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PROGRAMA COOPERATIVO GUBERNAMENTAL

FAO - ITALIA

Por

Laura Torrentera Blanco Albert G.J. Tacon

DOCUMENTO PREPARADO PARA EL PROYECTO GCP/RLA/075/ITA APOYO A LAS ACTIVIDADES REGIONALES DE ACUICULTURA

PARA AMERICA LATINA Y EL CARIBE

Las denominaciones empleadas en esta publicación y la forma en que aparecen

presentados los datos que contiene no implican, de parte de la Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación, juicio alguno sobre la condición jurídica de países, territorios, ciudades o zonas, o de sus autoridades, ni respecto de la

delimitación de sus fronteras o límites.

RESUMEN

El presente trabajo es el resultado de la recopilación de la literatura existente relevante a

nivel mundial y de la experiencia de trabajo de investigación de los autores sobre las principales técnicas de cultivo a nivel laboratorio, sistemas intensivo y extensivo de las principales especies de fitoplancton y zooplancton, seleccionadas por su alto contenido

nutricional y facilidades de manejo en cultivo.

Asimismo, contiene datos importantes de la biología básica de estas especies, los parámetros ambientales óptimos para su desarrollo en condiciones de cultivo, así como

una lista extensa de las principales formulaciones de los medios de cultivo de mayor uso, tanto minerales como enriquecidos y orgánicos.

Cada uno de los capítulos que conforman este trabajo, está reforzado por tablas y

figuras en las que se ha extractado la información más importante en relación a cada tópico.

FAO

Proyecto GCP/RLA/075/ITA

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APOYO A LAS ACTIVIDADES REGIONALES DE ACUICULTURA

PARA AMERICA LATINA Y EL CARIBE

ANTECEDENTES

Dentro de los objetivos del proyecto de apoyo a las actividades regionales de acuicultura para América Latina y el Caribe, se han contemplado una serie de

actividades para la formación de instructores e investigadores en Acuicultura a nivel superior y técnico, quienes podrán desarrollar la actividad de Acuicultura dentro de la

región y subregión de sus respectivos países en Latinoamérica y el Caribe. Podemos mencionar dentro de estas actividades el curso subregional de Capacitación en Nutrición y Alimentación de Peces y Camarones, desarrollado en México durante el mes de

Octubre de 1987 y que fue impartido por el Dr. Albert J. Tacon, experto en Nutrición y Alimentación Acuícola de FAO y un grupo de investigadorese instructores mexicanos,

seleccionados por la FAO por su experiencia y disponibilidad, pertenecientes al Centro de Investigación y de Estudios Avanzados (CINVESTAV) del IPN-Unidad Mérida y a la Dirección General de Acuacultura de la Secretaría de Pesca de México, anfitriones de

dicho curso.

Para apoyar las actividades del mismo, los participantes contaron con una importante recopilación de información actualizada sobre alimentación y nutrición de peces y

camarones en sistemas de cultivo semi-intensivo e intensivo, recopilada por el Dr. Tacon y colaboradores en una serie de cuatro manuales, que permitió a los participantes evaluar críticamente los requerimientos nutricionales conocidos para las principales

especies acuícolas, encontrar la metodología adecuada para evaluar los requerimientos nutricionales a nivel subregional, para abrir nuevos caminos tendientes al desarrollo de

la nutrición acuícola aplicada.

Como uno de los resultados de este curso, el grupo de investigadores del CINVESTAV-IPN-Unidad Mérida, México y el Dr. Tacon, analizando la fuerte necesidad de información para Latinoamérica y el Caribe, han desarrollado una serie de trabajos de

recopilación de información actualizada sobre alimentación y nutrición de peces y camarones a nivel mundial y de su propia experiencia de investigación, que facilitará la

labor de los instructores acuicultores e investigadores en todos los aspectos prácticos de la nutrición y alimentación acuícola en sus respectivos países. A esta serie de trabajos pertenece el presente, titulado “La producción de alimento vivo y su importancia en

Acuicultura”.

ORGANIZACION DE LAS NACIONES UNIDAS PARA LA AGRICULTURA Y LA ALIMENTACION

Brasília, Brasil

Abril, 1989

Los hiperenlances que remiten a sitios Internet distintos de los de la FAO no implican, de parte de la Organización, ratificación oficial o responsabilidad respecto a

opiniones, ideas, datos o productos presentados en dichos sitios, o una garantía de validez acerca de las informaciones que contienen. El único propósito de los enlaces a

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sitios distintos de los de la FAO es proporcionar otras informaciones disponibles sobre

asuntos conexos.

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responsabilidad por las eventuales diferencias que puedan existir entre esta versión y la versión original impresa.

INTRODUCCION

En la Acuacultura, uno de los factores limitantes es la obtención y producción de alimentos que cubran todos los requerimientos para las especies de cultivo y que

resulten costeables. El alimento vivo (fitoplancton y zooplancton) es esencial durante el desarrollo larvario de peces, crustáceos y moluscos. En la actualidad la investigación orientada hacia los microorganismos como fuente de alimentación está en pleno

desarrollo. En países como Japón, donde se practica con éxito la Maricultura, los cultivos masivos de microalgas, rotíferos, copépodos y cladóceros son la base de la

producción comercial.

Dado el interés que existe por la Acuacultura en Latinoamérica y el Caribe, dirigido principalmente a las especies de importancia comercial de peces, moluscos y crustáceos en condiciones controladas para la producción y alta supervivencia de semillas en

sistemas de cultivo semi-intensivo e intensivo, se hace necesario el conocer las diferentes alternativas de producción de alimento vivo a gran escala, ya que es difícil

sustituir el alimento natural, pues las dietas artificiales generalmente provocan altas mortalidades por deficiencias nutricionales cuando no están balanceadas.

Por otra parte, en la última década se ha tratado de sustituir los alimentos vivos por dietas microencapsuladas o por técnicas que permitan el almacenamiento por congelado

o liofilización por tiempo indefinido de estos alimentos y en términos generales no resuelven el problema real que es la demanda constante de alimento vivo y resultan

incosteables.

Una solución a este problema se fundamenta en el conocimiento, optimización y automatización de los sistemas de cultivo de fitoplancton y zooplancton, para llevarlos a

niveles masivos de producción semicontinua o continua. Se logra optimizar un cultivo conociendo la concentración adecuada de nutrientes, buscando una coordinación entre el crecimiento y la utilización de estos nutrientes, estandarizando una taza de dilución o

cosecha óptima a intervalos periódicos para lograr una producción alta y sostenida a largo plazo.

El conocimiento y control de los parámetros ambientales óptimos en los cultivos de

fitoplancton y zooplancton es muy importante, ya que no sólo permiten la supervivencia

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y desarrollo de los organismos en cultivo, sino además factores como la temperatura y

la salinidad regulan la concentración y calidad de nutrientes esenciales como son las vitaminas, los aminoácidos y los ácidos grasos.

Las especies de microalgas y zooplancton de mayor uso en Acuacultura, se muestran en

la Tabla I (Guillar, 1973; Hirata, 1974; Watanabe et al., 1978).

Estas especies han sido seleccionadas en base a su aporte nutricional y a las facilidades que permiten su producción masiva. En los siguientes capítulos se presentan las

alternativas de producción de las principales especies de alimentos vivos, así como sus características biológicas, que permiten el establecimiento de su cultivo.

TABLA 1

Bacillariophyceae Skeletonema costatum, Thalassiosira

pseudonana, Chaetoceros calcitrans

Haptophyceae Isochrysis galbana, Isochrysis sp., Pavlova

lutheri

Chrysophyceae Tetraselmis suecica, Tetraselmis chuii

Chlorophyceaea Chlorella autotrophica, Chlorella

saccharophila

Chryptophyceaea Chroomonas salina

Cyanophyceae Spirulina sp., Spirulina maxima

Rotífera Brachionus plicatilis

Copépoda Tigriopus japonicus

Branquiopoda Artemia salina

Cladocera Daphnia sp.

Cladocera Moina sp.

TABLA 2

EFECTO DE LA SALINIDAD Y TEMPERATURA EN LA COMPOSICION DE ACIDOS GRASOS EN Chlorella saccharophila (Hirata, et al., 1985)

Exp. Temperatura

del agua

(°C)

Salinidad (°%)

Lípidos totales

(%)

14:00 16:00 16:1 18:1 18:2

6

+

18:3 +

20:4 6

20:3

3

20:5 3

+

1

14.5 4 8.5 4.9 17.2 22.9 3.5 2.5 0.4 7.1 33.1

14.5 8 7.9 4.2 13.5 25.4 3.6 2.3 0.3 6.0 36.8

14.5 12 12.7 5:4 15.4 29.1 3.1 2.4 0.5 6.3 29.4

14.5 15 11.1 5.4 16.6 26.1 5.0 3.1 0.7 5.4 31.1

14.5 18 11.1 5.0 13.5 24.1 3.7 2.3 0.3 6.5 33.8

14.5 22 11.9 5.6 15.7 28.8 3.3 1.8 0.3 5.0 32.5

14.5 26 10.3 6.2 16.1 28.7 3.8 1.9 0.3 5.0 29.5

14.5 30 12.9 5.7 14.8 26.7 3.9 2.1 0.4 5.4 33.3

2 14.0* 25 9.0 8.1 16.6 32.2 2.8 2.1 0.6 3.4 28.2

5

21.0 25 9.0 8.1 19.4 22.3 4.2 1.8 0.1 6.5 29.5

24.7 25 7.0 8.5 14.5 21.4 2.3 1.3 1.1 4.2 38.4

28.0 25 8.9 12.1 36.3 22.7 3.7 3.7 1.3 3.5 13.9

28.5 25 11.0 32.9 18.7 18.7 2.8 1.5 0.8 3.9 16.0

28.5 25 7.4 11.0 32.9 18.7 2.8 1.5 0.8 3.9 16.0

+ Acidos grasos esenciales

* 14.5 0.7°C En el experimento 2, temperatura variabley S°%

I. IMPORTANCIA NUTRICIONAL DE

ALIMENTO VIVO

En los ecosistomas naturales acuáticos, la continuidad de las especies depende del

equilibrio establecido entre los diferentes niveles de la trama trófica. Así, el desarrollo y supervivencia de larvas y juveniles depende de la presencia de organismos que conforman el fitoplancton y el zooplancton, quienes a su vez se producen en presencia

de los nutrientes adecuados.

Es de gran importancia el conocer la composición química de los alimentos vivos, pues el utilizar un recurso pobre en nutrientes esenciales puede causar el desarrollo anormal y

muerte masiva de las especies en cultivo. Existen estudios que así lo demuestran, como es el caso del desbalance nutricional que causa el uso de la levadura Saccharomyces

sereviceae en la producción masiva de larvas de especies marinas (Hirata, 1980).

Se han hecho una gran cantidad de estudios para conocer la composición de las especies de alimento vivo más utilizados en Acuacultura en diferentes condiciones y con diferentes tipos de nutrientes (Tablas 3 y 4). Estos trabajos han revelado que el

contenido nutricional de estas especies está en función directa de su alimento (Fogg, 1975; Watanabe et al., 1978a, 1983; Hirata et al., 1985). De acuerdo a lo anterior, es

importante conocer y manejar las diferentes técnicas de cultivo del alimento vivo para establecer las condiciones más adecuadas, que permitan el obtener un alimento de alto contenido nutricional principalmente ricos en aminoácidos y ácidos grasos esenciales

entre otros nutrientes, que favorezcan el desarrollo y supervivencia de las diferentes especies de crustáceos, moluscos y peces que se obtienen por Acuacultura (Tabla 5 y 6).

Existen diferentes técnicas que permiten obtener este enriquecimiento que van desde la

manipulación de parámetros físicos (Tabla 2), como son la temperatura y el fotoperíodo; los parámetros químicos como la concentración y tipo de macronutrientes, y hasta la adición de fuentes orgánicas (amincácidos, vitaminas, etc.) en bajas concentraciones.

TABLA 3 COMPOSICION GENERAL DE ALGUNAS MICROALGAS

UILIZADAS EN ACUICULTURA (Fogg, 1975)

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PROTEINA CARBOHIDRATO GRASA

Tetraselmis 1.42 0.41 0.70

Dunaliella 1.43 0.80 0.15

Monochrysis 0.94 0.59 0.22

Chaetoceros 1.12 0.22 0.21

Skeletonema 1.38 0.79 0.17

Phaeodactylum 0.88 0.64 0.17

La composición celular reportada, corresponde a resultados de cultivo en condiciones físicoquímicas y nutricionales similares para las seis espcies (las cantidades de proteína,

carbohidratos y grasas están expresadas en relación a cantidad total de Carbono).

TABLA 4

COMPOSICION PROXIMAL Y MINERAL DE CINCO ESPECTES DE ALIMENTO VIVO

DE MAYOR USO EN ACUACULTURA*

ESPECIES

Brachionus plicatilis Tigriopus japonicus

Acatia

sp

Daphnia

sp

Moina sp

MEDIO DE

CULIVO

LEVADUR

A

LEVADURA +

Chlorella

Chlorel

la

LEVADURA +

Chlorella

- - LEVADUR

A

Humedad 89.6 89.1 87.6 87.3 88.1 89.3 87.2

Proteínas 7.2 7.9 7.8 9.0 8.5 7.5 8.8

Lípidos 2.3 2.3 3.8 2.8 1.3 1.4 2.9

Ceniza 0.4 0.4 0.5 0.5 2.1 0.7 -

Ca mg/g 0.12 0.26 0.21 0.15 0.39 0.21 0.12

Mg mg/g 0.14 0.17 0.14 0.23 0.76 0.12 0.12

P mg/g 1.48 1.44 1.37 1.31 1.48 1.46 1.85

Na mg/g 0.41 0.30 0.29 0.61 6.63 0.74 1.09

K mg/g 0.35 0.12 0.23 0.84 2.21 0.72 0.92

Fe g/g 15.9 52.5 43.3 33.8 11.5 72.2 46.4

Zn g/g 7.4 9.8 8.2 12.3 39.0 12.8 10.0

Mn g/m 0.4 1.1 1.1 1.0 0.2 13.2 0.5

Cu g/g 1.1 1.5 1.7 2.4 2.8 1.1 5.8

* Watanabe et al., 1983.

TABLA 5. COMPOSICION DE AMINOACIDOS ESENCIALES EN CINCO

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ESPECIES DE ZOOPLANCTON DE MAYOR USO EN ACUACULTURA

Artenia sp nauplios

Brachionus plicatilis

Acartia clausi

Tigriopus japonicus

Moina spp

Isoleucina 2.6 7.4 99 3.4 8.8 117 3.5 8.8 117 2.5 6.7 89 2.5 6.6 88

Leucina 6.1 17.3 128 6.1 15.8 117 5.5 13.8 102 5.0 13.3 99 6.0 15.9 118

Metionina 0.9 2.6 48* 0.8 2.1 39* 1.5 3.8 70 1.1 2.9 54* 1.0 2.7 50*

Cistina 0.4 1.1 41* 0.6 1.6 59* 0.8 2.0 74 0.7 1.9 70 0.6 1.6 59*

Fenilalanina 3.2 9.1 96 3.9 10.1 106 3.7 9.3 98 3.5 9.3 98 3.6 9.5 100

Tirosina 3.7 10.5 162 3.1 8.0 123 3.6 9.0 138 4.0 10.7 165 3.3 8.8 135

Treonina 1.7 4.8 45* 3.2 8.3 78 4.2 10.5 99 3.8 10.1 95 3.8 10.1 95

Triptofano 1.0 2.8 165 1.2 3.1 182 1.1 2.8 165 1.1 2.9 171 1.2 3.2 188

Valina 3.2 9.1 96 4.2 10.9 115 4.5 11.3 119 3.3 8.8 93 3.2 8.5 89

Lisina 6.1 17.3 103 6.1 15.8 94 5.4 13.5 80 5.7 15.2 90 5.8 15.4 92

Arginina 5.0 14.2 122 4.6 11.9 103 4.3 10.8 93 5.2 13.9 120 5.1 13.5 116

Histidina 1.3 3.7 77 1.5 3.9 81 1.9 4.8 100 1.6 4.3 90 1.6 4.2 88

* ** ***

* g/100 g proteína cruda (Watanabe et al., 1978a) ** Expresado como total de aminoácidos esenciales (a.a.e.) *** Registros basados en la composción con a.a.e. requeridos para peces

-el 100 indica los mismos requerimientos

TABLA 6. ORGANISMOS MARINOS CULTIVADOS CON MICROALGAS EN

JAPON (U. UMEBAYASHI, 1975)

ESPECIE CULTIVA

DA

MICROAL

GA

CONCENTRAC

ION

PRODUCCI

ON

SUPERVIVENCIA

%

REFERENC

IA

BIVALVOS

Ostrea edulis

Chaetoceros calcitrans

3,000 cel/día/larva (estadio

temprano)

14,000 org/200 l

Sato & Takeda.

