Doctor en Ciencias. Área: Biotecnología

Asesores:

Dr. Sergio Aguilar Espinosa Dra. Lucía Varela Fragoso

Coasesores:

Dra. Rocío Flores Bello Dr. Javier Farías Larios

Que para obtener el grado de

Ramón Zulueta Rodríguez

Presenta

Tecomán, Colima octubre de 2003

Universidad de Colima

EFICIENCIA DE MORFOESPECIES DE HONGOS FORMADORES DE

MICORRIZA ARBUSCULAR AISLADOS EN LA RIZOSFERA DE

Jacaratia mexicana A. DC. PARA PROMOVER LA

ABSORCIÓN DE FÓSFORO

Doctorado en Ciencias. Área: Biotecnología

Tesis

AGRADECIMIENTOS

A la Universidad Veracruzana, por la confianza conferida durante el tiempo que me dediqué al posgrado. En especial al M.V.Z. José Siliceo Romero, quien durante su estancia en la Dirección General del Área Biológico-Agropecuaria siempre pugnó por la superación académica de los catedráticos universitarios, así como también el consecuente e invaluable apoyo manifestado por nuestro actual director, el Mtro. Ernesto Rodríguez Luna.

A todo el personal que labora en la Dirección General de Apoyo al Desarrollo

Académico de la Universidad Veracruzana, por tolerar y comprender mis frecuentes e inquietos bullicios. Mención exclusiva merece el Dr. Mario Miguel Ojeda Ramírez por sus elocuentes gestiones ante el Programa de Mejoramiento al Profesorado (PROMEP) y la Subsecretaría de Educación Superior e Investigación Científica (SESIC), así como las acertadas y profesionales exhortaciones que a menudo me ha hecho favor de transmitir.

A la Universidad de Colima y autoridades que laboran en la Facultad de Ciencias

Biológicas y Agropecuarias (FCBA), Campus Tecomán, por haberme permitido interactuar con todos los investigadores que participan dinámicamente en el Posgrado ahí ofrecido. Sobre todo la cordialidad en turno exteriorizada por parte de los directores de la FCBA, M.C. Arnoldo Michel Rosales e Ing. Rodolfo Valentino Morentín Delgado, así como de los coordinadores del Posgrado Dr. Jaime Molina Ochoa y Dr. Sergio Aguilar Espinosa, incluida la loable atención de su Secretaria Administrativa, C.P. Evelia Facio Vieyra.

A la Dra. Ma. del Rocío Flores Bello y Dr. Sergio Aguilar Espinosa por ser quienes me

orientaron de manera precisa y perspicaz para nunca perder de vista el objetivo planteado ni el rumbo a seguir en las múltiples actividades de gabinete y campo que se realizaron durante el trabajo donde se evaluó el comportamiento de los hongos formadores de micorriza arbuscular y sus respectivas plantas huésped, amén de la palpable ética e integridad profesional mostrada al momento de verter sus consejos para la construcción de este documento. De manera singular destaco la ilustre, invaluable, competitiva e inequívoca contribución hecha por parte de mi director de tesis, la cual afortunadamente no se limitó solo al tema específico indagado.

A la Dra. Lucía Varela Fregoso por haber formado parte de mi comité tutorial (como

directora adjunta) y compartir su amistad, amplia experiencia y conocimientos relacionados con la investigación de la simbiosis micorrízica. No solo aprecio el tiempo dedicado a la conformación del rubro taxonómico que aquí se presenta, sino por las sabias e inteligentes opiniones y sugerencias que coadyuvaron para con su culminación. Ahora comprendo el porqué se reconoce su trayectoria científica allende nuestras fronteras.

AGRADECIMIENTOS

Al Consejo Académico asignado al Programa donde realicé mis estudios de posgrado: Dr. Javier Farías Larios, Dr. José Gerardo López Aguirre, Dra. Ma. del Rocío Flores Bello, Dr. Sergio Aguilar Espinosa, M.C. Salvador Guzmán González y M.C. Arnoldo Michel Rosales, por las acertadas observaciones e indicaciones que de manera sustancial contribuyeron al enriquecimiento del formato y contenido de la versión final de este manuscrito. Asimismo hago patente mi perpetua gratitud y admiración por la inolvidable probidad e instruida colaboración que, cuando la requerí, nunca dudaron en brindarme mis respetables Dr. Oscar Rebolledo Domínguez y Dr. Roberto Lezama Gutiérrez.

A los Integrantes del Jurado de mi examen Pre-doctoral (Seminario de Avance): Dra.

Ma. del Rocío Flores Bello (Presidente), Dr. José Gerardo López Aguirre (Secretario), Dra. Lucía Varela Fregoso, Dr. Octavio Pérez Zamora y Dr. Javier Farías Larios (Vocales) por las atinadas recomendaciones que me permitieron dar cumplimiento a lo señalado en el reglamento General de Estudios de Posgrado de la Universidad de Colima para obtener el grado de Doctor en Ciencias (Área Biotecnología).

A la M.C. Dora Trejo Aguilar y M.C. Miguel Ángel Escalona Aguilar quienes con su alta

estima y clara percepción del fenómeno estudiado supieron guiarme por la senda documental y de eventos nacionales e internacionales más propicios para alcanzar las metas pretendidas al iniciar esta titánica labor. Estoy seguro que su desinteresada labor produjo al menos un nuevo e infinito horizonte donde parece ser viable ahondar en pro del apasionante mundo de la intrínseca simbiosis endomicorrízica de las áreas tropicales de México.

Al M.C. Juan Ruiz Ramírez por haberme asesorado lúcidamente y con absoluto

profesionalismo en el análisis estadístico e interpretación de la vasta información generada en la evaluación de todos mis bioensayos, así como también manifestarme su compañerismo, afecto y confianza.

Al respecto señalo el acercamiento y apertura total obtenida en el Laboratorio de

Investigación y Asesoría Estadística (LINAE) de la Universidad Veracruzana, orquestada con extraordinaria precisión por el Dr. Mario Miguel Ojeda Ramírez y la muy perspicaz Mtra. Lorena López Lozada. Ahí subrayo la estrecha interacción con Roony J. Quevedo, alumno de la Facultad de Estadística, quien continuamente asimiló la instrucción recibida de sus maestros para el arreglo adecuado de la información obtenida en mis experimentos, la cual se analizó con el paquete SAS 6.12 para Windows.

AGRADECIMIENTOS

Enfatizo la disponibilidad de Florideth Martínez Reyes, alumna de la Facultad de Estadística, y de la Mtra. Julia Aurora Montano Rivas (Facultad de Estadística e Informática de la Universidad Veracruzana, Zona Xalapa) por disipar mis dudas en la interpretación de los resultados presentados en las alternativas no paramétricas del ANOVA (paquete STATISTICA 6.0 para Windows).

A los siguientes Ingenieros Agrónomos (Facultad de Ciencias Agrícolas de la

Universidad Veracruzana, Campus Xalapa) por ser partícipes en los resultados derivados de esta empresa: Liliana Lara Capistrán (en gabinete y laboratorio), Reyna Díaz (en campo y laboratorio), Roberto Chiquito Contreras y Luis Guillermo Hernández Montiel (en gabinete y campo), así como los Pasantes de Ingeniero Agrónomo Ma. del Carmen Barrientos Cepeda (en campo y laboratorio) y Juanita del Rayo Díaz (en campo). Sin embargo de entre todos ellos, mis amigos y colegas, sobresale la dedicación y la lealtad que en todo momento me confirieron Reyna y Ma. del Carmen.

Al Dr. Héctor López Moctezuma (Facultad de Ciencias Agrícolas de la Universidad

Veracruzana, Campus Xalapa), con quién compartí y discutí momentos de incertidumbre y de culminación de mi investigación doctoral. Valoro sus apreciaciones y concepción del fenómeno estudiado, así como las conjeturas y recomendaciones que de manera sustancial fortalecieron al presente escrito.

A la Universidad Autónoma de Campeche (UACAM) y al Centro de Investigación

Científica de Yucatán, A.C. (CICY), por su insoslayable hospitalidad y asistencia durante mi estancia y recorridos de campo por aquellos bellos y paradisíacos parajes del sureste mexicano. Reconozco la cooperación recibida por el Biólogo Celso Gutiérrez Báez (UACAM) y los Técnicos José Luis Tapia Muñoz y Filogonio May Pat (CICY). En ambas instituciones recibí un trato muy cortés, y por ello extiendo mi congratulación al Dr. William J. Folan Higgins (UACAM), Dr. Germán Carnevali Fernández-Concha (CICY) y Dr. Roger Orellana Lanza (CICY).

Al Instituto de Ecología A.C. (I. de E.) de Xalapa, Veracruz, por condescender el uso de

sus Bancos de Información florísticos, cartográficos y bibliográficos, demostrando así que el cúmulo de materiales impresos y electrónicos ahí concentrados son de índole universal. En dicha institución trasciende el imponderable contacto logrado con: Srita. Rosalinda Ramírez Chan, Dra. Margarita Soto Esparza, Bióloga Magda Gómez Columna, Dra. Lilly Gama y Bióloga Ma. Elena Abreo (Departamento de Investigación y Diagnóstico Regional [BIOCLIMAS]), Dr. Francisco Gera Lorea Hernández (Curador del herbario IE-XAL); M.C. Gonzalo Castillo Campos (Departamento de Sistemática Vegetal); M.C. Felisa Herrador de la Paz, Biólogo Delfino Hernández Lagunes y al C. Rafael Colorado (Biblioteca).

AGRADECIMIENTOS

A la M.C. Ariadna Escalante Rebolledo y Q.F.B. Teresita de Jesús May Mora

(Laboratorio de Suelos de la Facultad de Ciencias Agrícolas de la Universidad Veracruzana, Campus Xalapa) no solo por la atinada determinación y caracterización física y química de los suelos colectados en los parajes donde Jacaratia mexicana A. DC. aún vegeta, sino por su especial entusiasmo en discurrir sobre el particular fenómeno biótico y abiótico ocurrido en cada uno de los sitios de estudio.

Finalmente expreso mi reconocimiento a quienes de alguna forma contribuyeron e

influyeron benigna y significativamente en el logro de mi capacitación y docta formación. Entre ellas me refiero a las personalidades siguientes:

• Dr. Ronald Ferrera-Cerrato, M.C. Alejandro Alarcón e Ing. Agr. Gabriela

Sánchez Viveros del Colegio de Postgraduados, Montecillo, Estado de México, México.

• Dr. Arturo Estrada-Torres de la Universidad Autónoma de Tlaxcala, Tlaxcala, México.

• Dr. Christopher Walker del Biological Research and Imaging Laboratory, Bournemouth University, United Kingdom (U.K.).

• Dr Christian Plenchette (Directeur de Recherche) del Institut National de la Recherche Agronomique [INRA] Dijon, France.

• Dr. Salvador Paredes Rincón, Ing. Agr. Daniel Utrera López y Q.A. Gonzalo Contreras Herrera del Instituto Tecnológico Agropecuario número 18 de Úrsulo Galván, Veracruz, México.

• Q.A. Jesús Guerrero López (Laboratorio de Análisis Químico), M.C. Doris Guadalupe Rocha Castillo, (Laboratorio de Suelos), e Ing. Civil Agustín Muñoz Ceballos (Laboratorio de Cartografía [LACART]) de la Facultad de Ciencias Agrícolas de la Universidad Veracruzana, Campus Xalapa, Xalapa, Veracruz, México.

• Dra. María del Pilar Ortega Larrocea de la Universidad Nacional Autónoma de México, México, D.F.

• Dr. Ángel Trigos Landa, Dr. Mauricio Luna Rodríguez, L.I. Carlos Díaz Cortés , Q.F.B. Lissete Valenzuela Fabris y Q.F.B. Patricia Alfonseca Arámburo del Laboratorio de Alta Tecnología de Xalapa, S.C. [LATEX], Xalapa, Veracruz, México.

DEDICATORIA

A Daniela y Mariana, por el tiempo y momentos que no tuvimos la oportunidad de compartir, mas en definitiva me sirvieron para descubrir la profusa adoración y el significado que tienen en mi vida. Ahora entiendo que, hoy y siempre, ustedes han sido y serán mi razón de vivir.

A Minerva, por ser la mujer que Dios me mandó para hacer de mi un ser cuyos

propósitos primordiales obedezcan la cordura y la reflexión. Es para mí muy difícil expresar en estas líneas el papel que has desempeñado en mi vida y más aun lo que representas: Has vuelto a ocupar el pedestal que alguna vez guardé...para ti. Te reitero mi profunda admiración, reconocimiento, respeto y amor, el cual también ahora sé que no era de nadie más, sino tuyo.

A mis padres, Sr. José Ramón Zulueta Castillo y O. Gloria Rodríguez Villegas, por

haber inculcado en mi sus incontables principios de pensamiento y conducta donde impera la honestidad, la lealtad y el buen discernir. Los venero con toda mi alma y corazón, y me siento muy orgulloso de que su esencia y presencia forme parte de mí.

In memoriam

A mis apreciados abuelos

Sr. José Rodríguez Fano Sra. Ana Villegas Ochoa

A mis inolvidables tíos

Dr. José Rodríguez Villegas

Dr. Juan Flores Villalobos Sra. Consuelo Rodríguez Villegas

Ing. Ricardo Rodríguez Villegas

i

ÍNDICE

Página ÍNDICE DE CUADROS .................................................................................................. v ÍNDICE DE FIGURAS................................................................................................... vii ANEXOS ..................................................................................................................... ix RESUMEN.................................................................................................................... x ABSTRACT.................................................................................................................. xi 1. INTRODUCCIÓN................................................................................................... 1 2. REVISIÓN DE LITERATURA ................................................................................ 5 2.1. Importancia económica y ecológica de la Selva Baja Caducifolia.......................... 5 2.1.1. Composición florística de la Selva Baja Caducifolia .......................................... 7 2.1.1.1. Aspectos relevantes de Jacaratia mexicana A. DC.: Un árbol típico de la Selva Baja Caducifolia en México...................................................... 10 2.1.1.1.1. Ecología y distribución .......................................................................... 11 2.1.1.1.2. Descripción de la planta........................................................................ 12 2.1.1.1.3. Posición taxonómica ............................................................................. 15 2.1.1.1.4. Usos tradicionales, actuales y potenciales ............................................. 16 2.1.1.1.5. Estatus actual....................................................................................... 18 2.2. Diversidad de los hongos formadores de micorriza arbuscular en los ecosistemas terrestres ...................................................................................... 19 2.3. Función de los hongos formadores de micorriza arbuscular en las comunidades vegetales ..................................................................................... 21 2.3.1. Trascendencia de los estudios ecológicos en una asociación endomicorrízica ............................................................................................ 25 2.3.1.1. Relación entre los hongos formadores de micorriza arbuscular y las especies forestales ................................................................................... 27 2.3.1.2. Interactividad entre los hongos formadores de micorriza arbuscular y las plantas tropicales ..................................................................................... 28 2.3.1.3. Importancia ecológica de los hongos formadores de micorriza arbuscular en el trópico seco ..................................................................................... 30 2.4. Los hongos formadores de micorriza arbuscular en la familia Caricaceae........... 32 2.4.1. Relación de los hongos formadores de micorriza arbuscular con Carica papaya .......................................................................................................... 33 2.4.2. Relación de los hongos formadores de micorriza arbuscular con Jacaratia mexicana....................................................................................................... 36 2.5. Capacidad infectiva de los hongos formadores de micorriza arbuscular.............. 36 2.5.1. Efecto de la colonización de los hongos formadores de micorriza arbuscular en el crecimiento y desarrollo de las plantas ................................................. 37 2.5.2. Plantas micotróficas y no micotróficas........................................................... 38 2.5.3. Diversidad y dominancia de especies de hongos formadores de micorriza arbuscular en áreas no perturbadas .............................................................. 40

1

1. INTRODUCCIÓN En casi todos los ecosistemas naturales del mundo donde se desarrolla una

agrupación vegetal, la mayor parte de sus componentes se encuentran íntimamente

ligados con los hongos del suelo formadores de micorriza, a grado tal que más del

90% de las especies vegetales conocidas mantienen una estrecha interacción con

ellos (Tsimilli-Michael et al., 2000), de entre los que por su abundancia y

universalidad destacan son los micorrizógenos arbusculares (Hodge et al., 2000).

Este hecho, innegable por las recientes evidencias fósiles encontradas (Kenrick y

Crane, 1997; Redecker et al., 2000 a) y remontable al instante mismo cuando las

plantas primigenias iniciaron la invasión de la superficie terrestre (Pirozynski y

Malloch, 1975; Remy et al., 1994), ha sido y sigue siendo sumamente decisivo en su

evolución (Cabello, 1995).

No obstante, hoy en día su milenaria coexistencia en las áreas tropicales se encuentra

amenazada por la severa e indiscriminada deforestación que el hombre infiere a las

selvas en todo el mundo (NASA, 1998; Geist y Lambin, 2002), devastación estimada

por la FAO en 14.2 millones de hectáreas anuales para el periodo 1990-2000 (FAO,

2001), sin que hasta ahora sean suficientes los conocimientos aportados acerca de la

microbiota del suelo en general (Azcón-Aguilar y Barea, 1992; Galicia, 2002) o la

descripción de sus especies micorrizógenas en particular (Varela y Trejo, 2001), ni

cuan drásticos pueden llegar a ser las consecuencias directas o indirectas sobre la

biodiversidad vegetal y alto grado de endemismo de tan frágiles ecosistemas.

Por otro lado, y si bien es cierto que el funcionamiento de los biomas continentales a

menudo depende de los grupos de organismos que los conforman, también lo es el

hecho de que el grueso de los árboles del trópico presentan micorrizas (Janos, 1980

a), toda vez que la baja disponibilidad o inmovilidad de nutrimentos en los suelos de

esas regiones cálidas generalmente es notable.

2

Numerosas investigaciones realizadas hasta el momento han mostrado que los

hongos formadores de micorriza arbuscular (HMA) pueden ser determinantes en la

estructuración de una comunidad vegetal (Allen, 1996 a; St. John, 1998) al afectar

directa o indirectamente la capacidad de crecimiento y vigorosidad de las plantas

(Cabello, 1999; Hernández, 2000; Smith et al., 2000), de tal suerte que la

identificación y estudio de los distintos HMA´s presentes en un paraje dado es un

asunto de absoluta importancia bioecológica (Streitwolf-Engel et al., 1997; Helgason

et al., 1998), sobre todo por la habilidad que a menudo estos tienen para no solo

favorecer la absorción de nutrimentos, sino por la peculiar integración fisiológica y

promoción de respuestas metabólicas que redunda en pro de la adaptabilidad y

sobrevivencia de su hospedero donde los factores físicos son extremos y de

constante estrés ambiental (Bratek et al., 2002).

Sin embargo la respuesta de una planta a la colonización simultánea originada por

diferentes HMA o por una sola morfoespecie puede ser tan variada (Sylvia et al.,

1993 a), que inclusive en ocasiones su efecto individual puede llegar a ser más

benéfica cuando actúa sola (Gupta et al., 2002) que al hacerlo en consorcio (Gange,

1999).

Es precisamente en este tenor donde se requieren investigaciones enfocadas a

determinar si las diferencias fisiológicas entre los aislados se correlacionan con la

procedencia geográfica de los morfotipos (Daniels y Duff, 1978). Al respecto, Azcón-

Aguilar et al. (1986) y Howeler et al. (1987) sugieren conducir bioensayos en

invernadero con distintas plantas huésped para valorar las respuestas que se generan

tras su asocio con HMA nativos de morfología semejante (morfotipo o morfoespecie)

que, al provenir de un mismo tipo de vegetación pero de zonas geográficas distantes,

pueden diferir en su eficiencia. Lo denotado es aun más acertado y trascendente

cuando se trata de una morfoespecie que exhibe un número variado de hospederos

(Siqueira y Saggin-Júnior, 2001).

3

En virtud de que hasta el momento las evaluaciones de la eficiencia de las especies

de HMA nativos de los suelos tropicales son muy escasas (Gavito y Varela, 1995), y

que el reconocimiento de la habilidad de las mismas para llevar a cabo una exitosa

colonización en un sitio en particular es de gran interés (Lodge et al., 1996 a) y uno

de los primeros pasos sugeridos hacia el entendimiento del papel que esta simbiosis

tiene sobre todo en el desempeño, preservación y mantenimiento de las plantas

amenazadas (Barroetavena et al., 1998). El propósito primordial de este estudio fue

determinar la eficiencia de los morfotipos de HMA cuya presencia fuese discernible y

manifiesta en los suelos rizosféricos recolectados en diversos parajes relícticos de la

Selva Baja Caducifolia del Golfo de México donde aun vegeta Jacaratia mexicana A.

DC., la cual es una especie arbórea filogenéticamente relacionada con Carica papaya

L. (Badillo, 1971; Aradhya et al., 1999; Olson, 2002) y típica de las selvas secas del

país que en la actualidad se encuentra en inminente peligro de extinción.

Así, y tras la premisa de que los ecosistemas tienen grupos de HMA con funciones

específicas, y que la desaparición de un hospedante puede llegar a ocasionar efectos

notables e inconcebibles sobre la microbiota rizosférica, se planteó cuantificar su

aptitud simbiótica con dos plantas tropicales de la familia Caricaceae (papaya [C.

papaya] y bonete [J. mexicana]) en términos de: 1) El conteo porcentual simple de

colonización en sus raíces, 2) La promoción de algunas variables de crecimiento, 3)

La producción de biomasa seca y de área foliar, y 4) La asimilación neta de CO2 y

transpiración de las hojas.

Hipótesis Para el desarrollo del presente trabajo se planteó la siguiente hipótesis: Las especies

de hongos formadores de micorriza arbuscular aisladas en la rizosfera de J. mexicana

4

en tres comunidades vegetales similares son semejantes en su morfología, pero

distintas en su eficiencia para promover la absorción de fósforo.

Objetivos Por esta razón se trazaron como objetivos:

1. Determinar si J. mexicana es micotrófica

2. Aislar e identificar a las morfoespecies de hongos formadores de micorriza

arbuscular (HMA) presentes en las muestras de rizosfera de J. mexicana

recolectadas en la Selva Baja Caducifolia de los Estados de Veracruz,

Campeche y Yucatán (México)

3. Propagar y comparar la eficiencia de la morfoespecie de HMA más abundante

y común de los tres sitios de muestreo en dos plantas huésped: C. papaya y J.

mexicana.

ii

ÍNDICE

Página 2.6. Elección y obtención de un inóculo esporal de hongos formadores de micorriza arbuscular.......................................................................................... 41 2.7. Eficiencia de la simbiosis................................................................................... 44 2.7.1. Factores inherentes a la planta hospedera .................................................... 46 2.7.2. Factores inherentes al endófito ..................................................................... 47 2.7.3. Influencia de los factores ambientales........................................................... 48 2.7.3.1. Clima y suelo............................................................................................ 48 2.8. Relación de la simbiosis con la actividad fotosintética de la planta..................... 50 3. MATERIALES Y MÉTODOS.................................................................................. 53 3.1. Determinación de micotrofía en plantas de Jacaratia mexicana.......................... 53 3.1.1. Fase de campo ............................................................................................. 53 3.1.2. Fase de invernadero y laboratorio ................................................................. 54 3.2. Elección y descripción de las áreas de estudio................................................... 55 3.2.1. Sitio 1: Plan de La Higuera (Estado de Veracruz, México) ................................ 56 3.2.1.1. Suelos ...................................................................................................... 57 3.2.1.2. Clima ........................................................................................................ 58 3.2.1.3. Vegetación ................................................................................................ 58 3.2.2. Sitio 2: Seybaplaya (Estado de Campeche, México) ...................................... 59 3.2.2.1. Suelos ....................................................................................................... 59 3.2.2.2. Clima ........................................................................................................ 61 3.2.2.3. Vegetación ................................................................................................ 61 3.2.3. Sitio 3: Buctzotz (Estado de Yucatán, México) ................................................ 61 3.2.3.1. Suelos ...................................................................................................... 61 3.2.3.2. Clima ........................................................................................................ 63 3.2.3.3. Vegetación ................................................................................................ 63 3.3. Muestreo de suelo ............................................................................................ 63 3.4. Propagación de esporas nativas en invernadero ................................................ 64 3.5. Separación y extracción de esporas en laboratorio ............................................ 66 3.5.1. Identificación de morfoespecies de hongos formadores de micorriza arbuscular .................................................................................................... 67 3.6. Propagación de morfoespecies.......................................................................... 67 3.6.1. Preparación del sustrato y las macetas trampa.............................................. 68 3.6.2. Propagación de las morfoespecies identificadas............................................. 69 3.6.3. Elección y obtención del inóculo.................................................................... 70 3.7. Ubicación del área experimental ....................................................................... 70 3.8. Establecimiento de los bioensayos .................................................................... 71 3.8.1. Bioensayo preliminar .................................................................................... 71 3.8.1.1. Variables medidas en el bioensayo preliminar ........................................... 75 3.8.1.1.1. Crecimiento en altura y número de hojas .............................................. 75 3.8.1.1.2. Producción de biomasa y área foliar...................................................... 75

iii

ÍNDICE

Página 3.8.1.1.3. Colonización de las raíces ..................................................................... 75 3.8.2. Bioensayos de eficiencia ............................................................................... 76 3.8.2.1. Variables adicionales medidas en los bioensayos finales ........................... 78 3.8.2.1.1. Asimilación neta de CO2 y transpiración de las hojas ............................. 78 3.8.2.1.2. Acumulación de P en la biomasa aérea de las plantas huésped ............. 79 3.8.2.1.3. Eficiencia de la simbiosis micorrízica ..................................................... 79 4. RESULTADOS ......................................................................................................80 4.1. Micotrofía en plantas de Jacaratia mexicana...................................................... 80 4.2. Identificación de morfotipos de hongos formadores de micorriza arbuscular...... 82 4.3. Descripción de las morfoespecies...................................................................... 82 4.3.1. Glomus intraradices Schenck & Smith ........................................................... 84 4.3.2. Glomus constrictum Trappe .......................................................................... 85 4.3.3. Sclerocystis sinuosa Gerdemann & Bakshi ..................................................... 85 4.3.4. Entrophospora infrequens (Hall) Ames & Schneider ...................................... 86 4.4. Morfotipos de hongos formadores de micorriza arbuscular propagados en invernadero ................................................................................................ 88 4.5. Bioensayo preliminar: Respuesta de Carica papaya a la inoculación con diferente número de esporas de Glomus intraradices esterilizadas en su superficie .......................................................................................................... 89 4.5.1. Crecimiento en altura y número de hojas...................................................... 89 4.5.2. Biomasa seca y área foliar ............................................................................ 89 4.5.3. Colonización micorrízica ................................................................................ 91 4.6. Bioensayos de eficiencia ................................................................................... 92 4.6.1. Bioensayo final 1: Respuesta de Carica papaya a la inoculación con 50 esporas de Glomus intraradices esterilizadas en su superficie, y de procedencia geográfica distinta..................................................................... 92 4.6.1.1. Crecimiento en altura y número de hojas.................................................. 92 4.6.1.2. Biomasa seca y área foliar ........................................................................ 93 4.6.1.3. Colonización micorrízica ............................................................................ 96 4.6.1.4. Asimilación neta de CO2 y transpiración de las hojas ............................... 101 4.6.1.5. Acumulación de P en la biomasa aérea ................................................... 103 4.6.1.6. Eficiencia de la simbiosis micorrízica ....................................................... 105 4.6.2. Bioensayo final 2: Respuesta de Jacaratia mexicana a la inoculación con 50 esporas de Glomus intraradices esterilizadas en su superficie, y de procedencia geográfica distinta................................................................... 106 4.6.2.1. Crecimiento en altura y número de hojas................................................ 106 4.6.2.2. Biomasa seca y área foliar ...................................................................... 107 4.6.2.3. Colonización micorrízica .......................................................................... 110 4.6.2.4. Asimilación neta de CO2 y transpiración de las hojas ............................... 114 4.6.2.5. Acumulación de P en la biomasa aérea ................................................... 117

iv

ÍNDICE

Página 4.6.2.6. Eficiencia de la simbiosis micorrízica ....................................................... 119 5. DISCUSIÓN ....................................................................................................... 120 6. CONCLUSIONES................................................................................................ 155 7. BIBLIOGRAFÍA CITADA ................................................................................... 156 8. ANEXOS ............................................................................................................. 201

v

ÍNDICE DE CUADROS

CUADROS Página Cuadro 1. Tipo de satisfactores que se han obtenido de plantas de la Selva Baja Caducifolia en México ................................................................................... 7 Cuadro 2. Tipos de clima donde se establece más de la mitad de la Selva Baja Caducifolia en México ................................................................................... 9 Cuadro 3. Tipo de satisfactores que se han obtenido de Jacaratia mexicana en México........................................................................................................ 17 Cuadro 4. Factores que favorecen la erosión genética en Jacaratia mexicana ............. 18 Cuadro 5. Caracterización física y química del suelo muestreado en Plan de La Higuera (Estado de Veracruz, México) a la profundidad 0-20 cm ................ 58 Cuadro 6. Caracterización física y química del suelo muestreado en Seybaplaya (Estado de Campeche, México) a la profundidad 0-20 cm ............................ 60 Cuadro 7. Caracterización física y química del suelo muestreado en Buctzotz (Estado de Yucatán, México) a la profundidad 0-20 cm................................ 62 Cuadro 8. Caracterización física y química del del sustrato utilizado para la propagación de morfoespecies de Veracruz, Campeche y Yucatán en los cultivos trampa ................................................................................ 68 Cuadro 9. Descripción de los tratamientos evaluados en el bioensayo preliminar ........ 73 Cuadro 10. Descripción de los tratamientos evaluados en las dos plantas huésped: Carica papaya y Jacaratia mexicana............................................................ 77 Cuadro 11. Lista de taxa de hongos formadores de micorriza arbuscular encontrados en el suelo rizosférico de Jacaratia mexicana .............................................. 82 Cuadro 12. Criterio discrecional utilizado para elegir a los morfotipos propagados en cultivo monoespecífico........................................................................... 88 Cuadro 13. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para el crecimiento en altura en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya.................... 92 Cuadro 14. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para el número de hojas en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya ......................... 93 Cuadro 15. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para la biomasa aérea seca de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya ................. 94 Cuadro 16. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para la biomasa radical seca de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya................ 94 Cuadro 17. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para el área foliar de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya................................... 95 Cuadro 18. Diferencia entre tratamientos para las estructuras micorrízicas observadas en Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi ...................................................... 97 Cuadro 19. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para la asimilación neta de CO2, conductancia estomática y evaporación en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya....................................................... 101 Cuadro 20. Acumulación de P en la biomasa aérea de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 30 y 60 ddi.................................................103

vi

ÍNDICE DE CUADROS

CUADROS Página Cuadro 21. Acumulación promedio de P en la biomasa aérea de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya al finalizar el experimento .............. 104 Cuadro 22. Eficiencia de la colonización (%) de cada morfoespecie para la incorporación de P en plantas de Carica papaya........................................ 105 Cuadro 23. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para el crecimiento en altura y número de hojas de las plantas de Jacaratia mexicana inoculadas con 50 esporas de Glomus intraradices de distinta procedencia geográfica ................................................................................................ 106 Cuadro 24. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para la biomasa seca aérea y radical de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana.. 108 Cuadro 25. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para el área foliar de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana ......................... 109 Cuadro 26. Diferencia entre tratamientos para las estructuras micorrízicas observadas en Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi............................................ 110 Cuadro 27. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para la asimilación neta de CO2, conductancia estomática y evaporación en las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana ............................................... 115 Cuadro 28. Acumulación de P en la biomasa aérea de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 30 y 120 ddi ...................................... 117 Cuadro 29. Acumulación promedio de P en la biomasa aérea de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana al finalizar el experimento ddi............. 118 Cuadro 30. Eficiencia de la colonización (%) de cada morfoespecie para la incorporación de P en plantas de Jacaratia mexicana .................................119

vii

ÍNDICE DE FIGURAS

FIGURAS Página

Figura 1. Ubicación de los sitios de recolección de ejemplares de herbario y de suelo rizosférico ............................................................................................ 56 Figura 2. Ubicación geográfica del área de recolección de ejemplares de herbario y de suelo rizosférico en la Selva Baja Caducifolia de Veracruz, México ........... 57 Figura 3. Ubicación geográfica del área de recolección de ejemplares de herbario y de suelo rizosférico en la Selva Baja Caducifolia de Campeche, México......... 60 Figura 4. Ubicación geográfica del área de recolección de ejemplares de herbario y de suelo rizosférico en la Selva Baja Caducifolia de Yucatán, México......... 62 Figura 5. Secuencia de imágenes de las faenas de campo seguidas para la obtención de las muestras de suelo rizosférico de Jacaratia mexicana en los manchones de Selva Baja Caducifolia de Veracruz, Campeche y Yucatán, México........................................................................................... 64 Figura 6. Secuencia de imágenes del acondicionamiento del sitio y armado de la estructura donde se llevó a cabo el experimento.......................................... 72 Figura 7. Estructuras de hongos formadores de micorriza arbuscular observadas en raíces de Jacaratia mexicana inoculadas con el consorcio micorrízico MTZ-1 a los 60 ddi....................................................................................... 80 Figuras 8 y 9. Estructuras de hongos formadores de micorriza arbuscular observadas en raíces de plántulas de Jacaratia mexicana inoculadas con el consorcio micorrízico MTZ-1 a los 15 ddi ..................................................................... 81 Figura 10. Glomus sp. 1 proveniente del suelo rizosférico colectado en Plan de La Higuera (Estado de Veracruz, México)........................................................... 83 Figura 11. Glomus sp. 2 proveniente del suelo rizosférico colectado en Plan de La Higuera (Estado de Veracruz, México)........................................................... 83 Figura 12. Glomus intraradices................................................................................... 84 Figura 13. Glomus constrictum................................................................................... 85 Figura 14. Sclerocystis sinuosa................................................................................... 86 Figura 15. Entrophospora infrequens ......................................................................... 87 Figura 16. Crecimiento en altura de las plantas de Carica papaya a 20 días de haberse iniciado la evaluación del potencial infectivo de Glomus intraradices (morfo-- tipo procedente de Veracruz) ....................................................................... 89 Figura 17. Biomasa aérea seca de las plantas de Carica papaya a 20 días de haberse iniciado la evaluación del potencial infectivo de Glomus intraradices (morfo-- tipo procedente de Veracruz) ....................................................................... 90 Figura 18. Biomasa radical seca de las plantas de Carica papaya a 20 días de haberse iniciado la evaluación del potencial infectivo de Glomus intraradices (morfo-- tipo procedente de Veracruz) ....................................................................... 90 Figura 19. Colonización de Carica papaya (técnica de McGonigle et al., 1990), 20 días de haberse iniciado la evaluación del potencial infectivo de Glomus intraradices (morfotipo procedente de Veracruz) ............................. 91

viii

ÍNDICE DE FIGURAS

FIGURAS Página

Figura 20. Crecimiento en altura de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45y 60 ddi...................................................................................... 93 Figura 21. Número de hojas en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi ....................................................................................... 94 Figura 22. Biomasa aérea seca de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi .....................................................................................95 Figura 23. Área foliar de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi .................................................................................................... 96 Figura 24. Porcentaje de hifas en plantas inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi ....................................................................................................... 98 Figura 25. Porcentaje de arbúsculos en plantas inoculadas de Carica papaya a 15, 30,45 y 60 ddi .............................................................................................. 99 Figura 26. Porcentaje de vesículas en plantas inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi ................................................................................................ 100 Figura 27. Formación de arbúsculos registrada a 15, 30, 45 y 60 ddi en tres morfoespecies de Glomus intraradices asociadas con Carica papaya............ 101 Figura 28. Asimilación neta de CO2 en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi......................................................................... 102 Figura 29. Conductancia estomática en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi......................................................................... 102 Figura 30. Evaporación en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi............................................................................................. 103 Figura 31. P presente en la biomasa aérea de plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 30 y 60 ddi........................................................................ 104 Figura 32. P presente en la biomasa aérea de plantas testigo e inoculadas de Carica papaya al finalizar el experimento..................................................... 105 Figura 33. Crecimiento en altura de las plantas Testigo 1 y 2 e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi.................................................... 107 Figura 34. Incrementos de altura registrados en las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana en cada evaluación (15, 30, 75 y 120 ddi) ................ 107 Figura 35. Biomasa aérea seca de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi) ddi)......................................................... 108 Figura 36. Área foliar de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi) ddi) ........................................................................... 109 Figura 37. Porcentaje de hifas en plantas inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi ........................................................................................ 111 Figura 38. Porcentaje de arbúsculos en plantas inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi................................................................................. 112 Figura 39. Porcentaje de vesículas en plantas inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi ................................................................................... 113

ix

ÍNDICE DE FIGURAS

FIGURAS Página

Figura 40. Formación de arbúsculos registrada a 15, 30, 75 y 120 ddi en tres morfoespecies de Glomus intraradices asociadas conJacaratia mexicana ..... 114 Figura 41. Asimilación neta de CO2 en las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi ................................................................. 115 Figura 42. Conductancia estomática en las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi ................................................................. 116 Figura 43. Evaporación en las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi ................................................................................... 116 Figura 44. Cantidad de P presente en las muestras de biomasa aérea de plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 30 y 120 ddi .......................... 117 Figura 45. Cantidad promedio de P presente en las muestras de biomasa aérea de plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana al finalizar el experimento ............................................................................................... 118

ANEXOS

ANEXOS Página 1. Características macroscópicas y microscópicas de la madera de Jacaratia mexicana.............................................................................................................. 201 2. ¿Qué es la Biblioteca Virtual (Consorcio de Bibliotecas del Sureste)?........................ 202 3. Prueba para determinar la inmunidad intrínseca de las especies vegetales a la colonización micorrizógena (Método de Tester et al., 1987)........................ 204 4. Técnica de tinción de raíces (Método de Phillips y Hayman, 1970)........................ 205 5. Técnica para la cuantificación de una raíz endófita (Método de McGonigle et al., 1990) ......................................................................................................... 206 6. Técnica de tamizado húmedo y decantación para la separación de esporas del suelo (Gerdemann y Nicolson, 1963)............................................................... 207 7. Técnica para el establecimiento de cultivos-trampa a partir de esporas de hongos formadores de micorriza arbuscular (Método de Brundrett et al., 1994,;1996) ............... 208 8. Técnica para la esterilización de esporas de hongos formadores de micorriza arbuscular (Método de Bago et al., 2000 b) ......................................................... 209 9. Solución nutritiva de Hoagland............................................................................. 210 10. Especies de plantas asociadas con Glomus constrictum en Polonia ........................ 211

x

RESUMEN La indiscriminada deforestación de selvas tropicales sugieren la imperiosa necesidad de reconocer detenidamente cuales son los hongos formadores de micorriza arbuscular (HMA) que, hasta hoy en día, han coevolucionado y colonizado biotróficamente la raíz de cada componente vegetal, sobre todo si el hospedero en cuestión se encuentra al borde de la extinción, tal y como sucede con Jacaratia mexicana A. DC. Este estudio fue conducido para: 1) Determinar si dicha especie era micotrófica, 2) Propagar a los HMA presentes en el rizoplano, endorizosfera y ectorizosfera de este espécimen arbóreo en tres fragmentos de Selva Baja Caducifolia provenientes de Veracruz, Campeche y Yucatán, México, 3) Aislar e identificar a las morfoespecies de HMA de cada uno de los suelos rizosféricos recolectados, y 4) Evaluar la eficiencia de la morfoespecie de HMA más abundante y común de los tres sitios de muestreo, utilizando a Carica papaya y J. mexicana como plantas huésped. Tras comprobar que J. mexicana no era intrínsecamente inmune a la presencia del endófito, la toma de muestras en cada paraje se realizó en noviembre de 1999, y el incremento de la población de hongos MA fue factible mediante el establecimiento de cultivos-trampa. Se determinó la identidad taxonómica de las morfoespecies y promovió su adecuada propagación individual. Acto seguido, y previo a la experimentación final, un bioensayo reveló que 50 esporas desinfectadas en su superficie eran suficientes para valorar su eficiencia. Dicha aptitud se cuantificó sistemáticamente midiendo las variables siguientes: Crecimiento en altura, diámetro, número de hojas, producción de biomasa aérea y radical seca, área foliar, tasa de asimilación neta de CO2, transpiración de las hojas y porcentaje de colonización micorrízica. El comportamiento registrado entre los simbiontes mostró presencia de hifas y arbúsculos en ambos hospederos (C. papaya y J. mexicana) 15 días después de la inoculación (ddi), así como diferencia estadística de acuerdo a la prueba de Tukey (P ≤0.05) para número de hojas, área foliar y biomasa aérea seca (30 ddi) para el primero, mientras que para el segundo ésta fue evidente en la evaporación y conductancia estomatal a 75 ddi, justo antes de su manifiesta defoliación (120 ddi). Los resultados obtenidos indican que las distintas morfoespecies de hongos MA evaluadas no difieren en su eficiencia. Palabras clave: México, Selva Baja Caducifolia, hongos formadores de micorriza arbuscular, eficiencia, Jacaratia mexicana, Carica papaya.

xi

ABSTRACT Global deforestation has several extremely important consequences, which are all ecological and environmental interrelated. However the indiscriminate removal of Mexican dry tropical forests suggest the imperious necessity to recognize the arbuscular mycorrhizal (AM) fungi forming mutualistic symbioses with the root systems of plant species that it comes from coevolution, mainly if the host is an endangered specie, such occur with Jacaratia mexicana A. DC. This study was carried out to: 1) Determine if this is a mycotrophic specie, 2) Propagate the AM fungal spores obtained from the rhizoplan, endorhizosphere and ectorhizosphere in three dry deciduous forest patches of Veracruz, Campeche and Yucatan, Mexico, 3) Isolate and identify the AM morphospecies in the rhizospheric zone of soil collected, and 4) Evaluate the effectiveness of the dominant and common morphotype in the three sampling places using Carica papaya and J. mexicana as host plants. After checking that J. mexicana was not intrinsically immune to the endophyte presence, the rhizosphere samples was carried out in each place in november 1999, and transferring to pot-cultures to obtain adequate rates of fungi population growth in culture. The taxonomic identity was determined and the individual morphospecies propagation was starting to assess fungal development. Later on, and previous to the final experimentation, a preliminary bioassay revealed that 50 spores disinfected in its surface were enough to value its effectiveness. This aptitude was quantified measuring the following variables systematically: Growth, number of leaves, shoot and root dry biomass, foliar area, net CO2 assimilation rate, transpiration and percentage colonization in the split-root system. The symbiont behavior registered showed hyphae and arbuscules in both hosts (C. papaya and J. mexicana) 15 days after the inoculation (dai), as well as difference statistic according to the Tukey test (P ≤0.05) for number of leaves, foliar area and shoot dry biomass (30 dai) for the first one, while for the second this was evident 75 dai in the evaporation and stomatal conductance, just enough defoliation starting (120 ddi). Our results provide information to asseverate that the different VAM morphospecies evaluated don't differ in its efficiency. Key words: México, Dry deciduous forest, arbuscular mycorrhiza fungi, effectiveness, Jacaratia mexicana, Carica papaya.

1

1. INTRODUCCIÓN En casi todos los ecosistemas naturales del mundo donde se desarrolla una

agrupación vegetal, la mayor parte de sus componentes se encuentran íntimamente

ligados con los hongos del suelo formadores de micorriza, a grado tal que más del

90% de las especies vegetales conocidas mantienen una estrecha interacción con

ellos (Tsimilli-Michael et al., 2000), de entre los que por su abundancia y

universalidad destacan son los micorrizógenos arbusculares (Hodge et al., 2000).

Este hecho, innegable por las recientes evidencias fósiles encontradas (Kenrick y

Crane, 1997; Redecker et al., 2000 a) y remontable al instante mismo cuando las

plantas primigenias iniciaron la invasión de la superficie terrestre (Pirozynski y

Malloch, 1975; Remy et al., 1994), ha sido y sigue siendo sumamente decisivo en su

evolución (Cabello, 1995).

No obstante, hoy en día su milenaria coexistencia en las áreas tropicales se encuentra

amenazada por la severa e indiscriminada deforestación que el hombre infiere a las

selvas en todo el mundo (NASA, 1998; Geist y Lambin, 2002), devastación estimada

por la FAO en 14.2 millones de hectáreas anuales para el periodo 1990-2000 (FAO,

2001), sin que hasta ahora sean suficientes los conocimientos aportados acerca de la

microbiota del suelo en general (Azcón-Aguilar y Barea, 1992; Galicia, 2002) o la

descripción de sus especies micorrizógenas en particular (Varela y Trejo, 2001), ni

cuan drásticos pueden llegar a ser las consecuencias directas o indirectas sobre la

biodiversidad vegetal y alto grado de endemismo de tan frágiles ecosistemas.

Por otro lado, y si bien es cierto que el funcionamiento de los biomas continentales a

menudo depende de los grupos de organismos que los conforman, también lo es el

hecho de que el grueso de los árboles del trópico presentan micorrizas (Janos, 1980

a), toda vez que la baja disponibilidad o inmovilidad de nutrimentos en los suelos de

esas regiones cálidas generalmente es notable.

2

Numerosas investigaciones realizadas hasta el momento han mostrado que los

hongos formadores de micorriza arbuscular (HMA) pueden ser determinantes en la

estructuración de una comunidad vegetal (Allen, 1996 a; St. John, 1998) al afectar

directa o indirectamente la capacidad de crecimiento y vigorosidad de las plantas

(Cabello, 1999; Hernández, 2000; Smith et al., 2000), de tal suerte que la

identificación y estudio de los distintos HMA´s presentes en un paraje dado es un

asunto de absoluta importancia bioecológica (Streitwolf-Engel et al., 1997; Helgason

et al., 1998), sobre todo por la habilidad que a menudo estos tienen para no solo

favorecer la absorción de nutrimentos, sino por la peculiar integración fisiológica y

promoción de respuestas metabólicas que redunda en pro de la adaptabilidad y

sobrevivencia de su hospedero donde los factores físicos son extremos y de

constante estrés ambiental (Bratek et al., 2002).

Sin embargo la respuesta de una planta a la colonización simultánea originada por

diferentes HMA o por una sola morfoespecie puede ser tan variada (Sylvia et al.,

1993 a), que inclusive en ocasiones su efecto individual puede llegar a ser más

benéfica cuando actúa sola (Gupta et al., 2002) que al hacerlo en consorcio (Gange,

1999).

Es precisamente en este tenor donde se requieren investigaciones enfocadas a

determinar si las diferencias fisiológicas entre los aislados se correlacionan con la

procedencia geográfica de los morfotipos (Daniels y Duff, 1978). Al respecto, Azcón-

Aguilar et al. (1986) y Howeler et al. (1987) sugieren conducir bioensayos en

invernadero con distintas plantas huésped para valorar las respuestas que se generan

tras su asocio con HMA nativos de morfología semejante (morfotipo o morfoespecie)

que, al provenir de un mismo tipo de vegetación pero de zonas geográficas distantes,

pueden diferir en su eficiencia. Lo denotado es aun más acertado y trascendente

cuando se trata de una morfoespecie que exhibe un número variado de hospederos

(Siqueira y Saggin-Júnior, 2001).

3

En virtud de que hasta el momento las evaluaciones de la eficiencia de las especies

de HMA nativos de los suelos tropicales son muy escasas (Gavito y Varela, 1995), y

que el reconocimiento de la habilidad de las mismas para llevar a cabo una exitosa

colonización en un sitio en particular es de gran interés (Lodge et al., 1996 a) y uno

de los primeros pasos sugeridos hacia el entendimiento del papel que esta simbiosis

tiene sobre todo en el desempeño, preservación y mantenimiento de las plantas

amenazadas (Barroetavena et al., 1998). El propósito primordial de este estudio fue

determinar la eficiencia de los morfotipos de HMA cuya presencia fuese discernible y

manifiesta en los suelos rizosféricos recolectados en diversos parajes relícticos de la

Selva Baja Caducifolia del Golfo de México donde aun vegeta Jacaratia mexicana A.

DC., la cual es una especie arbórea filogenéticamente relacionada con Carica papaya

L. (Badillo, 1971; Aradhya et al., 1999; Olson, 2002) y típica de las selvas secas del

país que en la actualidad se encuentra en inminente peligro de extinción.

Así, y tras la premisa de que los ecosistemas tienen grupos de HMA con funciones

específicas, y que la desaparición de un hospedante puede llegar a ocasionar efectos

notables e inconcebibles sobre la microbiota rizosférica, se planteó cuantificar su

aptitud simbiótica con dos plantas tropicales de la familia Caricaceae (papaya [C.

papaya] y bonete [J. mexicana]) en términos de: 1) El conteo porcentual simple de

colonización en sus raíces, 2) La promoción de algunas variables de crecimiento, 3)

La producción de biomasa seca y de área foliar, y 4) La asimilación neta de CO2 y

transpiración de las hojas.

Hipótesis Para el desarrollo del presente trabajo se planteó la siguiente hipótesis: Las especies

de hongos formadores de micorriza arbuscular aisladas en la rizosfera de J. mexicana

4

en tres comunidades vegetales similares son semejantes en su morfología, pero

distintas en su eficiencia para promover la absorción de fósforo.

Objetivos Por esta razón se trazaron como objetivos:

1. Determinar si J. mexicana es micotrófica

2. Aislar e identificar a las morfoespecies de hongos formadores de micorriza

arbuscular (HMA) presentes en las muestras de rizosfera de J. mexicana

recolectadas en la Selva Baja Caducifolia de los Estados de Veracruz,

Campeche y Yucatán (México)

3. Propagar y comparar la eficiencia de la morfoespecie de HMA más abundante

y común de los tres sitios de muestreo en dos plantas huésped: C. papaya y J.

mexicana.

5

2. REVISIÓN DE LITERATURA 2.1. Importancia económica y ecológica de la Selva Baja Caducifolia Los bosques tropicales estacionalmente secos tienen una distribución global amplia

(Trejo y Dirzo, 2000) y son ecosistemas que se desarrollan naturalmente en Australia,

India, Africa y América (Archibold, 1995).

Aunque cubren alrededor del 42% de las zonas intertropicales (Murphy y Lugo, 1995;

Pennington et al., 2000) donde los factores ambientales primarios se relacionan con

los periodos de abastecimiento de agua y sequedad (Gerhardt , 1996; Eamus, 1999)

y las particulares características físicas y químicas de los sustratos sobre los que

descansan (Cintrón y Lugo, 1990; Murphy y Lugo, 1990), su incesable perturbación1

los ha convertido en pequeños enclaves que prosperan de manera aislada (Janzen,

1986) o bien en zonas explícitamente conservadas pero muy poco perceptibles cuyo

riesgo de deterioro y destrucción es alto (Mooney et al., 1995).

De hecho la alarmante tasa de deforestación2 e indiscriminado cambio de uso del

suelo se consideran la principal fuerza de disturbio que determina la fragmentación y

el destino final de estos ecosistemas (Gillespie, 1999; Beltrán y González, 2000).

Entre las dinámicas de conversión Toledo et al., (1993), Ceballos y García (1995) y

Maass (1995) matizan las destinadas para actividades agrícolas y de ganadería.

En Latinoamérica Sabogal (1992) y Trejo (1995) reportaron a la Selva Baja

Caducifolia (SBC, también denominada Bosque Tropical Caducifolio) como el tipo de

comunidad vegetal más extensa que ocupaba inmensas superficies desde el norte de

1 Basada en múltiples aspectos de índole social, económico, político y hasta ecológico (Maass, 1995) 2 En comparación con los demás ecosistemas terrestres de nuestro país, la SBC presenta una de las tasas más altas de deforestación anual (Masera et al., 1992 a) estimada en 2.02% (Masera et al., 1992 b; 1997).

6

Panamá hasta el noroeste de México (Martínez-Yrízar et al., 2000), siendo en este

último donde su presencia llegaba a constituir el porcentaje más alto de la vegetación

tropical (Trejo, 1998), la cual Masera et al., (1992 c) estimaban en alrededor del

8.3% de nuestro territorio, y de los que solo 3.7% aún permanecen intactos (Trejo y

Dirzo, 2000).

De acuerdo con las conclusiones vertidas por Pennington y Sarukhán (1998), la SBC

se puede considerar como el límite térmico e hídrico de los tipos de vegetación de las

zonas cálido-húmedas mexicanas, cuyo crecimiento y desarrollo es preponderante en

la sombra de montaña de las costas del Pacífico debido a los vientos procedentes del

noroeste y este (Murphy y Lugo, 1995). Son comunidades adaptadas a zonas con

promedios de temperaturas anuales superiores a 20°C y precipitaciones anuales de

1,200 mm como máximo (del orden de 800 mm), con una temporada seca que dura

hasta 7 u 8 meses y es muy severa (Pennington y Sarukhán, 1998).

En tales circunstancias Lott et al., (1987) y Flores y Gerez (1994) aprecian que dichas

selvas tienden a ser florísticamente más ricas que otros bosques neotropicales

similares en virtud de que una proporción de sus elementos proviene de linajes

africanos, asiáticos y caribeños actualmente extintos en sus lugares de origen, amén

de que en ellas -refiriéndose especialmente a las carpetas boscosas que aún se

encuentran en el suroeste de México- coinciden tanto la diversidad de especies como

el número de endemismos que de inmediato las convierten en áreas prioritarias para

su conservación (Gentry, 1995).

Pese a la afirmación de que de este tipo de vegetación en realidad existe un interés

bastante limitado en cuanto a las especies arbóreas maderables que son solicitadas

para su aprovechamiento industrial3 (Pennington y Sarukhán, 1968; 1998), cabe

destacar que de entre los productos provenientes del bosque seco comercializados en

los mercados regionales, nacionales e/o internacionales, estudios recientes sugieren 3 Conzattia multiflora y Amphipterygum adstringens (Bye, 1995).

7

que por lo menos 50 son las especies demandadas para satisfacer necesidades

alimentarias, medicinales, condimenticias y de madera para la obtención de leña

(dendroenergía), así como para la construcción y la realización de actividades más

que nada artesanales (ebanistería) (Bye, 1995).

Al respecto, Guízar y Cedillo (1996) aseveran que a las especies silvestres del trópico

seco mexicano se les da al menos uno de los usos consignados en el Cuadro 1, de las

que por lo menos citan a 116 especies sin tomar en cuenta su posible utilización para

la satisfacción de más de una necesidad.

Cuadro 1. Tipo de satisfactores que se han obtenido de plantas de la Selva Baja Caducifolia en México.

Usos conferidos a la flora útil del trópico seco mexicano

Materias básicas para el hombre Alimento, fibras y maderas [ebanistería, construcción y combustible]

Materias accesorias Especias y perfumes, estimulantes, medicinas [flores, hojas, frutos, corteza, raíz], ceremoniales, venenos, taninos y pigmentos

Materias primas industriales Aceites secantes y jabones

Materias forrajeras Diversas especies de la familia Poaceae (Gramineae), Fabaceae (Leguminosae) y AcanthaceaeŦ

Plantas perjudiciales al hombre [tóxicas] Algunas especies de la familia Papaveraceae y Anacardiaceae

Plantas ornamentales Especímenes de la familia Apocynaceae y Bombacaceae

Fuente: Guízar y Cedillo, 1996. ŦLa organización de las familias botánicas se ha redefinido en base a la clasificación de Takhtajan (1997). 2.1.1. Composición florística de la Selva Baja Caducifolia En opinión de Killeen et al., (1998), las sorprendentes respuestas adaptativas que las

especies vegetales de la SBC han desarrollado en tan particular tipo de hábitat para

soportar la severa escasez de agua que le caracteriza, no son fruto de la casualidad,

8

sino de un proceso evolutivo de varios miles de años que ha permitido a las más

aptas colonizar aquellas regiones donde la sequía estacional por lo general es larga y

pronunciada4 (Balvanera et al., 2000).

Del mismo modo, los mencionados autores denotan que la importancia de las selvas

secas no solo radica en su extensión, sino también por el número de especies de

plantas que albergan, de las cuales en México una elevada proporción (70% [Trejo,

1998]) son de distribución endémica (Rzedowski, 1991 a, b). Las áreas donde aflora

la SBC son esencialmente cálidas y subhúmedas (70% [Trejo, 1999]) (Cuadro 2),

siendo las condiciones de temperatura y humedad determinantes al definir la

presencia o ausencia de una especie en un sitio o hábitat dado (Dunson y Travis, 1991).

Por otra parte, y aunque son muy variables los sustratos geológicos de los que se

derivan los parajes donde dichas formaciones vegetales se establecen, estas son

frecuentes de localizar en terrenos de ladera bastante someros, con textura arenosa

o arcillosa y fuerte drenaje superficial (Pennington y Sarukhán, 1998), que muestran

una franca preferencia por los suelos poco profundos, calcáreos y pedregosos de

zonas cerriles que presentan laderas escarpadas de alta pendiente (Rzedowski,

1998). Los más representativos son los regosoles y los litosoles que sostienen entre

el 23 y 30% de estas comunidades caducifolias, respectivamente (Trejo, 1998).

Bajo tales circunstancias, y considerando que las demás características edáficas

(como naturaleza de la roca madre –ígnea, metamórfica o sedimentaria marina-, pH

–de ácido a ligeramente alcalino- y contenido de materia orgánica) del vasto territorio

nacional pueden influir en la conformación geográfico-espacial y biodiversidad local

de sus diferentes estratos herbáceos, arbustivos y arbóreos (Rzedowski, 1998),

4 Para Pennington et al., (2000), la distribución de la selva baja caducifolia en los neotrópicos sobre todo obedece a las fluctuaciones climáticas que prevalecieron durante el Cuaternario.

9

Trejo (1998) reporta a 76 familias5 como las más representativas de las selvas bajas

caducifolias de México de entre las que por el aporte de especies neotropicales a su

composición florística se hallan Fabaceae (Leguminosae) (159), Euphorbiaceae (85),

Cactaceae (56), Asteraceae (Compositae) (49) y Burseraceae (48) en 17.0, 9.3, 6.1,

5.3 y 5.2%, respectivamente.

Cuadro 2. Tipos de clima donde se establece más de la mitad de la Selva Baja Caducifolia en México.

Superficie ocupada (%)

Tipo de clima Descripción

37.5 Cálido subhúmedo (Aw0)

El más seco de los subhúmedos, con régimen de lluvias de verano y cociente P/T menor que 43.2. El porcentaje de lluvia invernal está comprendido entre 5 y 10.2 respecto a la total anual. La temperatura media anual entre 18 y 22 °C

14.8 Clima semiárido cálido (BS1)

El menos seco de los semiáridos BS, con régimen de lluvias de verano y P/T mayor de 22.9. Por el total de precipitación anual el clima BS es intermedio entre los climas muy áridos (BW) y los húmedos (A y C). La temperatura del mes más caliente superior a 18 °C

10.8 Clima cálido subúmedo (Aw1 y Aw2)

El primero intermedio entre Aw0 y Aw2, con régimen de lluvias de verano y cociente P/T entre 43.2 y 55.3, y porcentaje de lluvia invernal entre 5 y 10.2 respecto a la total anual. El segundo el más húmedo de los subúmedos, con régimen de lluvias de verano y cociente P/T mayor de 55.3, y porcentaje de lluvia invernal entre 5 y 10.2 respecto a la total anual

10.3 Clima semicálido subhúmedo [A(C) w0]

Subgrupo semicálido proveniente del grupo climático A, el más seco de los subhúmedos con cociente P/T menor de 43.2. La temperatura media anual entre 18 y 22 °C y la media mensual del mes más frío es superior a 18 °C

Fuente: Los datos (de tipos de clima y valor porcentual) fueron tomados de Trejo (1998; 1999), y su descripción de García (1987), Zulueta (1993) y Soto et al., (1999).

5 La organización de las familias botánicas se ha redefinido en base a la clasificación de Takhtajan (1997).

10

De la misma forma Trejo (1998) da a conocer que los árboles de la familia Fabaceae

(Leguminosae) y Burseraceae predominan, y comparten sus espacios con los

arbustos de Euphorbiaceae, Fabaceae (Leguminosae) y Asteraceae (Compositae), y

las lianas y trepadoras de Bignoniaceae, Asclepiadaceae y Convolvulaceae, donde

Bursera y Acacia son los géneros mejor representados con 48 y 21 especies,

respectivamente.

2.1.1.1. Aspectos relevantes de Jacaratia mexicana A. DC.: Un árbol típico de la Selva Baja Caducifolia en México Pese a la insistencia de Dirzo y García (1992) en considerar que los ecosistemas y sus

recursos pueden –y deberían- conceptualizarse desde una perspectiva estrictamente

económica “...como un capital ecológico para poderlos ubicar en la lógica de la

producción y del consumo...”, la SBC es una de las asociaciones vegetales que hasta el

momento ha sido poco estudiada, a pesar de que sus rasgos bioecológicos (clima-suelo-

vegetación) pueden proporcionar una creciente e incalculable cantidad de materiales

que día a día nuestra sociedad reclama.

