Tesis correcciones

I.- INTRODUCCIÓN

El Perú está situado en la parte central occidental de Sudamérica, frente al Océano

Pacífico, y posee el 80% de los climas existentes en el mundo, lo que le permite tener

excelentes condiciones para la producción de uva en sus diferentes variedades, durante

todo el año.

Por ello, la viticultura en el Perú viene ganando cada vez más área en el contexto

agrícola y uno de los motivos es la capacidad del país de exportar uva fresca para otros

países como los Estados Unidos y naciones Europeas, cuando estos no pueden cosechar.

Como consecuencia de lo anterior, en los últimos cinco años las áreas de vid cosechadas

en el Perú, crecieron en 40%, y en, la reciente campaña de uva de mesa, octubre 2009 –

abril 2010, se registró un crecimiento del 50% en las exportaciones, con 62 mil

toneladas vendidas al exterior frente a las 41 mil toneladas de la campaña anterior, lo

que monetariamente significó US$ 50 millones más.

Según la Revista Inform@cción (2010) el área cultivada de uva en unos quince años

más igualaría al área cultivada de espárrago con un valor de ventas mayor a este en la

rama de productos no tradicionales.

Entre las nuevas zonas del norte del país donde se están instalando plantaciones

comerciales de vid para exportación, se encuentra la localidad de Casma (Ancash),

donde, debido a sus condiciones particulares de clima, se pueden obtener cosechas fuera

de época. El manejo del cultivo en esta localidad se hace en base a las experiencias

obtenidas de otros lugares del Perú, sin embargo la adecuación de estas tecnologías debe

de estar sustentada en la evaluación de los procesos fisiológicos y sus manifestaciones

en las condiciones ambientales de la zona.

Hasta el momento, en la zona de Casma, el cultivar Red Globe tiene el predominio

absoluto, y es conducido en el sistema de parrón español. Los periodos de cosecha

generalmente se ubican entre julio y noviembre y entre enero y mayo.

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Uno de los aspectos que genera dificultad para obtener fruta de mayor calidad, es la

presencia de racimos cortos. Una alternativa para hacer frente a este inconveniente es el

empleo de reguladores del crecimiento, entre los que destaca el ácido giberélico, que

normalmente se aplica antes del cuaje.

Sin embargo las dosis y momentos específicos de aplicación siguen siendo objeto de

controversias, por lo cual los resultados no son consistentes y con frecuencia, la

respuesta que se obtiene no es la esperada. Además, el ácido giberélico afecta otros

procesos relacionados con importantes características de los frutos.

Por este motivo, el objetivo principal del presente trabajo, es estudiar el efecto de cuatro

concentraciones de ácido giberélico más un testigo, aplicadas en tres diferente estados

fenológicos de los racimos, en el alargamiento del raquis del cultivar de vid Red Globe

bajo las condiciones edafoclimáticas de la localidad de Casma. Adicionalmente se

evaluará la influencia de los mencionados factores en los siguientes parámetros de

calidad:

Peso del racimo

Número de bayas por racimo

Peso del escobajo

Diámetro ecuatorial y longitudinal de la baya

Peso de las bayas

Número de semillas por baya

Acumulación de grados Brix

Susceptibilidad al desgrane

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II.- REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA

2.1. ASPECTOS ECONÓMICOS DE LA VITICULTURA

La viticultura mundial ocupa un área de 7´660,000 hectáreas, siendo Europa el

continente que posee más del 50 % de este total (4.4 millones de hectáreas). Los seis

países que destacan en áreas plantadas son: España (1´113,000 ha.), Francia (840,000

ha.), Italia (818,000 ha.), Turquía (505,000 ha.), China (470,000 ha.) y EE.UU.

(398,000 ha.). La producción mundial de uva es de 67´532,300 TM, de las cuales,

Europa tiene el 40%, Asia 26.5%, América 20.7%, África 6.0 % y Oceanía 2.8% (FAO,

2009).

En el ranking mundial de exportadores de uva de mesa para el año 2010, destaca Chile

en el primer lugar con US$ 975.47 millones, seguido de Italia que registra US$ 839.45

millones, y el tercer puesto lo ocupa EE.UU. con US$ 786.63 millones, lo que en

porcentaje del total mundial corresponde al 19%, 16% y 15%, respectivamente. El Perú

ocupa el lugar número 13 entre los países exportadores, con US$ 174.984 millones, que

es el 3% del monto total mundial de las exportaciones (PROMPEX, 2011).

En el año 2010 los envíos de uva peruana al exterior, alcanzaron 77 mil TM, a un

precio de venta promedio de US$ 2.29 el kilo, volumen que fue 21% más que la

anterior campaña (60 mil TM, en la que se vendió a un precio promedio de US$ 2.31

por kilo). En el año referido, los principales destinos de nuestras variedades de mesa

(con el volumen enviado a cada uno de ellos y el porcentaje del total exportado que

representa), fueron los siguientes: EEUU (21.19 mil TM, 27.2%), Países Bajos (11.02

mil TM,14.1%), Rusia (9.46 mil TM,12.1%), Hong Kong (7.76 mil TM, 9.8 %) ,Reino

Unido (3.99 mil TM, 5.1%) y China (3.32 mil TM, 4.2%) (ADEX, 2011).

En el sector de uvas para exportación, el Perú, al 2010, posee 11,168 hectáreas

cultivadas que se distribuyen en siete Departamentos, destacando Ica, Piura y La

Libertad con 7,000 ha, 2,042 ha y 1,416 ha, respectivamente. Los otros departamentos

con áreas mucho menores, son: Lambayeque, 300 ha.; Arequipa, 250 ha.; Lima, 100 ha.

y Ancash, 60 ha. Las variedades que destacan en importancia son: Red Globe, Superior

Seedless, FlameSeedless, CrimsonSeedless y Thompson Seedless (PROVID, 2010).

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2.2. ORIGEN, DISTRIBUCIÓN Y CLASIFICACIÓN BOTÁNICA

Los primeros signos de existencia de la vid datan de la era prehistórica, así parece

deducirse por las semillas encontradas junto a vestigios que estaban extendidos en todo

el hemisferio norte, desde el Himalaya hasta lo que es actualmente el territorio de los

Estados Unidos. Cuando se produjeron las glaciaciones, en la era Cuaternaria, y el

hemisferio norte se cubrió de hielo, desapareció gran parte de las plantas (Sousa, 1996).

Sin embargo, algunas sobrevivieron en lo que se conoce como los refugios climáticos.

Esos refugios existieron en todo lo que es hoy Europa, Asia Menor y en los Estados

Unidos. El más importante, en el Asia, fue denominado Refugio Caucásico, donde se

conservó la mayor cantidad de especies vegetales, entre ellas la vid (Giovannini, 1999).

La vid, en la actualidad puede ser encontrada en una amplia faja del globo entre las

latitudes de 52ºN y 40ºS, pero su mejor desarrollo se logra en regiones de clima

mediterráneo, donde los veranos son más secos y sus inviernos húmedos y fríos (Galet,

1983).

La vid pertenece al grupo Cormófitas (plantas con raíz, tallo, hojas y autótrofas),

división Spermatophyta (planta con flor y semilla), subdivisión Angiospermae (planta

con semilla dentro del fruto), clases Dycotyledoneae (plantas con dos cotiledones, que

originan las primeras hojas), orden Rhamnales (plantas leñosas con un ciclo de

estambres dentro de los pétalos), familia Vitaceae (flores con corola de pétalos soldados

en la parte superior y de prefloración valvar, con cáliz poco desarrollado, gineceo

bicarpelar y bilocular, con fruto tipo baya) (Hidalgo, 1999; Alvarenga, et al., 1998).

La familia Vitaceae puede, ser dividida en dos géneros: Vitis (de gran importancia

económica, pues se destina a la producción de vino y frutas) y Cissus (con algunas

especies de interés medicinal y ornamental) (Sousa, 1996).

El género Vitis puede ser dividido en dos subgéneros: Muscadínea (comprende 3

especies) y Euvitis (comprende más de 50 especies). Dentro del subgénero Euvitis,

encontramos dos especies de gran importancia para la agricultura (Vitis labrusca y

Vitisvinifera), sea para la producción de vino, o para el consumo en fresco. La primera

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es una especie de origen americana y presenta características más rústicas en cuanto a

susceptibilidad a enfermedades; la segunda es una especie de origen europeo, con

muchas de cuyas variedades se fabrica, más del 90% de los vinos existentes en el

mundo y con otras se produce la mayoría de las uvas de mesa (Giovannini, 1999).

Indudablemente vitisvinifera es la más importante a nivel mundial.

2.3. EXIGENCIAS CLIMÁTICAS

Los factores climáticos ejercen gran influencia en el cultivo de la vid. Cada estado

fenológico necesita de cantidades adecuadas de luz, agua y temperatura para que la viña

pueda desarrollar y producir uva de calidad (Mandelli, 2005).

La vid, a pesar de ser considerada una planta de clima templado, con hojas caducas,

presenta una capacidad de adaptación muy grande a diversas condiciones climáticas. Va

muy bien en condiciones de clima seco, con precipitaciones que varían de 400 a 600

milímetros anuales, sin embargo, su cultivo también ha desarrollado en regiones con

precipitaciones de 1000 milímetros al año (Giovannini, 1999).

La temperatura es el factor climático más importante que define el momento e

intensidad de las distintas fases fenológicas de la vid. La temperatura base, umbral de

crecimiento aparente, o cero de vegetación, corresponde a 10 °C, que es la temperatura

media diaria por encima de la cual se produce el desarrollo, aunque es importante

mencionar que hay variación en los sucesivos estados de desarrollo fenológico

dependiendo del cultivar (Antonacci, et al., 2001; Oliveira, 1998; Wilson y Barnett,

1983). La temperatura óptima para el desarrollo de las plantas está entre 15° y 30ºC,

pero es posible tener un viñedo en regiones con temperaturas entre 10° y 40ºC

(Sentelhas, 1998).

La vid es exigente en radiación solar, la falta de luz puede causar problemas

principalmente durante la floración y la maduración. La radiación solar es la mayor

fuente de energía para el proceso de evapotranspiración. (Pedro Júnior et. al., 1993;

Mandelli, 2005).

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La luz es indispensable para la realización de la fotosíntesis y la absorción de la misma

está en el rango de 400 a 700 nm. La cantidad y calidad de luz en una localidad varían

con la latitud, época del año, hora del día, exposición del terreno y nubosidad. Si el

nivel de luz es muy bajo, las hojas producirán menos materia de la que necesita,

transformándose en hojas sin materia seca, dependiente de las otras hojas. Con nivel de

20 a 30 µmol.m2.s-1 o 1% de luz fotosintéticamente activa, la hoja se encontrará en

equilibrio productivo, ya que la tasa fotosintética se iguala a la respiratoria. Si es mayor

la intensidad lumínica, mayor será la fotosíntesis neta hasta llegar al punto de

saturación, correspondiente a 99% de la fotosíntesis neta máxima, donde ocurre la foto

inhibición, cayendo la tasa fotosintética (Gil, 2000).

Terra et al., (1997) consideran importante la amplitud térmica para una buena

coloración de bayas y acumulación de azúcares, por lo que es necesario que el total de

horas de insolación durante el periodo vegetativo sea alrededor de 1200 a 1400 horas.

La caracterización fenológica y la cuantificación de las unidades térmicas necesarias

para la vid para completar las diferentes fases del ciclo productivo proporcionan al

viticultor el conocimiento de las fechas probables de cosecha, indicando el potencial

climático de las regiones para el cultivo. La necesidad térmica de la vid mediante el

concepto de grados – día ha sido ampliamente usada, para su evaluación son necesarias

observaciones fenológicas en áreas de cultivo situadas en diferentes ecosistemas (Pedro

Júnior et al., 1993).

Existe una relación directa entre la latitud y la temperatura, si aumenta la latitud,

aumenta la estacionalidad del ambiente (los climas son más extremos). A menores

latitudes, la relación entre grados día y días para completar un determinado estado

fenológico es casi rectilínea, en cambio a mayores latitudes la relación se hace

curvilínea, y aumenta el número de días para alcanzar el estado fenológico determinado

(Antonacciet al., 2001).

Comparada a otras especies de plantas caducifolias, las vides, requieren pocas horas de

exposición a condiciones de bajas temperaturas para salir de la condición de dormancia

y regresar al desarrollo en la primavera. Ellas son, en general, poco exigentes en frío,

necesitando entre 50 y 800 horas de frío, variando en función del cultivar (Samish,

1954; Dokoozlianet al., 1995; Pires, 1998; Pires y Botelho, 2000). Si bien es cierto, en

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climas templados la interrupción del periodo de dormancia ocurre naturalmente por las

temperaturas bajas de invierno, de acuerdo a Dokoozlianet al. (1995) no hay una

temperatura y tiempo de duración establecidos para una óptima ruptura de la dormancia

de la vid. Para los autores anteriores, el frío exigido por las vides y el papel que ejerce

en la regulación de la ruptura de la dormancia de las yemas aun no está bien definido.

Algunos resultados muestran que temperaturas por encima de 7.2 ºC también

influencian en la ruptura de la dormancia. Los estímulos de las bajas temperaturas son

recibidos por las células meristemáticas de las yemas (Galston y Davies, 1972;

Salisbury y Ross; 1994).

