productos naturales

UNIVERSIDAD NACIONAL ABIERTA Y A DISTANCIA – UNAD ESCUELA DE CIENCIAS BÁSICAS, TECNOLOGÍA E INGENIERÍA CONTENIDO DEL CURSO: 401551 – PRODUCTOS NATURALES

UNIVERSIDAD NACIONAL ABIERTA Y A DISTANCIA ESCUELA DE CIENCIAS BASICAS, TECNOLOGÍA E INGENIERÍA

PROGRAMA DE QUÍMICA

GUÍA COMPONENTE PRÁCTICO

401551 – PRODUCTOS NATURALES Curso metodológico de 3 créditos (con componente práctico presencial)

Preparado por: FREY RICARDO JARAMILLO HERNANDEZ

Director Nacional de Curso Académico

Acreditador FRANCISCO JAVIER GIRALDO

Acreditador de Curso Académico

DOSQUEBRADAS – RISARALDA 2014-2


1. ASPECTOS DE PROPIEDAD INTELECTUAL Y VERSIONAMIENTO El presente documento denominado Guía de Componente Práctico para el curso de Productos Naturales, ha sido preparada en el año 2014 por Frey Ricardo Jaramillo Hernández M Sc. Química, tutor tiempo completo de la UNAD CCAV eje Cafetero desde año 2005. Este documento es el producto de la compilación de información de diversas fuentes disponibles en la Web y ajustadas a las condiciones y necesidades de manejo de temáticas al interior del curso y contextualizada a las condiciones de laboratorio básico para estudiantes del programa de Química y áreas de interés. El Químico Farmacéutico Francico Javier Giraldo adscrito del programa de Química en el CEAD Medellín actúo como revisor en los contenidos de la presente guía de laboratorio. Este documento se puede copiar, distribuir y comunicar públicamente bajo las condiciones siguientes:

• Reconocimiento. Debe reconocer los créditos de la obra de la manera especificada por el autor o el licenciador (pero no de una manera que sugiera que tiene su apoyo o apoyan el uso que hace de su obra).

• No comercial. No puede utilizar esta obra para fines comerciales. • Sin obras derivadas. No se puede alterar, transformar o generar una obra derivada a partir

de esta obra. • Al reutilizar o distribuir la obra, tiene que dejar bien claro los términos de la licencia de

esta obra. • Alguna de estas condiciones puede no aplicarse si se obtiene el permiso del titular de los

derechos de autor • Nada en esta menoscaba o restringe los derechos morales del autor.


2. INDICE DE CONTENIDO

Pág.

INTRODUCCIÓN

PRÁCTICA 1. REVISIÓN MÉTODOS BÁSICOS DE EXTRACCIÓN:

OPERACIONES BÁSICAS DE SEPARACIÓN DE SUSTANCIAS QUÍMICAS PARA

LA OBTENCIÓN DE PRODUCTOS NATURALES.

8

PRÁCTICA 2. MARCHA FITOQUIMICA PRELIMINAR. 20

PRÁCTICA 3. CROMATOGRAFIA. 34

PRÁCTICA 4. DETECCIÓN DE ÁCIDOS FENÓLICOS EN TEJIDOS VEGETALES. 48

PRÁCTICA 5. ANÁLISIS DE ACEITES ESENCIALES EN SEMILLAS. 55

PRÁCTICA 6. EXTRACCIÓN DE CAFEINA DE HOJAS DE TÉ NEGRO. 62

FUENTES DOCUMENTALES 69


3. CARACTERÍSTICAS GENERALES

Introducción El curso académico de Productos Naturales no ofrece solo la adquisicón de conceptos e información de tipo teórica, sino que permite a sus estudiantes entrar en contacto con la aplicación de dichos conceptos apoyados en los procesos prácticos, a través de los cuales no solo realizará una práctica en la que ciñe a un protocolo, sino que permitirá establecer habilidades prácticas en el manejo de técnicas, protocolos y procesos propios en la obtención de Productos Naturales de origen biológico, así mismo incentiva los procesos de investigación mediante el ajuste de metodologías que permitan diseñar propuestas de interés del área y bajo temáticas transversales a otras disciplinas del conocimiento. El proceso de laboratorio o practico estará asistido por un tutor, es de manera presencial y se ajustará a la programación del CEAD o CCAV donde se encuentre inscrito el aprendiente, donde el aprendiente mediante la tutoría del funcionario acompañante, y el desarrollo de la propuesta de prácticas (previamente revisadas y preparadas por parte del aprendiente), explorará los conceptos básicos del Curso Académico de Productos Naturales, así mismo el aprendiente a partir de los resultados desarrollará actividades tendientes a la presentación y análisis de resultados soportados desde un contexto teórico-práctico y debidamente referenciado en la literatura especializada en el área.

Justificación La Guía Componente Práctico del Curso Académico de Productos Naturales se convierte en una oportunidad no solo académica para la adquisición de habilidades y competencias en el desarrollo de protocolos y prácticas, sino en la posibilidad de fortalecer diferentes campos de acción que se encuentran en relación directa entre la química verde, los productos naturales y sus áreas de aplicación. De igual manera, fortalecer procesos para el diseño de productos de tipo natural que mediante un análisis apoyado en los conceptos químicos posibilite el diseño de proyectos interdisciplinares y de un alto impacto positivo en lo económico, ambiental, disciplinar y social.

Intencionalidades formativas

Propósito: Integrar al aprendiente a la exploración práctica como estrategia para la comprensión y apropiación de conocimientos en torno a la obtención, fraccionamiento, purificación, elucidación y ensayos biológicos de los Productos Naturales. Objetivo: Apropiar conceptos y herramientas teórico – prácticos para la producción, análisis, identificación y aplicación de metabolitos secundarios obtenidos a partir de especies biológicas. Meta: Aplicar conceptos básicos del área de la química en la producción, análisis, identificación y aplicación de metabolitos secundarios obtenidos a partir de especies biológicas. Competencia: El aprendiente apropia, interpreta, analiza, extrapola, concluye y propone de manera lógica y ordenada la aplicación de conceptos químicos aplicados en los procesos, metodologías y técnicas utilizadas en la producción, análisis, identificación y aplicación de metabolitos secundarios obtenidos a partir de especies biológicas.


Denominación de la Práctica

PRÁCTICA 1. REVISIÓN MÉTODOS BÁSICOS DE EXTRACCIÓN:

OPERACIONES BÁSICAS DE SEPARACIÓN DE SUSTANCIAS QUÍMICAS

PARA LA OBTENCIÓN DE PRODUCTOS NATURALES.

PRÁCTICA 2. MARCHA FITOQUIMICA PRELIMINAR.

PRÁCTICA 3. CROMATOGRAFIA.

PRÁCTICA 4. DETECCIÓN DE ÁCIDOS FENÓLICOS EN TEJIDOS

VEGETALES.

PRÁCTICA 5. ANÁLISIS DE ACEITES ESENCIALES EN SEMILLAS.

PRÁCTICA 6. EXTRACCIÓN DE CAFEINA DE HOJAS DE TÉ NEGRO. PRÁCTICA 7. ENSAYOS BIOGUIADOS – PRACTICA ALTERNATIVA.

Número de horas 20

Porcentaje 20% (100 puntos/500 puntos) Especificaciones del proceso evaluativo:

1. Desarrollo componente práctico: Ejercicio a desarrollar con el tutor acompañante del componentepràctico. Valor total: 100 puntos. Preinforme: 30 puntos Informe final: 50 puntos Desempeño en desarrollo del Laboratorio (incluido heteroevaluación /cuando así se consideró): 20 puntos

2. Trabajo en Campus virtual: Actividades a desarrollar en campus virtual.

Valor Total 50 puntos.

Actividad 6: 15 puntos. Actividad 10: 15 puntos.

Actividad 14: 20 puntos.

Curso Evaluado por proyecto

SI X NO _____


4. DESCRIPCIÓN DE PRÁCTICAS MEDIDAS DE SEGURIDAD EN EL LABORATORIO DE QUÍMICA

Los aspectos que a continuación se referencian tienen por finalidad apoyar al aprendiente en el

debido desarrollo de las prácticas de laboratorio, minimizar riesgos de accidentes y proteger al

grupo de aprendientes en el desarrollo de las prácticas.

COMPORTAMIENTO PERSONAL EN EL LABORATORIO

1. Debe usarse bata o delantal en el laboratorio. Deberá estar abotonada. Con este se protegerá la ropa de salpicaduras de sustancias que puedan dañarla.

2. Utilizar gafas de protección, en particular en aquellas reacciones que generan reacciones vigorosas y las que pueden causar salpicaduras.

3. Llevar a laboratorio solo los elementos necesarios para el desarrollo de la práctica o elementos personales.

4. Está prohibido ingerir alimentos al interior del laboratorio, así como utilizar el material de éste para preparar o consumir alimentos, ya que puede estar contaminado con sustancias tóxicas, irritantes o corrosivas.

5. Mantener una actitud de colaboración con el equipo o grupo de trabajo, procurar por mantener el espacio de trabajo ordenado y limpio, tanto durante el desarrollo como al finalizar la práctica.

6. Al finalizar la práctica asegúrese de dejar limpios el sitio de trabajo y los materiales utilizados limpios; así mismo verificar que las llaves de paso de gas, agua y aire este debidamente cerradas.

7. En caso de que llegara a ocurrir un accidente, avise inmediatamente a la persona responsable del laboratorio sin gritar o escandalizar, y sigua las instrucciones que se le den. MANEJO DE SUSTANCIAS

1. Revisar con anterioridad a la práctica los procedimientos a desarrollar. 2. Manejar con precaución los reactivos que se disponen para la práctica. Debe seguir las

instrucciones que se indiquen. 3. Compruebe los rótulos de los recipientes de reactivos antes de hacer uso de ellos, y

etiquete correctamente los recipientes en los que se vayan a colocar. 4. Utilice propipetas o peras de hule para tomar reactivos con pipeta (Nunca utilice la boca

para pipetear). 5. Utilice una espátula par tomar las sustancias sólidas, cuidando siempre de utilizar una

espátula limpia al introducirla al frasco de las diferentes sustancias, a fin de no contaminar.

6. Nunca pruebe o ingiera reactivos o productos que se obtengan en el laboratorio. 7. No debe manejar sustancias o material inflamable, volátil o explosivo en lugares cercanos

a donde haya flama. 8. Evite la exposición prolongada a gases irritantes o tóxicos, trabajando en un área con

suficiente ventilación.


9. Para percibir un olor, no acerque a la nariz el recipiente que contiene el producto, para ello debe colocar el recipiente a una distancia de 15 a 20 cm de distancia de nariz y agite el aire por encima de la boca del recipiente, atrayendo los aromas. Las pruebas olfativas solo se realizan cuando así se indique. MANEJO DEL MATERIAL DE LABORATORIO

1. Tratar el material de vidrio con cuidad, evite golpearlo o someterlo a cambios brusco de temperatura.

2. No utilice material estrellado o en malas condiciones, ya que podría ocasionarle un accidente.

3. Para encender mecheros de gas, acerque un cerillo encendido a la boca del mechero y, después, abra lentamente la llave del gas hasta que se logre una llama de dimensiones adecuadas. Enseguida gire el anillo inferior que regula la entrada de aire, hasta que consiga una flama de color azul.

