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Anestesiología

Tema 17

Anestesia en Roedores y conejo

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Programa de Anestesiología

ANESTESIOLOGÍA VETERINARIA

A - Anestesia General1. Introducción a la anestesia: concepto y

nomenclatura. 2. Evaluación preanestésica

B – Farmacología aplicada3. Preanestésicos: anticolinérgicos y

tranquilizantes4. Anestésicos intravenosos y disociativos5. Anestésicos inhalatorios6. Anestésicos locales. Analgesia loco-

Regional7. Relajantes musculares

C – Equipamiento y Monitorización8. Monitorización del paciente anestesiado9. Equipamiento anestésico

D – Técnicas de soporte. Complicaciones10. Dolor perioperatorio, reconocimiento y

tratamiento. Analgésicos11. Manejo de la vía venosa: Fluidoterapia12. Manejo de la vía aérea: Ventilación13. Complicaciones anestésicas

y su tratamiento

E - Anestesia por especies14. Anestesia en perro y gato15. Anestesia en équidos16. Anestesia en rumiantes y cerdo17. Anestesia en animales de laboratorio18. Anestesia en animales exóticos

F – Manejo anestésico en situaciones específicas

19. Anestesia en pacientes especiales sanos20. Anestesia en el paciente enfermo

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Objetivo del Tema

Conocer las características de la anestesia en roedores y conejos, los fármacos empleados y las técnicas aplicadas.

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Valoración preanestésicaEstado sanitario

Enf. Respiratorias crónicasInsuf. Renal crónica. Cetoacidosis (cobaya)

ValoraciónExamen físicoAnálisis de sangre (volumen limitado, 0,6%-0,8% del peso)

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Ayuno (h)Conejo 0-4 Cobaya 0-1*Pequeños roedores 0

Ayuno

Normalmente innecesarioRoedores y conejos no vomitanSi está indicado, 6 h es suficienteEvitar la hipoglucemia

* Los cobayas retiene comida en la orofaringe y pueden regurgitar

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Hipoglucemia

Puede aparecer en anestesias de > 30 min

Proporcionar glucosa y cristaloidesPreferiblemente IV. alternativamente IP, SC, IO

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Manejo

Fácilmente estresablesEl tono simpático aloto puede limitar la eficacia de los tranquilizantesEmplear métodos menos estresantes, p.e., maniobra de Camilla

Evitar el despellejado de la cola(rata, gerbo)

Reducir el manejo y mantener en ambiente tranquilo

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Estabilización?

Antes de la inducción anestésicaNormalizar la temperatura corporalRestaurar hidratación, volemia, equilibrio hídrico

10-20 ml/kg IV, IP, SC de i.e., 0,18% salino+4% glucosa

Calentador de fluidos

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Protección ocular

Los párpados pueden quedar abiertos, p.e. con ketaminaEs frecuente el secado de la córnea y abrasiónAdministrar lágrimas artificiales(hidroximetil celulosa)

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Objetivo: prevenir la pérdida de calor

Hasta 10-15ºC en 20 minMétodos:

Envoltorio plástico de burbujasAluminioBotellas de agua calienteVentiladores de aire calienteLámparasMantas de agua caliente

Manta de agua caliente

Envoltorio de burbujas de plástico

Preparación quirúrgica:Rasura el área mínima imprescindible compatible con una técnica asépticaEmplear desinfectantes templados, evitando soluciones con base alcohólicaEmplear paños

Hipotermia

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Sistemas de calentamiento

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Complicaciones

Prevención:Evitar sobredosificar: pesar con precisión !!!Mantener la temperatura corporalMantener la oxigenación : dar oxígeno

Evitar la presión sobre el tóraxMinimizar las pérdidas de sangre: técnica quirúrgica cuidadosa

Depresión respiratoriaCompresión suave del tóraxDoxapram (5-10 mg/kg)

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Roedores: Las más comunes son la IP y SC. La vía IV resulta difícil por su tamaño. Los volúmenes máximos por vía IM están limitados (0,1 ml en ratón/ratas). Considerar la vía IO

Conejos: IV, IM, SC

IP

IV

Vías de administración

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Puntos de acceso o inyección parenteral en pequeños mamíferos

