Trabajo de Artemia[1]

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UNIVERSIDAD NACIONAL DE PIURA - FIP

ÍNDICE

PÁGINA

I. INTRODUCCION 3

II. OBJETIVOS 4

III. MATERIALES Y EQUIPOS UTILIZADOS 5

IV. FUNDAMENTO TEORICO 8

4.1. CARACTERÍSTICA GENERALES DE LA ARTEMIA 8

4.2. MORFOLOGÍA Y METABOLISMO DE LOS QUISTES 13

ING. EDGAR VEGA ALCAZAR – CULTIVO DE FITO, ZOO, Y MACROALGRAS

2


4.3. TÉCNICAS PARA LA ECLOSIÓN DE QUISTES Y LA SEPARACIÓN DE

NAUPLIOS DE LOS DESECHOS DE ECLOSIÓN 14

4.4. METODOLOGIA EMPLEADA EN EL CULTIVO DE ARTEMIA 15

V. PROCEDIMIENTO 17

5.1. ACONDICIONAMIENTO DEL SISTEMA DE CULTIVO 17

5.2. DESCAPSULACIÓN 19

5.3. INCUBACIÓN 20

VI. OBSERVACIONES Y REGISTROS21

VII. CÁLCULOS Y RESULTADOS 22

VIII. DISCUSIONES 32

IX. CONCLUSIONES 33

X. RECOMENDACIONES 34

XI. BIBLIOGRAFIA 35

I. INTRODUCCION


3


II. OBJETIVOS

Acondicionare y manejar adecuadamente un sistema de cultivo para producir

zooplancton

Producir alimento de apoyo, mediante la Acuicultura del género Artemia

Capacitarse para realizar la descapsulación de Artemia


4


Capacitarse en el uso de la cámara “CIPA” y cuantificar el número de nauplios

nacidos y los embriones no eclosionados, determinando su número por gramo y

su número por mililitro

III. MATERIALES Y EQUIPOS UTILIZADOS


5


2 Botellas no retornables de 3 L

desinfectadas

1 ½ de Agua de mar desinfectada


6


Sistema de mangueras y paliglobo

desinfectadas

2 L de agua dulce desinfectada

Vaso chico 150 ml Una cinta de embalaje

Lejía y Tiosulfato Quistes de artemia hidratados

Esteroscopio Salinómetro


7


Tijera Vaso grande

Piceta Cucharita de madera


8


Cámara de conteo de zooplancton Filtro de malla de 125 micras

Una pipeta de 2/100 (0.2) mL Una pipeta de 2 ml

IV. FUNDAMENTO TEORICO

4.1. CARACTERÍSTICAS GENERALES DE LA ARTEMIA

Artemia sp. propio de hábitats acuáticos de elevada salinidad, típico habitante de

lagos y pozas hipersalinas caracterizadas por comunidades con una baja

diversidad de especies y simples estructuras tróficas. La supervivencia de las

poblaciones de Artemia sp. es fuertemente dependiente de las interacciones

salinidad - temperatura y de la concentración absoluta y relativa de sales en su

ambiente, pudiendo tolerar temperaturas de 6 a 35C estando íntimamente ligadas

a las características de cada cepa geográfica; también presenta características

eurihalinas encontrándose poblaciones activas de formas autóctonas en salinas

con salmuera sobresaturadas a salinidades del orden de 330 partes por mil (Amat,

1985), si bien Artemia sp posee mecanismos fisiológicos para vivir a bajas

salinidades, el límite inferior en el ambiente natural está en la mayoría de casos,


9


determinado por la presencia de predadores, que son abundantes en salinidades

inferiores a 45 partes por mil.

Más sorprendente que los propios niveles de salinidad que soporta Artemia sp.

puede ser la composición iónica de estas salmueras en las que vive, así se la

encuentra en lagos salados sulfatados o con altos contenidos de carbonatos en los

que las proporciones entre los iones no son sólo diferentes a las que presenta el

agua de mar, sino totalmente distintas.

