Purificación de Compuestos Fenólicos (Antocianinas) del ...

Purificación de Compuestos Fenólicos (Antocianinas) del Maíz Azul por Adsorción

Ingeniería Farmacéutica UPIBI-IPN

INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL

UNIDAD PROFESIONAL INTERDISCIPLINARIA

DE BIOTECNOLOGÍA

PURIFICACIÓN DE COMPUESTOS FENÓLICOS

(ANTOCIANINAS) DEL MAÍZ AZUL POR ADSORCIÓN

Informe Técnico de la Opción Curricular en la Modalidad

PROYECTO DE INVESTIGACIÓN

Que para obtener el título de

Ingeniero Farmacéutico

Presenta

Adrian Cerón Montes

Asesor Externo

M. en T. A. Genaro Ivan Cerón Montes

Asesor Interno

Dr. J. Jesús Hinojosa Moya

Diciembre de 2010



PURIFICACIÓN DE COMPUESTOS FENÓLICOS (ANTOCIANINAS) DEL MAÍZ AZUL POR ADSORCIÓN

Adrian Cerón1, Genaro Cerón2, J. Jesús Hinojosa2, Eduardo San Martin3, Unidad Profesional Interdisciplinaria de Biotecnología del IPN1, Universidad Tecnológica de

Tecámac2, Cicata-Legaría3. [email protected]

Introducción

El nombre de flavonoide se le conoce a los compuestos polifenólicos que poseen una estructura química C6-C3-C6, eso es un anillo bencénico unido a una cadena propánica, y ésta a su vez a otro anillo bencénico Los flavonoides son compuestos hidrosolubles y uno de los subgrupos son las antocianinas, las cuales presentan gran poder antioxidante lo cual confiere actividad terapéutica mediante la neutralización de radicales libres. Los flavonoides se ha reportado que tienen actividad antiinflamatoria, previenen algunos tipos de cáncer, entre otros beneficios. Desafortunadamente no se dispone de algún proceso que permita la explotación de dichos metabólitos, por lo que es necesario implementar sistemas de extracción y purificación que permitan separar a los flavonoides en grado farmacéutico y en cantidades útiles. Desarrollo Experimental

En el caso del maíz fue llevado a cabo un pre tratamiento del maíz azul remojándolo en agua, para se pasado a un descascarado del pericarpio y capa aleurona, separación por densidad, un tamizado obteniendo diferentes tamaños de partículas de mallas de 20, malla 40, malla 60 y malla 80, se realizó una extracción solido-liquido, centrifugación, adsorción y cromatografía preparativa. En la parte de Adsorción (Purificación) se realizaron las curvas de ruptura y quiebre en columna empacada con resina comercial SP-70 para cada malla a un flujo de 1ml/min. La elución se realizo con metanol acido al 0.1M. Se realizaron pruebas fitoquímicas para compuestos de las plantas como son: Flavonoides, Saponinas, Taninos, Alcaloides, Cumarinas, Quinonas y Sesquiperlactonas.

Resultados y Análisis de Resultados

Los resultados del análisis fitoquímico antes de la purificación revela la presencia de los diferentes metabólitos analizados (antes mencionados). Posterior a la purificación dicho análisis reveló solo la presencia de flavonoides. . Las curvas de quiebre del maíz azul presentan una parábola asíntota a la concentración de entrada, la cual es independiente de la malla, factores como la temperatura y pH inicial de la muestra y del flujo de 1ml/min y este se disminuyo a 0.5ml/min dándonos la misma grafica solo más pronunciada. Estas graficas representan un comportamiento no favorable para la resina SP-70. Las eluciones realizadas con metanol ácido al 0.1M presentan un incremento considerable en comparación de la concentración de entrada, obteniendo concentraciones para la malla 20 del maíz azul de 259.13 ppm un incremento de 58.39 veces la concentración inicial para el mejor caso, y para el peor caso se concentro 14.38 veces de la concentración inicial obteniendo 195.11 ppm de la malla 60 del maíz azul. Conclusiones

Los resultados obtenidos demostraron mediante tecnología de Adsorción la purificación y eliminación de compuestos que no son flavonoides. De las curvas de ruptura se determino que el maíz azul tiene un comportamiento no favorable. Bibliografía

Andersen Oyvind M. and Jordheim Monica. 2006. The anthocyanins en: Flavonoids: Chemistry, Biochemistry and Applications. Taylor & Francis Group. USA. Pp.: 471-552.

mailto:[email protected]


Ingeniería Farmacéutica UPIBI-IPN Página 5 de 74

Dedicado a: Evelin Rojas Hernández y Esmeralda Yamileth Cerón Rojas

Las amo con todo mi corazón con todo mi ser con todas mis fuerzas, y pese a

todas las dificultades que hemos pasado se que saldremos adelante, le esperanza

y la fe son cosa que llevo muy dentro de mí.



A Evelin Rojas Hernández

Mi amor te escribo con mi corazón esperando que lo escuches, me es difícil

decirte cuanto te amo y aun mas expresarlo, desde que te vi la primera, vez jamás

pensé en enamorarme de ti, tan solo veía una niña tan hermosa y llena de vida

que me conquisto con una mirada, solo me enamore y no quite mis hijos de ti.

Quisiera decirte todo lo que me haces sentir tu a mi lado, es una sensación

de alegría, paz, emoción, y un mar de sentimientos que no podría describir en

unas cuantos líneas, Es difícil decirte cuanto te amo. Pero te Amo.

Se que el camino es largo y difícil, pero juntos lograremos metas

inimaginables, y cualquier obstáculo lo libraremos.

A Esmeralda Yamileth Cerón Rojas

Hija, recuerdo cuando te vi por primera vez, eras muy pequeña y muy frágil,

y desde entonces eres una luz mas en mi vida junto con tu mami haz creciendo y

pese a tu corta edad me has hecho recordar lo bonito de vivir y sonreír.

Desearía tener un buen consejo para ti, pero… así que solo te diré que

lucha por lo que quieras hasta que lo logres, habrá gente que te detendrá y mucha

más que querrá verte en el suelo pero sigue luchando y cuando lo hallas logrado,

recuerda tus principios, nunca pises ni humilles al débil que alguna vez lo fuimos,

se firme en tus decisiones, mas no dura con tu emociones, crea no destruyas,

cuida el ambiente que de él vivimos, da gracias a dios por todos los logros que

obtengas y recuerda que siempre estaré para ti, y cuando no esté a tu lado cierra

tus ojitos y háblame que dentro de ti te responderé. Hija te amo como un padre

ama a su hija.



Agradecimientos

A mis padres Sr. Genaro Cerón Fonseca y Sra. Anita Montes, quienes me han apoyado

en muchos momentos de mi vida, siendo dos personas que han dado más que un

sacrificio por simple hecho de ser su hijo, sin esperar nada a cambio, son personas que

admiro, y jamás podre recompensar todo lo que me han dado y si lo haría nuca

terminaría, mamá y papá gracias por haberme permitido llegar hasta aquí, con todos

los logros y fracasos que he cometido a lo largo de mi vida, por que siempre han

estado hay. Gracias mamá y papá.

Al M. en T. A. Genaro Ivan Cerón Montes, hermano y profesor, que pese a todas

dificultades y regaños, gracias por enseñarme un camino lleno de trabajo y logros, a

saber llevar los sentimientos más dolorosos con la cara en alto, a enseñarme que la

vida y como la vives es lo que forja a las personas, que el estudio es un regalo que

pocas personas pueden encontrar y que tú me lo has enseñado, gracias otra vez por

tus consejos como hermano y como profesor.

A mí maestro el Dr. J. Jesús Hinojosa Moya que pese a que lo conozco poco me ha

demostrado un apoyo incondicional al cual yo agradezco, ha tenido un gran interés por

este proceso de titulación que me ha motivado a seguir trabajando. Es una persona con

una gran actitud y aptitud.

A mis hermanos Gerardo Cerón Montes, Sergio Cerón Montes y Genaro Ivan Cerón

Montes, por ese apoyo en todo momento, por los consejos y actitudes que han tenido

asía mí.

A todas las personas involucradas en este proyecto, la Universidad Tecnología de

Tecámac, a M. en C. Florencia del Carmen Salinas, al Centro de Investigación en

Ciencia Aplicada y Tecnología Avanzada.

A mi amiga incondicional Dania Karen Gómez Contreras, quien con su apoyo y

excelentes consejo me ayudo a salir delante de muchas dificultades. Eres una luz en la

oscuridad, un camino en un desierto y más. Gracias Amiga.



Contenido

Índice de Tablas .................................................................................................... 10

Índice de Figuras e Ilustraciones ........................................................................... 11

INTRODUCCIÓN .................................................................................................. 12

ANTECEDENTES ................................................................................................. 13

Pigmentos Flavonoides ......................................................................................... 14

Estructura química de los flavonoides ................................................................... 14

Antocianinas ................................................................................................................. 15

Efecto de la acides sobre el color de los flavonoides .................................................... 15

Metabólitos fitoquímicos ........................................................................................ 17

El Maíz Azul .......................................................................................................... 17

Estructura del Maíz Azul............................................................................................... 18

Proceso de Ingeniería ........................................................................................... 21

Principios de la adsorción ............................................................................................. 21

Tipos de adsorción según el tipo de interacción soluto-adsorbente .............................. 22

Tipos de adsorbentes ................................................................................................... 22

Relaciones de equilibrio ............................................................................................... 23

Tipos de isotermas. ............................................................................................... 23

La isoterma de Langmuir ....................................................................................... 23

Ecuación empírica de Freundlich .......................................................................... 24

Perfiles de concentración ...................................................................................... 25

Concentración de la curva de avance ................................................................... 26

Ley de Beer ........................................................................................................... 28

JUSTIFICACIÓN ................................................................................................... 29

OBJETIVOS .......................................................................................................... 30

Objetivo General .......................................................................................................... 30

Objetivo particular ........................................................................................................ 30

METODOLOGÍA .................................................................................................... 31

Diagrama de Proceso ................................................................................................... 31



Metodología de Extracción y purificación de frutos ricos en antocianinas para zarzamora

y arándano. .................................................................................................................. 32

Acondicionamiento de la Resinas SP-70............................................................... 33

Activación de las resinas SP-70 ............................................................................ 33

Empaquetado de la columna de adsorción. .......................................................... 33

Cinéticas de Adsorción (Curva de quiebre y ruptura). ........................................... 33

Factor de Dilución “A” ................................................................................................... 34

Factor de Dilución “B” ................................................................................................... 34

Termino de la adsorción de Flavonoides ............................................................... 34

Elución de la columna de adsorción ...................................................................... 34

Resultados ............................................................................................................ 35

Pruebas Fitoquímicas ................................................................................................... 35

Flavonoides y efecto del pH ......................................................................................... 37

Efecto del pH en los flavonoides ........................................................................................... 37

Saponinas .................................................................................................................... 37

Alcaloides ..................................................................................................................... 38

Quinonas ...................................................................................................................... 38

Cuantificación del proceso de Extracción y Purificación del Maíz Azul ................. 38

Proceso de Purificación (adsorción) ............................................................................. 42

Arándano y Zarzamora ................................................................................................. 42

Curva de ruptura de los flavonoides de Maíz Azul malla 40 .................................. 46

El flujo en el proceso ............................................................................................. 48

Características de la resina SP-70 ........................................................................ 50

Proceso de elución ................................................................................................ 50

Conclusiones ......................................................................................................... 54

Perspectivas .......................................................................................................... 55

Bibliografía ............................................................................................................ 56

ANEXO 1: Análisis Preliminar Fitoquímicos. ......................................................... 59

ANEXO 2: Tablas de adsorción y elución para Arándano. .................................... 61

ANEXO 3: Tablas de adsorción y elución para Zarzamora. .................................. 64

ANEXO 4: Tablas de adsorción y elución para Maíz Azul malla 20. ..................... 69



Índice de Tablas

Numero Nombre Pág.

1 “Pruebas Fitoquímicas de algunas metabólitos secundarios detectados en el maíz azul”.

36

2 “Concentraciones en fracciones del proceso de extracción de flavonoides del maíz azul”.

40

3 “Comparación de Flavonoides extraídos con la bibliografía” 41

4 “Datos de la muestra inicial empleada en la Malla 40 del Maíz Azul” 44

5 “Datos del proceso del adsorción de la Malla 40 del Maíz Azul” 44

6 “Datos del proceso de adsorción para diferentes frutos” 49

7 “Característica de las resina SP-70” 50

8 “Comparación de concentración de entrada a la adsorción y concentración de elución”

53



Índice de Figuras e Ilustraciones

Numero Nombre Pág.

