GUIA DE TRABAJOS PRACTICOS 2do cuatrimestre 2013

GUIA DE TRABAJOS PRACTICOS

Profesor: Dr. Bernardo E. Lechner

Jefes de Trabajos Prácticos:

Dra. Irene Baroli Lic. Esteban Fernández Dra. Marcela Ramos Dra. María Alejandra Rodríguez Dra. Alicia Vinocur Dra. María del Carmen Zamaloa

2do cuatrimestre 2013

Introducción a la Botánica 2do cuatrimestre 2013

Alumno: Turno: Fecha:

1

INTRODUCCIÓN A LA BOTÁNICA 2 do cuatrimestre 2013

BIODIVERSIDAD:

PR O C A R IO T AS

EU

CA

RI O

TA

S

ReinoProtista

ReinoFungi

ReinoPlantae

foto

autó

trofo

shete

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Briofit

a

sin

sem

illa

con

sem

illas

Pl a

nt a

sva

scul a

res

ReinoMonera

Div. BacteriophytaDiv. Cyanophyta (cianobacterias)

Div. Dinophyta (dinoflagelados)Div. Euglenophyta

Div. Rhodophyta (algas rojas)Div. Phaeophyta (algas pardas)

Div. Bacillariophyta (diatomeas)Div. Chlorophyta (algas verdes)

Div. Myxomycota (mixomicetes)Div. Oomycota (oomicetes)

Div. Acrasiomycota

Div. Chytridiomycota (quitridiales)Div. Zygomycota (zigomicetes)Div. Ascomycota (ascomicetes)Div. Basidiomycota (basidiomicetes)

Div. Bryophyta (musgos)

Div. Hepatophyta (hepáticas)

Div. Anthocerophyta (antoceros)

Div. Rhyniophyta (riniofitas fósiles)

Div. Lycopodiophyta (licopodiofitos)

Div. Pteridophyta (Psilotum, helechos y

Equisetum)

Div. Cycadophyta (cicas)

Div. Ginkgophyta (ginkgo)

Div. Coniferophyta (coníferas)

Div. Gnetophyta (gnetófitos)

Div. AnthophytaClase Dicotyledoneae

(dicotiledoneas)Clase Monocotyledoneae

(monocotiledoneas)

angio

sperm

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gim

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ReinoMonera

Div. BacteriophytaDiv. Cyanophyta (cianobacterias)

Div. Dinophyta (dinoflagelados)Div. Euglenophyta

Div. Rhodophyta (algas rojas)Div. Phaeophyta (algas pardas)

Div. Bacillariophyta (diatomeas)Div. Chlorophyta (algas verdes)

Div. Myxomycota (mixomicetes)Div. Oomycota (oomicetes)

Div. Acrasiomycota

Div. Chytridiomycota (quitridiales)Div. Zygomycota (zigomicetes)Div. Ascomycota (ascomicetes)Div. Basidiomycota (basidiomicetes)

Div. Bryophyta (musgos)

Div. Hepatophyta (hepáticas)

Div. Anthocerophyta (antoceros)

Div. Rhyniophyta (riniofitas fósiles)

Div. Lycopodiophyta (licopodiofitos)

Div. Pteridophyta (Psilotum, helechos y

Equisetum)

Div. Cycadophyta (cicas)

Div. Ginkgophyta (ginkgo)

Div. Coniferophyta (coníferas)

Div. Gnetophyta (gnetófitos)

Div. AnthophytaClase Dicotyledoneae

(dicotiledoneas)Clase Monocotyledoneae

(monocotiledoneas)

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Raven, et al., 2005



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INTRODUCCIÓN A LA BOTÁNICA

1. La célula vegetal. Célula procariótica. Aparición de la fotosíntesis. Aparición de las células eucariontes.

2. Célula eucariótica. Estructura. Pared, membrana, vacuola, organelas. Relación entre estructura y función. Cloroplastos y fotosíntesis. Mitocondrias y respiración. Núcleo: control celular.

3. Organización del vegetal superior. Tejidos. Sistemas de tejidos. Meristemas. Diferenciación.

4. La evolución del cuerpo vegetal. Órganos. Raíz. Origen, estructura y función. Regiones de la raíz. Pelos radiculares. Estructura primaria y secundaria. Adaptaciones.

5. La evolución del cuerpo vegetal. Órganos. El vástago. Evolución de las estructuras internas. Estructura primaria y secundaria. Concepto de estela. Evolución de las estructuras externas. Hojas. Estructura, morfología y función. Ontogenia. Adaptaciones.

6. Agua, solutos y membranas. Difusión y energía libre. Osmosis. Magnitudes osmóticas. Determinación.

7. El suelo. Estructura y textura. Arcillas e intercambio iónico. Materia orgánica del suelo. Exudados de la raíz y rizósfera. Interacción con microorganismos del suelo. Agua del suelo. Nutrición mineral. Elementos esenciales.

8. Absorción de agua. Absorción de sales. Circulación del agua. Presión radicular. Teoría coheso-tenso-transpiratoria. Transpiración. Apertura y cierre de estomas.

9. Circulación por el floema. Características del transporte. Teoría del flujo de presión

10. Los procesos metabólicos en relación con la estructura y el ambiente. Fijación de la energía: Fotosíntesis. Plantas C3, C4 y CAM. Obtención de la energía: Respiración. Factores limitantes. Punto de compensación. Cociente respiratorio.

11. El ciclo de la materia. Metabolismo del Nitrógeno. Ciclo del Nitrógeno. Relaciones fotosíntesis-respiración-metabolismo del nitrógeno.

12. Reproducción. Reproducción sexual. Reproducción asexual. Ciclos de vida. Alternancia de generaciones. Estructuras.

13. División Cyanophyta o Cyanobacteria. Distribución. Morfología y citología. Reproducción. Diversidad. Clasificación. Importancia económica. Origen evolutivo. Relaciones filogenéticas.



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14. La célula eucariótica. Niveles de organización. Reino Protista: Protistas Fotoautótrofos. División Chlorophyta. Distribución. Estructura. Cloroplastos y sustancias de reserva. Reproducción. Diversidad. Clasificación. Importancia económica. Relaciones filogenéticas.

15. División Ochrophyta. Distribución. Morfología y citología. Reproducción. Diversidad. Clasificación. Importancia económica. Relaciones filogenéticas.

16. División Rhodophyta. Distribución. Estructura. Ciclos de vida. Diversidad. Clasificación. Importancia económica. Relaciones filogenéticas.

17. La evolución vegetativa. El paso del agua a la tierra. Cambios evolutivos. Formas terrestres. Adaptaciones. Reino Plantae. División Bryophyta. Clase: Anthocerotae; Hepaticae; Musci. Distribución. Morfología. Ciclo biológico. Diversidad. Relaciones filogenéticas.

18. Principales grupos de plantas: Biodiversidad. Principios evolutivos. La evolución vegetativa. Aparición del sistema vascular. Plantas Vasculares. Aparición de los microfilos. División Psilophyta. Distribución. Esporofito. Gametofito. Estructura. Reproducción. Ciclo biológico. Relaciones filogenéticas.

19. La evolución vegetativa. Aparición de la raíz. División Lycophyta. Estructura. Isosporia. Heterosporia. Ciclo de vida. Distribución. División Sphenophyta. Distribución. Fósiles. Estructura. Ciclos de vida. Importancia económica. Relaciones filogenéticas.

20. La evolución vegetativa. Aparición de megafilos. División Pterophyta. Clasificación. Filicales. Distribución. Morfología. Isosporia. Heterosporia. Ciclo de vida. Diversidad. Relaciones filogenéticas.

21. La evolución reproductiva. Aparición de la semilla. Gimnospermas. División Cycadophyta. División Gyngophyta. Esporofito. Gametofito. Estructuras reproductivas. Adquisiciones evolutivas importantes. División Coniferophyta. División Gnetophyta. Importancia económica. Relaciones evolutivas.

22. La evolución reproductiva. División Anthophyta (Angiospermas). La flor. Morfología y estructura. Desarrollo del micro y megaesporangio. Inflorescencias. Polinización. Fecundación. Singamia y triple fusión. Desarrollo del embrión y endosperma. Partenogénesis.

23 La semilla. Estructura. Frutos. Desarrollo del fruto. Mecanismos de dispersión.

24. Evolución de la flor. Caracteres primitivos y evolucionados. Importancia de la flor en la clasificación. Principios taxonómicos. Clase Dicotyledoneae. Clase Monocotyledoneae.

25. Crecimiento y desarrollo de las plantas. Regulación del crecimiento. Hormonas. Factores externos



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26. Fotomorfogénesis. Percepción de la señal lumínica. Fitocromos. Floración. Germinación. Hormonas. Reloj biológico.

27. Biotecnología vegetal. Cultivo de tejidos. Transformación genética de plantas.

28. Reino Protista. Protistas heterótrofos. Nutrición. División Oomycota. División Myxomycota. Distribución. Diversidad morfológica. Ciclos de vida.

29. Reino Fungi. Clasificación. División Chytridiomycota. Características. División Zygomycota. Distribución. Diversidad morfológica. Ciclos de vida. División Ascomycota. Distribución. Estructura. Ciclos de vida. Diversidad. Clasificación. Importancia económica. Relaciones filogenéticas.

30. División Basidiomycota. Distribución. Estructuras. Diversidad. Clasificación Importancia económica. Formas Imperfectas. Diversidad. Importancia económica. Simbiosis. Líquenes. Fisiología y bioquímica. Reproducción.



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BIBLIOGRAFÍA Botánica general

Mauseth, JD. 1998. Botany, an introduction to plant biology, 2da ed. Jones and

Bartlett Publishers, Massachussets.

Moore, R y WD Clark. 1997. Botany. WC Brown Publishers.

Nabors, M.W. 2006. Introducción a la Botánica. Pearson Educación S.A., Madrid, España, 744 pp

Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn. 1992. Biologia de las Plantas. Ed.Reverté, Tomos I y II.

Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn. 2005. Biology of plants, seventh edition. W.H. Freeman

and company Publishers.

Sistemática, Morfología y Anatomía

Benavides, FC. 1986. Cuadernos de Histología Vegetal. 2ª ed. Marban, Madrid.

Bold, HC; C Alexopoulus y T Delevoras. 1980. Morphology of plants and fungi. 4ª ed. Harper &

Row. New York.

Dimitri, M. 1972. Enciclopedia argentina de agricultura y jardinería. 2ª ed. ACME, Buenos

Aires.

Fahn, A. 1985. Anatomía vegetal. Ed.Pirámide, Madrid.

Foster, AS y EM Gifford. 1987. Morphology and evolution of vascular plants. 3ra ed. Freeman

& Co., San Francisco.