En relación al pH del medio, Artemia sp. Se establece en ambientes que oscila

entre la neutralidad y una relativa alcalinidad, se conoce muy poco acerca de la

influencia del pH en juveniles y adultos. Para los quistes en particular, el pH es de

gran importancia debido a que la eficiencia de su eclosión decrece cuando el pH

del medio de incubación es inferior a 8.

Los diferentes biotopos en que vive Artemia hacen que esté sujeto a una variedad

de ambientes ecológicos con características físicas y químicas muy diferentes entre

sí, presentando por lo tanto una serie de variaciones morfológicas según el origen

geográfico.

TAXONOMIA

ALIMENTACIÓN: Artemia es un filtrador no selectivo obligado, por tratarse de

un crustáceo primitivo no posee sustancias de reserva que le asegure un sustento


Phyllum Artrópoda

Clase Crustácea

Subclase Branquiopoda

Orden Anostraca

Familia Artemiidae

Género Artemia, Leach 1819

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energético por largos períodos de carencia, estando la actividad natatoria

directamente relacionada con las actividades de alimentación y respiración.

Su alimento se compone básicamente de microalgas que están presentes en los

ambientes naturales hipersalinos (algunas especies de Chateoceros, Dunaliella,

Tretaselmis,,Oscillatoria, Chlorella, etc.), pero también puede ingerir partículas de

detritus ricas en bacterias halofílicas (Pseudomonas, Halobacterium, Acinetobacter,

etc.) y toda una serie de alimentos microparticulados (levaduras, salvados de arroz,

soja, maíz, etc.) como los que se usan en el caso de cultivos intensivos.

REPRODUCCIÓN: Existen formas bisexuales y partenogenéticas, en ambos

casos pueden reproducirse ovípara y ovovivíparamente.

El modo reproductivo ovíparo se caracteriza por la formación de quistes, a veces

mal llamados “huevos”, ya que en realidad son embriones en estado de latencia, se

manifiesta cuando las condiciones ambientales no son favorables. Al darse esta

situación, el embrión se desarrolla solamente hasta la fase de gástrula,

comenzando así un estado ametabólico o de diapausa, momento en que se rodea

de una delgada cáscara de naturaleza lipoproteica (hematina) denominada corion.

El modo reproductivo ovovivíparo consiste en la producción de nauplios

directamente. Se da generalmente cuando el animal no está expuesto a

condiciones estresantes, es decir, en ambientes que gozan de una adecuada

concentración de oxígeno disuelto.

VALOR NUTRICIONAL: Los nauplios recién eclosionados son presas que

presentan un adecuado tamaño (400 – 500 u), buena digestibilidad y buena

palatabilidad (grado de aceptación por los consumidores) presentando valores

porcentuales entre 37-71% de proteína, 12-30% de lípidos, 11 - 23% de

carbohidratos y 4-21% de cenizas; a diferencia del estado adulto que presenta

entre 50-67% de proteínas, 2-19% de lípidos, 9-17% de carbohidratos y 9-25% de

cenizas (Leger et al., 1986).

En función a su contenido de ácidos grasos (compuestos con un papel muy

importante en el normal desarrollo larval tanto de peces como de crustáceos) se

propuso la existencia de dos tipos de Artemia sp., el tipo dulce acuícola, con altos

niveles de ácido linoleico; y el tipo marino con buena presencia de ácido

eicosapentanoico y menores niveles de ácido linoleico.


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OBTENCIÓN Y CONSERVACIÓN DE QUISTES: Existen cinco etapas

fundamentales para la preparación de quistes que son: colecta en zonas naturales

o en cultivos intensivos, filtrado, lavado, secado, envasado y almacenado. En

zonas naturales (salinas, lagos, zonas estuarinas), los quistes se acumulan en las

orillas mezclándose con arena, lo que permite variaciones del nivel del agua y

éstos están sometidos a deshidratación e hidratación, lo que disminuye su

viabilidad, por lo que al colectarlos deben de ser pasados por tamices, lavarse

alternativamente con agua de mar y agua dulce, incluso se recomienda su

centrifugación para eliminar la mayor parte de quistes no viables, y su secado por

varios métodos, entre ellos corrientes de aire.