1 Estructura química básica C6C3C6 de un flavonoide y sustitución de la sal de Flavino 2-fenilbenzopirilio (estructura básica de las antocianinas).

14

2 Estructura química de las principales antocianinas encontrada en el maíz azul (Pelargonidina, cianidina, malvidina).

15

3 Efecto del pH en los Flavonoides. 16

4 Maíz de color (azul, negro, rojo) y frutos con contenido de antocianinas (zarzamora, fresa, cereza, uvas).

18

5 Representación esquemática de las partes del grano de maíz. 19

6 Proceso de adsorción, lavado y desorción de la muestra

21

7 Proceso de adsorción. 24

8 Perfil de concentración en caso ideal. 26

9 Gráfica de la Ley de Beer

28

10 Diagrama de Proceso 31

11 “Secuencia de operaciones para la purificación y extracción de antocianinas del maíz azul” 32

12 “Secuencia de operaciones para la purificación y extracción de antocianinas del frutos ricos en antocianinas” 32

13 Maíz Descorticado 39

14 Tamizado del Maíz Azul 39

15 Curva de ruptura y quiebre de arándano y Zarzamora 43

16 Curva de ruptura del Maíz Azul a diferentes Mallas 48

17 Elución de Maíz Azul a diferentes Mallas con Metanol-Acido al 0.1M 53



INTRODUCCIÓN

Las antocianinas es un subgrupo de metabólitos secundarios que forman parte de

la familia de los flavonoides, las cuales presentan gran poder antioxidante lo cual

confiere actividad terapéutica mediante la neutralización de radicales libres. Los

flavonoides se ha reportado que tienen actividad antiinflamatoria, previenen algunos

tipos de cáncer, entre otros beneficios. Desafortunadamente para poder estudiar su

empleo frente a diferentes patologías; es necesario implementar sistemas de

extracción que permitan separar a los flavonoides en grado farmacéutico y en

cantidades útiles eliminando algunos compuestos fitoquímicos, como son

saponinas, alcaloides, quinonas entre otros. Por ello se implemento y evaluó el

proceso de purificación de flavonoides del maíz azul, arándanos y zarzamoras.

El procedimiento de los frutos consistió de una extracción solido-liquido con

reducción de tamaño, centrifugación, filtración, adsorción y secado. En el caso del

maíz fue llevado a cabo un descascarado del pericarpio y capa aleurona, separación

por densidad, extracción solido-liquido, centrifugación, adsorción y secado; en cada

operación se realizó un balance de materia, donde se obtuvieron las corrientes y

composiciones. Los resultados muestran adsorciones desfavorables para el maíz

azul con la resina SP-70 y favorable para Arándano y Zarzamora ya que el

rendimiento fue tres veces mayor, sin embargo el proceso de purificación de los

flavonoides del maíz tiene menor dificultad que en los frutos.



ANTECEDENTES

Existen números estudios sobre las propiedades antioxidantes de diferentes

fuentes biológicas en especial de plantas y frutos aunque también se vienen estudiando

fuentes animales, algas y microorganismos. Estos encuentran aplicación en su capacidad

de reducir los radicales libres que se generen en nuestro organismo. Los radicales libres

son moléculas altamente reactivas que generan una desorganización, letal para la célula,

en las membranas celulares de nuestro organismo. Son producidos en la mayoría de

células corporales a través del propio metabolismo celular y por la acción de agentes

tóxicos. Existen dos tipos de radicales libres, los internos (ejercicio intenso, estrés, los

propios del metabolismo) y los externos (mala dieta, consumo de tabaco y alcohol,

medicamentos, contaminación, exceso de exposición solar). Nuestro organismo cuando

detecta la presencia de radicales libres lo que hace es neutralizarlos y defenderse para

evitar lesiones en los tejidos. Si la concentración de estos radicales es adecuada aportan

beneficios como actividad contra bacterias y virus, regulación de la estructura y función de

las proteínas, pero el problema surge cuando la concentración de estos radicales es muy

elevada ya que afectan directamente a nuestro estado de salud del siguiente modo: se

produce un envejecimiento debido a la acumulación a lo largo de los años de radicales

libres, como consecuencia de esto la membrana de las células epiteliales se modifica lo

que dificulta la nutrición de la piel haciendo que ésta pierda firmeza y elasticidad;

problemas en el sistema cardiovascular, ya que el exceso de radicales libres favorece la

arteriosclerosis por endurecimiento de las paredes celulares; y problemas en el sistema

nervioso, disminuye el impulso nervioso, los reflejos, la memoria y el aprendizaje.

Los antioxidantes son en sí un grupo de sustancias como las vitaminas, los

minerales, los colorantes naturales y otros compuestos de vegetales y enzimas que

bloquean el efecto perjudicial de los radicales libres. La mayoría de estos antioxidantes se

encuentran en alimentos vegetales por eso su ingesta resulta tan beneficiosa para la

salud. En nuestro estudio se realizara la investigación sobre la extracción de antocianinas

del maíz azul que contiene un alto nivel de flavonoides con propiedades antioxidantes. En

el presente trabajo se determinaron las condiciones óptimas en el procesamiento y

extracción de flavonoides (antocianinas) del maíz azul, que cono ya se ha mencionado es

una fuente de explotación por su alto poder antioxidante.



R4 = -H, o glicósido R3 = glicósidoR1, R2 = -H, -OH o CH3

Pigmentos Flavonoides

Los pigmentos Flavonoides se encuentran en las frutas y verduras. Estos son

solubles en agua y se encuentran en la savia celular, no en los plásmidos. Los pigmentos

Flavonoides incluyen las antocianinas (literalmente, “flor azul”), las antoxantinas

(literalmente, “flor amarilla”), en un principio denominadas “Flavonas”, y un tercer grupo

que contiene una serie de compuestos fenólicos relacionados, muchas catalogadas

erróneamente como “taninos”.

Estructura química de los flavonoides

El nombre de flavonoide se le conoce a los compuestos polifenólicos que poseen

una estructura química C6-C3-C6, eso es un anillo bencénico unido a una cadena

propánica, y ésta a su vez a otro anillo bencénico. Compuesto por dos anillos A y B

ligados a través de un anillo C. Los átomos de carbono en los anillos C y A se numeran

del 2 al 8, y los del anillo B desde el 2' al 6'12’ (fig. 1). De aquí deriva el 2-fenilbenzopirilo

de la sal de Flavino que es de la estructura de las antocianinas. Estas pueden existir

como polihidroxi derivados, a su vez la estructura puede estar unida a azúcares y éstos

últimos a ácidos alifáticos y aromáticos (ver figura 1), de tal manera que la antocianina

adquiere diferentes propiedades de acuerdo a los sitios de unión, número y tipos de

constituyentes. Cuando se hidroliza el azúcar de una antocianina, el producto sin azúcar

se le conoce, como antocianina (Fennema, 2000; Andersen, 2006).

Sal de Flavino 2-fenilbenzopirilio

Figura 1.- Estructura química básica C6C3C6de un flavonoide y sustitución de la sal de

Flavino 2-fenilbenzopirilio (estructura básica de las antocianinas). (Tomada de Cerón, 2008.)



Antocianinas

De entre las antocianinas que han sido reportadas para frutos y vegetales, las más

relevantes son: la pelargonidina (Caldwell y Peterson, 1992), cianidina (Bustillos, 1997),

peonidina (Bridle, 1997), delfidina, petunidina y malvidina (Aoki et al, 2002 (ver figura 2)),

interesantemente en las diferentes variedades de maíz todas estas han sido encontradas.

Del análisis de diferentes razas de maíz de color azul y rojo se ha encontrado que las

antocianinas presentes en el grano de maíz azul son principalmente la cianidina y

malvidina, las cuales representan entre el 70 y 80% del contenido total de antocianinas

(Cortés et al, 2006), en tanto que los granos rojos predomina las pelargonidina, cianidina y

malvidina (ver figura 2), en cualquier caso la concentración de antocianinas en el grano de

maíz varía de 80-1000 ppm, lo cual depende de la variedad y de las condiciones del

cultivo ya que por ejemplo cuando la planta de maíz es expuesta a iones de cobre (50

ppm) síntesis de antocianinas aumenta (Salinas Moreno, 1999). La función de las

antocianinas en la planta es similar a la de los flavonoides: antioxidante, protectora,

mecanismos de defensa, entre otras funciones. Así por ejemplo, la cianidina y

pelargonidina presentan actividad inhibitoria en la producción de aflatoxinas producidas

por patógenos (Aspergillus flavus), protegiendo de esa manera a dicho cereal frente a

algunos tipos de infecciones (Nortos, 1999; Utrilla, 2007).

Efecto de la acides sobre el color de los flavonoides

Tanto en las antocianinas como las antoxantinas son compuesto anfotéricos, con

la capacidad de reaccionar tanto con ácidos como con bases (8, 10). Las antoxantinas

pueden cambiar de un color amarillo en un medio alcalino, a un blanco cremoso en un

medio neutral, y carecen de color en medios ácidos, condición que prevalece en la savia

Figura 2.- Estructura química de las principales antocianinas encontrada en el maíz

azul. (Tomada de Cerón, 2008)



de la célula. Las antocianinas existen en una forma que es roja en los medios ácidos,

como en las vacuolas de las células. Muchos pigmentos de este grupo cambian al anhidro

púrpura o a la base de color, a medida que la acidez en el medio disminuye y el pH se

aproxima a 7 (34). En el medio alcalino ocurre un cambio posterior al azul. Dicho cambios

condijeron a un investigador a clasificar a estos pigmentos como “Camaleones vegetales”.

Las características anfotéricas de los pigmentos de antocianinas se ilustran en la figura 3.

Figura 3: Efecto del pH a nivel estructural y en el color característico de los

flavonoides, (tomada de Secordino, et al, 2004)



Metabólitos fitoquímicos

La Fitoquímica estudia la multitud de compuestos químicos que se encuentran en

la complejidad de las células vegetales, no solo como entidades químicas, sino también

como productos de una serie de mecanismos que intervienen en su biogénesis,

igualmente como sustancias activas que desempeñan una función en los procesos

bioquímicos de las células o bien como elementos que pueden provocar alteraciones

fisiológicas en humanos y en animales (Domínguez, 1989).

Las sustancias fitoquímicas (metabólitos secundarios) son encontradas en varios

alimentos consumidos por los seres humanos como los vegetales, las frutas, las

legumbres, los granos, las semillas y sirven de protección contra varias enfermedades

como el cáncer y problemas cardíacos. Por mencionar algunos.

El Maíz Azul

El maíz (Zea mays) es quizá la planta más domesticada y evolucionada del reino vegetal.

A diferencia de los demás cereales, no existen variedades silvestres del maíz en la

naturaleza por lo que su origen sigue siendo un gran misterio (Serna Saldivar, et al 1990;

Stanley et al, 1987). El maíz es una planta gramínea, género que se caracteriza por

producir un fruto cubierto de alta productividad, que pertenece a la clase de las

Angiospermas; una semilla puede producir de 600 a 1000 granos, mientras que otros

cereales como el trigo sólo producen de 50 a 100 granos (Fossen et al, 2001). Este cereal

presenta una gran diversidad genética, lo cual da origen a un gran número de razas y

variedades, en el caso de los genotipos del maíz pigmentado estos tienen sus orígenes

en los Andes peruanos, sus múltiples colores, tales como el negro, rojo, morado, café y

azul se deben a las antocianinas, compuestos presentes en el pericardio y en la capa de

aleurona o en ambas estructuras del grano (Salinas et al, 2000; Salinas Moreno et al,

1999). En la figura 4 se muestran algunos ejemplos de maíz de color y frutos que

contienen antocianinas



Las antocianinas son compuestos antioxidantes que poseen propiedades curativas

(bioactivos), por lo que ha habido un interés reciente por emplear en concreto el maíz azul

como materia prima en la extracción de estos pigmentos para la industria alimentaria ya

que representan una alternativa al uso de pigmentos sintéticos (Salinas, 2000; Salinas

Moreno et al, 1999; Cortés et al, 2006). Dentro de las actividades terapéuticas que

presentan las antocianinas se encuentran: neutralización de los radicales libres (Hu et al,

2005), supresión inflamatoria (Jill et al, 2004), prevención y atenuación de la

arterioesclerosis (Michael et al, 2004), prevención y disminución de la invasión de las

células cancerosas (Pei-Ni et al, 2004), antiulceroso (Valcheva et al, 2005), agente contra

radiación (Miko Enomoto et al, 2005), por mencionar sólo algunos de sus beneficios.

