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INSTITUTO NACIONAL DE INVESTIGACIONESFORESTALES, AGRÍCOLAS Y PECUARIAS

CENTRO DE INVESTIGACIÓN REGIONAL DEL NORESTECAMPO EXPERIMENTAL SAN LUIS

FOLLETO CIENTÍFICO No. 2 NOVIEMBRE DE 2007

ISBN 978-970-43-0329-7

USO DE BIOFERTILIZANTES PARA LAPRODUCCIÓN DE MAÍZ FORRAJERO

EN CONDICIONES DE TEMPORAL

Catarina lOREDO OSTISergio BELTRÁN LÓPEZ

Ma. de los Ángeles PEÑA DEL RIO

SECRETARIA DE AGRICULTURA, GANADERIA, DESARROLLO RURAL, PESCA Y ALIMENTACIÓN

C. ALBERTO CÁRDENAS JIMÉNEZ

Secretario

ING. FRANCISCO LÓPEZ TOSTADO Subsecretario de Agricultura y Ganadería

ING. ANTONIO RUIZ GARCÍA

Subsecretario de Desarrollo Rural

LIC. JEFREY MAX JONES JONES Subsecretario de Fomento a los Agronegocios

C. RAMÓN CORRAL ÁVILA

Comisionado Nacional de Acuacultura y Pesca

INSTITUTO NACIONAL DE INVESTIGACIONES FORESTALES, AGRICOLAS Y PECUARIAS

DR. PEDRO BRAJCICH GALLEGOS

Director General

DR. SALVADOR FERNÁNDEZ RIVERA Coordinador de Investigación, Innovación y Vinculación

DR. ENRIQUE ASTENGO LÓPEZ

Coordinador de Planeación y Desarrollo

LIC. MARCIAL A. GARCÍA MORTEO Coordinador de Administración y Sistemas

CENTRO DE INVESTIGACION REGIONAL DEL NORESTE

DR. SEBASTIÁN ACOSTA NÚÑEZ Director Regional

DR. JORGE ELIZONDO BARRÓN

Director de Investigación

M.C. NICOLÁS MALDONADO MORENO Director de Planeación

M. A. JOSÉ LUIS CORNEJO ENCISO

Director de Administración

M. C. JOSÉ LUIS BARRÓN CONTRERAS Director de Coordinación y Vinculación en San Luis Potosí

INSTITUTO NACIONAL DE INVESTIGACIONES FORESTALES, AGRICOLAS Y PECUARIAS

CENTRO DE INVESTIGACION REGIONAL DEL NORESTE

CAMPO EXPERIMENTAL SAN LUIS

USO DE BIOFERTILIZANTES PARA LA

PRODUCCIÓN DE MAÍZ FORRAJERO EN

CONDICIONES DE TEMPORAL

Dra. Catarina Loredo Osti Investigadora en Recursos Naturales

Campo Experimental San Luis

Dr. Sergio Beltrán López Investigador en Forrajes y Pastizales

Campo Experimental San Luis

Dra. Ma. de los Ángeles Peña del Río Investigadora en Microbiología

Campo Experimental General Terán

Folleto Científico No. 2 Noviembre de 2007

USO DE BIOFERTILIZANTES PARA LA PRODUCCIÓN DE MAÍZ FORRAJERO EN CONDICIONES DE

TEMPORAL No está permitida la reproducción total o parcial de esta publicación, ni la transmisión de ninguna forma o por cualquier medio, ya sea electrónico, mecánico, fotocopia, por registro u otros medios, sin el permiso previo y por escrito de los titulares del Copyright. Derechos Reservados © 2007, Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias Av. Progreso No. 5 Barrio de Santa Catarina Delegación Coyoacán 04010 México, D. F. Primera Edición Tiraje: 1000 ejemplares Impreso en México Clave INIFAP-CIRNE P-106 ISBN 978-970-43-0329-7 Esta obra se terminó de imprimir en Noviembre de 2007.

Folleto Científico No. 2 Campo Experimental San Luis CIRNE-INIFAP

Km. 14.5 Carr. San Luis Potosí, Matehuala Tel y Fax (444) 8524303

Correo electrónico: [email protected] Oficinas: Av. Santos Degollado 1015-C

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Cita correcta: Loredo-Osti C., S. Beltrán L., M. A. Peña del Río. 2007. Uso de biofertilizantes para la producción de maíz forrajero en condiciones de temporal. Folleto Científico No. 2. Campo Experimental San Luis-CIRNE-INIFAP. San Luis Potosí, S.L.P. México. 60 p.

Uso de biofertilizantes para la producción de maíz forrajero en condiciones de temporal

1

CONTENIDO Página

ÍNDICE DE CONTENIDO 1

ÍNDICE DE CUADROS 2 ÍNDICE DE FIGURAS 4

1. INTRODUCCIÓN

2. ANTECEDENTES

2.1. Qué es la rizosfera 2.2. Que es un biofertilizante 2.3. Mecanismos de acción de las bacterias PGPR

2.3.1. Fijación de nitrógeno 2.3.2. Producción de sustancias reguladoras del

crecimiento vegetal 2.3.3. Producción de sideróforos 2.3.4. Solubilización de nutrimentos 2.3.5. Control de fitopatógenos

2.4. Simbiosis micorrízica 2.4.1. Tipos de micorriza 2.4.2. Mecanismos de acción de los hongos

endomicorrízicos

3. ESTUDIOS SOBRE BIOFERTILIZACIÓN EN MAÍZ FORRAJERO EN SAN LUIS POTOSÍ 3.1. Ubicación de las pruebas de campo 3.2. Obtención del inóculo 3.3. Inoculación y siembra 3.4. Variables respuesta 3.5. Análisis estadístico

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 4.1. Contenido de nitrógeno 4.2. Desarrollo de la raíz 4.3. Altura de planta y producción de forraje 4.4. Rentabilidad del uso de biofertilizantes

5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES

6. LITERATURA CITADA

7. ANEXOS

AGRADECIMIENTOS

5

6 6

9 11 12

16 19 20 21 23 23

24

27 27 28 28 29 31 32 32 35 39 44 46

48

55

60


2

INDICE DE CUADROS

Número de Cuadro

Texto Página

Cuadro 1 Principales géneros de bacterias diazotróficas. 14

Cuadro 2 Metabolitos secundarios producidos por bacterias diazotróficas de vida libre y su efecto en el crecimiento de algunas gramíneas (Adaptado de Arshad y Frankenberg, 1998).

18

Cuadro 3 Efecto de la inoculación con Pseudomonas 7NSK sobre varias gramíneas.

21

Cuadro 4 Efecto de la inoculación con micorriza y bacterias promotoras del crecimiento vegetal sobre el contenido de nitrógeno en maíz bajo condiciones de temporal en dos localidades de San Luis Potosí (ciclo agrícola primavera-verano 2005).

34

Cuadro 5 Efecto de la inoculación con micorriza y bacterias promotoras del crecimiento vegetal sobre el desarrollo de la raíz de maíz forrajero en condiciones de temporal en Portezuelo, Mpio. de Cerro de San Pedro, S.L.P. en el ciclo agrícola primavera-verano 2005.

36

Cuadro 6 Efecto de la inoculación con micorriza y bacterias promotoras del crecimiento vegetal sobre la altura de planta y rendimiento de maíz forrajero en condiciones de temporal en Portezuelo, Mpio. de Cerro de San Pedro, S.L.P. en el ciclo agrícola primavera-verano 2005.

40

Cuadro 7 Efecto de la inoculación con micorriza y bacterias promotoras del crecimiento vegetal sobre la altura de planta y rendimiento de maíz forrajero en condiciones de temporal en Derramaderos, Mpio. de Cerritos, S.L.P. en el ciclo agrícola primavera-verano 2005

43

Cuadro 8 Costos de producción de maíz forrajero con diferentes tratamientos de biofertilizante en el altiplano de San Luis Potosí.

45

Cuadro 9 Valor de la producción de maíz forrajero maíz forrajero con diferentes tratamientos de

45


3

biofertilizante en el Altiplano de San Luis Potosí.

Cuadro 10 Utilidad obtenida con la siembra de maíz forrajero con maíz forrajero con diferentes tratamientos de biofertilizante en el Altiplano de San Luis Potosí.

45

Cuadro A1 Medio con fuentes de carbono combinado (Rennie, 1981).

55

Cuadro A2 Escala de McFarland. 56

Cuadro A3 Formas de presentación de los biofertilizantes. 57

Cuadro A4 Guía para la aplicación de biofertilizante a base de micorriza en campo.

58


4

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura Texto Pág.

Figura 1 Ubicación de las zonas de la rizosfera en una raíz secundaria (adaptado de Barea y Azcón-Aguilar, 1982).

7

Figura 2 Principales mecanismos de las bacterias PGPR para promover el crecimiento vegetal.

12

Figura 3 Contribución relativa de varios agentes fijadores de N2 al ciclo geoquímico del nitrógeno (Fuente: Adaptado de Richards, 1987).

15

Figura 4 Hongo micorrízico colonizando una raíz; se observan micelio y vesículas (Fotografía: Dra. Ángeles Peña).

24

Figura 5 Relación entre las unidades SPAD y el contenido total de nitrógeno determinado en hojas de maíz Cafime.

32

Figura 6 Volumen radical (cm3/planta) obtenido en maíz inoculado con tratamientos de micorriza y bacterias promotoras del crecimiento vegetal con y sin fertilizante en Portezuelo, Cerro de San Pedro, S.L.P. en el ciclo agrícola primavera-verano 2005

38

Figura 7 Volumen radical (cm3/planta) obtenido en maíz inoculado con tratamientos de micorriza y bacterias promotoras del crecimiento vegetal con y sin fertilizante en Portezuelo, Cerro de San Pedro, S.L.P. en el ciclo agrícola primavera-verano 2005.

38

Figura 8 Rendimiento de forraje fresco en maíz inoculado con micorriza y la cepa bacteriana INI1R2 en Villa de Reyes, S.L.P. en el ciclo agrícola primavera-verano 2006.

