tesis hematologia

UNIVERSIDAD AUSTRAL DE CHILE

FACULTAD DE CIENCIAS VETERINARIAS

INSTITUTO DE CIENCIAS CLÍNICAS VETERINARIAS

VALORES BIOQUÍMICOS SANGUÍNEOS DE UNA POBLACIÓN DE PUDÚES (Pudu puda, Molina) EN SEMICAUTIVERIO, VALDIVIA, CHILE

Memoria de Título presentada como parte de los requisitos para optar al TÍTULO DE MÉDICO VETERINARIO.

RODRIGO JAVIER JIMÉNEZ MANCILLA

VALDIVIA – CHILE

2010

PROFESOR PATROCINANTE Mirela Noro; MV, Dr.Cs.Vet. Nombre

Firma

PROFESOR COPATROCIANTE Oscar Aleuy Y; MV. Nombre Firma

PROFESORES CALIFICADORES Gabriel Morán R; MV, Mg.Sci., Dr.Cs.Vet. Nombre Firma Ricardo Chihuailaf V; MV, Mg.Sci., Dr.Cs.Vet. Nombre Firma

FECHA DE APROBACIÓN 28 de Mayo de 2010

“La inteligencia consiste no sólo en el conocimiento, sino también en la destreza de aplicar los conocimientos en la práctica"

Aristóteles

ÍNDICE

Capítulo Página

1. RESUMEN ........................................................................................................................................... 1

2. SUMMARY ........................................................................................................................................... 2

3. INTRODUCCIÓN ............................................................................................................................. 3

4. MATERIAL Y MÉTODOS............................................................................................................... 7

5. RESULTADOS .................................................................................................................................. 10

6. DISCUSIÓN ....................................................................................................................................... 15

7. BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................................................... 24

8. ANEXOS ............................................................................................................................................ 28

9. AGRADECIMIENTOS ................................................................................................................... 44

1

1. RESUMEN

El pudú (Pudu puda, Molina) considerado uno de los ciervos más pequeños del mundo, habita en la zona centro-sur de Chile y áreas adyacentes en Argentina. Por modificación y destrucción sobre su hábitat, el pudú ha ido disminuyendo su población drásticamente, siendo considerado vulnerable por el Libro Rojo de la UICN y de los Vertebrados Terrestres de Chile, y protegido en Chile bajo la ley N°19.473 prohibiendo su caza o captura y regulando su posesión.

Aumentar el conocimiento sobre esta especie permitiría mejorar su estado de

conservación, superar los problemas que afectan su sobrevivencia y así lograr una efectiva protección. Este trabajo tiene como objeto describir las concentraciones plasmáticas de diferentes variables bioquímicas de importancia diagnóstica, y a su vez aportar a la creación de un banco de datos que contribuya al conocimiento de esta especie.

En este estudio se utilizaron 29 pudúes (Pudu puda, Molina) sin distinción de sexo (21

hembras y 8 machos) y edad (24 adultos y 5 jóvenes) en animales en semicautiverio de la provincia de Valdivia, Región de los Ríos. De cada animal, previamente anestesiado (Xilacina® y Zoletil®), se obtuvo una muestra de sangre con heparina para determinar las concentraciones plasmáticas de proteínas totales, albúminas, globulinas, urea, creatinina, colesterol, triacilgliceroles, glucosa, bilirrubina, lactato, magnesio (Mg), fósforo (P), calcio (Ca), sodio (Na), potasio (K) y cloro (Cl); y las actividades plasmáticas de amilasa, lipasa, aspartato aminotransferasa (AST), alanino aminotransferasa (ALT), gamma glutamil transpeptidasa (GGT), fosfatasa alcalina (SAP), creatina quinasa (CK ) y glutatión peroxidasa (GPx).

La concentración plasmática promedio de proteína total fue de 78,1 ± 12,7 g/L, la de

albúminas de 32 ± 4,2 g/L y de globulinas de 46,2 ± 11,9 g/L. Las concentraciones plasmáticas de urea y creatinina fueron de 9,3 ± 3,2 mmol/L y de 111± 23,9 µmol/L respectivamente. Las concentraciones obtenidas en plasma para triacilgliceroles fue de 0,5 ± 0,2 mmol/L, de colesterol 1,7 ± 0,5 mmol/L y de glucosa 10,3 ± 3,8 mmol/L. La actividad plasmática de amilasa fue de 506 ± 242,1 U/L y de lipasa 23,3 ± 23,0 U/L. Se obtuvo una bilirrubinemia de 33,9 ± 19,9 µmol/L, actividad plasmática de AST 151 ± 43,3 U/L, de ALT 75,2 ± 21,6 U/L, de GGT 67,8 ± 36,4 U/L y de SAP 332 ± 297,6 U/L. Concentraciones plasmáticas para lactato y actividad sanguínea de CK de 6,5 ± 0,4 mmol/L y de 386,3 ± 322 U/L respectivamente. Las concentraciones sanguíneas para Mg fue de 1,1 ± 0,1 mmol/L, de Pi de 2,6 ± 0,7 mmol/L, de Ca de 2,3 ± 0,3 mmol/L, de Na de 150 ± 5,9 mmol/L, de K de 4,0 ± 0,6 mmol/L, de Cl de 120 ± 23,5 mmol/L y la actividad sanguínea de GPx de 330,6 ± 84,5 U/g Hb.

Las concentraciones y actividades plasmáticas obtenidas en este estudio, en su mayoría,

son similares a los descritos anteriormente en pudúes mantenidos en cautiverio. Palabras claves: Pudú, Pudu puda, bioquímica sanguínea.

2

2. SUMMARY BLOOD CHEMISTRY VALUES OF PUDU (Pudu puda, Molina) IN A POPULATION

IN SEMI-CAPTIVITY, VALDIVIA, CHILE.

The pudus (Pudu puda, Molina) considered one of the world's smallest deer lives in the central-southern Chile and adjacent areas in Argentina. Degradation and destruction of habitat, among other factors, its population has decreased drastically, being considered vulnerable by the Red Book of IUCN and the Red Book of Chilean Terrestrial Vertebrates and protected in Chile prohibiting the possession, capture and hunting.

Increased knowledge of this species, would help to adjust the conservation status to a nigh

level overcoming the problems affecting their survival and thus achieve effective protection. The aim this work is to describe the importance of the plasma concentrations of biochemical variables, and at the same time to help develop a database.

For this 29 pudus were used of different ages, 21 females and 8 males maintained under

semi-captivity in province of Valdivia, Chile. Each animal was anesthetized (Xylacin® and Zoletil®) to obtain a blood sample that was collected into heparin to determine plasma concentrations of total protein, albumin, urea, creatinine, cholesterol, triacylglycerols, glucose, bilirubin, lactate, magnesium, phosphorus, calcium, sodium, potassium and chloride. Also the plasma activity of amylase, lipase, aspartate aminotransferase (AST), alanine aminotransferase (ALT), gamma glutamyl transpeptidase (GGT), alkaline phosphatase (SAP), creatine kinase (CK) and glutathione peroxidase (GPx).

The values obtained for total protein were 78.1 ± 12.7 g/L, albumin 32 ± 4.2 g/L and

globulin of 46.2 ± 11.9 g/L. For blood concentrations for urea and creatinine of 9.3 ± 3.2 mmol/L and 111 ± 23.9 mmol/L respectively. Values for triacylglycerols 0.5 ± 0.2 mmol/L, cholesterol 1.7 ± 0.5 mmol/L and glucose 10.3 ± 3.8 mmol/L. Plasma activity of amylase 506 ± 242.1 U/L and lipase 23.3 ± 23.0 U/L. Bilirubinemia was obtained from 33.9 ± 19.9 mmol/L, AST enzyme activity 151 ± 43.3 U/L, ALT 75.2 ± 21.6 U/L, GGT 67.8 ± 36.4 U/L and SAP 332 ± 297.6 U/L. Plasma lactate and CK to 6.5 ± 0.4 mmol/L and 386.3 ± 322 U/L respectively. The concentrations of minerals for Mg was 1.1 ± 0.1 mmol/L, P 2.6 ± 0.7 mmol/L, Ca 2.3 ± 0.3 mmol/L, Na 150 ± 5.9 mmol/L, K 4.0 ± 0.6 mmol/L, Cl 120 ± 23.5 mmol/L and GPx activity 330.6 ± 84.5 U/g Hb.

The plasma concentrations and activities obtained in this study, most are similar to those described above in pudúes held in captivity. Key words: Blood chemistry, pudu, Pudu puda.

3

3. INTRODUCCIÓN En Chile habitan 3 especies autóctonas de cérvidos: el huemul (Hippocamelus bisulcus), la taruca (Hippocamelus antisentis) y el pudú (Pudu puda). (Glade 1985).

El pudú (Pudu puda), descrito por primera vez por Molina en 1782, taxonómicamente pertenece a:

Clase : Mammalia Orden : Artiodactyla Suborden : Ruminantia Familia : Cervidae Género : Pudú Especie : Pudu puda

Al género pudú pertenecen sólo 2 especies: Pudu mephistophiles (Winton, 1896) o pudú del norte, típico de Colombia, Ecuador y Perú; y el pudú del sur o Pudu puda, habitante de los bosques, tanto en Chile y áreas adyacentes en Argentina. En nuestro país su distribución geográfica abarca desde la Región del Maule hasta la de Magallanes, con predominio en las regiones del Bío-Bío, de la Araucanía, de los Ríos y de los Lagos (Hershkovitz 1982, Glade 1985). El nombre “pudú" deriva de la denominación dada por los mapuches, que significa "venado" (CEAL 1983).

Por sus características morfológicas, el pudú es considerado uno de los ciervos más pequeños del mundo (Glade 1985). Su tamaño adulto varía alrededor de los 40 cm, con una longitud de 70 a 90 cm y su peso se aproxima a los 10 kg, siendo las hembras más pequeñas (Hershkovitz 1982, Reyes y col 1988, González y col 2000). El pelaje es de coloración café a café rojizo, denso y firme, con pelos cortos y duros (Hershkovitz 1982). Los machos, a diferencia de las hembras, poseen astas simples, que aparecen a los 12 meses de edad, renovándose cada año en invierno (julio y agosto) (Reyes y col 1988).

Sexualmente, machos y hembras, maduran entre los 15 a 18 meses de edad. El ciclo

reproductivo se realiza entre marzo y abril, con una gestación promedio de 203 días, generando partos desde octubre a diciembre. Cada hembra, generalmente, posee una sola cría con un peso que varía entre los 700 a 1100 g (Reyes y col 1988).

4

Figura 1. Ejemplar de pudú adulto (Pudu puda) (Hershkovitz 1982). El hábitat del pudú comprende condiciones similares a la selva valdiviana, con zonas de ríos y bosques, que le sirven para refugio y alimentación. La vegetación existente en estas zonas esta dada principalmente por helechos (Lomatia ferruginea), coigües (Nothofagus dombeyi), raulíes (Nothofagus alpina) y robles (Nothofagus obliqua). La dieta se basa en hojas de árboles, arbustos, enredaderas, ramas, semillas y frutos (CEAL 1983). Entre estas plantas encontramos el maqui (Aristotelia chilensis), avellano (Gevuina avellana) y la quila (Chasquea quila). Animales mantenidos en cautiverio son alimentados con pasto, cereales, frutas y verduras (Reyes y col 1988).

El número y distribución de pudúes ha ido disminuyendo por modificación y destrucción

de su hábitat como consecuencia de la tala o quema de los bosques nativos, introducción del ganado doméstico con la transmisión de sus enfermedades y por la persecución sometida por parte de cazadores y perros, y los atropellos de automóviles (Hershkovitz 1982, Glade 1985, Silva y col 2009). A esto se puede sumar sus depredadores naturales como la guigna (Oncifelis guigna), el puma (Puma concolor) y zorros nativos como el culpeo (Lycalopex culpaeus) y el gris o chilla (Lycalopex griceus) (Hershkovitz 1982). Debido a esto el pudú es considerado especie vulnerable por el Libro Rojo de la U.I.C.N. (Unión Internacional para la Conservación de la Naturaleza y los Recursos Naturales) y por el Libro Rojo de los Vertebrados Terrestres de Chile en 1987 de la Corporación Nacional Forestal (CONAF 1988). A partir de esto mediante la ley N° 19.473 publicada en 1996 y su reglamento D.S. N° 5 de 1998 (Chile 1996, Chile 1998), Chile ha prohibido en todo el territorio nacional su caza o captura, sin embargo, previa autorización del Servicio Agrícola y Ganadero (SAG), podrán ser utilizados para fines de investigación o para centros de reproducción o criaderos.

5

Figura 2. Ubicación del pudú (Pudu puda) en Sudamérica. Los puntos oscuros indican las zonas del hábitat del pudú (Hershkovitz 1982). Los estudios de esta especie se han centrado en su anatomía, etología, parasitología, endocrinología y reproducción. Estudios sobre hematología y bioquímica sanguínea fueron realizados por Vásquez el año 1993 en animales en cautiverio en la zona central del país (Región Metropolitana). Bastías en el año 2000 y Zárate en el año 2002, realizaron estudios bioquímicos sanguíneos y hematológicos respectivamente, con animales en cautiverio de la zona centro sur.

