BIOFARMACIA y FARMACOCINÉTICA

Dpto. FARMACIA Y TECNOLOGÍA FARMACEUTICA

FACULTAD DE FARMACIA

UNIVERSIDAD DE ALCALA

CUADERNO DE PRACTICAS

BIOFARMACIA

y

FARMACOCINÉTICA

Apellidos ...........................................................

Nombre ...........................

Curso / Grupo ................/.............

ÍNDICE

Pág.

Experimentación en animales. Principios éticos 1

Estudio farmacocinético del Rojo Fenol en rata 3

Administración intravenosa 7

Administración intraperitoneal 13

Aplicación del método de Doluisio a la absorción de sulfonamidas 17

Simulación in vitro de un modelo farmacocinético Monocompartimental. 23

Administración intravenosa rápida (“bolus”) 25

Ensayo Nº 1. Simulación de datos plasmáticos 25

Ensayo Nº 2. Simulación de datos de orina 29

Administración extravascular 33


Ensayo Nº 4. Simulación de datos de orina 37

Administración intravenosa en perfusión 41


Ensayo comparativo de cesión in vitro 47

Enseñanza asistida por ordenador

Introducción a la Farmacocinética 49

Curso de Biofarmacia 51

Simulación de datos farmacocinéticos 54

Ajuste de datos farmacocinéticos mediante un programa de regresión no lineal 58

Datos Grupos I al VII 63

Protocolos de Experimentación animal: Normas Éticas

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EXPERIMENTACIÓN EN ANIMALES El empleo de animales en la experimentación es clave en el avance de las ciencias biomédicas y biológicas. Con esas investigaciones se ha logrado adquirir un profundo conocimiento de las características de los seres vivos y de su fisiología, que resulta imprescindible para poder diseñar, estudiar y ensayar nuevos fármacos.

El Comité Nacional del ICLAS (International Council for Laboratory Animal Science)/CSIC (consejo Superior de Investiagaciones Cientificas) ha redacto hace algún tiempo los siguientes: Principios Éticos de la Experimentación Animal Principios básicos

Artículo 1. Los progresos del conocimiento humano son necesarios y, sobre todo, los de la biología, la medicina del hombre y de los animales.

Artículo 2. El hombre tiene necesidad de utilizar al animal en la búsqueda del conocimiento humano, igual que para alimentarse, vestirse y trabajar. De ahí el deber de respetar al animal, entre auxiliar y ser viviente común a él.

Artículo 3. Toda persona que emplee animales con fines experimentales debe tener presente que están dotados de sensibilidad y memoria y son susceptibles al dolor y sufrimiento.

Responsabilidades del experimentador

Artículo 4. El experimentador es moralmente responsable de sus actos en el marco de la experimentación animal.

Artículo 5. Las experiencias concernientes a los seres vivos y las extracciones de tejidos a sujetos vivos con fines de investigación deben ser realizados por un científico cualificado o bajo su control directo. Las condiciones de conservación de los animales en experimentación deben ser definidas y controladas por un veterinario o por un científico competente.

Artículo 6. En los estudios sobre la utilización de animales debe existir una probabilidad razonable para que estos estudios contribuyan de manera importante a la adquisición de conocimientos que desembocaran eventualmente en la mejora de la salud y del bienestar del hombre y de los animales.

Artículo 7. Los métodos estadísticos, los modelos matemáticos y los sistemas biológicos in vitro deben ser utilizados cuando sean apropiados para completar la experimentación animal y para reducir el número de los sujetos utilizados.

Artículo 8. El experimentador debe utilizar el animal mejor adaptado a su investigación y tener en cuenta también los grados sensoriales y psíquicos propios de cada especie. Los animales en peligro de extinción no deberán ser utilizados más que en circunstancias excepcionales muy definidas. Mientras sea posible, los animales utilizados en el laboratorio provendrán de crías especializadas para asegurar las mejores condiciones de equilibrio biológico.

Artículo 9. El experimentador debe velar por que las condiciones de conservación del animal de laboratorio sean las mejores posibles y aportar los cuidados necesarios antes, durante y después de las intervenciones.

Artículo 10. El experimentador tiene el deber de ahorrar al animal todo sufrimiento físico o psíquico inútil. Debe poner en marcha los métodos que permitan limitar el sufrimiento y los dolores en el caso o casos que sean inevitables.

Protocolos de Experimentación animal: Normas Éticas

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Sociedad Española para las Ciencias del Animal de Laboratorio (SECAL)

En el año 1989 se fundo la sociedad SECAL, cuyo objetivo es racionalizar y mejorar el uso el animal de laboratorio, al servicio de la salud del hombre y de los animales, fomentando la relación y cooperación entre los profesionales del sector. Engloba a personas de todos los niveles académicos y profesionales relacionados el animal de laboratorio. Principios Éticos en Investigación y Docencia con Modelos Animales 1.- Se debe evitar el uso de animales cuando exista un método alternativo que proporcione resultados satisfactorios.

2.- El beneficio final del uso de animales de experimentación debe estar claramente definido en cada protocolo. La evaluación de la necesidad de su uso debe realizarse a través de un Comité Ético de Experimentación Animal.

3.- Los ensayos que incluyan animales como modelo experimental deben realizarse en Establecimientos Usuarios registrados. Los animales deben proceder de Establecimientos de Cría registrados en aquellos casos en que así lo establezca la legislación vigente.

4.- Las personas que tomen parte en los experimentos (diseño, manipulaciones, cuidados) deben tener formación específica en las ciencias del animal de laboratorio. Los animales estarán siempre bajo control veterinario.

5.- En cada ensayo hay que utilizar el mínimo número de animales posible que garantice resultados estadísticamente fiables.

6.- Los animales tienen que ser estabulados en jaulas y recintos apropiados, en espacios con condiciones ambientales estandarizadas y controladas. Igualmente debe estar garantizada la posibilidad de que los animales desarrollen los comportamientos propios de su especie siempre que las necesidades experimentales lo permitan.

7.- Los ensayos deben realizarse con un grado de refinamiento que evite el dolor, sufrimiento o angustia de los animales. Se deben establecer criterios de punto final y pautas de anestesia y analgesia en función de la severidad de cada procedimiento.

8.- Para la eutanasia, cuando sea necesaria, se debe aplicar un método ética y científicamente aprobado que reduzca al máximo el dolor y el estrés en los animales.

9.- Legislación básica actual:

El Real Decreto 1201/2005, de 10 de octubre, sobre protección de los animales utilizados para experimentación y otros fines científicos (BOE nº 252, de 21 de octubre, p. 34367), traspone y desarrolla la Directiva 86/609/CEE. Establece la creación de Comités éticos de bienestar animal y establece 4 categorías que habilitan profesionalmente para el manejo de animales de laboratorio. Se necesita una acreditación en una de estas catergorías: A: Cuidador de animales de laboratorio, B: Experimentadores, C: Investigadores, y D: Responsables en Bienestar y Salud Animal.

Ley 32/2007, de 7 de noviembre, para el cuidado de los animales, en su explotación, transporte, experimentación y sacrificio, incorpora un régimen sancionador.

Direcciones de interés http://www.iclas.org/ International Council for Laboratory Animal Science

http://www.felasa.org/ Federation of European Laboratory Animal Science

http://www.secal.es/ Sociedad Española para las Ciencias del Animal de Laboratorio

http://www.iclas.org/

http://www.felasa.org/

http://www.secal.es/

Estudio Farmacocinético del R.F. en la rata

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ESTUDIO FARMACOCINETICO DEL ROJO FENOL EN LA RATA

OBJETIVO

Esta práctica tiene por objeto exponer la metodología utilizada en el estudio farmacocinético de un medicamento. Como fármaco modelo se utiliza el rojo fenol, administrándose a una rata en dos condiciones experimentales: por vía intravenosa y por vía intraperitoneal, en regimen de dosis única de 10 mg/ Kg.

En primer lugar es necesario disponer de una curva de calibración para el rojo fenol en plasma de rata. Una vez puesto a punto el procedimiento de valoración, se realizará en otra rata una administración intravenosa de rojo fenol y se extraerán muestras de sangre a los tiempos previamenmte establecidos. A partir de los datos de nivel plasmático de fármaco/tiempo obtenidos y mediante el adecuado tratamiento matemático, se podrá proponer el modelo farmacocinético que mejor se se ajusta a los resultados observados y calcular sus constantes farmacocinéticas que caracterizan.

Por último, se realizarán estas mismas operaciones en el caso de una administración intraperitoneal. La finalidad de la práctica consiste pues en determinar dichas constantes en el caso de una administración intravenosa y otra intraperitoneal de rojo fenol, así como la biodisponibilidad conseguida por esta última vía. MATERIAL Y METODOS Animales de experimentación

Se utilizan ratas Wistar anestesiada con pentobarbital sódico a la dosis de 60 mg/Kg. Material * Material quirúrgico

Tijeras de punta roma Pinzas rectas Jeringuillas de 1 y 10 mL de capacidad Tablero de operaciones Rollo de esparadrapo y Algodón hidrófilo Guantes desechables

* Material fungible

10 tubos Ependorf de plástico 20 tubos de vidrio Pipetas de distinta capacidad (0,2-0,5-5 mL) 3 matraces de 100 mL aforados 10 matraces aforados de 10 mL Vasos de precipitados

Soluciones precisas * Eter etílico y solución acuosa de pentobarbital sódico (50 mg/mL) utilizadas como anestesicos. * Heparina y solución acuosa de citrato sódico al 20% que se emplearán como anticoagulantes. * Solución de rojo fenol de concentración 6 mg/mL (U.S.P. XX, pág. 1099), será la solución del medicamento que se administra a razón de 10 mg/Kg. * Solución patrón de rojo fenol de concentración 150 µg/mL que se utilizará para la recta de calibración. * Solución de ácido tricloroacético al 10% utilizada como agente desproteinizante. * Solución de NaOH 1N empleada en la valoración del rojo fenol.


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Método de valoración Para poder realizar un buen tratamiento de los datos experimentales es necesario, en primer lugar,

disponer de un método analítico fiable y apropiado. Ello implica realizar una curva de calibración del rojo fenol a partir de muestras de concentración conocida en plasma. Recta de calibración - Procedimiento para la obtención del plasma.

Con el fin de obtener plasma virgen para preparar la recta de calibración, se anestesiará una rata con pentobarbital sódico a la dosis de 60 mg/Kg. Una vez anestesiado el animal (lo que se confirma al comprobar la pérdida de reflejo parpebral), se sujeta al tablero quirúrgico con el auxilio de unas tiras de esparadrapo. Se practica a continuación unas incisiones a nivel pectoral con el fin de poner al descubierto los músculos pectorales y las dos venas yugulares. Una vez puestas al descubierto las dos venas yugulares, se extraerá la mayor cantidad posible de sangre con la ayuda de una jeringa de 10 mL de capacidad, lavada previamente con la solución anticoagulante. La sangre, recogida en un tubo de centrífuga humedecido también con la solución anticoagulante, se centrifuga a 3000 r.p.m. durante 15 minutos, tras lo cual se retira el plasma obtenido.

- Preparación de la recta de calibración.

