EVALUACIÓN DE LA FUNCIÓN PULMONAR -II

MANUAL SEPARDE PROCEDIMIENTOS

(SEPAR)

SOCIEDAD ESPAÑOLADE NEUMOLOGIAY CIRUGIA TORACICA

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Coordinadores Módulo 4:

Felip Burgos RincónPere Casan Clará

PROCEDIMIENTOSDE EVALUACIÓN

DE LA FUNCIÓN PULMONAR -II-


SOCIEDAD ESPAÑOLADE NEUMOLOGIAY CIRUGIA TORACICA(SEPAR)

PROCEDIMIENTOSDE EVALUACIÓN

DE LA FUNCIÓN PULMONAR -II-

4

Coordinación:Comité Científico de SEPAR

Edición realizada para:Novartis Farmacéutica S.A.Gran Via de les Corts Catalanes, 76408013 Barcelona

Participantes:Esther Barreiro PortelaFelip Burgos Rincón Núria Calaf SordoPere Casan ClaráLuis Compte TorreroR. Doménech ClarMª Jesús Fernández GonzálezJuan Bautista Gáldiz IturriJoaquim Gea GuiralElena Lopez de Santa María Miró

Vicente Macián GisbertYolanda Martínez AbadEncarna Martínez PérezXavier Muñoz GallMauricio Orozco-LeviLuis Palenciano BallesterosLuis Puente Maestu Alba L. Ramírez-SarmientoÀlex Roger ReigJordi Vilaró Casamitjana

2004 P. PermanyerMallorca, 310 - 08037 BarcelonaTel.: 93 207 59 20 Fax: 93 457 66 42E-mail: [email protected]

ISBN Obra completa: 84-7989-152-1ISBN Módulo 4: 84-921622-3-6Dep. Legal: B-28.224/2004Ref.: 123AG041

Impreso en papel totalmente libre de cloro Impresión: Comgrafic

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© Copyright 2004. SEPAREditado y coordinado por Publicaciones Permanyer para Novartis Farmacéutica S.A.Reservados todos los derechos. Ninguna parte de esta publicación puede ser reproducida ni transmitida en ninguna forma o medio alguno, electrónico o mecánico, incluyendo las fotocopias, grabaciones o cualquier sistema de recuperación de almacenaje de información, sin el permiso escrito del titular del copyright.

Manual SEPAR de Procedimientos

Procedimientos de evaluación de la función pulmonar -II-4.

Índice

1. Introducción 5

F. Burgos, P. Casan

2. Pruebas de provocación bronquial 6

2.1. Prueba de provocación bronquial con metacolina 6

M.J. Fernández, L. Palenciano

2.2. Prueba de provocación bronquial con histamina 21

R. Doménech, L. Compte, V. Macián

2.3. Prueba de provocación bronquial con adenosina 34

E. Martínez, L. Compte

2.4. Pruebas de provocación bronquial específicas 44

À. Roger, X. Muñoz

3. Pruebas de ejercicio 64

3.1. Pruebas máximas limitadas por síntomas 64

L. Puente, Y. Martínez

3.2. Prueba de marcha de 6 minutos 100

J. Vilaró

4. Pruebas para el estudio de las enfermedades neuromusculares 114

4.1. Evaluación muscular respiratoria 114

J. Gea, J.B. Gáldiz, M. Orozco-Levi, E. Barreiro, E. López de Santa María, A.L. Ramírez-Sarmiento

4.2. Medición de las presiones respiratorias máximas 134

N. Calaf

Test de provocación con metacolina

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Introducción

F. Burgos Hospital Clínic i Provincial de Barcelona

P. CasanHospital de la Santa Creu i Sant Pau. Barcelona

El presente manual de procedimientos de evaluación de la función pulmonar es la continuación del que incluía la espirometría, la capacidad de difusión del monóxido de carbono DLCO, volúmenes pulmonares y la gasometría arterial. Continuando en la evaluación de la función pulmonar hemos incluido 3 grandes apartados: las pruebas de provocación bronquial, las pruebas de ejercicio y la evaluación de los pacientes neuromusculares. En el apartado de las pruebas de provocación bronquial se descri-ben diversas técnicas de examen, como son la metacolina, histamina, adenosina, provocación bronquial, específicas en el diagnóstico de enfermedades cuyo origen se encuentra en la exposición a agentes etiológicos como son el asma ocupacional y las neumonitis por hipersensibilidad. En las pruebas de ejercicio se han incluido los protocolos de ejercicio para determinar la capacidad máxima de ejercicio, utilizando pruebas de esfuerzo con cicloergometría o tapiz de marcha así como otras como las pruebas de marcha de 6 min (6MWT) y de lanzadera, o Shuttle test, que cada día se utilizan en mayor medida por su simplicidad y bajo coste. En el apartado de la evaluación de los pacientes neuromusculares se describen diversas pruebas que permiten evaluar la afectación de la función respiratoria debida a la alteración o dis-función de los centros, vías nerviosas y músculos implicados en la mecánica de la ventilación.

Sabemos que este manual no cubre todas las expectativas de un laboratorio de función pulmonar y creemos que debería ampliarse con otros capítulos como podrían ser los marcadores de la inflamación (óxido nítrico, esputo inducido y condensado exhalado respiratorio), pruebas funcionales respiratorias en pediatría. La especificidad de los temas lo merece y esperamos que puedan ser publicados en próximas ediciones.

1

6


Pruebas de provocación bronquial

Prueba de provocación bronquial con metacolina

M.J. FernándezL. Palenciano

Hospital Universitario Central de Asturias (Instituto Nacional de Silicosis). Oviedo

Desde que Alexander y Paddock indujesen en 1921 episodios de broncoconstric-ción en enfermos asmáticos mediante la inyección de un colinérgico (pilocarpina), se han desarrollado una serie de pruebas, generalmente inhalatorias, para inducir bron-coconstricción con fines diagnósticos o epidemiológicos. A estas pruebas se les co-noce genéricamente como de “provocación bronquial” y son de 2 tipos: específicas y no específicas1. En las primeras se administran sustancias que producen broncocons-tricción sólo en personas sensibilizadas a las mismas (p. ej. alergenos). En las se-gundas se administran sustancias que son capaces de desencadenar broncocons-tricción en asmáticos de cualquier naturaleza, pero también en normales si se administran dosis suficientemente altas. La diferencia reside en que dosis muy pe-queñas pueden producir broncoconstricción severa en asmáticos, mientras que el efecto en normales es muy escaso o nulo. No hay, sin embargo, una dosis que se-pare nítidamente asmáticos y normales, sino, más bien, una zona de solapamiento en la que es difícil decidirse por una u otra opción.

Las pruebas de provocación no específicas se dividen a su vez en directas e in-directas. En las directas se da a inhalar una sustancia que produce broncoconstricción por acción directa sobre el músculo liso bronquial. A este grupo pertenecen dos de las más empleadas: las de histamina y metacolina. En las indirectas (ejercicio, hiper-ventilación isocápnica con aire seco, inhalación de aerosoles no isotónicos) se pro-duce liberación de mediadores endógenos por células bronquiales, que son los que desencadenan la contracción del músculo liso bronquial.

Aunque hay un cierto paralelismo entre respuestas a diferentes tipos de prueba, hay personas que responden de forma diferente a unas y a otras. Por este motivo hay que elegir la más adecuada para los fines diagnósticos o epidemiológicos que se persigan.

2

2.1.


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De las directas, la de metacolina es la mejor estandarizada y una de las que menos accidentes y efectos colaterales produce, por este motivo es la más em-pleada.

La metacolina es la acetil-β-metilcolina, un derivado artificial de la acetilcolina, que es la sustancia constrictora natural del músculo liso bronquial. Sin embargo, la ace-tilcolina no es adecuada para la prueba, porque es rápidamente degradada por la acetilcolinesterasa y otras colinesterasas inespecíficas, y su efecto es demasiado fugaz para medir la respuesta. La metacolina tiene un efecto broncoconstrictor simi-lar a la acetilcolina, pero es degradada por la acetilcolinesterasa tres veces más lentamente que ella. Como, además, es casi totalmente resistente a las colinesterasas inespecíficas, su efecto es más prolongado, proporcionando tiempo suficiente para medir la respuesta.

Antes de realizar una prueba de metacolina es preciso tener en cuenta algunos aspectos referentes a los pacientes, al personal que realiza la prueba, al material empleado y al lugar donde se lleva a cabo1.

Pacientes

1. Por varios motivos, que no es posible tratar aquí, no se debe hacer la prueba a pacientes con obstrucción de vías aéreas. Por desgracia no hay criterio unánime sobre el nivel de obstrucción que contraindicaría la prueba, habién-dose propuesto como límites valores de FEV1 del 80, 70 y 60% del valor predicho, o bien 1,5 l en valor absoluto1.

2. Después de haber pasado una infección respiratoria viral puede quedar una hiperreactividad bronquial transitoria, por lo que deberán transcurrir al menos 3 semanas para realizar la prueba.

3. En el curso de la prueba se puede desencadenar un episodio de broncocons-tricción intensa y, aunque no se han descrito desenlaces fatales (sí, en cambio, en otras pruebas de provocación), conviene tener dispuesto equipo de resuci-tación y personal entrenado para utilizarlo. Aunque no llegue a extremos peli-grosos, la disnea puede ser suficientemente intensa como para alarmar al paciente. Por este motivo es necesario explicarle previamente en qué consiste la prueba, los síntomas que se pueden presentar y, eventualmente, pedirles el consentimiento informado.

4. No debe haber padecido episodio cardíaco o cerebrovascular en los últimos 3 meses.

5. No debe padecer hipertensión incontrolada (sistólica > 200 mmHg, diastólica > 100 mmHg).

6. No deben existir aneurismas arteriales conocidos.7. No debiera hacerse en embarazadas, si bien no hay unanimidad sobre este

punto.

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8. Los pacientes deben estar en condiciones de colaborar adecuadamente. 9. No deben haber inhalado broncodilatadores de efecto corto (salbutamol, ter-

butalina) en las 8 h anteriores a la prueba, de efecto medio (bromuro de ipra-tropio) en 24 h, o de efecto largo (salmeterol, formoterol) en 48 h.

10. No debe haber tomado cromoglicato sódico en 8 h, nedocromil en 48 h, o café, té, coca-cola o chocolate el día del estudio.

11. Los corticoides orales o inhalados pueden disminuir la hiperreactividad bron-quial, lo que debe ser tenido en cuenta para indicar o no la prueba, y en la interpretación de los resultados.

Personal que realiza la prueba

1. Debe estar familiarizado con las pruebas de función respiratoria y el protocolo de provocación bronquial correspondiente.

2. Debe saber cuándo ha de interrumpir la prueba, bien porque no sea necesario seguir o porque pudiera resultar peligroso.

3. Debe conocer la conducta a seguir en caso de broncoconstricción intensa o complicación inesperada.

Material empleado

1. Las soluciones de metacolina han de guardarse a 4 ºC para prolongar su acti-vidad, pero han de administrarse a temperatura ambiente. Por este motivo hay que sacarlas del frigorífico 30 min, como mínimo, antes de iniciar la prueba.

2. Si, como es habitual, se emplea la espirometría para evaluar la respuesta broncoconstrictora, hay que cerciorarse de que el espirómetro esté adecuada-mente calibrado y su respuesta dinámica sea correcta. Para mantener la va-riabilidad lo más baja posible, es aconsejable emplear siempre el mismo espi-rómetro y, de ser posible, que la prueba la realice el mismo técnico.

3. Ha de comprobarse que el tamaño de las partículas generadas por el nebuli-zador y el volumen de solución nebulizada por unidad de tiempo son los apro-piados. El volumen de solución nebulizada depende de las características del nebulizador y de la presión del gas (aire o O2) que se aplique. Por este motivo, en las normativas para estas pruebas se suele recomendar nebulizadores de un cierto tipo, generalmente un modelo de una marca, y la presión del gas que se ha de aplicar. Debiera comprobarse, no obstante, que los nebulizadores cumplen las especificaciones requeridas.

Localización

Es inevitable que una parte (mayor o menor según el protocolo) del aerosol gene-rado pase al aire ambiente. Para evitar la inhalación de metacolina por el técnico que


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realiza la prueba o personal que pudiera encontrarse en la proximidad, es necesario ventilar adecuadamente la habitación donde se realiza.

1. PROTOCOLOS DE PROVOCACIÓN BRONQUIAL CON METACOLINA

Los más utilizados son los 3 siguientes:

1.1. Protocolo de los 2 min de inhalación durante respiración tranquila

1.1.1. Diluciones de metacolina requeridas

La preparación de las diluciones es una parte importante de la prueba, porque de su precisión va a depender en gran medida la validez de los resultados. Este proce-so variará dependiendo de la forma en que se nos suministre la sustancia. Asumien-do que partimos de un vial de 100 mg de cloruro de metacolina liofilizada, las dilu-ciones se obtienen según se indica en la tabla I.

1.1.2. Desarrollo de la prueba

1. Los nebulizadores se conectan a una fuente de presión, preferible aire seco, a una presión tal que resulten nebulizados 0,13 ml/min ± 10% de solución.

2. El diámetro de masa medio (DMM) de las partículas debe estar entre 1,0 y 3,6 µm.

3. Se empieza por hacer una espirometría basal y con el FEV1 obtenido se esta-blece el nivel de positividad (FEV1 0,8). Hay protocolos en los que el valor de referencia no es el FEV1 basal sino el posdiluyente. En este caso se ponen en

Tabla I Preparación de las diluciones de metacolina

Diluyente a añadir Dilución resultante Suero salino (ClNa 0,9%)

100 mg (Metacol. liofiliz.) 6,25 ml A: 16 mg/ml3 ml de dilución A 3 ml B: 8 mg/ml3 ml de dilución B 3 ml C: 4 mg/ml3 ml de dilución C 3 ml D: 2 mg/ml3 ml de dilución D 3 ml E: 1 mg/ml3 ml de dilución E 3 ml F: 0,5 mg/ml3 ml de dilución F 3 ml G: 0,25 mg/ml3 ml de dilución G 3 ml H: 0,125 mg/ml3 ml de dilución H 3 ml I: 0,0625 mg/ml3 ml de dilución I 3 ml J: 0,031 mg/ml

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el nebulizador 3 ml del diluyente, se da a respirar el aerosol durante 2 min y del FEV1 subsiguiente se calcula el valor de positividad: FEV1posdiluyente 0,8.

4. Se ponen 3 ml de cada dilución en cada nebulizador y se empieza por dar a inhalar la dilución más baja durante 2 min, respirando tranquilamente. Al aca-bar se determina el FEV1 a los 30 y 90 s. Las determinaciones correctas de FEV1 podrían requerir varios intentos pero no deberían llevar más de 3 min, porque, para que se produzca efecto acumulativo de las dosis, no deberían transcurrir más de 5 min entre la administración de una concentración y la siguiente1. Para el cálculo de la respuesta se ha sugerido tomar el FEV1 más bajo de, al menos, 2 “técnicamente satisfactorios” en cada escalón1, en lugar del más alto, como es la práctica habitual. Esta propuesta no ha sido, sin em-bargo, unánimemente aceptada2.

5. Si el FEV1 no cae ≥20% del basal (o posdiluyente según el protocolo que se siga) se pasa a la concentración siguiente. El procedimiento se va repitiendo hasta que el FEV1 caiga por debajo de dicho límite de positividad. Si no cae después de haber administrado todo el rango de concentraciones, la prueba se considera negativa. Si el FEV1 desciende más del 20% después de inhalar alguna de las concentraciones, se para la prueba y se calcula la concentración que ocasionaría un descenso del 20%. Esta es la PC20 (PC: provocation con-centration), que se calcula1 con la siguiente expresión:

PC20 = antilog [log C1+ ((log C2 – log C1)(20-R1)/(R2-R1))]

donde:

C2: última concentración administrada (con la que se produjo la caída del 20% o más)

C1: la concentración que se administró antes de la C2 R1: % de caída del FEV1 después de C1 R2: % de caída del FEV1 después de C2

La prueba resulta muy larga si se administra todo el rango de concentraciones, esto es: doblando la concentración en cada escalón. Puede ser, por tanto, aconseja-ble cuadruplicarla, en cuyo caso la secuencia sería: diluyente (caso de darlo), 0,0625, 0,25, 1, 4, y 16 mg/ml (protocolo corto).

Como norma orientativa, si después de administrar todas las concentraciones el FEV1 no ha caído ≥20%, la prueba se considera negativa. Una PC20 de 16 mg/ml corresponde a la zona de solapamiento de asmáticos y normales, y valores más bajos deberían considerarse positivos, con mayor probabilidad cuanto más baja sea la PC20. No obstante, la interpretación de resultados en estas pruebas puede ser compleja, por lo que se aconseja al lector interesado consultar los comentarios sobre el tema en las normativas pertinentes1,2.


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1.2. Protocolo de las 5 inhalaciones por concentración, con nebulización por dosímetro

Si la prueba se va a emplear con fines clínicos y no epidemiológicos, se recomienda emplear las mismas concentraciones del protocolo corto mencionado anteriormente, esto es: diluyente (optativo), 0,0625, 0,25, 1, 4, 16 mg/ml. Cada actuación del dosímetro debe durar 0,6 s y deben resultar nebulizados 9 µl ± 10% de solución. En caso de disparo automático, la sensibilidad del solenoide de apertura debe ajustarse de forma que la salida del aerosol se produzca ligeramente después de iniciada la inspiración. Si es manual, el operador debe disparar el mecanismo de apertura justo después de iniciada la inspiración. De esa forma todo el aerosol generado es arrastrado hacia las vías aéreas por el flujo inspiratorio. Al acabar una espiración tranquila, por tanto a capacidad residual funcional (FRC), el sujeto se conecta a la boquilla y hace una inspiración lenta hasta capacidad pulmonar total (TLC). Hace a continuación una apnea de 5 s, para permitir que sedimente aerosol en la mucosa bronquial, y espira a continuación de forma tran-quila. Se desconecta de la boquilla y, después de unas pocas respiraciones tranquilas, vuelve a hacer otra inhalación de la misma forma, hasta 5 por concentración. Debe uti-lizar pinza nasal para evitar el flujo nasal durante la inspiración. Después de las 5 inha-laciones de cada concentración se determina el FEV1 como en el protocolo anterior y se sigue el mismo criterio de positividad. No deben pasar más de 5 min entre la adminis-tración de cada nivel de concentración para que pueda producirse un efecto acumulativo. El cálculo de la PC20 se hace con la misma expresión del protocolo anterior.

Como se ha dicho anteriormente, decidir la medida en que el resultado de una prueba apoya o excluye un diagnóstico de asma es complejo, por lo que se acon-seja al lector interesado consultar los comentarios al respecto en las normativas pertinentes1,2.

Después de administradas, por concentración, 5 inhalaciones de 9 µl, la dosis acumu-lada al final de la prueba (si se han administrado todas las concentraciones) es de 0,96 mg. De establecer una línea divisoria entre asmáticos y normales, se ha sugerido que lo más razonable sería situarla en una dosis acumulada de 1,5 mg1. Esto correspondería, en el presente protocolo, a una PC20 muy ligeramente por encima de 16 mg/ml. Así pues, en términos generales y como orientación práctica, puede decirse que si se ha comple-tado la administración de todas las concentraciones y el FEV1 no ha descendido ≥20%, la PC20 está por encima de los 16 mg/ml y la prueba puede considerarse negativa. Según otro criterio de positividad, sin embargo, una prueba debería considerarse borderline si la PC20 está entre 4 y 16 mg/ml, claramente positiva entre 1 y 4 mg/ml y considerar que la hiperreactividad es moderada a grave si la PC20 < 1 mg/ml2.

1.3. Protocolo del European Community Respiratory Health Survey II (ECRHS II)

Este protocolo fue diseñado para un estudio epidemiológico multicéntrico europeo3, pero se está empleando cada vez más en la clínica neumológica. En la primera par-

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te del estudio (ECRHS I) se empleó una primera versión que se modificó ligeramen-te para la continuación (ECRHS II). Esta segunda versión es la más adecuada para su uso en clínica.

Con el fin de reducir la variabilidad de la prueba, se empleó en todos los centros el mismo tipo de equipo instrumental: espirómetro y dosímetro de aerosol.

2. CRITERIOS DE EXCLUSIÓN DE LA PRUEBA

1. Ataque cardíaco en los últimos tres meses.2. Enfermedad cardíaca en tratamiento.3. Epilepsia en tratamiento.4. Embarazo.5. Lactancia.6. Toma de bloqueadores beta (incluidos los contenidos en ciertas gotas oftálmicas).7. FEV1 basal < 70% del valor predicho o < 1,5 l.

Los criterios de exclusión por tomar medicación broncodilatadora son bastante laxos en este protocolo. Por ejemplo, se dice literalmente: “Si el sujeto ha usado un inhalador agonista beta-2 de efecto prolongado en las últimas 8 h: si acepta, debiera concertarse otra cita para otro día cuando no haya tomado el beta-2. Sin embargo, esto puede ser difícil para el sujeto, en cuyo caso debe hacerse la prueba y anotar la medicación que ha tomado.” Esto puede estar justificado en un estudio epidemio-lógico en el que es fundamental no perder casos, pero no si la prueba se realiza con fines diagnósticos, en cuyo caso debiera posponerse el plazo suficiente para que la medicación no interfiera con el resultado (ver más arriba).

3. PRUEBAS DE FUNCIÓN PULMONAR

El técnico que realice las pruebas ha de estar adecuadamente capacitado para llevarlas a cabo.

La maniobra de espiración forzada ha de llevarse a cabo en las siguientes condiciones

1. La persona ha de estar sentada con las piernas sin cruzar.2. Ha de ponerse pinza de nariz.3. La boquilla puede ser de plástico o cartón, pero no debe tener pivotes para

sujetarla mordiéndolos.4. Los vestidos ajustados deben aflojarse.

Dos tipos de maniobras espiratorias forzadas se usarán en este protocolo

1. Durante la espirometría basal se medirá la capacidad vital forzada (FVC), para lo que los sujetos deberán hacer la espiración completa.


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2. En la espirometría posdiluyente y después de cada dosis de metacolina, sólo se requiere obtener el FEV1, por lo que, para evitar que se fatigue el paciente, el técnico puede interrumpir la espiración cuando se haya rebasado 1 s de espiración.

Una maniobra de FVC y FEV1 es técnicamente insatisfactoria cuando haya

1. Comienzo insatisfactorio de la espiración, con dudas excesivas o falso inicio.2. Tos durante el primer segundo de la maniobra de espiración forzada que, por

tanto, va a afectar al valor del FEV1. Tos en cualquier momento si se determi-na la FVC.

3. Maniobra de Valsalva (cierre de glotis).4. Una pérdida de aire en el sistema o labios mal ajustados alrededor de la boquilla.5. Obstrucción en la boquilla (p. ej. lengua delante de la misma o dientes ce-

rrados).

Evidencia de mala colaboración

1. Variación de más de 200 ml en el FEV1 entre intentos.2. Más de 150 ml o 5% de volumen de extrapolación retrógrada (back-extrapola-

ted volume) para determinar el inicio de la espiración forzada.3. Flujo espiratorio pico menor del 85% del mejor registro.4. Tiempo espiratorio menor de 6 s.

Cuando el técnico perciba que la colaboración no ha sido óptima, deberá pedir al sujeto que se esfuerce en hacerlo mejor. Si no se consiguen al menos 2 maniobras correctamente colaboradas (denominadas también “técnicamente satisfactorias”), la prueba ha de darse por fallida. Esta práctica está en línea con las directrices de la American Thoracic Society (ATS) (Am J Respir Crit Care Med 1995;152:1107-36).

Espirometría basal

1. Asegurarse de que no hay contraindicación para que el sujeto realice las prue-bas funcionales respiratorias.

2. Explicar las maniobras espirométricas al sujeto, al menos 1 vez, o alguna más si se considera necesario.

3. Explicar que eventualmente deberán realizarse hasta 5 maniobras de FVC.4. Tomar en cuenta para valorar la respuesta FVC, FEV1 y flujo pico (en L/s) de,

al menos, 2 maniobras técnicamente satisfactorias.5. Si el sujeto no ha sido capaz de conseguir que al menos 2 de las 5 maniobras

sean técnicamente satisfactorias, se le vuelve a explicar el procedimiento y se vuelven a hacer otras 4 más.

6. Si de las 9 realizadas no se pueden sacar 2 satisfactorias, debiera abandonar-se la prueba.

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Provocación con metacolinaA lo largo de la provocación con metacolina el sujeto podría tener que llegar a

realizar 30 o más maniobras espiratorias forzadas. Para minimizar el cansancio, la espiración forzada será abandonada en todos los casos cuando se haya rebasado 1 s.

1. Dos min después de haber completado las inhalaciones correspondientes a cada nivel de dosis se determinará el FEV1, llegando a hacer hasta 5 intentos si fuese necesario para conseguir 2 satisfactorios.

2. Nada más haber conseguido 2 intentos técnicamente satisfactorios, se pasa sin pérdida de tiempo a administrar la dosis siguiente.

3. La prueba debería abandonarse si el sujeto es incapaz de conseguir 2 espi-raciones técnicamente satisfactorias de 5 intentos.

Prueba broncodilatadoraEn todo sujeto que el FEV1 al acabar la prueba sea ≤90% del basal, se adminis-

trará un agonista beta-2 de efecto rápido para conseguir la reversión de la bronco-constricción antes de abandonar el hospital. Por ejemplo, se puede administrar salbu-tamol en dosificador (400 µg) con cámara espaciadora (Volumatic), determinándose FVC y FEV1 10 min después.

4. LAS SOLUCIONES DE METACOLINA

4.1. El diluyente

Puede usarse suero salino isotónico tamponado con fosfato para obtener un pH próximo a 7,4. No se debe usar fenol para evitar colonización bacteriana, porque no hay certeza sobre su seguridad. Tampoco ácido cítrico ni ningún otro conservante.

4.2. Número de sesión y orden dentro de la misma

Se dice que empieza una nueva sesión cada vez que en los nebulizadores se ponen nuevas soluciones de metacolina. Al comienzo de cada sesión se deben poner 3 ml en cada nebulizador. Después de haber estudiado a 6 personas (que se numerarán 1-6) se tirará lo que quede de la concentración 12,5 mg/ml, se se-cará el nebulizador y se volverán a poner otros 3 ml de dicha concentración. Des-pués de estudiar otros 6 sujetos (numerados 7-12) se eliminan todas las soluciones, se limpian y secan todos los nebulizadores, se vuelven a poner 3 ml en todos ellos y se inicia una nueva sesión. Una sesión puede extenderse a 2 días, sólo si los nebulizadores se guardan en nevera, en posición erecta en el soporte y con el orificio de salida tapado.


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5. DOSÍMETRO MEFAR MB3

El protocolo asume que cada vez que el dosímetro es accionado salen del ne-bulizador 0,01 ml de solución en forma de aerosol. El volumen nebulizado depende, no obstante, de la presión que se aplique al nebulizador. La recomendada en este dosímetro es de 180 (176-184) KPa, que corresponden a 1,77 (1,73-1,81) bar. Debe comprobarse en el indicador de presión del dosificador que ésta es adecuada cuando se produce el disparo. No obstante, conviene comprobar periódicamente, con un medidor de presión apropiado, que la presión que aparece en el indicador es correcta. Debe comprobarse, también periódicamente, mediante pesadas en balanza de precisión, que el volumen de solución nebulizado en cada acción es 0,01 ml. Información detallada sobre la calibración del MEFAR MB3 puede obtener-se en: http:/www.med.monash.edu/medicine/alfred/research/respiratory_medicine/newpage.htm.

6. SOLUCIONES DE METACOLINA

En la prueba se emplean las siguientes soluciones de metacolina: 12,5, 6,25, 1,56 y 0,39 mg/ml.

Código de color de los nebulizadores según concentración:

1. Negro 12,5 mg/ml2. Rojo 6,25 mg/ml3. Amarillo 1,56 mg/ml4. Azul 0,39 mg/ml5. Blanco Diluyente

Para la codificación de las concentraciones se emplean pequeñas pegatinas del color correspondiente adheridas a los nebulizadores. No obstante, tras sucesivos lavados, éstas acaban desprendiéndose, por lo que es también adecuado escribir con rotulador resistente al agua la concentración sobre cada nebulizador.

El dosímetro debe programarse a:

1. Tiempo de inhalación: 1 s2. Tiempo de pausa: 6 s

Secuencia de la inhalación:

1. Con la pinza de nariz colocada, espirar lentamente hasta capacidad residual funcional (FRC).

2. Colocar la boquilla y cerrar bien los labios a su alrededor para que no entre aire.3. Inspirar lentamente hasta capacidad pulmonar total (TLC).

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4. Mantener el aliento al menos durante 3 s.5. Salir de la boquilla y espirar.

El procedimiento se repite hasta completar las inhalaciones requeridas para cada concentración.

Se ha de procurar que la inspiración lenta y los 3 s de apnea sumen, al menos, 6 s.Instruyendo adecuadamente al paciente, se puede conseguir que haga las inhala-

ciones en inspiraciones consecutivas, sin salirse de la boquilla. No obstante, para dar tiempo a que el aerosol se deposite en la mucosa bronquial, entre la inspiración y el tiempo de apnea subsiguiente han de sumar 6 s, como se dijo anteriormente. Ese tiempo lo requiere también el compresor para restituir la presión en la cámara de presión, antes del disparo siguiente.

La espirometría ha de realizarse 2 min después de administrado cada nivel de dosis.Al finalizar cada sesión, la solución restante en cada nebulizador deberá ser desecha-

da y, bajo ninguna circunstancia, deberá devolverse al contenedor original para aprove-charla. Los nebulizadores se lavan, se enjuagan y se secan antes de guardarlos.

7. PROTOCOLO DE ADMINISTRACIÓN DE LA METACOLINA Y COMPROBACIÓN DE LA RESPUESTA

Los niveles de administración, las concentraciones y el número de inhalaciones por concentración pueden verse en la tabla II.

Es aconsejable utilizar de rutina el protocolo corto, donde cada dosis es 4 veces mayor que la anterior en vez de 2 como en el largo. Sin embargo, si la caída del FEV1 de un nivel al siguiente es ≥10% del valor de referencia, es aconsejable pasar al pro-tocolo largo, esto es: doblar la dosis en vez de cuadruplicarla, por evitar el peligro de producir una broncoconstricción grave. Por ejemplo: si un sujeto en el protocolo corto hace un descenso ≥10% del nivel 3 al 4, en el siguiente le corresponderían 3 inhala-ciones de 1,56 mg/ml, pero es aconsejable pasarlo al protocolo largo: 1 inhalación en el escalón siguiente y 2 en el posterior.

Para que haya efecto acumulativo, entre el final de cada nivel y el del siguiente no deben pasar más de 5 min.

Se van administrando las dosis de los sucesivos niveles hasta que el FEV1 caiga por debajo del 80% del valor control. Recuérdese que en el presente protocolo el valor control es el FEV1 posdiluyente y no el basal. En este momento se suspende la prueba y se calcula la PD20 (PD: provocation dosis) con la misma expresión que para la PC20 mencionada más arriba. Esta expresión calcula la PD20 por interpolación entre las 2 últimas dosis: la que precede a la caída ≥20% y la que ocasiona esa caída. La prueba debe continuar hasta conseguir dicha caída. No es correcto dete-nerla antes y calcular la PD20 por extrapolación.

Si el número de inhalaciones fuera fijo para todas las concentraciones, podría eva-luarse la respuesta mediante la PC20. Al ser variable es necesario utilizar la PD20.


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La finalidad de determinar la PD20 en clínica es tratar de apoyar o excluir la exis-tencia de asma bronquial. Como se dijo anteriormente, no hay un valor de PD20 (o PC20) que separe nítidamente normales de asmáticos, sino más bien una zona de solapamiento. Si como orientación quisiésemos utilizar una línea divisoria, el com-promiso más razonable, como se ha dicho anteriormente, estaría en una dosis acu-mulada de 7,8 µmol de cloruro de metacolina, lo que corresponde a 1,52 mg1 (1 mol cloruro de metacolina = 195,4 g, 1 mg cloruro metacolina = 5,12 µmol).

8. PRUEBAS DE PROVOCACIÓN BRONQUIAL CON EJERCICIO, HIPERVENTILACIÓN E INHALACIÓN DE AIRE FRÍO

El ejercicio fue el primer estímulo que se relacionó, hace ya 2.000 años en Grecia, con el desencadenamiento de episodios de dificultad respiratoria después del mismo,

Tabla II Administración de metacolina con dosificador MEFAR

Duración de cada acción del dosificador: 1 sVolumen nebulizado en cada acción: 0,01 mlTiempo de pausa (entre acciones): 6 s al menosInhalación lenta + apnea postinhalación: 6 s

Niveles Concentr. Nº inhalaciones Dosis acum. (mg/ml) Prot. largo Prot. corto metacolina (mg)

1 Pre (basal)

2 Diluyente 0 4 4 0

3 0,39 2 0,0078

4 0,39 2 4 0,0156

5 1,56 1 0,0312

6 1,56 2 3 0,0624

7 6,25 1 0,125

8 6,25 2 3 0,25

9 12,5 2 0,5

10 12,5 4 6 1

11 12,5 4 4 1,5

12 12,5 4 4 2

Broncodilatador (si indicado)

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en personas susceptibles. A finales del s. XVIII Floyer, médico inglés, ya había cata-logado los tipos de ejercicio que podían desencadenar ataques en enfermos asmá-ticos, mientras que la asociación entre inhalación de alergenos y episodios de asma no se estableció hasta finales del s. XIX.

La broncoconstricción del ejercicio está relacionada con la pérdida de calor y hume-dad en las vías aéreas periféricas. Como es bien sabido, el aire se va humidificando y calentando a su paso por las vías aéreas, con lo que llega a los alvéolos a 37º y sa-turado de vapor de agua. La transferencia de calor y humedad en las vías aéreas altas (fosas nasales, nasofaringe, bucofaringe, laringe) suele ser suficiente para conseguir tal fin en reposo, en que la ventilación pulmonar no suele rebasar los 10 l/min. En ejercicio, en cambio, cuando la ventilación puede rebasar los 100 l/min, la zona de transferencia de calor y humedad se extiende hasta vías aéreas periféricas. La pérdida de calor así como las alteraciones osmóticas en la superficie bronquial producidas por la pérdida local de humedad pueden originar un episodio de broncoconstricción en estas vías. Por este motivo, la hiperreactividad al ejercicio y a la hiperventilación iso-cápnica con aire seco (frío o no) tienen una base común. El aire frío (que, además, es seco por estar a varios grados bajo cero) potencia, por tanto, la respuesta broncocons-trictora. Con métodos de estudio apropiados, se ha podido cuantificar la cantidad de calor transferido por las vías aéreas por unidad de tiempo y se ha visto que, en efecto, dicha cantidad se correlaciona con el efecto broncoconstrictor, si bien la relación do-sis/respuesta no es tan estrecha como, por ejemplo, en la prueba de metacolina.

El tipo de ejercicio más adecuado para inducir broncoconstricción es la carrera. En espacios interiores, como en un hospital, ésta puede realizarse sobre una cinta rodan-te. Si no se dispone de ella es necesario desplazarse a algún sitio adecuado en el exterior, lo que puede dificultar considerablemente la realización de la prueba. Por otro lado, para ciertas personas puede resultar peligroso realizar esfuerzo físico, o por la existencia de alguna minusvalía física no lo pueden hacer. Por este motivo, y puesto que el desencadenante del broncoespasmo es el aumento de ventilación pulmonar, la prueba de esfuerzo puede reemplazarse por la de hiperventilación isocápnica que se puede realizar de forma relativamente fácil en el laboratorio de función pulmonar.

La hiperventilación voluntaria en reposo produce hipocapnia, lo que aparte de otros trastornos puede modificar el tono bronquial y variar la resistencia al flujo de las vías aéreas. Por este motivo la hiperventilación ha de realizarse en condiciones isocápni-cas. Para ello habría que añadir cantidades variables de CO2 según la magnitud de la hiperventilación, para mantener constante la PCO2 del final de la espiración. Esto requiere, por desgracia, un montaje instrumental complicado, propio más bien de unidades de investigación que de actividades clínicas rutinarias. La alternativa es dar a inhalar aire con una cierta cantidad fija de CO2 (p. ej. 4%). Esto, no obstante, sería sólo adecuado para mantener el valor normal de PaCO2 a un cierto nivel de hiper-ventilación. Por encima de ella todavía se produciría hipocapnia, mientras que por debajo se produciría hipercapnia. Si en vez de emplear aire ambiente se emplea aire


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frío, se puede lograr broncoconstricción con menos ventilación pulmonar, lo que fa-cilitaría conseguir condiciones isocápnicas o próximas a ellas. En este caso, sin embargo, habría que mantener constante la temperatura del aire inspirado a cualquier nivel de hiperventilación, lo que también puede resultar complicado.

Las recomendaciones del grupo de expertos de la European Respiratory Society, para la prueba de hiperventilación con aire ambiente o frío, son las siguientes.

La fuente más adecuada es un cilindro de aire comprimido porque viene seco. Si el sujeto refiere episodios de asma, específicamente cuando respira aire frío, convie-ne hacer la prueba con aire frío. Si la disnea se presenta postesfuerzo sin relacio-narse claramente con respirar aire frío, suele ser suficiente hacer la prueba con aire seco a temperatura ambiente. Si se quiere que sea con aire frío, se hace pasar éste por un serpentín sumergido en metanol a –35 ºC (en vez de metanol puede emplear-se nieve carbónica). La temperatura del aire a la salida del serpentín, ha de ser de –12 a –15 ºC. El paciente respira a través de una válvula Hans Rudolph de doble vía, para separar inspiración de espiración. Si se quiere estimar la transferencia de calor habrá que medir la temperatura del aire a la entrada y a la salida de la boca, la ventilación pulmonar, así como controlar el CO2 a la salida de la boca. Si se emplea aire sin CO2 habrá que añadírselo según las necesidades, guiándose por el CO2 del final de la espiración, para mantener condiciones isocápnicas.

