Preparación e inoculación de heces fecales

SEP DGETI SEMS

CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLÓGICO Industrial y de servicios N° 107

TUXTEPEC OAXACA.

NOMBRE DEL ALUMNO: AUREA AIDA AGUILAR FELIPE

CATEDRÁTICO: AUREA RAMOS PARRA

SUBMÓDULO PROFESIONAL: APLICAR TÉCNICAS BACTERIOLÓGICAS BÁSICAS

REPORTE DE LA PRÁCTICA 1: PREPARACIÓN E INOCULACIÓN DE HECES FECALES

SEMESTRE: 4° GRUPO: “A”

FECHA DE ENTREGA: 14 DE JUNIO DEL 2010

OBJETIVO:

Estar capacitado para la preparación de los medios de cultivo, antibiograma y bioquímicas.

PREPARACIÓN DE MEDIOS DE CULTIVO:

o INTRODUCCIÓN:

Un medio de cultivo es un material alimenticio que se usa en el laboratorio para el desarrollo de los microorganismos. Una vez que ha sido preparado, un medio de cultivo puede ser inoculado (es decir, se le añaden organismos) y a continuación incubado en condiciones que favorezcan el crecimiento microbiano. El crecimiento de los microorganismos es el cultivo. Un cultivo axénico o puro contiene un único tipo de microorganismos.

Los medios de cultivo deben contener los nutrientes y factores de crecimiento necesarios y deben estar exentos de cualquier microorganismo contaminante. Los medios de cultivo contienen como mínimo: carbono, nitrógeno, azufre, fósforo y sales inorgánicas. En muchos casos serán necesarias ciertas vitaminas y otras sustancias inductoras del crecimiento. También se añaden colorantes que actúan como indicadores para detectar, por ejemplo, la formación de ácido o como inhibidores del crecimiento de unas bacterias y no de otras.

El agar es el principal agente solidificante utilizado en medios bacteriológicos. Se disuelve completamente a 100°C y se solidifica al enfriarse a 40°C.

De acuerdo a su consistencia, los medios de cultivo pueden clasificarse en:

• Líquidos: Se utilizan para el crecimiento de cultivos puros en lote. Se denominan caldos de cultivo y no tienen agar en su formulación. • Semisólidos: Contienen 0.5% de agar en su formulación. Se utilizan para estudiar la movilidad de las bacterias (presencia o ausencia de flagelo). • Sólidos: Contienen de 1.5 a 2% de agar en su formulación. Estos medios inmovilizan a las células, permitiéndoles crecer y formar masas aisladas visibles llamadas colonias. Las colonias permiten al microbiólogo reconocer la pureza del cultivo; las placas que contengan más de un tipo de colonia no provienen de un cultivo puro. Las placas de agar también se utilizan para la determinación de células viables (recuento en placas).

De acuerdo a su composición, los medios de cultivo pueden clasificarse en:

• Definidos: es aquél medio de cultivo del cual se conoce su composición exacta. Son muy utilizados en estudios fisiológicos. Los medios mínimos son medios definidos que únicamente le proporcionan al microorganismo los nutrientes necesarios para crecer, pero no para desarrollarse óptimamente.

• Complejos: es aquél del cual no se conoce la composición exacta del medio. A menudo, los medios complejos emplean sangre, leche, extracto de levaduras, extracto de carne u otras sustancias muy nutritivas pero de las cuales se desconoce la composición química exacta. Estos medios son muy utilizados para cultivar bacterias desconocidas o bacterias de requerimientos nutricionales muy complejos.

De acuerdo a su función, los medios de cultivo se clasifican como:

• Medios selectivos: Son aquéllos que poseen uno o más componentes añadidos, los cuales inhibirán o prevendrán el crecimiento de ciertos tipos de especies de bacterias y/o promoverán el crecimiento de las especies deseadas. Uno puede ajustar las condiciones físicas de un medio de cultivo tales como el pH, la temperatura, para hacerlo selectivo para los organismos de interés. • Medios diferenciales: Permiten al investigador distinguir entre diferentes tipos de bacterias con base en alguna característica observable en su patrón de crecimiento en el medio, ya sea por producción de algún pigmento o por cambios de color en el medio debido a indicadores de pH, o por halos de degradación de algún componente en el medio de cultivo. • Medios de enriquecimiento: Contienen algún componente que permite el crecimiento de cierto tipo específico de bacteria, pero no contienen sustancias inhibidoras. • Medios enriquecidos: Se emplean para cultivar microorganismos que requieren un gran número de factores de crecimiento. Generalmente contienen extractos biológicos poco usuales como sangre, suero en polvo, extracto de cerebro de res, yema de huevo, etc.

o METODOLOGÍA: OBJETIVOS: 1. Establecer los fundamentos teóricos para la preparación de medios de cultivo. 2. Preparar medios de cultivo.

