3er_SEMESTRE

UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE QUERÉTARO

FACULTAD DE MEDICINA

LICENCIATURA EN MEDICINA GENERAL

PROGRAMAS ACADÉMICOS 2010-1

TERCER SEMESTRE

DIRECTORIO:

UNIVERSIDAD AUTONOMA DE QUERETARO FACULTAD DE MEDICINA

LICENCIATURA DE MEDICO GENERAL

PLAN DE ESTUDIOS MED 04


DR. ENRIQUE A. LOPEZ ARVIZU DIRECTOR DE LA FACULTAD DE MEDICINA

DR. FELIPE DE JESÚS DÁVILA ESQUIVEL SECRETARIO ACADÉMICO

INDICE Tercer semestre 321 Fisiología I y su laboratorio 322 Microbiología y Parasitología I y su laboratorio 323 Salud Pública I 324 Historia y Filosofía de la Medicina 325 Laboratorio de Integración Basada en Problemas III 326 Metodología de la Investigación I 327 Genética Básica Horarios

Horarios:

GRUPO I

HORA LUNES MARTES MIERCOLES JUEVES VIERNES

7:00-8:00

Salud Pública I Dr.

Lenin Torres García.Microbiología y

Parasitología I Dr.

Guillermo Arteaga G.


Lenin Torres García.Microbiología y




Lenin Torres García.

8:00-9:00

Metodología de la

Investigación I Dr. J.

Trinidad López V.

Genética Básica Dra.

Minerva Escartín Chávez


Minerva Escartín Chávez


Minerva Escartín ChávezMicrobiología y



9:00-10:00Fisiología I Dr. Raùl

Lòpez Arvizu

Fisiología I Dr. Raùl

Lòpez Arvizu


Lòpez Arvizu


Lòpez Arvizu


Lòpez Arvizu

10:00-11:00 LABORATORIOS

11:00-12:00

12:00-13:00

IBP Metodología de la


Trinidad López V.

IBP Metodología de la


Trinidad López V.

IBP

13:00-14:00

Historia y Filosofía de la

Medicina Dr. Carlos

Garcia A.

IBP Historia y Filosofía de la

Medicina Dr. Carlos

Garcia A.

IBP IBP

GRUPO II

HORA LUNES MARTES MIERCOLES JUEVES VIERNES

7:00-8:00 Fisiología I Dr. Eladio

Trujillo Landeros

Fisiología I Dr. Eladio

Trujillo Landeros


Trujillo Landeros


Trujillo Landeros


Trujillo Landeros

8:00-9:00 Metodología de la


Trinidad López V.

Microbiología y

Parasitología I Dra.

Ma. Elena Villagran H.

Microbiología y



Metodología de la


Trinidad López V.

Microbiología y



9:00-10:00 IBP Genética Básica Dra.

Minerva Escartín

Chávez


Minerva Escartín

Chávez


Minerva Escartín

Chávez

Metodología de la


Trinidad López V.

10:00-11:00 LABORATORIOS

11:00-12:00

12:00-13:00 Salud Pública I Dr. Javier

Manrique G.

IBP Salud Pública I Dr. Javier

Manrique G.

IBP Salud Pública I Dr. Javier

Manrique G.

13:00-14:00 IBP Historia y Filosofía de

la Medicina Dr. Carlos

Garcia A.

IBP Historia y Filosofía de

la Medicina Dr. Carlos

Garcia A.

IBP

TERCER SEMESTRE

AULA 11

AULA 12

UNIVERSIDAD AUTONOMA DE QUERETARO


SECRETARIA ACADEMICA

HORARIOS SEMESTRE ENERO-JUNIO 2010

TERCER SEMESTRE





TERCER SEMESTRE Fisiología I y su laboratorio

1. IDENTIFICACION DEL CURSO

FACULTAD MEDICINA

Clave NOMBRE DE LA UNIDAD DE APRENDIZAJE:

321 Fisiología I y su laboratorio

PROFESOR TITULAR: GRUPO I: DR. CARLOS GARCÍA PASTOR GRUPO II: DRA LUDIVINA ROBLES OSORIO

PROFESOR(ES) ADJUNTO(S):

Nivel en que se ubica: Carrera: Tipo de Curso:

Licenciatura Medicina General. Teórico - Práctico

Semestre Tiempo programado Área de formación:

Tercero Un semestre Biomedicina

Horas /semestre de Teoría:

Horas /semestre de Práctica:

Total de Horas / semestre:

Créditos:

85 34 119 12

Horas /semana de Teoría: Horas /semana de Práctica: Total de Horas / semana:

5 2 7

Elaborado por: Revisado por: Fecha de elaboración: Fecha de actualización Dr. Eladio Trujillo Landeros Y

Dr. Raúl López Arvizu

Dra. Ludivina Robles Osorio Med. Esp. Alfredo Uribe Nieto

Julio 2009 Julio 2009

Coordinador de Coherencia

Institucional

2. INTRODUCCIÓN: En la carrera de Medicina hay tres etapas primordiales: la enseñanza básica, clínica y social. La materia de Fisiología se ubica en la enseñanza básica, y proporciona al alumno los conocimientos fundamentales del funcionamiento normal del hombre como género, lo que le permite conocer los mecanismos íntimos de cada una de las funciones desempeñadas por el cuerpo humano, sin dejar de considerar al hombre como una entidad unitaria (anatómica, fisiológica y psíquica), que se desarrolla en un medio ambiente con el que se correlacionan las regulaciones de los fenómenos; de esta manera puede comprender las respuestas funcionales del organismo. El conocer el funcionamiento normal a todos los niveles, desde la célula hasta los aparatos y sistemas, permitirá al alumno en la enseñanza clínica y social, establecer la diferenciación de lo normal y lo anormal que da origen a las enfermedades.

3. OBJETIVOS GENERALES:

Al finalizar el curso el alumno:

Conocerá el funcionamiento normal de células, tejidos, órganos, aparatos y sistemas del cuerpo humano. Comprenderá las relaciones funcionales que existen entre las diferentes estructuras, así como los mecanismos de regulación

funcional y de adaptación al medio ambiente, que hacen del organismo, un sistema integrado. Usará los conocimientos enunciados en los objetivos anteriores, para inferir las consecuencias cuando se altera la función de los

componentes estructurales del hombre.

4. OBJETIVOS ESPECÍFICOS: Organización del cuerpo humano. Al finalizar el tema, los alumnos serán capaces de integrar el funcionamiento del organismo como totalidad con un mínimo de error. Composición corporal y medio interno. El alumno deberá diferenciar las funciones y aplicaciones que se presentan en las alteraciones hídricas, electrolíticas y ácido-base; y como repercuten en la homeostasis del organismo. Intercambio molecular de agua e iones a través de las membranas. Al finalizar el tema, los alumnos serán capaces de definir el funcionamiento de las membranas celulares en cuanto a la captación de sustancias, su transformación, el transporte de energía y su secreción, tanto de iones como de agua, e integrarlo en los procesos reguladores que se lleva a cabo en las células. Conducción del impulso, potenciales bioeléctricos. Al finalizar el tema, los alumnos serán capaces de integrar el concepto de potencial de acción sin errores. Fisiología de la conducción y contracción muscular. Al finalizar el tema, los alumnos explicarán el tema de la contracción muscular, desde el punto de vista fisiológico sin error. Integración del sistema nervioso. Los alumnos deberán integrar un esquema de las funciones del sistema nervioso. Sistemas aferentes. Al finalizar el tema, los alumnos describirán los receptores como transductores de energía, e integrarán todas las vías aferentes del cuerpo humano. Actividad eléctrica del cerebro, sueño, vigilia, aprendizaje y emociones. Al finalizar el tema, los alumnos explicarán sin error las concepciones de los siguientes términos: emoción, aprendizaje, memoria, etc.; analizando cada uno de ellos y las relaciones que existen Fisiología de la piel. Regulación de la temperatura. Los alumnos, explicarán la importancia de la conservación de la temperatura constante en la homeostasis del organismo. Sangre y linfa. Los alumnos describirán cómo se lleva a cabo la hematopoyesis y los mecanismos que intervienen en ella, así como su importancia en el mantenimiento de la homeostasis. Inmunidad y alergia. Podrán los alumnos conocer y comprender los conceptos básicos que se involucran en la defensa del cuerpo humano y algunos procesos en los que hay reacción exagerada. Grupos sanguíneos, transfusión y principios de trasplantes de órganos y tejidos. Al término del curso, los alumnos conocerán, comprenderán las generalidades sobre los diferentes grupos sanguíneos, la importancia de tipificarlos y las consecuencias de transfusiones y diversos trasplantes. Hemostasia y coagulación sanguínea. Al término del curso conocerán los elementos y comprenderán los mecanismos que

intervienen en la hemostasia y coagulación sanguínea. Fisiología digestiva. Los alumnos, deberán analizar los principales factores que intervienen en la regulación neurohumoral en el proceso digestivo.

5. UNIDADES TEMÁTICAS:

ORGANIZACIÓN DEL CUERPO HUMANO. ( 7 hrs. )

Organización estructural y funcional. ( 2 hrs. ) Concepto de fisiología humana. Medio interno y homeostasis. Sistemas funcionales del cuerpo humano. Sistemas de regulación. La célula y su función. ( 2 ) Organización de la célula. Estructura física de la célula-organelos. Sistemas funcionales de la célula. Ingestión por la células-endocitosis: Pinocitosis. Fagocitosis. Síntesis y formación de estructuras por la célula. Retículo endoplásmico. Aparato de Golgi. Extracción de energía-función de las mitocondrias. Características funcionales del ATP. Locomoción de las células. Locomoción ameboide. Movimiento ciliar. Control genético de la función y reproducción celular. ( 3 ) Los genes. El código genético. El proceso de transcripción. Los codones. Los anticodones. ARN ribosómico. El proceso de traducción-síntesis de proteínas. Iniciación. Elongación. Terminación. Regulación genética, el operón. Reproducción celular. Diferenciación celular. El cáncer. 18.2 COMPOSICIÓN CORPORAL Y EL MEDIO INTERNO. ( 4 ) 18.2.1 Líquidos corporales y medio interno. 18.2.2 Agua corporal total. 18.2.3 Balance de agua. 18.2.4 Ingreso de agua.

18.2.5 Egreso de agua. 18.2.6 Compartimentos líquidos del organismo. 18.2.7 El líquido intracelular. 18.2.8 El líquido extracelular. 18.2.9 Componente de los líquidos intracelular y extracelular. 18.2.10 Aniones. 18.2.11 Cationes. 18.2.12 Movimientos de líquidos y electrolitos entre los espacios corporales. 18.2.13 Ósmosis. 18.2.14 Presión osmótica. 18.2.15 Osmolaridad de líquidos corporales. 18.2.16 Edema.

18.3 INTERCAMBIO MOLECULAR DE AGUA E IONES A TRAVÉS DE LAS MEMBRANAS. ( 3 ) 18.3.1 Membrana celular. Los lípidos. Las proteínas. Receptores. Transportadores. Enzimas. Canales. Los carbohidratos. Transporte de sustancias a través de membranas. Difusión simple. Mecanismo de compuertas. Difusión facilitada. Transporte activo. Bomba de sodio-potasio. Bomba de calcio. CONDUCCIÓN DEL IMPULSO: POTENCIALES BIOELÉCTRICOS. (3 ) Potencial de acción y reposo. Registro eléctrico del potencial de acción y reposo. Registro intracelular: umbral, despolarización, repolarización, hiperpolarización. Registro extracelular EKG, EMG, EEG. Potencial de reposo. Estado de equilibrio. Ley de electroneutralidad. Ecuación de Ernst. Potencial de acción. Papel de los canales de sodio-potasio. Mecanismo de acción -compuertas-. Ley del "todo o nada". La respuesta local. La respuesta pasiva. Período refractario. Propagación del potencial de acción. Fibras mielínicas. Fibras amielínicas.

FISIOLOGÍA DE LA CONDUCCIÓN Y CONTRACCIÓN MUSCULAR. ( 4 ) Transmisión sináptica. La unión neuromuscular. Cinética de acetilcolina. Canales iónicos. Farmacología de la unión neuromuscular. Contracción muscular. Músculo esquelético. Sarcolema. Miofibrillas. Sarcoplasma. Retículo sarcoplasmático. Mecanismo de la contracción muscular. Miosina. Actina. Iones de calcio. Mecanismo de la "Cremallera". Energética de la contracción muscular. Fuente de energía para la contracción. Características de la contracción del músculo completo. Músculo liso. Estructura. Excitación-contracción. Control nervioso. PRIMER EXAMEN PARCIAL

18.6 INTEGRACIÓN DEL SISTEMA NERVIOSO. ( 4 )

Organización del sistema nervioso. División sensorial. División motora. Procesamiento de la información: función integradora, papel de las sinapsis. Niveles de función del sistema nervioso central. División medular. Nivel encefálico bajo. Nivel cortical o superior. Sinapsis del sistema nervioso central. Mecanismos sinápticos. Sinapsis químicas. Sinapsis eléctricas. Anatomía fisiológica de la sinapsis. Neurona presináptica. Neurona postsináptica. Mecanismo del potencial de acción, papel del calcio. Síntesis de sustancias transmisoras. Reciclación de las vesículas. Función de los receptores. Naturaleza y función de las sustancias transmisoras. Clase I. Clase II.

Clase III. Clase IV. Acontecimientos eléctricos durante la excitación neuronal. Excitación neuronal. Potencial de reposo. Umbral. Potencial de acción, potencial presináptico, potencial excitador, potencial postsináptico excitador Inhibición neuronal. Potencial postsináptico inhibidor. Papel del potasio-hiperpolarización. Inhibición por corto circuito de membrana. Inhibición presináptica. Papel de las dendritas. SISTEMAS AFERENTES. ( 16 ) Receptores sensoriales. ( 1 ) Mecano-receptores. Termo-receptores. Nociceptores. Electromecánicos. Quimio-receptores. Modalidad de receptores. Potenciales receptores. Adaptación de receptores. Mecanismos de adaptación. ( 1 ) Elásticos. Acomodación. Lenta o tónica. Rápida o fásica. Predicción de los receptores. Sensaciones somáticas. ( 2 ) Clasificación de las sensaciones somáticas. Mecano-receptores. Termo-receptores. Dolor. Otras clasificaciones. Receptores táctiles. Vibración. Prurito y pinchazo. Sistemas de transmisión de señales somáticas mecano-receptivas. Sistema de columna dorsal y lemnisco medio. Sistema anterolateral. Corteza sensorial somática. Zona I. Zona II. Capas de la corteza y su función. Áreas de asociación somática. Amorfogénesis. Afasia Nominal.

Dolor. ( 2 ) Tipos de dolor. Dolor agudo. Dolor lento. Métodos para medir el dolor. Receptores del dolor y su estimulación. Terminaciones nerviosas libres. Tipos de estímulo. Vías periféricas del dolor. Fibras rápidas. Fibras lentas. Sistemas de control del dolor en médula y cerebro. Dolor referido. Mecanismo. Dolor visceral. Causas. Física de la visión. ( 2 ) Función de la retina. ( 2 ) Neurofisiología de la visión. ( 2 ) Fisiología del oído. ( 2 ) Fisiología del gusto. ( 2 ) Fisiología del olfato. ( 2 )

SEGUNDO EXAMEN PARCIAL

FUNCIÓN MOTORA E INTEGRADORA DEL SISTEMA NERVIOSO. ( 23 ) Función motora de la médula espinal. ( 3 ) Receptores musculares. Huso muscular. Órgano tendinoso de Golgi. Reflejo de estiramiento muscular. Reflejo tendinoso. Reflejo flexor. Reflejo extensor cruzado. Sección medular-shock espinal. Control de la función motora por el tallo cerebral y la corteza. ( 2 ) Corteza motora y haz corticoespinal. Corteza motora primaria. Área premotora. Corteza motora suplementaria. Transmisión de señales desde la corteza motora a los músculos. Vía piramidal. Otras vías eferentes. Vías aferentes. Sistema extrapiramidal. Papel del tallo cerebral en el control de la función motora. ( 1 ) Mantenimiento del equilibrio. ( 1 ) Funciones motoras del cerebelo. ( 2 ) Funciones motoras de los ganglios basales. ( 3 ) Funciones de neurotransmisores específicos en ganglios nasales. Síndromes clínicos resultantes de daño a los ganglios basales.

Sistema activador reticular. ( 2 ) Vigilia. Sueño. Atención. Ondas cerebrales. Epilepsia. Funciones intelectuales del cerebro: aprendizaje y memoria. ( 2 ) Anatomía fisiológica de la corteza cerebral. Pensamientos, memoria, aprendizaje y conciencia. Funciones de conducta del cerebro: el sistema límbico. ( 3 ) Control neurohormonal de la actividad cerebral. Hipotálamo. La amígdala. El hipocampo. Sistema nervioso autónomo. ( 2 ) Control de la temperatura. ( 1 ) Líquido cefaloraquídeo. ( 1 ) TERCER EXAMEN PARCIAL SANGRE Y LINFA. ( 11 ) Eritrocitos. ( 2 ) Hematopoyesis. Metabolismo del hierro. Las anemias. Policitemia. Leucocitos. ( 2 ) Características generales de los leucocitos. Génesis de leucocitos. Propiedades de defensa de neutrófilos y monocitos-macrófagos. Fagocitosis El sistema retículo endotelial. El proceso de la inflamación. Los eosinófilos. Los basófilos. Inmunidad y alergia. ( 2 ) Inmunidad innata. Inmunidad adquirida. Antígenos. Anticuerpos. El sistema de complemento. Linfocitos T. Alergia. Grupos sanguíneos. ( 2 ) Aglutinógenos. Aglutininas. Sistema Rh.

Trasplante de tejidos y órganos. Hemostasia y coagulación sanguínea. ( 3 ) Fases de la hemostasia. Mecanismos de coagulación de la sangre. Mecanismo extrínseco. Mecanismo Intrínseco. Interacciones entre las vías extrínseca e intrínseca. Lisis del coágulo. Alteraciones de la coagulación. Anticoagulantes. FISIOLOGÍA DIGESTIVA. ( 13 ) Cavidad oral faringe y esófago. ( 3 ) Masticación, control, función. Deglución. Fases. Trastornos. Secreción salival. Estructura de las glándulas. Composición de la saliva. Control de la secreción salival. Funciones de la saliva. Estómago. ( 2 ) Actividad motora del estómago. Movimientos del estómago. Regulación de la motilidad. Vómito. Secreción gástrica. Componentes de la secreción gástrica. Barrera de la mucosa gástrica. Digestión y absorción en el estómago. Intestino delgado. ( 2 ) Motilidad. Tipos de movimiento. Esfínter ileocecal. Control de la motilidad. Flujo sanguíneo intestinal. Secreción pancreática. ( 2 ) Composición. Control. Secreción biliar. Composición. Control. Circulación enterohepática. Vesícula biliar. Secreción intestinal. ( 2 ) Secreción de moco. Jugo intestinal.

Digestión y absorción intestinal. Superficie de absorción. Absorción de nutrientes. Desórdenes de la función intestinal. Colon. ( 2 ) Motilidad. Tipos de movimiento. Velocidad de movimiento. Defecación. Absorción y secreción. Desórdenes de la función colónica. Anatomía funcional del hígado y del árbol biliar. Lóbulo hepático clásico (hepatocitos y triada portal). Los hepatocitos como barrera funcional. El espacio de Disse y su función. Los canalículos biliares. Células endoteliales, de Kupffer y estelares. Irrigación sanguínea (vena portal, hepática) y drenaje sanguíneo (venas hepáticas). Hepatocitos periportales y su función (zona I): metabolismo oxidativo con beta oxidación, metabolismo de carbohidratos, ureagenesis, gluconeogenesis, síntesis de colesterol y formación de bilis. Hepatocitos pericentrales y su función (zona III): síntesis de glocógeno, glucólisis, liponeogénesis, cetogénesis, metabolismo xenobiótico y formación de glutamina. La formación y conjugación de las bilirrubinas. Formación de la bilis. Drenaje de la bilis desde los canalículos hasta ámpula de Vater. La vesícula biliar como almacen de bilis y el control de la secreción. La circulación enterohepática de los ácidos biliares. El grupo de las enzimas del citocromo P450 y la fase I de biotransformación de los aniones orgánicos y otros componentes. La fase II de biotransformación, conjugación por los hepatocitos de los productos de fase I para hidrosolubilidad (conjugación a glucuronato, a sulfato, a glutatión y otras conjugaciones). El hígado como órgano metabólico: síntesis de glucógeno, estímulo para la glucógenolisis y gluconeogénesis. Función del hígado en la síntesis de proteínas plasmáticas por el hígado: albúmina, factores de coagulación, proteínas acarreadoras y metalolismo de los aminoácidos de la dieta. Función del hígado como órgano que capta los triglicéridos y colesterol de la dieta a través de las lipoproteínas de la vía exógena. Función del hígado en la síntesis de colesterol por el hígado, producción y captación mediante receptores de las lipoproteínas de la vía endógena. El hígado como almacen de las vitaminas liposolubles A, D, E y K. El hígado como almacen de hierro y cobre.

CUARTO EXAMEN PARCIAL

EXAMEN FINAL DEL SEMESTRE

6. UBICACIÓN Y ESCENARIOS: Las Clases serán en salones asignados por la secretaría académica, a las 7 hrs. el grupo 1 y a las 9 hrs. el grupo 2 . Para el laboratorio de Fisiología se subdividirán los grupos en subgrupos de 7 personas máximo y será en las instalaciones de laboratorio asignados por la Secretaría Académica de la Facultad de Medicina.