Para la prueba con aire seco a temperatura ambiental, después de la espirometría basal, el sujeto ventila durante períodos de 3 min a 7,5, 15, 30, 60 l/min y a máxima capacidad ventilatoria (MCV). Después de cada nivel el sujeto respira aire ambiente y se determina el FEV1 a los 30 s, 90 s, 3 min, 5 min y después cada 2 min hasta que se obtenga el valor más bajo, técnicamente aceptable, de FEV1. Se supone con ello que se ha obtenido la respuesta máxima para tal grado de hiperventilación. Se va repitiendo el mismo proce-dimiento para niveles ventilatorios progresivamente más altos hasta que el FEV1 disminu-ye un 20% o más respecto al valor basal, en cuyo caso se para la prueba.

Se puede emplear un método simplificado en el que se da a inspirar aire con 4,9% de CO2 que evita hipocapnias en el rango de ventilaciones entre 40 y 105 l/min, lo que elimina la necesidad de controlar el CO2 del final de la espiración. Sin embargo, tiene el inconveniente de que se producen hipercapnias a los niveles más bajos. Por tanto, cuando se emplea esta técnica es preferible emplear los niveles de ventilación del 30, 60 y 100% de la MCV.

Con los niveles de ventilación y las correspondientes caídas de FEV1 se construye la curva dosis/respuesta, de donde se calcula por interpolación la ventilación a la que se produce el descenso del 20%.

20


BIBLIOGRAFÍA

1. Airway responsiveness. Standardized challenge testing with pharmacological, physical and sensitizing stimuli in adults. Report Working Party, Standardiza-tion of Lung Function Tests, European Community for Steel and Coal. Sterk PJ, Fabbri LM, Quanjer PH, et al. Eur Respir J 1993;6(Suppl 16):53-83.

2. Guidelines for Metacholine and Exercise Challenge Testing - 1999. Official Statement of the American Thoracic Society. Am J Resp Crit Care Med 2000;161:309-29.

3. The European Community Respiratory Health Survey II. Lung Function Pro-tocol, Data Sheets and Lung Funstion Questionnaire.http://www.ecrhs.org (questionnaires and protocols).

Prueba de provocación bronquial con histamina

21


R. DoménechL. Compte V. Macián

Hospital Universitari la Fe. Valencia

1. INTRODUCCIÓN

Sabemos que la vía aérea puede modificar su calibre mediante la acción de dife-rentes estímulos físicos y farmacológicos. Éstos actúan, bien facilitando la recupera-ción de una obstrucción al flujo aéreo, o bien desencadenando la aparición de un efecto broncoconstrictor1,2.

Conocemos como hiperreactividad bronquial aquella condición en la que existe una mayor sensibilidad de la vía aérea ante la acción de diferentes estímulos, que hace que se produzca una broncoconstricción significativamente mayor que en condiciones normales.

Los tests de provocación bronquial son capaces de detectar la existencia de hipe-rexcitabilidad de la vía aérea, y son utilizados en el estudio de diferentes enferme-dades pulmonares, sobre todo en aquellas que cursan con obstrucción al flujo aéreo, fundamentalmente el asma y la EPOC3,4.

Existe, sin embargo, un pequeño porcentaje de sujetos sanos que presentan hiperexcitabilidad de la vía aérea5,6, cuyo estudio puede tener interés epidemio-lógico.

El grado de hiperreactividad está condicionado por factores genéticos, y por varia-bles como la edad y el sexo, que modulan la excitabilidad bronquial.

1.1. Estímulos inductores de hiperreactividad bronquial

Las pruebas capaces de detectar hiperreactividad bronquial las podemos dividir en 2 grandes grupos según el tipo de estímulo utilizado:

– Estímulos específicos – Estímulos inespecíficos

Cuando utilizamos los estímulos específicos tratamos de reproducir, en un sujeto ya sensibilizado, los efectos que produce un determinado estímulo y objetivamos la respuesta a nivel de la vía aérea del paciente; de esta forma, mediremos la hipe-rreactividad bronquial específica.

Existe una gran variedad de estímulos, tanto físicos como químicos o farmacológi-cos7-9, que podemos utilizar para objetivar la hiperreactividad bronquial inespecífica.

2.2.

22


Dichos estímulos los podemos dividir en 3 grandes grupos:

Fármacos colinérgicos – Acetilcolina

– Metacolina

– Carbacol

Sustancias mediadoras – Bradicinina

– Prostaglandinas F2 a, y D2

– Histamina

– Adenosina

Estímulos físicos e irritativos – Hiperventilación

– Aire frío

– Ejercicio

– Nebulización de agua

– Ácido cítrico

– Humo de cigarrillo

– SO2

Algunos de ellos son ampliamente utilizados y tenemos normativas refrendadas por organismos internacionales que aconsejan su utilización, este es el caso de la histamina y la metacolina3,16. Otros estímulos como el ejercicio, hiperventilación, aire seco, frío, etc., aunque también son ampliamente utilizados en la investigación clínica, no tienen aún un acuerdo general que permita equipararlos a los anteriores en la aplicación clínica.

1.2. Estímulos más utilizados

Ha sido comparada la respuesta a diferentes sustancias, en concreto metacolina e histamina, y se ha encontrado una buena correlación en los resultados obtenidos, evidenciándose que ambos agentes son igualmente efectivos para establecer el nivel de la reactividad bronquial inespecífica10,11.

Aunque tienen una potencia de acción similar, presentan pequeñas diferencias en cuan-to al tiempo de degradación o la duración de acción. Algunos sujetos pueden resultar es-pecialmente sensibles a la metacolina, o bien a la histamina, por lo tanto, no debemos presuponer que la reactividad determinada utilizando uno u otro fármaco sea la misma12.

Los estímulos productores más frecuentemente utilizados en nuestro laboratorio son la metacolina y la histamina. En los últimos años se ha utilizado la histamina de forma sistemática, al tiempo que se ha ido introduciendo también la adenosina, tanto para el diagnóstico de la hiperreactividad bronquial como para estudios de investigación.

1.1.1. Histamina

Se trata de un mediador farmacológico que, al parecer, actúa por un doble meca-nismo: desencadenando un reflejo vagal y estimulando directamente receptores his-taminérgicos.


23

Existen trabajos en individuos normales que sugieren que su acción sobre las grandes vías aéreas puede deberse a un mecanismo reflejo colinérgico, mientras que la constricción de las pequeñas vías se debería a una acción directa13.

Para su administración vía inhalatoria, en las pruebas de provocación bronquial, se prepara una solución buffer fosfato isotónica a pH 7,414. Estas soluciones deben almacenarse adecuadamente, pues tanto la histamina como sus derivados son foto-sensibles y presentan una gran facilidad para adherirse a las superficies de cristal y ser degradadas por los microorganismos. Se aconseja que la histamina se mantenga a bajas temperaturas para una conservación más duradera15.

Tras su administración por vía inhalatoria, induce una rápida broncoconstricción que aparece entre 1 y 2 min, manteniéndose su efecto durante 15 min (rango 4-37 m).

2. NORMAS GENERALES

Las pruebas de provocación bronquial tienen unas indicaciones bien definidas, sin embargo, para la realización de las mismas se debe adoptar una serie de precaucio-nes. Al mismo tiempo, debemos tener en cuenta una serie de contraindicaciones, sin olvidar la posibilidad de que se produzcan complicaciones17,18.

2.1. Indicaciones del test de provocación bronquial

– En estudios clínicos – Para el diagnóstico de asma y/o hiperreactividad bronquial – Para la monitorización del estado de hiperreactividad bronquial – En el riesgo ocupacional

– En estudios de investigación – Patogenia del asma e hiperreactividad bronquial – Epidemiología del asma a hiperreactividad bronquial – Valoración de fármacos en el tratamiento del asma e hiperreactividad bronquial

2.2. Precauciones

2.2.1. Consideraciones generales

Debemos explicar al paciente el motivo por el que se indica el test de provocación bronquial, así como lo que esperamos conseguir con su realización, puesto que la colaboración del mismo será un importante factor de cara a la correcta interpretación de los resultados.

Preguntaremos si ha habido exposición reciente a algún alergeno y registrar todo el tratamiento de fármacos que toma el paciente, así como la última dosis de cada una de ellas.

Será imprescindible la presencia próxima del médico, debiendo existir un equipo de resucitación cardiorrespiratoria cercano al lugar del estudio, y, sobre todo, el ins-

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trumental y los fármacos adecuados para conseguir de forma inmediata una buena ventilación y broncodilatación.

El lugar donde se realizará el estudio debe estar bien ventilado y los fármacos bron-coconstrictores y sus concentraciones respectivas deben identificarse con facilidad.

2.2.2. Factores que pueden alterar la excitabilidad bronquial

Debemos realizar una anamnesis previa a las pruebas de provocación, especial-mente de todos aquellos factores que pueden producir cambios en la sensibilidad bronquial, interfiriendo en la valoración de los resultados. Es necesario tener en cuenta que el tiempo durante el cual se ve alterada la sensibilidad oscila ampliamen-te de unos individuos a otros.

Los factores que frecuentemente pueden alterar la dinámica bronquial son los si-guientes:

Factor Intervalo libre recomendado

Humo de tabaco 2 h

Fármacos β-adrenérgicos inhalados

– Acción corta 12 h

– Acción prolongada 24 h

Fármacos β-adrenérgicos orales 24 h

Fármacos anticolinérgicos

– De acción corta 12 h

– De acción larga 48 h

Teofilinas (vía oral)

– De acción corta 12 h

– De acción prolongada 48 h

Cromoglicato disódico 48 h

Antihistamínicos H1 72 h

Terfenadina, cetirizina, loratadina 5 días

Astemizol 30 días

Contaminantes atmosféricos 1 semana

Vacuna antigripal con virus vivos atenuados 3-6 semanas

Infecciones respiratorias 6 semanas

Sensibilizantes ocupacionales 3 meses

2.3. Contraindicaciones del test de provocación bronquial

2.3.1. Contraindicaciones absolutas

– Obstrucción grave basal: FEV1 en adultos < 1,5 l en varones, y 1,2 en mujeres, o menor a un 40% del valor de referencia.


25

– Infarto de miocardio reciente (<3 meses) o ángor inestable.– Accidente vascular encefálico en los últimos 3 meses.– Existencia de aneurisma arterial conocido.– Hipersensibilidad a la histamina. – Arritmia grave.– Incapacidad para la realización del procedimiento del test.

2.3.2. Contraindicaciones relativas

– Obstrucción de vía aérea inducida por las maniobras espiratorias forzadas.– Moderada obstrucción al flujo aéreo FEV1 < 60% del valor de referencia.– Durante las exacerbaciones del asma.– Hipertensión arterial no controlada.– Infecciones respiratorias recientes (4- 6 semanas).– Epilepsia que requiera tratamiento.– Embarazo.

2.4. Complicaciones

Habitualmente son raras y las minimizaremos si hemos tenido en cuenta las con-traindicaciones y las precauciones antes comentadas.

Las más habituales son los importantes descensos en los parámetros espirométricos que se observan más frecuentemente en niños y pacientes con clínica previa, y en am-bos casos suele obtenerse una recuperación rápida con broncodilatadores en aerosol.

Se puede producir, de forma excepcional, edema de glotis y espasmo coronario, pero esto es más propio de las pruebas de provocación bronquial por frío y esfuerzo.

3. CARACTERÍSTICAS DEL SISTEMA DE GENERACIÓN DE AEROSOLES

La generación de un aerosol produce un determinado número de partículas con capacidad para alcanzar la vía aérea periférica, dependiendo del tamaño y la distri-bución de éstas.

3.1. Sistema de aerosolización: nebulizadores

Los factores que influyen sobre la entrada de los aerosoles en la vía aérea son prin-cipalmente el tamaño de las partículas y el flujo aéreo del generador de las mismas.

El tamaño de las partículas, su liberación y penetración están condicionados en parte por el tipo de nebulizador, la forma en que el paciente inhala y el estado de las vías aéreas. El mayor depósito de partículas en el árbol traqueobronquial y en el compartimiento pulmonar se consigue cuando tienen un diámetro entre 5-7 y 3-4 micras respectivamente. El tamaño óptimo de las partículas para un test de provoca-ción bronquial debe oscilar entre 1 y 5 micras17.

26


El flujo aéreo del generador de partículas no debe ser excesivo, ya que produciría un incremento del impacto en la faringe. El más habitual oscila entre 6 y 8 l/m.

El volumen del líquido depositado en el nebulizador debe ser constante para cada con-centración y suficiente para asegurar el número de inhalaciones o el tiempo de prueba.

3.2. Protocolos estandarizados de administración del estímulo

Existen diversos protocolos estandarizados para la inhalación del estímulo.

3.2.1. Método con reservorio

Descrito inicialmente por Chai, et al.19, la técnica de administración consiste en la realización de 5 inhalaciones profundas de las concentraciones preparadas utilizando un sistema de generación de aerosol, conectado a un reservorio que actúa como dosímetro y que permite, por tanto, conocer la cantidad de sustancia aerosolizada (µmoles, mg, etc.).

En el caso de que no se disponga de éste, la cantidad de sustancia administrada puede expresarse en número de inhalaciones. Se ha definido convencionalmente que una unidad inhalatoria (UI) representa la cantidad de fármaco administrado median-te una inhalación de soluciones que contenga una concentración de 1 mg/ml.

La ventaja de este método estriba en una mayor precisión en la liberación de la dosis de aerosol; su inconveniente es la mayor complejidad técnica. Se considera un método preciso y reproducible.

3.2.2. Método de generación continua de aerosol

Descrito por Cockcroft, et al.20, consiste en la inhalación continuada a volumen corriente de concentraciones progresivamente crecientes de la sustancia administra-da, durante 2 min. La cantidad de fármaco inhalado se expresa en función de las concentraciones utilizadas (mg/ml).

La principal ventaja de este método es su simplicidad, tanto en el diseño técnico como en la colaboración requerida del sujeto a explorar. Su desventaja teórica es la falta de control del flujo y el tiempo inspiratorio. Diversos estudios han mostrado su propia reproducibilidad, así como la obtención de resultados similares cuando se compara con el método de reservorio21,22.

4. MÉTODOS PARA REALIZAR EL TEST DE PROVOCACIÓN BRONQUIAL

4.1. Los métodos prolongados

Tienen como objetivo describir de forma detallada la respuesta de la vía aérea a distintas dosis de estímulo. Éstas se preparan en concentraciones en progresión creciente, doble, desde 0,03 mg/ml hasta 16 o 32 mg/ml23.


27

Se recomienda, no obstante, mantener las siguientes precauciones: a) Si el paciente presenta un FEV1 > 70% del predicho y FEV1/FVC > 80% y el

FEV1 desciende menos del 10%, tras la inhalación del diluyente, y los síntomas del paciente están bien controlados:

– Si no toma medicación: inicio con 2 mg/ml. – Toma sólo broncodilatadores inhalados menos de 1 vez al día: inicio con 1

mg/ml. – Toma broncodilatadores inhalados diariamente: inicio 0,25 mg/ml. – Si toma corticoterapia inhalada u oral: inicio 0,125 mg/ml.

b) Si el paciente tiene un FEV1 < 70% del predicho, FEV1/FVC < 80%, el FEV1 cae < 10% tras el diluyente y los síntomas del paciente están bien controlados:

– Si no toma medicación o sólo toma broncodilatadores inhalados: se iniciará con 0,125 mg/ml.

– Si toma corticoterapia inhalada u oral: iniciaremos con 0,03 mg/ml.

c) Si el paciente presenta una caída superior al 10%, tras el diluyente, o si los síntomas de asma no están bien controlados, no se realizará la prueba, o bien, tras valorar clínicamente, se recomiende iniciar la prueba con la concentración de 0,03 mg/ml y proseguir, al igual que en el resto de los casos, aumentando las concentraciones en progresión doble hasta alcanzar generalmente los 32 mg/ml (0,03; 0,06; 0,12; 0,25; 0,5; 1; 2; 4; 8; 16; 32 mg/ml).

d) En aquellos casos en los que tras la administración de la primera concentración de histamina (0,03 mg/ml) la caída del FEV1 es inferior al 5% del basal, y no hay clínica de broncoconstricción, la siguiente concentración de histamina puede ser omitida.

Por el contrario, si la caída del FEV1 es superior al 5% o aparecen síntomas de broncoconstricción, no debemos omitir ninguna concentración durante la reali-zación de la prueba.

e) Si hemos omitido alguna dosis, es importante que observemos si durante la inhalación aparecen signos o síntomas que indiquen broncoconstricción del paciente, en cuyo caso interrumpiríamos la prueba si fuera necesario.

4.2. Los métodos rápidos

El resultado de estudios epidemiológicos y de screening de asma e hiperreactividad bronquial ha impulsado la utilización de métodos de exploración de ésta, de manejo sencillo y rápido, que facilitarán el estudio de amplios grupos de población. Diversos autores han utilizado modificaciones en la progresión de las concentraciones de fármacos o diseños peculiares24, que permiten agilizar la realización de la prueba. Se destaca la reproducibilidad propia de estos métodos, así como la obtención de resultados similares al compararlos con otros prolongados.

28


Así pues, la secuencia en las concentraciones de fármaco utilizadas puede presentar variaciones en función del tipo de pacientes a explorar y según el objetivo del estudio.

En la literatura existen distintas secuencias en las dosis administradas, pero el método más frecuentemente utilizado para las pruebas de provocación con metaco-lina es el de Chatleman25, o modificaciones de éste. Se utiliza un nebulizador de flujo continuo, según el procedimiento descrito por Chai, et al., pero sin dosímetro.

5. MATERIAL UTILIZADO

– Pinzas nasales.– Boquillas.– Nebulizador: capaz de generar un flujo aéreo de 6-8 l/m y un tamaño de partí-

culas entre 1-5 m. Los nebulizadores utilizados en nuestro laboratorio son de flujo continuo.

– Histamina (en métodos prolongados): se utilizarán concentraciones crecientes de histamina (0,03; 0,06; 0,125; 0,25; 0,5; 1; 2; 4; 8; 16; 32 mg/ml).

– Espirómetro.– Simpaticomiméticos beta-2 inhalados: terbutalina (Terbasmin®) o salbutamol

(Ventolin®). En este último caso se administra utilizando un cartucho presu-rizado y un espaciador, o en el caso de la terbutalina puede darse como polvo seco.

– Suero fisiológico o el excipiente utilizado para las disoluciones de la histamina.– Filtro.– Cronómetro.– Agujas y jeringuillas.– Equipo de limpieza.– Nevera.

6. PROCEDIMIENTO

6.1. Registrar los datos del paciente que incluyan:

– Nombre y apellidos– Fecha de nacimiento– Nº de S. Social y/o nº historia clínica– Procedencia y médico remitente– Diagnóstico

6.2. Datos antropométricos: estatura y peso.

6.3. Es necesario hacer constar la existencia de enfermedades infectocontagio-sas (VIH, TBC…) procediendo a la limpieza y esterilización de los aparatos


29

posteriormente, siendo imprescindible, según el caso, la colocación de filtros bacteriológicos específicos para la espirometría.

6.4. Anotar la medicación del paciente, así como la última dosis y la hora de la misma, confirmando de este modo el cumplimiento del intervalo libre de medi-cación.

6.5. Constatar la ausencia de contraindicaciones.

6.6. Instruir al paciente acerca de la técnica que vamos a realizar, destacando la importancia de su colaboración para la correcta realización.

6.7. Obtener el consentimiento del paciente o familiar, si procede.

6.8. Invitar al paciente a que se siente de forma cómoda, sin cruzar las piernas y evitando la ropa ajustada.

6.9. Objetivar que se encuentra dispuesto y preparado el material necesario para la realización de la prueba.

6.10. Medida del FEV1 basal según el procedimiento SEPAR26: para ello realizare-mos un mínimo de 3 maniobras satisfactorias con un máximo de 8 en total, evitando así el inútil cansancio del paciente. Tras obtener los 3 mejores valores, escogeremos el mejor de ellos (la variabilidad debe ser < 5%).

6.11. Cuando el FEV1 sea < 1,5 o menor de un 60% del valor de referencia se considerará una exploración de riesgo. Cuando el FEV1 sea < 1,2 l o menor de un 40% del valor de referencia deberá evitarse la realización de la exploración.

6.12. Tras la obtención del FEV1 basal, se procede a la inhalación de placebo (suero fisiológico o excipiente de la solución de metacolina o histamina prepa-rada). Si se obtiene un descenso en el FEV1 igual o superior al 10%, debe su-primirse la exploración. De lo contrario, se procederá a la realización del pro-tocolo elegido.

6.13. La prueba finalizará tras la inhalación de todas las dosis preparadas, o bien tras constatar que la caída del FEV1 es > 20% del posplacebo.

6.14. Transcurridos 2-3 min, administraremos al paciente un agonista beta-2 inhalado (terbutalina o salbutamol), dejando reposar al paciente durante 15 min. Finalmente mediremos nuevamente el FEV1 y la FVC para tener la seguridad de que el paciente se ha recuperado.

7. OBTENCIÓN Y ANÁLISIS DE RESULTADOS

Los resultados obtenidos deben valorarse determinando la relación dosis-respues-ta en escala semilogarítmica o decimal (en abcisas el logaritmo o la dosis; en orde-

30


nadas los cambios producidos en el FEV1 expresados en porcentaje respecto a su valor basal). Posteriormente se podrá analizar la curva dosis-respuesta así construi-da según lo que pretendamos analizar18.

7.1. Cálculo de la PC20 (concentración de histamina con la cual se produce la caída del FEV1 > 20%):

– C1: concentración previa a la caída del FEV1– C2: primera concentración con una caída del FEV1 > 20%– R1: % de caída del FEV1 después de C1– R2: % de caída del FEV1 después de C2

Aplicaremos la siguiente fórmula:

(20 - R1) (log. C2 - log. C1)PC20 = antilog. + log. C1

R2-R1

Para la simplificación del cálculo, se puede obtener el valor de PC20 obtenido por interpolación lineal entre los puntos anterógrado y retrógrado más próximos, utilizan-do la siguiente formula:

(C2 - C1) x (20 - R1 ) PC20 = + C1

(R2 - R1)

Decimos que hay hipersensibilidad bronquial cuando hay un descenso de la dosis necesaria de histamina para iniciar un broncoconstricción significativa con respecto a un grupo control o a una situación anterior.

Esta forma de cálculo es la más habitual y se utiliza con fines clínicos o epidemio-lógicos. Según la PC20 clasificaremos la hiperrespuesta del siguiente modo:

Sensibilidad bronquial PC20 mg/ml µmoles acumuladas UI

Normal >8 >4 >80

Ligera 2-8 1-4 20-80

Moderada 0,25-2 0,125-1 2,5-20 - 20

Grave 0,03-0,25 0,015-0,125 0,3-2,5

7.2. Análisis de la pendiente y morfología de la curva

El estudio exhaustivo de la curva dosis-respuesta nos permitirá investigar los dife-rentes mecanismos productores de hiperreactividad bronquial.


31

7.2.1. Pendiente de la curva

Se necesita calcular la dosis umbral y la pendiente del descenso. El umbral o sensibilidad se define como aquella dosis capaz de provocar el descenso significati-vo del FEV1 equivalente a la dosis provocadora de la caída de un 20% de este pa-rámetro (PD20), es decir, punto de la curva a partir del cual los descensos del FEV1 son producidos por la histamina y no por la variabilidad intrasujeto. Hay que calcular al menos 4 puntos de la curva para que la determinación matemática de la pendien-te sea adecuada.

La pendiente o reactividad la obtenemos mediante la regresión lineal de los puntos de la curva a partir del umbral por el método de mínimos cuadrados. Su resultado nos indica la reactividad de la vía aérea. Podemos hablar de hiperreactividad si exis-te una mayor pendiente respecto a un grupo control.

7.2.2. Morfología de la curva

El análisis del área existente bajo la curva, la varianza de los puntos contenidos bajo la curva, o el desplazamiento en la posición de la misma hacia la derecha o la izquierda nos indicarán la existencia de hiperrespuesta bronquial.

32


BIBLIOGRAFÍA

1. Cockroft DW, Murdock KY. Comparative effects of inhaled salbutamol, sodium cromogly and beclomethasone dipropionate on allergen-induced early asthmatic responses, late asthmatic responses, and increased bronchial responsiveness to histamine. J Allergy Clin Immunol 1987; 79(5):734-40.

2. Koskela HO, Hyvarrinen L, Brannan JD, Chan HK, Anderson SD. Responsi-veness to three bronchial provocation test in patient with asthma. Chest 2003;124(6):2171-7.

3. Sterk PJ, Fabbri LM, Quanjer P, et al. Airway responsiveness. Standardized challenge testing with pharmacological, physical and sensitizing stimuli in adults. Report Working Party Standardization of Lung Function the European Community for Ateel and Coal. Official Statement the European Respiratory Society. Eur Respir J 1993;16(Suppl):53-83.

4. Hargreave FE, Ryan G, Thomson NC, O’Byrne PM, Latimer K, Juni EF. Bronchial responsiveness to histamine or metacholine in asthma: measure-ment and clinical significance. Eur J Respir Dis 1982;121(Suppl):79-88.

5. Rijcken B, Schouten JP, Weiss ST, Meinesz AF, De Vries K, Van der Lende R. The distribution of bronchial responsiveness to histamine in symptomatic and in asymptomatic subjects. A population-based analysis of various indices of responsiveness. Am Rev Respir Dis 1989;140(3):615-23.

6. Niggemann B, Illi S, Madloch C, et al. Histamine challenges discriminate between symptomatic and asymptomatic children. MAS-Study group. Multi-centre Allergy Study. Eur Respir J 2001;17(2):246-53.

7. No autor listed. Guidelines for bronchial provocation test with pharmacologic agents. Bronchial provocation test. Pneumologie 1998;52(4):214-20.

8. Leuppi J, Brannan J, Anderson S. Bronchial provocation test: The rationale for using inhaled mannitol as a test for airway hyperresponsiveness. Swiss Med Wkly 2002;132:151-8.

9. Cockroft DW. How best to measure airway responsiveness. Am J Respir Crit Care Med 2001;163:1514-5.

10. Hargreave FE, Sterk P, Adelroth EC, Ramsdale EH, O’Byrne PM. Airway responsiveness to histamine or metacholine: advance measurement and interpretation. Respiration 1986;50(2):72-6.

11. Moldovan D, Gliga M. Nonspecific bronchial provocation with histamine and metacholine. Pneumoftiziologia 1994;43(1-2):29-33.

12. James A, Ryan G. Testing airway responsiveness using inhaled metacholine or histamine. Respirology 1997;2 (2):97-105.


33

13. Curry JJ. The action of histamine on the respiratory tract in normal and as-thmatic subjects. J Clin Invest 1946;25:785-91.

14. Cockroft DW, Berscheid BA. Effect of pH on bronchial response to histamine. Thorax 1982;87:133-6.

15. Marshik P, Pharm D, Moghaddam S, Tebbett I, Hendeles L. Degradation of histamine solutions used for bronchoprovocation. Chest 1999;105(1):194-9.

16. No autor listed. AARC. Clinical practice guideline, bronquial provocation. American Association for Respiratory Care. Respir Care 1992;37(8):902-6.

17. Pellicer-Ciscar C, Sanchis-Aldás J. Prueba de provocación farmacológica bronquial. En: Perpiñá-Tordera M (ed). Hiperreactividad bronquial inespecí-fica. Barcelona: Doyma 1993:99-115.

18. Valencia-Rodríguez A, Casan-Clará P, Perpiñá-Tordera M, Sebastián-Gil MD. Normativa para los tests de provocación bronquial inespecífica (actualiza-ción). Arch Bronconeumol 1998;34:36-44.

19. Chai H, Farr RS, Froehlich LA, et al. Standardization of bronchial inhalation challenge procedures. J Allergy Clin Immunol 1975;56:323-7.

20. Cockroft DW, Berscheid BA. Standardization of inhalation provocation test. Dose vs concentration of histamine. Chest 1982;82(5):572-5.

21. Beaupre A, Malo JL. Comparison of histamine bronchial challenges with the wright nebulizer and the dosimeter. Clin Allergy 1979;9(6):575-83.

22. Ryan G, Dolovich MB, Roberts RS, Frith PA, Juniper EF, Hargreave-Newhouse MT. Standardization of inhalation provocation test: two technique of aerosol generation and inhalation compared. Am Rev Respir Dis 1981;123(2):195-9.

23. Juniper EF, Cockroft DW, Hargreave FE. Histamine and metacholine inhala-tion test: tidal breathing method. Laboratory procedure and standardization. Lund, Suecia: Canadian Thoracic Society, AB Draco 1991.

24. Davis BE, Cockroft DW. Calculation of provocative concentration causing a 20% fall in FEV1. Comparison of lowest vs highest post-challenge FEV1. Chest 2000;117:881-3.

25. Chathman M, Bleecker ER, Norman L, Mason P. A screening test for airway reactivity. An abbreviated metacholine inhalation challenge. Chest 1982;82:15-8.

26. Sanchis J, Casan P, Castillo J, González N, Palenciano L, Roca J. Normati-va para la espirometría forzada. Recomendaciones SEPAR nº 1. Barcelona: Doyma 1985. Arch Bronconeumol 1989;25:132-42.

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Prueba de provocación bronquial con adenosina2.3.

E. MartínezL. Compte

Hospital La Fe. Valencia

1. INTRODUCCIÓN

El análisis de la hiperrespuesta bronquial (HRB) mediante pruebas de provocación bronquial es uno de los pilares fundamentales para el diagnóstico de asma1, además de representar una herramienta válida para la monitorización de la enfermedad, con-trol de la evolución y evaluación de su gravedad2,3.

Entre las distintas sustancias que se utilizan para realizar este tipo de pruebas, se encuentran algunas, como la AMP-5’ o el propanolol, que provocan broncocons-tricción de forma indirecta: mediante la estimulación previa de células inflamatorias o terminaciones neuronales colinérgicas de la mucosa bronquial, que generarán mediadores (como histamina y otros prostanoides) capaces de provocar bronco-constricción4,5.

El diferente mecanismo de acción de los estímulos directos e indirectos explica el bajo grado de correlación entre ellos, y la información que cada uno aporta sea un aspecto complementario de las alteraciones fisiopatológicas del paciente asmático2.

1.1. Adenosina

La adenosina (9-β-D-ribofuranosil-6-aminopurina) es un nucleósido purínico endó-geno implicado en la patogenia de numerosos procesos fisiológicos (control del tono vascular, modulación de la neurotransmisión y neurosecreción, regulación del tono intestinal, contractilidad de los miocitos, etc.), que interviene en las respuestas infla-matorias predominantemente alérgicas6.

Muchas células son capaces de sintetizar AMP: mastocitos, neutrófilos, plaquetas, células del endotelio vascular. Este proceso se da en el interior de las células, a partir de la hidrólisis del AMP por la 5’nucleotidasa o por el catabolismo de s-adeno-silhomocisteína. Cuando la concentración intracelular se incrementa por la hipoxia o por la activación celular, la adenosina se libera al exterior donde puede ser desami-nada a inosina, recaptada por la propia célula o unirse a receptores específicos ubicados en las membranas citoplasmáticas de otras células, determinando así sus efectos biológicos6.

Conocemos diferentes subtipos de receptores para la adenosina: A1, A2a, A2b y A3. La actividad del receptor A2a predomina con las concentraciones bajas de adenosina y la del A2b con las concentraciones altas. Todos están presentes en el pulmón, pero es el receptor A2b al que se le reconoce un papel significativo en el asma7.

Prueba de provocación bronquial con adenosina

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El receptor A2b pertenece a la familia de receptores acoplados a la proteína G y, como tal, se encuentra constituido por un larga cadena polipeptídica (36-37 kDa) con 7 regiones hidrofóbicas inmersas en la membrana citoplásmica y 6 segmentos hidro-fílicos en forma de bucle, 3 extracelulares y 3 intracelulares. Desde una perspectiva funcional, el receptor está estrechamente ligado a 2 elementos de gran importancia: a) la unidad catalítica de la enzima adenilciclasa y b) una proteína reguladora (pro-teína Gs) fijadora de nucleótidos y con actividad GTPasa intrínseca. La formación del complejo adenosina/receptor A2b conlleva la activación de la adenilciclasa, que cata-liza la conversión de ATP a AMPc, y el aumento de la concentración de este último activa una proteincinasa citosólica (PCA). El receptor A2b se encuentra acoplado a una fosfolipasa C específica para fosfatidil inositol, a través de una proteína Gq, y su estimulación determina un incremento de diacilglicerol e inositol trifosfato. El primero activa la proteincinasa C y el segundo produce la movilización del Ca+2 desde el espacio extracelular vía activación PCA, o bien de manera directa7,8.

Los receptores de la adenosina están sometidos a una regulación dinámica y se ha comprobado, en modelos experimentales in vitro, que con la exposición continua-da a este autacoide tiene lugar una modificación a la baja de su número y una des-ensibilización9. Por el contrario, la presencia prolongada de un antagonista, como la aminofilina, conlleva un incremento en el número de los mismos y la aparición de hiperrespuesta funcional a la adenosina10. Otro agente capaz de alterar la expresión de los receptores para la adenosina es la dexametasona, que se comporta de ma-nera distinta según sea el subtipo frente al que actúe: aumenta la expresión de los A3 y A 2a, pero no modifica la magnitud de los efectos de la adenosina en los A2b

11.

1.2. Efectos de la adenosina sobre la vía aérea

Desde hace años se sabe que la administración de adenosina o AMP por vía in-halada desencadena una broncoconstricción en los sujetos asmáticos y no influye sobre el tono de la vía aérea de la población normal12. Un buen número de estudios in vitro13-15 e in vivo16-18 han demostrado que esta respuesta es consecuencia de la liberación de histamina a partir de mastocitos activados, junto con otros mediadores como prostaglandinas y leucotrienos. Inhibidores de la secreción de mediadores mastocitarios17 como el cromoglicato sódico, el nedocromil sódico y el salbutamol protegen de la broncoconstricción mediada por AMP. Efectos similares se obtienen de la administración de inhibidores de la ciclooxigenasa y 5-lipooxigenasa o con antagonistas de los receptores H1 (terfenadina y astemizol)19.

Estudios previos constatan que el AMP es capaz de estimular las vías nerviosas afe-rentes de la mucosa bronquial y provocar broncoconstricción mediante un reflejo colinér-gico, como lo apoya el hecho de que el bromuro de ipratropio atenúa la respuesta20.

Además de la broncoconstricción, la adenosina promueve la quimiotaxis de neutrófilos y facilita la exudación plasmática y el aumento del flujo sanguíneo a la pared bronquial5,6.

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1.3. Utilidad del test de provocación con AMP

La interpretación de los datos disponibles permite señalar que, en comparación con los tests de provocación realizados mediante estímulos directos, el test con AMP parece aportar ventajas: facilitar el diagnóstico de asma y determinar el grado de inflamación de la vía aérea4,5,21,22. Sin embargo, la HRB frente a AMP puede detec-tarse en otras patologías de la vía aérea distintas al asma, como en la bronquitis crónica o la rinitis alérgica23,24. Por otra parte, aunque disponemos de estudios que apoyan la relación estrecha entre HRB al AMP e inflamación asmática, parece que sólo se mantiene con marcadores de inflamación eosinofílica (porcentaje de eosinó-filos en esputo), y no con otros como es el óxido nítrico en el aire exhalado25.

2. CONTRAINDICACIONES

No existe ninguna contraindicación específica para el AMP salvo la hipersensibili-dad demostrada al propio producto o a alguno de sus metabolitos (especialmente adenosina). Se debe seguir las recomendaciones marcadas por la SEPAR1.

Contraindicaciones absolutas:

1. FEV1 menor de 1,5 l en varones y de 1,2 l en mujeres, o menor a un 40% del valor de referencia.

2. Infarto agudo de miocardio o ángor inestable en los últimos 3 meses.3. Accidente cerebrovascular en los últimos 3 meses.4. Hipersensibilidad demostrada al AMP o adenosina.5. Aneurisma arterial.6. Arritmia grave.

Contraindicaciones relativas:

1. Incapacidad para la realización de espirometrías forzadas.2. Obstrucciones graves dependientes del esfuerzo.3. FEV1 menor de un 60% del valor de referencia.4. Agudización asmática.5. Hipertensión arterial grave no controlada.6. Infección reciente del tracto respiratorio superior (4-6 semanas).7. Embarazo y lactancia.8. Epilepsia que requiera tratamiento.

3. ASPECTOS METODOLÓGICOS

En la realización de los tests de provocación se utiliza AMP-5’ por ser más hidrosolu-ble que la adenosina, siendo que la vía de administración del producto es la inhalada.


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3.1. Adquisición del AMP

En España se puede adquirir contactando con Laboratorios Sigma-Aldrich Quími-ca SA (www.sigma-aldrich.com), cuya dirección es: Areunde Valdelaparra, 51-53. 28100 Alcobendas (Madrid). Tel.: 91 6619977, 91 6619642.

La distribución central del producto se realiza a través de Laboratorios Sigma Chemical Company, cuya dirección es: PO Box 15408; 3500 DeKaire Street. St Louis, Missouri, EE.UU. (63178). Tel.: (314) 771-5750.

El producto ha de estar bajo la forma química de sal disódica, para mantener un pH que no dañe la vía aérea ni provoque irritación de la misma. El envío se realiza en forma de polvo envasado al vacío y protegido de la luz; conservado en nevera en un lugar seco. El grado de pureza del producto es de 99-100%.

3.2. Preparación de disoluciones

La cantidad de AMP administrada se mide en mg, mientas que la concentración de las disoluciones se mide en mg/ml.