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USO DE BIOFERTILIZANTES PARA LA PRODUCCIÓN DE MAÍZ FORRAJERO EN

CONDICIONES DE TEMPORAL

Catarina Loredo Osti* Sergio Beltrán López∗

Ma. de los Ángeles Peña del Río♣

1. INTRODUCCIÓN

En los agostaderos del Altiplano potosino, la producción de forraje es deficiente, de 300 a 600 kg ha-1 de MS, lo cual plantea problemas para la alimentación del ganado. Una opción es el establecimiento de forrajes de corte, sin embargo esto se ve limitado por la escasa precipitación y por la baja fertilidad del suelo. La aplicación de fertilizantes químicos no se realiza porque incrementa los costos y además, los resultados esperados son inciertos, debido a la humedad deficiente. Sin embargo, en las últimas décadas se ha resaltado el papel benéfico de microorganismos de la rizosfera, tales como hongos micorrízicos y rizobacterias, en la producción de cultivos.

En San Luis Potosí, el Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias (INIFAP) desarrolló los proyectos “Uso de biofertilizantes para el establecimiento de pastos y cultivos forrajeros” y “Validación de tecnología sobre el uso de biofertilizantes para el establecimiento de pastos y cultivos forrajeros”. En estos proyectos se observó que la inoculación con bacterias promotoras del crecimiento vegetal y hongos micorrízicos promueve el desarrollo y producción de forraje de maíz en condiciones de temporal deficiente.

* Investigador Titular C; Campo Experimental San Luis CIRNE-INIFAP ♣ Investigadora Titular C; Campo Experimental Gral. Terán CIRNE-INIFAP


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Además del rendimiento, se incrementa el contenido de nitrógeno en la planta, la calidad del forraje y el volumen de suelo explorado por el sistema radical, lo cual es importante en las condiciones de deficiencia de humedad del Altiplano Potosino.

Los objetivos de esta publicación son los siguientes:

• Proporcionar información sobre la importancia de las micorrizas y las bacterias promotoras del crecimiento vegetal o rizobacterias y su uso como bioinoculantes.

• Presentar los resultados obtenidos en San Luis Potosí sobre el uso de bioinoculantes en maíz forrajero.

• En forma anexa, presentar recomendaciones sobre la forma de aplicación de esta innovación tecnológica en maíz forrajero.

2. ANTECEDENTES

2.1. Qué es la rizosfera

Generalmente los microorganismos utilizados como biofertilizante se establecen en la rizosfera, es decir, la zona del suelo que rodea a las raíces de las plantas, la cual es influenciada biológica y químicamente por la raíz (Figura 1). La rizosfera es el hábitat donde los microorganismos están en contacto directo con la planta (Arshad y Frankenberger, 1998). En esta zona existe un flujo de compuestos orgánicos (Barea y Azcón-Aguilar, 1982), el cual sirve como fuente de carbono para el desarrollo de los microorganismos (Bowen y Rovira, 1999). La fuente de carbono puede ser: residuos de células liberados por la lisis de las células viejas de la epidermis, mucílago y exudados radicales de bajo peso molecular (Marschner y Römheld, 1996).


7

De Acuerdo a Barea y Azcón-Aguilar (1982), la rizosfera se extiende desde la superficie de la raíz hasta 2 mm, donde ya el efecto es mínimo y comprende tres zonas:

• Ectorizosfera. Es la rizosfera externa o suelo rizosférico; abarca la región del suelo que rodea a la raíz en íntimo contacto con ella y los microorganismos que ahí crecen.

Cofia o Caliptra

Raíz secundaria

Epidermis

Pelo radical (0.1-1 mm)

Células del córtex

Endodermis

Cilindro central (xilema y floema)

Mucígel (1-2µm)

Ectorizosfera (suelo rizosférico: 2 mm a partir del rizoplano)

Endorizosfera

Micorriza (5-10 cm)

Células desprendidas

Mucígel

Rizoplano

Figura 1. Ubicación de las zonas de la rizosfera en una raíz secundaria (adaptado de Barea y Azcón-Aguilar, 1982).


8

• Rizoplano. Esta zona está constituida por la superficie de la raíz y los microorganismos que viven en ella.

• Endorizosfera. Está formada por el tejido cortical de la raíz invadido y colonizado por microorganismos (incluye los espacios intercelulares que existen entre las células del córtex, donde existe un flujo libre de sustancias entre la solución del suelo y la planta).

Además de una fuente de carbono, los microorganismos obtienen en la rizosfera condiciones favorables de O2, humedad y pH. También pueden tener mayor acceso a minerales como molibdeno, fierro, calcio, potasio, magnesio, etc (Loredo et al., 2006a).

En la rizosfera se llevan a cabo aspectos importantes en la interacción suelo-planta, tales como la adquisición de nutrimentos, la colonización de las raíces por los microorganismos y la descomposición de la materia orgánica (Cheng, 1999). En esta zona ocurren diversas interacciones, tales como competencia, mutualismo, predación y parasitismo (Barea y Azcón-Aguilar, 1982). Dependiendo del tipo de relación con la planta, los microorganismos pueden ser benéficos o nocivos (Schippers et al., 1987).

En el caso de los microorganismos benéficos usados como biofertilizantes la relación es mutualista y es conocida como simbiosis. Cuando el microorganismo requiere y desarrolla estructuras especializadas dentro de las células de la planta (nódulos, vesículas, etc.) para poder asociarse a ésta se habla de una simbiosis obligada o estricta (tal es el caso de la asociación Rhizobium-leguminosa). Cuando el microorganismo es capaz de sobrevivir sin la planta y se asocia a esta en beneficio de ambos, se habla de una simbiosis asociativa o facultativa.


9

2.2. Que es un biofertilizante

La biofertilización es la inoculación con agentes promotores del crecimiento vegetal (hongos micorrízicos y bacterias promotoras del crecimiento vegetal principalmente), así como la aplicación de desechos orgánicos a través de compostas y vermicompostas (Alarcón y Ferrera-Cerrato, 2000).

En el caso de microorganismos promotores del crecimiento vegetal, cuando el inóculo se aplica en partes específicas de la planta (semilla, tallo, hoja, raíz) o en el agua de riego, el biofertilizante también se conoce como bioinoculante, el cual es un producto biológico a base de microorganismos, cuya actividad fisiológica permite promover el crecimiento de las plantas, con lo cual es posible sustituir o al menos reducir el uso de agroquímicos, así como la contaminación generada por los mismos.

Los bioinoculates pueden tener diferentes presentaciones físicas en función del sustrato utilizado como transportador o acarreador♣ (Cuadro A3). En el caso de las rizobacterias (bacterias PGPR por sus siglas en inglés Plant

Growth Promoting Rhizobacteria), el inóculo generalmente proviene del cultivo puro de una cepa bacteriana aislada de la raíz de una planta de interés e identificada como bacteria promotora del crecimiento vegetal a través de pruebas de laboratorio; la bacteria es multiplicada en caldo nutritivo o en medios de cultivo específicos y de ahí transferida al sustrato acarreador, a través de diluciones que permiten alcanzar la concentración (carga bacteriana) requerida.

♣ Acarreador es el medio donde se encuentran contenidos los microorganismos para ser aplicados como inóculo. Este medio puede ser líquido o sólido; orgánico e inorgánico.


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El acarreador puede ser turba, carbón activado, medio específico† para la bacteria, aceite, etc. Lo importante en el acarreador es facilitar el desarrollo y sobreviviencia de los microorganismos desde la producción del bioinoculante hasta el momento de la inoculación de la semilla o agua de riego, donde la capacidad de sobrevivir de los microorganismos depende de otros factores distintos a las características del acarreador; estos factores son el tipo de semilla, humedad al momento de la siembra, cuidados al inocular, condiciones del terreno, etc.

El inóculo de las micorrizas puede consistir de esporas, hifas, fragmentos de cuerpos fructíferos, raíces colonizadas y, en su caso, suelo rizosférico donde exista el hongo en forma abundante proveniente de un sistema radical sano (Ferrera-Cerrato y Alarcón, 2002).

En el caso de los hongos micorrízicos, los que se usan como biofertilizante para cultivos agrícolas son los endófitos (endomicorrizas), los cuales se denominan así, porque además de colonizar el exterior de la raíz, invaden el tejido radical en forma inter e intraceluar, a diferencia de los hongos ectomicorrízicos que solamente colonizan el exterior de la raíz y los espacios intercelulares y generalmente son utilizados para inocular especies forestales como los pinos.

Los hongos endomicorrízicos requieren de un sistema radical vivo para completar su ciclo biológico. Por ello, la fuente del inóculo proviene de hongos que están asociados a raíces de planta “nodriza” como el sorgo y el zacate sudán.

Para la obtención del inóculo, las semillas de las plantas nodriza son inoculadas con una cepa micorrízica de interés y

† Medio específico es una preparación líquida o sólida que contiene los

diferentes compuestos (azúcares, vitaminas y minerales) necesarios para el desarrollo de un microorganismo. En el laboratorio, este medio generalmente se solidifica adicionando agar.


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sembradas en sustrato estéril; posteriormente, al inicio de la floración las plantas nodriza son cortadas en la base del tallo; el sustrato utilizado para su crecimiento compuesto del suelo rizosférico y las propias raíces se muele finamente y se embolsa en condiciones de asepsia; esta mezcla es la que se usa como inóculo.

Recientemente se ha estado probando la producción de hongos micorrízicos a través del cultivo de raíces “in-vitro”. Con este procedimiento es posible obtener micelio y esporas libres de otros microorganismos (Ferrera-Cerrato y Alarcón, 2004).

2.3. Mecanismos de acción de las bacterias PGPR

Los principales efectos de las bacterias fijadoras de nitrógeno y promotoras del crecimiento de las gramíneas se han asociado con efectos favorables en la emergencia, en el desarrollo de la raíz y en la acumulación de biomasa con el subsecuente incremento en rendimiento. Los mecanismos de acción por los cuales las bacterias PGPR pueden lograr estos efectos se presentan en la Figura 2 y son los siguientes:

El aporte de nitrógeno por el proceso de fijación biológica de nitrógeno atmosférico (Döbereiner et al., 1995; Boonjawat et al., 1991; Elmerich et al., 1992); la producción de sustancias reguladoras del crecimiento vegetal tales como auxinas, giberelinas y citocininas (Arshad y Frankenberger, 1998); la solubilización de minerales y nutrimentos (Crowley et

al., 1991); el incremento en el volumen de la raíz (Bowen y Rovira, 1999); la inducción de resistencia sistémica a patógenos (Van Peer et al., 1991); la inhibición del crecimiento de organismos antagónicos (Utkhede et al., 1999); y, la interacción sinérgica con otros microorganismos del suelo (Bashan et al., 1996a). Las bacterias PGPR pueden tener uno o varios mecanismos.


