Departamento de Microbiología

PRÁCTICAS DE BACTERIOLOGÍA

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INTRODUCCIÓN

La finalidad del análisis microbiológico de las aguas es el control de calidad

microbiológica de las mismas, establecido en el Real Decreto 140/2003, de 7 de Febrero, de la Presidencia del Gobierno (normativa técnica desarrollada en la Orden Ministerial del Ministerio de Sanidad y Consumo aparecida en el BOE del 21 de Febrero de 2003).

En dicha Orden se establecen las normas oficiales de análisis para la

investigación de * bacterias aerobias totales, * bacterias coliformes, * enterococos fecales y * clostridios sulfito reductores

El objeto de la investigación de estos microorganismos concretos es que, al ser

todos ellos componentes habituales de la microbiota comensal del intestino del hombre y animales, sirven de indicadores de una posible contaminación fecal del agua en estudio. Además, al presentar diversos grados de resistencia a los factores medioambientales, su cuantificación permite establecer también la evolución de la contaminación en el tiempo. En esta práctica vamos a realizar también la búsqueda específica de vibrios en agua, auque esta se realiza sólo en caso de sospecha por brotes epidémicos.

DETERMINACIÓN DE BACTERIAS COLIFORMES En la mencionada Orden Ministerial se definen como coliformes totales aquellas

bacterias de morfología bacilar, Gram negativas, aerobias o anaerobias facultativas, oxidasa negativas, no esporógenas, que fermentan la lactosa con producción de ácido y de gas a 37˚C en un tiempo máximo de 48 h. Este grupo comprende los géneros Escherichia, Citrobacter, Klebsiella y Enterobacter.

La denominación más específica de coliformes fecales hace referencia a aquellas

bacterias comprendidas en el grupo de coliformes totales, que además son capaces de fermentar la lactosa con producción de ácido y de gas a 44˚C, en un tiempo máximo de 24 h.

El BOE recomienda el Método de los tubos múltiples o del número más probable (NMP) o alternativamente el método de filtro de membrana.

En esta práctica nos vamos a centrar a determinar las bacterias coliformes en aguas mediante el método de los tubos múltiples o polimetría.

PRÁCTICA 1: ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO DE AGUAS

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FUNDAMENTO Se trata de determinar el número de coliformes mediante siembra de distintos volúmenes del agua a analizar en series de tubos conteniendo medio de cultivo líquido lactosado y resiembra en medio de cultivo selectivo con incubación a temperaturas adecuadas. PROCEDIMIENTO El procedimiento comprende las pruebas presuntiva, de confirmación de coliformes totales y de confirmación de coliformes fecales. 1. Prueba presuntiva

Es un procedimiento de criba en el que una reacción negativa excluye la presencia del grupo coliforme y una reacción positiva indica su posible presencia.

Se dispone de un frasco con 50 ml y dos series de tubos conteniendo 10 y 1 ml

respectivamente de caldo MacConkey, provistos de una campana de recogida de gases (campana Durham).

Mediante pipetas estériles, sembrar el frasco y los tubos con un volumen igual

de agua, ya homogeneizada. Debido a ello el medio debe prepararse a doble concentración. Tras la siembra se homogeneizará el contenido de los tubos y se incubará a 37˚C durante 24 horas.

Interpretación de los resultados

Se consideran tubos positivos aquellos en los que se observa viraje del indicador, debido a la acidificación del medio, y aparición de gas en la campana de fermentación. 2. Prueba confirmativa 2.1 Coliformes totales

Es un procedimiento mediante el cual una reacción negativa excluye la presencia del grupo coliforme, mientras que una reacción positiva indica su presencia inequívoca.

Deben someterse a esta prueba todos los tubos que hayan resultado positivos en

la prueba presuntiva. A partir de éstos, y después de homogeneizar su contenido, se sembrará, mediante asa en estría, sobre la superficie de placas de Petri conteniendo medio de agar-lactosa-eosina-azul de metileno (medio de Teague Lévine o EMB). A continuación se incubará a 37˚C durante 24 h.

