UNIVERSIDAD NACIONAL DEL CENTRO DEL PERU

FACULTAD DE INGENIERÍA EN INDUSTRIAS ALIMENTARIAS

DEPARTAMENTO ACADÉMICO DE CIENCIA E INGENIERÍA DE ALIMENTOS

MANUAL DE PRÁCTICAS DE

BIOQUÍMICA GENERAL

DOCENTE:

1

Ing. M.Sc. Emilio Fredy Yábar Villanueva

Semestre Académico 2011-II

INDICE GENERAL

Página

1. Introducción 03

2. Normas generales de laboratorio 04

3. Espectro de absorción de soluciones coloreadas 05

4. Construcción de una curva estándar - demostración práctica

de la ley de Beer 07

5. Determinación por espectrofotometría de una sustancia

Biológica-antocianinas totales 11

6. Determinación de proteínas por espectrofotometría 13

7. Evaluación de la actividad de la enzima polifenoloxidasa 15

8. Determinación de la actividad de la catalasa 17

9. Actividad de la amilasa 19

10. Medida de la intensidad respiratoria por el método

manométrico simple 22

11.Fermentación láctica 24

12.Fermentación alcohólica 26

13.Determinación del punto isoeléctrico de la caseína 28

2

INTRODUCCIÓN

Las prácticas de Bioquímica General son una parte esencial en la

formación de un alumno, porque además del aspecto cognitivo es

importante la formación metódica de trabajo en el laboratorio.

La mayoría de las técnicas experimentales y conocimientos que se han

aprendido en otros cursos son muy útiles en el laboratorio de Bioquímica.

Los conocimientos metodológicos para estudiar las biomoléculas son

cada vez más cerca del principio de la ciencia, por lo que las prácticas

propuestas solamente constituyen alcances formativos de la bioquímica

Las prácticas de laboratorio, pretenden proporcionar al estudiante las

principales técnicas experimentales utilizadas habitualmente en un

laboratorio de Bioquímica, lo cual le permitirá aprender posteriormente

técnicas más complejas con mayor facilidad.

Cada práctica presenta una breve fundamentación teórica que centra al

alumno sobre los objetivos de la misma. A continuación, se detallan los

materiales, reactivos y el procedimiento experimental a seguir

Por último, cada equipo de trabajo, procederá a realizar su práctica de

laboratorio; cada alumno deberá anotar cuidadosamente sus

3

observaciones y preguntar sus dudas respecto a los resultados u

observaciones que el alumno vea por conveniente

Las prácticas de Bioquímica General, considera dos aspectos, 1)

Prácticas de laboratorio y 2) Seminarios; los mismos que serán evaluados

y considerados en la nota final de la asignatura.

Finalmente, el manual de Laboratorio de Bioquímica General contiene

prácticas sencillas y representativas, que intentan explicar algunas de las

propiedades de las biomoléculas y técnicas para estudiarlas.

NORMAS GENERALES DE LABORATORIO

Para iniciar las prácticas de laboratorio, se recomienda lo siguiente.

1. Estudiar cuidadosamente la guía de prácticas del experimento a realizar

2. Es obligatorio el uso de un mandil blanco, limpio, y cualquier otro

material de protección que indique el profesor.

3. Cada grupo de trabajo debe contar con el mínimo de material de

limpieza del área de trabajo y de aseo personal.

4. Está absolutamente prohibido comer en el laboratorio.

5. Está absolutamente prohibido trabajar con reactivos NO identificados y

evitar pipetear con la boca.

6. Mantener constantemente limpio la mesa de trabajo durante el

desarrollo de las prácticas.

7. Cada alumno debe contar con un cuaderno de prácticas.

8. Si algún reactivo llega a los ojos, lavarse con abundante agua e

inmediatamente acudir al centro médico de la universidad para el auxilio

correspondiente.

9. El alumno debe preguntar al profesor cualquier duda con el fin de evitar

accidentes o errores durante la ejecución de la práctica.4

10. Una vez finalizado la práctica de laboratorio deben lavarse las manos,

dejar limpio y en orden la mesa de trabajo

ESPECTRO DE ABSORCION DE SOLUCIONES COLOREADAS

I. OBJETIVOS

1.1. Aprender el manejo de un espectrofotómetro

1.2. Determinar experimentalmente la lambda óptima de absorción

II. FUNDAMENTO

Cada sustancia tiene un determinado punto de luz monocromática donde

se produce la mayor cantidad de excitación y por lo tanto se produce la

mayor absorción de la luz que incide sobre ella. La curva que nos

muestra la variación de absorbancia en función de diferentes longitudes

de onda, es conocida como espectro de absorción y el pico más alto

representa la longitud de onda de máxima absorción u óptimo.

