DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE …...
24
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSIS HUMANA MINISTERIO DE SALUD INSTITUTO NACIONAL DE SALUD CENTRO DE INFORMACIÓN Y DOCUMENTACIÓN CIENTÍFICA 2007 BLGO : EDUARDO FERNANDO MIRANDA ULLOA. M.SC.: ELIZABETH SÁNCHEZ ROMANÍ DR: CÉSAR NÁQUIRA VELARDE DR: JOSÉ RENÉ SOMOCURSIO PERALTA SOMOCURSIO. DRA: GLADYS PATIÑO. SERIE INFORMES TÉCNICOS Nº27
Transcript of DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE …...
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE
AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL
DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSIS
HUMANA
MINISTERIO DE SALUDINSTITUTO NACIONAL DE SALUDCENTRO DE INFORMACIÓN Y DOCUMENTACIÓN CIENTÍFICA
2007
BLGO : EDUARDO FERNANDO MIRANDA ULLOA.M.SC.: ELIZABETH SÁNCHEZ ROMANÍ
DR: CÉSAR NÁQUIRA VELARDEDR: JOSÉ RENÉ SOMOCURSIO PERALTA SOMOCURSIO.
DRA: GLADYS PATIÑO.
SERIE INFORMES TÉCNICOS Nº27
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
I.- IDENTIFIC+ACIÓN
Código de la Investigación: 2-01-05-03-058
Centro de Referencia: Centro Nacional de Salud Pública
Título de la Investigación:
“Desarrollo de la Prueba de Aglutinación de Látex para el Diagnóstico de laHidatidosis Humana”
Autor Principal
Blgo : Eduardo Fernando Miranda Ulloa.
[email protected] [email protected]. Tf: 4719920, anexo 137
Laboratorio de Zoonosis Parasitaria, Centro Nacional en Salud Pública- INS.
Coautores:
M.Sc.: Elizabeth Sánchez Romaní
[email protected]. Tf: 4719920, anexo 137
Laboratorio de Zoonosis Parasitaria, Centro Nacional en Salud Pública- INS.
Dr: César Náquira Velarde
Instituto Nacional de Salud
Dr: José René Somocursio Peralta Somocursio.
Hospital Edgardo Rebagliatti Martins. EsSalud
Dra: Gladys Patiño.
Hospital Hipólito Unanue. MINSA
Institución donde se ejecutó la Investigación: Laboratorio de Zoonosis Parasitaria del
Centro Nacional de Salud Pública del Instituto Nacional de Salud
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
II.-RESÚMEN
La hidatidosis humana causada por la forma larvaria de Echinococcus granulosus es unazoonosis parasitaria de gran importancia en salud pública
Existen diferentes métodos serológicos para el diagnóstico de esta enfermedad, lascuales requieren equipamiento complejo con los que generalmente no cuentan loslaboratorios de las regiones endémicas. En tal sentido con el propósito de obtener unatécnica sencilla, rápida y de bajo costo se estandarizó y desarrolló la prueba deaglutinación de látex, la cual ha demostrado buenos resultados cuando fueron utilizadospara el diagnóstico de otras enfermedades parasitarias.
En el estudio se utilizó partículas de látex de 0.25 um de diámetro, las cuales fueronsensibilizadas con antígeno total de líquido de quíste hidatídico de ovino liofilizado(ATLH-O).Para evaluar la eficiencia de la prueba se emplearon 80 sueros, de los cuales 40pertenecieron a pacientes con enfermedad hidatídica confirmados quirúrgicamente y porpatología, 20 a pacientes con otras enfermedades parasitarias y 20 a personas sanas.Asimismo se evaluó la repetibilidad y reproducibilidad de la prueba en regionesendémicas de esta enfermedad.
La sensibilidad y especificidad encontrada fue de 97.5% y 90% respectivamente, laconcordancia hallada al evaluar la repetibilidad y reproducibilidad fue del 100%.