Con el plasma virgen obtenido de una rata no tratada se preparará la recta de calibración de patrones internos como sigue: 1.- Se prepararán soluciones patrón de rojo fenol de concentraciones: 75, 60, 45, 30, 15, 7.5, 3 y 1.5 µg/mL a partir de la de 150 µg/mL 2.- Se prepararán 9 tubos que se rotularán: B, 75, 60, 45, 30, 15, 7.5, 3 y 1.5 respectivamente. 3.- Añadir a cada tubo 0.2 mL de plasma. 4.- Añadir al tubo rotulado B , 0.2 mL de agua destilada y a los tubos restantes 0.2 mL de las correspondientes soluciones patrón. 5.- Añadir a todos los tubos 0.5 mL de ácido tricloroacético al 10%. 6.- A continuación, centrifugar los tubos durante 10 minutos a 3000 r.p.m., separar 0.5 mL de sobrenadante y transferirlo a otro tubo rotulado. 7.- Adicionar 0.5 mL de NaOH 1N, y leer las absorbancias en un espectrofotómetro a 558 nm, frente al correspondiente tubo blanco.

Valoración del rojo fenol en muestras de sangre

1.- Las muestras de sangre, rotuladas con sus tiempos de toma correspondientes, se centrifugarán a 3000 r.p.m. durante 15 minutos. 2.- Se separan 0.2 mL de plasma de cada muestra y se transfieren a su tubo rotulado. 3.- A todos los tubos se adicionan 0.2 mL de agua destilada y 0.5 mL de ácido tricloroacético al 10%. 4.- Se centrifugan los tubos durante 10 minutos a 3000 r.p.m. y se separan 0.5 mL de sobrenadante que se transfieren a un tubo rotulado. 5.- Seguidamente se añaden 0.5 mL de NaOH 1N y se leen las soluciones coloreadas en espectrofotómetro a 558 nm frente al correspondiente tubo blanco.


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RESULTADOS- Tabla 1.- Preparación de soluciones patrón para la recta de calibración. (Volumen final 10 mL)

Vol. sol. 150 µg/mL Vol. Agua Conc. Rojo fenol (µg/mL) 75 60 45 30 15 7.5 3 1.5

Validación de un método analítico Explicar qué hay que hacer para conseguir desarrollar un método analítico “validado”.


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Recta de calibración - Tabla 2.- Lecturas observadas a 558 nm.

Conc. RF(µg/ml) Absorbancia 1 Absorbancia 2 Absorbancia 3 AbsorbanciaMEDIA

75 0.832 0.833 0.806 60 0.659 0.647 0.641 45 0,493 0.507 0.489 30 0.334 0.329 0.328 15 0.163 0.164 0.165 7.5 0.059 0.072 0.084 3 0.034 0.025 0.033

1.5 0.012 0.012 0.013 Figura 1.- Representación gráfica de la recta de calibración del Rojo Fenol.

Estudio Farmacocinético del Rojo Fenol en la rata. Administración I.V.

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ESTUDIO FARMACOCINETICO DEL ROJO FENOL EN LA RATA. ADMINISTRACION INTRAVENOSA.

MATERIAL Y METODOS Procedimiento

El estudio farmacocinético se realiza en la rata anestesiada. La anestesia se practica por vía intraperitoneal y se utiliza para este fin el pentobarbital sódico que se administra a la dosis de 60 mg/Kg. Una vez anestesiado el animal (lo que se confirma al comprobar la pérdida del reflejo parpebral), se ajusta al tablero quirúrgico con el auxilio de unas tiras de esparadrapo. Se practica a continuación unas incisiones a nivel pectoral con el fin de poner al descubierto los músculos pectorales y las dos venas yugulares.

Una vez puestas al descubierto las dos venas yugulares, se toma una muestra de 0.5 mL de sangre con la ayuda de una jeringuilla de 1 mL de capacidad, esta sangre nos permitirá obtener una muestra de plasma blanco.

Se administra por una de las venas yugulares la solución de rojo fenol de 6 mg/mL a una dosis de 10 mg/Kg y se pone en marcha el cronómetro. Se toman muestras de sangre de 0.5 mL, a los diversos tiempos prefijados, por la otra vena yugular. Las tomas de muestra se iniciarán 15 segundos antes del tiempo prefijado y se finalizará 15 segundos después del mismo. Las tomas de muestra se realizarán a los siguientes tiempos: 1, 3, 5, 10, 15, 30, 45, 60, 90, 120 y 150 minutos. Método analítico

Las muestras de sangre, rotuladas con sus tiempos de toma correspondientes se procesarán como se indicó en el apartado correspondiente de material y métodos de la página 4. RESULTADOS - Tabla 3.- Lecturas observadas a 558 nm

Tiempo (h/min/s)

Tiempo (horas)

Absorbancia Conc. (µg/ml)

Log Conc.

2 min 24 s 0,761 4 min 5 s 0,674 9 min 58 s 0,530 15 min 36 s 0,468 30 min 0,323 52 min 48 s 0,210 1h 0 min 3 s 0,198 1h 27 min 0,158 1h 57 min 36 s 0,115 2h 30 min 0,084


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Figura 2.- Representación gráfica de los niveles plasmáticos/tiempo de RF administrado I.V. Figura 3.- Representación gráfica del logaritmo del nivel plasmáticos/tiempo de RF por vía I.V.


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Figura 4.- Esquema del modelo farmacocinético. Ecuación representativa CÁLCULOS - Tabla 4.- Tratamiento de los datos.

Tiempo(h) Conc (Cp) (µg/mL)

Log. Cp Log C(extrap) extrapolada

C(extrap) Cp-C(extrap) Residuales

Log.Residuales

Cálculo de las macroconstantes farmacocinéticas:

Fase de disposición rápida: y = ................ - ............ t r = .................

log A = log Ao – α/ 2,303 t log Ao = ................. Ao = ...................

pendiente = ............... α = ...................

Fase de disposición lenta: y = ................ - ............ t r = .................

log B = log Bo – β/ 2,303 t log Bo = ................. Bo = ...................

pendiente = ............... β = ....................


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Cáculo de los parámetros farmacocinéticos del modelo


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Calculo de cantidades de fármaco en las diferentes zonas Tabla 5.- Cantidades de farmaco a los distintos tiempos

Tiempo (h)

Conc. plasma

Areas Parciales (AUCt1t2)

Area(AUCot) acumulada

Cantidad en el Compartimento Central

Cantidad en el Compartimento Periférico Cantidad Eliminada

Cantidad en C. Central: QCC = Cp x Vc.= D x (Ct/Co) Cantidad Eliminada: Qe = Ke x Vc x AUCot = D x (AUCot / AUCo

∞) Cantidad en C. Periférico: QCP = D – (QCC + Qe)


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Figura 5.- Representación gráfica de las cantidades de RF en el organismo administrado I.V. Explica por qué tienen esa forma las gráficas cantidad de fármaco en C.C. y C.P /tiempo. (Ten en cuenta el valor del volumen de distribución y la relación entre las microconstantes).

Administración I.P. de Rofo Fenol. Cálculo de la constante de absorción

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ADMINISTRACION INTRAPERITONEAL DE ROJO FENOL EN LA RATA

CÁLCULO DE LA CONSTANTE DE ABSORCION. MATERIAL Y METODOS

El material y métodos utilizados para la realización de esta práctica son los mismos que los empleados en el estudio farmacocinético del rojo fenol tras su administración intravenosa por lo que no se reseña en este protocolo.

La administración del rojo fenol se realizará por via intraperitoneal para lo que se utilizará una jeringuilla desechable de 1 ml de capacidad provista de aguja 16/5. Se utilizará una solución de rojo fenol de concentración 6 mg/ml y se administrará a la dosis de 10 mg/Kg.

Las tomas de muestra se realizarán a los siguientes tiempos prefijados: 2, 5, 10, 15, 30, 45, 60, 90, 120 y 150 minutos. RESULTADOS - Tabla 6.- Lecturas observadas a 558 nm. y concentraciones de RF en plasma.

Tiempo (h/min/s)

Absorbancia Tiempo (horas) Conc. (µg/ml) log. Conc

3 min 0,378 6 min 0,447 9 min 57 s 0,486 15 min 0,491 30 min 0,412 45 min 0,335 60 min 0,279 1h 30 min 0,205 2 h 0,153 2h 30 min 0,115

Figura 6.- Esquema del modelo farmacocinético.

Sobre la base de la gráfica de la página siguiente dibuja y explica el esquema del modelo farmacocinético que mejor explica estos datos y la ecuación matemática que lo representa.


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Figura 7.- Representación gráfica de las curvas de nivel plasmático de RF/tiempo por vía I.P. Figura 8.- Representación gráfica del logaritmo de la concentración de RF/tiempo por vía I.P.


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CÁLCULOS Tabla 7.- Tratamiento de los datos plasmáticos del RF administrado por vía intraperitoneal.

Tiempo

(h)

CPLASMA

Log. Cp

LogC(extrβ)

C(extr β)

Cp-C(extr β) = Residuales R1

Log.R1

Log C(extrp α)

C(extrp α)

C(extrp α)–R1 = Residuales R2

Log. R2

Cálculo de las macroconstantes farmacocinéticas: Fase de disposición lenta Fase de disposición rápida Fase de absorción

log B = log Bo – β/ 2,303 t log A = log Ao – α/ 2,303 t log R = log Ro – ka/ 2,303 t

y = ................ - ............ t r = ................. y = ................ - ............ t r = ................. y = ................ - ............ t r = ......................

log Bo = ................. Bo = ................... log Ao = ................. Ao = .............. log Ro = ................. Ro = ...................

pendiente = ............... β = ................... pendiente = ............... α = ................... pendiente = ............... ka= .......................


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Cálculo de las constantes farmacocinéticas:

Aplicación del método de Doluisio: Absorción de Sulfonamidas

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APLICACIÓN DEL MÉTODO DE DOLUISIO: ABSORCION DE SULFONAMIDAS.

OBJETIVO

Una vez que ha sido liberado el fármaco de su correspondiente forma farmacéutica, el siguiente paso que se produce en su tránsito por el organismo es el de la absorción. En esta práctica se expone la aplicación del método de Doluisio en rata al estudio de la absorción por vía oral de dos sulfonamidas: la sulfadiacina y la sulfametoxidiacina. Comprende la técnica quirúrgica, la disposición de montaje, así como el procedimiento de valoración de estos fármacos. A partir de los resultados experimentales obtenidos se determinará la cinética de desaparición del fármaco del líquido introducido en el intestino y la constante de velocidad que rige dicho proceso. Doluisio J.T. et al. Pharmaceutical Sciences 58, 1196, (1969) MATERIAL Y METODOS Animal de experimentación

Ratas Wistar a las que 24 h antes del ensayo se les retira el alimento y mantiene con agua "ad libitum" Material * Material quirúrgico

Tijeras Pinzas rectas Tablero de operaciones Cánula Agujas e hilo de sutura Esparadrapo Algodón hidrófilo Guantes desechables * Material fungible de tipo específico

Jeringa de plástico de 50 cc 2 jeringuillas de vidrio de 50 cc 2 llaves de paso de tres vias adaptables a las jeringas 2 tubitos de polietileno 2 cánulas de vidrio, de bordes romos, forma de L y una escotadura próxima a sus extremos

* Material fungible de tipo general

Vasos de precipitados Tubos de vidrio Cápsula de porcelana Soportes y pinzas Pipetas

Soluciones y reactivos * Líquido de lavado compuesto de PO4H2Na, ClNa, ClK y Cl2Ca. * Solución reguladora de pH 6,23 de PO4H2Na/PO4HNa2 0,067M. * Solución medicamentosa de sulfonamida en medio isotónico de pH regulado. * Solución de nitrito sódico al 0,1%. * Cloruro sódico 0,9%. * Acido clorhídrico 3N. * Solución de sulfamato amónico 0,5%. * Solución acuosa de N-1 naftiletilendiamida 0,1%.


