo de Tricholoma josserandii. Bol. Micol. FAMCAL 6: 141-144. Se comunica un brote de intoxicación por consumo de setas que supuso la inclusión en el sistema de alertas sanitarias. Se describe la especie implicada, Tricholoma josserandii y se incluyen las diferencias macroscópicas, microscópicas y organolépticas con los taxones de posible confusión.Palabras clave: intoxicación alimentaria, alerta sanitaria, Tricholoma josserandii, Valencia, Zamora, España.

Summary: TEJEDOR, F. & J. ÁLVAREZ (2011). Food intoxication outbreak due to Tricholoma josserandii consumption. Bol. Micol. FAMCAL 6: 141-144. A food intoxication outbreak due to mushrooms consumption concluding in its inclusion in the sanitary alert system is reported. A description of the involved species, Tricholoma josserandii, along with its macro-, microscopical and organoleptic differences with those taxa that may lead to eventual confusion are also included.Keywords: intoxication outbreak, sanitary alert, Tricholoma josserandii, Valencia, Zamora, Spain.


Brote de intoxicación alimentaria asociado al consumo de Tricholoma josserandii

la Consellería de Sanidad de la Generalitat que

adoptó las medidas oportunas y lo difundió a los

medios de comunicación en los días siguientes.

En origen, ya inmovilizadas por la alerta cur-

sada, una pequeña partida de setas de la misma

especie fue intervenida por las autoridades de la

Junta de Castilla y León. En días posteriores y ya

con la alerta en todas las empresas, se localiza-

ron pequeñas cantidades de la especie Tricholo-

ma josserandii presentadas por los recolectores

como T. portentosum.

Las personas intoxicadas no requirieron hos-

pitalización y no hay constancia de secuelas fí-

sicas en los comensales afectados, quienes des-

cribieron un episodio de dolores abdominales,

nauseas, diarreas y vértigos.

MATERIAL Y MÉTODOS

La descripción macroscópica se ha realizado

a partir de los ejemplares facilitados en fresco.

El examen microscópico se ha realizado con

microscopio Carl Zeiss Axiostar con objetivo

de inmersión a 1.000 aumentos, haciéndose las

preparaciones mediante corte a mano alzada e

hidratándolas con solución acuosa de amoniaco-

potasa al 10%, utilizando como tinción el azul de

cresilo brillante. Las fotografías microscópicas

han sido obtenidas con cámara Canon EOS 400D

acoplada al microscopio antes citado.

PARTE DESCRIPTIVA

Material estudiado: Seis ejemplares en tres es-

tadios de madurez facilitados a la Sociedad Mi-

cológica Valenciana por el gerente del restauran-

te afectado.


Píleos inicialmente campanulifornes con

margen incurvado, progresivamente extendidos

y anchamente mamelonados, con margen irre-

gular y flexuoso. Cutícula ligeramente viscosa

en húmedo, especialmente hacia el centro, co-

loración juvenil gris plúmbeo hacia el centro y

progresivamente más clara hacia la periferia, as-

pecto liso, con la madurez adquiere coloraciones

más claras, desde el gris argénteo al fuliginoso,

siempre más intenso en el mamelón, más clara

cuanto más hacia la periferia, apareciendo lace-

Fig. 1. Corte cuticular de un ejemplar de mediana madurez de Tricholoma josserandii. Foto: F. Tejedor.


TeJedOR, F. & J. ÁLVAReZ

raciones radiales con la sequedad. De 3,5-9 centí-

metros de diámetro.

Láminas poco densas, anexas, uncinadas a li-

geramente decurrentes, color blanco inicial, lue-

go crema deslucido con la edad. Arista concolor.

Pie esbelto, subcilíndrico, atenuado hacia la

base, algo ladeado, color blanco y aspecto sedo-

so, presentado algunos juveniles una esfumación

rosácea u ocráceo rosada en el tercio inferior. De

6-10 x 0,9-2,5 centímetros.

Carne blanca e inmutable al corte, despidien-

do inicialmente un olor típicamente farináceo

con poso ligero y desagradable en los juveniles,

de harina rancia en los muy maduros con un

componente nítido final de olor a chinche como

el de algunos lactarios (L. quietus, L. subumbo-

natus, etc.).

Sabor concordante con el olor, si acaso con

un leve picor, siempre desagradable tras la mas-

ticación.

Reacciones químicas: con guayaco, pasa len-

tamente a azul verdoso poco intenso.

Una buena fotografía macroscópica de Tri-

choloma josserandii puede ser consultada en la

página web de la ASOCIACIÓN MICOLÓGICA DE

DURANGO, ERROTARI (s. d.; ver referencias).


Esporas elipsoides a subovoides, lisas, hiali-

nas y gutuladas, de 5,5-7,5 x (4) 4,5-5,5, µm, pro-

ducidas en basidios tetraspóricos de 42-45 (50) x

5-8 µm. Pelos de arista basidioliformes, fíbulas no

observadas.

Epidermis ligeramente gelificada, a base de

hifas filamentosas de 3-5 µm de grosor, aspecto

de ixocutis con algunas terminaciones emer-

gentes en juveniles, cercano a ixotricodermis en

ejemplares maduros, hacia el interior con células

más gruesas formando un estrato en empaliza-

da de 4-5 capas, dando paso a una hipodermis a

base de hifas poligonales o subisodimétricas con

espesor de 15-35 µm, carácter microscópico típi-

co de la especie.

Observaciones taxonómicas

Macroscópicamente, los juveniles se pres-

tan a una primera confusión con Tricholoma

virgatum f. roseipes, precisamente por el tono

rosáceo de la base del pie que caracteriza dicha

forma, pero prestando atención al píleo, éste

es cónico y no campanuliforme, resultando el

sabor amargo y el picor muy acentuado (acre),

nota diagnóstica para la separación de ésta y

de Tricholoma scioides, especie próxima, de olor

débil y también de carne amarga pero solo lige-

ramente picante. Respecto de las especies del

grupo Terreum (estirpe Terreum), la ausencia de

escamas y la cutícula ligeramente viscosa en

húmedo –junto al olor ya descrito–, así como su

mayor tamaño, pueden servir como primeros ca-

racteres de exclusión. Más problemática puede

resultar la diferenciación respecto de Tricholoma

portentosum con la que parece confundirse rei-

teradamente, sobre todo cuando nos encontra-

mos ejemplares juveniles de la citada especie,

con total ausencia de tonos amarillentos que

por sí solos constituirían un carácter diagnósti-

co. La diferencia de sabores debiera bastar para

una primera separación, pues el sabor harinoso

agradable y la textura pseudocartilaginosa de T.

portentosum es inconfundible. Pero sin duda al-

guna, es la estructura cuticular de T. josserandii

(Fig. 1) el carácter diferencial de la especie, tan-

to dentro de su sección como de las secciones

vecinas.

DISCUSIÓN

Es cada vez más evidente la necesidad de au-

mentar el control de comercialización de setas

silvestres procedentes de recolección y equipa-

rarlo al que ejercen países con tradición micó-

faga como Francia e Italia, pues de las garantías

que perciban consumidores y restauradores, de-

pende en buena medida el futuro de un sector

económico en pujanza reciente en nuestro mer-

cado interior, siendo evidente que no ayudan a

este objetivo episodios como el relatado.

Ya en origen, los recolectores deberían tener

una formación básica que impidiera confusiones

en la recolección de las especies autorizadas.

Seguidamente, en las empresas receptoras don-

de haya de realizarse el manipulado, envasado

y comercialización, deberían disponer de uno o

varios expertos que se responsabilizaran de la


Brote de intoxicación alimentaria asociado al consumo de Tricholoma josserandii

admisión del material silvestre, previo examen

del mismo. Finalmente, los funcionarios públi-

cos con funciones de inspección y policía, tanto

ambiental como sanitaria, deberían disponer de

los conocimientos suficientes para ejercer los

adecuados controles desde la fase de recolec-

ción hasta la fase final de comercialización.

El estado actual de escasas garantías de con-

trol adecuado, solo puede desembocar en nue-

vos episodios de intoxicación que expulsen del

mercado y del consumo, especies silvestres que

constituyen un recurso natural renovable más

rentable económicamente que los aprovecha-

mientos maderables de las forestas.

AGRADECIMIENTOS

Deseamos agradecer la pronta atención y

adecuada respuesta dada a la alerta cursada

desde SOMIVAL por parte de los funcionarios de

guardia en el Centro de Coordinación de Emer-

gencias de la Generalitat Valenciana y por el Te-

niente Coordinador del Seprona de la Guardia

Civil en la Comandancia de Valencia.

Igualmente, agradecemos la confianza pues-

ta en la Sociedad Micológica Valenciana (SOMI-

VAL) por parte de la dirección del restaurante

afectado.

REFERENCIAS

ASOCIACIÓN MICOLÓGICA DE DURANGO,

ERROTARI (s. d.). http://www.errotari.com/

Micologia/especie.php?2186 [consultada el

10 de agosto de 2011].

BON, M. (1991). Les Tricholomes et ressemblants.

Flore Mycologique d´Europe, 2. documents

Mycologiques, Mémoire Hors, série nº 2.


MARcO, P., M.e. VenTURini, c.S. RiVeRA, c. LÓPeZ & d. BLAncO

INTRODUCCIÓN

En la última década se ha generado en nues-

tro país un manifiesto interés por los carpóforos

o setas comestibles que se ha traducido en un

aumento notable de su consumo, de su recolec-

ción particular, de las especies objeto de cultivo,

y de una mayor y más diversificada oferta comer-

cial. Las setas comestibles pueden aparecer en el

mercado bajo diferentes formas de conservación

(deshidratadas, liofilizadas, congeladas, en con-

serva y con diferentes líquidos de gobierno) pero,

en estado fresco, son más apreciadas por el con-

sumidor. Sin embargo, la comercialización del

producto en fresco es la que ocasiona mayores

dificultades debido a que en dicho estado, pre-

sentan una vida comercial muy reducida (BUR-

TON & NOBLE, 1993). A ello contribuye, además,

el desconocimiento de las técnicas adecuadas de

conservación en fresco especialmente las refe-

rentes a las setas silvestres. La refrigeración del

champiñón a temperatura entre 1 y 4 ºC amplía

notablemente su período de conservación (BE-

ELMAN, 1989); hay referencias bibliográficas en

las que se encuentran datos de hasta 13 días de

almacenamiento para esta especie, empleando

además de la refrigeración, películas plásticas de

polietileno y recubrimientos comestibles a base

de alginato (BURLÓ & al., 2004). El frío reduce la

actividad microbiana e incrementa consecuente-

mente la vida comercial; de hecho en especies

cultivadas de predominante presencia comercial

como Agaricus bisporus y Pleurotus ostreatus,

los microorganismos son los principales agentes

responsables de su biodeterioro (AGUIRRE & al.,

2008). ChIKThIMMAh & BEELMAN (2006) y RE-

YES & al. (2003) también señalan que la alta carga

Determinación de pH y contenido acuoso en carpóforos comestibles ofertados comercialmente: valoración de metodologíasMARCO, P., M.E. VENTURINI, C.S. RIVERA, C. LÓPEZ & D. BLANCOP. Marco Montori, M.E. Venturini Crespo, C.S. Rivera Medina, C. López Díaz de Durana y D. Blanco Parmo, Grupo de Investigación en Alimentos de Origen Vegetal y Fúngico, Universidad de Zaragoza, C/ Miguel Servet 177, 50013 Zaragoza. E-mail: [email protected]

Resumen: MARCO, P., M.E. VENTURINI, C.S. RIVERA, C. LÓPEZ & D. BLANCO (2011). Determinación de pH y contenido acuoso en carpóforos comestibles ofertados comercialmente: valoración de metodologías. Bol. Micol. FAMCAL 6: 145-154. El objetivo del estudio ha sido la valoración del ph y la humedad o contenido acuoso en un número amplio de especies de setas ofertadas comercialmente, tanto silvestres como cultivadas, contrastando además la eficacia de dos técnicas analíticas diferentes. Los dos métodos utilizados para la medición de la humedad i) automatizado (Analyzer Moisture halogen hr 73) y ii) tradicional (estufa desecación) proporcionaron resultados análogos (p = 0.174), por lo que ambos procedimientos tienen la misma validez. El estudio estadístico no ha revelado la existencia de diferencias significativas entre ambas metodologías. Con los datos obtenidos, podemos catalogar las setas frescas comestibles como alimentos de baja acidez o neutros y con un elevado contenido acuoso, lo que las hace altamente vulnerables al deterioro microbiano por un número elevado de especies y grupos microbianos (bacterias, mohos y levaduras). Palabras clave: carpóforos comerciales, setas cultivadas, setas silvestres, ph, humedad, contenido acuoso.

Summary: MARCO, P., M.E. VENTURINI, C.S. RIVERA, C. LÓPEZ & D. BLANCO (2011). Determination of pH and water content in edible carpophores commercially offered: Evaluation of methods. Bol. Micol. FAMCAL 6:145-154. The objective of this study was to determine the ph and humidity from several species of edible wild and cultivated mushrooms purchased from retail stores and contrasting the efficacy of two different analytical techniques. In cooperation of the analytic techniques used for measuring moisture (halogen Moisture Analyzer hr 73 and oven drying) gave similar results (p = 0,174), demonstrating that both procedures are equally valid. No statistical differences were reveal between both methods. With the data obtained, we can classify the edible fresh mushrooms as food with low acidity or neutral with high water content, making them highly vulnerable to microbial spoilage by a large number of species and groups of microbes (bacteria, molds and yeasts). Keywords: commercial carpophores, cultivated mushrooms, wild mushrooms, ph, moisture, water content.


determinación de pH y contenido acuoso en carpóforos comestibles ofertados comercialmente: valoración de metodologías

microbiana presente de forma natural en los car-

póforos frescos, es el principal factor responsa-

ble de la pérdida de calidad en los mismos. Sin

embargo, no es mucho lo que se conoce, a dife-

rencia del resto de alimentos y, desde el punto de

vista de la ecología microbiana, sobre los pará-

metros intrínsecos de las setas que propician esa

rápida y masiva actuación microbiana. Entre di-

chos factores destacan el ph y la humedad que,

dependiendo de su valor, pueden impedir o posi-

bilitar el desarrollo microbiano. Aunque la biblio-

grafía es escasa y difusa, podemos matizar que

el contenido en agua, en especies comestibles,

varía desde el 94% de Suillus luteus hasta valores

inferiores al 50% en el caso de Fistulina hepatica;

aunque, por regla general, se consideran valores

promedios próximos al 90% (BLANCO & ARIÑO,

2004). Debemos tener en cuenta, además, que

tanto la temperatura de conservación como la

humedad relativa ambiental y el tiempo transcu-

rrido desde la recolección condicionan significa-

tivamente este nutriente (DE PRÁDENA, 1996).

El ph, también, es determinante del crecimiento

y supervivencia de los microorganismos por su

propio efecto y por su influencia sobre factores

antimicrobianos del producto (ácidos orgánicos).

La mayoría de microorganismos con potencial al-

terante se multiplican mucho mejor en alimentos

Fig. 1. Tabla con la clasificación de las especies analizadas en base a la taxonomía de ULLOA & hANLIN (2006).



Fig. 3. Contenido acuoso en especies de setas comercializadas mediante el empleo de metodología tradicional y automatizada.

Fig. 2. Tabla con los valores del contenido acuoso en especies de setas comercializadas mediante el empleo de meto-dología tradicional y automatizada.



con ph en torno a la neutralidad (ph = 7,0) y en-

cuentran mayores dificultades para reproducir-

se a medida que nos alejamos de la neutralidad

(alimentos ácidos). Los carpóforos comestibles

silvestres frescos, se encuentran entre un ph de

5,7 y 6,8 (MARTÍNEZ-CARRERA & al., 1998). Así

pues, y dado que en principio las condiciones que

ofrecen estos alimentos para los agentes micro-

bianos no son en absoluto disgenésicas, serán

las bacterias, por su menor tiempo generacional,

las principales protagonistas del deterioro de los

carpóforos. Sin embargo, siempre debemos te-

ner en cuenta que estos alimentos cuentan con

un claro potencial antibacteriano (VENTURINI &

al., 2008), y que los microorganismos alterantes

deben de disponer de quitinasas para poder de-

gradar la quitina y acceder a los nutrientes conte-

nidos en las células hifales.

El objetivo principal de este trabajo ha sido

determinar el ph y la humedad en un amplio nú-

mero de especies de setas ofertadas a nivel co-

mercial, tanto silvestres como cultivadas. La me-

dición del ph y de la humedad de los alimentos

es una medida habitual en las analíticas indus-

triales ya que nos aportan datos precisos sobre el

momento de consumo ideal y su comportamien-

to bajo diferentes condiciones de conservación.

Al mismo tiempo es importante valorar distintas

metodologías con el propósito de establecer su

validez y eficacia en este tipo de alimentos.

Fig. 5. Valores de ph en especies de setas comercializadas mediante el empleo de electrodo de punción y de homoge-nización con agua destilada.

Fig. 4. Tabla con los valores de ph en especies de setas comercializadas mediante el empleo de electrodo de punción y de homogenización con agua destilada. nd = no determinado.



MATERIAL Y MÉTODOS

Muestras

Se analizaron 21 especies comercializadas

de setas, 16 de las cuales eran silvestres (9 Aga-

ricales, 4 Aphyllophorales, 1 Phragmobasidiomy-

cetes y 2 Ascomycetes) y 5 cultivadas (Agarica-

les) (Fig. 1). Las muestras fueron adquiridas en

centros comerciales de Zaragoza o compradas

directamente a distribuidores mayoristas de las

provincias de Soria, Zaragoza y huesca y trans-

portadas al laboratorio bajo condiciones de re-

frigeración. Tras su recepción en el laboratorio,

los carpóforos se seleccionaron o excluyeron en

base a las características mínimas de calidad y

requisitos establecidos por la normativa legal

vigente nacional y comunitaria (Orden del Minis-

terio de Comercio y Turismo de 18 de octubre de

1977, Orden de la Presidencia del Gobierno de 12

de marzo de 1984, Real Decreto 2192/1984, Real

Decreto 30/2009, Reglamento CE Nº 1863/2004

de la Comisión) o por organismos internacio-

nales (codex Alimentarius 1995: norma general

para los hongos comestibles, y norma general

para hongos frescos cantarelos).

De cada especie de seta empleada en el estu-

dio se analizaron cinco muestras.

Análisis de contenido acuoso

Inicialmente, tanto en el método tradicional

como en el método analítico [AOAC 2005], las

muestras se procesaron de la misma manera

diferenciándose únicamente en el sistema de

deshidratación utilizado. Cada muestra estaba

constituida por 100 g; una vez troceadas las se-

tas se añadían 50 ml de agua destilada y se tri-

turaban con ultraturrax (Ika-Labortechnik Diax

900) (Fig. 6) durante 90 seg. a 2000 r.p.m. hasta

la obtención de una textura pastosa. Tras un re-

poso de diez minutos se procedió al análisis del

contenido acuoso por ambas metodologías.

i. Método tradicional

Para su valoración por el método tradicional,

10 g del homogeneizado eran depositados en

un vidrio de reloj y sometidos a 105 ºC en estufa

de desecación (P-Selecta Digitheat, Barcelona).

Cada 3 horas y, previo enfriamiento en deseca-

Fig. 6. homogenización con ultraturrax Ika-Labortech-nik Diax 900.

Fig. 7. Análisis de contenido acuoso con analizador halógeno Analyzer Moisture halogen hr73.



dor, se realizaban pesadas en balanza de precisión

(Ohaus Navigator, N34120) hasta que en dos medi-

ciones consecutivas se obtenía el mismo peso.

ii. Método automatizado

En la analítica automatizada, otros 10 g del

mismo homogeneizado, eran introducidos en el

analizador halógeno de humedad, Analyzer Mois-

ture halogen hr73 (Mettler Toledo, Suiza) (Fig. 7).

Se empleó el programa que sometía la muestra

a una Tª inicial de 200 ºC durante 4 minutos que,

posteriormente, descendía a 105 ºC en un minuto.

El proceso se detiene automáticamente cuando la

balanza detecta dos pesadas seguidas iguales.

Análisis de pH

Son escasos los estudios existentes al res-

pecto; por ello, se ha optado por dos métodos de

medida siguiendo las directrices de la norma ISO

1842:1991 para la determinación de ph en frutas y

verduras: punción directa y homogeneización con

agua destilada. La valoración se ha efectuado a

temperatura ambiente por lo que los carpóforos re-

frigerados se dejaban atemperar durante un cierto

tiempo.

i. Electrodo de penetración o punción directa

Se utilizó un phmetro Basic Crison ph/mv-506

(Crison Instruments SA, Barcelona). El proceso

consistía en introducir directamente un electrodo

de penetración de calibre fino (Cat: 5053T Crison

Instruments, SA) con sensor de temperatura en la

zona central e interna del sombrero o pileo y del pie

o estípite de cada carpóforo. Así se consiguió valo-

rar el ph de forma inmediata y, además, determinar

si entre las dos partes fundamentales de las setas,

sombrero y pie, existían diferencias significativas.

Este método nos permite realizar una medida

directa que en condiciones comerciales es preferi-

da por su rapidez y sencillez. Sin embargo, por cri-

terios morfológicos no siempre es posible en todas

las especies, teniendo que recurrir a la medida por

el método de homogeneización; así sucede con las

setas analizadas de estructura laminar (CrT, CrC,

AA), con los ascocarpos hipogeos globosos donde

la gleba tiende a agrietarse, o con el pie hueco de

los lactarios.

Se ha tomado como referencia el trabajo de

KORKEALA & al. (1986), que determina el ph en

diferentes piezas de carne de animales de abasto.

ii. Homogeneización con agua destilada

Para la determinación del ph mediante ho-

mogeneización con agua destilada y desionizada

se procedió inicialmente al troceado de los car-

póforos. A la unidad analítica, consistente en 50

g de seta troceada, se le añadió 100 ml de agua

destilada (dilución 1/3), homogeneizándose a

continuación con ultraturrax (90 segundos / 2000

r.p.m.). Tras 10 minutos de reposo se efectuó la

primera lectura introduciendo un electrodo es-

tándar de vidrio (Cat: 5250 Crison Instruments,

SA) y una sonda PT1000 para evitar variaciones

de ph en base a la temperatura; en la valoración

se usó el phmetro citado en el anterior método.

Posteriormente, se añadieron otros 100 ml a la

dilución anterior (dilución 1/5) y se volvió a reali-

zar una segunda lectura. La referencia para este

segundo método ha sido la de ROSEIRO & al.

(1994), cuyo trabajo consiste en la medida de ph

de muestras de carne con electrodos de vidrio.

Análisis estadístico

Los resultados obtenidos con los diferentes

parámetros evaluados se compararon estadís-

ticamente mediante un análisis de varianza de

un factor (ANOVA de una vía) combinado con el

test de Tukey de rango múltiple con un nivel de

significación del 0,05. En el análisis de datos se

utilizó el programa estadístico SPSS versión 15.0

(Windows 2006).

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Análisis de contenido acuoso

i. Método tradicional

La trufa de verano, Tuber aestivum, se ha con-

firmado como la especie con menor contenido

acuoso (72,07%), valor obtenido en estufa de de-

secación; porcentajes parecidos son obtenidos

por RIVERA (2009) cuando valora este parámetro

en las trufas de mayor interés comercial en nues-

tro país (Tuber aestivum y Tuber melanosporum).

El carpóforo con mayor contenido acuoso entre

los Agaricales ha sido el de la especie cultivada



Agaricus bisporus variedad Portobello y la apre-

ciada calocybe gambosa tuvo el nivel acuoso más

reducido (87,39%). El valor medio del contenido

acuoso determinado mediante esta metodología

ha sido del 90,99 %.

ii. Método automatizado

Con este procedimiento analítico, se ha obte-

nido el contenido acuoso más elevado de todas

las setas investigadas, que ha correspondido al

agarical silvestre con olor a almendras amargas

Hygrophorus agathosmus (96,06%). Mientras que

la especie con menor contenido acuoso ha sido,

al igual que en el método tradicional, Tuber aes-

tivum (74,91%). El valor medio encontrado, con

este método automatizado, es un 1,46% superior

al método tradicional en estufa de desecación.

En ambas metodologías, el 80% de las setas

investigadas presentó valores comprendidos en-

tre el 91 y el 95% de humedad y en las especies

cultivadas, con excepción de la oreja de judas, los

porcentajes han sido siempre superiores al 93%.

Desde una perspectiva bibliográfica e investi-

gadora podemos indicar que Agaricus bisporus es

el macromiceto que más estudios ha suscitado;

BELITZ & GROSCh (1997) señalan un contenido

acuoso del 90%, DE PRÁDENA (1996) un 90,75%,

GARCÍA & al. (1980) un 91,76%, MANZI & al. (2000)

un 92,81% y LLANOS & al. (1993) un 93,09%, va-

lores ligeramente inferiores a los detectados en

nuestro trabajo (94,39%). Otra especie cultivada

que ha sido objeto de estudio frecuente es Pleu-

rotus ostreatus, de donde se han obtenido por-

centajes del 88,4% según STANChER & al. (2000),

del 91,34% por MANZI & al. (2000) y del 93,03% por

GARCÍA & al. (1980) y que resultan inferiores a los

de nuestra investigación (94,6%). La diversidad

de datos ofertados por la bibliografía sugiere que

se deben tener en cuenta, durante el estudio y

para su interpretación, factores tales como grado

de madurez o desarrollo fisiológico del carpóforo,

la especie objeto de estudio (MANZI & al., 1998)

y el sustrato donde ha crecido o se ha cultivado

(RÍOS & al., 2003) y que otros, como la época y

zona de recolección no serían tan determinantes

en el resultado final (LLANOS & al., 1993).

Al analizar los valores obtenidos mediante

el método automático se observa que éstos son

mayores, en todos los casos, que los obtenidos

con el método tradicional de la estufa (Figs. 2-3).

Sin embargo, el análisis estadístico (p = 0,685)

no revela diferencias significativas en la me-

dición del porcentaje de humedad por ambas

metodologías. Sí que se detectan diferencias

significativas si comparamos los Agaricales cul-

tivados (94,86%) frente a los Agaricales silvestres

(92,91%). En cualquier caso es obvio catalogar a

estas materias primas frescas como productos

de elevado contenido hídrico emparentándolas,

en este caso, con los productos hortofrutícolas.

Análisis de pH

i. Electrodo de penetración o punción directa

En los valores de ph obtenidos en pie y som-

brero (Figs. 4-5) de cada una de las especies objeto

de estudio, se han encontrado escasas diferencias

(< 6,5%) dentro de una misma especie. De hecho,

la aplicación estadística revela que no existen di-

ferencias significativas de ph entre el sombrero y

el pie, aunque de las 15 especies analizadas, en

10 de ellas (66,6%) el ph fue mayor en el sombre-

ro. Los valores máximos por este método se die-

ron en Agaricus bisporus variedad Portobello con

7,12 en sombrero y 6,97 en pie y los mínimos en

la especie Boletus edulis con 5,77 en sombrero y

5,60 en pie; se establece así un intervalo manifies-

to de 1,5 unidades de ph. En un amplio estudio

efectuado por REYES & al. (2004), donde se ana-

liza desde un punto de vista microbiológico más

de 400 muestras pertenecientes a 22 especies,

precisamente Agaricus bisporus variedad Portobe-

llo presenta una notable carga microbiana (108

microorganismos/g), y Boletus edulis la menor

(2,5 x 104 microorganismos/g), por lo que parece

ser que se establece una correlación entre ph y

carga microbiana. Dentro del grupo representado

por los Agaricales, las especies cultivadas presen-

taron un ph medio ligeramente superior al de las

silvestres (6,54 frente a 6,30), diferencia determi-

nada más bien por aspectos de interespecifidad,

que por aspectos culturales (MANZI & al., 1998).

ii. Homogeneización con agua destilada

Este segundo método nos permitió valorar



el ph en las especies donde no es posible aplicar

electrodo de penetración, contrastarlo con el pri-

mer método y ver la influencia de la dilución uti-

lizada de agua destilada. En la Fig. 4 se observa

que en 17, de las 21 especies analizadas (81%), los

valores máximos corresponden a la dilución 1/5;

sin embargo, las diferencias máximas son 2%, lo

que se traduce en la ausencia de diferencias signi-

ficativas entre ambas diluciones (p = 0,354).

Es en la especie Auricularia auricula-judae don-

de se ha detectado el máximo valor de ph (7,50),

y precisamente la especie donde REYES & al.

(2004), detectan la mayor carga microbiana (2,5 x

109 microorganismos/g), lo que parece confirmar

la correlación anteriormente establecida entre ph

y presencia microbiana. El menor valor (5,58), ha

correspondido a la especie Boletus edulis que,

como hemos indicado, es la que presenta la me-

nor carga microbiana de acuerdo a los investiga-

dores señalados. En cuanto al estudio por grupos

taxonómicos, se revela que los Agaricales presen-

tan un ph medio superior en media unidad a los

Aphyllophorales (6,34 frente a 5,83). Podemos, por

tanto, incluir las setas analizadas en un intervalo

significativo de ph de casi dos unidades (5,58 a

7,50), y catalogarlas como alimentos de ph neu-

tro (6,5-7,0) o ligeramente ácido (6,5-5,3) (ROBIN-

SON & al., 2000: 558-559). Esta escasa acidez de

los carpóforos analizados está determinada en

gran medida por la baja concentración de ácidos

orgánicos de los tejidos fúngicos (FUJITA & al.,

1990), porque el nitrógeno se encuentra mayorita-

riamente en forma de nitrógeno no proteico (DE

PRÁDENA, 1996), y por el probable crecimiento

microbiano de gérmenes proteolíticos durante el

almacenamiento y distribución (ChIKIThIMMAh

& BEELMAN, 2006).

CONCLUSIONES

El contenido acuoso medio de los carpófo-

ros de las 21 especies analizadas es del 91,75%,

con un intervalo del 72,07% (Tuber aestivum) al

96,06% (Hygrophorus agathosmus). Si bien el

procedimiento automatizado siempre ha dado re-

sultados superiores a la metodología tradicional,

el tratamiento estadístico no ha revelado diferen-

cias significativas entre ambos. A pesar de ello,

nos decidimos por la valoración automática por

su menor laboriosidad, su mayor rapidez y por

ofrecer siempre valores mayores que el método

tradicional.

Respecto al ph, el otro factor intrínseco de-

terminado en las especies investigadas, hemos

obtenido un valor medio de 6,40, con un intervalo

de 5,58 (Boletus edulis) a 7,50 (Auricularia auricu-

la-judae). A falta de estudios más concluyentes,

parece ser que existe además una correlación di-

recta entre ph y carga microbiana. La valoración

de ph mediante electrodo de penetración no ha

revelado diferencias significativas entre el som-

brero y el pie de los carpóforos investigados; tam-

poco la determinación de esta variable mediante

homogeneización de los tejidos fúngicos en di-

ferentes diluciones acuosas ofrece diferencias

relevantes. La comparación estadística entre los

dos métodos de medición de ph nos permite in-

dicar que cualquiera de ellos sería válido, pero el

hecho de que el procedimiento por punción sea

físicamente inviable en varias especies, nos hace

decantarnos por el método de homogeneización.

Además, éste último ofrece una menor variabili-

dad en los resultados.

Así pues, catalogamos a las setas como ali-

mentos neutros o débilmente ácidos y con un

contenido acuoso muy elevado, lo que las con-

vierte en productos altamente susceptibles al de-

terioro microbiano y con una vida útil muy redu-

cida. Esto nos obliga, para su comercialización y

distribución, a instaurar procedimientos de con-

servación en fresco eficaces e inmediatos tras la

recolección.

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VeLAScO, J.M., A. MARTÍn & A. GOnZÁLeZ

INTRODUCCIÓN

Los nombres que las personas de los pueblos

y ciudades han venido asignando a las setas que

veían en el campo y en los jardines constituye un

patrimonio lingüístico; el cual debería ser estu-

diado más exhaustivamente dentro del campo de

la etnomicología. Dichos nombres nos hablan de

las relaciones que tenían y tienen las personas

con los hongos, porque eran comestibles, vene-

nosos, medicinales, alucinógenos o enteógenos,

combustible para hacer y transportar fuego, ma-

teria para confeccionar figuras decorativas, obte-

ner tintes, etc. Un ejemplo es el término “bruji-

llas” (ESCOBIO, 1999) que usan los canarios para

referirse a las setas en general, lo que nos da idea

de una micofobia arraigada en ese pueblo. Otro

ejemplo es el uso de ciertos nombres vernáculos

o vulgares para denominar algunas de las múl-

tiples asociaciones micológicas que existen ac-

tualmente, como el nombre de “Cespaño” para

una asociación micológica en Aguilar del Río

Alhama, en La Rioja (com. pers. de J.M. Ibarbia).

Igualmente, como ocurre con las plantas, son

objeto de refranes y dichos populares como el

que recogen ORIA DE RUEDA & al. (2007) en la

provincia de Segovia: “Mes de abril, mes de los

socorridos,/ agallargas, pucheruelos, cagurrietas y

cardillos”.

La etnomicología es una disciplina que con-

forma, con otras, la ciencia de la etnobiología;

es decir, el estudio de todas las relaciones po-

sibles que puedan establecerse entre humanos

y el resto de seres vivos. Uno de esos aspectos

son las nomenclaturas que los pueblos han ido

utilizando a lo largo de la historia para nombrar

a aquellos seres de los que de alguna manera

dependían al constituir comida, fuente de fi-

bras, combustible, pieles, medicinas, psicótro-

pos, etc.

En España, la etnomicología está en una fase

muy incipiente, siendo pocos los científicos que

le han dedicado algún trabajo (Telesforo Aranza-

di, José María Lazcoizqueta, Blas Lázaro e Ibiza,

Pío Font Quer, Roberto Lotina, Francisco de Die-

go Calonge, Marisa Castro, Juan Andrés Oria de

Rueda, Emilio Blanco Castro, Manuel Pardo de

Santallana, José Perera, entre otros). Última-

mente, se empiezan a publicar trabajos exclusi-

Los nombres comunes y vernáculos castellanos de las setas: Micoverna-I. Primera recopilación realizada a partir de literatura micológica e informantes

VELASCO, J.M.1, A. MARTÍN2 & A. GONZÁLEZ3

1C/ Pontevedra 18, 1º C, 37003 Salamanca. E-mail: [email protected]/ Galileo 4, 2º D, 37004 Salamanca. E-mail: [email protected]/ Marqués de la Valdavia 13 A, 28400 Collado Villalba, Madrid. E-mail: [email protected]

Resumen: VELASCO, J.M., A. MARTÍN & A. GONZÁLEZ (2011). Los nombres comunes y vernáculos castellanos de las setas: Micoverna-I. Primera recopilación realizada a partir de literatura micológica e informantes. Bol. Micol. FAMCAL 6: 155-216. Se presenta una compilación de 2.258 nombres vernáculos y comunes (230 de informantes y 2.028 de literatura micológica) relativos a las setas y en lengua castellana o en alguno de sus dialectos; correspondientes a 519 especies de Ascomycota y Basidiomycota.Palabras clave: “micónimos”, nombres vernáculos, hongos, setas, lengua castellana, España.

Summary: VELASCO, J.M., A. MARTÍN & A. GONZÁLEZ (2011). The vernacular and common names of mushrooms in Castillian language: Micoverna-I. First compilation based on mycological literature and informants. Bol. Micol. FAMCAL 6: 155-216. A compilation of 2.258 vernacular and common names (230 of informants y 2.028 of mycological literature) related to mushrooms is presented, either in Castillian or other Spanish languages. It corresponds to 519 Ascomycota and Basidiomycota species.Keywords: “myconimes”, vernacular names, fungi, mushrooms, Castillian language, Spain.


Los nombres comunes y vernáculos castellanos de las setas: Micoverna-i. Primera recopilación realizada a partir de literatura micológica e informantes

vamente etnomicológicos como el de FAJARDO

& al. (2010) que son de agradecer.

El patrimonio lingüístico relacionado con los

hongos o “miconimia” (una parte de la bionimia),

y por añadidura, los “micónimos” o nombres po-

pulares de los hongos, debe ser estudiado y dado

a conocer como un acervo cultural más. En este

sentido, vascos (ARANZADI, 1897, 1903, 1908,

1914; LACOIZQUETA, 1888; LOTINA, 1985), catala-

nes (FONT QUER, 1960; MASCLANS, 1975, VIDAL

& al., 1995; GRACIA, 2010), andorranos (NIELL &

GIRBAL, 2006) y gallegos (CASTRO & FREIRE,

1990; CASTRO, 2000; RUÍZ-LEIVAS & EIROA,

2002) han ido recopilando en mayor o menor me-

dida su propio acervo micolingüístico. Es por ello,

que se hacía necesario iniciar una compilación de

vocablos castellanos, aunque hay que mencionar

que existe una primera aproximación en el traba-

jo de ORIA DE RUEDA et al. (2007); tarea a la que

nos hemos puesto manos a la obra y cuyo resul-

tado se muestra en este trabajo que presentamos.

hemos creído conveniente llamar la atención

sobre la diferenciación que se podría hacer entre

los nombres vernáculos, populares o territoriales

y los comunes, vulgares o castizos; aunque algu-

nos o muchos estudiosos pudieran considerarlos

sinónimos. Esta diferenciación se realiza, a ve-

ces, en la fitonimia (FERNÁNDEZ DE GATA, 1901)

y resulta casi imprescindible en la miconimia,

debido a la traducción que se ha hecho de obras

extranjeras –sobre todo francesas e italianas–,

traducciones en la que se incluyen los nombres

vulgares. Los primeros han servido a las gentes

de una zona geográfica determinada para enten-

derse entre ellos a la hora de hablar de determi-

nadas setas que abundaran en su territorio, pero

no para entenderse con personas de otras regio-

nes o países. Los segundos son muchas veces

traducciones de nombres extranjeros o nombres

forzados por el empeño de dar un vulgarismo que

facilite la comunicación, estos son los que sue-

len aparecer en muchas guías de campo. Somos

conscientes de la enorme dificultad que existe

para diferenciar si algunos nombres son real-

mente vernáculos o simples traducciones, y por

tanto no empleados por nuestros conciudadanos,

además se han creado ciertos “miconeologis-

mos”, como por ejemplo “cesárea” o “pistonuda”,

que dificultan aún más esta tarea. Solo cuando

hemos inferido que los nombres vulgares son

meras traducciones del latín al castellano tanto

del género como del binomen –no en el caso del

epíteto específico–, hemos optado por no incluirlo

como nombre vulgar. Somos conscientes de que

este criterio adoptado, así como otros que figu-

ran en el apartado de Material y Métodos, pueden

no ser compartidos por otros estudiosos de esta

área de conocimiento. Por ello, creemos que no

deberían admitirse como nombres vernáculos

ni vulgares aquellos que se han hecho derivar,

por parte de ciertos autores o “traductores”, del

nombre científico completo (binomen) como “fo-

liota pirófila” para denominar Pholiota carbonaria

(actualmente Pholiota highlandensis) o aquellos

otros que derivan de una castellanización del

género como la “rúsula de los cerdos” (Russula

cyanoxantha). Si hubiéramos considerado estos

nombres como válidos, el número de vulgarismos

habría sido muy superior. Lo que sucede es que

dichos nombres aparecen en las guías de campo

de setas y hongos que se van publicando y termi-

nan incorporándose, en mayor o menor medida,

al acervo lingüístico de micólogos y aficionados;

siendo, por tanto, difícil establecer criterios selec-

tivos sobre cuáles nombres se deben considerar

vulgares. En ocasiones encontramos nombres

provenientes de otras lenguas, empleados como

vernáculos en alguna provincia de habla castella-

na, como el caso de “mutón” (galicismo), que es

utilizado en la Sierra de Francia (Salamanca) para

designar a Hydnum repandum. Otras veces son

nombres que se extienden a través de la comer-

cialización de determinadas setas, este es el caso

del “shitake” (Lentinula edodes) que encontramos

en tiendas y restaurantes.

En ocasiones se distorsionan bastante los

nombres vernáculos por la transmisión oral de

siglos; así el “rovellón” catalán pasa a “rebollón”

en algunas tierras aragonesas y termina como

“cebollón” en Teruel (FONT-QUER, 1976).

Además, hemos de decir que tanto los nom-

bres vernáculos como los comunes no tienen ri-

gor científico y, lo mismo que ocurre con las plan-

tas, no sirven para diferenciar especies próximas;



o se utiliza un mismo vocablo para designar va-

rias especies similares o incluso especies muy

diferentes, como ocurre con el nombre “seta de

chopo”, por poner un ejemplo.

No obstante, queremos afirmar que solo de-

seamos ser notarios de aquellos términos vulga-

res y vernáculos que se emplean para designar

setas, procedan de publicaciones micológicas o

de personas informantes que los usan o los han

oído usar a otras personas.

Somos conscientes de haber recogido solo

una parte de esta riqueza lingüística; por un lado,

la que aparece en diversas guías, artículos y li-

bros de temas micológicos publicados en España

(ver bibliografía consultada), y por otro, los nom-

bres que hemos podido compilar con nuestros

amigos en las zonas geográficas por las que nos

movemos; así como de otros amigos e informan-

tes del resto de España. hemos dejado fuera los

nombres castellanos que se usan en los países

hispanos de América.

Las primeras referencias a nombres vulgares

castellanos de setas que nos han llegado pode-

mos encontrarlas rastreando textos antiguos,

como ya hizo GARCÍA-ROLLÁN (2003, 2006,

2010). Este autor recoge multitud de textos en los

que se menciona a los hongos. Siguiendo a este

autor, y dejando de lado a los autores árabes que

vivieron en España hasta el siglo XV y a algún ex-

tranjero que anduvo por el solar hispano, tal vez

el primer español que habla de los hongos, como

medicina, en castellano fuera Alonso de Chirino,

médico que vivió durante los reinados de Enrique

III y Juan II de Castilla y que murió en 1429, el

cual menciona al “gárico” o “garicón” como re-

medio para varios males; hay que interpretar que

se refiere al, llamado por otros autores, “agárico”

(Laricifomes officinalis, hongo afiloforal que cre-

ce sobre los alerces y otros árboles). Y las setas

como alimento, ya se mencionan en la obra de

Enrique de Villena, Arte cisoria (Tratado del arte de

cortar del cuchillo), publicada en 1423 en castella-

no antiguo, en la que figuran diversas recetas de

cocina con “turmas” (trufas), “setas”, “crespillas”

(Morchella) y “fongos”.

hay que destacar que en esta época se copia-

ban unos autores a otros desde los tiempos de

Galeno, Dioscórides y Plinio El Viejo, por lo que

muchos nombres se repiten, al igual que los erro-

res, como la alusión al esclerocio subterráneo de

Polyporus tuberaster, conocido sobre todo con los

nombres de “piedra de lince”, “lincurio” y “piedra

fungífera” (GARCÍA-ROLLÁN, 2003), por enten-

der que era producto de la orina del lince, que

este animal recubre con tierra y se convierte en

piedra (PLINIO "EL VIEJO", 77-79).

Otros nombres populares que aparecen en

estas recopilaciones, aparte de los genéricos

“hongos” y “setas” son: “hongo de prado”, “hon-

go de árbol”, “hongo bexino”, “bexino” u “hongo

sin pie” y “hongo para iesca” o “iesca de hongo”

recogidos por el lebrijano Elio Antonio de Nebrija

en 1495. En el siglo XVI, Fernando de Sepúlveda,

en 1550, menciona al “agárico” y a las “trufas”

(término de origen francés). El italiano Mattioli

en su traducción de la Materia médica de Dios-

córides, en 1554, menciona, en su libro IV, como

nombres populares castellanos: “hongos”, “co-

gomelos” y “cylherquas”, a este último lo men-

ciona como “cylerques” en otra obra posterior,

de plantis epitome; en esta misma menciona las

“turmas de tierra” como popular español del latín

tubera. Posteriormente, encontramos el vocablo

“cillerca” en OUDIN (1675, pag. 267), quien lo de-

fine como una suerte de “potiron”, término fran-

cés sinónimo de seta, pero que en la actualidad

significa calabaza, por lo que podemos inferir

que se refiere a alguna especie de Boletus puesto

que en España llamamos calabazas a estas setas;

esto se apoya también en que J. Nicot publica en

1606 una obra en la que recoge que “potiron ou

champignon” es fungus, boletus.

El portugués Amato Lusitano (llamado real-

mente Juan Rodríguez) que estudió Medicina

en Salamanca, en su versión de la Materia mé-

dica de Dioscórides de 1558, vuelve a mencionar

a los cogomelos y cylherquas y, por primera vez

para el idioma español, el término “turtulhos”. El

cocinero madrileño Diego Granado, en su Libro

del arte de cozina, de 1599, describe una receta

que se hace con “turmas”, “criadas de tierra” o

“toperas”. B. Cienfuegos, botánico y médico de

la segunda mitad del siglo XVI, recoge el voca-

blo “crespillas” que por la descripción que hace



se refiere a una Morchella, que los autores que

realizaron, posteriormente, la edición de la obra

Historia plantarum, en 1779, la identifican como

Phallus esculentus. También es el autor que re-

coge por primera vez el refrán castellano: “Yerba

turmera, dame tu compañera”; y menciona que

las criadillas de tierra o turmas de tierra mayo-

res son las de Murcia y Extremadura, aunque son

más gustosas las de Madrid.

Juan Alonso y de los Ruyzes de Fontecha, en

su diccionario médico (1606) menciona “agárico”,

“hongo”, “bejín” y “turmas de tierra”. El término

“pedo de lobo”, que se conserva en la actualidad,

aparece en la Relación del Auto de Fe celebrado en

la ciudad de Logroño en los días 6 y 7 de noviem-

bre de 1610 (publicado en Logroño en 1611).