1970

Monochrysi

s lutheri

10,000

cel/día/larva

Andara broughtonii

Chaetoceros calcitrans

40,000 cel/ml 10,000 org/35 l

59.3% Ito et al.,

1968 Monas sp 10,000 cel/ml -

Meretrix

lamarckii

Chaetoceros

calcitrans 30,000 cel/ml - 20%

Tanaka,

1968

Nitzschia closterium

50,000 cel/ml -

8

Spisula

sachalinensis

Chaetoceros calcitrans

30,000 a 150,000 cel/ml

100,000 org 61% Akimoto et al., 1964

Patinopecten yezoensis

Chaetoceros calcitrans

20,000 cel/ml - 88% Takeda, 1965

Skeletonem

a costatum 20,000 cel/ml

Ostrea

edulis

Chaetoceros

calcitrans 2,000 cel/ml

12,000

org/ton 4% Imai, 1967

Monochrysis lutheri

15,000 cel/ml

CRUSTACEOS

Penaeus

japonicus

Skeletonem

a costatum 10,000 cel/ml - 56%

Hudinaga,

1962

Penaeopsis monoceros

Skeletonema costatum

- - 25% Funada, 1966

Chaetoceros calcitrans

(nauplio-postlarva)

II. CULTIVO DE MICROALGAS

Son llamadas microalgas a una gran cantidad de especies que constituyen el fitoplancton que abarca desde organismos autótrofos hasta microflagelados y microciliados auxótrofos.

Su posición taxonómica ha sido de gran polémica entre botánicos y zoólogos, como

ejemplo podemos mencionar el grupo de los dinoflagelados, conocidos por unos como microalgas y por otros como protozoarios.

En este trabajo no pretendemos apoyar o rechazar ninguna de las líneas en relación a la

sistemática taxonómica pero mencionaremos los ejemplos más representativos por su importancia en acuacultura de acuerdo con la clasificación que se muestra en la Tabla 1,

seguida por Guillard, 1973, 1975; Hirata, 1974 y Watanabe et al., 1978.

Estas especies aportan un alto contenido nutricional para peces, crustáceos y moluscos, además de ofrecer facilidades de manejo en sistemas de cultivo tanto en laboratorio como en producción a gran escala con fines comerciales.

1. CONSIDERACIONES GENERALES DE LOS CULTIVOS DE

MICROALGAS

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Muchos factores contribuyen para el desarrollo óptimo de los cultivos de microalgas,

algunos de éstos afectan las características del crecimiento.

Los recipientes de cultivo más comúnmente usados son de materiales no tóxicos como las cajas de Petri, matraces Erlenmeyer, matraces Ferenback, carboys o garrafas, etc.,

adecuados para cultivos de laboratorio. Para cultivos a gran escala los recipientes de plástico, madera y concreto son los más recomendables, incluyendo los estanques

rústicos en áreas rurales son los sistemas más económicos.

En cultivos masivos la aereación es un factor muy importante para la homogenización de los nutrientes y para evitar la sedimentación de las microalgas. Las diatomeas suelen acumularse en lugares donde el agua no se mezcla, ésto también depende de la forma

del recipiente de cultivo que cuando no es adecuado retarda el crecimiento.

Otro factor importante es la penetración de la luz en el cultivo; en los cultivos masivos la profundidad es tan grande que la intensidad de la luz insidente no es suficiente para la

fotosíntesis, hasta el fondo del tanque. En los cultivos masivos a la intemperie la penetración de la luz es más efectiva, pero se debe reducir la intensidad de la luz fuerte, cubriendo estos estanques con una malla. En cultivos a gran escala es recomendable la

inyección de CO2 (0.5%) para contribuir al proceso fotosintético.

Para muchas especies de Diatomeas la temperatura óptima oscila entre los 15 y 20°C, pocas especies de esta familia crecen a más de 28°C, las cloroficeas pueden soportar

altas temperaturas; un ejemplo es el cultivo masivo a la intemperie de Chlorella saccharophila, cuyas temperaturas oscilan entre 12.5 – 30°C (Hirata et al., 1974, 1975,

1977; Torrentera, 1983).

El crecimiento y la división celular son afectados por la intensidad de la luz y el fotoperíodo (horas de iluminación y obscuridad) en relación también a la temperatura, por ejemplo en Diatomees a 20°C y 1,000 lux se obtiene un crecimiento favorable.

TABLA 7. CARACTERISTICAS DE ALGUNAS DE LAS ESPECIES DE ALGAS UNICELULARES

UTILIZADAS EN ACUACULTURA (COLL-MORALES J., 1983)

GENERO CICLO TEMPERATURA

OPTIMA

DIAMETRO

MEDIO

Phaeodactylum

(diatomea) 10 h 25°C 10.4μ

Skeletonema (diatomea)

13.1 h 18°C >20μ

Dunaliella (cloroficea)

24 h 16°C 17.8μ

Chlorella (cloroficea)

7.7 h 25°C 5μ

Tetraselmis 18 h 18°C 18.4μ

10

(cloroficea)

Monochrysis (crisoficea)

15.3 h 20–25°C 10μ

Isochrysis (crisoficea)

30.2 h 20°C 10.2μ

Estas especies se han utilizado en acuicultura marina dados su valor nutritivo y

digestibilidad, además de su capacidad para crecer en cultivos masivos. La duración del ciclo celular como los requerimientos de temperatura son suceptibles de variación mediante selección de variedades.

TABLA 8. REQUERIMIENTOS PRINCIPALES DE LOS

CULTIVOS DE MICROALGAS

REQUERIMIENTOS COMPUESTOS

QUIMICOS VALORES

Físicos Luz

2,000 – 4,000 lux

Temperatura 15 – 22°C

Salinidad 0.37‰

pH 7 – 9

Redox

Nutritivos C CO2CO3≃ g/100 ml

O, H O2H2O g/100 ml

N N2NH4+ NO3 g/100 ml

P PO4≃ g/100 ml

S SO4≃ g/100 ml

Na, K, Ca, Mg Sales g/100 ml

Fe, Zn, Mn, B, Br, Si Sales mg/100 ml

Cu, Co, Cl, I, Sr, Rb, Al, et

Sales μg/100 ml

Vitaminas B12, tiamina, biotina

μg/100 ml

En esta tabla se exponen los requerimientos principales de los cultivos de microalgas y sus valores aproximados. En cada caso habrá que estudiar los reqùerimientos particulares de la especie y de la variedad que se vaya a cultivar en las condiciones concretas de cultivo que se van a utilizar, por lo que estos datos son sólo orientación

(Kinne, 1979).

El fotoperíodo es un factor que regula la división celular, en diatomeas la reproducción asexual (división) ocurre durante el período de luz y éste es acelerado bajo iluminación

continua. En contraste las especies formadoras de auxosporas (ésporas sexuales), dan lugar a células del mismo tamaño y ésto ocurre en el período de obscuridad. Por lo tanto, el período de iluminación puede ajustarse de acuerdo a los objetivos del cultivo:

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el fotoperíodo continuo (horas de iluminación prolongada) produce crecimientos

rápidos, un fotoperíodo con horas de luz y obscuridad semejante al fotoperíodo solar mantiene un crecimiente normal y saludable.

En la Table 7 se muestran las características de algunas de las especies de microalgas

unicelulares utilizadas en acuacultura para la nutrición de moluscos y crustáceos.

Además del control de los parámetros antes mencionados es necesario considerar que para el establecimiento de un sistema de producción de alimento vivo es importante el

dominio de las técnicas de aislamiento, purificación y mantenimiento de cepas, así como el conocimiento de la fisiología, ciclo de vida, bioquímica, etc. de las especies para determinar su factibilidad de cultivo y sobre todo su contenido nutricional para

poder llevarse a niveles masivos de producción para fines acuaculturales. La Tabla 8 muestra algunos de los principales requerimientos de los cultivos de microalgas.

2. MEDIOS DE CULTIVO

Se han desarrollado diferentes medios para el cultivo de microalgas que van desde las

fórmulas para enriquecer el agua de mar natural, hasta el uso de medios artificiales que permitan resultados constantes en contraste con los resultados tan variables que brinda

el uso del agua de mar natural que entre otros factores depende del lugar donde se colecta ésta, y el tiempo de almacenamiento de la misma.

Los medios artificiales se usan principalmente para fines experimentales, ya que como se ha mencionado, brinda resultados constantes, aunque existen algunas especies que no

crecen en medios artificiales por factores desconocidos que afectan su crecimiento, las principales fórmulas utilizadas van desde el agua de Miguel, que data de 1910,

desarrollada por Allen-Nelson; el medio de End-Schereiber de 1934, hasta fórmulas específicas para familias como la fórmula del Laboratorio Haskins de Nueva York para diatomeas, Provasoli et al., 1975; Matthiesen & Thorner, 1966; McIachlan, 1973;

Guillard F., 1973; Droop, 1975, 1979; Schoene, 1982, etc. Las principales formulaciones de los medios de cultivo, tanto de mantenimiento de cepas como de

producción masiva (minerales, enriquecidos y orgánicos), se describen desde la Tabla 9 hasta la Tabla 16.

El fitoplancton se desarrolla y multiplica en relación de las condiciones fisicoquímicas del medio. En términos generales son los macronutrientes o factores limitantes del

crecimiento el carbono, Nitrógeno, Fósforo, Silicio, Magnesio, Potasio y Calcio, que se requieren en cantidades relativamente grandes, mientras que los llamados

micronutrientes (Fierro, Manganeso, Cobre, Zinc, Sodio, Molibdeno, Cloro y Cobalto) se necesitan en menores cantidades.

Existen otros medios que incluyen en su composición sustancias orgánicas (vitaminas, aminoácidos) necesarios para aquellas especies de microalgas Auxótrofas, es decir que

no sintetizan por medio de la fotosíntesis este tipo de compuestos y resultan factores que pueden limitar su crecimiento; tal es el caso de Platimonas, Chrysophytas y algunas

Bacillariophyceas.

TABLA 9. MEDIO CHU 10 (MODIFICADO POR

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GERLOFF)

(0. UMEBAYASHI, 1975)

(Recomendado para aislamiento de microalgas de hábitats

oligotróficos y eutróficos)

Ca(NO3)2 0.04%

K2HPO4 0.01%

Na2CO3 0.02%

MgSO4.7H2O 0.025%

Na2SiO3 0.025%

Citrato de Fierro Amoniacal 0.005%

NOTA: Puede usarse para medio solidificado

Agar-Agar 1.0%

TABLA 10. MEDIO ENRIQUECIDO

MEDIO MIGUEL (ALLEN-NELSON, 1910)

Solución

A:

KNO3 20. 2 g

H2O 100 ml

Solución

B:

Na2HPO412H2O 4 g

CaCl26H2O 4 g

HCl conc. 2 ml

FeCl3 2 ml

H2O 80 ml

Agregar 2 ml de la Solución A y 1 ml de la Solución B a un

litro de agua de mar natural, y calentar a 70°C por 20 minutos.

MEDIO ERD-SAHREIBER ENRIQUECIDO (FOYN,

1934a,b)

NaNO3 10 mg

Na2HPO412H2O 2 mg

Extracto de suelo 5 ml

Agua de mar 100 ml

MEDIO ERD-SCHREIBER

*Agua de mar 1 litro

Extracto de suelo 50 ml

NaNO3 0.2 g

Na2HPO4.12H2O 0.03 g

* Se recomienda usar el agua filtrada y pasteurizada,y adicionar los ingredientes.

TABLA 11. MEDIO DE YASHIMA (SISFFAA, 1964a)

(Para cultivo masivo de cloroficeas marinas)

Sulfato de Amonio (para la agricultura 21%) 100 g/t

13

Superfosfato de Calcio (para la agricultura

21%) 15 g/t

Urea (para la agricultura 21%) 15 g/t

Clewat 32 30–50 g/t

Componentes de Clewat 32:

FeCl2 (como fuente de Fe) 0.385%

ZnCl2 (como fuente de Zn) 0.166%

MnCl2 (como fuente de Mn) 0.775%

CoCl2 (como fuente de Co) 0.017%

CuSO4 (como fuente de Cu) 0.007%

(NH4)6Mo7O24 (como fuente de Mo) 0.632%

H3 BO3 (como fuente de B) 2.470%

EDTA 0.005%

MEDIO DE YASHIMA MODIFICADO (HIRATA, 1975)

Medio de Yashima (en la misma concentración)

Peptona 50 g/t

Peptidasa 0.005%

Diaminasa 0.005%

(recomendado para cultivos axénicos)

TABLA 12. YANASE & IMAI (1968) PARA Monochrysis lutheri, Platymonas sp.,

Nitzschia closterium, Chaetoceros calcitrans

NaCl 18 mg Metal Mix* 30 ml

KC1 600 mg Fe (as Cl-) 100 μg

NaNO3 500 mg Tris 1 g

MgSO4 . 7H2O 5 g Vit.B12 3μg

Ca (as Cl-) 100 mg Na2 SiO3 80 mg

K2HPO4 30 mg Vitamin Mix† 1 ml

H2O 1 l

* Mezcla de metales 100 ml, contanido: Na2 EDTA, 100 mg; Fe, 1 mg; Zn, 0.5 mg; Mn, 4 mg;Co, 0.01 mg; Cu, 0.004 mg; B, 20 mg.

† Mezcla de vitaminas 50 ml, contenido: B12, 10 μg; biotina, 50 μg; B1, 5 mg

TABLA 13. MEDIO DE GUILLARD & RHYTER (PARSONS & STRICKLAND,

1961)

A. SOLUCIONES NUTRIENTES

1. Disolver 0.08 gr de clorhidrato de Cobalto CoCl2.6H2O y 0.8 gr de Sulfato de Cobre CuSO4.5H2O; en 100 ml de H2O destilada.

14

2. Añadir 1 ml de solución A.1. a aproximadamente 800 ml de H2O destilada, que

previamente se le ha adicionado:

0.2 gr de Tricloruro Férrico FeCl3.6H2O

0.06 gr de Sulfato de Zinc ZnSo4.7H2O

0.12 gr de Sulfato de Manganeso MnSO4.H2O

0.03 gr de Molibdato de Sodio Na2MoO4.2H2O

3. Añadir 1.2 gr de Etilenodiaminotetracetato Disódico (EDTA) diluído a cerca de 900 ml de H2O destilada.

4. Ajustar el pH de la solución con Hidróxido de Sodio IN-Na(OH), hasta 7.5. 5. Evitar la formación de precipitado, el cual puede elevar la adición de mucho

alcali. 6. Añadir 10 gr de Nitrato Potásico KNO3 y 1.4 gr de Fosfato Dihidratado de

Potasio KH2PO4.

7. Diluir la solución a 1 litro y en autoclave a menos de 15 libras de presión por 15 minutos.

8. Guardar la solución en botellas de vidrio en la obscuridad.

B. SILICATO DE SODIO

1. Disolver 10.5 gr de Metasilicato Pentahidratado de Sodio Na2SiO3.5H2O ó 14 gr de Na2SiO3.9H2O en 1 litro de agua destilada.

2. Esterilizar la solución por filtración a través de un filtro de vidrio. 3. Guardarla en un envase de polipropileno esterilizado.

C. ACIDO HIDROCLORHIDRICO

1. Preparar una solución 0.1N-HCL. 2. Determinar por titulación la cantidad de esta solución necesaria para neutralizar

10 ml de la solución B.2-Si × ml de 0.IN-HCL han sido utilizadas para neutralizar 10 ml de solución B.2, multiplicar por 100 y esta cantidad llevarla a

1 litro de H2O destilada. 3. Esterilizar la solución ácida por filtración a través de un filtro de vidrio. 4. Guardarlo en una botella de polipropileno esterilizado.

D. SOLUCION DE VITAMINA

1. Disolver 10 mg de Tiamina hidroclórica y 10 mg de Biotina en 100 ml de H2O destilada.

2. Diluir 10 ml de solución D.1 en 100 ml de H2O destilada.

3. Esterilizar solución D.2 pasándola a través de un filtro de vidrio. 4. Guardarla en porciones de 10 ml en tubos estériles de tapa enroscada a menos de

20°C.