La necesidad de realizar estudios, como concluyó la comisión de mamíferos en 1988 y se dejó por escrito en el Libro Rojo de los Vertebrados Terrestres de Chile, nos impulsan a establecer herramientas para diagnosticar enfermedades, evaluar el estado de salud, orientar el pronóstico y controlar la respuesta a un tratamiento. Permitirían elaborar programas de salud similares a los existentes en otras especies, ayudar a la preservación de la especie y salir del estado de vulnerabilidad en que se encuentra. Recopilar la mayor información posible sobre el pudú, ya sea en vida silvestre como en cautiverio, permiten mejorar su estado de conservación, superar los problemas que afectan su sobrevivencia y lograr una efectiva protección.

6

El estudio de la sangre abarca la hematología, estudio de elementos figurados de la sangre, y la bioquímica clínica, que estudia la composición de diversos tejidos en especial del plasma sanguíneo. Es una herramienta para orientar el diagnóstico, pronóstico y conocimiento de la patogenia de enfermedades. Son de interés aquellos que su determinación sea simple, segura y que los valores obtenidos puedan ser interpretados de acuerdo a conocimientos científicos sobre los motivos que pueden producir su aumento o disminución (Wittwer y Böhmwald 1983). Relatos de análisis bioquímicos efectuados en ejemplares de pudúes fueron realizados en animales en cautiverio. Vázquez en el año 1993 en 10 animales y Montes y col en el año 2004 en 17 animales, realizaron estudios en la zona central del país (Región Metropolitana), analizando, junto con algunas variables hematológicas, las concentraciones plasmáticas de proteínas totales, globulinas, albumina, fibrinógeno, urea y glucosa, y la actividad plasmática de creatina quinasa (CK), aspartato aminotransferasa (AST) y gamma glutamil transpeptidasa (GGT). Bastías en el año 2000, realizó el estudio con 32 animales en cautiverio, abarcando criaderos de la Región Metropolitana, San Fernando, Temuco y Santiago; realizando el análisis de las concentraciones plasmáticas de proteínas, albúminas, globulinas, creatinina, y actividad plasmática de AST, alanino aminotransferasa (ALT), GGT, CK y fosfatasa alcalina (SAP). HIPÓTESIS

Los valores de los constituyentes bioquímicos sanguíneos de pudúes en semicautiverio se enmarcan dentro del rango descrito para pudúes y en otros cérvidos mantenidos en cautiverio, semicautiverio y en libertad. OBJETIVOS DEL TRABAJO

• Describir las concentraciones sanguíneas de metabolitos indicadores de balance energético, proteico y mineral en pudúes mantenidos en sistema de semicautiverio.

• Describir la actividad plasmática de las enzimas indicadoras de daño muscular, alteración hepática y pancreática en pudúes mantenidos en sistema de semicautiverio.

7

4. MATERIAL Y MÉTODOS

4.1. Material biológico

Se utilizaron 29 pudúes (Pudu puda), sin distinción de sexo (21 hembras y 8 machos), edad (24 adultos y 5 jóvenes) o peso, mantenidos en semicautiverio en la provincia de Valdivia, Región de los Ríos (39° 43' S, 73° 01' O). Los animales fueron aquellos albergados en el predio Cayumapu y en el Centro de Rehabilitación de Fauna Silvestre (CEREFAS) de la Universidad Austral de Chile. El manejo de los animales se realizó de acuerdo a la autorización del Servicio Agrícola y Ganadero (SAG), resolución Nº 248 (Anexo 1).

4.2. Obtención y procesamiento de las muestras de sangre Para la captura se utilizó un chinguillo. Antes de obtener las muestras de sangre, los

individuos fueron anestesiados utilizando una asociación de tiletamina más zolacepam (Zoletil®, Laboratorio VIRBAC) a una dosis de 6 mg por kg y Xilacina® (Laboratorio Agroland) a una dosis de 0,6 mg por kg. Posteriormente, se les realizó un examen clínico para descartar algún cuadro patológico evidente. Se obtuvo una muestra de sangre mediante venopunción de la vena safena lateral, la cual una vez obtenida, fue depositada de 1 a 2 ml en tubos con heparina. Al mismo tiempo se rotularon las muestras con un número de identificación y sexo del animal. Obtenidas las muestras, las mismas fueron trasladadas al Laboratorio de Patología Clínica de la Universidad Austral de Chile. En el laboratorio una parte de las muestras de sangre fueron centrifugadas a 804 g por minuto, por 10 minutos. Obtenido los plasmas, estos fueron alicotados en microtubos y congelados a -20 °C hasta su análisis. La otra parte de las muestras sin procesar fueron preparadas para realizar un hemolizado, conservándolo a -20 °C, para posteriormente realizar el análisis de la actividad sanguínea de GPx.

4.3. Análisis de laboratorio

Los análisis se realizaron con las técnicas, instrumentos y reactivos (Anexo 3) del Laboratorio de Patología Clínica de la Universidad Austral de Chile. Las variables analizadas fueron las siguientes:

Proteínas totales: método de Biuret, fotocolorimétrico, filtro de 550 nm, en un autoanalizador Metrolab 2300, Wiener Lab.

8

Albúminas: método de BCG (verde de bromocresol), prueba fotocolorimétrica, filtro de 550 nm, en un autoanalizador Metrolab 2300, Wiener Lab.

Globulinas: por medio de la diferencia obtenida entre proteínas totales y albúminas. Bilirrubina: método de DCA (dicloroanilina), prueba fotocolorimétrico, filtro de 550 nm, en un autoanalizador Metrolab 2300, Wiener Lab. Urea: método GLDH (glutamato deshidrogenasa) enzimático, colorimétrico y UV. Filtro de 340 nm, en un autoanalizador Metrolab 2300, Wiener Lab. Triacilgliceroles: método GPO-PAP, enzimático, colorimétrico, filtro 500 nm, en un autoanalizador Metrolab 2300, Wiener Lab. Colesterol: método CHOD-PAP, enzimático, colorimétrico, filtro 546 nm, en un autoanalizador Metrolab 2300, Wiener Lab.

Creatinina: método Jaffé, cinético, colorimétrico, filtro de 500 nm, en un autoanalizador

Metrolab 2300, Wiener Lab. Lactato: método LOD (Lactato oxidasa), enzimático, colorimétrico, filtro 500 nm, en un autoanalizador Metrolab 2300, Wiener Lab. Glucosa: método enzimático GOD-PAP (glucosa oxidasa y peroxidasa), enzimático, colorimétrico, filtro de 500 nm, en un autoanalizador Metrolab 2300, Wiener Lab. Magnesio: método de espectrofotometría de absorción atómica utilizando espectrofotómetro de absorción atómica Thermo, Solaar de 285,2 nm. Fósforo: método molibdato, fotométrico, UV, filtro de 340 nm, en un autoanalizador Metrolab 2300, Wiener Lab. Calcio: método de espectrofotometría de absorción atómica utilizando un espectrofotómetro de absorción atómica Thermo, Solaar de 285,2 nm. Sodio: método de fotometría de llama, con un equipo Thermo, Solaar de 589 nm. Potasio: método de fotometría de llama, con un equipo Thermo, Solaar de 766,5 nm. Cloruros: método TPTZ (2,4, 6 - tripyridyl –triazine), fotocolorimétrico, filtro 600 nm, en un autoanalizador Metrolab 2300, Wiener Lab. Aspartato Aminotransferasa (AST, EC 2.6.1.1.): método cinético según IFCC (International Federation Clinical Chemistry), UV, filtro de 340 nm, en un autoanalizador Metrolab 2300, Wiener Lab.

9

Alanino Aminotransferasa (ALT, EC 2.6.1.2.): método cinético IFCC (International Federation Clinical Chemistry), UV, filtro de 340 nm, en un autoanalizador Metrolab 2300, Wiener Lab. Gamma Glutamil Transpeptidasa (GGT, EC 2.3.2.2.): método cinético estándar de la IFCC (International Federation Clinical Chemistry), colorimetrico, filtro de 405 nm, en un autoanalizador Metrolab 2300, Wiener Lab. Fosfatasa Alcalina (SAP, EC 3.1.3.1.): método cinético estándar de la DGKC (Deutsche Gesellschaft fur Klinische Chemie), colorimetrico, filtro de 405 nm, en un autoanalizador Metrolab 2300, Wiener Lab. Amilasa (EC 3.2.1.1): método cinético, CNPG3, colorimétrico, filtro 405 nm, en un autoanalizador Metrolab 2300, Wiener Lab. Lipasa (EC 3.1.1.3): método cinético según Neumann, colorimétrico, filtro 550 nm, en un autoanalizador Metrolab 2300, Wiener Lab. Creatina Quinasa (CK, EC 2.7.3.2): método cinético según IFCC (International Federation Clinical Chemistry) y ECCLS (European Committee on Clinical Laboratory Standards), UV, filtro de 340 nm, en un autoanalizador Metrolab 2300, Wiener Lab. Glutatión Peroxidasa (GPx, EC 1.11.1.9): método cinético según Paglia y Valentine, UV, filtro de 340 nm, en un autoanalizador Metrolab 2300, Wiener Lab.

4.4. Análisis de datos

Se realizó un análisis descriptivo, determinando los valores de las medias, medianas, desviación estándar y coeficiente de variación. Se estableció la normalidad de la distribución de los datos empleando la prueba de Shapiro-Wilk y homocedasticidad mediante Bartlett’s. Los valores obtenidos para cada variable se analizaron utilizando el programa Microsoft® Office Excel® 2007 y el programa Statistix 8.0. Se compararon resultados en machos y hembras y entre adultos y jóvenes mediante la prueba “t” de student o Wilcoxon Rank test.

10

5. RESULTADOS

Los valores bioquímicos sanguíneos obtenidos en los pudúes se entregan en el Cuadro 1 y su análisis (X ± DE) entre adultos y jóvenes en los Cuadros 2, 3, 4, 5, 6, 7 y 8. Los valores individuales para adultos y jóvenes se presentan en los Anexos 4 y 5 respectivamente. Los valores individuales para machos y hembras se presentan en los Anexo 6 y 7 y los valores promedios (X ± DE) en los Anexos 8, 9, 10, 11, 12 y 13.

La proteinemia observada en los pudúes presentó una media (± DE) de 78,2 ± 12,7 g/L,

observándose un coeficiente de variación (CV) entre las muestras de un 16,23%. Se observó diferencias significativas (p < 0,05) entre adultos y jóvenes. Los valores observados para adultos y jóvenes fueron de 79,6 ± 13,5 g/L y 71,6 ± 4,2 g/L respectivamente (Cuadro 2).

Las concentraciones plasmáticas de albúminas y globulinas presentaron un CV de 13,2% y

25,8% respectivamente, con promedios de 32 ± 4,2 g/L y 46,2 ± 11,9 g/L para cada uno (Cuadro 1). Se encontraron diferencias significativas en las concentraciones plasmáticas de globulinas entre los animales adultos y jóvenes (p < 0,05). Para globulinas las concentraciones plasmáticas observadas fueron de 47,8 ± 12,6 g/L y 39,2 ± 4,2 g/L en animales adultos y jóvenes respectivamente. En animales adultos la albuminemia presentó un promedio de 31,9 ± 4,5 g/L y 32,4 ± 2,9 g/L en jóvenes (p > 0,05) (Cuadro 2).

La concentración plasmática promedio obtenidas para urea y creatinina fueron de 9,3 ±

3,2 mmol/L y 111 ± 23,9 µmol/L respectivamente (Cuadro 1). No hubo diferencias significativas en las concentraciones plasmáticas observadas entre adultos y jóvenes (p > 0,05) (Cuadro 3).

La concentración plasmática de triacilgliceroles y colesterol fueron de 0,5 ± 0,2 mmol/L y

1,7 ± 0,5 mmol/L respectivamente entre las muestras obtenidas (Cuadro 1). Hubo diferencias significativas entre las concentraciones plasmáticas obtenidas entre adultos y jóvenes (p < 0,05).

La glucemia presentó concentraciones promedios de 10,3 ± 3,8 mmol/L y una

variabilidad en las muestras de 36,6%. Los animales adultos presentaron valores de 10,4 ± 3,9 mmol/L y los animales jóvenes 9,5 ± 3,5 mmol/L (p > 0,05) (Cuadro 4).

La actividad de las enzimas pancreáticas como amilasa y lipasa presentaron valores 506 ±

242 U/L y 23,3 ± 23 U/L respectivamente (Cuadro 1). No se observaron diferencias significativas en la actividad plasmática de amilasa y lipasa entre adultos y jóvenes (p > 0,05) (Cuadro 5).

La concentración plasmática de bilirrubina presentó una media 33,89 ± 19,87 µmol/L

(Cuadro 1). Animales adultos como jóvenes presentaron valores promedios de bilirrubinemia 30,27 ± 14,25 µmol/L y 50,58 ± 33,55 µmol/L respectivamente (p > 0,05) (Cuadro 6).

11

La actividad plasmática de las enzimas aspartato aminotransferasa (AST) y alanino aminotransferasa (ALT) presentaron valores de 151 ± 43,3 U/L y 75,2 ± 21,6 U/L respectivamente. La actividad plasmática de la gama glutamil transpeptidasa (GGT) fue de 67,8 ± 36,5 U/L y en fosfatasa alcalina (SAP) de 331,8 ± 297,7 U/L (Cuadro 1). En la actividad plasmática de AST, ALT, GGT y SAP no se observaron diferencias significativas entre animales adultos y jóvenes (p > 0,05).

Cuadro 1. Media, desviación estándar, rango y coeficiente de variación de las concentraciones y actividades plasmáticas de los componentes bioquímicos sanguíneos obtenidos en 29 ejemplares de Pudu puda, Valdivia, Chile.