2.4. BIOLOGÍA

2.4.1. Morfología

La vid es una planta liana perenne. Está constituida por raíces, tallo principal, ramas y

hojas, estas partes son las responsables del sostén y mantenimiento de los frutos, que

son denominados bayas y están agrupados en racimos. Los frutos de la vid, así como las

hojas, pueden presentar diferentes formas y tamaños de acuerdo a la variedad a la que

pertenecen (Sousa, 1996; Terra et al., 1997).

La vid tiene varias raíces principales, que nacen lateralmente sobre la porción del tallo

usado como estaca para su propagación. El cultivar tiene influencia sobre la ubicación,

dirección, longitud y diámetro de las raíces. Las raíces de la vid colonizan capas poco

profundas del suelo, comprendidas entre los 20 y 50 cm., aunque Winkler (1962)

sostiene que la mayor parte de éstas se ubican a una considerable profundidad, entre los

60 y 150 centímetros. En la fase final del ciclo vegetativo anual, las raíces son zonas de

almacenamiento de carbohidratos, los cuales servirán para el desarrollo inicial de la

planta en el próximo ciclo (Reynier, 1995).

La importancia de las hojas se desprende de sus funciones, que son: transpiración,

fotosíntesis y respiración. Las hojas son de gran importancia para la intercepción de la

luz, realización de la fotosíntesis, protección de los frutos y producción de los

carbohidratos, que posteriormente serán transportados para las bayas en formación. La

disposición de las hojas en el brote es alterna y opuesta. Éstas se componen de un

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pecíolo y un ensanchamiento en lámina, llamado limbo. El primero es un eje por el cual

pasan los haces libero leñosos, que unen el limbo con el brote, y su longitud varía de

acuerdo con el cultivar. El pecíolo se prolonga en el limbo a través de cinco nervaduras,

que se dividen en nervaduras más finas de órdenes superiores e irrigan toda la superficie

del limbo. La hoja se compone de cinco lóbulos, separados por senos o interrupciones

marcadas en el borde de la hoja. La hoja adulta es el órgano principal para el

reconocimiento visual de cultivares y patrones, ya que varían en tamaño, vellosidad,

forma y color (Hidalgo, 1999; Reynier, 1995).

La vid, es una liana que se debe podar severamente para regular su crecimiento, y

entutorarla si se quiere elevar por encima del suelo. Esto la distingue marcadamente de

otras especies frutales. El tronco, normalmente se divide en brazos, constituidos por

madera vieja. Los brazos son los portadores de la madera de poda; pitones y/o

cargadores, sobre los cuales se desarrollan los brotes del año. Los tejidos superficiales

de los tallos, se secan y mueren, tomando una coloración pardo – negruzca y agrietada,

que se desprenden con facilidad y comúnmente se llama ritidoma (Reynier, 1995).

Las yemas de la vid son compuestas, raramente simples. Están constituidas

exteriormente por escamas protectoras de forma triangular y de color pardo, bajo las

cuales existe una segunda protección llamada algodón o borra, de color blanquecino.

Ambas estructuras protegen de uno a varios conos vegetativos con sus respectivos

meristemos terminales o ápices vegetativos, sinónimos de brotes en miniatura con todos

sus órganos: hojas, zarcillos, uno a tres racimillos de flores y bosquejos de yemas. La

complejidad y grado de fertilidad no es externamente diferenciable como en otros

frutales. Existen diferentes tipos de yemas, las cuales se pueden clasificar según el

momento de brotación en las siguientes categorías:

• Yema pronta o de brotación anticipada: la brotación ocurre en la misma temporada

de su formación y da origen a brotes llamados nietos, feminelas o anticipados, los cuales

pueden producir fruta de mala calidad.

• Yemas latentes: como su nombre lo indica, estas yemas van a permanecer latentes, y

van a brotar a la temporada siguiente de su formación. La producción comercial se

sustenta en este tipo de yemas.

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• Yemas adventicias: situadas sobre la madera de más de un año de edad, podrían

brotar después de la temporada de su formación. Estas yemas son generalmente

infértiles (Hidalgo, 1999).

De acuerdo a su ubicación, la vid no forma yema apical. En consecuencia todas las

yemas son axilares y están situadas sobre la inserción del pecíolo de las hojas. Los

conos vegetativos de este tipo de yemas tienen posiciones características. Arriba del

plano de inserción del pecíolo de la hoja, y ligeramente descentrada en relación a este,

se ubica la yema pronta; a continuación, centrada en relación a la base del pecíolo, esta

la yema latente. La yema latente, generalmente está compuesta de tres conos

vegetativos, el principal, ubicado al centro, y los dos secundarios, uno a cada lado de

este. Normalmente solo brota el cono principal, y los demás sufren una inhibición de

tipo hormonal. En la base del brote del año, se forma un grupo de pequeñas yemas

llamadas yemas basales, ciegas y casqueras. De estas, la que tiene cierta importancia es

la yema ciega, pues en la mayoría de las veces se comporta como latente, y a veces lleva

un racimo, las otras son del tipo adventicio (Hidalgo, 1999; Reynier, 1995).

Los brotes o sarmientos se originan de las yemas y están constituidos por entrenudos y

nudos, insertándose en estos últimos, las hojas, inflorescencias, zarcillos y yemas. La

longitud del sarmiento es variable, dependiendo del cultivar, vigor y sanidad. En el

brote se pueden distinguir dos partes: una preformada, que existía en la yema y tiene un

largo de cuatro a diez entrenudos, y otra que se desarrolla a partir del meristema apical

de la yema (Reynier, 1995).

Las flores son hermafroditas, perfectas, tienen un pistilo y cinco estambres, autofértiles

y están agrupadas en inflorescencias. Después de la floración, la inflorescencia queda

suspendida del pedúnculo a causa del peso de los frutos, recibiendo el nombre de

racimo, el cual está compuesto por el raquis y sus ramificaciones y los frutos son bayas

de formas variadas. La parte del pedicelo que penetra en la baya es denominada pincel

(Kunh, 2003).

La forma y tamaño del racimo en la madurez, que son características varietales

dependen de la forma inicial de la inflorescencia, y del número y volumen de las bayas.

En la baya, el tamaño, forma, color, consistencia, sabor, y separación del pedicelo, así

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como el número y tamaño de las semillas también son características varietales

(Reynier, 1995).

2.4.2. Ciclo anual

Fase de movilización de reservas

El ciclo normal de la vid adulta se inicia con la llamada poda de invierno, donde,

después de pasar por un periodo de reposo, la planta inicia su brotación con las reservas

de carbohidratos acumuladas después el periodo de cosecha. Satisfechas las necesidades

en frío y alcanzada la temperatura de base (10°C, que es la temperatura media diaria por

encima de la cual se produce el desarrollo), las escamas que cubren las yemas se

separan dando origen a la brotación (Giovannini, 1999).

Después de la poda, y por las zonas del corte en las ramas, ocurre una exudación

acuosa. Esto es lo que se denomina el “lloro” y representa el inicio de la actividad de las

raíces, que comienzan a absorber agua y elementos minerales y a movilizar

carbohidratos. Debido al movimiento ascendente de la savia y por no haber todavía

vegetación sobre las plantas, ocurre la salida de ese exudado por las partes podadas

(Reynier, 1995).

El crecimiento de las ramas de las vides se ajusta a una curva sigmoidea, caracterizada

por un periodo inicial de crecimiento lento, seguida por un crecimiento rápido y

nuevamente por un crecimiento lento. El final de la fase de crecimiento rápido de las

ramas coincide con el pico de floración de las plantas (Pommer y Passos, 1990; Reynier,

1995).

Las nuevas brotaciones dependen inicialmente de la cantidad y movilización de las

reservas almacenadas el ciclo anterior, siendo el movimiento de las sustancias

asimiladas esencialmente en dirección acropétala (Hidalgo, 2002). Cuando los brotes

alcanzan aproximadamente 50% de su tamaño, pasan a producir más material

fotosintetizado del que consumen (Giovannini, 1999).

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La segunda etapa de crecimiento es dependiente de la actividad fotosintética de los

órganos verdes de la planta, principalmente las hojas (Scarpare, 2007). A medida que

aumenta la temperatura, el crecimiento y la elongación del brote es cada vez más rápido,

alcanzando supunto más alto en tres a cuatro semanas, aproximadamente. Como las

ramas de las vides no forman yemas terminales, si hay condiciones favorables para su

crecimiento, este no se detiene (Giovannini, 1999).

El control del crecimiento se explica en parte por el balance endógeno entre

estimuladores e inhibidores en respuesta al ambiente y al propio estado de desarrollo de

la planta. El ácido giberélico, superando el efecto del ácido abscísico, sería el factor

preponderante de la extensión de los entrenudos, mientras que la caída de los

promotores, con el aumento, o no, del ácido abscísico, estaría relacionada con el

termino del crecimiento (Gil, 2000).

Después de la poda de invierno, además de las prácticas básicas de cultivo como riegos,

fertilización, control de malezas, etc., será necesaria la realización de otras labores

especiales como el aclareo del follaje (hojas y brotes), raleo de racimos y de frutos,

amarre de brotes a los alambres de la estructura de soporte, aplicaciones de reguladores

del crecimiento, etc (Terra et al., 1997).

Fases de inducción, iniciación y diferenciación floral

La actividad organogénica de los meristemas apicales de las yemas es la responsable de

la formación de las futuras estructuras de la planta. Algunos ápices meristemáticos

caulinares sufren grandes cambios fisiológicos, a partir del proceso de diferenciación, y

se transforman de un estado vegetativo a reproductivo, como resultado de lo cual se

forma el primordio de inflorescencia. Este proceso prosigue hasta que las yemas entren

en dormancia. De acuerdo con Bosset al. (2003), después de diferenciarse, las

inflorescencias inmaduras sobreviven durante el invierno en estado quiescente en la

yema dormante y después, con el inicio de la brotación de las yemas en la primavera

siguiente, el proceso de desarrollo continúa hasta la formación de las flores. Por otro

lado, Chadha y Shikhamany (1999) indican que en condiciones de clima subtropical, la

diferenciación coincide con la fase de fijaciónde frutos que en la India ocurre entre 45 y

60 días después de la poda de producción.

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Las etapas del proceso de diferenciación floral son las siguientes:

Formación del anlage o primordio no diferenciado (protuberancia meristemática):

ocurre en la misma temporada de crecimiento del brote.

Formación de los primordios de inflorescencia: tiene lugar en la misma temporada

de crecimiento del brote.

Formación de las flores: ocurre en la temporada siguiente de crecimiento del brote.

Tomando como base la brotación:

-Una semana después se forma el cáliz

-Dos semanas después se forma la corola

-Tres a cuatro semanas después se forma el androceo

-Cuatro a cinco semanas después se forma el gineceo (Pérez, 1984; Pérez, 1992).

El estudio de la fisiología de la formación de las yemas florales o yemas fértiles en vid

es asunto que merece la mayor atención para la solución de problemas relevantes para la

producción. La profundización en esta área del conocimiento debe traer en el futuro

avances considerables en el desarrollo de la tecnología para producción de uvas de mesa

sin semillas y el aumento del promedio de los viñedos. (Botelhoet al., 2006a).

La ubicación de las yemas fértiles en el sarmiento es variable. Hay cultivares en los que

las yemas basales son prácticamente infértiles o de baja fertilidad, otros por el contrario

tienen una marcada fertilidad desde las primeras yemas, siendo lo normal una situación

intermedia. En ambos casos se produce un constante incremento de la fertilidad hasta la

mitad del sarmiento (yema número 16 aproximadamente), lugar desde el cual la

fertilidad comienza a decrecer (Hidalgo, 2002).

El exceso de vigor de las ramas es uno de los factores que puede llevar a la reducción de

la fertilidad de las yemas en vides (Botelhoet al., 2004).

Un fenómeno bastante común, que en principio tienen un componente varietal muy

importante y cuya presencia o intensidad es variable e inconstante en las diversas

temporadas, es la necrosis de yemas. Este problema, que también se conoce como

yemas partidas, aparece como consecuencia de la muerte de la yema principal, lo cual

determina que las laterales, inicialmente inhibidas, se desarrollen dando la apariencia de

una yema partida o doble (Gil, 1999; Laveeet al., 1984).

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Se asume que la necrosis de yemas ocurre en todos los cultivares de uva de mesa, en un

10% y 30% de las yemas, pasando la mayor parte de las veces inadvertida dada la gran

capacidad de fructificación de la vid. Algunos datos establecidos para ciertos cultivares

indican lo siguiente:

Cultivares Victoria y Superior Seedless: las dos primeras yemas son necróticas en

un 60%, y luego esta característica se reduce a un 10%.

Cultivar CentenialSeedless: las seis primeras yemas son necróticas en un 60%, y

luego se reduce a un 20% (De Palma et al., 2000; Sansavini y Fanigliulo, 1998;

Pérez, 1992).