TABLA 14. MEDIO DE GUILLAR “F/2” (J. STEIN, 1979)

15

Nutrientes Mayores Solución Primaria

NaNo3 7.5 % w/v

NaH2PO4.H2O 0.5 % w/v

NH4Cl 2.65 % w/v

Na2SIO3.9N2O 3 % w/v (calentar para disolver)

Usar un mililitro de estas soluciones por litro de agua de mar, para preparar el medio “F/2”. Sugerencia: Preparar el NaNO3 junto con NaH2PO . H2O en 100 mililitros.

Metales Traza Solución Primaria

CuSO4.5H2O 0.98 % w/v

ZnSO4.7H2O 2.2 % w/v

ZnCl2 1.05 % w/v

CoCl2.6H2O 1.0 % w/v

MnCl2.4H2O 18 % w/v

Na2MnO4.2H2O 0.63 % w/v

Es conveniente hacer las soluciones primarias en forma individual.

y con una concentración menor de 106 más concentrada que en el medio “F/2”.

Solución Primaria de Metales Traza

A. Con “Secuestrante Férrico” (Cloruro Férrico):

Disolver 5 gr del Secuestrante Férrico en 900 ml de agua destilada y añadir 1 ml de cada una de las soluciones primarias de metales traza preparados anteriormente; aforar a un

litro y asegurar que el pH quede cerca de 4.5. Use 1 ml de esta solución por cada litro de agua de mar para hacer el medio de cultivo. Agua de mar filtrada (5μ, 10μ, etc.) y de ser posible irradiada con UV.

B. Con EDTA y Cloruro Férrico (FeCl.6H2O)

Disuelva 3.15 g de FeCl.6H2O ó 4.36 de EDTA (Na2) en 900 ml de agua destilada,

agregue 1 ml de cada una de las soluciones stock primarias de metales traza y afore a 1 litro, asegure un pH de 2.0.

Use 1 ml de esta solución por litro de agua de mar para preparar el medio “f/2”.

Solución Primaria de Vitaminas

Solución Primaria de Biotina: Se prepara a partir de cristales de Bl, disolver 10

mg de biotina en 96 ml de agua destilada. Haga esta solución ligeramente ácida para ser autoclavada y manténgase en un congelador.

16

Solución de Bitamina B12: A partir de Cyanocobalamina U.S. de 1000 mg/ ml

solución inyectable. Tomar 1 ml y aforarlo en 100 ml de agua destilada. La solución se acidifica para ser autoclavada y se congela.

Solución Primaria de Vitaminas

Tomar 1 m de la solución primaria de Biotina y 0.1 ml de la solución stock

primaria de B12, aforar a 100 ml con agua destilada y añadir 20 mg de Tiamina HCl.

Se pueden preparar ampolletas de 2, 5 ó 10 ml y almacenarlas estériles

(acidificas) en el congelador.

Use ½ ml de esta solución por cada litro de agua de mar para preparar el medio “f/2”.

Preparación del Buffer “Tris”

Tome 50 g de “Tris” y disuélvase en 200 ml de agua destilada y ajuste el pH a 7.2 en

HCL. Use de 1 a 5 ml por litro de medio antes de la autoclave, ajustando el pH a 7.4 (recomendado usar 1 ml por litro cuando el pH del medio es 7.9–8.2).

TABLA 15. MEDIO DE CULTIVO (AGUA DULCE)

(Guillard, In: Stein, 1979)

Guillard (comunicación personal a J. Steinn, 1973. Handbook of phycological methods, Culture Methods and Growth Measurements. Cambridge at the University Press: 448 pp.

a. Macronutrientes:

CaCl2.2H2O 36.76 g/l

MgSO4.7H2O 36.97 g/l

NaHCO3 12.60 g/l

K2HPO4 8.71 g/l

NaNO3 85.01 g/l

Na2SiO3.9H2O 28.42 g/l

De esta solución rotulada como

a se obtiene 1 ml y se le adiciona a 1 litro de agua esterilizada.

b. Micronutrientes:

Na2EDTA 4.36 g/l

FeCl3.6H2O 3.15 g/l

CuSO4.5H2O 0.01 g/l

ZnSO4.7H2O 0.022 g/l

CoCl2.6H2O 0.01 g/l

17

MnCl24H2O 0.18 g/l

Na2MoO4.2H2O 0.006 g/l

De esta solución rotulada como

b, se obtiene 1 ml y se le adiciona a 1 litro de agua esterilizada.

c. Vitaminas:

Thiamine. HCl 0.1 mg/l

Biotin 0.5 g/l

Cyanocobalamina 0.5 g/l

De esta solución rotulada como

c, se obtiene 1 ml y se le adiciona a 1 litro de agua esterilizada.

d. Tris:

Tris (Hydroxymethyl)-Aminomethano

50.g/200 ml H2O

dest.

(Cuando el cultivo se encuentra axénico el tris puede reemplazarse

por Glycylaglycine). De esta solución rotulada como d, obtener 2 ml y adicionar al litro de agua

esterilizada que se está preparando el cultivo. Una vez preparado el

medio de cultivo, se debe hacer ajuste de pH a 7.2 con HCl cuidadósamente para no obtener el

pH ácido.

TABLA 16. MEDIO MET 44 (SCHONE & SCHONE, 1982) (Para microalgas marinas de la Familia Bacilarioficea)

NaNO3 3.4 mg

Na2HPO4.12H2O 0.925 mg

Na2SiO3.9H2O 10.14 mg

Na2EDTA.2H2O 0.803 mg

FeSO4.7H2O 60.0 μg

MnCl2.4H2O 14.4 μg

Vitamina B12 0.5 μg

Biotina 0.5 μg

18

Tiamina-HCl 0.5 μg

Para enriquecer un litro de agua de mar

NOTA: La solución stock de Fierro y Silicato debe de acidificarse un poco con una gota de Acido Sulfúrico concentrado, y la solución de EDTA debe acidificarse con Acido

Clorhídrico. El EDTA puede ser adicionado antes que el Fierro.

Para la producción de microalgas a nivel comercial se usa el agua de mar enriquecida

con fertilizantes agrícolas (Urea, Fosfato triple, Nitrato de Amonio, etc.) (Chu, 1942, y Tamiya, 1957; SISFFAA, 1964a) y tradicionalmente la fertilización de estanques con abonos orgánicos, en cultivos de especies herbívoras como las carpas.

3. TECNICAS DE AISLAMIENTO Y PURIFICACION

Muchos métodos se han desarrollado para obtener cultivos monoespecíficos (de una sola especie) y axénicos (libres de contaminantes). A continuación se brinda una breve descripción de algunos de los principales métodos que se utilizan para aislar y purificar

microalgas (O. Umebayashi, 1975) (Fig. 1).

1) Aislamiento

Pipeteo capilar: Se utiliza para separar microalgas mayores de 10μ, mediante una pipeta construída con un tubo capilar, a través del microscopio óptico se

“pesca” las células y se separan en pequeñas gotas de nutrientes colocados alrededor de una Caja de Petri o en portaobjetos escabados.

Rayado de Placas de Agar: Se transfieren pequeñas gotas de plancton con una

asa de siembra, extendiendo por estrías (rompiendo un poco el agar). Este agar se prepara con una solución nutritiva para microalgas y con una relación de 1–

1.5% w/v de agar disuelto en el medio nutritivo, se incuba la placa bajo iluminación a 18–20°. De este primer crecimiento se transfiere a tubos con agar inclinado sembrando por estrías o bien, se transfiere a medios líquidos en

subcultivos sucesivos para su purificación, de tal manera que en cada dilución se reduzca el número de organismos en una gota, es recomendable combinar la

técnica de diluciones con la de transferencia en placa de agar o tubo inclinado para obtenr cultivos clonales (de una sola colonia o célula) y poder establecer el cultivo monoespecífico. Después de 10 días, pequeñas colonias aparecen sobre

la superficie del agar, que se pueden transferir mediante el Método de Hocking o de la micropipeta a medios líquidos.

2) Purificación

Como ya se mencionó al describir las ténicas de aislamiento, estas mismas nos permiten

purificar el çultivo a través de las resiembras clonales sucesivas, pero además es recomendable entre otros métodos el uso de antibióticos para eliminar otros

microorganismos, generalmente de tipo bacteriano que estén contaminando el cultivo de microalgas de nuestro interés. En el inciso 5 de este mismo capítulo correspondiente a Métodos de Esterilización se amplian las alternativas.

3) Control Bacteriológico

19

Para determinar el desarrollo bacteriológico realizamos lo siguiente:

1. Preparación del Medio de Zobell:

Trypticase 1.0 gr

Extracto de levadura 1.0 gr

Fosfato Férrico 5 mg

Agar 15.0 gr

Agua envejecida (3 meses) 1 litro

pH = 7.0 – 7.2

Fig. 1a) Método de filtración a través de una columna empacada con

algodón.

Fig. 1b) Aislamiento y purificación de microalgas por el método de diluciones

sucesivas y subcultivos repetidos.

Fig. 1c) Método de aislamiento y purificación de microalgas en placa de

agar.

Fig. 1d) Aislamiento mediante micropipeta y el

uso de microscopio.

Una vez preparado colocar en Cajas de Petri, una capa no muy gruesa. Someter a esterilización a 15 lbrs. de presión y 125°C. Con una asa de Platino picar el agar con la

muestra que se desea analizar y colocar a la luz y observando si hay crecimiento bacteriano.

2. Si el cultivo presentara bacterias es aconsejable someter a la acción combinada de diferentes tipos de penicilina, por ejemplo:

20

Penicilina sódica 400 mg

Estreptomicina 200 mg

Agua destilada 10 c.c.

Filtrar en equipo estéril, adicionar volúmenes de 3.0, 2.0, 1.0, 0.5 y 0.25 que dan concentraciones de:

Ejemplo:

TUBO 1 2 3 4 5

ml 3.0 2.0 1.0 0.5 0.25

Penicilina ug/ml 12.000 8.000 4.000 2.000 500

Estreptomicina ug/ml 8.000 4.000 2.000 1.000 250

4. DETERMINACION DE LA DENSIDAD DE POBLACION DE LAS

MICROALGAS

Cuando el plancton es utilizado para alimentar larvas u organismos filtroalimentadores como los moluscos, el suministro constante y la concentración de estos alimentos son factores que determinan la supervivencia y desarrollo de los organismos en cultivo. A

continuación se hace una descripción breve de los métodos que se utilizan para determinar el número de células presentes en una muestra de plancton.

1) Hematocitómetro o Cámara de Neubaver (Fig. 2)

Mediante una pipeta Pasteur se toma una muestra de plancton y se desliza en la cámara

que previamente tiene adherido el cubreobjetos, se deja pasar 5~10 minutos para que la muestra se estabilice; se procede a contar mediante un contador de mano, en algunos

casos es necesario diluir la muestra cuando la densidad es alta y también fijada cuando el plancton es móvil, siguiendo los siguientes pasos:

1. Se toma un milímetro de la muestra. 2. Se añade un mililitro de agua de mar filtrada ya preparada con formaldehido

todo al 4%. 3. Se deja reposar por tres minutos.

4. La muestra se homogeniza con una Pipeta Pasteur. 5. Se cuentan las células de cada una de las cámaras.

Una vez que se tiene el promedio de células de las cámaras, el cálculo total de células por mililitro se lleva a cabo de la siguiente manera:

21

Fig. 2a) Conteo celular en homatocímetro.

Fig. 2b) Cuadrantes de la cámara de conteo.

a. Primero calcule el factor de dilución

22

m = Muestra problema (ml)

f = Agua de mar con formaldehido

b. Se requiere también la profundidad del hematocímetro, la cual está incluida en el

mismo en la parte inferior derecha.

P.H. = Profundidad del Hematocímetro

c. Todo el cálculo se multiplica por 1,000 para convertir a mililitros. d. Se requiere el número promedio de células de la muestra problema.

N.P. = Número promedio de células por ml

Con todos los incisos anteriores se realiza el cálculo de número de células de la

muestra problema por ml y la fórmula queda así:

No. de Células = (F.D.) (P.H.) (1,000) (N.P.)

2) Densidad Optica

Mediante un espectrofotómetro se determina la concentración celular de la muestra por densidad óptica (calibrando con anterioridad el aparato, siguiendo las instrucciones del

manual correspondiente), se determina la transmitancia (Nm), que se extrapola con la recta patrón antes determinada que corresponda a la especie problema (se construye

graficando transmitancia vs. num. de células/ml). Así en la intersección de la recta conociendo la concentración (Nm) se puede calcular la cantidad de microalgas de la muestra problema. Por otro lado, conociendo la ecuación de la recta de cada gráfica,

según la especie, se determina directamente la concentración de células de la muestra sustituyendo el valor dé la transmitancia en esta ecuación.

3) Volumen Celular

Por centrifugación, se obtiene “un paquete o pastilla celular” que desechando el

sobrenadante, puede ser pesado y determinado en unidades de peso W/v, la cantidad de células o biomasa de la muestra problema en peso húmedo o peso seco.

4) Composición Química

En algunos estudios se puede determinar la concentración de clorofila A,B y otros

pigmentos presentes en la muestra. Debe considerarse que la composición química del fitoplancton varía de acuerdo al tipo de cultivo usado, medio nutritivo y otros factores por lo que es necesario realizar el estudio de la composición química (análisis proximal)

de la especie de estudio en relación al tipo de cultivo desarrollado.

5. METODOS DE ESTERILIZACION

23

Existen diferentes métodos para lograr las mejores condiciones de desarrollo de las

microalgas, libres de microorganismos contaminantes, tanto del aire como del agua. A continuación se describen brevemente los métodos más comúnes de esterilización que

varían en los resultados de eficiencia, costos y tiempo invertido.

1) Esterilización Química

Uno de los métodos más comúnes dentro de este tipo de esterilización, es el uso del Hipoclorito de Sodio (Cloro comercial), resulta ser de bajo costo y brinda buenos

resultados para desinfectar recipientes de cultivo, material de cristalería y además podemos esterilizar el agua de mar con la que preparamos el medio de cultivo, utilizando 50 mg de Tiosulfato de Sodio por cada 1 ml de Hipoclorito de Sodio usado;

es decir, se utiliza 416 ml de Cloro comercial (6%) y se afora ésta a 1,000 ml (mantenga esta solución en la oscuridad); de esta solución agregue 0.25 ml por litro de agua, deje

reposar por 12 h y añada 0.1 ml de una solución de Tiosulfato (ésta se prepara con 248.1 gr de Tiosulfato, Na2S2O3.5H2O aforado a 1,000 ml), y posteriormente introduzca aereación al recipiente de cultivo (carboy o garrafon) y déjelo así por una hora. Una vez

esterilizado de esta manera, agregue los nutrientes y vitaminas previamente esterilizados.

Esterilización con Formol

Se recomienda su uso en los casos en que exista una contaminación en las instalaciones

o laboratorio por hongos y otros microorganismos. Se utiliza una concentración de 0.1% al 10% (no se utilice para material de cristalería o recipiente de cultivo).

Solución de Alcohol Etílico al 70%

Se recomienda para material de cristal (pipeta, cajas de Petri, tubos de ensayo, etc.). Se

pueden utilizar otro tipo de alcoholes (Isopropanol, o Propanol e incluso el Fenol, pero éste último es muy tóxico).

2) Esterilización Física

Esterilización por Calor Húmedo

Utilizando difusores de vapor a una temperatura de 100~110°C, se recomienda para

estanques y tuberías de agua y de aire, destruye microorganismos vivos e incluso destruye esporas. Se recomienda utilizarlo por tres días consecutivos. Este método recibe el nombre de Tindarización.

Autoclave

Se recomienda para la esterilización de medios de cultivo, vitaminas, material de cristal. Tiene la desventaja del tiempo que se invierte y el volumen que se puede esterilizar.

Filtración

Se utiliza para separar partículas orgánicas o microorganismos en los medios de cultivo o instalaciones del sistema de aereación. Existen diferentes tipos de los que podemos

24

mencionar: filtros milipore (membranas, vidrio, celulosa, etc), filtros de fibra (algodón,

vidrio, materiales sintéticos), filtros de tierra de diatomeas, geles de acrilamida (esferas de diferentes tamaños en micras), empaques de algodón y carbón activado, y finalmente

existen unidades comerciales de esterilización con cartuchos sintéticos (0.45μ, 3μ, 5μ, 20μ) etc.