La prueba de aglutinación de látex presenta alta sensibilidad y buena especificidad,pudiéndose usar como prueba de tamizaje para estudios epidemiológicos y paradiagnóstico de rutina en regiones endémicas del Perú. El costo de cada prueba fuecalculado entre 1 a 1.5 dólares.
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
III.-INTRODUCCION
La hidatidosis humana, zoonosis causada por el estadio larval del Echinococcus
granulosus, el cual se alberga principalmente en el perro, es una enfermedad endémica
en muchos países, siendo muy pocas la naciones que han logrado erradicar esta
zoonosis de sus tierras, dentro de los cuales podemos mencionar a Nueva Zelanda,
Tasmania e Islandia 1
La hidatidosis en sudamérica tiene gran prevalencia en países como Argentina y Chile,
reportándose en este último, tasas que alcanzan los 10.7 x 1000 habitantes 2.
En el Perú no existen datos epidemiológicos actualizados sobre esta enfermedad. Sin
embargo, para el año 1990 la incidencia de la hidatidosis en el Perú alcanzaba cifras de
17.8x mil habitantes (SAIS – Pachacutec, Junín) 3.
La hidatidosis es un problema de salud pública en el Perú, principalmente en los
departamentos de Cerro de Pasco, Junín, Puno, Huancavelica y Arequipa que son áreas
donde se cría ganado ovino y bovino ocasionando altos costos hospitalarios médicos y/o
quirúrgicos que llegan entre 1000 y 5500 dólares por paciente, produciendo limitación
en la capacidad funcional y productiva de la población parasitada, así como problemas
sociales originados en la situación familiar y laboral de los pacientes. 4,5. lo cual
significa gran pérdida de recursos materiales, pues es lamentable decir que el Perú es
uno de los países con más prevalencia de hidatidosis en América, y que aún así no
existe una política para evaluar y controlar el impacto que ocasiona esta enfermedad.
El Echinococcus granulosus en su estado de tenia (adulto) se aloja entre las vellosidades
intestinales del perro. El hombre y el ganado huéspedes intermediarios, contraen la
enfermedad al ingerir los huevos de la tenia, en cuyo caso el embrión liberado atraviesa
la pared intestinal para ir a ubicarse en el hígado, pulmón u otros órganos en los que se
desarrolla la forma quística del parásito (estado larval). El perro contrae la enfermedad
cuando ingiere vísceras parasitadas con quístes hidatídicos fértiles, cerrándose de este
modo el ciclo de vida del Echinococcus granulosus.6.
La patogenia de la hidatidosis es debida principalmente a la presión física que ejercen
los quístes sobre las vísceras del huésped y al shock anafiláctico que se produce por
rotura traumática del quíste intra-abdominal luego de una sensibilización del organismo
a algunos constituyentes del líquido hidatídico.7
El diagnóstico clínico de la hidatidosis humana es difícil de realizar debido a la gran
variedad de signos y síntomas que se presentan en esta enfermedad. Para un diagnóstico
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
definitivo requiere de medios auxiliares, tales como, la tomografía axial computarizada,
la centellografía y la radiografía que permiten determinar la localización, el tamaño y la
apariencia física de la lesión, sin lograr precisar la naturaleza del agente etiológico. Las
pruebas inmunológicas cumplen un rol importante en el diagnóstico de la hidatidosis
por estar orientados a la detección de anticuerpos circulantes o células sensibilizadas a
los constituyentes de la larva de Echinococcus granulosus 8. Estas pruebas
inmunodiagnósticas son también de gran utilidad en la determinación de la prevalencia
e incidencia de la hidatidosis humana en una determinada región, pues estos estudios
implican el examen de un gran número de sueros, por lo que es conveniente emplear
pruebas sencillas rápidas de bajo costo, con una alta sensibilidad.9,10
En la actualidad los métodos serológicos de diagnóstico más empleados son: La prueba
de ELISA, HAI, IFI, Arco V y Inmunoblot.