Scagel, Bandoni, Rouse, Schofield, Stein y Taylor. 1973. El reino vegetal: los grupos de

plantas y sus relaciones evolutivas. Omega, Barcelona.

Alexopoulus C. J., Mims C. W. y Blackwell M. 1996. Introductory Micology. Jonn Wiley & Sons.

4° edición. EUA.

Valla, JJ. 1979. Botánica. Morfología de las plantas superiores. Hemisferio Sur, Buenos Aires.

Fisiología

Azcon-Bieto, J y M Talon. 2000. Fundamentos de fisiología vegetal. McGraw Hill. España.

Salisbury, FB y CW Ross. l994. Fisiología Vegetal. Editorial Iberoamericana, México.

Taiz, L.; E.Zeiger. Plant physiology 2002. Sinauer Associates, Inc.Publishers. Massachusetts.

BOTANY LINKS

www.hiperbotanica.net

http://www.jbpub.com/botanylinks/links/linksnew.cfm

http://www.biology.ucsd.edu/others/yanovsky/flower/class_c_organ_identity_genes.

http://www.atlasveg.ib.usp.br/focara.htm

http://www.botany.hawaii.edu/faculty/webb/BOT311/PPloem/Phloem/phloem_translocationww

w.botany.hawaii.edu/faculty/webb/BOT311/Phloem

www.biologia.edu.ar/botánica

http://www.biologia.edu.ar/botánica



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REGIMEN DE APROBACIÓN

1- Trabajos prácticos El alumno deberá asistir puntualmente a las clases de trabajos prácticos, después de

10 minutos de tomada la asistencia se considerará media falta.

Se deberá presentar un informe diario de los trabajos realizados que será entregado al

final de cada práctico siendo ésta, constancia de su desempeño.

Se requiere el 80 % de asistencia a clase y el 80 % de los trabajos prácticos

aprobados como mínimo, caso contrario será considerado libre.

El alumno deberá poseer los conocimientos teóricos correspondientes al tema del día,

el cual podrá ser evaluado por el docente mediante parcialitos previo a la clase

práctica correspondiente. La actividad del alumno en los trabajos prácticos, parcialitos,

informes y conocimientos teóricos básicos, serán evaluados con una nota de TP.

2- Parciales Se tomarán 2 parciales que se aprueban con el 50% del puntaje. Cada parcial tiene la

posibilidad de una recuperación.

Para aprobar regularmente los trabajos prácticos deben aprobarse los dos parciales, y

la nota de TP debe ser mayor a 5.

Para promocionar la materia ambos parciales deben aprobarse en primera instancia y

el promedio de las notas de parciales y la nota de TP debe ser igual o mayor a 7. Si el

promedio de la nota de parciales + nota de TP resultase entre 5 y 7, se deberá rendir

examen final.



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ELEMENTOS NECESARIOS PARA LOS TRABAJOS PRÁCTICOS

- Guardapolvo

- Carpeta con hojas lisas tamaño A4.

- Lápiz y goma blanda.

- Dos agujas de disección. (PERSONALES)

- Una pinza de punta fina.

- Bisturí u hojas de afeitar (PERSONALES).

- Diez portaobjetos por lo menos.

- Cincuenta cubreobjetos por lo menos.

- Tijera.

- Marcador de vidrio.

- Repasador.

- Gamuza o papel de arroz para limpiar objetivos.

- Perilla de goma para limpiar objetivos.

- Rollo de tela adhesiva.

- Detergente.

- Escobilla para tubos.

- Propipeta.

- Guantes descartables

- Candado



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DESCRIPCIÓN Y FUNCIONAMIENTO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO

Un microscopio óptico (figuras 1 y 2) posee dos lentes; el lente objetivo, que se

encuentra cerca del objeto que se observa, y el lente ocular, colocado cerca del ojo. El

aumento primario del objeto se produce por el lente objetivo, y la imagen que así se

origina se transmite al ocular, donde ocurre el aumento final.

La amplificación total de un microscopio es el producto de las amplificaciones

de sus lentes objetivo y ocular. Con un objetivo 40 X y un ocular 10 X, el total de la

amplificación es 400 X.

Una propiedad importante de un microscopio es su poder de resolución, o sea

la capacidad para mostrar como distintos y separados dos puntos. La resolución de

un microscopio depende de la longitud de onda de la luz empleada y de una propiedad

óptica de los lentes objetivo conocidas como apertura numérica. La fórmula para

calcular el poder de resolución es: 1/2 long. de onda de la luz / apertura numérica del

objetivo. Dado que la longitud de onda de la luz empleada es constante, en la práctica

la resolución de un objeto es función de la apertura numérica; a mayor apertura

numérica más pequeño será el objeto resuelto. Existe una correspondencia preliminar

entre la amplificación de un lente objetivo y su apertura numérica. Los lentes con una

mayor amplificación por lo general poseen apertura numéricas mayores. Por otra

parte, el medio por el cual se transmite la luz afecta también a la apertura numérica.

Mientras el objetivo esté separado del objeto por aire, su apertura numérica nunca

será mayor a 1. Para alcanzar aperturas numéricas mayores, el objetivo debe estar

inmerso en un medio que posea un índice de refracción de la luz mayor que el del aire.

Se emplean aceites de varios tipos, cuyo índice de refracción es igual al del vidrio, y

los lentes objetivos diseñados para utilizarse con este tipo de aceites se denominan

lentes de inmersión. La apertura numérica de un lente de este tipo de buena calidad

oscila entre 1,2 y 1,4.

Muchos microscopios utilizados en Biología poseen oculares que amplifican cerca

de 10 X y objetivos de 10 X, 40 X, y 90 ó 100 X (lente de inmersión). El objetivo de 10

X se utiliza para localizar y seleccionar los objetos de interés; el de 40 X y los

restantes permiten la visualización de los detalles de los objetos.

El sistema de iluminación de un microscopio es de considerable importancia, en

especial cuando se emplean altas amplificaciones. La luz que entra en el sistema debe

enfocarse sobre el objeto, y para esto se utiliza un sistema de lente condensador. Al

bajar o subir el condensador se modifica el plano de foco de la luz, y de esta manera

puede elegirse una posición que origine un foco preciso. El sistema de lente



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condensador también posee un diafragma que controla el diámetro del haz de luz que

sale del lente condensador. La finalidad de la utilización del diafragma no es la de

controlar la intensidad de la luz que incide sobre el objeto, sino asegurar que la que

sale del sistema condensador llene exactamente el lente objetivo. Si la apertura del

diafragma es demasiado grande, parte de la luz no pasará al objetivo sino alrededor

de él y originará brillos, por lo que reducirá la calidad de la imagen. Si la luz es muy

brillante, esto puede corregirse mediante la utilización de filtros de densidad neutra o

disminuyendo el voltaje de la lámpara de iluminación, sin alterar la posición del

condensador o del diafragma. Los objetos a observar varían en su grado de contraste,

y la luz debe ajustarse con cuidado a cada objeto que se examina.

Otros factores relacionados con el sistema del lente objetivo utilizado son la

profundidad del campo y el área del campo. La profundidad del campo, es el espesor

del objeto en foco en cualquier momento, y es más grande con menor que con mayor

poder de resolución. En inmersión, la profundidad de campo es muy superficial, por lo

general menor de 1 µm. El área de campo está representada por el diámetro del objeto

que está a la vista. Esta es mayor a menor poder de resolución. Por lo tanto, los lentes

objetivo de baja amplificación son útiles para recorrer el preparado.



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Figura 1: Diagrama de un microscopio

compuesto.

Figura 2: Esquema de las vías de luz en un

microscopio compuesto de campo brillante.

Unidades de medida usadas en microscopia

1 centímetro (cm) = 1/100 metros

1 milímetro (mm) = 1/1.000 metros = 1/10 cm

1 micrómetro ( m) = 1/1.000.000 metros = 1/10.000 cm

1 nanómetro (nm) = 1/1.000.000.000 metros = 1/10.000.000 cm

1 angstrom (Å) = 1/10.000.000.000 metros = 1/100.000.000 cm ó

1 m = 102 cm = 103 mm = 106 m =109 nm= 1010 Å



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TRABAJO PRÁCTICO N° 0

Fenología de una Angiosperma Objetivo: observar los cambios en los estadios de crecimiento y reproductivos, producidos a lo largo de un cuatrimestre en una especie de Angiosperma del predio de la Ciudad Universitaria. El mismo consistirá en una investigación guiada realizada en subgrupos (de 12 como máximo). A cada grupo se le designará un docente como tutor, quien a lo largo de la cursada los orientará en la observación del material, les brindará acceso a la bibliografía disponible en la cátedra y ayudará a visualizar aspectos sobre el ritmo de avance de su trabajo. Las actividades a desarrollar incluirán:

1- Diseño experimental del muestreo: el período de observación abarcará desde inicios de septiembre a fines de noviembre, el registro de los cambios observados habrá de ajustarse a la especie en estudio.

2- El seguimiento de los cambios producidos en la angiosperma y su entorno (relaciones con polinizadores, condiciones ambientales (temperatura, horas de luz del día: puede consultarse el diario de la fecha y calcular las horas entre salida y puesta de sol) comparación con otros ejemplares de la misma especie, etc.), a través de la observación, el registro fotográfico, y la recolección de muestras de distintos órganos (hojas, frutos, flores, etc.). Este material se conservará herborizado o en el caso de estructuras frágiles en alcohol 70%.

3- El análisis de las muestras se realizará en los trabajos prácticos en los que se tratarán los distintos temas.

4- Los resultados de esta investigación serán expuestos como una presentación a congreso en formato póster a alumnos y docente. El contenido de dicho poster deberá incluir como información mínima:

Calendario de colección y registro de las modificaciones observadas en función del tiempo.

Ilustración y descripción breve de los órganos maduros incluyendo: hábito, ramificación, yemas, filotaxis, hojas, inflorescencia, flor, fruto y semilla.



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TRABAJO PRACTICO N° 1

DIVERSIDAD CELULAR

Objetivo: Estudiar algunos de los principales componentes de la célula vegetal, sus funciones y localización.

Materiales.

- Portas y cubreobjetos. - Muestras vegetales. - Pinza y agujas de disección. - Bisturí. - Lugol y Carmín propiónico.

