1. INTRODUCCIÓN

El chirimoyo pertenece a la familia Anonaceae, la cual es una de las familias más

primitivas, caracterizándose, entre otros aspectos, por la disposición en espiral de

estambres y cárpelos y por tener semillas con endosperma ruminado (LEON, 1987).

La especie chirimoyo tiene su origen en las vertientes interandinas, entre Ecuador y

Perú, donde la altitud fluctúa entre los 1.500 m y los 2.000 m. En zonas de la

provincia ecuatoriana de Loja, al sur de Ecuador y las áreas peruanas fronterizas con

ella, se encuentran árboles de chirimoyo formando densos bosques naturales

(BONAVENTURE, 1999, BYDEKERKER et al., 1999, CATALATRAVA, 1998).

Chile es uno de los principales productores de chirimoyas del mundo, a pesar de que

cuenta con una escasa superficie, que asciende a las 877,95 ha (ODEPA, 2003).

En los últimos años, el cultivo del chirimoyo, en nuestro país, ha experimentado una

serie de cambios, como aumento en las densidades de plantación, optimización de los

sistemas de conducción, mejoras en la poda, gracias a identificación de índices de

fructificidad, perfeccionamientos en los sistemas de conservación de la fruta en

postcosecha, entre otros.

Sin embargo, el proceso de mayor relevancia en la obtención de altos rendimientos es

la polinización artificial. El desconocimiento de los detalles de esta técnica ha llevado

a productores al desánimo y al pesimismo, sumado al alto costo que requiere la

operación.

Según AGÜERO (2000), los costos de polinización aumentan considerablemente

conforme a los años de vida del huerto. Esta es la labor de mayor relevancia en

2

cuanto a costos, abarcando, al décimo año, prácticamente el 50% de los costos

operacionales del cultivo.

En Chile, existen problemas asociados a la cuaja, mejor dicho, un marcado fenómeno

de dicogamia; los polinizadores efectivos naturales se encuentran en bajas

poblaciones o sencillamente no se encuentran. Además, el cultivar o variedad

determina aspectos como cantidad de secreciones pistilares, compatibilidad entre las

variedades, el potencial germinativo y la viabilidad que presenta el polen.

El determinar la época de floración del chirimoyo, y mejorar el proceso de

polinización, a través de un estudio del comportamiento del polen de chirimoyo bajo

almacenaje, permitiría hacer más interesante el cultivo del chirimoyo.

Objetivo General:

Evaluar el rendimiento de anteras de chirimoyo y su comportamiento en la

germinación y determinar la curva de floración y la densidad floral en chirimoyo.

Objetivos específicos:

- Determinar la pérdida de humedad de flores de chirimoyo, sometidas a desecación

artificial y su rendimiento de anteras a partir de dos estados de desarrollo de la

flor.

- Determinar el porcentaje de germinación in vitro y en vivo de polen obtenido en

un estado de desarrollo floral de chirimoyo, almacenado a diferentes temperaturas

y tiempos de almacenaje.

3

- Determinar la curva de floración que se presenta en chirimoyos conducidos en eje

y en copa, y la densidad floral de dos tipos de ramilla, conducidos en eje y en

túnel.

4

2. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA

2.1. Antecedentes generales.

La familia Annonaceae, de origen subtropical, pertenece al orden Ranales y agrupa

especies de tipo arbóreas, arbustivas y de hábito trepador. Existen cuatro especies del

género Annona de importancia por la calidad de su fruta, estando ligada su

producción a regiones sudamericanas y centroamericanas de clima más tropical

(LEAL y GRAZIA, 1986). Entre ellas, destacan Annona cherimola (chirimoyo);

Annona reticulata (corazón de buey); Annona muricata (guanábana) y Annona

squamosa (anón) (MORTON, 1966, citado por GARDIAZÁBAL y ROSENBERG,

1993).

En la provincia de Loja, BYDEKERKE et al. (1999) determinaron que el clima

óptimo para el chirimoyo tiene valores de temperatura anual que fluctúan entre 19-

20,5 ºC, con temperaturas máximas y mínimas de 30 y 10ºC respectivamente,

precipitaciones anuales entre 650 y 1.250 mm y valores de humedad relativa entre 75

y 85%.

En Chile, el cultivo de chirimoyo se desarrolla a partir de mediados del siglo XVIII,

con la llegada de la primera planta a la provincia de Quillota, zona que se mantiene

como centro de producción junto con la localidad de La Serena (CAUTÍN, 1998).

La floración del chirimoyo (Annona cherimola Mill), en la zona central del país,

ocurre en los meses de diciembre y enero, una vez que el árbol se desprende de sus

hojas (GARDIAZÁBAL y ROSENBERG, 1993), debido a que, en esta especie, las

yemas que darán origen a los brotes se clasifican como intrapeciolares (FLORES-

VINDAS, 1999), es decir, se encuentran ubicadas en la base del pecíolo de las hojas

5

en una cavidad peciolar dejando las yemas libres y aptas para su pronta brotación y

floración (GARDIAZÁBAL y ROSENBERG, 1993; SANEWSKI, 1991;

CHANDLER, 1962).

2.2. Crecimiento vegetativo.

El crecimiento es la principal actividad de los árboles, pues en él se basa su capacidad

de producción en fruta. En árboles adultos, es fundamental para la renovación de la

madera frutal (RAZETO, 1993).

En Chile, el chirimoyo nunca queda totalmente sin hojas. Según SCHROEDER

(1997), el crecimiento del brote comienza con la abscisión de la hoja madura lo cual

expone a las yemas subpeciolares. De esta forma, es posible encontrar, en un mismo

árbol, hojas más viejas (maduras) hacia la base de las ramillas y hojas inmaduras, en

varias fases de desarrollo, cercanas a las puntas de las ramas.

Annona cherimola es un árbol de copa abierta y que alcanza hasta 8 metros de altura.

Las ramillas son cilíndricas y grisáceas y, desde ellas, brotan hojas simples, alternas,

ovadas a elípticas, de 10 a 20 cm de largo por cuatro a ocho centímetros de ancho,

oscuras en el lado superior y con pubescencia fina en la cara inferior. Las hojas se

renuevan una vez al año (LEÓN, 1987).

La estructura de la hoja está constituida por una epidermis de células cubiertas por

una capa protectora de cutina. Bajo la epidermis superior, existe una capa de células

de empalizada verticales que contienen tejido de clorofila, en las cuales, gran parte de

la actividad fotosintética se lleva a cabo. Entre el tejido de empalizada, se encuentran

células que contienen una gota grande de aceite que proporciona el olor característico

cuando se rompe la hoja o cuando es aplastada (SCHROEDER, 1997).

6

El desarrollo de brotes subpeciolares en el chirimoyo es un fenómeno único entre las

especies frutales. El pecíolo hueco de la hoja, en la zona de inserción con el tallo,

oculta y protege las yemas que permiten que se desarrolle la próxima brotación, por

lo tanto, mientras no caigan las hojas, resulta imposible ver las yemas

(GARDIAZÁBAL y ROSENBERG, 1993).

El árbol presenta un tallo que se caracteriza por ser cilíndrico, con corteza gruesa y

lisa o ligeramente veteada, de color verde grisáceo. En árboles jóvenes, el tallo

presenta entrenudos de hasta 20 cm y las ramas muy densas tienden a inclinarse, por

lo que resulta un árbol frondoso de rápido crecimiento (IBAR, 1986).