Sobre este medio las bacterias fermentadoras de lactosa dan colonias

características opacas y pigmentadas en rosa, azul violeta oscuro con o sin reflejo metálico. Las colonias distintas de las descritas corresponden a bacterias no fermentadoras de lactosa. De cada placa se selecciona una colonia de cada uno de los diferentes aspectos descritos como característicos y se resiembra mediante hilo o asa

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sobre agar nutritivo inclinado. A continuación, y sin recargar, se resiembra un tubo de caldo MacConkey, con campana de Durham, incubándose a 37˚C durante 24 h.

Al término de la incubación se comprueba la producción de gas en el tubo

lactosado y caso de ser positiva, se toma mediante asa o pipeta Pasteur una porción del cultivo desarrollado sobre agar inclinado, y se le practica la prueba de la oxidasa. O bien se cultiva la bacteria en agua de peptona y se le realiza la prueba del indol. Esta prueba mide la producción del indol a partir de triptófano debido a la acción del enzima triptofanasa. Este enzima degrada el triptófano hasta indol y pirúvico, el cual es utilizado para la obtención de energía. El indol, por el contrario se acumula en el medio y puede ser puesto de manifiesto con reactivo de Kovac, el cual va a extraer el indol, que va a reaccionar con el para-dimetilaminobenzaldehido, dando lugar en medio ácido a un compuesto de color rojo, que queda concentrado en forma de un anillo en la parte superior del tubo, ya que el alcohol amílico no se mezcla con el agua y es menos denso.

Lectura e interpretación de resultados

Si en la placa de medio EMB no se han desarrollado colonias o bien las que han aparecido no son fermentadoras de lactosa con producción de gas, la prueba de confirmación es negativa.

Si la colonia aislada es fermentadora de lactosa con producción de gas y oxidasa

negativa o indol positiva, la presencia de coliformes totales se considerará confirmada. Si la reacción de la oxidasa es positiva, o la del indol es negativa, la presencia de coliformes totales se considerará negativa aunque la colonia aislada haya fermentado la lactosa con producción de gas.

Para el cálculo del NMP de coliformes totales se contabilizarán como positivos aquellos tubos de la serie elegida que hayan dado una prueba de confirmación positiva. En los tubos en los que la prueba confirmativa de coliformes totales, que se habrá realizado simultáneamente, según se expone a continuación, haya resultado positiva, no es necesario proceder a la prueba de la oxidasa o del indol.

2.2 coliformes fecales

Es un procedimiento mediante el cual una reacción negativa excluye la presencia de coliformes fecales, mientras que una reacción positiva indica su presencia inequívocamente.

Deben someterse a esta prueba todos los tubos que hayan resultado positivos en la prueba presuntiva. A partir de éstos se resiembra mediante asa o dos gotas de pipeta Pasteur, tantos tubos de caldo MacConkey como tubos positivos presuntivos, incubándose inmediatamente a 44˚C durante 24 h. Lectura e interpretación

Si se observa crecimiento bacteriano con producción de gas a las 24 h o antes, la presencia de bacterias coliformes se considerará confirmada. Para el cálculo del NMP de coliformes fecales se contabilizarán como positivos aquellos tubos de la serie que hayan dado prueba de confirmación positiva.

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Las aguas aptas para consumo deberán contener menos de 1 coliforme por cada 100 ml. 3. Pruebas de identificación Se realizarán las pruebas de Tinción de Gram, Oxidasa e Indol COMPOSICIÓN DE LOS MEDIOS DE CULTIVO Y REACTIVOS Caldo MacConkey

Composición Cantidad Bilis de buey 0.5% Peptona 2% Lactosa 1% Púrpura de bromocresol 0,001% pH 7,4

Agar con eosina y azul de metileno (Teague-Levine) EMB

Composición Cantidad Peptona 1% Lactosa 0,5% Sacarosa 0,5% Fosfato dipotásico 0,2% Agar 1,35% Eosina amarilla 0,04% Azul de metileno 0,0065% pH 7,2

Agua de Peptona

Composición Cantidad Peptona 1% NaCl 0,5% pH 7,2

Reactivo de Kovac

Composición Cantidad Alcohol amílico 150 ml p-dimetil aminobenzaldehido 10 g HCl concentrado 50 ml

