MANUAL PARA EL CULTIVO Y USO DE ARTEMIA EN ACUICULTURA

PROGRAMA COOPERATIVO GUBERNAMENTALFAO - ITALIA

por

Patrick SorgeloosPatrick LavensPhilippe LèWin TackaertDanny Versichele

Centro de Referencia de ArtemiaRozier 44

B-9000 GentBélgica

Preparado para

La Administración Belga para la Cooperación al Desarrollo

La Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación

Esta publicación es el resultado del trabajo ejecutado para el Programa Regular de FAO por el Centro de Referencia de Artemia, Bélgica.

Debido a la grand relevancia del asunto, el Proyecto AQUILA, en el cuadro de sus actividades de información, se ha encargado de la traducción en español (hecha por el Sr. Jesus Morales) y su publicación en la Región Latino-Americana.

Las denominaciones empleadas en esta publicación y la forma en que aparecen presentados los datos que contiene, no implican, de parte de la Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación, juicio alguno sobre la condición jurídica de países, territorios, ciudades o zonas, o de sus autoridades, ni respecto a la delimitación de sus fronteras.

UNIVERSIDAD DEL ESTADO EN GENT, BELGICA - FACULTAD DE AGRONOMIA1986

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Tabla de Materias

Lista de Tablas

Lista de Figuras

Lista de Fotografías

Lista de Apéndices

1. Introducción

2. Biología y ecología de Artemia2.1. Clasificación sistemática2.2. Morfología y ciclo vital2.3. Ecología y distribución natural

3. Morfología y metabolismo de los quistes3.1. Morfología de los quistes secos3.2. Observaciones externas de quistes en desarrollo3.3. Metabolismo de quistes en desarrollo3.4. Tolerancia a la temperatura3.5. Definición de los criterios de eclosion

3.5.1. Porcentaje de eclosión3.5.2. Tasa de eclosión3.5.3. Eficiencia de eclosión3.5.4. Biomasa de eclosión

4. Recogida, procesado y conservación de quistes4.1. Lugares de recolección - barreras de quistes - útiles de recogida4.2. Procesado

4.2.1. Separación de tamaños con salmuera4.2.2. Separación por densidad con salmuera4.2.3. Lavado con agua dulce4.2.4. Separación por densidad con agua dulce4.2.5. Secado4.2.5.1. Secado en capa al aire libre4.2.5.2. Secado en capa en estufa4.2.5.3. Lecho fluidizado y secador rotatorio4.2.6. Métodos específicos de desactivación de la diapausa4.2.6.1. Técnica de congelación4.2.6.2. Tratamiento con peróxido4.2.6.3. Ciclos de hidratación-deshidratación4.3. Conservación y envasado de quistes secos

5. Producción de nauplios de Artemia y quistes decapsulados para usarlos como alimento en la producción en “hatchery” de peces y crustáceos5.1. Técnicas para la eclosión de quistes y la separación de nauplios de los desechos de eclosión

5.1.1. Parámetros críticos para una eclosión optima5.1.1.1. Temperatura5.1.1.2. Salinidad y pH5.1.1.3. Oxígeno5.1.1.4. Densidad de quistes5.1.1.5. Iluminación5.1.1.6. Desinfección de los quistes5.1.2. Montaje práctico para la eclosion5.1.3. Técnicas de cosechado5.1.4. Distribución de los nauplios a las larvas en cultivo5.2. Decapsulación de los quistes

5.2.1. Introducción5.2.2. Metodología5.2.2.1. Hidratación de los quistes5.2.2.2. Tratamiento con la solución decapsulante5.2.2.3. Lavado y tratamiento de desactivación5.2.2.4. Uso directo de quistes decapsulados e hidratados5.2.2.5. Deshidratación y conservación5.2.2.6. Automatización5.2.3. Ventajas de la decapsulación5.3. Evaluación de la calidad de los quistes en centros de acuicultura (“hatcheries”)5.3.1. Calidad de eclosión de los quistes5.3.1.1. Porcentaje de eclosión5.3.1.2. Eficiencia de eclosión5.3.1.3. Biomasa de eclosión5.3.1.4. Tasa de eclosión5.3.2. Biometría de los quistes5.3.3. Análisis de ácidos grasos de los nauplios de Artemia5.3.4. Ensayos biológicos5.4. Enriquecimiento de los nauplios de Artemia por medio de la bioencapsulación

6. Uso de metanauplios, preadultos y/o adultos como alimento

7. Producción de Artemia en sistemas de cultivo intensivo7.1. Introducción7.2. Cultivo estanco sin renovación de agua

7.2.1. Construcción y manejo de un “raceway” equipado con “air-water lifts” (AWL)7.2.1.1. Diseño del tanque7.2.1.2. Construcción e instalación de los AWL7.2.1.3. Suministro de aire y distribución a los AWL7.2.1.4. Calentamiento del medio de cultivo7.2.2. Selección, preparación y distribución del alimento7.2.3. Tratamiento primario del medio de cultivo7.2.3.1. Filtro de retención de Artemia7.2.3.2. Separador de placas7.2.3.3. Tamiz de flujo cruzado o filtro de malla prismática soldada7.2.4. Tratamiento secundario del medio de cultivo7.2.5. Selección de cepas7.2.6. Cosecha, procesado, envasado y transporte7.2.7. Esquema de manejo del cultivo7.2.8. Resultados de producción7.3. Cultivo en circuito abierto7.3.1. Construcción y manejo de un sistema de cultivo en circuito abierto7.3.2. Cultivos de algas como combinación de alimento y medio de cultivo7.3.3. Uso de alimentos inertes en el cultivo en circuito abierto7.3.4. Cultivo en circuito abierto con recirculación

7.4. Valor nutritivo de la Artemia cultivada7.5. Uso potencial de las técnicas de cultivo intensivo para la producción controlada de quistes o nauplios7.5.1. Composición específica de la dieta y estrategia de alimentación de adultos7.5.2. Inducción de la oviparidad u ovoviviparidad7.5.3. Técnica de recuperación de puestas por medio de cosecha continua

8. Producción de Artemia en la naturaleza8.1. Explotación de los habitats naturales de Artemia8.2. Papel beneficioso de la Artemia en las salinas8.3. Introducción de Artemia en habitats adecuados8.4. Producción estacional de Artemia en climas monzónicos

8.4.1. Procedimientos de encalado y fertilización8.4.1.1. Encalado8.4.1.2. Fertilización8.4.2. Procedimientos de inoculación8.4.3. Mantenimiento del cultivo - Manejo biológico8.4.4. Cosecha y control de calidad8.5. Selección de lugares y detalles de construcción de estanques para Artemia8.5.1. Climatología8.5.2. Topografía - Suministro de agua8.5.3. Condiciones del suelo8.5.4. Diseño y detalles de construcción de estanques8.5.4.1. Estanques sobreelevados frente a estanques bajo nivel8.5.4.2. Diques y canales8.5.4.3. Instalaciones de toma y vertido de agua8.5.4.4. Diseños oparativos8.5.4.5. Cálculos de captación de agua8.5.4.6. Ejemplo práctico de diseño de una nueva granja para Artemia

9. Agradecimientos

10. Referencias

11. Apéndices

LISTA DE TABLAS

I. A. Lugares con presencia de Artemia en AfricaB. Lugares con presencia de Artemia en Australia y Nueva ZelandaC. Lugares con presencia de Artemia en NorteamericaD. Lugares con presencia de Artemia en CentroaméricaE. Lugares con presencia de Artemia en SudaméricaF. Lugares con presencia de Artemia en AsiaG. Lugares con presencia de Artemia en Europa

II. Datos de eclosión de quistes provenientes de diversos orígenes geográficos

III. Efecto del secado sobre la eficiencia de eclosión

IV. Efecto de la dasactivación de la diapausa sobre la eclosión

V. Efecto de las condiciones de conservación sobre la eclosión

VI. Efecto de la incubación a baja salinidad sobre la eclosión

VII. Agua de mar artificial para la eclosión y cultivo de Artemia

VIII. Efecto de las condiciones de conservación sobre el peso seco de los nauplios

IX. Resultados del cultivo de larvas de carpa y misidáceos alimentadas con nauplios conservados

X. Ejemplos prácticos para la preparación de soluciones decapsulantes

XI. Mejoras en las características de eclosión de los quistes decapsulados

XII. Biometría de quistes de Artemia provenientes de diversos orígenes

XIII. Cambios en los perfiles de w3-HUFA en nauplios de Artemia como resultado de la bioencapsulación

XIV. Valor nutritivo de nauplios de Artemia enriquecidos y no enriquecidos para larvas de Mysidiopsis y Penaeus

XV. Relación de varias fuentes de alimento vivo o inerte para Artemia

XVI. Características de un separador de placas

XVII. Crecimiento y supervivencia de diferentes cepas de Artemia

XVIII. Efecto de la temperatura sobre diferentes parámetros de producción para varias cepas de Artemia

XIX. Capacidad de producción óptima de varias cepas de Artemia a diferentes temperaturas de cultivo

XX. Relación de especies de microalgas usadas para el cultivo de Artemia

XXI. Datos de producción de Artemia cultivada con varias dietas

XXII. Composición en ácidos grasos de la Artemia cultivada

XXIII. Composición en ácidos grasos de la puesta de Artemia y de la dieta parental

XXIV. Sucesión en la precipitación de sales por concentración del agua del mar

XXV. Supervivencia, a 34°C y dos salinidades, de varias cepas de Artemia

XXVI. Supervivencia, a 34°C y dos salinidades, de Artemia del mismo origen parental

XXVII. Composición de la población en un estanque de Artemia a varios intervalos de tiempo

XXVIII. Condiciones bióticas y abióticas en estanques de salinas estacionales inoculados con Artemia

XXIX. Características de los quistes y nauplios de Artemia provenientes de estanques inoculados

XXX. Resultados de los ensayos de alimentación de Mysidiopsis con nauplios de Artemia provenientes de poblaciones inoculadas

XXXI. Composición en ácidos grasos de Artemia procedente de poblaciones inoculadas

LISTA DE FIGURAS

1. A. Lugares con presencia de Artemia en AfricaB. Lugares con presencia de Artemia en Australia y Nueva ZelandaC. Lugares con presencia de Artemia en NorteaméricaD. Lugares con presencia de Artemia en CentroaméricaE. Lugares con presencia de Artemia en SudaméricaF. Lugares con presencia de Artemia en Medio y Extremo OrienteG. Lugares con presencia de Artemia en Europa

2. Ultraestructura de los quistes

3. Esquema del desarrollo de los quistes de Artemia

4. Cambios en la concentración de glicerol en quistes incubados a diferentes concentraciones de NaCl

5. Efecto del pH sobre la eclosión de Artemia

6. Efecto de la temperatura sobre el metabolismo de los quistes

7. Curvas de eclosión de quistes procedentes de varios orígenes geográficos

8. Instalación de barreras para quistes

9. Red sumergible para la recogida de quistes

10. Esquema del procesado de los quistes

11. Efecto del secado sobre la tasa de eclosión

12. Esquema de un secador de lecho fluidizado

13. Esquema de un secador rotatorio

14. Efecto de las condiciones de conservación sobre la tasa de eclosión

15. Esquema de un dispositivo para la medida del flujo de aire

16. Efecto de la intensidad luminosa sobre la tasa de eclosión

17. Esquemas de recipientes de eclosión

18. Montaje para la incubación automática de los quistes

19. Esquema de separadores de nauplios

20. Contenido energético y pesos secos de quistes decapsulados y de los estados naupliales I - II y III

21. Esquema de los estados I y II

22. Esquema de un sistema automático de distribución de nauplios

23. Esquema de las membranas externas de la cáscara del quiste

24. Esquema de un recipiente de decapsulación

25. Esquema de las etapas sucesivas en la decapsulación de quistes

26. Esquema de los requisitos de los organismos usados como alimento en acuicultura

27. Revisión de los éxitos obtenidos en el cultivo de peces y crustáceos alimentados con Artemia de diferentes orígenes

28. Biometrías de quistes procedentes de diversos orígenes geográficos

29. Talla de nauplios procedentes de diversos orígenes geográficos

30. Técnica de enriquecimiento de la dieta por medio de la bioencapsulación

31. Comprobación de la calidad de la Artemia congelada

32. Revisión de los “raceways” usados en el cultivo de Artemia

33. Montaje de los “air-water lifts” (AWL)

34. Fijación de los AWL al panel divisorio central de los “raceways”

35. Vista superior y dimensiones de los “raceways”

36. Instalación de los AWL en el “raceway”

37. Intercambiador de calor, en serpentín de cobre, para un “raceway” de 2000 1

38. Varilla de transparencia usada en el cultivo de Artemia

39. Esquema de un sistema de distribución de alimento por “air lift”

40. Esquema de un sistema de distribución de alimento

41. Esquema de una columna filtradora

42. Esquema de dos tipos de separadores de placas

43. Esquema de un tamiz de flujo cruzado

44. Esquema de un separador de espuma

45. Superficies de respuesta para la supervivencia de cepas de Artemia franciscana cepas de A. persimilis y A. tunisiana cepas de A. parthenogenetica

46. Intervalo más frecuente de temperatura y salinidad para el cultivo de diferentes cepas de Artemia

47. Producción de biomasa y eficiencia de conversión del alimento de 4 cepas de Artemia en función de la temperatura del medio de cultivo

48. Intervalos óptimos de temperatura para el cultivo de diferentes cepas de Artemia

49. Esquema de una bolsa y una caja para el transporte de Artemia viva

50. Resultados de producción de Artemia cultivada en un “raceway” de 2 m 3

51. Esquema de una unidad de cultivo en circuito abierto

52. Esquema de un sistema de filtro rectangular

53. Esquema de un cilindro filtrador de malla prismática soldada

54. Sistema de distribución de agua para el cultivo en circuito abierto

55. Descenso en la concentración celular de algas en ensayos de cultivo estanco con Artemia adulta

56. Esquema de un medidor electrónico de transparencia

57. Esquema del montaje de una unidad en circuito cerrado con flujo continuo

58. Esquema de un filtro biológico de contacto rotativo

59. Esquema del montaje de un sistema para la recuperación de nauplios en circuito abierto

60. Esquema de una salina con presencia natural de Artemia

61. Sucesión en la deposición de sales durante la concentración del agua de mar

62. Composición de las salmueras de agua de mar

63. Orientación de los estanques de Artemia

64. Sección longitudinal de un estanque excavado

65. Vista superior y secciones longitudinales de estanques sobreelevados

66. Sección transversal del muro de un estanque

67. Vista superior de una compuerta para la toma o vaciado de agua

68. Sección transversal del muro de un estanque mostrando la tubería de suministro de agua

69. Diseño de una granja de Artemia manejada según el sistema de cultivo estático

70. Diseño de una granja integrada para la producción de sal + Artemia

71. Diseño de un estanque de Artemia adyacente a una salina

72. Diseño de una granja nueva para el cultivo de Artemia

LISTA DE FOTOGRAFIAS

1. Recogida de quistes 2. Quiste en estado de ruptura 3. Eclosión del quiste

4. Estado V 5. Estado XII 6. Macho joven 7. Hembra adulta 8. Macho adulto 9. Pareja de Artemia en precópula 10. Macho adulto 11. Hembra adulta 12. Toracópodos del adulto de Artemia 13. Utero con quistes 14. Utero con nauplios 15. Rompeolas en un estanque de Artemia 16. Fotografía de un quiste al microscopio electrónico de barrido 17. Montaje de tanques de 300 l para el cultivo estanco con AWL 18. “Raceway” experimental de 2 m 3   con AWL para el cultivo estanco 19. Prototipo de “raceway” de 5 m 3   con AWL para el cultivo estanco 20. Filtro de acero inoxidable de malla prismática soldada usado en el cultivo en

circuito abierto21. Montaje de una unidad de circuito cerrado con flujo continuo 22. Plataforma para la recogida de biomasa 23. Instalación de redes para la recolección de biomasa en una salina 24. Vista aérea de los estanques de cristalización de una salina 25. Vista aérea de una salina en Sudamérica 26. Vista de una salina en el Sudeste Asiático 27. Recogida de quistes en una salina estacional en el Sudeste Asiático 28. Redes de almacenamiento de biomasa de Artemia producida en salinas estacionales

del Sudeste Asiático29. Molino de viento usado en salinas estacionales en el Sudeste Asiático

LISTA DE APENDICES

1. Metodología analítica para la caracterización de la eclosión de los quistes de Artemia

2. Metodología analítica para la determinación del contenido hídrico en los quistes de Artemia

3. Tabla de conversión para varias unidades de salinidad y tabla de conversión de temperatura para valores de densidad en agua de mar concentrada

4. Método de titulación para la determinación de cloro activo en soluciones de hipoclorito

5. Actividad de varias soluciones de NaOCl, de diferentes concentraciones, determinada con un densímetro o con un refractómetro

6. Construcción y uso de un “Brinomat Sterling” modificado para la producción de salmuera

7. Determinación de la concentración celular empleando las cámaras cuentaglóbulos (“hematocytometer”)

8. Determinación de la densidad naupliar

1. INTRODUCCION

Desde que Seale (1933) y Rollefsen (1939) informaron del elevado valor nutritivo que tenían los nauplios recién eclosionados para la alimentación de alevines de peces; el uso de Artemia en acuicultura se ha incrementado exponencialmente. Hoy en día, los nauplios de esta especie constituyen no solo el mejor, sino que en muchos casos son tambien el único tipo de alimento vivo válido para los primeros estados larvarios de la mayoría de las especies de peces y crustáceos cultivados (Bardach et al., 1972; Goodwim, 1976; Kinne y Rosenthal, 1977). Además de esto y a pesar de que se han ensayado numerosas dietas artificiales, las larvas metanauplios así como los adultos de Artemia constituyen el mejor alimento para el cultivo de alevines de peces y postlarvas de crustáceos (Botsford et al., 1974; Kelly et al., 1977; Sorgeloos, 1983).

La grave carestía de quistes de Artemia ocurrida durante el final de la década de los sesenta, estimulo el comienzo de una nueva línea de investigación y desarrollo con el objetivo de optimizar el uso de la Artemia. Desarrollando algunas técnicas nuevas de producción al mismo tiempo que eran publicadas las mejoras en el uso de Artemia. Como resultado de todo ello la utilización de Artemia en instalaciones de acuicultura pudo ser mejorada sensiblemente. Según los resultados de una reciente encuesta entre los responsables de instalaciones acuícolas, parece sin embargo, que este conocimiento es todavía muy teórico y que mucha gente relacionada con la acuicultura están todavía ajenos a estas últimas técnicas y potencialidades de la Artemia.

El propósito de este manual es el de recopilar en un solo volumen todo el conocimiento actual sobre la utilización de Artemia en acuicultura proporcionando directrices fundamentalmente prácticas. Su contenido es una síntesis del conocimiento generado por el “Centro de Referencia de Artemia” (Artemia Reference Center) complementado con la experiencia de otras personas implicadas en el uso de Artemia en diferentes instalaciones de acuicultura.

El presente manual ha sido escrito para servir de guía y elemento de trabajo en el uso de Artemia. En algunos capítulos se han incluido algunos fundamentos teóricos. Para una información detallada sobre aspectos científicos les remitimos a los artículos y libros mencionados en el texto o en los apéndices.

Esperamos que este manual sea de utilidad y agradeceriamos cualquier indicación que nos ayudara a mejorar futuras ediciones del mismo.

2. BIOLOGIA Y ECOLOGIA DE ARTEMIA

2.1. Clasificación sistemáticaPhyllum Artrópoda

Clase Crustacea

Subclase Branquiopoda

Orden Anostraca

Familia Artemiidae

Género Artemia, Leach 1819

El nombre específico Ártemia salina Linnaeus 1758 no es taxonómicamente válido en la actualidad (Bowen y Sterling, 1978). Experiencias de cruzamiento entre diferentes poblaciones de Artemia han demostrado el aislamiento reproductivo de algunos grupos de poblaciones (Barigozzi, 1974; Clark y Bowen, 1976) y esto ha llevado al reconocimiento de especies hermanas (“sibling”) a las que se les han dado nombres diferentes (Bowen et al., 1978).

Entre las cepas bisexuales o zigogenéticas de Artemia (poblaciones compuestas por individuos machos y hembras) se han descrito hasta la fecha 6 especies hermanas:

Artemia salina: Lymington, Inglaterra (extinguida)

Artemia tunisiana: Europa

Artemia franciscana: América (Norte, Centro y Sur)

Artemia persimilis: Argentina

Artemia urmiana: Irán

Artemia monica: Mono Lake, CA-USA

Algunas cepas partenogenéticas (poblaciones compuestas exclusivamente por hembras; no siendo necesaria la fertilización de los huevos para la reproducción) han sido encontradas en Europa y Asia. Existen importantes diferencias genéticas (por ejemplo en el número de cromosomas y en el tipo de insoenzimas) que hacen muy confusa la clasificación sistemática conjunta bajo el nombre de “Artemia partenogenetica” (Abreu-Grobois y Beardmore, 1980). Por esta razón fué sugerido en el Primer Simposio Internacional sobre Artemia (Corpus Christi, TX-USA, Agosto de 1979, ver nota editorial en Persoone et al., 1980) que salvo que las especies “sibling” de cepas partenogenéticas puedan ser identificadas (por medio de pruebas de entrecruzamiento con hermanas conocidas), y hasta que la especiación de estos animales sea comprendida de forma más clara, solamente se use la denominación “Artemia”. Con el fín de permitir comparaciones futuras, se suministrarán tantos detalles como sean posibles con respecto al origen de la Artemia utilizada (ej. localización geográfica, condiciones del estanque en el momento de la recogida, número comercial del lote de quistes).

2.2. Morfología y ciclo vital

Los lagos salados y estanques de las salinas con poblaciones de Artemia se encuentran distribuidos por todo el mundo. En ciertos momentos del año, grandes cantidades de minúsculas partículas marrones (de 200 a 300 micras de diámetro) aparecen flotando en la superficie del lago (Foto 1) y son arrojadas sobre las orillas por la acción de las olas y el viento. Este polvo aparentemente inerte está formado por quistes secos inactivos en estado de criptobiosis (“durmientes”) manteniendose así tanto tiempo como permanezcan secos (para más detalles sobre la morfología de los quistes, su metabolismo y límites de tolerancia, ver sección 3).

Una vez puestos en agua de mar, los quistes bicóncavos se hidratan tomando forma esférica y el embrión recobra su metabolismo reversible interrumpido. Trás unas 24 horas la membrana externa de los quistes se rompe (“breaking”) y aparece el embrión rodeado de la membrana de aclosión (Foto 2). Durante las horas siguientes, el embrión abandona completamente la cáscara del quiste: colgando entretanto de la cáscara vacia a la cual permanece todavia unido (estado de “umbrella”). Dentro de la membrana de eclosión se completa el desarrollo del nauplio, sus apéndices comienzan a moverse y en un breve periodo de tiempo la membrana de eclosión se rasga (= “hatching”) amergiendo el nauplio que nada libremente (Foto 3).

El primer estado larvario (también llamado estado I) mide entre 400 y 500 micras de longitud, tiene un color pardo anaranjado (por acumulación de reservas vitelinas) y posee tres pares de apéndices: el primer par de antenas (también llamadas anténulas y que tienen una funcion sensorial) el segundo par de antenas (con función locomotora y filtradora) y las mandíbulas (con una función de toma de alimento). Un único ocelo de color rojo tambien llamado ojo nauplial se encuentra situado en la cabeza entre el primer par de antenas. La cara ventral del animal se encuentra cubierta por un amplio labro que interviene en la toma de alimento (transfiriendo las partículas desde las setas filtradoras hasta la boca). El estado larvario I no se alimenta ya que su aparato digestivo no es todavía funcional (permaneciendo aún cerrados la boca y el ano).

Tras aproximadamente 24 horas, el animal muda al segundo estado larvario (también llamado estado II). Pequeñas partículas alimenticias (tales como células de microalgas, bacterias, detritus) con un tamaño que varía entre 1 y 40 micras son filtradas por el segundo par de antenas, siendo entonces ingeridas por un aparato digestivo ya funcional.

La larva continua su crecimiento apareciendo diferenciaciones a lo largo de las 15 mudas. Así van apareciendo unos apéndices lobulares pares en la región torácica que se diferenciarán posteriormente en toracópodos (Foto 4), se desarrollan ojos complejos laterales a ambos lados del ojo nauplial (Fotos 5 y 6). Desde el estado X en adelante, se producen importantes cambios tanto morfológicos como funcionales por ejemplo: las antenas pierden su función locomotriz y se transforman en elementos de diferenciación sexual. Los futuros machos (Fotos 6 y 8) desarrollan unos apéndices curvados y prensiles mientras que las antenas de las hembras degeneran en apéndices sensoriales (Foto 11).

Los toracópodos están ya completamente formados y presentan 3 partes funcionales (Foto 12): los telopoditos y endopoditos con acciones locomotrices y filtradoras y los exopoditos que actuan como branquias.

Los adultos de Artemia miden hasta 10 mm de longitud en las poblaciones bisexuales y hasta 20 mm en las poblaciones partenogeneticas. Los adultos se caracterizan por un cuerpo alargado con dos ojos complejos pedunculados, un aparato digestivo lineal, unas anténulas sensoriales y 11 pares de toracópodos funcionales (Fotos 10 y 11). El macho (Foto 10) posee un par de piezas prensiles musculadas muy características (segundo par de antenas) en la región cefálica mientras que en la parte posterior del tórax se puede observar un par de penes (Foto 9). La hembra de Artemia no tiene apéndices distintivos en la región cefálica, pero puede ser facilmente reconocida por el saco de puesta o útero que está situado inmediatamente detrás del undécimo par de toracópodos (Fotos 9 y 11).

Los huevos se desarrollan en dos ovarios tubulares situados en el abdomen (Foto 7). Una vez maduros, tienen forma esférica y se desplazan hasta el útero a través de dos oviductos (tambien llamados sacos laterales, Foto 7).

La precópula de los adultos se inicia cuando el macho sujeta a la hembra entre el útero y el último par de toracópodos, con sus antenas curvadas (Foto 9). Las parejas pueden nadar de esta forma durante largo tiempo en lo que se conoce como posición de monta (“riding position”), para lo cual mueven sus toracópodos de forma sincrónica. La cópula es un rápido acto reflejo: La parte ventral del macho se dobla hacia delante y uno de los penes es introducido en la abertura del útero fertilizando los huevos. En el caso de las hembras partenogenéticas la fertilización no tiene lugar y el desarrollo embrionario comienza tan pronto como los huevos han llegado al útero.

Los huevos fecundados se desarrollan normalmente en nauplios nadadores (= reproducción ovovivípara) que son depositados por la hembra (Foto 14). En condiciones extremas (salinidad elevada, bajos niveles de oxígeno) las glándulas de la cáscara, (órganos parecidos a uvas situados en el utero), entran en actividad y acumulan un producto de secrección de color marrón (= hematina). Los embriones solo se desarrollan hasta el estado de gástrula, momento en el cual son rodeados de una gruesa cascara (segregada por las glándulas de la cáscara), entrando en un estado de latencia o diapausa (= parada reversible del metabolismo embrionario) y siendo liberados por la hembra (= reproducción ovípara) (Foto 13).

Los quistes generalmenta flotan en las aguas hipersalinas y son llevados hasta las orillas donde se acumulan y se secan. Como resultado de este proceso de deshidratación el mecanismo de diapausa es desactivado permitiendo a los quistes recuperar su posterior desarrollo ambrionario, una vez que son hidratados en condiciones óptimas de eclosion (ver apartado 5.1.1.).

En condiciones adecuadas esta especie puede vivir varios meses, creciendo de nauplio a adulto en solo 8 dias y reproduciendose a una tasa de hasta 300 nauplios o quistes cada 4 días.

2.3. Ecología y distribución natural

Las poblaciones de Artemia se encuentran distribuidas en más de 300 lagos salinos naturales o salinas de construcción artificial a lo largo de todo el mundo (ver listado en la Tabla I). Diferentes cepas geográficas se han adaptado a unas condiciones que fluctuan dentro de un amplio margen de temperatura (6–35°C) y composición iónica del biotopo (aguas ricas en cloruros, sulfatos y carbonatos) (Bowen et al., 1978 Sorgeloos, 1979).

Esta especie se desarrolla perfectamente en agua de mar sin embargo, no posee ningún mecanismo de defensa contra los predadores, lo que la convierte en una presa fácil de otras especies carnívoras (peces, crustáceos o insectos). A pesar de ello y por medio de su adaptación fisiológica a biotopos con una elevada salinidad, la Artemia ha encontrado un eficaz mecanismo ecológico de defensa contra la predación, así estos animales poseen el sistema osmorregulatorio más eficiente conocido en todo el reino animal (Croghan, 1958); además son capaces de sintetizar eficazmente pigmentos respiratorios (hemoglobina) y poder hacer frente a los bajos niveles de oxígeno disuelto que existen en los ambientes hipersalinos (Gilchrist, 1954); finalmente, estos animales tienen la capacidad de producir quistes en fase de latencia cuando las condiciones ambientales ponen en peligro la supervivencia de la especie.

Como consecuencia de todo ello, la Artemia no aparece más que a salinidades donde sus predadores no pueden sobrevivir (por encima de 70‰). La Artemia muere a salinidades próximas a la saturación en NaCl (por encima de 260‰), a causa del extremo stress fisiológico y de la toxicidad del agua en esas condiciones (causada por los drásticos cambios iónicos en su composición; ver apartado 7.2.).

La Artemia es un filtrador no selectivo (Reeve, 1963) y se alimenta tanto de materia orgánica particulada (ej. detritos biológicos procedentes de aguas de manglares) como de organismos vivos de tamaño apropiado (microalgas y bacte rias). De hecho, y debido a la falta de predadores y competidores por el alimento, la Artemia produce, a menudo, grandes monocultivos cuya densidad está fundamentalmente regulada por la disponibilidad de alimento. La reproducción ovovivípara (puesta de nauplios) se da principalmente a bajas salinidades, mientras que los quistes (reproducción ovípara) se producen a salinidades por encima de 150‰).

Los quistes son la causa de la distribución mundial de Artemia. Tanto el viento como las aves acuáticas (especialmente los flamencos, Löffler, 1964) están considerados como los vectores naturales más importantes de la dispersión. No obstante, el hombre ha sido, en los últimos tiempos, el responsable de algunos transplantes en Sudamérica y Australia, tanto para producir mejoras en la industria salinera como para su uso en acuicultura (Sorgeloos, 1979). La presencia natural de Artemia está confinada a biotopos donde las salinidades son suficientemente altas como para impedir la presencia de predadores o en lugares donde las bajas temperaturas invernales (cuando las salinidades disminuyen por efecto de las fuertes lluvias) aseguran un estado no metabólico de los quistes hidratados (el estado de diapausa del cual no ha sido eventualmente desactivado todavía, ver tambien apartado 4.2.6.).

Los climas con un exceso de agua, ej. aquellos con una marcada distinción entre la estación seca y la estación húmeda, pueden proporcionar condiciones adecuadas para la presencia de Artemia durante la estación seca (como por ej. es el caso de los miles de hectáreas de salinas en el Sudeste Asiático), aunque no puede perdurar a causa de la predación en la época de lluvias (salinidades bajas y temperaturas elevadas).

Una lista actualizada de los lugares con presencia natural de poblaciones de Artemia está recogida en las Tablas IA a IG. Esta lista se basa tanto en las propias observaciones, como en comunicaciones personales y referencias bibliográficas.

A través de la correspondencia hemos encontrado que ciertas poblaciones que habían sido mencionadas en la literatura antigua sobre la distribución de Artemia (Abony, 1915; Stella, 1933 y Barigozzi, 1946) ya no existen en la actualidad (por ej. Lymington, Inglaterra; Capodistria, Yugoslavia; etc.).

Esta lista no recoge poblaciones estacionales cuya mayoría ha sido introducida por inoculaciones en las temporadas de producción salinera (así por ej. los casos de Panamá, Costa Rica, Burma, Tailandia, Filipinas, Vietnam, Indonesia). En vista de las favorables condiciones climatológicas existentes en la zona de la Bahía de Ranh en Vietnam (Vu Do Quynh, 1986) algunas de esas inoculaciones pueden, sin embargo, establecerse como cepas naturales y tendrán que ser añadidas a la lista a su debido tiempo.

Descripción de las Fotografías 1 a 14.

Foto 1. Recogida de quistes en un estanque de salina.Foto 2. Quiste en fase de ruptura (“breaking stage”).Foto 3. Embrión en estado de “Umbrella” (parte superior derecha) y nauplios estado I.Foto 4. Larva estado V.Foto 5. Cabeza y parte torácica anterior del estado XII.Foto 6. Cabeza y parte torácica anterior de un macho joven.Foto 7. Región torácica posterior, abdomen y útero de una hembra fértil.Foto 8. Cabeza de un macho adulto.Foto 9. Pareja de Artemia en posición de precópula (“riding position”).Foto 10. Macho adulto.Foto 11. Hembra adulta.Foto 12. Detalle de los toracópodos anteriores de un adulto.Foto 13. Utero lleno de quistes de una Artemia ovípara.Foto 14. Utero lleno de nauplios de una Artemia ovovivípara (liberando las primeras larvas).

Definición de las siglas

a. ojo nauplial; b. ojo complejo lateral; c. anténula;d. antena; e. mandíbula; f. labro; g. toracópodos en formación; h. exopodito; i. telopodito; j. endopodito; k. lóbulo frontal; l. aparato digestivo; m. ovario en reposo; n.

huevos maduros en el oviducto; o. útero; p. pene; q. glándulas de la cáscara; r. ovario con huevos.