Sebastián de Covarrubias, en su gran obra Te-

soro de la lengua castellana o española, de 1611,

se ocupa del agárico, las criadillas, las turmas, la

yesca o iesca y del “añublo” (el rubigo de los la-

tinos) que ataca a las mieses convirtiendo las es-

pigas en polvo fétido, indicando que también se

llama “erugo”; e incluso hace derivar del término

xeta (seta) el de geta para referirnos a la jeta u

hocico del puerco y del negro por el parecido de

sus labios hinchados con las setas. El término

“jeta” como nombre común de Pleurotus eryngii

se utiliza en nuestros días en algunas comarcas,

según la información que hemos recogido en el

parque natural Sierra de las Nieves (Málaga). Por

último, la obra de autor anónimo Histoire des

plantes de l’europe (1689), apunta “gusmas di tie-

rra” como nombre castellano de las trufas.

Una cita que no recoge M. García Rollán es la

de Juan del Enzina, salmantino nacido en 1469,

cuando en su Égloga de las grandes lluvias nº 235,

pone en boca del pastor Juan la siguiente expre-

sión: “Yo le daré un cachorrito / de los que parió

mi perra, /xetas y turmas de tierra”. Sin embargo,

sí se hace eco, en su cancionero (1490), de una

égloga en la que el pastor Mingo dice lo que daría

a la pastora Pascuala: “berros, bongos, turmas,

xetas…). Otra es un escrito del País Vasco en el

que se mencionan ya los perrechicos en su forma

euskera (perretxikos) y recogido por ChENTO &

OLABUÉNAGA (2010): en el diccionario Histórico

del País Vasco, de 1802, y refiriéndose a la villa

alavesa de herentzun cita: “el Señorío pertenece

por herencia a los condes del Vado en virtud de

compra que hizo Juan de Salvatierra a doña Gre-

goria de Mendoza hacia 1600 y en reconocimiento

del Señorío paga la villa dos cestas de ‘perretxikos’

y dos cabritos…”.

APARICIO & INFANTE (2002) se hacen eco

del consumo de las criadillas de tierra o trufas

extremeñas, en el reino de Badajoz, durante la

dinastía Taifa Aftasí (primera mitad del siglo XI),

aunque no mencionan la fuente de información.

En la actualidad se siguen utilizando términos

para designar al conjunto de las setas, muchas

veces con un sentido peyorativo, como por ejem-

plo el genérico “brujillas” en Canarias, el genéri-

co “hongo” empleado en muchos lugares, o los

recogidos en Galicia por CASTRO (2002) como

“pan de cobra”, “pan de cóbrega”, “paraguas de

sapo”, “pan de lesma (babosa)”. Aunque otros

autores (LASKIBAR & PALACIOS, 1991) asignan

términos castellanos, de uso en Galicia, como

“pan de lobo”, “pan de cobra”, “pan de sapo” y

“pan de culebra” específicamente a Macrolepiota

procera, especie excelente y de gran tamaño por

lo que no pasaría desapercibida.

En ocasiones, al igual que ocurre con las

plantas y animales, las setas han sido origen de

dichos y refranes como el pareado recogido en

Canarias por ESCOBIO (1999), al referirse a los

términos “nacidas” y “criadas” (el primero usa-

do en La Palma para especies del género Rhizo-

pogon, y el segundo empleado en Fuerteventura

para llamar a especies del género Terfezia): “Yo

soy nacida en La Palma, / sin hueso ni coyuntura,

/ y sin cruzar agua de mar, / criada en Fuerteven-

tura”. En otra versión se sustituye “agua de mar”

por “el Atlántico”.

El origen de los nombres vernáculos de las se-

tas y de los hongos microscópicos de interés hu-

mano (micónimos) hay que buscarlo, al igual que

sucede con muchos nombres científicos (OLTRA,

2003) y con los nombres vulgares de las plantas

(ÁLVAREZ, 2006), en las siguientes fuentes:

A.-Elaboración intelectual por parte de las

personas en contacto con la naturaleza y que ha-

cen referencia a algunos de los caracteres que



manifiestan las setas: organolépticos como

colores, olores, sabores, mucosidad, etc.; mor-

fológicos como las formas de las setas, creán-

dose en ocasiones nombres por semejanza con

objetos conocidos (ejemplo: mano de mortero,

colmenilla) o el tipo de crecimiento; ecológi-

cos, en referencia a su hábitat (pinar, robledal,

prado, desierto, arenales, etc.); época de desa-

rrollo como primavera, San Jorge (23 de abril),

etc.; zona geográfica de crecimiento; utilidades

como es el caso del "hongo yesquero" o la "seta

de los tintes"; etc. En algunos casos es difícil ave-

riguar, por su etimología, cuál puede ser la razón

de su nombre vulgar.

Todos estos nombres se han transmitido

oralmente de generación en generación, son los

nombres más arraigados en zonas geográficas

concretas. Esta transmisión oral genera una serie

de vocablos similares al irse acumulando errores

de pronunciación; este es el caso de los vernácu-

los en castellano asociados a Lactarius deliciosus

(VASCO, 1997).

B.-Procedimientos secundarios: en ocasio-

nes los nombres populares de las setas proceden

de invasiones lingüísticas de vocablos de otras

lenguas limítrofes que se han adaptado al caste-

llano, sobre todo del francés, italiano y lenguas

árabes; incluso de lenguas celtas como el caso

de “bresquillas”, vocablo usado para denominar

a las colmenillas (Morchella spp.) en la provincia

de Teruel y que procedería del celta bresca que

significa colmena. También pueden tener su ori-

gen en algún cultismo proveniente de nombres

científicos o ser simples adaptaciones de nom-

bres científicos, algo que ocurre con mucha fre-

cuencia en jardineros, en el caso de las plantas

ornamentales y entre micólogos y aficionados a

la micología en aras de simplificar los nombres

científicos para comunicarse con personas que

no dominan la nomenclatura binomial lineana

(por ejemplo, “marzuelos” para referirse a Hygro-

phorus marzuolus). Por último, algunos nombres

pueden ser extranjerismos como el caso de “huit-

lacoche” y “cuitlacoche” para el hongo Ustilago

maydis, vocablos procedentes de México y de

origen náhuatl.

MATERIAL Y MÉTODOS

Para la compilación de los nombres vulga-

res y vernáculos con la que confeccionar los dos

catálogos (Anexo I y II) hemos revisado, por una

parte, un total de 124 trabajos de micología (ver

más adelante relación de fuentes bibliográfi-

cas consultadas), la mayoría guías de setas de

ámbito comarcal, provincial o regional; aunque

también se han examinado obras de micogastro-

nomía y guías de ámbito nacional, e incluso algu-

nas extranjeras que han sido traducidas al caste-

llano. hemos excluido aquellas obras de los tres

territorios españoles con idioma propio (Catalu-

ña, Galicia y País Vasco), excepto si eran obras

que recogían nombres castellanos. Esta decisión

ha estado motivada por la existencia de trabajos

similares a éste en esos tres territorios. Sí se ha

creído oportuno incluir nombres de dialectos

castellanos con influencia de otras lenguas.

Por otra parte, se ha consultado a las aso-

ciaciones micológicas de España mediante un

pequeño cuestionario y a personas concretas, re-

cogiendo información de 53 informantes identifi-

cados. También se ha añadido la información de

los registros de informantes sin identificar –un

total de 33– que habíamos ido creando a lo largo

de más de una década.

Queremos resaltar algunos de los criterios

que hemos adoptado, siguiendo referentes de

trabajos similares de etnobotánica. Así, se han

desechado, todos los nombres vulgares de guías

de setas que se refieren a claras castellaniza-

ciones de los correspondientes nombres cientí-

ficos (binomen) o solo de géneros, algo que es

muy recurrente en guías de campo micológicas.

Cuando ha habido alguna duda, hemos optado

por incluirlo aunque en algunos casos pudieran

parecer muy excepcionales o exóticos; así como

aquellos nombres vulgares que, aunque derivan

de géneros, son muy usados como vernáculos, el

caso más claro es el de boleto. Los nombres sin-

gulares y los plurales se han considerado iguales

o equivalentes, no así los masculinos y feme-

ninos; tampoco los que solo se diferencien en

una letra, e igualmente consideramos nombres

diferentes aquellos que presenten dos vocablos

alternados como “patata falsa” y “falsa patata”,



aunque conceptualmente sean equivalentes.

Como ya hemos dicho en la Introducción solo

pretendemos ser notarios de los nombres publi-

cados y de los que nos han contado.

Las referencias informativas de cada voca-

blo vulgar o vernáculo se relacionan con núme-

ros arábigos para las fuentes bibliográficas (ver

más adelante relación de fuentes bibliográficas

consultadas) y con números romanos, en minús-

culas, para las fuentes personales o informantes

(Fig. 2). Se ha dejado el primer número romano (i)

para designar a aquellos informantes de los que

no registramos su nombre personal (Fig. 3), pero

sí indicamos la localidad, comarca o provincia.

En algunos casos no podemos indicar la zona

geográfica de uso del vernáculo por no haberla

registrado en su momento.

Debido a la frecuencia con que los autores

de guías micológicas y micogastronómicas co-

pian los nombres vulgares de obras anteriores,

hemos creído pertinente, por sentido práctico, no

citar todas las fuentes bibliográficas de todos los

nombres vulgares de las setas, puesto que cier-

tos términos se repiten en todas o casi todas las

obras consultadas. Por ello, hemos optado por re-

ferenciar solo los términos vulgares o vernáculos

que se citan en un máximo de 10 obras, para el

resto se menciona el nombre vulgar o vernácu-

lo sin referencias bibliográficas indicando (+10)

para hacer referencia a esa frecuente citación.

Para la nomenclatura de los nombres cien-

tíficos hemos seguido el index Fungorum, salvo

discrepancias con trabajos monográficos de re-

ciente publicación, en cuyo caso hemos preferido

seguir el criterio taxonómico de estos últimos.

Con toda la información acumulada se ha

elaborado el libro de datos MICOVERNA-I en el

formato de hoja Excel (Fig. 1), por su simplicidad

y compatibilidad. Los campos de este libro de da-

tos son los siguientes:

Fig. 1. Primera página del libro de datos MICOVERNA-I.



1.-Taxon: especie o variedad ajustados a Index Fun-

gorum, generalmente.

2.-Sinónimos de uso reciente o encontrados en las

obras consultadas.

3.-Denominación vernácula de la especie.

4.-Datos bibliográficos: referencia bibliográfica en

la que figura el término popular. Se indica mediante

el número arábigo asignado a dicha referencia.

5.-Informantes: cuando sean personas las que nos

han transmitido el nombre vulgar. Se indica me-

diante el número romano asignado.

6.-Localidad, provincia o zona geográfica aproxima-

da en la que se usan los vocablos vulgares según

los informantes.

7.-Región o zona geográfica: ubicación de la pro-

vincia o cuando la fuente bibliográfica la mencione.

8.-Observaciones: otra información que pudiera

considerarse de interés.

Relación de las fuentes bibliográficas consultadas

para la obtención de los nombres vulgares y verná-

culos castellanos. Cada fuente se identifica con un

número arábigo que le antecede:

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J. SÁNChEZ-SÁNChEZ (2005). Setas de Salamanca.

Diputación de Salamanca. Salamanca.

117.- VASCO, F. (1997). El níscalo. La seta de los mil

nombres. Setas y Plantas Útiles 1:12-19.

118.- VELASCO, J.M., J. CRIADO & E. BLANCO (eds.)

(2010). Usos tradicionales de las plantas en la provincia

de Salamanca. Instituto de las Identidades. Diputación

de Salamanca. Salamanca.

119.- VV.AA. (2009). Setas ibéricas. Planeta De Agostini.

Barcelona.



NansaronesHongoCarboneraHerreros de chopoHerreros de pinoMutónLlanega (Tricholoma)MayerasSetaPardinaPucherueloMarcerasMéculaCapuchinaSeta finaCriadilla rojillaCerillonesMaza de tamborGalipiernoSeta de majadalCriadillas de tierraTrufa blanca extremeñaPatataCriadasPapas criadasPapas criasEsponjesCarrasqueñaGuíscanoFollos de loboCaperánSeta de cucuSeta de cardilloMaserónHongoPerigallosAceiterosClajizaPorrosSeta de pericotónSeta de retamaInvernizaGallipiernaHongo amarilloSeta de la anillaSeta de pinoChivatosHuevoSeta de tintaTortulloPitorroCizaOreja de burroNíscalo de tollaCogormilloJosefitasZarrotaSombrerilloEsponjilloTizón del carrizoHerrerosHerrerillosSeta de riñónCucurrilRoqueteCebollónCagaforraDardillosZamoranitosMoritosCandelaTurmas (Agaricus)Seta de olmoSeta de esponjaChivatoChupeteMazo de morteroChantanelaChantarela

-SoriaLagunillaSierra de FranciaComarca FuentesaúcoComarca FuentesaúcoEl CabacoCataluñaComarca Campo de AzabaLagunillaCandásÍscarCantalojasCantalojasVillafranca-Montes de Oca Villafranca-Montes de OcaExtremaduraAlmarazCampo ArañueloCampo ArañueloCampo ArañueloExtremaduraExtremaduraAlbaceteFuerteventuraLanzaroteLanzaroteVillahartaCarrascosa de HenaresRióparElche de la SierraPrepirineo de HuescaCantabriaCantabriaValle del LozoyaSierra de GuadarramaGuadalaviarGuadalaviarGuadalaviarGuadalaviarTorreval de San PedroTorreval de San PedroZamarramalaAracenaParque Natural Los AlcornocalesParque Natural Los AlcornocalesParque Natural Los AlcornocalesParque Natural Los AlcornocalesParque Natural Los AlcornocalesParque Natural Los AlcornocalesValencia de AlcántaraAhigalSoriaCuencaSegoviaLa AlbercaAracenaGaliciaGumiel de IzánSan Martín de ValdeiglesiasVillarrubia de los OjosEl MaderalEl MaderalEl MaderalSanabria y La CarballedaComarca de La CarballedaTeruelSoriaSegoviaComarca AlisteCampo de MontielCataluñaJuarros de VoltoyaRibera de NavarraRibera de NavarraSª Grazalema y Los AlcornocalesSª Grazalema y Los AlcornocalesSª Grazalema y Los AlcornocalesSª Grazalema y Los AlcornocalesSª Grazalema y Los Alcornocales

-SoriaSalamancaSalamancaZamoraZamoraSalamancaCataluñaSalamancaSalamancaAsturiasValladolidGuadalajaraGuadalajaraBurgosBurgosExtremaduraCáceresCáceresCáceresCáceresExtremaduraExtremaduraAlbaceteLas PalmasLas PalmasLas PalmasCórdobaGuadalajaraAlbaceteAlbaceteHuescaCantabriaCantabriaMadridMadridTeruelTeruelTeruelTeruelSegoviaSegoviaSegoviaHuelvaCádizCádizCádizCádizCádizCádizBadajozCáceresSoriaCuencaSegoviaSalamancaHuelvaGaliciaBurgosMadridCiudad RealZamoraZamoraZamoraZamoraZamoraTeruelSoriaSegoviaZamoraCiudad RealCataluñaSegoviaNavarraNavarraCádiz-MálagaCádiz-MálagaCádiz-MálagaCádiz-MálagaCádiz-Málaga

(i) No registrado(ii) Santiago Barranco(iii) Andrés García García(iii) Andrés García García(iii) Andrés García García(iii) Andrés García García (iii) Andrés García García(iii) Andrés García García(iii) Andrés García García(iii) Andrés García García(iv) Santiago Serrano(v) Justa Santos Tejedor(vi) Gregorio J. Cerezo(vi) Gregorio J. Cerezo(vii) Benito Zamora(vii) Benito Zamora(viii) Justo Muñoz Mohedano(viii) Justo Muñoz Mohedano(viii) Justo Muñoz Mohedano(viii) Justo Muñoz Mohedano(viii) Justo Muñoz Mohedano(viii) Justo Muñoz Mohedano(viii) Justo Muñoz Mohedano(viii) Justo Muñoz Mohedano (viii) Justo Muñoz Mohedano(viii) Justo Muñoz Mohedano(viii) Justo Muñoz Mohedano(viii) Justo Muñoz Mohedano(ix) Miguel Ángel Sanz(x) José Ruiz Palacios(xi) Pedro García(xii) Luis Ballester(xiii) José Luis Alonso(xiii) José Luis Alonso(xiv) Alfredo Espinosa(xiv) Alfredo Espinosa(xv) Amparo Suárez-Bárcena(xv) Amparo Suárez-Bárcena(xv) Amparo Suárez-Bárcena(xv) Amparo Suárez-Bárcena(xvi) César de Luis(xvi) César de Luis(xvii) Teresa Riaza(xviii) Luis F. Sánchez Tundidor(xviii) Luis F. Sánchez Tundidor(xviii) Luis F. Sánchez Tundidor(xviii) Luis F. Sánchez Tundidor(xviii) Luis F. Sánchez Tundidor(xviii) Luis F. Sánchez Tundidor(xviii) Luis F. Sánchez Tundidor(xix) Francisco Prieto(xix) Francisco Prieto(xix) Francisco Prieto(xix) Francisco Prieto(xix) Francisco Prieto(xx) Esther Santiago(xxi) Gabriel Moreno(xxi) Gabriel Moreno(xxii) Juan C. Campos Casabón(xxiii) Virginia Illera(xxiv) Concepción Sepúlveda(xxv) Santiago de Castro Alfageme(xxv) Santiago de Castro Alfageme(xxv) Santiago de Castro Alfageme(xxv) Santiago de Castro Alfageme(xxv) Santiago de Castro Alfageme(xxvi) Emilio Blanco Castro(xxvi) Emilio Blanco Castro(xxvi) Emilio Blanco Castro(xxvii) Francisco Bailón(xxviii) Miquel A. Pérez de Gregorio(xxviii) Miquel A. Pérez de Gregorio(xxix) Carlos Miñarro(xxx) Antonio Ruiz(xxx) Antonio Ruiz(xxxi) Isabel Mª Casillas(xxxi) Isabel Mª Casillas(xxxi) Isabel Mª Casillas(xxxi) Isabel Mª Casillas(xxxi) Isabel Mª Casillas

Nombre vernáculo Localidad de uso Provincia Informante



Fig. 2. Relación de informantes que nos han facilitado nombres vernáculos de setas. El número “i” corresponde a informantes no registrados (no disponemos de su nombre personal).

HongoTrompeta amarillaYemaCrespasCrespillasCola de ratónPeos de loboPeos de perro32 nombresMizclo de pradoPejínCagarria (Ramaria)VizcaínasHongo blancoCrespillasPucheroCaca de vacaFaisan/esVizcainasSeta veraHongo falsoHongo rodenoNegralHongo negralBorrachoHongo borrachoPejín blancoEsponjilloCascarriaOrejónMansarónMículaFaisán y 4 másJosefitasMichardónMichardinaHongo royoCaperánHongo finoGorringoPan de limacoFaisán de alcornoqueFaisán de jaguarzoParagüeroSeta de escobaSeta de hinojoPorroFaisánGallipiernaPitinesSetaSeta de higueraSeta de membrilloSeta de encinaJetaJongosCalcetaNacidaTortulloCarolinaCriadaPapa criáMadre del loroPapa fríaPapasOrejonesCandilesTocailllasEsponjasHongos de majáFaisanesMizcloColiflorCagarriaSeta de toconesVizcaínaPerigallosSeta de arranqueCesáreaFaloides

Sª Grazalema y Los AlcornocalesSª Grazalema y Los AlcornocalesSª Grazalema y Los AlcornocalesSª Grazalema y Los AlcornocalesSª Grazalema y Los AlcornocalesSª Grazalema y Los AlcornocalesSª Grazalema y Los AlcornocalesSª Grazalema y Los AlcornocalesSalvacañete-Serranía de CuencaSerranía de CuencaSerranía de CuencaSerranía de CuencaSerranía de CuencaJubrique-Serranía de RondaArriate-Serranía de RondaTalayuelasTalayuelasMajadasMajadasAdea de XanalesTalayuelasTalayuelasTalayuelasTalayuelasTalayuelasTalayuelasTalayuelasTalayuelasTalayuelasTalayuelasComarca de PinaresComarca de PinaresSierra de HuelvaSierra Norte de SevillaSobrarbeSobrarbePirineo aragonésPirineo aragonésPirineo aragonésNorteAsturiasSierra Norte de SevillaSierra Norte de SevillaMontemayor del RíoConejera (Ciudad Rodrigo)BacaresSierra de AlbarracínSierra MorenaCórdobaRuideraPuebla de Don RodrigoSierra de las NievesSierra de las NievesSierra de las NievesSierra de las NievesSierra de las NievesSierra de las NievesLa Palma, El Hierro y TenerifeLa PalmaLa PalmaFuerteventuraLanzaroteCanariasCanariasCanariasCañamaresCañamaresCañamaresCañamaresCañamaresCañamaresLas MajadasLas MajadasCuevas de VelascoCuencaCuencaTinajasConstantinaMuchas poblacionesMuchas poblaciones

Cádiz-MálagaCádiz-MálagaCádiz-MálagaCádiz-MálagaCádiz-MálagaCádiz-MálagaCádiz-MálagaCádiz-MálagaCuencaCuencaCuencaCuencaCuencaMálagaMálagaCuencaCuencaCuencaCuencaCastellónCuencaCuencaCuencaCuencaCuencaCuencaCuencaCuencaCuencaCuencaBurgosBurgosHuelvaSevillaHuescaHuescaHuescaHuescaHuescaBurgos?AsturiasSevillaSevillaSalamancaSalamancaAlmeríaTeruelCórdobaCórdobaCiudad RealCiudad RealMálagaMálagaMálagaMálagaMálagaMálagaS. C. TenerifeS. C. TenerifeS. C. TenerifeLas PalmasLas PalmasCanariasCanariasCanariasCuencaCuencaCuencaCuencaCuencaCuencaCuencaCuencaCuencaCuencaCuencaCuencaSevillaMuchas prov.Muchas prov.

(xxxi) Isabel Mª Casillas(xxxi) Isabel Mª Casillas(xxxi) Isabel Mª Casillas(xxxi) Isabel Mª Casillas(xxxi) Isabel Mª Casillas(xxxi) Isabel Mª Casillas(xxxi) Isabel Mª Casillas(xxxi) Isabel Mª Casillas(xxxii) Vicente García Castelblanque(xxxiii) Ángel Zaballos(xxxiii) Ángel Zaballos(xxxiii) Ángel Zaballos(xxxiii) Ángel Zaballos(xxxiv) Manuel Becerra Parra(xxxiv) Manuel Becerra Parra(xxxv) Javier Ormad Sebastián(xxxv) Javier Ormad Sebastián(xxxv) Javier Ormad Sebastián(xxxv) Javier Ormad Sebastián(xxxv) Javier Ormad Sebastián(xxxv) Javier Ormad Sebastián(xxxv) Javier Ormad Sebastián(xxxv) Javier Ormad Sebastián(xxxv) Javier Ormad Sebastián(xxxv) Javier Ormad Sebastián(xxxv) Javier Ormad Sebastián(xxxv) Javier Ormad Sebastián(xxxv) Javier Ormad Sebastián(xxxv) Javier Ormad Sebastián(xxxv) Javier Ormad Sebastián(xxxvi) Nino Santamaria(xxxvi) Nino Santamaria(xxxvii) Antonio López Picón(xxxviii) Francisco Sánchez(xxxix) Antonio Revilla Delgado(xxxix) Antonio Revilla Delgado(xL) Plácido Royo Goyanes(xL) Plácido Royo Goyanes(xL) Plácido Royo Goyanes(xLi) Roberto Fernández Sasia(xLii) Eduardo Fidalgo(xLiii) Tomás Illescas(xLiii) Tomás Illescas(xLiv) Isidro García Iglesias (xLv) José Ignacio Gómez Risueño(xLvi) Ricardo Galán(xLvii) Alberto Ruiz del Portal(xLvii) Alberto Ruiz del Portal(xLvii) Alberto Ruiz del Portal(xLviii) Valentín Rubio Galera(xLviii) Valentín Rubio Galera(xLix) Antonio López Pastora(xLix) Antonio López Pastora(xLix) Antonio López Pastora(xLix) Antonio López Pastora(xLix) Antonio López Pastora(xLix) Antonio López Pastora(L) Vicente José Escobio García(L) Vicente José Escobio García(L) Vicente José Escobio García(L) Vicente José Escobio García(L) Vicente José Escobio García(L) Vicente José Escobio García(L) Vicente José Escobio García(L) Vicente José Escobio García(Li) F. Bermejo del Hoyo-I. Bermejo(Li) F. Bermejo del Hoyo-I. Bermejo(Li) F. Bermejo del Hoyo-I. Bermejo(Li) F. Bermejo del Hoyo-I. Bermejo(Li) F. Bermejo del Hoyo-I. Bermejo(Li) F. Bermejo del Hoyo-I. Bermejo(Li) F. Bermejo del Hoyo-I. Bermejo(Li) F. Bermejo del Hoyo-I. Bermejo(Li) F. Bermejo del Hoyo-I. Bermejo(Li) F. Bermejo del Hoyo-I. Bermejo(Li) F. Bermejo del Hoyo-I. Bermejo(Li) F. Bermejo del Hoyo-I. Bermejo(Lii) Ramón Santos Luque(Liii) Luis A. Parra(Liii) Luis A. Parra

Nombre vernáculo Localidad de uso Provincia Informante



RESULTADOS

Se ha optado por presentar los resultados de la misma

manera que se ha hecho en estudios sobre nombres vul-

gares de plantas (CEBALLOS, 1986; MORALES et al., 1996;

ÁLVAREZ, 2006).

En el libro de datos MICOVERNA-I hemos registrado

5.639 entradas referentes a nombres vernáculos y vulgares

y sus correspondientes nombres científicos. Toda esta in-

formación se ha estructurado en dos partes.

En la primera (Anexo I) se relacionan los nombres

científicos con su autoría y sinonimias más usuales o re-

cientes, seguidos de sus correspondientes nombres ver-

náculos y vulgares, haciendo referencia a las obras, con

números arábigos entre paréntesis, en las que se mencio-

nan dichos términos siempre que no sean más de diez los

trabajos que citan dicho vocablo, si fuera éste el caso se

indica con (+10); y con números romanos en minúsculas la

identidad de los diferentes informantes que amablemente

nos han facilitado nombres vernáculos usados en sus zo-

nas de residencia y alrededores. Las setas que están marca-

das con el número romano (i) son los nombres vernáculos de

aquellas especies o grupos de especies que hemos recogido

personalmente los autores miembros de la Sociedad Mico-

lógica Salmantina “Lazarillo” (J.M.V.S. y A.M.M.) y la autora

miembro de la Sociedad Micológica de Madrid (A.G.C.), a

través de conversaciones con paisanos de diferentes zonas

de España. Por ello, se relacionan esos vernáculos y la po-

blación y provincia o solamente la zona o provincia donde se

ha oído dicho nombre popular (Fig. 3); en algunos casos no

se registró, en su momento, la zona geográfica.

En la segunda parte (Anexo II) se recogen todos los

nombres vernáculos y vulgares y sus correspondien-

tes nombres científicos. Como ocurre con los nombres

vernáculos de las plantas, una misma especie de hongo

puede tener diferentes nombres populares para referirse a

su cuerpo esporógeno o esporóforo; y un mismo nombre

Nombre vernáculo Localidad de uso Provincia o C. autónoma

AspirinaAzulonaCagarriaCantarela comúnChampiñón de litoralCocorrilEscarola de monteGominolaGuardia civilGurumelo castellanoHongoHongoHongo con anilloHuevo de ocaHuevo fritoJongoLechuga de monteMajestuosoMeado de zorroMizcleNazarenoNíscalo muchalechePanteiroRobezueloSeta amarilla de castañoSeta de cucoSeta de lentejasSeta de lentejasSeta de los cementeriosSeta de palotilloSeta de riñónSeta de verdegueoSetas carrileras

San Clemente San SebasCamarzana de TeraArenas de San PedroSoriaValle de LuenaSanabriaArenas de San PedroEl CasaritoPeñausendeAlgunos pueblosSierra de FranciaAldea del ReyHervásValle de Luena BilbaoLas HurdesArenas de San PedroOyónGrazalema AlustanteLa HiruelaBilbaoAldeadávila de la RiberaCádizHervás-LogroñoBilbaoAlgunos pueblosAldea del ReyCañizalArganda del ReyCamarzana de Tera

GironaZamoraÁvilaSoriaCantabriaZamoraÁvilaSalamancaZamoraOurenseSalamancaCiudad RealCáceresCantabriaVizcayaCáceresÁvilaÁlavaCádizGuadalajaraMadridVizcayaSalamancaCádizCáceresAndalucíaLa RiojaVizcayaBurgosCiudad RealZamoraMadridZamora

Fig. 3. Relación de zonas geográficas de las que hemos recogido nombres vernáculos de setas sin registro de nom-bres de informantes (i).



vernáculo se emplea para designar a diferentes especies

fúngicas.

Se ha conseguido reunir un total de 2.258 nombres ver-

náculos y vulgares castellanos de setas que se usan en el

territorio español o se mencionan en publicaciones; de los

cuales 230 se han obtenido a partir de informantes conoci-

dos o anónimos y el resto, 2.028, a partir de la literatura mico-

lógica analizada. Lo que resulta prácticamente imposible es

diferenciar los nombres realmente vernáculos o populares

de aquellos que hemos dado en llamar vulgares o comunes.

hay obras que solo contienen nombres vernáculos pero la

inmensa mayoría creemos que tienen mezcla de ambos; por

ello, no creemos posible hacer esa diferenciación, aunque

se podría hacer una aproximación, aventurando que unos

1.800-2.000 nombres recogidos pueden ser realmente popu-

lares en el territorio estudiado.

Todos estos nombres corresponden a 519 táxones (es-

pecies, subespecies y variedades) de 186 géneros, pertene-

cientes a los grandes grupos (filos) de Ascomycota y Basi-

diomycota, distribuidos de la siguiente manera: 83 táxones

pertenecen al filo Ascomycota y 436 táxones al filo Basi-

diomycota.

Analizando los anexos I y II podemos inferir que hay es-

pecies que son conocidas con un gran número de nombres,

así referenciamos 24 especies que presentan más de 20

nombres vernáculos y vulgares: Agaricus campestris, Amani-

ta caesarea, Boletus edulis, calocybe gambosa, cantharellus

cibarius, clitocybe geotropa, clitocybe nebularis, coprinus

comatus, Helvella leucopus, Lactarius deliciosus, Lactarius

sanguifluus, Lepista nuda, Lycoperdon perlatum, Macrolepio-

ta procera, Marasmius oreades, Morchella esculenta, Pleuro-

tus eryngii, Pleurotus ostreatus, Ramaria flava, Rhizopogon

roseolus, Scleroderma polyrhizum, Suillus granulatus, Suillus

luteus y Tricholoma terreum. Destacando entre todas ellas

tres especies con más de 50 nombres vulgares: Macrolepiota

procera con 99 nombres, Lactarius deliciosus con 67 nom-

bres y Marasmius oreades con 66 nombres.

Igualmente, existen otras 38 especies que se conocen

con al menos 10 nombres populares y vulgares. Como cabría

esperar, estas 62 especies (24+38) son de las más conocidas

en el territorio español. Llama la atención que Scleroderma

polyrhizum (Fig. 4) presente 27 nombres vernáculos, todos

ellos en Canarias (PERERA, 2005; 2006); esto es debido a ser

una seta que se ha consumido durante siglos merced a las

penalidades que tuvieron que padecer los pastores y agri-

cultores del archipiélago denominado con el eufemismo de

“Islas Afortunadas”.

Los nombres vulgares y vernáculos que funcionan como

micónimos para al menos 5 especies son un total de 42: apa-

gador, babosa, bejín, blanquilla, bojín, bonete, cagarria, ca-

rraspina, cespaño, champiñón, chivata, colmenilla, crespa,

cresta de gallo, criadilla, cuesco de lobo, esponja, estrella

de tierra, faisán, gallarda, hongo, jongo, matacandelas, mo-

rilla, morrongla, mucerón, negrilla, níscalo, nízcalo, orejón,

parasol, pedo de lobo, pedo de zorra, pejín, pie de gallo, seta

de brezo, seta de caña, seta de pino, seta de tocón, tentullo,

trufa y turma.

CONCLUSIONES

Se ha conseguido compilar en 5.639 registros informa-

ción sobre un total de 2.258 nombres vernáculos y vulgares

de uso en los territorios de habla castellana o dialectal de la

misma (asturiano, leonés, aragonés, etc.) del estado espa-

ñol; y que se aplican a 519 táxones fúngicos de 186 géneros

de Ascomycota y Basidiomycota en las diferentes zonas de

España.

AGRADECIMIENTOS

Son muchas las personas a las que tenemos que agra-

decer su colaboración en este trabajo. En primer lugar a los

informantes que gustosamente nos han facilitado una serie

de nombres vernáculos de sus localidades y provincias y

han compartido con nosotros su conocimiento del medio.

También debemos estar agradecidos a todos aquellos au-

tores que se han molestado en recoger nombres vulgares

y vernáculos de hongos, especialmente de aquellos que

producen setas, en sus trabajos, contribuyendo a aumen-

tar nuestro acervo micolingüístico; pues han sido nuestra

principal fuente de información. Igualmente, desde estas

páginas queremos agradecer la ayuda que nos han prestado

todos los amigos que nos han proporcionado alguna fuente

de información.

Fig. 4. Plato de orejones (corteza de Scleroderma polyr-hizum) preparados en el año 2002, para comerlos en casa de Jaime Chinea y Leocadia Morales (Acardese-La Gomera, Canarias). Fuente: Perera, 2005, tomo III, volu-men 24, pag. 47.



Asimismo, a instituciones como la Academia Canaria

de la Lengua, en la persona de Goretti, que con amabilidad

y prontitud nos facilitó dos publicaciones muy interesantes

sobre los nombres populares canarios de los hongos que allí

habitan. Queremos agradecer la colaboración de los com-

pañeros de la Sociedad Micológica de Madrid, muy espe-

cialmente a Francisco Prieto, Gabriel Moreno, Juan Carlos

Zamora y Esther Santiago, por su generosidad, paciencia

y apoyo constante. Una de nosotros (A.G.C.) desea dedicar

su aportación en este trabajo a la memoria de Carlos Diego.

Somos conscientes de que no están todos los que son, pero

seguramente sí son todos los que están, aunque algunas

veces nos asaltaron serias dudas. Por ello, hemos dejado

abierto el libro de datos MICOVERNA-I para que podamos ir

ampliándolo o rectificándolo en un futuro.

Si algún lector deseara aportar algún otro nombre ver-

náculo de setas que conozca o use en su tierra de nacimien-

to o de adopción, puede dirigirse a cualquiera de los tres au-

tores de este trabajo. Desde aquí queremos dar las gracias

de antemano a quienes deseen colaborar en el conocimien-

to de esta riqueza lisgüística.

ANEXO I: NOMBRES CIENTÍFICOS - NOMBRES VULGA-

RES/VERNÁCULOS

Agaricus spp.: aceiteros (36, 41b, xv), cazurros (41b), cham-

piñón (41, 41b, 113, xLix), champiñón forrajero (41b), cham-

piñón silvestre (17, 113), hongo (17, 41, 41b, 66, 85, 113, xiv,

xLviii), hongo blanco (17, 41b, 113, xxxii), hongos de majá (Li),

hongo de majadal (41b), hongo de prado (41b), hongo de ve-

reda (41b), hongo gitano (41b), hongo negro (41b), hongo pu-

chero (41b), jongo (2), josefita/s (xxi), morena/s (17, 41, 41b),

perigallos (41b, xv), pucheretes (41b), pucheros (41b, xxxii),

turmas (xxix).

Agaricus arvensis Schaeff.: bola de anís (87), bola de nieve

(+10), champiñón (99), champiñón anisado (20, 40, 45, 108),

champiñón de los prados (104), hongo/s (12, 16, 20, 87), hongo

aceitero (112), hongo blanco (87), jongos (12), josefita (100),

rocío de nieve (71), seta común (99).

Agaricus augustus Fr.: champiñón majestuoso (59), champi-

ñón pardo (11, 45), majestuoso (i).

Agaricus benesii (Pilát) Singer (= A. squamulifer [F.h. Mo-

ller] Pilát): champiñón enrojeciente (20), hongo enrojeciente

(20).

Agaricus bisporus (J.E. Lange) Imbach (= A. hortensis [J.E.

Lange] S. Imai; Agaricus brunnescens Peck.): champiñón (45,

50, 69), champiñón crema (109), champiñón cultivado (+10),

champiñón de campo (11), champiñón de París (1, 10, 71,

109), seta de campa/o (45, 114), seta de París (29, 40, 61, 62,

65, 69, 71, 79, 114).

Agaricus bitorquis (Quél.) Sacc.: champiñón (20, 40, 45),

champiñón bianillado (67), champiñón de doble anillo (11, 45,

64), hongo (20), hongo de tierra (10, 108), seta vinagrera (10,

108).

Agaricus bresadolanus Bohus: champiñón (80).

Agaricus campestris L. : Fr.: cazoleta blanca (10, 108), cham-

piñón (43, 72, 100), champiñón de campa/o (9, 10, 11, 40, 59,

71, 75, 82, 96, 111), champiñon de prado (10, 45, 50, 71, 108),

champiñón silvestre (+10), cogumelo (98), gírgola blanca

(98), guisana (45, 50, 87), guisona (10, 108), hongo (20, 87, 94,

95, i), hongo aceitero (112), hongo campesino (98), hongo co-

mestible (61, 62), hongo de campo (87), hongo de cien cos-

tillas (94), hongo de comer (95), hongo de raso (94), hongos

blancos (118), honguito (95), jongo (80, 87, 94), josefita (87,

100, xxxviii), pamporros (118), pan de lobo (71, 98), paragüita

(94), puchero (xxxv), seta (94, 95), seta borriquera (10, 45, 108),

seta de campo/a (64, 69, 71, 114), seta de prado (64, 71, 114),

seta de prau (56), seta setembrina (63), sisón (50, 87), solobre

(10, 50, 87, 95, 108).

Agaricus gennadii (Chatin & Boud.) P.D. Orton: champiñón

(20), hongo (20).

Agaricus haemorrhoidarius Schulzer: champiñón de color

sangre (11), champiñón sangrante (45).

Agaricus impudicus (Rea) Pilát (= A. variegans F.h. Moller):

champiñón jaspeado (11, 45).

Agaricus langei (F.H. Moller) F.H. Moller: champiñón de car-

ne rojiza (106, 107).

Agaricus luteomaculatus (F.H. Moller) F.H. Moller: champi-

ñón brillante (11, 45).

Agaricus litoralis (Wakef. & A. Pearson) Pilát (= A. maskae

Pilát): champiñón de litoral (i), champiñón de pastizal/es (11,

71).

Agaricus moelleri Wasser (= A. praeclaresquamosus var. te-

rricolor (F.h. Moller) Bon & Cappelli): champiñón de escamas

grises (11), champiñón de tinta escamoso (70).

Agaricus nivescens (F.H. Moller) F.H. Moller: bola de nieve

(20), champiñón (20), hongo (20).

Agaricus subperonatus (J.E. Lange) Singer (= A. cappe-

llianus hlavacek; A. vaporarius [Pers.] Capelli): champiñón

flecoso (71), champiñón pardo (11), quemada al vapor (71).

Agaricus sylvaticus Schaeff.: champiñón color sangre (40),

champiñón de bosque (45), champiñón de los bosques (11,

71), champiñón enrojeciente (20, 40, 45), hongo enrojeciente

(20).

Agaricus sylvicola (Vittad.) Lév.: anisada (69), bola de nieve



(69), champiñón (100), champiñón anisado (+10), champiñón

de bosque (46, 104), hongo anisado (20), josefita (100), rocío

de los árboles (71).

Agaricus urinascens (Jul. Schäff. & F.H. Moller) Singer (=

A. albertii Bon; A. macrosporus [F.h. Moller & Jul. Schäff.] Pi-

lát): aceitera (10), aceitero (108), bola de nieve (35, 43, 62, 72,

75, 82), bola de nieve grande (71), champiñón (1, 11), cham-

piñón gigante (11, 40, 45, 71), hongo (16, 20), hongo aceitero

(112), hongo grande (10, 108), sisella (10, 108).

Agaricus xanthodermus Genev: champiñón amarilleante

(+10), champiñón amarillento (i), champiñón amarillo (56),

champiñón de la tinta (45, 70), champiñón malo (45), champi-

ñón maloliente (47, 108), hongo amarilleante (101), hongo ma-

loliente (20), josefita (100), meado de zorro (i), seta de campa

amarilla (69), seta de campa indigesta (69).

Agrocybe cylindracea (DC.) Maire (= A. aegerita [V. Brig.]

Singer): cogorda de choupru (87), mosquitera (10, 45, 108),

perrechico (45, 87, 98), seta blanca de álamo (87), seta blanca

de chopo (11, 17, 41b, 45), seta de álamo (40, 41b, 44, 66, 80, 87,

88, xLix), seta de álamo negro (113), seta de árbol (i), seta de

chopo (+10), seta de chopo blanco (13, 41b, 113, xLix), seta de

chopo blanca (72), seta de higuera (10, 41b, 108, xLix), seta de

mermez (17, 41, 41b), seta de olmo (41, 41b 113), seta de olmo

negro (113), seta de palera/o (45, 87, 103), seta de viga (87),

seta de tocón (i, Li).

Aleuria aurantia (Pers.) Fuckel: cazoleta (96), cazoleta ana-

ranjada (20, 40), copa naranja (70), copa roja (90), copica roja

(90), cuenco anaranjado (71), oreja de asno (71).

Amanita boudieri Barla (= A. baccata [Fr.] Guillet): falso gu-

rumelo (100, 119).

Amanita caesarea (Scop.) Pers.: amanita de los césares

(+10), amboto (10, 99), aureola (10), auriola (98, 99), boleto

rojo (98), cesárea/s (Liii), gorringo (98, xLi), gureta (10, 99),

huevo (20, xviii, 108), huevo de rey (9, 25, 32, 37, 45, 71, 118),

huevo frito (45), huevos de obispo (iii), oronja (+10), oronja

verdadera (69), pejín colorao (17, 41b), seta de los césares

(71), seta de sombrerillo amarillo (98), seta naranja (10, 108),

tana (2, 17, 20, 37, 40, 50, 71, 80, 87, 89, 100), tentullo (20, 40),

yema/s (2, 71, 80, 87, xxxi, xLix), yema de huevo (+10).

Amanita citrina (Pers.) Pers. var. citrina: oronja amarilla

(90), oronja limón (15, 20, 24, 37, 51, 62, 93).

Amanita curtipes E.-J. Gilbert: gurumelo de montanera

(100), gurumelo pequeño (20, 40, 51), gurumelo temprano

(100).

Amanita echinocephala (Vittad.) Quél. (= A. solitaria [Bull.]

Fr.): piña (75, 104).

Amanita excelsa (Fr.) P. Kumm.: oronja de pie grueso (67).

Amanita excelsa var. spissa (Fr.) Neville & Poumarat (= A.

spissa [Fr.] P. Kumm): oronja de pie grueso (51, 62).

Amanita mairei Foley: cocorras (17), coscorras (17, 41b,

xxxii), cucumela (51).

Amanita muscaria (L.) Lam.: canina (87), canina roxa (87),

falsa oronja (+10), hongaracha (87), matamoscas (+10), mos-

quero (87), oronja pintada (20, 40, 69, 97, 104), oropéndola loca

(i), pipirigallo (i), señal de porro (10, 45, 87, 108), seta de las

moscas (41b), seta de los enanitos (9, 17, 20, 24, 40, 44, 45,

71, 78, 79), seta matamoscas (17), seto rojo (87), sombrilla del

diablo (94), xetu roxu (87).

Amanita ovoidea (Bull.) Link.: blancona (87), blanquera (87),

cacaforra fariñuda de la castañal (87), cocorra blanca (87),

cocumasa (10, 108), cogomasa (10, 108), cucumiellu albarón

(87), farinera (10, 15, 45, 69, 108), gurumelo (i), harinosa (87),

huevo de blanquero (87), huevo de monte (87), huevo de oca

(i), oronja blanca (+10), seta blanca (68, 87), seta de rubial

(17), seta harinosa (20, 40), yema blanca (87).

Amanita pantherina (DC.) Krombh.: falso galipierno (33, 46,

51, 78, 96, 114), galipierno (15, 104), galipierno falso (40, 45, 64,

69, 96), oronja pantera (46, 64, 70, 93, 104), pantera (20, 45, 64,

71, 80, 104).

Amanita phalloides (Vaill. ex Fr.) Link.: canaleja (40, 45, 64,

104, 114), cicuta verde (+10), faloides (Liii), falsa oronja (69,

72), oronja mortal (+10), oronja verde (+10), seta mortal (10,

40, 45, 46, 51, 61, 62, 64, 108), seta que mata (69), seta verdosa

(10, 108).

Amanita phalloides var. alba Costantin & L.M. Dufour: cicu-

ta blanca (62), seta mortal (62).

Amanita ponderosa Maleçon & R. Heim: cogumelo (i), falsa

patata (40, 45), grumelo (45, 87), gurumelo (+10), patata falsa

(22), seta de huelva (71).

Amanita rubescens Pers.: bichac (108), carne de caballo (10,

108), feridona (87), golmota (i), oronja vinosa (+10), sangra-

deira (87), seta de Galdácano (71), seta de tocones (71), seta

envinada (87), seta vinosa (114), vinatera (87), vinatera real

(87), vinosa (10, 63, 101, 108).

Amanita vaginata (Bull.) Lam.: candela (40, 45, 62), cucume-

la (+10), cugumela (69), oronja enfundada (10, 40, 60, 64, 69,

70, 92), pampinella (62).

Amanita vaginata var. alba Velen.: cucumela blanca (62),

oronja enfundada blanca (i).

Amanita verna (Bull.) Lam.: cicuta blanca (+10), cicuta

blanca de primavera (11, 40), cicuta de verano (45), cocumasa

(108), cogomasa (62, 108), oronja blanca (+10), oronja blan-

ca de primavera (78, 90), oronja blanca mortal (37, 52), oronja

blanca primaveral (52).



Amanita virosa (Fr.) Bertill.: cicuta fétida (6, 64, 69), cicu-

ta maloliente (14), oronja cheposa (64, 69, 73), oronja fétida

(+10).

