CAPÍTULO Virología clínica
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Rachel E. Marschang CAPÍTULO 5 Virología clínica Se ha demostrado que una serie de virus son importantes agentes patógenos en reptiles. En otros casos, la asociación entre la infección viral y la enfermedad no está clara, y el descubrimiento de algunos virus en los reptiles han sido incidentales. La virología de los reptiles es todavía un campo relativamente joven y queda mucho por descubrir y entender. La importancia clínica de las infecciones virales parece depender de muchos factores diferentes, entre los que se incluyen los siguientes la familia del virus, la cepa del virus, la especie huésped, los factores que afectan a el sistema inmunológico del huésped y otros agentes infecciosos como otros virus, bacterias y parásitos. La Interpretación de las pruebas de diagnóstico requieren una comprensión de la diferencia entre infección y enfermedad. Infección por un virus simplemente significa que el virus ha invadido y se ha replicado en el cuerpo del anfitrión. Esto puede o no llevar al desarrollo de enfermedad. Todavía estamos en el proceso de entender que los virus pueden encontrarse en los reptiles. Es más difícil aún interpretar su significado clínico y desarrollar métodos en reptiles infectados, así como tratar con reptiles infectados. Esta revisión se centrará en el diagnóstico de laboratorio de virus comunes encontrados en reptiles y su posible interpretación de los resultados de laboratorio. No se trata de un resumen de todos los virus descritos en los reptiles (se ofrece un resumen en Apéndice 2. Ver Jacobson1 y Marschang2 para más información. revisiones de los virus detectados en los reptiles). DIAGNÓSTICO DE INFECCIONES VIRALES EN REPTILES Existen muchos métodos diferentes para el diagnóstico del virus, infecciones en reptiles. Estos incluyen métodos para la detección de virus, proteínas virales o genomas virales y métodos serológicos para la detección de una respuesta inmune a una infección viral. El método que se debe utilizar en una situación específica depende de muchos factores diferentes. Éstos incluyen las especies huéspedes, las clínicas observaciones, tiempo transcurrido desde la infección, especie del virus, motivo para pruebas y disponibilidad de pruebas, algunas de las cuales, en un particular tiempo desde la infección y la especie del virus, puede que no se conozcan. Los métodos más comunes que se utilizan actualmente para la detección de virus son la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) y, en algunos países, aislamiento del virus en cultivo celular. Métodos comúnmente utilizados para la detección de una respuesta inmunitaria contra un virus específico incluyen pruebas de neutralización, inmunosorbentes ligados a enzimas (ELISA) y (para las infecciones por paramixovirus[PMV]) pruebas de inhibición de la hemaglutinación (IH). Ninguno de los sistemas de prueba disponibles para la virología de los reptiles están totalmente estandarizados en el que la repetibilidad y la reproducibilidad no se estudian sistemáticamente. Además, la reactividad cruzada y las relaciones entre los reptiles, los virus no se comprenden plenamente, y la especificidad de algunos de ellos
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Rachel E. Marschang
CAPÍTULO 5
Virología clínica Se ha demostrado que una serie de virus son importantes agentes patógenos en reptiles. En otros casos, la asociación entre la infección viral y la enfermedad no está clara, y el descubrimiento de algunos virus en los reptiles han sido incidentales. La virología de los reptiles es todavía un campo relativamente joven y queda mucho por descubrir y entender. La importancia clínica de las infecciones virales parece depender de muchos factores diferentes, entre los que se incluyen los siguientes la familia del virus, la cepa del virus, la especie huésped, los factores que afectan a el sistema inmunológico del huésped y otros agentes infecciosos como otros virus, bacterias y parásitos. La Interpretación de las pruebas de diagnóstico requieren una comprensión de la diferencia entre infección y enfermedad. Infección por un virus simplemente significa que el virus ha invadido y se ha replicado en el cuerpo del anfitrión. Esto puede o no llevar al desarrollo de enfermedad. Todavía estamos en el proceso de entender que los virus pueden encontrarse en los reptiles. Es más difícil aún interpretar su significado clínico y desarrollar métodos en reptiles infectados, así como tratar con reptiles infectados. Esta revisión se centrará en el diagnóstico de laboratorio de virus comunes encontrados en reptiles y su posible interpretación de los resultados de laboratorio. No se trata de un resumen de todos los virus descritos en los reptiles (se ofrece un resumen en Apéndice 2. Ver Jacobson1 y Marschang2 para más información. revisiones de los virus detectados en los reptiles).
DIAGNÓSTICO DE INFECCIONES VIRALES EN REPTILES Existen muchos métodos diferentes para el diagnóstico del virus, infecciones en reptiles. Estos incluyen métodos para la detección de virus, proteínas virales o genomas virales y métodos serológicos para la detección de una respuesta inmune a una infección viral. El método que se debe utilizar en una situación específica depende de muchos factores diferentes. Éstos incluyen las especies huéspedes, las clínicas observaciones, tiempo transcurrido desde la infección, especie del virus, motivo para pruebas y disponibilidad de pruebas, algunas de las cuales, en un particular tiempo desde la infección y la especie del virus, puede que no se conozcan. Los métodos más comunes que se utilizan actualmente para la detección de virus son la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) y, en algunos países, aislamiento del virus en cultivo celular. Métodos comúnmente utilizados para la detección de una respuesta inmunitaria contra un virus específico incluyen pruebas de neutralización, inmunosorbentes ligados a enzimas (ELISA) y (para las infecciones por paramixovirus[PMV]) pruebas de inhibición de la hemaglutinación (IH). Ninguno de los sistemas de prueba disponibles para la virología de los reptiles están totalmente estandarizados en el que la repetibilidad y la reproducibilidad no se estudian sistemáticamente. Además, la reactividad cruzada y las relaciones entre los reptiles, los virus no se comprenden plenamente, y la especificidad de algunos de ellos
por lo tanto, las pruebas pueden ser más bajas de lo esperado. Para utilizar mejor las pruebas disponibles e interpretar los resultados de estas pruebas, los médicos deben entender lo que cada uno detecta y las posibilidades y los límites de cada uno. En este capítulo se presentará información en los virus que se encuentran comúnmente en los quelonios, el squamate reptiles y cocodrilos, métodos actualmente utilizados para diagnosticar infección con estos virus, y la interpretación de los datos de laboratorio. resultados.
VIRUS DE LOS QUELONIOS Se han descrito varios virus en los quelonios. Entre este grupo de animales, los virus más comunes se han detectado herpesvirus (HVs), que han sido asociados con varios síndromes de enfermedades, pero también han sido encontrado en animales aparentemente sanos en algunos casos. Los HVs ha sido descrito más comúnmente en quelonios de las familias Testudinidae (tortugas) y Cheloniidae (tortugas marinas). Otros virus que se han detectado regularmente en este grupo de animales son ranavirus y picornavirus. Informes individuales sobre la detección de adenovirus (AdVs), PMVs, reovirus y virus del papiloma en quelonios. Una lista de virus detectados regularmente en los quelonios y métodos para Las pruebas de diagnóstico se pueden encontrar en la Tabla 5-1.
HERPESVIRUS Los AT están envueltos, desoxirribonucleicos (ds) de doble cadena. (ADN) virus. Estos virus son relativamente susceptibles a desinfectantes y, por lo tanto, son fáciles de inactivar en el medio ambiente con el uso de desinfectantes virucida estándar. Sin embargo, las infecciones por el VH conducen a una latencia de por vida. El Virus latente permanece inactivo en las células infectadas, en el caso de los virus alfa herpes, en las células neuronales. El virus puede entonces comenzar a replicarse de nuevo bajo algunas circunstancias; por lo tanto, un animal infectado por el VH que sobrevive a la infección inicial debe ser considerado como de por vida. transportador. Se han detectado VHs en muchas especies diferentes de tortugas así como otros grupos de reptiles. En los quelonios, Se han descrito VHs en tortugas de agua (Emydidae), tortugas, y tortugas marinas. En las tortugas de agua, la presencia de HVs se ha basado en la detección histológica de inclusiones intranucleares y microscopía electrónica de tejidos infectados. Infecciones que estaban asociados con la enfermedad hepática. 3-5
CUADRO 5-1
Métodos de diagnóstico utilizados para la detección de virus de los quelonios
Familia de
virus
Virus Género y
Especie
Especie
Huésped
Muestras de
diagnóstico:
Animales Vivos
Muestras de
diagnóstico: Necropsia especie
Virus detectado:
serología referencias
Herpesviridae “Chelonivirus”:
LETD virus Tortugas
Marinas
Verdes
(Chelonia mydas)
n.d
en pulmón y
tráquea PCR
aislamiento del virus
ELISA 7, 20, 123
LGRV Tortugas
bobas
(Caretta
caretta
caretta)
n.d
Material de
lesiones
PCR
n.d
8
LOCV Tortugas bobas
n.d
Material de lesiones
PCR
n-d
8
Fibropapilomatosis
Tortuga verde mar
Fibropapilomatosis
Material de lesiones Fibropapilomatosis
PCR
ELISA
1,20
HV Tortugas
Marinas
Verdes,
Tortugas
bobas,
Tortugas
Carey
(Eretmochelys
imbricar), Aceituna
Ridley
(Lepidochelys
olivacea)
TeHV1 Tortuga rusa
(Testudo
horsfieldii)
Exudados bucales Lengua (y otros
tejidos)
PCR,
aislamiento
del virus
NT ELISA
13,21
TeHV2 Tortuga del
Desierto
(Gopherus
agassizzzii)
n.d.
Lengua (y otros
tejidos)
PCR
ELISA
13
TeHV3 Muchas
especies
diferentes de
Testudinidae
Exudados
bucales Lengua (y otros
tejidos)
PCR,
aislamiento
del virus
NT,
ELISA 13,
21
TeHV4
) Tortuga bauprés
(Chersina angulata
Hisopo oral
n.d
PCR
n.d
14
Iridoviridae
Ranovirus
Iridoviridae
Ranavirus Muchas
especies
diferentes de
tortugas y
tortugas
Posiblemente
oral y cloacal
hisopos,
posiblemente
leucocitos
periféricos
Hígado,
gastrointestinal
tracto
PCR,
aislamiento
del virus
ELISA 24,
26,
29,
31
Picornaviridae Sin clasificar,
llamado
virus "X
Muchas
especies
diferentes de
Testudinae, más
a menudo
Tortugas de
Espolón
(Testudo graeca
Hisopos orales Intestino, lengua,
tráquea
Aislamiento
del virus NT 34
Paramyxoviridae Ferlavirus Tortuga
muslo
espolón
(Testudo
graeca), Tortuga de
Hermann
(Testudo
hermanni),
Tortuga
Leopardo
(Stigmochelys pardalis)
n.d
Varios
diferentes
pañuelos
RT-PCR virus
confinamiento HI
49, 50, 52
ELISA, Prueba de inmunoabsorción enzimática; HI, prueba de inhibición de la hemaglutinación; HV, herpesvirus; LETD,
enfermedad pulmonar, ocular y traqueal; LGRV, virus de la inmunodeficiencia humana (VRG), virus genital y
respiratorio de la caguama; LOCV, virus de la caguama.
PCR, reacción en cadena de la polimerasa; RT-PCR, PCR de la transcriptasa inversa; TeHV, herpesvirus testudínido.
En las tortugas marinas, las infecciones por el VH se han asociado con la piel y sus lesiones (enfermedad de los parches grises), fibropilomatosis, pulmón, ojos, y enfermedad de la tráquea (LETD), caguama genital-respiratoria HV (LGRV)-enfermedad asociada y caguama o HV (LOCV). La enfermedad del parche gris fue la primera La enfermedad asociada al VH será descrita en las tortugas marinas y fue en tortugas verdes jóvenes criadas en acuicultura (Chelonia mydas). 6 Otra enfermedad asociada al VH descrita en el Mar Verde Las tortugas se caracterizaban por jadeos y sonidos respiratorios fuertes, anormalidades en la flotabilidad, incapacidad para bucear correctamente, y la presencia de material castrado en los ojos, alrededor de la glotis, y dentro de la tráquea. Esta enfermedad se llamaba LETD. 7 Dos Asociado a HV se han descrito síndromes de la enfermedad en el medio silvestre. Tortuga boba (Caretta caretta caretta). Tortugas infectadas con LGRV tenía úlceras en la tráquea, alrededor de la cloaca, y en la base del falo. Las tortugas infectadas con el VLOC tenían neumonía y úlceras y placas cutáneas cubiertas de exudado en la cavidad oral. 8 Los más comúnmente descritos asociados con el VH La enfermedad de las tortugas marinas es la fibropapilomatosis (Figura 5-1). Se ha detectado fibropapilomatosis en Green, Caguama, Carey (Eretmochelys imbricata), y Aceituna Ridley (Lepidochelys olivacea) Tortugas marinas alrededor del mundo. Las Tortugas infectadas desarrollan fibropapilomas y tumores individuales o múltiples puede ocurrir externamente en todo el cuerpo. Los tumores internos también son posible. Aunque la fibropapilomatosis HV nunca ha sido Aislado en cultivo celular, la transmisión de la enfermedad es posible. con el uso de extractos tumorales libres de células. 9
En las tortugas, las infecciones por el VH se han asociado principalmente con estomatitis diftero-necrotizante (Figura 5-2). Esto puede ser muy grave y a menudo conduce a la muerte del animal afectado. Rinitis, conjuntivitis, edema cervical, anorexia y letargo
Adenoviridae Siadenovirus Sulawesi
Tortuga
(Indotestudo
forsteni),
Tortuga
estrellada
birmana
(Geochelone
platynota
Rubor nasal,
oral/nasal
tejido mucoso,
choanal
hisopos,
cloacales
hisopos, plasma
Hígado (y otros
tejidos)
PCR n.d 38
no clasificada Tortuga caja
(Terrapene
ornamental ornaae)
n.d PCR hepática . n.d. 41
también se observan con frecuencia. Trastornos nerviosos centrales como la parálisis y la descoordinación, así como la hepatitis, también han sido descritos. Inclusiones intranucleares eosinofílicas o anfófilas se detectan a menudo en los tejidos infectados, más comúnmente en el epitelio. células de la lengua, la mucosa oral y las vías respiratorias superiores así como el tracto gastrointestinal (Figura 5-3). Otros tejidos en cuyas inclusiones han sido descritas incluyen el tracto urinario, el cerebro, el hígado y el bazo. En algunos casos, las infecciones por el VIH también se han detectado en tortugas clínicamente sanas. El Desarrollo de la enfermedad y el pronóstico parecen depender tanto de la especie huéspedes y sobre el virus en cuestión. 10 Actualmente hay cuatro diferentes HVs que han demostrado infectar a las tortugas. Han sido nombrados testudinid HV 1 a 4 (TeHV1 a 4). 2
El TeHV1 fue detectado por primera vez en tortugas rusas (Testudo horsfieldii) y Tortugas de panqueque (Malacochersus tornieri) en Japón. 11
También se han encontrado virus similares en tortugas en Europa. Aunque se han detectado en varias especies diferentes, todos los casos hasta ahora han tenido contacto directo con tortugas rusas. El TeHV1 está asociado con la estomatitis en animales infectados pero no parecen causar alta morbilidad o mortalidad. TeHV2 fue descrito en una tortuga del desierto de California (Gopherus agassizii) en los Estados Unidos. El animal exhibió anorexia, letargo,
FIGURA 5-1 Tortuga Verde (Chelonia mydas) con fibropapilomas.
y placas caseous amarillo-blancas en la lengua y el paladar. 12
El TeHV3 se ha descrito con mayor frecuencia en el Mediterráneo. tortugas (Hermann's[T. hermanni], Spur-thighed[T. graeca]) y Tortugas Marginadas[T. marginata]) y Tortugas Rusas en Europa. También ha sido detectado en tortugas en los Estados Unidos. y en el norte de África. Este virus está asociado con graves afecciónes
FIGURA 5-2 Tortuga rusa (Testudo horsfieldii) con
infección por herpesvirus. Estomatitis grave con difteroide
placas visibles en toda la cavidad bucal. (Foto cortesía de Dr. Volker Schmidt, Universidad de Leipzig, Leipzig, Alemania.