N X ± DE Mínimo Máximo CV %

Proteínas totales (g/L) 27 78,1 ± 12,7 52 109 16,2 Albúminas (g/L) 28 32 ± 4,2 22 42 13,2 Globulinas (g/L) 27 46,2 ± 11,9 28 78 25,8 Urea (mmol/L) 28 9,3 ± 3,2 4,2 15,8 34,9 Creatinina (µmol/L) 28 111 ± 23,9 20 151 21,5 Triacilgliceroles (mmol/L) 28 0,5 ± 0,2 0,2 1,0 46,0 Colesterol (mmol/L) 29 1,7 ± 0,5 0,7 3,3 29,5 Glucosa (mmol/L) 29 10,3 ± 3,8 3,3 19,0 36,6 Amilasa (U/L) 28 506 ± 242 264 1570 47,8 Lipasa (U/L) 27 23,3 ± 23,0 13,0 130,8 99,0 Bilirrubina (µmol/L) 28 33,9 ± 19,9 12,7 107,4 58,6 AST (U/L) 29 151 ± 43,3 87 258 28,7 ALT (U/L) 29 75,2 ± 21,6 35 115 28,7 GGT (U/L) 29 67,8 ± 36,4 23 232 53,8 SAP (U/L) 28 332 ± 297,6 112 1670 89,7 Lactato (mmol/L) 27 6,5 ± 0,4 5,9 7,3 5,6 CK (U/L) 29 386,3 ± 322 33,8 1790 83,3 Mg (mmol/L) 26 1,1 ± 0,1 0,8 1,3 12,1 P (mmol/L) 28 2,6 ± 0,7 1,4 4,3 26,0 Ca (mmol/L) 26 2,3 ± 0,3 1,4 2,9 14,3 Ca / P 26 0,9 ± 0,3 0,3 1,5 42,2 Na (mmol/L) 21 150 ± 5,9 140 161 3,9 K (mmol/L) 17 4,0 ± 0,6 2,0 4,9 15,7 Cl (mmol/L) 28 120 ± 23,5 93,8 213 19,5 GPx (U/g Hb) 19 330,6 ± 84,5 105,8 477 25,6

12

Los indicadores de actividad muscular anaeróbica como lactato y de daño muscular como creatina quinasa (CK) presentaron valores de 6,5 ± 0,4 mmol/L para el primero y 386 ± 322 U/L para el segundo. La concentración plasmática de lactato en adultos fue de 6,49 ± 0,37 mmol/L y los jóvenes presentaron concentraciones de 6,57 ± 0,36 mmol/L (p > 0,05) (Cuadro 7). Las actividades plasmáticas de CK presentadas en adultos y jóvenes fueron de 317 ± 150,6 U/L y 719,2 ± 654,3 U/L respectivamente (p > 0,05) (Cuadro 7).

Las concentraciones plasmáticas promedio de magnesio fueron de 1,07 ± 0,13 mmol/L, las de fósforo 2,62 ± 0,68 mmol/L y las concentraciones de calcio 2,29 ± 0,33 mmol/L, con un coeficiente de variación de 12,13%, 25,97% y 14,30% respectivamente (Cuadro 1). Las concentraciones plasmáticas promedios de sodio, potasio y cloro los valores fueron de 150,29 ± 5,91 mmol/L, 4,00 ± 0,63 mmol/L y 120,33 ± 23,49 mmol/L cada uno (Cuadro1). Las concentraciones plasmáticas observadas en Cl fueron superiores en los adultos que en los jóvenes (p < 0,05) (Cuadro 8).

La actividad plasmática obtenida para glutatión peroxidasa (GPx) fue de 331 ± 84,5 U/g

Hb (Cuadro 1). En adultos la actividad observada de GPx fue 335 ± 92 U/g Hb y en jóvenes de 315 ± 51 U/g Hb (p > 0,05) (Cuadro 8).

Cuadro 2. Media, desviación estándar, rango y coeficiente de variación de la concentración plasmática de proteínas totales, albúminas y globulinas en pudúes (Pudu puda) adultos (A) y jóvenes (J), Valdivia, Chile.

Edad N X ± DE Mínimo Máximo CV %

Proteínas totales (g/L) A 22 79,6 ± 13,5 a 52 109 17,0 J 5 71,6 ± 4,2 b 67 78 5,8

Albúminas (g/L) A 23 31,9 ± 4,5 a 22 42 14,1 J 5 32,4 ± 2,9 a 30 37 8,9

Globulinas (g/L) A 22 47,8 ± 12,6 a 28 78 26,3 J 5 39,2 ± 4,1 b 35 46 10,6

Letras distintas señalan p < 0,05.

Cuadro 3. Media, desviación estándar, rango y coeficiente de variación de la concentración plasmática de urea y creatinina en pudúes (Pudu puda) adultos (A) y jóvenes (J), Valdivia, Chile.


Urea (mmol/L) A 23 9,6 ± 3,1 a 4,25 15,8 31,9J 5 7,7 ± 3,9 a 4,23 13,4 50,6

Creatinina (umol/L) A 23 113,2 ± 25,4 a 20 151 22,4 J 5 100,8 ± 12,7 a 89 117 12,6


13

Cuadro 4. Media, desviación estándar, rango y coeficiente de variación de la concentración plasmática de colesterol, triacilgliceroles y glucosa en pudúes (Pudu puda) adultos (A) y jóvenes (J), Valdivia, Chile.


Colesterol (mmol/L)

A 24 1,7 ± 0,6 a 0,7 3,3 32,6 J 5 1,8 ± 0,2 a 1,6 2,0 9,6

Triacilgliceroles (mmol/L)

A 23 0,5 ± 0,2 a 0,2 1,0 43,9 J 5 0,3 ± 0,1 b 0,2 0,4 29,4

Glucosa (mmol/L)

A 24 10,4 ± 3,9 a 3,3 19 37,1 J 5 9,5 ± 3,5 a 7,2 15,5 36,3


Cuadro 5. Media, desviación estándar, rango y coeficiente de variación de la actividad plasmática de amilasa y lipasa en pudúes (Pudu puda) adultos (A) y jóvenes (J), Valdivia, Chile.


Amilasa (U/L) A 23 525,7 ± 263,4 a 264 1570 50,1 J 5 417,8 ± 45,8 a 371 489 11,0

Lipasa (U/L) A 22 24,9 ± 25,3 a 13,0 130,8 101,7 J 5 16,1 ± 2,0 a 14,1 19,2 12,4


Cuadro 6. Media, desviación estándar, rango y coeficiente de variación de la concentración plasmática de bilirrubina y actividad plasmática de AST, ALT, GGT y SAP en pudúes (Pudu puda) adultos (A) y jóvenes (J), Valdivia, Chile.


Bilirrubina (µmol/L)

A 23 30,3 ± 14,2 a 13 77,1 47,1 J 5 50,6 ± 33,5 a 23 107,4 66,3

AST (U/L) A 24 150,5 ± 46,5 a 87 258 30,9 J 5 152,4 ± 26,6 a 132 188 17,5

ALT (U/L) A 24 72,4 ± 21,3 a 35 115 29,4 J 5 88,8 ± 19,3 a 68 113 21,7

GGT (U/L) A 24 69,9 ± 39,8 a 23 232 56,9 J 5 57,8 ± 6,6 a 49 66 11,5

SAP (U/L) A 23 313,8 ± 313,5 a 112 1670 99,9 J 5 414,4 ± 216,7 a 248 783 52,3


14

Cuadro 7. Media, desviación estándar, rango y coeficiente de variación de la concentración plasmática de lactato y actividad plasmática de CK en pudúes (Pudu puda) adultos (A) y jóvenes (J), Valdivia, Chile.


Lactato (mmol/L)

A 22 6,5 ± 0,4 a 5,9 7,3 5,7 J 5 6,6 ± 0,4 a 6,1 6,9 5,5

CK (U/L) A 24 317,0 ± 150,5 a 33,8 666 47,5 J 5 719,2 ± 654,3 a 249,5 1790 91,0

Letras distintas señalan p < 0,05. Cuadro 8. Media, desviación estándar, rango y coeficiente de variación de la concentración plasmática de magnesio (Mg), fósforo (P), calcio (Ca), sodio (Na), potasio (K), cloro (Cl), relación calcio/fósforo (Ca/P) y actividad enzimática de glutatión peroxidasa (GPx) en pudúes (Pudu puda) adultos (A) y jóvenes (J), Valdivia, Chile.


Mg (mmol/L) A 21 1,1 ± 0,1 a 0,8 1,3 12,2 J 5 1,1 ± 0,1 a 0,9 1,2 13,2

P (mmol/L) A 23 2,7 ± 0,7 a 1,4 4,3 27,3 J 5 2,4 ± 0,4 a 2,1 2,8 15,1

Ca (mmol/L) A 21 2,3 ± 0,4 a 1,4 2,9 15,5 J 5 2,3 ± 0,2 a 2,0 2,6 9,0

Ca / P A 21 0,9 ± 0,3 a 0,3 1,5 33,1 J 5 1,0 ± 0,2 a 0,9 1,3 17,0

Na (mmol/L) A 16 150,9 ± 5,9 a 140 161 3,9 J 5 148,4 ± 6,1 a 142 158 4,1

K (mmol/L) A 13 4,1 ± 0,4 a 3,6 4,9 8,7 J 5 2,9 ± 1,9 a 2,0 4,6 31,7

Cl (mmol/L) A 23 123 ± 25 a 93,8 213 20,3 J 5 108,2 ± 8,5 b 102 120 7,9

GPx (U/g Hb) A 15 334,7 ± 92,4 a 106 477 27,6 J 5 315,3 ± 51,2 a 261 381 16,2


15

6. DISCUSIÓN

6.1. Indicadores del metabolismo proteico

Los valores promedios de las concentraciones plasmáticas de proteínas totales, albúminas y globulinas observados en el presente estudio fueron inferiores a los obtenidos por Vásquez (1993) y Montes y col (2004), y superiores a las concentraciones plasmáticas reportadas en pudúes mantenidos en cautiverio por Bastías (2000) (Anexo 15). Las mayores concentraciones de proteínas observadas en los pudúes mantenidos en cautiverio analizados por Vásquez (1993) y Montes y col (2004) pueden verse influenciadas por concentrados de alta calidad proteica que recibieron estos animales; situación que no se pudo corroborar en el estudio realizado por Bastías (2000). Por otro lado, algunos anestésicos, disociativos y agonistas α-2 adrenérgicos, pueden provocar incremento de la permeabilidad vascular, produciendo hemodilución y disminución de las concentraciones de proteínas, especialmente de albúminas (Seal y col 1972, Marco y Lavín 1999). Esto último no se presentó en los animales en cautiverio ya que las muestras se obtuvieron mediante restricción física.

Las concentraciones plasmáticas de proteínas y globulinas, en este estudio, fueron

superiores en adultos respecto a los jóvenes; a su vez la concentración plasmática de albúmina fue similar entre adultos y jóvenes. Se reconoce que en los mamíferos, la proteinemia aumenta con la edad, lográndose las concentraciones máximas después del año de edad (Evans y Duncan 2005). A su vez, también están relacionadas con hormonas, preñez y lactación. Durante la preñez, en el último tercio, existe una disminución en la concentración de proteína por una disminución en las concentraciones de albúminas. En la lactancia también existe una disminución de proteínas totales y albúminas. Algunas hormonas (testosterona, estrógenos y hormona del crecimiento) por un efecto anabólico y otras por efecto catabólico (tiroxina y cortisol) pueden aumentar o disminuir la proteinemia (Evans y Duncan 2005; Eckersell 2008). Otras variables como aumento relativo de proteínas por deshidratación y aumento en la concentración de globulinas por procesos infecciosos o inflamatorios (Evans y Duncan 2005), deberían descartarse en este estudio debido a que se realizó un examen clínico y hematológico, excluyendo alteraciones que pudieran incrementar la proteinemia.

La proteinemia resultante en este estudio fue superior a los descritos en el ciervo gamo

Dama dama (Dhindsa y col 1975; Chapman y col 1980; Vengušt y col 2006), en el ciervo de cola blanca Odocoileus virginianus (White y Cook 1974; Klinger y col 1986), en el ciervo mula Odocoileus hemionus crooki (Dhindsa y col 1975), ciervo sika Cervus nippon (Dhindsa y col 1975), ciervo cola negra Odocoileus hemionus (Dhindsa y col 1975), ciervo rojo Cervus elaphus (Kent y col 1980; Marco y Lavín 1999) y en el ciervo de las pampas Ozotoceros bezoarticus celer (Uhart y col 2003) (Anexo 16). Se ha descrito que las concentraciones plasmáticas de proteínas en algunos cérvidos en libertad presentan una estacionalidad de acuerdo a la condición fisiológica del animal, encontrándose bajas concentraciones al finalizar el invierno e inicio de la primavera, coincidiendo con períodos de

16

desnutrición (DelGiudice y col 1992). Estas condiciones serían válidas en el presente estudio, pero no en animales en cautiverio.

Las concentraciones plasmáticas de albúminas observadas en este estudio son inferiores a

las registradas por Dhindsa y col (1975) y Chapman y col (1980) y Vengušt y col (2004) en Dama dama, por White y Cook (1974) en Odocoileus virginianus, por Kent y col (1980) y Marco y Lavín (1999) en Cervus elaphus, por Dhindsa y col (1975) en Odocoileus hemionus crooki, Odocoileus hemionus y Cervus nippon (Anexo 16). En el ciervo de cola blanca DelGiudice y col (1987) observó aumento de las concentraciones plasmáticas de proteínas totales y albúminas en animales ayunados en relación a animales realimentados, atribuyéndole esta situación a las diferencias en la composición de la dieta y en el acceso al agua. Esta situación puede explicarse por un aumento en la producción endógena proteica o por una hemoconcentración producto de la reducción en el acceso a agua, pudiéndose presentar en pudúes silvestres.