MATERIAL POR EQUIPO: - 1 balanza Granataria

- __ matraz de (indicar mL) ☻

- 1 espátula - 1 probeta de (Indicar mL)

- 25 cajas de Petri estériles desechables (por equipo) - 1 pinza de disección - Medio de Cultivo a utilizar - fenol al 5% - 1 Galón de agua destilada - 1 mechero

- Masking - Trapo

PROCEDIMIENTO:

a) Leer cuidadosamente el membrete de cada medio de cultivo (escribirlo).

b) Calcular la cantidad necesaria o que se requiera, según se indique. Escribiendo en su cuaderno su planteamiento, paso a paso e indicando las unidades y como encabezado el nombre del cultivo. Seguir indicaciones. (nota: en este caso a nuestro equipo no le toco preparar medios solo bioquímicas, asi que este planteamiento es solo un ejemplo).

Preparar 25 cajas con 20mls c/caja de los siguientes medios: EMB, SS, VB, MC, HE★

“EMB” 36g/1000mls

25 cajas – utilizar 2 Matraces Erlenmeyer 36grs-------1000mls 20mls de 300mls x= --------500mls 500mls/2= 250mls x= 18grs/500mls = 2

“SS” 69g/1000mls (NO ESTERILIZAR) 25 cajas – utilizar 2 Matraces Erlenmeyer 69grs-------1000mls 20mls de 300mls x= --------500mls 500mls/2= 250mls x= 34.5g/500mls = 17.25grs/250mls =

2

Pd. Solo presentamos 2 ejemplos: 1 donde hay que esterilizar el medio y otro en el que no.

c) Previamente haber pedido los materiales a utilizar, haber limpiado la mesa; haber limpiado la balanza, nivelada y ahora colocar el matraz Erlenmeyer en el centro del platillo, mover las pesas hasta tener el peso exacto del matraz Erlenmeyer; anotar el peso en el cuaderno y sumarle los gramos a adicionar de medio, NO TOCARLO hasta haber terminado. Adicionar la cantidad de Medio de Cultivo en la Balanza; ahora, destapar el medio, introducir la espátula, tomar una porción del medio de cultivo , tapar el recipiente que contiene el medio de cultivo, evitando su hidratación, que endurece el medio.

d) el contenido de la espátula ir vaciando dentro de la boca del matraz Erlenmeyer con cuidado, no derramar sobre el platillo (para evitar errores).

e) Ya se cuenta con agua destilada medida en probeta, según la cantidad requerida. Adicionar por paredes del matraz Erlenmeyer una pequeña cantidad, mezclar y dejar reposar unos 2 minutos, continuar adicionando el agua destilada medida en la probeta, mezclando cada vez hasta haber vaciado todo el contenido de la probeta, mezclar balanceando el matraz Erlenmeyer hasta haber disuelto totalmente el medio y …

f) Ahora, colocarlo en la flama del mechero Fisher, balanceando para continuar mezclando, hasta que el medio de cultivo se vea transparente NO TURBIO.

g) Colocar el tapón que se construyo con algodón y pañalina.

h) Ahora esta listo para llevarlo a esterilizar, si asi fuera la indicación del producto. Etiquetado y marcado con un lápiz graso.

i) Cuando sea un medio de cultivo que no se esterilice se vacía a los recipientes correspondientes (en el área estéril) evitando su contaminación, por si ya no fuera a esterilizarse. Etiquetado también siempre.

j) Esterilizar en olla express, debe tener agua hasta tocar la plataforma, ponerla a la estufa para que vaya calentando, para luego colocar ordenadamente los medios a esterilizar.