4. Para calentar una sustancia en un tubo de ensayo en la flama del mechero, tenga en cuenta:

5. Que la cantidad de reactivos no exceda de aproximadamente la tercera parte de la capacidad del tubo.

6. Que la flama quede en la base del tubo, manteniendo éste en un ángulo de 45° con respecto a la mesa.

7. Que el extremo abierto del tubo esté en orientado en una dirección en la que no haya ninguna persona, de modo que si llegara a salpicar, nadie sea alcanzado (empezando por ti mismo).

8. En caso de contacto de alguna sustancia corrosiva o tóxica con la piel o con los ojos, deberá lavar la parte afectada inmediatamente con abundante agua durante 5 minutos por lo menos, bajo el chorro de agua.


PRÁCTICA No. 1. REVISIÓN MÉTODOS BÁSICOS DE EXTRACCIÓN: OPERACIONES

BÁSICAS DE SEPARACIÓN DE SUSTANCIAS QUÍMICAS PARA LA OBTENCIÓN DE

PRODUCTOS NATURALES.

Práctica disponible en:

http://www.google.com.co/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=12&ved=0CC4QFjABOAo&url=http%3

A%2F%2Fwww.biblioteca.upibi.ipn.mx%2FArchivos%2FMaterial%2520Didactico%2FManualProdNaturalesag

osto2010.pdf&ei=xwZ5Uq6CAfS2sASU7oHIBA&usg=AFQjCNGafh0vZFF7SCs2Q9bkTBVFwe63lg. Pág. 15.

Julio 16 de 2014.

Tipo de Práctica

Presencial X Autodirigida Remota

Otra, Cuál?

Porcentaje de evaluación 16,6%

Horas de la Práctica 3

Temáticas de la práctica Procesos extractivos a partir de fuentes biológicas.

Metodologías para la determinación de solventes óptimos.

Procesos de Fraccionamiento.

Intencionalidades formativas Propósito Aplicar conceptos teóricos en los procesos experimentales para identificar las características básicas de la Química Inorgánica. Objetivo Identificar cualitativamente las reacciones de compuestos inorgánicos mediante técnicas de coloración a la flama. Meta El aprendiente identificará características básicas de los compuestos inorgánicos y sus iones. Competencia Comprender mediante ensayos de laboratorio el concepto básico de compuesto inorgánico y sus principales características.

Fundamentación Teórica

PROCEDIMIENTOS FÍSICOS.

La decantación, la filtración y la centrifugación son procedimientos físicos de separación de sustancias

http://www.google.com.co/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=12&ved=0CC4QFjABOAo&url=http%3A%2F%2Fwww.biblioteca.upibi.ipn.mx%2FArchivos%2FMaterial%2520Didactico%2FManualProdNaturalesagosto2010.pdf&ei=xwZ5Uq6CAfS2sASU7oHIBA&usg=AFQjCNGafh0vZFF7SCs2Q9bkTBVFwe63lg




químicas que permiten la separación de algún producto sólido que se encuentra mezclado con algún líquido.

Decantación:

Cuando en una solución, una sustancia sólida se precipita o es depositado en el fondo del recipiente, el líquido puede retirarse cuidadosamente inclinando ligeramente el recipiente y llevando la fase líquida a otro recipiente, de tal forma que se logre la separación de las dos fases, a este proceso se le llama decantación. Cuando se tienen dos líquidos inmiscibles que forman 2 fases se utiliza un embudo de separación para realizar la separación de fases.

Filtración:

El proceso de filtración consiste en separar una sustancia sólida que no precipita y por tanto se encuentra suspendida en el seno del líquido, para ello se utiliza un filtro que generalmente es de papel y con ayuda de un embudo normal se vierte el líquido sobre el papel filtro previamente colocado sobre el embudo y el líquido es obtenido en un recipiente limpio. También puede utilizarse vacío para realizar la filtración, y generalmente se requiere un embudo Büchner, el cual se coloca sobre un matraz Kitazato. Se coloca un círculo de papel filtro (de poro adecuado a lo que se va a filtrar) en la base del embudo, el cual debe de quedar perfectamente ajustado, de tal forma que cubra todos los orificios del embudo. Se humedece el papel con un poco del líquido de la mezcla que va a ser filtrada. Se enciende el sistema de succión (de agua o bomba para vacío). Se agrega la mezcla a ser filtrada. Después que ha pasado todo el líquido a través del embudo al matraz, se apaga el sistema de vacío y se desconecta.

Centrifugación:

Una centrífuga es un equipo que es capaz de aplicar una fuerza centrífuga sostenida, esto es, la fuerza generada a través de la rotación. La presencia de una fuerza que tiende hacia una dirección exterior siempre que una masa cambia su dirección, fue demostrada por Sir Isaac Newton en el siglo XVII, quien mostró en sus leyes del movimiento, que cuando un cuerpo moviéndose libremente en una línea recta, cambia y es dirigido en una curva, a través de una cuerda por ejemplo, entonces el cuerpo ejercerá una fuerza exterior en contra de la cuerda. La intensidad de esta fuerza puede ser incrementada, aumentando: a) la velocidad de rotación, b) la masa del cuerpo, c) el radio o la distancia del cuerpo al centro de la curva. Por lo tanto, incrementando la masa o el radio, se intensifica la fuerza centrífuga proporcionalmente, pero aumentando la velocidad de rotación se incrementa en proporción al cuadrado de la velocidad.

En los procesos de separación de productos secundarios se utiliza para la concentración y purificación de materiales en suspensión, disueltos en fluidos.

Cristalización:

Es la técnica más simple y eficaz para purificar compuestos orgánicos sólidos. Consiste en la disolución de un sólido impuro en la menor cantidad posible del disolvente adecuado en caliente. En estas condiciones se genera una disolución saturada que al enfriar se sobresatura produciéndose la cristalización. El proceso de cristalización es un proceso dinámico, de manera que las moléculas que están en la disolución están en equilibrio con las que forman parte de la red cristalina. El elevado grado de ordenación de una red cristalina excluye la participación de impurezas en la misma. Para ello, es conveniente que el proceso de enfriamiento se produzca lentamente de modo que los cristales se formen poco a poco y el lento crecimiento de la red cristalina excluya las impurezas. Si el enfriamiento de la


disolución es muy rápido las impurezas pueden quedar atrapadas en la red cristalina. Para la cristalización de debe de considerar lo siguiente:

1) Deberá disolver al compuesto en caliente y no en frío;

2) Las impurezas deben ser completamente solubles o insolubles en el disolvente;

3) No deberá reaccionar con el material por purificar.

Destilación:

a) Destilación simple

La destilación es un método comúnmente usado en la separación y purificación de líquidos. Esencialmente consiste en la vaporización de la sustancia seguida por la condensación de vapores y recolecta de ellos en otro recipiente. Diferentes tipos de destilación se usan dependiendo de los compuestos a separar.

Un aparato de destilación simple se usa para destilar una sola sustancia o para separar líquidos con un intervalo amplio en el punto de ebullición. La mezcla por separar se coloca en el matraz de destilación al que previamente se le han colocado perlas de ebullición o pequeños trozos de tezontle lavados y secados en la estufa a 100 ºC, se ensambla el aparato (como indica la figura) y se procede

a calentar el matraz; el componente más volátil hierve primero y más rápidamente; consecuentemente los vapores de la mezcla son más ricos en este componente, que al pasar por el refrigerante, se condensan y recolectan. Cuando disminuye la proporción de este componente en la mezcla, el vapor se enriquece con el componente menos volátil; la temperatura del termómetro se incrementa y se utiliza otro matraz para recolectar este componente.


Destilación Fraccionada:

En cuando los componentes de la mezcla líquida tienen puntos de ebullición cercanos, se utiliza una la destilación fraccionada, un columna de fraccionamiento se empaca con un material inerte (perlas de vidrio, fibra de vidrio o acero etc.) y se coloca en forma vertical al refrigerante, (ver figura 2). El calentamiento de la mezcla en e matraz causa que los vapores ricos en el componente más volátil pasen a través de la columna de fraccionamiento, el vapor al tocar el material de relleno frío, se condensa y regresa hasta que toca una parte de la columna que ha elevado su temperatura, entonces vuelve a re-evaporizarse. El nuevo vapor es más rico en el componente menos volátil. Este proceso de condensación-revaporización se efectuará varias veces a lo largo de la columna y se condensa en el refrigerante. Se observa que una destilación fraccionada es equivalente a varias destilaciones simples.

c) Destilación a presión reducida

Muchos de los productos naturales no pueden ser destilados a presión atmosférica debido a que se descomponen al acercarse a su punto de ebullición. Este problema puede ser resuelto a través de una destilación a baja presión ya que con ello se evita la descomposición de la muestra. La presión de vapor de cualquier sustancia es una función directa de la temperatura, así, al disminuir la presión dentro del aparato de destilación se abatirá el punto de ebullición. La destilación a presión reducida puede realizarse con el rotaevaporador o bien con un equipo para destilación adaptado a una bomba de vacío.

d) Destilación por arrastre de vapor

La destilación por arrastre con vapor es una técnica que se emplea para separar sustancias que son insolubles en agua y volátiles, de otras sustancias no volátiles. Es una técnica aplicada en la separación de sustancias poco solubles en agua. La destilación por arrastre de vapor se emplea para separar una sustancia de una mezcla que posee un punto de ebullición muy alto y que se descomponen al destilar. También se emplea para purificar sustancias contaminadas por grandes cantidades de impurezas resinosas y para separar disolventes de alto punto de ebullición de sólidos que no se arrastran. Este tipo de destilación se emplea principalmente para la separación de aceites esenciales (ver figura 3).


d) Extracción contínua en Soxhlet

Esta forma de separación de metabolitos secundarios no es propiamente una destilación pero implica el calentamiento de un solvente de tal forma que entre en contacto con el material biológico repetidas veces y permite la extracción de sustancias de interés una vez que el solvente que esta en contacto con el material biológico ya no presenta coloración, se considera que se ha llevado a cabo la extracción total y se termina el proceso, en la figura 4 se muestra el equipo Soxhlet.


Descripción de la Práctica

CRISTALIZACIÓN

Para la cristalización de sustancias orgánicas se hace lo siguiente: el sólido impuro se disuelve en la mínima cantidad de disolvente caliente. Las impurezas insolubles se eliminan por filtración de la solución caliente. Se deja enfriar la solución lentamente a temperatura ambiente y luego en un baño de hielo o en el refrigerador. En este lapso el material purificado se separa como cristales mientras que las impurezas solubles permanecen en solución. Los cristales purificados se colectan por filtración. Cuando hay trazas de contaminantes coloridos, se eliminan añadiendo carbón activado a la solución caliente antes de filtrar.

Para llevar a cabo la cristalización de la sustancia activa del fármaco se realizará el procedimiento indicado en la práctica anterior y que se describe a continuación, utilizando paracetamol en lugar de ibuprofeno:

1. Pesar 1 tableta de fármaco comercial y calcular la cantidad equivalente a 0,5 g de paracetamol.

2. Triturar en un mortero las tabletas necesarias, pesar la cantidad equivalente antes calculada de material pulverizado, guardar cantidad sobrante para determinar punto de fusión, disolver el equivalente a los 0.5 g de paracetamol en 10-20 mL de etanol agitar y filtrar, evaporar el filtrado hasta sequedad calentando en baño maría. Cristalizar el residuo con 10 mL de acetona, separar los cristales, dejar secar al aire y utilizar el residuo como sustancia problema, determinarle el punto de fusión a la pastilla completa (sustancia problema 1-2), al residuo del papel filtro (sustancia problema

2) y a los cristales obtenidos (sustancia problema 1).Determine el punto de fusión del compuesto impuro y del recristalizado.