PRODUCCIÓN DE QUISTES: Es importante mencionar que a salinidades bajas

(100 g/l), existe alta reproducción. Este dato debe considerarse, pues permite un

reclutamiento continuo, pudiendo partir de una pequeña población, se puede

obtener en pocas semanas producciones altas. A salinidades muy altas no hay

reclutamiento, se generá la producción de quistes, acompañada de la muerte de los

adultos.

La producción de quistes no sólo se desencadena por altas salinidades, sino por

alta temperatura y desecación, niveles tóxicos de iones (K, Ca, etc.).

La Artemia es un organismo osmoregulador, por lo que dentro de su cuerpo la

salinidad es baja y deshecha constantemente sales.

PROCESO DE ECLOSIÓN: El fenómeno de eclosión es un fenómeno químico

puro (intercambio iónico), relacionado con la concentración de glicerol que posee el

embrión, a mayor producción de glicerol hay mayor absorción de agua; en etapas

críticas de presión osmótica la membrana se rompe, y después la concentración de

glicerol súbitamente baja a cero, el glicerol es liberado. Si bien se ha observado

que en altas densidades de quistes la presencia de glicerol es importante, pues

interviene en la sincronía de la eclosión (ya que no actúa tóxicamente sobre las

larvas). Es recomendable cambiar esta agua antes de que transcurran diez horas

de la eclosión, ya que la presencia del glicerol incrementa las poblaciones

bacterianas.

http://www.fitoica.com/Biblioteca/TESIS/T03.pdf

CICLO DE VIDA DE LA ARTEMIA: Las hembras adultas, alcanzan mayor

tamaño que los machos (11 a 12 mm). El ciclo de vida de la Artemia es muy


http://www.fitoica.com/Biblioteca/TESIS/T03.pdf

12


singular, lo que las hacen tan útiles y necesarios para su uso en la acuicultura de

peces y crustáceos. Se distinguen cuatro estadios morfológicos: nauplio,

metanauplio, pre-adulto y adulto.

Nauplio : Larva recién nacida, se caracteriza por la ausencia de segmentos en el

cuerpo y por presentar gran cantidad de reservas vitelinas, su sistema digestivo lo

tienen en formación (no se alimentan del exterior). Sus reservas nutricionales, su

pequeño tamaño y su forma de obtención (eclosión de quistes), lo hacen un

alimento vivo insustituible en la acuicultura. El nauplio es de color anaranjado,

presenta en la base de la cabeza un ocelo central (ojo nauplio). Este estadio mide

aproximadamente entre 400 a 480 micras según la sepa (procedencia), y dura

entre 6 a 10 horas a 25 grados centígrados, para luego pasar al sub-estadio de

nauplio 2 donde comienza a alimentarse. Este estadio a su vez dura entre 15 a 20

horas.

Nauplio

Metanauplio: Periódo más largo de la fase

larval, en el que desarrolla los toracópodos, lo que permite diferenciarlos de la fase

anterior, además del tamaño que alcanzan (2 a 3 mm).

Metanauplios

Preadulto: Estado en el que se manifiesta el dimorfismo sexual, especialmente por

la forma que adoptan las antenas. En los machos, como ya se describió, adoptan la

forma de tenazas y en la hembra la forma de hoja bastante pequeña.


13


Adulto: Su cuerpo está dividido en tres partes diferenciadas: cabeza – tórax –

abdomen. En este estado, se observa un claro dimorfismo sexual, donde los

animales alcanzan su madurez sexual, lo cual es fácilmente advertido con el

comportamiento pre-copulativo, en el que el macho se adhiere (abraza) a la

hembra fuertemente, nadando juntos (pegados). La hembra presenta en la región

abdominal al lado del tubo digestivo, unas “bolsitas” donde desarrollan los

Hembra Macho

huevos. Según P.Sorgeloos una hembra adulta es capaz de producir más de 300

quistes/nauplios cada cinco días, durante seis meses. En la práctica esta

producción está acondicionada a variables como: nutrientes y condiciones físico-

químicas. La cantidad de quistes por gramo varía según la sepa de Artemia, la que

sacan de una lata importada (Utah-USA) es de aproximadamente 200,000 quistes

por gramo, la sepa de Virrilá (Perú) así como la de Salinas (Ecuador), llegan a más

de 300,000 quistes por gramo.