Conejo SC, IP, IM IV: auricular, cefálica, lateral safena, yugularCobaya idem IV: auricular, lat. safena, dorsal pene, yugularratas/ratón idem IV: yugular, lat. colaGerbo idem IV: lateral cola, safena, metatarsianaHámster idem IV: lat. Tarso, cefálica, lingual, dorsal peneChinchilla idem IV: femoral, cefálica, lat. safena, auricular,

dorsal pene, lat. abdomen, cola

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Acceso IV en Conejos

Arteria

Venas

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Cateterización de la vena lateral de la

cola en la rata

Goma

A

B

Fuente de calor

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Premedicación

Para reducir el estrés y facilitar la manipulación antes de la anestesiaMuy recomendado en animales muy estresados Propiedades analgésicas

* Algunos fármacos son reversibles* Medetomidina y xilacina producen glucosuria y poliuria

Fentanilo* (+ fluanisona, + droperidol)Analgesia potente

Medetomidina*, xilacina*, ketaminaAnalgesia moderada

Diacepam*, midazolam*, acepromacinaNo analgesia

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Premedicación en el conejoTranquilizantes

Benzodiacepinas: diacepam (0,5-5), midazolam (0,2-3) *Fenotiacinas: acepromacina (0,2-0,75)Agonistas Alfa-2 : xilacina (1-5), medetomidina (0,1-0,5) *Disociativos: ketamina (10-15), Tiletamina puede producir nefrotoxicidad a dosis > 30 mg/kgOpioides: butorfanol (0,1-0,5), buprenorfina (0,01-0,05), morfina 1-2.5), petidina (5-10), Fentanilo + droperidol o fluanisona (infusión 0,03-0,1 /min)

AtropinaHasta el 50% de Conejos presentan atropinesterasaEl glicopirrolato dura más (0,01-0,1 mg/kg)

(dosis en mg/kg)

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Premedicación en el cobaya

Secreciones profusas y densasatropina (0,05)

TranquilizantesBenzodiacepinas : diacepam, midazolam (2-5) *Fenotiacinas : acepromazine (5)Agonistas Alfa-2 : xilacina(5-10), medetomidina (0,5)

Cobaya

(dosis en mg/kg)

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Métodos de anestesia

InyectableInhalatoriaLoco-regional

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Anestesia de pequeños roedores

La anestesia es similar en gerbo, hámster, chinchillas, rata y ratón

La anestesia inhalatoria es la de elección

Inyectable: IP habitualmente, IM puede ser inadecuada

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Anestesia Inyectable

Con ketamina+ medetomidina o xilacina

Con Fentanilo+ medetomidina+ droperidol (Innovar vet, thalamonal)+ fluanisona (Hypnorm) + midazolam

Propofol (IV)

Pequeños roedores

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ketamina

ketamina no es buen analgésico en roedoresCombinado con benzodiacepinas, opioides, agonistas alfa-2

ketamina

Medetomidina Xilacina Atipamezol

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anestesia general inyectable en el conejo

Fármaco Dosis Anestesia quirúrgica

(mg/kg) (min)

ketamina + medetomidina IM (25 + 0,5) 30-40 min

ketamina + xilacina IM (35 + 5) 30 min

ketamina + diacepam IV (10 + 1)

Fentanilo + medetomidina IV (0,08 + 0,3)

Propofol IV (hasta 10 durante 3-5 min)

Tiopental No recomendado

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anestesia general inyectable en el cobaya

Fármaco Dosis Anestesia

(mg/kg) (min)

ketamina + medetomidina IP (40 + 0,5) 30-40 superficial

ketamina + xilacina IP (40-80 + 5-10) 30 quirúrgica

ketamina + diacepam IM (100 + 5) 30 inmovilización

Innovar Vet (fentanilo+droperidol) puede producir automutilaciones

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Resumen de Anestésicos empleados en roedores y Conejos

Route ratón rata Hamster Gerbo Cobaya Conejo

Fentanilo / Medetomidina IP - 0,3/0,3 - - - -

Ketamina / Diacepam IP 100/5 80/10 70/2 50/5 100/5 25/5Ketamina / Xilacina IP 100/10 80/10 200/10 70/3 40/5 35/5 IMKetamina / Medetomidina IP 75/1 75/0,5 100/0,25 75/0,5 40/0,5 25/0,5 IM

Tiletamina + Zolazepam IP 80* 20-40 80 60 50 50 +

* Solo inmovilización+ Puede producir toxicidad renal (dosis en mg/kg)

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Analgésicos empleados en roedores y Conejos