FASSIO (1998), en el mes de junio y a partir de ramillas anuales, clasificó y

cuantificó los tipos de maderas presentes en los árboles de chirimoyo conducidos en

eje, copa y sin conducción. La categorización de los materiales presentes, hecha en

función del diámetro basal en su punto de inserción, dio como resultado la existencia

de cuatro categorías bien diferenciadas: > 9 mm vigorosa; semivigorosa de 6,6 a 9

mm; débil, 4,1 a 6,5 mm; y muy débil, 1 a 4 mm.

Con respecto a la influencia que ejerce el tipo de madera frutal sobre la actividad

reproductiva, FASSIO (1998), al analizar el proceso de diferenciación floral por

categoría de vigor, afirma que los meristemas presentes en las ramillas débiles y muy

débiles se diferencian más temprano (mayo), contrario a los presentes en brotes

vigorosos y semivigorosos que lo hacen en junio. Señala, además, que, debido a lo

anterior, la aparición de flores debería ser más anticipada en ramillas débiles y muy

débiles.

La concentración de flores desarrolladas varia según el vigor de las ramillas

(MAGDAHl, 1990). La mayor cantidad de flores se presenta sobre ramillas de

mediano vigor y bajo vigor, y, en el caso de ramillas más vigorosas, éstas presentan

7

una menor cantidad de flores, las que comienzan a abrir con un desfase de 15 días

con respecto a las otras estructuras (ARELLANO, 1993).

FASSIO (1998) determinó que el mayor número de frutos exportables se concentra

en las categorías semivigorosas y débiles, que corresponden, según la autora, a las

maderas predominantes en los árboles podados. Finalmente, observó que tanto en los

árboles conducidos en copa como en eje, las maderas productivas fluctúan entre los

30 y 50 cm.

2.3. Crecimiento reproductivo.

Durante la evolución de las plantas superiores, aparecieron ciertos mecanismos

genéticos destinados a prevenir la autofecundación, por cuanto este proceso conduce

a la homocigocidad y, por ende, tiende a debilitar a las especies al conferir menores

probabilidades de variación y adaptación a condiciones adversas del medio (RYUGO,

1993).

La biología floral de las anonáceas presenta una protoginia marcada. Los estigmas

son receptivos durante un periodo corto de días, no abriéndose las anteras hasta

pasado este periodo. Por ello, se considera que la autofecundación no es generalmente

posible (SORIA, HERMOSO y FARRE, 1993).

En el caso del chirimoyo, la dicogamia explica en parte la mala cuaja y la obtención

de frutos de peso reducido y deformes. La antesis o apertura floral comienza desde la

parte superior de la copa de los árboles hacia abajo y, desde la periferia, hacia el

interior (GARDIAZABAL y ROSENBERG, 1993).

En chirimoyo, MONTIEL (1998) señala que cada variedad tiene un ciclo de apertura

de 48 horas, entre la apertura al estado femenino y el desarrollo del estado masculino.

8

En este ciclo floral, pueden distinguirse tres estados de aperturas de las flores, que

son descritas por SORIA, HERMOSO y FARRÉ (1990), como primer estado,

denominado prehembra, el que se caracteriza porque la punta de los pétalos están

separados, pero no así su base, con los estigmas receptivos y que tienen una duración

de 15 a 20 horas aproximadamente. El segundo estado de la flor se denomina hembra,

en esta etapa, las bases de los pétalos se encuentran separados, los estigmas son

receptivos a lo largo de todo el periodo, excepto las dos o tres últimas horas y su

duración es de aproximadamente 26 horas. El tercer estado de la flor se denomina

macho, en el cual los pétalos se abren aproximadamente 20 minutos después del

estado de hembra, separándose los estambres y liberando el polen.

Los estigmas permanecen receptivos durante todo el periodo en que la flor está en

estado femenino, e, incluso, poco antes del inicio de la primera separación de los

pétalos. En cambio, a medida que se acerca el momento en que la flor muestra su

apertura total para iniciar el estado masculino, un gran número de pistilos deja de ser

receptivo (GARDIAZABAL y ROSENBERG, 1993).

2.3.1. Descripción de la flor.

Las flores son hermafroditas, poco aparentes, aromáticas y colgantes. Se pueden

presentar solas o en grupos (GARDIAZÁBAL y ROSENBERG, 1993).

CHANDLER (1962) describe que el cáliz está formado por tres sépalos pequeños y

unidos, de color café verdoso, cortos y pubescentes, de forma triangular.

La corola está compuesta por seis pétalos unidos en la base, tres de ellos están

atrofiados. Los pétalos son carnosos y gruesos, aguzados alargados, a veces elípticos,

con una depresión o cavidad basal interna que sirve de alojamiento a los órganos de la

reproducción (GARDIAZABAL y ROSENBERG, 1993).

9

El tálamo contiene helicoidalmente los estambres y pistilos que darán origen a un

ovario súpero. El androceo consta de numerosos estambres libres (150 a 200) en cada

flor, dispuestos helicoidalmente (IBAR, 1986).

Los estambres (anteras más filamento), en el período de desarrollo, forman una masa

compacta y blanca, que se encuentra oprimida por los pétalos. Una vez que maduran,

se separan individualmente, son carnosos, aplanados y de filamento corto

(SCHROEDER, 1997; GARDIAZÁBAL y ROSENBERG, 1993).

Los estambres son libres y numerosos, de 180 a 200 por flor. El gineceo es sincarpico

y unilocular, consta de un elevado número de cárpelos (70 a 100 y hasta 300),

concrescentes monospermos, que presentan la particularidad de fecundarse en forma

independiente, pero una vez fecundados, los carpelos se sueldan periféricamente entre

sí por medio de tejido conectivo (GARDIAZABAL y ROSENBERG, 1993).

La antera contiene cuatro microesporangios (sacos polínicos), los que se encuentran

en una sola de las caras del estambre y, en la otra cara, se hallan los haces

conductores (FLORES-VINDAS, 1999).

Los pistilos son blancos y se ubican en un ensanchamiento del tálamo, a continuación

de los estambres. El estigma es carnoso y delgado, mientras que el estilo y el ovario

son abultados y blancos (DE LA ROCHA, 1967).

2.3.2. Epoca de floración.

La floración se presenta para esta especie muy distribuida en el tiempo, pudiéndose

ver flores desde el inicio de la brotación, correspondiente al mes de diciembre, hasta

mediados de marzo. Estas flores pueden estar ubicadas sobre cualquier estructura del

árbol, incluso en ramas madres (ARELLANO, 1993).

10

2.3.3. Fecundación.

Según USMAN et al. , (1999) sucesos de polinización y fertilización dependen de

que algunas señales transportadas por el polen sean reconocidas por receptores

específicos ubicados en el pistilo. Además, para que la fecundación tenga lugar, debe

darse una serie de pasos que incluyen la hidratación del grano de polen, su

germinación, la penetración del tubo polínico en el estigma, su elongación a lo largo

del estilo, la entrada del tubo polínico al óvulo y la liberación de dos núcleos

espermáticos dentro del saco embrionario, dando lugar a la fertilización y formación

del cigoto.

2.3.3.1. Estructura del grano de polen.

En la antera madura, la capa externa o epidermis, que cubre la pared del

microesporangio, puede permanecer intacta. La capa interior a la epidermis, o externa

si esta última está ausente, se llama comúnmente endotecio o capa fibrosa. Esta capa

especializada de la pared parece estar muy relacionada con el mecanismo de

dehiscencia de la antera. El tejido conectivo del lado interno del microesporangio

puede desarrollar engrosamientos secundarios en forma de bandas (FLORES-

VINDAS, 1999).