Annulohypoxylon cohaerens (Pers.) Y.M. Ju, J.D. Rogers &

H.M. Hsieh (= Hypoxylon cohaerens [Pers.] Fr.): roña negra

del haya (119).

Anthracobia melaloma (Alb. & Schwein.) Arnould: copita

del carbón (70).

Armillaria spp.: seta de arranque (Lii), seta de chopo amarilla

(xLix), seta de membrillo (xLix).

Armillaria gallica Marxm. & Romagn.: seta de membrillero (80).

Armillaria mellea (Vahl) P. Kumm.: asesino de bosques (i),

babosa (40, 45, 87), cabeza de medusa (15, 40, 45, 48, 69, 71, 108,

114), la bruxa (87), marmiella (87), marmiellu (87), melguera

(63), seta de arranque (Lii), seta de color miel (11), seta de guin-

dal (87), seta de membrillero (80, 83, 87, 89), seta de membrillo

(71), seta de miel (71, 87), seta de mimbre (71, 83, 87, 89), seta

de mimbrera (17), seta de roble (41b), seta de tocones (46, 87).

Astraeus hygrometricus (Pers.) Morgan: estrella de tierra

(+10), estrella de tierra ambigua (70), estrella de tierra higro-

métrica (60, 93), higrómetro (14, 62).

Auricularia auricula-judae (Bull.) Quél. (= Hirneola auricula-

judae [Bull.] Berk.): goma (94), hongo de saúco (43b), hongui-

to (94), oreja (44), oreja de árbol (71), oreja de gato (94), oreja

de Judas (+10), oreja de judía (43b), oreja judaica (43b).

Auricularia polytricha (Mont.) Sacc.: gelatina de pescado

(109).

Balsamia vulgaris Vittad.: trufa roja (34).

Battarrea stevenii (Libosch.) Fr.: hisopo (66).

Bjerkandera adusta (Willd.) P. Karst. (= Gloeoporus adustus

(Willd.) Pilát): yesquero quemado (61).

Boletus spp.: bejines (41, 41b), bojines (41, 41b), faisanes (2),

jongos (xLix), tortullo (L).

Boletus gr. edulis: esponja (41b), faisán (41b), feos (41b),

hongo/s (41b, vi), hongos de las vacas (vi), hongo negro (41b),

migueles (72), pejín (41b), porro (41b), tortullo (31), troncogor-

do (41b).

Boletus aereus Bull.: boleto (5), boleto bronceado (+10), bo-

leto negro (20, 40, 48, 62, 64, 71, 79, 92, 114), boletu negru (63),

bronceado (59), cabeza de fraile (40, 46), cabeza de negro (20,

37, 40, 46, 69, 71, 99), cabeza negra (26b), cagá del diablo (118),

cogorda ñigral (87), faisán de alcornoque (xLiii), fungu mouru

(87), hongo cabeza de negro (i), hongo negro (+10), migueles

negros (72), seta bronceada (98), seta negra (98), seto (9), ten-

tullo (2, 20, 40, 44, 71, 78, 80, 87), tontullo (2, 80), tontuyo (87),

viriatu mouru (87).

Boletus aestivalis (Paulet) Fr. (= B. reticulatus Schaeff.): bo-

leto de roble (i), boleto de verano (11, 20, 32, 65), boleto estival

(71), boleto reticulado (4, 5, 9, 71, 106, 108), boleto reticulado

de verano (51, 62), champiñón (5), faisán de alcornoque (xLiii),

hongo (9), hongo comestible (69), hongo de castaño (5), hon-

go de/l marojal (72, 87), hongo de San Juan (87), hongo de

verano (71), miguel/es (72), miguel de roble (43, 87), seto (9),

tentullo (2, 44, 45, 87, 100), tontullo (2, 87).

Boletus appendiculatus Schaeff.: hongo lápiz (3).

Boletus calopus Pers.: boleto de pie elegante (20), hongo

amargo (108), hongo rojo amargo (69), pie rojo (37), pie rojo

amargo (+10).

Boletus edulis Bull.: boleto (37), boleto comestible (20, 21,

40, 51, 61, 64, 75, 78, 79, 92, 99), boleto de castaño (i), boleto de

gran pie (71), boleto de jara (i), boleto de las jaras (9), boleto

de roble (i), bolo (11), calabaza (+10), cepa de Burdeos (71),

cogordo alboxo (87), cogordu (87), cogorzu (87), faisán/es (10,

20, 40, 45, 50, 71, 86, 87, xxxv, xLvii), frongo (71, 86), frongol (71),

hongo (+10), hongo blanco (35, 43, 69, 78, 96, 104), hongo ca-

labaza (+10), hongo comestible (11, 69, 71, 98), hongo común

(69), hongo lapidero (10, 99), hongo rubio (10, 46, 87), macanes

(87), matute (71, 86), miguel/es (+10), miguel blanco (i), pan

de risquillu (71, 86), panadero (104), pancita (104), porro (10,

20, 40, 45, 87, 92, 112, 108, xLvii), seta calabaza (99), seta de

Burdeos (10, 40, 64, 69, 71, 97, 99, 114), seta de calabaza (98),

seta de roble (118), tentullo (2, 10, 89, 100), tontullo (2, 89),

viriato (10, 20, 40, 45, 50, 71), viriatu (87), zamoranitos (xxvii).

Boletus erythropus Pers.: boleto azulado (78), boleto de pie

rojo (62), boleto punteado (11), boleto rojo (37), cacaforra (78),

camaleón rojo (i), hongo azulado (82), hongo pie rojo (46), ma-

taparientes (46), pie rojo (+10).

Boletus fragrans Vittad.: boleto perfumado (11).

Boletus lupinus Fr.: boleto de lobo (51, 62), seta esponja de

la encina (90).

Boletus luridus Schaeff.: boleto cetrino (15, 40, 51, 62, 67, 75,

92), hongo de vaca (+10), pejín (17), porro (17), seta esponja

de la encina (90).

Boletus permagnificus Pöder: boleto bellísimo (11).

Boletus pinophilus Pilát & Dermek (= B. pinicola [Vittad.]

A. Venturi): boleto de castaño (i), boleto de/l pino (69, 71, 79),

boleto rojizo (10, 20, 40, 51, 103), cogorda del pinu bravu (87),

faisanes (xxxv), fongo llapidero (87), hongo (i), hongo de/l pino

(47, 71), hongo negro rojizo (47, 87), hongo rojo (43, 87), miguel

(43), miguel rojo (45, 87), porro (108), seta de pino (87), xetu (87).

Boletus radicans Pers. (= B. albidus Roques): boleto blanco

(11), boleto blancuzco (62, 75), boleto blanquecino (51, 67).

Boletus rhodopurpureus Smotl. (= B. purpureus ss. auct.):

seta esponja de la encina (90).



Boletus regius Krombh.: boleto real (+10), hongo real (87),

hongo rey (3), mataparientes (87), podrigons (87).

Boletus rhodoxanthus (Krombh.) Kallemb.: seta esponja de

la encina (90).

Boletus satanas Lenz: boleto de satanás (+10), hongo de sa-

tán (15), hongo del diablo (46), mataparientes (11, 22, 40, 45,

46, 64, 79, 90, 96, 108), satán (64, 97, 108), seta ´l diañu (63),

seta de satanás (90).

Boletus torosus Fr. & Hök: boleto robusto (11).

Bovista aestivalis (Bonord.) Demoulin: pedo de lobo (40,

45).

Bovista nigrescens Pers.: bejín negro (21), bejín negruzco

(14, 40, 45, 51, 61, 75), pedo de lobo (45), pedo de lobo pardo-

negruzco (40).

Bovista plumbea Pers.: bejín de color plomo (11), bejín gris

(21, 40, 48), bejín plomizo (+10), cajetas del diablo (95), cues-

co de lobo (17, 20), honga/o (95), hongo del diablo (95), hongo

fofo (95), huevos del diablo (95), jedionda (95), nacida (95),

pedo de lobo (20, 44, 45), peo de lobo (41b), polvitos del diablo

(95), polvos del diablo (95).

Buchwaldoboletus lignicola [Kallenb.] Pilát (= Pulverobo-

letus lignicola [Kallenb.] E.A. Dick & Snell): boleto de la ma-

dera (11).

Calocera cornea (Batsch) Fr.: cuerno bonito (90).

Calocybe constricta (Fr.) Kühner ex Singer: mansarón de

otoño (87), mansarón de San Miguel (87).

Calocybe gambosa (Fr.) Donk (= Lyophyllum gambosum

[Fr.] Singer; Tricholoma georgii [L.] Quél.): blanquilla (10, 71,

87, 96), bujardón (10, 87, 108), bujarón (10, 87, 108, 112), cris-

tianu (10, 87), cucumiellu blancu (87), fina (10, 20, 50, 55, 87),

fungu ‘l rayu (87), fungu del rayu (10), hongo cristianu (87),

hongo fino (xL), hongo sopero (41b), isón (40, 92, 108), lan-

sarón (1, 10, 35, 43, 71, 73, 87), mansarón/es (10, 71, 73, 87, 113,

xxxvi), maserón (xiv), mauserón (87), michardón (xxxix), mo-

cholón (71), mojardón (10, 87), mucerón (10), muchardón (10,

64, 97), muchilón (10, 87), muixardón (87), mujardón (10, 108),

mujarón (112), musarón (64), muserón (10, 69, 71, 99, 105, 108),

muserón de abril (71, 114), muxerón (87), nansarón (71, 73, 87,

ii), nazarón (10, 73, 87), pan de culiebra (63), perrechico (+10),

perrochico (6, 10, 41b), sanjorgeras (41b), sanjuanera/s (41b,

112), seda (10, 20, 40, 71, 87), seta ´l rayu (63), seta blanca

(10, 87), seta blanca de primavera (xiii), seta de abril (87), seta

de carrerilla (50, 61), seta de carretilla (98), seta de cristiano/s

(26b, 71), seta de cuco (98), seta de cucu (26b, 87, xiii), seta

de espino (41b), seta de mayo (5, 10, 87), seta de Orduña (45,

62, 71, 82, 96, 97, 98, 99), seta de piedra (40, 69, 98, 114), seta

de primavera (+10), seta de reguera (41b), seta de San Jorge

(+10), seta de verano (85), seta del fino (87), seta del rayo (91),

seta del rayu (6, 56), seta el pecu (87), seta fina (10, 19, 40,

51, 62, 79, 87, 92, 99, vii), seta l’rayu (87), seta moscarda (98),

sisa (71), sisón (10, 87), susa (98), usón (10, 40, 48, 87, 92, 108),

vizcaina/s (41b, xxxv).

Calvatia spp.: pedo de lobo (41b).

Calvatia cyathiformis (Bosc) Morgan: bejín liláceo (52), be-

jín lilacino (20, 24, 33, 45, 48, 51, 64, 79, 103), cuesco de lobo

(17, 20), pedo de lobo (20).

Nota: Algunos autores consideran que los especímenes

europeos corresponden a calvatia fragilis (Vittad.) Morgan.

La forma más frecuente en el territorio peninsular tiene la

subgleba poco desarrollada y compacta identificándola con

calvatia cyathiformis f. fragilis (Vittad.) A.h. Sm. (CAMPOS,

ZAMORA & VILA, 2010).

Calvatia excipuliformis (Pers.) Perdeck (= Lycoperdon exci-

puliforme [Scop.] Pers.; Handkea excipuliformis [Scop.] Krei-

sel): bejín (103), bejín en forma de bolsa (11, 45, 51, 60, 62).

Calvatia fragilis (Vittad.) Morgan: bejín lilacino (48, 79),

cuesco de lobo (17).

Calvatia gigantea (Batsch) Lloyd (= Langermannia gigantea

[Batsch] Rostk.): bejín (98), bejín gigante (+10) bejiño (98),

cuesco de lobo gigante (20), cuesco grande de lobo (98), hue-

vo de la luna (98), pedo gigante (26b), pedo de lobo (98), pedo

de lobo gigante (20, 45, 79), vegín (98), vejino (98), vejiño (98).

Calvatia utriformis (Bull.) Jaap (= Lycoperdon utriforme

Bull.; Handkea utriformis [Bull.] Kreisel): bejín (108), bejín

areolado (+10), bejín rugoso (1, 11, 40, 45, 103), cuesco de

lobo grande (20), pedo de lobo (5), pedo de lobo gordo (108),

pedo de lobo grande (20, 55), peu de llobu (56).

Cantharellus amethysteus (Quél.) Sacc. (= c. cibarius var.

amethysteus (Quél.) Cetto): cresta de gallo (62), rebozuelo

lilacino (45).

Cantharellus cibarius Fr.: cabrilla (+10), cabrito/a (10, 98,

108), cama seca (98), cantarela (20, 32, 38, 59, 69, 71, 79, 82,

114), cantarela común (i), cantarella (45, 103, 116), cantere-

la (10, 97), carolina (31, L), chantarela (9, 17, 40, 71, 78, 87,

89, 100), ciza (xix), correguelo (10, 108), gallicu (87), giro-

la (10, 59, 64, 69, 71, 98, 99, 114), la seta (118), orejón (10),

pan de cabra (79), panchica (87), pantoja (118), piacabra

(87), pie de cabra (10), piticus (87), rapacicu (87), rebochue-

lo (98), rebozuelo (+10), robezuelo (i), rubito (87), rusiñol

(108), santerilla (87), seta (iii), seta amarilla (10, 46, 69, 71,

87, 99), seta amarilla de castaño (i), seta de brezo (10, 46,

71, 98), seta de haya (48, 87), seta de San Jorge (99), seta de

San Juan (+10), shantarela (87), sisa (71), yema de huevo

(80).



Nota: al parecer, según algunos autores, muchos de los es-

pecímenes del centro y sur peninsular determinados como

cantharellus cibarius, seguramente son cantharellus subprui-

nosus.

Cantharellus subpruinosus Eyssart. & Buyck: chantanela

(xxxi), chantarela (xviii, xxxi), hongo (xxxi), hongo amarillo

(xviii), mízcalo de mayo (5).

Chalciporus piperatus (Bull.) Bataille: boleto picante (i, 69),

hongo picante (69).

Chlorociboria aeruginascens (Nyl.) Kanouse & ex C.S. Ra-

mamurthi, Korf & L.R. Batra subsp. aeruginascens (= chlo-

rosplenium aerugin ascens [Nyl.] P. Karst.): cardenillo (46),

seta verde de la madera (22, 60).

Chlorophyllum molybdites (G. Mey.) Massee: apagador

exótico (70).

Chlorophyllum rhacodes (Vittad.) Vellinga (= Macrole-

piota rhacodes [Vittad.] Singer): apagador (11), apagador

menor (+10), cucurril (9), galamperna (1), gallipierno (i),

hongo (iii), jongo de copa (94), matacandil (114), nariz de

gato (114), paraguas (41), parasol (1, 9, 11), parasol de car-

ne roja (45, 103), parasol de carne rojiza (40, 48, 65, 79), pa-

rasol rojizo (37).

Choiromyces spp.: turma (xxxvii).

Choiromyces gangliformis Vittad.: criadilla jarera (34, 81).

Choiromyces magnusi (Mattir.) Paol.: criadilla jarera (7, 10,

25, 37, 52), trufa de oveja (11), turma (100).

Choiromyces meandriformis Vittad.: trufa blanca (14), trufa

de los cerdos (46), trufa de meandros (46, 62).

Chroogomphus fulmineus (R. Heim) Courtec.: pata de per-

diz (44).

Chroogomphus rutilus (Schaeff.) O.K. Mill.: cama de perdiz

(108), carnerico (17, 41, 41b, 110), carnero (17, 41, 41b, 110),

hongo de perdiz (41b), ojo de perdiz (48, 90, 41), pata de perdiz

(17, 26, 41, 41b), 110), pie de perdiz (17, 45, 110, 108), pierna de

perdiz (83), serpiente (64, 114), seta de los ciegos (53b), seta

de ojo de perdiz (41b), seta reluciente (11, 40, 45, 75, 106).

Ciboria amentacea (Balb.) Fuckel: copita de los alisos (11).

Clathrus archeri (Berk.) Dring. (= Anthurus archeri [Berk.]

E. Fisch.): estrella roja (40, 45, 62, 73), falsa flor (46), hongo

calamar (40), pulpo de monte (63), seta australiana (i), seta

calamar (40, 45, 73, i).

Clathrus ruber P. Micheli ex Pers.: cancela (11, 40, 103), farol

(11, 40, 103).

Clavariadelphus flavoimmaturus R.H. Petersen: chivato

(xxxi), chupete (xxxi), mazo de mortero (xxxi).

Clavariadelphus pistillaris (L.) Donk.: chivato/s (xviii,

xxxi), chupete (xxxi), mano de almirez (22, 40, 64, 92, 93),

mano de mortero (40, 45, 52, 55, 60, 64, 79), maza (55), mazo

de mortero (92, xxxi).

Clavariadelphus truncatus (Quél.) Donk: chupete (36), cla-

vo de monte (3), clavo truncado (70), mano de almirez (20),

mano de mortero (20), mano de mortero truncada (11), porra

truncada (20), seta chupa-chups (25b), seta de mortero (90).

Claviceps purpurea (Fr.) Tul.: alhorra (12), aljorra (12), cor-

nadillo (57), cornatillo (43b, 57), cornezuelo (i), cornezuelo del

centeno (+10), corniche (118), cornichos (57), cornichuelo

(57), cornizuelo (118), cuernos del centeno (118), espolón de

centeno (43b, 57), moreno (118), moro de centeno (43b, 57),

tizo (118), tizón (45), tizón de centeno (43b, 57).

Clavulina coralloides (L.) J. Schröt. (= Cl. cristata

(Holmsk.) J. Schröt. (= clavaria cristata [holmsk.] Pers.):

clava encrestada (i).

Clavulina rugosa (Bull.) J. Schröt.: clava rugosa (i), coral

rugoso (70).

Clitocybe gr. gibba: seta de cañadilla (17).

Clitocybe alexandri (Gillet) Gillet: falsa platera (45), seta de

carrasca (17, 41b, 110).

Clitocybe fragrans (With.) P. Kumm. (= c. suaveolens

[Schumach] P. Kumm.): anisada blanca (29, 51).

Clitocybe geotropa (Bull.) Quél. (= infundibulicybe geotropa

[Bull.] harmaja): blanquilla (46, 69, 71, 98, 99), cabeza de fraile

(+10), candela (40, xxviii), capellán (10, 87, 108), caperán (10,

87, 92, 108, xii, xL), franciscano (10, 50, 71, 87, 108), fungu funil

(87), funiellu (87), la seta (2, 80), mojardón (71), montera (87),

montesina (87), mucerón (71), muserón de otoño (64, 69, 71,

99, 114), platera (+10), seta blanca (98), seta cucharera (41b,

110), seta de brezo (98), seta de caña (17, 41, 41b, 66, 71, 110),

seta de cañada (87), seta de carrasca (17, 41, 110), seta de cu-

charera (17), seta de encina (41b), seta de matacán (17, 41,

110), seta montesina (87), seta vera (xxxv), seta vizcaína (41b),

vizcaína/s (xxxiii, Li).

Clitocybe gibba (Pers.) P. Kumm. (= infundibulicybe gibba

[Pers.] harmaja): carrasqueña (ix), platera menor (11, 45), seta

de cañadilla (41b, 110), seta de embudo (90), seta de pinocha

(26, 85), señorita (90), seta guiscanera (41b), sombrerillo (41b).

Clitocybe maxima (Gaertn. & G. Mey.) P. Kumm.: platera

(37, 52), platera roja (98), seta de caña (41), seta de carrasca

(41), seta de embudo gigante (90), seta de matacán (41), seta

vera (xxxv).

Clitocybe nebularis (Batsch) P. Kumm. (= Lepista nebularis

[Batsch] harmaja): buxera (87), caperán (92), cogorda de bo-

rrayu (87), griseta (45, 64, 69, 103, 114), isón de sanmiguelada

(92), morena (21, 47, 64, 87, 89, 98, 114), muchardón de San

Miguel (92), nebulosa (i), negrilla (87), pardilla (+10), pardina



(87), platera (46), platera gris (47), sanmiguelada (10, 87, 108),

seta de berecol (55), seta de biércol (46, 47, 71, 87), seta de

brezo (55), seta de hoja (87), seta de otabera (87), seta de riñón

(i), usón de sanmiguelada (92).

Clitocybe odora (Bull.) P. Kumm.: anís del Mono (71), anisa-

da (+10), aniseta (108), anisilla (55), seta anisada (11, 15, 22,

44, 45, 69, 71, 80, 99), seta de anís (71).

Clitocybe rivulosa (Pers.) P. Kumm.: seta de cunetas (11,

45).

Clitopilus cystidiatus Hauskn. & Noordel.: chivata (i), mo-

linera (i).

Clitopilus prunulus (Scop.) P. Kumm.: alcahueta (32, 78),

chivata (26b, 71, 78, 111), harinera (5, 11, 40, 45, 62, 71, 75, 111),

mojardón (+10), molinera (+10), mucerón (+10), panadera

(10, 20, 40, 45, 71, 92, 100, 114).

Conocybe apala (Fr.) Arnolds (= c. lactea [J. E. Lange] Mé-

trod): seta de jardín (11, 40, 45).

Coprinopsis atramentaria (Bull.) Redhead, Vilgalys &

Moncalvo (= coprinus atramentarius [Bull.] Fr.): antialcohó-

lica (80), entintada (i), seta antabús (i), seta antialcohólica (9,

11, 24, 32, 44, 114), seta de tinta (20, 40, 64, 114).

Coprinopsis picacea (Bull.) Redhead, Vilgalys & Moncalvo

(= coprinus picaceus [Bull.] Gray): urraca (11, 40, 45).

Coprinus comatus (O.F. Müll.) Pers.: apagacandelas (71, 83,

89), apagacandiles (41b), apagador (9, 10, 20, 40, 45, 46, 62,

63, 69, 96), apagavelas (10, 48, 108), barbuda (+10), chipirón

(10, 45, 108), chipirón de monte (78), chipirón de prado (71),

chivatos (2, 71, 80), cococha (30), hongo de corral (99), mata-

candelas (96, 99), matacandil (+10), pijocón (71), pijolón (66),

seta de carretera (10, 108), seta de pista (10, 72, 108), seta de

tinta (20, 40, 44, 68, 109, xviii), sombrerillo (17, 41, 41b, 110),

sombrero (41b), tintada (71), tintaruelas (108), tinturuela (10).

Coprinus fimetarius Fr.: hongo de corral (61).

Cordyceps militaris (L.) Link: hongo de la procesionaria (62).

Cortinarius caperatus (Pers.) Fr. (= Rozites caperatus [Pers.]

P. Karst.): arrugada (i), seta arrugada (11, 45), seta de los cín-

garos (i).

Cortinarius praestans Codier: ojo de buey (i).

Cortinarius violaceus (L.) Gray: seta de cardo (98), seta de

pezón azul (62, 98), seta de pie azul falsa (64).

Craterellus spp.: trompetas de monte (10).

Craterellus cinereus (Pers.) Donk. (= cantharellus cinereus

[Pers.] Fr.): cenicienta (62, 103), trompeta cenicienta (10, 20,

52, 59), trompeta de los muertos (20, 62, 103), trompeta de los

muertos cenicienta (40, 51, 67, 73), trompeta gris ceniza (24),

trompeta negra (40, 60, 73, 75, 92).

Craterellus cornucopioides (L.) Pers.: corneta (87), corneto

negro (87), cornetu ñegru (87), cratarela (i), cuerno de la abun-

dancia (+10), seta negra (99), trompeta (50, 97), trompeta de

los muertos (+10), trufa de los pobres (20, 40, 63, 69, 71, 97, 99).

Craterellus lutescens (Fr.) Fr. (= cantharellus lutescens

[Pers.] Fr.): angula amarilla (71), angula/s de monte (20, 25, 40,

47, 55, 71, 87, 99), cornetu (87), panchica (87), rebozuelo (75,

80), rebozuelo amarillo (65, 69, 71, 102), rebozuelo anaranjado

(+10), rebozuelo atrompetado (97), trompeta (87), trompe-

ta amarilla (+10), trompetilla (55), trompetilla amarilla (55),

trompetina (87).

Craterellus tubaeformis (Schaeff.) Quél. (= cantharellus

tubaeformis Fr.): angula de monte (25, 45, 71, 78), angula de

monte negra (3), chantarella (78), rebozuelo atrompetado

(+10), trompeta amarilla (4, 11, 43, 79, xxxi), trompeta amarilla

con pliegues (64, 93).

Crepidotus variabilis (Pers.) P. Kumm.: abanico de la made-

ra (11, 40, 45, 119).

Crucibulum laeve (Huds.) Kambliy (= cr. vulgare Tul. & C.

Tul.): hongo nido (+10), nidicos (90), niditos (116), nido amari-

llo (11, 40), nido común (21), nido de pájaro (i), seta nido (90).

Cudoniella aquatica (Lib.) Sacc.: seta del agua (11).

Cyathus olla (Batsch) Pers.: hongo nido (40, 45), nido atrom-

petado (45, 103), nido/s de pájaro (24), nido gris (11, 40).

Cyathus striatus (Huds.) Willd.: hongo nido (40), hongo nido

estriado (45, 52, 93), nido de pájaro (14, 22, 40, 62), nido estria-

do (i), nierín (63).

Cystoderma cinnabarinum (Alb. & Schwein.) Fayod (=

cystodermella cinnabarina [Alb. & Schwein.] harmaja): seta

de color cinabrio (11).

Cystoderma granulosum (Batsch) Fayod (= cystodermella

granulosa (Batsch) harmaja): seta granulosa (11).

Daldinia concentrica (Bolton) Ces. & De Not.: bola de car-

bón (40, 45), bola concéntrica (70), bola de madera (40, 73).

Delastria rosea Tul. & C. Tul.: turma rosada (81).

Elaphomyces spp.: trufas de los ciervos (81).

Elaphomyces asperulus Vittad.: criadilla áspera (11).

Elaphomyces granulatus Fr. (= e. cervinus [L.] Schltdl.): cria-

dilla de ciervo (11, 14, 22, 61, 62, 65, 75), trufa de ciervo (22, 62).

Elaphomyces muricatus Fr.: criadilla de ciervo (22), trufa de

ciervo (22).

Entoloma clypeatum (L.) P. Kumm.: macica (40, 45, 50, 51,

62, 93), seta del majuelo (45), seta de escudo (55), seta en es-

cudo (45).

Entoloma sepium (Noulet & Dass.) Richon & Roze: seta de

primavera (108).

Entoloma sericeum (Bull.) Quél.: mucerón (60).

Entoloma sinuatum (Bull.) P. Kumm. (= e. lividum [Bull.]



Quél.): engañosa (+10), falsa pardilla (55), pérfida/o (+10), seta

engañosa (+10), seta pérfida (4, 9, 10, 32, 65, 78, 90).

Exidia nigricans (With.) P. Roberts (= e. plana Donk): moco

negro de los troncos (119).

Exidia recisa (Ditmar) Fr.: moco de oveja (11).

Exidia saccharina Fr.: moco ámbar de los pinos (119).

Fistulina hepatica (Schaeff.) With.: fégadu colloráu (63), filete

de pobre (40), hígado (26b), hígado de buey (+10), hígado de

vaca (+10), hongo de árbol (94), hongo de haya (94), hongo de

palo (94), lengua de buey (+10), lengua de castaño (100), lengua

de gato (48, 46), lengua de monte (71), lengua de vaca (20, 26b,

40, 69, 79, 80, 100), pan de moro (45, 103), peto (94), petucho (94,

95), trucha (94).

Nota: el haya o faya en Canarias es la especie arbórea Myrica

faya.

Flammulina velutipes (Curtis) Singer: pata de terciopelo (109),

pie aterciopelado (45), seta de pie aterciopelado (11, 40).

Fomes fomentarius (L.) J. Kickx f.: casco de caballo (+10), co-

gorza (63), escribano (41b), esguébano (41b), esquibano (41b),

hongo de yesca (xviii), hongo yesquero (+10), pan de cuervo

(108), pan de picaraza (108), yesca (+10), yesquero (+10).

Fomitopsis pinicola (Sw.) P. Karst.: yesquero del pino (+10),

yesquero marginado (17, 40, 79), yesquero rebordeado (40, 60,

61, 75), yesquero rojizo (11, 40, 103).

Galerina badipes (Fr.) Kühner: hongos (90), jongos (90).

Galerina marginata (Batsch) Kühner: seta rebordeada (11).

Galeropsis bispora Vassilkov (= G. desertorum var. bispora (Va-

silkov) G. Moreno, heykoop & Illana: guindilla (11).

Ganoderma spp.: cata (95), chupones (95), cobera grande (95),

hongo de madera (95).

Ganoderma applanatum (Pers.) Pat. (= G. lipsiense [Batsch]

G.F. Atk.): aletones (94), gorro/a de monte (94), petucho (94, 95),

tortas de loro (94), yesca (94), yesquero aplanado (4, 11, 22, 45,

51, 61, 65, 75).

Ganoderma australe (Fr.) Pat.: casco de caballo (70).

Ganoderma lucidum (Curtis) P. Karst. (= G. ostreatum Lázaro

Ibiza): huevo frito (i), paella (69), pipa (+10), reishi (+10), seta

pipa (37, 40, 52, 79, 90).

Geastrum spp.: estrella de tierra (17, 40), follolobo (41b).

Geastrum berkeleyi Massee (= G. pseudostriatum hollós): es-

trella de tierra (45).

Geastrum campestre Morgan (= G. asperum Lloyd): estrella

de tierra (45).

Geastrum fimbriatum Fr. (= G. sessile [Sowerby ] Pouzar): es-

trella de tierra (45, 60, 80, 90).

Geastrum melanocephalum (Czern.) V.J. Stanek: estrella de

tierra (20, 75).

Geastrum minimum Schwein: estrella de tierra (45).

Geastrum rufescens Pers.: estrella de tierra rosada (40).

Geastrum saccatum Fr.: estrella de tierra (11, 40, 44), estrella

roja (45).

Geastrum schmidelii Vittad. (= G. nanum Pers.): estrella de

tierra (7, 79, 80).

Geastrum triplex Jungh. (= G. michelianum W.G. Smith): es-

trella de tierra (7, 14, 40, 79, 80, 90, 92).

Geastrum vulgatum Vittad.: estrella de tierra (80).

Geoglossum barlae Boud.: lengua de tierra (119).

Gloeophyllum sepiarium (Wulfen) P. Karst. (= Lenzites se-

piaria [Wulfen] Fr.): yesquero de las cercas (11, 45, 51, 61, 67).

Gomphus clavatus (Pers.) Gray: mucerón (60), oreja de cer-

do (93), rebozuelo de clava (64).

Grifola frondosa (Dicks.) Gray: hongo de castañar (69), hon-

go imperial (15, 69).

Guepinia helvelloides (DC.) Fr. (= Tremiscus helvelloides

[DC.] Donk): cresta de gallo (71), oreja de vaca (40, 62, 64, 71,

75).

Gymnopilus junonius (Fr.) P.D. Orton: seta notable (70).

Gymnopilus penetrans (Fr.) Murrill: seta amarga (11, 40, 45).

Gymnopilus sapineus (Fr.) Murrill: seta penetrante (70).

Gymnopilus spectabilis (Fr.) Singer: seta anaranjada (11),

seta de la risa (26b, 45, 103).

Gymnopus dryophilus (Bull.) Murrill (= collybia dryophila

[Bull.] P. Kumm.): falsa senderuela (45, 103).

Gymnopus erythropus (Pers.) Antonín & Halling et

Noordel. (= collybia erythropus [Pers.] P. Kumm.): falsa sen-

derilla (11, 40, 45).

Gymnopus quercophilus (Pouzar) Antonín & Noordel. (=

Setulipes quercophilus (Pouzar) Antonín: aspirina del encinar

(119).

Gymnosporangium clavariforme (Pers.) DC.: cuernecito de

enebro (11, 119).

Gyromitra spp.: cagarrias (iv), sombreretes (113).

Gyromitra esculenta (Pers.) Fr.: bonete (+10), cagarria (43),

cerebro (71), mitra (40, 45), monete (90), tripota/s (46, 47).

Gyromitra gigas (Krombh.) Cooke: bonete (108), bonete gi-

gante (11).

Gyromitra infula (Schaeff.) Quél.: bonete (11, 40, 45), caga-

rria (17), mitra (11, 40, 45), oreja de gato (17, 40, 45, 62), silla

de montar (37).

Gyromitra tasmanica Berk. & Cooke: bonete (92).

Gyroporus castaneus (Bull.) Quél.: boleto castaño (11, 15,

51, 61), hongo castaño (3).

Gyroporus cyanescens (Bull.) Quél.: camaleón (45), cama-

león azul (+10), hongo azul (114).



Hebeloma sarcophyllum (Peck) Sacc.: seta de olor a mag-

dalenas (24).

Helvella spp.: bonete/s (72, 89), bonetillo (113), candiles (Li),

cripilla (55), monete (89).

Helvella acetabulum (L.) Quél.: cabacico (i), cabacito/s (40, 45,

60, 92), calabacicos (67), cazoleta (20, 40, 45, 55), copicas (90),

falso pucheruelo (45, 103), lacitos (22, 40, 62, 73), marrón (40),

orejetas (17, 110), orejon/es (17, 40, 90, 110), pucheretes (17,

110), pucheruelo (40), pucheruelo marrón (11), sombrerillo (xxii).

Helvella costifera Nannf.: calderones (41b), candiles (41b),

jarrillas (41b), negritos de monte (41b), orejetas (41b), orejillas

(41b), puchereles (41b), pucheretes (41b).

Helvella crispa (Scop.) Fr.: bonete (40, 45), bonete blanco (11,

40), crespa (26b), crispilla blanca (55), monete (40), monete

blanco (90), morciguillos (41b), oreja de gato (6, 55, 56, 92, 100,

114), oreja de gato blanca (+10), oreja de ratón (114), orejones

(41b), perrochico (20, 40).

Helvella elastica Bull.: oreja de gato (20, 45, 103), oreja de

gato de pie liso (93).

Helvella fusca Guillet: bonete (20), bonete marrón (11, 45,

103), crispilla (20), irijuela (20), oreja de gato (4, 20, 45, 103),

orejeta (20), orejón (20), orejuela (20), perrochico (20).

Helvella lacunosa Afzel. (= H. sulcata Afzel.): bonete (11,

20, 32, 40, 43, 45, 103, 108), cagarrias (41), crispilla negra

(55), herrerillos (xxv), herrero/s (9, 32, xxv), herreros de pino

(iii), irijuela (20), monete (40), monete de pie surcado (90),

moritos (41), negritos (41), oreja de gato (4, 11, 32, 45, 65,

103, 108), oreja de gato negra (+10), orejeta/s (20, 41b, 108),

orejón (20, 40, 45), orejón negro (55), orejuela (20, 40), perro-

chico (20, 40).

Helvella leucomelaena (Pers.) Nannf.: cabacitos (20, 40),

calderones (41b), candiles (41b), cazoleta (20, 40, 45), ca-

zuela (i), cazuelita (i), chipiruelos (16), copica/s (40, 89, 90),

copica blanca y negra (90), jarrillas (41b), negritos de monte

(41b), orejas (xxxii), orejetas (41b, xxxii), orejillas (41b), ore-

jón/es (40, 79, 89, 90, xxxii), puchereles (41, 41b), pucheretes

(16, 41, 41b), pucheruelo/s (11, 16, 30, 40, 41, 45, 103, 105, 106,

v).

Helvella leucopus Pers. (= H. spadicea Schaeff.; H. monach-

ella [Scop.] Fr.) bonete (+10), bonetillo (50), bonete de cura

(106, 107), cagarrias (17, 41, 41b, 110), calipote (33, 40, 65, 75,

79), capirote (50), chispillas (41b), cogorda (11, 40, 45, 103),

crispilla (20, 40, 45, 50, 55, 62, 98), curitas (41b), gallarda/s (45,

103), herreros de chopo (iii), irijuela (20, 40), morceguillos (17,

41b, 110), moritos (17, 41, 41b, 110, xxviii), morrinegrillos (17,

41b, 110), morronguillos (41b), morronguitos (41b), negritos

(17, 41, 41b, 110), oreja de gato negra (20, 40), orejeta/s (17,

20, 40, 41, 41b, 110), orejicas de liebre (17, 41b, 110), orejillas

(41b), orejon/es (+10), orejotes (41b), orejuela (20, 40), orellan-

zos (28), perrochico (20, 40).

Nota: Por simplificación nomenclatural hemos considerado

sinónimos los 3 táxones mencionados, aunque hay autores

que difieren de este criterio.

Hericium coralloides (Scop.) Pers.: coral (i), hongo coral

(29, 79, 93), hongo real (i).

Hericium erinaceus (Bull.) Pers.: barba de cabra (+10), erizo

(11, 45), hongo coral (40), hongo erizado (103), seta erizo (24).

Heterobasidion annosum (Fr.) Bref.: yesquero añoso (15,

51, 67).

Hohenbuehelia petaloides (Bull.) Schulzer (= H. geogenia

[DC.] Singer) : seta de pino (2, 17, 30, 41, 41b, 80, 110), seta de

tocón (41b), seta de tronco (41b), seta de tronco de pino (41b),

seta de zocote (41b), seta negra de pino (11, 40, 45, 73), toco-

nera (17, 41b, 110), zoconera (17, 110), zocotera (41b).

Hohenbuehelia tremula (Schaeff.) Thorn & G.L. Barron (=

H. rickenii [Künher] P.D. Orton): seta de pino (41).

Hydnotrya tulasnei (Berk.) Berk. & Broome: trufa de la pra-

dera (10, 45, 75).

Hydnum albidum Peck.: gamuza (65), gamuza blanca (10,

51), lengua de gato blanco/a (10, 11, 45, 65, 103), lengua de

vaca blanca (92).

Hydnum repandum L.: gamuza (+10), lengua de buey (17,

87), lengua de gato (+10), lenguagato gamuza (70), lengua de

oveja (2, 12, 80), lengua de vaca (+10), mutón (iii), pie de cor-

dero (47, 64, 98, 114), piel de oso (64, 98, 114), seta de invierno

(69, 98), seta de serrín (40, 45, 62, 69, 87).

Hydnum rufescens Pers.: gamuza (20, 46, 65, 78, 99), gamuza

rojiza (64), lengua de gato (+10), lengua de gato rojiza (10, 11,

29, 40, 61, 65, 69, 79, 103), lenguagato ferruginosa (70), lengua

de oveja (99), lengua de vaca (20, 64, 78, 99), pie de cordero

(46, 64), piel de oso (64), seta de serrín (i).

Hygrocybe persistens (Britzelm.) Singer: seta inmutable (11).

Hygrocybe pratensis (Fr.) Murril (= cuphophyllus pratensis

[Fr.] Bon; = camarophyllus pratensis [Fr.] P. Kumm.; Hygro-

phorus pratensis [Fr.] Fr.): baboso de los prados (i), seta de

prado (45).

Hygrocybe psittacina (Schaeff.) P. Kumm.: loro verde (26b),

seta de papagayo (45).

Hygrophoropsis aurantiaca (Wulfen) Maire: falsa cantarela

(71, 93), falsa girola (96), falso rebozuelo (+10), falso rebozue-

lo anaranjado (i), rebozuelo anaranjado (+10), rebozuelo falso

(92, 96).

Hygrophorus spp.: babosas (112), llanega/s (1, 4, 10, 73), lle-

nega (10, 112), mocosa (10, 112).



Hygrophorus agathosmus (Fr.) Fr.: babosas (41), llanega

(90), llanega de olor a almendras (11, 90), llanega gris (45, 90,

108), llanega olorosa (3), llanega perfumada (1), mocosas (41),

seta de almendras amargas (45), seta olor a/de almendras (40,

45, 108).

Hygrophorus dichrous Kühner & Romagn.: babosas (41),

mocosas (41).

Hygrophorus gliocyclus Fr.: babosa (17, 41, 41b, 53, 97),

baboso/a blanco/a (10, 40, 41b, 87, 108), baboso negro (92),

llanega (41b, 83, 97), llanega blanca (17, 41b, 87, 108), llene-

ga blanca (10, 87), llimiau (87), mocosa (10, 17, 41), seta de

congrio (97).

Hygrophorus hypothejus (Fr.) Fr.: heraldo de invierno (93),

llanega amarilla (3).

Hygrophorus latitabundus Britzelm. (= H. limacinus [Scop.]

Fr.): babosa (17, 20, 40, 41b, 45, 97), baboso/a negro/a (10, 40,

41b, 45, 92, 108), llanega (41b, 45, 72, 87, 97, 103), llanega negra

(17, 41b, 45, 108), llanera (87), llanera negra (108), llenega (65,

92), llenega fosca (10), llenega gris (10, 92), llénega gris (71,

75), llenega negra (10), llezneiru (87), mocosa (10, 17, 20, 40,

41b, 50, 71, 87), pegalloso (10, 45, 108), seta de congrio (87, 97).

Hygrophorus ligatus Fr.: llanega de los pinos (90).

Hygrophorus marzuolus (Fr.) Bres.: hongo (41b), llanega de

marzo (102), marcera (25b, vi), marzuelo/s (35, 41b, 87), mar-

zuelu (87), marzuolo (3), marzuolu (87), seta de ardilla/s (+10),

seta de la nieve (87), seta de marzo (+10).

Hygrophorus persoonii Arnolds (= H. dichrous Kühner &

Romagn.): llanega (102), llanega de las encinas (90), llanega

parda (90), llanega negra (45), llenega (i, 46, 65), mocosa ne-

gra (10), rumosa (10).

Hygrophorus poetarum R. Heim: llanega blanca (3).

Hygrophorus russula (Schaeff.) Kauffman: hongo escarlata

(87), seta cardenal (17, 34, 87), vinatero (87), vinoso (108).

Hypholoma fasciculare (Huds.) P. Kumm.: seta fasciculada

(45).

Hypomyces lateritius (Fr.) Tul. & C. Tul. (= Peckiella lateritia

[Fr.] Maire): moho del níscalo (24), opo (16).

Hypoxylon fragiforme (Pers.) J. Kickx f.: verruga marrón (i, 46).

Hypsizygus ulmarium (Bull.) Redhead (= Lyophyllum ul-

marium [Bull.] Kühner): seta de olmo (11, 40, 45, 103, 109).

Hypsizygus tessulatus (Bull.) Singer: seta del haya (109).

Inocybe erubescens A. Blytt (= i. patouillardii Bres.): bruja

(19, 29, 40, 50, 51, 62, 67, 69, 101).

Inocybe geophylla (Fr.) P. Kumm.: bruja (17), sombrericos

(90), sombrerillo de chino (90).

Inocybe griseolilacina J. E. Lange: sombrericos (90), som-

brerillo chino (90).

Inocybe rimosa (Bull.) P. Kumm. (= i. fastigiata [Schaeff.]

Quél.): bruja/s (10, 17, 34, 64, 106).

Inocybe tenebrosa Quél.: sombrerillos (90), sombrerillo chi-

no (90).

Inonotus hispidus (Bull.) P. Karst.: yesquero erizado (11, 40,

45, 48, 56, 62, 75, 79, 80), yesquero radiado (15, 29).

Inonotus radiatus (Sowerby) P. Karst.: yesquero radiado

(51, 67).

Inonotus tamaricis (Pat.) Maire: yesquero de los atarfales

(90), yesquero de los tarayales (90), yesquero del taraje (90),

yesquero del taray (33, 48, 80), yesquero del taraye (90).

Laccaria amethystina (Huds.) Cooke: amatista (78), pim-

pinela morada (59, 71), pimpinela violeta (71), seta de color

violeta (11).

Laccaria laccata (Scop.) Cooke: manzanilla (14, 64, 71), pim-

pinela lacada (71), seta lacada (11).

Lactarius gr. deliciosus: guíscano/s (41, 41b, x), guizcanos

(88), hongo/s (41b, xxxii), mícula (xxxvi), míscalo (41b), miz-

cle (41b), mizclo/s (41, 41b, xxxii), níscalo (41b), nízcalos (88),

pebrazos (41), rebollón/es (41, 41b, xxxii), seta/s de pino (41b,

xxxii).

Lactarius gr. deliciosus atacado por Hypomyces lateritius

(Fr.) Tul. & Tul.: guíscano macho (41b), guíscano sin costillas

(41, 41b).

Lactarius atlanticus Bon: níscalo rojizo (11, 40, 73).

Lactarius blennius (Fr.) Fr.: níscalo mucoso (45).

Lactarius camphoratus (Bull.) Fr.: níscalo alcanforado (45).

Lactarius chrysorrheus Fr.: falso guíscano (17, 83, 110), falso

níscalo (5, 9, 20, 26b, 32, 45, 65, 97, 100), falso níscalo de enci-

na (33, 37, 40, 64, 79, 90), guíscano borde (17, 41b, 110), hongo

falso (xxxv), matasuegras (10, 45, 108), níscalo de leche ama-

rilla (11, 40, 45), níscalo de roble (102), nízcalo borde (89, 90),

rebollón de chaparra (10, 45, 108), seta de leche dorada (24).

Lactarius cistophilus Bon & Trimbach: nízcalo de jaras (90).

Lactarius controversus (Pers.) Pers.: níscalo blanco (11, 40,

45), níscalo de chopera (45, 103), níscalo de chopo (9), níscalo

rosado (1, 9), nízcalo de chopo (90), pebrazo de los chopos

(44), pebrazo rosado (20, 21, 29, 40, 45, 61, 106), seta raicera

(45, 103).

