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Evaluación de la producción de PMS en un bioreactor anaerobio de

membrana inmersa (BAnMI) para el tratamiento de aguas residuales.

Sandra Constanza Medina Muñoz Asesor: Manuel Salvador Rodríguez Susa, PhD. Departamento de Ingeniería Civil y Ambiental, Universidad de los Andes, Colombia.

Tesis de Maestría en Ingeniería. Diciembre de 2012.

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Palabras Claves:

Tratamiento de aguas residuales

Bioreactor de membrana (MBR)

Productos Microbiales Solubles

(PMS) Ensuciamiento de membrana

ABSTRACT

_____________________________________________________________________ Se evaluó el comportamiento de los PMS en un reactor anaerobio de membrana inmersa de 32 L, tomando muestra del lodo en 3 diferentes alturas (0.145m, 0.445m, 0.75m) y del permeado. Se varió la carga orgánica aplicada en 3.0 ± 0.8 kg DQO/m

3d

(fase 1) y 4.1 ± 0.8 kg DQO/m3d (fase 2), cuyas corridas duraron 144 d y 83 d,

respectivamente. Se obtuvo una mayor producción de PMS en la fase 2, la cual causó mayor ensuciamiento de la membrana. No hubo diferencias estadísticamente significativas (p>0.05) en los PMS extraídos del lodo en las diferentes alturas en ambas fases. En el permeado de la fase 1, hubo una reducción del 56% en la concentración de PMS del lodo, mientras que la reducción para la fase 2 fue del 70%. Esta reducción es equivalente a la retención de PMS efectuada por la membrana y por lo tanto al ensuciamiento. Se realizó la distribución de PMS por tamaños de peso molecular en los rangos <1kDa, 1-10kDa, 10-100kDa y >100kDa. Se encontró que la fracción de menor PM (<1kDa) predominó al inicio de operación de cada carga y a medida que pasa el tiempo, aumentaron las fracciones de mayor peso molecular (>10kDa) debido a su acumulación por menor degradabilidad. Los PMS se presentaron en su mayoría (81-90%) como DQO desconocida, asimismo fue predominante en todas las fracciones de PM, mostrando una amplia distribución de tamaños moleculares. Se requieren investigaciones focalizadas en la caracterización de la fracción desconocida de los PMS, para una mejor comprensión de su efecto en el ensuciamiento de la membrana y ofreciendo una guía en el diseño de postratamiento.

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1. Introducción

Colombia es considerado un país rico en el recurso

hídrico dado que su oferta es seis veces superior al

promedio mundial y tres veces mayor que la oferta de

Latinoamérica. Sin embargo, la disponibilidad del

recurso es escasa debido a que “cerca del 80% de la

población y las actividades económicas del país están

localizadas en cuencas con déficit natural de agua”

(Humboldt, 2011). Además la variabilidad climática,

las grandes presiones por el uso del agua y la

degradación de las cuencas hacen que las reducciones

de la oferta sean considerables (mayores al 50% para

un porcentaje muy alto en ríos) (IDEAM, 2010). Estas

presiones por el uso del agua están relacionadas con la

demanda doméstica y de los diversos sectores

industriales, además de la contaminación proveniente

de sus aguas residuales. Según el Estudio Nacional del

Agua realizado en el 2010 por el IDEAM, la carga

total de DBO generada por los sectores doméstico,

industrial y cafetero se estimó en 819235 toneladas al

año, donde el sector doméstico aportó el 65%, la

industria el 29% y el sector cafetero, el 6%. El estudio

también reporta que solo se removió el 11% de la

DBO a través de tratamiento de aguas residuales, de

manera que la carga orgánica biodegradable vertida a

los sistemas hídricos en Colombia durante el 2008

alcanzó las 729300 toneladas, equivalentes a 2026

toneladas al día (IDEAM, 2010). Esto afecta los

ecosistemas presentes en los ríos dada la reducción de

oxígeno disponible, y aportando patógenos que

repercuten en la salud de la población. Es por esto que

el tratamiento de aguas residuales es una necesidad.

Gran parte de las aguas residuales pueden ser

tratadas mediante procesos biológicos, gracias a la

actividad metabólica de un amplio rango de

organismos que degradan la materia orgánica presente

en el agua (Jeison & Van Lier, 2008). Estos procesos

pueden ser de tipo aerobio o anaerobio. La digestión

anaerobia es utilizada en el tratamiento de aguas

residuales debido a que provee ciertas ventajas sobre

los procesos aerobios tales como menores costos

operativos, dados los bajos requerimientos

energéticos, producción de biogás que puede ser

utilizado como fuente de energía, baja producción de

2

lodos, y soporte de altas cargas de diseño (Lettinga,

1995). No obstante, se presentan desventajas como el

lento crecimiento de los microorganismos, la

inestabilidad del tratamiento por la alta sensibilidad de

los organismos metanogénicos, la producción de

malos olores (Lettinga, 1995), la alta DQO residual

(Aquino, 2004), y la producción de ácido sulfhídrico

(Winkler, 1994). Algunas de estas limitaciones se han

logrado superar gracias a la introducción de los

reactores UASB (Upflow Anaerobic Sludge Blanket).

Este tipo de reactores permiten una mayor retención

de biomasa y mayor resistencia a los cambios de carga

debido a la aglomeración de los microorganismos en

gránulos (D'Abzac et al., 2010).

A partir de ésta configuración se han desarrollado

otras tecnologías que parten del mismo concepto de

retener biomasa y evitar lavados, como los EGSB

(Expanded Granular Sludge Bed), los reactores

híbridos con masa soportada (Luna, 2008), y los

reactores de circulación interna (IC); este último se

caracteriza por su configuración sencilla y facilidades

en operación (Meng et al, 2008). Es por esto que el

número de plantas de tratamiento anaerobio

construidas en Sur América han registrado un

crecimiento exponencial desde 1997 como se muestra

en la figura 1, donde cerca del 84% se basan en la

tecnología granular (UASB y EGSB) (Frankin, 2001).