SAAVEDRA (1977) observó que durante el mes de enero los granos de polen de

chirimoyo se conglomeraban en tétradas, además, mostraban gruesas paredes y

numerosos gránulos llenos de almidón; ocasionalmente se advirtió flujo

citoplasmático en zonas donde el almidón habría sido hidrolizado. El polen se

encontraba inmaduro, por eso, incapaz de germinar.

Durante el mes de febrero, los granos de polen estaban distribuidos individualmente,

poseían una delgada pared y sin gránulo de almidón. Además, mostraban un mayor

11

flujo citoplasmático que los observados durante enero. Muchos de los granos de

polen germinaron unas pocas horas después de tomar contacto con el medio de

germinación (SAAVEDRA, 1977).

El polen maduro de los chirimoyos es trinucleado y es liberado como tétradas, lo cual

indicaría que la división mitótica del núcleo generativo ocurre dentro de las anteras,

antes de la dehiscencia del polen (ROSELL, HERRERO y GALÁN SAUCO, 1999).

Los granos de polen pueden ser fácilmente separados de los sacos polínicos

deshidratando las anteras con bajas humedades atmosféricas (20-30%), lo que causa

la rasgadura longitudinal, liberando los granos de polen (GEORGE y CAMPBELL,

1991).

2.3.3.2. Germinación del polen.

En investigaciones realizadas por ROSSELL, HERRERO y GALAN-SAUCO,

(1999) se determinó la temperatura óptima para la germinación del polen es 25ºC,

germinando el 47% del total de granos de polen observados; a 30ºC y 35ºC, la

germinación disminuye en un 35 y 31% respectivamente. Con temperaturas cercanas

a 10ºC, la germinación disminuye drásticamente con solo 1,8% de germinación. El

efecto de la temperatura se refleja también en la apariencia de los tubos polínicos, es

así como, entre 20 y 25ºC, se desarrollan bien los tubos polínicos, con temperaturas

inferiores, el crecimiento se detiene rápidamente después de su formación y

permanece corto; aunque algunos granos se hinchan y alteran su forma.

La germinación de granos de polen de chirimoyo in vitro requiere la adición de

estambres en el medio de germinación. Cuando el polen es sembrado sin estambres,

no logra germinar con ninguna de las concentraciones testeadas de sucrosa. Sin

embargo, cuando es sembrado acompañado con estambres, se obtiene germinación en

12

la mayoría de los medios evaluados (ROSELL, HERRERO y GALÁN SAUCO,

1999).

La germinación disminuye en la medida que la concentración de sucrosa aumenta,

aunque en medios sin sucrosa la mayoría de los tubos no crecen, o son cortos y

anchos (ROSELL, HERRERO y GALÁN SAUCO, 1999).

ROSELL, HERRERO y GALAN SAUCO (1999) confirman la necesidad de una

prehidratación con resultados preliminares de autores que demostraron que la

germinación ocurre lentamente en polen que no ha sido prehidratado. La germinación

in vitro ocurre rápido. Unos pocos minutos después de estar en contacto con el medio

de germinación, los granos de polen se hidratan y separan de las tétradas; entonces, el

tubo polínico emerge desde la superficie del grano que estaba ubicado hacia el

interior de las tétradas. La germinación del polen empieza 7 a 10 minutos después de

sembrados en el medio de germinación, y, 10 minutos después, el largo del tubo

polínico es mayor a dos veces el diámetro del grano de polen (ROSELL, HERRERO

y GALÁN SAUCO, 1999). HOCKENBERRY y WHITE (1994), han establecido que

los granos de polen son considerados viables cuando el largo de los tubos polínicos es

igual o mayor que el diámetro del grano de polen.

2.4. Requerimientos ambientales durante la floración.

Muchos investigadores afirman que, para una buena polinización, es preferible la

acción constante de un viento moderado. Sin embargo, IBAR (1986) advierte que no

debe tenerse la plantación en lugares expuestos a vientos marinos o vientos fuertes y

recomienda una humedad atmosférica relativa media entre 50 y 70%. Para una buena

polinización, es precisa una temperatura de 16-20ºC, lo cual confirma los pocos frutos

obtenidos de las floraciones iniciales cada temporada cuando la temperatura ambiente

es baja (IBAR, 1986).

13

En La Palma, Quillota, la época de floración se produce cuando la temperatura oscila

entre los 20-32ºC y la humedad relativa es baja, el clima seco durante el día (HR 32-

75%) y más húmedo durante las mañanas (HR 70-98%), alcanzando por las noches

41-89%. En estas condiciones, al igual que en Israel, no se produce autopolinización,

o si esta existe, su influencia es casi insignificante, por lo que el chirimoyo requiere

de polinizadores para la cuaja del fruto (UQUILLAS, 1994).

2.5. Polinización artificial.

La polinización manual nace como una respuesta a las problemáticas de algunas

especies que tienen polinizaciones naturales deficientes, pero cuya producción un alto

valor comercial, tal es el caso del Chirimoyo (Annona cherimola), el kiwi (Actinidia

deliciosa), la variedad de vid Moscatel Rosada (Vitis vinifera), y algunas variedades

de manzano (Malus domestica). Esta práctica a pesar de ser lenta y tediosa permite

obtener producciones comerciales exitosas que logran cubrir el gasto en que se ha

incurrido por este manejo (RAZETO, 1999, SAAVEDRA, 1979).

2.5.1. Obtención de estambres.

Los sépalos sirven de apoyo mecánico a los pétalos, y estos cobijan a los estambres.

Al arrancar los pétalos y separarlos desde su zona de inserción, se genera la

dehiscencia de las anteras seguida por su abscisión (SCHWARZENBERG, 1946).

Se puede extraer polen desde dos tipos distintos de estados sexuales de las flores:

flores en estado hembra y flores en estado macho. El polen recolectado de flores en

estado macho se obtiene cuando las flores abren naturalmente por la tarde. El polen

recolectado de flores en estado de hembra se extrae de flores recogidas al mediodía

del primer día del ciclo de apertura. Para extraerlo, se arrancan los pétalos, dejando

14

secar el resto de la flor unas horas antes de su separación con un palillo (HERMOSO,

PÉREZ de OTEYZA y FARRE, 1997).

GEORGE y CAMPBELL (1991) recomiendan recolectar las flores en estado de

macho, de las que se extraerá el polen, entre las 15:00 y 16:00 hr.

MONTIEL (1999) explica la recolección de estambres a partir de flores en estado

macho, también puede ser realizada llevando un harnero portátil colgado al cuello, el

que consiste en un bidón plástico que, en su interior, lleva una bolsa de malla plástica

de 1 x 1 mm de luz. La ventaja que se presenta es que el espacio de aire, entre el

recipiente y la malla, impide la fermentación de los estambres por el aumento de la

temperatura. Cada vez que se llena la malla con flores, éstas se agitan hasta que

caigan los estambres al fondo del recipiente.

Para extraer el polen de flores en estado macho, los pétalos deben estar casi

totalmente abiertos, los sacos polínicos deben estar de color crema y levemente

sostenidos ente ellos (GEORGE y CAMPBELL, 1991).

La recolección de flores en estado de hembra es una técnica más habitual y es

utilizada en forma comercial en Chile (MONTIEL, 1999) y España (SORIA,

HERMOSO y FARRE, 1990). Se recomienda cosecharlas entre 13:00 y 15:00 hr,

almacenándolas en una habitación fresca en capas de menos de 5 cm de altura. Estas

flores pasarán al estado masculino aproximadamente a las 17:00 hr (SORIA,

HERMOSO y FARRE, 1990).