TABLA I A

Lugares con presencia de Artemia en Africa

Pais LocalidadCoordenadas geográficas

Modo de reproducción

(xx)

Especies “Sibling”

Referencias xxx

ArgeliaChegga Case

34°29'N - 05°53'E

131

Chott Djeloud34°03'N - 06°20'E

131

Chott Ouargla31°57'N - 05°20'E

12,24

Dayet Morselli35°30'N - 00°46'W

24

Gharabas Lake35°35'N - 00°25'W

131

Sebket Djendli35°43'N - 06°32'E

131

Secket Ez Zemouk35°53'N - 06°33'E

131

Sebket Oran35°32'N - 00°48'W

131

Tougourt33°05'N - 06°07'E

73

EgiptoIsmailia

30°36'N - 22°15'E

179

Wadi Natrun*30°10'N - 30°27'E

B(100) 122

Solar Lake29°10'N - 34°50'E

24, 37, 38

Kenia Elmenteita00°27'S - 36°15'E

121

Libia Mandara 26°40'N - 13°20'E

B(100) 20,73

Ramba-Az-Zallaf (Fezzan)

27° N - 13° E 83

Ouem el Ma26°41'N - 13°22'E

20,73

Trouna26°50'N - 13°30'E

20

Gabr Aoun (Fezzan) 27° N - 13° E 20, 73, 81

Madagascar Salins de Diego Suarez12°19'S - 49°17'E

133, 150

MarruecosLarache

35°12'N - 02°20'W

p pa 63

Moulaya estuary35°07'N - 02°20'W

131

Qued Ammafatma28°18'N - 12°00'W

73

Qued Chebeica28°25'N - 11°50'W

73

Sebket Bon Areg35°10'N - 02°50'W

131

Sebket Zima32°05'N - 08°40'W

131

Mozambique Lagua Quissico24°41'S - 34°46'E

40

Nigeria Teguidda In Tessoun17°26'N - 06°39'E

122

SenegalDakar

14°34'N - 17°29'W

122

Lake Kayar14°55'N - 17°11'W

122

Lake Retha14°50'N - 17°20'W

73

Sudáfrica Coega Salt Flats 33°46'N - 159

25°40'E

Swartkops33°52'S - 25°36'E

159

Túnez Bekalta* B t 101

Chott Ariana*36°54'N - 10°18'E

B t 44,101

Chott El Djerid33°42'N - 08°26'E

131

Megrine*36°47'N - 10°14'E

B t 101

Sebket Kowezia*36°26'N - 09°46'E

131

Sebket mta Moknine*35°39'N - 10°53'E

B t 101

Sebket Sidi el Hani*35°31'N - 10°27'E

131

Sfax*35°45'N - 10°43'E

B t 101

* muestra de quistes presente en el banco de quistes del Centro de Referencia de Artemiaxx referenciaxxx ver lista en las páginas 24–25Definición de otras abreviaturas en la página 15

TABLA I BLugares con presencia de Artemia en Australia y Nueva Zelandia

Pais LocalidadCoordenadas geográficas

Modo de reproducción

Especies “Sibling”

Referencias

Nueva Zelanda

Lake Grassmere* 41°38'S - 174°05'E B 94

Queensland Bowen 20°00'S - 148°16'E 56,80

Port Alma* 23°22'S - 150°32'E 56,44,80

Sur de Australia

Dry Creek, Adelaide

34°55'S - 138°20'E 26,48,56,80

Western Dampier 20°35'S - 116°51'E 56

Australia Lake Mc Leod 23°59'S - 113°40'E 56

Port Hedland* 20°25'S - 118°35'E 56

Rottnest Island 32°00'S - 115°27'E 56,44,80,86

Shark Bay* 25°15'S - 113°20'E P(B)(103) 56,80

Definición de las abreviaturas:B : bisexualP : partenogenéticapa: Artemia partenogenéticat : Artemia tunisianaf : Artemia franciscanape: Artemia persimilisu : Artemia urmiana

TABLA I CLugares con presencia de Artemia en Norteamérica

Pais LocalidadCoordenadas geográficas

Modo de reproducción

Especies “Sibling”

Referencias

Canada Akerlund Lake 52°18'N - 109°15'W 124

Alsask Lake 51°20'N - 109°52'W 124

Aroma Lake 52°18'N - 108°33'W 4,124

Berry Lake 52°07'N - 105°30'W 124

Boat Lake 50°17'N - 109°59'W 124

Burn Lake 49°49'N - 105°27'W 124

Ceylon Lake 49°27'N - 104°36'W 124

Chain Lake 50°30'N - 108°43'W 124

Chaplin Lake* 50°25'N - 106°38'W B (104,105) f (102,103) 4,124

Coral Lake 49°51'N - 102°21'W 124

Drybore Lake 49°43'N - 105°30'W 124

Enis Lake 52°10'N - 108°19'W 124

Frederick Lake 49°59'N - 105°38'W 124

Fusilier Lake 51°50'N - 109°44'W 124

Grandora Lake 52°06'N - 107°00'W 124

Gull Lake 50°06'N - 108°27'W 124

Hatton Lake 50°02'N - 109°50'W 124

Horizon Lake 49°32'N - 105°17'W 124

Ingerbright Nath 50°22'N - 109°19'W 124

Landis Lake 52°13'N - 108°27'W 124

Little Manitou Lake

51°48'N - 105°30'W B f (105) 4,24,44,46,90,124

Lydden Lake 52°09'N - 108°13'W 124

Mawer Lake 50°46'N - 106°22'W 124

Meacham Lake 52°07'N - 105°47'W 124

Muskiki Lake 52°20'N - 105°45'W 124

Neola Lake 52°02'N - 107°49'W 124

Oban Lake 52°09'N - 108°09'W 124

Richmond Lake 52°01'N - 108°01'W 124

Shoe Lake 49°55'N - 105°27'W 124

Snakehole Lake 50°30'N - 108°30'W 124

Sybouts Lake-East

49°02'N - 104°24'W 124

Sybouts Lake-West

49°02'N - 104°27'W 124

Verlo West 50°19'N - 108°37'W 124

Vincent Lake 50°13'N - 108°57'W 124

Wheatstone Lake

49°49'N - 105°24'W 124

Whiteshore Lake 52°08'N - 108°17'W 124

USA-Arizona

Kiatuthlana Red Pond

34°50'N - 109°26'W f (102,105) 11,12,13,24,44

Kiatuthlana Green Pond

34°50'N - 109°26'W f (102,105) 11,12,13,24,44

-California Carpinteria Slough

34°24'N - 119°30'W 43

Chula Vista 32°36'N - 117°05'W 112

Mono Lake 38°00'N - 119°00'W B (44) f (95,102) 6,12,22,24,58,66

Moss Landing, Monterey Bay

36°42'N - 121°49'W 44,87

Owens Lake 36°25'N - 117°56'W 24

San Diego 32°50'N - 117°10'W 44

San Francisco Bay*

37°28'N - 122°30'W B (44,100) f (102,105) 21,44,76,90

San Pablo Bay* 38°00'N - 122°16'W B (104) f (105) 77,123

Vallejo West Pond

38°12'N - 122°15'W 21,44

USA-Hawaii Christmas Island*

01°50'N - 157°20'W 97,88

Hanapepe 21°54'N - 159°30'W 23

Laysan Otoli 25°30'N - 167°00'W 23

-Nebraska Alkali Lake 43°32'N - 100°38'W 24

Ashenburger Lake

42° N - 102° W 24

Cook Lake 42° N - 102° W 12,24,49

East Valley Lake 42° N - 102° W 24

Grubny Lake 42° N - 102° W 24

Homestead Lake 42° N - 102° W 24

Jesse Lake* 42°06'N - 102°39'W B f (102) 11,12,49

Johnson Lake 42° N - 102° W 12,24

Lily Lake 42° N - 102° W 11,12,49

Reno Lake 42° N - 102° W 24

Richardson Lake 42° N - 102° W 12,24,49

Ryan Lake 42° N - 102° W 12

Sheridan County Lakes

42° N - 102° W 12

-Nevada Fallon 39°31'N - 118°52'W 58,95

-North Dakota

MIller Lake -  - 24

Stink (Williams) Lake

-  - 24

-New Mexico

Laguna del Perro*

34°32'N - 106°01'W 126

Loving Salt Lake 32°17'N - 104°04'W 129

Quemado* 34°17'N - 108°28'W B f (105) 44

Zuni Salt Lake 34°27'N - 108°46'W f (102) 5,11,12

-Oregon Lake Abert* 42°35'N - 120°15'W B(100) 125

-Texas Cedar Playa 32°49'N - 102°07'W 75

McKenzies Playa

32°41'N - 102°10'W B (100) 75

Mound Playa 33°10'N - 101°56'W 75

Playa Thahoka* 33°12'N - 101°34'W B (100) 24,75

Raymondville* 26°30'N - 97°48'W 124

Rich Playa 33°13'N - 102°03'W 75

Snow drop Playa 32°59'N - 101°40'W 75

-Utah Great Salt Lake 41°00'N - 112°30'W B(44,104,106) f (102,105) 11,12,18,19,24,30,31,32,42,90

-Washington Hot Lake 48°58'N - 119°29'W 3,7

Omak Plateau 48°25'N - 119°24'W 7,11

Soap Lake 47°33'N - 119°25'W 44

TABLA I DLugares con presencia de Artemia en Centroamérica

Pais LocalidadCoordenadas geográficas

Modo de reproducción

Especies “Sibling”

Referencias

Bahamas Great Inagua* 21°00'N - 75°20'W 44

Long Island* 23°20'N - 75°07'W B(100) 124

San Salvador 24°00'N - 74°35'W 128

Islas Vírgenes Británicas

Anegada 18°45'N - 64°24'W 160

Islas del Caribe Antigua 17°0'N - 61°45'W 144

St. Kitts 17°20'N - 62°45'W 144

St. Martin 18°04'N - 63°06'W 160

Costa Rica Gulfo Nicoya 10°00'N - 84°49'W 146

República Dominicana

Punta Salinas* 18°20'N - 71°04'W B(100) 130

Haiti Grandes Salines 18° N - 72° W B f(100 180

MéxicoBahia de Cueta*

24°05'N - 107°00'W

B(100) 29

Carretas, Pereyra

15°30'N - 93°13'W 107

Chantuco Panzacola

107

Chiapas 15°56'N - 93°30'W 29

Guerrero Negro28°06'N - 114°03'W

29

Isla del Carmen26°00'N - 111°40'W

107

Laguna del Mar Muerto

16° N - 94° W 107

La Joya, Buenavista

27°27'N - 106°15'W

107

Las Salinas22°40'N - 101°42'W

140

Los Palos, Solo Dios

107

Pichilingue Island

24°17'N - 110°20'W

29,44

Salina Cruz 16°10'N - 95°10'W 29

San Jose Island25°00'N - 110°50'W

151

San Quintin30°28'N - 115°58'W

44

Yavaros26°43'N - 109°33'W

B f(102,104) 29

Antillas Holandesas

Aruba 12°30'N - 70°00'W 15

Bonaire Duinmeer*

12°04'N - 68°13'W B f(102,104) 33

Gotomeer 12°14'N - 68°23'W 15,33

Pekelmeer 12°04'N - 68°16'W 15,33,84

Martinus 12°09'N - 68°17'W 14,15

Slagbaai 12°16'N - 68°25'W 14,15

Curaçao Fuik 12°03'N - 68°51'W 14,15

Rifwater 12°08'N - 68°57'W 14,15

Puerto Rico Bahia Salinas* 17°57'N - 67°12'W B(100) f(102) 170

Boqueron* 18°01'N - 67°10'W 170

Cabo Rojo* 17°56'N - 67°08'W 85

La parguera 17°59'N - 67°03'W 52

Ponce 18°00'N - 66°38'W 170

Tallaboa 18°00'N - 66°42'W 44

TABLA I ELugares con presencia de Artemia en Sudamérica

Pais LocalidadCoordinadas geográficas

Modo de reproducción

Especies “Sibling”

Referencias

ArgentinaBahia Blanca

38°43'S - 62°15'W

120

Buenos Aires*34°30'S - 58°20'W

B pe(102,104)

Hidalgo37°10'S - 63°32'W

44,65,88,89

Mar Chiquita30°39'S - 62°30'W

172

Bolivia Chulluncani16°22'S - 67°30'W

173

BrasilAracati

4°32'S - 37°45'W

108

Cabo Frio* 22°51'S - 42°03'W

B f(102) 16

Fortaleza3°45'S - 38°35'W

108

Icapui4°42'S - 37°21'W

154

Macau*5°00'S - 36°40'W

B f(102,104) 68

Mundau3°15'S - 39°24'W

108

Chile Pichelimu34°22'S - 79°09'W

70

ColombiaGalerazamba*

10°25'S - 74°40'W

B f(102) 128

Manaure*12°09'S - 71°55'W

B f(102,104) 128

Ecuador Galapagos* 0°S - 89°W 44

Pacoa*2°00'S - 80°50'W

B(100) 156

Salinas2°20'S - 80°58'W

156

PerúCaucato

13°40'S - 76°05'W

148

Chicama7°42'S - 79°27'W

148

Chilca*12°35'S - 76°41'W

B(100) 157,148

Estuario de Virrila5°50'S - 80°50'W

B(100) 148

Guadalupe7°17'S - 79°28'W

148

Pampa de Salinas11°14'S - 77°35'S

148

Pampa Playa Chica 11°14'S - 148

77°35'W

Puerto Huarmey10°03'S - 78°08'W

148

Tumbes*3°37'S - 80°27'W

B(100) 148

VenezuelaBoca Chica

10°57'N - 64°26'W

60,166

Coya Sal10°56'N - 68°15'W

166

Coche10°41'N - 63°58'W

166

Coro Coastline11°30'N - 69°45'W

152

La Orchila11°49'N - 66°00'W

166

Las Aves12°00'N - 67°17'W

166

Los Roques11°50'N - 66°38'W

164,166

Port Araya*10°39'N - 64°17'W

B(102,104) 165

Tucacas*10°48'N - 68°19'W

166

TABLA I FLugares con presencia de Artemia en Asia

Pais LocalidadCoordenadas geográficas

Modo de reproducción

Especies “Sibling”

Referencias

China Aibi Lake* 175

Tientsin* 39°10'N - P pa(102) 127,145

117°00'E

Tsingtao*36°00'N - 120°25'E

127,147

Urumuchi Lake43°43'N - 87°38'E

175

IndiaBhayander, Bombay*

18°55'N - 72°50'E

P(100) 34,61,62

Didwana27°17'N - 74°25'E

135

Jamngar22°30'N - 70°08'E

28,62

Karsewar Island8°50'N - 78°10'E

1

Kutch*23°20'N - 71°00'E

P pa(44) 28,137

Mithapur*23°00'N - 70°10'E

P(100) 28,62,139

Pattanamaruthur8°55'N - 78°08'E

59

Spic Nagar8°50'N - 78°08'E

59

Thirispuram8°50'N - 78°08'E

59

Tutícorin8°50'N - 78°08'E

P pa(102) 26,27,57,59,62

Vadala, Bombay18°55'N - 72°50'E

26,27

Vedaranyam10°01'N - 79°50'E

110

Veppalodai8°59'N - 78°08'E

59

Vivar, Bombay 18°55'N - 136

72°50'E

IrakAbu-Graib, Baghdad

33°20'N - 44°30'E

141

Basra30°25'N - 47°51'E

2

Dayala33°30'N - 44°30'E

2

Mahmoodia 33°'N - 44°E 2

IránOrmia*

37°20'N - 45°40'E

B u(44) 12,24,45

Schor-Gol37°03'N - 45°32'E

12,24,45

Shurabil48°17'N - 38°15'E

109

Athlit32°42'N - 34°56'E

96

IsraelEilat North*

29°32'N - 34°56'E

P pa(44) 142

Eilat South39°28'N - 34°56'E

142

Japón Chang Dao 34°N - 132°E 55

Tamano34°35'N - 133°59'E

51

Yamaguchi34°10'N - 131°32'E

44,51

Kuwait 29°N - 47°E 149

Corea Pusan35°05'N - 129°02'E

176

Sri LankaBundala

6°12'N - 81°15'E

180

Hambantota* 6°07'N - 180

81°07'E

Palavi7°58'N - 79°51'E

180

Putallam8°02'N - 79°50'E

P pa(100) 133

Taiwan Peinan Salina 173

TurquiaIzmir (Camalti)*

38°25'N - 27°08'E

P pa(102) 35

Tuz Golii38°45'N - 33°30'E

10

TABLA I GLugares con presencia de Artemia en Europa

Pais LocalidadCoordenadas geográficas

Modo de reproducción

Especies “Sibling”

Referencias

BulgariaBurgas*

42°33'N - 27°29'E

P pa(102) 8,47

Pomorye42°26'N - 27°41'E

8,47

ChipreAkrotiri lake

34°34'N - 32°58'E

17

Lanarca lake*34°56'N - 33°35'E

B(111) t(102,104) 17

Francia Aigues Mortes* 43°34'N - 4°11'E P(100) 132

Carnac-Trinité Sur Mer47°36'N - 3°05'W

82

Guérande-Le Croisic*47°20'N - 2°26'W

P(100) 82

La Palme 42°59'N - 3°00'E 154

Lavalduc* 43°24'N - 4°56'E P pa(102,104) 132

Mesquer-Assérac47°26'N - 2°29'W

82

Porte La Nouvelle 42°57'N - 3°02'E 112

Salin-de Berre* 43°24'N - 5°05'E P(100) pa(102) 155

Salin de Fos 43°26'N - 4°56'E 155

Salin de Giraud* 43°24'N - 4°44'E P pa(102) 154

Salins d'Hyères 43°07'N - 6°12'E 155

Salin des Pesquiers43°07'N - 6°12'O

155

Sète* 43°25'N - 3°42'E pa(144,102) 78,79

Grecia Mesolongi*38°21'N - 21°26'E

161

ItaliaCervia

44°16'N - 12°21'E

180

Commacchio*44°41'N - 12°10'E

P pa(63) 78,79

Margherita di Savoia*41°25'N - 16°05'E

pa(102) 167

Santa Gilla, Sardinia 39°14'N - 9°06'E 78,79

Siracuse, Sicilia37°04'N - 15°18'E

143

Trapani, Sicilia38°01'N - 12°30'E

168

PortugalAlcochete

38°45'N - 8°57'W

P pa(102) 63

Tejo estuary38°50'N - 9°00'W

168

Sado estuary 38°25'N - 8°43'W

168

Ria de Aveiro40°37'N - 8°38'W

168

Ria de Faro37°02'N - 7°55'W

168

Rumania Lake Techirghiol*43°04'N - 28°34'E

9,36,39

EspañaArmalla*

40°54'N - 1°59'W

63

Ayamonte37°13'N - 7°24'W

63

Cabo de Gata*36°48'N - 2°14'W

P pa 63

Buyaraloz41°29'N - 0°10'W

63,71

Cadiz*- San Felix36°30'N - 6°20'W

B 41,63,67,71

- San Fernando36°22'N - 6°17'W

B 41,63,67,71

Calpe* 38°39'N - 0°03'E P pa(102) 63

Campos del Puerto, Mallorca

39°26'N - 3°01'E 63,71

Delta de Ebro*36°25'N - 6°18'W

P pa 63

Gerri de la Sal 42°20'N - 1°04'E P pa 63,71

Imon41°10'N - 2°45'W

63

Isla Cristina37°13'N - 7°19'W

P pa 63

Janubio, Lanzarote28°13'N - 13°50'W

P pa 63

Laguna de Quero 39°34'N - 3°17'W

63

Las Palmas28°10'N - 15°28'W

96

Lepe37°15'N - 7°12'W

63

Lerin42°29'N - 10°59'W

63

Medacineli41°12'N - 2°30'W

63

Molina de Segura38°03'N - 1°11'W

63

Peralta de la Sal 42°00'N - 0°24'E 63

Poza de la Sal42°40'N - 3°30'W

63,71

Rienda41°06'N - 2°34'W

63

Roquetas 40°50'N - 0°30'E 63

Saelices39°55'N - 2°49'W

63

Salinera Catalena37°37'N - 0°51'W

63

Salinera Española, Formentera

38°40'N - 1°26'E 63

Salinera Española, Ibiza 38°55'N - 1°35'E B 63,71

Salinera Punta Galera37°42'N - 0°54'W

63

San Juan del Puerto37°20'N - 6°50'W

63

Sanlucar de Barrameda*

36°43'N - 6°23'W

PB 63

San Pedro del Pinatar37°50'N - 0°50'W

B t 63

Santa Pola - Bormati* 38°13'N - PB pa(102) 63

0°35'W

- Bras de Port38°13'N - 0°35'W

P pa 63

- Salinera Española38°13'N - 0°35'W

B 63

Siguenza41°04'N - 2°38'W

63

Villena38°39'N - 0°52'W

63

URRS Bolshoe Otar Mojnakshoe

48°N - 38°E 53

Bolshoe Yaravoe*53°00N - 78°30'E

P(100) 143

Burlinskoe53°10'N - 78°20'E

24

Burliu* 178

Dzharylgach45°35'N - 32°56'E

53,54

Ghenicheskoe Lake46°15'N - 35°00'E

74

Karachi Lake41°16'N - 72°00'E

92

Kasakhstan49°00'N - 50°00'E

69

Kuchkskoe52°40'N - 79°40'E

24

Kujalnic estuarium46°43'N - 30°40'E

P(100) 9

Kyzyi - Jar Lake (Primorsk)

40°14'N - 49°33'E

92

Mangyshlak penisula* 43°40'N - 52°30'E

149

Moekba* 178

Odessa*46°30'N - 30°45'E

P(111) pa(44) 69

Ontario Lake 92,93

Petukhovshoe52°10'N - 78°40'E

24

Popovskoe Lake 45° N - 33°E 54

Sakshoe 45°10'N - 33°E 24,53,72

Sasyk Lake*45°15'N - 33°25'E

50,53,75,92

Sasykol Lake53°40'N - 61°40'E

64

Seitenj* 178

Tambukan 24

Tinaki Lake* P(100) 169

Tobechicskoe Lake45°10'N - 36°05'E

53,162

Turkomama 171

Yalovoye* 169

Yugoslavia Portoroz*45°39'N - 13'36'E

P pa 113

Strunjan45°32'N - 13°36'E

P pa 113

Ulcinj41°55'N - 19°12'E

P pa 113

Referencias

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Comunicaciones al Centro de Referencia de Artemia(“Artemia Reference Center”)

120. Martinez, 121. Coomans, 122. Dumont, 123. Smith, 124. Atton, 125. Conte, 126. Gaffney, 127. Li Maotang, 128. Pedini, 129. Browne, 130. Jakowska, 131. Morgan, 132. Richard, 133. Woynarovich, 134. Davis, 135. Bhargava, 136. Bohra, 137. Dave, 138. Robichaux, 139. Thomas, 140. Castro, 141. Khalaf, 142. Dimentman, 143. Barigozzi, 144. Nunn, 145. Ishiyama, 146. Webber, 147. Satoh, 148. Carrera, 149. Farmer, 150. Collart, 151. Ehnis, 152. Urosa, 153. Ferdinando, 154. Mc Donald, 155. Lavens, 156. Haxby, 157. Nava, 158. Figueiredo, 159. Emmerson, 160. Walkers, 161. Konstantinidis, 162. Ivleva, 163. Spectorova, 164. Perez, 165. Teruel, 166. Brownell, 167. Trotta, 167. Morales, 169. Spectorova, 170. Waldner, 171. Spitchak, 172. Rakowicz, 173. Risacher, 174. Marinho, 175. Ming Ren Li, 176. Sung Bum Hur, 177. Ting Lang Wang, 178. Zoobedineni, 179. Saad El-Sheriff, 180. Own observation.

Figura 1A. Lugares con poblaciones naturales de Artemia en Africa

Figura 1B. Lugares con poblaciones naturales de Artemia en Australia y Nueva Zelandia

Figura 1C. Lugares con poblaciones naturales de Artemia en Norteamérica

Figura 1D. Lugares con poblaciones naturales de Artemia en Centroamérica

Figura 1E. Lugares con poblaciones naturales de Artemia en Sudamérica

Figura 1F. Lugares con poblaciones naturales de Artemia en Medio y Extremo Oriente

Figura 1G. Lugares con poblaciones naturales de Artemia en Europa

Figura 2. Ultraestructura de los quistes

3. MORFOLOGIA Y METABOLISMO DE LOS QUISTES

En este capítulo resumiremos los datos más importantes sobre la biología de los quistes, orientados fundamentalmente a su uso práctico.

Para una información más detallada les referimos a la revisión de Clegg y Conte (1980).

3.1. Morfología de los quistes secos

Un esquema de la ultraestructura de un quiste de Artemia está representado en la Figura 2.

La cáscara del quiste está formada de tres estructura:

El corion: Capa dura formada de lipoproteinas impregnadas de quitina y hematina (= producto de descomposición de la hemoglobina; la concentración de hematina determina el color de la cáscara, variando de un marrón pálido a un marrón oscuro). La principal función del corion es la de proporcionar una protección adecuada al embrión contra rupturas mecánicas y radiaciones (ej. las radiaciones ultravioletas de los rayos solares). Esta capa puede ser completamente eliminada (disuelta) por un tratamiento oxidativo a base de hipoclorito (= decapsulación del quiste; ver apartado 5.2.).

La membrana cuticular externa: Protege al embrión de la penetración de moléculas mayores que la molécula del CO2 (= membrana compuesta de varias capas y con una función de filtro muy especial, actuando como barrera de permeabilidad).

La cutícula embrionaria: Una capa transparente y altamente elástica que queda separada del embrión por la membrana cuticular interna (que se transforma en membrana de eclosión durante el proceso de incubación).

Figura 3. Desarrollo del quiste de Artemia desde la incubación en agua de mar (AM) hasta la liberación del nauplio.

El embrión es una fase indiferenciada de gástrula que se encuentra en un estado completamente ametabólico con niveles de agua inferiores al 10%; por lo que su metabolismo se haya en una fase de parada reversible. La viabilidad del embrión se ve afectada cuando los niveles de agua exceden del 10% (comenzando la actividad metabólica), y cuando los quistes son expuestos al oxígeno (por ej. poniendolos al aire); en presencia de radiaciones cósmicas de oxígeno se produce la formación de radicales libres que destruyen los sistemas enzimáticos específicos de los quistes ametabólicos de Artemia.

3.2. Observaciones externas de los quistes en desarrollo.

En la Figura 3 está representado un esquema del desarrollo de un quiste de Artemia, desde la incubación en el medio de eclosión hasta la liberación del nauplio.

Cuando se incuban en agua de mar, los quistes bicóncavos se hinchan adoptando una forma esférica en el plazo de 1 a 2 horas. Una vez completamente hidratados, el diámetro del quiste ya no varía. Transcurridas de 15 a 20 horas desde la hidratación, la cáscara del quiste, (incluyendo la membrana cuticular externa) estalla (=breaking o estado E-1) con lo que se hace visible el prenauplio rodeado de la membrana de eclosión. El embrión deja definitivamente la cáscara (estado E-2) y cuelga hacia abajo de la cáscara vacía (la membrana de eclosión puede estar aún unida a la cáscara). A través de la transparencia de la membrana de eclosión se puede seguir la diferenciación del prenauplio hasta el estado I de larva de nauplio, el cual comienza a mover los apéndices. Poco tiempo después, la membrana de eclosión se romperá (“hatching”) liberando la larva nadadora de Artemia (comenzando por la cabeza).

Figura 4. Relación entre la concentración de glicerol en los quistes (- □ -), el nivel de glicerol en el medio (- o -), el porcentaje de quistes en fase de “ruptura” (- • -) y el tiempo de incubación de quistes de Artemia a 3 concentraciones diferentes de NaCl (NaCl 0,25 molar = 14,6% de salinidad (según Clegg, 1964)

3.3. Metabolismo de los quistes de Artemia en desarrollo

Los quistes secos son altamente higroscópicos, incorporando agua a gran velocidad, por ejemplo en las primeras horas el volumen del embrión hidratado aumenta más de un 100%. Una vez completamente hidratado (asimilación del 140% de agua) se puede iniciar el metabolismo activo a condición de que los quistes estén suficientemente iluminados. El efecto activador de la luz es esencial para que comience el metabolismo de la mayoria de los quistes. A intensidades de luz demasiado bajas, la tasa de eclosión se retrasa o simplemente no se produce.

El metabolismo aeróbico en el embrión enquistado asegura la conversión de la trealosa, como carbohidrato de reserva, en glicógeno (como fuente de energía) y glicerol que son acumulados por el embrión en la membrana cuticular externa. El incremento en la concentración de un producto altamente higroscópico como es el glicerol, ocasiona un mayor aumento en la asimilación de agua por el embrión a través de la membrana cuticular externa. Como consecuencia de este fenómeno se produce un aumento de la presión osmótica en el interior de la membrana cuticular externa

hasta que se alcanza un punto crítico, momento en el cual se produce la ruptura de esta membrana y de la cáscara del quiste (= “breaking”). La ruptura de la cáscara va acompañada de la liberación de todo el glicerol al medio de cultivo.

Dicho de otro modo, el metabolismo de los quistes de Artemia, con anterioridad a la ruptura, es un sistema regulatorio hiperosmótico trealosa-glicerol. Esto significa que la ruptura se puede producir en ausencia de sales y que a medida que aumentan los níveles de salinidad en el medio de eclosión, se necesitan mayores concentraciones de glicerol para alcanzar el punto crítico de presión osmótica necesario para que se produzca la ruptura de la cáscara (por diferencia entre la presión osmótica dentro y fuera del quiste). De esta forma cuanto mayor es la salinidad en el medio, mayor cantidad de glicerol tiene que ser producido, alargandose con ello el período de eclosión y de ruptura y disponiendo de menos reservas energéticas para el nauplio (ver Figura 4)

Figura 5. Efecto del pH en el medio de incubación sobre la actividad de la enzima de eclosión de los embriones de Artemia (según Sato, 1967).

Tras la ruptura de la cáscara el embrión entra en contacto directo con el medio externo a través de la membrana de eclosión. En ese momento ya es activo un

sistema osmoregulatorio iónico; el desarrollo óptimo hasta larva nauplio libre y nadadora no quedará asegurado hasta que la composición iónica del medio de eclosión sea similar a la del agua de mar y con un pH comprendido en el intervalo entre 8 y 9 (ver Figura 5).

El embrión empieza entonces a diferenciarse en una larva nauplio móvil. Un enzima de eclosión es segregado en la zona de la cabeza del nauplio. Este debilita la membrana de eclosión a través de la cual el nauplio móvil se libera en el medio de cultivo.

3.4. Tolerancia a la temperatura de los quistes de Artemia

Los quistes secos (con un contenido en agua entre el 2 y el 5%) son muy resistentes, por ej., la viabilidad de la eclosión no se ve afectada en un intervalo de temperatura entre -273 y 60°C pudiendo tolerar hasta 90°C si las exposiciones son de breve duración (en realidad las exposiciones deberán ser más cortas a medida que la temperatura aumenta).

Los quistes hidratados (completamente hidratados en el medio de cultivo) tienen una tolerancia a la temperatura muy específica (ver esquema en la Figura 6):

Una interrupción del metabolismo (= muerte del embrión) se produce por debajo de -18°C y por encima de 40°C.

Una interrupción reversible del metabolismo se produce (= sin que la viabilidad se vea afectada) en un intervalo de temperaturas que varía entre -18°C y 4°C y entre 32°C y 40°C (una exposición de larga duración a este último intervalo de temperaturas ocasiona un retraso progresivo de la tasa de eclosión. Los límites superiores e inferiores de temperatura pueden variar ligeramente de cepa a cepa).

El metabolismo activo actua en el interválo de temperatura entre 4° y 32°C; aunque si bien el porcentaje de eclosión permanece constante, los nauplios eclosionan antes a medida que la temperatura es más alta.

Figura 6. Diagrama esquemático del efecto de las temperaturas del agua sobre el metabolismo del quiste de Artemia para valores comprendidos entre -20°C y más de 40°C

TABLA II

Datos de porcentaje de eclosión (H%), eficiencia de eclosión (HE), tasa de eclosión, peso seco naupliar, contenido energético naupliar y biomasa de eclosión (HO) de nauplios de Artemia eclosionados de quistes de diversos orígenes bajo condiciones estandar (35% ; 25°C)

Origen de los quistes

H% HE T0 T10 T90 Ts Peso seco indv. del

nauplio (μg)

Contenido energético indv. del nauplio

(10-3 julios)

HObiomasa naupliar (mg/g

de quistes(nauplios/g) (hrs) (hrs) (hrs) (hrs)

San Francisco Bay, Ca-USA

lote 288–2596 71.4 267,200 15.0 15.5 20.5 5.0 1.63 22.48 435.5

lote 288–2606 - 259,200 16.4 16.9 23.2 6.3

lote 236–2016 - 249,600 25.8 28.4 37.6 9.2

San Pablo Bay, Ca-USA

84.3 259,300 13.9 15.1 20.1 5.0 1.92 21.33 497.7

Macau, Brasil lote 871 172

82.0 304,000 15.7 19.3 23.7 4.4

lote 87 500 - 182,400 16.4 16.0 29.1 13.1 1.74 22.52 529.0

Mayo 178 - 297,600 14.7 17.5 21.9 4.4

Barotac Nuevo, Filipinas

78.0 214,000 14.7 15.7 22.0 6.3 1.68 22.74 359.5

Great Salt Lake, UT-USA

43.9 106,000 14.1 14.7 21.7 7.0 2.42 22.35 256.5

Shark Bay, Australia 87.5 217,600 20.3 21.1 28.1 7.0 2.47 23.33 537.5

Chaplin Lake, Canada

65,600 14.3 15.7 33.0 17.3 2.04 21.94 133.8

Buenos Aires, Argentina

62.8 193, 600 16.1 17.3 22.6 5.3 1.72 22.02 333.0

Lavalduc, Francia 75.8 182,400 19.5 20.5 30.5 10.0 3.08 21.76 561.8

Tientsin, China 73.5 129,600 16.0 17.1 27.2 10.1 3.09 22.05 400.5

Margherita di Savoia, Italia

77.2 137,600 18.7 20.0 25.3 5.3 3.33 21.76 458.2

Quistes de referencia de Artemia

45.7 211,000 18.0 - 32.2 - 1.78 22.62 375.6

Leyenda de la abreviaciones:T0 = tiempo hasta la aparición de los primeros naupliosT10 = tiempo hasta que se alcanza el 10% de eclosiónT90 = tiempo hasta que se alcanza el 90% de eclosiónTs = T90 - T10 = medida de la sincronía de eclosión

3.5. Definición de los criterios de eclosión

En la Tabla II se recogen datos específicos para varias cepas de Artemia. Para más detalles sobre la metodologia analítica ver Apéndice I.

3.5.1. Porcentaje de eclosión (H%)= Número de nauplios que pueden ser producidos a partir de 100 quistes hidratados y

conteniendo un embrión; en este criterio no se incluyen impurezas o quistes defectuosos, ej. cáscaras rotas, arena, sal, etc.

3.5.2. Tasa de eclosión (HR) (ver curvas de eclosión en la Figura 7).

Este criterio se refiere al tiempo transcurrido desde que comienza la incubación (hidratación de los quistes) hasta la liberación del nauplio (eclosión). Considerandose los siguientes intervalos de tiempo:

T0 = Tiempo de incubación hasta que aparecen los primeros nauplios nadadores.

T10 = Tiempo de incubación hasta que aparece el 10% del total de losnauplios eclosionables.

T90 = Tiempo de incubación hasta que aparece el 90% del total de los nauplios eclosionables.

T5 = T90 - T10; este valor da una idea de la sincronía de la eclosión.

3.5.3. Eficiencia de eclosión (HE)= Número de nauplios que se producen a partir de 1 gramo de quistes secos cuando se

les incuba bajo condiciones estandar de eclosión (48 horas de incubación, agua de mar de 35‰ saturada de oxígeno a 25°C, mínimo de 1000 lux de iluminación y pH entre 8.0 y 8.5).

Figura 7. Curvas de eclosión de diferentes lotes de quistes procedentes de Macau, Brasil (A) y San Francisco Bay, California_US (B) (según Vanhaecke y Sorgeloos, 1982).(las curvas de eclosión fueron calculadas de la siguiente forma: los valores medios de las 4 submuestras, tomadas cada hora, por ensayo, están expresadas como porcentaje del valor máximo de eclosión; en cada prueba se empleó para calcular las líneas de regresión no lineales el porcentaje medio de los tubos duplicados según el

método de las polinomiales ortogonales; un análisis de varianza de esas líneas de regresión muestran el mejor ajuste que representa la curva de eclosión):

3.5.4. Biomasa de eclosión (HO)= Peso seco de biomasa de nauplios que son producidos a partir de 1 gramo de quistes

secos cuando son incubados bajo las condiciones estandar de eclosión (ver apartado 3.5.3.).

= HE X peso seco individual del estado I de nauplio de la misma cepa producido bajo las condiciones estandar de eclosión (ver Tabla II).

4. RECOGIDA, PROCESADO Y CONSERVACION DE QUISTES

4.1. Lugares de recogida - barreras para quistes - útiles de recogida

En la mayoría de las poblaciones de Artemia los quistes producidos flotan en la superficie de las aguas y son arrastrados por el viento y las olas. En lugares donde la dirección del viento es cambiante, los quistes pueden ser transportados durante un largo período de tiempo antes de ser depositados en las orillas. En ese lapso de tiempo los quistes pueden eclosionar cuando se producen estratificaciones de salinidad (ej. tras un período de lluvia los quistes pueden desarrollarse en la capa de agua dulce o de baja salinidad que se forma sobre la columna de agua hipersalina).

Cuando los antecedentes (ej. momento de la deposición) de los quistes acumulados en las márgenes son desconocidos, una rápida comprobación sobre el terreno nos mostrará si la cantidad de quistes rotos o vacíos no es excesivamente alta, para ello se pueden aplicar diferentes métodos, asi por ej.:

Observación con un microscopio de campo Control de la capacidad de hinchamiento de los quistes por hidratación de 2 ml

de quistes en una probeta con agua dulce; y observando si al cabo de 1 a 2 horas el volumen de los quistes (ahora hidratados) se ha duplicado.

Control de la cantidad de quistes llenos por eliminación de la cáscara (disolviendola); para ello suspender una pequeña cantidad de quistes en una solución de hipoclorito (lejía doméstica); al cabo de 5 minutos las cáscaras se habrán disuelto y los embriones (con un ojo nauplial evidente y con colores que van del blanco al anaranjado) podrán ser observados.

Los quistes serán recogidos tan pronto como sea posible tras su deposición (acumulación) de manera a asegurar una calidad de eclosión máxima, ya que:

Los quistes de color pálido (= bajo contenido en hematina en el corión) no están bien protegidos (la viabilidad del embrión) contra las radiaciones ultravioletas de la luz solar.

Los quistes que se secan en las orillas pueden ser, eventualmente, transportados por el viento.

Los quistes pueden ser expuestos a ciclos repetidos de hidratación/deshidratación (a causa de la lluvia o de una humedad elevada) y perder (parcialmente) su reserva energética (ocasionando una disminución en la capacidad de eclosión o en el contenido calórico).

Figura 8. Instalación de barreras para mantener los quistes en el agua.

Una garantía máxima de buena calidad de eclosión y al mismo tiempo una reducción en la contaminación por impurezas están aseguradas, cuando los quistes son recogidos de la superficie del agua en lugar de en las orillas. Con esta idea es

aconsejable hacer abrupta la pendiente de los muros o diques; o bien instalar barreras para quistes en el agua cerca de la orilla (ver Figura 8).

La recogida de los quistes flotantes, libres de adultos de Artemia, es mejor hacerla con una red sumergida de doble malla (ver Figura 9).

Cuando las aguas están muy agitadas y se produce abundante espuma, los quistes son atrapados y se pierden con la espuma que se lleva el viento. En estos casos se instalarán rompeolas paralelos a la barrera para quistes en dos ó más filas (con una distancia aproximada entre ellas de 1 m). Palos flotantes de bambú (o de otro material) pueden ser usados con esta finalidad (ver Foto 15).

Los quistes recogidos se almacenarán en recipientes cerrados llenos de salmuera saturada (preparada con sal de salina); es aconsejable agitar regularmente (por ej. una vez al día) los quistes flotantes para lograr una deshidratación adecuada de todos ellos; comprobar que tras la adición de nuevos lotes de quistes recolectados la salmuera mantiene su nivel de saturación (= presencia de sal en el fondo del recipiente) para asegurar una deshidratación de los quistes. Este tratamiento con salmuera reducirá el contenido en agua de los quistes hasta aproximadamente el 20% y al mismo tiempo, limpiará los quistes de los desechos e impurezas de mayor tamaño (por ej. arena que precipitará con la salmuera).

Los quistes serán procesados (es decir, limpiados, secados y envasados), preferentemente, tras un período de tiempo no superior a un mes desde su conservación en salmuera.

Figura 9. Red sumergible de doble malla

Fotografía 15. Postes flotantes de bambu usados como rompeolas para la cosecha de quistes de Artemia

1 LIMPIEZA CON SALMUERA

eliminación de desechos grandes y pequeños por filtración eventualmente eliminación de desechos pesados por flotación

2 LIMPIEZA CON AGUA DULCE Y SECADO

Lavado con agua dulce eventualmente deshidratación por centrífuga eventualmente separación de desechos ligeros con agua dulce eventualmente deshidratación por centrífuga secado por aire

(lecho estático, lecho fluidizado, secador rotatorio)

ENVASADO

(eventualmente tamizado y/o eliminación de desechos ligeros por clasificación con aire)

Figura 10. Diagrama esquemático de las distintas etapas relacionadas con el procesado de los quistes.

4.2. Procesado (ver esquema en la figura 10)

Un procesado adecuado de los quistes es un factor de importancia crucial para garantizar una calidad de eclosión máxima del producto. Los quistes no solo deben ser hidratados a un nivel lo suficientemente bajo (para la desactivación de la diapausa, como se verá más adelante), sino que la calidad del producto vendrá tambien determinada por la tasa con la que el agua es eliminada y por una limpieza eficiente de materiales extraños (por ej. quistes rotos, sal, suciedad).

La mejor forma de hacer el procesado de los quistes, para la mayoría de las cepas de Artemia deberá seguir los siguientes pasos:

Separación de tamaños con salmuera Separación por densidad en salmuera Lavado con agua dulce

Separación por densidad en agua dulce Secado

4.2.1. Separación de tamaños con salmuera

En este capítulo, se engloba la eliminación de desechos (mayores y menores que los quistes, por ej. plumas, arena, trozos de madera) por tamizado, del producto recogido sobre tamices de mallas diferentes (ej. 1 mm, 0.5 mm, y 0.15 mm). Este sistema de procesado se puede efectuar en el mismo lugar de la recogida, empleando el agua del mismo estanque. Para cantidades grandes, es mejor hacer el tratamiento en un centro general de lavado situado cerca del área de cristalización, con el fín de facilitar el uso de salmueras saturadas (ej. por medio de bombas). Los quistes (tanto aquellos intactos como las cáscaras rotas) más las partículas con un tamaño similar al de los quistes, quedan retenidas en el último tamiz de la serie. Un lavado extra (rociando a presión) de los tamices superiores, permitirá asegurar la recuperación de los quistes que pudiesen haber quedado adheridos a desechos de mayor tamaño. La salmuera es eliminada de estos quistes parcialmente limpios, exprimiendolos manualmente. Los quistes húmedos escurridos pueden ser almacenados en sacos dentro de recipientes cerrados, llenos de salmuera, o pueden ser mezclados con sal bruta para lograr una deshidratación adecuada. Cuando este producto escurrido vaya a ser eclosionado en el plazo de unas pocas semanas se le puede considerar como una fuente comercial válida de quistes de Artemia (ej. mercado local en Tailandia).

4.2.2. Separación por densidad en salmuera

Para una eliminación más refinada de las partículas de desechos de un tamaño similar al de los quistes, se transferirá el producto húmedo, recogido del último tamiz de la serie de lavado, a un recipiente (preferentemente de base cónica o piramidal) lleno de salmuera saturada y con una ligera aireación por debajo de la superficie líquida (con ello se desharán los grumos de quistes y desechos). Los quistes llenos y vacíos, y los desechos más ligeros flotarán, mientras que las partículas más pesadas precipitarán. Cuando todas estas partículas pesadas han sedimentado se retira la aireación y los quistes son recogidos de la superficie del agua.

4.2.3. Lavado con agua dulce

Para continuar con el procesado de los quistes, estos deberán ser lavados minuciosamente con agua dulce para eliminar los restos de sal. Utilizar un filtro de saco (eventualmente un saco de arroz) con una luz de malla no superior a 150 micras. Esta fase de lavado no deberá durar más de 5 a 10 minutos.