Fig. 1. Plantas anaerobias construidas en Sur América (Frankin,

2001)

Un desarrollo relativamente nuevo en este tipo de

procesos son los bioreactores de membrana (MBR),

que logran combinar la tecnología de la membrana de

filtración con el proceso de degradación biológica de

manera que ofrecen mejor calidad de los efluentes,

bajos requerimientos de áreas, capacidad de tratar altas

cargas, menor producción de lodos (Le-Clech et al.,

2006) y mayor producción de biogás (Luna, 2008)

debido a que esta tecnología logra desacoplar casi

perfectamente el tiempo de retención hidráulico del

tiempo de retención de lodos, lo cual hace que la

separación sólido-líquido sea controlada y se logre

retener un mayor contenido de biomasa, factor que

representaba la mayor desventaja de las

configuraciones clásicas. Sin embargo, las

limitaciones en el uso de los MBR están relacionadas

con el ensuciamiento de la membrana, principalmente

como resultado de la presencia de sustancias

poliméricas extracelulares (EPS) y los productos

microbiales solubles (PMS) (Le-Clech et al., 2006),

las cuales se depositan en la superficie de la

membrana reduciendo su permeabilidad e

incrementando los costos operacionales (Yigit et al.,

2006). Estos costos radican principalmente en el

remplazo de la membrana y la demanda de energía

asociada a los requerimientos de limpieza para

mantener la permeabilidad de la membrana (Santos et

al., 2010).

Pese a que en un principio los MBR no se usaban

con frecuencia debido a los altos costos y la rápida

pérdida de eficiencia del proceso, estos reactores se

han abierto campo en el mercado (especialmente

europeo) en los últimos años, gracias a la introducción

de las membranas sumergidas en los Bioreactores.

Dado el potencial de la aplicación de los MBR en

el tratamiento del agua residual a nivel municipal y a

nivel industrial en Colombia, y la importancia de las

investigaciones relacionadas con el ensuciamiento de

la membrana, en éste trabajo se caracterizó el

comportamiento de los productos microbiales solubles

(PMS) en un bioreactor anaerobio de membrana

inmersa (BAnMI), considerando la carga orgánica de

alimentación y el punto de muestreo en el reactor

como variables del análisis. El Centro de

Investigaciones en Ingeniería Ambiental-CIIA de la

Universidad de los Andes ha realizado investigaciones

previas donde se ha logrado estandarizar las técnicas

necesarias para el análisis de PMS.

2. Objetivos 2.1 Objetivo Evaluar la producción de los PMS en cuatro puntos de

muestreo de un bioreactor de membrana inmersa para

el tratamiento de agua residual doméstica sintética, en

función de la carga orgánica aplicada.

2.2 Objetivos Específicos

Evaluar el comportamiento de los PMS durante la

operación de un bioreactor anaerobio de

3

membrana inmersa variando la carga orgánica del

influente en dos fases (3 y 4 kg DQO/m3d).

Evaluar el comportamiento de los PMS durante la

operación del BAnMI en 4 diferentes puntos de

medición ubicados verticalmente en el reactor.

Analizar la caracterización de los PMS por

distribución de peso molecular (PM) en los

siguientes rangos:

PM < 1 kDa

1 kDa < PM < 10kDa

10 kDa < PM < 100 kDa

PM > 100 kDa.

3. Marco Teórico

Todos lo parámetros de operación y diseño en un

MBR tienen influencia en el ensuciamiento de la

membrana; las condiciones operacionales, las

características de la membrana y los parámetros del

alimento y biomasa. Sin embargo las investigaciones

relacionadas al tema se han centrado en la influencia

de las sustancias biopoliméricas en el ensuciamiento

de la membrana (Le-Clech et al., 2006).

Las sustancias poliméricas extracelulares (EPS)

son un conjunto de macromoléculas como

polisacáridos, proteínas, ácidos nucleicos,

fosfolípidos, y otros compuestos poliméricos que se

encuentran en o por fuera de la superficie celular y en

el espacio intercelular de los agregados microbianos

(Meng et al., 2009). La función de los EPS es múltiple

e incluye la formación de comunidades bacterianas en

flocs y biopelículas, la generación de una barrera

protectora alrededor de la bacteria, retención de agua y

adhesión a superficies; generando una matriz de gel

altamente hidratada que concentra las células

microbiales y por ende, es responsable de la creación

de una barrera del flujo del permeado a través de la

membrana (Le-Clech et al., 2006) por medio de cuatro

mecanismos según lo planteado por Hermia (1982)

como se muestra en la figura 2 : a) constricción del

poro, b) bloqueo completo, c) bloqueo intermedio y d)

formación de torta.

Fig. 2. Mecanismos del ensuciamiento de membrana (adaptado de

Hurtado, 2011).

Los EPS se subdividen en dos categorías, EPS

insolubles (polímeros capsulares, gel condensado,

polímeros débilmente enlazados, y materia orgánica

adjunta) y los EPS solubles (macromoléculas solubles,

coloides y cienos) o también llamados productos

microbiales solubles (PMS) (Pan et al., 2009). Los

PMS son importantes debido a que siempre se

encuentran en los efluentes de sistemas de tratamiento

biológico y suelen representar la mayoría de la DQO

residual (Ni et al., 2011), esto es 83% - 91% e incluso

el 100% (Wu & Zhou, 2010). Además se ha

encontrado que ésta fracción soluble o coloidal es de

mayor importancia en el fenómeno de ensuciamiento

de la membrana, en comparación con la fracción

insoluble (Drews et al., 2007-1).

Los PMS se definen como un grupo de compuestos

orgánicos que son liberados a la solución como

resultado de diversos mecanismos (ver figura 3), de

manera que se clasifican en productos asociados a la

utilización del sustrato (UAP) y productos asociados a

la biomasa (BAP) (Meng et al., 2009). Los UAP son

producto del metabolismo del sustrato, el crecimiento

de la biomasa y la interacción con el medio ambiente,

mientras que los BAP son formados durante el

decaimiento de la biomasa, la lisis celular y la

hidrólisis de los EPS (Ni et al., 2011).

Fig. 3. Esquema de la formación y degradación de los EPS y PMS.

(Adaptado de Ni et al., 2011).

La diferenciación entre los UAP y los BAP no es

sencilla debido a la heterogeneidad de los

componentes de los PMS, en los que se han

encontrado alcanos, esteres, aromáticos, amidas (Wu

& Zhou, 2010), carbohidratos de cadena larga y en

general, compuestos más complejos que los

encontrados en sistemas aerobios (Zhou et al., 2009).

Sin embargo, se han realizado avances significativos

que han confirmado que los BAP tienen mayor peso

4

molecular que los UAP (i.e. PM >10kDa) y que

constituyen la mayor parte de la materia orgánica

soluble, exhibiendo características de coloides

hidrofílicos y macromoléculas de polisacáridos,

proteínas y/o compuestos amino-azúcar (Ni et al.,

2011).

En general, se ha encontrado que la disminución en

la producción de PMS se relaciona con los siguientes

factores:

Un rango óptimo de carga orgánica que se

encuentra entre 0.2-0.3 g DQO/g SST∙d o 0.2-0.8

g DBO/g SST∙d (Barker & Stuckey, 1999).