Estructura del Maíz Azul

El grano llamado botánicamente cariópside, es monocotiledóneo y se subdivide en

tres partes fundamentales (Serna et al, 1990): el pericarpio, endospermos y germen (ver

figura 5). El pericarpio también conocida como fibra o cáscara del grano, encierra la

semilla y está compuesto por varias capas de células que juntas tienen un espesor entre

60 y 160 µm, básicamente éstas son el pericarpio, mesocarpio y endocarpio, al exterior

del endocarpio existe una capa denominada cutícula y tiene un espesor entre 0.7 y 1 µm,

su constitución cerosa lo hace impermeable al agua (Sugawara et al, 1994; Saulnier et al,

Figura 4.- Maíz de color (azul(A), negro (B), rojo (C)) y frutos con contenido de

antocianinas (zarzamora (D), fresa, cereza (E), uvas (F)).

A

C B

D E

F



1995). Las funciones primordiales del pericarpio son ´proteger al grano contra agentes

bióticos externos, como son los insectos y los microorganismos, impedir la pérdida de

humedad así como conducir y distribuir tanto el agua como los nutrientes durante la

germinación. El pericarpio constituye el 5.7% del peso del grano y está caracterizado por

un alto contenido de fibras: hemicelulosa (67-70%) y celulosa (15-23%), lignina (2,2%),

etc. (Doner et al, 19997).

El endospermo constituye el 82-84% del peso seco del grano y su componente

mayoritario es el almidón en forma de gránulos los cuales poseen un tamaño de entre 5 a

30 µm de diámetro, el cual está embebido en una matriz de cuerpos proteicos. El

endospermo es de dos tipos: vítreo y harinoso. El endospermo harinoso rodea al germen

y es opaco, debido posiblemente a las bolsas de aire que rodean la grano, los gránulos de

almidón y la matriz proteica es delgada a su alrededor, mientras que en el endospermo

vítreo la matriz proteica es más gruesa. Los cuerpos proteicos constituyen el 8% del

endospermo, son redondos y están compuestos casi enteramente de zeina. La capa

externa del endospermo, la aleurona, es una capa simple de células de una apariencia

completamente diferente. Esta capa, que cubre al endospermo y al germen, es

interrumpida solamente con la cofia del grano. Las células aleuronales contienen

minerales y proteínas que son de alta calidad pero no disponibles nutritivamente a las

enzimas digitales, a menos que sean abiertas durante la molienda (Wolf et al, 1952;

Stanley, 1987). El almidón tiene dos componentes fundamentales, la amilosa, parte

esencialmente lineal, formada por residuos glucósidos que están unidos por enlaces α-D-

Figura 5.- Representación esquemática de las partes del grano de maíz. (Tomada de

Cerón, 2008)



(1→4) y la amilopectina, molécula ramificada con un bajo grado de poliemrización (20-25

residuos de glucopiranosa), cuyos residuos están unidos por enlaces α-D-(1→6). La

amilosa es de conformación helicoidal y su cavidad es hidrófoba por tanto cadenas de

ácidos grasos o lípidos puedes ocuparla aunque de existir cadenas polares en los lípidos,

estas quedan fuera de la cavidad de las hélices (Morrison y Gadan, 1987).

El germen representa del 10 y el 12% del peso seco del grano. Está compuesto

por el embrión y por el escutelo, el escutelo tiene la función de órgano nutritivo para el

embrión que almacena las hormonas necesarias para la germinación de la semilla. El

escutelo presenta células tipo parénquima que contienen un núcleo, citoplasma y objetos

que contienen aceite líquido. Éstos objetos de color claro, son organelos específicos

conocidos como “cuerpos de aceite” y ferosomonas y constituyen el 33% del germen. De

éste porcentaje, el 43% corresponde al ácido linoléico, el 36.6% al ácido oleico, el 15.95%

al ácido palmítico y el porcentaje restante a los pacidos esteárico, linolénico, araquidínico

y mirístico. Las paredes del escutelum son gruesas y contienen numerosos orificios y

epacios intercelulares que facilitan el movimiento de materiales entre las células

(Pflugfelder et al, 1988).

Los componentes minoritarios del grano están irregularmente repartidos en las

diferentes partes del mismo. Las proteínas están localizadas en mayor proporción en el

germen y en la capa aleuronal, mientras que los lípidos están en el germen. El contenido

de proteína en el grano de maíz se integra por las fracciones: albúmina, globulina,

gluteína y prolamina. La prolamina representa alrededor del 40% de la proteína total, esta

fracción posee niveles bajos de los aminoácidos de lisina y triptófano, lo que hace que la

proteína de maíz sea de poco valor nutritivo. Las sales, vitaminas se encuentran

preferentemente en las zonas extremas del endospermo (Gómez, 1992; Burge, 1999).



Proceso de Ingeniería

Principios de la adsorción

La adsorción es una de las

operaciones más utilizadas en la

etapa de concentración de caldos

acuosos diluidos y en el proceso

de purificación. Mediante la

adsorción de las moléculas de un

soluto se concentran en una

superficie sólida por la acción de

fuerzas intermoleculares entre el

soluto y el sólido. Debido a la

naturaleza de estas el fenómeno

es fácilmente reversible. La

adsorción es esencialmente un

fenómeno de superficie y debe

distinguirse de la absorción la cual

implica la penetración de la

sustancia en el cuerpo de otra.

(Tejeda, et al, 1995).

La concentración de uno o varios solutos de un caldo por medio de la adsorción

requiere de cuatro pasos. Primero el adsorbente y la solución se ponen en contacto. Al

efectuarse la adsorción el soluto se une preferentemente a la superficie del adsorbente

respecto a otros solutos. Una vez concluida la adsorción es necesario lavar la columna

con una solución que no provoque la desorción del soluto de interés. Finalmente se

efectúa la recuperación del soluto utilizando un fluido que favorezca la desorción,

operación conocida como elución (ver figura 6).

En el análisis de la operación de la adsorción, al igual que en otras operaciones de

transferencia de masa, se utilizan modelos para el diseño, análisis de alternativas,

Figura 6: Proceso de adsorción, lavado y desorción

de la muestra. (Tomada de Tejeda, et al, 1995)



optimización, o simplemente para la obtención de datos experimentales. (Tejeda, et al,

1995)

La formulación de estos modelos requiere:

El establecimiento de relaciones de equilibrio y de la capacidad de adsorción de

los sistemas.

El establecimiento de la rapidez de la adsorción con respecto a los fenómenos

difusivos y cinéticos de la superficie.

Los balances de masa y energía del sistema de adsorción específico

Las condiciones iniciales y de frontera del sistema.

Los aspectos fundamentales para el proceso de adsorción se resumen en cuatro:

Los tipos de adsorción según el tipo de interacción soluto-adsorbente.

Los tipos de adsorbentes

Las relaciones de equilibrio

La cinética de adsorción

Tipos de adsorción según el tipo de interacción soluto-adsorbente

Física. Las fuerzas de atracción entre el soluto y el adsorbente son del tipo

London-van Der Waals, dipolo-dipolo, puentes de hidrogeno.

Iónica: la diferencia de cargas entre el adsorbente y el soluto genera

atracciones electroestáticas fuertes y selectivas.

Hidrofóbica: interacciones entre regiones hidrofóbicas del soluto y el

adsorbente

Afinidad: está basada en interacciones altamente específicas entre el

adsorbente y el soluto.

Tipos de adsorbentes

En el proceso de selección los principales parámetros a considerar son las

propiedades físicas del adsorbente, tales como la resistencia mecánica, área por unidad

de volumen, porosidad interna y del lecho, forma de partícula y tamaño. Además es de



fundamental importancia la capacidad de adsorción del sólido (carga e hidrofobicidad

relativa) (Tejeda, et al, 1995).

En al caso de la adsorción física, el adsorbente más utilizado es el carbón activado

y en menor grado la sílica gel. También son utilizadas como adsorbentes resinas

sintéticas como son: EXA-118, SP-70, entre otras.

Relaciones de equilibrio

El análisis de los procesos de adsorción requiere de datos de equilibrio que se

expresan en isotermas de adsorción, las cuales son esenciales para el modelado del

proceso y por lo tanto para el diseño, cálculos de eficiencias y costos de adsorción.

Las isotermas permiten estimar el grado de purificación que puede ser alcanzado

la cantidad de adsorbente requerido, y la sensibilidad del proceso con respecto a la

concentración del producto.

En los procesos de adsorción se encuentran cuatro tipos básicos de isotermas: la

isoterma de Freundlich, la lineal, la de Langmuir y la irreversible (Hall et al, 1966)

Tipos de isotermas.

La isoterma lineal pasa por el origen de coordenadas y la cantidad adsorbida es

proporcional a la concentración en el fluido. Las isotermas que son convexas hacia arriba

se denominan favorables, debido a que puede obtenerse una carga relativamente elevada

del sólido para una baja concentración en el fluido (Tejeda, et al, 1995).

La isoterma de Langmuir

Donde W es la carga de adsorbato, c es la concentración en el fluido y b y K son

constantes, es del tipo favorable; cuando Kc » 1, la isoterma es altamente favorable,

mientras que cuando Kc < 1 la isoterma es prácticamente lineal. Ésta isoterma tiene una



base teórica sencilla, sin embargo, no permite ajustar bien un elevado número de

sistemas de adsorción física (Tejeda, et al, 1995).

Ecuación empírica de Freundlich

Donde m < 1, conduce generalmente a un mejor ajuste, especialmente para la adsorción

a partir de líquidos.

En la siguiente figura se muestra las cinéticas de adsorción típicas para cada caso.

Todos los sistemas presentan una disminución de la cantidad adsorbida al

aumentar la temperatura y, por supuesto, el adsorbato puede desorberse aumentando la

temperatura, sin embargo, la deserción requiere una temperatura mucho más elevada

cuando la adsorción es muy favorable o irreversible que cuando las isotermas responden

a un modelo lineal (Geankoplis et al, 1998).

Una isoterma que es cóncava hacia arriba recibe el nombre de desfavorable

debido a que se obtienen cargas del solido relativamente bajas y a que conducen a largas

zonas de transferencia de materia en el lecho.

Figura 7: Proceso de adsorción. (Tomada de Geankoplis et al, 1998)



Si la isoterma de adsorción es favorable, la transferencia de materia desde el

sólido hacia la fase fluida tiene características similares a las de la adsorción con una

isoterma desfavorable (Geankoplis et al, 1998).

Perfiles de concentración

Cuando se emplea un lecho fijo de partículas granulares para la adsorción de

solutos de líquidos o gases, el fluido que se va a tratar se hace descender a través éste a

una tasa de flujo constante. En el proceso son importantes las resistencias a la

transferencia de masa, y el proceso se lleva a cabo en estado no estacionario. La

eficiencia del proceso depende de la dinámica global del sistema, y no sólo de las

consideraciones de equilibrio (Geankoplis et al, 1998).

Las concentraciones del soluto en la fase fluida y en la fase adsorbente sólida

cambian con el tiempo y también con la posición en el lecho fijo conforme prosigue la

adsorción. En la entrada del lecho se supone que el sólido no tiene soluto al principio del

proceso; a medida que el fluido entra en contacto con la entrada del lecho, se realiza la

mayor parte de la transferencia de masa y de la adsorción (Geankoplis et al, 1998).

Cuando el fluido pasa a través del lecho, su concentración va disminuyendo con la

distancia hasta llegar a cero mucho antes del final del lecho. Este perfil de concentración

se representa por una curva t, donde c/c0 es la relación de concentraciones

correspondiente al fluido y a la alimentación. Después de pocos minutos el sólido próximo

a la entrada se encuentra prácticamente saturado, y la mayor parte de la transferencia de

materia tiene lugar lejos de la entrada. El gradiente de concentración adquiere la forma de

S y la región donde ocurre la mayor parte del cambio de concentración es la llamada zona

de transferencia de materia, y sus límites frecuentemente se toman como c/c0 = 0,95 a

0,05. (Ver Figura 8)



Concentración de la curva de avance

La mayor parte de la adsorción ocurre en cualquier momento en una zona

relativamente angosta de adsorción o de transferencia de masa. Mientras la solución

continúa fluyendo, esta zona de transferencia de masa, que tiene forma de S, va bajando

por la columna. En un tiempo dado t3, cuando casi la mitad del lecho está saturado de

soluto, la concentración de salida sigue siendo aproximadamente cero. Esta

concentración de salida sigue siendo casi cero hasta que la zona de transferencia de

masa empieza a llegar a la salida de la columna en el tiempo t. Entonces, la

concentración de salida empieza a elevarse, y a un tiempo llega a cb, que se llama punto

de ruptura.