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Método de valoración El procedimiento empleado se basa en el propuesto por Bratton y Marshall y consiste en la formación

de un azoderivado que presenta un máximo de absorción a 540 nm. - Preparación de la recta de calibración

1.- Se prepara una bateria de soluciones de la correspondiente sulfonamida en medio isotónico de pH 6,23, de concentraciones comprendidas entre 5 y 60 µg/ml, a partir de una solución patrón de 100 µg/ml.

2.- En doce tubos adecuadamente rotulados se depositan 0,2 ml de cada una de las anteriores soluciones de sulfonamida y en otro tubo 0,2 ml de medio isotónico de pH 6,23.

3.- Seguidamente se adiciona 1 ml de cada uno de los siguientes reactivos: -ácido clorhídrico -nitrito sódico 0.1% para formar el diazoderivado en la función amina primaria de la sulfonamida -sulfamato amónico al 0,5% con el fin de eliminar el exceso de nitrito sódico no reaccionante en la etapa

anterior; en esta reacción se libera nitrógeno molecular, cuyas burbujas desaparecen al agitar los tubos, y - N-1-naftiletilendiamida para dar un azoderivado por copulación con la sal de diazonio. 4.- El color que se produce en el proceso de diazotación se determina cuantitativamente por

espectrofotometría a 540 nm de longitud de onda, frente a un blanco sin medicamento.

PARTE EXPERIMENTAL Fase quirúrgica

Una vez anestesiada la rata, primeramente con eter etílico y a continuación con pentobarbital sódico administrado intraperitonealmente a razón de 60 mg/Kg de peso, se procede a fijarla sobre el tablero quirúrgico en posición de decúbito supino. Seguidamente se hace una incisión en la piel del abdomen a la altura de la pelvis. Con ayuda de una cánula se corta ésta, así como los músculos abdominales, hasta el esternón. En los extremos de la abertura se practican cuatro incisiones laterales que permiten poner al descubierto toda la cavidad abdominal.

A continuación se procede a aislar de la continuidad digestiva todo el intestino delgado; desde unos 2-3 cm del estómago hasta la porción final del íleon en las proximidades del tracto inicial del intestino grueso. Se hace un pequeño corte a estos dos niveles, por donde se introducen, las cánulas de cristal (1 cm), que se fijan por medio de sendas ligaduras con hilo de sutura. Fase de lavado

El siguiente paso consiste en el lavado de la porción intestinal aislada. A la cánula duodenal se acopla un tubo de polietileno que se conecta por el otro extremo con una jeringa de plástico. Con el líquido de lavado se arrastra la suciedad que sale por la cánula ileal, repitiéndose la operación hasta que el líquido sale limpio de restos de la digestión. Finalmente se expulsa todo el líquido introducido en el intestino. Fase de disposición y montaje

Luego, las dos cánulas, se unen cada una a una jeringa de vidrio, a través de una llave de tres vias y del tubo de polietileno. Las jeringas se sujetan, entonces, a un soporte por medio de pinzas. Esta disposición de jeringa/llave/cánula permite el acoplamiento lateral de otra jeringa de plástico de 1 ml de capacidad para realizar la toma de muestras. Variando la posición de la llave se pueden conseguir las siguientes conexiones: jeringa/intestino; jeringa/exterior; exterior/intestino y jeringa/exterior/intestino.


Fase de absorción propiamente de la sulfonamida En la jeringa duodenal se colocan 10 ml de solución medicamentosa, que es aproximadamente la

capacidad intestinal de los animales empleados. Presionando con el émbolo duodenal y aspirando con el ileal se obliga a pasar a la solución a través del intestino hasta la segunda jeringa, de la que se toma una muestra de 0,25 ml con una jeringa de plástico pequeña que se adapta a la llave lateralmente. Su contenido se transfiere al correspondiente tubo y corresponde a la muestra a tiempo cero.

Colocadas las llaves en posición jeringa/intestino se introduce, de nuevo, la solución medicamentosa. A partir de este momento se comienza a tomar el tiempo y a intervalos de 5 minutos durante media hora se extrae el contenido intestinal con ayuda delos émbolos y se obtiene una muestra de 0,25 ml de líquido. Fase de valoración

La valoración de las muestras se lleva a cabo siguiendo el procedimiento analítico expuesto anteriormente en el apartado de materiales y métodos.

Intestino delgado

Intestino grueso

Duodeno

Estomago

Ileon

Jeringa duodenal

Jeringa ileal

Intestino delgado

Intestino grueso

Duodeno

Estomago

Ileon

Jeringa duodenal

Jeringa ileal

Figura 9.- Técnica de Doluisio para el estudio de la absorción gastrointestinal de fármacos.

CENTRADA CSALIDA

(CENTRADA - CSALIDA)

CENTRADA CSALIDACENTRADA CSALIDA

(CENTRADA - CSALIDA)

CENTRADA - CSALIDA = Concentración de fármaco que se considera que se ha absorbido en el intestino delgado

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RESULTADOS - Preparación de soluciones patrón de sulfonamida para la recta de calibración: Se prepara una bateria de soluciones patrón para cada una de las sulfonamidas objeto de estudio. Seguidamente se sigue el método de valoración indicado y se lee la absorbancia a 540 nm. Tabla 8.- Recta de calibración de sulfonamidas

Vol.sol.madre (100 µg/ml)

Vol. agua (mL)

Conc. final (µg/mL)

Absorbancia Sulfadiacina

Absorbancia Sulfametoxidiacina

5 0,056 0,063 10 0,110 0,119 15 0,160 0,172 20 0,220 0,230 25 0,280 0,285 30 0,324 0,340 40 0,430 0,450 50 0,550 0,595 60 0,667 0,714

Figura 10.- Representación gráfica de las rectas de calibración de las sulfonamidas. SULFADIACINA A = .................. + ................. C r =........................ SULFAMETOXIDIACINA A = .................. + ................. C r =........................


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RESULTADOS de la absorción intestinal de SULFAMIDAS -Tabla 9.- Valoración de la cantidad de sulfonamida remanente en la solución medicamentosa prefundida en el intestino y no absorbidaa (Lecturas obtenidas a 540 nm.).

SULFADIACINA SULFAMETOXIDIACINA

Tiempo (min) Absorbancia Conc.

(µg/mL) Log. Conc. Absorbancia Conc. (µg/mL) Log. Conc.

0 0,550 0,586 5 0,421 0,390 10 0,360 0,283 15 0,320 0,239 20 0,281 0,180 25 0,248 0,153 30 0,220 0,126

Figura 11.- Representación gráfica de las cinéticas de desaparición de las dos SULFAMIDAS a).- Concentración remanente/tiempo


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b).- Logaritmo Concentración remanente/tiempo

PARAMETROS SULFADIACINA SULFAMETOXIDIACINA

Ecuación de velocidad

Cinética del proceso Ka t1/2

Explica porqué presentan distinta velocidad de absorción estas dos sulfonamidas.

Simulación “in vitro” del modelo farmacocinético Monocompartimental

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SIMULACIÓN "in vitro" DEL MODELO FARMACOCINETICO MONOCOMPARTIMENTAL

Los modelos farmacocinéticos describen el organismo de forma simplificada, permitiendo cuantificar la velocidad con que se producen los procesos de la serie LADME mediante la utilización de funciones matemáticas sencillas. En estos modelos el sistema biológico esta representado como una serie de zonas o compartimentos que se encuentran conectados entre si de forma reversible.

Un compartimento no es una región fisiológica o anatómica real, sino que representa un tejido o conjunto e tejidos con flujo sanguíneo similar y con la misma afinidad por el fármaco. Dentro de cada uno de los compartimentos se asume distribución uniforme e instantánea, y todas las moléculas del principio activo gozan de análogas propiedades cinéticas. En un compartimento siempre se puede establecer que la cantidad de fármaco, Q, viene dada por: Q = C. Vd donde C es la concentración y Vd el volumen del compartimento que puede ser un valor real o ficticio.

Los modelos son sistemas abiertos, existiendo transferencia de fármaco entre dicho compartimento y el exterior. Si bien con estas premisas el numero de compartimientos necesarios para representar el organismo puede parecer elevado en principio, se ha comprobado que una inmensa mayoría de los fármacos se pueden ajustar adecuadamente a modelos con uno o dos compartimentos. Incluso cuando se administran dosis múltiples y se alcanza el equilibrio dinámico, salvo contadas excepciones se utiliza el tratamiento monocompartimental. PARTE EXPERIMENTAL

En esta practica el organismo está representado por un dispositivo hidráulico que permite regular la

renovación del fluido, y en cual existe una buena agitación interior, lo que permite simular un modelo farmacocinético de un compartimento único.

El dispositivo consta de: un matraz kitasato de 500 c.c., un recipiente de plástico de 1L de capacidad, una bomba peristática, un soporte metálico y una pinza, un tubo de goma de silicona, un agitador magnético y una barrita magnética.

Para montar el dispositivo se opera de la siguiente forma:

El matraz kitasato se coloca sobre la plataforma del agitador magnético y se sujeta mediante la pinza al soporte metálico vertical de forma que tenga una pequeña inclinación para facilitar la salida de líquido. Se introduce la barrita magnética y se llena con agua destilada hasta que rebose por la salida lateral.

A continuación, se acopla el tubo de goma de silicona a la bomba peristática, se fija y seguidamente se introduce uno de sus extremos en el recipiente de plastico, lleno de agua destilada; y el otro en el kitasato. Se pone en marcha la bomba y se regula su velocidad de forma que el flujo a la salida del kitasato se mantenga constante entre 15 y 30 ml/min. (comprobarlo con una probeta). Periodicamente se debe rellenar el recipiente de plastico con agua.

Simulación “in vitro” del modelo farmacocinético Monocompartimental

Figura 12.- Model hidráulico de compartimentó único: Monocompartimental. Método analítico Como princicpio activo se utiliza una sustancia coloreada de fácil valorarión: la carboxifluoresceina sódica (CF). El método de análsis es espectrofotométrico, midiendose directamente la absorbancia de las soluciones en un espectrofotómetro a 493,5 nm. de longitud de onda. Previamente se ha puesto a punto el método de valoración, con el que se han obtenido los datos siguientes para la curva de calibración: Tabla 11.- Recta de calibración de la carboxifluoresceina sódica.

Conc. CF Na (µg /mL) 0,495 0,99 1,98 3 3,96 5,04 6

Absorbancia 0,052 0,106 0,212 0,427 0,463 0,652 0,738 Ecuación de la recta Y(Abs)= 0,1269 X(conc) - 0,0093 (R2 = 0,9895)

Figura 13.- Representación gráfica de la recta de calibracion de la carboxifluoresceina sódica.