9grs/250m

ls

17.3grs/250ml

s

k) Ya colocados los medios dentro de la olla sobre la plataforma, cerrar la tapa (que coincida la base con la tapa, tiene un señalamiento). Girar para asegurar, sin la espita o válvula para que se salga el vapor, después tapar con la válvula e ira subiendo la presión interior de la olla, cuando vaya llegando a 100°C bajar la temperatura, siga subiendo lentamente, hasta los 121°C que debe permanecer constante por 15 minutos después apagar o quitar la olla de la flama de la estufa, si fuera necesario mover con cuidado la válvula para que se baje la presión interna de la olla, hasta quedar en cero. Quitar totalmente la válvula para asegurarse que bajo la presión y …

l) Con mucho cuidado, girar la tapa, levantarla hacia la pared, asi evitamos que nos pueda quemar el vapor. NO JUGAR, ES DELICADO, PRECAUCIÓN …

m) Ya sin la tapa, esperas unos minutos que salga el vapor, ahora, sacar ordenadamente el material estéril y colocarlo sobre una superficie, previamente limpia y estéril.

n) Ya debemos tener las cajas petri, llevar el matraz Erlenmeyer que contiene el medio estéril al chorro de la llave para enfriar, balanceando por rotación el medio de cultivo que está en el matraz estéril, pasándolo por el dorso de la mano para comprobar que tenga una temperatura ambiente aguantable. Lo que nos indicara que está listo para vaciarse a las cajas petri en la zona estéril junto al mechero Fisher ya encendido.

o) Vaciar a las cajas petri en el área estéril ya indicado, etiquetar las cajas petri con el medio y sellarlas con Masking, dejar que se solidifiquen un poco y guardarlas en el refrigerador.

ANTIBIOGRAMA:

o FUNDAMENTO DE LA PRUEBA: Se fundamenta en colocar un disco impregnado con determinada cantidad de

antimicrobianos, sobre un medio solido (Hinton mueller) inoculado con bacterias, el antimicrobiano difundirá hasta el interior de la difusión; el factor critico será que el disco contenga la cantidad correcta de cada antimicrobiano.

☆ CADA MULTIDISCO CONTIENE APROX. ☆

→ MULTIDISCOS GRAM POSITIVOS ←

Ampicilina AM 10mcg Eritromicina E 15 mcg

Cefalofina CF 30 mcg Gentamicina GE 10 mcg

Cefotaxina CTX 30 mcg Pefloxacina PEF 5 mcg

Ceftazidina CAZ 30 mcg Penicilina PE 10 U

Cefuroxina CXM 30 mcg Tetraciclina TE 30 mcg

Dicloxaciclina DC 1 mcg Trimetropim SXT

Sulfametoxazol 25 mcg

→ MULTIDISCOS GRAM NEGATIVOS ←

Amikacina AK 30 mcg Cloranfenicol CL 30 mcg

Ampicilina AM 10 mcg Gentamicina GE 10 mcg

Carbenicilina CB 100 mcg Netilmicina NET 30 mcg

Cefalotina CF 30 mcg Nitrofunnanticina NF 300 mcg

Ceftriaxona CRO 30 mcg Trimetroprim SXT


→ MULTIDISCOS COMBINADOS ←

Amikacina AK 30 mcg Enoxacina ENX 10 mcg

Ampicilina AM 10 mcg Eritromicina E 15 mcg

Cefalotina CF 30 mcg Gentamicina GE 10 mcg

Celftriaxona CRO 30 mcg Netrilmicina NET 30 mcg

Cloranfenicol CL 30 mcg Penicilina PE 10 U

Dicloxaciclina DC 1 mcg Trimetropim SXT


o MANEJO DE LA PRUEBA

a) En una caja con Hinton Mueller, con 25 mls del medio solidificado, las placas se guardan

en el refrigerador selladas y con la tapa hacia abajo; (para evitar contaminación) antes de usarse se sacaran las placas de HM para su ambientación (30 minutos antes) para eliminar la humedad excesiva.

b) Con el asa bacteriológica estéril y fría, en el área estéril, se toma la colonia patógena de otra placa inoculada y se estría o se incuba mediante un emparrillado fino en la placa de HM, la inoculación debe ser homogénea al terminar se esteriliza el asa, se deja y

c) Tomamos una pinza, la introducimos en alcohol y la llevamos a la flama, la llevamos al área estéril que termine de arder, enfriar, ya estéril fría, tomamos una caja que contienen los sencidiscos, la destapamos en el área estéril y tomamos con la pinza un sencidisco, tapamos la caja (área estéril) tomamos con la otra mano la placa del

emparrillado fino y colocamos el sencidisco con las letras hacia el fondo en el centro del emparrillado (área estéril) con la misma pinza presionamos el sencidisco en diferentes áreas del mismo para que se adhiera al emparrillado, cerramos la caja, Se sella la caja, se etiqueta y se lleva a incubar colocándola n la incubadora con la tapa hacia abajo a 37°C por 24hrs.