4.2.4. Separación por densidad en aqua dulce

Transferir los quistes a un contenedor con base cónica o piramidal y lleno de agua dulce; no utilizar agua fría ya que su densidad es mayor. Agitar la superficie (ej. por aireación) para deshacer los grumos de quistes. Los quistes llenos sedimentarán mientras que los quistes vacíos y los desechos ligeros flotarán. Esta separación con

agua dulce no deberá durar más de 15 minutos, ya que si no los quistes alcanzaran el nivel de hidratación que pone en marcha su metabolismo. Recoger los quistes llenos sobre una malla (150 micras). Eliminar el exceso de agua escurriendo con fuerza la malla y rodearla repetidas veces con una tela o papel absorbente. El exceso de agua se puede eliminar de una manera más efectiva colocando la malla en una centrifuga (por ej. una centrifuga de lavandería).

4.2.5. Secado

Tras el tratamiento con agua dulce, el contenido hidrico de los quistes deberá ser reducido, lo antes posible por debajo del nivel crítico del 10% a fin de detener la actividad metabólica.

Aunque los efectos metabólicos no son todavía completamente conocidos, hemos aprendido de varios experimentos sobre este tema que la calidad de los quistes depende de la técnica de secado; por ej. pueden verse afectadas las eficiencias de eclosión, la tasa de eclosión y el contenido energético (ver resultados en la Tabla III y Figura 11).

En resumen, unos resultados óptimos se obtienen asegurando un secado rápido y homogeneo de todos los quistes a temperaturas por debajo de 40°C.

Dependiendo del equipamiento disponible, se pueden aplicar varias técnicas:

4.2.5.1. Secado en capa al aire libre

Esparcir los quistes en capas finas de espesor uniforme (no superior a unos pocos milimetros) sobre la superficie de secado, consistente en una mesa o bandejas hechas de un enrejado metálico cubierto con una muselina de algodón (manteniendo el tejido bien estirado). El mejor esparcimiento de los quistes se logra usando un tamiz de 3–5 mm a través del cual son granulados los quistes escurridos (eventualmente se puede forzar el paso de los quistes a través de la malla del tamiz de forma manual). Colocar los bastidores de secado, bajo techo, al aire libre. Asegurar una buena renovación de aire para lograr un secado efectivo. No exponer los quistes directamente a la luz solar, ya que esto podria resultar en un aumento critico de la temperatura en el interior de los quistes (por absorción del calor en la cáscara oscura) o en una lesión del embrión por radiaciones ultravioletas (especialmente cuando se trata de quistes de color pálido).

TABLA III

Efecto de las condiciones de secado sobre la eficiencia de eclosión de los quistes de la Lavalduc, Francia

Condiciones de secado Eficiencia de eclosión(nauplios/g de

quistes)

MétodoTemperatura(°C)

Espesor de la capa del quiste (cm)

x sx

Estufa

30 1.5 60 120 9 760

30 0.5 149 600 10 240

(154 120)1 (7 600)

38 1.5 150 880 7 600

38 0.5 181 360 9 600

(179 200) (10 100)

Secador de lecho fluidizado 35 182 400 6 400

(181 960) (6 920)

Control (quistes no procesados)

178 640 (8 840)

1 Entre paréntesis se recogen los datos de los mismos quistes después de haber sido almacenadosal vacio durante 1 mes

Figura 11. Efecto de las condiciones de secado sobre la tasa de eclosión de quistes de Artemia: (A) quistes indubados inmediatamente después de haber sido secados, (B) los mismos quistes incubados después de haber sido conservados al vacio durante un mes (el cálculo de las curvas de eclosión se realiza como en la Figura 7) (según Vanhaecke y Sorgeloos, 1982).

Redistribuir la capa de quistes sobre la tabla de secado tras removerla a intervalos regulares (inicialmente cada hora) como medio para garantizar un secado homogeneo

del material (los quistes situados en la superficie estarán mejor expuestos al aire que aquellos que se encuentran cubiertos).

El secado se prolongará hasta conseguir un peso constante, es decir hasta que el contenido en agua sea inferior al 10% (preferiblemente entre el 2 y el 5%). Esto se verificará por un análisis de contenido hídrico (ver Apéndice 2). Los quistes están suficientemente secos cuando forman un polvo fluido.

El secado al aire se iniciará siempre por la mañana. Si al llegar la puesta del sol los quistes no están suficientemente secos, se recogerán y'almacenarán en un recipiente estanco hasta la mañana siguiente en que se continuará el secado (dada la higroscopicidad de los quistes, estos pueden captar agua durante la noche, cuando las temperaturas caen y se forma el rocio).

4.2.5.2. Secado en capa en estufa

Situar las bandejas de secado (ver en la sección anterior para la elección del material e incluso para la distribución de los quistes) en una habitación a temperatura controlada o en una estufa a 35–38°C; asegurar un buen intercambio de aire y/o la presencia de un material higroscópico (ej. silicagel, CaCl2). Realizar igualmente una redistribución regular de los quistes.

4.2.5.3. Lecho fluidizado y secado rotatorio

El secado más rápido y en consecuencia el más homogeneo, se logra cuando los quistes son mantenidos en continuo movimiento con un aire seco, de esta forma todos los quistes son secados individualmente y al mismo tiempo.

En un secador de lecho fluidizado (ver esquema en la Figura 12), los quistes son secados en una corriente continua de aire que los mantiene en suspensión en la cámara de secado.

Figura 12. Esquema de un secador de lecho fluidizado para quistes de Artemia

En un secador rotatorio (ver esquema en la Figura 13) los quistes están sometidos a un movimiento continuo por rotación del contenedor (por ej. 5 rpm); un flujo continuo de aire a través del cilindro giratorio (ej. un ventilador instalado en uno de sus extremos) asegura un secado adecuado.

4.2.6. Métodos específicos de desactivación de la diapausa

Los quistes recién depuestos no se desarrollan inmediatamente en nauplios, incluso aunque, las condiciones del medio sean favorables para la incubación y posterior desarrollo embrionario hasta la eclosión. Estos quistes permanecen en un estado de diapausa, lo que significa que toda actividad metabólica está reversiblemente interrumpida. Unicamente con la desactivación de esa diapausa, los quistes pueden continuar su desarrollo una vez incubados en unas condiciones adecuadas de eclosión.

En la mayoría de las cepas de Artemia la desactivación de la diapausa se logra por deshidratación de los quistes durante el procesado (por ej. por deshidratación en salmuera y/o secado al aire). Sin embargo, en algunos lotes de quites se ha observado que las técnicas normales de procesado no producen una alta calidad de eclosión, lo que indicaría que se necesita algún método específico de desactivación de la diapausa (ver revisión en Lavens y Sorgeloos, 1986).

Las siguientes técnicas han demostrado ser adecuadas para su aplicación a quistes de orígenes específicos (un resumen de los resultados está recogido en la Tabla IV):

4.2.6.1. Técnicas de congelación

Los mejores resultados se has obtenido usando quistes limpios conservados en salmuera saturada de NaCl (ej. 300 g/l)

Colocar los recipientes que contienen la salmuera y los quistes en el congelador a -25°C durante al menos 1–2 meses.

Tras el período de almacenamiento en frío aclimatar los recipientes con los quistes a la temperatura ambiente, durante una semana como mínimo, antes de proceder a su secado o a su incubación para la eclosión.

Figura 13. Esquema de un secador rotatorio para quistes de Artemia.

TABLA IV

Efecto de varios métodos de desactivación de la diapausa sobre la eclosión de quistes de Great Salt Lake, realizado bajo condiciones de laboratorio (según Lavens et al., 1986c)

Métodos específicos de inhibición de la diapausa Porcentaje de eclosión

Control

   quistes recién liberados y procesados 1

conservación

   durante 3 meses a temperatura ambiente 4

deshidratación con MgCl2 3

secado

   24h a 35°C 11

deshidratación/hidratación

   1 ciclo 2

   2 ciclos 5

hibernación

   8 semanas a 4°C 6

   4 semanas a -25°C 31

   24 semanas a -25°C 71

peróxido (3% H2O2)

   10 minutos 18

   30 minutos 77

combinación de hibernación y peróxido 86

4.2.6.2. Tratamiento con agua oxigenada (peróxido)

Preparar una solución al 3% de H2O2 (obtenible en las farmacias donde se vende como agente desinfectante; comprobar que el producto es reciente y que se encuentra aún activo)

Preparar una suspensión con los quistes procesados, a una densidad de 10 a 20 gramos de peso seco por litro de solución; utilizar un recipiente cónico con aireación desde el fondo para mantener los quistes en suspensión.

Tras 30 minutos, recoger los quistes sobre un tamiz, lavarlos bien con agua dulce e incubarlos para una eclosión normal.

4.2.6.3. Ciclos de hidratación-deshidratación

Los quistes secos se incuban en agua dulce a una temperatura de 25–30°C y a una densidad de 50 g por litro; utilizar un recipiente cónico con aireación desde el fondo, para mantener los quistes en suspensión.

Tras 2 horas recoger los quistes hidratados sobre un tamiz y transferirlos a una salmuera saturada de NaCl (300 g/l); asegurar una buena suspensión de los quistes en la salmuera y mantenerlos en estas condiciones durante un mínimo de 24 horas.

Recoger los quistes deshidratados en un tamiz y lavarlos con agua dulce para eliminar los restos de salmuera.

Repetir tres veces este ciclo de hidratación-deshidratación. Tras la última hidratación, los quistes serán inmediatamente puestos a

eclosionar o a secar.

TABLA V

Efecto de distintas condiciones de conservación sobre la eclosionabilidad1 de quistes de Artemia procedentes de dos localidades (según Vanhaecke y Sorgeloos, 1982)

Condiciones de conservación

San Francisco Bay (1 año de almacenamiento)

Macau (2 años de almacenamiento)

Oxígeno 70 56

Aire - 83

Nitrógeno 101 91

Vacio 100 98

Salmuera 20°C 66 74

              -20°C 76 -

1 Expresada como porcentaje del resultado obtenido con la muestra original

4.3. Almacenamiento y envasado de los quistes

Los quistes de Artemia secos son muy higroscópicos y cuando se los deja al aire libre pueden hidratarse y alcanzar el estado de ruptura. Por ello, se deben almacenar los quistes en recipientes estancos para asegurar que su contenido hídrico permanezca por debajo del nivel crítico del 9% .

Para un almacenamiento a largo plazo, deberán ser envasados en ausencia de oxígeno para prevenir la formación de radicales libres (resultando en una interrupción irreversible del metabolismo de eclosión). Esto se puede lograr haciendo el envasado en latas al vacío. La conservación en atmósfera de nitrógeno ha sido tambien aplicada con éxito; con el fín de lograr que los alveolos de la cáscara no guarden oxígeno, se debe hacer circular el nitrógeno 2ó3 veces o añadirlo tras la aplicación del vacío.

Datos sobre el efecto de diversas condiciones de almacenamiento en el porcentaje de eclosión y en la tasa de. eclosión de los quistes están recogidos respectivamente en las Tablas 5 y Figura 14.

Figura 14. Efecto de las condiciones de conservación sobre la tasa de eclosión de quistes de Artemia (el cálculo de las curvas de eclosión se realiza como en la Figura 7) (según Vanhaecke y Sorgeloos, 1982).

5. PRODUCCION DE NAUPLIOS DE ARTEMIA Y QUISTES DECAPSULADOS PARA USARLOS COMO ALIMENTO EN

CENTROS DE PUESTA DE PECES Y CRUSTACEOS

5.1. Técnicas para la eclosión de quistes y la separación de nauplios de los desechos de eclosión

5.1.1. Parámetros críticos para una eclosión óptima

Existe una extensa bibliografia sobre la eclosión de los quistes de Artemia (ver revisión en Sorgeloos, 1980). En estos trabajos, la producción de nauplios por incubación de los quistes en agua de mar se presenta como un método muy simple. Sin embargo, cuando se trabaja a gran escala y con altas densidades de quistes, algunos paraámetros pueden ser criticos para asegurar unas eficiencias de eclosión máximas. Expresandolos de forma resumida tendriamos:

5.1.1.1. Temperatura

La temperatura deberá mantenerse en el intervalo de 25–30°C. A temperatura por debajo de 25°C la eclosión es más lente y por encima de 30°C el metabolismo de los quistes se detiene irreversiblemente. Es mejor mantener una temperatura constante en el medio de eclosión (ej. usándo calentadores y termostatos) para obtener una producción máxima de nauplios en estado I (con un contenido energético máximo según veremos más adelante) en el mismo periodo de incubación; para ello se deben poner a punto métodos rutinarios de eclosión y recogida de nauplios, asegurando unos resultados de eclosión constantes, independientemente de las fluctuaciones estacionales de la temperatura.

5.1.1.2. Salinidad y pH

Por razones de conveniencia práctica, se usa mayormente el agua de mar para la eclosión de los quistes. Sin embargo, a una salinidad de 5‰ aumenta la tasa de eclosión (ya que se tiene que producir menos glicerol, ver sección 3.3.) y se han registrados eficiencias de eclosión más elevadas para algunas cepas de quistes, teniendo los nauplios un mayor contenido energético (ver Tabla VI). A pesar de todo, aconsejamos utilizar agua de mar natural diluida con agua dulce hasta 5%., complementandola con 2 g por litro de NaHCO3 industrial ó bin preparar una solución de eclosión a base de sales industriales y agua dulce siguiendo la fórmula dada en la Tabla VII. Es esencial incrementar las cantidades de tampón cuando se eclosionan grandes densidades de quistes (= gran producción de CO2), con el fín de mantener los niveles de pH por debajo de 8.0 (ver sección 3.3).

La salinidad de los medios de eclosión puede ser fácilmente controlada con la ayuda de un densímetro o de un refractómetro. En el Apéndice 3 se presenta una tabla de conversión entre varias unidades de medida.

5.1.1.3. Oxígeno

A fín de lograr una eclosión máxima (tanto en tasa como en eficiencia), se recomienda mantener unos niveles de oxígeno por encima de 2 mg/l. Las tasas óptimas de aireación han sido controladas localmente en función del tamaño del tanque y de la densidad de quistes incubados; por ej. para lograr una eclosión máxima de 100 g de quistes en un recipiente de 20 l se debe mantener una tasa de aireación de 7 l de aire/tanque.

La tasa de aireación se puede determinar facilmente midiendo el volumen de agua desplazado por las burbujas de aire en una probeta invertida durante un período de tiempo prefijado (ej. 10 segundos; ver esquema en la Figura 15).

Cuando no es vital alcanzar los niveles aceptables de O2, no se recomienda el uso de piedras de aireación, ya que puede inducir la formación de espuma que podría atrapar los nauplios. La formación de espuma no será un problema si los quistes han sido lavados, después de tenerlos una hora en remojo, o si han sido previamente desinfectados (ver más adelante).

TABLA VI

Efectos de la incubación a baja salinidad sobre el porcentaje de ecolosión, peso naupliar individual, contenido energético naupliar y biomasa de eclosión de quistes de diferentes orígenes geográficos.

origen de los quistes

porcentaje de eclosión

peso seco naupliarcontenido energético naupliar

biomasa de eclosión(mg nauplios/g de quistes)

35%

5%% diferencias

35% 5%% diferencias

35% 5%% diferencias

35% 5%% diferencias

San Francisco Bay

71.468.0

-4.8 1.631.73

+6.1 - - -435.5

440.2

+1.1

San Pablo Bay

84.387.6

+3.9 1.922.02

+5.2a 22.33

22.28

-0.2497.7

544.1

+9.3

Macau 82.086.4

+5.3+1.74

1.75

+1.122.52

22.53

0.0529.0

563.7

+6.6

Barotac Nuevo

78.082.1

+5.2 1.681.78

+5.9a - - -359.5

400.9

+11.5

Great Salt Lake

43.945.3

+3.1 2.422.35

-2.5 - - -256.5

257.0

+0.2

Shark Bay

87.585.8

-1.9 2.472.64

+6.9a - - -537.5

563.3

+4.8

Chaplin Lake

19.552.2

+167.6a 2.042.28

+11.8a 21.94

21.50

-2.0133.8

400.4

+199.3

Buenos Aires

62.873.2

+16.6a 1.721.88

+9.3a 22.02

22.08

+0.3333.0

424.2

+27.4

Lavaldue 75.877.2

+1.8 3.083.05

-1.0 - - -561.8

566.6

+0.8

Tientsin 73.575.0

+2.0 3.093.07

-0.6 - - -400.5

406.0

+1.4

Margherit 77.4 76. -1.0 3.33 3.4 +2.1 21.7 22.0 +1.4 458. 463. +1.0

a di Savoia

4 0 6 6 2 0

Quistes de referencia de Artemia

45.7 60.7

+32.8a 1.78 1.84

+3.3 - - - 375.6

515.7

+37.3

a Significativo al nivel de 0.05

TABLA VII

Agua de mar artificial usada en la eclosión y cultivo de Artemia

Medio de eclosióna Medio de cultivoa

sal marina de evaporación (NaCl) 5.0 31.08

MgSO4b 1.3 7.74

MgCl2 1.0 6.09

CaCl2 0.3 1.53

KClb 0.2 0.97

NaHCO3b 2.0 2.00

a en gramos de sal (calidad técnica) por litro de agua dulceb disolverlo separadamente en agua dulce caliente antes deañadir a la solución otras sales

Figura 15. Diseño esquemático del dispositivo usado para medir las tasas de flujo de aire (en litros/min).

5.1.1.4. Densidad de quistes

En vista de los problemas técnicos encontrados en el mantenimiento de altos niveles de oxígeno sin formación de espuma o sin daños mecánicos a los nauplios eclosionados, se recomienda no sobrepasar densidades de 5 gramos de quistes por litro, especialmente cuando se trabaja con grandes cantidades.

La presencia de una espuma persistente se puede reducir añadiendo unas gotas de algún agente antiespumante no tóxico (ej. silicona antiespumante del tipo usado en las cervecerías).

5.1.1.5. Iluminación

La iluminación de los quistes, al menos durante las primeras horas tras su hidratación, es esencial para lograr una eclosión máxima. Teniendo en cuenta las diferencias que se observan entre las cepas de Artemia (ver Figura 16), es aconsejable para obtener unos resultados óptimos, mantener una iluminación de aproximadamente unos 2000 lux en la superficie del agua. Este nivel de iluminación se logra, principalmente, durante el día en tanques transparentes puestos a la sombra en el exterior. Sin embargo y con el fín de independizarse de las fluctuaciones estacionales, es mejor situar los tanques de eclosión en el interior (siendo aún mejor con control de temperatura, ver anteriormente) y proporcionandoles iluminación artificial, por ej. con tubos fluorescentes instalados cerca de la superficie del agua.

Figura 16. Efecto de la intensidad luminosa sobre la tasa de eclosión de quistes de Artemia de varios orígenes (el cálculo de las curvas de eclosión se realiza como en la Figura 7) (según Vanhaecke et al., 1981)

5.1.1.6. Desinfección de los quistes

Como puede verse en la Foto 16, la superficie externa de la cáscara de los quistes puede estar cubierta con esporas de bacterias y hongos o estar contaminada con impurezas orgánicas. Es evidente que a una densidad elevada de quistes en el medio de eclosión a una temperatura alta, el desarrollo bacteriano puede ser considerable, lo que ocasiona que el medio de eclosión se ponga turbio dando como resultado, eventualmente, una mala eclosión. Por otro lado existen bacterias, que pueden ser per judiciales para las larvas del predador y que pueden ser introducidas en el medio de cultivo de esas larvas junto con los nauplios de Artemia recién eclosionados (ej. cuando estos no han sido adecuadamente lavados).

Con esta finalidad es muy recomendable aplicar unos métodos rutinarios de desinfección:

Introducir los quistes durante 1 ó 2 horas en una solución de 20 ppm de hipoclorito en agua dulce, ej. 285 mg de polvo blanqueador industrial (Ca(OC1)2) en 10 1 de agua dulce para 0.5 kg de quistes; o 4 ml de lejía (con un 5% de producto activo para uso doméstico) en 10 1 de agua dulce para 0.5 kg de quistes; mantener una aireación o agitación fuerte para exponer todos los quistes a la solución desinfectante; el tiempo de desinfección se puede reducir a unos 20 minutos usando mayores concentraciones de desinfectante (ej. 200 ppm). Tras este tratamiento, los quistes serán lavados con agua dulce sobre un tamiz y posteriormente puestos a eclosionar.

Completar la eliminación del corion de los quistes por decapsulación con hipoclorito (ver sección 5.2.).

5.1.2. Montaje práctico para la eclosión

Los mejores resultados de eclosión, con altas densidades de quistes, se pueden conseguir en recipientes transparentes con base en forma de embudo y que están aireados desde el fondo. Nosotros usamos en general sacos plásticos cerrados al calor y con un volumen de hasta 20 1 si están fabricados en polietileno, o hasta 75 l si están hechos en PVC. En realidad, podría servir cualquier recipiente con base en forma de embudo (preferentemente transparente). Esquemas y dimensiones de los recipientes de eclosión utilizados corrientemente en el ARC están representados en la Figura 17.

Fotogragía 16. Microfotografía al microscopio electrónico de barrido de un quiste de Artemia.

A. quiste deshidratado (observar la gran oquedad así como la suciedad que cubre la superficie exterior de la cáscara, las flechas señalan esporas de bacterias y hongos, así como otras materias orgánicas o inorgánicas;

B. y C: gran ampliación de la proliferación de bacterias sobre la cáscara de los quistes hidratados (según Wheeler et al., 1979)

Los recipientes de eclosión están iluminados a una distancia de 20 cm por 2 (sacos de 20 1) ó 4 (tanques de 75 1) tubos fluorescentes de 60 W.

La aireación desde el fondo del tanque de eclosión permite mantener todos los quistes en suspensión en un agua suficientemente oxigenada: ej. a una densidad de 5 g/1 la tasa óptima de aireación es de 7 1 de aire/min en los sacos de eclosión de 20 1, y de 20 1/min en los tanques de eclosión de 75 1. La temperatura de la solución eclosionadora se mantendrá constante en el intervalo de 25 a 30°C tanto por la instalación del dispositivo completo en una habitación climatizada o bien usando calentadores sumergibles conectados con termostatos de acuario. Dado que la forma más económica de usar los quistes de Artemia es la incubación de los mismos bajo unas condiciones constantes durante un período de tiempo específico, para así poder recoger el máximo número de nauplios en estado I, se debería considerar la estandarización de los parámetros descritos anteriormente y eventualmente su automatización.

La incubación de quistes en un tiempo predeterminado (elegido en relación con el momento más conveniente para la cosecha de los nauplios) se puede lograr automáticamente con un bombeo, controlado por un temporizador, del agua de mar en el tanque de eclosión que ya contiene los quistes secos. El montaje que se representa esquemáticamente en la Figura 18 está en funcionamiento rutinario en el ARC desde hace varios años para la producción de nauplios recien eclosionados usados como alimento en el mantenimiento de los cultivos base deMysidiopsis bahia.

5.1.3. Técnicas de cosechado

La recogida de los nauplios de Artemia, más o menos libres de cáscaras vacías y de quistes sin eclosionar, se hace tras deterner la aireación durante 5 a 10 minutos: las cáscaras vacías flotan en la superficie mientras que los nauplios se concentran en la parte inferior del embudo.

Figura 17. Esquemas y dimensiones de los recipientes de eclosión usados en el Centro de Referencia de Artemia

Figura 18. Montaje para la incubación automática de quistes de Artemia (según Léger y Sorgeloos, 1982).

El sifonamiento se iniciará desde la parte más inferior del embudo, con el fín de eliminar primero los desechos y quistes llenos no eclosionados que se habrán acumulado justo por debajo de los nauplios. Dado que la mayoría de los nauplios tienen fototactismo positivo, pueden ser concentrados más rapidamente oscureciendo la parte superior del recipiente de eclosión por ej. con un plástico negro que permite que la luz llegue unicamente a la parte más baja del embudo. Una segunda cosecha de nauplios se puede hacer dejando transcurrir 5 a 10 minutos, tras la primera recogida.

La flotación de las cáscaras de los quistes se puede favorecer aumentando la salinidad, poco antes de la cosecha, con la adición de salmuera saturada o sal bruta. El brusco cambio de salinidad no es per judicial para los nauplios de Artemia, mientras permanezcan en el primer estado de nauplio (estado I).

Las cajas de separación circular para nauplios de Artemia descritas por Persoone y, Sorgeloos (1972, 1975) son muy útiles en el laboratorio (especialmente el tipo representado en la Figura 19) pero demasiado complejas para su aplicación a escala comercial en centros de acuicultura (“hatcheries”).

Con aquellas cepas que tienen una pobre sincronía de eclosión (ej. con valores de Ts de más de 10 horas, ver Tabla II) se puede hacer una primera recogida algunas horas

antes de que se alcance la máxima eficiencia de eclosión, con el fín de asegurar un uso óptimo de los nauplios producidos (en su estado I).

Algunas cepas de Artemia (ej. Chaplin Lake-Canada, Great Salt Lake, Utah-U.S.A., etc.) pueden ser dificilmente separadas siguiendo las técnicas descritas anteriormente. Con estas cepas y dado que cualquier contaminación con cáscaras vacías debe ser evitada, se deben utilizar quistes decapsulados (ver sección 5.2.).

Funcionamiento:

El cilindro interno (2) está enroscado sobre el cilindro base central (que posee unas ranuras) hasta fijarlo bien sobre el anillo de caucho (4). La suspensión de eclosión filtrada (conteniendo quistes vacios, rotos y enteros y nauplios eclosionados) es transferida al cilindro interior. El compartimento externo del recipiente se llena con agua de mar hasta el mismo nivel. El cilindro interno se cubre con su tapadera (3) y el separador se ilumina con una luz fuerte. Aproximadamente a los 5 mn, se desenrosca el cilindro central hasta que las aberturas queden al descubierto: dado el fototactismo positivo de los nauplios estos nadan el compartimento iluminado donde se pueden cosechar una vez cerrado de nuevo el dilindro interno enroscandolo fuertemente sobre el anillo de caucho (4).

Figura 19. Esquemas de la caja cilíndrica para separación de nauplios de Artemia de Persoone y Sorgeloos (1972)

5.1.4. Distribución de los nauplios a las larvas en cultivo

Con el fin de prevenir la contaminación de los tanques de cultivo con glicerol, metabolitos de eclosión y bacterias los nauplios de Artemia cosechados se lavarán sobre un tamiz de 125 micras antes de transferirlos a los tanques de cultivo larvario.

Dado que el estado I de los nauplios se desarrolla enteramente a base de sus reservas energéticas, se los deberia cosechar y alimentar con ellos a las larvas de peces y crustáceos en su forma más energética, es decir tan pronto como sea posible despues de la eclosión. La práctica generalizada de mantener los nauplios en agua salada aireada a la temperatura ambiente (principalmente al exterior) produce una pérdida continua del contenido energético al no poderse todavía alimentar (Figura 20).

Como se ha demostrado en repetidas ocasiones, el éxito del cultivo de peces y crustáceos disminuye significativamente si se usan nauplios de mayor edad y que no han sido alimentados (estados II–III) en lugar de aquellos recién eclosionados (estado I). Los problemas no están unicamente ligados a la disminución del valor nutritivo (ej. caida en el peso seco y contenido calórico, ver Figura 21 y Tabla VIII) sino tambien a su incremento de talla (excesivamente grande para el predador), a su mayor tasa de natación (haciendo más dificil su captura para el predador), y a su menor perceptibilidad (de color pálido a transparente en nauplios sin alimentación hasta el color naranja oscuro en Artemia recién eclosionadas).

La conservación de nauplios a la temperatura ambiente (25 C ó más) y a densidades altas resulta además en mortalidades considerables en el plazo de algunas horas, especialmente cuando no existe una aireación suficiente. Cuando se cosecha un exceso de nauplios, se los puede alimentar o enriquecer y utilizarlos posteriormente para alimentar estados larvarios más avanzados (ver más adelante) o bien se los puede conservar a baja temperatura para alimentaciones ulteriores.

Los nauplios recién eclosionados se mantendrán, hasta 48 horas, en el frigorífico (0–4°C) en recipientes moderadamente aireados y a densidades de hasta 15.000 nauplios por ml hasta 48 horas; excepto las cepas de Chaplin Lake (Canada) y Buenos Aires (Argentina) en los que la viabilidad naupliar permanece por encima del 90% (incluso 24 horas despues de la transferencia de los nauplios enfriados al tanque de cultivo a 25°C), las pérdidas energéticas son muy leves y el descenso en el valor nutritivo para las larvas de Mysidiopsis y de carpa es insignificante y en ambos casos mínimo (ver Tabla IX).

CONSUMO DURANTE LA ECLOSION.

CONSUMO DESDE EL ESTADO I A LOS ESTADOS II-III DE NAUPLIO

Figura 20. Comparación del contenido energético individual y del peso seco individual de quistes decapsulados, estado I y estados II y III de nauplios de Artemia de diferentes orígenes geográficos (según Vanhaecke et al., 1983).(SFB: San Francisco Bay, - USA, SPB: San Pablo Bay - USA, MAC: Macau - Brasil, PHIL: Barotac Nuevo - Filipinas, CHA: Chaplin Lake - Canada, ARG: Buenos Aires - Argentina, PR: Bahia Salinas - Puerto Rico, GSL: Great Salt Lake - USA, SB - Shark Bay - Australia, MS: margherita di Savoia - Italia, TIEN: Tientsin - RP China, LAV: Lavalduc - Francia).

Figura 21. Cambios en el contenido energético de nauplios de Artemia durante el paso desde el estado I al estado II-III (recopilado de Benijts et al., 1976)

TABLA VIII

Peso seco individual de nauplios de Artemia de diferentes orígenes geográficos conservados bajo distintas condiciones (según Léger et al., 1983)

Origen de la Artemia Nauplios recién eclosionados Nauplios conservados

24h,2–4°C 48h,2–4°C 24h,25°C

Great Salt Lake 2.42 2.36(-2.5%) 2.22*(-810%) 1.59(-34.3%)*

San Pablo Bay n° 1628 1.92 1.87(-2.6%) 1.75*(-8.0%) 1.36(-29.2%)*

Tientsin 3.09 3.02(-2.3%) 2.85*(-7.8%) 2.37(-23.3%)*

* significativamente diferente al nivel del 0.05

La frecuencia en las operaciones de eclosión y los trabajos consiguientes, se verán muy reducidos con la aplicación de esta técnica de conservación, durante 48 horas, de los nauplios recién eclosionados.

Esta técnica proporciona, además, oportunidades para la automatización en la distribución del alimento. En la Figura 22 se representa un sistema que está en funcionamiento continuo en el ARC, desde hace más de 5 años, para la alimentación cada 3 horas (día y noche) con nauplios conservados de Artemia, de los cultivos base de Mysidiopsis. Al terminar cada aporte de alimento, las líneas de distribución son automáticamente limpiadas con agua dulce ej. las válvulas electromagnéticas se abren 30 segundos antes que la bomba peristáltica se detenga (fácil de conjuntar) y el agua dulce es vertida en los tubos de distribución del alimento; como resultado de la presión hidrostática de la entrada de agua dulce, las válvulas de sentido único cierran el suministro de nauplios y el agua dulce es bombeada por las líneas de alimentación.

TABLA IX

Resultados de los ensayos de cultivo con nauplios de Artemia (Macau, Brasil) almacenados bajo distintas condiciones usados como alimento del misidáceo Mysidiopsis bahia y de las larvas de carpa Cyprinus carpio (según Léger et al., 1983)

condiciones de almacenaje de los nauplios de Artemia

Resultados con Mysis 0 h 24h, 2–4°C 24h,2–4°C

Porcentaje de supervivencia 89.7 + 8.9 96.5 ± 13.5 93.3 ± 13.6

Peso seco individual (μg) 254 ± 28.0a 352.6 ± 55.3b 335.8 ± 33.8b

Longitud individual (μm) 4 376 ± 233 4 591 ± 200 4 593± 220

Características reproductivas

% diferenciación sexual 100 100 100

   % ♂ i  / ♂ 14.6 6.7 3.7

   % ♀ i  / ♀ 53.0 33.0 18.3

   % ♀ *  / ♀ 43.6 53.1 78.0

   %   / ♀ 3.3 13.9 3.7

Resultados con carpa

Porcentaje de supervivencia 95.7 ± 1.4 95.7 ± 1.4 93.3 ± 0.8

Peso húmedo individual 173 ± 2.9a 169.5 ± 6.4a 159.3 ± 3.2b

♂i Macho inmaduro;♀i hembra inmadura;♂ número total de machos;♀ número total de hembras;♀* hembra con huevos en el ovario;

hembra con huevos en el marsupiuma,b Las medias para los diferentes exponentes (a,b) son significativamente diferentes (P<0.05)

Figura 22. Esquema de un sistema automático de distribución de nauplios (según Léger y Sorgeloos, 1982)

Figura 23. Secciones de las membranas externas de la cáscara de un quiste de Artemia, sin tratamiento (A) y decapsulado (B) (modificado de Morris y Afzelius 1967, en Léger et al., 1986)

5.2. Decapsulación de los quistes

5.2.1. Introducción

Como ya se mencionó con anterioridad, la separación de los nauplios de su cáscara no siempre es posible. Los quistes no eclosionados y las cáscaras vacías, causan, a menudo, efectos perniciosos cuando son ingeridos por el predador; ya que al no ser digeridos pueden causar la obstrucción del tubo digestivo (Sorgeloos et al., 1977). Por otra parte como las cáscaras de los quistes están cargadas de bacterias (Wheeler et al., 1979) pueden ocurrir infecciones en los cultivos de peces y crustáceos, tras la

adición de una mezcla de quistes (ó cáscaras) y nauplios. La dura capa externa de color marrón oscuro de los quistes (el corion; Figura 23) se puede eliminar sin afectar la viabilidad del embrión por medio de una exposición, de corta duración, de los quistes hidratados a una solución de hipoclorito, un proceso que se ha denominado decapsulación de los quistes (Sorgeloos et al., 1977).

5.2.2. Metodologia

El método de decapsulación conlleva los siguientes pasos: hidratación de los quistes; tratamiento con la solución decapsulante; lavado y desactivación de los restos de cloro activo; uso inmediato o deshidratación para su almacenamiento.

5.2.2.1. Hidratación de los quistes

Una eliminación completa del corion se puede lograr unicamente cuando los quistes son esféricos; en la mayoría de las cepas la hidratación completa se logra tras 2 horas de incubación en agua dulce o salada a 25°C (el tiempo de hidratación se incrementa cuando disminuye la temperatura y aumenta la salinidad). Se recomienda la utilización de los mismos recipientes, con fondo en forma de embudo usados para la eclosión con el fín de conseguir un hinchamiento homogeneo de los quistes por medio de un burbujeo de aire desde el fondo del tanque.

Tan pronto como todos los quistes estén hidratados, transferirlos a la solución de hipoclorito, ej. recoger los quistes sobre un tamiz de 125 micras, lavar eventualmente para eliminar las impurezas y escurrir el exceso de agua. Una hidratación excesivamente prolongada antes de someter los quistes al tratamiento de hipoclorito parece afectar drásticamente la tasa y la eficiencia de eclosión de los quistes decapsulados. Los quistes hidratados que no puedan ser tratados inmediatamente podrían ser conservados durante algunas horas en el frigorifico (0–4°C).

5.2.2.2. Tratamiento con la solución decapsuladora

Dos tipos de hipoclorito pueden ser utilizados, lejía (NaOCl) o polvo blanqueador (Ca(OCl)2). La actividad de este último producto suele venir indicada en su etiqueta comercial (generalmente, el 70% de actividad en peso). La actividad de las soluciones de NaOCl se pueden determinar por varios métodos, ej. titulación (ver Apéndice 4). El método más sencillo es la determinación del indice de refracción, a condición que la solución sea reciente o que haya sido conservada adecuadamente, por ej. con un refractómetro. En el Apéndice 5 se recoge una tabla de conversión para diversas unidades de medida.

El peso de producto activo en el volumen de la solución decapsuladora por gramos de quistes secos a tratar es idéntico en ambos hipocloritos, (0.5 g de producto activo por gramo de quistes y 14 ml de solución decapsuladora por gramo de quistes).

El producto alcalino usado en ambos tratamientos (para subir el pH de la solución decapsuladora hasta 10) es diferente: en el caso de NaOCl se añaden 0.15 g de

NaOH industrial (= 0.33 ml de una solución al 40%) por gramo de quistes, mientras que en el caso de Ca(OCl)2 se añaden 0.67 g de Na2CO3 ó 0.4 g de CaO.

Las soluciones decapsuladoras se deberán preparar con agua de mar y tendrán que ser enfriadas (eventualmente con la adición de hielo) hasta obtener temperaturas de trabajo de 15 a 20°C.

Ejemplos prácticos para la preparación de soluciones decapsuladoras usando bien lejia, bien polvo blanqueador como fuente de hipoclorito, están descritos en la Tabla X.

Para la solución decapsuladora a base de Ca(OCl)2 es esencial disolver primero el polvo blanqueador antes de añadir el CaO o el Na2CO3. Tras mezclar durante 10 minutos, ej. por medio de una aireación fuerte, se dejará sedimentar la solución, utilizando solo el sobrenadante.

El filtrado y los quistes hidratados son transferidos a la solución decapsuladora, y manteniendolos en continua suspensión, ej. con un agitador manual o por burbujeo de aire desde el fondo cónico del tanque. Comienza una reacción exotérmica, formandose espuma y observandose cambios de color a medida que el corion se va disolviendo, pasando de marrón oscuro hasta gris cuando se usa el hipoclorito de calcio, o desde gris hasta naranja en el caso del hipoclorito de sodio Se controlará regularmente la temperatura de la suspensión, añadiendose eventualmente hielo para prevenir que se alcance la temperatura de 40°C letáal para los quistes. La decapsulación terminará en un plazo de tiempo comprendido entre 5 y 15 minutos.

5.2.2.3. Lavado y tratamiento de desactivación

Tan pronto como el corion haya sido completamente disuelto (lo que se controlará por medio de un microscopio o cuando no se observen más cambios de color o de temperatura) se filtrarán los quistes decapsulados y se lavarán copiosamente con agua dulce (o salada) hasta que el olor a cloro haya desaparecido.

Los residuos de hipoclorito absorbidos sobre los quistes decapsulados serán desactivados en un baño de ácido clorhidrico o acético o incluso más eficientemente con tiosulfato; ej. los quistes serán sumergidos varias veces en una solución 0.1 N de HCl ó HAc; ó bien en una solución al 0.1% de Na2S2O3. Esta desactivación tomará menos de un minuto, tras este tratamiento se lavarán otra vez los quistes con agua dulce o salada. Los residuos de hipoclorito pueden ser detectados poniendo algunos quistes decapsulados en una pequeña cantidad del reactivo almidón-yodo diluido (= almidón, yoduro potásico, ácido sulfúrico y agua). Cuando el reactivo se vuelve azul, el lavado y la desactivación deben continuar. A causa de la eliminación del corion, que contenia cámaras de aire (Figura 23), los quistes decapsulados precipitarán una vez transferidos a agua dulce o salada.