Procedimientos y Observaciones. a) Célula con vacuola con pigmentos y plasmodesmos. Monte entre porta y cubreobjetos, en una gota de agua, un trozo de la muestra. Observe pared primaria y vacuolas. b) Núcleos. En epidermis externa de la base foliar de Allium cepa (cebolla). Monte entre porta y cubreobjetos un trozo de material fijado en alcohol 70%; coloree con Carmín propiónico, caliente si fuese necesario. Observe pared primaria, núcleo y nucleolos. c) Células con cloroplastos (tejido fotosintético). Monte entre porta y cubreobjetos en una gota de agua un trozo de hoja de Elodea sp. Observe pared primaria y cloroplastos, su distribución intracelular y movimiento. ¿A qué se debe? d) Células con amiloplastos (tejido de reserva). Monte en una gota de agua, entre porta y cubreobjetos, un trozo fino de tejido de reserva. Observe y luego coloree con Lugol. ¿Cuál es la función de las estructuras observadas? e) Células con cromoplastos (tejido parenquimático). Monte en una gota de agua, entre porta y cubreobjetos, un trozo fino de tejido parenquimático. Observe. f) Células con pared secundaria engrosada. Monte en una gota de agua, entre porta y cubreobjetos, un trozo fino de pulpa de pera (Pyrus communis). Observe el grosor de las paredes, el lumen y las puntuaciones. Presentación de los Resultados. Realice un informe que incluya los dibujos, claros y correctamente rotulados, de las células observadas. Indique el aumento correspondiente para cada uno.



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MITOSIS

Objetivo: Observación de las distintas fases de la mitosis en células del ápice meristemático de raíz de Allium cepa.

Materiales.

- Apices de raíces de Allium cepa fijados en Carnoy (alcohol absoluto y ácido acético). - Portas y cubreobjetos. - Pinzas y agujas de disección. - Carmín acético. - HCl 10%.

Procedimiento. 1- Tomar unos 3-5 extremos de raíces fijadas de A. cepa y sumergirlos durante 10-30 min en HCl 10%. Este procedimiento hidrolizará la laminilla media de los tejidos. 2- Luego, colocar el material sobre un portaobjetos y cortar los ápices blancos (unos 2 mm del extremo), desechando el resto. Agregar unas gotas de Carmín acético y aplastar los ápices para disgregar los tejidos y facilitar la penetración del colorante.

Flamear el portaobjetos, controlando el calentamiento con la mano. Luego, colocar el cubreobjetos. 3- Aplastar el cubreobjetos con los dedos para lo cual se debe poner un papel de filtro sobre éste.

Presentación de los Resultados.

Realice un informe que incluya los dibujos, claros y correctamente rotulados, de la interfase y de las distintas fases de la mitosis (Profase - Metafase - Anafase - Telofase). Describa brevemente que ocurre en cada una de ellas.



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MORFOLOGÍA EXTERNA DE LAS PLANTAS VASCULARES

Objetivo: Estudio de la morfología externa de la raíz, tallo y hojas.

Procedimientos y Observaciones. a) Morfología de la raíz. Observe las principales características morfológicas de una raíz pivotante: Reconozca las zonas del meristema apical, de los pelos absorbentes y de raíces laterales. Compare un sistema radicular pivotante y uno fibroso.

b) Morfología del vástago. Observe las características del sistema caulinar: nudos, entrenudos, yemas axilares. Observe la disposición de las hojas (filotaxis), forma y división de la lámina, presencia de pecíolo. c) Observación de modificaciones de raíz y vástago. Observe e informe las características morfológicas que presentan los diferentes ejemplos. Análisis de los resultados. 1.- Realice un informe en el que represente sus observaciones mediante dibujos rotulados.



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TEJIDOS VEGETALES

Objetivo: Analizar las características morfológicas y funcionales de los principales tipos de tejidos vegetales.

Procedimientos y Observaciones. a) Epidermis en vista superficial. Observación de células epidérmicas y estomas (células oclusivas y ostíolos). b) Epidermis, colénquima y parénquima en corte transversal. Observe en detalle un sector del preparado que contenga dichos tejidos. c) Xilema y floema primarios en corte transversal. Enfoque un hacecillo en el corte transversal de tallo de Cyperus sp. Reconozca metaxilema, protoxilema, vasos, floema, parénquima y fibras. Análisis de los resultados. 1- ¿Qué diferencias observó con respecto al tamaño relativo de las células y el espesor de sus paredes celulares? En su madurez funcional, ¿todas las células deben estar vivas? Relacione los datos morfológicos observados con las funciones de los tejidos en cuestión. 2- Realice un informe que incluya los dibujos, claros y correctamente rotulados, de las células observadas. Trate de mantener las proporciones del tamaño de las células y de sus paredes celulares. Indique los aumentos correspondientes.



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ANATOMÍA DE RAÍZ, TALLO Y HOJAS

Objetivo: Estudio de la morfología interna de la raíz, tallo y hojas.

a) Meristema apical de raíz en corte longitudinal. Observe caliptra, zona meristemática, protodermis, meristema fundamental, procambium y los tejidos de ellos derivados. b) Raíz primaria en corte transversal. Observe los diferentes tejidos que la componen y su posición dentro del órgano: Epidermis, corteza y cilindro vascular (protostela). c) Meristema apical de vástago en corte longitudinal. Observe túnica, corpus y primordios foliares. d) Tallos primarios en corte transversal. Observe los cortes representativos de tallos con eustela y atactostela. Reconozca epidermis, corteza, médula y tejidos vasculares (comparando las diferentes disposiciones dentro del órgano). e) Hojas en corte transversal. Observe epidermis, mesófilo (reconozca mesófilo en empalizada y esponjoso) y haces vasculares. Señale Xilema, Floema y vaina/s del haz. ¿Encuentra otros tejidos? Análisis de los resultados. Realice un informe que incluya los esquemas completos de los cortes observados. Para esto deberá representar a los distintos tejidos usando los símbolos de Metcalfe y Chalk (ver figura adjunta). Indique los aumentos correspondientes.

Realice un dibujo detallado y representativo de las células, cuando sea necesario

1 ¿Cuál es la función de cada uno de los tejidos en los órganos observados?

2 Compare la disposición de los tejidos vasculares en las distintas estelas observadas (protostela, atactostela, eustela)



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Simbolos de Metcalfe Y CHALK para representar a los distintos tejidos vegetales

COLÉNQUIMA XILEMA CLORÉNQUIMA PARÉNQUIMA

ESCLERENQUIMA FLOEMA PERIDERMIS

CORTE LONGITUDINAL DE RAÍZ PRIMARIA



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DETALLES DE LA ENDODERMIS

CORTE LONGITUDINAL Y TRANSVERSAL DE TALLO

Endodermis con bandas de

Caspary y engrosamientos en “U”

Detalle de las bandas de Caspary y su representación tridimensional



19

TIPOS DE ESTELA

Helechos

Gimnospermas Dicotiledoneas

Monocotiledoneas

Plantas vasculares inferiores

Distintos modelos de disposición de tejidos vasculares primarios que

corresponden a estadíos en la evolución del sistema vascular primario.



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TRABAJO PRÁCTICO N° 6 MERISTEMAS LATERALES Y CRECIMIENTO SECUNDARIO EN TALLO Y RAIZ a) Raíz con crecimiento secundario en corte transversal. Observe los distintos tejidos

presentes. Reconozca peridermis, xilema y floema primario y secundario y los meristemas laterales.

b) Tallo con crecimiento secundario en corte transversal. Observe los distintos tejidos

como se indica arriba c) Cortes de madera. Observe los cortes longitudinal tangencial, longitudinal radial y transversal de madera. d) Células del xilema en macerados de madera. En los macerados de madera los tejidos son tratados con hidrólisis ácida que disuelven la laminilla media, dejando las células libres.

i- En madera de gimnospermas: Observar traqueidas, fibras y parénquima con pared secundaria.

ii- En madera de angiospermas: Observe elementos de vaso con placas de perforación simples, fibras y parénquima con pared secundaria.

Análisis de los resultados. Realice un informe que incluya los esquemas completos de los cortes observados. Para esto deberá representar a los distintos tejidos usando los símbolos de Metcalfe y Chalk

1) Indique a que estructuras dan origen los meristemas laterales: felógeno y cambium. 2) Compare las estructuras de raíz y tallo secundarios. Relacione con las estructuras primarias correspondientes. Compare el origen de los meristemas laterales en raíz y tallo. Estadíos en el desarrollo del xilema y del floema a partir del cambium vascular.



21

peridermis parénquima derivado del periciclo fibras del floema radios floema secundario cambium xilema secundario xilema primario

RAIZ SECUNDARIA EN CORTE

TRANSVERSAL

Exterior

Interior



22

ESTRUCTURA TRIDIMENSIONAL DE LA MADERA

Cara transversal

Cara longitudinal tangencial

Cara longitudinal

radial



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OSMOSIS

Objetivo: Determinación del potencial osmótico de tejido epidérmico de Allium cepa.

Materiales.

- Epidermis de base foliar de cebolla. - Solución madre de sacarosa 0,5 M. - 6 tubos de ensayo.

- Pipetas. - Agua destilada. - Floxina

Procedimiento. 1- Prepare en cada tubo, correctamente rotulados, 5 ml de las siguientes soluciones por dilución de la solución madre: 0,5; 0,4; 0,3; 0,2 y 0,1 M. En el último tubo agregue 5 ml de agua destilada.

2- Coloque en cada tubo un trocito de epidermis del material a analizar y una gota de floxina, mezcley deje 30 min.

3- Retire de cada tubo la muestra y haga un preparado para el microscopio. IMPORTANTE: Monte el preparado en la misma solución en que estuvo la muestra.

4 - Observe y cuente las células plasmolizadas y las no plasmolizadas para cada una de las soluciones. Cuente alrededor de 20 células en total para cada solución. Análisis de los resultados. 1- Construya una tabla con los porcentajes de células plasmolizadas para cada concentración. Grafique estos datos. La solución en la cual la mitad de las células está plasmolizada, tiene el mismo potencial osmótico que el jugo celular ¿Por qué? De ser necesario obtenga este valor interpolándolo de su gráfico. Para hallar el potencial osmótico utilice la siguiente fórmula:

o = -C . R . T

Donde:

o = potencial osmótico del tejido. C = concentración de la solución expresada en molalidad (mol . kg-1).

R = constante de los gases (0,00831 kg . Mpa . mol-1 . K-1). T = Temperatura absoluta T(K) = grados C + 273).



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PUNTO DE COMPENSACION. FOTOSÍNTESIS REAL Y NETA INTRODUCCIÓN

La Fotosíntesis es el proceso metabólico propio de los organismos autótrofos que captura la energía lumínica a ser empleada en la biosíntesis de moléculas de carbohidratos. El pigmento capaz de capturar la energía lumínica es la clorofila.

Plantee la ecuación general de la fotosíntesis e indique de qué tipo de reacción se trata. ¿Cuáles son los sustratos y cuáles los productos de dicha reacción? ¿Qué compuestos actúan como dadores y cuáles como aceptores de electrones en la ecuación planteada? ¿Cuál es la fuente de energía que permite llevar a cabo este proceso metabólico en los organismos autótrofos?

En las plantas superiores el proceso de fotosíntesis se desarrolla generalmente en forma preponderante en las hojas.