FIGURA 5-3 Infección por herpesvirus en una tortuga (Testudo
hermanni). Fotomicrografía del epitelio del
lengua. La degeneración del globo es evidente en numerosas
células epiteliales. Las grandes inclusiones intranucleares también son visibles
en varias celdas. Mancha de H&E, × 400. (Foto: cortesía del Dr. Horst Posthaus, Universidad de Berna, Berna, Suiza.
y alta morbilidad y mortalidad, particularmente en la enfermedad de Hermann. y tortugas rusas. Las Tortugas de Espolón se desarrolla la enfermedad con menos frecuencia y parecen ser capaces de sobrevivir y llevar la infección. 13 Se detectó TeHV4 en un bauprés clínicamente sano Tortuga (Chersina angulata) en un zoológico en los Estados Unidos. 14
DIAGNÓSTICO DE INFECCIONES POR EL VIRUS DEL HERPES EN CHELONIANOS Detección de virus: La detección de ADN viral por PCR es la más utilizada método para detectar el VH en quelonios infectados. A PCR usando primers degenerados en un formato anidado con el objetivo de altamente conservado del gen de la polimerasa del ADN se ha utilizado para detectar VH en muchas especies quelonianas diferentes. 8,13,15 Este método ha demostrado ser el más sensible disponible para la detección de HV en tortugas. Otras PCRs tienen o han sido descritas con el objetivo de detectar TeHVs específicos. 16-18 Todos ellos son, sin embargo, menos sensibles que la PCR anidada pero más específico. Esto significa que, aunque la PCR anidada puede detectar todos los HVs quelonianos probados hasta ahora, otros métodos se limitan a una o dos especies diferentes de virus (por ejemplo, sólo TeHV1 o sólo TeHV3), y otras especies de virus no serán detectados si se utilizan estos métodos. Detección de virus por PCR debe ser verificado por métodos adicionales (por ejemplo, la secuenciación). del producto de la PCR, especialmente cuando una es PCR con degeneración primers). El aislamiento del virus en cultivo celular también se ha utilizado para detectar el VH en quelonios infectados. virus LETD (LETV), TeHV1 y TeHV3 han sido aislados en la celda (Figura 5-4, B). El aislamiento en el cultivo celular es generalmente
menos sensible que la PCR anidada ya descrita. Es que consume mucho tiempo y es ofrecido por muy pocos laboratorios. puede ser útil para la detección de virus que no sean HVs (por ejemplo, picornavirus; ver más adelante), que pueden ser importantes diagnósticos diferenciales para la enfermedad herpesviral o pueden ser involucrados en los procesos de la enfermedad. Muestras para la detección de HV en los quelonios generalmente deben incluir tejidos con lesiones. Para la fibropapilomatosis, el ADN viral se puede detectar en los fibropapilomas. de animales vivos o muertos. En tortugas, Se ha detectado ADN del VH en hisopos orales de animales vivos. Los hisopos se deben tomar de la base de la lengua y debe incluir material celular (Figura 5-5). En tortugas muertas, la lengua es generalmente considerada el mejor tejido para la detección de virus. Esófago, estómago, intestino, tráquea, hígado, y el cerebro también pueden ser útiles en la detección de virus.
A 100_m
B 100_m
C 100_m
D D 100_m
FIGURA 5-4 Aislamiento de los virus quelonios en cultivo celular. A, Células cardíacas de terrapina no
infectadas
(TH1), que se utilizan a menudo para el aislamiento de los virus quelonídeos. B, TH-1 infectado con un
testudinid herpesvirus 3 (TeHV3). Este virus causa un efecto citopático (CPE) con lisis celular.
y redondeo de las células infectadas. C, TH1 infectado con un ranavirus aislado de un Hermann's
tortuga (Testudo hermanni). Los ranavirus de reptiles, anfibios y peces crecen en una
amplia gama de líneas celulares y causan CPEs con lisis celular y redondeo de células infectadas.
D, TH1 infectado con el picornavirus (virus "X"). Este virus causa un CPE con lisis celular.
Serología La detección de anticuerpos contra el VH es particularmente importante debido a las propiedades biológicas de estos virus. Porque Los VHs causan infecciones latentes, cualquier animal que se encuentre serológicamente positivo para HVs debe ser considerado un portador de por vida, incluso si el animal parece sano. Las pruebas serológicas han sido descrito para la detección de anticuerpos contra la fibropapilomatosis. HV y LETV asociados en tortugas marinas y contra TeHV1 y TeHV3 en tortugas. 19-21 Una prueba ELISA para la detección de anticuerpos contra la glicoproteína H de una fibropapilomatosis quelonida. HV asociado ha sido descrito. 19 Alta seroprevalencia fueron encontrados en tortugas verdes silvestres en Florida y en Tortugas bobas usando este método. La seropositividad no se correlacionan con la enfermedad clínica. Sin embargo, las pruebas de anticuerpos contra este virus no está ampliamente disponible. También se ha descrito una prueba ELISA para la detección de anticuerpos contra el LETV. Esta prueba ELISA fue específica para el LETV y no detectó anticuerpos contra la fibropapilomatosis asociada con HV. 20 Las pruebas de neutralización del virus y las pruebas ELISA han servido para la detección de anticuerpos contra el TeHV1
y contra TeHV3. Las pruebas de neutralización del virus son las más comunes. de uso común en Europa, mientras que las pruebas ELISA se utilizan en los Estados Unidos. El virus debe ser capaz de crecer en cultivo celular para el desarrollo de una prueba de neutralización del virus. Neutralización del virus con TeHV1 y TeHV3 ha demostrado que estos virus no reaccionan serológicamente de forma cruzada; por lo tanto, las pruebas para la detección de anticuerpos contra ambos se recomienda en Europa. Detección de anticuerpos contra estos dos virus ha demostrado que dependen de la especie de tortuga involucrada. Las tortugas de Hermann, que son particularmente susceptibles a la infección por el virus de la hepatitis HV y enfermedad, no suelen desarrollar anticuerpos neutralizantes después de la infección. Por el contrario, los anticuerpos se detectan con frecuencia en Tortugas con espolones que han sido infectadas. Un ELISA también se ha desarrollado para la detección de anticuerpos contra TeHV3 en tortugas. 21 Esta prueba ELISA también ha sido adaptada para detectar anticuerpos contra TeHV2 en el desierto de California Tortugas, sobre la base de la supuesta reactividad serológica cruzada entre TeHV2 y TeHV3.12,22
RANAVIRUS Los ranavirus pertenecen a la familia Iridoviridae, un grupo de grandes, Virus dsDNA que infectan sólo a huéspedes ectotérmicos, incluyendo varios invertebrados, peces, anfibios y reptiles. Ranavirus están envueltos, pero no necesitan que su huesped sea infeccioso. En los reptiles, los ranavirus han sido más comúnmente detectados en los quelonios, aunque también se han descrito en serpientes y lagartos. En los quelonios, estos virus han sido encontrados en tortugas rusas, tortugas de caja oriental (Terrapene carolina carolina), tortugas de caparazón blando (Pelodiscus sinensis), tortugas de Hermann, deslizadores de orejas rojas (traqueostomías scripta elegans), tortugas estelares birmanas (Geochelone platynota), Tortugas toperas (Gopherus polyphemus), Florida Box Tortugas (Terrapene carolina bauri), Tortugas Egipcias (Testudo kleinmanni), una tortuga leopardo (Stigmochelys pardalis), marginada Tortugas, y Tortugas de Espolón. 23-30 Ranavirus la infección en los quelonios se ha asociado con el letargo, anorexia, secreción nasal, conjuntivitis, dolor subcutáneo severo edema cervical, estomatitis ulcerativa y"enfermedad del cuello rojo". (Figura 5-6). Histológicamente, se han encontrado animales infectados de tener hepatitis, enteritis y neumonía. Células infectadas, especialmente las células epiteliales del tracto gastrointestinal, y hepatocitos, pueden tener inclusiones intracitoplasmáticas basofílicas. En un estudio de transmisión con tortugas caja (Terrapene ornata ornata) y los deslizadores de orejas rojas. La inyección intramuscular de un virus ranavirus aislado de una tortuga estrellada birmana condujo a la enfermedad, incluyendo letargo, anorexia, secreción ocular, conjuntivitis, y placas orales, y la muerte de los animales en algunos casos. 24
FIGURA 5-5 Tortuga Espinosa (Testudo graeca). Oral
Los hisopos se pueden utilizar para diagnosticar varias infecciones virales diferentes.
en tortugas vivas, particularmente herpes, picorna y ranavirus
infecciones
FIGURA 5-6 Tortuga de Hermann (Testudo hermanni) infectada
con un ranavirus. Estomatitis severa. (Foto: cortesía del Dr. Horst Posthaus, Universidad de Berna, Berna, Suiza.
Los ranavirus no parecen ser específicos de una especie y pueden ser transmitido entre especies animales y posiblemente incluso entre
diferentes clases de animales.
EN CHELONIANOS Los ranavirus crecen bien en cultivo celular y se pueden cultivar en una amplia gama de líneas celulares de reptiles, peces, mamíferos y aves si las células se mantienen a una temperatura adecuada (inferior a 32°C o 89.6°F) (vea la Figura 5-4, C). El aislamiento del virus en cultivo celular es un método sensible para la detección de ranavirus. PCRs para la la detección del ADN viral también se ha utilizado para diagnosticar el ranavirus en infecciones en los quelonios. El gen al que se dirige con mayor frecuencia es el gen principal de la proteína de la cápside (MCP). 23,26 Este gen es altamente conservado en los ranavirus y por lo tanto es un buen blanco para el virus y su detección. Las reacciones positivas a la PCR son generalmente específicas, pero se recomienda la confirmación de la identidad del producto mediante secuenciación. Se han descrito otras PCR, incluidas las PCR en tiempo real para la detección de ranavirus en anfibios y peces, para la detección de ranavirus en los quelonios. Muestras para la detección de ranavirus en quelonios muertos debería incluir el hígado y el tracto gastrointestinal. El bazo y el riñón pueden también dar positivo para el virus. 24 En un estudio de transmisión, el ADN viral fue detectado en hisopos orales y cloacales por infección intramuscular Deslizadores de orejas rojas tan pronto como 5 días después de la postinoculación (p.i.) y hasta los 26 días p.i. o hasta que los animales murieron o se les practicó la eutanasia. 24
Tanto los hisopos orales como la sangre se han utilizado para detectar el ranavirus en en los Estados Unidos, mientras que las tortugas de la caja oriental se han utilizado hisopos orales y cloacales para la detección de la infección viral. ADN en tortugas infectadas naturalmente en Alemania. 29,31
Serología Se ha trabajado poco en el estudio de la respuesta inmunitaria de reptiles a infección por ranavirus. Un ELISA para la detección de anticuerpos anti ranavirus en tortugas estrelladas birmanas, Gopher Se han desarrollado en tortugas marinas y tortugas de caja oriental. 32 La prueba es capaz de detectar anticuerpos en las tres especies. Pruebas de 1000 tortugas toperas del este de los Estados Unidos mostraron una baja prevalencia de anticuerpos anti-ranavirus del 1,5% en general, Considerando que la prevalencia en un grupo de 55 Tortugas del Este que había sobrevivido a un brote de infección por ranavirus un año antes fue del 1,8% (uno positivo). Los autores postularon que las bajas tasas de prevalencia detectadas pueden subestimar la prevalencia real de la infección, ya que las infecciones por ranavirus en los quelonios son a menudo asociados con altas tasas de mortalidad y la respuesta de los anticuerpos es desconocido. 32 Esta prueba ELISA también ha sido adaptada para la detección de de anticuerpos anti-ranavirus en Testudo spp. en Europa. 29
PICORNAVIRUS Los virus parecidos a los Picorn se encuentran con frecuencia en las tortugas en Europa. La familia Picornaviridae contiene pequeños monofilamentos (ss), virus del ácido ribonucleico (ARN) no envueltos que pueden ser relativamente resistente a la desinfección y puede persistir durante mucho tiempo. períodos de tiempo en el medio ambiente. En tortugas, parecidas se han detectado virus por aislamiento en cultivo celular con el uso de líneas celulares quelonianas. Debido a las dificultades para caracterizar estos virus, han sido llamados virus "X". 33 Estos los virus han sido aislados con mayor frecuencia en Tortugas. También se encuentran en tortugas marinas, Tortugas de Hermann, tortugas leopardo y tortugas egipcias.
Los signos clínicos asociados con la infección incluyen el ablandamiento del caparazón en animales jóvenes, con secreción de difteróides estomatitis, rinitis, conjuntivitis y ascitis (Figura 5-7). También se han aislado virus de animales clínicamente sanos34
(Heuser: Pers. com.). No hay una historia histológica típica de lesiones asociadas con la infección. Muchas tortugas infectadas con el virus "X" también está infectado con otros agentes infecciosos, entre los que se incluyen HVs y Mycoplasma spp. (Marschang RE, inédito observaciones). Una gran parte del genoma de un virus "X" recientemente ha sido casi completamente secuenciada, mostrando que este es un nuevo picornavirus. 35,36 La información de la secuencia ahora disponible permitirá el desarrollo de nuevos diagnósticos incluyendo la PCR de transcriptasa inversa (RT-PCR) también como la comparación de las cepas de virus "X" aisladas de diferentes tortugas especies, diferentes localizaciones geográficas y diferentes años.