DESTILACIÓN:

a).- Por Arrastre de vapor. Montar el aparato de destilación por arrastre de vapor, de acuerdo a al figura 3, colocar 700 mL de agua destilada en el matraz no. 1: generador de vapor y agregue cuerpos de ebullición. En el matraz no. 2 coloque 65 g del hojas cortadas en trozos pequeños o la cantidad equivalente para que se cubran las 3/4 partes del matraz. Al tapar este matraz, cuide que la conexión de vidrio no se obstruya con los trozos del material biológico; pues de ser así, no habrá paso de la corriente de vapor. Caliente con el mechero el matraz no. 1 hasta ebullición, con el fin de generar el vapor que pasará al matraz no. 2, extrayéndose de esta manera el aceite esencial de material biológico utilizado; el cual es inmediatamente arrastrado por el vapor de agua en un proceso de codestilación.

Suspenda el calentamiento cuando el volumen del destilado sea de 100 o 150 mL aproximadamente; de este codestilado, extraiga totalmente el aceite esencial, mediante extracciones con acetato de etilo en un embudo de separación, las fases acuosas se desechan y los extractos orgánicos se colectan en un matraz Erlenmeyer o vaso de precipitados, agregue entonces la cantidad necesaria de sulfato de sodio anhidro para eliminar el agua remanente. Elimine el disolvente con el

rotavapor, determine el volumen obtenido y el rendimiento. Conservar la muestra obtenida en refrigeración perfectamente tapada. Con este extracto y los otros que obtenga de los siguientes experimentos, haga una cromatografía en capa fina (c.c.f.) para comparar resultados.

b).- Extracción continua con equipo Soxhlet. Monte el equipo se la figura 4, en el matraz redondo de 500 mL coloque 300 mL de acetato de etilo. Llene el cartucho de celulosa con 6.5 g de té limón cortado en pequeños trozos y colóquelo en la cámara de extracción. Caliente cuidadosamente hasta la ebullición del


acetato de etilo, cuyos vapores deberán condensarse en el refrigerante para caer sobre el material biológico, se considera que una gota por segundo es en el condensado es idónea para la extracción. En el momento en que la cámara de extracción se llena con el acetato de etilo, éste cae por diferencia de presiones al matraz. Este proceso se repite continuamente de tal manera que cada vez se extrae mayor cantidad del aceite esencial. El número de descargas del extracto puede variar en función de la cantidad y calidad de la muestra, suspenda el calentamiento cuando ya no observe coloración del destilado en la cámara de calentamiento, se dará por terminada la extracción.

Al finalizar, desmonte el equipo, pase a un vaso de precipitados de 500 mL, por medio de decantación y filtración el extracto obtenido y séquelo con sulfato de sodio anhidro, decante el solvente, concentre a presión reducida con ayuda del rotavapor, hasta que ya no tenga solvente, colóquelo en un vial y utilícelo para la c.c.f. comparativa.

c).- Extracción continua directa. Montar el equipo para destilación simple, con el refrigerante colocado en forma vertical, agregar en el matraz redondo de 500 mL, 300 mL de acetato de etilo y

65 g de té limón cortado en trozos, agregue cuerpos de ebullición. Caliente a reflujo durante 30 minutos para extraer el aceite esencial (el tiempo de reflujo empieza a partir de que cae la primera gota de disolvente condensado). Desmonte el equipo, decante y filtre el extracto obtenido. Séquelo con sulfato de sodio anhidro y decántelo en un matraz limpio y seco. Concentre a presión reducida con ayuda del rotavapor, dejando aproximadamente 5 mL del solvente concentrado. Colóquelo en un vial y utilícelo para la cromatografía en capa fina (c.c.p.) comparativa.

Recursos a utilizar en la práctica (Equipos / instrumentos)

Materiales 1 Cristalizador

1 Vaso de precipitados de 50 mL

2 Parrillas eléctricas

1 Equipo para determinar el punto de fusión

1 Termómetro

1 Equipo Soxhet

1 Equipo para destilación a presión reducida o rotavapor

1 Equipo de destilación por arrastre con vapor

1 Equipo de destilación simple

3 Matraces Erlenmeyer de 25 mL

1 Matraz Erlenmeyer de 125 mL

2 Matraces Erlenmeyer de 250 mL

1 Probeta graduada de 25ML


1 Probeta graduada de 100 mL

2 Pipetas Pasteur con bulbo

1 Bomba para vacío

Mechero Bunsen

3 Embudo de separación

2 Frasquito con tapa

1 Embudo de tallo recto

1 Matraz bola de 250 mL

Piedras de ebullición

1 Embudo de tallo corto

1 Espátula

Reactivos Acetona, pastillas de ibuprofeno, hojas de eucalipto, u hojas de te de limón, o canela (alumnos), piedras de ebullición, acetato de etilo, Papel aluminio sulfato de de sodio anhidro, Papel filtro.

Software a utilizar en la práctica u otro tipo de requerimiento para el desarrollo de la práctica

No requiere software para la realización de la práctica.

Seguridad Industrial

Se referencian aspectos de seguridad en el laboratorio al inicio de la guía práctica del curso académico. RESIDUOS Y SU MANEJO

Enfriar los trozos de material biológico y colocar en bolsa de papel de estraza, posteriormente depositar en la basura.

Solventes orgánicos: Recuperar en frascos individuales para destilar y re-usar.

Metodología

Conocimiento previo para el desarrollo de la práctica. El estudiante deberá revisar de manera Unidad I del módulo del curso en el que se incluyen los aspectos relevantes con manejo de muestras biológicas y métodos extractivos. Forma de trabajo: Se organizarán grupos de trabajo (subgrupos) para el desarrollo del componente práctico, para lo cual


tendrán acceso a los materiales y reactivos y puedan desarrollar el trabajo práctico. Antes de iniciar el proceso es importante que el tutor acompañante revise conceptos básicos requeridos para el abordaje de la práctica.

Sistema de Evaluación

La nota definitiva del proceso práctico se obtiene mediante los siguientes valores porcentuales:

20% preinforme de Práctica (individual): corresponde al diagrama de flujo de los procesos de laboratorio, además deberán incluir los cálculos necesarios a cada práctica (cuando así corresponda). El preinforme deberá ser entregado al iniciar la práctica de laboratorio, solo se recibirá en medio físico y de manera individual. El diagrama que deben entregar deberá incluir la práctica a desarrollar. Este preinforme es individual.

30% Trabajo y desarrollo del componente práctico (Individual): se evaluará el desempeño en el laboratorio, en el manejo y conocimiento de los procesos y claridad en los conceptos básicos en relación a la práctica desarrollada.

50% Informe de Laboratorio (Grupal): durante la inducción de la práctica se especificarán fechas de entrega de informe final, formato de entrega de informe y contenido del mismo.

Informe o productos a entregar

PREGUNTAS Y EJERCICIOS En una destilación

a) ¿Cuál es la función de los cuerpos de ebullición?

b) ¿Por qué no se debe poner más de la mitad del líquido en el matraz de destilación?

c) ¿Por qué debe colocarse el bulbo del termómetro a la altura del brazo lateral de la T de destilación?

d) En el refrigerante ¿Por qué entra el agua por abajo y sale por arriba?

e) ¿Qué precauciones se deben tomar al destilar líquidos muy flamables y volátiles?

2. ¿En qué casos es conveniente aplicar la decantación para la separación de fases?

3. ¿Para qué casos aplicaría una filtración por gravedad y cuando es necesario aplicar una filtración por succión?

4. ¿Qué criterios aplicaría para seleccionar el poro del papel filtro que va a emplear en una filtración?

5. ¿Para qué caso(s) sustituiría la filtración por la centrifugación?


Rúbrica de evaluación

RUBRICA DE EVALUACIÓN DEL PREINFORME DE LABORATORIO

PUNTAJE MINIMO PUNTAJE MEDIO PUNTAJE ALTO PUNTAJE

TOTAL

PRESENTACION DEL DOCUMENTO

El documento presentado no se presenta de manera ordenada y acorde a normas de Icontec o APA. (0 puntos)

El documento se presenta de manera ordenada pero no conserva normas básicas para la presentación de trabajos escritos. (1 puntos)

El documento es presentado de manera adecuada, ordenada y ajustado a las normas de presentación de documentos escritos. (3 puntos)

3

El documento tiene amplios errores ortográficos, de redacción y no hace uso apropiado de la simbología química. (0 puntos)

El documento no presenta por lo menos uno de los parámetros relacionados con ortografía, redacción y simbología Quìmica. (1 puntos)

El documento presenta una buena redacción, ortografía y hace uso adecuado de la simbología quìmica. (3 puntos)

3

CONTENIDO

No presenta diagrama de flujo(0 puntos)

Referencia la información pero no corresponde a un diagrama de flujo. (2puntos)

Presenta el diagrama de flujo según el modelo establecido o modelos equivalentes (5 puntos)

5

La información presentada como diagrama de flujo no tiene orden lógico ni es relevante en el abordaje del tema (0 puntos)

La información presentada como diagrama de flujo no cumple con una de las siguiente características: Orden y relevancia de en la información (2 puntos)

El diagrama de flujo plantea información ordenada y relevante (5 puntos)

5

No describe las principales características de los reactivos a utilizar en la práctica de laboratorio. (0 puntos)

Enlista los reactivos y solventes a utilizar en la práctica de laboratorio, pero no las describe según lo solicitad. (3 puntos)

Lista los reactivos, solventes y materiales de mayor relevancia a utilizar en la práctica, además los describe acorde a las características de mayor relevancia en cuanto a su manipulación y cuidados (7 puntos)

7

BIBLIOGRAFÍA E INFOGRAFÍA

No se cita bibliografía que soporte la temática abordada desde la fundamentación teórica y/o conceptual. (0 puntos)

Se cita bibliografía pero no se relaciona dentro de la temática abordada, ni conserva las normas para citar las mismas. (2 puntos)

Se cita bibliografía acorde a la norma y se relaciona de manera adecuada dentro del soporte teórico y/o conceptual de la temática abordada. (4 puntos)

4

La bibliografía e infografía referida en el documento es insuficiente y desactualizada. (0 puntos)

La bibliografía referida en el documento es suficiente (no menos de 10 citas) pero esta desactualizada. (1 puntos)

La bibliografía referida es actualizada (no mayor a 5 años de antigüedad) y suficiente y de carácter científico (no menos de 10 citas). (3 puntos)

3

TOTAL 30

RUBRICA DE EVALUACIÓN DEL INFORME DE LABORATORIO

PUNTAJE MINIMO PUNTAJE MEDIO PUNTAJE ALTO PUNTAJE TOTAL


PRESENTACION




2

METODOLOGÍA

No describe el proceso metodológico (0 puntos)

Describe el proceso metodológico desarrollado, pero no lo hace de manera clara y detallada (1puntos)