¿Qué características anatómico-morfológicas de las hojas observó en trabajos prácticos anteriores que pueda relacionar con la aptitud de estos órganos para la fotosíntesis?

Existen variables ambientales (intensidad y calidad de la luz incidente, concentración de CO2, temperatura, humedad, etc.) y biológicas (color, tamaño de las hojas, densidad y distribución de estomas, posición de las hojas, tipo de planta, etc.) que modifican la eficiencia de la fotosíntesis, ya sea incrementándola o disminuyéndola.

Teniendo en cuenta la ecuación planteada más arriba, ¿cómo podría medir la eficiencia fotosintética?

Si utilizamos el consumo o producción de gases para evaluar la eficiencia fotosintética, ¿qué otro proceso metabólico relacionado con esos gases ocurre al mismo tiempo que la fotosíntesis? ¿Cuáles son sus sustratos y cuáles sus productos?

Cuando a una determinada condición ambiental se mide la eficiencia de fotosíntesis como una tasa de absorción de CO2 (es decir moles de CO2 absorbidos en una unidad de tiempo) deben distinguirse:

a) El CO2 total absorbido por fotosíntesis (fotosíntesis total, FT).

b) La diferencia entre el CO2 total consumido por fotosíntesis y el liberado por la respiración (R) (fotosíntesis neta, FN))

La relación entre esos procesos es:

FN = FT - R ó FT = FN + R ec. 1



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El punto de compensación para un factor dado, es el punto en el cual, para ese factor, el CO2 absorbido por la fotosíntesis y el liberado por la respiración son iguales, es decir:

P.C.= CO2 absorbido = 1 ec. 2 CO2 liberado

¿Cómo definiría el Punto de Compensación lumínico? ¿Cómo se modifica la ecuación 1 en este punto?

Objetivo: Determinar el punto de compensación lumínico de hojas de Ricinus communis (ricino) en base al análisis del intercambio de gases producto de la fotosíntesis y la respiración, definiendo también la fotosíntesis real y la neta.

Hipótesis: Utilizando sus conocimientos teóricos previos sobre el tema, formule las hipótesis que piensa poner a prueba respecto de la incidencia de la intensidad lumínica sobre la fotosíntesis neta.

Materiales.

- 7 tubos de ensayo con tapones de goma y su gradilla. - Pipetas de 10 ml. - Solución de NaHCO3 (pH = 8,1) con indicadores Rojo Cresol y Azul de Timol (con pH alcalino es púrpura y vira al amarillo al acidificarse). - Hojas de ricino. - Tijera - Fuentes lumínicas - Pecera con agua

- Hilo y aguja Procedimiento. 1- Rotule los tubos con las letras “a” hasta “e”, otro como “oscuridad” y el último como “testigo”.

2- Coloque 3 ml de la solución indicadora por tubo, tapándolos inmediatamente. 3 - Introduzca en los tubos trozos de 1 x 7 cm de la lámina de hoja, sosteniéndolos con un hilo ajustado con el tapón como muestra la figura, y cuidando que no se doblen o toquen el líquido. Prepare el tubo testigo. ¿Cómo lo haría y qué importancia tiene? 4- Cinco tubos, rotulados como “a-e”, serán expuestos a distintas intensidades de luz como muestra la figura adjunta, mientras que el rotulado como “oscuridad” se lleva a oscuridad completa. ¿Con qué objeto?



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a e

Distancia desde la fuente lumínica

Intensidad (bujías / pie)

-a 480 -b 260 -c 150 -d 65 -e 55

5- Al cabo de 2 hs. retire los trozos de lámina y vuelva a tapar inmediatamente.

Análisis de los resultados. 1- Observe los diferentes colores en los tubos. ¿Qué proceso ocurrió en el tubo en condiciones de oscuridad? ¿Y en los expuestos a la luz?

2- Enumere los tubos de acuerdo a su color y dándole al testigo el valor “0”. Se usarán valores relativos negativos para los que viraron al amarillo y positivos para los que viraron al rojo.

3- Realice un informe en base a los datos obtenidos. Discuta sus resultados en base a un gráfico en el que se indicarán, claramente, el punto de compensación, la fotosíntesis real y neta para la máxima intensidad lumínica y el nivel teórico de respiración. Teniendo en cuenta estos resultados y observando estos gráficos, ponga a prueba la hipótesis planteada. ¿Se cumplen sus predicciones? ¿Qué errores experimentales debería tener en cuenta? ¿Cómo incidiría cada uno de ellos en los resultados? Preguntas adicionales 1. Proponga otras variables que podría analizar utilizando este mismo diseño experimental. 2. ¿Qué es el punto de compensación? Suponga que quisiera estimar a qué intensidad lumínica se encuentra el punto de compensación. ¿Cómo podría calcularlo a partir de los datos experimentales obtenidos?

Fuente de luz



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TRABAJO PRACTICO N° 9 BACTERIAS FIJADORAS DE NiTRÓGENO Fijadores simbióticos Objetivo: Estudiar las características morfológicas de los bacteroides de Rhizobium sp. (bacteria fijadora de N2 en simbiosis) desarrollados en nódulos de raíces de una planta leguminosa. Materiales. - Muestras de raíces de leguminosas con nódulos. - Porta y cubreobjetos. - Bisturí. - Floxina Procedimiento. 1- Observe y dibuje la raíz con nódulos. Elija un nódulo sano y vigoroso y sepárelo de la raíz. Móntelo sobre un portaobjetos con una gota de agua. 2- Corte el nódulo por la mitad con el bisturí y frótelo contra el porta hasta obtener una suspensión de bacteroides. Coloque un cubreobjetos. Análisis de los resultados. 1- Observe los bacteroides de Rhizobium sp. y caracterícelos de acuerdo a su tamaño, color y forma. 2- Explique en pocas palabras el proceso de simbiosis, acompañando dicha explicación con dibujos representativos. Fijadores libres -Observe la morfología de otros organismos de vida libre fijadores de nitrógeno 1- Aislamiento de Azotobacter sp. Objetivo: Aislar Azotobacter sp., bacteria fijadora libre de N2, a partir de tierra de jardín.

Materiales. Para el Aislamiento. - Tierra de jardín. - 1 erlenmeyer conteniendo 20 ml de medio Fred y Waksman (con sales minerales, azúcares y sin fuente de nitrógeno) líquido y estéril. - Espátula. - Ansa. - Mechero. - 1 caja de Petri con medio Fred y Waksman agarizado, estéril. Para la Caracterización. - Portaobjetos. - KOH 3%. -Escarbadientes estèriles



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Procedimiento. 1- Inocule el erlenmeyer con medio Fred y Waksman líquido y estéril (¿por qué estéril?), con tierra de jardín. Para ello debe agregar, con la ayuda de una espátula, una muy pequeña cantidad de muestra. Mantenga siempre las reglas de esterilidad que se le indiquen. Incubar a 28°C. 2- Luego de 2 días, funda el medio agarizado en baño María y luego vuelquelo en cajas de Petri. Deje enfriar. 3- Tome una muestra de los cultivos en medio líquido y realice estrías en las cajas de Petri que contienen medio agarizado. Incubar a 28°C. 4- Después de 2 días observe los cultivos en medio agarizado. ¿Cuántos tipos de colonias observa? ¿Cuáles son sus características de acuerdo a la forma, tamaño consistencia y color?. 5- Realice un test para detectar si las bacterias obtenidas son Gram + o Gram- A- Limpie profundamente un portaobjetos con agua y jabón y deje secar. Una vez seco, limpie con un algodón con alcohol. B- Sobre el portaobjetos ubique una gota de KOH 3%. C- Tome con un escarbadientes previamente esterilizado un pequeña cantidad de cultivo bacteriano. Agite rápidamente durante 5 a 10 segundos y luego con cuidado levante el escabadientes. Certifique la lisis de la pared a través de la observación de una consistencia mucosa en la suspensión celular. Análisis de los resultados. 1- En base a los cultivos en medio sólido y a las tinciones realizadas: ¿Cuáles son sus conclusiones sobre el aislamiento realizado? ¿Cuál es el fundamento del método de aislamiento? ¿Cómo interpreta los resultados obtenidos con KOH para Azotobacter sp? ¿Cuál es el papel de Azotobacter sp. en la naturaleza? 2. Observación de diversos organismos pertenecientes a Cyanobacteria



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ADAPTACIONES MORFOLÓGICAS EN ALGAS

Introducción

La mayoría de las algas viven en cuerpos de agua dulce o salada., ya sea permanentes o temporarios. Pueden estar en suspensión, conformando el fitoplancton o de lo contrario, crecer sobre o adheridas a algún sustrato sumergido (perifiton). Si crecen en el fondo de un cuerpo de agua, pertenecen al bentos. Estos microrganismos poseen diferentes adaptaciones relativas a la optimización del crecimiento, reproducción y supervivencia en relación con las características físico-químicas del cuerpo de agua. Por ejemplo, el límite de distribución de algas dentro de un cuerpo de agua estará determinado por la profundidad hasta la que pueda penetrar la luz, indispensable para que tenga lugar la fotosíntesis (aprox. hasta los 200 m de profundidad). Sin embargo, en el agua la intensidad de luz fotosintéticamente activa (o sea la banda espectral que absorben los fotosistemas) disminuye hiperbólicamente con la profundidad. Como las algas son organismos fotosintéticos, para que puedan crecer y reproducirse el balance neto de la fotosíntesis debe estar por encima del punto de compensación. Además de las adaptaciones relacionadas con el aprovechamiento de la luz fotosintéticamente activa, habrá otras relacionadas con la resistencia al oleaje y movimientos turbulentos del agua, la flotabilidad, los cambios bruscos de salinidad, la desecación periódica del cuerpo de agua, la herbivoría, el aprovechamiento de nutrientes, etc.

Objetivos . Observar diferentes adaptaciones morfológicas en algas de distintos hábitats (o comunidades): del plancton, del perifiton y del bentos de agua dulce y marino. . Relacionar dichas adaptaciones con las características físico-químicas del ambiente del que proceden . Identificar características particulares de los grandes grupos de algas

Materiales . Muestras de agua de cuerpos de agua dulce, marinas y de cultivos de algas . Porta y cubreobjetos . Colorantes . Microscopio y lupa Procedimiento y observaciones Hacer preparados del material que se le entregue y observar: .



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Nivel de organización (unicelular cocoide o monadoide, filamentosa simple o ramificada, laminar, masiva, etc) . Observación de los cloroplastos: forma y disposición Localización de la sustancia de reserva . Presencia de características particulares: vainas, aerocistos, ornamentaciones, etc. . Observación de estructuras relacionadas con el movimiento: presencia o no de flagelos, rafe en diatomeas, estigmas . Observación de estructuras reproductivas. Relacionarlas con el ciclo de vida. Presentación de los Resultados Realice un informe que incluya los dibujos claros y correctamente rotulados, Indique el aumento bajo el cual se observó cada ejemplar. Indique en cada caso el tipo de adaptación al hábitat particular que presenta cada alga observada.