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Figura 1. Esquema de la determinación de bacterias coliformes

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Tabla 1. Lectura del NMP para coliformes

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ESTREPTOMETRÍA

Es una técnica que básicamente consiste en la determinación de la presencia de enterococos en aguas, considerándose ésta como índice de contaminación fecal de las mismas. Entre las principales razones que inclinan a esta consideración se pueden señalar : 1.- Los enterococos no se encuentran en aguas puras, suelos y lugares exentos de vida animal. Este argumento no es válido para la mayoría de las denominadas bacterias coliformes. 2.- La presencia de enterococos indica necesariamente contaminación por heces. 3.- El enterococo tiene requerimientos nutritivos más complejos y por ello difícilmente se multiplica en el agua. Sin embargo es un magnífico indicador de contaminación fecal, porque resiste mejor que E.coli la cloración de las aguas y en general la sobrevive, respecto al tiempo, en el agua. La legislación recomienda un método de prospección para estreptococos basado en el contaje presuntivo de enterococos por la técnica del NMP en el medio de Rothe, cuya formulación es la siguiente: Medio de Rothe doble concentrado

Composición Cantidad Peptona 40 g Glucosa 10 g Cloruro sódico 10 g Fosfato dipotásico 5,4 g Azida sódica 5,4 g Fofato monopotásico 0,4 g Agua destilada 1000 ml pH 7,0

Calentar suavemente hasta la total disolución. Repartir en tubos grandes a razón de 10 ml/tubo. Esterilizar el autoclave durante 20 min a 120 ºC. El medio de Rothe, concentración simple, se prepara igual que el anterior, manteniendo el mismo volumen de agua pero poniendo la mitad de los sólidos. Se reparte en tubos a razón de 10 ml/tubo y se esteriliza.

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1. Estreptometría presuntiva La prueba presuntiva se lleva a cabo con la técnica del NMP en tubos de diluciones múltiples siguiendo el siguiente esquema:

Medio de Rothe a razón de 10 ml/tubo Enturbiamiento = + Incubación a 37 ºC, 48 h. Lectura Inalterado = - Estima del NMP con los tubos correspondientes

Figura 2. Estreptometría presuntiva 2. Estreptometría confirmativa Se lleva a cabo transfiriendo un asa de cada uno de los tubos sospechosos a un tubo del medio de Litsky que además de la azida contiene violeta de etilo como inhibidor de otras bacterias distintas a los enterococos. Los tubos inoculados se incuban a 37 ºC durante 48 h. Se consideran positivos aquéllos que presentan crecimiento, que se manifiesta por la turbidez y el sedimento rojo ladrillo característico. La legislación recomienda para esta prueba el medio de Litsky cuya fórmula es la siguiente:

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Se disuelven los sólidos y se reparte en tubos esterilizándose en autoclave durante 20 min. a 120 ºC.

La estima del número de enterococos se expresa por 100 ml de muestra y se hace con el NMP sobre las tablas adecuadas tomando como base los tubos de la prueba presuntiva que luego se han confirmado como positivos. Sin embargo debe completarse con una identificación definitiva, por siembra sobre medios sólidos y verificación de las características morfológicas y fisiológicas de los estreptococos del grupo D de Lancefield.

Composición Cantidad Peptona 20 g Glucosa 5 g Cloruro sódico 5 g Fosfato dipotásico 2,7 g Fosfato monopotásico 2.7 g Azida sódica 0.3 g Violeta de etilo (solución al 0.01%) 5 ml

Agua destilada 1000 ml

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Caldo hipersalino para probar la tolerancia al NaCl (6.5%) de los enterococos (The Prokaryotes, pág. 1594).

Composición Cantidad Caldo de infusión de corazón 25 g NaCl 60 g Indicador (1.6 g de púrpura de bromo cresol en 100 ml de Etanol de 95) 1 ml

Glucosa 1 g Agua destilada 1.000 ml

Reacción positiva : cambio de púrpura a amarillo o bien sin cambio pero con crecimiento obvio.