Lactarius deliciosus (L.) Gray: almizcle (71), amiscle (87),

amizcle (20, 40, 43, 71, 72, 87), anizcle (72, 87, 117), añizcle

(87), borracho (113), carolina/s (31, 87, xxxi), caroní (87), ca-

rrasqueños (41), cebollón (xxvi), fongo royo (10, 84, 87, 108),

fungu lleitariegu (87), gízcano (71), guiscano (i, 83, 117), guís-

cano (17, 66, 71, 87, 110), guíscano carrasco (41), guíscano

colorao (41b), guíscano de jara (41b), guíscano jareño (41b),

guíscano negral (17, 41b, 110), guízcano (2, 44, 85, 88, 89, 117),



güizcano/s (80, 117), hongo del pino (87, 99), hongo rodeno

(41b, xxxv), hongo royo (10, 25b, 87, xL), jícaro (95), lleiteiru

(87), mácula (i), mécula (vi), mícalo (71, 99), mícula (20, 40, 72,

87, 117), míscalo/s (10, 21, 44, 71, 79, 99, 113, 117), míscarru

(87), misclo (41b), mízcalo (+10), mízcalu (63), mizcle (i), miz-

clo (10, 71, 87, 110, 112, 117, 108, Li), mizclo colorao (41b), miz-

clo de rodeno (41b), mizclo rodeno (xxxii), negral (xxxv), nícala

(45), nícalo (+10), nícaro (87), nícola (1, 72, 87), níscalo (+10),

níspola (87), nízcalo (+10), ñícaru (87), ñíscalo (118), ñíscarru

(87), pinatel (100, xxxvii), piñutela (117), rebichuelo (10, 40, 45,

50, 87, 92, 108, 117), rebollón (10, 40, 45, 73, 87, 92, 108, 112,

117), robellón (+10), rovellón (44, 69, 89, 108, 114, xxxii), ro-

yas (117), royo (117), rubellón (xxxi, xxxvii), rubillón (95), seta

(xLviii), seta de cardenillo (20, 40, 47, 117), seta de nícalo (87),

seta de pino (10, 20, 40, 64, 69, 71, 89, 117, xviii), seta roya (87).

Lactarius glaucescens Crossl.: hongo pimentero (92).

Lactarius glyciosmus (Fr.) Fr.: níscalo perfumado (45).

Lactarius hemicyaneus Romagn.: nícalo (45), níscalo (45),

nízcalo (45).

Lactarius hepaticus Plowr.: níscalo color de hígado (11).

Lactarius lilacinus (Lasch) Fr.: níscalo lila (45).

Lactarius mairei Malençon: falso nízcalo peludo (90).

Lactarius mitissimus (Fr.) Fr.: níscalo anaranjado (11, 45).

Lactarius pergamenus (Sw.) Fr.: hongo pimentero (60, 75).

Lactarius piperatus (L.) Pers.: guíscano blanco (41), hongo

pimentero (15, 69), níscalo picante (45), níscalo pimentero (11,

45, 103), pebraza (40, 45, 51, 62, 64, 65, 67, 102, 103), pebrazo

(20, 43b, 108).

Lactarius quieticolor Romagn.: mizcle de prao (41b), mizclo

rodeno (xxxii), nícalo (45), níscalo (45), níscalo de tolla (xix),

nízcalo (45), rovellones (xxxii).

Lactarius quietus (Fr.) Fr.: falso nízcalo (90), níscalo del roble

(11, 45).

Lactarius salmonicolor R. Heim & Leclair: níscalo (51, 75),

níscalo de abetal (10, 40, 92), rebichuelo de abeto (40, 92), re-

bollón de abeto (40, 92).

Lactarius sanguifluus (Paulet.) Fr.: amizcles (72), anizcles (72),

borracho (10, 45, 108, xxxv), clavija (xv), guíscano (41, 66, 117),

guíscano carrasco (17, 41b), guíscano carrasqueño (17, 41b),

guíscano de enebro (41b), guíscano de sangre (83), guíscano

rojo (83), guíscano sabinero (41b), guízcano (2, 85, 88, 117), hon-

go borracho (xxxv), hongo negral (41b, xxxv), mácula (i), mícula

(72), míscalo (i), mízcalo (55), mizcle (ix), mizcle de loma (41b),

mizclo (117), mizclo borracho (41b), mizclo de buje (41b), mizclo

de negral (41b), mizclo de prado (xxxiii), nícalo (45, 55, 73, 117),

nícola (72), níscalo (1, 15, 40, 45, 55, 69, 97, 100), níscalo color

sangre (96), níscalo de leche roja (22, 117, i), níscalo de leche

vinosa (i), níscalo de sangre vinosa (10, 40, 105), níscalo de vino

(70), níscalo vinoso (11, 20, 40, 45, 71), nízcalo (40, 88, 117), nízca-

lo de sangre roja (90), nízcalo de sangre vinosa (61, 117), nízcalo

vinoso (46, 117), rebollón (72, 117), rebollón avinagrado (40, 92),

rebollón vinoso (10, 45, 108), robellón (97, 117), robellón vinoso

(46), rovellón (69), seta de cardenillo (40), seta de pino (40).

Lactarius semisanguifluus R. Heim & Leclair: amizcle (20,

40), guizcano (90), guíscano/s colorao/s (41, 41b), guíscano de

jara (41b), guíscano/s negral/es (41, 41b), guízcano (89), mícu-

la (20, 40), mizclo de rodeno (41b), níscalo (20, 40) nízcalo (89,

90), robellón (20, 40, 90), rovellón (40), seta de cardenillo (20),

seta de pino (20, 40, 89, 90).

Lactarius subumbonatus Lindgr.: falso nízcalo de la encina

(40).

Lactarius tesquorum Malençon: falso níscalo (80), falso níz-

calo de jara (90), guíscano borde (41b), guíscano de jara (41,

41b), guíscano falso (66), níscalo de las jaras (11, 40), rebollón

de estepa (108).

Lactarius torminosus (Schaeff.) Gray: falso níscalo (55, 60),

falso níscalo de abedul (9, 33, 64, 79), nícalo lanoso (45), nísca-

lo cabruno (64), níscalo de cabra (69), níscalo del abedul (11,

40, 102), níscalo falso (+10), níscalo lanoso (11, 40), níscalo

peludo (55), rebollón borde (40, 92), rebollón de cabra (10, 45,

108).

Lactarius turpis (Weinm.) Fr. (= L. necator [Bull.] Pers.): nís-

calo negro (9, 11, 40, 45).

Lactarius uvidus (Fr.) Fr. : níscalo húmedo (11).

Lactarius vellereus (Fr.) Fr.: guíscano blanco (41), níscalo

aterciopelado (45, 103), platera blanca (98).

Lactarius vietus (Fr.) Fr.: níscalo arrugado (11, 40).

Lactarius vinosus Quél.: guíscano borracho (41b), hongo

borracho (41b), misclo borracho (41b), mizclo borracho (41b,

xxxii)

Lactarius violascens (J. Otto) Fr.: níscalo violáceo (11).

Lactarius volemus (Fr.) Fr.: níscalo anaranjado (11, 45), nísca-

lo muchaleche (i), rebollón anaranjado (45, 108).

Lactarius zonarius (Bull.) Fr.: falso níscalo (56), falso níscalo

de caducifolios (79), guíscano borde (41b), níscalo zonado (11,

45).

Laetiporus sulphureus (Bull.) Murrill: pollo de los bosques

(24).

Lanzia echinophila (Bull.) Korf: copitas del castañero (70).

Laurobasidium lauri (Geyl.) Jülich (= exobasidium lauri

Geyl.): cobera (95), cobera chica (95), griego (94), madre de/l

loro (38, 12, 70, 94, L), maire de loro (94), manos de loro (94),

panales (95), papa fría (L), papas (L), rosquetes (94), rosquetes

de loro (94).



Nota: loro es el nombre vulgar de la especie arbórea Laurus

azorica.

Leccinum spp.: bejines (41), bojines (41).

Leccinum aurantiacum (Bull.) Gray: boleto anaranjado (11,

15, 22, 40, 46, 62, 78, 79, 108), boleto rojo (108), hongo anaran-

jado (i, 46).

Leccinum carpini (R. Schulz) M.M. Moser ex D.A. Reid (=

Leccinum pseudoscabrum (Kallenb.) Sutara): boleto áspero

(15, 40, 62, 75), esponja de los carpes (i), mucerón (60).

Leccinum corsicum (Rolland) Singer: boleto de jara (7, 9,

37), esponjes (viii), faisán (41b), faisán de la jara (80, xxxvii),

tentullo de jara (100).

Leccinum crocipodium (Letell.) Watling: boleto cuarteado

(11, 71, 75), faisán (89), faisán de jara (71).

Leccinum duriusculum (Schulzer ex Kalchbr.) Singer: boleto

del álamo (37), boleto de los chopos (i, 11), faisán del álamo (i).

Leccinum lepidum (H. Bouchet ex Essette) Bon & Contu:

boleto agradable (40, 62, 75, 108), boleto de la encina (90, 108),

esponjes (viii), faisán/es (17, 34, 72, 80, 88, 90, xxxvii), faisán

de carrasca (87), porro de chaparro (87), tentullo de jara (100).

Leccinum quercinum Pilat: boleto anaranjado (47), hongo

anaranjado (47).

Leccinum scabrum (Bull.) Gray: boleto áspero (22, 40), bole-

to de abedul (i, 108), boleto rudo (i).

Leccinum versipellis (Fr. & Hök.) Snell: boleto rojizo (40, 51,

67, 71).

Lentinula edodes (Berk.) Pegler (= Lentinus edodes [Berk.]

Singer): elixir de vida (71), seta china (71, 111), seta de la vida

(45), seta japonesa (71), shiitake (+10).

Lentinus tigrinus (Bull.) Fr.: seta de olmo (xxx).

Lenzites betulina (L.) Fr.: abanico del roble (11, 45), yesquero

de abedul (i, 46), yesquero de láminas (11, 45).

Lepiota brunneoincarnata Chodat & C. Martín: mucerón

(60).

Lepista inversa (Scop.) Pat. (= L. flaccida [Sowerby] Pat.):

pampeta (93), seta de embudo (90).

Nota: algunos autores separan los dos táxones sinonimiza-

dos.

Lepista irina (Fr.) H. B. Bigelow: seta de olor a lirio (45).

Lepista nuda (Bull.) Cooke: azulona (i), borracha (+10), cabo

azul (45, 87), cardenal (10, 11, 45, 71, 87, 103), cogorda la fueya

(87), inverniza (xvii, 30), lepistonuda (24), mango azul (71, 87,

96), moradilla (16, 55, 59), moraílla (41b), nazarena (10, 11, 32,

35, 45, 87, 103), nazarenos (71), pezón azul (10, 44, 46, 48, 62,

71, 79, 99, 114), pie azul (+10), pie violeta (69), pimpinela mo-

rada (46, 109), pistonuda (10, 25b, 44, 78, 99), seta azul (41b,

87), seta campera (10, 108), seta d’ancina (87), seta de encina

(xLix), seta de junco (118), seta de manzano (108), seta de pe-

zón azul (41b), seta de pie azul (48), seta de riñón (45), seta

morada (10, 87, 108), seta violeta (64, 114), túnica de Cristo

(71), xeta xardón (87).

Lepista panaeolus (Fr.) P. Karst. (= L. luscina [Fr.] Singer):

pardina (iv, 63), seta de berezo (87), seta de biércol (87), seta

de brezo (+10), seta de las colinas (87), seta de verdegueo (i).

Nota: algunos autores separan los dos táxones sinonimiza-

dos. Y otros sinonimizan este taxon con Lepista rickenii.

Lepista personata (Fr.) Cooke (= L. saeva [Fr.] P.D. Orton):

cabo azul (20, 40, 87), cogorda reñón (87), inverniza (30, 87,

xvii), ivierniza (87), mango azul (50), nazareno (i), pezón azul

(5), pezón morau (87), pie amatista (69, 71, 96, 114), pie azul

(69, 114), pie morado (108), pie violeta (+10), seta de cabo azul

(87), seta de encina (13), seta de pezón azul (21, 24, 87, 113),

seta de pezón morado (9), seta de pie violeta (48). seta de ri-

ñón (9, 11, 32, 40, 87, 103, i, xxv), seta reñón (87).

Lepista rickenii Singer: pardina (3), seta de brezo (4, 43, 65,

71, 75).

Leucoagaricus leucothites (Vittad.) Wasser (= Lepiota nau-

cina [Fr.] P. Kumm.): falso champiñón (45), palomita (i).

Leucogyrophana mollusca (Fr.) Pouzar: costrón anaranjado

(119).

Leucopaxillus candidus (Bres.) Singer (= clitocybe candida

Bres.): blanca de otoño (20, 40, 96), blanquilla (102), cándida/s

(+10), cañisierra (87), chirgola de chinebro (87), fina de tardío

(20, 40), platera blanca (i), platera mayor (71), sanmiguelera

(112), seta de biércol (20, 40, 45), seta de brezo (20, 40), seta de

chaparra (41b), seta de enebro (87), seta de las praderas (11),

seta de praderas (40), seta de páramo (87), seta de pradera

(45, 71), seta de roble (87), seta fina de tardío (71, xxxii).

Leucopaxillus gentianeus (Quél.) Kotl. (= L. amarus [Alb. &

Schwein.] Kühner): seta amarga (11, 45, 62, 70, 75), seta ama-

rilla (40).

Nota: Para algunos autores los dos táxones sinonimizados

corresponden a especies diferentes.

Leucopaxillus giganteus (Sowerby) Singer: bujera (10, 108),

cándida (108), seta de chaparra (41b), seta de enebro (10, 108),

seta de ontina (10, 108), seta rastrera (10, 108).

Leucopaxillus lepistoides (Maire) Singer: blanquilla de oto-

ño (87), champiñón de vaca (10), chapela (i), chapela blanca

(i), garduña (10, 71, 96), pan de pueblo (71, 116), perrochico del

tardío (87), seta de chaparra (87), seta de páramo (10), seta de

piedra (87, 113), seta de sanmiguelada (87).

Leucopaxillus paradoxus (Costantin & L.M. Dufour) Bour-

sier: blanquilla (69).

Lycoperdon spp.: bejín (10, 89), cajetas del diablo (95), cues-



co de lobo (17, 89, x), follolobo (41, 41b), follón (41b), follón de

lobo (41b), follos de lobo (41, 41b, xi), honga/o (95), hongo del

diablo (95), hongo fofo (95), huevos del diablo (95), jedionda

(95), nacida (95), pedo/s de lobo (1, 17, 41, 41b, 89), pedolobo

(41b), peos de lobo (xxxi), peos de perro (xxxi) peu de rapo-

su (6), peu de zorra (41b), polvitos del diablo (95), polvos del

diablo (95).

Lycoperdon echinatum Pers.: bejín (4, 65, 102), bejín erizado

(15, 20, 40, 45, 48, 51, 79), bola erizada (11, 40, 60, 75, 106), cues-

co de lobo (4, 48, 65, 102), cuesco de lobo erizado (20, 40, 79,

90), pedo de lobo (45), pedo de lobo erizado (20).

Lycoperdon ericaeum Bonord.: pedo de lobo (45).

Lycoperdon lambinonii Demoulin: bejín (65), cuesco de lobo

(65), honga (95), hongo (95), hongo del diablo (95), hongo fofo

(95), jedionda (95), nacida (95), cajetas del diablo (95), huevos

del diablo (95), polvitos del diablo (95), polvos del diablo (95).

Lycoperdon mammiforme Pers.: bejín (20), cuesco de lobo

(20), pedo de lobo (20).

Lycoperdon molle Pers.: bejín (4, 65), bejín blando (51, 61),

cuesco de lobo (4, 65), pedo de lobo (i), pedo de lobo gris (11),

pedo de zorra (16).

Lycoperdon nigrescens Pers. (= L. foetidum Bonord.): bejín

(4, 65), cuesco de lobo (4, 65), pedo de lobo (100), pedo de

zorra (100).

Lycoperdon perlatum Pers.: bejín (4, 65, 71, 87, 106), bejín

perlado (11, 15, 20, 78, 92, 103), bojín (87), bufas (87), bufines

(108), bufines de llobo (87), bufiona (94), bufiones (94), bufo

(94), bufo de burro (94), bufo del diablo (94), bufones (94),

bufu llobu (87), cacaforra/s (9, 87), cagajones de burro (94),

cagajorras (87), ciscu-llobu (87), cuesco de lobo (26b, 48, 60,

71, 79, 92), cuesco de lobo perlado (44, 64, 79), cuesco perla-

do (63), fullegues (87), funganiellu (87), fungón (87), fungu

(87), fungueiru (87), fuxinas de lobo (108), hongo de burro

(94), jetones (87), jiscu de llobu (87), jongo (94), jongo de bu-

rro (94), moñigos de burro (94), peorras (94), pantorros (87),

pedo de loba (87), pedo de lobo (71, 87, 108), pedo de zorro/a

(16, 87, 100), peu de llobu (6, 87), peu llobu (87), peu de ra-

poso (63, 87), peu de raposu (6, 56), polvera (94), polvorones

(94), soplones (94).

Lycoperdon pyriforme Schaeff.: bejín (65), bejín en forma

de pera (20), bejín piriforme (60, 64), cuesco de lobo (20, 65),

cuesco de lobo piriforme (64), pedo de lobo (20), pedo de

lobo de la madera (40).

Lycoperdon umbrinum Pers.: bejín (4, 65), bejín blanco (52),

bejín blando (75), bejín pardo (62), cuesco de lobo (4, 40, 65),

pedo de lobo (40).

Lyophyllum decastes (Fr.) Singer (= L. aggregatum [Schaeff.]

Kühner): chipeta (108), seta agregada (70), seta agrupada (11,

45), seta de tocones (97).

Macrocystidia cucumis (Pers.) Joss.: seta con olor a pepino

(11, 40, 45).

Macrolepiota spp.: calceta (xviii, xLix), gallipierno (2), para-

guas (66, xviii, xLix), parasol (89, xLix), seta de la anilla (xviii).

Macrolepiota excoriata (Schaeff.) Wasser: apagador blanco

(15, 40, 65, 102), apagador menor (11, 40, 45), paloma blanca

(21), parasol (11, 40, 45), parasol pequeño (20, 40).

Macrolepiota fuligineosquarrosa Malençon: apagador (20,

40), matacandelas (20, 40), parasol (20, 40).

Macrolepiota konradii (Huijsman ex P.D. Orton) M.M. Mo-

ser: apagador (20), matacandelas (20), parasol (20).

Macrolepiota mastoidea (Fr.) Singer: apagador (20, 40), apa-

gador mamelonado (45), apagador umbonado (i), galipierno

(33), matacandelas (20, 40), paraguas (41), parasol (20, 40, 45),

parasol mamelonado (3), sombrilla (i).

Macrolepiota phaeodisca Bellù: galipierno (viii), maza de

tambor (viii), seta de escoba (xLv), seta de majadal (viii).

Macrolepiota procera (Scop.) Singer: apagador (26b, 45, 60,

64, 71, 99, 105, 108, 111), apagavelas (10, 50), cachiporra (46,

71, 72), cachotes (28), calabaza de anillo (98), calceta (13),

carceta (87), cerillones (viii), chaupín (87), chupín (8), coco-

cha (87), cocorra/s (10, 17, 30, 41b, 50, 72, 87, 110), cocorril (i),

cogollu (87), cogolmillo (71, 118), cogomiellu (87), cogomillo

(87), cogordil (87), cogordo (28, 87), cogormillo (xx), cogorzo

(43, 71, 87), cogorzu (87), cogumelo (98), coscorra/s (17, 41b),

cubeta (87), cucarril (87), cucumiellu (78, 87), cucurril (9, 32,

78, 87, i, xxv), cucurrin (87), cucuxeiru (87), cucuxiellu (87),

faradiellu (87), fonqueta (50), frades (87), fusa (87), galamper-

na (1, 46, 55, 61, 64, 71, 98, 114), galampierna (98), galapierna

(41b), galasperna (98), galipierna/o (10, 37, 46, 71, 87, viii),

galipiérnago (33), galipiorno (87), gallipierno/a (10, 40, 50, 80,

87, 89, xvviii, xLvii), hongarilla (98), hongo (87, 118, iii), hongo

blanco (xxxiv), hongo con anillo (i), hongo de la viña (118),

jarretiera (98), jongo (i), jongu (87), lamperna (98), malpar-

da (98), marifusa (87), matacandelas (+10), matacandil (44,

48, 64, 114), maza de tambor (viii), morilla (i), nariz de gato

(71, 98, 114), palo de tambor (40, 71, 89), paloma (10, 21, 111),

pan de cobra (62), pan de culebra (62), pan de lobo (62), pan

de sapo (62), panteiro (i), pantorro (118), pantrigueira (87),

paraguas (17, 41, 41b, 44, 64, 71, 87, 114), paragüeras (41b),

paragüero (xLiv), parasol (+10), patamelas (28), perdiz (98),

perigallos (41b), pitorro (xix), potrecón (10, 50), pretenciosa

liga (98), roco (87), roquete (xxv), roquetes de cristianu (87),

roquiello (87), roquil/es (9, 78, 87, iii), roquete (9, 78), roquites

(71), seta con anillo (69, 71), seta con liga (98), seta culebra



(71), seta de anillo (13, 87, 98), seta de calceta (98), seta de ga-

yuba (10, 45, 108), seta de pechina (41b), sombrilla (41b, 71,

85), tartullo (118), tentullo (71), tortullo (25, 37, xix), trigueira

(87), zarrota/s (28, xxi).

Macrolepiota subsquarrosa (Locq.) Bon: apagador (20), ma-

tacandelas (20), parasol (20).

Macrotyphula fistulosa (Holmsk.) R.H. Petersen: lengua de

tierra (119).

Marasmius alliaceus (Jacq.) Fr.: seta de olor a ajo (11, 40,

45, 103).

Marasmius androsaceus (L.) Fr. (= Setulipes androsaceus

[L.] Antonín): seta aspirina (11, 45, 103).

Marasmius collinus (Scop.) Singer: corredera falsa (96), fal-

sa senderuela (11, 45, 103).

Marasmius epiphylloides (Rea) Sacc. & Trotter: paracaidas

de la hierba (70).

Marasmius hudsonii (Pers.) Fr.: paracaidas ilicíneo (70).

Marasmius oreades (Bolton) Fr.: bailarina (45, 103), bergue-

rizo (10, 87, 108), bruxa (63), cagaforra (xxvi), cagarrinas (71),

cagurrietas (87), capucha/s (+10), capuchina (vii), capucina

(23), carreretes (50, 87), carrerilla/s (+10), carreruela (74),

carretilla/s (11, 40, 87), carriliera (87), clavito (20, 40), corrale-

ra (87), correlindes (71), correola (71, 98, 99), culubrujas (87),

falso muserón (40, 62, 69), fongareta (87), fongeta (10), fon-

gueta (87, 108), gusarones (50, 87), hongareta (10, 108), hon-

go de rila (87), marienmas (64, 71, 97), michardina (xxxix),

mizcalillo de prado (5), moixardinas (108), mucerón falso (71,

98, 99), muchardina (10, 92), musarones (16, 87), muxardons

(87), muxardina (87, 108), nansaritas (72, 87), ninfa (+10), pa-

ragüillas (41b, xxxii), pezón de monja (71), pucherete/s (30,

40, 41b, 87, xxxii), rileras (50, 87), ringladera (10, 108), rojilla

(+10), senderilla/s (71, 72, 87, 108, 113, i), senderina/s (16, 71,

87), senderita (41b), senderuda (98), senderuela (+10), seta

de cardillo (26b, 98, xiii), seta/s de carrerilla (+10), seta de

carretera, (87), setas de carretilla (87), seta de corrillo (98),

seta de corro (9, 65, 87, 99, 105, 111), seta de corro de brujas

(21, 71, 97), seta de palillo (66, 71), seta de prado (12), seta

de reguerilla (87), seta de rilón (87), seta de ringlera (10, 87),

seta de sombrerillo (87), setas carrileras (i), setillo (113), se-

tín (16), sombrerillos (113).

Marasmius rotula (Scop.) Fr.: aspirina (i).

Melanogaster variegatus (Vittad.) Tul. & C. Tul.: falsa trufa

(90).

Melanoleuca spp.: seta de caña (30), setas de cañaje (41), se-

tas de cañeja (41), setas de palotillo (i), setas de pradillo (41).

Melanoleuca cognata (Fr.) Konrad & Maubl.: seta de color

miel (11).

Melanoleuca excissa (Fr.) Singer (= M. kuehneri Bon): seta

de caña gris (11, 40, 45).

Melanoleuca grammopodia (Bull.) Murrill: cañadeja (20,

40), cañadilla (19, 20, 40, 45, 62, 103), cañareja (19, 20, 40, 45,

62, 103), princesita (102), seta de caña (+10), seta de cañeja/e

(17, 41b, 110), seta de cañote (41b), seta de majada (20, 40, 45,

55), seta de pasto (41b), seta de pradillo (110), seta de praíllo

(17), seta pezón (3).

Melanoleuca melaleuca (Pers.) Murrill: cañadeja (33, 92),

cañadilla (19, 33, 48, 62), cañareja (19, 33, 45, 46, 48, 51, 62),

seta de caña (33, 45, 60, 79, 92), seta de caña parda (119), seta

de cañadilla (22, 45, 46, 51, 79, 92).

Melanoleuca polioleuca (Fr.) G. Moreno (= M. vulgaris [Pat.]

Pat.): cañareja (44), seta de caña (44), seta de cañadilla (44).

Melastiza chateri (W.G. Sm.) Boud.: lenteja roja (11).

Mitrophora semilibera (DC.) Lév. (= Morchella semilibera

DC.): cagarria (17, 21), colmenilla pequeña (11, 21, 40, 45),

crespillo (+10), pitines (xLviii).

Nota: algunos autores dan predilección a Morchella semili-

bera.

Mitrula paludosa Fr.: mitra de los pantanos (78).

Morchella spp.: amanjarras (50), agallardas (50), bresqui-

llas (112), cagarria/s (+10), cagurria/s (41b, 108), colmenicas

(41b), colmenilla (17, 34, 41b, 55, 72, 89, 92, 108), crespilla

(xLix), espongicas (41b), manjarrias (50, 72), morilla (34, 108),

morluga (108), morrongla (92, 108), morrulla (84), morrungla

(108), múrgula (108), panaleja/s (41b, 110), pantorras (28),

pantorrilla (108), piña (108), piñuelas (41b, 73, 110, xxxii), to-

caíla (110), tocaillas (41b, xxxii, Li).

Morchella angusticeps Peck: cagarria (20), cespaño (20),

colmenilla (20), morilla (20).

Morchella conica Pers.: cagarria (+10), carraspina (98), ces-

paño (20, 40), colmenilla (48), colmenilla cónica (11, 15, 40, 51,

60, 64, 75), colmenilla gris (40), comenilla negra (45, 103), ga-

llarda (45), manjarria (105), morilla (40, 45, 64, 79, 97), morilla

cónica (i), morrongla (40, 45), panaleja (17), pantorra (9, 78),

pantorrilla (20, 40), patorrilla (20, 40), piñuela (17, 78), tocailla

(17), zarrota (78).

Morchella costata (Vent.) Pers.: cagarria (45, 100), carraspi-

na (98), colmenilla (45), gallarda (45), morilla (45), morrongla

(45).

Morchella deliciosa Fr.: cagarria (45), carraspina (98), col-

menilla (45), colmenilla de los quemados (119), gallarda (45),

morilla (45), morrongla (45).

Morchella elata Fr.: cagarria (40, 44, 45, 62, 79), cagarria de

pino (41b), cagarria de pinzapo (87), cagarria de piña (41b), ca-

garria negra (41), capirote (87), carraspina (98), cespaño (20),



cogorda la cuaresma (87), colmenica (41), colmenilla (40, 41,

44, 45, 62, 79), colmenilla negra (17, 41b, 110), crespilla de pino

(87), gallarda (45), mangarria (16), manjarria (16, 106), manja-

rria negra (87), morilla (40, 44, 45, 62, 79), morrongla (40, 45),

panalejas (41), pantágano ñigru (87), pantorras (78), piñuela

(78), piñuela del pino (87), trebu fuscote (87), zarrota (78).

Morchella elata var. purpurascens (Krombh. ex Boud.)

Kreisel (= Morchella purpurascen [Krombh. ex Boud.]

Jacquet.: cagarria (20), cespaño (20), colmenilla (20), morilla

(20).

Morchella elatoides Jacquet.: cagarria (45, 100), carraspina

(98), colmenilla (45), gallarda (45), morilla (45), morrongla (45).

Morchella esculenta (L.) Pers. (= M. rotunda [Fr.] Boud.):

agallarda (87), bresquilla (87), cagarreta (87), cagarria (+10),

cagarria blanca (41, 41b), cagurria (87), carraspina (98), casca-

rria (87), celdillas (71), cespaño (20, 40, 87), colmenica (41), col-

menilla (+10), colmenilla blanca (17, 110), colmenilla redonda

(15, 60, 64, 74, 75, 97), crespa (87), crespilla (98), crespilla de río

(xLix), crispilla (87, 99), gallarda (11, 45, 87, 98, 99), manjarria

(71, 87, 105), mórgula (87), morilla (+10), mórluga (87), morron-

gla (40, 45, 87), panalejas (41), panales (71), pantaganu (87),

pantángano (98), pantorra (9, 87), pantorrila (20), pantorrilla

(20, 40), pantorru (87), pantoya (87), patorrilla (40, 87), piñuela

(87), seta de cuaresma (63), trebu la fada (87), tripeta (87).

Nota: Morchella rotunda se sinonimiza con Morchella escu-

lenta, como una variedad en el taxon Morchella esculenta var.

rotunda Pers.

Morchella esculenta var. rigida (Krombh.) I.R. Hall, P.K.

Buchanan, Y. Wang & Cole: cagarria (45), carraspina (98),

colmenilla (45), gallarda (45), morilla (45), morrongla (45).

Morchella esculenta var. umbrina (Boud.) S. Imai (= M.

umbrina fo. macroalveola Jacquet.): cagarria (45, 75), carras-

pina (98), colmenilla (45), gallarda (45), morilla (45), morron-

gla (45).

Morchella eximia Boud.: cagarria (45), carraspina (98), col-

menilla (45), gallarda (45), morilla (45), morrongla (45).

Morchella vulgaris (Pers.) Boud. (= M. esculenta var. vulga-

ris [Pers.] A. Gennari): agallarda (10), amanjarra (10), cagarre-

ta (26b), cagarria (10, 20, 100), cagurria (26b), carraleja (26b),

carraspina (98), cespaño (20), colmenilla (10, 20), colmenilla

gris (56, 59, 75, 82), crespilla (10), gallarda (10), grispilla (10),

manjarria (10), morilla (10, 20), morrongla (10), morrungla (10),

múrgula (10), pantorrila (20), pantorrilla (10, 20), piña (10).

Nota: algunos autores consideran a Morchella conica como

sinónimo de Morchella vulgaris con preferencia de este último

binomen.

Mutinus caninus (Huds.) Fr.: falo de perro (11), falo perruno

(15, 45, 46, 60, 61, 62, 64, 75), pichica de perro (90).

Mutinus elegans (Mont.) E. Fisch.: falo perruno (65).

Mycena filopes (Bull.) P. Kumm.: mucerón (60).

Mycena pura (Pers.) P. Kumm.: hongos (90), jongos (90),

seta translúcida (40).

Mycena seynesii Quél. (= M. seynii Quél., corregido por P.A.

Saccardo): seta de las piñas (44), seta de piña (89).

Mycenastrum corium (Guers.) Desv.: bejín duro (11).

Myriostoma coliforme (Dicks.) Corda: estrella de tierra de

múltiples bocas (22), seta salero (45).

Myxomphalia maura (Fr.) Hora:seta de ombligo (119).

Nectria cinnabarina (Tode) Fr.: morita bermeja (70).

Neobulgaria pura (Pers.) Petr.: gelatina blanca (11).

Odonticium flavicans [Bres.) Nakasone (= Odonticium

monfraguense M.N. Blanco, G. Moreno & Manjón): yesquero

de Monfragüe (119).

Omphalotus olearius (DC.) Singer: seta de impelte (10, 108),

seta de olivera (10, 108), seta de olivo (+10), seta fosforescen-

te (64).

Onygena equina (Willd.) Pers.: seta de los huesos (46).

Otidea alutacea (Pers.) Massee: oreja de asno (40, 45, 103),

oreja de liebre (90).

Otidea bufonia (Pers.) Boud.: oreja de asno (11), oreja de

asno negra (20), oreja de asno oscura (51, 70), oreja de liebre

negra (20).

Otidea cantharella (Fr.) Sacc. (= Otidea concinna (Pers.)

Sacc.; Flavoscypha cantharella [Fr.] harmaja): oreja de asno

(46).

Otidea leporina (Batsch) Fuckel: oreja de liebre (61).

Otidea onotica (Pers.) Fuckel: oreja de asno (26b, 45, 60, 92),

oreja de conejo (11), oreja de liebre (20, 62).

Otidea umbrina (Pers.) Bres.: oreja de asno oscura (52).

Oudemansiella mucida (Schrad.) Höhn.: seta de haya (i),

seta de las hayas (11, 40), seta viscosa de las hayas (45).

Panaeolus spp.: angelitos (xviii), monguis (i).

Panaeolus campanulatus (L. ) Quél. (= P. papilionaceus

[Bull.] Quél. var. papilonaceus): hongo fematero (108).

Paxillus involutus (Batsch) Fr.: seta enrollada (11, 15, 20, 40,

45, 46, 69).

Peziza spp.: cabacitos (108), capacitos (108), orejones (Li).

Peziza ammophila Durieu & Mont.: cazoleta de la arena

(119).

Peziza badia Pers.: oreja de cerdo (93).

Phaeolepiota aurea (Matt.) Maire: seta enfundada (11, 45).

Phaeomarasmius erinaceus (Fr.) Scherff ex Romagn.: seta

flocosa (11, 40).

Phallus hadriani Vent. (= Ph. imperialis Schulzer): falo he-



diondo (65), falo imperial (11, 45, 52, 61), seta falo (45).

Phallus impudicus L. (= Ph. foetidus Sowerby): colmenilla

fétida (i), falo hediondo (45, 60, 64, 90), falo impúdico (45, 64),

hongo falo (90), huevo del diablo (i).

Phellinus igniarius (L.) Quél. (= Ph. nigricans [Fr.] P. Karst.):

carrochas (28), enciende fuegos (46), falso yesquero (29, 46,

51, 61, 65, 67, 69, 102), hongo yesquero (45, 79), yesca (45, 79,

93), yesquero de los sauces (72).

Phellinus pini (Brot.) Bondartsev & Singer: hongo del pino

chamoso (43), yesquero de los pinos (11).

Phellinus torulosus (Pers.) Bourdot & Galzin: yesquero

acorchado (119), yesquero de la encina (17, 90).

Pholiota adiposa (Batsch) P. Kumm.: seta grasienta (11, 45).

Pholiota aurivella (Batsch) P. Kumm.: seta dorada (11).

Pholiota gummosa (Lasch) Singer.: seta elástica (11, 40, 45,

119).

Pholiota highlandensis (Peck) A.H. Sm. & Hesler (= Ph.

carbonaria [Fr.] Singer): seta de las carboneras (11, 45).

Pholiota lucifera (Lasch) Quél.: seta luminosa (11).

Pholiota populnea (Pers.) Kuyper & Tjall.-Beuk. (= Ph. de-

struens. [Brond] Guillet; Hemipholiota populnea [Pers.] Bon):

matachopo (108), seta destructora (11, 45, 75), seta de chopo

destructora (61).

Picoa spp.: monegrillos (110), negrillos (110), tacones de pe-

rro (110).

Picoa juniperi Vittad.: monegrillos (41).

Picoa lefebvrei (Pat.) Maire: bolnegros (41b), chivato/s de

las turmas (34, 54, 115), criadas de conejo (12), mierda de gato

(53), monagrillo (34, 81), monaguillos (41b), monegrillos (17,

41b, 115), negrillos (17, 34, 41b, 114, 119), papas crías de gato

(53), papascrias de ratón (12), papas de gato (53), tacones de

perro (17, 41b), turma negra (34).

Piptoporus betulinus (Bull.) P. Karst.: yesquero de/l abedul

(6, 40, 45, 56, 60, 69, 79).

Pisolithus arhizus (Scop.) Rauschert (= P. tinctorius [Pers.]

Coker & Couch): bejín de polvos (87), bejín de tinta (87), cues-

co de lobo (17), jetón de tinte (87), maza de cuneta/s (11, 40,

45), maza de los caminos (87), maza tintorera (119), patacas

del tinte (87), pataquín de bruxa (87), pedo de lobo (41b), pedo

de lobo amarillo (87), polvo amarillo (87), puño del muerto

(44), seta de/l tinte (45, 87), seta de los tintoreros (76), seta

tintórea (40), tintorera (27), zurullo de monte (87).

Phlebia rufa (Pers.) M.P. Christ.: cera roja (119).

Pleurocybella porrigens (Pers.) Singer (= Phyllotus porri-

gens [Pers.] P. Karst.): espátula blanca (11).

Pleurotus citrinopileatus Singer: botón de oro (109), cuerno

de la abundancia (109), seta de oro (109).

Pleurotus cornucopiae (Paulet) Rolland: cuerno de la

abundancia (4, 45, 60, 75), morro de vaca (108), seta de acacia

(108), seta de almendro (108), seta de mimbrera (108).

Pleurotus djamor (Rumph. ex Fr.) Boedijn. (= Pl. salmo-

neostramineus Lj.N. Vassiljeva): seta del amor (109), seta rosa

(109), seta salmón (109).

Pleurotus dryinus (Pers.) P. Kumm.: oreja de fraile (90), seta

de roble (41b).

Pleurotus eryngii (DC.) Quél. var. eryngii: chirgola (10, 71,

87, 98, 108), chirigola (10, 108), chirigoleta (45, 108), chiringo-

leta (10), cogorda de cardiellu (87), concoidea (i), cucas (71),

gatuña (40, 45), girjola (108), hongo panical (10, 108), jeta (10,

xLix), oreja de/l cardo (46, 69, 71, 99), orejilla (98), orejuda (98),

ourella ‘l cardu (87), presquilla (71, 98), seta (1, 13, 17, 41b,

113, xLviii), seta cardera (41b, xxxii), seta de caña (87), seta de

cañaeja (40, 45), seta de cañafleja (87), seta de cardacuca (17,

41b, 87, 41, 110), seta de cardencha (20, 40, 45), seta de cardillo

(87), seta de cardincha (87), seta de cardo (+10), seta de cardo

cuco (2, 17, 40, 44, 71, 80, 85, 87, 41, 110), seta de cardo corre-

or (xLix), seta de cardo volador (13), seta de cardocuco (41b),

seta de carracuca (17, 40, 41, 41b, 110), seta de cucharilla (17,

41b, 110, xxxii), seta de cuco (i), seta de galoya (87), seta de

gatuña (11, 32, 35), seta de lastra (10, 87, 108), seta de pinche

azulón (41b).

Pleurotus eryngii var. ferulae (Lanzi) Sacc. (= Pl. fuscus var.

ferulae (Lanzi) Bres.): seta de caña (5, 37, 103, 108, 113, 118),

seta de cañaeja (88), cañaferla (71), seta de cañaheja (5, 12,

80, xLix), seta de cañaleja (39), seta de cañareja (113), seta de

cañegla (113), seta de cañeje (17, 41), seta de cañijelga (113),

seta de cañisierra (5), seta de la férula (71), seta de junco

(108), seta de hinojo (xLvi), seta de pericotón (xvi).

Nota: Se ha propuesto el taxon Pleurotus eryngii var. thapsiae

Venturella, Zervakis & Saitta para la variedad que habita sobre

raíces de Thapsia garganica L. en Sicilia (también presente en

Baleares); y que seguramente sea la misma que crece sobre

Thapsia villosa L. en España.

Pleurotus nebrodensis (Inzenga) Quél. (= Pl. eryngii var.

nebrodensis (Inzenga) Sacc.): seta de caña (11, 45, 69, 71, 75,

109), seta de cardo blanca (71).

Nota: Algunas identificaciones de esta especie pudieran co-

rresponder a Pleurotus eryngii var. thapsiae o Pleurotus eryn-

gii var. ferulae.

Pleurotus ostreatus (Jacq.) P. Kumm.: anguilera (20, 45, 55,

87), cabeza de fraile (50), falsa seta de cardo (26, 37, 68, 71, 97),

falsa seta de cardo de madera (12, 33, 48, 64, 75), hongo bravío

(71), hongo de puerco (i), negritos (10, 89), oreja de burro (xix),

oreja de cerdo (10, 108), oreja de fraile (10, 45, 71, 89), orejaza



(i), orellana (46), orellanes (69), perigallos (Li), seta blanca del

olivo (66), seta cultivada (44, 71), seta de almez (41b), seta de

alpaca (+10), seta de árbol (118), seta de bandeja (71), seta de

bimbrera (41b), seta de cepa (17, 41, 41b, 44, 87, 110, 113), seta

de chaparro (xviii), seta de chopo (41, 41b, 89, 97, 98, i, xLix),

seta de chopo gris (72, 87), seta de chopo negra (11, 41b, 45,

103), seta de concha (+10), seta de escalón (17, 41, 41b, 110),

seta de mano (20), seta de mimbre (41b, 80), seta de mimbrera

(41b), seta de nogal (87), seta de noguera (10, 108), seta de

olmo (10, 17, 41b, 87, 108, 110), seta de ostra (+10), seta de

paca (80, 112, xviii), seta de paja (1, 41b), seta de paleira (87),

seta de parra (41b, i), seta de peana (11, 45, 87, 103), seta de re-

tama (xvi), seta de sarga (41b, xxxii), seta de sauce (41b), seta

de tocón/es (46, 71, Li), seta de tocona (85), seta de viña (41b),

seta negra de chopo (10, 17, 41b, 110), seta negra del pino (66),

seta ostra (44), seta ostreada (112), tejas (50).

Porostereum spadiceum (Pers.) Hjortstam & Ryvarden (=

Lopharia spadicea [Pers.] Boidin): pellejo pardo (119).

Polyporus corylinus Mauri (= P. tunetanus [Pat.] Sacc. & D.

Sacc.): seta de borto (42, 62, 75), seta de quemada (42, 62, 75).

Polyporus squamosus (Huds.) Fr.: seta escamosa de chopo

(90).

Polyporus umbellatus (Pers.) Fr. (= dendropolyporus um-

bellatus [Pers.] Jülich): hortensia (11, 40, 45).

Porphyrellus porphyrosporus (Fr. & Hök) E.-J. Gilbert (=

Tylopilus porphyrosporus [Fr. & hök] A.h. Sm. & Thiers): boleto

de poros rojos (11).

Psathyrella pennata (Fr.) A. Pearson & Dennis: seta emplu-

mada (11).

Pseudoclitocybe cyathiformis (Bull.) Singer: seta embuda-

da (11, 40, 45).

Psilocybe semilanceata (Fr.) P. Kumm.: hongo de la risa (77),

mongui/s (45, 47, 77), sombrero de la libertad (93).

Puccinia phragmitis (Schumach.) Körn.: tizón del carrizo

(xxiv).

Pycnoporus cinnabarinus (Jacq.) P. Karst.: yesquero ber-

mellón (+10).

Ramaria spp.: barbas de cabra (108), cagarrias (112, xxxiii),

cascarrias (108), coliflor (xviii), crespas (xviii, xxxi, 108), cres-

pillas (xviii, xxxi), gallinas de monte (89), manetas (92, 108),

patas de rata (108).

Ramaria aurea (Schaeff.) Quél.: barba de chivo (11, 20, 64),

crespa/s (2, 85), cresta de gallo (45, 47, 60, 61, 62, 64), maneci-

cas (47, 61, 75), manecillas (i), manecitas (14, 64), manitas (14,

20, 45, 47, 61, 62, 64, 103), patitas de rata (47), pie de gallo (20).

Ramaria botrytis (Pers.) Ricken: coliflor (55), coliflor rosa

(100), crespas (90), crespilla rosa (13), escoba (15), gallitos

(78), manecicas (40), manetas (40), manitas (i), patitas de rata

(46), pie de gallo (90), pie de gallo rojo (89), seta coliflor (i),

seta de coral (90).

Ramaria flava (Schaeff.) Quél.: barba de capuchino (69), bar-

ba de chivo (+10), barbas de capuchino (15), bosquecillo (69,

98, 103), cagarria (Li), cascarrias (17, 110), colmenicas (98), co-

liflor (Li), coliflor amarilla (100), crespas (2, 80, 90), crespillas

(13), cresta de gallo (20, 98), escoba (98), esponjas (Li), galline-

ta (98), manecillas (98), manita/s (20, 114), pata de mulo (85),

patitas de rata (69, 98), pie de gallina (98), pie de gallo (+10),

pie de rata (17, 110), pie de ratita (98), seta de coral (90), seta

de gallo (98), seta de pico (69).

Ramaria flavescens (Schaeff.) R.H. Petersen: barba de chi-

vo (20, 92), cagarria (41b), cascarria (41b, xxxv), crespillas (13),

cresta de gallo (20), manita (20), pie de gallo (20, 45, 92).

Ramaria formosa (Pers.) Quél.: coliflor (100), pie de rata (78).

Ramaria fumigata (Peck) Corner: barba de chivo violeta (11).

Ramaria stricta (Pers.) Quél.: coral apretado (70), crespas

(90), pata de mulo (85), pie de gallo (90), seta de coral (89, 90).

Rhizina undulata Fr. (= Rh. inflata [Schaeff.] Quél.): cojín (11,

56, 62, 75, i).

Rhizopogon spp.: crecidas (94), dardillos (xxvi), nacida (38,

94, L), papa/s (38, L), patata de campo (41b), patatas de mon-

te (41b), patata/s de tierra (17, 41, 41b, 110, xxxii), patatas del

campo (17, 41, 110), patata guiscanera (17, 41, 41b, 110), turma

(17, 41, 41b, 110, xxxii), turmas de pino (94).

Rhizopogon luteolus Fr. & Nordholm: crecidas (95),

criadilla/s (1, 16), criadilla amarilla de pino (40), criadilla ama-

rillenta (40), criadilla de pino (87), dardillo/s (16, 87), nacida

(31, 95, L), nasidas (95), patata de tierra (66, 85), turma (16),

turma amarilla (45, 87), turma de pino (87), turma de pinosa

(87).