DIAGNÓSTICO DE PICORNAVIRUS EN TORTUGAS La detección de virus similares al virus "X" en tortugas en la actualidad se basa en el aislamiento en el cultivo celular. El virus puede ser aislado en el TH-1 (Colección Americana de Cultivos Tipo[ATCC] No. CCL-50) a 28°C (82.4°F). El virus causa un efecto citopático lítico en células infectadas (ver Figura 5-4, D). La Identificación del virus después de el aislamiento es difícil y se basa en el típico efecto citopático (CPE) y con resistencia al cloroformo. Visualización de viriones en cultivos celulares infectados por microscopía electrónica es difícil. Aunque actualmente no se dispone de RT-PCR para la detección de estos virus en muestras clínicas, se dispone de cebadores que puede utilizarse para ayudar a identificar los virus después del aislamiento en la célula cultura. Los productos de PCR pueden entonces ser secuenciados y comparados con los datos de secuencia disponibles. Las mejores muestras para la detección de virus en animales vivos son hisopos orales. El virus también se puede eliminar a través de la cloaca y la conjuntiva, por lo que los hisopos de estas áreas pueden también producir resultados positivos. En los animales muertos, las muestras de el, se puede utilizar todo el tracto gastrointestinal (de la lengua a la cloaca) para la detección de virus. El virus también se encuentra frecuentemente en otros tejidos (incluyendo hígado, riñón, corazón, cerebro y pulmón). Serológico puede realizarse la detección de anticuerpos contra el virus "X utilizando métodos de neutralización de virus. Anticuerpos contra esto se encuentran con frecuencia en tortugas en Europa 37 Se desconoce la estrecha relación entre todas las cepas aisladas del virus "X son entre sí, así que la reactividad cruzada entre estos virus y entre estos virus y otros picornavirus aún no ha llegado a ser entendido.
FIGURA 5-7 Tortuga (Testudo graeca) con rinitis.
Este animal fue infectado con un picornavirus ("virus X")
así como con un herpesvirus y un micoplasma.
OTROS VIRUS DESCRITOS EN LOS QUELONIOS Adenovirus Los AdVs son virus de dsDNA no envueltos, que tienen un riesgo relativamente alto de infección. alta resistencia a la inactivación y puede ser difícil de desinfectar. En los reptiles, se detectan más comúnmente en squamates, particularmente las agamidas, pero los AdVs que han tenido recientemente, también ha sido descrito en varias especies de quelonios, incluyendo Tortugas de Sulawesi (Indotestudo forsteni),38 Impresionadas Tortugas (Manouria impressa), una tortuga estrella birmana,39
una tortuga leopardo40 y una tortuga caja. 41 La infección en Las tortugas de Sulawesi se asociaron con enfermedad sistémica grave y una tasa de mortalidad del 82%. Hallazgos patológicos en personas infectadas las tortugas tenian necrosis hepática multifocal, anfófilas a inclusiones intranucleares basofílicas y lipidosis hepática difusa, necrosis mieloide en la médula ósea, y necrosis severa enterocolitis. 38 Las tortugas impresionadas y la estrella birmana Todas las tortugas fueron expuestas a tortugas de Sulawesi infectadas. 39 La La tortuga leopardo también estaba infectada con un herpesvirus y tenía biliverdinuria, emaciación y episodios de hemorragias. 40 La La tortuga caja infectada mostró cambios en el hígado con degeneración celular, vacuolización pronunciada del citoplasma y de la pyknosis de núcleos y cuerpos de inclusión en algunos hepatocitos. 41
El diagnóstico de los AdVs se realiza generalmente con el uso de PCR apuntando a una porción del gen de la ADN polimerasa. 42 Esta PCR utiliza primers degenerados y se dirige a una región muy conservada del genoma y, por lo tanto, puede utilizarse para detectar un amplio rango de AdVs de diferentes hosts. Por lo tanto, los productos de la PCR deberían ser secuenciada para confirmar la identidad del virus detectado. En animales vivos, rubores nasales, tejido mucoso oral/nasal, choanal hisopos, hisopos cloacales y plasma han sido todos exitosos para detectar el virus. 38 El tejido hepático se ha utilizado con éxito
para la detección de virus en animales muertos,38,41 así como un número de otros tejidos internos. 38 Los AdVs detectados en quelonios hasta ahora no parecen estar estrechamente relacionados con los AdVs de los squamates, y varios parecen diferir significativamente entre sí. Actualmente no se dispone de ninguna prueba serológica para la detección de anticuerpos contra los AdVs en los quelonios.
Virus del papiloma Los virus del papiloma son virus de dsDNA no envueltos con una forma circular. genoma. Los virus del papiloma son altamente huéspedes específicos y de tejido restringido. Por lo general, causan enfermedades benignas. tumores (verrugas, papilomas) en sus huéspedes naturales. Ocasionalmente, también pueden causar estas lesiones en especies relacionadas. El Virus del papiloma son altamente resistentes a la inactivación y pueden persistir en el medio ambiente durante largos períodos de tiempo. En los quelonios, los virus del papiloma se han descrito en la sección de cuello lateral de Bolivia Tortugas (Platemys platycephala)43, una tortuga rusa,44 una tortuga boba Tortuga, y una Tortuga Marina Verde. 45 Las lesiones de piel fueron Reportadas en todos menos en la tortuga rusa, que tenía una historia de estomatitis. En ese caso, las partículas parecidas al virus del papiloma fueron detectados por microscopía electrónica en un lavado de pulmón pero no en un Raspado oral. 44 El diagnóstico de infecciones por el virus del papiloma ha sido principalmente por la detección de partículas virales en tejidos infectados mediante microscopía electrónica. Las secuencias completas de los papilomavirus de la Caguama y las Tortugas Marinas Verdes tienen el futuro desarrollo de una PCR de diagnóstico que es posible. 46 Los tejidos para el análisis deben incluir la piel afectada. Los virus del papiloma generalmente no crecen bien en el cultivo celular, y no se ha aislado ningún papilomavirus reptil. No hay serológica disponible para la detección de anticuerpos contra estos virus en los quelonios.
Reovirus Los reovirus son virus de ARN no envueltos con un dsRNA genoma. Sólo hay un caso reportado de infección por reovirus en una tortuga de muslo espolonado que era caquéctica y tenía necrosis del epitelio de la lengua. El virus fue aislado de la lengua de ese animal, así como de varios tejidos internos. 34 Se ha utilizado una prueba de neutralización del virus para detectar anticuerpos contra este virus en tortugas. 37
Paramixovirus Los PMVs están envueltos, virus ssRNA. En los reptiles, estos virus se detectan más comúnmente en las serpientes, pero también en lagartijas y tortugas. La mayoría de los PMVs detectados en reptiles hasta ahora han sido clasificados en el nuevo género Ferlavirus. 47 En los quelonios, las infecciones por PMV han sido asociado con dermatitis en un grupo de tortugas de muslo espolonado importado a Suiza desde Turquía. 48 En un Hermann's tortuga y en una tortuga leopardo, la infección por ferlavirus fue asociado con la neumonía. La tortuga leopardo había sido importado a Alemania desde Kenia varios años antes y murió con una enfermedad respiratoria grave (Figura 5-8). Un ferlavirus se detectó en varios tejidos internos de ese animal pero no del pulmón. 49 La tortuga de Hermann es el único caso en el que un Ferlavirus de una tortuga ha sido aislado en una celda de cultura hasta ahora. 50 Diagnóstico de infección por ferlavirus en tortugas puede llevarse a cabo con el uso de una RT-PCR dirigida a la L de ferlavirus similares al proceso de las serpientes. 51
Esta PCR a menudo da lugar a hallazgos o productos falsos positivos.
que no son el tamaño esperado y la confirmación de un resultado positivo. por lo tanto, la secuenciación de los productos de PCR es muy importante.
FIGURA 5-8 Tortuga leopardo (Stigmochelys pardalis) con
neumonía severa. Se detectó un ferlavirus en este animal.
(De Papp T, Seybold J, Marschang RE. Paramixovirus infección en una tortuga leopardo[Geochelone pardalis babcocki]
con enfermedades respiratorias. J Herpetol Med Surg 2010;20:64-68. Con permiso.)
Son recomendados Porque los ferlavirus causan hemaglutinación de glóbulos rojos, anticuerpos contra estos virus en tortugas pueden detectarse mediante ensayos HI, al igual que en el caso de las serpientes. Varios se han detectado diferentes ferlavirus en tortugas,49,50 así que la elección del antígeno puede afectar a los resultados de las pruebas. Sin embargo, un estudio ha indicado que hay una reactividad cruzada serológica significativa entre ferlavirus conocidos. 52
VIRUS DE LOS SQUAMATES Se ha descrito una variedad de virus en lagartijas y serpientes. Los lagartos no son monofiléticos, por lo que las relaciones entre algunos de los lagartos (por ejemplo, iguánidos) y las serpientes están más cerca entre ellos que otras familias de lagartijas. Esto se refleja en las relaciones entre los virus que infectan a algunos de estos animales. Los PMVs son patógenos bien conocidos en las serpientes viperinas, pero también se pueden encontrar en otras familias de serpientes, así como en lagartijas. Tanto los AdVs como los los reovirus se detectan regularmente en lagartos y serpientes. Una lista de virus detectados regularmente en los squamates y métodos para Las pruebas de diagnóstico se pueden encontrar en la Tabla 5-2.
PARAMIXOVIRUS Los PMVs son virus envueltos con un ssRNA de sentido negativo en el genoma. Son relativamente inestables en el medio ambiente. Casi todos los PMVs detectados en reptiles están clasificados en el género Ferlavirus,47 que contiene PMVs detectados en serpientes, lagartijas, y quelonios. Los ferlavirus llevan el nombre de la primera PMV
aisladas de reptiles, víboras Fer-de-Lance en un serpentario suizo. Durante ese brote en 1972, el 87% de las serpientes en una habitación murieron con disnea, opistótono, apatía seguida de actividad anormal, midriasis y convulsiones terminales. 53 Desde entonces, se han documentado brotes de ferlavirus en numerosas colecciones de serpientes en América del Norte y del Sur, y Europa. Signos clínicos comunes descritos en serpientes infectadas incluyen posturas anormales, regurgitación, anorexia, cabeza doblada, temblores, ruidos respiratorios anormales y exudado en los cavidad bucal (Figura 5-9). En muchos casos, ningún signo clinico y los animales infectados pueden ser encontrados muertos en sus recintos. 1,53,54 la enfermedad grave se ha descrito principalmente en serpientes viperinas, pero se han encontrado ferlavirus en serpientes de las familias Boidae, Elapidae, Colubridae y Crotalidae. 1 Los postulados de Koch se han cumplido para el tratamiento pulmonar. Las lesiones asociadas con la infección por ferlavirus en la isla de Aruba en Serpientes de cascabel (Crotalus durissus unicolor). Un ferlavirus aislado, En varios tejidos de una serpiente de cascabel de la isla de Aruba que murió de la infección. se inoculó por vía intratraqueal en cuatro Serpientes de cascabel de la isla. Varias serpientes desarrollaron una enfermedad pulmonar Con síntomas que incluyen sangre en los pulmones, la tráquea y la cavidad oral. Los dos animales que no fueron sacrificados anteriormente murieron 19 y 22 días p.i. 55 Las anormalidades gruesas son las más consistentes encontradas en los pulmones de serpientes infectadas. Los cambios incluyen la congestión y hemorragia. Los hallazgos histológicos a menudo muestran que la proliferación de la enfermedad pulmonar intersticial con proliferación y vacuolación de las células epiteliales que recubren los fávulos. En casos raros, Las inclusiones intracitoplasmáticas se pueden ver en el revestimiento epitelial. células. 54,55 A un que los ferlavirus se describen más comúnmente en serpientes, estos virus también han sido detectados en varias especies de lagarto, incluyendo un Monitor Falso Manchado (Callopistes maculatus),56 un Monitor del Árbol de Esmeralda (Varanus prasinus),57
un lagarto de cabeza plana (Xenosaurus platyceps),58 y un grupo de lagartos caimanes (Dracaena guianensis). 59 Ferlavirus de la neumonía, aunque las infecciones virales son clínicamente sanas. En los lagartos han sido documentados. Los virus no parecen ser específicos de los huéspedes y pueden transmitirse entre diferentes especies de serpientes y lagartos, así como de quelonios. No existe un tratamiento específico para la infección por ferlavirus. en reptiles. Los resultados de un solo estudio que intentaba vacunar serpientes de cascabel contra la infección por ferlavirus con el uso de cultivos celulares inactivados aislados eran equívocos, en que el anticuerpo y las respuestas fueron variables y transitorias. 60
Un PMV que difiere claramente de los ferlavirus en serpientes en Australia. El virus ha sido preliminarmente llamado Sunshine virus por el nombre geográfico ubicación del primer aislamiento en la costa Sunshine de Australia. Este virus se asoció con enfermedad neurorrespiratoria en Pitones australianos. 61
DIAGNÓSTICO DE INFECCIONES POR EL PMV EN CUADRADOS Detección de virus Los ferlavirus se diagnosticaron por primera vez en serpientes con el uso de aislamiento en cultivo celular seguido de la caracterización del virus. 62
Desde entonces, el aislamiento del virus se ha utilizado en muchos casos para detectar estos virus en muestras clínicas de serpientes y lagartos. Ferlavirus puede ser aislado en las células cardíacas de Russell Viper (VH2, ATCC, CCL-140) a 28°C (82.4°F) (Figura 5-10, A). Ellos
crecen relativamente despacio (7 a 14 días) y causan la formación de sincitia (Figura 5-10, B). Una serie de RT-PCRs también para la detección de ferlavirus en reptiles. la prueba más sensible disponible hasta la fecha es una prueba RT-PCR dirigida a el gen de la gran polimerasa (L). 50,51 Este gen está relativamente bien conservado entre los PMVs, y los primers descritos para este RTPCR han sido capaces de detectar todos los tipos de ferlavirus detectados hasta la fecha. Esta RT-PCR se puede utilizar para detectar ferlavirus en tejidos de animales muertos o en muestras de animales vivos. En animales vivos, hisopos orales y cloacales, así como hisopos transtraqueales se pueden utilizar como muestras de diagnóstico. Porque los tratamientos orales y el desprendimiento de la capa cloacal puede ser inconsistente, se recomienda que se presentará una muestra combinada de ambos, posiblemente combinada con fluido de un lavado transtraqueal para su análisis. 63 En la muerte de los animales, la carga viral más alta se encuentra en el pulmón, y esta se recomienda el uso de tejido para la prueba. 64 La RT-PCR no es altamente específicas para los ferlavirus, y se han producido reacciones falso-positivas. que se ha demostrado que ocurre. Por esta razón, los productos de PCR de la esperada (566 pares de bases) deben ser secuenciados. El virus Sunshine ha sido diagnosticado en pitones australianos. Originalmente fue aislado en VH2 de serpientes. También se ha descrito una PCR para la detección de esta enfermedad. y se ha utilizado en Australia. 61
Serología Los anticuerpos contra los ferlavirus pueden detectarse mediante pruebas de HI. Los ferlavirus aglutinan los glóbulos rojos como en las gallinas y los anticuerpos contra estos virus en plasma o suero, que inhibirá esta reacción. La prueba HI se ha utilizado repetidamente para detectar exposición a los ferlavirus en los squamates, incluidos los capturados en el medio silvestre serpientes y lagartos. 54,57,58,65,66 Reactividad cruzada serológica entre ferlavirus y entre ferlavirus y otros PMVs no es y algunos (pero no todos) los ferlavirus hasido
CUADRO 5-2
Métodos de diagnóstico utilizados para la detección de virus de escamas
Familia de
virus
Virus Género
y
Especie
Especie
Huésped
Muestras de
diagnóstico:
Animales
Vivos
Muestras de
diagnóstico:
Necropsia especie
Virus detectado:
serología referencias
Paramyxoviridae Ferlavirus Muchas
serpientes
diferentes y
especies de
lagartijas; la
mayoría
comúnmente
viperide
serpientes
Oral y cloacal
hisopos
traqueales
lavados
pulmonar y
de otros
tejidos
PCR ,
aislamiento del
virus
HI 50, 51, 54, 63
Sunshine
virus Pitones
australianos
(incluyendo a
una persona con
espinillas
Pitón
[Aspidites melanocephalus]
y una jungla
Alfombra
Pitón[Morelia
n.d Cerebro,
pulmón,
hígado, riñón
PCR,
aislamiento del
virus
n.d
. 61
spilota cheynei]))
Adenoviridae
Atadenovirus Muchas especies
diferentes Hisopos
cloacales Hígado e
intestino PCR NT (en
serpientes) 42, 82, 84
Reoviridae
Orthoreovirus Muchas especies
diferentes Oral y cloacal torundas
Hígado,
intestino,
pulmón
(también
otros tejidos)
PCR,
aislamiento del
virus
NT 85, 93
Iridoviridae
Ranavirus Pitón Verde
(Morelia) viridis), Cola de
hoja
Lagartija
(Uroplatus
fimbriatus), Roca Ibérica
Lagarto (Lacerta monticola)
Sangre (muestra
óptima
desconocido)
PCR en el
hígado,
aislamiento del
virus
n.d. 102, 103, 104
Iridovirus
(invertebrado
iridovirus,
IIV)
Varias especies
de lagartijas
incluyendo
agamida,
camaleónida,
e iguanida
lagartijas
Hisopo
cloacal (CAVE
- virus
detectado
podría
originar
de presas
infectadas)
Intestino, piel,
riñón, hígado PCR,
aislamiento del
virus
n.d.
