UNIVERSIDAD NACIONAL DE FRONTERA - SULLANA
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UNIVERSIDAD NACIONAL DE FRONTERA - SULLANA FACULTAD DE INGENIERÍA DE INDUSTRIAS ALIMENTARIAS ESCUELA PROFESIONAL DE INGENIERIA DE INDUSTRIAS ALIMENTARIAS TRABAJO DE INVESTIGACIÓN PARA OBTENER EL GRADO ACADÉMICO DE BACHILLER EN INGENIERÍA DE INDUSTRIAS ALIMENTARIAS OBTENCIÓN DE COMPUESTOS BIOACTIVOS POR FERMENTACIÓN EN ESTADO SÓLIDO A PARTIR DE SUBPRODUCTOS DE FRUTAS PROCESADAS: UNA REVISIÓN Autor: Estudiante Luis Alberto Ruiz Flores Asesor: Dr. Heber Peleg Cornelio Santiago Resolución: N° 032-2020-UNF-VPAC/FIIA SULLANA – PERÚ 2021
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UNIVERSIDAD NACIONAL DE FRONTERA - SULLANA
FACULTAD DE INGENIERÍA DE INDUSTRIAS ALIMENTARIAS
ESCUELA PROFESIONAL DE INGENIERIA DE INDUSTRIAS
ALIMENTARIAS
TRABAJO DE INVESTIGACIÓN PARA OBTENER EL
GRADO ACADÉMICO DE BACHILLER EN INGENIERÍA
DE INDUSTRIAS ALIMENTARIAS
OBTENCIÓN DE COMPUESTOS BIOACTIVOS POR
FERMENTACIÓN EN ESTADO SÓLIDO A PARTIR DE
SUBPRODUCTOS DE FRUTAS PROCESADAS: UNA
REVISIÓN
Autor:
Estudiante Luis Alberto Ruiz Flores
Asesor:
Dr. Heber Peleg Cornelio Santiago
Resolución: N° 032-2020-UNF-VPAC/FIIA
SULLANA – PERÚ
2021
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Autor:
Luis Alberto Ruiz Flores
Asesor:
Dr. Heber Peleg Cornelio Santiago
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DEDICATORIA
Dedico este trabajo principalmente a Dios, por permitirme seguir luchando por mis
ideales día a día a pesar de las adversidades, por darme la fuerza necesaria para enfrentar
las dificultades. A mis padres quienes depositan la plena confianza en mí y me brindan su
apoyo incondicional, también dedicar el presente trabajo a esta mi casa de estudios, la
Universidad Nacional de Frontera, y a los docentes por acompañarnos en este largo
camino de formación académica.
El autor.
iv
AGRADECIMIENTO
Agradecer a Dios por el regalo de la salud y la vida, agradecer a mis padres por apoyarnos
en el largo caminar. Expresar un profundo agradecimiento al Dr. Herber Peleg Cornelio
Santiago por hacer posible la realización de este trabajo de investigación. A demás
agradecer su paciencia, tiempo y dedicación para el asesoramiento y acompañamiento en
el desarrollo de este trabajo de investigación, agradecer a nuestra casa de estudios la
Universidad Nacional de Frontera por la acogida en los años de estudio.
El autor
ii
ÍNDICE
I. INTRODUCCIÓN ................................................................................................................ 1
II. SUBPRODUCTOS DE FRUTAS PROCESADAS .......................................................... 3
2.1. Subproductos de uva ................................................................................................. 3
2.2. Subproductos de manzana ......................................................................................... 4
2.3. Subproductos de granada .......................................................................................... 5
2.4. Subproductos de mango ............................................................................................ 5
III. FERMENTACIÓN EN ESTADO SÓLIDO ..................................................................... 7
3.1. Fundamentos de la fermentación en estado sólido (FSS) .............................................. 7
3.2. Biorreactores utilizados en la FSS .............................................................................. 10
3.3. Obtención de compuestos bioactivos por FSS ............................................................ 13
3.3.1. Obtención de compuestos bioactivos de subproductos de uva por FSS .............. 14
3.3.2. Obtención de compuestos bioactivos de subproductos de manzana por FSS ...... 16
3.3.3. Obtención de compuestos bioactivos de subproductos de granada por FSS ....... 17
3.3.4. Obtención de compuestos bioactivos de subproductos de mango por FSS ......... 18
IV. CONCLUSIONES .......................................................................................................... 20
V. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ................................................................................ 21
iii
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1: Subproductos de frutas utilizados como sustrato en la Fermentación en Estado
Sólido. ............................................................................................................................... 8
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1: Esquema un biorreactor de bandeja ................................................................. 11
Figura 2: Esquema de un biorreactor de tambor giratorio .............................................. 12
iv
RESUMEN
El interés actual por el aprovechamiento de los residuos agroindustriales se ha
incrementado, y con ello el empleo de métodos limpios y amigables con el ambiente para
este fin. Frente a esta situación, la fermentación en estado sólido, se muestra como una
opción potencial para poder recuperar compuestos de alto valor biológico, que se
encuentran presentes en las matrices de los subproductos de origen agroindustrial,
principalmente para aquellos compuestos ligados a los macronutrientes que no son
fácilmente recuperables mediante un método de extracción convencional. En esta
revisión, se describe la composición de los subproductos de frutas procesadas tales como
la uva, manzana, granada y mango, sobre la técnica de fermentación en estado sólido
(FSS) y aquellos factores más influyentes en este bioproceso; además se discute el uso
de estos subproductos como sustrato en la FSS para la recuperación de compuestos
bioactivos. La FSS ha sido utilizada principalmente para liberar compuestos fenólicos que
se encuentran conjugados, dentro de la matriz de estos subproductos. La temperatura,
humedad relativa, humedad del sustrato, tamaño de partícula, pH y transporte del calor
metabólico (dentro de los biorreactores) son los factores determinantes dentro de la FSS.
Hay pocos estudios enfocados en enriquecer carotenoides en los residuos
agroindustriales, o el uso de los mismos como sustrato para el crecimiento de
microorganismos productores de estos compuestos. Además, la cáscara de mango como
sustrato para la FSS, ha sido muy poco estudiada, y más aún con el objetivo de liberar
compuestos fenólicos y carotenoides presentes en este subproducto.
Palabras claves: Residuos agroindustriales, compuestos fenólicos, bioproceso.
v
ABSTRACT
The current interest in the use of agro-industrial waste has increased, and with it the use
of clean and environmentally friendly methods for this purpose. Faced with this situation,
the solid state fermentation is shown as a potential option to recover compounds of high
biological value, which are present in the matrices of the by- products of agro-industrial
origin, mainly for those compounds linked to macronutrients that are not they are easily
recoverable through a conventional extraction method. In this review, the composition
of processed fruit by-products such as grape, apple, pomegranate and mango, the solid
state fermentation technique (FSS) and those factors most influential in this bioprocess
are described; Furthermore, the use of these by- products as substrates in the FSS for the
recovery of bioactive compounds is discussed. The FSS has been used mainly to liberation
of phenolic compounds that are conjugated, within the matrix of these by-products.