En el presente estudio se observaron concentraciones plasmáticas de globulinas superiores

a las registradas por White y Cook (1974) y Klinger y col (1986) en el Odocoileus virginianus, por Dhindsa y col (1975) y Chapman y col (1980) en Dama dama, por Kent y col (1980) y Marco y Lavín (1999) en Cervus elaphus, por Dhindsa y col (1975) en Odocoileus hemionus crooki, Odocoileus hemionus y Cervus nippon, y por Uhart y col (2003) en el Ozotoceros bezoarticus celer (Anexo 16).

6.2. Indicadores de funcionalidad renal

La uremia encontrada en este estudio fue superior a la registrada en la misma especie por

Vásquez (1993) y Montes y col (2004) (Anexo 17). Las mayores concentraciones observadas en este estudio pueden relacionarse con lo descrito por DelGiudice y col (1987), que analizando la concentración plasmática de urea y distintos niveles de alimentación, presentó animales que en ayuno aumentaron la concentración de urea a medida que transcurrían las semanas de inanición, probablemente debido a un aumento en el catabolismo proteico endógeno. Esta situación podría presentarse en animales en libertad o semicautiverio.

Los animales adultos presentaron concentraciones de urea superiores respecto a los

jóvenes en los pudúes registrados en este estudio. Las mayores concentraciones plasmáticas de urea obtenidas en pudúes se presentaron en hembras, sin diferencias significativas (p > 0,05) respecto a los machos, manteniéndose esta situación en los registros de Montes y col (2004). En rumiantes la concentración de urea esta relacionada con la ingesta de nitrógeno (proteínas), excretando urea por vía digestiva y muy poca por vía renal (Gregory 2005). En casos en que los niveles proteicos son altos aumenta su recirculación sanguínea y su excreción renal, por lo tanto, podrían elevarse considerablemente los valores de acuerdo a la ingesta y presentar diferencias en las concentraciones observadas.

Las concentraciones plasmáticas de urea en el ciervo gamo (Dama dama) registrado por

DelGiudice y col (1990), y en el ciervo mula (Odocoileus hemionus crooki) por Vengušt y col (2006), obtuvieron concentraciones inferiores a los registrados en el presente estudio (Anexo 18). Concentraciones de urea en plasma fueron superiores a las reportadas por Marco y Lavín (1999)

17

en el ciervo rojo (Cervus elaphus) y por Uhart y col (2003) en el ciervo de las pampas (Ozotoceros bezoarticus celer).

La concentración plasmática de creatinina obtenida por Bastías (2000) es inferior al

resultado observado en este estudio (Anexo 17). Comparando los resultados por sexo, en ambos estudios, la creatininemia fue mayor en los machos que en las hembras.

La concentración plasmática de creatinina observada en este estudio es superior a la

registrada por Dhindsa y col (1975) en el ciervo gamo (Anexo 18). Sin embargo, la creatininemia obtenida en este trabajo es menor a lo observado por Dhindsa y col (1975) en el ciervo de cola negra y ciervo sika, Dhindsa y col (1975) y Vengušt y col (2006) en el ciervo mula y Marco y Lavín (1999) en el ciervo rojo (Anexo 18). Existe una proporción directa entre la producción de creatinina y la cantidad de masa muscular (Gregory 2005). En el ciervo de cola blanca DelGiudice y col (1992) concluyeron que esta tendencia puede ser atribuible a la pérdida de peso en invierno (baja concentración) y ganancia de peso en verano (mayor concentración), asociados a posible deshidratación y disminución en la filtración glomerular, y al menor consumo de nutrientes.

6.3. Indicadores de metabolismo energético

Las concentraciones plasmáticas de glucosa, obtenidas en este estudio, fueron superiores a

las obtenidas por Vásquez (1993) y Montes y col (2004) (Anexo 19). El aumento en las concentraciones plasmáticas de glucosa, pueden verse afectadas por efectos del estrés, por estimulación del sistema nervioso simpático (adrenalina), y por tranquilizantes (agonistas alfa-2 adrenérgicos) (Seal y col 1972, Mautz y col 1980, Marco y Lavín 1999, Vengušt y col 2006). Los efectos de la inmovilización química (Xilazina) registrados por Mautz y col (1980) en las concentraciones plasmáticas de glucosa, comenzaron a aumentar progresivamente desde 10 a 60 minutos posterior a la inducción. Este efecto puede explicar porque las concentraciones observadas en pudúes en cautiverio (Vásquez 1993, Montes y col 2004) fueron inferiores, probablemente a una menor exposición a las variables antes descritas. Las concentraciones plasmáticas de glucosa también se pueden afectar por el estado nutricional. Aunque algunos autores cuestionan esta situación (Seal y col 1972, Mautz y col 1980), DelGuidice y col (1987) registró bajas concentraciones de glucosa en animales con restricción alimentaria, probablemente por la ausencia de precursores gluconeogénicos. En este estudio las concentraciones obtenidas fueron muy superiores a los pudúes mantenidos en cautiverio, presumiblemente debido a un alto contenido energético en la dieta consumida por los pudúes en semicautiverio. Finalmente las variaciones individuales que afecten positivamente (incremento en la glucemia), apoyados por factores como el estrés y el alto contenido energético en la dieta, influirían en obtener valores muy superiores en algunos animales.

En los animales en cautiverio muestreados por Vásquez (1993), las hembras presentaron

glucemias más altas que los machos, contrario a lo obtenido en este estudio. En otros cérvidos, como los muestreados por Marco y Lavín (1999), Uhart y col (2003) y

Vengušt y col (2006), se observaron concentraciones de glucosa plasmáticas menores a las de este estudio (Anexo 20). Los diferentes cérvidos analizados por Dhindsa y col (1975) y el venado de

18

cola blanca estudiado por Klinger y col (1986) registraron una glucemia superior a los pudúes del presente estudio (Anexo 20).

Las concentraciones plasmáticas de colesterol y triacilgliceroles observadas en este estudio

fueron superiores en machos respecto a las hembras, sin diferencias significativas en las concentraciones observadas (p > 0,05). Los animales jóvenes presentaron concentraciones plasmáticas de colesterol superiores a la de los animales adultos, en cambio, los animales adultos presentaron valores superiores de triacilgliceroles en comparación a los jóvenes. Klinger y col (1986) sostiene que las concentraciones de colesterol pueden ser altamente variables, no encontrando diferencias por edad, pero si de acuerdo a la época del año; concluyendo que estos cambios pueden deberse a una variación metabólica, influenciada por la dieta o una combinación de ambas.

Las catecolaminas y corticosteroides generan un aumento en la concentración de

colesterol (Bruss 2008), situación que podría presentarse en animales bajo restricción física y/o estrés. El momento de la obtención de las muestras también puede influir en el resultado de la triacilgliceridemia, presentándose hipertriacilgliceridemia post-prandial de 4 a 6 horas tras la ingesta, descartándose esta situación al realizar análisis posteriores a 12 horas y así poder confirmar un fenómeno persistente (Evans y Duncan 2005).

Otros factores que afectan el metabolismo y disponibilidad de los lípidos son por ejemplo

la malnutrición e hipotiroidismo, describiendo, DelGuidice y col (1987) en el ciervo de cola blanca, que las concentraciones promedios de colesterol y triacilgliceroles en animales con dietas alta en energía presentaron una mayor variación durante el estudio. A su vez Card y col (1985) confirma la importancia de las hormonas tiroideas en la variación de las concentraciones sanguíneas de colesterol. En la disponibilidad de ácidos grasos se considera importante en la síntesis y concentración plasmática de triacilgliceroles la absorción de las grasas. En hembras la glándula mamaria regula la disponibilidad de triglicéridos y las hormonas de la lactación regulan su síntesis (Bruss 2008).

En el presente estudio se observaron concentraciones plasmáticas de colesterol inferiores

a las obtenidas por Dhindsa y col 1975 en el ciervo mula, ciervo de cola negra, ciervo sika y ciervo gamo y por DelGiudice y col 1990 en el ciervo mula (Anexo 21). DelGiudice (1987) en el ciervo de cola blanca y Marco y Lavín (1999) en el ciervo rojo, tanto para colesterol y triglicéridos, observaron concentraciones inferiores a los de este estudio (Anexo 21).

6.4. Indicadores de daño pancreático

Las actividades plasmáticas de amilasa y lipasa presentan diferencias entre las

concentraciones alcanzadas por adultos y jóvenes, siendo más elevada en los primeros. Comparando las actividades plasmáticas de estas enzimas de acuerdo al sexo, las hembras mostraron actividades en plasma superiores. No se observaron diferencias significativas en las actividades plasmáticas de éstas enzimas evaluadas por edad o sexo (p > 0,05).

La determinación de la actividad plasmática de amilasa es de mayor uso diagnóstico que la de lipasa, aunque su uso clínico es limitado. Las actividades plasmáticas de estas enzimas tiene

19

poco uso en el diagnóstico de insuficiencia en páncreas exocrino, pero aumentan su actividad en casos de daño pancreático como en pancreatitis (Hoffmann y Salter 2008).

Aumentos significativos en la actividad plasmática de amilasa y lipasa en algunos individuos en semicautiverio puede explicarse a que exista una alta actividad en la especie propiamente tal, pero además influenciada por una alteración que no sea evidente clínicamente.

6.5. Indicadores de funcionalidad y daño hepático

La bilirrubinemia encontrada en pudúes machos fue superior a la encontrada en hembras (p > 0,05). En los animales adultos las concentraciones plasmáticas observadas fueron inferiores a los animales juveniles. El aumento de bilirrubina no conjugada se observa cuando hay una mayor producción de bilirrubina, daño hepático o conjugación disminuida; y aumento de la bilirrubina conjugada se produce en casos de colestasis intrahepática u obstrucción del conducto hepático (Tennant y Center 2008). Las altas concentraciones de bilirrubina en plasma obtenidas por algunos individuos en este estudio pueden encontrar explicación en algunas de las alteraciones descritas anteriormente, no evidenciando clínicamente estas anormalidades. En bovinos y ovinos una hiperbilirrubinemia de suficiente magnitud, que produce ictericia clínica, es causada frecuentemente por alteración hemolítica (Tennant y Center 2008).

Los cérvidos analizados por Dhindsa y col (1975) y el ciervo rojo por Marco y Lavín

(1999) observaron concentraciones plasmáticas de bilirrubina inferiores a las registradas en este trabajo (Anexo 24).

La actividad plasmática de SAP observada en este estudio fue inferior a la registrada en

animales en cautiverio de la zona centro-sur (Bastías 2000) (Anexo 22). Coincidiendo con Bastías (2000), existe mayor actividad plasmática en hembras respecto a los machos. El aumento en la actividad plasmática de SAP esta dada principalmente por problemas óseos y hepáticos (Wittwer y Böhmwald 1983). En la mayoría de las especies la alteración hepática es asociada a colestasis provocado por obstrucción, fibrosis o lipidosis (Wittwer y Böhmwald 1983, Hoffmann y Salter 2008) y su actividad en los huesos, especialmente en los jóvenes, esta relacionada por la actividad de osteoblastos en la remodelación de los huesos en formación (Hoffmann y Salter 2008), pudiendo observarse aumentos de hasta 3 veces en su actividad en plasma en animales jóvenes (Bain 2005). Los valores extremadamente altos presentes en este estudio pueden deberse a una concomitancia entre alteraciones hepáticas y óseas que no hayan sido percatadas clínicamente.

En el ciervo de cola negra, ciervo mula, ciervo sika y ciervo gamo (Dhindsa y col 1975), en

el ciervo gamo (Chapman y col 1980), en el ciervo rojo (Kent y col 1980) y en el ciervo de las pampas (Uhart y col 2003) la actividad enzimática registrada para SAP fue menor a la observada en este trabajo (Anexo 24).

En este estudio se observaron actividades plasmáticas de AST mayores a los alcanzados,

en la misma especie, por Vásquez (1993), Bastías (2000) y Montes y col (2004) (Anexo 22). Diferenciando por sexo, los machos presentan una actividad plasmática mayor, coincidiendo con los resultados de Vásquez (1993) y contrario a lo registrado por Bastías (2000). La actividad

20

plasmática de AST en este estudio fue superior las registradas por Dhindsa y col (1975) en el ciervo de cola negra, ciervo mula, ciervo sika y ciervo gamo, por Chapman y col (1980) en el ciervo gamo, Kent y col (1980) en el ciervo rojo, Klinger y col (1986) en el ciervo de cola blanca, Marco y Lavín (1999) en el ciervo rojo y Vengušt y col (2006) en el ciervo de las pampas (Anexo 23).

AST es una enzima de elevada actividad en mamíferos, especialmente en hígado y

músculo esquelético y cardíaco. Aumenta su actividad en plasma cuando existe daño agudo o crónico en hepatocitos y colestasis (Hoffmann y Salter 2008, Tennant y Center 2008). También aumenta su actividad plasmática cuando existe deterioro muscular. Para hacer un diagnóstico concluyente se necesita analizar junto a otras enzimas (ALT o CK) (Bain 2005, Hoffmann y Salter 2008). Los animales bajo estrés (restricción física) aumentan la actividad plasmática de AST notablemente (Seal y col 1972, Vengušt y col 2006). Mautz y col (1980) además señala que este aumento no se produce inmediatamente, presentándose desde 1 a 4 días posterior a la manipulación.