110
Sin clasificar:
Necrosis
eritrocítica
virus
Numerosas
especies
incluyendo
Lagarto
Rupestre Ibérico,
y Ribbon Snakes
Thamnophis sauritus
sackenii)
Eritrocitos Eritrocitos PCR,
(generalmente
diagnosticados)
por histológico
chequeo
y EM)
n.d
. 104, 113,
115
Herpesviridae
Sin clasificar Varias
serpientes y
lagartijas
especie
Biopsia
gingival (área
de lesión)
Material de
lesiones PCR.
n.d 119, 120
Arenaviridae
No Clasificado Boa de Árbol
Anulado
(Corallus annulatus)
y Boa
Constrictors
(Boa
constrictor)
n.d.
Diversos tejidos
(cerebro,
tejido
gastrointestinal,
corazón, riñón,
hígado,
pulmón,
suero, células
sanguíneas)
PCR n.d.
128
EM, microscopía electrónica; IH, prueba de inhibición de la hemaglutinación; EII, enfermedad corporal de inclusión;
n.d., no descrito; TN, prueba de neutralización; PCR, reacción en cadena de la polimerasa
FIGURA 5-9 Víboras del arbusto (Atheris squamigera) infectadas con ferlavirus. A, Disnea y
secreciones sanguinolentas en la cavidad oral. B, Mirando a las estrellas. (Cortesía de Jutta Wiechert.)
A 100_m
B 100_m
C 100_m
FIGURA 5-10 Aislamiento de los virus serpiente en cultivo celular. A, Células cardíacas viperinas no
infectadas
(VH2), que a menudo se utilizan para el aislamiento de virus de serpientes. B, VH2 infectado con
un ferlavirus. Este virus causa un efecto citopático (CPE) con formación de sincitios en las personas
infectadas.
células. C, VH2 infectado con un adenovirus aislado de una Boa Constrictor (Boa constrictor) (serpiente adenovirus 1). Estos virus causan un CPE con lisis celular y redondeo de las células.
D, VH2 infectado con un reovirus aislado de una Boa Constrictor. Estos virus causan un CPE
con la formación de una sincitia gigante.
Mostrado en una reacción serológica cruzada con algunos PMVs aviares. La reactividad cruzada con los tipos 1, 3 y 7 de PMV aviar y PMV 1 y 7 aviares se han utilizado para detección de anticuerpos contra PMVs en suero para serpiente. 65,68 A un que existe una reactividad cruzada serológica entre los ferlavirus. alguna indicación de que las pruebas con diferentes cepas de virus conducen a resultados diferentes. En un estudio comparativo de los resultados de HI en pruebas de plasma de Massasaugas Oriental (Sistrurus catenatus catenatus) de tres laboratorios diferentes, se obtuvieron diferentes resultados de cada uno de ellos; por lo tanto, la interpretación de los resultados puede ser difícil. 69 Detección de anticuerpos anti PMV en escamas indica que estos animales han estado expuestos a ferlavirus o virus serológicamente relacionados. la Persistencia del ferlavirus no se ha registrado en la infección en reptiles, pero existe un riesgo clínico que evidencia de que esto puede ocurrir. No se sabe por cuánto tiempo el virus, la replicación y la eliminación pueden persistir después del desarrollo de anticuerpos inhibidores de la hemaglutinación.
ADENOVIRUSES Los AdVs son virus de dsDNA no envueltos que pueden sobrevivir Relativamente un tiempo largo en el medio ambiente. Muchos AdVs parecen o han coevolucionado con sus anfitriones. Todos los AdVs detectados en los squamates hasta ahora han pertenecido al género Atadenovirus, que se cree que ha coevolucionado con los reptiles. 70 Esto puede ser importante para comprender la patogenicidad de los virus porque los virus que han coevolucionado con sus anfitriones no pueden causar enfermedad o sólo pueden causar enfermedad en personas inmunodeprimidas. En animales o en conjunción con otros agentes infecciosos o otros factores. En los squamates, los AdVs se encuentran más comúnmente en agamidas pero también se han encontrado en muchos otros lagartos y familias de serpientes. Los signos clínicos más comúnmente asociados con La infección por el VAD es gastrointestinal y neurológica, incluyendo anorexia, letargo, emaciación, inclinación de la cabeza, opistótonos y vueltas en círculo (Figura 5-11). 71-73 En casos individuales, estomatitis,74 dermatitis, 75 y neumonía76. AdVs también se han detectado en animales sin signos clínicos de la enfermedad. 77-80 los postulados de Koch se han cumplido para una Necrosis hepática inducida por AdV en una Boa Constrictor (Boa constrictor). En ese caso, se encontró necrosis hepática en un adulto de boa constrictor que murió después de mostrar regurgitación y una inclinación de la cabeza. Se aisló un VAD del hígado y se inoculó intracoelómicamente en una boa constrictor neonatal clínicamente sana. La serpiente infectada también desarrolló necrosis hepática y murió, y se aisló un VAD del hígado. 71 el examen patológico de los animales que mueren con infección por el virus de la inmunodeficiencia humana (VAD) puede afectar sólo al hígado, que puede estar agrandado y tener petequias o áreas pálidas esparcidas por todas partes. Histológicamente, estos animales generalmente tienen necrosis hepática. El intestino también se ve afectado con frecuencia, y los cambios documentados incluyen dilatación del duodeno e hiperemia de la mucosa. Las inclusiones intranucleares basofílicas se observan con frecuencia en los hepatocitos. y enterocitos,72,81 (Figura 5-12) así como en el miocardio. células endoteliales, 77 células epiteliales renales, 82 endocardio, células epiteliales del pulmón,80 y células gliales y endoteliales en el cerebro. 73
DIAGNÓSTICO DE ADENOVIRUS EN CUADRADOS Detección de virus El método más común, rápido y sensible para la la detección de AdVs en squamates es una PCR dirigida al ADN del gen de la polimerasa. 42 Esta es una técnica de PCR anidada que utiliza primers degenerados para apuntar a esta región altamente conservada de el genoma viral. Se ha utilizado en una amplia gama de muestras y puede detectar no sólo AdVs del género Atadenovirus, que infectan a los squamates, pero también a otros AdVs. Los productos de PCR pueden ser directamente secuenciados, lo que se recomienda La PCR también puede detectar AdVs de animales de presa. 84 Recomendado para la detección de AdVs en lagartos y serpientes son hisopos cloacales de animales vivos (Figura 5-13) e hígado, y intestino de animales muertos. En algunos casos, los AdVs también pueden ser aislado de hisopos o tejidos en cultivo celular. Hasta la fecha, los AdVs han sido aislados casi exclusivamente de serpientes ,76,79,85,86
(véase la figura 5-10, C), y se han obtenido dos cepas de lagartijas helodermátidas. 83 Estos AdVs han sido aislados en VH2 o células cardíacas de iguana (IgH2, ATCC CCL-108). El Aislamiento en celda
FIGURA 5-11 Dragón barbudo (Pogona vitticeps) infectado
con un adenovirus. Este lagarto mostró signos neurológicos
incluyendo la mirada de las estrellas. (Cortesía de Jutta Wiechert.) 50 _m
FIGURA 5-12 Dragón barbudo (Pogona vitticeps) infectado
con un adenovirus. Microfotografía del hígado. Intranuclear
los cuerpos de inclusión son visibles en varias células. Mancha de H&E. (Foto cortesía del Dr. Volker Schmidt, Universidad de Leipzig, Leipzig, Alemania.)
es generalmente más lento y menos sensible que la PCR. Los AdVs han sido aislados de lagartijas nohelodermatidas.
Serología Se ha trabajado poco en la detección de anticuerpos contra AdVs en reptiles. Esto se debe principalmente a la falta de cepas de virus en cultivo celular, lo que hace que el desarrollo de pruebas serológicas sea difícil. Las pruebas de neutralización de virus se han utilizado para la detección de anticuerpos contra una serpiente AdV (SAdV-1). 85,87 Sin embargo, poco se sabe sobre las relaciones serológicas entre atadenovirus reptiles. Los principales componentes antigénicos del Los AdVs son las proteínas de fibra, hexón y pentón que componen las cápsides icosaédricas de los viriones. 70 Las estructuras de estos las proteínas varían entre los diferentes AdVs, y un estudio demostró que diferencias genotípicas en el gen hexón de la familia agamida AdVs de dragones barbudos cautivos (Pogona vitticeps) en Estados Unidos. 88 la reactividad cruzada serológica entre estos diferentes tipos es desconocida. Porque los AdVs de diferentes familias de los lagartos parecen diferir significativamente a nivel genético. también difieren serológicamente. Interesantemente, parece que hay mucho menos variación entre los AdVs de las serpientes, y la mayoría parece ser idénticos; por lo tanto, el uso de pruebas de neutralización de virus, es posible la detección de anticuerpos contra AdVs en serpientes.
REOVÍRUSOS Los reovirus son virus no envueltos con un genoma de dsRNA
que está segmentado. Son bastante estables en el medio ambiente. Todos los reovirus detectados en reptiles hasta ahora han pertenecido al género Orthoreovirus. Los reovirus se detectan con frecuencia en ambas serpientes y lagartijas. Clínicamente, las infecciones por reovirus han sido asociadas con una amplia gama de signos clínicos en los escamosos, que van desde muerte súbita por detección del virus en animales aparentemente sanos. Los signos clínicos específicos observados en animales infectados han sido los siguientes: papilomas en lagartijas verdes (Lacerta viridis),89 muerte súbita en Iguanas (Iguana iguana),90 neumonía en una lagartija de cola espinosa (Uromastyx hardwickii),91 enteropatía y hepatopatía en Geckos leopardo (Eublepharis macularius),92 enteritis en chino (Azemiops feae),1 enfermedad neurológica incluyendo la falta de coordinación, Pérdida de la propiocepción y convulsiones en la pradera. Serpientes de cascabel (Crotalus viridis)93, hepatitis necrosante en Rough Serpientes verdes (Opheodrys aestivus),94 y enfermedad respiratoria mortal en Ratsnakes de Moellendorff (Orthriophis moellendorffi) y Serpientes de Belleza (Orthriophis taeniurus). 95 El reovirus aislado de ese brote fue inoculado por vía intratraqueal en un laboratorio, Serpiente de rata (Pantherophis obsoletus obsoletus), que en consecuencia murió de neumonía a los 26 días p.i. Se volvió a aislar un reovirus de la serpiente infectada experimentalmente. En otro estudio de transmisión, un reovirus que fue aislado de una Boa Constrictor con inclusión enfermedad corporal (EII) se inoculó en dos grupos diferentes de Boa Constrictors intratraqueal, intracoelomicamente y No se observó ninguna enfermedad o patología específica en los animales infectados, aunque el virus fue aislado de las serpientes infectadas. a 18 semanas p.i. 96 La importancia clínica de las infecciones por reovirus, por lo tanto, no se comprende completamente y puede depender del virus y el huésped, así como otros factores como el estado inmunológico y la cría, y otros agentes infecciosos. Alguna variación genética en los reovirus de los reptiles. Estos virus no aparecen para ser específicos de la especie porque los virus relacionados se han encontrado en varias familias de squamates y en una tortuga. 97,98
DIAGNÓSTICO DE REOVIRUS EN ESCAMAS Detección de virus Los reovirus de los escamosos son relativamente fáciles de aislar en la célula (VH2 e IgH2), en los que provocan la formación de sincitia gigante (ver Figura 5-10, D). El virus ha sido aislado de hisopos orales y cloacales de serpientes vivas86 y de hígado, riñón, bazo, intestino, cerebro y pulmón86,90,92,93,95,99
de animales muertos. Una RT-PCR dirigida al ARN que depende del ARN ARN polimerasa gen de Orthoreovirus y Aquareovirus ha sido descrito y utilizado para caracterizar reovirus aislados de varios reptiles. 97,98 Esta RT-PCR también se ha utilizado para diagnosticar infecciones por reovirus en tejidos de serpientes infectadas94 pero parece ser menos sensible que el aislamiento del virus en cultivo celular. 86
Serología Se han utilizado pruebas de neutralización del virus para detectar anticuerpos contra reovirus en serpientes y lagartos, se han detectado reovirus en Iguanas Verdes capturadas en estado salvaje, Iguanas de Utila (Ctenosaura bakeri), Iguanas de cola espinosa (C. similis), y lagartos a escala (Xenosaurus grandis). 57,58
Un estudio de la reactividad cruzada serológica de seis reovirus diferentes aislados de lagartijas mostraron que al menos tres diferentes serogrupos; por lo tanto, los resultados de las pruebas de detección de anticuerpos que utilizan la prueba de neutralización del virus dependerá del virus utilizado. 90
IRIDOVIRUSES
Los iridovirus son grandes, virus de dsDNA que contienen un lípido componente. La familia Iridoviridae se divide actualmente en cinco grupos géneros: Iridovirus, Cloriridovirus, Ranavirus, Linfocistivirus, y Megalocytivirus. 100 Hasta hace poco, los virus de los géneros Iridovirus y el Cloriridovirus sólo se habían descrito en invertebrados, mientras que los virus del género Ranavirus han infectado a los peces,
FIGURA 5-13 Dragón barbudo (Pogona vitticeps). Cloacal
se recomiendan los hisopos para el diagnóstico del adenovirus
infecciones en animales vivos.
y Megalocytivirus se encuentran sólo en peces. Los iridovirus que han sido descritos en squamates pueden ser clasificados como ranavirus, iridovirus de invertebrados y virus eritrocíticos.
