PRACTICA N° 1

AZUCARES REDUCTORES Y NO REDUCTORES, CARAMELIZACIÓN Los azúcares son carbohidratos de bajo peso molecular, cristalinos y solubles en agua, pudiendo ser monosacáridos, di-tri y tetrasacáridos, de acuerdo al número de azúcares que posea su molécula; ejemplo:

Grado de Polimerización Homo Hetero

Reductor No reductor Reductor No reductor

Celobiosa Trealosa Lactosa Sacarosa

Di (2) Isomaltosa Maltulosa

Maltosa

Gentibiosa

Tri (3) Maltotriosa ------ -------- Rafinosa

Tetra (4) Maltotetraosa ------ -------- Estaquiosa

Penta (5) Maltopentaosa ------ -------- Verbascosa

De los datos anteriores haremos las pruebas químicas de: Azúcares reductores Azúcares No Reductores

Hidrólisis ácida a no Reductores Azúcares reductores y no reductores Se determinarán con el reactivo de Fehling. Tomar en tubos de ensayo una pequeña muestra de cada azúcar y agregar el reactivo de Fehling y cinco gotas de agua. Agitar e introducir al baño maría (Fehling no da en medio ácido). La aparición en el fondo de un color marrón (precipitado), demuestra presencia de azúcar reductor. En caso negativo se tratará de un azúcar No reductor y se procederá a realizar hidrólisis ácida. Hacer a la (s) muestra (s) que no presentaron precipitado con Fehling la hidrólisis ácida, para separar los azúcares del mini-polímero y practicar nuevamente sobre el hidrolizado la prueba de Fehling. (Neutralice el medio)

Hidrólisis ácida. Tomar una pequeña muestra del azúcar problema, disolverlo en un poco de agua (1 cc), agregar HCl al 10% (1 cc) y calentar a 100° C, durante 10 minutos. Luego neutralizar el medio con NaOH y realizar nuevamente la prueba de Fehling, como se describió en el anterior numeral Otras sustancias sobre las que se realizará la prueba de Fehling: Fructosa Maltosa Glucosa Manitol Manosa Vainillina Galactosa Jugo de limón Sacarosa Gaseosa dietética

Informar: De las sustancias anteriores cuales son reductores y no reductores. De qué es el precipitado que se forma? Reacción química?. Composición del reactivo de Fehling. Caramelización Prepare 3 cápsulas de porcelana con las siguientes mezclas: A. 1.0 g de Sacarosa y 5ml de agua para humedecer. B. 1.0 g de Glucosa y 5 ml de agua para humedecer. C. 1.0 g de Fructosa y 5 ml de agua para humedecer. Caliente moderadamente hasta obtener caramelo, observando el orden en que se produce el fenómeno, y anote cambios de color y aroma en tiempos iguales. Al comenzar la fusión, al empezar el cambio de color y al finalizar, remueva con un agitador de vidrio; tome una muestra y disuélvala en 10 ml de agua y determine pH igualmente, presencia de azúcares reductores con Fehling.

Preguntas 1. Qué ocurre con el pH? Por qué? 2. Cuál reacción explica el fenómeno de la caramelización? 3. Qué producto es el caramelo? Cuál es su fórmula química? 4. Qué debe dar la prueba Fehling sobre la vainillina? 5. Qué espera de la prueba de Fehling sobre el jugo de limón y por qué?

PRACTICA # 2

ALMIDONES GELIFICACIÓN Y RETROGRADACIÓN

Objetivo general Estudiar algunos fenómenos de gelatinización y retrogradación que presentan los almidones.

Objetivo especifico

Comparar las características de los geles obtenidos a partir de diversos almidones y harinas.

Estudiar los fenómenos que ocurren al adicionar sustancias como sacarosa y ácidos, sobre

la gelatinización.

Observar y comparar los efectos del almacenamiento sobre los geles obtenidos.

Determinar el tiempo de cocción de una muestra de arroz.

Teoria

El almidón se halla muy difundido en la naturaleza como material de reserva de los

vegetales. Sus propiedades funcionales son de importancia en muchos alimentos. El almidón

se encuentra en las células vegetales bajo la forma de partículas insolubles, o gránulos. El

gránulo de almidón es un sistema heterogéneo que consiste principalmente en dos

compuestos distintos:

la amilosa, que es esencialmente un polímero lineal

la amilopectina, que es un polímero muy ramificado.