Fases de floración, polinización y fertilización

Después de la reanudación vegetativa, cuando el brote presenta aproximadamente de 6 a

7 centímeros, se inicia la aparición de los racimos de uva y se completa la última fase de

la diferenciación, la macro y micro esporogénesis. La floración o antesis no ocurre en

todo el racimo al mismo tiempo; primero florece la parte central del racimo, después la

base y por último la punta. Por eso es que con frecuencia se hace referencia a una

“floración inicial” (cuando se abren las primeras flores), una “plena floración” (cuando

75% de las flores ya están abiertas) y una “floración final” (cuando todas las flores están

abiertas o en vías de fructificar) (Pires y Pommer, 2003).

A diferencia de lo que ocurre con las yemas, en las vides no son frecuentes los

problemas de fertilidad de las flores. La flor de la vid es hermafrodita (perfecta),

contiene un pistilo y cinco estambres funcionales por el cual es posible la

autofecundación (cleistogamia), ocurriendo incluso cierto grado de autopolinización y

fecundación del ovario antes de la antesis, lo cual sin embargo, no es suficiente para una

adecuada fructificación, y es imprescindible la apertura total de la flor para que,

favorecido sobre todo por el viento, el polen llegue a los estigmas del mayor número de

flores posibles pues la polinización puede ser favorecida por el viento y por insectos. La

presencia de lluvias frecuentes o temperaturas muy bajas durante la antesis pueden

comprometer seriamente la fecundación de los ovarios (Gil, 2000; Pires y Pommer,

2003).

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En condiciones de campo normales, la fertilización sucede dos o tres días después de la

polinización. Las temperaturas adecuadas para la germinación y el crecimiento del tubo

polínico están en la rango de los 26.7°C a 32.2ºC. Estos dos procesos son inhibidos a

temperaturas debajo de 15.6ºC y arriba de 37.8ºC (Dokoozlian, 2000). La baja

temperatura de 12/9 ºC (día/noche) afecta negativamente el crecimiento del tubo

polínico y de este modo, a la fructificación (Ebadiet al., 1995).

Fases de “amarre” o fijación y desarrollo de las bayas

Después de la floración, con la fecundación y el relativo estímulo hormonal, con la

presencia o no de la estenoespermocarpia, el ovario de la flor a través de la división

celular y su propio crecimiento, inicia la formación del fruto. La evolución que ocurre

con la baya en su crecimiento es representada por una doble curva “sigmoidea”, en la

cual se evidencian tres periodos:

Fase 1, o de crecimiento rápido de las bayas: dura cinco a siete semanas. En un

comienzo ocurre división y elongación celular, luego únicamente la segunda. Es en

esta fase donde se registra la mayor concentración de giberelinas en los frutos.

Fase 2, o de crecimiento lento: dura desde pocos días a cuatro semanas dependiendo

de la fecha de cosecha de la variedad. Ocurre principalmente organización de la

semilla con el crecimiento del embrión.

Fase 3, o de crecimiento rápido: Gran actividad de elongación celular debido a un

aumento en la concentración de giberelinas, pero de menor intensidad que en la fase

1. También ocurre acumulación de sólidos solubles, aumento en el pH y

acumulación de antocianinas en las bayas (Pérez et al., 2000; Reynier, 1995;

Hrazdinaet al., 1984).

Fases de maduración y cosecha

La pinta, envero o cambio de color ocurre al inicio de la fase de maduración final. Los

frutos pierden la coloración verde que les otorga la clorofila, asumiendo la coloración

típica del cultivar. Los pigmentos que colorean la piel de las bayas son polifenoles

conocidos como, flavonoides. En las uvas blancas, estos son las flaconas, mientras que

en las variedades oscuras son las antocianinas. La acumulación de antocianinas, así

como de otros fenoles y lignina en la epidermis de los frutos, es dependiente de la

14

disponibilidad de fenilalanina, la cual es sintetizada desde los carbohidratos. Igualmente

existen factores externos, que también son limitantes en la acumulación de antocianinas,

estos son: luz, diferencias de temperatura entre el día y la noche, y niveles hormonales

como por ejemplo de etileno (Hrazdinaet al., 1984).

En la pinta y luego de ésta, el flujo de agua y metabolitos hacia la baya a través del

xilema se reduce, debido al embolismo xilemático. Otros importantes eventos ocurren

en las bayas luego de iniciado el envero, como manifestación de importantes cambios en

el metabolismo que ponen fin a su crecimiento y dan inicio a la maduración: modifican

su estructura, pierden dureza y se ablandan; la acidez disminuye; los azúcares se

incrementan; se desarrollan sabores y aromas característicos, y la epidermis se recubre

de pruina (Hrazdinaet al., 1984).

Según Pommer y Passos (1990), a partir de la pinta la planta entra en la fase de

acumulación de reservas, pues produce más energía de la que consume. Sin embargo, es

después la cosecha, que la planta intensifica la movilización de los carbohidratos

producidos en las hojas hacia las zonas de almacenamiento, principalmente raíces y

tronco. Luego, las hojas comienzan a caer y un nuevo ciclo puede ser iniciado con la

poda.

El volumen de cosecha puede tener una acción directa sobre las substancias de reserva.

Las vides con producciones elevadas utilizan una mayor cantidad de carbohidratos y

destinan limitadas cantidades de estos productos para ser almacenadas como reservas, lo

que puede originar una menor productividad la campaña siguiente (Hidalgo, 2002;

Reynier, 1995)

La cosecha, tanto de las uvas de mesa como de aquellas para fabricar vino, es manual,

sin embargo, por su forma de consumo, en las primeras la recolección exige mayores

cuidados y precauciones. En esta fase, en las uvas de mesa, se acostumbra realizar la

primera limpieza de los racimos que consiste en retirarse restos foliares, ramas secas,

zarcillos y bayas defectuosas y dañadas. En seguida, los racimos deben ser acomodados

cuidadosamente en contenedores plásticos revestidos con espuma de polietileno con el

pedúnculo en alto y en un solo nivel (Benato, 2003).

15

2.5. CULTIVAR RED GLOBE

2.5.1. Antecedentes Generales

Este cultivar fue obtenido en un programa de mejoramiento en la Universidad de

California, Davis, U.S.A.; liderado por los profesor Harol P. Olmo y Albert Koyama

(Volosky, 1989). Las variedades involucradas fueron Emperor, Hunisa, Nocera y otras.

Se introdujo al mercado de los Estados Unidos como un nuevo y definido cultivar en el

año 1980 (Rosés y Valenzuela, 1999).

Red Globe es un cultivar rojo de bayas grandes y redondas, de gran calibre y con

semillas. Respecto a su fenología, se trata de un cultivar de brotación tardía, y

normalmente se cosecha tarde en la temporada, pero antes que Emperor. Su disposición

para el almacenamiento es excelente (Volosky, 1989). Red Globe es una de las

principales variedades de uva de mesa que se cultiva en Perú.

2.5.2. Algunas Características Botánicas del Cultivar

La planta es de vigor medio de producción pareja y consistente. Su fertilidad

generalmente la presenta entre la 5ta y la 6ta yema. La flor es hermafrodita y

autopolinizante. El racimo se caracteriza por ser grande y suelto, con un pedúnculo

largo y fino, y con aspecto armonioso en su condición natural. En cuanto a sus bayas,

éstas son de tamaño grande con un diámetro medio de 25 mm., redondas y ligeramente

más cortas en sus polos, de color rosado a purpurino, de pulpa carnosa y firme. En su

interior, la baya posee entre tres a cuatro semillas de fácil desprendimiento. Posee un

pedicelo firme que se une a la baya a través de una pestaña extensa otorgándole gran

resistencia al desgrane. Sumado a esta característica, ayuda un pincel largo y firme que

penetra en la baya tomando un color rosado suave (Volosky, 1989).

2.6. HORMONAS Y REGULADORES VEGETALES

Las hormonas vegetales son mayormente definidas como compuestos orgánicos, no

nutrientes, de origen natural, producido por la planta, los cuales en bajas

concentraciones (10-4 M) influencian el crecimiento y desarrollo vegetal, promoviendo,

16

inhibiendo o modificando procesos morfológicos y fisiológicos (Castro y Vieira, 2001;

Taiz y Zeiger, 2004). Las más importantes son: ácido abscísico, auxina, citoquinina,

etileno y giberelina.

Estas hormonas vegetales, naturalmente actúan de manera conjunta dentro de la planta,

proporcionando el equilibrio necesario para que todas las actividades inherentes a las

etapas fenológicas ocurran de forma armónica (Davies, 2004; Ruiz, 1998; Castro y

Vieira, 2001). Su efecto finalmente dependerá de la especie, de la parte de la planta, del

estado de desarrollo, de la concentración, de la interacción con otros compuestos y de

los factores ambientales (Salisbury y Ross, 1994).

Según Conde et al. (2007), las auxinas, citoquininas y giberelinas son promotores de la

división y expansión celular y son producidos principalmente por las semillas o, en el

caso de cultivares apirénicos, por los tejidos de los óvulos no fertilizados. Por eso en

vid, el tamaño final de la baya generalmente guarda relación directa con el número de

semillas que posee. Sin embargo, la producción de citoquinina por las semillas no está

completamente establecida para todas las especies de plantas.

Los niveles endógenos de determinada hormona están condicionados a factores

climáticos como luz y temperatura y también a la presencia o concentración de otras

hormonas (Collet al., 2001; Ruiz, 1998).

Por otro lado, los reguladores vegetales o biorreguladores son sustancias sintetizadas

que aplicadas exógenamente, poseen acciones similares a los grupos de hormonas

vegetales conocidos. Los reguladores vegetales pueden actuar directamente en las

diferentes estructuras celulares y en ellas provocan alteraciones físicas, químicas y

metabólicas (Castro y Vieira, 2001; Taiz y Zeiger, 2004). Sin embargo, de acuerdo con

la concentración utilizada, una misma sustancia puede pasar del papel de activadora a

inhibidora del crecimiento (Ruiz, 1998).

El estudio de la aplicación de reguladores vegetales en muchas especies cultivadas,

busca el dominio y control de los procesos fisiológicos de las plantas y, de cierto modo,

su acción ha mostrado resultados sorprendentes tanto por las reacciones divergentes de

17

plantas semejantes al empleo de un mismo producto como por la modificación de

ciertas técnicas consideradas tradicionalmente inalterables (Ruiz, 1998).

2.7. GIBERELINAS EN LA VITICULTURA

La acción de las giberelinas en la viticultura viene siendo intensamente estudiada a

través de aplicaciones exógenas de ácido giberélico, generalmente AG3, efectuadas

desde la aparición de la inflorescencia hasta el inicio de la maduración de los racimos.

Los estados en que más se usa este regulador son:

Pre floración: para la elongación del escobajo y obtener floraciones más uniformes.

Floración: para provocar un aborto de bayas del racimo.

Baya de 4 a 5 mm. en adelante: para provocar un mayor crecimiento de ésta.

Después de la cuarta aplicación ya no hay contribución al peso de la baya

(Benavente, 1988).

Generalmente los cultivares con semillas son muy sensibles a las aplicaciones de AG3

en prefloración, mientras que la respuesta al tratamiento de las bayas en postfloración es

relativamente pequeña (Lavee, 1987).

Las giberelinas son consideradas inhibidoras del proceso de floración en muchas

especies frutales, pero, el papel del ácido giberélico en la floración de las vides varía

según el estado de desarrollo de la yema latente. Inicialmente actúa como promotor de

la floración al ser requerido en el proceso de la formación del primordio indiferenciado

o anlage. Luego, en la fase de inducción floral, funciona como inhibidor de la

diferenciación floral ya que induce la transformación del anlange en zarcillos en lugar

de inflorescencias (Srinivasan y Mullins, 1980; Mullinset al., 1992).

El ácido giberélico aplicado no es traslocado al interior del racimo, o al menos no lo

hace con facilidad, pues sólo las partes tratadas responden a la aplicación del producto.

Por eso el mayor aumento en el tamaño de los frutos es obtenido cuando los racimos

son pulverizados o sumergidos en soluciones de ácido giberélico (Leão, 2000b). La

giberelina aplicada a las hojas tiene efecto reducido sobre el tamaño de los frutos,

(Weaver y McCune, 1959b).

18

Trabajando con el cv. Cabernet Sauvignon se ha detectado que entre dos y cuatro

semanas después de plena floración, existen dos picos de producción de giberelinas,

ambos en la fase I de desarrollo de las bayas y muy relacionados con el número de

semillas (Scienzaet al., 1978). Por eso es que los cultivares con semilla son mucho más

sensibles a las aplicaciones de AG3 para el crecimiento del fruto en pre floración cuando

la giberelina endógena aún no existe o es escaza y generalmente el efecto es pequeño o

menos marcado en los tratamientos post floración, momento en que hay giberelinas en

abundancia producida por las semillas.

En los cultivares sin semilla la giberelina puede ser detectada en los frutos solo durante

los primeros 14 días después de la antesis. Por ello es que el nivel endógeno de la

hormona en las bayas de estos cultivares puede ser un factor limitante de su desarrollo y

responden más ampliamente a las aplicaciones en estados más avanzados de la primera

etapa de su crecimiento (Coombe, 1960; Weaver, 1961; Lavee, 1987). Precisamente, es

una práctica muy empleada en las principales regiones productoras de uva de mesa del

mundo, la aplicación de AG3 para el crecimiento de bayas cuando estas tienen 3 a 5

milímetros de diámetro aproximadamente (Pires y Botelho, 2001).