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BRIOFITAS

Objetivo: Análisis de las principales características de ejemplares pertenecientes a las Briofitas.

Materiales.

- Muestras de hepáticas, musgos y antoceros. - Microscopio. - Lupa. - Elementos de disección. - Porta y cubreobjetos.

Procedimientos y Observaciones. a) Dvisión Hepatophyta (hepática), Marchantia sp. Observe el aspecto general del gametofito en vista dorsal donde verá conceptáculos, arquegonióforos y anteridióforos. En vista ventral observe los rizoides. b) División Bryophyta (musgos): Observe el gametofito de un musgo con sus talluelo, frondes y rizoides, y el esporofito con la seda, la cápsula y el opérculo. Haga un preparado y observe el peristomio y las esporas. c) División Anthocerophyta, Anthoceros sp. (antoceros). Observe el aspecto general del gametofito en vista dorsal y ventral. Luego analice al esporofito con sus valvas, columela, esporas, y pseudoelaterios. Análisis de los resultados. Realice un informe que incluya los dibujos representativos de los ejemplares observados. Rotule y agregue el complemento cromosómico de cada estructura. Complete los tres ciclos de vida que se encuentran en la Guía de TP.

a) Mencione las características que permitieron a las Briofitas colonizar la Tierra. Indique que otras características las hacen independientes del agua. b) ¿Qué similitudes y diferencias existen entre los gametofitos de los diferentes grupos de Briofitas? ¿Y entre los esporofitos?. Esquematícelo.



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PLANTAS VASCULARES SIN SEMILLAS

Objetivo: Análisis de las principales características de ejemplares pertenecientes a este grupo.

Procedimientos y Observaciones. a) Género Selaginella (licopodiófitos). Observe el aspecto general y los estróbilos. b) Género Equisetum (sphenófitos). Observe el aspecto general y los estróbilos. c) Orden Filicales (helechos). Dibuje el aspecto general de un helecho. Observe un megafilo fértil con sus soros. Al microscopio los esporangios y las esporas

Análisis de los resultados Realice un informe que incluya los dibujos representativos de los ejemplares observados. rotule y agregue el complemento cromosómico de cada estructura. Complete los ciclos de vida que se encuentran en la guía de trabajos prácticos.



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PLANTAS VASCULARES CON SEMILLAS DESNUDAS

Objetivo: Observación y reconocimiento de representantes de este grupo.

Procedimientos y Observaciones. a) División Cycadophyta. Género Cycas sp. (cicas). Observe el megafilo (¿Cómo es su lámina?; el microsporofilo (¿Cómo se agrupan? ¿Dónde se hallan los microsporangios?); y el megasporofilo (¿Dónde se ubican sus óvulos?). b) División Coniferophyta (coníferas). Género Pinus sp. (pinos). Observe una rama y sus hojas (¿Cómo son sus ramas y sus tipos de hojas?); un cono megasporangiado con detalle de brácteas, escamas ovulìferas y óvulos; y un cono microsporangiado con sacos polínicos y granos de polen (¿Qué diferencias encuentra con respecto a las cicas?). Presentación de los resultados. Información adicional En los siguientes sitios, encontrará videos sobre el ciclo de vida de Gimnospermas

http://www.youtube.com/watch?v=r1wWgIcyEXo

http://www.youtube.com/watch?v=Sc9zfQWMpmU

http://www.youtube.com/watch?v=vsdtDijCXFo

http://www.youtube.com/watch?v=GlSHuWpAe1g

http://www.youtube.com/watch?v=SI8iy2wRJ0Q

http://www.youtube.com/watch?v=r1wWgIcyEXo

http://www.youtube.com/watch?v=Sc9zfQWMpmU

http://www.youtube.com/watch?v=vsdtDijCXFo

http://www.youtube.com/watch?v=GlSHuWpAe1g

http://www.youtube.com/watch?v=SI8iy2wRJ0Q



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DESARROLLO EN PINUS (rotule adecuadamente)



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PLANTAS VASCULARES CON FLOR Y FRUTO (ANTHOPHYTA)

A- INFLORESCENCIAS

Objetivo: Reconocimiento de distintos tipos de inflorescencias.

Procedimientos y Observaciones. Observe los distintos tipos de inflorescencias e indique el sentido de maduración de las flores. B- FLOR Y FRUTO

Objetivo I: Estudiar la morfología floral.

Materiales.

- Flores - Elementos de disección. - Lupa.

Procedimientos y Observaciones. a) Morfología de la flor. Observe la flor en su conjunto y ubique todos sus ciclos. Realice la disección de los sépalos, los pétalos, los estambres y el ovario. b) Ovario en corte transversal. Observe los carpelos y los óvulos. ¿Cómo es el tipo de placentación? c) Antera en corte transversal. Observe las tecas y sacos polínicos. Presentación de los resultados. Realice un informe que incluya los dibujos rotulados. Caracterice a la flor según su simetría, presencia o ausencia y disposición de los ciclos florales, posición del ovario, y tipo de placentación (ver láminas).

Objetivo II: Establecer la correspondencia de la flor con el fruto.



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Materiales Flores y frutos de Jacaranda mimosifolia o Passiflora coerulea o alguna especie similar. Procedimiento 1.- Descripción detallada de cada una de las partes que componen la flor, (ciclo de cáliz, corola, androceo y gineceo). 2.- Ubicación del gineceo y su posición con respecto a los otros ciclos florales. Tipo de placentación y número de carpelos. Marcar el número de óvulos. 3.- Descripción del desarrollo paulatino del gineceo luego de la fecundación o no. Desarrollo del fruto, marcar las partes que lo constituyen, si es dehiscente o no, volver a observar la placentación y número de carpelos. El tipo de dehiscencia. Marcar el número de semillas.



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TIPOS DE FLORES Según la simetría:

Flor actinomorfa



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Ortótropo Anátropo Campilótropo



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DESARROLLO DEL GAMETOFITO FEMENINO A

B

3 mitosis

C R! D Megaspora Funcional Célula Tetrada madre de megasporas de las megasporas A – sinérgidas C – célula central con 2 “núcleos polares” B – oósfera (gameta femenina) D – antípodas FÓRMULA Y DIAGRAMA FLORAL

Ejemplo: Flia . Crassulaceae Número de lóculos

K5 C(5) A5+5 G (3)3

Número de óvulos por lóculo Subíndices: número de piezas en cada verticilo ( ): soldadura de piezas G: gineceo súpero

: numerosos

Saco embrionario = gametofito femenino



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DIVERSIDAD FLORAL Y TIPOS DE POLINIZACION

Objetivo. Relacionar la morfología observada en ciertas flores con su función en la polinización.

Materiales.

- Distintos tipos de flores. Procedimientos y Observaciones. Observe las características morfológicas de cada flor. Complete con los datos obtenidos el siguiente cuadro (para el ítem “tamaño”, analice comparativamente los 3 ejemplos):

Flor 1 2 3

Tamaño de la flor

Perianto Tamaño

Disposición (¿superficie de aterrizaje?)

consistencia

Cáliz: color

Corola color

guías de néctar

Olor ¿Perceptible?

Si perceptible

intensidad

¿similar a qué (rancio, frutal, dulce, etc.)?

Estambres Cantidad

Exposición

Color

Estigmas Tamaño

Exposición

Color

Polen Contorno

Tamaño

Ornamentación de la exina

Otras características

Análisis de los resultados. En base a sus observaciones, determine el tipo de polinización más probable que presenta cada flor.



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Información adicional En los siguientes sitios encontrará videos sobre mecanismos de polinización, formación del saco embrionario, etc. en Angiospermas

http://www.youtube.com/watch?v=igkjcuw_n_U

http://www.youtube.com/watch?v=RuYrFwDuYn0

http://www.youtube.com/watch?v=-h8I3cqpgnA

http://www.youtube.com/watch?v=MQlq5QtRI9o

http://www.youtube.com/watch?v=AWXb6z1eD0o

http://www.youtube.com/watch?v=igkjcuw_n_U

http://www.youtube.com/watch?v=RuYrFwDuYn0

http://www.youtube.com/watch?v=-h8I3cqpgnA

http://www.youtube.com/watch?v=MQlq5QtRI9o

http://www.youtube.com/watch?v=AWXb6z1eD0o



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CRECIMIENTO DEL TUBO POLÍNICO

Objetivo. Observar el crecimiento del tubo polínico en granos de polen de Anthophyta.

Materiales.

- Granos de polen de flores variadas. - Solución de sacarosa 0,9 M. - Portaobjetos y cubreobjetos.

Procedimientos.

1- Prepare tres soluciones de sacarosa: 0,9; 0,6 y 0,3 M. 2- Vierta una gota de cada solución en diferentes portaobjetos. 3- Coloque sobre ellas granos de polen. 4- Espere 1 a 2 hs. cuidando que no se sequen los preparados. Observe

al microscopio.

Análisis de los resultados.

1- Relacione tipo de polen y solución adecuada para el crecimiento. 2- ¿Qué ocurriría si se ponen granos de polen en agua destilada? ¿Son

sinónimos los términos polinización y fertilización? Discuta.



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FRUTO

Objetivo: Analizar la morfología y el mecanismo de dispersión de distintos tipos de frutos.