Pd. Después de haber pasado las 24 hrs. Se hace la observación; hay que recordar que se debe limpiar la mesa y encender el mechero Fisher antes de:

a) Quitamos el encintado, abrimos la caja en el área estéril, para visualizar los halos; es decir

la ausencia de bacterias o el desarrollo de ellas. b) La medición de los halos de inhibición se hace con una regla o plantilla para medir los mm

correspondientes, se requiere una fuente luminosa para visualizar la presencia o ausencia de los halos. La lectura se efectúa sobre la superficie del agar. (Caja sellada, a través del fondo se observan los halos, en los cuales se miden con la regla pegados a la caja petri en el halo correspondiente).

c) El velo o swamin que produce el Proteus spp se descarta. Porque cubren los halos y no permiten leerlos.

o INTERPRETACIÓN DE RESULTADOS:

Clasificación:

Resistentes ® Intermedios (I) o susceptibles (S) Dependiendo del diámetro del halo de inhibición (incluyendo los 6mm del disco); según la

tabla de referencia.

PREPARACIÓN DE BIOQUÍMICAS:

o INTRODUCCIÓN:

Con frecuencia, la identidad de una especie requiere que se conozca de manera detallada su actividad bioquímica, porque otras características no son suficientemente distintivas o diferenciales.

En el laboratorio disponemos de numerosas técnicas para la caracterización bioquímica de una especie.

En general el microorganismo se cultiva en medios que contienen una sustancia nutritiva específica o sustrato y después de la incubación de los cultivos se examina para ver los cambios químicos que hayan ocurrido.

Además de los productos finales de los procesos metabólicos, también se necesita conocer con detalle como se producen estos cambios, como ocurren paso a paso las reacciones químicas, cuáles enzimas intervienen, cuales son los productos intermediarios además de que se deben reconstruir las secuencias de las reacciones bioquímicas que tienen lugar dentro de la Célula.

o METODOLOGÍA:

a) Leer cuidadosamente el membrete de cada medio de cultivo (escribirlo). b) Calcular la cantidad necesaria a preparar. Escribiendo en su cuaderno su

planteamiento, paso a paso e indicando las unidades y como encabezado el nombre del cultivo. Seguir indicaciones. Preparar 25 tubos de Citratos de Simons y 25 de Agar Hierro de Kliger.

“CS” 24.2g/1000mls 25 tubos – utilizar 1 Matraz Erlenmeyer 24.2grs-------1000mls 6mls de 200mls x= --------150mls 150mls x= 3.63 grs

“KIA” 52g/1000mls 25 tubos – utilizar 1 Matraz Erlenmeyer 52grs-------1000mls 6mls de 200mls x= --------150mls 150mls x= 7.8 grs

c) Previamente haber pedido los materiales a utilizar, haber limpiado la mesa; haber limpiado la balanza, nivelada y ahora colocar el matraz Erlenmeyer en el centro del platillo, mover las pesas hasta tener el peso exacto del matraz Erlenmeyer; anotar el peso en el cuaderno y sumarle los gramos a adicionar de medio, NO TOCARLO hasta haber terminado. Adicionar la cantidad de Medio de Cultivo en la Balanza; ahora, destapar el medio, introducir la espátula, tomar una porción del medio de cultivo, tapar el recipiente que contiene el medio de cultivo, evitando su hidratación, que endurece el medio.

d) el contenido de la espátula ir vaciando dentro de la boca del matraz Erlenmeyer con cuidado, no derramar sobre el platillo (para evitar errores).

3.6grs/150ml

s

7.8grs/150mls

e) Ya se cuenta con agua destilada medida en probeta, según la cantidad requerida. Adicionar por paredes del matraz Erlenmeyer una pequeña cantidad, mezclar y dejar reposar unos 2 minutos, continuar adicionando el agua destilada medida en la probeta, mezclando cada vez hasta haber vaciado todo el contenido de la probeta, mezclar balanceando el matraz Erlenmeyer hasta haber disuelto totalmente el medio y …

f) Ahora, colocarlo en la flama del mechero Fisher, balanceando para continuar mezclando, hasta que el medio de cultivo se vea transparente NO TURBIO.