Menor concentración de DQO en el influente

(Barker & Stuckey, 1999; Ni et al., 2011).

Reducción de la DQO en el efluente en sistemas

biológicos no estresados (Mesquita et al., 2010)

Sustratos de mayor contenido energético (glucosa

vs. acetato) (Mesquita et al., 2010).

Sistemas no estresados (baja producción de

ácidos grasos volátiles, acumulación de biomasa

como sólidos suspendidos volátiles SSV)

(Mesquita et al., 2010).

Incrementos en el tiempo de retención de sólidos

(TRS) que a su vez se asocia a un menor

potencial del ensuciamiento de la membrana (Pan

et al., 2009). Sin embargo Aquino (2004) reporta

que el TRS óptimo debe estar alrededor de los 25

días, ya que a mayor TRS se forman PMS como

BAP originados por decaimiento celular, y a

menores TRS hay mayor metabolismo del

sustrato de manera que se presencian PMS como

UAP.

Los PMS se componen principalmente de

polisacáridos, proteínas y sustancias húmicas (Pan et

al., 2009) y se pueden calcular de dos maneras en

términos de DQO [mg/L] (Mesquita et al., 2010):

PMSDQO= DQOsol –AGVDQO –DQOSus Ec.1

PMSDQO= PMSp DQO+ PMSc DQO+DQOdesconocida Ec.2

AGVDQO= 1.07 x [acetato] + 1.51 x [propianato]

+1.82 x [butirato+isobutirato]

+2.04 x [valérico+ isovalérico]. Ec.3

Donde: DQOsol = DQO soluble (efluente filtrado a 0.2µm).

DQOsus = DQO sustrato (glucosa)

AGVDQO = AGV en términos de DQO. Como se muestra en la

ecuación 3.

PMSp DQO y PMSc DQO = proteínas y carbohidratos en términos de

DQO, respectivamente.

De la composición de los PMS se considera que la

fracción de polisacáridos o carbohidratos hidrofílicos

son los principales causantes en el ensuciamiento de la

membrana (Drews et al., 2007-2), mientras que las

sustancias húmicas tiene un papel irrelevante debido a

que no son retenidas en la membrana por su bajo peso

molecular (Le-Clech et al., 2006). Por otra parte, se

han encontrado bajas concentraciones de proteínas en

la capa de ensuciamiento de la membrana a

comparación de las halladas en el lodo, lo que

confirma la amplia distribución de los PMS como

carbohidratos (Le-Clech et al., 2006; Wu & Zhou,

2010).

Teniendo en cuenta lo anterior, parece ser que el

impacto de los PMS en el ensuciamiento de la

membrana no puede estar relacionado simplemente

con la cantidad de éstos, sino que además se deben

considerar las fracciones orgánicas de los

constituyentes, de manera que el entendimiento

detallado de dichas fracciones y su relación con las

variables operacionales, son un requisito necesario

para entender el mecanismo de ensuciamiento de los

PMS en un MBR (Malamis & Andreadakis, 2009).

La caracterización de los compuestos orgánicos

solubles según su distribución de PM, ha sido

ampliamente estudiada debido a su utilidad para

evaluar la eficiencia y viabilidad de sistemas de pos-

tratamiento. No obstante la mayoría de estudios se han

realizado en sistemas aerobios y no se tiene un

procedimiento estandarizado, lo cual dificulta la

comparación de resultados (Barker & Stuckey, 1999).

La distribución de tamaños de PMS se puede

realizar de forma continua por cromatografía de

permeación de gel (GPC) o de manera discreta usando

celdas de agitación con membranas de ultrafiltración

(UF). Este último método resulta más económico y se

puede realizar en serie o en paralelo (ver figura 4).

Barker y Stuckey (1999) recomiendan usar la

configuración en paralelo ya que se pueden correr las

muestras simultáneamente y se han observado errores

en la distribución de tamaños cuando se usa el sistema

en serie.

5

Fig. 4. Diagrama esquemático del montaje en paralelo usado para

determinar la distribución de peso molecular, usando celdas de

ultrafiltración. (Adaptado de Barker & Stuckey, 1999).

En las investigaciones realizadas, utilizando los

diversos métodos disponibles, se ha encontrado que la

distribución de PM tiene un amplio rango debido a la

descomposición microbiana de moléculas grandes

(Pan et al., 2009) y en general, varios autores reportan

una distribución bimodal en la que hay poca presencia

de PMS con PM intermedios (Aquino & Stuckey,

2002). En la siguiente tabla se presentan algunos

resultados de estudios sobre la distribución de PM en

los PMS en sistemas aerobios (Ae) y anaerobios (An).

Referencia Ae/An PMS TRS

(d)

Barker y Stukey

(1999)

Ae/An

<0.5kDa y

>50kDa

n/a

Barker et al.

(1999)

Ae/An

<1 kDa (~79%) y

>300kDa (~22%)

15-100

Aquino & Stuckey

(2002)

An

<10kDa (57%) y

>300 (13%)

n/a

Kuo & Parkin

(1996)

An

<1kDa (43%) y

>10kDa (48%)

15

<1kDa (16%) y

>10kDa (76%)

40

Malamis &

Andreadakis (2009)

Ae

<1 kDa (49-73%) y

>300kDa (18-29%)

33

Magbanua &

Bowers (2006)

Ae

<1kDa (43-66%) y

>100kDa

3-5

Meng et al.

(2011)

Ae

<5kDa y

>100kDa

n/a

Jarusutthirak &

Amy (2006)

Ae

>10kDa 30

Jarusutthirak &

Amy (2007)

Ae

<1kDa (45%) y

>100kDa (35%)

30

Tabla 1. Resumen de algunos resultados de estudios sobre la

distribución de peso molecular de los PMS.

La cantidad de PMS y su distribución de PM están

fuertemente ligadas con el TRS. A medida que se usan

mayores TRS se incrementa la producción de PMS, la

fracción de UAP disminuye y aumentan los BAP

(Jiang et al., 2008). Esto se debe a que la retención de

biomasa en un MBR aumenta el grado de lisis celular,

liberando PMS con mayor tamaño molecular que se

van acumulando, ya que son más difíciles de degradar

(Aquino & Stuckey, 2002; Ni et al., 2011).