7. ESTRATEGIAS DE LA ENSEÑANZA: Consiste en actividad de aula, en la que para alcanzar los objetivos del curso, se emplearán las técnicas didácticas actuales, la tecnología educativa y la didáctica participativa de acuerdo al tema. Por lo anterior, el papel del alumno deberá ser activo y crítico. Los alumnos podrán participar activamente en el trabajo diario y se organizarán en equipos para exponer temas que les serán asignados previamente

8. SISTEMA DE EVALUACIÓN: Se efectuarán cuatro exámenes parciales en el tercer semestre los cuales se señalan en el apartado 18. Así como un examen final al término del semestre. Los exámenes serán por escrito, de opción múltiple, con respuestas falso-verdadero, diagramas y casos clínicos. Para tener derecho a examen final, el alumno deberá asistir por lo menos al 80% de las sesiones de teoría y también al 80 % de las prácticas de laboratorio (se pasa lista diariamente y no hay retardos), haber presentado los cuatro exámenes parciales y, además, haber realizado y entregado la totalidad de las prácticas del laboratorio de Fisiología I con calificación aprobatoria. Podrán exentar los alumnos que: asistan por lo menos al 80% de las clases de teoría, que hayan presentado todos los exámenes parciales sin haber reprobado ninguno, que obtengan promedio de calificación mínimo de 8 o mayor en los mismos y además, el haber asistido, realizado y entregado la totalidad de las prácticas de Laboratorio de Fisiología I con calificación de 10. Lo anterior en concordancia con el reglamento de la Universidad Autónoma de Querétaro. No tendrán derecho a examen final quienes no hayan acudido al menos al 80% de las clases de teoría, tampoco los que no acudan, o no realicen o no entreguen como mínimo el 80% de las prácticas del Laboratorio de Fisiología I, ni los que tengan calificación reprobatoria en las prácticas del Laboratorio de Fisiología I, recordando que un retardo es igual a una falta. La calificación final, será la que logren en el examen final y, en el caso de los alumnos exentos, podrán optar por la calificación promedio de sus exámenes parciales o presentar el examen, respetándose la mejor.

9. BIBLIOGRAFÍA RECOMENDADA:

1.- Beck W. Fisiología molecular, celular y sistemática. Ed. Publicaciones Cultural. México, 1990.

2.- Berne R. Levy M. Fisiología. Ed. Mosby Year Book. Barcelona, España. 3.- Best y Taylor. Bases Fisiológicas de la Práctica Médica. 13a. Editorial Médica Panamericana.

Buenos Aires, República Argentina.

4.- Conne, Appleton. Esentials of neural science and behavior. Ed. Lange. Norwalk, 1995. 5.- Costanzo, Linda S. Fisiología. Ed. McGraw-Hill-Intrereamericana. México. 2000. 6.- Ganong, William F. Fisiología médica.18a. Ed. Manual Moderno, 2002. 7.- Gutiérrez Samperio, C. Fisiopatología quirúrgica del aparato digestivo. Manual Moderno. México, 1996. 8.- Fox, Stuart Ira. Fisiología Humana, 9a. Ed. McGraw-Hill-Interamericana de Madrid. Madrid. 2008.

9.- Guyton, Arthur C. Anatomía y fisiología del sistema nervioso, neurociencia básica. 2a. Ed.

Panamericana. Barcelona, 1994.

10.- Guyton & Hall. Tratado de Fisiología Médica. 11a. Ed. Elsevier-Saunders, España. 2006. 11.- Mc. Clintic. JR. Fisiología del cuerpo humano. 2a. Ed. Limusa, 1983. 12.- Montoliu, J. Metabolismo electrolítico y equilibrio ácido-base, fisiopatología clínica y tratamiento.

Ed. Mosby. Barcelona, 1994.

13.- Netter, Frank H. Sistema músculo-esquelético, anatomía, fisiología y enfermedades metabólicas.

Ed. Salvat. Barcelona, 1990.

14.- Pocock-Richards. Fisiología Humana, Masson. Barcelona. 2002. 15.- Principles of neural science. 3rd. Ed. Appleton. Ed. Lange. Norwalk, 1991. 16.- Rhoades-Tanner. Fisiología Médica. Masson-Little, Brown. Barcelona. 1997.

17.- Schmidt, R.F. Fisiología humana. 24a. Ed. Interamericana. México, 1993.

18.- Schottelius. Fisiología. Ed. Interamericana. México, 1990. 19.- Smout, A.J.P.M. Fisiología y patología de la motilidad gastrointestinal. Wrightson Biomedical Publishing. Gran Bretaña, 1992 20.- Tresguerres, J.A.F. Fisiología Humana. 3ra. Ed. McGraw-Hill-Interamericana de Madrid, 2005. Madrid, España.. 21.- Universidad Autónoma de Querétaro. La fisiología en Querétaro 1987-1994. Homenaje al Dr. Juan García Ramos. Editorial U.A.Q. Querétaro, 1995.

10. ANEXOS:

DDRRAA.. CCOONNCCEEPPCCIIÓÓNN VVEEGGAA RRIICCOO..

DDRR.. EELLIIOODDOORROO CCAASSTTRROO MMOONNTTEESS

MANUAL DE PRÁCTICAS DE

LABORATORIO DE FISIOLOGÍA I

1. INTRODUCCIÓN.

La Fisiología Médica es parte fundamental en la formación del médico; después de los cursos de

morfología, el estudiante incursiona en el estudio del funcionamiento celular, de tejidos, órganos y

sistemas. Es por ello que los conocimientos adquiridos en cursos previos revisten mayor relevancia.

Asimismo, la Fisiología es la base fundamental para la comprensión de los cambios que ocurren durante la enfermedad, ya que esta, representa la alteración de una o más funciones orgánicas, por lo que los conocimientos fisiológicos deben ser fuertes para alcanzar el entendimiento de la fisiopatología, farmacología y demás materias clínicas (cirugía, medicina interna). Es indudable que si conocemos como está conformado nuestro cuerpo y como funciona, seremos capaces de entender y explicar los signos y síntomas que produce una enfermedad, el porqué ésta se produce, su diagnóstico y su tratamiento, hechos que incontrovertiblemente forman el quehacer cotidiano del médico.

2. OBJETIVO GENERAL Que el alumno adquiera destrezas necesarias para racionalizar los procesos fisiológicos que mantienen la homeostasis orgánica, fortaleciendo con estas destrezas los conocimientos adquiridos en la fase teórica de la materia.

3. OBJETIVOS ESPECÍFICOS Durante las prácticas de laboratorio el alumno será capaz de:

Analizar el funcionamiento normal de los diferentes órganos y sistemas.

Analizar las causas, la generación de síntomas y signos y la forma de corrección de las diversas enfermedades que modifican la fisiología normal.

Conocer y analizar la metodología, instrumental y equipos de diagnostico, de laboratorio y de gabinete empleados en la clínica y su utilidad práctica.

Elaborar e interpretar gráficos elaborados con los resultados de las prácticas obtenidas.

Participar activamente en las discusiones coordinadas que se llevaran a cabo durante las prácticas.

Elaborar un reporte por escrito de las prácticas realizadas. 4. UNIDADES TEMÁTICAS

LA CÉLULA: Mecanismos de transporte y permeabilidad.

NEUROFISIOLOGÍA DE LOS IMPULSOS NERVIOSOS

NEUROFISIOLOGÍA: Potencial de acción, estimulación eléctrica, estimulación con otros medios físicos. Inhibición de los impulsos nerviosos, velocidad de conducción.

FISIOLOGÍA DEL MÚSCULO ESQUELETICO

PROCESO DIGESTIVO 5. UBICACIÓN Y ESCENARIOS: Laboratorio de Registros en la Facultad de Medicina de la Universidad Autónoma de Querétaro. 6. ESTRATEGIAS DE ENSEÑANZA-APRENDIZAJE: Los ejercicios diseñados en este manual serán apoyo para la comprensión de los aspectos fisiológicos analizados en las clases teóricas. A nivel mundial se han hecho esfuerzos para encontrar métodos alternativos que no usen animales de laboratorio. Por ello este manual se fundamenta en la realización de experimentos en modelos computados y posteriormente realización de registros fisiológicos con métodos no invasivos en sujetos vivos, para efectuar la correlación directa con los aspectos de función orgánica básicos.

Cada uno de los ejercicios dirige al estudiante hacia un entendimiento coherente de la función orgánica humana, que se correlacionara con el aprendizaje teórico y que tendrá una sincronía con este.

a) En cada practica se emplearan los minutos iniciales en efectuar una discusión coordinada de las bases teóricas del experimento, en donde la participación del alumno es fundamental, se espera por lo tanto que el alumno asista al laboratorio con conocimientos teóricos suficientes.

b) El profesor explicara los objetivos generales del experimento. c) El profesor explicara la metodología a seguir en el experimento. d) Se emplearan cualquiera de los dos programas:

FORMATO DEL REPORTE DE LABORATORIO DE FISIOLOGÍA

1) HOJA FRONTAL: Titulo del experimento, nombre del autor, curso, nombre del instructor-profesor, fecha. 2) INTRODUCCIÓN: Breve descripción de los conceptos teóricos. Descripción de algunas observaciones.

Establecer una ó más hipótesis. 3) MATERIALES Y METODOS: Lista del equipo, instrumental y software necesario. Descripción paso a paso del

experimento. 4) RESULTADOS: Presentar los datos usando dibujos, gráficos, tablas. Resumir los hallazgos brevemente. 5) DISCUSIÓN Y CONCLUSIONES: Análisis de los datos, conclusión en donde se discuta si los datos soportan o

no la hipótesis establecida, incluir si es necesario información relevante de otras fuentes, explicación de variables no controladas o dificultades inesperadas. Realizar alguna sugerencia para futuros experimentos.

6) BIBLIOGRAFÍA: Mínimo 3 referencias bibliograficas (libros o revistas de cualquier arrea clínica) y una referencia electrónica (http://www....)

7) EXTENSIÓN: MÁXIMO 3 CUARTILLAS (sin contar portada ni bibliografía). 7. SISTEMA DE EVALUACIÓN Los alumnos deberán asistir con el uniforme reglamentario, por lo menos al 80% de las prácticas de Laboratorio de Fisiología I (se pasa lista diariamente y no hay retardos), deberán de realizar la totalidad de las prácticas y entregarán la totalidad de los reportes correspondientes en un plazo no mayor de 5 días hábiles posteriores a la realización de las mismas.

Se calificarán como sobresalientes, satisfactorias y no satisfactorias las prácticas del laboratorio de fisiología I, atendiendo a criterios de: calidad al efectuar las prácticas, contenido de los reportes (introducción, historia, materiales y métodos, resultados, discusión, conclusiones y bibliografía) y presentación.

Para tener oportunidad de exentar Fisiología I y su laboratorio, son requisitos indispensables (además de la asistencia por lo menos del 80% de las sesiones teóricas, el aprobar los exámenes parciales de la teoría con un promedio de 8 o mayor), el asistir al 100% de las prácticas, realizarlas, entregar los reportes con oportunidad y cuyas calificaciones sean todas de sobresalientes.

No se tendrá derecho al examen final ni aprobarán la materia de Fisiología I y su laboratorio cuando no se asista al 80% de las prácticas, no se realicen las mismas, no se entreguen los reportes, o que éstos sean calificados como no satisfactorios, así como el mal uso de las instalaciones, en cuyo caso serán reportados a la Dirección de la Facultad para que se les apliquen las sanciones a que haya lugar.


http://www/

PROGRAMAS COMPUTACIONALES: PhysioEx: Human anatomy and Physiology Laboratory Manual. Marieb E. Ph.D Biopac Student Laboratory. Pflanzer R. Ph.D SITIOS EN INTERNET: http://mphywww.tamu.edu/davis/Models http://www.the-aps.org 9. CALENDARIZACIÓN:

MECANISMOS DE TRANSPORTE DE MEMBRANA Y PERMEABILIDAD: Difusión simple, difusión facilitada, os molaridad

PhysioEx

MECANISMOS DE TRANSPORTE DE MEMBRANA Y PERMEABILIDAD: transporte activo, filtración.

PhysioEx

NEUROFISIOLOGÍA: Potencial de acción, estimulación eléctrica, estimulación con otros medios físicos. Inhibición de los impulsos nerviosos, velocidad de conducción.

PhysioEx Modelos M. Davis.

ELECTROMIOGRAFIA I Biopac

ELECTROMIOGRAFIA II: reclutamiento de unidad motora y fatiga Biopac

NEUROFISIOLOGÍA: Electroencefalografía I.- relajación y ritmos cerebrales (alfa, beta, delta y teta).

Biopac

NEUROFISIOLOGÍA: Electroencefalografía II. Ritmos alfa en el lóbulo occipital

Biopac

NEUROFISIOLOGÍA: Reflejos y equilibrio Exploración física.

ELECTROOCULOGRAMA Biopac

SISTEMA NERVIOSO AUTÓNOMO: Respuesta galvanica de la piel y Polígrafo.

Biopac

FISIOLOGÍA DIGESTIVA: Digestión mecánica y química. PhysioEx

http://mphywww.tamu.edu/davis/Models

http://www.the-aps.org/





TERCER SEMESTRE Microbiología y Parasitología I

y su laboratorio


FACULTAD MEDICINA


322 Microbiología y Parasitología I

y su laboratorio

PROFESOR TITULAR: GRUPO I: DRA. ROSELIA RAMIREZ RIVERA GRUPO II: DR. GUILLERMO ARTEAGA GARCÍA









Créditos:

51 34 85 8


3 2 5

Elaborado por: Revisado por: Fecha de elaboración: Fecha de actualización

DRA. ROSELIA RAMIREZ RIVERA DR. GUILLERMO ARTEAGA GARCÍA

Med. Esp. Alfredo Uribe Nieto Coordinador de Coherencia

Institucional Julio 2009 Julio 2009

2. INTRODUCCIÓN:

La microbiología, como una rama de la biología, juega un papel muy importante en la formación de un médico.

En el presente curso se dará al alumno una visión específica sobre la microbiología patógena para el hombre: bacterias, virus, hongos y parásitos a los que está expuesto en su interrelación con el medio ambiente, así como la respuesta que el hombre da ante la presencia de estos microorganismos, con especial atención a la biología, anatomía, fisiología, genética y metabolismo, así como a las relaciones huésped-parásito, especialmente a los factores de patogenicidad del germen y los factores de defensa del huésped. Se brindarán los conocimientos básicos para la formación de un criterio sobre determinados agentes quimioterapéuticos, capacitación para poner en práctica los medios que conduzcan a la prevención de estos padecimientos, así como recolectar muestras de productos biológicos en condiciones adecuadas e interpretar los resultados del laboratorio en relación con el tipo de enfermedad infecciosa. Se pretende que relacionen los mecanismos de defensa en contra de cualquier tipo de agentes externos (bacterias, virus, hongos y parásitos). La asignatura en sí, dada la problemática del país, es una de las más importantes, no solo porque las enfermedades infecciosas son motivo de consulta diaria sino para establecer las medidas preventivas y de control de las mismas.

3. OBJETIVOS GENERALES: 16.1 El alumno describirá y aplicará los conocimientos de microbiología, nomenclatura, clasificación, morfología, estructura bioquímica, crecimiento y genética de los principales agentes patógenos, así como la respuesta inmune en el diagnóstico, investigación, prevención y tratamiento de las enfermedades infecciosas.

4. OBJETIVOS ESPECÍFICOS:

Al término del Curso de Microbiología y Parasitología I y su Laboratorio, el alumno:

Aplicará sus conocimientos a los cursos clínicos, para que pueda elaborar un diagnóstico etiológico oportuno y las medidas terapéuticas generales. Integrará sus conocimientos a sus cursos de salud pública para indicar las medidas preventivas individuales, familiares y colectivas. Describirá las medidas de orientación y educación a la población, en relación con los padecimientos transmisibles para el mejoramiento de la comunidad. Conocerá la relación interespecífica e intraespecífica de los seres vivos. Conocerá la historia natural de la enfermedad aplicada a los procesos infecciosos. Explicará los mecanismos de esterilización, pasteurización y desinfección. Clasificará los mecanismos patógenos para el hombre. Explicará los mecanismos de acción de los antimicrobianos por grupos. Enunciará los mecanismos de daño de los microorganismos en contra del hombre. Conocerá los mecanismos de defensa del hombre hacia los microorganismos. Describirá las características microbiológicas especiales de la flora normal y patógena (bacterias, virus, parásitos y hongos) en los diferentes sistemas anatómicos: aparato respiratorio, genitourinario, digestivo, sistema nervioso central, muscular, óseo, tejido celular subcutáneo y piel. Explicará la participación del médico en la investigación de las enfermedades infecciosas. Conocerá, describirá y realizará en forma activa los procedimientos básicos del laboratorio en microbiología y parasitología


TEMAS Horas

Generalidades de Microbiología 1

Métodos didácticos 1

Generalidades sobre ecología y la cadena epidemiológica 1

Historia natural de la enfermedad 1

Clasificación microbiológica ubicada por orden, familia, morfología y generalidad 1 Estructura y fisiología de los priones, virus, hongos, bacterias y parásitos

Desinfección y esterilización (Agentes físicos y agentes químicos) 1

Agentes antimicrobianos, sus mecanismos de acción, espectro y asociaciones 1

Importancia del laboratorio y la toma de muestras para cultivos 1

Mecanismos de daño al huésped por los microorganismos patógenos 1

Mecanismos de defensa del huésped 1

EXAMEN PARCIAL 1

VIROLOGIA

Morfología viral 1

Ciclo de replicación viral 1

Ciclo lítico y ciclo lisogénico 1

Clasificación viral de importancia médica: 1

Poxviridae 1

Herpesviridae 1

Adenoviridae 1

Papovaviridae 1

Parvoviridae 1

Hepadnaviridae 1

Reoviridae 1

Paramyxoviridae 1

Rhabdoviridae 1

Orthomyxiviridae 1

Picornaviridae 1

Caliciviridae 1

Astroviridae 1

Coronaviridae 1

Flaviviridae 1

Togaviridae 1

Retroviridae 1

Satelites 1

Patogénesis viral 1

Respuesta inmune hacia los virus 1

Mecanismo de producción de enfermedad 1

Infecciones persistentes 1

Métodos diagnóstico de las enfermedades virales 1

Medidas generales de prevención y tratamiento en infecciones virales 1

EXAMEN PARCIAL 1

MICOLOGIA

Morfología y fisiología de los hongos 1

Dimorfismo en micología 1

Estado perfecto e imperfecto de los hongos 1

Clasificación clínica de las micosis. (González Ochoa): 1

SUPERFICIALES

Dermatofitosis 1

Pitiriasis versicolor 1

Piedras

Tiña negra

SUBCUTANEOS

Eumicetomas 1

Esporotricosis 1

Cromomicosis

Rinosporidiosis

Lobomicosis

PROFUNDAS

Histoplasmosis 1

Coccidioidomicosis 1

Blastomicosis

Paracoccidioidomicosis

OPORTUNISTAS

Candidosis 1

Criptococosis 1

Aspergilosis 1

Mucormicosis

Geotricosis

PSEUDOMICOSIS

Actinomicosis 1

Actinomicetoma 1

Nocardiosis 1

Eritrasma

Importancia de las enfermedades por hongos 1

Métodos diagnósticos de las enfermedades por hongos 1

Medidas generales de prevención y tratamiento en enfermedades por hongos 1

EXAMEN PARCIAL 1

EXAMEN FINAL DEL SEMESTRE 1

6. UBICACIÓN Y ESCENARIOS:

Las clases teóricas se llevarán a cabo en el aula asignada al segundo año de la Facultad de Medicina los días y horarios

asignados por la secretaría académica.

7. ESTRATEGIAS DE LA ENSEÑANZA:

PARTE TEÓRICA Las actividades teóricas se realizarán en forma de conferencias con apoyo audiovisual, presentación de temas por equipos en forma de seminarios, mesas redondas o el método expositivo elegido. Conferencias por profesores invitados de la UAQ o de otras instituciones. Investigación documental con discusión de artículos

8. SISTEMA DE EVALUACIÓN:

21.1 De acuerdo con la Legislación Universitaria y el reglamento de la FMUAQ, para exentar es necesario un mínimo de 80%

de asistencias y una calificación igual o mayor de 8. 21.2 El porcentaje de evaluación es idéntico para cada examen parcial 21.3 Al término de cada unidad se realizará un examen escrito, requisito previo la entrega de una revisión de artículo alusivo la unidad correspondiente para evaluar. 21.4 Con uno o más examen parcial no acreditado, no se exenta. 21.5 Su participación individual y por equipo en la exposición de clase tendrá una evaluación diaria que se promediará con los exámenes parciales. 21.6 Al final del curso se entregará la revisión monográfica por equipo de un microorganismo mismo que será expuesto en forma aleatoria y con el material de apoyo que ellos indiquen teniendo una calificación parcial para promedio con las unidades temáticas. 21.7 Los alumnos que no obtengan la calificación necesaria para exentar, presentarán examen final con todo el contenido del programa, en la fecha asignada por la Secretaría Académica de la Facultad. 21.8 La calificación mínima para aprobar el examen final es de 6.0. 21.9 En la calificación final de la asignatura sera considerada la calificación del laboratorio de Microbiología, el cual tendrá un valor de un 20%.