Curvas de ruptura. Los perfiles de concentración se pueden predecir y utilizar para

calcular la curva de concentración frente al tiempo para el fuido que abandona el lecho,

esta curva recibe el nombre de curva de ruptura. Cuando la concentración alcanza el valor

límite permisible, o punto de ruptura, se interrumpe el flujo o bien se conduce a otro lecho

de adsorbente fresco. Con frecuencia el punto de ruptura se toma como una

concentración relativa de 0.05 o 0.10 y, puesto que solamente la última porción de fluido

tratado posee la concentración más elevada, la fracción media de soluto separado desde

el comienzo hasta el punto de ruptura es con frecuencia 0.99 o superior.

Si la adsorción se continuase más allá del punto de ruptura, la concentración

aumentaría rápidamente hasta aproximadamente 0.5 y después se acercaría más

Figura 8: Perfil de concentración en caso ideal. (Tomada de

Geancoplis, et al,1998)



lentamente hasta 1.0. Esta curva en forma de S es similar a la de los perfiles de

concentración interna. Mediante un balance de materia se puede demostrar que el área

limitada por la curva y la ordenada para c/co = 1,0 es proporcional a la cantidad total de

soluto adsorbido si todo el lecho alcanza el equilibrio con la alimentación. El área hasta el

tiempo t, del punto de ruptura representa la cantidad real adsorbida. Si la zona de

transferencia de materia es estrecha con relación a la longitud del lecho, la curva de

ruptura será más brusca y se utilizará la mayor parte de la capacidad del sólido hasta el

punto de ruptura. Cuando la zona de transferencia de materia coincide con la altura del

lecho, la curva de ruptura está muy extendida y se utiliza menos de la mitad de la

capacidad del lecho. Por lo tanto, es deseable una estrecha zona de transferencia de

materia para una utilización eficaz del adsorbente y para reducir los costes de energía en

la regeneración. En el caso ideal de existir resistencia a la transferencia de materia y

dispersión axial, la zona de transferencia de materia sería infinitamente estrecha y la

curva de ruptura sería una línea vertical desde 0 hasta 1,0 cuando todo el sólido está

saturado (Geankoplis et al, 1998).



Ley de Beer

En la Ley de Beer la absorbancia depende de la concentración en la cual existe

una correlación lineal, el límite de este rango es de 0 a 0.8 existe un incremento lineal,

cuando la concentración es mayor a de 0.8 ya sea por un punto que se eleve del rango,

esta correlación ya no es lineal y se convierte en una asíntota hacia un punto, para

mantener una correlación de la ley de Beer, se realizan diluciones, para conocer la

concentración real, es importante factor de dilución para corregir el valor de absorbancia

que se obtiene. (Ver Figura 7).

0123456789

10

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17

Ab

sorb

anci

a

Concentración

Ley de Beer

Figura 9: Gráfica de la Ley de Beer

Zona

Lineal

Zona

Asíntota



JUSTIFICACIÓN

Hoy en día se utilizan divisas sustancias de origen vegetal, que contienen un

beneficio para la salud humana, este es el caso de las antocianinas. Desgraciadamente

estas sustancias son muy termolábiles lo cual provoca que sean una opción muy poco

recomendada para su extracción y comercialización.

Aunado a lo anterior, una de las problemáticos en la Industria Farmacéutica, es la

purificación de compuestos de interés, ya que en la extracción se utilizan sustancias en la

extracción de estos compuestos que son nocivos o tóxicos para la salud humana. Por lo

que existe la necesidad de un proceso eficiente para el aislamiento y purificación de

compuestos que contengan antocianinas para su uso en la industria farmacéutica y

alimentaria.

Por lo cual en este trabajo se pretende purificar antocianinas del maíz azul por

medio de un método en el cual no requiera de reactivos y solventes tóxicos. Una vez

determinadas las condiciones optimas del proceso, estas serán purificación sean

escaladas a planta piloto e industrial, De esta manera obtendrá información de alta

calidad que se refleje en la puesta en marcha de un proceso preciso, reproducible y

económicamente viable para minimizar la inestabilidad por degradación de las

antocianinas.



OBJETIVOS

Objetivo General

No se dispone de algún proceso que permita la explotación de dichos metabólitos,

por lo que es necesario Implementar las operaciones de purificación de los

compuestos fenólicos del maíz azul mediante tecnología de adsorción.

Objetivo particular

Obtener las curvas de quiebre y compararlas con los comportamientos.

Determinar el efecto de pH, temperatura y concentración de la alimentación en la

eficiencia del proceso de adsorción

Evaluar la resina SP-70 en el proceso de adsorción de compuestos fenólicos de

maíz azul.



METODOLOGÍA

Diagrama de Proceso

Proceso de Extracción de Flavonoides extraída del maíz azul

Se emplearon granos de maíz azul comercial, el cual fue pre-acondicionado de la

siguiente manera: el grano de maíz fue humedecido por 10 minutos en lotes de 2 kg.

Posteriormente se realizó un descorticado y secado en la estufa a 35°C. El material

obtenido se separó por diferencia de densidades, colectando dos fracciones: una rica en

almidón y otra rica en pericarpio y capa aleurona (de interés por su contenido en

flavonoides).

Las extracciones se llevaron a cabo en tanques agitados, con un impulsor Rusthon

a 800 rpm por 80 minutos, utilizando una proporción sólido-líquido de 80g de sólido por

1250g líquido, la temperatura se mantuvo a 22°C. Como solvente se empleó una solución

de ácido clorhídrico 0.1 Molar. El proceso de extracción se realizó durante 9 ocasiones en

Figura 9: Diagrama de Proceso



el mismo material hasta dejarlo exhausto. Los extractos colectados se centrifugaron a

3500 rpm por 15 minutos, el sobrenadante fue recuperado y adsorbido en una resina

EAX-118. Las antocianinas absorbidas fueron eluidas con etanol al 96% y secadas a

temperatura ambiente (22°C), en la figura 9 se ilustran las operaciones realizadas y las

corrientes consideradas.

Metodología de Extracción y purificación de frutos ricos en antocianinas

para zarzamora y arándano.

La extracción se llevó a cabo con el molido de los frutos en una licuadora (Método

de Blenders) a la mayor velocidad, durante 10 minutos, empelando por cada kilogramo de

fruto 2 kg de agua. El material molido fue centrifugado a 4500rpm durante 20 minutos en

tubos falcón de 50ml. El sobrenadante recuperado se puso en contacto con la resina SP-

70 para la adsorción de las antocianinas, y ésta fue previamente lavada empleando 5

litros de agua destilada. Las antocianinas fueron eluidas de la resina empleando alcohol al

96% y secadas a temperatura ambiente (22°C) en refractarios, en la figura 10 se ilustran

las operaciones realizadas y las corrientes consideradas.

Pre acondicionamiento A

B

Extracción

E

F

Adsorción

H

D

C

G Secado

J

L

M

N

A: Grano de maíz B: Agua C: Fracción pesada D: Aleurona y pericarpio (sólido)

E: Disolvente F: Sólido exhausto G: Extracto (rico en flavonoides) H: No adsorbido

I: Agua de lavado K: Alcohol (eluyente) G: Extracto (rico en flavonoides) H: No adsorbido

I K

L: desorción (flavonoides) M: Alcohol N: Flavonoides secos

Figura 11: “Secuencia de operaciones para la purificación y extracción de antocianinas del maíz azul”

A: Fruto B: Agua C: Fruta molida D: Sedimento

Extracción

A

B

C

Centrifugado E

D

Adsorción I

Secado

F

F

G

J

K

H

E: Sobrenadante F: Agua de lavado G: Alcohol H: No adsorbido

I: Eluido (flavonoides) J: Alcohol K: Flavonoides secos

Figura 12: “Secuencia de operaciones para la purificación y extracción de antocianinas del frutos ricos en antocianinas”



Acondicionamiento de la Resinas SP-70

La activación de la resina SP-70 se realizaron utilizando el siguiente

procedimiento: se lavó la resina con 5 volúmenes (BV) de agua destilada, se agitó con un

impulsor Rusthon a 300rpm durante 5 minutos, se decantó y se secó en un horno eléctrico

a 99°C durante 24 horas. Una vez seca la resina se pasó a un desecador durante 4 horas

para enfriarla y se pesó 1 gramo de resina SP-70 en contenedores de vidrio limpios y

secos con cierre hermético.

Activación de las resinas SP-70

Las resinas pesadas se dejaron con 2 BV de etanol al 96% durante 24 horas,

posteriormente se lavaron con 2 BV de agua estilada en agitación con un impulsor

rusthom a 150rpm durante 10 minutos, se filtro y se recuperó la resina.

Empaquetado de la columna de adsorción.

Se utilizaron columnas de plástico (Ver figura 11) de 19.1 cm de largo por 1.25 cm

de diámetro interior. En uno de los extremos de la columna se le introdujo una roseta con

la ayuda de un empaquetador marca BUCHI, por el extremo sin la roseta se agrego a la

columna la resina SP-70 previamente pesada y se introdujo la roseta en este mismo

extremo, compactando la resina. Al espacio faltante se le agrego fibra de vidrio hasta

llenar la columna y se le introdujo otra roseta en este mismo extremo.

Cinéticas de Adsorción (Curva de quiebre y ruptura).

Se determinó el flujo de la adsorción a 0.5ml/min y 0.8ml/min, posteriormente se le

determino la concentración de la muestra inicial por medio de absorbancia a 520nm y

700nm a pH 1 y pH 4.5, al mismo tiempo se determino peso seco de la muestra la

temperatura, el pH, el volumen total inicial y la fuente del extracto. Se hizo incidir este

extracto a la resina SP-70 y se recolectaron muestras cada determinado volumen y

tiempo como se muestra en la tabla 2

Para las muestras recolectadas se determinó por triplicado su concentración por

medio de absorbancia a 520nm y 700nm a pH 1 y pH 4.5, a diferentes factores de

dilución.



Factor de Dilución “A”

El factor de dilución “A” se preparó de la siguiente manera, a un tubo de ensaye de

10ml se le agrego 3ml de muestra y 1ml de regulador a pH 1 ó en su caso a pH 4.5, se

agitó y se midió en el espectrofotómetro a una longitud de onda de 520nm y 700nm

registrando los datos en la tabla 4.

Factor de Dilución “B”

El factor de dilución “B” se preparó de la siguiente manera, a un tubo de ensaye de

10ml se le agrego 0.5ml de muestra, 1ml de regulador a pH 1 ó en su caso a pH 4.5, y

2.5 ml de agua para la adsorción y etanol para la elución según el caso, se agitó y se

midió en el espectrofotómetro a una longitud de onda de 520nm y 700nm registrando los

datos en la tabla 4.

Se controlo y registro el flujo y la toma de muestras al igual que el tiempo en que la

cinética se llevo a cabo, registrando los datos en la tabla 4, La cinética termino cuando

tenemos 4 datos constantes, muy cercanos a la concentración inicial

Termino de la adsorción de Flavonoides

Al terminar la cinética se le hizo pasar 1 litro de agua a la columna con un flujo de

5ml/min y posteriormente se inyectó aire para eliminar el agua.

Elución de la columna de adsorción

Sin agua la columna se le hace pasar etanol al 96% en contra corriente al mismo flujo

de la adsorción tomando muestras cada 5ml durante los primeros 10 tubos y

posteriormente se tomaron muestras cada 20ml hasta el final de la elución. La elución

termino cuando las muestras tenían absorbancia de cero o cercanos al cero.

A las muestras se les determino la concentración por medio de la absorbancia a

520nm y 700nm a pH 1 y pH 4.5 realizando diluciones y utilizando los factores de dilución,

se registró en la tabla 4 correspondiente.



Las muestras obtenidas de la elución se mezclaron de acuerdo a la concentración, los

tubos con una concentración de 100ppm en adelante y se mezclaron y se determino peso

seco y la absorbancia real.

Resultados

Las antocianinas son metabólitos cuya explotación es un tanto limitada debido a su

gran inestabilidad. Tal es su sensibilidad a la luz, altas temperaturas, pH extremo y

oxidación. Sus rendimientos y actividad son determinados desde la extracción y

procesamiento adecuados para minimizar las pérdidas e inestabilidad de dichos

compuestos.

El presente trabajo fue desarrollado en tres fases; extracción y purificación,

análisis fitoquímico en diferentes puntos del proceso, y finalmente caracterización y

cuantificación. Los resultados de cada una de estas fases se presentan y discuten en las

siguientes secciones.

Pruebas Fitoquímicas

Para tener conocimiento de la eficiencia del proceso y tener una idea del tipo de

metabólito (s) que acompaña (n) al grupo de interés, antocianinas, se realizó un bosquejo

fitoquímico para detectar colorimétricamente diferentes metabólitos de importancia tales

como saponinas, cumarinas, taninos, alcaloides, entre otros (ver tabla 1). Estos grupos de

metabólicos secundarios se determinaron en tres punto En la siguiente tabla, se muestran

algunos metabólitos detectados antes y después de la purificación.