Las concentraciones que se utilizan generalmente son: 0,03, 0,06, 0,125, 0,25, 0,5, 1, 2, 4, 8, 16, 32, 64, 128, 256 y 512 mg/ml de AMP. El diluyente utilizado es suero fisiológico al 0,9%. Algunos autores utilizan una batería de diluciones diferente, pero la forma de preparación no difiere de la expuesta.

Se prepara la disolución madre con la ayuda de una balanza de precisión (15,36 g de AMP en 30 ml de suero fisiológico) a partir del producto puro en polvo, con-servándola en nevera a 4 ºC. A partir de esta concentración se preparan las de-más: se extraen 2 ml de la concentración madre y se añade 2 ml de suero fisio-lógico al 0,9%, obteniendo una concentración que será la mitad de la anterior, repitiendo a partir de la última dilución formada para obtener la batería completa, en la que cada dilución tendrá una concentración doble a su inmediata posterior. Por último, se preparará un nuevo frasco que contenga únicamente el diluyente, que lo emplearemos para iniciar la prueba de provocación. En el manejo del pro-ducto es siempre aconsejable la utilización de un filtro bacteriológico y un am-biente estéril.

3.3. Estabilidad del producto

La estabilidad de las distintas disoluciones de AMP necesarias para la realización de una PPB, determinada mediante cromatografía líquida de alta resolución, es de al menos 25 semanas conservada en nevera (4 ºC), mientras que es menor de 10 días si se mantienen a temperatura ambiente26,27. Se aconseja la realización de una batería de disoluciones a partir del AMP puro con una cantidad de solución que permita la realización de varias pruebas; no es necesario preparar todas las dilucio-nes cada vez que se va a realizar la prueba.

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3.4. Generación del aerosol

El producto nunca debe utilizarse por otras vías que no sea la inhalada.En las PPB, el AMP se utiliza en forma de aerosol. El tipo de nebulizador debe

seguir las recomendaciones generales, de forma que permita una llegada idónea del producto inhalado a la vía aérea. Uno de los comercializados es el nebulizador manual mini-Hudson Up Draft II Neb-U-Mist, conectado a una pipeta que incorpora un filtro bacteriológico. La pipeta se coloca en la boca del paciente mientras la nariz perma-nece tapada por unas pinzas durante la nebulización. Este nebulizador, en concreto, produce partículas con una mediana de la masa aerodinámica entre 1,8 y 2,3 micras cuando se administra con un flujo de 6-8 l/min. De esta forma aproximadamente el 80% de las partículas alcanzan los bronquios más periféricos.

3.5. Preparación del paciente

El paciente será avisado con la suficiente antelación de una serie de requisitos que debe cumplir antes de realizar la prueba:

1. No fumar, al menos durante las 2 h previas a la realización de la prueba.2. No haber tomado beta-2 de acción corta o anticolinérgicos inhalados al menos

12 h antes.3. No tomar beta-2 de acción prolongada o tiotropio al menos 24 h antes.4. No tomar teofilinas de acción retardada al menos 48 h antes.5. No tomar teofilinas de acción corta al menos 12 h antes.6. No tomar cromonas (cromoglicato o nedocromil) al menos 72 h antes.7. No tomar terfenadina, ceterizina o laratadina al menos 5 días antes.8. No tomar astemizol al menos 30 días antes.9. Para el resto de anti-H1 al menos 72 h antes.10. No haber padecido infecciones virales respiratorias en las últimas 6 semanas.11. No haber inhalado sensibilizantes ocupacionales en los últimos 3 meses.12. No haber recibido vacunas con virus atenuados en las últimas 3-6 semanas.13. No haber recibido la vacunación antigripal en las últimas 6 semanas.14. No haber inhalado contaminantes atmosféricos en la última semana.15. No es necesaria la interrupción del tratamiento corticoideo.

4. REALIZACIÓN DE LA PRUEBA

Seguimos los aspectos técnicos y consideraciones metodológicas dictadas por Juniper, et al. para histamina y metacolina28.

4.1. Procedimiento

Explicamos al paciente el objetivo de la realización de la prueba y los posibles efectos de la inhalación de la sustancia (tos, opresión torácica o disnea), teniendo


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en cuenta que a dosis elevadas de AMP se pueda ocasionar reacciones (rubor, ce-falea, náuseas) debido a la descarga histaminérgica acompañante. El paciente debe firmar su consentimiento para la realización de la prueba.

Antes de iniciar la prueba recogemos datos de filiación, antropométricos y posibles contraindicaciones, así como medicación concomitante.

4.1.1. Realización de un FEV1 basal. Para ello se realizan un mínimo de 3 espi-rometrías basales en las que el FEV1 no varíe más de un 5%, cogiendo el mejor resultado siguiendo las recomendaciones SEPAR. Es necesaria, por lo tanto, la realización de la prueba por personal entrenado. También es aconsejable reco-ger otros valores como la capacidad vital forzada (FVC) y los flujos mesoespi-ratorios (FEF25-75%). Para continuar la prueba es necesario que el FEV1 medido sea superior a 1,5 l para hombres y 1,2 l para mujeres y, al menos, el 40% de su valor teórico de referencia.

4.1.2. El primer aerosol es de suero fisiológico al 0,9%. El paciente se coloca senta-do en una posición relajada sin cruzar las piernas y evitando la ropa ajustada. Se tapa la nariz con unas pinzas y se coloca la pipeta en la boca evitando fugas latera-les. Después se le hace respirar a volumen corriente durante 2 min el contenido del aerosol (que se habrá preparado con 2 ml de solución).

4.1.3. Nueva medida de FEV1 a los 30 s. Si el FEV1 ha disminuido más de un 10% hay que considerar que existe una importante respuesta de la vía aérea y se hace necesario extremar las precauciones si se sigue la prueba.

4.1.4. La primera concentración de AMP administrada dependerá del estado funcional basal del paciente y de la medicación concomitante:

a) FEV1/FVC > 80% y caída menor del 10% del FEV1 basal con respecto al obte-nido tras la inhalación de suero fisiológico:

– Si toma corticoides inhalados u orales: 0,125 mg/ml – Si toma broncodilatadores diarios: 0,25 mg/ml – Si toma broncodilatadores ocasionales: 1 mg/ml – Alguna otra circunstancia: 2 mg/ml

b) FEV1/FVC < 80% y caída menor del 10% del FEV1 basal con respecto al obte-nido tras la inhalación de suero fisiológico:

– Toma corticoides inhalados u orales: 0,03 mg/ml – Alguna otra circunstancia: 0,125 mg/ml

c) Caída mayor del 10% del FEV1 basal con respecto al obtenido tras la inhalación de suero fisiológico:

– En cualquier circunstancia: 0,03 mg/ml

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4.1.5. Las siguientes concentraciones se administran a intervalos de 3 a 5 min en concentraciones dobles cada vez, con 2 ml de solución. La duración de cada aerosolización es de 2 min respirando a volumen corriente.

4.1.6. Después de cada concentración se mide el FEV1 de forma que cuando haya descendido más de un 20% sobre el valor basal (algunos trabajos de in-vestigación utilizan caídas del 15%) o cuando hayamos consumido todas las disoluciones sin resultado, detenemos la prueba. En ese momento el paciente recibirá 2 puffs de salbutamol o terbutalina realizándose a los 15 min una nueva medición de FEV1 para observar que su recuperación es adecuada (al menos un 90% del FEV1 inicial).

5. ANÁLISIS E INTERPRETACIÓN

El parámetro funcional utilizado habitualmente para el estudio de la hiperrespues-ta bronquial es el FEV1, aunque en algunas ocasiones, generalmente en estudios de investigación, se utiliza la Gaw, el flujo pico espiratorio (FEM) o los flujos mesoespi-ratorios (FEF25-75%). Las diferentes formas de expresar los resultados obtenidos me-diante una prueba con AMP no son diferentes de las utilizadas en otras pruebas de provocación bronquial. Pero, en este caso, no existen puntos de corte normalizados y basados en estudios poblacionales que permitan diferenciar una hiperrespuesta leve de otra moderada o grave.

La forma más habitual de expresión es la PC20- FEV1 (AMP), es decir, la concen-tración teórica de AMP con la que se produce exactamente una caída del FEV1 del 20% en relación con su valor basal. Si se utilizan dosis acumulativas: PD20- FEV1 (AMP).

Este valor puede obtenerse mediante interpolación directa desde la representación gráfica de los resultados (habitualmente colocaremos en el eje de ordenadas las variaciones del FEV1 y en el eje de abcisas las concentraciones utilizadas de AMP), aunque, más comúnmente, lo obtenemos por interpolación mediante fórmulas. Para esto conocemos los valores de la concentración anterior y posterior a la que produce una caída del 20% del FEV1 y los descensos correspondientes del FEV1.

(20-R1) (C2-C1)PC20- FEV1 (AMP) = (interpolación lineal)

(R2-R1)

(20-R1) (log C2 - log C1)PC20- FEV1 (AMP) = antilog ( + log C1) (interpolación

(R2-R1) logarítmica)

C1 es la concentración de AMP que produce una caída del FEV1 inmediatamente menor del 20%.


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C2 es la concentración de AMP que produce una caída del FEV1 inmediatamente mayor del 20%.

R2 y R1 son las caídas del FEV1 producidas por C2 y C1 respectivamente.

Otra forma de expresar los resultados es mediante el cálculo de la PD20- FEV1 (AMP), que aporta una información semejante si tenemos en cuenta la equivalencia existente entre ambos conceptos: una unidad acumulativa (unidad de medida de la PD20) equivale a una concentración de 1 mg/ml de AMP inhalado.

Es importante la representación gráfica de la curva dosis-respuesta, ya que nos permitirá obtener información adicional sobre una serie de parámetros que configuran mejor las conclusiones extraíbles de los resultados obtenidos y que son fundamen-talmente:

Pendiente de la curva. Su cálculo se realiza mediante una regresión lineal por el método de los mínimos cuadrados. Su resultado nos informa de la reactividad de la vía aérea, un término encuadrado dentro del concepto general de hiperrespuesta bronquial. Hablaremos de hiperreactividad cuando exista un aumento de esta pen-diente respecto a un grupo control. Su cálculo precisa del conocimiento de parámetros a priori que, en ocasiones, son difíciles de identificar. Uno de ellos es la dosis de AMP umbral, es decir, el punto de la curva a partir del cual los descensos del FEV1 son inducidos por el AMP y no por la variabilidad intrasujeto; otro es el conocimiento de la respuesta máxima o dosis de AMP que provoca una caída máxima del FEV1 y que, por lo tanto, dibuje una representación gráfica en meseta con la utilización de dosis mayores. Es necesario obtener al menos 4 puntos en la curva para que la determinación matemática de la pendiente sea apropiada. Todo ello ha hecho que no se utilice habitualmente este parámetro en los estudios de provocación bronquial con AMP.

Morfología de la curva. De la existencia de una respuesta máxima y la represen-tación logarítmica de la concentración de AMP utilizado resulta, por lo general, una morfología sigmoidea que, aunque modifica los cálculos matemáticos (modelos de regresión para curvas sigmoideas), no suele alterar las conclusiones prácticas que se obtienen. Otra cuestión es el estudio de los desplazamientos de la posición de la curva hacia derecha o izquierda y que están en relación con el concepto de hiper-sensibilidad bronquial (también incluido en el concepto de hiperrespuesta bronquial). Decimos que existe hipersensibilidad bronquial cuando hay un descenso de la dosis necesaria de AMP para iniciar una broncoconstricción significativa con respecto a un grupo control o a una situación anterior.

42


BIBLIOGRAFÍA

1. Valencia-Rodríguez A, Casan-Clara P, Perpiñá-Tordera M, Sebastián-Gil MD. Normativa para los tests de provocación bronquial inespecífica (actualiza-ción). Arch Bronconeumol 1998;34:36-44.

2. Sterk PJ. Airway hyperresponsiveness. En: Hansel TT, Barnes PJ (eds). New drugs for asthma, allergy and COPD. Basilea: Karger AG 2001:35-8.

3. Sont JK, Willems LN, Bel EH, Van Krieken JH, Vandenbroucke JP, Sterk PJ. The clinical control and histopathological outcome of asthma using airway hyperresponsiveness as an additional guide of long-term treatment: the APLU Study Group. Am J Respir Crit Care Med 1999;159:1043-51.

4. Van Schoor J, Joos GF, Pauwels RA. Indirect bronchial hyperresponsiveness in asthma: mechanisms, pharmacology and implications for clinical research. Eur Respir J 2000;16:514-33.

5. Polosa R, Holgate ST. Adenosine bronchoprovocation: a promising marker of allergic inflammation in asthma? Thorax 1997;52:919-23.

6. Marquardt DL. Adenosine. En: Barnes PJ, Grunstein MM, Leff AR, Woolcock (eds). Asthma. Philadelphia: Lippincott-Raven 1997:585-91.

7. Ralevic V, Burnstock G. Receptors for purines and pyrimidines. Pharmacol Rev 1998;50:413-92.

8. Feoktistov I, Biaggioni I. Adenosine A2b receptors. Pharmacol Rev 1997; 49:381-402.

9. Marquardt DL, Walker LL. Inhibition of mast cell adenosine responsiveness by chronic exposure to adenosine receptor agonists. Biochem Pharmacol 1987;36:4297-302.

10. Marquardt DL, Wasserman SI. Adenosine binding to rat mast cells: pharma-cologic and functional characterization. Agents and Actions 1985;16:453-61.

11. Ramkumar V, Wilson M, Khanraj DN, Gettys TW, Ali H. Dexamethasone up-regulates A3 adenosine receptors in rat basophilic leukemia (RBL-2H3) cells. J Immunol 1990;144;244-50.

12. Cushley MJ, Tattersfield AE, Holgate ST. Inhaled adenosine and guanosine on airway resistence in normal and asthmatic subjects. Am J Clin Pharmacol 1983;15:161-5.

13. Marquardt FL, Parker CW, Sullivan TJ. Potentiation of mast cell mediator release by adenosine. J Immunol 1978;120:871-8.

14. Björck T, Gustafsson LE, Dahlen SE. Isolated bronchi from asthmatics are hyperresponsive to adenosine, which apprently acts indirectly by liberation of leukotrienes and histamine. Am Rev Respir Dis 1992; 145:1087-91.

15. Polosa R, NG WH, Crimi N, et al. Release of mast-cell-derived mediators after endobronchial adenosine challenge in asthma. Am J Respir Crit Care Med 1995;151:624-9.


43

16. Rafferty P, Beasley R, Holgate ST. The contribution of histamine to immedia-te bronchoconstriction provoked by inhaled allergen and adenosine 5´-mo-nophosphate in atopic asthma. Am Rev Respir Dis 1987;136:369-73.

17. Phillips GD, Scott VL, Richards R, Holgate ST. Effect of nedocromil sodium and sodium cromoglycate against AMP-induced bronchoconstriction induced by inhaled adenosine 5'-monophosphate. Eur Respir J 1989;2:210-7.

18. Phillips GD, NG WH, Chursch MK, Holgate ST. The response of plasma histamine to bronchoprovocation with methacoline, adenosine 5´-monophos-phate, and allergen in atopic nonasthmatic subjects. Am Rev Respir Dis 1990;141:9-13.

19. Phillips GD, Polosa R, Holgate ST. The effect of histamine-H1 receptor an-tagonism with terfenadine on concentration-related AMP-induced broncho-constriction provoked by adenosine 5´-monophosphate and histamine in asthma. J Allergy Clin Immunol 1991;87:939-47.

20. Polosa R, Phillips GD, Rajakulasingam K, Holgate ST. The effect of inhaled ipratropium bromide alone and in combination with oral terfenadine on bron-choconstriction provoked by adenosine 5´-monophosphate and histamine in asthma. J Allergy Clin Immunol 1991;87:939-47.

21. Cockcroft DW. How best to measure airway responsiveness. Am J Respir Crit Care Med 2001;163:1514-5.

22. Holgate ST. Adenosine provocation: a new test for allergyc type airway infla-mmation. Am J Respir Crit Care Med 2002;165:317-9.

23. Oosterhoff Y, De Jong DS. Airway responsiveness to adenosine 5´-mono-phosphate in chronic obstructive pulmonary disease is determined by smo-king. Am Rev Respir Dis 1993;147:553-8.

24. Rutgers SR, Timens W, Tzanakis N, et al. Airway inflammation and hyperres-ponsiveness to adenosine 5´-monophosphate in chronic obstructive pulmo-nary disease. Clin Exp Allergy 2000;30:657-62.

25. Van den Berge M, Meijer RJ, Kersjens HA, et al. PC20 adenosine 5´-mono-phosphate is more closely associated with airway inflammation in asthma than PC20 methacoline. Am J Respir Crit Care Med 2001;163:1546-50.

26. Compte-Torrero L, Martínez-García MA. Prueba de provocación bronquial con monofosfato de adenosina. En: Perpiñá M, Picado C (eds). Manual de técnicas y procedimientos en asma. Barcelona: Prous Science 2000:83-95.

27. Martínez MA, Perpiñá M, Vila V, Compte L, De Diego A, Macián V. Analysis of the stability of stored adenosine 5’-monophosphate used for broncopro-vocation. Pul Pharmacol 2002;15:157-60.

28. Juniper EF, Cockcroft DW, Hargreave FE. Histamine and methacholine inha-lation tests: tidal breathing method. Laboratory procedure and standardi-sation. Lund, Suecia: Canadian Thoracic Society, AB Draco 1991.

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Pruebas de provocación bronquial específicas2.4.

À. RogerX. Muñoz

Hospital Universitari Vall d’Hebron. Barcelona

1. INTRODUCCIÓN

Las pruebas de provocación bronquial han adquirido en los últimos años un im-portante papel en los campos de la clínica, la epidemiología y la investigación. De hecho, son muchas las enfermedades que afectan al aparato respiratorio que reducen el calibre bronquial, aumentan la resistencia de la vía aérea y disminuyen los flujos aéreos y la capacidad ventilatoria.

Si la disminución del calibre bronquial es variable y constituye una reacción exa-gerada de la vía aérea a uno o más estímulos se denomina hiperrespuesta bronquial. Aunque ocasionalmente se utilizan los términos de hipersensibilidad o hiperreactivi-dad como sinónimos de hiperrespuesta, es preferible utilizar este último ya que los anteriores hacen referencia a determinados aspectos de la curva dosis-respuesta que se obtiene al realizar pruebas de provocación bronquial inespecíficas con fármacos.

La hiperrespuesta bronquial es un fenómeno multifactorial con varios mecanismos favorecedores, como son la disminución del calibre de la vía aérea, el daño epitelial, las alteraciones del músculo liso y las del sistema nervioso autónomo. Además, su hallazgo no es sinónimo de asma bronquial sino que otras entidades pueden cursar con esta característica: EPOC, bronquiectasias, sarcoidosis, fibrosis quística…

En general, aunque una espirometría forzada puede revelar la presencia de hipe-rrespuesta bronquial al demostrar una disminución del FEV1 en maniobras espiromé-tricas repetidas o con la aparición de tos y/o sibilancias tras realizar dichas maniobras, la prueba broncodilatadora (PBD) constituye la primera a realizar en el estudio de la hiperrespuesta bronquial.

La PBD consiste en repetir una espirometría forzada 15-30 min después de la inhalación de un beta-2-agonista a dosis terapéuticas (p. ej. 0,4 mg de salbutamol). Según la normativa de la American Thoracic Society (ATS) se considera positiva cuando 1) se observa un aumento del FEV1 o de la FVC superior a 200 ml, que represente un incremento de más de un 12% respecto al basal, o 2) un aumento superior al 25% del FEF25-75%, superior también a 200 ml, sin que existan cambios en la FVC.

Entre las ventajas de esta prueba destacan su gran sencillez y su gran especifici-dad, por lo que su positividad siempre indica hiperrespuesta bronquial; sin embargo, su negatividad no la descarta porque su sensibilidad es menor.

En este caso es cuando debe recurrirse a las pruebas de provocación bronquial, que se clasifican en inespecíficas o específicas. Las inespecíficas (ver capítulo co-

Pruebas de provocación bronquial específicas

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rrespondiente) se centran en el diagnóstico de la hiperrespuesta bronquial en sí misma, y para ello pueden utilizarse diferentes estímulos, tanto farmacológicos (his-tamina, metacolina, adenosina, carbacol) como físicos (soluciones de diferente os-molaridad, hiperventilación voluntaria isocápnica con aire frío o seco, ejercicio). Las pruebas de provocación bronquial específicas (PPBE), de las cuales se hablará en este capítulo, van dirigidas, en cambio, a averiguar la etiología concreta de la hipe-rrespuesta bronquial en un determinado paciente.

La principal indicación de las PPBE es demostrar si existe una relación causal entre los síntomas del paciente y su exposición a determinados agentes ambientales u ocupacionales (alergenos, polvos, vapores). Son de gran utilidad en el diagnóstico de aquellas enfermedades cuyo origen se encuentra en la exposición a agentes etiológicos como son el asma ocupacional (AO) y las neumonitis por hipersensibilidad (NH), aunque las características de la respuesta a nivel pulmonar-bronquial tras la exposición a dicho antígeno sea diferente en estas 2 enfermedades. Además, y como se describe más adelante (ver apartado de implicaciones medicosociales), el resul-tado de estas pruebas tiene importantes repercusiones no sólo a nivel clínico sino también a nivel social-laboral.

2. ETIOLOGÍAS FRECUENTES DE ASMA OCUPACIONAL Y NEUMONITIS POR HIPERSENSIBILIDAD

2.1. Asma ocupacional

Existe una amplia lista de agentes laborales reconocidos como posible causa de AO, algunos de los cuales se muestran en la tabla I.

Concretamente en nuestro medio, y según el registro EROL de declaración volun-taria de enfermedades respiratorias de origen laboral del año 2002 (actualmente desarrollado a nivel de las comunidades de Cataluña, Asturias y Navarra), los casos de asma ocupacional diagnosticados, por ejemplo, en Cataluña se relacionaron con los siguientes agentes etiológicos:

Etiología N %

Isocianatos 27 15,5

Otros productos químicos 23 13,2

Persulfatos 21 12,1

Productos de limpieza 15 8,6

Maderas 14 8,1

Harinas 13 7,5

Látex 14 6,3

Etiología N %

Gomas y resinas 9 5,6

Proteínas animales 7 4,1

Grano 4 2,3

Colofonio 4 2,3

Aldehídos 4 2,3

Desconocido 8 4,6

Otros 14 7,5

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Es importante recordar que cada uno de estos agentes etiológicos no se corres-ponde con una sola actividad o profesión sino que, por el contrario, puede ser la causa de una misma enfermedad en trabajadores de diferentes ocupaciones. Así, por ejemplo, el AO por isocianatos se diagnostica en pintores, barnizadores, tapizadores, trabajadores del plástico o expuestos a aislantes, laca, espuma de poliuretano, etc.

Se han identificado algunas profesiones en las cuales se ha demostrado la exis-tencia de un riesgo mayor de desarrollar un asma laboral, es decir, con una odds ratio (OR) más elevada para el desarrollo de asma. Entre ellas cabe destacar a los gran-jeros (OR: 2,62), pintores (OR: 2,34), trabajadores del plástico (OR: 2,20), trabajadores de la limpieza (OR: 1,97), pintores con spray (OR: 1,96) y agricultores (OR: 1,79)1.

2.2. Neumonitis por hipersensibilidad

Actualmente se conocen múltiples formas de NH relacionadas con la inhalación de diferentes materiales orgánicos. Algunas de las más conocidas y/o más frecuentes en nuestro medio se describen a continuación en la tabla II.

Tabla I Agentes etiológicos de asma ocupacional

Prod. vegetales Animales Metales Prod. químicos Otros

Cereales Insectos Cromo Anhídrido ptálico Antibióticos

Algodón Anim. de Sales de Amino laboratorio platino derivados Ioduros

Cáñamo Hongos Níquel Isocianatos AAS (Penicillium...)

Lino Aves... Vanadio Colofonio Vitamina K

Gomas (acacia...) Cobalto Persulfatos Desinfectantes

Maderas (cedro rojo...) Estaño... Formalina Insecticidas

Té Ácido tánnico... Enzimas:Café – tripsinaMoka – papaína... Tabaco...


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3. HISTORIA CLÍNICA PREVIA

3.1. En asma ocupacional

Una detallada y exhaustiva historia clínica, que incluya la historia laboral, es esen-cial para el diagnóstico del AO.

La historia laboral debe incluir todos los trabajos que durante su vida ha llevado a cabo el paciente, cuándo los empezó, si los interrumpió y cuándo los finalizó. Debe intentarse la identificación de todos los posibles agentes a los que ha estado expues-to el enfermo, ya sea en su trabajo actual o en los previos, y averiguar si estos agentes son conocidos desencadenantes de AO.

Es importante intentar establecer si existe una relación entre cada agente y los síntomas que presenta el paciente. En este sentido, debe interrogarse sobre la pre-sencia de síntomas de las vías aéreas superiores o las inferiores, síntomas oculares (prurito, lagrimeo o inyección conjuntival), o síntomas nasales (prurito, rinorrea o congestión nasal). Todos ellos pueden preceder en años a la aparición del asma, en especial si se trata de la exposición a agentes de alto peso molecular, cuyo meca-nismo de acción se activa a través de la IgE.

Tabla II Diferentes formas de neumonitis por hipersensibilidad

Enfermedad Fuente de exposición Etiología (antígeno)

Suberosis2 Corcho enmohecido Penicillium freq./ Aspergillus fumigatus

Espartosis3 Esparto (escayolistas) Aspergillus fumigatus/ Penicillium freq.

Pulmón del granjero Heno enmohecido Mycropolispora faeni

Pulmón del humidificador Agua contaminada Cephalosporium acremon./ Candida spp.

Pulmón del cuidador de aves Palomas, periquitos… Proteínas séricas

Pulmón del curtidor de pieles Pieles de astracán y zorro Polvo de las pieles

Pulmón del trabajador del nácar Conchas marinas, botones Proteínas de la concha

Pulmón del limpiador de embutidos Embutidos enmohecidos Aspergillus spp./ Penicillium spp.

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La duración del período de latencia entre la exposición al supuesto agente causal y el inicio de los síntomas también debe interrogarse correctamente. Este período puede ser muy variable, entre pocas semanas y años, y no se debe descartar ningún agente eventualmente causante de un AO por el mero hecho de que un trabajador con asma actual haya desarrollado la misma ocupación durante años sin ninguna sintomatología. Por otro lado, los síntomas de asma pueden perdurar durante años, aun habiendo cesado la exposición al agente causal, por lo que la falta de mejoría de los síntomas al evitar la exposición tampoco excluye el diagnóstico del AO.

La mejoría de los síntomas y/o del registro del pico de flujo espiratorio (PFE) du-rante el fin de semana o en los períodos vacacionales puede ser de gran ayuda, aunque debe recordarse que en los estadios avanzados del AO moderada o grave pueden persistir los síntomas en los períodos sin exposición.

En cualquier caso, una historia clínica sugestiva de AO, incluso en un paciente expuesto a un agente conocido como responsable, no es suficiente para realizar el diagnóstico. En efecto, en un estudio reciente se evidenció que el valor predictivo positivo de un cuestionario dirigido es sólo del 63%, el valor predictivo negativo es del 83% y la concordancia entre la sospecha clínica inicial y el diagnóstico final tan sólo de un 52%. Por tanto, en muchas ocasiones será necesario demostrar la relación causal entre el agente etiológico y el asma mediante una prueba de provocación bronquial específica.

3.2. En neumonitis por hipersensibilidad

Al igual que sucede en el AO, en las diferentes formas de NH suele existir un período de latencia prolongado entre el inicio de la exposición y la aparición de los primeros síntomas, lo cual también dificulta la sospecha inicial de la enfermedad.

Básicamente se han descrito 3 formas de presentación clínica. La forma aguda, caracterizada por la aparición episódica de tos, fiebre, cefalea, escalofríos, mialgias y disnea al poco tiempo (2-3 h, máximo 24 h) de haber estado el paciente expuesto al antígeno causal. La forma subaguda, caracterizada por la aparición de forma pau-latina (semanas) de tos y disnea de esfuerzo progresivas. Y la forma crónica, carac-terizada por tos y disnea progresiva a lo largo de varios meses con más o menos síntomas constitucionales (pérdida de peso, astenia, anorexia...).

El hecho de que en la forma aguda los síntomas se presenten algunas horas después de la exposición al antígeno, y que en las formas subaguda y crónica la instauración de los síntomas sea progresiva y no tanto episódica, es un aspecto que dificulta el establecimiento de una relación causa-efecto entre dicho antígeno y los síntomas y, por tanto, favorece el retraso diagnóstico de estas entidades.

Si consideramos, además, que pese al cada día mejor conocimiento de estas enfermedades por parte de los médicos aún existe un bajo índice de sospecha de éstas, es aún más fácil entender la existencia de dicho retraso diagnóstico.


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Así pues, una completa y exhaustiva historia clínica y el grado de sospecha de la enfermedad serán cruciales no sólo para el diagnóstico de estas enfermedades sino también para su pronóstico, puesto que la persistencia de la exposición al antígeno en un paciente con síntomas en el que no se ha sospechado la enfermedad favore-cerá, en algunos casos, el desarrollo ulterior de una fibrosis pulmonar bien estable-cida o, más excepcionalmente, de una EPOC.

4. TIPOS DE PRUEBAS DE PROVOCACIÓN BRONQUIAL ESPECÍFICAS Y FORMAS DE RESPUESTA

Existen diferentes tipos de PPBE en función de la enfermedad que se quiera diagnosticar (asma o neumonitis por hipersensibilidad) y de las características (fundamentalmente peso molecular y solubilidad) del agente etiológico que las desencadena.

Así, el asma ocupacional puede clasificarse en 3 grupos bien diferenciados:

1. Asma por hipersensibilidad, inmunológica, con período de latencia, que puede subclasificarse en:

– IgE-dependiente, generalmente causado por sustancias de alto peso mole-cular como látex, harinas, soja, etc.

– IgE-independiente, generalmente causado por sustancias de bajo peso mo-lecular como isocianatos, persulfatos, maderas, etc.

2. Asma por toxicidad, no inmunológica, sin período de latencia.3. Síndrome asmatiforme (asthma-like disorder), un buen ejemplo del cual puede

ser la bisinosis.

Las PPBE en el asma, en las que se expone al paciente frente al antígeno que se sospecha que puede ser el responsable de sus síntomas son, por tanto, únicamente útiles para el diagnóstico del asma mediada por un mecanismo inmunológico, con período de latencia.

Dentro de este grupo de AO mediada por un mecanismo inmunológico (asma por hipersensibilidad) existen 2 formas distintas de hacer la PPBE:

– Cuando el agente etiológico es soluble y el mecanismo de acción del asma es IgE-dependiente (generalmente sustancias orgánicas), puede exponerse al pa-ciente frente a un extracto antigénico determinado a concentraciones crecientes mediante nebulización directa de éste. Al tratarse en estos casos de un meca-nismo IgE-dependiente, cuando la prueba es positiva se produce característica-mente una caída del FEV1 a los pocos minutos (10-20 min) postinhalación del extracto, causada por la contracción del músculo liso de la vía aérea, seguida de una recuperación mantenida posterior, a los 90-120 min siguientes, de los valores iniciales (respuesta precoz). En ocasiones se produce una caída del

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FEV1 entre 1-2 h (respuesta tardía temprana) o 3-6 h (respuesta tardía) después de la ex-posición al agen-te causal, en este caso debida tanto a la contracción del músculo liso como a la infla-mación de la vía aérea, que suele resolverse en las 24 h siguientes. Finalmente, es frecuente evidenciar una respuesta dual (Fig. 1), con caída precoz del FEV1 seguida de una recuperación transitoria posterior y una segunda caída final del FEV1 horas después de la inhalación del antígeno.

– Cuando se trata de agentes que no pueden ser nebulizados (gases, humos, vapores, sustancias insolubles, agentes irritantes...), la prueba se realiza expo-niendo al paciente frente al agente dentro de una cabina de provocación. En estos casos, y dado que el mecanismo inmunológico suele ser IgE-independien-te, es característica una respuesta tardía con caída del FEV1 entre 3-6 h pos-texposición. También pueden observarse otras formas de respuesta atípicas: progresiva, con caída del FEV1 a los pocos minutos postexposición y descenso progresivo en las siguientes 7-8 h; precoz-mantenida, parecida a la dual pero sin recuperación significativa entre la respuesta inmediata y la tardía; inmediata-prolongada, similar a la inmediata pero con una recuperación lenta del FEV1 en varias horas (ver diferentes tipos de respuesta en figura 2). En estas pruebas puede producirse en ocasiones una respuesta positiva mediada por un meca-nismo irritativo dosis dependiente. Por este motivo es importante disponer de sujetos controles sanos con el fin de evitar posibles falsos positivos.

En las neumonitis por hipersensibilidad, las PPBE se realizan generalmente median-te la inhalación directa del extracto antigénico mediante un nebulizador, dado que las dife-rentes formas de esta enfermedad (pulmón del granjero, pulmón del cuidador de aves, suberosis, etc.) están producidas por antígenos proteicos, habitualmente solubles.

En estos pacientes los parámetros funcionales a evaluar durante la prueba de provocación son la capacidad vital forzada (FVC) y la capacidad de transferencia del CO (DLCO), puesto que la reacción inflamatoria, mediada inmunológicamente por

Figura 1. Gráfica de respuesta del FEV1 en prueba de provoca-ción bronquial específica positiva frente a látex (↑ PM) en asma ocupacional: respuesta dual.

-50

-40

-30

-20

-10

0

10

00,4 0,8

2 4 6 8 10 12 24Horas

Des

cens

o FE

V1

(%) 1/1280

1/640

1/320

1/160

1/80

1/40

placebo


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mecanismos funda-mentalmente de hiper-sensibilidad tipo III (fe-nómeno de Arthus), pero también por me-canismos tipo I y tipo IV, se produce a nivel del intersticio pulmo-nar. Además, debido precisamente a estas determinadas caracte-rísticas inmunológicas, el descenso de estos parámetros cuando la prueba es positiva se produce de forma re-tardada, generalmente más allá de 4 h des-pués del inicio de la inhalación del extracto antigénico. También deben controlarse otros parámetros como son la aparición de leucocitosis, síntomas clínicos, cambios radiológicos o alteraciones en la exploración física.

5. INDICACIONES


La PPBE representa la exploración gold standard en el proceso diagnóstico de AO y permite establecer con certeza la relación causal entre el antígeno sospechoso y los síntomas del paciente. Sin embargo, y desde un punto de vista cronológico, normalmente su realización se retrasa hasta el final del pro-ceso diagnóstico de AO.

Este proceso diagnóstico debe incluir, con anterioridad a la práctica de la PPBE, los siguientes pasos:

1. Sospecha clínica a partir de la presencia de síntomas respiratorios en un tra-bajador expuesto a sustancias reconocidas como causa de AO.

2. Diagnóstico de asma bronquial mediante la demostración de labilidad bronquial (variabilidad en el PFE), reversibilidad de la obstrucción (PBD) o hiperreactividad bronquial (prueba de provocación bronquial inespecífi-ca con metacolina).

Figura 2. Tipos de respuesta del FEV1 en las pruebas de provoca-ción bronquial específicas en asma ocupacional.

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3. Establecimiento de una relación con la ocupación, a través de la historia clínica, de la demostración de una respuesta inmunológica específica frente a un antí-geno determinado (prick tests y/o determinación de IgE específica) y de la evi-dencia de una respuesta funcional en relación con la exposición laboral puesta de manifiesto mediante registro del PFE y/o, ya finalmente, mediante la PPBE.

La PPBE está especialmente indicada en:

– Pacientes en los que no se alcanza un diagnóstico definitivo tras la historia clí-nica y la realización del resto de exploraciones complementarias.

– Aquellos casos de AO en los que el paciente está expuesto a diferentes sustan-cias potencialmente responsables de AO y es necesario conocer cuál es espe-cíficamente la responsable de sus síntomas.

– Situaciones de contencioso medicolegal en que sea imprescindible demostrar la etiología específica de un cuadro de asma.


La PPBE es también la exploración gold standard en el diagnóstico de las diferen-tes formas de NH. Sin embargo, y al igual que ocurre en el AO, en el procedimiento diagnóstico de las NH deben realizarse otras exploraciones complementarias con anterioridad a la prueba de provocación que, en algunos casos, no será estrictamen-te necesaria para el diagnóstico de la enfermedad.

La presencia, junto a una elevada sospecha clínica y a un trastorno ventilatorio restrictivo (a veces obstructivo o mixto), de anticuerpos IgG específicos y de una prueba cutánea específica positivas frente a un determinado antígeno, permite en algunos casos establecer el diagnóstico de NH. La presencia de hallazgos compati-bles con NH en la TC torácica, de una linfocitosis en el LBA y de un infiltrado linfo-histiocitario, bronquiolitis y granulomas en la BTB, también son de gran ayuda para el diagnóstico de NH.

Por tanto, en la práctica clínica diaria, la PPBE en el estudio de las NH estará indicada cuando:

– No pueda establecerse con seguridad el diagnóstico tras la realización del resto de exploraciones complementarias previas (por presencia de resultados diver-gentes o no concluyentes.

– Se quiera demostrar o confirmar la etiología específica de un cuadro de NH, especialmente en el contexto de un contencioso medicolegal.

Es aconsejable también realizar esta prueba en aquellas formas de NH que pueden estar originadas por diferentes antígenos2,3 (p. ej. Penicillium spp., Aspergillus spp. o el propio corcho en la suberosis), teniendo en cuenta que el resultado negativo de la prueba frente a uno solo de estos antígenos no excluye el diagnóstico y nos obliga a repetirla también frente a los otros.