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Simulación “in vitro”: Administración I.V. Ensayo 1, Niveles plasmáticos

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ADMINISTRACIÓN INTRAVENOSA RÁPIDA. SIMULACIÓN "in vitro"

Este ensayo tiene por objeto simular una administración intravenosa rápida y el procedimiento de

recogida de muestras “sanguíneas” y “urinarias” mediante el dispositivo hidráulico expuesto en las páginas anteriores, en el que el organismo está representado por un único compartimento.

La solución de CF se inyecta con una jeringa en el líquido del interior del kitasato que simula la circulación sanguínea. A los tiempos preestablecidos se extraen 3 mL del interior del matraz (equivale a la muestra de sangre/plasma) y todo el volumen que ha fluido por la salida lateral desde la anterior toma de muestra (equivale a lo excretado en orina).Por ello en la misma práctica se realizan los Ensayos 1 y 2.

ENSAYO Nº 1. “Niveles plasmáticos”

1.- PROTOCOLO DE TRABAJO: Datos simulados de concentración plasmática.

Una vez montado el dispositivo anterior y comprobado que la "orina " fluye de forma contínua y a ritmo constante (utilizar una probeta), se administra una dosis "endovenosa" rápida (“bolus”) del fármaco, la carboxifluoresceina sódica (CF). Se administran 0.5 mL de una solución acuosa de CF de 6 mg/mL de concentración. El deposito debe efectuarse rápidamente y en este momento se pone en marcha el cronómetro.

A los 2.5, 5, 10, 15, 20, 25, 30, 35, 40 y 50 minutos de comenzado el ensayo se toman muestras de la parte media del kitasato, que coresponderían a "plasma". Para ello se utilizan pipetas de 5 mL, recogiéndose un volumen de 3 mL. Si no se pudiese recoger alguna muestra al tiempo establecido, se deberá anotar el nuevo tiempo de recogida con la mayor exactitud y coincidiendo con el inicio de la toma.

Las muestras se depositan en tubos de ensayo adecuadamente numerados y se mide su absorbancia directamente en un espectrofotómetro a una longitud de onda de 493,5 nm. La concentración se obtiene a partir de la recta de calibración. 2.- RECOGIDA DE DATOS EXIPERIMENTALES:

Anotar los siguientes datos: Volumen del kitasato = ........................ Dosis administrada = .............................

Velocidad de flujo 1.- Al comienzo de la práctica = ........... 2.- A los 30 min. = ............................. Los datos de la práctica anotarlos en la tabla 12, cuyos encabezados coresponden a: Nº = número de la muestra. Ti. previsto = tiempo teórico de recogida de muestra. Treal = tiempo al que se recoge la muestra. Abs(problema) = absorbancia de la muestra diluida. Dilución realizada en la muestra para su valoración si fuese necesario. C plasmática = concentración de CF en la muestra "plasmática", teniendo en cuenta la dilución. Representar gráficamente el logaritmo de los niveles plasmáticos frente al tiempo en la página siguiente.


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Tabla 12.- Recogida de datos del Ensayo1. “Niveles plasmáticos” Nº Ti.previsto Treal Abs(prroblema) Dilución C(plasmática) log.Cp

1 2,5

2 5

3 10

4 15

5 20

6 25

7 30

8 35

9 40

10 50

Figura 14.- Representación gráfica de “ niveles plasmáticos” de CF/tiempo. Simulación I.V.


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3.- TRATAMIENTO DE DATOS:

Se realizara la representación gráfica de los logaritmos de las concentraciones plasmáticas frente al tiempo en papel milimetrado. El cálculo de los parámetros cinéticos del modelo se realizan mediante regresión lineal de los datos de logaritmo de concentración (y) frente al tiempo de recogida de muestra (x):

y = m • x + b. La constante de velocidad de eliminación se obtiene de la pendiente de la recta: Kel = m • 2,303. La semivida plasmática se calcula por la expresión: t1/2 = 0,693/ Kel. La concentración inicial Co se obtiene a partir de la ordenada al origen: Co = antilog b y a partir de Co se determina el volumen de distribución: Vd = Dosis/ Co. El aclaramiento sistemico se puede determinar por dos métodos distintos:

Cl = Kel . Vd (modelo dependiente) y Cl = Dosis / AUCo

∞ (modelo independiente)

siendo AUCo: el area bajo la curva de niveles plasmaticos determinada por el metodo de los trapecios y

extrapolada hasta infinito(∞).

4- CALCULOS:

Tabla 13.- Concentraciones plasmáticas Ensayo 1. Treal C(plasmática) log.Cplasma AUC

Fase de eliminación

y =................ - ............ t r =.................

log C = log Co – ke/ 2,303 t log Co =................. Co =...................

pendiente =............... ke=...................


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Cálculo de parámetros farmacocinéticos y de la ecuación representativa del modelo

Figura 15.- Esquema del modelo farmacocinético del Ensayo 1.

Simulación “in vitro”: Administración I.V. Ensayo 2, Niveles en orina

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ENSAYO Nº 2. “Niveles en orina” 1.- PROTOCOLO DE TRABAJO: Datos simulados de excrección urinaria.

Este ensayo se realiza conjuntamente con el anterior (Ensayo 1), recogiendose a la vez muestras del interior del kitasato (que equivale al contenido plasmático) y ,en un vaso de precipitados, todo el volumen de líquido que sale por el orificio lateral (que equivale a lo excretado en orina). A continuación se mide con ayuda de una probreta el volumen de líquido “excretado” a los 2.5, 5, 10, 15, 20, 25, 30, 35, 40 y 50 minutos de comenzado el ensayo y se anota en el cuadro de datos de la página siguiente. Si no se pudiese recoger alguna muestra al tiempo establecido, se deberá anotar el nuevo tiempo de recogida con la mayor exactitud y coincidiendo con el inicio de la toma. De la probeta se toman 5 mL que se depositan en tubos de ensayo adecuadamente numerados e identificados (diferenciarlos de los correspondientes a las muestras de plasma). La absorbancia se lee directamente en un espectrofotómetro a una longitud de onda de 493,5 nm.

Finalizada la práctica medir con la probeta el volumen de fluido contenido en el kitasato, desmontar el dispositivo, lavar el material y guardarlo convenientemente.

2.- RECOGIDA DE DATOS EXPERIMENTALES: Tabla14.- Recogida de datos “urinarios”. Ensayo 2.

Nº Ti.previsto T real Vol. Orina (mL) Dilución Abs (problema)

C (orina)

(µg/mL) 1 2,5

2 5

3 10

4 15

5 20

6 25

7 30

8 35

9 40

10 50

Nº = número de la muestra. Ti. previsto = tiempo teórico de recogida de muestra. Treal = tiempo de recogida de muestra. Vol. Orina = volumen de la muestra. Dilución = dilución de la muestra para su valoración. Abs (problema) = lectura de absorbancia. C orina = concentración de la muestra de "orina" teniendo en cuenta la dilución.

La velocidad media de flujo de orina se calcula al dividir el volumen total de liquido recogido entre los 2,5 y los 50 minutos entre 50 (minutos en los que se recoge este volumen).


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3.-TRATAMIENTO DE DATOS: Cuando se trabaja con muestras de orina se pueden hacer dos tipos de tratamientos de los datos:

1.-Acumulativo: se calculan las cantidades totales de CF excretadas (Ut) hasta cada uno de los tiempos de muestreo (Ti) y 2.- Distributivo: se calculan las velocidades de excreción (∆U/∆t) en el tiempo medio de cada uno de los intervalos de recogida de orina (∆t).

Para ello es necesario realizar los siguientes cálculos : ∆t =intervalo de recogida, corresponde al tiempo que duró la toma de muestra (tn - tn-1 ).

∆U = cantidad de soluto eliminado en el intervalo considerado. Se calcula: ∆U = C orina · V orina

∆U/∆t = velocidad de eliminación. Corresponde al cociente entre la 2ª y 4º columnas.

log (∆U/∆t) = logaritmo de la velocidad de eliminación. Tmedio = tiempo medio del intervalo de recogida considerado. Se calcula t i = (tn + tn-1 )/2 Se realizará la representación gráfica de los logaritmos de las "velocidades de eliminación" en función de los tiempos medios de intervalo, y se calculara la recta de regresión por mínimos cuadrados:

y = m • x + b La constante de velocidad de eliminación se obtiene a partir de la pendiente: Kel = m • 2,303. La semivida plasmatica se cálcula por la expresión: t1/2 = 0,693/ Kel La ordenada en el origen es el logaritmo de la velocidad de eliminación a tiempo cero, es decir el logaritmo del producto de la dosis por la Ku. Calcula Ku y comparalacon Kel. Calcula la cantidad máxima eliminada. Calcula la cantidad que falta por eliminarse en el kitasato por diferencia entre la dosis administrada y la cantidad máxima eliminada. Compara ésta última con la determinada experimentalmente a partir de la concentración en el kitasato. Extrapolar el AUC desde “t” hasta infinito (∞) utilizando la siguiente expresión:

AUC∞ t final = (∆U/∆t) t final / Kel dU/dt = Ku· D·e-Ke·t

Razonar por qué es otra forma de calcular el soluto que queda por eliminar.


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Tabla 15.- Niveles urinarios Ensayo 2. Datos acumulativos y distributivos. T(min)

Previsto/Real ∆U(mg) Cu x Vu

Ut (mg) Acumulado

∆t (min) intervalo

T medio intervalo

∆U/∆t (mg/min) Log(∆U/∆t)

0

2,5

5

10

15

20

25

30

35

40

50

Figura 16.- “Excrección urinaria acumulada” de CF. Simulación I.V. Cantidades acumuladas de CF (Ut) en cada uno de los tiempos de muestreo (Treal).


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Figura 17.- Gráfica del “Logaritmo deVelocidad de excrección urinaria” de CF. Simulación I.V. Log Velocidades de excreción (∆U/∆t) en el tiempo medio del intervalo de recogida. Cálculo de los parámetros farmacocinéticos del modelo.- y =................ - ............ t r =................. log ∆U/∆t = log (∆U/∆t)o – ke/ 2,303 t log (∆U/∆t)o =................. (∆U/∆t)o=...................

pendiente =............... ke =................... (∆U/∆t)o = ku x D................. ku =................... Compara los valores de las constante ke y ku

Simulación “in vitro”: Administración E.V. Ensayo 3, Niveles plasmáticos

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SIMULACIÓN "in vitro" DEL MODELO FARMACOCINETICO MONOCOMPARTIMENTAL. Administración Extravascular.

En esta práctica el organismo esta representado por el mismo dispositivo que el utilizado en la práctica anterior: un sistema hidráulico con renovación controlada del fluido y una buena agitación interior, por lo que simula un modelo de un solo compartimento.

Se realiza el montaje del dispositivo como se indicó anteriormente y se regula la velocidad de la bomba peristáltica para el flujo se mantenga constante entre 10 y 15 ml/min.