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Tabla 1. Lectura del NMP para estreptococos

Aislamiento de Clostridium sulfito-reductores FUNDAMENTO Son aquellas bacterias de morfología bacilar, Gram-positivas, anaerobias estrictas capaces de formas esporas y con actividad de reducción de los sulfitos (SO3

2-). La técnica se basa en contar el número de colonias con capacidad sulfito reductora, desarrolladas en medio de cultivo sólido glucosado conteniendo sulfito sódico y una sal de hierro. La detección simultánea de coliformes y de C. perfringes, o de este anaerobio y de E. coli constituye una clara evidencia del origen fecal de la contaminación. La presencia exclusiva de clostridios debe interpretarse como indicio de contaminación fecal remota MATERIALES

• La legislación recomienda el medio de Wilson-Blair • Medio de Wilson-Blair (agar glucosa sulfito hierro)

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Medio de Wilson-Blair Peptona 1% Extracto de carne 0,3% ClNa 0,5% Glucosa 2% Agar 3%

Disolver por calentamiento y repartir a razón de 15 ml/tubo en tubos con capacidad de 50 ml, y esterilizar en autoclave.

• Solución acuosa de sulfito sódico puro cristalizado (SO3Na2 10H2O al 10%).

Esterilizar al baño María durante 10 min. Esta solución debe ser recientemente preparada.

• Solución acuosa de citrato de hierro amoniacal al 5%. Preparar asépticamente sin esterilizar por calor.

Figura 4 . Clostridiometría

PROCEDIMIENTO

• Fundir de los tubos del medio de cultivo base y mantener a 70 ºC • Entonces añadir: 0,5 ml de solución de citrato hierro amoniacal y1 ml de solución

de sulfito sódico. • Mezclar suavemente para evitar la incorporación de aire al medio.

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• Con objeto de destruir las formas bacterianas vegetativas, se calienta la muestra de agua a 80oC durante 5 min y se deja enfriar el agua hasta 60 oC.

• Adicionar 15 ml del agua calentada a los tubos ya preparados, mezclando bien (suavemente para evitar burbujas de aire) y dejando enfriar (baja grifo de agua fría para que solidifique)

• Incubar posteriormente a 37oC durante 24-48 h. Enriquecimiento, aislamiento e identificación de vibrios

En esta práctica se pretende la búsqueda e identificación de bacterias del género Vibrio. CULTIVO DE ENRIQUECIMIENTO Mezclar 9 ml de agua a analizar (residual, de río, etc.) con 1 ml de agua de peptona concentrada 10 veces (pH 8.6). Incubar a 37ºC durante 24 horas. Observar si se produce enturbiamiento del agua de peptona. Agua de peptona

Composición Cantidad Peptona 1% Cloruro sódico 0,5% pH 8,6

AISLAMIENTO DE VIBRIOS Tomar con el asa una muestra del cultivo de enriquecimiento en agua de peptona y sembrar una placa de medio TCBS. Medio TCBS El medio contiene agar-Tiosulfato-Citrato-sales Biliares-Sacarosa.

Compuesto gramos/litro Peptona de caseína 5,0 Extracto de levadura 5,0 Citrato sódico 10,0 Tiosulfato sódico 10,0 Bilis de buey 5,0 Colato sódico 3,0 Sacarosa 20,0 Cloruro sódico 10,0 Citrato de hierro (III) 1,0 Azul de timol 0,04 Azul de bromotimol 0,04 Agar-agar 14,0 pH final 8,6

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Suspender 88 g en 1 litro de agua destilada y llevar a ebullición; hervir durante 1 minuto. Enfriar a 45-50ºC y repartir en placas de Petri. No autoclavar.

La composición del medio TCBS permite un abundante crecimiento de V. cholerae y V. parahaemolyticus. También crecen V. alginolyticus y los vibrios NAG.

Igualmente se producen reacciones diferenciales en el agar TCBS útiles para la identificación presuntiva de los vibrios. Así, V. cholerae forma colonias planas amarillas lisas de 2 a 4 mm de diámetro. V. alginolyticus también fermenta la sacarosa y da lugar a colonias amarillas, grandes. V. parahaemolyticus como no utiliza la sacarosa produce colonias verde azuladas.