Describe de manera clara y detallada el proceso metodológico desarrollado (3 puntos)

3

RESULTADOS

No presenta resultados. (0 puntos)

Presenta resultados, pero de manera desordenada y poco clara. (1 puntos)

Presenta resultados de manera ordenada y clara. (2 puntos)

2

Los datos presentados en los resultados no se ajustan a las observaciones realizadas y a los datos obtenidos. (0 puntos)

Los datos presentados en los resultados se presentan incompletos y no se ajustan a las observaciones. (2 puntos)

Los datos presentados en los resultados se ajustan de manera adecuada a las observaciones realizadas. (6 puntos)

6

ANALISIS DE RESULTADOS

No relaciona los datos obtenidos de manera coherente y ordenada los datos obtenidos. (0 puntos)

Relaciona los datos obtenidos pero no lo hace de manera coherente y ordenada. (2 puntos)

Los datos relacionados se expresan de manera ordenada y coherente. (5 puntos)

5

El análisis de datos presentado no es el producto de los datos relacionados. (0 puntos)

El análisis de datos presentado solo se basa parcialmente en los datos referenciados. (2 puntos)

El análisis de datos presentado son el producto de la relación e integración de la totalidad de datos referidos. (5 puntos)

5

El análisis de datos no es soportado mediante información comprobable. (0 puntos)

El análisis de datos se soporta en información parcialmente comprobable. (2 puntos)

El análisis de datos se soporta en información comprobable o se apoya en gráficos e imágenes productos del proceso experimental. (5 puntos)

5

CONCLUSIONES

Las conclusiones no son relevantes y ni generan o conducen a la generación de un nuevo conocimiento o a la comprobación de los ya establecidos. (0 puntos)

Las conclusiones son relevantes y generan o conducen a la generación de un nuevo conocimiento o a la comprobación de los ya establecidos. (5 puntos)

5

Las conclusiones presentadas no son claras ni se sustentadas en las observaciones y datos recopilados. (0 puntos)

Las conclusiones son claras, pero no se ajustan a las observaciones y datos relacionados. (2 puntos)

Las conclusiones son claras y ajustadas a las observaciones y datos recopilados. (5 puntos)

5

Las conclusiones no se soportan en los datos obtenidos, no se soportan en los marcos teóricos y/o conceptuales de la temática abordada. (0 puntos)

Las conclusiones se soportan en los datos obtenidos pero no en los marcos teóricos y/o conceptuales de la temática abordada. (2 puntos)

Las conclusiones son soportadas en los datos obtenidos y en los marcos teóricos y/o conceptuales de la temática abordada. (6 puntos)

6




Se cita bibliografía acorde a la norma y se relaciona de manera adecuada dentro del soporte teórico y/o conceptual de la temática abordada. (5

5


puntos)

TOTAL 50

Retroalimentación

El tutor acompañante de la práctica de laboratorio será el encargado de la retroalimentación del componente práctico, y la nota obtenida en el proceso se ajustará a las rúbricas establecidas para evaluación de preinforme e informe de laboratorio, así mismo se ajustará a los porcentajes planteados para la evaluación del proceso práctico.


PRÁCTICA No.2. RECONOCIMIENTO DE METABOLITOS SECUNDARIOS


http://www.google.com.co/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=1&cad=rja&uact=8&ved=0CBoQFjAA&

url=http%3A%2F%2Ffarmacia.udea.edu.co%2F~ff%2Fmanual2008.pdf&ei=kybHU-

XGIvLIsAStmoC4Bw&usg=AFQjCNEnw275Efn1B7-Hn4PnBSyq86WAtw Julio 16 de 2014.

Tipo de Práctica


Otra, Cuál?



Temáticas de la práctica Procesos extractivos a partir de fuentes biológicas.

Metodologías para la determinación de solventes óptimos.

Procesos de Fraccionamiento.

Intencionalidades formativas Propósito Apropiar técnicas de identificación preliminar (marcha fitoquímica preliminar) de metabolitos secundarios presentes en fuentes biológicas. Objetivo Distinguir y clasificar los principales metabolitos secundarios presentes en tejidos vegetales por medio de pruebas químicas de coloración Meta El aprendiente identificará y caracterizará los principales metaboltios secundarios presentes en los tejidos vegetales mediante técnicas propias de marcha fitoquímica preliminar. Competencia Adquirir habilidades básicas en los procesos de identificación preliminar de metabolitos secundarios presentes en tejidos vivos.


Metabolitos Primarios:

Son los productos químicos necesarios para la vida, resultantes del metabolismo vital de todo ser vivo, son: los carbohidratos, los lípidos, las proteínas y los ácidos nucleicos.

http://www.google.com.co/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=1&cad=rja&uact=8&ved=0CBoQFjAA&url=http%3A%2F%2Ffarmacia.udea.edu.co%2F~ff%2Fmanual2008.pdf&ei=kybHU-XGIvLIsAStmoC4Bw&usg=AFQjCNEnw275Efn1B7-Hn4PnBSyq86WAtw




Metabolitos Secundarios:

Otros compuestos llamados metabolitos secundarios son subproductos de rutas metabólicas normales que ocurren en ciertas especies, siendo particulares dentro de un grupo taxonómico, estado de vida o tejido presentando una distribución restringida dentro del Reino Vegetal dando origen a la quimiotaxonomía. Su ocurrencia depende de condiciones externas tales como ataques de patógenos, predadores, cambios térmicos o lumínicos, deficiencias nutricionales o presencia de otros organismos intra o interespecíficos. El metabolismo secundario es una característica fundamental de la especialización, es decir que el compuesto resultante, puede no ser importante para la célula pero sí para el organismo como un todo. Los metabolitos secundarios pueden ser bioactivos, pero no jugar un papel esencial en los procesos fisiológicos del organismo. Algunos metabolitos secundarios son “residuos bioquímicos”, es decir, productos de actividad enzimática de substratos no apropiados o productos de destoxificación o desecho de importancia para la supervivencia y la buena condición de los organismos. Con pocas excepciones, los metabolitos secundarios pueden clasificados dentro de cinco grupos, de acuerdo con su base biosintética: fenilpropanos, acetogeninas, terpenoides, esteroides y alcaloides.

Reconocimientos de Metabolitos:

El reconocimiento de metabolitos secundarios se realiza por medio de pruebas fitoquímicas preliminares, las cuales son una prueba química de caracterización consistente en una reacción química que produce alteración rápida en la estructura molecular de un compuesto, por ejemplo, la modificación de un grupo funcional, la apertura de un sistema anular, la formación de un ad ucto o un complejo, lo cual da por resultado una manifestación sensible como el cambio de un color, la formación de un precipitado o el desprendimiento de un gas, dándonos indicios de la presencia o ausencia de un metabolito secundario en particular.

• Reconocimiento de Alcaloides:

Los alcaloides son sustancias básicas que contienen nitrógeno en un anillo heterocíclico, son derivados de aminoácidos, presentan distribución taxonómica limitada y se encuentran en plantas superiores como sales de un ácido org ánico.

Atendiendo a su solubilidad, propiedad empleada para extraerlos y purificarlos, la base del alcaloide es soluble en solventes orgánicos y pueden formar sales solubles en solventes polares cuando se encuentra en ácidos minerales diluidos.

• Reconocimiento de Flavonoides:


Los Flavonoides son compuestos polifenólicos con quince átomos de carbono, cuya estructura consta de 2 anillos de benceno unidos por una cadena lineal de tres carbonos. El esqueleto de los flavonoides se representa por el sistema C6 –

C3 – C6.

• Reconocimiento de Cardiotónicos:

Una aglicona cardiotónica, estructuralmente esta constituida por el sistema anular esteroidal (ciclo pentano perhidrofenantreno) con los grupos metilos C–18 y C-19, y un anillo lactónico α-β insaturado de cuatro carbonos unido al carbono 17 del núcleo esteroidal.

Estas agliconas toman el nombre de cardenólidas por presentar acti vidad estimulante sobre el músculo cardiaco, cuando están en forma de glicósidos.

• Reconocimiento de Saponinas:

Las saponinas son un grupo de glicósidos solubles en agua, que tienen la propiedad de hemolizar la sangre y disminuir la tensión superficial d el agua, formando espuma abundante. Las saponinas por hidrólisis se desdoblan en carbohidratos y una aglicona llamada sapogenina.


La sapogenina puede tener el sistema anular esteroidal o el de un triterpeno

pentacíclico. Los anillos E y F de la saponina estereoidal conforman el llamado sistema espirostanal. El en lace glicosídico siempre se forma con el oxigeno del carbono 3.

Reconocimiento de Cumarinas:

Las cumarinas son un grupo muy amplio de principios activos fenólic os y tienen en común la estructura química de 1-benzopiran-2-ona. Se caracterizan porque presentan fluorescencia bajo la luz ultravioleta a 365 nm.

Reconocimiento de Taninos:

Los taninos son productos de excreción de muc has plantas, involucrados en mecanismos de defensa de las mismas, contra organismos parásitos. Se encuentran más comúnmente en hojas, ramas y debajo de la corteza.

Químicamente los taninos son polímeros de polifenoles, sustancias con alto peso molecular (comprendido entre 500 a 3000), se clasifican en:

Taninos Hidrosolubles o Pirogálicos: Son ésteres fácilmente hidrolizables formados por una molécula de azúcar (en general glucosa) unida a un número variable de moléculas de ácidos fenólicos (ácido gálico o


su dímero, el ácido elágico). Son comunes de observar en plantas Dicotiledóneas.

Taninos no Hidrosolubles ó Condensados: Tienen una estructura química similar a la de los flavonoides. Por hidrólisis dan azúcar y ácido elági co, algunos taninos condensados son conocidos como pro -antocianidinas porque por hidrólisis ácida producen antocinidinas y leucoantocinidinas.

Reconocimiento de Esteroides y/o Triterpenoides:

Los esteroides son compuestos cuya estructura presenta el sistema anular del ciclopentano perhidrofenantreno, metilos en los carbonos 10 y 13 y un radical lineal en el carbono 17.

• Reconocimiento de Quinonas:

Las quinonas son dicetonas cíclicas insaturadas que por reducción se convi erten en polifenoles, siendo reversible esta reacción. Las quinonas derivan su nombre del miembro más simple de la serie: la p -benzoquinona obtenida en 1838 por Woskresensky, como producto de oxidación del ácido quínico.


Las quinonas, por el sistema aromático que dan al reducirse se pueden clasificar en Benzoquinonas, Naftoquinonas, Antraquinonas (las más numerosas) y Fenantroquinonas (las menos numerosas).

• Reconocimiento de Antocianinas:

Las antocianinas son pigmentos fla vonoides que se comportan como indicadores ácido – base debido al proceso:

Estos pigmentos suelen presentarse en forma de glucósidos, lo que explica su solubilidad en agua y la fácil extractabilidad por solventes acuosos. Se encuentran en la savia de las plantas, y a menudo en forma de sólidos amorfos o cristalinos en las hojas de tejido leñoso y frutos. Su color esta algunas veces enmascarado pro otros pigmentos, como la clorofila.