El crecimiento de los frutos a partir de la fase II de la curva respectiva, parece que ya no

está relacionado con las giberelinas sino más bien con los azúcares que aumentan

rápidamente, favoreciendo de esta manera la entrada de agua en los frutos (Coombe,

1960).

Además del crecimiento de las bayas, otros efectos también pueden ser, de manera

general, activados por las aplicaciones de AG3. Por ejemplo cuando se aplica en plena

floración es posible provocar el aborto de las flores y el alargamiento del raquis,

formando racimos más sueltos. También puede producir el alargamiento de los

pedicelos (disminuyendo así la compacidad de los racimos), inducir la apirenia,

uniformizar y adelantar la maduración (Pires y Botelho, 2002; Santos et al., 2003; Pires,

1998; Taiz y Zeiger, 1998). Sin embargo, algunas veces puede también obtenerse

afectos indeseables con el uso del AG3, como por ejemplo un engrosamiento excesivo

de los racimos, ocasionando un mayor desgrane en cosecha y postcosecha; retardo en la

maduración con una menor acumulación se sólidos solubles, mayor acidez y menor

19

coloración de bayas; disminución de la fertilidad de yemas en la siguiente temporada,

etc (Weaver, 1961; Dokoozlian, 2000).

Existen una serie de reportes que informan de resultados variados encontrados en

cultivares específicos, tanto para uvas con semilla como para variedades apirénicas, con

aplicaciones de AG3 tempranas (crecimiento de racimos) y tardías (después del

cuajado). En ‘Red Globe’ por ejemplo se logra uniformidad y mayor peso de bayas

cuando se emplean concentraciones de 20 y 40 ppm, dos semanas después del cuajado,

en el momento en que los frutos tienen de 10 a 12 milímetros de diámetro (Dokoozlian,

2000; Rosés y Valenzuela, 1999). En la variedad Italia, aplicaciones de entre 0.5 a 50

ppm al inicio de floración dieron como resultado racimos más sueltos y alargados y

bayas con menor número de semillas y mayor concentración de sólidos solubles, sin

embargo cuando las aplicaciones fueron más tardías (frutos de 8 mm. de diámetro), aún

cuando se incrementó el peso de los racimos y las bayas, no hubo aumento de los

sólidos solubles (Guerra et al., 1981; Feitosa, 2002; Leãoet al., 2000b). Otros resultados

con esta misma variedad y con sus mutaciones Benitaka y Brasil, indican que el AG3 en

concentraciones de 10 a 30 ppm aplicado directamente sobre los racimos entre 20 y 30

días después de la floración sólo resultó en una mayor rigidez de la epidermis de los

frutos y sus pedicelos, sin afectar significativamente el tamaño y forma de las bayas

(Pires, 1998; Pires y Botelho, 2000). En otro cultivar con semillas como Niágara

Rosada (Vitis labrusca), tampoco se modificaron las características del fruto ni de los

racimos cuando se aplicó 100 ppm de AG3, 14 días después de la floración (Botelhoet

al., 2003a). Resultados similares se reportan con el cv. Delaware, con 50 ppm aplicado

antes y después de floración, pero cuando se agregó nitrato de amonio se incrementó el

tamaño de los frutos por un aumento del volumen de las células aún cuando el

contenido de sólidos solubles fue ligeramente menor (Unganset al., 2003).

Mucho más abundantes son los reportes de las aplicaciones de AG3 en uvas sin semilla,

en muchas de las cuales dichas prácticas forman parte obligatoria de su manejo

comercial. Sus efectos son múltiples y hay variaciones importantes según los factores ya

conocidos: cultivar, época y dosis. En ‘Thompson Seedless’ las aplicaciones por

inmersión de racimos antes de la floración dan como resultado que estos se alarguen y

se vuelvan más sueltos, mientras que si se hacen después de la floración, se logra un

mayor crecimiento de las bayas (Weaver y McCune, 1962).

20

Las variadas respuestas a la aplicación de giberelinas exógenas confirman que su efecto

está supeditado tanto a factores internos como externos y por lo cual, los momentos y

dosis para lograr los efectos deseados deben de ser precisados en función del cultivar y

de las condiciones medioambientales, especialmente clima.

Bajo la premisa anterior, se planificó el siguiente trabajo de investigación, teniendo

como objetivo principal determinar, en las condiciones de la localidad de Casma, el

efecto de cuatro concentraciones y tres épocas de aplicación de ácido giberélico en el

alargamiento del raquis y sobre otros parámetros relacionados con características de

calidad del fruto del cultivar de uva de mesa ‘Red Globe’.

21

III.-MATERIALES Y MÉTODOS

3.1. DESCRIPCIÓN DEL PREDIO Y DE LOS VIÑEDOS

El experimento en su fase de campo y postcosecha fue conducido en el Fundo “IV

Palos” de la Empresa “Agrícola y Ganadera Chavín de Huántar S.A.” (Latitud Sur 9º

24΄54.95”, Longitud Oeste 78º 20´34.28”), en la localidad de Casma, distrito de Casma,

Provincia de Casma, Departamento de Ancash. Dentro del mismo Fundo se encuentra la

Planta de Procesamiento de Uva con cámaras de frío y de aire forzado necesarios para

su empaque y refrigerado posterior, y es ahí donde se realizaron las evaluaciones

postcosecha a los racimos del experimento. La zona recién está incursionando en el

cultivo de vid, con la variedad Red Globe.

El distrito de Casma está localizado a 38 m.s.n.m. Los meses de enero, febrero y marzo

se caracterizan por ser los más secos (meses de verano, con 64% de humedad relativa),

mientras que los meses de junio, julio y agosto son un poco más húmedos (89% de

humedad relativa) y mayormente corresponden a los meses de invierno.

Durante el periodo de evaluaciones, en la estación meteorológica DAVIS del fundo, se

registraron, precipitaciones de 0.8 mm en promedio, temperaturas promedio de 18.9 º C,

humedad relativa alrededor de 79%, presión atmosférica promedio de 1015 mb

(milibares) y velocidad del viento promedio de 1 m/s y con dirección ESE (este sur

este).

El Fundo posee un suelo con una conductividad eléctrica de 2.74 dS/m, con pH 7.63,

contenido de materia orgánica de 0.02%, una capacidad de intercambio catiónico de

2.88 y clase estructural arenosa. El agua utilizada para realizar los riegos fueron

extraídos de pozos tubulares, y tiene una conductividad eléctrica de 2.81 dS/m y un pH

de 7.46 (Anexo 1 y 2).

El lote de 5 hectáreas de ‘Red Globe’ conducido en el sistema de parrón español, en

parte del cual se realizó el experimento fue instalado en el mes de abril del 2009, y

22

tiene como porta injerto a MGT 101-14. Los distanciamientos de siembra son de 3 x

2.5 metros, dando un total de 1,333 plantas por hectárea.

El riego se hace con el sistema de goteo, a doble manguera por lado de las plantas. Entre

goteros hay una distancia de 30 cm. y tienen un caudal de 4 litros por hora.

Durante el ciclo de crecimiento fueron realizadas las prácticas de cultivo habituales

como control de plagas, enfermedades y malezas; aplicación de fertilizantes a través del

riego y foliares y aplicación manual de materia orgánica (50 kg. /planta). También se

realizaron labores especiales propias de la vid como la poda (la misma que fue mixta,

dejando cargadores de 6 a 8 yemas y pitones de reemplazo de 4 yemas), raleo de

racimos, bajado o penduleo de racimos, descole de racimos, y entresacado de bayas.

3.2. MATERIALES Y EQUIPOS

Para marcar las plantas experimentales dentro del parronal y las panículas florales

respectivas, se hizo uso de etiquetas y cintas plásticas de colores, respectivamente.

Como fuente de ácido giberélico se empleó el producto comercial Ryz Up, que es el

usado normalmente en el Fundo, cuya concentración de ingrediente activo es 32 gr. /

litro. Las concentraciones aplicadas fueron 10 ppm (6,25 ml. de Ryz Up en 20 L. de

agua), 20 ppm (12,5 ml. de Ryz Up en 20 L. de agua), 30 ppm (18,75 ml. de Ryz Up en

20 L. de agua) y 40 ppm (25 ml. de Ryz Up en 20 L. de agua).

Para medir el crecimiento de los racimos evaluados en el campo, se hizo uso de una

cinta métrica, un cuaderno de notas para apuntar todas las medidas, un lapicero, y una

escalerita especial en forma de trípode hecha de eucalipto que en la zona se conoce

como “caballito”.

La cosecha se hizo con tijeras especiales y se usaron jabas plásticas cosecheras de 8.2

Kg. de capacidad acomodando los racimos en un solo piso evitando que se aprisionen

entre sí. Además se hizo uso de bolsas de polietileno en cada una de las cuales se colocó

un racimo para evaluar su desgrane.

23

En la Planta de Procesamiento los racimos cosechados se almacenaron en la Cámara de

frío con aire forzado y en las evaluaciones se emplearon los siguientes materiales y/o

equipos: calibrador, regla vernier, brixómetro y balanza digital.

También se hizo uso de cajas de cartón, para almacenar los racimos a temperatura

ambiente a fin medir el desgrane.

3.3. METODOLOGÍA EXPERIMENTAL EN CAMPO

El periodo del experimento abarcó desde de la poda (12 de abril), luego de la cual se

escogió y marcó las plantas experimentales sobre las que, en su momento, se aplicaron

los respectivos tratamientos, hasta la cosecha (4 de setiembre).

Dentro del lote de 5 hectáreas, se escogieron 75 plantas con la mayor similitud aparente

entre ellas, identificándolas con carteles de cartulina plastificada. Los tratamientos en

número de 15 fueron distribuidos al azar entre las plantas marcadas, de manera que cada

tratamiento fuese aplicado en 5 plantas. Al inicio del brotamiento, en cada planta

experimental se marcaron dos inflorescencias en dos brotes diferentes. Estas se

identificaron con cinta masking tape. Es decir, cada tratamiento se evaluó sobre 10

inflorescencias (2 por cada uno de las 5 plantas/tratamiento) que después se

transformaron en racimos fruteros.

Todas las plantas experimentales y marcadas se manejaron de manera igual a la del

resto del parrón del fundo, excepto en lo siguiente:

1° La aplicación de AG3 que se hace directamente sobre los racimos después de la cuaja

no se realizó en los racimos experimentales. Estos fueron cubiertos con bolsas de papel.

2° No se realizó raleo ni “descole” de los racimos, y tampoco raleo o entresacado de

bayas.

Los 15 tratamientos que se aplicaron fueron consecuencia de la combinación de los dos

factores en estudio: concentraciones de AG3 (cuatro más un testigo) y momentos de

aplicación (tres). El detalle de los niveles de cada factor es el siguiente:

24

A. Concentraciones del ácido giberélico.

1. 0ppm (Testigo)

2. 10 ppm

3. 20 ppm

4. 30 ppm

5. 40 ppm

B. Momentos o épocas de aplicación del ácido giberélico. Tres estados fenológicos,

todos antes de la cuaja:

1. E1. Inicio de crecimiento de panículas. (Después de la salida y expansión de las

hojas, cuando la panícula floral ya es visible): 15 de mayo

2. E2. Panículas totalmente formadas. Aproximadamente 2 semanas después del primer

momento, cuando la panícula floral está completamente separada de las hojas, y los

botones florales están separados entre sí: 29 de mayo

3. E3. Inicio de aperturas florales (con aproximadamente el 20% de flores abiertas): 12

de junio.

Las características morfológicas de estos estados se pueden observar en la figura 1.

La aplicación del AG3 se realizó por inmersión de las panículas florales en las

respectivas soluciones utilizando el método del “jarreo”.

Los tratamientos resultantes de la interacción de los dos factores se indican en el cuadro

1.

25

Figura 1: Estado de las inflorescencias al recibir los tratamientos. E1: Inicio de crecimiento de

panículas, E2: Botones florales separados entre sí, E3: Panículas florales con aproximadamente

el 20% de flores abiertas.

26

E1

E2

E3

Cuadro 1: Detalle de los tratamientos aplicados

Concentración de AG3

Época de aplicación

InicioCrecim. Paníc. (ICP)

15 mayo

Panic. Totalm. Form. (PTF)

29 mayo

Inicio Aperturas

Florales (IAF)12 junio

0 ppm E0C1(Testigo) E0C2(Testigo) E0C3(Testigo)

10 ppm E1C1 E2C1 E3C1




Para las evaluaciones de crecimiento en los racimos, se midió por separado el eje

principal o raquis y las ramificaciones laterales 2 y 10 (contados de la base al ápice del

racimo y que nacían directamente del raquis). Estos registros se realizaron en dos

fechas, al inicio del experimento y un día antes de cosecha:

Eje principal; 15 de mayo y 04 de septiembre

Ramificaciones laterales 2 y 10: 29 de mayo y 04 de septiembre

3.4 METODOLOGÍA EXPERIMENTAL EN POSTCOSECHA

Un días después de la última evaluación de campo, el 5 de septiembre, los racimos

fueron recolectados empleando tijeras de cosecha y se acondicionaron en bolsas de

polietileno para luego colocarlos en bandejas plásticas cosecheras con capacidad de 8.2

kilogramos. Estas se trasladaron inmediatamente a la planta de procesamiento del fundo

y mantenidas allí a la temperatura de 1ºC en cámara de frío mientras se realizaron las

determinaciones de los parámetros indicados a continuación:

Peso de los racimos: determinado directamente en balanza electrónica digital. La

medición se expresó en gramos.