En este sentido cabe destacar las múltiples e innumerables cualidades utilitarias que

se le confieren al bonete (Jacaratia mexicana A. DC.), el cual es un componente

arbóreo típico de la SBC que debido a la acelerada destrucción de su hábitat (Soriano

et al., 1975; Nieves, 1995) e imperceptible regeneración natural restringen su ámbito

de distribución (Solares, 1991) y por ello se encuentra al borde de la extinción.

Si bien la desaparición de las especies surgidas en el planeta se considera un proceso

natural (NRC, 1995; CNR, 2000), una de las medidas directas de las que depende la

renovabilidad de J. mexicana es la inmediata conservación de sus parajes con el

propósito de que la diversidad biológica prevaleciente en los fragmentos de selva baja

que aún se mantienen sin actividad antrópica en este país garanticen el sustento y

bienestar de las generaciones actuales y futuras.

11

2.1.1.1.1. Ecología y distribución J. mexicana (Caricaceae) es una especie arbórea nativa del neotrópico (Caballero,

1992) y originaria de México (Rzedowski y Equihua, 1987; López y Xolalpa-Molina,

1997) considerada como un componente particular y distintivo de la SBC que puede

estar presente en Selva Mediana Subperennifolia y Subcaducifolia (perturbadas)

(Barrera, 1981) y/o formar parte de las asociaciones transicionales, en los puntos de

contacto de la vegetación templada y tropical de SBC, y del bosque de coníferas y

encino (INE/CONABIO, 1995). Para Pennington y Sarukhán (1968; 1998), la SBC

constituye el límite vegetacional térmico e hídrico de los tipos de vegetación de las

zonas cálido húmedas.

En cuanto a la distribución geográfica, esta formación es particularmente

característica de la vertiente del Pacífico mexicano, pudiéndose encontrar en el

extremo sur de Baja California y desde el sur de Sonora y suroeste de Chihuahua

hasta Chiapas, así como en el Istmo de Tehuantepec y gran parte de la Depresión

Central de Chiapas; mientras que en la vertiente del Atlántico se localizan tres

manchones aislados (Rzedowski, 1998):

1) En el sur de Tamaulipas, sureste de San Luis Potosí, extremo norte de Veracruz y

noreste de Querétaro.

2) En el centro de Veracruz (entre Nautla, Alvarado, Xalapa y Tierra Blanca,

incluyendo las inmediaciones del puerto de Veracruz).

3) En la parte norte de la Península de Yucatán, donde ocupa la mayor parte del

estado de Yucatán y una fracción de Campeche.

También se reporta para la cuenca del Balsas, Morelos y Puebla (Pennington y

Sarukhán, 1998), además de numerosos y casi imperceptibles enclaves que se

12

intercalan en la zona de matorrales xerófilos localizados en Hidalgo, Querétaro,

Guanajuato y San Luis Potosí (Rzedowski, 1998).

2.1.1.1.2. Descripción de la planta El bonete (J. mexicana) es un árbol cuyo aspecto parece hacerle provenir de una

época remota de la cual no logró evolucionar (Rojas, 1999), descrito por Pennington

y Sarukhán (1998) de la manera siguiente:

Forma. Árbol monopódico hasta de 15 m de altura, tronco cónico cilíndrico y diámetro

a la altura del pecho (dap) capaz de llegar a 1 m, con pocas ramas ascendentes u

horizontales, frecuentemente en verticilos de 3 ó 4 y copa relativamente pequeña y

poco densa. En árboles jóvenes, el tronco da la impresión de ser un poste enterrado

en el suelo, ya que el diámetro varía tenuemente en su base donde aparecen de vez

en cuando ligeras proyecciones aplanadas, tubulares y angulares conocidas como

contrafuertes.

Corteza. Externa lisa, de color gris plomizo, que en ocasiones se desprende en

pequeñas escamas rectangulares cerca de la base del tronco, con anillos horizontales

cada 10 a 20 cm. Interna de color crema, fibrosa, con expansiones considerables de

parénquima, sin exudado. El grosor total de la corteza puede ser de 1.5 a 2 cm.

Barajas-Morales y León (1989) reportan la presencia de cuantiosas lenticelas de 2 a

3 mm de color gris claro brillante o café claro o parduzco, a veces organizadas en

hileras longitudinales o dispersas, con 8 a 10 mm de espesor total.

Madera. De color blanco cremoso, con un alto contenido de agua, esponjosa y

blanda, con rayos grandes y bandas gruesas de parénquima paratraqueal. Las

características anatómicas descritas en detalle por Barajas-Morales y León (1989)

son:

13

Características macroscópicas. Recién cortada se aprecia como un tejido blanquecino

exageradamente frágil y acuoso que al secarse prácticamente desaparece, no

existiendo la madera como tal. La cualificación asignada por los citados autores

basándose en su color, olor y sabor, lustre, textura, grano, dureza, veteado o figura y

anillos de crecimiento se anota en el Anexo 1.

Características microscópicas. En este caso fueron definidos:

a) Los vasos, con porosidad difusa, poros circulares, solitarios y en grupos radiales de

2 y 3, muy escasos, 2/mm² y algo grandes con diámetro tangencial de 230 µm en

promedio. Sus elementos (de vaso) son cortos con longitud promedio de 254 µm

(188-329 µm), platina de perforación simple y transversal, puntuaciones

intervasculares opuestas o alternas, muy grandes, con promedio de 18 µm de

diámetro y algunas muy alargadas de hasta 75 µm, formando un retículo.

b) El parénquima axial, como el elemento más profuso de todo el tallo, se distingue

como paratraqueal vasicéntrico y apotraqueal en bandas uniseriadas debido al menor

tamaño de sus células; con series de 2 a 3 células.

c) El parénquima radial, donde los radios son poco frecuentes, 2/mm, homogéneos,

multiseriados de 10 o más series, formados de células procumbentes. Son muy altos,

con altura promedio de 3,330 µm y difíciles de distinguir en la cara tangencial debido

a que se confunden con el parénquima axial.

Como en este caso no se presentan fibras, se considera como el motivo principal al

que se debe la fragilidad del tallo. Pese a ello, su ausencia en el xilema secundario

parece ser compensada por gran cantidad de paquetes de fibras en la corteza que,

aparte de su grosor, seguramente contribuye a la función de sostén del tronco6

(Anexo 1).

6En este caso, los habitantes de una determinada comunidad rural conciben la altura de esta especie (hasta 10 ó 15 m) porque su tallo, no maderable, es rollizo.

14

Ramas jóvenes. Gruesas, lisas, gris plomizo, con lenticelas pálidas y grandes cicatrices

dejadas por las hojas caídas; al cortarse, las ramas producen un exudado pegajoso de

color crema.

Hojas. Yemas desnudas, pequeñas, glabras, estipulas ausentes. Hojas dispuestas en

espiral y aglomeradas en las puntas de las ramas, digitado-compuestas, de 20 a 30 cm

de largo incluyendo el pecíolo, compuestas de 4-6 folíolos, de 5 x 3 a 14 x 6 cm,

elípticosa u obovados, con el margen entero u ondulado, ápice acuminado, base

atenuada, verde claro en el haz, verde pálido opaco en el envés; glabras, con escasas

y pequeñas glándulas estipitadas en los nervios en el envés; pecíolos de 4 a 15 cm de

largo, glabros, ligeramente pulvinados en la base; pecíolulos de 1 a 2 cm de largo,

glabros, a veces con una pequeña glándula entre la base de cada peciólulo en el

envés. Los árboles de esta especie pierden sus hojas en la época seca.

Flores: Especie dioica; flores masculinas en panículas glabras de hasta 10 cm de

largo, aglomeradas en las puntas de las ramitas; las femeninas solitarias, flores

fragantes, pedicelos de las flores masculinas de 2 mm de largo, pedicelos de las

flores femeninas de 2.5 cm de largo, gruesos; flores masculinas de ca. 1.5 cm de

diámetro, actinomorfas; sépalos 5, ca. 0.5 mm de largo, ovados, con pelos diminutos;

pétalos de color verde en la cara exterior, verde cremosos pálido en la interior,

contortos, 5, ca. 7 mm de largo, oblongos, recorvados, unidos en la parte inferior en

un tubo de 1 a 1.2 cm de largo; estambres 10, de color amarillo pálido, insertos en 2

series en el cuello de la corola; ovario rudimentario; flores femeninas con pétalos

libres, gruesos, de color verde pálido, de 3 a 3.5 cm de largo y de hasta 4.5 cm en

flores más viejas, estambres ausentes; ovario súpero, verde, hinchado, de hasta 2 cm

de largo, formado de 5 carpelos unidos, cada carpelo con muchos óvulos; estilo

grueso, de hasta 5 mm de largo, con 5 estigmas de color verde pálido, ca. 1 cm de

largo, torcidos en espiral. Florece de noviembre a febrero, época en la que entran en

escena sus polinizadores: los insectos (Bullock, 1994).

15

Frutos. Baya carnosa, péndula, de hasta 15 x 7 cm, de color verde, ápice agudo, base

truncada, con 5 ángulos o alas laterales; al cortarse producen abundante exudado

cremoso pegajoso, y maduran de enero a abril7. Por lo grande y abombados que son

hacia abajo, y las costillas delgadas que forman hacia arriba, lo hacen semejar a un

bonete8 (Rojas, 1999), término del cual procede el nombre vernáculo del árbol. En

cuanto a las semillas, Moreno (1980) indica que son numerosas y ovoides, de 6 a 7 mm

de largo por 4 a 5 mm de ancho (en estado seco), con la esclarotesta moreno clara y

lisa.

Los conteos realizados durante los primeros cuatro años de esta investigación,

permiten inferir que cada fruto llega a producir en promedio 500 semillas, las cuales

muestran una viabilidad muy alta, cercana al 98%, aún después de seis meses de

haber sido separadas de la pulpa y sarcotesta, oreadas en sombra, y mantenidas en

oscuridad a 20°C. 2.1.1.1.3. Posición taxonómica De acuerdo con el Instituto Nacional de Biodiversidad (INBio, 1997), la jerarquía

taxonómica de esta especie es la siguiente:

Reino Plantae

Filo Magnoliophyta

Clase Magnoliopsida (Dicotiledónea)

Orden Violales

Familia Caricaceae

Género Jacaratia

Especie J. mexicana

Autor A. DC. (abreviación de su nombre)

Sinonimias: Carica mexicana (A. DC.) L.O. Williams, Leucopremna mexicana (A. DC.) Standl. y Pileus mexicanus (A. DC.) I.M. Johnst.) (Moreno, 1980; Missouri Botanical Garden, 2002). 7Periodo que al menos para las áreas de la vertiente del Atlántico recorridas más bien coincide con el indicado por Díaz-Luna y Lomelí-Sención (1997): Diciembre a julio. 8Prenda de varias hechuras y comúnmente de cuatro picos que era usada en la antigüedad por eclesiásticos, colegiados y graduados para cubrir y abrigar su cabeza.

16

2.1.1.1.4. Usos tradicionales, actuales y potenciales A pesar de la notable importancia utilitaria que estas selvas del trópico pueden tener

en cuanto a la apropiación de su flora regional se refiere (Cuadro 1), parece que

hasta el momento solo han logrado llamar la atención del hombre el henequén

(Agave fourcroydes Lem.), por la calidad textil de sus fibras y empleo rutinario en la

medicina tradicional), el linaloe (Bursera aloexylon [Schiede] Engl., por su madera

aromática muy justipreciada en artesanías, así como por la esencia que posee y

emplea para la fabricación de perfumes) y el cuachalalate (Amphipterygium

adstringens Schiede ex Schltdl), por las cualidades medicinales de su corteza y raíces,

y las comestibles del pedicelo alado de sus frutos (Rzedowski y Equihua, 1987; SARH,

1994).

Sin embargo y a pesar de que este bosque guarda sorprendentes secretos que poco

a poco se podrían ir descubriendo, como es el caso del tepescohuite (Mimosa

tenuiflora [Willd.] Poir.) de amplio uso medicinal (SARH, 1994) y alto potencial

forrajero (Barbosa, 1995), la acelerada desaparición e irreparable afectación que las

selvas secas sufren en la nación es indiscutiblemente lamentable.

Con relación a J. mexicana, y a pesar de que es una planta cuyo uso se reporta como

restringido, históricamente se le ha mencionado como medicinal (López y Xolalpa-

Molina, 1997), y no fue sino a partir de los inicios de la Colonización Española en

México (siglos XVI-XVII) que adquiere cierto estatus económicamente importante

junto con Guazuma ulmifolia, Psidium guajava, Pouteria sapota, Ehretia tinifolia,

Acrocomia mexicana, Annona sisalana, A. purpurea, A. reticulata, A. squamosa y

Byrsonima crassifolia, entre otras (Caballero, 1992). En el Cuadro 3 se consignan

algunas de las formas peculiares de uso que el hombre ha dado, y sigue procurando,

a esta caricácea.

17

Cuadro 3. Tipo de satisfactores que se han obtenido de Jacaratia mexicana en México.

Usos tradicionales

• Alimentarioa, c, i, j, l, o, p, r: El fruto tierno se utiliza como verdura (caldos y guisos), y cuando está en sazón se le asam para consumir de temporada. Las semillas de un fruto maduro se pueden saborear tostadask. La baya se utiliza para hacer dulces y conservasb. El tallo rayado, reducido a polvo y mezclado con la masa de maíz servía para el disfrute cotidiano y bienestar de los antiguos mayasn. Las tortillas así preparadas eran consideradas como un alimento con mayor aporte nutritivoh y, sin combinar, J. mexicana es un buen sustituto de la gramínea para preparar la masa y hacer las tortillasq. No obstante, es una costumbre que al parecer ha caído en desusoñ. En el México prehispánico las hojas eran utilizadas por los tlahuicas (en Guerrero) y los olmecas (en Oaxaca) para envolver la carne de los animales cazados y, con esto, conseguían ablandarlasg. Actualmente, el abundante látex que esta especie produce se sigue usando en la cocina para suavizar las carnese.

• Forrajerod: Las hojas, tallos y frutos son consumidos por equinos, bovinos y porcinosc, así como por los animales criados en el solar.

• Combustible: Para leñar. • Medicinalc: Los frutos se emplean como remedio casero en casos de estreñimiento, dolor

de cabeza y afecciones en los ojos producidas por las cataratasf (opacidad del cristalino o de sus membranas). Para el tratamiento de fuegos en la boca y afecciones de la piel que se relacionan con varios padecimientos dérmicos, donde está implicada una erupción cutánea; popularmente se le emplea en el trato de tlacotes, nacidos, granos enterrados y salpullido, entre otros, cuyas causas pueden ser picaduras de insectos, alimentos en mal estado, aireo o enfriamientos. Se reportan propiedades antihelmínticas en el látex de J. mexicana, por la mexicaína contenidab (o sea, como agente que expulsa o destruye los gusanos intestinales, ya sean áscaris, oxiuros o tenias), y se le administra como remedio para la dispepsia.

• Esta planta es protegida en huertos familiaresm y en parajes naturales donde los frutos recolectados son para autoconsumo, o bien se les vende en los mercados locales y regionales.

Usos potenciales

Farmacéutico-industriales: En virtud de que el fruto y las hojas contienen látex con gran actividad proteolítica (proteasa aislada llamada mexicaína), superior a la de la papaína de Carica papaya, sus proteinasas pueden ser utilizadas en la industria alimentaria, cervecera y textil, entre otrasg. Fuente: Modificada y adaptada de Zulueta et al., (1998). En el presente estudio se añadieron los siguientes autores: aRamírez (1991), bGallardo et al., (1992), cFlores y Acosta (1998), dAvendaño y Sánchez (1999), eRojas (1999), fFlores et al., (1997), gCortés y Briones (1991), hDIF (1992), iLópez y Xolalpa-Molina (1997), jVázquez y Cuevas (1995), kPennington y Sarukhán (1998), lBenavides (1995), mHerrera (1994), nMoreno (1980), ñDíaz-Luna y Lomelí Sención (1997), oSouza (1935), pSouza (1945), qBarrera et al., (1977), y rCastillo-Campos et al., (1997).

18

2.1.1.1.5. Estatus actual Nieves (1995) considera a J. mexicana un espécimen vulnerable a la desaparición

debido precisamente a la elevada tasa anualizada de devastación de su hábitat, así

como a su casi nula reproducción natural.

En el Cuadro 4 se apuntan algunos factores a los que se atribuye mantener a esta

especie al borde de la extinción. Con relación al primero de los puntos asentados

Bullock (1981) asevera que la fecundidad en J. mexicana no depende tanto de su

tamaño, sino más bien de su éxito en la polinización y acumulación de nutrimentos.

Cuadro 4. Factores que favorecen la erosión genética en Jacaratia mexicana. • J. mexicana necesita varias polinizaciones para lograr la producción máxima de

semillas, lo cual frecuentemente no sucede (Nieves, 1995). Al respecto Mack (1997) afirma que si hay una baja densidad de individuos dioicos en un fragmento de selva, como a menudo ocurre con esta especie, hay una probabilidad alta que la polinización no se lleve a cabo.

• Meave y Kellman (1994) han sugerido que la fragmentación puede tener un efecto nocivo en las plantas dioicas (J. mexicana tiene flores imperfectas. O sea, flores masculinas y femeninas en diferentes individuos), separación de sexos al parecer desventajosa en hábitats aislados.

• Ampliación de la frontera agrícola y ciclos agrícolas de uso intensivo que directa o indirectamente se convierten en factores de deterioro y destrucción de los ecosistemas tropicales.

• Disturbios antropogénicos tales como obtención de leña, fuego y apertura de áreas destinadas para la ganadería (Murphy y Lugo, 1986; Trejo y Dirzo, 2000).

De la misma forma Baker (1976) considera que la actividad de insectos pequeños

como vectores (p. ej. mosquitos, moscas y trips) suele ser mejor para una flor

pistilada, a diferencia del daño que a sus estructuras femeninas florales pudieren

llegarle a inferir otros de porte mayor como serían las abejas y las mariposas.

Además, las observaciones hechas durante la recolección de frutos de J. mexicana

(1998-2001) en diversos parajes de SBC localizados en el estado de Veracruz

19

consienten la formación de conjeturas relacionadas con el impacto real que la

herbivoría pudiese tener durante la fase inicial de establecimiento de sus plántulas en

general, así como en la particular sobrevivencia de las mismas en estadios

posteriores.

2.2. Diversidad de los hongos formadores de micorriza arbuscular en los

ecosistemas terrestres A pesar de que la compatibilidad mostrada entre las plantas y los HMA a través del

tiempo encuentra fuertes evidencias evolutivas que la convierten en un fenómeno

interactivo de índole ancestral (Pirozynski y Malloch, 1975; Koske et al., 1985;

Pankow et al., 1991 a; Gianinazzi-Pearson, 1996) que se remonta a más de 400

millones de años (Remy et al., 1994; Dodd et al., 1996; Parniske, 2000; Redecker et

al., 2000 b; Franken y Requena, 2001) y fue utilizado como un instrumento eficaz

para poblar la superficie terrestre (Fitter, 1985; Simon et al., 1993; Selosse y Le

Tacon, 1998; St. John, 2000; Heckman et al., 2001; Redecker, 2002), aún hace falta

precisar el papel de estas asociaciones en los diversos ecosistemas que conforman el

planeta.

Basándose en estudios realizados sobre la filogenia e historia evolutivo-interactiva de

los HMA9 con las plantas primigenias, Kenrick y Crane (1997) y Redecker et al., (2000

a; 2000 b) deducen que los hongos micorrizógenos ancestrales -que probablemente

pertenecieron al género Glomus (Simon et al., 1993)- aparecieron hace unos 480 a

460 millones de años, en el período Ordovícico de la Era Paleozoica inferior10, junto

9 Denominación que Walker (1992) y St. John (2000) asumen más apropiada de utilizar en atención a que las vesículas no son estructuras universales en las colonizaciones formadas por los hongos Glomales, pero que a veces sigue siendo referida en la literatura como vesículo-arbuscular (Fitter y Moyersoen, 1996). 10 Aunque todavía son de suma importancia los fósiles encontrados por Stubblefield et al., (1987) en los estratos Triásicos de la Antártica (Era Mesozoica) porque muestran a los arbúsculos perfectamente estructurados y organizados, tal y como ahora se conocen.

20

con las plantas vasculares más viejas que se establecieron sobre la superficie

terrestre: las Psilophytales (Butler, 1939).

Si este binomio ha evolucionado desde entonces para formar una valiosa simbiosis

(Fries et al., 1997; Barker et al., 1998) que por lo general es positiva (Lewis, 1973) y

se le considera cosmopolita (Abbott y Gazey, 1994; Jackson y Taylor, 1996), resulta

pertinente asentar que los patrones de diversidad en todos los niveles

organizacionales evocan un equilibrio paulatino y coevolución de los micobiontes y su

pareja vegetal que les confiere una alta probabilidad de sobrevivir a través del tiempo

geológico y del espacio (Morton et al., 1995; Barker et al., 2002).

Si bien en la actualidad se estima que existen cerca de 150 especies de HMA

descritas en todo el mundo (Walker, 1992), muy poca es la información relacionada

con su riqueza y abundancia en la mayor parte de los ecosistemas naturales

(Brundrett y Abbott, 1995). Sin embargo evidencias obtenidas a partir de estudios

morfológicos de las esporas permiten inferir la posibilidad de encontrar entre 5 y 20

especies diferentes en una determinada comunidad (Sanders et al., 1996).

En México la diversidad taxonómica de los HMA ha sido pobremente estudiada, y por

ello únicamente se conocen 44 especies de hongos registrados más que nada de

sistemas agrícolas (establecidos en 11 estados de nuestro territorio nacional), de las

cuales solo siete de ellas han sido citadas de ambientes naturales (Varela y Trejo,

2001).

Asimismo las mencionadas autoras apuntan que en la SBC se ha reportado Glomus

gerdemanii Rose, Daniels & Trappe G. glomerulatum Sieverding y G. magnicaule Hall

para Jalisco, y G. intraradices Schenck & Smith para Jalisco y Tlaxcala. Por tal motivo,

y sobre todo porque los ecosistemas del trópico seco están siendo transformados de

manera alarmante, urge se intensifique la exploración taxonómica de sus HMA.

21

En dicho tenor Morton et al., (1995) sugieren efectuar la identificación precisa de las

especies de HMA para definir su composición a escala regional o local, y Ohtonen et

al., (1997) consignan la imperiosa necesidad de conocer y describir la diversidad

biológica de los suelos, toda vez que las comunidades de macro y microorganismos

que los conforman son elementales en el funcionamiento de casi todos los

ecosistemas (van der Heijden et al., 1998 a). 2.3. Función de los hongos formadores de micorriza arbuscular en las

comunidades vegetales Aunque al parecer todavía se carece de una definición clara del término micorriza,

Fitter y Moyersoen (1996) y Slezack et al., (1999) se concretan a considerar que esta

es una interacción biotrófica ante todo sostenible, y no patogénica, entre un hongo y

una raíz.

Del mismo modo, se hacen estudios cada vez más minuciosos para esclarecer si bajo

condiciones apropiadas ocurre una asociación preferencial entre ciertos HMA y sus

hospederos (Sylvia, 1988; Sieverding, 1989; Peterson y Farquhar, 1994) donde la

unión se regule recíproca y herméticamente tanto a niveles estructurales como

fisiológicos (Ruiz-Lozano et al., 1995; Kapulnik et al., 1996).

Por el momento autores como Schüepp et al., (1994), Killing y Jacobsen (1998) y

Bidartondo et al., (2002) aseguran que dichos endosimbiontes son capaces de

asociarse con gran cantidad de plantas (entre 225,000 y 240,000 según Law y Lewis

[1983] y Bonfante y Perotto [1995]), situación que en la mayoría de los casos

representa su estado natural de crecimiento en un suelo donde las raíces no tienen la

plasticidad morfológica requerida para la absorción discreta de los nutrimentos

disponibles (Tibbett, 2000).

A pesar de que ciertas especies de HMA son eficaces al asociarse con un hospedero

en particular (St. John, 1996 a; del Val et al., 1999; Boucher et al., 1999). Autores

22

como Richardson et al., (2000) indican que de existir dicha cualidad hospedero-

preferencial muy pocas serían las plantas comprometidas en una relación micorrízica

donde sus socios fúngicos fuesen realmente específicos.

Si bien es cierto que ha progresado el conocimiento sobre algunos de los mecanismos

que regulan la acción recíproca entre ambos socios durante la simbiosis (Gianinazzi y

Gianinazzi-Pearson, 1994; Solaiman et al., 1999; Toro et al., 2000; Ruiz-Lozano y

Azcón, 2000), las evidencias disponibles son más que suficientes para concluir que a

pesar de la indiscutible complejidad del fenómeno y del alto costo energético que la

asociación representa para la planta, esta parece tener carácter mutualista en la

mayoría de las ocasiones (Lewis, 1973; Fitter, 1991; Chacón y Cuenca, 1993;

Harrison et al., 1999; Eom et al., 1999; Herre et al., 1999), pues en muchos de los

ecosistemas terrestres y en una amplia variedad de hábitats predominan las plantas

micotróficas (Brundrett, 1991; Brundrett y Abbott, 1991; St. John, 1996 b).

Para Fitter (1989, 1991), Gianinazzi-Pearson et al., (1994) y Hodge et al., (2000) los

hongos micorrizógenos más comunes en casi todas las zonas climáticas del mundo

son los arbusculares, opinión compartida por Lingua et al., (1999) al aseverar que

este tipo de micorriza se encuentra ampliamente reconocida en la colonización radical

de infinidad de plantas con las cuales forman una relación simbiótica tan íntima que,

al ser mantenida en la naturaleza por al menos 90% de sus componentes (Fontana,

1998; Perry et al., 1989; Bagyaraj, 1991; Lanfranco et al., 1997; Schachtman et al.,

1998; Sahai, 1999; Tsimilli-Michael et al., 2000; Diouf et al., 2003), es improbable

que no participen dentro de los procesos funcionales de una comunidad (Fitter, 1989;

St. John, 1998; 2000).

La literatura científico-especializada reporta que los efectos de esta asociación

mutualista en la fase de crecimiento vegetativo y reproductivo de las plantas son

múltiples (Stanley et al., 1993; Lu y Koide, 1994).

23

Así se ha concluido que el micelio hifal de los HMA no solo interviene en la agregación

de las partículas del suelo11 (Douds y Millner, 1999; St. John, 2000; Miller y Jastrow,

2000) y la funcionalidad de los ecosistemas terrestres (Sanders y Fitter, 1992 a; Ewel,

1987; Franken y Requena, 2001), sino también en la adquisición más apropiada de

agua y nutrimentos12 de algunos de sus componentes florísticos (Marschner y Dell,

1994; Klopatek 1995, Smith y Read, 1997; Lapointe y Molard, 1997; Dickson et al.,

1999 a).

La simbiosis puede llegar a conferir a las plantas tolerancia a la sequía13 (Safir et al.,

1971; Sylvia y Williams, 1992; Sylvia et al., 1993 b; Ruiz-Lozano et al., 1995; Cruz et

al., 2000) y a la salinidad (Bagyaraj y Varma, 1995; Ruiz-Lozano y Azcón, 2000),

protección contra herviboría (Janos, 1980 a; Pedersen y Sylvia, 1997; Gange y

Bower, 1997; Gange y Brown, 2001), iones tóxicos (Garbaye, 1991; Read, 1991;

Dugassa et al., 1996) y ataque de agentes patógenos del suelo (Trufem y Bononi,

1985; Caron et al., 1986; Nilsson et al., 1995; Torres-Barragán et al., 1996; Norman et al.,

1996; Sylvia, 1999; Elsen et al., 2001; Larsen y Bødker, 2001; Forge et al., 2001).

Del mismo modo se ha demostrado que al formarse la micorriza se reduce en un alto

grado el estrés ambiental que predispone a la planta a las enfermedades (Allen,

1982; Fitter, 1989; Azcón-Aguilar y Barea, 1997; Bratek et al., 2002), se modifica el

nivel endógeno de las fitohormonas relacionadas con el crecimiento vegetal (Hetrick,

1991; Hirsch et al., 1997; Solaiman e Hirata, 1997) y se adecua la capacidad

fotosintética del hospedero para satisfacer la demanda de carbono que existe al

11 Donde la glomalina que el sistema hifal produce une a las partículas minerales entre sí y a las raíces para mantener la estructura de los suelos (Wright y Upadhyaya, 1998; St. John, 1998; Rillig et al., 2001). De acuerdo con Tisdall (1994), una hifa micorrízica es virtualmente estabilizadora de microagregados cuando su diámetro es > 250 µm. 12 Más que nada los poco móviles (Gianinazzi-Pearson y Azcón-Aguilar, 1991; Guo et al., 1996; Ortas et al., 1996; Hinsinger, 2001; Ferrol et al., 2002) o de lenta difusión en los suelos (George et al., 1992). 13 La cual es inducida por la especial absorción de fósforo (P) que efectúan las plantas micorrizadas (Huang et al. 1985; Nelsen 1987).

24

asociarse con estos hongos (Kucey y Paul, 1982; Dighton y Mason, 1985; Graham et

al., 1991; Louche-Tessandier et al., 1999).

A pesar de lo asentado con antelación, Francis y Read (1995) y Franken y Requena

(2001) hacen notar que expertos en la biología de estos micobiontes reconocen la

presencia de circunstancias especiales donde no existen obvios beneficios para uno

de los socios, contexto que se ha observado cuando: 1) Las plantas se encuentran

demasiado colonizadas (Gange y Ayres, 1999)14, 2) La interacción ocurre en suelos

fértiles (Kiernan et al., 1983; Frey y Ellis, 1997) o cuando los niveles de P son altos

(Graham y Abbott, 2000; Sylvia et al., 2001; Parádi et al., 2002), 3) Los hongos micorrizógenos

reciben pocas retribuciones energéticas tras asociarse con raíces de plantas cloróticas

(Leake, 1994), o 4) El costo-beneficio de la simbiosis se haya desequilibrado, tal y

como ocurre en la mayoría de los suelos tóxicos (Enkhtuya et al., 2000).

Por ello Francis y Read (1995), Berta et al., (1995) y Feldmann et al., (1998) denotan

la conveniencia de detectar la influencia real o potencial de los HMA en la

morfogenesis y/o en las respuestas fisiológicas de las plantas.

En este tenor resulta conveniente recordar las observaciones de Lambert et al.,

(1980); las de George et al., (1994), Ravnskov y Jakobsen (1995), del Val et al.,

(1999), Rajan et al., (2000) y Siqueira y Saggin-Júnior (2001); y las de Blanco y Salas

(1997) y Bethlenfalvay et al., (1999), ya que para los primeros la eficiencia neta del

provecho que las plantas logran obtener en una asociación con cierto tipo de HMA

depende de un conjunto particular de condiciones edáficas y ambientales; para los

segundos la eficiencia del micobionte puede variar de acuerdo con la interacción

entre ambos factores con un determinado huésped, y para los terceros la repuesta de

14 Esto en virtud de que algunos autores han propuesto que la relación entre el beneficio de la planta y la colonización de los HMA sigue una función curvilínea (Gange y Ayres, 1999), pero que de ninguna manera puede ser acogida como una regla (Hurst et al., 2002).

25

las plantas a los HMA puede ser influida por la micro y macrobiota del suelo con las

cuales interactúa el micelio de los endosimbiontes.

En consecuencia y sin contradecir que una simbiósis micorrizógena puede

conexionarse con los factores citados (Watkinson, 1998; Zangaro et al., 2000) o la

combinación de estos durante el desarrollo de las plantas (Grime et al., 1987),

Johnson et al., (1992 a) y Francis y Read (1995) consideran extraordinario que la

asociación conlleve algún efecto benéfico en las plantas que, tal y como se indicó

previamente, no puede calificarse como un hecho consumado (Francis y Read, 1994;

McGonigle y Miller, 2000).

Las evidencias hasta ahora conocidas sugieren que la biotrofía entre los hongos y las

plantas no solo influye sobre la capacidad nutricia (competitividad) de la hospedera

(Gange et al., 1990; Wilson y Hartnett, 1997; Maldonado-Mendoza y Harrison, 1999;

Freckleton y Watkinson, 2000; Sylvia et al., 2001) y la funcionalidad de los

ecosistemas (Molina et al., 1992; St. John, 1996 a), sino también incidir en la

diversidad biológica de la comunidad vegetal (Helgason et al., 1998; van der Heijden

et al., 1998 b; Eriksson, 2001; Bever, 2002).

La simbiosis micorrizógena establecida en ocasiones es tan estrecha e íntima que en

un momento dado pudiere ser referida en términos de especificidad ecológica o

compatibilidad funcional entre diferentes especies de plantas y HMA (Tommerup,

1988; McGonigle y Fitter, 1990; Read, 1998; Smith et al., 2000), o bien contrastar

con los reportes donde se asevera que más bien son las primeras las que determinan

la composición y actividad de los segundos (Johnson et al., 1992 b; Wardle et al., 1997).

2.3.1. Trascendencia de los estudios ecológicos en una asociación

endomicorrízica La importancia ecológica de la micorriza arbuscular está avalada más que nada por su

presencia en prácticamente todos los climas y suelos de la tierra, donde el

26

funcionamiento adecuado de cada ecosistema en gran medida depende de la

actividad microbiana que en ellos se verifica (Srivastava, 1992; St. John, 2000).

De esta manera no solo el ciclo biogeoquímico de los nutrimentos es propulsado por

los microorganismos, sino que además los componentes microbióticos del suelo

protagonizan diversas acciones que la mayor parte de las veces producen beneficios

para las plantas con las que se asocian (Höflich et al., 1994; Goverde et al., 2000).

La simbiosis mutualista establecida con los HMA del suelo usualmente involucra la

colonización biotrófica de una raíz de la cual, poco a poco y sin causar daño alguno a

la planta huésped, llegan a ser fisiológica y morfológicamente parte integrante,

(Carneiro et al., 1998; Rausch et al., 2001).

Así el micelio externo, desarrollado y funcionando a modo de sistema radical

complementario y altamente eficaz (Pfeffer et al., 1999), incrementa el volumen total

de suelo explorado (Bentivenga et al., 1997; Xavier y Germida, 1999) a tal grado que

se le considera como la parte metabólicamente más activa de absorción de las

plantas (Kling y Jakobsen, 1998). Sin embargo en reciprocidad el heterótrofo

requerirá de un intercambio permanente de señales (Gianinazzi-Pearson, 1996;

Vierheilig et al., 1998), del suministro continuado de nutrimentos y energía (Valentine

et al., 2001) y de un nicho ecológico protegido e ideal dentro de la raíz hospedera

para que el micobionte pueda desempeñar debidamente su función (Vierheilig et al.,

2000 a).

Para Pankow et al., (1991 a) la importancia ecológica de las micorrizas radica más

que nada en la función que las mismas deben tener en las etapas finales de una

sucesión al intervenir en el ciclaje de los nutrimentos y prevenir la pérdida de

recursos dentro de un ecosistema que, hasta antes de alcanzar su clímax, se

encuentra en vías de crear, controlar y estabilizar sus propias condiciones

microclimáticas y edáficas (Pankow et al., 1991 b).

27

Es precisamente dentro de las fases terminales de la sucesión donde la mayor parte

de los recursos disponibles en un ecosistema se han incorporado en la biomasa y, por

lo tanto, los recursos restantes serán usados principalmente para el mantenimiento y

la protección de las perturbaciones (Loreau et al., 2002).

De ahí la pertinencia en resaltar que el principal significado ecológico de la simbiosis

micorrízica radica en salvaguardar la dinámica funcional del ecosistema (Pankow et

al., 1991 b), papel que por su naturaleza interactiva (factores bióticos, abióticos,

tiempo y espacio) es compleja de valorar (Titus y Leps, 2000).

2.3.1.1. Relación entre los hongos formadores de micorriza arbuscular y

las especies forestales En cuanto a la adaptabilidad ambiental se refiere los HMA se caracterizan por su

amplia distribución y gran plasticidad para el uso de los recursos disponibles, de tal

forma que especies fúngicas similares pueden encontrarse en parajes donde el clima,

la vegetación y el tipo de suelo son distintos (Rosendahl y Sen, 1994; Sanders et al.,

1996). Asimismo es indudable que las asociaciones micorrízicas ahí presentes juegan

un papel crucial tanto en la nutrición mineral de las especies forestales, como en los

mecanismos de conservación de los elementos biogeoquímicos de los ecosistemas

(Redhead, 1980; Janos, 1983).

Por tal motivo no debe causar extrañeza que las plantas tiendan a mostrar una

variada gama de habilidades [o estrategias ecofisiológicas] que con frecuencia les

permiten asociarse con aquellos hongos de la rizósfera que de una u otra manera les

son útiles, y por esta razón se ha sugerido que la composición de una comunidad

vegetal puede hallarse estrechamente relacionada e influida por los hongos

micorrizógenos presentes en un ecosistema (Janos, 1980 a; Newsham et al., 1995 a),

los cuales en un momento dado pudieren llegar a mostrar una colonización

preferencial hacia un hospedero (Bever et al., 1996; Douds y Millner, 1999), y por

28

eso la magnitud en la cual este se beneficia depende de las especies fúngicas

involucradas en la simbiosis (Miller et al., 1987; Boerner, 1992; Hodge, 2000).

Así el efecto de la micorriza sobre la capacidad competitiva de una planta en las

distintas etapas cronosecuenciales de una sucesión puede ser determinante (Janos,

1980 b; Gange et al., 1993; Tisserant et al., 1998; Titus y del Moral, 1998).

2.3.1.2. Interactividad entre los hongos formadores de micorriza

arbuscular y las plantas tropicales De acuerdo con Janos (1980 b; 1983), Pritchett y Fisher (1987) y Zangaro et al.,

(2000), los HMA juegan un destacado papel en el proceso de sucesión natural de los

biomas tropicales al participar en el establecimiento de especies vegetales donde los

suelos presentan una fertilidad y disponibilidad de fósforo (P) bajas (Diop et al.,

1994; Newsham et al., 1995 b).

Aun cuando las condiciones ambientales y de compleja adaptabilidad son reinantes

en el trópico (Toledo, 1976; García, 1976) y la baja disponibilidad de nutrimentos en

sus suelos favorece el establecimiento de una simbiosis micorrizógena (Pritchett y

Fisher, 1987), el patrón para formar asociaciones especializadas con determinados

HMA podría considerarse las más de las veces raro (Molina et al., 1992; Cannell et al.,

1997; 1998).

De esta manera las especies de esas áreas boscosas que son susceptibles a la

colonización y dependen de la la formación de micorrizas para su crecimiento

adecuado mejoran el funcionamiento de su sistema radical (Barker et al., 1998;

Moyersoen et al., 2001; van der Heijden y Kuyper, 2001) y la habilidad para adquirir

sus nutrimentos (Janos, 1983).

Así la presencia de los HMA parece ser crucial para el incremento de la biomasa

(Howeler et al., 1987; Burgess et al., 1994; Toro et al., 1997; Munyanziza et al.,

29

1997) y el mantenimiento de los más altos índices de diversidad en bosques

tropicales no perturbados (Lodge et al., 1996 b), lo cual es una realidad apreciable en

todo el mundo (Malloch et al., 1980; Ortega, 2001).

Sin embargo las plantas que son micótrofas obligadas dependen del suministro de

productos derivados de la fotosíntesis (carbohidratos) para conservar una apropiada

simbiosis micorrízica (Lesica y Antibus, 1990; Rivas y Warner, 2000; Zangaro et al.,

2000), de tal modo que el costo energético de la mutualidad a menudo se convierte

en un requerimiento ineludible para la planta huésped (Brundrett, 2002).

Mas en opinión de Kitajima y Fenner (2000) y Hurst et al., (2002), hay veces que las

plántulas en la sombra dependen más de las bajas concentraciones de P en el suelo y

de su adecuado suministro para su sobrevivencia, en comparación con la irradiación

requerida para concretar su fotomorfogénesis (Aphalo y Lehto, 1997).

Janos (1980 a) afirma que mientras las especies arbóreas del nivel emergente y del

dosel de un bosque maduro tienden a ser obligadamente micotróficas15, muchas de

las especies vegetales pioneras y de las etapas sucesionales tempranas son

facultativamente micotróficas o no micorrízicas y, por lo tanto, su establecimiento es

más exitoso donde el disturbio fue suficiente para eliminar o reducir la presencia de

los HMA en el suelo (Francis y Read, 1995).

En dicho tenor Janos (1980 a; 1983) considera que las especies tropicales leñosas

fuertemente dependientes de los HMA con regularidad despliegan un formidable

sistema radical que aumenta al máximo sus probabilidades de hospedar al

micosimbionte y de esta manera sobrevivir. Por ello tal comportamiento casi siempre

estará concatenado con la etapa sucesional, la composición de especies vegetales y

15 Individuos cuya presencia depende de su interacción con los HMA, sin los cuales no es capaz de crecer (Janos, 1984). Además, se considera una condición natural que fortifica la dominación hegemónica de la(s) especie(s) (Hartnett y Wilson, 1999).

30

susceptibilidad de sus raíces a la colonización, así como el tipo de suelo donde se

encuentre establecida la vegetación (Johnson et al., 1992 b; Zangaro et al., 2000).

Con referencia al factor edáfico, Moyersoen (1993) opina que la variación horizontal y

vertical de sus propiedades delimita la distribución espacial de los HMA, de tal

manera que a juicio de Janos (1983), Allen (1996 a) y Moyersoen et al., (2001) en

una comunidad forestal del trópico podrán dominar los individuos preferencialmente

micotróficos o no micotróficos en función a la disponibilidad de propágulos nativos

(esporas y fragmentos de raíces colonizadas), así como al tipo de especímenes

vegetales dominantes en cada paraje y etapa seral (Brown, 1999).

Mas dicha disponibilidad no necesariamente se concatena con una alta diversidad de

hongos MA, tal y como lo demostró Janos (1975) al evaluar la importancia de la

micotrofía en 28 especies tropicales del noroeste de Costa Rica (Estación

Experimental La Selva) donde a pesar de reconocer la coexistencia de solo 4 especies

de hongos MA -en el inóculo de cacaotal usado- estos fueron capaces de interactuar

con 24 hospederas pertenecientes a 16 familias botánicas (Janos, 1980 a).

Lo denotado no se aparta mucho de los hallazgos de Carrillo et al., (2000) quienes en

sus recolecciones de suelo y rizósfera asociada a palmas tropicales de una zona

natural del estado de Quintana Roo, México, con marcada estacionalidad encontraron

seis especies de HMA en Bactris balanoidea (Acaulospora scrobiculata, Glomus

geosporum, Scutellospora sp., Gigaspora margarita, Glomus sp. 1 y Glomus sp. 2),

dos en B. mexicana (Acaulospora scrobiculata, Glomus sp. 1 y Glomus sp. 2) y dos en

Desmoncus quasillarius (Acaulospora scrobiculata yGlomus geosporum).

2.3.1.3. Importancia ecológica de los hongos formadores de micorriza

arbuscular en el trópico seco Junto al proceso evolutivo que las especies vegetales han debido sortear para tolerar

las contrastantes condiciones ambientales relacionadas con la desigual distribución de

31

la precipitación y reserva de humedad en los ecosistemas del trópico seco a lo largo

del año (Trejo, 1995; 1999; Gerhardt, 1996), destacan las estrategias de

sobrevivencia implementadas por los HMA.

La pronunciada estacionalidad climática16 y carencia de nutrimentos del suelo

prevaleciente en la SBC actúan como factores que limitan el crecimiento continuo de

este tipo de vegetación (Murphy y Lugo, 1986; Moyersoen, 1993; Campo et al., 1998;

Rincón et al., 1999) y restringen tanto su productividad primaria neta como el

establecimiento de las plántulas al inicio de la temporada de lluvias (Huante et al.,

1993; Pennington et al., 2000).

De la misma forma los factores de impacto mencionados influyen sobre la

dependencia micorrízica y el tipo de asociación simbiótica que pudiere predominar en

ese hábitat (Janos, 1983), donde el agua se torna en un firme controlador de la

proliferación radicular (Kavanagh y Kellman, 1992) y la eficiencia de los HMA (Allen y

Allen, 1986).

Además cuando un sitio es invadido por especies pioneras, en un momento dado

estas pueden ser no micorrízicas ya que debido a su transitoria estancia en el paraje

parecen prescindir de la asociación con cualquier tipo de HMA17, condición que

obviamente dependerá de la intensidad del disturbio (Francis y Read, 1995) y, con

seguridad, no es la misma cuando la masa arbolada ha iniciado su progresión hacia

una condición sucesional climáxica (Janos, 1983).

En sí la dinámica micorrízico-interactiva que les permite soportar la sequía y las altas

temperaturas fue descrita con bastante propiedad por Janos (1980 b) y recién

16 Periodos prolongados de sequía en los que el suelo puede no presentar agua de disponibilidad inmediata en sus capas superiores (≤ 200 cm) (Kavanagh y Kellman, 1992). 17 Donde la red hifal y senescente sistema radical micorrizado es primordial en suelos con poco disturbio (Jasper et al., 1989; Klironomos et al., 1993) pero insignificante cuando la actividad antrópica es intensa (McGee et al., 1997; Nehl et al.,1999).

32

confirmada por Huante et al., (1993) y Rincón et al., (1999) al concluir que los HMA

realmente son importantes para el crecimiento y desarrollo de las especies arbóreas

tropicales de la selva baja. Gerhardt (1996) destaca su participación en la adquisición

de humedad y nutrimentos durante la estación seca, los cuales son determinantes

para la supervivencia de las plántulas que se encuentran cobijadas bajo un dosel de

copas (Gerhardt, 1998), y Huante et al., (1993) enfatizan su desempeño en las

etapas serales tardías de la sucesión.

2.4. Los hongos formadores de micorriza arbuscular en la familia

Caricaceae La familia Caricaceae está distribuida en los trópicos de América y África (Olson,

2002). Comprende cuatro géneros y alrededor de 37 especies, de los cuales tres son

americanos (Jarilla, Carica y Jacaratia) y se encuentran representados en México por

8 especies (Díaz-Luna y Lomelí-Sención, 1997).

Aunque de las especies mexicanas solo los frutos de Carica cnidoscoloides Lorence &

R. Torres no son comestibles (Díaz-Luna y Lomelí-Sención, 1997), parece ser que en

la actualidad únicamente tienen importancia económica las bayas producidas por las

diferentes variedades hortícolas de Carica papaya L. (Samson, 1986) y/o por la

papaína industrializable que procede del secado del látex (Peres et al., 2000; CGCOF,

2000), si bien otros miembros de la familia son fuente tradicional de enzimas

proteolíticas (Tookey y Gentry, 1969; Soriano et al., 1975; Inei-Shizukawa et al.,

1976; Cortés y Briones, 1991; Glibota et al., 2000).

Al sobresalir el cultivo de C. papaya en nuestro país (ASERCA, 1999) y en la mayor

parte de las zonas tropicales del mundo donde el área para la producción potencial

aún es vasto (Morton, 1987), es obvio que el grueso de las indagaciones científicas y

biotecnológicas se han centrado en el estudio integral de su comportamiento

33

agronómico (Mortensen y Bullard, 1970), donde se incluyen aspectos relacionados

con la inoculación micorrízica.

Finalmente, y de entre la insuficiente información donde reportan la incidencia de

colonización endomicorrízica en especies arbóreas nativas del trópico estacional,

Zangaro et al., (2002) revelan la ausencia de estructuras micorrízicas en Jacaratia

spinosa (Aubl.) A. DC. (Caricaceae) en las etapas iniciales de la sucesión progresiva

dentro del área semidecídua del Parque Estadual Mata dos Godoy en Londina, Puerto

Rico, donde se le cataloga como un espécimen secundario tardío y climáxico.

2.4.1. Relación de los hongos formadores de micorriza arbuscular con

Carica papaya A principios de los 70´s existían muy pocas referencias acerca del efecto que los HMA

pudieran tener sobre el comportamiento del papayo (Carica papaya L.) en vivero y

campo (Wilhelm, 1973). En América tropical es considerada como una de las especies

nativas más importantes de su familia botánica (junto con C. pubescens Linne &

Koch) dado el aprecio que el hombre ha tenido por consumir su fruto (Ricker y Daly,

1998; Cruz et al., 2000).

El interés por estudiar el comportamiento de los endófitos en hospederos de zonas

tropicales fue posterior al emprendido en los países templados (Taylor et al., 1999), y

hasta el momento se ha reconocido que la micotrofía de innumerables especies

vegetales es muy común con los HMA (St. John, 1980; Carneiro et al., 1998; Siqueira

et al., 1998; Rajan et al., 2000; Siqueira y Saggin-Júnior, 2001).

Muchas de ellas son de importancia económica (Khasa et al., 1992), entre ellas la

papaya (Jaizme-Vega y Azcón, 1995).

34

De esta manera no solo se ve favorecido su crecimiento y desarrollo (Jaizme-Vega y

Azcón, 1995), sino también se incrementan enormemente sus posibilidades de

sobrevivencia bajo condiciones de estrés ambiental (Janos, 1980 a; Siqueira y

Saggin-Júnior, 1995). Sobre todo porque la capacidad del micelio formado en la

micorrización puede contravenir serios daños en las plantas cuando el agua del suelo

no puede ser absorbida por sus raíces, o bien esta no es de disponibilidad

inmediata (Janos, 1980 a; Wang, 1996; Cruz et al., 2000).

Por otro lado y aun cuando en las raíces de C. papaya se ha determinado la

existencia de aceites de mostaza estos no limitan que los HMA formen sus apresorios

y las colonicen, cosa que en la familia Brassicaceae no sucede debido a la aparente

liberación de mirosinasa (Tester et al., 1987), una enzima presente en al menos otras

15 familias más [Rodman, 1991 a; Rodman et al., 1998]) que se relaciona con

diversas actividades biológicas y de propiedades bioquímico-toxicológicas (sistema

mirosinasa-glucosinolato) aún debatibles hoy en día (Rodman, 1991 b; Bones y

Rossiter, 1996; Visvalingam et al., 1998; Bridges et al., 2002).

Entre las investigaciones realizadas para evaluar el comportamiento de la

endomicorriza arbuscular en el manejo agronómico de este frutal se citan las

siguientes:

Ramirez et al., (1975) indican que tras haber evaluado la respuesta del papayo a la

inoculación con HMA (Gigaspora calospora y Glomus macrocarpus) la asociación

simbiótica se estableció después de 28 días sin poderse apreciar diferencias de

crecimiento en altura a los 30, misma que tras 40 días después de la inoculación (ddi)

fue significativa en el suelo fertilizado con 10 mL semanales de la solución nutritiva

de Hoagland.

Un comportamiento similar reportan Lara et al., (1998) en papayo tipo Cera y

variedad Maradol roja a 40 días de haber realizado su respectiva inoculación con el

35

consorcio nativo RIN-1 y MTZ-1, respuesta que disminuyó hasta en 20 días el tiempo

necesario para ser trasplantables a campo.

Alarcón et al., (2002) apreciaron que el efecto de Glomus claroideum en el área foliar

de C. papaya cultivar (cv.) Maradol roja superó a la registrada en las plantas testigo,

favoreció la actividad enzimática de la fosfatasa ácida soluble y extractable en la raíz,

e incrementó 3.4 veces la población de Azospirillum brasilense cepa VS-7 (una

rizobacteria promotora del crecimiento vegetal) en la rizósfera.

Jaen y Ferrera-Cerrato (1989) ya habían hecho importantes observaciones en

ensayos efectuados con 19 cepas de HMA, y enfatizan que al inocular el cultivar (cv.)

tipo Cera con Glomus sp. Zac-19 y al tipo Solo con Glomus sp. Zac-6 la respuesta fue

como si se les hubiese fertilizado con 15-10-10 kg ha-1 de nitrógeno (N), P y potasio

(K).

Padma y Randasamy (1990) lograron cuantificar que las necesidades de P llegaron a

disminuir en alrededor del 75% de la dosis óptima recomendada para este cultivo,

cuando el fertilizante fosfatado se mezcló con un inóculo micorrízico formado por

Glomus mosseae, G. fasciculatum y Gigaspora margarita. Mohandas (1992) observó

una respuesta similar en invernadero al inocular plántulas de papayo (Carica papaya

cv. Coorg Honey Dew) con G. mosseae y G. fasciculatum.

Por otra parte Mamatha et al., (2002) concluyen que sus resultados de campo

demuestran que las plantas de papaya (Carica papaya L. var. Solo) responden a la

inoculación con hongos MA eficaces (p. ej. G. mosseae y G. caledonium con 140 y

1,736 propágulos infectivos/g, respectivamente) que la aplicación de fertilizante

fosforado puede reducirse un 50% sin reducir el rendimiento.

Tomando en cuenta que el papayo es un frutal cuya propagación en semillero y

estancia en vivero son prácticas culturales imprescindibles en el establecimiento de

36

una plantación comercial (Mortensen y Bullard, 1970; Samson, 1986), y que la mayor

viabilidad económica de la inoculación se presenta en plantas cultivables que

requieren de una fase en semillero y/o vivero (Blanco y Salas, 1997), el uso de la

simbiosis micorrízica se convierte en una alternativa muy viable18 (Martins et al.,

2000; Klingeman et al., 2002).

2.4.2. Relación de los hongos formadores de micorriza arbuscular con

Jacaratia mexicana Tras haber efectuado una búsqueda bibliográfica exhaustiva en la Biblioteca Virtual del

Instituto de Ecología A.C. (Xalapa, Veracruz, México), en la Unidad de Servicios

Bibliotecarios y de Información (USBI) de la Universidad Veracruzana (Xalapa,

Veracruz, México) y en el Sistema Bibliotecario de la Universidad Nacional Autónoma

de México (México, D.F.) donde se tiene la posibilidad de consultar las fuentes

especializadas de información impresas y vía Web (Red Mundial de Comunicación

Electrónica o World Wide Web) más completas y actualizadas del país19 donde pudiera

haberse reportado la presencia y el efecto de los HMA en J. mexicana, no se logró

encontrar ningún tipo de evidencia relacionada con este tópico dentro del periodo

comprendido entre 1980 y 2002 (mes de septiembre).

2.5. Capacidad infectiva de los hongos formadores de micorriza

arbuscular Abbott y Robson (1981 a) opinan que la capacidad infectiva de una especie

micorrizógena se refiere a la habilidad que cada una de ellas tiene para penetrar y

proliferar en las raíces bajo ciertas circunstantes ambientales y de vegetación, sin que

dicha cualidad necesariamente se relacione con su eficiencia (Evans y Miller, 1990;

18 Toda vez que los costos del biofertilizante son menores y la colonización de las raíces puede llegarse a mantener y desarrollar posteriormente en el cultivo (Blanco y Salas, 1997). 19 Anexo 2.

37

Sanders y Fitter, 1992 b; Wilson y Tommerup, 1992; Mason et al., 2000 a; Smith et

al., 2000), situación que por diversas razones puede llegar a variar incluso en

aislamientos individuales de un HMA dado (Sylvia et al., 1993 a; Braunberger et al.,

1996; Koide et al., 2000).

De ahí la posibilidad que no siempre son igualmente de infectivos en cualquier

especie de planta y, por ende, su interacción fisiológica y derivación funcional

ciertamente podrá variar en cada hospedero (Bâ et al., 2000; Huat et al., 2002),

condición al parecer incuestionable en el caso de aquellos micosimbiontes adaptados

a sobrevivir y colonizar plantas que crecen en suelos donde las condiciones no son

del todo las más adecuadas para que se formen este tipo de asociaciones (Cabello,

1995).

Así, la posibilidad de que las especies infectivas sean o no abundantes en las regiones

tropicales dependerá de una intrincada serie de interacciones donde inevitablemente

intervengan sus habilidades fisiológicas y competitivas (Gavito y Varela, 1995).

2.5.1. Efecto de la colonización de los hongos formadores de micorriza

arbuscular en el crecimiento y desarrollo de las plantas Si bien la existencia de una verdadera convivencia biológica mutualista entre los HMA

y las plantas todavía es debatible, sobre todo por la falta de evidencias

experimentales que comprueben al fenómeno en su totalidad (Fitter et al., 1999),

Dekkers y van der Werff (2001) afirman que si la colonización arbuscular (CA) es

considerada como un indicador de los beneficios de la micorriza hacia el hospedero, y

la colonización micorrízica arbuscular (CMA) como un indicador del costo invertido por

la planta en la producción de la biomasa fúngica (que en todo momento depende de

los carbohidratos proveídos por aquella [Nehl et al., 1999; Ravnskov et al., 1999]),

entonces la proporción CA/CMA puede ser una medida confiable donde se ve

38

reflejada la relación beneficio/costo, misma que al parecer en ambos convendría

fuese prolongada y equilibrada (Schwab et al., 1991; Louche-Tessandier et al., 1999).

En ciertas ocasiones se ha comprobado que bajo determinadas circunstancias los

micótrofos facultativos presentan una depresión en su crecimiento ocasionada por el

mayor gasto de carbono demandado por sus raíces (Peng et al., 1993) y el sistema

micelial (interno y externo) del hongo (Frey y Ellis, 1997). Condición que es mas bien

privativa de aquellas plantas sin un claro rasgo de dependencia micorrízica (Hetrick et

al., 1993).

Por otra parte Bagyaraj (1991) y Bidartondo et al., (2002) aseveran que los HMA son

capaces de formar conexiones hifales entre plantas de la misma y de diferentes

especies para transferir nutrimentos de una planta a otra, de tal manera que si los

enlaces existentes son numerosos entonces el funcionamiento de las micorrizas y el

desempeño de las plantas se manifiestan en el paraje (Fitter, 1991).

2.5.2. Plantas micotróficas y no micotróficas El fenómeno de la colonización micorrízica ha sido amplia y profundamente

investigado, toda vez que se pretende reconocer cuales son los factores o

mecanismos que determinan la susceptibilidad e intensidad de las relaciones

simbióticas en las plantas vasculares (Tester et al., 1987).

En cuanto a la serie de eventos de señalización que pueden llevarse a cabo para

formalizar una simbiosis micorrízica exitosa (Bago et al., 2000 a; Barker et al., 2002;

Giovannetti et al., 2003), resulta claro e innegable que una vez iniciada la

germinación de las esporas de resistencia en el suelo (Bolan y Abbott, 1983) el

primer paso notable debe ser la unión franca entre los dos organismos (Schwab y

Leonard, 1984; Bonfante y Perotto, 1992) que por lo general se inicia cuando una

39

hifa del hongo contacta a la raíz del hospedero y forma un apresorio que reconoce las

paredes celulares epidérmicas sin traspasar la superficie celular cortical o vascular

(Harrison, 1999) y culmina con la invaginación del plasmalema de la célula vegetal y

la formación de arbúsculos dentro de las raicillas de una planta huésped (Koide y

Schneider, 1992; Gianinazzi-Pearson et al., 1996; Varela, 2000; Versaw et al., 2002),

donde se asume que tiene lugar el intercambio bidireccional de nutrimentos entre

ambos socios (Dickson et al., 1999 a; Marsh y Schultze, 2001).

Los exudados radicales juegan un papel fundamental durante todo el ciclo de vida de

las plantas al actuar como reguladores de la función y crecimiento microbianos

(Bowen y Rovira, 1991; Hairiah et al., 2001), y poseer moléculas que controlan

directamente los procesos que refuerzan la captación y asimilación de nutrimentos en

la rizósfera (Bansal y Mukerji, 1994; Dakora y Phillips, 2002).

Aunque algunas exudaciones tienen la posibilidad de modificar las características del

pH rizosférico (Dakora y Phillips, 1996), de afectar el crecimiento de las hifas

(Tawaraya et al., 1996; Pinior et al., 1999) o de inducir la profusión de efectos

alelopático-negativos capaces de reducir el crecimiento de la raíz (al inhibir la

actividad metabólica en la zona meristemática) y la presencia de pelos absorbentes

(Francis y Read, 1995), parece ser que la composición química de la pared celular de

las raíces del hospedero es modificada por medios físicos o enzimáticos promovidos

por el hongo para alterar sus estereotipados procesos fisiológicos (Tester et al.,

1987), coadyuvar en desarrollo, ramificación y penetración de la hifa infectiva (Elias y

Safir, 1987; Harley, 1994; Buée et al., 2000; Nagahashi y Douds, 1999; 2000) y de

esta manera propiciar la endosimbiosis (Tawaraya et al., 1998; Parniske, 2000).

Generalmente las complejas y variadas secreciones radicales producidas promueven

el crecimiento de las plantas y el mantenimiento de la asociación mutualista con los

HMA (Schwab y Leonard, 1984; Garbaye, 1991; Siqueira et al., 1991; Vierheilig et al.,

1998).