Los nauplios pueden llegar a adultos en menos de tres semanas en ambientes

naturales (entre 12 a 20 días), según las variables del ambiente (temperatura y

alimento disponible), pero bajo condiciones de laboratorio y cultivos intensivos,

logramos obtener adultos en menos de 10 días.


14


Ciclo de crecimiento de la Artemia

4.2. MORFOLOGÍA Y METABOLISMO DE LOS QUISTES

La cáscara del quiste está formada de tres estructuras:

El corion: Capa dura formada de lipoproteinas impregnadas de quitina y

hematina (= producto de descomposición de la hemoglobina; la concentración

de hematina determina el color de la cáscara, variando de un marrón pálido a un

marrón oscuro). La principal función del corion es la de proporcionar una

protección adecuada al embrión contra rupturas mecánicas y radiaciones (ej. las

radiaciones ultravioletas de los rayos solares). Esta capa puede ser

completamente eliminada (disuelta) por un tratamiento oxidativo a base de

hipoclorito (= descapsulación del quiste; ver apartado 5.2.).

La membrana cuticular externa: Protege al embrión de la penetración de

moléculas mayores que la molécula del CO2 (= membrana compuesta de varias

capas y con una función de filtro muy especial, actuando como barrera de

permeabilidad).

La cutícula embrionaria: Una capa transparente y altamente elástica que

queda separada del embrión por la membrana cuticular interna (que se

transforma en membrana de eclosión durante el proceso de incubación).

Desarrollo del quiste de Artemia desde la incubación en agua de mar (AM) hasta

la liberación del nauplio.


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4.3. TÉCNICAS PARA LA ECLOSIÓN DE QUISTES Y LA SEPARACIÓN DE

NAUPLIOS DE LOS DESECHOS DE ECLOSIÓN

TEMPERATURA

La temperatura deberá mantenerse en el intervalo de 25–30°C. A temperatura por

debajo de 25°C la eclosión es más lente y por encima de 30°C el metabolismo de

los quistes se detiene irreversiblemente. Es mejor mantener una temperatura

constante en el medio de eclosión para obtener una producción máxima de

nauplios en estado I en el mismo periodo de incubación; para ello se deben poner a

punto métodos rutinarios de eclosión y recogida de nauplios, asegurando unos

resultados de eclosión constantes, independientemente de las fluctuaciones

estacionales de la temperatura.

SALINIDAD Y pH

Por razones de conveniencia práctica, se usa mayormente el agua de mar para la

eclosión de los quistes. Sin embargo, a una salinidad de 5‰ aumenta la tasa de

eclosión y se han registrados eficiencias de eclosión más elevadas para algunas

cepas de quistes, teniendo los nauplios un mayor contenido energético.

OXÍGENO

A fín de lograr una eclosión máxima (tanto en tasa como en eficiencia), se

recomienda mantener unos niveles de oxígeno por encima de 2 mg/l. Las tasas

óptimas de aireación han sido controladas localmente en función del tamaño del

tanque y de la densidad de quistes incubados.

La tasa de aireación se puede determinar facilmente midiendo el volumen de agua

desplazado por las burbujas de aire en una probeta invertida durante un período de

tiempo prefijado

4.4. METODOLOGIA EMPLEADA EN EL CULTIVO DE ARTEMIA

1er Paso: Hidratación De Los Quistes

Se desea eliminar por completo el corion y esto se puede lograr únicamente

cuando los quistes tienen su apariencia original o cuando son esféricos, para esto

se necesita hidratar a los quistes de artemia, en la mayoría de las cepas la


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hidratación completa se logra tras 2 horas de mantener sumergidos los quistes en

agua dulce o salada a 25°C (el tiempo de hidratación se incrementa cuando

disminuye la temperatura y aumenta la salinidad). Se recomienda la utilización de

los mismos recipientes, con fondo en forma de embudos usados para la eclosión

con el fin de conseguir un hinchamiento homogéneo de los quistes por medio de un

burbujeo de aire desde el fondo del tanque.