Esta acumulación de los BAP en TRS

relativamente prolongados hace que sean rechazados

por la membrana, de manera que se señalan a los BAP

como la causa más probable del ensuciamiento de

membrana relacionada a los PMS (Ni et al., 2011). Por

ejemplo Rosenberger et al. (2006) encontró en

reactores aerobios que la fracción hidrofílica con PM

mayor a los 120 kDa es la que más impacta en el

ensuciamiento y marcó la diferencia en el

comportamiento de las membranas entre dos MBR

piloto. Arabi y Nakhla (2010) mencionan que las bajas

concentraciones de PMS con altos PM (i.e. >10 kDa)

causan mayor ensuciamiento de la membrana a

comparación de las altas concentraciones de PMS de

bajo PM. Similar a estos resultados Zhang (2009)

encontró un relación positiva entre los PMS de PM

>10 kDa y la resistencia de la membrana.

4. Metodología

4.1 Descripción del reactor

Para el desarrollo de la investigación se utilizó un

bioreactor anaerobio de membrana inmersa (BAnMI)

de ultrafiltración de flujo ascendente. El reactor tiene

un volumen efectivo de 31.4 L, una altura de 1 m y 20

cm de diámetro, elaborado en acero inoxidable. Se

recircula lodo desde la mitad de la altura del reactor

hacia la parte inferior. En la parte superior se

encuentran dos acoples, uno para la salida del biogás y

otro para ensamblar la membrana de ultrafiltración.

La condición de operación fue mesofílica (29°C -

33°C), la cual fue mantenida por el intercambio de

calor con una chaqueta de calentamiento y regulada

por un sistema de control on-off en una resistencia

eléctrica. El lodo semilla del reactor provino de una

planta de tratamiento de agua residual de una industria

de jugos de fruta.

El BAnMI contiene 3 válvulas de muestreo del

licor de mezcla (P1, P3 y P4) distribuidas en diferentes

alturas del reactor (0.145m, 0.445m, 0.75m,

respectivamente) y en la parte superior del reactor, se

6

encuentra el punto de salida del permeado (P5), como

se muestra en la figura 5.

Fig. 5. Esquema del bioreactor anaerobio de membrana inmersa (BAnMI) (Adaptado de Luna, 2008).

4.2 Membrana de ultrafiltración

Para la construcción del módulo de ultrafiltración se

usaron capilares de fibra hueca de Poliéter Sulfona

(PES) suministrados por MEMBRANA®. El diámetro

interno de los capilares de UltraPES era de 0.7 mm,

con un tamaño de poro de 0.01 µm. El número de

capilares acoplados fue de 180, resultando un área

efectiva de membrana de 0.38 m2. La longitud de los

capilares era de 1 m. El modo de operación de la

membrana era por ciclos de 10 minutos de succión, 1

minuto de relajación y 4 minutos de retrolavado.

4.3 Alimentación del reactor

El alimento consistía en un agua residual sintética que

contenía como fuente de carbono glucosa, peptona y

extracto de levadura (ver tabla 2), además se

adicionaba bicarbonato de sodio como solución buffer

para mantener estable el pH (Luna, 2008).

Se realizaron dos corridas consecutivas en el

reactor. En la primera se alimentó el agua residual

sintética con una concentración de 6 g DQO/L,

equivalente a una carga orgánica (OLR – Organic

Loading Rate) de 3.0 ± 0.8 kg DQO/m3d, la cual duró

144 días y se le denominó como la fase 1. Para la

segunda corrida se aumentó la concentración a 9 g

DQO/L, equivalente a una OLR de 4.06 ± 0.8 kg

DQO/m3d. Esta última corrida fue llamada como la

fase 2, cuya duración fue de 83 días.

Componente Concentración

(mg/L)

Glucosa (mg DQO/L) 3000

Peptona (mg DQO/L) 1100

Levadura (mg DQO/L) 1050

Bicarbonato (mg DQO/L) 2000

NH4Cl 200

KH2PO4 45

CaCl2 22.54

MgCl2 9.64

FeCl3∙6H2O 19.44

H3BO3 0.05

ZnCl2 0.05

CuCl2∙2H2O 0.038

MnCl2∙6H2O 0.585

NiCl2∙6H2O 0.091

CoCl2∙6H2O 0.05

Tabla 2. Composición del alimento para una DQO de 6 g/L

Durante cada fase se hicieron lavados hidráulicos a

la membrana cuando la presión de succión del

permeado llegaba a un valor máximo de 32 kPa.

Además, se aplicó el lavado químico cuando se

efectuó el cambio de fase, para garantizar condiciones

similares de operación. De esta manera se realizaron

un total de 2 lavados hidráulicos en la fase 1 y 4

lavados en la fase 2.

4.4 Muestreo

Se hicieron tres tipos de muestreo: frecuente, regular y

especial. Los muestreos frecuentes (cada 2 o 3 días)

corresponden a la medición de parámetros de control

operacional como lo es el pH, la presión de succión de

la membrana, el flujo de succión y retrolavado del

permeado, y la composición de los gases producidos

en el reactor (porcentajes de CH4, CO2 y O2).

Los muestreos regulares fueron muestras del licor

de mezcla extraídas en los 4 puntos del reactor, las

Alimento

Permeado

Agua de calentamiento

Licor de mezcla

Biogas

TC-Control temperatura

TS- Sensor temperatura

pHS- Sensor pH

LS- Sensor de nivel HT-Tanque calentamiento

FT- Tanque alimentación

Biogas

7

cuales fueron recolectadas cada 7 días para la fase 1 y

cada 5 días para la fase 2. Finalmente los muestreos

especiales, se realizaron cada 28 días en la fase 1 y

cada 15 días en la fase 2. Con estas muestras se

efectuó la caracterización de los PMS por distribución

de peso molecular, en la que se requirió mayor

volumen del licor de mezcla.

En la tabla 3 se muestran los parámetros medidos

en los cuatro puntos del reactor teniendo en cuenta el

tipo de muestreo.

Muestreo

Frecuente Regular Especial

∙ pH ∙ DQO ∙ Muestreo semanal

∙ Presión ∙ AGV ∙ Distribución de PM

∙ Gases ∙ PMSc

∙ Flujo permeado ∙ PMSp

∙ SST y SSV

Tabla 3. Parámetros de medición según la frecuencia de muestreo

En el muestreo regular se tomaron 100 mL de licor

de mezcla en los puntos P1, P3, P4 y 250 mL de

permeado en P5. A excepción de P5, todas las

muestras se centrifugan a 13000 rpm durante 15 min a

4°C. El sobrenadante obtenido de cada punto, junto

con el permeado de P5, se pasaron a través de un filtro

con tamaño de poro de 0.2 μm, por debajo del cual el

material es considerado soluble. A las muestras

filtradas se cuantificó DQO, AGV, glucosa y PMS

como carbohidratos y proteína.

Para las muestras de tipo especial se les aplicó el

mismo procedimiento del muestreo regular, a

diferencia que se tomó un mayor volumen del licor de

mezcla (200mL) para realizar las ultrafiltraciones en

paralelo, como se explica más adelante. En la figura 6

se muestra un resumen de la metodología aplicada.