La actividad plasmática de ALT es mayor a la descrita por Bastías (2000) (Anexo 22);

coincidiendo en que las hembras presentan una actividad plasmática más elevadas que los machos (p > 0,05). La actividad plasmática de ALT en rumiantes es muy baja, aumentos de su actividad generalmente están asociados a daño hepatocelular (Bain 2005, Hoffman y Salter 2008).

La actividad plasmática de ALT en los estudios realizados en otros cérvidos por Marco y

Lavín (1999), Uhart y col (2003) y Vengušt y col (2006) son inferiores a los obtenidos en este estudio (Anexo 23). En animales restringidos manualmente Marco y Lavín (1999) y Vengušt y col (2006) registró aumentos significativos en la actividad plasmática de ALT.

La actividad en plasma de GGT es superior en este estudio respecto a lo señalado por

Vásquez (1993), Bastías (2000) y Montes y col (2004) (Anexo 22). En este estudio las concentraciones plasmáticas en machos son superiores a las de hembras (p > 0,05), similar a lo descrito por Bastías (2000) y contrario a lo registrado por Vásquez (1993). En rumiantes el incremento de la actividad de GGT ha sido altamente vinculado a colestasis (Hoffmann y Salter 2008). Esto podría verse asociado a la presencia de fasciola hepática, encontradas en hígado de pudúes (Glade 1985). En bovinos también esta asociado a intoxicaciones y migraciones larvarias (Tennant y Center 2008).

La actividad plasmática de GGT en el ciervo gamo, Dama dama (Chapman y col 1980,

Vengušt y col 2006) y en el ciervo rojo, Cervus elaphus (Kent y col 1980) obtuvieron una actividad plasmática inferior a la registrada en este estudio (Anexo 25). Animales manipulados bajo restricción física presentaron aumentos en la actividad plasmática de GGT según lo reportado por Vengušt y col (2006) en el ciervo rojo.

6.6. Indicadores de la actividad muscular Las concentraciones plasmáticas de lactato encontradas en este estudio fueron superiores

a los valores de referencia en otros rumiantes, como bovinos y ovinos. Las concentraciones

21

plasmáticas encontradas en pudúes fueron levemente mayores en hembras en comparación a los machos (p > 0,05).

La actividad plasmática de CK en este estudio es muy superior a la encontrada por

Vásquez (1993), Bastías (2000) y Montes y col (2004) (Anexo 22). Realizando el análisis por sexo, la actividad en plasma de CK registrada por Vásquez (1993) fue superior en machos; diferenciándose a lo obtenido en este estudio y por Bastías (2000). La actividad plasmática de CK en este estudio resultó superior a las registradas en el ciervo gamo descrito por Chapman y col (1980), en el ciervo rojo descrito por Kent y col (1980) y Marco y Lavín (1999), en el ciervo mula descrito por DelGiudice y col (1990) y en el ciervo de las pampas descrito por Uhart y col (2003) (Anexo 26). En el ciervo de cola blanca Seal y col (1972) registró aumentos en la actividad plasmática de CK de 10 a 200 veces su valor al restringir físicamente estos animales, coincidiendo con los aumentos significativos registrados por Marco y Lavín (1999) en el ciervo rojo. A su vez, los animales anestesiados por Mautz y col (1972) registraron cambios en la actividad plasmática de CK, aumentando considerablemente su actividad desde uno hasta cuatro días, concluyendo también que este aumento no se produce de forma inmediata y que presumiblemente este resultado se produzca por efecto de la inyección del fármaco sobre la musculatura y no del anestésico propiamente tal.

La actividad plasmática de CK esta comprendida a la musculatura esquelética y cardíaca,

musculo liso y cerebro (Sea y col 1972, Bender 2005, Hoffmann y Salter 2008). El origen de las alteraciones musculares puede ser de tipo traumática, nutricional, congénita o ejercicio (Hoffmann y Salter 2008). Una continua actividad elevada de CK sugiere de daño muscular persistente (Bender 2005). De acuerdo a lo anterior, un esfuerzo muscular excesivo y daño muscular no evidente previo a la obtención de las muestras, puede provocar un aumento en la actividad de esta enzima, situación que pudiese haberse presentado en los pudúes mantenidos en semicautiverio.

6.7. Minerales La concentración plasmática de calcio presenta valores levemente superiores en machos,

presentándose diferencias significativas respecto a las hembras (p < 0,05). El fósforo presenta concentraciones levemente superiores en hembras (p > 0,05).

Las concentraciones de calcio obtenidas en el presente estudio son similares a las

obtenidas en otros cérvidos (Chapman y col 1980, Uhart y col 2003, Vengušt y col 2006), e inferiores a las presentadas por Kent y col (1980) en el ciervo rojo, DelGiudice y col (1990) en ciervo mula y White y col (1974) y Scott y col (1986) en ciervos de cola blanca (Anexo 27). Las concentraciones plasmáticas de fósforo en este estudio presentaron valores superiores a los registrados por DelGiudice y col (1990), Uhart y col (2003) y Vengušt y col (2006); e inferiores a los reportados por Chapman y col (1980) y Kent y col (1980) (Anexo 27).

La baja ingesta de calcio raramente afecta directamente las concentraciones de calcio sanguíneo. La reducción o el aumento en la ingesta se auto regula, generando la normo calcemia (Ferguson y Hoenig 2005).

22

Las concentraciones plasmáticas de magnesio obtenidas en pudúes en semicautiverio, presentaron valores similares tanto en jóvenes y adulto, como en machos y hembras (p > 0,05). Los estudios realizados por Uhart y col (2003), en Ozotoceros bezoarticus celer, y Vengušt y col (2006), en Dama dama, registraron concentraciones plasmáticas de magnesio similares a las de este trabajo (Anexo 27).

La ingesta inadecuada de magnesio es relacionada con la presentación clínica de

enfermedad (tetania) en rumiantes, pero también existen presentaciones asintomáticas de enfermedad (Ferguson y Hoenig 2005).

Las concentraciones plasmáticas de cloro, en este estudio, presentaron valores superiores

en machos respecto a las hembras (p > 0,05). Animales adultos presentan en promedio mayores concentraciones que los jóvenes, observando diferencias significativas (p < 0,05). Las concentraciones plasmáticas de cloro obtenidas por Marco y Lavín (1999), por Uhart y col (2003) y por Vengušt y col (2006) son inferiores a las obtenidas en este trabajo (Anexo 28).

Las concentraciones plasmáticas de sodio obtenidas en este estudio son similares entre

animales diferenciados por sexo o por edad (p > 0,05). El ciervo rojo, ciervo de las pampas y el ciervo gamo registrados por Marco y Lavín (1999), Uhart y col (2003) y Vengušt y col (2006) respectivamente, presentaron concentraciones plasmáticas menores de sodio respecto a este estudio (Anexo 28). DelGiudice y col (1990) en el ciervo mula obtuvo concentraciones similares a las registradas en el presente trabajo. White y Cook (1974) en el ciervo de cola blanca obtuvieron concentraciones superiores a las de este estudio (Anexo 28).

Las concentraciones de sodio en plasma están íntimamente relacionadas con la cantidad

de fluidos presente en el organismo (Carlson y Bruss 2008). Marco y Lavín (1999), en animales anestesiados, registraron aumentos en las concentraciones plasmáticas de sodio y cloro.

Las concentraciones plasmáticas de potasio en pudúes en semicautiverio son mayores en

hembras respecto a los machos (p > 0,05). Los animales adultos obtuvieron concentraciones plasmáticas superiores a los jóvenes, no encontrándose diferencias significativas. Los resultados registrados en este trabajo para las concentraciones en plasma de potasio fueron superadas por las concentraciones registradas en Odocoileus virginianus (White y Cook 1974), en Odocoileus hemionus crooki (DelGiudice y col 1990), en Cervus elaphus (Marco y Lavín 1999) en Ozotoceros bezoarticus celer (Uhart y col 2003) y en Dama dama (Vengušt y col 2006) (Anexo 28). El estrés y el ejercicio intenso pueden provocar hiperkalemia (Carlson y Bruss 2008). Marco y Lavín (1999) en el ciervo rojo y Vengušt y col (2006) en el ciervo gamo registraron diferencias significativas en las concentraciones plasmáticas de potasio en animales bajo restricción física respecto a restricción química.

La actividad sanguínea de GPx obtenida en este estudio fue superior en animales adultos

respecto a los jóvenes (p > 0,05). La actividad registrada por sexo representa una mayor actividad sanguínea en hembras (p > 0,05).

23

En el ciervo de cola negra (Odocoileus hemionus columbianus) Flueck (1991) comparó la actividad plasmática en animales suplementados con selenio, animales libres no suplementados y animales en cautiverio no suplementados. Estos valores fueron inferiores a los observados en este trabajo (Anexo 29). La alta actividad sanguínea obtenida en pudúes puede explicarse por las diferencias que se puedan tener entre especies, a la manipulación del ecosistema donde se encuentren los animales o al hecho de que estos animales sean suplementados con concentrados periódicamente. Actividades eritrocitarias de GPx inferiores a 130 U/g Hb indicarían una deficiencia de selenio en la dieta, situación que en nuestro estudio correspondería a una situación particular y no grupal.

6.8. Observaciones generales Los resultados obtenidos en los componentes sanguíneos del presente estudio podrían

servir de referencia y prestar utilidad diagnóstica a algunas patologías. A su vez, puede formar parte de un banco de datos referenciales para la especie y aportar a la conservación de este ciervo silvestre.

Los efectos fisiológicos, en especial de sujeción y procedimientos, en animales silvestres

han recibido poca atención. Deben tenerse en cuenta, ya que puede ocasionar variaciones en constituyentes sanguíneos y de esta manera reducir los sesgos que se producen en algunos resultados.

6.9. Conclusiones Las concentraciones plasmáticas obtenidas en los indicadores del metabolismo proteico,

funcionalidad renal, funcionalidad hepática, actividad muscular y en minerales son, en su mayoría, similares a las descritas anteriormente en pudúes mantenidos en cautiverio.

La actividad plasmática obtenidas en los indicadores de actividad muscular, daño

pancreático y balance mineral son, en su mayoría, similares a las descritas anteriormente en pudúes mantenidos en cautiverio.

24

7. BIBLIOGRAFÍA

Bain P. 2005. Hígado. En: Latimer K, E Mahaffey, K Prasse (ed). Duncan and Prasse´s Patología

Clínica Veterinaria. 4ta ed. Multimedica Ediciones Veterinarias, Barcelona, España. Pp 237 - 261.

Bastías, P. 2000. Determinación de algunos componentes bioquímicos sanguíneos del pudú Pudu

pudu en cautiverio en la zona Centro-Sur. Tesis MV, Escuela de Medicina Veterinaria, Universidad Santo Tomás, Chile.

Bender H. 2005. El músculo. En: Latimer K, E Mahaffey, K Prasse (ed). Duncan and Prasse´s

Patología Clínica Veterinaria. 4ta ed. Multimedica Ediciones Veterinarias, Barcelona, España. Pp 318 - 329.

Braun P, H Lefebvre. 2008. Kidney function and damage. En: Kaneko J, J Harvey, M Bruss (ed).

Clinical Biochemistry of Domestic Animals. 5ta ed. Academic Press, California, USA, Pp 485 - 528.

Bruss M. 2008. Lipids and Ketones. En: Kaneko J, J Harvey, M Bruss (ed). Clinical Biochemistry

of Domestic Animals. 5ta ed. Academic Press, California, USA, Pp 81 - 115. Card W, Kirkpatrick R, Webb K, Scanlon P. 1985. Nutritional influences on NEFA, cholesterol,

and ketones in white-tailed deer. J. Wildl. Manage. 49(2): 380-385. Carlson G, M Bruss. 2008. Fluids, electrolyte, and acid-base balance. En: Kaneko J, J Harvey, M

Bruss (ed). Clinical Biochemistry of Domestic Animals. 5ta ed. Academic Press, California, USA, Pp 529 - 559.

CEAL, Centro Editor de América Latina. 1983. Fauna Argentina N° 12. Buenos Aires. 32 p. Chapman DI, NG Chapman, JE Kent. 1980. Some serum constituents of fallow deer (Dama

dama). Res. Vet. Sci. 29: 105-107. Chile. 1996. Ministerio de Agricultura. Ley N° 19.473. Sustituye texto de la Ley N° 4.601, sobre

Caza y artículo 609 del Código Civil. Chile. 1998. Ministerio de Agricultura. Decreto N° 5. Aprueba Reglamento de la Ley de Caza.

CONAF, Corporación Nacional Forestal, 1988. Libro Rojo de los Vertebrados Terrestres de

Chile. Simposio. "Estado de conservación de la fauna de vertebrados terrestres de Chile". Pp. 12–39.

25

DelGiudice GD, LD Mech, US Seal, PD Karns.1987. Effects of winter fasting and refeeding on white-tailed deer blood profiles. J. Wildl. Manage. 51(4): 865- 873.

DelGiudice GD, PR Krausman, ES Bellantoni, MC Wallace, RC Etchberger, US Seal. 1990.

Blood and urinary profiles of free range-ranging desert mule in Arizona. J. Wildl. Dis. 26(1): 83-89.

DelGiudice GD, LD Mech, KE Kunkel, EM Gese, US Seal. 1992. Seasonal patterns of weigth,

haematology, and serum characteristics of free-ranging female white-tailed deer in Minnesota. Can. J. Zool. 70: 974-983.