La prueba de Inmunoensayo ligado a enzima -ELISA usando antígeno total de líquido
hidatídico presenta una alta sensibilidad y una baja especificidad lo que la hace útil en la
aplicación de estudios epidemiológicos ; sin embargo la desventaja de esta prueba es
que se requiere para su ejecución equipos y materiales de alto costo 7
La prueba de Inmunofluorescencia indirecta (IFI), que utiliza como antígenos cortes de
protoescólices, adheridos a láminas porta objetos, posee una alta sensibilidad y buena
especificidad; sin embargo requiere de un microscopio de fluorescencia y de antígenos
que no siempre están disponibles motivo por el cual su uso es limitado7
La prueba de Hemaglutinación Indirecta(HAI) utiliza glóbulos rojos como soporte de
los antígenos solubles del quíste hidatídico los cuales al reaccionar contra el anticuerpo
específico del suero produce una aglutinación visible y cuantificable, esta técnica
presenta una alta sensibilidad y buena especificidad, además de ser de fácil ejecución,
barata y no requiere de equipos de lectura, sin embargo la desventaja de este método
está en la necesidad de determinar un título de valor diagnóstico para cada región
endémica. Asimismo se ha encontrado alto indice de reacción cruzada con sueros de
pacientes con cisticercosis.7
La prueba de ARCO V utiliza geles de a agarosa como soporte por donde difunden los
antígenos y los anticuerpos formando bandas de precipitación. Esta técnica es altamente
específica, de fácil manejo e interpretación pero presenta el incoveniente de ser poco
sensible, utilizar mucho reactivo y ser muy lento en su ejecución 11
La prueba de Inmunoblot permite observar la reacción de los anticuerpos presentes en el
suero de un paciente frente a proteínas antigénicas del líquido hidatídico. Este método
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
presenta una alta sensibilidad y especificidad, siendo usado en el diagnóstico
confirmatorio de esta enfermedad sin embargo es de alto costo. 12, 13
El reactivo látex hidatidosis consiste en una suspensión de partículas de poliestireno
sobre las cuales se ha absorvido antígeno de líquido hidatídico. Esta suspensión de
partículas de poliestireno tiene un aspecto uniforme y lechoso si se le observa a simple
vista sobre una placa oscura. Si esta suspensión se enfrenta a una muestra en la cual hay
anticuerpos desarrollados contra el parásito, esta suspensión pierde su aspecto uniforme
produciéndose una agregación de partículas, esta agregación puede observarse a simple
vista. Estos agregados están formados por el entrecruzamiento de las partículas de látex
por los anticuerpos presentes en la muestra al unirse estos al antígeno absorbido sobre
las partículas de látex 14,15. La prueba de látex empleando antígeno hidatídico
purificado, ha sido utilizada en otros países mostrando una alta sensibilidad de 93% y
una especificidad de 82%. También a mostrado buenos resultados al utilizarse para el
diagnóstico de otras parasitosis como: Tricomoniosis, Tripanosomiasis y
Toxoplasmosis.14,,16,17.
En el Perú el diagnóstico de laboratorio no es posible en laboratorios de escasos
recursos; siendo necesario y teniendo en cuenta la importancia de contar con pruebas
sencillas de ejecución en laboratorio con escasa estructura e instrumentales y que pueda
usarse en el tamisaje de la infección por la larva de Echinococcus granulosus en zonas
poco accesibles para estudios epidemiológicos, lo cual ayudará al diagnóstico precoz y
tratamiento oportuno, así como a conocer la prevalencia e incidencia de hidatidosis
humana en áreas endémicas como la sierra del Perú, para acciones de prevención y
control de esta zoonosis parasitaria. Es por lo que en el presente estudio se planteó
como objetivo general: Desarrollar una prueba sencilla y de bajo costo para el
diagnóstico de la infección por la larva de Echinoccocus granulosus.