El ENSAYO Nº 3 tiene por objeto simular datos de concentración plasmática y el ENSAYO Nº 4 de datos urinarios. Ambos ensayos se realizan simultáneamente en el mismo experimento. ENSAYO Nº 3. “Niveles plasmáticos”. 1.- PROTOCOLO DE TRABAJO: Datos simulados de concentración plasmática.

Se prepara una cápsula con 2-3 perdigones en su interior a la que se practican tres agujeros con una aguja y en la que se introducen 0,5 mL de la solución acuosa de CF con una concentración de 6 mg/mL.

Montado el dispositivo según se indicó anteriormente y una vez comprobado que la "orina " fluye adecuadamente, se introduce la cápsula de CF en el matraz kitasato y se pone en marcha el cronómetro. Se toman muestras de "plasma" , siempre del centro del matraz, a los 5, 10, 15, 20, 25, 30, 35, 40 y 50 minutos de comenzado el ensayo. Para ello se utilizan pipetas de 5 mL, recogiéndose un volumen de 3 mL. Si no se pudiese recoger alguna muestra al tiempo establecido, se deberá anotar el nuevo tiempo de recogida con la mayor exactitud y coincidiendo con el inicio de la toma.

Las muestras se depositan en tubos de ensayo adecuadamente numerados. Se mide su absorbancia en un espectrofotómetro a λ = 493,5 nm. Si la absorbancia fuese superior a la máxima obtenida en la recta de calibración diluir con agua (1:1). La concentración se obtiene a partir de la ecuación siguiente (pág. 25): Y(Abs)= 0,1269 X(conc) - 0,0093 (R2 = 0,9895). Finalizada la práctica lavar el material y guardarlo convenientemente. 2.- RECOGIDA DE DATOS EXIPERIMENTALES: Anotar los siguientes datos: Medir con probeta el volumen de fluido contenido en el kitasato y la velocidad de flujo al comenzar el ensayo (tiempo inicial) y a los 30 minutos. Anotar los datos en la tabla. Concentración de la solución de CF = ................ Concentración final en el kitasato = ............................. Dosis administrada = ............................. Volumen del kitasato = ................................... Velocidad de flujo de orina 1.- Al comienzo de la práctica = ............................. 2.- A los 30 min. = .............................

Ti. previsto = tiempo teórico de recogida de muestra. Ti. real = tiempo al que se recoge la muestra. Dilución = dilución realizada en la muestra para su valoración. Abs (problema) = lectura de absorbancia de la muestra diluida. C plasmática = concentración de fluoresceina en la muestra "plasmática", teniendo en cuenta la dilución.


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Tabla 16.- Recogida de datos de ”niveles plasmáticos”. Simulación E.V. (Ensayo 3). Nº Ti.previsto Ti.real Abs (problema) Dilución C(plasmática) Log. C(plasmática)

1 2,5 2 5 3 10 4 15 5 20 6 25 7 30 8 35 9 40

10 50 Figura 18.- Gráfica del logaritmo de “niveles plasmáticos”/tiempo Simulación E.V.


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3.- TRATAMIENTO DE DATOS: El cálculo de los parámetros cinéticos del modelo se realiza mediante regresión lineal de los datos de

logaritmo de concentración/ tiempo, que, comenzando desde el último tiempo estén alineados. Mediante el tratamiento denominado de “residuales” o “Retroproyección” se analiza la fase de absorción. Tabla 17.- Tratamiento de datos pasmáticos. Ensayo 3.

Ti REAL CPLASMA log.Cp log.CEXTRAP CEXTRAPCEXTRAP-Cp Residuales

log Resid. AUC

CÁLCULOS Fase de eliminación: y =................ - ............ t r =................. log C = log Co – ke/ 2,303 t log Co =................. Co =...................

pendiente =............... ke =...................

Fase de absorción: y =................ - ............ t r =................. log A = log Ao – ka / 2,303 t log Ao =................. Ao =...................

pendiente =............... ka =................... Co = (D/Vd) · F · (ka/ka-ke) to = (ln (Aº/Cº))/(Ka-Ke) Co = tmax = Cmax = Clp=

Simulación “in vitro”: Administración E.V. Ensayo 4, Niveles en orina

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ENSAYO Nº 4. “Niveles en orina”

1.- PROTOCOLO DE TRABAJO: Datos simulados de excrección urinaria. Este ensayo se realiza simultáneamente con el anterior, recogiendose a la vez muestras del interior

del kitasato (que equivale al contenido plasmático) y el volumen que fluye lateralmente (lo excretado en orina). Así pues, se recoge todo el líquido excretado a los 5, 10, 15, 20, 25, 30, 35, 40 y 50 minutos de comenzado el ensayo. A continuación se mide el volumen de líquido, a cada tiempo, en una probeta y se anota en el cuadro de datos de la página siguiente. Si no se pudiese recoger alguna muestra al tiempo establecido, se deberá anotar el nuevo tiempo de recogida con la mayor exactitud y coincidiendo con el inicio de la toma. De la probeta se toman 5 mL que se depositan en tubos de ensayo adecuadamente numerados e identificados (diferenciarlos de los correspondientes a las muestras de plasma). La absorbancia se lee directamente en un espectrofotómetro a una longitud de onda de 493,5 nm. Si fuese necesario diluir con agua.

Anotar todos los resultados en la tabla siguiente. Finalizada la práctica desmontar el sistema, lavar el material y guardarlo convenientemente. 2.- RECOGIDA DE DATOS EXPERIMENTALES: Tabla 18.- Recogida de datos “urinarios”. Ensayo 4.

Nº Ti.previsto Ti. real Vol. Orina (mL) Dilución Abs (problema)

C (orina)

(µg/mL) 1 2,5

2 5

3 10

4 15

5 20

6 25

7 30

8 35

9 40

10 50

Velocidad de flujo de orina 1.- inicial = ........................ 2.- a los 30 min. = ............. Velocidad media de flujo de orina = (Volumen total de líquido recogido/ 50 minutos) = ..............


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3.-TRATAMIENTO DE DATOS: Se calculan las cantidades acumuladas de CF (Ut) en cada uno de los tiempos de muestreo (Ti) y las

velocidades de excreción (∆U/∆t) en el tiempo medio del intervalo de recogida (∆t). (Ver Ensayo 2).

Tabla 19.- Niveles urinarios Ensayo 4. Datos acumulativos y distributivos. T(min)

Previsto/Real ∆U(mg) Cu x Vu

Ut (mg) Acumulado

∆t (min) intervalo

T medio intervalo

∆U/∆t (mg/min) Log(∆U/∆t)

0

2,5

5

10

15

20

25

30

35

40

50

Figura 19.- Representación gráfica de la “excrección urinaria acumulada”. Simulación E.V.


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Tabla 20.- Tratamiento de los datos en forma distributiva

Ti medio intervalo

∆U/∆t (mg/min)

log(∆U/∆t) Velextrapolada

log(∆U/∆t)Ext (∆U/∆t)ExtVelEXT – Vel

(∆U/∆t)Extr -(∆U/∆t) Residuales

Figura 20.- Gráfica del “logaritmo Velocidad excrección urinaria” de CF. Simulacion E.V.


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Cálculo de los parámetros farmacocinéticos El cálculo de los parámetros cinéticos del modelo se realiza mediante regresión lineal de los datos de

logaritmo de Velocidad de excreción/ tiempo medio de intervalo, que comenzando desde el último tiempo estén alineados. Luego, mediante el tratamiento denominado de “residuales” o “Retroproyección” se analiza la fase de absorción. Fase de eliminación: y =................ - ............ t r =................. log ∆U/∆t = log (∆U/∆t)o – ke/ 2,303 t log (∆U/∆t)o =................. (∆U/∆t)o=...................

pendiente =............... ke =...................

Fase de absorción: y =................ - ............ t r =................. log ∆U/∆t = log (∆U/∆t)o – ka/ 2,303 t log (∆U/∆t)o =................. (∆U/∆t)o=...................

pendiente =............... ka =...................

(∆U/∆t)o = ku · F· D · ka/(ka-ke) ku =...................


Compara los valores de las constantes ke y ku obtenidas en la práctica anterior (Ensayos 1 y 2) con los obtenidos en ésta (Ensayos 3 y 4) Escribe las ecuaciones matemáticas correspondientes en cada caso.

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Simulación “in vitro”: Administración Perfusión I.V. Ensayo 5, Niveles plasmáticos

SIMULACIÓN "in vitro" DEL MODELO FARMACOCINETICO MONOCOMPARTIMENTAL. Administración en Perfusion Intravascular

Este ensayo tiene por objeto simular una administración intravenosa en forma de infusión o perfusión

y el procedimiento de recogida de muestras “sanguíneas”, utilizando el dispositivo hidráulico expuesto en las páginas anteriores, en el que el organismo está representado por un único compartimento.

La solución de CF se coloca en una jeringa a la que se acopla un tubo de goma, el cual se introduce directamente el el matraz kitasato que simula el compartimento del organismo. Mediante un regulador de flujo la solución de CF perfunde continuamente en el líquido del interior del kitasato que simula la circulación sanguínea. A los tiempos preestablecidos se extraen 3 mL del interior del matraz (equivale a la muestra de sangre/plasma).

Figura 21.- Model hidráulico de compartimentó único: Monocompartimental.

ENSAYO Nº 5. “Niveles plasmáticos”

1.- PROTOCOLO DE TRABAJO: Datos simulados de concentración plasmática.

Montaje del dispositivo de la figura 21 que simula una perfusión iv. : 1.- Sujetar la jeringa de perfusión de 60 cc con las pinzas del soporte vertical y cerrar el regulador de flujo del tubo que lleva acoplado a su salida. Graduar la altura para que el tubo de goma se pueda disponer verticalmente sobre un vaso de precipitados. 2.- Llenar la jeringa con agua hasta el nivel de 60 cc. A continuación ajustar la rueda del regulador de flujo del tubo para que el agua fluya a unas 35 gotas por minuto. 3.- Sin mover la rueda del regulador, vaciar la jeringa volcando su contenido en el vaso de precipitados y a continuación colocarla, vacía, en su posición anterior en el soporte de sujeción.