Temperature, relative humidity, substrate humidity, particle size, pH and metabolic heat
transport (within the bioreactors) are the determining factors within the FSS. There are
few studies focused on enriching carotenoids in the agro-industrial residues, or the use of
them as a substrate for the growth of microorganisms that produce these compounds. In
addition, the mango peel as a substrate for FSS has been very little studied, and even
more so with the objective of liberate the phenolic compounds and the carotenoids present
in this by-product.
Keywords: Agro-industrial wastes, phenolic compounds, bioprocess.
1
I. INTRODUCCIÓN
El actual modelo económico ha promovido la generación de cantidades masivas de residuos,
esto se refleja en las estimaciones de la FAO, donde resalta que la tercera parte de la
producción mundial de alimentos (post cosecha y durante el procesamiento) para el consumo
del ser humano terminan como desechos, aproximadamente 1.3 billones de toneladas (FAO,
2011); donde el 40% son subproductos y desechos de la industria que procesa fruta (Banerjee
et al., 2017), como: manzana, uva, granada, mango, higo, arándano, melón, plátano
(Buenrostro-Figueroa, Ascacio-Valdés, et al., 2014; Sepúlveda et al., 2012; Sepúlveda et al.,
2018). Sin embargo, surge la necesidad de incrementar la producción de alimentos, debido
al crecimiento de la población (Kc et al., 2018).
Los subproductos generados en la industria de procesamiento de fruta son: orujo, cáscaras
y semillas, los que representan del 10 al 60 % del fruto, cuya gestión inadecuada genera altos
costos y problemas ambientales (Torres-León et al., 2019; Torres-León et al., 2018; Vodnar
et al., 2017). Los subproductos son fuente rica en compuestos bioactivos como: compuestos
fenólicos, carotenoides, fibra dietética, pectina, etc., que pueden utilizarse para obtener
alimentos funcionales y nutraceúticos. Además, estos compuestos tienen aplicaciones en la
industria cosmética y farmacéutica, por sus amplios beneficios para la salud humana
(Bandara & Chalamaiah, 2019).
Los carotenoides y compuestos fenólicos presentan funciones biológicas que promueven la
salud como: actividad anticancerígena, propiedades antiinflamatorias, antioxidante,
antimicrobianas y antivirales; además, se encuentran involucrados en mantener en equilibrio
las especies reactivas de oxígeno (ROS) en el organismo del ser humano (Hernández-
Almanza et al., 2014; Torres-León et al., 2019; Torres-León et al., 2016). El β- caroteno es
un carotenoide precursor de vitamina A y la luteína, presenta la capacidad de reducir la
degeneración macular producto del envejecimiento (Bogacz-Radomska et al., 2020). La
florizina es un compuesto fenólico empleado como droga antidiabética de ingesta oral; estos
son algunos ejemplos de los compuestos bioactivos presentes en los subproductos de frutas
procesadas (Kammerer et al., 2014).
A raíz del potencial que presentan los subproductos, diversos estudios se centran en la
recuperación de sus compuestos de interés empleando métodos convencionales y
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tecnologías emergentes como: extracción con fluidos presurizados, extracción asistida por
microondas, ultrasonido y enzimas, en algunos de estos métodos utilizan como solventes los
líquidos iónicos, eutécticos, agua y etanol; la fermentación en estado sólido (FSS) es otra
alternativa para la recuperación de estos compuestos (Alañón et al., 2021; Bobinaitė et al.,
2020; Espinosa-Pardo et al., 2017; Nile et al., 2019; Plaza & Marina, 2020; Torres- León et
al., 2019). Sin embargo, los aspectos decisivos para elegir un método de extracción son la
energía requerida, el costo de equipos y el valor de la extracción (Devi et al., 2020), en ese
sentido la FSS es una técnica que genera rentabilidad, además de ser sostenible y ecológica
para la recuperación de compuestos de alto valor biológico (Ajila et al., 2011; Dulf et al.,
2016; Kaprasob et al., 2017; Loh et al., 2020; Queiroz Santos et al., 2018; Torres-León et
al., 2019; Verotta et al., 2018).
La FSS, presentan un potencial enorme para obtener compuestos bioactivos, mediante el
metabolismo de microorganismos, como hongos; en ausencia de agua libre facilita la
liberación de los compuestos a un bajo costo, además el uso de subproductos torna muy
rentable el proceso, y proporciona extractos de alta calidad (Lekshmi et al., 2020; Sepúlveda
et al., 2018; Torres-León et al., 2019), en comparación con la extracción asistida por enzimas,
esta última se encuentra muy limitada por la inestabilidad y los altos cotos que se asocian al
proceso de producción, además la FSS puede ser empleada en los países de renta baja, donde
existe alta producción de residuos agroindustriales y los altos costos limitan la
implementación de tecnologías emergentes para la recuperación de compuestos bioactivos a
partir de los subproductos (Torres-León et al., 2019).
Es por ello que esta revisión describe la composición de los subproductos de frutas
procesadas tales como la uva, manzana, granada y mango; y la técnica de fermentación en
estado sólido (FSS), los factores que más influyen en este bioproceso; además, se discute el
uso de éstos subproductos como sustrato en la FSS, para la obtención de compuestos
bioactivos.
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II. SUBPRODUCTOS DE FRUTAS PROCESADAS
La actual industria de procesamiento de frutas promueve la generación abundante de
desechos agroindustriales (FAO, 2011). La eliminación y recolección ineficiente, puede
generar problemas de contaminación al ambiente y, en consecuencia, no se aprovecha la
biomasa (Torres-León et al., 2019). Además, estos subproductos (cáscaras, semillas y orujo),
contienen compuestos, fenólicos, carotenoides, fibra y otros, de alto valor biológico para la
salud humana. Por ejemplo, la semilla de granada presenta ácido púnico, el cual demostró
actividad en la inhibición de células cancerígenas (Durante et al., 2017), la cáscara manzana
verde tiene floridizina, compuesto para el tratamiento de la diabetes (Górnaś et al., 2015), y
en general los fitoquímicos de estas frutas tienen propiedades cardioprotectoras. Por otra
parte, los fenólicos del orujo de uva, subproducto de la vinificación, inhiben la oxidación de
lipoproteínas de baja densidad (Vodnar et al., 2017), propiedades que también demostró el
licopeno (Hernández-Almanza et al., 2014). Los fenólicos y carotenoides exhiben
propiedades anticancerígenas, antiinflamatorias, antidiabéticas, antivirales, (Bortolini et al.,
2020; Sepúlveda et al., 2018; Torres-León et al., 2019) en la prevención de enfermedades
relacionadas con el sistema digestivo, osteoporosis, degeneración macular (Bogacz-
Radomska et al., 2020; Dulf et al., 2016). Por lo tanto, lo expuesto enmarca el potencial
biológico de la utilización de estos subproductos.