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Figura 2. Principales mecanismos de las bacterias PGPR para promover el

crecimiento vegetal.

2.3.1. Fijación de nitrógeno

La fijación biológica de nitrógeno atmosférico (FBNA) es la reducción enzimática de nitrógeno (N2) a amonio (NH4), de acuerdo a la siguiente reacción global (Echegaray, 1995):

3. Biocontrol de patógenos

2. Producción de sustancias

reguladoras del crecimiento

Mecanismos de las bacterias PGPR

para promover el crecimiento vegetal

Mejor desarrollo de la raíz (incremento en la longitud, volumen y número de raíces laterales), incremento en altura de planta y

rendimiento

1. Fijación biológica de nitrógeno atmosférico

4. Solubilización de nutrimentos

5. Producción de sideróforos

Nitrogenasa

Mg2+

N2 + 8 e- + 16 ATP + 10 H 2NH4 + H2 + 16 ADP + 16Pi


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El proceso de reducción de N2 a NH4 está catalizado por el complejo enzimático nitrogenasa que consta de dos proteínas distintas llamadas dinitrogenasa y dinitrogenasa reductasa, las cuales son metaloenzimas que solamente se encuentran en las bacterias diazotróficas.

La FBNA es el mecanismo más estudiado, por el efecto que puede tener sobre el rendimiento y por su potencial en la reducción de insumos nitrogenados y costos del cultivo. Dentro del ciclo del nitrógeno, las bacterias libres y asociativas fijan alrededor del 25% del N2 total fijado; otras bacterias que participan en este proceso son: las bacterias en simbiosis con leguminosas herbáceas; las cianobacterias, las actinorrizas y las bacterias en simbiosis con leguminosas forestales; y los líquenes y tormentas eléctricas (Richards, 1987). La contribución de cada uno de estos grupos se puede observar en la Figura 3.

Los principales géneros en los que se agrupan las bacterias diazotróficas se presentan en el Cuadro 1. Los géneros más estudiados son Azospirillum, Azotobacter,

Beijerinckia y Klebsiella.

Con relación a la contribución del N2 fijado a la nutrición y desarrollo vegetal por las bacterias asociativas, es importante señalar que a la fecha no ha sido posible establecer en forma concluyente, la dimensión o magnitud de la FBNA en distintas zonas climáticas y en diferentes tipos de suelo. Esto se debe a que el proceso de fijación de N2 depende de otros factores dinámicos del medio (contenido de materia orgánica, temperatura y humedad del suelo, entre otros), los cuales provocan fuertes variaciones en el desarrollo del proceso y limitaciones severas para evaluar la fijación de N ha-1 año-1 (Yagodín, 1986). Sin embargo se puede mencionar que las

Cuadro 1. Principales géneros de bacterias diazotróficas.

Categoría nutricional Géneros

Quimioheterotróficas Aerobias Azotobacter, Azomonas, Azotococcus, Beijerinckia, Derxia,

Xanthobacter, Methylobacter, Methylococcus, Methylocystis, Methylosinus.

Microaerobias Azospirillum, Aquaspirillum, Thiobacillus, Pseudomonas, Xanthobacter, Methylosinus, Methylococcus, Micobacterium.

Aerobias facultativas Klebsiella, Erwinia, Enterobacter, Artrobacter, Citrobacter, Escherichia, Bacillus, Campylobacter.

Anaerobias Clostridium, Desulfotomaculum, Desulfovibrium.

Quimioautótrofas Thiobacillus, Alcaligenes

Fotoheterótrofas Rhodospirillum, Rhodopseudomonas, Rhodomicrobium.

Fotoautótrofas Amoebobacter, Chromatium, Ectothiorhodospira, Thiocapsa, Thiocystis, Chlorobium, Pelodictyon

Cianobacterias.

Fuente: Roper y Ladha, 1995; Richards, 1987; Loredo et al., 2004.


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Figura 3. Contribución relativa de varios agentes fijadores de N2 al ciclo geoquímico del nitrógeno (Fuente: Adaptado de Richards, 1987).

bacterias asociativas pueden fijar de 30 a 40 kg N ha-1 en un año, en suelos naturales sin inocular, si éstos son deficientes en nitrógeno (Chalk, 1991).

Los cultivos en donde ha sido más estudiado el proceso de fijación de nitrógeno son caña de azúcar, arroz, sorgo, trigo y pastos tropicales forrajeros, donde la fijación de N2 por bacterias asociativas y de vida libre es importante (Döbereiner et al.,

1995). Esta investigadora y su grupo, observaron inicialmente que en Brasil se cultivaban alrededor de cuatro millones de hectáreas con caña de azúcar y que en gran parte de esta

Bacterias PGPR libres y asociativas (25%)

Bacterias en simbiosis con leguminosas herbáceas (20%)

Líquenes y tormentas eléctricas (5%)

Actinorrizas y bacterias en simbiosis con leguminosas forestales (15%)

Cianobacterias (35%)


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superficie no se realizaban fertilizaciones con nitrógeno y aun así se obtenían rendimientos aceptables. Al investigar al respecto, encontraron que la fuente de N de esas plantas eran bacterias que fueron aisladas inicialmente de la rizosfera y que colonizan además la caulosfera y la filosfera.

Diversas variedades de caña de azúcar son capaces de obtener hasta 60% de su nitrógeno de la fijación biológica de N2, lo cual representa más de 150 kg ha-1 año-1 de N (Boddey et

al., 1995). Una de las principales bacterias involucradas en este proceso es Acetobacter diazotrophicus. También en México se han realizado aislamientos de bacterias diazotróficas en este cultivo (Caballero y Martínez, 1994; Arteaga, 1997).

2.3.2. Producción de sustancias reguladoras del crecimiento vegetal

Cuando se reconoció el papel de las bacterias de la rizosfera en la promoción del crecimiento de las plantas, su efecto se atribuyó a su facultad para fijar N2. Sin embargo, en las últimas décadas se ha destacado el papel de las bacterias asociativas como promotoras importantes del desarrollo, debido a su capacidad para sintetizar sustancias reguladoras del crecimiento o fitohormonas. Estas sustancias son compuestos naturales, que afectan diversos procesos de las plantas, a concentraciones más bajas de las que presentan nutrimentos o vitaminas. Los reguladores del crecimiento vegetal sintetizados por las plantas son: auxinas, giberelinas, citocininas, ácido indolacético, etileno y ácido abscísico.

Cuando estas sustancias son producidas en forma endógena por las plantas, se les denomina hormonas vegetales o fitohormonas. El término "reguladores del crecimiento de las plantas" se refiere a los compuestos sintéticos que tienen propiedades para regular el crecimiento de las plantas; generalmente, este término se utiliza también cuando las


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hormonas de las plantas son producidas por microorganismos de la rizosfera (Arshad y Frankenberger, 1998).

Aparentemente estos metabolitos se producen como respuesta de las rizobacterias a la producción de sustancias de la planta hacia la rizosfera. Por ejemplo, Azotobacter

chroococcum produce ácido indol-acético (AIA) a partir del triptofano, el cual es exudado por las raíces de las plantas (Brown, 1972) e incluso puede sintetizar auxinas, giberelinas y citocininas, cuando se cultiva en un medio libre de N y se adicionan exudados de raíces de maíz (Martínez et al., 1988); también produce citocininas en presencia de adenina (Arshad y Frankenberger, 1991).

En el Cuadro 2 se presenta una relación de investigaciones realizadas en gramíneas de 1968 a 1995, sobre la producción de sustancias reguladoras del crecimiento por bacterias diazotróficas de vida libre (Arshad y Frankenberger, 1998).

Uno de los efectos más importantes de las sustancias reguladoras del crecimiento sobre las plantas, es la modificación en la morfología de la raíz, que incluye una fitoestimulación de este órgano y un incremento significativo en la formación de pelos radicales (Dobbelaere et al., 1999). La modificación de la morfología de los pelos radicales debida a las sustancias promotoras del crecimiento, favorece la permeabilidad de la raíz hacia ciertos iones (Chalk, 1991). En ese sentido, las citocininas estimulan la división celular (Nieto y Frankenberger, 1991) y las auxinas promueven la elongación celular.

Cuadro 2. Metabolitos secundarios producidos por bacterias diazotróficas de vida libre y su efecto en el crecimiento de algunas gramíneas (Adaptado de Arshad y Frankenberg, 1998).

Bacteria Sustancia detectada

Cultivo Efecto

Azotobacter sp. AIA, GLS Hordeum vulgare Incremento en altura de planta y peso seco.

A. chroococcum AIA, GLS Triticum aestivum Incremento en la longitud de raíces y yemas.

A. paspali AIA, GLS, CLS Paspalum notatum, Triticum aestivum Lolium perenne

Incremento en rendimiento.

Azospirillum brasilense

AIA, ABA Triticum aestivum Elongación de la raíz.

A. brasilense AIA Triticum aestivum Incremento en el número y longitud de las raíces laterales.

A. brasilense AIA Zea mays Incremento en la producción de AIA libre y confinado en la raíz.

Azomonas macrocytogenes

AIA, GLS Triticum aestivum Incremento en la longitud de raíces y brotes.

AIA: GLS: ABA: CLS:

Acido indol-3-acético Giberelinas Acido abscísico Citocininas


19

Se ha observado que el 93% de los aislamientos de Azotobacter sp., obtenidos de diferentes gramíneas, producen auxinas (Arshad y Frankenberger, 1998) y en el sobrenadante de un cultivo de Azotobacter chroococcum se obtuvo AIA y derivados no identificados de auxinas y giberelinas (Bashan et

al. 1996b). Sin embargo, la producción de AIA también ha sido reportada como un mecanismo de infección de las bacterias fitopatógenas (Fett et al., 1987; Gaudin et al., 1994; Schippers et al., 1987), por lo cual es conveniente una mayor investigación al respecto.