2do Paso :Tratamiento con la solución decapsuladora

Una vez que los quistes hallan tomado su forma esférica y estén hidratados, se

debe transferirlos a la solución de hipoclorito, para esto se tiene que: pasar los

quistes a través un tamiz (filtro) de 125 micras, lavar eventualmente para eliminar

las impurezas y escurrir el exceso de aguay colocarlos en vaso de precipitado de

150ml. Una hidratación excesivamente prolongada antes de someter los quistes al

tratamiento de hipoclorito parece afectar drásticamente la tasa y la eficiencia de

eclosión de los quistes decapsulados. Los quistes hidratados que no puedan ser

tratados inmediatamente podrían ser conservados durante algunas horas en una

refrigeradora entre un rango de (0–4°C).Se deberá acondicionar le recipiente que

contiene a los quistes, con aireación para ayudar a que la descapsulacion sea mas

efectiva y rápida.

Existen dos tipos de hipoclorito que pueden ser utilizados, lejía (NaOCl) o polvo

blanqueador (Ca(OCl)2). La actividad de este último producto suele venir indicada

en su etiqueta comercial (generalmente, el 70% de actividad en peso).

El método más sencillo es la determinación del índice de refracción, a condición

que la solución sea reciente o que haya sido conservada adecuadamente, ej. Con

un refractómetro.

El peso de producto activo en el volumen de la solución decapsuladora por gramos

de quistes secos a tratar es idéntico en ambos hipocloritos, (2 g de producto activo

por gramo de quistes y 14 ml de solución decapsuladora por gramo de quistes).

Las soluciones decapsuladoras se deberán preparar con agua de mar y tendrán

que ser enfriadas hasta obtener temperaturas de trabajo de 15 a 20°C.


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3er Paso: Lavado y tratamiento de desactivación

En el vaso de precipitado ya con la aireación, se agrega la solución descapsuladora

que esta compuesta por 20ml de de cloro y 8ml de agua de mesa, tan rápido como

se pueda se debe de extraer una gota de esta solución para ser observada al

microscopio y este proceso termina cuando los quistes dejen de tener el color

marrón y pasen a un color naranja vistoso lo que significa que ya ha terminado el

proceso de descapsulacion se filtrarán los quistes decapsulados y se lavarán con

abundante agua dulce (del laboratorio) hasta que el olor a cloro haya desaparecido

por completo.

Para eliminar los residuos de hipoclorito absorbidos por los quistes ya

decapsulados serán desactivados en un baño de solución neutralizadora

compuesta por 0.5ml de tiosulfato y 500ml de agua.

Esta desactivación tomará menos de un minuto, tras este tratamiento se lavarán

otra vez los quistes con agua dulce o salada.

http://www.fao.org/docrep/field/003/ab474s/AB474S00.HTM

V. PROCEDIMIENTO

5.1. ACONDICIONAMIENTO DEL SISTEMA DE CULTIVO

5.1.1. Desinfección de equipos y materiales:

En primer lugar empleamos detergente y abundante agua para la limpieza de las

botellas de 3 litro, luego utilizamos una solución hipoclorito de sodio (500mL de agua

destilada y 6,25 mL de hipoclorito de sodio) que su única finalidad es reducir en tamaño

las partículas contaminantes, ya que lo consigue por su alto grado de corrosión.

Después, hicimos uso de una solución de tiosulfato de sodio (500 mL de agua destilada

y 0,5 ml de tiosulfato de sodio) con una concentración de 150 ppm, cuya objetivo es

eliminar las partículas del hipoclorito de sodio, ya que si queda alguna sería perjudicial

para el cultivo. En la última parte de la desinfección se usó agua destilada para eliminar

las partículas de tiosulfato de sodio.