40

En los últimos años los aspectos fisiológicos del paso y circulación de materiales

escenificado entre la planta y el hongo han sido objeto de cuantiosos estudios, y

actualmente se acepta que dicho suceso ocurre en el ámbito de la interfase

arbuscular (Ezawa et al., 2001; 2002) e implica procesos de transporte activo

dirigidos por la H+-ATPasa de la membrana plasmática de ambos simbiontes (Ferrol

et al., 2000; 2002).

Por otra parte, y si bien es cierto que en la evolución de los taxa parece haber

ocurrido la condición de no micotrofía, en realidad se trata de un fenómeno poco

frecuente en la naturaleza (Siqueira y Moreira, 1997; Barker et al., 1998).

Así, mientras Brundrett y Abbott (1991) aseguran que las plantas con estrategias

nutritivas especializadas son más bien no-micotróficas, Allen (1996 b), Cornelissen et

al., (2001) y Siqueira y Saggin-Júnior (2001) puntualizan que la micotrofía/no

micotrofía de una especie vegetal es una expresión que se aplica en función a las

características intrínsecas que las mismas desplieguen en favor de su adaptación

ecológica.

2.5.3. Diversidad y dominancia de especies de hongos formadores de

micorriza arbuscular en áreas no perturbadas Los factores bióticos y abióticos que determinan la distribución, presencia y

predominio de los HMA en las distintos ecosistemas terrestres son múltiples (Allen,

1996 b), y su diversidad poblacional adquiere profundas implicaciones en el papel

que estos hongos tienen en cada una de las etapas cronosecuenciales de una

sucesión vegetal, la cual también es posible que influya sobre el reemplazo de las

comunidades fúngicas asociadas en este proceso (Bever et al., 2001).

En dicho contexto Eriksson (2001) hace notar que a menudo la dinámica poblacional

de los micosimbiontes se encuentra en extrema relación con los procesos

41

sucesionales locales, donde el reemplazo de los microorganismos y la composición

florística interna varía en sincronización con el espacio y el tiempo, a la par de las

modificaciones paulatinas que ocurren en el ambiente particular de cada ecosistema

(Gómez-Pompa y Vázquez-Yanes, 1985).

De este modo el gradual y continuo devenir de eventos determina la disponibilidad y

extensión de la red hifal que se considera de gran valía e instancia para el

establecimiento inicial, y subsecuente, de la vegetación (Read, 1994; van der Heijden

et al., 1998 b).

Si bien existen reportes donde se menciona a una determinada especie de HMA

(Glomus deserticola y G. constrictum [Blaszkowski, 1993], Scutellospora

dipurpurascens [Blaszkowski, 1994], G. macrocarpum y G. etunicatum [Aziz et al.,

1995]), se describen las condiciones particulares de los sitios donde estas se

desarrollan y por ser dominantes se espera que las mismas colonicen a las plantas en

primer lugar, de ninguna manera su alta frecuencia garantiza que también son las

más eficaces (Sieverding, 1989).

Respecto a la especificidad biótica o edáfica que los HMA pudieren llegar a tener

(apartado 2.3.), St. John (2000) resalta que por ser el pH del suelo el factor más

significativo para la selección natural de las especies fúngicas no resulta muy

cuestionable el porqué Glomus intraradices es un microsimbionte cuya presencia es

muy pertinaz en suelos cuyo pH oscila entre 6 y 9, del mismo modo que Glomus

etunicatum lo llega a ser en condiciones donde la cantidad de acidez del suelo es

mayor.

2.6. Elección y obtención de un inóculo esporal de hongos formadores de

micorriza arbuscular De entre las evidencias que en la literatura especializada se reportan como

indispensables para evaluar la eficiencia de los HMA destacan los siguientes:

42

Dado que en la actualidad existe un interés especial y creciente por el uso de los HMA

en los modernos sistemas de multiplicación de plantas donde pueden ser utilizados

(Davies et al., 2000), resulta de vital importancia reconocer que son varios los tipos

de estructuras fúngicas capaces de actuar como propágulos y, por esa razón, todas

ellas adquieren un valor extraordinario en la conformación de un inóculo micorrízico

(St. John, 1996 a).

Así, y desde un punto de vista de índole funcional (Ruiz-Lozano y Azcón, 2000), los

propágulos infectivos de los HMA básicamente incluyen a las esporas, a los

fragmentos de raíz colonizados20 y al micelio del hongo que sale de las raíces y

aumenta su superficie de absorción (Sylvia, 1990; Brundrett y Abbott, 1995; Cabello,

1997; Smith y Read, 1997).

Sin embargo en muchas ocasiones las primeras son consideradas como la principal

estructura fúngica infectiva de los HMA (Toro et al., 2000) por su capacidad de

involucrarse en la dispersión y supervivencia del hongo a largo plazo (Klironomos et

al., 1993), de permanecer “inalteradas” en el suelo por mucho tiempo21 (Hernández,

2000) y de restablecer un micelio funcional (Braunberger et al., 1996).

Además pueden ser fácilmente reconocidas y separadas del suelo (Daft, 1983) para la

posterior esterilización de su superficie (Sylvia, 1994).

En este sentido, y mientras Morton et al., (1993) recomiendan excluir partículas de

suelo, fragmentos de raíz o hifas que en un momento dado pudieren interferir en la

valoración de la capacidad infectiva de una especie micorrizógena, Aziz y Sylvia

(1991) y Khasa et al., (1992) aconsejan consumar el cuidadoso aislamiento de las

esporas presentes en un consorcio con la finalidad de comparar su habilidad

20 Propágulos cuya capacidad infectiva tiende a ser limitada en ausencia de vesículas (Biermann y Linderman, 1983). 21 En comparación al colapso que en 2 a 4 semanas ocurre a las hifas cuando no encuentran a una raíz hospedadora (Bolan y Abbott, 1983).

43

individual para coadyuvar con la absorción de nutrimentos e incremento en el

crecimiento de su planta huésped.

De la misma forma Sylvia (1998, 1999) acentúa la necesidad de hacer su desinfección

y aséptica manipulación (sin contaminación) con el fin de valorar y seleccionar

aquéllas cuyo desempeño sea exitoso por su comprobada habilidad para penetrar y

extenderse en las raíces (capacidad infectiva), así como de mejorar el crecimiento o

la tolerancia del hospedero al estrés (eficiencia).

Eom et al., (2000) comentan que una de las ventajas de propagar debidamente a las

estructuras esporales elegidas en cultivos-trampa radica en que las células

reproductoras extraídas serán de aquéllas especies que habían estado creciendo en la

asociación simbiótica promovida bajo manejo. De hecho Brundrett et al., (1994; 1999

a) y Morton et al., (1995) consideran que el uso de macetas de propagación es uno

de los medios actualmente disponibles para mantener y abastecer de material

apropiado y necesario para sinfín de propósitos de investigación y de aplicaciones

prácticas.

Para la separación, transferencia y formación de grupos discretos de esporas se

recomienda el uso de pipetas Pasteur con punta de apertura 0.2-0.5 mm y un

microscopio de disección, 1 a 2 días antes de la inoculación (Morton et al., 1993). Por

otro lado Schubert y Hayman (1986) y Swift (2002) estiman que los niveles de P

contenidos en un suelo donde se pretende conocer esencialmente la eficiencia de los

HMA deben mantenerse en alrededor de las 50 ppm, para lo cual insisten en la

imperiosa necesidad de realizar de manera anticipada un análisis del sustrato que

será utilizado en la evaluación.

Aunque Daft y Nicolson (1969) consideran suficiente la presencia de solo una espora

–viable o infectiva- para iniciar la colonización de las raíces nutricias, Sanders y Sheik

(1983) opinan que la íntima unión de los simbiontes en un suelo y hospedero dados

44

de alguna manera se encuentra relacionada con la cantidad de propágulos fúngicos

presentes en el sustrato, lo cual resalta el por qué es importante conocer la densidad

y capacidad infectiva de los inóculos.

2.7. Eficiencia de la simbiosis Para percatarse de la amplia acepción que existe al concebir la eficiencia de una

especie de HMA, parece ineludible admitir que los caracteres fundamentales de un

determinado beneficio en sí dependerán del poder funcional de las hifas para la

exploración de sitios ricos en nutrimentos que han quedado fuera del alcance del

sistema radical (O’keefe y Sylvia, 1991; Sylvia et al., 1993 b; Hamel, 1996; Reid,

1997; Clark et al., 1999; Rosewarne et al., 1999; Tibbett, 2000), seguida por su

translocación a la planta y posterior transferencia a través de la interfase apoplástica

planta-hongo (Jakobsen, 1997; Dickson et al., 1999 b).

Si bien entendido está que no hay ninguna sólida correspondencia entre el grado de

colonización y el beneficio potencial de un determinado hospedero (Hetrick et al.,

1992; Hernández et al., 2000), y que las variaciones en la respuesta simbiótica deben

valorarse exclusivamente en términos relacionados con el crecimiento de las plantas

(Abbott et al., 1994; St. John, 2000), parece factible concebir que el provecho

fisiológico derivado de las cualidades manifiestas entre ambos socios puede

traducirse de manera directa en un incremento de su capacidad para crecer y

desarrollarse con vigorosidad (Stanley et al., 1993; Smith et al., 2000; Hernández,

2000; Kiers et al., 2002).

No obstante en ocasiones el provecho se recibe progresiva e indirectamente a través

de diversas adaptaciones fisiológicas o morfológicas en los que se encuentra

involucrado el micosimbionte (George et al., 1992; Requena et al., 2002), entre los

que sobresale una colonización bien establecida y la producción de hifas externas

45

capaces de proveer activamente de P y otros macro y micronutrimentos a las

interfases simbióticas (Marschner y Dell, 1994; Clark y Zeto, 2000), o bien por el

mejoramiento paulatino de las condiciones naturales del suelo, efecto que de acuerdo

con St. John (2000) es aún más significativo.

De esta manera, y tratando de considerar que el significado práctico de la eficiencia

de los HMA bajo diferentes condiciones ambientales conlleva a un beneficio que

puede ser tangible a través de la absorción de nutrimentos (Smith et al., 1994;

Bagyaraj et al., 1988; Ravikumar et al., 1997; Ruiz-Lozano y Azcón, 2000) y del

crecimiento vegetal (Bowen y Rovira, 1991; Gavito y Varela, 1995; Ruiz-Lozano et al.,

1995; Green et al., 1999), parece ser que los rasgos de integración morfológica y de

compatibilidad funcional entre ambos organismos se tornan obvios al permitir que las

hifas de los micosimbiontes penetren y formen arbúsculos dentro de las raíces de las

plantas en algún momento del ciclo de colonización (Bagyaraj, 1991; Morton y

Bentivenga, 1994; Rajapakse y Miller, 1994).

De ahí que con frecuencia se estudie la eficiencia de un HMA en términos del

mejoramiento en el desarrollo de plantas, medida como producción de materia seca

(Plenchette et al., 198322; Ellis et al., 1985; Cabello, 1995) y, de esta manera, poder

cuantificar el carbono adicional fijado por ellas en sus tejidos (Tinker et al., 1994).

Kahiluoto y Vestberg (1997) ratifican esto al afirmar que para evaluar la eficiencia de

las distintas especies de hongos en una simbiosis es preciso conocer la diferencia del

peso seco (PS) (o la captación total de P) de las plantas micorrizadas (mic+) y no-

micorrizadas (mic-) expresada como el porcentaje de peso seco (o captación de P) de

las plantas de micorrizadas, o eficiencia micorrízica= (PSmic+ - PSmic-) x 100%/PSmic+.

Mas concebir que tales atributos son solo el resultado de la absorción intensificada de

un determinado macro o micronutrimento no se considera acertado, puesto que la 22 Término definido por estos autores como “dependencia micorrízica”.

46

modificación y/o adecuación de algunas de las propiedades químicas, físicas y

bióticas del suelo a menudo influyen en la respuesta de las plantas a la asociación

fúngica (Sylvia, 1990; Frey y Ellis, 1997) ya sea al propiciar una marcada supresión

de la microbiota micorrizosférica, o bien mediante la activación de mecanismos

sistémicos que impiden la colonización de una raíz (Vierheilig et al., 2000 b).

Es así que la habilidad intrínseca de los hongos capaces de formar micorriza

arbuscular puede variar en el tiempo y en el espacio, de tal manera que una estirpe

llega a ser tan efectiva o tan ineficiente de acuerdo con su origen (Coperman et al.,

1996), la planta hospedera (Ravnskov y Jakobsen, 1995; Hoeksema, 1999), el uso

que le den a los carbohidratos asignados (Abbott y Robson, 1985 a; Rajan et al.,

2000), y/o las condiciones ambientales (clima y suelo) que predominan en un sitio

dado (Sieverding, 1989; Harley, 1994; Requena et al., 1997). 2.7.1. Factores inherentes a la planta hospedera Aunque en la micorrización de las raíces participan los HMA y las plantas, estudios

recientes han dilucidado que la magnitud global de este proceso se encuentra

administrado primordialmente por estas últimas (Sylvia, 1988; Fitter y Merryweather,

1992; Barker et al., 1998; Harrison, 1999; Siqueira y Saggin-Júnior, 2001), de tal

manera que las plantas huésped son capaces de regular los patrones de abundancia

y esporulación de ciertas especies de HMA en la micorrizósfera (Eom et al., 2000; Troeh y

Loynachan, 2003) e influir en la producción secuencial de micelio fúngico (Fitter, 1989).

Autores como Johnson et al., (1991 b) y Sanginga et al., (1999) han corroborado que

algunos cultivos consiguen propender su actividad simbiótica con un determinado

HMA, de tal manera que los arreglos topológicos logran influir sobre la composición

de las comunidades fúngicas de una zona agrícola.

Asimismo del Val et al., (1999) denotan que dentro de las nuevas visiones aplicables

al concepto de especificidad se debe tomar en consideración la tasa de crecimiento

47

de las raíces, ya que esta parece ser crítica en la concurrencia y la propagación

natural de varias especies de HMA (Grundon, 1999).

2.7.2. Factores inherentes al endófito A menudo se considera como un hongo eficaz a aquel que tiende a producir el

beneficio más grande en cuanto al aumento en la adquisición de P se refiere, pero

con el mínimo costo -expresado como gasto de carbono- para el mantenimiento de

las micorrizas (Graham y Eissenstat, 1994; Ferrol et al., 2002).

Sin embargo, y con relación a la participación que los HMA´s pudiesen llegar a tener

en su formación (Douds et al., 1998), Gianinazzi-Pearson et al., (1996) y Siqueira y

Saggin-Júnior (2001) comentan que si las evidencias relacionadas con la especificidad

entre los simbiontes aún no son claras o contundentes, entonces la susceptibilidad de

una determinada especie vegetal a la colonización puede atribuirse más bien a las

características intrínsecas de los hospederos (genoma), y no a las del endófito.

Aunque en cierto modo dicha enunciación parece contraponerse a lo expresado por

Eom et al., (2000) al certificar que, cuando menos en múltiples experimentos de

laboratorio e invernadero, muchas especies de HMA pueden colonizar a cualquier

planta que es capaz de formar micorrizas. Lodge (2001) explica que si la preferencia

de hospedero existiese en la naturaleza esta pudiere ser distinta en los bosques

templados y en los tropicales debido a la diversidad arbórea, predominancia de

especies individuales y la densidad de cada una de ellas por unidad de superficie,

amén de encontrarse expuestas a una comunidad microbiana cambiante y muy

heterogénea (Chanway et al., 1991).

De todos modos el crecimiento de las especies vegetales en un ambiente

determinado estará supeditado tanto al contenido genómico de la planta como al del

48

hongo (Franquen y Requena, 2001). No obstante, el efecto de una determinada

morfoespecie de HMA puede variar y llegar a ser hasta más benéfica para una planta

cuando actúa sola (van der Heijden et al., 1998 a; Gupta et al., 2002), que al hacerlo

en compañía de otro componente formador de micorriza (Frank, 1996; Gange, 1999).

Y es justamente en este tenor donde resaltan reportes en el que detallan reacciones

indiferenciadas en el contenido proteínico del maracuyá23 (Passiflora edulis f.

Flavicarpa Deg.) colonizado por un solo tipo de HMA (Gigaspora albida o

Scutellospora heterogama) o en consorcio (mezcla de Gigaspora margarita, G. albida,

S. heterogama y Glomus clarum) (Santos et al., 2001), o bien acerca de la ingénita

diversidad funcional de las comunidades micorrizógenas expuesta por Pringle et al.,

(2000) y Bever et al., (2001).

2.7.3. Influencia de los factores ambientales La colonización de las plantas parece ocurrir como una respuesta a los múltiples

factores bióticos y abióticos existentes en la naturaleza, entre los que además del

filogenético destaca el ambiental (Miller et al., 1999). Así, y en virtud de los efectos

directos o indirectos que sobre los seres vivos puede llegar a ejercer, solamente se

les aborda para entender la relación que tanto el clima como el suelo tienen en la

interacción simbiótica acontecida entre los HMA y las plantas.

2.7.3.1. Clima y suelo Si bien el proceso de selección natural ha favorecido la formación y diseño de

atributos especializados de la simbiosis y simbiontes que son apropiados para una

serie particular de condiciones ambientales (Varela y Trejo, 2001; Hibbett, 2002), muchas

son las especies de HMA que parecen mostrar innúmeras respuestas a su entorno 23 Por lo que sería necesaria la purificación del extracto de la raíz para mostrar sus posibles alteraciones cuantitativas (Santos et al., 2001).

49

climático y edáfico (Abbott y Robson, 1991), lo cual de cierta manera revela que los

requisitos ambientales trascienden sus necesidades por un determinado hospedero

(Read, 1991), y el por qué su presencia no se encuentra circunscrita solo a los trópicos

(Sieverding, 1989) o a alguna otra zona de la biosfera en particular (Fitter, 1989).

Aun cuando son numerosas las especies de Glomales ubicuistas capaces de sobrevivir

y reproducirse en varios tipos de climas y suelos, es evidente que las plantas son

localmente capaces de influir en su distribución, y las propiedades físicas y químicas

del suelo de restringir o cambiar el tamaño y la composición de una comunidad de

HMA (Leyval et al., 1995; Varela y Trejo, 2001).

Sin embargo ello no es precepto universal (Diop et al., 1994). Al respecto Siqueira

(1986) advierte la presencia de varias especies de HMA en diversos parajes naturales

de acuerdo más que nada con las características químicas (pH) de los suelos

muestreados en la región de Minas Gerais (Brasil), corroboración hecha por Mosse y

Hepper (1975), Wood et al., (1989) y St. John (1996 a; 2000) al confirmar que la

presencia y actividad de algunos HMA efectivamente varían con las propiedades del

suelo, en particular de acuerdo con su pH, y por ello sugieren que los hongos

seleccionados deben ser apropiados para las condiciones químicas del suelo usado en

el invernadero y el que tienen los sitios donde se harán las plantaciones definitivas.

Entre tanto Day et al., (1987) reportan haber comprobado que aparte del pH, la

fertilidad, textura, humedad y contenido de materia orgánica del suelo afectan de

algún modo el crecimiento, distribución y sobrevivencia de los HMA, mientras que

Klironomos et al., (1993) demuestran que el pH del suelo y su contenido de materia

orgánica son reguladores importantes de la esporulación.

En el mismo tenor Benjamin et al., (1989) mencionan que un alto contenido de Ca y

Mg pueden ser variables que junto con el pH actúan sobre la representatividad

limitada de esporas de distintos hongos MA en un paraje dado.

50

Por ello Abbott et al., (1994) mencionan que la importancia del término eficiencia o

de los adjetivos similares usados para describir el impacto de los HMA en las plantas

(apartado 2.7.) deberá aplicarse más que nada a un determinado ambiente edáfico,

fuera del cual su contexto sería limitado o incierto, amén de que las relaciones

encontradas entre las características de un suelo y la calidad de la simbiosis no son

siempre consistentes (Mårtensson y Carlgren, 1994).

2.8. Relación de la simbiosis con la actividad fotosintética de la planta Considerando que en la naturaleza la simbiosis entre los HMA y las plantas es un

fenómeno de mutualidad muy frecuente y generalizada de todo ecosistema terrestre

donde estas tienen la oportunidad de extender sus raíces (Fontana, 1998; Ahn-Heum

et al., 1999; Richardson et al. 2000), parece evidente que la unión habitual existente

entre ambos seres vivos juega un papel trascendental en el ciclaje biogeoquímico que

ocurre en los suelos (sobre todo en los poco perturbados) donde la transferencia de

nutrimentos minerales y agua del microsimbionte hacia la planta demanda a cambio

sustratos energéticos y carbohidratos derivados de la fotosíntesis (Hernández, 2000;

Ferrol et al., 2002).

Diversos estudios relacionados con la simbiosis micorrízica reportan incrementos

tanto en la producción de biomasa como en la tasa fotosintética (Cintrón y Lugo,

1990; Lewis y Strain, 1996) atribuibles probablemente a la optimizada captación de

nutrimentos (Parádi et al., 2002; Huat et al., 2002).

Del mismo modo destaca el flujo directo o redistribución de una fracción significativa

de los fotoasimilados (carbono fijado) de la planta huésped hacia las raíces24 (Blanco

y Salas, 1997) para que, en concordancia de las condiciones ambientales reinantes y

la compatibilidad funcional establecida entre los socios, se mantenga la actividad de 24 Estimada de 4 al 20% en los sistemas radicales colonizados (Bago et al., 2000 a; Khaliq y Sander, 2000).

51

las estructuras micorrízicas formadas (Jakobsen y Rosendahl, 1990; Pearson y

Jakobsen, 1993; Ravnskov y Jakobsen, 1995; Watkins et al., 1996; Burleigh y

Bechmann, 2002).

Por ello, y no obstante en la actualidad se acepte en términos fisiológicos que un

descenso en la tasa de asimilación de CO2 por unidad de área foliar se relaciona con

los cambios ocurridos en la conductancia estomática (Jones, 1992), la cual indica

tanto el grado de apertura que tienen los estomas como la tasa de asimilación neta

de CO2 derivada de la fotosíntesis y el intercambio gaseoso (Lawlor y Cornic, 2002)25,

también lo es el hecho de que los efectos en el abastecimiento hídrico de los órganos

vegetales clorofílicos derivados de una asociación micorrízica no son perpetuamente

tan expresos ni contundentes (Green et al., 1998), tal y como a menudo sucede en la

absorción de P y el crecimiento de los hospederos (Carey et al., 1992; Augé, 2001).

Según Augé (2001) la hidratación de los tejidos y el intercambio de CO2 y O2 en las

hojas es una circunstancia sutil, transitoria y probablemente muy específica de cada

simbionte que de manera sustancial repercute en su habilidad competitiva y en su

sanidad.

Drüge y Schönbeck (1992) y Koch et al., (1997) refieren que el crecimiento en altura

de las plantas micorrizadas se debió a un incremento de su actividad fotosintética, de

tal manera que la elevada tasa de asimilación de CO2 registrada se relacionaba más

que nada con cambios en el nivel de endógenos de las hormonas vegetales

(especialmente citocininas) que intervienen de manera significativa en los

movimientos estomatales y, por ende, en la eficiencia del aparato fotosintético26 de la

mayor parte de las especies vegetales (Fort et al., 1998).

25 Proceso donde los valores negativos expresan actividad metabólica neta. 26 Ya que dichas sustancias hormonales son, junto con el ácido absícico transportado hasta las hojas, imprescindibles durante el intercambio gaseoso ocurrido en la fotosíntesis (Fort et al., 1998).

52

Mason et al., (2000 b) evaluaron la conductancia estomatal de Eucalyptus globulus

no micorrizada y micorrizada con cultivos puros de Laccaria fraterna 1 (ex E.

globulus, Tasmania), L. Fraterna 6 (ex E. globulus, Escocia) y Pisolithus tinctorius (ex

E. globulus, Tasmania), pareciéndoles convincente considerar que bajo condiciones

de estrés hídrico el hongo asociado suministra la suficiente cantidad de agua como

para permitir que los estomas permanezcan abiertos durante un periodo más

prolongado que, a final de cuentas, redunda en una fotosíntesis neta y área foliar

mayores.

Dicha aseveración es bastante coherente dada la amplificación del potencial que

adquiere la raíz colonizada por estos hongos para explorar un mayor volumen de

suelo en busca del preciado líquido (Marschner y Dell, 1994; Schachtman et al.,

1998; Ingham y Zarb, 1999; Fidelibus et al., 2001) cuya absorción mantiene la

turgencia de las hojas (Subramanian et al., 1996) y mejora significativamente la

conductancia estomática, la transpiración y el contenido de clorofila (Ruiz-Lozano et

al., 1995; Masri et al., 1998).

Estudios realizados con resonancia magnética nuclear y marcaje isotópico han

mostrado que el principal compuesto carbonado adquirido por el HMA en el ámbito

de la interfase simbiótica es la glucosa (Pfeffer et al., 1999), la cual es

posteriormente metabolizada en las hifas intrarradicales a compuestos típicamente

fúngicos (trealosa y glucógeno) y lípidos de reserva (Shachar-Hill et al., 1995; Bago

et al., 1998 b; 2002). Sin embargo Pfeffer et al., (1999) aseguran que a pesar de su

importancia aún no se conocen los mecanismos implicados en este proceso.

Mas por comparación homóloga con lo ocurrido en otras simbiosis mutualistas se cree

que este proceso pudiere implicar el eflujo pasivo de los carbohidratos desde el

fitosimbionte hacia el espacio interfacial existente entre ambos organismos, seguido

de su absorción activa por parte del micosimbionte (Jakobsen, 1999).

53

3. MATERIALES Y MÉTODOS 3.1. Determinación de micotrofía en plantas de Jacaratia mexicana Para evaluar si J. mexicana era capaz de entablar una simbiosis mutualista con los

HMA se realizaron las actividades siguientes:

3.1.1. Fase de campo En esta fase se llevaron a cabo diversas acciones para contar con el suficiente

material radical que permitiese precisar si esta caricácea se asociaba o no con los

hongos micorrizógenos del suelo:

1) La recolección de raíces en enero, marzo, mayo y julio de 1999 de 3 individuos

silvestres maduros de J. mexicana que fueron marcados en su tronco en tres

distintos lugares localizados en la porción central del estado de Veracruz,

México: La Bandera (19° 27’ 50” de latitud norte y 96° 33’ 12” de longitud

oeste), Plan de La Higuera (19° 26' 30’’ de latitud norte y 96° 32' 16’’ de

longitud oeste) y Palo Gacho (19° 23' 56’’ de latitud norte y 96° 37' 53’’ de

longitud oeste).

2) Mediante la aplicación de riego por goteo (en julio de 1999) se indujo la

aparición de numerosas raicillas en 3 especimenes silvestres juveniles de J.

mexicana en La Bandera, las cuales fueron recolectadas para su valoración.

3) El traslado de tres plantas (tocones de J. mexicana con diámetro medio de 10

cm desinfectados con hipoclorito de sodio [cloro al 5% x 15 min]) de Plan de

La Higuera a un invernadero para procurar la formación de raicillas

adventicias.

54

4) La recolección de frutos de J. mexicana en Plan de La Higuera en la primera

semana de junio de 1999 para obtener semillas y realizar su propagación bajo

condiciones controladas de luz, temperatura y humedad.

3.1.2. Fase de invernadero y laboratorio En esta fase los materiales provenientes de Plan de La Higuera se colocaron dentro

de sus respectivos contenedores desinfectados previamente con hipoclorito de sodio

(cloro al 5% x 30 min) y preparados con un sustrato de suelo y arena 1:1 (v/v)

esterilizado con bromuro de metilo donde:

1) Mediante el uso de riego por aspersión los tocones de J. mexicana formaron

raicillas que fueron inoculadas con 10 g del consorcio micorrízico nativo MTZ-

127 cuyos propágulos eran 100% infectivos.

2) Se pusieron a germinar 50 semillas de J. mexicana tratadas con antelación en

su superficie con hipoclorito de sodio (cloro al 10% x 15 min [Duncan y

Howard, 2000; Zhu et al., 2000]) y se enjuagan con agua destilada estéril

durante 15 min antes de ser sembradas en contenedores especiales (de 48.5 x

35 x 13.5 cm de polietileno de alta densidad y con perforaciones de 3/8 en la

base para drenaje y aireación) que se mantuvieron en una estufa a 30°C y

humedad constante hasta la emergencia de la radícula.

Cuando las plántulas presentaron su primer par de hojas verdaderas en grupos de 9

se les trasplantó a macetas de 2 kg de capacidad que contenía un sustrato de suelo y

arena 1:1 (v/v) pasteurizado mediante vapor (2 días x 1 hora a 90°C [Brundrett et

al., 1994; 1996]) y aireado durante dos semanas para reducir cualquier tipo de 27 Aislado de suelos cultivados con papaya (Carica papaya) en Martínez de la Torre, Veracruz, México, donde se identificaron los siguientes HMA: Glomus mosseae, Glomus macrocarpum, Glomus geosporum, Glomus sp., Gigaspora sp. y Acaulospora sp. (D. Trejo y L. Lara, comunicación personal, junio de 1999).

55

fitotoxicidad derivada de su calentamiento (Rovira y Bowen, 1966), donde también se

les inoculó con 10 g del mencionado consorcio micorrízico. De esta manera y en

ambos casos se probó su inmunidad micorrizógena (Tester et al., 1987) (Anexo 3).

Finalmente, y para poder observar de manera apropiada la colonización de las raíces

en los segmentos que se preparaban cada cinco días, estas se tiñeron de acuerdo con

la técnica de Phillips y Hayman (1970) (Anexo 4), y el porcentaje de colonización

(presencia de hifas, arbúsculos y/o vesículas dentro de la raíz) se determinó a 200X

en un microscopio compuesto Nikon modelo PFX Optiphot-2 por el método de

McGonigle et al., (1990) (Anexo 5).

3.2. Elección y descripción de las áreas de estudio Los sitios en donde se recolectó el suelo rizosférico de J. mexicana fueron precisados

basándose en los datos de distribución que los colectores incluyeron en las etiquetas de

cada uno de los ejemplares botánicos depositados en los herbarios de las siguientes

instituciones:

• Centro de Investigaciones Científicas de Yucatán (CICY)

• Instituto Politécnico Nacional (ENCB)

• Universidad Autonóma de Campeche (UCAM)

• Universidad Nacional Autónoma de México (MEXU)

• Instituto de Ecología, A.C. (IE-XAL).

Dicha información se complementó con la existente en el Banco Computarizado de

Datos Florísticos del IE-XAL y de esta manera se lograron conocer las coordenadas

geográficas de los parajes donde J. mexicana se ha encontrado vegetando en la

vertiente del Golfo de México, las cuales se circunscribieron única y exclusivamente a

los estados de Veracruz, Campeche y Yucatán (Fig. 1).

56

Sitio 1

Sitio 3

Sitio 2

Figura 1. Ubicación de los sitios de recolección de ejemplares de herbario y de suelo rizosférico.

Con el fin de conocer las características ecológicas y biológicas de cada uno de los

sitios elegidos por su condición de escasa o nula perturbación, la información

relacionada con su ubicación geográfica, tipos de suelo, clima y vegetación se recabó

primordialmente en las fuentes bibliográficas impresas y fuentes iconográficas no

proyectables consultadas en la Universidad Veracruzana (Laboratorio de Cartografía

de la Facultad de Ciencias Agrícolas, Campus Xalapa), en el Instituto de Ecología,

A.C. (Departamento de Diagnóstico Regional, sede Xalapa), y en el Instituto Nacional

de Estadística, Geografía e Informática (Centro de Consulta Bibliográfica-Xalapa) sitas

en la ciudad de Xalapa, capital del Estado de Veracruz, México.

3.2.1. Sitio 1: Plan de La Higuera (Estado de Veracruz, México) Plan de La Higuera es una pequeña comunidad perteneciente al municipio de Actopan,

Veracruz, México, situada en la provincia fisiográfica denominada Llanura Costera del

57

Área de recolección de las muestras (Escala 1: 1 000 000)

Golfo de México, específicamente en la subprovincia de la Llanura Costera Veracruzana

(INEGI, 1987 a) que ocupa una extensión de 27,001.17 km² (37.29% de la superficie

total estatal [INEGI, 2002]) y presenta una serie de montículos naturales en los que se

desarrolla un manchón de Selva Baja Caducifolia (SBC) entre los 160 y 220 msnm.

Ahí la recolección de muestras de la rizósfera de J. mexicana se llevó a cabo entre los

meridianos 96° 33' 42’’ y 96° 34' 17’’ de longitud oeste y entre los paralelos 19° 25' 50’’

y 19° 26' 16’’ de latitud norte (Fig. 2).

Figura 2. Ubicación geográfica del área de recolección de ejemplares de herbario y de suelo rizosférico en la Selva Baja Caducifolia de Veracruz, México (Adaptada de INEGI, 1988).

3.2.1.1. Suelos En la región los tipos de suelo dominantes son los vertisoles pélicos28, de clase textural

fina con predominio de arcillas y muy pedregosos (INEGI, 1998), seguidos de los

feozem háplicos y lúvicos (INEGI, 1993). En el caso particular del suelo colectado a una

28 Que en la nueva clasificación taxonómica de la World Referente Base (WRB) for Soil Resources ya no se considera como tal y, sobre todo por sus peculiares características, correspondería al denominado vertisol cálcico (Spaargaren, 1994).

58

profundidad de 0-20 cm en el área de estudio, en el Cuadro 5 se presentan sus

principales características físicas y químicas.

Cuadro 5. Caracterización física y química del suelo colectado en Plan de La Higuera (Estado de Veracruz, México) a la profundidad 0-20 cm.

Determinación Valor referencial Designación Grupo textural 54.5% arcilla, 18% limo y 27.5% arena Arcilloso pH en agua (relación 1:2) 6.26 Ligeramente ácido Carbono (%) 3.64 Bueno Materia orgánica (%) 9.5 Rico Nitrógeno (%) 0.475 Extremadamente rico Relación C/N 7.66 Bajo Fósforo (ppm) ND Extremadamente bajo Potasio (ppm)Ŧ 447.68 Bajo Calcio (ppm)Ŧ 14,288 Alto Magnesio (ppm)Ŧ 1,934.4 Alto Sodio (ppm)Ŧ 96.6 Normal Densidad aparente (g/cm3) 0.78 Bajo Capacidad de campo (%) 69.20 Muy alta Fuente: Análisis realizado por personal del Laboratorio de Suelos de la Facultad de Ciencias Agrícolas

de la Universidad Veracruzana, Campus Xalapa (Veracruz, México), utilizando métodos estandarizados de análisis de suelo y las especificaciones del PROY-NOM-021-RECNAT-2000 (SEMARNAT, 2000). ND = No detectado (Método Bray P1-KitsonMellon). ŦCorresponden a la fracción soluble más la fracción intercambiable.

3.2.1.2. Clima El tipo de clima predominante en algunas de las partes más bajas de la Llanura Costera

del Golfo (García, 1989), y particularmente en esta zona es cálido subhúmedo Aw0(w’)

(INEGI, 1987 b), el más seco de los subhúmedos, con régimen de lluvias de verano,

cociente P/T menor que 43.2 (García, 1987; Soto y García, 1989), y porcentaje de lluvia

mayor de 10.2 (INEGI, 1987 b) respecto a la total anual.

3.2.1.3. Vegetación En el relicto donde se realizó la recolección de materiales para este estudio se

identificaron los siguientes componentes del estrato arbóreo: Palo mulato (Bursera

59

simaruba), ceiba o pochota (Ceiba pentandra), bonete (Jacaratia mexicana), jícaro

(Crescentia cujete), cacalosúchil (Plumeria rubra), guaje (Leucaena leucocephala),

tepeguaje (Lysiloma acapulcencis), trompillo (Cordia dodecandra), cedro (Cedrela

odorata), primavera (Tabebuia chrysantha), cuajilote (Parmentiera aculeata), jabín

(Piscidia piscipula) y cocoíte (Gliricidia sepium), entre otros.

3.2.2. Sitio 2: Seybaplaya (Estado de Campeche, México) Seybaplaya es un pueblo de apenas 7,795 habitantes que pertenece al municipio de

Champotón, Campeche, México, y se localiza al sureste de la ciudad de Campeche, a

40 km de la carretera federal 180 que va rumbo a Champotón. Está situado en la

provincia fisiográfica denominada Península de Yucatán, específicamente en la

subprovincia Carso y Lomeríos de Campeche (INEGI, 1987 c).

Dicho municipio presenta pequeños lomeríos de norte a sur, no mayores de 300 m de

altura, en los cuales se conjugan una serie de factores ambientales que favorecen el

establecimiento y desarrollo de la SBC.

La recolección de muestras rizosféricas de J. mexicana se hizo en varios puntos

localizados entre 80 a 100 m de altitud, en un relicto que prácticamente entra en

contacto directo con el litoral. Sus ejes geográficos son 90° 40’ 58” - 90° 42’ 19” de

longitud oeste, y 19° 38’ 11” - 19° 39’ 36” de latitud norte (Fig. 3).

3.2.2.1. Suelos En esta región el suelo dominante son los litosoles, de clase textural media con

predominio de limos, seguidos de las rendzinas y de los luvisol crómicos (SPP, 1981;

INEGI, 1988). Las principales características físicas y químicas del suelo colectado en

el área de estudio a una profundidad de 0-20 cm se dan a conocer en el Cuadro 6.

60

Área de recolección de las muestras (Escala 1: 1 000 000)

Figura 3. Ubicación geográfica del área de recolección de ejemplares de herbario y de suelo rizosférico en

la Selva Baja Caducifolia de Campeche, México (Adaptada de INEGI, 1988).

Cuadro 6. Caracterización física y química del suelo colectado en Seybaplaya (Estado

de Campeche, México) a la profundidad 0-20 cm. Determinación Valor referencial Designación Grupo textural 32% arcilla, 39% limo y 29% arena Franco arcilloso pH en agua (relación 1:2) 6.55 Ligeramente ácido Carbono (%) 3.81 Bueno Materia orgánica (%) 12.18 Extremadamente rico Nitrógeno (%) 0.609 Extremadamente rico Relación C/N 6.26 Bajo Fósforo (ppm) ND Extremadamente bajo Potasio (ppm)Ŧ 235.99 Muy bajo Calcio (ppm)Ŧ 15,718 Alto Magnesio (ppm)Ŧ 2,140.8 Alto Sodio (ppm)Ŧ 131.1 Normal Densidad aparente (g/cm3) 0.92 Bajo Capacidad de campo (%) 42.37 Alta Fuente: Análisis realizado por personal del Laboratorio de Suelos de la Facultad de Ciencias Agrícolas de

la Universidad Veracruzana, Campus Xalapa (Veracruz, México), utilizando métodos estandarizados de análisis de suelo y las especificaciones del PROY-NOM-021-RECNAT-2000 (SEMARNAT, 2000). ND = No detectado (Método Bray P1-KitsonMellon). ŦCorresponden a la fracción soluble más la fracción intercambiable.

61

3.2.2.2. Clima Por su ubicación en la zona intertropical, escasa altitud y relieve llano o ligeramente

ondulado, el tipo de clima predominante en esta zona es cálido subhúmedo Aw0(x’),

con régimen de lluvias de verano y porcentaje de lluvia invernal mayor de 10.2 (INEGI,

1988) respecto a la total anual. 3.2.2.3. Vegetación En este relicto de SBC se lograron identificar los siguientes componentes: Chaca

(Bursera simaruba), bonete (Jacaratia mexicana), cedro (Cedrela odorata), ramón

(Brosimum alicastrum), guaje (Leucaena leucocephala), pukté (Bucida buceras), jabín

(Piscidia piscipula), Diospyros anisandra, Acacia cornigera, Karwinskia humboldtiana y

Annona squamosa, entre otros. 3.2.3. Sitio 3: Buctzotz (Estado de Yucatán, México) La recolección de muestras rizosféricas de J. mexicana se llevó a cabo en un paraje del

litoral norte del estado de Yucatán, a 186 km del poblado de Buctzotz, nombre que

ostenta tanto el municipio como su división administrativa gubernamental.

El relicto de SBC elegido por sus atributos naturales se encontraba vegetando a muy

baja altitud (no más de 30 msnm), entre los meridianos 88° 33' 26’’ y 88° 39' 37’’ de

longitud oeste y entre los paralelos 21° 10' 22’’ y 21° 12' 32’’ de latitud norte (Fig. 4), a

105-107 km en dirección noreste de la ciudad capital, Mérida, dentro de la provincia

fisiográfica denominada Península de Yucatán, en la subprovincia Carso Yucateco

(INEGI, 1987 c).

3.2.3.1. Suelos En esta región domina la rendzina y los litosoles, de clase textural media y predominio

de limos, con fase física lítica y sin fase química (INEGI, 1988). El Cuadro 7 muestra la

62

Área de recolección de las muestras (Escala 1: 1 000 000)

caracterización física y química del suelo colectado en el área de estudio a una

profundidad de 0-20 cm.

Figura 4. Ubicación geográfica del área de recolección de ejemplares de herbario y de suelo rizosférico en

la Selva Baja Caducifolia de Yucatán, México (Adaptada de INEGI, 1988).

Cuadro 7. Caracterización física y química del suelo colectado en Buctzotz (Estado de Yucatán, México) a la profundidad 0-20 cm.

Determinación Valor referencial Designación Grupo textural 12% arcilla, 52.5% limo y 35.5% arena Franco limoso pH en agua (relación 1:2) 6.28 Ligeramente ácido Materia orgánica (%) 15.23 Extremadamente rico Carbono (%) 3.65 Bueno Nitrógeno (%) 0.761 Extremadamente rico Relación C/N 4.8 Bajo Fósforo (ppm) ND Extremadamente bajo Potasio (ppm)Ŧ 537.62 Bajo Calcio (ppm)Ŧ 8,640 Normal Magnesio (ppm)Ŧ 2,737.2 Muy alta Sodio (ppm)Ŧ 115.0 Normal Densidad aparente (g/cm3) 0.75 Baja Capacidad de campo (%) 72.48 Muy alta

Fuente: Análisis realizado por personal del Laboratorio de Suelos de la Facultad de Ciencias Agrícolas de la Universidad Veracruzana, Campus Xalapa (Veracruz, México), utilizando métodos estandarizados de análisis de suelo y las especificaciones del PROY-NOM-021-RECNAT-2000 (SEMARNAT, 2000). ND = No detectado (Método Bray P1-KitsonMellon). ŦCorresponden a la fracción soluble más la fracción intercambiable.

63

3.2.3.2. Clima El tipo de clima predominante en esta zona corresponde a un cálido subhúmedo

Aw0(x’), con régimen de lluvias de verano y porcentaje de lluvia invernal mayor de 10.2

respecto a la total anual (INEGI, 1988 ).

3.2.3.3. Vegetación En este manchón de selva baja, que se desarrolla prácticamente en una región de

escaso relieve y con altitud próxima al nivel del mar, se reconocieron los siguientes

componentes: Chaca o huk’up (Bursera simaruba), bonete (Jacaratia mexicana),

pochota o ya’ax-ché (Ceiba aesculifolia), jabín (Piscidia piscipula), k’aantemo (Acacia

angustissima), chimay (Acacia pennatula), xbesiinik ché (Alvaradoa amorphoides),

k’aan chunuup (Thouinia paucidentata), nuum tsuutsuy (Acanthocereus pentagonus),

chaay (Cnidoscolus aconitifolius), tulipán de monte o taman ch’iich’ (Malvaviscus

arboreus), ya’axnik (Vitex gaumeri), be’eb (Pisonia aculeata), nikte’ (Plumeria obtusa)

y Aphelandra scabra, entre otros.

3.3. Muestreo de suelo En cada uno de los parajes descritos se tomaron muestras del material rizosférico de

J. mexicana (noviembre de 1999) y, mediante la adición sucesiva de submuestras

obtenidas a no más de 20 cm de profundidad (Fig. 5), se reunieron 30 kg de suelo

para iniciar la propagación de sus hongos micorrizógenos en invernadero.

Una vez hecha la mezcla y homogeneización de los suelos se les guardó en bolsas de

polietileno que, debidamente etiquetadas y selladas, se acomodaron en recipientes

portátiles especialmente diseñados para funcionar térmicamente (12°C) durante su

traslado a la ciudad de Xalapa (estado de Veracruz, México) para su propagación.

64

a) b)

g)

f)

c) d) e)

Figura 5. Secuencia de imágenes de las faenas de campo seguidas para la obtención de las muestras de suelo rizosférico de Jacaratia mexicana en los manchones de Selva Baja Caducifolia de Veracruz, Campeche y Yucatán, México. (a) A partir de un árbol selecto o árbol de referencia se identifican las raíces secundarias y terciarias (b, c, d, e), mismas que distantes de la zona de goteo hasta en 8 ó 10 m (f) sirvieron para ir almacenando el suelo que se encontraba por debajo de estas (aproximadamente a unos 5 ó 10 cm de profundidad), así como también el que prácticamente les rodeaba (g). (Fotografías: Ramón Zulueta Rodríguez).

Finalmente, y a tenor de lo sugerido por Flores-Bello et al., (2000), durante los

siguientes 10 días que precedieron a su utilización, las muestras de suelo rizosférico

se mantuvieron en refrigeración (a 10°C) con el objeto de romper la latencia de las

esporas allí contenidas.

3.4. Propagación de esporas nativas en invernadero Para incrementar la población de HMA recolectados en el campo, en el Laboratorio de

Organismos Benéficos (LOB) de la Facultad de Ciencias Agrícolas (FCA) de la

Universidad Veracruzana, Campus Xalapa (estado de Veracruz, México) se montaron

diez macetas de propagación de cada una de las procedencias ya descritas, siguiendo

65

los protocolos sugeridos por Morton (1988; 1990 b) denominados comúnmente como

establecimiento de cultivos-trampa (Sieverding, 1991).

Para ello el sustrato preparado fue una mezcla 2:1 (v/v) de suelo rizosférico nativo

(de la SBC de Veracruz, Campeche y Yucatán) y arena de río pasteurizada mediante

vapor (2 días x 1 hora a 90°C [Brundrett et al., 1994; 1996]) y aireada durante dos

semanas para reducir cualquier tipo de fitotoxicidad derivada de su calentamiento

(Rovira y Bowen, 1966), el cual sirvió para sembrar y activar el proceso germinativo

de semillas de maíz (Zea mays L.), frijol (Phaseolus vulgaris L.), sorgo (Sorghum

bicolor [L.] Moench.), alfalfa (Medicago sativa L.), trébol (Trifolium sp.), avena

(Avena sativa L.) y bonete (Jacaratia mexicana A. D.C.) tratadas en su superficie, tal

y como se puntualizó en el apartado 3.1.2.

Por lo demás, y tras haberse manifestado un exitosa germinación (>98%), se

procedió a su trasplante en macetas de propagación de 2 kg de capacidad que se

habían llenado y desinfectado (cloro al 5% x 30 min) con los materiales arriba

mencionados.

Una vez terminada la etapa descrita, todas las macetas se vigilaron durante seis

meses en uno de los invernaderos que el LOB tiene dentro de las instalaciones de la

FCA. Se les colocó plástico en su superficie (calibre RN-400 pigmentado en color

negro, de larga duración y resistente a los rayos ultravioletas y oxidantes) para

reducir la evaporación y minimizar el riesgo de contaminación (Brundrett et al., 1996;

Dickson et al., 1999 a).

Para mantener el sustrato a capacidad de campo y evitar su desecación, se hicieron

riegos controlados con agua destilada cada tercer día. De este modo las raíces

tendrían oportunidad de penetrar y aprovechar el contenido de humedad y

nutrimentos para el buen desarrollo de las plántulas. Los cultivos-trampa fueron

mantenidos por seis meses.

66

3.5. Separación y extracción de esporas en laboratorio Transcurridos los seis meses se tomaron 30 porciones de suelo (50 g por muestra) de

las macetas trampa con un sacabocados limpio y esterilizado en autoclave (120°C x

30 min) para asegurar que las esporas de los HMA propagadas en el invernadero y

separadas, extraídas y determinadas en el laboratorio provenían única y

exclusivamente del sitio geográfico de donde se les había recolectado.

Así, las esporas fueron separadas del suelo mediante las técnicas de tamizado

húmedo y decantación (Gerdemann y Nicolson, 1963), y centrifugación en gradiente

de sacarosa (20/60%) (Daniels y Skipper, 1982) (Anexo 6).

Posteriormente, y con la intención de hacer las primeras indagaciones en microscopio

estereoscópico (Nikon SM5), se les vertió a una caja de Petri para formar grupos

discretos de acuerdo con características visualizables de tipificación morfológica

(Abbott y Robson, 1979; Talukdar, 1993; Guerrero, 1996) como tamaño, color,

sanidad y apariencia uniforme, tipo de hifa de sostén, y estructura de la pared

(Morton y Bentivenga, 1994; Varela, 2000; Kleikamp, 2002), entre otras, las cuales

son cruciales en los criterios que sirven de base para la clasificación e identificación

de los distintos morfotipos de esporas de HMA (Sanders et al., 1996).

Se hicieron preparaciones permanentes con 10 a 25 esporas colocadas por medio de

pipetas Pasteur en el extremo de un portaobjetos nuevo. El exceso de agua se

eliminó mediante jeringas de plástico estéril BD *Plastipak* ultra-finas (29G x 13 mm

[1/2”]). Antes de colocar el cubreobjetos se les aplicó una gota de alcohol polivinílico

lactoglicerol (PVLG) (Koske y Tessier, 1983) o bien PVLG mezclado 1:1 (v/v) con

reactivo de Melzer, para hacer una ligera presión capaz de romper la pared esporal y

permitir su adecuada y minuciosa observación bajo un microscopio microscopio

compuesto Nikon modelo PFX Optiphot-2.

67

3.5.1. Identificación de morfoespecies de hongos formadores de micorriza arbuscular

La identificación de las morfoespecies de HMA se hizo con un microscopio compuesto

Nikon modelo PFX Optiphot-2 y la ayuda del Manual de Schenck y Pérez (1990), la

literatura especializada, y la página y tabla de colores del INVAM (International

Culture Collection of Arbuscular & Vesicular-Arbuscular Mycorrhizal Fungi) (tcI)

disponibles en la Red Mundial.

Todas las preparaciones permanentes se depositaron en el Herbario de la Escuela

Nacional de Ciencias Biológicas (ENCB) del Instituto Politécnico Nacional (IPN).

3.6. Propagación de morfoespecies Con el fin de propagar solo a las morfoespecies cuyo predominio y abundancia fuese

manifiesto en los cultivos-trampa establecidos, el número de porciones de suelo

tomado y valorado de cada una de las procedencias geográficas en estudio se

incrementó a 50 (50 g por muestra).

Para verificar este hecho las esporas fueron separadas del suelo (Gerdemann y

Nicolson, 1963; Daniels y Skipper, 1982) y transferidas en cajas de Petri para realizar

su conteo sistemático bajo un microscopio estereoscópico (Carneiro et al., 1996;

Pringle y Bever, 2002).

Para continuar el proceso depurativo se establecieron nuevos cultivos-trampa única y

exclusivamente con las morfoespecies predominantes, donde la contaminación

externa prácticamente fue nula (Sieverding, 1991; Walker y Vestberg, 1994). Además

durante la manipulación de los materiales usados en el invernadero se evitaron

68

salpicaduras durante el riego, y las macetas siempre estuvieron separadas y a

distancia prudente (10 cm) (Morton et al., 1993) de acuerdo con su procedencia.

3.6.1. Preparación del sustrato y las macetas trampa El sustrato utilizado para la propagación de las morfoespecies de HMA en los cultivos

trampa fue, independientemente de su origen geográfico, una mezcla 2:1 (v/v de

suelo de la SBC de Veracruz y arena de río pasteurizados mediante vapor durante 2

días x 1 hora a 90°C [Brundrett et al., 1994; 1996]) aireada para reducir cualquier

tipo de fitotoxicidad derivada de su calentamiento (Rovira y Bowen, 1966). Sus

principales características físicas y químicas se denotan en el Cuadro 8.

Cuadro 8. Caracterización física y química del sustrato utilizado para la propagación de morfoespecies de Veracruz, Campeche y Yucatán en los cultivos trampa.

Determinación Valor referencial Designación Grupo textural 17% arcilla, 10% limo y 73% arena Franco arenosa pH en agua (relación 1:2) 7.8 Ligeramente alcalino Materia orgánica (%) 4.30 Medio Carbono (%) 2.58 Bueno Nitrógeno (%) NDt --- Relación C/N NDt --- Fósforo (ppm) ND Extremadamente bajo Potasio (ppm)Ŧ 208.8 Muy bajo Calcio (ppm)Ŧ 9,780 Normal Magnesio (ppm)Ŧ 348.0 Muy bajo Sodio (ppm) NDt --- Densidad aparente (g/cm3) NDt --- Capacidad de campo (%) NDt --- Fuente: Análisis realizado por personal del Laboratorio de Suelos de la Facultad de Ciencias Agrícolas

de la Universidad Veracruzana, Campus Xalapa (Veracruz, México), utilizando métodos estandarizados de análisis de suelo y las especificaciones del PROY-NOM-021-RECNAT-2000 (SEMARNAT, 2000). NDt= No determinado. ND= No detectado (Método Bray P1-KitsonMellon). ŦCorresponden a la fracción soluble más la fracción intercambiable.

Con dicho sustrato se llenaron cinco macetas de propagación de 2 kg de capacidad

por cada morfoespecie y procedencia, previamente desinfectadas con hipoclorito de

sodio (cloro al 5% x 30 min), en las cuales se depositaron semillas de maíz (Zea

69

mays L.), pasto orchard (Dactylis glomerata L.) y bonete (Jacaratia mexicana A. D.C.)

activadas natural y anticipadamente en su proceso germinativo, cuyo tratamiento y

manejo preemergente fueron denotados en el apartado 3.1.2.

3.6.2. Propagación de las morfoespecies identificadas Una vez precisada la identidad taxonómica de las morfoespecies de HMA se procedió

a la cuidadosa conformación de grupos discretos bajo un microscopio estereoscópico.

Además, y con el propósito de anular toda posible actividad biológica en su superficie

(Mosse, 1962; Ames et al., 1987; Bianciotto et al., 1996; Tawaraya et al., 1996;

Giovannetti et al., 1999; Bianciotto et al., 2000), en forma paralela a su aislamiento y

separación se les esterilizaba su contorno (Bago et al., 2000 b) (Anexo 7).

Al concatenar las sugerencias vertidas por Morton (1990 a) y de conformidad con las

indicaciones metodológicas propuestas por Brundrett et al., (1994; 1996) (Anexo 8),

las esporas tratadas se fueron depositando en un sustrato esterilizado donde se

pusieron a crecer sus plantas huésped.

Cuando las macetas quedaron listas para la propagación de las morfoespecies electas

se les llevó al invernadero del LOB con el fin de repetir el manejo descrito en el

apartado 3.4.

No obstante, en esta etapa se construyeron unas estructuras especiales de madera y

malla fabricada con monofilamentos de polietileno de alta densidad calibre 10 (15 x

28 milésimas de pulgada el claro entre hilos), tratados con absorbedor de luz

ultravioleta y antioxidante para resistir un mínimo de cuatro años expuestos a la

intemperie, los cuales están diseñados para evitar la entrada de insectos tan

70

pequeños como los áfidos (1 mm), sin impedir una iluminación y ventilación

adecuadas.

Así la puerta deslizable de cada una de ellas solo se abría cada tercer día para hacer

los riegos controlados con agua destilada para mantener el sustrato a capacidad de

campo adicionándose, a partir de los 60 días y hasta los 180, la solución nutritiva de

Hoagland menos fósforo (P)29 (Graham y Fardelmann, 1986; Al-Garni y Daft, 1990;

Graham et al., 1991), modificada en su fórmula original por Fernández y Johnson

(1986) al contener fierro (Fe) en forma de quelato (Anexo 9).

3.6.3. Elección y obtención del inóculo Con la finalidad de generar información sobre el comportamiento e interacción que

los grupos discretos de HMA elegidos pudieran presentar en la colonización

micorrizógena de las plantas huésped escogidas para realizar este estudio (papaya F1

[Carica papaya WP 171] y bonete [Jacaratia mexicana A. DC.])30, las esporas fueron

separadas de los cultivos-trampa después de seis meses (apartado 3.5.) y

esterilizadas en su superficie (Anexo 7) para valorar su potencial infectivo (Al-Garni y

Daft, 1990; Abbott y Robson, 1991) bajo las condiciones ambientales y de manejo

particulares en que se conducirían los bioensayos donde sería evaluada la eficiencia

simbiótica de cada morfotipo.

3.7. Ubicación del área experimental La investigación sobre la eficiencia de las morfoespecies de HMA se llevó a cabo

dentro del campo experimental “La Bandera” (perteneciente a la Facultad de Ciencias

Agrícolas de la Universidad Veracruzana, Campus Xalapa) que se encuentra ubicado

29 En este caso 250 mililitros (mL) mensuales. 30 Híbrido [Lote 377.034.284 F] de Western Seed Internacional B.V.® y de origen silvestre, respectivamente.

71

en el municipio de Actopan, Veracruz, a 10.6 km del camino pavimentado La Bocana

a Actopan (carretera federal 180 México-Veracruz, a 37.4 km de la ciudad de Xalapa)

y 0.1 km del entronque hacia Idolos.

El clima que prevalece en la zona es tropical subhúmedo Awo(w)(i’)gw” (Vázquez et

al., 1992) caracterizado por presentar un régimen de lluvias de verano, cociente P/T

menor de 43.2, poca oscilación térmica, marcha anual de temperatura tipo Ganges y

sequía intraestival (García, 1987), con temperatura media anual de 24.8°C y

precipitación pluvial cercana a los 900 mm al año (Zulueta, 1993). Los suelos

predominantes son cambisoles (húmicos, húmico-vérticos), feozems (calcáricos,

calcárico-vérticos) y leptosoles (líticos, réndzicos y mólicos) (Castañeda, 2000). 3.8. Establecimiento de los bioensayos Para alcanzar los objetivos pretendidos en este estudio la investigación se dividió en

dos etapas, en las cuales se trató de agregar mayor valía biológica a los bioensayos

al conducir las evaluaciones bajo un manejo y estricta asepsia controladas en una

estructura construida ex profeso a 19°27’34” de latitud norte, 96°34’11” longitud

oeste y 190 msnm (Fig. 6), donde las condiciones de luminosidad, temperatura y

humedad relativa son propias del trópico seco.

Los bioensayos implementados en cada etapa se describen a continuación:

3.8.1. Bioensayo preliminar Tal y como Graham y Abbott (2000) lo exteriorizan, este tipo de valoraciones son

trascendentes para verificar y calibrar el potencial de colonización radical de todo

hongo MA aislado.

Por ello el bioensayo preliminar efectuado fue precedido por la siembra de semillas

desinfectadas con hipoclorito de sodio (cloro al 10% x 15 min [Duncan y Howard,

72

a)

b)

c)

d)

2000; Zhu et al., 2000]) y enjuagadas con agua destilada estéril durante 15 min

antes de ser colocadas en cavidades de unicel reforzado (de 34.0 x 67.0 x 7.0 cm)

donde se activaría su proceso germinativo.

Figura 6. Secuencia de imágenes del acondicionamiento del sitio y armado de la estructura donde se

llevó a cabo el experimento: Se colocan varios polines de madera para dejar firme la malla metálica exterior y de esta manera evitar el ingreso de organismos y materiales no deseados que pudieren contaminar a los bioensayos (a). Se forra por dentro con malla antiáfidos (ver características en apartado 3.6.2.) (b). Panorámica del sitio donde se llevó a cabo el experimento (8.0 x 2.0 m en su interior) (c). Puerta de acceso para llevar a cabo el control de los bioensayos y la toma de datos (d). (Fotografías: Ramón Zulueta Rodríguez).

El día 4 de junio de 2001 se trasplantaron 70 plántulas de papaya F1, que poseían un

par de hojas verdaderas, a contenedores individuales convermex no. 16 (de 9.0 cm

de diámetro y 12.9 cm de alto) llenados hasta en 2 terceras partes de su capacidad

con 450 g del sustrato preparado con suelo de SBC de Veracruz y arena de río (1:1,

v/v) esterilizados con basamid (ingrediente activo dazomet [tetrahidro-3,5-dimetil-2H-

1,3,5-tiadizin-2-tiona]) (Thingstrup, 1998; Olsson et al., 1999; O’Neill y Mitchell,

1999) en dosis de 400 kg ha-1 (Rosenstein, 1998).