1. Recolectar y preparar las muestras frescas

2. Reconocimiento de alcaloides

Desmenuzar finamente en un mortero, unos 10 g. de muestra fresca y colocarlos en un erlenmeyer. Añadir un volumen suficiente de HCl al 5% para que toda la muestra esté en contacto con la solución ácida. Calentar con agitación al baño maría durante unos 5 minutos. Enfriar. Filtrar.

Colocar en 4 tubos de ensayo 2 ml de filtrado ácido frío. Añadir a cada uno 2 gotas de los reactivos de Dragendorff, Mayer, Valser y Reineckato de amonio. Si se observa turbidez o precipitados en por lo


menos 3 tubos, se considera que la muestra contiene alcaloides.

Nota: antes de realizar el ensayo con la muestra biológica, ensayar con un estándar de quinina en solución ácida.

3. Reconocimiento de Flavonoides. Leucoantoc ianidinas y Cardiotónicos

En un erlenmeyer colocar unos 10 g. de muestra fresca finamente desmenuzada.

Añadir un volumen suficiente de alcohol etílico que cubra toda la muestra y le confiera fluidez. Calentar al baño maría durante unos 5 minutos, con agita ción.

Enfriar. Filtrar. Si hay presencia de clorofilas, al filtrado añadirle un volumen igual de solución de acetato de plomo al 4% que contenga ácido acético al 0.5 %, agitar, dejar reposar 15 minutos y filtrar. Con el filtrado realizar ensayos de reconocimiento de flavonoides, leucoantocianidinas y cardiotónicos.

a) Ensayo para flavonoides

Colocar varias limaduras de magnesio en un tubo de ensayo. Añadir unos 2 ml del filtrado y por la pared del tubo, gota a gota dejar caer varias gotas de HCl concentrado. La aparición de colores naranja, rosado, rojo o violeta es prueba positiva para la existencia de flavonoides en la muestra.

Nota: antes de realizar el ensayo con la muestra biológica, ensayar con un estándar de rutina o quercetina en solución acuo -alcohólica.

b) Ensayo para Leucoantocianidinas

Colocar unos 2 ml del filtrado en un tubo de ensayo. Añadir 1 ml de ácido clorhídrico concentrado. Calentar en baño de agua hirviendo durante 15 minutos.

La aparición de coloraciones rojas es prueba positiva d e la existencia de leucoantocianidinas en la muestra.

c) Ensayo para Cardiotónicos

En un tubo de ensayo colocar 1 ml de filtrado. Añadir 0.5 ml de Reactivo de Kedde (mezclar 1 ml de solución A con 1 ml de solución B para preparar este reactivo antes de su uso). La aparición de coloraciones violetas o púrpuras es prueba positiva de la existencia de cardiotónicos en la muestra.

4) Ensayo para saponinas

Desmenuzar con ayuda de un mortero unos 10 g de muestra fresca, con ayuda de unos pocos ml de agua. Filtrar. Agitar en un tubo de ensayo tapado, unos 4 ml de filtrado acuoso, vigorosamente durante un minuto. La formación de una espuma abundante y estable es prueba presuntiva de la presencia de saponinas en la muestra.

5) Ensayo para taninos

Desmenuzar con ayuda de un mortero unos 10 g de muestra fresca, con ayuda de unos pocos ml de agua. Filtrar. Tomar 1 mL de filtrado acuoso en un tubo de ensayo. añadir 1 ml del Reactivo Gelatina -Sal. Si se forma un precipitado, centrifugar a 2000 RPM durante 5 minutos. Des echar el sobrenadante. Redisolver el precipitado en 2 mL de Urea 10M. Añadir 2 -3 gotas de solución de cloruro férrico al 10%.

La formación de precipitado al agregar el reactivo de gelatina, y la aparición de colores o precipitados


verdes, azules o negros e s prueba positiva de la presencia de taninos en la muestra.

6) Ensayo para Triterpenoides y/o esteroides

Moler la muestra vegetal seca. Agregar un volumen suficiente de cloroformo o

diclorometano y extraer por agitación. Filtrar. Si el filtrado es turbio contiene humedad, secarlo agregando sulfato de sodio anhidro y filtrar. En un tubo de ensayo limpio y completamente seco, colocar 1 ml de filtrado orgánico. Añadir 1 ml de anhídrido acético. Por la pared del tubo y con mucha precaución, dejar resbalar 1-2 gotas de ácido sulfúrico concentrado. La formación de colores azules, violetas, rojos o verdes es prueba positiva de que la muestra contiene Esteroides y/o Triterpenoides.

7) Ensayo para Quinonas

Ensayo con una fracción:

Colocar en un tubo de ensayo unos 5 ml de filtrado acuoso. Añadir 1 ml de peróxido de hidrógeno al 20% y 1 ml de ácido sulfúrico al 50%. Calentar la mezcla en un baño de agua hirviendo durante 15 minutos. Enfriar. Añadir 5 ml de tolueno.

Agitar sin emulsionar. Recuperar la fase toluénica. Trasvasar 2 ml fase toluénica a un tubo de ensayo. Añadirle 1 ml de una solución de NaOH al 5% con amoniaco al 2%. Agitar sin emulsionar. Si la capa acuosa toma una coloración rosada a roja intensa es prueba positiva de la presencia de quinonas en la muestra.

Ensayo directo:

Colocar 5 g de muestra fresca (ó 1 g de muestra seca y molida), en un sistema de reflujo, agregar 25 ml de HCl 5%. Reflujar 5 minutos. Dejar enfriar y filtrar. Con el filtrado acuoso proceder como se describe para el ensayo con una fracción acuosa.

8. Reconocimiento de Antocianinas

En un erlenmeyer colocar unos 100 g. de muestra fresca finamente desmenuzada.

Añadir unos 200 ml de agua. Calentar a ebullición durante unos 5 minutos. Filtrar.

Ensayo

En un tubo de ensayo colocar 2 ml de f iltrado. Añadir 1 ml de NaOH diluido.

Observar el color formado.

En otro tubo de ensayo colocar otros 2 ml de filtrado. Añadir unas 6 gotas de un ácido mineral diluido. Observar el color formado. -

Las antocianinas se reconocen por producir diferentes color es a diferentes pH.

9. Reconociemiento de Cumarinas.

En un tubo de ensayo grande colocar 1 g de material vegetal fresco y macerado y agregar cantidad


suficiente de etanol comercial que cubra el material vegetal.

Cubrir la boca del tubo de ensayo con un pa pel filtro blanco y sujetarlo con unas pinzas para tubo de ensayo o con una banda elástica. Agregarle unas gotas de NaOH diluido en el papel filtro que cubre la boca del tubo de ensayo. Calentar hasta ebullición el tubo de ensayo por 5 minutos, enfriar y r etirar el papel filtro.

Observar bajo luz ultravioleta a 365 nm la aparición de una coloración fluorescente que puede ser: verde, amarilla, roja en el papel filtro.

Nota: El papel filtro normalmente se observa azul fluorescente bajo la luz ultravioleta de 365 nm.


Material Vegetal: Plantas con alcaloides: Datura sp. (borrachero), hojas y flores.

Catharantus roseus (cortejo), hojas.

Hojas de tabaco, té.

Plantas con flavonoides: Pétalos de rosas rojas y amarillas.

Pétalos de lirio africano.

Plantas con saponinas: Hojas de Agave sp.(penca sábila).

Fruto de Solanum quitoense (lulo).

Cáscara de Dioscorea ssp. (ñame).

Plantas con taninos: Hojas de plantago (llantén). Hojas de guayaba

Té (Thea sinensis), hojas.

Uvas (Vitis vinifera).

Plátano o guineo (Musa ssp.).

Agallas de alepo (Querquis ssp.).

Corteza de casco de vaca (Bahuinia picta).

Plantas con esteroides: Semillas de Glicine max (soya).

Aceite de oliva (Olea europeae).

Plantas con cardiotónicos: Azuceno de la habana, hojas.

Plantas con antocianinas: Repollo morado.

Hojas de guardaparque.


Moras.

Uvas sin hollejo.

Plantas con quinonas: Ruibarbo (rizomas)

Reactivos 150 ml HCl al 5%

1 ml peróxido de hidrógeno al 20%

50 ml Acetato de plomo al 4% con ácido acético al 0.5%

2 ml Urea 10Mgotas de FeCl3 al 10%

2 ml de ácido sulfúrico al 50%

2 ml de solución NaOH al 5% con amoniaco al 2%

R. Dragendorff, Valser, Mayer y Reineckato de amonio.

R. gelatina-sal

R. Kedde soluciones A y B

200 ml etanol

50 ml diclorometano

5 ml benceno

2 ml anhídrido acético

Acido sulfúrico concentrado

Acido clorhídrico concentrado

5 papeles de filtro

limaduras de magnesio

sulfato de sodio anhidro

Materiales centrifuga 2000 RPM y 2-4 tubos

cuchillo.








Metodología

Conocimiento previo para el desarrollo de la práctica. El estudiante deberá revisar de manera Unidad I del módulo del curso en el que se incluyen los aspectos relevantes con manejo de muestras biológicas y métodos extractivos. Forma de trabajo: Se organizarán grupos de trabajo (subgrupos) para el desarrollo del componente práctico, para lo cual tendrán acceso a los materiales y reactivos y puedan desarrollar el trabajo práctico. Antes de iniciar el proceso es importante que el tutor acompañante revise conceptos básicos requeridos para el abordaje de la práctica.








PREGUNTAS Y EJERCICIOS De qué manera la relación planta ecosistema afecta la presencia de metabolitos secundarios dentro de sus tejidos? Que permite una marcha fitoquímica preliminar? Como se puede potenciar la presencia de metabolitos secundarios en los tejidos vegetales? Las marchas fitoquímicas preliminares son aplicables a extractos obtenidos de fuentes diferentes a las plantas?




TOTAL





3




3

CONTENIDO




5




5




7




Se cita bibliografía acorde a la norma y se relaciona de manera adecuada dentro del soporte teórico y/o conceptual de la temática

4


abordada. (4 puntos)




3

TOTAL 30



PRESENTACION




2

METODOLOGÍA




3

RESULTADOS




2




6





5




5




5

CONCLUSIONES



5





5




6





5

TOTAL 50

Retroalimentación



PRÁCTICA No.3. TÉCNICAS GENERALES DE AISLAMIENTO, SEPARACIÓN Y PURIFICACIÓN (CROMATOGRAFÍA EN CAPA FINA Y EN COLUMNA)


http://www.google.com.co/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=1&cad=rja&uact=8&ved=0CBoQFjAA&

url=http%3A%2F%2Ffarmacia.udea.edu.co%2F~ff%2Fmanual2008.pdf&ei=kybHU-

XGIvLIsAStmoC4Bw&usg=AFQjCNEnw275Efn1B7-Hn4PnBSyq86WAtw Julio 16 de 2014.

Tipo de Práctica


Otra, Cuál?



Temáticas de la práctica Tipos de cromatografía.

Cromatografía de Capa Fina.

Cromatografía de Columna.

Intencionalidades formativas Propósito Identificar las principales variables a tener en cuenta en el momento de realizar procesos cromatográficos como métodos de identificación, fraccionamiento y purificación de Productos Naturales. Objetivo Apropiar las principales técnicas cromatográficas para el análisis preliminar de extractos biológicos. Meta El aprendiente aplicará y apropiará las principales técnicas cromatográficas para el seguimiento, fraccionamiento y purificación de Metabolitos secundarios obtenidos desde extractos Biológicos. Competencia Adquirir habilidades básicas para el diseño de marchas cromatográficas requeridas en el proceso de fraccionamiento y purificación de metabolitos secundarios a partir de Extractos Biológicos.