g) Colocar el tapón que se construyo con algodón y pañalina. h) Ahora está listo para vaciar a los tubos de ensaye, ya marcada la cantidad a vaciar,

cerrar el tapón suave, no apretado. Al terminar el vaciado, ya etiquetado colocarlos en recipientes y llevarlos a esterilizar, si asi fuera la indicación del producto. Etiquetado y marcado con lápiz graso.

i) Esterilizar en olla express, debe tener agua hasta tocar la plataforma, ponerla a la estufa para que vaya calentando, para luego colocar ordenadamente los medios a esterilizar.

j) Ya colocados los recipientes con los tubos de ensaye dentro de la olla sobre la plataforma, cerrar la tapa (que coincida la base con la tapa, tiene un señalamiento). Girar para asegurar, sin la espita o válvula para que se salga el vapor, después tapar con la válvula e ira subiendo la presión interior de la olla, cuando vaya llegando a 100°C bajar la temperatura, siga subiendo lentamente, hasta los 121°C que debe permanecer constante por 15 minutos después apagar o quitar la olla de la flama de la estufa, si fuera necesario mover con cuidado la válvula para que se baje la presión interna de la olla, hasta quedar en cero. Quitar totalmente la válvula para asegurarse que bajo la presión y …

k) Con mucho cuidado, girar la tapa, levantarla hacia la pared, asi evitamos que nos pueda quemar el vapor. NO JUGAR, ES DELICADO, PRECAUCIÓN …

l) Ya sin la tapa, esperas unos minutos que salga el vapor, ahora, sacar ordenadamente el material estéril y colocarlo sobre una superficie, previamente limpia y estéril.

m) Continuar colocando los tubos de ensaye con el medio de cultivo estéril inclinados en unas charolas colocadas ordenadamente, dejar solidificar formando el pico de flauta, ya solidificado guardarlos en el refrigerador en recipientes y etiquetados.

INOCULACIÓN DE HECES FECALES

o OBJETIVO:

El estudiante identificara cada una de las bacterias, en los medios selectivos. o MATERIALES:

Mechero Fisher Asa bacteriológica Pinza de disección punta roma Muestra biológica o METODOLOGÍA:

a) Limpiar con franela humeda la mesa de trabajo, secar, ahora limpiar con una torunda

humedecida en FENOL al 5% toda la mesa de trabajo (iniciando la limpieza del centro hacia a afuera por ambos lados).

b) En el cuaderno de trabajo, ya tener los datos d ela muestra biológica. (nombre de la muestra biológica, cantidad, color, aspecto, etc.) el examen que se efectuará.

c) Etiquetar las cajas petri que tienen los medios correspondientes (siglas del medio de cultivo) deben estar lejos del mechero Fisher. Nombre de la muestra biológica, estudio que se realizara, fecha, hora, semestre y grupo.

d) Ahora la muestra biológica y la caja petri del medio que se vaya a sembrar cerca del mechero Fisher, lo más rápido posible: pasar el asa bacteriológica sobre la flama del mechero para esterilizar (se torna de color rojo), quitarla y agitar cerca de la flama para enfriar (zona estéril), ya fría, destapar el frasco con heces fecales cerca de la flama e introducir el asa bacteriológica tomando una azada ( si esta diarreica mezclar, si esta aguada o pastosa punzar en diferentes áreas), se tapa de inmediato, rápidamente tomar el medio de cultivo y sembrar en tres cuadrantes (fino, separado, y aislado), tapar y esterilizar nuevamente el asa bacteriológica antes de hacer cualquier otra actividad. Al terminar el sembrado invertir la caja petri, con la tapa hacia abajo, alejarla un poco del mechero y encintarla, masking alrededor de la tapa y la caja, evitando que se vaya a contaminar.

e) Asi se hará con todas las cajas que se tengan que sembrar, siguiendo el

procedimiento indicado (punto d).

f) Recordemos que lleva una etiqueta donde se escribe la hora en que se sembró y lo antes mencionado (punto b), a todas las cajas sembradas.

g) Cuando se termine de sembrar, se colocan las cajas petri en pilas de moneda, tapa

hacia abajo, pegar una cinta masking que sujete todas las cajas petri, ahí se escribe: nombre del estudio, semestre, equipo, semestre y grupo, fecha y hora.

h) Llevarlas a la estufa bacteriológica previamente checado que: este limpia por dentro y

por fuera, que tenga la temperatura de 37°C constante, que las rejillas tengan la separación suficiente, colocar las pilas de cajas petri encintadas (tapa hacia abajo). Colocarlas ordenadamente y separadas unas de otras (filas uniformes). Rápidamente cerrar la puerta de vidrio (evitar tener la puerta abierta mucho tiempo, porque baja o sube la temperatura, y ésta debe ser constante).

i) Ahí se quedaran las cajas petri sembradas, por 24 hrs, 48 ó 72 hrs. Lo ideal es que a las 24 hrs se identifique, pero por nuestro horario será cada 48 hrs la revisión e identificación macroscópicamente, tinción al gram, las resiembras, bioquímicas, etc.

j) La muestra biológica para desechar se le adiciona cloro, o fenol, etc.

k) Lavar el material y entregarlos.