La proporción relativa de amilosa y amilopectina varía de un almidón a otro. En general, los

almidones contienen más amilopectina que amilosa, por ejemplo en el almidón de maíz

ordinario la relación es de aproximadamente 1:3

Primera parte

Técnica básica de la preparación del gel y mediciones a tomar.

Ingredientes

Almidón........................................................................15 g o harinas 28 g

Agua.............................................................................236 ml

1. En un beaker humedezca el almidón o harinas con un poco de agua.

2. Agregue gradualmente y agitando, el agua restante, hasta obtener una suspensión

homogénea.

3. Caliente esta suspensión agitando continua y suavemente, hasta formar el gel. Anote

temperatura de gelificación.

4. Transfiera el gel a dos recipientes transparentes y déjelos alcanzar temperatura ambiente.

Marque uno (GA) y el otro (GR).

5. Refrigere y posteriormente mida la altura de los geles dentro de los moldes. Observe su

transparencia sabor y consistencia.

6. Reserve el gel ( R ) en nevera y mida en el gel ( A ) la curvatura.

% Curvatura Gel: Altura vaso - Altura Gel x 100%

Altura del vaso

Haga sus mediciones y calcule porcentaje de curvatura.

GA: Gel a temperatura ambiente

GR : Gel a refrigeración

Segunda parte

Efecto de la adición de sacarosa sobre la gelatinización.

Utilizando la técnica básica, prepare y mida geles adicionando al almidón, antes de agregar

agua, a una muestra 25 gramos de sacarosa y llene en vaso (SA) y (SR). Efectúe todas las

mediciones anteriores.

Tercera parte

Efecto de la adición de ácido sobre las características de Gelatinización.

Prepare un gel con solución 0.1N y 0.25N de ácido cítrico y llámelo (AA) (AR). Efectúe en él

todas las mediciones.

Nota: almacenar todas las muestras (A) a temperatura ambiente y luego observar el

almacenamiento y retrogradación, en dos días; y las (R) almacenarlas en refrigerador. Medir

los ángulos de curvatura.

Cuarta parte

Determinación del tiempo de cocción de una muestra de arroz mediante

elaboración de una curva de gelatinización por el método RANCHINO.

En un beaker de 400 ml mida 275 ml y lleve a ebullición fuerte: Agregue una muestra de 10

gramos de arroz. Al cabo de 15 minutos de cocción, extraiga, con una cuchara ovalada

previamente calentada en agua hirviendo, por lo menos 10 granos enteros y dispóngalos

sobre un vidrio. Recubra con otro vidrio y comprima los granos de manera que se pueda

observar la gelatinización de los gránulos de almidón.

Se consideran transformados solamente los granos que presentan aspecto gelatinoso en

toda su extensión, es decir que no presentan punto opaco.

Para obtener el porcentaje de gelatinización correspondiente al tiempo de cocción empleado

se multiplica por 10 el número de granos gelatinizados.

A partir del minuto 15 se continúa midiendo el porcentaje de gelatinización con intervalos de

1 minuto, hasta obtener por 3 veces consecutivas un grado de gelatinización del 100%.

Bibliografia

Griswdol. R.M. The Experimental stady of food. Boston

Safield. A. Prácticas de Ciencia de los alimentos. Acribia, 1977.

PRACTICA N0. 3

AISLAMIENTO Y ALGUNAS VALORACIONES DE PECTINAS

Objetivo Familiarizar al estudiante con algunas técnicas comunes de extracción de materias primas, de gran aplicación en tecnología de alimentos.

Materiales y reactivos necesarios

4 Naranjas Verdes 1 Cuchillo por grupo

8 Limones Verdes - Nevera

4 Mangos Verdes - Agua

2 Toronjas - Alcohol

- Vidrio o bandeja plástica - Lienzo (traer)

Método

Cortar en pequeñas piezas, los albeodos congelados o frescos, y colocarlos en beaker con agua acidulada pH = 2.2, calentar a 95°C – 100°C, aproximadamente 30 minutos. Filtrar por lienzo y al filtrarlo agregarle alcohol (etanol) del 95% cuando este frío.

Extraer nuevamente en idénticas condiciones y agregar alcohol. El precipitado siruposo que

se forma, extenderlo sobre una lámina de vidrio y secarlo en estufa a 40 – 60°C; (si se

dispone de reactivos se puede recristalizar) luego pasar las laminillas formadas, por tamiz

malla 80.