5.1.2. Acondicionamiento del sistema de cultivo:

Para el acondicionamiento de sistemas de cultivo se siguieron los siguientes pasos:


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Se procedió a realizar un corte en las 2 botellas descartables de tres litros

previamente desinfectadas; en una se le realizo un corte a la altura de la mitad de

la botella, a manera que sirviera de respaldo para la segunda botella, a la cual se le

realizo un corte en la parte inferior.

La botella a la que se le ha realizado el corte en la parte inferior debe de estar

tapada, se introdujo en la otra botella cortada a manera de embudo generando un

ambiente para la incubación, se aseguro esta unión con cinta de embalaje.

Botella para el cultivo de artemia

El paliglobo que permitirá llevar el aire al fondo de nuestro medio de incubación,

proveniente del sistema de aireación, se sujeto a la botella por medio de cinta de

embalaje.

Por último se usaron unas mangueras y llaves de plástico para llevar el aire

proveniente de la tubería a nuestro medio de incubación.

5.1.3. Hidratación de Artemia:

Teniendo en cuenta que la Artemia salina se reproduce a través de quistes de gran

resistencia que se mantienen intactos incluso en largos periodos alejados de cualquier

fuente de agua. En ese momento los quistes se encuentran en una especie de

paréntesis biológico por lo que para su incubación necesitamos hidratarlo, colocando

dos gramos en un recipiente con agua por una a dos horas.


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5.2. DESCAPSULACIÓN

Los quistes que tienen una cápsula denominada corion. Deberemos proceder a

eliminar con hipoclorito sódico (lejía) diluido en agua aproximadamente con unos 0,5 gr

por cada gramo de quiste. Como esta proporción es compleja de determinar bastará

con preparar la mezcla y sumergir los huevos que con la oxidación pasarán de tener un

color marrón oscuro a un naranja vivo. Para lo que se realizo lo siguiente:

Primero preparamos una solución neutralizadora para lo que se agrego en un vaso

de precipitado 500ml de agua de mesa sin gas y 0.5ml de tiusulfato.

Se preparo una solución descapsuladora para lo que usamos una probeta a la cual

le agregamos 20ml de lejía y 8ml de agua de mesa sin gas. Al mismo tiempo se

procedía a realizar el filtrado de los quistes de artemia, por lo que se les coloco en

un filtro y por medio de los bajalenguas se les agrego a la solución descapsuladora.


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Se preparo una línea de aire para permitir que la solución descapsuladora trabajase

homogéneamente en los quistes de artemia, también se extrajo una muestra la que

se llevo al microscopio para observar el avance de la actividad corrosiva de la legía

sobre el corion, el color de los quistes de artemia pasaban de un color marrón

oscuro a un naranja vivo, se tomaba el tiempo que duraría los quistes en la

solución.


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5.2.1. Lavado:

Cuando el corion se ha oxidado totalmente se le agrega la solución neutralizadora y

se anta el tiempo que duro la descapsulación.

5.3. INCUBACIÓN

Teniendo en consideración que la perdida de embriones de artemia era significativa

se uso como volumen un litro del agua preparada a 20 ‰ para muestro medio de

cultivo, Se llevó el filtro y se introdujeron las artemias.

Para permitir que todos los embriones de artemia que se encontraban en el filtro se

separo el agua de mar a 20 ‰ en dos cantidades de medio litro, un volumen del

agua se encontraba en nuestro medio de cultivo y se uso el volumen restante para

introducir por medio de un lavado los embriones que se quedaran adheridos.

Luego se procedió a cubrir el cultivo para evitar el ingreso de predadores.

VI. OBSERVACIÓN Y REGISTROS (MUESTREO)


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Se observaron quistes de artemia hidratada.

Para la obtención de nuestra muestra se extrajo con una pipeta de 5ml un

volumen de 4ml del sistema de incubación y se llevo a una placa petri.

Se extrajo 4ml de formol y se llevo a la nuestra obteniendo un volumen de 8ml.