TABLA X

Ejemplos prácticos de composición de soluciones de decapsulación para el tratamiento de 100 gr de quistes secos usando NaOCl ó Ca(OCl)2 como agentes activos.

EJEMPLO 1 : uso de liquido blanqueador concentrado

Indice de refracción de la solución diluida de NaOCl (una parte de NaOCl por una parte de agua dulce): 1.3604

Concentración de producto activo en la solución de NaOCl : (3000 × 1.3604) - 4003 × 2 = aproximadamente a 156 g/l

Cantidad de producto activo necesario para la decapsulación de 100 g de quistes : 100 × 0.5 = 50 g

Volumen necesario de liquido blánqueador (lejía) : 50 × 1000/156 = 320 ml

Cantidad necesaria de NaOH : 0.15 × 100 = 15 g ó 0.33 × 100 = 33 ml 40% de solución

Volumen total de solución de decapsulación : 4 × 100 = 1400 ml

Volumen necesario de agua de mar : 1400 - 320 - 33 = aproximadamente 1050 ml

Quedando la solución de decapsulación formada por: 320 ml de liquido blanqueador 33 ml de solución de NaOH al 40 % 1050 ml de agua de mar

EJEMPLO 2: uso de polvo blanqueador

Actividad del producto al 70 % (en peso) de los ingredientes activos.

Cantidad de producto necesario para la decapsulación de 100 gr de quistes: (100 × 0.5) × 100/70 = 71 g de blanqueador en polvo Ca(OCl)2

Cantidad necesaria de Na2CO3 : 0.67 g (0.04 × 100 = 40 g de CaO) Volumen de la decapsulación (= volumen necesario de agua de mar) : 14 × 100 = 1400 ml

Quedando pues la olución de decapsulación compuesta por : 1400 ml de agua de mar 71 g de blanqueador en polvo 67 g de Na2CO3 (0.40 g de CaO)

Los quistes que no han sido decapsulados adecuadamente y que todavia guardan restos del corion, pueden ser retirados de la superficie en la deshidratación con salmuera (ver más adelante); y eventualmente ser nuevamente decapsulados.

5.2.2.4. Uso directo de los quistes hidratados y decapsulados

Los quistes hidratados y decapsulados pueden ser tanto eclosionados inmediatamente, como ser hidratados y conservados o bien ser ofrecidos directamente como fuente alimenticia a las larvas de los predadores (ver más adelante). En caso necesario, pueden ser conservados durante algunos dias en el frigorífico a 0–4° C. Como ya se ha mencionado anteriormente es fundamental asegurar una circulación suficiente en el tanque de cultivo a fin de mantener esos quistes en suspensión. Dado que los quistes decapsulados son considerablemente más pequeños que los nauplios recíen eclosionados, es por 10 que esos quistes pueden ser empleados en la alimentación de algunos estados larvales previos de ciertos predadores: ej. los quistes decapsulados de la cepa San Francisco Bay (CA-USA) tienen un diámetro medio de solo 210 micras mientras que los nauplios tienen una talla de 428 decapsulados es aproximadamente 50% más pequeño que el de los nauplios.

Los quistes decapsulados e hidratados pueden ser incubados bajo condiciones óptimas de eclosión para la producción de nauplios (ver apartado 5.1.1.). En este tipo de eclosión, la separación de las cáscaras ya no es necesaria; con lo que los nauplios son filtrados, lavados y ofrecidos a las larvas de los predadores.

Los quistes dehidratados pueden ser conservados durante aproximadamente, una semana entre 0–4 C sin disminución de la eficiencia de eclosión. Con ello es posible decapsular la cantidad de quistes necesaria para una semana y dividirla en porciones que se conservanán en el frigorífico entre 0–4 C.

5.2.2.5. Deshidratación y conservación

Como terminación de las técnicas de desactivación y lavado, los quistes decapsulados, que van a ser conservados durante más de una semana, deben ser deshidratados, para ello los quistes son recogidos sobre una malla de 120 micras y posteriormente son transferidos a una solución de salmuera saturada a una densidad de 1 g de quistes (secos)/10 ml. Dado que con su puesta en salmuera los quistes hidratados liberan agua, la salmuera deberá ser renovada tras una o dos horas, o bien se deberá añadir más sal a la solución.

La preparación de la salmuera se puede hacer automaticamente con el uso de una variante modificada del “Brinomat Sterling” como la descrita esquematicamente en el Apéndice 6. Con este simple aparato se produce continua y automáticamente salmuera saturada, y al mismo tiempo filtrada, por medio de un flujo de agua dulce por gravedad a través de varias capas compactas de sal bruta.

Durante una noche de deshidratación (o durante un minimo de 3 horas a la temperatura ambiente de la sal) los quistes habrán liberado el 80% de su contenido acuoso celular y al suspender la aireación los quistes decapsulados, con su forma actual de granos de café, sedimentarán. Los quistes serán recogidos sobre una malla de 120 micras y colocados, en recipientes de plástico, llenos de salmuera reciente para su conservación en frigoríficos o congeladores.

Ya que el contenido hidrico de los quistes conservados en salmuera de NaCl saturada (aproximadamente 330 g de NaCl/1) es del 16–20%; la eclosión máxima de estos quistes está garantizada únicamente durante un período de algunos meses. Para una conservación de larga duración, el contenido de agua en los quistes debe ser inferior al 10% lo que se logra con una salmuera de MgCl2(1670 g MgCl2. 6H2O/1 agua dulce).

Antes de usarse, bien como alimento o para su eclosión, los quistes deshidratados y decapsulados serán filtrados sobre una malla de 120 micras y lavados con agua dulce para eliminar la salmuera. El resto de las operaciones son las anteriormente descritas en la sección 5.1.4.

Dado que la capacidad de eclosión de los quistes disminuye cuando son expuestos a radiaciones UV, es aconsejable realizar la decapsulación y conservar los quistes decapsulados, alejados de la luz solar directa.

5.2.2.6. Automatización

La rutina de la decapsulación, especialmente cuando se deben tratar grandes cantidades de quistes, se ve facilitada con el empleo de un recipiente especial de decapsulación (ver Fig. 24). Durante todo el proceso, los quistes son mantenidos en suspensión en un recipiente cilindrocónico de acero inoxidable, el cual es pasado sucesivamente, como se muestra en la Fig. 25, de un baño a otro: hidratación con agua dulce, decapsulación con hipoclorito, desactivación, lavado con agua dulce y finalmente deshidratación en salmuera.

Durante la decapsulación, el hipoclorito se mantendrá a una temperatura inferior a 35°C por circulación continua de algún elemento refrigerante. Para conseguir una circulación óptima, tanto de los quistes dentro del recipiente como del intercambio de la solución interna con el medio externo, el tanque está equipado con dos sistemas de aireación diferentes: el primero es un tubo llevado hasta el fondo de la base cónica del recipiente, el segundo es un tubo perforado colocado en la parte más baja de la porción cilindrica del tanque que actua como collar de aireación.

El recipiente prototipo de 10 l que se muestra en la Fig. 24 está dimensionado para tratar 1 kg de quistes.

Figura 24. Esquemas de un recipiente de decapsulación (según Bruggeman et al., 1980)

Figura 25. Esquema de las estapas sucesivas de la decapsulación usando un recipiente cilindrocónico (según Bruggeman et al., 1980)

5.2.3. Ventajas de la decapsulación

La utilización de quistes decapsulados no solo elimina los problemas de separación de los nauplios, sino que existe otra serie de ventajas que recomiendan la aplicación de la técnica de decapsulación:

Desinfección de los quistes con el tratamiento de hipoclorito. Ingestión y digestión de los quistes decapsulados por las larvas de peces y

crustáceos aunque no hayan eclosionado.

Los quistes decapsulados parecen ser una buena fuente alimenticia para algunas especies de peces marinos y de agua dulce así como de crustáceos (ver revisión en Léger et al., 1986). Uno de los mayores obstáculos para esta última aplicación es que con la eliminación del corion, que le da flotabilidad, los quistes decapsulados tienen tendencia a sedimentar; ello obliga a necesitar una aireación suplementaria, por ej. con “air-water-lifts”, para mantener en suspensión el alimento en la columna de agua.

Para la mayoría de las cepas, tanto el porcentaje de eclosión como el peso seco individual de los nauplios aumenta significativamente cuando los quistes han sido decapsulados (ver Tabla XI). Queda claro en esta Tabla que en función de la cepa de Artemia empleada, la utilización de la técnica de decapsulación puede llevar a un ahorro sustancial de la cantidad de quistes necesarios para los cultivos.

TABLA XI

Mejoras en las características de eclosión (en porcentaje de cambio) por efecto de la decapsulación (datos recopilados de Vanhaecke y Sorgeloos, 1983 y Bruggeman et al., 1980)

Origen de los quistes Eclosionabilidad Peso seco naupliar Biomasa de eclosión

San Francisco Bay, Calif. +15 +7 +23

Macau Brasil +12 +2 +14

Great Salt Lake, Utah +24 -2 +21

Shark Bay, Australia +4 +6 +10

Chaplin Lake, Canada +132 +5 +144

Buenos Aires, Argentina +35 +10 +49

Lavalduc, Francia +2 +0 +2

Tientsin, RP China +4 -1 +2

Margherita di Savoia, Italia +10 +8 +19

Galera Zambia, Colombia +14 +0 +13

Barotac Nuevo, Filipinas +11 +6 +19

Quistes de Referencia de Artemías +59 +1 +29

Figura 26. Esquema de los requisitos que deben cumplir los organismos acuáticos usados como alimento en acuicultura (según Léger et al., 1986b)

5.3. Evaluación de la calidad de los quistes de Artemia para su uso en centros acuícolas de puesta inducida (“hatcheries”)

La evaluación de la calidad de la Artemia como alimento para larvas de peces y crustáceos debe ser considerada como la medida o el grado de amplitud en que la Artemia cubre los requerimientos que debe tener un organismo alimenticio ideal Los organismos acuáticos usados como alimento deben cubrir tanto las necesidades del cultivador, como del predador. (Figura 26, ver revisión en Léger et al., 1986b).

Desde el punto de vista del cultivador, un organismo de alimento ideal, estará caracterizado por una disponibilidad segura, métodos sencillos para su obtención y por su euriplasticidad y versatilidad en el uso. La Artemia cubre ampliamente todos estos requerimientos, ya que los nauplios son fáciles de obtener a partir de quistes secos, que se encuentran disponibles en cualquier parte del mundo. Por otra parte, los nauplios de Artemia son muy tolerantes a diversas condiciones de cultivo, resistiendo incluso manejos bruscos, pueden ser desinfectados, pueden crecer a un mayor tamaño y ser usados como transportadores de sustancias que, de otra forma, serian dificiles de administrar a las larvas del predador. La única desventaja, a este respecto, es la variabilidad de la calidad de eclosión que se ha advertido entre cepas diferentes y entre lotes de quistes.

Para el predador un organismo de alimentación debe tener unos requerimientos físicos y nutricionales. Fisicamente los nauplios de Artemia cumplen el requisito, al estar libres de sustancias extrañas y enfermedades (tras las técnicas de separación y desinfección). La aceptabilidad de los nauplios por el predador está facilitada por su

buena perceptabilidad, su fácil captura y palatabilidad, aunque en algunos casos, puede estar dificultada su ingestibilidad a causa de su tamaño. La talla de un organismo de alimentación determina el momento en el desarrollo larvario del predador en el cual se le puede ofrecer como presa. La longitud naupliar es relativamente grande (igual o superior a 428 micras habiendose encontrado considerables diferencias de una cepa a otra (ver más adelante). Alimentar con una cepa de Artemia de tamaño excesivo puede explicar, en primera instancia, un pobre crecimiento e incluso mortalidades debidas a la inanición a que se ve sometida la larva del predador al no ser capaz de ingerir su presa.

Figura 27. Exitos obtenidos en el cultivo de varios animales marinos y de agua dulce alimentados con nauplios de Artemia procedentes de diversos orígenes geográficos (resultados de supervivencia y crecimiento, Estudio Internacional de Artemia, en Léger et al., 1986b)

aespecies en proceso de metamorfosis

bespecies fuera del proceso de metamorfosis

Desde el punto de vista nutricional, la Artemia tiene una digestibilidad elevada y parece cubrir la mayoria de los requerimientos en macro y micronutrientes de las larvas de los peces marinos y de agua dulce, así como de los crustáceos Sin embargo, a causa de la diversidad existente entre las diferentes cepas comerciales de Artemia, se ha detectado una gran variabilidad del valor nutritivo. Tanto los biológos de los centros de puesta inducida, como algunos articulos cientificos proclaman que el éxito del cultivo variará considerablemente en función del origen de la Artemia y de las

especies cultivadas. Con el fín de verificar y explicar estas variaciones en la calidad nutritiva entre la Artemia de diferentes origenes, se inició en 1978 un Estudio Internacional sobre Artemia (ISA, ver más detalles en Sorgeloos, 1980) dirigido a la caracterización de las cepas comerciales Hasta la fecha, nueve cepas (San Francisco Bay, USA, San Pablo Bay, USA, Margherita di Savoia, Italia, Great Salt Lake, USA, Macau, Brasil, Shark Bay, Australia, Lavalduc, Francia, Tientsin, República Popular de China, Chaplin Lake, Canada) y una de Referencia (Quistes de Referencia de Artemia, RAC, Sorgeloos, 1981) han sido evaluadas como fuente alimenticia para diversos predadores (crustáceos: Rhithropanopeus harrisi, Cancer irroratus,Mysidiopsis bahia; peces: Menidia menidia, Pseudopleuronectes americanus, americanus, Cyprinodon varieqatus, Cyprinus carpio).

Habiendose confirmado considerables diferencias en el valor nutritivo entre las diversas cepas y los diferentes predadores (ver Figura 27). Análisis quimícos y bioquímicos de la Artemia de diferentes orígenes (Olney et al., 1980; Seidel et al., 1980, 1982; Soejima et al., 1980; Léger et al., 1985b) muestran que un solo factor, como es la presencia de ácidos grasos altamente insaturados (HUFA), podría claramente explicar los pobres resultados logrados en el cultivo de diversas especies de peces y crustáceos (Léger et al., 1985b, 1986a, b). Esto confirma la hipótesis de Watanabe et al. (1978) sobre que la presencia de ácidos grasos esenciales es el factor principal del valor alimenticio de la Artemia. Unos niveles bajos del HUFA 20:5 w3 producen una pobre supervivencia y un crecimiento débil en todas las especies de peces marinos y de larvas de crustáceos ensayados.

El contenido en 20:5 w3 de la Artemia parece variar no solo de una cepa a otra, sino tambien de una cosecha a otra, dentro de la misma cepa (Watanabe et al., 1978, 1980; Léger et al., 1986a). Se ha demostrado que las condiciones del alimento determinan, en gran medida, el perfil en ácidos grasos de las puestas de Artemia. La manipulación de las condiciones alimenticias, con el fin de aumentar los niveles de HUFA en las puestas de Artemia, está restringida a pequeños sistemas, ej. estanques intensivos y cultivos en tanques (Vos et al., 1984; Lavens et al., 1986b). Los niveles de HUFA en los quistes de Artemia producidos en lagos y grandes estanques (ej. todas las instalaciones comerciales) están totalmente determinados por la naturaleza. Los descubrimientos recientes sobre la mejora del valor, alimenticio de quistes, con una calidad nutricionalmente inferior, son, sin embargo, alentadores (ver 5.3.5.).

Aunque la contaminación de la Artemia con hidrocarburos clorados (ej. pesticidas, herbicidas, plasticidas, etc.) y con metales pesados no podría explicar la mortalidad de animales de experimentación se debe tener una precaución especial con la Artemia producida en paises en desarrollo donde la contaminación ambiental es, generalmente, poco controlada. Como consecuencia de ello, la Artemia producida en esos paises puede estar mucho más contaminada que la procedente de lugares estudiados por el ISA. El efecto de alimentar con nauplios contaminados puede no ser detectado hasta la aparición repentina de sintomas anormales o de mortalidad. Durante perídos de “stress” (ej. consumo de lipidos durante la fase de adaptación a dietas artificiales), o en general en condiciones de inanición, una sensibilidad creciente y la mortalidad larvaria en los organismos predadores, pueden ser la expresión de la toxicidad de la Artemia administrada como alimento.

De lo anterior queda claro, que la evaluación de la calidad de los quistes de Artemia que van a ser usados como alimento an los centros acuícolas de reproducción controlada, deberá incluir la determinación de la calidad de eclosión de los quistes, las biometrías de quistes y nauplios, un análisis del perfil de ácidos grasos de los nauplios y eventualmente una prueba de bicensayo.

5.3.1. Calidad de eclosión de los quistes de Artemia

La calidad de eclosión de los quistes de Artamia se determina por varias características (para metodología ver Apéndice 1).

5.3.1.1. Percentaje de eclosión:

Este es el número de nauplios producidos por 100 quistes. Este criterio implica ciertas restricciones, ya que no tiene en cuenta las impurezas del material original, tales como quistes vacíos, arena, plumas, cristales de sal, insectos, etc.

5.3.1.2. Eficiencia de eclosión:

Este es el número de nauplios producidos por gramo de quistes (los mejores productos dan 300000 nauplios/g quistes).

Este criterio cubre la pureza de la muestra de quistes y la viabilidad de los mismos, sin embargo no tiene en cuenta la talla (peso) de los nauplios.

TABLA XIIDiámetro y grosor del corion de quistes de diferentes cepas y lotes de Artemia (según

Vanhaecke y Sorgeloos, 1980a)

Origen de la Artemia

Número del lote o año de cosecha

Diámetro de quistes hidratados no tratados (um)

Desviación estandar

Diámetro de quistes hidratados decapsulados (um)

Desviación estandar

Grosor del corion (um)

Abreviaturas usadas en las Figuras 28 y 29

USA - San Francisco Bay

288–2596

224.7 12.4 210.0 12.7 7.35 SFB1

288–2606

224.6 11.9 210.5 12.3 7.05 SFB2

2847 223.9 11.7 209.7 12.8 7.10 SFB3

236–2013

224.3 11.8 207.7 11.1 8.30 SFB4

933235 228.7 12.3 212.1 11.3 8.30 SFB5

- San Pablo Bay

1628 235.6 13.0 220.4 14.3 7.60 SFB

FILIPINAS - Barotac Nuevo

1978 228.0 13.0 213.8 12.2 7.25 PHIL

BRASIL - Macau

Mar. 1978

232.5 11.1 216.6 11.4 7.95 MAC1

May. 1978

227.8 11.7 211.2 12.4 8.30 MAC2

Oct. 1978

227.4 11.9 213.2 11.3 7.10 MAC3

870191 227.7 12.5 212.9 11.3 7.40 MAC4

87500 231.8 12.3 217.6 12.8 7.10 MAC5

871172 228.7 11.0 213.8 12.0 7.45 MAC6

- Macau, producida bajo condiciones de laboratorio

226.9 12.4 211.0 12.5 7.95 MAC2 lab

USA - Great Salt Lake

1966 252.5 13.0 241.6 13.2 5.45 GSL1

1977 244.2 16.1 234.8 16.0 4.70 GSL2

AUSTRALIA - Shark Bay

- 259.7 9.7 242.9 10.1 8.40 SB1

114 260.4 10.4 242.2 11.3 9.10 SB2

VENEZUÉLA - Port Araya

Ago. 1977

246.7 12.7 226.5 12.7 10.10 PA1

Jan. 1978

246.8 13.4 226.4 14.4 10.20 PA2

May. 1978

249.0 12.6 226.6 12.8 11.20 PA3

INDIA - Tuticorin

- 283.8 10.2 262.0 11.0 10.90 TUT1

- 289.9 14.4 262.7 11.5 10.10 TUT2

AUSTRALIA - Adelaide

- 225.8 10.9 209.8 9.85 8.00 AD

ARGENTINA - Buenos Aires

1977 238.2 13.2 217.4 13.9 10.4 ARG

PUERTO RICO - Bahia Salinas

- 253.7 13.3 233.4 13.7 10.15 PR

CANADA - Chaplin Lake

- 240.0 16.1 229.3 15.1 5.35 CHA

COLOMBIA - Galera Zamba

1977 249.9 12.3 232.7 11.2 8.60 GZ

CHINA - localidad desconocida

- 267.0 19.8 246.6 18.9 10.20 CHI

ITALIA - Margherita di Savoia

1977 284.9 14.6 266.3 14.8 9.30 MS

ESPAÑA - San Lucar

1978 253.6 11.7 237.1 12.2 8.25 SL

FRANCIA - Aigues Mortes

- 259.6 14.1 240.8 14.3 9.40 AM

5.3.1.3. Biomasa de eclosión:

Esta es la biomasa naupliar (mg de peso seco) producida por gramo de quistes (los mejores productos alcanzan valores de 600 mg de nauplios/gramo quistes).

La biomasa de eclosión es el mejor criterio para la estimación del valor cuantitativo (desde el punto de vista energético de una muestra de quistes).

5.3.1.4. Tasa de eclosión:

Esta es la tasa y sincronía con la que los nauplios eclosionan (los mejores productos comienzan a eclosionar a partir de las 15 horas de incubación en agua de mar a 25°C, alcanzando el 90% de su eclosión máxima en el plazo de las 5 horas siguientes ). Los datos sobre la tasa de eclosión, permiten calcular el

período de incubación óptimo para cosechar los nauplios con su máximo contenido energético (ver sección 5.1.3.).

5.3.2. Biometría de los quistes

Las dimensiones de los quistes varían considerablemente de una cepa a otra (ver Tabla XII). Sin embargo, el diámetro de los quistes no está afectado por el lugar y las condiciones bajo las que estos se produjeron. De esta forma es posible reconocer quistes de diferentes cepas en base a su diámetro (Vanhaecke y Sorgeloos, 1980a). El espesor del corion (ver Fig. 28) no está en relación directa con el diámetro de los quistes. Así, un quiste pequeño puede tener un corion relativamente espeso (ej. quistes de Great Salt Lake). El espesor del corion y la cantidad de hematina presente en él, influencian la cantidad de luz necesaria para la eclosión (ver sección 5.1.1.5.). El diámetro de los quistes puede medirse con un microscopio o con un equipo contador de partículas (“Coulter Counter”).

Figura 28. Esquema del volumen del quiste (círculo externo) y del volumen del corion (anillo negro) de diferentes cepas y lotes de Artemia (la leyenda de las abreviaciones se recoge en la Tabla XII; según Vanhaecke y Sorgeloos, 1980a)

El tamaño de los nauplios recién eclosionados (Estado I) tiene una gran importancia respecto a su uso en las hatcheries acuícolas. De hecho, para algunas especies de crustáceos y peces marinos, el tamaño del nauplio es el factor limitante que determina su validez como alimento. Los estados iniciales del desarrollo larvario de la mayoria de las especies predadoras tienen que ser cultivados a base de algas, seguido por zooplancton, natural o cultivado, con un tamaño comprendido entre 100–200 μm (ej. rotíferos), antes de poder ser alimentados con nauplios de Artemia. De este modo. el tamaño de los nauplios determina el momento en el cual se puede cambiar a una dieta de Artemia. La talla de los nauplios recién eclosionados es función de la cepa de cuistes utilizada, fluctuando entra 438 μm y 517 μm (var Figura 29).

En tanto en cuanto el tamaño naupliar no interfiera con el mecanismo de ingestion del predador, se recomienda el uso de nauplios más grandes (con un mayor peso y contenido energético individual); ya qua el predador gastará menos energia capturando un menor número de nauplios, más grandes que completen sus requerimientos energéticos. Por contra; si el tamaño naupliar es el factor limitante, se puede esperar obtener mejores resultados usando cepas de Artemia con nauplios de talla pequeña. El emplec de cepas de Artemia de tamaño excesivo puede explicar el fracaso en el cultivo de ciertos predadores que no pueden ingerir nauplios de gran talla (Smith, 1976; Beck y Bengtson, 1981).

5.3.3. Análisis de ácidos grasos de los nauplios de Artemia

El análisis del perfil en ácidos grasos implica la disponibilidad de un amplio equipo analítico que incluya un sistema de cromatografía (GLC o HPLC). El análisis de ácidos grasos se realiza, como conotras muestras biológicas (es decir, homogeneización, extracción lipídica, saponificación, esterificación e inyección en la columna) pero se debe prestar una especial atención a que solo sean analizados nauplios recién eclosionados (o eventualmente quistes decapsulados), ya que el perfil en ácidos grasos varía con la edad naupliar (si es alimentado o no). Los resultados cuantitativos se expresarán en base a peso seco.

Figura 29. Talla de nauplios pròcedentes de diferentes cepas geográficas (valores de desviación estandar entre paréntesis; ver leyenda de las abreviaciones en la Tabla XII; según Vanhaecke y Sorgeloos, 1980a)

5.3.4. Ensayos biologicos (Bioensayos)

Cuando se sospecha una inadecuación nutricional, o contaminación de los nauplios, se recomienda en primer lugar un ensayo biológico antes de utilizarlos a gran escala. Los bioensayos se pueden llevar a cabo con animales de experimentación (ej. los estudios del ISA), o con las especies que se están cultivando. En ambos casos, es esencial estandarizar las condiciones experimentales de cultivo, tales como la calidad del agua, la temperatura, la salinidad, la aireación, el fotoperiodo, el número de animales de ensayo por recipiente, las densidades naupliares y la frecuencia en la alimentación, la duración del experimento, el número de replicados, etc… Se debería siempre incluir uno o más tratamientos de raferencia, incluyendo un control positivo (ej. los quistes de referencia de Artemia) y un control sin alimentación.

5.4. Enriquecimiento de los nauplios de Artemia por medio de la bioencapsulación

Recientemente, se han desarrollado varias técnicas para el mejoramiento del valor nutritivo de Artemia por medio de la bioencapsulación de componentes esenciales, en los meta nauplios ej. ácidos grasos altamente insaturados.

Para ello, investigadores británicos, franceses, japoneses y belgas han utilizado microalgas marinas, componentes y dietas microencapsuladas, levaduras omega y emulsiones (ver revisión sobre este tema en Léger et al., 1986a). La práctica más generalizada consiste en la eclosión de los quistes, separación de los nauplios de los restos de eclosión e incubación de los mismos hasta 72 horas en una suspensión o emulsión de enriquecimiento (Watanabe et al., 1978, 1982, 1983; Robin et al., 1984, 1986; Gatesoupe, 1982; Léger et al., 1986c).

TABLA XIII

Cambios en los perfiles de w3 - HUFA en nauplios de Artemia como resultado de la bioencapsulación con distintas dietas enriquecedoras.

Origen de la Artemia

Dietas enriquecidas Contenido en W3-HUFA (área %)

Referencias

20:5w3 22:6w3£w3-HUFA

San Francisco Bay n1 10.7 -3 11.0Watanabe et al. (1978c)

(CA-USA) 24 hrs Chlorella marina 15.0 0.3 15.5

24 hrs levadura 10.8 2.3 13.8

San Pablo Bay n 0.2 - 0.7 Léger et al. (1986)

(CA-USA) 24hrs aceite de hígado de bacalao salvado de arroz (CLO)

6.3 1.5 8.9

24hrs AA 182 8.2 1.5 10.6

24hrs SEC2 9.9 5.9 17.8

Great Salt Lake n 0.3 - 1.2 Léger et al. (1986)

(UT-USA) 12hrs SELCO2 5.2 2.9 9.8

24hrs SELCO 9.9 5.9 17.8

48hrs SELCO 13.5 7.0 23.0

1 nauplios recién eclosionados; no enriquecidos2 dietas comerciales (NV Artemia Systems SA)3 sin datos

Hasta la actualidad, no se había prestado mucha atención a la definición de las condiciones óptimas de enriquecimiento. Sin embargo, algunos parámetros han demostrado tener un papel importante en los procesos de bioencapsulación ej. temperatura, aireación, concentración de alimento, edad naupliar, estabilidad de la dieta de enriquecimiento, etc. La finalidad es lograr el máximo nivel de enriquecimiento de los nauplios, en el menor tiempo posible, de hecho cuanto mayor sea el período de enriquecimiento, mayor será la Artemia y más tardío el estadío larval al que se le podrá ofrecer esta Artemia enriquecida.

Bajo este punto de vista, es de considerable importancia la optimizacion de los métodos de eclosion para lograr la transferencia al medio de enriquecimiento con anterioridad, o al comienzo, del segundo estadío de metanauplic. En esta fase, los animales son capaces de ingerir particulas capturadas en función de la actividad de filtración no selectiva del segundo par de antenas, produciendose asi el enriquecimiento por bioencapsulación.

La ventaja del enriquecimiento de los nauplios es, en primer lugar, la mejora en la composición nutritiva. Tras el enriquecimiento con dietas basadas en aceites de pescado, la Artemia no solo contiene niveles altos del ácido graso esencial 20:5w3(a), sino tambien niveles considerables de otro ácido graso esencial como es el 22:6w3; el cual se encuentra generalmente ausente en los nauplios (ver Tabla XIII).

Por medio de las técnicas-de bioencapsulación se pueden incorporar otros componentes pasándolos de esta forma al predador, ej. vitaminas, pigmentos, aminoácidos, profilácticos, terapéuticos (ver Fig. 30). La mejora en la composición nutritiva de las Artemias enriquecidas no se refleja únicamente en el éxito en los cultivos larvarios (ver Tabla XIV) sino que como resultado de un mejor estado

fisiológico de la larva (larvas mayores y más activas) se incrementa la supervivencia y crecimiento en las fases siguientes de preengorde y engorde.

a. Corresponde a un ácido graso con 20 átomos de carbono y 5 dobles enlaces comenzando en la posición omega-3 (w3) (tercer carbono comenzando desde el grupo metilo terminal).

Figura 30. Representación esquemática de la administración de determinados componentes a las larvas del predador a traves de la bioencapsulación en Artemia (según Léger et al., 1986b)

TABLA XIV

Valor nutritivo de nauplios recién eclosionados o enriquecidos de Artemia de San Pablo Bay (similares a los de la Tabla XIII) para larvas de los crustá ceos Mysidopsis bahia y Penaeus stylirostris (según Léger et al., 1986c)

nauplios recién eclosionados

nauplios CLO

enriquecidos AA181

durante 24h SEC1

RESULTADOS CON Mysidopsis

supervivencia (%) 62.0 75.0 92.5 95.8

peso seco individual (μg) 198 259 259 323

biomasa (μg.%) 12.3 19.4 24.0 30.9

RESULATADOS CON Penaeus

supervivencia (%) 34.0 -2 45.7 63.9

peso seco individual (mg) 1.7 - 2.0 2.7

biomasa (mg.%) 57.8 - 91.4 172.5

6. USO DE METANAUPLIOS, PREADULTOS Y/O ADULTOS COMO ALIMENTO

En contraste con el amplio uso de los nauplios como alimento, la utilización de Artemia pre-engordada y adulta es muy limitada. Razones evidentes para esto son la disponibilidad en todo el mundo de quistes almacenables, mientras que la disponibilidad comercial de adultos está muy restringida y su costo muy elevado (Lai y Lavens, 1986). Además, unicamente durante los últimos años se han desarrollado técnicas para la producción en masa de preadultos y adultos. No obstante, existen diversos argumentos que apoyan el uso de animales preadultos o adultos como alimento.

Si comparamos el valor nutritivo de los nauplios recién eclosionados al de la Artemia adulta, esta es superior, ej. su contenido protéico aumenta desde una media del 47% en los nauplios hasta el 60% en peso en los adultos, además la calidad protéica mejora en los adultos ya que son ricos en todos los aminoacidos esenciales. A diferencia de otros organismos usados como alimento, el exoesqueleto de la Artemia adulta es extremadamente delgado, lo que facilita la digestión del animal completo por los predadores.

El tamaño de la presa ha sido al primer criterio para cambiar del nauplio a la Artemia juvenil y/o adulta. En realidad, según el predador va creciendo, va siendo capaz de capturar presas mayores y consecuentemente resulta en una mayor producción en términos de tasas relativas de incorporación energéticas. Se han determinado mejoras en el crecimiento, tasa de desarrollo y supervivencia en numerosas especies de crustáceos y peces aplicando la estrategia de suministrar Artemia progresivamente mayor como alimento de transición (dieta de destete o de pre-engorde) desde los nauplios hasta los alimentos secos (ver revisión en Léger et al., 1986a). En el cultivo de bogavante y esturión se utiliza la biomasa adulta como alimento inicial en los cultivos larvarios.

Aunque se pueda usar la Artemia cngelada, los mejores resultados se obtienen con adultos vivos, lo que asegura una mejor disponibilidad en toda la columna de agua, sin provocar un deterioro en la calidad del medio.

Figura 31. Fácil comprobación de la calidad de la Artemia congelada

La superioridad d los adultos vivos sobre los adultos congelados, liofilizados y las dietas artificiales ha sido demostrada repetidamente.

Según Conklin et al., (1978) una sustancia esencial, soluble en agua, presente en los adultos vivos de Artemia se libera en los individuos congelados o secados. Sin embargo, la descongelación de la biomasa adulta no ocasionará la liberación de esta sustancia, si la congelación se ha realizado adecuadamente. Debido a su fino exoesqueleto (menos de l micra) es esencial para asegurar una congelación rápida, la preparación de láminas delgadas (no superiores a 1 cm de espesor) de animales vivos. Se pueden obtener excelentes resultados congelando la Artemia en bandejas domésticas de hielo, produciendo cubitos de 1 cm. la calidad de la biomasa congelada puede ser facilmente verificada descongelando un cubito en un vaso de agua: los adultos aparecerán intactos (no fragmentados) y el agua sin polucionar (Figura 31).

Para la alimentación directa de adultos vivos a animales marinos o de agua dulce, es suficiente lavar concienzudamente la Artemia hasta eliminar toda la salmuera o agua de mar acumulada entre los toracópodos; de hecho, dado que esta especie posee un sistema hipoosmoregulador, sus fluidos corporales están siempre a 9 % incluso cuando son recolectados, por ejemplo de un estanque de evaporación a 180 ‰. de salinidad.

El uso de juveniles y adultos ha sido restringido mayormente a ensayos de cultivo a una escala relativamente pequeña. En los últimos años, sin embargo, el uso a escala comercial de biomasa de Artemia recogida en salinas locales (ej. Brasil, Tailandia, Filipinas, Hawaii-USA), está ganando más y más interés especialmente en el destete y preengorde de Lates, Chanos,Macrobrachium y Penaeus; ej. la alimentación de adultos de Artemia durante una o dos semanas a las postlarvas de langostino o los juveniles de peces (incluido el sabalote, considerado herbívoro!) en estanques de pre-engorde o en “raceways” intensivos produce un incremento significativo en la supervivencia y crecimiento.

Una dieta a base de biomasa adulta, no solo es óptima para los alevines criados en “hatchery”, durante su transición desde un medio controlado a las condiciones fluctuantes del medio natural, sino que tambien ha demostrado ser muy útil para la aclimatación de alevines naturales debilitados a causa del transporte o de una manipulación excesiva (De los santos et al., 1980).

El reciente descubrimiento de que una dieta de Artemia adulta puede inducir la maduración de los langostinos (Penaeus vannamei, P. stylirostris, P. schmitti, p. semisul- catus, P. japonicus yP. monodon, según diversas comunicaciones personales), puede ser de la mayor importancia en el cultivo de estas especies.

La composición bioquímica de la Artemia adulta puede variar ampliamente, especialmente en relacion con su perfil de ácidos grasos (ver sección 7.4.). Las deficiencias en ácidos grasos esenciales pueden ser remediadas con la aplicación de metodos de enriquecimiento similares a los descritos anteriormente para los nauplios (ver apartado 5.3.5.). En realidad, esta técnica de encapsulación proporciona interesantes oportunidades de uso para la biomasa de Artemia, no solo como un alimento atractivo, sino al mismo tiempo como un vehículo para la administracion de

diversos productos a las larvas de los predadorés ej. nutrientes esenciales, pigmentos, profilácticos, terapéuticos, hormonas etc. (Léger et al., 1986a, b, c).

La biomasa puede tambien ser usada como un componente en la dieta o como un atrayente gustativo en las dietas artificiales para larvas de peces y crustáceos (ver revisión en Léger et al., 1986).

Una aplicación más interesante es la sustitución completa de los nauplios recién eclosionados por biomasa liofilizada y micronizada en la producción en hatchery de Penaeus japonicus(Guimaraes y De Haas, 1986), ej. un millón de postlarvas se podrían producir utilizando 1.8 kg de harina de Artemia.

En el futuro, la biomasa puede ser tambien considerada como una fuente complementaria de proteina animal para animales terrestres e incluso para el hombre (Webber y Sorgeloos, 1980; Janata et al., 1986). Un ejemplo práctico fué evaluado por Corazza y Saylor (1983) quienes ensayaron Artemia liofilizada como una fuente prometedora de proteinas animales en la dieta de gallinas.

La biomasa adulta puede tener perspectivas de uso para consumo humano, especialmente por via parenteral, ya que sus proteinas tienen una estructura ultrafina. El consumo humano de este producto puede parecer futurista. Sin embargo, la Artemia secada al sol ha sido consumida durante siglos por tribus índias (Jensen, 1918) y africanas (Ghannudi y Tufail, 1978) y aún en nuestros días los llamados “panes de Artemia” están en el menú de la tribu Dawada de Libia (Delga et al., 1960; Dumont, 1979). Recientemente, varias recetas orientales utilizando la biomasa de Artemia como mayor ingrediente han sido favorablemente recibidas en Tailandia (Mot, 1984). La idea de usar la Artemia como fuente de alimento para el hombre tiene un interés particular para paises en desarrollo, donde las proteinas animales son escasas y los lugares potenciales para el cultivo de esta especie son abundantes. Por otra parte, ya que se situa en un nivel trófico inferior al de la mayoría de los peces, el uso de Artemia como un alimento directo para el hombre constituye un ahorro de energía viva, lo que en esas partés del mundo es de una importancia capital.

7. PRODUCCION DE ARTEMIA EN SISTEMAS DE CULTIVO INTENSIVO

7.1 Introducción

Aunque la Artemia en su medio natural solo aparece en aguas de alta salinidad (generalmente por encima de 100‰), tambien puede desarrollarse en agua de mar. De hecho, tal como fué mencionado con anterioridad (ver apartado 2.3.), el límite inferior de salinidad en el que esta especie aparece en la naturaleza, está marcado por el límite superior de tolerancia a la salinidad de sus predadores locales (ej. peces, insectos, etc.). No obstante, su mejor desarrollo fisiológico, en términos de tasa de crecimiento y de eficiencia en la conversión del alimento, se logra a niveles de salinidad mucho más bajos, ej. en agua de mar a 35‰ (Reeve, 1963). Como resultado de todo lo anterior, el cultivo de Artemia, en agua de mar, debe ser realizado en

sistemas de cultivo que puedan ser aislados de los predadores, que pudiesen venir con el agua o incluso por el aire (ej. insectos predadores de la familia Corixidae). Por lo tanto, los tanques de cultivo deben ser instalados en lugares cerrados o bien estarán cubiertos por red mosquitera.