Así, y con la intención de discernir sobre cual sería el número de esporas y la

necesidad o no de desinfectar su superficie para anular toda posible actividad

73

biológica ajena a la interacción entre los simbiontes, se condujo un bioensayo

preliminar con un arreglo combinatorio simple y distribución de tratamientos

completamente al azar, donde el número de tratamientos dependió básicamente de

la combinación existente entre la cantidad de esporas (10, 50 ó 100) y el recibir o no

un trato previo en su superficie (Cuadro 9).

Cuadro 9. Descripción de los tratamientos evaluados en el bioensayo preliminar. Factor

Espora esterilizada en su

superficie

Número de esporas del morfotipo HMA‡

Tratamientos‡ ‡

No 0 T1 (Testigo)

No 10 T2 (10 eGise)

Si 10 T3 (10 eGie)

No 50 T4 (50 eGise)

Si 50 T5 (50 eGie)

No 100 T6 (100 eGise)

Si 100 T7 (100 eGie) ‡ En el bioensayo preliminar solo se evaluaron las esporas del morfotipo procedente de Veracruz. ‡ ‡En todos los tratamientos el contenido de P asimilable era de 4 ppm. Los códigos entre paréntesis indican la composición de cada uno de ellos donde 10, 50 y 100= número de esporas recibidas, eGise= esporas de Glomus intraradices sin esterilizar y eGie= esporas de Glomus intraradices esterilizadas.

Para evitar la contaminación de los grupos de esporas tipo formados de acuerdo con

los rasgos característicos previamente definidos y tratamiento asignado31 mediante el

uso de pipetas Pasteur con punta de apertura de 0.2-0.5 mm se fueron transfiriendo

de las cajas de Petri a su respectiva bolsa de plástico (de 11.0 x 7.0 cm que contenía

2 g de arena estéril como sustrato portador) dentro de una cabina de flujo laminar.

El total de tratamientos evaluados (7 con 10 repeticiones) permitió la toma de datos

en las 70 plantas de C. papaya WP 171 que durante el mes de junio de 2001 se

31 Ver en Anexo 7 el procedimiento para esterilizar la superficie de las esporas.

74

manejaron en el sitio experimental acondicionado (Fig. 6) donde se presentaron entre

28.0 y 30.2°C de temperatura y 49.1% de humedad relativa ambientales naturales

promedio.

En este caso las variables ponderadas en cada unidad experimental (1 planta) fueron

crecimiento en altura, número de hojas, producción de biomasa aérea seca32, área

foliar y porcentaje de colonización radical a los 5, 10, 15 y 20 días después de la

inoculación (ddi).

El efecto de los tratamientos sobre las primeras cuatro variables de respuesta se

examinaron aplicando el análisis de varianza (ANOVA) de SAS 6.12 para Windows y

para la comparación de medias de los tratamientos se usó la prueba de Tukey, ya

que a través de ella se puede hacer una comparación muy confiable para cualquier nivel

de significancia propuesto (Camacho y Camacho, 1992). En este caso del 5% (α= 0.05).

Dicha valoración se hizo mediante un diseño de dos vías de clasificación donde el

factor número de esporas y su esterilización se consideró como análogo del factor

bloques con el fin de separar el efecto que pudieran llegar a tener estas en la

respuesta emanada de cada tratamiento.

En vista de que la colonización de las raíces fue muy inconstante (incluso dentro de

un mismo tratamiento) y los datos no tuvieron una distribución normal ni

homogeneidad en las varianzas requeridas en un ANOVA (St. John y Koske, 1988;

Alvarez-Santiago et al., 1996), esta última variable se analizó mediante la prueba de

Kruskal-Wallis (α= 0.05) de STATISTICA 6.0 para Windows por ser considerada la

alternativa no paramétrica para una prueba F de análisis de varianza en un diseño

completamente aleatorizado (Gange et al., 1999; Díaz, 2001).

32 Base seca no recomendable de referir en el sistema radical de plántulas pequeñas, para efectuar un análisis más preciso de su colonización (Rajapakse y Miller, 1994).

75

3.8.1.1. Variables medidas en el bioensayo preliminar Cada cinco días se tomaban los datos de crecimiento en altura y número de hojas de

las plantas, su producción de biomasa y área foliar, y la colonización de las raíces de

la siguiente manera:

3.8.1.1.1. Crecimiento en altura y número de hojas

La altura se midió con un escalímetro metálico A.W. Faber-Castell 853-HP-A (en cm)

partiendo de la base hasta el ángulo superior del domo apical (meristemo apical)

donde se forman los primeros primordios foliares. El número de hojas se obtuvo

mediante observación directa sin tomar en cuenta a las hojas cotiledonales.

3.8.1.1.2. Producción de biomasa y área foliar

El peso seco de la biomasa se determinó con una balanza digital modelo Precisa 125

ASC5 (Swiss Quality®, ISO 9001) cuando los tejidos vegetales mantenidos a 70°C en

una estufa Robertshaw (con doble termostato 50-300°C de Robertshaw Controls

Company®) alcanzaban peso constante. El área fotosintética total, expresada como

área foliar, se obtuvo con un medidor portátil CI-202, modelo SE410G (CID, Inc.®).

3.8.1.1.3. Colonización de las raíces Para evaluar la colonización de las raíces se tiñeron de acuerdo con la técnica de

Phillips y Hayman (1970) (Anexo 4), y el porcentaje de colonización radical se

determinó a 200X en un microscopio compuesto Nikon modelo PFX Optiphot-2 por el

método de McGonigle et al., (1990) (Anexo 5).

76

3.8.2. Bioensayos de eficiencia Con fundamento en las actividades realizadas y directrices marcadas en el bioensayo

preliminar descrito en el apartado 3.8.1., y después de haber inoculado a las plantas

huésped con la densidad de esporas de los morfotipos de HMA considerada como la

más apropiada para los contenedores individuales mencionados (en este caso 50 y

con su superficie estéril), las variables de respuesta se midieron en la periodicidad

que a continuación se denota: A los 15, 30, 45 y 60 ddi en el caso de C. papaya

(bioensayo final 1), y durante las etapas iniciales de crecimiento de J. mexicana, a los

15, 30, 75 y 120 ddi (bioensayo final 2).

Con ello se monitoreó la interacción ocurrida entre los simbiontes en ese preciso

momento, así como los porcentajes de colonización micorrízica alcanzados en cada

fecha (Abbott y Robson, 1985 b).

Para evaluar la eficiencia de las morfoespecies de HMA en los dos bioensayos finales,

los experimentos se condujeron con un arreglo simple y distribución de tratamientos

en bloques al azar, en donde el número de tratamientos dependió de la aplicación de

P (Bolan et al., 1984; Peng et al., 1993; Chacón y Cuenca, 1993; Johnson et al.,

1997; Cuenca et al., 1998), la procedencia geográfica del morfotipo, y la inoculación

con esporas de los HMA en densidad conocida (Al-Garni y Daft, 1990) y con su

superficie desinfectada (Cuadro 10).

Al mismo tiempo las esporas de cada morfotipo y procedencia utilizadas en ambos

bioensayos se manipularon de acuerdo con lo sugerido por Bago et al., (2000 b) para

evitar su contaminación, y por ello dentro de una cabina de flujo laminar se les fue

depositando en sus respectivas bolsas de plástico (de 11.0 x 7.0 cm con 2 g de

sustrato estéril) mediante el uso de pipetas Pasteur con punta de apertura de 0.2-

0.5 mm.

77

Cuadro 10. Descripción de los tratamientos evaluados en las dos plantas huésped: Carica papaya y Jacaratia mexicana.

Factor

Procedencia del morfotipo de las

esporas de los HMA

Número de esporas con su superficie estéril

Aplicación de P (50 ppm)‡

Tratamientos‡ ‡

Testigo 1 0 No T1 (Testigo 1)

Testigo 2 0 Si T2 (Testigo 2)

Veracruz 50 Si T3 (50 eGie V)

Campeche 50 Si T4 (50 eGie C)

Yucatán 50 Si T5 (50 eGie Y) ‡El aporte de P se determinó basándose en las recomendaciones de Schubert y Hayman (1986) y Swift (2002). En este caso a partir de una solución de 50 ppm de fosfato de calcio dibásico (CaHPO4), y se excluyó en T1 (Testigo 1). ‡ ‡Los códigos entre paréntesis indican la composición de cada uno de ellos donde 50= número de esporas recibidas, eGie= esporas de Glomus intraradices esterilizadas en su superficie, y las letras V, C y Y= su respectiva procedencia: Veracruz, Campeche y Yucatán.

El total de tratamientos y bloques evaluados entre octubre de 2001 y febrero de 2002

fueron 5 en cada caso, y los datos se tomaron en 100 plantas de C. papaya y de J.

mexicana en sus respectivos bioensayos. Las unidades experimentales (1 planta) se

agruparon en estratos perpendiculares al gradiente de luminosidad que prevalecía en

el sitio donde se llevó a cabo el experimento (entre 353.16 y 827.28 lx de las 8:00 a

las 13:00 horas) (fotómetro General Electric modelo 214). La temperatura y humedad

relativa ambientales promedio fueron 25.5°C y 50%, respectivamente.

En los dos bioensayos finales citados el efecto de los tratamientos sobre las primeras

cuatro variables de respuesta también se examinaron mediante un ANOVA de SAS

6.12 para Windows y la prueba de Tukey (α= 0.05) para la comparación de medias.

Su valoración se hizo mediante un diseño en bloques al azar y la combinación de las

fechas de muestreo.

Con relación al procedimiento empleado para comparar la distribución de las

estructuras formadas por el micosimbionte en las raíces de su socio fotosintético en

78

cada uno de los tratamientos inoculados se utilizó la prueba no paramétrica de

Friedman (α= 0.05) de STATISTICA 6.0 para Windows, por ser la alternativa más

viable para analizar las mediciones obtenidas en un diseño en bloques aleatorizados

(Díaz, 2001).

Finalmente y conforme llegaba cada uno de los días preestablecidos para secuenciar

el procesamiento de las muestras, en las plantas seleccionadas se determinaron las

variables de crecimiento en altura y número de hojas, producción de biomasa seca,

área foliar, asimilación neta de CO2, transpiración de las hojas y colonización de las

raíces de la siguiente manera:

3.8.2.1. Variables adicionales medidas en los bioensayos finales Como el crecimiento en altura, número de hojas, producción de biomasa aérea y

radical (peso seco), área foliar y colonización de las raíces se evaluaron conforme a lo

descrito en el bioensayo preliminar (apartado 3.8.1.1.), a continuación se hará

alusión a los aspectos metodológicos ahí no especificados. Por consiguiente se

incluyen únicamente los referentes a la asimilación neta de CO2, transpiración de las

hojas, acumulación de P en la biomasa aérea de las plantas huésped y la evaluación

de la eficiencia de la simbiosis micorrízica.

3.8.2.1.1. Asimilación neta de CO2 y transpiración de las hojas Las proporciones de asimilación neta de CO2 (fotosíntesis y respiración) y de

transpiración (apertura estomática y evaporación) de las hojas se midieron in situ con

la unidad manual de luz del analizador de gas CO2/H2O TPS-1 (de PP Systems®). De

este modo se asegura un valor constante de energía (0-1,500 micromol/m/s) en la

cámara de hoja (PLC Universal) donde la función se efectúa bajo el principio de

79

sistema abierto basado en la diferencia que se da entre las concentraciones del aire

que entra (aire de referencia) y el que sale (aire del análisis).

3.8.2.1.2. Acumulación de P en la biomasa aérea de las plantas huésped La cantidad de P (digestión vía seca) presente en los órganos aéreos de las plantas

huésped se midió por el método colorimétrico del ácido ascórbico sin ajustar pH,

determinándose en un espectrofotómetro UV/VIS Lambda 40 Perkin Elmer (Chapman

y Pratt, 1991; Alcántar et al., 1992).

Para el caso particular de este elemento nutricional, en cada bioensayo el análisis de

laboratorio se realizó a un total de 50 muestras de biomasa aérea de plantas de C.

papaya (bioensayo final 1) y de J. mexicana (bioensayo final 2) tomadas a los 30 y 60

ddi, y 30 y 120 ddi, respectivamente. Los datos obtenidos fueron examinados

aplicando el ANOVA de SAS 6.12 para Windows y estimando las diferencias entre los

tratamientos por medio de la prueba de Tukey con un nivel de significancia del 5%

(α= 0.05).

3.8.2.1.3. Eficiencia de la simbiosis micorrízica Con base en los argumentos expresados por Kahiluoto y Vestberg (1997), la

eficiencia de la simbiosis micorrízica (ESM) se determinó de la manera siguiente:

ESM = (PSmic+ - PSmic-) x 100%/PSmic+

donde:

PSmic+ = Peso Seco (o la captación total de P) de las plantas colonizadas y

PSmic-= Peso Seco (o la captación total de P) de las plantas no inoculadas

80

a) b)

b)

4. RESULTADOS 4.1. Micotrofía en plantas de Jacaratia mexicana Aunque en ninguna de las raíces recolectadas en campo se apreció la formación de

estructuras de hongos MA, en las plantas transferidas al invernadero e inoculadas con

el consorcio micorrízico MTZ-1 se constató su presencia a los 60 ddi (Fig. 7), lo cual

revela que J. mexicana no es una especie exenta de colonización por HMA bajo

circunstancias favorables.

Figura 7. Estructuras de hongos formadores de micorriza arbuscular observadas a 40X en raíces de

Jacaratia mexicana inoculadas con el consorcio micorrízico MTZ-1 a los 60 ddi. (a) Hifas y (b) Arbúsculos (área con tonos azules visiblemente más fuertes). (Fotografía: Ramón Zulueta Rodríguez).

Por otro lado, las plántulas de J. mexicana emergidas de las semillas recolectadas en

Plan de La Higuera (Estado de Veracruz, México) y que fueron sometidas a la prueba

de inmunidad micorrizógena propuesta por Tester et al., (1987) revelaron su

capacidad de asociación con los HMA a partir de los 15 ddi (20% de colonización),

afinidad que a los 20 días fue de 80% y a los 25 de 100% (Figs. 8 y 9).

81

Figuras 8 y 9. Estructuras de hongos formadores de micorriza arbuscular observadas a 100 y 40X,

respectivamente, en raíces de plántulas de Jacaratia mexicana inoculadas con el consorcio micorrízico MTZ-1 a los 15 ddi (20% de colonización). (a) Hifas, (b) Arbúsculos y (c) Vesículas. (Fotografías: Ramón Zulueta Rodríguez).

Figura 9

a)

a)

c)

b)

c)

b)

Figura 8

c)

a)

b)

c)

82

4.2. Identificación de morfotipos de hongos formadores de micorriza arbuscular

En el Cuadro 11 se muestra la lista de morfotipos encontrados, así como su arreglo

taxonómico. Se identificaron seis morfoespecies que corresponden con tres de los

seis géneros reportados para el Orden Glomales, siendo Glomus el más ampliamente

representado con cuatro de ellas, mientras que Entrophospora y Sclerocystis33

solamente figuraron con una.

Cuadro 11. Lista de taxa de hongos formadores de micorriza arbuscular encontrados

en el suelo rizosférico de Jacaratia mexicana. Orden Glomales

Suborden Glomineae Familia Glomaceae Acaulosporaceae

Glomus intraradices Entrophospora infrequens Glomus constrictum

Glomus sp. 1 Glomus sp.2

Morfoespecies

Sclerocystis sinuosa Presencia de la morfoespecie‡

Morfoespecie/Localidad Veracruz Campeche Yucatán Glomus intraradices + + + Glomus constrictum - - +

Glomus sp. 1 + - - Glomus sp.2 + - -

Sclerocystis sinuosa + + + Entrophospora infrequens - - +

‡+= Presente, -= Ausente 4.3. Descripción de las morfoespecies En este apartado solo se hace referencia a aquellas morfoespecies cuyo número de

esporas propagadas o de inconfundibles características permitieron su descripción (p.

ej. Sclerocystis sinuosa y Entrophospora infrequens). 33Actualmente todas las especies que estaban incluidas en este género han sido transferidas a Glomus (Schüßler et al., 2001). Asimismo, y con base en los avances referidos a técnicas moleculares y su relación con características morfológicas de las esporas se han propuesto dos nuevas familias de Glomales (Archaeosporaceae y Paraglomaceae) con sus respectivos géneros: Archaeospora y Paraglomus (Morton y Redecker, 2001).

83

No definida

De las Glomaceae halladas en Veracruz no se consignan Glomus sp 1 (5.45%, Fig.

10) y Glomus sp. 2 (4.08%, Fig. 11) pero se les considera porque fueron encontradas

en el paraje muestreado (Cuadro 11). Además, la primera de ellas parece ser que

todavía no se ha descrito (Varela, L. comunicación personal, junio de 2000).

Figura 10. Glomus sp. 1 (Fotografía: Ramón Zulueta Rodríguez)

Figura 11. Glomus sp. 2 (Fotografía: Ramón Zulueta Rodríguez)

No definida

84

Los materiales esporales estudiados provenían de Plan de La Higuera (Estado de

Veracruz, México), Seybaplaya (Estado de Campeche, México) y Buctzotz (Estado de

Yucatán, México) (Cuadro 11), y los ejemplares de referencia se encuentran

depositados en el Herbario de la ENCB del IPN.

El diagnóstico taxonómico de las morfoespecies identificadas fue el siguiente: 4.3.1. Glomus intraradices Schenck & Smith (Fig. 12) • Esporas solitarias o formando agrupaciones laxas en el suelo o dentro de la raíz,

globosas a subglobosas, de color amarillo paja a amarillo, y en ocasiones con tintes

verdosos (0/0/10/0)tcI, (0/0/40/0)tcI a (20/40/100/0)tcI, de 82.5 -120 µm.

• Pared formada por tres capas. La capa 1 (C1) es evanescente, por lo que solo se

observa en esporas jóvenes. Dicha capa se tiñe de rosa (20/60/20/0)tcI a púrpura

(20/80/20/0)tcI con el reactivo de Melzer. La capa 2 (C2) es unitaria y hialina. La capa

3 (C3) es laminada, y se encuentra formada por varias subcapas que no se separan al

aplicar una presión ligera.

• Hifa de sostén recta, cilíndrica de 9-15 µm de grosor, subhialina a amarillo paja.

Figura 12. Glomus intraradices (Fotografía: Ramón Zulueta Rodríguez)

12 µm

ca.

85

4.3.2. Glomus constrictum Trappe (Fig. 13) • Esporas solitarias formadas en el suelo, globosas a subglobosas, de 180 a 300 µm,

de color café oscuro (60/80/100/10)tcI a negro brillosas.

• Pared de la espora formada por dos capas: La capa 1 (C1) unitaria, hialina, y la

capa 2 (C2) laminada, de color café oscuro.

• Hifa de sostén recta frecuentemente con una constricción por abajo del punto de

unión con la espora. La pared de la hifa amarillenta a café amarillento cerca de la

espora, volviéndose hialina conforme se aleja de ella.

Figura 13. Glomus constrictum (Fotografía: Ramón Zulueta Rodríguez) 4.3.3. Sclerocystis sinuosa Gerdemann & Bakshi (Fig. 14) • Esporas formadas en el suelo en esporocarpos compactos de color café anaranjado

(0/60/100/10)tcI, globosas subglobosas a irregulares de 220 a 360 µm y con un

peridio grueso formado por hifas sinuosas.

37 µm

ca.

86

• Esporas clavadas a obovadas arregladas radialmente alrededor de un plexo central

de hifas.

• Pared de la espora formada por una sola capa laminada más gruesa en la base y en

ocasiones también en el ápice.

Figura 14. Sclerocystis sinuosa (Fotografía: Ramón Zulueta Rodríguez)

4.3.4. Entrophospora infrequens (Hall) Ames & Schneider (Fig. 15) • Esporas solitarias en el suelo, globosas a subglobosas, de 117.5-185 X 115-182.5 µm,

de color café anaranjado claro a café anaranjado oscuro (0/40/80/0)tcI a

(0/60/100/10)tcI.

• Pared de la espora formada por cuatro capas:

⇒ La capa 1 (C1) es hialina, continua con la pared del sáculo, evanescente por lo que

desaparece al madurar la espora y desprenderse del sáculo. Esta capa se tiñe de

color rosa (0/60/20/0)tcI a púrpura (20/80/10/0)tcI con el reactivo de Melzer.

⇒ La capa dos (C2) es hialina, y frecuentemente evanescente.

45 µm

ca.

87

a b

c d

e f

54 x 53 µm

ca.

50 x 49 µm

ca.

Figura 15. Entrophospora infrequens. Apariencia de las esporas bajo un microscopio estereoscópico. Todas las capas se forman secuencialmente durante la diferenciación de la pared de la espora (a y b) Esporas jóvenes, (c y d) Esporas maduras, (e y f) Esporas con PVL + Melzer (Fotografías: Ramón Zulueta Rodríguez).

⇒ La capa tres (C3) es amarillenta (0/20/60/0)tcI a café amarillenta (0/30/80/0)tcI con

proyecciones de 1.5 a 5.0 µm de alto y de 1.5 a 3.0 µm de ancho. Dichas

proyecciones presentan una depresión en el centro.

88

⇒ La capa cuatro (C4) hialina, membranosa, se separa de las otras capas al aplicar

una ligera presión a la pared.

• Hifa de sostén hialina que termina en un sáculo globoso, el cual llega a medir hasta

185 µm. La distancia entre el sáculo y la espora es de 12-14 µm.

4.4. Morfotipos de hongos formadores de micorriza arbuscular

propagados en invernadero Aun cuando Glomus intraradices y Sclerocystis sinuosa fueron los únicos morfotipos

comunes en los tres manchones de SBC donde se recogieron las muestras rizosféricas

de J. mexicana (Cuadro 11), la eminente dificultad existente para recolectar

esporocarpos de S. sinuosa donde las esporas no estén vacías y/o muertas (Walker,

C. comunicación personal, mayo de 2002), independientemente del tiempo requerido

para su exitosa propagación, prácticamente hicieron imposible su inclusión en este

estudio.

No obstante la cuantificación esporal de la primera confirmó que G. intraradices sería

la única morfoespecie elegible para su propagación en cultivo puro toda vez que, al

prevalecer de manera categórica en los cultivos-trampa establecidos (Cuadro 12),

cumplía cabalmente con el postulado precisado como necesario para proceder a la

valoración de su eficiencia.

Cuadro 12. Criterio discrecional utilizado para elegir a los morfotipos propagados en cultivo monoespecífico: Su prevalecimiento.

Presencia del morfotipo identificado (%)

Localidad Glomus intraradices Sclerocystis sinuosa

Veracruz 90.136 0.324

Campeche 71.911 28.088

Yucatán 97.246 0.419

89

������������������������������������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������0

1

2

3

4

5

6

Testigo 10 eGise 10 eGie 50 eGise 50 eGie 100 eGise 100 eGie

Tratamientos

Altu

ra (

cm) c

bc ab

a ab a

a

4.5. Bioensayo preliminar: Respuesta de Carica papaya a la inoculación con diferente número de esporas de Glomus intraradices esterilizadas en su superficie

4.5.1. Crecimiento en altura y número de hojas Transcurridos 20 ddi la mejor altura correspondió a las plantas del tratamiento 100

eGise (Fig. 16), pero su comportamiento estadístico fue similar al obtenido en las

plantas de los tratamientos 50 eGise y 100 eGie. En cambio, la menor altura se

registró en las plantas testigo que no fueron inoculadas.

Figura 16. Crecimiento en altura de las plantas de Carica papaya a 20 días de haberse iniciado la

evaluación del potencial infectivo de Glomus intraradices (morfotipo procedente de Veracruz). Para cada tratamiento, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).

En cuanto al número de hojas se refiere, el ANOVA no estableció diferencia

significativa (P≤0.05) entre los tratamientos evaluados dado que Pr>F = 0.5442.

4.5.2. Biomasa seca y área foliar Las plantas del tratamiento 50 eGie fueron las que mostraron una mayor capacidad

para convertir la energía y los nutrimentos disponibles en biomasa seca aérea y

90

������������������������������������������������������������������������������������������

�������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

�������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������������������������������������

00.0050.01

0.0150.02

0.0250.03

0.0350.04

0.0450.05

Testigo 10 eGise 10 eGie 50 eGise 50 eGie 100 eGise 100 eGie

Tratamientos

Biom

asa

aére

a se

ca (

g)

b

ab ab

a

ab ab ab

�����������������������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������������������������������������

0.00520.00540.00560.0058

0.0060.00620.00640.00660.0068

0.007

Testigo 10 eGise 10 eGie 50 eGise 50 eGie 100 eGise 100 eGie

Tratamientos

Biom

asa

radi

cal s

eca

(g)

a a

a

a

a

a a

radical (Figs. 17 y 18), si bien en la segunda variable no existió diferencia estadística

con el resto de los tratamientos evaluados (P≤0.05, Pr>F = 0.4947).

Figura 17. Biomasa aérea seca de las plantas de Carica papaya a 20 días de haberse iniciado la

evaluación del potencial infectivo de Glomus intraradices (morfotipo procedente de Veracruz). Para cada tratamiento, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).

Figura 18. Biomasa radical seca de las plantas de Carica papaya a 20 días de haberse iniciado la

evaluación del potencial infectivo de Glomus intraradices (morfotipo procedente de Veracruz). Para cada tratamiento, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).

Por otra parte, en el área foliar de las plantas tampoco se detectó diferencia

significativa entre los tratamientos (P≤0.05) dado que Pr>F = 0.2129.

91

��������������������������������������������

����������������������������������������

��������������������������������������������������������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������0

1

2

3

4

5

6

Testigo 10 eGise 10 eGie 50 eGise 50 eGie 100 eGise 100 eGie

Tratamientos

Colo

niza

ción

(%

)

4.5.3. Colonización micorrízica La cuantificación de la colonización en las raíces de C. papaya cada 5 ddi permitió

establecer que la actividad entre los simbiontes comenzó a los 20 ddi, dinamismo que

no obstante haber tenido una intensidad de colonización mayor en las plantas de los

tratamientos 50 eGise (3.90%) y 50 eGie (3.0%), la eficiencia interactiva parece

haberse evidenciado más bien en este último, donde las plantas lograron la mayor

producción de biomasa seca aérea (0.043 g, Fig. 17) y radical (0.00665 g, Fig. 18).

En contraste los valores de colonización más bajos fueron hallados en las plantas

donde solo se habían utilizado 10 esporas para su inoculación (tratamiento 10 eGise

[1.0%] y 10 eGie [0.90%]), aunque sin diferencia estadística con las preparaciones

examinadas de los demás tratamientos (Kruskal-Wallis= 5.300, P= 0.5059) (Fig. 19).

Figura 19. Colonización de Carica papaya (técnica de McGonigle et al., 1990), 20 días después de

haberse iniciado la evaluación del potencial infectivo de Glomus intraradices (morfotipo procedente de Veracruz). Para cada tratamiento, las líneas verticales en cada columna son el error estándar (±).

De esta manera se logró discernir que el tratamiento 50 eGie era el más adecuado

para valorar posibles cambios morfológicos o fisiológicos que las plantas huésped

92

seleccionadas pudiesen mostrar tras su privativo asocio con cada una de las

morfoespecies cuya procedencia geográfica es distinta.

4.6. Bioensayos de eficiencia 4.6.1. Bioensayo final 1: Respuesta de Carica papaya a la inoculación con

50 esporas de Glomus intraradices esterilizadas en su superficie, y de procedencia geográfica distinta

4.6.1.1. Crecimiento en altura y número de hojas El ANOVA estableció diferencias para la variable altura de las plantas a los 30 ddi

(P≤0.05) y a los 60 ddi (P≤0.01) (Cuadro 13).

Cuadro 13. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para el crecimiento en altura en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya (ANOVA, P≤0.05).

Variable

Días después de la

inoculación

Pr>F

R2

C.V. (%)

F calculada

15 0.3528 0.35 11.06 1.19NS

30 0.0222 0.54 8.74 3.86*

45 0.5121 0.46 10.79 0.85NS

Altura

(cm)

60 0.0040 0.62 8.13 5.93**

NS= No significativo (P≤0.05) * Significativo (P≤0.05) ** Altamente significativo (P≤0.01).

Además al finalizar el experimento hubo contraste estadístico entre el testigo 1 y los

demás tratamientos evaluados (Fig. 20).

Para el caso del número de hojas, en el Cuadro 14 se indican los niveles de

significancia entre los tratamientos evaluados (ANOVA P≤0.05). A los 45 ddi las

plantas del testigo 2, 50 eGie V, 50 eGie C y 50 eGie Y superaban a las del testigo 1

en sus respectivos incrementos en el brote del follaje del 45.45, 45.45, 54.54 y

93

����������������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������

�������������������������������������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������������������������������������������������0

12345678

15 30 45 60Días después de la inoculación

Altu

ra (

cm)

���������� Testigo 1

�������� Testigo 2

���������� 50 eGie V

���������� 50 eGie C

���������� 50 eGie Y

a

a

ba

aa a

b

a

ab ababaa

aa a

a

a

a

����������������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������

�������������������������������������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������������������������������������������������0

12345678

15 30 45 60Días después de la inoculación

Altu

ra (

cm)

���������� Testigo 1

�������� Testigo 2

���������� 50 eGie V

���������� 50 eGie C

���������� 50 eGie Y

a

a

ba

aa a

b

a

ab ababaa

aa a

a

a

a

68.18%, de los cuales al finalizar el experimento (60 ddi) fue más evidente en el

último de los tratamientos señalados (50 eGie Y) al culminar con un aumento del

66.66% con respecto a las plantas sin inocular testigo 1 (Fig. 21).

Figura 20. Crecimiento en altura de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60

ddi. Para cada fecha, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).

Cuadro 14. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para el número de hojas en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya (ANOVA, P≤0.05).

Variable Días después de la

inoculación

Pr>F R2 C.V. (%)

F calculada

15 0.0467 0.47 15.64 3.07*

30 0.0126 0.65 13.35 4.50*

45 0.0004 0.72 12.93 9.64**

Número de

hojas

60 0.0281 0.49 22.06 3.60* * Significativo (P≤0.05) ** Altamente significativo (P≤0.01) 4.6.1.2. Biomasa seca y área foliar El ANOVA marcó diferencias significativas entre los tratamientos a partir de los 30 ddi

(P≤0.05) para la biomasa aérea seca de las plantas (Cuadro 15), mientras que en la

biomasa seca radical no las hubo en ninguna de las fechas valoradas (Cuadro 16).

94

��������������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������

������������������������������������������

��������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

�������������������������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������

�������������������������������������������������������������������������������������������

0123456789

10

15 30 45 60Días después de la inoculación

Núm

ero

de h

ojas

�������� Testigo 1

���������� Testigo 2

���������� 50 eGie V

���������� 50 eGie C

���������� 50 eGie Y

a

a

a

a

b

a aa

aa

a ab

aa

abab

ab

ab

bb

��������������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������

������������������������������������������

��������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

�������������������������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������

�������������������������������������������������������������������������������������������

0123456789

10

15 30 45 60Días después de la inoculación

Núm

ero

de h

ojas

�������� Testigo 1

���������� Testigo 2

���������� 50 eGie V

���������� 50 eGie C

���������� 50 eGie Y

a

a

a

a

b

a aa

aa

a ab

aa

abab

ab

ab

bb

Figura 21. Número de hojas en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi.

Para cada fecha, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).

Cuadro 15. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para la biomasa aérea seca de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya (ANOVA, P≤0.05).

Variable Días después de la

inoculación

Pr>F R2 C.V. (%)

F calculada

15 0.8916 0.35 57.29 0.27NS

30 0.0365 0.57 23.43 3.33*

45 0.0099 0.56 24.18 4.78**

Biomasa

aérea seca

(g) 60 0.0006 0.71 22.39 8.69** NS= No significativo (P≤0.05) * Significativo (P≤0.05) ** Altamente significativo (P≤0.01).

Cuadro 16. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para la biomasa radical seca de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya (ANOVA, P≤0.05).

Variable Días después de la

inoculación

Pr>F R2 C.V. (%)

F calculada

15 0.3397 0.35 37.42 1.22NS

30 0.2862 0.28 33.27 1.38NS

45 0.1680 0.43 32.38 1.85NS

Biomasa

radical seca

(g) 60 0.5110 0.18 42.74 0.86NS

NS= No significativo (P≤0.05).

95

������������������������������������������

�����������������������������������

�����������������������������������

�������������������������������������������������

�������������������������������������������������

��������������������������������������������������������

������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������

������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������

������������������������������������������

������������������������������������������

������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������

�������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������0

0.010.020.030.040.050.060.070.080.09

15 30 45 60Días después de la inoculación

Biom

asa

aére

a se

ca (

g)

�������� Testigo 1

���������� Testigo 2

���������� 50 eGie V

�������� 50 eGie C

�������� 50 e Gie Y

a

aa

ba

b

a

ab

abab

a

ab

ab

abc

bc

ca

ab

a

a

������������������������������������������

�����������������������������������

�����������������������������������

�������������������������������������������������

�������������������������������������������������

��������������������������������������������������������

������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������

������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������

������������������������������������������

������������������������������������������

������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������

�������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������0

0.010.020.030.040.050.060.070.080.09

15 30 45 60Días después de la inoculación

Biom

asa

aére

a se

ca (

g)

�������� Testigo 1

���������� Testigo 2

���������� 50 eGie V

�������� 50 eGie C

�������� 50 e Gie Y

a

aa

ba

b

a

ab

abab

a

ab

ab

abc

bc

ca

ab

a

a

De esta manera las diferencias estadísticas entre las plantas del tratamiento testigo 1

y los demás tratamientos se hizo evidente a partir de los 30 ddi, siendo las plantas

del tratamiento 50 eGie C las que lograron una mayor productividad neta (127.27%)

y las del tratamiento 50 eGie V la menor (39.39%) con respecto a las testigo 1 (Fig. 22).

Figura 22. Biomasa aérea seca de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60

ddi. Para cada fecha, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).

El área foliar de las plantas exhibió un comportamiento similar al indicado para la

biomasa aérea seca, pudiéndose observar diferencias significativas (ANOVA, P≤0.05)

a partir de la segunda fecha de muestreo (Cuadro 17).

Cuadro 17. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para el área foliar de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya (ANOVA, P≤0.05).

Variable Días después de la

inoculación

Pr>F R2 C.V. (%)

F calculada

15 0.0578 0.47 25.92 2.86NS

30 0.0137 0.54 21.15 4.40*

45 0.0007 0.68 25.74 8.46**

Área foliar

(cm2)

60 0.0006 0.70 30.51 8.91**

NS= No significativo (P≤0.05) * Significativo (P≤0.05) ** Altamente significativo (P≤0.01).

96

�������������������������������������������������

�����������������������������������

����������������������������

����������������������������

������������������������������������������

��������������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������

������������������������������������������

��������������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������

�������������������������������������������������

��������������������������������������������������������

�������������������������������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

0

5

10

15

20

25

30

15 30 45 60Días después de la inoculación

Área

fol

iar (

cm²)

���������� Testigo 1

�������� Testigo 2

�������� 50 eGie V

�������� 50 eGie C

�������� 50 eGie Y

a

aa

a

aa

a

ababab

ab

ab

b

bb

b

aa

abab

�������������������������������������������������

�����������������������������������

����������������������������

����������������������������

������������������������������������������

��������������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������

������������������������������������������

��������������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������

�������������������������������������������������

��������������������������������������������������������

�������������������������������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

0

5

10

15

20

25

30

15 30 45 60Días después de la inoculación

Área

fol

iar (

cm²)

���������� Testigo 1

�������� Testigo 2

�������� 50 eGie V

�������� 50 eGie C

�������� 50 eGie Y

a

aa

a

aa

a

ababab

ab

ab

b

bb

b

aa

abab

El análisis estadístico indicó que a partir de los 30 ddi las plantas de los tratamientos

testigo 2, 50 eGie V, 50 eGie C y 50 eGie Y superaban a las testigo 1 en la formación

de superficie fotosintética que a los 60 ddi culminó con incrementos del 159.56,

133.90, 284.75 y 201.86%, respectivamente (Fig. 23).

Figura 23. Área foliar de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi. Para

cada fecha, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).

4.6.1.3. Colonización micorrízica La prueba de Friedman (α= 0.05) reveló diferencias entre los tratamientos inoculados

para las estructuras micorrízicas observadas en las raíces endófitas de C. papaya a

los 15, 30, 45 y 60 ddi (Cuadro 18).

Cabe resaltar que a partir de los 15 ddi se apreció que el micelio de las tres

morfoespecies endosimbióticas evaluadas había logrado colonizar las raíces (Fig. 24),

aumentando a partir de los 45 ddi, fecha en la que la producción de hifas fue siempre

menor en la morfoespecie de Veracruz respecto a la capacidad mostrada por las

morfoespecies de Yucatán y Campeche.

97

Cuadro 18. Diferencia entre tratamientos para las estructuras micorrízicas observadas en Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi (Friedman, P≤0.05).

Estructuras de hongos MA

Días después de la

inoculación X2

0.05 P Diferencia

entre tratamientos

15 20.00 0.0005 Si 30 17.97 0.0012 Si 45 20.00 0.0005 Si

Hifas 60 18.98 0.0007 Si 15 20.00 0.0005 Si 30 19.32 0.0006 Si 45 20.00 0.0005 Si

Arbúsculos 60 19.82 0.0005 Si 15 ND ND ND 30 20.00 0.0005 Si 45 19.48 0.0006 Si

Vesículas 60 20.00 0.0005 Si

ND= No disponible por la ausencia total de estructuras en esa fecha

De esta manera, y mientras que el patrón de formación de arbúsculos dentro de las

células corticales de la planta huésped (Fig. 25) fue semejante al indicado para las

hifas (Fig. 24), la producción de vesículas en el parénquima cortical colonizado fue

mayor en la morfoespecie de Veracruz a los 30 y 60 ddi, en comparación con la

registrada para las otras dos morfoespecies mencionadas (Fig. 26).

Por otro lado en la Figura 27 se aprecia que la morfoespecie de Yucatán fue la

primera en formar arbúsculos en el interior de las células de la corteza media e

interna de su planta huésped a los 15 ddi (0.60%), y que a pesar de haber sido un

poco menor a los 30 ddi (3.33%) en relación con la morfoespecie de Veracruz (4.0%)

y Campeche (3.66%), en general se trató de una condición que prevaleció tanto a los

45 como a los 60 ddi.

Así la primera de las morfoespecies citadas produjo un 27.1 y 43.0% de hifas dentro

de las células corticales de su planta huésped (morfoespecie de Yucatán) en

comparación con estas últimas, las cuales solo alcanzaron a producir 14.1 y 33.7%

(morfoespecie de Veracruz) y 21.4 y 40.7% (morfoespecie de Campeche),

respectivamente.

98

Presencia de hifas (15 ddi)

Tratamientos

-0.2

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

1.4

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valores de la mediana

X = 0.66

X = 0.85 X = 1.00

Presencia de hifas 30 ddi

Tratamientos

-0.5

0.5

1.5

2.5

3.5

4.5

5.5

6.5

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valores de la mediana

X = 5.25

X = 4.50 X = 4.50

Presencia de hifas (45 ddi)

Tratamientos

-5

0

5

10

15

20

25

30

35

40

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valores de la mediana

X = 15.50

X = 25.50

X = 32.80

Presencia de hifas (60 ddi)

Tratamientos

-5

5

15

25

35

45

55

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valores de la mediana

X = 37.60

X = 47.50 X = 47.80

Figura 24. Porcentaje de hifas en plantas inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi.

99

Presencia de arbúsculos (15 ddi )

Tratamientos

-0.1

0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valores de la mediana

X = 0.60

Presencia de arbúsculos (30 ddi)

Tratamientos

-0.5

0.5

1.5

2.5

3.5

4.5

5.5

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valores de la mediana

X = 4.00 X = 3.66 X = 3.33

Presencia de arbúsculos (45 ddi)

Tratamientos

-2

2

6

10

14

18

22

26

30

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valores de la mediana

X = 21.40

X = 14.10

X = 27.10

Presencia de arbúsculos (60 ddi)

Tratamientos

-5

5

15

25

35

45

55

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valores de la mediana

X = 43.00 X = 40.70

X = 33.70

Figura 25. Porcentaje de arbúsculos en plantas inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi.

100

Presencia de vesículas (15 ddi)

Tratamientos

-1.0

-0.5

0.0

0.5

1.0

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valores de la mediana

Presencia de vesículas (30 ddi)

Tratamientos

-0.2

0.2

0.6

1.0

1.4

1.8

2.2

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo25%-75%Valores de la mediana

X = 1.50

Presencia de vesículas (45 ddi)

Tratamientos

-0.05

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

0.40

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valores de la mediana

Presencia de vesículas (60 ddi)

Tratamientos

-0.4

0.2

0.8

1.4

2.0

2.6

3.2

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valores de la mediana

X = 0.80

X = 0.30 X = 0.30

X = 2.50

X = 0.90

Figura 26. Porcentaje de vesículas en plantas inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi.

101

0

10

20

30

40

50

15 30 45 60

Días después de la inoculación

Form

ació

n de

arb

úscu

los

(%)

Morfoespecie de VeracruzMorfoespecie de CampecheMorfoespecie de Yucatán

Figura 27. Formación de arbúsculos registrada a 15, 30, 45 y 60 ddi en tres morfoespecies de Glomus

intraradices asociadas con Carica papaya. 4.6.1.4. Asimilación neta de CO2 y transpiración de las hojas Si bien el ANOVA no mostró diferencias significativas entre tratamientos (P≤0.05)

para la asimilación neta de CO2, conductancia estomática y evaporación medidas en

C. papaya a los 15, 30, 45 y 60 ddi (Cuadro 19), en la Figura 28 se muestran las

tendencias que pudieran atraer la atención desde un punto de vista fisiológico, toda

vez que las plantas inoculadas 50 eGie C, 50 eGie Y y 50 eGie V fueron las que

ostentaron la mayor asimilación neta de CO2 a los 60 ddi. Cuadro 19. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para la asimilación

neta de CO2, conductancia estomática y evaporación en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya (ANOVA, P≤0.05). Variable Días después de la

inoculación Pr>F R2 C.V.

(%) F

calculada 15 0.1730 0.45 102.52 1.83NS 30 0.1603 0.42 58.07 1.90NS 45 0.5098 0.26 68.00 0.86NS

Asimilación neta de CO2

(micromol CO2/m²/s) 60 0.4726 0.35 59.51 0.93NS 15 0.2181 0.62 31.18 1.62NS 30 0.2145 0.49 107.89 1.63NS 45 0.2004 0.58 45.40 1.69NS

Conductancia estomática

(milimol/m²/s) 60 0.8955 0.21 120.34 0.27NS 15 0.1653 0.56 29.85 1.87NS 30 0.2491 0.47 98.42 1.50NS 45 0.2382 0.57 43.85 1.54 NS

Evaporación

(milimol/m²/s) 60 0.9149 0.22 109.85 0.23 NS

NS= No significativo (P≤0.05).

102

���������������������

����������������������������

�������������������������������������������������

�������������������������������������������������

������������������

����������������������������

������������������������������������������

�������������������������������������������������

��������������

���������������������

�����������������������������������

������������������������������������������������������

����������������������������

������������������

���������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

������������������

������������������������������������������

������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������

-10

-9

-8

-7

-6

-5

-4

-3

-2

-1

0Días después de la inoculación

Asi

mila

ción

net

a de

CO

2

(mic

rom

ol C

O2/

m2 /s

)

���������� Testigo 1

���������� Testigo 2

���������� 50 eGie V

���������� 50 eGie C

���������� 50 eGie Y

30 45 6015

72.25%>Control 162.87%>Control 2

III) 71.20%>Control 161.88%>Control 2

I) 29.84%>Control 122.77%>Control 2

II)I)

II)

III)

���������������������

����������������������������

�������������������������������������������������

�������������������������������������������������

������������������

����������������������������

������������������������������������������

�������������������������������������������������

��������������

���������������������

�����������������������������������

������������������������������������������������������

����������������������������

������������������

���������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

������������������

������������������������������������������

������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������

-10

-9

-8

-7

-6

-5

-4

-3

-2

-1

0Días después de la inoculación

Asi

mila

ción

net

a de

CO

2

(mic

rom

ol C

O2/

m2 /s

)

���������� Testigo 1

���������� Testigo 2

���������� 50 eGie V

���������� 50 eGie C

���������� 50 eGie Y

30 45 6015

72.25%>Control 162.87%>Control 2

III) 71.20%>Control 161.88%>Control 2

I) 29.84%>Control 122.77%>Control 2

II) 72.25%>Control 162.87%>Control 272.25%>Control 162.87%>Control 2

III) 71.20%>Control 161.88%>Control 2III) 71.20%>Control 161.88%>Control 2

I) 29.84%>Control 122.77%>Control 2I) 29.84%>Control 122.77%>Control 2

II)I)

II)

III)

������������������

��������������

������������������������

�����������������������������������

����������������������������������������������������������������������

������������������

��������������������������������������������������������

������������������

������������������������������������������������

��������������

������������������������������������������������

������������������������������������

������������������������������������������������������������

������������������������

������������������������������������������������

������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

������������������������

0

20

40

60

80

100

120

15 30 45 60

Días después de la inoculación

Cond

ucta

ncia

est

omát

ica

(mili

mol

/m2 /s

)

���������� Testigo 1

���������� Testigo 2

���������� 50 eGie V

�������� 50 eGie C

���������� 50 eGie Y

Figura 28. Asimilación neta de CO2 en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y

60 ddi. La línea punteada y los porcentajes señalados indican la superioridad funcional de las plantas inoculadas con respecto a las no inoculadas al finalizar el experimento.

Con respecto a las plantas testigo 1 dicha superioridad fue de 72.25, 71.20 y 29.84%

y de 62.87, 61.88 y 22.77% en las plantas testigo 2, respectivamente (Fig. 28).

Del mismo modo las Figs. 29 y 30 atestiguan su valía en relación con el significado

que tanto la apertura y cierre de los estomas como la evaporación tienen en la

formación de materia seca en las plantas.

Figura 29. Conductancia estomática en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi.

103

��������������

���������������������

���������������������

������������������������

������������������������������������������

����������������������������

�������������������������������������������������

��������������

������������������������������������������

���������������������

�������������������������������������������������

����������������������������

��������������������������������������������������������

������������������������������

�������������������������������������������������

����������������������������

�������������������������������������������������

��������������������������������������������������������

������������������������������������������������������

���������������������

00.5

11.5

22.5

33.5

15 30 45 60Días después de la inoculación

Evap

orac

ión

(mili

mol

/m2 /s

)

���������� Testigo 1

���������� Testigo 2

���������� 50 eGie V

�������� 50 eGie C

���������� 50 eGie Y

Figura 30. Evaporación en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi. 4.6.1.5. Acumulación de P en la biomasa aérea El ANOVA estableció diferencias altamente significativas (P≤0.01) para las muestras

de biomasa aérea (hojas y tallo) de C. papaya a los 30 y 60 ddi (Cuadro 20), siendo

precisamente al final del experimento (60 ddi) donde el contenido de P en las plantas

inoculadas (50 eGie V, 50 eGie C y 50 eGie Y) fue mayor al de las plantas testigo 1 y

2 (Fig. 31).

Cuadro 20. Acumulación de P en la biomasa aérea de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 30 y 60 ddi (ANOVA, P≤0.05).

Variable Días después de la

inoculación

Pr>F R2 C.V. (%)

F calculada

30 0.0059 0.77 3.00 6.24** Acumulación de P en la

biomasa aérea (ppm)

60 0.0001 0.99 2.85 302.40**

** Altamente significativo (P≤0.01).

A través de los análisis realizados a las muestras foliares se determinó que la

morfoespecie de Yucatán resultó ser la más hábil de todas para incrementar en

104

������������������������������������������������

������������������������

���������������������������������������

������������������������������������������������

������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

2500

3000

3500

4000

4500

5000

30 60Días después de la inoculación

P en

bio

mas

a aé

rea

(ppm

)

���������� Testigo 1

���������� Testigo 2

�������� 50 eGie V

�������� 50 eGie C

�������� 50 eGie Y

ababab b

a

c

b

aaa

������������������������������������������������

������������������������

���������������������������������������

������������������������������������������������

������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

2500

3000

3500

4000

4500

5000

30 60Días después de la inoculación

P en

bio

mas

a aé

rea

(ppm

)

���������� Testigo 1

���������� Testigo 2

�������� 50 eGie V

�������� 50 eGie C

�������� 50 eGie Y

ababab b

a

c

b

aaa

ambas fechas la absorción de este nutrimento bajo las condiciones en las que se

condujo este experimento (Fig. 31).

Figura 31. P presente en la biomasa aérea de plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 30 y 60

ddi. Para cada fecha, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).

De igual forma el ANOVA (P≤0.05) mostró diferencia significativa entre las muestras

de C. papaya valoradas espectrofotométricamente (Cuadro 21).

Cuadro 21. Acumulación promedio de P en la biomasa aérea de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya al finalizar el experimento (60 ddi) (ANOVA, P≤0.05).

Variable Días después de la

inoculación

Pr>F R2 C.V. (%)

F calculada

Acumulación de P en la biomasa

aérea (ppm)

60 0.0001 0.99 2.94 186.83**

** Altamente significativo (P≤0.01)

En la Fig. 32 se aprecia que la superioridad de todas ellas fue patente al finalizar el

experimento respecto a las respuestas conseguidas durante el mismo periodo por las

plantas testigo.

105

������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

0500

100015002000250030003500400045005000

60Días después de la inoculación (Periodo total evaluado)

Acu

mul

ació

n pr

omed

io d

e P

en la

bio

mas

a aé

rea

(ppm

)

�������� Testigo 1

�������� Testigo 2

���������� 50 eGie V

���������� 50 eGie C

���������� 50 eGie Y

bba

c c������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

0500

100015002000250030003500400045005000

60Días después de la inoculación (Periodo total evaluado)

Acu

mul

ació

n pr

omed

io d

e P

en la

bio

mas

a aé

rea

(ppm

)

�������� Testigo 1

�������� Testigo 2

���������� 50 eGie V

���������� 50 eGie C

���������� 50 eGie Y

bba

c c

Figura 32. P presente en la biomasa aérea de plantas testigo e inoculadas de Carica papaya al finalizar el experimento (60 ddi). Para cada fecha, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).

4.6.1.6. Eficiencia de la micorrización La morfoespecie proveniente de Yucatán fue importante para la incorporación de P

en C. papaya a los 30 y 60 ddi, aunque en esta última no mostró diferencia

significativa con respecto a la actividad realizada por las otras dos morfoespecies de

hongos MA (Fig. 31).

Pese a ello, y después de considerar el proceso global de interrelación surgido entre

estos simbiontes durante todo el bioensayo (60 días), la morfoespecie de Yucatán fue

la mejor de todas (Cuadro 22).

Cuadro 22. Eficiencia de la micorrización (%)‡ de cada morfoespecie para la

incorporación de P en plantas de Carica papaya. Procedencia de la morfoespecie de

HMA

Testigo 1

Testigo 2

Testigo 1

Testigo 2

30 ddi 60 ddi 30 ddi 60 ddi A los 60 ddi Veracruz -3.33 0.0 40.4 34.0 23.37 20.7

Campeche -6.89 -3.44 40.4 34.0 22.36 19.73

Yucatán 3.125 6.25 42.8 36.7 27.1 24.69 ‡ Las estimaciones se presentan en relación con la absorción de P en las plantas de los tratamientos

testigo 1 y 2 a 30 y 60 ddi, así como al finalizar el experimento (60 ddi).

106

4.6.2. Bioensayo final 2: Respuesta de Jacaratia mexicana a la inoculación con 50 esporas de Glomus intraradices esterilizadas en su superficie, y de procedencia geográfica distinta

4.6.2.1. Crecimiento en altura y número de hojas El ANOVA no estableció diferencia significativa entre los tratamientos para el

crecimiento en altura y número de hojas de J. mexicana (P≤0.05) a lo largo de los

120 días que duró el estudio (Cuadro 23).

Cuadro 23. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para el crecimiento en

altura y número de hojas en las plantas de Jacaratia mexicana inoculadas con 50 esporas de Glomus intraradices de distinta procedencia geográfica (ANOVA, P≤0.05).

Variable

Días después de la

inoculación

Pr>F

R2

C.V. (%)

F calculada

15 0.1212 0.40 11.55 2.15NS

30 0.5364 0.36 16.76 0.81NS

75 0.3790 0.37 13.63 1.13NS

Altura

(cm)

120 0.0893 0.45 15.53 2.44NS

15 0.3343 0.33 20.09 1.24NS

30 0.1601 0.36 23.65 1.90NS

75 0.2087 0.36 121.08 1.66NS

Número de

hojas

120 ND ND ND ND

NS= No significativo (P≤0.05) ND= No disponible debido a la caída natural de las hojas

A partir de los 30 ddi, la altura de las plantas en los tratamientos testigo 2, 50 eGie V,

50 eGie C y 50 eGie Y siempre superó a la alcanzada en las testigo 1 (Fig. 33).

Asimismo a los 46 ddi la dimensión vertical de las plantas en los tratamientos

inoculados sobresalió por arriba de las testigo 2 (Fig. 33), despunte real que fue

observado en la altura de las plantas inoculadas a los 120 ddi (Figs. 33 y 34).

107

������������������������������������������

���������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

���������������������������������

��������������

��������������

��������������

���������������������

������������

�������������������������������������������������������������������������������

6

8

10

15 30 75 120Días después de la inoculación

Alt

ura

(cm

)

����������������������������������Testigo 1����������������������������������Testigo 2

50 eGie V50 eGie C50 eGie Y

46 ddi������������������������������������������

���������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

���������������������������������

��������������

��������������

��������������

���������������������

������������

�������������������������������������������������������������������������������

6

8

10

15 30 75 120Días después de la inoculación

Alt

ura

(cm

)

����������������������������������Testigo 1����������������������������������Testigo 2

50 eGie V50 eGie C50 eGie Y

46 ddi46 ddi

����������������������������������������������������

���������������������������������������

������������������������������������

����������������������������������������������������

����������������������������������������������������

�������������

�����������������������������������������������������������������

������������������������

��������������������������

����������������������������������������������������

��������������������������

��������������������������

������������������������������������

�������������

�������������

�������������

�������������

������������������������������������������������������������������������ �������������

�������������

��������������������������

00.5

11.5

22.5

33.5

4

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Tratamientos

Incr

emen

tos

de a

ltura

(cm

)en

Jac

arat

ia m

exic

ana

���������� 15 ddi

�������� 30 ddi

���������� 75 ddi

�������� 120 ddi

Figura 33. Crecimiento en altura de las plantas testigo 1 y 2 e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15,

30, 75 y 120 ddi.

Figura 34. Incrementos de altura registrados en las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana

en cada evaluación (15, 30, 75 y 120 ddi). 4.6.2.2. Biomasa seca y área foliar En el Cuadro 24 se puede apreciar que el ANOVA solo marcó diferencias altamente

significativas entre los tratamientos a los 15 ddi (P≤0.05) para la biomasa aérea seca

de las plantas, mientras que no fue así para su biomasa radical seca.

108

��������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������

������������������������������������

�������������������������������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������

�����������������������������������

������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������

��������������������������������������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������

�������������������������������������������������������������������������������������������

�������������������������������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

00.020.040.060.08

0.10.120.140.160.18

15 30 75 120Días después de la inoculación

Biom

asa

aére

a se

ca (

g)

���������� Testigo 1

�������� Testigo 2

�������� 50 eGie V

���������� 50 eGie C

���������� 50 eGie Y

a

aa

aa

ab

a

a

a

a

a

a

aa

a

b

ab

a

a

a��������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������

������������������������������������

�������������������������������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������

�����������������������������������

������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������

����������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������

��������������������������������������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������

��������������������������������������������������������

�������������������������������������������������������������������������������������������

�������������������������������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

00.020.040.060.08

0.10.120.140.160.18

15 30 75 120Días después de la inoculación

Biom

asa

aére

a se

ca (

g)

���������� Testigo 1

�������� Testigo 2

�������� 50 eGie V

���������� 50 eGie C

���������� 50 eGie Y

a

aa

aa

ab

a

a

a

a

a

a

aa

a

b

ab

a

a

a

Cuadro 24. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para la biomasa seca aérea y radical de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana (ANOVA, P≤0.05).

Variable

Días después de la

inoculación

Pr>F

R2

C.V. (%)

F calculada

15 0.0058 0.65 22.56 5.44**

30 0.1382 0.42 21.62 2.03NS

75 0.4330 0.27 34.17 1.23NS

Biomasa

aérea seca

(g) 120 0.5554 0.17 33.38 0.78NS

15 0.6597 0.28 82.06 0.61NS

30 0.8942 0.16 41.29 0.27NS

75 0.9561 0.15 51.83 0.16NS

Biomasa

radical seca (g)

120 0.1776 0.39 44.83 1.80NS

NS= No significativo (P≤0.05) ** Altamente significativo (P≤0.01).

Ahora bien, la biomasa aérea seca de las plantas testigo 2 e inoculadas (50 eGie V,

50 eGie C y 50 eGie Y) siempre superó a la formada en las plantas del testigo 1

desde los 30 ddi hasta la finalización del experimento (Fig. 35).

Figura 35. Biomasa aérea seca de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y

120 ddi. Para cada fecha, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).

109

���������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������

�������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������

���������������������

�������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������

����������������������������

���������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������

���������������������

���������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������

������������������

0

10

20

30

40

50

60

70

80

15 30 75 120Días después de la inoculación

Áre

a fo

liar

(cm

²)

�������� Testigo 1

���������� Testigo 2

���������� 50 eGie V

�������� 50 eGie C

�������� 50 eGie Y

a

a a

aa a

a

a

a

a

a

a

aa a

a a a a a

���������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������

�������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������

���������������������

�������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������

����������������������������

���������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������

���������������������

���������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������

������������������

0

10

20

30

40

50

60

70

80

15 30 75 120Días después de la inoculación

Áre

a fo

liar

(cm

²)

�������� Testigo 1

���������� Testigo 2

���������� 50 eGie V

�������� 50 eGie C

�������� 50 eGie Y

a

a a

aa a

a

a

a

a

a

a

aa a

a a a a a

En cuanto al área foliar de las plantas de J. mexicana se refiere, y a pesar de que

resultó ser una variable más en la que tampoco se detectaron diferencias

significativas entre los tratamientos (P≤0.05) (Cuadro 25), cabe destacar la

defoliación total iniciada en las plantas del testigo 1 a los 75 ddi, fecha en la que

todas las demás aun poseían hojas fotosintéticamente activas las cuales cayeron a los

120 ddi (Fig. 36).

Cuadro 25. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para el área foliar de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana (ANOVA, P≤0.05).

Días después de la inoculación

Pr>F R2 C.V. (%)

F calculada

15 0.0874 0.43 22.74 2.46NS 30 0.0572 0.48 21.73 2.87NS 75 0.1174 0.45 94.42 2.18NS 120 ND ND ND ND

NS= No significativo (P≤0.05)…ND= No disponible debido a la caída natural de las hojas.

Figura 36. Área foliar de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi.

Para cada fecha, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).

110

4.6.2.3. Colonización micorrízica La prueba de Friedman (α= 0.05) mostró diferencias entre los tratamientos

inoculados y sin inocular para las estructuras micorrízicas observadas en el sistema

radical de J. mexicana a los 15, 30, 75 y 120 ddi (Cuadro 26).

Cuadro 26. Diferencia entre tratamientos para las estructuras micorrízicas observadas

en Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi (Friedman, P≤0.05). Estructuras de

hongos MA Días después

de la inoculación

X20.05 P

Diferencia entre

tratamientos 15 19.32 0.0006 Si 30 20.00 0.0005 Si 75 20.00 0.0005 Si

Hifas 120 20.00 0.0005 Si 15 20.00 0.0005 Si 30 20.00 0.0005 Si 75 19.32 0.0006 Si

Arbúsculos 120 20.00 0.0005 Si 15 ND ND ND 30 ND ND ND 75 20.00 0.0005 Si

Vesículas 120 20.00 0.0005 Si

ND= No disponible, por ausencia total de estructuras. En este caso el micelio de las tres morfoespecies endosimbióticas evaluadas también

logró encontrar y penetrar a su raíz hospedadora desde los 15 ddi, fecha a partir de

la cual la producción de hifas fue constante y en la morfoespecie de Yucatán nunca

decreció, cosa que no sucedió con las de Veracruz y de Campeche donde se

detectaron disminuciones del orden de 11.97 y 33.82% a los 30 ddi, y de 1.79 y

50.30% a los 120 ddi, respectivamente (Fig. 37).

Por otro lado la acentuada formación de arbúsculos a los 75 ddi en las morfoespecies

de Veracruz y Campeche fue superada a los 120 ddi por la de Yucatán (Fig. 38).

Entre tanto la producción de vesículas ocurrida en los extremos de las hifas de la

morfoespecie de Veracruz prevaleció sobre las procedentes de Campeche y Yucatán a

los 75 y 120 ddi (Fig. 39).