Estos grupos de metabólicos secundarios se determinaron en tres puntos importantes del

proceso: en la extracción, en el proceso de Ultrafiltración con un corte de peso molecular

de 10 daltons, en el retenido de este proceso, y después del purificado. (tabla1).



Metabólito Prueba Extracción U.F. Retenido Purificado

Flavonoides Shinoda ++ ++ ++ ++++

NaOH ++ ++ ++ ++++

Saponinas

Altura y

Estabilidad + + + -

Libermant + + + -

Rosenthaler + + + -

Taninos

Con

Gelatina - - - -

Fenicianuro

de Potasio - - - -

Alcaloides Drendoff + + + -

Sesquiperpenlactonas Hidroximato - - - -

Cumarinas Erlich - - - -

Quinonas Börntraguer + + + -

Tabla 1: Pruebas Fitoquímicas de algunos metabólitos secundarios detectados en el maíz azul.

Los signos “+” (positivo) y “-“ negativo determinan la presencia o ausencia del metabólito, respectivamente. La

intensidad esta determinada por la cantidad de signos, muy abundante (+++);

Los resultados de este control fitoquímico muestran que en la extracción así como en

la ultrafiltración (UF) y retenido se detectó la presencia de Flavonoides, Saponinas,

Alcaloides y Quinonas. Mientras que el extracto purificado se encuentra enriquecido con

los productos naturales de interés y objeto del presente trabajo, flavonoides. Esta

información muestra que las condiciones del proceso (flujo, temperatura, pH y

alimentación de la extracción, así como la resina seleccionada son las más apropiadas

para obtener el producto de interés.

Las reacciones y determinaciones fueron hechas cualitativamente determinadas por la

presencia de color en la reacción, el procedimiento se determina en el Anexo 1. Estos

metabólicos secundarios se determinaron en tres puntos importantes del proceso, en la



extracción, en el proceso de Ultrafiltración con un corte de peso molecular de 10 daltons y

en el retenido de este proceso, al igual que después del purificado.

Flavonoides y efecto del pH

Principalmente se determino flavonoides después de neutralizar la muestra, con la

reacción de Shinoda dando un color rojo (tenue) y posteriormente con la reacción de

Hidróxido de Sodio variando el color debido al pH característico de los Flavonoides.

Efecto del pH en los flavonoides

El equilibrio entre las formas coloridas y no coloridas de las antocianinas depende

del pH (Secordino, et al, 2004). La forma predominante de antocianinas a valores de pH

<2.0 es el catión polar de flavylium (rojo), que sufre varias transformaciones estructurales

con el aumento de los valores de pH (Figura 3). La disolución de de la sal de flavylium en

una solución acuosa ligeramente ácida o neutral resulta con la inmediata formación las

bases quinoidales neutrales y/o ionizadas. Por otra parte, a valores de pH entre 4 y 6, los

3-glucósidos y 3,5-diglucosidos comunes cambian rápidamente al carbinol incoloro más

estable para la completa hidratación de la posición 2 del catión flavilium. Esto a su vez

puede equilibrar, a un ritmo más lento, a una forma abierta, la pseudobase de chalcona,

que también es incolora. Debido a la polaridad diferente de las formas en equilibrio.

Saponinas

La determinación de saponinas se realizo mediante tres pruebas diferentes. La

primera fue la generación de espuma altura y estabilidad, la cual consiste con la agitación

vigorosa del extracto vegetal y en esperar la formación o no de espuma, estable durante

más de 5 minutos, ya que como sabemos la característica principal de las saponinas es

su capacidad para la formación de espuma.

También se determino mediante las reacciones de Libermant y de Rosenthaler.

Dando positivo para saponinas triterpenoides con un color rosa, y positivo con un color

violeta (muy suave), respectivamente.



Alcaloides

Se determino con la reacción de Drendoff, que consiste en la formación de un

precipitado. Pese a que fue muy poca la presencia de precipitado, la reacción se

considero positiva por el desarrollo de un precipitado naranja.

Quinonas

Al realizas la prueba con la reacción de Börntraguer, el desarrollo de un color rojo

a rosa (tenue) es considerada positiva para la presencia de benzoquinonas.

Cuantificación del proceso de Extracción y Purificación del Maíz Azul

Como ya se ha indicado, la primera parte del proceso consistió en la extracción y

purificación de los flavonoides. Siguiendo la metodología descrita, realizamos el

tratamiento de la materia prima, molienda, tamizado y purificación del extracto, indicado

en la figura 9.

En la figura 8: “Diagrama de Proceso”, se presenta un pre tratamiento al maíz azul con

lavados de agua con el fin de desprender más fácilmente la capa aleurona y el pericarpio

permitiendo que el agua penetre al maíz y así llegue al almidón y se hinche.

Al pasar al descorticador, el cual es un equipo patentado por el “Centro de

Investigación en Ciencias Aplicadas y Tecnología Avanzada / Instituto Politécnico

Nacional” (CICATA-IPN), Es un equipo que consta de unas propelas en su interior que

giran para golpear el maíz (ver figura 11) y así desprender estas dos capas del maíz, el

cual este proceso depende del tiempo en que se quede el producto dentro del equipo ya

que no cuenta con un sistema de control.

Los productos obtenidos es un maíz parcialmente molido en la que tendremos

divisos tamaños de partículas (ver figura 12) ya que de estas contienen partículas con

gran cantidad de antocianinas, así como partículas que contiene almidón, fueron pasadas

por un secado para eliminar el exceso de agua, por lo que si no se hace, esto puede

provocar crecimiento microbiano se dejo a 24°C durante 24 horas, porque lo Flavonoides

son termolábiles y pueden perder su estructura que confieren



Ya seca el producto se paso por un separador de densidad para así eliminar las

partículas pesadas y de gran tamaño las cuales contiene compuesto que no deseamos,

posteriormente se realizo el proceso de tamizado utilizando mallas como son: la malla 20,

la malla 40, la malla 60, la malla 80 y la malla 100. Ver figura 10.

Por otro lado las cantidades alimentadas, rendimiento y fracciones del maíz azul, de

las diferentes corrientes del proceso se presenta en la tabla 2.

En la tabla 2, se muestran las fracciones del proceso para el maíz azul en sus

diferentes corrientes, como son:

A. Fruto

B. Agua

C. Fruto Molido

D. Sedimentación

E. Sobrenadante

F. Agua de Lavado

G. Metanol-Acido al 0.1M

H. No adsorbido

I. Elución

J. Metanol-Acido al 0.1M

K. Flavonoide

Figura 13: Maíz Descorticado

Figura 14: Tamizado del Maíz Azul



Tabla 2: Concentraciones en fracciones del proceso de extracción de flavonoides del maíz

azul.

En la figura 9 se puede apreciar que las corrientes principales que alimentan

antocianinas son: A, D, G, L y N siendo esta última la que contendrá las antocianinas

purificadas. Analizando estas corrientes se aprecia que la única operación donde existe

incremento de masa es en la de pre acondicionamiento del Maíz azul, debido al agua que

se incorpora para poder favorecer la extracción de las antocianinas, en este caso en este

proceso se realiza un descorticado del maíz para permitir que la capa aleurona y el

Pericarpio se desprendan y se favorezca la cantidad de extracción de flavonoides,

reduciendo el tamaño de las partículas y permitir que ocurra la extracción en condiciones

de convección forzada debido a la agitación. En las tres siguientes operaciones

(centrifugación, adsorción y secado) hay una pérdida considerable de los sólidos del fruto

los cuales pueden ser calculados para el caso de la muestra de maíz azul a partir de los

resultados de la tabla 2, en el caso de la centrifugación se retiran 46.37% en sólidos

sedimentados, y con respecto a la masa total se retira cerca del 15%. En la operación de

adsorción en cambio se tiene con respecto a la alimentación una remoción considerable

de sólidos que no son flavonoides (94.4%), y respecto a la cantidad de materia pierde

Corriente Volumen

(g)

Fracción seca

(Xs)

Fracción húmeda

(Xw)

Fracción

flavonoides

(Xz)

A 1000 0.1418 0.8682 0

B 2000 0.0000 1.0000 0

C 3000 0.0413 0.9586 0

D 447.3 0.7269 0.2703 0

E 2552.7 0.0261 0.9739 0

F 10000.0 0.0000 1.0000 0

G 1400.0 0.0000 1.0000 0

H 2537.0 0.0248 0.9789 0

L 1419.2 0.0035 0.0000 0.9965

N 1400.0 0.0000 0.0000 1

K 1.53 1.0000 0.0000 0



más del 99%, posteriormente se realiza un lavado de la columna con agua y se tiene una

disolución de los sólidos adsorbidos con alcohol (debido a la elución), quedando disueltos

los flavonoides en una cantidad de disolvente que representa el 99.8% y por tanto los

flavonoides tan solo representan el 0.02%.

Finalmente se realizó el secado y se obtuvieron 2.73g de flavonoides, los cuales

equivalen a 2370 ppm. Esto representa con respecto a la alimentación el 0.273% de la

masa de entrada.

Los rendimientos obtenidos fueron comparados con los reportados en diferentes

trabajos (Tabla 3). Con el propósito de verificar el rendimiento así como la cantidad de

flavonoides extraídos.

Tabla 3: Comparación de Flavonoides extraídos con la bibliografía

Fuente

Flavonoides extraídos

de 1 kg de muestra

Experimental (mg)

Flavonoides en 1 kg de

muestra.

Reportado (mg)

Fuente

bibliográfica

Arándano 3694 5580 Hosseinian F. S.

and Beta T. 2007

Zarzamora 2370 5890 Wada L y Ou B.

2002

Frambuesa 1689 3650 Wu X. et al. 2004

Maíz azul 362 342 David P. et al

2006

Se muestran la cantidad extraída de las fuentes estudiadas y la cantidad reportada en

la bibliografía, en esta tabla se puede apreciar que a excepción del maíz azul en las

demás fuentes al rendimiento experimental fue menor que el rendimiento reportado en

bibliografía, lo cual se debe a que no se está realizando extracción total, si no en

condiciones practicas para tener productividad empleando la menor cantidad de insumos,

el maíz es el único caso en el cual la cantidad de flavonoides reportada es menor a la

cantidad extraída, lo cual se puede deber principalmente a la variedad empleada del maíz



y no a que se esté extrayendo prácticamente en su totalidad en la experimentación. Cabe

mencionar que el arándano, zarzamora y frambuesa, tienen un preció de alrededor de 15

veces mayor que el maíz azul, además que la mayor parte del material que es la fracción

pesada corresponde a almidón la cual es separada antes del proceso de extracción y

puede ser empleada con otros fines, esto hace más rentable el proceso, en comparación

con los frutos donde son empleados estos por completo. Por otro lado, aun cuando la

cantidad de flavonoides reportados para maíz azul son menores muchos menores que los

reportados para arándano por ejemplo, equiparando con el precio se extrae más por el

mismo precio con maíz azul que con arándano, además que la variabilidad de flavonoides

en el maíz es menor lo cual hace posible que fraccionarlos en especies puras sea más

fácil.

Proceso de Purificación (adsorción)

La purificación se llevó a cabo con la resina SP-70, en columnas de plástico

previamente descritas, las cantidades de resina empleada fue de aproximadamente

1.00g, con un flujo controlado y tomas de muestra determinadas.

Para comparar los datos de maíz azul se realizaron curvas de ruptura de arándano

y zarzamora los cuales son frutos con un contenido de compuestos fenólicos que superan

a los de maíz azul hasta en un 100%, los datos obtenidos se muestran en el anexo 2.

Arándano y Zarzamora

Como se puede observar en las curvas de ruptura de las graficas 1 y 2

respectivamente se distingue claramente las zonas correspondientes a las curvas de

ruptura de arándano y Zarzamora respectivamente.

Las zonas que se deben observar son tres y dos puntos el punto de quiebre y el

punto de ruptura.

Zona de Equilibrio (ZE). Es la zona en la cual en una grafica en la concentración

de salida es cero en relación a la sustancia que se está adsorbiendo, en nuestro caso son

los flavonoides los cuales contienen un color rojo por el pH utilizado.



Zona de Transferencia de Masa (ZTM). Es la zona donde la concentración de

salida con respecto a la sustancia de interés, se encuentra variando incrementándose la

concentración.

Zona No Utilizada (ZNU). Es la zona donde no se presenta adsorción o es muy

discreto este proceso.

En las graficas anteriormente presentadas representamos las zonas

características así como los puntos que son cruciales en un proceso de transferencia de

masa en el área de purificación por medio de adsorción con resinas. Como se observa

presentan curvas muy características siendo adecuada esta resina para ambos extractos,

demostrándonos buena afinidad para cada caso.