Dhinsa D, T Cochran, A Castro, J Swanson, J Metcalfe. 1975. Serum biochemical and

electrophoretic values from four deer species and from Pronghorn Antelope. Am. J. Vet. Res. 36(10): 1455-1457.

Eckersell D. 2008. Proteins, proteomics and the proteinemias. En: Kaneko J, J Harvey, M Bruss

(ed). Clinical Biochemistry of Domestic Animals. 5ta ed. Academic Press, California, USA, Pp 116 - 155.

Evans E, JR Duncan. 2005. Proteínas, Lípidos y Carbohidratos. En: Latimer K, E Mahaffey, K

Prasse (ed). Duncan and Prasse´s Patología Clínica Veterinaria. 4ta ed. Multimedica Ediciones Veterinarias, Barcelona, España. Pp 199 - 233.

Ferguson D, M Hoenig. 2005. Sistema endocrino. En: Latimer K, E Mahaffey, K Prasse (ed).

Duncan and Prasse´s Patología Clínica Veterinaria. 4ta ed. Multimedica Ediciones Veterinarias, Barcelona, España. Pp 330 - 367.

Flueck WT. 1991. Whole blood selenium levels and glutathione peroxidase activity in erithrocytes

of black-tailed deer. J. Wildl. Manage. 55(1): 26-31. Glade A. 1985. El pudú un silencioso habitante de nuestros bosques. Cartilla de divulgación.

Corporación Nacional Forestal. Serie, Chile, Fauna N° 11. González G, JC Torres-Mura, A Muñoz-Pedreros. 2000. Orden Artiodactyla. En: Muñoz-

Pedreros A, Yañez J (eds.). Mamíferos de Chile. CEA Editorial, Valdivia, Pp. 189-207. Gregory C. 2005. Sistema urinario. En: Latimer K, E Mahaffey, K Prasse (ed). Duncan and

Prasse´s Patología Clínica Veterinaria. 4ta ed. Multimedica Ediciones Veterinarias, Barcelona, España. Pp 281 - 317.

Hershkovitz PH. 1982. Neotropical deer (Cervidae). Part I Pudus, genus Pudú Gray. Fieldiana

Zool. 11: 1-86. Hoffmann W, P Salter. 2008. Diagnostic enzimology of domestic animals. En: Kaneko J, J

Harvey, M Bruss (ed). Clinical Biochemistry of Domestic Animals. 5ta ed. Academic Press, California, USA, Pp 351 - 378.

26

Kaneko J. 2008. Carbohidrate metabolism and its deseases. En: Kaneko J, J Harvey, M Bruss (ed). Clinical Biochemistry of Domestic Animals. 5ta ed. Academic Press, California, USA, Pp 46 - 80.

Kent JE, DI Chapman, NG Chapman. 1980. Some constituents of reed deer (Cervus elaphus). Res.

Vet. Sci. 28: 55-57. Klinger SR, RJ Robel, BA Brown, BE Brent. 1986. Blood Characteristics of white-tailed deer

from northeastern Kansas. J. Wildl. Dis. 22: 385-388. Marco I, S Lavín. 1999. Effect of the method of capture on the haematology and blood chemistry

of red deer (Cervus elaphus). Res. Vet. Sci. 66: 81-84. Mautz W, Seal U, Boardman C. 1980. Blood serum analyses of chemically and physically

restrained white-tailed deer. J. Wildl. Manage. 44(2): 343-351. Montes G, A Vasquez, E Flores, G, Cattaneo, M Acuña, P Cattan. 2004. Hematology, serum

chemistry and physiological characteristics of captive south pudu Pudu pudu. Avances en Ciencias Veterinarias. 19: 62-65.

Reyes E, R Guzmán, A Ángulo, I Hermosilla, S Conejeros. 1988. Ciclo de vida y madurez sexual

Pudú pudú (Molina, 1782) (Mammalia, cervidae). Bol Soc Biol Concepción 59: 143-150. Seal US, J Ozoga, A Erickson, L Verme. 1972. Effect of inmobilization on blood analyses of

white-tailed deer. J. Wild. Manage. 36: 1034-1040. Silva E, C Verdugo, O Aleuy, J Sanderson, G Ortega-Solís, F Osorio-Zúñiga, D González-

Acuña. 2009. Evaluating mortality sources for the Pudu (Pudu puda) in Chile: implication for the conservation of a threatened deer. Oryx. In Press.

Tennant B, S Center. 2008. Hepatic function. En: Kaneko J, J Harvey, M Bruss (ed). Clinical

Biochemistry of Domestic Animals. 5ta ed. Academic Press, California, USA, Pp 379 – 412.

Uhart M, A Vila, M Beade, A Balcarce, W Karesh. 2003. Health evaluation of pampas deer

(Ozotoceros bezoarticus celer) at Campos del Tuyú Wildlife Reserve, Argentina. J. Wildl. Dis. 39: 887-893.

Vásquez A. 1993. Determinación de algunas variables fisiológicas y constituyentes sanguíneos del

Pudú, Pudu pudu. Tesis MV, Escuela de Medicina Veterinaria, Universidad de Chile, Chile. Vengušt G, D Žele, S Kobal, A Bidovec. 2006. Haematological and biochemical values of farmed

fallow deer (Dama dama) after using different methods of capture. Veterinarski Arhiv. 76: S189-197.

27

White M, RS Cook. 1974. Blood characteristics of free-ranging white-tailed deer in southern Texas. J. Wildl. Dis. 10: 18-24.

Wittwer F, H Böhmwald.1983. Manual de Patología Clínica Veterinaria. Universidad Austral de

Chile, Valdivia, Chile, Pp 53-73. Zárate P. 2002. Descripción de algunos valores hematológicos en el Pudú Pudu pudu de la zona

centro-sur de Chile. Tesis MV, Escuela de Medicina Veterinaria, Universidad Santo Tomás, Chile.

28

8. ANEXOS

Anexo 1. Inscripción del Registro Nacional de tenedores de Fauna Silvestre del Centro de Rescate de Fauna Silvestre (CEREFAS) en el Servicio Agrícola y Ganadero (SAG).

30

Anexo 2. Pesos, sexo y grupo etario de los pudúes utilizados para el análisis de los componentes bioquímicos, Valdivia, Chile.

N° Caso N° Laboratorio Sexo Grupo Etario Peso (kg)

1 502 H Adulto 9,3 2 507 M Adulto 8,8 3 511 H Adulto 8,9 4 512 H Adulto 9,3 5 652 H Adulto 6,0 6 702 M Adulto 11,3 7 709 H Adulto 8,1 8 710 M Juvenil 5,3 9 711 M Adulto 9,1 10 712 H Adulto 8,3 11 716 H Adulto 9,2 12 717 H Adulto 8,5 13 718 M Adulto 10,1 14 742 H Adulto 8,8 15 743 H Juvenil 7,4 16 744 H Adulto 8,8 17 745 H Juvenil 6,7 18 746 H Adulto 9,1 19 772 H Adulto 8,7 20 773 H Adulto 7,5 21 805 M Adulto 9,7 22 806 H Adulto 9,9 23 807 H Juvenil 5,0 24 808 H Adulto 9,4 25 995 H Juvenil 5,9 26 996 H Adulto 5,8 27 997 M Adulto 10,5 28 998 M Adulto 9,4 29 1090 H Adulto 7,3

H: hembras; M: Machos.

31

Anexo 3. Reactivos utilizados para el análisis de las muestras de los diferentes componentes bioquímicos sanguíneos de pudúes (Pudu puda) mantenidos en semicautiverio, Valdivia, Chile.

Análisis N° Artículo Laboratorio

Proteínas totales 10570 Human Albúminas 10560 Human Bilirrubina 10012 Human

Urea 10521 Human Triacilgliceroles 10019 Human

Colesterol 10019 Human Creatinina 10051 Human

Lactato 17285 Sentinel Glucosa 10260 Human Fósforo 10027 Human Cloruros 10115 Human

AST 12021 Human ALT 12022 Human GGT 12013 Human SAP 12027 Human

Amilasa 12018 Human Lipasa 17401B Sentinel

CK 12014 Human GPx RS 506 Randox

32

Anexo 4. Valores individuales de los componentes bioquímicos sanguíneos obtenidos de los ejemplares adultos de pudúes (Pudu puda), en una población de semicautiverio, Valdivia, Chile.

N° Pudú

PT

(g/

L)

Alb

(g/

L)

Glo

b (

g/L

)

Bil

(um

ol/

L)

Ure

a (m

mol

/L

)

Cre

atin

ina

(um

ol/

L)

Tri

acilg

licer

oles

(mm

ol/

L)

Col

este

rol

(mm

ol/

L)

Lac

tato

(m

mol

/l)

G

luco

sa

(mm

ol/

L)

Mg

(mm

ol/

L)

P (

mm

ol/

L)

Ca

(mm

ol/

L)

Ca

/ P

Na

(mm

ol/

L)

K (

mm

ol/

L)

Cl (

mm

ol/

L)

AST

(U

/L

)

AL

T (

U/

L)

GG

T (

U/

L)

SAP

(U

/L

)

Am

ilasa

(U

/L

)

Lip

asa

(U/

L)

CK

(U

/L

)

GP

x (U

/gH

b)

1 - 33 - 16,6 7,0 93 0,8 1,6 - 19,0 - 1,4 - - - - 115,8 129 113 62 322 402 - 410,2 - 2 - - - - - - - 1,6 - 5,4 - - - - - - - 152 80 23 - - - 133,8 - 3 73 37 36 23,8 11,8 119 0,6 1,0 6,7 3,3 1,9 - - - - 93,8 171 115 80 1670 625 20,6 666,0 - 4 62 30 32 20,7 9,8 92 0,4 1,1 7,2 6,8 1,0 2,6 2,3 0,9 140 - 112,2 110 84 56 239 332 14,3 259,9 - 5 75 37 38 25,8 15,8 114 0,5 1,7 6,8 6,4 1,1 3,4 2,7 0,8 - - 115,9 206 58 81 112 1570 37,4 33,8 - 6 82 31 51 77,1 10,6 120 0,2 3,3 6,7 7,9 1,0 2,2 2,1 0,9 - - 213,0 258 46 232 125 312 15,9 511,8 - 7 96 29 67 21,0 6,6 103 0,4 1,7 6,5 9,0 0,8 2,0 2,4 1,2 148 4,2 156,3 185 85 56 189 365 16,1 302,3 - 9 79 33 46 44,5 4,3 104 0,5 2,4 6,0 10,6 1,0 3,2 2,2 0,7 158 4,3 137,5 224 59 125 371 388 19,2 210,7 - 10 81 31 50 39,7 9,4 113 0,5 2,3 6,7 9,8 1,0 2,5 2,1 0,8 158 3,8 130,2 111 74 58 494 565 32,2 313,0 - 11 75 31 44 28,0 5,9 101 0,4 1,6 6,4 11,6 1,1 2,7 1,9 0,7 144 4,0 98,5 94 66 59 308 264 14,5 135,3 463,212 93 29 64 35,6 7,5 106 0,2 1,5 6,8 12,0 1,0 3,1 2,4 0,8 146 4,3 99,0 133 70 44 408 740 21,0 261,1 379,613 82 37 45 39,3 7,7 106 0,3 1,8 6,3 9,5 1,2 2,1 2,8 1,3 150 4,4 103,0 125 78 63 162 409 16,2 254,3 343,014 88 42 46 16,4 12,6 136 0,6 2,5 5,9 6,7 1,3 3,8 2,4 0,6 - - 113,5 134 87 64 256 453 15,1 415,6 294,316 56 22 34 17,4 14,3 139 0,3 0,7 6,4 7,3 0,9 4,3 1,4 0,3 161 - 120,2 229 35 39 148 462 130,8 498,3 322,618 109 31 78 22,1 11,2 125 0,5 2,1 6,6 10,2 1,0 3,3 1,9 0,6 - 4,4 116,7 87 62 46 342 382 14,9 195,7 235,119 102 31 71 23,3 15,7 139 0,3 1,6 6,5 6,5 0,9 3,5 1,8 0,5 146 4,9 122,4 100 35 69 137 383 15,6 223,1 452,020 76 28 48 25,3 11,1 115 0,7 1,3 6,4 13,8 1,1 2,6 2,3 0,9 150 3,7 119,2 123 39 57 178 781 16,8 237,2 331,421 78 33 45 40,7 9,1 107 0,8 1,5 6,2 13,8 1,2 2,4 2,7 1,1 151 3,8 101,4 108 59 65 296 501 50,5 204,5 341,922 76 32 44 25,5 9,0 129 1,0 2,0 6,0 15,1 1,3 3,5 2,2 0,6 149 4,3 151,9 155 81 61 155 608 15,5 560,0 354,124 72 29 43 38,1 10,8 129 0,6 1,6 6,3 12,6 1,2 2,2 2,5 1,2 154 3,6 127,4 116 79 68 153 648 20,9 445,8 477,0

33

Anexo 4. Continuación

(-) Valores no determinados. Anexo 5. Valores individuales de los componentes bioquímicos sanguíneos obtenidos de los ejemplares juveniles de pudúes (Pudu puda), en una población de semicautiverio, Valdivia, Chile.