111

Presencia de hifas (15 ddi)

Tratamientos

-0.5

0.5

1.5

2.5

3.5

4.5

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valores de la mediana

X = 1.42

X = 3.40

X = 3.80

Presencia de hifas (30 ddi)

Tratamientos

-2

0

2

4

6

8

10

12

14

16

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valors de la mediana

X = 1.25 X = 2.25

X = 13.60

Presencia de hifas (75 ddi)

Tratamientos

-5

5

15

25

35

45

55

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valor de la mediana

X = 39.00

X = 46.30

X = 32.60

Presencia de hifas (120 ddi)

Tratamientos

-5

5

15

25

35

45

55

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valores de la mediana

X = 38.30

X = 23.00

X = 45.00

Figura 37. Porcentaje de hifas en plantas inoculadas de Jacaratia mexicana a los 15, 30, 75 y 120 ddi.

112

Presencia de arbúsculos (15 ddi)

Tratamientos

-0.5

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

3.0

3.5

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valores de la mediana X = 3.00

X = 0.20

Presencia de arbúsculos (30 ddi)

Tratamientos

-0.2

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

1.4

1.6

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valores de la mediana

Presencia de arbúsculos (75 ddi)

Tratamientos

-5

0

5

10

15

20

25

30

35

40

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valores de la mediana

X = 29.50 X = 30.30

X = 20.00

Presencia de arbúsculos (120 ddi)

Tratamientos

-5

0

5

10

15

20

25

30

35

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valores de la mediana

X = 20.30 X = 17.50

X = 28.50

X = 1.30

X = 0.50

X = 0.25

Figura 38. Porcentaje de arbúsculos en plantas inoculadas de Jacaratia mexicana a los 15, 30, 75 y

120 ddi.

113

Presencia de vesículas (15 ddi)

Tratamientos

-1.0

-0.5

0.0

0.5

1.0

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valores de la mediana

Presencia de vesículas (30 ddi)

Tratamientos

-1.0

-0.5

0.0

0.5

1.0

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valores de la mediana

Presencia de vesículas (75 ddi)

Tratamientos

-0.2

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

1.4

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valores de la mediana

X = 0.60 X = 0.80

X = 1.00

Presencia de vesículas (120 ddi)

Tratamientos

-2

4

10

16

22

28

Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y

Mínimo-Máximo

25%-75%

Valores de la mediana

X = 23.30

X = 1.50

Figura 39. Porcentaje de vesículas en plantas inoculadas de Jacaratia mexicana a los 15, 30, 75 y 120

ddi.

114

-505

101520253035

15 30 75 120

Días después de la inoculación

Form

ació

n de

arb

úscu

los

(%)

Morfoespecie de VeracruzMorfoespecie de CampecheMorfoespecie de Yucatán

Finalmente, y aunque la formación de arbúsculos en esta huésped arbórea ocurrió en

todas las plantas a los 30, 75 y 120 ddi, la relación establecida con la morfoespecie

de Yucatán fue incrementando e intensificándose paulatinamente hasta alcanzar un

28.5% a los 120 ddi, mientras que en la morfoespecie de Veracruz la interacción

decreció al 20.3% y en la de Campeche al 17.5% con referencia al 30.3 y 29.5% de

estructuras arbusculares que ambas ostentaban a los 75 ddi (Fig. 40).

Figura 40. Formación de arbúsculos registrada a 15, 30, 75 y 120 ddi en tres morfoespecies de Glomus

intraradices asociadas con Jacaratia mexicana. 4.6.2.4. Asimilación neta de CO2 y transpiración de las hojas Mientras que el ANOVA en ningún momento detectó diferencia significativa entre los

tratamientos (P≤0.05) para la asimilación neta de CO2 en J. mexicana, su

conductancia estomática y evaporación si la manifestaron a los 75 ddi (Cuadro 27).

Mas dicha actividad no fue posible de corroborar nuevamente en la cuarta fecha (120

ddi) debido al desprendimiento generalizado de sus hojas (Cuadro 27).

De cualquier modo algunas tendencias interesantes de discutir en el ámbito

fisiológico derivado de la interacción entre J. mexicana y los hongos MA evaluados

parece ser la mayor asimilación neta de CO2 registrada en las plantas inoculadas

respecto a las testigo 1 y 2 a partir de los 15 ddi y durante todo el experimento.

115

������������������������������������

���������������������

�������������������������������������������������

������������������

������������

������������������������������������������������������

������������������������

������������������

�������������������������������������������������

����������������������������

������������

������������������������������������������

������������������������

��������������

-20

-15

-10

-5

0

Días después de la inoculación

Asi

mila

ción

net

a de

CO

2

(mic

rom

ol C

O2/

m2 /s

)

�����Testigo 1

����Testigo 2

����50 eGie V

����50 eGie C

�����50 eGie Y

116.78%>Control 12.66%>Control 2

IIIa) 114.45%>Control 10.61%>Control 2

Ia) 142.42%>Control 125.20%>Control 2

IIa)

0a) 113.75%>Control 1

146.66%>Control 128.64%>Control 2

IIIb) 145.33%>Control 127.48%>Control 2

Ib) 160%>Control 140.35%>Control 2

IIb)

0b) 114%>Control 1

248%>Control 114.81%>Control 2

IIIc) 244%>Control 112.96%>Control 2

Ic) 436%>Control 1101.85%>Control 2

IIc)

0c) 216%>Control 1

30 75 12015

Ia

IIa

0aIIIa

Ib IIb IIIb0b Ic

IIc IIIc0c

������������������������������������

���������������������

�������������������������������������������������

������������������

������������

������������������������������������������������������

������������������������

������������������

�������������������������������������������������

����������������������������

������������

������������������������������������������

������������������������

��������������

-20

-15

-10

-5

0

Días después de la inoculación

Asi

mila

ción

net

a de

CO

2

(mic

rom

ol C

O2/

m2 /s

)

�����Testigo 1

����Testigo 2

����50 eGie V

����50 eGie C

�����50 eGie Y

116.78%>Control 12.66%>Control 2

IIIa) 114.45%>Control 10.61%>Control 2

Ia) 142.42%>Control 125.20%>Control 2

IIa)

0a) 113.75%>Control 1

146.66%>Control 128.64%>Control 2

IIIb) 145.33%>Control 127.48%>Control 2

Ib) 160%>Control 140.35%>Control 2

IIb)

0b) 114%>Control 1

248%>Control 114.81%>Control 2

IIIc) 244%>Control 112.96%>Control 2

Ic) 436%>Control 1101.85%>Control 2

IIc)

0c) 216%>Control 1

116.78%>Control 12.66%>Control 2

IIIa) 114.45%>Control 10.61%>Control 2

Ia) 142.42%>Control 125.20%>Control 2

IIa)

0a) 113.75%>Control 1

116.78%>Control 12.66%>Control 2

IIIa) 114.45%>Control 10.61%>Control 2

Ia) 142.42%>Control 125.20%>Control 2

IIa)

0a) 113.75%>Control 1

146.66%>Control 128.64%>Control 2

IIIb) 145.33%>Control 127.48%>Control 2

Ib) 160%>Control 140.35%>Control 2

IIb)

0b) 114%>Control 1

146.66%>Control 128.64%>Control 2

IIIb) 145.33%>Control 127.48%>Control 2

Ib) 160%>Control 140.35%>Control 2

IIb)

0b) 114%>Control 1

248%>Control 114.81%>Control 2

IIIc) 244%>Control 112.96%>Control 2

Ic) 436%>Control 1101.85%>Control 2

IIc)

0c) 216%>Control 1

248%>Control 114.81%>Control 2

IIIc) 244%>Control 112.96%>Control 2

Ic) 436%>Control 1101.85%>Control 2

IIc)

0c) 216%>Control 1

30 75 12015

Ia

IIa

0aIIIa

Ib IIb IIIb0b Ic

IIc IIIc0c

Cuadro 27. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para la asimilación neta de CO2, conductancia estomática y evaporación en las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana (ANOVA, P≤0.05). Variable Días después de

la inoculación Pr>F R2 C.V.

(%) F calculada

15 0.9795 0.32 91.06 0.10NS 30 0.8719 0.30 62.41 0.30NS 75 0.0837 0.44 118.84 2.50NS

Asimilación neta de CO2

(micromol CO2/m²/s) 120 ND ND ND ND 15 0.5817 0.26 56.56 0.73NS 30 0.4811 0.30 81.26 0.91NS 75 0.0231 0.57 116.89 3.81*

Conductancia estomática

(milimol/m²/s) 120 ND ND ND ND 15 0.4927 0.29 44.70 0.89NS 30 0.3655 0.32 61.01 1.16NS 75 0.0218 0.56 113.43 3.88*

Evaporación (milimol/m²/s)

120 ND ND ND ND NS= No significativo (P≤0.05) * Significativo (P≤0.05) ND= No disponible, por caída natural de las hojas

Mención especial merecen las plantas del tratamiento 3 (50 eGie V), cuyo

comportamiento en general denotó una actividad fotosintética sobresaliente (Fig. 41).

Figura 41. Asimilación neta de CO2 en las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30,

75 y 120 ddi. La línea punteada y los porcentajes señalados indican la superioridad funcional de las plantas inoculadas (I, II y III, subíndices a, b y c) con respecto a las no inoculadas al finalizar el experimento, así como también la preponderancia de las plantas del tratamiento testigo 2 sobre las del testigo 1.

116

������������������������������

������������������

�����������������������������������

��������������������

������������������

������������������������������������������������������

������������������������������������

������������������������������

������������������������������������������������

������������������������������

������������

������������������������������������������������

������������������������������

������������0

20406080

100120140160180

15 30 75 120

Días después de la inoculación

Cond

uct

anci

a es

tom

átic

a(m

ilim

ol/m

2 /s)

���������� Testigo 1

���������� Testigo 2

���������� 50 eGie V

���������� 50 eGie C

���������� 50 eGie Y

������������������������������������������

���������������������

������������������������������������������������������������������������������������

����������������������������

���������������������

�����������������������������������������������������������������������������

������������������������������

����������������������������

������������������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������

��������������

������������������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������� ������

00.5

11.5

22.5

33.5

44.5

5

15 30 75 120Días después de la inoculación

Evap

ora

ción

(mili

mol

/m2 /s

)

���������� Testigo 1

�������� Testigo 2

�������� 50 eGie V

�������� 50 eGie C

���������� 50 eGie Y

En positivo paralelismo con la apertura estomatal (Fig. 42) y la evaporación (Fig. 43).

Al mismo tiempo, el predominio funcional de las plantas testigo 2 sobre las testigo 1

fue marcado e incuestionable a los 15, 30 y 75 ddi (Fig. 41).

Figura 42. Conductancia estomática en las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi.

Figura 43. Evaporación en las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120

ddi.

117

������������������������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������

0100020003000400050006000

30 120Días después de la inoculación

P en

bio

mas

a aé

rea

(ppm

)

�������� Testigo 1

���������� Testigo 2

�������� 50 eGie V

�������� 50 eGie C

�������� 50 eGie Y

b b bb b

a

a

c

c c

������������������������������������������������������������������������������������

��������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������������������������������

�����������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������

0100020003000400050006000

30 120Días después de la inoculación

P en

bio

mas

a aé

rea

(ppm

)

�������� Testigo 1

���������� Testigo 2

�������� 50 eGie V

�������� 50 eGie C

�������� 50 eGie Y

b b bb b

a

a

c

c c

4.6.2.5. Acumulación de P en la biomasa aérea El ANOVA (P≤0.01) reveló diferencia altamente significativa para los valores de

biomasa aérea de J. mexicana a los 30 ddi y 120 ddi (Cuadro 28).

Cuadro 28. Acumulación de P en la biomasa aérea de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 30 y 120 ddi (ANOVA, P≤0.05).

Variable Días después de la

inoculación

Pr>F R2 C.V. (%)

F calculada

30 0.0001 0.98 2.86 210.00** Acumulación de P en la

biomasa aérea (ppm)

120 0.0001 0.97 4.10 108.32**

** Altamente significativo (P≤0.01).

Las plantas del tratamiento 4 (50 eGie C) incorporaron más P a los 30 y 120 ddi

(4,900 y 3,600 ppm, respectivamente) (Fig. 44). En la segunda evaluación solamente

se utilizó el tallo para su determinación analítica debido a la total ausencia de hojas

acaecida en todas las plantas para esa fecha (Cuadro 23 y apartado 4.6.2.2.).

Figura 44. Cantidad de P presente en las muestras de biomasa aérea de plantas testigo e inoculadas

de Jacaratia mexicana a 30 y 120 ddi. Para cada fecha, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).

118

������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

�������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������0

500100015002000250030003500400045005000

120Días después de la inoculación (Periodo total evaluado)

Acu

mul

ació

n pr

omed

io d

e P

en la

bio

mas

a aé

rea

(ppm

)

�������� Testigo 1

�������� Testigo 2

���������� 50 eGie V

�������� 50 eGie C

���������� 50 eGie Y

a

bbc

bc������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

���������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

�������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������

������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������0

500100015002000250030003500400045005000

120Días después de la inoculación (Periodo total evaluado)

Acu

mul

ació

n pr

omed

io d

e P

en la

bio

mas

a aé

rea

(ppm

)

�������� Testigo 1

�������� Testigo 2

���������� 50 eGie V

�������� 50 eGie C

���������� 50 eGie Y

a

bbc

bc

De igual manera el ANOVA confirmó la existencia de diferencia altamente significativa

de P en las muestras de J. mexicana medidas en el espectrofotómetro (Cuadro 29).

Cuadro 29. Acumulación promedio de P en la biomasa aérea de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana al finalizar el experimento (120 ddi) (ANOVA, P≤0.05).

Variable Días después de la

inoculación

Pr>F R2 C.V. (%)

F calculada

Acumulación de P en la

biomasa aérea (ppm)

120 0.0001 0.98 3.40 273.09**

** Altamente significativo (P≤0.01).

En la Fig. 45 se puede apreciar que la absorción de este elemento hasta los 120 ddi

fue superior en las plantas inoculadas con la morfoespecie procedente de Campeche,

mientras que las interactuantes con la morfoespecie de Yucatán fue la menos

eficiente, aun incluso por debajo del ocurrido en las plantas no inoculadas (testigo 1 y

2).

Figura 45. Cantidad promedio de P presente en las muestras de biomasa aérea de plantas testigo e

inoculadas de Jacaratia mexicana al finalizar el experimento (120 ddi). Para cada fecha, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).

119

4.6.2.6. Eficiencia de la micorrización En este caso la morfoespecie proveniente de Campeche promovió una mayor

absorción de P en J. mexicana a los 30 y 120 ddi, lo cual quedó de manifiesto al

considerar el periodo total en que ambos organismos mantuvieron su relación (120

días) (Cuadro 30 y Fig. 45).

Cuadro 30. Eficiencia de la micorrización (%)‡ de cada morfoespecie para la incorporación de P en plantas de Jacaratia mexicana.

Procedencia de la

morfoespecie de HMA

Testigo 1

Testigo 2

Testigo 1

Testigo 2

30 ddi 120 ddi 30 ddi 120 ddi A los 120 ddi

Veracruz -6.06 27.58 0 3.44 9.67 1.61

Campeche 28.57 41.6 32.65 22.22 34.11 28.23

Yucatán -16.66 8.69 -10 -21.73 -5.66 -15.09 ‡ Las estimaciones se presentan en relación con la absorción de este elemento en las plantas de los

tratamientos testigo 1 y 2 a 30 y 120 ddi, así como al finalizar el experimento (120 ddi).

120

5. DISCUSIÓN 5.1. Micotrofía en plantas de Jacaratia mexicana Sea cual fuere la función fisiológica y la importancia ecológica de una asociación

simbiótica, entre la comunidad científica parece estar claro que en la mayoría de los

bosques naturales de todo el mundo las raíces de sus componentes florísticos son

casi invariablemente micotróficas y por consecuencia, al ser éste un fenómeno

ancestral derivado de la simultánea evolución compartida con las plantas herbáceas y

leñosas de los distintos ecosistemas terrestres del planeta, los hongos micorrizógenos

son considerados prácticamente ubicuos.

Es por ello frecuentemente inferido que las micorrizas están constituidas, conforme a

toda probabilidad, por las especies más idóneas para iniciar su asocio en las

condiciones ambientales preponderantes de un hábitat dado, entre los que por lógica

deducción se incluyen los del trópico seco donde a juzgar por Murphy y Lugo (1986),

la vulnerabilidad es evidente durante sus procesos sucesionales.

De este modo, y aunque las floras tropicales albergan una formidable diversidad de

especies que se distribuyen en una amplia gama de microambientes y despliegan una

infinidad de respuestas a la variación en el ambiente físico (Reich y Borchert, 1988),

la competencia por un volumen del suelo explorado para la adquisición de agua y

posiblemente algún elemento nutricional tiene efectos decisivos en el desempeño de

las plántulas encargadas de la regeneración natural de las agrupaciones vegetales

donde la estacionalidad es bastante marcada (Gerhardt, 1996) y la actividad

metabólica muy eficiente (Marschner et al., 2002), puesto que en todo momento la

sequedad afecta indirectamente a los microorganismos en la rizosfera al promover el

crecimiento vertical de la raíz para aprovechar la humedad residual (Sharp y Davies,

1979; Liang et al., 1999) o al cambiar las propiedades de los exudados radicales

(Neumann y Römheld, 2001; Marschner et al., 2002).

121

Lo asentado restringe las posibilidades de que los hongos MA encuentren la

oportunidad para iniciar una endosimbiosis (Parniske, 2000), y por lo tanto el estrés

hídrico reduce la diversidad funcional microbiana (Deggens, 1998) que, en el caso

particular de los organismos fúngicos que nos atañe, conlleva a la formación de

estructuras de resistencia, como las esporas (Potts, 1994), hasta que las condiciones

llegan a ser propicias para germinar y formar la red miceliar que en un momento

dado será la encargada de colonizar no solo a las raíces de J. mexicana, sino también

a las de otras especies arbóreas, arbustivas y herbáceas con las que esta cohabita.

Si bien son contados los reportes donde se hace alusión a la micotrofía de las

especies vegetales en los trópicos, aún resulta más escasa la información en lo

tocante a las selvas deciduas con pronunciada estacionalidad climática de

Norteamérica (Huante et al., 1993) y prácticamente nula a lo menos si se trata de los

manchones de Selva Baja Caducifolia (SBC) que se localizan en la vertiente del

Atlántico mexicano.

Es exactamente aquí donde se cumple con el primero de los objetivos planteados al

poner de manifiesto que J. mexicana es capaz de asociarse con los hongos del suelo

formadores de micorriza arbuscular durante sus fases iniciales de desarrollo (15 a 120

días después de la aparición de sus hojas cotiledonales).

Por ende será indispensable que los factores bióticos y abióticos concurrentes en su

paraje se perfilen para que la relación espacio-temporal entre ambos organismos

acontezca, máxime si la presencia y dinamismo de la colonización depende de las

múltiples interacciones ecológicas ahí reinantes (Guerrero, 1996; Miller et al., 1999).

Aunque Huante et al., (1993) y Rincón et al., (1999) han confirmado en sendos

estudios que los HMA influyen en el crecimiento y desarrollo de las especies arbóreas

tropicales de la selva baja, cabe resaltar el hecho de que no obstante J. mexicana es

un espécimen micotrófico y sus semillas muestran una viabilidad excepcional

122

(apartado 2.1.1.1.2) no parecen ser estos los puntos medulares que, en términos

estrictamente naturales, la mantienen al borde de la extinción.

Así, y conforme a lo indicado por Grime (1982), la problemática dinámico-poblacional

de esta especie pudiere surgir a partir de las estrategias juveniles que implementan

para su establecimiento entre las que sinfín de funciones interrelacionadas ocurren

durante la obtención de nutrimentos, el mantenimiento, reemplazo y crecimiento de

raíces y brotes, y la supervivencia individualizada de cada una de ellas ante la misma

presión selectiva.

Por consiguiente resultaría demasiado aventurado teorizar en cuanto al efecto que

pudiere producirse entre los simbiontes. En especial al considerar ineludible la

necesidad de precisar de que modo la interacción de los micobiontes y los

descendientes juveniles, intermedios y maduros de esta especie arbórea logran

combinar sus estrategias para determinar cuales son los componentes fúngicos

idóneos de hospedar durante las diferentes etapas de su ciclo de vida.

5.2. Morfoespecies descritas Aun cuando el número de morfoespecies encontradas, identificadas y descritas en el

presente estudio fue bajo y concuerda con lo expresado por Janos (1980 b) y Tiwari

y Adholeya (2002) para los suelos tropicales, Hodge (2000) destaca cuán valioso

puede ser su papel ecológico en la dinámica del carbono y la translocación de los

nutrimentos in situ, sobre todo al tomar en cuenta su interactividad con otros

microorganismos del suelo (Bever, 2003).

Por ello un aspecto loable y meritorio de la investigación consumada radica en

reconocer la concurrencia de seis morfoespecies en la micorrizósfera de J. mexicana

(Cuadro 11) y que la mayor parte de las esporas fúngicas recuperadas de las tres

áreas de estudio pertenecen al género Glomus (Cuadro 11 y apartado 4.3).

123

La predominancia de dicho género coincide con los resultados obtenidos por

Anderson et al., (1984) en la Reserva Natural de la Pradera del Lago Goose cerca de

Morris, Illinois, y por Vestberg (1995) en diferentes regiones geográficas de Finlandia

y por Abu-Zeyad et al., (1999) en tres sitios arbolados de Australia. Asimismo

refuerzan la presuposición de Boddington y Dodd (1998) del por qué los

micorrizólogos acostumbran usar a las especies de Glomus en sus experimentos.

De esta manera se fortalece la aserción hecha por Gerdemann y Trappe (1974) de

que este es el más difundido de todos los Glomales en las praderas y bosques nativos

del mundo. Acepción que Talukdar y Germida (1993) extienden a infinidad de zonas

agrícolas donde su abundancia es extrema34.

Tanto Gerdemann y Trappe (1974) como Stahl y Christensen (1982) consideran que

estos son los hongos del suelo más comunes y por ello a menudo se les encuentra en

los cultivos-trampa, argumento que lo complementan su fácil mantenimiento y

reproducción sin demérito súbito de su potencial infectivo (Dodd y Thomson, 1994).

Lo anterior se concatena con los resultados de Anderson et al., (1984) y Vestberg

(1995) quienes en sus respectivos estudios identificaron que en los 32 sitios con

actividad micorrizógena funcional muestreados en la mencionada Reserva Natural y

en los aislamientos finlandeses el 99.9 y 87.1% de las esporas recuperadas eran

justamente del género Glomus, como con los valores de predominancia mostrados en

el Cuadro 12 para Veracruz y Yucatán.

En consecuencia lo expresado en cierta forma justifica y respalda que el criterio

discrecional utilizado para elegir a G. intraradices como el morfotipo idóneo para su

propagación en cultivo monoespecífico y evaluación en los ensayos de eficiencia fue

el adecuado.

34 Entre las que el impacto de la intensidad de uso del suelo se descartan ciertos agroecosistemas de Europa Central (Francia, Alemania y Suiza) (Oehl et al., 2003).

124

Por otra parte y mientras que en la micorrizósfera de J. mexicana únicamente Glomus

intraradices y Sclerocystis sinuosa fueron comunes en los tres sitios de muestreo,

Glomus sp. 1 y Glomus sp. 2 se circunscribieron para el mismo hospedero en el

paraje de Veracruz y lo propio ocurrió con Entrophospora infrequens y Glomus

constrictum de Yucatán.

Al respecto, y a sabiendas de que todavía hace falta ahondar acerca del papel de

estos endófitos arbusculares en la dinámica y homeostasia de los ecosistemas

tropicales (Johnson et al., 1992 b; Zangaro et al., 2000), la necesidad de comprender

y determinar si el mutualismo entre los hongos micorrizógenos y sus plantas huésped

tiene un efecto clave en el funcionamiento de un bosque seco tropical es imperiosa.

Lo enunciado pudiere transponerse para tratar de determinar si la variación entre las

morfoespecies aisladas es significativa y se correlaciona con la compatibilidad

funcional de una planta huésped (Johnson et al., 1991 a; Lodge y Cantrell, 1995). O

bien se trata de una especificidad ecológica propia y aún por discernir entre las

diferentes especies de plantas y hongos MA de los ecosistemas estudiados

(Tommerup, 1988; McGonigle y Fitter, 1990; Smith et al., 2000).

Aunque la posibilidad de que los hongos fuesen hospedero-específicos se conceptúa

remota en los ambientes tropicales, hipotetizar casos donde el carácter interactivo de

las relaciones que no se circunscriben al ámbito microbiológico produjesen

extinciones múltiples, o que la pérdida del organismo endófito asociado tuviese un

efecto serio en la supervivencia de una planta huésped son especulaciones que en un

momento dado, y en conformidad con lo apuntado por Cannon et al., (2000),

pudieran coadyuvar a priorizar la protección de áreas naturales y poblaciones

particulares de plantas cuyo peligro de extinción es evidente en todo el orbe.

Así y en virtud de que los materiales utilizados para el inventario e identificación de

las morfoespecies micorrizógenas referidas en este estudio se produjeron en macetas

125

de propagación con tres diferentes plantas trampa (apartado 3.6.1), de antemano se

asume que la diversidad es innegablemente perfectible. Especialmente si la

posibilidad de ocurrir un reflejo de la combinación de estrategias fenológicas o

reproductivas entre los hongos MA y sus hospedadoras existe (Bever et al., 1996;

Brundrett et al., 1999 b).

Entretanto se insta a encaminar acciones inmediatas para la realización de intensos

muestreos de rizosfera en las selvas bajas de México que por un lado no fuesen tan

dirigidos a una sola especie vegetal ni sus estructuras esporales puestas a propagar

solamente en cultivos-trampa, tal y como ocurrió en esta ocasión para cumplir con los

objetivos aquí trazados, y por el otro que abarcasen tanto la época seca como la

“húmeda” ya que con seguridad la sistematización propuesta ampliaría y

complementaría satisfactoriamente la información registrada.

No obstante el haber realizado las exploraciones en ecosistemas naturales del trópico

donde en este mismo instante se consignan como inexistentes (Varela y Trejo, 2001)

acrecienta el valor derivado del empeño esmerado para coadyuvar en el conocimiento

de la diversidad taxonómica de los hongos MA en México la cual es, en opinión de

Varela y Estrada-Torres (1997), posiblemente una de las más altas del mundo.

Con relación a lo denotado, a continuación se mencionan algunos datos que de

seguro sentarán las bases para subsecuentes indagaciones donde nuevamente se

aborde y contribuya a ampliar el insuficiente saber que aún se tiene de los

micosimbiontes y sus plantas huésped en la SBC de nuestro país en general, y de la

vertiente del Atlántico en particular.

5.2.1. Glomus intraradices Schenck & Smith Glomus intraradices fue descrita por Schenck & Smith en 1982, y consignada como

una de las especies más comunes en Florida.

126

Además la virtud que G. intraradices tiene para su asocio con especies como Carica

papaya, Lycopersicon esculentum, Apium graveolens var. dulce, Citrus sp., Arachis

glabrata, Stylosanthes sp., Zea mays, Phaseolus vulgaris, Fragraria chiloensis var.

ananassa, Daucus carota var. sativa, Solanum tuberosum, Hordeum vulgare, Avena

sativum y Triticum vulgare es realzada por Walker y Trappe (1993).

Algunas investigaciones recientes respaldan el hecho de que G. intraradices

ciertamente es prolífica pues sus esporas extrarradicales e intrarradiculares

(esterilizadas superficialmente con una solución de cloramina-T y estreptomicina,

sembradas en distintas diluciones de suelo:vermiculita + agar agua + ácido 2-(N-

monofolin) etano sulfónico (MES) poseen una gran capacidad germinativa

(Venedikian et al., 2002).

En nuestro país es inequívoca la persistencia de G. intraradices en matorrales

secundarios de Tlaxcala y SBC de Jalisco (Varela y Trejo, 2001), y por ello es la

primera vez que se le señala de parajes relícticos de selva decidua en los estados de

Veracruz, Campeche y Yucatán.

5.2.2. Glomus constrictum Trappe Esta especie fue descrita por Trappe (1977) con materiales recolectados en México

bajo Cocos nucifera, y posteriormente se hizo patente su habitual estancia en los

huertos de California del Sur (Nemec et al., 1981; Blaszkowski, 1989).

Menge et al., (1977) la catalogan un micosimbionte dominante en las raíces de

cítricos, y Miller et al., (1985) la han encontrado con regularidad en plantaciones de

manzano (Malus domestica) establecidas en varios Estados de la Unión Americana.

En Europa los primeros registros provienen de Polonia, donde se encontró en 49

(27.84%) de 176 muestras de suelo tomadas en plantas cultivadas y silvestres de 22

127

géneros y 25 especies pertenecientes a 10 familias botánicas35 (Blaszkowski, 1990), y

en nuestro país se ha particularizado de Hidalgo, Chiapas, Tabasco y Veracruz (Varela

y Trejo, 2001), pero no se le había mencionado para la SBC de Yucatán.

5.2.3. Sclerocystis sinuosa Gerdemann & Bakshi Sclerocystis sinuosa fue descrita en 1976 por Gerdemann y Bakshi, como resultado

del vasto estudio referido a las especies arbóreas de los bosques de la India que

mantienen contacto con las endomicorrizas nativas.

Dichos autores refieren que los esporocarpos se encontraron a lo largo del año en la

rizosfera y suelos de Agathis robusta, Cupressus torulosa, Podocarpus gracilior,

Acrocarpus fraxinifolius, Juniperus procera, Albizzia odoratissima, Cinnamomum

camphora, Diopyros peregrina, Fraxinus uhdei, Litsea glutinosa, Syzygium cumini,

Dalbergia sisoo, Tectona grandis, Taxodium mucronatum, Cryptomeria japonica y

Salix fragilis en los siguientes parajes indúes donde predominan las coníferas y los

rodales de madera dura: Dehra Dun, Nainital, Uttar Pradesh, Rajahmundry, Andhra

Pradesh, Godhra, Gujarat, Kulu y Sawra, Himachal Pradesh, Amarkantak y Bori, y

Madhya Pradesh.

En México S. sinuosa nada más se ha citado de Morelos y Tlaxcala (Varela y Trejo,

2001), y hasta ahora se le da a conocer de los ecosistemas naturales del trópico seco

de Veracruz, Campeche y Yucatán.

5.2.4. Entrophospora infrequens (Hall) Ames & Schneider Esta especie fue hallada en Nueva Zelanda (Hall, 1977) y posteriormente en la costa

central de California (Ames y Schneider, 1979). Estos últimos son quienes describen a

35 Anexo 10.

128

Entrophospora como nuevo género en la familia Endogonaceae, con E. infrequens

(Hall) Ames & Schneider como la especie tipo.

A la par Ames y Schneider (1979) dan a conocer que este endosimbionte se asocia

con álamos (Populus sp.) y cultivos de soya y maíz en Iowa, Illinois y Wisconsin

(EUA). También la han encontrado entre raíces de Macroptilium sp. en Florida

(Schenck y Smith, 1982), debajo de Bouteloua gracilis y Agropyron smithii en

Wyoming (Stahl y Christensen, 1982), y en pastos de praderas y trigo invernal

cultivado en Kansas (Hetrick y Bloom, 1983) y Agave spp. en las montañas de Santa

Catalina, Arizona (Bloss y Walker, 1987).

Los primeros registros para Europa provienen de suelos de Polonia recolectados en

sitios donde se desarrollan especies como Juniperus communis, Festuca rubra,

Sorghum sudanense, Trifolium repens, Rosa canina y un pasto no identificado

(Blaszkowski, 1989).

En México se le ha reportado exclusivamente de Tlaxcala (Varela y Trejo, 2001), sin

precisar si las muestras provienen de un sistema natural o manejado por el hombre.

Por ello, y al igual que lo sucedido con G. constrictum, es vez primera que se le

designa para la selva decidua del trópico seco de Yucatán.

5.3. Respuesta de Carica papaya a la inoculación con diferente número

de esporas de Glomus intraradices esterilizadas o no en su superficie

De entre las evidencias documentales consultadas para efectuar un bioensayo

preliminar donde sería posible elegir y obtener un inóculo esporal de hongos MA

adecuado para evaluar su eficiencia resaltan la acepción y los atributos denotados por

Sylvia (1998) (apartado 2.6) y las indicaciones de St. John (2000), así como los

129

argumentos de Mason et al., (2000 a) y de Smith et al., (2000) que la distinguen de

su innata cualidad infectiva.

Así y tras considerar que la colonización del sistema radical de una planta

seguramente depende de la dispersión estocástica de las esporas y de las eventuales

condiciones ocurrentes entre el hospedero, el suelo y el ambiente (Morton et al.,

1995; Mala, 2000), su abundancia a lo mejor no refleja la importancia funcional de un

determinado hongo MA en la simbiosis micorrizógena (Toro et al., 2000; Eom et al.,

2000). Sobre todo porque no siempre existe una relación clara entre el número de

esporas y la magnitud de colonización de una raíz en el campo (Ebbers et al., 1987;

Troeh y Loynachan, 2003).

Sin embargo Sylvia (1994), Feldmann et al., (1998) y St. John (2000) opinan que el

éxito de una inoculación obedece al contacto que el sistema radical creciente tiene

con las esporas introducidas en un sustrato y, en consecuencia y bajo este privativo

contexto, el inicio de la colonización de una raíz dependerá de la cantidad de esporas

ahí presentes.

Por otro lado y aunque el efecto de una densidad esporal depende, entre otros

factores, del hospedero (Cavalcante et al., 2002), una sola espora infectiva es capaz

de iniciar una asociación mutualista (Daft y Nicolson, 1969) o inóculos con gran

número de esporas viables promover niveles de colonización mayores (Burrows y

Pfleger, 2002).

En este sentido Al-Garni y Daft (1990) consideran que 4 esporas g-1 de suelo es una

concentración bastante alta, e Ingham (2003) estima que 1 a 5 esporas serían

suficientes para asegurar una colonización.

Con base a lo denotado a continuación se abordan y tratan de contextualizar las

variables medidas de este bioensayo:

130

5.3.1. Crecimiento en altura y número de hojas en plantas de papayo

Como era de esperarse, el crecimiento en altura en todas las plantas que recibieron

esporas superaron a las testigo a los 20 ddi (Figura 16), fecha en la que

probablemente la reciprocidad entre las plantas huésped y el hongo endófito se había

consumado.

En este sentido autores como Medina et al., (1988 a, b), Habte et al., (1987), Davies

et al., (1996) y Al-Karaki (1998) opinan que en muchas ocasiones y circunstancias el

establecimiento de una simbiosis micorrízica trae consigo una serie de cambios

fisiológicos y/o morfológicos en la planta hospedera que casi siempre las hace crecer

y responder con más éxito a las tensiones ambientales, en comparación con las

plantas no inoculadas.

Igualmente resultan valiosas las apreciaciones de Abbott y Robson (1985 a) al

asegurar que bajo circunstancias favorables Glomus intraradices consigue colonizar y

aumentar rápidamente la captación de P y Cu hacia su hospedero debido más que

nada a su acelerada producción de hifas extrarradicales.

Lo advertido concuerda con las declaraciones de Sylvia (1988; 1989), Cooperband et

al., (1994) y Cabello (1999) quienes estiman que el efecto inicial de la formación de

micorrizas se puede reflejar en el crecimiento del organismo hospedante, aunque hay

reportes donde la colonización redujo la altura. Principalmente si la disponibilidad de

P en el suelo es alta y los costos de la micotrofía exceden sus beneficios (Graham et

al., 1997; Johnson, 1998; Scullion et al., 1998), o bien su concentración en los

órganos de la planta es baja (Thomson et al., 1986).

En este caso los resultados obtenidos para la variable altura en cierto modo

concuerdan con los de Koomen et al., (1987) al concluir que los aislados nativos no

131

son necesariamente los más eficaces en cuanto a la respuesta micorrízica de

crecimiento se refiere, aun y cuando la evaluación se verifique en los suelos de su

origen.

Para Johnson et al., (1997), la ausencia de respuestas o disminuciones en el

crecimiento pueden sobrevenir dependiendo de las combinaciones y relaciones

individuales establecidas entre los simbiontes en el tiempo y en el espacio, donde las

condiciones de disponibilidad nutrimental, temperatura e intensidad de la luz hasta

cierto punto son determinantes.

En lo tocante al número de hojas, el análisis de varianza no logró establecer

diferencia significativa entre los tratamientos evaluados (P≤0.05) puesto que los

valores promedio obtenidos fueron de 5.5 para las plantas que no recibieron esporas

(testigo) y las que se inocularon con 10 y 50 esporas esterilizadas en su superficie.

Mas ello no dista mucho de los registrados en los tratamientos donde las esporas no

fueron acondicionadas y el resultado en las plantas de los tratamientos 10 eGise,

50 eGise y 100 eGise fue ligeramente superior al ya señalado (de 5.6, 5.7 y 5.7,

respectivamente).

Aun cuando en todos los documentos científicos consultados no se hace referencia al

número de hojas de las plantas huésped cuando se asocian con los hongos MA, bien

vale la pena resaltar que Janos (1980 a) tampoco halló significancia en cuanto al

promedio de hojas presentes en C. papaya después de cinco semanas de haber sido

inoculadas con raíces de cacao cortadas y esterilizadas.

Así, y pese a que ambos resultados no concuerdan con los de Smith et al., (2000) al

referir que las plantas de Medicago truncatula micorrizadas tuvieron cerca de 50%

más hojas que las plantas no inoculadas e indican que al asociarse con Scutellospora

calospora la variabilidad en el número de hojas fue menor que el mostrado con

132

Glomus caledonium, parece factible que ahondar en este particular aspecto pudiese

ser interesante en situaciones donde las plantas son urgidas de mecanismos alternos

y diversos que les permitan adaptarse a condiciones de sequía, entre las que

seguramente figura la reducción del área que se expone a la pérdida de agua por

transpiración (Davies et al., 1996).

5.3.2. Biomasa seca y área foliar en plantas de papayo Si bien es cierto que la importancia de una simbiosis no puede inferirse solamente al

valorar aumentos de la biomasa en las plantas (Wilson y Hartnett, 1998), en la que

algunas veces incluso se manifiesta una depresión (Francis y Read, 1994), lo que si

parece irrefutable es que el carbono adicional fijado en una planta micorrizada se

convierte en materia seca (Bethlenfalvay et al., 1982; Tinker et al., 1994).

Por tal motivo es admisible la comparación de esta u otras medidas similares simples

de crecimiento entre las plantas inoculadas y su respectivo testigo (Harley, 1994).

En el caso que nos ocupa, las plantas del tratamiento 50 eGie fueron las que

mostraron una mayor capacidad para transformar la energía y las materias primas en

biomasa seca radical y aérea (Figs. 17 y 18).

Sin embargo en la primera de las variables citadas no existió diferencia estadística

entre los tratamientos evaluados, y en la segunda la separación de medias de Tukey

(P≤0.05) indicó que el mejor tratamiento para valorar la eficiencia de las distintas

morfoespecies seleccionadas en esta investigación fue el denominado 50 eGie (ver

descripción del tratamiento en el Cuadro 9).

Resultados similares expresan Scullion et al., (1998) quienes encontraron que

ordinariamente la colonización redujo la biomasa radical de los tréboles (Trifolium

repens L. cv. Menna). En contraste Aziz y Habte (1987) afirman que en función del

133

tiempo el peso seco de la biomasa aérea del caopí (Vigna unguiculata var. California

Black Eye) inoculado fue mayor que el de las no inoculadas.

De igual manera las plantas de Lotus corniculatus L. (Fabaceae) inoculadas lograron

incrementar su biomasa hasta 44 veces más en comparación con su testigo (Goverde

et al., 2000).

No obstante, y desde una perspectiva fundamentalmente ecológica, van der Heijden

et al., (1998 a, b) juzgan imprescindible conocer cual es el endófito que coloniza a

una determinada planta toda vez que su biomasa puede variar en función de las

morfoespecies de hongos MA que ocupan sus raíces.

En este bioensayo el área foliar de las plantas evaluadas no mostró diferencia

significativa entre los tratamientos (P≤0.05, Pr>F = 0.2129), lo cual posiblemente se

debió al poco tiempo transcurrido entre la inoculación y el inicio de la colonización

radical (20 días) e impidió se manifestasen cambios notorios en las plantas huésped.

Pero el haber registrado los valores más bajos para esta variable en las plantas

testigo (T1= 19.04 cm²) sugiere la existencia de algún mecanismo de respuesta

a la asociación con el micosimbionte, de entre los que sobresale la expansión

de la superficie fotosintética de las plantas huésped del tratamiento 50 eGie

(T5= 22.69 cm²).

La tendencia observada se apega a lo afirmado por Green et al., (1998), quienes

aseveran que la simbiosis micorrízica puede ocasionar cambios en algunos factores

foliares intrínsecos, entre los que justamente destaca el tamaño de las hojas en las

plantas huésped.

Así, y en este contexto, los registros de Amerian et al., (2001) confirman que el área

foliar de las plantas de maíz (Zea mays) inoculadas con Glomus mosseae y G.

134

intraradices definitivamente fue superior a la de las plantas no inoculadas (testigo),

aún bajo las condiciones de estrés moderado y severo a las que fueron sometidas

durante 98 días.

5.3.3. Colonización micorrízica en plantas de papayo La recolección de raíces permitió establecer que, al menos bajo las condiciones en las

que se llevaría a cabo este bioensayo, la colonización del morfotipo HMA en la planta

huésped elegida podría establecerse a partir de los 20 días después de la inoculación

con 50 propágulos fúngicos esterilizados en su superficie y colocados en su respectivo

contenedor donde el contacto con el sistema radical de los individuos trasplantados

sería factible (Cuadro 9 y Fig. 19).

Lo acontecido permitió discernir que el tratamiento 50 eGie sería el más adecuado

para valorar los posibles cambios morfológicos o fisiológicos que pudiesen mostrar C.

papaya y J. mexicana después de su asociación con las tres morfoespecies

seleccionadas.

No obstante el resultado obtenido parece no concordar con el de Sanders y Sheik

(1983) pues para ellos el inicio de la colonización está directamente relacionado con

la cantidad de propágulos fúngicos que se encuentran presentes en el suelo. Tal

apreciación de alguna manera es compartida por Nehl et al., (1999) al indicar que si

su densidad en el suelo es baja, entonces la micorrización es lenta.

Sin embargo ninguna ponderación derivada del presente bioensayo puede ser

concluyente dado que la intensidad de colonización porcentual de la morfoespecie de

G. intraradices, cuantificada en las raíces nutricias de C. papaya en cada uno de los

tratamientos evaluados fueron estadísticamente similares (Prueba de Kruskal-Wallis:

H= 5.300, P=0.5059).

135

Por lo pronto llama la atención detectar que una mayor capacidad infectiva del hongo

micorrizógeno no necesariamente se traduce en un dominio funcional, pues al

comparar el grado de colonización de las raíces en las plantas del tratamiento 50 eGise

(3.90%) con las del tratamiento 50 eGie (3.0%), la producción de biomasa seca

aérea y radical en las primeras fue menor (0.036 y 0.00579 g) respecto a la

almacenada en las segundas (0.043 y 0.00665 g) (Figs. 17 y 18).

Estos resultados coinciden con lo reportado por Hernández et al., (2000) quienes

precisan que Glomus mosseae fue capaz de promover pródigamente el crecimiento

de Vigna luteola sin importar que los porcentajes de colonización radical de

Scutellospora fulgida eran mayores.

Así que si el micelio extrarradical (o externo) comienza a desarrollarse profusamente

entonces el volumen de suelo explorado se incrementa, como lo consignan

Bentivenga et al., (1997), reciprocidad que muchas veces culmina en el desarrollo de

estructuras fúngicas específicas dentro de la raíz hospedera (Vierheilig et al., 2000 a),

lugar desde donde se espera que el micosimbionte realice su función.

Por esta razón el micelio formado podrá tener acceso a los nutrimentos del suelo que

no logran ser explorados por las raíces de una planta no inoculada (Bolan, 1991),

caso en el cual serían útiles de evaluar en investigaciones futuras la densidad,

distribución y actividad fisiológica del micelio (Hodge, 2000; Hart y Reader, 2002 a).

Ello puede ser de gran utilidad para determinar la eficiencia de un simbionte fúngico

en las fases tempranas del desarrollo de las plántulas, lo cual a juzgar por Green et

al., (1994) es importante de relacionar con el grado de colonización radical existente.

En consecuencia distinguir entre lo que se concibe como capacidad infectiva o

eficiencia es importante, ya que el primer término se refiere a la cantidad de

136

estructuras HMA que el hospedero presentan tras su colonización y el segundo a la

respuesta que tiene la planta a la colonización (Sylvia, 1998).

Lo predicho permite inferir que los hongos MA son capaces de diferir tanto en los

niveles de colonización de un sistema radical como en su impacto en la captación de

nutrimentos del suelo, las cuales son consideradas por Abbott y Robson (1981 b) sus

habilidades innatas.

5.4. Bioensayos de eficiencia en las plantas huésped Aunque ambas caricáceas fueron sensibles a la colonización endomicorrízica con las

tres morfoespecies de G. intraradices de procedencia geográfica distinta, los

tratamientos evaluados tanto en C. papaya como en J. mexicana mostraron una

igualdad estadística generalizada, lo cual concuerda con lo asentado por van der

Heijden et al., (2003) al no encontrar diferencia significativa en sus experimentos

donde valoraron tres taxa disímiles pertenecientes al mismo género (Glomus) pero

provinientes de una sola localidad geográfica de Suiza.

Mas lo apuntado es advertido por Hart y Klironomos (2002) y Hart y Reader (2002 b)

al indicar que la variación en el crecimiento parece ser mayor cuando se valoran

respuestas a nivel de género y no de aislados a nivel de morfoespecies.

Lo denotado probablemente se explica por la complementariedad de efectos y

estrategias que pueden existir entre hongos MA pertenecientes a distinto género

(Smith et al., 2000) la cual es una asepción que refuerza y armoniza con las

desigualdades apreciadas por Cooperband et al., (1994) al valorar el papel de los

hongos MA de plantaciones de cacao (donde dominan Acaulospora y Glomus) en tres

especies de la región tropical húmeda de Costa Rica: Erythrina berteroana, Paspalum

conjugatum y Homolepsis aturensis.

137

Mas numerosos estudios realizados con antelación habían demostrado que la

asociación entre distintas especies de hongos MA y plantas huésped eran capaces de

manifestar variaciones en su eficiencia (Cooperband et al., 1994), misma que en un

momento dado y en ciertas hospedadoras pudiere ser positiva, y menos significativas

o inclusive deletéreas en otras (Boerner, 1990; 1992; Perry et al., 1992; Tawaraya et

al., 1999).

5.4.1. Respuestas de Carica papaya 5.4.1.1. Crecimiento en altura y número de hojas en plantas de papayo Si bien para el crecimiento en la altura de las plantas el análisis estadístico estableció

diferencia significativa entre las testigo 2, 50 eGie V, 50 eGie C y 50 eGie Y con

respecto al testigo 1 a partir de los 30 ddi (Cuadro 13), esta fue morfométricamente

visible hasta los 60, tal y como se indicó en el apartado 4.6.1.1. y se ilustró en la

Fig. 20.

Así, y de conformidad con las anotaciones puntualizadas en el apartado 5.3.1., era de

esperarse que las plantas del testigo 1 tuviesen un crecimiento en altura inferior al de

todas las demás (Fig. 20). Pues aparte de no haber contenido ningún inóculo esporal,

tampoco recibió el P adicionado a todos los demás tratamientos (testigo 2, 50 eGie V,

50 eGie C y 50 eGie Y) (Apartado 2.6 y Cuadro 10).

De esta manera, y después de que la aplicación de 0.100035 mg de fosfato de calcio

dibásico (CaHPO4) aportarían las 50 ppm de P que se deseaban en el sustrato de

cada uno de los contenedores donde se llevaría a cabo este bioensayo (contenedores

individuales convermex no. 16 con 450 g de sustrato [ver apartado 2.6]), el resultado

analítico de las muestras de laboratorio indicó que nada más estarían disponibles 13

ppm para las plantas debido a la peculiar inmovilización de P que caracteriza al suelo

utilizado para la preparación del sustrato (suelo nativo de SBC de Veracruz, con

138

trazas de material calcáreo), tal y como lo atestiguan los detallados análisis y

evaluación integral de sus características morfológicas, físicas, químicas y de fertilidad

de cada unidad y subunidad edáfica cartografiadas por Castañeda (2000).

No obstante, el nivel de fosfatos que quedó disponible en el suelo fue suficiente para

que las raíces de las plantas del testigo 2 buscasen la manera de procurarse la mayor

superficie de contacto posible con las fuentes del suelo donde pudiesen ser

absorbidos (Wild, 1992; Skene et al., 1996), suministro que en las plantas inoculadas

(50 eGie V, 50 eGie C y 50 eGie Y) se asume amplificaron las hifas extrarradicales de

los hongos MA al favorecer la biodisponibiliad del P intercambiable (Gianinazzi-

Pearson et al., 1981; Morel y Plenchette, 1994).

Tal actividad es atañida a las estructuras miceliares formadas en una colonización (Li

et al., 1991; Khan et al., 1995) que ha sido confirmada por varios autores, entre los

que figuran Hernández et al., (2000) al valorar la inoculación micorrízica en suelos

con una alta capacidad de fijación de P, nutrimento que con mucha frecuencia es el

menos móvil y disponible para ser aprovechado por las plantas, así como el principal

o incluso primer factor que limita su crecimiento (Jackson y Taylor, 1996; Hinsinger,

2001).

En sí, y desde el punto de vista de las peculiaridades indicadas, las plantas inoculadas

con las morfoespecies de hongos MA de Veracruz, Campeche y Yucatán despuntaron

de las del testigo 2 en incrementos en altura del 4.27, 5.41 y 3.13%,

respectivamente (Fig. 20).

Refiriéndose al número de hojas y las diferencias significativas que se presentaron a

partir de los 15 ddi (Cuadro 14) sobresale la superioridad entre las plantas del testigo

2, 50 eGie V, 50 eGie C y 50 eGie Y con respecto a las del testigo 1. Supremacía

numérica que a los 45 ddi era evidente (>45% en todos los casos) y a los 60 ddi del

58.33, 62.50, 62.50 y 66.66%, respectivamente (Fig. 21).

139

Lo expuesto se convierte en un evento biológico que discrepa con los resultados de

Janos (1980 a) denotados en el apartado 5.3.1., los asemeja a los de Smith et al.,

(2000) y conmina a la realización de nuevas evaluaciones donde se determine con

precisión cuales son los factores que influyen en su disimilitud, aun cuando las

plantas se mantuvieron bajo condiciones controladas y a capacidad de campo. 5.4.1.2. Biomasa seca y área foliar en plantas de papayo En cuanto a la biomasa aérea seca se refiere, la acumulada en las plantas del testigo

1 siempre fue inferior a la de los demás tratamientos (Fig. 22), lo cual se aviene

perfectamente a lo reportado por Bagayoko et al., (2000) en la interacción de caopí

(Vigna unguiculata), sorgo (Sorghum bicolor [L.] Moench) y mijo perla (Pennisetum

glaucum L.) con un aislado de Glomus mosseae bajo condiciones controladas y

disponibilidad de 10 ppm de P.

Por otro lado destacó la fijación de carbono en los tejidos de las plantas testigo 2 a

partir de los 15 ddi, misma que a los 60 ddi solo fue superada por el almacenamiento

de energía realizado en las plantas inoculadas con la morfoespecie de hongo MA de

Campeche (tratamiento 50 eGie C >20.96%), sin tomar en cuenta que las primeras

hayan producido mayor cantidad de biomasa radical seca (testigo 2 >21.42%, datos

no presentados) con respecto a la de estas últimas.

De esta forma dicho acontecimiento permite teorizar que el beneficio ciertamente

provino de las hifas producidas por dicha morfoespecie, y cuyo poder funcional y

absorbente fue definitivo para la apropiación más eficiente de agua y nutrimentos.

Con respecto al área foliar fue evidente que el incremento registrado en las plantas

de los testigo 2, 50 eGie V, 50 eGie C y 50 eGie Y superó al de las testigo 1 a partir

de los 30 ddi. Asimismo que el área foliar de las plantas de C. papaya inoculadas con

la morfoespecie de hongo MA de Campeche fue la mayor de todas (Fig. 23), lo cual

140

directa e indiscutiblemente apoya la acotación revelada para la biomasa aérea seca

en este apartado.

5.4.1.3. Colonización micorrízica en plantas de papayo En este caso la detección de estructuras micorrízicas en las raíces de las plantas

inoculadas con las morfoespecies objeto de estudio fue positiva a partir de los 15 ddi

(Cuadro 18), aunque en esa fecha no se lograron observar vesículas en ninguna de

las preparaciones examinadas bajo un microscopio compuesto a 200X.

A partir de los 30 ddi la proliferación de hifas intrarradicales presentó un patrón

similar al de la formación de arbúsculos. Sin embargo a los 45 y 60 ddi la producción

de ambas estructuras fue excelsa en las morfoespecie de hongos MA de Campeche

(64.51 y 26.32% de hifas, y 51.77 y 20.77% de arbúsculos) y Yucatán (111.61 y

27.12 de hifas y 92.19 y 27.59 de arbúsculos) en comparación con la procedente de

Veracruz (Fig. 24 y 25).

Entre tanto, y al considerar a los arbúsculos como los mejores indicadores de la

intensidad del mutualismo (no sin controversia [Blee y Anderson, 1998; Bago, 2000])

por ser el sitio celular donde se lleva a cabo el intercambio bidireccional de

nutrimentos entre la planta y el hongo MA (Smith y Smith, 1990; Titus y Leps, 2000),

en verdad esta última fue la morfoespecie que en ambas fechas (45 y 60 ddi) los

produjo con mayor profusión (Fig. 27).

Por tal motivo era de esperarse que, tras haberles precedido una red hifal funcional y

un costo-beneficio equilibrados, fuesen precisamente estas las plantas más

beneficiadas en la interacción simbiótica.

En cambio si la reciprocidad no fuere compartida y se hubiese tornado más que nada

en un costo energético desmedido para el hospedero, con seguridad la presión de

141

selección se encargaría de reducir drástica e inmediatamente los niveles de

colonización en sus plantas huésped (Fitter, 1991; Fitter y Merryweather, 1992).

Así y sin objetar que la presencia de vesículas en las raíces de las plantas asociadas

con la morfoespecie de hongo MA de Veracruz no fue cuantiosa (entre 1.5 y 2.5%),

al menos superó a las otras dos morfoespecies asociadas con C. papaya a los 30 y 60

ddi (Fig. 26).

Mas discurrir si tras finalizar el experimento (60 ddi) tales hinchamientos (usualmente

terminales) de las hifas limitaron la acumulación de biomasa aérea (Figura 22) y

radical secas (<14.28%, <21.31% y <29.41% con respecto a las plantas de los

tratamientos 50 eGie C, 50eGie Y y testigo 2, pero >11.62% en comparación con las

testigo 1 [datos no presentados]) en sus hospedadoras, por ahora pudiere ser un

dislate.

La presunción que de momento se tiene es que las estructuras vesiculares operan en

el almacenaje de recursos (Johnson, 1993; Diouf et al., 2003) y son indicadoras de

consumo de carbono (Harrier, 2000), pese a que su funcionamiento y desempeño no

se han podido interpretar del todo debido a sus patrones de formación estacional en

campo (Fitter, 1991). Tal y como sucede con la diversidad funcional y fisiológica de

las demás estructuras fúngicas que se encuentran involucradas en la colonización

micorrízica dentro y a través de los ecosistemas (Allen et al., 1995).

5.4.1.4. Asimilación neta de CO2 y transpiración en plantas de papayo Aunque la asimilación neta de CO2 y transpiración de las hojas no mostraron

diferencia significativa (ANOVA, P≤0.05), las tendencias registradas permiten inferir

que a los 60 ddi las plantas inoculadas con las distintas morfoespecies de hongos MA

asimilaron más CO2 en comparación con la síntesis de compuestos del carbono

ocurrida en las plantas de ambos testigos (Fig. 28). Propensión manifesta en las

142

morfoespecies de Campeche y Yucatán desde los 45 ddi, mas no en la de Veracruz

(Fig. 28).

Sin embargo dicha supremacía fotosintética (procedida de la regulación de sus

movimientos estomatales y la evaporación) lograron una transformación de materia

seca que durante todo el experimento superó solo a las plantas del testigo 1 y no a

las del testigo 2 (Fig. 22), las cuales fueron aventajadas por los efectos provenidos de

la morfoespecie de hongo MA de Campeche. Como oportunamente se indicó en el

apartado 5.4.2.

Lo ocurrido parece concordar con el reporte de Al-Karaki (1998) quien al comparar

plantas micorrizadas y no inoculadas descubrió que las asociadas con los HMA a

menudo eficientizan el uso de agua.

Por ese motivo, y sin ser los resultados obtenidos en este bioensayo una excepción,

al parecer todos los hongos MA evaluados fueron capaces de aumentar la habilidad

del sistema radical para absorber la humedad del suelo y, en correspondencia a la

apertura estomatal mantenida en las hojas, reforzar la producción de biomasa seca.

En sí la síntesis de materiales orgánicos aéreos fue más elocuente en las plantas

asociadas con la morfoespecie de Campeche (>20.96%, Fig. 22). Entre tanto las

diferencias encontradas en los tratamientos donde se evaluaron las morfoespecies de

Veracruz y Yucatán no trascendieron debido a la probable variabilidad en las

secuencias del gen ribosomal dable entre aislamientos de una misma morfoespecie

de distinto origen geográfico (Sanders et al., 1996). Condición que sin duda alguna

valdría la pena dilucidar más adelante.

5.4.1.5. Acumulación de P en la biomasa aérea de plantas de papayo El contenido de P en las plantas de C. papaya inoculadas superó al incorporado en las

plantas testigo a los 60 ddi (Figs. 31 y 32), lo cual coincide con las apreciaciones de

143

St. John (1996 b), Scullion et al., (1998), Aguilera-Gomez et al., (1999) y Sylvia

(1999) referentes a la eficiencia que los hongos MA ostentan para su absorción.

Del mismo modo Green et al., (1998) aseguran que la concentración de fosfatos en

las hojas de una planta micorrizada son parte de los cambios intrínsecos que los

micosimbiontes son capaces de producir a nivel foliar.

Los análisis de laboratorio determinaron que la morfoespecie de Yucatán fue la más

hábil de todas para incrementar la absorción de este nutrimento a los 30 y 60 ddi

(Fig. 31), resultado que de manera rotunda fortalece la presunción de que las

estructuras hifales y arbusculares favorecieron la incorporación y transferencia más

efectiva de P en las plantas huésped (Fig. 32).

Además se acrecentó la acumulación de materia seca radical (>27.08% que la

morfoespecie de Veracruz y >8.92% que la morfoespecie de Campeche), sin que ello

fuese necesariamente proporcional con la acumulación de biomasa aérea seca (Fig.

22).

Por este motivo, y basándose en las propuestas hechas por Boddington y Dodd

(1998) al comparar el desarrollo y actividad metabólica de las micorrizas formadas

por Acaulospora tuberculata (BEG41), Gigaspora rosea (BEG111) y Glomus manihots

(BEG112) en Pueraria phaseoloides L. (CIAT 9900) y Desmodium ovalifolium L. (IPB

13089), sería muy interesante puntualizar cuales son los mecanismos que controlan

la transferencia de los fosfatos hacia el hospedero.

5.4.1.6. Eficiencia de la simbiosis micorrízica De acuerdo con el concepto definitorio de Kahiluoto y Vestberg (1997) referente a la

virtud y facultad que los HMA pueden producir en pro o en contra de su planta

144

huésped, en esta ocasión la interacción fue positiva en todos los casos. Pero parece

incuestionable que la morfoespecie de hongo MA proveniente de Yucatán fue la más

eficaz de todas en virtud de la maximizada incorporación de P en las plantas huésped

durante todo el experimento (Figs. 31 y 32, Cuadro 22).

5.4.2. Respuestas de Jacaratia mexicana 5.4.2.1. Crecimiento en altura y número de hojas en plantas de bonete Aunque a los 120 ddi no hubo diferencia significativa entre los tratamientos para el

crecimiento en altura (ANOVA, P≤0.05), fue obvio que después de los 46 ddi esta

ciertamente fue mayor en las plantas de los tratamientos 50 eGie V, 50 eGie C y

50 eGie Y en comparación con las testigo 1 y 2 (Fig. 33). Así, al finalizar el

experimento (120 ddi) el incremento en la altura de las primeras (plantas inoculadas)

superó a la registrada en estas últimas (plantas no inoculadas) (Fig. 34).