En la curva de ruptura de arándano se presentan claramente dos zonas la zona de

equilibrio que en comparación con el fruto de zarzamora, presenta un lapso de tiempo

mayor, debido a la cantidad de resina utilizada en cada caso, para arándano se utilizo

7.4227g y para zarzamora fue de 1.0588g, es decir que la columna se redujo 85.74% de

la columna de arándano, e interpolando este dato con los resultados esto nos indica que

el arándano presentaría una zona de equilibrio correspondientes a un volumen procesado

de extracto de 171.17ml a un tiempo de 4.1 h aproximadamente.

En ambos casos presenta una zona de transferencia de masa abrupta siendo para

arándano muy apegada a lo que es la teoría, pero para zarzamora se pueden distinguir

Punto de Ruptura

Zona No Utilizada

Zona de transferencia de

Masa Zona de equilibrio Zona de

equilibrio

Zona de transferencia de

Masa

Punto de Ruptura

Punto de Quiebre

Figura 15: Curva de ruptura y quiebre de arándano y Zarzamora



dos zonas una de un volumen procesado de 180ml a 300ml la cual presenta un

incremento de la concentración de salida muy característico y la otra zona de 300ml a

1140ml la cual presenta una tendencia lineal esto corresponde a que la resina se

saturado por completo y empiezan los flavonoides adsorbidos a interactuar con otras

flavonoides del medio y se conglomeran provocando esta posible linealidad formando una

capa sobre otra capa.

Para el Maíz Azul los datos de operación se encuentran en la tabla 4.

Tabla 4: “Datos de la muestra inicial empleada en la Malla 40 del Maíz Azul”

Datos de la muestra empleada en el estudio

MAÍZ AZUL MALLA 40

Volumen inicial 925 ml

Flujo de Adsorción Promedio 0.98 ml/min

Concentrado del Extracto Inicial 8.76 ppm

pH de Muestra Inicial 1.7

Peso de la Resina SP-70 1.01 gr

Concentrado del Extracto Final 221.80 Ppm

Veces Concentrado 25.3316

Tabla 5: “Datos del proceso del adsorción de la Malla 40 del Maíz Azul”

Volumen total

procesado (ml)

tiempo

(hrs)

Absorbancia

520nm

promedio

Absorbancia

700nm

promedio

Absorbancia

real

flujo de

muestra

(ml/min)

ppm

5 0.08944 0.00000 0.00000 0.00000 0.90909 0.00000

20 0.02819 0.10733 0.08867 0.01867 0.97087 0.19009

35 0.55722 0.09567 0.00933 0.08633 1.05932 0.87918

50 0.85167 0.12833 0.01867 0.10967 0.99562 1.11680

65 1.07556 0.14233 0.00933 0.13300 0.89445 1.35441

80 1.34722 0.17733 0.01633 0.16100 0.92379 1.63955

100 1.62918 0.22167 0.01867 0.20300 1.05541 2.06726

120 2.40389 0.26367 0.01167 0.25200 0.97752 2.56626

140 2.75889 0.30333 0.00933 0.29400 0.98961 2.99397

160 3.04167 0.33600 0.00933 0.32667 0.94940 3.32663



180 3.45972 0.38033 0.00467 0.37567 1.02041 3.82562

200 3.81222 0.41300 0.01400 0.39900 0.97895 4.06324

220 4.15083 0.48067 0.01633 0.46433 0.99751 4.72856

240 4.47500 0.54367 0.02100 0.52267 1.04987 5.32261

260 4.80694 0.61133 0.01867 0.59267 0.98961 6.03545

280 5.15330 0.78400 0.15633 0.62767 0.97991 6.39188

300 5.49111 0.68367 0.03500 0.64867 1.02145 6.60573

320 5.82111 0.71633 0.03033 0.68600 0.99602 6.98592

340 6.16300 0.77467 0.03033 0.74433 0.98863 7.57996

360 6.55900 0.77933 0.00933 0.77000 0.95420 7.84134

380 6.90300 0.79100 0.00933 0.78167 0.99206 7.96015

400 7.24300 0.82600 0.03733 0.78867 0.99751 8.03143

420 7.57300 0.83300 0.04433 0.78867 0.99354 8.03143

440 7.92300 0.84000 0.03967 0.80033 0.99502 8.15024

460 8.25600 0.81433 0.00233 0.81200 0.99602 8.26905

480 8.66826 0.85167 0.00467 0.84700 0.99339 8.62547

500 9.02252 0.85867 0.00233 0.85633 0.99751 8.72052

520 9.37677 0.85633 0.00467 0.85167 0.95238 8.67299

540 9.73103 0.87033 0.00467 0.86567 0.98717 8.81556

560 10.08529 0.89833 0.01400 0.88433 0.98039 9.00566

580 10.43954 0.91000 0.00700 0.90300 0.90909 9.19575

600 10.79380 0.92400 0.01867 0.90533 0.97087 9.21951

620 11.14806 0.92400 0.01400 0.91000 0.88727 9.26704

640 11.50231 0.93333 0.01167 0.92167 0.99562 9.38584

660 11.85657 0.93100 0.01400 0.91700 0.89445 9.33832

680 12.21082 0.93333 0.00700 0.92633 0.92379 9.43337

700 12.56508 0.94033 0.00933 0.93100 1.00251 9.48089

720 12.91934 0.96133 0.01867 0.94267 0.97752 9.59970

740 13.27359 0.95433 0.01633 0.93800 1.00000 9.55218

760 13.62785 0.95667 0.00700 0.94967 0.95238 9.67098

780 13.98211 0.97067 0.00700 0.96367 1.00050 9.81355

800 14.33636 0.97533 0.00933 0.96600 0.97324 9.83731

820 14.69062 0.97533 0.00700 0.96833 0.99744 9.86108

Los datos obtenidos en las tablas de adsorción fueron por triplicado para

absorbancia de 520nm, (longitud de onda que absorbe los flavonoides en medio ácido) y



absorbancia de 700nm (longitud de onda que absorbe el ruido, como la celda y las

disoluciones ocupadas), se presenta el promedio de estos datos en la tabla 5 columna

tres y cuatro para cada caso, la absorbancia real se obtiene de la resta de la absorbancia

a 520 menos la absorbancia a 700nm, ya ajustados estos datos con los factores de

dilución A ó B.

Curva de ruptura de los flavonoides de Maíz Azul malla 40

Las curvas de ruptura de maíz azul para la malla 40, presente en la grafica 1, se

observa una curva que se vuelve asíntota a la concentración inicial, sin presentar algunas

zonas una curva de rupturas típicas de la curva teórica normal.

Estableciendo los puntos correspondientes a una curva de ruptura, nos

aventuramos a determinar el punto de quiebre, el cual relaciona el 20% de la

concentración de entrada en la concentración de salida, este punto se determino a un

volumen procesado de 80ml a un tiempo de 1.3472 h del proceso, el punto de ruptura

corresponde al 80% de la concentración de entrada en la concentración de salida,

correspondiendo al un volumen procesado de 400ml a un tiempo de 7.573 h.

Comparando esta curva de ruptura con la malla 20, malla 60 y malla 80 (ver figura

11), se muestra un comportamiento muy similar. A pesar de que en la malla 80 se

disminuyó el flujo de 1.00 ml/min a 0.5 ml/min, se obtuvo la misma grafica, solo que más

Grafica 1: Curva de ruptura del Maíz Azul Malla 60

Punto de Quiebre

Punto de Ruptura

Zona No Utilizada Zona de transferencia de Masa



Figura 16: Curva de ruptura del Maíz Azul a diferentes Mallas

prolongada, esto implica que la resina ocupada SP-70 es favorable para flavonoides de

zarzamora y arándano.

En ninguna de las curvas de ruptura se muestra bien definida la zona de equilibrio,

la zona de transferencia de masa y la zona no utilizada, con los puntos de quiebre y

ruptura definiendo estas etapas.

Por lo que se dedujo varios puntos que pueden estar interviniendo en el proceso,

los cuales son la longitud de la columna, el flujo de la muestra y las características de la

columna.



El flujo en el proceso

El flujo fue medido y controlado con una bomba peristáltica de velocidad variable,

realizando la siguiente operación, para cada muestra tomada se cuantifico el volumen

obtenido en un determinado tiempo y se calculo el flujo. Los resultados obtenidos a lo

largo del proceso de adsorción se presentan en la grafica 1.

El flujo promedio fue de 0.9779 ml/min, con una desviación estándar de 0.0401,

dándonos una buena correlación para el proceso de adsorción.

En la siguiente tabla se muestra los datos de flujo de operación así como la

desviación estándar, concentración inicial, cantidad de resina ocupada y volumen inicial.

Para el Maíz Azul en sus diferentes mallas, Arándano y zarzamora.

Grafica 2: Variación del flujo de la malla 40 de maíz azul a lo

largo de la adsorción



Tabla 6: Datos del proceso de adsorción para diferentes frutos.

Parámetros

Maíz Azul

Arándano Zarzamora Malla

20

Malla

40

Malla

60

Malla

80

Concentración inicial

(ppm) 5.87 8.76 13.56 10.44 29.88 28.13

Volumen procesado

(L) 2.340 0.925 0.975 1.100 1.750 1.350

pH inicial 1.7 1.7 1.9 1.71 2.39 3.07

Peso seco de la resina

(g) 1.01 1.01 1.00 1.00 7.42 1.06

Flujo de adsorción

(ml/min) 0.936 0.978 0.925 0.503 1.023 0.842

Desviación estándar

del Flujo 0.0764 0.0401 0.0502 0.0338 --- 0.0860

Tiempo total del

proceso (h) 20.49 14.69 16.52 17.37 28.35 27.48

Las Partes Por Millón (ppm) se obtuvieron de una solución concentrada se

determino por quíntuple la absorbancia real de una solución purificada posteriormente se

determino peso seco restándole los sólidos que obtuviese la solución de elución.

Considerando que todo el peso seco obtenido son flavonoides, ya que la resina SP-70

absorbe puros Flavonoides, se hace una relación entre la absorbancia y la concentración,

considerando la ley de Beer, y así multiplicando el resultado por 1000 para obtener las

ppm.

El tiempo fue transformado de un sistema sexagesimal a un sistema decimal.



Características de la resina SP-70

Las características de esta resina utilizada se muestran en la tabla 7.

Tabla 7: “Característica de las resina SP-70”

Estructura Área Superficial

(m2/g)

Radio de

Poro (Å)

Tamaño de

partícula (mm)

Densidad

(g/ml)

Copolimero de divinilbenceno

Específica para Flavonoides

No especifica para aminoácidos

700 65 >0.25 1.01

Proceso de elución

El proceso de elución corresponde a la etapa de recolección de las sustancias

adsorbidas en la resina SP-70, se utilizo etanol para eluir los compuestos adsorbidos. A

un flujo de 0.3523ml/min.

Para los frutos como Arándano y Zarzamora se muestra en la grafica 3 y 4.

Las eluciones en ambos casos representan curvas con una caída abrupta de la

concentración de acuerdo al volumen de lavado. Considerando un volumen total de

lavado en 30ml de solución para cada columna.

Como se muestra en las graficas se tiene distintas concentraciones finales da

acuerdo a la toma de muestra, teniendo la primera muestra de ambas eluciones a los 5ml

del proceso y cuantificándola en el espectrofotómetro.

Los datos obtenidos de concentración inicial se reportan en los anexos 2 y 3, para

los frutos trabajados.



Comparando estas eluciones con los del maíz azul (ver figura 16), se muestra el

mismo comportamiento, una caída abrupta de la concentración de los flavonoides. La

diferencia fue la utilización del solvente de elución, ya que al utilizar etanol no se desorbio

completamente los flavonoides que se adsorbieron en la resina, por lo que se utilizo una

sustancia más ácida, la cual fue metanol-ácido clorhídrico al 0.1M. Desorbiendo

completamente la columna y dando buenos resultados con mismas curvas características.

Grafica 3: Elución de Arándano con etanol Grafica 4: Elución de Zarzamora con etanol



Los datos finales obtenidos de los procesos de adsorción y elución de diferentes

frutos y de diferentes mallas para el caso de maíz azul se muestran en anexos 3 y 4.

En ella se presentan las concentraciones iniciales y las concentraciones finales, en

comparación así como las veces que esta solución se concentro.