Con una pipeta se extrajo 0.2ml de nuestra y se llevo a una cámara de conteo

de zooplancton “CIPA" y se procedió a observar al microscopio.

Se tomaron 5 muestras que se observaron en el microscopio.

En las observaciones del microscopio determinamos el número de nauplios,

metanauplios, instar, membranas y no nacidos.

VII. CALCULOS Y RESULTADOS

Preparación del medio de cultivo (Agua de mar con salinidad de 20‰)


23


Para preparar el medio de cultivo se contaba con:

- Agua de mar a 34 ‰ de salinidad

- Agua de mesa a 0 ‰ de salinidad

Se desea tener 2000 ml de agua con una salinidad de 20 ‰

Se aplicó la fórmula:

En este caso decidimos redondear y trabajar con 1200 ml de agua de mar.

Por diferencia se obtuvo que la cantidad de agua dulce era 600 ml, para finalmente

tener agua tratada con una salinidad de 20 ‰.

Volumen total = Volumen de agua de mar – Volumen de agua de mesa

Volumen de agua de mesa = Volumen total – Volumen de agua de mar

Volumen de agua de mesa = 2000 ml – 1200 ml

Volumen de agua de mesa = 1200 ml

Preparación de la solución descapsuladora

Para la preparación de la solución descapsuladora se tiene unos requisitos

que se deben tener en cuenta, por ejemplo:


(Vi) x (Da) = (V2) x (Dc)

(2000 ml) x (20‰) = (V2) x (34‰)

(V2) = 1176.47

Volumen total = Volumen de agua de mar – Volumen de agua de mesa

Volumen de agua de mesa = 1200 ml

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0.5 gr de Hipoclorito de sodio -------- 1 gr de quistes

X gr de hipoclorito de sodio ----------- 2 gr de quistes

Haciéndose los siguientes cálculos, La lejía usada tenía una concentración de

50 gr de Hipoclorito de sodio para 1 000 ml de lejía.

50 gr de H de Sodio ---------------- 1 000 ml de lejía

0.5 gr de H de Sodio ---------------- X

X = (1 gr de H de Sodio)(1 000 ml de lejía)

50 gr de H de Sodio

Por diferencia se obtiene la cantidad de agua para obtener la solución

descapsuladora:

Volumen S.D. = Volumen de lejía + Volumen de agua

Volumen de agua = Volumen S.D. – Volumen de lejía

Volumen de agua = 28 ml – 20 ml

7.1. PRIMER MUESTREO

Este muestreo se realizo el día sábado 5 de marzo.

En los siguientes cuadros se encuentran los resultados de los siguientes

muestreos.

MUESTRA 1

NO NACIDOS 13

INSTAR 3


1 gr de hipoclorito de sodio

X = 20 ml de lejía

Volumen de agua = 8 ml

25


NAUPLIOS 14

MEMBRANA 1

METANAUPLIO 0

MUESTRA 2

NO NACIDOS 7

INSTAR 1

NAUPLIOS 4

MEMBRANA 0

METANAUPLIO 0

MUESTRA 3

NO NACIDOS 14

INSTAR 0

NAUPLIOS 18

MEMBRANA 2

METANAUPLIO 0

MUESTRA 4

NO NACIDOS 8

INSTAR 1

NAUPLIOS 19

MEMBRANA 3

METANAUPLIO 0

MUESTRA 5

NO NACIDOS 20

INSTAR 2


26


NAUPLIOS 12

MEMBRANA 3

METANAUPLIO 0

OBSERVACIONES DE LA SEGUNDA MUESTREO:

NAUPLIO INSTAR

En este nuesteo encontramos nauplios instar y meMbranas, no se encontraron

metanauplios debido a que el nauplio alcansaria este estadio al segundo dia.

PROMEDIO

NO NACIDOS 12.4

INSTAR 1.4

NAUPLIOS 13.4

MEMBRANA 1.8

METANAUPLIO 0

DETERMINACIÓN DE LA EFICIENCIA DE ECLOSIÓN


E . E .= N×ViP×Vm

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N = Número de nauplios e instar nacidos.