Mientras que los objetivos específicos fueron:
Estandarizar la técnica de aglutinación de partículas de látex para el diagnóstico
de la hidatidosis humana en áreas endémicas del Perú
Evaluar la sensibilidad y especificidad de la prueba de aglutinación de látex
Evaluar la repetibilidad y reproducibilidad de la prueba de aglutinación de látex
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
IV.-MATERIAL Y MÉTODOS
En la presente investigación se desarrollaron cuatro etapas diferenciadas: selección de
sueros humanos, preparación del antígeno, preparación de la técnica de aglutinación en
látex y determinación de la eficiencia diagnóstica de la aglutinación en látex. A
continuación describimos cada una de estas etapas13,14,18.
1.- Sueros Humanos Utilizados en la Estandarización
Para la selección de los sueros se utilizó el muestreo no provabilístico por
conveniencia.
Se seleccionaron un total de 80 sueros; de los cuales 40 fueron hidatídicos
confirmados por cirugía y patología, 20 no hidatídicos pertenecientes a habitantes de
zonas no endémicas radiologicamente(tórax) sanos y con reacciones negativas a las
pruebas de Inmunoblot, DD5 y ELISA; y 20 sueros procedentes de pacientes con
otras enfermedades parasitarias ( 5 sueros de pacientes con cisticercosis, 5 con
fasciolasis, 5 con toxoplasmosis, 2 con teniosis, 2 con chagas y 1 con malaria).
Las muestras fueron seleccionadas y obtenidas de la seroteca del laboratorio de
zoonosis parasitaria del Instituto Nacional de Salud, la confirmación por cirugía y
patología de los pacientes con hidatidosis se realizó en los hospitales: Edgardo
Rebagliatti Martins y el Hospital Nacional Hipólito Unanue. Asimismo la
confirmación de los sueros con otras parasitosis se realizaron de la siguiente manera:
Los sueros de pacientes con cisticercosis fueron confirmados por el método de
Inmunoblot, los sueros de Fasciolasis se confirmó mediante el método de DD2, los
de Toxoplasmosis mediante el método de IFI, los sueros de los pacientes con
teniosis fueron confirmados por el método parasitológico en heces, los de chagas y
malaria por análisis directo en lámina
2.- Preparación del Antígeno Hidatídico
2.1.- Obtención de los quístes hidatídicos.-
Se colectaron hígados y pulmones que contenían quístes hidatídicos de ovinos
sacrificados en el camal de Yerbateros de Lima (Perú), entre febrero y mayo
del 2004.(foto 01, 02)
En el laboratorio, el líquido hidatídico fue extraído asépticamente con una
jeringa estéril (foto 03) Este líquido fue transferido a frascos estériles y luego
centrifugado a 5000 rpm a 4 ºC durante 30 minutos, el sobrenadante se
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
congeló a -20 ºC hasta su procesamiento posterior y en el sedimento se
observó microscópicamente la presencia de protoescólices lo que demostró
que eran quístes fértiles de Echinococcus granulosus
2.2.- Diálisis y Liofilización del Líquido Hidatídico.
El líquido hidatídico se dializó utilizando una membrana de diálisis (MWCO:
6000-8000 molécula weight) por tres días a 4ºC contra agua destilada, la cual
fue cambiada tres veces. El volumen de agua destilada empleada fue 100 veces
mayor que el volumen de líquido hidatídico a dializar. Luego de dializado, el
líquido hidatídico se liofilizó.(foto 04)
2.3.- Cuantificación de proteínas del Antígeno hidatídico.
El antígeno liofilizado fue resuspendido con buffer glicina ph: 8.2 y
centrifugado a 14000 rpm por una hora a 4ºC. El sobrenadante fué separado y
la concentración de proteínas medida por el método de LOWRY y luego
conservado a – 20 ºC hasta su utilización.
2.4.-Control de antígeno hidatídico
El antígeno hidatídico fue evaluado mediante la prueba de
Inmunoelectroforesis usando doble difusión en gel de agarosa confirmándose
así la presencia del ARCOV al enfrentarlo a un suero control positivo de
referencia. A este antígeno también se le analizó mediante electroforesis en gel
de poliacrilamida para confirmar y caracterizar los componentes protéicos
según su peso molecular.(foto 05)
3.- Técnica de Aglutinación de Látex.-
3.1.- Preparación del reactivo
3.1.1.-Preparación de la suspensión stock de las partículas de látex
Se emplearon partículas látex de poliestireno de aproximadamente 0.25
um de diámetro promedio. Estas partículas se obtuvieron
comercialmente en una suspensión al 10 % V/V procedente de Bangs
Laboratories, USA.