Esterilización por U.V.

Los efectos de la irradiación ultravioleta son bacteriostáticos y fungiostáticos en

logitudes de onda menores de 500 NM (Jerlov, 1970). Se recomienda para estos fines las longitudes de onda de 240 a 280 NM las máximas eficiencias se obtienen cerca de los 254 NM (Kinne, 1976). Los rayos ultravioleta desinfectan el agua. El dato más

importante y preciso sobre un tratamiento con rayos U.V. es la dosis de U.V. (normalmente expresada en μW seg/cm2) requerida para matar a un determinado

porcentaje de la población de organismos contaminantes. Un antecedente importante son las experiencias reportadas sobre la utilización de unidades de U.V. para desinfectar criaderos de peces y ostiones, cultivos de microalgas, agua de mar almecenada (Fig. 3 y

Tabla 4) (Kinne, 1976; Wheaton, 1977; Aguirre, 1981; Torrentera & Franco, 1988).

3) Criterios de Eficiencia para la Selección y Utilización de los Métodos de Esterilización Mencionados

a. Método Indirecto: Se analiza el estado de salud y las tasas de supervìvencia de

los organismos en cultivo. b. Método Directo: Se calcula el porcentaje de reducción de microorganismos,

analizando el número de éstos presentes en muestras no tratadas y el número de los mismos presentes en muestras obtenidas después de la aplicación del tratamiento de esterilización seleccionado. Esto se puede determinar mediante

análisis bacteriológicos (método standard en placa de agar); cuantificando el número de colonias presentes en la caja después de haber inoculado 1 ml de cada muestra por un período de revisión de 24 h, 48 h, 96 h. Para muestras de agua

marina se recomienda el Medio de Zobell que selecciona el crecimiento de bacterias marinas; para Coliformes totales se recomienda el Medio McConkey,

entre otros. En las Figs. 3 y 4 se muestran resultados de diferentes métodos de esterilización.

6. EQUIPO E INSTALACIONES

a. Sala o Laboratorio de Cultivo: Se recomienda para fines de mantenimiento de

cepas, transferencias sucesivas de cultivos, crecimiento de cultivos en pequeños y medianos volúmenes. Generalmente para fines de investigación las siguientes características:

Laboratorio con temperatura controlada 18–20°C. Paredes y pisos de azulejo en color blanco.

Instalaciones para el cepario y cultivo intermedios con lámparas de luz blanca fría fluorescente (20W–37W).

Instalaciones tipo invernadero (ventanas de cristal o plástico con

temperatura controlada). b. Cuarto de Siembra: Puede instalarse dentro del mismo laboratorio una cabina

con campana de flujo laminar o bien una simple mesa de laboratorio con

25

instalación de gas para dos mecheros para la inoculación en condiciones

acépticas. c. Sala de Producción: Para volúmenes de 200 l o más, se requieren recipientes de

materiales plásticos no tóxicos y de preferencia transparentes para el desarrollo a nivel masivo de las diferentes especies del plancton. En este tipo de instalación es recomendable el uso de la luz solar, pues el uso de la luz artificial es de muy

alto costo y se require además, de equipo para mantener la temperatura a 18–20°C. En zonas de clima templado para cultivos masivos se pueden desarrollar

éstos a la intemperie, cubriendo los recipientes en caso de lluvia. En la Figura 5 se muestra un ejemplo de instalaciones para cultivo masivo, utilizando la luz solar.

FIGURA 3a Promedlo de las Bocterlas viables formadoras de Colonla (C.F.U.) por mllímetro despues de diversos tratamientos. (Barroso, 1987).

<

26

FIGURA. 3b Rorcontajes do Reducción (C.F.U.) obtenldos con dlversos tratamlentos.

(Barroso, 1987)./p>

TABLA 17. RESULTADOS REPORTADOS SOBRE EL USO DE ESTERILIZACION U.V. EN ACUACULTURA

(TORRENTERA & FRANCO, 1988)

AUTOR (AÑO)

FLWO

DENSIDAD DE U.V.

% DE REDUOCIO

N

TIPO DE CONTAMINANT

E

OBJETO DE INVESTIGACIO

N

Okinami et al., 1952

? 90 μ W/cm2 90 Bacterias Tratamiento de agua de mar.

Shelton and Green, 1954

? ? óptimos Bacterias Cultivos de almejas.

Kowobata y Harada, 1958

? 90 μ W/cm2 90 Bacterias Tramiento de agua de mar.

Kelly, 1961 150 1t/min

960 μ W/cm2

99.96 Bacterias

Cultivos de

Crasostrea Viroinica.

Wood, 1961 32 1t/min

? 100.00 Bacterias Sistemas de cultivo cerrado.

27

Herald, et al.,

1962

32

1t/min ? 100.00 Bacterias

Sistemas de

cultivo cerrado.

Burrows y

Combs, 1968 ? ? significativa Bacterias

Cultivo de

Salmón.

Eagleton y Herald, 1968

? ? óptimos Bacterias Desinfección de acuarios marinos.

Lasker y Vlymen,

1969 The Fishery Oceanograph

y Center al La Jolla,

(USA)

1000

1t/min ? significativa Bacterias

Esterilización de

agua de mar.

Sanders y Fryer, 1972

? 215,500 μ W/seg/cm2

90 % Bacterias Cultivo de peces.

Murchelano, 1975

3 1t/min

? óptimos Bacterias Cultivo de C. Crasostrea gigas.

Kimura, et al., 1976

8.5 1t/min

22,100 μ W seg/cm2

99.0 Bacterias Tratamiento de agua de mar.

Bullock y

Stuckey, 1977

2 1t/min

13,100 μ W seg/cm2

99.99 Bacterias Cultivo bivalvos.

Bonnefoy, et al., 1978

? 20,000 μ W seg/cm2

50.0 Población microbiana mezclada.

Tratamiento de aguas negras.

Brown y Russo, 1979

32 1t/min

30,000 μ W seg/cm2

significativo Bacterias Cultivos de Crasostrea

virginica.

Aguirre,

1981

3.751

1t/min

60.95 μ W

seg/cm2 99.63 Bacterias

Esterilización de medios de

cultivos continuos de microalgas.

Maisse, et al., 1981

? 10,000 μ W seg/cm2

90 % Virus Sistema de recirculación para peces.

Agratzek, et al., 1983

? 91,900 μ W seg/cm2

? Bacterias Sistema de recirculación para

peces.

Sako, et al., 1985

3 1 l/min

161,600 μ W seg/cm2

99.9 Hongos Tratamiento de aguas negras.

Sako, et al.., 1985

15 l/min

32,300 μ W seg/cm2

? Virus Cultivo de peces marinos.

Sako, et al.., 1985

25 l/min

19,400 μ W seg/cm2

100 Bacterias Cultivo de peces marinos.

Torrentera y 3.75 140,059 μ 100 % Bacterias Tratamiento de

28

Franco, 1988 l/min W seg/cm2 agua de mar

almacenada.

7. TIPOS DE CULTIVO

1. Cultivo Estático

Desarrollo del cultivo hasta fase de crecimiento exponencial y la utilización del volumen total del mismo. Generalmente el uso de estos cultivos es para fines de

bioensayo o bien para transferencia a volúmenes mayores (ver la Figura 6, que ilustra la secuencia del cultivo).

2. Cultivo Continuo

De acuerdo a Kubitschek (1970), un cultivo continuo es un sistema de flujo en el

cual las células individuales están suspendidas en un volumen constante en un estado de equilibrio dinámico, establecido por una remoción de cultivo y adición

de medio nutritivo por unidad de tiempo con tendencia al infinito. Se habla de una diferencia entre un cultivo semicontinuo y un cultivo continuo. Al parecer ésto es incorrecto, ya que la diferencia estriba en el número de períodos de

remoción del cultivo y adición del medio nutritivo y en los sistemas continuos este período de remoción y adición es generalmente automático en aparatos

llamados turbidostatos y Quimiostatos.

Cuando se requiere de grandes cantidades de células a intervalos frecuentes para alimentar especies en cultivo (peces, crustáceos, moluscos), los cultivos semicontinuos o continuos proveen un gran número con mayor consistencia en

forma uniforme y constante. En estos cultivos es importante determinar la concentración óptima de los nutrientes por unidad de tiempo en relación a la tasa

de dilución o cosecha del cultivo. Cuando se establece el estadio de equilibrio del sistema, la producción es máxima. En las Figuras 7 y 8 se muestran dos ejemplos de cultivo semicontinuo.

3. Cultivo Masivo

Se considera cultivo masivo a aquellos que se utilizan como alimento vivo de peces crustáceos y moluscos y cuya producción es a gran escala en tanques u otros recipientes de volumen no controlado.

Existen muchas alternativas para la producción de microalgas en cultivo masivo,

desde la utilización de tanques de plástico, madera, concreto hasta los estanques rústicos, así como la utilización de fertilizantes minerales de tipo agrícola hasta

una gran variedad de escretas de ganado como fuentes de nutrientes.

En relación a la utilización de luz artificial o natural, ésta dependerá del tipo de infraestructura con que se cuente.

El control de la temperatura será necesario en relación del tipo de microalga en

cultivo y de la región climática en donde se establezca el mismo. En la Tabla 17 se muestran algunas alternativas de producción en cultivo masivo de microalgas.

29

Fig. 4a) Esquema del ivnernadero de Wachapreague (USA). Cultivo masivo con

temperatura controlada en invernadero con ventilador.

Fig. 4b) Cultivo masivo a la intemperie de algas unicelulares en tanques de fibra de vidrio (la temperatura es controlada por enfriadores sumergibles. La Joya, San Diego, U.S.A).

30

(Agitar los recipientes 2 ó 3 veces al

día)

Stock primario

Obtenido de laboratorio

(Cepario) Inoculación

ascéptica de plancton on agua

esterilizada filtrada y enriquecida. El plancton

permanece en contendores de

stock. Crecimiento de 4 días sin aire.

Contenedor

Cultivo intermedio

Garrafón de 20 its.

Contenedor de 200 its.

Inoculación

ascéptica de un stock de cultivo de agua marina

esterilizada en outoclave, filtrada

y enriquecida. Crecimiento de 4 días. Flujo bajo de

aire.

Cosecha o transferencia

Inoculación del garrafón de cultivo en agua marina

filtrada, enriquecida e

irradiada. Crecimiento de 2 días. Flujo bajo de

aire.

31

Fig. 5) Secuencia de cultivo en sistema estático. Cuando se ha alcanzado una densidad óptima de células, se utiliza todo el cultivo como inóculo de la siguiente fase.

Fig. 6) Cultivo semicontinuo (R. Ukeles, en Stein, 1979). Esquematización diagramética de un cultivo semicontinuo (1), cilindro de CO2, (2) botella colectora de cultivo, (3) cámara de llenado ascéptico, (4) flujómetro de gas, (5) filtro de aire, (6) regulador de

presión, (7) compresor de aire, (8) salida de gas, (9) campana de llenado ascéptico sobre el inoculador, (10) sifón de cosecha, (11) válvula de aguja para regular la presión del

gas, (12) entrada de gas con filtros de algodón y difusores de aire, (13) regulador de voltaje, (14) unidad de crecimiento, (15) matraz Fernbach con inóculo.

32

FIG. 7) Cultivo semicontinuo (Cáceres, 1979; Aguirre, 1981). Sistama de cultivo

semicontinuo de Tetraselmis suecica usando medio de cultivo esterilizado con autoclave. A) Reserva de medio de cultivo (20 1); B) Sifón para el medio de cultivo; C) Escape de aire; D) Recipiente de cultivo (bolsa de plástico); E) Dosificador de aire; F)

Filtro de aire; G) Sifón de cosecha; H) Recipiente de cosecha.

8. MODELOS DE PRODUCCION

Alrededor de 1960 se inició la modelación de los cultivos continuos con bacterias (Fencl, 1966), basados en la teoría básica desarrollada por Monod (1950). En relación a

estas teorías matemáticas se han desarrollado numerosos trabajos con microalgas bajo el sistema de cultivo continuo, con diferentes fines de estudios: bioquímicos, fisiológicos, nutricionales, etc., como es el explorar los mecanismos de limitación de nutrientes

(Droop, 1966; Caperon, 1968).

Ahora se llevan a cabo numerosos trabajos con microalgas en sistemas de cultivo continuo con el objeto de determinar la mayor producción posible (Droop, 1975;

Ukeles, 1973; Canzonier & Brunetti, 1975; Cáceres, 1979; Aguirre, 1981; Pares & Leyva, 1982; Torrentera, 1983). Estos trabajos también han contribuido en la

implementación de sistemas de cultivo, algunos muy complejos usados para estudiar la

33

fisiología y bioquímica de las microalgas en condiciones axénicas, otros menos

sofisticados para producir las microalgas y así utilizarlas como alimento de invertebrados marinos y larvas de peces.

Algunos de estos modelos se construyen con los datos de densidad (No. de cél/ml) u

otros tipos de medición, como la densidad óptica (Nm), en relación a las tasas de dilución (volumen/día). En el caso del Modelo de Monod (1950), la relación entre la

densidad y la dilución describe una curva exponencial negativa, mientras que el Modelo de Droop (1966) asume esta relación como lineal. En ambos casos la producción se describe como una parábola simétrica (Droop, 1966) o asimétrica (Monod, 1950). En

las Figuras 9, 10 y ll se muestran tres ejemplos de modelos de producción de tipo parabólico en donde el punto de inflexión de la curva describe la producción máxima

sostenible en la tasa de dilución óptima para tres diferentes especies de microalgas en sistemas de cultivo semicontinuo.

TABLA 18. ALTERNATIVAS DE PRODUCCION A GRAN ESCALA DE MICROALGAS PARA ALIMENTACION EN ACUICULTURA

ALTERNATIVAS (granjas que las utilizan)

VENTAJAS INCONVENIENTES

Producción controlada en escala pequeña (Conwy) 1010 células*/día

Control de las especies de algas A pequeña escala no es caro

Luz artificial

Producción controlada en escala media (Horn-Point &

Ribadeo) 1011–12 células/día

Control de las especies de algas

Luz artificial Generalmente caro

Producción controlada y masiva (Lewes) en

invernadero 1013 células/día

Control de las especies de algas Aprovechamiento de la

luz solar

Generalmente caro

Florecimiento natural en

invernadero (Wachapreague) 1013 células/día

Generalmente barato, poca

mano de obra, producción masiva, aprovechamiento de la luz solar

Control limitado

Florecimiento natural en piscina con aguas de desecho

(Woods Hole) 1014 células/día

Generalmente barato, aprovechamiento de

nutrientes, aprovechamiento de la luz solar

Control limitado sobre

las especies de algas

Conwy (Inglaterra): 5×106 Ostrea de 0.3 cm/año Wachapreague (Virginia, USA): 200×106 almejas de 0.5 cm/año

Ribadeo (Lugo, España): 3×106 Ostrea de 1 cm/año Horn-Point (Maryland, USA): 15×106 Crassostrea de 1 cm/año

Lewes (Delaware USA): 5×103 Crassostrea de 6 cm/año Woods-Hole (Massachusetts, USA): 2×103 Crassostrea de 6 cm/año * Células (Tetraselmis equivalentes)

34

FIG. 8a) Relación entre la densidad y la dilución para un cultivo semicontinuo de

Tetraselmis suecica, donde se muestran las medias de los valores obtenidos con los límites de confianza al 95% de una distribución normal. La relación se obtiene de acuerdo al Modelo de Monod (1950). Aguirre, 1981.

35

FIG. 8b) Relación entre la producción y la dilución en el cultivo semicontinuo de

Tetraselmis suecica. La dilución óptima se encuentra en el punto de inflexión de la curva.

36

FIG. 9a) Relación entre la densidad y la dilución para un cultivo semicontinuo de Isochrysis galbana, donde se muestran las medias de los valores obtenidos con los límites de confianza al 95% de una distribución normal. La relación se obtiene de

acuerdo al Modelo de Monod (1950) (Pares & Leyva, 1987).

FIG. 9b) Relación entre la producción y la dilución en el cultivo semicontinuo de Isochrysis galbena. La dilución óptima se encuentra en el punto de inflexión de la curva (Pares & Leyva, 1982).

37

FIG. 10a) Modelo de Droop (1966) que asume la distribución de los datos en forma

lineal de la densidad (X) de Chlorella saccharophila en función de la tasa de dilución (D) (Torrentera, 1983).