Rhizopogon ochraceorubens A.H. Sm.: criadilla amarillenta

(4, 29, 46, 61, 62, 65), patatilla amarilla (119), turma amarilla

(103).

Rhizopogon roseolus (Corda) Th. Fr. (= Rh. vulgaris [Vittad.]

M. Lange): crecidas (94), criadilla/s (1, 11), criadilla colorá

(87), criadilla de pinar (7), criadilla de tierra (106), criadilla del

pino (87), criadilla rosa del pino (40, 45), criadilla rosada (4, 7,

40, 45, 65, 75), dardillos (16), falsa criadilla (20), falsa trufa (20),

falsa trufa del pino (90), gardillo (87), nacidas (70, 87, L), papas

de tierra (2), patata de tierra del pino (90), patata rosada de

tierra (44), tuba (87), turma (11, 16, 30, 45, 72, 87), turma de pi-

nosa (87), turma del pino (87), turma rosada (40), turmita (94).

Rhodocybe gemina (Paulet) Kuyper & Noordel. (= Rh.

truncata var. subvermicularis [Maire] Cetto): rojilla (11, 40, 45,

62, 72, 96, 103).



Rhodotus palmatus (Bull.) Maire: seta de olmo (11, 40, 45),

seta rosada venosa (22), seta venosa (11, 40, 45).

Russula spp.: chivatas (41), chivata de guíscano (41, 41b), chi-

vato (41b), chivato del mizclo (41b), guíscano cabrero (41b),

pejín guiscanero (41, 41b), pintas (41b), seta guiscanera (41b).

Russula chloroides (Krombh.) Bres.: pejín blanco (xxxv).

Russula cyanoxantha (Schaeff.) Fr.: boina de monte (87),

boinicas (87), carbonera (+10), ratón (78), seta carbonera (75,

118), seta de cerdo/s (64, 71, 80, 114).

Russula delica Fr.: culumeta (108), guíscano blanco (17, 41,

41b, 110), hongo blanco (95), pebrazo (108), rebollón de ca-

rrasca (108).

Russula foetens (Pers.) Pers.: cualbra (64).

Russula heterophylla (Fr.) Fr.: guardia civil (i).

Russula integra (L.) Fr.: chivatas (xxxii), chivato de mizclo

(xxxii).

Russula mustelina Fr.: seta de comadreja (45, 119).

Russula olivacea (Schaeff.) Fr.: oliva (3).

Russula sanguinaria (Schumach.) Rauschert: chivata (17,

110), pejín guiscanero (17, 110).

Russula torulosa Bres.: cabrero (83), chivato/a (44, 83).

Russula vesca Fr.: comestible (3).

Russula virescens (Schaeff.) Fr.: boina verde (87), cogorda

verdina (87), gorro de cura (63, 78), gorro verde (+10), lomo

azul (98), pallombina (87), paloma/s (64, 114), palometa (+10),

seta de cura (+10).

Sarcodon cyrneus Mass Geest.: gamuza parda (90).

Sarcodon imbricatus (L.) P. Karst.: cagagorra de corza (87),

diente de venado (87), gallinacea (53b), lengua de vaca os-

cura (9), mano de oso (87), pedo de corzo (i), pelleyu d’osu

(87), pelo de corzo (17, 20, 35, 43, 87), piel de ciervo (3), piel de

corza/o (1, 45, 78, 87), piel de oso (87), pinche negro (87), seta

de corza (87), seta de lentejas (i), seta de pinche (87), seta de

tejas (i).

Nota: Al parecer se ha confundido durante mucho tiempo

esta especie con Sarcodon squamosus (Schaeff.) Quél., por

lo que deberíamos considerar que los nombres vernáculos

deben aplicarse a ambas especies, y posiblemente a otras

similares.

Sarcodon squamosus (Schaeff.) Quél.: lengua de vaca (5),

pelo de corzo (17, 110), piel de corzo (1).

Sarcoscypha coccinea (Jacq.) Sacc.: copica escarlata (90).

Sarcoscypha macaronesica Baral & Korf: copita escarlata

(70).

Sarcosphaera coronaria (Jacq.) J. Schröt. (= S. crassa

[Santi] Pouzar.; S. eximia [Dur. & Lev.] Maire): angula de tierra

(25b), angulas de monte (17), calderones (41b), cazoleta (1, 55,

72), cazueletas (41b), copica gruesa (90), esfera gruesa (90),

orejón/es (17, 41b, 83, 89, 110, xxxv), orejotes (17, 41b, 110),

puchericos (41b), pucheruelos (72).

Schizophyllum commune Fr.: seta blanca (45), seta lanosa

(11, 40).

Scleroderma citrinum Pers.: falsa trufa (45).

Scleroderma polyrhizum (J.F. Gmel.) Pers.: aijotas (95),

bufo (94), bufo burro (94), bufones (94), cagajones de burro

(94), chácras (94), fofa (95), fongo (94), hongo de polvo (95),

hongo de tierra (94), ijota (95), jijota (95), jogoto (95), jongo

(94), moñigo (94), ojota (95), orejona/s (94), orejón/orejones

(94), polvorón (95), polvorosa (95), tofo (94), trufa (94), tumbra

(94), turba/s (94), turga (94), turma/s (94, 95), turmas de jara

(94).

Scutellinia scutellata (L.) Lambotte: copita peluda mayor

(70).

Scutiger pes-caprae (Pers.) Bondartsev & Singer (= Al-

batrellus pes-caprae [Pers.] Pouzar): pie de cabra (20, 55, 62,

69, 75, 96), seta de borto (62, 69, 75, 98).

Sparassis crispa (Wulfen) Fr.: barba de cabra (69), cagarria

(5, 17, 37, 41, 41b, 103, 110, xxxii), cascarria (17, 41b, 110, xxxii),

clavaria rizada (i), coliflor (5, 55), colifor silvestre (113), cres-

pa (i), escarola de monte (i), esponja (17, 41, 41b, 110, xxxii),

hongo coliflor (11, 40), lechuga de monte (i), mízcala (5), seta

coliflor (+10).

Sparassis laminosa Fr.: cagarrias (41), esponja (41, 41b).

Spathularia flavida Pers. (= Sp. clavata [Schaeff.] Sacc.): es-

pátula amarilla (45).

Sphaerobolus stellatus Tode: cabeza esférica (14).

Stereum hirsutum (Willd.) Pers.: roña (94), seta visera (90),

yesquero blanco peludo (60).

Strobilomyces strobilaceus (Scop.) Berk. (= Str. floccopus

[Vahl.] P. Karst.): boleto escamoso (11, 40, 46, 51, 62, 67, 75).

Strobilurus stephanocystis (Kühner & Romagn. ex hora)

Singer: seta de las piñas (90).

Stropharia aeruginosa (Curtis) Quél.: seta verde (11, 45).

Suillus spp.: babosos (1), bejín/es (41, 110), bojín/es (41, 41b,

89), faisán de pino (41b), faisanes (Li), hongos de vaca (41b),

mocosines (1, 73), mocosines de monte (73), mojicones (41,

41b, 110), mojín (110), moñiga de vaca (41b), paisanos (41b),

pan de limaco (xLii), pejín/es (41, 41b, 89, 110, xxxiii), pijines

(41), seta esponja (89).

Suillus bellinii (Inzenga) Watling: babosa (87), babosa de

pinar (i), baboso (87), bojín (80), boleto de pie moteado (37),

boleto de pinar (40), bosta/s de vaca (38, 87, xxxi, L), caca de

vaca (xxxv), cacaforra de pinu (87), esponja (87), faisán del

pino (i), fongo amarillo (87), fongo baboso (87), funganiellu’l



pinu (87), mocosín (87), morro de vaca (87), seta esponja (87,

90), tocinera (90), tocinera blanquilla (87).

Suillus bovinus (Pers.) Roussel: boleto bovino (20, 40, 51,

60, 61, 62, 75, 106), hongo bovino (40, 45), hongo de vaca (108).

Suillus collinitus (Fr.) Kuntze: babosa (87), baboso (87), be-

jín (17), bojín (83), boleto de mantequilla (70), cacaforra de

pinu (87), esponja (87), fongo amarillo (87), fongo baboso (87),

funganiellu ‘l pinu (87), hongo esponja (87), mocosín (87), mo-

jín (17), mojicones (17), morro de vaca (87), pejines (17), seta

de esponja (xxx), seta esponja (87), tocinera (87).

Suillus flavidus (Fr.) J. Presl: boleto amarillo (22).

Suillus granulatus (L.) Roussel: babosa (1, 87), baboso (87),

bojín (80, 85), boleto de bostavaca (70), boleto granulado (i),

bostas de vaca (38, L), botete (85), cacaforra pingona (87), es-

ponja (87), faisán del pino (i), funganiellu ‘l pinu (87), fongo

amarillo (87), fongo baboso (87), hongo baboso (108), hongo

de pino (108), hongo de vaca (47), hongo granulado (3), man-

tequero (87), miguelín (87), mocosín (1, 87), morro de vaca

(87), paisanes (41b), paisanos (41b), pejín/es (41b, i), seta de

esponja (87), seta de pino (55), tocinera (87), vaquero (108).

Suillus grevillei (Klotzsch) Singer (= S. elegans [Schu-

mach] Snell): boleto amarillo (15), boleto de alerce (51, 62),

boleto elegante (i).

Suillus luteus (L.) Roussel: babón (16), babosa/o/s (5, 35, 45,

87), babosillo/a (9, 78), bojín (41b), boleto amarillo (i), boleto

anillado (26b, i), boleto viscoso (20), boleto viscoso anillado

(62), cepa amarilla (i), esponja (87), esponjillo (xxiii, xxxv),

fongo amarillo (87), fongo baboso (87), hongo amarillo (69),

hongo anillado (69), hongo de pino/s (64, 114), hongo de vaca

(41b), hongo de vaca anillado (47), hongo mantecoso (87), mo-

cosín (78, 87), monjita velada (i), morro de vaca (87), paisanes

(41b), paisanos (41b), pejín (41b), pejín anillado (89), seta es-

ponja (87, 90), seta de esponja amarilla (i), tocinera (87).

Suillus mediterraneensis (Jaquet. & J. Blum) Redeuilh: ba-

bas (95), boleto granulado (51), hongo (41b, 95), hongo amari-

llo (95), hongos de burro (95).

Suillus variegatus (Sw.) Kuntze: boleto manchado (11, 40,

75, 108).

Taphrina deformans (Berk.) Tul.: abolladura (45), enrula-

miento (45), escobas de bruja (45).

Tapinella atrotomentosa (Batsch) Sutara (= Paxillus atro-

tomentosus [Batsch] Fr.): pajillo negro (15, 60, 75), seta de pie

negro (11).

Tapinella panuoides (Bastch) E.-J. Gilbert (= Paxillus pa-

nuoides [Fr.] Fr.): concha de pan (70).

Tarzetta catinus (Holmsk.) Korf & J.K. Rogers: pucheruelo

blanco (45).

Tephrocybe mephitica (Fr.) M.M. Moser: seta pestilente (11).

Tephrocybe rancida (Fr.) Donk.: seta de raiz larga (46), seta

rancia (11, 40).

Terfezia spp.: criadas (53, 95, viii), criadillas (17), criadillas

de tierra (10, 34, 54, viii, xLviii), papa de criaílla (58), papas

criadas (58, viii), papas crias (95, viii, L), patata (viii), patata

de tierra (10), trufas (viii), trufas de las arenas (34), trufas de

león (10, 34), trufas del desierto (10, 34, 54), turma (34, 81,

viii, xxxvii).

Terfezia arenaria (Moris) Trappe (= T. leonis [Tul. & C. Tul.]

Tul.): bataca (87), criada (10), criadilla/s (41b, 87, 113), criadi-

lla de cievo (113), criadilla/s de tierra (25, 33, 41b, 45, 79, 87,

113), criaílla (41b), falsa trufa (74), mayeras (iii), pataca (87),

patata/s de jara (113), patata de tierra (7, 10, 41, 80, 87, 115),

pedo de zorra (10), rojilla (115), topera (87), trufa/s (118), trufa

de arena (33, 74), trufa de león (10, 22, 33, 79), trufa del desier-

to (10), turma (10, 87), turma de tierra (87).

Terfezia boudieri Chatin: criadas (12), papascrias (12).

Terfezia claveryi Chatin: crecidas (12), criada canela (87),

criadas (12), criadilla de tierra (45, 48, 65, 79, 108), criadilla

vaquera (54), crillas (41b), moñigos de burro (58), papas crías

(12, 70, 87), patata (viii), patatas de tierra (17, 41b), patatas del

campo (41b), patatas turmas (41b), pedo de zorra (108), trufa

blanca (12), trufas de león (79), tuba (87), turma (11, 87, 108,

115), turma de monte (87), turma del campo (87).

Terfezia leptoderma Tul.: criadilla/s (41b, i), criadilla de tierra

(45, 48, 79), criadilla rojilla (viii), criaíllas (41b), papa de tierra

(40), patata de tierra (7, 115) trufa/s (118), trufa/s de león (11,

40, 79), trufas de la arena (48), turma (40).

Terfezia olbiensis Tul. & C. Tul.: blanquilla (119).

Tilletia spp.: alhorra (70).

Tirmania pinoyi (Maire) Malençon (= Terfezia pinoyi Maire):

criadas (38, L), papa cría (38), turma (38).

Trametes gibbosa (Pers.) Fr.: yesquero blanco (51, 60, 61, 62,

67, 69, 75, 79).

Trametes hirsuta (Wulfen) Lloyd: yesquero blanco peludo

(62), yesquero peludo (22).

Trametes versicolor (L.) Lloyd: cola de pavo (77), yesquero

de colores (11), yesquero de varios colores (60), yesquero mul-

ticolor (i), seta visera multicolor (90).

Tremella mesenterica Schaeff. (= Tr. lutescens Pers.): gelati-

na amarilla (11, 40, 45), gominola (i).

Trichaptum biforme (Fr.) Ryvarden: yesquero del alcorno-

que (119).

Trichoglossum hirsutum (Pers.) Boud.: lengua de tierra (75).

Tricholoma albobrunneum (Pers.) P. Kumm.: cabreras (41),

matacabras (108).



Tricholoma batschii Gulden (= Tr. fracticum [Britzelm.] Krei-

sel): cabreras (41b), seta amarga de pinar (45).

Tricholoma caligatum (Viv.) Ricken: oloroso (3), proagre

(41), seta ceñida (45).

Tricholoma columbetta (Fr.) P. Kumm.: palomita/o (+10),

panes (46).

Tricholoma equestre (L.) P. Kumm. (= Tr. auratum [Paulet]

Guillet; Tr. flavovirens [Pers.] S. Lundell): seta caballera (16),

seta de los caballeros (+10), verderol (1, 10, 72, 108), verderón

(111).

Tricholoma flavobrunneum (Fr.) P. Kumm.: seta de abedul

(11).

Tricholoma focale (Fr.) Ricken: cabrera (17, 41, 110).

Tricholoma gausapatum (Fr.) Quél.: negrilla (92), ratón (92).

Tricholoma imbricatum (Fr.) P. Kumm.: cabrera (41).

Tricholoma pardinum Quél.: atigrado (10, 40, 45, 62, 75, 96),

falsa negrilla (10), seta atigrada (64), seta tigre (64).

Tricholoma populinum J.E. Lange: cogorda de choupru (87),

seta de alameda (87), seta de álamo (11, 40, 45, 87), seta de

gatuña de chopo (87), seta de los plantíos (87), seta de plantío

(87).

Tricholoma portentosum (Fr.) Quél.: capuchina (+10), car-

bonera (9, 32, 71, 78, 87, 102, iii), llanega (iii), negrilla (69, 97,

98, 99, 114), pequeña gris de otoño (98), portentosa (111), pre-

tenciosa (10, 64, 69, 71, 87, 98, 99, 111, 114), ratón (99, 114), seta

de abeto/s (69, 71, 98), seta de charol (10, 11, 35, 40, 45, 71, 97,

103), tarde venida (98), tortullo (78).

Tricholoma saponaceum (Fr.) P. Kumm.: seta de olor a jabón

(11).

Tricholoma scalpturatum (Fr.) Quél.: falsa negrilla (11, 40,

45), negrilla (20), ratón (20).

Tricholoma sulphureum (Bull.) P. Kumm.: azufrado (75),

seta azufrada (45).

Tricholoma terreum (Schaeff.) P. Kumm.: boleteta (10,

108), carboneras (17, 41, 110), cocorra (41b, 71, 87, xxxii),

cocorreta/s (41b, xxxii), cola de ratón (10, 108, xxxi), cos-

corras (17, 110), espejín (41, 41b), firulí (41b, xxxii), firulín/

es (17, 41, 41b, 110), firulises (41b), fongueta de pino (87),

frigolín (41b, xxxii), griseta (10, 87, 108), grisola (108), griso-

leta (87), hongueta (87), morrico de corso (45), morrico de

corza/o (10, 40, 78, 92, 108), negreta (10, 108), negrilla (+10),

negrito (41, 71, 87, 89), pejines (17, 110), pijines (41b), ratón

(+10), ratona (11, 35, 40, 45, 103, xLix), ratonera (41b, 112,

xxxii), ratoncillo (71, 89), sanfranciscanica (87), seta de pino

(46, 85), seta de tomillo (85), seta ratón (105), setas tontas

(41b).

Nota: según algunos autores, esta especie debería sinoni-

mizarse con Tricholoma myomyces (Pers.) J.E. Lange, y dar

prioridad a este segundo taxon.

Tricholoma virgatum (Fr.) P. Kumm.: falsa negrilla (20, 40,

55), negrilla picante (20, 40, 45, 119).

Tricholomopsis rutilans (Schaeff.) Singer: seta color púrpu-

ra (11, 40).

Tricholosporum goniospermum (Bres.) Guzmán ex T.J. Ba-

roni (= Tricholoma goniospermum Bres.): levanta lanchas (3).

Tuber spp.: trufas (10, 34), turma/s (xxxvii).

Tuber aestivum Vittad.: pageres blanc (87), sanjuanera (34,

98b), tofona (108), tofula (87), trufa blanca (10, 24, 34, 41b, 71,

87, 98b, xxxii), trufa de mayo (34), trufa de San Juan (42, 74,

87), trufa de verano (+10), trufa grabada (54), trufa mayenca

(34), trufa sanjuanera (10), túfera blanca (87), tufona blanca

(87), turma de carrasca (87), turma de San Juan (87), turma

negra (87).

Tuber asa Tul. & C. Tul. (= T. asa-foetida Lesp.): trufa queso

(34), trufa requesón (34).

Tuber borchii Vittad. (= T. albidum Pico): blanqueta (34),

blanquilla (34), trufa blanca (11, 34, 45, 103), trufa blanca de

marzo (34), trufa blanca de primavera (34), trufa blanquilla

(54), trufa de marzo (54, 119), trufa de pino (54).

Tuber brumale Vittad.: machenca (34, 98b), trufa (45), trufa

borde (34), trufa brumosa (74), trufa de invierno (10, 14, 34, 40,

75, 82), trufa de otoño (34, 54, 98b), trufa de pino (3), trufa gris

(10), trufa machenca (10, 34, 54, 98b), trufa magenta (34), trufa

negra (45, 98b, 103), trufa violeta (34, 40), turma (98b).

Tuber excavatum Vittad.: trufa naranja (11, 45).

Tuber gennadii (Chatin) Patouillard (= Loculotuber genna-

dii [Chatin] Trape, Parladé & I.F. Álvarez; Terfezia gennadii Cha-

tin): criadillas (118), requesón (7, 37), trufa blanca extremeña

(viii).

Tuber indicum Cooke & Massee: trufa china (34).

Tuber macrosporum Vittad.: trufa lisa (34), trufa negra (54),

trufa violácea (51).

Tuber magnatum Pico: trufa blanca (34, 54, 74, 109), trufa

blanca de Italia (54), trufa del Piamonte (34, 54), trufa gris (34,

54).

Tuber malençonii Donadini, Riousset, G. Riousset & G.

Chev.: trufa borde (98b).

Tuber melanosporum Vittad. (= T. nigrum Bull.): tofona

(108), trufa (17, 34, 41, 41b, 45, 72, 98b), trufa almizclada (34,

87), trufa de invierno (22, 34, 108), trufa de/l Perigord (+10),

trufa del Triscatin (34), trufa francesa (34), trufa negra (+10),

trufa negra de invierno (34, 54, 98b), trufa violácea (10, 29, 51,

61), trufa violeta (34, 40, 54, 71, 75, 109), trunfa (34), túfera (87),

turma (34), turma negra (34, 87).



Tuber mesentericum Vittad.: trufa borde (34, 98b), trufa de

pino (34, 41b, 54, 98b).

Tuber rufum Pico: royo (34, 98b), trufa borde (34, 98b), trufa

de perro (34, 81), trufa roja (11, 34, 45, 98b), trufa rojiza (7, 81).

Tuber uncinatum Chatin: trufa de Borgoña (34), trufa graba-

da (34), trufa gris (34).

Tylopilus felleus (Bull.) P. Karst.: boleto amargo (19, 40, 62,

67, 69, 79), camaleón (62), camaleón amargo (10), camaleón

rojo (15, 40, 51, 60, 64, 75, 79), chupasangre (15, 40, 64, 75, 79,

93), hongo amargo (69).

Ustilago hordei (Pers.) Lagerh.: pintamonas (98), carbon

volador (98).

Ustilago maydis (DC.) Corda: bolsas del maíz (43b, 98), car-

bón del maíz (26b, 43b, 98), carboncillo de maíz (43b), cogorzas

(98), congorcio (43b), lodón (98), moho del maíz (43b), mona

(98), tizón (98), tizón del maíz (17, 26b), tumor del maíz (98).

Ustilago tritici (Pers.) E. Rostr.: alcaor (98), botico (98), car-

bón del trigo (98), lodón (98), vegino (98).

Vascellum pratense (Pers.) Kreisel (= Lycoperdon pratense

Pers.): bejín (4, 65), bejín de prado (20, 40, 45, 51, 62), cuesco

de lobo (4, 20, 60, 65), pedo de lobo (20, 40).

Verpa bohemica (Krombh.) J. Schröt (= Ptychoverpa bohe-

mica [Krombh.] Boud.): dedal surcado (11), falsa cagarria (89,

90), falsa colmenilla (89, 90).

Verpa conica (O.F. Mull.) Sw. (= V. digitaliformis Pers.): caga-

rria de dedal (90), dedal (55), dedal liso (11, 40), seta de dedal

(90).

Nota: Actualmente los dos táxones se consideran especies

distintas por muchos autores. Se mantienen como sinónimos

por simplificación nomenclatural y porque los nombres ver-

náculos seguramente se refieran a ambas especies.

Volvariella bombycina (Schaeff.) Singer (= Volvaria bomby-

cina [Pers.] P. Kumm.): seta sedosa (45).

Volvariella gloiocephala (DC.) Boekhout & Enderle (= V.

speciosa [Fr.] Singer): gurumelo (21), gurumelo castellano (i),

seta de la paja (45), seta de los cementerios (i).

Volvariella volvacea (Bull.) Singer: seta de la paja de arroz

(109).

Xerocomus spp.: bojines (41), pejines (41).

Xerocomus badius (Fr.) Kühner. (= Boletus badius [Fr.] Fr.):

boleto bayo (+10), calabaza (93), cepa de los castaños (26),

hongo bayo (40, 69), negrito (3).

Nota: algunos autores prefieren emplear el binomen Boletus

badius, aunque autores como Muñoz (2005) y Ladurner & Si-

monini (2003) se decantan por Xerocomus badius.

Xerocomus chrysenteron (Bull.) Quél.: bojín (17, 110), bole-

to cuarteado (11, 71), boleto de carne amarilla (71), pejín (17,

110).

Xerocomus impolitus (Fr.) Quél. (= Boletus impolitus Fr.; He-

mileccinum impolitum [Fr.] Sutara): boleto amarillento (80),

boleto dulzón (11, 40), faisán de jaguarzo (xLiii), pejín (17),

porro (17).

Xerocomus parasiticus (Bull.) Quél. (= Pseudoboletus para-

siticus [Bull.] Šutara): boleto parásito (62).

Xerocomus rubellus (Krombh.) Quél. (= Boletus rubellus

Krombh.): boleto multicolor (11, 62, 75).

Xerula radicata (Relhan) Dörfelt (= Oudemansiella radicata

(Relhan) Singer): seta de raíz larga (11, 45).

Xylaria hypoxylon (L.) Grev.: cerilla de la madera (11, 40, 45),

cerillas (62), hongo cerilla (90).

ANEXO II: NOMBRES VULGARES/VERNÁCULOS -

NOMBRES CIENTÍFICOS

Abanico de la madera. crepidotus variabilis

Abanico del roble. Lenzites betulina

Abolladura. Taphrina deformans

Aceitera. Agaricus urinascens

Aceitero/s. Agaricus urinascens, Agaricus spp.

Agallarda/s. Morchella esculenta, Morchella vulgaris, Morche-

lla spp.

Aijotas. Scleroderma polyrhizum

Alcahueta. clitopilus prunulus

Alcaor. Ustilago tritici

Aletones. Ganoderma applanatum

Alhorra. claviceps purpurea, Tilletia spp.

Aljorra. claviceps purpurea

Almizcle. Lactarius deliciosus

Amanita de los césares. Amanita caesarea

Amanjarra/s. Morchella vulgaris, Morchella spp.

Amatista. Laccaria amethystina

Amboto. Amanita caesarea

Amiscle. Lactarius deliciosus

Amizcle/s. Lactarius deliciosus, Lactarius sanguifluus, Lacta-

rius semisanguifluus

Angelitos. Panaeolus spp.

Anguilera. Pleurotus ostreatus

Angula amarilla. craterellus lutescens

Angula de monte negra. craterellus tubaeformis

Angula/s de monte. craterellus lutescens, craterellus tubae-

formis, Sarcosphaera coronaria

Angula de tierra. Sarcosphaera coronaria

Anís del Mono. clitocybe odora

Anisada. Agaricus sylvicola, clitocybe odora

Anisada blanca. clitocybe fragrans



Aniseta. clitocybe odora

Anisilla. clitocybe odora

Anizcle/s. Lactarius deliciosus, Lactarius sanguifluus

Antialcohólica. coprinopsis atramentaria

Añizcle. Lactarius deliciosus

Apagacandelas. coprinus comatus

Apagacandiles. coprinus comatus

Apagador. chlorophyllum rhacodes, coprinus comatus, Ma-

crolepiota fuligineosquarrosa, Macrolepiota konradii, Macrole-

piota mastoidea, Macrolepiota procera, Macrolepiota subsqua-

rrosa

Apagador blanco. Macrolepiota excoriata

Apagador exótico. chlorophyllum molybdites

Apagador mamelonado. Macrolepiota mastoidea

Apagador menor. chlorophyllum rhacodes, Macrolepiota ex-

coriata

Apagador umbonado. Macrolepiota mastoidea

Apagavelas. coprinus comatus, Macrolepiota procera

Arrugada. cortinarius caperatus

Asesino de bosques. Armillaria mellea

Aspirina. Marasmius rotula

Aspirina del encinar. Gymnopus quercophilus

Atigrado. Tricholoma pardinum

Aureola. Amanita caesarea

Auriola. Amanita caesarea

Azufrado. Tricholoma sulphureum

Azulona. Lepista nuda

Babas. Suillus mediterraneensis

Babón. Suillus luteus

Babosa/s. Armillaria mellea, Hygrophorus agathosmus, Hy-

grophorus dichrous, Hygrophorus gliocyclus, Hygrophorus

latitabundus, Hygrophorus spp., Suillus bellini, Suillus collini-

tus, Suillus granulatus, Suillus luteus

Babosa blanca. Hygrophorus gliocyclus

Babosa de pinar. Suillus bellinii

Babosa negra. Hygrophorus latitabundus

Baboso/s. Suillus bellinii, Suillus collinitus, Suillus granula-

tus, Suillus luteus, Suillus spp.

Babosilla. Suillus luteus

Babosillo. Suillus luteus

Baboso de los prados. Hygrocybe pratensis

Baboso blanco. Hygrophorus gliocyclus

Baboso negro. Hygrophorus gliocyclus, Hygrophorus lati-

tabundus

Bailarina. Marasmius oreades

Barba/s de cabra. Hericium erinaceum, Ramaria spp., Sparas-

sis crispa

Barba/s de capuchino. Ramaria flava

Barba de chivo. Ramaria aurea, Ramaria flava, Ramaria fla-

vescens

Barba de chivo violeta. Ramaria fumigata

Barbuda. coprinus comatus

Bataca. Terfezia arenaria

Bejín/es. Boletus spp., calvatia excipuliformis, calvatia gigan-

tea, calvatia utriformis, Leccinum spp., Lycoperdon echinatum,

Lycoperdon foetidum, Lycoperdon lambinonii, Lycoperdon ma-

mmiforme, Lycoperdon molle, Lycoperdon nigrescen, Lycoper-

don perlatum, Lycoperdon pyriforme, Lycoperdon umbrinum,

Lycoperdon spp., Suillus collinitus, Suillus spp., Vascellum

pratense

Bejín areolado. calvatia utriformis

Bejín blanco. Lycoperdon umbrinum

Bejín blando. Lycoperdon molle, Lycoperdon umbrinum

Bejín de color plomo. Bovista plumbea

Bejín de polvos. Pisolithus arhizus

Bejín de prado. Vascellum pratense

Bejín de tinta. Pisolithus arhizus

Bejín duro. Mycenastrum corium

Bejín en forma de bolsa. calvatia excipuliformis

Bejín en forma de pera. Lycoperdon pyriforme

Bejín erizado. Lycoperdon echinatum

Bejín gigante. calvatia gigantea

Bejín gris. Bovista plumbea

Bejín liláceo. calvatia cyathiformis

Bejín lilacino. calvatia cyathiformis, calvatia fragilis

Bejín negro. Bovista nigrescens

Bejín negruzco. Bovista nigrescens

Bejín pardo. Lycoperdon umbrinum

Bejín perlado. Lycoperdon perlatum

Bejín piriforme. Lycoperdon pyriforme

Bejín plomizo. Bovista plumbea

Bejín rugoso. calvatia utriformis

Bejiño. calvatia gigantea

Berguerizo. Marasmius oreades

Bichac. Amanita rubescens

Blanca de otoño. Leucopaxillus candidus

Blancona. Amanita ovoidea

Blanquera. Amanita ovoidea

Blanqueta. Tuber borchii

Blanquilla. calocybe gambosa, clitocybe geotropa, Leuco-

paxillus candidus, Leucopaxillus paradoxus, Tuber borchii

Blanquilla de otoño. Leucopaxillus lepistoides

Boina de monte. Russula cyanoxantha

Boina verde. Russula virescens



Boinicas. Russula cyanoxantha

Bojín/es. Boletus spp., Leccinum spp., Lycoperdon perlatum,

Suillus bellinii, Suillus collinitus, Suillus granulatus, Suillus

luteus, Suillus spp., Xerocomus chrysenteron, Xerocomus spp.

Bola concéntrica. daldinia concentrica

Bola de anís. Agaricus arvensis

Bola de carbón. daldinia concentrica

Bola de madera. daldinia concentrica

Bola de nieve. Agaricus arvensis, Agaricus nivescens, Agari-

cus sylvicola, Agaricus urinascens

Bola de nieve grande. Agaricus urinascens

Bola erizada. Lycoperdon echinatum

Boleteta. Tricholoma terreum

Boleto. Boletus aereus, Boletus edulis

Boleto agradable. Leccinum lepidum

Boleto amargo. Tylopilus felleus

Boleto amarillento. Xerocomus impolitus

Boleto amarillo. Suillus flavidus, Suillus grevillei, Suillus luteus

Boleto anaranjado. Leccinum aurantiacum, Leccinum quer-

cinum

Boleto anillado. Suillus luteus

Boleto áspero. Leccinum carpini, Leccinum scabrum

Boleto azulado. Boletus erythropus

Boleto bayo. Xerocomus badius

Boleto bellísimo. Boletus permagnificus

Boleto blanco. Boletus radicans

Boleto blancuzco. Boletus radicans

Boleto blanquecino. Boletus radicans

Boleto bovino. Suillus bovinus

Boleto bronceado. Boletus aereus

Boleto castaño. Gyroporus castaneus

Boleto cetrino. Boletus luridus

Boleto comestible. Boletus edulis

Boleto cuarteado. Leccinum crocipodium, Xerocomus chry-

senteron

Boleto de abedul. Leccinum scabrum

Boleto de alerce. Suillus grevillei

Boleto de bostavaca. Suillus granulatus

Boleto de carne amarilla. Xerocomus chrysenteron

Boleto de castaño. Boletus edulis, Boletus pinophilus

Boleto de gran pie. Boletus edulis

Boleto de jara. Boletus edulis, Leccinum corsicum

Boleto de la encina. Leccinum lepidum

Boleto de la madera. Buchwaldoboletus lignicola

Boleto de las jaras. Boletus edulis

Boleto de lobo. Boletus lupinus

Boleto de los chopos. Leccinum duriusculum

Boleto de mantequilla. Suillus collinitus

Boleto de pie elegante. Boletus calopus

Boleto de pie moteado. Suillus bellinii

Boleto de pie rojo. Boletus erythropus

Boleto de pinar. Suillus bellinii

Boleto de poros rojos. Porphyrellus porphyrosporus

Boleto de roble. Boletus aestivalis, Boletus edulis

Boleto de satanás. Boletus satanas

Boleto de verano. Boletus aestivalis

Boleto de/l pino. Boletus pinophilus

Boleto del álamo. Leccinum duriusculum

Boleto dulzón. Xerocomus impolitus

Boleto elegante. Suillus grevillei

Boleto escamoso. Strobilomyces strobilaceus

Boleto estival. Boletus aestivalis

Boleto granulado. Suillus granulatus, Suillus mediterraneensis

Boleto manchado. Suillus variegatus

Boleto multicolor. Xerocomus rubellus

Boleto negro. Boletus aereus

Boleto parásito. Xerocomus parasiticus

Boleto perfumado. Boletus fragrans

Boleto picante. chalciporus piperatus

Boleto punteado. Boletus erythropus

Boleto real. Boletus regius

Boleto reticulado de verano. Boletus aestivalis

Boleto reticulado. Boletus aestivalis

Boleto robusto. Boletus torosus

Boleto rojizo. Boletus pinophilus, Leccinum versipellis

Boleto rojo. Amanita caesarea, Boletus erythropus, Leccinum

aurantiacum

Boleto rudo. Leccinum scabrum

Boleto subtomentoso. Xerocomus subtomentosus

Boleto viscoso anillado. Suillus luteus

Boleto viscoso. Suillus luteus

Boletu negru. Boletus aereus

Bolnegros. Picoa lefebvrei

Bolo. Boletus edulis

Bolsas del maiz. Ustilago maydis

Bonete/s. Gyromitra esculenta, Gyromitra gigas, Gyromitra

infula, Gyromitra tasmanica, Helvella crispa, Helvella fusca,

Helvella lacunosa, Helvella leucopus, Helvella spp.

Bonete blanco. Helvella crispa

Bonete de cura. Helvella leucopus

Bonete gigante. Gyromitra gigas

Bonete marrón. Helvella fusca

Bonetillo. Helvella leucopus, Helvella spp.

Borracha. Lepista nuda



Borracho. Lactarius deliciosus, Lactarius sanguifluus

Bosquecillo. Ramaria flava

Bosta/s de vaca. Suillus bellinii, Suillus granulatus

Botete. Suillus granulatus

Botico. Ustilago tritici

Botón de oro. Pleurotus citrinopileatus

Bresquilla. Morchella esculenta, Morchella spp.

Bronceado. Boletus aereus

Bruja/s. inocybe erubescens, inocybe geophylla, inocybe rimo-

sa

Bruxa. Marasmius oreades

Bufas. Lycoperdon perlatum

Bufines de llobo. Lycoperdon perlatum

Bufines. Lycoperdon perlatum

Bufiona. Lycoperdon perlatum

Bufiones. Lycoperdon perlatum

Bufo. Lycoperdon perlatum, Scleroderma polyrhizum

Bufo burro. Scleroderma polyrhizum

Bufo de burro. Lycoperdon perlatum

Bufo del diablo. Lycoperdon perlatum

Bufones. Lycoperdon perlatum, Scleroderma polyrhizum

Bufu llobu. Lycoperdon perlatum

Bujardón. calocybe gambosa

Bujarón. calocybe gambosa

Bujera. Leucopaxillus giganteus

Buxera. clitocybe nebularis

Cabacico. Helvella acetabulum

Cabacito/s. Helvella acetabulum, Helvella leucomelaena, Pezi-

za spp.

Cabeza de fraile. Boletus aereus, clitocybe geotropa, Pleuro-

tus ostreatus

Cabeza de medusa. Armillaria mellea

Cabeza de negro. Boletus aereus

Cabeza esférica. Sphaerobolus stellatus

Cabeza negra. Boletus aereus

Cabo azul. Lepista nuda, Lepista personata

Cabrera/s. Tricholoma albobrunneum, Tricholoma focale, Tri-

choloma fracticum, Tricholoma imbricatum

Cabrero. Russula torulosa

Cabrilla. cantharellus cibarius

Cabrito/a. cantharellus cibarius

Caca de vaca. Suillus bellinii

Cacaforra/s. Boletus erythropus, Lycoperdon perlatum

Cacaforra de pinu. Suillus bellini, Suillus collinitus

Cacaforra fariñuda de la castañal. Amanita ovoidea

Cacaforra pingona. Suillus granulatus

Cachiporra. Macrolepiota procera

Cachotes. Macrolepiota procera

Cagá del diablo. Boletus aereus

Cagaforra. Marasmius oreades

Cagagorra de corza. Sarcodon imbricatus

Cagajones de burro. Lycoperdon perlatum, Scleroderma po-

lyrhizum

Cagajorras. Lycoperdon perlatum

Cagarreta. Morchella esculenta, Morchella vulgaris

Cagarria/s. Gyromitra esculenta, Gyromitra infula, Gyromitra

spp., Helvella lacunosa, Helvella leucopus, Mitrophora semili-

bera, Morchella angusticeps, Morchella conica, Morchella cos-

tata, Morchella deliciosa, Morchella elata, Morchella elatoides,

Morchella esculenta, Morchella esculenta var. rigida, Morche-

lla esculenta var. rotunda, Morchella esculenta var. umbrina,

Morchella eximia, Morchella purpurascens, Morchella vulgaris,

Morchella spp., Ramaria flava, Ramaria flavescens, Ramaria

spp., Sparassis crispa, Sparassis laminosa

Cagarria blanca. Morchella esculenta

Cagarria de dedal. Verpa conica

Cagarria de pino. Morchella elata

Cagarria de pinzapo. Morchella elat

Cagarria de piña. Morchella elata

Cagarria negra. Morchella elata

Cagarrinas. Marasmius oreades

Cagurria/s. Morchella esculenta, Morchella vulgaris, Morche-

lla spp.

Cagurrietas. Marasmius oreades

Cajetas del diablo. Bovista plumbea, Lycoperdon lambinonii,

Lycoperdon spp.

Calabacicos. Helvella acetabulum

Calabaza. Boletus edulis, Xerocomus badius

Calabaza de anillo. Macrolepiota procera

Calceta. Macrolepiota procera, Macrolepiota spp.

Calderones. Helvella costifera, Helvella leucomelaena, Sar-

cosphaera coronaria

Calipote. Helvella leucopus

Cama de perdiz. chroogomphus rutilus

Cama seca. cantharellus cibarius

Camaleón. Gyroporus cyanescens, Tylopilus felleus

Camaleón amargo. Tylopilus felleus

Camaleón azul. Gyroporus cyanescens

Camaleón rojo. Boletus erythropus, Tylopilus felleus

Canaleja. Amanita phalloides

Cancela. clathrus ruber

Candela. Amanita vaginata, clitocybe geotropa

Cándida/s. Leucopaxillus giganteus, Leucopaxillus candidus

Candiles. Helvella costifera, Helvella leucomelaena, Helvella



spp.

Canina roxa. Amanita muscaria

Canina. Amanita muscaria

Cantarela. cantharellus cibarius

Cantarela común. cantharellus cibarius

Cantarella. cantharellus cibarius

Canterela. cantharellus cibarius

Cañadeja. Melanoleuca grammopodia, Melanoleuca melaleuca

Cañadilla. Melanoleuca grammopodia, Melanoleuca melaleuca

Cañaferla. Pleurotus eryngii var. ferulae

Cañareja. Melanoleuca grammopodia, Melanoleuca melaleu-

ca, Melanoleuca polioleuca

Cañisierra. Leucopaxillus candidus

Capacitos. Peziza spp.

Capellán. clitocybe geotropa

Caperán. clitocybe geotropa, clitocybe nebularis

Capirote. Helvella leucopus, Morchella elata

Capucha/s. Marasmius oreades

Capuchina. Marasmius oreades, Tricholoma portentosum

Capucina. Marasmius oreades

Carbón del maiz. Ustilago maydis

Carbón del trigo. Ustilago tritici

Carbón volador. Ustilago hordei

Carbonera/s. Russula cyanoxantha, Tricholoma portentosum,

Tricholoma terreum

Carceta. Macrolepiota procera

Cardenal. Lepista nuda

Cardenillo. chlorociboria aeruginascens

Carne de caballo. Amanita rubescens

Carnerico. chroogomphus rutilus

Carnero. chroogomphus rutilus

Carolina/s. cantharellus cibarius, Lactarius deliciosus

Caroní. Lactarius deliciosus

Carraleja. Morchella vulgaris

Carraspina. Morchella conica, Morchella costata, Morchella

deliciosa, Morchella elata, Morchella elatoides, Morchella escu-

lenta, Morchella esculenta var. rigida, Morchella esculenta var.

rotunda, Morchella esculenta var. umbrina, Morchella eximia,

Morchella vulgaris

Carrasqueña. clitocybe gibba

Carrasqueños. Lactarius deliciosus

Carreretes. Marasmius oreades

Carrerilla/s. Marasmius oreades

Carreruela. Marasmius oreades

Carretilla/s. Marasmius oreades

Carriliera. Marasmius oreades

Carrocha/s. Phellinus igniarius, Phellinus nigricans

Cascarria/s. Morchella esculenta, Ramaria flava, Ramaria fla-

vescens, Ramaria spp., Sparassis crispa

Casco de caballo. Fomes fomentarius, Ganoderma australe

Cata. Ganoderma spp.

Cazoleta. Aleuria aurantia, Helvella acetabulum, Helvella leu-

comelaena, Sarcosphaera coronaria

Cazoleta anaranjada. Aleuria aurantia

Cazoleta blanca. Agaricus campestris

Cazoleta de la arena. Peziza ammophila

Cazuela. Helvella leucomelaena

Cazueletas. Sarcosphaera coronaria

Cazuelita. Helvella leucomelaena

Cazurros. Agaricus spp.

Cebollón. Lactarius deliciosus

Celdillas. Morchella esculenta

Cenicienta. craterellus cinereus

Cepa amarilla. Suillus luteus

Cepa de Burdeos. Boletus edulis

Cepa de los castaños. Xerocomus badius

Cera roja. Phlebia rufa

Cerebro. Gyromitra esculenta

Cerilla de la madera. Xylaria hypoxylon

Cerillas. Xylaria hypoxylon

Cerillones. Macrolepiota procera

Cesárea. Amanita caesarea

Cespaño. Morchella angusticeps, Morchella conica, Morchella

elata, Morchella elata var. purpurascens, Morchella esculenta,

Morchella esculenta var. rotunda, Morchella vulgaris

Chácras. Scleroderma polyrhizum

Champiñón. Agaricus arvensis, Agaricus bisporus, Agaricus

bitorquis, Agaricus bresadolanus, Agaricus campestris, Agari-

cus gennadii, Agaricus nivescens, Agaricus sylvicola, Agaricus

urinascens, Agaricus spp., Boletus aestivalis

Champiñón amarilleante. Agaricus xanthodermus

Champiñón amarillento. Agaricus xanthodermus

Champiñón amarillo. Agaricus xanthodermus

Champiñón anisado. Agaricus arvensis, Agaricus sylvicola

Champiñón bianillado. Agaricus bitorquis

Champiñón brillante. Agaricus luteomaculatus

Champiñón color sangre. Agaricus sylvaticus

Champiñón crema. Agaricus brunnescens

Champiñón cultivado. Agaricus bisporus

Champiñón de bosque. Agaricus sylvaticus, Agaricus sylvi-

cola

Champiñón de campa. Agaricus campestris

Champiñón de campo. Agaricus bisporus, Agaricus campes-

tris



Champiñón de carne rojiza. Agaricus langei

Champiñón de color sangre. Agaricus haemorrhoidarius

Champiñón de doble anillo. Agaricus bitorquis

Champiñón de escamas grises. Agaricus praeclaresquamo-

sus var. terricolor

Champiñón de la tinta. Agaricus xanthodermus

Champiñón de litoral. Agaricus litoralis

Champiñón de los bosques. Agaricus sylvaticus

Champiñón de los prados. Agaricus arvensis

Champiñón de París. Agaricus bisporus

Champiñón de pastizal/es. Agaricus litoralis

Champiñón de prado. Agaricus campestris

Champiñón de tinta escamoso. Agaricus moelleri

Champiñón de vaca. Leucopaxillus lepistoides

Champiñón enrojeciente. Agaricus benesii, Agaricus sylvati-

cus

Champiñón flecoso. Agaricus subperonatus

Champiñón forrajero. Agaricus spp.

Champiñón gigante. Agaricus urinascens

Champiñón jaspeado. Agaricus impudicus

Champiñón majestuoso. Agaricus augustus

Champiñón malo. Agaricus xanthodermus

Champiñón maloliente. Agaricus xanthodermus

Champiñón pardo. Agaricus augustus, Agaricus subperona-

tus

Champiñón sangrante. Agaricus haemorrhoidarius

Champiñón silvestre. Agaricus campestris, Agaricus spp.