4.5 Distribución del peso molecular de los PMS

Los sobrenadantes de todos los puntos del reactor

tomados según el esquema del muestreo especial, se

pasaron a través de tres membranas de ultrafiltración

de distinto límite nominal de peso molecular (NMWL)

en combinación paralela como se mostró en la figura

4.

El NMWL o también referido como peso

molecular de corte (MWCO - molecular weight cut-

off), representa la capacidad de la membrana para

retener moléculas más grandes que el tamaño

mencionado en la membrana, el cual está calibrado

con macrosolutos globulares o dextranos mixtos

(Millipore, 1999). Los NMWL seleccionados de

acuerdo con la revisión bibliográfica fueron de 1kDa,

10kDa y 100kDa.

Fig. 6. Resumen de la metodología aplicada

En la figura 7a se muestra la configuración de la

celda de mezcla. La celda contaba con una la base

donde se colocó la membrana o disco de ultrafiltración

(6.3 mm de diámetro). La celda tenía incorporado un

agitador magnético que no rozaba la membrana y la

carcaza aseguraba el cierre de la celda, debido a que el

montaje estaba diseñado para aplicar presión sobre el

líquido y filtrar más rápido. En la figura 7b se muestra

el montaje en funcionamiento, el cual se ponía sobre

un agitador magnético y la tapa de la celda se

conectaba a la línea de nitrógeno industrial. Las celdas

soportan una presión de hasta 75 psi, pero se aplicaron

presiones de 25 psi en las membranas de 1kDa y 10

kDa y de 10 psi para la de 100 kDa, siguiendo las

restricciones técnicas del fabricador de los discos. Para

limpiar las membranas se pasaba agua desionizada

Milli-Q.

Fase 1

P1, P3, P4

Fase 2

Muestreo regular

Centrífuga

Sobrenadante

Muestreo

Especial? Si

Mediciones

AGV DQO Glucosa Proteínas Carbohidrato

No

Filtrar 0.2 μm

Distribución PM

1 KDa

10 KDa

100 KDa

Mediciones DQO

Carbohidrato

P5

8

En las ultrafiltraciones realizadas en paralelo el

interés no fue obtener la fracción filtrada (o permeado)

si no la fracción retenida o retentato, la cual equivale a

los PMS de mayor tamaño que el NMWL de la

membrana. Para obtener el retentato, se introdujo a la

celda 30 mL del sobrenadante y se filtraron 20 mL.

Los 10 mL retenidos se llevaron a 140 mL agregando

agua desionizada Milli-Q y se volvió a filtrar hasta

obtener 20 mL de retentato. Esta muestra se mantuvo

agitada (sin aplicar presión) por 15 minutos para

mejorar la recuperación del material de la superficie

de la membrana. Después del uso de la membrana,

ésta se lavó con una solución de 0.1 M de NaOH y se

guardó en una solución 10% v/v de etanol en agua a

4°C. Este procedimiento se basó en lo aplicado por

Barker et al., (1999).

Fig. 7. Celdas de mezcla modelo 8200 Amicon (Millipore

Corporation) para membranas de ultrafiltración. a) Celda de

mezcla sin armar. b) montaje de ultrafiltración en funcionamiento.

A partir de los retentatos obtenidos de las

ultrafiltraciones se calcularon los PMS por medio de

balances de masa en términos de miligramos de DQO

en 4 rangos de peso molecular: PM<1 kDa,

1kDa<PM<10kDa, 10kDa<PM<100kDa y

PM>100kDa, como se muestra a continuación:

PM<1 kDa= (0.03∙PMSsol) – (0.02∙PMSret 1 kDa) 1 kDa<PM<10 kDa= 0.02∙(PMSret 1 kDa – PMSret 10 kDa) 10kDa<PM<100kDa=0.02∙(PMSret10 kDa–PMSret100 kDa) PM>100 kDa= 0.02∙PMSret 100kDa Ec.4

donde PMSsol [mg DQO/L] son los PMS de las

muestras que contienen la totalidad del material

soluble, y PMSret [mg DQO/L] son los retentatos

obtenidos de cada ultrafiltración. El factor de 0.03 [L]

son los 30 mL introducidos en la celda y el factor de

0.02 [L] son los 20 mL del retentato. Para hallar los

PMS se requirió de las mediciones de DQO, AGV,

carbohidratos y proteínas, según su definición dada

anteriormente.

4.6 Métodos de cuantificación de parámetros.

La DQO soluble se determinó mediante el método

8000 de Hach (2012). Se hizo cuerva de calibración de

concentraciones bajas (10-100 mgDQO/L) y

concentraciones altas (100-1000 mgDQO/L) usando

como patrón el biftalato de potasio. Los AGV se

midieron por cromatografía de gases, utilizando un

cromatógrafo de gases HP series 6890 Plus® con un

detector FID y columna INNOWAX 60m × 0,2mm, y

técnica GC/FID/HS/SPME. Para cada punto se

tomaron 10 mL de muestra, se adicionaron 3g de NaCl

y se ajustó el pH a 2 con ácido fosfórico (H3PO4).

Posteriormente se agitó y se calentó la muestra durante

10 minutos; luego se expuso la fibra (SUPELCO, 75

μm Carboxen – PDMS) por 30 minutos y finalmente

se inyectó la fibra en el cromatógrafo (Acero, 2011).

La cuantificación de proteínas se realizó según el

método colorimétrico de Bradford, basado en la unión

del colorante azul brillante de Coomasie (CBBG) con

el contenido de proteína de la muestra (Bradford,

1976). Se midió la absorbancia en el espectofotómetro

Nanodrop 2000/2000c® Thermo a una longitud de

onda de 595nm. La curva de calibración se realizó en

un rango concentraciones de 5 a 80 mg/L usando

como patrón la albúmina sérica bovina (BSA).