III. MATERIALES Y METODOS

3.1. Materiales

Espectrofotómetro, tubos de prueba, gradillas, fiolas y pipetas

3.2. Reactivos

Azul de bromo fenol u cualquier otro colorante

3.3. Metodología

1. A partir de una solución stock del colorante de azul de bromo fenol u 5

otro colorante de 10 mg. % de concentración, preparar una solución

de trabajo que tenga una concentración de 0,4 mg. por ciento.

2. Encender el espectrofotómetro, dejar procesar por aproximadamente

5 minutos y proceder a calibrar el equipo con agua destilada a una

lambda igual a 400 nm.

3. Coloque una alícuota de la solución de trabajo en un tubo del

espectrofotómetro y haga su lectura en unidades de absorbancia.

NOTA: Pruebe sus lecturas con las dos soluciones preparadas y de

acuerdo a los resultados decida la concentración de la solución a trabajar.

4. Repita la lectura en las lambdas, de tal forma que se incrementen de

10 en 10 hasta 700 nm.; anote sus lecturas en forma tabular. No

olvide que

debe calibrar el equipo con agua destilada cada vez que cambie de

lambda.

5. Grafique en papel milimetrado ploteando Absorbancia (eje Y) versus

Lambda (eje X). Una todos los puntos con trazos suaves y en el

punto de máxima absorbancia trace una línea recta que corte el eje X

y determine así la lambda óptima para el colorante.

6. Si el equipo es automatizado, aplicar los correspondientes

parámetros, con la correspondiente orientación del profesor.

IV. RESULTADOS Y DISCUSION

V. CONCLUSIONES

VI. CUESTIONARIO

VII. BIBLIOGRAFIA

1. Aliaga P. y Col. 1997. Manual de Prácticas. Bioquímica I.

Facultad de Ciencias. Departamento de Química. UNA-LM Lima-

Perú.

2. Plummer, D. 1981. Introducción a la Bioquímica Práctica. Edit.

Acribia S.A. Zaragoza-España.

3. Skoog, D., Holler, F. y Crouch, S. 2008. Principios de Análisis 6

Instrumental. Edit. CENGAGE LEARNING Editores. México D.F.

CONSTRUCCION DE UNA CURVA ESTANDAR - DEMOSTRACION

PRÁCTICA DE LA LEY DE BEER

I. OBJETIVOS

1. Demostrar la relación lineal entre la absorbancia y la concentración de

una determinada sustancia a una longitud de onda máxima.

2. Construir la curva estándar de una determinada sustancia coloreada y

demostrar su aplicabilidad.

II. FUNDAMENTO

Según la ley Lambert, cuando un rayo de luz monocromática pasa a

través de un medio absorbente, su intensidad disminuye

exponencialmente a medida que la longitud del medio absorbente

aumenta, mientras que la ley de Beer menciona que, cuando un rayo de

luz monocromática pasa a través de un medio absorbente, su intensidad

disminuye exponencialmente a medida que la concentración del medio

absorbente aumenta. Si se sigue la ley de Lambert-beer y l se mantiene

constante, un gráfico de la extinción en función de la concentración da

7

una línea recta que pasa por el origen; en tanto que un gráfico del

porcentaje de transmitancia en función de la concentración da una curva

negativa exponencial. Algunos colorímetros y espectrofotómetros tienen

dos escalas, una líneal de porcentaje de transmitancia y otra logarítmica

de extinción. Esta última escala es la que está linealmente relacionada

con la concentración y se usa en las curvas patrones de concentración;

con la ayuda de tales curvas se puede determinar fácilmente la

concentración de una muestra problema conociendo su extinción.

III. MATERIALES Y METODOS

3.1. Materiales

Espectrofotómetro

Solución de trabajo

Material de vidrio como fiolas, pipetas y tubos de prueba

3.2. Metodología

Utilizando la solución de trabajo preparada en la anterior práctica, seguir

las indicaciones del jefe de práctica para realizar la galería de diluciones.