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6.1. Absolutas

– Antecedentes de infarto de miocardio o ángor inestable (<3 meses).– Antecedentes de accidente vascular cerebral (<3 meses).– Aneurisma arterial.– Incapacidad del paciente para entender el método o las implicaciones de la prueba.– En AO: funcionalismo respiratorio basal con grave trastorno ventilatorio obstruc-

tivo (FEV1 < 1,2 l).– En NH: funcionalismo respiratorio basal con moderado-grave trastorno ventilato-

rio restrictivo (FVC y/o DLCO < 60%).

6.2. Relativas

– Hipertensión arterial.– Embarazo.– Epilepsia que requiera tratamiento.– En AO: – Obstrucción inducida por maniobras espirométricas repetidas. – Obstrucción bronquial moderada (FEV1 entre 1,2 y 1,5 l). – Sobreinfección respiratoria reciente (<15 días). – Reagudización asmática.– En NH: – Funcionalismo respiratorio basal con moderado trastorno ventilatorio

restrictivo (FVC y/o DLCO entre 60 y 70%).

7. COMPLICACIONES

Una exposición accidental por error a una concentración excesivamente elevada de un extracto antigénico podría, en algunos casos, desencadenar una situación de insuficiencia respiratoria aguda grave.

En los casos de AO podría llegarse a esta situación por la instauración de un broncoespasmo grave, mientras que en los casos de NH ésta podría presentarse a raíz de un excesivo/pronunciado descenso de la FVC y/o la DLCO.

8. ÁMBITO DE REALIZACIÓN

Se trata de pruebas altamente específicas y, como se acaba de describir, no exen-tas de riesgo. Por tanto, deben realizarse siempre en hospitales tecnológicamente preparados, por personal cualificado y con experiencia en la realización de las mis-mas y bajo estricta monitorización de la respuesta funcional.

9. PERSONAL

Para la realización da las PPBE es necesario el siguiente personal:

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– Un(a) técnico/a con habilidad en el trato con los pacientes, que deberá instruirlos para realizar correctamen-te las maniobras espirométricas y conocer, si se dispone de él, del pro-grama informático de las pruebas de provocación bronquial.

– Un(a) enfermero/a para colocación de vía endovenosa y administración de fármacos en caso de complicaciones durante la prueba.

– Un(a) neumólogo/a que controlará el desarrollo de la prueba, evaluará la respuesta clínica y funcional del pa-ciente, y decidirá la continuación o no de dicha prueba tras cada una de sus fases en función de tales res-puestas.

10. EQUIPOS

Para la PPBE en AO se necesita un espirómetro (consultar características en: Manual SEPAR de procedimientos: procedimientos de evaluación de la función pulmonar).

Para la PPBE en NH se necesita, además, un aparato para estudio de la capacidad de difusión del monóxido de carbono (consultar características en: Manual SEPAR de procedimientos: procedimientos de evaluación de la función pulmonar).

Nebulizador (Fig. 3): debe garantizar que el diámetro de al menos el 50% de las partí-culas generadas oscile entre 1 y 5 µm. Es necesario, además, que proporcione un output adecuado: si se utiliza un sistema de generación continua deberá ser de 10 ml/min ± 10% y si se utiliza un sistema de generación intermitente deberá ser de 10 µl/puff. Para tratar de estandarizar al máximo estas pruebas, deberían realizarse siempre bajo unas mismas condiciones, y ello requiere garantizar la ausencia de modificaciones en las siguientes variables: tipo de nebulizador, volumen de relleno, concentración de la solución y flujo de aire comprimido. No debe olvidarse que existe una gran variabilidad inter e intranebuliza-dores y, por tanto, es necesario también llevar a cabo calibraciones repetidas del mismo.

Dosímetro (opcional): sistema valvular eléctrico que permite administrar el aerosol en un tiempo prefijado durante el esfuerzo inspiratorio.

Cabina de provocación (Fig. 4): se trata de una cabina de 7 m3, herméticamente cerrada, con una antecámara que sirve para evitar la exposición del personal de la-boratorio y que debe tener instalado, de forma permanente, un ventilador, un extractor, una estación barométrica y un calefactor. Se dispone también de muestreadores de aire que captan la sustancia en filtros, en los que posteriormente se pueden medir

Figura 3. Prueba de provocación bronquial específica con nebulizador.


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éstas, y medidores ambientales de valora-ción directa para cier-tos agentes.

11. PREPARACIÓN DE LAS SUSTANCIAS PARA LA REALIZACIÓN DE LAS PRUEBAS DE PROVOCACIÓN BRONQUIAL ESPECÍFICAS

La preparación de-penderá de la forma de presentación de la sustancia sospechosa de causar la patología respiratoria, ya que puede tratarse de agentes solubles o in-solubles y éstos pueden presentarse en forma de polvos, humos, gases y vapores. También dependerá de la forma de realización de la prueba, ya que ésta puede rea-lizarse reproduciendo las condiciones de exposición del paciente (aproximación real) o preparando la sustancia de forma más pura en el laboratorio.

Si se trata de agentes solubles (generalmente sustancias proteicas), es posible realizar un extracto antigénico a partir de la sustancia sospechosa de causar la pa-tología respiratoria al paciente. En general, si existen extractos comerciales, es posi-ble realizar la prueba con estos extractos, pero en ocasiones es necesario recurrir a la preparación de extractos antigénicos no catalogados a partir de la sustancia (ma-teria prima) que proporciona el paciente y frente a la cual refiere los síntomas. Los extractos antigénicos no catalogados son mezclas complejas obtenidas en el labora-torio2,3, que principalmente están compuestas por proteínas, glicoproteínas y carbo-hidratos. Para preparar estos extractos, la materia sospechosa de producir la enfer-medad (material crudo) es homogeneizada en un tampón de extracción durante 16 h a 4 ºC, con el fin de extraer las proteínas solubles. Después de centrifugar la so-lución, el sobrenadante obtenido es dializado frente a agua destilada, con una mem-brana de tamaño de poro de 3.500 Da. El dializado obtenido se conserva liofilizado. Es importante valorar la concentración de proteínas del extracto obtenido.

En general, cuando los agentes no son solubles o están en forma de gases, humos o vapores, es posible realizar la exposición en una cabina de provocación. Si la forma de presentación de la sustancia es en polvo se puede mezclar una determinada can-tidad de la sustancia con un producto inerte (p. ej. lactosa) y hacer que el paciente

Figura 4. Cabina de provocación.

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genere en el interior de la cabina de provocación una atmósfera cargada de pol-vo haciendo pasar la mez-cla de una bandeja a otra. Si la sustancia está en for-ma de gas, humo o vapor se genera en el interior de la cabina una atmósfera con una concentración de-terminada de dicha sus-tancia; en ocasiones es posible medir la concen-tración de la misma, como en el caso de los isociana-tos (Fig. 5).

12. RECOMENDACIONES PREVIAS Y PRECAUCIONES

– El paciente:

– Debe firmar un consentimiento informado por escrito.– Debe estar ingresado en el centro hospitalario donde se realizará la prueba.– Debe suspender la medicación broncodilatadora y antiinflamatoria, tanto tópi-

ca como sistémica, para evitar falsos negativos (Tabla III).– Debe evitar la comida abundante y las bebidas estimulantes (café, té, cola,

etc.) con anterioridad a la prueba.– No debe fumar, al menos, en las 24 h previas.– No debe haber realizado ejercicio físico intenso, al menos, 30 min antes del

inicio de la prueba.

– Se cateterizará una vía endovenosa durante toda la prueba.– En el local donde se realiza la prueba debe existir un equipo de reanimación car-

diopulmonar y los médicos que la realizan deben estar entrenados en su uso.

13. PREPARACIÓN DEL PACIENTE

El paciente debe recibir las explicaciones necesarias sobre el procedimiento que va a realizarse y cómo deberá colaborar. El técnico que practica la prueba de provo-cación debe instruir correctamente al paciente en relación con la metodología ade-cuada para realizar maniobras de espirometría forzada y, en el caso de las PPBE en el diagnóstico de las NH, también de respiración única para el estudio de la difusión del CO.

Figura 5. Monitor de medida ambiental de isocianatos.


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En relación con las primeras, el paciente debe realizar un esfuerzo inspiratorio máximo hasta su máxima capacidad vital y, posteriormente, iniciar la maniobra espi-ratoria forzada de forma violenta, sin apretar la boquilla con los labios en caso de que ésta sea de goma, manteniendo el esfuerzo espiratorio máximo durante más de 6 s, hasta alcanzar su punto de volumen residual. Para ello es aconsejable que el técnico estimule verbalmente y con voz elevada al paciente, solicitándole un esfuer-zo máximo durante toda la maniobra espiratoria y forzándole a alcanzar dicho volu-men residual.

Es muy importante, también, antes de proceder a la inhalación del extracto an-tigénico, evidenciar en la espirometría basal una buena reproducibilidad de la prue-ba en diferentes maniobras espiratorias para poder así dar más validez a los resul-tados de las mismas en las maniobras realizadas en los diferentes tiempos postinhalación.

14. PROCEDIMIENTO EN LAS PRUEBAS DE PROVOCACIÓN BRONQUIAL ESPECÍFICAS Y CRITERIOS DE POSITIVIDAD


Los agentes que pueden ocasionar asma ocupacional pueden ser polvos, humos, gases y vapores. Como ya se ha mencionado anteriormente, la exposición al agente puede rea-

Tabla IIISupresión de fármacos con antelación a la realización

de la prueba

– Beta-2-agonistas de acción corta (salbutamol, terbutalina) 6 h

– Beta-2-agonistas de acción larga (salmeterol, formoterol) 12 h

– Anticolinérgico de acción corta (br. de ipratropio) 6 h

– Anticolinérgico de acción larga (tiotropio) 24 h

– Teofilina retardada 36-48 h

No se ha establecido un determinado intervalo de tiempo previo a la realización de la PPBE en el que deban suprimirse los fármacos con mecanismo de acción antiinflamatorio, utilizados como medicación de control, tales como las cromonas (cromoglicato disódico y nedocromil sódico), los antileucotrienos (montelukast y zafirlukast) y los corticosteroides inhalados (beclometasona, budesonida y fluticasona). En cualquier caso, todos ellos deberían ser suspendidos con varios días de antelación a la realización de la prueba (al menos 48 ho antes) para no interferir en su resultado.

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lizarse de 2 formas: mediante nebulización directa si se trata de agentes solubles y cuyo mecanismo de acción sea mediado por IgE o mediante exposición en una cabina de pro-vocación si se trata de agentes no solubles o en forma de gases, humos o vapores.

– Cuando el agente es soluble, se preparan soluciones con concentraciones cre-cientes del agente causal que son administradas en aerosol mediante un nebu-lizador (ver características del nebulizador en apartado de equipos), de forma similar a la prueba de metacolina.

Los métodos de inhalación descritos en la literatura más utilizados y recomendados por la ERS4 son el método de generación continua propuesto por Cockroft5 y, si se dispone de dosímetro (ver apartado de equipos), el método de inhalación intermitente propuesto por Chai, et al.6. El método de generación continua consiste en la inhalación continuada, a volumen corriente, durante 2 min, de las concentraciones antigénicas crecientes. Si se dispone del dosímetro, el método intermitente consiste en realizar 5 inhalaciones, hasta alcanzar la capacidad pulmonar total, de dichas concentraciones antigénicas.

La concentración a la que presumiblemente el paciente debe reaccionar se calcula mediante la siguiente fórmula a partir de la PC20metacolina y de la concentración antigé-nica más pequeña que es capaz de generar una respuesta cutánea positiva (SS):

Log (PC20alergeno) = 0,68 log (PC20 metacolina x SS)

La prueba se inicia 3 concentraciones por debajo de la calculada y se finaliza tras administrar 2 concentraciones por encima de la calculada si previamente no se ha producido respuesta. A los 2, 5 y 10 min de finalizar cada nebulización se realiza una espirometría forzada. Se considera la prueba como positiva si se constata un des-censo de FEV1 > 20% respecto al valor basal. Los resultados se expresan en PC20 alergeno o PD20 alergeno según se utilice o no dosímetro. En caso de no evidenciar-se dicho descenso se procede a la inhalación de la siguiente concentración del ex-tracto antigénico.

Es importante monitorizar el FEV1 cada hora durante las 24 h posteriores a la inhalación de la última concentración, con el fin de evidenciar si existe una respues-ta tardía (descenso del FEV1 > 20% después de las 3-6 h de la inhalación).

– Cuando los agentes no son solubles o se presentan en forma de gases, humos o vapores, la exposición se realiza en cabina de provocación (ver ejemplos en figu-ras 6 y 7). La prueba consiste en generar en el interior de la cabina una atmósfe-ra con una concentración determinada del agente causal y exponer al paciente a dicho agente durante un tiempo determinado (variable según paciente y agente) en el interior de la misma. El primer día debe simularse, si es posible, una expo-sición del paciente al agente etiológico sospechado pero exponiéndole en realidad a placebo. Al día siguiente ya se realiza la prueba de provocación con exposición real al agente causal.


59

A continuación se mide el FEV1 cada 10 min durante la primera hora y cada hora durante las siguientes 24 h. La prueba se considera igualmente positiva cuando se evidencia un descenso del FEV1 > 20% respecto al valor basal y los resultados se expresan en gráficas de porcentaje de caída del FEV1/tiempo.

En caso de negatividad, se repite la exposición en días sucesivos, aumen-tando la concentración del producto o el tiempo de inhalación (ver protocolo en figura 8).

En aquellos casos en los que en la prueba de provocación bronquial especí-fica se evidencia una caída significativa del FEV1 pero sin llegar a cumplir los criterios de positividad, y para evitar ex-posiciones potencialmente peligrosas, es aconsejable realizar una prueba de me-tacolina con carácter previo a la siguien-te exposición al día siguiente. Si en ésta se objetiva una disminución importante de la PC20 respecto a la previa, anterior a la primera prueba de provocación, pue-de considerarse ésta como positiva.


Habitualmente, los agentes causan-tes de las diferentes formas de NH son antígenos proteicos, generalmente so-lubles. Esto permite la inhalación di-recta del extracto antigénico mediante un nebulizador. En general se procede de la siguiente forma:

Día 1 (día placebo): inhalación de 2 ml de suero fisiológico. Medida horaria, duran-te las siguientes 8 h postinhalación, de la FVC, el FEV1 y la DLCO. Cualquier síntoma que refiera el paciente será anotado. Se anotará también la temperatura cada hora a lo largo del día. Se practicará analítica previamente a la inhalación y a las 6 h postinhalación para recuento de leucocitos. Se realizará Rx de tórax en función de las alteraciones que se produzcan tanto clínicas como funcionales.

Figura 6. Prueba de provocación bronquial es-pecífica en cabina (asma ocupacio-nal): sales de persulfatos.

Figura 7. Prueba de provocación bronquial es-pecífica en cabina (asma ocupacio-nal): humo de soldadura.

60


Día 2 (día de baja concentra-ción): inhalación de 2 ml de antí-geno al 1/100 p/v (= 10 µg/ml). Postinhalación se procederá igual que el día 1. En caso de negativi-dad de la prueba (ver criterios de positividad) se pasará al día 3.

Día 3 (día de alta concentra-ción): inhalación de 2 ml de antí-geno al 1/10 p/v (= 100 µg/ml). Postinhalación se procederá igual que los días 1 y 2.

Los criterios de positividad de la prueba (ver ejemplo gráfico en figura 9) son:

– Descenso de la FVC > 15% respecto al valor basal.

– Descenso de la DLCO > 20% respecto al valor basal.

– Descenso de la FVC entre 10-15% y, como mínimo, una alteración de las siguientes:

– Clínica: disnea, tos, artromialgias, dolor pretorácico, crepitantes, fiebre ≥ 0,5 ºC respecto a la basal.

– Analítica: leucocitosis ≥ 20%. – Radiológica: aparición de infiltrados radiológicos no presentes en Rx de tórax

previa.– Disminución de la saturación de O2 > 3% o de la pO2 > 3 mmHg.

– Descenso de la FVC < 10% y coexistencia de 3 de los criterios enumerados en el punto anterior.

15. FALSOS POSITIVOS Y FALSOS NEGATIVOS

Dadas las implicaciones medicolegales o medicosociales (ver apartado correspon-diente) que tienen este tipo de pruebas, es importante evitar tanto los falsos positivos como los falsos negativos.

Pueden existir falsos positivos en los casos de AO cuando el FEV1 del paciente no es reproducible a lo largo de un mismo día, bien porque realizan la técnica de forma deficiente o por tener un asma lábil (variabilidad > 20/30%); para identificarlos, se reco-

Figura 8. Protocolo de realización de la prueba de provocación bronquial específica en ca-bina en asma ocupacional.


61

mienda realizar espirometrías seriadas durante 8 h el día previo a la inhalación. También pueden darse falsos positivos cuando la espirometría induce obstrucción o cuando, por utilizar altas dosis del agente, provocamos un síndrome reactivo de las vías aéreas (RADS). En los casos de NH es infrecuente obtener falsos positivos aunque éstos pue-den producirse si el paciente no realiza, en los diferentes tiempos del estudio, maniobras espirométricas comparables, es decir, que no reflejen su máxima FVC en cada uno de los esfuerzos espirométricos. En este sentido es primordial el papel del técnico que rea-liza la prueba, que deberá estimular suficientemente al paciente para obtener esfuerzos comparables en cada una de las determinaciones espirométricas.

Tanto en AO como en NH pueden también darse casos de falsos positivos en pacientes simuladores.

Por el contrario, podremos observar falsos negativos, tanto en estudios de AO como de NH, si el paciente no ha suspendido su tratamiento broncodilatador o an-tiinflamatorio con suficiente anterioridad a la prueba, si el período de no exposición al agente previo a la realización de la prueba ha sido prolongado (se recomienda realizar la prueba cuando no han transcurrido más de 15 días desde el último con-tacto con el antígeno sospechado), si utilizamos para la prueba un agente antigénico

Figura 9. Gráfica de respuesta de la temperatura, DLCO y FVC en prueba de provocación bronquial específica positiva frente a Aspergillus fumigatus en paciente con NH (suberosis).

8 ,1 67,94

7 ,657,0 6 7

6 ,5 1 6,21 6 ,4

6,25 6,32

6 ,9 9

5,56

6,57

7,58

8,5

2,6 9 2 ,6 62,61

2,69 2,68 2 ,6 7 2,67

2,32,4

2 ,3 3

2,59

22,22,42,62,8

0 0,5 1 2 3 4 5 6 7 8 24

Post-inhalation time (hours)

36 ,3 36 ,336

3 6,3

36 ,236 3 6 36 ,2 36,3

3 636

3535,5

3636,5

3737,5

38

15%

24%

TEMP.

DLCO

FVC

62


erróneo (en muchas ocasiones un paciente puede estar expuesto en su trabajo a diferentes fuentes antigénicas que pueden estar reconocidas como causas de una misma enfermedad) o si el paciente realiza deficientemente la prueba.

16. IMPLICACIONES MEDICOSOCIALES

Tal y como ya se ha comentado anteriormente, realizar o no un diagnóstico correc-to puede tener importantes consecuencias medicosociales. Por este motivo, es muy importante evitar falsos positivos y/o falsos negativos en el resultado de las PPBE.

Es bien conocido que en el AO la persistencia de exposición al agente causal conlleva, en el 100% de los casos, una persistencia también de los síntomas de asma y, en aproximadamente el 50% de ellos, no sólo la persistencia de los síntomas sino también un deterioro clínico progresivo7,8. En las NH también se ha demostrado que dicha persistencia en la exposición es un factor de peor pronóstico de la enfermedad. Por tanto, es muy importante evitar los falsos negativos dado que si a un paciente con AO o con NH no se le aparta de la exposición al agente causal de su enferme-dad, sus síntomas persistirán e incluso probablemente se agravarán.

Por otra parte, los falsos positivos tienen también importantes repercusiones a nivel socioeconómico. Así, por ejemplo, diferentes trabajos demuestran que tras el diagnós-tico de AO y tras el abandono de su trabajo por indicación médica, un elevado porcen-taje de estos trabajadores sufren un deterioro económico importante9,10 y alrededor de un tercio de ellos sigue sin trabajo en los 3-5 años posteriores al diagnóstico11.


63

BIBLIOGRAFÍA

1. Kogevinas M, Anto JM, Sunyer J, et al. Occupational asthma in Europe and other industrialised areas: a population-based study. European Community Respiratory Health Survey Study Group. Lancet 1999;353(9166):1750-4.

2. Morell F, Roger A, Cruz MJ, Muñoz X, Rodrigo MJ. Suberosis: clinical study and new etiologic agents in a series of 8 patients. Chest 2003;124(3):1145-52.

3. Cruz MJ, Morell F, Roger A, Muñoz X, Rodrigo MJ. Neumonitis por hipersen-sibilidad en los yeseros de la construcción (espartosis): estudio de 20 casos. Med Clin (Barc) 2003;120(15):578-83.

4. Sterk PJ, Fabbri LM, Quanjer PH, et al. Airway responsiveness. standardized challenge testing with pharmacological, physical and sensitizing stimuli in adults. Report Working Party Standardization of Lung Function Test, Euro-pean Community for Steel and Coal. Official Statement of the European Respiratory Society. Eur Respir J 1993;6(Suppl 16):53-8.

5. Cockcroft DW, Killian DN, Mellon JJ, Hargreave FE. Bronchial reactivity to inhaled histamine: a method and clinical survey. Clin Allergy 1977;7(3):235- 43.

6. Chai H, Farr RS, Froehlich LA, et al. Standardization of bronchial inhalation challenge procedures. J Allergy Clin Immunol 1975;56(4):323-7.

7. Cote J, Kennedy S, Chan-Yeung M. Outcome of patients with cedar asthma with continuous exposure. Am Rev Respir Dis 1990;141(2):373-6.

8. Paggiaro P, Loi AM, Rossi O, et al. Follow-up study of patients with respiratory disease due to toluene diisocyanate (TDI). Clin Allergy 1984;14(5):463-9.

9. Moscato G, Dellabiana A, Perfetti L, et al. A longitudinal study on the clinical and socioeconomic outcome after diagnosis. Chest 1999;115:249-56.

10. Larbanois A, Jamart J, Delwiche JP, Vandeplas O. Socioeconomic out-come of subjects experiencing asthma symptoms at work. Eur Respir J 2002;19:1107-13.

11. Cannon J, Cullinan P, Newman-Taylor A. Consequences of occupational asthma. BMJ 1995;311(7005):602-3.

64


Pruebas de ejercicio

L. Puente Y. Martínez

Hospital General Universitario Gregorio Marañón. Madrid

1. INTRODUCCIÓN

Este capítulo describe el equipamiento, metodología y realización de las pruebas de esfuerzo cardiopulmonar. Estos test incluyen la medida de la captación de oxíge-no*, la producción de dióxido de carbono, la ventilación minuto, el registro electrocar-diográfico, la medida de la tensión arterial, la oximetría y la gasometría en sangre arterial (si está indicada). Puesto que el objetivo de estas pruebas es aumentar se obliga a los órganos y sistemas implicados en el transporte de oxígeno a aumentar su función, incluso hasta alzar o aproximarse a sus límites. Para analizar la respues-ta, para su realización se necesitan ejercicios que requieran masas musculares im-portantes como la marcha o carrera (tapiz rodante) y el pedaleo (cicloergómetro).

2. PRINCIPIOS

Las pruebas progresivas de esfuerzo (PPE) están indicadas en general cuando el paciente se queja de disnea de esfuerzo o intolerancia al ejercicio. Si el síntoma es dolor torácico la prueba más apropiada probablemente sea una prueba de estrés cardíaco realizada por cardiólogos.

Los pulmones, el corazón, las circulaciones pulmonar y periférica y la maquinaria energética de los músculos deben responder apropiadamente y de forma coordinada

Pruebas máximas limitadas por síntomas

3

3.1.

*En la literatura se utiliza el término captación de oxígeno para el valor medido en la boca y consumo de oxígeno para la demanda real de los músculos. En situaciones estables coinciden, pero no así en situaciones cambiantes como la prueba progresiva.


65

para satisfacer las necesidades de los músculos activos durante el ejercicio, para ello a medida que aumenta la intensidad del esfuerzo se ven obligados a usar una parte cada vez mayor de su reserva funcional hasta que se alcance su respuesta máxima o apa-rezcan los síntomas relacionados con aproximarse a la respuesta máxima que obliguen al sujeto a disminuir la intensidad del esfuerzo o a parar. En ambos casos el órgano o sistema en cuestión limita el ejercicio. Por ello, como las pruebas de esfuerzo clínicas hacen posible la reproducción en el laboratorio de los síntomas del sujeto, mientras se mide la respuesta fisiológica a un estímulo estandarizado, permiten objetivar y cuantificar la intolerancia al ejercicio y detectar o descartar anomalías en los sistemas implicados.

3. INDICACIONES CLÍNICAS

Las indicaciones de las PPE son:

1. La valoración de la tolerancia al ejercicio y de los factores limitantes del mismo:

1.1. La objetivación de la limitación de la capacidad de esfuerzo. 1.2. El análisis de los factores limitantes de la capacidad de esfuerzo. 1.3. La distinción entre disnea de origen respiratorio o cardíaco. 1.4. El estudio de la disnea no explicable por las pruebas en reposo.

2. Valoración clínica funcional y pronóstica y detección de alteraciones que se producen o empeoran acusadamente con el ejercicio en enfermedades pulmo-nares crónicas.

2.1. EPOC. 2.2. Enfermedades intersticiales. 2.3. Fibrosis quística. 2.4. Hipertensión pulmonar primaria.

3. Valoración legal de la discapacidad por enfermedades respiratorias.4. Prescripción de ejercicio para terapia (en rehabilitación) o por otros motivos.5. Valoración preoperatoria en la cirugía resectiva pulmonar.6. Valoración de los efectos de intervenciones terapéuticas.


1. Absolutas

1.1. Infarto agudo de miocardio (IAM) reciente. 1.2. Alteraciones del ECG sugestivas de cardiopatía isquémica aguda. 1.3. Angina inestable. 1.4. Arritmias cardíacas no controladas. 1.5. Bloqueo A-V de 3er grado.

66


1.6. Estenosis aórtica grave o aneurisma disecante aórtico conocido o sos-pechado.

1.7. Pericarditis o miocarditis aguda. 1.8. Insuficiencia cardíaca no controlada o edema de pulmón. 1.9. Hipertensión no controlada (TAS > 250, TAD > 120 mmHg). 1.10. Insuficiencia respiratoria (saturación de oxígeno < 85% respirando aire

ambiente) o elevación de la PaCO2 > 50 mmHg. 1.11. Asma no controlada. 1.12. Tromboembolismo pulmonar reciente. 1.13. Anomalías graves de los electrolitos. 1.14. Enfermedad febril aguda. 1.15. Enfermedad metabólica no controlada (diabetes, tireotoxicosis). 1.16. Psicosis graves. 1.17. Tuberculosis activa. 1.18. Enfermedades transmisibles (si el sistema no permite la desinfección de

alto nivel).

2. Relativas

2.1. Enfermedad valvular descompensada. 2.2. Aneurisma ventricular. 2.3. Taquicardia en reposo (FC > 120 lpm). 2.4. Extrasístoles ventriculares frecuentes o complejos. 2.5. Otras enfermedades valvulares moderadas o graves. 2.6. Alteraciones electrolíticas conocidas (hipocalcemia, hipomagnesemia). 2.7. Diabetes no controlada. 2.8. Limitaciones ortopédicas al ejercicio. 2.9. Enfermedades reumáticas, neuromusculares o musculoesqueléticas que

se exacerben con el ejercicio. 2.10. Embarazo avanzado o complicado. 2.11. Miocardiopatías. 2.12. Epilepsia. 2.13. Enfermedad cerebrovascular.

• Los criterios enumerados no sustituyen al buen juicio clínico. • La prueba de esfuerzo supervisada se considera relativamente segura,

con un índice de complicaciones graves de 1 en 10.000 pruebas y mortalidad de 2 por 100.000 pruebas en pacientes en los que no hay antecedentes ni clínica de cardiopatía isquémica ni enfermedades valvulares.


67

5. EXPLORACIÓN DEL PACIENTE Y REVISIÓN DE SU HISTORIA CLÍNICA

Las personas responsables de hacer o analizar la prueba debe conocer los ele-mento principales de la historia clínica del paciente, en particular el diagnostico clí-nico, las comorbilidades relevantes y la razón por la que se ha solicitado la prueba. El uso de un cuestionario como el que se describe en el apéndice 1 es de gran ayuda para sistematizar la recogida de datos. Si hay una barrera lingüística sería bueno disponer de un intérprete. En todo caso se debe preguntar por:

1. El cumplimiento de las recomendaciones de preparación.

• Puede ser necesario posponer la prueba si el paciente no cumple con los criterios de preparación.

2. Tiempo desde la última comida.3. Si ha hecho ejercicio recientemente.4. Medicación en uso: broncodilatadores, medicación para la TA, beta bloquea-

dores, antagonistas del calcio y otros fármacos que puedan tener efecto sobre la respuesta circulatoria, los músculos o la sensaciones del ejercicio (p. ej. hipolipemiantes, sedantes antidepresivos, antiepilépticos, opiáceos, inhibidores de la fosfodiesterasa, etc.). También se debe preguntar sobre uso de anticoagulantes, particularmente si se va a hacer punción arterial o venosa.

5. Síntomas: incluyendo dolor torácico, malestar general, disnea, sibilancias, do-lor o disfunción del aparato locomotor.

6. Limitaciones del paciente para hacer ejercicio y actividades corrientes.7. Se debe realizar una exploración física que incluya auscultación cardíaca y

pulmonar.8. Pruebas de función pulmonar, gasometría arterial, radiografía de tórax y bio-

química sanguínea anteriores si están disponibles.

6. OTRAS PRUEBAS COMPLEMENTARIAS NECESARIAS PARA LA SEGURIDAD O LA INTERPRETACIÓN DE LA PRUEBA DE ESFUERZO

1. ECG de 12 derivaciones basal reciente.2. Espirometría basal en la que se haya medido la capacidad inspiratoria. Se

puede medir la MVV en 12 s como evaluación de la capacidad ventilatoria máxima, aunque algunos centros prefieren calcularla del FEV1.

3. En muchos casos es útil disponer de DLCO, gasometría basal. Si se hace gasometría la cooximetría puede ayudar a comprobar que le paciente no ha estado expuesto al CO.

4. Hemoglobina y bioquímica básica.

68



1. Al citar la prueba. 1.1. Dar instrucciones preferiblemente por escrito.

1.1.1. Debe llevar ropa cómoda y zapatos adecuados para el ejercicio (evitar faldas y tacones en las mujeres).

1.1.2. No fumar ni consumir alcohol por lo menos 4 h antes de la prueba. 1.1.3. No deben hacer comidas pesadas en las 2 h previas. 1.1.4. No hacer actividades físicas intensas en el día de la prueba an-

tes de la misma. 1.1.5. No se debe suspender ninguna medicación.

1.2. Explicar en qué consiste, riesgos, alternativas y utilidad esperada y con-testar a las preguntas del paciente. El paciente debe ser informado, de forma clara, sobre las características de la prueba, los beneficios y ries-gos, las alternativas, sus responsabilidades, sobre la confidencialidad de los resultados y quién va a tener acceso en el momento de hacerlas o en el futuro, o si a los datos se les va a dar usos distintos a los clínicos, y sobre la libertad de preguntar o de negarse sin que se deriven perjui-cios. En ese momento se le facilitará la hoja de información y la de consentimiento.

1.3. Valorar el estado físico del paciente y la capacidad para realizar la prueba.

2. El día de la prueba. 2.1. Explicar nuevamente en qué consiste, riesgos, alternativas y utilidad

esperada y contestar a las preguntas del paciente y obtener el consen-timiento escrito (o confirmar que el paciente lo ha otorgado) o, en su defecto, oral ante testigos.

2.2. Hacer una presentación de las personas que estarán y la función que van a desarrollar durante la prueba.

2.3. Dar instrucciones sobre el desarrollo de la prueba.

2.3.1. Explicar al paciente cómo caminar en el tapiz (con el cuerpo erguido y sin apoyarse en la barras) o que debe pedalear a un ritmo continuo.

2.3.2. Que se trata de una prueba de estrés máximo, por lo que se espera que llegue a su límite.

2.3.3. Que la mascarilla o la pieza bucal debe estar colocada en su lugar durante toda la prueba y que no puede hablar durante la prueba.

2.3.4. En qué consisten y la necesidad de aquellos procesos que im-pliquen dolor (punciones o cateterización arterial o venosa).


69

2.3.5. Que es posible que haya que recolocar algunos elementos (son-da del pulxioxímetro, electrodos) o que pueden sonar algunas alarmas, pero que a menos que tenga los síntomas que se le han advertido como motivo para terminar la prueba (ver sección de seguridad) no debe alterar su ritmo.

2.3.6. Explicarle que hay que tomarle la tensión arterial varias veces durante la prueba y se inflará el manguito.

2.3.7. Explicarle los motivos para finalizar: llegar al “máximo posible”, dolor torácico o mareo, pero también que la prueba se puede parar por decisión de los que la hacen por motivos de seguridad o por considerar que han obtenido suficiente información.

2.3.8. Establecer un código de signos como señalarse en el pecho si hay dolor, levantar el pulgar si todo va bien, asentir con la ca-beza para contestar “sí” y hacia los lados para “no” a las pre-guntas que se le hagan, contar con los dedos para la escala de Borg.

2.3.9. Explicarle cualquier maniobra voluntaria que se deba hacer duran-te la prueba como maniobras de capacidad inspiratoria u otras.

2.3.10. Tranquilizar al paciente sobre la seguridad de la prueba.

2.4. Instruir al paciente sobre el empleo de escalas de síntomas:

2.4.1. Escala de Borg para el grado de esfuerzo percibido. 2.4.2. Otras escalas de síntomas (p. ej. escala analógica visual para

clasificar la disnea o el cansancio, dolor de piernas).

8. MATERIAL

1. Equipo de ejercicio. 1.1. Tapiz rodante con motor eléctrico.

1.1.1. Ventajas e inconvenientes: 1.1.1.1. Sus ventajas son que se trata de un ejercicio con el

que los sujetos están más familiarizados que con el pedaleo (aunque tampoco es exactamente igual que andar). Se ven implicados un número mayor de mús-culos, con lo que se obtiene unos V’O2max algo mayor (5-10% mayores).

1.1.1.2. Sus inconvenientes son que es más ruidoso y costoso y que no se conoce la potencia que está desarrollando el paciente. Es fácil de calibrar (ver más abajo).

1.1.1.3. Parece razonable su uso si la prueba de esfuerzo se usa para prescribir un entrenamiento a base de andar.

70


1.1.2. Características. Debe tener una gama de velocidad mínima de desde 0 a 12 km/h. Si se estudia sujetos entrenados pueden ser necesarias mayores velocidades. La inclinación de la rampa debe ser variable desde el 0 al 20%. Debe permitir sujetos de hasta 150 kg de peso. Debe tener un botón de paro de emergencia y un pasamanos en el frente y a los lados.

1.2. Cicloergómetro.

1.2.1. Ventajas e inconvenientes. 1.2.1.1. Sus ventajas es que es más barato, ocupa menos es-

pacio, y al estar más estático el cuerpo hay menos artefactos de medición y, sobre todo, se conoce la potencia que suministra.

1.2.1.2. Sus desventaja es que es más difícil de calibrar y que es un ejercicio ajeno a la experiencia de muchos sujetos.

1.2.1.3. En las PEP para análisis de la disnea así como en la valoración de la capacidad aeróbica o el umbral de acidosis como índices pronósticos, el cicloergómetro es el equipo recomendable (ya que es en el que se han validado estos índices).

1.2.2. Características. 1.2.2.1. Puede ser de freno mecánico (fácil de calibrar, menor

fiabilidad, requiere pedaleo a un ritmo constante, no lo controla el ordenador) o electromagnético (requiere ca-librado por técnicos, controlado por el ordenador, fia-bles, independientes del ritmo de pedaleo entre 40 y 70 rpm).

1.2.2.2. Debe tener posibilidad de calibración y manillares y asiento ajustables a la altura de los pacientes.

2. Sistemas de medición del flujo espiratorio.Existen varios sistemas en el mercado (neumotácografo, sensores de flujo de molé-

culas, caudalímetros de tubo de Pitot y turbinas). Hoy en día la elección no es crucial porque los sistemas computarizados permiten corregir las desviaciones de la linealidad. Los sistemas deben ser ligeros, con espacio muerto pequeño y baja resistencia al flujo espiratorio y poco sensibles a las acumulaciones de saliva que se producen durante la prueba. Debemos exigir al fabricante que nos suministre especificaciones completas de resolución, linealidad y estabilidad de las calibraciones. Al menos beben cumplir los es-tándares de precisión de la Sociedad Española de Neumología y Cirugía Torácica (ver recomendaciones SEPAR de espirometría en el manual de procedimientos de espirome-tría SEPAR).


71

3. Analizadores de gases.Existen varios sistemas. En general el software es capaz de compensar pequeños

retrasos en la llegada de la muestra de gases (0,2-0,4 s) y la falta de linealidad de los sistemas, sin embargo, hay 2 elementos cruciales: 1) que el analizador sea in-sensible a la humedad o el gas llegue seco (hay que comprobar periódicamente los sistemas de deshidratación del gas espirado y sustituirlos a la menor duda, y 2) la lentitud de la respuesta, ya que no es compensable fácilmente por el software. Las especificaciones recomendadas para los analizadores dependen del sistema utilizado para recoger el gas espiratorio (Tabla I).

4. Sistemas de recogida de gases. 4.1. Bolsa. Se considera el patrón de referencia, sin embargo, no está despro-

visto de dificultades técnicas. Se recoge el gas con una válvula de 2 direc-ciones en una bolsa durante un tiempo definido. Se miden las concentracio-nes de O2 y CO2 en la bolsa y el volumen de gas espirado con un espirómetro de Tissot o de gas deshidratado para calcular la V’O2 y la V’CO2. Este método es poco apropiado para PPE dado que en general el tiempo de recogida debe ser superior a 1 min y se requieren muchas tomas.