Figura 17: Elución de Maíz Azul a diferentes Mallas con Metanol-Acido al 0.1M



Tabla 8: “Comparación de concentración de entrada a la adsorción y concentración

de elución”

Fruto Concentración de

entrada (ppm)

Concentración en

la elución (ppm) Veces concentrada

Zarzamora 28.13 1642.32 58.39

Maíz Azul Malla 20 5.87 259.13 44.15

Maíz Azul Malla 40 8.76 221.81 25.33

Maíz Azul Malla 60 13.57 195.11 14.38

Maíz Azul Malla 80 10.44 173.65 16.63

Arándano 29.89 74.83 2.50



Conclusiones

1) En cuanto a la resina SP-70 se demostró que adsorbe flavonoides de frutos como

Arándano, Zarzamora y Maíz Azul.

2) Los resultados obtenidos demostraron mediante tecnología de Adsorción la

purificación y eliminación de compuestos que no son flavonoides.

3) De las curvas de ruptura se determino que el maíz azul tienen un comportamiento

no favorable en el proceso de adsorción con la resina SP-70.

4) Se demostró que pese a que tenemos perfiles de concentración desfavorables se

logra una concentración entre intervalos de 16 a 45 veces de la concentración de

entrada.

5) Se demostró que en condiciones prácticas de productividad los flavonoides

extraídos y purificados son menores que los reportados en bibliografía para

Arándano y Zarzamora.

6) Se determino que para un kilogramo de fruto rico en antocianinas (arándano y

zarzamora) se obtiene un aproximado entre 1,5 a 3.5g por kilogramo de fruto.

7) Se comprobó que es más rentable llevar a cabo la extracción de flavonoides de

una fuente de maíz que de los frutos estudiados.



Perspectivas

En este trabajo se ha evaluado la resina SP-70 la cual es una resina específica

para flavonoides, en frutos como Arándano, Zarzamora y Maíz Azul. Por lo que esta

resina no se esperaba que actuara igual para cada fruto, es por esto que es conveniente

seguir evaluando extractos de frutos crudos, entre los que resaltan la col morada, la

Jamaica entre otros.

Ya implementado esta metodología, lo conveniente es la evaluación de diferentes

resinas como son la XAD-2, XAD-4, XAD-7, XAD-16, XAD-1180, EXA-31, EXA-32, EXA-

45, EXA-50, EXA-90, EXA-117 y EXA-118, en una columna, ya que en un proceso

industrial lo que se utiliza es resina en columnas empacada, para diferentes frutos y

observar cual resina es la más eficiente y optima para cada fruto.

Al igual que seguir variando parámetros como pH, temperatura, para determinar

cual serían los óptimos en un proceso, sin olvidar seguir evaluando la presencia de

compuestos fitoquímicos, como identificadores de la purificación.



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editorial McGraw-Hill, Capitulo 4, pp. 625-722, México.



25. McCabe L. Warren et al. 1991, Operaciones Unitarias en Ingeniería química, cuarta

edición, editorial McGraw-Hill, Sección 4, pp. 797-821, México.

26. Serratos J. A. et al, 2009. El origen de la diversidad del Maíz en el continente

Americano, editorial Greenpeace, México.

27. Revista de la Facultad de Ciencias de la Salud, Volumen 1-Numero 1, Enero-Junio

2007, Estudio Fitoquímico preliminar de Tessaria integrifola R. et P. pp. 2-5. Perú.

28. Revista Mexicana de Ciencias Farmacéuticas, Volumen 1, Numero 1, Enero-Marzo

2010, Flavonoides con Actividad antiprotoaria, pp. 6-29. México.

29. Nava Deni Arenas, et al, 2009, Estudio de Cambios Estructurales y en algunos

compuestos Fenólicos durante la elaboración de Tesguino de Maíz Azul (Zea Mays),

Tesis-IPN, México.

30. García Solórzano Ma. Del Consuelo, 2003. Análisis Fitoquímico y actividad de

Cercidium Praccox, Tesis-UAM., México.

31. Rosales-Castro Martha, et al. Estudio Fitoquímico Realizados en Especies

Vegetales Maderables para Evaluar Factores y Variables que influyen en la

concentración de Fenoles. Tesis-Universidad Durango.

32. Gerald T. Gourdin, et al. 2005. Efficient Method for Producing Compositions

Enriched in Total Fhenols, Patent Application Publication, Unied States, Pub. No. US

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33. Harbone JB, 2004. Phytochemical Methods Londres, Inglaterra Ed Champman.

Second edition

34. Domínguez Jorge, 1993. Métodos de Investigación Fitoquímica México D.F Editorial

Limusa

35. http://www.cancer.vg/es/plantas-medicinales/maiz-morado/index.html (10 de

Diciembre del 2010)

http://www.cancer.vg/es/plantas-medicinales/maiz-morado/index.html



ANEXO 1: Análisis Preliminar Fitoquímicos.

Tomar una muestra de 50ml de solución de maíz azul es diferentes puntos del

proceso. (Extracción, Filtración, retenido, Purificado). Neutralizar la solución con hidróxido

de sodio.

Alcaloides

Se tomó una muestra de 5ml del extracto y se le adicionó 10ml de ácido

clorhídrico al 10%, se calentó a ebullición por 5 min. Se enfria y se filtra. Posteriormente

se dividió el filtrado en dos tubos. Un tubo es blanco, el otro tubo se le adiciono una gota

de Dragendorff, la prueba es positiva si se forma un precipitado naranja.

Flavonoides

Se tonaron 0.5ml del extracto en 2 ml de etanol absoluto al 96% y se dividió en 3

tubos. El tubo uno fue blanco, el tubo dos se le añadió 3 gotas de hidróxido de sodio al

10% si se forma una coloración de café a naranja hay presencia de flavonoides, si se

forma una coloración de amarillo a rojo, indica la presencia de xantonas, si es purpura a

rojizo presencia de chalconas y azul de antocianinas.

Reacción de Shinoda, Se adiciono 2 gotas de ácido clorhídrico concentrado si se

forma una coloración roja indica la presencia de chalconas y auronas. En caso de haber

cambiado, se coloca un trozo de magnesio metálico, si se forma una coloración naranja

roja, indica la presencia de flavonas; si es rojo Flavonoles y si es magenta flavonas.

Saponinas

En un tubo de ensaye se colocó 1 ml de extracto, aguatándolo vigorosamente, y si

se forma espuma mayor a 0.5mm y estable durante 15min, se considera positivo.

Para la reacción de Libeberman Bouchard. Se coloco 0.5 ml de extracto hasta

0.2ml; después se agrega 2 gotas de aceite anhidro y se estratifica con 2 gotas de ácido

sulfúrico concentrado. Al formarse una coloración azul o verde en la interface, hay

presencia de saponinas esteroidales; si la coloración es rosa, roja, magenta o violeta

habrá presencia de saponinas triterpenoides.



Reacción de Rosenthaler, A una proporción del extracto, adicionar dos gotas del

reactivo de Rosenthaler. Y estratificado con dos gotas de acido sulfúrico concentrado. Si

se forma coloración violeta, se considera positiva para saponinas triterpenoides.

Taninos

A 1ml del extracto adicionar 2 ml de agua destilada y 3 gotas de cloruro de sodio al

2%, calentar a ebullición por un minuto, enfriar y filtrar, dividir el filtrado en tres tubos, el

tubo 1 es blanco, el tubo dos se le adiciona dos gotas de gelatina, la formación de un

precipitado blanco indica presencia de taninos.Al tubo tres se le agrega una gota de

fenicianuro de potasio al 1%. La formación de una coloración azul, indica la presencia de

estos compuestos.

Cumarinas

Para la reacción de Erlich, se colocan 0.5ml de extracto en una cápsula de

copselana, se concentra y se agrega dos gotas de Reactivo de Erlich, y una gota de ácido

clorhídrico concentrado. La colaboración naranja, indica presencia de cumarinas.

Quinonas

Se colocan 2 ml del extracto en una capsula de porcelana y se concentra a

sequedad.

La reacción de Börntraguer Se diluye una proporción del extracto con 3 ml de agua

destilada, se filtra, al líquido filtrado, se le añade 3ml de hidróxido de potasio al 5%; se

calienta a ebullición por 3 minutos, enfriar y realizar una extracción con cloroformo,

eliminar la fase acuosa y a la fracción clorofórmica se le adiciona 2ml de hidróxido de

potasio al 5%. Un color rojo indica la presencia de benzoquinonas.

Sesquiperpenlactonas

Reacción con hidróxido férrico. Se agrega una porción del extracto a una capsula

de porcelana, se le adiciona dos goas de clorhidrato de hidroxilamina 2N y una gota de

hidróxido de potasio 2N en metanol. Calentar la mezcla a ebullición de 1 a 2 minutos,

enfriar y llevar a pH 1 con acido clorhídrico 0.5N se adiciona una gota de cloruro férrico

1% la coloración roja, violeta o rosa indica que la prueba es positiva para este metabólito.



ANEXO 2: Tablas de adsorción y elución para Arándano.


Frtuto ARÁNDANO


Flujo de Adsorción 1.023 ml/min

Concentrado del extracto 29.882 ppm

pH de muestra 2.39

Peso de la resina 7.423 g

Concentración final elución 74.831 ppm

Proceso de Adsorción

Tubo Volumen

(ml)

Absorbencia 520nm

promedio

Absorbencia 700nm

promedio

Absorbencia

real

ppm

1 40 0.001 0.001 0.000 0.000

2 80 0.000 0.000 0.000 0.000

3 120 0.000 0.000 0.000 0.000

4 160 0.000 0.000 0.000 0.000

5 200 0.000 0.000 0.000 0.000

6 240 0.001 0.001 0.000 0.000

7 280 0.000 0.000 0.000 0.001

8 320 0.000 0.000 0.000 0.000

9 360 0.000 0.000 0.000 0.000

10 400 0.001 0.000 0.001 0.006

11 440 0.005 0.000 0.005 0.032

12 480 0.010 0.000 0.010 0.063

13 520 0.015 0.000 0.015 0.093

14 565 0.021 0.000 0.021 0.127

15 605 0.031 0.002 0.029 0.181

16 645 0.039 0.001 0.037 0.231

17 685 0.045 0.002 0.044 0.269

18 725 0.048 0.002 0.046 0.284

19 765 0.048 0.002 0.046 0.284

20 805 0.049 0.001 0.048 0.295



21 845 0.051 0.002 0.049 0.305

22 885 0.053 0.001 0.052 0.319

23 925 0.055 0.002 0.053 0.327

24 965 0.055 0.002 0.053 0.329

25 1005 0.071 0.002 0.069 0.427

26 1045 0.077 0.002 0.075 0.465

27 1085 0.088 0.002 0.086 0.530

28 1125 0.125 0.002 0.122 0.755

29 1165 0.128 0.002 0.126 0.774

30 1205 0.406 0.044 0.362 2.231

31 1250 0.453 0.075 0.378 2.332

32 1295 0.705 0.089 0.616 3.800

33 1335 0.868 0.033 0.835 5.153

34 1375 1.090 0.007 1.083 6.678

35 1415 1.279 -0.002 1.281 7.902

36 1455 1.351 0.000 1.351 8.333

37 1495 1.414 0.007 1.407 8.679

38 1535 1.451 0.000 1.451 8.952

39 1575 1.778 -0.009 1.787 11.025

40 1615 2.744 -0.005 2.749 16.954

41 1655 2.900 0.005 2.896 17.861

42 1695 3.773 0.002 3.771 23.258

43 1735 4.076 0.002 4.074 25.129



Proceso de Elución

Tubo Volumen

procesado

Absorbencia

520nm promedio

Absorbencia

700nm promedio

ppm

1.000 5.000 1253.333 10.667 74.831

2.000 10.000 549.333 8.000 32.598

3.000 15.000 223.733 0.667 13.433

4.000 20.000 94.000 0.267 5.644

5.000 25.000 54.133 0.667 3.220

6.000 30.000 25.733 1.200 1.477

7.000 35.000 23.867 0.667 1.397

8.000 40.000 10.913 0.060 0.654

9.000 45.000 9.630 0.070 0.576

10.000 50.000 7.787 0.067 0.465

11.000 55.000 4.660 0.073 0.276

12.000 60.000 3.867 0.113 0.226

13.000 65.000 3.527 0.147 0.204

14.000 70.000 2.833 0.075 0.166

15.000 75.000 2.193 0.500 0.102

16.000 85.000 1.587 0.447 0.069

17.000 95.000 1.540 0.047 0.090

18.000 105.000 1.247 0.053 0.072

19.000 115.000 1.047 0.093 0.057

20.000 125.000 0.813 0.047 0.046



ANEXO 3: Tablas de adsorción y elución para Zarzamora.