Realice las lecturas de absorbancia a la longitud de onda determinada

como óptima en la experiencia anterior. Se recomienda hacer las lecturas

en unidades de transmitancia a fin de minimizar el error de lectura y

transformarla luego a absorbancia.

TUBOS B 1 2 3 4 5

Solución de

trabajo

- 2 4 6 8 10 ml.

H2O destilada 10 8 6 4 2 0 ml.

Transmitancia

Absorbancia

Concentración

mg/ml.

8

mg%

µg/ml.

ppm

IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES

4.1. En papel milimetrado grafique absorbancia (eje Y) versus

concentraciones (eje X) y una los puntos con una línea recta que

pase por el origen.

4.2. Determinar la absorbancia de una muestra del colorante de

concentración desconocida y determine gráficamente su

concentración utilizando la curva estándar.

V. CONCLUSIONES

VI. CUESTIONARIO

VII. BIBLIOGRAFIA

1. Aliaga, P. y Col. 1997. Manual de Prácticas. Bioquímica I. Facultad

de Ciencias. Dpto. de Química U.N.A. La Molina.

2. Plummer, D. 1981. Bioquímica Práctica. Edit. Mc. Graw-Hill

Latinoamericana S.A. Bogotá-Colombia.

3. Skoog, D., Holler, F. y Crouch, S. 2008. Principios de Análisis

Instrumental. Edit. CENGAGE LEARNING Editores. México D.F.

.

9

10

Seminario:

CÁLCULO DE LA ENERGÍA DE ACTIVACIÓN DE

UNA REACCIÓN

DETERMINACIÓN POR ESPECTROFOTOMETRÍA DE UNA

SUSTANCIA BIOLÓGICA- ANTOCIANINAS TOTALES

I. OBJETIVOS

1. Demostrar la aplicación práctica de la ley de Lambert y Beer

2. Construir la curva estándar de una determinada sustancia biológica y

calcular la concentración de dicha sustancia en muestras de trabajo.11

II. FUNDAMENTO

Según la ley Lambert, cuando un rayo de luz monocromática pasa a

través de un medio absorbente, su intensidad disminuye

exponencialmente a medida que la longitud del medio absorbente

aumenta, mientras que la ley de Beer menciona que, cuando un rayo de

luz monocromática pasa a través de un medio absorbente, su intensidad

disminuye exponencialmente a medida que la concentración del medio

absorbente aumenta. Si se sigue la ley de Lambert-beer y l se mantiene

constante, un gráfico de la extinción en función de la concentración da

una línea recta que pasa por el origen; en tanto que un gráfico del

porcentaje de transmitancia en función de la concentración da una curva

negativa exponencial. Algunos colorímetros y espectrofotómetros tienen

dos escalas, una líneal de porcentaje de transmitancia y otra logarítmica

de extinción. Esta última escala es la que está linealmente relacionada

con la concentración y se usa en las curvas patrones de concentración;

con la ayuda de tales curvas se puede determinar fácilmente la

concentración de una muestra problema conociendo su extinción.

III. MATERIALES Y METODOS

3.1. Materiales

Espectrofotómetro

Solución stock y de trabajo de la sustancia biológica

Material de vidrio como fiolas, pipetas y tubos de prueba

3.2. Metodología

Utilizando la solución de trabajo de la sustancia biológica, seguir las

indicaciones del jefe de práctica para realizar la galería de diluciones.

Realice las lecturas de absorbancia a la longitud de onda

correspondiente. Para la determinación de antocianinas totales se pesará

una cantidad de muestra, luego agregar un volumen de una solución

extractora a base de etanol/ácido clorhídrico/agua en la proporción

70/1/30 (V/V/V). La lectura se efectuará en un espectrofotómetro a una

longitud de de onda de 531 nm (λ = 531nm). Como blanco se usará la 12

solución de etanol/ácido clorhídrico/agua. Para la cuantificación se usará

una curva de calibración a base de antocianinas totales. Los resultados

se expresarán como mg de antocianinas totales por gramo o por 100

gramos de muestra.

IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES

4.1. En papel milimetrado grafique absorbancia (eje Y) versus

concentraciones (eje X) y una los puntos con una línea recta que

pase por el origen.

4.2. Determinar la absorbancia de una muestra biológica de

concentración desconocida y determine gráficamente su

concentración utilizando la curva estándar.