FIG. 10b) Modelo de producción de Droop, para Chlorella saccharophila basado en los datos de la regresión lineal (Torrentera, 1983).

38

II. CULTIVO DE ROTIFFROS

En el phylum rotífera se encuentran especies muy importantes objeto de estudio de Zoólogos y Ecólogos, pues son organismos muy activos considerados depredadores en

el mundo del plancton pues consumen altas concentraciones de microorganismos, tienen una alta tasa de reproducción y su afloramiento abate rápidamente la concentración de

oxígeno en el medio. Es por ello que su localización en los ambientes acuáticos permiten indicar la presencia de materia orgánica (medios eutróficos) por lo que revisten gran interés en estudios de Ecología y contaminación.

En la década de los 60's empezaron a considerarse seriamente como una alternativa de

alimentación en Acuacultura por sus características de desarrollo, facilidad de cultivo y aporte nutricional.

Una de las especies seleccionadas para su uso en AcuaĎultura es Brachionus plicatilis

del que presentamos sus alternativas de producción en cultivo en los siguientes incisos.

1. CONSIDERACIONES CENERALES SOBRE LOS CULTIVOS DE ROTTFEROS

Brachionus plicatlis es miembro de la Familia Brachionidae. El ciclo de vida de este organismo involucra una alternancia en la reproducción sexual y asexual; la taxonomía

de este organismo es descrita por Ruttner & Kolisko (1974). Este organismo ha sido tema de polémica sobre su sistemática, ya que los datos aportados en cuanto a talla y forma concluyen que esta especie en relación al hábitat es variable, ya que soporta

amplios rangos paramétricos y está ampliamente distribuida, y esta distribución se debe a la alta longevidad y resistencia de huevos latentes. Los rangos de salinidad que

soporta van desde 1 a 97 ppm (Ruthner & Kolisko, 1974) con el límite extremo de 200 ppm. Este mismo autor concluye que el agua de mar es el medio óptimo de este organismo. Es también importante mencionar que en dilución rápida del agua de mar se

obtiene un incremento en el número de hembras y producción de huevos. El número de huevos producidos por hembra, es un indicador de las condiciones óptimas del medio.

Su amplia distribución indica que es una especie Euriterma (5~20°C). La Figura 12 describe la anatomía de B. plicatilis (R. Huches, en: B. Pejler et al., 1983).

B. plicatilis es una especie que no selecciona su alimento (polífago), es un filtro-alimentador, se puede alimentar de microalgas: Cianoficeas, Chloroficeas, Pheoficeas,

etc., bacterias y levaduras (Hirayama, 1973 y otros). Pejler (1983) señala que no se inlcuye en su dieta las Familias Cryptomonas y Chrysophytas. Otros trabajos

demuestran que sólo pueden ingerir partículas de 12–15μ en tamaño (Hirayama, 1978). Existen diferentes trabajos que reportan tasas de ingestión de: 0.14μ 1/min de Chlamidomonas, 0.034 1/min de Olisthodiscus, 0.1 1/min de Chlorella, 0.025μ 1/min de

Dunaliella (Hirayama et al., 1972, y otros.

2. CULTIVO MASIVO Y CALIDAD NUTRICIONAL

La producción masiva del rotífero Brachionus plicatilis se inició en Japón alrededor de los años 60's. Estos se cultivaron inicialmente transfiriéndolos de un estanque a otro de

Chlorella con una densidad de 10 a 20 × 106 c/ml (SISFFA, 1964a, b). Por lo impráctico de la técnica se iniciaron una serie de investigaciones tratando de encontrar el método

39

adecuado para la producción continua de rotíferos, sin depender de los cultivos masivos

de Chlorella y otras microalgas; una de éstas propuso el uso de la levadura de pan (Saccharomyces cerevisiae) como alimento (Hirata & Mori, 1963). Se pensó que ésta

resolvería la producción de rotíferos, pues esta técnica permite obtener densidades muy altas de más de 100 rotíferos/ml, después de la publicación de estos resultados, otros investigadores se interesaron en estudiar la composición química de los rotíferos

alimentados con diferentes microalgas y levaduras (Fukusho et al., 1976; Hirata et al., 1980; Imada, 1980; Watanabe, 1978; Kitajima et al., 1980).

FIG. 11) Anatomía de Brachionus plicatilis (Rotífera) en: B. Pejler et al., 1983).

En la Figura 13 se muestran los resultados obtenidos por Hirata et al., en relación a la utilización de: a) Chlorella, b) Levadura y c) Levadura/Chlorella. Como se puede

observar los resultados obtenidos con las dietas a y c, son densidades altas hasta de 100 R/ml. Por otro lado, se realizaron investigaciones en cuanto al aporte nutricional de los

rotíferos para el cultivo de larvas de peces y se observó que en las larvas de peces alimentados con rotíferos producidos a partir de ladieta de levadura o la mezcla 95% levadura y 5% Chlorella ocurrían altas mortalidades. Se identificó la causa como un

desvalance nutricional en cuanto a los ácidos grasos esenciales (Fukusho et al., 1976; Kitajima et al., 1980ab; Watanabe, 1978). Otras investigaciones aportaron la utilización

de una levadura mejorada con ácidos grasos del tipo W3 altamente insaturados, la cual recibe el nombre de “Levadura Omega” (Imada, 1980; Watanabe, 1978; Kitajima et al.,

40

1980a,b, etc.). En la Tabla 18 se muestra la composición de aminoácidos en B. plicatilis

con diferentes dietas.

Los estudios comparativos de la concentración de ácidos grasos W3 que Chlorella (especies marinas) posee, es de 29%, la levadura de pan 1.3% y la Levadura Omega

34.7%. Esta última se produce comercialmente en Japón (Kitajima, 1980). Otros trabajos más prácticos y baratos aportaron datos en relación a la determinación del

contenido nutricional de diferentes especies del zooplancton: Acartia clausi, Tigriopus japonicus, Artemia sp y Moina sp. Se encontró que la abundancia y calidad de estas especies de zooplancton dependen de su nutrición, y que la elección de una especie de

microalgas, levadura u otro microroganismo para alimentar a éstos depende de la composición química, temperatura, fotoperíodo y tipo de cultivo al que esté sometida

esta especie de microorganismo. Por ejemplo, las especies de zooplancton alimentados con Chlorella obtienen un enriquecimiento en ácidos grasos de un 12.7 a un 18.8% (Imada et al., 1979; Imada, 1980; Watanabe, 1978b, 1980).

Para fines prácticos, la producción masiva de microalgas y la utilización de levadura de

pan aportan buenos resultados en la producción masiva de larvas de peces y otros invertebrados, tomando en cuenta que esta utilización permita un enriquecimiento de los

cultivos de zooplancton llamado “tratamiento verde”, (6 a 12 h en un cultivo de microalgas) después de haber obtenido una alta densidad con levadura por tres a cuatro días (pueden ser obtenidos más de 100 R/M).

Esto permite que el zooplancton obtenga la concentración necesaria de ácidos grasos y

aminoácidos esenciales para el buen desarrollo de las diferentes especies de invertebrados y peces producidos mediante esta técnica. En la Tabla 19 se muestra la

composición de aminoaécidos en cuatro especies del zooplancton de uso en acuacultura.

41

FIG. 12) Densidad de rotíferos con diferentes alimentos A) Chlorella; B) Levadura; C)

Chlorella/Levadura; D) Control (Hirata, 1980).

TABLA 19. COMPOSICION DE AMINOACIDOS EN Brachionus plicatilis, CULTIVADO CON DIFERENTES MICROALGAS

Y LEVADURAS (g/100 g PROTEINA CRUDA)

Nagasaki Gifu

1975 1976 1975

2Levadura

1Levadura + Chlorell

a

1Chlorella

Levadura

3Levadura+

Chlorella

3Chlorella

Levadura

4Chlorella

42

Isoleucina 2.9 2.8 3.1 4.4 4.0 4.0 3.2 3.4

Leucina 5.5 5.3 5.6 6.9 6.1 6.2 6.2 6.1

Methionina 0.8 0.8 0.8 1.0 0.9 0.9 0.9 0.8

Cystina 0.7 1.1 0.8 0.7 0.7 0.7 0.9 0.6

Phenylalanina

3.5 3.4 3.5 4.5 4.1 4.1 3.9 3.9

Tyrosina 3.0 3.0 3.2 3.0 2.8 2.9 3.2 3.1

Threonina 3.5 3.1 3.4 4.0 3.5 3.4 3.4 3.2

Tryptophano

1.1 1.2 1.2 1.1 1.1 1.2 1.2 1.2

Valina 3.6 3.5 3.8 4.4 4.0 4.2 4.0 4.2

Lysina 5.7 5.8 5.8 6.6 6.0 6.0 5.5 6.1

Arginina 4.2 4.5 4.6 5.2 4.6 4.8 4.4 4.6

Histidina 1.4 1.4 1.4 1.7 1.5 1.7 1.5 1.5

Alanina 3.2 3.2 3.7 3.9 3.5 3.5 3.9 3.8

Acido

Aspártico 7.7 7.5 8.0 9.8 8.9 8.8 8.5 8.0

Acido

Glutámico 8.9 8.8 9.3 10.1 9.7 9.5 10.1 9.8

Glycina 2.9 2.9 3.1 3.6 3.1 3.2 3.1 3.1

Prolina 5.2 5.9 5.8 5.0 4.8 4.9 6.1 6.7

Serina 3.7 3.7 3.9 3.7 3.6 3.7 4.2 4.0

TOTAL 67.5 67.9 71.0 79.5 72.9 73.7 74.2 74.1

Muestra obtenida con Etanol al 80%, por hidrólisis con éter dietílico.

1. Rotíferos cultivados con Chlorella minutissima. 2. Rotíferos cultivados con levadura. 3. Rotíferos cultivados con Chlorella marina y levadura (1 g de

levadura/10 cel/ml agua de mar/día). 4. Rotíferos cultivados con levadura y enriquecidos con Chlorella

marinapor 36 horas (Watanabe, et al., 1978b; Hirata, 1983).

TABLA 20. COMPOSICION DE AMINOACIDOS EN DIFERENTES

MICROCRUSTACEOS (g/100 g PROTEINA CRUDA) (WATANABE et al., 1978b)

Aminoácidos Artemia

salina1

Acartia

clausi

Trigriopus

japonicus

Moina

sp.

Isoleucina 2.6 3.5 2.5 2.5

Leucina 6.1 5.5 5.0 6.0

43

Methionina 0.9 1.5 1.1 1.0

Cystina 0.4 0.8 0.7 0.6

Phenylalanina 3.2 3.7 3.5 3.6

Tyrosina 3.7 3.6 4.0 3.3

Threonina 1.7 4.2 3.8 3.8

Tryptophano 1.0 1.1 1.1 1.2

Valina 3.2 4.5 3.3 3.2

Lysina 6.1 5.4 5.7 5.8

Arginina 5.0 4.3 5.2 5.1

Histidina 1.3 1.9 1.6 1.6

Alanina 4.1 5.4 4.9 4.9

Acido Aspártico

7.5 9.0 9.0 8.3

Acido Glutámico

8.8 9.5 10.8 9.8

Glycina 3.4 4.6 4.5 3.7

Prolina 4.7 4.6 4.8 4.2

Serina 4.6 3.3 4.3 4.0

TOTAL 68.3 76.4 75.8 72.6

1. Nauplios de Artemia recien eclosionados

3. TECNICAS ALTERNATIVAS DE PRODUCCION MASIVA

Para el cultivo de B. plicatilis en condiciones óptimas se recomienda la utilización de agua de mar (32~35%), la temperatura óptima de 25°C (Hirata & Mori, 1963;

Watanabe, 1978, e Hirata 1980), y en cuanto a la selección del mejor método de cultivo masivo a continuación se describen esquemáticamente, algunos ejemplos de sistemas de cultivo desarrollados por diferentes autores para la producción masiva de rotíferos.

El primer sistema utilizado fue el llamado método de estanque de transferencia en

cultivos sucesivos de Chlorella (SISFFA, 1964a,b) (Figura 14).

Posteriormente la producción de B. plicatilis con levadura de pan (Hirata & Mori, 1967) (Figura 15) sustituye la transferencia sucesiva por tanques de recirculación, mejorando

el tanque con grava en el fondo y colocando un ascensor de aire en el centro.

La Figura 16 muestra un cultivo sistemático, alternando la dieta de Chlorella y levadura llamado “thinning out method” (Fukusho et al., 1976). Este método es el de mayor uso

en cultivos masivos pues reporta una alta producción de rotíferos (300 R/ml).

Y finalmente el método desarrollado por Hirata et al. (1977), llamado “sistema de retroalimentación”, semejando un ecosistema con la participación de bacterias

44

pseudomonas (producción de nutrientes por biodegradación) para Chlorella y ésta como

alimento de rotíferos, los desechos de éstos hacia un biodepósito, etc. (Figura 17) (“Feedback System”; Hirata, 1980). Las tasas de conversión de alimento de este tipo de

sistemas diariamente se incrementan. Se puede concluir que los sistemas de retroalimentación tienen dos ventajas al mismo tiempo: la purificación del agua y la minimización de pérdida de energía a través de la alimentación. Esto permite el

establecimiento de un cultivo de producción continua, como se muestra en las Figuras 18 y 19.

4. IMPORTANCIA DEL CULTIVO DE Brachionus plicatilis

Las principales ventajas que ofrece el cultivo de Brachionus plicatilis son: rangos

amplios de T° y S%, y diferentes alternativas prácticas de cultivo masivo, su pequeño tamaño (100–300μ), lo que permite a las lavas de peces y crustáceos ingerirlos cuando

todavía no pueden ingerir nauplios de artemia, su fácil y barata alimentación con diferentes especies de fitoplancton, levaduras y dietas artificiales. Su alta velocidad de reproducción bajo condiciones óptimas de cultivo, pudiendo duplicarse la población en

menos de 24 horas, lo que permite obtener altas densidades (Theilacker & McMaster, 1971; Amat, 1975; Funikowa & Idaka, 1973; Hirayama & Kusano, 1972; Hirata, 1975;

Hirata et al., 1985; Watanabe et al., 1979; Kitajima et al., 1979; Imada et al., 1979; Yufera et al., 1983; Trotta, 1983).

En cuanto a su contenido nutricional, como ya se mencionó anteriormente B. plicatilis ofrece la gran ventaja de incrementar su contenido nutricional en relación de su dieta

como lo demuestran los trabajos de Watanabe et al. (1983) y cuyos resultados en relación a contenido de ácidos grasos esenciales se presentan en las Tablas 20 y 21.

Para el buen manejo de la población de rotíferos en cultivo, es recomendable el uso de

ecuaciones sencillas como las que se muestran en la Tabla 22, que nos permiten conocer la concentración adecuada de alimento y la tasa de reproducción y fecundidad, factores que nos indican el buen desarrollo del cultivo, que si son bien controlados nos

permitirán el establecimiento de cultivos continuos y densos para su uso como alimento vivo.

FIG. 13) Método del tanque de transferencia.

45

FIG. 14) Esquema del sistema de cultivo en tanque de recirculación: A) Bomba de aire;

B) Rotíferos en el medio; C) Tubo de vinil (25 cm de diámetro); D) Filtro de recirculación; E) Tina de policarbonato (Pan-light), cubierta de fibra de vidrio..

FIG. 15) Técnica de cultivo desarrollada por la asociación The Seto Inland Farming Fisheries Association (SISSFFA) y la Estación de Maricultura de Nagasaki. Este

46

método es el más comúnmente utilizado y es llamado “Thinning out method” (Fukusho

et al., 1976).

FIG. 16) Sistema de retroalimentación de nutrientes (“Feedback System”) para el cultivo masivo de rotíferos (Hirata, 1980).

FIG. 17) Variaciones en la densidad de rotíferos en el sistema de cultivo de retroalimentación (“Feedback System”) en tanque de 2,700 l (Hirata et al., 1980).

47

FIG. 18) Sección del sistema de retroalimentación del cultivo de rotíferos: A) Tanque de

2,700 l; B) Biodepósito en zig-zag; C) Aereador móvil; D) Motor de reducción; E) Regulador de automóvil; F) Compresor.