Libros de texto 1. Atías A. Parasitología clínica. Ed. Mediterráneo, Santiago Chile. 2. Divo A. Microbiología Médica: bacteriología, inmunología y micología. Ed. Interamericana, México 3. Freeman, Bob A. Microbiología. Ed McGraw Hill. México. 4. Jawets, Melhieck y Adelberg. Microbiología Médica. Ed El Manuel Moderno. México 5. Koneman, EW. Diagnóstico microbiológico, texdto y atlas en color. Ed Panamericana, México. 6. Murray PR. Microbiología Médica. Ed Mosby. Barcelona. 7. Ripponj JW. Micología Médica. Ed Nueva Editorial Interamericana. México. 8. Romero Cabello R. Microbiología y Parasitología humana: bases etiológicas de las enfermedades infecciosas. Ed Panamericana. México. 9. Tay Zavala J. Microbiología y Parasitología Médica. ED Francisco Méndez Cervantes. México. Artículos: Microbiol Mol Biol Rev. 1997; 61: 136-169 J Infect Dis 1999; 179 (suppl 2): S331-7. J Infect Dis 1999; 179: 326-30 Clinical Infec Dis 1999; 28: 714-6 Clinical Infec Dis 1993; 16(Suppl 4): S175-80

Clinical Infec Dis 1994; 19(Suppl 1): S1-7 Rev Fac Med UNAM 1998; 41(3):115-9 Enfer Infec y Microb 1998; 18(2). Scientific American 1993; september: 57-63 Microbiol Mol Biol Rev 1997; 61(2): 136-69 Revistas Clinical Infect Dis J Infect Dis J Clinical Microbiol Clin Microbiol Rev Bol Hosp Infant Mex Enfermedades Infecciosas y Microbiología Virology Science

10. ANEXOS: MANUAL DE PRÁCTICAS:

UUUNNNIIIVVVEEERRRSSSIIIDDDAAADDD AAAUUUTTTÓÓÓNNNOOOMMMAAA DDDEEE QQQUUUEEERRRÉÉÉTTTAAARRROOO

FFFAAACCCUUULLLTTTAAADDD DDDEEE MMMEEEDDDIIICCCIIINNNAAA

MANUAL DE PRÁCTICAS DEL LABORATORIO DE

MICROBIOLOGÍA Y PARASITOLOGÍA I Y II

PROGRAMA ACADÉMICO

2010

1. INTRODUCCIÓN: Los agentes biológicos de las enfermedades infecciosas son un conjunto extraordinariamente diverso de organismos, incluyendo micro y macroorganismos, organismos celulares procarióticos y eucarióticos y organismos acelulares (virus). En el curso se introduce a los alumnos en el conocimiento de estos organismos desde el punto de vista de sus características generales pero incidiendo especialmente en aquéllas que son relevantes para su modo de vida como patógenos. 2. OBJETIVO GENERAL: El programa práctico tiene como objetivo fundamental el familiarizar al alumno con la metodología básica específica del trabajo con microorganismos, y, en particular con las técnicas de aislamiento, cultivo, identificación y cuantificación de poblaciones microbianas, y permitir la observación experimental de los conceptos aprendidos en las clases de teoría. 3. OBJETIVOS ESPECÍFICOS 3.1 Que los alumnos conozcan las técnicas más básicas en Microbiología, como son: siembra, aislamiento y recuento de bacterias. Estas técnicas nos permiten tener a los microorganismos de forma accesible a su estudio y, por ejemplo, obtener cultivos puros a partir de cultivos mixtos, que son los que normalmente se encuentran en la naturaleza. 3.2 Conocer las diferentes técnicas de esterilización, así como cuándo y en qué material usarlas. 3.3 Conocer la morfología general de los representantes de los distintos grupos microbianos y elaborar diferentes tipos de preparaciones para la observación de los microorganismos. 3.4 Conocer las diferentes técnicas de coloración para microorganismos basadas en las características de sus componentes celulares. 3.5 Definir la morfología colonial de los microorganismos cultivados por sus características de tamaño, forma, color, producción de pigmento y de hemólisis mediante examen visual. 4. UNIDADES TEMÁTICAS 1. El laboratorio de Microbiología. 2. Los reactivos y su elaboración. 3. El microscopio. 4. Métodos de esterilización y pruebas de esterilidad. 5. Observación de levaduras. 6. Estudio morfológico de los hongos filamentosos. 7. Preparación de frotis, preparación en fresco, fijación y técnicas de tinción.

8. Aislamiento de microorganismos de importancia médica en medios de cultivo. Técnicas de siembra. 9. Morfología colonial y características de los microorganismos de importancia médica. 5. UBICACIÓN Y ESCENARIOS: Las clases prácticas se llevarán a cabo en el laboratorio de cultivos, asignado a tercer semestre de la Facultad de Medicina los días y horarios asignados por la Secretaría Académica. 6. ESTRATEGIAS DE ENSEÑANZA-APRENDIZAJE: Las Prácticas de Microbiología y Parasitología se realizan una vez por semana con subgrupos de 12 estudiantes, con un total de 2 horas/semana. Las prácticas de laboratorio son dirigidas por los docentes de laboratorio que prestan tutoría y asesoría a los alumnos durante todo el semestre. Estas prácticas se realizan por medio de trabajo individual, demostraciones y diagnósticos a partir de casos clínicos. Se proporciona un cuaderno de prácticas con la explicación detallada del trabajo a realizar y con los fundamentos y objetivos de cada una de las metodologías que se llevan a cabo. Las clases prácticas pretenden ser, además de la primera aproximación a la microbiología aplicada, la herramienta que permita comprender la interrelación entre la teoría y la práctica. 7. SISTEMA DE EVALUACIÓN La evaluación del Laboratorio de Microbiología y Parasitología I tendrá, para fines de acreditación, un valor de 20% .

8. BIBLIOGRAFÍA RECOMENDADA: TEXTO: Romero Cabello, R. Microbiología y Parasitología humana: bases etiológicas de las enfermedades infecciosas. Ed. Panamericana. México. Koneman, E.W. Diagnóstico microbiológico, texto y atlas en color. Ed. Panamericana. México. Atlas de Parasitología Clínica. Ed. Mediterráneo. Santiago de Chile. Divo, A. Microbiología Médica: bacteriología, inmunología y micología. Ed. Interamericana. México. García Rodríguez, A. y J.J. Picazo (eds.). Microbiología Médica. Vol. 2. Microbiología Clínica. Editorial Mosby/Doyma Libros, S.A. Madrid. Organización Panamericana de la Salud. Manual de Técnicas Básicas para un laboratorio de Salud. No. 2 1983.

Freeman, Bob A. Microbiología. Ed. Mc Graw Hill. México. Jawetz, Mehlnick y Adelberg. Microbiología Médica. Ed. Manual Moderno. México. Murray, P.R. Microbiología Médica. Ed. Mosby. Barcelona. Ripponj, J.W. Micología Médica. Ed. Nueva Editorial Interamericana. México. Tay Zavala, J. Microbiología y Parasitología Médica. Ed. Francisco Méndez Cervantes. México. 21. OBSERVACIONES: El manual se distribuye para su revisión al iniciar el tercer semestre. El número de sesiones que dure cada práctica podrá variar, debido a suspensiones de clases que no estén contempladas en el calendario escolar ( proporcionado por la Secretaría Académica), como son: la semana cultural programada por la Sociedad de Alumnos, viajes de práctica o asistencia a Congresos de las otras materias, o bien, fallas en la energía eléctrica o en el suministro de gas del laboratorio. 22. CALENDARIZACIÓN :

El Laboratorio de Microbiología 1 sesión Los reactivos y su elaboración 1 sesión El Microscopio 2

sesiones Métodos de Esterilización y Pruebas de Esterilidad

2 sesiones

Examen Observación de Levaduras 1 sesión Estudio Morfológico de los Hongos Filamentosos

1 sesión

Preparación de Frotis, preparación en fresco, fijación y técnicas de tinción

1 sesión

Examen

Aislamiento de Microorganismos de Importancia Médica (Medios de Cultivo)

2 sesiones

Morfología Colonial y Características de los Microorganismos de importancia médica

2 sesiones

EXAMEN

SEGUNDO SEMESTRE

Antibiograma (Pruebas de sensibilidad a antibióticos)

2 sesiones

Bioquímica Bacteriana 2 sesiones

Microbiología Diagnóstica. Estudio Bacteriológico del Exudado Faríngeo

3 sesiones

Urocultivo y Examen Bacteriológico directo de Orina

4 sesiones

Aislamiento de Bacterias en Coprocultivo 2 sesiones

Examen Parasitológico 1 sesión

Método de Concentración por el uso de Solución de Cloruro Sódico

1 sesión

PRÁCTICA 1

EL LABORATORIO DE MICROBIOLOGÍA

Objetivo: Familiarizarnos con el material de uso normal, su limpieza y esterilización. Introducción: Laboratorio de microbiología. Un laboratorio de microbiología debe de tener ciertas características. De este modo se facilita la esterilización. Material mínimo para diagnóstico: Mechero. Cuando está encendido se consigue a su alrededor un entorno más o menos limpio y estéril. Medios de cultivo. Deshidratados, en unos grandes botes blancos. Se pueden usar en placa o en tubo. Vaso de precipitado. Sirve para líquidos, con un volumen aproximado. Probeta o pipeta. Para medir líquidos, con un volumen exacto. Matraz Erlenmeyer. Para medir líquidos, con un volumen aproximado. Cestillos. Se usan para transportar cosas. Placa o caja de Petri. Pipetas. Para medir líquidos de manera exacta y en pequeña cantidad. Gradilla. Para dejar los tubos de ensayo. Tubo Durham. Se usa para ver si los microorganismos que hay en el tubo grande producen gas (en medio líquido). El tubo interior está boca abajo. Hisopos para enviar muestras al laboratorio (con medio de conservación o transporte). Micropipetas Centrífuga Agitador

Un asa de siembra es una especie de punzón metálico cuya punta es un ojal con un hilo de acero estéril. Hay asas de siembra de varios usos o de un solo uso. Instrumentos para hacer tinciones: Las tinciones se realizan en el cristalizador. La muestra se pone sobre el bastidor. Si no se tiene se puede hacer en una fregadera. Los colorantes nos permiten ver las bacterias. En las tinciones no suele ponerse cubreobjetos. Material y método: Los alumnos se dividirán en equipo de 3 y 4 personas, y estarán revisando el equipo y material con que cuenta el laboratorio de Microbiología.

PRACTICA 2

LOS REACTIVOS Y SU ELABORACIÓN

La relación de reactivos se ha dispuesto en orden alfabético. ACIDO Y ETANOL, para la tinción de Ziehl y Neelsen Ácido clorhídrico concentrado...................................3 ml Etanol al 95%..........................................................97 ml

Advertencia: el ácido clorhídrico es sumamente corrosivo.

CARY Y BLAIR, MEDIO DE TRANSPORTE Tioglicolato sódico...................................................1.5 g Hidrofosfato disódico (Na2HPO4) anhidro.................1.1 g Cloruro sódico............................................................ 5 g Agar............................................................................5 g Agua destilada......................................................991 ml 1.- Si es posible, prepárese en utensilios de vidrio químicamente limpios. 2.- Caliéntese a medida que se mezcla, precisamente hasta que la solución comience a aclararse. 3.- Enfríese hasta 50°C, agréguese 9 ml de solución acuosa de cloruro cálcico recién preparada en proporción de 10 g/l (1%) y ajústese el pH aproximadamente a 8.4. 4.- Deposítense 7 ml en frascos pequeños, de 9 ml, con tapa de rosca, enjuagados y esterilizados. 5.- Colóquense en vapor los frascos con el medio de transporte durante 15 minutos , enfríense y apriétense las tapas de rosca. EDTA, SOLUCIÓN SALINA BIPOTÁSICA DE, 100 g/l (10%) Etilendiaminotetracetato bipotásico..........................20 g Agua destilada................................................q..s.200 ml Para utilizar esta solución trasládese por medio de pipetas a recipientes pequeños, con capacidad para 2.5ml de sangre, Déjese secar este anticoagulante haciendo que los recipientes permanezcan toda la noche sobre una mesa de trabajo tibia ó en una incubadora a 37° C. EHRLICH, REACTIVO DE Paradimetilaminobenzaldehído....................................2g Ácido clorhídrico (HCl) concentrado.......................20 ml Agua destilada........................................................80 ml Mezcle el agente químico con el agua y a continuación agregue el ácido clorhídrico cuidadosamente.

Advertencia: el ácido clorhídrico es sumamente corrosivo.

GRAM, SOLUCIÓN DE YODO DE Yodo............................................................................1 g Yoduro potásico.......................................................... 2g Agua destilada......................................................300 ml Pulverice en un mortero el yodo y el yoduro potásico secos, añada agua poco a poco, alguno mililitros cada vez y muévalo minuciosamente después de cada adición hasta que e yodo y el yoduro se disuelvan. Mezcle esta solución en un frasco de vidrio oscuro con el resto del agua destilada. De otro modo: Coloque 100 ml de agua en una probeta. Disuelva primero el yoduro potásico en unos 30 ml de ésta agua. Agregue el yodo y mezcle hasta que se disuelva. Añada el resto del agua y mezcle minuciosamente. Consérvese en un frasco oscuro. LUGOL, SOLUCIÓN YODURADA DE Yodo............................................................................1 g Yoduro potásico...........................................................2g Agua destilada.................................................q.s.100 ml Pese el yodo en un plato de porcelana ó en un cristal de reloj. Pulverícelo junto con el yoduro potásico, ambos secos en un mortero. Añada algunos mililitros de agua a intervalos y muela minuciosamente hasta que el yodo y el yoduro se disuelvan. Deposite esta solución en un frasco de vidrio de color ámbar con el resto del agua destilada. De otro modo: Coloque 100 ml de agua en una probeta. Disuelva primero el yoduro potásico en unos 30 ml de esta agua. Agregue el yodo y mezcle hasta disolverlo. Añada el resto del agua y mezcle bien. Consérvese en un frasco oscuro. METILENO, AZUL DE, ACUOSO Azul de metileno......................................................0.3g Agua destilada......................................................100 ml fíltrelo después de disolver. SAFRANINA, SOLUCIÓN DE Solución madre: Safranina O (certificada)..........................................2.5 g Etanol al 95%..................................................q.s.100 ml Solución de trabajo: Solución madre.......................................................10 ml Agua destilada........................................................90 ml SÓDICO, SOLUCIÓN DE CLORURO, 8.5 G (0.85%) (“ solución salina isotónica”)

Cloruro sódico..........................................................8.5 g Agua destilada..............................................q.s. 1000 ml STUART, medio de transporte modificado de Agar ........................................................................... 4g Agua destilada...............................................q.s.1000 ml Caliéntese hasta que se disuelva y, mientras se encuentra caliente: Cloruro sódico.............................................................3 g Cloruro potásico........................................................20 g Hidrofosfato disódico (Na2HPO4) anhidro..............1.15 g Fosfato sódico y de hidrógeno (Na2HPO4) anhidro..20 g Tioglicolato sódico......................................................1 g Cloruro cálcico, 10 g/l (1%), solución acuosa recién preparada......10 ml Cloruro magnésico, 10 g/l (1%), solución acuosa...10 ml PH final: 7.3 1.- Agite hasta que se disuelva. Agregue 10 g de polvos de carbón neutro. 2.- Coloque 5-6 ml en tubos de 13 x 10 mm con tapa de rosca (no se aplaste). 3.- Esterilice los tubos en el autoclave a 121° C durante 20 minutos. Invierta los tubos antes de que el medio se solidifique, a fín de que el carbón neutro se distribuya uniformemente. A continuación guarde en el refrigerador. VIOLETA CRISTAL DE HUCKER, MODIFICADO Solución A: Violeta cristal (certificado)...........................................2 g Etanol al 95%..........................................................20 ml Solución B: Oxalato de amonio ( (NH4)2 C2O4H2O )....................0.8 g Agua destilada........................................................80 ml Mezcle las soluciones A y B. Guarde la mezcla 24 horas antes de usarla. Fíltrela en un frasco para tinción usando un filtro de papel.

PRÁCTICA 3

EL MICROSCOPIO

OBJETIVO: Conocer los componentes, el manejo del microscopio así como de otros aparatos ópticos en Microbiología, así como de los cuidados que deben tenerse con estos aparatos. INTRODUCCIÓN: El microscopio es el instrumento más necesario para un microbiólogo, ya que permite la observación de organismos que no pueden ser apreciados en detalle a simple vista, es decir de los microorganismos. El microscopio óptico se basa en la refracción de la luz, que genera una imagen del objeto mucho más grande a través de un sistema de lentes que ayudan a disminuir el límite de resolución. El límite de resolución es la distancia más pequeña que separa dos puntos cuando estos puntos se aprecian como separados. Cuanto menor es el límite de resolución, más grandes se ven los objetos. El límite de resolución es inversamente proporcional al índice de refracción del medio, por lo que interesa que el medio entre el objetivo y la muestra tenga el máximo valor posible. Por esta razón se usan objetivos que utilizan como medio aceites de inmersión. La luz puede ser: blanca, ultravioleta y polarizada. Con este microscopio podemos observar hongos (no sólo su forma y tamaño, sino también estructuras) y bacterias (sólo formas grandes, como la forma y el tamaño). Anote: Partes y su función de un microscopio óptico: Parte mecánica: Pie_________________________________________ Brazo del microscopio__________________________ Platina______________________________________ Tornillos de desplazamiento_____________________ Tornillos de enfoque (macrométrico y micrométrico). _ Parte óptica: Ocular______________________________________ Objetivos____________________________________ Tubo óptico__________________________________ Parte de iluminación: Espejo______________________________________ Lámpara____________________________________ Anote las características de los diferentes tipos de microscopios

Ópticos: De campo claro: De campo oscuro: De contraste de fases: De interferencia: De fluorescencia: MATERIAL: Microscopio compuesto Aceite de inmersión Papel limpia lentes proporcionado por el alumno. Una caja de kleenex suaves Preparaciones MÉTODO: Observación al microscopio: Para hacer una correcta observación se deben seguir los siguientes pasos: Primero se iluminará bien el campo microscópico. Después se colocará la preparación para observar sobre la platina y se usará el objetivo 10X para localizar el objeto por ver. Si el material ú objeto es relativamente grande 100 micras ó más quizá bastará con ese objetivo para hacer la observación microscópica, pero si es más pequeño, entonces se usará el objetivo 40X ó 100X. Se debe recordar que si se usa éste último es necesario el empleo de una gota de aceite de cedro entre la preparación y el lente objetivo. Una vez elegido el lente adecuado mediante movimiento más ó menos rápido con el tornillo macrométrico se aproxima el enfoque y posteriormente mediante el tornillo micrométrico se terminará de enfocar. Hay que recordar que algunos tipos de microscopios no tienen tope de bajada que detenga a los objetivos antes de llegar a la preparación, llevando por consiguiente el riesgo de romper ó estrellar la lente. Medidas generales de conservación del microscopio: Es un instrumento delicado que si no se usa en la forma apropiada puede dar un rendimiento limitado Algunas cosas que nunca se deben hacer: Nunca limpie las lentes de los objetivos ó los oculares con etanol.

No sumerja los objetivos en xilol ó etanol (se aflojarían).

Nunca emplee algodón para limpiar las lentes. Nunca limpie los soportes ó platina con xilol. Nunca mueve los lentes de su lugar porque los

descompone. Nunca deje el microscopio con aceite de inmersión

en el objetivo, ya que se seca y después es imposible quitarlo.

Nunca lleve el microscopio tomándolo sólo con una mano, utilice siempre ambas manos.

Dibujo de sus diferentes observaciones: Conclusiones: Bibliografía:

PRACTICA 4

MÉTODOS DE ESTERILIZACIÓN Y PRUEBAS DE ESTERILIDAD

OBJETIVO: Conocer la efectividad de los diferentes agentes desinfectantes sobre agentes microbianos de la cavidad oral. INTRODUCCIÓN: La esterilización es un proceso mediante el cuál se eliminan todas las formas de vida de un objeto ó sustancia. En algunos casos no se puede eliminar la totalidad de los microorganismos vivos y sólo disminuyen en número y se eliminan aquellos que son patógenos. Existe una gran cantidad de agentes esterilizantes y desinfectantes, algunos son útiles en ciertos casos, dependiendo del uso adecuado y del tipo de bacteria a eliminar. MATERIAL: 5 tubos de ensaye Mecheros de Bunsen Campo estéril Alcohol etílico al 95% Merthiolate Enjuague bucal Varillas de vidrio estériles de aproximadamente 15 cm de largo Medio líquido de tioglicolato MÉTODO: Colocar 5 ml de medio líquido de tioglicolato en tubos de ensaye estéril, y dejar enfriar. Tomar una varilla estéril e introducir directamente en el primer tubo, cerca del mechero. Marcar como testigo estéril. Una segunda varilla introducirla en la boca de algún alumno donador, girarla aproximadamente 30 segundos, y posteriormente introducirla en un segundo tubo que será marcado como testigo no estéril. Una tercera varilla será contaminada en la cavidad oral del alumno, y posteriormente colocarla en un vaso de precipitado con alcohol etílico al 95%, dejarla reposar aproximadamente 5 minutos, y posteriormente sacarla y dejar que se seque ligeramente, y luego introducirla en el tercer tubo con tioglicolato y marcarla como alcohol. La cuarta varilla también será contaminada y luego será colocada en un vaso con merthiolate ó algún desinfectante bucal durante 5 minutos, dejarla escurrir y

posteriormente introducirla en un cuarto tubo y será marcada como desinfectante. La quinta varilla será contaminada, y posteriormente será flameada con la llama del mechero, girándola por todos lados, dejar enfriar e introducir un quinto tubo que será marcado como flama directa. Todos los tubos se dejan incubar aproximadamente 24 horas a 37° c, se leen resultados y se hacen dibujos de sus observaciones. AUTOEVALUACIÓN: 1.- Explique cuál es la técnica para esterilizar en el autoclave: 2.- Qué significa esterilizar? 3.- Qué diferencia encuentra con desinfectar ? 4.- ¿En qué momento empieza a medir el tiempo en el autoclave ? DIBUJO DE SUS OBSERVACIONES INTERPRETACIÓN DE RESULTADOS. CONCLUSIONES BIBLIOGRAFÍA.

PRACTICA 5

OBSERVACIÓN DE LEVADURAS

Las levaduras son hongos muy difundidos en la naturaleza. Pueden hallarse sobre las frutas, las flores, los granos, en el suelo, en el intestino de los animales, etc. La importancia económica de las levaduras es grande y además de las clásicas utilizaciones para la fabricación de pan y la fermentación de zumos de frutas. En la actualidad son aprovechadas para sintetizar algunas vitaminas, grasas y proteínas a partir de azúcares sencillos y nitrógeno amoniacal. La reproducción puede ser asexual (por gemación y fisión) y sexual (por ascósporas). No todas las levaduras tienen un ciclo de reproducción sexual, algunas especies como Candida albicans se reproducen sólo vegetativamente. Aunque la mayoría de las levaduras son beneficiosas, las hay perjudiciales tanto para vegetales como para animales.

Nematospora coryli puede infectar y destruir ciertas frutas y verduras. Candida albicans es la causante más frecuente de enfermedades por levaduras en el hombre. Produce infecciones en piel, uñas y mucosas. Se combate con antibióticos como la nistatina y la anfotericina O. Este último es muy tóxico y raras veces el paciente, en un tratamiento prolongado, queda a salvo de efectos secundarios como fiebre, malestar general, trastornos de la función renal y tromboflebitis. Observación: Para su observación. las levaduras. pueden buscarse en sus hábitats naturales (frutas, flore, etc.) o bien utilizar las que se expenden en el comercio para la panificación y la fabricación de cerveza que pertenecen al género Saccharomyces. En las farmacias se expenden cápsulas con cepas de Saccharomyces boulardii resistentes a los antibióticos con el nombre comercial de Ultra-Levura. Este producto farmacéutico se administra a los pacientes que están bajo un tratamiento de antibióticos para evitar y subsanar los trastornos producidos por la destrucción de la flora intestinal. Mediante una tinción simple con azul de metileno es fácil observar las levaduras al microscopio: Se prepara una solución de agua con levaduras. Se coloca sobre un porta objeto (bien limpio) una gota de solución. Se fija suavemente a la llama. Se tiñe con azul de metileno durante 15 minutos. Se lava con agua corriente. Se seca el porta cuidadosamente con papel de filtro. Observación al microscopio. Dibujo esquemático de lo observado. ¿Es aparente el proceso de gemación? Procedimiento para observar levaduras reproduciéndose por gemación: Partir de una mezcla de levaduras en 10-20 ml de agua destilada. Se añade glucosa. Una buena proporción resulta de añadir la suspensión de 10-20 ml de levaduras en agua destilada a un frasco de unos 250 ml que contenga unos 150 ml de una solución de glucosa al 5-10 %. Se tapa el frasco con una torunda de algodón y se coloca a incubación durante 24 horas a unos 30° C. Anote sus resultados. Dibuje sus observaciones. Bibliografía.