V. CONCLUSIONES

VI. CUESTIONARIO

VII. BIBLIOGRAFIA

1. Aliaga,P. y Col. 1997. Manual de Prácticas. Bioquímica I.

Facultad de Ciencias. Dpto. de Química U.N.A. La Molina.

2. Plummer, D. 1981. Bioquímica Práctica. Edit. Mc. Graw-Hill

Latinoamericana S.A. Bogotá-Colombia.

3. Silveira, A. C. et. al. 2007. Determinación de algunos atributos de

calidad de la variedad Fuji y sus mutantes al momento de

cosecha. Ciencia, Tecnología de Alimentos, Campinas, 27(1):

149-153.

DETERMINACIÓN DE PROTEÍNAS POR

ESPECTROFOTOMETRÍA

I. OBJETIVOS

1.1. Determinar la concentración de proteínas por espectrofotometría.

13

1.2. Aplicar los principios de la espectrofotometría.

II. FUNDAMENTO

La concentración de proteínas se medirá utilizando el método del Biuret,

que se basa en la formación de un compuesto coloreado o cromóforo, de

color azul-púrpura, debido a la formación de un complejo entre el ión

cobre y los enlaces peptídicos a pH alcalino. Se requiere un mínimo de

dos enlaces peptídicos para la formación del complejo coloreado, que se

mide a 550 nm. Es un método poco sensible pero muy preciso, ya que la

abundancia de grupos peptídicos (por unidad de masa de proteína) es

prácticamente la misma en cualquier proteína.

III. MATERIALES Y METODOS

3.1. Materiales y reactivos

pH-metro o papel pH, baño maría, espectrofotómetro, ácido cítrico,

bisulfito de sodio, agua destilada.

Soluciones de albúmina de concentración desconocida, muestra A y B.

Soluciones de proteína patrón (albúmina) de concentraciones conocidas

Reactivo de Biuret

Pipetas

Tubos de prueba

Espectrofotómetro (Colorímetro)

3.2. Metodología

1. Enumerar 7 tubos de prueba

2. Añadir a cada tubo lo siguiente

3. Añadir 4 ml. del reactivo de Biuret a todos los tubos.

14

4. Mezclar el contenido de cada tubo.

5. Esperar 5 min. para que se desarrolle el color. Medir la absorbancia a

550 nm ajustando a cero con el tubo 1 (blanco).

IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES

En una hoja de papel milimetrado construir una gráfica de A550 (eje y)

frente a concentración de proteína (eje x) de las soluciones (tubos 2-5).

Marcar el eje de las x en g/l de proteína.

Determinar la concentración de las soluciones problema A y B

interpolando en la curva estándar los valores de las soluciones problema

A y B. Expresarlo en g/L

V. CONCLUSIONES

VI. CUESTIONARIO

VII. BIBLIOGRAFIA

1. Departamento de Biología Molecular. 2011. Prácticas de

Bioquímica. Facultad de Medicina. Universidad de Cantabria.

2. Barboza, E., Ortiz, G. y Salcedo, R. 2011. Manual de Prácticas de

Bioquímica. División Ciencias de la Vida. Universidad de

Guanajuato.

EVALUACIÓN DE LA ACTIVIDAD DE LA ENZIMA

POLIFENOLOXIDASA

I. OBJETIVOS

1.1. Determinar la presencia de la enzima polifenoloxidasa en diversos

productos hortofrutícolas.

1.2. Determinar la actividad de la enzima polifenoloxidasa en función de

15

los factores de una reacción enzimática.

II. FUNDAMENTO

La reacción de pardeamiento está catalizada por el enzima

polifenoloxidasa. Los compuestos fenólicos existentes en productos como

la manzana, papas y otros, son oxidados a quinonas; estos compuestos

se polimerizan para dar pigmentos marrones denominados melanoidinos.

Entre las reacciones que ocurren en las células dañadas de algunos frutos

se encuentran aquéllas que involucran la oxidación de compuestos

fenólicos por medio del sistema enzimático llamado Polifenoloxidasas, que

dan como resultado la formación de productos finales de color

característico. El sistema enzimático polifenoloxidasa (E.C.1.10.3.2) es

también conocido como fenolasa, tirosinasa y catecoloxidasa. La naturaleza

de estas enzimas es de oxidorreductasas, se encuentran dentro del grupo

de las hidroxilasas y se considera que están asociadas principalmente con

los cloroplastos y otros plastos.