Las mayores ventajas de la producción controlada de Artemia en tanques, o en “raceways”, son que se pueden realizar a densidades muy elevadas (ej. varios miles de animales por litro, frente a unos pocos cientos individuos por litro en los estanques de cultivo naturales), e independientemente de las condiciones climáticas locales (ej. durante las estaciones secas o de lluvia) o de la disponibilidad “in situ” de agua de mar natural (ej. usando pozos salinos o efluentes, o bien utilizando agua de mar artificial en sistemas de recirculación).

Sin embargo, es obvio que dado su sofisticado funcionamiento, el consumo de energía y alimento, la producción intensiva de Artemia es mucho más costosa que la producción extensiva en estanques.

A pesar de ello, tanto en la acuariofilia, como en la industria acuícola, se van emprendiendo más y más aplicaciones basadas en el cultivo intensivo de Artemia.

Fotografía 17. Montaje de tanques de 300 litros para el cultivo estanco con AWL (las dimensiones de los tanques se describen en la Figura 35).

7.2. Cultivo estanco (“batch”) sin renovación de agua

Como regla general, las técnicas más apropiadas para su aplicación en el cultivo a alta densidad y a gran escala implican los siguientes requisitos:

Mezcla continua de la totalidad del medio de cultivo para asegurar una distribución homogénea de la población, así como para facilitar la asimilación del alimento disponible.

Buena oxigenación que permita mantener el cultivo a altas densidades ej. varios miles de animales por litro.

Posibilidad de automatización, lo que implica la ausencia de cambios bruscos durante el período de cultivo.

Posibilidad de un aumento de la escala, que no provocase grandes cambios en el diseño de los tanques ni en los principios del cultivo.

De las diversas técnicas que han sido ensayadas para el engorde, desde nauplio hasta adulto, en cultivo estanco sin renovación de agua, los “raceways” equipados con bombas aire-agua (“air-water lift”, AWL) han demostrado ser los más adecuados (Bossuyt y Sorgeloos, 1980). La construcción y manejo de este sistema de cultivo son bastante simples, y habiendose obtenido, sin embargo, grandes cifras de producción.

Un “raceway-AWL” consiste básicamente en un tanque rectangular provisto con un tabique de división central y los “air-water lifts”. Por la configuración específica del tanque y la posición de los AWL, se logra una circulación unidireccional, en el sentido de las agujas del reloj, que provoca los siguientes efectos:

Circulación homogénea de la totalidad del medio, sin alterar demasiado a los animales.

Aireación continua y suficiente del medio. Las partículas de alimento y los materiales de desecho son mantenidos en

suspensión. El alimento añadido en un lugar es inmediatamente distribuido a la totalidad del

tanque. Posibilidad de aumentar la escala del sistema, sin grandes cambios

conceptuales.

Figura 32. Vistas superior y lateral de los “raceways” usados en el cultivo de Artemia señalando la posición del tabique central (altura H y anchura W de la columna de agua). (Según Bossuyt y Sorgeloos, 1980)

7.2.1. Construcción v manejo de un “raceway” equipado con “air-water-lift” (AWL).7.2.1.1. Diseño del tanque

Un “raceway” para Artemia consiste, esencialmente en un tanque rectangular con un tabique central de división. Las esquinas del tanque pueden ser curvadas, para evitar zonas muertas donde se puedan producir sedimentaciones, aunque esta forma no sea absolutamente necesaria.

Con el fín de asegurar una circulación óptima del agua, el tabique de división central no estará más cerca de la pared del lado más pequeño que la anchura del canal (Figura 32). Este tabique tambien estará separado, unos 2 a 5 cm, del fondo del tanque, para lograr esto se puede suspenderlo de dos estacas de madera, colocadas a los lados del “raceway”, o bien, colocarlo en su posición central sobre dos pequeños bloques colocados en el fondo del tanque, para sujetarlo se emplearán elásticos sobre la parte superior del tabique.

El parámetro más importante para la configuración del tanque es la relación altura/anchura que, en nuestra opinión, deberá ser más pequeña que 1 (Figura 32). Para una circulación óptima se usarán soplantes axiales, mientras que la profundidad del agua no excederá de 1 m. Tanques más profundos obligarán al uso de compresores de aire más costosos, por lo cual, el aumento de la anchura del tanque

(para mantener la relación altura/anchura más pequeña que 1) disminuye la eficiencia de la circulación del agua obtenida con una sola fila de AWL.

Se pueden emplear materiales diversos para la construcción de los “raceway” ej. hormigón, tablero marino, fibra de vidrio, PVC (Fotografías 17, 18, 19). Existen varios métodos para lograr impermeabilizar el “raceway” tales como, recubrirlo con fibra de vidrio o con pinturas epoxi de dos componentes, o bien revestirlo con una lámina de plástico. Cualquiera que sean los materiales empleados en la construcción del “raceway”, está altamente recomendado “envejecer” los tanques nuevos, por medio de lavados repetidos hasta eliminar posibles materiales tóxicos liberados al medio.

Fotografía 18. “Raceway” experimental de 2m3 con AWL para el cultivo estanco (el tanque está hecho de bloques de cemento, aislado con polexpan (“Styrofoam”) y cubierto con una lámina de PVC; un intercambiador de calor en serpentín de cobre como el descrito en la Fig. 37; el separador central está hecho de madera; en la esquina superior izquierda de la fotografía se aprecia el flujo de vertido procedente del separador de placas y la columna filtradora para la captación del medio de cultivo hacia el separador de placas; las dimensiones del tanque se recogen en la Fig. 35)

Fotografía 19. Prototipo de “raceway” de 5m3 con AWL para el cultivo estanco (las dimensiones de los tanques se recogen en la Fig. 35) (el tanque está fabricado con placas de aluminio, aislado con polexpan (“styrofam”) y cubierto con una lámina de PVC; el radiador de plcas de calefacción doméstica se usa como tabique central + intercambiador de calor)

7.2.1.2. Construcción e instalación de los AWL

La manera más fácil de construir un AWL es usar codos y tubos de PVC. La parte inferior del tubo se corta en ángulo de 45°, colocandose sobre el fondo del “raceway” (Fig. 33). Si no existen codos disponibles, se puede corta la parte superior de un AWL en ángulo de 45°, pegando las dos partes según se muestra en la Fig. 33B.

En función de los materiales disponibles, se pueden considerar varios sistemas, para sujetar los AWL al tabique divisorio central, de forma a mantenerlos en una posición bien definida, asegurando una circulación óptima del agua en el “raceway” (Fig. 34). A tal fín el flujo de salida del codo formará un ángulo de 30 a 45°, con el tabique central. Para obtener una circulación y una aireación óptimas del medio (sin la formación de pequeñas burbujas), la salida del AWL estará sumergida hasta su mitad. Según hemos comprobado, la ingestión de pequeñas burbujas por los animales, o la captura de estas burbujas entre los toracópodos, provoca la flotación del animal, su imposibilidad de alimentarse y en consecuencia, finalmente su muerte. Por esta misma razón no hemos empleado nunca, en los AWL piedras porosas de aireación, aún a sabiendas, que de esta forma se obtendría un excelente efecto aireatorio. Las piedras porosas de aireción pueden igualmente provocar la aparición de espuma, que tambien puede ocasionar mortalidades al quedar los animales atrapados en la espuma sin poder retornar al agua.

Cuando los niveles de oxígeno caen en valores críticamente bajos (ej. 1–2 ppm O2), el efecto aireatorio de los AWL puede ser incrementado, aumentando la capacidad de bombeo (aumentando el flujo de aire), o levantando unos pocos centímetros la salida de los AWL, por encima del nivel de agua, provocando un efecto de cascada (Spotte, 1970), sin embargo, en vista del aumento del riesgo de lesiones mecánicas de los animales, al pasar por el interior del AWL, esta técnica se utilizará únicamente en caso de emergencia.

Figura 33. Air-water-lift (A) montado con una pieza en codo o (B) fabricado unicamente con un trozo de tubería de PVC (según Bossuyt y Sorgeloos, 1980)

Figura 34. Tres sistemas diferentes para fijar los AWL al panel divisorio central de un “raceway” (según Bossuyt y Sorgeloos, 1980)

Figura 35. Vistas superiores y dimensiones de diferentes sistemas de “raceway” usados para el cultivo de Artemia (longitud en cm) (según Bossuyt y Sorgeloos, 1980)

Con respecto al número de AWL por tanque, se logran una circulación y aireación ótimas, cuando los tubos de aireación están colocados a intervalos de 25 a 40 cm. Con el fín de lograr un efecto de bombeo maximo de agua, es evidente que el diámetro de los AWL estará relacionado con la profundidad de agua. Según nuestra propia experiencia con algunos tipos de “raceways” podemos sugerir las siguientes relaciones:

Nivel de agua(mm)

Diámetro interior de los AWL(mm)

200 25

400 40

750 50

1000 60

La configuración y dimensiones de 3 sistemas de “raceways” que han dado resultados satisfactorios en el cultivo de Artemia están representados en la Fig. 35.

7.2.1.3. Suministro general de aire y distribución a los AWL

Tal como mencionamos con anterioridad, el cultivo estanco de Artemia se realizará en tanques cuya profundidad no exceda de 1 m; en estas condiciones es mejor utilizar una soplante axial, en lugar de un compresor, ya que una soplante axial, proporciona grandes volúmenes de aire libres de aceite y a baja presión, es relativamente barata y no necesita mantenimiento. Una soplante de 1.6 m3/min, del tipo Roots o similar, es suficiente para suministrar aire a sistemas de cultivo de 20–30 m3 capaces de producir 300 kg de preadultos de Artemia por mes.

Figura 36. Detalles de la instalación de las líneas de aireación en los AWL de los “raceways” (recopilado de Bossuyt y Sorgeloos, 1980)

Unos tubos finos de polietileno (3–6 mm de diámetro) sirven de líneas de aireación, pudiendo insertarse en el AWL a través de un agujero, del mismo diámetro, efectuado en la parte superior del codo de PVC (Fig. 36). Las líneas de aireación pueden ser subidas o bajadas a voluntad, mientras que su sólido ajuste en el codo, evita desplazamientos inadecuados. Las líneas de aireacion se situarán lo más profundamente posible en el AWL, a fín de obtener un efecto máximo de bombeo de agua.

Con el fín de evitar la necesidad de una valvula de regulación para cada una de las diferentes líneas de aireación, todos los tubos irán conectados a un cilindro de

distribucion centralizada de aire. Una aireación constante e identica se obtiene ajustando, dentro de los AWL todas las tuberías de aire a la misma profundidad hidrostática.

7.2.1.4. Calentamiento del medio de cultivo

La temperatura óptima de cultivo para la mayoría de las cepas de Artemia se encuentra en el intervalo de 25–30°C. En los climas má s fríos es necesario el calentamiento del medio de cultivo y el aislamiento de los tanques. Para mantener esa temperatura, se pueden sumergir directamente en el agua termostatos y calentadores (fabricados en acero inoxidable, vidrio o cualquier otro material no corrosible). Varios intercambiadores indirectos susceptibles de uso en acuicultura (ej. la valorización de los efluentes térmicos de una central térmica) han sido descritos por Huguenin (1976).

El primer tipo con el que trabajamos, fué un tubo serpenteante de cobre instalado bajo el fondo del “raceway”, y por el que circulaba agua dulce calentada en un calentador a 40–50°C. Este intercambiador fué colocado sobre una plancha aislante y cubierto con una lámina de aluminio (1 mm de espesor), todo ello por debajo de la línea plástica de PVC en el fondo del “raceway” (ver Fig. 37). La temperatura del medio fué controlada por medio de un termostato sumergido que activaba la bomba de circulación.

Más recientemente, hemos comprobado que los radiadores de placas, usados corrientemente para la calefacción doméstica son muy aptos para el cultivo en “raceway”. Una vez protegidos con pintura epoxi sirven, al mismo tiempo como intercambiadores de calor y como tabique divisorio central al que se pueden fijar los AWL.

Figura 37. Esquema de un intercambiador de calor en serpentín de cobre usado en un “raceway” de 2000 l con AWL (según Bossuyt y Sorgeloos, 1980)

Las pérdidas de calor pueden ser minimizadas con un aislamiento apropiado del tanque de cultivo, ej. polexpan (styrofoam) o poliuretano. La evaporación de agua, una de las mayores causas de perdida de calor, pueden reducirse en gran medida colocando una tapa aislante sobre el “raceway”. Una tapadera no transparente es más recomendable, ya que los animales crecen más rápidamente en oscuridad que a la luz (Sorgeloos, 1972).

7.2.2. Selección, preparación y distribución del alimento.

Es conocido por la literatura, que existe un amplio abanico de alimentos vivos o inertes que pueden ser utilizados, con éxito, en el cultivo de la Artemia (ver Tabla XIV). Dado que esta especie es un consumidor obligatorio y no selectivo de partículas (Barker-Jörgensen. 1966), se consideran como fundamentales los siguientes factores para la selección de una dieta adecuada para Artemia:

Tamaño de la partícula, la cual será inferior a 50 micras (Dobbeleir et al., 1980).

Digestibilidad y valor nutritivo (debe ser comprobado experimentalmente). Solubilidad, que debe ser mínima: los productos solubles no pueden ser

ingeridos por la Artemia y pueden polucionar el medio de cultivo.

Varios productos de desecho de cultivos agrícolas ej. arroz, soja y maiz, o de las bio-industrias, leche desnatada deshidratada, proteinas unicelulares, han demostrado ser una fuente de alimento muy aceptable en el cultivo de Artemia.

En la mayoríia de los casos, sin embargo, los alimentos disponibles comercialmente no poseen el tamaño de partícula requerido y un nuevo tratamiento es necesario. Cuando la mano de obra es barata se puede realizar una preparación manual, para obtener partículas de alimento comprendidas entre 50–60 micras de tamaño. El método manual consiste en una homogeneización en agua de mar (utilizando una batidora de cocina), seguido por el escurrido de la suspensión a través de una malla o filtro de 50 micras. Dado que la suspensión de alimento obtenida no se puede almacenar, este método manual solo se puede usar para el procesado diario del alimento. Por otra parte, este procesado manual no es muy efectivo con productos que posean un alto contenido en fibras ej. salvado de arroz.

TABLA XV

Lista de algunos alimentos vivos e inertes reconocidos por proporcionar un buen crecimiento de Artemia (Según Dobbeleir et al., 1980)

Algas vivas:

   Diatomeas: Chaetoceros, Cyclotalla, Phaedactylum, Nitzchia

   Clorofíceas:Dunaliella, Chlamydomonas, Chlorella Platymonas, Stichococcus, Steohanoptera, Brachiomonas.

   Crisoficeas: Isochrysis, Monochrysis, Stichochrvsis, Syracosohaera.

Algas secas:

Chlorella, Scenedesmus, Soirulina

Levaduras:

Levaduras de panaderia y cerveceria

Productos inertes:

Harina de trigo, harina de pescado, yema de huevo, hígado homogeneizado, polvo de arroz, salvado de arroz, salvado y harina de soja, leche desnatada deshidratada.

Con el fín de reducir el trabajo manual en la preparación del alimento y obtener un producto seco y conservable con las propiedades físicas apropiadas, es necesario emplear técnicas mecánicas de trituración y procesado en seco. De las diferentes técnicas examinadas hasta la fecha, solo se han obtenido resultados satisfactorios con la micronización; utilizando salvado de arroz desgrasado, el 80% en peso de las parículas tratadas tienen un tamaño de partícula inferior a 60 micras.

Los materiales solubles no pueden ser ingeridos por la Artemia y serán descompuestos por las bacterias an el medio de cultivo, lo que provocará el deterioro de la calidad del agua por acumulación de sustancias toxicas tales como amonio y nitritos. De esta forma los alimentos que posean grandes cantidades de proteinas solubles (ej. harina de soja) deberán ser tratados para eliminar la fracción soluble. Esto puede lograrse, facilmente, aireando durante 1–2 horas la suspensión de alimento, tras lo cual se detiene la aireación y se dejan decantar las partículas durante hora y media. Los materiales disueltos permanecerán en la fracción acuosa, que puede ser eliminada recuperando, unicamente, las partículas sedimentadas. este método de lavado se repetirá hasta que toda la fracción soluble en agua haya sido eliminada.

Dado que la Artemia es un filtrador continuo, sus mayores crecimientos, así como las conversiones más eficientes del alimento, se lograrán a densidades constantes de alimento. El cultivo a alta densidad implica que el alimento deberá ser distribuido muy frecuentemente, bien manual o preferiblemente automáticamente.

La cantidad óptima de alimento que debe ser suministrada es función de numerosos parámetros, tales como la densidad de larvas, el estado de desarrollo, la temperatura del agua, etc. Ello hace que la dosificación sea una labor complicada. Hemos comprobado que la transparencia del medio de cultivo es un parámetro muy útil para la determinción del nivel de alimento presente (Bossuyt y Sorgeloos, 1980). Una estimación aproximada de la transparencia del medio se puede lograr con un bastón provisto de una placa en su extremo, lo que en realidad sería un tipo de disco de Secchi (Fig. 38). El procedimiento práctico es muy simple: el bastón es sumergido en el medio, introduciendolo hacia el fondo hasta que la placa de la base es apenas legible, momento en el que se añade la suspensión de alimento hasta que el nivel de transparencia alcanza el valor deseado. Dado que la intensidad de luz y el grado de agitamiento interfieren con las lecturas de transparencia, las medidas necesitan ser estandarizadas. Para medidas precisas en cultivos con animales de mayor edad es necesario controlar la transparencia del medio en lugares donde los animales no estén presentes ej. en el sistema de filtración (ver 7.2.3.1.).

Figura 38. Varilla de transparencia usada en el cultivo de Artemia

Figura 39. Esquema de un sistema de distribución de alimento por “air-lift” (según Bossuyt y Sorgeloos, 1980)

A una densidad inicial de 5000 nauplios/litro y utilizando salvado de arroz micronizado como alimento, los niveles de transparencia se mantendra, entre 15–20 cm durante la primera semana y entre 20–25 cm posteriormente.

Una distribución frecuente y automática del álimento a los tanques de cultivo se puede realizar por medio de bombas peristálticas, controladas por temporizador; por medio de pequeñas bombas de acuario; por medio de AWL, etc. Un sistema fiable y barato que hemos utilizado durante varios años en cultivo en “raceway” está representado esquemáticamente en la Fig. 39. El alimento, tamizado o micronizado, es suspendido en una salmuera a saturada de NaCl a una concentración de hasta 75 g/1 en un recipiente cónico o con forma de V (ej. el mismo tipo de recipiente empleado para la eclosión de los quistes, ver Fig. 17). Esta suspensión es aireada suavemente desde el fondo con el fín de evitar la sedimentación de las partículas. La suspensión de alimento fluye hasta una pieza en T por medio de un sifón curvado o preferiblemente por medio de una conexión en la parte inferior del tanque cónico; un extremo de la pieza en T está conectatado a una entrada de aire, mientras que el otro lleva el tubo de distribución del alimento que deberá pasar por encidel nivel que el agua alcanza en el tanque que contiene el alimento. Un temporizador activa una bomba de aire a intervalos de tiempo preestablecidos (lo que será ajustado en función de los requerimientos de alimento determinados por medidas manuales de la transparencia), el flujo de aire en la pieza en T crea un efecto de bombeo de la suspensión de alimento hacia el tanque de cultivo.

Un sistema de suministro más sofisticado que permite asegurar una tasa de aporte constante de alimento, independientemente del volumen de suspensión que quede en el recipiente, está esquematizado en la Fig. 40.

Figura 40. Esquema de un sistema de distribución de alimento: el alimento es continuamente bombeado (1) al tanque de presión hidrostática constante (3), el rebosamiento del cual vierte en el depósito principal (4); las bombas (2) distribuyen la suspensión de alimento a los respectivos tanques de cultivo siendo activadas por temporiza dores electrónicos, que pueden ser regulados para cada tanque (se gún Lavens et al., 1985)

Una distribución automática del alimento se puede lograr con medidores de transparencia como los descritos por Versichele et al., (1979) y Lavens et al., (1985) (ver sección 7.3.3.).

7.2.3. Tratamiento primario del medio de cultivo

En los cultivos estancos a alta densidad (5–10.000 N/1) la acumulación de heces, exuvias y flóculos deberán ser minimizados, ya que interfieren, seriamente, con el crecimiento y supervivencia de la población. Este tipo de elementos entorpecen físicamente la toma de partículas de alimento, así como los movimientos natatorios de los animales. Por otra parte, la descomposición de los materiales fecales y de los agregados de comida no asimilada afectan la calidad del agua. Las partículas de desecho deberán ser eliminadas continuamente del medio de cultivo a partir del cuarto dia, es decir cuando comienza a acumularse en el medio.

Varios sistemas son empleados, corrientemente, en acuicultura para separar las partículas de desecho del medio líquido. Aunque algunos métodos puedan ser más baratos e incluso mejores que el separador de placas, nosotros preferimos esta

técnica, ya que permite el retorno al tanque de cultivo de un gran número de partículas de alimento de pequeño (aquellas con menor densidad física), (el tiempo de retención del agua en el separador de placas debe ser lo suficientemente largo como para permitir la sedimentación de las partículas de desecho de gran tamaño, pero no la de las pequeñas partículas alimentícias).

7.2.3.1. Fitro de retención de Artemia

Con el fín de asegurar unicamente la eliminación de los sólidos en suspensión y no de la Artemia, es preciso instalar, dentro del tanque, un sistema de filtración desde donde el efluente es bombeado hasta la unidad de purificación primaria. Esta columna filtradora (Fig. 41) está formada por un tubo de PVC colocado verticalmente y al cual se le han cortado los 2/3 de su superficie en forma de rectángulo. Alrededor de este soporte cilíndrico, se fija, con elásticos una malla intercambiable de nylon. A la base del cilindro se pega una placa circular de PVC. En la parte inferior de esta columna filtradora se coloca un collar de aireación, necho de un tubo plástico perforado en su superficie a intervalos de 2 cm; el ascenso continuo de las burbujas de aire sobre las paredes de la malla del filtro reducen de una manera eficaz su colmatación. Es esencial que el nivel del agua alcance el anillo superior del filtro para avitar la peroida de larvas con la espuma.

Figura 41. Esquema de una columna filtradora usada para retener la Artemia en el tanque de cultivo

A medida que los animales crecen, el filtro será retirado y la malla cambiada por una de mayor paso de luz ej. 200, 250, 300 y 400 μm.

Sistemas de filtración más sofisticados y con mejores capacidades de filtración seran descritos más acelante (ver sección 7.3.1.).

7.2.3.2. Separador de placas

Este separador de partículas (Fig. 42) consiste en un tanque rectangular, subdividido en un pequeño receptáculo para la entrada del medio y un gran receptáculo de sedimentación, interconectados por un espacio abierto en la zona pendiente del

fondo. En la sección de decantación están instaladas varias placas (preferiblemente con una superficie rugosa) en posición inclinada, con un ángulo de 30–45° y orientadas en la dirección del flujo de agua dentro del tanque separador.

El medio de cultivo cargado de partículas (ej. heces, mudas, partículas de alimento) es bombeado de forma continua por medio de los AWL, o de una bomba eléctrica, dentro del compartimento de recogida del medio. La suspensión fluye, a traves de la abertura del fondo, hacia la sección de decantación donde el material particulado sedimenta sobre el fondo, o bien se acumula sobre las placas. Una sedimentación óptima se logra cuando el flujo de agua es laminar, lo que se consigue cuando la entrada se distribuye sobre toda la superficie del compartimento de entrada, con ello se previene la creación de un canal de flujo en el compartimento de sedimentación que entorpecerá una sedimentación eficaz.

Figura 42. Esquema de dos tipos de separadores de placas usados en el cultivo de Artemía (recopilado de Sorgeloos et al., 1983)

Con el fín de favorecer la decantación y de evitar la colmatación entre las placas, estas se situarán a una disdistancia mínima de 2 cm. La precipitación de los desechos se mejora ajustando la tasa de bombeo desde el tanque de cultivo al compartimento de recepción, es decir, optimalizando el tiempo de retención de la suspensión en el tanque de separación. Hemos comprobado que un tiempo de retención de 15 a 20 minutos permite una buena separación de la mayoría de las partículas de desecho, mientras que las partículas ligeras y de pequeño tamaño no tienen ocasión de sedimentar y son arrastradas de nuevo al medio de cultivo.

Con el fín de evitar un deterioro de la calidad del agua por la producción de bacterias descomponedoras, los desechos acumulados deben ser eliminados, al menos en días alternos. Esto se puede lograr facilmente por medio de sifones fijos situados, a intervalos de 10–15 cm, en el fondo del tanque. Antes de drenar los desechos, que se han acumulado sobre las placas y fondo, se detendrá el flujo de agua y se sacudirán las placas. De esta forma, las partículas agregadas sobre las placas se resuspenden y precipitan sobre el fondo en forma de grandes flóculos. Tras unos 10 minutos de espera se puede retirar un pequeño volumen del separador de placas en el cual irá todo el material de desecho.

En un sistema de cultivo estanco convencional, el volumen del separador debe ser al menos del 10% del volumen del “raceway”; con un tiempo de retención de solo 30 minutos, la totalidad del medio de cultivo pasará por la unidad de tratamiento primario en aproximadamente 5 horas. Esto mantiene la concentración de material particulado en el medio de cultivo a un nivel bajo y aceptable.

Las características de un separador de placas usado corrientemente para tratar un “raceway” de 2 m3 están resumidas en la Tabla XVI.

TABLA XVI

Características de un separador de placas empleado en el tratamiento de un “raceway” de 2 m3 (según Bossuyt y Sorgeloos, 1980).

Dimensiones: Longitud 60 cm

                     Anchura 40 cm

                     Profundidad 50–80 cm

Número de placas 11

Inclinación de las placas 30–40°

Inclinación del fondo 30–40°

Tasa de bombeo 4 1/mn

Diámetro de los desagües 2 cm

Tiempo de retención 30–40 mn

Figura 43. Sistema de tamiz de flujo cruzado usado para eliminar las heces de Artemia (según Bossuyt y Sorgeloos, 1980)

7.2.3.3. Tamiz de flujo cruzado o filtro de malla prismática soldada.

Aunque el separador de placas es un medio muy eficaz para el tratamiento primario del agua, una desventaja importante es su gran tamaño. Para reducir el volumen necesario para el tratamiento primario se puede emplear, de forma combinada con el separador de placas, un tamiz autolavable con desagüe, al cual es utilizado habitualmente para la eliminación de sólidos en los tratamientos de grandes volúmenes de aguas residuales. Tal como se muestra, esquemáticamente en la Fig. 43, este sistema consiste básicamente en una malla prismática soldada, de acero inoxidable, con una abertura en hendidura de 150 micras colocada con una cierta inclinación. El medio de cultivo, libre de larvas y preadultos por un sistema de filtración como el usado con el separador de placas (ver 7.2.3.1.), es bombeado continuamente en la parte superior del tamiz de flujo cruzado, distribuyendose sobre el plano de aceleración del mismo (Fig. 43). En condiciones óptimas de orientación del tamiz y de velocidad de la suspensión, la fina lámina de medio de cultivo que fluye es cortada ej. el agua y las partículas más pequeñas pasarán a traves del tamiz retornando al tanque de cultivo, mientras que las partículas mayores ej. heces, mudas, etc. son retenidas sobre la superficie externa del tamiz deslizandose por la parte inferior hasta un separador de placas más pequeño.

Hemos comprobado que trabajando con este sistema de tamiz de flujo cruzado, en el cultivo de Artemia, se reduce en gran manera el tamaño de la unidad necesaria para

el tratamiento primario del agua, ej. resultados satisfactorios se han obtenido en un “raceway” de 2 m3 con un tamiz de solo 20×30 cm. Dado su alto costo de inversión, consideramos que el tamiz de flujo cruzado solo es justificativo del coste, cuando se usa en sistemas de cultivo a gran escala, o en climas más fríos donde las pérdidas de calor necesitan ser reducidas al máximo.

Figura 44. Esquema de un separador de espuma

7.2.4. Tratamiento secundario del medio cultivo

Aparte de eliminar las particulas de desecho del medio de cultivo, puede ser necesario el tener que evacuar tambien los compuestos solubles, especialmente cuando los alimentos usados son ricos en proteinas o contienen una proporción elevada de materiales solubles. Esos desechos solubles afectan el crecimiento y la supervivencia, al ir deteriorando la calidad del agua, debido a la producción de compuestos tóxicos de nitrógeno (ej. amonio, nitritos, nitratos) originados en los procesos bacterianos de descomposición.

Existen técnicas sofisticadas para eliminar esta fracción soluble, sin embargo, son demasiado complejas o demasiado costosas para su uso en cultivos estancos. La desespumación es la única técnica, que hemos experimentado como tratamiento secundario en cultivos estancos de Artemia. Un esquema de la torre de desespumación que empleamos en el tratamiento del efluente de un separador de placas de un “raceway” de 2 m3, estárepresentado en la Fig. 44. Consiste en un tubo de PVC provisto de un codo y cerrado en el otro extremo con una placa de PVC que actua de soporte.

Un tubo de entrada está instalado a la misma altura que la salida del separador de placas. El tubo de desagüe está inserto a pocos centímetros del fondo y asciende hasta alcanzar la misma altura que el tubo de entrada. Pequeñas burbujas de aire liberadas en la parte inferior del tubo van ascendiendo, encontra, corriente con el flujo de agua lo que provoca la formación de espuma en la que quedan atrapadas las sustancias orgánicas solubles. La espuma es forzada a dirigirse hacia el codo, por donde sale pudiendo, eventualmente ser recogida en un cubo que contiene una sustancia antiespumante; la reducción de la tensión superficial destruirá las burbujas lo que resultará en una suspensión de color parduzco debido a la concentración de materias orgánicas disueltas.

Hemos experimentado que la eficiencia de la desespumación puede verse sustancialmente incrementada, con el uso de un ozonador conectado a la entrada de aire en la torre de desespumación. Más informaciones técnicas sobre este proceso de desespumación están recogidos en Wheaton (1977).

TABLA XVII

Crecimiento y supervivencia de diferentes cepas de Artemia cultivadas en laboratorio bajo condiciones estandar usando Dunaliella (DUN) o salvado de arroz (RB) como alimento durante un período de 7 diás (según Sorgeloos, 1980b; Vanhaecke y Sorgeloos, en preparación).

Supervivencía al 7° día Crecimiento expresado como % definido para la cepa de referencia de San Francisco Bay (288–2596)

DUNDieta

RBDieta

DUNDieta

RBDieta

Lanarca Salt Lake (Chipre) 70* 88*

Santa Pola (España) 76* 88*

Salin dy Giraud (Francia 66* 90*

China (localidad desconocida) 84 83 91*

Shark Bay (Australia) 90(84) 51* 95(96) 89*

San Francisco Bay (CA/USA); lote n° 236–2016)

98 96

Macau (Brasil; cosechada en Marzo de 1978)

84(96) 90 96(98) 102

Barotac Nuevo (Filipinas) 86 86 97 103

Tientsin (China) 96 86 98

San Francisco Bay (CA/USA; lote n° 236–2016)

94 99

Aigues Mortes (Francia) 90 99

Izmir (Turquia) 96 88 101 108

Margherita di Savoia (Italia) 96 88 102 99

San Felix (España) 74* 102

Macau (Brasil, cosechada en Mayo 1978) 94 103

Bonaire (Antillas Holandesas) 66* 90 104 104

San Pablo Bay (CA/USA; lote 1628) 90 92 105 106

Port Araya (Venezuela) 90 81 107 112

Eilat (Israel) 92* 107

Lavadue (Francia) 70* 93 109 96

Adelaide (Australia) 88(88) 113*(113)

Manaure (Colombia) 90 85 115** 129**

Bahia de Salinas (Puerto Rico) 88 74* 122** 122**

Great Salt Lake (UT/USA; cosechada en 1977)

94 86 119**(125) 115**

Buenos Aires (Argentina) 72* 80 126** 124**

Galera Zamba (Colombia) 98 87 126** 133**

Great Salt Lake(UT/USA; cosechada en 1966)

66* 127**

Chaplin Lake (Canada) 88 77 130** 130**

() resultado de la prueba replicada en el tiempo* significativamente diferente de la cepa de referencia al nivel del 0.05** significativamente diferente de la cepa de referencia al nivel del 0.01

7.2.5. Selección de cepas

La investigación llevada a cabo por el Estudio Internacional sobre Artemia con diferentes cepas de esta especie, mantenidas en pequeños sistemas de cultivo, bajo condiciones estandar, ha demostrado diferencias significativas en el crecimiento larvario y en las tasas de supervivencia (ver Tabla XVII). Otros ensayos han indicado que los intervalos óptimos de temperatura-salinidad para la supervivencia larvaria varían de una cepa a otra (Fig. 45, 46). En la Tabla XVIII y Fig. 42 se recogen los datos sobre el efecto de 5 temperaturas, comprendidas en el intervalo de 20–32.5° C sobre la supervivencia, producción de biomasa, tasa específica de crecimiento y eficiencia en la conversión del alimento, para larvas de 8 cepas diferentes de Artemia alimentadas durante 9 días a base de células de Dunaliella, en tubos de ensayo de 500 ml. En base a estós resultados de laboratorio se pueden dar líneas maestras para la selección de cepas en función de los intervalos óptimos de temperatura y del rendimiento en cultivo (Tabla XIX, Fig. 48).

Las cepas siguientes han sido cultivadas con éxito en “raceways” con AWL de 300 l y 2000 l : San Francisco Bay (CA-USA). Great Salt Lake (UT-USA), Chaplin Lake (Canada), Macau (Brasil), Tientsin (RP China), Galera Zamba (Colombia) y Shark Bay (Australia).

7.2.6. Cosecha, procesado, envasado y transporte

La cosecha de cultivos de Artemia de alta densidad puede verse facilitada dada la capacidad de respiración superficial de estos animales. Cuando se interrumpe la aireación en el “raceway”, los niveles de oxígeno en el medio de cultivo descienden

rapidamente y todos los sólidos en suspensión (paquetes de heces, mudas, etc.). se decantan sobre el fondo; tras unos 30 minutos, la Artemia responde al deficit de oxigeno concentrandose en la superficie del agua, donde puede mantenerse por medio de la respiración superficial (moviendo los toracópodos en la interfase aire-agua) y desde donde pueden ser facilmente recogidos con una red.

A bajas concentraciones, los animales se pueden cosechar vaciando el contenido del “raceway” sobre una red de malla de un tamaño de luz apropiado.

Figura 45. Representación gráfica bidimensional (superior) y tridimensional (inferior) de las superficies de respuesta para la supervivencia de 5 cepas de Artemia

franciscana en función de la temperatura (°C) y de la salinidad c(‰); isopletas de respuesta (1, 10, 50, 70, 90% de supervivencia) para (A) San Francisco Bay, CA-USA (B) Macau, Brasil (C) Chaplin Lake, Canada (D) Great Salt Lake, UT-USA; las larvas fueron cultivadas con una dieta de Dunaliella durante un período de 9 días (según Vanhaecke et al., 1984)

Figura 45. (continuación) Artemia persimilis (E: Buenos Aires, Argentina) y Artemia tunisiana (F: Larnaca, Chipre; G: Barbanera, España)

Figura 45. (continuación) Artemia parthenogenética (H: Shark Bay, Australia; I: Tuticorin, India; J: Margherita di Savoia, Italia; K: Tientsin, RP China)

Figura 46. Intervalo más frecuente de temperatura y salinidad para el cultivo de cepas de Artemia estudiadas por Vanhaecke et al., (1984) en el cual la supervivencia excede el 90%.

TABLA XVIII

Efectos de la temperatura sobre diferentes parámetros de producción para varias cepas geográficas de Artemia (según Vanhaecke y Sorgellos, en preparación)

Cepa geográficaTemperatura (°C)

20 22.5 25 27.5 30 32.5

San Francisco Bay, CA-USA

   Supervivencia (%) 97 97 94 91 66 -5

   Producción de biomasa (%)1 75 101 100 94 88 -

   Tasa de crecimiento específico2 0.431d4 0.464a 0.463ab 0.456b 0.448c -

   Conversión de alimento3 3.89b 3.35a 3.64b 3.87b 4.15c -

Great Salt Lake, UT-USA

   Supervivencia (%) 77 85 89 89 87 88

   Producción de biomasa (%) 69 104 122 128 135 78

   Tasa de crecimiento específico 0.392e 0.437c 0.454b 0.460ab 0.465a 0.406d

   Conversión de alimento 3.79c 2.90b 2.65ab 2.52a 2.40a 4.14d

Chaplin Lake, Canada

   Supervivencia (%) 72 75 77 65 50 -

   Producción de biomasa (%) 78 102 108 106 90 -

   Tasa de crecimiento específico 0.422c 0.452ab 0.459a 0.456a 0.437bc -

   Conversión de alimento 3.42a 3.00a 3.03a 3.11a 3.72a -

Manaure, Colombia

   Supervivencia (%) 94 94 91 93 86 77

   Producción de biomasa (%) 52 102 112 110 104 105

   Tasa de crecimiento específico 0.379c 0.451b 0.462a 0.460ab 0.454ab 0.455ab

   Conversión de alimento 5.82b 3.43a 3.36a 3.40a 3.62c 3.56a

Buenos Aires, Argentina

   Supervivencia (%) 96 90 94 91 80 -

   Producción de biomasa (%) 93 113 115 98 96 -

   Tasa de crecimiento específico 0.462b 0.483a 0.485a 0.468b 0.465b -

   Conversión de alimento 2.78a 2.66a 2.81a 3.29b 3.38b -

Lanarca, Chipre

   Supervivencia (%) 98 94 89 62 3 -

   Producción de biomasa (%) 61 94 95 83 0 -

   Tasa de crecimiento específico 0.384b 0.430a 0.432a 0.417c 0d -

   Conversión de alimento 4.29b 3.23a 3.43a 3.93b - -

Shark Bay, Australia

   Supervivencia (%) 97 96 97 92 68 -

   Producción de biomasa (%) 48 67 84 75 66 -

   Tasa de crecimiento específico 0.332c 0.369b 0.393a 0.381ab 0.367b -

   Conversión de alimento 6.49c 5.35ab 4.57a 5.08a 5.81bc -

Tientsin, PR China

   Supervivencia (%) 95 94 91 93 84 54

   Producción de biomasa (%) 41 61 80 92 85 16

   Tasa de crecimiento específico 0.299c 0.343b 0.371a 0.387a 0.378a 0.208d

   Conversión de alimento 7.22c 5.42b 4.46ab 3.84a 4.22ab 22.04d

1 expresado como % del registrado para una cepa de Artemia de referencia (San Francisco Bay, lote 288–2596) a 25°C tras 9 días de cultivo a base de una dieta de células de Dunaliella

2 tasa de crecimiento específico

con T = duración del experimento en días (= 9)

3 conversión de alimento

F = μg de peso seco de Dunaliella aportada como alimentoWt = μg de peso seco de biomasa de Artemia tras 9 días de cultivoW0 = μg de peso seco de biomasa de Artemia al comienzo del experimento

4 medias con el mismo exponente (de a a e) no son significativamente diferentes al nível P<0.05

5 no analizada

TABLA XIX

Capacidad de producción óptima de varias cepas de Artemia a diferentes temperaturas de cultivo

20 °C : Buenos Aires, Chaplin Lake, Macau, San Francisco Bay

22.5 °C : Buenos Aires, Galera Zamba, Great Salt Lake, Chaplin Lake

25 °C : Great Salt Lake, Buenos Aires, Manaure, Galera Zamba, Chaplin Lake

27,5 °C : Great Salt Lake, Galera Zamba, Manaure, Chaplin Lake

30 °C : Great Salt Lake, Galera Zamba, Manaure

32,5 °C : Manaure, Galera Zamba, Great Salt Lake, Tuticorin

Figura 47. Producción de biomasa (círculos) y eficiencia de conversión del alimento (cuadrados) de larvas de Artemia cultivadas durante 9 días a base de una dieta de Dunaliella y a 5 temperaturas diferentes: San Francisco Bay (A), Great Salt Lake (B), Manaure (C) y Tientsin (D) (según Vanhaecke, 1983; el orígen de las cepas se encuentra descrito en la Tabla XVIII)

Figura 48. Intervalos óptimos de temperatura para el cultivo de diferentes cepas de Artemia (según Vanhaecke y Sorgeloos, en preparación; el origen de las cepas se recoge en la Tabla XVIII)

Figura 49. Bolsa (A) y caja de polexpan (“styrofoam”) conteniendo varias bolsas e hielo (B), usados para el transporte de Artemia viva

Tras un lavado minucioso con agua dulce o salada, la Artemia cosechada puede usarse directamente como alimento vivo de predadores de agua dulce o marinos. Dado que la Artemia es un hipoosmoregulador, sus fluidos corporales tienen un bajo contenido en sales (alrededor de 9‰) lo que lo convierte en un alimento aceptable para animales de agua dulce.