PRÁCTICA 6

ESTUDIO MORFOLÓGICO DE LOS HONGOS FILAMENTOSOS

Objetivo: Estudiar los caracteres macroscópicos y microscópicos de los hongos filamentosos, con la finalidad de poder llegar a su correcta identificación. Introducción: Los hongos crecen en un medio de cultivo adicionado de inhibidores bacterianos (antibióticos), ya que su crecimiento es más lento que el de las bacterias y podrían ser colonizados por ellas. Suelen ser aerobios. La temperatura de crecimiento también es más baja que la de dichos microorganismos: entre 20 y 30º C. Son organismos eucariotas, sin clasificar. Aun así podemos distinguir: Miceliares (pluricelulares). Para su identificación sólo se lleva a cabo la observación de los mismos, tanto macroscópica como microscópica. En el último caso, nunca se usa el objetivo de inmersión. Levaduriformes (unicelulares). Tienen un aspecto muy similar al de las bacterias. Los métodos de estudio que se emplean con éstos son el auxonograma y el zimograma, ambos métodos están estandarizados con el sistema de identificación API-system, como las bacterias. El auxonograma se basa en el crecimiento o no de la levadura en presencia de determinados factores de crecimiento. Si crecen alrededor del disco de la sustancia que ponemos, es porque la necesita o puede crecer en su presencia. El zimograma se basa en la fermentación de los glúcidos.

Observación macroscópica de los hongos filamentosos

Material: Placa con crecimiento fúngico filamentoso. Técnica: Consiste en la observación directa de la placa, anotando las características físicas que presenta. Color de la colonia. El color es verde oliva, un poco grisáceo. Sobre este hongo, que crece en toda la placa, aparece otro hongo (colonizador) de color blanco cuyo parte central es de color morado. No nos centraremos en este hongo invasor.

Color del reverso de la colonia. Marrón oscuro, posiblemente debido a la capa de agar. Tamaño. No invasivo. La placa está cubierta por 5 colonias individualizadas que no llegan a tocarse ni a juntarse. Textura. Aterciopelada. Pigmentos. No produce. Exudados. Tampoco produce. Otras características (crecimiento radial o concéntrico). Tienen crecimiento concéntrico. Observación microscópica de los hongos filamentosos Para identificar un hongo hay que fijarse en: Forma de las esporas (redonda, de base truncada, etc.). Tipo de micelio (septado o no). Forma de los esporangióforos (cómo salen las esporas del micelio). Observamos al microscopio 2 muestras de aspergillus. La primera de ellas nos muestra unas estructuras circulares, de color negro y gran tamaño. La segunda presenta unas estructuras también circulares pero de color blanco y pequeñas. Cada una de estas estructuras redondas es una cabeza aspergilar. Material: Placa con crecimiento fúngico filamentoso. Portaobjetos. Cubreobjetos. Pinzas. Tijeras. Rollo de cinta adhesiva. Colorante azul algodón de lactofenol. Mechero de gas. Técnica: Para observar el hongo filamentoso al microscopio tenemos que coger una porción del cultivo de dicho hongo. Hay varios métodos para hacerlo (técnica de la cinta adhesiva, de microcultivo o la toma de una porción de medio con crecimiento fúngico). Nosotros haremos la técnica de la cinta adhesiva, que es la más sencilla y rápida. Consiste en utilizar un trozo de cinta adhesiva, de 1 cm de lado, cuya cara adhesiva al ponerse en contacto con el crecimiento fúngico de la placa toma parte del mismo. Ponemos una gota del azul algodón de lactofenol en un portaobjetos. Cortamos con las tijeras un fragmento de cinta adhesiva, que sujetamos con las pinzas. (Tanto las tijeras como las pinzas han sido esterilizadas con el mechero de gas). Ponemos la cara adhesiva de este pedazo de cinta sobre el cultivo de la placa, usando

siempre las pinzas. Con las tijeras presionamos un poco por la otra cara, para que se peguen bien las estructuras fúngicas. Apoyamos la parte adhesiva de la cinta sobre la gota del colorante del portaobjetos, y la depositamos ahí con ayuda de las tijeras. Tanto las pinzas como las tijeras tienen que volver a ser esterilizadas. Echamos una gota de colorante sobre la cinta adhesiva del portaobjetos. Ponemos un cubreobjetos sobre todo lo anterior, y ya está listo para ser observado al microscopio. Por lo general, en esta observación podemos encontrar: Zigomicetos: micelio no septado que se divide en esporangióforos, que terminan en una vesícula (el esporangio) donde están las esporas. Géneros mucor, rhizopus, absidia. Aspergillus Cabeza aspergilar: micelio septado . Los conidióforos se dividen en una especie de vesícula terminal, la columnela. De cada columnela salen unas vesículas llamadas fiálides. Penicilium: del micelio septado sale un conifióforo que se divide en ramas las cuales finalizan en unas prolongaciones llamadas métulas. De cada una de estas métulas sale una fiálide. Otro aspecto que hay que tener en cuenta es el desarrollo de las conidias, la forma en la que salen del conidiófero: Desarrollo tálico. Las conidias salen por estrangulaciones, como si se fueran fragmentando. Desarrollo blástico. Del ápice sale una conidia, de la cual sale otra orientada hacia el exterior del hongo, y de ésta otra. Las conidias más viejas son las que están más cerca del conidióforo, y las más alejadas son las más jóvenes. Desarrollo fialídico. Del ápice sale una conidia, de la cual sale otra orientada hacia el hongo, quedándose entre la conidia y el conidióforo. Las más viejas son las que están más alejadas y las más jóvenes son las que están más próximas. Desarrollo anelídico. Hay unos anillos en la punta del conidióforo por donde salen las conidias. Resultados: Tipo de micelio. ¿Septado o No septado?. Pigmentación del micelio. ¿De que color? Conidias/esporas. ¿Cómo se ven? Conidióforos/Esporangióforos. ¿Terminan o no en una vesículas?

PRÁCTICA 7

PREPARACIÓN DE FROTIS, PREPARACIÓN EN FRESCO, FIJACIÓN Y TÉCNICAS DE TINCIÓN

OBJETIVO: Conocer la morfología general de los representantes de los distintos grupos microbianos y elaborar diferentes tipos de preparaciones para la observación de los microorganismos. Conocer las diferentes técnicas de coloración para microorganismos basadas en las características de sus componentes. INTRODUCCIÓN. Para observar una muestra al microscopio óptico podemos recurrir a: Preparación húmeda. Se realiza colocando una gota de la suspensión de microorganismos entre un porta y un cubreobjetos. Se observa directamente. Preparación fijada. Se coloca una suspensión homogénea de microorganismos en una gota de agua sobre el portaobjetos y se fija (mediante calor ó agentes químicos) y después se tiñen mediante diferentes técnicas. Estas preparaciones se observan sin cubreobjetos y, habitualmente, con objetivos de inmersión. El examen microscópico directo de frotis teñidos constituye una manera eficiente de estudiar la presencia de bacterias en medios biológicos que normalmente son estériles, como el líquido cefalorraquídeo (LCR) y la orina. Este procedimiento puede aportar información sumamente útil para el diagnóstico, el tratamiento inmediato y el dominio de una enfermedad. Son técnicas que permiten observar microorganismos en función de la capacidad de los mismos para retener (o no) determinadas sustancias colorantes, lo que depende de la carga de la célula y del colorante. Estos colorantes pueden ser de distintos tipos: Catiónicos. Son sustancias que tienen carga positiva. Penetran en el interior de las células y las tiñen. Ejemplos: Azul de metileno, cristal violeta, safranina. Aniónicos. Con carga negativa. No penetran en el inerior celular, de modo que no tiñen las células, sino el entorno. En este caso se habla de tinción negativa. Ejemplos: Eosina, nigrosina. Liposolubles. Se mezclan con los lípidos celulares y los tiñen. Ejemplo: Negro sudán.

Por otro lado las tinciones pueden realizarse siguiendo distintos métodos: Técnicas de coloración simple: Se emplea un solo colorante para teñir.. Se basan en el hecho de que las células tienen una composición química colorante a la de su entorno, de modo que ambos se comportan de forma diferente frente a un colorante. El colorante tiñe las células (azul de metileno, safranina ) ó no (nigrosina). Diferenciales. Se basan en el hecho de que distintos tipos de células tienen distinta composición química, y por lo tanto reaccionan de forma diferente frente a una tinción, lo que permite clasificar los microorganismos en diferentes grupos, según su capacidad de tinción. En este apartado están dos tinciones de importancia taxonómica y médica: la tinción de Gram y la de ácido-alcohol resistencia (de Ziehl- Neelsen). Estas tinciones utilizan más de un colorante. Selectivas. Se basan en el hecho de que distintas estructuras celulares tienen distinta composición química, de modo que se tiñen selectivamente con ciertos colorantes. Ej: tinción de esporas, de flagelos, de paredes celulares, de corpúsculos metacromáticos. Pueden utilizarse uno ó más colorantes. MATERIAL. Asa para siembra Mechero de Bunsen Portaobjetos Cubreobjetos Diferentes tipos de cultivos Colorantes para técnica de Gimsa Colorantes para técnicas de Gram MÉTODO. Flamee el asa para siembra hasta que se ponga al rojo vivo: Sostenga el asa inmediatamente arriba de la porción azul de la llama. Ponga el asa tan cerca de la posición vertical como sea posible Tome una porción de la muestra que se va a examinar, colocando el asa en posición plana en la superficie del líquido. Coloque el asa sobre el portaobjeto y aplánese ligeramente en el centro de éste. Sosteniendo todavía el asa aplanada sobre el portaobjetos muévala trazando un espiral del centro a la periferia. Deje cierto espacio entre la muestra y cada uno de los cuatro lados del portaobjetos.

Flamee de nuevo el asa hasta que esté al rojo vivo para destruir cualquier bacteria que se encuentre en ella.

FIJACIÓN: Pase el portaobjetos tres veces a través de la llama del mechero Bunsen, con la muestra hacia arriba. Déjelo enfriar antes de aplicar la tinción. TÉCNICA DE TINCIÓN DE AZUL DE METILENO (Tinción positiva) Permite teñir el interior celular. Tiñe microorganismos procarioticos (vivos ó muertos). Los eucarióticos sólo se tiñen si están muertos. Algunas estructuras, como los corpúsculos metacromásticos, se tiñen más intensamente con este colorante que el resto de la célula. Extensión: poner una gota de agua en el portaobjetos y extender en ella la muestra (Escherichia coli) utilizando el asa de siembra. Fijación: pasar el portaobjetos varias veces por encima de la llama del mechero de alcohol, sin permitir que llegue a hervir, hasta que se seque. Añadir azul de metileno y esperar 2’. Lavar con agua, Secar. Observar primero con el objetivo 40 x, luego se añade aceite de inmersión y se observa con el objetivo 100x. TÉCNICA DE COLORACIÓN DE GRAM a) 1 minuto en cristal violeta (colorante inicial) b) se lava con agua c) 1 minuto en lugol (mordiente)

d) se decolora con alcohol de 95° durante 20 segundos (decolorante) e) se lava con agua f) 30 segundos con safranina (colorante de contraste) g) se lava con agua corriente h) se seca suavemente y sin frotar con papel de filtro. Una vez que la preparación está totalmente seca, poner una gota muy pequeña de aceite de cedro y observar al microscopio con el objetivo de inmersión. Observación Debe utilizarse el objetivo de inmersión. Se coloca una gota de aceite de cedro sobre la preparación. Se enfoca, preferentemente, con el micrométrico.

Después de utilizar el objetivo de inmersión debe limpiarse con líquido limpialentes

TÉCNICA DE FROTIS DIRECTO. Colocar una gota de agua destilada sobre el portaobjeto y colocar una asada de una colonia. Colocar inmediatamente un cubreobjeto y observar al microscopio con objetivo de 10 y de 40 X AUTOEVALUACIÓN: Explique el principio de la Tinción de Gram: La tinción de Gram es de gran importancia en Microbiología ya que permite hacer diferenciaciones taxónomicas, separando en…………. Anote las diferencias que existen en la pared de las bacterias Gram positivas y Gram negativas. OBSERVACIONES REALIZADAS: anótalas ¿Qué forma tienen las bacterias observadas? ¿Las bacterias aparecen aisladas o agrupadas? En caso de que aparezcan agrupadas indicar el tipo de asociación. Indica tipo de Gram. CONCLUSIONES. BIBLIOGRAFÍA.

PRÁCTICA 8

AISLAMIENTO DE MICROORGANISMOS DE IMPORTANCIA MÉDICA (MEDIOS DE CULTIVO) OBJETIVOS: Conocer la técnica de preparación de los diferentes cultivos, para el aislamiento de microorganismos de importancia médica. Aprender a cultivar e identificar los microorganismos a partir de las diferentes muestras clínicas. INTRODUCCIÓN: En esta práctica se va a proceder al aislamiento de microorganismos mediante estría en medio sólido y a la resiembra de diversos microorganismos en tubos de agar inclinado. La población microbiana que coloniza el ambiente tisular del organismo humano es muy numerosa y compleja. Una gran variedad de especies de microorganismos habitan normalmente las distintas partes de nuestro cuerpo, como por ejemplo: la cavidad oral, tracto gastrointestinal y la piel, en dónde se desarrollan en grandes cantidades. El gran avance de microbiología se logró al cultivar los microorganismos en los medios de cultivo sintéticos que se utilizan para una gran variedad de propósitos en el laboratorio, entre ellos se emplean para propagar bacterias, hongos y algunos parásitos del ser humano. Un medio no sólo debe sostener el desarrollo de un microorganismo, sino que éste debe exhibir una morfología colonial y microscópica típica en el medio. Las variaciones en la composición del medio pueden alterar las características de crecimiento de los microorganismos. Los medios se utilizan también para demostrar muchas otras características de los microorganismos, por ejemplo: producción de ácido y gas en medios de fermentación de hidratos de carbono ó hemólisis de eritrocitos en medios de agar sangre. Casi todos los medios usados en el laboratorio de bacteriología clínica pertenecen a uno de los siguientes tipos: medios de enriquecimientos, diferenciales, selectivos ó bioquímicos. Para el óptimo aislamiento de los microorganismos es esencial que tan pronto como la muestra llegue al laboratorio, se cultive en el medio de cultivo apropiado. Para el primoaislamiento es necesario que se empleen medios de cultivo selectivos y no selectivos. Los medios no selectivos son libres de inhibidores y sirven para el crecimiento de muchos microorganismos encontrados en los líquidos corporales.

Un medio selectivo es aquel ideado para promover el desarrollo de ciertas bacterias, inhibiendo el de otras. Estos medios de cultivo primarios a inocular deben seleccionarse sobre la base de la fuente anatómica del material clínico y del conocimiento de las especies bacterianas comúnmente encontradas en ese sitio. MATERIAL: Agar Nutritivo Peptona de gelatina Extracto de carne de res Agar de Mac Conkey Agar 110 Agar de eosina y azul de metileno Mecheros de Bunsen Asas bacteriológicas Hisopos estériles. MÉTODO. 1.- AISLAMIENTO. A partir de una suspensión de microorganismos se realizarán estrías sucesivas en placas de medio sólido. Las placas se incuban luego a 30° C durante 24 horas. 2.- RESIEMBRA. Mediante el asa de siembra se transfieren microorganismos desde unos tubos de agar inclinados con la muestra a otros estériles. Luego se incuban a 30°C durante 24 horas. Manejo del asa bacteriológica: El profesor demostrará el manejo adecuado del asa y explicará las precauciones que se deben de tener al tomar el inóculo, tales como esterilizarla y dejarla enfriar para evitar quemar las bacterias y hacerlo en un campo esterilizado por los mecheros. Aislamiento a partir de muestras obtenidas de la boca, piel, nariz, mediante el método de estrías en placa. Tomar un marcador graso y marcar por detrás de la caja que contiene gelosa las líneas como se indica en el dibujo. Quedarán tres sectores de los cuales el sector 1 es el más pequeño que los otros dos y servirá para descargar el asa. Con un hisopo, tomar un producto (exudado, raspado, secreción, etc.) de la región anatómica seleccionada. Con la mano izquierda levantar parcialmente la tapa de la caja de petri, y sembrar trazando una serie de líneas en zig-zag muy cerradas a todo lo ancho del sector 1.

Después de descargar la muestra, quemar el hisopo y desecharlo. Esterilizar el asa en el mechero y enfriarla. Girar la caja 90°, hasta que el sector 1 quede a la izquierda y el sector 2 quede hacia arriba. Con el asa trazar un zig-zag un poco más abierto en el sector 2, invadiendo el sector 1 en las primeras líneas del zig-zag, pero no en las últimas. Girar nuevamente la placa 90°, ahora el sector 2 estará a la izquierda y el 3 a la derecha. Hacer un nuevo zig-zag en el sector 3, invadiendo el sector 2 como se indica anteriormente. Incubar las cajas a 37°C durante 24 a 48 horas. Las cajas ya sembradas se colocarán con la tapa hacia abajo y la parte que contiene el agar sembrado, hacia arriba.

AUTOEVALUACIÓN: 1.- Describa la importancia de identificar los microorganismos en los diferentes líquidos biológicos. 2.- Cuál es la importancia de realizar la siembra de la manera anteriormente descrita ? 3.- Investigue si existen diferentes técnicas ó métodos para el aislamiento de microorganismos. 4.- Defina los términos siguientes: cultivo puro, medio estéril, inóculo, técnica aséptica, y colonia. 5.- Especifique las diferencias de los siguientes los términos: aerobio obligado, aerobio facultativo, microaerófilo, anaerobio obligado, y anaerobio facultativo. 6.- Defina los términos siguientes: psicocrofilo, mesófilo y termófilo. RESULTADOS: CONCLUSIONES: BIBLIOGRAFÍA:

PRÁCTICA 9 MORFOLOGÍA COLONIAL Y CARACTERÍSTICAS DE LOS MICROORGANISMOS DE IMPORTANCIA MÉDICA. OBJETIVO: Definir la morfología colonial de los microorganismos cultivados por sus características de tamaño, forma, color, producción de pigmento y de hemólisis mediante examen visual. INTRODUCCIÓN: La evaluación de las características macroscópicas de las colonias se lleva a cabo con el examen visual del desarrollo en la superficie de las placas de agar. La inspección de los cultivos se lleva a cabo sosteniendo la placa con una mano y observando la superficie del agar para comprobar la presencia de desarrollo bacteriano. Se debe estudiar con cuidado cada placa debido a que las bacterias aisladas inicialmente a partir de muestras, constituyen a menudo cultivos mixtos y puede haber una gran variedad de colonias de diversos tipos. Las colonias puntiformes constituidas por bacterias de desarrollo lento, pueden pasar inadvertidas entre las de mayor tamaño. Durante el examen las placas se deben inclinar en distintas direcciones con iluminación brillante directa, de modo que la luz sea reflejada desde diversos ángulos. En algunos casos, se utiliza una lupa ó un microscopio de disección para la mejor detección de colonias minúsculas ó inmaduras, y así observar mejor sus características en el agar. Las características de las colonias usadas en la identificación preliminar de las bacterias son las siguientes: Tamaño: Diámetro de la colonia en mm. Forma: Puntiforme, circular, filamentosa, irregular, etc. Elevación: convexa, plana, elevada, monticular, umbilicada, umbeliforme. Margen: (borde la colonia) entero, ondulado, lobulado, aserrado, etc. Color de la colonia:: Blanco, amarillo, negro, naranja, etc. Superficie: (luz reflejada) brillante, mate, etc. Densidad: (luz transmitida) opaca, transparente, translúcida, etc. Consistencia de la colonia: viscosa, membranosa, quebradiza, etc. Filancia: Formación de hilo.

Sector 2

Sector 3

Sector 1

Reacciones en medios de agar, usados en la identificación de bacterias: Alfa: Aclaramiento parcial de la sangre alrededor de las colonias, con coloración verde Beta: Zona de aclaramiento completa de la sangre alrededor de las colonias. Gamma: No hay cambio en el medio que rodea a la colonia, no hay lisis de los eritrocitos. MATERIAL: Cultivo de 24 horas de estafilococo epidermidis, estreptococo, y escherichia coli. Colorantes para técnicas de Gram Hisopos Asa de platino METODO: Preparar un frotis de cada cultivo Fijarlos al calor y teñirlos con técnica de Gram Anotar sus resultados. DIBUJO DE SUS RESULTADOS.

