PROGRAMA BQ, 2011-2012-1

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PROGRAMA GENERAL DE BIOQUIMICA

CICLO ESCOLAR: 2011 – 2012

MAESTROS DEL CURSO:DR. LUIS BENJAMÍN SERRANO GALLARDOM. en C. MARIO ALBERTO RIVERA GUILLEN

M.C.E.. MA. FRANCISCA SAMIGUEL SALAZARQFB. MA. CONCEPCIÓN HERNÁNDEZ SERRANO



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CONTENIDO PROGRAMÁTICO (2011-2012)Inicio: 15 de agosto del 2011.

1. MÉTODOS Y TÉCNICAS DE ESTUDIO EN BIOQUÍMICA.

PROGRAMA GENERAL DE BIOQUÍMICA

CONTENIDO PROGRAMÁTICO (2011-2012) Inicio: 15 de Agosto de 2011.

1. MÉTODOS Y TÉCNICAS DE ESTUDIO EN BIOQUÍMICA.Agosto 15 a agosto 19 de 2011. 3 horas

1.1. Técnicas de integración grupal.

1.2. Examen diagnóstico de Química inorgánica y orgánica1.3. Técnicas de estudio y herramientas para el aprendizaje1.4. Discusión del contenido programático, Reglamento de Laboratorio, etc1.5. Importancia de la Bioquímica en el área biomédica

2. BIOQUIMICA Y MEDICINA

Del 22 al 24 de Agosto de 2011. 2 horas.

2.1. Concepto General de la Lógica Molecular de la Materia Viva.

2.2. Evolución de la Vida.2.3. Axiomas fundamentales de la Lógica Molecular de la Materia Viva.

3. GENERALIDADES DE QUIMICA

Del 25 al 29 de Agosto de 2011. 2 horas.

3.1 Conceptos generales de Química Inorgánica y Orgánica.3.1.1. Tabla periódica de los elementos.3.1.2. Electronegatividad.3.1.3. Funciones de oxidorreducción.3.1.4. Funciones elementales de Química Orgánica.

3.2 Composición química de las células y de los alimentos

4. AGUA: CONCEPTOS DE pH.

Del 30 de Agto. al 9 de Septiembre de 2011. 5 horas.

4.1. Importancia biomédica y Resumen4.2. La interacción con el agua afecta la estructura de las moléculas4.3. Definición de pH y ejemplos matemáticos4.4. Ecuación de Henderson y Hasselblach: Problemas prácticos.4.5. Alteraciones: acidosis y alcalosis (bibliografía complementaria; Gonzalez Buitrago, 1998,

pag 529-547)

4.6. Discusión de Articulo de investigación del agua.



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5. PROTEINAS.

Del 12 de Septiembre al 17 de Octubre de 2011. 15 horas.

5.1. Aminoácidos y péptidos.5.1.1. Importancia y resumen

5.1.2. Propiedades de loa aminoácidos5.1.3. Los grupos alfa R5.1.4. Metabolismo de aminoácidos

5.2. Estructura y función de las proteínas.5.2.1. Importancia y resumen5.2.2. Purificación para análisis5.2.3. Secuencia de polipetidos5.2.4. Genómica, proteonómica

5.3. Proteínas: Niveles de estructuración5.3.1. Importancia y resumen5.3.2. Configuración y clasificación primaria y secundaria5.3.3. Estructura terciaria y cuaternaria, métodos de estudio5.3.4. Plegamiento y consecuencias patológicas5.3.5. El colágeno5.3.6. Discusión de artículo de investigación5.3.7. Caso clínico

PRIMER EXAMEN PARCIAL 19 DE OCTUBRE DE 2011

6. HEMOGLOBINA Y MIOGLOBINA.

Del 20 de Octubre al 30 de Noviembre de 2011. 15 Horas.6.1. Hemoglobina.

6.1.1. Importancia y resumen6.1.2. Grupo hemo y hierro6.1.3. Curvas de disociación y propiedades alostèricas

6.1.4. Hemoglobinopatías

7. ENZIMAS

Del 1º. de Diciembre de 2011 al 25 de Enero de 2012. 15 horas

7.1 Mecanismo de acción7.1.1. Importancia y resumen7.1.2. Catalizadores enzimáticos7.1.3. Clasificación7.1.4 Grupos prostéticos, cofactores y coenzimas, sitio activo, sustratos7.1.5. Mecanismos enzimáticos7.1.6. Ejemplos de catálisis

7.1.7. Isoenzimas7.1.8. Marcadores enzimáticos en el diagnóstico (Bibliografía complementaria (BioquímicHicks, 2001, pag 115-126, McGraw-Hill)

Bibliografía complementaria: Bioquímica de Champe, 2006, Capitulo 5; pp 61-787.2. Cinética enzimática, regulación e inhibición

SEGUNDO EXAMEN PARCIAL: 27 de Enero de 2012EXAMEN SEMESTRAL 19 Diciembre 2011.

8. CARBOHIDRATOS.

Del 1º. de Febrero al 7 de Marzo de 2012, 15 horas

8.1 Bioenergética

8.2 Oxidación biológica y Cadena respiratoria8.3. Generalidades de carbohidratos8.3.1. Importancia, Estructura, función, nomenclatura y clasificación de los carbohidratos.



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8.3.2. Mono y disacáridos.8.3.3. Polisacáridos. Glucógeno.8.3.4. Carbohidratos complejos.

8.4. Metabolismo de carbohidratos.8.4.1. Digestión y absorción.8.4.2. Glucogenosíntesis.

8.4.3. Glucogenólisis. Glucólisis.8.4.4. Ciclo de Krebs.8.4.5. Mecanismos de regulación.8.4.6. Ciclo de las Pentosas.

8.5. Aspectos Clínicos.

TERCER EXAMEN PARCIAL, MARZO 30 del 2012

9. LÍPIDOS.

Del 8 de Marzo al 27 de Abril de 2012. 15 horas.

9.3. Estructura, función, nomenclatura y clasificación.9.3.1. Ácidos grasos.7.1.1. Lípidos simples y complejos.

9.4. Metabolismo de los Lípidos.7.2.1. Digestión y absorción.7.2.2. Degradación: β – Oxidación.7.2.3. Síntesis.7.2.4. Aspectos Clínicos.

9.5. Colesterol.7.3.1. Absorción y excreción.7.3.2. Ácidos biliares.7.3.3. Biosíntesis de colesterol.7.3.4. Aspectos clínicos.

9.6. Lipoproteínas.7.4.1. Tipos y función de lipoproteínas plasmáticas.7.4.2. Síntesis y metabolismo.7.4.3. Aspectos Clínicos.

9.7. Regulación de la movilización de lípidos.

10. ACIDOS NUCLEICOS

Del 2 al 7 de Mayo de 2012. 3 horas.

10.3. Ácidos nucleicos, estructura y función.

10.4. Metabolismo de purinas y pirimidinas.Aspectos clínicos.

11. MEMBRANAS BIOLÓGICAS.Del 8 al 18 de Mayo de 2012. 5 horas.

11.1. Estructura.11.1.1. El mosaico fluido.

11.2. Receptores de membrana.11.3. Función de las membranas.11.4. Transporte a través de la membrana.

11.5. Membranas excitables.11.6. Aspectos clínicos.



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12. COMUNICACIÓN INTRACELULAR.

Del 21 al 30 de Mayo de 2012. 5 horas.

12.1. Generalidades.

12.1.1. Primeros mensajeros y segundos mensajeros.12.2. Hormonas.

13.2.1. Hormonas activas en la superficie celular.13.2.2. Hormonas activas en el interior de las células.13.2.3. Aspectos clínicos.

12.3. Prostaglandinas y otros autacoides.13.3.1. Nomenclatura.13.3.2. Biosíntesis.13.3.3. Aspectos clínicos.

Cuarto Examen Parcial, Mayo 17 del 2012EXAMEN FINAL : 30 DE Mayo de 2012

En Horas de Laboratorio del mes de MAYO se programarán los siguientes temas:13.1. Bioquímica de la Enfermedad.13.2. Cáncer, Oncogenes y Factores de Crecimiento. 13.3. Metabolismo de Xenobióticos.13.4. Bioquímica de la Respuesta Inmune.13.5. Bioquímica de las Enfermedades Neurodegenerativas.13.6. Calentamiento Global

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

1. Bioquímica de Harper , Editorial McGraw Hill, 28º. Edición. (LIBRO DE TEXTO), 2010.

2. Bioquímica Médica, John W. Baynes, Marek H. Dominiczak. Ed. Elsevier Mosby. 2ª. Edición 2006,Madrid, España, ( Libro de texto ).

3. Bioqouìmica: La base molecular de la vida, Trudy Mackee, James R. McKee, McGraw-Hill-Interamericana

4. Montgomery, R.; Conway, T. y Spector, A., Bioquímica, casos y texto. Mosby-Year Book WolfePublishing. Barcelona.

5. Lehninger, A., Bioquímica, las bases moleculares de la estructura y función celular. EdicionesOmega, S.A. Barcelona.

6. Alberts, B., Bray, D.; Lewis, J.; Raff, M.; Roberts, K. y Watson, J.D., Molecular Biology of the Cell.Gerland Flublishing, Inc. New York.

7. González de Buitrago, Bioquímica Clínica, McGraw-Hill, 1998

8. Champe, Bioquímica, Tercera edición, 2006



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MÉTODO DE EVALUACIÓN DE LA MATERIA

Se realizarán cuatro evaluaciones parciales acumulativos además de laSemestral y Final. Las evaluaciones parciales se realizarán en formabimestral:1ra. Evaluación (formativa) 19 de Octubre del 2011 ( Examen Parcial)2da. Evaluación (formativa) 27 de Enero de 2012 ( Examen Parcial)Ira. Evaluación (sumativa) 19 de Diciembre de 2011 ( ExamenSemestral)3ra. Evaluación (Formativa) 15 de 30 de Marzo de 2012( Examen Parcial)4ta. Evaluación (Formativa) 17 de Mayo de 2012 ( Examen parcial)

2da. . Evaluación (Sumativa) 30 de Mayo de 2012. ( Examen final)Los resultados de cada evaluación se discutirán con el grupo en

una sesión para evaluar el curso y planear, en caso necesario, lamodificación de las estrategias didácticas. En la evaluación final setomarán en cuenta todos los parámetros que se señalan en el punto“parámetros a evaluar”. En concordancia con lo anterior se pediránreportes trimestralmente tanto a los auxiliares de laboratorio como a losMaestros responsables del Laboratorio.En el laboratorio se aplicarán 2 exámenes y esta calificación sepromediará con la obtenida en los Reportes y se multiplicara por

0.20Los laboratorios empezarán a partir del 19 de Septiembre de 2011.

REQUISITOS PARA PRESENTACIÓN DEL EXAMEN FINAL.Asistir al menos al 85% de las clases teóricas.Asistir al menos al 80% de los laboratorio, el laboratorio incluye lasesión de laboratorio y su discusión de post práctica. Así que faltara alguno de los dos eventos, es una falta de laboratorio. Asistir al menos al 80% de las Discusiones.Cumplir con al menos el 90% de los trabajos encargados.Tener un promedio mínimo de 40 en los exámenes parciales

Para los alumnos repitentes, deberán tener un promedio mínimode 40 en exámenes parciales y un 60 % de asistencia a clases.Nota: Tres retardos hacen una falta.

