UNIVERSIDAD AUTONOMA DE
TLAXCALA
FACULTAD DE ODONTOLOGIA
MANUAL DE PRACTICAS DE LABORATORIO
DE BIOQUIMICA GENERAL
Reglas de seguridad en el laboratorio
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NOMBRE DEL ALUMNO:
____________________________________________
____________________________________________
GRUPO:
_____________________________________
ELABORÓ:M.en C. Gabriela Vargas Oliver
EL ALUMNO:
1. Deberá de lavarse las manos antes de entrar y de salir de
laboratorio.
2. No debe de entrar con alimentos, ni dulces en la boca.
3. Deberá usar bata blanca de manga larga perfectamente
abotonada y planchada en cada práctica.
4. Deberá portar guantes, cubrebocas u otros objetos si el
profesor lo considera necesario.
5. Debe de entrar con el cabello perfectamente recogido, sin
zapatos abiertos (sandalias, huaraches etc.)
6. Deberá depositar la basura correctamente, como lo indicará el
profesor en cada práctica.
7. Debe de traer su manual en cada práctica.
8. Conocerá las medidas de acción para cualquier tipo de
circunstancia que lo amerite.
9. Limpiará la mesa de laboratorio antes y después de la práctica
con alcohol etílico al 70% o con benzal.
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PRACTICAS DE
MICROBIOLOGIA
Practica 1: MORFOLOGÍA MICROBIANA Y TINCIÓN DE GRAM
Practica 2: EXUDADO FARÍNGEO
Practica 3: AISLAMIENTO Y CUANTIFICACION DE Streptococcus mutans
Practica 4: CULTIVO ANAEROBIO DE UN ABSCESO PERIODONTAL
Practica No. 1
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MORFOLOGÍA MICROBIANA Y TINCIÓN DE GRAM
INTRODUCCION:
Leeuwenhoek observó por primera vez las bacterias en el siglo XVII, y lo hizo con
suspensiones de microorganismos sin teñir y utilizando un microscopio simple. Hasta el
año de 1884 Christian Gram desarrolló un método de tinción que lleva su nombre y que es
de enorme utilidad en cualquier laboratorio de bacteriología. Ya que la técnica de tinción
revela detalles referentes a la forma y agrupación bacteriana como cualquier otra técnica de
tinción proporciona información sobre propiedades estructurales de las bacterias que
permiten separarlas en dos grandes grupos: gram positivas y gram negativas.
Las bacterias pueden clasificarse morfológicamente en: cocos (diplococos,
estreptococos, estafilococos y sarcina) y bacilos.
Otro grupo de bacterias son las helicoidales, hay dos tipos de estas y son: rígidas y
flexibles. Las especies helicoidales rígidas se presentan en varias familias de
esquizomicetos, y las especies helicoidales flexibles suelen denominarse espiroquetas.
La presentación de cocos en grupos, cadenas o en diplococos dependerá mucho del
medio en donde se encuentre inmerso el cultivo ya que se puede observa mejor su
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diplococos
Estreptococos o cadenas
Estafilococos o grupos
agrupación en caldo( Tood Hewitt, BHI) que en medios sólidos (agar sangre de carnero, sal
y manitol, etc), en estos no tenemos buena visibilidad de la agrupación de los cocos para
definir si son estreptococos o estafilococos, sin embargo para este fin existe la prueba de la
catalasa.
La catalasa es una prueba bioquímica presuntiva donde nos indica si es estreptococo
(da negativa) o estafilococo (da positiva).
OBJETIVO:
El alumno realizará la tinción de gram para el conocimiento de las diferentes formas
bacterianas.
MATERIAL:
Colorante cristal violeta.
Lugol
Alcohol cetona
Safranina
Portaobjetos
Mechero
Haza bacteriológica
Agua destilada estéril
Cultivos puros de diferentes bacterias
Aceite de inmersión
Peróxido de hidrógeno
Hisopo estéril
Guantes estériles
Abatelengua
MATERIAL BIOLÓGICO:
Cultivos puros de bacterias
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Exudado faríngeo.
METODO:
1. Preparar un extendido fino del material en estudio sobre el portaobjetos y dejarlo
secar al aire.
2. Fijar el material al mechero.
3. Colocar en un soporte para tinción la laminilla.
4. Cubrir con cristal violeta un minuto.
5. Lavar con agua corriente
6. Cubrir con lugol un minuto.
7. Lavar con agua corriente
8. Decolorar con alcohol-cetona.
9. Lavar con agua corriente.
10. Cubrir con safranina 30 seg.
11. Lavar y dejar secar.
12. Montar con aceite de inmersión.
13. Observar al microscopio a 100 X.
DETERMINACIÓN DE CATALASA:
Se coloca una gotita de peróxido de hidrógeno en el portaobjetos y poner con el aza
en punta una pequeña cantidad de colonia bacteriana, inmediatamente observar el burbujeo
o ausencia de este.
Control positivo: Staphylococcus aureus
Control negativo: Streptococus spp
RESULTADOS:
Bacterias gram positivas se tiñen de azul y las bacterias gram negativas se tiñen de rojo.
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Catalasa (+): burbujeo
Catalasa (-): ausencia de burbujas
REPORTE:
Cada alumno entregará su práctica con los dibujos correspondientes: dibujará el color y la
forma de las bacterias (cocos, bacilos, espiroquetas, cocobacilos) y el resultado de la
catalasa de la bacteria correspondiente.
CUESTIONARIO:
1. ¿Cuál es el fundamento de la tinción de gram?