Número de bayas: se cuantificó por conteo directo en los racimos.

27

Luego, en ocho bayas por racimo elegidas al azar (dos de la parte apical del racimo,

cuatro de la parte media y dos de la parte basal) se hicieron las siguientes mediciones:

Diámetro ecuatorial, en milímetros

Diámetro longitudinal, en milímetros

Peso, en gramos

Número de semillas

Sólidos solubles, medidos con un brixómetro

Después de estas evaluaciones, los racimos fueron embalados en cajas de cartón con

capacidad para 8.2 kilogramos y almacenados a la temperatura de 1ºC en cámara de frío

por 24 horas, al día siguiente se cuantificó el desgrane, es decir el número de bayas que

se desprendieron del racimo y cayeron en la bolsa de polietileno. Se expresó como

porcentaje en relación con el número total de frutos del racimo.

Finalmente, después de haber extraído todas las bayas del racimo se determinó el peso

del escobajo en gramos.

En la figura 2 se puede observar detalles de algunas de estas determinaciones

postcosecha.

3.5. DISEÑO EXPERIMENTAL Y ANÁLISIS ESTADÍSTICO

En el presente trabajo se empleó un Diseño Completamente al Azar con un Análisis

Combinado de dos factores 5 x 3, arrojando un total de 15 tratamientos, según el

esquema del cuadro 1 (Detalle de los tratamientos aplicados). Para la parte experimental

de campo, el crecimiento del raquis y las ramificaciones laterales de los racimos, se

evaluó por una comparación de incrementos.

Los datos fueron sometidos al análisis de varianza por el programa SAS (SYSTEM

HELP--MODELING & ANALYSIS TOOLS--DATA ANALYSIS), aplicando la

prueba de Duncan para la comparación de medias.

28

B

A

D

C

E

Figura 2. A: Pesado del racimo, B: Medición del diámetro ecuatorial de una baya

mediante el calibrador, C: Calibrador, D: Brixómetro digital, E: Pesado del escobajo

IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

29

4. 1. EVALUACIONES DE CAMPO

4.1.1. Longitud del raquis

Considerando el incremento del tamaño del raquis del racimo como índice de su

crecimiento, en el cuadro 2 se anotan las medidas alcanzadas como efecto de las épocas

y las concentraciones empleadas. En el cuadro 1 del anexo 4 están registradas las

longitudes promedio iniciales y finales de cada tratamiento.

Cuadro 2. Incremento de la longitud del raquis (cm), entre el 15 de mayo y el 04 de

septiembre (*).

E1 E2 E3 C

C0 15.43 15.43 19.08 16.70c

C1 18.08 18.41 22.17 19.54b

C2 20.23 22.66 24.55 22.31a

C3 18.63 21.53 21.47 20.55b

C4 21.37 20.071 23.80 21.92a

E 18.59c 19.72b 22.06a

*: En la columna de promedios de C y en la fila de promedios de E, las cifras con las mismas letras no son estadísticamente diferentes.

Según puede observarse, en todas las épocas de aplicación, las diversas concentraciones

de AG3 provocaron el incremento del tamaño del raquis pero sin alcanzar niveles de

significación estadística con relación a los testigos. Sin embargo, independientemente

de las épocas, el promedio de las concentraciones del regulador del crecimiento revela

una influencia significativa de todas ellas, destacando 20 y 40 ppm (C2 y C4,

respectivamente). De la misma manera, el promedio de las épocas arrojan un mejor

efecto a medida que las panículas estuvieron en estados más avanzados de desarrollo al

recibir su respectiva aplicación, siendo el mejor, cuando las panículas mostraban el

20%, aproximadamente, de antesis florales (E3). Esto último podría explicarse porque la

provisión de giberelina endógena al raquis en sus primeros estados de desarrollo

proviene de los brotes y hojas jóvenes, pues tal como anota Scienzaet al. (1978) recién

después de 2 y 4 semanas de la plena floración se presentan dos picos de producción de

30

la hormona en los frutos recién formados. De acuerdo a esto, la aplicación más tardía

coincidiría con un descenso de la giberelina endógena que llega al raquis por la madurez

de las hojas cercanas y la lejanía cada vez mayor del ápice del brote en crecimiento en

relación con las inflorescencias. En tales circunstancias el aporte de las aplicaciones

exógenas puede ser significativo.

Como efecto colateral se observó que en los racimos donde el incremento de la longitud

del eje principal fue más grande, su ápice mostró una ligera curvatura.

El efecto del AG3 en el alargamiento de los racimos está documentado desde hace

varios años, pero, tal como lo señala Benavente (1988), las variedades tienen diferentes

respuestas a las aplicaciones de AG3. Ya en 1959, Weaver y McCune (1959b)

trabajando con ‘Thompson Seedless’ determinan que aplicaciones tempranas de

giberelina, cuando los racimos tenían 4 centímetros de longitud, provocaban un rápido

aumento de la longitud del racimo. Más tarde, los mismos autores (Weaver y McCune,

1962), en la misma variedad, pero con dosis más elevadas, 100 a 1,000 ppm, y en

estados más avanzados de desarrollo de los racimos, con 7 centímetros de longitud,

antes de la floración, lograron un mayor crecimiento del raquis y de los pedicelos.

Con aplicaciones más tempranas de giberelinas, cuando los racimos tienen entre dos y

tres centímetros de longitud también se informa de resultados positivos en el incremento

del raquis, tanto en variedades de vino como en uvas de mesa sin semilla (Hernández y

Vargas, 1993; Coelho et al., 2004).

No obstante, algunas veces, como lo reportado para los cultivares Tokay y Zinfadel por

Weaver y Pool (1971), las aplicaciones de giberelinas para ralear frutos no tuvieron

influencia en la longitud de los racimos.

4.1.2 Longitud de la ramificación lateral 2 del racimo

31

La interacción entre los dos factores, cuadro 3, indica que el AG3 tuvo un efecto

negativo en crecimiento de la segunda ramificación lateral del racimo cuando se aplicó

en el momento más temprano (E1) y en el más tardío (E3), con E2 las cifras no

alcanzaron diferencia con el testigo. Los resultados son más consistentes en la primera

época en la cual con todas las concentraciones disminuyó la longitud de la ramificación,

mientras que en E3 esto sólo ocurrió con las concentraciones de 20 y 40 ppm.

Cuadro 3. Incremento de la longitud de la ramificación lateral 2 (cm.), entre el 29 de

mayo y el 04 de septiembre. (*).

E1 E2 E3 C

C0 7.38a 5.85a 8.11a 7.11a

C1 3.66b 6.50a 6.80ab 5.43b

C2 4.58b 5.60a 4.42c 4.93b

C3 4.22b 4.94a 6.48ab 5.17b

C4 4.98b 6.00a 5.45bc 5.47b

E 4.93b 5.74a 6.41a

*En cada columna, las cifras resultantes de cada tratamiento (En x Cn) con las mismas letras no son estadísticamente diferentes. En la columna de promedios de C y en la fila de promedios de E, las cifras con las mismas letras no son estadísticamente diferentes.

De manera independiente, el promedio de las concentraciones muestra un claro y

estadísticamente significativo efecto depresivo de todas ellas, sin diferencias entre las

mismas. El promedio de las épocas de aplicación revela un efecto restrictivo más

acentuado de las aplicaciones más tempranas (E1).

4.1.3 Longitud de la ramificación lateral 10 del racimo

32

Los resultados de los efectos de las aplicaciones del AG3 en el crecimiento en longitud,

mostrados en el cuadro 4, son bastante inestables para los tres momentos de aplicación.

En efecto, sólo la concentración más baja, 10 ppm, pero con efectos opuestos alcanza

niveles estadísticos significativos: depresivos del crecimiento para E1 y promotores del

mismo para E2. Para las aplicaciones más tardías ninguna concentración de AG 3 mostró

resultados diferentes al testigo.

Cuadro 4. Incrementos de la longitud de la ramificación lateral 10 (cm), entre el 29 de

mayo y el 04 de septiembre (*).

E1 E2 E3 C

C0 2.67ab 2.28b 2.31a 2.44a

C1 1.50c 3.62a 2.28a 2.45a

C2 1.80bc 2.96ab 2.96a 2.55a

C3 1.94bc 2.53ab 3.00a 2.49a

C4 2.88a 3.20ab 2.76a 2.94a

E 2.18b 2.90a 2.63a

*En cada columna, las cifras resultantes de cada tratamiento (En x Cn) con las mismas letras no son estadísticamente diferentes.En la columna de promedios de C y en la fila de promedios de E, las cifras con las mismas letras no son estadísticamente diferentes

De manera independiente, el promedio de las concentraciones señala que, a pesar de

existir una tendencia al incremento de la longitud, ninguna de ellas alcanzó niveles de

significación estadística. Por su lado, el promedio de las épocas manifiesta que un mejor

efecto promotor se logra con las dos aplicaciones tardías.

Los resultados que apuntan a una inhibición del crecimiento de las ramificación lateral 2

con algunas aplicación de AG3 podrían estar relacionados con el conocido efecto

inhibidor del crecimientos laterales de las auxinas, cuya síntesis posiblemente fue

promovida por la giberelina aplicada a través de la formación de enzimas proteolíticas

33

que liberan triptófano que es precursor de la auxina endógena ácido indol acético (AIA)

(Van Overbeek, 1966), pudiendo la giberelina, además, transportar a la auxina a su

lugar de acción (Kuraishi y Muir, 1963, citados por Weaver, 1980). También es posible

que las giberelinas protejan a las auxinas previniendo su destrucción enzimática al

inhibir la producción de de AIA oxidasa (Law, 1987).

4.2. Evaluaciones Postcosecha

En el anexo 5 cuadro 1, se anotan los promedios de todos los registros y

determinaciones efectuadas en los racimos y los frutos después de la cosecha.

4.2.1. Peso de los racimos

Según puede observarse en la figura 3.1, la giberelina aplicada en las dos primeras

épocas, mostró un efecto depresivo sobre el peso de los racimos, que alcanzó a ser

estadísticamente significativo para las concentraciones de 10, 30 y 40 ppm en la primera

época y para 10 y 40 ppm en la segunda. Sin embargo con la aplicación más tardía las

cifras registradas fueron similares al testigo, a excepción de 20 ppm que incrementó

significativamente el peso de los racimos.

Los promedios de los factores independientemente uno de otro, figura 3.2, muestran que

las concentraciones de 10 y 30 ppm de AG3 disminuyeron el peso de los racimos,

mientras que con 20 y 40 ppm fueron similares al testigo. En cuanto al promedio de

épocas, con la aplicación más tardía se cosecharon racimos de mayor peso que con las

épocas 1 y 2.

El peso de los racimos depende del peso del escobajo y el número y tamaño de las

bayas, y en la medida que estos sean alterados por los tratamientos habrá igualmente

una alteración correspondiente del peso del racimo.

Figura 3.1. Peso promedio de los racimos (gr.). Interacción de concentraciones de AG3

con cada época de aplicación.

34

E1 E2 E30

100

200

300

400

500

600

700

460.33a 463.25a 461.56b

341.11b298.71b

498.5b

383.75ab 363.33ab

659.67a

281.25b

373.13ab

461.75b

343.57b322.57b

554.67ab

Peso del racimoC0 C1 C2 C3 C4

Tratamientos (Interacción Época x Concentración)

PEso

en

gram

os (g

r.)

Figura 3.2. Peso promedio de los racimos (gr.). Promedios de épocas de aplicación y

concentraciones de AG3

E1 E2 E3 C0 C1 C2 C3 C40

110

220

330

440

550

362b 364.2b

527.23a

461.71a

379.44bc

468.92a

372.04c406.94abc

Peso de los racimosSeries1

Promedio de épocas y concentraciones independientes

Peso

en

gram

os (g

r.)

4.2.2. Peso del escobajo

35

En la figura 4.1 se observa que ninguna concentración de AG3 afectó el peso del

escobajo en relación con los testigos cuando se aplicaron en la época más temprana (E1)

y en la más tardía (E3), pero en la época intermedia (E2), las dos concentraciones

mayores dieron como resultado escobajos con un peso significativamente mayor que el

testigo. El promedio de las concentraciones (Figura 4.2), indica que,

independientemente de las ápocas de aplicación sólo la concentración mayor (40 ppm)

tuvo un efecto significativo, incrementando el peso del escobajo. Con respecto al

promedio de las épocas, el peso se incrementa, con diferencias estadísticas entre ellas, a

medida que las aplicaciones son más tardías.

Figura 4.1. Peso del escobajo de los racimos (gr.). Interacción de concentraciones de

AG3 con cada época de aplicación.

E1 E2 E30

5

10

15

20

25

30

35

40

21.22ab

17.12c

24.56a

18.56ab 19.57bc

25.25a

18.75ab21bc

30.33a

16.12b

28b29.87a

25.43a

37.86a

29.67a

Peso del escobajoC0 C1 C2 C3 C4


Peso

en

gram

os (g

r.)