RANAVIRUS Los miembros del género Ranavirus son patógenos comunes de anfibios, reptiles y peces y son una de los principales causas de las muertes globales de anfibios. 102 En reptiles, los ranavirus se han detectado con mayor frecuencia en varias especies de quelonios; sin embargo, los squamates también pueden estar infectados, y los ranavirus se han encontrado en Pitones Verdes (Morelia viridis) en Australia, 103 en un gecko (Uroplatus fimbriatus) en Alemania,104 y en una lagartija ibérica (Lacerta monticola) en Portugal. 105
Las pitones verdes mostraron ulceración de la mucosa nasal, necrosis hepática, e inflamación necrosante severa de las submucosa faríngea. En la lagartija, la infección estaba asociada con lesiones granulomatosas en la cola y el hígado. En el Lagarto Rupestre Ibérico, no se ha documentado ninguna enfermedad manifiesta. el lagarto tenía un alto número de cuerpos de inclusión intracitoplásmica en los eritrocitos, indicativo de infección con un eritrocítico virus de la necrosis, que también fue detectado por PCR.
DIAGNÓSTICO DE INFECCIÓN POR RANAVIRUS EN CUADRADOS Los ranavirus que infectan a los reptiles parecen estar estrechamente relacionados con uno de ellos. y a los ranavirus de los anfibios. Los Métodos para el virus y la detección en los squamates es idéntica a la descrita para el virus detectado en quelonios. Los ranavirus se pueden aislar en muchas diferentes líneas celulares a 28°C (82.4°F) (vea la Figura 5-4, C). Todos se han detectado ranavirus de escamados publicados con el método del aislamiento del virus en cultivo celular. Una serie de PCRs también son disponibles para la detección de ranavirus en otros animales. El el gen MCP altamente conservado es a menudo el objetivo, y la secuenciación de una porción de este gen, se ha utilizado para ayudar a identificar y parcialmente caracterizar todos los ranavirus detectados en serpientes y lagartos hasta ahora. 103-105 las muestras para la detección de ranavirus en squamates debe incluir tejido hepático. Un ranavirus sólo ha sido detectado en una lagartija viva una vez, en la sangre de la lagartija de las rocas portuguesa. 105 La muestra óptima para la detección de ranavirus se desconocen en los squamates vivos. No hay ninguna prueba serológica disponible para la detección de anticuerpos contra los ranavirus en los squamates.
IRIDOVIRUS INVERTEBRADOS Hasta hace poco, los virus del género Iridovirus sólo habían sido descritos en los invertebrados, en los que pueden causar infecciones letales en una amplia gama de especies huéspedes. 106 A finales de la década de 1990 dos grupos de investigación en Alemania aislaron y caracterizaron a los iridovirus de grillos (Orthoptera, Gryllidae) de la especie Gryllus campestris, Acheta domesticus y Gryllus bimaculatus. 107.108 En ambos casos, los insectos derivados de criadores comerciales que produjeron grillos para el comercio de mascota,. Los grillos infectados mostraron hipertrofia e iridiscencia azulada de las células adiposas afectadas. 108,109
Se han detectado virus estrechamente relacionados o idénticos en varias especies de lagartijas en Europa. En 2001, un grupo alemán reportó el aislamiento de iridovirus de invertebrados (IIV) como virus de los pulmones, el hígado, los riñones y el intestino de dos Dragones barbudos, un camaleón (Trioceros quadricornis), y de la piel de un lagarto de cuello redondo (Chlamydosaurus kingii). El lagarto de cuello redondo presentaba lesiones cutáneas similares a las de la varicela, y uno de los Dragones Barbudo tenían neumonía. Los otros lagartos murió con signos clínicos inespecíficos. 110 Desde entonces, los IIVs han ha sido aislado o detectado repetidamente en lagartijas de variosa
fuentes, así como de grillos (Marschang RE, inédito observaciones, 2001-2013). Se ha postulado que este virus ha cambiado de huéspedes de insectos (presa) a lagartijas depredadoras, y un estudio de transmisión fue capaz de demostrar que un IIV aislado de un camaleón de casco alto (Trioceros hoehnelii) fue capaz de infectar y causar enfermedades en los grillos (Gryllus bimaculatus). 111 La importancia clínica de la infección por VIV en lagartos no es siempre claro porque el virus ha sido detectado clínicamente en los animales sanos, así como en los animales que estaban demacrados, tenían lesiones en la piel (Figura 5-14), o murió inmediatamente. En algunos casos,
A
B
FIGURA 5-14 Las infecciones por iridovirus invertebrados (IIV) a menudo se asocian con lesiones cutáneas.
en lagartijas infectadas. A, Poros femorales agrandados en un dragón barbudo (Pogona vitticeps)
infectado con un virus intravenoso. B, Lesión de piel en la parte superior del brazo derecho y pérdida de
escamas dorsales en un
Iguana verde (Iguana iguana) infectada con un virus de inmunodeficiencia humana (A, Foto cortesía de la Dra. Karina Mathes, Universidad de Medicina Veterinaria de Hannover, Alemania.
también se han detectado otros virus en lagartos infectados, especialmente AdVs, de tal manera que los IIVs pueden estar involucrados en el tratamiento multifactorial de la enfermedad o pueden ser incidentales.
DETECCIÓN DE IRIDOVIRUS INVERTEBRADOS EN CUADRADOS Se han desarrollado una serie de métodos para la detección de IIVs en lagartijas. Estos virus crecen bien en una amplia gama de células a 28°C (82.4°F), incluyendo líneas celulares de reptiles (p.e.., TH1, VH2 e IgH2). Se han descrito dos PCR diferentes para la detección de IIVs en muestras de reptiles. Ambos objetivos el gen MCP altamente conservado. Se ha mostrado una PCR anidada el método más sensible descrito. 111 Todos los métodos utilizados para detectar el VIH en muestras de reptiles, también se puede utilizar para detectar estos virus en los insectos forrajeros. En los lagartos vivos, los IIVs que se encuentra más comúnmente en los hisopos orales y cloacales. Sin embargo, debido a que los insectos de los piensos pueden estar infectados, la detección de los IIVs en estos, las muestras deben ser interpretadas cuidadosamente: los hallazgos positivos pueden representar contaminación y no infección. En lagartijas muertas, Los IIVs se han detectado más comúnmente en los intestinos y la piel. Una vez más, la interpretación de los hallazgos puede ser difícil. Sin embargo, Los IIVs también han sido detectados en una serie de tejidos internos incluyendo el riñón y el hígado. Los IIVs a menudo se detectan juntos
con otros agentes infecciosos, en particular los AdVs en las agamidas, y su importancia clínica en lagartos infectados no siempre está clara.
VIRUS DE LA NECROSIS ERITROCÍTICA Los virus de la necrosis eritrocítica causan inclusiones intracitoplásmicas en eritrocitos de peces, anfibios y reptiles. Estos se creían originalmente que las inclusiones eran parásitos, pero subsecuentemente la microscopía electrónica demostró ser cristalina de viriones. 112,113 los eritrocitos pueden presentar en los animales infectados pueden ser anémicos. Una transmisión del estudio se ha realizado con sangre procedente de ibéricos infectados Lagartos de roca y lagartos esmeralda ibéricos (Lacerta schreiberi) inyectado en lagartos no infectados. Los infectados experimentalmente los lagartos, desarrollaron inclusiones intraeritrocíticas. Cuando los lagartos se mantuvieron a temperaturas relativamente bajas, la infección se convirtió sistémico y resultó en la muerte. 114 Virus de la necrosis eritrocítica se han detectado en lagartijas y serpientes capturadas en todo el mundo. 105.115.116 No se ha aislado ningún virus de necrosis eritrocítica en cultivo celular hasta ahora. La Caracterización adicional de estos virus, por lo tanto, ha sido difícil. Las Secuencias parciales del ADN polimerasa están disponibles a partir de dos necrosis eritrocítica virus: de una serpiente de cinta (Thamnophis sauritus sackenii) en Florida, Estados Unidos, y una de una lagartija de roca ibérica en Portugal. 105,116 Se han demostrado que ambos virus están relacionados con la familia Iridoviridae, pero pueden pertenecer a un nuevo género. La infección por el virus de la necrosis eritrocítica se diagnostica actualmente por la detección de inclusiones intracitoplasmáticas en frotis de sangre de animales infectados, seguido de microscopía electrónica y detección de viriones con morfología iridoviral típica (Figura 5-15). Ahora esa información de la secuencia está disponible en dos necrosis eritrocítica, puede ser posible desarrollar una PCR de diagnóstico para la detección de estos virus en reptiles.
HERPESVIRUS En las serpientes, los reportes de infección por HV son raros y han sido asociado con la disminución de la producción de veneno en algunas regiones venenosas. necrosis hepática en los juveniles de Boa Constrictor, y gastrointestinales con infecciones mixtas en varios países.
A
B
FIGURA 5-15 Eritrocitos de la lagartija de roca ibérica (Lacerta monticola) con virus eritrocítico
infección. A, el virus de la necrosis eritrocítica ha causado inclusiones intracitoplásmicas en múltiples
eritrocitos. Mancha de H&E. B, Microfotografía de electrones de transmisión de la inclusión en una
eritrocito. Las inclusiones consisten en precursores virales y partículas virales en un cristalino
de la matriz. (A y B, Foto: cortesía de Antonio Pedro Alves de Matos, Hospital Curry Cabral, Lisboa, Portugal.
En diferentes especies de serpientes. 74,117,118 En los lagartos, las infecciones por HV se ha asociado con papilomas en los lagartos verdes. 89,119
Las lesiones orales han sido descritas en el Emerald Tree Monitor Lagartos y Sudán y lagartos chapados en negro (Gerrhosaurus mayor y Gerrhosaurus nigrolineatus) infectados con
HVs,120,121 y lesiones hepáticas han sido descritas en Redheaded Agamas (Agama agama) y un San Esteban Chuckwalla (Sauromalus varius). 122,123 Diagnóstico de infección por HV en squamates se ha llevado a cabo por microscopía electrónica, del virus con aislamiento en cultivo celular (en un caso), y PCR. La PCR utilizada fue descrito para la detección de un amplio rango de HVs y también se utiliza para la detección de HVs en quelonios. 124 Sin ensayo actualmente disponible para la detección de anticuerpos contra HVs en squamates.
INCLUSIÓN ENFERMEDAD CORPORAL La EII es una enfermedad de las serpientes de las familias Boidae y Pythonidae. que ha sido descrito en todo el mundo en serpientes cautivas. Se considerada la enfermedad más importante del mundo del boid serpientes. 125 La enfermedad se caracteriza por la formación de inclusiones intracitoplasmáticas en las neuronas y en el epitelio células de varios órganos. Se desconoce la etiología de la EII. se cree que es una enfermedad viral, pero no se ha encontrado ningún agente etiológico definitivamente caracterizado aún. Los retrovirus han sido discutidos como posible causa de la enfermedad. 126.127 los más recientes, se han detectado arenavirus en serpientes con EII positiva. 128
En ese estudio, se detectaron arenavirus genéticamente variables en 6 de 8 serpientes positivas para la EII y en ninguna de las 18 serpientes negativas para la EII Los virus fueron detectados por RT-PCR después de la secuenciación de los genomas de dos virus diferentes por metagenómica. También se propagaron en una línea celular derivada del riñón de una Boa Constrictor. 128 Las inclusiones son hechos de una proteína única (proteína de la enfermedad del cuerpo de la inclusión, IBDP). 129 Algunas investigaciones para entender la enfermedad y el desarrollo de nuevos ensayos diagnósticos se ha centrado en este aspecto y anticuerpos monoclonales contra el IBDP han sido producidos. 125 la EII se detectó originalmente con mayor frecuencia en la Pitón de Birmania (Python bivittatus) pero ahora es más común que sea diagnosticado en Boa Constrictor. 1 La gama de huéspedes también incluye la Anaconda Verde (Eunectes murinus), Anaconda Amarilla (Eunectes notaeus), Boa Arco Iris (Epicrates cenchria), Boa haitiana (Epicrates striatus), Boa malgache (Acrantophis madagascariensis), Boa de Árbol Anulada (Corallus annulatus), Pitón indio (P. molurus molurus), Pitón reticulado (P. reticulatus), y Ball Python (P. regius). 125.128 Clínica Los signos asociados con la EII son variables y pueden variar desde portadores subclínicos de enfermedades neurológicas graves y la muerte. Entre los signos comunes en la Boa Constrictora infectada se incluyen la tortícolis, desequilibrio, opistótonos, incapacidad para enderezarse, regurgitación y parálisis flácida (Figura 5-16). Otros signos que también pueden observarse incluyen estomatitis y neumonía. Los trastornos linfoproliferativos y los tumores de células redondas también se ha descrito en serpientes infectadas. Algunas serpientes con EII puede morir en cuestión de semanas, pero otros pueden sobrevivir durante mucho tiempo o períodos de tiempo. El diagnóstico de la EII se basa actualmente en la detección de intracitoplasmos eosinofílicos a anfófilos típicos, inclusiones en tejidos manchados de hematoxilina y eosina En las pitones, las inclusiones se encuentran más comúnmente en neuronas dentro del sistema nervioso central. En Boa Constrictors, también se pueden encontrar en las células gliales, así como en las células de las "amígdalas esofágicas", hepatocitos, acinar pancreático células, células epiteliales tubulares renales y revestimiento de células epiteliales los tractos gastrointestinales y respiratorios (Figura 5-17). 125
En las serpientes boid vivas, las inclusiones pueden ser detectadas en biopsias de las "amígdalas esofágicas", el hígado y el riñón. en las células de la sangre periférica. El desarrollo de los anticuerpos monoclonales contra el IBDP permitirá estudios adicionales
de la proteína, así como el desarrollo de una mayor sensibilidad de las pruebas diagnósticas. La reciente detección de arenavirus como sea posible, los agentes etiológicos también pueden resultar en el desarrollo de nuevos métodos de diagnóstico y una mejor comprensión de la enfermedad la transmisión y el desarrollo, aunque se han realizado más estudios sobre El papel etiológico de estos virus, en esta enfermedad es necesario.
VIRUS DE LOS COCODRILOS Se ha hecho relativamente poco trabajo sobre los virus de los cocodrilos. Sin embargo, hay una serie de virus que se ha demostrado que son patógenos importantes en este grupo de
FIGURA 5-16 Boa constrictor (Boa constrictor) con inclusión
enfermedad corporal (EII). Esta serpiente fue incapaz de corregirse a sí misma cuando
colocado en una posición de decúbito dorsal.