2.3.3. Producción de sideróforos

Los sideróforos son compuestos de bajo peso molecular con alta afinidad por el fierro (Fe3+) y pueden ser producidos por los microorganismos como un mecanismo para obtener este metal en condiciones de deficiencia (Neilands, 1981). También pueden tener afinidad por el manganeso (Leong, 1986) y por el molibdeno (Cornish y Page, 2000). Los sideróforos se asocian con el Fe3+ en la solución del suelo y son reabsorbidos y procesados en la planta o en la bacteria, siendo así un mecanismo eficiente para obtener nutrimentos. Su producción ha sido asociada con diversas bacterias libres, especialmente del grupo de las Pseudomonas (Zdor y Anderson, 1992).

Con relación a la producción de sideróforos, las plantas y los microorganismos incrementan la liberación de exudados en la rizosfera, especialmente ácidos orgánicos, en situaciones de estrés nutrimental; un ejemplo de lo anterior es la liberación de ácidos orgánicos, en respuesta a una deficiencia de fierro (Jones et al., 1996). Esto afecta la distribución de las comunidades bacterias en las diferentes zonas de la raíz, debido a los cambios en la composición de los exudados radicales causados por cambios en el estado nutricional de las plantas (Yang y Crowley, 2000).


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En Azospirillum lipoferum se ha reportado la presencia de sideróforos del tipo fenolato, además de la producción de ácido salicílico. La síntesis de sideróforos en Azotobacter y Azospirillum, está aparejada con la síntesis de varias proteínas de la membrana, algunas de las cuales están involucradas probablemente en el transporte de fierro (Elmerich et al., 1992).

2.3.4. Solubilización de nutrimentos

Existen reportes de la capacidad de algunas bacterias para solubilizar fosfatos. Tal es el caso de Bacilus subtilis, B.

circulans y B. polymyxa, lo cual, permite que el fósforo disponible en la rizosfera se incremente, en beneficio para las plantas (Bashan et al., 1996b).

También en Azospirillum, se han encontrado cambios favorables en la absorción de NO3, NH4, PO4, K, Rb y Fe, lo cual incrementa la acumulación de minerales en hojas y tallos. Sin embargo, se ha sugerido, que el incremento en la absorción de minerales, se debe a un incremento general en el volumen de raíces y no a un mecanismo de absorción de iones más eficaz (Bashan, et al., 1996a).

En un estudio realizado con Pseudomonas 7NSK (aparentemente una línea de P. aeruginosa), se observó incremento en rendimiento en cebada, maíz y trigo (Cuadro 3); todos los tratamientos inoculados fueron estadísticamente superiores al testigo. Los mecanismos que explican este aumento en rendimiento fueron atribuidos a su habilidad para producir pioverdina (sideróforo fluorescente que es producido por la bacteria en condiciones de deficiencia de fierro o de limitación de otros metales pesados, antibióticos, así como en condiciones de pH bajo). La producción de pioverdina puede ser estratégica en la rizosfera, no sólo para el abastecimiento de fierro, sino también como una defensa contra otros microorganismos (Höfte et al., 1991).


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Cuadro 3. Efecto de la inoculación con Pseudomonas 7NSK

sobre el rendimiento de varias gramíneas.

CULTIVO Testigo

g planta-1 Inoculado g planta-1

Incremento %

Maíz variedad Beaupré Adonis Derby Suroit Cebada Trigo

1.038 0.672 1.487 0.550 0.193 0.184

1.172 0.756 1.629 0.645 0.238 0.208

12.9 12.5 9.6 17.3 23.3 13.1

Fuente: Höfte et al., (1991).

2.3.5. Control de fitopatógenos

Las PGPR pueden ejercer control sobre los fitopatógenos a través de la producción de compuestos antifúngicos, sideróforos, enzimas líticas (quitinasas o glucanasas que degradan la pared celular de hongos patógenos) o bien, por el incremento de los mecanismos de defensa sistémica de la planta (Glick et al., 1999).

La producción de sideróforos, además de favorecer la disponibilidad de elementos como el fierro, puede inhibir el crecimiento de fitopatógenos del suelo, especialmente los que pertenecen a los géneros Fusarium, Verticillum, Rhizoctonia,

Erwinia y Phytophthora (Kloepper et al., 1980). Las bacterias que producen este tipo de compuestos son Pseudomonas fluorescentes.

También se ha encontrado que algunas Pseudomonas, inducen resistencia en las plantas como un mecanismo para el control biológico de la marchitez causada por Fusarium (Van Peer et al., 1991), y que algunas especies de Bacillus, como B.

subtilis producen antibióticos y son consideradas rizobacterias


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promotoras del crecimiento, debido a que ejercen control biológico sobre algunos patógenos del suelo.

Algunas de las bacterias son versátiles y pueden presentar varios mecanismos. Por ejemplo, Azospirillum, fija nitrógeno, produce sustancias reguladoras del crecimiento, puede alterar el funcionamiento de la membrana de la raíz de la planta por medio de moléculas de comunicación celular y se ha propuesto la hipótesis aditiva, que señala la intervención conjunta de todos estos mecanismos (Bashan et al., 1996b; Bashan y Levanony, 1991).

Otras especies como Bacilus megaterium, B. polymyxa y B. circulans fijan nitrógeno y solubilizan fosfatos, incrementando la disponibilidad de nutrimentos en la rizosfera para las plantas (Bashan et al., 1996a).

El genotipo de los organismos involucrados, puede jugar un papel importante en la conformación de la asociación entre microorganismos y plantas y determinar el resultado biológico de dicha asociación (Smith y Goodman, 1999). Al respecto, en un estudio realizado con cuatro genotipos de maíz, se observó que dos respondieron favorablemente a la inoculación con Azospirillum y también mostraron respuesta favorable a la aplicación de 100 kg N ha-1; los otros dos presentaron una respuesta mínima a la inoculación y a la fertilización nitrogenada (García de Salamone et al., 1996). Sin embargo, no todos los estudios señalan la especificidad entre las bacterias libres y las plantas (Bashan et al., 1996b).


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2.4. Simbiosis micorrízica

La simbiosis mutualista que se lleva a cabo entre las raíces de las plantas superiores y diversos géneros de hongos que habitan el suelo y la rizosfera se conoce como micorriza. Esta simbiosis varía en función del tipo de hongo que forma la micorriza y también de acuerdo con el hospedante al que se asocia.

2.4.1. Tipos de micorriza

En función de su forma de colonizar a la planta hospedante es posible encontrar dos tipos de micorriza (Ferrera-Cerrato y Alarcón, 2002):

• Ectomicorriza: aquélla que se caracteriza por tener un manto de hifas compactadas alrededor de las raíces cortas; sólo colonizan el exterior de la raíz y los espacios intercelulares.

• Endomicorriza: además de colonizar el exterior de la raíz, invaden el tejido radical en forma inter e intracelularmente.

Dentro de las endomicorrizas se distinguen las micorrizas vesículo-arbusculares (MVA) por su potencial como biofertilizante en plantas cultivadas. Estos hongos son microscópicos y tienen la característica de formar estructuras internas (arbúsculos y vesículas) en la zona cortical del sistema radical (Figura 4).

Los arbúsculos son estructuras que se forman en el interior de las células corticales; éstos y el micelio externo, contribuyen al incremento de la capacidad de absorción y aprovechamiento de los nutrimentos para la planta en simbiosis. Las vesículas tienen la función de almacenar lípidos como reservas energéticas para el hongo. Ambas estructuras son originadas por el micelio intra e intermatrical (Bolan, 1991).


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Figura 4. Hongo micorrízico colonizando una raíz; se observan micelio y vesículas (Fotografía: Dra. Ángeles Peña).

Las MVA ocurren de manera natural en la gran mayoría de las plantas cultivadas; sin embargo, en contraste con la enorme diversidad de las plantas que pueden ser huéspedes potenciales, los hongos formadores de MVA se reducen a pocas familias y no más de 130 especies. El ciclo de vida de los hongos MVA se inicia con la germinación en el suelo de sus propágulos o esporas, que desarrollan estructuras conocidas como hifas o tubos de germinación. Estas hifas germinativas crecen al azar en busca de una raíz susceptible de ser colonizada (Olalde y Serratos, 2004).

2.4.2. Mecanismos de acción de las endomicorrizas

Los mecanismos de los hongos micorrízicos para beneficiar el desarrollo de las plantas o mejorar las condiciones del suelo son los siguientes:


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• Incremento en el área de exploración del sistema radical y por lo tanto mayor disponibilidad de nutrimentos. La extensa red de hifas que desarrollan los hongos micorrízicos es capaz de explorar mayor volumen de suelo y llegar a sitios con mayor disponibilidad de nutrimentos, donde la raíz por si misma sería incapaz de penetrar (Smith y Read, 1997; Schachtman et al., 1998). Los elementos más favorecidos son el fósforo, zinc, azufre, calcio, molibdeno y boro. El hongo transporta los nutrimentos a través del micelio hacia la raíz y los intercambia por carbohidratos en células epidérmicas de las raíces, los cuales son requeridos por el hongo para su desarrollo.

• Mayor aprovechamiento de la humedad y tolerancia a sequía. En la simbiosis micorrízica los hongos que forman MVA aumentan la capacidad de retención de humedad en el suelo y la resistencia a bajos potenciales mátricos (Augé et al., 2001).

• Control de fitopatógenos. Los hongos MVA protegen a las plantas de patógenos a través de tres vías: a) una respuesta sistémica inducida; b) modificación de las condiciones de la rizosfera haciéndola menos propicia para los patógenos; y, c) por la competencia con éstos por espacio y fotosintatos.

• Disminución del estrés. La inoculación con hongos formadores de MVA ha contribuido a la adaptación y crecimiento de plantas en condiciones de extremas como son sitios con baja fertilidad, sitios con problemas de salinidad, y en sitios de escasa precipitación (Ferrera-Cerrato y Alarcón, 2004).

• Mejoramiento de la estructura del suelo. El micelio externo de los hongos micorrízicos produce glomalina, sustancia que puede actuar como adherente y aglutinar las


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partículas del suelo en agregados más estables (Wright y Upadhyaya, 1998).