Aparentemente el peso del escobajo no tuvo correspondencia directa con el peso total

del racimo.

Figura 4.2. Peso del escobajo de los racimos (gr.). Promedios de épocas de aplicación y

concentraciones de AG3.

36

E1 E2 E3 C0 C1 C2 C3 C40

8

16

24

32

20.01c

24.71b

27.93a

20.96b 21.12b23.36b

24.66b

30.98a

Peso del escobajoSeries1


Peso

en

gram

os (g

r.)

La deshidratación del raquis constituye uno de los principales factores de deterioro de

los racimos de la uva de mesa, que limita el tiempo de almacenaje, especialmente en el

cultivar Red Globe, y el potencial de deshidratación está relacionado con la calidad del

escobajo, mientras más grueso sea, el tiempo de almacenamiento en buenas condiciones

será mayor (Zoffoli y Godoy, 2004). El peso del escobajo empleado como parámetro en

el presente trabajo, sería un buen indicativo del vigor del mismo, de manera que el

mayor peso, hasta cierto límite, estaría relacionado directamente con una posible mejor

conservación de los racimos postcosecha, aún cuando un exceso de vigor podría

propiciar el desgrane.

4.2.3. Número de bayas por racimo

De acuerdo a lo que puede observarse en la figura 5.1, en la época de aplicación

temprana (E1), las concentraciones de 10 y 30 ppm dieron como resultado un menor

número de bayas que alcanzaron diferencias estadísticas significativas en relación con el

testigo, mientras que con las otras dos concentraciones las cifras fueron similares al

testigo. Sin embargo en la segunda y tercera época de aplicación (E2 y E3), el efecto

registrado fue un incremento del número de bayas de los racimos, que alcanzó

diferencias estadísticas con los testigos para 30 ppm en E1 y para 20 y 40 ppm en E3.

37

El número de bayas es un componente importante del peso del racimo, y esto se ve

claramente confirmado por los resultados, ya que, sobre todo para la época 1 y la época

3 hay una correspondencia estrecha con las cifras registradas para los dos parámetros.

Figura 5.1. Número de bayas de los racimos. Interacción de concentraciones de AG3

concada época de aplicación.

E1 E2 E30

102030405060708090

46a 45.75b 47.44c

32.33b

48.29b

60.25bc

44.62a

57.78ab

80a

28.37b

67.63a

53.12bc52.14a47.71b

70.22ab

Número de bayas por racimo C0 C1 C2 C3 C4

Tratamientos (Interacción Época x Concentración

Núm

ero

de b

ayas

Los promedios de cada factor indican, figura 5.2, que un mayor número de bayas en los

racimos fue influenciado por las dos últimas aplicaciones, destacando

significativamente la más tardía. Igualmente más bayas se formaron por efecto de las

concentraciones de 20 y 40 ppm.

Es bastante conocido el efecto raleador del AG3 en vides, como el informado por

Christodoulou et al. (1968), quienes concluyen que el ácido giberélico reduce el número

de bayas del racimo; de manera similar, trabajando específicamente con el cultivar

Italia, Leão et al. (2005) reportan que con concentraciones de AG3 de hasta 50 ppm

aplicadas al inicio de floración disminuyó el número de granos por racimo. Lagiberelina

puede funcionar como promotor de la formación del ácido indol acético, auxina

relacionada con la promoción de la abscisión de flores y bayas en estados tempranos de

desarrollo. Precisamente este es el resultado que se obtuvo en la época más temprana

con algunas concentraciones del regulador aplicado. Luego, el efecto raleador fue

perdiendo intensidad a medida que los racimos o las flores avanzaron en su desarrollo,

38

para finalmente registrarse un aumento de las bayas, resultado que concuerdan con lo

encontrado por Pires (1998) que demostró que el AG3, cuando es aplicado en plena

floración permite en el cultivar Maria, un incremento en el número de bayas.

Figura 5.2. Número de bayas de los racimos. Promedios de épocas de aplicación y


E1 E2 E3 C0 C1 C2 C3 C40

10

20

30

40

50

60

70

41c

53b

62a

46b 47b

61a

50b57a

Número de bayas por racimo

Series1


Núm

ero

de b

ayas

4.2.4. Peso de las bayas

En cada época de aplicación no se encontró diferencias significativas para las diferentes

concentraciones de AG3 empleadas. El promedio de los factores, de manera

independiente anotado en la figura 6, muestra que, en comparación con los testigos, y

con niveles estadísticos significativos, todas las concentraciones del regulador, sin

diferencias entre ellas, afectaron negativamente el peso de las bayas. El promedio de las

épocas revela que las aplicaciones en la segunda época fueron más restrictivas.

Figura 6. Peso promedio de las bayas (gr.). Promedios de épocas de aplicación y

concentraciones de AG3

39

E1 E2 E3 C0 C1 C2 C3 C40

2

4

6

8

10

12

8.74a

6.66b

8.69a

9.91a

8.15b7.54b 7.79b

6.76b

Peso de bayasSeries1


Peso

en

gram

os (g

r.)

En un racimo, generalmente existe una relación inversa entre número de bayas y el peso

individual de cada una de ellas, eso se refleja de manera general en los resultados

obtenidos, es decir, el mayor peso de las bayas corresponden a racimos con menor

número de frutos y viceversa.

Otro factor que puede estar involucrado en el peso de los frutos es el contenido de

semillas. Por lo general las bayas más grandes poseen mayor número de semillas. Los

resultados de este último parámetro, que se muestran más adelante parecen confirmar

esta relación.

Las referencias son variadas y parece que con aplicaciones de giberelina en estados

fenológicos más avanzados de floración los resultados pueden favorecer el peso de los

frutos en variedades con semillas, tal como informan Dokoozlian (2000) y Rosés y

Valenzuela (1999) quienes encontraron un mayor peso de las bayas en ‘Red Globe’

cuando se aplicaron 20 y 40 ppm en época mucho más tardía, dos semanas después del

cuajado. Otros resultados con aplicaciones antes y después de floración en cultivares

como Niágara Rosada, Delaware, Italia y dos de sus mutaciones, señalan que con

40

concentraciones entre 10 y 100 ppm no se afecto ni el tamaño ni la forma de los frutos

(Pires, 1998; Pires y Botelho, 2000; Botelhoet al., 2003, Unganset al. 2003).

4.2.5. Diámetro ecuatorial y longitudinal de las bayas

En cada época de aplicación, alguna o algunas concentraciones de la giberelina

produjeron una reducción significativa del diámetro ecuatorial de los frutos en relación

con los testigos, tal como se anota en la figura 7.1. En efecto, en la época más temprana

fueron todas menos 20 ppm; en la segunda época, todas las concentraciones redujeron el

diámetro ecuatorial, y en la época más tardía sólo lo logró la concentración mayor, 40

ppm.

Figura 7.1. Diámetro ecuatorial promedio de las bayas (mm.). Interacción de

concentraciones de AG3 con cada época de aplicación.

E1 E2 E30

5

10

15

20

25

30

25.66a 25a 24.88a23.77b

21.85b

24.12ab24.25ab

20.22b

24.5ab23.75b

19.5b

24.37ab

20.71c 21.42b23b

Diámetro ecuatorial de las bayas

C0 C1 C2 C3 C4


Diám

etro

ecu

ator

ial e

n m

ilím

etro

s (m

m.)

41

El promedio de las concentraciones, independientemente de las épocas de aplicación, figura

7.2, indica que todas las concentraciones disminuyeron significativamente el diámetro

ecuatorial de los frutos en relación con los testigos, y el efecto fue más fuerte con la más

elevada, 40 ppm. De los tres momentos de aplicación, destacó significativamente por su

mayor efecto inhibidor, el promedio de la segunda época.

Figura 7.2. Diámetro ecuatorial de las bayas (mm.). Promedios de épocas de aplicación y


E1 E2 E3 C0 C1 C2 C3 C419

20

21

22

23

24

25

26

23.63a

21.6b

24.17a

25.18a

23.24b 22.99bc22.54bc

21.71c

Diámetro ecuatorial de las bayasSeries1


Diám

etro

ecu

ator

ial e

n m

ilím

etro

(mm

.)

En lo referente al diámetro longitudinal (figura 8.1), aún cuando de manera general lo que

se registró igual que para el diámetro ecuatorial, fue una reducción de las medidas en los

tres momentos de aplicación, sólo en la época más temprana y en la más tardía las

diferencias con los testigos fueron significativas y sólo para la concentración más elevada,

40 ppm.

El promedio de las concentraciones, figura 8.2, señala que, a diferencia del diámetro

ecuatorial, el efecto depresivo fue menos amplio, pues la longitud de las bayas fue

significativamente reducida en comparación con los testigos sólo por las dos

concentraciones mayores, 30 y 40 ppm. Por otra parte, como para el diámetro ecuatorial, un

mayor efecto depresivo se registró con el promedio de la segunda época de aplicación.

42

Figura 8.1. Diámetro longitudinal promedio de las bayas (mm.). Interacción

deconcentraciones de AG3 con cada época de aplicación.

E1 E2 E30

5

10

15

20

25

3026.91a

24.37a

26.44ab25.41b

23.68a25.12abc

26.73ab

22.47a

26.58a26.1ab

21.71a

24.68bc

22.4c 23a24.58c

Diámetro longitudinal de las bayasC0 C1 C2 C3 C4


Diám

etro

ecu

ator

ial e

n m

ilím

etro

s (m

m.)

Figura 8.2. Diámetro longitudinal promedio de las bayas (mm.). Promedios de

épocas de aplicación y concentraciones de AG3.

E1 E2 E3 C0 C1 C2 C3 C421.5

2222.5

2323.5

2424.5

2525.5

2626.5

25.51a

23.05b

25.48a25.91a

24.74ab25.26ab

24.16bc

23.33c

Diámetro longitudinal de las bayasSeries1


Diám

etro

ecu

ator

ial e

n m

ilím

etro

s (m

m.)

43

4.2.6. Número de semillas

En la figura 9.1 se encuentra registrado el número promedio de semillas en las bayas de los

racimos que recibieron los diferentes tratamientos. En las tres épocas de aplicación se

puede observar que hay reducción de la cantidad de semillas por efecto de la giberelina

empleada. En la primera época, alcanzan diferencias significativas las concentraciones de

20 y 40 ppm de AG3 con las cuales se logra 1.6 y 1.1 semillas por fruto, respectivamente, en

comparación con 3.1 del testigo. Con las aplicaciones de la segunda época se reduce aun

más el número de semillas, y en esta oportunidad es con las concentraciones de 20, 30 y 40

ppm que se registran 0.8, 0.0 y 0.7 semillas por baya, respectivamente en comparación con

el testigo que tuvo 2.6 semillas. Con la aplicación más tardía sólo la concentración más

elevada de la giberelina, 40 ppm produjo frutos con menos semillas que el testigo (0.5 y 2.4

respectivamente).

Figura 9.1. Número promedio de semillas por baya. Interacción de concentraciones de AG3


E1 E2 E30

0.5

1

1.5

2

2.5

3

3.53.11a

2.62a2.44a

2ab1.85ab 2a

1.62bc

0.88bc

2.16a2ab

0d

1.5a

1.14c

0.71cd0.55b

Número de semillas por bayaC0 C1 C2 C3 C4


Núm

ero

de se

mill

as

El promedio de los factores independientemente uno del otro, figura 9.2, indica que todas

las concentraciones de AG3 redujeron el número de semillas de las bayas con cifras

estadísticamente significativas, esta reducción fue mayor a medida que la

44

giberelinaaplicada fue más concentrada. El promedio de la época 2 tuvo un mayor efecto

reductor de semillas que la más temprana y la más tardía.

Figura 9.2. Número promedio de semillas por baya. Promedios de épocas de aplicación y


E1 E2 E3 C0 C1 C2 C3 C40

0.5

1

1.5

2

2.5

3

1.97a

1.21b

1.73a

2.72a

1.95b

1.55bc

1.17cd

0.8d

Número de semillas por bayaSeries1


Núm

ero

de se

mill

as

La inducción a la apirenia por aplicaciones de giberelina a inicios de floración o en plena

floración es referida por muchos autores (Pires y Botelho, 2002; Santos et al., 2003; Pires,

1998; Taiz y Zeiger, 1998; Gil y Escobar, 1979). Posiblemente, el regulador actúe

directamente sobre las estructuras celulares de los óvulos de las flores o de los embriones

recién formados, provocando alteraciones físicas, químicas o metabólicas que culminan con

el aborto de los mismos.

Si bien es cierto la reducción del número de semillas a través de la aplicación de giberelina

puede ser un aspecto positivo importante en la calidad de las uvas, el peso de las mismas (y

lógicamente su tamaño), es afectado negativamente, tal como se puede apreciar en la figura

6.

45

4.2.7. Grados Brix de las bayas

En la figura 10.1 se observa que las aplicaciones de la giberelina en la primera época dieron

como resultado frutos con un mayor grado Brix, hasta 1.9 más, en relación con el testigo,

con diferencias significativas para todas las concentraciones a excepción de la más elevada

(40 ppm). Con la segunda aplicación la situación fue similar, alcanzando hasta 2.6 grados

más, pero en esta oportunidad sólo alcanzaron niveles de significación 20 y 30 ppm. En la

época más tardía, los resultados fueron iguales al testigo, salvo 20 ppm que registró un

menor grado Brix que el resto.