PARÁMETROS A EVALUAR Los parámetros que se tomarán en cuenta para la evaluación, asícomo sus respectivos porcentajes:Alumnos regulares: Alumnos

Repitentes: 1) Exámenes parciales (4).................... 20 % ............. 50 %2) Examen Semestral y Final .............. 30 % .............. 30 %3) Participaciones en clase.................... 10 % .............. 20 %4) Laboratorio........................................20 %5) Examen generacional ………………….. 10 %



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Participaciones. La participación será evaluada con la participación de clase diaria

y algunas de las siguientes estrategias según se detalla a continuación.A) Clase Diaria . Se evaluará la participación del alumno al

preguntarle en forma diaria y al azar, o bien participando por equipocon el tema que se esté revisando. Se otorgarán calificaciones por cadaparticipación o se rebajarán puntos en caso de negativa a participar. Laasignación de puntos será como sigue:

PuntosExcelente 10 Expone el tema con claridad y/o se apoya en

diferentes bibliografíasBuena 8.5 Expone el tema con claridad sólo del libro de texto

y se ayuda de apuntes con frecuenciaRegular 7.0 Expone el tema con titubeos y errores apoyándosecon frecuencia sólo del libro

Mala 0 – 6.5 Expone sólo una parte del tema con poca claridadNo participa -3.0 En caso de que el alumno no exponga clase

B) Exámenes de Tema diario. Dependiendo del grado departicipación del grupo, se podrán implementar exámenes “sorpresa”sobre el tema, para responder en no más de 15 minutos, con 6preguntas abiertas o de opción múltiple. Su computo se hará en elrubro de participaciones.

C) Preguntas. Al final de cada unidad temática se dictaránpreguntas a los alumnos sobre las siguientes unidades didácticas. Estaspreguntas se traerán preparadas para las clases de la siguiente unidad.

REGLAMENTO PARA EL SALON DE CLASE, LABORATORIO YDISCUSION:

1. NO TENER ENCENDIDA LAP-TOP (SOLO LOS ALUMNOS QUEEXPONDRAN CLASE).

2. APAGAR TELEFONOS CELULARES DURANTE LA CLASE.3. NO USAR DISPOSITIVOS AUDITIVOS EN HORAS DE CLASE.

4. UNA VEZ INICIADA LA CLASE, NO SE PERMITIRÁ LA SALIDA.5. NO INTRODUCIR ALIMENTOS NI BEBIDAS AL SALON DE CLASE.6. NO SE PERMITE EL USO DE LENTES OBSCUROS EN CLASE.

REGLAMENTO DEL LABORATORIO Y DE LAS INSTRUCCIONES 1. Para ingresar al laboratorio a) Traer bata blanca larga y un cuaderno especial para el laboratorio.b) Traer el material que se haya indicado (aparece en negritas en cada

pagina)c) Sólo entrarán los alumnos que tengan práctica y que hayan acudido a

la pre- práctica.



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d) El equipo deberá llevar al laboratorio un protocolo preliminar sobre lapráctica de no ser así, la calificación del reporte correspondiente bajará10 puntos.

2. Dentro del laboratorio

a) No fumar ni tomar alimentos.b) No sentarse en las mesas de trabajo.c) Al recibir el material para la práctica debe revisarse y notificarse

de inmediato si éste presenta algún desperfecto.d) El material que sea dañado por un miembro del equipo tendrá

que ser repuesto por todo el equipo.e) Se deberá permanecer en la mesa de trabajo asignada al equipo

durante toda la práctica. Si existe tiempo de espera (tiempos deincubación, centrifugación, etc.), no se podrá salir del laboratorio. Eneste caso, se deberá de permanecer en la mesa y realizar en el cuaderno

del laboratorio los ejercicios que se indiquen. Se deberá anotar tambiénes este cuaderno, los resultados del equipo y los resultados de todo elgrupo.

f) Al término de la práctica se podrá salir sólo cuando todo elequipo haya terminado su trabajo, haya entregado el material limpio yhaya dejado aseado su sitio de trabajo. A juicio de los auxiliares deberámostrar su cuaderno con las anotaciones que se piden en el puntoanterior.

g) La forma como quede integrado el equipo será definitiva paratodo el ciclo escolar.

h) La persona que falte al laboratorio injustificadamente tendrá

cero en el reporte correspondiente. Si la falta es justificada y entrega elreporte, tendrá el 80% de la calificación que se obtenga en dicho reporte.

i) Tres retardos a la discusión o al laboratorio harán que lacalificación del reporte baje un 20%. Esto se aplicará al reportecorrespondiente al día en que se acumule el tercer retardo. Si el alumnono acude a la sesión de discusión, tendrá cero en el reporte y contarácomo inasistencia, aún teniendo asistencia a la prácticacorrespondiente y con mas de 2 faltas al laboratorio y/o a ladiscusión perderá el derecho a examen final ordinario.

j) El no llevar el protocolo a la discusión hará que la calificación del

reporte sea cero puntos.k) La calificación del laboratorio correspondiente al 20 %, estaráconformado por el promedio de la calificación de examen de laboratorio yla calificación de los protocolos y participación en la discusión.

RECOMENDACIONES PARA EL LABORATORIO1. Reportar inmediatamente cualquier accidente o daño al equipo oinstrumental, sobre todo algún daño personal, por leve que éste sea.2. No sacudir las pipetas.3. No pipetear con la boca ácidos o bases fuertes.

4. Cuidar de no contaminar las sustancias de trabajo (por ejemplo alpesarlas).



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5. Manejar cuidadosamente el material, equipo y las muestras biológicas,evitando contaminación de la propia persona.6. Mantener siempre limpio y despejado su lugar de trabajo.7. Tener precaución con las fugas de gas cuando se utilicen mecheros.8. Balancear bien (por peso) los tubos que se sometan a centrifugación.

9. Leer cuidadosamente la práctica antes de iniciarla. Si tiene algunaduda en alguno de los procedimientos, pregunte antes de realizarlo.

Laboratorio.A) Reportes. Cada reporte deberá contener los siguientes puntos

y en este mismo orden, los cuales serán calificados como sigue:Portada ................................. 3 puntos Introducción.......................... 15 puntos

Justificación...................... ..... 5 puntos Objetivos............................... 4 puntos

Hipótesis................................ 5 puntos Metodología.......................... 4 puntos Resultados............................. 14 puntos Análisis............................... 20 puntos Conclusiones........................ 10 puntos Aplicación Clínica................. 6 puntos Bibliografía........................... 5 puntos Ejercicios ............................. 9 puntos

EL REPORTE SERA POR EQUIPOSe tomará en cuenta también la presentación del reporte: se

rebajarán hasta 5 puntos por un trabajo muy sucio o muy malpresentado (por ejemplo hojas sueltas o sin folder). También serebajarán puntos por faltas ortográficas obvias: se rebajará 1 puntos porcada 4 faltas ortográficas detectadas; se podrá bajar hasta un máximode 5 puntos por reporte por mala ortografía. Por el contrario, podránobtenerse también puntos extras: una presentación excelente(independientemente del contenido) le dará al reporte 3 a 5 puntosadicionales a juicio del profesor.

B) Participación en laboratorio. El restante 20% de la calificación dellaboratorio será asignado por la participación del alumno en las

discusiones del reporte (pospráctica), calificación del protocolo y de losexámenes de laboratorio.

EL PROTOCOLOEste deberá ser elaborado antes de la práctica y será requisito

presentarlo en la discusión, la cual será realizada durante los quinceprimeros minutos del laboratorio.

El protocolo deberá contener Introducción, Justificación, Objetivos,Hipótesis y un Flujo grama de la metodología que se va a realizar. Elprotocolo podrá ser un borrador “en sucio”.

Introducción. Información general de lo que se sabe acerca deltema. Se puede señalar también información relevante referente a la



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metodología utilizada. Por ejemplo en una práctica sobre pH se podrádar información sobre el concepto de pH y su importancia en clínica,además se podrá incluir información relevante del método con el que semidió el pH, por ejemplo como funciona un indicador, tipos deindicadores, tipos y funcionamiento de un potenciómetro. Se

recomiendan de tres a cinco cuartillas a espacio sencillo. Aquí, las citasque sean relevantes (de conceptos no conocidos a nivel licenciatura)deberán ser referidas, de preferencia indicando autor y año, por ejemplo:“la fenoftaleina es uno de los indicadores de pH más comunes (Sanger ycols., 1992)”

Justificación. Describir por que se justifica realizar la práctica: quebeneficios traerá su realización, por que es importante en la clínica o enla práctica médica dicha práctica, cómo puede relacionarse con la clínica,etc. Se recomienda elaborar entre 5 y 15 líneas.

Objetivos. Describir, de una manera clara y concisa, lo que se

pretende realizar para demostrar la hipótesis y para obtener un beneficiode la realización de la práctica. Se recomienda utilizar verbos eninfinitivo, como: comprender, utilizar, aprender, describir, etc. Puedentomarse como base los objetivos que se especifican en el cuadernillo deprácticas, pero el alumno tiene que redactarlos de otra forma o bienagregar otros.

Hipótesis. Describir en forma concisa y clara cuáles resultadospodrán ser obtenidos y por qué. Puede establecerse mas de unahipótesis, las cueles serán nombradas como H

1, H

2..... H

n. Se recomienda

emplear entre 10 y 30 líneas. Ejemplo: “debido a que la molécula deindicador cambia de conformación al protonarse y esto hace que absorba

luz de longitud de onda diferente a la que absorbía antes de protonarse,es de esperarse que cuando el pH de la solución se acidifique, cambie elcolor de la solución como consecuencia de un cambio en el indicador”

Flujo grama. Elaborar un diagrama de flujo del procedimiento quese va a seguir. Se recomienda utilizar niveles verticales que den una ideade la secuencia cronológica, de modo que procesos que se realicensimultáneamente se encuentren en el mismo nivel.

EL REPORTEDeberá ser realizado a máquina o a computadora. Una mala

presentación (limpieza, ortografía, falta de folder) podrá disminuir sucalificación. Deberá de contener:Portada . En donde se especificará la institución, materia, número

de práctica, nombre de la práctica, integrantes del equipo, grupo, titularde la materia, instructores del grupo, lugar y fecha.

Introducción, Justificación, Objetivos e Hipótesis. Serán las quese realizaron para el protocolo, idénticas o modificadas.

Material y Método . Describir la metodología. Puede hacerse tal ycómo se menciona en la práctica. Puede utilizarse el diagrama de flujo,pero no se recomienda utilizarlo en forma única por que generalmente noconsidera todos los detalles y recomendaciones que suelen darse en una

descripción detallada.



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Resultados. Describir en forma detallada todos los datos que seobtuvieron en el equipo . Presentar también los resultados promedio del grupo . Utilizar tablas y/o gráficas. No tiene caso presentar un mismoconjunto de datos de dos maneras (por ejemplo tabla y gráfico); utilizar laforma que más convenga. Todas las tablas y gráficos deberán llevar un

pie de figura, en donde se explique que es lo que se muestra y comoleerlo. Puede incluirse en dicho pie una descripción breve de como seobtuvieron los resultados y la simbología necesaria.

Discusión (Análisis). Explicar por que se obtuvo cada resultado:¿era lo esperado?; si no, ¿por qué se pudo dar esta diferencia con loesperado?; Comparar con lo obtenido en el equipo con lo obtenido en elresto del grupo. ¿Qué implicaciones tienen los resultados?. Serecomienda un mínimo de una cuartilla a espacio sencillo.