Los sacos polínicos inmaduros son de color blanco y forman una masa compacta,

unas a otras las anteras están comprimidas entre sí, longitudinalmente. Durante días

con altas temperaturas y baja humedad, las anteras comienzan su abscisión desde la

15

flor. Esto puede detectarse agitando la flor sobre un trozo de papel (GEORGE y

CAMPBELL, 1991).

Para separar los estambres y el polen del resto de la flor, se colocan sobre una criba

de 2-3 mm de luz de malla, presionando suavemente con la mano para desprender los

pétalos. Dado que la parte externa de los pétalos es pilosa, si se agitan las flores en

exceso, parte del polen les quedaría adherido. Los estambres y el polen se recogen

sobre una superficie lisa y limpia. La mezcla de polen y estambres se guarda en

frigorífico hasta su aplicación al día siguiente por la mañana (SORIA, HERMOSO y

FARRE, 1990).

Estos autores concluyen que el polen proveniente de flores macho nunca tiene la

calidad del obtenido de flores hembra, el primero pierde su viabilidad rápidamente a

temperatura ambiente (22-24ºC), esto tiene serias implicaciones para la polinización

natural cuando existe una alternancia total de los estados florales. Además, advierten

que el polen recién extraído de flores hembra se encuentra encapsulado en los sacos

polínicos aún cerrados, por lo que, para su utilización inmediata, debe exponerse a

temperatura ambiente cierto tiempo para forzar su apertura.

Es necesario trabajar de una manera más intensiva, dejando en el huerto árboles

destinados exclusivamente a la producción de flores para proveer de polen, y, de esta

manera, poder dejar, en los árboles destinados a la producción de fruta, sólo el

número de ramillas que sean necesarias para obtener la producción deseada. Estos

árboles proveedores de polen deberían ser manejados sin poda para que se desarrollen

libremente y expresen su hábito de crecimiento natural, produciendo más flores

(OVALLE, 1999).

16

2.5.2. Almacenamiento de los estambres.

Los sacos polínicos deben ser ubicados en un pequeño contenedor, y almacenados a

temperatura ambiente (20-25ºC) durante toda la noche para ser usados la mañana

siguiente. Las flores no deben ser ubicadas en contenedores cerrados, ya que la

acumulación de etileno produce un pardeamiento de las anteras, afectando

severamente la germinación del polen (GEORGE y CAMPBELL, 1991).

El polen de flor en estado hembra puede conservarse perfectamente en frigorífico de

3 a 7ºC, durante cuarenta horas, equivalentes a dos días de trabajo; el polen de flores

en estado macho tiene un buen comportamiento el primer día, pero desciende

fuertemente en el segundo (SORIA, HERMOSO y FARRE, 1990). No parecen existir

diferencias en el rango de 0-7ºC para períodos de conservación no superiores a dos

días (MORENO, 1987).

Se recomienda la conservación en recipiente de cristal ancho y bien ventilado. Una

bandeja es también adecuada. No parece ser crítica la humedad relativa entre 20 y

90% (SORIA, HERMOSO y FARRE, 1990).

Los mismos autores aclaran que es importante que los estambres con polen se

conserven en una capa de no más de 3 mm de grosor, con el fin de evitar

fermentaciones a altas temperaturas.

La humedad de conservación no tiene un efecto claro sobre la calidad del polen

conservado hasta tres días. Pareciera existir una pequeña disminución de los daños de

las bajas temperaturas de conservación cuando la humedad relativa es baja

(HERMOSO, PEREZ de OTEYZA y FARRE, 1997).

17

2.5.3. Aplicación de los estambres.

La bomba insufladora requiere que el polen sea mezclado con un medio seco. La

dilusion más efectiva en combinación con el medio seco corresponde a 2/3 partes de

polen en relación a 1/3 de diluyente (KANN, 1997).

La polinización consiste en tomar con una mano las flores y con la otra se recoge con

el pincel las masas cargadas de anteras que contienen polen o se aplica con bomba

insufladora. Se separan los pétalos y se introduce el polen sobre los pistilos. Esta

operación se realiza normalmente en la mañana entre las 9:00 y 11:00 hr, o bien en la

tarde, después de las 17:00 hr, momento en el cual es posible encontrar el mayor

número de flores abiertas (GARDIAZABAL, 1986). Esto podría ser atribuido a que

es la hora en que sexualmente el cono estigmático es funcional, segregando una

substancia pegajosa, lo cual facilita la polinización (RUBI, MARTINEZ y LOPEZ,

1997).

Las flores polinizadas temprano en el período de la floración logran una mayor cuaja,

pero las polinizadas durante la mitad de la floración producen fruta más alargada y

más simétrica (RICHARDSON y ANDERSON, 1996).

18

3. MATERIALES Y MÉTODOS

3.1. Ubicación y época del ensayo.

El ensayo fue realizado en el huerto de chirimoyos ubicado en la Estación

Experimental “La Palma”, y en los laboratorios de Fitopatología, y Postcosecha,

dependientes de la Facultad de Agronomía de la Pontificia Universidad Católica de

Valparaíso ubicada en la Provincia de Quillota, Quinta Región, en las coordenadas:

32°53’ latitud sur, 71°12’ longitud Oeste y a una altura de 146 msnm.

Los experimentos se realizaron entre enero y marzo del 2002.

3.2. Rendimiento de anteras.

En este experimento, se determinó el rendimiento de anteras a partir de 1 kilogramo

de peso fresco de flor de chirimoyo, cosechada en estado de flor hembra y prehembra,

pesado en una balanza marca Soehnle, modelo 8038 magnum.

El ensayo comenzó con la recolección de las flores desde el huerto de chirimoyos en

el sector del “bosque” de la Estación Experimental. A través de un registrador de

temperatura Ryan modelo RL100, dispuesto en el huerto de chirimoyo se registró la

temperatura existente en el lugar durante la recolección de las flores (Anexo 1).

Las flores fueron recolectadas sin pedúnculo, en los estados de flor hembra y

prehembra a partir de las 10 a.m. hasta la 1 p.m. El pesaje de las flores fue realizado

en la bodega de la Estación Experimental.

19

A continuación, las flores se depositaron en envases de cartón de 60 cm x 40 cm x 5

cm. Se colocó una capa de flores no superior a 3 cm, para facilitar su deshidratación y

evitar la fermentación (CARRILLO, 2000). Se registraron las temperaturas durante la

deshidratación con un termógrafo Ryan modelo RL 100, colocado el interior de una

de las cajas (Anexo 2).

Al día siguiente, las flores fueron pesadas para determinar la pérdida de humedad, en

cada estado floral. Para la obtención de los estambres, se utilizó la despalilladora de

polen modelo Piraña II.

Los estambres obtenidos de cada estado floral fueron pesados con una balanza marca

Soehnle, modelo 8038 magnum, también se determinó el volumen de estambres por

kilogramo de flor procesada, mediante una probeta de 50 ml.

3.3. Germinación del polen.

Se evaluó la germinación del polen de chirimoyo almacenado a diferentes

temperaturas y tiempos de almacenaje. El polen utilizado es el que se obtuvo de las

flores en estado de prehembra del ensayo antes descrito.

Según lo planteado por HOCKENBERRY y WHITE (1994), se consideraron viables

los granos de polen, cuyo largo del tubo polínico fuera igual o mayor que su

diámetro.

El polen más los estambres obtenidos del estado de flor de prehembra se depositaron

en 4 envases transparentes y se dejaron al ambiente cerca de una hora para facilitar su

oxidación.