Figura 10.1. Grado Brix de las bayas. Interacción de concentraciones de AG3 con cada

época de aplicación.

E1 E2 E302468

1012141618

13.4b 13.26b14.08a

15.2a 14.7ab 15.11a15.35a 15.84a

12.36b

14.91a15.92a

14.83a14.4ab 14.82ab 14.81a

Grados Brix de las bayasC0 C1 C2 C3 C4


°Brix

Considerando los promedios de los dos factores de manera independiente, figura 10.2, se

puede observar que todas las concentraciones de AG3 empleadas y sin diferencias

estadísticas entre ellas, superaron significativamente a los testigos. En cuanto al promedio

de épocas, resultan mejor las aplicaciones de la segunda época, aunque sólo supera

estadísticamente a las aplicaciones más tardías (E3).

46

La acumulación de azúcares en las bayas es un evento bastante lejano a las épocas de

aplicación de los tratamientos pues tiene lugar en la etapa III de crecimiento del fruto, es

decir aproximadamente unos tres meses después, por eso es que la afectación de los grados

Brix sería un efecto indirecto de la giberelina aplicada, a través de modificaciones de

estructuras o procesos que ocurrieron en el momento de las aplicaciones, como el número

de semillas por ejemplo. Efectivamente, en los resultados es evidente la relación inversa

entre grados Brix y número de semillas, la cual se nota más claramente en la época 2,

donde las tres concentraciones con el menor número de semillas, resultan teniendo el mayor

grado Brix. Según Weaver e Ibrahim (1967), lo que existe es una relación inversa entre la

velocidad de acumulación de sólidos solubles y el número de semillas. Esto resulta algo

contradictorio y aún no está convenientemente explicado puesto que las semillas son

potentes movilizadores (“sink”) de solutos.

Figura 10.2. Grados Brix de las bayas. Promedios de épocas de aplicación

yconcentraciones de AG3

E1 E2 E3 C0 C1 C2 C3 C412.5

13

13.5

14

14.5

15

15.5

14.65ab14.91a

14.24b

13.58b

15a

14.52a

15.22a

14.68a

Grados Brix de las bayasSeries1

Promedio de concentraciones independientes

°Brix

Por otro lado, los resultados del presente experimento muestran que el número de semillas,

tal como ya se indicó oportunamente, tiene una relación inversa con el tamaño de los frutos,

de lo que se puede deducir que en los frutos más grandes tienen más probabilidades de

tener menor porcentaje de sólidos solubles. Al respecto, Sepúlveda y Valenzuela (1974),

47

trabajando con la variedad Moscatel Rosada, reportan que con aplicaciones más tardías,

frutos con 2 mm.de diámetro, de 30 y 50 ppm de giberelina, lograron aumentar el peso de

los racimos pero el porcentaje de sólidos solubles disminuyó notablemente.

4.2.8. Porcentaje de desgrane de los racimos

En la figura 11.1, para los tres momentos de aplicación se evidencia un efecto promotor de

las aplicaciones de la giberelina en la abscisión de las bayas en postcosecha. En la época

más temprana, las diferencias con el testigo alcanzan significación estadística con la

concentración más elevada de AG3, que duplica el porcentaje de desgrane de los racimos

sin tratamiento. En la época 2, todos los tratamientos con el regulador muestran cifras de

desgrane significativamente más elevadas que el testigo y con una tendencia a ser más

fuerte a medida que las concentraciones son más altas (con 40 ppm el porcentaje de

desgrane fue cuatro veces más el del testigo). En la época 3, sólo la concentración más baja,

10 ppm, arrojó porcentajes similares al testigo, con todas las otras la caída de los frutos fue

significativamente más elevada, y como en E1, 40 ppm duplicó el porcentaje de desgrane

de los racimos testigo.

El promedio de los factores, analizados de manera independiente uno del otro, figura 11.2,

muestra que las aplicaciones en la segunda época (E2), fueron más efectivas que las otras

dos, para incentivar el desgrane de los racimos. De manera similar, se puede observar que

todas las concentraciones superaron significativamente a los testigos que no recibieron

giberelina, destacando la más alta, 40 ppm, que fue estadísticamente superior a las otras tres

concentraciones.

48

Figura 11.1. Porcentaje de desgrane de los racimos. Interacción de concentraciones de AG3


E1 E2 E302468

101214161820

6.04b4.32d

5.55c

8.84ab

10.47bc

5.5c

7.32b8.41c 7.85b

9.24b

13.9b

9.02b

12.21a

17.88a

12.3a

Porcentaje de desgrane de los racimosC0 C1 C2 C3 C4


Porc

enta

je d

e de

sgra

ne (%

)

Figura 11.2. Porcentaje de desgrane de los racimos (%). Promedios de épocas de

aplicacióny concentraciones de AG3.

E1 E2 E3 C0 C1 C2 C3 C402468

10121416

8.36b

11a

8.04b

5.3d

8.27c 7.86c

10.11b

14.13a

Porcentaje de Desgrane de los racimosSeries1


Porc

enta

je d

e de

sgra

ne (%

)

49

Numerosas referencias señalan que las aplicaciones de giberelina después del cuajado

provocan una pérdida de flexibilidad de los pedicelos, lo que trae como consecuencia un

incremento del desgrane postcosecha (Navarro et al., 2001; Defilipiet al., 2000; Gil, 2000;

Retamales y Cooper, 1999; Cooper et al., 1993; Retamales et al., 1993b; Ben-Tal, 1990;

Nakamura y Hori, 1981). Posiblemente las aplicaciones en etapas más tempranas como las

empleadas en la presente investigación, tengan similares efectos en los pedicelos. Sin

embargo, parece también que los desgranes registrados son producto de otras

modificaciones que se presentaron en la época de aplicación de los tratamientos, por

ejemplo, Weaver (1961) y Dokoozlian (2000) reportan que un mayor desgrane se presenta

cuando existe un excesivo grosor del racimo, y si comparamos los resultados de peso del

escobajo en la época 2 vemos que las mayores cifras de este parámetro se dan con las

concentraciones de 30 y 40 ppm, las mismas que en postcosecha alcanzan los mayores

porcentajes de desgrane. De la misma manera, comparando los resultados del desgrane con

aquellos referidos al número de semillas, se observa claramente que hay una relación

inversa bastante marcada entre los dos parámetros, tanto a nivel de las interacciones como

en los promedios independientes de los factores. Es decir, que a menor número de semillas,

mayor desgrane y viceversa. Probablemente siendo ‘Red Globe’ una uva con semillas, la

ausencia ocasionada de estas reduzca la capacidad de la bayas para atraer nutrientes y otras

substancias hacia ellas (capacidad de fosa o “sink”), e incluso para producirlas, debilitando

así su adherencia a los pedicelos.

50

V.- CONCLUSIONES

- Todas las concentraciones de AG3 en promedioincrementaron la longitud del raquis,

pero 20 y 40 ppm fueron mejores. Las aplicaciones más tardías tuvieron mayor

efecto.

- El crecimiento de la ramificación lateral 2 del racimo fue afectado negativamente

por todas las concentraciones de la giberelina en la época 1, y por 20 y 40 ppm en la

época 3.

- Las concentraciones aplicadas, en promedio no afectaron la longitud de la

ramificación lateral 10.

- El peso de los racimos disminuyó con los tratamientos de giberelina aplicados en la

primera y segunda época.

- El peso del escobajo fue superior al testigo con las dosis de 30 y 40 ppm aplicadas

en la segunda época

- El número de bayas disminuyó con 10 y 30 ppm de AG3 aplicadas en la época más

temprana y se incrementó con 30 ppm de la segunda época y 20 y 40 ppm de la

aplicación más tardía.

- En el peso de las bayas, las concentraciones en promedio tienen un efecto negativo

que se acentúa con el incremento de las mismas, y la segunda época de aplicación

afecta más que las otras dos.

- Los racimos que recibieron los tratamientos con la giberelina produjeron bayas con

un menor diámetro ecuatorial, efecto que fue más consistente con las aplicaciones

de la época 2. El diámetro longitudinal también fue afectado pero sólo con la dosis

más elevada en la época más temprana y la más tardía, y con 30 ppm en la época 2.

- El número de semillas fue reducido con las aplicaciones en todas las épocas, siendo

más fuerte el efecto con las aplicaciones de la segunda época.

51

- Los grados Brix fueron más elevados con las concentraciones de 10, 20 y 30 ppm

aplicada en la primera época y con 20 y 30 ppm en la época 2.

- El desgrane aumentó en los racimos que recibieron el tratamiento de AG3, los

resultados fueron más consistentes con los tratamientos de las épocas de aplicación

2 y 3.

52

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62

ANEXOS

63

Anexo 1.Análisis de suelo

ANALISIS DE SUELOS : CARACTERIZACION

Solicitante : AGRÍCOLA Y GANADERA CHAVÍN DE HUÁNTAR S.A.C.

Departamento : ANCASHProvincia : CASMA

Distrito :Predio :

Referencia : Fact.: Pendiente Fecha :

Número de Muestra C.E. Análisis Mecánico Clase CIC Cationes Cambiables Suma Suma %

Lab Campo pH (1:1) CaCO3 M.O. P K Arena Limo Arcilla Textural Ca+2 Mg+2 K+ Na+ Al+3 + H+ de de Sat. De

( 1:1 ) dS/m % % ppm ppm % % % meq/100g Cationes Bases Bases

13492 7.63 2.74 2.50 0.02 2.4 208 96 4 0 A. 2.88 1.74 0.58 0.34 0.22 0.00 2.88 2.88 100

A = Arena ; A.Fr. = Arena Franca ; Fr.A. = Franco Arenoso ; Fr. = Franco ;Fr.L. = Franco Limoso ; L = Limoso ; Fr.Ar.A. = Franco Arcillo Arenoso ;Fr.Ar. = Franco Arcilloso;

Fr.Ar.L. = Franco Arcillo Limoso ;Ar.A. = Arcillo Arenoso ;Ar.L. = Arcillo Limoso ; Ar. = Arcilloso

Número de Muestra

Lab Campo B Cu Fe Mn Zn

ppm ppm ppm ppm ppm Ing. Braulio La Torre MartínezJefe del Laboratorio

13492 3.84 0.25 14.00 6.00 0.35

64

65

64

Anexo 2. Análisis de agua

ANALISIS DE AGUA

SOLICITANTE :AGRÍCOLA Y GANADERA CHAVÍN DE HUÁNTAR S.A.C.

PROCEDENCIA : ANCASH/CASMA

REFERENCIA :

No. Laboratorio 0830

No. Campo

pH 7.46

C.E. dS/m 2.81

Calcio meq/L 6.63

Magnesio meq/L 2.16

Potasio meq/L 0.42

Sodio meq/L 23.91

SUMA DE CATIONES 33.12

Nitratos meq/L 0.05

Carbonatos meq/L 0.00

Bicarbonatos meq/L 2.74

Sulfatos meq/L 6.29

Cloruros meq/L 24.10

SUMA DE ANIONES 33.18

Sodio % 72.19

RAS 11.41

Boro ppm 0.99

Clasificación C4-S3

Cobre ppm 0.00

Zinc ppm 0.01

Manganeso ppm 0.01

Hierro ppm 0.01

65

Anexo 3. Figura del registro de temperaturas en el periodo experimental

15/05/2

010

19/05/2

010

23/05/2

010

27/05/2

010

31/05/2

010

04/06/2

010

08/06/2

010

12/06/2

010

16/06/2

010

20/06/2

010

24/06/2

010

28/06/2

010

02/07/2

010

06/07/2

010

10/07/2

010

14/07/2

010

18/07/2

010

22/07/2

010

26/07/2

010

30/07/2

010

03/08/2

010

07/08/2

010

11/08/2

010

15/08/2

010

19/08/2

010

23/08/2

010

27/08/2

010

31/08/2

010

04/09/2

0100

5

10

15

20

25

30

REGISTRO DE TEMPERATURAS

T° MÍN

T° MÁX

TEM

PERA

TURA

(ºC)

65

Anexo 4.