CROMATOGRAFÍA

La cromatografía (chromo= color y graphie=escritura, escribir en colores) fue inventada el 1903 por el

botánico ruso Mikhail Tswe tt.

Ismailov y Scraiber utilizaron láminas de vidrio para colocar capas muy delgadas de alúmina y luego

aplicaron extractos vegetales, dando así la primera forma de cromatografía de capa fina. Egon Stahl

(1956) dió el nombre de cromatografía de capa fina, estandarizó los procedimientos, equipos y

adsorbentes dando un auge a esta técnica simple, económica y eficiente.

TERMINOLOGÍA

• Fase Estacionaria (Adsorbente)

Es una de las dos fases que forman un sistema cromatográfico. Puede ser un sólido, un gel o un líquido.

Si es un líquido, puede estar distribuido en un sólido, el cual puede o no contribuir al proceso de

separación. El líquido puede también estar químicamente unido al sólido (Fase Ligada) o inmovilizado

sobre él (Fase Inmovilizada). Los adsorbentes má s utilizados son Silica gel (se utiliza en el 80% de las

separaciones)

• Óxido de Aluminio ó Alúmina (ácida, neutra ó básica)

• Tierra Silícea ó Kieselguhr

• Celulosa (Nativa o micro-cristalina)

• Poliamidas.

Estos sorbentes varían en tamaño de partícula, día metro del poro, homogeneidad y pureza.

• Fase Móvil (eluente)

Es el fluido (solvente o mezcla de solventes) que se filtra a través o a lo largo del lecho estacionario (fase

estacionaria), en una dirección definida. Puede ser un líquido (Cromatografía Líquid a), un gas

(Cromatografía de Gases) o un fluido supercrítico (Cromatografía con Fluido Supercrítico). Cuando se

utiliza un líquido como fase móvil mediante una serie eluotrópica (Tabla 1) se escoge la mejor

combinación de solventes miscibles para una buena separación cromatográfica de una muestra en sus

componentes.


Serie eluotrópica de solventes

Hidrocarburos «ligeros» (éter de petróleo, hexano, heptano. etc.)

Ciclohexano

Tetracloruro de carbono

Tricloroetileno

Tolueno

Benceno

Diclorometano

Cloroformo

Eter etílico

Acetato de etilo

Acetona

n-Propanol

Etanol

Metanol

Agua

Muestra

Mezcla consistente en cierto número de componentes, cuya separación se pretende en el lecho

cromatográfico al ser arrastrados o eluidos por la fase móvil.

Componentes de la Muestra

Los constituyentes químicamente puros de la muestra. Pueden no ser retenidos por la fase estacionaria

(es decir, no retardados), retenidos parcialmente (es decir, eluidos a tiempos diferentes) o retenidos

permanentemente.

CLASIFICACIÓN DE LA CROMATOGRAFÍA

Clasificación de acuerdo a la forma del lecho cromatográfico

Cromatografía en Columna


Cromatografía Plana

Clasificación de acuerdo al estado físico de la fase móvil

Cromatografía de Gases (GC)

Cromatografía Líquida (LC)

Cromatografía con Fluido Supercrítico (SFC)

Clasificación de acuerdo al mecanismo de separación

Cromatografía de Adsorción

Cromatografía de Reparto

Cromatografía de Intercambio Iónico

Cromatografía de Exclusión

Cromatografía de Afinidad

Técnicas especiales

Cromatografía con Fase Invertida

Cromatografía con Fase Normal

Análisis Isocrático

Elusión con Gradiente

Cromatografía Bidimensional

CROMATOGRAFÍA EN COLUMNA (CC)

Es una técnica de separación en la que el lecho estacionario está contenido dentro de un tubo de vidrio

vertical. La muestra es aplicada líquida o sólida (adsorbida por fase la estacionaria). Posteriormente se

agrega el eluente por la parte superior del tubo cromatográfico y se recogen volúmenes definidos por el

analista de eluente luego de ser eluído por el tubo cromatográfico, separando una muestra en sus

componentes como se ilustra en la figura 1:


CROMATOGRAFÍA EN CAPA FINA (CCF)

Es la técnica de separación en la qu e la fase estacionaria está sobre un plano formando una capa de

partículas sólidas extendida sobre un soporte, tal como una placa de vidrio o aluminio ((Thin Layer

Chromatography, TLC), la muestra es aplicada en puntos o en banda, para posteriormente ser e luída

dentro de un tanque cromatográfico como se ilustra en la figura 2.

Si los componentes de la muestra (manchas) no son coloreados, se requiere de métodos que nos

permitan visualizarlos componente presentes. Este procedimiento también se conoce este como

“revelado de la placa”.

El revelado de las placas se puede realizar mediante dos métodos:

• Método químico (por inmersión o rociado de reactivos coloreantes). Se obtienen derivados coloreados o

fluo rescentes de los componentes de la muestra.

• Método físico (ópticos). Generalmente se utiliza mediante la radiación con luz UV a la placa

cromatográfica a 254nm y/o 365nm.

La cromatografía en capa fina como método cualitativo y cuantitativo, siempre requiere contar con un

estándar de referencia para comparar su valor de factor de retardo (Rf) y el color de la mancha del


estándar al ser revelada con agentes químicos, con los datos experimentales obtenidos.

El factor de retardo (Rf) es un valor relativo par a cada sustancia y depende de las condiciones

cromatográficas con que se haya trabajado (fase móvil, fase estacionaria, eluente y el tiempo de

saturación). Se define como el cociente entre la distancia recorrida por el centro de la mancha y la

distancia re corrida simultáneamente por la fase móvil como se ilustra en la figura 3.

Rf para la mancha 1 = a / X

Rf para la mancha 2 = b / X

Rf para la mancha 3 = c / X

Los valores de Rf siempre son menores o iguales a uno (Rf = 1).

CAROTENOIDES

Los tetraterpenoides más conocidos son los pigmentos liposolubles amarillos –rojos denominados

carotenoides, los cuales se encuentran ampliamente distribuidos en el reino vegetal y en diversos tipos

de tejidos. Se conocen al go más de 400 carotenoides. A los pigmentos hidrocarbonados se les denomina

CAROTENOS, y a los oxigenados XANTOFILAS. Se conocen también tetraterpenos incoloros como el

fitoeno y el fitoflueno, pero han sido menos estudiados que los carotenoides. La única diferencia

estructural entre los tetraterpenoides coloreados e incoloros es el mayor número de enlaces dobles

conjugados en los primeros.

Los tetraterpenoides, a diferencia de otras clases de terpenoides, no poseen sistemas anulares

complejos y son acíclic os, mono- o biciclicos. Los miembros acíclicos contienen básicamente el siguiente

esqueleto:


Debe notarse que la molécula es simétrica a cada lado de la línea punteada y puede racionalizarse como

la unión de dos radicales diterpénicos tipo fitilo. Las variaciones se introducen por enlaces dobles y

grupos funcionales tales como hidroxilos, epóxidos, carboxilos, etc. A medida que se aumenta el número

de enlaces dobles se incrementa la posibilidad de isomerismo CIS-TRANS, y muchos de los problemas

de la química de los carotenoides proviene de la dificultad para distinguir y separar isómeros geométricos

de este tipo. La mayoría de los carotenoides nativos son todo trans, y al nombrarlos se asume por defecto

que tienen la configuración trans a menos que se cite la geometría cis.

La ciclización puede ser a uno o ambos lados de la cadena. Cuando solo hay ciclización en uno de los

extremos se les denomina carotenoides del tipo IONONA:

Algunos pigmentos como la bixina y la crocetina tienen menos de 40 carbono s pero se clasifican como

carotenoides porque las peculiaridades de su estructura sugieren que se derivan de la degradación de

carotenoides, en lugar de producirse a partir de unidades más pequeñas. Los apo -carotenoides son

compuestos C -27 o C-30 derivados probablemente de la degradación de Xantofilas.

Hasta el momento no ha sido asignada ninguna función general a los carotenoides.

Existen indicios de que son receptores de luz para el fototropismo. Como los pigmentos florales podrían

participar en la atracc ión de insectos, pero principalmente se cree que funcionan como pigmentos de

cloroplastos de las hojas. Hasta cierto grado la luz absorbida por los carotenoides puede transferirse a la

ferredoxina o la clorofila, donde es usada para la fotosíntesis. Tambié n se tienen evidencias de que los

carotenoides protegen a la clorofila contra la fotodestrucción por luz de corta longitud de onda p. ej:

Longitudes de onda cercanas a 400 nm donde tanto las clorofilas como los carotenoides absorben

intensamente. Las plantas albinas carecen de carotenoides y clorofilas bajo condiciones normales de

crecimiento, pero bajo luz débil son capaces de acumular clorofila. En condiciones normales de luz la


clorofila se destruye rápidamente porque los carotenoides no están presentes para protegerla.

El carotenoide más ampliamente distribuido es el BETA-caroteno, el cual constituye casi el 0.1% de las

hojas verdes secas. La luteína es la xantofila más importante de hojas y puede encontrarse en mayores

concentraciones que el Alfa-caroteno. La mayoría de carotenoides tienen la misma cadena central del B-

caroteno y difieren solamente en las porciones correspondientes a los dos anillos.


. Deshidratación

En un erlenmeyer seco se colocan unos 30 g. de tejido fresco triturado finamente en un mortero. Se

añade un volumen suficiente de etanol al 95% para que recubra la muestra. Se calienta a ebullición sobre

un baño maría durante 5 minutos. Se filtra en caliente con un algodón, procurando que la masa

semisólida quede libre del solvente.

b. Extracción

A la masa semisólida se adiciona un volumen suficiente de diclorometano (también puede usarse

cloroformo) en una campana de extracción y se remueve con una varilla de vidrio para que el solvente

extraiga los carotenoides.

Debe tenerse precaución con el manejo de estos solventes pues son bastante volátiles y algunos son

muy tóxicos.

El extracto se filtra. El residuo sólido se puede reextraer varias veces con el fin de obtener el mayor

rendimiento posible. Los extractos filtrados se juntan, se trasvasan a un embudo de separación y se

añade si es necesario un volumen de solución de NaCl saturada. La fase orgánica se recupera, se seca

con sulfato de sodio anhidro y se filtra. El filtrado con los carotenoides se concentra hasta un volumen

aproximado de 5 ml, mediante aplicación de calor suave (40 -50 °C) y vacío. El extracto concentrado de

carotenoides se tapa y se guarda para protegerlo de la luz, la humedad, el calor y el aire.

c. Selección de otra fase móvil El extracto de carotenoides se a nalizar por CCF con la serie eluotrópica

siguiente:

• n-Hexano

• n-Hexano/Acetato de Etilo 4:1




• Acetato de etilo


Utilizar como reveladores en su orden los siguientes, dibujando lo más precisamente posible, y anotando

en cada caso las observaciones como colores, fluorescencia, manchas:

• A simple vista

• Luz UV 254 nm

• Luz UV 366 nm

• Vapores de yodo

d. Fraccionamiento cromatográfico y análisis espectral Con el mejor eluente seleccionado previamente,

proceder a realizar el fraccionamiento a escala mayor del extracto por cromatografía en columna CC ó

cromatografía en capa preparativa CCP. Las fracciones coloreadas se recogen (ó se raspan en el caso

de la CCP), se enumeran y se les determina su espectro visible en el rango de 3 50 a 550 nm. Es

importante tener en cuenta que para de terminar el espectro cada compuesto debe estar disuelto en

hexano, y no tener residuos de otros solventes.