Características

Microorganismos caja 1

Microorganismos caja 2

Forma de colonia

Elevación

Margen (borde)

Superficie

Características ópticas

Pigmentación

Tamaño AUTOEVALUACIÓN: 1.- Cuáles son los aplicaciones clínicas que puede tener la observación de la morfología colonial de cualquier cultivo ? 2.- Investigar como son las colonias de estafilococo dorado en agar 110 3.- Las colonias de estreptococo beta hemolítico en agar sangre 4.- Las colonias de E. coli en medio de EMB CONCLUSIONES BIBLIOGRAFÍA:

PRÁCTICA 10

ANTIBIOGRAMA (PRUEBA DE SENSIBILIDAD A ANTIBIÓTICOS)

OBJETIVO. Observar in vitro la acción de diversos antibióticos sobre las diferentes bacterias. INTRODUCCIÓN. En un cultivo previamente desarrollado colocar los diferentes antibióticos y observar el grado de sensibilidad teniendo en cuenta que las condiciones bajo las cuáles los gérmenes se enfrentan a los antibióticos in vitro son muy diferentes a las que existen en el paciente, por lo tanto el tratamiento no sólo debe basarse en esta prueba sino también en el diagnóstico clínico adecuado. Se entiende por antibiograma el estudio de la sensibilidad "in vitro" de las bacterias a los antibióticos. Por extensión, se suele incluir el estudio de la sensibilidad a las sulfamidas y otros quimioterápicos. Utilidad: La razón por la cual es conveniente el estudio del antibiograma de una bacteria determinada radica en el hecho de la diferente sensibilidad a los antibióticos de las distintas especies bacterianas y, más aún, en el hecho de que en numerosas especies existen grandes diferencias de sensibilidad a un determinado antibiótico entre unas y otras cepas. El antibiograma es un método de diagnóstico rápido y preciso. Con ayuda del antibiograma se puede escoger el antibiótico más adecuado para el tratamiento de una enfermedad. MATERIAL. Diferentes antibióticos en líquido. Recorte de papel filtro como confetí. 2 cajas de agar nutritivo Cultivo de 24 horas en medio líquido de E. coli y Staphylococcus aureus. Hisopos estériles Una pinza de disección estéril. MÉTODO. Método de la difusión en medio sólido Se siembra, con el gérmen a estudiar, una placa de un medio de cultivo adecuado. Sobre la superficie del medio se colocan discos de papel impregnados con el antibiótico o quimioterápico a ensayar. Si el germen estudiado es sensible, en torno al disco se observará un halo, en el cual no hay proliferación de bacterias. Si el germen es resistente al antibiótico, crecerá

uniformemente y no habrá ningún halo de inhibición en torno al disco de papel.

Preparación de los discos impregnados de antibiótico para realizar un antibiograma. En las casas de productos de laboratorio pueden adquirirse los discos que se emplean para hacer un antibiograma. Sin embargo, como aprendizaje, y con bastante fiabilidad, es fácil prepararlos a partir de las cápsulas, comprimidos grageados o viales de 250 mg ó 500 mg de los antibióticos que expenden en las farmacias. Para que la concentración de antibiótico que impregna los discos no sea ni excesiva ni insuficiente, y sea posible distinguir los halos de inhibición, se puede proceder del siguiente modo, realizando un banco de diluciones. La concentración de 0,1 mg/cl ya es adecuada para trabajar. Para evaluar, aproximadamente, el volumen de una gota se pueden colocar en una probeta gra duada 100 gotas calculando el volumen que ocupan; dividiendo por 100 tendremos el volumen que corresponde a una gota. Suponiendo que el volumen hallado para una gota sea de 0,003 ml, la expresión 0,1 x 0,003 nos dará la concentración de antibiótico en mg/ gota. De este modo sabremos la concentración de antibiótico con que impregnamos los discos de papel secante, que se acostumbran a tomar de 6,5 m m de diámetro. Repitiendo la operación con cápsulas de distintos antibióticos podremos preparar diferentes discos.

Medios de cultivo. Los distintos microorganismos tienen distintas exigencias tanto en los que se refiere al medio nutritivo en sí como a la temperatura de incubación ya las condiciones atmosféricas. Casi todos los microorganismos pueden cultivarse en medios nutritivos inertes. Hay medios de cultivo líquidos y sólidos; de hecho los sólidos son medios de cultivo líquidos a los que se adicionan diferentes sustancias, las más utilizadas son el agar y la gelatina.

Agar ordinario Peptona 15 gr/l NaCl 5gr/l Agar 12gr/l Agar nutritivo Agar nutritivo Agar ordinario más 10 gr/1 de glucosa

Los medios de cultivo deben estar ajustados a un pH adecuado. El agar ordinario y el agar nutritivo a un pH = 7,2. El ajuste se realiza con NaOH y/o HCl en soluciones 1 N y 1/10N. Se acos- tumbra a hacer antes de la esterilización, aunque, a veces, debe hacerse después. La esterilización de los medios de cultivo se hace generalmente calentándolos en un autoclave a 121° C ya una atmósfera de presión de vapor, durante 15-30 minutos. Alternativamente puede utilizarse una olla a presión adecuada.

Lectura del antibiograma. Una vez sembrada una placa de un medio de cultivo adecuado y colocados los distintos discos impregnados de antibiótico y una vez colocada a incubación en la estufa durante unas horas, se procede a la lectura de los resultados, que puede hacerse a intervalos periódicos, basada en la medición del halo de inhibición. Según la amplitud de este halo los gérmenes se clasifican en: -RESISTENTES -SENSIBLES -MUY SENSIBLES Debe tenerse presente que el diámetro del halo de inhibición depende también de la difusibilidad del antibiótico y, por tanto, no es una medida absoluta de la eficacia. Los datos que proporciona el antibiograma son muy valiosos pero su aplicación no es tan sencilla. Para la prescripción correcta de los antibióticos hay que tener en cuenta siempre la naturaleza del proceso infeccioso, la historia clínica del paciente, el mecanismo de acción del antibiótico, la toxicidad, las posibles sensibilizaciones del paciente, la vía de administración, etc. ¿A qué antibióticos es resistente la bacteria problema ? ¿A qué antibióticos es sensible? DIBUJO DE SUS OBSERVACIONES CONCLUSIONES. BIBLIOGRAFÍA

PRÁCTICA 11

BIOQUÍMICA BACTERIANA

OBJETIVO. Demostrar algunas propiedades bioquímicas de las bacterias, para poder establecer una diferencia entre ellas y lograr su identificación. La identificación bacteriana se realiza tras el estudio de las características tintoriales, morfológicas y bioquímicas de los microorganismos. La identificación bioquímica se basa en la habilidad de las bacterias de producir enzimas fácilmente detectables, en las características metabólicas específicas de cada microorganismo, etc. Esta práctica sirve de base para otras más especializadas referidas a Microbiología clínica y Microbiología ambiental y de los alimentos. Como la mayor parte de los seres vivos, las bacterias son capaces de modificar el medio ambiente que las rodea, captando sustancias necesarias para su multiplicación y liberando al medio productos de desecho, enzimas, exotoxinas, etc. Las interacciones que cada tipo bacteriano establece con el entorno son propias y características. Esta posibilidad depende del genotipo de la bacteria y se expresa en un determinado equipo enzimático. Por ello, la caracterización de dichas enzimas es una útil herramienta para la identificación y clasificación bacteriana. Al contrario que el resto de seres vivos, las bacterias son casi imposibles de identificar basándose en caracteres morfológicos, por los que el microbiólogo se basa para ello no en cómo son las bacterias, sino en sus efectos sobre los medios en los que crecen. El primer paso para identificar una bacteria es, por supuesto, aislarla. Seguidamente se realizan tinciones diferenciales, sobre todo Gram, y se observa al microscopio, con lo cual se ve también su morfología y, si es el caso, los tipos de agrupaciones que produce. A continuación se realizaría toda una batería de pruebas bioquímicas, para lo cual existe en el mercado una gran cantidad de medios de cultivo caracterizados por ser bastante generales -la bacteria ya ha sido aislada y ahora se trata de que crezca en las mejores condiciones- y por estar formulados para detectar o revelar una determinada característica bioquímica de la bacteria. Conviene hacer el mayor número posible de pruebas bioquímicas. Por ejemplo, para confirmar la presencia de enterobacterias en un medio se realizan unas pruebas llamadas, en conjunto, IMViC (I=Indol, MV=Rojo de Metilo y Voges-Proskauer, C=Citrato). La

batería de pruebas bioquímicas que se describe en el presente ensayo es la forma clásica y general de identificación de enterobacterias y cocos Gram positivos. Sin embargo, actualmente estos métodos están siendo sustituidos por micropruebas en sistemas semiautomáticos, que permiten una identificación más rápida y menos laboriosa, imprescindible en los grandes laboratorios. También se emplean otros métodos no bioquímicos basados en técnicas serológicas o en técnicas biomoleculares (p.ej. hibridación de ácidos nucleicos). INTRODUCCIÓN. Es muy importante el estudio de las bacterias desde el punto de vista bioquímico, para lograr su identificación. Sin embargo es muy importante conocer sus mecanismos bioquímicos, ya que son parte de los mecanismos por los cuáles las bacterias producen enfermedad en el hombre. MATERIAL. Cepas bacterianas de E.coli, proteus, salmonella typhi, etc. Tubos con caldo rojo fenol y glucosa. Tubos con caldo rojo fenol y sacarosa Tubos con caldo rojo fenol y fructuosa Tubos con medio de SIM. Tubos con caldo de gelatina Gradilla Reactivo de Erlich Tubos con medio de Kligler. Tubos con medio de citrato Tubos con caldo de urea. Eter etílico MÉTODO. Inocular una serie de tubos conteniendo los diferentes azúcares con E.coli, y otra serie con cada uno de los microorganismos cultivados. Incubar a 37°C durante 24 horas. Observar el cambio de color: ácido (rojo – amarillo); Base ( rojo – azul ). Observar producción de gas. Producción de indol, H2S y motilidad. Inocular por picadura el tubo con medio de SIM, con E. coli, y con cada una de las bacterias cultivadas. Incubar a 37°C durante 24 horas. Transcurrido ese tiempo agregar una gota de éter etílico y posteriormente una gota de reactivo de Erlich a la superficie de cada tubo. La presencia de un color rojo indica indol +. Si hay aparición de color negro en el medio de SIM significa H2S +. En este tubo también se observará la motilidad por medio de un camino algodonoso en el trayecto de la picadura. Hidrólisis de la gelatina:

Inocular en un tubo con medio de gelatina, cada uno de los microorganismos cultivados.MIncubar durante 24 – 48 horas a temperatura del medio ambiente. Observar si hubo licuefacción de la gelatina, debido a la acción de la gelatinasa, enzima proteolítica producida por algunos microorganismos.

PRUEBA RESULTADO POSITIVO

Catalasa Aparición de burbujas de O2

Citrato Medio de color azul

Fenila alanina desaminasa Aparición de color verde oscuro

Indol Aparición de un anillo rojo

KIA

Fermentación de glucosa Fondo amarillo

Fermentación de lactosa Superficie amarilla

Producción de gas Burbujas o ruptura del agar

Producción de SH2 Precipitado de color negro

Lactosa Colonias de color violeta

Manitol Aparición de color amarillo

Movilidad Difusión a partir de la línea del inóculo

Nitratos Cambio de color (rojo oscuro)

Oxidasa Aparición de color azul

Rojo de Metilo Aparición de color rojo

Ureasa Aparición de color rojo

Voges-Proskauer Aparición de color rojo

ANOTE SUS RESULTADOS. FERMENTACIÓN DE AZÚCARES.

ORGANISMO GLUCOSA LACTOSA SACAROSA

E. COLI

PROTEUS

SALMONELLA

MEDIO DE SIM

ORGANISMO H2S INDOL MOTILIDAD

E. COLI

PROTEUS

SALMONELLA

LICUEFACCIÓN DE LA GELATINA

ORGANISMO + -

E. COLI

PROTEUS

SALMONELLA

Identificar estafilococos en caso de que se hayan desarrollado. Haga las pruebas de identificación si es necesario. Identificar estreptococos en caso de que se desarrollen y hacerle las pruebas de identificación.

DIBUJO DE SUS OBSERVACIONES. AUTOEVALUACIÓN ¿Cómo interpreta los resultados de sus bioquímicas ?

ESTREPTOCOCO BACITRACINA GRAM

BETA HEMOLÍTICO

ALFA HEMOLÍTICO

NEUMOCOCO

CONCLUSIONES. BIBLIOGRAFÍA

PRÁCTICA 12

MICROBIOLOGÍA DIAGNÓSTICA. ESTUDIO BACTERIOLÓGICO DEL EXUDADO

FARÍNGEO. OBJETIVO. El alumno deberá identificar las formas bacterianas, sus diferentes características y agrupación de los microorganismos de la flora normal y patológicos del tracto respiratorio. INTRODUCCIÓN: El exudado faríngeo es importante como ayuda en el diagnóstico de ciertas enfermedades como amigdalitis, para determinar el foco infeccioso. MATERIAL. Proporcionado por el alumno: Hisopos estériles Faringe del alumno Plasma Proporcionado por el maestro: Placas de gelosa sangre, chocolate y agar 110. Colorantes para técnica de Gram. Portaobjetos y cubreobjetos MÉTODO EMPLEADO: Frotar con un hisopo estéril la parte posterior de la garganta del alumno, hacerlo con mucho cuidado. Sembrar una caja con gelosa sangre, chocolate y agar 110, tratando de realizar aislamiento de colonias. Incubar los medios a 37° durante 24-48 horas. Observar los resultados. Identificar estreptococos en caso de que se desarrollen y hacerle las pruebas de identificación. Identificar estafilococos en caso de que se hayan desarrollado. Haga las pruebas de identificación si es necesario.

AUTOEVALUACIÓN. 1.- Diga la flora normal del tracto respiratorio. 2.- Tipo de microorganismos patógenos causantes de enfermedades. 3.- Cuál fue su resultado y cómo lo interpreta ?. DIBUJO DE SUS OBSERVACIONES. CONCLUSIONES. BIBLIOGRAFÍA.

ESTAFILOCOCO PIGMENTO COAGULASA MANITOL

AUREUS

EPIDERMIDIS

PRÁCTICA 13

UROCULTIVO

OBJETIVOS. Revisar las formas de obtención de las muestras para urocultivo. Exponer el manejo y transporte de la muestra. Aprender la realización del urocultivo. Interpretar resultados. INTRODUCCIÓN. Las muestras de orina son remitidas para cultivo a partir de pacientes con síntomas de infecciones del tracto urinario y de pacientes asintomáticos con alto riesgo de infección. La infección de vías urinarias puede definirse como la presencia de cantidades elevadas de bacterias en orina, siempre y cuando la muestra haya sido tomada apropiadamente. COLECCIÓN DE LA MUESTRA: La orina normalmente es un líquido corporal estéril, sin embargo si no es colectada apropiadamente, ésta puede contaminarse con microorganismos de la flora normal del periné, próstata, uretra ó vagina. Por lo tanto, el paciente debe ser instruido para obtener de manera apropiada una buena muestra clínica. La orina puede ser recolectada de las siguientes formas: Chorro medio de la orina emitida espontáneamente. Se requiere colectar la primera orina de la mañana mediante la técnica del chorro medio, en la cuál el paciente debe lavarse la región periuretral y el periné con agua jabonosa y enjuagar bien con solución salina estéril ó agua destilada. Catéter vesical Orina colectada por punción. La muestra se colectará temprano en la mañana, además, no se forzará la ingesta de líquidos, ya que la excesiva ingesta de ellos diluirá la orina y puede disminuir la cuenta de colonias. MATERIAL. Muestra de orina Cajas de petri estériles con medios específicos para bacilos gramnegativos (EMB ó Mac Conkey). Medios bioquímicos para identificación bacteriana. Asa de siembra. Cuenta colonias.

MÉTODO. PROCEDIMIENTO DE MEDIO MÍNIMO: Adicionar 0.1 ml de orina bien mezclada sin centrifugar a 9.9 ml de solución salina estéril. Mezclar bien, y transferir 0.1 ml de la mezcla a un segundo tubo con 9.9 ml de solución salina estéril. Colocar 15 ml aprox. De medio de cultivo (EMB ó MacConkey), enfriado a 50°C y vaciado lentamente. Mezclar con movimientos circulares. Invertir la caja, e incubar de 35 a 37°C de 24 a 48 horas. Contar las colonias en las cajas y determinar el número de Unidades formadoras de colonias (UFC) por ml multiplicando el número de colonias por el factor de dilución. MÉTODO ESTRIADO EN SUPERFICIE: Sostener verticalmente un asa calibrada esterilizada por el calor y enfriada, introducirla justamente debajo de la superficie de una muestra de orina centrifugada. Remover el asa de la orina a un ángulo de 45°C a efecto de obtener una gota plena en el asa. Distribuir el asa de la orina sobre la superficie de un medio de cultivo sólido en caja de Petri. Incubar el medio por 24 a 48 horas a 37°C. En caso de hacer crecimiento de colonias es necesario realizar bioquímicas bacterianas para su identificación. HACER DIBUJO DE SUS OBSERVACIONES Y RESULTADOS. RESULTADOS Y AUTOEVALUACIÓN. 1.- Examinar las cajas, reportar si hay crecimiento. 2.- ¿Cuáles son los agentes etiológicos de las infecciones urinarias? 3.- Mencione factores predisponentes de infecciones urinarias. 4.- ¿Cuando se debe colectar la muestra por punción suprapúbica de la vejiga? 5.- ¿ Cómo interpreta sus resultados ?. CONCLUSIONES. BIBLIOGRAFÍA.

PRÁCTICA 14 AISLAMIENTO DE BACTERIAS EN

COPROCULTIVO. OBJETIVO. Aprender a realizar un coprocultivo, diferenciando los microorganismos de la flora normal y aquellos casos en que pueden volverse patológicos. INTRODUCCIÓN. El coprocultivo es un método para el diagnóstico de enfermedades producidas por enterobacterias; consiste en aislar e identificar las bacterias que producen trastornos y que son eliminadas en la materia fecal. Deberá efectuarse lo más pronto posible, después de obtener las heces fecales, ó guardarse en el refrigerador; cuando se traslada la muestra, es necesario ponerla en glicerina al 30% y mezclar lo mejor posible. Las mejores muestras son las que se toman directamente del recto con un hisopo ó cucharilla rectal de vidrio estéril. La siembra se hace preferentemente de las porciones que contengan moco y sangre. MATERIAL. Proporcionado por el alumno: Muestra de materia fecal fresca. Proporcionado por el maestro: Medios de cultivo: EMB, ó Mac Conkey, SS, caldo tetrationato. Lugol Asa de siembra Medios de pruebas bioquímicas: SIM, MIO, urea, Kliegler ó hierro triple azúcar, citrato de Simmons, reactivo de Erlich ó de Kovac. Cajas de petri Tubos de ensayo Matraces Erlenmeyer Mecheros de Bunsen Gradilla MÉTODO AISLAMIENTO: Sembrar con el asa poco cargada y por estría en cajas con medio SS y EMB. Colocar una asada de materia fecal en el caldo de tetrationato. Incubar a 37°C durante 24 horas. Observar las colonias desarrolladas. Realizar las bioquímicas de las diferentes colonias desarrolladas.

CARACTERÍSTICAS DE LAS COLONIAS

ORGANISMO EMB SS VB

SALMONELLA

SHIGELLA

PROTEUS

E. COLI

KLEBSIELLA

AEROBACTER

RESULTADOS. IDENTIFICACIÓN DE ENTEROBACTERIAS: Observar y describir las colonias desarrolladas en el medio VB, ésta prueba se hizo a partir del tubo de tetrationato con incubación de 24 horas y se llama resiembra. Observar las reacciones bioquímicas e identificar los microorganismos de acuerdo a una tabla de identificación bacteriana. HACER DIBUJO DE SUS OBSERVACIONES. AUTOEVALUACIÓN. 1.- ¿Cómo interpreta sus resultados? 2.- ¿Qué tipo de microorganismos se encuentran en la flora normal del intestino? 3.- ¿Qué diferencias encuentra en los microorganismos encontrados en un coprocultivo de un niño y un adulto. 4.- ¿ Cómo ayuda al médico este tipo de análisis ?. CONCLUSIONES. BIBLIOGRAFÍA.

PRÁCTICA 15

EXAMEN PARASITOLÓGICO

INTRODUCCIÓN: Consiste en la detección de parásitos como: Helmintos: que se pueden observar a simple vista. Huevos o larvas de estos helmintos, que solamente son visibles a por medio del microscopio. Protozoarios: que pueden estar provistos de movilidad o carecer de ella y encontrarse como formas inmóviles, resistentes, llamadas quistes. La confiabilidad de los resultados depende del cuidado que se ejerza en la recolección de las heces fecales. Se deben de tomar las precauciones siguientes en la búsqueda de parásitos: Recolección de una cantidad suficiente Uso de un recipiente apropiado Examen de las heces cuando aún están frescas, al máximo una hora después de que se hayan recogido. MATERIAL: Portaobjetos para microscopio Cubreobjetos Aplicadores de madera o asas de alambre Lápices de cera o grasa Solución de cloruro sódico Solución yodada de lugol, diluida MÉTODO: 1.- En un portaobjeto colóquese: 1 gota de solución de cloruro sódico, en la mitad del lado izquierdo. 1 gota de solución yodada en la mitad del lado derecho. 2.- Con un aplicador o asa de alambre tome una pequeña porción de la muestra. Si las heces están bien formadas, tómese una porción de la parte profunda de la muestra y de la superficie. Si las heces son líquidas o tienen moco, tómese la porción indicada del moco sanguinolento de la superficie o del líquido que las rodea. 3.- Mezcle la porción tomada de la muestra con la gota de solución de cloruro sódico que se ha depositado en el portaobjeto. 4.- Con el asa tómese otra porción de la muestra y mézclela con la gota de solución yodada. 5.- Colóquese un cubreobjetos sobre cada gota de manera rápida y precisa para evitar que se formen burbujas. 6.- Con un lápiz de cera o graso marque el número de la muestra en el portaobjeto.

7.- Examine las preparaciones con el microscopio. Para la preparación con solución salina utilice objetivos de 10 y 40 X. Para la preparación con solución yodada emplee un objetivo de 40 X. Como los huevos y quistes son incoloros, reduzca la cantidad de luz mediante la abertura del condensador o bájelo para aumentar el contraste. 8.- Examine la primera de las dos preparaciones en el ángulo superior izquierdo. 9.- Con el objeto de que ninguna parte del campo microscópico se deje de observar, escoja un objeto que se halle en la orilla del campo visual y mueva el portaobjetos a través de la platina del microscopio, examinando el campo hasta que el objeto escogido se encuentre en la orilla contraria. Examine cada campo. RESULTADOS: Anote las observaciones de sus resultados. ¿Cómo interpreta sus resultados? ¿Pudo identificar los microorganismos encontrados en la muestra obtenida? ¿Después de haber visto las diapositivas mostradas por su instructor le fue más fácil identificar los microorganismos encontrados? CONCLUSIONES BIBLIOGRAFÍA

PRÁCTICA 16

MÉTODO DE CONCENTRACIÓN POR EL USO DE SOLUCIÓN DE CLORURO SÓDICO

OBJETIVO: Identificar los huevos de Anquilostoma, H. Nana, Áscaris, Taenia y tricocéfalos INTRODUCCION: Las heces fecales se mezclan con una solución saturada de cloruro sódico (aumentando la gravedad específica). El peso de los huevos es menor y flotan en la superficie, de donde se puede recoger. MATERIAL: Frascos de 10 ml Aplicadores de madera Cubreobjetos de vidrio Etanol Éter Una caja de petri Solución de Willis MÉTODO: Preparación de cubreobjetos desgrasados Mézclese en una probeta: 10 ml de etanol al 95% y 10 ml de éter. Vierta ésta mezcla en una placa de Petri y coloque en ella 30 cubreobjetos. Déjelos reposar durante 30 minutos Saque los cubreobjetos y séquelos con gasa. Guarde los cubreobjetos en una placa de Petri seca. Coloque una porción de la muestra de las heces, de 2 ml, en un frasco. Llene una cuarta parte del frasco con solución de Willis.