Vi = Volumen de incubación en ml.

Vm = Volumen de muestra.

P = Peso de los quistes puestos a incubar.

Nota: Por la perdida de los embriones de artemia por el filtro consideramos un peso de

quistes puestos a incubar de 0.7gr.

N = 14.8 Número de nauplios e instar nacidos.

Vi = 1000 ml de volumen de incubación.

Vm = 0.2 ml de volumen de muestra.

P = 0.7g de peso de los quistes puestos a incubar.

DETERMINACIÓN DEL PORCENTAJE DE ECLOSIÓN

P .E .=NN ×100%NN+NV

P.E.= porcentaje de eclosión.

NN= nauplios nacidos.

NV= nauplios viables.

Nota: se determinara el porcentaje de eclosión según los siguientes datos:

NN = 14.8 nauplios nacidos.

NV =12.4 nauplios viables.


E . E .=14.8×1000ml0.7 g .×0.2ml

E . E .=105714.28 nacidosgramo

P .E .=14.8×100%14.8+12.4

P .E .=54.41%de naupliosnacidos y viables

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7.2. SEGUNDO MUESTREO

Este muestreo se realizo el día domingo 6 de marzo con una temperatura de 30ºC.

En los siguientes cuadros se encuentran los resultados de los siguientes

muestreos.

MUESTRA 1

NO NACIDOS 5

INSTAR 1

NAUPLIOS 1

MEMBRANA 3

METANAUPLIO 5

MUESTRA 2

NO NACIDOS 7

INSTAR 1

NAUPLIOS 1

MEMBRANA 0

METANAUPLIO 12

MUESTRA 3

NO NACIDOS 8

INSTAR 0

NAUPLIOS 0

MEMBRANA 0

METANAUPLIO 4

MUESTRA 4

NO NACIDOS 11

INSTAR 1

NAUPLIOS 0


29


MEMBRANA 1

METANAUPLIO 8

MUESTRA 5

NO NACIDOS 16

INSTAR 0

NAUPLIOS 2

MENBRANA 0

METANAUPLIO 8

OBSERVACIONES DEL SEGUNDO MUESTREO

En estas fotos tenemos las imágenes de metanauplios y no nacidos

Para la determinacion del volumen de agua se mide en la probeta, dando como

resultado 900ml.


30


PROMEDIO

NO NACIDOS 9.4

INSTAR 0.6

NAUPLIOS 0.8

MENBRANA 0.8

METANAUPLIO 7.4

No Nacidos:

9.4 no nacidos ---- 0.2 ml

X ---------------- 900ml

X = (9.4 no nacidos)(900 ml )

0.2 ml

X = 42300 no nacidos

Instar:

0.6 Instar------------ 0.2 ml

X ---------------- 900 ml


31


X = (0.6 Instar)(900 ml )

0.2 ml

X = 2700 Instar

Nauplios:

0.8 nauplio ----------- 0.2 ml

X ---------------- 900 ml

X = (0.8 nauplio)(900 ml )

0.2 ml

X = 3600 Nauplios

Metanauplios:

7.4 Metanauplio ----------- 0.2 ml

X ---------------- 900 ml

X = (7.4 metanauplio)(900 ml )

0.2 ml

X = 33300 Nauplios.

E . E .=14.8×1000ml0.7 g .×0.2ml

E . E .=105714.28 nacidosgramo


32


Nota =Pero al haber usado 4ml de muestra y 4ml de formol el porcentaje de eclosión

se multiplica por 2.

VI. DISCUSIONES


E.E.=105 714.28 nacidos/gramo X 2= 211 428.57 nacidos/gramo

33


VII. CONCLUSIONES


34


VIII. RECOMENDACIONES


35


IX. BIBLIOGRAFIA

http://www.fao.org/docrep/field/003/ab474s/AB474S00.HTM

http://www.botanical-online.com/animales/cria_artemia.htm


36



Trabajo de Artemia[1]

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