Duración Via ratón rata Hamster Cobaya Conejo(h) /Gerbo

Buprenorfina 6-12 SC 0,05-0,1 0,01-0,05 0,01-0,05 0,01-0,05 0,01-0,05Butorfanol 2-4 SC 1-5 2 - 0,5-0,8 0,1-0,5 IVPetidina 2-3 SC. IM 10-20 10-20 - 10-20 10Fentanilo 20-30 min IP 0,01-0,5 0,01-0,3 - - -Morfina 4-6 SC 2-10 2-10 - 2-5 2-5

Aspirina 6-8 PO 100 100 - 90 100Flunixina 12 SC. IM 2.5 2.5 - - 1Ibuprofeno 6 PO 30 15 - 10 IM 10 IVCarprofeno 12-24 SC - 5 - 4 2-4

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Duración en minutos de diferentes combinaciones anestésicas en ratón

Técnica anestésica anestesia Sueño

Fentanilo + Medetomidina 45 315ketamina + Diacepam 20 130ketamina + Medetomidina 25 175ketamina + Xilacina 25 140

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Anestesia Reversible

Combinación anestésica Antagonista

Ketamina / Medetomidina Atipamezol

Fentanilo / Medetomidina Buprenorfina / Atipamezol

1FlumaceniloBenzodiacepinas:0,01-0,1BuprenorfinaOpioides (µ):0,01-0,1NaloxonaOpioides (all):0,1-1AtipamezolAgonistas α2

Dosis mg/kg)AntagonistaAgonista

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Anestésicos Inhalatorios

Técnica de elección en roedores y Conejos isoflurano, halotanoRequiere vaporizadorControl rápido del plano anestésicoPuede suplementar la anestesia inyectable

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1.5-3%3%-4%isoflurano

< 1 L/min250 ml/100 g (sistema ‘T’)

1-3 L/mindep. tamaño cámara

Flujo de oxígeno

1%-2%3%-4%halotano

MantenimientoInducción

Anestesia Inhalatoria

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Cámara de inducción para roedores

Gases frescos

Salida

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Anestesia Inhalatoria + sistema antipolución

Inducción

Mantenimiento

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Administración de anestésicos inhalatorios en roedores

Gas fresco (anestésico + O2)

Eliminación

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Anestesia Inhalatoria en el conejo

La CAM es un 20% mayorSe emplea después de anestésicos inyectables IM o IVEl óxido nitroso puede provocar distensión abdominal

1.41.352.01.4

0,951.11.40,9

RatónRataConejoPerro

CAM isofluranoCAM halotanoEspecie

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Inducción inhalatoria en el conejo

Debe retirarse la mascarilla durante la apnea, colocándose de nuevo cuando respire

Produce apnea voluntaria de hasta 2 minutos

Algunos animales mueren por hipoxia e hipercarbia

La administración de un sedante no reduce este efecto

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Intubación en roedores

Relativamente difícil comparado con especies mayores

Suele emplearse la mascarilla

La ventilación se realiza con ventiladores

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Intubación en Conejos

Dificultades anatómicasAbertura oral pequeñaLengua prominente

Ciega o con otoscopio

Emplear gel o pulverizador de lidocaína

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Intubación en el Conejo

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Intubación en Cobayas

Dificultades anatómicasAbertura oral pequeñaPalatal ostiumSecreciones profusasTendencia a la regurgitación

Con otoscopio y transiluminaciónEmplear un introductor

Tamaño del tubo: 2,5 mm o menor

Cobaya

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Intubación en roedores:

Equipamiento

Otoscopio

Catéter 14 G

Guía flexible*

isoflurano

* J/straight combination mini-guidewire (45 cm x 0,038 inch diameter, cat # 501-229) CORDIS: 91 722 8300

1912-1812-16

11.2-2.51.5-2.5

2-6

ratónrataCobayaConejo

GaugeØ Internomm

Especies

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Intubación en el rata

Posición de la rata

Luz fría

8

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Secuencia de intubación en la rataA

B

D

C

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Recuperación anestésica

Determinar el efecto y duración del fármacoConsidera la antagonización de los fármacosAsegurar que se proporciona analgesia antes de que el animal se recupere (Analgesia Preventiva )

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Cuidados postoperatorios

Área de recuperación: tranquila, cálida, visiblePreferiblemente con una toalla (o Vetbed, Drybed)Alejado de perros o gatosReducir la manipulación: puede incrementar el estrés. Emplear fármacos de larga acción. Evitar las recuperaciones prolongadas

Temperatura:Inicialmente: 30ºC (up to 36ºC)Recuperado: 20-25ºCSecar el pelaje húmedo

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Cuidados postoperatorios

Fluidos?SC al final de la cirugía en Cobayas

Una vez recuperadoProporcionar agua y comida Proporcionar cama

Función gastrointestinal:Comprobar el consumo de agua y comida en el postoperatorioConsiderar fármacos que promuevan la motilidad GI (Metoclopramida, cisaprida), especialmente en GP y Conejos.