FIGURA 5-17 Boa constrictor (Boa constrictor), inclusión
enfermedad corporal (EII). Páncreas con múltiples intra-citoplasmosis
los órganos de inclusión. Mancha de H&E, × 400. (Foto: cortesía del Dr. Volker Schmidt, Universität Leipzig, Leipzig, Alemania.
CUADRO 5-3
Métodos de diagnóstico utilizados para la detección de virus de cocodrilos
Familia de
virus
Virus Género
y
Especie
Especie
Huésped
Muestras de
diagnóstico:
Animales
Vivos
Muestras de
diagnóstico: Necropsia especie
Virus detectado:
serología referencias
Poxviridae
Sin clasificar:
Virus de la viruela
del caimán
Caimán cocodrilo
Lesiones
cutáneas Lesiones
cutáneas Histología
y EM
n.d.
128, 130
"Crocodylipoxvirus":
Virus de la viruela
del cocodrilo
(CRV)
Crocodylus spp.
Lesiones
cutáneas Lesiones
cutáneas Histología
y EM,
RCP
n.d . 1, 134
Flaviviridae
Flavivirus:
virus del Nilo
Occidental
Alligator
mississippiensis, Cocodrilo
nilótico
Sangre,
suero,
frotis
cloacales
Hígado,
pulmón,
sangre RT-
PCR, virus
confinamiento
NT,
ELISA
139, 141,
144, 146
ELISA, ensayo inmunoenzimático; n.d., no descrito; TN, prueba de neutralización; PCR, reacción en cadena de la
polimerasa; RT-PCR, PCR de transcriptasa inversa.
animales. Los virus más comúnmente reportados en el cocodrilo y sus especies son poxvirus, que pueden causar brotes con lesiones en la piel de los caimanes, cocodrilos y caimanes en cautiverio. Se ha demostrado que el virus del Nilo Occidental (VNO) es patógeno en cocodrilos y puede conducir a altas tasas de mortalidad en diferentes grupos. Este virus también es zoonótico, y es posible que humanos se infecten por contacto cercano con personas infectadas por los cocodrilos. Una lista de virus detectados regularmente en cocodrilos y los métodos de pruebas de diagnóstico se pueden encontrar en Tabla 5-3.
POXVIRUS Los poxvirus son grandes virus de dsDNA envueltos. Aunque están envueltos y, por lo tanto, deberían ser relativamente fáciles de desinfectar, estos virus suelen estar protegidos en el medio ambiente por las células cutáneas escamosas. De esta manera pueden persistir durante mucho tiempo, y por lo tanto, puede ser un desafío para descontaminar los locales. Los poxvirus están bien documentado, son patógenos en los cocodrilos y se han asociado con lesiones en la piel de varias especies en todo el mundo. estos fueron reportados por primera vez y asociados con lesiones de piel gris-blanca sobre varias partes del cuerpo en cautiverio Caimanes Comunes (Caiman crocodilus) (Figura 5-18) en los Estados Unidos130
y desde entonces se han reportado en esta especie en varias otras partes del mundo. 131.132 Los poxvirus también han sido detectados en cocodrilos del Nilo (Crocodylus niloticus), así como Cocodrilos de agua salada (Crocodylus porosus) y Cocodrilos de agua dulce Cocodrilos (Crocodylus johnsoni) en Australia. 133 Infectados los animales desarrollan lesiones cutáneas parecidas a las verrugas parduscas que se producen en todo el cuerpo (Figura 5-19). La infección está asociada con alta morbilidad pero baja mortalidad. 134,135 Profundamente se encuentra lesiones penetrantes de la piel también se han descrito en pacientes infectados con cocodrilos en África. 136 Infección por poxvirus en cocodrilos se ha diagnosticado generalmente sobre la base de la detección de inclusiones intracitoplasmáticas en el epitelio hipertrófico células, seguidas de una demostración microscópica electrónica de partículas virales dentro de estas inclusiones o por microscopía electrónica y detección de partículas virales en raspados no fijos a partir de lesiones. 1.136 Después de la determinación de todo el genoma de un poxvirus de un cocodrilo del Nilo (viruela del cocodrilo virus, CRV),137 Huchzermeyer y sus colegas 136 desarrollaron un PCR para la detección de este virus en raspados de productos frescos, lesiones.
VIRUS DEL NILO OCCIDENTAL El VNO es un flavivirus transmitido por mosquitos (Flaviviridae) que puede infectar varias especies de mamíferos (incluyendo humanos), aves, y reptiles. Principalmente circula entre los mosquitos y las aves,
FIGURA 5-18 Caimán (Caiman crocodilus) con poxvirus
infección. Las lesiones cutáneas están cubiertas con una costra de color blanco grisáceo.
(Foto: cortesía del Dr. Fritz W. Huchzermeyer, Universidad de
Pretoria, Onderstepoort, Sudáfrica.
FIGURA 5-19 Cocodrilo del Nilo (Crocodylus niloticus) infectado
con el virus de la viruela del cocodrilo. Las lesiones parduscas se observan en el
piel abdominal. (Foto: cortesía del Dr. Fritz W. Huchzermeyer, Universidad de Pretoria, Onderstepoort, Sudáfrica.
y otros vertebrados son considerados huéspedes incidentales. VNO se detectó por primera vez en Uganda en 1937. Actualmente es endémica en
África, Europa, Oriente Medio, Asia, y América del Norte y Central Se documentó por primera vez en Norteamérica en 1999, y las epidemias causadas por el virus del Nilo Occidental han aumentado en el sur del país. Europa en los últimos años. 138.139 Varios arbovirus, entre ellos El VNO y otros flavivirus han demostrado ser capaces de infectar y causar viremia en diferentes especies de reptiles. La mayoría de estas infecciones no están asociadas con la enfermedad En cocodrilos, sin embargo, el virus del Nilo Occidental puede conducir no sólo a un título alto de viremias, con potencial de amplificación y transmisión a otros animales, sino también a la enfermedad y muerte del huésped. VNO infecciones en los cocodrilos, incluidos los cocodrilos americanos (cocodrilos mississippiensis) y los cocodrilos del Nilo, han sido reportados en varios estados de los Estados Unidos, México e Israel. 140-144
En algunos casos, estas infecciones se asociaron con la enfermedad a los brotes en explotaciones infectadas. Los animales afectados desarrollaron una enfermedad neurológica signos como anorexia, temblores, espasmos en el cuello, nadar en sus costados, pérdida de control de las piernas, girar en el agua, y opistótonos. También se observaron lesiones orales (estomatitis). La muerte ocurrió de 24 a 48 horas después de la aparición de la enfermedad y sus signos. Los caimanes juveniles fueron los más afectados. 140,141 WNV la infección también se ha asociado con la infección linfohistiocítica lesiones cutáneas proliferativas en caimanes americanos. Lesiones en animales infectados eran redondos a ovoides y se limitaban a la dermis superficial. Las lesiones estaban compuestas de un gran número de linfocitos y macrófagos. No se detectó ningún virus en las lesiones, pero los animales con lesiones dieron positivo de forma consistente para los anticuerpos contra el virus del Nilo Occidental, y se detectó el ARN del virus del Nilo Occidental en casi todas las muestras de piel e hígado-cerebro analizadas. 145 Infección de los cocodrilos pueden aparecer por la picadura de mosquitos infectados, por vía oral por el consumo de carne contaminada (por ejemplo, caballos infectados), y por contacto con compañeros de viaje víricos. 141.146 El desarrollo y la duración de la viremia dependen de la temperatura ambiente. 146 La detección del VNO se puede realizar con el uso de suero o sangre entera en cocodrilos infectados. Caimanes víricos también se ha demostrado que se libera el virus a través de la cloaca, y Se pueden utilizar hisopos cloacales para detectar virus en algunos de estos animales. 146 En los animales muertos, el virus puede detectarse en una serie de tejidos como el hígado, los pulmones y la sangre. El hígado ha sido mostrado para tener los títulos más altos y producir los resultados más positivos en Caimanes americanos. Se descubrió que la médula espinal y el cerebro son menos a menudo positivo. 140.141 La detección del virus se ha llevado a cabo por aislamiento en cultivo celular (por ejemplo, células Vero) o por detección de ARN viral usando RT-PCR. Una serie de protocolos RT-PCR para la detección del ARN del virus del Nilo Occidental en varios países. El VNO se agrupa actualmente en cinco linajes diferentes, y la elección de RT-PCR afectará a los linajes que pueden ser detectados. El linaje 1 se encuentra en Norteamérica, en el sur de los Estados Unidos. Europa, Asia y África, mientras que el linaje 2 se encuentra en el sur del país. África y recientemente también se ha encontrado en Europa. Dos se han descrito PCRs cuantitativas en tiempo real para la combinación de la detección de ambos linajes pero no han sido probados con muestras de cocodrilos. 147 Se pueden detectar anticuerpos contra el VNO en sueros de cocodrilos infectados. En un estudio de transmisión con caimanes americanos, se detectaron anticuerpos en un plazo de 25 años de detección del virus en animales infectados. Métodos utilizados para la detección de anticuerpos contra el virus del Nilo Occidental ha incluido una placa de reducción para la detección de anticuerpos neutralizantes y un ELISA. El uso del ensayo de reducción de placa es un poco limitado porque requiere virus vivos y, por lo tanto, debe ser realizado en un laboratorio de nivel 3 de bioseguridad. Un ELISA ha sido desarrollado para la detección específica de anticuerpos contra el VNO en caimanes. 148 En Europa, se ha utilizado un ELISA competitivo
para la detección de anticuerpos contra el virus del Nilo Occidental en muchos lugares diferentes y en especies de mamíferos y aves (ID Screen West Nile Competition, ID VET, Montpellier, Francia) pero no ha sido validado. para su uso con muestras de reptiles. Los anticuerpos contra el VNO pueden reaccionar con anticuerpos contra otros flavivirus relacionados.
TRATAMIENTO Y PROFILAXIS DE LAS INFECCIONES VIRALES ENFERMEDAD EN REPTILES Las opciones de tratamiento para las enfermedades virales en los reptiles siguen siendo graves Limitadas , y poco se sabe sobre la farmacocinética de las sustancias antivirales disponibles para las especies de mamíferos. Los Antivirales, por lo tanto, rara vez se utilizan en la medicina de los reptiles. Una posible excepción es el uso de aciclovir para el tratamiento del herpesviral enfermedad de las tortugas. Sin embargo, la dosis, el programa de tratamiento, y duración no han sido suficientemente estudiadas. Otro enfoque que se ha propagado para el tratamiento de la infección vírica en reptiles es el uso de inmunomoduladores, por ejemplo, Zylexis (Pfizer AG, Zurich, Suiza), especialmente en las zonas infectadas por el virus de la hepatitis A. Este enfoque es también experimental, y los datos sobre su falta de eficacia. Porque muchas enfermedades virales de los reptiles parecen estar influenciados por factores adicionales, entre los que se incluyen ganadería y otros agentes infecciosos, optimización de las condiciones y el tratamiento de otros agentes implicados (por ejemplo, bacterias y/o parásitos). Las medidas profilácticas deben incluir un procedimiento de cuarentena apropiado, pruebas de diagnóstico, y la enfermería como barrera de los animales infectados y en contacto con ellos. la duración de la cuarentena es polémica y debería depender de las especies de reptiles involucradas. En las especies que brumatean, una brumación que debe incluirse en el período de cuarentena. La Especie no debe mezclarse durante la cuarentena porque cualquier mezcla de especies pueden llevar a la transmisión de agentes infecciosos o a más especies susceptibles. Protocolos de desinfección adecuados antes y después de la cuarentena son esenciales. La Cuarentena adecuada, los procedimientos pueden no proteger una colección de la introducción de todos los agentes infecciosos, especialmente los agentes que pueden persistir infectar animales clínicamente sanos (por ejemplo, VH en algunas especies de tortugas) o que son difíciles de detectar y tienen una longitud muy larga de períodos de incubación (por ejemplo, EII en serpientes). No hay vacunas por el momento disponibles para cualquiera de las enfermedades virales de los reptiles.
REFERENCIAS 1. Urgencias Jacobson. Virus y enfermedades virales de los reptiles. In: Urgencias Jacobson, ed. Enfermedades infecciosas y patología de los reptiles. Boca Raton, Florida: CDN Press, Taylor and Francis Group, 2007;395-460. 2. Marschang RE. Los virus infectan a los reptiles. Virus 2011;3:2087-2126. 3. Cox WR, Rapley WA, Barker IK. Infección similar al herpesvirus en un tortuga pintada (Chrysemys picta). J Wildl Dis 1980;16:445-449. 4. Frye FL, Oshiro LS, Dutra FR, et al. Herpesvirus-like infection in dos tortugas de estanque del Pacífico. J Am Vet Med A 1977;171:882-884. 5. Jacobson ER, Gaskin GM, Wahlquist H. Infección similar al herpesvirus en las tortugas del mapa. J Am Vet Med Assoc 1982;181:1322-1324. 6. Rebel G, Rywlin A, Haines H. A herpesvirus agent associated con lesiones cutáneas de tortugas verdes en acuicultura. Am J Vet Res 1975;36:1221-1224. 7. Jacobson ER, Gaskin JM, Roelke M, et al. Conjuntivitis, traqueítis, y la neumonía asociada con la infección por herpesvirus en el mar verde tortugas. J Am Vet Med Assoc 1986;189:1020-1023. 8. Stacy BA, Wellehan JFX, Foley AM, et al. Dos herpesvirus asociados con la enfermedad en las tortugas bobas del Atlántico salvajes (Caretta caretta). Vet Microbiol 2008;126:63-73. 9. Herbst LH, Jacobson ER, Moretti R, et al. Transmisión experimental de la fibropapilomatosis de las tortugas verdes utilizando un tumor libre de células extractos. Dis Aquat Organ 1995;22:1-12.