Fruto Zarzamora



Concentrado del extracto 28.126 ppm

pH de muestra 3.073


concentración final del extracto 1642.322 ppm

Proceso de adsorción

Tubo Volumen total

procesado (ml)

tiempo

(hrs)

flujo de muestra

(ml/min)

Absorbencia

520nm

promedio

Absorbencia

700nm

promedio

ppm

1 10 0.318 0.833 0.000 0.000 0.000

2 25 0.796 0.835 0.008 0.001 0.087

3 37 0.974 0.885 0.011 0.002 0.114

4 47 1.166 0.861 0.014 0.002 0.169

5 57 1.344 1.053 0.017 0.002 0.202

6 67 1.644 0.800 0.022 0.001 0.275

7 77 2.003 0.861 0.025 0.001 0.310

8 87 2.175 1.070 0.028 0.001 0.352

9 97 2.422 0.690 0.030 0.002 0.365

10 107 2.612 0.877 0.035 0.002 0.444

11 117 2.769 1.053 0.038 0.002 0.477

12 127 2.925 0.654 0.050 0.003 0.621

13 137 3.175 0.802 0.053 0.002 0.669

14 147 3.452 0.943 0.055 0.002 0.695

15 157 3.671 0.781 0.053 0.003 0.671

16 167 3.869 0.806 0.069 0.002 0.878



17 177 4.095 0.774 0.074 0.002 0.948

18 187 4.268 0.999 0.109 0.002 1.406

19 197 4.511 0.704 0.166 0.002 2.159

20 207 4.714 0.846 0.306 0.037 3.543

21 217 5.112 0.866 0.404 0.035 4.867

22 227 5.492 0.809 0.502 0.051 5.946

23 237 5.536 0.813 0.527 0.047 6.346

24 247 5.745 0.806 0.565 0.049 6.808

25 257 5.951 0.836 0.600 0.049 7.270

26 267 6.171 0.779 0.604 0.021 7.701

27 277 6.392 0.771 0.674 0.019 8.656

28 287 6.789 0.630 0.700 0.019 8.995

29 297 7.002 0.825 0.747 0.026 9.519

30 307 7.243 0.759 0.747 0.026 9.519

31 317 7.466 0.767 0.747 0.026 9.519

32 327 7.676 0.804 0.756 0.023 9.673

33 337 7.919 0.759 0.751 0.023 9.611

34 347 8.139 0.828 0.779 0.021 10.012

35 357 8.356 0.771 0.789 0.021 10.135

36 367 8.557 0.828 0.803 0.033 10.166

37 377 8.771 0.795 0.810 0.028 10.320

38 387 9.009 0.751 0.824 0.028 10.505

39 397 9.231 0.762 0.842 0.040 10.597

40 407 9.440 0.785 0.856 0.040 10.782

41 417 9.653 0.828 0.873 0.028 11.152

42 427 9.838 0.846 0.880 0.028 11.244

43 437 10.018 0.852 0.896 0.030 11.429

44 447 10.225 0.819 0.889 0.028 11.367

45 457 10.423 0.847 0.901 0.028 11.521

46 467 10.641 0.794 0.910 0.035 11.552



47 477 10.813 0.897 0.924 0.040 11.675

48 487 11.016 0.949 0.945 0.035 12.014

49 497 11.240 0.759 0.950 0.035 12.076

50 507 11.438 0.853 0.964 0.033 12.292

51 517 11.434 0.853 0.980 0.037 12.446

52 527 11.918 0.713 0.992 0.042 12.538

53 537 12.114 0.700 0.994 0.035 12.661

54 547 12.311 0.840 1.006 0.021 13.000

55 557 12.486 0.829 1.015 0.035 12.938

56 567 12.664 0.980 1.029 0.023 13.277

57 577 12.849 0.923 1.045 0.033 13.370

58 587 13.113 0.639 1.059 0.033 13.555

59 597 13.324 0.809 1.078 0.049 13.585

60 607 13.601 0.718 1.087 0.058 13.585

61 617 13.820 0.784 1.099 0.047 13.893

62 627 14.026 0.817 1.106 0.049 13.955

63 637 14.683 0.723 1.115 0.006 14.651

64 652 14.468 1.064 1.139 0.034 14.580

65 667 14.731 0.958 1.136 0.051 14.325

66 682 14.964 0.904 1.153 0.058 14.448

67 697 15.021 0.938 1.183 0.058 14.848

68 712 15.471 0.937 1.199 0.068 14.941

69 727 15.629 0.938 1.223 0.037 15.649

70 742 15.977 0.822 1.248 0.054 15.773

71 757 16.261 1.008 1.269 0.044 16.173

72 772 16.563 0.850 1.283 0.049 16.296

73 787 16.857 0.869 1.307 0.047 16.635

74 802 17.168 0.845 1.325 0.037 17.005

75 817 17.867 0.840 1.328 0.049 16.882

76 832 17.730 0.989 1.374 0.049 17.498



77 847 18.035 0.832 1.423 0.047 18.175

78 862 18.354 0.796 1.423 0.049 18.145

79 877 18.644 0.873 1.470 0.049 18.761

80 897 18.964 1.002 1.498 0.058 19.007

81 917 19.310 0.936 1.489 0.033 19.223

82 939 19.596 0.821 1.514 0.044 19.408

83 959 19.994 0.849 1.535 0.033 19.839

84 979 20.430 0.783 1.552 0.021 20.209

85 1004 20.939 0.834 1.559 0.014 20.393

86 1025 21.357 0.856 1.577 0.037 20.332

87 1045 21.764 0.822 1.601 0.037 20.640

88 1065 22.158 0.857 1.631 0.028 21.164

89 1085 22.564 0.837 1.692 0.042 21.780

90 1105 22.960 0.855 1.799 0.033 23.320

91 1125 23.535 0.806 1.871 0.093 23.474

92 1145 23.843 0.802 1.836 0.035 23.782

93 1165 24.251 0.819 1.902 0.003 25.067

94 1185 24.667 0.810 1.965 0.028 25.569

95 1205 25.483 0.812 1.977 0.037 25.611

96 1225 25.882 0.835 2.025 0.033 26.308

97 1245 26.302 0.793 2.058 0.008 27.060

98 1265 26.711 0.815 2.072 0.028 26.986

99 1285 27.105 0.849 2.084 0.016 27.294

100 1305 27.480 0.889 2.092 0.016 27.400



Proceso de elución de Zarzamora

Tubo Volumen total

procesado (ml)

Tiempo

(hrs)

Absorbencia

520nm

promedio

Absorbencia

700nm

promedio

Absorbencia

real

ppm

1 5 0.197 305.727 -1.601 307.328 4056.868

2 10 0.443 46.877 -0.343 47.220 622.785

3 15 0.699 16.137 -0.114 16.252 213.929

4 20 0.968 4.622 -0.082 4.704 61.471

5 25 1.196 2.531 -0.018 2.548 33.007

6 30 1.437 1.859 -0.007 1.866 23.996

7 40 1.966 1.111 -0.012 1.122 14.184

8 50 2.482 0.404 -0.019 0.422 4.942

9 55 2.929 0.159 -0.019 0.177 1.708

10 60 3.450 0.103 -0.016 0.119 0.938

11 65 4.290 0.047 -0.014 0.061 0.168



ANEXO 4: Tablas de adsorción y elución para Maíz Azul malla 20.


Fruto Maiz Azul



Concentrado del extracto inicial 5.869 ppm

pH de muestra 1.7


Concentrado extracto final 259.128 ppm

Tubo tiempo

(hrs)

Absorbencia

520nm

promedio

Absorbencia

700nm

promedio

Absorbencia

real

flujo de

muestra

(ml/min)

ppm

0 0.2510 0.0000 0.0000 0.0000 0.9927 0.0000

1 0.5260 0.0560 0.0537 0.0023 0.8206 0.0238

2 0.8360 0.0700 0.0280 0.0420 0.8596 0.4277

3 1.1900 0.0793 0.0303 0.0490 0.9847 0.4990

4 1.5200 0.0747 0.0117 0.0630 0.7821 0.6416

5 1.8210 0.1097 0.0350 0.0747 0.8310 0.7604

6 2.2360 0.1120 0.0233 0.0887 0.8029 0.9029

7 2.6440 0.1167 0.0140 0.1027 0.8187 1.0455

8 3.0490 0.1587 0.0373 0.1213 0.8227 1.2356

9 3.3810 0.1283 0.0117 0.1167 0.7538 1.1881

10 3.6830 0.1423 0.0093 0.1330 0.8767 1.3544

11 4.1010 0.1727 0.0163 0.1563 0.8254 1.5920

12 4.4180 0.2030 0.0280 0.1750 1.0521 1.7821

13 4.7510 0.2147 0.0117 0.2030 1.0000 2.0673

14 5.0770 0.2683 0.0513 0.2170 1.0215 2.2098

15 5.4210 0.2310 0.0210 0.2100 0.9780 2.1385



16 5.7580 0.2427 0.0350 0.2077 0.9896 2.1148

17 6.0770 0.2730 0.0420 0.2310 1.0444 2.3524

18 6.4220 0.2847 0.0210 0.2637 0.9662 2.6851

19 6.7570 0.3010 0.0187 0.2823 0.9639 2.8752

20 7.0900 0.3080 0.0467 0.2613 1.0020 2.6613

21 7.4080 0.3150 0.0397 0.2753 1.0272 2.8039

22 7.7360 0.3127 0.0233 0.2893 1.0173 2.9464

23 8.0700 0.3430 0.0210 0.3220 0.9960 3.2791

24 8.4050 0.3757 0.0373 0.3383 0.9950 3.4454

25 8.7410 0.3617 0.0093 0.3523 0.9921 3.5880

26 9.1529 0.3617 0.0233 0.3383 0.8092 3.4454

27 9.4965 0.3827 0.0070 0.3757 0.9701 3.8256

28 9.8401 0.4013 0.0093 0.3920 0.9950 3.9920

29 10.1838 0.3920 0.0047 0.3873 0.9656 3.9444

30 10.5274 0.4083 0.0070 0.4013 0.9599 4.0870

31 10.8710 0.4037 0.0047 0.3990 0.9856 4.0632

32 11.2146 0.4130 0.0000 0.4130 0.9323 4.2058

33 11.5582 0.4270 0.0047 0.4223 0.9438 4.3009

34 11.9018 0.4270 0.0000 0.4270 0.9456 4.3484

35 12.2454 0.4457 0.0047 0.4410 0.9955 4.4909

36 12.5890 0.4620 0.0070 0.4550 0.9189 4.6335

37 12.9326 0.4737 0.0163 0.4573 0.8924 4.6573

38 13.2762 0.4993 0.0163 0.4830 0.8974 4.9187

39 13.6199 0.4970 0.0000 0.4970 0.9342 5.0612

40 13.9635 0.5040 0.0047 0.4993 0.9999 5.0850

41 14.3071 0.5203 0.0000 0.5203 0.9749 5.2988

42 14.6507 0.5250 0.0047 0.5203 1.0985 5.2988

43 14.9943 0.5273 0.0000 0.5273 1.0294 5.3701

44 15.3379 0.5250 0.0047 0.5203 0.9846 5.2988

45 15.6815 0.5390 0.0000 0.5390 0.9887 5.4889



46 16.0251 0.5460 0.0047 0.5413 0.8994 5.5127

47 16.3687 0.5390 0.0000 0.5390 0.9754 5.4889

48 16.7123 0.5320 0.0047 0.5273 0.9123 5.3701

49 17.0560 0.5530 0.0000 0.5530 0.9123 5.6315

50 17.3996 0.5647 0.0047 0.5600 0.9749 5.7028

51 17.7432 0.5857 0.0257 0.5600 0.9673 5.7028

52 18.0868 0.5717 0.0093 0.5623 0.9124 5.7266

53 18.4304 0.5717 0.0070 0.5647 0.8993 5.7503

54 18.7740 0.5903 0.0210 0.5693 1.1234 5.7978

55 19.1176 0.5857 0.0233 0.5623 0.9824 5.7266

56 19.4612 0.6277 0.0583 0.5693 0.9667 5.7978

57 19.8048 0.6113 0.0420 0.5693 0.9466 5.7978

58 20.1484 0.5950 0.0280 0.5670 0.9123 5.7741

59 20.4921 0.5857 0.0140 0.5717 0.9324 5.8216



Elución

Tubo Volumen total

procesado (ml)

tiempo

continuo

Absorbencia

real

flujo

(ml/min) ppm

1 5 0.083 25.446 1.000 259.128

2 10 0.169 14.896 0.974 151.694

3 15 0.257 3.665 0.997 37.318

4 20 0.341 0.900 0.940 9.160

5 25 0.425 0.389 0.990 3.956

6 30 0.515 0.105 0.929 1.069

7 35 0.605 0.028 1.000 0.285

8 40 0.688 0.000 0.974 0.000

9 45 0.779 0.000 0.920 0.000

Purificación de Compuestos Fenólicos (Antocianinas) del ...

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