Preguntas

1. Por que la pectina se extrae en agua acidulada?

2. Que ocurre cuando la pectina se precipita con alcohol?

3. Con que otro reactivo se podria precipitar la pectina?

4. Realice la estructura de la pectina y señale los puntos sensibles para esta practica, es

decir el de la solubilidad en agua acidulada y el de formación de gel con el alcohol u otro

reactiv

Estructura de la pectina

Bibliografia

FERREIRA A., Salomón, Revista Colombiana de ciencia. Químicos

Farmacéuticos, Vol. 3 No. 1. 1976. Universidad Nacional

De Colombia.

PRACTICA # 4

SEPARACIÓN DE LAS PROTEÍNAS DE LA LECHE. Físicamente, la leche consiste en tres fases distintas: una solución acuosa continua (suero de leche), en la cual están dispersos diminutos glóbulos de grasa y partículas sólidas, aún más pequeñas (micelas), de caseína. Las proteínas se encuentran presentes y son importantes en las tres fases. Caseínas: cuantitativamente,éste es el grupo más importante de proteínas de la leche, y proveen más de las tres cuartas partes del nitrógeno de la leche. La caseína puede ser aislada fácilmente por precipitación isoeléctrica a pH 4.6. Las proteínas no caseínicas de la leche también reciben el nombre de “ proteínas del suero” pues no se ven afectadas cuando precipita la caseína durante el proceso de cuajado y se mantienen en solución en el sobrenadante (suero). Entre éstas las principales son las lactoalbúminas, lactoglobulinas. Procedimiento

En un beaker de 250 ml, coloque 200ml de leche descremada. Caliente en un baño maría hasta 38°C. Agregue en forma lenta (mientras se agita suavemente con un agitador de vidrio) ácido

acético al 10% hasta llegar a un pH de 4.6 Nota: Procure mantener la temperatura entre 30 y 38°C, con el fin de obtener un precipitado de buena granulación, porque a bajas temperaturas y débil acidez da un cuajo fino, blando y semilíquido difícil de separar del suero.

Una vez conseguido el pH, agite con la misma suavidad por dos minutos más y deje reposar por otros diez minutos.

Filtre la caseína a través de una tela fina y conserve el filtrado (Suero).

Lave la caseína con agua destilada, dos o tres veces, eliminando las aguas del lavado.

Exprima, seque con papel absorbente y pese la caseína obtenida.

Calcule el rendimiento, así:

100x leche de muestra la de Peso

obtenida húmeda Caseína la de Peso %Caseína

(Tome como densidad de la leche, el valor de 1.030g/cc)

Mida el volumen de suero, neutralícelo en dos porciones de igual volumen.

A una de las fracciones, adicione lentamente igual volumen de NH4SO4 al 50% Con agitación constante y deje en reposo mínimo media hora, para separar las globulinas

insolubles.

Filtrar la globulina

A la segunda fracción, agregue con agitación suave, solución de NaOH al 10% hasta alcanzar un pH = 10.5

Llevar el contenido a un baño maría hirviendo y agregue solución de ácido sulfúrico al 5% para lograr la precipitación de la albúmina. Nota: Debe agitar permanentemente, durante la adición del ácido. Filtrar

Aplicar la prueba de Biuret, para las tres proteínas así: En un tubo de ensayo colocar una pizca de la muestra. Agregue 1 ml de agua desionizada. Agite para disolver. Adicione 3 ml de NaOH al 33%, tres gotas de CuSO4 al 1% Mezcle bien y observe coloración

PRACTICA # 5

ENZIMAS Y SU DESEMPEÑO EN LOS ALIMENTOS (CHO)

La saliva es producida por las glándulas parótidas submaxilares y sublinguales, así como también por las glándulas bucales y membranas mucosasde la boca, garganta y esófago. La saliva contiene un 99.5% de agua. El material sólido que contiene incluye ptialina (amilasa salivaria), varias proteínas y otras sustancias como úrea, ácido úrico, colesterol, calcio, sodio, potasio, fosfato, etc. El pH promedio es de 6.8 PARTE A: Determinación del pH óptimo en la acción de la Ptialina. Procedimiento

Coloque en una gradilla 5 tubos de ensayo y márquelos pH 8.0; 7.4; 6.8; 5.2

Añada a cada tubo 5 ml de la solución amortiguadora de su respectivo pH. A continuación añada a cada tubo 2 ml de almidón al 1%, 1 ml de cloruro de sodio al a.1M, 1 ml de saliva diluida y 3 gotas de lugol (contiene yodo)

(saliva prepararla así: 1 ml de saliva en 9 ml de agua destilada)

Coloque todos los tubos numerados, en un baño de agua a 38°C y determine cual tubo alcanza primero el punto acrómico (sin color), es decir cuando el color azul típico de la reacción de almidón con yodo desaparece.