20

Luego cada envase fue tapado con papel gofrado y colocado en distintas temperaturas

de almacenaje, temperatura ambiente, 8ºC, 5,5ºC y 3ºC. El envase correspondiente a

temperatura "ambiente" se colocó en el laboratorio de Postcosecha y su temperatura

fue registrada con un termógrafo en su interior (Anexo 3). El envase a 8ºC fue

colocado en la cámara de refrigeración del Laboratorio de Postcosecha, el envase a

5,5ºC en la cámara de crecimiento del Laboratorio de Fitopatologia, y para el envase

de 3º C fue utilizado un refrigerador del Laboratorio de Postcosecha.

Previo a guardar el polen en los envases se tomaron dos pequeñas muestras. Con una

de ellas se realizó un test de germinación in vitro (To). En este experimento se evaluó

el comportamiento de germinación del polen de chirimoyo en un medio de

germinación. El medio de germinación que se utilizó es el siguiente:

Medio BREWBAKER y KWACK (1963) modificado por ROSSEL, HERRERO y

GALÁN-SAUCO (1999) modificado: 5 % de sucrosa, 1 gr/L de H3BO3, 3 gr/L de

Ca(NO3)2 x 4H20, 2 g/L de Mg SO4 y 1 g/L de KNO3.

Se utilizaron aproximadamente 20 mg de anteras mezcladas con polen y fueron

depositadas en una placa de Petri, previamente identificada. Se dejó incubar durante 3

horas a 25º C (ROSSEL, HERRERO y GALÁN-SAUCO, 1999), en una cámara de

crecimiento.

Mientras se realizaba la germinación del polen en la cámara de incubación, con la

segunda muestra antes mencionada, se procedió a realizar un test de viabilidad in

vivo, en el huerto de chirimoyos de 12 años, conducidos en copa, con una distancia de

plantación de 6 x 4 mt. Para tal ensayo, se realizó polinización artificial con este

polen, utilizando insuflador. Se hizo una mezcla cuya proporción fue de dos partes de

polen más estambre y una de harina tostada. La cantidad de flores a polinizar fue de

21

25, en estado de hembra, y fueron marcadas con un distintivo de color y con la fecha

de la polinización.

Transcurridas las 3 horas desde que se dejó el polen en la cámara de germinación, se

depositó una gota de polen incubado en un portaobjetos, se mezcló con una gota de

lactophenol, se cubrió con un cubreobjeto, y se registró el porcentaje de germinación,

haciendo un conteo de los granos de polen germinados con respecto a 200 granos de

polen observados en un microscopio óptico marca Nikon.

Después de transcurridas 24, 48 y 72 horas, desde que se dejaron almacenados los

estambres a distintas temperaturas, una pequeña cantidad de estos fueron retirados de

sus envases y se les realizó nuevamente un test de germinación in vitro y en vivo. La

diferencia radica en que los estambres, una vez sacados de sus temperaturas de

almacenaje, fueron colocados dentro de una placa de Petri, se cubrieron con papel

filtro humedecido y se dejaron 40 minutos, para forzar su apertura. Luego de

transcurrido el tiempo, se realizo el test de germinación in vitro como antes se

describió.

Con respecto al test de germinación in vivo se realizó idénticamente al antes señalado,

con la salvedad de que, para cada temperatura de almacenaje, se polinizaron 25 flores

en estado de flor hembra. Por lo tanto, cada día se polinizaron 100 flores,

pertenecientes a 4 tratamientos e identificadas con un distintivo de color que asociara

la temperatura de la cual provenía el polen y la fecha a la cual correspondía.

La combinación de tratamientos propuesta para evaluar la efectividad in vitro e in

vivo de polen, obtenido mecánicamente y almacenado en 4 tipos de ambientes, se

resume en el Cuadro 1.

22

Cuadro 1. Combinación de tratamientos para evaluar la viabilidad del polen de chirimoyo en el tiempo, obtenido mecánicamente, bajo almacenamiento, a temperatura ambiente, 8ºC, 5,5ºC y 3º C.

Temperatura de almacenaje

Tiempo Ambiente 8º C 5,5º C 3º C

1 hr To - - -

24 hr T1 T4 T7 T10

48 hr T2 T5 T8 T11

72 hr T3 T6 T9 T12

Para el análisis de la germinación in vitro como en vivo, se procedió a utilizar un Test

de comparaciones Binomiales.

3.4. Curva de floración en chirimoyos.

Se determinó la curva de floración de chirimoyos en dos sistemas de conducción en

eje con un marco de plantación de 4x1 y, en un sistema tradicional en copa, con un

marco de plantación de 6x4. La curva de floración se determinó en 2 tipos de

ramillas, débil y semivigorosa, utilizando la clasificación de FASSIO (1997) (Cuadro

2). Se marcaron 40 ramillas de cada tipo y para cada sistema de conducción.

Cuadro 2. Clasificación de madera productiva de chirimoyo, FASSIO (1997).

Categoría de vigor Diámetro basal (cm)

Vigoroso 9,0 o más

Semivigoroso 6,6 – 8,9

Débil 4,1 – 6,5

Muy Débil 1,0 – 4,0

23

Día por medio, a las 10 a.m., se contó el número de flores existentes en cada ramilla

seleccionada y fueron colectadas en estado de flor hembra. Se llevó un registro, del

número de flores existentes, en estado de flor hembra, en cada ramilla identificada.

Para realizar la curva de floración, se registró la floración acumulada v/s grados día

(unidades de calor acumuladas por día). Las temperaturas fueron entregadas por la

Pontificia Universidad Católica de Valparaíso, que cuenta con las temperaturas

registradas en la zona cada 15 minutos. La acumulación de grados día (Anexo 4)

comenzó a considerarse desde el momento del deshoje de los árboles (17 de

diciembre del 2001). La fórmula para determinar las unidades de calor acumuladas

por día se entrega en el Cuadro 3.

Cuadro 3. Fórmula para calcular las unidades de calor acumuladas por día.

Unidades de calor = (temperatura máxima + temperatura mínima) – 12,5 º C

2

3.5. Densidad de flores en chirimoyos.

La densidad floral significa el número de flores por metro lineal de ramilla. Se

determinó la densidad floral de chirimoyos en dos sistemas de conducción en eje con

un marco de plantación de 4x1 y, en eje modificado (túnel), con un marco de

plantación de 4x1. La densidad floral se determinó en 2 tipos de ramillas, débil y

semivigorosa, utilizando la clasificación de FASSIO, 1997 (Cuadro 2). Se marcaron

40 ramillas de cada tipo y para cada sistema de conducción. En cada ramilla

identificada, fue medida su longitud.

24

Semanalmente, y a la misma hora, se contó el número de flores existentes en cada

ramilla y fueron sacadas en estado de flor hembra. Se llevó un registro, del número

de flores existentes en estado de flor hembra en cada ramilla identificada.

Para realizar la curva de densidad floral, se comparó el número de flores existentes

por metro lineal de ramilla v/s grados día. Las temperaturas fueron entregadas por la

Pontificia Universidad Católica de Valparaíso que cuenta, con las temperaturas

registradas en la zona, cada 15 minutos. La acumulación de grados día (Anexo 4)

comenzó a considerarse desde el momento del deshoje de los árboles (17 de

diciembre del 2001). La fórmula para determinar las unidades de calor acumuladas

por día se entrega en el Cuadro 3.

25

4. PRESENTACIÓN Y DISCUSION DE RESULTADOS.

4.1 Evaluación del rendimiento de polen.

4.1.1. Pérdida de humedad en flores de chirimoyo.

Se determinó la pérdida de humedad en flores de chirimoyo en dos estados florales

almacenados en caja, sin pedúnculo. Estos resultados se aprecian en el Cuadro 4.