4.2. Cámara de mezcla: el sujeto respira por un sistema con válvula bidirec-cional y el gas espirado es dirigido a una cámara de 5 a 15 l con unas aletas que favorecen la mezcla. Las concentraciones de O2 y CO2 se miden continuamente y se promedian cada 15-20 s. El flujo espiratorio también se mide continuamente y se promedia de igual manera. De am-bos datos se calculan la. V’O2 y la V’CO2. La principal desventaja de estos sistemas era la imprecisión cuando el volumen/minuto excedía el

Tabla I Estándares de los analizadores de gases

Bolsa de recogida Cámara de mezcla Por respiraciones

Retraso (delay) en s <30 <0,5 <0,5

Tiempo de respuesta en s <5 <0,5 <0,1

Vapor de agua Si afecta al analizador el gas Si afecta al analizador el gas Si afecta al analizador el gas espirado debe deshidratarse espirado debe deshidratarse espirado debe deshidratarse

Estabilidad de la calibración ±3% de la señal a los 5 min ±3% de la señal a los 20 min ±3% de la señal a los 20 min

Linealidad de la calibración ±3% de la señal en el rango ±3% de la señal en el rango ±3% de la señal en el rango completo completo completo

72


volumen de la cámara, pero los sistemas de cámara de volumen variable parecen haber resuelto este problema y tiene precisión suficiente para las PEP aunque no para los análisis de cinética. Estos sistemas por sus características no proporcional a las PETCO2 ni PETO2.

4.3. Respiración por respiración: son los sistemas más populares en la ac-tualidad. Su principal problema es la dependencia de la calibración precisa de los sensores y del retraso entre la señales de flujo espira-torio y la medición del gas espiratorio. Las medidas en cada respiración pueden no ser precisas cuando hay variaciones del EELV entre las respiraciones, en pacientes en los que hay dishomogeneidad de la ventilación-perfusión o cambios significativos del patrón respiratorio entre respiraciones. Estos errores se corrigen promediando los valores. El promediado se puede hacer por tiempo (p. ej. cada 10 o 30 s) o por número de respiraciones (3 a 5 respiraciones); este último sistema es conceptualmente mejor.

4.4. Recomendación: tanto los sistemas RpR como los de cámara de mezcla son útiles para estudios clínicos.

5. Registro electrocardiográfico. 5.1. Parece razonable en opinión del autor que, en pacientes sin anteceden-

tes ni clínica de cardiopatía isquémica ni enfermedades valvulares, siem-pre que no se hagan pruebas contraindicadas y se sigan los criterios para terminar una prueba mencionados más abajo pueda considerarse suficiente la monitorización de 3 derivaciones.

5.2. Es recomendable disponer de un sistema de registro, a ser posible de 12 derivaciones, para registrar en caso de que el paciente refiera dolor durante cualquier duda sobre la repolarización o el ritmo cardíaco.

5.3. Los monitores y polígrafos debe recoger las especificaciones técnicas legales.

6. Tensión arterial. 6.1. Esfingomanómetro. Se pueden usar sistemas manuales o automáticos

siempre que estén homologados. Conviene validar los sistemas automá-ticos con un esfingomanómetro de columna de mercurio. Se recomienda que la anchura del manguito debe ser un 40% de la circunferencia del brazo y la longitud debe ser por lo menos un 80% de la circunferencia del brazo. Para la mayoría de los sujetos vale una cámara de 12×35 cm. Es recomendable que la cámara se pueda extraer de la funda para lavar esta última.

• La medición automática de la TA puede no ser fiable en tensiones altas, probablemente por artefactos causados por el movimiento.


73

6.2. Transductores: es recomendable el uso de transductores desecha-bles. En general, sólo recomendable medir directamente la tensión arterial si se considera colocar un catéter arterial para gasometría (apéndice 4).

7. Oximetría. 7.1. Aunque es útil y conveniente para seguir la evolución de la saturación de

oxígeno, hay que saber que los pulsioxímetros tienen una precisión de ±4-5% comparados con mediciones directas de la saturación y que pue-den dar mediciones erróneas en pacientes negros, con carboxihemoglo-bina o metahemoglobina elevadas y en pacientes con mala perfusión periférica.

7.2. Son poco sensibles a cambios en la PaO2 por debajo de 60 mmHg. 7.3. Las desaturaciones significativas deben confirmarse con gasometría. 7.4. Debemos asegurarnos una buena lectura de la línea de fondo para cual-

quier prueba, observando que el aparato indica una señal adecuada y que el ritmo cardíaco medido por el oxímetro coincide con el marcado por el registro electrocardiográfico.

8. Esfuerzo percibido y síntomas. 8.1. Se utilizará una tabla o un gráfico que muestre los grados de la

escala percibida del esfuerzo y escala analógica visual. Ésta puede ser una hoja en una carpeta con un clip que se le acerca al pacien-te para que marque un valor. Este método puede dar problemas en personas que no sepan leer o si se quieren hacer determinaciones durante el esfuerzo en personas que usen gafas, por lo que podemos establecer una clave de signos contando con los dedos de una mano.

8.2. Se debe hacer una medición basal y, como mínimo, otra al final de la prueba, aunque puede ser más informativa la medición cada 2 min. Si la disnea o el cansancio de piernas sólo se mide al final conviene estan-darizar el momento (al final o preguntarle por sus percepciones máximas en el momento de máximo ejercicio una vez retirada la mascarilla).

9. METODOLOGÍA

1. Duración, velocidad de incremento de la potencia. 1.1. La prueba debe durar 10 ± 2 min. Se debe determinar la velocidad del

incremento de potencia basado en la limitación funcional cardíaca o respiratoria medida o relatada por el paciente, el equipamiento disponible, la edad y las limitaciones de la movilidad. Para estimar el incremento de

74


potencia en sujetos sin enfermedades cardiorrespiratorias graves reco-mendamos la siguiente fórmula:

V’O2max estimado en ml ≈[estatura (cm)-edad (años)]×20 V’O2 pedaleo sin carga ≈ 500 ml

Diferencial de potencia = [V’O2max - V’O2 pedaleo sin carga] ÷ 10 Incremento de potencia por minuto = diferencial de potencia/10

Reducir la carga máxima predicha en pacientes con tolerancia al esfuerzo dismi-nuida e incrementarla en pacientes entrenados.

1.2. En sujetos con enfermedades importantes 10 o 20 vatios por minuto según la gravedad es lo recomendable.

1.3. Esta estimación es válida para el cicloergómetro. Estimar la velocidad ópti-ma en el tapiz rodante es más difícil y debe basarse en la experiencia del laboratorio. Nosotros recomendamos una velocidad de 2 km en pacientes con FEV1 < 40%, 4 km/h en sujetos sanos y 3 km/h en los demás.

2. Protocolos. 2.1. Tapiz rodante.

2.1.1. Tras mediciones en reposo (2-3 min) se inicia la prueba andando al mínimo posible 1 o 1,5 km/h 3 min y posteriormente se co-mienza el protocolo de incremento de potencia.

2.1.2. Aunque hay distintos protocolos (Bruce, Balke, Naughton), el recomendable en las pruebas analíticas es el de Balke (5 km/m y aumentos de la pendiente de 1% por minuto) o modificaciones del mismo; consiste en hacer andar al sujeto de 2 a 4 km según su peso y enfermedades y elevar la pendiente un 2% por minuto hasta llegar al máximo.

2.1.3. Recientemente se ha descrito un protocolo estandarizado expo-nencial que pretende con cambios en la velocidad y pendiente aumentar la potencia un 15% en cada paso. Las ventajas reales de este protocolo no están definidas.

2.1.4. Tras alcanzarse el máximo se deben continuar midiendo todas las variables durante los 3 min iniciales del período de recupera-ción. Puede ser necesario monitorizar el ECG y medir la TA du-rante más tiempo hasta que el ECG sea normal o se resuelvan las alteraciones de la TA.


2.2.1. Tras mediciones en reposo (2-3 min) se realizan 3 min de peda-leo sin carga. Si nuestra bici no dispone de motor que venza la resistencia de los pedales, deberemos ayudar a acelerar los


75

pedales empujando con las manos en los pacientes con peor situación funcional.

2.2.2. Tras 3 min de pedaleo sin carga se inicia el incremento de po-tencia al ritmo decidido (punto 1).

2.2.2.1. Se pueden utilizar tanto protocolos en escalera cada minuto o continuos si nuestro sistema lo permite. Los resultados son similares. Recientemente se ha descrito un protocolo estandarizado exponencial que consiste en aumentar la potencia un 15% en cada paso. Las ventajas reales de este protocolo no están definidas.

2.2.3. Tras alcanzarse el máximo se debe continuar midiendo todas las variables durante los 3 min iniciales del período de recuperación. Puede ser necesario monitorizar el ECG y medir la TA durante más tiempo hasta que el ECG sea normal o se resuelvan las alteraciones de la TA.

2.3. Posición del paciente en el ejercicio.

2.3.1. Tapiz rodante. 2.3.1.1. El sujeto debe colocar los brazos en los pasamanos

para mantener el equilibrio, pero sólo contactar, sin apoyarse, pues el braceo, aunque es más natural, au-menta el artefacto del ECG.

2.3.1.2. Un ensayo de prueba breve puede ser útil para fami-liarizar al paciente con el equipo y para comprobar la señal del ECG y saber si hay artefactos con el movi-miento.

2.3.2. Cicloergómetro. 2.3.2.1. Ajuste del manillar. No hay recomendación específica

para el manillar, salvo que el paciente lo alcance con comodidad.

2.3.2.2. Ajuste del sillín: cuando el pedal está en la parte inferior la flexión de la rodilla debe ser aproximadamente 20º.

2.3.2.3. Un breve pedaleo con poca o ninguna potencia es apropiado para familiarizar al paciente con el equipo y comprobar que la señal del ECG no tiene artefactos con el movimiento.

3. Esfuerzo percibido y síntomas. 3.1. Se debe hacer una medición basal y, como mínimo, otra la final de la

prueba, aunque puede ser más informativa la medición cada 2 min. Si la disnea o el cansancio de piernas sólo se mide al final conviene estan-

76


darizar el momento (al final o preguntarle por sus percepciones máximas en el momento de máximo ejercicio una vez retirada la mascarilla).

3.2. Debe preguntarse la paciente la causa para finalizar la prueba, lo que ayuda a valorar si el paciente se ha esforzado y a la interpretación.

4. ECG. 4.1. Se deben usar electrodos de calidad que no se despeguen durante la

prueba. 4.2. Los electrodos del brazo derecho y del brazo izquierdo generalmente se

colocan debajo de la clavícula derecha e izquierda respectivamente. Los electrodos de las piernas se colocan generalmente por debajo de la úl-tima costilla, a nivel del ombligo, en la línea media de la clavícula.

4.3. Si hacemos pruebas en pacientes con enfermedades cardiológicas debié-ramos tener monitorización de 12 derivaciones. La configuración modifica-da de 10 electrodos de Mason-Likar es el método preferido de colocación de los electrodos para obtener un registro de ECG de 12 derivaciones. Los electrodos de brazos y piernas se colocan como se ha indicado más arri-ba y las derivaciones precordiales en localización estándar.

4.4. La preparación de la piel es esencial para reducir la resistencia superficial y asegurar una buena señal electrocardiográfica. Rasurar las zonas de apli-cación de los electrodos o cortar el vello en caso necesario. Usar alcohol para quitar la grasa superficial. Raspar la piel de las zonas para los electro-dos. Hay preparados comerciales que incluyen un abrasivo y alcohol.

4.5. Usar un método para estabilizar los cables (esparadrapo); es importante reducir los artefactos producidos por el movimiento.

4.6. Si se considera necesario monitorización de 12 derivaciones es recomen-dable recoger un registro cada 1 o 2 min.

4.7. Se deben continuar midiendo durante los 3 min iniciales del período de recuperación. Puede ser necesario monitorizar el ECG y medir la TA durante más tiempo, hasta que el ECG sea normal o se resuelvan las alteraciones de la TA.

5. Tensión arterial.

• Medir la presión en reposo con el brazo del paciente relajado, cuando no esté agarrando la barra del tapiz o el manillar del ergómetro.

• Tomar la TA en reposo y determinar si existe una contraindicación absoluta o relativa para iniciar la prueba.

• Es a menudo difícil medirla exactamente durante el ejercicio.

5.1. Equipos. 5.1.1. Esfingomanómetro manual o automático.


77

5.1.1.1. Colocación del manguito. 5.1.1.1.1. Se recomienda que la anchura del mangui-

to debe ser un 40% de la circunferencia del brazo y la longitud debe ser, por lo menos, un 80% de la circunferencia del brazo. Para la mayoría de los sujetos vale una cámara de 12×35 cm.

5.1.1.1.2. Debe colocarse sobre la arteria braquial y rodear las 2/3 partes de la circunferencia del brazo. El manguito debe estar ajustado sin comprimir el brazo del sujeto.

5.1.1.1.3. El borde inferior como mínimo a 2 cm de la flexura del codo.

• La medición automática de la TA puede no ser fiable en tensiones altas, proba-blemente por artefactos causados por el movimiento.

5.1.2. Catéter arterial. En general, sólo recomendable si se considera colocar un catéter arterial para gasometría (apéndice 4).

• La TA puede ser más alta cuando se mide con un catéter (método directo) comparado con el manómetro.

5.2. Frecuencia.La tensión arterial se medirá basal a intervalos de 1 o 2 min durante el ejercicio y

en el máximo esfuerzo si es posible.

6. Oximetría. 6.1. Se puede colocar la sonda en el dedo o el lóbulo de la oreja. El dedo

presenta el problema de que el paciente mueva la mano o al coger con fuerza el manillar o la barandilla del tapiz disminuya el flujo sanguíneo a los dedos y altere la señal. No debemos poner el pul-sioxímetro en el brazo en el que tomemos la tensión. Si se utiliza el lóbulo de la oreja, debemos frotar dicho lóbulo para mejorar la per-fusión.

6.2. Debemos asegurarnos una buena lectura de la línea de fondo para cual-quier prueba, observando que el aparato indica una señal adecuada y que el ritmo cardíaco medido por el oxímetro coincide con el marcado por el registro electrocardiográfico.

7. Capacidad inspiratoria. La determinación de la capacidad inspiratoria du-rante el ejercicio es una forma de medir el grado de hiperinsuflación y de

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situar la curva flujo-volumen de la respiración corriente con respecto a la curva flujo-volumen máxima en reposo. Es una medición reproducible.

7.1. Antes de la prueba de esfuerzo debe enseñarse la maniobra a los suje-tos.

7.2. Se les debe dejar claro que cuando se les marque deben inspirar pro-fundamente hasta el máximo y que deben hacerlo rápido para interrum-pir lo menos posible las mediciones.

7.3. La maniobra acaba con una espiración normal. 7.4. El momento para dar la señal al sujeto es al final de una espiración normal 7.5. Se les debe animar a llenar los pulmones.

8. Gases respiratorios en sangre 8.1. Catéter arterial. Si la gasometría arterial está indicada, puede realizarse de 2 maneras. 8.2. Una punción en reposo (con la mascarilla o la pieza bucal colocados) y

una muestra al finalizar el ejercicio (apéndice 4). 8.3. La colocación de un catéter arterial para obtener muestras arteriales

múltiples (apéndice 4).

9. Catéter venoso para muestras de sangre venosa arterializada. 9.1. El uso de sangre venosa arterializada puede servir para seguir la evolu-

ción del pH, bicarbonato y del ácido láctico, ya que guarda una correla-ción estrecha con los valores arteriales. Puede ser útil para detectar el umbral de lactato en casos en que esta medición sea necesaria y no se pueda detectar no invasivamente. La sangre se obtiene de una vena del dorso de la mano y la mano se calienta con un foco separado lo sufi-ciente para que no irrite ni queme la piel.

10. Mascarilla o boquillas.

• Se deben colocar al final porque son incómodas e impiden la comunicación con el paciente.

• Una vez colocadas y comprobado que las mediciones no son erróneas se iniciará la prueba.

10.1. Mascarillas.

10.1.1. Son más confortables que las boquillas. Su principal inconvenien-te es que tiene un espacio muerto mayor. Hay distintos sistemas.

10.1.2. Conviene disponer de varias mascarillas para adaptarlas a los distintos tamaños de cara.

10.1.3. Una vez colocadas conviene comprobar que no hay fugas tapan-do el orificio espiratorio y pidiendo al sujeto que inspire.


79

10.2. Boquillas. 10.2.1. Las boquillas tienen un espacio muerto menor y son menos

propensas a sufrir fugas inadvertidas, pero producen mucha salivación. Si las utilizamos conviene advertir al paciente y dis-poner de toallitas de papel para limpiar la saliva cuando la re-tiremos de la boca. Si se usan boquillas se debe poner una pinza nasal.

10.2.2. En el caso de las boquillas deben ser de las que se introducen en la boca y tienen un sistema antifugas; deben tener una tram-pa para la saliva.

11. Finalmente, se adaptarán los dispositivos de flujo a los de recogida de gases si no ha sido necesario montarlas con anterioridad en la mascari-lla y boquilla para no tener que apretar sobre la cara del sujeto.

12. Otros aspectos.Varios factores pueden influir en los resultados de la prueba:

12.1. Esfuerzo del paciente.

12.1.1. Deberemos animar a los pacientes para que hagan un esfuerzo máximo. Es recomendable estandarizar el ánimo, por ejemplo diciendo al paciente que lo está haciendo bien (si es el caso), pero mantenga el ritmo en cada cambio de potencia o si apre-ciamos que disminuye la frecuencia de pedaleo.

12.1.2. Para detectar si el paciente se ha esforzado hasta el máximo o próximo la frecuencia cardíaca debe estar cerca del máximo predicho o la V’Emax por encima de 60 de la MVV o la SO2 < 80% o el lactato en sangre será ≥ 5 µmoles · l, además de la observación de un esfuerzo evidente por los que conducen la prueba.

12.2. Medicación.

12.2.1. Beta bloqueadores beta, antagonistas de los canales del calcio y medicación similar pueden afectar la respuesta de la frecuencia cardíaca.

12.2.2. Broncodilatadores y beta bloqueadores pueden afectar la res-puesta ventilatoria. En casos en los que el objetivo de la prueba sea medir la capacidad máxima (p. ej. para valoración preopera-toria) es recomendable dar 400 μg (4 puffs) de salbutamol si el paciente no ha tomado la medicación en las 2 h previas y no hay contraindicación.

80


10. CALIDAD: ESPACIO, CALIBRACIÓN Y CONTROLES DE CALIDAD

El fabricante debe demostrar que los sistemas que vende son precisos y fiables, incluyendo una descripción de los métodos usados para la validación. Idealmente éstos debieran estar validados por laboratorios independientes como ocurre con otros productos industriales y se recomienda para los espirómetros. Se recomiendan las especificaciones mínimas que figuran en la tabla II.

1. Espacio: se debe destinar un lugar específico con una temperatura de 20-25º y donde no estén almacenados tanques de oxígeno que puedan tener fugas (p. ej. los de oxígeno líquido). Debe ser suficiente para acomodar al personal y al equipo de emergencia. El ambiente debe ser relajado y agradable, la mú-sica suave en un tono que no impida la comunicación puede ser útil.

2. Calibración. Los procedimientos de calibración se deben realizar en la mañana de la prueba y antes de cada prueba a cada paciente.

• Asegurarse de que el equipo haya tenido un tiempo de calentamiento adecuado.

• Medir la temperatura y presión barométrica (muchos equipos modernos disponen de medidores).

• Comprobar que el tanque de gas para la calibración esté lleno y abierto antes de que comience el procedimiento de la calibración.

Tabla IIRequerimientos mínimos de los equipos de prueba

cardiopulmonar

Equipo Rango Precisión Fiabilidad Frecuencia de Señal de prueba (%) respuesta (ms)

Analizador de O2 0-100% 1% 1 <130 Dos puntos mínimo

Analizador de CO2 0-10% 1% 1 <130 Dos puntos mínimo

Medidor de flujo 0-14 l/s 3% 3 <130 Jeringa de 3 l

cicloergómetro 0-400 W 2% o 3 W Medidor de par

por encima de 25 W

Tapiz rodante 0,15 km/h 300 m Vueltas por minuto de la

0-20% 0,5% cinta marcada con

medidor de ángulos


81

2.1. Calibración del dispositivo de flujo.

2.1.1. Examinar los dispositivos para ver si hay defectos: grietas. 2.1.2. Se debe calibrar con una jeringa calibrada próxima a los volúme-

nes corrientes (3l) a varios flujos que correspondan como mínimo a frecuencias respiratorias entre 10 y 30 por min. No debe haber más de 3% de diferencia entre los volúmenes medidos a distintas frecuencias.

2.2. Calibración del analizador de gases.

2.2.1. Aunque la mayoría de los analizadores de O2 y CO2 no responden linealmente a las concentraciones de gases, los sistemas tienen procedimientos electrónicos que linealizan la señal.

2.2.2. Seleccionar los puntos para delimitar los extremos en concentra-ciones respiratorias del gas (p. ej. 0 y 6% para CO2 y 21 y 15% para el O2). Como gas con 0% de CO2 y 21% de oxígeno se puede utilizar el aire ambiente deshidratado por el sistema. La salida del analizador debe estar dentro del 1% del valor del tan-que certificado (grado de estándar primario).

2.2.3. Comprobar el tiempo de retraso entre el analizador del gas y las señales del neumotacógrafo (respiración a respiración). En la mayoría de los equipos un sistema automático activa una válvu-la que cambia de un gas a otro y mide el tiempo de retraso entre la activación de la válvula y la respuesta.

2.3. Estándares biológicos (1 o 2 personas sanas del laboratorio) sirven para confirmar que los aparatos miden con precisión y reproducibilidad. Deben ser personas sin grandes fluctuaciones de la forma física. Debe obtener-se su consentimiento por escrito.

2.3.1. Periodicidad: mínima mensual. 2.3.2. Se realiza una prueba máxima para definir el nivel al 50% de la

potencia máxima alcanzada como potencia de trabajo en estado estacionario. La hora usada para realizar las pruebas al estándar biológico debe ser la misma todas las veces.

2.3.3. Se miden los datos de intercambio de gases y potencia para cada estándar biológico. Si los valores del V’O2 y V’CO2 están fuera del 95% del intervalo de confianza (media ± 2 desviación están-dar) para un estándar biológico repetir la prueba o usar el otro estándar biológico.

2.3.4. Si los valores de la repetición o del otro estándar biológico están también fuera del límite de confianza debemos identificar y co-rregir la anomalía y repetir el procedimiento.

82


2.3.5. Considerar para la hoja de registro solamente los datos obtenidos después de que el sistema se está realizando otra vez de forma correcta.

2.4. Existe un simulador mecánico para las comprobaciones de rutina y los chequeos de reproducibilidad, sin embargo, estos calibradores no han sido validados extensamente, no agregan el vapor de agua en el gas espirado y no cambian la temperatura de la inspiración a la espiración, por tanto, no prueban si el sistema de deshidratación de la muestra del gas funciona y de la capacidad del sistema de compensar las diferencias de temperatura del gas espirado.

• Es importante guardar en un registro la media y desviación estándar de las calibraciones y comparar las de cada día con las anteriores para detectar diferencias que, estando dentro del rango de alarma del soft-ware, puedan ser relevantes.

2.5. Tapiz rodante.Hay que calibrarlo cada 6 meses.

2.5.1. Velocidad: se pone una marca y se mide la longitud de la cinta. Se cuenta el número de vueltas por minuto. Como el tapiz se estira algo cuando tiene un sujeto encima, hay que comprobar su longitud con un sujeto encima.

2.5.2. Inclinación: se puede hacer con un medidor de ángulos de car-pintería o con una cinta métrica, midiendo la altura desde el suelo hasta el extremo más alto y la longitud de la rampa.

% de inclinación = altura vertical/longitud de la rampa × 100.


2.6.1. Calibrar el par 1 vez al año o si se desplazan de sitio. 2.6.2. La respuesta deber ser lineal entre 0 y 400 W. 2.6.3. Dado que los laboratorios no suelen tener medidores de par, este

tipo de calibración debe solicitarse al vendedor o a empresas específicas.

2.6.4. Verificar la frecuencia del pedaleo con un cronómetro 1 vez al año.

2.7. Válvulas, tuberías y neumotacógrafos.

2.7.1. Las válvulas reutilizables se deben presurizar para comprobar si hay escapes usando una columna de agua con un manó-metro.

2.7.1.1. Para comprobar el lado espiratorio de la válvula se tapa la entrada inspiratoria de la válvula usando un corcho,


83

se pone la jeringa con manómetro en la boca de la válvula y se genera– 30 cm de H20 de vacío. Después de un breve período de estabilización registrar la pre-sión en ese momento y al minuto. Si el cambio de presión es mayor de 1 cm de H20, vuelva a poner los corchos y repita el procedimiento.

2.7.1.2. Para comprobar el lado inspiratorio se tapa la entrada espiratoria con un corcho y se aplica una presión positiva a la boquilla del paciente siguiendo el mismo proceder.

2.8. Oxímetro. 2.8.1. Los pulsioxímetros deben validarse con mediciones de sangre

arterial simultáneas en sujetos a los que hagamos gasometrías. 2.9. Carro de parada. 2.9.1. Comprobar diaria o semanalmente, dependiendo de la política de

cada hospital. 2.9.2. El carro debe contener un inventario o lista de comprobación. 2.9.3. Debe comprobarse si falta medicación o está caducada. 2.9.4. Debe comprobarse el equipo de manejo de la vía aérea. 2.9.5. Debe comprobarse que el desfibrilador funciona (cambiar la ba-

tería de forma regular).

11. HIGIENE Y DESINFECCIÓN

1. Si reutiliza los medidores de flujo siga las pautas del fabricante para la limpieza (daño potencial con la exposición a las soluciones y calor de la limpieza).

2. Siga las recomendaciones de limpieza y desinfección establecidas para los aparatos de espirometría (ver recomendaciones SEPAR de espirometría en manual de procedimientos SEPAR).

12. SEGURIDAD

1. Dado el riesgo de complicaciones (1 muerte cada 10.000-50.000 pruebas y 1 complicación seria como taquicardia ventricular o infarto cada 10.000 prue-bas cardiológicas) parece razonable que, si se descarta la cardiopatía isqué-mica, las enfermedades valvulares cardíacas, no se hacen pruebas contra-indicadas y se para cuando aparecen signos o datos de alarma, el riesgo es bajo.

2. Debe disponerse de ECG, bioquímica y hematocrito recientes.3. El paciente debe tener monitorización electrocardiográfica y pulsioximetría.4. Debe estar disponible un sistema de registro de ECG de 12 derivaciones.

84


5. El personal que realiza la prueba debe estar informado sobre el reconocimien-to de trastornos básicos del ritmo cardíaco y maniobras de soporte vital bási-co y si es posible en maniobras de soporte vital avanzado.

6. Debe haber un médico presente cuando esté indicado.7. Debe disponerse de un carro de parada.8. Debe haber disponible un plan de emergencia conocido y entendido por todo

el personal.9. Indicaciones para detener el esfuerzo.

• Dolo sugestivo de isquemia. • Cambios isquémicos en el ECG. • Extrasistolia compleja o taquicardia ventricular (3 extrasístoles ventriculares

seguidos). Bloqueo AV de 2 o 3º. • Taquicardia supraventricular paroxística o fibrilación auricular rápida sin-

tomática. • Bloqueo de rama izquierda inducido por el esfuerzo. • Una caída significativa (>20 mmHg) en la TA o falta de aumento de la TA

después de varios minutos de comenzar el esfuerzo. • Aumento excesivo de la TA: TAS > 250 mmHg o TAD > 120 mmHg. • Desaturación grave SpO2 < 81% comprobada. • Cianosis. • Mareo, confusión, náuseas, palidez. • Terminar porque el paciente no puede continuar o porque pide parar. • Fallo del equipo (ECG, TA).

11. PERSONAL

1. Médico: en pacientes con riesgo cardiovascular elevado (Tabla III) debe haber un médico supervisando las pruebas de esfuerzo. Es recomendable que sean neumólogos o cardiólogos con certificación para la RCP. El médico será el responsable de las decisiones clínicas (indicación, contraindicación, protocolo, cuándo terminar la prueba, etc.) y de decidir si debe o no estar físicamente durante la prueba o estar disponible.

2. Enfermero/a: debe estar entrenado en pruebas de esfuerzo cardiopulmonar, fisiología del ejercicio y en la punción de gasometría arterial y es recomenda-ble que tenga entrenamiento en la realización de espirometría. Debe tener un conocimiento básico de las respuestas normales y anormales al ejercicio, in-cluido el ECG y el RCP.

3. Quien conduzca la prueba debe prestar atención constante al monitor de ECG, al oxímetro y al resto de las variables fisiológicas, ser capaz de identificar errores en las mediciones y resolverlos y conocer los criterios para terminar la prueba.


85

12. COMUNICACIÓN DE RESULTADOS

1. Es recomendable procesar los datos crudos obtenidos. Si se usan cámaras de mezcla se usarán los valores medios cada 30 s y en sistema RpR promediado de 3-5 s tras eliminación de puntos anómalos (+de 3 DS).

2. Se deben mostrar los resultados en forma gráfica en 8 o 9 paneles (Fig. 1).3. Se debe mostrar una tabla resumen en la que figure la fecha, los datos del

paciente y de la calibración. Las variables incluidas dependen del laboratorio, pero, como mínimo, deben ser: tiempo, potencia, V’O2, FC, V’O2/FC, R, V’E, FR VT, V’E/V’O2 y V’E/V’CO2 y al menos deben darse datos de: reposo, umbral y máxima potencia y es recomendable dar los del pedaleo descargado o calen-tamiento.

2.1. Los sistemas automáticos permiten varias opciones para hacer un promedio de los puntos de referencia individuales. Debido al ruido observado en la respiración se recomienda que los valores máximos sean los máximos recogidos en los últimos 30 s si el sistema es de cámara de mezcla. Cuando la medición se hace respiración a respi-ración es recomendable utilizar un método de promediado, bien por tiempo, o por (3-5) respiraciones; el segundo método es conceptual-mente más idóneo.

• Muchos softwares cogen los puntos máximos durante la prueba aunque sean puntos anómalos o no sean simultáneos. Nuestra recomendación es que comprobemos siempre los valores máximos, imprimiendo una tabla por fases o en la pantalla. Esta información quizá no sea nece-saria para quien recibe nuestro informe y baste con corregir los valores máximos en la tabla resumen.

Tabla III Factores que elevan el riesgo cardiovascular

• Historia familiar de cardiopatía isquémica• Tabaquismo (<6 meses antes)• Hipertensión• Hipercolesterolemia• Alteración de la tolerancia a la glucosa• Obesidad (BMI > 30 kg·m-2)• Vida sedentaria• Edad > 45 años y 55 mujer

86


Figura 1.

0 50 100 150 200 2500.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

*

Watts

0.0 0.5 1.0 1.5 2.0 2.50

25

50

75

100

125

150

0.0 0.5 1.0 1.5 2.0 2.5100

105

110

115

120

125

130

135

30

32

34

36

38

40

42

44

46

0.0 0.5 1.0 1.5 2.0 2.520

25

30

35

40

45

50

55

25

30

35

40

45

50

55

60

0 25 50 75 100 125 1500.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

0.0 0.5 1.0 1.5 2.0 2.5

0.8

1.0

1.2

1.4

RE

R

0.0 0.5 1.0 1.5 2.0 2.560

80

100

120

140

160

180*

0

2

4

6

8

10

12

14

16

0.0 0.5 1.0 1.5 2.0 2.50.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

V. CO

2 (L.

min

-1)

V. O2 (L.min-1)

V. O2 (L.min-1)

oV. E

/V. O2

oP

ETO

2 (m

mH

g)

V. O2 (L.min-1)

V. O2 (L.min-1)

V. O2 (

L.m

in-1

)

nV. E

/V. CO

2 n

PE

TCO

2 (m

mH

g)

VT (

L)

V. CO2 (L.min-1)

oH

R (b

pm)

V. E (L

.min

-1)

V. O2 (L.min-1)

V.

E (L.min-1)

nV. O

2 /H

R (m

l.b)


87

2.2. El V’O2 se expresa en ocasiones por kg de peso o referido a un valor arbitrario llamado MET (1 MET = 3,5 ml.kg-1.min-1), pero estas formas son difíciles de interpretar en sujetos obesos, por lo que la mejor mane-ra de valorar la V’O2max es compararla.

2.3. La variabilidad de los valores de referencia de V’O2 es del 10%. Por tanto, se considera que V’O2max está significativamente disminuido por debajo de 80% del valor teórico y disminuciones por debajo de 71% se consideran leves y por debajo de 50% importantes.

13. PRUEBAS DE ESFUERZO DE BRAZOS

1. Es una alternativa útil para el diagnostico en:

1.1. Pacientes con debilidad de extremidades inferiores. 1.2. Evaluación ocupacional en pacientes en los que el trabajo implica, sobre

todo, actividad del cuerpo superior.

2. Ergómetro: los ergómetros del brazo pueden estar frenados mecánica o eléctricamente. La calibración podría realizarse de acuerdo con las guías del fabricante.

3. Protocolo: los protocolos de esfuerzo pueden ser continuos, incrementales o discontinuos. Se han propuesto incrementos de 10-25 W en intervalos de 2 min.

4. Limitaciones.

4.1. VO2max para el ejercicio del brazo es generalmente cerca del 70% del ejercicio de piernas.

4.2. El patrón de respuesta puede no identificar siempre el sistema res-ponsable de la limitación del ejercicio al no usarse grandes grupos musculares.

4.3. Hay poca estandarización en seleccionar protocolos de trabajo y las ecuaciones de referencia.

14. PRUEBAS DE ESFUERZO CONSTANTES

1. Indicaciones.

1.1. Para evaluar la respuesta a distintas intervenciones como la rehabilitación cardiopulmonar, tratamiento broncodilatador, cirugía de resección de vo-lumen, y otros.

1.2. Mediciones fisiológicas que requieren estabilidad o un cierto tiempo para llevarlas a cabo: hemodinámicas, gasto cardíaco por rebreathing, curvas flujo-volumen en ejercicio, hiperinsuflación dinámica, cinética de la res-puesta del intercambio de gases.

88


1.3. Validación de puntos obtenidos durante las pruebas progresivas. 1.4. Calibraciones biológicas de los equipos.

2. Material. 2.1. Equipo de ejercicio. 2.1.1. Tapiz rodante con motor eléctrico. 2.1.2. Cicloergómetro. 2.1.3. Ergómetro de brazos. 2.2. Otros. Durante estas pruebas se pueden hacer todas las mediciones

descritas para la prueba progresiva.

3. Metodología (para aspectos como posición en los ergómetros, colocación de los equipos, etc., ver las secciones correspondientes de los protocolos progresivos). Aquí sólo se mencionarán los aspectos específicos de estas pruebas.

3.1. Intensidad.

3.1.1. De intensidad alta. Este tipo de protocolos son útiles para evaluar la tolerancia al ejercicio y son muy sensibles a las intervenciones, particularmente la rehabilitación.

3.1.1.1. Si se ha podido detectar el LAT láctico es recomenda-ble realizarlos a una potencia igual a la que se alcanzó el umbral + un 40% de la diferencia entre la potencia máxima y la potencia umbral (40% Δ).

3.1.1.2. Si no se ha podido detectar a un 70% de la potencia máxima.

3.1.2. Baja intensidad. Aptos para sujetos muy debilitados o para el análisis de la cinética. En este último caso deben realizarse a la potencia máxima posible por debajo del umbral 80-90% del LAT.

3.2. Duración.

3.2.1. Alta intensidad: la duración es la variable de interés. Hay que tener en cuenta que la tolerancia aumenta sin mascarilla o piezas bucales, por lo que lo hacemos para evaluar intervenciones; de-bemos hacerlo igual en los 2 casos.

3.2.2. Baja intensidad. Si es para análisis de cinética debe durar 10 min.

3.3. Calentamiento.

3.3.1. Es opcional, pero se debe estandarizar. 3.3.2. Para el análisis de cinética se debe empezar desde reposo.


89

3.4. Ánimo: en las pruebas para valorar tolerancia se debe dar un ánimo estandarizado, preferiblemente con un guión. Recomendamos decir fra-ses como “va usted bien” y “siga mas” cada 2 min y cuando el sujeto dé signos de ir a parar.

3.5. Repeticiones. Para el análisis de cinética pueden ser necesarias varias repe-ticiones. Si el coeficiente de variación de las mediciones respiración a respi-ración es menor del 15% será suficiente con una transición para detectar di-ferencias de 10 s en la constante de tiempo, siempre que ésta sea mayor de 60 s (valor típico en pacientes). La resolución de amplitud con esa variabilidad es de 100 ml·min-1 de V’O2 y V’CO2 y 4 l·min-1 de V’E. Si el coeficiente de variación es mayor del 15%, la constante de tiempo mucho menor de 60 s o se requiere más precisión, se necesitará más de 1 repetición.

4. Seguridad. 4.1. En los ejercicios de alta intensidad las medidas de seguridad son las

mismas que se han descrito para las pruebas progresivas. 4.2. La monitorización electrocardiográfica y la TA no es necesaria si se ha

hecho una prueba progresiva previa en la que no se han detectado alte-raciones. No obstante, se debe tener protocolizado el acceso a RCP avanzada o disponer de los medios.

14. GLOSARIO Y CÁLCULOS

ATPS = temperatura, presión y humedad ambientes.

BTPS = temperatura corporal (310º Kelvin), presión atmosférica y saturado de hu-medad (47 mmHg de vapor de agua).

ECG = electrocardiograma.

EELV = volumen teleespiratorio.