La cuantificación de carbohidratos se hizo por

medio del método Fenol/Sulfúrico, basada en la

metodología descrita por Dubois et al., (1956) debido

a que es un procedimiento rápido, que permite

resultados reproducibles y es útil para la

determinación de pequeñas cantidades de azúcares. El

límite de detección del método fue de 1 mg/L y la

curva de calibración se hizo hasta 100 mg/L,

utilizando como patrón glucosa anhídrida. La

absorbancia fue medida en un espectrofotómetro

Genesys 10 U.V a una longitud de onda de 525nm. En

éste mismo espectrofotómetro se cuantificó la glucosa

utilizando el kit de glucosa biosystems (2012), cuya

curva de calibración se realizó desde 1 mg/L hasta 100

mg/L.

a) b)

9

5. Análisis de resultados

5.1 Comportamiento del reactor

En la tabla 4 se observa el comportamiento general del

MBR durante su operación en ambas fases. El pH se

mantuvo estable en valores típicos de los sistemas

anaerobios (Rittman & McCarty, 2001). La mayor

parte de la materia orgánica del influente (DQO) (93-

96%) fue removida por el proceso biológico, mientras

que la membrana cumplió un papel fundamental en la

remoción de los SST, como se observa en el permeado

(P5). Estos porcentajes altos de remoción biológica de

DQO coinciden con trabajos realizados por Wu y

Zhou (2010), quienes reportan 96% de remoción es un

reactor anaerobio UASB de 16 L alimentado con agua

sintética de glucosa. Ho y Sung (2009) también

mencionan remociones del proceso biológico de más

del 90% en 4 L en un MBR.

Para los sólidos (SST y SSV) se realizó un test

estadístico (ANOVA) para observar si existían

diferencias estadísticamente significativas en las fases

aplicadas y en los diferentes puntos de muestreo.

Como resultado se obtuvo que no hay diferencia

estadística significativa (p>0.05). Esto sugiere una

buena mezcla, manteniendo homogeneidad del lodo en

el reactor durante las dos fases.

Fase 1 Fase 2

OLR

kg/m3d 3.0 ±0.8 4.1 ± 0.8

pH 7.0 ± 0.2 6.9 ± 0.1

% Remoción acumulada de DQO

P1 95.9 ± 2.7 94.0 ± 4.4

P3 96.9 ± 1.9 93.4 ± 4.9

P4 96.5 ± 2.7 93.5 ± 4.3

P5 98.7 ± 0.4 97.1 ± 3.4

SSV (% SSV/SST )

P1 g/L 15.6 ± 3.7 (86.6 ± 2.9) 13.7 ± 6.3 (89.2 ± 1.2)

P3 g/L 11.4 ± 1.7 (86.5 ±2.4) 12.1 ± 6.0 (88.5 ± 1.4)

P4 g/L 11.1 ± 2.4 (86.7 ± 2.3) 10.8 ± 3.8 (88.8 ± 1.0) *Los valores en paréntesis es el porcentaje de SSV en los SST.

Tabla 4. Parámetros generales en el comportamiento del reactor.

5.2 Comportamiento de los PMS

Se encontró que hay diferencia estadísticamente

significativa (p<0.05) entre los PMS de la fase 1 y los

de la fase 2, en cada punto de muestreo. Como se

muestra en la figura 8, los PMS de la fase 2 fueron

mayores, un hecho esperado debido a que al usar una

mayor concentración de la DQO en el influente, se

incrementa la concentración del donador exógeno de

electrones (más fuente de energía) y se estimula el

metabolismo microbiológico, siendo así como se

estimula la excreción de PMS (Barker & Stuckey,

1999; Zhou et al., 2009; Wu & Zhou, 2010; Ni et al.,

2011). Estos PMS se calcularon según la definición

dada en la ecuación 1, en la que el término DQOSUS

fue igual a cero ya que no se encontró glucosa como

sustrato residual en las muestras, coincidiendo con los

resultados de Jarusutthirak y Amy (2007) y de

Mesquita et al., (2010).

Por otra parte, el incremento en la concentración de

PMS en la fase 2 llevó a un mayor ensuciamiento de la

membrana. Esta asociación positiva entre los PMS y la

resistencia de filtración en la membrana ha sido

reportada por varios autores. (Rosenberger et al.,

2006; Drews et al., 2007-1; Meng et al., 2009; Liu et

al., 2012). El incremento en el ensuciamiento de la

membrana en la segunda fase de operación está

relacionado a que ésta ejerció una mayor retención o

rechazo de los PMS. Al comparar las concentraciones

de PMS entre P4 y P5 de la figura 8, se encontró que

la reducción en la primera fase fue aproximadamente

del 56%, mientras que en la fase 2 fue del 70%. Esta

reducción puede ser atribuida a una mayor formación

de torta en la fase 2, originando una membrana

dinámica biológica que reduce la porosidad y provoca

una mayor retención de PMS (Meng et al., 2011).

Además la formación de la membrana dinámica pudo

llevar a un consumo de PMS teniendo en cuenta que

en esta zona los microorganismos se encuentran con

limitación de sustrato (Martinez-Sosa et al., 2011).

Fig. 8. PMS en los diferentes puntos de muestreo para las dos

cargas aplicadas. PMS calculados según la ecuación 1.

0

200

400

600

800

1000

P1 P3 P4 P5 P1 P3 P4 P5

Fase 1 Fase 2

PM

S (

mg D

QO

/L)

10

Al comparar los PMS entre los puntos de muestreo,

se evidenció en ambas cargas que los PMS dentro del

reactor no presentan diferencias significativas

(p>0.05) en la diferentes alturas evaluadas (observar

P1, P3 y P4). Además en ambas cargas se observa una

ligera tendencia a la presencia de mayor PMS en P4,

lo cual podría ser causado por la acumulación de PMS

en éste punto, debido a la presencia de la membrana

(Liu et al., 2012). No se encontraron investigaciones

sobre el análisis de la variación de PMS a diferentes

alturas de un MBR. La homogeneidad de PMS en el

reactor tiene relación con la concentración de los SSV,

la cual también se mantuvo invariante en las diferentes

alturas, mostrando el efecto de la concentración de la

biomasa en la liberación de PMS al medio.

Como se mencionó anteriormente, las proteínas y

carbohidratos junto con la fracción desconocida hacen

parte de la definición de los PMS dada en la ecuación

2. En la figura 9 se muestra que en promedio los PMS

se encontraron principalmente como DQO

desconocida entre un 81% y 90% para todos los

puntos de monitoreo en ambas fases. Estos resultados

coinciden con los encontrados por Mesquita et al.,

(2010) quien concluye que la mayor parte de los PMS

producidos no se deben a procesos de lisis celular ni a

EPS soluble, pero que igualmente debido a la

complejidad de la bioquímica de los sistemas

anaerobios, sigue siendo una fracción desconocida.

Fig. 9. Distribución promedio de las proteínas, carbohidratos y

DQO desconocida en los PMS.

Por otra parte, la concentración de proteínas para

todas las muestras de la fase 1 no superaron el límite

de detección del método (5 mg/L), similar a los

resultados de Le-Clech et al., (2006), mientras que en

la fase 2, se obtuvieron concentraciones comparables a

las de los carbohidratos. El incremento de proteínas en

la fase 2 coincide con los resultados de Kimura et al.,

(2005) donde al incrementar la relación

alimento/microrganismos, se afectó la naturaleza de

los compuestos causantes del ensuciamiento,

aumentando la fracción de proteínas. Otra posible

explicación a éste resultado podría ser el alto tiempo

de retención del lodo, que conlleva a un decaimiento

celular (Ni et al., 2011).