Resultados:

Examen macroscópico de la muestra biológica:

Paciente: Alex Jahír Hernández Aguilar Edad: 17 años Sexo: H Fecha: 06 junio 2010 Hora: 9:20am Muestra: Heces fecales diarreicas Cantidad: 2-3 porciones en tamaño de almendras Color: verde/café Aspecto: entre aguado y pastoso.

SEP DGETI SEMS Tuxtepec, OAX.

APLICAR TÉCNICAS BACTERIOLÓGICAS BÁSICAS

REPORTE DE LA PRÁCTICA 2: IDENTIFICACIÓN DE ENTEROBACTERIAS EN HECES FECALES

ALUMNO: AUREA AIDA AGUILAR FELIPE


o OBJETIVO: El alumno identifica cultivos, macroscópicamente, microscópicamente las bacterias.

o MATERIAL: Mechero Fisher Asa bacteriológica Pinza de diseccion Medios de cultivo y reactivos:

Goteros: Azul de metileno, Violeta de gentacia o cristal violeta o Lugol de gram, alcohol cetona, y safranina.

o METODOLOGÍA:

1. Limpiar la mesa de trabajo, esterilizar con fenol al 5%, en el centro de la mesa de trabajo colocar el mechero Fisher encendido. Colocar las cajas petri que contiene los cultivos a distancia del mechero Fisher y 2. Cuando tenga que abrir la caja petri para leer macroscópicamente cada colonia. Se realiza en el area esteril, se lee: Observan todas y se toman como mínimo 4 colonias (en este caso haremos solo una serie); considerando los siguientes datos:

Tamaño: son desde fracciones de milímetros de diámetro hasta 5-10 mm. Pigmentación Forma:

Margen o borde: pueden ser;

Elevación: Eumerar marcando la/las colonias que hayas considerado, a estas mismas colonias

hacerles frotis, bioquímicas y antibiograma, tal como se indica.

3. FROTIS, portaobjeto limpio y seco, marcarlo con un lápiz graso (siglas del medio, numero de colonias, y analista (siglas)) en el cual colocará una gota de agua destilada estéril a cada uno. Esterilizar el asa bacteriológica, enfriarla en la zona estéril, abrir la caja petri y tocar la colonia seleccionada, cerrar la caja petri y mezcla la colonia en el portaobjeto, en dado caso que sean mas colonias volver a repetir el proceso (todo en área estéril). Al terminar, fijar al calor, pasando el frotis sobre la flama y sobre el dorso de la mano, para probar que no se quemen las colonias, hasta que quede fijado el frotis (no haya humedad).

Filamentos

o

Enter

o Lobulado Aserrado Ondulado

4. TEÑIR AL GRAM, a) cubrir el frotis fijado con cristal violeta, dejar actuar 1 minuto, desechar, y lavar con

agua de la llave, escurrir. b) Cubrir con lugol (mordiente), dejar actuar 1 minuto, desechar, y lavar con agua de la

llave, escurrir. c) Decolorar con alcohol acetona durante 10 segundos, desechar y escurrir. d) Cubrir con safranina (contracolor) dejar actuar durante 20 segundos, desecha, lavar

con agua de la llave, escurrir. e) Dejar inclinada la preparación en caso de realizar otra cosa, si se tiene prisa secar por

debajo de la preparación con un trozo de papel higiénico y secar a contra aire, ya seca, ahora si …

5. OBSERVACIÓN MACROSCÓPICAMENTE, Con objetivo de 10x enfocar y pasar directamente a 100x con aceite de inmersión. (depositar 1-2 gotitas de aceite de inmersión en el extremo del frotis teñido, levantar el frotis para que escurra el aceite sobre las colonias teñidas y leer microscópicamente.