Preguntas 1. Cuál es el pH óptimo para la Ptialina? 2. Cómo explica la acción incontinua de la Ptialina en el estómago? 3. Qué ocurre cuando se alcanza el punto acrómico? 4. Cuál es la reacción del almidón con el lugol?

PARTE B Influencia de la temperatura sobre la acción de la enzima Ptialina o amilasa salival. Procedimiento

Tome 4 tubos de ensayo y preparelos asi: El primero, en mezcla de agua-hielo El segundo, temperatura ambiente El tercero, en baño maría a 38°C El cuarto, temperatura ambiente para la enzima desnaturalizada (referencia).

Añada a cada uno de 3 tubos, 5 gotas de saliva diluida (1:9) y 2.0 ml de solución de almidón al 1.0%, y mezcle bien. Aparte al cuarto tubo añada 2 gotas de saliva diluida que haya sido calentada en agua hervida por 5 minutos, más los 2.0 ml de almidón al 1.0%.

A intervalos de 5 minutos, saque una muestra de cada tubo y agregue dos gotas de yodo a 0.01N y note la velocidad de digestión en cada tubo; cuando no haya color azul, se da por terminada la reacción. Por qué?

Qué prueba podríamos realizar para saber que ocurrió? Preguntas 1. A que temperatura se alcanza primero el punto acrómico? 2. Qué significa que los otros tubos permanezcan iguales? Es decir que continúen dando azul

la prueba con el yodo?

Practica # 6

OXIDACIÓN BIOLOGICA – PARDEAMIENTO ENZIMATICO Objetivo

Estudiar la reacción de oxidación biológica en algunos alimentos (papas, plátanos, bananos) y observar como influye en tratamientos de los tejidos de la muestra. Equipos y materiales

Cuchillos de acero inoxidable

Beaker (4) Vidriograf rojo Gradilla para tubo de ensayos Termómetros Pipeta graduada de 10 ml

4 bandejas de icopor Baño maría Bananos (5) Plátanos maduros (1) Papas (3) Guineo (1)

Murrapo(2) Limón (1)

Reactivos

Catecol % Pirogalol 1% Fenol 1% Acido cítrico 0.5-1.0% Carbonato ácido de sodio 1% Sulfito ácido de sodio 2, 4, 6 %

Acido clorhídrico diluido (1:10) Agua desionizada

Procedimiento

Tratamiento físico de los tejidos y su efecto en la reacción de pardeamiento.

1. Cortar en dos trozos longitudinales la cuarta parte de un banano. 2. Desmenuzar uno de los trozos y colocarlo en un vidrio de reloj, junto al trozo entero. 3. Cronometrar el tiempo transcurrido a la aparición del color marrón, en la muestra entera y

en la desmenuzada. 4. Observar el color en amabas muestras y anotar diferencias de acuerdo al tratamiento

físico, en la parte exterior e interior de cada una en iguales tiempos. Informar diferencias. Dar conclusiones.

Efecto del calor en la reacción. 1. Macerar rápidamente en un mortero, medio banano y colocar aproximadamente de a 1.0

gramo en cuatro diferentes tubos de ensayo marcados A,B,C, y D 2. Agregar 5.0 ml de agua Tubo A: Calentar el contenido con un mechero y dejarlo hervir por un minuto Tubo B: Colocar en baño maria a 100°C por un minuto Tubo C:Colocar en baño maria 50°C por un minuto Tubo D:Dejar a temperatura ambiente . Informar grado de pardeamiento en los cuatro tubos a los 15 minutos

Investigación de las sustancias del banano que causan reacciones de

pardeamiento (sustratos fenólicos). Sustratos fenolicos

Colocar en una bandeja de icopor cuatro trozos de banano y numerarlos A,B,C y D y remojarlos rápidamente con soluciones así: Trozos A + 1ml de solución de catecol al 1% Trozos B + 1ml de solución de pirogalol al 1% Trozos C + 1 ml de solución de fenol 1% Trozos D + 1 ml de agua destilada

FAVOR NO CONFUNDIR LAS PIPETAS

Observar los trozos y comparar el grado de pardeamiento. Si la sustancia de la solución toma parte en la reacción de pardeamiento, aumentará la velocidad.