Procedimientos y Observaciones. Determine para distintos frutos: Tipo de fruto, forma de dehiscencia, modo de diseminación, pericarpo y elementos anexos. TIPOS DE FRUTO A) FRUTOS MONOTALÁMICOS SIMPLES (una flor con un solo pistilo)

FRUTOS SECOS

dehiscentes

(siempre multiseminados)

indehiscentes

un carpelo 2 o + carpelos uniseminados multiseminados

-folículo -legumbre

Cápsula silicua silícula

aquenio cipsela nuez sámara cariopse

lomento esquizocarpo legumbre indehiscente

FRUTOS CARNOSOS

(en general indehiscentes)

Baya s.l. (meso y endocarpo carnosos) Baya s.s. Hesperidio Pomo Pepónide

Drupa (mesocarpo carnoso, endocarpo leñoso, en gral uniseminado)



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B) FRUTOS MONOTALÁMICOS MÚLTIPLES (una SOLA flor con varios pistilos = gineceo dialicarpelar) Polifolículo

Poliaquenio Conocarpo

C) FRUTOS POLITALÁMICOS o INFRUTESCENCIAS (provienen de una inflorescencia) Sorosio (bayas acrescentes) Sicono (aquenios dentro de un receptáculo carnoso)



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DEFINICIONES DE FRUTO Folículo: deriva de un ovario unicarpelar. Dehiscencia por la unión del carpelo. Ej: Grevillea sp. (roble sedoso). Polifolículo: deriva de un gineceo dialicarpelar; cada uno de los carpelos produce un folículo. Ej: Magnolia, Brachychyton. Legumbre: deriva de un ovario unicarpelar pluriseminado; dos líneas de dehiscencia; a veces indehiscente. Ej: Leguminosae (habas, arvejas, porotos) Lomento: legumbre indehiscente que se corta transversalmente en artejos. Ej: mimosa. Silicua: deriva de un ovario bicarpelar, alargado; dos líneas de dehiscencia. Placentación parietal. Las semillas quedan adheridas al replum (marco formado por las uniones de los nervios placentarios). Ej.: Cruciferae (alelí, repollo, brócoli). Silícula: silicua corta y ancha. Ej: bolsa de pastor. Cápsula: deriva de un ovario pluricarpelar, uni o plurilocular; dehiscencia variada. Ej: Jacaranda, Chorisia speciosa (palo borracho), Papaver somniferum (amapola). Aquenio: fruto pequeño, unilocular, uniseminado, con semilla adherida al lpericarpo por un solo punto; pericarpo fácilmente separable de la cubierta de la semilla. Ej: Cyperus sp. Y compuestas en general (girasol). Sámara: aquenio con el pericapo dilatado formando un ala. Ej.: tipa, fresno, olmo. Disámara: sámara con el pericarpo bialado. Ej.: arce. Cariopse: uniseminado, con el pericarpo soldado a la semilla. Ej.: maíz, trigo, gramíneas en general. Nuez: fruto uniseminado, con el pericarpo esclerenquimático y unido al receptáculo, semilla grande. Generalmente con involucro. Ej.: avellana, bellota. Drupa: uniseminado con un solo carozo, ovario súpero; endocarpo esclerificado, mesocarpo carnoso, exocarpo membranoso. Baya (s.s.): generalmente de colores vivos a la madurez. Puede provenir de un ovario súpero o ínfero, uni o pluricarpelar. Mesocarpo carnoso o jugoso. Ej.: tomate, uva, banana. Pomo: deriva de un ovario ínfero, pluricarpelar con placentación axilar. Endocarpo papiráceo, mesocarpo y exocarpo delgados que se sueldan al receptáculo carnoso y acrescente que cubre al gineceo. Ej: manzana, pera, membrillo. Hesperidio: deriva de un ovario súpero, pluricarpelar con placentación axilar. Exocarpo delgado y glanduloso, mesocarpo esponjoso y endocarpo membranoso con numerosos pelos pluricelulares jugosos. Ej: cítricos. Pepónide: deriva de un ovario ínfero con placentación parietal. Receptáculo grueso, esclerificado o coriáceo. Ej: pepino, zapallo, sandía. Conocarpo: fruto formado por un receptáculo convexo que crece y se hace carnoso después de la fecundación. Los carpelos se transforman en aquenios o bayas. Ej: frutilla. Sorosio: receptáculo convexo, común y carnoso, sobre el cual se asientan bayas. Ej: ananá Sicono: receptáculo común carnoso, en forma de copa o botella con un abertura apical. Sobre la pared interior se disponen los frutos, que son pequeños aquenios. Ej: higo.



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SEMILLA

Objetivo: Analizar y comparar la morfología de dos tipos de la semillas.

Materiales.

- Semillas de Phaseolus sp. y Ricinus sp. previamente remojadas. - Lupa. - Elementos de disección.

Procedimientos y Observaciones. a) Semilla de Phaseolus sp. (poroto).

-Morfología externa. Ubique el hilio, la micrópila y el rafe. -Morfología interna. Abra la semilla por el plano que pasa por el hilio y observe el tegumento y el embrión (cotiledones y epicótile e hipocótile).

b) Semilla de Ricinus sp. (ricino).

-Morfología externa. Ubique el rafe y la carúncula. -Morfología interna. Abra la semilla por el plano mayor y observe los tegumentos, el endosperma y el embrión (cotiledones y epicótile e hipocótile).

Análisis de los resultados. 1- Realice un informe que incluya los dibujos, claros y correctamente rotulados, de las semillas analizadas. 2- En base a lo observado...¿Qué diferencias encuentra entre los cotiledones de Phaseolus sp. y de Ricinus sp? ¿Cómo entra el agua en cada una de estas semilla? 3- ¿Qué sustancias de reserva almacena el endosperma? 4- ¿Qué parte del embrión sale primero de la semilla? ¿Qué ventaja adaptativa representa?

G F B E D C A Referencias: A, carúncula; B, rafe; C, radícula; D, plúmula; E, endosperma; F, cotiledón; G, tegumentos



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DIVISION ANTHOPHYTA

Objetivos: Estudiar la diversidad morfológica de las angiospermas mediante la observación, el reconocimiento y la determinación de ejemplares recolectados.

Materiales.

- Ejemplares de flores. - Elementos de disección. - Lupa. - Claves correspondientes.

Procedimiento. Mediante el uso de la clave determinar ejemplares pertenecientes a distintas familias de mono y eudicotiledóneas.

Presentación de los resultados. Realice un informe que incluya los dibujos rotulados, mostrando las principales características que le ayudaron en la determinación. Complete el ciclo de vida que figura en la Guía de TP.



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GERMINACIÓN Y VIABILIDAD DE SEMILLAS

A- VIABILIDAD

Objetivos: Determinar la viabilidad de semillas.

Materiales.

- Granos de cebada. - 2 cajas de Petri. - Agua. - Solución de cloruro de tetrazolio 0,1% (sustancia que en el estado

oxidado es incolora y al reducirse vira al rojo) - Hojas de afeitar - Papel de filtro - Algodón

Procedimiento.

1- Tome 20 granos de cebada o similar y pélelos. 2- Coloque en una caja de Petri una capa fina de algodón y humedézcala. Siembre 10 granos remojados y coloque la caja en estufa a 20°C hasta la próxima clase. 3- Corte longitudinalmente otros 10 granos. Coloque las mitades en una caja de Petri con la solución de cloruro de tetrazolio. Cuide que los granos estén sumergidos. Lleve a estufa durante 1 hora. 4- Al cabo de ese tiempo observe y registre el número de embriones que se han teñido de rojo. ¿A qué se debe esta coloración? Análisis de los resultados. Calcule el porcentaje de germinación de las semillas de cebada en cámara húmeda, y el porcentaje de semillas viables según el método de cloruro de tetrazolio. Compare estos resultados.

B- GERMINACIÓN

Objetivo. Analizar algunos factores que influyen en la germinación de las semillas.



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Materiales.

- 3 cajas de Petri. - Hojas de sierra. - H2SO4 concentrado. - Agua. - Algodón. - 30 semillas de Albizia sp.

Procedimiento. 1- Seleccione 30 semillas de Albizia sp. y sepárelas en 3 lotes de 10 semillas cada uno. 2- Coloque un lote en una caja de Petri con papel de filtro humedecido en agua. Lleve la caja a estufa a 25°C donde quedarán por 48 hs. 3- Tome el segundo lote de semillas y haga una incisión en el tegumento externo de cada una de ellas. Colóquelas en una caja de Petri en las mismas condiciones que el tratamiento anterior. Análisis de los resultados. Registre los porcentajes de germinación para cada tratamiento de Albizia sp. Compare los resultados. ¿Cómo los explica? ¿Cómo se pueden relacionar con estos datos con la adaptación de Albizia sp. a su ambiente? ¿Qué otros ejemplos conoce?



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FOTOMORFOGÉNESIS

Objetivo: Observación de plántulas etioladas y no etioladas

Materiales. - semillas de poroto y maíz - bandejas - algodón - film plástico - cajas de Petri - hipoclorito de sodio - rociador - elementos de disección - lupa

Procedimiento: 1) Preparar una solución de hipoclorito de sodio. Lavar las semillas en ella y enjuagarlas con agua. 2) Preparar 4 bandejas con una capa de algodón. Colocar 5 semillas sobre cada una (en 2 bandejas, porotos, y en las otras 2, maíz). 3) Humedecerlas con el rociador

4) Cubrir las bandejas con film plástico 5) Colocar una bandeja con porotos y una con maíz a la luz y las otras en oscuridad (¿por qué?, ¿qué fenómeno se pretende comprobar?), en posición vertical (¿por qué?) 6) Regar periódicamente

7) Después de 15 días, observar la morfología de las plántulas emergidas:

a) Comparar las de cada especie sometidas a distintas condiciones lumínicas. Elaborar un cuadro comparativo mostrando las diferencias entre: gancho apical, hipocótile, epicótile, raíces, cotiledones y hojas primordiales, pigmentación.

b) comparar la morfología de las plántulas de poroto y de maíz que estuvieron a la luz. Dibujarlas, rotular las estructuras características de cada una y enumerar las diferencias. ¿A qué grupo taxonómico pertenece cada una?

¿Qué fotorreceptor está relacionado con la morfogénesis? ¿Qué ventaja representa para la plántula durante el proceso de germinación en el campo este tipo de respuesta a la luz?



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A- OOMYCOTA

Objetivo: Observación y estudio de Oomicetes acuáticos

Materiales.

- Cultivos de Achlya sp. - Porta y cubreobjetos. - Microscopio y lupa.

Procedimientos y Observaciones. Achlya sp. Reconozca el talo, los esporangios y los gametangios.

B- FUNGI, ZYGOMYCOTA

Objetivo: Observación y estudio de una Mucoral heterotálica.

Materiales.

- Cultivos de Absidia sp.(cepas + y -). - Porta y cubreobjetos. - Microscopio y lupa.

Procedimientos y Observaciones. Absidia sp. Observe bajo la lupa el aspecto de las cajas y la formación de una hilera de zigosporas en el lugar de unión del micelio + y -. Tome una porción de esta zona y haga un preparado. Observe al microscopio los distintos estados. Observe los esporangios asexuales. Presentación de los Resultados. Realice un informe que incluya los dibujos, claros y correctamente rotulados. Indique el aumento correspondiente para cada uno. Complete los ciclos de vida que se encuentran en esta Guía.

C- FUNGI, ASCOMYCOTA

Objetivo: Análisis de representantes de Ascomycota.

Materiales.



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- Levadura prensada (comercial). - Cultivo de Ascobolus sp. - Porta y cubreobjetos. - Microscopio y lupa.

Procedimientos y Observaciones. a) Saccharomyces cerevisiae (levaduras). Observe las células vegetativas gemantes. b) Ascobolus sp. Observe a la lupa el cultivo y ubique los apotecios. Tome un apotecio y aplástelo suavemente entre porta y cubreobjetos. Observe al microscopio el himenio con ascos, ascosporas y paráfisis. Presentación de los Resultados. Realice un informe que incluya los dibujos, claros y correctamente rotulados. Indique el aumento correspondiente para cada uno. Complete el ciclo de vida que se encuentran en esta Guía.