2. ¿Qué hace el lugol en la tinción de gram?
3. ¿Para qué sirve el aceite de inmersión?
4. ¿fundamento de la prueba de catalasa?
5. Describe brevemente que diferencias encontraste entre las laminillas que observaste.
REFERENCIAS:
.Ross P.W., Holbrook W.P. Microbiología bucal y clínica. Ed. Científica
Murray P.R., Rosentha K.S. Pfaller M.A. 2006. Microbiologia Médica, Madrid
Elsevier.
De la Rosa F., Prieto P.J. 2003. Microbiología en Ciencias de la Salud: conceptos y
aplicaciones. Madrid Elsevier.
Práctica No. 2EXUDADO FARÍNGEO
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INTRODUCCION:
Exudado faríngeo
Este cultivo es importante para el diagnóstico de ciertos agentes infecciosos, sobre
todo en encuestas epidemiológicas que nos ayudan a definir el canal endémico de los
microorganismos, entre los más importantes patógenos causantes de procesos infecciosos o
colonizantes del tracto respiratorio podemos citar a: Streptococcus pneumoniae,
Corynebacterium diphtheriae, Streptococcus pyogenes, Moraxella catarrhalis,
Haemophilus influenzae, bordetella pertusis, Neisseria meningitidis, S. aureus, el
aislamiento de estos microorganismos debe ser analizado en base a un estudio clínico muy
preciso. Su utilidad es muy limitada, ya que la mayoría de las infecciones en vías
respiratorias bajas son de origen viral.
La presencia de estas bacterias dependerá del tipo de pacientes y edad del mismo
ya que patógenos como H. influenzae y Streptococos pneumoniae se pueden aislar en
pacientes menores de 5 años, provocando infecciones muy severas como meningitis o
neumonía.
Cabe señalar que una tinción de gran en este sitio anatomico del cuerpo humano no
es de importancia clínica ya que es una zona muy rica en flora bacteriana normal, no
tenemos griteríos para determinar si una muestra es indicativa de infección como la que si
se tiene con un exudado cervicovaginal.
OBJETIVO:
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1.- El alumno aprenderá a tomar y sembrar, una muestra de exudado faríngeo, para el
conocimiento colonial de las bacterias de flora normal.
MATERIAL:
1 placa de agar sangre de carnero (5%)
1 placa de agar sal y manitol
1 placa de gelosa chocolate
1 tubo con medio de transporte stuart.
kit de tinción de gram
100 ml de solución salina estéril
1 propipeta
1 hisopo estéril.
1 abatelenguas estéril.
1 Haza bacteriológica
1 mechero
1 portaobjetos
Aceite de inmersión
peroxido de hidrogeno.
incubadora
Centrifuga
Agua destilada estéril
1 microscopio
METODO:
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TOMA DE MUESTRA
1. Presentarse en ayunas, sin lavarse los dientes.
2. Colocar al paciente en una silla con la cabeza hacia arriba, e indicándole que abra la
boca y saque la lengua.
3. Con un abatelenguas estéril se hace presión hacia abajo en la lengua y con un
hisopo se talla la superficie de la faringe amígdalas y en caso de ulceración del
fondo del saco faríngeo.
4. Se coloca el hisopo en el medio de transporte stuart.
5. Se inoculan las placas de agar sangre de carnero, sal y manitol en zona estéril con
el hisopo del medio de transporte.
6. Sembrar por estría cruzada.
7. Incubar a 35-37°C por 24 hrs.
8. Revisar placas y hacer tinción de gram.
9. Revisa hemolisis de las colonias:
Colonias -hemolíticas, pequeñas, blancas o grises son presuntivas de
estreptococos.
Colonias -hemolíticas, grandes, blancas o amarillas son presuntivas de
estafilococos.
REPORTE:
El alumno entregará los resultados de la morfología colonial de la bacterias que
crecieron en el exudado faríngeo, hemolisis, gram y catalasa de las colonias.
CUESTIONARIO
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1. ¿Qué bacterias forman parte de la microflora bacteriana en farínge?
2. ¿Cómo se observa la hemolisis beta en el agar sangre de carnero?
3. ¿Por qué es importante identificar cocos gram positivos en la garganta?
4. ¿Qué tipo de infecciones produce: Staphylococcus aureus, Streptococcus
pyogenes, Neiserria meningitidis, klebsiella pneumoniae, Streptococcus
pneumoniae y Haemophillus influenzae?
REFERENCIAS
Thouraya Ben-Hamouda, Thierry Foulon, Afef Ben-Cheikh-Masmoudi,Che´ dlia Fendri,
Omrane Belhadj and Kamel Ben-Mahrez. 2003. Molecular epidemiology of an outbreak of
multiresistant Klebsiella pneumoniae in a Tunisian neonatal ward. J MED MICROBIOL
52: 427-433.
Tomoyo Ueyama, Yuichi Kurono, Komei Shirabe, Masazumi Takeshita, and Goro Mogi.
1995. High Incidence of Haemophilus influenzae in Nasopharyngeal Secretions and Middle
Ear Effusions as Detected by PCR . J CLIN MICROBIOL 33: 1835–1838.