Las enterobacterias quedan fuertemente reprimidas por las elevadas concentraciones de citrato, tiosulfato, bilis y cloruro sódico, así como el pH del medio fuertemente alcalino (8.6). Aunque pueden aparecer algunas colonias entéricas, su tamaño y aspecto son fácilmente diferenciables de los vibrios.

Solamente algunas razas de Proteus, Aeromonas y Pseudomonas, sacarosa positivas, forman colonias amarillas semejantes a algunos vibrios.

La bilis de buey y el colato inhiben específicamente a los enterococos. Pero excepcionalmente pueden aparecer colonias muy pequeñas y amarillas que corresponden a los enterococos.

El indicador mixto Azul de timol-Azul de bromotimol presenta un claro viraje a

amarillo por la formación de ácido, incluso en medio fuertemente alcalino. INTERPRETACIÓN. Tras incubación de 18-24 horas a 37ºC Microorganismo Crecimiento Apariencia de las colonias Bacillus subtilis Negativo Staphylococcus aureus Negativo Colonias amarillas diminutas a las 48 h Proteus mirabilis Negativo Colonias gris oscuras a las 48 horas Vibrio cholerea Bueno Colonias planas de 2-3 mm Ø , amarillas Vibrio parahaemolyticus Bueno Colonias azul verdoso Vibrio alginoyiticus Bueno Colonias amarillas Enterobacterias y otras Puede crecer Colonias diminutas y transparentes E. coli Negativo Enterococcus faecalis Puede crecer Colonias amarillas diminutas a las 24 h IDENTIFICACIÓN Kligler

Oxidasa Indol G L SH2 Gas Aglutinación + + + - - - -

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MICROBIOTA DE PIEL Y MUCOSAS TOMA DE MUESTRAS Y SIEMBRA Se lleva a cabo mediante una torunda de algodón estéril frotando sobre la zona deseada, bien orofaringe, bien piel u otra cualesquiera. A continuación se disemina en la superficie de un medio sólido adecuado. En este caso se hará sobre medio de tripticaseína soja (TSA), tripticaseína soja-sangre (TSA-Sangre) y medio de Baird Parker. Finalmente las placas se incuban a 37 ºC durante 24-48 h hasta aparición de las colonias bacterianas. MEDIOS DE CULTIVO Medio de TSA (en gramos por litro de agua destilada) Peptona de caseína 15 Peptona de soja 5 Cloruro sódico 5 Agar 15 pH final = 7.3 Preparación : Se mezclan los sólidos con el agua, agitando para obtener una suspensión homogénea. Ajustar, si es necesario, el pH a 7.3. Esterilizar en autoclave a 120 ºC, durante 15 minutos. Medio de TSA-Sangre Se prepara medio TSA siguiendo las indicaciones anteriormente dichas. Una vez estéril se mantiene en sobrefusión en baño a 50 ºC, adicionándole, en cuanto el medio haya alcanzado esta temperatura, un 5% de sangre de carnero desfibrinada. Se mezcla bien y se distribuye en placas de Petri. Medio de Baird Parker Es un medio selectivo que permite el aislamiento de cepas de Staphylococcus aureus

PRÁCTICA 2: MICROBIOTA COMENSAL HUMANA

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Base para agar de Baird Parker (en gramos por litro de agua destilada):

Composición g/l Peptona 10 Extracto de carne 5 Extracto de levadura 2 Piruvato sódico 10 Glicocola 12 Cloruro de litio 5 Agar 14

Preparación: Disolver los sólidos en el agua hasta conseguir una suspensión homogénea. Ajustar, si es necesario el pH a 7.2. Esterilizar en autoclave a 120 ºC, durante 20 min. A continuación colocar en baño de agua a 50 ºC, para mantener en sobrefusión y añadir de forma estéril 5 % de emulsión de yema de huevo y 1% de una solución de telurito potásico (1%). Preparación de la emulsión de yema de huevo : Colocar el huevo en una solución de HgCl2 al 1/1000 (límite de solubilidad) y mantenerlo en ella durante 1 minuto. Romper suavemente la cáscara y permitir que salga la clara, que se desecha. Recoger la yema en un matraz estéril y adicionar solución salina estéril en proporción 3 partes de huevo/ 7 partes de sol salina. Emulsionar agitando durante 2 minutos y finalmente adicionar al medio base o bien guardar en frío hasta su uso (una semana como máximo).