CUADRO 4. Pérdida de humedad (%) de flores de chirimoyo cosechadas en dos estados florales, sometidas a desecación artificial durante diecinueve horas a T° ambiente.

Estado floral % Perdida de humedad

Estado de flor prehembra 10,9

Estado de flor hembra 20,5

Los resultados indican que el estado de flor hembra presenta una mayor pérdida de

humedad, esto concuerda con lo señalado por CARRILLO (2001). La eliminación del

pedúnculo facilita la deshidratación de las flores, y, a su vez, permite una mejor

utilización de la despalilladora, impidiendo la aglomeración de las anteras por exceso

de humedad.

Las flores de chirimoyo, como la mayoría de los órganos vegetales efectúa

respiración, esto consiste en que los compuestos de reserva son desdoblados a

productos más simples con liberación de energía, CO2 y agua. Un factor importante

que afecta la tasa de respiración es la relación superficie volumen. A mayor relación

26

superficie volumen, mayor es la tasa de respiración y, por ende, más alto el nivel de

pérdida de agua. SORIA, HERMOSO y FARRÉ (1990) describen la flor en estado

de prehembra y la señalan como abierta en sus pétalos, pero no así su base; en

cambio, la flor en estado de hembra abierta en sus pétalos y su base. Por lo tanto, la

flor en estado de hembra presenta una mayor relación superficie volumen y una

mayor pérdida de agua por concepto de respiración. A su vez, los tejidos vegetales

pierden agua por evaporación, lo que se conoce como transpiración. La relación

superficie volumen es directamente proporcional a la transpiración.

La respiración es un proceso oxidativo, las anteras provenientes del estado de flor

prehembra deben ser expuestas al aire por un tiempo cercano a una hora antes de

poder ser almacenadas, visualmente, hasta que adquieran un color amarillo oscuro,

todo esto con el fin de evitar la fermentación (MONTIEL, 20021).

4.1.2. Rendimiento de anteras.

Se comparó el rendimiento de anteras obtenido de flores de chirimoyo en dos estados

florales, las que fueron deshidratadas en cajas de cartón y trilladas mecánicamente

(Cuadro 5).

CUADRO 5. Rendimiento de anteras por kilogramo de flor procesada en dos estados florales.

Rendimiento

Estado floral cc/kg gr/kg

Estado de flor prehembra 53 16

Estado de flor hembra 40 10

! MONTIEL, M. 2002. Ing. Agr. Comunicación personal.

27

CARRILLO (2001) determinó que el rendimiento de anteras, a partir de flores en

estado de flor hembra, es de 11 gr/kg, concuerda con los resultados obtenidos, sin

embargo, el rendimiento de anteras es superior si se utilizan flores en estado de flor

prehembra, esto se debe a que su contenido de agua es mayor. La flor en estado de

prehembra posee una menor relación superficie volumen, y, con esto, una menor tasa

de respiración y transpiración.

4.2 Estimación de germinación del polen de chirimoyo.

4.2.1 Germinación in vitro.

Los resultados de la viabilidad del polen in vitro, evaluados a distintas temperaturas

y tiempos de almacenaje, expresados como porcentaje de germinación, se presentan

en el Cuadro 6.

CUADRO 6. Efecto de distintos tiempos y distintas T° de almacenaje de polen de chirimoyo sobre el porcentaje de germinación in vitro, con polen obtenido en forma mecánica, en estado de flor prehembra.

Temperaturas de almacenaje (°C)

Tiempo Ambiente 8 5,5 3

1hr 12 - - -

24hr 12,5 12 16,5 4,5

48hr 6,5 12 4 2,5

72hr 2 7,5 8 0,5

En base al test de comparaciones binomiales, se observa que la menor germinación se

logra con polen proveniente de un almacenamiento de 72 horas, a una temperatura de

3°C, logrando valores de sólo 0,5% de germinación in vitro de polen de chirimoyo.

28

Un almacenamiento de 24 horas y, con una temperatura de 5,5°C, permite obtener

los más altos niveles de germinación, alcanzando valores de 16,5% de germinación in

vitro de polen de chirimoyo.

En el resto de los tratamientos, se determinó que no existe diferencia estadística al

utilizar polen proveniente de distintas temperatura y tiempos de almacenaje. A

medida que pasa el tiempo de almacenamiento del polen, es menor el porcentaje de

germinación, esto coincide con lo señalado por SAAVEDRA (1977), quien señala la

gradual pérdida de viabilidad que experimenta el polen en la medida en que

transcurre el tiempo. SORIA, HERMOSO y FARRÉ (1990) afirman que el polen

puede conservarse perfectamente en frigorífico de 3 a 7ºC, durante al menos cuarenta

horas, esto no ocurre en el ensayo, debido a que, con temperatura de 3°C, se logran

bajos niveles de germinación de polen.

La prehidratación es un punto aún en discusión, como lo plantean HIGUCHI,

UTSUNOMIYA y SAKURATANI (1998), quienes señalan que es necesaria una

deshidratación de los granos de polen antes de su germinación, esto es contrario a lo

señalado por ROSELL, HERRERO y GALAN SAUCO (1999), quienes confirman la

necesidad de una prehidratación de los granos de polen. Debido a esto, se recomienda

realizar investigación en base a la deshidratación o hidratación de los granos de polen

y el tiempo de duración de tales acontecimientos con el fin de homogeneizar

resultados y conclusiones.

4.2.2. Estimación del porcentaje de cuaja.

Mediante el porcentaje de cuaja se evaluó la efectividad del polen de chirimoyo en

vivo, almacenado a distintas temperaturas y tiempos de almacenaje (Cuadro 7).

29

CUADRO 7. Efecto de distintos tiempos y distintas T° de almacenaje de polen de chirimoyo sobre el % de cuaja, con polen obtenido en forma mecánica, en estado de flor prehembra.

Temperaturas de almacenaje (°C)

Tiempo Ambiente 8 5.5 3

1 hr 60 - - -

24hr 44 60 78 12

48hr 40 66 36 8

72hr 32 60 68 2

En base al test de comparaciones binomiales, se observa que el menor porcentaje de

cuaja se logra con polen proveniente de un almacenaje de 72 horas y a una

temperatura de 3°C, alcanzando valores de sólo un 2% de cuaja. Al polinizar con

polen proveniente de un almacenaje de 24 horas y, a una temperatura de 5,5°C, se

obtienen los más altos niveles de cuaja. Se determinó que no existe una diferencia

estadística en el resto de los tratamientos, al utilizar polen proveniente de distintas

temperaturas y tiempos de almacenaje. GARDIAZABAL y ROSENBERG (1993),

señalan que el porcentaje de cuaja en chirimoyos, utilizando polen perteneciente al

mismo día de la recolección, es cercano a un 60%. Los valores obtenidos en este

experimento ratifican lo señalado por GARDIAZABAL (1993), además se observa

que incluso se pueden obtener valores de cuaja superiores a los tradicionales

utilizando polen almacenado. Sin embargo, merece atención determinar qué

porcentaje de los frutos cuajados llega a la cosecha, o qué porcentaje de éstos soporta

mejor las inclemencias del tiempo. Todo esto con el fin de determinar el mejor polen

para utilizar.

30

4.3. Determinación de la curva de floración en chirimoyo.

La curva de floración en chirimoyo tiene como finalidad determinar el momento pick

de floración, a su vez, facilitaría el manejo de polinización y permitiría reducir los

costos de mano de obra. A través de este ensayo, se logró determinar la curva de

floración en dos sistemas de conducción, en copa y en eje, y en dos tipos de ramilla.