Práctica No. 3
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AISLAMIENTO Y CUANTIFICACION DE Streptococcus mutans
INTRODUCCION:
La caries dental es una de las infecciones más comunes en la cavidad oral de los
humanos, siendo las bacterias orales como el grupo mutans, el más implicado en la caries
dental, formado por siete especies: S. mutans, S. sobrinus, S. downei, S. rattus, S. cricetus,
S. ferus y S. macacae, siendo los dos primeros asociados a caries dental. El grupo mutans
posee los antígenos a, b, c, d, f y g, denominados cariotipos donde S. mutans es el cariotipo
“c” y S. sobrinus “e”, algunos cariotipos como el “d” no se ha aislado en humanos. En
Estados Unidos el cariotipo “c” es el mas aislado seguido por el “e”, mientras que en Brasil
el cariotipo “c” se presenta en el 65% y el “e” en el 35% de casos de caries dental, otros
países como en Europa se encuentra el 50% del “c” y del “e”. En México no existen datos
epidemiológicos de que cariotipos sean los mas prevalentes.
S. mutans ha mostrado ser más prevalente que S. sobrinus en muestras de placa
dental, sin embargo varios estudios epidemiológicos han mostrado que la presencia de S.
sobrinus es más asociada con pacientes con un alto grado de caries dental. S. mutans ha
mostrado ser más prevalente que S. sobrinus en muestras de placa dental, sin embargo
varios estudios epidemiológicos han mostrado que la presencia de S. sobrinus es más
asociada en pacientes con un alto grado de caries dental. Estudios realizados usando
métodos como genotipificacion o fenotipificación, sugieren que las mamas son la principal
fuente de infección de S. mutans o S. sobrinus para los niños.
OBJETIVOS:
1.- El alumno aislará y conocerá el crecimiento característico de S. mutans, en saliva.
2.- Cuantificará la cantidad de S. mutans en saliva.
MATERIAL:
1 placa de agar mitis salivarius (1% bacitracina)
kit de tinción de gram
1 tubo de vidrio 13X 100 mm estéril con tapón de algodón.
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1 jarra de anaerobiosis
100 ml de solución salina estéril
1 propipeta
1 sobre para producir anaerobiosis.
1 Haza bacteriológica
1 mechero
1 portaobjetos
Aceite de inmersión
Peróxido de hidrogeno.
Incubadora
Centrifuga clínica
Agua destilada estéril
3 tubos con tapón de rosca estériles o 3 microtubos estériles
3 pipetas estériles de 10 ml o 6 micropipetas estériles azules
Micropipeta de 100 – 1000 l
1 microscopio
METODOS:
TOMA DE MUESTRA:
La toma de muestra será de un integrante del equipo, y este debe de presentarse con lavado
de dientes dos horas antes, sin haber ingerido alimento durante este tiempo.
CULTIVO DE S. mutans.
1. Se toma una muestra de saliva no estimulada, recolectando la mayor cantidad
posible (no menor a 2 ml) en un tubo de ensaye previamente esterilizado y
etiquetado para evitar la contaminación de las muestras.
2. Clarificación: Las muestras se centrifugan a 2500 rpm por 5 min para
clarificarlas.
3. Diluciones (10-1, 10-2 y 10-3) Se realizan diluciones de las muestras por duplicado
con solución salina estéril y se siembran 20l de cada dilución también por
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duplicado en Agar-Mitis-Salivarius-Bacitracina para el crecimiento de S. mutans.
La siembra es por goteo no hacer estría.
Sembrar 20 l cada dilución en una placa de agar mitis salivarius
4. Crecimiento y conteo de colonias. Las placas se incuban en un sistema de
anaerobiosis (jarra Gas-Pack) a 37ºC por 48 horas, se cuentan las colonias
presuntivas de S. mutans considerando las colonias adherentes, de color azul-
grisáceo, con bordes irregulares, apariencia de vidrio esmerilado, opacas a
contraluz y de consistencia dura. Una vez identificadas las colonias presuntivas de
S. mutans se conservaron en caldo Todd-Hewit a 4ºC.
5. Tomar una colonia presuntiva realizar tinción de gram y catalasa.
CONTROL DE CALIDAD:
Se usaran las cepas testigo de S. mutans GS5 y LM7.
RESULTADOS:
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Dilución 10 -1
Poner 900 l de solución salina estéril + 100 l de saliva
Dilución 10 -2
Poner 900 l de solución salina estéril + 100 l del tubo 1
Dilución 10 -1
Poner 900 l de solución salina estéril + 100 l del tubo 2
Tomar 100 l de esta muestra
Colocar 100 l de saliva
1 2 3
Dilución 10-1
Dilución 10-3
Dilución 10-2
Las colonias de S. mutans aparecen de forma dura de color azul grisáceo y
con una gotita alrededor de ella que es la dextrana y son catalasa
neagativos, cocos gran positivos.
Las cuentas son por diluciones es decir se deben de multiplicar el resultado
por 1000 que es el factor de dilución
REPORTE:
El alumno entregará los resultados de la morfología colonial de la bacterias y la cuenta
de UFC de S. mutans.
CUESTIONARIO
1. ¿Qué muestras puedes emplear para aislar S. mutans?
2. ¿Qué característica tienen las colonias de S. mutans en el agar mitis salivarius?
3. Menciona los factores de virulencia de S. mutans
REFERENCIAS
1.- Nogueira R.D., Alves A.C., Napimoga M.H., Smith D.J. y Mattos –Graner R.O.
2005. Characterization of Salivary Inmunoglobulin A Responses in Children Heavily
Exponed to the Oral Bacterium Streptococcus mutans: Influence of Specific Antigen
Recognition in Infection. Infec and Inm. 73: 5675-5684.
2.- Henrique N.M., Hofling J.F., Inez K.M., Umeko K.R. y Bruno G. R. 2005.