FC = frecuencia cardíaca.

FR = frecuencia respiratoria en respiraciones por minuto.

FEO2 = fracción espiratoria media (o mezclada) de oxígeno.

FECO2 = fracción espiratoria media (o mezclada) dióxido de carbono.

FIO2 = fracción inspiratoria de oxígeno.

FICO2 = fracción inspiratoria de dióxido de carbono.

LAT = umbral de acidosis láctica, también llamado umbral anaerobio, umbral ventila-torio y umbral de intercambio de gases.

90


MET = valor arbitrario de consumo de oxígeno. Un MET es equivalente a 3,5 ml·min-1·kg.

MMV = máxima ventilación voluntaria. Se puede medir con un espirómetro pidiendo al sujeto que ventile lo máximo posible frecuencias fisiológicas (<50 resp × min-1) en 12 s, o estimándola como 35·FEV1, 40·FEV1 o 20 + 20·FEV1. Esta última pare-ce ser la que se aproxima más al valor de MVV medida.

PaCO2 = presión arterial de dióxido de carbono.

PACO2 = presión alveolar de dióxido de carbono.

PaCO2 = presión arterial de oxígeno.

PB = presión barométrica.

PECO2 = presión espirada media (o mezclada) de dióxido de carbono.

PETCO2 = presión al final de la espiración de dióxido de carbono.

PEP = prueba de esfuerzo progresiva.

PEC = prueba de esfuerzo constante.

PPE = prueba progresiva de esfuerzo.

Potencia = trabajo ÷ tiempo. Se expresa en W.

R = cociente respiratorio (V’O2/V’O2).

RCP = resucitación cardiopulmonar.

RQ = tasa de intercambio respiratorio. Es la relación entre la roducicon de CO2 y el consumo de O2 en el músculo. Depende del sustrato utilizado.

RpR = respiración a respiración.

SaO2 = saturación de oxígeno en sangre arterial medida directamente.

SpO2 = saturación de oxígeno en sangre arterial medida por pulsioximetría.

STPD = temperatura y presión estándar (273º Kelvin y 760 mmHg), seca.

TA = tensión arterial.

TAS = tensión arterial sistólica.

TAD = tensión arterial diastólica.

VD/VT = espacio muerto. Las medidas del espacio muerto pueden hacerse usando la PaCO2 como estimación de la PACO2 en la ecuación de Bohr:


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VD/VT = (PaCO2 – PECO2)/PaCO2) – (VDsistema /VT) ×100donde VD sistema es el espacio muerto de la mascarilla o boquilla.

o asumiendo que la PETCO2 refleja la PACO2:

VD/VT = (PaCO2 – PECO2)/PETCO2) – (VDsistema /VT) ×100

Aunque se ha demostrado que este cálculo guarda correlación con el anterior en series de pacientes, puede dar lugar a errores significativos en individuos concretos, ya que la PETCO2 puede alejarse bastante de la PACO2 en presencia de shunt o ciertas anomalías de la distribución de la ventilación-perfusión.

V’ E = ventilación o volumen/minuto espirada o ventilación minuto se expresa en l · min-1 BTPS. Como se mide en condiciones ATPS hay que calcular:

V’ E,BTPS = V’E ATPS × (PB –PH2O) × (tºA + 273)/(PB – 47) × 310

donde:

PH2O: presión del vapor de agua a temperatura ambiente.tºA es la temperatura ambiente.

V’Emax = máxima ventilación minuto alcanzada.

V’E/MVV = reserva ventilatoria. Es un término usado comúnmente para evaluar la proporción de reserva ventilatoria usada.

V’E/V’CO2 = equivalente respiratorio de CO2. V’E se expresa BTPS y V’CO2 STPD.

V’E/V’O2 = equivalente respiratorio de O2. V’E se expresa BTPS y V’O2 STPD.

V’I = ventilación o volumen/minuto inspirado que es distinto del espirado. Si no la mide el sistema se puede calcular de la ventilación V’ E,BTPS:

V’I BTPS (si se inspira el aire ambiente) = V’I BTPS = V’E ATPS × (1 – FEO2 – FECO2/0,7904)

V’CO2 = eliminación o producción de CO2. El término eliminación es más correcto pero menos usado. Su unidad habitual son litros · min-1 STPD:

V’CO2 = (V’E,BTPS × FECO2 ) – (V’I,BTPS × FICO2) × (PB-47)/863

Las unidades del sistema internacional son mol · s-1, para transformar los ml · min-1 en mol ·s-1 hay que multiplicarlos × 2,68.

V’CO2max = máxima producción de CO2 alcanzada.

V’O2 = captación o consumo de oxígeno. El término captación se refiere a lo medido en la boca, mientras que consumo sería verdaderamente usado para el metabolismo del cuerpo. Sólo coinciden en condiciones estables. Su unidad habitual son litros · min-1

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STPD. Por su naturaleza, en las pruebas de esfuerzo progresivas no se alcanzan situaciones estables, por lo que el término captación es más preciso. Se calculan de la cantidad de gas espirado; se expresa en condiciones STPD (gas seco a 0º). Las unidades del sistema internacional son mol · s-1, para transformar los ml · min-

1 en mol · s-1 hay que multiplicarlos × 0,00268.

V’O2 = [(V’I,BTPS × FIO2) – (V’E, BTPS × FEO2 )]×( PB-47)/863

donde:

V’E, BTPS y V’I, BTPS se calculan según lo indicado arriba.

863 = es el factor de conversión desde condiciones BTPS a condiciones STPD y de l/min a ml/min = 760×310/273.

V’O2max = máximo consumo de oxígeno alcanzado en la prueba progresiva.

V’O2/FC = pulso de oxígeno en ml por pulsación.

VT = volumen corriente en l.


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BIBLIOGRAFÍA

1. American College of Chest Physicians, American Thoracic Society. Causing exercise limitation in normal-appearing adults. Chest 1995;107:317-22.

2. ACSM’s guidelines for exercise testing and prescription. 6ª ed. Frankling BA, Whaley MH, Howley ET (eds). Filadelfia: Lippincott, Williams & Wilkins 2000.

3. ATS/ACCP statement on cardiopulmonary exercise testing. Am J Respir Crit Care Med 167;211-77.

4. Casaburi R, Prefaut C, Cotes JE. Equipment, measurements and quality control in clinical exercise testing. Eur Respir Mon 1997;6:72-87.

5. Cooper CB, Storer TW. Exercise testing and interpretation. Cambridge: Cam-bridge University Press 2001.

6. Dolmage TE, Goldstein RS. Repeatability of inspiratory capacity during in-cremental exercise in patients with severe COPD. Chest 2002;121:708-14.

7. Folgering H, Palange P, Anderson S. Clinical exercise testing with reference to lung diseases: indications and protocols. Eur Respir Mon 1997;6:51-71.

8. Gallagher CG. Exercise limitation and clinical exercise testing in chronic obstructive pulmonary disease. Clin Chest Med 1994;15:305-26.

9. Grupo de Trabajo de Espirometría. Recomendaciones SEPAR Espirometría Forzada. Barcelona: Doyma 1998:1-18.

10. Grupo de trabajo SEPAR. Normativa SEPAR sobre pruebas de ejercicio cardiopulmonar. Arch Bronconeumol 2001;37:247-68.

11. Howard DK, Lademarco EJ, Trulock EP. The role of cardiopulmonary exer-cise testing in lung and heart-lung transplantation. Clin Chest Med 1994;15: 405-20.

12. Manual SEPAR de procedimiento de Espirometría. www.separ.es/publicacio-nes/manuales/ procedimientos3.pdf

13. Marciniuk DD, Gallagher CG. Clinical exercise testing in intersticial disease. Clin Chest Med 1994;15:287-304.

14. Nixon PA, Orenstein DM, Kelsey SF, Doershuk CF. The prognostic value of exercise testing in patients with cystic fibrosis. N Engl J Med 1992;327(25): 1785-8.

15. Ortega F, Montemayor T, Sánchez A, Cabello F, Castillo J. Role of cardiopul-monary exercise testing and the criteria used to determine disability in pa-tients with severe chronic obstructive pulmonary disease. Am J Respir Crit Care Med 1994;150:747-51.

16. Puente-Maestu L, Ruiz-Martín JJ. La prueba de esfuerzo en la cirugía de resección pulmonar. Arch Bronconeumol 2003;39:126-32.

94


17. Pulmonary terms and symbols: a report of the ACCP-ATS Joint Committee on Pulmonary Nomenclature. Chest 1975;67:583-93.

18. Spiro SG, Juniper E, Bowman P, Edwards RH. An increasing work rate test for assessing the physiological strain of submaximal exercise. Clin Sci Mol Med 1974;46(2):191-206.

19. Stuart RJ Jr, Ellestad MH. National survey of exercise stress testing facilities. Chest 1980;77:94-7.

20. Tjahja IE, Reddy HK, Janicki JS, Weber KT. Evolving role of cardiopulmonary exercise testing in cardiovascular disease. Clin Chest Med 1994;15:271-86.

21. Wasserman K, Hansen JE, Sue DY, Whipp BJ, Casaburi R (eds). Principles of exercise testing and interpretation. 3ª ed. Filadelfia: Lea & Febiger 1998.

22. Yan S, Kaminski D, Sliwinski P. Reliability of inspiratory capacity for estimating end-expiratory lung volume changes during exercise in patients with chronic obstructive pulmonary disease. Am J Respir Crit Care Med 1997;156:55-9.


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Apéndice 1 Historia clínica antes de una prueba de esfuerzo

Nombre: Numero historia: Fecha:

Médico que solicita la prueba: Indicación:

Medicación (toma de la última dosis y dosis de cada fármaco):

Dolor torácico: Sí No Si afirmativo, cuando:

Tiene oxígeno domiciliario: Sí No Dosis y tiempo de uso:

Historia clínica:

Historia cardiológico:

Historia de tabaquismo:

Hora de la última comida y qué comida:

Tolerancia al ejercicio:

Puede caminar .............................subir y bajar escaleras sin descansoPuede caminar .............................una manzana sin descansarPuede caminar .............................metros sin descansar ( .............m/min)

Si hace ejercicio de forma regular y qué tipo de actividades realiza:

Comentarios:

Nombre de la persona que realiza el cuestionario:

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Apéndice 2Ejemplo de consentimiento informado para las pruebas

de esfuerzo

Consentimiento informado para las pruebas de esfuerzo progresivas y constantesSu médico ha solicitado una prueba de esfuerzo. Esta prueba es necesaria para evaluar su capacidad funcional (su capacidad para hacer actividades físicas) y también para aclarar los motivos de algunos de los síntomas que usted padece.¿Qué es una prueba de esfuerzo progresiva?Consiste en hacer ejercicio en una bicicleta ergométrica (bicicleta estática especial) o en un tapiz rodante. En la mayoría de los casos deberán colocarse electrodos para medir la respuesta del corazón, una mascarilla con un sistema que permite medir la función respirato-ria y un dispositivo en un dedo de la mano o en la oreja que permite medir la oxigenación de la sangre. En ocasiones es necesario realizar gasometrías arteriales antes y al final de la prueba, para lo que es necesario pincharle o canalizarle una arteria de la muñeca. Tras unos minutos con todo el equipo de medida colocado para comprobar que todo funciona correcta-mente, tendrá que realizar un ejercicio ligero al principio que, progresivamente (generalmente cada minuto), se irá haciendo más intenso. Por supuesto, siempre que lo desee es libre de no continuar la prueba, pero para que la prueba sea correcta es necesario que siga haciendo ejercicio hasta que por fatiga o molestias de las piernas o resistencias de los pedales crea que no puede seguir. Si tiene dolor en el pecho avise inmediatamente al médico, que le recomendará si debe seguir o no. Durante la prueba es posible que note otras molestias leves. Si esto ocurriese dígaselo al médico, pero procure no parar de pedalear o andar. No obstante, recuerde que es usted libre de decidir no seguir la prueba. El médico que supervise la prueba podrá pararla si considera que se ha obtenido suficiente información o si ve alguna razón que lo aconseje.¿Qué es una prueba de esfuerzo constante?En ocasiones se considerará necesario realizar una prueba de esfuerzo constante. Dicha prueba consiste en realizar un ejercicio, bien en la bicicleta ergométrica (una bicicleta estática especial) como en el tapiz rodante, de una intensidad igual durante toda la prueba. El objetivo suele ser medir su resistencia, identificar alteraciones de la función de los pulmones o el corazón que se produzcan a ese nivel de ejercicio, comprobar si dichas alteraciones se corrigen con tratamiento (p. ej. con oxígeno) o realizar ciertas mediciones adicionales como medir la capacidad pulmonar, respirar una mezcla de oxígeno y anhídrido carbónico durante 15 o 30 s u otras (especificar…………………….).¿Qué beneficios pueden obtenerse de la prueba?Los resultados obtenidos de la prueba pueden servir para el diagnóstico o la valoración de su enfermedad. Los resultados pueden usarse también para evaluar los tipos de ejercicio que usted podría realizar en su vida diaria sin problemas o para valorar ciertos tratamientos (especificar.…………………….).¿Qué riesgos y molestias puede ocasionar?En algunos casos existe la posibilidad de que se produzcan algunas alteraciones durante la prueba como subida de la tensión, arritmias (que su corazón lata más deprisa, más despacio de lo normal o tenga latidos extra) o mareo. Estos problemas casi siempre desaparecen terminando la prueba. En personas que padecen enfermedades del corazón se pueden


97

producir excepcionalmente ataques cardíacos (1 cada 10.000 pruebas) o muerte (1 cada 50.000 pruebas). Se tomarán todas las medidas posibles para reducir este riesgo. Además, se dispone de equipos de emergencia y personal entrenado para resolver cualquier situación inusual que se presente. En el caso que sea necesaria la gasometría arterial se puede producir dolor leve a moderado y un pequeño hematoma en la zona donde se pincha.¿Quién tiene acceso a la información de la prueba?Las personas que realizan la prueba y su médico responsable. La prueba quedará archivada en su historia clínica. Los resultados pueden usarse con fines docentes o estadísticos sin que se puedan identificar ni su nombre ni otros datos identificadores.DECLARACIONES Y FIRMAS:

D./Dña. ………………………………………………………NIF………………………Declaro que el personal médico me ha informado suficientemente de la prueba que se me va a realizar, así como de los riesgos y complicaciones más frecuentes, tanto de tipo general como derivados de mi situación concreta. Por ello, doy mi consentimiento para que se me realice dicha prueba. Mi aceptación es voluntaria y entiendo, no obstante, que puede retirar este consentimiento en cualquier momento que me parezca oportuno.

Firma del paciente:………………………………………. Fecha:…………..

Dr. D./Dña. ……………………………………………..…he informado al paciente (o en su defecto al tutor o familiar) del objeto y naturaleza de la prueba que se va a realizar, en su situación concreta, explicándole los riesgos y complicaciones posibles.

Firma del médico:…………………………

Tutor legal o familiar:………………………..

D./Dña..……………………………………………….. NIF……………………………. y en calidad de……………………………………. soy consciente de que la persona cuyos datos figuran en el encabezamiento no es competente para decidir en este momento, por lo que asumo la responsabilidad de la decisión. He sido informado de la exploración que se va a realizar y otorgo expresamente mi consentimiento para dicha exploración, que podré retirar en el momento que lo desee.

Firma del tutor legal o familiar:……………………………..…. Fecha:.............

Por la presente, anulo cualquier autorización plasmada en el presente impreso, que queda sin efecto a partir de este momento. Me han sido explicadas, entiendo y asumo las repercusiones sobre la evolución de mi proceso que de esta negativa pudieran derivarse.

Firma del paciente o representante legal:……………………….Fecha:……… Hora:……….

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Apéndice 3 Escala de disnea de Borg (modificada)

0 Nada1 Muy leve2 Leve3 Moderada4 Algo grave5 Grave6 –7 Muy grave8 –9 Muy, muy grave (casi máxima)10 Máxima

Apéndice 4 Escala de Borg de esfuerzo percibido

6 Muy, muy ligero7 8 Muy ligero9 10 Bastante ligero1112 13 Algo intenso14 15 Intenso16 17 Muy intenso18 19 Muy, muy intenso 20


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Apéndice 5 Procedimientos de punción o cateterización de la arteria radial

Procedimiento para punción arterial

• Preguntar al paciente si es alérgico a anestésicos locales, o usa anticoagulantes.• Realizar la maniobra de Allen.• Es recomendable anestesiar ligeramente la zona con lidocaína u otros anestésicos locales.• Se desinfecta la piel con alcohol.• Se punciona con jeringuillas heparinizadas apropiadas para gasometría arterial.• Se extraen 3 cc y se elimina el aire residual.• Se procesa inmediatamente o se enfría en agua con hielo a 4º para procesarla cuanto

antes.

Cateterización de la arteria radial

2.4.1. Preguntar al paciente si es alérgico a anestésicos locales, o usa anticoagulantes.2.4.2. Realizar la maniobra de Allen.2.4.3. Se anestesia ligeramente la zona con lidocaína u otros anestésicos locales.2.4.4. Se desinfecta la piel con alcohol.2.4.5. Se coloca el catéter intraarterial en la arteria radial.2.4.6. Se coloca y purga la línea intraarterial.2.4.7. Se debe mantener la permeabilidad del catéter administrando continuamente hemati-

na e.v. para mantener permeable el catéter (una perfusión con 500 cc de suero salino con 1.000 U de heparina [2 U/ml]).

2.4.8. Siempre que se extraiga sangre se debe primero extraer una pequeña cantidad que corresponda al espacio muerto de catéter con una jeringuilla distinta a la que se usará para recoger la muestra.

2.4.9. El transductor de presión se coloca a la altura aproximada de la aurícula izquierda (4º espacio intercostal).

2.4.10. Se conecta al registrador.2.4.11. Mirar la forma de la onda del pulso para comprobar que la señal es correcta.

2.5. Cateterización de una vena para obtener sangre venosa arterializada. 2.5.1. Se elige una vena del dorso de la mano. 2.5.2. Se desinfecta la piel con alcohol. 2.5.3. Se coloca un catéter de 18-20 F.2.6. Se debe administrar continuamente hematina e.v. para mantener permeable el catéter

(una perfusión con 500 cc de suero salino con 1.000 U de heparina [2 U/ml]).2.7. Se extrae la sangre con jeringuillas heparinizadas apropiadas para gasometría

arterial. Antes de coger la muestra hay que extraer la sangre en el espacio muerto del catéter.

2.8. En todo momento la mano debe mantenerse caliente aproximando un foco u otra fuente de calor, teniendo cuidado de no quemar la piel.

100


J. VilaróUniv. Ramon Llull y Fundació Clínic Barcelona. Barcelona

1. INTRODUCCIÓN

La intolerancia al ejercicio constituye junto con la disnea uno de los síntomas fun-damentales que afectan a los pacientes con patología respiratoria. Habitualmente, para determinar la capacidad máxima de ejercicio, se han utilizado pruebas de es-fuerzo con cicloergometría o tapiz de marcha. Hoy en día existen pruebas de ejerci-cio complementarias, ampliamente reconocidas y estandarizadas, que pueden apor-tar información valiosa en la evaluación clínica de los pacientes y que se caracterizan pos su simplicidad y bajo coste. Estas son las pruebas de marcha de 6 min (6MWT) y de lanzadera o shuttle test.

2. FUNDAMENTOS

La distancia recorrida en terreno llano durante un período de tiempo determi-nado es un valor de referencia de la capacidad de tolerancia a esfuerzos sub-máximos en el caso de la 6MWT o máximos, en el shuttle. Estos valores consti-tuyen un marcador de gravedad independiente de la FEV1 y permiten una interpretación rápida de la evolución de la enfermedad, facilitando la evaluación clínica del paciente. Por ejemplo, la distancia recorrida durante la 6MWT ha de-mostrado ser un buen predictor de supervivencia o de la tasa de reingresos hos-pitalarios por exacerbación.

3. ESPACIO FÍSICO

Para poder llevar a cabo las pruebas de marcha, es recomendable disponer de un corredor absolutamente plano y con una longitud igual o superior a 30 m, sobre todo para la 6MWT, preferentemente no transitado. Las pruebas deberán realizarse a una temperatura agradable, por lo que es aconsejable que el corredor se ubique en el interior de un edificio.

4. EQUIPO

Para la realización de ambas pruebas es imprescindible contar con el siguiente material:

• Pulsioxímetro. • Cronómetro. • Dos conos para marcar los extremos del recorrido.

Prueba de marcha de 6 minutos3.2.

Prueba de marcha de 6 minutos

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• Escala de Borg escrita (apéndice 3, pág. 98).• Oxígeno transportable (si se precisa).• Reproductor de sonido en el caso del shuttle.• Manómetro de tensión arterial y fonendoscopio (opcional).

5. PERSONAL: CUALIFICACIÓN Y PREPARACIÓN

• Cualificación académica de diplomado en Enfermería, Fisioterapia o licenciado en Medicina.

• Habilidad en el trato con enfermos.• Conocimiento de las pruebas y de la fisiología del ejercicio en enfermos.• Responsabilidad, hábito de toma de decisiones, capacidad para resolver compli-

caciones patológicas.• Conocimientos de resucitación cardiopulmonar (RCP).• Entrenamiento previo con profesiona

6. CONDICIÓN DEL PACIENTE

• Vestimenta y calzado cómodos que permitan realizar actividad física.• Comida ligera. No es recomendable el ayuno antes de la prueba.• Los pacientes pueden utilizar las ayudas habituales para la marcha (bastón,

muleta, caminador, etc.).• No haber realizado ejercicio intenso en las 2 h previas a la prueba de marcha.• No presentar condiciones que limiten la marcha y que puedan interferir en la

interpretación de la prueba, como lesiones en extremidades inferiores, etc. • Respetar los horarios de la toma de medicamentos que el paciente utiliza de

forma habitual (incluyendo medicamentos inhalados). Si el paciente recibe bron-codilatadores para mejorar su efecto sobre la capacidad de marcha, deberá transcurrir un mínimo de 15 min desde su última toma y el inicio de la prueba. En todos los casos se registrará la hora y la dosis de la última administración.

7. RECOMENDACIONES PREVIAS

Para obtener una buena fiabilidad y reproducibilidad de ambas pruebas de marcha, se debería considerar imprescindible la realización de 2 pruebas para disminuir los sesgos producidos por el efecto aprendizaje. Para la interpretación de los resultados, se escogerá la mejor de las 2, o sea, la prueba en la cual el paciente ha caminado mayor distancia. En caso de tener que realizar varias pruebas, por ejemplo, cuando se quiera comparar el efecto sobre la capacidad de marcha antes, durante y después de un tratamiento, sería recomendable que un mismo paciente sea examinado por el mismo examinador.

102


7.1. Administración de oxígeno suplementario

• Saturación de oxígeno arterial (SaO2) por oximetría de pulso sentado, en reposo y respirando aire ambiente ≥ 90%. En el caso de que la SaO2 sea < 90% en condiciones basales, la prueba deberá ser realizada utilizando oxígeno suple-mentario mediante lentillas nasales. Asimismo, la prueba se realizará con oxíge-no suplementario en aquellos pacientes que hayan presentado sintomatología y una SaO2 < 85% durante una prueba de marcha previa.

• En pacientes que se encuentren recibiendo oxigenoterapia crónica domiciliaria se determinará la SaO2 en condiciones basales (sentado, en reposo y respiran-do aire ambiente). Si la SaO2 es ≥ 90% se iniciará la prueba de marcha sin oxígeno suplementario.

• El flujo de oxígeno deberá estar en el rango de 2-3 l por minuto (lpm) de acuer-do con la cantidad mínima necesaria para mantener una saturación ≥ 90%, después de 15-20 min de administración del oxígeno en reposo y mediante len-tillas nasales, y al menos 30 min si el paciente realizó una prueba de marcha previamente. El tanque de oxígeno o equipo de oxígeno líquido suplementario deberá ser llevado por el examinador o un técnico adicional que se situará siem-pre por detrás del paciente.

• Se deberá registrar el uso de oxígeno suplementario durante la prueba, así como el flujo utilizado y la SaO2 en reposo resultante.

7.2. Razones para suspender las pruebas

• Dolor torácico.• Disnea intolerable.• Calambres musculares.• Diaforesis inexplicada.• Palidez o sensación de desvanecimiento.• SaO2 < 85%, con aire ambiente o con oxígeno suplementario, siempre y cuando

el paciente presente sintomatología y a criterio del examinador.

8. INDICACIONES Y CONTRAINDICACIONES

8.1. Indicaciones

• Comparaciones pre y postratamiento (p. ej. trasplante pulmonar, cirugía de re-ducción de volumen, rehabilitación pulmonar, etc.).

• Valoración del estado funcional (p. ej. EPOC, fibrosis quística, hipertensión pul-monar, insuficiencia cardíaca, etc.).

• Predictoras de morbilidad y mortalidad (p. ej. EPOC, hipertensión pulmonar, in-suficiencia cardíaca, etc.).


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8.2. CONTRAINDICACIONES

• Ángor inestable (menos de 1 mes).• Infarto agudo de miocardio (menos de 1 mes).• Hipertensión arterial no controlada, presión arterial sistólica > 180 mmHg o dias-

tólica > 100 mmHg (esta contraindicación es relativa).

9. FACTORES DE VARIABILIDAD DE LAS PRUEBAS

Existen una serie de factores a tener en cuenta que pueden favorecer la disminu-ción o el aumento de las distancias y/o velocidades alcanzadas al final de las pruebas de marcha. Es importante tenerlos en cuenta para intentar disminuir al máximo los errores en el momento de interpretar los resultados.

• Factores de disminución de la distancia caminada • Poca altura del paciente.• Edad avanzada.• Sobrepeso excesivo.• Sexo femenino.• Baja comprensión de la prueba a realizar.• Corredor demasiado corto (mayor número de giros menos distancia).• Patología pulmonar (EPOC, asma, fibrosis quística, patología pulmonar intersti-

cial, hipertensión pulmonar, etc.).• Patologías cardiovasculares (angina, infarto de miocardio, insuficiencia cardíaca

crónica, AVC, accidente isquémico transitorio, patología vascular periférica, etc.).• Patologías musculoesqueléticas (artritis, lesiones en cadera, rodilla o tobillo,

debilidad muscular, etc.).• Estados de depresión anímica.• Factores de aumento de la distancia caminada• Paciente muy alto (a mayor longitud de las piernas el paso es más largo).• Sexo masculino.• Alta motivación.• Pacientes que previamente ya hayan realizado las pruebas.• Medicación para el tratamiento de la patología, tomada justo antes de las prue-

bas (altamente sensibles a los broncodilatadores).• Administración de oxígeno suplementario en pacientes con hipoxemia inducida

por el ejercicio.

10. PRUEBA DE MARCHA DE 6 MIN (6MWT)

10.1. Objetivo

Evaluar la máxima distancia caminada en terreno llano durante un período de 6 min siguiendo un protocolo estandarizado.

104


10.2. Ventajas

• Fácil realización y ampliamente utilizada.• Bien estandarizada y altamente reproducible.• Sensitiva a cambios pre y postratamiento.• Correlaciona entre otros con: consumo de oxígeno pico (VO2 pico), calidad de

vida, disnea, supervivencia y actividades de la vida diaria.• Disponibles valores de normalidad por medio de ecuaciones.• Diferencia clínica mínimamente significativa (54 m).

10.3. Inconvenientes

• Existe un efecto aprendizaje.• Falta estandarizar mejor los incentivos verbales.• Estandarización de la distancia mínima del corredor.

10.4. Interpretación de los resultados

Existen varias ecuaciones de referencia para calcular los valores de normalidad en la prueba de 6 min de marcha. Hay que tener en cuenta, sin embargo, que algu-nos estudios han observado una variabilidad de hasta el 30% en función de la ecua-ción escogida. Son necesarios nuevos estudios que, teniendo en cuenta la estanda-rización propuesta, publiquen ecuaciones de referencia con una amplia población sana homogéneamente distribuida en edades y sexo. En la tabla adjunta (Tabla I) aparecen las ecuaciones actualmente más utilizadas.

10.5. Explicación preliminar al paciente

Es importante dar cuidadosamente las instrucciones de cómo llevar a cabo la prueba antes de que ésta comience, para lo cual es conveniente enfatizar con cla-ridad al paciente las siguientes recomendaciones:

1) Usted va a comenzar la prueba de marcha de 6 min, cuyo objetivo es recorrer caminando la mayor distancia posible en 6 min. Procure caminar tan rápido como le sea posible pero recuerde que no se trata de correr.

2) Para realizar la prueba se colocarán 2 conos en los extremos de un tramo de 30 m. Ud. deberá ir y volver tantas veces como le sea posible procurando no dete-nerse ni vacilar en el momento de girar alrededor de los conos. Le voy a demos-trar cómo debe hacerlo (hacer una demostración de cómo realizar el giro).

3) Antes de empezar, anotaremos las constantes vitales y le preguntaremos por los síntomas en reposo.

4) Si en algún momento durante la prueba necesita disminuir la velocidad de la marcha o detenerse puede hacerlo, y si lo desea puede apoyarse contra la pared. Una


105

vez que se sienta capaz de hacerlo intente proseguir la caminata, recuerde que el tiempo es limitado a 6 min.

5) Por favor, no hable ni se distraiga durante la prueba a no ser que sea por algún problema que tenga.

6) Durante la prueba usted llevará un sensor en un dedo que permitirá conocer cómo se encuentra la oxigenación y la frecuencia del pulso. Cuando el exami-nador mire los datos de este sensor, procure no bajar el ritmo de marcha.

7) La prueba comenzará con la indicación “3, 2, 1, comience” y finalizará con la indicación “pare”.

8) Durante la prueba le indicaremos cada 1 min el tiempo restante, y al finalizar le preguntaremos por los síntomas que han ocurrido al final de la marcha.

9) Al finalizar la prueba usted tendrá 15 min para descansar, tras lo cual le pediremos que realice una segunda prueba completamente igual a la primera.

10.6. Lugar de la prueba

Corredor. Debe ser un sitio absolutamente plano, con una longitud superior a 30 m, preferentemente no transitado. La prueba deberá realizarse a una temperatura agradable. Si no se dispone de un corredor de la longitud anteriormente citada, es

Tabla I Ecuaciones de referencia para la 6MWT

Autor/año publicacion Ecuaciones

Hombres: 6MWT = (7,57 x alturacm) – (5,02 x edadaños) –Enright P, Sherrill D (Am J (1,76 x pesokg) – 309 mRespir Crit Care Med 1998) Mujeres: 6MWT = (2,11 x alturacm) – (5,78 x edadaños) – (2,29 x pesokg) + 667 m

Troosters T, Gosselink R, et al. 6MWT = 218 + (5,14 x alturacm – 532 x edadaños) – (1,80 x(Eur Respir J 1999) pesokg + (51,31 x sexo)) (hombres 1, mujeres 0)

Gibbons W, Frutcher N, et al. (J 6MWT = 686,8 – (2,99 x edadaños) – (74,7 x sexo)Cardiopulmo Rehab 2001) (hombres 0, mujeres 1)

Es importante recordar que existe una gran variabilidad entre ecuaciones. Algunos estudios han demostrado que la ecuación de Enright sobrestima los resultados; los pacientes caminan casi como los sanos, mientras que las ecuaciones de Troosters y Gibbons tienden a subestimar ligeramente las distancias alcanzadas durante la prueba. Los valores finales de todas las ecuaciones son expresados en metros (m)

106


recomendable que la distancia del recorrido no sea inferior a 20 m. Es muy impor-tante no utilizar pasillos que obliguen a realizar cambios de sentido, giros, durante el recorrido.

Señales. La prueba se llevará a cabo recorriendo de ida y de vuelta un tramo de corredor de 30 m de longitud, que estará delimitado por señales tipo conos de tráfi-co. Estas señales se colocarán a una distancia de 29 m entre sí, dejando 0,5 m en cada extremo para que el paciente pueda girar (Fig. 1).

10.7. Descripción de la maniobra

El paciente deberá ir en compañía del examinador, quien previamente le ha infor-mado de las características de la prueba. En condiciones basales, se tomarán los signos vitales (frecuencia cardíaca y saturación de oxígeno en reposo) y se registra-rá el grado de disnea y de fatiga de las extremidades inferiores según escala de Borg modificada. Antes de comenzar la caminata, se recordará al paciente la idea de re-correr la mayor distancia posible en 6 min.

Una vez situados en uno de los extremos del trayecto, se dará la señal verbal de empezar a caminar (1, 2, 3, comience) y se iniciará el cronometraje.

El examinador seguirá al paciente durante toda la prueba, siempre por detrás, de tal forma que el ritmo o la velocidad de la marcha sean impuestos por el paciente y no por el examinador.

El incentivo verbal durante la prueba se realizará cada minuto utilizando sólo las frases siguientes y evitando estímulos gestuales:

• Primer minuto: “lo está haciendo muy bien, faltan 5 min para finalizar”.• Segundo minuto: “perfecto, continúe así, faltan 4 min”.• Tercer minuto: “está en la mitad del tiempo de la prueba, lo está haciendo muy

bien”.• Cuarto minuto: “perfecto, continúe así, faltan 2 min”.• Quinto minuto: “lo está haciendo muy bien, falta 1 min para acabar la prueba”.

Figura 1. Recorrido a seguir durante la realización de la prueba de marcha de 6 min. Los conos que indican el cambio de sentido están colocados a una distancia de 0,5 m de los extremos del perímetro de marcha para permitir el giro del paciente.

29 metros0,5 m 0,5 m


107

• Quince segundos antes de terminar la prueba se recuerda al paciente que se deberá detener con la indicación de “pare”.

• Sexto minuto: “pare, la prueba ha finalizado”.

A cada minuto se registrará el pulso y la saturación de oxígeno (Tabla II en www.separ.es), siendo éste el único momento en que el examinador podrá situarse junto al paciente. Deberá prestarse especial atención en no interferir la marcha durante la obtención de estas variables. La prueba continúa mientras el paciente presente una SaO2 ≥ 85% y se encuentre asintomático, siempre bajo el criterio del examinador.

Una vez que el paciente se ha detenido, el examinador se acercará para registrar, lo antes posible, los datos finales de la prueba: SaO2, pulso, grado de disnea y fatiga de extremidades inferiores según la escala de Borg modificada (apéndice 3, pág. 98).

Se registrarán el número de recorridos completos realizados y la distancia recorri-da en el último tramo hasta el punto donde se detuvo. Se contabilizará el número total de metros recorridos.

Si por alguna razón el paciente se detiene durante la prueba, el examinador de-berá asistirlo. Si el paciente se siente capaz de continuar y el examinador no encuen-tra ninguna razón para suspender la prueba se invitará al paciente a continuar con la frase: “cuando sienta que es capaz de continuar, puede seguir caminando”. No se suspenderá el cronometraje mientras el paciente haga la pausa y deberán registrar-se el número, el tiempo total de parada y las razones de las pausas realizadas. En caso de que el paciente o el examinador decidan suspender la prueba se registrará la razón de esta decisión, el tiempo transcurrido desde el inicio de la marcha y la distancia recorrida hasta ese momento.

11. PRUEBA DE MARCHA INCREMENTAL DE LANZADERA (SHUTTLE TEST)

11.1. Objetivos

Alcanzar la mayor distancia recorrida y el nivel de velocidad de marcha más ele-vados posible, manteniendo el ritmo marcado por las pautas de la señal acústica de la prueba. (Para obtener la secuencia de señales acústicas de la prueba, se puede descargar el archivo en www.separ.es.)

11.2. Ventajas

• Bien estandarizada y altamente reproducible.• Comparable a las pruebas de laboratorio.• Sensitiva a cambios pre y postratamiento.• Correlaciona entre otros con: VO2 pico, calidad de vida y 6MWT.

108


Tabla II Prueba de marcha de 6 min

(Ver archivo Excel) (Descargar en: www.separ.es)

Prueba de seis minutos marcha - 6MWT Hoja 1

Fecha

30 metros

(%)

(ppm)

(Borg)(Borg)

Vueltas Metros Tiempo SaO2 FC

1 30

2 60 min 1

3 90

4 120

5 150 min 2

6 180

7 210

8 240 min 3

9 270

10 300

11 330 min 4

12 360

13 390

14 420 min 5

15 450

16 480

17 510 min 6

18 540

19 570

20 600

(%)

(ppm)

(Borg)

(Borg)

(m)

-Tiempo total paradas (min)

haciendo muy bien”

de la prueba, lo está

“deberá detenerse cuando se lo indique”

Al minuto 6: "pare, la prueba

falta un minuto”

“Lo está haciendo muy bien,

6MWT Nº1

Oxígeno suplemt. (lpm)

SaO2 (con oxígeno suplemt.(%))

SaO2 (sentado, en reposo aire ambiente(%))

ha finalizado"

SaO2

FC

“Perfecto, continúe así,

Quince segundos antes de finalizar:

Nº paradas

Fatiga EEII

SaO2

FC

Distancia total caminada

DisneaFatiga EEII

Talla (m)

faltan 5 minutos”

“Lo está haciendo muy bien,

Incentivo

“Está en la mitad del tiempo

faltan dos minutos”

“Perfecto, continúe así,

Nombre

Sexo (H/M) Edad (años) Peso (Kg)

Medicación (incluir dosis y horario)

Diagnóstico Examinador

Valores finales 6MWT

Disnea

Observaciones

Valores basales

faltan 4 minutos”


109

11.3. Inconvenientes

• No aporta información adicional a la prueba de esfuerzo incremental.• No están disponibles valores de normalidad.• Se requiere un reproductor de sonido.• Discriminativa a velocidades de marcha elevadas.• Es necesaria una motivación elevada, sobre todo en los niveles de velocidad

elevada.

11.4. Interpretación de los resultados

Hasta la fecha no existe ningún estudio publicado que haya determinado las ecua-ciones de referencia para la prueba de shuttle. Cuando la prueba de shuttle da valores muy bajos, es recomendable compararla con otras pruebas. Se debe considerar la buena relación existente con los resultados de la prueba de esfuerzo incremental.