La suspensión stock se preparó diluyendo la suspensión comercial 1:8
en buffer glicina ph: 8.2
3.1.2.-Sensibilización de las partículas de látex con el Antígeno hidatídico
(reactivo de látex sensibilizado)
La concentración óptima de proteínas utilizada como antígeno para la
prueba de látex fue de 2 mg/ml en buffer glicina ph: 8.2
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
Luego con esta concentración de antígeno se sensibilizó las partículas
de látex de la siguiente manera: a 3.0 ml de buffer glicina se agregó 1.0
ml de Antígeno hidatídico y se añadió 0.6 ml de suspensión stock de
partículas de látex. Se agitó e incubó la mezcla durante 30 minutos a
37ºC y luego 24 horas a 4ºC.
3.2.- Ensayos Realizados
3.2.1.- Sueros examinados
Antes de realizar los ensayos los sueros se inactivaron en baño de agua
durante 30 minutos a 56 ºC,
Los sueros fueron utilizados sin dilución alguna.
3.2.2.- Prueba de Aglutinación de Látex
Para realizar la prueba de aglutinación de látex se utilizó una placa de
vidrio fondo oscuro, donde se colocó 20 ul de suero inactivado mas 20
ul del reactivo de látex sensibilizado a las concentraciones de 2 mg/ml
y se homogeneizó con un tips, seguidamente se agitó suavemente por
rotación, durante 8 minutos y se realizó la primera lectura; luego a los
15 minutos se realizó una segunda lectura, sólo si en la primera lectura
no existía aglutinación.
3.2.3.- Lectura de resultados.
La aglutinación de las partículas de látex correspondieron a una prueba
positiva. En los sueros negativos las partículas permanecieron en
suspensión es decir sin aglutinación.(foto 06)
4.- Determinación de la Eficiencia de la prueba de aglutinación de Látex.
Finalmente, para la evaluación de la validez diagnóstica de la prueba de
aglutinación de látex se determinó su sensibilidad con los sueros
hidatídicos y su especificidad con sueros no hidatídicos y con sueros de
pacientes con otras enfermedades parasitarias. Estos datos fueron
calculados haciendo uso de una tabla tetracórica.
Para medir la repetibilidad de la prueba se realizó 10 ensayos por triplicado
usando 10 sueros positivos y 10 sueros negativos.
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
La reproducibilidad de la prueba fue medida en los departamentos de Junín,
Ayacucho y Lima. Usando el mismo panel de sueros positivos y negativos
que se utilizó para determinar la sensibilidad y especificidad.
La concordancia de la repetibilidad y reproducibilidad de la prueba de
aglutinación de látex fue calculada en porcentajes.
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
V.-RESULTADOS
En el cuadro I se puede apreciar que de los 40 sueros hidatídicos 7 no reaccionaron
(falsos negativos) a la prueba de aglutinación de látex, asimismo también se observa que
de los 40 sueros no hidatídicos solamente reaccionaron en forma positiva 4 sueros
(falsos positivos). Esto a una lectura realizada a los 8 minutos.
El cuadro II muestra que de los 40 sueros hidatídicos solamente 1 no reaccionó (falso
negativo) a la prueba de aglutinación de látex. Esto a una lectura realizada a los 15
minutos.
En el cuadro III se aprecia y compara la sensibilidad y especificidad de la prueba de
aglutinación de látex en relación a los tiempos de lecturas de los 8 y 15 minutos.
En el cuadro IV se observa que de los 40 sueros no hidatídicos solamente reaccionaron
en forma positiva a la prueba de aglutinación de látex 4 sueros, que correspondieron 2 a
pacientes con cisticercosis y 2 con fasciolosis( falsos positivos).