IDENTIFICACIÓN DE RAZAS DE Staphylococcus aureus Las tres pruebas más comúnmente empleadas son la fermentación del manitol, la coagulación del plasma de conejo y la producción de DNasa. 1. FERMENTACIÓN DEL MANITOL Se lleva a cabo inoculando en picadura la bacteria problema en el medio de Hugh-Leifson en manitol, cuya composición es la siguiente, en gramos/100 ml de agua :

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Composición g/l Peptona 0,2 Cloruro sódico 0,5 Fosfato dipotásico 0,03 Manitol 1 Púrpura de bromocresol, Solución en etanol al 1% 0,3

Agar 0,3 pH 7,1

Preparación: Se disuelven los sólidos agitando la suspensión hasta homogeneidad y finalmente se calienta para fundir el agar. El medio fundido se reparte en tubos a razón de 2 ml/tubo y se esteriliza a 117 ºC durante 15 min. Una vez inoculado el medio se vierte sobre la superficie del mismo una pequeña capa de parafina líquida estéril y se lleva a incubar a 37 ºC. La prueba será positiva si el indicador, violeta a pH neutro, vira a amarillo por acumulación de ácidos. 2. PRUEBA DE LA COAGULASA En esta prueba se investiga la producción de enzimas tipo coagulasa, ya que entre los cocos G+, son únicamente las razas de Staphylococcus aureus, la que dan lugar a la coagulación de los plasmas humano o de conejo en un plazo de 24 horas. Procedimiento: A partir de un cultivo puro de la cepa a estudiar, se siembra un caldo nutritivo que se incuba a 37 ºC durante 18 horas. Mezclar en un tubo de hemólisis 0.5 ml de plasma de conejo convenientemente diluido y 0.5 ml del cultivo de la bacteria problema. Incubar la mezcla en la estufa a 37 ºC durante 24 horas. Las cepas coagulasa + producirán solidificación del plasma pudiendo incluso invertirse el tubo en la mayoría de los casos. 3. PRUEBA DE LA DNasa Se investiga la capacidad de producción de enzimas desoxirribonucleasas por parte de razas Stapyhylococcus aureus como prueba confirmativa de ser razas patógenas. Se lleva a cabo inoculando las placas con el medio de la DNasa mediante una estría o una cruz, aspa, o un botón de la bacterias problema. Para la lectura de los resultados se inundan las placas con ácido clorhídrico 1N y se observa si se forman zonas transparentes alrededor de la estría. Si la placa queda totalmente turbia tras el tratamiento con el clorhídrico se considera que la prueba es negativa. Si por el contrario aparece una zona transparente alrededor del crecimiento, la prueba se considera positiva.

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El HCl reacciona con el ADN dando lugar a un precipitado blanco que enturbia el medio. Sin embargo, el HCl no reacciona con fragmentos de nucleótidos resultantes de la despolimedrización del ADN, porque dará lugar a un halo claro alrededor del crecimiento y el resto quedará turbio. Medio de cultivo para prueba de la DNasa

Composición g/l Triptosa 20 Cloruro sódico 5 ADN 2 Agar 15 pH 7,3

Suspender 42 g en 1 litro de agua destilada y llevar a ebullición con agitación constante para fundir el agar. Se reparte y se esteriliza a 121ºC, 15 minutos. Repartir en placas.

MICROBIOTA COMENSAL DE LA BOCA Recuentos salivares de Lactobacillus Los Lactobacillus, al igual que muchos estreptococos (S. mutans), son microorganismos que se encuentran en la cavidad oral y estrechamente relacionados con la caries dental. Específicamente, muchas especies de Lactobacillus se encuentran vinculados con la progresión de la caries en dentina. El medio MRS es un medio de cultivo sólido para lactobacilos según Man, Rogosa y Sharpe (MRS) y con la siguiente composición.