11.5. Explicación preliminar al paciente

Es importante dar cuidadosamente las instrucciones de cómo llevar a cabo la prueba antes de que ésta comience, para lo cual es conveniente leer con claridad las siguientes recomendaciones:

1) Usted va a comenzar la prueba de marcha de lanzadera o shuttle, cuyo obje-tivo es alcanzar la mayor velocidad de marcha caminando. Procure caminar siguiendo las señales acústicas, ni más rápido ni más lento, pero recuerde que no se trata de correr.

2) Antes de empezar la prueba, anotaremos las constantes vitales y le pregun-taremos por los síntomas que tiene en reposo.

3) Para realizar la prueba se colocarán 2 conos en los extremos de un tramo de 10 m. Ud. deberá ir y volver siguiendo el ritmo marcado por las señales acústicas. Al inicio y a cada minuto, oirá 3 pitidos que significan un cambio de nivel. Por lo tanto, un aumento de la velocidad de marcha. Durante el transcurso de cada nivel, sonarán de forma regular pitidos simples que marcan el momento en el que Ud. debería estar dando el giro al cono para volver hacia el otro. Estos pitidos aumentan de frecuencia a cada mi-nuto, reduciendo el intervalo de tiempo que transcurre entre uno y otro y aumentando, por lo tanto, la velocidad a la que deber caminar entre uno y otro cono. No se puede girar antes de producirse los pitidos y, en caso de llegar antes de que suenen, habrá que parar y esperar en el cono has-ta oírlos. Le voy a demostrar cómo debe hacerlo (hacer una demostración del ritmo de marcha que marcan las señales acústicas y de cómo realizar el giro).

110


4) Si durante la prueba no alcanza a dar la vuelta al cono en el momento en que suena el pitido, tiene una segunda oportunidad para aumentar el ritmo de marcha y llegar al siguiente cono en el momento adecuado. Si por 2 veces seguidas (consecutivas) suena el pitido cuando Ud. se encuentre a más de 0,5 m antes de llegar al cono, la prueba habrá finalizado.

5) Si en algún momento durante la prueba se siente mal y necesita detenerse, la prueba habrá finalizado.

6) Por favor, no hable ni se distraiga durante la prueba a no ser que sea por algún problema que tenga.

7) Durante la prueba usted llevará un sensor en un dedo que permitirá conocer cómo se encuentra la oxigenación y la frecuencia del pulso. Cuando el exami-nador mire los datos de este sensor, procure no bajar el ritmo.

8) La prueba comenzará con los 3 primeros pitidos emitidos por la señal acústi-ca. Recuerde que no tiene que arrancar a correr. Inicie con una marcha muy, muy lenta. En el primer nivel tiene 20 s para ir de un cono al otro.

9) Durante la prueba, a cada 1 min, sonarán 3 pitidos que indican el cambio de nivel. Al finalizar le preguntaremos por los síntomas que han ocurrido durante la prueba.

10) Al finalizar la prueba usted tendrá 30 min para descansar, tras lo cual le pediremos que realice una segunda prueba completamente igual a la pri-mera.

11.6. Lugar de la prueba

Corredor. Debe ser un sitio absolutamente plano, con una longitud superior a 10 ms, preferentemente no transitado y poco ruidoso. La prueba deberá realizarse a una temperatura agradable.

Señales. La prueba se llevará a cabo recorriendo de ida y de vuelta un tramo de corredor de 10 m de longitud que estará delimitado por conos. Estas señales se colocarán a una distancia de 9 m entre sí dejando 0,5 m en cada extremo para que el paciente pueda girar (Fig. 2).

11.7. Descripción de la maniobra

El paciente deberá ir acompañado por el examinador, sólo durante el primer nivel, quien previamente le ha informado de las características de la prueba con la intención de que el paciente se adapte a la velocidad impuesta y, si fuera necesario, recomendarle que en el primer nivel vaya lo más lento posible. Durante el resto de la prueba, el paciente caminará solo.

En condiciones basales, se tomarán los signos vitales (saturación de oxígeno en reposo y frecuencia de pulso), y se registrará el grado de disnea y de fatiga de las extremidades inferiores según escala de Borg modificada (apéndice 3, pág. 98).


111

Tabla III Prueba de lanzadera (shuttle test)

(Ver archivo Excel) (Descargar en: www.separ.es)

Figura 2. Recorrido a seguir durante la realización de la prueba de marcha de lanzadera. Los conos que indican el cambio de sentido están colocados a una distancia de 0,5 m de los extremos del perímetro de marcha para permitir el giro del paciente.

9 metros0,5 m 0,5 m

Prueba de Lanzadera - SHUTTLE TEST

Nivel VelocidadRecorridpor nivel

Tiemporecorrido

Distancia Nivel Nivel

(m/s) - (s) (m) SaO2 FC SaO2 FC

1 0,5 3 20,0 30 1 1 2 3 1 1 2 3

2 0,67 4 15,0 70 2 1 2 3 4 2 1 2 3 4

3 0,84 5 12,0 120 3 1 2 3 4 5 3 1 2 3 4 5

4 1,01 6 10,0 180 4 1 2 3 4 5 6 4 1 2 3 4 5 6

5 1,18 7 8,6 250 5 1 2 3 4 5 6 7 5 1 2 3 4 5 6 7

6 1,35 8 7,5 330 6 1 2 3 4 5 6 7 8 6 1 2 3 4 5 6 7 8

7 1,52 9 6,7 420 7 1 2 3 4 5 6 7 8 9 7 1 2 3 4 5 6 7 8 9

8 1,69 10 6,0 520 8 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 8 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

9 1,86 11 5,5 630 9 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 9 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11

10 2,03 12 5,0 750 10 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 10 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

11 2,2 13 4,6 880 11 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 11 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 1312 2,37 14 4,3 1020 12 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 12 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14

Vueltas (10m c/u)Vueltas (10m c/u)

SaO2 (con oxígeno suplemt.)Oxígeno suplemt. (lpm)SaO2 (sentado, en reposo y aire ambiente)

Acompañar al paciente Acompañar al paciente

Observaciones

SHUTTLE 2

Medicación (incluir dosis y horario)

Diagnóstico

FC

Disnea

Sat O2

(Borg) (Borg)

(m)

(%)

SHUTTLE 2

Fatiga EEII

Último nivel completado

Nombre

Sexo (H/M) ExaminadorEdad (años) Peso (Kg) Talla (m)

Fecha

(Borg)

(m)

-

(m) (m)

(Borg)

SHUTTLE 1


(Borg)

Fatiga EEII


Basal Final

(%) (%)

(m)

-

Basal Final

(%)

(m)

(Borg)

(Borg)

SHUTTLE 1

Sat O2

FC

Disnea

Último nivel completado

(Borg)

112


Durante la prueba, el examinador anotará el número de vueltas completadas por nivel y, a cada cambio de nivel, registrará el pulso y la saturación de oxígeno (Tabla III en www.separ.es), siendo éste el único momento en que el examinador podrá situar-se junto al paciente. Deberá prestarse especial atención en no interferir la marcha durante la obtención de estas variables. La prueba continúa mientras el paciente presente una SaO2 ≥ 85% y se encuentre asintomático, siempre bajo el criterio del examinador.

Una vez situados en uno de los extremos del trayecto, al oírse la señal acústica de 3 pitidos, se iniciará la prueba.

No se dará ningún incentivo verbal durante la prueba. Sólo en el cambio de nivel, se recordará que debe aumentar ligeramente la velocidad de marcha.

La prueba finalizará cuando el paciente decida que no puede seguir caminando a la velocidad marcada, cuando no alcance, por 2 veces consecutivas, el cono en el momento marcado por el pitido o cuando los parámetros vitales alcancen los valores de riesgo.

Una vez que el paciente se ha detenido, el examinador se acercará para registrar los datos finales de la prueba: SaO2, pulso, grado de disnea y fatiga de extremidades inferiores según la escala de Borg escrita (apéndice 3, pág. 98).

En la hoja de registro se anotarán el número de recorridos completos y la distan-cia recorrida en el último tramo hasta donde se detuvo. Se contabilizará el número total de metros recorridos y se registrará el último nivel completado.


113

BIBLIOGRAFÍA

• ATS statement: guidelines for the six-minute walk test. Am J Respir Crit Care Med 2002;166:111-7.

• Singh S, Morgan M, Scott S, Walters D, Hardman A. Development of a shu-ttle walking test of disability in patients with chronic airways obstruction. Thorax 1992;47:1019-24.

• Eiser N, Willsher D, Dore CJ. Reliability, repeatability and sensitivity to chan-ge of externally and self-paced walking test in COPD patients. Respir Med 2003;97:407-14.

• Elías MT, Fernández-Guerra J, Toral J, Ortega F, Sánchez-Riera H, Monte-mayor T. Reproducibilidad de la prueba de marcha shuttle test en pacientes con enfermedad pulmonar obstructiva crónica. Arch Bronconeumol 1997;33:64-8.

• Troosters T, Vilaró J, Ravinovich R, et al. Physiological responses to the 6-min walk test in patients with chronic obstructive pulmonary disease. Eur Respir J 2002;20:564-9.

• Dyer C, Singh S, Stockley R, Sinclair A, Hill S. The incremental shuttle walking test in elderly people with chronic airflow limitation. Thorax 2002;57:34-8.

114


Pruebas para el estudio de las enfermedades

neuromusculares

J. Gea M. Orozco-Levi

E. Barreiro A.L. Ramírez-Sarmiento

Hospital del Mar. BarcelonaJ.B. Gáldiz

E. López de Santa MaríaHospital de Cruces. Bilbao

1. INTRODUCCIÓN

Las enfermedades neuromusculares pueden afectar la función respiratoria por varios mecanismos, aunque tienen en común que la alteración es debida a la disfun-ción de los centros, vías nerviosas y músculos implicados en la mecánica de la ventilación. Por una parte, existen entidades que afectan a los centros que generan o modulan el impulso ventilatorio. En estos casos, se producirá una falta o inadecua-ción de dicho impulso, lo que tendrá consecuencias en la ventilación pulmonar. Por otra parte, puede producirse una alteración en las vías nerviosas que transmiten el impulso de los centros a los músculos respiratorios, o de diferentes receptores tora-copulmonares, bronquiales y vasculares a dichos centros. También, en este caso, la disfunción se expresará como alteraciones ventilatorias. Por último, pueden ser los propios músculos y sus diferentes estructuras (p. ej. la placa motora, las sarcómeras, las fibras) los que se hallen afectados. La ventilación pulmonar implica flujo aéreo, y para que éste se produzca es necesario que ocurran una serie de cambios en las presiones intratorácicas a lo largo del ciclo ventilatorio. Durante la inspiración, los músculos inspiratorios se contraerán para aumentar la negatividad de la presión pleural, y esta mayor negatividad se transmitirá al parénquima pulmonar y al alveolo, generando una diferencia con la presión en boca. Aunque la negatividad en la presión alveolar será algo menor que en el espacio pleural, como consecuencia de la resis-

Evaluación muscular respiratoria

4

4.1.


115

tencia del parénquima pulmonar, todavía será suficiente como para provocar la en-trada de aire en los pulmones.

El principal músculo inspiratorio, en reposo y en individuos jóvenes y sanos, es el diafragma. Otros músculos que participan normalmente en la génesis de una mayor presión pleural son los intercostales externos y los paraesternales (que son una parte de los intercostales internos). Sin embargo, cuando las cargas aumentan o el diafragma no funciona correctamente, estos 2 últimos grupos musculares y algunos otros (p. ej. el esternocleidomastoideo o los escalenos) participan activa y progresi-vamente en la respiración.

Durante la fase espiratoria, la propia relajación de los músculos inspiratorios pro-vocará una menor negatividad de la presión pleural. Dado que el parénquima pulmo-nar sigue constituyendo un elemento de resistencia a la transmisión de dicha presión, la presión en el alveolo será ligeramente positiva respecto de la atmosférica, y se producirá la salida de aire al exterior. Cuando existe un aumento de las cargas, como sucede en determinadas enfermedades o en el ejercicio, la espiración puede nece-sitar de un esfuerzo adicional. En estos casos, participan los llamados músculos espiratorios, que con su contracción en esta parte del ciclo generan una presión alveolar más positiva. Los principales músculos que cumplen esta función son los de la prensa abdominal (recto, oblicuo mayor, oblicuo menor y transverso) y los intercos-tales internos (con excepción de los ya citados músculos paraesternales). Todos los músculos mencionados pueden no recibir correctamente el impulso ventilatorio o ser incapaces de responder a él adecuadamente.

Un caso particular de músculos que también participan en la ventilación, y que pue-de verse afectado en distintas entidades, es el de aquellos que se hallan situados en las vías aéreas altas. Estos músculos contribuyen a mantener permeables dichas vías, y su debilidad o disfunción puede también ocasionar problemas de hipoventilación.

Existen una serie de pruebas y técnicas que permiten evaluar las diferentes es-tructuras implicadas en el circuito neuromuscular ventilatorio. En primer lugar se hallan las que hacen referencia al control de la ventilación, en segundo lugar las que evalúan la transmisión del estímulo, y por último las que permiten evaluar las dife-rentes propiedades musculares.

2. CONTROL DE LA VENTILACIÓN

Los centros que generan y modulan el estímulo ventilatorio son todavía la autén-tica “caja negra” del sistema respiratorio. La mayoría del conocimiento disponible al respecto procede de modelos animales y de la observación de los resultados de diferentes lesiones sobre el sistema nervioso central. Sin embargo, se han desarro-llado una serie de técnicas que permiten una cierta aproximación al estudio del control ventilatorio. Muchas de estas técnicas son útiles no sólo en enfermos con procesos neuromusculares, sino en cualquier paciente con alteraciones en el circuito

116


neuromuscular ventilatorio. Entre éstos destacan aquellos con alteraciones en el propio control de la ventilación, sea de origen primariamente neurológico (hipoventi-lación alveolar primaria, hipoventilación por fármacos, apneas centrales del sueño, algunos pacientes con asma casi fatal), o secundario a procesos que afectan a otros sistemas del organismo (síndrome de obesidad-hipoventilación, EPOC, etc.).

2.1. Espirometría simple y patrón ventilatorio

Sin duda, es la aproximación más sencilla al circuito neuromuscular ventilatorio. La simple observación del patrón ventilatorio del paciente puede permitir detectar anoma-lías en su frecuencia respiratoria (FR o RR) o en el volumen de aire que maneja.

Ya de forma más sofisticada, estos parámetros pueden cuantificarse mediante un simple espirómetro del tipo Tissot, que registra el volumen corriente (VT) y la frecuen-cia respiratoria, pudiendo calcularse el volumen minuto respiratorio (VE).

Si se utiliza un sistema que permita un registro temporal simultáneo, podrá obtener-se, además, la duración de cada parte del ciclo ventilatorio. Así, podrán calcularse el tiempo inspiratorio (TI), tiempo espiratorio (TE), tiempos de apnea, y tiempo total del ciclo (TTOT). También podrán calcularse 2 cocientes útiles para aproximar las caracte-rísticas del impulso ventilatorio: la razón entre tiempo inspiratorio y tiempo total respi-ratorio (TI/TTOT), y la razón entre volumen corriente y tiempo inspiratorio (Vt/TI).

Indicaciones, contraindicaciones y complicaciones*Indicaciones

– Diagnóstico de procesos que implican hipoventilación.– Valoración de la evolución de la enfermedad. – Estudios epidemiológicos o fisiopatológicos.

*Contraindicaciones: no existen.

*Complicaciones: debe prestarse atención a la adecuada disposición del circuito de medición (que suele incluir válvulas uni o bidireccionales), para evitar la aparición de hipoventilación yatrógena.

Requerimientos mínimosCualquier sistema que permita adquirir la señal de aire en movimiento puede permitir

una buena obtención de las variables que configuran el patrón ventilatorio. Por ejemplo, un espirómetro de volumen (de campana o de fuelle), o bien el tacómetro o la turbina de un espirómetro de flujo. El sistema debe ser calibrado con la misma periodicidad que es habitual en estos instrumentos, y sus requerimientos son equivalentes.

Personal: cualificación y preparaciónLa espirometría simple (Tissot) puede ser realizada por cualquier profesional de

enfermería debidamente entrenado. Sin embargo, para la recogida y evaluación del


117

patrón ventilatorio, se debería poseer una cualificación académica de diplomado en enfermería o similar, con conocimiento de los sistemas de cálculo y análisis de se-ñales. Además, debería exigirse un mínimo de 3 meses de entrenamiento en un centro reconocido.

2.2. Gasometría arterial

La simple determinación de las presiones parciales de O2 y CO2 en sangre arterial (respectivamente, PaO2 y PaCO2), así como el cálculo del gradiente alveoloarterial de oxígeno (AaPO2) mediante la ecuación del gas alveolar pueden permitir detectar la hipoventilación. Dado que los requerimientos técnicos y de personal, así como las indicaciones y complicaciones de la gasometría arterial se hallan desarrollados am-pliamente en otra monografía no se discuten en este apartado.

2.3. Determinación de la presión de oclusión

Es la presión que puede determinarse en la boca a los 100 m/s de iniciado el esfuerzo inspiratorio con la vía aérea ocluida (P0,1). Desde un punto de vista teórico, se considera que en ese momento tan temprano el impulso ventilatorio es “puro” (tal como ha sido generado en los centros ventilatorios), y todavía no se halla contami-nado por las múltiples aferencias del sistema respiratorio. La presión de oclusión puede determinarse en situación basal o bien durante la estimulación con mezclas gaseosas ricas en CO2 o pobres en O2 (ver más adelante). Tiene el inconveniente de presentar una muy amplia variabilidad interindividual e intraindividual.

Requerimientos. Se precisa de un manómetro para determinar la presión en boca, que permita una buena discriminación temporal, y un sistema de oclusión de la vía aérea.

Sus indicaciones son el estudio de los síndromes de hipoventilación y, sobre todo, los estudios fisiopatológicos de investigación. No tiene contraindicaciones importantes.

Personal. La determinación de la P0,1 requiere de personal médico o de enferme-ría debidamente entrenado. Se calcula un período de 2-3 meses para la correcta formación (este período puede permitir el aprendizaje simultáneo de diversas de las técnicas mencionadas en el presente capítulo).

2.4. Estímulo de los centros y vías nerviosas relacionados con la ventilación

La respuesta ventilatoria ante determinados estímulos permite evaluar la integridad y adecuación del circuito neuromuscular. Especial interés revisten las respuestas a la hipercapnia, la hipoxia y el ejercicio. Puede realizarse mediante maniobras volun-tarias y también mediante estimulación de naturaleza física o química.

Las maniobras voluntarias se recogen con detalle más adelante. Las técnicas más conocidas de estimulación física son la eléctrica y la magnética, mientras que entre las de estimulación química destacan la inhalación de diferentes mezclas de gases.

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2.4.1. Activación mediante un estímulo físico

Aunque eran habituales en el campo de la neurofisiología clínica, este tipo de técnicas se han desarrollado de forma significativa en los últimos tiempos, habiéndo-se incorporado a los laboratorios de exploración funcional respiratoria. Son funda-mentalmente 2, atendiendo a la modalidad del estímulo: la estimulación eléctrica y la estimulación magnética. Ambas tienen en común la posición recomendada para el paciente y el volumen pulmonar al que se aconseja realizar la prueba.

Fundamento: el diafragma está inervado exclusivamente por los nervios frénicos, cuya estimulación (twitch) nos aporta una medida directa e independiente de su cir-cuito neuromuscular. Asimismo, la sobreimposición de la estimulación frénica duran-te una máxima contracción nos aporta datos sobre la presión máxima que el diafrag-ma puede producir. También pueden estimularse directamente los centros corticales y del tallo encefálico relacionados con la ventilación.

2.4.1.1. ESTIMULACIÓN ELÉCTRICA

Es la técnica clásica de estimulación física. Se basa en la inducción de actividad en el nervio frénico mediante el empleo de agujas o electrodos. Para obtener activi-dad eléctrica y valorar la integridad del circuito neuromuscular puede realizarse unilateralmente, mientras que para valorar la actividad mecánica del diafragma se hace necesaria la estimulación simultánea bilateral. La estimulación eléctrica se ha ido abandonando progresivamente por su complejidad y por ser dolorosa para el paciente.

2.4.1.2. ESTIMULACIÓN MAGNÉTICA

Esta modalidad se ha ido desarrollando en la última década y obvia el problema del dolor. Consiste en un estimulador que genera un campo magnético focal capaz de despolarizar las estructuras nerviosas subyacentes, que a su vez transmitirán el estímulo. Aunque la técnica es sencilla, el coste del material es todavía muy elevado. Por otra parte, las respuestas mecánicas obtenidas son mucho menores que las que provoca la estimulación eléctrica.

A continuación se exponen en común las características de estas 2 técnicas de estimulación física:

Posición del paciente: en ambas técnicas el sujeto permanecerá sentado y relaja-do, en una silla con respaldo suficiente como para mantener la espalda recta. Debe-rá dejar al descubierto el cuello tanto a nivel posterior como anterior.

En la estimulación eléctrica transcutánea el operador se colocará detrás del pa-ciente y, previa limpieza de la zona cervical, se colocarán los electrodos. Se podrán utilizar electrodos monopolares o bipolares. En el primer caso el ánodo se colocará


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debajo de la clavícula, en posición medial, y el cátodo en la mano. Los electrodos bipolares presentan más dificultades para su colocación ya que deben estar separa-dos unos 2 cm.

En la estimulación cervical magnética, el paciente inclinará ligeramente el cuello hacia delante, de manera que aumente el área donde se colocará la pala de estimu-lación. Ésta se colocará en la parte posterior del cuello a nivel de C5-C7 en la estimu-lación posterior o cervical. También es posible la estimulación anterior y unilateral de cada diafragma, que se realiza a nivel del esternocleidomastoideo, a la altura del cri-coides. La posición óptima podrá variar en cada paciente. En el caso de la modalidad con estimulación cortical del diafragma, la pala debe colocarse en el vértice craneal.

Preparación del paciente: no precisa una preparación especial, aunque en el caso de medición de las presiones transdiafragmáticas o esofágicas deberá evitar la in-gesta en un período de al menos 2-3 h previo a la realización de la prueba. Se de-berá tener en cuenta que la estimulación magnética puede inhabilitar tarjetas de crédito, llaves electrónicas, ordenadores, y otros instrumentos que utilizan información en soporte de principio magnético, por lo que deberá mantenerse una distancia ra-zonable con la pala de estimulación.

Volumen pulmonar: la estimulación frénica debe realizarse a nivel de capacidad residual funcional (FRC), ya que ese es el volumen más estandarizado.

Compresión abdominal: aunque la compresión abdominal durante la maniobra de la estimulación aumenta la presión muscular obtenida, en la práctica clínica no se recomienda el uso de esta maniobra.

Indicaciones, contraindicaciones y complicaciones*Indicaciones– Valoración del circuito neuromuscular ventilatorio.

*Contraindicaciones: presencia de prótesis o elementos metálicos en el área de estimulación, presencia de marcapasos, epilepsia (gran mal, y sólo en el caso de estimulación transcraneal).

*Complicaciones: crisis comicial (sólo en la estimulación craneal) y disfunción de prótesis o marcapasos.

Requerimientos mínimosEn el caso de la estimulación eléctrica se precisará un estimulador capaz de ge-

nerar ondas cuadradas de 0,1 ml/s de duración y diferente intensidad.En la estimulación magnética se precisará un estimulador que pueda generar

campos de un intensidad superior a las 2 teslas (idealmente entre 2 y 2,5 teslas). Asimismo, se necesitarán palas adecuadas para la realización de la estimulación. Las más utilizadas son las de forma circular, con un diámetro de 90 mm, pero también se están desarrollando estimuladores dobles “en mariposa”.

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La respuesta a la estimulación diafragmática puede ser valorada en términos de producción de fuerza contráctil. Dicha fuerza o tensión se puede evaluar por medición de la presión generada, por valoración de la señal eléctrica inducida, o por los soni-dos derivados de la contracción. Las 2 primeras son las más comunes en la clínica, mientras que la tercera (fonomiografía) se halla más circunscrita al campo de la in-vestigación. La evaluación de la presión inducida por la estimulación puede realizar-se a nivel de boca, esófago y transdiafragmática (ver más adelante). La presión medida en la boca tiene la ventaja de la simplicidad, y no precisa de la utilización de sondas. Sin embargo, su reproducibilidad es menor, estando influenciada por diferen-tes factores como la transmisión incorrecta de la presión, o el cierre de la glotis du-rante la maniobra.

La respuesta muscular puede también valorarse mediante técnicas de origen neu-rofisiológico, aunque, afortunadamente, ya extendidas a numerosos laboratorios de exploración funcional respiratoria. Estas técnicas requieren la disponibilidad de un medidor de señales electromiográficas. Entre las variables a determinar destacan fundamentalmente 2, el tiempo de transmisión del estímulo (también llamado tiempo de latencia, período que transcurre entre la descarga de éste y la señal electromio-gráfica), y el componente motor del potencial de acción (CMAP) (expresión de la intensidad de la señal). Los 2 electrodos de recogida (generalmente, electrodos de superficie) suelen colocarse en la pared torácica. El electrodo activo a nivel del 7º espacio intercostal, en la línea media clavicular, y el electrodo indiferente sobre el apéndice xifoides. Sin embargo, su especificidad no es muy alta, por lo que para fines investigadores se recomienda la recogida de la señal con electrodos esofágicos (co-locados en sondas específicas).

Ventajas y desventajasLa principal ventaja de la estimulación eléctrica es que se trata de una técnica más

específica del nervio frénico, y, por tanto, del diafragma. Su mayor desventaja es que se trata de una modalidad dolorosa para el paciente. En ocasiones es difícil conseguir el contacto adecuado entre el electrodo y la zona contigua al nervio, debido a la configuración cervical del paciente.

La ventaja fundamental de la estimulación magnética es que se trata de una téc-nica no dolorosa, que permite una fácil valoración de la actividad no voluntaria del diafragma. Es más sencilla en su realización y no precisa de personal tan experto como en el caso de la estimulación eléctrica. Además, la localización del lugar óptimo para la estimulación no es tan laboriosa. Por contra, su mayor desventaja es la menor especificidad en la estimulación, ya que se pueden estimular otras raíces cervicales (u otras áreas corticales en caso de estimulación transcraneal).

Personal: cualificación y preparaciónEl uso de los estimuladores y la evaluación de la respuesta requiere personal

médico especializado, que puede ser auxiliado por personal de enfermería debida-


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mente entrenado. Aunque el origen de estas técnicas se halla en el ámbito de la neurofisiología, su uso en neumología es cada vez más frecuente. El período mínimo de entrenamiento es de unos 6 meses.

Ámbito de realización: estas técnicas se reservan para su utilización en el ámbito hospitalario, en el contexto de laboratorios de exploración funcional respiratoria.

2.4.2. Estimulación voluntaria

Implica la inducción voluntaria de hiperventilación por parte del propio sujeto.

2.4.2.1. MÁXIMA VENTILACIÓN VOLUNTARIA (MVV)

Se trata de la realización de inspiraciones rápidas y forzadas, movilizando la máxi-ma cantidad de aire por 15 s. Una variante es la determinación de la máxima venti-lación sostenible (MVS). Es decir, la máxima ventilación voluntaria que puede man-tenerse al menos 15 min. Los requerimientos son mínimos (basta cualquiera de los sistemas que permiten medir el volumen de aire ventilado) y para su realización sólo debe contarse con personal asistencial con un mínimo entrenamiento. Puede prede-cirse una aproximación a su valor con la ecuación: MVV = FEV1x35.

2.4.3. Estimulación con mezclas de gases

Fundamentalmente de tipo hipóxico o hipercápnico. Es necesario contar con un sistema de administración del gas, aunque, en el caso del estímulo hipercápnico, un simple circuito de reinspiración puede bastar.

La hipercapnia es el principal estímulo ventilatorio. La relación entre ventilación alveolar (VA) y presión parcial de CO2 en sangre arterial (PaCO2) es prácticamente lineal, aunque la inclinación de la recta varía en función de la sensibilidad a los cam-bios de CO2. Diversos factores, entre los que destacan la edad, el nivel de concien-cia, entrenamiento, fármacos, cargas ventilatorias del sistema y la presión parcial de oxígeno en sangre arterial (PaO2), pueden modificar la sensibilidad al CO2.

La hipoxemia también influye en la respuesta ventilatoria, aunque es un estímulo de menor potencia que la hipercapnia. El nivel de PaO2 mantiene una relación hiperbólica con el nivel de ventilación alveolar. La edad, entrenamiento, lugar de residencia y nivel de PaCO2 influyen en la inclinación de la curva de respuesta a la hipoxemia.

2.4.3.1. TÉCNICA DE LA REINSPIRACIÓN (REBREATHING)

Requerimientos mínimosEs, sin duda, el procedimiento más sencillo para evaluar la respuesta a la hiper-

capnia. Consiste en hacer reinspirar al sujeto su propio aire espirado, con lo que el nivel de CO2 en la mezcla va aumentando progresivamente. Naturalmente, si no se

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dispone de un sistema adecuado, esto se acompaña de cambios en el nivel de O2, por lo que no se trataría de un estímulo puro. Una de las variantes se realiza me-diante una bolsa de unos 3-5 l que inicialmente se rellena con 6% de CO2. La varia-bilidad intraindividual e interindividual de esta prueba es muy amplia.

Personal: cualificación y preparaciónLa realización de la prueba debe contar con personal que posea la cualificación

de diplomado en Enfermería o similar. La prueba debe realizarse siempre bajo su-pervisión médica. El período de entrenamiento debe ser de al menos 2-3 meses.

2.4.3.2. INHALACIÓN DE MEZCLAS DE GASES CON CONTENIDOS MODIFICADOS DE O2 O CO2

Requerimientos mínimosUno de los circuitos más sencillos consta de una bombona con la mezcla deseada

(generalmente con una proporción de oxígeno o anhídrido carbónico modificadas y balance de nitrógeno), un depósito para adecuar la presión inspiratoria (p. ej. una bol-sa de Douglas con capacidad suficiente), un sistema valvular y de boquilla para hacer llegar la mezcla al paciente y las tubuladuras de conexión entre los anteriores compo-nentes. El sistema debe ser verificado en cada exploración para evitar accidentes.

Personal: cualificación y preparaciónLa preparación del sistema y realización de la prueba debe contar con personal

que posea la cualificación de diplomado en Enfermería o similar. Además, debe rea-lizarse siempre la prueba bajo supervisión médica cualificada. El período de entre-namiento debe ser de al menos 3 meses.

Indicaciones, contraindicaciones y complicaciones de la estimulación con mezclas gaseosas

*Indicaciones– Sospecha de sensibilidad disminuida a la hipercapnia o a la hipoxia.– Estudios fisiopatológicos.

*Contraindicaciones: falta de comprensión o colaboración, y enfermedad cardíaca grave.

*Complicaciones: incluyen la hipoventilación yatrógena, así como la presentación de arritmias y parada cardiocirculatoria.

2.4.4. Respuesta ventilatoria al ejercicio

La actividad física intensa también implica un aumento de la ventilación para satis-facer las necesidades metabólicas. Este aumento es simultáneo al inicio del ejercicio, por lo que precede a los cambios en los gases sanguíneos. Se cree que depende de estímulos ventilatorios directos procedentes del sistema neuromuscular, el córtex ce-


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rebral y/o el sistema cardiovascular. En una segunda fase, la respuesta ventilatoria al ejercicio también se hallará modulada por los cambios en los niveles de O2 y CO2.

Los cambios en la ventilación se estudian de forma rutinaria en la mayoría de pruebas de ejercicio máximo y submáximo, pues el control de las variables del patrón ventilatorio es imprescindible en algunos cálculos metabólicos (como el consumo de oxígeno [VO2] y la producción de CO2 [VCO2]). Los requerimientos y personal son los propios para la realización de las pruebas de esfuerzo. Es decir, es necesario un sistema de recogida de señal ventilatoria (ver espirometría simple) y debe disponer-se de personal de enfermería entrenado, bajo supervisión médica durante la realiza-ción de la prueba de esfuerzo. Las contraindicaciones y complicaciones son las de esta última, y se desarrollan en otra de las monografías de la serie.

3. TRANSMISIÓN DEL ESTÍMULO

Se evalúa mediante la estimulación de las estructuras nerviosas implicadas (funda-mentalmente el córtex cerebral, estructuras del tronco encefálico y nervio frénico, que inerva al diafragma), y recogida de la señal muscular, como se ha visto anteriormente.

4. RECOGIDA DE LA SEÑAL MUSCULAR

Como ya se ha mencionado, la contracción muscular puede valorarse a partir de señales eléctricas o mecánicas. Ambas pueden ser debidas a contracciones natura-les (voluntarias o inconscientes) o inducidas (estimulación). Las técnicas de evalua-ción de la actividad muscular desde una óptica mecánica se tratan más adelante (presión en boca, en nariz, esófago o transdiafragmática).

4.1. Evaluación neurofisiológica, señales de tipo eléctrico

Ya se han mencionado las secundarias a estimulación (CMAP y tiempo de latencia). Cabe añadir el análisis de la señal electromiográfica de la contracción espontánea, que puede ser útil en la evaluación de la fatiga o de la intensidad de la contracción. Para estos objetivos se utilizan también electrodos de superficie o esofágicos (ver apartados anteriores), pero la señal se analiza valorando su integración y rectificación, o bien su análisis espectral (relación entre potenciales de alta y baja frecuencia [Hi/Lo] y determi-nación de la frecuencia centroide, así como de la raíz de la media de la señal al cuadra-do [MRS], entre otras), dependiendo del objetivo. Dado que estas últimas exploraciones son fundamentalmente de índole investigador no se detallan aquí sus pormenores.

4.2. Función muscular, evaluación mecánica

La función de los músculos ventilatorios puede ser evaluada en términos de sus diferentes propiedades. Fundamentalmente, la fuerza, la resistencia y la reserva ante la fatiga.

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4.2.1. Evaluación de la fuerza

La especial disposición de los músculos ventilatorios hace que no sea posible determinar directamente la fuerza de contracción, por lo que se determina la presión máxima que son capaces de generar. A su vez se puede determinar la presión máxi-ma inspiratoria (PIM) o espiratoria (PEM).

Las maniobras utilizadas en la determinación de las presiones máximas pueden ser voluntarias e involuntarias. Las primeras, a su vez, pueden ser estáticas (sin flujo aéreo concomitante) y dinámicas (con presencia de flujo aéreo). Las técnicas involuntarias se detallaron ya al tratar de la estimulación eléctrica y magnética.

Por su parte, la presión puede ser determinada en la boca o en otras localizaciones. La determinación en boca es la más frecuentemente utilizada en clínica y existen valores de referencia aceptados. La determinación de las presiones máximas en nariz, orofarin-ge, tórax, abdomen y otras se hallan más circunscritas al campo de la investigación.

4.2.1.1. PIM Y PEM EN BOCA

Se tratan en un apartado especial de este libro de procedimientos.

4.2.1.2. PIM NASAL (SNIP)

Se trata de una maniobra de inhalación forzada (sniff), generalmente desde FRC, con un orificio nasal libre y el contralateral ocluido. La presión se recoge mediante un catéter dotado de un sistema oclusor del orificio nasal. Se registra el pico de presión inspiratoria.

Ventajas y desventajasEs una técnica simple y aceptablemente reproducible. Además, al ser una manio-

bra dinámica, el patrón de reclutamiento muscular es más fisiológico que en las maniobras estáticas.

Entre sus inconvenientes destaca que es una medida de la fuerza muscular inspi-ratoria global y que resulta excesivamente dependiente del grado de cooperación-motivación del sujeto. Por otra parte, implica la necesidad de unas vías aéreas altas totalmente permeables. Finalmente, infraestima la presión pleural en enfermedades obstructivas graves (EPOC y asma crónica).

4.2.1.3. PRESIONES MÁXIMAS MEDIDAS EN ESÓFAGO (PESMAX

)

Es una medida directa de la presión máxima intratorácica, por lo que obvia alguno de los inconvenientes de la medición en vías aéreas superiores.

La maniobra inspiratoria se realiza de forma similar a la de SNIP, pero en este caso el catéter se halla colocado en el tercio medio-inferior del esófago. También puede emplearse la maniobra estática de Müller (inspiración forzada contra la vía aérea ocluida). La maniobra espiratoria más utilizada es la de tos voluntaria, también desde FRC. Puede utilizarse también la maniobra estática de Valsalva.


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Requerimientos mínimosEs necesario disponer de un sistema de sondas-balón conectadas a un transduc-

tor de presión con rango adecuado, y un sistema de registro. Alternativamente existen en el mercado sondas con el transductor incorporado.

Preparación del paciente: éste deberá evitar la ingesta en un período de al menos 2-3 h previo a la realización de la prueba.

Ventajas e inconvenientesSe trata de una determinación sencilla y con reproducibilidad aceptable, que

obvia la necesidad de unas vías aéreas superiores totalmente permeables. Resulta más adecuada que las exploraciones nasales y en boca en caso de patología obs-tructiva grave.

Entre sus desventajas cabe señalar que es una expresión global de la fuerza muscular respiratoria, que sigue precisando de una colaboración correcta del sujeto, y que implica un cierto grado de invasividad. Además, no existen valores de referen-cia aceptados universalmente.

4.2.1.4. PRESIÓN TRANSDIAFRAGMÁTICA MÁXIMA (PDIMAX

)

Se calcula a partir de la Pesmax y de la presión gástrica máxima (Pgamax). Expresa la fuerza específica del diafragma.