Conclusiones. Resumir en forma breve (5 a 15 líneas) losprincipales resultados y la principal implicación de la práctica.

Aplicación Clínica . Presentar un caso clínico, o describir unapatología o patologías relacionadas con la práctica. Por ejemplo en ladeterminación de aminoácidos se pueden describir que son y cuales sonlos detalles clínicos de las aminoacidurias. Se recomienda una extensiónde una a dos cuartillas a espacio sencillo.

Bibliografía . Se recomienda que se organice por orden alfabético.Se sugiere la siguiente estructura:1. En caso de libros: Autor, (año). Titulo del capitulo. En: Autor del libro,Titulo del libro, Editorial. País. Páginas.2. En caso de revistas: Autor (año). Titulo del artículo. Revista, volumen(número): páginas.

Pueden referirse citas de Internet mencionando la fecha y la dirección dela página Web. Se exigirá un mínimo de tres libros y un artículo dealguna revista científica (o bien una cita de internet).Ejercicios. Al final del reporte deberán de incluirse la resolución de losejercicios de cada práctica.



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PRACTICA 1

MÉTODOS DE MEDIDA. VARIABILIDAD POR MEDICION YVARIABILIDAD BIOLÓGICA.

INTRODUCCIÓN La materia tiene diversas propiedades entre las que se encuentran

peso, volumen, densidad, temperatura, punto de fusión. Estaspropiedades siempre se refieren a un patrón de comparación que se tomacomo unidad de medida. El sistema de medidas mas empleado es elsistema métrico decimal, aunque en algunos parámetros se empleanunidades del sistema inglés (p. ej. onzas, pulgadas, libra/pulgada2 (PSI),etc.) o de otros sistemas (atmósferas, grados Kelvin, etc.). Lasmediciones deben de realizarse con el instrumento más apropiado de locontrario llevarán a errores en el resultado. Aún cumpliendo con este

requisito, y dependiendo de la naturaleza de la medición, puede existirvariación que depende de: 1) el experimentador, 2) el instrumento demedición, 3) las condiciones en las que se realiza la medición. Encualquier experimento se deben tomar precauciones para minimizar lasvariaciones atribuidas a estos factores. Por ejemplo la toma de todas lasmediciones debe ser realizada por un sólo individuo, se debe verificar laprecisión del instrumento de medición y se deben controlar todas lasvariables que puedan influir en el parámetro que se mide. Por otra parteen los seres vivos, muchos parámetros varían de acuerdo a factoresindividuales, por ejemplo estatura, TA, glicemia, etc. A esto se le llamavariabilidad biológica y una de sus propiedades es que las diferentesmedidas se distribuyen ya sea siguiendo una campana de Gauss (normal)o una curva de Poisson (en el caso de sucesos raros)

OBJETIVOSAl terminar la práctica el alumno será capaz de:

1. Manejar correctamente el material de laboratorio.2. Utilizar algunos métodos de medición y definir las unidades demedida.3. Calcular volumen o peso de una sustancia con base en su densidad.4. Entender la importancia de la precisión y reproducibilidad en las

mediciones (control de calidad)5. Encontrar factores de variabilidad en sus mediciones6. Entender el concepto de promedio, desviación estándar y errorestándar7. Definir el concepto de densidad y calcular este parámetro tanto paralíquidos como para sólidos.



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MATERIAL Y MÉTODO NaCl Solución de CuSO

4Densímetro

100 ml de alcohol etílico Balanzagranataria

Bureta de 25 ml Vasos de

precipitadosPipetas (0.1,1.0 y 10 ml) Probetas graduadas Cintamétrica Matraz vol. De 10 ml. Baumanómetro Estetoscopio

MEDIDAS DE VOLUMEN Y LONGITUD Las indicaciones siguientes deberán ser realizadas rápida y

organizadamente por cada uno de los miembros del equipo. Sereportará sólo el promedio de los resultados por equipo. En los pasos 1

al 5, los equipos 1 y 2 deberán de trabajar con las pipetas másadecuadas. Los equipos 3 y 4 deberán de hacerlo sólo con la pipeta de10 ml. Los equipos 5 y 6 trabajarán sólo con la pipeta de 1 ml.1. Llenar la bureta con la solución coloreada de CuSO

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2. En un vaso de precipitados de 250 ml (vaso "A") vierta 18 ml de lasolución de la bureta3. Del vaso de precipitados "A" mida 8 ml con una pipeta y viértalos en unvaso de 100 ml (vaso "B")

4. Mida nuevamente con una pipeta, 1 ml de la solución del vaso"A" y viértalos en el vaso "B"

5. Ahora mida 0.5 ml del vaso "A" y viértalos en el vaso "B".6. Mida cuidadosamente, empleando las pipetas másadecuadas, la cantidad de solución coloreada que quedó en elvaso "B". Al hacer esto, la solución coloreada deberá deregresarse a la bureta. Tenga cuidado cuando haya pocasolución, ya que se puede succionar aire y el líquido podría seringerido.

5. Conteste lo siguiente:A. ¿Qué cantidad de solución quedó en el vaso "B"? (reporte el

promedio y D.E. de todas las mediciones individuales en las

que se emplearon las mismas pipetas, inclusive de otrosequipos) (maneje hasta 2 decimales)Valor Esperado:______________ Valor Observado:__________ ±________ Desviación O - E: __________

B. ¿Que indica la D.E. y qué la desviación O-E? ¿A que sedeben la variaciones observadas entre los individuos quetrabajaron con las mismas pipetas? ¿Y las observadas entre losequipos que trabajaron con pipetas diferentes?7. Mida la estatura de cada miembro del equipo con la cintamétrica (reporte en centímetros)

A. ¿Cuál es el promedio y desviación estándar para hombres

y mujeres del grupo?_________________B. Construya una gráfica de distribución por sexo para



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su grupo y otra para toda la generación ¿Qué diferenciasexisten entre lo reportado para el grupo y para la generación?.Discuta los resultados

MEDIDAS DE PESO. DENSIDAD

Para obviar tiempo, lo siguiente no será realizado por cadamiembro del equipo, pero cada uno debe realizar al menos un ejercicio.Pese lo siguiente:1. Tare un vaso de precipitados 250 ml y pese en él 4 g de NaCl.Conserve la sal en el vaso.2. Tare una probeta de 100 ml y coloque en ella 100 ml de aguadestilada. Pese el agua. Con base en lo anterior calcule la densidad delagua (d = P/V) y compruébela con el densímetro. Conserve el agua en laprobeta.3. Vierta los 100 ml de agua en el vaso con sal y mezcle bien. Pese la

mezcla y calcule su densidad. Finalmente compruebe su cálculoempleando el densímetro.4. Vierta 50 ml de alcohol en la probeta de 100 ml previamente tarada,pese y calcule la densidad del alcohol. Verifique con el matrazvolumétrico de 10 ml. Regrese el alcohol a la probeta. Tenga cuidado deno perder alcohol al pasarlo al matraz de 10 ml. o al regresarlo a laprobeta. Si esto pasa recupere en la probeta los 50 ml de alcohol.5. Agregue a lo anterior (punto 4) 50 ml de agua destilada medidosseparadamente. No afore hasta 100 ml.

A. ¿Cual es el volumen, peso, y densidad de la mezcla?..B. Estos parámetros ¿son la suma (para volumen y peso) y el

promedio (para la densidad) de los obtenidos para agua y alcohol porseparado?

MEDIDA DE LA TENSIÓN ARTERIAL1. Usando un estetoscopio y un Baumanómetro, mida la T. A. braquialmedia de cada miembro del equipo.

A. ¿Cuál es el promedio y la D.E. para los hombres y las mujeres delgrupo? ¿Y el promedio y D.E. de toda la generación? ¿Existe diferenciaentre sexos? ¿Y entre promedios de grupo y generacional? ¿Y en las

desviaciones estándar?B. Realice una gráfica de distribución (agrupando valores) yempleando las mediciones de toda la generación (hombres y mujerestomados en conjunto). Discuta los resultados.

EJERCICIOS

1 Describa brevemente el uso del siguiente material de laboratorio.a) Balanza granataria f) Desecadorb) Balanza analítica g) Pipeta serológica

c) Bureta h) Pipeta volumétricad) Probeta graduada i) Vaso de precipitado



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e) Matraz volumétrico j) Micropipeta de precisiónk) Densímetro

2. Mencione las siguientes unidades de medición del SistemaInternacional ( SI )a) Unidad de longitud f) Unidad de densidadb) Unidad de masa g) Unidad de fuerzac) Unidad de energía h) Unidad de presiónd) Unidad de volumen i) Unidad de temperaturae) Unidad de velocidad

3. Consulte y diga los pesos de:a) Un electrón b) Un protónc) El cerebro humano d) La tierra

4. Realice las siguientes conversiones:

2.15 x 10-2 = ___________ = ___________x 10-1 = ___________x 10-3 =____________ x 102

1 ml = _______ = _______dl = _______ml = _______cm3 = _________ onzas

1 onza = _______ml = _______dl = ________cm3 = ________dm3 = _________

1 pulgada = _______cm = _________m = _________mm = __________Å

2.5 x 10-5g =____________mg = __________pg = ___________ng =_____________Kg



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PRACTICA 2PREPARACIÓN DE SOLUCIONES Y POTENCIAL DE HIDROGENIONES

INTRODUCCIÓNLas soluciones son mezclas homogéneas de dos o mas sustancias.

Por convención a la sustancia en mayor cantidad se le llama solvente odisolvente y en la práctica es generalmente un líquido; a la sustancia demenor cantidad se le llama soluto y puede ser un sólido (máscomúnmente), un líquido o un gas. Atendiendo a la relación cuantitativaentre el soluto y el solvente (concentración del soluto), las solucionespueden expresarse como soluciones porcentuales, soluciones molares osoluciones normales, sin embargo es válido expresar la concentración deun soluto en cualquier unidad de peso/volumen, por ejemplo gr/L, gr/ml,pg/ml, gr/cm3, gr/dl, gr/100 ml, libras/L, onzas/cm3, etc.

Las sustancias pueden tener diferentes comportamientos cuando

están en solución. Por ejemplo, las moléculas que las forman se puedendisociar para dar átomos o grupos funcionales cargados eléctricamente(iones), lo cual permite el paso de la electricidad en el seno de lasolución. A estas soluciones se les conoce como soluciones electrolíticas.Además de esto las moléculas en solución en determinadas condicionespueden generar fenómenos de gran interés biológico como lo es laósmosis.

Una propiedad importante de las moléculas de agua, tanto en elagua pura como en las soluciones, es que una pequeña proporción demoléculas de agua se disocia en iones H+ y OH-. En el agua pura elnúmero de moléculas de H

2O que se encuentra disociado es de 1 x 10 -7.

La concentración del ion H+, parámetro conocido como potencial dehidrogeniones (pH), determina características importantes de laestructura y función de muchas macromoléculas biológicas, por lo que sumedición resulta de suma importancia. El pH se define matemáticamentecomo el logaritmo negativo de la concentración de hidrogeniones, esto espH = -Log [H+].