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4.- Montar el dispositivo de las prácticas anteriores (recipiente de plástico, bomba peristáltica, kitasato con agitador magnético y vaso colector) sin acoplar todavía la jeringa de perfusión. 5.- Poner en marcah la bomba peristáltica y comprobar que el flújo de líquido que sale por el kitasato es contínuo y a ritmo constante de unos 15 ml/min (comprobar con una probeta). 6.- Colocal el soporte que sujeta la jeringa de perfusión, todavía vacía, de tal forma que ésta se sitúe en la vertical del matraz kitasato. A continuación introducir el tubo de goma, acoplado la jeringa, en el interior del kitasato de manera que casi llegue hasta el fondo del matraz. 7.- Sin modificar el regulador de flujo del tubo de goma, llenar la jeringa con la solución de CF de concentración 250 µg/ml hasta el nivel de 60 cc. La solución de CF descenderá por el tubo de goma. 8.-. Cuando la solucion de CF esté a punto de llegar al extremo del tubo de goma situado en el interior del kitasato, completar el nivel de la jeringa de perfusión a 60 cc. 9.- El ensayo comienza en el momento en que la solución de CF empiece a perfundir en líquido del kitasato, que simula la sangre. En ese momento poner en marcha el cronómetro y empezar a contar el tiempo. 10.- A los tiempos indicados en la tabla, 5, 10, 20, 30, 40 y 50 minutos, se extraen con una jeringa 3 ml de líquido del interior del kitasato y se colocan en tubos de ensayo rotulados. 11.- Para mantener constante la presión hidrostática , reponer con solución de CF de 250 µg/ml el nivel de la jeringa de perfusión a 60 cc, en cada uno de los tiempos de recogidade muestra. 12.- La simulación de la perfusión finaliza a los 50 min. Para ello, sin deterner la bomba peristaltica, cerrar completamente el regulador de flujo, extraer el tubo de goma del interior del kitasato y continuar con el experimento. 13.- Se continúan recogiendo muestras de 3ml del interior del kitasato a los 60, 70, 80 y 90 minutos. Perido post-perfusión. 14.- A los 90 min detener la bomba peristáltica y valorar la concentración de CF en los tubos. Si no se pudiese recoger alguna muestra al tiempo establecido, se deberá anotar el nuevo tiempo de recogida con la mayor exactitud y coincidiendo con el inicio de la toma. La absorbancia de las muestras se mide directamente en un espectrofotómetro a una longitud de onda de 493,5 nm. La concentración se obtiene a partir de la recta de calibración. 2.- RECOGIDA DE DATOS EXIPERIMENTALES:

Anotar los siguientes datos: Velocidad de flujo de la bomba peristáltica 1.- Al comienzo de la práctica = ............... 2.- A los 30 min. = ............................. Volumen del kitasato = ........................

Flujo jeringa de perfusión: …………….. Conc. Solución de perfusión = .............................

Los datos de la práctica anotarlos en la tabla 21, cuyos encabezados coresponden a: Nº = número de la muestra. Ti. previsto = tiempo teórico de recogida de muestra. Treal = tiempo al que se recoge la muestra. Abs(problema) = absorbancia de la muestra diluida. Dilución realizada en la muestra para su valoración si fuese necesario. C plasmática = concentración de CF en la muestra "plasmática", teniendo en cuenta la dilución. Representar gráficamente el logaritmo de los niveles plasmáticos frente al tiempo en la página siguiente.


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Tabla 21.- Recogida de datos del Ensayo1. “Niveles plasmáticos” Nº Ti.previsto Treal Abs(prroblema) Dilución C(plasmática) log.Cp

1 5

2 10

3 20

4 30

5 40

6 50

7 60

8 75

9 80

10 90

Figura 22.- Representación gráfica de “ niveles plasmáticos” de CF/tiempo. Perfusión I.V.


3.- TRATAMIENTO DE DATOS:

Se realizara la representación gráfica de los logaritmos de las concentraciones plasmáticas frente al tiempo en papel milimetrado. En ella se distinguen dos fases diferenciadas: Perido de perfusión (incorporación y disposición del fármaco) y Periodo post-perfusión (disposición). A partir de esta representación gáafica se puede observar si se ha alcanzado la meseta terapéutica.

El cálculo de los parámetros cinéticos del modelo se realiza analizando, en primer lugar, los niveles de fármaco en la fase post-perfusión. A partir de ellos se calcula la Kel , mediante regresión lineal de los datos de logaritmo de la concentración, una vez finalizada la perfusión, frente al tiempo post-perfusión que corresponde al tiempo de toma de muestra menos el tiempo que ha durado la perfusión (TREAL – TPERFUSION ), en esta caso 50 minutos.

y = m • x + b. La constante de velocidad de eliminación se obtiene de la pendiente de la recta: ke = m • 2,303. La semivida plasmática se calcula por la expresión: t1/2 = 0,693/ ke. La concentración cuando finalizala perfusión CT se obtiene a partir de la ordenada al origen: CT= antilog b Conocida esta concentración y la constante de eliminación se puede calcular la constante de velocidad de

incorporación a sangre ko

La concentración en la meseta terapéutica C∞ o Cee es el cociente entre la constante de velocidad de incorporación a sangre y la constante de eliminación La constante de velocidad de incorporación a sangre es igual al cociente entre el ritmo o velocidad de perfusión y el volumen de distribución

VdK o= ok

ke

ko= C∞ El aclaramiento sistemico se puede determinar por dos métodos distintos:

Cl = ke . Vd (modelo dependiente) y Cl = Dosis / AUCo

∞ (modelo independiente)

4- CALCULOS:

Tabla 23.- Concentraciones plasmáticas Ensayo5.

TREAL Post-perfusión t ’ = TREAL-50min C(plasmática) log.Cplasma AUC

5 ----------------

10 ----------------

20 ----------------

30 ----------------

40 ----------------

50

60

70

80

90

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Figura 23.- Representación gráfica de log niveles plasmáticos de CF/tiempo. Perfusión I.V.

- Esquema del modelo farmacocinético del Ensayo 5.

Cálculo de parámetros farmacocinéticas

Fase de disposición

y =................ - ............ t’ r =................. e . C= C t ke -ft

′′

·

log Ct’ = log CT – ke/ 2,303 t’ log CT =................. CT =...................

pendiente =............... ke=................... t1/2 = …………..

Fase de incorporación

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e T . k - -1

C f . ke= koe

) e t ke. - -1 ( . ke

ko= C t V do= ke . C= ko

Κ∞

ko =................... Vd = …………….. Ko=...................

C∞ =................. Dosis administrada= ………… Clp =...............

Contesta a las siguientes cuestione justificando tus respuestas:

1.- ¿Por qué con este tipo de administración se consigue llegar a una concentración constante en sangre? En este caso ¿se ha alcanzado la meseta terapéutica?. ¿En cuanto tiempo se alcanza? 2.- ¿Si se aumentase el ritmo de perfusión se alcanzaría antes la meseta?. 3.-¿De qué parámetro farmacocinético depende el tiempo que se necesita para que la concentración sanguínea se mantenga constante?.

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Estudio comparativo de cesión “in vitro”

ESTUDIO COMPARATIVO DE CESIÓN "in vitro". OBJETO

Este ensayo tiene por objeto evaluar "in vitro" la influencia que tiene la viscosidad de una formulación sobre la liberación del principio activo incorporado en ella. En esta práctica se compara la cesión de una substancia trazadora, fluoresceina disódica, a un medio receptor acuoso, que se halla separado de la formulación por una membrana semipermeable. PARTE EXPERIMENTAL

El dispositivo empleado en éste estudio consta de un tubo de vidrio de 22 mm de diámetro interno (26 mm φ externo) y 98 mm de altura (compartimento donor), en uno de cuyos extremos se fija una membrana semipermeable (Visking 2-18/32``, Medicell Int. Ltd.) y de un vaso de precipitados de 5 cm de diámetro y 10 cm de altura (compartimento receptor), que contiene 75 mL de agua destilada (líquido receptor) sometida a una agitación magnética suave. En el compartimento donor se deposita la formulación objeto de estudio: la solución con el marcador o el gel; seguidamente se pone en contacto el tubo con el líquido receptor evitando la formación de burbujas sobre la superficie de la membrana. Se pone en marcha el cronómetro y a los tiempos preestablecidos se retiran 3 mL del medio receptor para su valoración, reponiendo el volumen con tampón fosfato a la misma temperatura.

Figura 24.- Dispositivo para la evaluación de la liberación "in vitro"

Compartimento donor

Agitador magnético

Compartimento receptor

Membrana Formulación

Preparación de las formulaciones de fluoresceina Solución del trazador

Como trazador se utiliza fluoresceina disódica, preparándose una solución acuosa de concentración 6 mg/mL. Para el ensayo se toma 1 mL de dicha solución y se diluye con 1 mL de agua destilada. Gel de gelatina

Se prepara un gel a la concentración del 10% (p/v), para lo cual la cantidad necesaria de gelatina se dejó en reposo en 10 mL de agua destilada a 37° C durante 24 horas, hasta completa disolución. La dispersión obtenida presenta un aspecto transparente, coloración amarillenta y consistencia viscosa a temperatura ambiente (25° C). Para realizar el estudio de liberación se añade 1 mL de solución de fluoresceina disódica (6 mg/mL) a 1 mL del gel de gelatina.

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Estudio comparativo de cesión “in vitro”

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Tabla24.- Resultados de cesión de la solución de CF

Nº

Tiempo

Absorbancia

Solución

C(receptor)

Solución

log.C(receptor)

Solución

Absorbancia

Gel

C(receptor)

Gel

log.C(receptor)

Gel

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9

10 11 12

0 5 10 15 20 25 30 40 50 60 70 80 90

Determinar la cinética del proceso de cesión que más se ajusta en cada caso, analizando la correlación entre la Concentración y el tiempo o el log Concentración y el tiempo, mediante mínimos cuadrados Figura 24.- Representación gráfica de la cesión de CF en solución y en gel.

Enseñanza Asistidad por Ordenador.- Introdución a la Farmacocinética

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ENSEÑANZA ASISTIDA POR ORDENADOR. Introductory Pharmacokinetics Workshop.

El programa muestra al alumno cómo realizar representaciones en papel semilogarítmico, cómo calcular el área bajo la curva concentración /tiempo usando el procedimiento Trapezoidal, y cómo calcular la constante de absorción usando el Método de los Residuales. Estos conceptos se muestran primeramente con ejemplos y posteriormente se comprueba el aprendizaje del alumno planteando questiones que requieren el empleo de cada método. El avance del alumno se monitoriza obteniendo una puntuación general al final de cada modulo. Está dividido en 4 partes:

1.- Methods • Logarithmic Plot • Method of Residuals • Trapezoidal Rule

2.- I.V. Dosing • General Information • Test Question

3.- I.V. Infusion • General Information • Test Question

4.- Oral Dosing • General Information • Test Question

Methods Este apartado expone tres importantes procedimientos básicos: representación logarítmica, método de los residuales y método trapezoidal, utilizados para tratar los datos gráficos con el fin de obtener la información necesaria para calcular los parámetros farmacocinéticos. Intravenous Bolus Dosing Esta sección proporciona información sobre varios parámetros farmacocinéticos incluyendo la semivida y la constante de velocidad de eliminación y cómo calcularlos a partir de los datos correspondientes a una administración iv rápida (en “bolus”). Intravenous Infusion Aquí se muestran las gráficas que se obtienen cuando el fármaco se administra en infusión intravenosa. Los datos se utilizan para estimar la constante de velocidad de eliminación, la semivida, el aclaramiento y el volumen de distribución una vez que ha finalizado la infusión. Oral Dosing Con los datos recogidos tras administración oral del fármaco se expone el procedimiento para calcular la constante de velocidad de eliminación, la semivida, el aclaramiento y el volumen de distribución, la biodisponibilidad absoluta y relativa, la constante de velocidad de absorción y la semivida de absorción. Al hacer CLIC en una de estas opciones y comenzar la aplicación se muestra una primera página donde se indica el CONTENIDO de esa actividad y los CONOCIMIENTOS PREVIOS que se necesitan. A la derecha, abajo, se indican las páginas que contiene; haciendo CLIC en ellas se pasa a esa página. En la parte inferior izquierda aparece “Return to Menu”, que te lleva al Menu Principal. En todas las páginas aparece en la parte superior una barra de tareas con las palabras: File, Edit, Tools, Help. Para salir del programa: Desplegar File y seguidamente Exit Package.