Cuando la Artemia es transferida a un medio de agua dulce, continua nadando durante, aproximadamente, unas 5 horas, tras lo cual, puede morir debido al “stress” osmoregulatorio.

Utilizando una tecnica similar a la empleada para el transporte de larvas de peces o crustáceos vivos, la biomamasa puede ser envasada viva en sacos plásticos conteniendo 1/3 de agua de mar enfriada (5–10°C) y 2/3 de oxígeno.

Tasas de supervivencia del 90 % se han obtenido en transporte de 24 horas, utilizando bolsas de plástico de 9 1 con un contenido de 300 gr de peso húmedo de Artemia adulta y 3 1 de agua de mar.

Una vez que la bolsa ha sido llenada con oxígeno, se retuerce la boca y se dobla hacia abajo rodeandola fuertemente con elásticos, colocando los sacos en cajas isotermas de polexpan (“styrofoam”) llenas de hielo (Fig. 49).

La biomasa cosechada que no es consumida en el acto puede ser congelada, o secada en migas despues de un lavado minucioso con agua dulce. Con el fín de garantizar la calidad óptima del producto, la Artemia puede ser congelada cuando todavia está viva. La biomasa escurrida se extenderá en capas delgadas, ej. 1 cm de espesor, en bolsas de plástico, o en bandejas de fabricación de cubos de hielo (ien cubos pequeños!) siendo depositadas en congeladores rápidos (al menos a - 25°C). El exoesqueleto de los adultos no se ve dañado cuando la biomasa es congelada adecuadamente. Una vez puestos a descongelar los cubos de Artemia, los animales aparecen intactos, con lo que no se poluciona el agua por la liberación de los fluídos corporales (ver Fig. 31 para control de calidad).

7.2.7. Esquema de manejo para el cultivo

Llenar el “raceway” con agua de mar artificial o sintética: salinidad de 30–50‰, pH superior a 8.0 (en caso de que sea inferior añadir 1 g/1 NaHCO3 de calidad técnica.

Asegurarse de que la temperatura del agua esté comprendida entre 25–30°C (controlar el sistema de calentamiento y los termostatos).

Controlar si todos los AWL están dispuestos adecuadamente y ajustar su angulo de vertido para lograr una circulación óptima.

Incubar los quistes (decapsulados) para la eclosión, teniendo en cuenta una densidad de inóculo de 5000 N/l

Recoger los nauplios recién eclosionados (Estado I!) preferentemente a la caida de la tarde (el momento exacto para que un quiste eclosione es función de la temperatura del agua, la salinidad y las características de eclosión de la cepa utilizada, ver apartado 3.5.).

Lavar los nauplios sobre una malla de 100 micras con agua dulce y llevarlos al “raceway”.

Añadir el alimento manualmente hasta alcanzar una transparencia de 15 cm. No añadir más alimento durante la primera noche (la toma de alimento es mínima durante las primeras 12 horas).

Desde la mañana siguiente ajustar las adiciones de alimento bien manualmente (varias veces al día) o mejor aún automáticamente (a intervalos determinados) todo ello con el fín de mantener la transparencia del medio de cultivo en el intervalo de 15–20 cm durante la primera semana y de 20–25 cm posteriormente.

Según van creciendo los animales las cantidades diarias de alimento suministradas deberán ser ajustadas, bien incrementando la cantidad añadida o mejor aún la frecuencia de distribución. Controlar la concentración de alimento en el “raceway” varias veces al día con un bastón de transparencia.

Limpiar diariamente el tanque de alimentación y las líneas de suministro antes de introducir una nueva suspensión de alimento.

Desde el cuarto día en adelante los materiales de desecho deberán ser eliminados; utilizar un separador de placas y comenzar con un filtro de malla de 200 micras. Controlar la posición del collar de aireación para evitar la colmatación de la malla del filtro especialmente importante cuando se usan las mallas más finas).

Cambiar las mallas del filtro según van creciendo los animales por otras de micraje superior (200 μm, 250 μm y 450 μm respectivamente). Controlar la necesidad de recambiar las mallas del filtro por la inmediata superior, sumergiendo esta última (cerrando el extremo abierto con un elástico) en el medio de cultivo y verificando si pasan las larvas.

Extraer y limpiar diariamente con agua a presión, el filtro de retención de Artemia. Eliminar, en días alternos, los desechos acumulados en el separador de placas.

Las líneas de aireación deben ser controladas y eventualmente limpiadas al cabo de una semana, y para evitar que se obstruyan por la deposición de sal.

Controlar diariamente los niveles de pH y de oxígeno disuelto. Si el pH alcanza valores de 7.5 añadir 0.3 g/l de NaHCO3 (calidad técnica). Cuando el nivel de oxégeno caiga por debajo de 2 mg/1 aumentar la aireación de los AWL o recambiar la mitad del medio de cultivo por medio fresco.

El estado sanitario de los animales se verificará por su actividad natatoria: Tomar unos cuantos animales en un recipiente de vidrio y ponerlo cerca de la luz, los animales se concentrarán en un punto (el efecto conocido como “crowding”), se recomiendan las observaciones microscópicas del tracto digestivo (que deberá estar siempre lleno de alimento), los toracópodos y la zona de la boca deberán estar limpios, si aparecen cubiertos por aglomerados de alimento, los animales estarán pasando hambre: ello puede ser debido a la naturaleza del alimento o al estado fisiológico de los animales.

Figura 50. Tasas de supervivencia, crecimiento, y producción de biomasa de Artemia de Great Salt Lake cultivada en un “raceway” de 2m3 con AWL (25°C; 35‰; 5 000 animales/1)

Seguir el crecimiento de los individuos estimando la biomasa del “raceway”. Esto se puede lograr, haciendo medidas de peso húmedo de los individuos presentes en varias muestras de un litro, y extrapolando la media al total del tanque.

La duración del cultivo varía con la temperatura, régimen alimenticio, y la cepa seleccionada. Generalmente, la Artemia alcanza el tamaño adulto (± 8 mm de longitud total) al cabo de 2 semanas.

La cosecha se puede lograr por medio de una red, tomando los animales de la superficie una vez que la aireación ha sido interrumpida, o bien por vaciado del contenido del “raceway” sobre un tamiz.

Limpiar y desinfectar el tanque de cultivo adecuadamente antes de volver a utilizarlo.

7.2.8. Resultados de producción (Fig. 50)

Trabajando con varios tamaños de “raceways” equipados con AWL (con volúmenes comprendidos entre 300 l y 5000 l) hemos obtenido unas cosechas máximas cuyas medias son respectivamente de 7 y 5 kg de peso húmedo de biomasa/m3 al cabo de 2 semanas de cultivo.

Las cifras máximas de producción no se diferencian mucho en función de la alimentación o de la cepa utilizada. En cambio, el tiempo de cultivo y especialmente la eficiencia de conversion son función del tipo de alimento y de la cepa empleada.

7.3. Cultivo en circuito abierto

En comparación con los cultivos estancos en “raceways” con AWL y sin renovación de agua, se pueden lograr cultivos de Artemia de mucha mayor intensidad, usando la técnica de circuito abierto en el cual el agua es continuamente renovada. Es obvio que esta renovación continua de los metabolitos particulados y disueltos permitirá densidades de siembra más altas (ej. más de 20.000/l) y creará unas condiciones óptimas de cultivo. Como resultado de ello, se logran mejores tasas de crecimiento y supervivencia que en los cultivos estancos. Por otro lado las técnicas de circuito abierto permiten una mayor automatización y un mejor control de los procesos de cultivo.

Figura 51. Sección transversal de una unidad de cultivo, en circuito abierto, usando algas como alimento (según Tobias et al., 1980)

En contraste con la técnica de cultivo estanco, que se puede realizar en cualquier parte del mundo, la aplicación del cultivo en circuito abierto está limitado a aquellos lugares, donde se dispone de grandes volúmenes de agua de mar, suficientemente caliente, o donde la salmuera es disponible a un precio razonable, ej. plantas de desalinización, efluentes térmicos de centrales térmicas, pozos geotermales, efluentes de salinas, proyectos de afloramientos (“upwelling”) artificiales, sistemas de tratamientos terciarios. Esta restricción, sin embargo, se puede salvar con la adaptación de un método de producción, funcionando en circuito cerrado, tal como ha sido demostrado recientemente por Lavens et al., (1985). Un sistema de cultivo en circuito abierto, pero con racirculación, crea unas condiciones de independencia del medio de cultivo, pero, por otro lado, implica unos costos de producción más elevados.

7.3.1. Construcción y manejo de un sistema de cultivo en circuito abierto

El equipamiento más importante (y esencial) en el cultivo en circuito abierto es el filtro intercambiable y autolavable, que retiene a los animales en el medio de cultivo mientras que permite el paso del agua y los paquetes de heces. Inicialmente, cuando trabajamos con algas, vivas, utilizabamos el mismo tipo de filtro vertical de retención de Artemia que el empleado en los “raceways” con AWL para el tratamiento primario del medio (Fig. 41). La única diferencia era que el agua y las partículas de desechos, pasaban a través de la malla del filtro, saliendo del tanque de cultivo por medio de un tubo de desagüe que enlazaba el cilindro de PVC y la pared del tanque (Fig. 51).

Trabajando con salvado de arroz u otros alimentos inertes hemos observado que la colmatación de la malla del filtro, especialmente cuando usabamos las más finas, es mucho más importante. Por ello, se desarrolló un nuevo tipo de filtro que es más eficaz en su funcionamiento y a la vez más adecuado para un incremento en la escala de cultivo (Brisset et al., 1982). La construcción de este sistema de filtro rectangular está representada esquemáticamente en la Fig. 52

Figura 52. Diseño esquemático de un sistema de filtro rectangular usado en el cultivo en circuito abierto (según Brisset et al., 1982)

Este filtro consta de una estructura oblonga, con forma de embudo, ensamblada con piezas de madera o con tubos de PVC, codos y piezas en T. Los 4 extremos verticales estan montados formando un ángulo de 9 con el fondo. Los filtros de malla de nylon (mallas de 150, 200, 250, 300 y 400 μm) están fabricados para adaptarse al modelo y asegurar una fijación perfecta a la estructura de soporte. La parte más alta del filtro, que comienza justo por debajo del nivel del agua, está fabricada de nylon: esta superficie suave proporciona una oportunidad a las larvas que han sido atrapadas en la esouma, por efecto del collar de aireación, de deslizarse de nuevo al medio de cultivo. Cada filtro está equipado con un tubo de vaciado (2 cm de diámetro) instalado, bajo el agua, en uno de los laterales de menor tamaño. El sistema de filtración, es decir el filtro de saco y el armazón, se adapta exactamente dentro de un ćollar de aireación que ha sido pegado al fondo del tanque de cultivo y que está fabricado en tubería de PVC de 10 mm de diámetro y presenta perforaciones de 1.5 mm situadas a intervalos de 1 cm. El desplazamiento ascendente de las burbujas de aire, no solo previenen la colmatación de la superficie del filtro, sino que al mismo tiempo asegura una aireación y mezcla suficiente del cultivo.

Para los grandes tanques de cultivo se puede mantener el principio del “raceway” con AWL, con la instalación de uno o dos sistemas de filtración para vaciar las aguas etluentes fuera del tanque de cultivo.

En lugar del filtro cilíndrico o rectangular con malla de nylon descritos hasta ahora, un nuevo tipo de filtración cilíndrica ha sido ensayado recientemente por Lavens et al., (1985). Consiste en un cilindro vertical de malla prismática soldada fabricado en acero inoxidable, el fondo y la parte superior se insertan en unos anillos de PVC (Fig. 53). Un collar de aireación circular está fijado al anillo del fondo. El anillo superior de PVC (o un cilindro de plástico fijado sobre la parte superior del filtro, ver Foto 20) se coloca inmediatamente por debajo de la superficie del agua, reduciendo las pérdidas de larvas que hubieran sido atrapadas por la espuma.

El ensuciamiento de la parte interior del filtro, se reduce, en gran medida, colocando un cilindro de PVC en el interior del filtro para incrementar la tasa de flujo. Comparando con los filtros de nylon las tasas de colmatación se ven reducidas en gran medida, al mismo tiempo que la eliminación de partículas es mucho más eficiente (debido a las aberturas en hendidura frente a las aberturas cuadradas). Como resultado de todo allo, la tediosa labor diaria de limpieza de los filtros, solo es necesaria para las mallas más finas (150, 200 y 250 μm) mientras que las de mayor tamaño (300, 350 y 400 μm) solo es necesario limpiarlas en días alternos.

Figura 53. Cilindro filtrador de malla prismática soldada usado en el cultivo en circuito abierto

Fotografía 20: Filtro de acero inoxidable de malla prismática soldada usado en el cultivo en circuito abierto (A): detalle en un tanque vacío; B: puesto en funcionamiento)

Figura 54. Sistema de distribución de agua para el cultivo en circuito abierto

El agua es continuamente bombeada dentro del tanque de cultivo por medio de una tubería conectada a un depósito con presión hidrostática constante. Las tasas de flujo a los cultivos individuales deben ser ajustadas para lograr una eliminación aceptable de los paquetes fecales. En lugar de emplear grifos bastante caros, una solución más barata es el uso de tapas intercambiables de PVC adaptadas en la tubería de PVC de suministro de agua, estos tapones tienen una pequeña abertura, cuyo tamaño determinará la tasa de flujo (Fig. 54). Se calibrarán de antemano una serie de estos taponcitos con varios tamaños de abertura. Se puede de esta forma, cambiar facilmente el flujo de entrada en el tanque de cultivo intercambiando los tapones en la tubería de distribución.

Trabajando a una densidad larvaria de 10.000/1 el tiempo de retención se mantendrá en 3 horas durante los primeros días, siendo progresivamente reducido hasta un mínimo de una media hora a partir del doceavo día. Al comienzo del cultivo se instalará un filtro con una apertura de malla de 125 micras. A medida que los animales van creciendo es fundamental ir cambiandolo por mallas progresivamente mayores, de esta forma se mejora la capacidad de separación de los sólidos en suspensión del propio medio de cultivo.

7.3.2. Cultivos de alqas como combinación de alimento y medio de cultivo.

Los cultivos de microalgas marinas pueden ser utilizados como una combinación de medio de cultivo y una fuente de alimento para los cultivos de Artemia en circuito abierto (Tobias et al., 1979). Las algas pueden ser cultivadas tanto en el llamado “Proyecto de Afloramiento Artificial” (Roels et al., 1976), como en sistemas de tratamiento terciarios (Milligan et al., 1980) o bien pueden ser cósechadas de los estanques de evaporación de las salinas. A pesar de que D'Agostino (1980) publicó una larga lista de especies de algas aptas para el cultivo de Artemia (ver Tabla XX), es aconsejable verificar la calidad nutritiva (ingestibilidad, digestibilidad y valor alimenticio) de las cepas de algas seleccionadas, por medio de ensayos preliminares de crecimiento y supervivencia, ej. inoculando placas Petri de vidrio (10 cm de diámetro) con 10 nauplios recién nacidos en 25 ml de la suspensión de algas (a diferentes concentraciones celulares) durante 7 días.

TABLA XXMedida cualitativa del valor nutritivo de varias cepas de algas usadas como alimento en

cultivos monoxénicos de Artemia de Great Salt Lake (UT, USA) (según D'Agostino, 1980)

Supervivencia

Estados de desarrollo alcanzados

Supervivencia

Estados de desarrollo alcanzados

(días)Juvenil

Pre-adulto

M-H

H-huevos

(días)juvenil

Pre-adulto

M-H

H-huevos

Chiorophycese Dinoonvceae

brachiomonasosp. (no 7)

20–24

Ampnidinium carreri (no 1)

1–2T NC

Brachiomonas pulsifera

10–15

Glenodinium montanum (no1120)

1–2T NC

Brachiomonas submarina

6–7Gonvaulax catenella

1–3T NC

Carterii sp. (no 1)

10–13 NCGonyaulax monilata

1–3T NC

Carterii chui 6–8 NCGonyaulax tamarensis

1–2T NC

Carterii convaluta

6–8 NCGymnodinium sp. (Thomas)

6–12 NC

Chlorella marina (no 580)

16–18

Gymnodimium brevis

1–2T

Dunaliella sp. (brine)

9–10 NCGyrodinium connil

5–8 NC

Dunaliella sp. (marina)

14–18 Peridinium sp. 3–10 NC

Dunaliella parva

8–9 NCPeridinium triquetum

3–7 NC

Dunaliella salina

16–20Peridinium trocnoideum

2–4 NC

Dunaliella terriolecta

15–20Prorocentrum micans

2–9 NC

Dunaliella viridis

18–20Bacillariophvceae

Nanochloris oculats

15–40

Acnnantnes brevipos

8–12

Nanochloris thomas

16–30

Amphora coffaciformis

20–21

Platymonas tetrahela

18–32

Amphora palunosa

10–14

Prasinocladus lubricus

25–28

Amphora perpusilla

18–25

Pyramimonas incostans

8–10 NCChaetoceros lorenzianus

2–8 NC

Stephanoptera gracilis

20–28

Cosciuodiscus asteromphalus

3–8 NC

Stichococcus fragilis

4–5 NC Cyclotella sp. 14–

18

Chrysophyceae

Cyclotella nana (no 131)

2–8 NC

Chrysochromulina brevifilum

2–4 NCCyclotella nana (no 3H)

15–19

Chrysochromulina strobilum

3–6 NCNavicula incerta

8–13

Chrysochromulina kappa

2–7 NC Nitzacnia sp.14–28

Coccolithus huxleii (no 92A)

9–10 NCNitzachia acicularis

15–16

Hymenomonas sp. (no 156)

1–7 NCNitzachia closterium (no640)

16–17

Isochrysis galbana

10–14

Nitzachia frustulum (no53M)

19–20

Manochrysis lucherii

20–30

Nitzachia frustulum (no13M)

3–24 NC

Pavlova gyrans

3–13 NCNitzachia ovalis (no 49M)

13–20

Stichochrysis inmobilis

28–30Phaeodactylum tricornutum

13–15

Syrachosphera sp. (no 181)

2–7 NCRhizosolenia sp.

2–4 NC

Syrachosphera elongata

20–30

Skeletonema costatum

2–6 NC

Stephanopyxis turis

2–12 NC

Cryptophycease

Thallasiosira fluviatilis

2–6 NC

Chroomonas sp.

20–23

Chroomonas pauciplastida

6–12 NCCyanophyceae

Cryptomonas sp.

12–14Coccocnioris sp.

8–13

Hemiselmis rufescena

13–15Plectonema roseolum

3–11 NC

Hemiselmis Virescena

9–10Rhodoonvceae

Rhodomonas sp.

14–15Rhodosarus marina

4–14

Rhodomonas lens

11–14

Euelenophyceae

Eutreptia sp. 4–13 NC

Las cifras indican el número de días de supervivencia o los días empleadospara alcanzar el estado de desarrollo indicado: M-H - sexualmente diferenciado (M) machos y (H) hembras, H- huevos - hembras adultas con huevos.NC = sin crecimiento; T = tóxico.

Antes de iniciar un cultivo en circuito abierto, con un alga adecuada, se necesita determinar la llamada “concentración mínima celular de algas”. Ya que, bajo ciertas concentraciones críticas de densidad alimentaria, las larvas no pueden tomar una cantidad de energía necesaria por unidad de tiempo, para completar sus necesidades metabólicas y poder crecer.

A fín de conocer la concentración mínima celular a la que se puede cultivar Artemia, se puede realizar el siguiente ensayo: 3.000 larvas (preferentemente en estado II-III) son puestas en suspensión con una aireación suave dentro de una probeta de 2 l, llena con una concentración conocida de algas (la concentración que produjo los mejores resultados durante los ensayos preliminares de crecimiento y supervivencia). La temperatura se mantendrá constante a 25°C, midiendo la densidad de algas cada 10 minutos (ver la descripción de la técnica de recuento con una cámara cuentaglóbulos en el Apéndice 7) y representándola sobre una gráfica (Fig. 55). Este muestreo se prolongará hasta que ya no se registre ninguna caída significativa en la concentración celular. El valor, al que los niveles de ingestión se detiene (alrededor de

5.000 cel/ml para Chaetoceros curvisetus, ver fig. 55), es específico de la especie de alga (especialmente determinado por las dimensiones celulares) y se considera como la concentración mínima celular para el cultivo en circuito abierto. La conversión más eficiente de las algas por la Artemia cultivada en circuito abierto, se logra, cuando la concentración de algas en el efluente se aproxima a la concentración mínima celular. Esto se puede conseguir, ajustando el tiempo de retención del flujo de entrada del cultivo de algas que se aporta al tanque de Artemia, en función de la concentración celular existente en el efluente del propio tanque de Artemia. La densidad celular en el efluente se medirá diariamente, ajustando el flujo de entrada del cultivo de algas para asegurar el mantenimiento de un número suficiente de células en el tanque de cultivo. Las producciones están limitadas, mayormente, por la densidad celular an el cultivo de algas, ej. en el Proyecto de Afloramiento Artificial de St. Croix los tiempos de retención en el estado pre-adulto (es decir animales con 2 semanas de edad) tuvieron que ser reducidos a unos pocos minutos para asegurar un aporte suficiente de alimento a una densidad de Artemia de 18.000/1. Las máximas cosechas obtuvieron una media de 25 kg de biomasa en peso húmedo/m3 empleando un volumen total de cultivo de Chaetoceros curvisetus (STX-167) de 4.000 m3 a una densidad celular de 4,5 ×104 cel./ml (Roels et al., 1979; Sorgeloos, 1985).

Figura 55. Descenso en la concentración celular de Chaetoceros curvisetus en ensayos de cultivo estanco con Artemia adulta (más detalles en el texto)

Esquema de manejo del cultivo:

Llenar el tanque de cultivo con la suspensión de algas. Colocar el sistema de filtración con una malla de 125 micras, asegurar un

funcionamiento adecuado del collar de aireación. Incubar los quistes (decapsulados) para la eclosión teniendo en cuenta una

densidad de inóculo de 15.000 a 20.000 nauplios/1. Limpiar los nauplios estado I, tras cosecharlos sobre una malla de 100 micras y

transvasarlos al tanque de cultivo. Abrir la entrada de medio de cultivo fresco y ajustar un tiempo de retención

suficiente para mantener una concentración celular en el efluente ligeramente superior a la concentración mínima celular.

Ajustar cada día el tiempo de retención en función de la densidad en el desagüe.

Detener, todos los días, el flujo en el circuito para limpiar la malla del filtro con agua a presión.

Según van creciendo los animales, cambiar las mallas del filtro por los tamaños superiores, es decir, 200, 250, 300 y 400 μ m respectivamente.

Controlar diariamente los niveles de oxígeno disuelto para verificar la necesidad de incrementar las tasas de aireación en el tanque de cultivo.

Verificar el estado de salud de los animales, hacer una estimación de la biomasa, cosechar el cultivo tras haber interrumpido la entrada de flujo, etc., siguiendo el mismo esquema descrito en el apartado 7.2.7.

Figura 56. Esquema de un medidor electrónico de transparencia usado en el cultivo de Artemia en circuito abierto (según Lavens et al., 1985)

7.3.3. Utilización de alimentos inertes en el cultivo en circuito abierto

El empleo de algas vivas en al cultivo en circuito abierto de Artemia está fundamentalmente restringido por los grandes volúmenes de algas necesarios para la producción de la biomasa de Artemia. La gama de alimentos potencialmente adecuados para el cultivo de Artemia, no está limitado, sin embargo, a las algas vivas. Alimentos inertes baratos que han demostrado ser adecuados en los cultivos estancos pueden tambien ser usados, pudiendo ahora, ademas, considerar alimentos que tienen una solubilidad elevada en agua tales como leche desnatada deshidratada y la

harina de soja. De manera general, la preparación del alimento, las técnicas estratégicas de alimentación son similares a las descritas en el apartado 7.2.2..

Dado que la densidad de animales es más elevada y el agua del cultivo es renovada continuamente, la suspensión de alimento debe ser añadida mucho más frecuentemente (preferentemente cada pocos minutos) para minimizar las fluctuaciones en la concentración de alimento. Las cantidades y tasas de adición de la suspensión concentrada de alimento son controladas por lecturas de la transparencia realizadas en el interior del sistema de filtración. La transparencia en el medio de cultivo se mantendrá en 25 cm, aproximadamente. Desde la segunda semana en adelante, el control de la transparencia del régimen alimenticio se hace más dificil ya que la toma de alimento es muy rápida debido a la elevada densidad de estos filtradores tan efectivos. Cuando la transparencia se mantiene por encima de 25 cm, es mejor controlar las adiciones de alimento, en términos de peso seco de alimento por biomasa en peso húmedo en el tanque (ver apartado 7.5.1.1.).

Tal como ha sido descrito por Lavens et al., (1985) se puede conectar al efluente del tanque de cultivo un medidor de transparencia, bastante simple (Fig. 56), para controlar las condiciones eventuales de sobrealimentación.

Cuando la transparencia del medio de cultivo cae por debajo de un mínimo preseleccionado, el medidor electrónico activará el encendido de la bomba distribuidora del alimento. El flujo continuado de agua a través del aparato, junto a una inyección regular de aire cerca del emisor de luz, limita la sedimentación y colmatación. Este sistema es simple de construir y asegura unas medidas precisas de la transparencia durante períodos de más de 24 horas.

Según van creciendo los animales, los tiempos de retención deben ser acortados para permitir una eficiente eliminación de los paquetes fecales y las mudas. Debido a estos cortos períodos de retención una buena proporción del alimento aparece presente en las aguas del efluente. Con el fín de limitar las tasas de consumo de agua y evitar de esta forma la pérdida de alimento, es posible realizar un reciclaje parcial de los efluentes por medio de un separador de places.

Según nuestra experiencia con alimentos inertes, las cifras de producción son comparables a esas obtenidas con los cultivos de algas, ej. se consiguieron cosechas de 20 kg de Artemia por metro cúbico tras dos semanas de cultivo a 25°C utilizando salvado de arroz micronizado como alimento y alrededor de 150 m3 de agua de mar como medio de cultivo. Unas cifras similares de producción se han logrado recientemente usando desechos de soja como alimento. La adecuación de estos alimentos inertes para el cultivo de Artemia está reflejada en las tasas de conversión del alimento, ej. 0.75 kg de alimento seco para producir 1 kg en peso húmedo de biomasa de Artemia.

Esquema de manejo del cultivo:

Llenar el tanque de cultivo con agua de mar (30–35‰, 25–28°C, pH 7,5–8,5).

Instalar el sistema de filtración y preparar los nauplios de la misma forma descrita en la sección 7.3.2.

Poner en funcionamiento el cultivo por la tarde, en condiciones de cultivo estanco. Añadir el alimento manualmente hasta lograr una transparencia de 20 cm

Comenzar el sistema de circuito abierto a la mañana siguiente, con un tiempo de retención de 4 horas. Iniciar las distribuciones de alimento (manual o automáticamente) para mantener la transparencia del cultivo en 25 cm aproximadamente.

Ajustar la alimentación diaria según van crecierdo los animales. Controlar la concentración de alimento en el tanque de cultivo por lecturas frecuentes de la transparencia en el interior del sistema de filtración.

Ajustar el tiempo de retención del medio de cultivo para obtener una eliminación eficaz de los paquetes fecales y las exuvias.

Limpiar diariamente el recipiente del alimento y las líneas de suministro antes de introducir una nueva suspensión.

Interrumpir el circuito abierto diariamente para limpiar las mallas del filtro con agua a presión.

Ir renovando las mallas del filtro por otras de tamaño superior según van creciendo los animales.

Instalar, eventualmente, un separador de placas para reciclar parcialmente el efluente del cultivo. Limpiar el separador de placas en días alternos.

Limpiar regularmente las tuberías de suministro de agua y el tanque de presión hidrostática constante.

Controlar, diariamente, el nivel de oxígeno disuelto y el estado de salud de los animales, estimar la biomasa, cosechar el cultivo etc., tal como se describió en las secciones 7.2.7. y 7.3.2.

7.3.4. Cultivo en circuito abierto con recirculación

Un requerimiento básico para el cultivo en circuito abierto es la disponibilidad de grandes volúmenes de agua de mar caliente o de salmuera, lo que restringe su aplicación a un número limitado de lugares. Sin embargo, esto se puede superar con la adopción de la misma técnica de cultivo aunque aplicando un sistema de flujo continuo en circuito cerrado. Ello implica la adición de una unidad de filtración biológica, combinada con un sistema de separación de partículas y una unidad de desinfección para tratar los efluentes del tanque de cultivo cargados de productos de excreción, tales como restos de heces y metabolitos solubles, exuvias, particulas y agregados de alimento, etc.

El sistema de purificación consiste, esencialmente, en la degradación de los compuestos orgánicos solubles por medio de la mineralización y nitrificación bacteriana, así como la eliminación de esta biomasa orgánica.

Figura 57. Esquema del montaje de una unidad de cultivo en circuito cerrado con flujo continuo (1) = sistema de tamiz de flujo cruzado; (2) = separador de placa (según Lavens et al., 1984)

Los procesos de nitrificación aerobia son especialmente importantes, ya que por ellos se convierte el amonio, producido en la mineralización, y que es tóxico a baja concentración, en nitritos (tambien tóxicos) y finalmente en nitratos (solamente tóxicos a niveles relativamente altos). Por lo tanto el sistema de purificación biológica requiere un medio oxigenado y grandes cantidades de sustrato sobre el que las bacterias puedan fijarse.

A pesar del uso frecuente de tales sistemas de circuito cerrado para el cultivo de organismos acuáticos, existe todavia una falta de conocimientos básicos para diseñar un sistema de recirculación bien equilibrado; aparentemente, el buen manejo de un sistema de circuito cerrado caé más en la categoría de un arte que en la de una ciencia (ver revisiones en Chiba, 1981; Rosenthal, 1981b). Hablando de forma práctica, esto significa que no existe hasta ahora un concepto “óptimo” para sistemas marinos de recirculación.

En los ultimos años se ha ido ganando, en el Centro de Referencia de Artemia, experiencia práctica con cultivos cerrados de flujo contínuo, usando un disco rotatorio de contacto biológico o biodisco, como unidad de tratamiento biológico (Lavens y Sorgeloos, 1984, Lavens et al., 1985, ver diagrama en figura 57 y Foto 21). Los efluentes de seis tanques de cultivo de 300 l son recogidos y vaciados en el biodisco. Este sistema de purificación biológica fue seleccionado ya que había sido utilizado con éxito en el cultivo en circuito cerrado de peces y crustáceos (Lewis y Buynak, 1976, Mock et al., 1977), además de por su estabilidad de operación, bajo condiciones de fluctuaciones hidraúlicas o de carga en materia orgánica. Mayores detalles

técnicos sobre los procesos en el biodisco pueden encontrarse en Lewis y Buynak (1976), Clark et al., (1977) y Famularo et al., (1978).

Nuestro biodisco consiste de 4 unidades formadas por discos de PVC espolvoreados de arena (1 m de diámetro) que giran a 6 rpm en compartimentos interconectados (Fig. 58). El total de la superficie de contacto es de 190 m2. El modelo de flujo específico del efluente de agua en el biodisco, asegura un contacto cercano de los desechos orgánicos disueltos con las bacterias fijadas a los discos. El oxígeno es suministrado a esos microorganismos durante la rotación cuando la superficie plana del disco es expuesta al aire.

Fotografía 21. Vista general (A) y detalles de los tanques de cultivo de 300 1 (B) instalados para el cultivo en circuito cerrado por flujo continuo (a): unidad de disco biológico; b: tamiz de flujo cruzado; c: separador de placa; d: columna de presión hidrostática constante; e: tanque de cultivo de 300 1)

Figura 58. Esquema de un filtro biológico de contacto rotatorio (A) Vista superior, (B) Vista lateral, (C) Vista de la sección transversal de una unidad (según Lavens y Sorgeloos, 1984)

TABLA XXI

Datos de producción de Artemia de Great Salt Lake cultivada con varias dietas durante 14 días en un sistema de recirculación (recopilado de Lavens et al., 1986)

Composición de la dieta Supervivencia Crecimiento Producción de Eficiencia de

biomasa conversión

% (mm) (g/l)

Día 7 Día 14 Día 7Día 14

Día 7 Día 14 Día 7 Día 14

subproducto del maíz - salvado de arroz (1:1)

93 73 1.8 3.5 2.3 11.6 1.6 0.65

subproducto del maíz - desechos de la soja (4:1)

59 19 3.1 8.2 5.0 11.3 0.84 1.13

subproducto del maíz - subproducto del trigo (1:1)

71 70 2.2 5.6 - 7.2 - 1.04

subproducto del maíz - salvado de trigo (1:1)

85 71 2.2 4.9 3.5 14.5 1.3 0.8

subproducto del queso 76 15 2.1 5.1 4.1 4.3 0.48 0.58

subproducto del maíz - subproducto del queso (1:1)

80 33 3.6 7.7 7.9 14.7 0.51 0.82

El efluente del tratamiento biológico es bombeado sobre un tamiz de flujo cruzado y su vertido desagüa en un separador de placas (ver 7.2.3.). El medio de cultivo, libre de sólidos en suspensión, es vaciado finalmente en un tanque de almacenamiento desde donde es bombeado a la torre de presión hidrostática constante y desde allí al circuito de flujo continuo (ver 7.3.1.).

El tratamiento biológico y mecánico de este sistema, da como resultado unas tasas de purificación que llegan a ser inferiores a 5 mg/1 de BOD para una tasa de flujo de 3 m3 por hora, con un volumen total de cultivo de 6 m3 de agua de mar (Lavens et al., 1985). La limpieza rutinaria diaria del separador de placas, sistemas de filtración etc. resulta en un cambio de agua total, incluyendo compensaciones por evaporación de hasta el 100% por mes. La presencia de compuestos nitrogenados fue analizada regularmente , permaneciendo por debajo de 0,10 ppm de amonio y 0,15 ppm de nitrito.

Nuestro sistema de circuito cerrado con flujo continuo no incluye un sistema de desinfección, ej. esterilizador, U.V. u ozonizador. En algunas ocasiones hemos sufrido perdidas completas como resultado de una contaminación por Leucothrix; la totalidad del sistema de cultivo tuvo que ser vaciado y desinfectado (con hipoclorito). Según Kinne (1976) Liao (1981) y Rosenthal (1981a) se debería incorporar al sistema de cultivo en flujo continuo, un sistema de desinfección “en el circuito”.

Aunque nuestro sistema actual de recirculación puede ser ulteriormente mejorado, las cifras de producción son comparables a esas obtenidas en un sistema de cultivo en circuito abierto con alimento inerte; ej. se pueden cosechar 6 kg de peso vivo de Artemia en un tanque de 300 1 tras 2 semanas de cultivo con un consumo de 4,6 kg de alimento micronizado; la tasa de supervivencia y la talla de los animales al final del período de cultivo promediaron el 60% y 6 mm respectivamente. Más detalles están recogidos en la Tabla XXI.

TABLA XXII

Datos sobre la composición porcentual de los 6 principales ácidos grasos en Artemia cultivada. Los datos estan expresados como porcentaje del total de esteres metilados de ácidos grasos para cada una de las muestras (recopilado por Léger

Cepa de Artemia Fuente de alimento Acido graso

16:0 16: 18: 18: 18: 20:

1w75 1w95 2w6 3w3 5w3

SFB1 Chaetoceros4 microencapsulado 15.5 19.4 30.6 2.8 3.9 12.7

dietas4 -libre de lípidos 13.6 6.8 43.2 8.2 7.0 1.6

           -aceite de hígado de bacalao 9.4 7.2 43.7 7.8 6.9 9.2

           -aceite de almeja 9.4 5.6 40.1 5.5 6.3 8.0

           -áceite de soja 12.4 2.9 35.1 20.7 7.5 3.4

SFB extracto de harina de trigó 9.6 6.9 28.9 22.8 7.9 2.3

extracto de salvado de arroz 24.4 4.9 34.3 26.1 4.5 2.2

extracto de arroz molido 12.8 4.0 23.4 10.1 11.2 7.7

SFB salvado de arroz 15.2 10.9 33.6 21.6 1.7 0.8

(N 236–2016) salvado de arroz + aceite de hígado de bacalao 12.2 14.4 36.4 9.1 1.2 9.2

SFB salvado de arroz 14.4 9.0 30.2 16.5 4.8 1.6

(N 1628) salvado de arroz + aceite de hígado de bacalao 11.0 10.7 32.8 6.2 4.1 8.8

GSL2 maíz 10.6 5.8 39.5 32.0 1.6 2.2

copra 14.1 11.3 32.9 8.0 0.9 1.3

salvado de arroz 11.9 6.7 39.1 29.1 1.9 1.2

soja 8.9 4.2 37.3 33.1 3.5 1.0

Chaetoceros 11.7 22.5 17.2 5.0 0.9 18.6

Dunaliella 14.7 2.4 27.3 13.4 20.2 4.7

subproducto del maíz A 12.0 6.1 33.1 35.8 1.5 0.5

subproducto del maíz B 12.0 9.6 31.2 27.4 2.1 1.1

salvado de arroz desgrasado 13.3 9.1 36.1 23.5 1.8 0.9

n.s.3 Chaetoceros 11.6 44.9 18.4 0.7 0.5 12.0

n.s. Chlamydomonas 12.0 4.4 14.0 7.7 11.9 4.6

n.s. Monochrysis 12.9 13.4 17.8 6.5 4.4 17.3

n.s. Phaeodactylum 9.8 9.2 21.6 10.0 9.0 11.0

n.s. Platymonas 12.0 5.0 14.7 6.5 13.9 9.2

1 San Francisco Bay, CA-USA2 Great Salt Lake, UT-USA3 origen no especificado4 sólo fracción lipídica polar dada para las series de SFB alimentadas conChaetoceros y con dietas microencapsuladas5 pude incluír otros monoenos

7.4. Valor nutritivo de la Artemia cultivada

La Artemia producida en los sistemas intensivos de cultivo puede ser usada como un alimento válido para las larvas de varias aspecies de peces y crustáceos (ver revisión en Léger et al., 1986a, ver tambien la sección 6).