Existen sustancias capaces de liberar H+ (es decir, protones) almedio, estas se conocen como ácidos. Los ácidos pueden ser fuertes odébiles dependiendo de la facilidad con la que liberan sus protones. Lassustancias capaces de capturar protones del medio, por ejemplo

sustancias que liberan al ion OH

-

(ya que este ion captura al protón),disminuyen la concentración de H+ de la solución y reciben el nombre debases, las cuales pueden ser también fuertes o débiles dependiendo desu capacidad para capturar protones.

OBJETIVOSAl término de la práctica el alumno será capaz de:

1. Definir el concepto de molaridad, normalidad.2. Preparar soluciones electrolíticas de diversas concentraciones.5. Definir los conceptos de pH, ácido y base.3. Preparar soluciones electrolíticas con un pH determinado

4. Obtener soluciones diluidas a partir de soluciones "madre"



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MATERIAL Y MÉTODO Probetas Vasos de precipitado 5 viales devidrio con tapaCH

3C00H NaCl CH

3COONa

H2

SO4

HCl NaOHTubos de Folin Potenciómetro Matracesvolumétricos

1. Mida 100 ml de agua destilada. Mida su pH. Consérvela para utilizarlaen la preparación de otras soluciones.2. Prepare 50 ml de CH

3COONa al 2%, calcule concentración molar y mida

su pH. Deséchelos.A. Discuta el resultado: ¿Cómo y en qué proporción se disocia el

acetato de sodio?. ¿De qué manera puede ésto modificar el pH del agua?.B. Si en vez de CH

3COONa hubiera sido CH

3COOH ¿cómo se disocia

este compuesto y qué cambios originaría en el pH del agua?3. Prepare 80 ml de una solución de H2SO

4al 0.01 N. ¿Cuál es su

molaridad?. Calcule su pH. Mida su pH empleando el potenciómetro.Conserve la solución.

A. ¿Existe diferencia entre lo calculado y lo medido?. Si es así repitahasta que la diferencia sea mínima.4. Tome 40 ml de la solución de H

2SO

4y añada ahora 0.5 moles de

cloruro de sodio. Mida su pH.5. A los restantes 40 ml de la solución anterior añada 0.5 moles deacetato de sodio. Mida su pH.

A. Discuta: ¿Cambió el pH? ¿Por qué si o por que no?B. ¿Por que razón el Cl- no “atrapa” a los H+ disminuyendo su

concentración y aumentando así el pH de la solución?Deseche todo lo anterior y enjuague bien el material.6. Prepare en un matraz volumétrico 100 ml de HCl 0.1M. Calcule su pH.Verifique el pH. Conserve la solución. Esta solución será una solución“madre” para preparar soluciones mas diluidas.

A. Discuta: ¿concuerda el pH calculado con el medido? ¿por quéestando los dos ácidos (clorhídrico y acético) a la misma concentración seobtienen diferente pH para sus soluciones? ¿concuerda esto con elconcepto de ácido fuerte y ácido débil?

7 Ahora prepare en otro matraz volumétrico 100 ml de NaOH 0.1M.Calcule y mida su pH. Conserve la solución.8. A partir de la solución “madre” de HCl prepare en tubos de Folín, 25 mlde solución de HCl en las siguientes concentraciones: 0.01 M, 10-4 M y 1x 10--6 M .

A. ¿Cuál debe ser el pH de cada una de ellas?. Verifíquelo con elpotenciómetro.9. Mezcle 10 ml de HCl 0.1 M más 10 ml de NaOH 0.1 M. Calcule yverifique el pH de la mezcla.

A. Discuta: ¿Concuerda lo calculado con lo medido? ¿Por que seneutralizó la solución?10. Mezcle 10 ml de HCl 0.1 M más 5 ml de NaOH 0.1M. Calcule yverifique el pH de la mezcla.



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A. Discuta: ¿Concuerda lo calculado con lo medido? ¿Por que no seneutralizó la solución? ¿Cuantos moles de H+ había en la solución de HCl?¿Cuantos moles de OH- se añadieron? ¿Cuantos moles de H+ quedaron enla mezcla?

EJERCICIOS 1. Conteste lo siguiente:

a) La concentración de Na

+

en el plasma de un paciente es de 120 mEq/L.Esto es igual a:__________g/L ___________mM ____________mg% __________g/dl

b) ¿Cuántos miligramos de Na+ ingresaron a un paciente al que se leadministraron 750 ml de solución fisiológica (NaCl al 0.9 %) ?:_______________, ¿a cuántos mEq de Na corresponde lo anterior?:________________

c) Un equipo de venopack estándar produce gotas de 50 l. Si a un

paciente se le coloca una solución glucosada al 5% y el goteo se ajusta a25 gotas/minuto ¿cuántos mg de glucosa han pasado al paciente al cabode 4 horas ? : ___________________ . ¿a cuánto corresponde lo anterior enmmoles de glucosa? : _________________

2. Se toman 10 ml de HCl al 37%. La densidad es de 1.18 g/ml. Cuántosmoles de HCl se tomaron.



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PRACTICA 3

AISLAMIENTO DE UNA PROTEÍNA E IDENTIFICACIÓN DEAMINOÁCIDOS.

INTRODUCCIÓN Las proteínas son “polímeros” de aminoácidos y tiene una

importancia primordial en la dieta del hombre. La caseína es la principalproteína de la leche y representa el 80% del contenido protéico de ésta.Existen varios tipos de caseínas. Las caseínas alfa y beta son ricas enresiduos de fosfoserina, lo cual les permite formar complejos con elcalcio (Ca2+). De esta manera la caseína de la leche constituye unafuente importante de proteínas, fosfato y calcio. Las caseínas de laleche se encuentran principalmente (85-90%) en estado micelar y enequilibrio con la forma soluble (10-15%). A pesar de que la forma

micelar es bastante estable a altas temperaturas, cuando se disminuyeel pH hasta el punto isoeléctrico de la caseína (pH=4.7), cambia lascargas de la proteína ocasionando que el Ca2+ se disocie de la micela.Esto hace que la micela pierda su estabilidad y pierda solubilidad.Adicionalmente, en su punto isoeléctrico, la caseína en menos solubleque a pH=7 (punto en el cual está cargada negativamente). Todo loanterior explica que la caseína precipite en un pH de 4.7. Mediante ellavado con alcohol y éter, se pueden disolver y eliminar otroscompuestos que hayan co-precipitado junto con la caseína, obteniendode esta manera una caseína pura.

Una vez que se aísla una proteína, existen varios procedimientospara identificar los aminoácidos que la constituyen. Entre los mássencillos están una serie de reacciones químicas que producen un colorespecífico cuando los reactivos utilizados se combinan con ciertosgrupos de los aminoácidos. Así por ejemplo, en la reacciónxantoprotéica se produce un color amarillo cuando el ácido nítricoreacciona con un anillo bencénico. Esto nos permite identificar lapresencia de los aminoácidos fenilalanina, tirosina y triptofano, y por lotanto la presencia o ausencia de proteína (ya que sería muy difícilencontrar una proteína que careciera al mismo tiempo de los tres

aminoácidos mencionados).

OBJETIVOS1. Que el alumno conozca el concepto de estructura primaria,

secundaria y terciaria de una proteína.2. Que el alumno entienda el concepto de punto isoeléctrico y su

importancia en la solubilidad de la proteína.3. Conocer un método sencillo para aislar una proteína.4. Conocer un método sencillo que permita identificar una proteína.5. Que el alumno infiera como se puede cuantificar una proteína en base

a reacciones de coloración.



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MATERIAL Y MÉTODO

100 ml de leche 1 huevo solución de caseína al 3%HCI al 2% AgNO al 5% etanolEter NaOH al 40% HNO concentrado

Vasos de precipitados Ninhidrina Solución de aminoácidosPipetas Tubos de ensaye PotenciómetroPapel filtro Espátula TELA MAGITEL

AISLAMIENTO DE LA CASEINA DE LA LECHE 1. En un vaso de precipitado de 500 ml coloque 100 ml de leche,

agregue 300 ml de agua destilada y caliéntela a 40ºC.2. Agregue lentamente y agitando, HCI al 2% hasta que observe que la

caseína empieza a precipitar (10 ml aproximadamente hasta un pHde 4.8).3. Agite durante 5 minutos y deje sedimentar por 15-20 minutos.4. Elimine el sobrenadante, agregue 100 ml de agua destilada al

precipitado, mezcle y filtre en la tela de muselina.5. Deseche el agua filtrada, lave el vaso y vuelva a lavar el precipitado

con 100 ml de agua desionizada cada vez hasta que el filtrado esteexcento de iones cloruro.

6. Para verificar lo anterior en cada filtrado agregue 5 gotas decromato de potasio y 3 gotas de NO

3Ag. Un color café indica

presencia de cloruros y un color amarillo ligero, ausencia de ellos.

7. Deposite el precipitado en un vaso limpio (use una espátula)8. Añada 50 ml de etanol, agite fuertemente con varilla durante 5

minutos y filtre sobre un papel filtro. Pase el precipitado a un vasolimpio.

9. Lave el precipitado con 50 ml de una mezcla de etanol-éter(volúmenes iguales) agitando con una varilla durante 3 minutos.

10. Filtre la mezcla en un papel filtro tarado. Lave el precipitado sobre elmismo papel filtro agregando poco a poco 50 ml de éter puro. Dejesecar el precipitado primero al ambiente y después en una estufa a50ºC. El polvo obtenido es la caseína.

11. Pese la caseína obtenida y tome 0.03 g de ella y resto entréguelopara conservarlos.12. Diluya la caseína en 10 ml de NaOH 0.1 N que le será entregado.13. Realice la reacción xantoproteíca para identificar aminoácidos

aromáticos, empleando como patrón una solución de caseína deigual concentración.

IDENTIFICACIÓN DE AMINOÁCIDOS .Mientras transcurren los 20 minutos de sedimentación o el tiempo

de secado del experimento anterior, realice las siguientes dosreacciones de identificación de aminoácidos.



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a) Reacción xantoproteíca.1. En un tubo de ensaye (Pr. problema) coloque 1 ml de clara de huevo

diluida 1:10; y en otro marcado con P (patrón) 1 ml de la soluciónpatrón de aminoácidos.

2. Agregue lentamente (y agite mientras hace esto) 0.5 ml de ácido

nítrico.3. Caliente suavemente la base del tubo que empiece a hervir y observe

el color que aparece.4. Deje enfriar y agregue gota a gota la solución de NaOH hasta

observar un cambio de color.5. Compare ambos tubos.Para la reacción xantoproteíca para caseína coloque 1 ml de la soluciónde caseína que obtuvo en un tubo marcado como PrC. Se le dará otrotubo marcado con PC que contiene una solución patrón de caseína de0.03gr/ml. En ambos tubos realice al mismo tiempo la reacción arriba

descrita, tape con 2 trozos de papel parafilm.b) Reacción de Ninhidrina.1. En un tubo de ensaye (Pr. Problema) coloque 1 ml de clara de huevo

diluida 1:10; y en otro marcado con P (patrón) 1 ml de la soluciónpatrón de aminoácidos.