• Biorremediación. Se ha comprobado el papel importante de las micorrizas en la eliminación de compuestos xenobióticos que les permiten ser utilizadas en la rehabilitación de terrenos afectados por actividades industriales como la petroquímica o deposición de deshechos industriales (Ferrera-Cerrato y Alarcón, 2004). Además, las micorrizas tienen mecanismos de tolerancia a metales pesados, tales como adsorción, precipitación y acumulación (González, 2002). Por este motivo son utilizadas en estudios de biorremediación de minas a cielo abierto.

La respuesta de las plantas a la inoculación con hongos micorrízicos bajo condiciones de campo depende de numerosos factores entre los que se incluyen el grado de dependencia micorrízica de la planta hospedera, la densidad y efectividad de los propágulos de los hongos micorrízicos nativos, de las concentraciones nutrimentales en el suelo y de la tasa de aplicación de fertilizantes.

Los mayores efectos de la bioinoculación con hongos micorrízicos se presentan cuando las poblaciones de hongos nativos tienen bajo número de propágulos o estos son inefectivos, lo cual depende a su vez del grado de perturbación y erosión del suelo, o de problemas de toxicidad por aluminio en suelos con bajo contenido de materia orgánica.

Se ha comprobado que cuando la micorriza es aplicada junto con bacterias PGPR se tiene un efecto sinérgico en nutrición mineral (Loredo et al., 2006b) y en desarrollo vegetativo, lo cual significa que existe un efecto sinérgico de los hongos endomicorrízicos con otros microorganismos del suelo.


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3. ESTUDIOS SOBRE BIOFERTILIZACIÓN EN MAÍZ FORRAJERO EN SAN LUIS POTOSÍ

Durante el período 2001-2004 en Campo Experimental San Luis del INIFAP se realizaron investigaciones donde se logró aislar y caracterizar a diversas bacterias promotoras del crecimiento vegetal de la raíz de pasto buffel y se estudió su capacidad como PGPR; se seleccionó la cepa INI1R2 para estudiar su potencial como bioinoculante en otros cultivos.

Durante los años 2004, 2005 y 2006 se realizaron estudios de campo sobre la bioinoculación en maíz forrajero variedad Cafime, donde se observó que las bacterias PGPR y los hongos micorrízicos afectan favorablemente el desarrollo y producción de forraje en condiciones de temporal deficiente.

Los estudios se desarrollaron en terrenos de productores cooperantes de los municipios de Cerritos, Cerro de San Pedro, Villa de Reyes y Villa de Arriaga, donde la vegetación natural dominante es mezquital, matorral crasicaule y pastizal. El clima es del tipo seco estepario (BS), subtipos semiseco; el período lluvioso comprende los meses de junio a septiembre. Con relación al uso del suelo, se practica la agricultura de temporal y el pastoreo extensivo.

3.1. Ubicación de las pruebas de campo

Durante 2005 se establecieron dos parcelas en terrenos de productores cooperantes bajo condiciones de temporal. La primera se ubicó en Derramaderos, Mpio. de Cerritos S.L.P. y la segunda en Portezuelo, Mpio. de Cerro de San Pedro. Se probaron seis tratamientos de biofertilización (1) Testigo, (2) Azospirillum, (3) Azospirillum+micorriza, (4) micorriza, (5) INI1R2, (6) micorriza+INI1R2+Azospirillum) y dos tratamientos de fertilización química (con y sin fertilizante), con tres repeticiones por tratamiento.


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Durante el ciclo agrícola primavera-verano 2006 se estableció otra parcela en Jesús María Mpio. de Villa de Reyes en condiciones de riego de auxilio.

3.2. Obtención del inóculo

Para obtener el inóculo se resembró la cepa INI1R2 por estría cruzada, en placas con medio de carbón combinado libre de nitrógeno (Rennie, 1981) (Cuadro A1 del anexo). A las 72 h se tomó una asada de la cepa y se sembró por triplicado en botellas de dilución con 100 ml de caldo nutritivo; se incubó a 28oC durante 48 h, en agitación constante a 220 revoluciones por minuto, en una incubadora-agitadora New Brunswick Scientiphic (Edison N.J. USA).

Las bacterias fueron separadas del caldo nutritivo por centrifugación (3000 rpm durante cinco minutos). El pelet obtenido, fue diluido en solución salina estéril, hasta obtener una carga bacteriana a 1x107 ufc g-1, utilizando como referencia la escala de McFarland (Cuadro A2), donde las medidas de la turbidez de la escala se obtuvieron en un espectrofotómetro (Spectronic 20, Bausch & Lomb) a una longitud de onda de 520 nm.

El hongo micorrízico Glomus intraradices fue multiplicado en el Campo Experimental General Terán del INIFAP en Nuevo León, bajo condiciones de invernadero utilizando como planta nodriza al zacate sudán. La concentración utilizada fue de 20 esporas/gramo de sustrato (turba).

La cepa de Azospirilum brasilense fue adquirida en forma comercial (es la que se utiliza en el norte de Tamaulipas, la cual es producida en el CBG del IPN Campus Reynosa Tam.).


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3.3. Inoculación y siembra

Las semillas de maíz (16 kg ha-1) fueron inoculadas al momento de la siembra, con un sustrato que contenía una carga bacteriana 1x107 ufc g-1 de la cepa bacteriana INI1R2 ó Azospirillum. En los tratamientos con micorriza se usó una concentración ≥20 esporas/g del hongo micorrízico Glomus

intraradices; se aplicó también un adherente (carboxi metil celulosa diluida en agua natural al 0.5%). Las semillas fueron inoculadas manualmente, agregando el agua, el adherente y un kilo de sustrato. La siembra se realizó una vez establecido el período de lluvias. Para la preparación del terreno, control de plagas, enfermedades y cosecha del forraje, se siguieron las recomendaciones del INIFAP para este cultivo (Loredo et al., 1998).

3.4. Variables respuesta

Para estudiar la respuesta del maíz forrajero a diferentes tratamientos de biofertilización, se midió el contenido de nitrógeno en planta, el desarrollo de la raíz (longitud, volumen radical y biomasa seca), así como la altura y la producción de biomasa aérea (forraje fresco y materia seca).

El contenido de nitrógeno en planta (N) se estimó en forma indirecta con el medidor de clorofila SPAD 540. Este medidor estima el nivel de clorofila en las plantas midiendo la luz que es transmitida a través de la hoja (Stevens y Hefner, 1999). Su principio está basado en la cantidad de luz transmitida en dos regiones de longitud de onda, en las que la absorción de clorofila es diferente; los rangos de longitud de onda que utiliza son el área roja, donde la absorción es alta y no es afectada por el caroteno, así como la infrarroja, donde la absorción es extremadamente baja (Minolta, 1989).


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Para la lectura de las unidades SPAD se tomaron al azar cinco muestras de cada tratamiento y se marcaron para su identificación. En ellas se realizó la medición de las unidades SPAD durante las evaluaciones, a través de un muestreo no destructivo; la zona de muestreo fue la hoja recientemente madura, localizada dos hojas abajo de la hoja recientemente emergida. Se consideró el promedio de tres mediciones por planta. Las lecturas fueron tomadas colocando el medidor de clorofila en la parte media de la hoja. A las lecturas de unidades SPAD obtenidas de esta forma, se les aplicó un modelo que relacionó las lecturas del medidor con el contenido de N.

Para la obtención de este modelo se cosecharon catorce muestras a las cuales se les midieron las unidades SPAD; posteriormente fueron secadas en estufa y molidas para la determinación de nitrógeno total, en base a la digestión y destilación de la muestra por el método Microkjeidal (Bremner, 1965). Los resultados de estas determinaciones se relacionaron con la lectura de las unidades SPAD y se obtuvo el modelo.

El contenido de nitrógeno es una forma indirecta de estimar la capacidad de fijación de N2 de las bacterias utilizadas como biofertilizante, al comparar el contenido de los tratamientos que fueron bioinoculados con un tratamiento testigo.

La altura de planta fue medida con cinta métrica desde la base del tallo hasta la zona de nacimiento de la espiga. Para la evaluación de biomasa se cosechó la parte aérea de las plantas cuando el grano presentó la condición lechoso masoso; el material cosechado fue colocado en bolsas de papel y secado en estufa a 70oC, durante 48 h hasta obtener peso seco constante procediendo entonces a pesar las muestras.

Para evaluar el desarrollo de la raíz, se humedeció el suelo localizado alrededor de tres plantas de cada tratamiento. La raíz junto con el suelo circundante fue obtenida en un radio


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de 40 cm alrededor de cada tallo y a una profundidad de 40 cm. En el laboratorio, las raíces fueron remojadas durante media hora para separar con mayor facilidad el suelo adherido a ellas; luego se lavaron con agua corriente en el chorro de la llave, para eliminar residuos de suelo, utilizando dos tamices para recuperar las raicillas desprendidas durante el lavado. La longitud radical se midió con una regla midiendo desde la base o corona hasta el punto de mayor crecimiento; posteriormente, la raíz completa fue introducida en un volumen conocido de agua, en una probeta graduada; el desplazamiento del nivel del agua, medido en ml, se consideró el volumen de las raíces. Para evaluar la biomasa radical, las raíces fueron introducidas en bolsas de papel de estraza y secadas en estufa a 70oC durante 48 horas hasta obtener peso seco constante.

3.5. Análisis estadístico

Para el análisis estadístico de la información se utilizó el procedimiento ANOVA del Sistema SAS (Statistical Análisis System) (SAS, Inst., 1989), considerando un diseño experimental completamente al azar, con dos factores de prueba en un arreglo 2x6 donde el factor el F representó la fertilización química y el factor B el bioinoculante), considerando tres repeticiones.


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4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

4.1. Contenido de nitrógeno

La relación observada entre las unidades SPAD y el contenido de N en las hojas de maíz forrajero, se presenta en la Figura 5. El modelo obtenido está representado por la siguiente ecuación:

Y = -0.0004x2 + 0.0855x - 0.0428

Donde:

Y = contenido de nitrógeno (%)

x = lectura de las unidades SPAD.

y = -0.0004x2 + 0.0855x - 0.0428

R2 = 0.8244

1.5

1.8

2.1

2.4

2.7

3

3.3

20 25 30 35 40 45 50 55

Figura 5. Relación entre las unidades SPAD y el contenido total de nitrógeno determinado en hojas de maíz variedad Cafime


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De acuerdo al análisis de varianza el modelo obtenido para esta relación fue significativo y el valor del coeficiente de determinación (R2) fue 0.8244, lo cual indica que el modelo explica en un 82.44% la variación del contenido de N total, en función de la lectura de las unidades SPAD. Con esta ecuación se estimó el contenido de N (%) de los diferentes tratamientos, el cual se presenta en el Cuadro 4.