Cuadro I. Prueba de Aglutinación de látex de sueros hidatídicos y no hidatídicos con
lectura a los 8 minutos
LECTURA
SUEROS
A LOS 8 MINUTOS
LATEX POSITIVO LATEX NEGATIVO
TOTAL
HIDATÍDICOS 33 07 40
NO
HIDATÍDICOS 04 36 40
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
Cuadro II. Prueba de Aglutinación de látex de sueros hidatídicos y no hidatídicos con
lectura a los 15 minutos
LECTURA
SUEROS
A LOS 15 MINUTOS
LATEX POSITIVO LATEX NEGATIVO
TOTAL
HIDATÍDICOS 39 01 40
NO
HIDATÍDICOS 04 36 40
Cuadro III. Sensibilidad y Especificidad de la Prueba de Aglutinación de Látex usando
40 sueros hidatídicos y 40 sueros no hidatídicos
PRUEBA
LÁTEX
PARÁMETRO
CON LECTURA
A LOS 8 MINUTOS
CON LECTURA
A LOS 15 MINUTOS
SENSIBILIDAD 82.5% 97.5%
ESPECIFICIDAD 90.0% 90.0%
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
Cuadro IV. Resultados de la Prueba de Aglutinación de Látex con lectura a los 15
minutos utilizando sueros de pacientes con hidatidosis, con otras parasitosis y de
personas sin hidatidosis.
Patología Hidatídicos No Hidatídicos
Resultados Comprobados
Cisti-
cercosis
Fascio
losis
Toxopla
smosis
Teni
osis
Cha
gas
Mala
ria
Neg
Hid Total
Positivos
Negativos
39
01
2
3
2
3
0
5
0
2
0
2
0
1
0
20
43
37
Total 40 5 5 5 2 2 1 20 80
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
VI.-DISCUCIÓN
La prueba de aglutinación de látex estandarizada en el presente trabajo con líquido de
quístes hiadtídicos de ovinos, es válido para sueros de pacientes sospechosos de
hidatidosis en Perú, es posible que utilizando la misma prueba se encuentre resultados
diferentes con sueros de poblaciones de otros países, debido a que este valor varía en
relación a la calidad y cantidad de anticuerpos formados por el huésped, en respuesta a
los antígenos del quíste hiatidico. La calidad está determinada por la capacidad
inmunogénica de los antígenos parasitarios que estimulen al sistema inmune del
huésped y la concentración de anticuerpos depende de la intensidad del estímulo, ambos
parámetros varían en las diferentes poblaciones del huésped14
La no detección de anticuerpos en 7 sueros con hidatidosis comprobada (falsos
negativos) al realizar la primera lectura a los 8 minutos podría deberse a la muy escasa
cantidad de anticuerpos de estos sueros ya que al realizar una segunda lectura a los15
minutos la reacción se hace positiva en 6 de estos 7 sueros.
En uno de los sueros hidatídicos que no se detectó anticuerpos al realizar la segunda
lectura a los 15 minutos, podría deberse a que este paciente albergaba un quíste
calcificado, en el cual no hay salida de inmunógenos del parásito o es muy escasa. Se ha
demostrado que la respuesta inmune del huésped está relacionada a la integridad de la
capa germinal de la larva, la cual impide la salida del líquido hidatídico u otros
productos parasitarios que estimulan al sistema inmune; de allí que los pacientes con
este tipo de quístes muestran serología negativa.7 Se tiene información de que el suero
que dio reacción falsa negativa a la prueba de aglutinación de látex, también dio
reacción negativa a las pruebas de DD5, ELISA e Inmunoblot, realizadas en el Instituto
Nacional de Salud en el año 2004. Si consideramos al paciente con quíste calcificado,
como no hidatídico, la sensibilidad de la prueba de Aglutinación de látex subiría de
97.5% a 100%.