2. Agregue 0.5 ml del reactivo de ninhidrina y caliente suavemente labase de los tubos.

3. Observe que color aparece y compare ambos tubos.

EJERCICIOS

1. ¿Cuál es la importancia dietética de la caseína en el humano?2. ¿Cuál es el punto isoeléctrico que encontró para la caseína y cómo

pudo determinarlo? ¿Qué significa el punto isoeléctrico?3. ¿Es normal la presencia de proteína en la orina? ¿que significa esta

presencia? ¿cómo podría determinar si hay proteína en la orina?.4. ¿Qué son las aminoacidurias?.5. ¿Cuál es el fundamento de la reacción xantoproteíca y de la

ninhidrina?6. Mencione otras reacciones de coloración para identificar proteína.

¿Se puede cuantificar proteína mediante reacciones de color o estaspruebas sólo son cualitativas? ¿sí la respuesta es afirmativa expliquecómo puede ser.



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PRACTICA 4

SEPARACIÓN DE AMINOÁCIDOS POR CROMATOGRAFIA

INTRODUCCIÓN

La cromatografía es un método separativo que tiene lugar graciasa las afinidades diferenciales entre los diversos compuestos de unamezcla y una matriz sólida o líquida. Debido a esto, cuando la mezclaes “obligada” a eluir (debido al flujo de un solvente llamado fase móvil) através de un absorbente (fase estacionaria), ocurre una migracióndiferencial de los compuestos. Esto se debe a que las afinidades ya seapor la fase estacionaria o por la fase móvil, son diferentes para cada

compuesto. Un compuesto que no tenga afinidad por la faseestacionaria y se disuelva bien en la fase móvil, eluye junto con ella; losotros compuestos lo harán a diferentes velocidades dependiendo de su“fijación” a la fase estacionaria. Eventualmente un compuesto “pegado”a la fase estacionaria podrá ser eluido (desplazado) por la fuerza delflujo de la fase móvil. El absorbente puede ser simplemente un papelfiltro (cromatografía en papel) o esferas de sílica-gel “empacadas” enuna columna (cromatografía de columna). Las sustancias separadaspueden hacerse visibles en un papel al emplear un colorante o puedencuantificarse empleando detección fluorométrica, electroquímica, etc.

En la actualidad la cromatografía más empleada es la cromatografíalíquida de alta resolución (HPLC, por sus siglas en inglés: HighPerformance Liquid Cromatography) efectuada en una gran diversidadde columnas.

Los aminoácidos libres (por ejemplo de un hidrolizado de unaproteína) pueden separarse por cromatografía o por electroforesis. Estopuede hacerse en base a sus cargas eléctricas netas, las cuales puedenpredecirse a partir de los valores de pK de los grupos ionizables y delpH de la fase móvil. Un analizador de aminoácidos es un instrumentoque los separa automáticamente empleando cromatografía deintercambio iónico y determinando sus relaciones molares.

OBJETIVOSAl término de la práctica el alumno será capaz de:

1. Comprenda el fundamento de la cromatografía.2. Realizar una cromatografía sobre papel para separar aminoácidos.3. Definir los conceptos de frente del solvente y frente de losaminoácidos y explicar la importancia de la relación de frentes.4. Identificar aminoácidos en una corrida cromatográfica de acuerdo alos Rf de los diferentes aminoácidos.



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MATERIAL Y MÉTODO4 cajas de Petri4 hojas de papel filtro circular con un recorte radial de una tira amanera de lengüeta.Soluciones patrón de aminoácidos

Muestras de orina ( de preferencia la 1ª. De la mañana)Lápiz y una regla escolar graduada en milímetrosPipeta capilar o varilla de vidrioEstufa incubadora y Estufa desecadora que alcance 90-100 oCSolvente cromatográfico (ácido acético-acetona-butanol y agua)Solución reveladora de ninhidrina

1. Por el extremo unido al centro, doble la tira recortada del papel.2. En el centro del círculo dibuje, con punta fina de lápiz, un pequeño

círculo de unos 4 mm de diámetro.

3. Con la pipeta capilar o varilla de vidrio aplique una gota (o unasgotas, según se indica más adelante) de la solución a analizar. Estodebe hacerse sobre el circulo trazado.

4. Para efectuar correctamente la aplicación de la(s) gota(s):a) Moje la pipeta, escúrrala y toque con la punta de la pipeta un

trozo de papel filtro para prueba. Si el círculo de la mancha esmuy grande hay que tocar otra vez el trozo de papel yrepetirlo hasta tener un círculo de diámetro adecuado (3-5mm).

b) Conseguido lo anterior, hay que hacer el toque definitivo de lamuestra en el papel filtro correspondiente.

5. El número de gotas debe ser:a) Una gota de la solución patrón de un aminoácido (diferente

para cada equipo) (Filtro I)b) Una gota de la solución de la mezcla de aminoácidos (Filtro II)c) Tres gotas de orina (dejar secar brevemente cada gota antes de

aplicar la siguiente) (Filtro III)6. Seleccione un sitio nivelado y firme, coloque con cuidado ahí cada

una de las cuatro cajas de petri. Agregue a cada una 10 ml desolvente.

7. Coloque los círculos de papel filtro cuidadosamente sobre el borde

superior de cada una de las cajas que contienen al solvente. Elpapel debe sobresalir apenas de la circunferencia de la caja.8. Compruebe que la lengüeta del papel filtro se sumerja en el

solvente.9. Disponga cuidadosamente la otra tapa (de la caja de petri) de igual

diámetro encima del circulo de papel dispuesto en la primer tapa.El papel debe quedar presionado entre ellas.

10. Inmediatamente fije las tapas con un objeto encima de ellas paraque se mantengan presionadas.

11. Abandone en reposo hasta que el frente del líquido haya avanzadomás de 2/3 del radio del filtro, lo que transcurre en un tiempo de ¾de hora aproximadamente.



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12. Al retirar los filtros de la caja, procure presionar con los dedos lasorillas del papel filtro de arriba abajo, con el objeto de levantar elcentro del papel.

13. Tan pronto como sea posible, marque con un lápiz el lugar hastadonde llegó el solvente. Esto es lo que se conoce como frente del

solvente, el cual va a ser posteriormente medido. 14. Seque las hojas de papel sin sobrecalentar y de la manera que

sigue:a) Al ambiente (hasta que casi haya desaparecido el olor del

solvente).b) En la estufa a 37ºC por 5 minutos.

15. Retire los filtros de la estufa, déjelos enfriar y trátelos con soluciónde ninhidrina, rociando uniformemente y sin saturar las hojas defiltro.

16. En seguida secar, primero al ambiente, luego a 37º C por 3 minutos

y posteriormente de 90-100 ºC por 5 a 8 minutos.17. Medir el Fa y el Fs:a) Mida y anote la distancia en cms desde el punto de colocación

de la gota de la muestra al centro de cada una de lasmanchas. Esta distancia se llama frente del aminoácido (Fa).

b) Mida y anote la distancia desde el punto de colocación de lamuestra al frente del solvente. Esta distancia se llama frentedel solvente (Fs).

18. Calcule la relación de los frentes (Rf ) (velocidad de avance de cadaaminoácido), dividiendo Fa/Fs.

19. Calcule el Rf para el aminoácido patrón que le tocó a su equipo y

pase el resultado a los otros equipos.20. Calcule la Rf de los aminoácidos presentes en la mezcla de

aminoácidos, en saliva y en orina y trate de identificarlos con baseen los Rfs de los aminoácidos patrones.

21. Ilustre por medio de una gráfica los Rf determinados en cada unode sus filtros.

EJERCICIOS1) Mencione los factores que determinan los Rfs de los aminoácidos (y

en general de cualquier substancia).2) Como reacciona la ninhidrina con los aminoácidos y que otrasreacciones se pueden emplear para identificar aminoácidos.

3) Si dos substancias tuvieran el mismo tiempo de retención que podríahacerse para que se separaran.

4) La cromatografía separa compuestos, pero para cuantificarlos serequieren detectores: UV/visible, fluorométrico o electroquímico.Investigue como trabajan estos detectores.

5) Se quiere separar al compuesto X de una mezcla de sustancias. Seemplea un detector electroquímico. ¿Cómo se podría asegurar que loque eluye en el tiempo del compuesto X, es este compuesto y no otro

que pudiera tener el mismo tiempo de retención?



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PRACTICA 5

FACTORES QUE AFECTAN LA VELOCIDAD DE UNA REACCIÓNENZIMATICA: [S]. DETERMINACIÓN DE LA ACTIVIDAD DE ALFA

AMILASA.

La velocidad de las reacciones enzimáticas puede alterarsecambiando parámetros tales como el pH. la temperatura, la composicióniónica del medio o empleando ligandos diferentes al sustrato(inhibidores). Una forma de aumentar la velocidad de una reacción esaumentando la concentración del sustrato [S].

Cuando en una reacción se aumenta [S], manteniendo constantelas demás condiciones, la velocidad de la reacción es proporcional alincremento del sustrato hasta llegar a un máximo, ya que se alcanza unlímite en la formación del complejo enzima-sustrato, el cual es el factor

limitante en la velocidad de formación del producto.Cuando la velocidad de la reacción ya no aumenta, a pesar deincrementos en la [S] este punto se le llama velocidad máxima (V

max).

Desde este momento la velocidad sólo depende de la rapidez con que laenzima elabore los productos y se desprenda de ellos.

Podemos considerar que la digestión de los carbohidratos iniciaen la boca, ya que una enzima presente en la saliva: la - amilasa salival(ptialina), hidroliza las uniones alfa-1-4 del almidón y hace aparecerdextrinas y maltosa. Su acción se detiene en el estómago debido al bajopH gástrico, pero la hidrólisis de las dextrinas y de la maltosa continúaen el duodeno por otra amilasa de origen pancreático. En esta prácticase utilizará la a -amilasa salival para demostrar el proceso hidrolítico .

OBJETIVOS:El alumno será capaz de:

1. Conocer y describir como influye la concentración de la enzima, elsustrato, producto y otros factores en la velocidad de unareacción enzimática

2. Que conozca que es la alfa-amilasa y dónde y cómo actúa.3. Que describa las porciones que resultan de la hidrólisis de la alfa-

amilasa.

MATERIAL Y MÉTODOSTubos de ensaye chicos Baño de agua a 38ºCAlmidón al 0.3% en buffer de fosfatos (pH=7.1) Sol. salina fisiológica0.85 %vasos de precipitados Reactivo de coloración (sol. deyodo al 0.008 N)Pipeta pauster adaptada con jeringa Pipeta de 1 mltubos de ensaye grandes con tapón

Saliva sin residuos de alimentos Hielo triturado



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1. Preparar una solución de saliva (de quien no haya comido nada 3horas antes) diluida a 1:300 (0.1 ml de saliva más 30 ml de Solnsalina fisiológica. (Debe hacerse énfasis en la exactitud de ladilución).

2. En tubos de ensayo rotulados del 2 al 6 agregar solución de almidón

al 0.3% amortiguado a pH = 7.1. La cantidad de solución a colocar encada tubo se señala en la tabla 1.

3. Luego añadir agua destilada en cada tubo según se señala en la tabla1

4. Mezclar bien y dejar en baño María a 38ºC durante 7 minutos.5. Enseguida agregar a cada tubo 2 gotas (0.1 ml) de saliva diluida

(excepto el tubo 6); mezclar bien e incubarlos exactamente por 15minutos a 38ºC (nota: Es muy importante la exactitud del tiempo deincubación, por lo que el siguiente paso se debe hacer inmediata ysimultáneamente para todos los tubos).