III. MATERIALES Y METODOS

3.1. Materiales y reactivos

pH-metro o papel pH, baño maría, espectrofotómetro, ácido cítrico,

bisulfito de sodio, agua destilada.

Manzana, papa u otro material biológico

Material de vidrio

3.2. Metodología

A. Efecto del tratamiento de los tejidos de manzana y su efecto en

la reacción de pardeamiento.

Cortar 3 rodajas de manzana de un espesor de aproximadamente 2 mm y

colocarlas en una placa petri por 15 minutos.

B. Efecto del calor en la reacción de pardeamiento

16

Cortar 3 rodajas de manzana de aproximadamente 2 mm de espesor e

inmediatamente colocarla en el baño maría a 80 0C durante 5 minutos y

otras 3 rodajas a 10 minutos e inmediatamente enfriarla y colocarla en

placas petri por 15 minutos. Tres rodajas de control serán tratadas sólo

con agua destilada.

C. Efecto del bisulfito de sodio y ácido cítrico en las reacciones de

pardeamiento

Colocar tres rodajas de manzana de 2 mm de espesor en una placa petri

y embeberla con bisulfito de sodio, en una segunda placa petri colocar

otras tres rodajas y embeberla con una solución de ácido cítrico y en una

tercera placa petri colocar tres rodajas de manzana y embeberla con

agua destilada (control). Controlar el tiempo por 15 minutos.

D. Evaluación

Licuar las rodajas de los experimentos A, B y C con 20 mL de agua

destilada, filtrarla y regular su %T o A a una λ de 475 nm

IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES

V. CONCLUSIONES

VI. CUESTIONARIO

VII. BIBLIOGRAFIA

1. Connie, M., Weaver and James, R. Daniel 2005. The Food

Chemistry Laboratory CRC PRESS London.

2. Fennema,O. 2000. Química de los Alimentos Edit. Acribia S.A.

Barcelona- España.

3. Salfield, J.R. 1977 Prácticas de Ciencia de los Alimentos. Edit

ACRIBIA, S.A. Zaragoza-España.

DETERMINACION DE LA ACTIVIDAD DE LA CATALASA

I. OBJETIVOS:

Determinar la actividad de la catalasa y la eficiencia de inactivación de

enzimas (peroxidasa y catalasa) en productos alimenticios.

II. FUNDAMENTO:17

Las enzimas son proteínas y una característica de éstas es ser

termolábiles, es decir se destruyen por el calor. Esta destrucción por el

calor significa pérdida de su actividad como enzima.

La peroxidasa y catalasa son enzimas ampliamente difundidas en

productos vegetales. Su control, habitualmente utilizado por los

fabricantes, es realizado mediante un escaldado con agua caliente o con

vapor vivo; también puede utilizarse tratamientos con dióxido de azufre o

sus sales o una combinación de escaldado y sulfitado. Los sulfitos

resultan particularmente útiles para inhibir la actividad peroxidasa.

Peroxidasa: Enzima resistente al calor y su inactivación asegura la

destrucción de los más lábiles. Temperatura de escaldado 77 - 82oC .

Catalasa: Enzima de control para hortalizas que modifican su sabor y

textura a temperaturas altas. Temperatura de escaldado 60-65oC.

La catalasa es una enzima que tiene el grupo prostético hemo (presenta

hierro en el centro de su esqueleto fundamental porfirítico) y actúa sobre

el peróxido de hidrógeno resultante de la oxidación del glicolato en los

peroxisomas durante la fotorrespiración en las hojas.

III. MATERIALES Y METODOS:

3.1. Materiales

Muestras, manómetro, mortero, peróxido de hidrógeno, material de

vidrio y otros

3.2. Metodología

1. Pesar cuidadosamente 10 g de muestra

2. Colocarlo en un mortero y molerlo durante 2 min. Agregar de 5 a

10 ml de agua destilada y tomar 1 ml de la solución con una

pipeta y colocarla en una pequeña cápsula dentro del

erlenmeyer.

3. Pipetear 2 a 5 ml de solución de peróxido de hidrógeno al 3 % y

transferir al erlenmeyer sin que entre en contacto con el

contenido de la cápsula. Conectar el erlenmeyer al dispositivo

manómetro. Nivelar y tomar el erlenmeyer y agitarlo suave y 18

uniformemente por 2 min. para que la reacción tenga lugar.