Chantanela. cantharellus subpruinosus

Chantarela. cantharellus cibarius, cantharellus subpruinosus

Chantarella. craterellus tubaeformis

Chapela. Leucopaxillus lepistoides

Chapela blanca. Leucopaxillus lepistoides

Chaupín. Macrolepiota procera

Chipeta. Lyophyllum decastes

Chipirón. coprinus comatus

Chipirón de monte. coprinus comatus

Chipirón de prado. coprinus comatus

Chipiruelos. Helvella leucomelaena

Chirgola. Pleurotus eryngii

Chirgola de chinebro. Leucopaxillus candidus

Chirigola. Pleurotus eryngii

Chirigoleta. Pleurotus eryngii

Chiringoleta. Pleurotus eryngii

Chispillas. Helvella leucopus

Chivata/s. clitopilus cystidiatus, clitopilus prunulus, Russula

sanguinaria, Russula integra, Russula torulosa, Russula spp.

Chivata de guíscano. Russula spp.

Chivato/s. clavariadelphus flavoimmaturus, clavariadelphus

pistillaris, coprinus comatus, Russula spp., Russula torulosa

Chivato de mizclo. Russula integra, Russula spp.

Chivato/s de las turmas. Picoa lefebvrei

Chupasangre. Tylopilus felleus

Chupete. clavariadelphus flavoimmaturus, clavariadelphus

pistillaris, clavariadelphus truncatus

Chupín. Macrolepiota procera

Chupones. Ganoderma spp.

Cicuta blanca. Amanita phalloides var. alba, Amanita verna

Cicuta blanca de primavera. Amanita verna

Cicuta de verano. Amanita verna

Cicuta fétida. Amanita virosa

Cicuta maloliente. Amanita virosa

Cicuta verde. Amanita phalloides

Ciscu-llobu. Lycoperdon perlatum

Ciza. cantharellus cibarius

Clava encrestada. clavulina coralloides

Clava rugosa. clavulina rugosa

Clavaria rizada. Sparassis crispa

Clavija. Lactarius sanguifluus

Clavito. Marasmius oreades

Clavo de monte. clavariadelphus truncatus

Clavo truncado. clavariadelphus truncatus

Cobera. Laurobasidium lauri

Cobera chica. Laurobasidium lauri

Cobera grande. Ganoderma spp.

Cococha. coprinus comatus, Macrolepiota procera

Cocorra/s. Amanita mairei, Macrolepiota procera, Tricholoma

terreum

Cocorra blanca. Amanita ovoidea

Cocorreta/s. Tricholoma terreum

Cocorril. Macrolepiota procera

Cocumasa. Amanita ovoidea, Amanita verna

Cogollu. Macrolepiota procera

Cogolmillo. Macrolepiota procera

Cogomasa. Amanita ovoidea, Amanita verna

Cogomiellu. Macrolepiota procera

Cogomillo. Macrolepiota procera

Cogorda. Helvella leucopus

Cogorda de borrayu. clitocybe nebularis

Cogorda de cardiellu. Pleurotus eryngii

Cogorda de choupru. Agrocybe cylindracea, Tricholoma po-

pulinum

Cogorda la cuaresma. Morchella elata

Cogorda del pinu bravu. Boletus pinophilus

Cogorda la fueya. Lepista nuda



Cogorda ñigral. Boletus aereus

Cogorda reñón. Lepista personata

Cogorda verdina. Russula virescens

Cogordil. Macrolepiota procera

Cogordo. Macrolepiota procera

Cogordo alboxo. Boletus edulis

Cogordu. Boletus edulis

Cogormillo. Macrolepiota procera

Cogorza. Fomes fomentarius, Ustilago maydis

Cogorzo. Macrolepiota procera

Cogorzu. Boletus edulis, Macrolepiota procera

Cogumelo. Agaricus campestris, Amanita ponderosa, Macro-

lepiota procera

Cojín. Rhizina inclinata, Rhizina undulata

Cola de pavo. Trametes versicolor

Cola de ratón. Tricholoma terreum

Coliflor. Ramaria botrytis, Ramaria flava, Ramaria formosa,

Ramaria spp., Sparassis crispa

Coliflor amarilla. Ramaria flava

Coliflor rosa. Ramaria botrytis

Colifor silvestre. Sparassis crispa

Colmenica/s. Morchella elata, Morchella esculenta, Morchella

spp., Ramaria flava

Colmenilla. Morchella angusticeps, Morchella conica, Mor-

chella costata, Morchella deliciosa, Morchella elata, Morchella

elata var. purpurascens, Morchella elatoides, Morchella escu-



Morchella vulgaris, Morchella spp.

Colmenilla blanca. Morchella esculenta

Colmenilla cónica. Morchella conica

Colmenilla de los quemados. Morchella deliciosa

Colmenilla fétida. Phallus impudicus

Colmenilla gris. Morchella conica, Morchella vulgaris

Colmenilla negra. Morchella conica, Morchella elata

Colmenilla pequeña. Mitrophora semilibera

Colmenilla redonda. Morchella esculenta, Morchella esculen-

te var. rotunda

Comestible. Russula vesca

Concha de pan. Tapinella panuoides

Concoidea. Pleurotus eryngii

Copa naranja. Aleuria aurantia

Copa roja. Aleuria aurantia

Copica/s. Helvella acetabulum, Helvella leucomelaena

Copica blanca y negra. Helvella leucomelaena

Copica escarlata. Sarcoscypha coccinea

Copica gruesa. Sarcosphaera coronaria

Copica roja. Aleuria aurantia

Copita de los alisos. ciboria amentacea

Copita del carbón. Anthracobia melaloma

Copita escarlata. Sarcoscypha macaronesica

Copita peluda mayor. Scutellinia scutellata

Copitas del castañero. Lanzia echinophila

Coral. Hericium coralloides

Coral apretado. Ramaria stricta

Coral rugoso. clavulina rugosa

Cornadillo. claviceps purpurea

Cornatillo. claviceps purpurea

Corneta. craterellus cornucopioides

Corneto negro. craterellus cornucopioides

Cornetu. craterellus lutescens

Cornetu ñegru. craterellus cornucopioides

Cornezuelo. claviceps purpurea

Cornezuelo del centeno. claviceps purpurea

Corniche. claviceps purpurea

Cornichos. claviceps purpurea

Cornichuelo. claviceps purpurea

Cornizuelo. claviceps purpurea

Corralera. Marasmius oreades

Corredera falsa. Marasmius collinus

Correguelo. cantharellus cibarius

Correlindes. Marasmius oreades

Correola. Marasmius oreades

Coscorra/s. Amanita mairei, Macrolepiota procera, Tricholoma

terreum

Costrón anaranjado. Leucogyrophana mollusca

Cratarela. craterellus cornucopioides

Crecidas. Rhizopogon luteolus, Rhizopogon roseolus, Rhizo-

pogon spp., Terfezia claveryi

Crespa/s. Helvella crispa, Morchella esculenta, Sparassis cris-

pa, Ramaria aurea, Ramaria botrytis, Ramaria flava, Ramaria

stricta, Ramaria spp.

Crespilla. Morchella esculenta, Morchella vulgaris, Morchella

spp., Ramaria flava, Ramaria flavescens, Ramaria spp.

Crespilla de pino. Morchella elata

Crespilla de río. Morchella esculenta

Crespilla rosa. Ramaria botrytis

Crespillo. Mitrophora semilibera

Cresta de gallo. cantharellus cibarius var. amethysteus, Ra-

maria aurea, Ramaria flava, Ramaria flavescens, Guepinia hel-

velloides

Criada/s. Terfezia arenaria, Terfezia boudieri, Terfezia claveryi,

Terfezia spp., Tirmania pinoyi

Criada canela. Terfezia claveryi



Criadas de conejo. Picoa lefebvrei

Criadilla/s. Rhizopogon ochraceorubens, Rhizopogon luteo-

lus, Rhizopogon roseolus, Terfezia arenaria, Terfezia leptoder-

ma, Terfezia spp., Tuber gennadii

Criadilla amarilla de pino. Rhizopogon luteolus

Criadilla amarillenta. Rhizopogon luteolus, Rhizopogon

ochraceorubens

Criadilla áspera. elaphomyces asperulus

Criadilla colorá. Rhizopogon roseolus

Criadilla de ciervo. elaphomyces granulatus, elaphomyces

muricatus, Terfezia arenaria

Criadilla de pinar. Rhizopogon roseolus

Criadilla de pino. Rhizopogon luteolus, Rhizopogon roseolus

Criadilla/s de tierra. Rhizopogon roseolus, Terfezia arenaria,

Terfezia claveryi, Terfezia leptoderma, Terfezia spp.

Criadilla jarera. choiromyces gangliformis, choiromyces

magnusi

Criadilla rojilla. Terfezia leptoderma

Criadilla rosa del pino. Rhizopogon roseolus

Criadilla rosada. Rhizopogon roseolus

Criadilla vaquera. Terfezia claveryi

Criaílla/s. Terfezia arenaria, Terfezia leptoderma

Crillas. Terfezia claveryi

Cripilla. Helvella spp.

Crispilla. Helvella fusca, Helvella leucopus, Morchella escu-

lenta

Crispilla blanca. Helvella crispa

Crispilla negra. Helvella lacunosa

Cristianu. calocybe gambosa

Cualbra. Russula foetens

Cubeta. Macrolepiota procera

Cucarril. Macrolepiota procera

Cucas. Pleurotus eryngii

Cucumela blanca. Amanita vaginata var. alba

Cucumela. Amanita mairei, Amanita vaginata

Cucumiellu. Macrolepiota procera

Cucumiellu albarón. Amanita ovoidea

Cucumiellu blancu. calocybe gambosa

Cucurril. chlorophyllum rhacodes, Macrolepiota procera

Cucurrin. Macrolepiota procera

Cucuxeiru. Macrolepiota procera

Cucuxiellu. Macrolepiota procera

Cuenco anaranjado. Aleuria aurantia

Cuernecito de enebro. Gymnosporangium clavariforme

Cuerno bonito. calocera cornea

Cuerno de la abundancia. craterellus cornucopioides, Pleu-

rotus citrinopileatus, Pleurotus cornucopiae

Cuernos del centeno. claviceps purpurea

Cuesco de lobo. Bovista plumbea, calvatia cyathiformis, cal-

vatia fragilis, Lycoperdon echinatum, Lycoperdon foetidum,

Lycoperdon lambinonii, Lycoperdon mammiforme, Lycoperdon

molle, Lycoperdon nigrescen, Lycoperdon perlatum, Lycoper-

don pyriforme, Lycoperdon umbrinum, Lycoperdon spp., Pisoli-

thus arhizus, Vascellum pratense

Cuesco de lobo erizado. Lycoperdon echinatum

Cuesco de lobo gigante. calvatia gigantea

Cuesco de lobo grande. calvatia utriformis

Cuesco de lobo perlado. Lycoperdon perlatum

Cuesco de lobo piriforme. Lycoperdon pyriforme

Cuesco grande de lobo. calvatia gigantea

Cuesco perlado. Lycoperdon perlatum

Cugumela. Amanita vaginata

Culubrujas. Marasmius oreades

Culumeta. Russula delica

Curitas. Helvella leucopus

Dardillo/s. Rhizopogon luteolus, Rhizopogon ochraceoru-

bens, Rhizopogon roseolus, Rhizopogon spp.

Dedal. Verpa conica

Dedal liso. Verpa conica

Dedal surcado. Verpa bohemica

Elixir de vida. Lentinula edodes

Enciende fuegos. Phellinus igniarius

Engañosa. entoloma sinuatum

Enrulamiento. Taphrina deformans

Entintada. coprinopsis atramentaria

Erizo. Hericium erinaceum

Escarola de monte. Sparassis crispa

Escoba. Ramaria botrytis, Ramaria flava

Escobas de bruja. Taphrina deformans

Escribano. Fomes fomentarius

Esfera gruesa. Sarcosphaera coronaria

Esguébano. Fomes fomentarius

Espátula amarilla. Spathularia flavida

Espátula blanca. Pleurocybella porrigens

Espejín. Tricholoma terreum

Espolón de centeno. claviceps purpurea

Espóngicas. Morchella spp.

Esponja de los carpes. Leccinum carpini

Esponja/s. Boletus gr. edulis, Sparassis crispa, Sparassis la-

minosa, Suillus bellinii, Suillus collinitus, Suillus granulatus,

Suillus luteus, Ramaria flava

Esponjes. Leccinum corsicum, Leccinum lepidum

Esponjillo. Suillus luteus

Esquibano. Fomes fomentarius



Estrella de tierra. Astraeus hygrometricus, Geastrum berke-

leyi, Geastrum campestre, Geastrum fimbriatum, Geastrum

melanocephalum, Geastrum minimum, Geastrum schmidelii,

Geastrum saccatum, Geastrum triplex, Geastrum vulgatum,

Geastrum spp.

Estrella de tierra ambigua. Astraeus hygrometricus

Estrella de tierra de múltiples bocas. Myriostoma coliforme

Estrella de tierra higrométrica. Astraeus hygrometricus

Estrella de tierra rosada. Geastrum rufescens

Estrella roja. clathrus archeri, Geastrum saccatum

Faradiellu. Macrolepiota procera

Faisán/es. Boletus edulis, Boletus gr. edulis, Boletus pinophi-

lus, Boletus spp., Leccinum corsicum, Leccinum crocipodium,

Leccinum lepidum, Suillus spp.

Faisán de alcornoque. Boletus aereus, Boletus aestivalis

Faisán de carrasca. Leccinum lepidum

Faisán de jaguarzo. Xerocomus impolitus

Faisán de jara. Leccinum crocipodium

Faisán de la jara. Leccinum corsicum

Faisán de/l álamo. Leccinum duriusculum

Faisán de/l pino. Suillus bellinii, Suillus granulatus, Suillus

spp.

Falo de perro. Mutinus caninus

Falo hediondo. Phallus hadriani, Phallus impudicus

Faloides. Amanita phalloides

Falo imperial. Phallus hadriani

Falo impúdico. Phallus impudicus

Falo perruno. Mutinus caninus, Mutinus elegans

Falsa cagarria. Verpa bohemica

Falsa cantarela. Hygrophoropsis aurantiaca

Falsa colmenilla. Verpa bohemica

Falsa criadilla. Rhizopogon roseolus

Falsa flor. clathrus archeri

Falsa girola. Hygrophoropsis aurantiaca

Falsa negrilla. Tricholoma pardinum, Tricholoma scalptura-

tum, Tricholoma virgatum

Falsa oronja. Amanita muscaria, Amanita phalloides

Falsa pardilla. entoloma sinuatum

Falsa patata. Amanita ponderosa

Falsa platera. clitocybe alexandri

Falsa senderilla. Gymnopus erythropus

Falsa senderuela. Gymnopus dryophilus, Marasmius collinus

Falsa seta de cardo. Pleurotus ostreatus

Falsa seta de cardo de madera. Pleurotus ostreatus

Falsa trufa del pino. Rhizopogon roseolus

Falsa trufa. Melanogaster variegatus, Rhizopogon roseolus,

Scleroderma citrinum, Terfezia arenaria

Falso champiñón. Leucoagaricus leucothites

Falso galipierno. Amanita pantherina

Falso guíscano. Lactarius chrysorrheus

Falso gurumelo. Amanita boudieri

Falso muserón. Marasmius oreades

Falso níscalo. Lactarius chrysorrheus, Lactarius tesquorum,

Lactarius torminosus, Lactarius zonarius

Falso níscalo de abedul. Lactarius torminosus

Falso níscalo de caducifolios. Lactarius zonarius

Falso níscalo de encina. Lactarius chrysorrheus

Falso nízcalo. Lactarius quietus

Falso nízcalo de jara. Lactarius tesquorum

Falso nízcalo de la encina. Lactarius subumbonatus

Falso nízcalo peludo. Lactarius mairei

Falso pucheruelo. Helvella acetabulum

Falso rebozuelo anaranjado. Hygrophoropsis aurantiaca

Falso rebozuelo. Hygrophoropsis aurantiaca

Falso yesquero. Phellinus igniarius

Farinera. Amanita ovoidea

Farol. clathrus ruber

Fégadu colloráu. Fistulina hepatica

Feos. Boletus gr. edulis

Feridona. Amanita rubescens

Filete de pobre. Fistulina hepatica

Fina de tardío. Leucopaxillus candidus

Fina. calocybe gambosa

Firulí. Tricholoma terreum

Firulín/es. Tricholoma terreum

Firulises. Tricholoma terreum

Fofa. Scleroderma polyrhizum

Follolobo. Geastrum spp., Lycoperdon spp.

Follón. Lycoperdon spp.

Follón de lobo. Lycoperdon spp.

Follos de lobo. Lycoperdon spp.

Fongareta. Marasmius oreades

Fongeta. Marasmius oreades

Fongo. Scleroderma polyrhizum

Fongo amarillo. Suillus bellini, Suillus collinitus, Suillus

granulatus

Fongo baboso. Suillus bellini, Suillus collinitus, Suillus

granulatus

Fongo llapidero. Boletus pinophilus

Fongo royo. Lactarius deliciosus

Fongueta de pino. Tricholoma terreum

Fongueta. Marasmius oreades

Fonqueta. Macrolepiota procera

Frades. Macrolepiota procera



Franciscano. clitocybe geotropa

Frigolín. Tricholoma terreum

Frongo. Boletus edulis

Frongol. Boletus edulis

Fullegues. Lycoperdon perlatum

Funganiellu‘l pinu. Suillus bellini, Suillus collinitus, Suillus

granulatus

Funganiellu. Lycoperdon perlatum

Fungón. Lycoperdon perlatum

Fungu. Lycoperdon perlatum

Fungu‘l rayu. calocybe gambosa

Fungu del rayu. calocybe gambosa

Fungu funil. clitocybe geotropa

Fungu lleitariegu. Lactarius deliciosus

Fungu mouru. Boletus aereus

Fungueiru. Lycoperdon perlatum

Funiellu. clitocybe geotropa

Fusa. Macrolepiota procera

Fuxinas de lobo. Lycoperdon perlatum

Galamperna. chlorophyllum rhacodes, Macrolepiota procera

Galampierna. Macrolepiota procera

Galapierna. Macrolepiota procera

Galasperna. Macrolepiota procera

Galipierna/o. Macrolepiota procera

Galipiérnago. Macrolepiota procera

Galipierno. Amanita pantherina, Macrolepiota mastoidea, Ma-

crolepiota phaeodisca

Galipierno falso. Amanita pantherina

Galipiorno. Macrolepiota procera

Gallarda/s. Helvella leucopus, Morchella conica, Morchella

costata, Morchella deliciosa, Morchella elata, Morchella ela-

toides, Morchella esculenta, Morchella esculenta var. rigida,

Morchella esculenta var. rotunda, Morchella esculenta var.

umbrina, Morchella eximia, Morchella vulgaris

Gallicu. cantharellus cibarius

Gallinas de monte. Ramaria spp.

Gallineta. Ramaria flava

Gallipierna. Macrolepiota procera

Gallipierno. chlorophyllum rhacodes, Macrolepiota procera,

Macrolepiota spp.

Gallitos. Ramaria botrytis

Gamuza. Hydnum albidum, Hydnum repandum, Hydnum

rufescens

Gamuza blanca. Hydnum albidum

Gamuza parda. Sarcodon cyrneus

Gamuza rojiza. Hydnum rufescens

Gardillo. Rhizopogon roseolus

Garduña. Leucopaxillus lepistoides

Gatuña. Pleurotus eryngii

Gelatina amarilla. Tremella mesenterica

Gelatina blanca. neobulgaria pura

Gelatina de pescado. Auricularia polytricha

Gírgola blanca. Agaricus campestris

Girjola. Pleurotus eryngii

Girola. cantharellus cibarius

Gízcano. Lactarius deliciosus

Golmota. Amanita rubescens

Goma. Auricularia auricula-judae

Gominola. Tremella mesenterica

Gorringo. Amanita caesarea

Gorro de cura. Russula virescens

Gorro verde. Russula virescens

Gorra de monte. Ganoderma applanatum

Gorro de monte. Ganoderma applanatum

Griego. Laurobasidium lauri

Griseta. clitocybe nebularis, Tricholoma terreum

Grisola. Tricholoma terreum

Grisoleta. Tricholoma terreum

Grispilla. Morchella vulgaris

Grumelo. Amanita ponderosa

Guardia civil. Russula heterophylla

Guindilla. Galeropsis desertorum var. bispora

Guisana. Agaricus campestris

Guiscano. Lactarius deliciosus

Guíscano/s. Lactarius deliciosus, Lactarius gr. deliciosus, Lac-

tarius sanguifluus

Guíscano de jara. Lactarius tesquorum

Guíscano de sangre. Lactarius sanguifluus

Guíscano blanco. Lactarius piperatus, Lactarius vellereus,

Russula delica

Guíscano borde. Lactarius chrysorrheus, Lactarius tesquo-

rum, Lactarius zonarius

Guíscano borracho. Lactarius vinosus

Guíscano cabrero. Russula spp.

Guíscano carrasco. Lactarius deliciosus, Lactarius sangui-

fluus

Guíscano carrasqueño. Lactarius sanguifluus

Guíscano/s colorao/s. Lactarius deliciosus, Lactarius semi-

sanguifluus

Guíscano de enebro. Lactarius sanguifluus

Guíscano de jara. Lactarius deliciosus, Lactarius semisangui-

fluus

Guíscano falso. Lactarius tesquorum

Guíscano jareño. Lactarius deliciosus



Guíscano macho. Lactarius gr. deliciosus atacado por

Hypomyces lateritius

Guíscano/s negral/es. Lactarius deliciosus, Lactarius semi-

sanguifluus

Guíscano rojo. Lactarius sanguifluus

Guíscano sabinero. Lactarius sanguifluus

Guíscano sin costillas. Lactarius gr. deliciosus atacado por

Hypomyces lateritius

Guisona. Agaricus campestris

Guizcano/s. Lactarius semisanguifluus, Lactarius gr. delicio-

sus

Guízcano. Lactarius deliciosus, Lactarius sanguifluus, Lacta-


Güizcano/s. Lactarius deliciosus

Gureta. Amanita caesarea

Gurumelo. Amanita ovoidea, Amanita ponderosa, Volvariella

gloiocephala

Gurumelo castellano. Volvariella gloiocephala

Gurumelo de montanera. Amanita curtipes

Gurumelo pequeño. Amanita curtipes

Gurumelo temprano. Amanita curtipes

Gusarones. Marasmius oreades

Harinera. clitopilus prunulus

Harinosa. Amanita ovoidea

Heraldo de invierno. Hygrophorus hypothejus

Herrerillos. Helvella lacunosa

Herrero/s. Helvella lacunosa

Herreros de chopo. Helvella leucopus

Herrenos de pino. Helvella lacunosa

Hígado. Fistulina hepatica

Hígado de buey. Fistulina hepatica

Hígado de vaca. Fistulina hepatica

Higrómetro. Astraeus hygrometricus

Hisopo. Battarrea stevenii

Honga. Bovista plumbea, Lycoperdon lambinonii, Lycoperdon

spp.

Hongaracha. Amanita muscaria

Hongareta. Marasmius oreades

Hongarilla. Macrolepiota procera

Hongo/s. Agaricus arvensis, Agaricus bitorquis, Agaricus cam-

pestris, Agaricus genadii, Agaricus nivescens, Agaricus urinas-

cens, Agaricus spp., Boletus aestivalis, Boletus edulis, Boletus

gr. edulis, Boletus pinophilus, Bovista plumbea, cantharellus

subpruinosus, chlorophyllum rhacodes, Galerina badipes,

Hygrophorus marzuolus, Lactarius gr. deliciosus, Lycoperdon

lambinonii, Lycoperdon spp., Macrolepiota procera, Mycena

pura, Suillus mediterraneensis

Hongo aceitero. Agaricus arvensis, Agaricus campestris, Aga-

ricus urinascens

Hongo amargo. Boletus calopus, Tylopilus felleus

Hongo amarilleante. Agaricus xanthodermus

Hongo amarillo. cantharellus subpruinosus, Suillus luteus,

Suillus mediterraneensis

Hongo anaranjado. Leccinum aurantiacum, Leccinum quer-

cinum

Hongo anillado. Suillus luteus

Hongo anisado. Agaricus sylvicola

Hongo azul. Gyroporus cyanescens

Hongo azulado. Boletus erythropus

Hongo baboso. Suillus granulatus

Hongo bayo. Xerocomus badius

Hongo/s blanco/s. Agaricus arvensis, Agaricus campestris,

Agaricus spp., Boletus edulis, Macrolepiota procera, Russula

delica

Hongo borracho. Lactarius sanguifluus, Lactarius vinosus

Hongo bovino. Suillus bovinus

Hongo bravío. Pleurotus ostreatus

Hongo cabeza de negro. Boletus aereus

Hongo calabaza. Boletus edulis

Hongo calamar. clathrus archeri

Hongo campesino. Agaricus arvensis

Hongo castaño. Gyroporus castaneus

Hongo cerilla. Xylaria hypoxylon

Hongo coliflor. Sparassis crispa

Hongo comestible. Agaricus campestris, Boletus aestivalis,

Boletus edulis

Hongo común. Boletus edulis

Hongo con anillo. Macrolepiota procera

Hongo coral. Hericium coralloides, Hericium erinaceum

Hongo cristianu. calocybe gambosa

Hongo de árbol. Fistulina hepatica

Hongo/s de burro. Lycoperdon perlatum, Suillus mediterra-

neensis

Hongo de campo. Agaricus campestris

Hongo de castañar. Grifola frondosa

Hongo de castaño. Boletus aestivalis

Hongo de cien costillas. Agaricus campestris

Hongo de comer. Agaricus campestris

Hongo de corral. coprinus comatus, coprinus fimetarius

Hongo de haya. Fistulina hepatica

Hongo de la procesionaria. cordyceps militaris

Hongo de la risa. Psilocybe semilanceata

Hongo de la viña. Macrolepiota procera

Hongo de madera. Ganoderma spp.



Hongo de majadal. Agaricus spp.

Hongo de palo. Fistulina hepatica

Hongo de perdiz. chroogomphus rutilus

Hongo de pino/s. Suillus granulatus, Suillus luteus

Hongo de polvo. Scleroderma polyrhizum

Hongo de prado. Agaricus spp.

Hongo de puerco. Pleurotus ostreatus

Hongo de raso. Agaricus campestris

Hongo de rila. Marasmius oreades

Hongo de San Juan. Boletus aestivalis

Hongo de satán. Boletus satanas

Hongo de tierra. Agaricus bitorquis, Scleroderma polyrhizum

Hongo de vaca anillado. Suillus luteus

Hongo/s de vaca/s. Boletus luridus, Boletus gr. edulis, Suillus

bovinus, Suillus granulatus, Suillus luteus, Suillus spp.

Hongo de verano. Boletus aestivalis

Hongo de vereda. Agaricus spp.

Hongo de yesca. Fomes fomentarius

Hongo de/l marojal. Boletus aestivalis

Hongo de/l pino. Boletus pinophilus

Hongo del diablo. Boletus satanas, Bovista plumbea, Lyco-

perdon lambinonii, Lycoperdon spp.

Hongo del pino chamoso. Phellinus pini

Hongo del pino. Lactarius deliciosus

Hongo enrojeciente. Agaricus benesii, Agaricus sylvaticus

Hongo erizado. Hericium erinaceum

Hongo escarlata. Hygrophorus russula

Hongo esponja. Suillus collinitus

Hongo falo. Phallus impudicus

Hongo falso. Lactarius chrysorrheus

Hongo fematero. Panaeolus campanulatus

Hongo fino. calocybe gambosa

Hongo fofo. Bovista plumbea, Lycoperdon lambinonii, Lyco-

perdon spp.

Hongo gitano. Agaricus spp.

Hongo grande. Agaricus urinascens

Hongo granulado. Suillus granulatus

Hongo imperial. Grifola frondosa

Hongo lapidero. Boletus edulis

Hongo lápiz. Boletus appendiculatus

Hongo maloliente. Agaricus xanthodermus

Hongo mantecoso. Suillus luteus

Hongo negral. Lactarius sanguifluus

Hongo negro. Agaricus spp., Boletus aereus, Boletus gr. edulis

Hongo negro rojizo. Boletus pinophilus

Hongo nido. crucibulum laeve, cyathus olla, cyathus striatus

Hongo nido estriado. cyathus striatus

Hongo panical. Pleurotus eryngii

Hongo picante. chalciporus piperatus

Hongo pie rojo. Boletus erythropus

Hongo pimentero. Lactarius glaucescens, Lactarius pergame-

nus, Lactarius piperatus

Hongo puchero. Agaricus spp.

Hongo real. Boletus regius, Hericium coralloides

Hongo rey. Boletus regius

Hongo rodeno. Lactarius deliciosus

Hongo rojo. Boletus pinophilus

Hongo rojo amargo. Boletus calopus

Hongo royo. Lactarius deliciosus

Hongo rubio. Boletus edulis

Hongo sopero. calocybe gambosa

Hongo yesquero. Fomes fomentarius, Phellinus igniarius

Hongos de majá. Agaricus spp.

Hongueta. Tricholoma terreum

Honguito. Agaricus campestres, Auricularia auricula-judae

Hortensia. Polyporus umbellatus

Huevo. Amanita caesarea

Huevo de blanquero. Amanita ovoidea

Huevo de la luna. calvatia gigantea

Huevo de monte. Amanita ovoidea

Huevo de oca. Amanita ovoidea

Huevo de rey. Amanita caesarea

Huevo/s del diablo. Bovista plumbea, Lycoperdon lambinonii,

Lycoperdon spp., Phallus impudicus

Huevo frito. Amanita caesarea, Ganoderma lucidum

Huevos de obispo. Amanita caesarea

Ijota. Scleroderma polyrhizum

Inverniza. Lepista nuda, Lepista personata

Irijuela. Helvella fusca, Helvella lacunosa, Helvella leucopus

Isón. calocybe gambosa

Isón de sanmiguelada. clitocybe nebularis

Ivierniza. Lepista personata

Jarretiera. Macrolepiota procera

Jarrillas. Helvella costifera, Helvella leucomelaena

Jedionda. Bovista plumbea, Lycoperdon lambinonii, Lycoper-

don spp.

Jeta. Pleurotus eryngii

Jetón de tinte. Pisolithus arhizus

Jetones. Lycoperdon perlatum

Jícaro. Lactarius deliciosus

Jijota. Scleroderma polyrhizum

Jiscu de llobu. Lycoperdon perlatum

Jogoto. Scleroderma polyrhizum

Jongo/s. Agaricus arvensis, Agaricus campestris, Agaricus



spp., Boletus spp., Galerina badipes, Lycoperdon perlatum,

Macrolepiota procera, Mycena pura, Scleroderma polyrhizum

Jongo de burro. Lycoperdon perlatum

Jongo de copa. chlorophyllum rhacodes

Jongu. Macrolepiota procera

Josefita/s. Agaricus arvensis, Agaricus campestris, Agaricus

sylvicola, Agaricus xanthodermus, Agaricus spp.

La bruxa. Armillaria mellea

La seta. clitocybe geotropa, cantharellus cibarius

Lacitos. Helvella acetabulum

Lamperna. Macrolepiota procera

Lansarón. calocybe gambosa

Lechuga de monte. Sparassis crispa

Lengua de buey. Fistulina hepatica, Hydnum repandum

Lengua de castaño. Fistulina hepatica

Lengua de gato. Fistulina hepatica, Hydnum repandum, Hyd-

num rufescens

Lengua de gato blanco/a. Hydnum albidum

Lengua de gato rojiza. Hydnum rufescens

Lengua de monte. Fistulina hepatica

Lengua de oveja. Hydnum repandum, Hydnum rufescens

Lengua de tierra. Geoglossum barlae, Macrotyphula fistulosa,

Trichoglossum hirsutum

Lengua de vaca. Fistulina hepatica, Hydnum repandum, Hyd-

num rufescens, Sarcodon squamosus

Lengua de vaca blanca. Hydnum albidum

Lengua de vaca oscura. Sarcodon imbricatus

Lenguagato ferruginosa. Hydnum rufescens

Lenguagato gamuza. Hydnum repandum

Lenteja roja. Melastiza chateri

Lepistonuda. Lepista nuda

Levanta lanchas. Tricholosporum goniospermum

Llanega/s. Hygrophorus agathosmus, Hygrophorus gliocy-

clus, Hygrophorus latitabundus, Hygrophorus persoonii, Hy-

grophorus spp., Tricholoma portentosum

Llanega amarilla. Hygrophorus hypothejus

Llanega blanca. Hygrophorus gliocyclus, Hygrophorus poe-

tarum

Llanega de las encinas. Hygrophorus persoonii

Llanega de los pinos. Hygrophorus ligatus

Llanega de marzo. Hygrophorus marzuolus

Llanega de olor a almendras. Hygrophorus agathosmus

Llanega gris. Hygrophorus agathosmus

Llanega negra. Hygrophorus latitabundus, Hygrophorus per-

soonii

Llanega olorosa. Hygrophorus agathosmus

Llanega parda. Hygrophorus persoonii

Llanega perfumada. Hygrophorus agathosmus

Llanera. Hygrophorus latitabundus

Llanera negra. Hygrophorus latitabundus

Lleiteiru. Lactarius deliciosus

Llenega. Hygrophor us latitabundus, Hygrophorus persoonii,

Hygrophorus spp.

Llenega blanca. Hygrophorus gliocyclus

Llenega fosca. Hygrophorus latitabundus

Llenega gris. Hygrophorus latitabundus

Llénega gris. Hygrophorus latitabundus

Llenega negra. Hygrophorus latitabundus

Llezneiru. Hygrophorus latitabundus

Llimiau. Hygrophorus gliocyclus

Lodón. Ustilago maydis, Ustilago tritici

Lomo azul. Russula virescens

Loro verde. Hygrocybe psittacina

Macanes. Boletus edulis

Machenca. Tuber brumale

Macica. entoloma clypeatum

Mácula. Lactarius deliciosus, Lactarius sanguifluus

Madre de/l loro. Laurobasidium lauri

Maire de loro. Laurobasidium lauri

Majestuoso. Agaricus augustus

Malparda. Macrolepiota procera

Manecicas. Ramaria aurea, Ramaria botrytis

Manecillas. Ramaria aurea, Ramaria flava

Manecitas. Ramaria aurea

Manetas. Ramaria botrytis, Ramaria spp.

Mangarria. Morchella elata

Mango azul. Lepista nuda, Lepista personata

Manita/s. Ramaria aurea, Ramaria botrytis, Ramaria flaves-

cens, Ramaria flava

Manjarria/s. Morchella conica, Morchella elata, Morchella es-

culenta, Morchella vulgaris, Morchella spp.

Manjarria negra. Morchella elata

Mano de almirez. clavariadelphus pistillaris, clavariadelphus

truncatus

Mano de mortero. clavariadelphus pistillaris, clavariadelphus

truncatus

Mano de mortero truncada. clavariadelphus truncatus

Mano de oso. Sarcodon imbricatus

Manos de loro. Laurobasidium lauri

Mansarón/es. calocybe gambosa

Mansarón de otoño. calocybe constricta

Mansarón de San Miguel. calocybe constricta

Mantequero. Suillus granulatus

Manzanilla. Laccaria laccata



Marcera. Hygrophorus marzuolus

Marienmas. Marasmius oreades

Marifusa. Macrolepiota procera

Marmiella. Armillaria mellea

Marmiellu. Armillaria mellea

Marrón. Helvella acetabulum

Marzuelo/s. Hygrophorus marzuolus

Marzuelu. Hygrophorus marzuolus

Marzuolo. Hygrophorus marzuolus

Marzuolu. Hygrophorus marzuolus

Maserón. calocybe gambosa

Matacabras. Tricholoma albobrunneum

Matacandelas. coprinus comatus, Macrolepiota fuligineos-

quarrosa, Macrolepiota konradii, Macrolepiota mastoidea, Ma-

crolepiota procera, Macrolepiota subsquarrosa

Matacandil. chlorophyllum rhacodes, coprinus comatus, Ma-

crolepiota procera

Matachopo. Pholiota populnea

Matamoscas. Amanita muscaria

Mataparientes. Boletus erythropus, Boletus regius, Boletus

satanas

Matasuegras. Lactarius chrysorrheus

Matute. Boletus edulis

Mauserón. calocybe gambosa

Mayera. Terfezia arenaria

Maza de cuneta/s. Pisolithus arhizus

Maza de caminos. Pisolithus arhizus

Maza de tambor. Macrolepiota phaeodisca, Macrolepiota pro-

cera

Maza tintorera. Pisolithus arhizus

Maza. clavariadelphus pistillaris

Mazo de mortero. clavariadelphus flavoimmaturus, clavaria-

delphus pistillaris

Meado de zorro. Agaricus xanthodermus

Mécula. Lactarius deliciosus

Melguera. Armillaria mellea

Mícalo. Lactarius deliciosus

Michardina. Marasmius oreades

Michardón. calocybe gambosa

Mícula. Lactarius deliciosus, Lactarius gr. deliciosus, Lactarius

sanguifluus, Lactarius semisanguifluus

Mierda de gato. Picoa lefebvrei

Miguel/es. Boletus aestivalis, Boletus edulis, Boletus pino-

philus, Boletus gr. edulis

Miguel blanco. Boletus edulis

Miguel de roble. Boletus aestivalis

Miguel rojo. Boletus pinophilus

Migueles negros. Boletus aereus

Miguelín. Suillus granulatus

Míscalo/s. Lactarius deliciosus, Lactarius gr. deliciosus, Lacta-

rius sanguifluus

Míscarru. Lactarius deliciosus

Misclo. Lactarius deliciosus

Misclo borracho. Lactarius vinosus

Mitra. Gyromitra esculenta, Gyromitra infula

Mitra de los pantanos. Mitrula paludosa

Mízcala. Sparassis crispa

Mizcalillo de prado. Marasmius oreades

Mízcalo de mayo. cantharellus subpruinosus

Mízcalo. Lactarius deliciosus, Lactarius sanguifluus

Mízcalu. Lactarius deliciosus

Mizcle. Lactarius deliciosus, Lactarius gr. deliciosus, Lactarius

sanguifluus

Mizcle de loma. Lactarius sanguifluus

Mizcle de prao. Lactarius quieticolor

Mizclo/s. Lactarius deliciosus, Lactarius gr. deliciosus, Lacta-

rius sanguifluus

Mizclo borracho. Lactarius sanguifluus, Lactarius vinosus

Mizclo colorao. Lactarius deliciosus

Mizclo de buje. Lactarius sanguifluus

Mizclo de negral. Lactarius sanguifluus

Mizclo de prado. Lactarius sanguifluus

Mizclo de rodeno. Lactarius deliciosus, Lactarius semisangui-

fluus

Mizclo rodeno. Lactarius deliciosus, Lactariu quieticolor

Mocholón. calocybe gambosa

Moco ámbar de los pinos. exidia saccharina

Moco de oveja. exidia recisa

Moco negro de los troncos. exidia nigricans

Mocosa/s. Hygrophorus agathosmus, Hygrophorus dichrous,

Hygrophorus gliocyclus, Hygrophorus latitabundus, Hygro-

phorus spp.

Mocosa negra. Hygrophorus persoonii

Mocosín/es. Suillus bellinii, Suillus collinitus, Suillus granula-

tus, Suillus luteus, Suillus spp.

Mocosines de monte. Suillus spp.

Moho del níscalo. Hypomyces lateritius

Moixardinas. Marasmius oreades

Mojardón. calocybe gambosa, clitocybe geotropa, clitopilus

prunulus

Mojicones. Suillus collinitus, Suillus spp.

Mojín. Suillus collinitus, Suillus spp.

Molinera. clitopilus cystidiatus, clitopilus prunulus

Mona. Ustilago maydis



Monagrillo. Picoa lefebvrei

Monaguillos. Picoa lefebvrei

Monegrillos. Picoa juniperi, Picoa lefebvrei, Picoa spp.

Monete. Gyromitra esculenta, Helvella crispa, Helvella lacuno-

sa, Helvella spp.

Monete blanco. Helvella crispa

Monete de pie surcado. Helvella lacunosa

Mongui/s. Psilocybe semilanceata, Panaeolus spp.

Monjita velada. Suillus luteus

Montera. clitocybe geotropa

Montesina. clitocybe geotropa

Moñiga de vaca. Suillus spp.

Moñigo. Scleroderma polyrhizum

Moñigos de burro. Lycoperdon perlatum, Terfezia claveryi

Moradilla. Lepista nuda

Moraílla. Lepista nuda

Morceguillos. Helvella leucopus

Morciguillos. Helvella crispa

Morena/s. Agaricus spp., clitocybe nebularis

Moreno. claviceps purpurea

Mórgula. Morchella esculenta

Morilla. Macrolepiota procera, Morchella angusticeps, Mor-

chella conica, Morchella costata, Morchella deliciosa, Mor-

chella elata, Morchella elata var. purpurascens, Morchella

elatoides, Morchella esculenta, Morchella esculenta var. rigi-

da, Morchella esculenta var. rotunda, Morchella esculenta var.

umbrina, Morchella eximia, Morchella vulgaris, Morchella spp.

Morilla cónica. Morchella conica

Morita bermeja. nectria cinnabarina

Moritos. Helvella lacunosa, Helvella leucopus

Mórluga. Morchella esculenta, Morchella spp.

Moro de centeno. claviceps purpurea

Morrico de corso. Tricholoma terreum

Morrico de corza/o. Tricholoma terreum

Morrinegrillos. Helvella leucopus

Morro de vaca. Pleurotus cornucopiae, Suillus collinitus,

Suillus granulatus

Morrongla. Morchella conica, Morchella costata, Morchella

deliciosa, Morchella elata, Morchella elatoides, Morchella escu-



Morchella vulgaris, Morchella spp.

Morronguillos. Helvella leucopus

Morronguitos. Helvella leucopus

Morrulla. Morchella spp.

Morrungla. Morchella vulgaris, Morchella spp.

Mosquero. Amanita muscaria

Mosquitera. Agrocybe cylindracea

Mucerón. calocybe gambosa, clitocybe geotropa, clitopilus

prunulus, entoloma sericeum, Gomphus clavatus, Leccinum

carpini, Lepiota brunneoincarnata, Mycena filopes

Mucerón falso. Marasmius oreades

Muchardina. Marasmius oreades

Muchardón. calocybe gambosa

Muchardón de San Miguel. clitocybe nebularis

Muchilón. calocybe gambosa

Muixardón. calocybe gambosa

Mujardón. calocybe gambosa

Mujarón. calocybe gambosa

Murgula. Morchella spp.

Múrgula. Morchella vulgaris

Musarones. Marasmius oreades

Muserón. calocybe gambosa

Muserón de otoño. clitocybe geotropa

Mutón. Hydnum repandum

Muxardina. Marasmius oreades

Muxardons. Marasmius oreades

Muxerón. calocybe gambosa

Nacida/s. Bovista plumbea, Lycoperdon lambinonii, Lycoper-

don spp., Rhizopogon luteolus, Rhizopogon roseolus, Rhizo-

pogon spp.

Nansaritas. Marasmius oreades

Nansarón. calocybe gambosa

Nariz de gato. chlorophyllum rhacodes, Macrolepiota procera

Nasidas. Rhizopogon luteolus

Nazarena. Lepista nuda

Nazareno/s. Lepista nuda, Lepista personata

Nazarón. calocybe gambosa

Nebulosa. clitocybe nebularis

Negral. Lactarius deliciosus

Negreta. Tricholoma terreum

Negrilla. clitocybe nebularis, Tricholoma gausapatum, Tri-

choloma portentosum, Tricholoma scalpturatum, Tricholoma

terreum

Negrilla picante. Tricholoma virgatum

Negrillos. Picoa lefebvrei, Picoa spp.