6. Justo al término del tiempo meter los tubos simultáneamente al aguahelada (con trozos de hielo).7. Mientras los tubos chicos están en hielo, añadir en cada uno de los

tubos grandes, 25 ml de agua destilada fría, agregar 2.5 ml dereactivo de yodo y mezclar bien.

8. Vaciar el contenido de cada tubo chico en su tubo grandecorrespondiente (están numerados). “Lavar” los tubos chicos con aguadestilada fría, y el agua del lavado vaciarla en los correspondientestubos grandes, hasta completar en estos tubos 50 ml (hasta la marcaseñalada).

9. Colocar el tapón de hule, mezclar rápidamente y dejar reposar por

cinco minutos. Leer en el espectrofotómetro y anotar las lecturas (enunidades de densidad óptica D.O.) 546 nm.

TUBO 1 2 3 4 5 6Solución dealmidón

0 ml 2.5 ml 5 ml 7.5 ml 10 ml 10 ml

Agua destilada 10 ml 7.5 ml 5 ml 2.5 ml 0 ml 0 mlSaliva diluida 0.1 ml 0.1 ml 0.1 ml 0.1 ml 0.1 ml 0 ml

Tabla 1. cantidad de sustrato, agua y saliva en cada uno de lostubos de ensayo pequeños.

EJERCICIOS1. Defina con sus propias palabras “velocidad de una reacción química”

en cuanto a la acción de una enzima2. ¿Cuál es la importancia de que el sustrato empleado en esta práctica

este en una solución amortiguada?.



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3. ¿Por qué después de “incubar” del sustrato (almidón) con la enzima(amilasa salival) se deben de colocar en hielo los tubos donde seestaba realizando la reacción enzimática?.

4. Investigar cómo es el funcionamiento general de unespectrofotómetro. ¿Qué diferencia hay con un Fotocolorímetro?.

5. ¿A que longitud de onda se debe de leer la reacción de coloración conel yodo?.

6. ¿En qué patologías puede elevarse la concentración sérica deamilasas?.

7. Con lo realizado en esta práctica ¿podría determinarse laconcentración sérica de amilasa pancreática en un paciente ?. Diseñeel método para hacerlo.



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PRACTICA 6TÉCNICA PARA OBTENER SANGRE VENOSA Y

DETERMINACION DE HEMOGLOBINA Y HEMATOCRITO

TECNICAS EMPLEADAS EN EL ANALISIS DE SANGRE

La sangre está formada por un líquido de composición complicada yvariable, el plasma que contiene eritrocitos, leucocitos y plaquetas ensuspensión. Impidiendo la coagulación, los elementos formes puedenser separados del plasma, que tiene un color paja pálido. Cuando lasangre se coagula, el líquido que queda después de separarse elcoágulo, se denomina suero. La diferencia fundamental entre el plasmay el suero consiste en que éste pierde el fibrinógeno protéico, que seconvierte en filamentos insolubles de fibrina en el curso de lacoagulación. El suero y el plasma se utilizan en muchas investigaciones

importantes en química e inmunología clínica. Las técnicashematológicas tratan sobre todo los componentes celulares de lasangre, su número o concentración, la distribución relativa de losdiversos tipos de células y los trastornos estructurales o bioquímicosque pueden producir una enfermedad.La sangre para pruebas de laboratorio pueden ser capilar periférica yvenosa. Una y otra tienen sus ventajas e inconvenientes.SANGRE VENOSALas venas han adquirido importancia en la práctica médica moderna pordos razones: por ser fuente de sangre para el número, cada vez mayorde análisis de sangre y como vía de introducción de diversos agentes

terapéuticos, entre ellos la sangre misma.La conservación de las venas compete principalmente a los químicos,internos y residentes, porque son ellos quienes con más frecuencia lasutilizan. Una buena venipuntura implica tres factores: el operador, elpaciente y sus venas y el instrumental.EL PACIENTE Y SUS VENAS.El paciente debe ponerse cómodo y con el brazo en la posiciónconveniente para facilitar la punción; no hay necesidad de aumentar lasdificultades intentando hacerla en una postura inadecuada. Lospacientes ambulatorios se sentarán cómodamente, mejor en una silla de

brazos o en una mesa que permita colocar el brazo bien apoyado; elquímico o el médico tomará asiento al lado opuesto de la mesa.AGUJAS.La aguja debe elegirse asimismo de un calibre y una longitudconvenientes. El número del calibre expresa el grosor de la aguja.Cuanto más bajo sea el número, mas gruesa será la aguja. La longitudde la aguja depende de la profundidad de la vena.

METODO PARA EXTRAER SANGRE DE UNA VENA:1. El paciente deberá estar sentado cómodamente o recostado y

apoyar bien el brazo. En ningún caso ha de tenerse al paciente de

pie. Aunque son pocos los enfermos que se desmayan por el



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efecto de una punción venosa, debe tenerse en cuenta siempreeste riesgo.

2. Se utiliza un torniquete de goma para aumentar la presión venosay para hacer resaltar las venas, facilitando así la punción, pero, afin de evitar que se concentre la sangre, esta presión no debe

mantenerse más de lo necesario. El último trozo del torniquete semeterá por debajo de la última vuelta, de manera que un levetirón basta para que se suelte el torniquete.

Se pide al paciente que abra y cierre el puño varias veces, lo cualdistiende las

venas. Aunque las venas no se vean se suelen palpar debajo dela piel.

3. Después de estas medidas preliminares, se limpia la piel conalcohol al 70 % y sedeja secar. Es conveniente aplicar el torniquete mientras se está

secando el alcohol.Posteriormente se fija en posición, esto se hace sosteniendo el brazodel paciente con la mano mientras se estiran y comprimen con elpulgar los tejidos blandos situados justo debajo del sitio elegido parala punción.

La jeringa se sujeta entre el pulgar y los tres últimos dedos de laotra mano, apoyando

su dorso en el brazo del paciente. El dedo índice libre descansasobre el casquillo de la

aguja y sirve de guía.Una vena prominente puede pincharse con un solo golpe directo

sobre la piel y vena.Cuando es difícil encontrar venas, se realiza en dos tiempos.

Primero se punza la pielcerca de la vena y luego la vena misma; si se ha acertado aparece

inmediatamentesangre en la jeringa.

4. Una vez extraída la cantidad de sangre necesaria, se pide alpaciente que abra el puño, se suelta el torniquete y se retira laaguja y se oprime ligeramente el sitio de la punción con unatorunda humedecida con alcohol y se le invita al paciente a

levantar el brazo estirado durante unos minutos.En vez de jeringa, se pueden emplear otros instrumentos diversos paraextraer sangre de las venas. Uno de estos, es el B-D Vacutainer. Estostubos Vacutainer están provistos de una cantidad determinada deanticoagulante (otros no) y de un vacío suficiente para sacar unvolumen predeterminada de sangre, están sellados con un tapón degoma. La aguja desechable se enrosca en el sujetador, y se coloca eltubo vacutainer en el sujetador de manera que el tapón de goma alcance

justo la línea guía. La aguja se mete dentro del tapón de goma pero nolo penetra y por lo tanto no rompe el vacío.Una vez la aguja metida en la vena del brazo de la manera antes

descrita, se empuja el tubo hasta el fondo del sujetador, se rompe elvacío y la sangre empieza a entrar en el tubo. Cuando termina el flujo



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puede sustituirse el tubo por otro, o si sólo se necesita un tubos, seretira todo el conjunto de la misma manera que la descrita para la

jeringa.

DETERMINACIÓN DE HEMOGLOBINA Y HEMATOCRITO

En el interior del eritrocito se encuentra la hemoglobina (Hb), unahemoproteína tetramerica encargada del transporte de oxigeno a todaslas células. La Hb más común es la Hb A1 la cual contiene 2subunidades alfa (con 141 aminoácidos) y dos beta (con 146aminoácidos). Existen otros tipos como la A2 (2 y 2 ), la F o fetal (2 y2 ) y la E o embrionaria (2 y 2 ). Cada subunidad contiene un grupohemo, el cual esta formado por un anillo tetrapirrólico (porfirina) con un

átomo de Fe

2+

en el centro. Así, cada molécula de Hb puede transportarhasta 4 moléculas de oxigeno. Cuando la Hb se combina con el O2, el

Fe2+ no cambia su valencia, por lo que se dice que la Hb no se oxida,sino que se oxigena (HbO

2u oxihemoglobina). Un parámetro

importante para evaluar la eritropoyesis y diferenciar formas de anemiaes la cantidad de Hb en cada eritrocito. Al promedio de la cantidad deHb por eritrocito se le llama hemoglobina corpuscular media (MCH,mean corpuscular hemoglobin) y se encuentra dividiendo la cantidad deHb por el número de eritrocitos en el mismo volumen de sangre. Elhematocrito (Hto), otro parámetro importante nos indica el volumen queocupan los eritrocitos como un porcentaje del volumen sanguíneo total.

Si se divide el Hto entre el número de eritrocitos tendremos una ideaaproximada del tamaño de los eritrocitos. Esto es llamado volumencorpuscular medio (MCV, mean corpuscular volume). Finalmente sidividimos la Hb entre el Hto obtendremos la concentración dehemoglobina corpuscular media (MCHC). Estos parámetros resultanútiles para clasificar los diferentes tipos de anemias.

OBJETIVOS.1. Que el alumno entienda el procedimiento colorimétrico paradeterminar la concentración de Hb.

2. Que el alumno comprenda el concepto de hematocrito y suimportancia en clínica.3. Que el alumno sea capaz de determinar los valores de Hb y Hto enuna muestra de sangre.3, Que a partir de datos como Hb, Hto y número de eritrocitos, elalumno sea capaz de calcular los parámetros de MCH, MCV y MCHC yentienda su significado clínico.4. Que el alumno sea capaz de comprender la naturaleza de las

diversas anemias con base en los parámetros antes descritos.



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MATERIAL Y MÉTODO.

Vacutainer EspectrofotómetroTorniquete y torundas Pipeta de 10 ml Mechero de Bunsen3 Tubos de ensayo Micropipeta de 20 ul MicrocentrífugaReactivo de ferrocianuro Tubos capilares Tubos para sangre

1. Colocar la solución de ferrocianuro en los tubos blanco, patrón yproblema como se indica en la tabla.2. Extraer 3 ml de sangre y con la micropipeta colocar 20 ul en el tuboproblema, enjuagando la punta en la misma solución. De la mismamanera colocar la sangre patrón (20 ul) en su tubo.

tubo blanco tubo patrón tubo problemaSol. de ferricianuro 5 ml 5 ml 5 mlsangre patrón 0 20 ul 0sangre problema 0 0 20 ul

3. Dejar reposar 3 minutos y leer en el Espectrofotómetro a 546 nm.4. Calcular la concentración de Hb del problema como sigue:Hb = (Conc. del patrón/Absorbancia del patrón) x Absorbancia del

problema5. Llenar un tubo capilar hasta las 2/3 partes con sangre y sellar confuego por un extremo.6. Centrifugar por 3 minutos en la Microcentrífuga.7. Leer el Hto en un disco lector.

EJERCICIOS1. Suponiendo que su muestra de sangre contenga 5 x 106 eritrocitos/ml calcule: a) MCH, b) MCV y c) MCHC y compararlos con los

valores normales.2. Hacer una tabla en donde relacione los diferentes tipos de anemias y los parámetros

antes mencionados.