Los principales factores que influyen en las respuestas del huésped a los antígenos del
quíste hidatídico lo constituyen, la cepa de parásitos, la inmunocompetencia del
huésped, el órgano parasitado, la fertilidad del quíste, la viabilidad de las larvas y la
integridad de la pared quística19
La reacción cruzada observada en dos sueros de pacientes con cisticercosis y 2 sueros
de pacientes con fasciolasis, nos revela la presencia de antígenos comunes o proteínas
diferentes con los mismos determinantes antigénicos entre estas tres especies de
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
helmintos20. No se encontró reacción cruzada con sueros de pacientes con
toxoplasmosis, teniosis, chagas, malaria ni con sueros de personas sanas, lo cual nos
demuestra la buena especificidad de la prueba de aglutinación de látex.
La sensibilidad y la especificidad de la prueba de aglutinación de látex usando antígeno
total de líquido hidatídico de ovino es de 97.5% y 90% respectivamente, la cual es muy
superior al 87% y 88% hallada por Barbieri y Col., pues este utilizó como antígeno a
una fracción lipoprotéica purificada del líquido hidatídico21.
Szyfres y col, utilizando como antígeno el líquido de quístes hidadídicos de ovinos,
encontraron una sensibilidad de 93%22 la cual es ligeramente inferior a la hallada en el
presente trabajo.
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
VII.-CONCLUSIONES
De acuerdo a los resultados obtenidos se concluye en lo siguiente:
1.- Se recomienda el uso de la prueba de aglutinación de látex con antígeno total del
líquido de quístes hidatídicos de ovinos para el diagnóstico de rutina de la hidatidosis
humana en regiones endémicas del país
2.-Se sugiere utilizar la prueba de aglutinación de látex como prueba de tamizaje para
estudios epidemiológicos debido a su bajo costo, rapidez y posibilidad de
automatización.
3.-Los estudios posteriores, deben estar orientados a caracterizar las fracciones protéicas
de líquido hidatídico tratando de encontrar la proteína que se encuentre en alta
concentración, que sea inmunogénica y específica, a fin de ser usada en el diagnóstico
de la hidatidosis para elevar su especificidad.
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
VIII.-REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
1. Fernandez H. Perspectivas para la eliminación de la Hiadidosis en el cono sur.
XII Reunión Interamericana a nivel Ministerio de Salud y Agricultura. OMS.
OPS. 2001
2. Schenome H. Human Hidatidosis in Chile. Seroprevalence and estimate of the
number of infected people. Bol Chil Parasitol 1999; 54:70-73
3. Náquira C. Epidemiología de la Hidatidosis en el Perú 1989. Anales del
Seminario Nacional de Hidatidosis y Enfermedades de Transmisión alimentaria.
Perú: Editorial EIRL, 1989.
4. Rojas M. Cisticerosis e Hidatidosis, Metocestodiasis de Perentorio control en el
Perú. Universidad Nacional Mayor de San Marcos..2000
5. Lagos L y col. Costos de la Hidatidosis Humana. Facultad de Medicina de la
Facultad de Chile.. V Congreso Peruano de Parasitología. Pag, 107. Trujillo,
Perú.
6. Larrieu E y col Control de la Hidatidosis en la provincia de Río Negro
Argentina.. Rev. San Hig. 1994; 68: 197-202.
7. Escalante H. Estandarización y Evaluación de la Técnica de ELISA para el
diagnóstico serológico de la hidatidosis humana usando Antígenos Parcialmente
Purificado de Líquido Hidatídico. Universidad Nacional de Trujillo, Trujillo-
Perú, 1991.
8. Salvatella R, Pulma C. Monografías del Instituto Nacional de Salud. Las
Enfermedades Transmisibles en el Uruguay. 2001. pp : 26-27.
9. García J, Picazo J. Microbiología Médica. 1° Edición. Editorial Harcourt Brace.
Madrid-España, 1998.
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
10. Kaddah MH, Maher KM, Hassanein H, Farrag Al, Shaker ZA. Khalafallah AM.
Evaluation of different inmunodiagnostic techniques for diagnosis of hidatidosis
in Egypt. J Egypy Soc Parasitol. 1992; 22: 653-665.