De esta manera los resultados obtenidos para esta variable en la interacción de J.

mexicana con las morfoespecies evaluadas se avienen y ajustan con las acotaciones

mencionadas en el apartado 5.3.1. y los aspectos pormenorizados en el apartado

5.4.1.

Por esta razón era de esperarse que las plantas del testigo 1 tuviesen el menor

crecimiento en altura (Fig. 33). Ventaja que a partir de los 46 ddi se registró en las

plantas del testigo 2, las cuales fueron superadas a los 75 y 120 ddi en todas las

plantas inoculadas. Del orden de 2.33 y 19.06% en la morfoespecie de hongo MA de

Veracruz, de 3.27 y 5.11% en la de Campeche y de 3.03 y 5.81% en la de Yucatán,

respectivamente (Fig. 33).

En opinión de Wilson y Hartnett (1998) y Siqueira y Saggin-Júnior (2001) el registro

sistematizado de las plantas a la colonización con hongos MA aislados bajo

condiciones controladas es un valioso aporte donde no solo se determina la

145

importancia potencial de la simbiosis en la naturaleza, sino que también se convierte

en un meritorio primer paso encaminado hacia el entendimiento de la dinámica de los

ecosistemas terrestres y coyuntura propicia para el trópico seco mexicano donde al

menos J. mexicana es una especie típica que se encuentra en inminente peligro de

extinción.

Para el número de hojas no se encontró diferencia significativa entre los tratamientos

(ANOVA, P≤0.05) al finalizar el experimento (120 ddi). Y a lo sumo pudiere hacerse

hincapié en que a los 75 ddi las plantas del testigo 2, 50 eGie V, 50 eGie C y 50 eGie Y

aún poseían hojas, mientras que las del testigo 1 lucían totalmente defoliadas.

No obstante en la última fecha evaluada, las plantas de todos los tratamientos habían

perdido sus hojas a pesar de haber contado con humedad suficiente (capacidad de

campo) para realizar sus funciones vitales. Por lo tanto pudiere resultar muy

desacertado hacer conjeturas pues toda evidencia indica que J. mexicana es una

especie que se desprende de sus hojas durante la temporada seca, que se prolonga

hasta por 8 meses (octubre-mayo) en su hábitat natural.

De tal forma que sería indispensable indagar si solamente se trata de una estrategia

adaptativa que le permite aliviar el estrés hídrico, o bien se requiere determinar cuan

realmente es su dependencia hacia los HMA, y si los patrones fenológicos de esta

especie arbórea se encuentran relacionados con alguna de las funciones y/o cambios

en el balance fitohormonal que los hongos MA regulan en las plantas.

Ello pudiera complementar el trabajo realizado por Davies et al., (1996) en

laboratorio quienes demostraron que tal y como sucede en condiciones de campo, las

plantas que se asocian con hongos MA tienden a reforzar la abscisión de las hojas

para adaptarse a las condiciones de sequía, lo cual en definitiva le ayuda a mantener

un estado de hidratación potencialmente más favorable, amén de que se incrementa

el radio de acción de su raíz o el desarrollo de raíces laterales.

146

5.4.2.2. Biomasa seca y área foliar en plantas de bonete En relación con la biomasa aérea y radical seca solamente se determinó diferencia

significativa a los 15 ddi para la primera de las variables citadas (ANOVA, P≤0.05),

fecha donde las plantas del testigo 1 lograron acumular tal cantidad de materia

orgánica que logró superar a la de todas las demás (Fig. 35).

Circunstancia que si bien no tiene ninguna explicación argüible a una posible

heterogeneidad de las plántulas al momento de iniciar este bioensayo (toda vez que

los valores de altura [6.49 ±0.5 cm], diámetro [2.46 ±0.12 mm] y número de hojas

[0.99 ±0.02] fueron similares en todos los tratamientos), de modo alguno se vincula

con el área foliar que las plantas de ese tratamiento tuvieron en la fecha acotada

(Fig. 36) en la que solo fueron superadas por la superficie fotosintética desplegada en

las plantas del tratamiento 50 eGie Y (>8.41%).

A partir de los 30 ddi y hasta la finalización del experimento, en las plantas del testigo

1 los depósitos de energía fueron menores que los registrados en las plantas de los

tratamientos inoculados y en las del testigo 2 (Fig. 35), siendo precisamente en estas

últimas donde se concentró la mayor cantidad de biomasa aérea seca a los 120 ddi

(>36.04%).

En cuanto a las plantas inoculadas se refiere, la biomasa formada en las

interactuantes con la morfoespecie de hongo MA de Yucatán (>24.71%) superó a la

de Veracruz (>14.88%) y Campeche (>2.12%), secuencia que para la fecha indicada

coincidió con la biomasa radical seca acumulada en las plantas de los tratamientos

testigo 2 (>87.05%, la mayor) y 50 eGie C (>9.37%, la menor).

Al mismo tiempo y a pesar de que en los tratamientos 50 eGie V y 50 eGie Y el orden

de las ganancias en peso seco se invirtió (>39.06% y >17.10%), todos ellos fueron

preeminentes respecto a las plantas testigo 1.

147

Lo expresado hace suponer que las raíces procuraron una superficie mayor de

contacto con las fuentes de fosfato en el suelo y por ello la cabellera radicular

aumentó su volumen. Sin embargo el desarrollo de una elevada densidad de raíces

no fue suficiente para obtener un suministro adecuado de P hacia la planta, pese a

que su fuente de abastecimiento son también los fosfatos isotópicamente cambiables

del suelo (Morel y Plenchette, 1994) de tal manera que, al igual y como sucedió en

las plantas de C. papaya, las hifas de los hongos MA fueron valiosas para ampliar la

biodisponibiliad del P en las plantas de J. mexicana (Fig. 45).

Aun cuando la medición del sistema asimilatorio (área foliar) de una planta es una

variable que depende de la magnitud de las diferentes hojas para su cuantificación

(Goenaga y Singh, 1996), parece ser que su presencia en estas hospederas obedece

más a sus patrones fenológicos e interacción con las variaciones de humedad y

temperatura estacional que de las funciones y/o cambios en el balance fitohormonal

que los hongos MA pudiesen regular (ver comentarios plasmados en el apartado

5.5.1).

De esa manera el resultado obtenido solo marcó que las plantas del testigo 1 se

defoliaron antes que todas las demás (a los 75 ddi, Fig. 36), lo cual permite entender

que ello en cierto modo fue el resultado de una deficiente apropiación de recursos

que se tradujo en una biomasa aérea y radical secas que en comparación con la

acumulada en las plantas de los demás tratamientos fue menor a los 120 ddi (Fig.

35; <9.37%, <17.18%, <39.06% y <87.50% con respecto a las plantas de los

tratamientos 50 eGie C, 50eGie Y, 50eGie V y testigo 2 [datos no presentados]).

5.4.2.3. Colonización micorrízica en plantas de bonete Aunque las estructuras micorrízicas aparecieron en las raíces de todas las plantas de

los tratamientos inoculados (50 eGie V, 50 eGie C y 50 eGie Y), solamente a los 75 y

148

120 ddi hubo cierta similitud en los patrones de formación de hifas y arbúsculos en

las tres morfoespecies evaluadas (Figs. 37 y 38).

En cambio las vesículas se presentaron justamente en las dos fechas mencionadas y

sobre todo en proporción mayor dentro de las raíces colonizadas por la morfoespecie

de hongo MA de Veracruz a los 120 ddi (Fig. 39).

La opinión vertida por Titus y Leps (2000) sobre la intensidad del mutualismo

(apartado 5.4.3) y la de Smith et al., (2000) relativa al contenido de P y la promoción

del crecimiento en Medicago trunculata asociada con un aislado de Scutellospora

calospora no conviene del todo con la eficiencia de la morfoespecie de Yucatán para

la absorción de P en J. mexicana bajo las condiciones en las que se condujo este

experimento (Figs. 40, 44 y 45), a pesar de la progresiva producción de hifas

intrarradicales y arbúsculos mostrada durante todo el experimento (Fig. 38). Al

contrario, resultados similares a los aquí presentados son reportados por Dickson et

al., (1999 a, b) en Allium porrum y S. calospora.

De ahí se desprenden varias interrogantes que pudieren ser interesantes de abordar

para tratar de explicar las diferencias observadas en la respuesta de J. mexicana aún

bajo condiciones ambientales propias de su hábitat natural y asepsia total. Pues una

vez iniciada la colonización de una planta huésped es necesario reconocer que el

hongo micorrizógeno se mueve en dos ambientes contrastantes: El micelio interno

(MI) y el micelio externo (ME), relación ME/MI de gran importancia por cuanto es un

indicador de la actividad micorrízica (Guerrero, 1996).

En consecuencia el hongo MA tiene un componente interno y otro externo a la raíz

que parecen compartir características morfológicas y fisiológicas similares en las que

su simultánea acción frecuentemente complica su análisis. Las más de las veces

cuando se intenta progresar en el conocimiento y evaluación de los mecanismos y

149

causas que determinan la dualidad extra e intrarradical de las bases que rigen a la

simbiosis micorrizógena (Bago et al. 2000 c).

No obstante Bago et al., (1998 a) lograron describir en detalle el desarrollo de la fase

externa de la micorriza arbuscular, y señalan que si la simbiosis se establece con

éxito el hongo MA adquiere nuevo vigor y despliega profusamente en el medio sus

hifas exploradoras primarias. Mismas que dan origen a las hifas exploradoras de

órdenes superiores (secundarias, terciarias, etc.) que se bifurcan dicotómicamente

para dar lugar a las estructuras ramificadas de absorción (branched absorbing

structures, BAS) e incrementan aún más el volumen de suelo explorado (Bago et al.,

1998 b).

De esta manera favorecen la concretización de dos de las funciones más relevantes

del micelio externo: i) La búsqueda y captación de nutrimentos minerales, y ii) La

relación de las hifas extrarradicales con su entorno (Bago et al. 2000 c).

Ahora bien, y si estas últimas son responsables de los procesos de absorción y

transporte de P (Harrison y van Buursen, 1995), es factible que los resultados

obtenidos en la interacción simbiótica de las plantas huésped asociadas con la

morfoespecie de Yucatán pudieren estar relacionados con algunas propiedades

químicas, físicas y/o bióticas del suelo que afectaron el adecuado funcionamiento de

su micelio externo (Rabatin y Stinner, 1988; Morton y Bentivenga, 1994; Smith et al.,

1994) cuya producción es una capacidad innata en cada HMA (Abbott y Robson, 1985

a) y determinante en su eficiencia para promover la nutrición y el crecimiento de su

hospedante (Smith et al., 2000).

Por esta razón la inhabilidad de las hifas de la morfoespecie de hongo MA de Yucatán

para crecer, diseminarse y absorber los fosfatos bajo las condiciones específicas del

sustrato utilizado en la evaluación es una de las posibles causas que,

independientemente de la paulatina y creciente formación de arbúsculos registrada a

150

partir de los 15 ddi (Fig. 40), propiciaron un beneficio poco significativo para las

plantas de este tratamiento en cuanto a la producción de biomasa aérea (Fig. 35) y

radical seca (datos no presentados) se refiere.

De igual manera las plantas del tratamiento 5 (50 eGie Y) tuvieron el más bajo

contenido de P en sus hojas y tallo a los 30 ddi y 120 ddi (Fig. 44), y solo en esta

última lograron superar, por 200 ppm, a la actividad llevada a cabo por las plantas no

inoculadas del testigo 1 (Fig. 44).

Si bien Sylvia (1992) apunta la apremiante necesidad de clarificar la relación existente

entre la colonización radical, la producción de hifa externa y la respuesta de las

plantas huésped, resulta categórico reiterar que la captación de los nutrimentos y su

transporte son propiedades atribuibles a la hifa extrarradical (Morton y Bentivenga,

1994), misma que en un hongo MA efectivo puede llegar a mejorar el desarrollo del

hospedante en forma directa o indirecta (Bago et al., 2000 c).

Así es posible que el genotipo del hospedante fuese un factor decisivo en la

inmediata respuesta a la micorrización en términos del costo-beneficio total de C (o

P) usado(s) en la simbiosis (Smith et al., 1994), ya que las plantas inoculadas con

esta morfoespecie fueron las menos eficientes para absorber P de entre todos los

tratamientos evaluados, inclusive por debajo del efectuado por las plantas no

inoculadas (Fig. 45) y, en consecuencia y basándose en las premisas de Marschner y

Dell (1994), ambas características (las del suelo y la planta) influyeron en el flujo

difusivo de los fosfatos hacia las superficies radiculares de estas plantas huésped.

Por ello hubiese sido interesante discurrir que la principal respuesta de la planta

hospedera a la colonización MA no se limita solo a una mejora en la nutrición por P

(Bethlenfalvay et al., 1989; Marschner y Dell, 1994) y que los demás efectos son

simplemente beneficios laterales o adicionales (Guerrero, 1996). Sobre todo porque la

simbiosis micorrízica puede ser efectiva al protegerla contra patógenos del suelo y

151

condiciones de estrés, así como incrementar la agregación de las partículas del suelo

y su estabilidad, cualidades en las que el desarrollo hifal es fundamental (Bago et al.,

2000 c).

Lo denotado hasta cierto punto constata que las afirmaciones de Guerrero (1996) y

Miller et al., (1999) (apartado 5.1) también son aplicables a las interacciones que se

suscitan en un ambiente controlado, tal y como sucedió en este caso. Y en cierta

medida conlleva a retomar la proposición de Cooper (1984) donde manifiesta que

aún no está claro si los efectos observados en la absorción de otros nutrimentos

distintos al P, relaciones hídricas y alteración en los niveles hormonales son

propiciados directamente por el hongo MA, o indirectamente por alguna alteración

fisiológica en el hospedero derivada de la mejora en la nutrición de P.

5.4.2.4. Asimilación neta de CO2 y transpiración en plantas de bonete Aunque las proporciones de asimilación neta de CO2 (fotosíntesis y respiración) y de

transpiración (apertura estomática y evaporación) de las hojas medidas in situ no

mostraron diferencias estadísticamente significativas (exceptuando la conductancia

estomática y evaporación a los 75 ddi) (Cuadro 27), las tendencias observadas

claramente revelan que a partir de los 15 ddi la asimilación neta de CO2 en las

plantas del testigo 1 y 2 en todo momento fue menor a la registrada en las plantas

inoculadas. Los cuales con seguridad pueden relacionarse con el incremento en su

tasa fotosintética, tal y como en sus respectivos estudios lo refieren Allen et al.,

(1981), Druge y Schonbeck (1992), y Davies et al., (1996) para las plantas

micorrizadas.

Al respecto Ruiz-Lozano et al., (1995) y Louche-Tessandier et al., (1999) indican que

de entre los beneficios ocurridos en una asociación micorrízica destaca la

estimulación fotosintética para la captura de carbono que podría compensar la

transferencia continua que el micosimbionte demanda de su hospedera.

152

Por esto las apreciaciones de Martins et al., (1997) adquieren relevancia al considerar

que el cociente respiratorio (cantidad de CO2 empleado en la respiración como un

porcentaje de la cantidad de CO2 ganado en la fotosíntesis) muestra que incluso con

la mengua del carbono destinado para el hongo MA, las plantas micorrizadas logran

una ganancia y balance favorables que les posibilita “equilibrar la pérdida”.

De este modo si la productividad tiende a ser inmejorable cuando las plantas

micorrizadas exhiben una alta tasa fotosintética y las proporciones respiratorias más

bajas (Martins et al., 1997), es posible entender el porqué a partir de la exitosa

colonización de sus raíces las plantas de los tratamientos 50 eGie V, 50 eGie C y

50 eGie Y (tratamientos inoculados) comenzaron a asimilar mayor cantidad de CO2 y

a manifestar gradualmente su superioridad en altura (Figs. 33 y 34) en comparación

con las plantas de los testigos (Fig. 41).

En este caso tal comportamiento preponderó con una mayor cantidad de biomasa

aérea seca acumulada en las plantas de los tratamientos inoculados y en las del

testigo 2 respecto a la producida en las plantas del testigo 1 (Fig. 35).

En las Figs. 42 y 43 se puede apreciar que la conductancia estomatal y evaporación

de agua en las hojas mostradas por las plantas del testigo 1 fue poco eficiente y, por

lo tanto, su actividad y equilibrio energético quedaron muy por debajo del

funcionamiento registrado tanto en las plantas de los tratamientos inoculados como

en las del tratamiento 2. Mismas que, pese a la mayor inversión de recursos

destinados para su crecimiento y desarrollo, finalmente mostraron un mejor balance

costo-beneficio derivado de la superioridad fotosintética que redundó en su porte y

sanidad. 5.4.2.5. Acumulación de P en la biomasa aérea de plantas de bonete Respecto a la acumulación de P en la biomasa aérea de J. mexicana vale la pena

enfatizar los dos aspectos siguientes: 1) Que la morfoespecie de Campeche fue la

153

más hábil de todas para incrementar la absorción de dicho nutrimento bajo las

condiciones ambientales en las que se condujo este experimento, y 2) Que a los

30 ddi la morfoespecie de Yucatán resultó ser menos eficiente para capturar P

(3,000 ppm) en comparación a la consumada en las plantas de los tratamientos

50 eGie V (3,300 ppm), testigo 2 (3,300 ppm) y testigo 1 (3,500 ppm), si bien a

estas últimas lograron superarlas en apenas 9.52% a los 120 ddi (Fig. 44).

Aunque en diversos estudios se ha demostrado que la incorporación de fósforo

mejora la fisiología de las hospedadoras y, por ende, su crecimiento y desarrollo se

ve comúnmente favorecido (Kling, 1997; Valencia et al., 2000), Johnson et al.,

(1997) y Smith et al., (2000) aseguran que tales acontecimientos en realidad no son

un hecho consumado, tal y como sucedió en este bioensayo.

La multiplicidad de factores bióticos y abióticos conjugados alrededor de sus hojas y

raíces juegan un papel fundamental en las relaciones fisiológicas hongo MA-plantas

huésped, de tal suerte que su metabolismo carbonado estará recíprocamente

controlado durante la simbiosis (Shachar-Hill et al., 1995) y de ello dependerá el éxito

o el fracaso de la interacción. En este sentido Augé (2001) ha enfatizado que a

menudo la hidratación de los tejidos y el intercambio de CO2 y O2 en las hojas, la

absorción de fósforo y el crecimiento de los hospederos derivados de una asociación

micorrízica puede ser una circunstancia sutil, transitoria y probablemente muy

específica de cada simbionte que, a final de cuentas, repercuten de manera

sustancial en su habilidad competitiva y en su sanidad.

5.4.2.6. Eficiencia de la simbiosis micorrízica En este caso la eficiencia de la micorrización estimada (véanse apartados 3.8.2.1.3. y

4.6.1.6) demostró que la morfoespecie proveniente de Campeche promovió la

absorción de P en las plantas huésped durante los 120 días en que ambos

154

organismos mantuvieron su relación simbiótica (Cuadro 30), lo cual sugiere que esta

fue la más eficaz de todas.

Sin embargo, y de acuerdo con los resultados obtenidos en este bioensayo, es obvio

que los efectos derivados de la absorción de fósforo en una asociación micorrízica no

en todas las ocasiones redunda en el crecimiento y acumulación de biomasa de los

hospederos, consideraciones que coinciden totalmente con lo señalado por Augé

(2001).

155

6. CONCLUSIONES Basándose en los resultados obtenidos en el presente estudio se llegaron a las

siguientes conclusiones:

• Jacaratia mexicana es una especie arbórea que durante las fases iniciales de

su desarrollo y bajo circunstancias favorables fue capaz de asociarse con los

HMA del consorcio MTZ-1 formado por Glomus mosseae, G. macrocarpum, G.

geosporum, Glomus sp., Gigaspora sp. y Acaulospora sp.

• De acuerdo con las variables morfológicas y fisiológicas registradas, y bajo las

condiciones en las que se llevaron a cabo estos bioensayos, el análisis

estadístico de los datos provee una clara evidencia para aseverar que las

distintas morfoespecies de HMA evaluadas no mostraron diferencia

significativa en su eficiencia para promover la absorción de fósforo.

156

7. BIBLIOGRAFÍA CITADA Abbott, L.K., y Robson, A.D. (1979). A quantitative study of the spores and anatomy

of mycorrhizas formed by a species of Glomus, with reference to its taxonomy. Australian Journal of Botany, 27, 363-375.

Abbott, L.K., y Robson, A.D. (1981 a). Infectivity and effectiveness of five endomycorrhizal fungi: Competition with indigenous fungi in field soils. Australian Journal of Agricultural Research, 32, 621-630.

Abbott, L.K., y Robson, A.D. (1981 b). Infectivity and effectiveness of vesicular arbuscular mycorrhizal fungi: Effect of inoculum type. Australian Journal of Agricultural Research, 32, 631-639.

Abbott, L.K., y Robson, A.D. (1985 a). Formation of external hyphae in soil by four species of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytologist, 99, 245-255.

Abbott, L.K., y Robson, A.D. (1985 b). The effect of VA mycorrhizae on plant growth. En: C.L.L. Powell y D.J. Bagyaraj (Eds.). VAM mycorrhizae (pp. 113-130). Boca Raton (USA): CRC Press.

Abbott, L.K., y Robson, A.D. (1991). Factors influencing the occurrence of vesicular-arbuscular mycorrhizas. Agriculture, Ecosystems and Environment, 35, 121-150.

Abbott, L.K., y Gazey, C. (1994). An ecological view of the formation of VA mycorrhizas. Plant and Soil, 159, 69-78.

Abbott, L.K., Robson, A.D., y Gazey, C. (1994). Selection of inoculant vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. En: J.R. Norris, D. Read y A.K. Varma (Eds.). Techniques for mycorrhizal research: Methods in microbiology (pp. 461-481). San Diego (USA): Academic Press.

Abu-Zeyad, R., Khan, A.G., y Khoo, C. (1999). Occurrence of arbuscular mycorrhiza in Castanospermum australe A. Cunn & C. Fraser and effects on growth and production of castanospermine. Mycorrhiza, 9, 111-117.

Aguilera-Gomez, L., Davies, F.T., Olalde-Portugal, V., Duray, S.A., y Phavaphutanon, L. (1999). Influence of phosphorus and endomycorrhiza (Glomus intraradices) on gas exchange and plant growth of chile ancho pepper (Capsicum annuum L. cv. San Luis). Photosynthetica, 36, 441-449.

Ahn-Heum, E., Hartnett, D.C., Wilson, G.W.T., y Figge, D.A.H. (1999). The effect of fire, mowing and fertilizer amendment on arbuscular mycorrhizas in tallgrass prairie. American Midland Naturalist, 142, 55-70.

Alarcón, A., Davies Jr., F.T., Egilla, J.N., Fox, T.C., Estrada-Luna, A.A., y Ferrera-Cerrato, R. (2002). Short term effect of Glomus claroideum and Azospirillum brasilense on growth and root acid phosphatase activity of Carica papaya L. under phosphorus stress. Revista Latinoamericana de Microbiología, 44 (1), 31-37.

Alcántar G., G., Etchevers B., J.D., y Aguilar S., A. (1992). Los análisis físicos y químicos, su aplicación en agronomía. Colegio de Postgraduados, Montecillo, México. 125 p.

157

Al-Garni, S.M. y Daft, M.J. (1990). Occurrence and effectiveness of vesicular arbuscular mycorrhizas in agricultural soils from Saudi Arabia. Biological Agriculture and Horticulture, 7, 69-80.

Al-Karaki, G.N. (1998). Benefit, cost and water-use efficiency of arbuscular mycorrhizal durum wheat grown under drought stress. Mycorrhiza, 8: 41-45.

Allen, E.B. y Allen, M.F. (1986). Water relation of xeric grasses in the field: Interactions of mycorrhizas and competition. New Phytologist, 104, 559-571.

Allen, E.B., Allen, M.F., Helm, D.J., Trappe, J.M., Molina, R., y Rincón, E. (1995). Patterns and regulation of mycorrhizal plant and fungal diversity. Plant and Soil, 170, 47-62.

Allen, M.F. (1982). Influence of vesicular-arbuscular mycorrhizae on water movement through Bouteloua gracilis (H.B.K.) Lag ex Steud. New Phytologist, 91, 191-196.

Allen, M.F. (1996 a). The ecology of arbuscular mycorrhizas: A look back into the 20th century a peek into the 21st. Mycological Research, 100, 769-782.

Allen, M.F. (1996 b). The ecology of mycorrhizae. Cambridge University Press, Cambridge. 184 p.

Allen, M.F., Smith, W.K., Moore, T.S., y Christensen, M. (1981). Comparative water relations and photosynthesis of mycorrhizal and non-mycorrhizal Bouteloua gracilis (H.B.K.) Lag ex Steud. New Phytologist, 88, 683-693.

Almeida, R.T. (1989). Scientific names in the Endogonales, Zygomycotina. Mycotaxon, 36, 147-149.

Alvarez-Santiago, S.A., García-Oliva, F., y Varela, L. (1996). Analysis of vesicular-arbuscular mycorrhizal colonization data with logistic regression model. Mycorrhiza, 6, 197-200.

Amerian, , M.R., Stewart, W.S., y Griffiths, H. (2001). Effect of two species of arbuscular mycorrhizal fungi on growth, assimilation and leaf water relations in maize (Zea mays). Aspects of Applied Biology, 63, 1-6.

Ames, R.N., y Schneider, R.W. (1979). Entrophospora, a new genus in the Endogonaceae. Mycotaxon, 8, 347-352.

Ames, R.N., Mihara, K.L., y Bethlenfalvay, G.J. (1987). The establishment of microorganisms in vesicular-arbuscular mycorrhizal and control treatments. Biology and Fertility of Soils, 3, 217-223.

Anderson, R.C., Liberta, A.E., y Dickman, L.A. (1984). Interaction of vascular plants and vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi across a soil moisture-nutrient gradient. Oecologia, 64, 111-117.

Aphalo, P.J., y Lehto, T. (1997). Effects of light quality on growth and N accumulation in birch seedlings. Tree Physiology, 17, 125-132.

Aradhya, M.K., Manshardt, R.M., Zee, F., y Morden, C.W. (1999). A phylogenetic analysis of the genus Carica L. (Caricaceae) based on restriction fragment length variation in a cpDNA intergenic spacer region. Genetic Resources and Crop Evolution, 46, 579–586.

Archibold, O.W. (1995). Ecology of world vegetation. New York (USA): Chapman and Hall. 510 p.

158

ASERCA (Apoyos y Servicios a la Comercialización Agropecuaria) (1999). La papaya, un mercado en expansión. Claridades Agropecuarias, 67, 3-24.

Augé, R.M. (2001). Water relations, drought and vesicular-arbuscular mycorrhizal symbiosis. Mycorrhiza, 11, 3-42.

Avendaño R., S., y Sánchez G., M.C. (1999). Especies de uso energético en México (Textos Universitarios). México: Universidad Veracruzana. 58 p.

Azcón-Aguilar, C., Barea, J.M., Azcón, R., y Díaz-Rodríguez, R.M. (1986). Assessment of field situations for the feasibility of vesicular-arbuscular mycorrhizal association, using a forage legume as test plant. Agriculture, Ecosystems and Environment, 15, 241-252.

Azcón-Aguilar, C., y Barea, J.M. (1992). Interactions between mycorrhizal fungi and other rhizosphere microorganisms. En: M.F. Allen (Ed.). Mycorrhizal functioning; An integrative plant-fungal process (pp. 163-198). New York (USA): Chapman and Hall.

Azcón-Aguilar, C., y Barea, J.M. (1997). Applyng mycorrhiza biotechnology to horticulture: Significance and potentials. Scientia Horticulturae, 68, 1-24.

Aziz, T., y Habte, M. (1987). Determining vesicular-arbuscular mycorrhizal effectiveness monitoring P status of leaf disks. Canadian Journal of Microbiology, 33, 1097-1101.

Aziz, T., y Sylvia, D.M. (1991). The symbiotic association between vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi and Leucaena leucocephala. Leucaena Research Reports, 12, 111-118.

Aziz, T., Sylvia, D.M., y Doren, R.F. (1995). Activity and species composition of arbuscular mycorrhizal fungi following soil removal. Ecological Applications, 5, 775-784.

Bâ, A.M., Plenchette, C., Danthu, P., Duponnois, R., y Guissou, T. (2000). Functional compatibility of two arbuscular mycorrhizae with thirteen fruit trees in Senegal. Agroforestry Systems, 50, 95-105.

Badillo V.M. (1971). Monografía de la familia Caricaceae. Universidad Central de Venezuela, Maracay, Venezuela. 221 p.

Bago, B. (2000). Putative sites for nutrient uptake in arbuscular mycorrhizal fungi. Plant and Soil, 226, 263-274.

Bago, B., Azcón-Aguilar, C., y Piché, Y. (1998 a). Architecture and developmental dynamics of the external mycelium of the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus intraradices grown under monoxenic conditions. Mycologia, 90, 52-62.

Bago, B., Azcón-Aguilar, C., Goulet, A., y Piché, Y. (1998 b). Branched absorbing structures (BAS): A feature of the extraradical mycelium of symbiotic arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytologist, 139, 375-388.

Bago, B., Pfeffer, P.E., y Shachar-Hill, Y. (2000 a). Carbon metabolism and transport in arbuscular mycorrhizas. Plant Physiology, 124, 949-957.

Bago, B., Azcón, C., Varela F., L., Amora L., E., y Alarcón, A. (2000 b, septiembre). Integrando morfología y función de hongos micorrízicos arbusculares. Curso teórico-práctico impartido en la Escuela Nacional de Ciencias Biológicas, Instituto Politécnico Nacional, México. 34 p.

159

Bago, B., Azcón-Aguilar, C., Shachar-Hill, Y., y Pfeffer, P.E. (2000 c). El micelio

externo de la micorriza arbuscular como puente simbiótico entre la raíz y su entorno. En: A. Alarcón y R. Ferrera-Cerrato (Eds.). Ecología, fisiología y biotecnología de la micorriza arbuscular (pp. 78-92). México: Mundi Prensa.

Bago, B., Pfeffer, P.E., Zipfel, W., Lammers, P., y Shachar-Hill, Y. (2002). Tracking metabolism and imaging transport in arbuscular mycorhizal fungi. Plant and Soil, 244, 189-197.

Bagayoko, M., George, E., Römheld, V., y Buerkert, A. (2000). Effects of mycorrhizae and phosphorus on growth and nutrient uptake of millet, cowpea and sorghum on a West African soil. Journal of Agricultural Science, 135, 399-407.

Bagyaraj, D.J. (1991). Ecology of vesicular-arbuscular mycorrhizae. En: D.K. Arora, B. Rai, K.G. Mukerji y G.R. Knudsen (Eds.). Handbook of Applied Mycology: Vol. 1. Soil and Plants (pp. 3-34). New York: Marcel Dekker.

Bagyaraj, D.J., Reddy, M.S.B., y Nalini, P.A. (1988). Selection of an efficient inoculant VA mycorrhizal fungus for leucaena. Forest Ecology and Management, 27, 791-801.

Bagyaraj, D.J., y Varma, A. (1995). Interactions between arbuscular mycorrhizal fungi and plants: Their importance in sustainable agriculture in arid and semiarid tropics. Advances in Microbial Ecology, 14, 119-142.

Baker, H.G. (1976). Mistake' pollination as a reproductive system with special reference to the Caricaceae. En: J. Burley y B.T. Styles (Eds.). Tropical trees: Variation, breeding and conservation (pp. 161-169). London: Academic Press.

Balvanera, P., Islas, A., Aguirre, E., y Quijas, S. (2000). Las selvas secas. Ciencias, 57, 19-24.

Bansal, M., y Mukerji, K.G. (1994). Positive correlation between VAM-induced changes in root exudation and mycorrhizosphere mycoflora. Mycorrhiza, 5, 39-44.

Barajas-Morales, J., y León G., C. (1989). Anatomía de maderas de México: Especies de una selva baja caducifolia (Publicaciones Especiales del Instituto de Biología no. 1). México: Universidad Nacional Autónoma de México. 126 p.

Barbosa B., A. (1995). Caatinga: I dentificação de leguminosas com alto potencial para uso forrageiro. Boletim Plantas do Nordeste, 7, 1-3.

Barker, S.J., Tagu, D., y Delp, G. (1998). Regulation of root and fungal morphogenesis in mycorrhizal symbioses. Plant Physiology, 116, 1201-1207.

Barker, S.J., Duplessis, S., y Tagu, D. (2002). The application of genetic approaches for investigations of mycorrhizal symbioses. Plant and Soil, 244, 85-95.

Barrera, A. (1981). Sobre la unidad de habitación tradicional campesina y el manejo de recursos bióticos en el área maya yucatanense. Biótica, 5 (3),115-129.

Barrera, A., Gómez-Pompa, A., y Vázquez-Yanes, C. (1977). El manejo de las selvas por los mayas: sus implicaciones silvícolas y agrícolas. Biótica, 2 (2), 47-61.

Barroetavena, C., Gisler, S.D., Luoma, D.L., y Meinke, R.J. (1998). Mycorrrhizal status of the endangered species Astragalus applegatei Peck as determined from soil bioassay. Mycorrhiza, 8, 117-119.

160

Beltrán C., E., y González R., A. (2000). Contexto de políticas e instituciones para el

desarrollo y la implementación de estrategias para el manejo y la conservación de la diversidad de especies arbóreas en la zona seca de la costa de Oaxaca. Obtenido en la Red Mundial el 21 de febrero de 2002. http://www. mesoamerica.org.mx/cubos/estudios_de_politicas.htm#_ftn7

Benavides C., A. (1995). El sur y centro de la zona maya en el Clásico. En L. Manzanilla y L. López D. (Coords.). Historia antigua de México: Vol. 2. El horizonte Clásico (pp. 65-137). México: Miguel Angel Porrúa.

Benjamin, P.K., Anderson, R.C., y Liberta, A.E. (1989). Vesicular-arbuscular mycorrhizal ecology of little bluestem across a prairie-forest gradient. Canadian Journal of Botany, 67, 2678-2685.

Bentivenga, S.P., Bever, J.D., y Morton, J.B. (1997). Genetic variation of morphological characters within a single isolate of the endomycorrhizal fungus Glomus clarum (Glomaceae). American Journal of Botany, 84 (9), 1211-1216.

Berta, G., Trotta, A., Fusconi, A., Hooker, J.E., Munro, M., Atkinson, D., Giovannetti, M., Morini, S., Fortuna, P., Tisserant, B., Gianinazzi-Pearson, V., y Gianinazzi, S. (1995). Arbuscular mycorrhizal induced changes to plant growth and root system morphology in Prunus cerasifera. Tree Physiology, 15, 281-293.

Bethlenfalvay, G.J., Ulrich, J.M., y Brown, M.S. (1982). Plant response to mycorrhizal fungi; Host, endophyte, and soil effects. Soil Science Society of America Journal, 49, 1164-1168.

Bethlenfalvay, G.J., Franson, R.L., Dakessian, S., Brown, M.S., y Mihara, K.L. (1989). The Glycine-Glomus-Rhizobium symbiosis. IX. Nutritional, morphological, and physiological responses of nodulated soybean to geographic isolates of the mycorrhizal fungus Glomus mosseae. Physiol Plant, 76,226-232.

Bethlenfalvay, G.J., Cantrell, I.C., Mihara, K.L., y Schreiner, R.P. (1999). Relationships between soil aggregation and mycorrhizae as influenced by soil biota and nitrogen nutrition. Biology and Fertility of Soils, 28, 356-363.

Bever, J.D. (2002). Host-specificity of AM fungal population growth rates can generate feedback on plant growth. Plant and Soil, 244, 281-290.

Bever, J.D. (2003). Soil community feedback and the coexistence of competitors: Conceptual frameworks and empirical tests. New Phytologist, 157, 465-473.

Bever, J.D., Morton, J.B., Antonovics, J., y Schultz, P.A. (1996). Host-dependent sporulation and species diversity of arbuscular mycorrhizal fungi in mown grassland. Journal of Ecology, 84, 71-82.

Bever, J.D., Schultz, P.A., Pringle, A., y Morton, J.B. (2001). Arbuscular mycorrhizal fungi: More diverse than meets eye, and the ecological tale of why. BioScience, 51 (11), 923-931.

Bianciotto, V., Bandi, C., Minerdi, D. Sironi, M., Tichy, H.V., y Bonfante, P. (1996). An obligately endosymbiotic mycorrhizal fungus itself harbors obligately intracellular bacteria. Applied and Environmental Microbiology, 62 (8), 3005-3010.

161

Bianciotto, V., Bandi, C., Minerdi, D. Sironi, M., Tichy, H.V., y Bonfante, P. (2000). Detection and identification of bacterial endosymbionts in arbuscular mycorrhizal belonging to the family Gigasporaceae. Applied and Environmental Microbiology, 66 (10), 4503-4509.

Bidartondo, M.I., Redecker, D., Hijri, I., Wiemken, A., Bruns, T.D., Domínguez, L., Sérsic, A., Leake, J.R., y Read, D.J. (2002). Epiparasitic plants specialized on arbuscular mycorrhizal fungi. Nature, 419, 389-392.

Bierman, B., y Linderman, R.G. (1983). Use of vesicular-arbuscular mycorrhizal roots, intraradical vesicles and extraradical vesicles as inoculum. New Phytologist, 95, 97-105.

Blanco, F.A., y Salas, E.A. (1997). Micorrizas en la agricultura: Contexto mundial e investigación realizada en Costa Rica. Agronomía Costarricense, 21 (1), 55-67.

Blaszkowski, J. (1989). Polish Endogonaceae 1. Acaulospora bireticulata, Entrophospora infrequens, Glomus caledonium, and Scutellospora pellucida. Karstenia, 29, 1-10.

Blaszkowski, J. (1990). Polish Endogonaceae (V). Glomus constrictum. Cryptogamic Botany, 1, 360-364.

Blaszkowski, J. (1993). Comparative studies of the occurrence of arbuscular fungi and mycorrhizae (Glomales) in cultivated and unicultivated soils of Poland. Acta Mycologica, 28, 93-140.

Blaszkowski, J. (1994). Arbuscular fungi and mycorrhizae (Glomales) of the Hel Peninsula, Poland. Mycorrhiza, 5, 71-88.

Blee, K.A., y Anderson, A.J. (1998). Regulation of arbuscule formation by carbon in the plant. Plant Journal, 16, 523-530.

Bloss, H.E., y Walker, C. (1987). Some endogonaceous mycorrhizal fungi of the Santa Catalina Mountains in Arizona. Mycologia, 79, 649-654.

Boddington, C.L., y Dodd, J.C. (1998). A comparison of the development and metabolic activity of mycorrhizas formed by arbuscular mycorrhizal fungi from different genera on two tropical forage legumes. Mycorrhiza, 8, 149-157.

Boerner, R.E.J. (1990). Role of mycorrhizal fungus origin in growth and nutrient uptake by Geranium robertianum. American Journal of Botany, 77 (4), 483-489.

Boerner, R.E.J. (1992). Plant life span and response to inoculation with vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. II. Species from weakly mycotrophic genera Mycorrhiza, 1, 163-167.

Bolan, N.S. (1991). A critical review on the role of mycorrhizal fungi in the uptake of phosphorus by plants. Plant and Soil, 134, 189-207.

Bolan, N.S., y Abbott, L.K. (1983). Seasonal variation in infectivity of vesicular arbuscular mycorrhizal fungi relation to plant response to applied phosphorus. Australian Journal Soil Research, 21, 207-210.

Bolan, N.S., Robson, A.D., y Barrow, N.J. (1984). Increasing phosphorus supply can increase the infection of plant roots by vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi Soil Biology and Biochemistry, 16, 419-420.

162

Bones, A.M., y Rossiter, J.T. (1996). The myrosinase-glucosinolate system, its organisation and biochemistry. Physiologia Plantarum, 97 (1), 194-208.

Bonfante, P., y Perotto, S. (1992). Plants and endomycorrhizal fungi: The cellular and molecular basis of their interaction. En: D.P. Varma (Ed.). Molecular signals in plant-microbe communication (pp. 445-470). Boca Raton (USA): CRC Press.

Bonfante, P., y Perotto, S. (1995). Strategies of arbuscular mycorrhizal fungi when infecting host plant. New Phytologist, 130, 3-21.

Boucher, A., Dalpe, Y., y Charest, C. (1999) Effect of arbuscular mycorrhizal colonization of four species of Glomus on physiological responses of maize. Journal of Plant Nutrition, 22 (4-5), 783-797.

Bowen, G.D., y Rovira, A.D. (1991). The rizosphere. En: Y. Waisel, A. Eshel y U. Kafkafi (Eds.). Plant roots: The hidden half. (pp. 641-667). New York: Marcel Dekker.

Bratek, Z., Vörös, I., Takács, T., Parádi, I., Rudnóy, S., y Halász, K. (2002). Adventages of application of mycorrhizated plants in environment-friendly agriculture and forestations. Acta Biologica Szegediensis, 46 (3-4), 187-188.

Braunberger, P.G., Abbott, L.K., y Robson, A.D. (1996). Infectivity of arbuscular mycorrhizal fungi after wetting and drying. New Phytologist, 134, 673-684.

Bridges M., Jones, A.M., Bones, A.M., Hodgson, C., Cole. R., Bartlet, E., Wallsgrove, R., Karapapa, V.K., Watts, N., y Rossiter, J.T. (2002). Spatial organization of the glucosinolate-myrosinase system in brassica specialist aphids is similar to that of the host plant. Proceeding of the Royal Society of London Series B Biological Sciences, 269 (1487), 187-191.

Brown, K.R. (1999). Mineral nutrition and fertilization of deciduous broadleaved tree species in British Columbia (Work Paper no. 42). Ministry of Forests Research Program, Victoria, British Columbia.

Brundrett, M.C. (1991). Mycorrhizas in natural ecosystems. Advances in Ecological Research, 21, 171-313.

Brundrett, M.C. (2002). Coevolution of roots and mycorrhizas of land plants. New Phytologist, 154, 275–304.

Brundrett, M.C., y Abbott, L.K. (1991). Roots of jarrah forest plants. I. Mycorrhizal associations of shrubs and herbaceous plants. Australian Journal of Botany, 39, 445-457.

Brundrett, M., Melville, L., y Peterson, L. (Eds.). (1994). Practical methods in mycorrhiza research. Mycologue Publications, Canadá. 161 p.

Brundrett, M.C., y Abbott, L.K. (1995). Mycorrhizal fungus propagules in the jarrah forest. II. Spatial variability in inoculum levels. New Phytologist, 131, 461-469.

Brundrett, M., Bougher, N., Dell, B., Grove, T., y Malajczuk, N. (1996). Working with mycorrhizas in forestry and agriculture (Monograph Series 32). Canberra: CIAR. 374 p.

Brundrett, M.C., Abbott, L.K., y Jasper, D.A. (1999 a). Glomalean mycorrhizal fungi from tropical Australia. I. Comparison of the effectiveness and specificity of different isolation procedures. Mycorrhiza, 8, 305-314.

163

Brundrett, M.C., Jasper, D.A., y Ashwath, N. (1999 b). Glomalean mycorrhizal fungi

from tropical Australia. II. The effect of nutrient levels and host species on the isolation of fungi. Mycorrhiza, 8, 315-321.

Buée, M., Rossignol, M., Jauneau, A., Ranjeva, R. y Bécard, G. (2000). The pre-symbiotic growth of arbuscular mycorrhizal fungi is induced by a branching factor partially purified from plant root exudates. Molecular Plant-Microbe Interaction, 13, 693-698.

Bullock, S.H. (1981). Fecundidad femenina de Jacaratia mexicana. En: E. Novelo M. (Ed.). Resúmenes del VII Congreso Mexicano de Botánica (pp. 303-304). México: Morelia, Michoacán.

Bullock, S.H. (1994). Wind pollination of neotropical dioecious trees. Biotropica, 26 (2), 172-179.

Burgess, T., Dell, B., y Malajczuk, N. (1994). Variation in mycorrhizal development and growth stimulation by 20 Pisolithus isolated on to Eucalyptus grandis W. Hill ex Maiden. New Phytologist, 127, 731-739.

Burleigh, S.H., y Bechmann, I.E. (2002). Plant nutrient transporter regulation in arbuscular mycorrhizas. . Plant and Soil, 244, 247-251.

Burrows, R.L., y Pfleger, F.L. (2002). Host responses to AMF from plots differing in plant diversity. Plant and Soil, 240, 169-180.

Butler, E.J. (1939). The occurrence and systematic position of the vesicular-arbuscular type of mycorrhizal fungi. Transactions of The British Mycological Society, 22, 274-301.

Bye, R. (1995). Ethnobotany of the Mexican tropical dry forest. En: S.H. Bullock, H.A. Mooney, y E. Medina (Eds.). Seasonally dry tropical forests (pp. 423-438). Cambridge: Cambridge University Press.

Caballero, J. (1992). Maya homegardens: Past, present and future. Etnoecológica, 1 (1), 35-54.

Cabello, M.N. (1995). Efecto de la contaminación con hidrocarburos sobre hongos formadores de micorrizas vesículo-arbusculares (MVA). Boletín Micológico, 10 (1-2), 77-83.

Cabello, M.N. (1997). Hydrocarbon pollution: Its effect on native arbuscular mycorrhizal fungi (AMF). FEMS Microbiology Ecology, 2, 233-236.

Cabello, M.N. (1999). Effectiveness of indigenous arbuscular mycorrhizal fungi (AMF) isolated from hydrocarbon polluted soils. Journal of Basic Microbiology, 2, 89-95.

Camacho C., O., y Camacho C., R. (1992). Estimación mediante simulaciones de la potencia y el nivel de significancia de 5 pruebas de comparaciones múltiples y del análisis de varianza. En: E. Burguete, A. González, D. Sotres y G. Zárate (Eds.). Memorias del VII Foro Nacional de Estadística (pp. 11-28). Cholula (Puebla): México.

Campo, J., Jaramillo, V.J., y Maass, J.M. (1998). Pulses of soil phosphorus availability in a Mexican tropical dry forest: Effects of seasonality and level of wetting. Oecologia, 115, 167-172.

164

Cannell, M.G.R., Wilson, J., Deans, J.D., Lawson, G.J., Mobbs, D.C., y Leakey, R.R.B. (1997; 1998). Tropical forestry and agroforestry. En: T. M. Roberts y J. Sheail (Eds.). Scientific Report of the Institute of Terrestrial Ecology 1997-98. (pp. 34-39). UK: NERC's Centre for Ecology and Hydrology.

Cannon, P.F., Mibey, R.K., y Siboe, G.M. (2000). Microfungus diversity and the conservation agenda in Kenya. Proceedings of a joint Darwin initiative/Eafrinet Workshop (pp. 7-12). Thika, Kenya.

Carey, P.D., Fitter, A.H., y Watkinson, A.R. (1992). A field-study using the fungicide benomyl to investigate the effect of mycorrhizal fungi on plant fitness. Oecologia, 90 (4), 550-555.

Carneiro, M.A.C., Siqueira, J.O., Moreira, F.M.S., Carvalho, D., Botelho, S.A., y Orivaldo Jr., J.S. (1998). Micorriza arbuscular em espécies arbóreas e arbustivas nativas de ocorrência no sudeste do Brasil. CERNE, 4 (1), 129-145.

Carneiro, M.A.C., Siqueira, J.O., Davide, A.C., Gomes, L.J., Curi, N., y do Vale, F.R. (1996). Fungo micorrõzico e superfosfato no crescimento de espécies arbóreas tropicais; Mycorrhizal fungi and superphosphate on growth of tropical woody species. Scientia Forestalis, 50, 21-36.

Caron, M., Fortin, J.A., y Richard, C. (1986). Effect of phosphorus concentration and Glomus intraradices on Fusarium crown and root rot of tomatoes. Phytopathology, 76, 942-946.

Carrillo, L., Varela, L., y Orellana, R. (2000). Variación estacional en la densidad de esporas de hongos micorrizógenos arbusculares y en el porcentaje de colonización micorrízica de tres palmeras yucatanenses. En: A. Alarcón y R. Ferrera-Cerrato (Eds.). Ecología, fisiología y biotecnología de la micorriza arbuscular (pp. 39-46). México: Mundi Prensa.

Castañeda A., M. (2000). Cartografía detallada de suelos del campo experimental “La Bandera”, municipio de Actopan, Veracruz. Tesis maestría en ciencias. Universidad Veracruzana, Facultad de Ciencias Agrícolas-Campus Xalapa, México. 110 p.

Castillo-Campos, G., Moreno-Casasola, P., Medina A., M.E. y Zamora C., P. (1997). Flora de las bahías de Huatulco, Oaxaca, México. Ciencia y Mar, 1 (3), 3-44.

Cavalcante, U.M.T., Maia, L.C., Melo, A.M.M., y dos Santos, V.F. (2002). Influência da densidade de fungos micorrízicos arbusculares na produção de mudas de maracujazeiro-amarelo. Pesquisa Agropecuária Brasileira, 37 (5), 643-649.

Ceballos, G., y García, A. (1995). Conserving neotropical biodiversity: The role of dry forests in western Mexico. Conservation Biology, 9 (6), 1349-1356.

CGCOF (Consejo General de Colegios Oficiales de Farmacéuticos) (2000). Plantas medicinales. Panorama Actual del Medicamento, 24 (231), 1-10.

Chacón, A.M., y Cuenca, G. (1993). Efecto de las micorrizas arbusculares y de la fertilización con fósforo, sobre el crecimiento de la guayaba en condiciones de vivero. Agronomía Tropical, 48 (4), 425-440.

Chanway, C.P., Turkington, R., y Holl, F.B. (1991). Ecological implications of specificity between plants and rhizosphere microorganisms. Advances in Ecological Research, 21, 121-169.

165

Chapman, H.D., y Pratt, P.F. (1991). Métodos de análisis para suelos, plantas y aguas. México: Trillas. 195 p.

Cintrón, B.B. y Lugo, A.E. (1990). Litter fall in a subtropical dry forest: Guanica, Puerto Rico. Acta Científica, 4 (1-3), 37-49.

Clark, R.B., Zeto, S.K., y Zobel, R.W. (1999). Arbuscular mycorrhizal fungal isolate effectiveness on growth and root colonization of Panicum virgatum in acidic soil. Soil Biology and Biochemistry, 31, 1757-1763.

Clark, R.B., y Zeto, S.K. (2000). Mineral acquisition by arbuscular mycorrhizal plants. Journal of Plant Nutrition, 23 (7), 867-902.

CNR (Centre for Natural Resources) (2000). Species in danger of extinction (CNR-6). Florida: University of Florida (USA), Institute of Food and Agricultural Sciences. 2 p.

Cooper, K.M. (1984). Physiology of VA mycorrhizal associations. En: C. Powell y D.J. Bagyaraj (Eds.). VA mycorrhiza (pp. 155-203). Florida (USA): CRC Press.

Cooperband, L.R., Boerner, R.E.J., y Logan, T.J. (1994). Humid tropical leguminous tree and pasture grass responsiveness to vesicular-arbuscular mycorrhizal infection. Mycorrhiza, 2, 233-239.

Coperman, R.H., Martin, C.A., y Stutz, J.C. (1996). Tomato growth in response to salinity and mycorrhizal fungi from saline or non saline soils. HortScience, 31, 341-344.

Cornelissen, J.J.C., Aerts, R., Cerabolini, B., Werger, M.J.A., y van der Heijden, M.G.A. (2001). Carbon cycling traits of plant species are linked with mycorrhizal strategy. Oecologia, 129, 611-619.

Cortés V., M.I., y Briones M., R. (1991). Desarrollos biotecnológicos del Ceprobi. En: A. González P., M. Salinas S., C. León S., y M. Frías L. (Eds.). Primeras Jornadas de investigación en el estado de Morelos (pp. 133-141). México: Centro Regional de Investigaciones Multidisciplinarias de la Universidad Nacional Autónoma de México.

Cruz, A.F., Ishii, T., y Kadoya, K. (2000). Effects of arbuscular mycorrhizal fungi on tree growth, leaf water potential, and leavels of 1-aminocyclopropane-1-carboxylic acid and ethylene in the roots of papaya under water stress conditions. Mycorrhiza, 10, 121-123.

Cuenca, G., Andrade, D., y Escalante, G. (1998). Arbuscular mycorrhizae in the rehabilitation of fragile degraded tropical lands. Biology and Fertility of Soils, 26, 107-111.

Daft, M.J. (1983). Influence of mixed inocula on endomycorrhizal development. Plant and Soil, 71, 331-337.

Daft, M.J., y Nicolson, T.H. (1969). Effect of Endogone mycorrhiza on plant growth. III. Influence of inoculum concentration on growth and infection in tomato. New Phytologist, 68, 953-963.

Dakora, F.D., y Phillips, D.A. (1996). Diverse functions of isoflavonoids in legumes transcend anti-microbial definitions of phytoalexins. Physiological and Molecular Plant Pathology, 49, 1-20.

166

Dakora, F.D., y Phillips, D.A. (2002). Root exudates as mediators of mineral

acquisition in low-nutrient environments. Plant and Soil, 245, 35-47. Daniels, B.A., y Duff, D.M. (1978). Variation in germination and spore morphology

among four isolates of Glomus mosseae. Mycologia, 70, 1261-1267. Daniels, B.A., y Skipper, H.D. (1982). Methods for the recovery and quantitative

estimation of propagules from soil. En: N.C. Shenck (Ed.). Methods and principles of mycorrhizal research (pp. 29-35). St. Paul (USA): American Phytopathological Society.

Davies Jr., F.T., Svenson, S.E., Cole, J.C., Phavaphutanon, L., Duray, S.A., Olalde-Portugal, V., Meier, C.E., y Bo, S.H. (1996). Non-nutritional stress acclimation of mycorrhizal woody plants exposed to drought. Tree Physiology, 16, 985-993.

Davies Jr., F.T., Estrada-Luna, A., Finnerty, T.L., Egilla, J.N., y Olalde-Portugal, V. (2000). Applications of mycorrhizal fungi in plant propagation systems. En: A. Alarcón y R. Ferrera-Cerrato (Eds.). Ecología, fisiología y biotecnología de la micorriza arbuscular (pp. 123-140). México: Mundi Prensa.

Day, L.D., Sylvia, D.M., y Collins, M.E. (1987). Interactions among vesicular-arbuscular mycorrhizae, soil and landscape position. Soil Science Society of America Journal, 5, 635-639.

Deggens, B. (1998). A novel approach for assessing the pattern of catabolic potential of soil microbial communities. En: H. Insam y A. Rangger (Eds.). Microbial communities (pp. 206-214). Berlin: Springer Verlag.

Dekkers, T.B.M. y van der Werff, P.A. (2001). Mutualistic functioning of indigenous arbuscular mycorrhizae in spring barley and winter wheat after cessation of long-term phosphate fertilization. Mycorrhiza, 10, 195-201.

del Val, C., Barea, J.M., y Azcón-Aguilar, C. (1999). Diversity of arbuscular mycorrhizal fungus populations in heavy-metal-contaminated soils. Applied and Environmental Microbiology, 65 (2), 718-723.

Díaz C., J.F. (2001). Introducción a los métodos no paramétricos; Aplicación del paquete STATISTICA en la solución de problemas. Tesis especialización. Facultad de Estadística e Informática, UV, México. 99 p.

Díaz-Luna, C., y Lomelí-Sención, J.A. (1997). Fanerógamas; Familia Caricaceae. Flora de México, 7 (1), 9-14.

Dickson, S., Smith, S.E., y Smith, F.A. (1999 a). Characterization of two arbuscular mycorrhizal fungi in symbiosis with Allium porrum: Colonization, plant growth and phosphate uptake. New Phytologist, 144, 163-172.

Dickson, S., Smith, S.E., y Smith, F.A. (1999 b). Characterization of two arbuscular mycorrhizal fungi in symbiosis with Allium porrum: Inflow and flux of phosphate across the symbiotic interface. New Phytologist, 144, 173-181.

DIF (Sistema Nacional para el Desarrollo Integral de la Familia) (Ed.) (1992). Cultura Alimentaria: Vol. 2. Frutos (pp. 18-21). México: DIF.

167

Dighton, J. y Mason, P.A. (1985). Mycorrhizal dynamics during forest trees development. En: D. Moore, L.A. Casselton, D.A. Wood, y J.C. Frankland (Eds.). Development biology of higher fungi (pp. 163-171). Cambridge: Cambridge University Press.

Diop, T.A., Gueye, M., Dreyfus, B.L., Plenchette, C., y Strullu, D.G. (1994). Indigenous arbuscular mycorrhizal fungi associated with Acacia albida Del. in different areas of Senegal. Applied and Environmental Microbiology, 60 (9), 3433-3436.

Diouf, D., Diop, T.A., y Ndoye, I. (2003). Actinorhizal, mycorhizal and rhizobial symbioses: How much do we know?. African Journal of Biotechnology, 2 (1), 1-7.

Dirzo, R., y García, M.C. (1992). Rates of deforestation in Los Tuxtlas and neotropical area in south east Mexico. Conservation Biology, 6 (1), 84-90.

Dodd, J.C., y Thomson, B.D. (1994). The screening and selection of inoculant arbuscular mycorrhizal and ectomycorrhizal fungi. Plant and Soil, 159, 149-158.

Dodd, J.C., Rosendahl, S., Giovannetti, M., Broome, A., Lanfranco, L., y Walker, C. (1996). Inter.- and intraspecific variation within the morphologically-similar arbuscular mycorrhizal fungi Glomus mosseae and Glomus coronatum. New Phytologist, 133, 113-122.

Douds Jr., D.D., Galvez, L., Bécard, G., y Kapulnik, Y. (1998). Regulation of arbuscular mycorrhizal development by plant host and fungus species in alfalfa. New Phytologist, 138, 27-35.

Douds Jr., D.D., y Millner, P.D. (1999). Biodiversity of arbuscular mycorrhizal fungi in agroecosystems. Agriculture, Ecosystems and Environment, 74, 77-93.

Drüge, U., y Schönbeck, F. (1992). Effect of vesicular-arbuscular mycorrhizal infection on transpiration, photosynthesis and grown of flax (Linum usitatissimum L.) in relation to cytokinin levels. Journal Plant Physiology, 141, 40-48.

Dugassa, G.D., Alten, H. von, y Schönbeck, F. (1996). Effects of arbuscular mycorrhiza (AM) on health of Linum usitatissimum L. infected by fungal pathogens. Plant and Soil, 185, 173-182.

Duncan, K.E., y Howard, R.J. (2000). Cytological analysis of wheat infection by the leaf blotch pathogen Mycosphaerella graminicola. Mycological Research, 104, (9), 1074-1082.

Dunson,W.A., y Travis, J. (1991). The role of abiotic factors in community organization. American Naturalist, 138, 1067-1091.

Eamus, D. (1999). Ecophysiological traits of deciduous and evergreen woody species in the seasonally dry tropics. Tree, 14 (1), 11-16.

Ebbers, B.C., Anderson, R.C., y Liberta, A.E. (1987). Aspects of the mycorrhizal ecology of prairie dropseed, Sporobolus heterolepis (Poaceae). American Journal of Botany, 74, 564-573.

Elias, K.S., y Safir, G.R. (1987). Hyphal elongation of Glomus fasciculatus in response to root exudates. Applied and Environmental Microbiology, 53 (8), 1928-1933.

168

Ellis, J.R., Larsen, H.J., y Boosalis, M.G. (1985). Drought resistance of wheat plants inoculated with vesicular-arbuscular mycorrhizae. Plant and Soil, 86, 369-378.

Elsen, A., Declerck, S., y Waele, D.D. (2001). Effects of Glomus intraradices on the reproduction of the burrowing nematode (Radopholus similis) in dixenic culture. Mycorrhiza, 11, 49-51.

Enkhtuya, B., Rydlová, J., y Vosátka, M. (2000). Effectiveness of indigenous and non-indigenous isolates of arbuscular mycorrhizal fungi in soils from degraded ecosystem and man-made habitats. Applied Soil Ecology, 14, 201-211.

Eom, A.H., Hartnett, D.C., Wilson, G.W.T., y Figge, D.A.H. (1999). The effect of fire, mowing and fertilizer amendment on arbuscular mycorrhizas in tallgrass prairie. American Midland Naturalist, 142, 55-70.

Eom, A.H., Hartnett, D.C., y Wilson, G.W.T. (2000). Host plant species effects on arbuscular mycorrhizal fungal communities in tallgrass prairie. Oecologia, 122, 435-444.

Eriksson, Å. (2001). Arbuscular mycorrhiza in relation to management history, soil nutrients and plant species diversity. Plant Ecology, 155, 129-137.