Transmission, diversity and virulence factors of Streptococcus mutans genotypes.J Oral
Scien. 47: 59-64.
FACULTAD DE ODONTOLOGIA Página 15
3.- Tanzer J.M., Livingston J., Thompson M.A. 2001. The Microbiology of Primary
Dental Caries in Humans.J dent Educ. 65: 1028-1036.
4.- Becker M.R., Paster B.J., Leys E.J., Moeschberger M.L., Kenyon S.G., Galvin J.,
Boches S.K., Dewhirst F. y Griffen A. 2002. Molecular Analysis of Bacterial Species
Associated with Childhood Caries. J. Clin Microbiol. 40: 1001-1009.
5.- Kuramitsu H. y Wang B. 2006. Virulence properties of cariogenic bacteria. BMC
oral Health. 6(supl): 511.
6.-Okada M., Soda Y., Hayashi F., Doi T., Suzuki J., Miura K. Y Kozai K.
2005.Longitudinal Study of dental caries incidente associated with Streptococcus
mutans and Streptococcus sobrinus in pre-school children. J Med Microbiol. 54:661-
665.
Práctica No. 4
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CULTIVO ANAEROBIO DE UN ABSESO PERIODONTAL
INTRODUCCION:
Para el estudio de las bacterias anaerobias, la selección de la muestra debe
efectuarse estrictamente y solo se aceptaran para su estudio: secreciones bronquiales
(obtenidas por punción trans-traqueal), sangre, liquido cefalorraquídeo, abscesos (punción),
y biopsias de tejidos normalmente estériles. Existen algunos datos que nos indican la
posible presencia de una bacteria anaerobia en la muestra: olor fétido, presencia de gas o
gránulos en los tejidos, localización de la infección en la proximidad de una membrana
mucosa, coloración negra, etc.
Teniendo en cuenta la tolerancia al oxigeno las bacterias anaerobias se clasifican en:
Anaerobias estrictas: Crecen en atmósferas con una tensión de oxígeno inferior a 0.5%.
Anaerobias aerotolerantes: Toleran el oxígeno hasta un 8% pero son incapaces de
utilizarlo para su metabolismo. La tolerancia al oxígeno de éstas bacterias está dada por la
presencia de enzimas superoxido dismutasa (SOD), catalasa y peroxidasa que catalizan la
conversión de radicales superóxido a peróxido de hidrógeno menos tóxico y a oxígeno
molecular.
Anaerobios Facultativos: No necesitan oxígeno para su desarrollo normal, pero si está
presente lo pueden utilizar metabolicamente, es decir que crecen bajo condiciones tanto
aeróbicas como anaeróbicas utilizando el oxígeno como aceptor final de electrones.
Microaerofilicas: Crecen en presencia de tensiones de oxigeno mínimas y lo metabolizan
utilizándolo como aceptor final de electrones. Necesitan atmósfera de CO2.
FUENTES DE INFECCION
Las Bacterias anaerobias están ampliamente distribuidas en la naturaleza. Podemos
diferenciar dos clases de fuentes:
* FUENTES EXOGENAS:
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- El suelo, agua (Lagos, sedimento de ríos, océanos, aguas cloacales) Alimentos y Tracto
gastrointestinal de animales.
* FUENTES ENDOGENAS: Cuando se encuentran en el ser humano formando parte de
la flora normal en piel y mucosas. En algunos lugares superan a los aerobios en una
proporción de 1:1000. Las fuentes más importantes son:
a) CAVIDAD ORAL: En la boca existe una flora polimicrobiana muy compleja ligada a la
variabilidad de las condiciones existentes en el interior de la misma como son:
1.-El potencial redox en los diferentes espacios como pliegues bucales, superficie de la
lengua, surcos gingivales, espacios periodontales.
2.- Presencia de placa bacteriana: Entre más antigua es la placa mejores son las condiciones
de anaerobiosis.
3.- Edad: A los pocos días del nacimiento hay temprana implantación de Lactobacilos y
Streptococcus, posteriormente Staphylococcus y Veillonelas. A los 6 meses de edad
encontramos Actinomyces, Nocardias, Fusobacterias. Podemos mencionar como
anaerobios componentes de la flora normal de cavidad oral y Tracto Respiratorio Superior
los siguientes géneros:
Peptostreptococcus, Veillonella, Propionibacterium, Clostridium, Actinomyces,
Eubacterium, Prevotella, Bacteroides, Fusobacterium.
MATERIAL:
1 jeringa estéril de insulina
Portaobjetos
Placa de agar sangre hemina menadiona
Medio tioglicolato
Haza bacteriológíca
Jarra gaspak
Sobre de anaerobiosis
Kit de tinción de gran
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METODO:
1. Tomar la muestra con una jeringa estéril el exudado del absceso e inmediatamente
tapar la jeringa y colocar parte de la muestra en el medio tioglicolato.
2. La otra parte del exudado sembrarlo inmediatamente en gelosa sangre de carnero
con hemina menadiona en estría cruzada.
3. Incubar a 37 °C en anaerobiosis el tubo y la placa durante 24 hrs.
4. Revisar el cultivo y morfología colonial del crecimiento.
RESULTADOS
Observar el crecimiento de las colonias, escribir las características de las
colonias observadas (hemolisis ) y compararlas con los datos proporcionados
por el profesor.
REFERENCIAS:
Neringa Skučaitė, Vytautė Pečiulienė1, Vita Mačiulskienė. 2009.Microbial
infection and its control in cases of symptomatic apical periodontitis: a review.
Medicina (Kaunas), 45(5):343-350.