2.1. Subproductos de uva
La industria vitivinícola es un importante sector, se destinan aproximadamente 7 millones
de hectáreas para producir 74.3 millones de toneladas de uva, de las cuales se estima que
54.23 millones de toneladas de esta fruta son destinadas a la producción de vino (Dulf et
al., 2020).
El procesamiento de la uva genera cantidades muy significativas de subproductos, orujo
(piel, semillas y tejidos vasculares del fruto), cáscaras y semillas, que representan
aproximadamente el 20% del peso del fruto (Pertuzatti et al., 2020). Donde 8 al 20% de estos
subproductos generados corresponden a semillas, lo que significa un aproximado de 0,5 a 2
millones de toneladas por cada año (Durante et al., 2017).
Estos subproductos son fuente rica de compuestos de alto valor biológico, principalmente
compuestos fenólicos como: antocianinas (glucósido de petunidina, glucósido de
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malvidina, cianidin-3-O-glucósido y peodin-3-O-glucósido y otros), proantocianinas,
estilbenos (resveratrol), catequinas, ácidos fenólicos y taninos; con una amplia actividad
biológica (Pertuzatti et al., 2020; Teles et al., 2019; Vodnar et al., 2017; Zambrano et al.,
2018), además estos subproductos de uva presentan de 55 al 75% de agua, proteínas (6 -
15%), cantidades significativas de lípidos, carbohidratos y minerales; contienen bajas
concentraciones de carotenoides, principalmente β-caroteno, además los subproductos
conservan aproximadamente el 70% de los compuestos fenólicos presentes en el fruto (Dulf
et al., 2020; Zambrano et al., 2018), donde las semillas tienen mayor contenido de
proantocianidinas, seguido de un mayor potencial antioxidante (Teles et al., 2019). A la vez,
se resalta que el aceite recuperado de las semillas de uva (8 al 16%, p/p), contiene ácidos
grasos insaturados como el ácido linoleico y oleico que representan el 68% de los ácidos
grasos presentes en este producto de alto valor (Dulf et al., 2020).
2.2. Subproductos de manzana
La manzana se encuentra como uno de los frutos más consumidos alrededor del mundo, al
igual que los productos obtenidos de ellas, como: jugos, sidra, mermeladas y gelatinas. Sin
embargo, los procesos de fabricación generan subproductos, semillas, cáscaras y orujo, que
representan el 30% del peso del fruto (Gulsunoglu et al., 2020; Vodnar et al., 2017), los
mismos que se encuentran dentro los subproductos de alto carácter perecedero (Singh et al.,
2020).
La manzana presenta en su composición compuestos fenólicos como: los taninos
condensados (procianidina B2), flavonoides (epicatequina, antocianidinas, florizina,
flavonas), ácido clorogénico; y otros compuestos como dihidrocalconas, evidenciando que
el 80% de la concentración de estos compuestos se encuentran en la cáscara (Ajila et al.,
2011; Dulf et al., 2020; Gulsunoglu et al., 2020; Singh et al., 2020); además ésta, contiene
fenólicos únicos como los glúcidos de quercitina que la pulpa no presenta en su composición
(Vodnar et al., 2017). Sin embargo, estos compuestos fenólicos en su mayoría, presentan
una naturaleza glicona, lo que disminuye la capacidad antioxidante de los mismos. (Ajila et
al., 2011). Con la liberación de los compuestos fenólicos conjugados se podría obtener una
capacidad antioxidante de 5 a 6 veces mayor que la presentada por la pulpa de manzana
(Vodnar et al., 2017).
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El orujo de manzana presenta un contenido de humedad del 66.4% al 68.2%, carbohidratos
un 22%, 4% de proteínas, 3.6% de azúcares que pueden fermentarse; además, presenta 6.8%
de celulosa, 0.3% de ceniza, 0.42% de ácidos y 01% de calcio, pectina, lignina, vitaminas y
algunos triterpenoides pentacíclicos; sin embargo, estos valores varían en función de la
variedad de este fruto y las condiciones propias del cultivo (Nile et al., 2019; Singh et al.,
2020). Este subproducto generalmente es utilizado como fertilizante o sirve como piensos;
como consecuencia los compuestos bioactivos presentes en el orujo de manzana son
desaprovechados (Bortolini et al., 2020).
2.3. Subproductos de granada
La utilización de los subproductos agroindustriales es un asunto muy preocupante, que ha
tomado mayor interés con el pasar de los años, y en mayor medida en la actualidad; con el
fin de lograr la economía circular (Verotta et al., 2018). Sin embargo, el procesamiento
industrial de frutos como granada, genera cantidades muy considerables de subproductos,
cáscaras y semillas, los que representan el 22% del peso del fruto (Durante et al., 2017).
La cáscara de granada presenta en su composición compuestos fenólicos como: flavonoides
(antocianidinas), elagitaninos (punicalina y punicalagina), ácido elágico, y otros polifenoles
(Natalello et al., 2020; Sun et al., 2017); sin embargo, las semillas contienen la mayor
concentración de estas moléculas bioactivas (Durante et al., 2017); además, este subproducto
contiene lípidos, donde del 12 al 20% son ácidos linolénicos conjugados y ácidos grasos
poliinsaturados, siendo el más abundante el ácido punícico. Los compuestos fenólicos
presentes, y además los ácidos linolénicos conjugados, se les asocian propiedades
antioxidantes, antitumorales y antiinflamatorias. Pero, estudios se han enfocado en el uso de
este subproductos como alimento para rumiantes (Natalello et al., 2020).
2.4. Subproductos de mango
El mango es una de las frutas más comercializadas en el mundo, y se encuentra en la quinta
posición en cuanto a su producción superando los 35 millones de toneladas, aunque
tradicionalmente se consume en estado fresco (Abdel-Aty et al., 2018; Torres-León et al.,
2019; Torres-León et al., 2016). Sin embargo, jugos, puré, mermelada, pulpa congelada,
rodajas enlatadas, son algunos de los productos obtenidos del mango, y los procesos de
6
fabricación generan gran cantidad de subproductos, como las cáscaras y semillas; que
representan del 30 al 60% del peso del fruto, lo que representa aproximadamente 228 096
toneladas por año (Abdel-Aty et al., 2018; Torres-León et al., 2019).