FORMAS CONIDIOGENAS (IMPERFECTAS) DE ASCOMYCOTA

Objetivo: Reconocimiento y observación de algunos representantes de los hongos imperfectos.

Materiales.

- Cultivos de formas imperfectas. - Porta y cubreobjetos. - Microscopio y lupa.

Procedimientos y Observaciones. Haga un preparado con el material que se le entregue. Observe las hifas, los conidióforos y los conidios. ¿Qué función tienen?

Presentación de los Resultados. Realice un informe que incluya los dibujos, claros y correctamente rotulados. Indique el aumento correspondiente para cada uno.

D- FUNGI, BASIDIOMYCOTA

Objetivo: Observación de distintos ejemplares del grupo.

Materiales.

- Material fúngico. - Microscopio y lupa.



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Procedimientos y Observaciones. a) Observe y dibuje el aspecto de los tres tipos básicos de fructificaciones de Basidiomicetes. Indique la posición del himenio y los puntos de fijación al sustrato. ¿Qué tipo de micelio poseen?

b) Observe al microscopio preparados de muestras de hifas de cultivo. Reconozca los basidios y las fíbulas. ¿Cuál es su función?

Presentación de los Resultados. Realice un informe que incluya los dibujos, claros y correctamente rotulados. Indique el aumento correspondiente para cada uno. Complete el ciclo de vida que se encuentran en esta Guía.

E- HONGOS LIQUENIZADOS

Objetivo: Observación de distintos talos liquénicos.

Materiales.

- Material de líquenes. - Microscopio y lupa.

Procedimientos y Observaciones. a) Observe el aspecto de distintos talos y compare sus morfologías.

b) En un corte transversal de talo observe el apotecio del componente fúngico así como sus hifas y los componentes algales.

Presentación de los Resultados. Realice un informe que incluya los dibujos, claros y correctamente rotulados. Indique el aumento correspondiente. ¿Qué clase de asociación existe entre el micobionte y el fotobionte?



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CUADRO COMPARATIVO ENTRE LOS SIGUIENTES GRUPOS: (EX GRUPO PTEROPSIDA) Pteridofitos Gimnospermas Angiospermas Esporofito:

Raíces, rizoma y hojas Raíces, tallos y hojas Raíces, tallos y hojas

Hierbas. Algunos arborescentes

Arbustos y árboles Hierbas, arbustos y árboles

Dictiostela o Solenostela

Sifonostela o Eustela Eustela, Atactostela o Sifonostela

Sin vasos Sin vasos (excepto Gnetophyta)

Con vasos

Sin cambium. (excepto Ophioglossales)

Con cambium Con y sin cambium

Isosporados o heterosporados

Heterosporados Heterosporados

Esporangios sobre hojas (esporofilos) o esporocarpos.

Microsporofilos y megaespofilos en estróbilos

Flores: Microsporofilo = estambre Megasporofilo = carpelo

Sin óvulos Óvulos(megasporangio recubierto por tegumentos) sin estructuras de protección

Óvulos(magasporangio recubierto por tegumentos) protegidos por los carpelos (ovario)

Sin semilla Semilla con tejido de reserva n (proviene del gametofito femenino)

Semilla con endosperma 3n (proviene de triple fusión)

Gametofito:

Verde, independiente Fem: pequeño, multicelular, dentro del óvulo. Masc: grano de polen germinado

Fem: saco embrionario 7 – celular, dentro del óvulo Masc: grano de polen germinado

Anterozoides Anterozoides o gametas no móviles

Gametas no móviles: células espermáticas

Arquegonios parcialmente incluidos en el gametofito

Arquegonios muy reducidos, totalmente incluidos en el gametofito o sin arquegonios (Gnetophyta)

Sin arquegonios



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EQUIVALENCIA ENTRE LOS TERMINOS USADOS EN EL CICLO DE VIDA GENERAL DE PLANTAS HETEROSPORADAS Y EN ANTHOPHYTA CICLO DE VIDA GENERAL CICLO DE VIDA DE ANGIOSPERMAS Microsporofilo Estambre Microsporangio Saco polínico Microspora Microspora Gametofito masculino jóven Grano de polen Gametofito masculino maduro Grano de polen germinado Megasporofilo

Carpelo

Megasporangio Nucelo -------------------------------- Óvulo Megaspora

Megaspora

Gametofito femenino Saco embrionario Embrión Embrión -------------------------------- Endosperma -------------------------------- Semilla CARACTERES PRIMITIVOS Y EVOLUCIONADOS EN ANTHOPHYTA (angiospermas) PRIMITIVOS EVOLUCIONADOS Plantas tropicales Plantas de lugares templados Árboles Hierbas Plantas perennes Plantas anuales o bianuales Hojas perennes Hojas caducas Sifonostela Atactostela Elementos de vaso con placas de perforación escalariforme, largos y delgados

Elementos de vaso cortos y anchos con placa de perforación simple

Flores solitarias Flores en inflorescencias Flores actinomorfas Flores zigomorfas Flores completas Flores incompletas Flores perfectas Flores imperfectas Disposición espiralada de piezas florales

Disposición cíclica de piezas florales

Piezas libres entre si (dialipétalas) Piezas soldadas entre si (gamopétalas) Numerosas piezas florales Pocas piezas florales Flores hipóginas (ovario súpero) Flores epíginas (ovario ínfero) Estambres no diferenciados en antera y filamento

Estambres diferenciados

Placentación axilar Placentación parietal(por reducción de carpelos) Placentación central( por desaparición de tabiques)



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DIFERENCIAS ENTRE MONOCOTILEDONEAS Y DICOTILEDONEAS MONOCOTILEDONEAS

DICOTILEDONEAS

Un cotiledón Dos cotiledones Hojas generalmente paralelinervadas Hojas generalmente retinervadas Cambium generalmente ausente Cámbium generalmente presente Atactostela Eustela – Sifonostela

Piezas florales, cuando en nº definido, generalmente 3 o múltiplo de 3, rara vez 4, nunca 5

Piezas florales de cada ciclo cuando están en nº definido, generalmente 5, menos frecuentemente 4 ó 2, raramente 3

Polen monocolpado Polen típicamente tricolpado Raíz fibrosa (adventicia) Raíz axonomorfa (embrionaria) Generalmente herbaceas Leñosas, semileñosas y herbáceas



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CLAVE PARA DETERMINACIÓN DE MONOCOTILEDONEAS 1 . Plantas flotantes, pequeñas (menores de 1,5 cm), sin diferenciacion en tallo y hojas. Con o sin raíces...............................................................LEMNACEAE. Lemna, Spirodella, etc. Lentejas de agua. 1’. Plantas terrestres, acuáticas o epífitas, con tallos y hojas diferenciados.

2 . Plantas arborescentes con un tronco no ramificado en el ápice (estípite). Hojas grandes, pinnadas o palmadas, agrupadas en el extremo del estípite. ...........................................................................................................PALMAE. Palmeras. Butia yatay, yatay. Euterpe edulis ,palmito. 2’. Plantas herbáceas, o si con un estípite leñoso, con hojas simples, lineales.

3 . Flores pequeñas dispuestas en un seudanto (falsa flor), compuesto por una espiga densa (espádice) protegida por una bráctea frecuentemente vistosa espata).................................................................. ARACEAE. Zantedeschia, calas 3´. Flores solitarias o agrupadas en inflorescencias sin tales caracteres.

4 . Flores sin perianto o con perianto inconspícuo, verdoso. 5 . Flores pequeñas sin perianto, protegidas por brácteas y agupadas en espiguillas.

6 . Tallos macizos con nudos solo en la base, triangulares en sección. Vainas foliares cerradas. Fruto aquenio...CYPERACEAE. Scirpus californicus, junco del Delta. Cyperus papyrus, papiro. 6’. Tallos generalmente huecos con nudos y entrenudos marcados, de sección circular. Vainas foliares abiertas. Fruto cariopse..........................GRAMINEAE. Pastos, cereales, cañas, bambues, etc. Más de 10000 especies.

5’. Flores con 3+3 tépalos verdosos. Plantas graminiformes. ...........JUNCACEAE. Juncus, juncos.

4’. Flores con perianto vistoso. 7 . Gineceo con 3 a infinitos carpelos libres entre sí...............ALISMATACEAE. Sagittaria montevidensis, sagitaria. 7’. Gineceo gamocarpelar, generalmente 3-carpelar.

8 . Estambres, 5. Plantas terrestres, robustas, hasta arborescentes. Flores cigomorfas o asimétricas, ovario ínfero......................................MUSACEAE. Musa paradisiaca, bananero. 8’. Estambres 3 o 6. (ver además 8’’)

9 . Flores con caliz y corola diferentes. 10 . Plantas epífitas o terrestres, generalmente acaules. Hojas arrosetadas, lineales, coriáceas o crasas, con el margen frecuentemente espinoso..........BROMELIACEAE. Tillandsia, claveles de aire. Ananas comosus, ananá.



61

10’. Plantas terrestres, tallos con nudos y entrenudos evidentes. Hojas distanciadas, más o menos elípticas, herbáceas, no espinosas. ................COMMELINACEAE. Tradescantia, Commelina, flor de santa Lucía.

9’. Flores con perigonio corolino de 3+3 tépalos. 11 . Ovario súpero.

12 . Plantas acuáticas, flotantes o palustre....................................PONTEDERIACEAE. Pontederia, Eichornia, camalotes. 12’. Plantas terrestres, frecuentemente con bulbos o rizomas............. .......................................LILIACEAE. Allium, ajo cebolla. Lilium, Tulipa, tulipanes

11’. Ovario ínfero. 13 . Estambres, 6........................AMARYLLIDACEAE. Amaryllis azucenas. Narcissus. Agave, pita. 13’. Estambres, 3....................................IRIDACEAE. Gladiolus. Iris, lirios.

8’’. Estambres 2, 1 o ½ (sólo una teca desarrollada). 14 . Flores asimétricas. Androceo con un solo estambre petaloideo fértil. (Solo una teca desarrollada). Terrestres robustas, rizomatosas ....................................CANNACEAE. Canna, achiras. 14’. Flores cigomorfas. Androceo (1, raro 2 estambres) soldado al pistilo formando un solo cuerpo (ginostemio). Polen en polinias. Terrestres o frecuentemente epífitas....................................................ORCHIDACEAE. Orquídeas, alrededor de 20000 especies.



62

CLAVE PARA DETERMINACION DE DICOTILEDONEAS 1 . Perianto ausente o formado por un solo verticilo poco conspicuo y

generalmente calicoide. Frecuentemente flores diclinas. 2 . Plantas con latex.