TABLA 21. TIPO DE ACIDOS GRASOS PRESENTES EN ROTIFEROS PRODUCIDOS

EN VARIOS SUSTRATOS

ACIDOS

GRASOS CULTIVO

ROTIFERO

LEVADURA (S. cereviceae)

ROTIFERO

LEVADURA + Chbrella marina

ROTIFERO

Chlorella marina

ROTIFERO

AGUA DULCE

16:0 8.7 11.7 16.8 8.9

16:1ω7 24.2 16.6 24.3 18.9

18:0 4.8 6.0 1.7 1.6

18:1ω9 33.9 22.8 10.1 9.0

18:2ω6 + 5.8 + 10.4 + 3.2 + 15.7 +

18:3ω3 + 0.6 + 2.2 + 0.4 + 10.2 +

20:1 6.0 + 3.3 2.4+ 0.3

20:3ω3 0.4 2.3 4.4 0.8

20:4ω6 0.4 2.3 4.4 0.8

20:4ω3 0.5 0.6 0.2 1.1

20:5ω3° 1.0° 8.1° 24.1° 1.9°

22:1 1.7 1.5 1.3 -

22:5ω3 0.2 1.7 3.8 0.3

22:6ω3° 0.5° 0.9° 0.5 -°

εω3HUFA° 2.2° 11.3° 28.6° -°

* Watanabe et al., 1983 ° Acido graso esencial para especies marinas + Acido graso esencial para especies de agua dulce

48

TABLA 22. TIPO DE ACIDOS GRASOS PRESENTES EN

ROTIFEROS ALIMENTADOS CON LEVADURA (Saccharomyces cerviceae) Y LEVADURA

OMEGA (W°)

ACIDOS

GRASOS

LEVADURA

(S. cereviceae)

LEVADURA

OMEGA

ROTIFEROS

LEVADURA

CULTIVADOS EN

LEVADURA OMEGA

16:0 8.3 – 20.0 13.4 – 16.9 6–7 10 – 12

16:1ω7 14.2 – 38.2 5.0 – 6.6 26–27 10 – 11

18:0 3.4 – 8.4 2.3 – 2.6 3–4 2 – 3

18:1ω9 26.1 – 43.9 15.5 – 16.4 26–30 22 – 24

18:2ω6 2.8 – 15.1 1.0 – 1.1 7–9 2 – 4

18:3ω3 0.5 – 6.4 0.8 – 0.9 0.7 – 0.8

20:1 tr - 1.6 8.4 – 9.2 3–4 8 – 10

20:3ω3 3.0 – 3.4 1–2 3 – 4

20:4ω6 3.0 – 3.4 1–2 3 – 4

20:5ω3* -* 13.4 – 17.4* 1–2* 9 – 12*

22:5ω3 0.9 – 1.4 0–0.4 2 – 3

22:6 3 -* 12.8 – 15.6* * 7 – 9*

εω3

HUFA* -* 33.5 – 35.8* 2–44* 25 – 26*

W° La levadura W está enriquecida con una fuente de ácidos grasos esenciales

* Son ácidos grasos esenciales

TABLA 23. TASAS DE ALIMENTACION, REPRODUCCION Y

FECUNDIDAD EN CULTIVOS DE ROTIFEROS Brachionus plicatilis

donde: R = tasa de alimentación

S = suplemento alimenticio (g) Tbω = peso total de la muestra de

rotíferos (g)

Reproducción:

donde: P.H. = producción de huevos

NRh = número de rotíferos con huevos

T.R. = número total de rotíferos

49

de la muestra

donde: D.H. = densidad de huevos

D.R. = densidad de rotíferos

Indice de fecundidad:

Tasa de recuperación:

donde: A = población en momento t1

B = población en momento t2

IV. CULTIVO DE Artomia salina

1. CONSIDERACIONES GENERALES

La Artemia salina es un crustácco que en estado adulto mide entre 17–18 mm, posee un par de apéndices prenciles, ojos pedunculados, 17 pares de apéndices, una furca

(rameada o bifurcada). La hembra adulta posee un ovisaco en el que incuba de 10 a 30 huevecillos generalmente y en condiciones óptimas hasta 70 huevecillos. Algunos

autores reportan de 50–200, según la especie (Figura 20). Presenta un ciclo de vida sexual y asexual. Existen especies bisexuales y especies patenogenéticas en ambas.

Pueden presentarse dos alternativas de desarrollo del huevo: uno es el desarrollo de larvas (prenauplio, nauplio) o bien que en condiciones adversas se presente el fenómeno

de “Criptobiosis”, en el cual se producen los quistes. Este fenómeno se debe a que la gástrula permanece en este estado en períodos de desecación ambiental; esta gástrula

enquistada en condiciones favorables se hidrata y continua su desarrollo hasta eclosionar el nauplio (Figura 21).

Esta capacidad de la Artemia de la formación de huevos resistentes es lo que la ha hecho ser uno de los recursos de alimentación en Acuacultura más importantes, pues los

quistes pueden conservar su variabilidad durante varios años hasta que se dan las condiciones necesarias para la eclosión.

1.1) Areas de Distribución

A finales de los 60's la demanda de quistes de Artemia era insuficiente, por lo que se

encareció. Debido a esta gran demanda se incrementaron las investigaciones sobre este organismo, principalmente por el Reference Center de la Universidad de Ghent,

Bélgica, en colaboración con laboratorios de Estados Unidos e Inglaterra, explorándose varias zonas naturales de producción de Artemia en Europa, Asia, América y Australia (Sorgeloos, 1974) (Tabla 23).

50

Aunque su distribución es cosmopólita, la mayor abundancia ocurre en zonas tropicales

y subtropicales. Existen dos categorías generales en cuanto a salinidad se refiere de las zonas de producción natural de Artemia: Thalasso-halino donde la mayor concentración

de sales son de NaCl (menor número de localidades). Athalasso-halino con sales de Sulfatos, Carbonatos y Sales de Potasio (mayor número de localidades). Estas categorías son importantes, pues determinan las diferentes especies de Artemia.

2. OBTENCION Y CONSERVACION DE QUISTES

Existen cinco etapas fundamentales para la preparación de quistes que son: colecta en zonas naturales o en cultivos intensivos, filtrado, lavado, secado, envasado y almacenado. En zonas naturales (salinas, lagos, zonas estuarinas), los quistes se

acumulan en las orillas mezclándose con arena, lo que permite variaciones del nivel del agua y éstos están sometidos a deshidratación e hidratación, lo que disminuye su

viabilidad, por lo que al colectarlos deben de ser pasados por tamices, lavarse alternativamente con agua de mar y agua dulce, incluso se recomienda su centrifugación para eliminar la mayor parte de quistes no viables, y su secado por varios métodos, entre

ellos corrientes de aire. Existen muchos métodos para la obtención de quistes y técnicas de decapsulación reportadas por la bibliografía, ya que A. salina es objeto de estudios

muy intensos. En la Table 24 se muestra un ejemplo de la técnica de decapsulación de quistes de Soogeloos, 1982.

FIG. 19. CICLO DE VIDA DE Artemia salina

51

52

FIG. 20a) Artemia salina (Ivleva et al., 1973): A) Hembra, B) Cabeza de macho, C)

Cabeza de hembra, 1. Ojo nauplio, 2. antenuelas, 3. antena, 4. apéndice toráxico, 5. saco ovigero, 6. segmento abdominal, 7. furca, 8. ojo pedunculado.

FIG. 20b) Estados nauplio de Artemia salina.

TABLA 24. ZONAS NATURALES DE PRODUCCION DE Artemia

salina EN EL MUNDO (P. SORGELOOS, 1974)

53

CONTINENTE

NUMERO

TOTAL DE LOCALIDADES

PRINCIPALES PAISES

NUMERO DE LOCALIDADES

ASIA 19

EUROPA 77 ESPAÑA 37

AMERICA

DEL NORTE 37 U.S.A. 34

MEXICO 9

AMERICA CENTRAL

11 *REGION CARIBE

6

AMERICA

DEL SUR** 19 ARGENTINA 7

ASIA 19 URSS 15

AFRICA 18

Méxco (Baja California, Sonora, Sinaloa, Culiacán, S.L. Potosí, Estado de México, Hidalgo, Zacatecas, Yucatán).

* (Bahamas, Puerto Rico, Santo Domingo, Martinica) ** (Argentina, Bolivia, Brasil, Colombia, Ecuador, etc.)

TABLA 25. TECNICAS PARA DESCAPSULAR QUISTES DE Artemia salina (P. SORGELLOS, 1982)

1. Hidratar el huevo de artemia una hora con aereación.

2. Cerrar el aire de la incubadora y dejar reposar unos minutos. Los huevos que sedimenten sacarlos con un tamiz y los que floten desecharlos.

3. Pasar la artemia a la solución descapsulante de siete a diez minutos como máximo. Evitar que suba la temperatura a más de 35°C (al terminar se ve el quiste de color anaranjado y transparente al microscopio).

4. Regresar los huevos al tamiz y lavarlos con agua de la llave hasta que pierdan el olor a cloro (unos diez minutos).

5. Lavar los quistes con HCl .1 normal (18 ~ 20 segundos). 6. Regresar la artemia al tamiz y lavarla con agua de la llave unos cinco minutos. 7. Pasar los huevos a la incubadora con agua de mar y esperar la eclosión en 24

horas.

OBTENCION DE LA SOLUCION DESCAPSULANTE

La solución descapsulante está formada con agua marina, Hidróxido de Sodio e Hipoclorito de Sodio.

1. Volumen de solución descapsulante

14 ml por gramo de quiste (71.88 ml) 2. Cantidad de Hipoclorito de sodio

H.S.

(10 g/68.12 ml)

54

3. A = .5 por gramo de quiste B = 3000 por índice de refracción del Hipoclorito - 4003

4. Cantidad de agua de mar

Es igual a la diferencia que hay entre el volumen de la solución descapsulante menos la porción del Hipoclorito de Sodio.

5. Cantidad de Hidróxido de Sodio 0.15 g por g de quiste (1.5 g/10 g)

a. Producción de Quistes

Es importante mencionar que a salinidades bajas (100 g/l), existe alta reproducción. Este dato debe considerarse, pues permite un

reclutamiento continuo, pudiendo partir de una pequeña población, se puede obtener en pocas semanas producciones altas. A salinidades muy

altas no hay reclutamiento, se generá la producción de quistes, acompañada de la muerte de los adultos.

La producción de quistes no sólo se desencadena por altas salinidades, sino por alta temperatura y desecación, niveles tóxicos de iones (K, Ca,

etc.).

La Artemia es un organismo osmoregulador, por lo que dentro de su cuerpo la salinidad es baja y deshecha constantemente sales.

b. Producción Comercial

Los mayores productores a nivel mundial de quistes de Artemia son:

Estados Unidos, URSS y Bulgaria. La Tabla 25 presenta los principales aislamientos de quistes y nauplios de Artemia correspondientes a nueve

localidades geográficas a nivel mundial de importancia comercial.

Es sumamente difícil establecer un programa simple para controlar la producción y cosecha de Artemia en zonas naturales, por todos los factores antes mencionados por lo que se recomienda: 1) Un monitoreo

periódico de las poblaciones en estudio. 2) Caracterizar su ciclo de vida a través del año (número de organismos adultos, nauplios, quistes). 3) Lo

anterior permitirá conocer la concentración de alimento adecuado y el tiempo idóneo para fertilizar y el establecimiento de la cosecha.

En las salinas, la introducción del cultivo de Artemia contribuye a la precipitación de la sal, ya que la Artemia controla la población de algas

disminuyendo la viscosidad.

Al introducir Artemia, se contribuye a obtener mayor pureza de la sal por otros compuestos o partículas (Sorgeloos, 1982).

3. CULTIVO DE ARTEMIA

3.1) Parámetros Ambientales

Temperatura: En relación a la temperatura, el límite inferior es de 6°C y el límite superior de 37°C. Después de este rango hay alta mortalidad.

55

Composición Química: La composición química del medio debe de tener iones

de Na, K, Mg en proporciones adecuadas. La relación Na:P y Cl:SC4 es muy importante. Cabe mencionar que se han transferido especies de medios con sales

de Carbonatos a medios con sales de Sulfatos, y se ha reportado que pueden adaptarse a ellos, observándose cambios de interés en la cepa adaptada diferente a la cepa original.

pH: En relación al pH, se considera adecuado el rango de 8.0 a 10.0. Oxígeno: El rango de O2 es amplio desde 1.0 mg/l hasta saturación de O2.

3.2) Alimentación

Se han encontrado en análisis del contenido del tubo digestivo desde algas y detritus

hasta granos de arena, lo que demuestra que es un organismo filtrador no selectivo, por lo que puede ingerir materiales contaminados. Ingiere partículas de 1.2 a 50 μ. Sólo se

alimenta de partículas, no de alimentos solubles. La Artemia no regula su nutrición (se alimenta las 24 h). Estos factores deben de considerarse para la adecuada selección de las especies silvestres, y para calcular la concentración y la dieta adecuada para fines

acuaculturales.

En las poblaciones silvestres es difícil determinar el rendimiento máximo sostenible (RMS), ya que éste depende de los factores ambientales.

3.3) Proceso de Eclosión

El fenómeno de eclosión es un fenómeno químico puro (intercambio iónico),

relacionado con la concentración de glicerol que posee el embrión, a mayor producción de glicerol hay mayor absorción de agua; en etapas críticas de presión osmótica la

membrana se rompe, y después la concentración de glicerol súbitamente baja a cero, el glicerol es liberado. Si bien se ha observado que en altas densidades de quistes la presencia de glicerol es importante, pues interviene en la sincronía de la eclosión (ya

que no actúa tóxicamente sobre las larvas). Es recomendable cambiar esta agua antes de que transcurran diez horas de la eclosión, ya que la presencia del glicerol incrementa las

poblaciones bacterianas.

3.4) Parámetros que permiten la eclosión de quistes

Temperatura óptima de eclosión de quistes: 25 a 30°C.

Salinidad: 5 ppm (límite variable). A mayor S‰ de 30 ppm, los quistes no

alcanzan el período crítico de ruptura o eclosión, y en tal caso no se consigue ésta.

Decapsulación: En la decapsulación se controla el proceso de osmo-regulación.

Permitiéndose la decapsulación es más fácil conseguir la eclosión (en el anexo se incluye la técnica de decapsulación recomendada por P. Sorgeloos).

pH: A un pH de 8.0 hay una buena eficiencia de eclosión. Debajo de éste la eclosión disminuye. Se recomienda el uso de 2 g de NaHOO3/1 para asegurar una mayor eclosión.

Oxígeno: En el metabolismo de Carbohidratos de Artemia, la presencia de O2 es relevante. Para conseguir una eclosión eficiente se recomiendan altos niveles de

O2 (condiciones anaeróbicas afectan la eclosión y el metabolismo de Carbohidratos).

56

En la Tabla 26 se muestran las concentraciones de sales recomendables para eclosión y

para cultivo de Artemia.

TABLA 26. PRINCIPALES CARACTERISTICAS DE AISLAMIENTO DE Artemia DE NUEVE

LOCALIDADES GEOGRAFICAS (QUISTES Y NAUPLIOS)

Localidad

Eclosión:

mg nauplio/g de quiste

Tiempo de

cosecha (h) incubación

Nauplio

en peso seco (μg)

Longitud

total del nauplio (μm)

Bahía de San

Francisco

(USA) 435.5 - B 24 1.63

Bahía San Pablo (USA)

497.7 - B 24 1.92 443.3

Macau, Brasil

529.0 - B 24 1.74

Gran Lago Salado (USA)

467.0 - B 24 2.43

Bahía Snaik (Australia)

537.5 - P 29 2.47

Lago Chaplin (Canadá)

400.4 - B 27 2.04 474.6

Lavaldulc

(Francia) 561.8 - P 31 3.08 509.0

Tientsin (China)

400.5 - P 29 3.09 515.0

Margherita di Savoia

(Italia)

458.2 - P 29 3.33

Peso húmedo (80.2%H2O)

Sorgeloos (1982)

Tiempo de incubación a 25°C B - bisexual o P - partenogenética

TABLA 27. CONDICIONES OPTIMAS EN CUANTO A COMPOSICION Y CONCENTRACION DE SALES

REQUERIDAS PARA LA PRODUCCION DE Artemia EN CULTIVO Y PARA LA ECLOSION DE QUISTES (P.