4.3.1. Curva de floración en chirimoyo en un sistema de conducción en copa.

4.3.1.1. Ramilla semidébil.

La curva de floración se presenta en el Figura 1 y 2. Se puede observar que el pick de

floración se logró cuando la acumulación térmica superó las 385,65 unidades de

calor, a los 60 días después del deshoje. En este punto, la cantidad de flores existentes

en estado de flor hembra es de 25. La floración comenzó a los 27 días después del

deshoje, con una acumulación térmica de 185,55 unidades de calor.

4.3.1.2.Ramilla semivigorosa.

En esta ramilla (Figura 3 y 4), ocurrieron dos pick de floración: el primero a los 55

días del deshoje con 21 flores y con una acumulación térmica de 364,45 unidades de

calor; y el segundo, a los 60 días del deshoje con un pick de 20 flores y con una

acumulación de 384,65 unidades de calor. La floración en la ramilla semivigorosa

comenzó a los 31 días después del deshoje cuando la acumulación térmica superó las

185,5 unidades de calor.

31

FIGURA 1. Curva de floración en chirimoyo, en un sistema de conducción en copa, en ramilla semidébil. Número de flores, en estado de flor hembra v/s unidades de calor acumuladas.

0

5

10

15

20

25

30

165,5

519

9,421

8,524

1,3

265,5

529

2,431

8,5

340,2

5

364,4

5

384,6

540

3,2

430,9

5

459,8

5

484,3

551

0,954

0,2

Unidade s de calor acumuladas

Nº d

e flo

res

en e

stad

o de

flor

he

mbr

a

32

FIGURA 2. Curva de floración en chirimoyo, en un sistema de conducción en copa, en ramilla semidébil. Número de flores, en estado de flor hembra v/s tiempo.

0

5

10

15

20

25

30

23 27 31 35 39 43 47 51 55 59 63 67 71 75 79 83

Tiempo (días después del deshoje)

Nº d

e flo

res

en e

stad

o de

flor

he

mbr

a

33

FIGURA 3. Curva de floración en chirimoyo, en un sistema de conducción en copa, en ramilla semivigorosa. Número de flores, en estado de flor hembra v/s unidades de calor acumuladas.

0

5

10

15

20

25

165,5

519

9,421

8,524

1,3

265,5

529

2,431

8,5

340,2

5

364,4

5

384,6

540

3,2

430,9

5

459,8

5

484,3

551

0,954

0,2

Unidades de calor acumuladas

Nº d

e flo

res

en e

stad

o de

flor

he

mbr

a

34

FIGURA 4. Curva de floración en chirimoyo, en un sistema de conducción en copa, en ramilla semivigorosa. Número de flores, en estado de flor hembra v/s tiempo.

0

5

10

15

20

25

23 27 31 35 39 43 47 51 55 59 63 67 71 75 79 83

Tiempo (días después del deshoje)

Nº d

e flo

res

en e

stad

o de

flor

hem

bra

4.3.2. Curva de floración en chirimoyo en un sistema de conducción en eje.

4.3.2.1.Ramilla semidébil.

La floración en esta ramilla (Figura 5 y 6) comenzó a los 47 días después del deshoje,

cuando se alcanzó una acumulación térmica de 318,5 unidades de calor. Se

presentaron dos pick de floración: el primero con 19 flores, con 384,85 unidades de

calor que ocurrió a los 59 días después del deshoje; y el segundo pick, a los 67 días

después del deshoje, con 18 flores y con 430,95 unidades de calor.

4.3.2.2.. Ramilla semivigorosa.

En esta ramilla, la floración (Figura 7 y 8) se inició a los 43 días después del deshoje,

cuando la acumulación térmica superó las 292,4 unidades de calor. La máxima

cantidad de flores se logró a los 63 días después del deshoje, con un pick de 36 flores

y con una acumulación térmica de 384,65 unidades de calor.

Se puede señalar que el pick de floración en chirimoyo, independiente del tipo de

ramilla, se logró cuando la acumulación térmica superó las 384,65 unidades de calor.

El sistema de conducción en copa presentó un retraso en el comienzo de su floración,

sólo logró iniciar su floración cuando la acumulación térmica superó las 292,4

unidades de calor. En cambio, en el sistema de conducción en eje, el comienzo de la

floración se logró cuando la acumulación térmica superó las 218,5 unidades de calor.

Según ARELLANO (1993) y SAZO (1991), la floración en chirimoyo se extiende

entre enero y marzo, con un pick de floración en la segunda semana de febrero. Esto

concuerda con los resultados obtenidos, sin embargo, en el cálculo de unidades de

calor, existe un desface, debido a que los autores citados realizaron el deshoje de los

árboles el día 16 de noviembre.

36

FIGURA 5. Curva de floración en chirimoyo, en un sistema de conducción en eje, en ramilla semidébil. Número de flores, en estado de flor hembra v/s

unidades de calor acumuladas.

02468

101214161820

165,5

519

9,421

8,524

1,3

265,5

529

2,431

8,5

340,2

5

364,4

5

384,6

540

3,2

430,9

5

459,8

5

484,3

551

0,954

0,2

Unidades de calor acumuladas

Nº d

e flo

res

en e

stad

o de

flor

he

mbr

a

37

FIGURA 6. Curva de floración en chirimoyo, en un sistema de conducción en eje, en ramilla semidébil. Número de flores, en estado de flor hembra v/s

tiempo.

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20

23 27 31 35 39 43 47 1 55 59 63 67 71 75 79 83

Tiem po (días después de l deshoje )

Nº d

e flo

res

en e

stad

o de

flor

hem

bra

FIGURA 7. Curva de floración en chirimoyo, en un sistema de conducción en eje, en ramilla semivigorosa. Número de flores, en estado de flor hembra v/s unidades de calor acumuladas.

05

10152025303540

165,5

519

9,421

8,524

1,3

265,5

529

2,431

8,5

340,2

5

364,4

5

384,6

540

3,2

430,9

5

459,8

5

484,3

551

0,954

0,2

Unidades de calor acumuladas

Nº d

e flo

res

en e

stad

o de

flor

he

mbr

a

39

FIGURA 8. Curva de floración en chirimoyo, en un sistema de conducción en eje, en ramilla semivigorosa. Número de flores, en estado de flor hembra v/s tiempo.

0

5

10

15

20

25

30

35

40

23 27 31 35 39 43 47 51 55 59 63 67 71 75 79 83

Tiem po (días después de l deshoje )

Nº d

e flo

res

en e

stad

o de

flor

hem

bra

40

4.4. Determinación de la densidad floral en chirimoyo.

El éxito reproductivo de una planta depende de que la floración tenga lugar en el

momento más adecuado para su desarrollo y cuando las condiciones ambientales sean

favorables.

El chirimoyo al perder su hoja, la yema subpeciolar inicia su desarrollo, lográndose la

brotación y la posterior floración. La temperatura juega un rol fundamental, debido a

que un incremento de la temperatura activa los procesos metabólicos al interior de la

planta. A través de este ensayo, se logró determinar la densidad floral en chirimoyo

conducidos en eje y en túnel en dos tipos de ramilla.

4.4.1. Densidad floral en chirimoyo en un sistema de conducción en túnel.

4.4.1.1. Ramilla semidébil.

En este tipo de ramilla (Figura 9 y 10) la máxima densidad floral alcanzó a 1,9 flores

por metro lineal de ramilla semidébil, este evento ocurrió cuando la acumulación

térmica superó las 390 unidades de calor a 60 días después del deshoje.