Por medio de un aplicador disgregue la porción tomada de la muestra y mézclela minuciosamente con la solución. Acto seguido llene el frasco completamente con solución de Willis. La suspensión deberá ser completamente uniforme. Coloque cuidadosamente un cubreobjeto sobre la boca del frasco. Compruebe que el cubreobjeto está en contacto con el líquido y no existan burbujas. Déjelo reposar durante 10 min. Levante el cubreobjetos con cuidado, deberá de quedar en él una gota de liquido. Coloque el cubreobjeto sobre un portaobjeto y examínelo con el microscopio inmediatamente, ya que ésta preparación se seca muy rápido. Observe al microscopio DIBUJE SUS OBSERVACIONES. ¿Qué microorganismos encontró? ¿Los pudo identificar fácilmente? ¿Cómo interpreta sus resultados? ¿Sus observaciones son similares a las diapositivas previamente observadas? CONCLUSIONES BIBLIOGRAFÍA





TERCER SEMESTRE Salud Pública I:

Bioestadística


FACULTAD MEDICINA


323 Salud Pública I:

Bioestadística

PROFESOR TITULAR: GRUPO I: DR. JAVIER MANRIQUE GUZMAN GRUPO II: DR. LENIN TORRES GARCIA





Tercero Un semestre Sociomedicina




Créditos:

51 0 51 6


3 0 3


DR. JAVIER MANRIQUE GUZMAN DR. LENIN TORRES GARCIA

Med. Esp. Alfredo Uribe Nieto Coordinador de Coherencia Institucional

Julio 2000 Julio 2009

2. INTRODUCCIÓN: Una característica que debe matizar en todo momento al profesional de la salud es su inclinación y decisión para llevar a cabo procesos encaminados al desarrollo y puesta en marcha del pensamiento crítico, toda vez que en cada entrevista médico - paciente encara un problema por resolver, para cuyo efecto le será exigida una capacidad adecuada de recolección de datos, síntesis y análisis de los mismos. Si bien es cierto que el ingenio y sagacidad del egresado de nuestra facultad de medicina ha reportado buenos resultados en el rubro de la atención clínica, también es verdad que dadas las condiciones socioeconómicas actuales, cada vez se requiere de profesionales de la salud más eficaces y eficientes, profesionistas por lo tanto que cuenten con los elementos técnicos y metodológicos, así como el adiestramiento necesario para poder encarar los distintos retos que les demandarán solución durante el desempeño de su práctica profesional. Es justamente sobre esta óptica que el aprendizaje de la bioestadística resulta una estrategia con impacto y trascendencia redituable en el corto, mediano y largo plazo, tanto para el tránsito del alumno por sus estudios de Licenciatura en Medicina como para su posterior desempeño profesional. La bioestadística, como disciplina científica que es, pretende iniciar al profesional de la salud en el desarrollo del pensamiento analítico, característica que identifica y define al egresado Universitario, para cuyo efecto se sirve del método científico. De éste, retoma el interés por reunir, agrupar, clasificar y definir los distintos datos accesibles a priori, para su posterior análisis y evaluación, con miras a conseguir elementos de juicio que permitan la implementación a posteriori de inferencias, conclusiones o nuevas hipótesis, que orienten las acciones subsecuentes sobre la base de un pensamiento lógico, un proceder científico, un actuar Universitario. La materia no está aislada, pretendemos lograr los objetivos de aprendizaje, de forma vinculada con las asignaturas de Metodología de la Investigación y Epidemiología, que les permitan identificar los principales problemas de salud en la entidad y a nivel nacional, seleccionar métodos para resolverlos y evaluar sus resultados en los servicios de salud. Finalmente espero que disfrute este curso, se cumplan sus expectativas y logre el máximo aprovechamiento de esta oportunidad.


Capacitar al alumno para que pueda organizar y procesar datos de manera eficaz y eficiente.

4. OBJETIVOS ESPECÍFICOS: Enseñar al estudiante elementos de juicio útiles para la toma de decisiones, poniendo en práctica para ello el método bioestadístico. Enseñar al estudiante una metodología práctica para la búsqueda y análisis de artículos publicados en revistas médicas. Analizar y entender los conceptos básicos de la bioestadística. Revisar los conceptos básicos para el entendimiento de la probabilística. Desarrollar análisis encaminados a la agrupación y clasificación de datos. Revisar las distribuciones de muestreo más importantes para el profesional de la salud. Conocer y aplicar la metodología necesaria para estimar los distintos intervalos de confianza. Aprender a determinar el tamaño de una muestra, según las necesidades que implique el diseño del estudio en cuestión. Entender la importancia y aplicación de la prueba de hipótesis. Conocer las principales estadísticas vitales empleadas por el profesional de la salud. Aprender el cálculo y utilidad de las principales medidas de morbilidad y mortalidad utilizadas en el área de la salud pública. Aprender una metodología práctica y dinámica que permita la búsqueda y análisis de información médica de una manera más eficaz y eficiente.

5. UNIDADES TEMÁTICAS: Organización e integración de datos. Conceptos bioestadísticos básicos. Arreglo ordenado. Datos agrupados y distribución de frecuencia. Medidas de tendencia central. Medidas de dispersión. Medidas de tendencia central calculadas a partir de datos agrupados. Variancia, desviación estándar y datos agrupados. Conceptos básicos de probabilística. Probabilidad objetiva y subjetiva. Propiedades elementales de la probabilidad. Permutaciones y combinaciones. Cálculo de la probabilidad de un evento. Distribuciones de probabilidad. Distribución de probabilidad de variables discretas. Distribución binomial. Distribución de Poisson. Distribución de probabilidad continúa. Distribución normal. Distribuciones de muestreo más importantes. Muestreo aleatorio simple. Distribuciones muéstrales. Distribución de la media de la muestra. Distribución de la diferencia entre las medias de dos muestras. Distribución de la proporción de la muestra. Distribución de la diferencia entre las proporciones de dos muestras. Estimación. Intervalo de confianza para la media de una población. La distribución t. Intervalo de confianza para la diferencia entre las medias de dos poblaciones. Intervalo de confianza para una proporción de población. Intervalo de confianza para la diferencia entre las proporciones de dos poblaciones. Determinación del tamaño de la muestra para la estimación de medias. Determinación del tamaño de la muestra para la estimación de proporciones. Intervalo de confianza para la variancia de una población con distribución normal. Intervalo de confianza para la razón de las variancias de dos poblaciones con distribución normal.

Pruebas de hipótesis. Prueba de hipótesis para la media de una sola población. Prueba de hipótesis para la diferencia entre las medias de dos poblaciones. Comparación por parejas. Prueba de hipótesis para la proporción de una sola población. Prueba de hipótesis para la diferencia entre las proporciones de dos poblaciones. Prueba de hipótesis para la variancia de una sola población. Prueba de hipótesis para la relación de las variancias de dos poblaciones.

Estadísticas vitales. Conceptos básicos. Tasas y razones de mortalidad. Medidas de fertilidad. Medidas de morbilidad.

Análisis crítico de artículos científicos, desde la óptica de la bioestadística. Análisis del título. Análisis de la metodología. Análisis de los resultados.

6. UBICACIÓN Y ESCENARIOS: Este curso se divide en ocho módulos de aprendizaje distintos. En cada módulo, usted encontrará un breve texto de introducción y las actividades académicas a desarrollar. Los ejercicios y tareas propuestas son experiencias activas (o interactivas) que le ayudarán a entender los conceptos, principios y métodos presentados en las sesiones y conferencias. En los ejercicios debe participar y discutir con otros miembros de la clase, lo que enriquecerá al grupo. Se recomienda que los grupos de trabajo se conformen con diferentes miembros para tener oportunidad de desarrollar con todos los participantes de la clase. El curso tiene 54 horas de carga teórica de los temas a desarrollar por el docente y/o alumnos, de trabajo en aula, las cuales deben completarse con horas extramuros, a través de lecturas individuales y discusiones grupales. Todas las sesiones se llevarán a cabo en el aula que para ello destine la Facultad de Medicina de la Universidad Autónoma de Querétaro.

7. ESTRATEGIAS DE LA ENSEÑANZA: El curso está organizado en tres ejes curriculares: a). Eje conceptual. Aporta las bases y fundamentos del conocimiento mediante el cual se adquieran los conceptos, principios y teorías que permitan explicar los fenómenos específicos en el campo de la salud. b). Eje metodológico-instrumental. Pretende que los alumnos utilicen la bioestadística y sus herramientas en la práctica asistencial, docente y de investigación de servicios de salud, que le permita identificar y analizar la problemática en las diferentes instituciones de salud y su aplicación en la metodología de investigación. c). Eje de integración. Pretende articular los contenidos de las unidades didácticas de Epidemiología con las bases para la elaboración de estudios de investigación y/o administración en la práctica de la Salud Pública. Para el desarrollo del curso se han seleccionado las modalidades de exposición a través de conferencias y actividades individuales y grupales con guías de discusión y ejercicios de aplicación que serán entregados para su revisión.

8. SISTEMA DE EVALUACIÓN: Se aplicara una evaluación al término de cada una de las ocho unidades temáticas que comprende el presente programa. Serán tomados en cuenta los ejercicios de retroalimentación desarrollados por el alumno. Se tomará en cuenta la actitud y participación del alumno en clase.

9. BIBLIOGRAFÍA RECOMENDADA: Bioestadística. Base para el análisis de las ciencias de la salud. W. W. Daniel. Editorial Limusa. México. 1997. Epidemiología del Cáncer: Principios y Métodos. Isabel dos Santos Silva. Agencia Internacional de Investigación sobre el Cáncer. OMS. Lyon, Francia. 1999. Salud Pública y medicina preventiva. 3ª. Edición. Rafael Álvarez Alva. Manual Moderno. México. DF. 2002. Epidemiología Clínica. Aspectos fundamentales. 2ª. Edición. Fletcher y cols. Masson. España. 1998. Metodología de la investigación. 3a. Edición. Roberto Hernández Sampieri. Mc Graw Hill. México. 2003. TEXTO: Bioestadística. Base para el análisis de las ciencias de la salud. W. W. Daniel. Editorial Limusa. México. 1997. REVISTAS DE PUBLICACIÓN PERIÓDICA:

REVISTA DE SALUD PUBLICA DE MEXICO. REVISTA MEDICA DEL IMSS REVISTA ESPAÑOLA DE SALUD PÚBLICA.

PÁGINAS WEB: www.imss.gob.mx www.cdc.gov/spanish/default.htm www.medlinePLUS/spanish www.ssa.gob.mx www.insp.mx/salud Revista española de Salud Pública. www.msc.es/salud/epidemiología/resp/home/htm

10. ANEXOS:

CALENDARIZACIÓN:

UNIDAD: BIOESTADISTICA

Los Objetivos de la materia son dos: Enseñar a los alumnos de la facultad de medicina a organizar y resumir los datos y a capacitarlos la forma de tomar decisiones cuando tiene una gran cantidad de datos, examinando solo una parte de ellos. Los conceptos y métodos necesarios para lograr el primer objetivo se presentan bajo el encabezado de Estadística Descriptiva y el segundo, se alcanza a través del estudio de lo que se denomina como Inferencia Estadística.

http://www.imss.gob.mx/

http://www.cdc.gov/spanish/default.htm

http://www.medlineplus/spanish

http://www.ssa.gob.mx/

http://www.insp.mx/salud

http://www.msc.es/salud/epidemiología/resp/home/htm

SUB TEMA OBJETIVOS ESPECÍFICOS ACTIVIDADES FECHA DE

REALIZACIÓN

PRESENTACIÓN DE LA MATERÍA

Encuadre Exponer a los alumnos los objetivos de la Materia dentro del Programa de Salud Pública y sus aplicaciones. Adecuar la propuesta académica a las expectativas de los alumnos

ORGANIZACIÓN E INTEGRACIÓN DE DATOS

Comprender los conceptos básicos en bioestadística, la importancia del ordenamiento y agrupación de datos, así como las mediciones de tendencia central y dispersión.

En la sesión los alumnos discutirán y expondrán las definiciones y conceptos básicos de la Bioestadística su aplicación en el campo de la salud pública y efectuaran ejercicios para el ordenamiento y agrupación de datos, calculo de distribuciones de frecuencia y medidas de tendencia central.

CONCEPTOS BASICOS DE PROBABILIDAD

Identificar la importancia de la probabilidad como base para la inferencia estadística.

En la sesión los alumnos discutirán y expondrán las definiciones y conceptos básicos de la Probabilidad, sus propiedades elementales, permutaciones y combinaciones y efectuaran ejercicios para el calculo de la probabilidad de ocurrencia de un evento.

DISTRIBUCIONES DE PROBABILIDAD

Seleccionar adecuadamente las distribuciones de frecuencias

En la sesión los alumnos discutirán y expondrán las definiciones y conceptos de Probabilidad de variables discretas, y efectuaran ejercicios para el calculo de la distribución binomial, de poisson, de probabilidad continua y distribución normal

DISTRIBUCIONES DE MUESTREO

Seleccionar adecuadamente las distribuciones de muestras

En la sesión los alumnos discutirán y expondrán las definiciones y conceptos de muestro, distribuciones muéstrales y efectuaran ejercicios para el calculo de la distribución de la media de la muestra, la diferencia de la media entre dos muestras, la proporción de la muestra y la diferencia entre la media de dos proporciones de dos muestras.

SUB TEMA OBJETIVOS ESPECÍFICOS ACTIVIDADES FECHA DE

REALIZACIÓN

ESTIMACION Comprender los conceptos y aplicación de los intervalos de confianza y estimación de la muestra.

En la sesión los alumnos discutirán y expondrán las definiciones y conceptos de los intervalos de confianza y efectuaran ejercicios para los intervalos de confianza para la media de una población, para la diferencia entre las medias de dos poblaciones, determinación para el tamaño de la muestra para la estimación de medias y para el tamaño de la muestra para la estimación de proporciones, el intervalo de confianza para la varianza de una población con distribución normal y el intervalo de confianza para la razón de las variancias de dos poblaciones

PRUEBAS DE HIPOTESIS Identificar la importancia de las pruebas de hipótesis en la toma de decisiones mediante el estudio de una muestra

En la sesión los alumnos discutirán y expondrán las definiciones y conceptos básicos de las pruebas de hipótesis, y efectuaran ejercicios para el cálculo de las pruebas para la media de una población, para la diferencia entre la media de dos poblaciones, comparación por parejas, para la proporción de una sola población, para la diferencia entre las proporciones de dos poblaciones, para la varianza de una sola población y para la varianza de dos poblaciones.

ESTADISTICAS VITALES Identificar la importancia de la medición en salud publica en relación a aspectos demográficos

En la sesión los alumnos discutirán y expondrán las definiciones y conceptos de tasa y razones de mortalidad, medidas de fertilidad y de morbilidad y efectuaran ejercicios para el calculo de dichas medidas

ANÁLISIS CRITICO DE ARTICULOS CIENTIFICOS

Evaluar documentos técnico-científicos médicos y su validez estadística.

En las sesiones los alumnos revisaran y discutirán documentos técnico médicos de publicación científica la validez estadística de los mismos





TERCER SEMESTRE Historia y Filosofía de la Medicina


FACULTAD MEDICINA


324 Historia y Filosofía de la Medicina

PROFESOR TITULAR: DR. CARLOS GARCIA ALCOCER



Licenciatura Medicina General. Teórico


Tercero Un semestre Sociomedicina




Créditos:

34 0 34 4


2 0 2


DR. CARLOS GARCIA ALCOCER Med. Esp. Alfredo Uribe Nieto

Coordinador de Coherencia Institucional

jul-09 jul-09

2. INTRODUCCIÓN: La profesión de médico general debe tener un conocimiento de la Historia de la Medicina, con sus momentos de importancia, tanto las épocas, como descubrimientos y cambios que ha sufrido, teniendo en cuenta la filosofía y cultura de la evolución en lo tradicional, religioso y científico de la Medicina.

3. OBJETIVOS GENERALES: Conocer que el desarrollo de la civilización va modificando al ser humano y esto no es solo por las alteraciones patológicas sino también las condiciones políticas y bélicas. Comprender la integridad del ser humano como un ser pensante y cambiante que evoluciona a mejorar su nivel de vida. Saber cuál es el inicio y como transcurre la historia de esta profesión que han escogido, con sus descubrimientos, personajes, culturas y la importancia que significa el acerbo de esos conocimientos.

4. OBJETIVOS ESPECÍFICOS: Saber ubicar los conceptos de Historia y Filosofía de la Medicina de acuerdo a las épocas estudiadas. Tener una idea clara de la evolución y los cambios de las diversas culturas médicas a través de las etapas cronológicas referidas en cada pueblo de la antigüedad, adecuándose a su sociedad y civilización. Conocer de una manera general las épocas, los personajes (sobre todo médicos) en la evolución de la Historia y así mismo cuáles descubrimientos han sido trascendentales. Poder aumentar su acerbo cultural de acuerdo a la profesión que han elegido. Saber ubicar las épocas con los descubrimientos y los médicos que han sido pilares de esta tan especial y fascinante profesión médica. Aprender y evaluar los conceptos de los primeros médicos en relación a sus limitaciones, así como no menospreciar la importancia que nos dejan con sus contribuciones y descubrimientos. Conocer los cambios que producen las guerras y Como se transforma el ejercicio diario de la Medicina, no solo por las necesidades que estos disturbios bélicos causan sino también por las lesiones que se encuentran por esta causa. Tener una idea concreta del concepto de las especialidades médicas y lo relacionado a estas tanto en lo técnico científico, como en su legalidad y responsabilidades. Como último objetivo debe quedar claro a los alumnos que en este lugar donde han estudiado sus años de preparación a ser médicos, es necesario conozcan la historia de la medicina en su localidad, por tanto sabrán que médicos han sido queretanos y la evolución de los hospitales y la medicina en Querétaro.

5. UNIDADES TEMÁTICAS: MEDICINA PREHISTÓRICA Y PRIMITIVA ENFERMEDAD EN LA PREHISTORIA MEDICINA EN LA PREHISTORIA CONCEPTOS DE SOCIEDAD, HISTORIA, FILOSOFIA Y CIENCIA. CONOCIMIENTOS MÉDICOS EN LA ANTIGUEDAD ENFERMEDADES PRIMITIVAS: MAGIA MÉDICA CURANDEROS TABUS (PROHIBICIONES POR IMPUREZA) SEDENTARISMO Y MEDICINA RELIGIOSIDAD MEDICINA DE LA ANTIGUEDAD DOCUMENTOS HISTÓRICOS CONCEPTO DE LA ENFERMEDAD (PATOLOGÍA) ASTRONOMÍA Y MEDICINA MEDICINA MESOPOTÁMICA

MEDICINA EGIPCIA MEDICINA GRIEGA PERÍODO HIPOCRÁTICO PERÍODO GALÉNICO

1er. EXAMEN PARCIAL EDAD MEDIA DESCUBRIMIENTOS EN ESTA ETAPA RENACIMIENTO MEDICO MEDICINA Y RENACIMIENTO DESCUBRIMIENTOS MEDICOS IMPORTANTES RAICES, PLANTAS Y HIERBAS DE USO MÉDICO PROGRESO DE LA ANATOMIA SIGLO XVI TECNICAS ANESTESICAS EXÓTICAS DEL SIGLO XII AL XVI INICIO DEL ESTUDIO DE LA MEDICINA EN MEXICO MEDICINA EN EL SIGLO XVII EL BARROCO EN LA MEDICINA MEDICINA EN EL SIGLO XVIII DESCUBRIMIENTOS DEL S. XVIII PARA LA MEDICINA CHARLATANERÍA TRATAMIENTO PARA LA LOCURA LA ANESTESIA EN SUS INICIOS MEDICOS FAMOSOS (KIRCHER, MALPIGHI, HARVEY) INFLUENCIA DE ARTISTAS EN LA MEDICINA EN SIGLO XVIII PRIMEROS MEDICOS Y ESCUELAS DE MEDICINA EN NORTEAMERICA SIGLO XIX CIENCIAS AFINES A LA MEDICINA Y SUS APORTACIONES ESPÍRITU MÉDICO DE UNAS ESCUELAS A OTRAS EN EUROPA CLAUDIO BERNARD Y EL MÉTODO CIENTÍFICO PASTEUR Y SUS DESCUBRIMIENTOS DESCUBRIMIENTOS DE LA ANESTESIA MODERNA OTROS DESCUBRIMIENTOS MÉDICOS DEL SIGLO XIX MÉDICOS FAMOSOS DEL SIGLO XIX

2º. EXAMEN PARCIAL MEDICINA ACTUAL CONDICIONES SOCIALES, POLÍTICAS Y ECONÓMICAS DEL S. XX REPERCUSIÓN DE LAS GUERRAS EN LA MEDICINA IMPORTANCIA DE LOS MÉTODOS AUXILIARES DE DIAGNÓSTICO LAS ESPECIALIDADES EN LA ACTUALIDAD MEDICINA TRADICIONAL Y ALTERNATIVA MEDICINA INSTITUCIONAL Y PRIVADA HISTORIA DE LA MEDICINA EN QUERÉTARO MÉDICOS QUERETANOS 3er. EXAMEN PARCIAL HOSPITALES DE QUERÉTARO EXAMEN FINAL


AULA DEL TERCER SEMESTRE DE LA FACULTAD DE MEDICINA


PARTE TEÓRICA

EXPOSICIÓN ORAL CON APOYO DE MATERIAL DIDÁCTICO (PIZARRON, PROYECCIÓN DE TRANSPARENCIAS, TRABAJOS DE REVISIÓN)


ASIRTIR UN MÍNIMO DEL 80% DE LAS CLASES

APROBAR LOS 3 EXÁMENES PARCIALES Y ENTREGAR TRABAJO DE REVISIÓN PARA EXENTAR LA MATERIA DEBERÁN TENER UN PROMEDIO DE OCHO EN LOS PARCIALES Y ENTREGAR TRABAJO DE REVISIÓN


ALVAREZ SIERRA J. ; Historia Universal de la Medicina; Ed. Nacional Madrid España 1960 GARCIA ALCOCER CARLOS, EL QUERÉTARO DE AYER.; ED. ARCHIVO HISTÓRICO DE GOBIERNO DEL ESTADO, 2000. GARCÍA GUILLÉN D, ALBARREIN A, ARQUIOLA E, ERILL S, MONTIEL L, PESET J L.; Historia de Medicamento Boehrniger Ingelheim. Ed. Toyma S.A. Barcelona, España 1985 OLIVERA FIGUEROA R. ; De Médico a Curandero; Ed. Diana 1980 SOMOLINOS D’ ARDOIS GERMÁN; Historia de la Medicina. Ed. Por Sociedad Mexicana de Historia y Filosofía de la Medicina 1978.