Las cáscaras aportan del 7 al 24% del peso del fruto, presentan en su composición fibra y un
alto contenido de compuestos fenólicos como: taninos, ácidos fenólicos (ácido gálico, ácido
elágico, ácido cafeico, ácido protocatéquico, ácido siríngico, ácido felúrico, 3,4-
dihidroxiácido benzoico, 3-C-6-O-p-ácido hidrobenzoico), flavonoides (quercetina, O-
glucósidos de quercitina, isoquercetrina, quercetrina galactosidasa, kaempferol y otros),
xantonas (mangiferina, isomangiferina, homomangiferina, mangiferina); y otros compuestos
como triterpénicos (lupeol) (Abdel-Aty et al., 2018; Ajila & Prasada Rao, 2013; Dorta, Lobo,
& Gonzalez, 2012; Ruiz-Montañez et al., 2014), incluso en concentraciones superiores en
comparación con cáscara de piña y papaya (Adilah et al., 2018); sin embargo, la fibra
dietética se suele presentar en asociación con los fenólicos, polifenoles ligados de 8.12-29.52
mg GAE/g y flavonoides conjugados en un rango de 0.101-0.392 mg CAE/g, compuestos
que se encuentran reticulados con macromoléculas en la pared celular (Ajila & Prasada Rao,
2013), donde el 37% es fibra dietética es soluble, aunque esto varía en función del estado de
madurez del fruto (Ajila et al., 2010); además, compuestos como los carotenoides, vitamina
C, tocoferoles y esteroles (b-sitosterol, D- avenasterol, campesterol, estigmasterol se
encuentran dentro de la composición de la cáscara de mango (Adilah et al., 2018; Ajila et
al., 2010; Ajila & Prasada Rao, 2013; Dorta, Lobo, & Gonzalez, 2012).
La semilla de mango contiene un alto contenido de moléculas biológicamente activas,
principalmente polifenoles, sesquiterpenoides, fitosteroles y tocoferoles; debido a ello
presentan un alto potencial antioxidante (Dorta, Lobo, & González, 2012; Dorta et al., 2013;
Torres-León et al., 2019); además, evidencia un contenido significativo de lípidos, cuya
aceite extraíble puede asemejarse a la manteca de cacao; si se compra en base a la
rentabilidad, disponibilidad y sus características físico-químicas (Awolu & Manohar, 2019).
La presencia de los mencionados compuestos bioactivos, hace que la semilla de mango
presente propiedades antitirosinasas, antiinflamatorias, antiobesidad y hepatoprotectoras
(Abdel-Aty et al., 2018).
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Además, se resalta que los subproductos de mango, cáscaras y semillas, presentan contenidos
muy significativos de proteínas (10%), carbohidratos (65 - 74%), sumado a un alto contenido
de humedad de 47 a 71% ; estos valores varían en función de la variedad y estado de madurez
del fruto (Ajila & Prasada Rao, 2013; Dorta, Lobo, & González, 2012; Torres-León et al.,
2019; Torres-León et al., 2016).
III. FERMENTACIÓN EN ESTADO SÓLIDO
3.1. Fundamentos de la fermentación en estado sólido (FSS)
Con el transcurrir de los años, más aún en la actualidad, la fermentación en estado sólido
(FSS) se muestra como una técnica muy interesante para la obtención de varios productos
de alto valor (Mitchell et al., 2019; Pandey et al., 2000). La FSS se define como el cultivo
de microorganismos en sustrato natural o artificial no soluble (Pandey et al., 2000), donde el
agua que el microorganismo necesita para crecer se encuentra en el interior de las partículas
del sustrato; ya que, este bioproceso se caracteriza por llevarse a cabo en ausencia (o casi
ausencia) de gua libre (Mitchell et al., 2019). La FSS es preferida por encima de la
fermentación sumergida por razones muy marcadas como, el bajo costo de producción, el
producto final presenta una alta concentración y la baja represión catabólica (Lopez-Ramirez
et al., 2018; Mahmoodi et al., 2019; Teles et al., 2019). Y es la represión catabólica lo que
limita a la fermentación sumergida poder alcanzar una productividad en altos niveles
(Mahmoodi et al., 2019).
La FSS es una técnica muy rentable y fácil de desarrollar; se utiliza equipos pequeños,
además, empleando costos operativos relativamente bajos (Torres-León et al., 2019);
además, el uso de subproductos agroindustriales como sustrato, reduce el costo de
producción (Dulf et al., 2020). La tabla 1, muestra los estudios realizados utilizando algunos
subproductos de frutas como sustrato para la FSS. Se resalta que, el tipo de sustrato sólido,
pretratamiento del sustrato, tamaño de partícula, edad y la concentración de inóculo,
humedad del sustrato, humedad relativa, pH, temperatura, agitación, aireación,
suplementación de nutrientes como nitrógeno y fósforo, oligoelementos, la fuente de
carbono e inductores, son factores que influyen en la FSS (Pandey et al., 2000)
8
Tabla 1: Subproductos de frutas utilizados como sustrato en la Fermentación en
Estado Sólido.
Microorganismo
Sustrato
Referencias
Rhizomucor miehei NRRL 5282
Subproductos de uva
negra
Zambrano et al. (2018)
Umbelopsis isabellina
Actinomucor elegans
Dulf et al. (2020)
Orujo de uva
Aspergillus niger 3T5B8
Teles et al. (2019)
Aspergillus aculeatus ZGM6
Aspergillus japonicus ZGM4
Aspergillus niger ZDM2
Aspergillus tubingensis ZDM1
Cáscara de manzana
Gulsunoglu et al. (2020)
Phanerocheate chrysosporium
Ajila et al. (2011)
Orujo de manzana
Mucor circinelloides Singh et al. (2020)
Cáscara de granada Sepúlveda et al. (2018)
Aspergillus niger GH1
Semilla de mango Torres-León et al. (2019)
Lactobacillus plantarum
(bacteria ácido láctica) y
Saccharomyces boulardii
(levadura)
Cáscara de Mango
Munishamanna et al. (2017)
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Los microorganismos más utilizados para los sustratos de este bioproceso son hongos
(Torres-León et al., 2019), pero también existen estudios empleando levaduras (Hernández-
Almanza et al., 2014) y bacterias (Kaprasob et al., 2017; Munishamanna et al., 2017), aunque
para la producción de carotenoides, se utilizan hongos filamentos, de la especie Monosacus
spp; sin embargo el uso de levaduras como la Rhodotorula, también se viene estudiando
(Hernández-Almanza et al., 2014).
Además, es importante tener en consideración que el tipo de microorganismo a elegir es en
función del producto final que se desea obtener, seguido del tipo de sustrato; se resalta que,
los residuos agroindustriales, contienen nutrientes que son favorables al crecimiento de los
microorganismos, como: hidratos de carbono, proteínas, vitaminas, minerales; y en función
de dicha composición que sumado a los requerimientos microbianos se puede requerir
suplementación (Ajila et al., 2011; Dulf et al., 2016; Dulf et al., 2020; Feitosa et al., 2020;
Jawad et al., 2013; Kaprasob et al., 2017; Mitchell et al., 2019; Singh et al., 2020; Teles et
al., 2019; Torres-León et al., 2019; Zambrano et al., 2018); ya que, las fuentes de carbono
y nitrógeno representan un rol muy importante en la FSS, seguido del tamaño de partícula
del sustrato (Sepúlveda et al., 2012).
La humedad relativa y del sustrato, sumado a la actividad de agua (Aw), son factores muy
importantes dentro de la FSS, y estos se mueven en función del microorganismo y el sustrato.