10. McArthur S, Blahak S, Kölle P, et al. Mesa redonda: Herpesvirus quelonios. J Herpetol Med Surg 2002;12:14-31. 11. Une Y, Uemura K, Nakano Y, et al. Infección por herpesvirus en tortugas (Malacochersus tornieri y Testudo horsfieldii). Patología Veterinaria 1999;36:624-627. 12. Johnson AJ, Pessier AP, Wellehan JFX, et al Identificación de una novela herpesvirus de una tortuga del desierto de California (Gopherus agassizii). Vet Microbiol 2005;111:107-116. 13. Marschang RE, Gleiser CB, Papp T, et al Comparación de once herpesvirus aislados de tortugas utilizando secuencias parciales de tres genes conservados. Vet Microbiol 2006;117:258-266. 14. Bicknese EJ, Childress AL, Wellehan JF Jr. Un nuevo herpesvirus de el género propuesto Chelonivirus de un bauprés asintomático tortuga (Chersina angulata). J Zoo Wildl Med 2010;41:353-358. 15. Quackenbush SL, Work TM, Balazs GH, et al. Tres estrechamente relacionados los herpesvirus se asocian con la fibropapilomatosis en el mar tortugas. Virología 1998;246:392-399. 16. Murakami M, Matsuba C, Une Y, et al. Técnicas de PCR para la detección del herpesvirus de la tortuga. J Vet Diagnostics Invest 2001;13:513-516. 17. Teifke JP, Löhr CV, Marschang RE, et al. Detección de quelonida ADN del herpesvirus por hibridación in situ no radiactiva en los tejidos de tortugas que sufren del complejo estomatitis-rinitis en Europa y Norteamérica. Vet Pathol 2000;37:377-385. 18. Origgi F, Romero CH, Bloom DC, et al. 2004. Transmisión experimental de un herpesvirus en tortugas griegas (Testudo graeca). Veterinaria Pathol 2004;41:50-61. 19. Herbst LH, Lemaire S, Ene AR, et al Uso de baculovirus-expresado glicoproteína H en un ensayo inmunoenzimático desarrollado para evaluar la exposición a la fibropapilomatosis asociada a la quelonida el herpesvirus y su relación con la prevalencia de la fibropapilomatosis en tortugas marinas. Clin Vaccine Immunol 2008;15:843-851. 20. Coberley SS, Herbst LH, Brown DR, et al. Detección de anticuerpos contra un herpesvirus de la tortuga verde, Chelonia mydas. J Clin Microbiol 2001;39:3572-3577. 21. Origgi FC, Klein PA, Mathes K, et al. inmunosorbente ligado a enzimas para detectar la exposición al herpesvirus en el Mediterráneo tortugas (tortuga de muslo espolonado[Testudo graeca] y Hermann's tortuga[Testudo hermanni]). J Clin Microbiol 2001;39:3156-3163. 22. Jacobson ER, Berry K, Wellehan JFX Jr, y otros Serological and molecular pruebas de infección por el herpesvirus 2 de la tortuga en el desierto salvaje tortugas, Gopherus agassizii. J Wildl Dis 2012;48:747-757. 23. Mao J, Hedrick RP, Chinchar VG. Caracterización molecular, análisis de secuencias y posición taxonómica de los peces recién aislados iridovirus. Virología 1997;229:212-220. 24. Johnson AJ, Pessier AP, Jacobson ER. Transmisión experimental y la inducción de la enfermedad ranaviral en las tortugas de caja ornamentales occidentales (Terrapene ornata ornata) y deslizadores de orejas rojas (Trachemys scripta elegans). Vet Pathol 2007;44:285-297. 25. Chen Z, Zheng J, Jiang Y. Un nuevo iridovirus aislado de softshelled tortuga. Virus Res 1999;63:147-151. 26. Marschang RE, Becher P, Posthaus H, et al. Aislamiento y caracterización de un iridovirus de las tortugas de Hermann (Testudo hermanni). Arch Virol 1999;144:1909-1922. 27. Blahak S, Uhlenbrok C. Infecciones por ranavirus en la red terrestre europea tortugas en Alemania, en Procedimientos. 1ª Conferencia Internacional en Medicina de Reptiles y Anfibios, Munich, Alemania, 2010. 28. De Voe R, Geissler K, Elmore S, et al. Ranavirus-associated mortality en un grupo de tortugas caja del este (Terrapene carolina carolina). J Zoo Wildl Med 2004;35:534-543. 29ª Uhlenbrok C. Detección de infecciones por Ranavirus en tortugas y caracterización de la detección de virus aislados de infecciones por ranavirus en tortugas y caracterización del virus aislados. Veterinaria. Medicina. Tesis doctoral. Universidad Justus Liebig, Giessen, Alemania, 2010. 30. Benetka V, Grabensteiner E, Gumpenberger M, et al. Primer informe de una infección por iridovirus (Genus Ranavirus) en una tortuga leopardo (Geochelone pardalis pardalis pardalis). Vet Med Austria/Wien Tierärztl Mschr 2007;94:243-248. 31. Allender MC, Abd-Eldaim M, Schumacher J, y otros Ranavirus en (Terrapene carolina carolina carolina) en libertad en centros de rehabilitación en tres estados del sureste de los Estados Unidos. J Wildl Dis 2011;47:759-764.
32. Johnson AJ, Wendland L, Norton TM y otros Desarrollo y uso de un ensayo inmunoenzimático indirecto para su detección de exposición al iridovirus en tortugas toperas (Gopherus polyphemus) y las tortugas caja del este (Terrapene carolina carolina carolina). Veterinario Microbiol 2010;142:160-167. 33. Marschang RE, Ruemenapf TH. Virus"X": Caracterización de un nuevo patógeno viral en tortugas, en Procedimientos. Asociación de Reptilianos y Veterinarios de anfibios, Reno, Nev, 2002;101-102. 34º Marchang RE. Aislamiento y caracterización del irido-, Herpes- y reovirus de tortugas y su descripción de un agente citopatógeno no caracterizado. Médico veterinario. Tesis doctoral, Giessen, Alemania 2000. 35. Heuser W, Kaleta E, Giesow K, et al. Secuencia genómica del virus "X", un picornavirus aislado de una tortuga de muslo espolonado (Testudo graeca), en Actas. EUROPIC 2010: XVI Reunión de la Comisión Europea Grupo de Estudio sobre Biología Molecular de Picornavirus, Andrews, Reino Unido 2010;Resumen H15;147. 36. Knowles, N. Picornavirus de tortuga. Disponible en: http://www .picornaviridae.com/unassigned/tortoise_pv/tortoise_pv.htm. Accedido abril 9, 2013. 37. Marschang RE, Schneider, RM. Anticuerpos contra virus en el medio silvestre tortugas espolón (Testudo graeca) en Turquía. Vet Rec 2007;161:102-103. 38. Rivera S, Wellehan JFX Jr, McManamon R, et al. infección en tortugas de Sulawesi (Indotestudo forsteni) causada por un el nuevo siadenovirus. J Vet Diagnostics Invest 2009;21:415-426. 39. Innis CJ, Garner MM, Nordhausen RW, et al. de la tortuga de Sulawesi adenovirus-1 en dos tortugas impresionadas (Manouria impressa) y una tortuga estrella birmana (Geochelone platynota), en Procedimientos. Asociación de Veterinarios Reptiles y Anfibios, Milwaukee, Wisc, 2009;171-172. 40. Wilkinson R. Clinical pathology. In: McArthur S, Wilkinson R, Meyer J., eds. Medicina y cirugía de tortugas. Chichester, REINO UNIDO: Blackwell Publishing, 2004;141-186. 41. Farkas SL, Gál J. Adenovirus y la infección por micoplasma en un tortuga caja ornamentada (Terrapene ornata ornata) en Hungría. Veterinario Microbiol 2009;138:169-173. 42. Wellehan JFX, Johnson AJ, Harrach B, et al. Detección y análisis de seis adenovirus de lagarto por consenso. más evidencia de un origen reptil para los atadenovirus. J Virol 2004;78:13366-13369. 43. Jacobson ER, Gaskin JM, Clubb S, et al. virus similar al papiloma infección en tortugas de cuello lateral bolivianas. J Am Vet Med Assoc 1982;181:1325-1328. 44. Drury SEN, Gough RE, McArthur S, et al. Detección de herpesvirus. y partículas similares al virus del papiloma asociadas con enfermedades de tortugas. Vet Rec 1998;143:639. 45. Manire CA, Stacy BA, Kinsel MJ, et al. dermatitis proliferativa en una tortuga boba, Caretta caretta, y una tortuga verde, Chelonia mydas, asociadas con nuevos virus del papiloma. Veterinario Microbiol 2008;130:227-237. 46. Herbst LH, Lenz J, Van Doorslaer K, et al. Caracterización genómica de dos nuevos papilomavirus reptiles, Chelonia mydas papillomavirus1 y Caretta caretta caretta papillomavirus 1. Virología 2009;383:131-135.
47. Kurath G. Comité Internacional sobre Taxonomía de Virus Sitio web. Disponible en: http://talk.ictvonline.org/files/proposals/ taxonomy_proposals_vertebrate1/m/vert04/3859.aspx. Accedido 28 de junio de 2011. 48. Zangger N, Müller M, Pagan O. Virale Dermatitis bei der Maurischen (Testudo graeca) y el griego (Testudo hermanni) Tortuga en Suiza, en Procedimientos. Cuarta Internacional Coloquio sobre Patología y Medicina de los Reptiles y Anfibios, Bad Nauheim, Alemania 1991;25-29. 49. Papp T, Seybold J, Marschang RE. Infección por Paramixovirus en un tortuga leopardo (Geochelone pardalis babcocki) con problemas respiratorios enfermedad. J Herpetol Med Surg 2010;20:64-68. 50. Marschang RE, Papp T, Frost JW. Comparación de paramixovirus aislados de serpientes, lagartos y tortugas. Virus Res 2009;144: 272-279. 51. Ahne W, Batts WN, Kurath G, et al. Análisis de secuencias comparativas de dieciséis paramixovirus reptiles. Virus Res 1999;63:65-74.
52. Marschang RE, Rösler R, Degan MA, et al. Detección de anticuerpos contra paramixovirus en tortugas, en Procedimientos. Asociación de Reptilian and Amphibian Veterinarians, Seattle, Wash, 2011. 53a Fölsch DW, Leloup P. Infección endémica fatal en un serpentario. Tierärztl Praxis 1976;4:527-536. 54. Jacobson ER, Gaskin JM, Wells S, et al Epizootic of ophidian paramyxovirus en una colección zoológica: patológica, microbiológica, y hallazgos serológicos. J Zoo Wildl Med 1992;23:318-327. 55. Jacobson ER, Adams HP, Geisbert TW, et al. lesiones pulmonares en neumonía experimental por paramixovirus ophidiano de la isla de Aruba serpientes de cascabel, Crotalus unicolor. Vet Pathol 1997;34:450-459. 56. Ahne W, Neubert WJ. Aislamiento de agentes similares al paramixovirus de teju (Callopistes maculatus) y pitón (Python regius), en Procedimientos. Segundo Simposio Internacional sobre Virus de la Infancia (en inglés) Vertebrados, Corvallis, Ore, 1991. 57. Gravendyck M, Ammermann P, Marschang RE, et al Paramyxoviral e infecciones reovirales de iguanas en las islas hondureñas. J Wildl Dis 1998;34:33-38. 58. Marschang RE, Donahoe S, Manvell R, et al. Paramyxovirus and infecciones por reovirus en lagartijas mexicanas capturadas en el medio silvestre (Xenosaurus y Abronia spp.). J Zoo Wildl Med 2002;33:317-321. 59. Jacobson ER, Origgi F, Pessier AP, et al. Infección por Paramixovirus en lagartos caimanes (Draecena guianensis). J Vet Diagnóstico Invest 2001;13:143-151. 60. Jacobson ER, Gaskin JM, Flanagan JP, et al. Respuestas de anticuerpos de serpientes de cascabel occidentales (Crotalus atrox) a serpientes de cascabel inactivadas vacunas contra el paramixovirus ophidiano. J Zoo Wildl Med 1991;22: 184-190. 61. Hyndman TH, Marschang RE, Wellehan JFX, et al. identificación molecular del virus Sunshine, un nuevo paramixovirus que se encuentra en las serpientes australianas. Infect Genet Evol 2012;12:1436-46. 62. Clark HF, Lief FS, Lunger PD, y otros virus de Fer de Lance (FDLV): un probable paramixovirus aislado de un reptil. J Gen Virol 1979;44:405–418. 63. Pees M, Schmidt V, Marschang RE, y otros. prevalencia de infecciones virales en colecciones cautivas de serpientes boid en Alemania. Vet Rec 2009;166:422-425. 64 Blahak S. Investigaciones sobre la presencia de paramixovirus en serpientes y caracterización de aislados seleccionados. Tesis doctoral. Justus-Liebig-Universität Giessen, Alemania, 1994. 65. Lloyd C, Manvell R, Drury S, et al. Seroprevalencia y significado de títulos de paramixovirus en una colección zoológica de lagartos. Vet Rec 2005;156:578–580. 66. Allender MC, Mitchell MA, Phillips CA, et al. Hematología, plasma bioquímica y anticuerpos para seleccionar los virus en las zonas orientales serpientes de cascabel (Sistrurus catenatus catenatus catenatus) de Illinois. J Wildl Dis 2006;42:107-114. 67. Blahak S. Aislamiento y caracterización de paramixovirus de serpientes y su relación con paramixovirus aviares. J Vet Med B 1995;42:216-224. 68. Manvell RJ, Geach M, Lewis JCM. Aislamiento del paramixovirus ophidiano tipo 7 de una pitón reticulada en el Reino Unido. Vet Rec 2000;147:696. 69. Allender MC, Mitchell MA, Dreslik MJ, y otros. y la discordia entre los ensayos de inhibición de la hemaglutinación contra diferentes cepas de paramixovirus ophidianos en el Massasauga oriental (Sistrurus catenatus catenatus catenatus). J Zoo Wildl Med 2008;39:358-361. 70. Benkö M, Harrach B, Both GW, et al. Adenoviridae. In: Fauquet CM, Mayo MA, Maniloff J, et al, eds. Taxonomía de virus, octavo informe del comité internacional sobre taxonomía de virus. Amsterdam, Países Bajos: Elsevier Academic Press, 2005;213-228. 71. Jacobson ER, Gaskin, JM, Gardiner CH. Infección similar al adenovirus en una boa constrictor. J Am Vet Med Assoc 1985;187:1226-1227. 72. Kim D Y, Mitchell MA, Bauer RW, et al. Un brote de adenovirus infección en dragones barbudos interiores (Pogona vitticeps) coinfectados con dependovirus y protozoos coccidiales (Isospora sp.). J Vet Diagnóstico Invest 2002;14:332-334. 73. Raymond JT, Lamm M, Nordhausen R, et al. Encefalopatía degenerativa en una serpiente real de montaña costera (Lampropeltis zonata multifasciata) debido a una infección de tipo adenoviral. J Wildl Dis 2003;39: 431-436. 74. Heldstab A, Bestetti G. Enfermedad gastrointestinal asociada al virus en serpientes. J Zoo Anim Med 1984;15:118-128. 75. Perkins LE, Campagnoli RP, Harmon BG, et al. Detección y confirmación
de infección por adenovirus reptiles por hibridación in situ. J Vet Diagnostics Invest 2001;13:365-368. 76. Juhász A, Ahne W. Propiedades fisicoquímicas y citopatogenicidad de un agente similar a un adenovirus aislado de una serpiente de maíz (Elaphe guttata). Arch Virol 1992;130:429-439. 77. Urgencias Jacobson, Kollias GV. Infección similar al adenovirus en una sabana monitor. J Zoo Anim Med 1986;17:149-151. 78. Urgencias Jacobson, Gardiner CH. Virus similar al adeno en el esófago y mucosa traqueal de un camaleón de Jackson (Chamaeleo jacksonii). Vet Pathol 1990;27:210-212. 79. Ogawa M, Ahne W, Essbauer S. Reptilian viruses: adenovirus-like agente aislado de la pitón real (Python regius). J Vet Med B Infect Dis Vet Public Health 1992;39:732-736. 80. Schumacher J, Jacobson ER, Burns R, y otros. infección en dos boas rosadas (Lichanura trivirgata). J Zoo Wildl Med 1994;25:461-465. 81. Jacobson ER, Kopit W, Kennedy FA, y otros Coinfección de una barba dragon, Pogona vitticeps, con virus similares al adenovirus y al dependo. Vet Pathol 1996;33:429-439. 82. Julian AF, Durham JK. Hepatitis adenoviral en una mujer barbuda dragón (Amphibolurus barbatus). N Z Vet J 1982;30:59-60. 83. Papp T, Fledelius B, Schmidt V, et al. Caracterización de la secuencia de PCR de nuevos adenovirus encontrados en reptiles y los primeros exitosos aislamiento de un adenovirus de lagarto. Vet Microbiol 2009;134:233-240. 84. Papp T, Robert N, Romanova I, et al. Adenovirus en un grupo de pitones rey, en procedimiento. 1ª Conferencia de la DVG sobre enfermedades de aves y reptiles, Leipzig, Alemania, 2009. 85. Marschang RE, Michling R, Benkö M y otros. atadenovirus entre serpientes, en Procedimientos. 6º Congreso Internacional de Virología Veterinaria: Persistencia del virus y evolución (Sociedad Europea de Virología Veterinaria), Saint-Malo, Francia, 2003;152. 86. Abbas MD, Marschang RE, Schmidt V, et al. Un reptil único y novedoso paramixovirus, cuatro tipos de atadenovirus y un reovirus identificado en una infección concurrente de una serpiente de maíz (Pantherophis guttatus) en Alemania. Vet Microbiol 2011;150:70-79. 87. Funk RS, Marschang RE, Romanova I, et al. Survey of native Arizona serpientes de cascabel para infecciones virales, en Procedimientos. Biología de la Serpientes de cascabel, Tucson, Ariz, 2011. 88. Parkin DB, Archer LL, Childress AL y otros Diferenciación del genotipo de Agamid Adenovirus 1 en Dragones barbudos (Pogona vitticeps) en los EE.UU. por secuencia de genes de hexón. Infect Genet Evol 2009;9:501-506. 89. Raynaud A, Adrian M. Lesiones cutáneas con papilomatosis estructura asociada a los virus en el lagarto verde (Lacerta viridis Laur ). C R Acad Sci Hebd Seances Acad Sci D 1976;283: 845-847. 90. Blahak S, Ott I, Vieler E. Comparación de 6 reovirus diferentes de varios reptiles. Vet Rec 1995;26:470-476. 91. Drury SE, Gough RE, Welchman D de B. Aislamiento e identificación de un reovirus de un lagarto, Uromastyx hardwickii, en los Estados Unidos. Reino. Vet Rec 2002;151:637-638. 92. Garner MM, Farina LL, Wellehan JFX, et al. asociadas a Reovirus enteropatía y hepatopatía celular sincitial en la salamanquesa leopardo (Eublepharis macularius), en Actas. Asociación de Reptilianos y Veterinarios de anfibios, Milwaukee, Wisc, 2009;82. 93. Vieler E, Baumgärtner W, Herbst W, y otros. reovirus de una serpiente de cascabel, Crotalus viridis, con disfunción neurológica. Arch Virol 1994;138:341-344. 94. Landolfi JA, Terio KA, Kinsel MJ, et al. e infección por Orthoreovirus y criptosporidiosis concurrente en serpientes verdes (Opheodrys aestivus): patología e identificación de una nueva cepa de orthoreovirus a través de la reacción en cadena de la polimerasa y la secuenciación. J Vet Diagnóstico Invest 2010;22:37-43. 95. Lamirande EW, Nichols DK, Owens JW, et al. Isolation and experimental transmisión de un reovirus patógeno en serpientes de rata (Elaphe sp.). Virus Res 1999;63:135-141. 96.ragen s. expert infection of juvenile boa constrictor con un Orthoreovirusisolat. Veterinaria. Med. Tesis doctoral Justus. Liebig-Universität Giessen, Alemania, 2006. 97. Wellehan JFX, Childress AL, Marschang RE y otros Consenso amplificación de PCR anidada y secuenciación de diversos reptiles, aves, y mamíferos Orthoreovirus. Vet Microbiol 2009;133:34-42.