N° Pudu

PT

(g/

L)

Alb

(g/

L)

Glo

b (

g/L

)

Bil

(um

ol/

L)

Ure

a (m

mol

/L

)

Cre

atin

ina

(um

ol/

L)

Tri

acilg

liero

les

(mm

ol/

L)

Col

este

rol

(mm

ol/

L)

Cre

atin

ina

(um

ol/

L)

Lac

tato

(m

mol

/l)

G

luco

sa

(mm

ol/

L)

Mg

(mm

ol/

L)

P (

mm

ol/

L)

Ca

(mm

ol/

L)

Ca

/ P

Na

(mm

ol/

L)

K (

mm

ol/

L)

Cl (

mm

ol/

L)

AST

(U

/L

)

AL

T (

U/

L)

GG

T (

U/

L)

SAP

(U

/L

)

Am

ilasa

(U

/L

)

Lip

asa

(U/

L)

CK

(U

/L

)

GP

x (U

/gH

b)

8 72 33 39 31,6 5,5 93 0,3 2,0 93 6,7 8,2 1,2 2,8 2,5 0,9 158 2,0 114,3 133 96 58 359 405 14,6 249,5 - 15 72 37 35 52,7 5,3 117 0,2 1,6 117 6,9 7,2 0,9 2,2 2,3 1,1 142 4,6 102,0 132 68 66 783 433 14,1 254,2 294,217 78 32 46 107,4 10,2 112 0,3 2,0 112 6,9 7,4 0,9 2,2 2,0 0,9 150 - 120,1 135 70 54 269 391 16,0 895,5 380,823 69 30 39 23,1 4,2 89 0,4 1,7 89 6,1 15,5 1,2 2,1 2,6 1,3 145 3,6 102,6 188 97 49 413 489 16,7 1790,0 260,525 67 30 37 38,1 13,4 93 0,4 1,9 93 6,2 9,3 1,2 2,8 2,4 0,9 147 4,2 101,8 174 113 62 248 371 19,2 406,6 326,0

(-) Valores no determinados.

26 75 30 45 36,6 9,4 20 0,5 1,5 6,3 9,2 1,3 2,5 2,2 0,9 - - 113,6 172 102 54 313 533 17,7 460,3 300,927 91 37 54 19,2 9,4 151 0,9 1,9 6,7 14,7 1,2 2,2 2,9 1,3 147 - 118,0 133 76 51 185 451 13,0 304,4 305,528 79 37 42 46,9 7,7 122 0,8 1,7 6,0 16,8 1,0 2,3 2,5 1,1 153 3,8 124,3 156 79 66 262 474 16,1 266,2 313,929 52 24 28 12,7 5,3 121 0,2 0,9 7,3 12,6 1,1 1,6 2,3 1,5 159 - 124,7 202 76 98 392 442 13,5 304,9 105,8

34

Anexo 6. Valores individuales de los componentes bioquímicos sanguíneos obtenidos de los ejemplares hembras de pudúes (Pudu puda), en una población de semicautiverio, Valdivia, Chile.

N° Pudú

PT

(g/

L)

Alb

(g/

L)

Glo

b (

g/L

)

Bil

(um

ol/

L)

Ure

a (m

mol

/L)

Cre

atin

ina

(um

ol/

L)

Tri

acilg

licer

oles

(m

mol

/L

) C

oles

tero

l (m

mol

/L

) L

acta

to

(mm

ol/

l)

Glu

cosa

(m

mol

/L

)

Mg

(mm

ol/

L)

P (

mm

ol/

L)

Ca

(mm

ol/

L)

Ca

/ P

Na

(mm

ol/

L)

K (

mm

ol/

L)

Cl (

mm

ol/

L)

AST

(U

/L

)

AL

T (

U/

L)

GG

T (

U/

L)

SAP

(U

/L

)

Am

ilasa

(U

/L

)

Lip

asa

(U/

L)

CK

(U

/L

)

GP

x (U

/gH

b)

1 - 33 - 16,6 7,0 93 0,8 1,6 - 19,0 - 1,4 - - - - 115,8 129 113 62 322 402 - 410,2 - 3 73 37 36 23,8 11,8 119 0,6 1,0 6,7 3,3 - 1,9 - - - - 93,8 171 115 80 1670 625 20,6 666,0 - 4 62 30 32 20,7 9,8 92 0,4 1,1 7,2 6,8 1,0 2,6 2,3 0,9 140 - 112,2 110 84 56 239 332 14,3 259,9 - 5 75 37 38 25,8 15,8 114 0,5 1,7 6,8 6,4 1,1 3,4 2,7 0,8 - - 115,9 206 58 81 112 1570 37,4 33,8 - 7 96 29 67 21,0 6,6 103 0,4 1,7 6,5 9,0 0,8 2,0 2,4 1,2 148 4,2 156,3 185 85 56 189 365 16,1 302,3 - 10 81 31 50 39,7 9,4 113 0,5 2,3 6,7 9,8 1,0 2,5 2,1 0,8 158 3,8 130,2 111 74 58 494 565 32,2 313,0 - 11 75 31 44 28,0 5,9 101 0,4 1,6 6,4 11,6 1,1 2,7 1,9 0,7 144 4,0 98,5 94 66 59 308 264 14,5 135,3 463,212 93 29 64 35,6 7,5 106 0,2 1,5 6,8 12,0 1,0 3,1 2,4 0,8 146 4,3 99,0 133 70 44 408 740 21,0 261,1 379,614 88 42 46 16,4 12,6 136 0,6 2,5 5,9 6,7 1,3 3,8 2,4 0,6 - - 113,5 134 87 64 256 453 15,1 415,6 294,315 72 37 35 52,7 5,3 117 0,2 1,6 6,9 7,2 0,9 2,2 2,3 1,1 142 4,6 102,0 132 68 66 783 433 14,1 254,2 294,216 56 22 34 17,4 14,3 139 0,3 0,7 6,4 7,3 0,9 4,3 1,4 0,3 161 - 120,2 229 35 39 148 462 130,8 498,3 322,617 78 32 46 107,4 10,2 112 0,3 2,0 6,9 7,4 0,9 2,2 2,0 0,9 150 - 120,1 135 70 54 269 391 16,0 895,5 380,818 109 31 78 22,1 11,2 125 0,5 2,1 6,6 10,2 1,0 3,3 1,9 0,6 - 4,4 116,7 87 62 46 342 382 14,9 195,7 235,119 102 31 71 23,3 15,7 139 0,3 1,6 6,5 6,5 0,9 3,5 1,8 0,5 146 4,9 122,4 100 35 69 137 383 15,6 223,1 452,020 76 28 48 25,3 11,1 115 0,7 1,3 6,4 13,8 1,1 2,6 2,3 0,9 150 3,7 119,2 123 39 57 178 781 16,8 237,2 331,422 76 32 44 25,5 9,0 129 1,0 2,0 6,0 15,1 1,3 3,5 2,2 0,6 149 4,3 151,9 155 81 61 155 608 15,5 560,0 354,123 69 30 39 23,1 4,2 89 0,4 1,7 6,1 15,5 1,2 2,1 2,6 1,3 145 3,6 102,6 188 97 49 413 489 16,7 1790,0 260,524 72 29 43 38,1 10,8 129 0,6 1,6 6,3 12,6 1,2 2,2 2,5 1,2 154 3,6 127,4 116 79 68 153 648 20,9 445,8 477,025 67 30 37 38,1 13,4 93 0,4 1,9 6,2 9,3 1,2 2,8 2,4 0,9 147 4,2 101,8 174 113 62 248 371 19,2 406,6 326,026 75 30 45 36,6 9,4 20 0,5 1,5 6,3 9,2 1,3 2,5 2,2 0,9 - - 113,6 172 102 54 313 533 17,7 460,3 300,9

35

Anexo 6. Continuación

29 52 24 28 12,7 5,3 121 0,2 0,9 7,3 12,6 1,1 1,6 2,3 1,5 159 - 124,7 202 76 98 392 442 13,5 304,9 105,8(-) Valores no determinados. Anexo 7. Valores individuales de los componentes bioquímicos sanguíneos obtenidos de los ejemplares machos de pudúes (Pudu puda), en una población de semicautiverio, Valdivia, Chile.

N° Pudu

PT

(g/

L)

Alb

(g/

L)

Glo

b (

g/L

)

Bil

(um

ol/

L)

Ure

a (m

mol

/L

)

Cre

atin

ina

(um

ol/

L)

Tri

acilg

licer

oles

(m

mol

/L

) C

oles

tero

l (m

mol

/L

) L

acta

to

(mm

ol/

l)

Glu

cosa

(m

mol

/L

)

Mg

(mm

ol/

L)

P (

mm

ol/

L)

Ca

(mm

ol/

L)

Ca

/ P

Na

(mm

ol/

L)

K (

mm

ol/

L)

Cl (

mm

ol/

L)

AST

(U

/L

)

AL

T (

U/

L)

GG

T (

U/

L)

SAP

(U

/L

)

Am

ilasa

(U

/L

)

Lip

asa

(U/

L)

CK

(U

/L

)

GP

x (U

/gH

b)

2 - - - - - - - 1,6 - 5,4 - - - - - - - 152 80 23 - - - 133,8 - 6 82 31 51 77,1 10,6 120 0,2 3,3 6,7 7,9 1,0 2,2 2,1 0,9 - - 213,0 258 46 232 125 312 15,9 511,8 - 8 72 33 39 31,6 5,5 93 0,3 2,0 6,7 8,2 1,2 2,8 2,5 0,9 158 2,0 114,3 133 96 58 359 405 14,6 249,5 - 9 79 33 46 44,5 4,3 104 0,5 2,4 6,0 10,6 1,0 3,2 2,2 0,7 158 4,3 137,5 224 59 125 371 388 19,2 210,7 - 13 82 37 45 39,3 7,7 106 0,3 1,8 6,3 9,5 1,2 2,1 2,8 1,3 150 4,4 103,0 125 78 63 162 409 16,2 254,3 343,021 78 33 45 40,7 9,1 107 0,8 1,5 6,2 13,8 1,2 2,4 2,7 1,1 151 3,8 101,4 108 59 65 296 501 50,5 204,5 341,927 91 37 54 19,2 9,4 151 0,9 1,9 6,7 14,7 1,2 2,2 2,9 1,3 147 - 118,0 133 76 51 185 451 13,0 304,4 305,528 79 37 42 46,9 7,7 122 0,8 1,7 6,0 16,8 1,0 2,3 2,5 1,1 153 3,8 124,3 156 79 66 262 474 16,1 266,2 313,9


36

Anexo 8. Media, desviación estándar, rango y coeficiente de variación de la concentración plasmática de proteínas totales, albúminas y globulinas en pudúes (Pudu puda) machos (M) y hembras (H), Valdivia, Chile.

Sexo N X ± DE Mínimo Máximo CV %

Proteínas totales (g/L)

M 7 80,4 ± 5,7 a 72,0 91,0 7,1 H 20 77,4 ± 14,4 a 52,0 109,0 18,6

Albúminas (g/L) M 7 34,4 ± 2,5 a 31,0 37,0 7,3 H 21 31,2 ± 4,4 a 22,0 42,0 14,1

Globulinas (g/L) M 7 46,0 ± 5,1 a 39,0 54,0 11,1 H 20 46,3 ± 13,6 a 28,0 78,0 29,5


Anexo 9. Media, desviación estándar, rango y coeficiente de variación de la concentración plasmática de urea y creatinina en pudúes (Pudu puda) machos (M) y hembras (H), Valdivia, Chile.


Urea (mmol/L) M 7 7,7 ± 2,2 a 4,3 10,6 28,9 H 21 9,8 ± 3,4 a 4,2 15,8 34,7

Creatinina (µmol/L) M 7 114,7 ± 18,8 a 93,0 151,0 16,4 H 21 109,8 ± 25,7 a 20,0 139,0 23,4

Letras distintas señalan p < 0,05. Anexo 10. Media, desviación estándar, rango y coeficiente de variación de la concentración plasmática de colesterol, triacilgliceroles y glucosa en pudúes (Pudu puda) machos (M) y hembras (H), Valdivia, Chile.


Colesterol (mmol/L)

M 8 2,0 ± 0,6 a 1,5 3,3 28,6 H 21 1,6 ± 0,4 a 0,7 2,5 27,7

Triacilgliceroles (mmol/L)

M 7 0,6 ± 0,3 a 0,2 0,9 49,3 H 21 0,5 ± 0,2 a 0,2 1,0 44,7

Glucosa (mmol/L)

M 8 10,9 ± 3,9 a 5,4 16,8 35,7 H 19 10,1 ± 3,8 a 3,3 19,0 37,6


37

Anexo 11. Media, desviación estándar, rango y coeficiente de variación de la actividad plasmática de amilasa y lipasa en pudúes (Pudu puda) machos (M) y hembras (H), Valdivia, Chile.


Amilasa (U/L) M 7 420,0 ± 62,5 a 312,0 501,0 14,9 H 21 535,2 ± 272,9 a 264,0 1570,0 51,0

Lipasa (U/L) M 7 20,8 ± 13,3 a 13,0 50,5 63,7 H 21 24,1 ± 25,8 a 13,5 130,8 107,0

Letras distintas señalan p < 0,05. Anexo 12. Media, desviación estándar, rango y coeficiente de variación de la concentración plasmática de bilirrubina y actividad plasmática de AST, ALT, GGT y SAP en pudúes (Pudu puda) machos (M) y hembras (H), Valdivia, Chile.