Cuadro 1. Longitud promedio, inicial y final, del raquis (cm) en los diferentes tratamientos (combinaciones de tres épocas y cinco concentraciones, incluyendo testigos)

Época

Concentración 15-may 04-sep

E1 C0 10.79 26.22

E1 C1 9.68 27.77

E1 C2 10.69 30.93

E1 C3 9.69 28.33

E1 C4 9.57 30.94

E2 C0 10.31 25.75

E2 C1 8.89 27.30

E2 C2 10.32 32.99

E2 C3 10.59 32.13

E2 C4 9.67 29.74

E3 C0 10.16 29.24

E3 C1 9.84 32.01

E3 C2 10.22 34.77

E3 C3 10.05 31.53

E3 C4 9.48 33.28

66

Cuadro 2. Longitud promedio, inicial y final, del lateral 2 del racimo (cm) en los diferentes tratamientos (combinaciones de tres épocas y cinco concentraciones, incluyendo testigos)

Época Concentración 29-may 04-sep

E1 C0 4.34 11.73

E1 C1 4.99 8.66

E1 C2 3.65 8.24

E1 C3 5.04 9.26

E1 C4 8.68 13.67

E2 C0 3.80 9.65

E2 C1 4.18 10.68

E2 C2 4.34 9.94

E2 C3 5.17 10.11

E2 C4 4.48 10.48

E3 C0 3.54 11.65

E3 C1 4.77 11.57

E3 C2 4.54 8.96

E3 C3 5.43 11.91

E3 C4 5.51 10.97

67

Cuadro 3. Longitud promedio, inicial y final, del lateral 10 del racimo (cm) en los diferentes tratamientos (combinaciones de tres épocas y cinco concentraciones, incluyendo

testigos)

ÉpocaConcentració

n 29-may 04-sep

E1 C0 0.44 3.11

E1 C1 0.28 1.78

E1 C2 0.83 2.63

E1 C3 1.58 3.52

E1 C4 1.32 4.20

E2 C0 0.32 2.60

E2 C1 0.58 4.20

E2 C2 0.62 3.58

E2 C3 0.98 3.52

E2 C4 0.80 4.00

E3 C0 0.32 2.50

E3 C1 0.58 2.82

E3 C2 0.62 3.70

E3 C3 0.98 3.60

E3 C4 0.80 4.16

68

Anexo 5

Cuadro 1. Resumen de los promedios de evaluaciones postcosecha en los diferentes tratamientos

Época ConcentraciónPeso del

racimo (gr.)

Peso del escobajo

(gr.)

Número de bayas

Peso de las bayas (gr.)

Diámetro ecuatorial de la baya

(mm.)

Diámetro longitudinal de la baya

(mm.)

Número de semillas por

baya° Brix

Porcentaje de desgrane

(%)

E1 C0 460.33 21.22 46.00 9.72 25.67 26.90 3.11 13.40 6.02E1 C1 341.11 18.56 32.33 10.03 23.78 25.41 2.00 15.20 8.84E1 C2 383.75 18.75 44.62 8.14 24.25 26.74 1.62 15.35 7.31E1 C3 281.25 16.12 28.37 9.45 23.75 26.09 2.00 14.91 9.24E1 C4 343.57 25.43 52.14 6.34 20.71 22.40 1.14 14.40 12.21E2 C0 463.25 17.12 45.75 9.92 25.00 24.36 2.62 13.26 4.30E2 C1 298.71 19.57 48.29 5.97 21.86 23.69 1.86 14.70 10.48E2 C2 363.33 21.00 57.78 5.83 20.22 22.48 0.89 15.84 8.41E2 C3 373.13 28.00 67.63 5.23 19.50 21.71 0 15.93 13.88E2 C4 322.57 37.86 47.71 6.33 21.43 23.01 0.71 14.83 17.88E3 C0 461.56 24.56 47.44 10.09 24.89 26.44 2.44 14.09 5.53E3 C1 498.50 25.25 60.25 8.41 24.12 25.12 2.00 15.11 5.48E3 C2 659.67 30.33 80.00 8.65 24.50 26.59 2.17 12.37 7.84E3 C3 461.75 29.87 53.12 8.65 24.37 24.68 1.50 14.83 9.01E3 C4 554.67 29.67 70.22 7.60 23.00 24.58 0.56 14.81 12.29

6970

Anexo 6. ANÁLISIS ESTADÍSTICOS

Cuadro 6.1. Longitud del eje principal

Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01

Época (E) 2 252.716 126.358 * 23.78 3.09 4.82

Concentración (C) 4 502.097 125.524 * 23.62 2.46 3.51

E x C 8 76.559 9.570 n.s. 1.80 2.03 2.69

Error 105 558.015 5.314

Total 119 1389.387

CV (%) 11.46

Promedio 20.12

n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo

Cuadro 6.2. Longitud del lateral 2

Interacción Época x ConcentraciónFuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01

Época (E) 2 40.237 20.118 ** 7.18 3.09 4.82

Concentración (C) 4 68.957 17.239 ** 6.16 2.46 3.51

E x C 8 57.669 7.209 * 2.57 2.03 2.69

Error 93 260.420 2.800

Total 107 427.283

CV (%) 29.54

Promedio 5.67


Época 1Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01

Concentración (C) 4 67.609 16.902 ** 4.35 2.65 3.93

Error 34 132.041 3.884

Total 38 199.650

CV (%) 39.93

Promedio 4.94



Concentración (C) 4 8.570 2.143 n.s. 0.99 2.69 4.01

Error 30 64.997 2.167

Total 34 73.567

CV (%) 25.61

Promedio 5.75

n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativoÉpoca 3

70


Concentración (C) 4 50.447 12.612 ** 5.77 2.70 4.03

Error 29 63.382 2.186

Total 33 113.829

CV (%) 23.04

Promedio 6.42


Cuadro 6.3. Longitud del lateral 10

Interacción Época x Concentración


Época (E) 2 7.407 3.704 ** 6.51 3.14 4.96


E x C 8 13.308 1.664 ** 2.92 2.08 2.80

Error 67 38.118 0.569

Total 81 61.550

CV (%) 29.34

Promedio 2.57


Época 1


Concentración (C) 4 7.607 1.902 * 3.75 2.76 4.15

Error 23 11.674 0.508

Total 27 19.281

CV (%) 32.65

Promedio 2.18


Época 2



Error 22 18.463 0.839

Total 26 24.259

CV (%) 31.51

Promedio 2.91


Época 3

71



Error 22 7.981 0.363

Total 26 10.603

CV (%) 22.84

Promedio 2.64


Cuadro 6.4. Peso del racimo



Época (E) 2 632970.61 316485.31 ** 24.10 3.09 4.82

Concentración (C) 4 153008.55 38252.14 * 2.91 2.46 3.51

E x C 8 306472.36 38309.05 ** 2.92 2.03 2.69

Error 105 1379052.18 13133.83

Total 119 2471503.70

CV (%) 27.49

Promedio 416.95


Época 1


Concentración (C) 4 149053.616 37263.404 * 3.17 2.63 3.89

Error 36 423231.603 11756.433

Total 40 572285.220

CV (%) 29.760

Promedio 364.342


Época 2



Error 34 420479.518 12367.045

Total 38 541470.769

CV (%) 30.308

Promedio 366.923


72


Concentración (C) 4 189436.04 47359.01 * 3.10 2.64 3.91

Error 35 535341.06 15295.46

Total 39 724777.10

CV (%) 23.80

Promedio 519.65


Cuadro 6.5.Peso del escobajo



Época (E) 2 1273.17 636.58 ** 11.08 3.09 4.82

Concentración (C) 4 1558.32 389.58 ** 6.78 2.46 3.51

E x C 8 1125.24 140.65 * 2.45 2.03 2.69

Error 105 6033.24 57.46

Total 119 9989.97

CV (%) 31.61

Promedio 23.98


Época 1



Error 36 2421.867 67.274

Total 40 2792.390

CV (%) 41.262

Promedio 19.878


Época 2


Concentración (C) 4 2061.989 515.497 ** 7.76 2.65 3.93

Error 34 2257.446 66.395

Total 38 4319.436

CV (%) 33.381

Promedio 24.410


Época 3


73


Error 35 1353.93 38.68

Total 39 1604.98

CV (%) 22.39

Promedio 27.78


Cuadro 6.6. Número de bayas



Época (E) 2 45.18 22.59 ** 22.69 3.09 4.82

Concentración (C) 4 17.27 4.32 ** 4.34 2.46 3.51

E x C 8 33.13 4.14 ** 4.16 2.03 2.69

Error 105 104.52 1.00

Total 119 200.11

CV (%) 14.11

Promedio 7.07


Época 1


Concentración (C) 4 19.280 4.820 ** 6.1 2.63 3.89

Error 36 28.468 0.791

Total 40 47.748

CV (%) 14.207

Promedio 6.259


Época 2



Error 34 34.063 1.002

Total 38 44.427

CV (%) 13.790

Promedio 7.258


Época 3


Concentración (C) 4 20.76 5.19 ** 4.33 2.64 3.91

74

Error 35 41.99 1.20

Total 39 62.75

CV (%) 14.19

Promedio 7.72


Cuadro 6.7. Peso de bayas



Época (E) 2 118.67 59.33 ** 8.97 3.09 4.82

Concentración (C) 4 137.55 34.39 ** 5.20 2.46 3.51

E x C 8 73.14 9.14 n.s. 1.38 2.03 2.69

Error 105 694.35 6.61

Total 119 1023.71

CV (%) 31.77

Promedio 8.09


Cuadro 6.8. Diámetro ecuatorial



Época (E) 2 153.07 76.54 ** 19.93 3.09 4.82

Concentración (C) 4 162.26 40.56 ** 10.56 2.46 3.51

E x C 8 100.74 12.59 ** 3.28 2.03 2.69

Error 105 403.25 3.84

Total 119 819.33

CV (%) 8.46

Promedio 23.18


Época 1


Concentración (C) 4 99.577 24.894 ** 12.11 2.63 3.89

Error 36 73.984 2.055

75

Total 40 173.561

CV (%) 6.035

Promedio 23.756


Época 2


Concentración (C) 4 145.463 36.366 ** 5.19 2.65 3.93

Error 34 238.127 7.004

Total 38 383.590

CV (%) 12.273

Promedio 21.564


Época 3



Error 35 91.14 2.60

Total 39 109.10

CV (%) 6.68

Promedio 24.15


Cuadro 6.9. Diámetro longitudinal



Época (E) 2 166.12 83.06 ** 19.79 3.09 4.82

Concentración (C) 4 88.07 22.02 ** 5.25 2.46 3.51

E x C 8 74.62 9.33 * 2.22 2.03 2.69

Error 105 440.63 4.20

Total 119 769.43

CV (%) 8.29

Promedio 24.71



Concentración (C) 4 99.808 24.952 ** 14.12 2.63 3.89

Error 36 63.597 1.767

Total 40 163.404

76

CV (%) 5.188

Promedio 25.620


Época 2



Error 34 283.648 8.343

Total 38 317.764

CV (%) 12.547

Promedio 23.021



Concentración (C) 4 28.76 7.19 * 2.7 2.64 3.91

Error 35 93.38 2.67

Total 39 122.15

CV (%) 6.42

Promedio 25.43


Cuadro 6.10. Número de semillas



Época (E) 2 1.62 0.81 ** 9.59 3.09 4.82

Concentración (C) 4 5.82 1.46 ** 17.26 2.46 3.51

E x C 8 1.74 0.22 * 2.58 2.03 2.69

Error 105 8.86 0.08

Total 119 18.04

CV (%) 18.37

Promedio 1.58



Concentración (C) 4 1.733 0.433 ** 4.79 2.63 3.89

Error 36 3.256 0.090

Total 40 4.989

CV (%) 17.653

77

Promedio 1.704

Época 2


Concentración (C) 4 3.785 0.946 ** 10.07 2.65 3.93

Error 34 3.196 0.094

Total 38 6.981

CV (%) 21.540

Promedio 1.423


Época 3


Concentración (C) 4 2.04 0.51 ** 7.44 2.64 3.91

Error 35 2.40 0.07

Total 39 4.45

CV (%) 16.29

Promedio 1.61


Cuadro 6.11. °Brix



Época (E) 2 7.02 3.51 n.s. 2.45 3.09 4.82

Concentración (C) 4 40.52 10.13 ** 7.06 2.46 3.51

E x C 8 51.98 6.50 ** 4.53 2.03 2.69

Error 105 150.62 1.43

Total 119 250.13

CV (%) 8.18

Promedio 14.64


Época 1


Concentración (C) 4 21.691 5.423 ** 4.48 2.63 3.89

Error 36 43.609 1.211

Total 40 65.300

CV (%) 7.517

Promedio 14.641

78


Época 2


Concentración (C) 4 38.126 9.531 ** 4.25 2.65 3.93

Error 34 76.250 2.243

Total 38 114.376

CV (%) 10.021

Promedio 14.944


Época 3


Concentración (C) 4 32.68 8.17 ** 9.30 2.64 3.91

Error 35 30.76 0.88

Total 39 63.44

CV (%) 6.53

Promedio 14.35


Cuadro 6.12. % Desgrane



Época (E) 2 148.51 74.26 ** 8.71 3.09 4.82

Concentración (C) 4 949.48 237.37 ** 27.84 2.46 3.51

E x C 8 319.33 39.92 ** 4.68 2.03 2.69

Error 105 895.26 8.53

Total 119 2312.58

CV (%) 17.20

Promedio 16.98



Concentración (C) 4 215.190 53.797 * 3.48 2.63 3.89

Error 36 555.810 15.439

Total 40 771.000

CV (%) 24.350

Promedio 16.136


79

Época 2


Concentración (C) 4 757.948 189.487 ** 25.3 2.65 3.93

Error 34 254.669 7.490

Total 38 1012.616

CV (%) 14.730

Promedio 18.579


Época 3


Concentración (C) 4 295.67 73.92 ** 30.52 2.64 3.91

Error 35 84.78 2.42

Total 39 380.45

CV (%) 9.56

Promedio 16.28


80

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