5.3 Distribución de PM de los PMS

Teniendo en cuenta que la fracción desconocida ocupa

la mayor parte de los PMS, en la figura 10 se

presentan los resultados de la distribución de peso

molecular en cada carga y en tres distintos momentos

de operación. El agua residual sintética alimentada al

reactor presentó la distribución esperada debido a los

bajos pesos moleculares de la glucosa y de los

aminoácidos que componen la peptona y la levadura:

PM < 1kDa= 82.7%

1kDa>PM >10kDa=12.2%

10kDa>PM>100kDa=3.1%

PM>100kDa= 1.9%

En la figura 10 se observa que en las primeras

ultrafiltraciones realizadas en ambas cargas, la

fracción predominante fue la más pequeña (<1kDa), la

cual estuvo entre un 61 y 81% del total de los PMS.

Este comportamiento ha sido observado en muchas

investigaciones (Kuo & Parkin, 1996; Barker et

al.,1999; Barker y Stukey, 1999; Malamis &

Andreadakis, 2009), cuyo tiempo de operación no

supera los 40 días. Es factible identificar esta fracción

de menor PM como UAP debido a que en las etapas

iniciales de operación se liberan productos necesarios

para la adaptación a los cambios aplicados entre las

fases y para el metabolismo de un sustrato de mayor

concentración. En contraste con la fracción más

pequeña, en la figura 10 se observa que en general la

fracción intermedia de 10-100 kDa es la menos

representativa en los tiempos cortos de operación de

ambas fases (50 días en fase 1 y 31 días en fase 2). Lo

anterior refleja una distribución bimodal de los PMS

(PM<10kDa y PM>100kDa), similar a Aquino &

Stuckey (2002), Magbanua & Bowers (2006),

Jarusutthirak & Amy (2007) y a Meng y otros (2011).

A medida que se avanza en el tiempo de operación,

se redujeron los porcentajes representativos a la

fracción de menor PM (comparar figuras 10a, 10b y

10 c). En la fase 1 las fracciones intermedias tomaron

0

100

200

300

400

500

P1 P3 P4 P5 P1 P3 P4 P5

Fase 1 Fase 2

PM

S (

mg D

QO

/L)

PMSp

PMSc

DQO desconocida

82% 88% 90%

81%

84% 87%

88%

81%

15% 3% 1%

11% 9% 1%

7%

7%

6%

11%

19% 0%

9%

6%

6%

9%

11

importancia en todos los puntos de muestreo, siendo

así como en la última ultrafiltración realizada (día

144) la fracción más pequeña se redujo hasta un 24%

(ver P3) del total de los PMS. Esto se relaciona al

hecho de que a media que se incrementó el tiempo de

operación, se acumularon los PMS con mayor tamaño

molecular ya que son mas difíciles de biodegradar

(Aquino & Stuckey, 2002; Ni et al., 2011). Estos

compuestos de mayor PM (i.e. >1 kDa) podrían

clasificarse como BAP al observarse su acumulación

en tiempos prolongados de operación (Jiang et al.,

2008), de manera que empiezan a constituir la mayor

parte de la materia orgánica soluble (e.g. 63% de los

PMS en P4 al final de la operación de fase 1) (Ni et

al., 2011).

Para la fase 2 se observó el mismo fenómeno de

reducción de los porcentajes de PM < 1kDa, pero de

manera menos drástica (e.g. en P1 pasó de 66% a un

48%), debido a que la operación bajo esta fase fue

menor (83 días) y las ultrafiltraciones se hicieron con

mayor frecuencia (día 31, día 60 y día 83).

Además del análisis sobre la predominancia de

cada fracción de PM para las dos fases, se identificó la

composición de cada fracción en términos de DQO

desconocida y PMS carbohidratos para el inicio y el

final de la operación en ambas fases. Esto se muestra

en la figura 11. Por ejemplo en la figura 10a la

fracción de PM <1kDa ocupó un 61% del total de los

PMS en P1 para el inicio de la operación de la fase 1.

Este 61% se distribuyó en 57% DQO desconocida y

4% PMS carbohidratos como se muestra en la figura

11a.

A partir de la figura 11 se obtuvo que la DQO

desconocida, (anteriormente identificada como la

principal forma de PMS) presentó una distribución

amplia de PM en ambas fases, de manera que no se

concentró en ciertos tamaños moleculares. Además los

PMS como carbohidrato mostraron bajo contenido en

todas las fracciones. Mesquita et al., (2010) también

encontró bajo contenido de carbohidratos, no solo en

el análisis químico sino también en el análisis de

espectrometría de masas MALDI-TOF-MS (matrix

assisted laser desorption ionization time-of-flight mass

spectrometry) realizado para PM entre los 20 y 80

kDa.

Fig. 10. Caracterización de PMS por distribución de peso molecular. Las figuras a), b) y c) corresponden a la fase 1 y las figuras d), e)

y f) a la fase 2.

12

a) Fase 1, día 50.

b) Fase 1, día 144.

c) Fase 2, día 31.

d) Fase 2, día 83.

Fig. 11. Porcentajes de PMS como carbohidrato y como DQO desconocida en cada fracción de peso molecular, para cada punto de

muestreo. a) y c) Primeras ultrafiltraciones realizada en la fase 1 y fase 2 (día 50 y 33 respectivamente); b) y d) últimas ultrafiltraciones de

la fase 1 y de la fase 2 día 144 y 83, respectivamente.