En Portezuelo Mpio. de Cerro de San Pedro, el contenido de nitrógeno varió de 2.48% (testigo sin fertilizar y sin inocular) a 3.79% (maíz bioinoculado con la cepa INI1R2 más micorriza más Azospirillum y sin fertilización química); de acuerdo a los resultados obtenidos en esta localidad, existe un efecto evidente de los tratamientos de biofertilización sobre el contenido de N en planta, donde los mejores tratamientos son la combinación de micorriza con la cepa INI1R2 y Azospirillum, independientemente de si fueron o no fertilizados químicamente o bien la inoculación con micorriza sin fertilizante químico (Loredo et al., 2006 a).

Se encontraron diferencias estadísticas debidas a los efectos del bioinoculante y a la interacción bioinoculante por fertilización química. Esto significa que la inoculación de maíz forrajero con la bacteria INI1R2, Azospirillum y micorriza incrementa la concentración de N (%) en las plantas, bajo condiciones de temporal; sin embargo si las plantas tienen cubiertos los requerimientos de N, bien porque se aplique fertilizante químico o bien porque el suelo sea rico en N, el efecto de la inoculación no es evidente en el contenido de este nutrimento.


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Cuadro 4. Efecto de la inoculación con micorriza y bacterias promotoras del crecimiento vegetal sobre el contenido de nitrógeno en maíz bajo condiciones de temporal en dos localidades de San Luis Potosí (ciclo agrícola primavera-verano 2005).

Tratamiento Contenido de N (%) por localidad

Fertilización

Química Biofertilizante Portezuelo,

Cerro de San Pedro, S.L.P.

Derramaderos, Cerritos, S.L.P.

Sin fertilizar Testigo sin inocular 2.48 c 2.40 ab 40-20-00 Testigo sin inocular 3.44 a 2.53 ab Sin fertilizar Azospirillum 3.04 abc 2.06 b 40-20-00 Azospirillum 3.50 a 2.47 ab Sin fertilizar Micorriza + Azospirillum 3.34 ab 2.50 ab 40-20-00 Micorriza + Azospirillum 2.61 bc 2.92 a Sin fertilizar Micorriza 3.51 a 2.65 a 40-20-00 Micorriza 3.16 abc 2.75 a Sin fertilizar Cepa INI1R2 3.21 ab 2.57 ab 40-20-00 Cepa INI1R2 3.29 ab 2.59 ab Sin fertilizar Micorriza + INI1R2 + Azospirillum 3.79 a 2.84 a 40-20-00 Micorriza + INI1R2 + Azospirillum 3.76 a 2.62 ab

Factor F: Fertilización química ns *

Factor B: Biofertilización ** **

A*B ** *

R2 0.8925 0.6406

Características del ANVA

CV 5.8072 7.5834

DMS (Tukey α= 0.05)

0.7519 0.5747

Medias con la misma literal entre filas, no son significativamente diferentes (Tukey α=0.05).

La inoculación con Azospirillum sin fertilizante químico afectó desfavorablemente el contenido de N en la planta, lo cual puede significar que los microorganismos entran en competencia con la planta por el nitrógeno disponible en el suelo, originando una reducción de este nutrimento en el tejido vegetal. Sin embargo, cuando esta bacteria se inocula en combinación con la fertilización química los resultados son favorables. Al analizar los resultados de la prueba de medias


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(Cuadro 4) el tratamiento más bajo en N fue el que no recibió fertilización química ni bioinoculante y fue estadísticamente diferente al tratamiento fertilizado químicamente.

En la localidad Derramaderos, el contenido de N varió de 2.06% (registrado en el tratamiento sin fertilizante químico e inoculado con Azospirillum) a 2.8% registrado en el tratamiento con fertilizante químico e inoculado con la misma cepa. Se encontraron diferencias estadísticas debidas al factor B, al factor F, así como a la interacción de ambos factores.

Se observó que bajo condiciones de ausencia de fertilizante químico, la inoculación con la cepa bacteriana INI1R2 sola o con micorrizas incrementa la concentración de N (%) en las plantas de maíz, bajo condiciones de temporal; sin embargo si las plantas tienen cubiertos los requerimientos de este nutrimento, bien porque se aplique fertilizante químico o bien porque el suelo sea rico en N, el efecto de la inoculación no es evidente.

Por el contrario, la cepa de Azospirillum solo tiene efecto favorable cuando se aplica fertilizante químico. Esto significa que en ausencia de N compite con la planta por este nutrimento y afecta desfavorablemente la asimilación de nitrógeno por la planta.

4.2. Desarrollo de la raíz

El desarrollo de la raíz en el cultivo de maíz forrajero fue afectado significativamente por los tratamientos evaluados. En el Cuadro 5 se presentan los valores medios obtenidos para producción de biomasa (gramos de raíz por planta), longitud de raíz (cm), y volumen radical (cm3 por planta).

Cuadro 5. Efecto de la inoculación con micorriza y bacterias promotoras del crecimiento vegetal sobre el desarrollo de la raíz de maíz forrajero en condiciones de temporal en Portezuelo, Mpio. de Cerro de San Pedro, S.L.P. en el ciclo agrícola primavera-verano 2005.

Tratamiento

Fertilización química Biofertilizante

Biomasa radical (g planta-1)

Longitud radical (cm)

Volumen radical (cm3)

Sin fertilizar Sin inóculo 11.15 d 24.00 a 40.0 e 40-20-00 Sin inóculo 51.35 ab 19.67 a 230.0 abc Sin fertilizar Azospirillum 14.65 cd 26.67 a 65.0 de 40-20-00 Azospirillum 59.40 a 24.67 a 312.5 a Sin fertilizar Azospirillum + micorriza 29.30 bcd 28.67 a 130.0 cde 40-20-00 Azospirillum + micorriza 25.65 bcd 23.25 a 115.0 cde Sin fertilizar Micorriza 35.27 bcd 27.11 a 155.0 bcde 40-20-00 Micorriza 35.70 abcd 24.67 a 125.0 cde Sin fertilizar INI1R2 42.20 abc 27.83 a 185.0 abcd 40-20-00 INI1R2 50.25 ab 26.33 a 232.5 abc Sin fertilizar Micorriza + Azospirillum + INI1R2 62.75 a 28.00 a 300.0 ab 40-20-00 Micorriza + Azospirillum + INI1R2 40.40 abc 25.67 a 200.0 abcd Características del ANVA Factor F: Fertilización química ** * ** Factor B: Biofertilización ** NS ** A*B ** NS ** R

2

CV

DMS (Tukey α= 0.05) 17.27 7.7 84.03



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La producción de biomasa radical varió de 11.15 g por planta obtenidos en el testigo (sin fertilizante químico y sin bioinoculante) a 62.7 g obtenidos en el tratamiento sin fertilizante químico y bioinoculado con la mezcla de micorriza más la cepa INI1R2 más Azospirillum. Se encontraron diferencias estadísticas entre tratamientos (α=0.01) en la producción de materia seca en raíz, debidas a los efectos del factor bioinoculante y del factor fertilización química, así como para la interacción entre ambos factores; es decir, que la producción de biomasa radical durante el desarrollo del maíz, fue afectada por la fertilización química y por la inoculación bacteriana y que existe interacción entre estos dos factores.

Se observó que los tratamientos sin fertilizante químico responden bien a la inoculación con micorriza y con la cepa INI1R2 óla mezcla de ambos. Sin embargo, Azospirillum no tiene un efecto favorable cuando no se aplica una fuente química de fertilización nitrogenada. Por el contrario, cuando además del bioinoculante se aplicó fertilizante químico, la biomasa radical fue menor en todos los tratamientos que recibieron inóculo con excepción del tratamiento inoculado con Azospirillum, el cual fue estadísticamente similar al tratamiento con fertilizante y sin bioinóculo.

La longitud radical varió de 19.67 cm (obtenidos en el tratamiento con fertilización química y sin bioinoculante) a 28.67 cm (tratamiento con micorriza y Azospirillum). Esta variable no presentó diferencia estadística entre tratamientos. El volumen radical varió de 40 a 312 cm3 por planta para el testigo y el tratamiento que recibió fertilizante químico y bioinoculación con Azospirillum respectivamente (Figura 7). Para esta variable se encontraron diferencias estadísticas entre tratamientos (α=0.01) debidas a los efectos del factor bioinoculante y del factor fertilización química, así como para la interacción entre ambos factores; es decir, que el volumen radical del maíz, fue afectado


38

por la fertilización química y por la inoculación bacteriana y que existe interacción entre estos dos factores.

0

50

100

150

200

250

300

350

Vol

um

en r

adic

al (

cm3 )

Tratamiento

No fertilizado 40 65 130 155 185 300

Fertilizado 230 312.5 115 125 232.5 200

Sin inóculo AzospirillumAzospirillum + micorriza

Micorriza INI1R2Micorriza + INI1R2 +

Azospirillum

Figura 7. Volumen radical (cm3/planta) obtenido en maíz inoculado con tratamientos de micorriza y bacterias promotoras del crecimiento vegetal con y sin fertilizante en Portezuelo, Cerro de San Pedro, S.L.P. en el ciclo agrícola primavera-verano 2005.

Se observó que los tratamientos sin fertilizante químico tuvieron mayor volumen radical cuando fueron inoculados con micorriza y con la cepa INI1R2 o la mezcla de ambos, lo cual es particularmente importante en las condiciones de deficiencia de humedad, ya que se incrementa el volumen explorado por el sistema radical. Sin embargo, Azospirillum no tuvo un efecto favorable sobre el volumen radical cuando las condiciones de


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nitrógeno fueron deficientes en el suelo, es decir cuando no se aplicó una fuente química de fertilización nitrogenada, aun cuando es importante señalar que cuando además del bioinoculante se aplicó fertilizante químico el tratamiento con Azospirillum fue el mejor.