Después de los dos minutos se lee en la pipeta el volumen de

oxígeno liberado.

4. Calcular el número de moles de oxígeno liberado según la

formula: PV=nRT

5. Calcular la actividad enzimática en unidades de catalasa. Una

unidad de catalasa, es un micromol de O2 liberado por minuto a

una determinada temperatura.

IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES:

V. CONCLUSIONES

VI. CUESTIONARIO

VII. BIBLIOGRAFIA

1. Rodríguez, A. y Chang, M. 2009. Manual de prácticas de

fisiología vegetal. Universidad Nacional Agraria la Molina.

Departamento de Biología. Lima Perú.

19

ACTIVIDAD DE LA AMILASA

I. OBJETIVOS

Determinar la actividad de la enzima amilasa

II. FUNDAMENTO

La amilasa es un grupo de tres enzimas: alfa-amilasa, beta-amilasa y

almidón fosforilasa, las cuales rompen distintos enlaces de la molécula de

almidón degradándola hasta el nivel disacárido maltosa (glucosa +

glucosa). Luego, la maltosa puede ser degradada por la enzima maltasa

hasta el nivel de glucosa, la cual entra al proceso respiratorio para la

obtención de energía.

La amilasa se puede encontrar en diversos tejidos vegetales y en gran

cantidad en semillas, ya que degrada el almidón acumulado y a través de

la respiración se obtiene la energía necesaria (ATP) para los procesos

metabólicos durante el desarrollo del embrión hasta que la plántula forme

sus primeras hojitas y pueda fotosintentizar formando su propia fuente de

azúcares.

III. MATERIALES Y METODOS

3.1. Materiales

20

Tubos de ensayo, gradillas, pipetas, beakers, baño maría, mortero,

almidón, lugol, HCI 1 N, material vegetal: semilla de cebada en

germinación

3.2. Metodología

Pesar 10 g de semillas germinadas, molerlas y adicionar 100 ml de agua

destilada, filtrar, dejar reposar hasta que se separen dos .capas y separe

la superior, ésta constituye el extracto crudo de amilasa.

Tomar 5 tubos de ensayo enumérelos y colocar 5 ml de almidón al 1 %

(sustrato). Agregue a cada tubo 1 ml de amilasa (enzima), tenga cuidado

en tomar el tiempo desde que empieza la reacción enzima-sustrato, trate

de realizar esta operación rápidamente para que la reacción empiece casi

al mismo tiempo en todos los tubos. Agite con cuidado y deje reposar.

Finalizado el tiempo de reacción previsto para cada tubo (0, 5, 10, 15 y 20

minutos) agregue al instante 2 ml de ácido clorhídrico y agite. Tenga en

cuenta que para el tiempo cero esta operación debe ser casi simultánea

con la anterior. Todas estas operaciones deben realizarse con los tubos

de ensayo dentro del medio que proporciona la temperatura deseada:

alta (dentro de un vaso de agua caliente), baja (dentro de un vaso de

agua fría) o a temperatura ambiente.

Finalmente agregue 1 gota de lugol a cada tubo y adicione agua destilada

hasta completar 10 ml y observe la gradiente en las distintas

temperaturas.

IV. BIBLIOGRAFIA

1. Rodríguez, A. y Chang, M. 2009 Manual de prácticas de fisiología

vegetal. Universidad Nacional Agraria la Molina. Departamento de

Biología. Lima Perú

21

22

SEMINARIO:

PROBLEMAS DE CINÉTICA ENZIMÁTICA

MEDIDA DE LA INTENSIDAD RESPIRATORIA POR EL METODO

MANOMETRICO SIMPLE

I. OBJETIVO

Demostrar el intercambio gaseoso en el proceso de respiración mediante

la medida de la intensidad respiratoria por el sistema manométrico

simple.

II. FUNDAMENTO

La respiración es un proceso catabólico oxidativo que utiliza el oxígeno

atmosférico y libera anhídrido carbónico y energía de los sustratos

respiratorios que se consumen en dicho proceso.