11. Gomez A, Aplicación de las Pruebas de Elisa, Inmunoblot y Coaglutinación
(Co-A) en el Diagnóstico de la Hidatidosis Humana en el Laboratorio del
Instituto Nacional de Salud 1997. Tesis Para optar el Título de Médico Cirujano.
Universidad Católica de Santa María. Arequipa, 1998
12. Sánchez E. Determinacao de antígenos relevantes de la forma larval do
Echinoccocus granulosus: Padronizacao e aplicacao do Inmunoblot no
diagnóstico de hidatidose humana.Instituto OswaldoCruz-Flocruz. Rio de
Janeiro, Tese de Maestría. 1995.
13. MINSA. Manual de Procedimientos Técnicos para el diagnóstico Serológico de
la Hidatidosis Humana. Serie de Normas Técnicas. N°22:61.Lima Perú, 1997.
14. Varela v, Coltorti E. Técnicas para el Diagnóstico Inmunológico de la
Hidatidosis Humana. Serie de monografías Científicas y Técnicas. Organización
Mundial de la Salud, 1984. pp: 23-48
15. Arburúas G, Ferragut G, Battistoni J, Nieto A. Diagnóstico de la hidatidosis
humana. Detección de anticuerpo y antígeno circulante mediante aglutinación de
látex. Instituto de Higiene del Uruguay, 1989.
16. Llorente C, Ortiz C, Almanza C. Evaluación de un reactivo de látex para el
diagnóstico rápido de Tricomonas vaginalis. Rev. Cubana obstest Ginecol;
2001; 27(2): 114-9.
17. Le Pape P, Miegeville M, Morin O. Interet D’Une Nouvelle Technique
D’Aglutination Indirecte Au Latex Dans le Diagnostic de la Toxoplasmose.
Feuillets de Biologie, 1985 Vol XXVI- N° 142.
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
18. OPS. Manual de Procedimientos de Control de Calidad para los Laboratorios de
Serología de los Bancos de Sangre. Washington, 1994. pp: 13-25.
19. Richard M and Lightowlers M. Inmunodiagnosis of hidatid disease. In the
Biology of Echinococcus and hydatidosis disease. Edit by R:C:H: Thompson
George Allen. London.1986 217-240.
20. Gomez V y col Antígenos comunes al hospedero y otras especies animales en
extractos antigénicos de céstodes I. Ensayos realizados con sueros
antigamaglobulinas. Rev Iber. Parasitol. 40: 375-384.
21. Barbieri M, Sterla S, Battistoni J y Nieto A. High Performance Latex Reagent
for hidatid serology using Echinoccocus granulosus Lipoprotein antigen fraction
purified from cyst fluid in one step. International Journal for Parasitology 1993;
23: 565-572.
22. Szifres B, Prueba Modificada de Aglutinación Látex como procedimiento tamiz
para hidatidosis. Centro Panamericano de Zoonosis, Argentina 1983
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
IX.-ANEXOS
Foto 01: Quístes hidatídicos en pulmón e hígado de ganado ovino
a)
b)
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
Foto 02
Hígados y pulmones de ovino con quístes hidatídicos procedentes deldepartamento de Ayacucho
Foto 03
Recolección de Líquido hidatídico
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
Foto 04a) Liofilización del Líquido hidatídico de Ovino
b) Antígeno hidatídico liofilizado
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
Foto 05a) Caracterización de los componentes protéicos del antígeno hidatídico
en gel de poliacrilamida
b) Demostración del Arco V del antígeno hidatídico en gel de Agarosa
DESARROLLO DE LA PRUEBA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA HIDATIDOSISHUMANA
Foto 06
a) Aglutinación negativa
b) Aglutinación positiva
![17 hidatidosis[1]](https://static.fdocuments.ec/doc/165x107/55b34a17bb61eb623d8b4570/17-hidatidosis1.jpg)