3 . Gineceo tricarpelar (estilo trífido), trilocular, un óvulo por lóculo. ...... .....................................................................................EUPHORBIACEAE.

Ricinus communis, ricino. Manihot utilissima, mandioca.

3’ . Gineceo 1 o 2 carpelar, unilocular, uniovulado. Frutos agregados en infrutescencias carnosas. ...................................................MORACEAE. Morus, moreras. Ficus carica, higuera.

2’ . Plantas sin latex. 4 . Hojas con ocrea (2 estípulas soldadas forman un tubo membranáceo que rodea al tallo por encima del pecíolo)..................................................... POLYGONACEAE.

Polygonum fagopyrum, trigo sarraceno. Rumex, lengua de vaca. 4’ . Hojas sin ocrea.

5 . Ovario súpero. 6 . Fruto cápsula con numerosas semillas lanosas. Árboles........ SALICACEAE.

Salix, sauces.Populus, álamos. 6’ . Herbáceas hasta arbóreas, con otro tipo de fruto.

7 . Fruto aquenio. Plantas herbáceas o subleñosas, muchas veces con pelos urticantes................................ URTICACEAE

Urtica, ortigas. 7’ . Fruto sámara o drupa. Arboles o arbustos. .......ULMACEAS Ulmus, olmos. Celtis, tala. 7’’. Fruto baya, generalmente multiseminada. Hierbas o leñosas arborescentes........................................ PHYTOLACCACEAE

Phytolacca dioica, ombú 5’ . Ovario ínfero......................................................... MYRTACEAE

Eucalyptus, eucaliptos. 1’ . Perianto con cáliz y corola, a veces perigonio corolino.

8 . Gineceo con 2 a infinitos carpelos libres. 9 . Plantas herbáceas con hojas carnosas. Carpelos 4 o

5.................................................................................CRASSULACEAE Crassula. Kalanchoe. (ornamentales) 9’ . Herbáceas o leñosas con hojas membranáceas o coriáceas, no

carnosas. 10 . Piezas florales numerosas, de disposición espiralada,o bien en

ciclos trímeros........................................................ MAGNOLIACEAE Magnolia. Liriodendron 10’ . Flores espirocíclicas o cíclicas, con ciclos pentámeros (raro

tetrámeros)........................................................................ROSACEAE Malus, manzano. Pyrus, peral. Prunus, ciruelo, durazno, cerezo.

8’ . Gineceo con 1 carpelo o con varios carpelos soldados formando un solo pistilo.



63

11 . Flores dialipétalas. 12 . Ovario súpero.

13 . Androceo con 6 estambres, 2 exteriores breves y 4 interiores más largos. Fruto silícua (cápsula dehiscente por dos valvas y con un falso tabique membranáceo). ....................CRUCIFERAE

Brassica, coles. 13’ . Androceo diferente, con 5; 10; hasta infinitos estambres.

Frutos variados, sin tales caracteres. 14 . Infinitos estambres soldados por sus filamentos, formando

un tubo que rodea al estilo desde 5 a multifido...........................................................MALVACEAE.

Gossypium, algodonero. Hybiscus rosa-sinensis, rosa china. 14’ . Androceo con otras características.

15 . Herbáceas de hojas opuestas, enteras, con el tallo frecuentemente engrosado en los nudos. Placentación central..........................................CARYOPHYLLACEAE.

Dianthus, clavel, clavelina. 15’ . Herbaceas o leñosas con hojas generalmente alternas

y en muchos casos pinnatifidas o palmatifidas hasta compuestas. Placentación marginal, axilar o parietal.

16 . Gineceo unicarpelar; estilo indiviso. 17 . Flores generalmente actinomorfas, con

prefloración imbricada . Fruto folículo, drupa..................... ROSACEAE.

17’ . Flores cigomorfas o actinomorfas, pero en este último caso caso la prefloración es valvar. Fruto legumbre, lomento, sámara..................................... LEGUMINOSAE

Phaseolus, porotos.Pisum, arvejas. Trifolium, tréboles. Tipuana tipu, tipa.

16’. Gineceo con más de un carpelo; estilo 2-5 fido. 18 . Carpelos y estilos, 3. Plantas generalmente

trepadoras, con zarcillos.....PASSIFLORACEAE Passiflora, pasionarias. 18’ . Carpelos y estilos, 5. Herbáceas (o leñosas)

no trepadoras, con bulbos o rizomas. Hojas compuestas frecuentemente con 3 folíolos en forma de corazón......................OXALIDACEAE

Oxalis, vinagrillos. 12’. Ovario ínfero

19 . Plantas generalmente áfilas y con tallos suculentos y espinosos. Perianto con muchas piezas de disposición espiralada. ..........................CACTACEAE

Opuntia, tunas. Cereus, Trichocereus, cardones. 19’ . Plantas no suculentas. Perianto cíclico tetrámero o

pentámero. 20 . Estambres, 4 u 8; flores tetrámeras, frecuentemente con

hipanto (tubo que eleva las piezas florales a cierta distancia del ovario). Herbáceas o leñosas.................ONAGRACEAE



64

Fuchsia magellanica, aljaba. 20’ . Estambres, 5. Herbáceas con hojas alternas. Flores

agrupadas en umbelas...........................UMBELLIFLORAE. Apium, apio. Daucus carota, zanahoria. Anetum graveolens, anís. 20’’. Estambres numerosos (más de 10). Leñosas con hojas

opuestas o mas raro alternas.......................... MYRTACEAE 11’ . Flores gamopétalas.

21 . Ovario súpero. 22 . Estambres unidos al pistilo formando un ginostegio. Polen en

polinias. Plantas con latex, frecuentemente volubles. ................ASCLEPIADACEAE

Asclepias curasavica, bandera española. Araujia, tasi. 22’ . Estambres libres entre sí. Polen libre, no en polinias.

23 . Flores actinomorfas (o debilmente cigomorfas) con 5 (raro menos) estambres. 24 . Numerosos óvulos por carpelo.

25 . Estambres alternando con los pétalos. Ovario bilocular (o plurilocular). Fruto cápsula o baya. Herbáceas o leñosas...................... SOLANACEAE

Muchas comestibles: tomate, ají, berenjena. Nicotiana tabacum. Solanum tuberosum, papa. 25’ . Estambres opuestos a los pétalos. Ovario

unilocular. Fruto cápsula. Hierbas unilocular.........................................PRIMULACEAE.

Primula, primaveras. 24’ . Dos óvulos por carpelo.

26 . Estilo ginobásico (hundido entre 4 lóbulos del ovario). Fruto drupaceo 4-locular o separandose en 2 o 4 partes (clusas). Flores agrupadas en monocasios escorpioides.............BORAGINACEAE.

Heliotropium. Myosotis, nomeolvides. 26’ . Estilo terminal. Fruto cápsula. Frecuentemente

hierbas volubles......................CONVOLVULACEAE Ipomoea, campanillas. Ipomoea batatas, batata.

23’ . Flores cigomorfas con 4 o menos estambres (raro 5). 27 . Ovario bicarpelar, bilocular con numerosos óvulos.

Fruto cápsula. 28 . Semillas aladas. Árboles arbustos o lianas con

zarcillos, hojas opuestas, frecuentemente compuestas..................................BIGNONIACEAE.

Jacaranda mimosifolia, jacarandá. Tabebuia, lapachos.

28’ . Semillas no aladas. Hierbas o arbustos con hojas alternas u opuestas, simples............................ SCROPHULARIACEAE.

Antirrhinum, conejitos. Digitalis purpurea, digitalia (digitalina)



65

27’. Ovario bicarpelar, 2-4 locular con 2-4 óvulos. Fruto drupáceo o esquizocárpico con 1-4 núculas. 29 . Ovario 4-lobulado; estilo ginobásico, emergiendo

de entre los lóbulos. Corola notablemente bilabiada. Frecuentemente aromáticas... ........LABIATAE.

Salvia. Mentha. Origanum. Rosmarinus, romero. 29’ . Ovario no lobulado, estilo terminal. Corola

apenas bilabiada..........................VERBENACEAE Verbena, Glandularia. Lantana.

21’ . Ovario ínfero. 30 . Flores dispuestas en capítulos o espigas compactas con un

involucro de brácteas en la base. 31 . Estambres libres entre sí............................DIPSACACEAE. Dipsacus sativus, carda. 31’ . Anteras de los 5 estambres unidas entre sí formando un

tubo que rodea el estilo.................................COMPOSITAE. Helianthus annuus, girasol. Matricaria, manzanilla.

30’ . Flores solitarias, en inflorescencias laxas o si en cabezuelas, éstas sin involucro.

32 . Flores generalmente monoclinas. Plantas sin zarcillos, hojas opuestas................................................. RUBIACEAE

Coffea arabica, café Gardenia augusta, jazmín del cabo. 32’. Flores diclinas. Trepadoras con zarcillos, Hojas alternas.

Fruto baya o pepónide............................CUCURBITACEAE Cucurbita, zapallos, calabazas Citrullus vulgaris, sandía.



66

Ciclos de Vida

En los siguientes Ciclos de Vida, reconozca, cuando corresponda Individuo adulto (n) Individuo adulto (2n) Esporofito y gametofito Gametas Cigota Esporas Ubicación de la Meiosis Complementos cromosómicos Tipo de Ciclo de Vida.



67

n2n

R!

Individuoadulto

Gametas

Cigota

2n nR!

n2n

R!

Gametas

Cigota

Individuoadulto

Individuoadulto

Individuoadulto

Gametas

Espora

Cigota

F!

F!

F!

CICLOS DE VIDA GENERALES1) (Individuo adulto ) Meiosis cigótica n

2) (Individuo adulto )Meiosis gametogénica 2 n

3) (Alternancia de generaciones)Meiosis esporogénica

61



68

Ciclo de vida de Chlamydomona sp.



69

Ciclo de vida de Ulva sp.



70

Ciclo de vida de Spirogyra sp. Ciclo de vida de Codium sp.



71

Ciclo de vida de Diatomeas.



72

Ciclo de vida de Polysiphonia sp.



73

Ciclo de vida de Macrocystis sp



74

Ciclo de vida de Anthoceros sp.



75

Ciclo de vida de Marchantia sp.



76

Ciclo de vida de los Musgos



77

Ciclo de vida de Selaginella sp.



78

Ciclo de vida de Equisetum sp.



79

Ciclo de vida de los Helechos:



80

Ciclo de vida de Cycas sp.



81

Ciclo de vida de Pinus sp.



82

Ciclo de Vida de Angiospermas



83

Ciclo de vida de Saprolegnia sp.



84

Ciclo de vida de Absidia sp.



85

Ciclo de vida de los Ascomicetes



86

Ciclo de vida de los Basidiomicetes

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GUIA DE TRABAJOS PRACTICOS 2do cuatrimestre 2013

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