Por lo anterior, para las condiciones del estudio, un biofertilizante a base de Azospirillum puede ser aplicado para promover el desarrollo radical en aquéllas parcelas que reciban fertilizante químico, mientras que en condiciones de deficiencia de fertilizante nitrogenado los mejores tratamientos son la micorriza o la cepa INI1R2, combinados o solos. En este estudio Azospirillum no tuvo efecto sobre el contenido de nitrógeno ni promovió el crecimiento vegetal cuando no se aplicó fertilizante químico, lo cual se puede deber a la que la planta no excreta los azúcares suficientes para que Azospirillum pueda desarrollarse.

Bowen y Rovira (1999), señalan que el éxito en la introducción de las bacterias PGPR, depende de su capacidad para colonizar y mantenerse en la raíz, durante la estación de crecimiento radical. Si la estación de crecimiento es larga, se dificulta la distribución uniforme de las PGPR a través del suelo, limitando la persistencia (Schippers et al., 1987). El crecimiento y desarrollo del sistema radical afecta significativamente a las poblaciones bacterianas del suelo, por la disponibilidad de una fuente de carbono, derivada de compuestos orgánicos liberados por la raíz.

4.3. Altura de planta y producción de forraje

En el Cuadro 6 se presentan los resultados obtenidos en altura de planta y rendimiento de forraje fresco para el cultivo de maíz forrajero en la parcela de de Portezuelo, Mpio. de Cerro de San Pedro en el ciclo agrícola primavera-verano 2005.

Cuadro 6. Efecto de la inoculación con micorriza y bacterias promotoras del crecimiento vegetal sobre la altura de planta y rendimiento de maíz forrajero en condiciones de temporal en Portezuelo, Mpio. de Cerro de San Pedro, S.L.P. en el ciclo agrícola primavera-verano 2005

Tratamiento

Fertilización química

Biofertilizante Altura de planta

(m)

Forraje fresco (ton/ha)

Sin fertilizar Sin inóculo 0.99 bcd 6.459 d 40-20-00 Sin inóculo 1.34 ab 15.675 abc Sin fertilizar Azospirillum 0.84 d 8.616 cd 40-20-00 Azospirillum 1.45 a 14.988 abc Sin fertilizar Azospirillum + micorriza 1.19 abcd 12.439 bcd 40-20-00 Azospirillum + micorriza 0.86 cd 8.969 cd Sin fertilizar Micorriza 1.26 abc 18.027 ab 40-20-00 Micorriza 1.19 abcd 10.420 cd Sin fertilizar INI1R2 1.37 ab 14.792 abc 40-20-00 INI1R2 1.36 ab 20.635 a Sin fertilizar Micorriza + Azospirillum + INI1R2 1.54 a 18.576 ab 40-20-00 Micorriza + Azospirillum + INI1R2 1.45 a 17.969 ab Características del ANVA Factor F: Fertilización química ns * Factor B: Biofertilización ** ** A*B ** ** R

2 0.9068 0.9166

CV 8.170 13.29

DMS (Tukey α= 0.05) 0.4002 7.3998



41

La altura de planta varió de 0.84 m en el tratamiento sin fertilizar e inoculado con Azospirillum, hasta 1.54 m obtenido en el tratamiento inoculado con la mezcla de la cepa INI1R2 más micorriza más Azospirillum sin fertilización química. De acuerdo a los análisis de varianza, en esta variable se presentaron diferencias estadísticas entre tratamientos, debidas a los efectos del factor B (biofertilizante) y a la interacción B x F.

Ello significa que la altura de la planta es afectada por la inoculación con micorrizas y/ó cepa INI1R2 y que existe interacción entre la bioinoculación con estos microorganismos y la fertilización química. Los tratamientos con y sin fertilización química, pero que fueron inoculados con la cepa INI1R2 más micorriza más Azospirillum, así como el tratamiento con fertilización química + Azospirillum fueron los mejores.

Los rendimientos de forraje fresco variaron de 6.5 a 20.6 t ha-1 para el testigo absoluto y el tratamiento con fertilización química e inoculado con la cepa INI1R2. El rendimiento presentó diferencias estadísticas significativas debidas a los efectos de la fertilización química (Factor F), a los efectos del Factor B y a la interacción Factor B x F. Ello significa que la producción de forraje fresco fue afectada por la fertilización química, la bioinoculación con micorriza y/o cepa INI1R2 y que estos efectos no son independientes ya que se detectó que existe interacción entre el factor B y el factor F; cuando se aplica fertilizante químico el efecto del biofertilizante se reduce.

Otros tratamientos que superaron al testigo sin fertilizar y sin inocular y cuyos resultados son estadísticamente similares al testigo con fertilizante químico, son la micorriza sin fertilizar y la inoculación con la cepa INI1R2 sin fertilizar. En el Cuadro 7 se presentan los resultados obtenidos en altura de planta y producción de forraje para el cultivo de maíz forrajero en Derramaderos, Mpio. de Cerritos en 2005.


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En esa localidad, la altura de planta varió de 1.37 m (testigo sin inóculo y sin fertilización química) a 1.82 m (tratamiento sin fertilización química, bioinoculado con micorriza). De acuerdo a los análisis de varianza para esta variable se encontraron diferencias estadísticas entre tratamientos, debidas a los efectos de la fertilización química (Factor F) y de la bioinoculación (Factor B), sin embargo la interacción entre ambos no fue significativa. Esto significa que bajo las condiciones del municipio de Cerritos, los inoculantes y la fertilización química afectan favorablemente al cultivo del maíz forrajero, pero ambos factores son independientes entre sí.

Los rendimientos de forraje fresco variaron de 10.28 a 20.1 t ha-1 para el testigo absoluto y el tratamiento con fertilización química e inoculado con la cepa de Azospirillum + micorriza. Sobresalieron también los tratamientos inoculados con la cepa INI1R2 combinada con micorriza. El rendimiento presentó diferencias estadísticas significativas entre tratamientos.

Lo anterior significa que la producción de forraje fresco fue afectada por la fertilización química, el efecto de la inoculación con micorriza y/o cepa INI1R2 y que existe interacción entre el factor B y F. Otros tratamientos que superaron al testigo sin fertilizar y sin inocular y cuyos resultados son estadísticamente similares al testigo con fertilizante químico, son la micorriza sin fertilizar y la inoculación con la cepa INI1R2 sin fertilizar.

En el ciclo agrícola primavera-verano 2006, en la parcela de Jesús María, Mpio. de Villa de Reyes se dio un riego de presiembra y un riego de auxilio, con lo cual el agua disponible (lluvias más riego), fue alrededor de 450 mm.

Cuadro 7. Efecto de la inoculación con micorriza y bacterias promotoras del crecimiento vegetal sobre la altura de planta y rendimiento de maíz forrajero en condiciones de temporal en Derramaderos, Mpio. de Cerritos, S.L.P. en el ciclo agrícola primavera-verano 2005

Tratamiento

Fertilización química

Biofertilizante Altura de planta

(metros) Forraje fresco

(ton/ha)

Sin fertilizar Sin inóculo 1.37 b 10.282 d 40-20-00 Sin inóculo 1.70 ab 16.851 ab Sin fertilizar Azospirillum 1.47 ab 11.263 dc 40-20-00 Azospirillum 1.66 ab 16.361 abc Sin fertilizar Azospirillum + micorriza 1.64 ab 13.518 bcd 40-20-00 Azospirillum + micorriza 1.58 ab 20.089 a Sin fertilizar Micorriza 1.82 a 14.989 abcd 40-20-00 Micorriza 1.79 a 15.968 abc Sin fertilizar INI1R2 1.65 ab 14.400 bcd 40-20-00 INI1R2 1.66 ab 16.263 abc Sin fertilizar Micorriza + Azospirillum + INI1R2 1.65 ab 17.047 ab 40-20-00 Micorriza + Azospirillum + INI1R2 1.76 ab 17.929 ab Características del ANVA Factor F: Fertilización química * ** Factor B: Biofertilización * ** A*B ns * R

2 0.7553 0.7681

CV 6.0196 11.4941

DMS (Tukey α= 0.05) 0.3924 5.2156



44

En ese ciclo agrícola solo aplicó la cepa INI1R2 con o sin micorrizas. No se aplicó fertilizante químico. Los rendimientos de forraje fresco en maíz variaron de 54.4 a 66.3 ton/ha para el testigo y el tratamiento biofertilizado con la cepa INI1R2 (Figura 8).

30

40

50

60

70

Testigo Micorriza Micorriza + INI1R2 INI1R2

Tratamiento

ton

/ha

Figura 8. Rendimiento de forraje fresco en maíz inoculado con micorriza y la cepa bacteriana INI1R2 en Villa de Reyes, S.L.P. en el ciclo agrícola primavera-verano 2006.

El mejor tratamiento fue el inoculado con la cepa INI1R2. Se considera que las condiciones de suelo de ese sitio son más favorables para el desarrollo de esta bacteria ya que ésta fue aislada precisamente de pasto buffel creciendo en suelos de esa localidad.

4.4. Rentabilidad del uso de biofertilizantes

Con relación al análisis de rentabilidad en los Cuadros 8, 9 y 10 se presenta una síntesis de la información para maíz forrajero establecido en condiciones de temporal en Derramaderos, Mpio. de Cerritos en el ciclo agrícola primavera-verano 2005.


45

Cuadro 8. Costos de producción ($/ha) de maíz forrajero con diferentes tratamientos de biofertilizante en el Altiplano de San Luis Potosí.

COSTOS DE PRODUCCION POR HECTÁREA TRATAMIENTO Sin fertilizante Con fertilizante

Testigo 2800.00 3500.00 Azospirillum 2870.00 3570.00 Azospirillum + micorriza 2905.00 3605.00 Micorriza 2835.00 3535.00 INI1R2 2870.00 3570.00 Micorriza+INI1R2+Azospirillum 2800.00 3500.00

Cuadro 9. Valor de la producción ($/ha) de maíz forrajero con

diferentes tratamientos de biofertilizante en el Altiplano de San Luis Potosí.