Christina O. Igboin, Ann L. Griffen, and Eugene J. LeysI. 2009. Porphyromonas
gingivalis Strain Diversity. J Clin Microbiol. 47: 3073–3081.
D. Robertson1 and A. J. Smith. 2009. The microbiology of the acute dental abscess.
J Med Microbiol (2009) 58:155–162.
Dorita Preza, Ingar Olsen, Tiril Willumsen, Bjørn Grinde, and Bruce J. Paster.
2009. Diversity and site-specificity of the oral microflora in the elderly. Eur J Clin
Microbiol Infect Dis. 28(9): 1033.
A.K.L. Wan, W.K. Seow, D.M. Purdie, P.S. Bird, L.J. Walsh and D.I. Tudehope A.
2003. Longitudinal Study of Streptococcus mutans Colonization in Infants after
Tooth Eruption J Dent Res 82(7):504-508.
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FACULTAD DE ODONTOLOGIA Página 20
PRACTICAS DE
BIOQUIMICA
PRACTICA 1: Bioelementos
PRACTICA 2: Identificación de carbohidratos
PRACTICA 3: Determinación de pH en saliva y otras sustancias.
PRACTICA 4: Determinación cualitativa de la amilasa salival.
PRACTICA 5: Propiedades físicas de los lípidos.
Práctica No.1
BIOELEMENTOS
INTRODUCCION:
Los bioelementos son elementos químicos que constituyen a los seres vivos. Se clasifican
en:
A. Bioelementos primarios: C,H,O,N, P y S,
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B. Bioelementos secundarios: Na, K, Ca, Mg y Cl
C. Oligoelementos: a) indispensables: Mn, Fe, Co, Cu, Zn.
b) variables: B, Al, V, Mo, I , Si.
Los bioelementos primarios son abundantes en los seres vivos y esto se debe a que
representan ciertas características que los hacen idóneos para formar las moléculas de los
seres vivos.
Los bioelementos se unen entre sí para formar moléculas que llamaremos:
BIOMOLECULAS.
Las biomoléculas de los seres vivos son:
INORGÁNICAS ORGÁNICAS
Agua
CO2
Sales minerales
o Carbohidratos
o Lípidos
o Proteínas
o Ácidos nucleícos
OBJETIVO:
El alumno reconocerá ciertos bioelementos en diferentes materiales organicos .
MATERIAL:
Hojas frescas
5 gr Carne de pollo
Uñas
Cabello
Mechero bunsen
Tubos de ensayo
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Trozos de carbón
METODOS:
EXPERIMENTO 1
1. En un tubo de ensaye coloca hojas frescas
2. Calienta el tubo en el mechero hasta el desprendimiento de vapores.
3. Observa y contesta:
¿Qué observas?
___________________________________________________________________
___________________________________________________________________
¿Qué sustancia observas en las paredes del tubo de prueba?
___________________________________________________________________
___________________________________________________________________
¿Qué elementos constituyen dicha sustancia?
__________________________________________________________________
¿Que estas demostrando con esta actividad?
__________________________________________________________________
_EXPERIMENTO 2
1. En otro tubo pon el trozo de carne y calienta hasta que desprenda vapores.
2. Observa y contesta:
¿Qué observas?
___________________________________________________________________
¿Qué sustancia esta en las paredes del tubo?
___________________________________________________________________
¿Qué se está demostrando con este experimento?
_________________________________________________________________________
EXPERIMENTO 3
1.- En un tubo de ensaye coloque la uña y sométalo al calor hasta el desprendimiento de
calor.
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2.- Abanique los vapores para percibir el olor (no oler directamente).
Observe y conteste:
a) A que se asemeja el olor de las uñas quemadas
__________________________________________________________________
b) Dicho olor es característico de que elementos:
___________________________________________________________________
c) ¿Que se demuestra con este experimento?
___________________________________________________________________
REALIZAR LO MISMO CON EL CABELLO
CONCLUSIONES:
___________________________________________________________________
___________________________________________________________________
___________________________________________________________________
___________________________________________________________________
___________________________________________________________________
______________________________
REFERENCIAS:
Pacheco Leal D. Bioquimica: estructural y aplicada a la medicina. Ed. IPN.
Hicks Gomez J. J., (2007), Bioquimica, México: McGraw Hill.
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Práctica No 2
IDENTIFICACION DE CARBOHIDRATOS
INTRODUCCIÓN:
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Los carbohidratos, hidratos de carbono, glúcidos o azúcares nos aportan abundante
energía y son muy abundantes en la naturaleza. Son aldehídos o cetonas polihidroxiladas
en su conformación química.
Los carbohidratos se clasifican en monosacáriso, disacáridos, oligosacáridos y
polisacáridos.
Siendo los polisacáridos y oligosacaridos hidrolizados para producir monosacáridos.
Los carbohidratos que dan resultados positivos con las soluciones de Tollens Benedict o
Fehling se conocen como azucares reductores y todos los carbohidratos que contienen un
grupo hemiacetal dan pruebas positivas y se les conoce como azúcares no reductores..
Fundamento de la prueba de Fehling: si el carbohidrato es reductor se oxidará dando
lugar a la reducción del sulfato de cobre (II), de color azul a óxido de cobre(I) de color
rojo- ladrillo.
Fundamento de la prueba de lugol: la coloración producida por el lugol se debe a
que el yodo se introduce entre las espiras de la molécula de almidón. No es por tanto una
verdadera reacción química sino que se forma un compuesto de inclusión que modifica las
propiedades físicas de esta molécula apareciendo la coloración azul violeta. Este método se
usa para identificar polisacáridos. El almidón en contacto con unas gotas de reactivo de
lugol toma un color azul violeta característico.