Enseñanza Asistidad por Ordenador.- Introdución a la Farmacocinética

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RESULTADOS Y COMENTARIOS

Enseñanza Asistidad por Ordenador.- Curso de Biofarmacia

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CURSO DE BIOFARMACIA

Biofarmacia Moderna.- Curso de enseñanza asistida por ordenador El programa se divide en los siguientes capítulos: *Fundamentos: analiza los conceptos generales de biofarmacia, biodisponibilidad, farmacocinética, aclaramiento, metabolismo y criterios de bioequivalencia. Se muestran, así mismo, las ideas básicas sobre los fenómenos de transporte; finalizando con una exposición de las diferentes vías de administración. *Tracto GI: en él se describen la influencia de la anatomía y morfología del tracto gastrointestinal en la administración oral de medicamentos, se analiza la importancia de las secreciones a lo largo del mismo, se pone de manifiesto la influencia del vaciado gástrico y de la motilidad GI en la absorción y se finaliza exponiendo los mecanismos de digestión y absorción de diversoso nutrientes. *Sistemas de Administración Oral: donde se describen los tipos de excipientes usados para la elaboración de comprimidos y cápsulas de liberación inmediata y los ensayos de uniformidad, disgregación y disolución. A continuación se exponen los diferentes tipos de formas de cesión controlada, sus mecanismos y cinéticas de liberacion. Por último se comentan los estudios de biodisponibilidad y bioequivalencia de las formas de administración oral. *Predicción de Fa: capítulo que analiza los parámetros que resultan críticos para la absorción de los fármacos y muestra cómo estimar la permeabilidad, la magnitud de la absorción, la biodisponibilidad y la fracción de dosis absorbida. En él se exponen también los conceptos de la correlación in vitro/in vivo y del Sistema de Calsificación Biofarmacéutica BCS. Fundamentos

• Introducción • Biodisponibilidad • Farmacocinética • Aclaramiento • Metabolismo • Bioequivalencia • Transporte • Administración

Sigue los distintos apartados del programa anotando en tu cuaderno los conceptos más importantes que van apareciendo y al final realiza los ejercicios de test que te propone el propio programa. RESULTADOS Y COMENTARIOS


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RESULTADOS Y COMENTARIOS (continuación)

Enseñanza Asistidad por Ordenador.- Simulación Farmacocinética

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SIMULACIÓN DE DATOS FARMACOCINÉTICOS

Pharmacokinetics Simulations.- Curso de enseñanza asistida por ordenador ∗ Introduction

El principal objetivo de este programa es el de enseñar los principios básicos de la farmacocinética a través de simulaciones informáticas de los perfiles concentración plasmática de fármaco/tiempo. Estas simulaciones son una herramienta de gran valor para su comprensión y para apreciar la interrelación de los diferentes parámetros farmacacocinéticos. El programa permite al estudiante evaluar el impacto del cambio de uno o más parámetros en los perfiles de las curvas concentración plasmática/tiempo. Aabarca: la administración iv rápida (“bolus”) y oral, la infusión iv a velocidad constante e intermitente, la administración única y múltiple, y la eliminación con cinética lineal y no leneal en los modelos monocompartimental y bicompartimental. Seguir los siguientes apartados * Simulation Examples

• Single Oral Dose • Constant Rate IV Infusion • Two Compartment Model

* Simulations: • Introduction to Pharmacokinetic Parameters • IV Bolus Administration • Oral Administration • Constant Rate IV Infusion

∗ Simulation Examples

1.- Single Oral Dose: ¿Qué ocurre cuando se producen cambios en la ..

a)Dosis

b)Biodisponibilidad

c)Constante de eliminación

d)Constante de absorción

2.- Constant Rate IV Infusion: ¿Qué ocurre cuando se producen cambios en la ..

a)Velocidad de infusión

b)Constante de eliminación


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c)Dosis de carga

3.- Two Compartment Model: ¿Qué ocurre cuando se producen cambios en la ..

a)Dosis

b)Constante α

c)Constante β

∗ Simulations:

1.- Introduction to Pharmacokinetic Parameters: Simular curvas Cp/t con los siguientes datos

a)Constante de eliminación: Ke= 0.1 - 0.5 – 1 – 2 (escala de Y= 100 unidades)

b)Volumen de distribución: Vd= 5 – 10 – 15 – 40 (escala de Y= 25 unidades)

c)Semivida : T1/2 = 5 – 10 – 15 – 20 (escala de Y= 100 unidades)


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d)Aclaramiento total (TBC): (escala de Y= 250 unidades)

d.1.-Vd = 5 y Ke = 0,25 – 0,5 – 0,75

d.2.-Ke = 0,5 y Vd = 10 y 25

e)AUC : (escala de Y= 25 unidades)

e.1.- D = 500 y Cl = 1 y 5

e.2.-Cl = 5 y D = 1000 y 250

f)Biodisponibilidad (F) : (escala de Y= 25 unidades) F= 0,5 – 0,75 - 1

g)Constante de absorción: (escala de Y= 25 unidades) Ka= 0,1 – 0,25 – 0,5 - 1

h)Dosis: (escala de Y= 25 unidades) D= 250 – 500 – 750 - 1000

2.- IV Bolus Administration

a) One Compartment Model

Single IV Bolus Doses: Simular curvas Cp/t y log Cp/t con los siguientes datos

D Vd Ke (escala de Y= 100 unidades) 500 12 0,5 500 40 0,2 500 30 0,2


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b) Two Compartment Model

Single IV Bolus Doses: Simular curvas Cp/t y log Cp/t con los siguientes datos

D= 2000 Vc = 12 (escala de X= 20 unidades e Y = 200 unidades)) K12 K21 K13 1 2 0,5 2 1 0,5 2 0,5 1

3.- Oral Administration

a) One Compartment Model

Single Oral Doses: Simular curvas Cp/t y log Cp/t con los siguientes datos

D F Vd Ka Ke (escala de Y= 100 unidades y X = 10 unidades)) 1000 0,6 10 0,5 0,1 1000 0,9 10 0,5 0,1

1000 0,9 10 1,5 0,1 1000 0,9 10 1,5 0,3

b) Two Compartment Model

Single Oral Doses: Simular curvas Cp/t y log Cp/t con los siguientes datos

D Ka Vc K12 K21 K13 (escala de X= 8 e Y = 75 unidades)) 2000 1 12 1,5 0,75 2

2000 2 12 1,5 0,75 2 2000 2 12 1,5 0,75 1 2000 2 12 1,5 0,75 3

4.- Constant Rate IV Infusion

Ajuste de datos farmacocinéticos mediante regresión no lineal. Programa JANA

AJUSTE DE DATOS FARMACOCINÉTICOS MEDIANTE REGRESIÓN NO LINEAL. PROGRAMA "JANA".

INSTRUCCIONES PARA EJECUTAR EL PROGRAMA JANA PARA WINDOWS

0.- Si es necesario cambiar configuración regional a Ingles de E.U., en configuración, panel de control 1.- Para comenzar el programa: con el raton posicionarse sobre "Inicio" y pulsar el botón izquierdo del ratón,

con lo que se delplegará una ventana. Sin dejar de apretar el botón izquierdo, arrastrar el ratón a "Programas" y al desplegarse, colocarse sobre "Jana para Windows" y luego sobre "Jana para Windows" otra vez

2.- Aparecerá una ventana en rojo con el nombre de la firma editora del programa SCI. Esperar unos instantes

y, al final, se muestra en pantalla una nueva ventana con el titulo Jana en la parte superior izquierda, sobre fondo rojo, debajo aprecen unas palabras, iconos y una tabla X Y.

3.- Situarse en la parte superior derecha de esta ventana Jana; hacer clic sobre la figura de en medio " " para

que ocupen toda la pantalla las ventanas del programa. 4.- Para introducir los datos en la tabla X(tiempo) Y(concentración), es preciso previamente crear en una

tabla con el número de casillas apropiado: Situarse en la palabra "Edit", hacer CLIC y seleccionar "Add rows"; aparecerá una nueva ventana donde se deberán indicar cuantas filas se quieren añadir a la ya existente en la tabla de datos tiempo/concentración. El número de filas a añadir es igual al número de observaciones menos una, aceptar con OK ó ┘.

5.- Introducir los datos tiempo/concentración en su correspondiente casilla. Separar los decimales con

punto y pulsar ┘ para que se acepte el dato. Para moverse de una casilla a otra hacerlo con el ratón o con las flechas ↑→↓ ←.

6.- Nuevamente hacer CLIC sobre "File" y situarse sobre "Save data as" para archivar los datos.

Aparece una ventana, en cuya parte superior se escribe el nombre de archivo elegido con la extension ".DAT" (Ej.: ENSAYO-1.DAT). A continuación Aceptar.

7.- Situarse sobre el icono hacer CLIC para que represente gráficamente los datos. 8.- Situarse sobre la palabra "Window" de la ventana del programa Jana y desplegarla con 1 CLIC,

elegir "Tile" haciendo también CLIC para que las ventanas se coloquen de forma que se puedan ver la tabla de datos y la gráfica.

9.- Situarse sobre el icono hacer CLIC, aparecerá una ventana con las siguientes instrucciones, que

permiten establecer las condiciones del estudio.

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10.- Situarse sobre el icono que representa "una calculadora" y hacer CLIC para que el ordenador realice el ajuste de datos según las condiciones establecidas en el punto anterior (condiciones del estudio).

11.- Para que las ventanas se coloquen de forma que se puedan ver la tabla de datos, la gráfica y los

resultados hacer lo siguiente: Situarse sobre la palabra "Window" y desplegarla con 1 CLIC, elegir "Tile" haciendo también CLIC.

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12.- Cuando en las condiciones del estudio se ha establecido en la casilla de "Maximun exponents" un número superior a 1, hay hacer CLICK en el icono de "calculadora" tantas veces como indique dicho núemro, para que el programa continúe realizando las operaciones de ajuste como se hizo en el apartado 10.

13.- Para IMPRIMIR los resultados situarse sobre el icono que representa "una impresora" y hacer

CLIC. 14.- Para ARCHIVAR el resultado del ajuste realizado situarse en la barra superior, elegir "File" hacer

CLIC, elegir "Save Output" y, en la parte superior izquierda de la ventana que se despliega, dar nombre al archivo: el mismo que se dio a la tabla de datos, PERO AHORA CON LA EXTENSION "JAN" (Ej.: ENSAYO-1.JAN). A continuación "Aceptar".

15.- Para realizar un NUEVO AJUSTE situarse nuevamente en la barra superior, elegir "File" hacer

CLIC, elegir "New" y aparece una nueca tabla de datos con dos casillas vacías. Realizar las mismas operaciones que anteriormente desde el apartado 4.

16.- Para salir del programa hacer CLIC sobre el icono "EXIT".

Ajuste de datos farmacocinéticos mediante un programa de regresión no lineal. En las paginas siguientes se proponen ejemplos con la finalidad de que el alumno analice cómo se modifica el perfil de las curvas de niveles plasmáticos/tiempo al cambiar el valor de las constantes farmacocinéticas. 1.- Siguiendo las instrucciones de las páginas anteriores, utilizar el programa de regresión no lineal

JANA para establecer el modelo farmacocinética compartimental y la ecuación que mejor se ajusta a los datos de cada uno de los ejemplos.