Evans, D.G., y Miller, M.H. (1990). The role of the external mycelial network in the effect of soil disturbance upon vesicular-arbuscular mycorrhizal colonization of maize. New Phytologist, 114, 65-71.

Ewel, J.J. (1987). Restoration is the ultimate test of ecological theory. En: W.R. Jordan, M.E. Gilpin y J.D. Aber (Eds.). Restoration ecology: A synthetic approach to ecological research (pp. 31-33). Cambridge: Cambridge University Press.

Ezawa, T., Smith, S.E., y Smith, F.A. (2001). Differentiation of polyphosphate metabolism between the extra- and intraradical hyphae of arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytologist, 149, 555-563.

Ezawa, T., Smith, S.E., y Smith, F.A. (2002). P metabolism and transport in AM fungi. Plant and Soil, 244, 221-230.

FAO (Food and Agriculture Organization of the United Nations) (2001). Global forest resources, assessment 2000; Main report. Rome (Italy): FAO. 479 p. (FAO Forestry Paper no. 140).

Feldmann, F., Kruse, W., Boyle, C., y Lieberei, R. (1998). The strain-inherent variability of arbuscular mycorrhizal effectiveness: I. Development of a test system using Petroselinum crispum Hoffm. as host. Symbiosis, 25, 115-129.

Fernández, G. y Johnson, M. (1986). Fisiología vegetal experimental (Serie Libros y Materiales Educativos No. 58). San José: IICA.

Ferrol, N., Barea, J.M., y Azcón-Aguilar, C. (2000). Molecular approaches to study plasma membrane H+-ATPases in arbuscular mycorrhizas. Plant and Soil, 226, 219–225.

Ferrol, N., Barea, J. M., y Azcón-Aguilar, C. (2002). Mechanisms of nutrient transport across interfaces in arbuscular mycorrhizas. Plant and Soil, 244, 231-237.

Fidelibus, M.W., Martin, C.A., y Stutz, J.C. (2001). Geographic isolates of Glomus increase root growth and whole-plant transpiration of Citrus seedlings grown with high phosphorus. Mycorrhiza, 10, 231-236.

169

Fitter, A.H. (1985). Functioning of vesicular-arbuscular mycorrhizas under field conditions. New Phytologist, 99, 257-265.

Fitter, A.H. (1989). The role and ecological significance of vesicular-arbuscular mycorrhizas in temperate ecosystems. Agriculture, Ecosystems and Environment, 29, 137-151.

Fitter, A.H. (1991). Costs and benefits of mycorrhizas: Implications for functioning under natural conditions. Experientia, 47, 350-355.

Fitter, A.H., y Merryweather, J.W. (1992). Why are some plants more mycorrhizal than others? An ecological inquiry. En: D.J. Read, D.H. Lewis, A.H. Fitter e I.J. Alexander (Eds.). Mycorrhizas in ecosystems (pp. 26-37). Cambridge (UK): CAB International.

Fitter, A.H., y Moyersoen, B. (1996). Evolutionary trends in root-microbe symbiosis. Philosophical Transactions of The Royal Society of London, 351, 1367-1375.

Fitter, A.H., Hodge, A., Daniell, T.J., y Robinson, D. (1999). Resource sharing in plant-fungus communities: Did the carbon move for you? Tree, 14 (2), 70.

Flores-Bello, R., Aguilar, S., García, R., y Zamora, A. (2000). Respuesta de crecimiento en plántulas de Leucaena a la micorriza arbuscular en condiciones de vivero. En: A. Alarcón y R. Ferrera-Cerrato (Eds.). Ecología, fisiología y biotecnología de la micorriza arbuscular (pp. 156-161). México: Mundi Prensa.

Flores G., J.S., Vermont R., R.M., y Aldana B., L. (1997). Plantas medicinales de la Flora Yucatanense, reportadas en el Banco de Datos Etnobotánicos de la Península de Yucatán (BADEY-UADY). Revista de la Universidad Autónoma de Yucatán, 12 (201), 3-43.

Flores G., J.S., y Acosta B., L.E. (1998). Plantas usadas como forrajeras en las comunidades mayas de la Península de Yucatán. Revista de la Universidad Autónoma de Yucatán, 13 (207), 50-80.

Flores V., O., y Gerez, P. (1994). Biodiversidad y conservación en México: Vertebrados, vegetación y uso del suelo. México: CONABIO/UNAM. 439 p.

Fontana, A. (1998). The role of mycorrhizas in the proper management of productive woodland. Acta Horticulturae, 457, 119-127.

Forge, T., Muehlchen, A., Hackenberg, C., Neilsen, G., y Vrain, T. (2001). Effects of preplant inoculation of apple (Malus domestica Borkh.) with arbuscular mycorrhizal fungi on population growth of the root-lesion nematode, Pratylenchus penetrans. Plant and Soil, 236, 185-196.

Fort, C., Muller, F., Label, P., Granier, A., y Dreyer, E. (1998). Stomatal conductance, growth and root signaling in Betula pendula seedlings subjected to partial soil drying. Tree Physiology, 18, 769-776.

Francis, R., y Read, D.J. (1994). The contributions of mycorrhizal fungi to the determination of plant community structure. Plant and Soil, 159, 11-25.

Francis, R., y Read, D.J. (1995). Mutualism and antagonism in the mycorrhizal symbiosis, with special reference to impact on plant community structure. Canadian Journal of Botany, 73, 1301-1309. (Suppl. No. 1).

Franken, P., y Requena, N. (2001). Analysis of gene expression in arbuscular mycorrhizas. New approaches and challenges. New Phytologist, 150, 517-523.

170

Frank, S.A. (1996). Host-symbiont conflict over mixing of symbiotic lineages. Proceeding of the Royal Society of London Series B Biological Sciences, 263, 339-344.

Freckleton, R.P., y Watkinson, A.R. (2000). Designs for greenhouse studies of interactions between plants: An analytical perspective. Journal of Ecology, 88, 386-391.

Frey, J.E., y Ellis, J.R. (1997). Relationship of soil properties and soil amendments to response of Glomus intraradices and soybeans. Canadian Journal of Botany, 75, 483-491.

Fries, L.L.M., Pacovsky, R.S., Safir, G.R., y Siqueira, J.O. (1997). Plant growth and arbuscular mycorrhizal fungal colonization affected by exogenously applied phenolic compounds. Journal of Chemical Ecology, 23 (7), 1755-1767.

Galicia S., L. (2002). Relaciones de la planta con el suelo y la materia orgánica. Ciencia y Desarrollo, 28 (162), 50-57.

Gallardo M., B., Vergara S., M.I. y Lemus J., S. (1992). Alternativas gastronómicas de plantas útiles de la selva baja caducifolia en México (III Reunión Nacional de Investigaciones etnobotánicas en selva baja caducifolia de México: Aplicación de investigaciones). Universidad de Colima, México. 60 p.

Gange, A.C. (1999). Interactions between subterraneans insects and arbuscular mycorrhizal fungi. Antenna, 23, 238-241.

Gange, A.C. (2001). Species-specific responses of a root- and shoot-feeding insect to arbuscular mycorrhizal colonization of its host plant. New Phytologist, 150, 611-618.

Gange, A.C., Brown, V.K., y Farmer, L.M. (1990). A test of mycorrhizal benefit in an early successional plant community. New Phytologist, 115, 85-91.

Gange, A.C., Brown, V.K., y Sinclair, G.S. (1993). Vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi: A determinant of plant community structure in early succession. Functional Ecology, 7 (5), 616-622.

Gange, A.C. y Bower, E. (1997). Interactions between insects and mycorrhizal fungi. En: A.C. Gange y V.K. Brown (Eds.). Multitrophic interactions in terrestrial systems (pp. 115-131). Oxford: Blackwell Science.

Gange, A.C. y Ayres, R.L. (1999). On the relation between arbuscular mycorrhizal colonization and plant ‘benefit’. Oikos, 87, 615-621.

Gange, A.C., Lindsay, D.E., y Ellis, L.S. (1999). Can arbuscular mycorrhizal fungi be used to control the undesirable grass Poa annua on golf courses? Journal of Applied Ecology, 36, 909-919.

Gange, A.C., y Brown, V.K. (2001). All mycorrhizas are not equal. TRENDS in Ecology & Evolution, 16 (12), 671-672.

Garbaye, J. (1991). Biological interactions in the mycorrhizosphere. Experientia, 47, 370-375.

García, E. (1987). Modificaciones al sistema climático de clasificación de Köppen (4ª. ed.) México: Talleres de Offset Larios. 217 p.

García, E. (1989). Apuntes de climatología (6a ed.). México: Talleres de Offset Larios. 155 p.

171

García G., A. (1976). Algunos aspectos del ciclo de vida de dos especies arbóreas tropicales de diferentes estados sucesionales. En: A. Gómez-Pompa, C. Vázquez-Yanes, S. del Amo R. y A. Butanda C. (Eds.). Investigaciones sobre la regeneración de selvas altas en Veracruz, México (pp. 594-640). México: CECSA.

Gavito, M.E. y Varela, L. (1995). Response of “criollo” maize to single and mixed species inocula of arbuscular mycorrhizal fungi. Plant and Soil, 176, 101-105.

Geist, H.J., y Lambin, E.F. (2002). Proximate causes and underlying driving forces of tropical deforestation. BioScience, 52 (2), 143-150.

Gentry, A.H. (1995). Diversity and floristic composition of neotropical dry forest. En: S.H. Bullock, H.A. Mooney, y E. Medina (Eds.). Seasonally dry tropical forests (pp. 146-194). Cambridge: Cambridge University Press.

George, E., Häussler, K.U., Kothari, S.K., Li, X.L., y Marschner, H. (1992). Contribution of mycorrhizal hyphae to nutrient and water uptake of plants. En: D.J. Read, D.H. Lewis, A. Fitter e I. Alexander (Eds.). Mycorrhizas in ecosystems. (p. 42-47). Cambridge (UK): CAB International.

George, E., Römheld, V., y Marschner, H. (1994). Contribution of mycorrhizal fungi to micronutrient uptake by plants. En: J.A. Manthley, D.E. Crowley y D.G. Luster (Eds.). Biochemistry of metal micronutrients in the rhizosphere. (p. 93-109). Boca Raton (USA): CRC Press.

Gerdemann, J.W. y Nicolson, T.H. (1963). Spores of mycorrhizal Endogone species extracted from soil by wet sieving and decanting. Transactions of the British Mycological Society, 46, 235-244.

Gerdemann, J.W., y Trappe, J.M. (1974). The Endogonaceae in the Pacific northwest (Mycologia Memoir no. 5). The New York Botanical Garden/The Mycological Society of America, New York, USA. 76 p.

Gerdemann, J.W., y Bakshi, B.K. (1976). Endogonaceae of India: Two new species. Transactions of The British Mycological Society, 66, 340-343.

Gerhardt, K. (1996). Effects of root competition and canopy openness on survival and growth of tree seedlings in a tropical seasonal dry forest. Forest Ecology and Management, 82, 33-48.

Gerhardt, K. (1998). Leaf defoliation of tropical dry forest tree seedlings- implications for survival and growth. Trees, 13, 88-95.

Gianinazzi, S., y Gianinazzi-Pearson, V. (1994). Cytology, histochemistry and immunocytochemistry as tools for studyng structure and function in endomycorrhiza. En: J.R. Norris, D. Read y A.K. Varma (Eds.). Techniques for mycorrhizal research: Methods in microbiology (pp. 569-599). San Diego (USA): Academic Press.

Gianinazzi-Pearson, V. (1996). Plant cell responses to arbuscular mycorrhizal fungi: Getting to the roots of the symbiosis. Plant Cell, 8, 1871-1883.

Gianinazzi-Pearson, V., Fardeau, J.C., Asimi, S., Gianinazzi, S. (1981). Source of additional phosphorus absorbed by vesicular-arbuscular mycorrhizal soybeans. Physiology Vegetation, 19, 33-43.

172

Gianinazzi-Pearson, V., y Azcón-Aguilar, C. (1991). Fisiología de las micorrizas vesículo-arbusculares. En: J. Olivares y J.M. Barea (Eds.). Fijación y movilización biológica de nutrientes (pp. 175-202). España: CSIC.

Gianinazzi-Pearson, V., Gollotte, A., Lherminier, L., Tisserant, B., Franken, P., Dumas-Gaudot, E., Lemoine M.-C., van Tuinen, D., y Gianinazzi, S. (1994). Cellular and molecular approaches in the characterization of symbiotic events in functional arbuscular mycorrhizal associations. Canadian Journal of Botany, 73, S526-S532. (Suppl. No. 1).

Gianinazzi-Pearson, V., Dumas-Gaudot, E., Gollotte, A., Tahiri-Alaoui, A., y Gianinazzi, S. (1996). Cellular and molecular defence-related root responses to invasion by arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytologist, 133, 45-57.

Gillespie, T.W. (1999). Life history cheracteristics and rarity of woody plants in tropical dry forest fragments of Central America. Journal of Tropical Ecology, 15, 637-649.

Giovannetti, M., Azzolini, D., y Citernesi, A.S. (1999). Anastomosis formation and nuclear and protoplasmic exchange in arbuscular mycorrhizal fungi. Applied and Environmental Microbiology, 65 (12), 5571-5575.

Giovannetti, M., Sbrana, C., Strani, P., Agnolucci, M., Rinaudo, V., y Avio, L. (2003). Genetic diversity of isolates of Glomus mosseae from different geographic areas detected by vegetative compatibility testing and biochemical and molecular analysis. Applied and Environmental Microbiology, 69 (1), 616-624.

Glibota, G.S., Garro, O.A., y Judis, M.A. (2000). Actividad proteolítica de restos del fruto de Carica papaya. Obtenido en la Red Mundial el 13 de febrero de 2003. http://www.unne.edu.ar/cyt/2000/8_exactas/e_pdf/e_022.pdf

Goenaga, R., y Singh U. (1996). Estimation of leaf area of taro (Colocasia esculenta Schott.) from linear measurements. The Journal of Agriculture of the University of Puerto Rico, 80 (3), 183-185.

Gómez-Pompa, A., y Vázquez-Yanes, C. (1985). Estudios sobre la regeneración de selvas en regiones cálido-húmedas de México. En: A. Gómez-Pompa y S. del Amo R. (Eds.). Investigaciones sobre la regeneración de selvas altas en Veracruz, México (pp. 1-25). México: Instituto Nacional de Investigaciones sobre Recursos Bióticos/Editorial Alhambra Mexicana.

Goverde, M., van der Heijden, M.G.A., Wiemken, A., Sanders, I.R., y Erhardt, A. (2000). Arbuscular mycorrhizal fungi influence life history traits of a lepidopteran herbivore. Oecologia, 125, 362-369.

Graham, J.H., y Fardelmann, D. (1986). Inoculation of citrus with roots fragments containing chlamydospores of the mycorrhizal fungus Glomus intraradices. Canadian Journal of Botany, 64, 1739-1744.

Graham, J.H., y D.M. Eissenstat, D.M. (1994). Host genotype and the formation and function of VA mycorrhizae. Plant and Soil, 159, 179-185.

Graham, J.H., Eissenstat, D.M., y Drouillard, D.L. (1991). On the relationship between a plant’s mycorrhizal dependency and rate of vesicular-arbuscular mycorrhizal colonization. Functional Ecology, 5, 773-779.

173

Graham, J.H., Duncan, L.W., y D.M. Eissenstat, D.M. (1997). Carbohydrate allocation patterns in citrus genotypes as affected by phosphorus nutrition, mycorrhizal colonisation and mycorrhizal dependency. New Phytologist, 135, 335-343.

Graham, J.H., y Abbott, L.K. (2000). Wheat responses to aggressive and non-aggressive arbuscular mycorrhizal fungi. Plant and Soil, 220, 207-218.

Green, C.D., Stodola, A., y Augé, R.M. (1998). Transpiration of detached leaves from mycorrhizal and nonmycorrhizal cowpea and rose plants given varying abscisic acid, pH, calcium, and phosphorus. Mycorrhiza, 8, 93-99.

Green, D.C., Vilariño, A., Newsam, R., Jeffries, P., y Dodd, J.C. (1994). Quantification of mycelial development of arbuscular mycorrhizal fungi using image analysis. Mycorrhiza, 5, 105-113.

Green, H., Larsen, J., Olsson, P.A., Jensen, D.F., y Jakobsen, I. (1999). Suppression of the biocontrol agent Trichoderma harzianum by mycelium of the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus intraradices in root-free soil. Applied and Environmental Microbiology, 65 (4), 1428-1434.

Grime, J.P. (1982). Estrategias de adaptación de las plantas y procesos que controlan la vegetación. México: LIMUSA. 291 p.

Grime, J.P., Mackey, J.M.L., Hillier, S.H., y Read, D.J. (1987). Floristic diversity in a model system using experimental microcosms. Nature, 328, 420-422.

Grundon, N.J. (1999). Overview of australian cashew literature (Technical Report 25/99). CSIRO Land and Water, Atherton, Australia.

Guerrero F., E. (1996). Micorriza: Fundamentos biológicos y estado del arte. En: E. Guerrero F. (Ed.). Micorrizas: Recurso biológico del suelo (pp. 3-46). Bogotá: Fondo FEN Colombia.

Guízar N., E., y Cedillo P., E. (1996). Botánica económica del trópico seco mexicano. Revista Chapingo, 2 (1), 61-72 (Serie: Ciencias Forestales).

Guo, Y., George, E., y Marschner, H. (1996). Contribution of an arbuscular mycorrhizal fungus to the uptake of cadmium and nickel in bean and maize plants. Plant and Soil, 184, 195-205.

Gupta, M.l., Prasad, A., Ram, M., y Kumar, S. (2002). Effect of the vesicular-arbuscular mycorrhizal (VAM) fungus Glomus fasciculatum on the essential oil yield related characters and nutrient acquisition in the crops of different cultivars of menthol mint (Mentha arvensis) under field conditions. Bioresource Technology, 81, 77-79.

Habte, M., Fox, R.L., y Huang, R.S. (1987). Determining vesicular-arbuscular mycorrhizal effectiveness by monitoring P status of subleflets of an indicator plant. Communications in Soil Science and Plant Analysis, 18, (12), 1403-1429.

Hairiah, K., Williams, S.E., Bignell, D., Swift, M., y van Noordwijk, M. (2001). Effects of land use change on belowground biodiversity. International Centre for Research in Agroforestry (ICRAF), Bogor (Indonesia). 42 p.

Hall, I.R. (1977). Species and mycorrhizal infections of New Zealand Endogonaceae. Transactions of The British Mycological Society, 68, 341-356.

174

Hamel, C. (1996). Prospects and problems pertaining to the management of arbuscular mycorrhizae in agriculture. Agriculture, Ecosystems and Environment, 60, 197-210.

Harley, J.L. (1994). Introduction: The state of the art. En: J.R. Norris, D. Read y A.K. Varma (Eds.). Techniques for mycorrhizal research: Methods in microbiology (pp. 1-23). San Diego (USA): Academic Press.

Harrier, L. (2000). Isolation and sequence analysis of the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus mosseae 3-phosphoglycerate kinase (PGK) gene promoter region. (The Scottish Agricultural College [SAC] Annual Report 1999-2000). SAC, Scotland, UK.

Harrison, M.J. (1999). Molecular and cellular aspects of the arbuscular mycorrhizal symbiosis. Annual Review of Plant Physiology, 50, 361-389.

Harrison, M.J., y van Buursen, M.L. (1995). A phosphate transporter from the mycorrhizal fungus Glomus versiforme. Nature, 378, 626-629.

Harrison, M.J., Liu, H., Chiou, T-J., Maldonado-Mendoza, I.E., Trieu, A.T., y Blaylock, L.A. (1999). Molecular analyses of phosphate transporters in an arbuscular mycorrhizal symbiosis. En R.A. Dixon, M.J. Harrison y M.J. Roossinck (Eds.). 10th Anniversary Symposium Proceedings (pp. 126-129). USA: Taylor Publishing Company.

Hart, M.M., y Klironomos, J.N. (2002). Diversity of arbuscular mycorrhizal fungi and ecosystem functioning. En M.G.A. van der Heijden e I. Sanders (Eds.). Mycorrhizal Ecology: Ecological Studies 157 (pp. 225-242). Berlin: Springer-Verlag.

Hart, M.M., y Reader, R.J. (2002 a). Host plant benefit from association with arbuscular mycorrhizal fungi: Variation due to differences in size of mycelium. Biology and Fertility of Soils, 36, 357-366.

Hart, M.M., y Reader, R.J. (2002 b). Taxonomic basis for variation in the colonization strategy of arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytologist, 153, 335-344.

Hartnett, D.C. y Wilson, G.W.T. (1999). Mycorrhizae influence plant community structure and diversity in tallgrass prairie. Ecology, 80, 1187-1190.

Heckman, D.S., Geiser, D.M., Eidell, B.R., Stauffer, R.L., Kardos, N.L., y Hedges, S.B. (2001). Molecular evidence for the early colonization of land by fungi and plants. Science, 293, 1129-1133.

Helgason, T., Daniell, T.J., Husband, R., Fitter, A.H., y Young, J.P.W. (1998). Ploughing up the wood-wide web? Nature, 394, 431.

Hernández D., A. (2000). Las micorrizas. Terralia, 14, 12-19. Hernández, G., Cuenca, G., y García, A. (2000). Behaviour of arbuscular-mycorrhizal

fungi on Vigna luteola growth and its effect on the exchangeable (32P) phosphorus of soil. Biology and Fertility of Soils, 31, 232-236.

Herre, E.A., Knowlton, N., Mueller, U.G., y Rehner, S.A. (1999). The evolution of mutualism: Exploring the paths between conflict and cooperation. Tree, 14 (2), 49-53.

Herrera C., N.D. (1994). Los huertos familiares mayas en el oriente de Yucatán. Etnoflora Yucatanense, (9), 79-144.

175

Hetrick, B.A.D. (1991). Mycorrhizas and root architecture. Experientia, 47, 355-362. Hetrick, B.A.D., y Bloom, J. (1983). Vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi associated

with native tall grass prairie and cultivated winter wheat. Canadian Journal of Botany, 61, 2140-2146.

Hetrick, B.A.D., Wilson, G.W.T., y Cox, T.S. (1992). Mycorrhizal dependence of modern wheat varieties, landraces, and ancestors. Canadian Journal of Botany, 70, 2032-2040.

Hetrick, B.A.D., Wilson, G.W.T., y Cox, T.S. (1993). Mycorrhizal dependence of modern wheat varieties and ancestors: A synthesis. Canadian Journal of Botany, 71, 512-518.

Hibbett, D.S. (2002). When good relationships go bad. Nature, 419, 345-346. Hinsinger, P. (2001). Bioavailability of soil inorganic P in the rhizosphere as affected

by root-induced chemical changes: A Review. Plant and Soil, 237, 173-195. Hirsch, A.M., Fang, Y., Asad, S., y Kapulnik, Y. (1997). The role of phytohormones in

plant-microbe symbioses. Plant Soil, 194, 171-184 Hodge, A. (2000). Microbial ecology of the arbuscular mycorrhiza. FEMS Microbiology

Ecology, 32, 91-96. Hodge, A., Robinson, D. y Fitter, A. (2000). Are microorganisms more effective than

plants at competing for nitrogen? Trends in Plant Science, 5 (7), 304-308. Hoeksema, J.D. (1999). Investigating the disparity in host specificity between AM and

EM fungi: Lessons from theory and better-studied systems. Oikos, 84, 327-332. Höflich, G., Wiehe, W., y Kühn, G. (1994). Plant growth stimulation by inoculation

with symbiotic and associative rhizosphere microorganisms. Experientia, 50, 897-905.

Howeler, R.H., Sieverding, E., y Saif, S. (1987). Practical aspects of mycorrhizal technology in some tropical crops and pastures. Plant and Soil, 100, 249-283.

Huang, R.S., Smith, W.K., y Yost, R.S. (1985). Influence of vesiculararbuscular mycorrhiza on growth, water relations and leaf orientation in Leucaena leucocphala (Lam.) de Wit. New Phytologist, 99, 229–243

Huante, P., Rincon, E., y Allen, E.B. (1993). Effect of vesicular-arbuscular mycorrhizae on seedling growth of four tree species from the tropical deciduous forest in Mexico. Mycorrhiza, 2, 141-145.

Huat, O.K., Awang, K., Hashim, A., y Majid, N.M. (2002). Effects of fertilizers and vesicular-arbuscular mycorrhizas on the growth and phothosynthesis of Azadirachta excelsa (Jack) Jacobs seedlings. Forest Ecology and Management, 158, 51-58.

Hurst, S.H., Turnbull, M.H., y Norton, D.A. (2002). The effect of plant light environment on mycorrhizal colonization in field-grown seedlings of podocarp-angiosperm forest tree species. New Zealand Journal of Botany, 40, 65-72.

INE (Instituto Nacional de Ecología) y CONABIO (Comisión Nacional para el conocimiento y uso de la Biodiversidad) (1995). Reservas de la biósfera y otras áreas naturales protegidas de México. Obtenido en la Red Mundial el 20 de marzo de 1999. http://www.conabio.gob.mx/biodiversidad/chichina.htm# acerca.

176

Inei-Shizukawa, G., Oliver, M.C., Cruz, M.T., del Castillo, L.M., y Castañeda-Agulló, M. (1976). Proteinasas de plantas mexicanas: V. Investigaciones acerca de la actividad de la mexicaína y la hemisfericina. Revista Latinoamericana de Química, 7, 131-136.

Ingham, E. (2003). The soil foodweb: It's importance in ecosystem health. Obtenido en la Red Mundial el 3 de septiembre de 2003. http://www.rain.org/ ~sals/ingham.html

Ingham, E., y Zarb, J. (1999). Threads of life. BC Organic Growers, 2 (2), 12-13. INBio (Instituto Nacional de Biodiversidad) (1997). Jerarquía taxonómica; Navegación

a través de la jerarquía taxonómica. Obtenido de la Red Mundial el 16 de septiembre de 2002. http://www.inbio.ac.cr/bims/k03/p13/c045/o0253/ f01578.htm

INEGI (Instituto Nacional de Estadística, Geografía e Informática) (1987 a). Carta estatal de regionalización fisiográfica, escala 1:1 000 000. México: INEGI.

INEGI (Instituto Nacional de Estadística, Geografía e Informática) (1987 b). Carta estatal de climas, escala 1:1 000 000. México: INEGI.

INEGI (Instituto Nacional de Estadística, Geografía e Informática) (1987 c). Carta fisiográfica Mérida, escala 1:1 000 000. México: INEGI.

INEGI (Instituto Nacional de Estadística, Geografía e Informática) (1988). Atlas Nacional del Medio Físico, escala 1:1 000 000. México: INEGI. 224 p.

INEGI (Instituto Nacional de Estadística, Geografía e Informática) (1993). Carta edafológica Veracruz E14-3, escala 1:250,000. México: INEGI.

INEGI (Instituto Nacional de Estadística, Geografía e Informática) (2002). Mapa de fisiografía del Veracruz-Llave. Obtenido en la Red Mundial el 27 de mayo de 2002. http://ver.inegi.gob.mx/territorio/espanol/fisio.html

Jackson, A.O., y Taylor, C.B. (1996). Plant-microbe interactions: Life and death at the interface. Plant Cell, 8, 1651-1668.

Jaen, C.D., y Ferrera-Cerrato, R. (1989). Vesicular-arbuscular endomycorrhiza and its effect in two papaya cultivars (Carica papaya L. cv. Cera and cv. Solo). 2nd. European Symposium on mycorrhizae. Prague, Checoslovakia. p. 50.

Jaizme-Vega, M.C., y Azcón, R. (1995). Responses of some tropical and subtropical cultures to endomycorrhizal fungi. Mycorrhiza 5, 213-217.

Jakobsen, I. (1997). Mycorrhyzal fungi – a biological resource in plant nutrition. En: The Royal Swedish Academy of Agriculture and Forestry Library (Ed.). Phosphorus balance and utilization in agriculture – towards sustainability Workshop (pp. 113-118). Stockholm, Sweden.

Jakobsen, I. (1999) Transport of phosphorus and carbon in VA mycorrhizas. En: A Varma, yB. Hock (Eds.). Mycorrhiza: Structure, function, molecular biology and biotechnology (pp. 305-332). Berlin: Springer-Verlag.

Jakobsen, I., y Rosendahl, L. (1990). Carbon flow into soil and external hyphae from roots of mycorrhizal cucumber plants. New Phytologist, 115, 77-83.

Janos, D.P. (1975). Vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi and plant growth in Costa Rican lowland rainforest. Dissertation. University of Michigan, Ann Arbor, Michigan, USA.

177

Janos, D.P. (1980 a). Vesicular-arbuscular mycorrhizae affect lowland tropical rain forest plant growth. Ecology, 61 (1), 151-162.

Janos, D.P. (1980 b). Mycorrhizae influence tropical succession. Biotropica, 12 (2), 56-64.

Janos, D.P. (1983). Tropical mycorrhizas, nutrient cycles and plant growth. En: S.L. Sutton, T.C. Whitmore, y A.C. Chadwick (Eds.). Tropical rain forest: Ecology and management (pp. 327-345). Oxford: Blackwell Scientific Publications.

Janos, D.P. (1984). Methods for vesicular-arbuscular mycorrhiza research in lowland wet tropics. En: H.A. Mooney, E. Medina y C. Vázquez-Yanes (Eds.). Physiological Ecology of Plants of the Wet Tropics; Tasks for Vegetation Science 12 (pp. 173-187). The Hague: Dr W. Junk Publishers.

Janzen, D.H. (1986). Tropical dry forests: The most endangered major tropical ecosystem. En: E.O. Wilson (Ed.). Biodiversity (pp. 130-137). Washington: National Academy Press.

Jasper, D.A., Abbott, L.K., y Robson, A.D. (1989). Soil disturbance reduces the infectivity of external hyphae of VA mycorrhizal fungi. New Phytologist, 112, 93-99.

Jehne, W. (1980). Endomycorrhizas and the productivity of tropical pastures: The potential for improvement and its practical realization. Trop Grass, 14, 202-209.

Johnson, N.C. (1993). Can fertilization of soil select less mutualistic mycorrhize? Ecological Applications, 3 (4), 749-757.

Johnson, N.C. (1998). Responses of Salsola kali and Panicum virgatum to mycorrhizal fungi, phosphorus and soil organic matter: Implications for reclamation. Journal of Applied Ecology, 35, 86-94.

Johnson, N.C., Zak, D.R., Tilman, D., y Pfleger, F.L. (1991 a). Dynamics of vesicular-arbuscular mycorrhizae during ols field succession. Oecologia, 86, 349-358.

Johnson, N.C., Pfleger, F.L., Crookston, R.K., Simmons, S.R., y Copeland, P,J. (1991 b). Vesicular-arbuscular mycorrhizas respond to corn and soybean cropping history. New Phytologist, 117, 657-663.

Johnson, N.C., Copeland, P.J., Crookston, R.K., y Pfleger, F.L. (1992 a). Mycorrhizae: Possible explanation for yield decline with continuous corn and soybean. Agronomy Journal, 84 (3), 387-390.

Johnson, N.C., Tilman, D., y Wedin, D. (1992 b). Plant and soil controls on mycorrhizal fungal communities. Ecology, 73 (6), 2034-2042.

Johnson, N.C., Graham, J.H., y Smith, F.A. (1997). Functioning of mycorrhizal associations along the mutualism-parasitism continuum. New Phytologist, 135, 575-585.

Jones, H.G. (1992). Plants and microclimate. (2nd ed.). Cambridge University Press, Cambridge. 428 p.

Kahiluoto, H., y Vestberg, M. (1997). How to measure the effectiveness of mycorrhiza. En: The Royal Swedish Academy of Agriculture and Forestry Library (Ed.). Phosphorus balance and utilization in agriculture – towards sustainability Seminar (pp. 119-120). Stockholm, Sweden.

178

Kapulnik, Y., Volpin, H., Itzhaki, H., Ganon, D., Galili, S., David, R., Shaul, O., Elad, Y., Chet, I., y Okon, Y. (1996). Suppression of defence responses in mycorrhizal alfalfa and tobacco roots. New Phytologist, 133, 59-64.

Kavanagh, T., y Kellman, M. (1992). Seasonal pattern of fine root proliferation in a tropical dry forest. Biotropica, 24 (2a), 157-165.

Kenrick, P., y Crane, P.R. (1997). The origin and early evolution of plants on land. Nature, 389, 33-39.

Khaliq, A., y Sander, F.E. (2000). Effects of vesicular-arbuscular mycorrhizal inoculation on the yield and phosphorus uptake of field-grown barley. Soil Biology and Biochemistry, 32, 1691-1696.

Khan, M.K., Sakamoto, K., y Yoshida, T. (1995). Dual inoculation of peanut with Glomus sp. and Bradyrhizobium sp. enhanced the symbiotic nitrogen fixation as assessed by N-15 technique. Soil Science and Plant Nutrition, 41, 769-780.

Khasa, P., Furlan, V., y Fortin, J.A. (1992). Response of some tropical plant species to endomycorrhizal fungi under field conditions. Tropical Agriculture, 69 (3), 279-283.

Kiernan, J.M., Hendrix, J.W., y Maronek, D.M. (1983). Fertiliser-induced pathogenicity of mycorrhizal fungi to sweet-gum seedlings. Soil Biology and Biochemistry, 15, 257-262.

Kiers, E.T., West, S.A., y Denison, R.F. (2002). Mediating mutualisms: Farm management practices and evolutionary changes in symbiont co-operation. Journal of Applied Ecology, 39, 745–754

Killeen, T.J., Jardim, A., Mamani, F., y Rojas, N. (1998). Diversity, composition and structure of a tropical semideciduous forest in the Chiquitaný´a region of Santa Cruz, Bolivia. Journal of Tropical Ecology, 14, 803–827.

Killing, M., y Jakobsen, I. (1998). Arbuscular mycorrhiza in soil quality assessment. Ambio, 27 (1), 29-34.

Kitajima, K. y Fenner, M. (2000). Ecology of seedling regeneration. En: M. Fenner (Ed.). Seeds: The ecology of regeneration in plant communities (pp. 331-359). (2nd ed.). Southampton (UK): CAB International.

Kleikamp, B. (2002). Studies on arbuscular mycorrhiza (AM) in the Alentejo (Portugal) using pea mutants resistant to AM fungi as a control tool for field conditions. Doctor of Agricultural Sciences thesis. University of Kassel, Department of Soil Biology and Plant Nutrition, Germany. 152 p.

Kling, M. (1997). The importance of early establishment of mycorrhizas for P uptake and plant growth. En: The Royal Swedish Academy of Agriculture and Forestry Library (Ed.). Phosphorus balance and utilization in agriculture – towards sustainability Workshop (pp. 125-129). Stockholm, Sweden.

Kling, M., y Jakobsen, I. (1998). Arbuscular mycorrhiza in soil quality assessment. Ambio, 27 (1): 29-34.

Klingeman, W.E., Augé, R.M., y Flanagan, P.C. (2002). Arbuscular mycorrhizal assessment of ornamental trees grown in Tennessee field soils. HortScience, 37 (5), 778-782.

179

Klironomos, J.N., Moutoglis, P., Kendrick, B., y Widden, P. (1993). A comparison of spatial heterogeneity of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi in two maple-forest-soils. Canadian Journal of Botany, 71, 1472-1480.

Klopatek, C.C. (1995). Belowground ecosystems. En D.M. Finch y J.A. Tainter (Tech. Eds.). Ecology, diversity and sustainability of the Middle Rio Grande Basin (General Technical Report RM–GTR–268). Fort Collins, CO: U.S. Department of Agriculture, Forest Service, Rocky Mountain Forest and Range Experiment Station. 186 p.

Koch, M., Tanami, Z., Bodani, H., Wininger, S., y Kapulnik, Y. (1997). Field application of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi improved garlic yield in disinfected soil. Mycorrhiza, 7, 47-50.

Koide, R.T., y Schreiner, R.P. (1992). Regulation of the vesicular-arbuscular mycorrhizal symbiosis. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology, 43, 557-581.

Koide, R.T., Goff, M.D., y Dickie, I.A. (2000). Component growth efficiencies of mycorrhizal and non mycorrhizal plants. New Phytologist, 148, 163-168.

Koomen, J., Grace, C., y Hayman, D.S. (1987). Effectiveness of single and multiple mycorrhizal inocula on growth of clover and strawberry plants at two soil pHs. Soil Biology and Biochemistry, 19, 539-544.

Koske, R.E., y Tessier, B. (1983). A convenient, permanent slide mounting medium. Newsletter of the Mycological Society of America, 34, (2), 59.

Koske, R.E., Friese, C.F., Olexia, P.D., y Hauke, R.L. (1985). Vesicular-arbuscular mycorrhizas in Equisetum. Transactions of The British Mycological Society, 85, 350-353.

Kucey, R.M.N., y E.A. Paul (1982). Carbon flow, photosynthesis and N2 fixation in mycorrhizal and nodulated Faba beans (Vicia faba L.). Soil Biolgy and Biochemistry, 14, 407-412.

Lambert, D.H., Cole Jr., H., y Baker, D.E. (1980). Adaptation of vesicular-arbuscular mycorrhizae to edaphic factors. New Phytologist, 85, 513-520.

Lanfranco, L., Perotto, S., Longato, S., Mello, A., Cometí, V., y Bonfante, P. (1997). Molecular approaches to investigate biodiversity in mycorrhizal fungi. En: A.K. Varma (Ed.). Manual for mycorrhizae (pp. 353-372). Berlin: Springer Verlag.

Lapointe, L., y Molard, J. (1997). Costs and benefits of mycorrhizal infection in a spring ephemeral, Erythronium americanum. New Phytologist, 135 (3), 491-500.

Lara, L., Trejo, D , y Escalona, M. (1998). The response of Carica papaya L. to native mixture arbuscular mycorrhizal fungi inoculation. ICOM 2, The Second International Conference on Mycorrhiza. Uppsala, Sweden.

Larsen, J., y Bødker, L. (2001). Interactions between pea root-inhabiting fungi examined using signature fatty acids. New Phytologist, 149 (3), 487-493.

Law, R., y Lewis, D.H. (1983). Biotic environments and the maintenance of sex - some evidence from mutualistic symbiosis. Biology Journal of the Linnean Society, 20, 249-276.

180

Lawlor, D.W., y Cornic, G. (2002). Photosynthetic carbon assimilation and associated metabolism in relation to water deficits in higher plants. Plant Cell and Environment, 25, 275-294.

Leake, J.R. (1994). The biology of myco-heterotrophic (‘saprophytic’) plants. New Phytologist, 127, 171-216.

Lesica, P., y Antibus, R.K. (1990). The occurrence of mycorrhizae in vascular epiphytes of two costa rican rain forests. Biotropica, 22 (3), 250-258.

Lewis, D.H. (1973). Concepts in fungal nutrition and the origin of biotrophy. Biological Reviews, 48, 261-278.

Lewis, J.D., y Strain, B.R. (1996). The role of mycorrhizas in the response of Pinus taeda seedlings to elevated CO2. New Phytologist, 133, 431-443.

Leyval, C., Singh, B.R., y Joner, E.J. (1995). Occurrence and infectivity of arbuscular mycorrhizal fungi in some norwegian soils influenced by heavy metals and soil properties. Water, Air and Soil Pollution, 84, 203-216.

Li, X.L., George, E., y Marschner, H. (1991). Extension of the phosphorus depletion zone in VA-mycorrhizal white clover in a calcareous soil. Plant and Soil, 136, 41-48.

Liang, J., Zhang, J., Chan, G.Y.S., y Wong, M. H. (1999). Can differences in root responses to soil drying and compaction explain differences in performance of trees growing on landfill sites?. Tree Physiology, 19, 619—624.

Lingua, G., Sgorbati, S., Citterio, A., Fusconi, A., Trotta, A., Gnavi, E., y Berta, G. (1999). Arbuscular mycorrhizal colonization delays nucleus senescence in leek root cortical cells. New Phytologist, 141, 161-169.

Lodge, D.J. (2001). Diversidad mundial y regional de hongos. En H.M. Hernández, A.N. García Aldrete, F. Álvarez y M. Ulloa (Comps.). Enfoques contemporáneos para el estudio de la biodiversidad (pp. 291-304). México: Instituto de Biología, UNAM/Fondo de Cultura Económica.

Lodge, D.J., y Cantrell, S. (1995). Fungal communities in wet tropical forests: Variation in time and space. Canadian Journal of Botany, 73, S1391-S1398. (Suppl. No. 1).

Lodge, D.J., Fisher, P.J., y Sutton, B.C. (1996 a). Endophytic fungi of Manilkara bidentata leaves in Puerto Rico. Mycologia, 88, 733-738.

Lodge, D.J., Hawksworth, D.L., y Ritchie, B.J. (1996 b). Microbial diversity and tropical forest functioning. En: G.H. Orians, R. Dirzo, y J.H. Cushman (Eds.). Biodiversity and ecosystem processes in tropical forests (pp. 69-100). Berlin: Springer Verlag.

López V., Ma. E. y Xolalpa-Molina, S. (1997). A males… remedios; padecimientos y plantas medicinales. En: F.M. Aranda T. (Ed.). Guía número 34 de México Desconocido (pp. 19-70). México: Editorial Jilguero.

Loreau, M., Downing, A., Emmerson, M., Gonzalez, A., Hughes, J., Inchausti, P., Joshi, J., Norberg, J., y Sala, O. (2002). A new look at the relationship between diversity and stability. En: M. Loreau, S. Naeem, y P. Inchausti (Eds.). Biodiversity and ecosystem functioning; Synthesis and perspectives (pp. 79-91). Oxford University Press, New York.

181

Lott, E., Bullock, S.H., y Solís-Magallanes, A. (1987). Floristic diversity structure of upland and Arroyo forest of coastal Jalisco. Biotropica, 19, 228-235.

Louche-Tessandier, D., Samson, G., Hernández-Sabastià, C., Chagvardieff, P., y Desjardins, Y. (1999). Importance of light and CO2 on the effects of endomycorrhizal colonization on growth and photosynthesis of potato plantlets (Solanum tuberosum) in an in vitro tripartite system. New Phytologist, 142, 539-550.

Lu, X., y Koide, R.T. (1994). The effects of mycorrhizal infection on components of plant growth and reproduction. New Phytologist, 128, 211-218.

Maass, J.M. (1995). Conversion of tropical dry forest to pasture and agriculture. En: S.H. Bullock, H.A. Mooney, y E. Medina (Eds.). Seasonally dry tropical forests (pp. 399-422). Cambridge: Cambridge University Press.

Mack, A.L. (1997). Spatial distribution, fruit production and seed removal of a rare, dioecious canopy tree species (Aglaioa aff. flavida Merr. et Perr.) in Papua New Guinea. Journal of Tropical Ecology, 13, 305-316.

Mala, T. (2000). Selection for the effective species of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi on soybean root infection and growth enhancement. Kasetsart Journal Natural Sciences, 34, 30-39.

Maldonado-Mendoza, I.E., y Harrison, M.J. (1999). Regulation of the expression of a phosphate transporter from Glomus intraradices in response to exogenus levels of phosphate. En: R.A. Dixon, M.J. Harrison y M.J. Roossinck (Eds.). 10th Anniversary Symposium Proceedings (pp. 130-132). USA: Taylor Publishing Company.

Malloch, D.W., Pirozynski, K.A., y Raven, P.H. (1980). Ecological and evolutionary significance of mycorrhizal symbioses in vascular plants (A review). Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 77 (4), 2113-2118.

Mamatha, G.,·Bagyaraj, D.J., y Jaganath, S. (2002). Inoculation of field-established mulberry and papaya with arbuscular mycorrhizal fungi and a mycorrhiza helper bacterium. Mycorrhiza, 12, 313–316.

Marsh, J.F., y Schultze, M. (2001). Analysis of arbuscular mycorrhizal using symbiosis-defective plant mutants. New Phytologist, 150, 525-532.

Marschner, H., y Dell, B. (1994). Nutrient uptake in mycorrhizal symbiosis. Plant and Soil, 159, 89-102.

Marschner, P., Marino, W., y Lieberei, R. (2002). Seasonal effects on microorganisms in the rhizosphere of two tropical plants in a polyculture agroforestry system in Central Amazonia, Brazil. Biology and Fertility of Soils, 35, 68-71.

Mårtensson, A.M., y Carlgren, K. (1994). Impact of phosphorus fertilisation on VAM diaspores in two Swedish long-term field experiment. Agriculture, Ecosystems and Environment, 47, 327-334.

Martínez-Yrízar, A., Búrquez, A. y Maass, M. (2000). Structure and functioning of tropical deciduous forest in western Mexico. En: R.H. Robichaux y D.A. Yetman (Eds.). The tropical deciduous forest of Alamos; biodiversity of a threatened ecosystem in Mexico (pp. 19-35). USA: University of Arizona Press.

182

Martins, A., Casimiro, A., y Pais, M.S. (1997). Influence of mycorrhization on physiological parameters of micropropagated Castanea sativa Mill. plants. Mycorrhiza, 7, 161-165.

Martins, M.A., Gonçalves, G. de, y Soares A.F. (2000). Efeito de fungos micorrízicos arbusculares associados a compostos fenólicos, no crescimento de mudas de mamoeiro. Pesquisa Agropecuária Brasileira, 35 (7), 1465-1471.

Masera, O., Ordoñez, M.J., y Dirzo, R. (1992 a). Carbon emissions from deforestation in Mexico: Current situation and long-term scenarios. En: W. Makundi y J. Sathaye (Eds.). Carbon emissions and sequestration in forests: Case studies from seven developing countries, Vol. 4. México. (Report no. LBL-32665). Energy and Environmental Division, Climate Change Division and Lawrence Berkeley Laboratory-US Environmental Protection Agency. Berkeley, California.

Masera, O., Ordóñez, M.J., y Dirzo, R. (1992 b). Emisiones de carbono a partir de la deforestación en México. Ciencias, 43, 151-153.

Masera, O., Ordóñez, M.J., y Dirzo, R. (1992 c). Carbon emissions from deforestation in México: Current situation and long-term scenarios. En: W. Makundi y J. Sathaye (Eds.). Carbon emissions and sequestration in forests: Case studies from seven developing countries: Vol. 1. México. (Report no. LBL-32759). Energy and Environment Division, Lawrence Berkeley Laboratory-US Environmental Protection Agency. Berkeley, California.

Masera, O., Ordóñez, M.J., y Dirzo, R. (1997). Carbon emissions from mexican forests: Current situation and long-term scenarios. Climatic Change, 35, 256-295.

Mason, P.A., Ingleby, K., Munro, R.C., Wilson, J. e Ibrahim, K. (2000 a). The effect of reduced phosphorus concentration on mycorrhizal development and growth of Eucalyptus globulus Labill. seedlings inoculated with 10 different fungi. Forest Ecology and Management, 128, 249-258.

Mason, P.A., Ibrahim, K., Ingleby, K., Munro, R.C. y Wilson, J. (2000 b). Mycorrhizal development and growth of inoculated Eucalyptus globulus (Labill.) seedlings in wet and dry conditions in the glasshouse. Forest Ecology and Management, 128, 269-277.

Masri, M., Azizah, H., Mohd, R.I., y Mamat, A.S. (1998). Arbuscular mycorrhiza enhances growth and reduces the nursery period of mangosteen (Garcinia mangostana L.) seedlings. Journal of Tropical Agriculture and Food Science, 26, 7-15.

May, R.M. (1988). How many species are there on Earth? Science, 241, 1441-1449. Meave, , J., y Kellman, M. (1994). Maintenance of rain forest diversity in riparian

forest of tropical savannas: Implications for species conservation during Pleistocene drought. Journal of Biogeography, 21, 121-135.

Medina, O.A., Sylvia, D.M., y Kretschmer Jr., A.E. (1988 a). Response of Siratro to vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi: I. Selection of effective vesicular-arbuscular fungi in amended soil. Soil Science Society of America Journal, 52 (2), 416-419.

183

Medina, O.A., Sylvia, D.M., y Kretschmer Jr., A.E. (1988 b). Response of Siratro to vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi: II. Efficacy of selected vesicular-arbuscular fungi at different phosphorus levels. Soil Science Society of America Journal, 52 (2), 420-423.

Menge, J., Nemec, S., Davis, R.M., y Minassian, V. (1977). Mycorrhizal fungi associated with citrus and their possible interactions with pathogens. Proceedings of the 2nd meeting of the International Society of Citriculture 3, 872-876.

McGee, P.A., Pattinson, G.S., Heath, R.A., y Newman, C.A. (1997). Survival of propagules of arbuscular mycorrhizal fungi in soils in eastern Australia used to grow cotton. New Phytologist, 135, 773-780.

McGonigle, T.P., y Fitter, A.H. (1990). Ecological specificity of VAM associations. Mycological Research, 94, 120-122.

McGonigle, T.P., Miller, M.H., Evans, D.G., Fairchild, G.L., y Swan, J.A. (1990). A new method which gives an objective measure of colonization of roots by vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytologist, 115, 495-501.

McGonigle, T.P., y Miller, M.H. (2000). The inconsistent effect of soil disturbance on colonization of roots by arbuscular mycorrhizal fungi: A test of the inoculum density hypothesis. Applied Soil Ecology, 14, 147-155.

Miller, D.D., Domoto, P.A., y Walker, C. (1985). Mycorrhizal fungi at eighteen apple rootstock planting in the United States. New Phytologist, 100, 379-391.

Miller, R.M., Jarstfer, A.G., y Pillai, J.K. (1987). Biomass allocation in an Agropyron smithi-Glomus symbiosis. American Journal of Botany, 74, 114-122.

Miller, R.M., Smith, C.I., Jastrow, J.D., y Bever, J.D. (1999). Mycorrhizal status of the genus Carex (Cyperaceae). American Journal of Botany, 86 (4), 547-553.

Miller, R.M., y Jastrow, J.D. (2000). Mycorrhizal fungi influence soil structure. En: Y Kapulnick y D.D. Douds Jr. (Eds.). Arbuscular mycorrhizas: Physiology and function (pp. 9-18). Dortrecht (Netherlands): Kluwer Academic Press.

Missouri Botanical Garden (2002). Nomenclatural data base. Obtenido en la Red Mundial el 15 de septiembre de 2002. http://mobot.mobot.org/cgi-bin/search_vast?onda =N06100029

Mohandas, S. (1992). Effect of VAM inoculation on plant-growth, nutrient level and root phosphatase-activity in papaya (Carica-papaya cv. Coorg Honey Dew). Fertilizer Research, 31 (3), 263-267.

Molina, R; Massicotte, H., y Trappe, J.M. (1992). Specificity phenomena in mycorrhizal symbioses; Community-ecological consequences and practical implications. En: M.F. Allen (Ed.). Mycorrhizal functioning: An in integrative plant-fungal process (pp. 357-423). New York: Chapman and Hall.

Mooney, H.A., Bullock, S.H., y Medina, E. (1995). Introduction. En: S.H. Bullock, H.A. Mooney, y E. Medina (Eds.). Seasonally dry tropical forests (pp. 1-8). Cambridge: Cambridge University Press.

Morel, C., y Plenchette, C. (1994). Is the isotopically exchangeable phosphate of a loamy soil the plant-available phosphorus? Plant and Soil, 158 (2), 287-297.

Moreno, N.P. (1980). Flora de Veracruz; Caricaceae. Flora de Veracruz, (10), 11-17

184

Mortensen, E., y Bullard, E.T. (1970). Handbook of tropical and subtropical horticulture. Department of State, Agency for International Development, Washington D.C., USA. 186 p.

Morton, J.F. (1987). Papaya. En: J.F. Morton (Ed.). Fruits of warm climates (p. 336-346). Winterville (USA): Creative Resource Systems Inc.

Morton, J.B. (1988). Taxonomy of VA mycorrhizal fungi: Classification, nomenclature, and identification. Mycotaxon, 32, 267-324.

Morton, J.B. (Ed.). (1990 a). Pot culture development; III. Production of monospecific pot cultures. INVAM newsletter, 1 (1), 4-5.

Morton, J.B. (Ed.). (1990 b). Pot culture development; II. Propagation of species from a field soil: indigenous species in native soil. INVAM newsletter, 1 (1), 3-4.

Morton, J.B., Bentivenga, S.P., y Wheeler, W.W. (1993). Germ plasm in the International Collection of Arbuscular and Vesicular-arbuscular Mycorrhizal Fungi (INVAM) and procedures for culture development, documentation and storage. Mycotaxon, 48, 491-528.

Morton, J.B., y Bentivenga, S.P. (1994). Leavels of diversity in endomycorrhizal fungi (Glomales, Zygomycetes) and their role in defining taxonomic and non-taxonomic groups. Plant and Soil, 159, 47-59.

Morton, J.B., Bentivenga, S.P., y Bever, J.D. (1995). Discovery, measurent and interpretation of diversity in arbuscular endomycorrhizal fungi (Glomales, Zygomycetes). Canadian Journal of Botany, 73, S25-S32. (Suppl. No. 1).

Morton, J.B., y Redecker, D. (2001). Two new families of Glomales, Archaeosporaceae and Paraglomaceae, with two new genera Archaeospora and Paraglomus, based on concordant molecular and morphological characters. Mycologia, 93, 181-195.

Mosse, B. (1962). The establishment of vesicular-arbuscular mycorrhiza under aseptic conditions. Journal of General Microbiology, 27, 509-520.

Mosse, B., y Hepper, C.M. (1975). Vesicular arbuscular mycorrhizal infection in root organ culture. Physiological Plant Pathology, 5, 215-223.

Moyersoen, B. (1993). Ectomicorrizas y micorrizas vesículo-arbusculares en Catinga Amazónica del Sur de Venezuela. Scientia Guaianae, 3, 1-82.

Moyersoen, B., Becker, P., y Alexander, I.J. (2001). Are ectomycorrhizas more abundant than arbuscular mycorrhizas in tropical heath forests?. New Phytologist, 150, 591-599.

Munyanziza, E., Kehri, H.K., y Bagyaraj, D.J. (1997). Agricultural intensification, soil biodiversity and agro-ecosystem function in the tropics: The role of mycorrhiza in crops and trees. Applied Soil Ecology, 6, 77-85.

Murphy, P.G., y Lugo, A.E. (1986). Ecology of tropical dry forest. Annual Review of Ecology and Systematics, 17, 67-88.

Murphy, P.G., y Lugo, A.E. (1990). Dry forests of the tropics and subtropics: Guanica forest in context. Acta Científica, 4 (1-3), 15-24.

Murphy, P.G., y Lugo, A.E. (1995). Dry forests of Central America and the Caribbean. En: S.H. Bullock, H.A. Mooney, y E. Medina (Eds.). Seasonally dry tropical forests (pp. 9-34). Cambridge: Cambridge University Press.

185

Nagahashi, G., y Douds Jr., D.D. (1999). Rapid and sensitive bioassay to study signals between root exudates and arbuscular mycorrhizal fungi. Biotechnology Techniques, 13, 893–897.

Nagahashi, G., y Douds Jr., D.D. (2000). Partial separation of root exudate components and their effects upon the growth of germinated spores of AM fungi. Functional Ecology, 104, 1453-1464.

NASA (National Aeuronautics and Space Administration) (1998). Tropical deforestation (NASA Facts, FS-1998-11-120-GSFC). Maryland (USA): Goddard Space Flight Center.

NRC (National Research Council) (1995). Science and the endangered species. Washington, DC (USA), National Academies Press. 202 p.

Nehl, D.B., McGee, P.A., Torrisi, V., Pattinson, G.S., y Allen, S.J. (1999). Patterns of arbuscular mycorrhiza down the profile of a heavy textured soil do not reflect associated colonization potencial. New Phytologist, 142, 495-503.

Nelsen, C.E. (1987) The water relations of vesicular-arbuscular mycorrhizal systems. En: G.R. Safir (Ed.). Ecophysiology of VA mycorrhizal plants (pp. 71–91). Boca Raton (USA): CRC Press.

Nemec, S., Menge, J.A., Platt, R.G., y Johnson, E.L.V. (1981). Vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi associated with citrus in Florida and California and notes on their distribution and ecology. Mycologia, 73, 112-127.

Neumann, G., y Römheld, V. (2001). The release of root exudates as affected by the plant´s physiological status. En: R. Pinton, Z. Varanini y P. Nannipieri (Eds.). The rhizosphere; Biochemistry and organic substances at the soil-plant interface (pp. 41-94). New York: Dekker.

Newsham, K.K., Watkinson, A.R. West, H.M., y Fitter, A.H. (1995 a). Symbiotic fungi determine plant community structure - changes in a lichen-rich community induced by fungicide application. Functional Ecology, 9 (3), 442-447.

Newsham, K.K., Fitter, A.H., y Watkinson, A.R. (1995 b). Multi-functionally and biodiversity in arbuscular mycorrhizas. Trends in Ecology and Evolution, 10, 407-411.

Nieves H., G. (1995). Plantas silvestres alimenticias de Jalisco. Obtenido en la Red Mundial el 20 de marzo de 1999. http://www.udg.mx:81/Ingles/UdG/Red/ CUCBA/plansil.html

Nilsson, L.O., Hüttl, R.F., Johansson, U.T., y Jochheim, H. (1995). Nutrient uptake and cycling in forest ecosystems- present status and future research directions. Plant and Soil, 168-169, 5-13.

Norman, J.R., Atkinson, D., y Hooker, J.E. (1996). Arbuscular mycorrhizal fungal-induced alteration to root architecture in strawberry and induced resistance to the root pathogen Phytophthora fragarie. Plant and Soil, 185, 191-198.

Oehl, F., Sieverding, E., Ineichen, K., Mäder, P., Boller, T., y Wiemken, A. (2003). Impact of land use intensity on the species diversity of arbuscular mycorrhizal fungi in agroecosystems of Central Europe. Applied and Environmental Microbiology, 69 (5), 2816–2824.

186

Ohtonen, R., Aikio, S., y Väre, H. (1997). Ecological theories in soil biology. Soil Biolgy and Biochemistry, 29 (11-12), 1613-1619.

O’keefe, D.M., y Sylvia, D.M. (1991). Mechanisms of the vesicular-arbuscular mycorrhizal plant-growth response. En: D.K. Arora, B. Rai, K.G. Mukerji y G.R. Knudsen (Eds.). Handbook of Applied Mycology: Vol. 1. Soil and Plants (pp. 35-53). New York: Marcel Dekker.

Olson, M.E. (2002). Intergeneric relationships within the Caricaceae-Moringaceae clade (Brassicales) and potential morphological synapomorphies of the clade and its families. International Journal of Plant Sciences, 163 (1), 51–65.

Olsson, P.A., Thingstrup, I., Jakobsen, I., y Baath, F. (1999). Estimation of the biomass of arbuscular mycorrhizal fungi in a linseed field. Soil Biolgy and Biochemistry, 31 (13):1879-1887.

O’Neill, J.J.M., y Mitchell, D.T. (1999). Glomus claroideum, an arbuscular mycorrhizal fungus new to Ireland, and its distribution in an irish tree nursery. Proceedings of The Royal Irish Academy, 99B (3), 197–203.

Ortas, I., Harris, P.J., y Rowell, D.L. (1996). Enhanced uptake of phosphorus by mycorrhizal sorghum plant as influenced by forms of nitrogen. Plant and Soil, 184, 255-264.

Ortega E., F. (2001). Los bosques: Su valor e importancia. Ciencias, 64, 4-9 Padma, T.M.R., y Randasamany, D. (1990). Effect of interaction between VA-

mycorrhizae and graded levels of phosphorus on the growth of papaya (Carica papaya). En: B.L. Jalaly y H.J. Chand (Eds.). Current trends in mycorrhizal research. Proceedings of the National Conference on Mycorrhiza (pp. 133-134). Hisar, India.

Pankow, W., Boller, T., y Wiemken, A. (1991 a). Structure, function and ecology of mycorrhizal symbiosis. Experientia, 47, 311-312.

Pankow, W., Boller, T., y Wiemken, A. (1991 b). The significance of mycorrhizas for protective ecosystems. Experientia, 47, 391-394.

Parádi, I., Bratek, Z., Berecz, B., y Halász, K. (2002). Influence of arbuscular mycorrhiza, P limitation and Cd-stress on polyamine content of plants. Acta Biologica Szegediensis, 46 (3-4), 59-60.

Parniske, M. (2000). Intracellular accommodation of microbes by plants: A common developmental program for symbiosis and disease? Plant Biology, 3, 320-328.

Pearson, J.N., y Jakobsen, I. (1993). Symbiotic exchange of carbon and phosphorus between cucumber and three arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytologist, 124, 481–488.

Pedersen, C.T., y Sylvia, D.M. (1997). Limitations to using benomyl in evaluating mycorrhizal functioning. Biology and Fertility of Soils, 25, 163-168.