10. ANEXOS:





TERCER SEMESTRE Laboratorio de Integración

Basada en Problemas III


FACULTAD MEDICINA


325 Laboratorio de Integración

Basada en Problemas III

PROFESOR TITULAR: GRUPO I: DRA. GUADALUPE GUERRERO LARA GRUPO II: DR. SALVADOR CORONA CORONA





Un semestre Biomedicina




Créditos:

2 34 0 4


2 0 2


Med. Esp. Alfredo Uribe Nieto

jul-09 jul-09


2. INTRODUCCIÓN:

Uno los problemas más difíciles de resolver para el estudiante de medicina lo representa el cambio de las materias disciplinarias del área básica a la etapa de aplicación de estos conocimientos en el área clínica. En principio los conocimientos generalmente son descriptivos, aprendidos a partir de memorización y sin un sentido preciso en el objetivo a largo plazo de los mismos, desligados de su aplicación inmediata y sin ofrecer un grado de explicación adecuada y consistente. Por otra parte, las materias del área básica representan conceptos nuevos para el alumno que inicia su carrera, casi siempre extensos, áridos, y finalmente desintegrados artificialmente del resto de las materias curriculares con el objetivo aparente de facilitar su aprendizaje. Sin embargo, lo que realmente observamos cuando los alumnos deberían lograr una correlación entre estos conocimientos y su aplicación frente a los problemas específicos en el área clínica, es que aquellos se han extinguido en un amplio porcentaje y los que persisten se encuentran confusos, dispersos y desintegrados entre sí, frustrando al alumno y al mismo tiempo al profesorado. Dentro de la reestructuración de la Licenciatura de Médico general de la Facultad de Medicina de la Universidad Autónoma de Querétaro y con mira a la excelencia académica, se ha considerado, como prioritario para resolver esta serie de problemas, el implementar un programa activo de integración curricular para los años de formación del área biomédica básica, en donde el alumno aplique sus conocimientos en forma inmediata en la solución de problemas clínicos reales; integre los conocimientos entre sí de las diversas materias; inicie la adquisición del razonamiento médico, practique el método científico y utilice niveles taxonómicos diferentes a la repetición, con lo cual esperamos fortalezca también los conocimientos adquiridos a través de los seis primeros semestres de la licenciatura. Se trata de un curso básicamente integrador, diseñado para llevarse a cabo en los tres primeros años de la licenciatura, con enseñanza de tipo tutelar en pequeños grupos y con algunos de los principios de la metodología propuesta por la Universidad de Mc Master y definidos desde hace casi 30 años como "el aprendizaje basado en problemas" (ABP) como sería la aplicación de los conocimientos en la solución de problemas, proceso enseñanza-aprendizaje centrado en el alumno y con la formulación de sus propios objetivos de aprendizaje, pero con la variante de que el alumno integre los conocimientos de las materias del área biomédica básica entre sí y sólo requiera de un mínimo de conocimientos clínicos para explicar sus casos problema, con lo que dedicará su atención y tiempo en el propósito de aprender las materias de estos primeros años y no se desviará en su objetivo al tener que correlacionar las mismas con conocimientos tan complejos como los del área clínica y que, desde el marco conceptual elemental, ignora. Hemos denominado este programa como "Integración Basada en Problemas" (IBP), con la idea de implementarlo de acuerdo al grado de avance del año en curso en cada uno de los tres primeros años de la carrera de medicina, correlacionando inicialmente en forma "horizontal", es decir entre sí, los conocimientos de las materias disciplinarias que se encuentran en proceso de aprendizaje en el primer año y, a partir de segundo año, también los conocimientos aprendidos con anterioridad y con una perspectiva sólo muy elemental de tipo clínico para estos dos años, y sólo en el tercer año por sus características específicas, la correlación entre las materias del área biomédica básica y la clínica será más completa. El programa IBP será un curso integrador y activo, que propicie el reforzamiento de los conocimientos adquiridos bajo la forma tradicional, en donde el maestro lleva un curso calendarizado de las unidades

temáticas y proporciona al alumno un criterio definido y homogéneo que le permite la adquisición de los conceptos y conocimientos básicos, y posteriormente su aplicación en los años de formación teórico clínica. La estrategia estará centrada en la adquisición sistematizada del razonamiento médico, a partir de la de la valoración correcta de los elementos del problema clínico, su análisis; formulación de hipótesis que expliquen los hallazgos desde el punto de vista de cada materia del área biomédica básica, y en forma integradora; su confirmación mediante la revisión bibliográfica valorada adecuadamente y en caso de refutación, el planteamiento de nuevas hipótesis alternas. El programa (IBP) manejará grupos pequeños, y por lo mismo, con atención personalizada de cada alumno por parte del tutor. Y aunque, en función del tiempo lleve unidades temáticas limitadas, permitirá por otra parte el desarrollo de habilidades ajenas a otros cursos, como serían la adquisición de una metodología para definir y analizar problemas, formular hipótesis e investigar en forma óptima la bibliografía para su confirmación o refutación y, finalmente ejercitar su capacidad de síntesis con la realización de diagramas de flujo y rutas de explicación e integración de los diferentes fenómenos del caso clínico en particular.


Reforzar el aprendizaje de las materias disciplinarias de los diferentes años de preparación biomédica, mediante el ejercicio del alumno para definir, comprender y explicar las manifestaciones de los casos clínicos presentados y aplicar sus conocimientos en su solución. Fomentar el hábito de que el alumno comprenda que el logro de los conocimientos se encuentra en la aplicación específica de los mismos para resolver sus problemas del área biomédica y finalmente los del área clínica. Propiciar que el alumno utilice sus conocimientos en forma integral, horizontal y no fragmentaria, lo cual es exactamente la perspectiva que deberá tener frente a los casos reales en los años de preparación clínica y durante toda su actividad profesional. Favorecer la autoenseñanza, mediante la revisión bibliográfica sistemática y aplicada en la solución de los casos. Fomentar la autocrítica al precisar el alumno el límite de sus conocimientos frente a la solución del problema planteado y permitir que establezca un programa correctivo pertinente. Propiciar la integración del alumno en un equipo de trabajo mediante la discusión coordinada y la valoración crítica de sus propias opiniones y las del resto de los alumnos. Utilizar el método analítico en forma sistemática. Fomentar la creatividad al permitir al alumno que formule sus propias hipótesis y, con la metodología científica las confirme o descarte. Utilizar en forma sistemática el método científico aplicado a la solución de los casos problema planteados. Promover la autoestima mediante el reconocimiento de los logros de cada alumno.

4. OBJETIVOS ESPECÍFICOS:

El objetivo de las actividades tutoriales estará centrado en el aprendizaje por parte del alumno, evitando dentro de lo posible la repetición y favoreciendo la comprensión, la explicación y la aplicación de los conocimientos.

El alumno, con sus conocimientos de las materias disciplinarias del área biomédica básica, explicará a profundidad cada una de las manifestaciones del caso planteado. Comprenderá la interrelación que tienen entre sí las diversas manifestaciones del caso problema. Diferenciará los conocimientos aplicables de los exclusivamente teóricos. El alumno se cuestionará constantemente y resolverá sus dudas a corto plazo. Se permitirá que el alumno, mediante el planteamiento de sus dudas y la búsqueda personal de la solución de las mismas, se involucre en forma más efectiva en su aprendizaje. La aplicación de los conocimientos, mediante el diseño de casos problema, paralelo al desarrollo de los cursos de las materias disciplinarias. La solución de los hallazgos de cada caso mediante la integración de los conocimientos. La demostración de que puede existir una causa común para explicar todas las manifestaciones, al interactuar esta causa con un organismo en particular y producirse una secuencia compleja de acciones y reacciones en la homeostasis del individuo. Comprender como se define una entidad patológica y como pueden reunirse en este proceso dinámico la interrelación agente, organismo y medio ambiente, traducida en cambios que van desde el nivel molecular y tisular en los diferentes órganos, aparatos, sistemas, y en el individuo en forma integral incluyendo las respuestas psicológicas y emocionales propias, en la familia y hasta en la comunidad. Iniciar la comprensión de la enfermedad y los mecanismos naturales y terapéuticos que se pueden poner en juego para devolver el estado de salud al paciente. Iniciar la comprensión del proceso médico-clínico integrando los conocimientos de las diferentes materias en la solución de un caso en particular. Comprender como la explicación de cada uno de los elementos del problema es necesaria para elaborar en forma integral un plan de estudio y terapéutico. Entender como el organismo actúa como un todo. Iniciar el descubrimiento de que no hay enfermedades sino enfermos, seres humanos semejantes al alumno que sufren un proceso que pone a prueba sus mecanismos homeostáticos de resistencia y sus reservas físicas y emocionales como persona. Seleccionará la información más adecuada para confirmar o descartar sus hipótesis. Realizará una lectura crítica de la misma para poderla adaptar al caso específico. Adquirirá la habilidad para utilizar la información en la solución del problema planteado. Favorecer la cualidad del alumno para autoevaluar sus conocimientos, a partir de la comparación de aquellos supuestamente adquiridos, y los que requiere afirmar para solucionar sus casos problema. Favorecer la autocrítica al hacer evidentes las deficiencias del alumno. Propiciar que el alumno reconozca sus limitaciones y decir no sé, planteando un programa de estudio para corregir sus deficiencias desde un nivel conceptual y elemental hasta el general de una unidad temática. Valorará las opiniones de sus compañeros de equipo y las discutirá a un nivel científico. Comprenderá que la distribución del trabajo bibliográfico es más efectiva cuando se realiza en equipo. Obtendrá sus propias conclusiones, sumando los conocimientos adquiridos por el grupo. El alumno realizará un análisis sistemático de sus casos problema. Definirá inicialmente los datos más importantes de que consta el problema. Señalará aquellos que requieren investigación bibliográfica para su explicación. Precisará los elementos que integran cada uno de los datos del caso problema, desde el punto de vista de cada una de las materias disciplinarias del año en curso.

Definirá la interrelación que existe entre los mismos. Explicará con sus conocimientos básicos cada uno de los hallazgos y la forma que tienen de relacionarse entre sí. Formulará hipótesis de acuerdo a sus conocimientos previos y al sentido común, aunque sin limitar su creatividad individual. Utilizará la información bibliográfica pertinente para confirmar o refutar sus hipótesis. Formulará hipótesis alternas. Deberá considerar si la principal no puede ser confirmada. Formulará una hipótesis nula. Seguirá los pasos del método científico, desde el planteamiento del problema e hipótesis; pero en donde los resultados de la investigación propuesta por el alumno para confirmar sus hipótesis los obtendrá de las revisiones bibliográficas adecuadamente seleccionadas. Reconocimiento del logro de cada alumno facilitado por la enseñanza tutelar. Reconocimiento por el propio alumno del logro obtenido en la solución de los problemas planteados al explicar, y aplicar, adecuadamente sus conocimientos del área biomédica básica.


La enseñanza es tutelar y práctica y por lo tanto se tomarán como unidades temáticas las diferentes secciones de que constan los programas de las materias disciplinarias, procurando que el diseño de los casos modelo abarque por lo menos dos de estas últimas. Exclusivamente para este primer semestre se ha diseñado una sección teórica, en donde se tratarán los temas que consideramos más adecuados tanto en sensibilización como en aquellas actividades relacionados con las habilidades del pensamiento, las cuales finalmente el alumno podrá aplicar como método para el desarrollo eficiente en los siguientes cinco cursos y en el resto del proceso de enseñanza-aprendizaje de toda su carrera: 1.- Dinámica de integración. Educación tradicional y activa. Conceptos de enseñanza-aprendizaje. 2.- Definición de meta. Sistemas de evaluación. 3.- Trabajo en equipo. Actitudes, valores y compromisos. 4.- Problemas de la enseñanza tradicional: curvas de extinción del conocimiento. Desvinculación con la aplicación práctica. Fragmentación de los conocimientos. 5.- Diagnóstico situacional con relación a la metodología didáctica. Niveles taxonómicos. Aprendizaje significativo. 6.- Aspectos axiológicos de la didáctica. Elección de una carrera profesional. Conceptos acerca de la toma de decisiones. 7.- Introducción a la medicina: definición de médico, Medicina, Enfermedad, normalidad, salud. Concepto de calidad en medicina. 8.- Problemas del definir. Método analítico. 9.- Método analítico (continuación) 10.- Definición de los problemas en medicina: obtención de la información, interpretación, integración, diagnóstico, corrección y prevención. Formulación de alternativas. 11.- Método científico. Definición de las “brechas” del conocimiento, concepto de honestidad aplicado a la enseñanza. Elaboración de dudas e hipótesis. 12.- Teoría de la información. Concepto de incertidumbre. Unidades de información. Concepto de

educación. 13.- Estrategias de validación y corrección de dudas e hipótesis. Manejo de documentación bibliográfica (libros, revistas, internet) 14.- Concepto de la crítica. 15.- Síntesis: elaboración de diagramas de flujo, rutas de integración, cuadros sinópticos. Mapas conceptuales. 16.- Aprendizaje basado en problemas y diferencias con el IBP. Concepto de integración. Introducción al IBP como programa 17.- Problemas del IBP. Evaluación. 18.- Conclusiones. Inicio del primer caso.


Se llevará a cabo en las diferentes aulas con que cuenta la facultad y que se encuentren disponibles por su horario para la realización de las sesiones del curso; además de aquellas aulas específicamente diseñadas para la enseñanza tutelar en nuestra Facultad, con un cupo reducido a dos equipos de alumnos con cada uno de los tutores correspondientes. El horario del grupo único del primer semestre, será establecido por la Secretaría Académica en las aulas correspondientes.


Se realizará la enseñanza tutelar, dividiendo por listado o por selección, por parte de los mismos alumnos, en tres o cuatro equipos el total del grupo quedando cada uno de ellos a cargo de un tutor. Durante las sesiones, se subdividirán a su vez en subgrupos con un máximo de 6 alumnos. Esto permitirá: Un control más adecuado y personalizado de cada uno de los alumnos. Que en los grupos exista competencia, representando un estímulo los logros de cada uno de ellos. La discusión cíitica y la comparación de criterios entre los dos grupos. La tutoría se llevará a cabo en un aula con la discusión de un caso problema modelo, seleccionado previamente por los tutores y el coordinador o profesor titular. Se realizarán un mínimo de dos sesiones semanales de una hora de duración. Un alumno actuará como moderador y otro como secretario elaborando al final de las sesiones un acta por este último para su presentación y discusión con el tutor. Cada seis sesiones los alumnos deberán concluir el caso planteado; presentando por escrito las actividades realizadas. En la sesión final, un equipo previamente designado presentará a todo el grupo, la explicación de los hallazgos más relevantes del caso y la integración del mismo; y se solicitará la intervención del especialista o experto en el tema, con la finalidad de que se contesten las dudas que los alumnos no hayan podido resolver. La rotación con cada tutor se realizará al concluir dos casos problema. Los casos problema serán elegidos por el coordinador y profesor titular y discutidos previamente antes de su presentación por los demás tutores. Se considerarán de preferencia aquellos casos que puedan tomarse como modelo y con información elemental, en los que el alumno pueda integrar varias de las materias disciplinarias. Se elegirán los casos de acuerdo al grado de avance en los programas de sus materias. Para los años de 2o y 3ero el alumno integrará los conocimientos del año que está cursando y cualquiera de los previos que se requieran para la solución del caso planteado. El caso se enfocará hacia alguna de las materias disciplinarias, pero con la integración de los conocimientos de las demás. Como ejemplo, puede presentarse un caso con un problema básicamente de

anatomía, histología o bioquímica, etc., pero que, para su comprensión y explicación, integre los conocimientos de las otras materias. (ver anexo 2). Se evitará que el alumno considere el diagnóstico como la meta para la solución de los problemas que plantea el caso, ya que la metodología para establecer el mismo la obtendrá el alumno hasta llegar a los años de preparación clínica. El tutor se considerará únicamente como un activador del proceso de aprendizaje y la responsabilidad en la elección de los temas a estudiar para la confirmación o refutación de las diversas hipótesis planteadas corresponderá en forma individual al alumno. Bajo esta circunstancia, el tutor deberá concretarse a generar dudas o sugerir otros sesgos a estudiar y de preferencia no contestará ninguna de ellas. GUÍA Y CONTROL DE LAS SESIONES. La secuencia de las sesIones será la siguiente: Primera sesión: El caso será presentado por el tutor, repartiendo una copia del mismo a cada subgrupo. Cada alumno definirá los elementos más importantes del caso. Elaborará en forma individual sus preguntas conceptuales, de comprensión, aplicación o integración. (4 a 5 por alumno) Discusión de las preguntas y selección de las más importantes por todo el equipo. Con los conocimientos que se recuerden, y utilizando el sentido común, los alumnos en cada equipo formularán las hipótesis que expliquen los hallazgos, desde el punto de vista de las materias disciplinarias que haya cursado o esté cursando (por ejemplo la explicación anatómica, bioquímica, embriológica, fisiológica, etc.), así como la hipótesis que pueda integrar todos los hallazgos y las hipótesis alternas. Se definirá lo que consideren el objetivo general y los objetivos específicos del estudio bibliográfico a realizar para resolver el caso. Se repartirán entre los alumnos los temas a revisar. Finalmente, se elaborará un acta con las dudas, hipótesis y distribución de la bibliografía a revisar y que deberá ser presentada al tutor y conservada para las sesiones posteriores. Segunda sesión: Revisarán las preguntas, hipótesis planteadas y la bibliografía consultada, pudiendo consultar en cualquier momento los libros de texto. Intentarán validar o refutar las hipótesis y, en caso necesario, plantear nuevas señalando las dudas presentadas durante la discusión. Presentación de las conclusiones y dudas, y discusión de las mismas con el tutor. Tercera sesión: Se valorará el grado de avance en la resolución de dudas y validación o refutación de hipótesis. Se elaborarán esquemas, diagramas de flujo y cuadros que señalen los elementos de cada hallazgo, desde lo general a lo específico, así como la integración de los mismos, y aquellos que explican o ejemplifican las soluciones de dudas e hipótesis. Cuarta sesión: Discusión final de las hipótesis y selección de dudas que tengan que ser contestadas por el experto. Designación al azar del equipo que hará la presentación final. Quinta sesión: Presentación de los trabajos impresos con el siguiente contenido: En las dos primeras hojas, presentación del problema, antecedentes, dudas e hipótesis planteadas, objetivos de estudio y síntesis de la información. En las siguientes dos a cuatro hojas presentación de sus esquemas, diagramas de flujo o cuadros con una

breve explicación al pie de página. En las últimas dos o tres hojas, se anotarán las conclusiones del caso como problema, conclusiones didácticas, bibliografía consultada y glosario de términos analizados. Sexta sesión: Presentación del trabajo realizado por uno de los equipos ante todo el grupo y con asistencia de un experto del tema, con la finalidad de que se contesten las dudas que no hayan podido resolver durante las sesiones y se realice un comentario final del caso. (ver anexo 1) La estrategia fundamental para lograr el objetivo del programa de Integración basada en problemas consiste en la adquisición de una metodología que le permita al alumno utilizarla en cualquier contenido temático de los años de formación básica, tanto en el concepto específico de integración, como en la formulación de dudas, hipótesis, manejo de la bibliografía, trabajo en equipo, empleo rutinario de las reglas del definir, del análisis y la síntesis de la información, así como en la aplicación inmediata en problemas teóricos y clínicos de los conocimientos expuestos en las demás materias disciplinarias. En el primer curso se ha elaborado un temario que será llevado a cabo en 18 sesiones, con una estrategia de enseñanza mixta, en parte a partir de exposición de algunos conceptos y conclusiones por expertos, pero básicamente por la realización de talleres en donde el alumno a través del trabajo en equipo obtendrá la información necesaria para la lograr la dinámica en la presentación de cada uno de los temas. PERFIL DEL TUTOR. Médico con grado académico de especialidad con experiencia en las labores asistenciales y educativas, que pueda desarrollar sus actividades en el turno matutino. De preferencia deberá tener tiempo completo para dedicarlo al programa y contar con una especialidad en una de las ramas troncales de la medicina, en donde se requieran constantemente de los conocimientos del área biomédica básica para el desarrollo de sus actividades. Currículum que avale que ha recibido actualización y adiestramiento en cursos de enseñanza aprendizaje, para impartir una tutoría. Tener amplio conocimiento del programa. Tener pleno conocimiento de la filosofía y mapa curricular de la facultad de medicina de la UAQ. Convicción de que la tutoría estará encaminada a formar médicos generales con gran espíritu de servicio, con gran calidad académica y práctica, y con un interés constante en la superación médico científica. ACTIVIDADES Y FUNCIONES DEL TUTOR. Además de lo ya mencionado, el tutor está obligado a: Conocer el programa académico del área biomédica básica y clínica. Respetar el horario establecido para la tutoría. Evaluar a cada uno de los alumnos al término de cada rotación, comentando con los alumnos los resultados. Participar en todas las reuniones establecidas para la discusión y coordinación del programa, aportando cada uno de los tutores las sugerencias para la mejoría del mismo. Seguir todos los lineamientos establecidos para la enseñanza tutorial. ACTIVIDADES DEL ALUMNO. Se presentará debidamente uniformado con su gafete en el lugar y horario asignados. Respetará las normas de disciplina. Participará activamente en las sesiones del programa y elaborará, en forma conjunta con el resto de equipo, un trabajo para presentar al final de la discusión de cada caso problema. Se anexa una guía para el desarrollo de las sesiones por parte de los alumnos:

Primera sesión: Definirá los elementos del caso y separará los elementos conceptualmente claros de los que requieran investigación bibliográfica. Interpretará la información desde el punto de vista anatómico, embriológico, histológico, psicológico, fisiológico, etc. Definirá el problema principal y los secundarios. Elaborará una guía de preguntas acerca de los problemas y sus soluciones. Como ejemplo: ¿qué es? ¿Cómo está constituido? ¿Cómo se organiza? ¿Cómo se explica? ¿Cómo se altera? ¿Cómo se corrige? ¿Cómo se integran los hallazgos? Formulará una hipótesis para explicar cada uno de los elementos y la interrelación entre sí (desde el punto de vista anatómico, histológico, anatomo-histológico, anatomo-embriológico, etc.) Definirá sus hipótesis alternas. Señalará sus objetivos de investigación bibliográfica En la segunda sesión y subsiguientes: Discutirá la investigación bibliográfica realizada con el resto del equipo. Se planteará posteriormente nuevas dudas. Confirmará o refutará la hipótesis principal, valorará las hipótesis alternas y formulará, en caso necesario, nuevas hipótesis. Definirá las nuevas investigaciones bibliográficas a realizar. Elaborará las rutas dinámicas o flujogramas para explicar todos los aspectos del caso. Discutirá las conclusiones finales, con la explicación de los elementos desde el punto de vista de las materias del área biomédica básica y formulará un esbozo de explicación clínica. Formulará las dudas para la discusión final con el experto. Anotará los conceptos revisados a manera de un glosario. Señalará las citas bibliográficas revisadas. Anotará sus comentarios personales desde el punto de vista didáctico del caso, así como sus críticas y sugerencias. Presentará un trabajo, en forma conjunta con su equipo, al terminar la discusión de cada caso para su evaluación por el tutor y el coordinador del programa.