OBJETIVOS:
Identificar azucares reductores con la reacción de fehling .
Identificar la presencia de un polisacárido por medio de la reacción de lugol
MATERIALES:
Tubos de ensayo
Gradilla
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Pinzas moss
Vaso de precipitado
Mechero o parrilla eléctrica
Tripie
Tela de asbesto
Parafilm
REACTIVOS
Glucosa
Galactosa
Maltosa
Manosa
Lactosa
Sacarosa
Almidon
Reactivos de fehling A y B
Lugol
HCl diluido al 10%
Bicarbonato
Papa y /o arroz
METODO:
Identificación de azucares reductores
1.- Colocar 7 tubos de ensayo en una gradilla y numerarlos del 1 al 7.
2.- Medir 1 ml de solución de glucosa y colocar en el tubo 1 hacer lo mismo con los demás
carbohidratos y ponerlos en los tubos 2,3…..respectivamente, como se observa en la tabla I:
Tabla 1
No. de tubo 1 2 3 4 5 6 7
Glucosa al 1% 1 mlManosa al 1% 1mlGalactosa al 1% 1ml
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Maltosa al 1% 1 mlLactosa al 1% 1 ml Sacarosa al 1% 1 mlAlmidon al 1% 1 mlReactivo de fehling A 3 gotas 3 gotas 3 gotas 3 gotas 3 gotas 3 gotas 3 gotasReactivode Fehling B 3 gotas 3 gotas 3 gotas 3 gotas 3 gotas 3 gotas 3 gotas
3.- Cuando se le agregan las gotas del reactivo de Fehling (A y B) el liquido del tubo de
ensayo adquirirá un fuerte color azul, agitar.
4.- Calentar los tubos a baño maria o directamente en un mechero.
5.- La reacción será positiva si la muestra se vuelve de color rojo-ladrillo-
6.- La reacción será negativa si la muestra queda azul o cambia a un tono azul-verdoso.
RESULTADOS:
Observe el resultado y anote sus observaciones.
Escriba en la tabla (+) si es positiva o negativo(-)
Carbohidrato Prueba de Fehling Azúcar reductor
Glucosa
Manosa
Galactosa
Maltosa
Lactosa
Sacarosa
Almidón
Identificación de polisacáridos (reacción del lugol)
1.- Colocar 7 tubos de ensayo en una gradilla y numerarlos del 1 al 9.
2.- Medir 3 ml de solución de glucosa y colocar en el tubo No. 1 hacer lo mismo con la
manosa y todas las soluciones de carbohidratos.
3.- Añadir dos gotas de lugol como se indica en la tabla 2.
No. De tubo 1 2 3 4 5 6 7 8 9
FACULTAD DE ODONTOLOGIA Página 28
Glucosa al 1% 1ml
Manosa al 1% 1 ml
Galactosa al 1% 1 ml
Maltosa al 1% 1ml
Lactosa al 1% 1 ml
Sacarosa al 1% 1 ml
Almidon al 1% 1 ml
Solución de papa 1 ml
Solución de arroz 1 ml
Lugol 2 gotas 2 gotas 2 gotas 2 gotas 2 gotas 2 gotas 2 gotas 2 gotas 2 gotas
RESULTADOS:
Prueba positiva: la solución se torna de color azul -violeta
Escriba en la tabla de resultados (+) o (-)
No. De tubo Presencia de color azul –violetaEs polisacárido
Si o NoGlucosa al 1%Manosa al 1%Galactosa al 1%Maltosa al 1%Lactosa al 1%Sacarosa al 1%Almidon al 1%Solución de papaSolución de arroz
CUESTIONARIO:
1. Escribe la formula de la sacarosa y maltosa, define si son azúcares reductores o no
FACULTAD DE ODONTOLOGIA Página 29
2. ¿Qué diferencia hay entre el almidón lactosa y glucosa?
3. Da ejemplos de otros polisacáridos
4. ¿Porque la sacarosa se disuelve en agua y el almidón no?
REFERENCIAS:
Baynes J. W., 2006, Bioquímica Médica, 2ª Edicion,Madrid: Elsevier .
Pacheco Leal D. Bioquimica: estructural y aplicada a la medicina. Ed. IPN.
Hicks Gomez J. J., (2007), Bioquimica, México: McGraw Hill.
Práctica No. 3
FACULTAD DE ODONTOLOGIA Página 30
DETERMINACIÓN DE pH DE SALIVA Y OTRAS SUSTANCIAS
INTRODUCCION:
ACIDO: es una sustancia o solución donadora de iones hidrógeno, tienen una
concentración de iones hidrógeno mayor que el agua por lo tanto su pH será menor que 7.
BASE: es una sustancia o solución receptora de iones hidrógeno, tienen una
concentración de iones hidrógeno menor que el agua por lo tanto su pH será mayor que 7.
pH: es la concentración de iones hidrógeno(H+), y se dice que es la homeostasis del
ion H+ en el organismo. El pH de algunos liquidos biológicos se muestran en la tabla 1.
Liquido pHPlasma sanguíneo 7.4Liquido intersticial 7.4Liquido intracelular 5.5-6.9Jugo gástrico 1.5-4Leche humana 7.4Saliva 6.4-7Orina 5-8
La neutralidad del plasma y otros líquidos contribuyen al buen funcionamiento
celular. Debe de hacer un equilibrio entre la producción de iones H+ y OH-.