SORGELOOS, 1982)

57

CONDICIONES QUIMICAS

PARA ECLOSION

CONDICIONES QUIMICAS

PARA CULTIVO

FUENTE CONC. g/l CONC.g/l

NaCl 50 31.08 O2 - 55 ppm

MgCO 13 7.74

MgCl2 10 6.09 pH - 8.0

CaCl2 0.3 1.53

KCl 0.2 0.97

NaHCO3 2.0 2.00

3.5) Cultivo Intensivo

Se han desarrollado diferentes sistemas para el cultivo de Artemia en condiciones de laboratorio para fines de investigación sobre la Fisiología, Bioquímica, los mecanismos

de formación de quistes, eclosión y el aporte nutricional de la Artemia, entre otros muchos estudios importantes, que han permitido el establecimiento de cultivos para la nutrición de larvas de peces y crustáceos de importancia en Acuacultura.

Estos cultivos se pueden clasificar en dos grupos: los llamados cultivos intensivos, en

recipientes de volumen controlado (tanques de concreto, tinas de plástico, estanques rústicos, etc.). En estos sistemas las condiciones ambientales y los nutrientes están

controlados, por lo que se logran altas densidades de cosecha. En la Tabla 27 se muestran algunos ejemplos de dietas utilizadas para Artemia en condiciones de cultivo y en la Tabla 28 se muestran algunas características de los cultivos de Artemia, entre

ellos el sistema intensivo.

3.6) Cultivo Extensivo

El aprovechamiento de zonas naturales de producción de Artemia (salinas, estuarios, lagos salinos), así como su buen manejo para incrementar su producción, permite el

establecimiento de los cultivos extensivos.

En los cultivos extensivos puede esperarse una cosecha de 10–20 kg org/m2/día, siendo una producción anual mayor de 30 ton/ha/año. En la Tabla 27 se muestran algunos

ejemplos de sustratos utilizados para el cultivo extensivo y la Tabla 28 muestra algunas características de los diferentes tipos de cultivo de Artemia.

Hay que esperar un óptimo en la población para poder manipular los parámetros que

inducen la formación de quistes (S‰, Oxígeno, T°).

En relación a la producción de quistes por estación, se calcula en 20 kg/Ha/estación (cinco meses).

3.7) Recomendaciones para la optimización de la cosecha de quistes

58

Diseño de estanques bien orientados (contra el viento) para favorecer la

acumulación de quistes (lugares tropicales). Construcción de barreras (bambú, plástico, etc.).

Determinar la frecuencia óptima de cosecha (una vez al día, preferentemente por la mañana).

Diseño de redes colectoras de malla doble de l mm (exterior) y 50μ de luz

interior). Colección de los quistes en solución saturada y aereación continua (para

deshidratación de quistes). Aplicación de técnicas para provocar diapausa. Procesar los quistes (salado, desecado, empaque).

TABLA 28. DIETAS UTILIZADAS PARA CULTIVOS DE Artemia (Coll-Morales J., 1983)

TIPO DE

ALIMENTO RECURSO

TIPO DE

CULTIVO

Microalgas

Chlorella, Chlamidomonas,

Dunaliella, diferentes especies de dinoflagelados (Ej. Anacystis sp., especies de diatomeas (Skeletonema,

Thallassiosira, etc.)

Laboratorio e intensivo

Dietas

inherentes

Spirulina (seca). Desechos de soya,

salvado de arroz Intensivo

Fertilización Gallinaza, abonos agrícolas minerales

Extensivo

TABLA 29. PRINCIPALES CARACTERISTICAS DE LOS DIFERENTES TIPOS DE CULTIVO DE Artemia (P. SORGELOOS, 1982)

TIPO DE CULTIVO

RECIPIENTE ALIMENTO OBJETIVO DENSIDAD

INTENSIVOS

Cultivos de

Laboratorio

Acuarios, botellones

bolsas de plástico

Diferentes especies de microalgas,

salvado de arroz

Bioensayos y alimentación

a pequeña escala

5g/10 l

Cultivos

Intensivos (por lote)

Estanques,

rústicos, estanques de concreto

Salvado de

arroz+ S‰

35 ppm + alta concentración de O2 + Fe

EDTA

Obtención de biomasa

y quistes para

Acuacultura

10,000 org/l

EXTENSIVOS*

Manejo de

zonas de producción natural

(depende de las

Estuarios, lagos salinos,

salinas

Manejo de las

condiciones naturales

(S‰, O2,pH, nutrientes)

Obtención

de biomasa y quistes

para Acuacultura

La

producción está en función de

la estación climática

59

condiciones

naturales del sistema)

Introducción

de especies (depende de las

condiciones naturales del

sistema)

Estuarios, lagos salinos,

salinas

Conocimiento

y control de condiciones

naturales (pH,

S‰,O2,

nutrientes)

Obtención de biomasa y quistes

para Acuacultura

En salinas estacionales inoculación

de 100 a 500 g

quistes/Ha. Salinas permanentes

10–15 g quistes / Ha.

*1. Para favorecer la producción en los cultivos extensivos es recomendable el uso de sales para la agricultura:200 kg/Ha de Monofosfato de Amonio100 kg/Ha de Nitrato de Amonio500 kg/Sales de Calcio (regula el pH)

2. Es importante el control del nivel del estanque para favorecer el desarrollo del fitoplancton y no el de planctonbentónico. 3. Puede usarse la técnica de fertilización combinada usando 1.8 ton/Ha de gallinaza

(cada tres días) después dehaber fertilizado con fertilizantes minerales).

TABLA 30. COMPOSICION DE DIETAS MEZCLADAS

USADAS PARA LA ALIMENTACION DE ROTIFEROS Y Artemia EN CULTIVO Y DIETAS ENRIQUECIDAS

Ingredientes g/100 g

mezcla

Dieta para

rotíferos

Dieta para

Artemia

Mezcla

enriquecida

Polvo de espirulina

seca

40 1 +

40 3 °

40 1 +

40 2 *

+ 1 2 ° ° 3

Levadura IFP 40 40 40 40

Pescado autolizado 73 73

DL-Metionina 1 1 2 2

D-Glucosa HCL 0.5 0.5 0.5

Almidón de maíz 9.9 9.9 7.9 9.4

Aceite de hígado de bacalao

4 4 4 4 10 10

Colesterol 1

Mezcla de

vitaminasa) 3.2 3 3.2 3.2 9.6 10

Cloruro de Colina 2 2 2 2 4 4

CaHPO4 0.3 0.5 0.3 0.3 1 0.8

FeSO4.7H2O 0.1 0.1 0.1 0.1 0.4 0.2

60

+ 1 Gatesoupe et al., 1977 * 2 Gatesoupe et al., 1981 ° 3 Gatesoupe et al., 1981 a) Gatesoupe & Luquet (1981) - (mezcla de vitaminasde Halver (1972).

4. IMPORTANCIA NUTRICIONAL DE Artemia

La Artemia es un excelente alimento vivo en la Acuacultura por sus características de

desarrollo, su pequeño tamaño de nauplio y metanauplio (adecuado para las larvas y juveniles de crustáceos y peces) y fácil manejo, etc. El valor nutritivo de los nauplios recién eclosionados es muy alto; este valor decrece en ausencia de alimento. Si la

Artemia (metanauplio y nauplio) es alimentada adecuadamente, podomos obtener un enriquecimiento de nutrientes esenciales en un sustrato de microalgas (vivas o secas), o

en una mezcla artificial de nutrientes (lípidos, aminoácidos, ácidos grasos, etc.) (Tacon, 1987).

Se ha calculado que se requiere entre un 2.5 a 5 g de la fuente, enriquecida para un millón de nauplios, y este enriquecimiento se logra en un período no menor de 6 h. En

la Tabla 29 se presentan diferentes mezclas de nutrientes y mezclas enriquecidas que se utilizan para Artemia y rotíferos.

Los recursos nutricionales que posee Artemia (proteínas, ácidos grasos, etc.). Su

composición química y su concentración varían de una cepa a otra, como se muestra en la Tabla 30. De estos nutrientes, las principales fuentes a considerar son los ácidos

grasos y aminoácidos esenciales en los nauplios y metanauplios.

Se ha mencionado ya en capítulos anteriores, que la importancia de los llamados alimentos vivos (fitoplancton y zooplancton), radica en el aporte de ácidos grasos y aminoácidos esenciales que puedan brindar para el desarrollo larvario de peces y

crustáceos (Watanabe et al., 1983).

En la Tabla 31 se muestra la composición en ácidos grasos de cuatro cepas de Artemia (nauplios recién eclosionados) de diferentes localidades.

Para lavas de peces marinos, los nauplios de Artemia contienen una alta proporción de

ácidos grasos esenciales de tipo W,(20:5W3 y 22:6W3) que son los más nutritivos y que permiten el buen desarrollo y alta supervivencia de las larvas.

Para especies de agua dulce, los nauplios de Artemia contienen una alta proporción de

los ácidos grasos esenciales W3 (18:2W6 y 18:3W3) (Watanabe et al., 1983).

La calidad nutricional de Artemia varía de un aislamiento a otro, de tal forma que en el mercado internacional alcanzan un alto valor aquellas cepas de Artemia cuyos quistes poseen concentraciones altas de aminoácidos esenciales y ácidos grasos.

En Latinoamérica y el Caribe se reporta un gran número de localidades en donde se

produce Artemia en forma natural en salinas y zonas estuarinas, de las que se conoce muy poco en relación a su producción, caracterización de la cepa (biología básica,

análisis proximal, ecología), y potencialidad de industrialización para ser utilizadas en

61

Acuacultura. Es importante el desarrollo de trabajos de investigación que permitan la

explotación de este importante recurso en los países latinoamericanos y del Caribe.

TABLA 31. ANALISIS PROXIMAL Y MINERAL DE LA COMPOSICION DE HUEVOS Y

NAUPLIOS DE Artemia DE TRES LOCALIDADES

Huevos Artemia Nauplios de Artemia

(recién eclosionados)

Compuestos San Francisco

S. America

Canada San Franciso

S. America

Canada

Humedad %

- - - 89.7 90.9 88.2

Proteína % 54.4 51.5 47.5 6.1 6.5 6.8

Grasa % 6.4 10.5 4.8 2.0 1.6 2.1

Ceniza % 6.3 13.0 15.3 1.2 1.0 1.5

Ca mg/g 3.73 2.21 1.41 0.23 0.24 0.41

Mg " 2.80 2.53 5.59 0.44 0.20 0.68

P " 7.60 6.95 7.63 1.33 1.21 1.44

Na " 6.13 31.91 28.58 4.02 1.43 4.93

K " 5.73 5.34 7.12 1.08 0.96 1.16

Fe μ/g 1298 1277 1022 52.2 294.6 287.3

Zn " 91.2 96.0 61.4 16.1 21.1 24.1

Mn " 98.3 50.9 14.8 2.1 2.6 3.7

Cu " 10.6 9.1 15.9 0.6 1.1 1.9

* Watanabe et. al. (1983)

TABLA 32. COMPOSICION DE ACIDOS

GRASOS (%) DE NAUPLIOS (RECIEN ECLOSIONADOS) DE Artemia EN CUATRO

LOCALIDADES

ACIDOS

GRASOS RAC

Bahía de San

Pablo

Canadá China Francia

14:0 1.79 0.43 0.83 1.80 1.73

14:1 2.92 2.26 1.67 2.24 3.03

16:0 12.70 7.79 9.99 11.40 11.90

16:1ω7 16.78 5.24 9.03 19.06 11.34

16:3ω4/17:1ω8 4:33 2.44 1.47 2.54 2.20

18:0 4.07 3.08 5.12 3.99 4.21

62

18:1ω9 30.37 29.15 28.24 26.81 24.73

18:2ω6* 9.62 4.60 7.95 4.68 6.14

18:3ω3* 2.55 33.59 19.87 7.38 20.90

18:4ω3 nd 4.88 1.60 1.26 2.04

20:2ω6/20:3ω6 0.20 0.24 0.44 0.15 1.13

20:3ω3/20:4ω6 5.82 1.48 4.21 3.34 2.45

20:5ω3** 8.45 1.68 9.52 15.35 8.01

° Datos de Klein-Macphee et al., 1982 * Acidos grasos esenciales para pecesde agua dulce ** Acidos grsos esenciales para pecesmarinos Todos los valores están experesadoscomo % total de ácidos grasos.

V. CULTIVO DE COPEPODOS

1. CONSIDERACIONES GENERALES

Los copépodos son crustáceos de pocos milúnetros que son considerados entre las alternativas de alimentación en Acuacultura. Se han logrado cultivos de Calanoideos

(Calanus sp., Acartia sp., etc.) y de Harpacticoideos (un ejemplo es Tigriopus japonicus).

Tigriopus japonicus es un copépodo Harpacticoideo, cuyo adulto mide alrededor de 230 μm. Posee un desarrollo larvario con seis estadios nauplio. Los nauplios recién

éclosionados miden alrededor de 120 μm. El estadio de copepodito está dividido en seis subestadios; el sexto estadio de copepodito es el estado adulto. En la Figura 22 se

muestra el desarrollo de este organismo.

1.1) Técnicas de Cultivo

El cultivo de copépodos aún no disponde de técnicas sencillas para considerarlos posibles substitutos de la Artemia. La principal especie que se ha cultivado masivamente es Tigriopus japonicus, que se ha utilizado para la nutrición de larvas de

peces y camarones (Kitajima et al., 1980a,b; Koga, 1979 en: Hirata et al., 1985). Otras especies que se han cultivado en forma masiva son Tiste, Amphiascella, Calanus etc.,

pero la que ha ofrecido las mayores ventajas para su producción masiva es T. japonicus por su resistencia a cambios ambientales, como son la temperatura (10–27°C), salinidad

(0–18‰), concentración y tipo de alimento, etc. A continuación se brinda la

información necesaria sobre el cultivo de esta especiè.

En condiciones de cultivo se ha alimentado con una gran variedad de microorganismos

(becterias, fitoplancton) detritus o cualquier otro material orgánico de pequeño tamaño. En la Tabla 32 se muestran las diferentes dietas que se han utilizado en el cultivo de T. japonicus. La selección del alimento determinará el contenido nutricional que pueda

aportar esta especie para la alimentación de larvas de peces y crustáceos. Las dificultades para su cultivo masivo no son en razón de un estricto control de parámetros

63

ambientales como la temperatura y salinidad, pues como ya se mencionó anteriormente,

esta especie es may resistente a variaciones externas del medio ambiente.

Las dificultades para su cultivo están en relación con el sustrato, ya que esta especie es bentónica, por lo que se ha experimentado con diferentes formas y materiales de

sustrato artificial. En la Figura 23, se muestran algunos de estos materiales probados. Los mejores resultados de producción se han encontrado cuando se utiliza como

sustrato alguna especie de macroalga (Ulva, Enteromorpha, Porfira, etc.), pues no sólo juegan el papel de sustrato sino que aportan material de alimento y constituyen en los sistemas de cultivo un filtro biológico que purifica el agua del mismo. Investigaciones

de Koga (1979) consideran que la temperatura óptima en cultivo es de 20°C.

En el cultivo de T. japonicus y de otros copépodos en general, es importante proporcionar la temperatura óptima, el pH, el tipo de alimento y su concentración

óptima, así como la preparación de hábitats adecuados (para aquellas especies que así lo requieran).

1.2) Importancia de los Copépodos

Existe aún un largo camino por recorrer en la investigación encaminada a la producción

en cultivo de diferentes especies de copépodos, tanto bentónicas como fltoplanctónicas, pues la lista de especies alternativas se encuentra en proceso de experimentación en laboratorio. Es importante recordar que en el ambiente marino los copépodos ocupan un

importante papel en las poblaciones que conforman el zooplancton, pues es este grupo uno de los recursos de alimentación más importantes para peces y crustácoos.

64

FIG. 21) Estadios de crecimiento de Tigriopus japonicus (Koga, 1979)

1 – 6: Estadios de Nauplio 1° – 6° 7 – 15: Estadios de copepodito y adulto 7 – 9: Copepodito 1° – 3°

10 – 11: Copepodito 4° – 5° (hembra) 12: Adulto hembra

13 – 14: Copepodito macho 4° – 5° 15: Adulto macho

65

FIG. 22) Esquema de tres diferentes tipos de sustrato para el cultivo masivo de

Tigriopus japonicus.

A. Estructura tipo panal 1. Base de polivinil transparente 2. Tubos aereadores

B. 1. Lámina acanalada de polivinil

2. Línea de acero cubierta con tubo de silicón 3. Aereador

C.

1. Tela de mosquitero de plástico (luz de 1.6 mm) 2. Aereador

(Estación Experimental de Pesca de la Prefectura Hyogo, Japón 1978).