2.- Completar la tabla, que acompaña a cada grupo de jemplos, con los parámetros farmacocinéticas

obtenidos en el ajuste, indicando en cada caso el modelo compartimental y calculando las constantes de velocidad de transferencia, el AUC, Cmax y tmax.

3.- Representa en papel milimetrado y en una misma gráfica los ejemplos propuesto en cada uno de

los grupos de simulaciones. 4.- Indica las ecuaciones Cp=f(t) para cada ejemplo y explica como influye el valor de las constantes

farmacocinéticas en la forma de las curvas.

Aplicación del programa JANA. Ajuste de datos simulados Grupo I

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Realizar el ajuste de los datos de la práctica “Estudio farmacocinético del Rojo Fenol” 1.- Datos relativos a la administración intravenosa (pág. 7). - Tabla 3.- Niveles de Rojo Fenol en sangre

Tiempo (h/min/s)

Tiempo (h) Conc. (µg/ml)

2 min 24 s 4 min 5 s 9 min 58 s 15 min 36 s 30 min 52 min 48 s 1h 0 min 3 s 1h 27 min 1h 57 min 36 s 2h 30 min

- Resultados : 2.- Datos relativos a la administración intraperitoneal (pág. 13). - Tabla 6.- Niveles de Rojo Fenol en plasma.

Tiempo (h/min/s)

Tiempo (horas)

Conc. (µg/ml)

3 min 6 min 9 min 57 s 15 min 30 min 45 min 60 min 1h 30 min 2 h 2h 30 min

- Resultados


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3.- Comentarios


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Ajuste de datos farmacocinéticos mediante el programa informático "jana". SIMULACIÓN GRUPO I

Tabla 25.- Concentraciones plasmáticas µg/mL TIEMPO EJ-1 EJ-2 EJ-3 EJ-4

0,1 48,77 47,56 46,39 45,24 0,2 47,56 45,24 43,04 40,94 0,3 46,39 43,04 39,93 37,04 0,5 44,12 38,94 34,36 30,33

0,75 41,45 34,36 28,49 23,62 1 38,94 30,33 23,62 18,39

1,5 34,36 23,62 16,23 11,16 2 30,33 18,39 11,16 6,77 3 23,62 11,16 5,27 2,49 4 18,39 6,77 2,49 0,92 5 14,33 4,10 1,18 0,34 7 8,69 1,51 0,26 0,05

Tabla 26- Rsultados del GRUPO I

EJ -1 EJ -2 EJ -3 EJ -4

Modelo r

Co Cº Aº Ke T1/2 Ka Αο Βο Ro α β

K21 K13 K12

AUC Tmáx Cmáx


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Figura 25.- Representación gráfica de los datos de los ejemplo del GUPO I. Comenta la foma de las curvas y compara entre si los parámetros farmacocinéticos Ejemplo EJ-1 Ecuación

Ejemplo EJ-2 Ecuación



Aplicación del programa JANA. Ajuste de datos simulados Grupo II

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Ajuste de datos farmacocinéticos mediante el programa informático "jana". SIMULACIÓN GRUPO II

Tabla 27.- Concentraciones plasmáticas µg/mL Ti (h) EJ-5 EJ-6 EJ-7 0,1 37,70 42,87 46,65 0,2 30,06 37,22 43,59 0,3 25,25 32,73 40,78 0,5 20,11 26,25 35,85 0,7 17,70 22,00 31,69 0,9 16,30 19,13 28,17 1 15,78 18,04 26,61

1,4 14,12 15,00 21,49 2 12,13 12,33 16,19 3 9,45 9,46 10,94 4 7,36 7,36 7,91 5 5,73 5,73 5,93

Tabla 28- Rsultados del GRUPO II

EJ -5 EJ -6 EJ -7

Modelo r


K21 K13 K12

AUC Tmáx Cmáx

Aplicación del programa JANA. Ajuste de datos simulados Grupo II

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Figura 26.- Representación gráfica de los datos de los ejemplo del GUPO II Comenta la foma de las curvas y compara entre si los parámetros farmacocinéticos Ejemplo EJ-5 Ecuación



Aplicación del programa JANA. Ajuste de datos simulados Grupo III

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Ajuste de datos farmacocinéticos mediante el programa informático "jana". SIMULACIÓN GRUPO III

Tabla 29.- Concentraciones plasmáticas µg/mL Ti (h) EJ-8 EJ-9 EJ-10 0,1 44,07 43,59 42,66 0,2 39,13 38,21 36,48 0,3 35,02 33,68 31,28 0,5 28,69 26,61 23,17 0,7 24,19 21,49 17,33 0,9 20,93 17,71 13,09 1 19,64 16,19 11,42

1,4 15,92 11,76 6,76 2 12,68 7,91 3,26 3 9,52 4,54 1,07 4 7,37 2,72 0,38 5 5,73 1,64 0,14

Tabla 30.- Rsultados del GRUPO III

EJ -8 EJ -9 EJ -10

Modelo r


K21 K13 K12

AUC Tmáx Cmáx

Aplicación del programa JANA. Ajuste de datos simulados Grupo III

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Figura 27.- Representación gráfica de los datos de los ejemplo del GUPO III. Comenta la foma de las curvas y compara entre si los parámetros farmacocinéticos Ejemplo EJ-8 Ecuación



Aplicación del programa JANA. Ajuste de datos simulados Grupo IV

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Ajuste de datos farmacocinéticos mediante el programa informático "jana".

SIMULACIÓN GRUPO IV Tabla 31.- Concentraciones plasmáticas µg/mL

Tiempo EJ-11 EJ-12 EJ-13 EJ-14 0,1 4,6066 8,7702 19,0066 46,9002 0,2 8,4893 15,4069 29,3563 43,9927 0,3 11,7345 20,3305 34,5285 41,2653 0,5 16,6137 26,3434 36,9303 36,3075 0,75 20,3357 29,0921 34,1322 30,9392

1 22,1407 28,8204 29,8483 26,3646 1,5 22,1893 24,4931 21,9232 19,1446 2 19,8197 19,0972 15,9399 13,9019 3 13,4472 10,5977 8,4063 7,3303 4 8,1929 5,6595 4,4326 3,8652 5 4,7256 2,9939 2,3373 2,0381 7 1,4474 0,8333 0,6499 0,5667

Tabla 32.- Rsultados del GRUPO IV

EJ -11 EJ -12 EJ -13 EJ -14

Modelo r


K21 K13 K12

AUC Tmáx Cmáx

Aplicación del programa JANA. Ajuste de datos simulados Grupo IV

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Figura 28.- Representación gráfica de los datos de los ejemplo del GUPO IV. Comenta la foma de las curvas y compara entre si los parámetros farmacocinéticos Ejemplo EJ-11 Ecuación




Aplicación del programa JANA. Ajuste de datos simulados Grupo V

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Ajuste de datos farmacocinéticos mediante el programa informático "jana". SIMULACIÓN GRUPO V

Tabla 33.- Concentraciones plasmáticas µg/mL Tiempo EJ-15 EJ-16 EJ-17

0,1 8,9244 8,7702 8,6107 0,2 15,9673 15,4069 14,8411 0,3 21,4776 20,3305 19,2007 0,5 28,9899 26,3434 23,8651 0,75 33,8462 29,0921 24,9236

1 35,6166 28,8204 23,2544 1,5 34,5789 24,4931 17,3343 2 31,2056 19,0972 11,7020 3 23,7701 10,5977 4,7308 4 17,6976 5,6595 1,7980 5 13,1226 2,9939 0,6693 7 7,2033 0,8333 0,0911

Tabla 34.- Rsultados del GRUPO V

EJ -15 EJ -16 EJ -17

Modelo r


K21 K13 K12

AUC Tmáx Cmáx

Aplicación del programa JANA. Ajuste de datos simulados Grupo V

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Figura 29.- Representación gráfica de los datos de los ejemplo del GUPO V. Comenta la foma de las curvas y compara entre si los parámetros farmacocinéticos Ejemplo EJ-15 Ecuación



Aplicación del programa JANA. Ajuste de datos simulados Grupo VI

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Ajuste de datos farmacocinéticos mediante el programa informático "jana". SIMULACIÓN GRUPO VI

Tabla 35.- Concentraciones plasmáticas µg/mL Ti (h) EJ-18 EJ-19 EJ-20 EJ-21 0,1 59,20 34,309 24,586 16,227 0,2 53,20 46,087 36,885 26,520 0,3 48,36 48,449 42,240 32,755 0,4 44,41 47,133 43,780 36,245 0,5 41,17 44,598 43,319 37,908 0,6 38,49 41,853 41,887 38,378 0,7 36,24 39,282 40,058 38,093 0,8 34,33 36,999 38,140 37,347 0,9 32,70 35,010 36,286 36,338 1 31,28 33,285 34,565 35,197

1,4 26,99 28,242 29,173 30,569 2 22,66 23,479 24,041 25,163

2,4 20,40 21,089 21,542 22,452 3 17,51 18,083 18,449 19,157 5 10,61 10,954 11,170 11,577

Tabla 36.- Rsultados del GRUPO VI

EJ -18 EJ -19 EJ -20 EJ -21

Modelo r


K21 K13 K12

AUC Tmáx Cmáx

Aplicación del programa JANA. Ajuste de datos simulados Grupo VI

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Figura 30.- Representación gráfica de los datos de los ejemplo del GUPO VI. Comenta la foma de las curvas y compara entre si los parámetros farmacocinéticos Ejemplo EJ-18 Ecuación




Aplicación del programa JANA. Ajuste de datos simulados Grupo VII

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Ajuste de datos farmacocinéticos mediante el programa informático "jana". SIMULACIÓN GRUPO VII

Tabla 37.- Concentraciones plasmáticas µg/mL Ti (h) EJ-22 EJ-23 EJ-24 EJ-25

0 0 0 0 0 0,5 0,9400 0,8848 0,7869 0,6321 1 1,7696 1,5739 1,2642 0,8647 2 3,1478 2,5285 1,7293 0,9817 3 4,2211 3,1075 1,9004 0,9975 4 5,0570 3,4587 1,9634 0,9997 5 5,7080 3,6717 1,9865 1,0000

7,5 6,7732 3,9059 1,9989 1,0000 8 5,2749 3,0419 1,5567 0,7788 9 3,1994 1,8450 0,9442 0,4724 10 1,9405 1,1191 0,5727 0,2865 12 0,7139 0,4117 0,2107 0,1054 14 0,2626 0,1514 0,0775 0,0388 20 0,0131 0,0075 0,0039 0,0019

Tabla 38.- Rsultados del GRUPO VII

EJ -22 EJ -23 EJ -24 EJ -25

Modelo r


K21 K13 K12

AUC Tmáx Cmáx

Aplicación del programa JANA. Ajuste de datos simulados Grupo VII

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Figura 31.- Representación gráfica de los datos de los ejemplo del GUPO VII. Comenta la foma de las curvas y compara entre si los parámetros farmacocinéticos Ejemplo EJ-22 Ecuación




BIOFARMACIA y FARMACOCINÉTICA

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