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PRACTICA 7

CURVA DE TOLERANCIA A LA GLUCOSA

Los carbohidratos representan la principal fuente de energía para elorganismo, y se destaca la glucosa como el principal monosacárido

empleado para este fin. Sin embargo, los carbohidratos no sólo sonempleados como fuente de energía, sino que también son utilizados enla construcción de glicolípidos, glicoproteínas, heparina, ácidosnucleicos y otras sustancias.Cuando una molécula de glucosa es absorbida o sintetizada por unorganismo puede ser incorporada a diversas vías metabólicasdependiendo de las necesidades del organismo. Los procesos másimportantes del metabolismo de la glucosa son la glucogenogénesis, laglucogenólisis, la glucólisis, la gluconeogénesis y el ciclo de Krebs. Lamovilización de la glucosa y su procesamiento por los diferentes

caminos metabólicos, esta regido por diversas influencias hormonalesentre las que destacan la adrenalina, la somatostatina, el glucagon, lainsulina, los glucocorticoides y otras más. Las interacciones de lashormonas anteriores conservan estable la cifra de glucosa sanguínea enun valor aproximado de 100-120 mg/100 ml.

La cuantificación de la glucosa sanguínea (glicemia) se realiza demanera rutinaria (química sanguínea) para valorar la condición de unpaciente aún cuando no sea diabético. Uno de los métodos másutilizados es el método de Trinder o glucosa enzimática, que puede sercuantificado por espectrofotometría.

Después de una ingesta de carbohidratos, los valores de glicemia

se elevan en una forma moderada, ya que la insulina liberada enrespuesta a la ingesta de carbohidratos no permite que se rebasenciertos niveles de glicemia. La misma insulina hace que la glicemiaretorne a la normalidad al cabo de 2 horas. Lo anterior es valorado enuna prueba denominada prueba de tolerancia a la glucosa. Aunque unpaciente no manifieste una diabetes franca, puede ser prediabético oestar en una etapa inicial de la enfermedad; esto puede ser descubiertoal realizarse la prueba de tolerancia a la glucosa.

OBJETIVOSAl terminar la práctica el alumno será capaz de:1. Definir el término glicemia y señalar los caminos metabólicos quepuede seguir la glucosa.2. Identificar la actividad de diferentes hormonas sobre la glicemia.3. Determinar la glicemia venosa y capilar (tira reactiva).4. Realizar una prueba de tolerancia a la glucosa y con base en ella,hacer el diagnóstico de diabetes o de intolerancia a la glucosa.



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MATERIAL Y MÉTODO Tubos paraextracción de sangre

Solución patrón deglucosa

Cronómetro

Torniquete Reactivo de glucosa(4-amino-antipirina,

p-hidroxibenzoato,solución buffer yestabilizadores)

Pipetas ymicropipetas para

medir reactivo, aguay muestras.

Tubos de ensayo Cinta adhesivaBaño de agua oestufa a 37 oC

Espectrofotómetro

100gr deazúcar/equipo

2 limones / equipo

Fundamento del método:La glucosa es oxidada enzimáticamente por la glucosa oxidasa (GOD) aácido glucónico y peroxido de hidrógen. Este último en presencia deperoxidasa (POD) produce la copulación oxidativa del p-hidroxibenzoato(PHB) con la 4-aminoantipirina (4-AA), dando lugar a la formación de uncromógeno con absorbancia máxima a 505 nm.

El alumno que vaya a realizarse la prueba deberá de tener, dosdías antes, una dieta abundante en carbohidratos y antes de la pruebaun ayuno de 8 horas, para lo cual deberá de tener una cena sin

restricción una noche antes. Deberá de estar libre de infecciones o dealguna enfermedad intercurrente y no haber consumido medicamentospor 12 horas. Durante la mañana (tiempo de la prueba) se mantendrásin estrés, sin fumar y en reposo. Durante la prueba permaneceráacostado.

1. Se colocará al paciente un punzocat para tomar una muestra de2-3 ml de sangre venosa, el cual se sellará para tomar muestrasposteriores. El tubo donde se tome la muestra deberá teneranticoagulante.

2. El paciente beberá 350 ml de una solución con 100 gramos de

azúcar (con o sin limón). Después se tomarán muestras de sangre a los30, 60 y 90 minutos. A los 90 minutos se tomará adicionalmente unaglicemia capilar, si ésta resulta más de 200 mg se tomará una muestraadicional a los 120 minutos.



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METODO:

1. Colocar 2 ml. De reactivo reconstituido a una serie de tubosmarcados con blanco, estándar y muestra (suero o plasma).2. Incubar todos los tubos a 37 oC por 5-10 minutos.

3. Agregar 0.02 ml de agua, estándar y muestra (suero) a los tubospreviamente

marcados y continuar la incubación por 10 minutos.5. Seleccionar una longitud de onda de 505 nm en el

espectrofotómetro, llevar el instrumento a cero de absorbancia conel blanco y leer el estándar y las muestras.

CALCULOS DE LOS RESULTADOSGLUCOSA (mg/dl) = Absorbancia de la muestra X Concentración

del estandar Absorbancia del estandar

CÁLCULOS E INTERPRETACIÓN

1. Una glicemia en ayunas de más de 140 mg/dl hace diagnóstico dediabetes en pacientes con datos clínicos (polidipsia, poliuria, polifagia).2. Dos o más glicemias de más de 140 mg/dl hacen diagnóstico dediabetes en pacientes asintomáticos.3. Glicemias de 200 mg/dl o más, dos horas después de ingerir la cargade glucosa, hacen diagnóstico de diabetes en pacientes con factores deriesgo, aún teniendo menos de 140 mg/dl de glucemia en ayunas.4. Glicemias entre 140 y 200 mg/dl, dos horas después de ingerir lacarga de glucosa, hacen el diagnóstico de intolerancia a la glucosa.

EJERCICIOS

1. Que propiedad de la glucosa determina la reducción del ion cúprico(+2) a cuproso (+1).

2. Investigar y mencionar muy brevemente como funciona una tirareactiva.3. Cómo cabe esperar una glicemia capilar en relación con una glicemiavenosa.4.En los estados hipoglicémicos qué hormona y que enzima esfundamental para la

conversión de glucógeno en glucosa.5. Cuándo se considera que una curva de tolerancia a la glucosa es detipo diabético.



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PRACTICA 8

DETERMINACIÓN DE COLESTEROL.

INTRODUCCIÓNEl colesterol es una sustancia hidrófoba, insoluble en medios acuosos ypor tanto insoluble en el plasma sanguíneo. La circulación sistemáticadel colesterol es posible gracias a la formación de complejos solublespor su unión a proteínas, las lipoproteínas séricas, y entre ellas las detipo B “low density lipoproteins” (LDL) son las que representan el mayorporcentaje, con aproximadamente un 60-70 % del total. El hígado es elórgano principal donde se produce la incorporación del colesterol yotros lípidos a las lipoproteínas. Asimismo, en el hígado se esterifica,con ácidos grasos, la mayor parte de colesterol (60-70 % del total)Fundamento:

La colesterol esterasa hidroliza los ésteres de colesterol presentes en lamuestra dando colesterol libre y ácidos grasos, una posterior oxidaciónenzimática mediante la colesterol oxidasa se forma H

2O

2y colesterona.

El H2

O2se valora por la reacción de Trinder, medaiante un cromógeno,

fenol y 4-aminoantipirina, en presencia de peroxidasa, formando unaquinonimina cuya coloración encarnada, es proporcional a laconcentración de colesterol presente en la muestra.

OBJETIVOS:1. Que el alumno aprenda la manera correcta de extraer sangre

venosa.2. Que comprenda y describa cómo el colesterol interviene en el

proceso de ateroesclerosis.3. Que conozca el fundamento en que se basa la determinación de

colesterol.4. Que conozca y comprenda la importancia de las diferentes

fracciones de lipoproteínas.

Material necesario: Pipetas de 2 ml y 50 ul.Baño de temperatura a 37 oC.Cronómetro o reloj.

Espectrofotómetro.CentrífugaMicropipetas, pipetas, baño de agua a 30 oC.Tubos para extracción de sangre sin anticoagulante

REACTIVOS:Reactivo enzimático:4-aminofenozona, fenol, peroxidasa, colesterolesterasa y colesterol oxidasa.Estándar: Solución de colesterol de 200 mg/dl.

PREPARACIÓN Y ESTABILIDAD DE REACTIVOS.Esta solución es estable 4 meses en refrigeración 2-8 oC ó 40 dias a 15-25 oC protegido de la luz.



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MUESTRA: Suero, plasma heparinizado o plasma recogida con EDTA.La estabilidad de la muestra es de una semana tapada y guardada entre2 – 8 oC.

TÉCNICA:

BLANCO ESTANDAR MUESTRAEstándarMuestraReactivoenzimático

------------------2.0 ml

20 ul---------2.0 ml

----------20 ul2.0 ml

Mezclar e incubar 5 minutos a 37 oC o 10 minutos a temperaturaambiente.Ajustar el Espectrofotómetro a cero con el blanco de reactivos.Leer a 505 nm, la densidad óptica del estándar y de la muestra.La coloración es estable 60 minutos.

CALCULOS:

muestraConcSt ConcSt O D

muestraO D...

...

..

Factor de conversión: mg/dl x 0.0258 = mmol/L (SI)LINEALIDAD: Hasta valores de 600 mg/dl (15.4 mmol/L)Para concentraciones superiores se deberá diluir la muestra a 1:2 consol’n salina y multiplicar el resultado por 2.

VALORES NORMALES:Valores sospechosos a partir de 220 mg/dl (5.7 mmol/L)Valores elevados a partir de : 260 mg/dl (6.7 mmol/L)

EJERCICIOS:

1. A partir de qué moléculas se forma el colesterol?2. Cómo varía la concentración de colesterol, conforme a la edad?.3. A qué se debe el posible aumento de colesterol en la mujer

menopáusica?4. Cómo se dividen las lipoproteínas y cual es su concentración en

sujetos normales?5. Qué factores hacen que se eleven las HDL?.



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PRACTICA 9

REGULACIÓN DEL EQUILIBRIO ACIDO-BASE POR LA PRESENCIA DESUSTANCIAS AMORTIGUADORAS O BUFFER

INTRODUCCIÓNEl pH de los diferentes compartimientos del organismo debe mantenersedentro de un rango estrecho de valores (7.35-7.45 en el plasma), de locontrario se presentan una serie de alteraciones que pueden culminarcon la muerte celular. De aquí que el organismo deba regularestrictamente los cambios de pH. El principal mecanismo que dispone elorganismo para lograr estabilidad en los valores de pH es el empleo desistemas amortiguadores o buffer.