57

16 7

15

67

3 9 12

79

8 5 4

58

10 4 14

4

3 0

1

5

1 1 2

2

1 0 1

10

0 1

2

0

30

60

90

<1 kDa 1-10

kDa

10-100

kDa

>100

kDa

<1 kDa 1-10

kDa

10-100

kDa

>100

kDa

<1 kDa 1-10

kDa

10-100

kDa

>100

kDa

<1 kDa 1-10

kDa

10-100

kDa

>100

kDa

P1 P3 P4 P5

40

22 21

2

22

40

14 10

32

9

23 19 22

36

16 13

10

0 0

6

2

6

0 5

6

5

0 7 4

1

3 5

0

20

40

60

<1 kDa 1-10

kDa

10-100

kDa

>100

kDa

<1 kDa 1-10

kDa

10-100

kDa

>100

kDa

<1 kDa 1-10

kDa

10-100

kDa

>100

kDa

<1 kDa 1-10

kDa

10-100

kDa

>100

kDa

P1 P3 P4 P5

62

18

1 9

65

10 8 8

69

20

1 3

47 39

0 0

4

3

1 2

5

2 1 2

2

0 2

9

5

0 0 0

35

70

<1 kDa 1-10

kDa

10-100

kDa

>100

kDa

<1 kDa 1-10

kDa

10-100

kDa

>100

kDa

<1 kDa 1-10

kDa

10-100

kDa

>100

kDa

<1 kDa 1-10

kDa

10-100

kDa

>100

kDa

P1 P3 P4 P5

47

15 5

28

63

11 2

18

56

17

0

22

55

7 2

30

1

2

0

2

1

2

0

2

0

3

0

2

3

1 0

2

0

35

70

<1 kDa 1-10

kDa

10-100

kDa

>100

kDa

<1 kDa 1-10

kDa

10-100

kDa

>100

kDa

<1 kDa 1-10

kDa

10-100

kDa

>100

kDa

<1 kDa 1-10

kDa

10-100

kDa

>100

kDa

P1 P3 P4 P5

13

En el permeado al final de la operación de las fases

(ver figura 10), se observó que tiene una proporción

más equilibrada de cada fracción de PM, lo cual

sugiere que la membrana funcionó como un

amortiguador que retuvo material de todas las

fracciones. Esta retención en todas las fracciones se

pudo presenciar de mejor manera en la figura 11 al

comparar P4 y P5. Sin embargo también hubo

incremento de PMS en el permeado, especialmente en

las fracciones de PM intermedias y altas, como se

presenta en las figuras 11a (ver PM>100 kDa), 11b

(ver 1-10kDa) y 11d (ver fracción 10-100kDa). Dicho

incremento en el permeado podría relacionarse a la

presencia de la membrana dinámica donde el

remanente de la mineralización parcial de los PMS de

menor PM se convierte en fracciones más grandes y

complejas (Magbanua & Bower, 2006). Además

siempre se evidenció retención de la fracción de

menor PM (<1kDa), indicando la formación de la

membrana dinámica desde las primeras etapas de

operación del reactor en ambas fases (día 50 para la

fase 1 y día 31 en la fase 2), la cual reduce la

porosidad e impide el paso de fracciones mucho más

pequeñas en comparación con el tamaño de poro

inicial de membrana (0.01µm).

6. Perspectivas y recomendaciones

El análisis sobre el papel que cumple cada fracción

de PM de los PMS en el ensuciamiento de la

membrana y su importancia como efluente de los

reactores anaerobios es vital en la reducción de costos

de los sistemas MBR y en el diseño de

postratamientos. Para esto se requiere experimentos

relacionados con la caracterización de los compuestos

que hacen parte de cada fracción, partiendo desde su

identificación (cromatografía de gases y líquida),

siguiendo por su cuantificación y finalmente

determinando la biodegradabilidad y toxicidad.

Por otra parte, sería interesante evaluar la

producción de PMS aplicando otras variables

operativas como el tipo de sustrato, la temperatura, el

tiempo de retención del lodo y la aplicación de otro

tipo de configuraciones, como por ejemplo el uso de

carbón activado (usado por Baeta et al., 2012), de

empaques o comúnmente llamados sistemas de cama

móvil MBBR (Moving Bed Biofilm Reactor), entre

otros.

Como recomendaciones en la operación de reactor

MBR usado, la carga orgánica influente debe ser igual

o menor a 3.0 kg/m3d. El incremento de la carga

orgánica desde 3.0±0.8kg/m3d de la fase 1 hasta

4.1±0.88kg/m3d de la fase 2, ocasionó un gran cambio

en la frecuencia de los lavados hidráulicos debido al

ensuciamiento. Mientras que en la fase 1 se realizaban

lavados hidráulicos cada tres semanas, en la fase 2 se

hacían cada semana y media, lo cual implicaba mayor

manipulación de la membrana lo que resulta en un

mayor deterioramiento y costos operacionales.

En próximas investigaciones relacionadas, sería

ideal cuantificar los PMS y EPS en la torta de la

membrana para una mejor comprensión de su

dinámica. También podría ser importante la

cuantificación de la producción de biogás en el reactor

para compararla en diferentes variables y completar el

balance de masa de la materia orgánica.

7. Conclusiones

En este trabajo se investigó el comportamiento de los

PMS en un reactor anaerobio de membrana inmersa

para el tratamiento de agua residual doméstica

sintética, en función de dos cargas orgánicas aplicadas

y en diferentes alturas del reactor. Se analizó la

distribución del PM de los PMS en tres distintos

momentos para cada OLR.

Como resultados se obtuvo una mayor producción

de PMS cuando se operó el reactor en la carga

orgánica más alta debido al incremento en la actividad

metabólica de los microorganismos. El incremento en

la producción de PMS causó un mayor ensuciamiento

de la membrana. No se evidenció diferencias

estadísticamente significativas (p>0.05) entre los PMS

extraídos de los puntos de muestreo del lodo pero si

hubo una reducción drástica en el permeado, la cual se

relacionó con el ensuciamiento de la membrana.

A partir del análisis por fracciones de tamaño

molecular, se observó que la fracción de menor PM

(<1kDa) predominó al inicio de operación de cada

carga; pero a medida que pasa el tiempo aumentaron

las fracciones de mayor peso molecular (>10kDa).

Esto se asoció a la acumulación de las fracciones de

mayor PM que son más difíciles de degradar.

14

Se encontró que los PMS se presentan en su

mayoría (81-90%) como DQO desconocida, de modo

que los carbohidratos y proteínas no fueron

representativos. Asimismo este tipo de PMS fue

predominante en todas las fracciones de PM,

mostrando una amplia distribución de tamaños

moleculares. Lo anterior indica que se requieren

investigaciones focalizadas en la caracterización de la

fracción de PMS desconocida en la que se identifique

su composición, se cuantifiquen las concentraciones y

se determine la biodegradabilidad y toxicidad, para

poder entender su función en el ensuciamiento de la

membrana que aporten hacia la reducción de los

costos operativos de los reactores tipo MBR y

ofrezcan una guía en el diseño de sistemas de

postratamiento.

8. Agradecimientos

A Dios y mi familia por ser la fuerza orientadora de

cada día.

A Manuel Salvador Rodríguez y Hector Javier Luna

por su apertura en el compartir de los conocimientos.

A Nataly Zamora por su amistad y apoyo en las largas

jornadas de trabajo en el laboratorio.

A la persona que me brindó su apoyo inesperado, la

compañía de sus palabras y la búsqueda de soluciones.

9. Bibliografía

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