Contrariamente a lo que sucede con los animales provenientes del medio natural, el perfil en ácidos grasos de los ejemplares cultivados a base de alimentos de origen terrestre (ej. productos de desecho agricolas) no presentan niveles significativos de los ácidos grasos esenciales 20:5 w3 y 22:6 w3 (ver Tabla XXII). Sin embargo, esta deficiencia puede ser remediada con la aplicación de las técnicas de enriquecimiento; empleando dietas similares a las descritas con anterioridad para los nauplios (ver apartado 5.4.5.). De hecho, esta técnica de encapsulación proporciona interesantes oportunidades para usar la biomasa de Artemia, no solo, como un alimento atractivo sino que al mismo tiempo puede servir de transportador para la administración de productos diversos a las larvas de los predadores, ej. nutrientes esenciales, pigmentos, profilácticos, terapéuticos, hormonas, etc.

La Artemia producida en los cultivos intensivos puede ser preferida a la biomasa natural, ya que al haber sido producida esta última a salinidades elevadas, puede que

no sobreviva tanto tiempo cuando se la introduce en agua de mar natural; además la Artemia natural puede ser portadora de organismos infecciosos tales como Cestodos, Espiroquetas, Hongos, y Procariotas intracelulares. La Artemia cultivada a base de diversos desechos agrícolas, en sistemas de cultivo estancos ha demostrado ser relativamente limpia en lo que respecta a contaminaciones microbianas. Otra ventaja de usar Artemia cultivada es que se puede producir con una diversidad de tamaños desde 0,5 mm hasta más de 10 mm, y poder asi ser suministrada a los predadores conforme a sus requerimientos alimenticios de tallas determinadas.

7.5. Uso potencial de las técnicas de cultivo intensivo para la producción controlada de quistes o nauplios

La técnica de cultivo de Artemia en circuito abierto, tal como fue descrita en la sección 7.3.4., puede ser adaptada para la producción controlada de quistes o nauplios, ofreciendo con ello perspectivas interesantes para la aplicación en “hatcheries” acuícolas. El control del tipo de reproducción no solo crea una independencia del mercado internacional de los quistes, con sus fluctuaciones de precios y de cantidades disponibles, sino que tambien da, con mucho, un mejor control de la calidad de este alimento vivo. Además, tal técnica permite una integración adecuada de la Artemia en una planta de acuicultura: la puesta producida puede ser entonces utilizada directamente como fuente de alimento en la “hatchery”, o puede ser sembrada en tanques de cultivo para producir juveniles y animales reproductoramente activos, que serán suministrados como alimento, respectivamente a los estados de pre-engorde y maduración de los predadores.

La técnica para la producción controlada de puestas de Artemia, requiere tres modificaciones esenciales con respecto a la técnica de producción de biomasa:

7.5.1. Composición específica de la dieta y estrategias para la alimentación de adultos.

Con el fín de asegurar una tasa de supervivencia elevadas y una actividad reproductora máxima, es necesario ofrecer a los adultos una dieta mucho más compleja, ej. una mezcla de subproductos de arroz y maiz, proteinas unicelulares y un enriquecimiento en ácidos grasos poliinsaturados (HUFA). En suma, los requerimientos alimenticios no pueden ya ser dosificados por lecturas de transparencia (densidades de animales muy altas, actividad filtradora para la alimentación muy eficaz). En su lugar, una ración diaria de 10% de alimento (porcentaje en peso seco de alimento del total de biomasa viva) distribuida cada 5 minutos durante las 24 horas, alcanza los mejores resultados de producción (Lavens y Soegeloos, 1986).

TABLA XXIII

Composición en ácidos grasos del estado I de Artemia eclosionados a partir de quistes producidos en sistemas de cultivo intensivo, y de las dietas alimenticias de los cultivos parentales (recopilado de Lavens et al., 1986b)

EMAG LVD2 salvado de arroz

LVD alimentada con salvado de arroz

salvado de arroz enriquecido

LVD alimentada con salvado de arroz enriquecido

SpirulinaLVD alimentada con Spirulina

material Area %

parental mg/gDW

Area % Area %

mg/gDW Area % Area %

mg/gDW Area % Area %

14:0 0.9 0.63 0.5 0.17 0.14 3.5 0.9 0.82 1.1 0.6

14:1 1.23 0.83 traza 0.4 0.32 traza 0.8 0.74 0.1 1.2

15:0 0.7 0.48 traza 0.3 0.26 0.1 0.3 1.3 0.1

15:1 0.6 0.43 - - - traza 0.3 0.30 0.7 0.1

16:0 12.5 8.44 22.0 12.2 9.88 12.3 9.0 8.40 38.0 10.9

16:1w7 7.8 5.30 0.6 2.6 2.12 8.9 7.7 7.22 10.9 4.8

16:2 0.8 0.57 0.8 0.68 0.8 0.8

17:0 1.3 0.9 0.4 0.34 0.3 0.27

16:3 2.2 1.51 traza 0.2 0.19 traza 0.5 0.46 1.5 1.0

18:0 5.2 3.5 2.8 3.6 2.88 2.5 2.2 2.07 1.7 2.8

18:1w7/9 17.9 12.09 36.2 40.5 32.73 24.0 46.9 43.87 4.1 36.3

18:2 6.4 4.32 34.8 35.7 28.81 6.0 18.6 17.37 15.0 36.0

18:3w3 20.8 14.05 2.2 1.5 1.19 0.9 1.7 1.59 22.23 4.43

20:1 1.1 0.74 0.7 0.58 0.9 0.88

20:4 1.3 0.89 0.5 0.1 0.10 0.4 0.4 0.33 0.4 0.4

20:5w3 5.0 3.39 - 0.3 0.24 8.2 7.5 7.03 0.2 0.2

22:6 - - - - - 9.0 0.4 0.37 - -

1 ester metilo del ácido graso EMAG expresado en % del total de EMAG (% de área) o en mg/g de peso seco de Artemia

2 Lavalduc, Francia3 principalmente 18:3w6

El valor nutritivo del alimento no solo es importante en la dieta de los adultos de Artemia, sino tambien en la calidad de sus puestas, usadas como alimento de peces y crustáceos. La composición nutritiva, especialmente el perfil en ácidos grasos, de los quistes o las larvas producidos es un reflejo de la composición de la dieta (Tabla XXIII).

7.5.2. Inducción de la oviparidad u ovoviviparidad

A fin de obtener una población homogenea con todas las hembras en el mismo modo reproductor (ovipara= quistes; ovovivipara= nauplios), se necesitan manipular rigurosamente algunas condiciones abióticas.

Básicamente, la producción de quistes es inducida por deficiencias cíclicas de oxígeno (ej. 5 minutos de aireación con N2 en intervalos de 4 horas; Lavens y Sorgeloos, 1984) en combinación con un enriquecimiento en Fe del medio de cultivo. Estos factores estimulan las glándulas pardas de la concha para segregar la cápsula del quiste (rica en hematina, un producto de descomposición de la hemoglobina de color marrón), alrededor de los primeros estadíos embrionarios. Las deficiencias cíclicas de oxigeno, junto con la adición de Fe favorece la producción de una hemoglobina específica que induce, eventualmente, la producción del quiste (Versichele y Sorgeloos, 1980; Lavens y Sorgeloos, 1984).

La producción de nauplios, por el contrario, está favorecida por unas condiciones (a)-bióticas, especialmente estables, con relación a las condiciones de oxigenación en el medio de cultivo. Más aún, la dieta no puede interferir con las condiciones de oxígeno en el tanque de cultivo.

7.5.3. Técnica de recuperación de puestas por cosecha contínua.

Una técnica para la recogida continua de las puestas que son vertidas con el efluente del tanque de cultivo, puede adaptarse facilmente a un sistema de cultivo en circuito abierto (Fig. 59). Tambien hemos desarrollado unos filtros especiales, utilizando tamices verticales de malla prismática soldada de 150 μm (para nauplios) o de 175 μm (para quistes) que tienen una alta capacidad de filtración, permitiendo de esta forma una concentración continua del material producido sin problemas de colmatación. Las cosechas diarias son lavadas de otros desechos por medio de una técnica de sedimentación diferencial para los quistes (ver sección 3.2.) o por medio del fototactismo en el caso de las larvas.

Figura 59. Diagrama esquemático del montaje de un recuperador de nauplios en un sistema de cultivo en circuito abierto. A: tanque de cultivo con adultos; B: filtro invertido de malla prismática soldada de acero inoxidable para la recuperación de nauplios (a: entrada de nauplios + heces; b: cepillo rotatorio para la limpieza del filtro; c: recogida de nauplios).(según Lavens y Sorgeloos, 1986)

Figura 60. Esquema de una salina con presencia natural de Artemia (según Sorgeloos, 1983)

8. PRODUCCION DE ARTEMIA EN LA NATURALEZA

8.1. Explotación de los habitats naturales de Artemia

Las poblaciones naturales de Artemia se pueden encontrar en lagos salados (costeros o interiores; de aguas ricas en cloruros, sulfatos o carbonatos) y especialmente en salinas costeras (salinas construidas y/o manejadas por el hombre).

Dentro de las salinas, la Artemia solo se encuentra en los estanques de evaporación, a niveles de salinidad intermedia (ver esquema en la Fig. 60) desde aproximadamente 100‰ en adelante (= límite superior de tolerancia para los predadores) hasta unos 200–250‰ (donde el alimento se hace limitante para la Artemia al tener esta un mayor consumo energético, como resultado de un aumento de la actividad osmoregulatoria; o donde las aguas se vuelven tóxicas, ver sección 8.2.).

En la mayoría de las poblaciones las densidades animales son muy bajas, como resultado de la limitación del alimento (debido al bajo contenido en nutrientes de las aguas de captación). Habitats naturales con poblaciones densas de Artemia se encuentran fundamentalmente cerca de núcleos de población, estuarios ó áreas de manglares donde el aporte de nutrientes es elevado.

A salinidades elevadas, y dependiendo de la cepa local y de las condiciones hidrobiológicas de los estanques (tiempo de retención, profundidad de agua, productividad del estanque) se producen, eventualmente, los quistes (estacionalmente o durante todo el año) que son transportados por el viento y acumulados en las márgenes de los estanques de evaporación.

La calidad de la Artemia producida difiere de una cepa a otra, y de una localidad a otra, como resultado de variaciones, tanto genotípicas como fenotípicas. La Artemia refleja en gran medida, las condiciones alimenticias del habitat local, esto es, que tanto los adultos como los quistes pueden estar contaminados por altas concentraciones de metales pesados, y/o hidrocarburos clorados, y/o ser deficientes en ácidos grasos esenciales para los predadores marinos ej. las bajas concentraciones de 20:5w3 en la Artemia de Great Salt Lake). Cepas particulares (¿provenientes de habitats específicos?) producen quistes con ún bajo contenido calórico, ej. la cepa del lago sulfatado Chaplin Lake en Canada.

Fotografía 22. Plataforma con red cónica usada para la recolección de biomasa de Artemia

Antes de considerar la explotación comercial de Artemia, para aplicaciones específicas, es imprescindible determinar la calidad de los quistes y/o de los adultos.

La recogida y tratamiento de los quistes han sido descritos con detalle en el capítulo 4.

La biomasa adulta puede ser recogida de estanques poco profundos con redes cónicas, montadas en la frontal de una pequeña plataforma o lancha a motor (ver Foto 22). En estanques altamente eutótrofos se consiguen mejores cosechas en una mañana nublada tras una noche en calma. En tales condiciones, las concentraciones de oxígeno disuelto en los estanques son tan bajas, que los animales se concentran en las capas superiores en “nubes” muy densas donde realizan la llamada respiración superficial.

En estanques pequeños la biomasa adulta puede ser recogida manualemnte con una red sumergida. Las mejores cosechas se pueden conseguir durante la noche aprovechando el fototactismo positivo de estos animales, la intensidad del cual es, sin embargo, función de la temperatura y de la cepa. Aprovechando el flujo gravitatorio de

la salmuera de un estanque a otro se puede lograr una cosecha automática instalando grandes redes en las entradas de los estanques (ver Foto 23):

Las redes deberán ser grandes para facilitar la cosecha, ej. para recoger más de 100 kg de biomasa adulta por hora las dimensiones deberán ser las siguientes: Boca de 1,5×1 m; y longitud de alrededor de 3 m.

La parte final de la red, donde se acumulan los adultos, tendrá una malla de micraje pequeño (menos de 100 micras) para evitar la expulsión de los animales.

Las redes se deberán vaciar a intervalos mínimos de 1 hora. La Artemia acumulada al final de la red está expuesta a condiciones anaeróbicas que no pueden tolerar durante más de 2 horas; dado que la Artemia es rica en enzimas proteolíticos, es esencial cosecharla viva.

Fotografía 23. Instalación de redes filtradoras para la recolección de biomasa de Artemia en una salina

Las producciones máximas de quistes y biomasa están influenciadas por la dinámica local de la población, es decir, por la tasa de reclutamiento de la población (alta en los estanques donde la reproducción dominante es ovovivípara, baja en los estanques de producción de quistes). El papel de los quistes es el de inóculo, bien tras el invierno o durante todo el año en los estanques con salinidad baja. Además, el efecto de la presencia de Artemia sobre la producción de sal en calidad/cantidad necesita igualmente ser tenido en consideración.

La determinación de las tasas máximas de cosechado es una labor mucho más complicada dado la distribución heterogénea de la Artemia que hace muy dificiles unos muestreos fiables y, consecuentemente, precisos para la estimación de la población.

El reclutamiento natural puede, eventualmente, ser aumentado por el transplante de una cepa más productiva; la fertilización de los estanques de Artemia puede tambien resultar en incrementos potenciales de la producción (ver más adelante).

8.2. Papel beneficioso de la Artemia en las salinas

Desde la historia más antigüa, el hombre ha desarrollado sistemas para concentrar el agua de mar y recoger el cloruro sódico como una necesidad básica para la salud. A través de los siglos, cientos y miles de hectáreas de estanques de sal han sido construidos, alrededor del mundo, en el cinturón tropical y sub-tropical, para fabricar la llamada sal solar. La producción anual, alcanza unos valores en la actualidad de 200 millones de toneladas por año, de las cuales menos del 10% son para consumo humano, siendo la gran mayoría consumida por las industrias químicas (ej. la industria de la cloro-sosa).

Como el agua de mar contiene numerosas sales (en realidad casi todos los elementos químicos, incluyendo el oro, están presentes en cantidades trazas en el agua de mar), la pericia en la producción de NaCl es bombear el agua de mar desde un estanque de evaporación a otro; sucediendose la precipitación de los carbonatos y sulfato cálcico, para llegar finalmente en forma de una salmuera saturada en NaCl hasta los cristalizadores donde el cloruro sódico puro precipita. Antes de que haya cristalizado todo el NaCl, las llamadas aguas madres deben ser eliminadas, con el fín de reducir la contaminación del cloruro sódico con bromuros y otras sales que comienzan a precipitar a esas salinidades tan elevadas (ver Fig. 61 y 62, Tabla XXIV). La técnica de producción de sal, por evaporación solar, lleva consigo la cristalización fraccionada de las sales en diferentes estanques hasta obtener el cloruro sódico en su forma más pura posible, ej. hasta un 99.7 %.

Figura 61. Sucesión en la deposición de sales durante la concentración del agua de mar (según Bradley, comunicación personal)

La actividad hidrobiológica en una salina en funcionamiento, determina en gran medida la cantidad y calidad de la sal producida (Davis, 1978, 1980; Sorgeloos, 1983). En muchas explotaciones las condiciones naturales aseguran una producción máxima de sal (ej. Francia, Brasil, USA, etc.); en otras regiones, sin embargo, un manejo biológico adecuado es necesario (ej. India, Italia, Australia, Bahamas, etc.).

Los afloramientos de algas (inducidos por la disponibilidad de nutrientes orgánicos/inorgánicos) son beneficiosos, ya que favorecen un aumento en el calor de absorción solar (consiguiendose una evaporación más rápida = un aumento en la cantidad de sal), pero es esencial que sea metabolizadas a tiempo, ya que sino, la excreción de las algas y los productos de descomposición (carbohidratos disueltos) actuan como trampas químicas impidiendo la precipitación temprana del yeso (contaminando al cloruro sódico en los cristalizadores = reduciendo la calidad de la sal). Además, las impurezas orgánicas (conglomerados de algas que se vuelven negros tras su oxidación) contaminarán la sal (inclusiones e impurezas) e inducirán la formación de cristales de pequeño tamaño (= reducción de la calidad de sal). En las peores situaciones, las altas viscosidades del agua inhibirán la formación de cristales y su precipitación (= reducción de la cantidad de sal).

La presencia de Artemia en número suficiente es esencial, no solo para controlar los afloramientos de algas ya mencionados (Davis, 1977, 1978, 1979, 1980), sino tambien para proporcionar los microelementos esenciales, y/o un sustrato adecuado bajo la forma de metabolitos, y/o Artemia moribunda para el desarrollo de Halobacterium en

los cristalizadores (Jones et al., 1981). Altas concentraciones de bacterias halofiticas rojas (Foto 24) aseguran un aumento en el calor de absorción (= incremento en la cantidad de sal), así como la reducción de productos orgánicos disueltos (niveles de viscosidad), lo que favorece la formación de cristales de mayor tamaño (= mejora en la calidad de la sal) (Sorgeloos, 1983, Haxby y Tackaert, 1986).

TABLA XXIV

Lista de la precipitación sucesiva de sales con el incremento de la salinidad a partir del agua de mar

(1) = ± 140 ‰ : carbonatos de calcio y magnesio

(2) = 140 – 250 ‰ : yeso = sulfato cálcico

(3) = 250 – 300 ‰ : sal común = cloruro cálcico

(4) = > 300 ‰ : bromuros, cloruro potásico, sulfato magnésico_

Figura 62. Composición de las salmueras de agua de mar (en procentaje) (según Planck, 1958)

Fotografía 24. Vista aérea de dos estanques de cristalización; estanque superior; recolección de sal; estanque inferior aún lleno con salmuera rica en Halobacterium

En muchas explotaciones salineras el raclutamiento de Artemia, por medio de los quistes dispersados por el viento y las aves acuáticas, asegura la presencia y desarrollo de un número suficiente de animales para garantizar una producción óptima de sal. Sin embargo, en situaciones especificas, ej. salinas con un tiempo de retenció corto en los estanques de evaporación (= rápida tasa de dilución de la población de Artemia), o tras el paso de huracanes, o de estaciones especialmente lluviosas en las que la población local ha sido eliminada o reducida en su mayoría, el número de efectivos residuales son incapaces de competir eficazmente con los afloramientos algales; o bien en el caso de salinas aisladas de distribución natural de Artemia, donde el salinero no dispondrá de esta forma de dispersión oportunista, puede optimizar la actividad hidrobiológica de los estanques de evaporación por medio de una introducción controlada de esta especie. Se han observado, igualmente, situaciones en que las poblaciones locales de Artemia nopueden asegurar una actividad hidrobiológica óptima para la producción de sal (ej. a causa de una eliminación insuficiente de las algas) y donde la introducción de una cepa foránea (mejor adaptada a las condiciones dominantes o con mejores características de producción) aseguraría un rendimiento máximo de cloruro sódico de alta calidad, ej. en lugares donde el medio ambiente natural ha sido modificado (= condiciones físico-químicas diferentes) para el manejo de sal por evaporación solar.

No es posible formular una estrategia general con respecto a la introducción de Artemia en explotaciones salineras, ya que cada situación necesita ser analizada por sus requerimientos especificos con relación a la selección de la cepa más adecuada, la calidad y cantidad de Artemia que debe ser introducida en función de los tiempos de retención del agua en los estanques de evaporación, la concentración de alimento, las temperaturas del agua, etc. (para mayores detalles técnicos sobre la introducción de Artemia ver sección 8.3.).

Un manejo apropiado de Artemia llevara consigo no solo una producción óptima de sal (calidad y cantidad), sino que al mismo tiempo proporciona oportunidades para la explotación de un subproducto valioso, ej. en formá de quistes o biomasa.

8.3. Introducción de Artemia en habitats adecuados

Aunque la distribución de los habitats de Artemia es claramente cosmopolita (ver seccion 2.3.), una observación más detallada, a un nivel regional, revela que la distribución es discontinua en muchos lugares del mundo, ej. la Artemia no aparece en todas las masas de agua salada. Estos animales no pueden migrar de un biotopo salino a otro por el mar, ya que no poseen mecanismos anatómicos o estructuras de defensa contra la predación por organismos carnivoros acuáticos, ej. crustáceos de mayor tamaño o peces.

El principal mecanismo de dispersión de la Artemia es el transporte de los quistes por el viento y las aves acuáticas.

La Artemia encontrada en algunas salinas ha sido probablemente introducida accidentalmente por el hombre, ya que siguiendo una antigua trádición, los salineros siembran los nuevos estanques con sal (eventualmente contaminada con quistes de Artemia) de una salina en funcionamiento (diversas comunicaciones personales); todas las poblaciones de Artemia encontradas en Australia han sido probablemente importadas por el hombre y ahora compiten, al menos en los estanques de baja salinidad, con la endémica Parartemia spp. (Geddes y Williams, 1986).

La ausencia de rutas migratorias de aves acuáticas ha sido, probablemente, la razón por la que amplias superficies de salinas (varias decenas de miles de hectareas como superficie total) a lo largo de la costa Noreste del Brasil no han sido habitadas por la Artemia hasta 1977, cuando Artemia franciscana fue introducida por al hombre en una salina de Macau. Unos pocos años más tarce, las aves acuáticas locales habían dispersado la Artemia desde Macau hasta la mayoria de las salinas del NE brasileño a distancias superiores a 1.000 km (Camara v De Castro. 1983, Camara y De Medeiros Rocha, 1986).

La introducción de la Artemia por el hombre en biotopos adecuados proporciona, evidentemente, interesantes oportunidades para la producción acuícola. Sin embargo, se debe tener mucha cautela con respecto a la preservación de la diversidad genética de los lagos salados (especialmente en el continente australiano donde varias especies endémicas pueden estar en peligro por la presencia de Artemia; ver Geddes, 1980, 1981; Geddes y Williams, 1986). En otros continentes, deberán realizarse análisis ecológicos detallados, así como recolacción/almacenamiento de quistes viables, antas de proceder a cualquier introducción de Artemia.

Las prerrogativas comerciales pueden, eventualmente, justificar la introducción de nuevas cepas de Artemia, ej. en explotaciones salineras donde la producción de sal en calidad/cantidad está afectada por la ausencia de Artemia (existen numerosos ejemplos en India, Italia, Venezuela, Bahamas, etc.) o por una actuación insuficiente de las cepas autóctonas. Los habitats locales a los que las poblaciones de Artemia

estaban adaptados, pueden que hayan sido modificados por el hombre para mejorar la producción de sal, resultando en unas condiciones ecológicas nuevas (subóptimas) para las cepas locales de Artemia, ej. el profundo lago Salpi cerca de Margherita di Davoia en Italia fue convertido en estanques de evaporación, pocos profundos, en los cuales las temperaturas del agua en verano alcanzan valores por encima de los 30°C, considerada como la temperatura letal para la cepa local de A. partenoqenetica (Barigozzi y Trotta, com. pers., Vanhaecke et al., 1984). Una introducción accidental de A. partenogenetica de la R.P. China en una salina en funcionamiento de Great Inagua, Bahamas provocó una reducción en el rendimiento de la calidad de la sal, sin embargo, las producciones volvieron a la normalidad tras la introducción de A. franciscana (Capa de San Francisco Bay), que previamente habia sido un medio eficaz para controlar los afloramientos algales, bajo las condiciones climáticas locales (Haxby, com. pers.).

TABLA XXV

Supervivencia media de diferentes cepas geográficas de Artemia tras 9 días de cultivo a base de una dieta de Dunaliella en tubos cilindricónicos de 500 ml a 34°C y a 2 salinidades (según Vanhaecke y Sorgeloos, en preparación).

Cepa geográfica (año de cosecha)Supervivencia %

35% 120%

Lanarca, Chipre 0 0

Barbanera, España 0 0

Buenos Aires, Argentina 0 0

Shark Bay, Australia (1979) 0 0

Salin de Giraud, Francia 0 3

Margherita di Savoia, Italia 9 16

Chaplin Lake, Canada 0 31

Virrila, Peru 22 19

Izmir, Turquia 20 25

Pacoa, Ecuador 22 31

Lavalduc, Francia 23 30

Tientsin, RP China 28 38

Eilat, Israel 34 48

Tuticorin, India 33 56

Lake Tahoka, USA 50 39

Bahia Salinas, Puerto Rico 43 46

Bonaire, Antillas Holandesas 45 50

Chilca, Peru 52 49

Port Araya, Venezuela 55 56

Bahia de Ceuta, Rep. Dominicana 68 46

Great Salt Lake, UT-USA (1979) 53 62

Galera Zamba, Colombia 62 57

Great Salt Lake (1977) 60 62

Manaure, Colombia 69 62

En cualquier caso, la introducción de una nueva Artemia solo se puede hacer cuando existen garantías suficientes de éxito y de cualquier forma, nunca antes de que se hayan recogido suficientes quistes viables de la cepa local, como para salvaguardar la conservación de este “pool” genético en uno o varios bancos de quistes de Artemia. Con este objetivo se dabe tener rigurosamente en consideración la siguiente resolución adoptada durante el 2o Simposio Internacional de Artemia “… se tomarán todas las medidas posibles para asegurar que los recursos genéticos de las poblaciones naturalas de Artemia sean conservados. Estas medidas incluyen el etablecimiento de bancos de genes (quistes), control cuidadoso de las políticas de inoculaciones y ahí donde sea posible, utilizar Artemia indígena para inocular aguas libres de Artemia” (Sorgeloos et al., 1986).

La selección de la cepa a inocular se puede basar en los datos disponibles de tolerancia a temperatura-salinidad (ver sección 7.2.5.; Fig. 45, 48; Tabla XXV), comportamiento en el crecimiento y producción, características reproductivas, etc. Cuando sea posible, se realizarán ensayos de cultivo con varias cepas de Artemia en condiciones similares utilizando aguas no tratadas del habitat como medio de cultivo. La competición entre cepas partenogenéticas y bisexuales puede estar a favor de las primeras cuando nos referimos a bisexuales europeas (A. tunisiana); aunque la co-existencia ha sido registrada con dominancia de la cepa partenogenética en los meses estivales (Amat, 1983). Por otro lado las cepas de Artemia franciscana siempre dejan fuera de competición cualquier otra cepa de Artemia (observaciones propias, Browne, 1980).

La selección de cepas puede tambien estar restringida por la intención de aplicar la Artemia producida para uso de la acuicultura local, ej. una cepa de Artemia que produzca quistes de pequeño tamaño puede ser usada en el cultivo de la lubina.

TABLA XXVI

Supervivencia media de diférentes cepas de Artemia y de lotes originados del mismo material parental y cultivados durante 9 días con una dieta de Dunaliella en tubos cilindro-cónicos de 500 ml a 34°C y 2 salinidades (según Vanhaecke, 1983)

Cepa geográfica (número de lote)Supervivencia (%)

35% 120%

San Francisco Bay, CA-USA (288–2596) 12a1 17a

Mundra, India 13a 27b

Macau, Brasil (871172) 18a 30b

Macau (973060) 13a 28b

Barotac Nuevo, Filipinas 33b 26b

Chachoengsao, Tailandia 38b 26b

1 los resultados con el mismo exponente no son significativamentediferentes al nivel de P < 0.05

Este tipo de introducciones resulta en la mayoría de los casos en el establecimiento de una población (natural); una selección errónea, puede que ya no consiga ser alterada…

Además, la adaptación de la cepa inoculada al nuevo medio ambiente puede resultar probablemente en variaciones fenotípicas y genotípicas (ver Tabla XXVI), lo que conduciría eventualmente a un nuevo genotipo de Artemia.

8.4. Producción estacional de Artemia en climas monzónicos.

En contraste con las grandes industrias de producción salinera por evaporación solar (explotaciones altamente mecanizadas de cientos a miles de hectáreas cada una, con estanques de evaporación de decenas a centenas de hectáreas, ver Foto 25) localizadas en zonas climáticas con altas tasas de evaporación y débiles registros de lluvia (ej. en diversas regiones de Australia, Sudamérica, México, USA, RP China, etc.) y que funcionan (aunque no necesariamente cosechan) durante todo el año, existen numerosas pequeñas unidades salineras artesanales (explotaciones de pocas hectáreas de superficie total y con estanques de evaporación de, solamente, algunos millares de metros cuadrados, ver Foto 26) que están en producción en el cinturón tropical-subtropical (con una superficie total de algunas decenas a miles de hectáreas)

durante un período restringido del año cuando las condiciones son favorables para la fabricación de sal, ej. ciclos de 3 a 6 meses durante la estación seca. Cuando las lluvias monzónicas comienzan, la producción de sal se abandona y los pequeños estanques de evaporación son convertidos en arrozales o en estanques de cultivo de peces/crustáceos (ej. SE-Asia). En algunas salinas, las salmueras disponibles al final de la estación seca son almacenadas, durante la estación lluviosa, en uno o más estanques de reserva (de hasta 3 m de profundidad), siendo bombeadas de nuevo en los estanques de evaporación al inicio de una nueva estación seca. Estos estanques de reserva están equipados con compuertas especiales de desagüe, que permiten el vaciado de las aguas con baja salinidad que se acumulan en la superficie de los estanques, como resultado de la estratificación tras un período de lluvia.

Fotografía 25. Vista aérea de una gran salina en Sudamérica

Fotografía 26. Vista de una salina artesanal en el Sudeste Asiático

Los diversos tipos de productores estacionales de sal que se encuentran en el Sudeste Asiático, América Central, Este de Africa, etc., funcionan al límite de la rentabilidad. De hecho en numerosos paises (ej. Tailandia, Panamá, Costa Rica) cientos de esas salinas explotadas familiarmente están siendo abandonadas por razones socio-económicas. Durante los últimos 5 años se ha demostrado en Asia (ej. Tailandia, Filipinas, Birmania, Vietnam) y América Central (Costa Rica) cue por medio de unas modificaciones adecuadas y de un manejo biológico correcto, salinas temporales pueden producir una fuente suplementaria de ingresos bajo la forma de quistes o biomasa de Artemia (De los Santos, et al., 1980, Jumalon et al., 1986, Naegel, 1986, Tarnchalanukit y Wongrat 1986, Vos y Tansutapanit, 1979, Vu Do Quynh y Nguyen Ngoc Lam, 1986). Además parece ser que la pureza de la sal se ve mejorada por medio de la presencia temprana de Artemia en el circuito de la salmuera. Esta producción de sal-con-Artemia no solo es atractiva desde el punto de vista socio-económico, sino que las actividades acuícolas locales pueden aprovecharse de la disponibilidad de productos de Artemia baratos.

Los principios básicos para la producción de Artemia en salinas temporales son los siguientes:

Aumentar la profundidad de agua en los futuros estanques de Artemia (con un intervalo de salinidad de 100 a 180%.) a un minimo de 40–50 cm, siendo preferible de 70 a 100 cm (para mayores detalles sobre las modificaciones/construcción ver más adelante en la sección 8.5.). Esto es esencial ya que las salinas temporales son manejadas normalmente en profundidades de agua que no superan los 10 cm, provocando unas temperaturas letales para la Artemia (35°C y superiores). Además, es esencial

promover el desarrollo de fitoplancton, en lugar de fitobentos. Este último es el predominante en los estanques poco profundo, siendo demasiado grande para poder ser ingerido por la Artemia e interfiriendo la cosecha de quistes y biomasa (dificultando la limpieza y el procesado).

Seleccionar una capa apropiada en función de las condiciones climáticas locales (especialmente al régimen de temperaturas) y del tipo de valorización de la Artemia producida en la acuicultra local (ej. necesidad de nauplios de pequeño tamaño como alimento para las larvas de peces marinos; necesidad de biomasa en la alimentación en fases de pre-engorde/maduración; etc.).

Introducir una pequeña cantidad de nauplios recién eclosionadas (5 a 20 por litro de agua del estanque) tan pronto como sea posible en al circuito de las salmueras (principalmente a salinidades de alrededor de 100%.) donde ya no aparezcan predadores (peces, crustáceos ó insectos como los Corixidae).

Mantener, por medio de una fertilización adecuada (favorecedora de la disponibilidad de alimento), un modo de reproucción dominantemente ovovivípara, a fín de asgurar un incremento rápido de la densidad de población (100 o más individuos por litro).

Comenzar la cosecha de biomasa (ajustando el ritmo de recogida en función de la productividad), manteniendo unas tasas de fertilización adecuadas para asegurar un reclutamiento continuo por medio de la ovoviviparidad.

Exponer la Artemia a salinidades más altas y/o incrementar las tasas de fertilización, para proporcionar un “stress” suplementario a la población que favorezca la indución de la oviparidad, manteniendo unas tasas de fertilización adecuadas para continuar la producción.

8.4.1. Procedimientos de encalado y fertilización8.4.1.1. Encalado

La acidez del suelo limita la disponibilidad de nutrientes a las plantas y consecuentemente resulta en una menor producción de fitoplancton y de Artemia. Los suelos con pH inferiores a 6,5 necesitan ser encalados para neutralizar la acidez residual, la cual no siempre está, causada por la oxidación de los suelos sulfurosos. Las áreas despejadas en zonas de manglares son generalmente ácidas, debido a la producción de ácido tánico por la vegetación original del manglar. En ciertos casos, la acidez del suelo puede ser observada visualmente cuando se le expone al aire, tornandose de color parduzco.

La cantidad de cal a emolear es un dato muy importante. Un encalado insuficiente recucira solo parcialmente la acidez, mientras que un sobre-encalado puede ocasionar una perdida de fosfatos por medio de la formación de compuestos insolubles de calcio.

Los tres tipos de cales mas corrientemente empleadas son las siguientes:

CaO (Cal viva): De rapida acción y con una eficiencia de neutralización del 173 % de CaCC3.

Ca (CH)2 (Cal muerta): De accion rapida y con una eficiencia de neutralización del 133 % de CaCO3.

CaCO3 (Cal agrícola): De accion lanta y mas aconsejable para un control de la acidez a largo plazo, su eficiencia de neutralización es del 100 % .

CaO y Ca (OH)2 son utilizadas normalmente en estanques nuevos recién excavados, mientras que al CaCO3 es usado en estanques más viejos y estables.

Normalmente se usan 500 kg de CaCO3 por hectarea para reducir la acidez del suelo en 0,1 unidades de pH.

Ejemplo: pH medio del suelo: 6,4pH deseado : 7,0incremento necesario: 7,0 - 6,4 = 0,6tasa de aplicación: 6 × 0,5 = 3,0 toneladas de CaCO3/Ha

La cal será extendida sobre el suelo inmediatamente después de vaciado, cuando el suelo esté todavía húmedo. Los diques serán tambien encalados, ya que pueden ser causa de acidez en el estanque, por escorrentía durante, fuertes períodos de lluvias. La cal debe ser trabajada con cuidado y dada con tiempo (una o dos semanas) para neutralizar de forma efectiva la acidez antes del ingreso del agua, especialmente si se van a aplicar abonos fosfatados.

8.4.1.2. Fertilización

Antes de introducir la Artemia en los estanques, debe existir una catidad suficiente de alimento particulado para garantizar una buena productividad de la población.

Aguas con color verde-parduzco y una transparencia inferior a 20 cm contiene, normalmente, altas concentraciones de partículas de detritos orgánicos y/o de algas que pueden ser usadas como alimento por la Artemia. En este caso, la fertilización no es necesaria, al menos no antes de introducir los nauplios. Aguas con una leve coloración y una tranparencia baja (> 30 cm) no son suficientemente productivas y requieren una fertilización 3-7 días antes de la inoculación de la Artemia.

Dado que el interés de la fertilización es estimular el fitoplancton y no el fitobentos, es esencial, incluso al comienzo de un nuevo cultivo, aplicar los abonos en los estanques llenos hasta los máximos niveles de agua (no sobre el fondo del estanque y despues llenarlo ya que esto puede estimular el fitobentos, ej. la producción de lab-lab). Es mejor fertilizar los estanques cuando la salinidad es baja (100%. o menos), incluso

para los relanzamientos, y manejarlos en circuito abierto (vertiendo el alimento en los estanques con mayor salinidad), ej. a menudo hemos experimentado dificultades para iniciar un afloramiento fitoplanctónico cuando hemos fertilizado estanques con alta salinidad (¿interacciones químicas? ¿número restringido de especies algales?).

Se pueden usar dos clases de abonos o una combinación de ambos: abonos orgánicos, tales como la gallinaza seca, y abonos inorgánicos (productos comerciales usados por la agricultura local) con un alto contenido en nitrógeno y fosforo.

Generalmente, los abonos inorgánicos estimulan el crecimiento del fitoplancton más rápidamente, mientras que los estiércoles actuan más lentamente, pero proporcionan una actividad de largo alcance, ya que, primeramente, tienen que ser degradados por la acción bacteriana, liberando los nutrientes necesarios para las plantas. Los fertilizantes orgánicos son más baratos que los inorgánicos paro son mucho más voluminosos y mucho más trabajosos de usar.

Las tasas óptimas de aplicación son dificiles de establecer, ya que varian de gran manera de una region a otra, debido a diferencias climáticas locales y a la fertilidad del suelo y del agua. No obstante, se pueden recomendar como guión las siguiantes dosis.

Estas concentraciones han probado ser efectivas pero otras combinaciones y tasas, de aplicación no están, por supuesto, excluidas.

Estiércoles

Hasta ahora la mayor experiencia se tiene con la gallinaza, aunque los estiércoles de vaca y de cabra han sido tambien empleados con éxito. Los productos deben ser secados, en el caso de la gallinaza tamizado (para eliminar restos, plumas, etc.), y eventualmente molidos. Sin embargo Jumalon et al., (1985) ha registrado buenos resultados utilizando gallinaza fresca.

Tasa de aplicación: 0,5 a 1,0 Tonelada/Ha al comienzo; relanzamientos de 100-200 kg cada 2-3 días

Abonos inorgánicos

Combinación de 100 kg/Ha de fosfato-mono-amónico (relación N:P:K expresada en porcentaje de peso = 16:20:0)y 50 kg/Ha de nitrato amónico (33:0:0); relanzamientos semanales de 50 kg/Ha y 25 kg/Ha respectivamente.