El pH es sin duda un punto crítico dentro del crecimiento microbiano, por lo general las
bacterias se desarrollan mejor en medios cercanos a pH 7, mientras que los hongos y
levaduras se inclinan por valores significativamente ácidos, y los actinomicetos, en valores
que se encuentran por encima de pH 7 (López-Gómez et al., 2020; Mitchell et al., 2019;
Pandey et al., 2000).
La temperatura dentro del sistema, es uno de los puntos más críticos; pudiendo ser limitante
en el crecimiento microbiano; además, que la propia actividad microbiana genera calor; y la
acumulación de este calor metabólico, tiene efectos perjudiciales sobre la naturaleza de las
enzimas, el crecimiento de los microorganismos y los metabolitos producidos (Figueroa-
Montero et al., 2011; Lopez-Ramirez et al., 2018). Por otro lado, el tamaño de partícula tiene
que ser (aproximadamente 600 µm) de tal modo que permita la circulación de gas entre las
partículas y la invasión del microorganismo (Pandey et al., 2000; Sepúlveda et al., 2012;
Sepúlveda et al., 2018). Ya que por ejemplo, partículas
10
demasiado pequeñas reducen drásticamente la porosidad del sustrato, y con ello también la
tasa de difusión de gas; por el contrario, partículas de mayor tamaño retienen menos
humedad, y con ello limita el crecimiento óptimo de los microorganismos; que por lo general
son hongos (Ruiz et al., 2012).
Sin embargo, es importante resaltar que el crecimiento microbiano en la FSS utilizando
residuos agroindustriales como sustrato, se encuentra parcialmente limitado en algunos casos
debido a la presencia de lignina (Teles et al., 2019); además, de los nutrientes conjugados.
Las enzimas hidrolíticas secretadas por los microorganismos deben difundirse en las
partículas del sustrato; y es el tamaño de partícula el factor determinante para que el
microorganismo pueda invadir y penetrar en la matriz (Dulf et al., 2016; Klempová et al.,
2020; Mitchell et al., 2019; Sepúlveda et al., 2018; Teles et al., 2019; Torres-León et al.,
2019).
3.2. Biorreactores utilizados en la FSS
Es importante que el diseño del biorreactor permita tener un control adecuado de las
condiciones de fermentación, para que esta se desarrolle de forma eficiente; necesariamente
el primer periodo de tiempo de iniciada la fermentación, la temperatura, oxígeno y la
humedad, deben ser uniformes (Ávila et al., 2019). En función de ello, la determinación del
biorreactor adecuado es muy variante, ya que la elección está sujeta a factores específicos,
como la rigidez del sustrato, el tipo de microorganismo, el producto que se desea obtener y
los parámetros necesarios del proceso (Mahmoodi et al., 2019).
Los biorreactores se pueden clasificar de acuerdo al modo en que funcionan: estático
(bandeja y lecho empacado o columna) y agitado (horizontal, vertical, y de tambor giratorio)
(Figueroa-Montero et al., 2011); aunque, biorreactor de bandeja y biorreactor con tambor
giratorio son algunos de los más utilizados, y la configuración de los mismos varía (Lopez-
Ramirez et al., 2018; Mahmoodi et al., 2019); sin embargo, en cada biorreactor el lecho del
sustrato sólido mantiene una porosidad que permite el flujo de aire (Mitchell et al., 2019).
El biorreactor de bandeja (BB) (Fig. 1) es uno de los más utilizados, este equipo consta de
bandejas que están ubicadas dentro de una cámara climatizada, y estas bandejas pueden tener
o no perforaciones (Demir & Tari, 2016); además, que al ser un proceso estático no
11
Aire Aire
hay consumo de energía mecánica. En biorreactores de columna-bandeja la altura del lecho
influye directamente en la disponibilidad de oxígeno, y es importante resaltar que el
transporte de O2 al lecho del sustrato y del CO2 desde el interior del lecho hasta el exterior
son factores críticos (Doriya & Kumar, 2018). Sin embargo, este tipo de biorreactores
requiere la manipulación a medida que se desarrolla el proceso, lo que es una dificultad a
escala industrial, si se desea automatizar (Ávila et al., 2019).
+ CO2
Figura 1: Esquema un biorreactor de bandeja
Es importante mencionar que el sustrato va colocado bandejas individuales y se apilan, de
modo que el aire sople dentro de la cámara circulando por toda la superficie, la mezcla o
agitación del sustrato es muy poca; ya que, está por lo general es de forma manual (Mitchell
et al., 2019). Además, se utilizan en su mayoría hongos filamentosos, puesto que, al ser un
proceso estático, favorece el crecimiento del micelio. Sin embargo, al haber escasa
agitación, el calor se dispersa de forma heterogénea, y se produce la acumulación del mismo
(Arora et al., 2017), otro punto a considerar es el espesor del sustrato, ya que es un factor
crítico, debiendo ser óptimo para evitar el sobrecalentamiento (producto de la acumulación
de calor catabólico) y se garantice el ambiente aeróbico necesario dependiendo del
microorganismo (Demir & Tari, 2016). Es por ello que los biorreactores de tambor giratorio
son una buena opción, pero un exceso de agitación puede romper las estructuras de las hifas,
y con ello dificultar el crecimiento del hongo (Mahmoodi et al., 2019). Por otra parte, es
importante resaltar que en un biorreactor de bandejas; el tamaño de partícula (Tm) y
humedad relativa (Hr), se relaciona de modo que un valor bajo de Hr y
12
Tm grande podría dificultar la actividad enzimática, o un valor de Hr por encima del
óptimo y Tm bajo, hace que las partículas del sustrato se aglomeren formando agregados
muy densos que limitan la transferencia de oxígeno entre las partículas del sustrato (Demir
& Tari, 2016). El BB presenta desventajas como, dificultad para el control de la temperatura
en un lecho de alto espesor, además de que el flujo de agua no es uniforme, al ser un proceso
estático, ello sumado al uso de mano de obra adicional (Mahmoodi et al., 2019).
El biorreactor de tambor giratorio (BTG) (Fig. 2) es un sistema complejo que involucra un
lecho de sustrato, un espacio de cabeza para la circulación de gas y las paredes del tambor.
La cama del sustrato representa del 10 al 40% de la capacidad volumétrica del biorreactor;
además, los gases de cabeza deben estar en equilibrio con la humedad del sustrato, el mismo
que debe ser homogéneo y su temperatura debe mostrar un equilibrio con la temperatura de
la pared del tambor (Hardin et al., 2000).
En el BTG hay un mejor manejo de la humedad y la temperatura, ello como producto de la
agitación; aunque es importante, considerar que la intensidad de la mezcla va en fusión de
la rigidez del sustrato, así como de la sensibilidad del microorganismo al someterse a las
fuerzas de corte producto de la mezcla (Mahmoodi et al., 2019), ya que en el caso de los
hongos filamentosos las fuerzas de corte afectarían la estructura morfológica de las hifas
(Lopez-Ramirez et al., 2018); además, este tipo de biorreactor demuestra una gran capacidad
de mezcla y enfriamiento, comparado con el biorreactor de bandeja (Doriya & Kumar, 2018).