VALOR DE LA PRODUCCIÓN POR HECTÁREA

TRATAMIENTO Sin fertilizante Con fertilizante Testigo 4678.31 7667.21 Azospirillum 5124.67 7444.26 Azospirillum + micorriza 6150.69 9140.50 Micorriza 6820.00 7265.44 INI1R2 6552.00 7399.67 Micorriza+INI1R2+Azospirillum 7756.39 8157.70

Cuadro 10. Utilidad obtenida ($/ha) con la siembra de maíz forrajero

con diferentes tratamientos de biofertilizante en el Altiplano de San Luis Potosí.

UTILIDAD POR HECTÁREA TRATAMIENTO Sin fertilizante Con fertilizante

Testigo 1878 4167 Azospirillum 2255 3874 Azospirillum + micorriza 3246 5535 Micorriza 3985 3730 INI1R2 3682 3830 Micorriza+INI1R2+Azospirillum 4956 4658


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Como se puede observar en los cuadros anteriores, los costos derivados de la aplicación de fertilizantes químicos llegan a representar hasta el 20% del costo de producción; normalmente los productores no los aplican porque las siembras de temporal implican riesgos. Sin embargo, cuando no se usa fertilizante químico, la biofertilización solo con micorriza o bien micorriza combinada con la cepa INI1R2, pueden producir una utilidad similar a la que se obtiene con la fertilización química, sin arriesgar el capital por la compra de fertilizantes químicos. En el caso de que se aplique fertilizante químico, la mezcla de micorriza con la cepa INI1R2 o con Azospirillum es ligeramente superior al testigo.

5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES

• La biofertilización de maíz forrajero con la bacteria diazotrófica INI1R2, Azospirillum o con el hongo micorrízico Glomus intraradices o con la combinación de estos microorganismos, incrementa la concentración de nitrógeno en las plantas cuando no se aplica fertilizante químico. Cuando se aplica fertilizante químico y las plantas tienen cubiertos los requerimientos de N, el efecto de la inoculación no es evidente.

• La bioinoculación con la bacteria diazotrófica INI1R2, Azospirillum o con Glomus intraradices o la combinación de estos microorganismos, favoreció el desarrollo de la raíz (biomasa y volumen radical).

• En condiciones del Altiplano Potosino, la bioinoculación de maíz forrajero con Glomus intraradices o con la cepa bacteriana INI1R2 o la combinación de ambos, incrementa el


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rendimiento de forraje, solo cuando no se aplica fertilizante químico.

• Cuando se aplica fertilizante químico no es conveniente aplicar bioinocular porque se puede tener reducción en el rendimiento, especialmente con el uso de Azospirillum sin micorriza.

• Los biofertilizantes son una opción accesible a los productores de las zonas de temporal deficiente, debido a su bajo costo representando además una fuente natural para recuperar la fertilidad del suelo, sin ocasionar problemas de contaminación.


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7. ANEXOS

Cuadro A1. Medio con fuentes de carbono combinado (Rennie, 1981).

Reactivos Cantidad Observaciones

Solución A

K2HPO4 0.8 g

KH2PO4 0.2 g NaCl 0.1 g

Na2FeEDTA 0.028 g

Na2MoO4·2H2O 0.025 g

Extracto de levadura

0.1 g

Manitol 5.0 g Sacarosa 5.0 g

Lactato de Sodio (60% v/v)

0.5 ml

Agua destilada 900 ml

Agar 15 g

Solución B

MgSO4·H2O 0.2 g

CaCl2 0.06 g

Agua destilada 100 ml

Esterilizar las soluciones A y B por separado. Una vez frías, mezclarlas. A esta mezcla agregar 5 µg L-1 de biotina y 10 µg L-1 de ác. p-aminobenzoico, previamente esterilizados por filtración. Ajustar el pH a 7.0


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Cuadro A2. Escala de McFarland

Clave del tubo (Col 1)

BaCl2 al 1% (ml)

(Col 2)

H2SO4 al 1.0% (ml)

(Col 3)

No. estimado de bacterias x 106 ml-1

(Col 4) 1 0.1 9.9 300 2 0.2 9.8 600 3 0.3 9.7 900 4 0.4 9.6 1200 5 0.5 9.5 1500 6 0.6 9.4 1800 7 0.7 9.3 2100 8 0.8 9.2 2400 9 0.9 9.1 2700 10 1.0 9.0 3000

• Marcar los tubos del 1 al 10.

• Preparar los 10 tubos con los volúmenes indicados en las columnas 2 y 3.

• Con el espectrofotómetro, determinar la turbidez de cada tubo. Antes, calibrar el aparato con un tubo que contenga agua destilada.

• Obtener el modelo de regresión lineal, ubicando en la ordenada los valores de densidad óptica obtenidos en cada tubo y en la abscisa los valores de la columna 4, o graficar.

• Obtener la turbidez de los cultivos de interés, calibrando antes el aparato a 0, con un tubo conteniendo la solución estéril, que se esté utilizando (caldo nutritivo o solución isotónica, etc).

• Agregar solución estéril, hasta obtener la concentración bacteriana deseada.


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Cuadro A3. Forma de presentación de los biofertilizantes

Biofertilizantes micorrízicos

En el caso de los hongos formadores de MVA, lo que usa como inóculo es el sustrato (generalmente turba o suelo) donde creció un cultivo (generalmente pasto sudán o sorgo forrajero), el cual es cortado a inicio de floración y ambos (sustrato y raíces de cultivo) son molidos y embolsados bajo condiciones de asepsia. La concentración de los hongos micorrízicos puede variar de 20 a 100 esporas por gramo de sustrato. Se requiere también un adherente (carboxi metil celulosa diluida en agua natural al 0.5%). Para maíz se requiere 1 kg ha-1 de biofertilizante (con al menos 20 esporas por gramo de sustrato) suficiente para inocular de 16 a 20 kg de semilla.

Biofertilizantes a base de PGPR

Estos pueden tener presentación líquida o bien utilizar un sustrato inerte como transportador o acarreador. En este último caso, la turba estéril es impregnada o inoculada con uno o varios cultivos puros de cepas de rizobacterias que hayan sido probadas con éxito en la promoción del crecimiento del cultivo de interés. A diferencia de las micorrizas, las bacterias generalmente son cultivadas en condiciones de laboratorio en medios específicos y no requieren de una planta nodriza para completar su ciclo. La concentración de los inoculantes a base de PGPR normalmente es de 1x107 ufc/g-1 ♣.

♣ ufc/g-1: unidades formadoras de colonias por gramo de suelo o de inóculo. El concepto de ufc se basa en el conteo de colonias formadas asumiendo que una célula bacteriana al multiplicarse da origen a una colonia. Este conteo normalmente se realiza en condiciones de laboratorio, utilizado el plaqueo en agar sólido o en un medio específico para el microorganismo en el cual se distribuye una fracción diluida del biofertilizante; también pueden ser estimadas con técnicas de espectrofotometría (Loredo, 2004).


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Cuadro A4. Guía para la aplicación de biofertilizante a base de micorriza en campo.

Materiales necesarios para una hectárea

• Semilla para una hectárea

• Bolsa de biofertilizante (se requiere 1 kg para 20 kg de semilla de maíz y en condiciones de temporal alcanza para una hectárea en caso de maíz forrajero y 1.5 ha en caso de siembras para grano)

• Bolsa del adherente♣

• Recipiente de un litro

• ½ litro de agua

• Lona, plástico o recipiente para poner la semilla

Pasos a seguir

• Coloque la semilla sobre una lona o plástico.

• En un recipiente limpio vacíe medio litro de agua limpia de la llave o embotellada y agregue la bolsita de adherente; agite vigorosamente para integrar el adherente con el agua (puede usar desde una botella de refresco vacía y limpia o cualquier traste donde pueda realizar la mezcla).

• Agregue esta mezcla (agua y adherente) a la semilla hasta que la semilla quede húmeda.

♣ Adherente: Sustancia utilizada al momento de la inoculación para asegurar que los microorganismos se adhieren a la semilla durante la siembra. Se puede utilizar desde azúcar común diluida en agua, hasta adherentes como la goma arábiga al 40% o bien el compuesto metil-etil-celulosa al 0.5%).


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• Vacíe sobre la semilla 1 kg de biofertilizante (dos bolsitas) y con las manos o con una pala mezcle hasta que toda la semilla esté total y uniformemente cubierta con el biofertilizante. Si va a sembrar muchas hectáreas, puede utilizar una mezcladora.

• Siembre el mismo día de la inoculación

Precauciones y recomendaciones

• Realice la inoculación de preferencia por la mañana o por lo menos a la sombra. No exponga la semilla inoculada a los rayos fuertes del sol. Si guarda la semilla para sembrarla posteriormente, primero extiéndala en lona para secarla y después almacénela en lugar fresco y seco.

• Calibre la sembradora con la semilla inoculada.

• Antes de la siembra, el biofertilizante se debe almacenar en un lugar fresco y seco.

• El producto es inofensivo para el hombre, e incluso puede manejarse con las manos; sin embargo no lo huela directamente.

• Para la aplicación eficiente del biofertilizante es necesario considerar su forma de presentación, las dosis recomendadas para cada producto, el tipo de cultivo, las características de la semilla a inocular, la forma de sembrar, etc.


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AGRADECIMIENTOS Esta publicación forma parte de los productos comprometidos

en el proyecto “Uso de biofertilizantes para la producción de

pastos y cultivos forrajeros”

Los autores agradecen a la Fundación Produce de San Luis

Potosí, A.C. el financiamiento de ese proyecto, con el cual fue

posible la impresión de esta publicación.

En el proceso editorial de esta publicación colaboraron:

Revisión Técnica

M.C. José Luis Barrón Contreras Dr. Jorge Urrutia Morales Dr. Jorge Elizondo Barrón M.C. Arturo Díaz Franco

Edición

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Ing. José Manuel Rosillo Izquierdo

FUNDACIÓN PRODUCE DE SAN LUIS POTOSÍ, A.C.

PRESIDENTE

Ing. Francisco Manuel Lastra Lamar

VICEPRESIDENTE

Lic. Guillermo Torres Sandoval

SECRETARIO

M.C. José Luis Barrón Contreras

TESORERO

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GERENTE

Ing. Horacio A. Sánchez Pedroza

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