La respiración puede ser medida por el volumen de anhídrido carbónico 23

producido y un método sencillo aunque no muy preciso pero satisfactorio,

para demostrar intercambio gaseoso en la respiración, consiste en captar

el anhídrido producido en la respiración por una solución de hidróxido de

sodio.

El volumen de oxígeno consumido se puede medir mediante un sistema

manométrico simple.

III. MATERIALES Y METODOS

3.1. Materiales:

Sistema Manométrico simple, granos de semillas en germinación

NaOH 10 normal

3.2. Metodología:

Será explicado por el profesor

IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES

V. CONCLUSIONES

VI. CUESTIONARIO

VII. BIBLIOGRAFIA

1. Fennema,O. 2000. Química de los Alimentos Edit. ACRIBIA S.A.

Barcelona- España.

2. Rodríguez, A. y Chang, M. 2009 Manual de prácticas de

fisiología vegetal. Universidad Nacional Agraria la Molina.

Departamento de Biología. Lima Perú.

24

FERMENTACIÓN LÁCTICA

25

I. OBJETIVO

1. Demostrar la transformación de la lactosa en ácido láctico

2. Cuantificar el ácido láctico producido por las bacterias del yogurt

II. FUNDAMENTO

La Lactosa, azúcar de la leche, es fermentada por bacterias acido lácticas

para producir ácido láctico. La fermentación láctica es un proceso

anaeróbico, mediante el cual la glucosa es degradada hasta ácido láctico,

en bacterias acido lácticas y en el músculo. La secuencia de reacciones

degradativas comprende la vía de Embden-Meyerhoff, donde se forma

ácido pirúvico que se transforma en ácido láctico por medio de la enzima

lactato deshidrogenasa. La fermentación láctica se aplica en la

preparación de diversas leches lácticas, encurtidos y ensilado de forrajes.

La fermentación homoláctica es realizada principalmente por

streptococcus y algunas especies de Lactobacillus que transforman la

lactosa casi enteramente en ácido láctico. La fermentación heteroláctica,

es realizada principalmente por bacterias del género Leuconostoc y

algunas especies del género Lactobacillus que transforman la lactosa en

ácido láctico y otros productos como etanol, ácido acético y CO2.

III. MATERIALES Y METODOS

3.1. Materiales y reactivos:

2 erlenmeyer de 125 mL, probeta de 100 mL, bureta de 25 mL,

NaOH 0,5 N, fenolftaleína, leche y cultivo de yogurt (Streptococcus

lactis, Lactobacillus bulgaricus).

3.2. Metodología:

1. Pasteurizar aproximadamente 250 mL de leche entre 60 a 90 0C

durante 10 minutos.

2. Enfriar la leche a aproximadamente 45 0C.

3. Medir aproximadamente 100 mL de esta leche y verter en un

erlenmeyer de 125 mL (blanco). Preparar otro matraz similar para

la muestra problema (muestra).26

4. Agregar aproximadamente entre el 2 al 5 % de yogurt a ambos

erlenmeyers, mezclar adecuadamente.

5. El blanco se coloca en una refrigeradora y la muestra se coloca

en una estufa o baño maría a 45 0C durante 4 horas.

6. Tomar muestras cada 2 horas de ambos erlenmeyers, temperar

al ambiente.

7. Determinar acidez total expresado en gramos de ácido láctico

IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES

V. CONCLUSIONES

VI. CUESTIONARIO

VII. BIBLIOGRAFIA

1. Cortes, R.. 2009. Manual de Prácticas de Biotecnología. Programa

de Biología. Universidad Autónoma de Ciudad Juárez. México.

FERMENTACION ALCOHOLICA

I. OBJETIVOS27

1.1. Observar y estudiar el proceso de fermentación alcohólica utilizando

como sustrato zumo de productos vegetales

1.2. Obtener un metabolito primario (alcohol) a partir de una fermentación

realizada por la levadura de Saccharomyces cerevisiae.

II. FUNDAMENTO

Durante el metabolismo de los carbohidratos, la glucosa resulta ser el sustrato

que más fácilmente es utilizado por las células con el fin de obtener energía

para realizar sus procesos de biosíntesis. En el músculo, la glucosa en

condiciones aeróbicas o anaeróbicas es transformada hasta dos moléculas de

piruvato, la cual en condiciones anaeróbicas es reducida hasta dos moléculas

de lactato. En las levaduras, caso de la Saccharomyces cerevisiae, similar

proceso sucede hasta piruvato, la cual en condiciones anaeróbicas es

transformada en dos moléculas de alcohol etílico y dos moléculas de dióxido

de carbono. En el primer caso el ciclo de conversión es denominado glucolisis

y en el segundo ciclo de E. M.P.