4.4.1.2. Ramilla semivigorosa.

Como se puede observar en la FIGURA 11 y 12, se logró la máxima densidad floral

con un valor de 1,4 flores por metro lineal de rama, a 60 días del deshoje cuando la

acumulación térmica superó las 390 unidades de calor.

41

FIGURA 9. Curva de densidad floral en chirimoyo, en un sistema de conducción en túnel, en ramilla semidébil. Densidad floral v/s unidades de calor acumuladas.

0

0,5

1

1,5

2

2,5

181,5

224,5

5

265,5

5

312,0

5

352,8

539

0

430,9

547

7,952

5,2

Unidades de calor acumuladas

Nº d

e flo

res

por

met

ro li

neal

de

ram

a

42

FIGURA 10. Curva de densidad floral en chirimoyo, en un sistema de conducción en túnel, en ramilla semidébil. Densidad floral v/s tiempo.

0

0,5

1

1,5

2

2,5

25 32 39 46 53 60 67 74 81

Tiempo (días después del deshoje)

Nº d

e flo

res

por m

etro

line

al d

e ra

ma

FIGURA 11. Curva de densidad floral en chirimoyo, en un sistema de conducción en túnel, en ramilla semivigorosa. Densidad floral v/s unidades de calor acumuladas.

00,20,4

0,60,8

11,2

1,41,6

181,5

224,5

5

265,5

5

312,0

5

352,8

539

0

430,9

547

7,952

5,2

Unidades de calor acumuladas

Nº d

e flo

res

por m

etro

line

al d

e ra

ma

44

FIGURA 12. Curva de densidad floral en chirimoyo, en un sistema de conducción en túnel, en ramilla semivigorosa. Densidad floral v/s tiempo.

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

1,6

25 32 39 46 53 60 67 74 81

Tiempo (días después del deshoje)

Nº d

e flo

res

por m

etro

line

al d

e ra

ma

4.4.2. Densidad floral en chirimoyo en un sistema de conducción en eje.

4.4.2.1. Ramilla semidébil.

La máxima densidad floral expresada en esta ramilla (Figura 13 y 14) se logró a 60

días del deshoje, con una cantidad de 2,3 flores por metro lineal de rama esto ocurrió

cuando la acumulación térmica superó las 390 unidades.

4.4.2.2. Ramilla semivigorosa.

Se logró la mayor densidad floral en este tipo de ramilla (Figura 15 y 16), la cual fue

de 1,6 flores por metro lineal de ramilla a 60 días después del deshoje, cuando la

acumulación térmica fue superior a 390 unidades.

Según lo señalado por SALISBURY y ROSS (1994), la formación de flores tiene

como finalidad perpetuar la especie, y, para tener éxito, la planta busca el momento

adecuado para tal desarrollo, por lo tanto, los factores ambientales juegan un rol

fundamental en la floración. Cada especie o variedad posee, en cualquier estado

determinado de su ciclo de vida, y en cualquier conjunto determinado de condiciones

de estudio, una temperatura mínima, debajo de la cual no crece; una temperatura

óptima (o rango de temperaturas), en la que crece con una tasa máxima; y una

temperatura máxima, por encima de la cual no crecerá y con la que incluso puede

morir.

En base a lo señalado por SALISBURY y ROSS (1994), se puede determinar que la

temperatura influye en la formación de las flores, esto se complementa con los datos

obtenidos, ya que, con una acumulación térmica superior a las 390 unidades de calor,

se logra la máxima densidad floral en chirimoyo.

FIGURA 13. Curva de densidad floral en chirimoyo, en un sistema de conducción en eje, en ramilla semidébil. Densidad floral v/s unidades de calor.

0

0,5

1

1,5

2

2,5

181,5

224,5

5

265,5

5

312,0

5

352,8

539

0

430,9

547

7,952

5,2

Unidades de calor acumuladas

Nº d

e flo

res

exis

tent

es p

or m

etro

lin

eal d

e ra

ma

47

FIGURA 14. Curva de densidad floral en chirimoyo, en un sistema de conducción en eje, en ramilla semidébil. Densidad floral v/s tiempo.

0

0,5

1

1,5

2

2,5

25 32 39 46 53 60 67 74 81

Tiempo (días después del deshoje)

Nº d

e flo

res

por m

etro

line

al d

e ra

ma

FIGURA 15. Curva de densidad floral en chirimoyo, en un sistema de conducción en eje, en ramilla semivigorosa. Densidad floral v/s unidades de calor acumuladas.

00,20,40,60,8

11,21,41,61,8

181,5

224,5

5

265,5

5

312,0

5

352,8

539

0

430,9

547

7,952

5,2

Unidades de calor acumuladas

Nº d

e flo

res

por m

etro

line

al d

e ra

ma

49

FIGURA 16. Curva de densidad floral en chirimoyo, en un sistema de conducción en eje, en ramilla semivigorosa. Densidad floral v/s tiempo.

00,2

0,40,60,8

11,21,4

1,61,8

25 32 39 46 53 60 67 74 81

Tiempo (días después del deshoje)

Nº d

e flo

res

por m

etro

line

al d

e ra

ma

5. CONCLUSIONES

Los ensayos realizados permiten concluir que las flores de chirimoyo en estado de

flor hembra logran una mayor deshidratación, en comparación a las flores en estado

de prehembra. A su vez, se obtiene un mayor rendimiento de anteras al utilizar flores

en estado de flor prehembra.

El polen de chirimoyo se puede almacenar a temperatura de 5,5°C durante 24 horas y

obtener altos niveles de germinación in vitro.

Altos porcentajes de cuaja se pueden lograr, a través de la utilización de polen

almacenado por 24 horas, a una temperatura de 5,5°C.

El pick de floración en chirimoyo se logra cuando la acumulación térmica supera las

384,65 unidades de calor a 60 días del deshoje.

La densidad floral en chirimoyo es máxima cuando la acumulación térmica supera las

390 unidades de calor.

51

6. RESUMEN

El chirimoyo es un frutal que presenta dificultad de producción, debido a sus manejos de poda y su desface floral lo cual trae consigo la necesidad de realizar polinización artificial. Todo esto eleva los costos de producción, debido al alto requerimiento de mano de obra. Por lo tanto, cualquier técnica que reduzca los costos y simplifique el sistema hace interesante el cultivo. En el presente estudio, se comparó la pérdida de humedad por desecación artificial y el rendimiento de anteras, a partir de la cosecha de flores sin pedúnculo en dos estados florales (prehembra y hembra). Se determinó, además, la curva de floración en chirimoyo. Para esto, se evalúo en dos sistemas de conducción, en copa y en eje y, a su vez, en dos tipos de ramillas: semidébil y semivigorosa. Se logró una mayor pérdida de humedad en las flores en estado de hembra, pero, al mismo tiempo, un mayor rendimiento de anteras con las flores en estado de prehembra. Las curvas de floración en ambos sistemas de conducción y en las dos ramillas analizadas fueron semejantes, lo que sí se determinó fue que la floración en chirimoyo tiene como duración dos meses, con un pick de floración a los 60 días después del deshoje, cuando la acumulación térmica supera las 384,65 unidades de calor. Además, se evaluó la germinación in vitro e in vivo de polen a través del almacenaje del polen a distintas temperaturas y tiempos. Los mejores resultados se lograron con polen almacenado por 24 horas, a 5,5°C. Se realizó un ensayo para determinar la densidad de flores que existe en chirimoyo, para esto se analizaron dos sistemas de conducción (túnel y eje) y en dos tipos de ramilla (semidébil y semivigorosa). La máxima densidad floral se logró cuando la acumulación térmica superó las 390 unidades de calor.

52

7. LITERATURA CITADA

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