Cambios mínimos de pH representan variaciones notables en la concentración de
iones Hidronio (ejemplo: de un pH 7.4 a pH 7.1), el equilibrio de pH es por medio de
amortiguadores biológicos como:
1. Sistema bicarbonato/acido carbónico que actúa principalmente en el espacio
extracelular.
2. El sistema de fosfatos, es importante en el espacio intracelular sobre todo en
eritrocitos y células tubulares del riñón.
3. Sistema de las proteínas: actúan predominantemente a nivel tisular aunque
también lo hacen en el plasma.
Desequilibrio acido-base: cuando por cualquier circunstancia otológica el pH de la sangre
sale del valor normal, se pueden producir acidosis (descenso de pH sanguíneo ) o alcalosis
(aumento de pH sanguíneo). Estos cambios se deben a la concentración plasmática del
bicarbonato y son de tipo metabólico.
FACULTAD DE ODONTOLOGIA Página 31
Causas de acidosis: diarrea, insuficiencia tubular renal, obstrucción del tracto urinario,
ayuno prolongado, ingestión de alcohol metílico, anestesia general, sobredosis de sedantes,
paro cardiaco, neumonía prolongada, etc.
Causas de alcalosis: vómito, consumo de diuréticos de mercurio, ingestión de etanol,
ansiedad, histeria, fiebre, tumor, septicemia, etc.
La saliva es un liquido biológico que se encarga de mantenera el pH en la mucosa
oral, ayuda a proteger al esmalte con la regulación del pH, también neutraliza el medio
ácido producido tras las comidas, si se produce un pH pacido se provoca la
desmineralización del esmalte, mientras que si se produce un pH básico se acumula sarro.
OBJETIVOS:
El alumno conocerá dos métodos de determinación de pH en saliva y otras sustancias.
Medir el pH de saliva y otras sustancias
MATERIAL:
Potenciómetro
Vasos de precipitado
Agitador de vidrio
Pizetas
Papel absorbente (sanitas)
Tiras reactivas de pH
REACTIVOS:
Solución buffer pH 7.0
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Saliva
plasma
leche
vinagre
jugo de limón
refresco de cola
limpiador domestico
METODO:
1. En un vaso de precipitado colocar el buffer pH 7.0
2. Colocar el electrodo en agua destilada concectar el potenciómetro
3. Secar con papel absorbente el electrodo
4. Colocar el elecrtrodo dentro del vaso de precipitado con buffer pH 7.0 y ajustar a
7.0
5. Enjuagar el electrodo con agua destilada secar.
6. Colocar el electrodo seco en las diferentes soluciones y anotar la lectura.
7. Medir el pH de las soluciones con tiras reactivas de pH.
8. Comparar el color con la carta de colores y determinar el pH.
MUESTRA pH MEDIDO CON POTENCIOMETRO
pH CON TIRAS REACTIVAS
Jugo de limón
Vinagre
Saliva
Plasma
Leche
Refresco de cola
Limpiador doméstico
CUESTIONARIO
FACULTAD DE ODONTOLOGIA Página 33
1. ¿Qué es el pH?
2. En todas las sustancias se puede medir el pH
3. ¿Cómo está relacionada la acidez y la alcalinidad con el pH?
4. ¿Cuál es el pH de la sangre
5. ¿Cuáles son los principales amortiguadores en el organismo para mantener el pH?
6. ¿Qué es acidosis metabolice y respiratoria
7. ¿Qué es alcalosis metabólica y respiratoria
8. ¿Cuáles son los mecanismos compensadores para la acidosis y alcalosis metabolica
y respiratoria?
REFERENCIAS:
Pacheco Leal D. Bioquimica: estructural y aplicada a la medicina. Ed. IPN.
Práctica No. 4
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PRUEBA CUALITATIVA DE AMILASA SALIVAL
INTRODUCCION:
En la mayoría de los laboratorios de diagnostico utilizan sangre para realizar los
análisis que nos proporcionarán el diagnostico del paciente, sin embargo, la saliva es un
fluido que ofrece algunas ventajas como: el no necesitar procedimientos invasivos, no se
necesita un equipo especializado para adquirirla. La saliva en otros países como en Estados
Unidos se utiliza para hacer diagnósticos en niños y adultos mayores.
La saliva es un producto de las glándulas salivales y puede ser recolectada de las
glándulas parótidas mientras que en las glándulas submandibulares, sublingual y glándulas
salivales menores, es difícil esta recolección.
La saliva ha sido importante su análisis para detectar algunas patologías en las
glándulas (infección u obstrucción) y también algunos desordenes sistémicos.
La saliva entera o saliva mezclada, es la que se encuentra en cavidad bucal y que al
ser secretada por las glándulas se ha combinado con: secreciones nasales, secreciones
bronquiales, restos de comida, fluido gingival crevicular, productos de microorganismos
orales, suero y derivados de sangre, células epiteliales de descamación.
La saliva puede ser recolectada de dos formas:
Estimulada: se usa un trozo de parafina o estimulo psicológico.
No estimulada: se recolecta la saliva que en ese momento tiene el paciente.
La saliva tiene diferentes funciones como: lubricación, antimicrobiana, amortiguadora,
limpieza, remineralización, digestión, sabor, etc.
Los componentes de la saliva son: enzimas, agua, proteínas, fosfatos, carbonatos,
inmunoglobulinas, etc.
OBJETIVO:
Identificar la presencia de amilasa salival por medio de la hidrólisis del almidón.