La Tabla 2 muestra los Rf y los máximos de absorción (en éter de petróleo) de varios carotenoides

comunes. La figura 2 muestra el espectro visible d el licopeno obtenido de una muestra de tomate rojo.


Material Vegetal: • 30g de muestra vegetal fresca triturada o rallada (Tomate de aliño rojo, Pimentón verde-rojo, zanahoria,

Pimentón rojo, ahuyama, mango cáscara roja, pasta de tomate, salsa de tomate, espinacas, etc.)

Muestra vegetal fresca triturada o rallada (Tomate de aliño rojo, pimentón verde-rojo, zanahoria, pimentón

rojo, ahuyama, mango, pasta de tomate, salsa de tomate, etc.)

Reactivos y Materiales

• Erlenmeyer 250 ml

• Sílica gel para columna

• 1 columna de cromatografía

• n-hexano puro (ó éter de petróleo)

• Acetato de etilo puro

• Metanol ó etanol para extraer (destilado)

• Algodón o gasa


• Papel filtro

• Sulfato de sodio anhidro 15g.

• Capilares

• Tubos de ensayo limpios

• Lápiz de grafito

• Tanque para cromatografía

• Baño María

• Rotaevaporador

• Mortero con pistilo

• Licuadora

• Espectrofotómetro UV-Visible

• Etanol puro 50mL.

Erlenmeyer 250 ml

Sílica gel para columna

1 columna de cromatografía

N-hexano puro (ó éter de petróleo)

Acetato de etilo puro

Etanol para deshidratar

Algodón

Papel filtro

Sulfato de sodio anhidro 15 g.

Capilares

Tubos de ensayo limpiosy secos

Reactivo de Carr —Price

Lápiz de grafito


Frasco para cromatografía

Rotavapor

Mortero con pistilo

Licuadora

Espectrofotómetro UV-Vísible

NOTA= Consultar los carotenoides presentes en el material vegetal asignado para esta práctica y su color

antes de ir a la sección de clase.







Metodología









PREGUNTAS Y EJERCICIOS Debe incluir nombre vulgar y científico de la muestra analizada, parte de la planta analizada, familia

vegetal, análisis de los valores Rf y los espectros visible comparándolos con los reportados en la

literatura. Informar cuáles carotenoides se logró identificar.




TOTAL





3




3

CONTENIDO




5

La información presentada como diagrama de flujo no tiene orden lógico ni es relevante en el

La información presentada como diagrama de flujo no cumple con una de las siguiente


5


abordaje del tema (0 puntos) características: Orden y relevancia de en la información (2 puntos)




7





4




3

TOTAL 30



PRESENTACION




2

METODOLOGÍA




3

RESULTADOS




2




6





5





5




5

CONCLUSIONES



5




5




6





5

TOTAL 50

Retroalimentación



PRÁCTICA No. 4. DETECCIÓN DE ÁCIDOS FENÓLICOS EN TEJIDOS VEGETALES.


http://www.google.com.co/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=12&ved=0CC4QFjABOAo&url=http%3A%2F%2Fwww.biblioteca.upibi.ipn.mx%2FArchivos%2FMaterial%2520Didactico%2FManualProdNaturalesagosto2010.pdf&ei=xwZ5Uq6CAfS2sASU7oHIBA&usg=AFQjCNGafh0vZFF7SCs2Q9bkTBVFwe63lg. Julio 16 de 2014

Tipo de Práctica


Otra, Cuál?



Temáticas de la práctica Identificación Ácidos Fenólicos.

Intencionalidades formativas Propósito Adquirir referentes conceptuales y prácticos que permitan identificar la presencia de metabolitos secundarios en muestras biológicas. Objetivo Determinar los ácidos fenólicos en tejidos Vegetales. Meta El aprendiente identificará tecnicas y características fundamentales para la identificación de metabolitos secundarios de tipo fenólicos en muestras vegetales Competencia Identificará con propiedad la presencia de ácidos fenólicos dentro de los extractos de muestras biológicas.


Los compuestos fenólicos incluyen un amplio grupo de substancias vegetales que poseen como

característica común un anillo aromático que contiene uno o más sustituyentes hidroxilos. Como los

compuestos fenólicos son todos aromáticos, muestran una intensa absorción en la región UV del

espectro electromagnético.

Los compuestos fenólicos tienden a ser solubles en agua, sin embargo frecuentemente en los






organismos vivos se encuentran combinados con azúcares como glucósidos y por lo tanto generalmente

están ubicados en las vacuolas de los vegetales.

Tanto los fenoles libres como los ácidos fenólicos son considerados como grupo único ya que la mayoría

de las veces se identifican juntos durante el análisis fotoquímico de las plantas. Los ácidos p-

hidroxibenzóico, vainíllico y siríngico se encuentran usualmente presentes en las angiospermas, sin

embargo, en las gimnospermas se ha indicado que el ácido siríngico está ausente. Otros ácidos como el

salicílico o el o-protocatecuíco son característicos de las Ericáceas.


Colocar hojas (5-10 g aproximadamente) del material vegetal elegido; también puede analizarse un

helecho o el cuerpo fructífero de un hongo. En cada caso, sumergir los trozos del tejido en un matraz

Erlenmeyer de 250 mL con HCl 2M (cantidad suficiente para que cubra las hojas) y calentar por 1 hora en

un baño de agua hirviente. Enfriar, decantar y extraer la fase acuosa con acetato de etilo en el embudo

de separación (3 lavados con 20 mL cada uno). Separar el extracto orgánico y concentrar a sequedad en

el rotaevaporador. Disolver cada residuo en 1-2 gotas de etanol de 95%. Analizar por cromatografía en

capa fina cada extracto hidrolizado, para ello utilizar placas de sílicagel de 25 mm y desarrollar la

cromatografía, por duplicado utilizando ácido acético-cloroformo (1:9) como eluyente. En las placas

cromatográficas colocar también patrones de ácidos vainíllico, phidroxibenzóico y siríngico. Después de

desarrollar las placas, dejarlas secar, observarlas bajo luz ultravioleta y en seguida revelarlas primero con

el reactivo de Folin y luego con vapores de amoniaco, además de otros reveladores indicados por el

profesor (Ver apéndice 2 para su preparación). Los ácidos aparecerán como manchas azules o malva en

un fondo blanco con el reactivo de Folin. Verificar la presencia de ácido siríngico en el tejido de

angiospermas y notar la ausencia de ácidos de este tipo en el tejido de plantas inferiores o

gimnospermas.


Material Vegetal: Hojas frescas de angiospermas y gimnospermas (alumno), Acetato de etilo, Acetona, cloroformo, Ácido

acético, Hidróxido de amonio 2M, Ácido p-hidroxibenzóico, Ácido vainíllico, Ácido siríngico, Ácido

salicílico, Reactivo de Folin, ácido clorhídrico 2 M (500 mL), etanol de 96°

Reactivos y Materiales 5 Tubos para resonancia

2 Matraces Erlenmeyer 250 mL


2 Vasos de precipitados de 100 mL 2 Vasos

de precipitado de 10 mL


1 Embudo de separación de 150 mL 1

Cámara cromatográfica con tapa

1 Baño de agua con temperatura controlada

1 Lápiz suave

1 Regla de plástico de 30 cm

1 Vaso de precipitados de 50 mL

1 Soporte Universal y anillo

Rotaevaporador

Lámpara de Luz UV

Cromatoplacas de silicagel de 20X20cm







Metodología

Conocimiento previo para el desarrollo de la práctica. El estudiante deberá revisar de manera Unidad I del módulo del curso en el que se incluyen los aspectos relevantes con manejo de muestras biológicas y métodos extractivos. Forma de trabajo: Se organizarán grupos de trabajo (subgrupos) para el desarrollo del componente práctico, para lo cual tendrán acceso a los materiales y reactivos y puedan desarrollar el trabajo práctico.


Antes de iniciar el proceso es importante que el tutor acompañante revise conceptos básicos requeridos para el abordaje de la práctica.







PREGUNTAS Y EJERCICIOS En la siguiente tabla resuma los resultados obtenidos a partir de la cromatografía en capa fina.

Rfs Color Compuesto probable Especie vegetal

Muestra Estándar Muestra Estándar

2.- Indicar la estructura de los ácidos fenólicos empleados como estándar en la práctica.

3.- Realizar la discusión de resultados y comparar con datos bibliográficos.

CUESTIONARIO

1.- ¿Qué importancia tiene el estudio de los ácidos fenólicos?

2.- Hacer un diagrama de su ruta biosintética de los ácidos fenólicos utilizados en al práctica.





TOTAL





3




3

CONTENIDO




5




5




7





4




3

TOTAL 30




PRESENTACION




2

METODOLOGÍA




3

RESULTADOS




2




6





5




5




5

CONCLUSIONES



5




5




6






5

TOTAL 50

Retroalimentación



PRÁCTICA No. 5. ANÁLISIS DE ACEITES ESENCIALES EN SEMILLAS



Tipo de Práctica


Otra, Cuál?



Temáticas de la práctica Identificación Ácidos Fenólicos.

Intencionalidades formativas Propósito Adquirir referentes conceptuales y prácticos que permita aplicar técnicas extractivas de aceites esenciales. Objetivo Extraer aceites esenciales desde semillas de especies vegetales. Meta El aprendiente identificará tecnicas y características fundamentales para la extracción de aceites esenciales de semillas de especies vegetales. Competencia Identificará las especies con potencial producción de aceites esenciales y el método más efeciente en la extracción.


Los aceites esenciales pertenecen al grupo de los terpenoides. Bajo este término se agrupa a una

enorme cantidad de sustancias vegetales que tienen como característica fundamental originarse a partir

de una ruta biosintética común. Todos los terpenoides tienen como punto de partida la molécula del

isopreno: CH2 = C (CH3) - CH = CH2 y su esqueleto carbónico se constituye a partir de dos o más de

esas unidades de 5 carbonos. En su calidad de terpenoides, los aceites esenciales pueden ser

químicamente divididos en 2 grupos: mono y sesquíterpenoides (C10, C15), los cuales difieren en el






intervalo de su punto de ebullición: monoterpenoides entre 140 a 180°C y sesquiterpenoides > 200°C.

Los aceites esenciales son los responsables de los aromas y sabores característicos encontrados en

muchas plantas. Por ello son comercialmente importantes en la perfumería, la industria de la alimentación

y la medicina.

Entre las familias de plantas que son especialmente ricas en aceites esenciales se incluye a las

compuestas, pináceas, rosáceas, rutáceas y umbelíferas, estas últimas serán motivo de estudio en esta

práctica.


Moler las semillas en el mortero, cubrirlas con éter y dejar reposar el extracto durante 30 min.