Composición g/l Peptona 10 Extracto de carne 8 Extracto de levadura 4 Glucosa 20 Acetato sódico 5 Citrato triamónico 2 Sulfato magnésico 0,2 Sulfato de manganeso 0.05 Fosfato dipotásico 2 Polisorbato 80 1 Agar 17 pH 6,2

La adición de magnesio, manganeso y acetato, junto con el polisorbato facilitan en gran forma el crecimiento de los lactobacilos, incluso las especies más exigentes,

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como Lactobacillus brevis y L. fermenti. La selectividad del medio MRS es escasa y con frecuencia se suelen presentar contaminantes. El fundamento de esta práctica consiste en hacer un recuento de especies de Lactobacillus a partir del sarro dental o de la saliva. Para ello se toma la muestra mediante una torunda estéril y se inocula placas de medio MRS. Las placas se incuban a 37ºC. Al cabo de dos días comienzan a aparecer unas colonias pequeñas correspondientes a los lactobacilos. Según el número de colonias aparecidas nos dará idea de la densidad de estas bacterias en la cavidad oral.

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Se observarán al microscopio óptico las siguientes bacterias

Referencia Bacteria Comentario Anotaciones del alumno COCOS Ba117e Streptococcus pneumoniae Agente causal de la

neumonía

Ba 1113e Neisseria meningitidis (intracelular)

Agente causal de la meningitis

Ba 115e Streptococcus pyogenes (frotis de pus)

Infecciones piogénicas

BACILOS NO ESPORULADOS GRAM POSITIVOS Ba 137f Corynebacterium difteriae

Agente causal de la difteria

Ba 127d Lactobacillus bulgaricus Bacterias del Yogurt Ba 133g Mycobacterium tuberculosis

(sección de un tejido infectado)

Agente causal de la tuberculosis

Ba 135h Mycobacterium leprae Agente causal de la lepra BACILOS NO ESPORULADOS GRAM NEGATIVOS Ba 1502 d Brucella abortus Produce abortos en

algunos animales

Ba 1418e Erwinia caratovora Podredumbre blanda en vegetales

Ba 1427e Pseudomonas solonacearum Agente causal de la wilt en el tabaco

Ba 140d Rhizobium radicicola (sección de un nódulo de raíz)

Fijadores de nitrógeno

Ba 149d Shigella dysenteriae Agente causal de disentería Ba 1428e Xhanthomonas phaseoli Patógeno vegetal BACILOS ESPORULADOS Ba 125f Bacillus anthracis Agente causal del

carbunco

Ba 121d Bacillus subtilis Bacilo esporulado Clostridium perfringens Agente causal de

enfermedades citotóxicas (gangrena ycelulitis anaerobia ), intoxicaciones aliemntarias y enteritis necrotizante.

Ba 130f Clostridium tetani Agente causal del tétanos BACTERIAS ESPIRILADAS Y ESPIROQUETAS Ba 164f Vibrio comma Agente causal del cólera

asiático

Ba 165d Spirillum serpens Bacteria espirilada Rhodospirillum rubrum Bacteria fototrófica

anoxigénica

Ba 167g Borrelia duttoni Agente causal de fiebres recurrentes

Ba 170h Treponema pallidum Agente causal de la sífilis

PRÁCTICA 3: OBSERVACIÓN DE BACTERIAS AL MICROSCOPIO

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ACTINOMICETOS Y OTRAS BACTERIAS Ba 1528 Frankia alni (sección de

nódulos de raíz) Actinomiceto fijador de nitrógeno

Ba 152d Stretopmyces griseus Productor de Estreptomicina

Ba 1526f Actinomyces bovis Lesiones piogénicas en el ganado

Ba 157e Caulobacter Bacterias con pedúnculo Ba 193d Gallionella Bacterias con pedúnculo Ba 190d Sphaerotilus natans Bacteria con vaina.

Llamado hongo de las cloacas