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MATERIAL:
Tubos de ensaye
REACTIVOS:
Lugol
Solución de almidón al 2%
METODO:
A) Recolección de la saliva
1.- Enjuagarse perfectamente bien la boca
2.- Recolectar aproximadamente 4 ml de saliva en un tubo de ensaye.
Tubo 1 4 ml de saliva 2 ml de almidón
Esperar 10 minutos
Agregar 2 gotas de
lugol
Tubo 2 2 ml de almidón Agregar 2 gotas de
lugol
RESULTADO:
Anotar el cambio de color e interpretar los resultados.
CUESTIONATIO:
1. ¿Cuál es la composición de la saliva?
2. ¿Qué glándulas secretan la saliva y donde están localizadas?
3. ¿Qué es la amilasa salival?
4. En que partes del sistema digestivo se hidrolizan los carbohidratos
5. ¿Qué tipo de carbohidrato es el almidón?
6. ¿Qué función tienen el hígado y el páncreas en la digestión?
FACULTAD DE ODONTOLOGIA Página 36
REFERENCIAS:
Eliaz Kaufman and Ira B. Lamster. 2002. The diagnostic applications of saliva: a
Review. Crit. Rev. Oral Biol. 13: 197-212.
M. Lenander-Lumikari and V. Loimaranta. 2000. Saliva and Dental Caries. Adv.
Dent. Res. 14: 40-47.
W.M. Edgar and S.M. Higham 1995. Role of Saliva in Caries Models. Adv. Dent.
Res. 9: 235-238.
Práctica No. 5
LÍPIDOS
INTRODUCCIÓN:
FACULTAD DE ODONTOLOGIA Página 37
Los lípidos son un grupo heterogéneo de biomoléculas los cuales tienen las
siguientes propiedades:
a) Solubilidad: son insolubles en agua y solubles en disolventes no polares (orgánicos)
como el cloroformo, acetona, tetracloruro de carbono, hexano,etc.
b) Estructura química: tiene función de un ester y al ser hidrolizados forman alcoholes
y acidos grasos.(aunque hay algunas excepciones)
c) Asimilación: los lípidos son asimilados (digeridos) por los seres vivos, siendo la
diferencia con respecto a los aceites minerales, los cuales no los pueden digerir los
humanos.
Funciones de los lípidos:
Forman parte de los componentes celulares, también son parte del tejido adiposo
siendo amortiguadores y aislantes térmicos.
Proporcionan energía al cuerpo humano en un 40% de las calorías son aportados
por ellos.
Sirven para transportar sustancias liposolubles en sangre.
Clasificación de los lípidos: (tabla1)
TABLA 1
1.- Lípidos
simples
1.1 Acilgliceroles (están formados por glicerol y acidos grasos)
1.2 Ceras
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2.- Lípidos
complejos
2.1Fosfolipidos
2.2 Glucolípidos
2.3 Sulfolípidos
2.4 Lipoproteínas
3.- Grupo
miscelaneo
3.1Terpenos y terpenoides
3.2Esteroles y esteroides
3.3Eicosanoides
Los ácidos grasos forman parte de los lípidos simples, estos pueden ser saturados e
insaturados. Los ácidos grasos esenciales son ácidos grasos poliinsaturados (linoleido y
linolénico), estos no pueden ser sintetizados por los organismos superiores y deben de ser
administrados en la dieta, la carencia de estos puede producir alteraciones fisiológicas que
pueden llegar a provocar la muerte.
Los ácidos grasos al combinarse con sales (álcalis) forman jabones, y
Se caracterizan estos jabones por ser potentes agentes tensoactivos.
OBJETIVOS:
1. Realizar la saponificación de una grasa para obtener jabon.
2. Observar la solubilidad de los lípidos.
MATERIAL:
Tubos de ensayo
gradilla
pinzas moss
Varillas de fidrio
Mechero o parrilla eléctrica
Tripie
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Tela de asbesto
Vasos de precipitados
Pipetas
Parafilm
REACTIVOS
Solución de NaOH al 20%
Éter, cloroformo o acetona
4 ml Aceite de oliva(o cualquier aceite vegetal)
METODOS:
Saponificación
1. Colocar en un tubo de ensayo 2 ml de aceite y 2 ml de NaOH al 20%.
2. Agitar enérgicamente y colocar el tubo a baño maría de 20 a 30 min.
3. Pasado este tiempo se pueden observar en el tubo 3 fases: una inferior clara que
contiene la solución de sosa sobrante junto con la glicerina formada, otra intermedia
semisólida que es el jabón formado y una superior lipidica de aceite inalterado.
Solubilidad
1. Poner 2 ml de aceite en dos tubos de ensayo.
2. Añadir a uno de ellos 2 ml de agua y al otro 2 ml de éter y otro disolvente orgánico,
agitar fuertemente ambos tubos y dejar reposar.
3. Observar los resultados
CONCLUSIONES
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CUESTIONARIO:
1. ¿Cuáles son las diferencias entre un aceite y las grasas?
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2. Escriba la reacción de saponificación
3. ¿Qué enzima hidroliza las grasas en el aparato digestivo?}
4. ¿Porque los lípidos son insolubles en agua?
5. ¿Qué es una emulsión?
REFERENCIAS:
Baynes J. W., 2006, Bioquímica Médica, 2ª Edicion,Madrid: Elsevier .
Pacheco Leal D. Bioquimica: estructural y aplicada a la medicina. Ed. IPN.
Hicks Gomez J. J., (2007), Bioquimica, México: McGraw Hill.
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