Negrito/s. Helvella lacunosa, Helvella leucopus, Pleurotus os-

treatus, Tricholoma terreum, Xerocomus badius

Negritos de monte. Helvella costifera, Helvella leucomelaena

Nícala. Lactarius deliciosus

Nícalo lanoso. Lactarius torminosus

Nícalo. Lactarius deliciosus, Lactarius hemicyaneus, Lactarius

quieticolor, Lactarius sanguifluus

Nícaro. Lactarius deliciosus



Nícola. Lactarius deliciosus, Lactarius sanguifluus

Nidicos. crucibulum laeve

Niditos. crucibulum laeve

Nido amarillo. crucibulum laeve

Nido atrompetado. cyathus olla

Nido común. crucibulum laeve

Nido/s de pájaro. crucibulum laeve, cyathus striatus,

cyathus olla

Nido estriado. cyathus striatus

Nido gris. cyathus olla

Nierín. cyathus striatus

Ninfa. Marasmius oreades

Níscalo. Lactarius deliciosus, Lactarius gr. deliciosus, Lacta-

rius hemicyaneus, Lactarius quieticolor, Lactarius salmonico-

lor, Lactarius sanguifluus, Lactarius semisanguifluus

Níscalo alcanforado. Lactarius camphoratus

Níscalo anaranjado. Lactarius mitissimus, Lactarius volemus

Níscalo arrugado. Lactarius vietus

Níscalo aterciopelado. Lactarius vellereus

Níscalo blanco. Lactarius controversus

Níscalo cabruno. Lactarius torminosus

Níscalo color de hígado. Lactarius hepaticus

Níscalo color sangre. Lactarius sanguifluus

Níscalo de abetal. Lactarius salmonicolor

Níscalo de cabra. Lactarius torminosus

Níscalo de chopera. Lactarius controversus

Níscalo de chopo. Lactarius controversus

Níscalo de las jaras. Lactarius tesquorum

Níscalo de leche amarilla. Lactarius chrysorrheus

Níscalo de leche roja. Lactarius sanguifluus

Níscalo de leche vinosa. Lactarius sanguifluus

Níscalo de roble. Lactarius chrysorrheus

Níscalo de sangre vinosa. Lactarius sanguifluus

Níscalo de tolla. Lactarius quieticolor

Níscalo de vino. Lactarius sanguifluus

Níscalo del abedul. Lactarius torminosus

Níscalo del roble. Lactarius quietus

Níscalo falso. Lactarius torminosus

Níscalo húmedo. Lactarius uvidus

Níscalo lanoso. Lactarius torminosus

Níscalo lila. Lactarius lilacinus

Níscalo muchaleche. Lactarius volemus

Níscalo mucoso. Lactarius blennius

Níscalo negro. Lactarius turpis

Níscalo peludo. Lactarius torminosus

Níscalo perfumado. Lactarius glyciosmus

Níscalo picante. Lactarius piperatus

Níscalo pimentero. Lactarius piperatus

Níscalo rojizo. Lactarius atlanticus

Níscalo rosado. Lactarius controversus

Níscalo vinoso. Lactarius sanguifluus

Níscalo violáceo. Lactarius violascens

Níscalo zonado. Lactarius zonarius

Níspola. Lactarius deliciosus

Nízcalo borde. Lactarius chrysorrheus

Nízcalo de chopo. Lactarius controversus

Nízcalo de jaras. Lactarius cistophilus

Nízcalo de sangre roja. Lactarius sanguifluus

Nízcalo de sangre vinosa. Lactarius sanguifluus

Nízcalo vinoso. Lactarius sanguifluus

Nízcalo/s. Lactarius deliciosus, Lactarius gr. deliciosus, Lacta-

rius hemicyaneus, Lactarius quieticolor, Lactarius sanguifluus,

Lactarius semisanguifluus

Ñícaru. Lactarius deliciosus

Ñíscalo. Lactarius deliciosus

Ñíscarru. Lactarius deliciosus

Ojo de buey. cortinarius praestans

Ojo de perdiz. chroogomphus rutilus

Ojota. Scleroderma polyrhizum

Oliva. Russula olivacea

Oloroso. Tricholoma caligatum

Opo. Hypomyces lateritius

Oreja/s. Auricularia auricula-judae, Helvella leucomelaena

Oreja de árbol. Auricularia auricula-judae

Oreja de asno. Aleuria aurantia, Otidea alutacea, Otidea bufo-

nia, Otidea cantharella, Otidea onotica

Oreja de asno negra. Otidea bufonia

Oreja de asno oscura. Otidea bufonia, Otidea umbrina

Oreja de burro. Pleurotus ostreatus

Oreja de cerdo. Gomphus clavatus, Peziza badia, Pleurotus

ostreatus

Oreja de conejo. Otidea onotica

Oreja de fraile. Pleurotus dryinus, Pleurotus ostreatus

Oreja de gato. Auricularia auricula-judae, Gyromitra infula,

Helvella crispa, Helvella elastica, Helvella fusca, Helvella lacu-

nosa

Oreja de gato blanca. Helvella crispa

Oreja de gato de pie liso. Helvella elastica

Oreja de gato negra. Helvella lacunosa. Helvella leucopus

Oreja de Judas. Auricularia auricula-judae

Oreja de liebre. Otidea alutacea, Otidea leporina, Otidea ono-

tica

Oreja de liebre negra. Otidea bufonia

Oreja de ratón. Helvella crispa



Oreja de vaca. Guepinia helvelloides

Oreja de/l cardo. Pleurotus eryngii

Orejaza. Pleurotus ostreatus

Orejeta/s. Helvella acetabulum, Helvella costifera, Helvella

fusca, Helvella lacunosa, Helvella leucomelaena, Helvella leu-

copus

Orejicas de liebre. Helvella leucopus

Orejilla/s. Helvella costifera, Helvella leucomelaena, Helvella

leucopus, Pleurotus eryngii

Orejón/es. cantharellus cibarius, Helvella acetabulum, Helve-

lla crispa, Helvella fusca, Helvella lacunosa, Helvella leucome-

laena, Helvella leucopus, Sarcosphaera coronaria, Scleroderma

polyrhizum

Orejón negro. Helvella lacunosa

Orejona/s. Scleroderma polyrhizum

Orejotes. Helvella leucopus, Sarcosphaera coronaria

Orejuda. Pleurotus eryngii

Orejuela. Helvella fusca, Helvella lacunosa, Helvella leucopus

Orellana. Pleurotus ostreatus

Orellanes. Pleurotus ostreatus

Orellanzos. Helvella leucopus

Oronja. Amanita caesarea

Oronja amarilla. Amanita citrina

Oronja blanca. Amanita ovoidea, Amanita verna

Oronja blanca de primavera. Amanita verna

Oronja blanca mortal. Amanita verna

Oronja blanca primaveral. Amanita verna

Oronja cheposa. Amanita virosa

Oronja de pie grueso. Amanita excelsa, Amanita excelsa var.

spissa

Oronja enfundada. Amanita vaginata

Oronja enfundada blanca. Amanita vaginata var. alba

Oronja fétida. Amanita virosa

Oronja limón. Amanita citrina

Oronja mortal. Amanita phalloides

Oronja pantera. Amanita pantherina

Oronja pintada. Amanita muscaria

Oronja verdadera. Amanita caesarea

Oronja verde. Amanita phalloides

Oronja vinosa. Amanita rubescens

Oropéndola loca. Amanita muscaria

Ourella ‘l cardu. Pleurotus eryngii

Paella. Ganoderma lucidum

Pageres blanc. Tuber aestivum

Paisanes. Suillus granulatus, Suillus luteus

Paisanos. Suillus granulatus, Suillus luteus, Suillus spp.

Pajillo negro. Tapinella atrotomentosa

Pallombina. Russula virescens

Palo de tambor. Macrolepiota procera

Paloma blanca. Macrolepiota excoriata

Paloma/s. Macrolepiota procera, Russula virescens

Palometa. Russula virescens

Palomita. Leucoagaricus leucothites, Tricholoma columbetta

Palomito. Tricholoma columbetta

Pampeta. Lepista inversa

Pampinella. Amanita vaginata

Pamporros. Agaricus campestris

Pan de cabra. cantharellus cibarius

Pan de cobra. Macrolepiota procera

Pan de cuervo. Fomes fomentarius

Pan de culebra. Macrolepiota procera

Pan de culiebra. calocybe gambosa

Pan de limaco. Suillus spp.

Pan de lobo. Agaricus campestris, Macrolepiota procera

Pan de moro. Fistulina hepatica

Pan de picaraza. Fomes fomentarius

Pan de pueblo. Leucopaxillus lepistoides

Pan de risquillu. Boletus edulis

Pan de sapo. Macrolepiota procera

Panadera. clitopilus prunulus

Panadero. Boletus edulis

Panaleja/s. Morchella conica, Morchella elata, Morchella es-

culenta, Morchella spp.

Panales. Laurobasidium lauri, Morchella esculenta

Panchica. cantharellus cibarius, craterellus lutescens

Pancita. Boletus edulis

Panes. Tricholoma columbetta

Pantágano ñigru. Morchella elata

Pantaganu. Morchella esculenta

Pantángano. Morchella esculenta

Panteiro. Macrolepiota procera

Pantera. Amanita pantherina

Pantoja. cantharellus cibarius

Pantorra/s. Morchella conica, Morchella esculenta, Morchella

elata, Morchella spp.

Pantorrila. Morchella esculenta var. rotunda, Morchella vul-

garis

Pantorrilla. Morchella conica, Morchella esculenta, Morchella

esculenta var. rotunda, Morchella vulgaris, Morchella spp.

Pantorro/s. Macrolepiota procera, Lycoperdon perlatum

Pantorru. Morchella esculenta

Pantoya. Morchella esculenta

Pantrigueira. Macrolepiota procera

Papa cría. Tirmania pinoyi



Papa de criaílla. Terfezia spp.

Papa de tierra. Terfezia leptoderma

Papa fría. Laurobasidium lauri

Papa/s. Laurobasidium lauri, Rhizopogon spp.

Papas criadas. Terfezia spp.

Papas crías. Terfezia claveryi

Papas crias. Terfezia spp.

Papas crías de gato. Picoa lefebvrei

Papas de gato. Picoa lefebvrei

Papas de tierra. Rhizopogon roseolus

Papascrias de ratón. Picoa lefebvrei

Papascrias. Terfezia boudieri

Paracaídas de la hierba. Marasmius epiphylloides

Paracaídas ilicíneo. Marasmius hudsonii

Paraguas. chlorophyllum rhacodes, Macrolepiota mastoidea,

Macrolepiota procera, Macrolepiota spp.

Paragüeras. Macrolepiota procera

Paragüero. Macrolepiota procera

Paragüillas. Marasmius oreades

Paragüita. Agaricus campestris

Parasol. chlorophyllum rhacodes, Macrolepiota excoriata, Ma-

crolepiota fuligineosquarrosa, Macrolepiota konradii, Macrole-

piota mastoidea, Macrolepiota procera, Macrolepiota subsqua-

rrosa, Macrolepiota spp.

Parasol de carne roja. chlorophyllum rhacodes

Parasol de carne rojiza. chlorophyllum rhacodes

Parasol mamelonado. Macrolepiota mastoidea

Parasol pequeño. Macrolepiota excoriata

Parasol rojizo. chlorophyllum rhacodes

Pardilla. clitocybe nebularis

Pardina. clitocybe nebularis, Lepista panaeolus, Lepista ricke-

nii

Pata de mulo. Ramaria flava, Ramaria stricta

Pata de perdiz. chroogomphus fulmineus, chroogomphus

rutilus

Pata de terciopelo. Flammulina velutipes

Pataca. Terfezia arenaria

Patacas del tinte. Pisolithus arhizus

Patamelas. Macrolepiota procera

Pataquín de bruxa. Pisolithus arhizus

Patas de rata. Ramaria spp.

Patata. Terfezia claveryi, Terfezia spp.

Patata/s de campo. Rhizopogon spp., Terfezia claveryi

Patata/s de tierra. Rhizopogon luteolus, Rhizopogon spp.,

Terfezia arenaria, Terfezia claveryi, Terfezia leptoderma, Terfezia

spp.

Patata de tierra del pino. Rhizopogon roseolus

Patata falsa. Amanita ponderosa

Patata guiscanera. Rhizopogon spp.

Patata rosada de tierra. Rhizopogon roseolus

Patata/s de jara. Terfezia arenaria

Patatas de monte. Rhizopogon spp.

Patatas turmas. Terfezia claveryi

Patatilla amarilla. Rhizopogon ochraceorubens

Patitas de rata. Ramaria aurea, Ramaria botrytis, Ramaria

flava

Patorrilla. Morchella conica, Morchella esculenta

Pebraza. Lactarius piperatus

Pebrazo/s. Lactarius piperatus, Lactarius gr. deliciosus, Rus-

sula delica

Pebrazo de los chopos. Lactarius controversus

Pebrazo rosado. Lactarius controversus

Pedo de corzo. Sarcodon imbricatus

Pedo de loba. Lycoperdon perlatum

Pedo de lobo amarillo. Pisolithus arhizus

Pedo de lobo de la madera. Lycoperdon pyriforme

Pedo de lobo erizado. Lycoperdon echinatum

Pedo de lobo gigante. calvatia gigantea

Pedo de lobo gordo. calvatia utriformis

Pedo de lobo grande. calvatia triformis

Pedo de lobo gris. Lycoperdon molle

Pedo de lobo pardo-negruzco. Bovista nigrescens

Pedo de lobo. Bovista aestivalis, Bovista nigrescens, Bovis-

ta plumbea, calvatia cyathiformis, calvatia gigantea, calvatia

utriformis, calvatia spp., Lycoperdon echinatum, Lycoperdon

ericaeum, Lycoperdon mammiforme, Lycoperdon molle, Lyco-

perdon nigrescens, Lycoperdon perlatum, Lycoperdon pyrifor-

me, Lycoperdon umbrinum, Lycoperdon spp., Pisolithus arhi-

zus, Vascellum pratense

Pedo de zorra. Lycoperdon molle, Lycoperdon nigrescens,

Lycoperdon perlatum, Terfezia arenaria, Terfezia claveryi

Pedo de zorro. Lycoperdon perlatum

Pedo gigante. calvatia gigantea

Pedolobo. Lycoperdon spp.

Pegalloso. Hygrophorus latitabundus

Pejín/es. Boletus gr. edulis, Boletus luridus, Suillus collini-

tus, Suillus granulatus, Suillus luteus, Suillus spp., Tricholo-

ma terreum, Xerocomus chrysenteron, Xerocomus impolitus,

Xerocomus spp.

Pejín anillado. Suillus luteus

Pejín blanco. Russula chloroides

Pejín colorao. Amanita caesarea

Pejín guiscanero. Russula sanguinaria, Russula spp.

Pellejo pardo. Porostereum spadiceum



Pelleyu d’osu. Sarcodon imbricatus

Pelo de corzo. Sarcodon imbricatus, Sarcodon squamosus

Peo de lobo. Bovista plumbea

Peorras. Lycoperdon perlatum

Peos de lobo. Lycoperdon spp.

Peos de perro. Lycoperdon spp.

Pequeña gris de otoño. Tricholoma portentosum

Perdiz. Macrolepiota procera

Pérfida. entoloma sinuatum

Pérfido. entoloma sinuatum

Perigallos. Agaricus spp., Macrolepiota procera, Pleurotus

ostreatus

Perrechico. Agrocybe cylindracea, calocybe gambosa

Perrochico. calocybe gambosa, Helvella crispa, Helvella fus-

ca, Helvella lacunosa, Helvella leucopus

Perrochico del tardío. Leucopaxillus lepistoides

Peto. Fistulina hepatica

Petucho. Fistulina hepatica, Ganoderma applanatum

Peu de llobu. calvatia utriformis, Lycoperdon perlatum

Peu de raposo. Lycoperdon perlatum

Peu de raposu. Lycoperdon perlatum, Lycoperdon spp.

Peu de zorra. Lycoperdon spp.

Peu llobu. Lycoperdon perlatum

Pezón azul. Lepista nuda, Lepista personata

Pezón de monja. Marasmius oreades

Pezón morau. Lepista personata

Piacabra. cantharellus cibarius

Pichica de perro. Mutinus caninus

Pie amatista. Lepista personata

Pie aterciopelado. Flammulina velutipes

Pie azul. Lepista nuda, Lepista personata

Pie de cabra. Scutiger pes-caprae, cantharellus cibarius

Pie de cordero. Hydnum repandum, Hydnum rufescens

Pie de gallina. Ramaria flava

Pie de gallo. Ramaria aurea, Ramaria botrytis, Ramaria flava,

Ramaria flavescens, Ramaria stricta

Pie de gallo rojo. Ramaria botrytis

Pie de perdiz. chroogomphus rutilus

Pie de rata. Ramaria flava, Ramaria formosa

Pie de ratita. Ramaria flava

Pie morado. Lepista personata

Pie rojo. Boletus calopus, Boletus erythropus

Pie rojo amargo. Boletus calopus

Pie violeta. Lepista nuda, Lepista personata

Piel de ciervo. Sarcodon imbricatus

Piel de corza. Sarcodon imbricatus

Piel de corzo. Sarcodon imbricatus, Sarcodon squamosus

Piel de oso. Hydnum repandum, Hydnum rufescens, Sarco-

don imbricatus

Pierna de perdiz. chroogomphus rutilus

Pijines. Suillus spp., Tricholoma terreum

Pijocón. coprinus comatus

Pijolón. coprinus comatus

Pimpinela lacada. Laccaria laccata

Pimpinela morada. Laccaria amethystina, Lepista nuda

Pimpinela violeta. Laccaria amethystina

Pinatel. Lactarius deliciosus

Pinche negro. Sarcodon imbricatus

Pintas. Russula spp.

Pintamonas. Ustilago hordei

Piña. Amanita echinocephala, Morchella vulgaris, Morchella

spp.

Piñuela/s. Morchella conica, Morchella elata, Morchella escu-

lenta, Morchella spp.

Piñuela del pino. Morchella elata

Piñutela. Lactarius deliciosus

Pipa. Ganoderma lucidum

Pipirigallo. Amanita muscaria

Pistonuda. Lepista nuda

Piticus. cantharellus cibarius

Pitines. Mitrophora semilibera

Pitorro. Macrolepiota procera

Platera blanca. Lactarius vellereus, Leucopaxillus candidus

Platera gris. clitocybe nebularis

Platera mayor. Leucopaxillus candidus

Platera menor. clitocybe gibba

Platera roja. clitocybe maxima

Platera. clitocybe geotropa, clitocybe maxima, clitocybe ne-

bularis

Podrigons. Boletus regius

Pollo de los bosques. Laetiporus sulphureus

Polvera. Lycoperdon perlatum

Polvitos del diablo. Bovista plumbea, Lycoperdon lambinonii,

Lycoperdon spp.

Polvo amarillo. Pisolithus arhizus

Polvorón/es. Lycoperdon perlatum, Scleroderma polyrhizum

Polvorosa. Scleroderma polyrhizum

Polvos del diablo. Bovista plumbea, Lycoperdon lambinonii,

Lycoperdon spp.

Porra truncada. clavariadelphus truncatus

Porro. Boletus edulis, Boletus gr. edulis, Boletus luridus, Bole-

tus pinophilus, Xerocomus impolitus

Porro de chaparro. Leccinum lepidum

Portentosa. Tricholoma portentosum



Potrecón. Macrolepiota procera

Presquilla. Pleurotus eryngii

Pretenciosa. Tricholoma portentosum

Pretenciosa liga. Macrolepiota procera

Princesita. Melanoleuca grammopodia

Proagre. Tricholoma caligatum

Puchereles. Helvella costifera, Helvella leucomelaena

Pucherete/s. Agaricus spp., Helvella acetabulum, Helvella

costifera, Helvella leucomelaena, Marasmius oreades

Puchericos. Sarcosphaera coronaria

Puchero/s. Agaricus campestris, Agaricus spp.

Pucheruelo/s. Helvella acetabulum, Helvella leucomelaena,

Sarcosphaera coronaria

Pucheruelo blanco. Tarzetta catinus

Pucheruelo marrón. Helvella acetabulum

Pulpo de monte. clathrus archeri

Puño del muerto. Pisolithus arhizus

Quemada al vapor. Agaricus subperonatus

Rapacicu. cantharellus cibarius

Ratón. Russula cyanoxantha, Tricholoma gausapatum, Tricho-

loma portentosum, Tricholoma terreum,

Ratona. Tricholoma terreum

Ratoncillo. Tricholoma terreum

Ratonera. Tricholoma terreum

Rebichuelo de abeto. Lactarius salmonicolor

Rebichuelo. Lactarius deliciosus

Rebochuelo. cantharellus cibarius

Rebollón/es. Lactarius deliciosus, Lactarius gr. deliciosus, Lac-

tarius sanguifluus

Rebollón anaranjado. Lactarius volemus

Rebollón avinagrado. Lactarius sanguifluus

Rebollón borde. Lactarius torminosus

Rebollón de abeto. Lactarius salmonicolor

Rebollón de cabra. Lactarius torminosus

Rebollón de carrasca. Russula delica

Rebollón de chaparra. Lactarius chrysorrheus

Rebollón de estepa. Lactarius tesquorum

Rebollón vinoso. Lactarius sanguifluus

Rebozuelo. cantharellus cibarius, craterellus lutescens

Rebozuelo amarillo. craterellus lutescens

Rebozuelo anaranjado. craterellus lutescens, Hygrophorop-

sis aurantiaca

Rebozuelo atrompetado. craterellus lutescens, craterellus

tubaeformis

Rebozuelo de clava. Gomphus clavatu

Rebozuelo falso. Hygrophoropsis aurantiaca

Rebozuelo lilacino. cantharellus amethysteus

Reishi. Ganoderma lucidum

Requesón. Tuber gennadii

Rileras. Marasmius oreades

Ringladera. Marasmius oreades

Robellón. Lactarius deliciosus, Lactarius sanguifluus, Lacta-


Robellón vinoso. Lactarius sanguifluus

Robezuelo. cantharellus cibarius

Rocío de los árboles. Agaricus sylvicola

Rocío de nieve. Agaricus arvensis

Roco. Macrolepiota procera

Rojilla. Marasmius oreades, Rhodocybe gemina, Terfezia are-

naria

Roña. Stereum hirsutum

Roña negra del haya. Annulohypoxylon cohaerens

Roquete. Macrolepiota procera

Roquetes de cristianu. Macrolepiota procera

Roquiello. Macrolepiota procera

Roquil/es. Macrolepiota procera

Roquites. Macrolepiota procera

Rosquetes. Laurobasidium lauri

Rosquetes de loro. Laurobasidium lauri

Rovellón/es. Lactarius deliciosus, Lactarius quieticolor, Lacta-

rius sanguifluus, Lactarius semisanguifluus

Royas. Lactarius deliciosus

Royo. Lactarius deliciosus, Tuber rufum

Rubellón. Lactarius deliciosus

Rubillón. Lactarius deliciosus

Rubito. cantharellus cibarius

Rumosa. Hygrophorus persoonii

Rusiñol. cantharellus cibarius

Sanfranciscana. Tricholoma terreum

Sangradeira. Amanita rubescens

Sanjorgeras. calocybe gambosa

Sanjuanera/s. calocybe gambosa, Tuber aestivum

Sanmiguelada. clitocybe nebularis

Sanmiguelera. Leucopaxillus candidus

Santerilla. cantharellus cibarius

Satán. Boletus satanas

Seda. calocybe gambosa

Senderilla/s. Marasmius oreades

Senderina/s. Marasmius oreades

Senderita. Marasmius oreades

Senderuda. Marasmius oreades

Senderuela. Marasmius oreades

Señal de porro. Amanita muscaria

Señorita. clitocybe gibba



Serpiente. chroogomphus rutilus

Seta. Agaricus campestris, cantharellus cibarius, Lactarius de-

liciosus, Pleurotus eryngii

Seta ´l diañu. Boletus satanas

Seta ´l rayu. calocybe gambosa

Seta agregada. Lyophyllum decastes

Seta agrupada. Lyophyllum decastes

Seta amarga de pinar. Tricholoma batschii

Seta amarga. Gymnopilus penetrans, Leucopaxillus gen-

tianeus

Seta amarilla de castaño. cantharellus cibarius

Seta amarilla. cantharellus cibarius, Leucopaxillus gen-

tianeus

Seta anaranjada. Gymnopilus spectabilis

Seta anisada. clitocybe odora

Seta antabús. coprinopsis atramentaria

Seta antialcohólica. coprinopsis atramentaria

Seta arrugada. cortinarius caperatus

Seta aspirina. Marasmius androsaceus

Seta atigrada. Tricholoma pardinum

Seta australiana. clathrus archeri

Seta azufrada. Tricholoma sulphureum

Seta azul. Lepista nuda

Seta blanca. Amanita ovoidea, calocybe gambosa, clitocybe

geotropa, Schizophyllum commune

Seta blanca de álamo. Agrocybe cylindracea

Seta blanca de chopo. Agrocybe cylindracea

Seta blanca de primavera. calocybe gambosa

Seta blanca del olivo. Pleurotus ostreatus

Seta borriquera. Agaricus campestris

Seta bronceada. Boletus aereus

Seta caballera. Tricholoma equestre

Seta calabaza. Boletus edulis

Seta calamar. clathrus archeri

Seta campera. Lepista nuda

Seta carbonera. Russula cyanoxantha

Seta cardenal. Hygrophorus russula

Seta cardera. Pleurotus eryngii

Seta ceñida. Tricholoma caligatum

Seta china. Lentinula edodes

Seta chupa-chups. clavariadelphus truncatus

Seta coliflor. Ramaria botrytis, Sparassis crispa

Seta color púrpura. Tricholomopsis rutilans

Seta común. Agaricus arvensis

Seta con anillo. Macrolepiota procera

Seta con liga. Macrolepiota procera

Seta con olor a pepino. Macrocystidia cucumis

Seta cucharera. clitocybe geotropa

Seta culebra. Macrolepiota procera

Seta cultivada. Pleurotus ostreatus

Seta d’ancina. Lepista nuda

Seta de cañadilla. clitocybe gr. gibba

Seta de abedul. Tricholoma flavobrunneum

Seta de abeto/s. Tricholoma portentosum

Seta de abril. calocybe gambosa

Seta de acacia. Pleurotus cornucopiae

Seta de alameda. Tricholoma populinum

Seta de álamo. Agrocybe cylindracea, Tricholoma populinum

Seta de álamo negro. Agrocybe cylindracea

Seta de almendras amargas. Hygrophorus agathosmus

Seta de almendro. Pleurotus cornucopiae

Seta de almez. Pleurotus ostreatus

Seta de alpaca. Pleurotus ostreatus

Seta de anillo. Macrolepiota procera

Seta de anís. clitocybe odora

Seta de árbol. Agrocybe cylindracea, Pleurotus ostreatus

Seta de ardilla/s. Hygrophorus marzuolus

Seta de arranque. Armillaria mellea, Armillaria spp.

Seta de bandeja. Pleurotus ostreatus

Seta de berecol. clitocybe nebularis

Seta de berezo. Lepista panaeolus

Seta de biércol. clitocybe nebularis, Lepista panaeolus, Leu-

copaxillus candidus

Seta de bimbrera. Pleurotus ostreatus

Seta de borto. Scutiger pes-caprae, Polyporus corylinus

Seta de brezo. cantharellus cibarius, clitocybe geotropa,

clitocybe nebularis, Lepista panaeolus, Lepista rickenii, Leuco-

paxillus candidus

Seta de Burdeos. Boletus edulis

Seta de cabo azul. Lepista personata

Seta de calabaza. Boletus edulis

Seta de calceta. Macrolepiota procera

Seta de campa. Agaricus bisporus, Agaricus campestris

Seta de campa amarilla. Agaricus xanthodermus

Seta de campa indigesta. Agaricus xanthodermus

Seta de campo. Agaricus bisporus, Agaricus campestris

Seta de caña. clitocybe geotropa, clitocybe maxima, Mela-

noleuca grammopodia, Melanoleuca melaleuca, Melanoleuca

polioleuca, Melanoleuca spp., Pleurotus eryngii, Pleurotus

eryngii var. ferulae, Pleurotus nebrodensis

Seta de caña gris. Melanoleuca excissa

Seta de caña parda. Melanoleuca melaleuca

Seta de cañada. clitocybe geotropa

Seta de cañadilla. clitocybe gibba, Melanoleuca melaleuca,



Melanoleuca polioleuca

Seta de cañaeja. Pleurotus eryngii, Pleurotus eryngii var. feru-

lae

Seta de cañafleja. Pleurotus eryngii

Seta de cañaheja. Pleurotus eryngii var. ferulae

Seta de cañaleja. Pleurotus eryngii var. ferulae

Seta de cañareja. Pleurotus eryngii var. ferulae

Seta de cañegla. Pleurotus eryngii var. ferulae

Seta de cañeja. Melanoleuca grammopodia

Seta de cañeje. Pleurotus eryngii var. ferulae, Melanoleuca

grammopodia

Seta de cañijelga. Pleurotus eryngii var. ferulae

Seta de cañisierra. Pleurotus eryngii var. ferulae

Seta de cañote. Melanoleuca grammopodia

Seta de cardacuca. Pleurotus eryngii

Seta de cardencha. Pleurotus eryngii

Seta de cardenillo. Lactarius deliciosus, Lactarius sangui-

fluus, Lactarius semisanguifluus

Seta de cardillo. Marasmius oreades, Pleurotus eryngii

Seta de cardincha. Pleurotus eryngii

Seta de cardo. cortinarius violaceus, Pleurotus eryngii

Seta de cardo blanca. Pleurotus nebrodensis

Seta de cardo correor. Pleurotus eryngii

Seta de cardo cuco. Pleurotus eryngii

Seta de cardo volador. Pleurotus eryngii

Seta de cardocuco. Pleurotus eryngii

Seta de carracuca. Pleurotus eryngii

Seta de carrasca. clitocybe alexandri, clitocybe geotropa, cli-

tocybe maxima

Seta de carrerilla. calocybe gambosa, Marasmius oreades

Seta de carretera. coprinus comatus, Marasmius oreades

Seta de carretilla. calocybe gambosa, Marasmius oreades

Seta de cepa. Pleurotus ostreatus

Seta de cerdo/s. Russula cyanoxantha

Seta de chaparra. Leucopaxillus candidus, Leucopaxillus gi-

ganteus, Leucopaxillus lepistoides

Seta de chaparro. Pleurotus ostreatus

Seta de charol. Tricholoma portentosum

Seta de chopo. Agrocybe cylindracea, Pleurotus ostreatus

Seta de chopo amarilla. Armillaria spp.

Seta de chopo blanca. Agrocybe cylindracea

Seta de chopo blanco. Agrocybe cylindracea

Seta de chopo destructora. Pholiota populnea

Seta de chopo gris. Pleurotus ostreatus

Seta de chopo negra. Pleurotus ostreatus

Seta de color cinabrio. cystoderma cinnabarinum

Seta de color miel. Armillaria mellea, Melanoleuca cognata

Seta de color violeta. Laccaria amethystina

Seta de comadreja. Russula mustelina

Seta de concha. Pleurotus ostreatus

Seta de congrio. Hygrophorus gliocyclus, Hygrophorus lati-

tabundus

Seta de coral. Ramaria botrytis, Ramaria flava, Ramaria stricta

Seta de corrillo. Marasmius oreades

Seta de corro. Marasmius oreades

Seta de corro de brujas. Marasmius oreades

Seta de corza. Sarcodon imbricatus

Seta de cristiano/s. calocybe gambosa

Seta de cuaresma. Morchella esculenta

Seta de cucharera. clitocybe geotropa

Seta de cucharilla. Pleurotus eryngii

Seta de cuco. calocybe gambosa, Pleurotus eryngii

Seta de cucu. calocybe gambosa

Seta de cunetas. clitocybe rivulosa

Seta de cura. Russula virescens

Seta de dedal. Verpa conica

Seta de embudo. clitocybe gibba, Lepista inversa

Seta de embudo gigante. clitocybe maxima

Seta de encina. clitocybe geotropa, Lepista nuda, Lepista per-

sonata

Seta de enebro. Leucopaxillus candidus, Leucopaxillus gigan-

teus

Seta de escalón. Pleurotus ostreatus

Seta de escoba. Macrolepiota phaeodisca.

Seta de escudo. entoloma clypeatum

Seta de espino. calocybe gambosa

Seta de esponja. Suillus collinitus, Suillus granulatus

Seta de esponja amarilla. Suillus luteus

Seta de Galdácano. Amanita rubescens

Seta de gallo. Ramaria flava

Seta de galoya. Pleurotus eryngii

Seta de gatuña. Pleurotus eryngii

Seta de gatuña de chopo. Tricholoma populinum

Seta de gayuba. Macrolepiota procera

Seta de guindal. Armillaria mellea

Seta de haya. cantharellus cibarius, Oudemansiella mucida

Seta de higuera. Agrocybe cylindracea

Seta de hinojo. Pleurotus eryngii var. ferulae

Seta de hoja. clitocybe nebularis

Seta de Huelva. Amanita ponderosa

Seta de impelte. Omphalotus olearius

Seta de invierno. Hydnum repandum

Seta de jardín. conocybe apala, conocybe lactea

Seta de junco. Lepista nuda, Pleurotus eryngii var. ferulae



Seta de la anilla. Macrolepiota spp.

Seta de la férula. Pleurotus eryngii var. ferulae

Seta de la nieve. Hygrophorus marzuolus

Seta de la paja. Volvariella gloiocephala

Seta de la paja de arroz. Volvariella volvacea

Seta de la risa. Gymnopilus spectabilis

Seta de la vida. Lentinula edodes

Seta de las carboneras. Pholiota highlandensis

Seta de las colinas. Lepista panaeolus

Seta de las hayas. Oudemansiella mucida

Seta de las moscas. Amanita muscaria

Seta de las piñas. Mycena seynesii, Strobilurus stephanocys-

tis

Seta de las praderas. Leucopaxillus candidus

Seta de lastra. Pleurotus eryngii

Seta de leche dorada. Lactarius chrysorrheus

Seta de lentejas. Sarcodon imbricatus

Seta de los caballeros. Tricholoma equestre

Seta de los cementerios. Volvariella gloiocephala

Seta de los césares. Amanita caesarea

Seta de los ciegos. chroogomphus rutilus

Seta de los cíngaros. cortinarius caperatus

Seta de los enanitos. Amanita muscaria

Seta de los huesos. Onygena equina

Seta de los plantíos. Tricholoma populinum

Seta de los tintoreros. Pisolithus arhizus

Seta de majada. Melanoleuca grammopodia

Seta de majadal. Macrolepiota phaeodisca

Seta de mano. Pleurotus ostreatus

Seta de manzano. Lepista nuda

Seta de marzo. Hygrophorus marzuolus

Seta de matacán. clitocybe geotropa, clitocybe maxima

Seta de mayo. calocybe gambosa

Seta de membrillero. Armillaria gallica, Armillaria mellea

Seta de membrillo. Armillaria mellea, Armillaria spp.

Seta de mermez. Agrocybe cylindracea

Seta de miel. Armillaria mellea

Seta de mimbre. Armillaria mellea, Pleurotus ostreatus

Seta de mimbrera. Armillaria mellea, Pleurotus cornucopiae,

Pleurotus ostreatus

Seta de mortero. clavariadelphus truncatus

Seta de nícalo. Lactarius deliciosus

Seta de nogal. Pleurotus ostreatus

Seta de noguera. Pleurotus ostreatus

Seta de ojo de perdiz. chroogomphus rutilus

Seta de olivera. Omphalotus olearius

Seta de olivo. Omphalotus olearius

Seta de olmo. Agrocybe cylindracea, Lentinus tigrinus, Hypsi-

zygus ulmarium, Pleurotus ostreatus, Rhodotus palmatus

Seta de olmo negro. Agrocybe cylindracea

Seta de olor a ajo. Marasmius alliaceus

Seta de olor a jabón. Tricholoma saponaceum

Seta de olor a lirio. Lepista irina

Seta de olor a magdalenas. Hebeloma sarcophyllum

Seta de ombligo. Myxomphalia maura

Seta de ontina. Leucopaxillus giganteus

Seta de Orduña. calocybe gambosa

Seta de oro. Pleurotus citrinopileatus

Seta de ostra. Pleurotus ostreatus

Seta de otabera. clitocybe nebularis

Seta de paca. Pleurotus ostreatus

Seta de paja. Pleurotus ostreatus

Seta de paleira. Pleurotus ostreatus

Seta de palera. Agrocybe cylindracea

Seta de palero. Agrocybe cylindracea

Seta de palillo. Marasmius oreades

Seta de palotillo. Melanoleuca spp.

Seta de papagayo. Hygrocybe psittacina

Seta de páramo. Leucopaxillus candidus, Leucopaxillus lepis-

toides

Seta de París. Agaricus bisporus

Seta de parra. Pleurotus ostreatus

Seta de pasto. Melanoleuca grammopodia

Seta de peana. Pleurotus ostreatus

Seta de pechina. Macrolepiota procera

Seta de pericotón. Pleurotus eryngii var. ferulae

Seta de pezón azul. cortinarius violaceus, Lepista nuda, Le-

pista personata

Seta de pezón morado. Lepista personata

Seta de pico. Ramaria flava

Seta de pie aterciopelado. Flammulina velutipes

Seta de pie azul. Lepista nuda

Seta de pie azul falsa. cortinarius violaceus

Seta de pie negro. Tapinella atrotomentosa

Seta de pie violeta. Lepista personata

Seta de piedra. calocybe gambosa, Leucopaxillus lepistoides

Seta de pinche. Sarcodon imbricatus

Seta de pinche azulón. Pleurotus eryngii

Seta de pino. Boletus pinophilus, Hohenbuehelia petaloides,

Hohenbuehelia tremula, Lactarius deliciosus, Lactarius san-

guifluus, Lactarius semisanguifluus, Suillus granulatus, Tri-

choloma terreum

Seta de pinocha. clitocybe gibba

Seta de piña. Mycena seynesii



Seta de pista. coprinus comatus

Seta de plantío. Tricholoma populinum

Seta de pradera/s. Leucopaxillus candidus

Seta de pradillo. Melanoleuca grammopodia

Seta de prado. Agaricus campestris, Hygrocybe pratensis,

Marasmius oreades

Seta de praillo. Melanoleuca grammopodia

Seta de prau. Agaricus campestris

Seta de primavera. calocybe gambosa, entoloma sepium

Seta de quemada. Polyporus corylinus

Seta de raíz larga. Xerula radicata, Tephrocybe rancida

Seta de reguera. calocybe gambosa

Seta de reguerilla. Marasmius oreades

Seta de retama. Pleurotus ostreatus

Seta de rilón. Marasmius oreades

Seta de ringlera. Marasmius oreades

Seta de riñón. clitocybe nebularis, Lepista nuda, Lepista per-

sonata

Seta de roble. Armillaria mellea, Boletus edulis, Leucopaxillus

candidus, Pleurotus dryinus

Seta de rubial. Amanita ovoidea

Seta de San Jorge. calocybe gambosa, cantharellus cibarius

Seta de San Juan. cantharellus cibarius

Seta de sanmiguelada. Leucopaxillus lepistoides

Seta de sapo. Agaricus arvensis

Seta de sarga. Pleurotus ostreatus

Seta de Satanás. Boletus satanas

Seta de sauce. Pleurotus ostreatus

Seta de serrín. Hydnum repandum, Hydnum rufescens

Seta de sombrerillo. Marasmius oreades

Seta de sombrerillo amarillo. Amanita caesarea

Seta de tejas. Sarcodon imbricatus

Seta de tinta. coprinopsis atramentaria, coprinus comatus

Seta de tocón/es. Agrocybe cylindracea, Amanita rubescens,

Armillaria mellea, Hohenbuehelia petaloides, Lyophyllum de-

castes, Pleurotus ostreatus

Seta de tocona. Pleurotus ostreatus

Seta de tomillo. Tricholoma terreum

Seta de tronco. Hohenbuehelia geogenia

Seta de tronco de pino. Hohenbuehelia geogenia

Seta de verano. calocybe gambosa

Seta de verdegueo. Lepista panaeolus

Seta de viga. Agrocybe cylindracea

Seta de viña. Pleurotus ostreatus

Seta de zocote. Hohenbuehelia petaloides

Seta de/l tinte. Pisolithus arhizus

Seta del agua. cudoniella aquatica

Seta del amor. Pleurotus djamor

Seta del fino. calocybe gambosa

Seta del haya. Hypsizygus tessulatus

Seta del majuelo. entoloma clypeatum

Seta del rayo. calocybe gambosa

Seta del rayu. calocybe gambosa

Seta destructora. Pholiota populnea

Seta dorada. Pholiota aurivella

Seta el pecu. calocybe gambosa

Seta elástica. Pholiota gummosa

Seta embudada. Pseudoclitocybe cyathiformis

Seta emplumada. Psathyrella pennata

Seta en escudo. entoloma clypeatum

Seta enfundada. Phaeolepiota aurea

Seta engañosa. entoloma sinuatum

Seta enrollada. Paxillus involutus

Seta envinada. Amanita rubescens

Seta erizo. Hericium erinaceum

Seta escamosa de chopo. Polyporus squamosus

Seta esponja. Suillus bellinii, Suillus collinitus, Suillus luteus,

Suillus spp.

Seta esponja de la encina. Boletus lupinus, Boletus luridus,

Boletus rhodopurpureus, Boletus rhodoxanthus

Seta falo. Phallus hadriani

Seta fasciculada. Hypholoma fasciculare

Seta fina. calocybe gambosa

Seta fina de tardío. Leucopaxillus candidus

Seta flocosa. Phaeomarasmius erinaceus

Seta fosforescente. Omphalotus olearius

Seta granulosa. cystoderma granulosum

Seta grasienta. Pholiota adiposa

Seta guiscanera. clitocybe gibba, Russula spp.

Seta harinosa. Amanita ovoidea

Seta inmutable. Hygrocybe persistens

Seta japonesa. Lentinula edodes

Seta l’rayu. calocybe gambosa

Seta lacada. Laccaria laccata

Seta lanosa. Schizophyllum commune

Seta luminosa. Pholiota lucifera

Seta matamoscas. Amanita muscaria

Seta montesina. clitocybe geotropa

Seta morada. Lepista nuda

Seta mortal. Amanita phalloides, Amanita phalloides var. alba

Seta moscarda. calocybe gambosa

Seta naranja. Amanita caesarea

Seta negra. Boletus aereus, craterellus cornucopioides

Seta negra de chopo. Pleurotus ostreatus



Seta negra de pino. Hohenbuehelia petaloides, Pleurotus os-

treatus

Seta nido. crucibulum laeve

Seta notable. Gymnopilus junonius

Seta olor a/de almendras. Hygrophorus agathosmus

Seta ostra. Pleurotus ostreatus

Seta ostreada. Pleurotus ostreatus

Seta penetrante. Gymnopilus sapineus

Seta pérfida. entoloma sinuatum

Seta pestilente. Tephrocybe mephitica

Seta pezón. Melanoleuca grammopodia

Seta pipa. Ganoderma lucidum

Seta que mata. Amanita phalloides

Seta raicera. Lactarius controversus

Seta rancia. Tephrocybe rancida

Seta rastrera. Leucopaxillus giganteus

Seta ratón. Tricholoma terreum

Seta rebordeada. Galerina marginata

Seta reluciente. chroogomphus rutilus

Seta reñón. Lepista personata

Seta rosa. Pleurotus djamor

Seta rosada venosa. Rhodotus palmatus

Seta roya. Lactarius deliciosus

Seta salero. Myriostoma coliforme

Seta salmón. Pleurotus djamor

Seta sedosa. Volvariella bombycina

Seta setembrina. Agaricus campestris

Seta tigre. Tricholoma pardinum

Seta tintórea. Pisolithus arhizus

Seta translúcida. Mycena pura

Seta venosa. Rhodotus palmatus

Seta vera. clitocybe geotropa, clitocybe maxima

Seta verde. Stropharia aeruginosa

Seta verde de la madera. chlorociboria aeruginascens

Seta verdosa. Amanita phalloides

Seta vinagrera. Agaricus bitorquis

Seta vinosa. Amanita rubescens

Seta violeta. Lepista nuda

Seta viscosa de las hayas. Oudemansiella mucida

Seta visera multicolor. Trametes versicolor

Seta visera. Stereum hirsutum

Seta vizcaína. clitocybe geotropa

Setas de pino. Lactarius gr. deliciosus

Setas carrileras. Marasmius oreades

Setas de cañaje. Melanoleuca spp.

Setas de cañeja. Melanoleuca spp.

Setas de carrerilla. Marasmius oreades

Setas de pradillo. Melanoleuca spp.

Setas tontas. Tricholoma terreum

Setillo. Marasmius oreades

Setín. Marasmius oreades

Seto. Boletus aereus, Boletus aestivalis

Seto rojo. Amanita muscaria

Shantarela. cantharellus cibarius

Shiitake. Lentinula edodes

Silla de montar. Gyromitra infula

Sisa. calocybe gambosa, cantharellus cibarius

Sisella. Agaricus urinascens

Sisón. Agaricus campestris, calocybe gambosa

Solobre. Agaricus campestris

Sombreretes. Gyromitra spp.

Sombrericos. inocybe geophylla, inocybe griseolilacina

Sombrerillo chino. inocybe griseolilacina, inocybe tenebrosa

Sombrerillo de chino. inocybe geophylla

Sombrerillo/s. clitocybe gibba, coprinus comatus, Helvella

acetabulum, inocybe tenebrosa, Marasmius oreades

Sombrero. coprinus comatus

Sombrero de la libertad. Psilocybe semilanceata

Sombrilla. Macrolepiota mastoidea, Macrolepiota procera

Sombrilla del diablo. Amanita muscaria

Soplones. Lycoperdon perlatum

Susa. calocybe gambosa

Tacones de perro. Picoa lefebvrei, Picoa spp.

Tana. Amanita caesarea

Tarde venida. Tricholoma portentosum

Tartullo. Macrolepiota procera

Tejas. Pleurotus ostreatus

Tentullo. Amanita caesarea, Boletus aereus, Boletus aestiva-

lis, Boletus edulis, Macrolepiota procera

Tentullo de jara. Leccinum corsicum, Leccinum lepidum

Tintada. coprinus comatus

Tintaruelas. coprinus comatus

Tintorera. Pisolithus arhizus

Tinturuela. coprinus comatus

Tizo. claviceps purpurea

Tizón de centeno. claviceps purpurea

Tizón del carrizo. Puccinia phragmitis

Tizón del maíz. Ustilago maydis

Tizón. claviceps purpurea, Ustilago maydis

Tocaíla. Morchella spp.

Tocailla/s. Morchella conica, Morchella spp.

Tocinera. Suillus bellinii, Suillus collinitus, Suillus granulatus,

Suillus luteus

Tocinera blanquilla. Suillus bellinii



Toconera. Hohenbuehelia petaloides

Tofo. Scleroderma polyrhizum

Tofona. Tuber aestivum, Tuber melanosporum

Tofula. Tuber aestivum

Trompeta de los muertos cenicienta. craterellus cinereus

Tontullo. Boletus aereus, Boletus aestivalis, Boletus edulis

Tontuyo. Boletus aereus

Topera. Terfezia arenaria

Tortas de loro. Ganoderma applanatum

Tortullo. Boletus gr. edulis, Boletus spp., Macrolepiota proce-

ra, Tricholoma portentosum

Trebu fuscote. Morchella elata

Trebu la fada. Morchella esculenta

Trigueira. Macrolepiota procera

Tripeta. Morchella esculenta

Tripota/s. Gyromitra esculenta

Trompeta. craterellus cornucopioides, craterellus lutescens

Trompeta amarilla. craterellus lutescens, craterellus tubaeformis

Trompeta amarilla con pliegues. craterellus tubaeformis

Trompeta cenicienta. craterellus cinereus

Trompeta de los muertos. craterellus cinereus, craterellus

cornucopioides

Trompeta gris ceniza. craterellus cinereus

Trompeta negra. craterellus cinereus

Trompetas de monte. craterellus spp.

Trompetilla. craterellus lutescens

Trompetilla amarilla. craterellus lutescens

Trompetina. craterellus lutescens

Troncogordo. Boletus gr. edulis

Trucha. Fistulina hepatica

Trufa/s. Scleroderma polyrhizum, Terfezia arenaria, Terfezia

leptoderma, Terfezia spp., Tuber brumale, Tuber melanospo-

rum, Tuber spp.