98. Marschang RE, Papp T. Aislamiento y caracterización parcial de tres reovirus de lagartijas. J Herpetol Med Surg 2009;19:13-15. 99. Ahne W, Thomsen I, Winton J. Aislamiento de un reovirus del serpiente Python regius. Arch Virol 1987;94:135-139. 100. Chinchar VG, Essbauer S, He JG y otros Iridoviridae. In: Fauquet CM, Mayo MA, Maniloff J, eds. Taxonomía del virus, octavo informe de la comité internacional sobre taxonomía de virus. Amsterdam, Países Bajos: Elsevier Academic Press, 2005;145-162. 101. Daszak P, Berger L, Cunningham AA y otros Emerging infectious y la disminución de la población de anfibios. Desorden de Infección de Emergencia 1999;5:735-748. 102. Gray MJ, Miller DL, Hoverman JT. Ecología y patología de los anfibios ranavirus. Dis Aquat Org 2009;87:243-266. 103. Hyatt AD, Williamson M, Coupar BEH y otros. un ranavirus de pitones verdes (Chondropython viridis). J Wildl Dis 2002;38:239-252. 104. Marschang RE, Braun S, Becher P. Aislamiento de un ranavirus de un geco (Uroplatus fimbriatus). J Zoo Wildl Med 2005;36:295-300. 105. Alves de Matos AP, Caeiro MF, Papp T, y otros. Lacerta monticola (Serra da Estrela, Portugal): más pruebas para una nuevo grupo de grandes desoxirribovirus nucleocitoplasmáticos (NCLDVs). Microsc Micoranal 2011;17:101-108. 106. Williams T. Forum: Invertebrados naturales Huéspedes de iridovirus (Iridoviridae). Neotrop Entomol 2008;37:615-632. 107. Kleespies RG, Tidona CA, Darai G. Caracterización de un nuevo iridovirus aislados de grillos e investigaciones en el campo de tiro. J Invertebr Pathol 1999;73:84-90. 108. Sólo FT, Essbauer SS. Caracterización de un virus iridiscente aislado de Gryllus bimaculatus (Orthoptera: Gryllidae). J Invertebr Pathol 2001;77:51-61. 109. Jakob NJ, Kleespies RG, Tidona CA, et al. las características del genoma y la gama de huéspedes de dos iridovirus de insectos: virus iridiscente del chilo y una cepa aislada del iridovirus del grillo. J Gen Virol 2002;83:463-470. 110. Just F, Essbauer S, Ahne W, et al. Ocurrencia de un invertebrado virus similar al iridiscente (Iridoviridae) en reptiles. J Vet Med B 2001;48:685-694. 111. Weinmann N, Papp T, Alves de Matos AP, et al. de grillos (Gryllus bimaculatus) con un iridovirus invertebrado aislado de un camaleón de alta cascarilla (Chamaeleo hoehnelii). J Vet Diagnóstico Invest 2007;19:674-679. 112. Stehbens WE, Johnston MRL. La naturaleza viral de Pirhemocyton tarentolae. J Ultra Mol Struct R 1966;15:543-554. 113. Wolf K. Necrosis eritrocítica viral. In: Wolf K., ed. Virus de los peces y enfermedad viral de los peces. Ítaca, Nueva York: Comstock Publishing Associates, 1988;389-398. 114. Alves de Matos AP, Paperna I, Crespo E. Infección experimental de lacertides con virus eritrocíticos de lagarto. Intervirología 2002;45: 150-159. 115. Telford Jr SR, Jacobson ER. El virus eritrocítico del lagarto en África oriental camaleones. J Wildl Dis 1993;29:57-63. 116. Wellehan JFX, Strik NI, Stacy BA, et al. virus eritrocítico de la familia Iridoviridae de una cinta de la península serpiente (Thamnophis sauritus sackenii). Vet Microbiol 2008;131: 115-122. 117. Simpson CF, Jacobson ER, Gaskin JM. Infección similar al herpesvirus de la glándula del veneno de las cobras siamesas. J Am Vet Med Assoc 1979;175:941-943. 118. Hauser B, Mettler F, Rübel A. Herpesvirus-like infection in two jóvenes boas. J Comp Pathol 1983;93:515-519. 119. Literak I, Robesova B, Majlathova V, y otros Herpesvirus-asociados papilomatosis en un lagarto verde. J Wildl Dis 2010;46:257-261. 120. Wellehan JFX, Johnson AJ, Latimer KS, et al. Varanid herpesvirus 1: un nuevo herpesvirus asociado con la estomatitis proliferativa en el color verde monitores de árboles (Varanus prasinus). Vet Microbiol 2005;105:83-92. 121. Wellehan JFX, Nichols DK, Li L, et al. Tres nuevos herpesvirus asociado con estomatitis en lagartos chapados en Sudán (Gerrhosaurus (Gerrhosaurus nigrolineatus) y un lagarto chapado en negro (Gerrhosaurus nigrolineatus). J Zoo Wildl Med 2004;35:50-54. 122. Watson GL. Herpesvirus en agamas pelirrojos (Agama agama). J Vet Diagnostics Invest 1993;5:444-445. 123. Wellehan JFX, Jarchow JL, Reggiardo C, y otros. asociado con necrosis hepática en un San Esteban chuckwalla, Sauromalus varius. J Herpetol Med Surg 2003;13:15-19.
124. Van Devanter DR, Warrener P, Bennett L, et al. Detección y análisis de diversas especies de herpesvirales por consenso. J Clin Microbiol 1996;34:1666-1671. 125. Chang LW, Jacobson ER. Inclusión de la enfermedad corporal, una enfermedad mundial enfermedad infecciosa de las serpientes boid: una revisión. J Exótico Pet Med 2010;3:216-225. 126. Jacobson ER, Oros J, Tucker SJ, et al. caracterización parcial de retrovirus de serpientes boid con enfermedad corporal de inclusión. Am J Vet Res 2001;62:217-224. 127. Schumacher J, Jacobson ER, Homer BL, et al. Inclusión de enfermedades corporales en serpientes boid. J Zoo Wildl Med 1994;25:511-524. 128. Stenglein MD, Sanders C, Kistler AL, et al. Identificación, caracterización, y cultivo in vitro de arenavirus altamente divergentes de boa constrictor y boas de árboles anulados: candidato etiológico agentes para la enfermedad corporal de inclusión de serpientes. MBio 2012;3:e00180-12. 129. Wozniak E, McBride J, DeNardo D, et al. Aislamiento y caracterización de una proteína antigénicamente distinta de 68 kd de una proteína intracitoplasmática no vírica inclusiones en boa constrictor infectado crónicamente con la inclusión del virus de la enfermedad corporal (IBDV: Retroviridae). Patología Veterinaria 2000;37:449-459. 130. Jacobson ER, Popp JA, Shields RP y otros Lesiones cutáneas similares a la varicela en cautividad caimanes. J Am Vet Med Assoc 1979;175:937-940. 131. Penrith ML, Nesbit JW, Huchzermeyer FW. Infección por el virus de la viruela en caimanes juveniles cautivos (Caiman crocodilus fuscus) en Sudáfrica. J S Afr Vet Assoc 1991;62:137-139. 132. Ramos MC, Coutinho SD, Matushima ER, et al. en caimanes brasileños de cría (Caimancrocodilus yacare). Aust Vet J 2002;80:371-372. 133. Buenviaje GN, Ladds PW, Martin Y. Pathology of skin diseases in cocodrilos. Aust Vet J 1998;76:357-363.
134. Horner RF. Poxvirus en cocodrilos del Nilo cultivados. Vet Rec 1988;122:459-462. 135. Huchzermeyer FW, Huchzermeyer KDA, Putterill JF. Observaciones sobre un foco de infección por el virus de la viruela en cocodrilos jóvenes del Nilo (Crocodylus niloticus). J S Afr Vet Assoc 1991;62:27-29. 136. Huchzermeyer FW, Wallace DB, Putteril JF, et al. secuenciación parcial de un poxvirus de cocodrilo asociado con la lesiones cutáneas penetrantes en cocodrilos del Nilo cultivados, Crocodylus niloticus. Onderstepoort J Vet Res 2009;76:311-316. 137. Afonso CL, Tulman ER, Delhon G, et al Genoma de la viruela del cocodrilo virus. J Virol 2006;80:4978-4991. 138. Komar N. West Nile virus: epidemiología y ecología en el Norte América. Adv Virus Res 2003;61:185-234. 139. Ulbert S. West Nile virus: la compleja biología de un virus emergente patógeno. Intervirology 2011;54:171-184. 140. Jacobson ER, Ginn PE, Troutman JM, et al. Infección por el virus del Nilo Occidental en caimanes americanos de cría (Alligator mississippiensis) en Florida. J Wildl Dis 2005;41:96-106. 141. Miller DL, Mauel MJ, Baldwin C, et al. West Nile virus in farmed caimanes. Emerg Infect Dis 2003;9:794-799. 142. Nevarez JG, Mitchell MA, Kim DY y otros virus del Nilo Occidental en el caimán ranchos de Louisiana. J Herpetol Med Surg 2005;15:4-9. 143. Steinman A, Banet-Noach C, Tal S, et al. Infección por el virus del Nilo Occidental en cocodrilos. Emerg Infect Dis 2003;9:887-889. 144. Farfán-Ale JA, Blitvich BJ, Marlenee NL, et al. El virus del Nilo en mamíferos, aves y reptiles asintomáticos en el Península de Yucatán de México. Am J Trop Med Hyg 2006;74: 908-914. 145. Nevarez JG, Mitchell MA, Morgan T, et al. Association of West Nile virus con lesiones cutáneas proliferativas linfohistiocíticas en Caimanes americanos (Alligator mississippiensis) detectados por RT-PCR. J Zoo Wildl Med 2008;39:562-566. 146. Klenk K, Snow J, Morgan K, et al. Alligators as West Nile virus amplificadores. Emerg Infect Dis 2004;10:2150-2155. 147. Eiden M, Vina-Rodriguez A, Hoffmann B, et al. ensayos cuantitativos de reacción en cadena de la polimerasa de transcripción inversa con sitios de destino únicos para la detección específica y sensible de las cepas de los linajes 1 y 2 del virus del Nilo Occidental. J Vet Diagnóstico Invest 2010;22:748-753. 148. Jacobson ER, Johnson AJ, Hernandez JA, et al. Validación y uso de un ensayo inmunoenzimático indirecto para detección de anticuerpos contra el virus del Nilo Occidental en caimanes americanos (Alligator mississippiensis) en Florida. J Wildl Dis 2005;41:
107-114.