III. MATERIALES Y METODOS

3.1. Materiales

Fermentador experimental, Potenciómetro, Brixómetro, densímetro, destilador

simple, Zumo de un producto vegetal, azúcar, solución de ácido cítrico

estándar.

3.2. Metodología

Será explicado por el profesor de práctica

IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES

Expresar sus resultados mediante un gráfico y la prueba de su destilación.

V. CONCLUSIONES

VI.CUESTIONARIO

VII. BIBLIOGRAFIA

1. Jagnow, G. y David, W. 1991. Bioctenología: inducción con

experimentos modelos. Edit. Acribia, Zaragoza-España.

28

29

DETERMINACION DEL PUNTO ISOELECTRICO DE LA CASEINA

I. OBJETIVOS

1.1. Determinar el punto isoeléctrico de la caseína utilizando el pH de

mínima solubilidad, para luego proceder a su extracción y

"purificación".

1.2. Determinar el perfil de pH versus adición de ácido cítrico estándar.

II. FUNDAMENTO

El punto isoeléctrico (pI) es el pH en que la carga neta total de una

molécula es igual a cero y no migra en un campo eléctrico. Un fenómeno

físico importante es que cuando una molécula está en su punto

isoeléctrico tiende a precipitarse, el cual representa un principio

importante de separación de proteínas. Para determinar el pI de una

proteína se usa la técnica del isoelectroenfoque, y si se conoce la

secuencia de una proteína, existen programas que permiten conocer el

punto isoeléctrico, como el EditSeq de DNA star. Debido a que una

proteína precipita en su punto isoeléctrico, en esta práctica

determinaremos el punto isoeléctrico aproximado de la caseína (proteína

mayoritaria en la leche) al colocarlos en soluciones con diferentes valores

de pH.

La caseína es la principal proteína de la leche y está presente en una

concentración de aproximadamente 35 g/L. No es un compuesto simple

sino una mezcla heterogénea de proteínas que contienen fósforo.

La mayoría de las proteínas muestran una solubilidad mínima en su punto

isoeléctrico y este principio se usa para separar la caseína y otras

proteínas que tienen similar comportamiento, es decir aquellas que

precipitan ajustando el pH progresivamente hasta llegar al punto

isoeléctrico. La caseína de la leche tiene su punto isoeléctrico a un pH de

4,6; además es también insoluble en alcohol lo cual permite remover la

grasa de las preparaciones.

30

III. MATERIALES Y METODOS

3.1. Materiales

pH-metro o papel pH

Leche descremada, ácido acético 0.01 N, ácido acético 0.1 N, ácido

acético 1N.

Material de vidrio

3.2. Metodología

Será explicado por el profesor de práctica

REACTIVO TUBO NÚMERO

(Volumen en

ml.)

1 2 3 4 5 6 7 8 9

H2O 8.4 7.8 8.8 8.5 8.0 7.0 5.0 1.0 7.4

HOAC 0.01M 0.6 1.2 - - - - - - -

HOAC 0.1 M - - 0.2 0.5 1.0 2.0 4.0 8.0 -

HOAC 1.0 M - - - - - - - - 1.6

Leche 1 1 1 1 1 1 1 1 1

pH

Observación

IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES

Cuadro de pH, adición de ácido cítrico estándar y observaciones.

Gráfica de pH versus adición de ácido cítrico estándar

Propiedades funcionales

V. CONCLUSIONES

VI. CUESTIONARIO

VII. BIBLIOGRAFIA

1. Fennema,O. 2000. Química de los Alimentos Edit. ACRIBIA S.A.

Barcelona- España.

2. http://www.upo.es/depa/webdex/quimfis/docencia/

31

biotec_FQbiomol/Practica3FQB.pdf. Octubre del 2011.

32

HOJA DE CONTROL DE LA ACTIVIDAD DE LOS ALUMNOS DURANTE LA

PRÁCTICA

PRÁCTICA FECHA:

APELLIDOS Y NOMBRES DEL ALUMNO

OBSERVACIONES33

CÁLCULOS/RESULTADOS

34

35