Trufa almizclada. Tuber melanosporum

Trufa blanca. choiromyces meandriformis, Terfezia claveryi,

Tuber aestivum, Tuber borchii, Tuber magnatum

Trufa blanca de marzo. Tuber borchii

Trufa blanca de primavera. Tuber borchii

Trufa blanca extremeña. Tuber gennadii

Trufa blanquilla. Tuber borchii

Trufa borde. Tuber brumale, Tuber malençonii, Tuber mesente-

ricum, Tuber rufum

Trufa brumosa. Tuber brumale

Trufa china. Tuber indicum

Trufa de arena. Terfezia arenaria

Trufa de Borgoña. Tuber uncinatum

Trufa de ciervo. elaphomyces granulatus, elaphomyces mu-

ricatus

Trufa de invierno. Tuber brumale, Tuber melanosporum

Trufa de la pradera. Hydnotria tulasnei

Trufa de león. Terfezia arenaria

Trufa de los cerdos. choiromyces meandriformis

Trufa de marzo. Tuber borchii

Trufa de mayo. Tuber aestivum

Trufa de meandros. choiromyces meandriformis

Trufa de otoño. Tuber brumale

Trufa de oveja. choiromyces magnusi

Trufa de perro. Tuber rufum

Trufa de pino. Tuber borchii, Tuber brumale, Tuber mesenteri-

cum

Trufa de San Juan. Tuber aestivum

Trufa de verano. Tuber aestivum

Trufa de los pobres. craterellus cornucopioides

Trufa del Perigord. Tuber melanosporum

Trufa del desierto. Terfezia arenaria

Trufa del Piamonte. Tuber magnatum

Trufa del Triscatin. Tuber melanosporum

Trufa francesa. Tuber melanosporum

Trufa grabada. Tuber aestivum, Tuber uncinatum

Trufa gris. Tuber brumale, Tuber magnatum, Tuber uncinatum

Trufa lisa. Tuber macrosporum

Trufa machenca. Tuber brumale

Trufa magenta. Tuber brumale

Trufa mayenca. Tuber aestivum

Trufa naranja. Tuber excavatum

Trufa negra. Tuber brumale, Tuber melanosporum

Trufa negra de invierno. Tuber melanosporum

Trufa queso. Tuber asa

Trufa requesón. Tuber asa

Trufa roja. Balsamia vulgaris, Tuber rufum,

Trufa rojiza. Tuber rufum

Trufa sanjuanera. Tuber aestivum

Trufa violácea. Tuber macrosporum, Tuber melanosporum

Trufa violeta. Tuber brumale, Tuber melanosporum

Trufa/s de león. Terfezia claveryi, Terfezia leptoderma, Terfezia

spp.

Trufas de la/s arena/s. Terfezia leptoderma, Terfezia spp.

Trufas de los ciervos. elaphomyces spp.

Trufas del desierto. Terfezia spp.

Trunfa. Tuber melanosporum

Tuba. Rhizopogon roseolus, Terfezia claveryi

Tufera. Tuber melanosporum

Tufera blanca. Tuber aestivum

Tufona blanca. Tuber aestivum



Tumbra. Scleroderma polyrhizum

Tumor del maíz. Ustilago maydis

Túnica de Cristo. Lepista nuda

Turba/s. Scleroderma polyrhizum

Turga. Scleroderma polyrhizum

Turma/s. Agaricus spp., choiromyces magnusi, choiromyces

spp., Rhizopogon ochraceorubens, Rhizopogon roseolus,

Rhizopogon spp., Scleroderma polyrhizum, Terfezia arenaria,

Terfezia claveryi, Terfezia leptoderma, Terfezia spp., Tirmania

pinoyi, Tuber melanosporum, Tuber spp.

Turma amarilla. Rhizopogon luteolus, Rhizopogon ochra-

ceorubens

Turma de carrasca. Tuber aestivum

Turma de monte. Terfezia claveryi

Turma de pino. Rhizopogon luteolus

Turma de pinosa. Rhizopogon luteolus, Rhizopogon roseolus

Turma de San Juan. Tuber aestivum

Turma de tierra. Terfezia arenaria

Turma del campo. Terfezia claveryi

Turma del pino. Rhizopogon roseolus

Turma negra. Picoa lefebvrei, Tuber aestivum, Tuber melanos-

porum

Turma rosada. delastria rosea, Rhizopogon roseolus

Turmas de jara. Scleroderma polyrhizum

Turmas de pino. Rhizopogon spp.

Turmita. Rhizopogon roseolus

Urraca. coprinopsis picacea

Usón de sanmiguelada. clitocybe nebularis

Usón. calocybe gambosa

Vaquero. Suillus granulatus

Vegín. calvatia gigantea

Vegino. Ustilago tritici

Vejino. calvatia gigantea

Vejiño. calvatia gigantea

Verderol. Tricholoma equestre

Verderón. Tricholoma equestre

Verruga marrón. Hypoxylon fragiforme

Vinatera. Amanita rubescens

Vinatera real. Amanita rubescens

Vinatero. Hygrophorus russula

Vinosa. Amanita rubescens

Vinoso. Hygrophorus russula

Viriato. Boletus edulis

Viriatu mouru. Boletus aereus

Viriatu. Boletus edulis

Vizcaína/s. calocybe gambosa, clitocybe geotropa

Xeta xardón. Lepista nuda

Xetu roxu. Amanita muscaria

Xetu. Boletus pinophilus

Yema/s. Amanita caesarea

Yema blanca. Amanita ovoidea

Yema de huevo. Amanita caesarea, cantharellus cibarius

Yesca. Fomes fomentarius, Ganoderma applanatum, Phellinus

igniarius

Yesquero. Fomes fomentarius

Yesquero acorchado. Phellinus torulosus

Yesquero añoso. Heterobasidion annosum

Yesquero aplanado. Ganoderma applanatum

Yesquero bermellón. Pycnoporus cinnabarinus

Yesquero blanco. Trametes gibbosa

Yesquero blanco peludo. Stereum hirsutum, Trametes hir-

suta

Yesquero de abedul. Lenzites betulina

Yesquero de colores. Trametes versicolor

Yesquero de la encina. Phellinus torulosus

Yesquero de láminas. Lenzites betulina

Yesquero de las cercas. Gloeophyllum separium

Yesquero de los atarfales. inonotus tamaricis

Yesquero de los pinos. Phellinus pini

Yesquero de los sauces. Phellinus igniarius

Yesquero de los tarayales. inonotus tamaricis

Yesquero de Monfragüe. Odonticium flavicans

Yesquero de varios colores. Trametes versicolor

Yesquero del abedul. Piptoporus betulinus

Yesquero del alcornoque. Trichaptum biforme

Yesquero del pino. Fomitopsis pinicola

Yesquero del taraje. inonotus tamaricis

Yesquero del taray. inonotus tamaricis

Yesquero del taraye. inonotus tamaricis

Yesquero erizado. inonotus hispidus

Yesquero marginado. Fomitopsis pinicola

Yesquero multicolor. Trametes versicolor

Yesquero peludo. Trametes hirsuta

Yesquero quemado. Bjerkandera adusta

Yesquero radiado. inonotus hispidus, inonotus radiatus

Yesquero rebordeado. Fomitopsis pinicola

Yesquero rojizo. Fomitopsis pinicola

Zamoranitos. Boletus edulis

Zarrota/s. Morchella conica, Morchella elata, Macrolepiota

procera

Zoconera. Hohenbuehelia petaloides

Zocotera. Hohenbuehelia petaloides

Zurullo de monte. Pisolithus arhizus.



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ALOnSO, c.

IX “Feria de la Trufa” negra de invierno en Abejar, Soria

ALONSO, C.Concepción Alonso Jiménez. E-mail: [email protected]

La “Feria de la Trufa” negra de invierno, Tu-

ber melanosporum, se celebra en Abejar, Soria,

el tercer fin de semana de febrero. Este certamen

ferial, incluido por la Dirección General de Co-

mercio en el “calendario de Ferias comerciales de

castilla y León”, ha celebrado su IX edición du-

rante los días 19 y 20 de febrero de 2011.

Abejar, además de ser el municipio donde se

dan cita los expositores-viveristas llegados des-

de diversos lugares de la geografía de nuestro

país, es un lugar de encuentro entre hosteleros,

cocineros, empresas conserveras dedicadas a la

micología y de un público interesado en el con-

sumo de este preciado tesoro de nuestros bos-

ques.

Los objetivos generales de la IX “Feria de la

Trufa”, fueron los siguientes:

1.- Dar a conocer la trufa negra de Soria

para incentivar su consumo o degustación. Ade-

más de crear un mercado interno y fomentar su

cultivo como una alternativa rentable, ecológica

y sostenible en muchas zonas rurales.

2.- Divulgar la marca “Tierra de la Trufa”.

3.- Divulgar los valores aromáticos y nutri-

tivos de la trufa negra de Soria para que no exista

controversia al venderse otras especies de trufa,

que no sean Tuber melanosporum de Soria, en

distintos lugares de Europa.

4.- Ofrecer un paquete turístico que incluye

alojamiento y actividades complementarias en

torno a la trufa, con el fin de fomentar y deses-

tacionalizar el turismo rural, medioambiental y

ecológico.

5.- Apoyar el paquete turístico creado por

varios establecimientos hoteleros de la localidad,

basado en el Menú-Degustación de Trufa durante

los fines de semana de febrero y marzo, y así ayu-

dar a la desestacionalización del turismo.

6.- Difundir las nuevas investigaciones que

se están realizando en torno a la trufa y la trufi-

cultura.

Es un fin de semana donde la trufa negra de

invierno, Tuber melanosporum, es la protagonis-

ta, siéndolo a su vez el municipio de Abejar y toda

la comarca, puesto que hace de anfitriona de un

gran número de visitantes que de una manera u

otra vuelven a lo largo del año o en futuras edicio-

nes de la feria.

Recinto ferial

Desde el año 2002, la localidad de Abejar ce-

lebra la “Feria de la Trufa” en el pabellón ferial

que el ayuntamiento posee en el centro de la lo-

calidad y que reúne las condiciones de calidad y

de seguridad, tanto para los expositores como de

cara a los visitantes.

Expositores

En el recinto ferial del año 2011, se instalaron

18 stands dedicados a la venta de plantones mi-

corrizados, productos trufados e incluso venta de

enseres necesarios para el buen uso de este hon-

go en la gastronomía.

Se calcula que en esta edición, pasaron por el

recinto ferial más de 6.000 personas procedentes

de diversos lugares de origen: Soria, Barcelona,

Bilbao, Burgos, Castellón, huesca, Guadalajara,

La Rioja, Madrid, Navarra, Palencia, Teruel, Valen-

cia, Valladolid, Zaragoza y Portugal, así como de

distintas asociaciones micológicas nacionales, las

cuales mostraron un gran interés por todas las ac-

tividades que se realizaron, y aportaron sus cono-

cimientos en el mundo de la trufa y la micología.


iX “Feria de la Trufa” negra de invierno en Abejar, Soria

Actividades

1.- Ponencias técnicas

Durante la tarde del sábado

19, se desarrollaron en el salón del

ayuntamiento las ponencias téc-

nicas y la mesa redonda: “La trufa,

nuevos retos para el desarrollo de la

truficultura en Soria”.

La conferencia sobre “impor-

tancia del control de la planta mico-

rrizada” fue impartida por Beatriz

Águeda hernández del CIF Valonsa-

dero-JCyL.

La Mesa redonda: “La trufa,

nuevos retos para el desarrollo de la

truficultura en Soria” fue moderada

por Fernando Martínez Peña, del CIF

Valonsadero-JCyL, y tuvo como par-

ticipantes a: Pedro Medrano Ceña

del ASFOSO; Anselmo García de la

Fundación Soriactiva; Álvaro Ramos

del Centro para la Calidad de los Ali-

mentos INIA y Gonzalo Gonzalo Pé-

rez del Servicio Territorial de Medio

Ambiente de la Junta de Castilla y

León.

Se destaca la gran afluencia de

público que se está iniciando en el

mundo de la truficultura y/o que

poseen sus propias plantaciones, y

que acuden a este tipo de eventos

para intentar despejar las dudas que

tienen y poner en común las expe-

riencias que han realizado. Además

de éstos, hay otros muchos curiosos

que acuden a las ponencias técni-

cas, al estar interesados en el tema

o que están planificando su propia

plantación. La feria sirve como el

empuje final para dar el paso y ser

motor de desarrollo.

2.- Concurso de Cata de trufa

Dirigida y moderada por Ana

Cristina Aldavero Peña, ingeniero

agrónomo especializado en indus-

trias alimentarias y en análisis sen-

sorial de alimentos.

Catadores: Antonio Albert,

crítico de cine y director de pro-

gramas televisivos; Santiago de

Castro Alfageme, Presidente de

la Federación de Asociaciones

Micológicas de Castilla y León;

Matilde D´Arrigo ingeniero de

industrias alimentarias en el

Centro de Tecnología de la Ca-

lidad de los Alimentos INIA; To-

más Morcho, cocinero de “cho-

colate a Tres” y Jesús Martínez

de la hera, catador micológico

reconocido por la Junta de Cas-

tilla y León.

Las trufas fueron aportadas

por truferos de Soria, Castellón

y Teruel.

3.- Visita guiada a la finca tru-

fera “Los Quejigares” propie-

dad de la empresa Arotz

La visita a la trufera es una

de las actividades que con ma-

yor entusiasmo espera el pú-

blico, puesto que se trata de la

finca productora de Tuber mela-

nosporum más grande del mun-

do. Posee una superficie de 619

ha, plantada, en los años 70, con

encinas micorrizadas y es un re-

ferente entre los entendidos del

mundo de la trufa y la truficul-

tura.

Se dispusieron tres autobu-

ses de 55 plazas cada uno y tres

guías micológicos para la visita.

4.- IX Concurso Gastronómico

de la trufa

Como en años anteriores se

celebró el concurso gastronó-

mico. Participaron un total de

quince cocineros, destacando la

intervención de dos paradores

nacionales y de cocineros galar-

donados con estrellas Michelín.

La valoración de los platos

fue realizada por un jurado com-

Fig. 1. Logotipo de la marca.

Fig. 2. Recinto ferial.

Fig. 3. Expositor-Viverista.

Fig. 4. Mesa redonda: “La trufa, nuevos retos para le desarrollo de la truficultura en Soria”.

Fig. 5. Cata de trufa.


ALOnSO, c.

puesto por cinco miembros, todos

ellos expertos en la gastronomía

micológica, y venidos desde dis-

tintos puntos de la geografía espa-

ñola como Navarra o el País Vas-

co. Los representantes sorianos

en el jurado eran especializados

en la hostelería y la restauración y

los otros dos pertenecían a asocia-

ciones micológicas. Se ha conta-

do, en esta edición, con la colabo-

ración de ASOhTUR (Asociación

Soriana de hostelería y Turismo)

y de la Escuela de hostelería de

Soria.

5.- Concurso a "La Trufa más

grande” expuesta en la feria

Otro de los concursos que se

desarrollan, es el de “La Trufa más

grande”. Son los propios exposito-

res que llegan a la feria los partici-

pantes de este peculiar concurso

y, en esta edición, la ganadora fue

una trufa de 213 gramos proce-

dente de la provincia de Palencia.

6.- Concurso-Demostración “Caza

de trufa con perros”

El concurso-demostración se

desarrolla en la finca “el Barran-

co” propiedad del Ayuntamiento

de Abejar.

hubo un total de 16 perros,

con sus respectivos dueños, parti-

cipantes en esta actividad. La pro-

cedencia fue de Navarra, La Rioja,

Valladolid, Guadalajara, Burgos y

Soria.

Tres eran las modalidades

en las que se divide el concurso.

“Premio al perro que cace la trufa

más grande”, “Premio al perro que

emplee menor tiempo en cazar la

trufa” y “Premio al perro que cace

más trufas en el tiempo establecido”. Los premios

no eran acumulables.

Cada participante cuenta con un total de 5 mi-

nutos para cazar trufas y, en función de las trufas

cazadas, puede optar a cada uno

de los tres premios del concurso.

El vencedor en la prueba más

destacada de las tres, consistente

en extraer de la tierra la de mayor

tamaño, fue el perro adiestrado

por Juan Carlos García que dio

con una de 175 gramos. El can en-

trenado por Ángel Sáez se llevó el

premio por conseguir el mayor nú-

mero, y el perro de Víctor Palacios

solo tardo 59 segundos en encon-

trar su trofeo.

La afluencia de público a este

evento fue muy alta, cercana a un

millar, puesto que resulta muy cu-

rioso este tipo de concursos en el

que se da a conocer la manera de

realizar la búsqueda de trufas.

7.- Degustación popular de hue-

vos trufados

Durante los dos días que per-

manece abierto el recinto ferial, se

realiza una degustación de huevos

trufados.

Se ofrece un pincho de huevo

de codorniz frito trufado junto con

un vasito de vino tinto. Es otro ali-

ciente más para visitar la feria y

para los que no han probado este

tipo de gastronomía se inicien en

su degustación.

En la presente edición se han

degustado más de 2.000 huevos

trufados.

8.- Degustación de menús trufa-

dos

Durante ambas jornadas, se

sirvieron en “el Albergue cañada

Real” menús especiales diseña-

dos por el Maestre Cocinero Mi-

llán Maroto y, cuyo ingrediente en

cada uno de los platos, era nues-

tra protagonista la “Trufa negra de Soria”.

Señalamos que la gente se fue muy satisfe-

cha con el menú y que “La sopa de hongos y tru-

fas” año tras año sigue siendo un éxito.

6. Visita a la finca “Los Quejigares”.

Fig. 7. 1º Premio. Restaurante “La Lobita” Navaleno. “Jabalí en el pinar de invierno en busca de la trufa ente-rrada".

Fig. 8. 2º Premio. Parador Villafran-ca del Bierzo. “Secretos de Abejar”.

Fig. 9. Concurso “Trufa más grande”.

Fig. 10. Concurso-Demostración “caza de Trufas”.


iX “Feria de la Trufa” negra de invierno en Abejar, Soria

El resto de restaurantes del pueblo

también elaboraron un menú trufado

para ofrecer a los clientes y el lleno

estuvo asegurado en ambas jornadas.

Publicidad y difusión de la feria

1. Diseño y edición de 200 carteles di-

fusores de la feria.

2. Diseño y edición de 2.000 trípticos

de la “Feria de la Trufa”.

3. 300 pegatinas “Tierra de la Trufa”.

4. 200 libretas de recetas de trufas.

5. Obsequios-regalo para diferentes

colaboradores de la feria y compensa-

ciones económicas para las personas

ganadoras de los diferentes concur-

sos.

Conclusiones: resultados económi-

cos y comerciales

Los objetivos generales marcados,

y conseguidos en parte, en las 9 edicio-

nes de la “Feria de la Trufa” de Abejar,

han sido:

Dar a conocer la trufa negra de

Soria, para incentivar su consumo o

degustación entre el público. Además

de crear un mercado interno y fomen-

tar su cultivo como una alternativa rentable, ecoló-

gica y sostenible en muchas zonas rurales.

Impulsar la creación y/o transformación de

viveristas dedicados a la micorrización de plan-

tas y que han visto ampliado su mercado con las

numerosas reforestaciones que, a lo largo de es-

tos nueve años, se han realizado en la provincia de

Soria, donde más del 24% del territorio es poten-

cialmente trufero.

Impulsar la marca “Trufa negra de Soria”,

para intentar conseguir una denominación de ori-

gen y que no exista controversia al venderse otras

especies de trufa que no sean Tuber melanospo-

rum de Soria en distintos lugares de Europa, ya

que esta provincia aporta el 30% de la producción

de España y el 8% a nivel mundial.

Ofrecer un paquete turístico “Trufear en So-

ria” que incluye, además del alojamiento las ac-

tividades complementarias en torno a este hon-

go, con el fin de fomentar y

desestacionalizar el turismo

rural, medioambiental y eco-

lógico. Se ha conseguido una

ocupación plena, no solo en los

hoteles y casas rurales del mu-

nicipio, sino también en los de

la comarca de pinares.

Incentivar su consumo o

degustación entre el público.

Mas de un 30% de los restau-

rantes sorianos elaboran algu-

nos de sus platos con trufa y se

ha organizado, por primera vez

en este año “La Semana de la

Trufa” donde el consumo de

estos pinchos ha logrado me-

jorar los ingresos de muchos

establecimientos.

hacer de la localidad de

Abejar el principal referente a

nivel nacional en cuanto a trufa

y productos trufados se refiere.

Los viveristas, las empresas

transformadoras y el turismo

se han visto incrementados.

Con la celebración de esta

feria y las actividades divulga-

tivas, se ha conseguido revalorizar este recurso,

dándolo a conocer y resaltando su valor natural de

una manera didáctica y lúdica.

En conclusión, la trufa y la micología están

siendo un motor de desarrollo sostenible para la

provincia de Soria y, Abejar es uno de los mu-

nicipios de referencia en el mundo de los trufi-

cultores, empresarios y hosteleros, motivo por lo

que en el año 2010 se ha iniciado la celebración,

coincidiendo con la muestra agroalimentaria de

agosto, de la 1ª “Feria de la Trufa de verano”, Tu-

ber aestivum.

REFERENCIAS

http://www.alberguedeabejar.com/feriatrufa/

principal.html

http://www.facebook.com/pages/Feria-de-la-Trufa-

de-Abejar 2011/163101220403567

Fig. 11. Degustación de huevos trufados.

Fig. 12. Menu-Degustación IX “Feria de la Trufa”.

Fig. 13. Tríptico IX “Feria de la Trufa”, Abejar.


ALOnSO, T.

Crónica del IX Encuentro de Asociaciones Micológicas de Castilla y León

ALONSO, T.Teo Alonso, Asociación Micológica de Toro “Grupo Adalia”. E-mail: [email protected]

Año tras año se ha ido celebrando una de

las actividades que goza del apoyo general de

las asociaciones micológicas de nuestra región,

llegando en este 2011 al IX encuentro. Nueve,

como las provincias que componen nuestra

comunidad autónoma, Castilla y León, y por ende

sus AA.MM. se engloban en la federación de

FAMCAL.

Este encuentro, como los anteriores, fue or-

ganizado por FAMCAL y por una asociación mi-

cológica, y este año le ha tocado a la Asociación

Micológica de Toro “Grupo Adalia”, que tomó la

iniciativa y se ocupó de toda la coordinación or-

ganizativa de las actividades realizadas en esta

bella y muy histórica población situada como mi-

rador del Duero.

La jornada comenzó en la plaza de España

de Toro, con el recibimiento de las asociaciones

participantes que fueron llegando escalonada-

mente, entregándose a cada inscrito un vale in-

vitación para café y los dulces típicos (cortesía

del Excmo. Ayuntamiento) la clásica pañoleta y

una gorra con el logotipo de la Federación. Los

asistentes fueron recibidos con unas palabras de

bienvenida por el alcalde de Toro, D. Jesús Se-

dano, por el presidente de FAMCAL, D. Santiago

de Castro y por su homónimo de la micológica

Grupo Adalia, D. Manuel Ordax.

Fig. 1. Recepción de los asistentes. Foto: Eloy García Martín.


crónica del iX encuentro de Asociaciones Micológicas de castilla y León

Fig. 2. Bienvenida en el salón del ayuntamiento. Foto: Eloy García Martín.

Fig. 3. Foto de “familia” de los participantes. Foto: Eloy García Martín.


ALOnSO, T.

Fig. 5. Participantes en el restaurante. Foto: Eloy García Martín.

Fig. 4. Un grupo en la plaza de toros. Foto: Eloy García Martín.

Terminada la recepción, se procede con rapi-

dez a la foto grupal o de familia para inmortali-

zar del evento, y a la distribución en los grupos

correspondientes para las visitas guiadas a la

ciudad o para ir al campo. Con la inestimable co-

laboración de las guías de la Oficina de Turismo

se visitaron, en primer lugar, la iglesia colegiata

de Santa María La Mayor y la recientemente res-

taurada y reinagurada en 2010, Plaza de Toros.

Terminado este recorrido turístico-cultural se vi-

sitaron (como no podía ser de otra manera) las

bodegas “Fariñas” y “Torreduero” con su cata

Fig. 6. Lactarius mediterraneensis. Foto: Luis Ángel Fernández.

Fig. 7. Montagnea arenaria. Foto: Fernando Bellido.


crónica del iX encuentro de Asociaciones Micológicas de castilla y León

y degustación correspondiente. Aunque poco

puedo, como cronista, comentar sobre los vo-

luntarios que salieron a los campos de encinas

y pinos ya que no participé en esa actividad, si

puedo transmitir lo que el vicepresidente, Julio

Cabero, me narró sobre las setas recolectadas

en esa zona de páramo castellano, observándose

tímidamente rúsulas, amanitas, agrocibes, y al-

gunos ejemplares de especies interesantes como

Tuber aestivum, Tuber asa, Tuber rufum var. rufum,

Lactarius mediterraneensis (Fig. 6) y Montagnea

arenaria (Figs. 7 y 8), dignos de estudio.

La comida se celebró en el hotel Juan II, con

Fig. 8. Montagnea arenaria. Detalle del píleo. Foto: Fernando Bellido.

unas vistas magníficas sobre el río Duero y su

fértil vega, asistiendo más de 200 comensales de

18 asociaciones que degustaron un menú típico

de la zona regado con vino tinto de Toro. A los

postres se entregó a cada inscrito una bolsa con

dos botellas de vino de la Denominación de Ori-

gen Toro, el último (número 5, año 2010) Boletín

Micológico de FAMCAL e información micológi-

ca. El vicepresidente de nuestra asociación, Julio

Cabero, dirigió unas palabras finales de agrade-

cimiento a todos los asistentes, realzó la labor de

la Federación a favor de los grupos micológicos

y transmitió su optimismo general del encuentro.


normas para la presentación de los trabajos

OBJETIVOS

El “Boletín Micológico de Castilla y León” que

publica la Federación de Asociaciones Micológi-

cas de Castilla y León, tiene como objetivo la di-

fusión, entre sus asociados, otras asociaciones,

micólogos, etc., de los trabajos originales así

como trabajos de revisión actualizados que ha-

yan sido aceptados por el Comité Científico Ase-

sor, y versen sobre temas de micología básica o

aplicada, especialmente en el ámbito de Castilla

y León, aunque no exclusivamente.

CONTENIDO DEL BOLETÍN

Se podrán publicar trabajos científicos, ar-

tículos cortos o revisiones sobre las siguientes

secciones: micología básica (taxonomía, ana-

tomía, fisiología, genética, ecología, corología,

terminología, etc.), micología industrial y eco-

nómica, micología forestal y agrícola, micología

médica humana y animal, micotoxicología, etno-

micología e historia de la micología en temas no

relacionados con los anteriormente expuestos.

NORMAS PARA LA PRESENTACIÓN DE LOS

TRABAJOS

1. Norma general. Los trabajos serán presen-

tados en español, si bien pueden ser aceptados

los escritos en otras lenguas, según considera-

ción del Comité Científico Asesor; en este último

caso deberá acompañarse de un resumen en es-

pañol además del resumen en la lengua original

y del resumen en inglés. Los trabajos se escribi-

rán con el programa informático Word en fuen-

te Times New Roman de 14 puntos solo para el

título, y de 12 puntos para el resto del documen-

to, interlineado sencillo y con márgenes de 3 cm

a derecha e izquierda (que es el marginado que

da por defecto Word). El título, los autores y las

direcciones de los autores estarán escritos con

justificación izquierda y el resto con justificación

total. Todos los comienzos de párrafo tendrán un

sangrado normal de 1 cm, excepto en el apartado

Referencias del final del artículo en el que cada

Normas para la presentación de los trabajos

referencia tendrá una sangría francesa (o inver-

sa) también de 1 cm.

En ningún caso se intentará maquetar el artí-

culo, insertar las fotos o hacer indicaciones en el

texto de donde deben ir colocadas las fotografías

pues esto está condicionado por la maquetación

de la revista, tan solo se incluirán las referencias

a las figuras en el texto como por ejemplo: Fig. 1,

Fig. 3.A, Figs. 5-7 o (Fig. 1), (Fig. 3.A), (Figs. 5-7).

2. Título. El título será lo más informativo y

breve posible, indicando los taxones pero no sus

autores. Se escribirá en MINÚSCULAS, REDON-

DA, NEGRITA y justificación izquierda. No se

pondrá punto al final del título. Por ejemplo: El

género Cortinarius en León y zonas limítrofes

Se dejará un espacio entre el título y los autores.

3. Autores. Los autores del trabajo se escribi-

rán con todas las letras en mayúscula, en negrita

y con justificación izquierda, y solo se incluirá

el primer apellido (aunque se pueden incluir los

dos apellidos si van unidos por un guion), y la ini-

cial o iniciales del nombre. Si son más de una

inicial, éstas irán con punto y sin espacio entre

ellas. En el primer autor las iniciales irán detrás

del apellido, y en el resto de autores las iniciales

irán delante del apellido. Si son varios autores se

numerarán con un superíndice detrás de cada

nombre, sin paréntesis y sin dejar espacios. No

se pondrá punto al final de los autores. Por ejem-

plo: ESTEVE-RAVENTÓS, F.1 & M.L. CASTRO2

Si se desea que aparezca el nombre completo por

razones de currículum o por cuestiones de iden-

tificación precisa del autor (en el caso de que el

autor tenga apellidos muy comunes, en común

con otro familiar u otras causas), el nombre com-

pleto se podrá añadir como primer dato en la di-

rección postal.

4. Direcciones de los autores. Se escribirán

en negrita y con justificación izquierda. Cada di-

rección de los autores irá precedida por el mismo



superíndice que tiene el nombre de cada autor, a

continuación irá la dirección con todos los datos

separados por comas. Después, tras un punto, irá

la dirección de correo electrónico. No se pondrá

punto tras la dirección de correo electrónico. Se

dejará un espacio entre las direcciones de los au-

tores y el Resumen. Por ejemplo:1C/ Andalucía 3, 4.º dcha, 26500 Calahorra,

La Rioja, España. E-mail: [email protected]é de Uña y Villamediana, Avda. Ansel-

mo Clavé 47 dpdo. 3ºA (Edificio “Goya”), 50004

Zaragoza, España. E-mail: [email protected]

5. Resúmenes y palabras clave. Tras la di-

rección de los autores se incluirá un resumen

en español y otro en inglés (summary, no usar

abstract), y unas Palabras clave (Keywords en in-

glés). Cada resumen contendrá una parte en ne-

grita (referencia del artículo), que deberá tener el

mismo formato que el ejemplo que aquí se adjun-

ta al final de este párrafo, y que incluirá los auto-

res, año de publicación, título y revista y páginas

del artículo (XXX-XXX), y otra parte en redonda

normal (no negrita) con el resumen que los auto-

res quieran hacer del contenido del artículo en un

solo párrafo de no más de 100 palabras donde los

taxones irán en cursiva y donde se podrá incluir

el autor de los mismos de manera opcional. Por

ejemplo:

Resumen: CADIÑANOS, J.A. & E. FIDALGO

(2011). Algunas especies de Lactarius intere-

santes de León, Asturias y Cantabria. Bol. Mi-

col. FAMCAL 6: XXX-XXX. Se comentan y des-

criben algunas colecciones de varias especies de

Lactarius recolectadas por los autores…

Palabras clave:

Summary: CADIÑANOS, J.A. & E. FIDAL-

GO (2011). Some interesting species of Lactar-

ius from León, Asturias and Cantabria. Bol. Mi-

col. FAMCAL 6: XXX-XXX. Some gatherings of

several species of the genus Lactarius collected

by the authors…

Keywords:

A continuación, sin dejar espacio interlin-

eal con el resumen, irán las Palabras clave (ver

ejemplo anterior). Se incluirá un máximo de 10

Palabras clave, separadas por comas, tanto en

español, como en inglés. Las leyendas “Palabras

clave” y “Keywords” y los dos puntos irán en ne-

grita y el resto sin negrita. Los taxones se indica-

rán en cursiva, pudiendo aparecer los autores de

los mismos. Por ejemplo:

Palabras clave: Fungi, coprinus, coprinop-

sis, vermiculifer, taxonomía, España, Granada,

Sierra Nevada.

Keywords: Fungi, coprinus, coprinopsis, ver-

miculifer, taxonomy, Spain, Granada, Sierra Ne-

vada.

6. Texto. Todos los nombres científicos debe-

rán ser citados en el texto en cursiva, indepen-

dientemente del rango o categoría taxonómica.

Los nombres científicos castellanizados irán

siempre en minúscula y redonda.

Si se desea añadir la posición taxonómica de

una especie (reino, filo, subfilo, clase, etc.), debe

indicarse la fuente bibliográfica o referencia de la

que se ha obtenido la información.

Ninguna palabra deberá estar subrayada.

Las figuras, cuadros y tablas de los trabajos

deberán ser citados en el texto y vendrán nume-

rados en el orden de su citación como Fig. 1, Figs.

5-7 o (Fig. 1) (Figs. 5-7).

La manera de citar a los autores en las refe-

rencias a sus trabajos que hay en el texto será

con todas las letras en mayúscula. Se usará el

primer apellido si es un solo autor y primer ape-

llido de cada autor unidos por la partícula & si

son dos autores; y el apellido del primer autor

seguido de & al. (no et al.), si son más de dos

autores, todo ello seguido del año de publica-

ción del trabajo referido entre paréntesis. Por

ejemplo: SINGER (1947), MIRANDA & RUBIO

(2000) o KIRK & al. (2001), si nos referimos a la

obra del/de los autor/es, y por ejemplo SINGER

& al. (1947: 223) si deseamos referirnos a una

página concreta de un trabajo, o bien (SINGER

& al., 1995) cuando se quiera dar una referencia

justificativa de una explicación, en cuyo caso si

hay más de un autor se separaran las referen-

cias por punto y coma, por ejemplo: (SINGER,

1942: 123; PILAT, 1950; VELLINGA & al., 2004). Fi-

nalmente, si se quiere hacer referencia al texto

de un autor que escribe en la obra de otro de



forma explícita, se pondrá el apellido del autor

seguido de la palabra "in" en cursiva, por ejem-

plo: (VILA & PÉREZ-DE-GREGORIO in BALLARÀ

& al., 2009: 107).

El texto estará estructurado, en la medida de

lo posible, aunque no de forma obligatoria, de los

apartados siguientes: INTRODUCCIÓN, MATE-

RIAL Y MÉTODOS, RESULTADOS, DISCU-

SIÓN, AGRADECIMIENTOS y REFERENCIAS.

Estos apartados vendrán con todas las letras en

mayúsculas, en negrita y sin sangrar. El texto co-

menzará en la siguiente línea no a continuación

del título del apartado. Los posibles subaparta-

dos como: Material estudiado, Macroscopía,

Microscopía, Hábitat, Comentarios taxonó-

micos, Riqueza, Diversidad, Productividad,

Observaciones, etc., vendrán en negrita, solo

con la primera letra en mayúsculas, sin sangrar.

El texto comenzará en la siguiente línea, no a

continuación del título del subapartado. En los

tratamientos taxonómicos, las descripciones de

los taxones se realizarán cada una por separa-

do. Los autores de taxones se indicarán solo en

el epígrafe donde se describe, discute o cita el

taxón en cuestión, como única vez, sin incluirlos

en el título del trabajo o resto del texto, aunque

los autores podrán aparecer en el Resumen. Los

nombres de los autores de taxones vendrán abre-

viados de acuerdo con la publicación de KIRK &

ANSELL (1992), aunque para los que no puedan

consultar esta obra, las abreviaturas de los auto-

res también están disponibles en las siguientes

direcciones de Internet: http://www.indexfungo-

rum.org/names/AuthorsOfFungalNames.asp y

http://kiki.huh.harvard.edu/databases/botanist_

index.html

Las publicaciones periódicas se abreviarán

de acuerdo a LAWRENCE & al. (B-P-h; 1968) y

los libros según STAFLEU & COWAN (TL2; 1976),

aunque aquellos que no puedan consultar es-

tas obras, las abreviaturas de revistas y libros

también están disponibles en: http://kiki.huh.

harvard.edu/databases/publication_index.html.

Si no se conoce la abreviatura estándar de una

revista o libro deberá citarse el nombre comple-

to de dicha obra. Para los acrónimos de los her-

barios donde se deposita el material estudiado

se seguirá a hOLMGREN & al. (1990) o bien la

siguiente página de Internet de Index herbario-

rum: http://sweetgum.nybg.org/ih/

Después de un punto y seguido se evitará

escribir el nombre de un género de forma abre-

viada.

Las indicaciones de los años en fechas de

recolección, material de herbario, etc., se harán

con 4 cifras y los meses en números romanos.

Para cuestiones ortográficas se seguirán

las normas de la R.A.E (2001) y R.A.E. & A.A.L.E

(2010), que también se pueden consultar en la

página de Internet: http://buscon.rae.es/draeI/.

En aquellos casos en los que una palabra no se

encuentre en el diccionario de la RAE (aparte

de las palabras técnicas como "queilocistidios",

perfectamente correctas), como es el caso, por

ejemplo, de términos referidos al color como li-

láceo/lilacino, concolor, a la forma como catenu-

lado, diverticulado, ventricoso, campanulado, a

la textura como fibrilloso, flocoso, escuamuloso,

ruguloso, verrucoso, a otras cualidades específi-

cas de los hongos como higrófano, e incluso ver-

bos como sinonimizar, se considerarán correctas

teniendo en cuenta su actual difusión en el cam-

po de la micología.

Para cuestiones de nomenclatura se segui-

rán las normas de la última edición del ICBN (en

un futuro Código Internacional de Nomenclatura

Botánica, Micólogica y Algológica).

7. Referencias a material de herbario. Se

citará, con la tipografía que se especifica: PAÍS

(si se hace referencia a material de diversos

países), PROVINCIA: municipio, paraje, etc. (se

pueden incluir otras entidades como región, co-

marca, valle, parque natural, etc., siempre que

se mencionen de mayor a menor superficie),

coordenadas UTM (cuadrícula de 1 km x 1 km),

altitud (m ó m.s.n.m.), hábitat, fecha (p.e. 18-IV-

2003), leg. seguido del nombre del donante o

recolector del espécimen (inicial/es del nombre

de pila y primer apellido en minúscula y redon-

da), det. seguido del nombre del determinador,

en minúscula y redonda (solo si es distinto del

donante o recolector), ACRÓNIMO DEL hERBA-

RIO O MICOTECA y número de espécimen.



Ejemplo de referencia de material de her-

bario:

Material estudiado: BIZKAIA: Bitaño, Izurza,

30TWN2877, 360 m, plantación de chamaecypa-

ris lawsoniana con musgos de Rhytidiadelphus

squarrosus, 7-XII-2005, leg.: S. Araujo y P. Igle-

sias, det.: P. Iglesias, JPI-05120702.

8. Referencias. Solo deberán estar incluidas

en este apartado aquellas referencias explícita-

mente citadas en el texto. Se citarán siempre to-

dos los autores. Si no se menciona un autor con-

creto, los editores no son una persona física, y sí

figuran colaboradores, asesores, etc., se pondrá

VV. AA. como en el ejemplo de referencias VV.

AA. (1968). Si no se conoce el autor, se tratará

como anónimo, como en los ejemplos de refe-

rencias ANÓNIMO (1989) y ANÓNIMO (2005). Si

no se conoce el año se pondrá s. d. (sine data; sin

fecha) dentro del paréntesis del año, como en los

ejemplos de referencias de BLACKWELL, M., R.

VILGALYS & J.W. TAYLOR (s. d.) o INDEX FUN-

GORUM (s. d.), y si el año de publicación real

se conoce y difiere del año facial (de la cubierta

o portada), se indicará la fecha facial entre cor-

chetes después de la fecha real de publicación

como en WASSER, S.P. (1977b) [“1976”] de los

ejemplos de las referencias. Los boletines oficia-

les se incluirán en las referencias siguiendo el

formato de la referencia del MINISTERIO DE LA

PRESIDENCIA (2009) que hemos insertado en

los ejemplos.

Las referencias se ordenarán alfabéticamen-

te por autores, con los trabajos de igual autoría

ordenados de forma cronológica y en el caso de

pertenecer a los mismos autores y años se dis-

tinguirán añadiendo letras, en minúscula, a con-

tinuación del año como en WASSER, S.P. (1977a)

y WASSER, S.P. (1977b) de los ejemplos de las

referencias; si el primer autor viene acompañado

de otros autores, para un mismo año, se orde-

narán por el apellido del segundo autor, si éste

es también el mismo, por el apellido del tercer

autor, y así sucesivamente.

Si se trata de libros independientes que no

forman parte de una serie, el título irá en cursiva

y se indicará el nombre de la editorial y la ciudad

de edición, para casos que se presten a confu-

sión, por ser la editorial un nombre de persona,

un objeto (Círculo, Árbol, etc,) se podrá añadir

delante de la editorial la partícula “Ed.”, (Ed. Cír-

culo; Ed. Árbol) como en el ejemplo de referencia

de MUÑOZ, J.A. (2005). Si se trata de capítulos

de libros, se indicará en cursiva el título del libro

antecedido del/ de los editor/es en mayúscula y

la partícula “in:”, como en los ejemplos de refe-

rencias de ARNOLDS, E. (1990) o DANIëLS, P.P.

(2003). Para los libros se deja como opcional el

indicar, al final de la referencia, el número de

páginas totales de la publicación, como en los

ejemplos de referencias de ARNOLDS, E. (1990),

DANIëLS, P.P. (2003), o KNUDSEN, h. & J. VES-

TERhOLT (2008).

Si se trata de revistas, será el nombre de la

misma la que irá en cursiva y abreviado según

los estándares antes señalados o bien con el

nombre completo si no se conoce su abreviatura

estándar. Los diferentes fascículos de un mismo

número se consignarán entre paréntesis des-

pués del número de revista sin dejar espacios

como en el ejemplo de referencia ANÓNIMO

(1989).

Las páginas web deberán llevar la URL co-

rrespondiente en redonda y subrayada, así como

la fecha de consulta entre corchetes al final; el

título de la página web o el del documento inclui-

do en ella (libro, artículo en pdf, etc.) deberán ir

en cursiva. Para que todas las referencias se ha-

gan de forma uniforme en el boletín, se escribi-

rán de acuerdo con los ejemplos que se incluyen

más adelante, en cuanto a citación de autores,

años, etc.

9. Índice de figuras. A continuación de las

referencias y con el título Índice de figuras, se

relacionarán todas las figuras (cuadros, tablas,

fotos, ilustraciones, etc.) enumeradas y ordena-

das, indicando el texto que deseen los autores

del artículo y el autor de las mismas (ver ejemplo

al final del párrafo), excepto si el artículo está fir-

mado por un solo autor y todas las figuras son

del mismo. Es recomendable añadir el número

de colección en dichas leyendas para así cono-

cer el aspecto macroscópico de algunas de las



colecciones estudiadas. Cuando una figura ten-

ga varios apartados, las distintas partes se dife-

renciarán con letras en mayúscula seguidas de

dos puntos. Por ejemplo:

Índice de figuras

Fig. 1. cantharellus romagnesianus. NS-

10110620. Foto: J. Cuesta.

Fig. 2. cantharellus gallaecicus. A: Esporas.

B: hifas de la pileipellis. C: Vista general, basi-

dios y esporas. Fotos: N. Santamaría.

Fig. 3. Tabla con los valores de ph en espe-

cies de setas comercializadas.

10. Ilustraciones. Las fotografías se envia-

rán por correo electrónico en alta resolución, al

menos a 300 puntos (ppp). En ningún caso las

fotografías y dibujos se enviarán insertados en

el texto del artículo, sino en archivos separados

con formatos de fotografía (jpg, tif, etc., nunca

insertados en un archivo de Word) en cuyo nom-

bre de archivo se indique al menos el número de

figura para poderlo relacionar con el número de

figura de las leyendas del índice de figuras.

Las fotografías publicadas en sucesivos bo-

letines serán cedidas a la Consejería de Medio

Ambiente en virtud del Convenio de Colabora-

ción entre la Federación y la mencionada Conse-

jería. Los autores de las fotografías al enviarlas

ceden las mismas a la institución arriba indica-

da.

DÓNDE ENVIAR LOS TRABAJOS

Los trabajos serán remitidos en soporte in-

formático, directamente por correo electrónico

a cualquiera de los miembros del Comité Cien-

tífico Asesor: Luis A. Parra (agaricus@telefoni-

ca.net) y Juan M. Velasco (juanmvs@telefonica.

net), adjuntando el teléfono personal de uno o

varios de los autores para poder contactar con

los autores en caso de que sea necesario. Los

trabajos serán enviados antes del 31 de marzo

del año de publicación del número del boletín

correspondiente. Los trabajos, una vez en po-

sesión del Comité Científico Asesor, serán re-

visados, para emitir después un informe sobre

su contenido. A la vista de estos informes los

trabajos podrán ser rechazados, aprobados sin

modificaciones o aprobados después de que se

hayan efectuado modificaciones en su forma o

contenido. Si son aprobados con modificaciones

serán reenviados a los autores para que efectúen

las modificaciones propuestas por los revisores.

Si los autores no aceptan las modificaciones sin

explicar o justificar los motivos por los cuales no

aceptan los cambios, los trabajos serán rechaza-

dos. En cambio, si los autores justifican los mo-

tivos para no aceptar determinados cambios, el

Comité Científico Asesor estudiará los motivos

alegados e informará a los autores de la decisión

final adoptada.

EJEMPLOS DE REFERENCIAS PARA EL

BOLETÍN MICOLÓGICO DE FAMCAL

ÁLVAREZ-NIETO, A., L. DÍAZ-BALTEIRO & J.A.

ORIA DE RUEDA (2001). Valoración de la pro-

ducción conjunta madera-setas. Aplicación

al caso de la Carballeda (Zamora). Actas con-

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ANÓNIMO (1989). Agaricus boisseletii heine-

mann. Bull. Soc. Mycol. France 105(3): pl. 257.

ANÓNIMO (2005). Relación de variedades co-

merciales de micelios de champiñón (cam-

paña 2005-2006). el champiñón en castilla la

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vae vel rarae necnon una pro scientia nova.

novosti Sist. nizsh. Rast. 3: 217-228.


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