La maniobra inspiratoria más utilizada es la de inhalación forzada, mientras que para la espiratoria se utiliza la maniobra de tos voluntaria, ambas desde FRC. Como se ha visto, también es posible inducir la contracción por estimulación eléctrica o magnética (Pdimax twitch). Se acepta que un valor inferior a 80 cm H2O en la mujer y menor de 100 cm H2O en el varón son indicativos de debilidad o fatiga del diafragma.

Requerimientos mínimosLos mencionados en el apartado de la presión esofágica, aunque aquí se precisa-

rá del registro simultáneo de las sondas gástrica (intraabdominal) y esofágica (intra-torácica). La Pdi será la diferencia aritmética de ambas (Pdi = Pga-Pes) (en realidad una suma, ya que la sustracción de la presión negativa torácica resultará en un sig-no aditivo).

Preparación del paciente: como ya se ha mencionado, la colocación de las sondas en la vía digestiva implica que el paciente debe evitar la ingesta de alimentos por un período de al menos 2-3 h previo a la realización de la prueba.

Ventajas y desventajasSe trata de una exploración específica para el diafragma, que resulta relativamen-

te sencilla y con aceptable reproducibilidad. Además, no requiere que las vías aéreas superiores estén totalmente permeables. Entre sus inconvenientes destacan que precisa de una buena colaboración por parte del sujeto, y que resulta algo invasiva.

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4.2.2. Evaluación de la resistencia

La resistencia (endurance) es la propiedad de los músculos que les permite man-tener un nivel de esfuerzo submáximo por un tiempo determinado. En general, las pruebas de resistencia pueden dividirse según se utilice un esfuerzo único o esfuer-zos repetidos hasta el fracaso. Por otra parte, las pruebas de resistencia, como las de fuerza, han de ser lo más específicas posible para el músculo o grupo muscular que se pretende evaluar.

4.2.2.1. PRUEBAS DE ESFUERZO MANTENIDO

Son más utilizadas en músculos no respiratorios, como los de las manos. En el caso del sistema respiratorio se emplea la presión inspiratoria submáxima mantenida y su correspondiente espiratorio. Es necesario contar con un sistema que permita alcanzar una determinada “presión-diana” con la vía aérea ocluida, manteniéndola el mayor tiempo posible.

4.2.2.2. PRUEBAS DE ESFUERZO REPETIDO

Fundamentalmente existen 2 modalidades: contra vía aérea ocluida y contra vía aérea permeable. En el segundo caso, la respiración se produce contra resistencias que pueden ser resistivas o de tipo umbral. Las segundas son preferibles por permi-tir regular el nivel de esfuerzo. También puede incluirse aquí la MVV, mencionada en otra parte de esta monografía.

4.2.2.3. MANIOBRAS REPETIDAS CONTRA LA VÍA AÉREA OCLUIDA

Se han utilizado tanto en la modalidad inspiratoria como espiratoria. Se cuantifica el número de maniobras. Son poco utilizadas.

4.2.2.4. MANIOBRAS REPETIDAS CONTRA RESISTENCIAS

También existe en su modalidad espiratoria e inspiratoria. Las resistencias pueden ser resistivas o umbrales. En el primer caso, es imprescindible controlar el patrón ventilatorio para asegurar el nivel de esfuerzo. En el caso de las cargas umbrales, se establece una presión “dintel”, que el enfermo debe superar para establecer el flujo aéreo. Las válvulas que permiten la imposición de cargas umbral pueden utilizarse en 2 tipos de pruebas de resistencia, que son muy similares en su concepción a las que se utilizan para evaluar la capacidad general de ejercicio. Por un lado, aquellas en que se utilizan cargas incre-mentales. Éstas van aumentando en intervalos regulares hasta que se produce el fraca-so. Permiten determinar la presión máxima sostenible (MSP), inspiratoria o espiratoria. Por otra parte, existe también una modalidad en que se aplica una carga submáxima (a partir del valor alcanzado con la PIM o la PEM). El tiempo que pueda mantenerse dicha


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carga se denomina tiempo de resistencia (Tlim), y es la variable más aceptada para valorar esta propiedad en los músculos respiratorios. Aunque la repetibilidad es aceptable, no existen valores de referencia ampliamente aceptados.

Requerimientos mínimosLas pruebas de resistencia necesitan de un equipamiento mínimo, que no siempre

se halla disponible en el mercado. Idealmente, debería contarse con una válvula umbral (modalidad inspiratoria o espiratoria, según el objetivo), aplicable en el circui-to correspondiente mediante una válvula adicional de 2 vías. El sistema debe contar con un registro de presión para monitorizar la carga y tiempo de aguante. Se reco-mienda, además, la monitorización de la saturación de oxígeno con pulsioxímetro, y monitorización del electrocardiograma.

PersonalEl nivel adecuado es el de diplomado en Enfermería o fisioterapeuta, con entre-

namiento específico. El período de aprendizaje es de unos 2-3 meses. Al tratarse de pruebas de resistencia, siempre deberá hallarse presente un medico especializado, con entrenamiento en recuperación cardiopulmonar.

4.2.3. Evaluación de la reserva ante la fatiga

La reserva ante el fracaso contráctil puede aproximarse mediante diversas técnicas. Entre otras, el cálculo de los índices tensión-tiempo y tasa de relajación máxima.

4.2.3.1 ÍNDICES TENSIÓN-TIEMPO

Pueden determinarse a partir del cociente entre presión respiratoria a volumen corriente (P) y presión máxima (Pmax) por un lado, y la relación entre tiempo inspira-torio (TI) y tiempo total respiratorio (TTOT) por otro. El cálculo puede realizarse para la totalidad de los músculos respiratorios (TTMR, en este caso se utilizarán presiones en boca o presiones esofágicas), o bien de forma específica para el diafragma (TTdi, aquí las presiones utilizadas serán lógicamente las transdiafragmáticas). La fórmula a aplicar es: índice tensión-tiempo = (P/Pmax) * (TI/TTOT).

Requerimientos mínimosSon los que se precisan para la determinación simultánea de presiones respirato-

rias y patrón ventilatorio. Si se desea la determinación de presiones esofágicas o transdiafragmáticas, deberá contarse, además, con un sistema que permita la moni-torización invasiva (sondas-balón o con transductores incorporados, y sistema de registro).

Las indicaciones actuales se hallan fundamentalmente centradas en la investiga-ción, aunque puede ser útil en el diagnóstico de las enfermedades neuromusculares con posible afectación respiratoria.

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Personal necesarioDada la complejidad de la prueba, debe contarse con personal con cualificación

de diplomado de Enfermería, y entrenamiento específico.

4.2.3.2. TASA DE RELAJACIÓN MÁXIMA (MRR)

Se basa en el hecho de que la velocidad de relajación es un marcador más sen-sible de la aparición de fatiga que otros componentes. Se define como el porcentaje de caída en la porción correspondiente a la relajación, valorada en la curva de presión respiratoria en 10 m/s. Puede determinarse en las curvas de presión nasal, bucal, esofágica o transdiafragmática, aunque es más frecuente realizarlo sobre estas últi-mas. Su utilidad se ha visto restringida a estudios fisiopatológicos, aunque algunos autores propugnan su uso clínico a partir de las determinaciones de presión nasal o en boca.

4.2.4. Otras técnicas útiles en la evaluación muscular respiratoria

4.2.4.1. ESPIROMETRÍA FORZADA BASAL Y EN DIFERENTES POSICIONES

La propia espirometría forzada puede dar la pista sobre una disfunción muscular, evidenciada por el descenso en la capacidad vital forzada (FVC), con incremento del cociente FEV1/FVC y aparición de una alteración ventilatoria restrictiva. Además, puede ser útil comparar los valores espirométricos en sedestación y decúbito supino. A menudo olvidada, es una técnica sencilla para detectar disfunción muscular respiratoria (funda-mentalmente del diafragma). En circunstancias normales, la presión de las vísceras ab-dominales sobre el diafragma lo distiende estimulando su contracción (ley de Starling). En cambio, en caso de debilidad o fatiga diafragmática, el músculo actuará más como una “membrana”, permitiendo la transmisión total o parcial de la presión abdominal al tórax, lo que dificultará su llenado y capacidad espiratoria posterior. Se acepta que una reducción en la capacidad vital forzada (FVC) superior al 25% al pasar al decúbito supi-no, o bien una FVC < 75% del valor de referencia en decúbito supino cuando su valor en sedestación fuera normal, indican disfunción muscular diafragmática. La comparación entre las espirometrías obtenidas en uno y otro decúbitos laterales puede ayudar a de-tectar disfunción diafragmática unilateral. Dado que la espirometría forzada aparece de-tallada en otra monografía, no se mencionan aquí los requerimientos técnicos mínimos ni la preparación del personal encargado de su realización.

4.2.4.2. PLETISMOGRAFÍA CORPORAL, DETERMINACIÓN DE VOLÚMENES PULMONARES ESTÁTICOS

Los volúmenes estáticos también pueden verse afectados por los procesos neuro-musculares. En este caso, las alteraciones espirométricas de índole restrictivo se verán completadas por una disminución en la capacidad pulmonar total (TLC) y la


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capacidad funcional residual (FRC). En muchas ocasiones, esto se acompañará de un aumento del volumen residual (RV). Como en el caso de la espirometría, los de-talles sobre requerimientos y preparación para la realización de la pletismografía aparecen detallados en otra monografía de la serie.

4.2.5. Músculos de la vía aérea superior

Finalmente, cabe considerar la evaluación funcional de este grupo muscular, fre-cuentemente afectado en las enfermedades neuromusculares. En este sentido pue-den resultar útiles técnicas sencillas como la determinación de las curvas flujo-vo-lumen en una maniobra inspiratoria-espiratoria forzada. Los conocidos patrones de obstrucción variable extratorácica y obstrucción fija pueden ser de utilidad. Dado que esta exploración ha sido ya detallada en una monografía precedente, no se trata aquí con mayor detalle.

5. CONSIDERACIONES FINALES

5.1. Indicaciones de la evaluación de la función muscular respiratoria

Desde un punto de vista general, estará justificada en toda situación en que se sospeche una disfunción de los músculos inspiratorios y espiratorios, y en especial del diafragma. Así estará indicada en:

– Enfermedades neuromusculares, como la esclerosis lateral amiotrófica (ELA) y enfermedades de la motoneurona en general, miastenias, miopatías (incluyendo las secundarias a tratamientos con fármacos lesivos para el músculo).

– Enfermedades sistémicas con posible afectación muscular respiratoria, como el lupus eritematoso sistémico (LES), la dermatopolimiositis y diversos síndromes de origen endocrino.

– La EPOC (normativa de la European Respiratory Society), debido a los múltiples factores que condicionan disfunción muscular en dicha enfermedad (malnutri-ción, inflamación, cambios en la geometría del tórax, tratamientos).

– Alteración ventilatoria restrictiva de origen incierto.

5.2. Ámbito de realización

Para la mayoría de las pruebas será siempre el hospitalario, en las instalaciones del laboratorio de función respiratoria. Únicamente la medición de PIM y PEM en boca puede realizarse de forma ambulatoria, aunque el explorador debe haber reci-bido el entrenamiento especializado que se mencionó anteriormente. En el centro hospitalario debe disponerse de un espacio específico que, en el caso de ofertar una evaluación muscular completa, debería ser de unos 10 m2.

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5.3. Control de la ventilación y función muscular respiratoria durante el sueño

El sueño, como fase del ciclo fisiológico con características específicas, merece una mención diferenciada. Aunque el estudio de los trastornos respiratorios que se producen durante el sueño se realiza mediante polisomnografía, existen una serie de exploraciones que pueden ayudar a valorar la disfunción concreta en la génesis, transmisión o respuesta muscular al estímulo ventilatorio. Así, la determinación con-junta de los movimientos toracoabdominales y el flujo aéreo o la presión en la vía aérea, ayudarán a discriminar el origen central (sistema nervioso y efectores muscu-lares) u obstructivo (vía aérea) de las apneas o hipoapneas. La presión en vía aérea también puede ser útil para valorar la respuesta muscular en esas circunstancias. Un punto de interés en el caso de apneas predominantemente obstructivas son sus consecuencias en la función muscular diurna. Al parecer, los repetidos esfuerzos inspiratorios nocturnos, en hipoxia y contra una vía aérea ocluida, resultan en una menor resistencia muscular durante el día, sin que la fuerza se vea afectada. En los casos de apneas centrales, muchas de las técnicas ya mencionadas de evaluación del control de la ventilación y la respuesta muscular resultan útiles en el diagnóstico y manejo clínico de los pacientes. Otra circunstancia de gran interés clínico son los trastornos respiratorios del sueño que acompañan a muchas enfermedades neuro-musculares. En general puede afirmarse que en estas entidades los trastornos diur-nos se agravarán durante la noche.


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BIBLIOGRAFÍA

– Tisi GM. Arterial blood gases and pH. En: Tisi GM (ed). Pulmonary Phsyio-logy in Clinical Medicine. Baltimore: Williams & Wilkins 1980:35.

– Benchetrit G. Breathing pattern in humans: diversity and individuality. Respir Physiol 2000;122:123-9.

– Tisi GM. Arterial blood gases and pH. En: Tisi GM (ed). Pulmonary Phsyio-logy in Clinical Medicine. Baltimore: Williams & Wilkins 1980:75-92.

– Gea J, Moral A, García-Palleiro P, et al. El gradiente alveolo-arterial de oxí-geno en el manejo del enfermo neurológico. Neurología 1989;4:148-9.

– Lederer DH, Altose MD, Kelsen SG, Cherniak NS. Comparison of occlusion pressure and ventilatory responses. Thorax 1977;32:212-20.

– Whitelaw WA, Derenne JP. Airway occlusion pressure. J Appl Physiol 1993;74:1475-83.

– Gea J, Espadaler JM, Guiu R, Aran X, Seoane L, Broquetas JM. Diaphrag-matic activity induced by cortical stimulation: surface versus esophageal electrodes. J Appl Physiol 1993;74:655-8.

– Man WD, Soliman MG, Nikoletou D, et al. Non-volitional assessment of ske-letal muscle strength in patients with chronic obstructive pulmonary disease. Thorax 2003;58:665-9.

– Luo YM, Polkey MI, Johnson LC, et al. Diaphragm EMG measured by cer-vical magnetic and electrical phrenic nerve stimulation. J Appl Physiol 1998;85: 2089-99.

– Rochester DF. Tests of respiratory muscle function. Clin Chest Med 1988;9: 249-61.

– Arora NS, Rochester DF. Respiratory muscle strength and maximal vo-luntary ventilation in undernourished patients. Am Rev Respir Dis 1982; 126:5-9.

– Read DJC. A clinical method for assessing the ventilatory response to carbon dioxide. Australasian Ann Med 1967;16:20-32.

– Milic-Emili J. New tests to assess lung function. Clinical methods for asses-sing the ventilatory response to carbon dioxide and hypoxia. N Engl J Med 1975;293:864-5.

– Cameron IR. The investigation of the respiratory response to hypercapnia. Bull Eur Physiopathol Respir 1979;15(Suppl):213-21.

– Rebuck AS, Kangelee M, Pnegelly LD, et al. Correlation of ventilatory res-ponses to hypoxia and hypercapnia. J Appl Physiol 1973;35:173-7.

– Whipp BJ, Wasserman K. Exercise. En: Murray JF, Nadel JA (eds). Textbook of Respiratory Medicine. Filadelfia: Saunders 1994.

132


– Forster HV, Pan LG. Breathing during exercise: demands, regulation, limita-tions. Adv Exp Med Biol 1988;227:257-76.

– Sinderby CA, Beck JC, Lindstrom LH, Grassino AE. Enhancement of signal quality in esophageal recordings of diaphragm EMG. J Appl Physiol 1997;82:1370-7.

– Sinderby C, Beck J, Spahija J, Weinberg J, Grassino A. Voluntary acti-vation of the human diaphragm in health and disease. J Appl Physiol 1998;85: 2146-58.

– Chaudri MB, Liu C, Watson L, Jefferson D, Kinnear WJ. Sniff nasal inspiratory pressure as a marker of respiratory function in motor neuron disease. Eur Respir J 2000;15:539-542.

– Uldry C, Fitting JW. Maximal values of sniff nasal inspiratory pressure in healthy subjects. Thorax 1995;50:371-5.

– Heritier F, Rahm F, Pasche P, Fitting JW. Sniff nasal inspiratory pressure. A noninvasive assessment of inspiratory muscle strength. Am J Respir Crit Care Med 1994;150:1678-83.

– Koulouris N, Mulvey DA, Laroche CM, Sawicka EH, Green M, Moxham J. The measurement of inspiratory muscle strength by sniff esophageal, naso-pharyngeal, and mouth pressures. Am Rev Respir Dis 1989;139:641-6.

– Gallart Ll, Gea J, Aguar MC, et al. Effects of interpleural bupivacaine on respiratory muscle strength and pulmonary function. Anesthesiology 1995;83: 48-55.

– Laroche CM, Mier AK, Moxham J, Green M. The value of sniff esophageal pressures in the assessment of global inspiratory muscle strength. Am Rev Respir Dis 1988;138:598-603.

– Laporta D, Grassino A. Assessment of transdiaphragmatic pressure in hu-mans. J Appl Physiol 1985;58:1469-76.

– De Troyer A, Estenne M. Limitations of measurement of transdiaphragmatic pressure in detecting diaphragmatic weakness. Thorax 1981;36:169-74.

– Aran X, Gea J, Guiu R, et al. Comparación de tres maniobras diferentes para la obtención de la presión transdiafragmática máxima. Arch Bronconeumol 1992;28:112-5.

– Fuller D, Sullivan J, Fregosi R. Expiratory muscle endurance after exhaustive submaximal exercise. J Appl Physiol 1996;80:1495-502.

– Gandevia SC, McKenzie DK, Neering IR. Endurance properties of respiratory and limb muscles. Respir Physiol 1983;53:47-61.

– Martyn JB, Moreno RH, Pare PD, Pardy RL. Measurement of inspiratory muscle performance with incremental threshold loading. Am Rev Respir Dis 1987;135:919-23.


133

– Fiz JA, Romero P, Gómez R, et al. Indices of respiratory muscle endurance in healthy subjects. Respiration 1998;65:21-7.

– Orozco-Levi M, Gea J, Ferrer A, et al. Expiratory muscle endurance in middle-aged healthy subjects. Lung 2001;178:1-11.

– Ramírez-Sarmiento A, Orozco-Levi M, Barreiro E, et al. Expiratory muscle endurance in chronic obstructive pulmonary disease. Thorax 2002;57:132-6.

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N. CalafHospital de la Santa Creu i Sant Pau. Barcelona

1. INTRODUCCIÓN

La bomba respiratoria está compuesta por la pared torácica (caja costal y abdomen) y los músculos respiratorios (diafragma, intercostales, accesorios y abdominales).

La inspiración se produce gracias al desplazamiento de la pared abdominal o de la caja torácica, lo que produce un aumento del volumen pulmonar. La contracción del diafragma desplaza las vísceras abdominales hacia abajo y la contracción de los intercostales externos y los músculos accesorios expande la caja torácica.

Durante la respiración tranquila, la inspiración se produce de forma activa, mientras que la espiración se produce de forma pasiva, excepto durante la obstrucción al flujo aéreo o durante la realización de un ejercicio intenso.

Otra función de los músculos respiratorios es la de contribuir en los esfuerzos expulsivos (tos, vómito y defecación) y en la emisión de la voz.

La medición de las presiones respiratorias estáticas máximas consiste en realizar maniobras de inspiración y espiración forzadas máximas, contra una vía ocluida para poder medir la presión en la boca, ya que con la glotis abierta, la presión en la boca debe ser igual que la presión alveolar.

2. ESPACIO FÍSICO

El espacio físico destinado a la medida de presiones respiratorias máximas debe estar aislado acústicamente y debe ser individualizado.

En cuanto a las dimensiones debe permitir que el paciente esté sentado cómoda-mente en una silla y que la persona que realice las pruebas se pueda mover con libertad alrededor de él.

El equipo y el registrador gráfico deben estar instalados de forma que sean visibles con facilidad y el resto del material necesario, a mano.

Dado que a veces puede ser útil realizar las medidas de presiones respiratorias máxi-mas, en la cabecera del paciente, en los enfermos hospitalizados, podría ser interesante disponer de un equipo portátil. En ese caso y si la medida se realiza en decúbito debemos anotarlo, también anotaríamos si la medida se hubiera hecho sin registro gráfico.

3. EQUIPOS

3.1. Manómetro o transductor de presión

La medida de las presiones respiratorias estáticas máximas se puede realizar con un transductor de presión eléctrico del tipo diferencial o de material semiconductor que es más exacto y sensible o con un manómetro convencional.

Medición de las presiones respiratorias máximas4.2.

Medición de las presiones respiratorias máximas

135

Condiciones que debe reunir el equipo:

• Disponer de una salida para registro gráfico.• Lectura directa claramente visible.• Respuesta rectilínea con un error inferior al 2% del fondo de escala.• Sensibilidad capaz de diferenciar cambios de presión de ±1 cmH2O.• Rango de lectura de –250 cmH2O a +250 cmH2O• La precisión y exactitud de las lecturas será de un máximo de 1 cmH2O y un

coeficiente de variación del 2%.

3.2. Registrador gráfico

El registrador gráfico debe mostrar la curva de presiones en un sistema de coor-denadas en las que tendremos presión en las ordenadas y tiempo en las abcisas. Una escala de presión adecuada sería de 20 cmH2O/cm de papel y la velocidad de registro aconsejable de 0,4 cm/s.

El registro de presiones respiratorias estáticas máximas es muy útil para ve-rificar la colaboración del paciente y observar si el trazado muestra errores del tipo inercia, fugas o cualquier cosa que pudiera alterar la medida correcta de la presión.

3.3. Boquilla

La boquilla ideal es la de tipo submarinista, de material rígido, que posea una arandela ancha para situar entre la cara interna de los labios y las encías, impidien-do la fuga de aire.

No es aconsejable utilizar boquillas cilíndricas, ni de cartón, ni de plástico, porque facilita las fugas de aire alrededor de los labios, especialmente en los enfermos neu-romusculares, además, pueden salir valores más altos, ya que facilita que la presión se genere con los músculos faciales.

3.4. Llave bidireccional

La boquilla debe conectarse a una llave bidireccional, es bidireccional porque po-dremos escoger entre tener al paciente conectado a la atmósfera (llave abierta) o en contacto con el manómetro (llave cerrada). El sistema para cerrar la llave y conectar con el manómetro podrá ser manual o automático (Fig. 1).

En el extremo de la llave deberá haber una fuga de 1 mm de diámetro y 15 mm de longitud (fuga de Clausen) para contrarrestar el exceso de presión de los múscu-los bucinadores.

El diámetro interior de la llave no debe ser inferior a 2,5 cm.

136


4. PERSONAL: CUALIFICACIÓN Y PREPARACIÓN

• Titulación acadé-mica de diplomado de enfermería o si-milar.

• Experiencia en la realización de otras técnicas de medición de la fun-ción pulmonar.

• Conocimiento de indicaciones, con-t ra indicaciones, complicaciones y limitaciones de la técnica.

• Entrenamiento pre-vio en un centro reconocido, duran-te 6 meses.

• Experiencia en calibración de equipos y representación gráfica de señales.• Conocimientos de fisiología respiratoria y de sistemas de unidades de medida.• Habilidades comunicativas.• Iniciativa en la toma de decisiones.• Capacidad para solucionar problemas técnicos.

5. Indicaciones, contraindicaciones, limitaciones y complicaciones

5.1. Indicaciones

• Enfermedades neurológicas (miastenia gravis, esclerosis lateral amiotrófica). Diagnóstico y seguimiento.

• Programas de rehabilitación respiratoria. Evaluación pre y posfisioterapia. Valo-ración eficacia de la tos.

• Procesos respiratorios que afectan la musculatura respiratoria (deformidades torácicas, parálisis diafragmática, enfisema).

• Estudio de disnea de origen desconocido.• Enfermedades metabólicas (diabetes, hipertiroidismo, hipotiroidismo).• Ventilación mecánica y desconexión del respirador.

Figura 1.


137

5.2. Contraindicaciones

5.2.1. Absolutas

• Aneurisma aórtico.• Neumotórax.• Fístulas de pared costal o pulmonares.• Traumatismo reciente o cirugía en vía aérea superior o toracoabdominal.• Infarto de miocardio reciente o ángor.• Desprendimiento de retina, glaucoma o cirugía ocular reciente.• Aumento de presión intracraneal (enclavamiento amigdalar, meningocele, hidro-

cefalia).• Hernias abdominales.• Problemas agudos de oído medio.

5.2.2. Relativas

• Síntomas de enfermedad aguda (náuseas, vómitos y dolor).• Problemas de riego cerebral.• Tos.• Varices hemorroidales sangrantes.

5.3. Limitaciones

• Falta de comprensión o colaboración del paciente.• Intolerancia a la boquilla (náuseas y vómitos).• Falta de apertura bucal para utilizar una boquilla tipo submarinista (esclerodermia).• Paciente traqueotomizado (por imposibilidad de realizar una conexión hermética

con el sistema).

5.4. Complicaciones

No deberían producirse siguiendo las recomendaciones, pero en algún caso se han descrito:

• Neumotórax espontáneo.• Síncope.• Dolor torácico.• Hemorragias conjuntivales.

6. ÁMBITO DE REALIZACIÓN

Debe realizarse en el ámbito hospitalario:

• Laboratorio de función pulmonar.

138


• Sala de hospitalización.• Unidades de cuidados intensivos.

7. RECOMENDACIONES PREVIAS

• Antes de la citación, valorar las contraindicaciones de la prueba.• Evitar comidas copiosas 2 h antes de la prueba.• No fumar en las 24 h previas a la prueba.• No tomar bebidas estimulantes (café, té, cola) 6 h antes de la prueba.• No realizar ejercicio intenso 30 min antes.• No llevar fijaciones ortopédicas, ni ropas ajustadas que dificulten la respiración.• No es necesario prescindir del tratamiento de oxígeno, hasta el comienzo de la

prueba.• No tomar broncodilatadores las 24 h previas; si se ha tomado anotar fármaco,

dosis y hora.


• Observar las condiciones físicas del paciente para realizar la prueba.• Asegurarnos de que el paciente haya seguido las recomendaciones previas.• Averiguar diagnóstico, motivo de la prueba, antecedentes y existencia de enfer-

medades infecciosas (SIDA, hepatitis, tuberculosis); esto último para decidir uti-lizar un filtro entre la boquilla y la llave bidireccional.

• Medir y pesar al paciente para registrar los datos antropométricos. En caso de escoliosis anotaremos la envergadura (distancia entre las puntas de los dedos mayores, con los brazos en cruz).

• Antes de comenzar la prueba, el paciente debe estar 5 min sentado cómoda-mente y relajado o en decúbito si se ha de realizar la prueba en esa posición; en este caso debe anotarse la posición de decúbito. Asegurarnos de que no lleva fijaciones, ni ropas que le opriman el tórax.

• Aprovecharemos el tiempo de descanso del paciente para explicarle el procedi-miento y cómo debe colaborar.

• Si el paciente lleva dentadura postiza y eso no impide la realización correcta de la prueba, no debe quitársela.

• Asegurarnos de que las pinzas nasales ocluyen la nariz correctamente y no se le caerán durante la prueba.

9. PREPARACIÓN DEL EQUIPO

Debemos tener el manómetro o transductor de presión calibrado y el registrador y la llave bidireccional preparados. También debe estar comprobado el hermetismo del sistema, válvula tubo, conexiones y boquilla y el buen estado del mismo.


139

Además, debemos disponer y tener al alcance de la mano el siguiente material:

• Báscula y tallímetro.• Pinzas nasales.• Filtro antibacteriano y antiviral, por si el paciente lo requiere.• Silla cómoda con el respaldo vertical, para el paciente.• Boquilla tipo “buzo”, ajustable entre los dientes y los labios.• Camilla, en el caso de que se tuviera que realizar la prueba en decúbito.

10. SISTEMAS DE CALIBRACIÓN

Los manómetros de presión que se utilizan para medir las presiones respiratorias estáticas máximas son muy estables y basta con calibrarlos cada 3 meses o en el caso de que se sospeche un desajuste del mismo. En el rango de presiones que necesitamos utilizar, que sería entre 50-250 cmH2O, se puede utilizar una columna vertical de líquido sobre una escala milimetrada, de fabricación artesanal o de las disponibles en el mercado.

11. PROCEDIMIENTO

11.1. Generalidades

• Pedir al paciente que se desabroche el cinturón o cualquier cosa que le dificulte la respiración.

• Acomodarlo en un sillón con la espalda recta.• Explicarle las maniobras que va a realizar y subrayarle la conveniencia de con-

seguir un esfuerzo máximo.• Prevenirle de la incomodidad propia de la prueba.• Enseñarle cómo debe colocarse la boquilla.• Colocar las pinzas nasales, ocluyendo la nariz.• Indicarle cómo debe colocar sus manos alrededor de los labios y encima de las

mejillas, para impedir las fugas de aire y las oscilaciones debidas a los músculos bucinadores (si el paciente no puede o no sabe hacerlo solo, pediremos ayuda a un compañero para que lo haga).

• Comenzaremos el estudio por la medida de PEmax, porque es más fácil de en-tender y de realizar.

11.2. Maniobra correcta

Para medir la PEmax se solicita al paciente que haga una inspiración máxima, en este momento cerraremos la llave bidireccional que lo conectaba a la atmósfera, para pasar a estar conectado al manómetro de presión, y le pediremos que sople con todas sus fuerzas durante 3 a 5 s.

140


Para medir la PImax se pide al paciente que haga una espiración máxima, en este momento cerraremos la llave que lo conectaba con la atmósfera, para pasar a estar conectado con el manómetro de presión, y le pediremos que inspire con todas sus fuerzas durante 3 a 5 s.

Entre la medición de PImax y PEmax el paciente descansará 5 min, y entre maniobra y maniobra 1 min.

En el caso de pacientes sometidos a ventilación mecánica, las maniobras pueden realizarse desde el nivel de capacidad residual funcional, pero entonces, los valores obtenidos serán más bajos y no se ajustarán a la mayor parte de los valores de re-ferencia.

11.3. Criterios de aceptación

Es aconsejable realizar como mínimo 6 maniobras técnicamente correctas y entre 3 de ellas debe haber una variabilidad menor al 5%. En cuanto al número máximo de maniobras a realizar, pensamos que más de 10 no son justificables.

En cuanto a la corrección de las maniobras debemos estar atentos a las posibles fugas, comprobando en todo momento la colocación de las manos en las mejillas y valorar si el paciente ha hecho un esfuerzo máximo; para esto, también es útil pre-guntar al propio paciente sobre la magnitud del esfuerzo que cree haber realizado.

El resultado de cada maniobra corresponde a la máxima presión obtenida una vez desechado el primer segundo de la misma (para contrarrestar los fenómenos de inercia), tanto en la PIM como en la PEM. Escogeremos las curvas con mayores valores y que tengan meseta en la parte superior de la misma.

11.4. Errores mas frecuentes

El error más frecuente es la fuga bucal, especialmente durante la determinación de las presiones espiratorias máximas.

Otro error puede ser que haya fuga en las conexiones o incluso que algún tubo estuviera ocluido.

Es frecuente que el paciente no colabore al máximo desde la primera maniobra; suelen ir aprendiendo de maniobra en maniobra, hasta conseguir una estabilidad en los resultados.

Otra causa de error es el cierre involuntario de la glotis durante la realización de las maniobras.

11.5. Representación gráfica

El registro gráfico de las presiones respiratorias máximas es absolutamente nece-sario; con él escogemos las curvas técnicamente correctas, o sea, sin artefactos, sin fugas, con meseta (Fig. 2).


141

Conservar las curvas nos permi-tirá tener un buen control de cali-dad a posteriori.

El registrador nos muestra las curvas en un sistema de coorde-nadas (presión en las ordenadas y tiempo en las abcisas). La esca-la de presión que utilizamos habi-tualmente corresponde a 20 cmH2O/cm de papel y la velocidad del registro es de 0,4 cm/s.

Cuando no es posible tener re-gistro gráfico de las curvas, como es el caso de medirlo a la cabece-ra del paciente, en vez de en el laboratorio de función pulmonar, debemos anotarlo.

12. EXPRESIÓN DE LOS RESULTADOS

Los valores se expresan como cmH2O para el valor absoluto y en porcentaje res-pecto al valor de referencia. Los valores absolutos corresponderán a los valores más altos de una gráfica que cumpla con los criterios de aceptabilidad y reproducibilidad (variabilidad entre 3 gráficas, menor al 5%).

En la prueba deben constar los siguientes datos:• Fecha, nombre y nº de historia.• Diagnóstico, procedencia y motivo de la exploración.• Sexo, edad, peso y talla.• Incidencias durante la prueba.• Posición en la que se realizan las maniobras.• Señalar la curva escogida.Las presiones respiratorias estáticas máximas se expresan de forma numérica y

gráfica. Es conveniente conservar también las gráficas para un posterior control de calidad.

13. VALORES DE REFERENCIA

Lo ideal es disponer de valores de referencia propios, pero si no se tienen es útil obtener valores propios, en un grupo de voluntarios sanos (superior a 30) y compa-rar los resultados con los publicados por otros autores, para escoger las ecuaciones de predicción que más se parezcan a las nuestras.

Figura 2.

142


Los únicos datos para adultos, obtenidos en nuestro país, fueron medidos en Va-lencia con 264 sujetos sanos1, cuyas ecuaciones de predicción encontrarán en la tabla I.

14. CONTROL DE CALIDAD

Las revisiones y reparaciones del equipo deben ser registradas con su fecha en la libreta de mantenimiento del mismo.

Es conveniente realizar controles mensuales con personas patrón, sanas, conoci-das y que realicen bien la técnica. También debemos hacerlo cuando sospechemos un desajuste del aparato.

La comprobación y posible calibración de los manómetros actualmente comercia-lizados para la medida de presiones respiratorias máximas es función del servicio posventa de la casa comercial que distribuye el equipo.

15. LIMPIEZA DE LOS EQUIPOS

El personal que realice la limpieza de los equipos deberá protegerse usando guan-tes para manipular el material (boquillas, válvulas y tubos) e inmediatamente lavarse las manos.

15.1. Boquillas

Para la medida de presiones máximas, utilizamos boquillas reutilizables, que deben ser lavadas con agua y jabón y después someterlas a una desinfección de alto nivel.

Tabla IEcuaciones de predicción de las presiones respiratorias

estáticas máximas1

Sexo Ecuación R2 SEE

Hombres PEmax = 263,12 – 1,31 x edad 0,223* 43 PImax = 133,07 – 1,03 x edad + 0,59 x peso 0,305* 29

Mujeres PEmax = 116,23 – 0,57 x edad + 0,65 x peso 0,127* 28 PImax = 125,18 – 0,64 x edad 0,192* 23

PEmax y PImax expresadas en cmH2O (la PImax de signo negativo). Edad en años y peso en kg.


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15.2. Pinzas

Si no son de un solo uso, se recomienda lavarlas con agua y jabón entre pacien-te y paciente.

15.3. Válvulas

La válvula se debe desmontar para lavarla con agua y jabón y después hacer una desinfección de alto nivel. La periodicidad depende del uso, pero 1 vez por semana podría ser adecuado.

15.4. Filtros antibacterianos y antivirales

Es recomendable el uso de filtros en pacientes infectocontagiosos, tanto en pro-cesos agudos (neumonías, tuberculosis, etc.) como en los enfermos que han pade-cido hepatitis o SIDA.

También es recomendable el uso de filtros en todos los pacientes inmunodepri-midos, como, por ejemplo, los tratados con quimioterapia y los enfermos trasplan-tados.

16. Mantenimiento

Es conveniente utilizar una libreta de mantenimiento donde se anoten las repara-ciones, incidencias y calibraciones del equipo.

El mantenimiento se realizará de acuerdo con las instrucciones del fabricante.

17. INTERPRETACIÓN DE LOS RESULTADOS

Para poder interpretar los resultados debemos estar seguros de la correcta cola-boración del paciente, ya que es una técnica que exige un esfuerzo máximo.

Además, los registros gráficos deben cumplir los criterios de reproducibilidad y aceptación (apartado 12.3).

A pesar de disponer de unos valores de referencia, dada la gran variabilidad inte-rindividual, las presiones respiratorias máximas deberían interpretarse más basándo-se en el seguimiento y la monitorización de un mismo paciente que en una medición aislada.

18. SÍMBOLOS, UNIDADES Y CONCEPTOS

La presión la expresamos en centímetros de agua (1 cmH2O = 0,735 mmHg = 0,098 Kpa).

Los volúmenes o capacidades los expresamos en litros:(TLC = capacidad pulmonar total; RV = volumen residual; CRF = capacidad residual

funcional).

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BIBLIOGRAFÍA

1. Morales P. Estudio de la presión inspiratoria máxima y de la presión espira-toria máxima en adultos. Obtención de los valores de referencia. Tesis doc-toral. Universidad de Medicina de Valencia 1990.

2. Macklem PT. Disfunción de la musculatura respiratoria. Hospital Practice 1986;1:11-20.

3. Casan P, Giner J, Sanchis J. Valoración de un nuevo manómetro para pre-siones respiratorias máximas. Arch Bronconeumología 1989;25:322-5.

4. Casan P, Mayos M, Galdiz J, et al. Determinación de las presiones respira-torias estáticas máximas. Propuesta de normativa. Arch Bronconeumología 1990;26:223-8.

5. Mayos M. Presiones respiratorias estáticas máximas: variabilidad técnica, biológica y clínica. Tesis doctoral. Universidad Autónoma de Barcelona. Fa-cultad de Medicina 1992.

6. Fiz JA, Montserrat JM, Picado C, Agustí-Vidal A. Presión inspiratoria estáti-ca máxima (PIM). Relación entre las presiones pico-meseta y efecto del aprendizaje. Arch Bronconeumología 1987;23:253-5.

EVALUACIÓN DE LA FUNCIÓN PULMONAR -II

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