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Analgesia postoperatoria

Favorece la recuperación de la cirugía Siempre antes de que el animal se recupereCirugía mayor:

Buprenorfina sola o combinada con AINEs (carprofeno, meloxicam, ketoprofeno)Infiltrar el área quirúrgica con anestésico locales

Otra cirugíaAINEs, puede darse una segunda dosis en 18-24 h PO

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Monitorización

Plano de anestesiaFunción cardiopulmonarTemperatura corporal

9

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Monitorización del plano de anestesia

Los reflejos se pierden gradualmente:

EstaciónPalpebral / CornealDeglutorioPinzamiento PodalPinzamiento de la colaPinzamiento de la oreja (Conejos, Cobaya)

Los reflejos podal, de la cola o de la oreja quedan abolidos en planos de anestesia quirúrgicos

Pinzamiento Podal

Pinzamiento de la cola

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Valores fisiológicos comparados de roedores y Conejos

Peso (g)

TemperaturaFrec. CardiacaFrec. Cardiaca

Ratón

30-40

37.4180570

Rata

250-450

3880350

Hamster Gerbo Cobaya

85-150 55-100 500-1000

37.4 39 3880 90 120350 260-300 155

Conejo

3-6 kg

3855220

Peso (kg)

TemperaturaFrec. CardiacaFrec. Cardiaca

Perro

15-20

38.325100

Gato

3-5

38.616

150

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Monitorización cardiopulmonarObjetivo: Prevenir la hipotensión, bradicardia, hipoxia, hipercapnia

Monitorización de signos clínicosEspecies de mayor tamaño: patrón ventilatorio, auscultar/palpar el tórax, mucosas, tiempo de relleno capilar, calidad de pulso, temperatura de las extremidadesEspecies de menor tamaño: difícil valorar la calidad del pulso o auscultar el tórax

Monitores:ECG, presión arterial, pulsioximetría, capnometría, ventilaciónConfirmar su correcto funcionamiento

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Monitores: ECG

Deben detectar señales débiles y frecuencias elevadas (Conejos 350 ppm, ratón 600 ppm)

Límite máximo de frecuencia cardiaca en monitores: De humana (mayoría): 250 ppmVeterinarios: 350 ppmEspecíficos (recientes): hasta 999 ppm

Pueden determinarse frecuencias altas a partir de tiras de ECG en papel

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PulsioximetríaHipoxemia: < 90%-92%Sonda: lengua, labio, oreja dedos, extremidad distal, flanco, base de la cola, rectoNo presionar la sonda

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20-350 bpm

Sensibilidad mejorada para señales procedentes de tejidos con baja perfusiónLímite máximo de frecuencia > 250 bpm

18-450 bpm

Pulsioximetría

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Sondas de pulsioximetría

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Flujo de aspirado: 150 ml/min, +/-20. Frec respiratoria: Range 0-150 bpm

CapnografíaFlujo lateral

El flujo debe adecuarse al volumen minuto (normalmente 100-200 ml/min; en el ratón debe ser 5 ml/min) En pacientes intubados o no

Flujo principalLa sonda se sitúa en el tubo endotraqueal sin que tenga un especio muerto excesivo. Solo en Conejos y Cobayas.

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En animales con un peso de hasta 50 gFlujos de aspirado muy bajos (5 ó 20 ml/min.) Caro

Flujo: 5-20 ml/min, +/-20

CI240 monitor Columbus Instruments

Microcapnografía

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ResumenAnimales Laboratorio

Roedores y Conejos

AnalgesiaPreventiva, PolimodalOpioides, AINEs, alfa=2, ketamina, a. locales

Monitorización

Plano Anestésico¡¡¡ Temperatura !!! Cardiovascular clínicaPulsioximetría, ECG,

Capnografía

Roedores y Conejos

ASA: Estado sanitario

Premedicación: conejos

AnestesiaInyectable:

Ketamina + …Fentanilo + …Propofol

InhalatoriaIsoflurano, HalotanoInducción solo en roedores

Intubación endotraqueal