Los amortiguadores están formados por un ácido débil (HA) y una

de sus sales, a la cual se le llama también base conjugada (A-

). Para queel poder de amortiguación de un buffer sea adecuado, el pK del ácidoque lo forma debe ser cercano al pH que se quiere mantener constante.El sistema amortiguador de fosfatos (pK = 6.7) parece ser muy efectivocomo amortiguador químico al pH de la sangre, pero su concentración(1 mM) es tan baja que su papel como amortiguador fisiológico sereduce al mínimo. Por tal razón, el sistema ácido carbónico/bicarbonato(pK = 6.1 con una concentración de 25 mM) es el buffer que máscontribuye a mantener el pH del plasma en el rango de 7.35-7.45. Otrosistema buffer presente en el plasma lo es el de aminoácidos; estesistema puede regular áreas de pH más amplias debido a que tienen alradical -NH3

+ el cual puede amortiguar alcalis, y al radical R-COO- el cualpuede amortiguar ácidos, sin embargo sus mesetas de amortiguaciónquedan alejadas del pH fisiológico (para el grupo carboxilo pK 2, ypara el grupo amino pK 9); sólo la histidina tiene utilidad apreciablecomo buffer a pH = 7.4 (ya que el NH

2

+ de su grupo imidazol tiene unpK = 6.0).OBJETIVOS:Al término de la práctica el alumno será capaz de:

1. Describir lo que es un amortiguador.2. Describir los diferentes amortiguadores que existen en el

organismo y su función. 3. Describir y comprender la ecuación de Henderson-Hasselbalch ycomo se modifica su relación cuando existen cambios en el pHsanguíneo.

MATERIAL Y MÉTODO1 soporte universal 2 matraces volumétricos de 50 ml.2 buretas (de 25 y 10 ml) Solución de Ac. acético 0.1 N3 vasos de precipitados de 50 ml (paratitular)

Solución de Glicina 0.1 N

2 pipetas de 10 ml Solución de NaOH 0.1 N1 vaso de precipitados de 100 ml (paravaciar)

Solución de HCI 0.1 N



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1. Titulación de un ácido débil con una base fuerte.(NaOH 0.1N vs ácido acético 0.1 N)

1. Mida 10 ml de ácido acético 0.1 N, viértalo en un vaso de precipitadosde 50 ml y mida su pH empleando el potenciometro o con una tira

indicadora.2. Después añada cuidadosamente a la solución anterior NaOH 0.1 N de2 en 2 ml desde una bureta hasta completar 10 ml. Cada vez que añada2 ml de NaOH mida el pH de la solución utilizando una tira indicadora.Grafique el pH vs. los mililitros de NaOH añadidos para obtener unacurva de titulación.

2A. Titulación de un aminoácido con una base fuerte.(NaOH 0.1 N vs Glicina 0.1 N)

1. Mida 10 ml de glicina 0.1 N y tome el pH de esta solución.

2. Titule con NaOH 0.1N en la misma forma que en el punto anterior, yde igual manera obtenga una curva de titulación. Está curva seráacoplada a la gráfica que obtendrá en el siguiente punto (2B). Es decir,los mililitros de NaOH añadidos y su correspondiente pH se graficarán ala derecha del cero. Sobre el eje Y (el cero en el eje X) se graficará el pHde la solución de glicina sola y a la izquierda el valor de pHcorrespondiente a los mililitros de HCI añadidos.

2B. Titulación del aminoácido con ácido fuerte.

(HCl 0.1 N vs Glicina 0.1 N)1. Mida nuevamente 10 ml de glicina 0.1 N (teniendo cuidado deenjuagar bien el vaso de precipitados utilizado en la titulación anterior).2. titule ahora con HCI 0.1N agregándolo de 2 en 2 mililitros. Grafiqueesta titulación acoplándola a la gráfica de titulación que se realizó con labase fuerte.

3A. Titulación de una solución buffer de fosfatos con ácido fuerte.(HCI 0.05 N vs sol. de fosfato.

1. Se prepararán para todo el grupo 250 ml de una solución de fosfato

monobásico NaH2PO4 0.1 M, y 250 ml de otra solución de fosfatodibásico Na2HPO

40.1M

2. A partir de las soluciones anteriores, empleando la ecuación deHenderson-Hasselbach, el equipo 1 preparará 50 ml de un buffer defosfatos con un pH de 6.7, el equipo 2 preparará el mismo buffer perocon un pH de 6.2, el equipo 3 con un pH de 5.7, el equipo 4 con un pHde 7.2 y el equipo 5 con un pH de 7.7., equipo 6 pH 5.8; equipo 7 pH =7.0.3. Después de haber preparado la solución buffer, verifique su pHempleando preferentemente el potenciometro.4. Tome 10 ml de la solución anterior y colóquela en un vaso. Agregue

1 ml de ácido clorhídrico 0.05 N de la bureta, mida el pH y anótelo.



39

6. Continúe añadiendo el ácido poco a poco (ml a ml) y tome el pHcada vez. Prosiga las adiciones y mediciones hasta que vea uncambio notorio en el pH o complete 6 mediciones (lo que ocurraprimero).

3B. Titulación de una solución buffer de fosfatos con una basefuerte.

(NaOH 0.05 N vs sol. Buffer de fosfatos)

1. Tome 10 ml. De la solución buffer de fosfatos y colóquela en unvaso.

2. Agregue 1 ml. De Na OH 0.05 N, medir pH y anotar.3. Seguir agregando base ml. A ml hasta obtener un cambio aparente

en el pH o completar 6 mediciones (lo que ocurra primero).

4. Con los resultados obtenidos realizar la curva de titulación y acóplelaa la gráfica de titulación con el ácido, tal y como se realizo para laglicina.

5. Intercambie resultados con los otros equipos.

EJERCICIOS:1. ¿Cuántos ml de NaOH 0.3 N se requieren para neutralizar 20 ml deHCI 0.5 N?2. ¿Cuál fue la solución buffer que mejor “resistió” los cambios de pHocasionados por el ácido y por la base? ¿Cómo explica esto?

3. Calcular basándose en la ecuación de Henderson Hasselbach larelación bicarbonato/ác. Carbónico en el suero sanguíneo si el pH deéste fuera de 7.4. ¿y si el pH fuera de 7.1?. ¿y con un pH de 7.7? (elácido carbónico tiene una pK de 6.1).4. Describa brevemente los cambios de pH, pCO

2y HCO

3

- que sepresentan en los diferentes tipos de ácidosis y alcalosis.



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PRACTICA 10

DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN DE UN ELECTROLITO (IONCLORO)

EN LÍQUIDOS CORPORALES Y TITULACIÓN DE CO2

EN SUERO

Los electrolitos tienden a disociarse en soluciones acuosas y suprincipal función en los diferentes compartimentos del organismo esconservar las condiciones eléctricas y osmóticas del cuerpo.

El cloro en el suero se encuentra a una concentración aproximadade 103 mEq/l. La ingesta de este varía de 69 a 260 mEq/día y seexcreta alrededor de 119 mEq/día. Las pérdidas de cloruro pueden seracompañadas por pérdidas de sodio o de otros cationes, lo cual enalgunos casos específicos pueden dar lugar a alteraciones del equilibrioácido-básico.

Los principales productos finales del metabolismo celular lo son elbióxido de carbono (CO2) y el agua. El CO

2es una gas que al acumularse

en la célula ejerce una cierta presión que le permite salir al exterior. Enel hombre el CO

2pasa del espacio intracelular al espacio intersticial en

donde su permanencia es muy corta ya que pasa rápidamente al espaciointravascular en donde una fracción de este se hidrata espontáneamenteformando ácido carbónico (H

2CO

3) el cual permanece en el plasma. El

resto del CO2

pasa al interior del eritrocito en donde la enzima anhidrasacarbónica forma activamente H

2CO

3, el cual se disocia produciendo un

protón y el ion bicarbonato (HCO3

-). Mientras que el protón es“amortiguado” por la hemoglobina, el HCO

3

- sale del eritrocito en unintercambio con el ion cloro. De esta manera el CO2 total del plasmaestá dado por el bicarbonato mas el ácido carbónico. El contenido deCO

2de una muestra de plasma se determina midiendo el volumen de

CO2

liberado al acidificar la muestra con un ácido fuerte. La adición delácido fuerte es necesaria para llevar todo el bicarbonato a ácidocarbónico, cuya titulación indica la concentración de CO

2en dicha

muestra.Según las leyes de los gases, 1 mmol de cualquier gas ocupa un

volumen de 22.4 ml (a presión y temperatura normales). Como el CO2

es un gas se puede obtener su volumen, y su concentración suele

expresarse como un porcentaje del volumen plasmático que ocuparía sino estuviera disuelto. La concentración normal de CO2

total en plasmaes de 22 a 27 mM.

OBJETIVOS1. Que el alumno sea capaz de explicar la relación entre CO

2y el estado

ácido-básico. 2. Que el alumno comprenda como la concentración plasmática de union (cloro) puede influir en el estado ácido-básico del paciente.3. Que el alumno maneje el concepto de titulación.4. Que a través de procesos de titulación el alumno sea capaz de mediren plasma la concentración de cloro y de CO2 total.



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MATERIAL Y MÉTODO1 pipeta de 5 ml 3 tubos de ensayo Soluciónsalina al 0.85% Micropipetas 1 bureta de 25 mlRojo de fenol2 pipetas volum. 0.1 ml HCl 0.01 N

Difenilcarbazona 0.01MMatraces Erlen Meyer de 50 ml . Hg (NO

3)2

0.01N Sol.patrón de clorurosSuero sanguíneo problema NaOH 0.01 N

Determinación de CO2en suero

1. En un matraz de 50 ml colocar 0.1 ml de suero y añadir 3 ml de sol.salina al 0.85%2. Agregar una gota de rojo de fenol

3. Añadir 1 ml de HCl 0.01 N (se obtendrá un color amarillo verdoso)4. Titular el exceso con la solución de NaOH 0.01 N. El vire de colorserá a un color rojo “fresa”. 5. Repetir lo anterior en una segunda muestra de suero para comprobaro corregir.Cálculos:1. ( 1 ml HCl) - ml gastados de NaOH) x 100 = mM de CO

2

2. mM de CO2

x 2.24 = vol. de CO2

Valor normal:22-27 mM (50-60 vol. %)

Determinación de cloro en suero 1. Marcar tres tubos de ensayo: A1 y A2 para el suero problema y tuboB: control.2. Colocar 0.1 ml de suero en cada uno de los tubos A1 y A2, y 0.1 mlde solución patrón de cloruros en el tubo B.3. Añadir a cada uno de los tres tubos 0.9 ml de agua desionizada y 6gotas de una solución indicadora de Difenilcarbazona.4. Titular con una solución de Hg(NO

3)2

0.01 N de la siguiente maneraAñadir el nitrato mercúrico gota a gota al tubo control (B) hasta elmomento que aparezca un color violeta intenso. Esta valoración será

testigo, es decir sólo sirve para practicar y apreciar el punto final.Anote los mililitros de Hg(NO3)2

gastados.Añada el nitrato mercúrico gota a gota al tubo A1 hasta obtener elcolor violeta intenso. (se obtiene un color mas obscuro por formaciónde coloides). Anotar los mililitros gastados.Repetir el procedimiento anterior con el tubo A2 para comprobar ocorregir lo obtenido en el tubo A1.



42

Cálculos:1 ml de Hg(NO

3)2

0.01 N titula 0.355 mg/100 ml de cloro de la soluciónpatrón. Por tanto:mg de Cl- / 100 ml de suero = ml gastados de Hg(NO

3)

2X 355

mEq de Cl- / litro = (mg de Cl - / 100 ml x 10)/ 35.5

Valor normal:334-395 mg/100 ml (94-111 mEq/l)

EJERCICIOS

1. ¿Cómo se distribuye el cloro en el organismo?2. ¿Que intervención tiene en el equilibrio ácido básico el ion cloro?3. ¿Cómo maneja el cloro el riñón?4. ¿Cómo maneja el CO

2el riñón?

PROGRAMA BQ, 2011-2012-1

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