M 7 42,8 ± 17,8 a 19,2 77,1 41,6 H 21 30,9 ± 20,0 a 12,7 107,4 64,8

AST (U/L) M 8 161,1 ± 52,3 a 108,0 258,0 32,5 H 21 147,0 ± 40,1 a 87,0 229,0 27,3

ALT (U/L) M 8 71,6 ± 15,8 a 46,0 96,0 22,1 H 21 76,6 ± 23,6 a 35,0 115,0 30,8

GGT (U/L) M 8 85,4 ± 65,7 a 23,0 232,0 76,9 H 21 61,1 ± 13,4 a 39,0 98,0 22,0

SAP (U/L) M 7 251,4 ± 96,9 a 125,0 371,0 38,5 H 21 358,5 ± 337,3 a 112,0 1670,0 94,1

Letras distintas señalan p < 0,05. Anexo 13. Media, desviación estándar, rango y coeficiente de variación de la concentración plasmática de lactato y actividad plasmática de CK en pudúes (Pudu puda) machos (M) y hembras (H), Valdivia, Chile.


Lactato (mmol/L) M 7 6,4 ± 0,3 a 6,0 6,7 5,2 H 20 6,5 ± 0,4 a 5,9 7,3 5,6

CK (U/L) M 8 266,9 ± 111,2 a 133,8 511,8 41,7 H 21 431,8 ± 364,6 a 33,8 1790,0 84,4


38

Anexo 14. Media, desviación estándar, rango y coeficiente de variación de la concentración plasmática de magnesio (Mg), fósforo (P), calcio (Ca), sodio (Na), potasio (K), cloro (Cl), relación calcio/fósforo (Ca/P) y actividad enzimática de glutatión peroxidasa (GPx) en pudúes (Pudu puda) machos (M) y hembras (H), Valdivia, Chile.


Mg (mmol/L) M 8 1,1 ± 0,1 a 1,0 1,2 8,0 H 21 1,1 ± 0,1 a 0,8 1,3 13,5

P (mmol/L) M 8 2,5 ± 0,4 a 2,1 3,2 16,0 H 21 2,7 ± 0,8 a 1,4 4,3 28,1

Ca (mmol/L) M 8 2,5 ± 0,3 a 2,1 2,9 11,4 H 19 2,2 ± 0,3 b 1,4 2,7 14,1

Ca / P M 8 1,0 ± 0,2 a 0,7 1,3 21,7 H 21 0,9 ± 0,3 a 0,3 1,5 32,4

Na (mmol/L) M 8 152,8 ± 4,4 a 147,0 158,0 2,9 H 15 149,3 ± 6,2 a 140,0 161,0 4,2

K (mmol/L) M 8 3,7 ± 1,0 a 2,0 4,4 26,3 H 12 4,1 ± 0,4 a 3,6 4,9 9,9

Cl (mmol/L) M 8 130,2 ± 38,5 a 101,4 213,0 29,6 H 21 117,0 ± 15,9 a 93,8 156,3 13,6

GPx (U/g Hb) M 4 326,1 ± 19,2 a 305,5 343,0 5,9 H 15 331,8 ± 95,4 a 105,8 477,0 28,7


39

Anexo 15. Valores registrados para proteínas totales, albuminas y globulinas por Vásquez (1993), Bastías (2000) y Montes y col (2004) en pudúes mantenidos en cautiverio. PT (g/L) Alb (g/L) Glob (g/L)

Especie n X DE X DE X DE Autor

Pudu puda 10 87 10,1 36,0 27,0 47,0 12,1 Vásquez 1993 30 71,2 14,8 26,10 3,2 45,20 16,2 Bastías 2000 17 87,0 10,1 36,0 2,7 47,0 12,1 Montes y col 2004

Anexo 16. Valores registrados para proteínas totales, albúminas y globulinas en otros cérvidos.

PT (g/L) Alb (g/L)Glob (g/L)

Especie N X DE X DE X DE Autor Odocoileus virginianus 79 64 5 38 2 26 2 White y Cook 1974Odocoileus hemionus columbianus

8 62 7 30 3 32 -

Dhindsa y col 1975Odocoileus hemionus 2 53 6 29 3 24 - Cervus nippon 2 62 9 21 3 42 - Dama dama 5 67 5 36 2 31 - Odocoileus virginianus 1 43 62 7 30 4 26 3

Klinger y col 1986 Odocoileus virginianus 2 75 54 10 27 4 23 6 Cervus elaphus 20 65 6 38,6 4,9 26,4 - Marco y Lavín 1999Ozotoceros bezoarticus celer 13 53 9 24 3 30 9 Uhart y col 2003 Dama dama 4 60 4 51 4 9 - Vengušt y col 20061 Animales ocacionalmente encontrados. 2 Animales cazados o muertos. (-) Valores no determinados. Anexo 17. Valores registrados para urea y creatinina por Vásquez (1993), Bastías (2000) y Montes y col (2004) en pudúes mantenidos en cautiverio. Urea (mmol/L) Creatinina (umol/L)

Especie n X DE X DE Autor

Pudu puda 10 6,75 4,36 - - Vásquez 1993 30 - - 101,66 18,56 Bastías 2000 17 6,7 4,3 - - Montes y col 2004


40

Anexo 18. Valores registrados para urea y creatinina en otros cérvidos. Urea

(mmol/L) Creatinina (umol/L)

Especie N X DE X DE Autor Odocoileus hemionus columbianus 8 - - 123,8 26,5

Dhindsa y col 1975 Odocoileus hemionus 2 - - 123,8 17,7Cervus nippon 2 - - 141,4 35,4Dama dama 5 - - 159,1 79,6Odocoileus hemionus crooki 10 4,76 0,22 - - DelGiudice y col 1990Cervus elaphus 20 17,36 5,84 147,6 29,2 Marco y Lavín 1999 Ozotoceros bezoarticus celer 9;8 12;14 4;64 123;76 35;36 Uhart y col 2003 Dama dama 4 8,1 0,7 122,0 27,0 Vengušt y col 2006 (-) Valores no determinados. Anexo 19. Valores registrados para glucosa por Vásquez (1993) y Montes y col (2004) en pudúes mantenidos en cautiverio. Glucosa (mmol/L)

Especie n X DE Autor

Pudu puda 10 5,76 1,59 Vásquez 1993 17 5,70 1,50 Montes y col 2004

Anexo 20. Valores registrados para glucosa en otros cérvidos. Glucosa (mmol/L)

Especie n X DE Autor Odocoileus hemionus columbianus 8 8,0 3,2

Dhindsa y col 1975 Odocoileus hemionus 2 10,0 1,6 Cervus nippon 2 9,4 3,8 Dama dama 5 6,1 1,4 Odocoileus virginianus1 43 11,10 6,61

Klinger y col 1986 Odocoileus virginianus2 75 11,82 11,10 Cervus elaphus 20 7,81 3,61 Marco y Lavín 1999 Ozotoceros bezoarticus celer 13 9,38 3,50 Uhart y col 2003 Dama dama 4 8,5 2,1 Vengušt y col 2006 1 Animales ocacionalmente encontrados. 2 Animales cazados o muertos.

41

Anexo 21. Valores registrados para colesterol y triacilgliceroles en otros cérvidos. Colesterol

(mmol/L) Triacilgliceroles

(mmol/L)

Especie n X DE X DE Autor Odocoileus hemionus columbianus

13 2,0 0,4 - -

Dhindsa y col 1975 Odocoileus hemionus 5 1,4 0,5 - - Cervus nippon 13 1,9 0,7 - - Dama dama 8 2,5 0,7 - - Odocoileus virginianus 9 0,98 0,07 0,33 0,10 DelGiudice y col 1987 Odocoileus hemionus crooki 10 1,17 0,04 - - DelGiudice y col 1990

Cervus elaphus 20 1,29 0,29 0,17 0,10 Marco y Lavín 1999 (-) Valores no determinados. Anexo 22. Valores registrados para AST, ALT, GGT, SAP y CK por Vásquez (1993), Bastías (2000) y Montes y col (2004) en pudúes mantenidos en cautiverio. AST

(U/L) ALT

(U/L)GGT

(U/L) SAP

(U/L) CK (U/L)

Especie n X DE X DE X DE X DE X DE Autor

Pudu puda 10 94,8 30,0 - - 34,4 13,5 - - 201,0 194,6 Vásquez 1993 30 85,7 21,6 37,2 8,6 42,8 11,0 482 39 115,4 17,6 Bastías 2000 17 94,8 29,9 - - 34,4 13,4 - - 201,0 194,0 Montes y col 2004

(-) Valores no determinados. Anexo 23. Valores registrados para AST y ALT en otros cérvidos.

AST (U/L) ALT (U/L)

Especie n X DE X DE Autor Odocoileus hemionus columbianus 8 38,9 4,3 - -

Dhindsa y col 1975 Odocoileus hemionus 2 33,1 9,1 - - Cervus nippon 2 32,2 12 - - Dama dama 5 40,3 8,2 - - Odocoileus virginianus1 43 254 331 - -

Klinger y col 1986 Odocoileus virginianus2 75 237 211 - - Cervus elaphus 20 63,2 24,7 31,2 18,6 Marco y Lavín 1999Ozotoceros bezoarticus celer 8 - - 15 3 Uhart y col 2003 Dama dama 4 60 12 35 14 Vengušt y col 2006

42

1 Animales ocacionalmente encontrados. 2 Animales cazados o muertos. (-) Valores no determinados. Anexo 24. Valores registrados para bilirrubina y SAP en otros cérvidos.


SAP (U/L)

Especie n X DE X DE Autor Odocoileus hemionus columbianus 8 10,3 6,8 13 13

Dhindsa y col 1975 Odocoileus hemionus 2 5,1 - 11,3 3,2 Cervus nippon 2 6,8 3,4 25,9 12,4 Dama dama 5 5,1 3,4 15,7 8,1 Cervus elaphus 20 3,25 1,88 - - Marco y Lavín 1999Ozotoceros bezoarticus celer 8 - - 116 39 Uhart y col 2003 (-) Valores no determinados. Anexo 25. Valores registrados para GGT en otros cérvidos.

GGT (U/L)

Especie n X DE Autor

Dama dama 4 25 2 Vengušt y col 2006 Anexo 26. Valores registrados para CK en otros cérvidos. CK (U/L)

Especie n X DE Autor Odocoileus hemionus crooki 10 258 29 DelGiudice y col 1990 Cervus elaphus 20 198,3 145,8 Marco y Lavín 1999 Ozotoceros bezoarticus celer 8 126 149 Uhart y col 2003

43

Anexo 27. Valores registrados para Mg, P y Ca en otros cérvidos. Mg

(mmol/L)P

(mmol/L)Ca

(mmol/L)

Especie n X DE X DE X DE Autor Dama dama 4 0,90 - 2,00 1,00 2,30 0,20 Vengušt y col 2006 Odocoileus hemionus crooki 10 - - - - 2,52 0,05 DelGiudice y col 1990Odocoileus virginianus 79 - - - - 2,60 0,10 White y col 1974 Odocoileus virginianus1 43 - - - - 2,50 0,32

Klinger y Cook 1986 Odocoileus virginianus2 75 - - - - 2,37 0,40Ozotoceros bezoarticus celer 13 0,99 0,21 1,55 0,58 2,32 0,22 Uhart y col 2003 1 Animales ocacionalmente encontrados. 2 Animales cazados o muertos. (-) Valores no determinados. Anexo 28. Valores registrados para Na, K y Cl en otros cérvidos. Na

(mmol/L)K

(mmol/L)Cl

(mmol/L)

Especie n X DE X DE X DE Autor Odocoileus virginianus 79 157,6 1,9 6,8 0,5 - - White y Cook 1974 Odocoileus hemionus crooki 10 149,0 2,1 5,7 0,3 - - DelGiudice y col 1990Cervus elaphus 20 138,4 12,1 5,7 1,5 97,1 6,7 Marco y Lavín 1999 Ozotoceros bezoarticus celer 13 144,0 12,0 4,8 0,5 99,0 17,0 Uhart y col 2003 Dama dama 4 144,0 2,9 4,2 0,6 107,0 3,3 Vengušt y col 2006 (-) Valores no determinados. Anexo 29. Valores registrados para GPx en otros cérvidos. GPx (U/gHb)

Especie Grupo X DE Autor

Odocoileus hemionus columbianus

Suplementado 102,3 20,5 Flueck 1991 Libre no suplementado 32,6 3,26

Cautiverio no suplementado 171 6,23

44

9. AGRADECIMIENTOS

Al finalizar este trabajo quisiera manifestar mis agradecimientos a quienes de una u otra forma ayudaron a llegar a esta etapa, en especial:

A mis padres, Celso y María, quienes a pesar de las dificultades y la distancia, con su

incondicional apoyo e infinito amor, hicieron posible cumplir todas las metas propuestas. A Daniela, quien con tu amor y compañía pudiste estar en todo momento. A la Dra. Mirela Noro, quien en forma desinteresada me confió realizar este trabajo.

Gracias por sus consejos, colaboración y dedicación. Al Dr. Oscar Aleuy, quien tras años de conocimientos, aportó de buena forma a este

trabajo. A mi familia, gracias por su apoyo en los buenos y malos momentos. A todos mis compañeros y amigos, siempre estarán en mis recuerdos. Gracias por tantas

alegrías y tan buenos momentos. A todo el personal del laboratorio de Patología Clínica, a la Sra. Helga, Sra. Verónica y don

Atilio, por su disposición para realizar los análisis de laboratorio que fueron requeridos. Al Proyecto DID-UACh por el financiamiento aportado a este trabajo. Y a todos quienes de una u otra forma colaboraron en toda esta maravillosa etapa.

tesis hematologia

Documents

Transcript of tesis hematologia