Peng, S., Eissenstat, D.M., Graham, J.H., y Williams, K. (1993). Growth depression in mycorrhizal citrus at high phosphorus supply: Analysis of carbon costs. Plant Physiology, 101, 1063-1071.

Pennington, T.D., y Sarukhán, J. (1968). Manual para la identificación de campo de los principales árboles tropicales de México. INIF (Méx.)/FAO (Roma). 413 p.

187

Pennington, T.D., y Sarukhán, J. (1998). Árboles tropicales de México; Manual para la identificación de las principales especies. (2ª ed.). México: UNAM/FCE. 521 p.

Pennington, R.T., Prado, D.E., y Pendry, C.A. (2000). Neotropical seasonally dry forest and Quaternary vegetation changes. Journal of Biogeography, 27, 261-273.

Peres, Â.P., Machado, J. da C., Chitarra, A.B., y Lima L.C. de O. (2000). Perfil enzimático de fungos associados à podridão peduncular do mamão. Ciência Agrotécnica, 24, (1), 295-299.

Perry, D.A., Amaranthus, M.P., Borchers, S.L., y Brainerd, R.E. (1989). Bootstrapping in ecosystems: Internal interactions largely determine productivity and stability in biological systems with strong positive feedback. Bioscience, 39, 230-237.

Perry, D.A., Bell, T., y Amaranthus, M.P. (1992). Mycorrhizal fungi in mixed species forests and other tales of positive feedback, redundancy and stability. En: M.G. Cannell, D.C. Malcolm y P.A. Roberts (Eds.). The ecology of mixed species stands of trees (British Ecology Society, Special Publication no. 11) (pp. 151-179). Blackwell, Oxford.

Peterson, R.L., y Farquhar, M.L. (1994). Mycorrhizas-integrated development between roots and fungi. Mycologia, 86 (3), 311-326.

Pfeffer, P.E., Douds, D.D., Bécard, G., y Shachar-Hill, Y. (1999). Carbon uptake and the metabolism and transport of lipids in an arbuscular mycorrhiza. Plant Physiology, 120, 587-598.

Phillips, J.M. y Hayman, D.S. (1970). Improved procedures for clearing roots and staining parasitic and vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi for rapid assessment of infection. Transactions of The British Mycological Society, 55, 158-160.

Pinior, A., Wyss, U., Piché, Y., y Vierheilig, H. (1999). Plants colonized by AM fungi regulate further root colonization by AM fungi through altered root exudation. Canadian Journal of Botany, 77 (6), 891-897.

Pirozynski, K.A., y Malloch, D.W. (1975). The origin of land plants: A matter of mycotrophism. Biosystems, 6, 153-164.

Plenchette, C., Fortin, J.A., y Furlan, V. (1983). Growth response of several plant species to mycorrhizae in a soil of moderate P-fertility; I. Mycorrhizal dependency under field conditions. Plant and Soil, 70, 199-209.

Potts, M. (1994). Dessication tolerance of prokaryotes. Microbiological Reviews, 58, 755-805.

Pringle, A., Moncalvo, J.M., y Vilgalys, R. (2000). High levels of variation in ribosomal DNA sequences within and among spores of a natural population of the arbuscular mycorrhizal fungus Acaulospora colossica. Mycologia, 92, 259–268.

Pringle, A., y Bever, J.D. (2002). Divergent phenologies may facilitate the coexistence of arbuscular mycorrhizal fungi in North Caroline. American Journal of Botany, 89 (9), 1439-1446.

Pritchett, W.L., y Fisher, R.F. (Eds.) (1987). Properties and management of forest soils. (2nd ed.). New York (USA): John Wiley & Sons. 494 p.

188

Rabatin, S.C., y Stinner, B.R. (1988). Indirect effects of interactions between VAM fungi and soil-inhabiting invertebrates on plant processes. Agriculture, Ecosystems and Environment, 24, 135-146.

Rajan, S.K., Reddy, B.J.D., y Bagyaraj, D.J. (2000). Screening of arbuscular mycorrhizal fungi for their symbiotic efficiency with Tectona grandis. Forest Ecology and Management, 126, 91-95.

Rajapakse, S., y Miller, J.C. (1994). Methods for studying vesicular-arbuscular mycorrhizal root colonization and related root physical properties. En: J.R. Norris, D. Read y A.K. Varma (Eds.). Techniques for mycorrhizal research: Methods in microbiology (pp. 761-776). San Diego (USA): Academic Press.

Ramirez, B.N., Mitchell, D.J., y Schenck, N.C. (1975). Establishment and growth effects of three vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi on papaya. Mycologia, 67, 1039-1041.

Ramírez C., C. (1991). Plantas de la región náhuatl del centro de Guerrero. México: Centro de Investigaciones y Estudios Superiores en Antropología Social (CIESAS). 340 p.

Rausch, C., Daram, P., Brunner, S., Jansa, J., Laloi, M., Leggewie, G., Amrhein, N., y Bucher, M. (2001). A phosphate transporter expressed in arbuscule-containing cells in potato. Nature, 414, 462-466.

Ravikumar, R., Ananthakrishnan, G., Appasamy, T., y Ganapathi, A. (1997). Effect of endomycorrhizae (VAM) on bamboo seedling growth and biomass productivity. Forest Ecology and Management, 98, 205-208.

Ravnskov, S., y Jakobsen, I. (1995). Functional compatibility in arbuscular mycorrhizas measured as hyphal P transport to the plant. New Phytologist, 129, 611-618.

Ravnskov, S., Larsen, J., Olsson, P.A., y Jakobsen, I. (1999). Effects of various organic compounds on growth and phosphorus uptake of an arbuscular mycorrhizal fungus. New Phytologist, 141, 517-524.

Read, D.J. (1991). Mycorrhizas in ecosystems. Experientia, 47, 376-391. Read, D.J. (1994). Plant microbe mutulisms and community structure. En: E.D.

Schulze y H.A. Mooney (Eds.). Biodiversity and Ecosystem Function (pp. 181-209). Berlin: Springer Verlag.

Read, D.J. (1998). Biodiversity: Plants on the web. Nature, 396, 22–23. Redecker, D. (2002). Molecular identification and phylogeny of arbuscular mycorrhizal

fungi. Plant and Soil, 244, 67–73. Redecker, D., Morton, J.B., y Bruns, T.D. (2000 a). Ancestral lineages of arbuscular

mycorrhizal fungi (Glomales). Molecular Phylogenetics and Evolution, 14 (2), 276–284.

Redecker, D., Kodner, R., y Graham, L.E. (2000 b). Glomalean fungi from the Ordovician. Science, 289, 1920-1921.

Redhead, J.F. (1980). Mycorrhiza in natural tropical forest. En: P. Mikola (Ed.). Tropical Mycorrhiza Research (pp. 127-142). Oxford: Clarendon Press.

Reich, P.B., y Borchert, R. (1988). Changes with leaf age in stomatal function and water status of several tropical tree species. Biotropica, 20, 60-69.

189

Reid, C.P. (1997). Function of mycorrhizas in soil. En: A. Reidacher y G. Gagnaire-Michard (Eds.). Root physiology and symbiosis (pp. 392-408). France: Nancy.

Remy, W., Taylor, T.N., Hass, H., y Kerp, H. (1994). Four hundred million year old vesicular-arbuscular mycorrhizae. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 91, 11841-11843.

Requena, N., Jiménez, I., Toro, M., y Barea, J.M. (1997). Interactions between plant-growth-promoting rhizobacteria (PGPR), arbuscular mycorrhizal fungi and Rhizobium spp. in the rhizosphere of Anthyllis cytisoides, a model legume for revegetation in mediterranean semi-arid ecosystems. New Phytologist, 136, 667-677.

Requena, N., Mann, P., Hampp, R., y Franken, P. (2002). Early developmentally regulated genes in the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus mosseae: Identification of GmGIN1, a novel gene with homology to the C-terminus of metazoan hedgehog proteins. Plant and Soil, 244, 129–139.

Richardson, D.M., Allsopp, N., D’Antonio, C.M., Milton, S.J., y Rejmánek, M. (2000). Plant invasions- the role of mutualism. Biological Reviews, 75, 65-93.

Ricker, M., y Daly, D.C. (Eds.). (1998). Botánica económica en bosques tropicales: Principios y métodos para su estudio y aprovechamiento. México: DIANA. 293 p.

Rillig, M.C., Wright, S.F., Nichols, K.A., Schmidt, W.F., y Torn, M.S. (2001). Large contribution of arbuscular mycorrhizal fungi to soil carbon pools in tropical forest soils. Plant and Soil, 233, 167–177.

Rincón, E., Álvarez A., M., González D., G., Huante, P., y Hernández R., A. (1999). Restauración de selvas bajas caducifolias. Gaceta Ecológica, 53, 62-71.

Rivas R., M., y Warner, J. (2000). Los hongos que alimentan a las orquídeas. Obtenido en la Red Mundial el 8 de agosto de 2001. http://www. uned. ac.cr/ ciac/ naturaleza/los.html

Rodman, J.E. (1991 a). A taxonomic analysis of glucosinloate-producing plants, part 2: Cladistics. Systematic Botany, 16 (4), 619-629.

Rodman, J.E. (1991 b). A taxonomic analysis of glucosinloate-producing plants, part 2: Phenetics. Systematic Botany, 16 (4), 598-618.

Rodman, J.E., Soltis, P.S., Soltis, D.E., Sytsma, K.J., y Karol, K.G. (1998). Parallel evolution of glucosinolate biosynthesis inferred from congruent nuclear and plastid gene phylogenies. American Journal of Botany, 85 (7), 997-1006.

Rojas W., A.J. (1999). Jardines naturales: Flora silvestre del estado de México. México: Instituto Mexiquense de Cultura. 121 p.

Rosendahl, S., y Sen, R. (1994). Isozyme analysis of mycorrhizal fungi and their mycorrhiza. En: J.R. Norris, D. Read y A.K. Varma (Eds.). Techniques for mycorrhizal research: Methods in microbiology (pp. 629-654). San Diego (USA): Academic Press.

Rosenstein, E. (1998). Diccionario de especialidades agroquímicas. (8a. ed.). Ediciones PLM, México. 1288 p.

Rosewarne, G.M., Barrer, S.J., Smith, S.E., Smith, F.A., y Schachtman, D.P. (1999). A Lycopersicon esculentum phosphate transporter (LePT1) involved in phosphorus uptake from a vesicular-arbuscular mycorrhizal fungus. New Phytologist, 144, 507-516.

190

Rovira, A.D., y Bowen, G.D. (1966). The effects of microorganisms upon plant growth. II. Detoxication of heat sterilized soils by fungi and bacteria. Plant and Soil, 25, 129-141.

Ruiz-Lozano, J.M., Azcón, R. y Gómez, M. (1995). Effects of arbuscular-mycorrhizal Glomus species on drought tolerance: Physiological and nutritional plant responses. Applied and Environmental Microbiology, 61 (2), 456-460.

Ruiz-Lozano, J.M., y Azcón, R. (2000). Symbiotic efficiency and infectivity of an autochthonous arbuscular mycorrhizal Glomus sp. from saline soils and Glomus deserticola under salinity. Mycorrhiza, 10, 137-143.

Rzedowski, J. (1991 a). Diversidad y orígenes de la flora fanerogámica de México. Acta Botánica de México, 14, 3-21.

Rzedowski, J. (1991 b). El endemismo en la flora fanerogámica de México: Una apreciación analítica preliminar. Acta Botánica de México, 15, 47-64.

Rzedowski, J. (1998). Vegetación de México. México: LIMUSA. 432 p. Rzedowski, J. y M. Equihua (1987). Atlas cultural de México; Flora. México: Secretaría

de Educación Pública/Instituto Nacional de Antropología e Historia/Grupo Editorial Planeta. 222 p.

Sabogal, C. (1992). Regeneration of tropical dry forest in Central America with examples from Nicaragua. Journal of Vegetation Science, 3, 407-416.

Safir, G.R., J.S. Boyer, y J.W. Gerdemann (1971). Mycorrhizal enhancement of water transport in soybean. Science, 172, 581-583.

Sahai, S. (1999). Biotechnology capacity of LDCs in the Asian Pacific Rim. AgBioForum, 2 (3-4), 189-197.

Samson, J.A. (1986). Tropical fruits. (2nd ed.). Essex (England): Longman Scientific & Technical. 335 p.

Sanders, F.E., y Sheikh, N.A. (1983). The development of vesicular-arbuscular mycorrhizal infection in plant roots systems. Plant and Soil, 71, 223-246.

Sanders, I.R., y Fitter, A.H. (1992 a). The ecology and functioning of vesicular-arbuscular mycorrhizas in co-existing grassland species. I. Seasonal patterns of mycorrhizal ocurrence and morphology. New Phytologist, 120, 517-524.

Sanders, I.R., y Fitter, A.H. (1992 b). The ecology and functioning of vesicular-arbuscular mycorrhizas in co-existing grassland species. II. Nutrient uptake and growth of vesicular-arbuscular mycorrhizal plants in a semi-natural grassland. New Phytologist, 120, 525-533.

Sanders, I.R., Clapp, J.P., y Wiemken, A. (1996). The genetic diversity of arbuscular mycorrhizal fungi in natural ecosystems -a key to understanding the ecology and functioning of the mycorrhizal symbiosis. New Phytologist, 133, 123-134.

Sanginga, N., Carsky, R.J., y Dashiell, K. (1999). Arbuscular mycorrhizal fungi respond to rhizobial inoculation and cropping system in farmers´ fields in the Guinea savanna. Biology and Fertility of Soils, 30, 179-186.

Santos, B.A., Maia, L.C., Cavalcante, U.M.T., Correia, M.T.S., y Coelho, L.C.B.B. (2001). Effect of arbuscular mycorrhizal fungi and soil phosphorus level on expression of protein and activity of peroxidase on passion fruit roots. Brazilian Journal of Biology, 61 (4), 693-700.

191

SARH (Secretaría de Agricultura y Recursos Hidráulicos) (1994). Los bosques de México. México: Subsecretaría Forestal y de Fauna Silvestre (SARH). 187 p.

Selosse, M-A., y Le Tacon, F. (1998). The land flora: A phototroph-fungus partnership? Tree, 13 (1), 15-20.

Schachtman, D.P., Reid, R.J., y Ayling, S.M. (1998). Phosphorus uptake by plants: From soil to cell. Plant Physiology, 116, 447-453.

Schenck, N.C. y Smith, G.S. (1982). Additional new and unreported species of mycorrhizal fungi (Endogonaceae) from Florida. Mycologia, 74, 77-92.

Schenck, N.C., y Pérez, Y. (1990). Manual for the identification of mycorrhizal fungi (3th ed.). Gainsville (USA): Synergistic Publications. 286 p.

Schubert, A., y Hayman, D.S. (1986). Plant growth responses to vesicular-arbuscular mycorrhiza. XVI. Effectiveness of different endophytes at different levels of soil phosphate. New Phytologist, 103, 79-90.

Schüßler, A., Schwarzott, D., y Walker, C. (2001) A new fungal phylum, the Glomeromycota: Phylogeny and evolution. Mycological Research, 105 (12), 1413-1421.

Schüepp, H., Bodmer, M., y Miller, D.D. (1994). A cuvette system designed to enable monitoring of growth and spread of hyphae of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi external to plant roots. En: J.R. Norris, D. Read y A.K. Varma (Eds.). Techniques for mycorrhizal research: Methods in microbiology (pp. 527-536). San Diego (USA): Academic Press.

Schwab, S.M., y Leonard, R.T. (1984). Quantitative and qualitative comparison of root exudates of mycorrhizal and nonmycorrhizal plant species. Canadian Journal of Botany, 62, 1227-1231.

Schwab, S.M., Menge, J.A., y Tinker, P.B. (1991). Regulation of nutrient transfer between host and fungus in vesicular-arbuscular mycorrhizas. New Phytologist, 117, 387-398.

Scullion, J., Eason, W.R., y Scott, E.P. (1998). The effectivity of arbuscular mycorrhizal fungi from high input conventional and organic grassland and grass-arable rotations. Plant and Soil, 204, 243-254.

SEMARNAT (Secretaría de Medio Ambiente, Recursos Naturales y Pesca) (2000). Proyecto de Norma Oficial Mexicana PROY-NOM-021-RECNAT-2000 que establece las especificaciones de fertilidad, salinidad y clasificación de suelos; Estudios, muestreo y análisis.

Shachar-Hill, Y., Pfeffer, P.E., Douds, D., Osman, S.F., Doner, R.W., y Ratcliffe, R.G. (1995). Partitioning of intermediary carbon metabolism in vesicular-arbuscular mycorrhizal leek. Plant Physiology, 108, 7-15.

Sharp, R.E., y Davies, W.J. (1979). Solute regulation and growth by roots and shoots of water stressed maize plants. Planta, 147, 43-50.

Sieverding, E. (1989). Ecology of VAM fungi in tropical agroecosystems. Agriculture, Ecosystems and Environment, 29, 369-390.

Sieverding, E. (1991). Vesicular-arbuscular mycorrhiza management in tropical agrosystems. Germany: G.T.Z. 371 p.

192

Siqueira, J.O. (1986). Projecto endomicorrizas nos trópicos (Reporte técnico, parte II). Lavras, Brazil: Ministério da Educaçao, Escola Superior de Agricultura de Lavras, Departamento de Ciencia do Solo.

Siqueira, J.O., Safir, G.R., y Nair, M.G. (1991). Stimulation of vesicular-arbuscular micorriza formation and growth of white clover by flavonoid compounds. New Phytologist, 118, 87-93.

Siqueira, J.O.; y Saggin-Júnior, O.J. (1995). The importance of mycorrhizae association in natural in low fertility. En: A.T. Machado, R. Magnavaca, S. Pandey, y A.F. Silva (Eds.). Proceedings of the International Symposium on Environmental Stress: Maize in perspective (pp. 240-280). Brazil, EMBRAPA/CNPMS.

Siqueira, J.O., y Moreira, E.M.S. (1997). Microbial populations and activities in highly-weathered acidic soils: Highlights of the Brazilian research. En: A.C. Moniz, A.M.C. Furlani, R.E. Schaeffert, N.K. Gageria, C.A. Rosolem, y H. Cantarella (Eds.). Proceedings of the 4th International Symposium on Plant-Soil Interactions at Low pH (pp. 139-156). Brazil, Brazilian Soil Science Society.

Siqueira, J.O., Carbone C., M.A., Curi, N., Silva R., S.C. da, y Davide, A.C. (1998). Mycorrhizal colonization and mycotrophic growth of native woody species as related to successional groups in southeastern Brazil. Forest, Ecology and Management, 107, 241-252.

Siqueira, J.O., y Saggin-Júnior, O.J. (2001). Dependency on arbuscular mycorrhizal fungi and responsiveness of some Brazilian native woody plants. Mycorrhiza, 11, 245-255.

Simon, L., Bousquet, J., Lévesque, R.C., y Lalonde, M. (1993). Origin and diversification of endomycorrhizal fungi and coincidence with vascular land plants. Nature, 363, 67-69.

Skene, K.R., Sprent, J.I., y Ong, C.K. (1996). Cluster roots of Grevillea robusta – foragers or scavengers. Agroforestry Today, 8 (2), 11-12.

Slezack, S., Dumas-Gaudot, E., Rosendahl, S., Kjøller, R., Paynot, M., Negrel, J., y Gianinazzi, S. (1999). Endoproteolytic activities in pea roots inoculated with the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus mosseae and/or Aphanomyces euteiches in relation to bioprotection. New Phytologist, 142, 517-529.

Smith, S.E., y Smith, F.A. (1990). Structure and function of the interfaces in biotrophic symbioses as they relate to nutrient transport. New Phytologist, 114, 1-38.

Smith, S.E., Gianinazzi-Pearson, V., Koide, R., y Cairney, J.W.G. (1994). Nutrient transport in mycorrhizas: Structure, physiology and consequences for efficiency of the symbiosis. Plant and Soil, 159, 103-113.

Smith, S.E., y Read, D.J. (Eds.). (1997). Mycorrhizal symbiosis (2nd ed.). San Diego (USA): Academic Press. 605 p.

Smith, F.A., Jakobsen, I., y Smith, S.E. (2000). Spatial differences in acquisition of soil phosphate between two arbuscular mycorrhizal fungi in symbiosis with Medicago truncatula. New Phytologist, 147, 357-366.

193

Solaiman, M.Z., e Hirata, H. (1997). Effect of arbuscular mycorrhizal fungi inoculation of rice seedlings at the nursery stage upon performance in the paddy field and greenhouse. Plant and Soil, 191, 1-12.

Solaiman, M.Z., Ezawa, T., Kojima, T., y Saito, M. (1999). Polyphosphates in intraradical and extraradical hyphae of an arbuscular mycorrhizal fungus, Gigaspora margarita. Applied and Environmental Microbiology, 65 (12), 5604-5606.

Solares A., F. (1991). Distribución, abundancia y características tecnológicas de 10 especies de la selva baja caducifolia del estado de Morelos. En: A. González P., M. Salinas S., C. León S., y M. Frías L. (Eds.). Primeras Jornadas de investigación en el estado de Morelos (pp. 167-198). México: Centro Regional de Investigaciones Multidisciplinarias de la Universidad Nacional Autónoma de México.

Soriano, M., Cruz, M.T., Bustamante, Y., del Castillo, L.M., y Castañeda-Agulló, M. (1975). Proteinasas de plantas mexicanas: III. Mexicaína, preparación y caracterización. Revista Latinoamericana de Química, 6, 143-151.

Soto E., M. y García, E. (1989). Atlas climático del Estado de Veracruz. Instituto de Ecología, Xalapa, Veracruz, México. 125 p. (Publicación No. 25).

Soto E., M., Gómez-Pompa, A., y Giddings, L. (1999). Bioclimatología de Flora de Veracruz: Vol. 2. Fascículos 12 al 21 (pp. 271-275). México: Instituto de Ecología/University of California, Riverside (USA).

Souza N., N. (1935). Curso de botánica (3ª. ed.). México: Editorial Patria. 289 p. Souza N., N. (1945). Apuntes relativos a la Flora de Yucatán. México: Instituto

Técnico Agrícola Henequenero. 73 p. Spaargaren, O.C. (Comp. y Ed.) (1994). World Reference Base for Soil Resources.

Internacional Society of Soil Science (ISSS)-International Soil Reference and Information Centre (ISRIC)-Food and Agriculture Organization of the United Nations (FAO). Wageningen: The Netherlands.

SPP (Secretaría de Programación y Presupuesto) (1981). Carta edafológica (Mérida), escala 1:1 000 000. México: SPP.

Srivastava, S.C. (1992). Influence of soil properties on microbial C, N, and P in dry tropical ecosystems. Biology and Fertility of Soils, 13, 176-180.

Stahl, P.D., y Christensen, M. (1982). Mycorrhizal fungi associated with Bouteloua and Agropyron in Wyoming sagebrush-grasslands. Mycologia, 74, 877-885.

Stanley, M.R., Koide, R.T., y Shumway, D.L. (1993). Mycorrhizal symbiosis increases growth, reproduction and recruitment of Abutilon theophrasti Medic. in the field. Oecología, 94, 30-35.

Streitwolf-Engel, R., Boller, T., Wiemken, A., y Sanders, I. R. (1997). Clonal growth traits of two Prunella species are determined by co-occurring arbuscular mycorrhizal fungi from a calcareous grassland. Journal of Ecology, 85, 181–191.

St. John, T. (1980). Uma lista de espécies de plantas tropicais brasileiras naturalmente infectadas com micorriza vesicular-arbuscular. Acta Amazonica, 10 (1), 229-234.

194

St. John, T. (1996 a). Arbuscular mycorrhizal inoculation in nursery practice. National

Proceedings, Forest and Conservation Nursery Associations 1996. Obtenido en la Red Mundial el 17 de abril de 2001. http://www.na.fs.fed.us/spfo/ rngr/pubs/np96/arbus.htm

St. John, T. (1996 b). Mycorrhizal inoculation: Advice for growers & restorationists. Hortus West, 7 (2) 1-4.

St. John, T. (1998). Mycorrhyzal inoculation in habitat restoration. Land and Water, 42 (5), 17-19.

St. John, T. (2000). The instant expert guide to mycorrhiza: The connection for functional ecosystems. Obtenido en la Red Mundial el 25 de agosto de 2003. http://www.mycorrhiza.org/EXPERTflat.PDF

St. John, T., y Koske, R.E. (1988). Statistical treatment of endogonaceous spore counts. Transactions of The British Mycological Society, 91, 117-121.

Stubblefield, S.P., Taylor, T.H., y Trappe, J.M. (1987). Vesicular-arbuscular mycorrhizae from the Triassic of Antartica. American Journal of Botany, 74 (12), 1904-1911.

Subramanian, K.S., Charest, C., Dwyer, L.M., y Hamilton, R.I. (1996). Effects of arbuscular mycorrhizae on leaf water potential, sugar content, and P content during drought and recovery of maize. Canadian Journal of Botany, 75, 1582-1591.

Swift, C.E. (2002). Mycorrhiza and soil phosphorus levels. Obtenido en la Red Mundial el 14 de noviembre de 2002. http://www.colostate.edu/Depts/CoopExt/ TRA/PLANTS/index.html

Sylvia, D.M. (1988). Growth response of native woody plants to inoculation with Glomus species in phosphate mine soil. Soil and Crop Science Society of Florida Proceedings, 47, 60-63.

Sylvia, D.M. (1989). Nursery inoculation of sea oats with vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi and outplanting performance on Florida beaches. Journal of Coastal Research, 5 (4), 747-754.

Sylvia, D.M. (1990). Distribution, structure, and function of external hyphae of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. En: J.R. Box Jr. y L.C. Hammond (Eds.). Rhizosphere dynamics (pp. 144-167). Selected Symposium by the American Association for the Advancement of Science, U.S.A.

Sylvia, D.M. (1992). Quantification of external hyphae of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. Methods in Microbiology, 24, 53-78.

Sylvia, D.M. (1994). Vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. En: S. Angle, P. Bottomley, D. Bezdiecek, S. Smith, y R.W. Weaver (Eds.). Methods of soil analysis, Part 2. Microbiological and biochemical properties (pp. 351-378). Soil Science Society of America, Madison, WI. (SSSA Book Series, no. 5).

Sylvia, D.M. (1998). Mycorrhizal symbioses. En: D.M. Sylvia, J.F. Fuhrmann, P.G. Hartel, y D.A. Zuberer (Eds.). Principles and applications of soil microbiology (pp. 408-426). New Jersey (USA): Prentice Hall.

195

Sylvia, D.M. (1999). Fundamentals and applications of arbuscular mycorrhizae: A “biofertilizer” perpective. En: J.O. Siqueira, F.M.S. Moreira, A.S. Lopes, L.R.G. Guilherme, V. Faquin, A.E. Furtini Neto, y J.G. Carvalho (Eds.). Soil fertility, soil biology, and plant nutrition interrelationships (pp. 705-723). Lavras (Brasil): Brazilian Soil Science Society/ Federal University of Lavras/ Soil Science Department (SBCS/UFLA/DCS).

Sylvia, D.M., y Williams, S.E. (1992). Vesicular-arbuscular mycorrhizae and environmental stress. En: G.J. Bethlenfalvay y R.G. Linderman (Eds.). Mycorrhizae in sustainable agriculture (ASA, Special Publication no. 54) (pp. 101-124). American Society of Agronomy, Madison, WI, U.S.A.

Sylvia, D.M., Wilson, D.O., Graham, J.H., Maddox, J.J., Millner, P.D., Morton, J.B., Skipper, H.D., Wright, S.F., y Jarstfer, A.G. (1993 a). Evaluation of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi in diverse plants and soils. Soil Biology and Biochemistry, 25 (6), 705-713.

Sylvia, D.M., Hammond, L.C., Bennett, J.M., Haas, J.H., y Linda, S.B. (1993 b). Field response of maize to a VAM fungus and water management. Agronomy Journal, 85 (2), 193-198.

Sylvia, D.M., Alagely, A.K., Chellemi, D.O., y Demchenko, L.W. (2001). Arbuscular mycorrhizal fungi influence tomato competition with bahiagrass. Biology and Fertility of Soils, 34, 448-452.

Takhtajan, A. (1997). Diversity and classification of flowering plants. New York: Coluimbia University Press. 643 p.

Talukdar, N.C. (1993). Occurrence and significance of vesicular-arbuscular mycorrhizae in Saskatchewan soils and field crops. Doctoral of Philosophy thesis. University of Saskatchewan, Departament of Soil Science, Canada. 189 p.

Talukdar, N.C., y Germida, J.J. (1993). Occurrence and isolation of vesicular-arbuscular mycorrhizae in cropped field soils of Saskatchewan, Canada. Canadian Journal of Microbiology, 39, 567-575.

Tawaraya, K., Watanabe, S., Yoshida, E., y Wagatsuma, T. (1996). Effect of onion (Allium cepa) root exudates on the hyphal growth of Gigaspora margarita. Mycorrhiza, 6, 57-59.

Tawaraya, K., Hashimoto, K., y Wagatsuma, T. (1998). Effect of root exudate fractions from P-deficient and P-sufficient onion plants on root colonization by the arbuscular mycorrhizal fungus Gigaspora margarita. Mycorrhiza, 8, 67-70

Tawaraya, K., Imai, T., y Wagatsuma, T. (1999). Importance of root length in mycorrhizal colonization of Welsh onion. Journal of Plant Nutrition, 22 (3), 589-596.

Taylor, J.E., Hyde, K.D., y Jones, E.B.G. (1999). Endophytic fungi associated with the temperate palm, Trachycarpus fortunei, within and outside its natural geographic range. New Phytologist, 142, 335-346.

Tester, M., Smith, S.E., y Smith, F.A. (1987). The phenomenon of "nonmycorrhizal" plants. Canadian Journal of Botany, 65, 419-431.

Thingstrup, I. (1998). Effect of soil P levels on mycorrhiza functioning. En: The Royal Swedish Academy of Agriculture and Forestry Library (Ed.). Phosphorus balance and utilization in agriculture – towards sustainability Workshop (pp. 121-123). Stockholm, Sweden.

196

Thomson, B.D., Robson, A.D., y Abbott, L.K. (1986). Effects of phosphorus on the formation of mycorrhizas by Gigaspora calospora and Glomus fasciculatum in relation to root carbohydrates. New Phytologist, 103, 751-765

Tibbett, M. (2000). Roots, foraging and the explotation of soil nutrient patches: The role of mycorrhizal symbiosis. Functional Ecology, 14, 397-399.

Tinker, P.B., Durall, D.M., y Jones, M.D. (1994). Carbon use efficiency in mycorrhizas: Theory and sample calculations. New Phytologist, 128, 115-122.

Tisdall, J.M. (1994). Possible role of soil microorganisms in aggregation in soils. Plant and Soil, 159, 115-121.

Tisserant, B., Brenac, V., Requena, N., Jeffries, P., y Doodd, J.C. (1998). The detection of Glomus spp. (arbuscular mycorrhizal fungi) forming mycorrhizas in three plants, at different stages of seedling development, using mycorrhizas-specific isozymes. New Phytologist, 138, 225-239.

Titus, J.H., y del Moral, R. (1998). The role of mycorrhizal fungi and microsites in primary succession on Mount St. Helens. American Journal of Botany, 85 (3), 370-375.

Titus, J.H., y Leps, J. (2000). The response of arbuscular mycorrhizae to fertilization, mowing, and removal of dominant species in a diverse oligotrophic wet meadow. American Journal of Botany, 87 (3), 392-401.

Tiwari, P., y Adholeya, A. (2002). In vitro co-culture of two AMF isolates Gigaspora margarita and Glomus intraradices on Ri T-DNA transformed roots. FEMS Microbiology Letters, 206, 39-43.

Toledo M., V.M. (1976). Las estrategias adaptativas de las plantas de selvas tropicales: Una revisión. En: A. Gómez-Pompa, C. Vázquez-Yanes, S. del Amo R. y A. Butanda C. (Eds.). Investigaciones sobre la regeneración de selvas altas en Veracruz, México (pp. 566-593). México: CECSA.

Toledo, V.M., Carabias, J., Toledo, C., y González-Pacheco, C. (1993). La producción rural en México: Alternativas ecológicas. México: Fundación Universo Veintiuno/Prensas Ciencias, UNAM (Méx.). 402 p.

Tommerup, I.C. (1988). The vesicular-arbuscular mycorrhizas. Advances in Plant Pathology, 6, 81-91.

Tookey, H.L., y Gentry, H.S. (1969). Proteinase of Jarilla chocola, a relative of papaya. Phytochemistry, 8, 989-991.

Toro, M., Azcón, R., y Barea, J.M. (1997). Improvement of arbuscular mycorrhiza development by inoculation of soil with phosphate-solubilizing rhizobacteria to improve rock phosphate bioavailability (32P) and nutrient cycling. Applied and Environmental Microbiology, 63 (11), 4408-4412.

Toro, M., Alba, A., Casanova, E., y Salas, A. (2000). Estudio de la microflora solubilizadora de fosfatos y de las micorrizas arbusculares en una sabana de El Sombrero, Estado Guárico. Acta Biológica Venezuélica, 20 (1), 29-35.

Torres-Barragán, A., Zavaleta-Mejía, E., González-Chávez, C., y Ferrera-Cerrato, R. (1996). The use of arbuscular mycorrhizae to control onion white rot (Sclerotium cepivorum Berk.) under field conditions. Mycorrhiza, 6, 253-257.

197

Trappe, J.M. (1977). Three new Endogonaceae: Glomus constrictus, Sclerocystis clavispora, and Acaulospora scrobiculata. Mycotaxon, 6, 359-366.

Trejo V., R.I. (1995). Características del medio físico de la selva baja caducifolia en México. Investigaciones Geográficas, 4, 95-110.

Trejo V., R.I. (1998). Distribución y diversidad de selvas bajas de México: Relaciones con el clima y el suelo. Tesis doctoral. Facultad de Ciencias, UNAM, México. 210 p.

Trejo V., R.I. (1999). El clima de la selva baja caducifolia en México. Investigaciones Geográficas, 39, 40-52.

Trejo, I., y Dirzo, R. (2000). Deforestation of seasonally dry tropical forest: A national and local analysis in Mexico. Biological Conservation, 94, 133-142.

Troeh, Z.I., y Loynachan, T.E. (2003). Endomycorrhizal fungal survival in continuous corn, soybean, and fallow. Agronomy Journal, 95, 224-230.

Trufem, S.F.B., y Bononi, V.L.R. (1985). Micorrizas vesículo-arbusculares de culturas introduzidas em áreas de cerrado. Rickia, 12, 165-187.

Tsimilli-Michael, M., Eggenberg, P., Biro, B., Köves-Pechy, K., Vörös, I., y Strasser, R.J. (2000). Synergistic and antagonistic effects of arbuscular mycorrhizal fungi and Azospirillum and Rhizobium nitrogen-fixers on the photosynthetic activity of alfalfa, probed by the polyphasic chlorophyll a fluorescence transient O-J-I-P. Applied Soil Ecology, 15, 169–182.

Valencia F., S., González C., J., Frías H., J.T., Salas G., M.E., Calleros, G.V., Olalde-Portugal, V., y Davies Jr., F.T. (2000). Influencia de Glomus fasciculatum en el intercambio de gases y calidad de tubérculos de papa (Solanum tuberosum L.). En: A. Alarcón y R. Ferrera-Cerrato (Eds.). Ecología, fisiología y biotecnología de la micorriza arbuscular (pp. 162-169). México: Mundi Prensa.

Valentine, A.J., Osborne, B.A., y Mitchell, D.T. (2001). Interactions between phosphorus supply and total nutrient availability on mycorrhizal colonization, growth and photosynthesis of cucumber. Scientia Horticulturae, 88, 177-189.

van der Heijden, M.G.A., Klironomos, J.N., Ursic, M., Moutoglis, P., Streitwolf-Engel, R., Boller, T., Wiemken, A., y Sanders, I.R. (1998 a). Mycorrhizal fungal diversity determines plant biodiversity, ecosystem variability and productivity. Nature, 396, 69-72.

van der Heijden, M.G.A., Boller, T., Wiemken, A., y Sanders, I.R. (1998 b). Different arbuscular mycorrhizal fungal species are potential determinants of plant community structure. Ecology 79 (6), 2082-2091.

van der Heijden, E.W., y Kuyper, T.W. (2001). Does origin of mycorrhizal fungus or mycorrhizal plant influence effectiveness of the mycorrhizal symbiosis?. Plant and Soil, 230, 161-174.

van der Heijden, M.G.A., Wiemken, A., y Sanders, I.R. (2003). Different arbuscular mycorrhizal fungi alter coexistence and resource distribution between co-occurring plant. New Phytologist, 157, 569-578.

Varela F., L. (2000). Estudio de la micorriza y hongos micorrizógenos en un matorral secundario establecido en el Cerro de Tepeticpac, Tlaxcala, México. Tesis doctoral. Instituto Politécnico Nacional, Escuela Nacional de Ciencias Biológicas, México. 101 p.

198

Varela F., L., y Trejo, D. (2001). Los hongos micorrizógenos arbusculares como componentes de la biodiversidad del suelo en México. Acta Zoológica Mexicana (nueva serie), no. especial 1, 39-51.

Varela, L., y Estrada-Torres, A. (1997). Diversity and potential use of mycorrhizae for sustainable development in Mexico. En: M.E. Palm e I.H. Chapela (Eds.). Mycology in sustainable development: Expanding concepts (pp. 174-182). North Carolina (USA): Parkway Publishers.

Vázquez G., J.A., y Cuevas G., R. (1995). Diversidad, estado, usos y conservación de la flora vascular de la Sierra de Manantlán. En: J.A. Vázquez G., R. Cuevas G., T.S. Cochrane, H.H. Iltis, F.J. Santana M., y L. Guzmán H. (Eds.). Flora de Manantlán: Plantas vasculares de la Reserva de la Biósfera Sierra de Manantlán Jalisco-Colima, México (pp. 61-71). USA: Botanical Research Institute of Texas.

Vázquez T., V., Zulueta R., R. y Lara M., C. (1992). Análisis de la flora de malezas del Campo Experimental La Bandera, municipio de Actopan, Ver. La Ciencia y el Hombre (Universidad Veracruzana), 11, 77-106.

Venedikian, N., Chiocchio, V.M., Martínez, M., y Godeas, A.M. (2002). Viabilidad de las esporas de Glomus intraradices en función de diferentes parámetros. En: G. Guzmán y G. Mata (Eds.). Resúmenes del IV Congreso Latinoamericano de Micología (p. 375). México: Xalapa, Veracruz.

Versaw, W.K., Chiou, T.-J., y Harrison, M.J. (2002). Phosphate transporters of Medicago trunculata and arbuscular mycorrhizal fungi. Plant and Soil, 244, 239-245.

Vestberg, M. (1995). Occurrence of some Glomales in Finland. Mycorrhiza, 5, 329-336.

Vierheilig, H., Bago, B., Albrecht, C., Poulin, M.J., y Piche, Y. (1998). Flavonoids and arbuscular mycorrhizal fungi. En: J. Manthey y B. Busling (Eds.). Flavonoids in the living system (pp. 9-33). New York (USA): Plenum.

Vierheilig, H., Bennett, R., Kiddle, G., Kaldorf, M., y Ludwing-Müller, J. (2000 a). Differences in glucosinolate patterns and arbuscular mycorrhizal status of glucosinolate-containing plant species. New Phytologist, 146, 343-352.

Vierheilig, H., Garcia-Garrido, J.M., Wyss, U., y Piché, Y. (2000 b). Systemic suppression of mycorrhizal colonization of barley roots already colonized by AM fungi. Soil Biology and Biochemistry, 32, 589-595.

Visvalingam, S, Honsi, T.G., y Bones, A.M. (1998). Sulphate and micronutrients can modulate the expression levels of myrosinases in Sinapis alba plants. Physiologia Plantarum, 104 (1), 30-37.

Walker, C. (1992). Systematics and taxonomy of the arbuscular endomycorrhizal fungi (Glomales) - a posible way forward. Agronomie, 12, 887-897.

Walker, C., y Trappe, J.M. (1993). Names and epithets in the Glomales and Endogonales. Mycological Research, 3, 339-344.

Walker, C., y Vestberg, M. (1994). A simple and inexpensive method for producing and maintaining closed pot cultures of arbuscular mycorrhizal fungi. Agricultural Science in Finland, 3, 233-240.

199

Wang, C. (1996). Response of papaya inoculated with mycorrhizal fungi to drought stress. ICOM 1, The First International Conference on Mycorrhiza. Berkeley, USA.

Wardle, D.A., Bonner, K.I., y Nicholson, K.S. (1997). Biodiversity and plant litter: Experimental evidence which does not support the view that enhanced species richness improves ecosystem function. Oikos, 79, 247–258.

Watkins, N.K., Fitter, A.H., Graves, J.D., y Robinson, D. (1996). Quantification using stable carbon isotopes of carbon transfer between C3 and C4 plants linked by common mycorrhizal network. Soil Biology and Biochemistry, 28, 471-477.

Watkinson, A.R. (1998). The role of the soil community in plant population dynamics. Tree, 13 (5), 171-172.

Wild, A. (1992). Condición del suelo y desarrollo de las plantas según Russell. (pp. 733-781). España: Mundi Prensa.

Wilhelm, S. (1973). Principles of biological control of soil-borne plant diseases. Soil Biology and Biochemistry, 5, 729-737.

Wilson, G.W.T., y Hartnett, D.C. (1997). Effects of mycorrhizae on plant growth and dynamics in experimental tallgrass prairie microcosms. American Journal of Botany, 84 (4), 478-482.

Wilson, G.W.T., y Hartnett, D.C. (1998). Interspecific variation in plant response to mycorrhizal colonization in tallgrass prairie. American Journal of Botany, 85 (12), 1732-1738.

Wilson, J.M., y Tommerup, I.C. (1992). Interactions between fungal symbionts: VA mycorrhizae. En: M.F. Allen (Ed.). Mycorrhizal functioning: An integrative plant-fungal process (pp. 199-248). New York: Chapman and Hall.

Wood, T., Nance, L., Jedrzejek, S., y Johnson, G. (1989). Use of VA mycorrhizal inoculum to improve growth of forest tree seedling in fumigated soil. En T.D. Landis (Tech. coord.). Intermountain Forest Nursery Association Proceedings (pp. 58-59).

Wright, S.F., y Upadhyaya, A. (1998). A survey of soils for aggregate stability and glomalin, a glycoprotein produced by hyphae of arbuscular mycorrhizal fungi. Plant and Soil, 198, 97-107.

Xavier, L.J.C., y Germida, J.J. (1999). Impact of human activities on mycorrhizae. En C.R. Bell, M. Brylinsky, y P. Johnson-Green (Eds.). Microbial Biosystems: New Frontiers (Proceedings of the 8th International Symposium on Microbial Ecology). Atlantic Canada Society for Microbial Ecology, Halifax, Canada.

Zangaro, W., Bononi, V.L.R., y Trufen, S.B. (2000). Mycorrhizal dependency, inoculum potential and habitat preference of native woody species in south Brazil. Journal of Tropical Ecology, 16, 603-622.

Zangaro, W., Nisizaki, S.M.A., Domingos, J.C.B., y Nakano, E.M. (2002). Micorriza arbuscular em espécies arbóreas nativas da bacia do rio Tibagi, Paraná. CERNE, 8 (1), 77-87.

Zhu, Y.G., Laidlaw, A.S., Christie, P., y Hammond, M.E.R. (2000). The specificity of arbuscular mycorrhizal fungi in perennial ryegrass-white clover pasture. Agriculture, Ecosystems and Environment, 71, 211-218.

200

Zulueta R., R. (1993). Atlas climático del municipio de Actopan (Estado de Veracruz). Instituto de Ecología A.C., Xalapa, Veracruz, México. 59 p. (Serie de Estudios Climáticos No. 20).

Zulueta R., R., Escalona A., M.A., y Trejo A., D. (1998). Importancia de la conservación de especies silvestres para el manejo de especies cultivadas: Jacaratia mexicana, estudio de un caso. En: Programa de Comunicación de la Ciencia y la Tecnología de la Coordinación General de Investigación y Estudios Avanzados de la Universidad Autónoma del Estado de México (Eds.). Memorias del Seminario Internacional sobre agrodiversidad campesina (pp. 148-155). Estado de México, México.

201

8. ANEXOS

ANEXO 1

Características macroscópicas y microscópicas de la madera de Jacaratia mexicana

Características macroscópicas de la madera de Jacaratia mexicana.

Color de la albura

Color del duramen

Lustre Textura Grano Dureza Otros Gravedad específica

Tejido blanquecino

--- --- --- --- Muy blanda

y acuosa

Prácticamente no hay madera

---

Fuente: Barajas-Morales y León (1989)

Características microscópicasŦ de la madera de Jacaratia mexicana

Vasos Parénquima axial Porosidad Diámetro(µm) Agrupación Tipo Distribución

Difusa 230 1, 2 y 3 Paratraqueal, apotraqueal

Vasicéntrico, bandas uniseriadas

Características microscópicas... (continuación)

Radios Tipo Series

Otros

Homocelulares 10 a + Sin fibras, parénquima axial Fuente: Barajas-Morales y León (1989).

Ŧ Terminología recomendada por el Comité de Nomenclatura de la Asociación Internacional de Anatomistas de la Madera (IAWA, 1957). IAWA, 1957. Committee on the Nomenclature; Multilingual glossary of terms used in wood anatomy. Tropical Woods,107, 1-36.

202

ANEXO 2

¿Qué es la Biblioteca Virtual (Consorcio de Bibliotecas del Sureste)? La Biblioteca Virtual es un conjunto de fuentes electrónicas de información que diariamente se actualiza y a través de ella es posible recuperar textos completos y citas referenciales de todas las áreas del conocimiento que provienen de miles de publicaciones académicas, arbitradas y de divulgación, las cuales se convierten en una herramienta capaz de hacernos entrever el estado actual del conocimiento generado hasta el momento en torno a un tema de investigación. Así, cualquier base de datos, centro de recursos o publicación electrónica disponible en las instalaciones del Instituto de Ecología A.C. (I. de E.) y/o en la Unidad de Servicios Bibliotecarios y de Información (USBI) de la Universidad Veracruzana (ambas ubicadas en la ciudad de Xalapa, Veracruz, México) puede ser consultada las 24 horas de los 365 días del año, entre ellas: Expanded Academic ASAP. Contiene 2,300 revistas académicas publicadas desde 1980 a la fecha, de las cuales 1,300 se encuentran en texto completo y con imágenes. Se actualiza diariamente y a la fecha tiene más de 8 millones de documentos (Se encontraba disponible en el I. de E.). CSA Complete Collection. Editor de bases de datos bibliográficas en ciencia y tecnología más prestigiado del mundo donde se pueden consultar datos con una amplia cobertura sobre ciencias biológicas, ingeniería y tecnología, medio ambiente y conferencias científicas, entre otras. Adicionalmente se tiene accesibilidad a dos bases de datos especializados: MEDLINE y TOXLINEŦ (Se encontraba disponible en el I. de E.). American Chemical SocietyŦŦ. Sociedad científica más grande del mundo y editor más importante de información en el área de la química. Su División de Publicaciones edita más de 30 títulos de revistas, las más citadas y las de mayor factor de impacto en sus respectivas categorías, de las cuales 14 ocupan el primer lugar en 24 áreas temáticas disponibles en texto completo y ligas a sitios importantes a nivel mundial, entre los que destaca el ChemPort (División de Publicaciones de American Chemical Society) (Se encontraba disponible en el I. de E. y en la USBI). Academic Search Elite. Contiene índices y resúmenes desde 1984 para más de 2 750 títulos de publicaciones en diversas disciplinas académicas, entre ellas Ciencia y Tecnología. Con texto completo son 1 600 (en su mayoría [1 162] arbitrados desde 1990 ), y su actualización es diaria (Se encontraba disponible en la USBI).

Ŧ, ŦŦ En este caso importantes de consultar debido a los reportes de uso potencial de J. mexicana en la industria farmacéutica y alimentaria.

203

ANEXO 2 (Continuación...)

Academic Search Premier. Es la base de datos Académica más grande del mundo. Contiene índices y resúmenes desde 1984, y en algunos casos se remonta al año 1965, de más de 4 300 títulos de revistas en diversas disciplinas, entre ellas Ciencia y Tecnología. Con texto completo más de 3 350, de los cuales 2 560 son títulos arbitrados. Su actualización es diaria (Se encontraba disponible en la USBI). Asimismo, destaca la búsqueda hecha en los siguientes bancos de datos: ISI Web of Science (Science Citation Index Expanded [SCI-Expanded 1992-2002]), Cambdridge Scientific Abstract Internet Database Service (Áreas temáticas: Agrícola, Biological Sciences, Plant Science y Microbiology Abstracts), Annual Review of Microbiology, Annual Review of Plant Biology, Mycorrhizal Information Exchange (Sitio de búsqueda especializada del INVAM [International Culture Collection of Arbuscular & Vesicular-Arbuscular Mycorrhizal Fungi]), Gale Group- InfoTeac one file (1980-2002), Journal of Agricultural and Food Chemistry, Journal of Natural Products, Biochemistry, Chemical Reviews y Kluwer Academic on line, entre otras. Finalmente destaca la minuciosa exploración hecha en las publicaciones periódicas (Current Contents sobre Agricultura, Biología y Ciencias Ambientales [1992-2002] impresos y/o electrónicos) del Instituto para la Información Científica (ISI, por sus siglas en inglés) en las que se incluyen citas sobre tópicos relacionados con diversas áreas del conocimiento tales como Microbiología Aplicada, Micología, Biotecnología, Agronomía, Ecología, Biodiversidad y Conservación de Recursos Naturales, Silvicultura y Ciencia Vegetal, entre otras.

204

ANEXO 3

Prueba para determinar la inmunidad intrínseca de las especies vegetales a la colonización micorrizógena

(Método de Tester et al., 1987Ŧ)

1. La prueba de inmunidad micorrizógena de Tester et al. (1987) básicamente consiste en promover el contacto entre los simbiontes bajo condiciones favorables que coadyuven para con la colonización de las raíces de una planta hospedera y la formación de micorrizas.

Ŧ Tester, M., Smith, S.E., y Smith, F.A. (1987). The phenomenon of "nonmycorrhizal" plants. Canadian Journal of Botany, 65, 419-431.

Recolección de frutos y obtención de las semillas de J. mexicana (Fotografías: Ramón Zulueta Rodríguez)

Germinación, trasplante e inoculación con propágulos 100% infectivos (Fotografías: Ramón Zulueta Rodríguez)

1

2

3

Estructuras de hongos formadores de micorriza arbuscular en J. mexicana (Fotografías: Ramón Zulueta Rodríguez)

205

ANEXO 4

Técnica de tinción de raíces (Método de Phillips y Hayman, 1970)

1. Lavar las raíces con agua de la llave para separar las partículas de suelo adheridas 2. Cortar las raíces en fragmentos de aproximadamente 1 cm y colocarlas en un tubo

de ensaye 3. Añadir KOH al 10% hasta cubrir las raíces 4. Colocar a baño María el tiempo necesario hasta que al tomar las raíces con una

aguja de disección éstas se doblen 5. Decantar el KOH y lavar abundantemente con agua de la llave hasta eliminar todo

el KOH y el agua salga clara 6. Añadir HCl 0.1N y dejar actuar de 5 a 10 min 7. Decantar el HCl y agregar azul de tripano al 0.05% diluido en ácido láctico 8. Calentar en autoclave 10 min a 121°C 9. Retirar el exceso de colorante y conservarlas inmersas en ácido láctico hasta el

momento de su observación al microscopio.

206

ANEXO 5

Técnica para la cuantificación de una raíz endófita (Método de McGonigle et al., 1990Ŧ)

1. Poner la preparación en la lámina portaobjetos de un microscopio compuesto equipado con una retícula ocular en cruz 2. Examinar metódicamente un eje de la retícula alineada con el eje largo de cada raíz localizada 3. Para hacer un conteo porcentual simple de una raíz colonizada por el endofito micorrízico (% RLC), cada vez que una porción longitudinal de la raíz es hallada se considera su presencia o ausencia si alguna de sus estructuras es tocada por el eje de la retícula que cruza a la raíz 4. Uno puede anotar el número de hifas y los punto de contacto (o de entrada), los arbúsculos y las vesículas que se encuentren y observen por el eje de la retícula 5. Es posible lograr una estimación razonable del % RLC en 25 intersecciones por cada preparación, aunque la exactitud será mayor si en cada una de ellas se logran hacer 100 observaciones 6. Los conteos realizados se expresan como porcentajes, de la manera siguiente: % RLC = 100 x Número de intersecciones con endofito Número total de intersecciones contadas

Ŧ McGonigle, T.P., Miller, M.H., Evans, D.G., Fairchild, G.L., y Swan, J.A. (1990). A method which gives an objective measure of colonization of roots by vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytologist, 115, 495-501.

207

ANEXO 6

Técnica de tamizado húmedo y decantación para la separación de esporas del suelo (Gerdemann y Nicolson, 1963Ŧ)

1. Pesar 50 g de suelo húmedo, y colocarlo en un vaso de precipitados de 1000 mL. Si se pretende determinar el número de esporas, se aconseja que el peso de suelo tamizado se correlacione con el peso seco de la muestra.

2. Agregar agua de la llave hasta las ¾ partes, y agitar vigorosamente con una varilla de vidrio

3. Dejar reposar de 10 a 20 segundos y decantar el sobrenadante a través de una serie de 3-5 tamices con abertura de malla de 40 a 500 µm. La operación se deberá repetir un mínimo de 5 veces. Sin embargo, y solo en caso de que el suelo llegase a tener partículas de materia orgánica muy grandes, se considera factible utilizar un tamiz con malla de 800 µm.

4. Recoger el suelo de cada uno de los tamices con un poco de agua, y colocarlo en cajas de Petri

5. Sacar las esporas con ayuda de una pipeta Pasteur Si el suelo con el que se trabaja tiene gran cantidad de materia orgánica, ésta se puede reducir mediante la utilización de un gradiente de sacarosa, para lo cual a la muestra obtenida se le deberá procesar de la manera siguiente (Daniels y Skipper, 1982ŦŦ):

1. Adicionar 15 mL de una solución de sacarosa al 20% a tubos de centrífuga de 50 mL

2. Agregar con mucha precaución e introducir la pipeta hasta el fondo 12 mL de una solución de sacarosa al 60%, cuidando que ésta quede en el fondo

3. Adicional de 10 a 15 mL del suelo tamizado en el punto 3 de la técnica anterior 4. Centrifugar durante 3 min a 1000 rpm 5. Decantar el sobrenadante a través de un tamiz pequeño y con número de

malla de 22 µm 6. Lavar con agua de la llave hasta eliminar la sacarosa 7. Vaciar el tamizado a cajas de Petri, utilizando un poco de agua 8. Sacar las esporas con ayuda de una pipeta Pasteur

Ŧ Gerdemann, J.W., y Nicolson, T.H. (1963). Spores of mycorrhizal Endogone species extracted from soil by wet sieving and decanting. Transactions of the British Mycological Society, 46, 235-244. ŦŦ Daniels, B.A., y Skipper, H.D. (1982). Methods for the recovery and quantitative estimation of propagules from soil. En N.C. Shenck (Ed.). Methods and principles of mycorrhizal research (pp. 29-35). St. Paul (USA): American Phytopathological Society.

208

Lavado con agua estéril

ANEXO 7

Técnica para la esterilización de esporas de hongos formadores de micorriza arbuscular (Método de Bago et al., 2000 bŦ)

1. Esterilizar el material ha utilizar en autoclave, o bien en olla de presión (18

libras x 18 min): Cajas de Petri, pinzas de disección, pinzas para atrapar esporas, etc.

2. En la campana de flujo laminar: a) Colocar las cajas de Petri estériles, y b) Con las sustancias indicadas y en los tiempos señalados realizar el lavado de las esporasŦŦ que previamente se han vertido en un pequeño tamiz con membrana millipore type HA de 0.40 ó 0.44 µm, y desinfectado con hipoclorito de sodio (50% x 30 min) de la manera siguiente:

Ŧ Bago, B., Azcón, C., Varela F., L., Amora L., E., y Alarcón, A. (2000 b, septiembre). Integrando morfología y función de hongos micorrízicos arbusculares. Curso teórico-práctico impartido en la Escuela Nacional de Ciencias Biológicas, Instituto Politécnico Nacional, México, D.F. 34 p. Adaptado en el Área de Microbiología del Colegio de Postgraduados en Ciencias Agrícolas, Montecillo, Estado de México, México, 2001. ŦŦ En este caso las cajas de Petri y su contenido se fueron cambiando y preparando de nuevo para el respectivo tratamiento de cada una de las procedencias que se pretendían evaluar.

Solución con antibióticos Estreptomicina 200µg mL-1 Gentamicina 100 µg mL-1

20 min

1 min

1 min

1 min

1 min

1 min

Listas para la inoculación

Agua estéril +

1 gota Tween 80 1 min

Cloro 2.5% 2 a 5 min

Tamiz con las esporas elegidas para la esterilización de su superficie

209

ANEXO 8

Técnica para el establecimiento de cultivos-trampa a partir de esporas de hongos formadores de micorriza arbuscular (Método de Brundrett et al., 1994, 1996Ŧ)

Ŧ Brundrett, M., Melville, L., y Peterson, L. (Eds.). (1994). Practical methods in mycorrhiza research. Mycologue Publications, Canadá. 161 p.; Brundrett, M., Bougher, N., Dell, B., Grove, T., y Malajczuk, N. (1996). Working with mycorrhizas in forestry and agriculture (Monograph Series 32). Canberra: CIAR. 374 p.

Las esporas son depositadas en macetas que contienen sustrato esterilizado con vapor (3), donde se ponen a crecer las plantas hospederas (4)

(Dibujos tomados de Brundrett et al., 1996)

(4)

(3)

Después de haber separado a las esporas del suelo (1), se les selecciona y aparta en grupos discretos (2) de acuerdo con su morfotipo (tamaño, color, etcétera) bajo un

microscopio de disección (o estereoscópico)

Morfotipos definidos (1) (2)

Pinzas o tenacillas metálicas Clavija de madera Pincel para pintar

[1]

[3] [2]

[3[1 [2

210

ANEXO 9

Solución nutritiva de Hoagland Solución nutritiva de Hoagland, menos fósforo, modificada en su fórmula original por

Fernández y Johnson (1986) al contener Fe en forma de quelato. Compuesto Concentración Cantidad de soluciones

madre, en mL, para 1 L de solución nutritiva

Ca(NO3)2 4H2O 1 M (236 g/1) 5 KNO3 1 M (101 g/1) 5 MgSO4 7H2O 1 M (246.50 g/1) 2 Quelato de FeŦ 5 000 ppm de Fe 1 MicronutrimentosŦ Ŧ --- 1 KCl 1 M (74.55 g/1) 1 Ŧ Solución que contiene 25 g de FeSO4; 7H2O, 26 g de etilenodiaminetracetato de sodio (Na2 EDTA);

14 g NaOH, en 1 L de agua destilada. ŦŦ Solución de microelementos (Mn, B, Zn, Cu, Mo) con la composición siguiente: MnCl2: 1.81 g;

H3BO3: 2.86 g; ZnSO4 7H2O: 0.22 g; CuSO4 5H2O: 0.88 g; H2MoO4: 0.09 g; 1 L de agua destilada.

211

ANEXO 10

Especies de plantas asociadas con Glomus constrictum en Polonia. Familia botánicaŦ Especie Aceraceae Acer palmatum Buxaceae Buxus sempervirens Asteraceae (Compositae) Petasites officinalis Cupressaceae Juniperus communis Cupressaceae Thuja occidentalis Poaceae (Gramineae) Avena sativa Poaceae (Gramineae) Corynephorus canescens Poaceae (Gramineae) Festuca ovina Poaceae (Gramineae) Festuca rubra Poaceae (Gramineae) Glyceria aquatica Poaceae (Gramineae) Helictotrichon pubescens Poaceae (Gramineae) Hordeum vulgare Poaceae (Gramineae) Sorghum sudanense Poaceae (Gramineae) Triticum aestivum Poaceae (Gramineae) Triticum secalum Poaceae (Gramineae) Triticum vulgare Fabaceae (Leguminosae) Medicago sativa Alliaceae (Liliaceae) Allium schoenoprasum Rosaceae Cratagus momogyna Rosaceae Malus domestica Rosaceae Rosa canina Rosaceae Rubus idaeus Salicaceae Salíx caprea Apiaceae (Umbelliferae) Apium graveolens Apiaceae (Umbelliferae) Heracleum sphondylium Fuente: Blaszkowski, J. (1990). Polish Endogonaceae (V). Glomus constrictum. Cryptogamic

Botany, 1, 360-364.ŦLa organización de las familias botánicas se ha redefinido en base a la clasificación de Takhtajan (1997).