+ CO2
Figura 2: Esquema de un biorreactor de tambor giratorio
Aire Aire
13
En este tipo de biorreactor la mezcla (agitación) evita que el lecho se compacte; además se
aumenta el área de sustrato expuesta al ingreso de aire en condiciones idóneas según los
requerimientos, los mismos que varían en función del microorganismo y otros factores
mencionados (Arora et al., 2017); por ejemplo, la inyección de aire húmedo podría ayudar
a manejar la temperatura y la humedad del sustrato, además de la tasa de oxígeno necesaria
(Ávila et al., 2019). Este tipo de biorreactor deja una perspectiva interesante para la
producción de compuestos de alto valor a escala industrial, ya que permite tener un mejor
control de parámetros críticos; sin embargo, se necesita realizar más estudios, en función del
microorganismo que se desea usar, a día de hoy, se ha evidenciado que la fermentación en
estado sólido se da mayormente con hongos, y en menor proporción con bacterias.
3.3. Obtención de compuestos bioactivos por FSS.
Los subproductos de frutas procesadas; cáscara, semillas y orujo son fuente de compuestos
bioactivos como: compuestos fenólicos, carotenoides entre otros (Alves Magro & de Castro,
2020; Dulf et al., 2020; Klempová et al., 2020; Lekshmi et al., 2020; Teles et al., 2019;
Torres-León et al., 2019; Vodnar et al., 2017; Yu et al., 2019); sin embargo, la naturaleza
conjugada (asociados a grupos de azúcar, ácido orgánicos, aminas y lípidos) de la mayoría
de las moléculas bioactivas (compuestos fenólicos y carotenoides) reduce la actividad
antioxidante total de todos los compuestos presentes en estos subproductos (Ajila et al., 2011;
Dulf et al., 2020; Gulsunoglu et al., 2020), además mediante las extracciones sólido-liquido,
solo es posible recuperar la fracción libre de los compuestos bioactivos presentes en la matriz
vegetal (Ajila et al., 2007; Dorta, Lobo, & Gonzalez, 2012); por ello muchas, veces se utiliza
hidrólisis alcalina o ácida, pero estos procesos generan la degradación de la estructura de los
compuestos (Ajila et al., 2007) frente a esta situación, surge la necesidad emplear tecnologías
emergentes, para aumentar el rendimiento de extracción, en ello se han empleado técnicas
como extracción con CO2 supercrítico (Awolu & Manohar, 2019; Cornelio-Santiago et al.,
2017; Durante et al., 2017; Garcia-Mendoza et al., 2015), líquidos presurizados (Garcia-
Mendoza et al., 2015), extracción asistida por ultrasonido y microondas (Grigoras et al.,
2013; Ruiz-Montañez et al., 2014; Torres-León et al., 2017), incluso la utilización de pulsos
eléctricos (Lohani & Muthukumarappan, 2016; Medina-Meza & Barbosa-Cánovas, 2015),
siendo técnicas muy prometedoras; sin embargo, es importante recalcar, que el consumo
de energía, sumado al costo de los
14
equipos utilizados y el valor del compuesto a extraer, son factores decisivos para elegir un
método de extracción (Devi et al., 2020).
Algunas de las técnicas antes mencionadas se encuentran limitadas, cuando se trata de
proyectar hacia una escala industrial; además resultan muy costosas si se desea emplear en
países relativamente pobres, donde se reportan las tasas más altas en generación de
subproductos de frutas. (Torres-León et al., 2019); frente a ello, la fermentación en estado
sólido es una técnica eficiente y rentable, debido a que las enzimas secretadas por los
microorganismos (generalmente hongos) generan hidrolisis de las estructuras
lignocelulósicas donde están ligados los compuestos bioactivos, dejándolos libres para
fácilmente ser solubilizados por los solventes en un extracción sólido-líquido (Teles et al.,
2019); además, que sumado al uso de subproductos agroindustriales como sustrato, se torna
mucho más rentable la FSS (Ajila et al., 2011; Doriya & Kumar, 2018; Feitosa et al., 2020;
Sepúlveda et al., 2018; Torres-León et al., 2019), se resalta que frente a la fermentación
sumergida, mediante el uso de FSS se obtienen productos en altas concentraciones (Teles et
al., 2019). La extracción asistida con enzimas también es una técnica muy empleada, ello
con el fin de romper la naturaleza ligada (unida a la matriz de la pared vegetal) de los
compuestos bioactivos, sin embargo el uso de este método viene sujeto a limitaciones
producto de la inestabilidad del proceso; además, de los costos asociados (Torres-León et al.,
2019); pero también, se estudió el uso de subproductos agroindustriales como sustrato en la
FSS para producir enzimas de alto valor, y con ello reducir el alto costo que suelen
representar (Ajila et al., 2011; Doriya & Kumar, 2018; Feitosa et al., 2020; Munishamanna
et al., 2017; Teles et al., 2019; Verotta et al., 2018).
3.3.1. Obtención de compuestos bioactivos de subproductos de uva por FSS
Es evidente que los subproductos de uva son fuente de compuestos biológicamente activos,
a raíz de ello la recuperación de los mismos por técnicas eficientes y rentables, resulta una
necesidad. Estudios se centran en la utilización de la fermentación en estado sólido como
técnica para liberar los compuestos fenólicos presente en la matriz vegetal (Dulf et al., 2020;
Teles et al., 2019; Torres-León et al., 2019; Zambrano et al., 2018), Zambrano et al. (2018)
usando Rhizomucor miehei NRRL 5282, obtuvieron un contenido de polifenoles totales de
1956 mg GAE (equivalente de ácido gálico)/100 g de materia seca (dm), extraídos de
subproductos liofilizados de uva negra, a los 7 días de fermentación a 37ºC,
15
resultados que son significativamente mayores en un 30% con los demostrados por Pertuzatti
et al. (2020) en orujo de uva no fermentado.
El contenido de fenólicos del subproducto fermentado contiene flavonoles, estilbenos y
proantocianidina además de ácido gálico, epicatequina y catequina. La B-glucosidasa es la
enzima secretada por Rhizomucor miehei NRRL 5282 y su actividad se encuentra
estrechamente relacionada con el contenido de polifenoles obtenidos en el extracto
(Zambrano et al., 2018). También a través de esta técnica se puede enriquecer los
subproductos, con 378.85 mg de ácido γ-linolénico/100g dm, al fermentarse con Umbelopsis
isabellina , y con 60.15 mg y 55.75 mg/100g dm, de luteína y β-caroteno, respectivamente;
al fermentar el orujo de uva con Actinomucor elegans, todo ello sin adicionar nutrientes al
orujo de uva; sin embargo, estos resultados se obtienen cuando se ha reducido notablemente
la fuente de nitrógeno del sustrato; además, resaltan que la producción de estos compuestos
sigue en crecimiento hasta el último día de fermentación (Dulf et al., 2020).