OH

OH

OH

Pirogalol

OH

OH

Catecol

OH

FENOL

Determinación del tiempo óptimo de calentamiento para inhibir reacción de

pardeamiento.

A. 1. Tomar cinco tubos de ensayo, marcarlos con 5,10,15,30 y 60 segundos. 2. Colocar en cada uno 1.0 gramo de puré de banano y 5 ml de agua destilada, dejarlos

durante 5,10,15,30 y 60 segundos a 100°C respectivamente. 3. Enfriarlos y a cada tubo agregarles cinco gotas de catecol al 1%. 4. Observe 5. Informar tiempo máximo para inhibir pardeamiento. Para que se agregar el catecol al 1%?................................................... B. 1. Cortar 6 trozos de papa a la francesa. 2. Cortar uno de los trozos longitudinalmente y colocarlo en la bandeja de icopor, con el lado

cortado hacia arriba remojarlo con catecol al 1%. 3. Colocar los 5 trozos de papa restantes en el baño de agua hirviendo y comenzar a contar

el tiempo, de minuto en minuto, e ir sacando los trozos al 1,2,3,4 y 5 minutos respectivamente.

4. Inmediatamente enfriar el trozo y partirlo por la mitad remojarlo con catecol y colocarlo hacia arriba.

5. Dejar los 6 trozos en una bandeja; hacer un gráfico de coloración. Comentar el efecto de la temperatura en la velocidad de destrucción de la enzima?..................................................................

Efecto del pH.

Colocar 5 trozos de papa sobre la bandeja y agregar a cada una las siguientes soluciones: A. Acido cítrico al 1% B. Acido cítrico al 0.5% C. Jugo de limón D. Agua E. Carbonato ácido de sodio al 1% Dejar transcurrir el tiempo, y comparar el pardeamiento.

EFECTO DEL SULFITO ÁCIDO DE SODIO. Usar puré de banano. Agitar el tubo para mezclar. Tomar cuatro tubos de ensayo: Tubo A: Adicionar 1 ml de sulfito ácido de sodio al 6% Tubo B: Adicionar 1 ml de sulfito ácido de sodio al 4% Tubo C: Adicionar 1 ml de sulfito ácido de sodio al 2% Tubo D: Adicionar 1 ml de agua. Determinar la concentración a la que inhibe el sulfito ácido de sodio el pardeamiento.

Sustratos fenolicos por especies botánicas interfamilia.

Tomar un banano, un plátano hartón, un guineo, un murrapo y cortar cada uno en rodajas. Colocar una fila de cada uno y agregar reactivos en el siguiente orden: Usar bandeja de icopor Catecol Pirogalol Fenol Agua Nada

1 0 0 0 0 0 Banano 2 0 0 0 0 0 Hartón 3 0 0 0 0 0 Guineo 4 0 0 0 0 0 Murrapo

Cada círculo es una tajada redonda o transversal del banano, hartón, guineo, etc. Informar las sustancias fenólicas naturales en cada variedad. Aconsejar la mejor variedad para usos tecnológicos. Traer un vegetal diferente a los de la práctica para averiguar el sustratos fenólico, como: aguacate, tomate, manzana, durazno, tomate de árbol o cualquiera de su preferencia.

Preguntas. Traerlas en forma de preinforme con todas las normas técnicas. 1. Por qué el vegetal desmenuzado como el banano se pardea más que el entero? 2. Que tipo de enzima es la catecolasa?, cual es su clasificación CI:... 3. Cuando una fenolasa actúa sobre su sustrato cual es la reacción que se produce? 4. Cual es la estructura de la melanina y su reacción de formación completa y explicada. 5. Cual es la formula de ácido cítrico

Cual es la formula del carbonato ácido de sodio y porque inhiben el pardeamiento enzimático. Cuales son las concentraciones permitidas para su uso, cuales son las restricciones.