TABLA 33. CRECIMIENTO DE Tigriopus

japonicus CON DIFERENTES DIETAS (KOGA, 1979)

Tipo de alimento Tasa de Crecimiento

66

alimentación (Ind/1)

Levadura de repostería

125–625 g/t 4,000

Alimento sintético para anguila y peces carnívoros

30g × 7 veces/t

6,000

Alimento sintético para camarón

0.1 – 1.0 g/2 1/5 días

4,000 – 8,000

Alimento sintético para yellowtail

10 – 15g/t/3días

3,000

Nitzchia sp 5 × 105

cel/ml/día 9,000

Leche en polvo 0.1 – 0.5g/2

1/5/días

6,000 –

36,000

Levadura seca 1 mg/1/día 4,000

Fragmentos de

Undaria sp

5 – 20g/1/20

días

12,000 –

18,000

Fragmentos de Ulva

sp

5 – 20g/1/20

días

17,000 –

36,000

Fragmentos de Enteromrpha sp

1 kg/t 28,000

VI. CULTIVO DE

MICRCORUSTACUOS DE AGUA

DULCE

1. CONSIDERACIONES GENERALES

Dentro de esta clase de organismos existen dos géneros de agua dulce de gran

importancia en Acuacultura, que son Daphnia y Moina, las cuales se localizan en diversos medios. El género Daphnia comprende más de 20 especies, de las cuales las más conocidas son: Daphnia magna, D. pulex, D. longispina, D. strauss.

En relación al género Moina podemos mencionar a las especies: Moina rectirostris, M.

macrocopa, M. brachiata y M. affinis.

1.1) Morfología

67

Estos organismos se caracterizan por poseer un cuerpo comprimido lateralmente y

ovalado (Figura 24); no se distinguen segmentos como en otros crustáceos. Presentan dimorfismo sexual marcado, la hembra es más grande que el macho (Figura 25).

Presentan un carapacho de quitina transparente, las antenas o apéndices con numerosas setas; ojos compaestos y simples (ojo nauplio). Una cavidad embriónica con huevos y embriones situados en la parte dorsal, entre el carapacho y el dorso del cuerpo. Para la

identificación de especies son importantes los apéndices toráxicos en la forma y número de espinas y setas (Figura 24).

2. PARAMETROS AMBIENTALES

2.1) Hábitat

Son organismos ampliamente distribuidos en lagos, reservorios artificiales, charcos

temporales y aguas de desecho. Poseen huevos de resistencia llamados efipios con una envoltura quitinosa que el aire y los animales pueden distribuir. Son abundantes en

ambientes con alta concentración de materia orgánica en donde proliferan hacterias, levaduras y microalgas. Especies de Daphnia pueden cohabitar con Moina, Copépodos y Brachiópodos.

2.2) Temperatura

D. magna es especialmente resistente a cambios extremos de temperatura desde O°C a 22°C y se consideran 18°C-20°C como su temperatura óptima.

D. longispina, D. pulex y Moina rectirostris no sobreviven a cambios extremos de temperatura, se desarrollan en temperaturas de 28°C – 29°C.

Moina macrocopa se desarrolla también en un rango amplio de temperatura desde 5°C a 30°C y se considera de 24°C – 26°C como su temperatura óptima.

Moina brachiata crece en temperaturas de 8°C – 13°C.

2.3) Requerimientos de Oxígeno

Estos organismos habitan en medios donde la concentración de O2 es variable, ya que pueden crecer tanto en completa saturación de O2 hasta concentraciones muy bajas.

Estas concentraciones están en relación a temperatura, concentración de materia orgánica, concentración de microalgas, etc.

La supervivencia en medios pobres de oxígeno depende de la capacidad de sintetizar

hemoglobina. Este fenómeno está en relación directa del oxígeno ambiental. Un incremento en hemoglobina está en razón directa de alta temperatura y excesiva

densidad de población. Incluso la hemoglobina está presente también en los huevos y la síntesis de hemoglobina también está relacionada con la concentración de CO2 ambiental.

68

FIG. 23) Daphnia pulex (hembra) Vollmer, 1951

1. Antenula 12. Cámara embrionaria

2. Antena 13. Embrios

3. Músculos de las antenas

14. Proceos abdominales

4. Ojos compuestos 15. Postabdomen

5. Ganglio óptico 16. Ano

6. Músculo del ojo 17. Huevo toráxico

7. Cerebro 18. Saco respiratorio

8. Procesos hepáticos 19. Seta filtradora

9. Intestino 20. Carapacho

10. Corazón 21. Glándula maxilar

11. Ovario 22. Primer par de apéndices

23. Mandíbula

69

FIG. 24) Estructura de antenulas en macho y hembra de D. magna (Irleva, 1973).

FIG. 25) Huevo de resistencia efipios en D. pulex (a) y D. magna (b). (Irleva, 1973).

2.4) Requerimientos en pH

El pH óptimo en estas especies es difícil de determinar. En términos generales, el pH oscila entre 7.1 – 8 y por ejemplo en D. pulex el pH óptimo es de 5 a 6.

2.5) Otros Requerimientos

Existe en estas especies una alta sensibilidad a cambios del equilibrio iónico a diferentes concentraciones de cationes en el medio.

Las reacciones de Daphnia a la presencia de sales de fosfatos y nitratos (0.5 mg/l) es interesante, pues estimula la reproducción y la madurez sexual.

70

Los huevos contienen carotenoides y su síntesis requiere de la presencia de luz. Es

importante mencionar que la madurez sexual también está influenciada por la presencia de luz.

La abundancia y distribución de estas especies depende de la variación estacional pues

el número y tamaño de huevos de resistencia partenogenéticos y la medurez sexual

dependen de las variaciones de T°, S‰, pH y luz, entre otros. Un exceso de luz solar

reduce considerablemente una población.

En relación a la producción de huevos Ephippia (Figura 26) (huevos de resistencia partenogenéticos) dependen de la temperatura principalmente. Por ejemplo, en Moina

rectirostris éstos se producen a 20~27°C en M. macrocopa a 14°C.

La alimentación en Daphnia y Moina es más compleja que en Branchiópodos, ya que estas especies se alimentan de bacterias, levaduras y microalgas. La Daphnia se adapta a cambios ambientales y puede adaptarse a ambientes nuevos en tres - siete días,

reproduciéndose partenogenéticamente. Las colectas de estos organismos de los medios naturales para su cultivo, deben hacerse en Primavera y Verano.

3. TIPOS DE CULTIVO

La producción de Daphnia y Moina en condiciones de cultivo es relativamente sencilla

por su resistencia a variaciones ambientales y diversas dietas altenativas que se pueden usar como se ha mencionado en párrafos anteriores.

Como en otras especies de alimento vivo, las alternativas de producción de estas

especies pueden ser: cultivo en laboratorio para fines de investigeción, cultivo intensivo y cultivo extensivo. La Tabla 33 muestra la producción de microcrustáceos de agua dulce con diferentes especies de microalgas y bacterias.

3.1) Condiciones Optimas de Cultivo

T°C - 15°C a 25°C O2 - 3 a 6 mg/l

pH - (6.8 – 7.8) Grado de Oxidación - 14.8–26.2 mg O2/l

3.2) Medios de Cultivo Recomendables

Medios minerales (sales de fosfatos y nitratos)

Medios orgánicos (estiércol de caballo, res, cerdo, gallina) Medios enriquecidos (combinación de medios orgánicos e inorgánicos o

estractos de suelo

Se recomienda cosechar estos organismos a intervalos regulares para mantener un

equilibrio en el cultivo. En condiciones óptimas de cultivo para iniciar la cosecha (de 20 a 25 días después del inicio del cultivo), se puede obtener una biomasa de 10 g/m3. Las

Tablas 34 y 35 muestran los diferentes medios de cultivo recomendables para sistemas intensivos y extensivos.

4. IMPORTANCIA NUTRICIONAL

71

Las especies más estudiadas en relación de su aporte nutricional para la acuacultura son

Daphnia y Moina. La Tabla 36 nos muestra el contenido nutricional reportado para Daphnia.

Estas dos especies de cladóceros de agua dulce han sido seleccionadas dentro del grupo

de zooplancton que ofrece alto contenido nutricional y facilidades de producción en cultivo.

La Tabla 37 muestra la composición mineral y proximal de cinco especies seleccionadas

como alimento vivo; entre éstas se encuentran Daphniay Moina.

Es importante considerar que el contenido nutricional de estas especies está en función directa del sustrato en el que se desarrollan. La Tabla 5 muestra la composición de aminoácidos esenciales de estas cinco especies seleccionadas; dentro de éstas, Daphnia

y Moina tienen un buen aporte.

Los cladóceros en Acuacultura han sido objeto de estudios muy serios en países desarrollados como el Japón y La Unión Soviética. Estos trabajos han permitido

conocer las condiciones óptimas para su producción en cultivo masivo, así como las alternativas de producción en diferentes medios de cultivo.

TABLA 34. PRODUCCION DE MICROCRUSTACEOS DE AGUA DULCE CON

DIFERENTES ALIMENTOS (IRLEVA I.V., 1973)

ESPECIE ALIMENTO

CONCENTRACION

DE ALIMENTO ccl/ml.

T°C

CONSUMO DE

ALIMENIO cel/hr

REFERENCIA

Daphnia magna

bacterias coliformes

1,000 15 200

Manuflcva, 1964

2,000 700

3,000 1,050

4,000 1,700

D. magna Chlorella pyrenoidosa

410 18 124

Sushchenya, 1958

750 255

1,140 a 299

1,580 24 393

2,160 405

2,300 327

D. magna Soenedesmus sp 8 58 Vasilleva,

1953 415 275

D. magna Azotobacter y

bacteria Coli

22 Rodina, 1984a

470

D. pulex Chlamydomonas 25 20 4.5 Richman, 1958

72

reinhardti 50 5.8

75 13.8

100 19.1

Moina affinis

Soenedesmus dimorphus

6,000 24.0 Shirota, 1966

26.5

Moina sp Soenedesmus sp

200 21±2 16.6 Torrentera,

1986 (observación

personal) 500 48.0

TABLA 35. MEDIO DE CULTIVO PARA “PULGA DE AGUA” PARA SISTEMA INTENSIVO (SEPESCA-ACUACULTURA, 1983, COM. PERS.)

-I-

1. Póngase 6.6. gr de salvado de trigo en 1 litro de agua.

2. Dejar fermentar en un lugar moderadamente caliente durante una semana. 3. Diluir el litro a 100 litros de agua. 4. Agregar 25 a 50 gr de Cloruro de Sodio (sal).

5. Agregar 25 a 50 gr de Sulfato de Calcio. 6. Colocar la solución en un sitio donde le de bastante sol.

7. Sembrar el medio con “Pulgas de Agua”.

-II-

1. Póngase 6.6 gr de salvado de trigo en 1 litro de agua. 2. Dejar fermentar en un lugar moderadamente caliente durante una semana.

3. Diluir 1.5 litros en 100 litros de agua. 4. Agregar 25 a 50 gr de Cloruro de Sodio (sal). 5. Agregar 25 a 50 gr de Sulfato de Calcio.

6. Agregar 5 a 10 gr de hígado cocido en rebanadas de 1 mm de grueso. El hígado debe cocerse lo más rápidamente hasta que las proteínas se coagulen.

7. No es necesario poner la solución al sol. 8. Siémbrese el medio con “Pulgas de Agua”. 9. Si falta oxígeno disuelto en la solución, debe retirarse un poco de agua (5 litros)

y agregar la misma cantidad de agua limpia fresca y “aereada”. 10. Se añadirá salvado fermentado e hígado cuando sea necesario.

-III-

1. Mezclar hasta formar una suspensión uniforme 1/4 de paquete de levadura para

pan fresca en 100 cc. de agua. 2. Añádase la suspensión a 70 litros de agua. 3. Debe mantenerse burbejeo de aire en la solución para evitar la falta de oxígeno

disuelto. 4. Siémbrese el medio con “Pulga de Agua”.

5. Se agregará la suspensión cada cinco o seis días.

73

TABLA 36. RESULTADOS DE CULTIVOS DE MICROCRUSTACEOS DE AGUA

DULCE (CLADOCEROS) CON NUTRIENTES ORGANICOS E INORGANICOS - SISTEMAS INTENSIVO Y EXTENSIVO

(IRLEVA, I.V., 1973)

FUENTE

DE NUTRIE

NTES

DOSIS DE

FERTILIZACION POR m3 DE

AGUA

NO. INICIAL

DE ORGANI

SMOS g/m3

TIEMPO DE

MADU

RACION DEL

CULTIVO

(DIAS)

DURACION

DEL CULTI

VO (DIAS)

BIOMASA

MAX. OBTEN

IDA g/m3

COSE

CHA DIARI

A g/m3

VOLLMEN TOTA

L DEL CULTI

VO M31H2

O

REFERENCIA

Excreta de

caballo

1.5 kg

(inicial) 0.75 kg

(cada 8–10 días)

10 20–25 40 Shipet, 1950

Excreta de

caballo

1.5 kg

(inicial) 0.75 kg

(cada 8–10 días)

10 612.5 Asketou, 1954

Infusión

de excreta

de caballo

10 litros 5–50 10–16 9–45 250 25.8 30.6 Meshkowa, 1957

Infusión

de pasto (2 kg/100

1)

10 litros cada 4 días

15–20 15–19 26–47 250–1,500

34.4 (30–38.5)

5.5 Meshkova, 1957

Infusión de

excreta de

caballo y pasto

10 litros cada 2–4 días (10:3)

10–275 10–24 14–42 250–1,000

27.3 27.5 Meshkova, 1957

Levadura proteolizada

16–20 g

inicial 30–40 18–20

120–

130

800–

1,200 30–50 25–30

Briskina,

1960

8–10 g/5

días

Levadura

proteolizada

16–20 gr inicial

10–40 20–25 180–270

16 280 Briskina, 1960

8–10 g/5 días

26 525

74

23 557

Fertilizan

tes minerales

37.5 g nitratos (13

mg N/l) 2 mg/l superfosfat

os

20–40 12 15 13.4 332

Bogatova

& Askerov, 1958

Fertilizantes

minerales

37.5 g

nitrato de amonio y 20 gr de

levadura (al inicio) 19 g

de nitrato de amonio y 10 g de

levadura c/5 días

50 7 20–25

(verano)

Asketov,

1958

100 5 25–40 20–35 1960

150 3–4

35–45

(invierno)

Excreta de caballo

trozos de vegetales

superfostatos y sulfato de

amonio

0.5 – 1 kg 28

Konovalov & Binting,

1956

Levadura

proteolizada y fertilizant

es minerales

10:2

0.5 kg 3–4 10–15 106 Askenov,

1960

a

110

TABLA 37. CONTENIDO DE

AMINOACIDOS EN Daphnia (IRLEVA I.V., 1973)

Tyrosina 4.27%

Tryptophano 3.62%

Arginina 10.92%

Histidina 2.69%

Cistina 1.17%

Methionina 3.45%

TABLA 38. COMPOSICION MINERAL Y PROXIMAL DE CINCO

ESPECIES

75

DE ALIMENIO VIVO SELECCIONADO

ESPECIE

Medio de cultivo

Brachionus Plicatilis

Tigriopus japonicus

Acartia

sp

Daphnia

sp Levadura

Levadura Levadura + Chlorella

Chlorella Levadura + Chlorella

Mezcla% 89.6 89.1 87.6 87.3 88.1 89.3 87.2

Proteína% 7.2 7.9 7.8 9.0 8.5 7.5 8.8

Lipidos% 2.3 2.3 3.8 2.8 1.3 1.4 2.9

Cenizas %

0.4 0.4 0.5 0.5 2.1 0.7 -

Ca mg/g 0.12 0.26 0.21 0.15 0.39 0.21 0.12

Mg mg/g 0.14 0.17 0.14 0.23 0.76 0.12 0.12

P mg/g 1.48 1.44 1.37 1.31 1.48 1.46 1.85

Na mg/g 0.41 0.30 0.29 0.61 6.63 0.74 1.09

K mg/g 0.35 0.12 0.23 0.84 2.21 0.72 0.92

Fe mg/g 15.9 52.5 43.4 33.8 11.5 72.2 46.4

Zn mg/g 7.4 9.8 8.2 12.3 39.0 12.8 10.0

Mn mg/g 0.4 1.1 1.1 1.0 0.2 13.2 0.5

Cu mg/g 1.1 1.5 1.7 2.4 2.8 1.1 5.8

* Watanabe et al., 1983

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