Además, Teles et al. (2019), obtuvieron 910.56 mg de fenólicos totales/100 g de muestra
seca y 5.76 mg de proantocinidinas/ 100 g de dm, utilizando como sustrato salvado de trigo
y orujo de uva (1:1), en la FSS con Aspergillus niger 3T5B8, para la producción de enzimas
hidrolíticas (Xilaxa, β-glucosidasa, poligalacturonasa y tanasa), a 37 ºC con 60% de
humedad, y usaron las enzimas hidrolíticas obtenidas para la liberación de los compuestos
fenólicos presentes en el orujo de uva; además, resaltan que el alto contenido de lignina
presente en el orujo de uva es un factor limitante en el crecimiento del microorganismo.
En este contexto el orujo de uva presenta un gran potencial para la obtención de compuestos
bioactivos, principalmente fenólicos, mediante FSS, sin embargo parámetros como la
temperatura, el contenido de humedad son decisivos; además, la presencia de lignina
dificulta el crecimiento del microorganismo; la mayoría de las investigaciones utilizan una
concentración de esporas del 106 a 108/ml, y los resultados favorables se obtienen pasados
las 96 horas de fermentación en algunos casos (Dulf et al., 2020; Teles et al., 2019; Zambrano
et al., 2018). Sin embargo, los investigadores no resaltan la utilización de reguladores en la
fermentación para canalizar la liberación o producción del metabolito de interés.
16
3.3.2. Obtención de compuestos bioactivos de subproductos de manzana por FSS
Los subproductos de manzana presentan en su composición moléculas bioactivas,
principalmente compuestos fenólicos los que son ampliamente estudiados (Grigoras et al.,
2013); sin embargo, los métodos de extracción son diversos, en este sentido la FSS presenta
un nuevo enfoque para mejorar el rendimiento de extracción.
Al emplear la FSS para fermentar la cáscara de manzana con 4 sepas Aspergillus spp. (A.
aculeatus ZGM6, A. japonicus ZGM4, A. niger ZDM2 y A. tubingensis ZDM1), obtuvieron
un rendimiento máximo de 1440 mg de polifenoles/100 g dm, y 382 mg de flavonides/100
g dm, con Aspergillus niger ZMD2, a 30ºC durante 7 días, además la actividad antioxidante
se incrementó 3 veces en comparación a los fenólicos obtenidos de la cáscara sin fermentar
(Gulsunoglu et al., 2020).
Por otra parte, (Ajila et al., 2011) obtuvieron un rendimiento ligeramente mayor de contenido
de fenólicos totales (16.12 mg GAE/g dm), al fermentar el orujo de manzana con
Phanerocheate chrysosporium.a 37 ºC durante 14 días, este resultado fue 3 veces mayor al
encontrado en muestras no fermentadas. Sin embargo, este estudio no evidencia la formación
de otros metabolitos como isómeros de taxifolina, eridictyol y catequina, compuestos que se
encuentran al fermentar la cáscara de manzana con Aspergillus spp.(A. aculeatus ZGM6, A.
japonices ZGM4, A. niger ZDM2 y A. tubingensis ZDM1, respectivamente) (Gulsunoglu et
al., 2020), esto puede deberse a la utilización de cepas microbianas diferentes y condiciones
de fermentación distintas, sumado al método de extracción post fermentación empleado para
la recuperación de los polifenoles presentes en la muestra fermentada (Ajila et al., 2011).
Además, Ajila et al. (2011), demostraron que el método asistido por microondas es el mejor
método para extraer los compuesto fenólicos, esto al compararlo con la extracción asistida
por ultrasonido, y evaluar el efecto determinante que tiene el uso del solvente, la temperatura
y tiempo sobre la eficiencia de los métodos mencionados. El orujo de manzana, también
sirve como sustrato para la producción de inulinasa, lo demuestran Singh et al. (2020),
manteniendo un contenido humedad 83.5%, pH 6.4, a 30 ºC a los 5.8 días de la FSS usando
Mucor circinelloides, obtuvo una producción de 411.3 UI/gds.
17
Sin lugar a duda esto deja evidencia del potencial de los subproductos de manzana; sin
embargo, dependiendo de la cepa y del producto a obtener es necesario utilizar medios
minerales para garantizar el crecimiento eficiente del microorganismo (Gulsunoglu et al.,
2020). Sin embargo, ello puede contrarrestarse con la combinación parcial con otros
subproductos, procurando la viabilidad económica del proceso. Además, se resalta que los
autores utilizan una concentración del inóculo de 107/mL, y pH 4.5 a 7; esto dependiendo
del microorganismo (Ajila et al., 2011; Gulsunoglu et al., 2020; Singh et al., 2020) .
3.3.3. Obtención de compuestos bioactivos de subproductos de granada por FSS
Los subproductos de granada tienen un alto contenido de polifenoles, y demuestran una alta
actividad antioxidante (de la Cruz et al., 2015; Durante et al., 2017; Natalello et al., 2020;
Robledo et al., 2008; Sepúlveda et al., 2012; Sepúlveda et al., 2018; Sun et al., 2017). Al
fermentar la cáscara de granada con Aspergillus niger GH1 a 30 ºC, durante 18 horas a un
pH de 6.0, utilizando un medio mineral y espuma de poliuretano como soporte en el
biorreactor, obtuvieron 47 mg de polifenoles/g de dm; además, ácido elágico, punicalagina
y punicalina, son los compuestos identificados, siendo el ácido elágico el más abundante en
el extracto, el cual fue separado y purificado por cromatografía de exclusión por tamaño
(Sepúlveda et al., 2018), en otro estudio obtuvieron 6.3 y 4.6 mg de ácido elágico/g de dm,
usando Aspergillus niger GH1 y Aspergillus niger PHS respectivamente, en biorreactores de
columna usando medio mineral (Robledo et al., 2008). Sin embargo, estos rendimientos son
inferiores, frente a un incremento de 8.48 a 132.63 mg de ácido elágico/g de dm, en
condiciones óptimas; esto puede deberse a que los parámetros influyentes en FSS son la
temperatura, la humedad, la concentración de MgSO4 y KCI, la variedad del fruto y el
método utilizado para la recuperación de los compuestos bioactivos después de la FSS
(Sepúlveda et al., 2012).
Además, empleando una solución de elagitaninos como fuente de carbono para la producción
de elagitanasa por Aspergillus niger (PSH, GH1, HT4 y HC2), obtuvieron 938,8 U de
enzima de elagitanasa/gE (gramos de elagitaninos), con Aspergillus niger PSH, esto cuando
la concentración es de 7,5 g de elagitaninos/L 3,04 g de KCl/L y 0,76 g de MgSO4/L,
parámetros que influyen directamente en el rendimiento del bioproceso (de la Cruz et al.,
2015). En este contexto, la cáscara de granada es sustrato interesante para la producción de
ácido de elágico, ya que presenta un alto contenido de elagitaninos, el
18
mismo que es metabolizado por la elagitanasa producida por Aspergillus niger (de la Cruz
et al., 2015; Sepúlveda et al., 2012; Sepúlveda et al., 2018). Aunque, podría combinarse los
subproductos de granada con bagazo de caña o subproductos de maíz que han demostrado
alta actividad de elagitanasa por FSS, con ello mejoraría el rendimiento de producción
(Buenrostro-Figueroa, Ascacio-Valdés, et al., 2014).