Decantar y concentrar el extracto a baño María o tomar una placa cromatográfica y trazar una línea

horizontal, a una distancia de 2 cm. del borde inferior de la placa. Sobre la línea trazada, aplicar con las

micropipetas los extractos por analizar, es decir, apoyando el capilar sobre la línea. Repetir varias veces

la aplicación de las muestras. Preparar otra placa de la misma manera. Introducir las placas

cromatográficas en la cámara de elusión la cual deberá contener la mezcla de tolueno:acetato de etilo

93:7, tapar la cámara y esperar a que el eluyente suba hasta 0.5 cm. del borde superior, (40-60 min.

aproximadamente). Sacar las placas de la cámara, marcar inmediatamente con el lápiz la distancia

recorrida por la mezcla eluyente y dejarlas secar. Observar las placas bajo luz UV y marcar las manchas.

Asperjar la primera placa con el revelador vainillina-ácido sulfúrico, calentar a 100°C durante 10 minutos

para desarrollar color. Asperjar la segunda placa con el revelador 2,4-dinitrofenilhídrazina (DNP) y

observar las manchas de color naranja, alternativamente la placa se puede asperjar con el revelador de

anisaldehído-ácido sulfúrico, calentando a 100°C por 10 minutos para desarrollar color.


Material Vegetal: Semillas de anís (Pinpinella anisum L.), cilantro (Coriandrum sativum L.), comino (Cominum cyminum L.),

eneldo (Anethum graveolens L. ), perejil (Pertroselinum crispum L.), Cardamomo (Elleteria cardomomum

L. Maton), alcaravea (Carum carvi L.) (alumno), Eter etílico Tolueno, Revelador de anisaldehído en medio

ácido*, Revelador vainillina-ácido sulfúrico*, Revelador 2, 4-dinitrofenilhídrazina* (*ver apéndice 2 para su

preparación)

Reactivos y Materiales 2 Pipetas de 1 mL

1 Mortero con pistilo

1 Matraz volumétrico de 25 mL

2 Vasos de precipitados de 10 mL

1 Vaso de precipitado de 250 mL


1 Probeta de 25 mL

1 Matraz bola de 250 o 500 mL

5 Micropipetas

1 Agitador de vidrio

2 Placas cromatográficas de silicagel FG254, de 20 X 20 cm.

1 Cámara cromatográfica con tapa

Parrilla eléctrica.

Estufa de aire forzado

Lámpara de luz UV







Metodología









PREGUNTAS Y EJERCICIOS 1.- En el cuadro 1 se presentan los valores de Rf de diferentes aceites esenciales encontrados en

semillas de plantas de la familia umbelíferas, haz un cuadro con los datos obtenidos en la cromatografía y

compara los valores de Rf con el cuadro 1, escribe las conclusiones a las que llegues.

Cuadro 1.- Listado e identificación por Rf y color de algunos de los aceites esenciales presentes en las

semillas de las umbelíferas en estudio.


2.- Escriba las estructuras químicas de los compuestos identificados.

CUESTIONARIO

1.- Describe las principales funciones de los aceites esenciales en las plantas

2.-. Describe por lo menos 3 métodos de análisis que se reportan para el estudio de aceites esenciales

3.- Escribe cual es la ruta metabólica de biosíntesis de los aceites esenciales.




TOTAL





3




3

CONTENIDO




5




5




7





4





3

TOTAL 30



PRESENTACION




2

METODOLOGÍA




3

RESULTADOS




2




6





5




5




5

CONCLUSIONES



5

Las conclusiones presentadas no Las conclusiones son claras, Las conclusiones son claras y 5


son claras ni se sustentadas en las observaciones y datos recopilados. (0 puntos)

pero no se ajustan a las observaciones y datos relacionados. (2 puntos)

ajustadas a las observaciones y datos recopilados. (5 puntos)




6





5

TOTAL 50

Retroalimentación



PRÁCTICA No. 6. EXTRACCIÓN DE CAFEINA DE HOJAS DE TÉ NEGRO.



Tipo de Práctica


Otra, Cuál?



Temáticas de la práctica Técnicas extractivas.

Análisis de Alcaloides.

Intencionalidades formativas Propósito Identificar las principales metodologías extractivas de alcaloides a a partir de fuentes vegetales. Objetivo Extraer cafeína desde hojas de Té Negro. Meta El aprendiente identificará y aplicará técnicas extractivas de alcaloides a partir de fuentes vegetales. Competencia Analizará fuentes potenciales de alcaloides para aplicar técnicas extractivas.


La cafeína es uno de los más importantes metil derivados naturales de la xantina (1, 3, 7-trimetilxantina).

La concentración de este alcaloide, que se encuentra en el café, té, nuez de cola, mate, etc., varía dependiendo de las condiciones climáticas y topográficas en las que se desarrollan los cultivos de donde






se extrae. Se ha encontrado un intervalo de variación entre 2.0 a 4.6% de cafeína en dichos vegetales.

La cafeína presenta varias acciones farmacológicas de interés terapéutico. Es fisiológicamente activa produciendo un efecto estimulante sobre el sistema nervioso central (SNC). La popularidad de las bebidas que contienen cafeína es parcialmente debida a este efecto; sin embargo, su consumo en exceso puede causar efectos irritantes tales como nerviosismo e insomnio. Además de su efecto sobre SNC la cafeína actúa sobre el riñón para producir diuresis; estimula el músculo cardiaco y relaja el músculo liso, especialmente el bronquial.

REACTIVOS Y DISOLVENTES:

Hojas de Té Negro Camellia sinensis L. o en su defecto bolsitas de te negro (alumno), Diclorometano, Acetato de plomo al 10%, Agua destilada, Hidróxido de amonio Acetona, Yoduro de potasio, Yodo, Metanol, Acetato de etilo, Agua oxigenada, carbonato de calcio, Papel filtro, Ácido clorhídrico, Tela de algodón.


Poner a hervir 100 mL de agua destilada en vaso de precipitados de 400 mL. Sumergir en el vaso 10-11 g de hojas de té (cinco bolsitas de té negro) y hervir por 15 min. Enfriar, remover las bolsas de té, exprimiéndolas con unas pinzas. Añadir 5.0 g de carbonato de calcio y calentar por 5 min.

Filtrar la mezcla a un vaso limpio a través de la tela de algodón y exprimir la tela. Filtrar ahora con vacío en un embudo Büchner para eliminar por completó el residuo de té. Enfriar el filtrado a temperatura ambiente y pasarlo al embudo de separación; añadir 30 mL de diclorometano y agitar el embudo suavemente, dejar separar las fases, quitar el tapón del embudo y drenar la fase orgánica inferior de la fase acuosa superior. Repetir la extracción de la fase acuosa con dos porciones más de diclorometano (30 mL c/u). Evaporar el disolvente en el rotaevaporador. Purificar la cafeína cruda con acetona. Dejar secar los cristales. Pesar el producto, determinar su p.f. y efectuar las siguientes pruebas:

a).- Poner unos cuantos cristales de cafeína en una cápsula de porcelana y añadir 3 gotas de H202 + 3 gotas de HC1. Evaporar a sequedad con calor y añadir 2 gotas de hidróxido de amonio; observar la formación de un color púrpura. (Prueba de la Murexida).

b).- Como prueba adicional obtener el espectro UV de la cafeína, observándose λ max a 278 nm.

c).- Alternativamente realizar la cromatografía en capa fina utilizando como mezcla eluyente acetato de etilo: metanol: agua (100:13.5:10). Revelar con el revelador de yodo/yoduro de potasio en medio ácido.


Material Vegetal: Hojas de Té Negro Camellia sinensis L. o en su defecto bolsitas de te negro (alumno), Diclorometano, Acetato de plomo al 10%, Agua destilada, Hidróxido de amonio Acetona, Yoduro de potasio, Yodo, Metanol, Acetato de etilo, Agua oxigenada, carbonato de calcio, Papel filtro, Ácido clorhídrico, Tela de algodón.

Reactivos y Materiales 1 Matraz Erlenmeyer de 125 mL

1 Anillo metálico


2 Vasos de precipitados de 400 mL

1 Embudo de vidrio tallo corto


1 Vaso de precipitado de 50 mL

1 Embudo de separación de 500 mL

1Matraz Erlenmeyer de 50 mL

1 Matraz Kitazato de 500 mL

1 Vidrio de reloj

1 Embudo Büchner de 8 cm diam.

1 Agitador de vidrio

1 Recipiente p/baño María

1 Pipeta Pasteur

1 Soporte metálico

1 Parrilla de calentamiento

1 Espátula

1 Cápsula de porcelana

Balanza analítica

Rotaevaporador







Metodología









PREGUNTAS Y EJERCICIOS Resultados

1.- Indicar el rendimiento de cafeína obtenido (escribir los cálculos correspondientes)

2.- Indicar los valores del punto de fusión, Rf experimental y espectro de la cafeína obtenida y compararlo con datos bibliográficos, hacer la discusión correspondiente y escribir conclusiones.

3.- Escriba las estructura química de la cafeína y las reacciones químicas con su mecanismo de reacción, que se efectúan en la la prueba de Murexida.

CUESTIONARIO

1.- Mencione fuentes naturales para el aislamiento de cafeína, incluyendo la referencia bibliográfica

2.- Explique el fundamento del proceso de extracción de cafeína

3.- En que se basa el proceso de recristalización por par de disolventes


4.- Menciona los principales usos que se le dan a la cafeína y sus efectos fisiológicos.

3.- Escriba cual es la ruta metabólica de biosíntesis de la cafeína.




TOTAL





3




3

CONTENIDO




5




5




7





4




3

TOTAL 30




PRESENTACION




2

METODOLOGÍA




3

RESULTADOS




2




6





5




5




5

CONCLUSIONES



5




5

Las conclusiones no se soportan en los datos obtenidos, no se soportan en los marcos teóricos y/o conceptuales de la temática

Las conclusiones se soportan en los datos obtenidos pero no en los marcos teóricos y/o conceptuales de la temática

Las conclusiones son soportadas en los datos obtenidos y en los marcos teóricos y/o conceptuales de

6


abordada. (0 puntos) abordada. (2 puntos) la temática abordada. (6 puntos)





5

TOTAL 50

Retroalimentación




Manual de Prácticas de Labortorio de Farmacognosia y Fitoquímica. 2008. Universidad de Antioquia Facultad de Química Farmacéutica. Departamento de Farmacia.

Manual de Prácticas de Productos Naturales. 2010. Instituto Politécnico Nacional. Unidad Profesoral Interdisciplinar de Biotecnología.

R. H. Petrucci, W. S. Harwood, F. G. Herring, Química General, 8ª ed.; Prentice Hall, 2003.

Gómez Díaz, J. J. y Rodríguez Moreno, G. N. Prácticas de química II. Dirección General de Educación Tecnológica Industrial, SEP. 2007.

Norman, J. Análisis cualitativo y química inorgánica. Cía. Editorial Continental S.A. de C.V., México. 2009

Obendrauf, V. Taller de Química Instantánea. Centro Mexicano de Química en Microescala. Universidad Iberoamericana. Mayo, 2002.

Materiales de laboratorio en vidrio y otros materiales. http://medicina.usac.edu.gt/quimica/eqlab/Equipo_de_Laboratorio.htm

http://medicina.usac.edu.gt/quimica/eqlab/Equipo_de_Laboratorio.htm

productos naturales

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