Se evaluará a los alumnos en cada rotación, calificando: participación, actividades realizadas y actitudes y valores (ver anexo 3 de evaluación de IBP) Tres retardos equivaldrán a una falta. Tres faltas realizadas en un sólo caso clínico equivale a tener reprobado el caso. Retardo disminuye 2 puntos de calificación en cada apartado. La calificación obtenida en las diferentes rotaciones se promediara para obtener la calificación final. De acuerdo con la Legislación Universitaria y el reglamento de la FMUAQ, para exentar es necesario un mínimo de 80% de asistencias y una calificación igual o mayor de 8. Al reprobar un caso clínico el alumno deberá presentar examen final, independientemente de su promedio. Si la calificación final es menor de 8 el alumno deberá presentar el examen final correspondiente, entregándole un caso clínico en la fecha asignada del examen final y llevará a cabo el análisis y desarrollo individual del mismo, sus conclusiones y discusión con el titular del curso y dos sinodales, dos horas después de entregado el caso. En caso de que un alumno repruebe un caso debido a actitudes inadecuadas para sus compañeros y/o el tutor, deberá automáticamente presentar examen de regularización. La calificación mínima para aprobar el examen final es de 6. En caso de no aprobar el examen final el alumno se presentará a examen de regularización.


10. ANEXOS:

Anexo 2. EJEMPLOS DE CASOS CLÍNICOS. CASO PARA PRIMERO Y SEGUNDO SEMESTRES.

A.- Presentación: Paciente de 55 años de edad que en los últimos 3 meses los familiares lo notan deprimido. Hoy por la mañana lo encuentran ahorcado en su habitación. B.- Materias a integrar en la currícula de primer año: Anatomía, histología, embriología, neurociencias y biología molecular (y sólo lo más elemental de clínica). C.- Objetivos didácticos sugeridos a los tutores. (Pueden variar de acuerdo a cada tutor o los alumnos): Anatomía del tercio superior del cuello. Lesiones histológicas que puede presentar esta persona. Causa de la muerte desde el punto de vista anatómico, histológico y de biología molecular. Aspectos neuroanatómicos generales. D.- Definición de los elementos clave: Edad 55 años Depresión de 3 meses. Fallecimiento por ahorcamiento. E.- Hipótesis inicial: El paciente fallece por obstrucción de la vía aérea. F.- Hipótesis alternas: La causa del fallecimiento es multifactorial. Existe lesión de médula espinal. G.- Formulación de dudas: ¿Qué elementos anatómicos se lesionan en un paciente ahorcado? ¿Qué elementos histológicos se lesionan? ¿Cuáles son los elementos anatómicos del tercio superior del cuello? ¿Cuántos tipos de depresión existen?

¿Cuál es el elemento de biología molecular que está más relacionado con la muerte en este caso? ¿En caso de ser otra la causa de la muerte y se haya "simulado" un suicidio, se puede detectar por los hallazgos anatómicos o histológicos? ¿Influye el peso del individuo para las lesiones que se presenten? ¿En qué momento las lesiones son irreversibles? H.- Distribución de la revisión bibliográfica entre los alumnos, lectura posterior y discusión. I.- Formulación de nuevas hipótesis y dudas. La hipótesis inicial no se mantiene. La causa de la muerte en la mayoría de los individuos es por lesión obstructiva vascular. 1.- ¿Diferencias entre lesión arterial y venosa desde el punto de vista histológico? 2.- ¿Cuál es la distribución de las arterias y las venas en cuello? 3.- ¿La lesión exclusivamente de las venas del cuello es mortal? 4.- ¿Qué ocasiona, a nivel cerebral, la obstrucción venosa? 5.- ¿En qué momento se pierde la conciencia y cuál es la principal causa? 6.- ¿Si hay lesión medular o vertebral, cuál es? 7.- ¿Si existiera lesión traqueal, qué tipo sería? J.- Presentación de la información: En forma de síntesis, cuadros, organigramas y diagramas de flujo. K.- Conclusiones. Integración. Conclusiones didácticas. L.- Glosario. M.- Bibliografía,

UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE QUERÉTARO FACULTAD DE MEDICINA

PROGRAMAS ACADÉMICOS 77

RUBROS A CALIFICAR PARTICIPACIÓN:

ACTIVA 4 PASIVA 2 NULA 0 NEGATIVA -2

ACTIVIDADES REALIZADAS: Identifica y resuelve dudas Plantea, discute y analiza el problema Formula, fundamenta, confirma o refuta hipótesis Realiza mapas conceptuales, diagramas de flujo o tablas Integración general y conclusión del caso

ACTITUDES Y VALORES: Integración al trabajo en equipo Participa en la discusión Respeta opiniones diferentes Reconoce sus deficiencias







TERCER SEMESTRE Metodología de la Investigación I




FACULTAD MEDICINA


326 Metodología de la Investigación I

PROFESOR TITULAR: JOSÉ TRINIDAD LÓPEZ VÁZQUEZ









Créditos:

34 17 51 5


2 1 3


JOSÉ TRINIDAD LÓPEZ VÁZQUEZ Med. Esp. Alfredo Uribe Nieto


jul-09 jul-09



2. INTRODUCCIÓN: La asignatura de Metodología de la Investigación I que se imparte en el tercer semestre de la Licenciatura de Medicina de la Universidad Autónoma de Querétaro es producto de uno de los cambios más recientes en el mapa curricular de la licenciatura, la cual tiene como uno de sus objetivos el formar médicos investigadores a nivel experimental o clínico. Ante la necesidad de integrar en forma oficial esta asignatura, ha sido necesario la elaboración de este diseño curricular. Este proyecto se ha visto cimentado en la Misión de la Universidad, la de la Facultad de Medicina, y en análisis de sus fines, metas y objetivos de las mismas. Por lo que promueve a la reflexión, al descubrimiento, al trabajo en equipo o individual, a estimular la capacidad crítica y analítica de los alumnos con un solo objetivo, la investigación por lo que las corrientes constructivista y crítica son en las que se basará esta asignatura.

3. OBJETIVOS GENERALES: Al término de la asignatura el alumno será capaz de reconocer la utilidad del método científico y tener los elementos teórico-metodológicos necesarios que les permita tener acceso a los diferentes medios de información médica, llevar a cabo un análisis y tener capacidad de síntesis con la finalidad de elaborar resúmenes de cada uno de los artículos que se revisan para poder integrar una investigación documental individual y por equipo en forma adecuada.

4. OBJETIVOS ESPECÍFICOS: Identificar los conceptos de ciencia Identificar el método científico Determinar los tipos de investigación y el proceso de investigación Conocer el marco jurídico de la investigación Identificar los paradigmas de la investigación cualitativa y cuantitativa Reconocer los diseños de las investigaciones cuantitativas y cualitativas. Explicar los diferentes tipos de artículos médicos existentes en las revistas médicas. Conocer y describir las partes de que constan los artículos originales o trabajos de investigación de las revistas médicas. Describir los diferentes tipos de estudios de investigación encontrados en los artículos médicos. Identificar los diferentes sesgos de información en cada uno de los artículos médicos. Explicar la estructura de las fichas de trabajo. Identificar las diferentes formas de leer las revistas médicas para su mejor comprensión y análisis. Buscar la información necesaria de un tema específico en las diferentes fuentes, ya sea, artículos de revistas médicas, Internet, bases de datos, artículos provenientes de revistas de otras instituciones públicas o privadas. Valorar la calidad de los artículos médicos, Sintetizar los mismos en fichas de trabajo correctamente elaboradas. Integrar las diferentes fichas de trabajo en una Investigación Documental en forma individual y por equipo.

5. UNIDADES TEMÁTICAS: CIENCIA Y MÉTODO CIENTÍFICO Concepto De Ciencia Método Científico Concepto De Investigación Tipos De Investigaciòn Proceso De La Investigaciòn Marco Jurìdico De La Investigación (Ley Gral De Salud Y Nom 313) Paradigmas De La Investigación Cuantitativa Paradigmas De La Investigación Cualitativa Diseños De Investigación Cuantitativa Diseños De Investigación Cualitativa ACCESO A LA INFORMACIÓN



Diferentes Tipos De Acceso A La Información Conocimiento de las diferentes RevistasMédicas que existen en la Biblioteca de la Facultad de Medicina. Conocimiento de los Diferentes Enlaces con Instituciones Públicas y Privadas, así como de las Diferentes Universidades del País por Medio del Cual podemos obtener Títulos de las Diferentes Revistas Médicas que no se encuentran en nuestra Biblioteca. Acceso a las diferentes bases de datos del país y de América latina Para tener acceso a esa información. (artemisa, lilacs, etc). Manejo del current contents de acceso a la información.

Manejo del sistema medline de acceso a la información. Conocimiento de las diferentes direcciones de internet para el acceso a la información médica actualizada. Prácticas diarias de búsqueda de información y conocimientos revistas. Elaboración de fichas bibliográficas de acuerdo a las normas internacionales.

TIPOS DE PUBLICACIONES DE REVISTAS MÉDICAS. GENERALIDADES Editoriales Resúmenes de presentaciones en congresos y coloquios Presentación de casos clínicos Artículos de revisión de temas Metanálisis Artículos originales o trabajos de investigación. Estructura: Generalidades. Resumen. Introducción Material Y Métodos: Figuras (Diagrama, Esquemas, Gráficas, Fotografías). Resultados: Cuadros, Tablas. Discusión. Referencias Bibliográficas. Revisiones de las diferentes revistas y tipos de artículos médicos al momento de ver el tema. Investigación Documental Sesgos en la información en cada uno de los estudios de investigación. Elaboración De Fichas De Trabajo. Cómo Leer Artículos De Revisión Cómo Leer Revistas Médicas. INTEGRACIÓN EN UNA INVESTIGACIÓN DOCUMENTAL DE UN TEMA MÉDICO ELEGIDO POR LOS ALUMNOS ACORDE A LOS TEMAS DE LAS DEMÁS MATERIAS VISTAS.




8. SISTEMA DE EVALUACIÓN: Exámenes 60% Trabajo final 30% Tareas prácticas 10%




Juárez M. Taller de Investigación Documental. Antología. Edit. México, 1992.

Velásquez L Redacción del escrito médico. 3ra. Edit. Edit. Prado México, 2002. Day Ar. Como escribir y publicar trabajos científicos. Bol Of Sanit Panam. (109)1, 1991. Oxman AD, Guyatt GH. Guía para la lectura de artículos de revisión. Bol Of Sanit Panam 1993; 114; 437-57. Pérez RA. Metodología de la investigación científica. Aplicada a la salud pública. Edit. Trillas México, 1991. Calva JJ, Ponce de León S, Ponce de León S, Vargas F. Cómo leer revistas médicas. Rev de invest clínica 1988 enero-marzo; 40;65-106. Comité Internacional de Editores de Revistas Médicas. Requisitos uniformes para preparar manuscritos enviados a revistas biomédicas. Bol. Clín Hosp. Inf. Edo. Sonora 1988; 15(1): 38-48. Manual de estilo de publicaciones de la American Psychological Association. Edit Manual Moderno 1998. Polit . Investigación científica en Ciencias de la Salud. Mc Graw Hill. 1999.

10. ANEXOS:







TERCER SEMESTRE Genética Básica




FACULTAD MEDICINA


327 Genética Básica

PROFESOR TITULAR: DRA. MINERVA ESCARTÍN CHÁVEZ









Créditos:

51 0 51 6


3 0 3


DRA. MINERVA ESCARTÍN CHÁVEZ Med. Esp. Alfredo Uribe Nieto


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2. INTRODUCCIÓN: La genética es la ciencia que estudia la estructura y función de todos los genes en diferentes organismos. En 1866 Mendel escribió que la herencia está basada en factores individuales que son independientes entre sí. En 1952, Hershey y Chase probaron que la información genética sólo se transfiere mediante el DNA, con esta información fue de capital importancia conocer la estructura del DNA, para lo que James D. Watson, un norteamericano de 24 años y Francis H. Crick, un físico inglés de 36 años, en el Laboratorio de Cavendish de la University of Cambridge, propusieron que la estructura del DNA es una doble hélice. El conocimiento de los principios de la genética básica y su aplicación en el diagnóstico se están convirtiendo en un parte esencial de la educación médica actual. En años recientes, la genética ha experimentado grandes avances de las ciencias biomédicas y en particular de la biología molecular que, al facilitar el acceso al material genético y su manipulación, está ofreciendo avances espectaculares que podrán tener aplicación directa en las ciencias de la salud. El conocimiento sobre los genes (genética) y los genomas (genómica) de diferentes organismos continúan avanzando a un ritmo acelerado. En 1990 se inició el Proyecto Internacional del Genoma Humano (PIGH), cuyos objetivos principales fueron descifrar el código genético construir el mapa genético y físico de todos los genes, localizar y caracterizar los genes del ser humano, conocer y caracterizar la función normal de la proteínas que son codificadas por los genes, identificar las variantes genéticas normales y las mutaciones que producen enfermedades o que predisponen a ellas. El 26 de junio de 2000 se anunció la secuenciación casi completa del genoma (99%) CELERA (grupo de investigación privado J. Craig Venter); terminación del armazón del Genoma (85%) y su secuenciación parcial del PIGH del Consorcio Internacional Financiado Públicamente (CIFP Francis Collins). En febrero de 2001 en las revistas Nature y Science se publicó el primer análisis del genoma humano por los grupos CELERA y CIFP. Todas las manifestaciones de vida están determinadas por los genes y su interacción con el medio ambiente. Existe un componente genético que contribuye a causar casi toda la enfermedad humana. Dado que en programa de Biología Molecular de esta Facultad se revisan temas relacionados con la genética, no se duplicará información para dar más énfasis en patología genética, la cual es mas aplicativa para el médico general.

3. OBJETIVOS GENERALES: Al término del estudio de la asignatura el alumno identificará conocerá, entenderá y explicará todos los mecanismos implícitos de la herencia, los genes y el genoma, las repercusiones de la patología genética, la terapia génica y las implicaciones éticas del proyecto genoma humano.

4. OBJETIVOS ESPECÍFICOS: Conocer las bases moleculares de la genética

Conocer la estructura de los genes y el genoma.

Conocer la estructura DNA, sus componentes, complementariedad de secuencias de ácidos nucleicos

Conocer los mecanismos de la replicación del DNA y de la división celular

Identificar la función de los genes, su transmisión, la relación con la naturaleza estructural del genoma.

Conocer las implicaciones éticas del proyecto internacional del genoma humano

Identificar los patrones de herencia de los genes individuales.

Identificar ejemplos de enfermedades genéticas de origen cromosómico, herencia monogénica herencia mitocondrial y de origen multifactorial

Conocer los mecanismos de la producción de mutación y el cáncer

Conocer la tecnología y aplicación del DNA recombinante

Identificar las fuentes de variación y selección, a través de la genética de poblaciones

Conocer el diagnóstico molecular para patología genética

Terapia génica



5. UNIDADES TEMÁTICAS: Genética, Bases Moleculares Trastornos clínicos de los Autosomas Monosomías Trastornos clínicos de los cromosomas sexuales Trastornos Autosómicos dominantes: PRIMER EXÁMEN PARCIAL Trastornos Autosómicos recesivos Trastornos Autosómicas Recesivas ligados a X Autosómicas dominantes ligadas a X Patrones no clásicos de transmisión hereditaria Herencia mitocondrial Genodermatosis SEGUNDO EXÁMEN PARCIAL Mutación: mutagénesis, teratogénesis, carcinogénesis Tecnología del DNA recombinante, aplicación Práctica de laboratorio de citogenética Diagnóstico prenatal Prueba de Paternidad Asesoramiento genético Métodos diagnósticos de patología genética Terapia génica Genética de poblaciones TERCER EXAMEN PARCIAL



7. ESTRATEGIAS DE LA ENSEÑANZA: PARTE TEÓRICA Se utilizarán estrategias de enseñanza tradicional y participativa a través presentaciones temáticas por parte del profesor con el apoyo de material audiovisual y por otro lado la participación interactiva con intercambio de información de alumno – alumno, alumnos - profesor en el aula. PARTE PRÁCTICA En el laboratorio de microscopía de la FMUAQ, los alumnos conocerán el procedimiento para la obtención e identificación del Cosrpúsculo de Barr y del Cariotipo Humano. Los alumnos distribuidos en grupos de 4 a 5 realizarán un modelo tridimensional representativo donde demostrarán y explicarán las alteraciones clínicas de algunas de las enfermedades genéticas.



8. SISTEMA DE EVALUACIÓN: Para poder tener derecho a presentar exámenes parciales, el alumno deberá contar con el 80% de asistencia. Se efectuarán 3 exámenes parciales de tipo opción múltiple, u oral, complemento de conceptos e identificación de imágenes en esquemas y fotografías. La mínima calificación aprobatoria es de 6. Para poder exentar la asignatura se deberá tener promedio mínimo de 8 y no haber reprobado ningún examen. Al tener un examen con calificación menor de 6, tendrá que presentarse a examen final. Si desea el alumno puede renunciar a su promedio de 8 o más de los exámenes parciales y presentar examen final, pero la calificación que obtenga en éste último será la definitiva.

9. BIBLIOGRAFÍA RECOMENDADA: Texto Genética Moderna, Anthony J.F. Griffiths, 2000, Editorial McGraw-Hill. Interamericana Genética Médica Lynn B.Jorde, John C.Carey Edit. Mosby Tercera Edición. 2005 Genética, Suzuki, 7ª. Edición Editorial McGraw-Hill, 2002 Genética, Fundamentos y Perspectivas. Autor:Puertas. Segunda Edición. Editorial McGraw-Hill. 1992 GENES VI, Benjamín Lewin. Oxford New York 1997 Biología Celular y Molecular. Darnell, J., Lodish, H. y Baltimore, D. Cuarta Edición,. Panamericana, 2000 Atlas Diagnósticos de Síndromes Genéticos, Guizar JJ De Manual Moderno, 1999. Genética Médica, Thompson J Thompson, 4ª. Edición. Barcelona. Masson S.A. Salvat, Reimpresión 2000 Citogenética Médica, Salamanca. Editorial Panamericana. México, 1994. REVISTAS DE PUBLICACIÓN PERIÓDICA Science Nature PÁGINAS WEB: wwwOMIM

10. ANEXOS:

CALENDARIZACIÓN:



Trastornos clínicos de los Autosomas Trisomía 21 Trisomia 18 Trisomía 13 Monosomías Cri du chat 4p- Trastornos clínicos de los cromosomas sexuales Síndrome de Klinefelter Síndrome XYY Síndrome XO Trisomía X Trastornos clínicos del desarrollo sexual, con cromosomas normales Hermafroditismo verdadero Seudohermafroditismo Síndrome de insensibilidad androgénica Trastornos Autosómicos dominantes: Acondroplasia Enfermedad de Huntington Síndrome de Crouzón Síndrome de Treacher Collins PRIMER EXÁMEN PARCIAL Síndrome de Marfán Neurofribromatosis Múltiple Familiar Trastornos Autosómicos recesivos Hiperplasia suprarrenal congénita Galactosemia Fenilcetonuria Homocistinuria Enfermedad orina en jarabe de arce Enfermedad de Tay Sachs Enfermedad de Gaucher Niemann Pick Gangliosidosis Mucopolisacaridosis Trastornos Autosómicas Recesivas ligados a X Distrofia de Duchenne Distrofia de Becker Síndrome de Hunter o mucopolisacaridosis II Autosómicas dominantes ligadas a X Raquitismo hiperfosfatémico

Patrones no clásicos de transmisión hereditaria Beckwith Wiedemann Síndrome de Di George Síndrome de X frágil Distrofia miotónica Herencia mitocondrial MELAS (Encefalomiopatía mitocondrial, con acidosis láctica y episodios de apoplejía) EMFRR (epilepsia mioclónica con fibras rojas rasgada) NARP (neuropatía atáxica, retinitis pigmentaria). NOHL (neuropatía óptica de Leber) Miopatía y cardiopatía Genodermatosis Albinismo Peutz – Jeghers Síndrome de Ehhlers Danlos SEGUNDO EXÁMEN PARCIAL Impronta genómica, Disomía uniparental Síndrome de Prader Willi Síndrome de Angelman Herencia multifactorial o poligénica Hipertensión arterial Diabetes Obesidad Mutación: mutagénesis, teratogénesis, carcinogénesis

Genética y Cáncer Tecnología del DNA recombinante, aplicación Práctica de laboratorio de citogenética Diagnóstico prenatal Prueba de Paternidad, Asesoramiento genético Métodos diagnósticos de patología genética Terapia génica

Genética de poblaciones TERCER EXAMEN PARCIAL

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