Sin embargo, usando como biocatalizador a la enzima elagitanasa unida a partículas de
poliuretano, en un reactor continuo de lecho compacto, para hidrolizar elagitaninos de
subproductos de granada, obtuvieron 1.09g de ácido elágico/L, a los 70 minutos, cuando el
caudal de alimentación es de 0.27 mL/min, de la solución de elagitaninos (0.1 %, p/v),
utilizando la elagitanasa producida por FSS, rendimiento que fue significativamente alto
(Buenrostro-Figueroa, Huerta-Ochoa, et al., 2014). Esto deja en evidencia que los
subproductos de granada son buenos sustrato para la producción de metabolitos que tienen
un alto interés comercial como el ácido elágico (Robledo et al., 2008).
3.3.4. Obtención de compuestos bioactivos de subproductos de mango por FSS.
Los subproductos de mango, cáscaras y semillas, presentan en su composición compuestos
como carotenoides, compuestos fenólicos entre otros; estas moléculas biológicamente
activas le confieren un gran potencial a estos subproductos, por ello muchos estudios se
enfocan en la recuperación de los mismos (Abdel-Aty et al., 2018; Awolu & Manohar, 2019;
Dorta et al., 2013; Jawad et al., 2013; Mercado-Mercado et al., 2018; Ruiz- Montañez et al.,
2014; Torres-León et al., 2019; Torres-León et al., 2017; Torres-León et al., 2018). Frente a
las técnicas convencionales de extracción, la fermentación se presenta como una técnica
atractiva para aumentar el contenido de compuestos recuperables en el extracto; en este
sentido, la semilla de mango al fermentarse con Aspergilus niger GH1, ello con la finalidad
de solubilizar la fracción ligada de compuestos fenólicos, se obtuvo de 948 a 3288 mg
GAE/100g dm, al transcurrir un tiempo de 20 h, usando etanol para la extracción post
fermentación (Torres-León et al., 2019). Valores que son superiores a los reportados por
Abdel-Razik et al. (2012) usando metanol como solvente en la extracción sólido-líquido
(tipo de extracción convencional). Sin embargo, estos valores pueden ser mejores si se
optimiza el proceso de FSS; ya que, está demostrado, que la temperatura, humedad, fuente
de carbono y nitrógeno, sumado la concentración de lignina presente en la matriz, son
factores que determinan la eficiencia del bioproceso (Torres-León et al., 2019)
19
seguido de la extracción post fermentación, y en esta etapa influyen mucho, la relación
matriz y solvente, el tiempo de interacción, los ciclos y la temperatura de extracción (Dorta
et al., 2013). Además, se resalta que utilizando la técnica de la FSS obtuvieron un contenido
de polifenoles de hasta un 500% más, comparado cuando se realiza la extracción sin utilizar
como pre-tratamiento a la FSS (Alves Magro & de Castro, 2020; Torres-León et al., 2019).
De la cáscara de mango se extrajeron de 55 a 110 mg de polifenoles/mg dm, y 365 a 3945
ug de carotenoides/g de dm, mediante el uso de técnicas convencionales (Ajila et al., 2007),
aún no se ha explorado el uso de la cáscara de mango como sustrato para FSS con el objetivo
de recuperar compuestos bioactivos; sin embargo, frente a la incógnita de que la presencia
de concentraciones considerables de lignina limitaría el crecimiento de los microorganismos
en este medio (Teles et al., 2019); demostraron que, al fermentar la cáscara de mango con
Lactobacillus plantarum (bacteria ácido láctica) y Saccharomyces boulardii (levadura) se
observa una mejora significativa en la concentración de proteína, grasas y minerales como:
K, Ca, Mn, Mn y Fe; presentes en la cáscara de mango, esto permite inferir que tal cambio
se debe al consumo de los carbohidratos como fuente de carbono de este subproducto
(Munishamanna et al., 2017).
Además, existen microorganismos productores de carotenoides por FSS, como Rhodotorula
glutinis YB-252, que permite obtener una acumulación de 125 ppm de β- caroteno y 340 mg
de licopeno/L, utilizando imidazol como regulador, para evitar la síntesis de β-caroteno a
partir del licopeno por acción de las enzimas ciclasas (Hernández- Almanza et al., 2014), en
este contexto evaluar el uso de la cáscara de mango, que es una fuente rica en
macronutrientes, y compuestos biológicamente activos, carotenoides y polifenoles; como
sustrato viable para el crecimiento de microorganismos como ya antes mencionado, sería
interesante su estudio, a la fecha la literatura científica evidencia la ausencia de este tipo de
estudios.
20
IV. CONCLUSIONES
Esta revisión analiza la composición de los residuos agroindustriales de frutas procesadas
como: uva, manzana, granada y mango; la técnica de la fermentación en estado sólido, en
términos de los factores más determinantes dentro de este bioproceso como: la humedad
relativa, humedad del sustrato, temperatura, pH y; dentro de los biorreactores es fundamental
controlar el transporte del calor metabólico y la agitación del sustrato en el caso se requiera.
Se ha utilizado la FSS, principalmente para la liberación de los compuestos fenólicos ligados,
incrementándose el rendimiento de extracción, y con ello de
3 a 5 veces la actividad antioxidante, al compararse con la pulpa del fruto o los subproductos
no fermentados.
Muchas investigaciones se han centrado en el uso de los subproductos de uva, manzana y
granada como sustrato en la FSS, pero se realizaron pocos trabajos en subproductos de
mango. Además, hay pocos estudios que informan en relación al uso de la FSS, para
enriquecer éstos residuos agroindustriales con carotenoides, o con el objetivo de liberar
compuestos bioactivos (compuestos fenólicos y carotenoides) presentes en la matriz vegetal,
principalmente en cáscara y semilla de mango. La composición de macronutrientes juega
un papel importante, como fuente de carbono y nitrógeno; además de las concentraciones
de lignina presentes en los subproductos de estas frutas, que pueden limitar el crecimiento
de los microorganismos. Otros compuestos, como reguladores (ejemplo: imidazol) dentro de
la FSS, puede canalizar la obtención de la molécula biológica de interés.
Los subproductos de estas frutas, y las combinaciones con otros residuos agroindustriales
dentro la FSS, además, del uso de la cáscara y semilla de mango para el crecimiento de
microorganismos productores de carotenoides, y a su vez, se liberen compuestos bioactivos
presentes de gran interés, aperturando un abanico de posibilidades y una línea de
investigación prometedora.
21
V. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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