Combinación de 50 kg/Ha de fosfato-diamónico (13:46:0) y 50 kg de urea (44:0:0); relanzamientos semanales de 25 kg y 20 kg/Ha respectivamente.

Recientemente se han empleado, con éxito, los desechos orgánicos disueltos del procesado de la mandioca (en la extracción del almidón) como fertilizantes en estanques de Artemia.

Tanto los fertilizantes orgánicos, como inorgánicos, es mejor esparcirlos uniformemente por toda la superficie del estanque. Si los fertilizantes en gránulos se disuelven lentamente en el agua, es preferible disolverlos con anterioridad en un cubo (dejándolos humedecer durante la noche), o colocarlos en una plataforma a 15–20 cm por debajo de la supericie del agua, para evitar pérdidas de nutrientes en el suelo.

8.4.2. Procedimientos de inoculación

La cantidad de quistes necesaria para aclosionar el número requerido de nauplios (teniendo en cuenta un 30% de mortalidad), debe de ser calculada en base al volumen del estanque y de la eficiencia de eclosión (HE) de la capa de quistes seleccionada; ej.

HE de la cepa seleccionada: 5 g de quistes para obtener 1 × 106 de nauplios. Volumen del estanque: 500 m3

Densidad de inóculo deseada: 15 nauplios/litro de agua del estanque. Número de nauplios requeridos (incrementando un 30% para compensar las

perdidas por mortalidad temprana en el estanque):

Peso de quistes que tienen que ser eclosionados: 10,7 × 5 = aprox. 54 g

Los quistes serán eclosionados preferentemente en un lugar cercano a los estanques. Las condiciones óptimas de eclosión, como las descritas en la sección 5.1.1., son a menudo difíciles de encontrar en situaciones de campo, sin embargo se deben tener en cuenta los siguientes aspectos:

buscar una zona de sombra o bajo techo para evitar un calentamiento excesivo de los recipientes de eclosión por la acción directa de la luz solar.

emplear recipientes de eclosión transparentes, preferentemente, con forma de embudo. Si se tienen que utilizar recipientes con fondo plano, equiparlos con varias líneas de aireación en el fondo que proporcionen una buena aireacion y turbulencia.

iluminar los eclosionadores durante la noche para proporcionar el estimulo de la luz, especialmente cuando los quistes sean incubados al final de la tarde o al oscurecer.

suministrar aire por medio de soplantes, compresores o varias bombas de acuario conectadas a la red, eléctrica, o alimentadas por generador o por baterias.

utilizar agua de mar limpia de 20–35‰ de salinidad, filtrada por una malla fina (100 μm).

añadir NaHCO3 al medio de cultivo en dosis de 1 g/1 especialmente cuando las condiciones de eclosión sean subóptimas.

las densidades de quistes no excederán de 1 g/1 cuando las condiciones de eclosión sean subóptimas.

Es esencial recolectar los nauplios en el primer estado, ya que estados superiores no sobrevivirían el choque de salinidad al ser inoculados en un medio natural de hasta 100 ‰ de salinidad. Los nauplios en estado I (tubo digestivo = endodermo, sin contacto abierto con el medio externo; larvas con una glándula de la sal muy eficiente; cf. Conte, 1984) resisten la transferencia directa desde agua de mar de 30 ‰ a 100 ‰, experimentando en condiciones óptimas de cultivo (ej. temperatura alrededor de 30°C) una muda y desarrollo larvario normales hasta alcanzar el estado adulto, ej. hembras grávidas en menos de 10 días despues de la inoculación.

Tras la eclosión, los nauplios serán recogidos sobre un filtro de 125 μm, lavandolos repetidamente y serán transvasados a agua de mar limpia o a agua del estanque a una densidad mitad de la de eclosión, siendo transportados hasta el estanque. Si el estanque no se encuentra a una distancia corta del lugar de eclosión, se deberá suministrar aireación durante el transporte (por medio de bombas con funcionamiento a pilas o con un tanque de oxígeno) para evitar mortalidades. Cuando el tiempo de transporte se extiende durante varias horas es mejor enfriar el recipiente de los nauplios a 0–5°C (usar agua de mar enfriada o añadir bolsas de hielo). A estas bajas temperaturas el metabolismo naupliar y la actividad motriz están fuertemente reducidas. Se debe proporcionar una aireación moderada (ej. con una bomba de acuario a pilas) para mantener los animales en suspensión sin movimientos. De esta forma se pueden transportar con éxito aproximadamente, 100 millones de nauplios durante un período de varias horas en bolsas de plástico de 20 1, dentro de cajas enfriadas de polexpan (“stryrofoam”).

El mejor momento del día para inocular un estanque es al oscurecer cuando la temperatura del agua es más baja y continuará descendiendo hasta las primeras horas de la mañana. Si esto es imposible, inocular temprano por la mañana.

Cuando los nauplios han sido transportados a baja temperatura, dejar que la temperatura del recipiente suba, para que los animales puedan recuperar su actividad motriz, antes de ser introducidos en el estanque. Bajo condiciones de viento fuerte, se recomienda sifonar los nauplios sobre el lado protegido del estanque para evitar que sea arrojados sobre la orilla, por acción del fuerte oleaje.

Al día siguiente de la inoculación, es difícil poder ver los nauplios, ya que han perdido su color anaranjado característico y tienden a concentrarse en las partes más profundas del estanque. Se tiene que esperar que alcancen el primer estado pre-adulto para poder ser observados (1-2 semanas despues de la introducción) y comprobar si la inoculación ha sido un éxito.

8.4.3. Mantenimiento del cultivo - manejo biológico

Una vez que los nauplios introducidos han alcanzado el estado adulto, la población aumentará por medio de la reproducción ovovivípara. La primera generación de nauplios crecerá hasta el estado adulto, produciendo una segunda generación de nauplios, y así en adelante, hasta que una población superior al inóculo original se haya formado. Las condiciones del estanque (profundidad del agua, temperatura, concentración de alimento) determinará hasta donde crecerá la población. En

estanques manejados intensivamente, que son fertilizados regularmente, y funcionan en circuito abierto se alcanzarán densidades animales de 100–500 ind./1. En estanques manejados extensivamente, ligados a la productividad natural, sin un manejo específico en la entrada de agua, se estabilizarán a densidades generalmente mucho más bajas.

Los parámetros más críticos son un aporte regular de agua (conseguido de forma óptima en una salina en funcionamiento, donde las salinidades en los estanques se mantienen constantes) y la disponibilidad de alimento. En función del tiempo de retención del agua se vertirá más o menos Artemia en el estanque siguiente. En salinidades superiores a 180‰ la Artemia puede ser retenida con mallas en los efluentes del estanque (instalando una red de filtración en la compuerta del estanque, ver sección 8.1.) bien para el cosechado de esta biomasa o para mantener esta población para una producción ulterior.

La disponibilidad de alimento es en realidad el factor que controla el éxito de la producción. Para ello se necesita aplicar, regularmente, fertilizaciones de relanzamiento para mantener una (re-) producción continuada.

Estimaciones precisas de las densidades animales, para el cálculo de las máximas cosechas disponibles, son muy difíciles de hacer dada la distribución heterogénea de la Artemia en los estanques, que se ve influenciada por: viento, temperatura del agua, luz, profundidad del estanque, etc. (Marchant y Williams, 1977; Lenz, 1980; Wear y Haslett, 1986).

Nosotros recomendamos seguir la composición de la población lo que proporcionará una valiosa información sobre la dinámica de la misma, en los estanques de Artemia.

TABLA XXVIIEjemplos de la composición de la población en un estanque de Artemia a varios intervalos

de tiempo (desde A a H)

Tiempo de muestreo

Nauplios Juveniles Preadultos Adultos Quistes

A ++ - - - -

B - - + ++ -

C ++ - - + -

D + + + + -

E + - - ++ -

F - - - ++ -

G - - - ++ +

H + + + + +

A intervalos semanales, se tomará una muestra representativa de plancton, muestreando en varios lugares del estanque y analizando la composición de la población, con la ayuda de un microscópio de disección.

Las Artemias son catalogadas como, quistes, nauplios (Estado I-IV), juveniles (Estados V-XII, larvas con toracópodos en desarrollo), pre-adultos (forma de adulto pero sin tener todavía fase reproductora) y adultos.

La presencia relativa en la muestra de plancton es evaluada de la siguiente forma:

- ausente* presente** presente dominante

De un gran interés es poder evaluar la actividad reproductora de las hembras, con ovisacos llenos o vacíos, llevando nauplios o quistes.

Como se puede ver en la Tabla XXVII la evolución de la composición de la población puede proporcionar una valiosa información con relación a la capacidad de producción de la Artemia y la necesidad de cambiar el manejo del estanque (ej. añadir fertilizantes, variar el tiempo de retención del agua, etc.). La población cambia desde A hasta D (ej. a intervalos semanales) revelando una población muy sana, siendo (A) inoculación, (B) crecimiento hasta el estado pre-adulto, (C) liberación de la primera generación de nauplios, (D) reproducción continua y buenas condiciones de crecimiento. Sin embargo, la composición de la población permanece en estado (E) durante las siguientes semanas, evolucionando eventualmente hacia una situación (F) que revela unas condiciones de limitación de alimento, que aunque fuese suficiente inicialmente para que los adultos mantuviesen su actividad reproductora, es insuficiente para los nauplios y en un estado (F) posterior el alimento tambien es limitante para los adultos. Cuando la oviparidad es la actividad reproductora dominante, no se observa reclutamiento de la población (G); mientras que en estanques fuertemente fertilizados se observa, a menudo, una actividad reproductora mixta (H).

Las mejores condiciones para la producción de biomasa se dan a niveles bajos de salinidad (100 ‰) y en circunstancias muy regulares de disponibilidad de alimento. Con la Artemia es imposible de determinar, en la práctica, las producciones máximas mantenibles. Las cosechas deben ser ajustadas en función de los cambios de la población (estimando densidades y distribución por clases de tallas).

Fotografía 27. Recogida de quistes en un estanque de una salina estacional integrada para la producción de Artemia

Fotografía 28. Redes de almacenamiento de biomasa de Artemia cosechada (parte superior de la fotografía) en estanques de una salina estacional integrada para la producción de Artemia

La producción de quistes es inducida a salinidad alta, bajo condiciones elevadas de eutrofización (amplias fluctuaciones de O2 entre el día y la noche) y períodos prolongados de carencia alimenticia. Esto puede suceder naturalmente, cuando funciona la salina, en los últimos estanques de producción; o puede ser promovido (e incluso realizado a bajas salinidades) incrementando las tasas de fertilización, especialmente con estiercoles. La oviparidad solo se inducira cuando la densidad de población sea suficientemente alta como para que no tengan lugar nuevos reclutamientos mientras que como resultado de la mortalidad la densidad de población descenderá.

8.4.4. Cosecha (Fotos 27 y 28) y control de calidad

Las técnicas para la cosecha de quistes/biomasa, procesado y control de calidad han sido descritas anteriormente (ver secciones 4, 5.3., 6, 7.4. y 8.1.).

Como se puede observar en las Tablas XXVIII a XXX la calidad de los quistes puede variar ampliamente. Es muy probable que las diferencias observadas en la calidad de eclosión entre los quistes parentales y esos cosechados de poblaciones inoculadas, sean debidos a diferencias en las técnicas de cosechado, procesado y almacenamiento. (ver tambien la sección 4).

Los resultados prueban que, incluso, una inoculación con quistes de baja calidad puede producir excelentes quistes. La calidad de eclosión del material parental no debe ser considerada como un criterio importante de selección de cepas para una inoculación.

En las inoculaciones en Tailandia y Filipinas, los quistes recogidos siempre han tenido un color marrón oscuro, lo que indica un alto contenido en hematina en la cápsula del quiste (Gilchrist y Green, 1960), lo que a su vez probablemente está correlacionado con una alta concentración en hemoglobina en la madre. El medio ambiente juega un papel evidente en el contenido de Fe de la dieta ingerida y en las bajas concentraciones de oxígeno del agua. Así, las diferencias marcadas entre los quistes parentales de San Francisco Bay y los quistes de Barotac Nuevo, a través de la inoculación de Jaro, podrían ser explicados por unas temperaturas medias del agua mucho más altas y consecuentemente unas menores concentraciones de oxígeno en esas condiciones tropicales, comparadas con las del medio ambiente de San Francisco Bay. El efecto de la salinidad puede ser obviado, en esta comparación, ya que los quistes de San Francisco Bay son producidos en intervalos similares de salinidad (Carpelan, 1957; Saker, 1966; observ. pers.). Los mismos razonamientos se aplican al color oscuro de los quistes de Macau (Brasil) que son producidos desde 1978 a partir de otro transplante de quistes de San Francisco Bay (Sorgeloos et al., 1979). No es, sin embargo, una regla general que en biotopos tropicales calurosos se produzcan los quistes más oscuros, ya que los quistes de Mundra que estuvieron expuestos a iguales condiciones de calor y salinidad que las inoculaciones tailandesas

o filipinas, continuaron siendo tan pálidos como su cepa parental de San Francisco Bay. Es por lo tanto dificil predecir el color de los quistes, ya que eso parece estar controlado por un conjunto de factores ambientales, y no es ciertamente uná característica dependiente de la cepa.

TABLA XXVIIICondiciones bióticas y abióticas en estanques de salinas estacionales inoculados con

Artemia de San Francisco bay (CA-USA). (según Vos et al., 1984)

Lugar Superficie del

estanque (m2)

Profundidad del agua

(cm)

Temperatura del agua

(°C°

Intervalo de

salinidad (pp0)

Alimento Origen de los quistes usados para la inoculación

Identificación del lote de quistes cosechados en los estanques inoculados

Bangpakong (Tailandia)

220 20–30 25.5–37.0 100–150

Productividad natural (entrada regular del agua del manglar)

San Francisco Bay Brand Cy lote 1728 (SFB 1728)

BP 1979

Barotac Nuevo (Filipinas)

16 000 30 25.0–37.0 80–170 Productividad natural (entrada regular de agua del manglar)

San Francisco Bay Brand Cy lote 2596 (SFB 2596)

BN 1978

Jaro (Filipinas)

1 250 30–45 25.0–37.0 100–140

Fertilizacìón inorgá nica (entrada regular de salmuera)

Barotac Nuevo lote 1978 (BN 1978)

JA 1981

Mundra (India)

3 000 40 28.0–35.0 100–160

Productividad natural (entrada regular de agua del manglar)

San Francisco Bay Brand Cy lote 2596 (SFB

MU 1979

2596

TABLA XXIX

Características de quistes y nauplios provenientes de quistes parentales y de otros cosechados de poblaciones inoculadas (ver la definición de las abreviaturas en la Tabla XXVIII) (según Vos et al., 1984)

SFB1728

BP1979

SFB2596

BN1978

JA1981

MU1979

Eficiencia de eclosión (nauplios/g) 100800 304000 267200 214000 339200 236800

Características de la tasa de eclosióna

     T0 24.5 14.5 15.0 14.7 14.4 14.6

     T50 32.8 18.8 17.6 18.8 17.6 16.3

     T90 39.2 25.6 20.5 22.0 22.0 18.9

Color de los quistes pálido oscuro pálido oscuro oscuro pálido

Diámetro de los quistes (μm) 225.8 232.2 224.7 228.0 225.2 222.1

Desviación estandar 17.3 11.8 12.4 13.0 11.7 10.8

Supervivencia de los nauplios al 7 ° día (%) 94 96 94 86 ..c 88

Crecimiento de los nauplios al 7 ° díab 100 106 100 97 ..c 105

a Los valores van referidos al lapso de tiempo (en horas) desde la incubación hasta la aparición de losprimeros nauplios (T0), o al momento en el que se alcanza el 50% (T50) y el 90% (T90) de la eficienciade eclosiónb Expresado como el % registrado en relación con la cepa de referencia de Artemia, San Francisco BayBrand Cy lote 288 – 2596c Sin datos disponibles

TABLA XXX

Resultados de los ensayos de alimentación de Mysidopsis con nauplios de Artemia provenientes de poblaciones inoculadas (ver la definición de las abreviaturas en la Tabla XXVIII) (según Vos et al., 1984)

Resultados con Mysis Origen de la Artemia

SFB MU BN JA SFB BP

2596 1979 1978 1981 1728 1979

Supervivencia (%) 93.3 86.7 94.0 75.0 81.3 90.0

   s 5.2 13.8 5.5 10.6 11.0 8.9

Peso seco (μm) 318.1a 371.9a 385.8a 264.0**b 306.6 311.9

   s 44.1 47.7 48.2 31.8 22.4 37.7

Talla (μm) 4467*b 4479a 4369*b 3192**c 4748 4758

   s 185 181 170 193 166 145

Datos reproductivos (%)

         ♂ i /♂♂ 4.6 0 0 0 0 0

         ♀ i /♀♀ 50.6 13.3 8.0 48.2 48.8 30.3

         ♀ o /♀♀ 49.4 73.5 76.0 51.9 51.2 51.5

         ♀ m /♀♀ 0 13.3 16.0 0 0 18.2

Definición de los símbolos:a, b, c Medias con distintos exponentes (a, b, c) son significativamente diferentes a los nivelesde* : 0.05 ó** : 0.01♂i : macho inmaduro♂♂ : número total de machos♀o : hembras con huevos en el ovario♀i : hembra unmadura♀♀ : número total de hembras♀m : hembras con huevos en el marsupio

TABLA XXXI

Composición porcentual de esteres metilados de ácidos grasos (EMAG) de nauplios de Artemia procedentes de poblaciones inoculadas (ver definición de las abreviaturas en la Tabla XXVIII) (según Vos. et. al., 1984)

EMAGSFB2596

MU1979

BN1978

JA1981

SFB1728

BP1979

14:0 1.3 0.9 1.7 1.4 1.8 0.7

14:1 0.9 2.4 1.4 1.5 0.9 2.6

15:0 0.3 0.9 1.4 1.5 1.3 -

15:1 0.2 1.4 0.7 0.8 0.7 0.7

16:0 13.0 12.7 14.4 11.4 14.4 10.1

16:1w7 21.9 8.9 15.9 13.7 16.3 10.3

16:2w7–17:0 - 1.6 1.9 2.1 1.3 -

16:3w4–17:1w8 0.8 2.3 4.0 4.7 5.3 1.3

18:0 3.0 2.8 3.3 3.9 3.3 2.9

18:1w7,w9 34.1 27.9 29.6 27.0 28.0 31.4

18:2w6 4.7 12.0 9.1 15.0 4.5 5.5

20:0a

7.8 14.6 4.2 12.9 9.2 23.318:3w3,w6a

18:4w3 1.9 3.0 1.2 1.1 1.1 3.2

20:2w6,w9 0.2 0.3 0.3 0.5 0.4 0.3

20:3w3,w6 0.1 0.2 0.2 - 0.2 0.1

20:4w3,w6 1.9 1.5 2.1 1.3 2.5 1.7

22:1 0.3 0.8 0.3 0.1 0.2 0.6

20:5w3 7.9 5.3 8.9 1.9 13.8 5.3

22:2–21:5 - 0.3 - - - -

24:0 - 0.2 - - - -

22:5 - 0.1 0.3 - - -

a Más de 90% 18:3w3

La constancia del diámetro de los quistes (intervalo total: 222–232 μm) y el crecimiento de los nauplios (97–106% de crecimiento registrado en la cepa de referencia) confirma conclusiones anteriores de Vanhaecke y Sorgeloos (1980), sobre que esas características son dependientes de las cepas y exceptuando pequeñas diferencias, permanecen inalteradas en un nuevo ambiente. Esas características son pues, criterios esenciales que deben ser considerados en la selección de cepas adecuadas para inoculación o transplante.

El valor nutritivo inferior de los nauplios de quistes procedentes de Jaro para Mysidiopsis bahia se relaciona con un menor contenido en el HUFA 20:5 W3. Ello confirma los hallazgos de Johns et al., (1981) y Léger et al., (1985) de que los nauplios de Artemia con niveles bajos de 20:5 w3 dan unos resultados mediocres como alimento de los juveniles de Mysidiopsis. El menor contenido de determinados acidos grasos en los nauplios está probablemente explicado por diferencias similares en los perfiles del alimento ingerido por los adultos productores de quistes (Hinchcliffe y Riley, 1972). El manejo del alimento en los estanques es pues de una importancia crucial. Sin ambargo, hasta la fecha no existen guías de manejo a este respecto, dada la variabilidad de las condiciones locales. La inoculación en Jaro fue la única en la que la fertilidad del agua (salmuera procedente de una salina adyacente) fue suplementada con una fertilización inorgánica. Esto originó unos afloramientos de algas rojizas que puede que no fuesen un alimento ideal para Artemia. De cualquier forma, parece que los resultados más seguros pueden ser obtenidos en aquellas inoculaciones donde la disponibilidad de alimento tiene una composición con mayor grado de diversidad, tal como sucede en las inoculaciones que emplean la fertilidad natural del agua de entrada (ej. manglares, estuarios), y/o abonos orgánicos como se hace actualmente de forma rutinaria en Tailandia, con excelentes resultados.

En vista de la importancia que representa el tener un nivel suficiente de 20:5 w3 en los nauplios, y teniendo en cuenta el hecho de que los perfiles de ácidos grasos están determinados, mayormente, por la composición del alimento asimilado, no se puede asegurar que la inoculación de quistes de buena calidad, dará igualmente quistes de un alto valor nutritivo.

En lugares donde las aguas de entrada a la salina puedan estar contaminadas (ej. estuarios polucionados con desechos domésticos o industriales, y/o por aguas de escorrentía procedentes de campos agrícolas rociados de pesticidas, herbicidas, etc.) el riesgo de contaminación de la Artemia (quistes y biomasa) con hidrocarburos clorados persistentes, metales pesados, etc. es más elevado. Dada su alta tolerancia a varios productos contaminantes, la población de Artemia puede no verse afectada directamente, pero la consecuencia será la bioacumulación en los animales.

8.5. Selección de lugares y detalles de la construcción de estanques para Artemia.

Aunque es obvio que la producción de Artemia estará mucho más justificada, en lo que a costos se refiere, cuando esté integrada en una salina en funcionamiento, en determinadas ocasiones (ej. competición con la producción de sal altamente rentable), se puede tener en consideración la construcción de nuevos estanques para el cultivo de Artemia.

No es nuestro objetivo el cubrir en detalle todos los aspectos relacionados con la selección de lugares y la construcción de estanques; preferimos referirnos para ello a libros especializados (New y Singholka, 1982; Wheaton, 1977; Woynarovick, 1975).

Nosotros nos limitaremos aqúi a resumir algunos aspectos que serán de aplicación específica en el cultivo de Artemia en estanques.

8.5.1. Climatología

La producción de Artemia en estanques puede unicamente ser tenida en cuenta en climas (mayormente del cinturón tropical y subtropical) con estaciones periódicas secas y calurosas, durante las cuales una fuerte evaporación permite la producción de salmueras concentradas.

La estación seca debe estar bien definida, preferiblemente sin tormentas ocasionales o tifones que puedan rebajar bruscamente la salinidad. Se requiere un mínimo de cuatro meses secos para hacer que la inoculación de Artemia sea rentable. Aunque puede ocurrir que una gran región no posea las condiciones climatológicas óptimas (ej. SE-Asia), tambien puede que se encuentren lugares específicos donde un microclima local resulte tener una cantidad de precipitaciones extremadamente bajas (ej. SW-Bangkok en Tailandia; SW-Panay en las Filipinas; Sabah en Malasia; Cam Ranh Bay en Vietnam). La presencia local de salinas (incluso si solo son operativas unos pocos meses al año) es un indicador claro de la idoneidad del clima local para la producción de Artemia en estanques.

8.5.2. Tooografia - Suministro de aqua

Dadas las aguas hipersalinas que requiere el cultivo de Artemia, los lugares seleccionados deberan estar vecinos al mar, o taner acceso al agua de mar, o a aguas salobres por medio de un canal de suministro (ej. estuario, afluente, canal de agua de mar) o de un pozo de salmuera de alta capacidad.

La zona será tan plana como sea posible, para facilitar la construcción de los astanques con unas formas regulares. Una pendiente gradual puede facilitar eventualmente, el flujo por gravedad dentro del complejo de estanques.

Los estanques daben estar protegidos de inundaciones. Los diques y otras estructuras, tales como el muro perimetral se tendrán en consideración en áreas con riesgos de avenidas.

Los estanques serán accesibles an cualquier momento para permitir acciones correctoras inmediatas.

Tanto el agua de mar, como la salmuera, deben estar disponibles con facilidad y en cantidades suficientes para permitir un manejo adecuado de los estanques. En el caso que la salmuera no se pueda obtener de una salina cercana, se tendrán que tener en consideración instalaciones propias para la evaporación del agua de mar (basadas en los principios clásicos del manejo de una salina).

El uso de sal bruta para incrementar la salinidad de un estanque, no debe tenerse en cuenta dadas las grandes cantidades que serían necesarias (ej. son necesarias 12

toneladas de sal para aumentar la salinidad de 70 a 100%. en un estanque de 1000 m2 con una profundidad de 40 cm) y porque esta salmuera tendría una débil capacidad tampón (ej. ausencia de carbonatos). Cuando se dispone únicamente de un período de cultivo limitado (dependiendo de la duración de la estación seca), se llenarán los estanques de Artemia desde el comienzo con aguas de alta salinidad, ya que sino llevaría varios meses aumentar la salinidad de un estanque desde 35 a 100‰. A tal fín es necesaria la disponibilidad de un stock de salmuera. Las aguas de vertido de los cristalizadores, las llamadas aguas madres (“bittern”), no se pueden usar ya que son tóxicas para la Artemia; ej. contienen pequeñas concentraciones de NaCl pero muy altas de otras sales. Aparte de la salmuera tambien son necesarias aguas de menor salinidad (hasta 70 ‰, preferentemente de aguas altamente productivas, ej. un afluente de manglar) para compensar una avaporación demasiado rápida, ej. bajando, eventualmente, la sali- nidad del estanque por debajo de 100‰.

8.5.3. Condiciones del suelo

A causa del largo tiempo necesario para producir aguas de alta salinidad, los estanques de Artemia deben ser absolutamente impermeables. Aunque se pueden considerar estanques de cemento o recubiertos por una lámina plástica, se dará preferencia a los estanques de tierra, ya que son mas baratos en su construcción y proporcionan un intercambio beneficioso de nutrientes con el agua.

El suelo de los estanques sará arcilloso con un contenido mínimo de arena y estará bien compactado. Una pruaba sencilla de comprobación consiste en hacer una bolita con un trozo de sualo, si la bola no se deshace, incluso despues de bastante manipulación, el suelo tiene un contenido alto en arcilla y es adecuado para la construcción de muros y estanques. Cuando se excavan nuevos estanques, se debe prestar atención al riesgo de los problemas de acidez (ver Simpson y Pedini, 1985), ya que la Artemia no puede crecer a pH inferiores a 7,5.

Cuando se emplean estiércoles (ej. gallinaza) no se recicla todo el abono en fitoplancton y hay una acumulación gradual de materia orgánica en descomposición en el fondo del estanque. Tal como sucede con el cultivo intensivo de langostino, los estanques de Artemia deben ser secados a intervalos regulares (¿una vez cada 6 meses?, no hay experiencia hasta la fecha de producción de Artemia en estanques durante todo el año; las salinas del Sudeste Asiático, con intagración de producción de Artemia, son secadas y limpiadas con agua dulce durante la estación lluviosa).

El fondo seco de los estanques será rastrillado y arado varias veces e incluso, eventualmente encalado para asegurar una buena oxidación del suelo (ej. el color cambia de negro a pardo-grisáceo). Este tratamiento del fondo del estanque puede durar una semana.

8.5.4. Diseño y detalles de construccion de estanques

Tanto los nuevos estanques como aquellos que han sido transformados para el cultivo de Artemia, deberán cumplir los siguientes requisitos básicos: estarán orientados con su eje más largo paralelo o en diagonal a la dirección del viento dominante, lo que

permitirá a los quistes acumularse en las esquinas de las partes más estrethas (Fig.63); tendrán una profundidad mínima de agua de 30 cm (preferentemente entre 0,5-1m.) y un tamaño fácil de manejar (ej. para fertilizaciones, y cosecha de quistes y biomasa). La mayor experiencia se tiene hasta ahora con estanques pequeños (máximo de 1 Ha); aunque superficies mayores tambien pueden ser manejadas, queda claro que su rendimiento de producción decrecerá proporcionalmente.

8.5.4.1. Estanques sobreelevados frente a estanques bajo nivel

Los estanques bajo nivel (Fig. 64) están totalmente excavados y su fondo está más bajo que el nivel del suelo circundante. Estos estanques tienen unos costos de construcción más elevados y solo pueden ser vaciados por bombeo, por el uso de un profundo canal de desagüe, o por estanques adyacentes.

Los estanques elevados (Fig.65) tienen los fondos prácticamente al mismo nivel que la tierra circundante y el agua queda retenida por diques o muros. Estos estanques tienen unos menores costos de construcción y permiten un vaciado completo sin bombeo. El suelo empleado en la contrucción de los diques puede tomarse eventualmente de un canal perimetral en el estanque.

8.5.4.2. Diques y canales

Las configuraciones recomendadas para los diques están representadas en la Fig. 66. Para la contrucción de los diques en altura, se tendrá en cuenta hasta un 30% de pérdida por contracción (que tendrá lugar durante el secado del suelo) y una parte libre por encima del nivel del agua de 30 cm Para prevenir percolaciones, el nuevo dique será compactado mientras que el suelo no esté demasiado húmedo (ej. sin que se libere agua durante la compactación). Cuando se sube de altura un dique antiguo, las pérdidas por percolación ocurren normalmente en la zona de interfase entre el suelo antiguo y nuevo; el dique antiguo será primeramente humedecido y hendido antes de añadir el nuevo suelo.

Figura 63. Orientación del estanque de Artemia.

Figura 64. Sección longitudinal de un estanque excavado.

Figura 65. Vista superior y secciones longitudinales de estanques sobreelevados.

Figura 66. Sección transversal del muro de un estanque

Durante los procesos de secado pueden aparecer fracturas en los diques, lo que causa pequeñas perdidas. Tales pérdidas pueden ser detenidas extendiendo localmente sobre los diques, suelo arcilloso o vertiendo agua salada, lo que cementara las fracturas.

Los canales tendrán la misma relacion de pendiente 1:1 que los diques. Pueden sér diseñados como canales de distribución o de desagüe, o bien, realizar ambas funciones al mismo tiempo. Los canales de desagüe tendran un lecho situado mas bajo que el fondo de los estanques de sarvicio y estarán generalmente localizados en el lado opuesto del estanque, paralelos al canal de distribución (Fig. 65).

8.5.4.3. Instalaciones de toma y vertido de agua

Los estanques de Artemia estarán dotados de estructuras de captación y vertido de agua, utilizadas para transvasar el agua de un estanque a otro, salvo que se usen bombas. Existe una gran variedad de tales estructuras que serán seleccionadas conforme a las condiciones locales, experiencia e instalaciones. Sin embargo, es esencial tener en cuenta las siguientes consideraciones:

las instalaciones de captación y vertido estarán diseñadas en proporción al tamaño del estanque para permitir un llenado y vaciado en el plazo de 48 horas.

existirá la posibilidad de vaciar por completo y secar los estanques, a efectos de preparación y reparación.

las instalaciones de llenado y vaciado estarán equipadas con mallas (ver tambien la sección 8.1.) para evitar la entrada a posibles predadores, para prevenir la pérdida de animales durante el vaciado (parcial) del estanque, y para cosechar la biomasa de Artemia en el efluente del propio estanque.

Figura 67. Vista superior de una compuerta para la toma o vaciado de agua

Figura 68. Sección transversal del muro de un estanque mostrando la tubería de suministro de agua

Elementos útiles son:

Compuertas como las empleadas corrientemente en los estanques piscícolas. Acequias o tuberías fabricadas de madera, PVC o cemento (Fig. 67) Tubos giratorios que permiten el vaciado a cualquier nivel de agua por rotación

de la tubería vertical (Fig. 68). Este sistema es muy útil, como elemento de desbordamiento para eliminar la capa flotante de agua dulce que se forma sobre el agua hipersalina del estanque, tras un período de fuertes lluvias.

Tubos de desbordamiento, que atraviesan los diques a alturas fijas y protegen el estanque de una inundación en momentos, de fuertes lluvias.

Bombas movidas por gasolina, electricidad o aire (ver Foto 29).

8.5.4.4. Diseños operativos

Aunque el mejor sistema para la producción de Artemia (tanto biomasa como quistes) es el de circuito abierto (ver más adelante, en situaciones particulares solo se puede utilizar el llamado cultivo estático de Artemia. En tal sistema (ver diagrama en la Fig. 69) los estanques de producción están dotados con dos tipos de aguas, una de alta (>120 ‰) y otra de baja (35-70 ‰) salinidad, que son mezcladas en los estanques para lograr una salinidad adecuada. En tales sistemas, cada estanque de producción puede ser manejado (llenado y vaciado) individualmente, sin que el agua fluya de un estanque a otro. Este diseño requiere canales independientes de suministro y vaciado, pero es facilmente reajustable para otras actividades acuícolas (ej. cultivo de peces y langostinos durante la estación lluviosa), ya que emplean básicamente las mismas instalaciones.

La producción mejor y más barata de Artemia se hace en condiciones de circuito abierto con flujo de agua de un estanque a otro, con lo que se logra un incremento gradual de la salinidad por evaporación. En tales sistemas, los estanques no se manejan individualmente y no son necesarios los canales de distribución. En estos estanques, con una salinidad adecuada, la producción de Artemia se puede contemplar tras el profundizamiento de los mismos (o aumentando la altura de los muros con la construcción de un canal perimetral; eventualmente necesita bombas supletorias; ver diagra- ma de una granja con integración de sal y Artemia en la Fig, 70). Un sistema de circuito abierto es facilmente combinable con la producción de sal, ya que las salinas más tradicionales utilizan tales sistemas para su funcionamiento.

Fotografía 29. Molino de viento usado en salinas estacionales en el SE de Asia

Figura 69. Diseño de una granja de Artemia manejada según el sistema de cultivo estático

Figura 70. Diseño de una granja integrada para la producción de sal + Artemia.

Aunque la integración de la producción de sal y Artemia no interferirá con la calidad de la sal (más bien al contrario, ver sección 8.2.) existen otras razones que pueden hacer imposible la producción de esta especie dentro de la salina. Como se representa en la Fig. 71, los estanques de Artemia pueden estar construidos adyacentes a la salina, utilizando la salmuera en condiciones de circuito abierto y devolviendola posteriormente a la salina (ej. tras un incremento en la salinidad despues de un tiempo de retención de algunos días/semanas en la granja de Artemia).

8.5.4.5. Cálculos para la captación de agua

Ya que se tienen que mezclar en los estanques, diferentes tipos o aguas de salinidades diversas, para un primer llenado, o durante los manejos ulteriores, las siguientes fórmulas pueden ser útiles para el cálculo de los volúmenes:

d2 = df - d1

d1 = altura (en cm) a tomar del primer tipo de agua.d2 = altura (en cm) a tomar del segundo tipo de aguadf = profundidad final (en cm) en el estanque de cultivos1 = salinidad del primer tipo de aguas2 = salinidad del segundo tipo de aguasf = salinidad deseada

Figura 71. Diseño de un estanque de Artemia adyacente a una salina

Ejemplo:

La profundidad de agua en el estanque de cultivo tiene que ser de 60 cm (df) con una salinidad de 110‰ (sf) y las aguas disponibles tienen unas salinidades de 35 % (S1) y 150‰ (S2)

d2 = 60 - 21 = 39 cm de altura de agua se tomaran del estan que de 150 ‰

8.5.4.6. Ejemplo práctico de diseño de una nueva granja de Artemia manejada siguiendo el principio de circuito abierto

Un modelo simplificado de una granja de Artemia con una superficie total aproximada de 2 Ha, está representado en la Fig. 72. Las tasas de bombeo, los tiempos de retención y las superficies de los estanques, a las salinidades respectivas, están basados en los siguientes cálculos:

-  Tasa de bombeo en el estanque i (Pi) (en litros/día)

E = tasa de evaporación en el estanque (en litros/m2/día)A = superficie del estanque (en m2)S = salinidad en el estanque (en ‰)

Figura 72. Diseño de una granja nueva de Artemia funcionando según el principio de cultivo en circuito abierto (p = profundidad del agua en cm; s = salinidad en %; P volumen en litros; R = tiempo de retención en días).

-  Superficie del estanque i + 1 (Ai+1) (en m2)

con Pi + i = Pi - (Ei × Ai)

-  Tiempo de retención en el estanque i (Ri) (en dias)

con Vi = Ai × d × 1000

con V = volumen del estanque en litros

d = profundidad del agua (en m)

Todos los cálculos están basados en las condiciones siguientes:

perfecta mezcla previa en cada uno de los estanques tasa de evaporación neta media de 1 cm/día (10 1/m2/d) en todos los

estanques sin percolación la granja está manejada totalmente en circuito abierto

Los estanques 2, 3, y 4 están orientados con su eje mayor en la dirección del viento dominante (= mejor acumulación de quistes). La granja está dotada con un colector de salmuera para almacenar, durante la estación lluviosa, la salmuera producida. Los estanques 2,3, y 4 así como el colector de salmuera están equipados con compuertas con mallas para evacuar el agua dulce en caso de lluvias importantes. De esta forma y utilizando eventualmente la salmuera del colector, se puede esperar que las salinidades se mantengan entre 100 – 120 ‰ incluso durante la estación lluviosa permitiendo una producción prolongada de biomasa. El exceso de salmuera en el colector puede tambien ser usado para un comienzo más rápido (por sus salinidades más altas) al inicio de la estación seca.

Extrapolando de las cosechas obtenidas en Tailandia y Filipinas se pueden estimar las siguientes producciones:

primer año (1 mes de inicio y 3 meses de producción) quistes: a 15 kg peso seco/Ha/mes

15 × 3 × (8,36 + 0,24 + 0,13) = 33 kg peso seco/año biomasa: a 500 kg peso húmedo/Ha/mes

500 × 3 × (0,36 + 0,24 + 0,13) = 1095 kg peso húmedo/ año segundo año y posteriores

quistes (4 meses de producción)15 × 4 × (0,36 + 0,24 + 0,13) = 44 kg peso seco/año

biomasa (12 meses de producción)500 × 12 × (0,36 + 0,24 + 0,13) = 4380 kg peso húmedo/año

9. AGRADECIMIENTOS

Numerosos organismos nacionales e internacionales han contribuido de una manera u otra, a la experiencia en Artemia adquirida por el Centro de Referencia de Artemia: La Fundación Nacional de Ciencias de Bélgica, la Administración Belga para la Cooperacion y el Desarrollo, La Compañia de Inversiones de Flandes. El Instituto Belga para la Promoción Industrial y de la Agricultura, la Universidad del Estado en Gent (especialmente el Laboratorio de Cultivos Marinos), Artemia Systems, S.A., FAO, UNDP, Comité UN-Mekong, SEAFDED, SRASCAN, los participantes en el

Estudio Internacional de Artemia, etc. Las ilustraciones han sido realizadas por Franklin Persyn.