Resultados:

Bacilos en cadenas cortas y largas, diplobacilos y bacilos gram (-) de medios VB y EMB

Bacilos en conjunto, gram (+) del medio SS



REPORTE DE LA PRÁCTICA 3: INTERPRETACIÓN DE BIOQUÍMICAS Y ANTIBIOGRAMA


o OBJETIVO:

El alumno identificara cada una de las características y reacciones macroscópicas

en cada medio y sensibilidad o resistencia en el antibiograma.

o METODOLOGÍA:

a) Limpiar la mesa y esterilizarla b) Sacar las bioquímicas de la estufa bacteriológica y el antibiograma, limpiarlas

para quitarles la humedad. c) Y en el área estéril interpretar e identificar las bioquímicas y el antibiograma.

o RESULTADOS:

BIOQUÍMICAS:

VB COL

1

MIO MIN CS AU LIA FA TSI KIA MR-VP

Motilidad (+)

Motilidad (-)

(-) Enzima Ureasa (-)

Lisina (-)

Fenil-ananina (-)

No Fer- Mento (-)

Kliger (-)

(-)

Rojo de metilo: (-)

VP:

reacivo A [alpha-naphthol] (-)

Reactive B [Hidróxido de potasio] (-)

Ornitina Descar-boxilasa

(+)

Nitratos A Nitritos (-)

Sh2 (-)

Reactivo Cloruro férrico

Sh2 (-)

Indol (-) Reactivo: 1) acido

sulfanilico 2) dimetil & Naftilamina.

SS

COL

1

Motilidad (+)

Motilidad (+)

V (+-)

Enzima Ureasa

(-)

Lisina (+)

( Fenil-ananina -)

A/A Kliger (-)

(-)

Rojo de metilo: (-)

VP:



Ornitina Descar-boxilasa

(V + -)

Nitratos A Nitritos (+)

SH2 (+)

SH2 (-)

Indol (-)

Reactivo: 1) acido


EMB COL 1

Motilidad (+)

Motilidad (+)

V (+-)

Enzima Ureasa

(-)

Lisina (+)

Fenil-ananina (-)

A/A AG (-)

Rojo de metilo: (-)

VP:



Indol (+)

Nitratos A Nitritos (+)

SH2 (+)

SH2 (-)

Ornitina Descar-boxilasa V(+-)

Reactivo: 1) acido


Resultados:

ANTIBIOGRAMA:

Verde Brillante (VB)

Sensibilidad Resistente

Gram Negativo

CI 5mm (Sensible) AM

AK 5mm (Sensible) CB

GE 5mm (Sensible)

SXT 5mm (Sensible)

CRO 5mm (Sensible)

PEF 4mm (moderado)

NET 4mm (moderado)

NF 3mm(moderado)

CF 2mm (poco sensible)

CXT 2mm (poco Sensible)

Salmonella Shigella (SS)


Gram positivo

FEP 6mm (Sensible) AM

CXM 5mm (Sensible) PE

GE 5mm (Sensible)

SXT 5mm (Sensible)

TE 5mm (Sensible)

LEV 5mm (sencible)

FC 4mm (moderado)

E 3mm(moderado)

SF 2mm (poco sensible)

Eosina Azul de Metileno (EMB)


Gram Negativo

CI 5mm (Sensible)

AK 5mm (Sensible)

GE 5mm (Sensible)

SXT 5mm (Sensible)

CRO 5mm (Sensible)

PEF 5mm (Sensible)

NET 5mm (Sensible)

NF 5mm (Sensible)

CF 5mm (Sensible)

CXT 5mm (Sensible)

AM 5mm (Sensible)

CB 5mm (Sensible)



REPORTE DE LA PRÁCTICA 4: INTERPRETACIÓN DE BIOQUÍMICAS Y ANTIBIOGRAMA


o OBJETIVO: El alumno sabrá diferenciar los colores, formas, reacciones y demás entre

bioquímicas y antibiograma.

o METODOLOGÍA: Observar las bioquímicas en área estéril y adicionas los reactivos

correspondientes si se requiere.

MIO Resultados: 1-Movilidad:

-Resultado positivo: presencia de turbidez o crecimiento más allá de la línea de siembra. -Resultado negativo: crecimiento solamente en la línea de siembra. 2-Ornitina decarboxilasa:

-Resultado positivo: color púrpura. -Resultado negativo: color amarillo. A veces se puede desarrollar un color violáceo en la

superficie del medio. 3-Prueba del indol: La prueba de indol se realiza una vez que se ha determinado la

movilidad y la prueba de ornitina. -Resultado positivo: color rojo al agregar el reactivo revelador. -Resultado negativo: el color del reactivo revelador permanece incoloro-amarillento.

MIN Resultados: 1-Movilidad:

-Resultado positivo: presencia de turbidez o crecimiento más allá de la línea de siembra.

-Resultado negativo: crecimiento solamente en la línea de siembra.

2- Reducción de Nitritos a Nitratos: - Nitratos blancequecino, nitritos rojizo, especies reducidas;

coloración rojiza mas polvo de Zn (nitritos). - El nitrito reacciona con 2 reactivos: 1) acido sulfanilico y 2)

dimetil naftilamina. La reacción de color se debe a la

formación de un compuesto.

Indol (+) Indol (-) Orn. Desc. (+) Orn.

Desc. (-)

Motilidad (+) Motilidad (+)

CS Resultados: -Positivo: crecimiento y color azul en el pico, alcalinidad. -Negativo: el medio permanece de color verde debido a que no hay desarrollo bacteriano

y no hay cambio de color.

AU Resultados: El medio lleva como indicador Rojo fenol. - Se torna amarillo cuando es negativo. - rosa cuando es positivo.

LIA Resultados: 1-Decarboxilación de la lisina:

-Prueba Positiva: Pico violeta/fondo violeta. -Prueba Negativa: Pico violeta/fondo amarillo. 2-Desaminación de la lisina:

-Pico rojizo/fondo amarillo. Esto sucede con cepas del género Proteus, Providencia y alguna cepas de Morganella spp. 3-Producción de ácido sulfhídrico:

-Prueba positiva: Ennegrecimiento del medio (especialmente en el límite del pico y fondo)

Negativo

Sin inocular

Positivo

Agar Urea (-)

Agar Urea (+)

FA Resultados: Reactivo Cloruro Férrico (5 gotas)

Positivo à Color Verde

Negativo à Color Amarillo (original).

TSI Resultados: Pico alcalino/fondo alcalino: no hay fermentación de azucares. Característica de

bacterias no fermentadoras como Pseudomonas sp. · Pico alcalino/fondo ácido: Glucosa fermentada, lactosa ni sacarosa fermentadas.

Shigella spp. Pico alcalino/fondo negro: Glucosa fermentada, ni lactosa ni sacarosa fermentada,

producción de ácido sulfhídrico. Salmonella spp. Pico ácido/fondo ácido: Glucosa y lactosa y/o sacarosa fermentadas. Puede producirse

SH2 o no. Escherichia coli.

Sin inocular

KIA Resultados:

1-Picoalcalino / fondo ácido (pico rojo/fondo amarillo): el microorganismo solamente fermenta la glucosa.

2-Pico ácido /fondo ácido (pico amarillo/fondo amarillo):el microorganismo fermenta glucosa, y lactosa.

3-Pico alcalino/fondo alcalino (pico rojo/fondo rojo): el microorganismo es no fermentador de azúcares.

4-La presencia de burbujas, o ruptura del medio de cultivo, indica que el microorganismo produce gas.

5-El ennegrecimiento del medio: indica que el microorganismo produce ácido sulfhídrico.

MR-VP Resultados:

o MR Rojo de Metilo (Reactivo) [5 gotas] -Positivo: si se desarrolla de un color rojo estable. -Negativo: si no cambia de color.

o VP Reactivos A (alfa-naftol) [5 gotas]y Reactivo B (hidróxido de potasio) [2 gotas]

Positivo se torna rojo

Negativo no cambia.



PRÁCTICA 5 IDENTIFICACIÓN DE ENTEROBACTERIAS EN HECES FECALES NOMBRE DEL PACIENTE: ALEX JAHÍR HERNÁNDEZ AGUILAR SEXO: M EDAD: 17 AÑOS FECHA: 06/06/10 HORA: 9:40AM

REPORTE

EXAMEN MACROSCÓPICO: Muestra: Heces fecales diarreicas Cantidad: 2-3 porciones en tamaño de almendras Color: verde/café Aspecto: entre aguado y pastoso.

EXAMEN MICROSCÓPICO: Bacilos gram (-) OBSERVACIONES:

__________________________________________________________________________________________________________________________

ANALISTA: AUREA AIDA AGUILAR FELIPE 4°“A”

Preparación e inoculación de heces fecales

Health & Medicine

Transcript of Preparación e inoculación de heces fecales