6. A que temperaturas se inhiben las fenolasas , catecolasa, pirogolasa, tiroxinasa? Dar bibliografia. Bibliografia Joslyn, M.A. and Ponting, J.D. Enzyme catalizeol oxidative. Schmidt- Hebbel H. Ciencia y Tecnología de los alimentos. Santiago Universitaria. 1973. Pg. 48-5

PRACTICA # 7

LÍPIDOS

Los lípidos representan con sus grupos grasas y aceites, la fuente más importante de energía

procedente de los alimentos , pues otorgan 9 Kcal/gr, el doble de lo que proporcionan

proteínas y carbohidratos. Los lípidos ya sea como triglicéridos, fosfolípidos, colesterol o

ésteres de colesterol, realizan función importante de estructura, composición y permeabilidad

a las membranas y paredes celulares.

Otro compuesto de naturaleza lípidica , como la lecitina, son útiles como emulsionantes.

Los ácidos grasos en los sistemas biológicos contienen generalmente un número par de

átomos de carbono, típicamente entre 14 –24. Los más comunes son los de 16 y 18

carbonos; la cadena alquídica puede ser saturada o tener uno o más dobles enlaces. Las

propiedades de los ácidos grasos y de los lípidos derivados de ellos están relacionados con la

longitud de su cadena y con el grupo insaturado.

Reactivos y equipos necesarios

cucharadita mantequilla

cucharadita de margarina

100 ml de aceite vegetal (comercial)

10 gr de sebo

Aceite vegetal crudo

Reactivo de hubb

Centrífuga

Parrilla

KOH

Alcohol

Procesamiento

Saponificación

Tomar 5gr de aceite, sebo o grasa y saponificarlo según instrucciones. Leer

saponificaciones. Tomar el insaponificable y sobre él, practicar la prueba de:

Solubilidad en solventes polares y apolares

Por qué cambia la solubilidad

Plantee la reacción de saponificación:

Prueba de Insaturación

Tomar 5 tubos de ensayo y agregar a cada uno: aceite diferente (5 gotas), grasa, sebo y

agregar el Reactivo de Hubb,gota a gota hasta obtener un color rosa constante, anotar el

número de gotas gastadas hasta obtener el color rosa de la muestra patrón, que corresponde

a reactivo de Hubb en diclorometano.

Cual muestra es mejor nutricionalmente?

Por qué?

Qué es el Reactivo de Hubb?

Explique la reacción.

Reacción de Hubb

Punto de humo.

Colocar en beakers, 5 0 6 muestras diferentes de aceites, grasas y mantequilla; aplicarles

calor y determinar con el termómetro la temperatura a la cual se alcanza el punto de humo

(humo blanco). Sacar conclusiones.

Prueba de frío.

Es el tiempo necesario para provocar el enturbiamiento de un aceite contenido en un

recipiente, sumergido en un baño de hielo. Determinar a diferentes aceites su punto de frío.

Sacar conclusiones.

Fosfolípidos (Desgomado)

A una muestra de aceite crudo, agregarle 10% de agua y centrifugar. Aparecerá un

precipitado blanco que es de Lecitina(s).

CH O COR2

O COR1

CH2 O P O

O

CH2 CH2N

+CH3

CH3

CH3

LECITINA

CH2

O

Prueba de solubilidad.

Tomar 5 tubos de ensayo y agregar a cada un 1ml de:

- Aceite + diclorometano

- Mantequilla + éter

- Aceite + alcohol puro

- Sebo + éter

- Aceite + agua

Qué observa

Cuál es su conclusión

PRACTICA # 8

PARDEAMIENTO NO ENZIMATICO

Objetivo

Ilustrar las reacciones de pardeamiento químico Maillard, usando diferentes azúcares y aminoácidos o proteínas y caramelización. Equipos y materiales. Gradilla

Mechero Pinza para tubo Beaker de 250 y 400 ml Cuchillo de acero inoxidable

Reactivos

Glucosa Fructosa Sacarosa Aminoácidos Aceite de cocina (250 ml)

Acido cítrico

Procedimiento

1 Colocar en cada tubo de ensayo una pequeña cantidad de un aminoácido y una cantidad igual de un azúcar reductor o no reductor. Mezclarlos bien y humedecerlos con 0.5 ml de agua, calentar en mechero. Observar color y olor. Calentar para las reacciones aproximadamente entre 100°C – 180°C en mechero, sin carbonizarlos.

MEZCLA A INVESTIGAR

AZÚCAR COMPUESTO AMINICO O NO COLOR AROMA

Glucosa Grupo no aminico (cítrico)

Sacarosa Caseina

Glucosa Lisina o Triptofano

Glucosa Leucina

Glucosa Acido aspártico

Fructosa Tirosina

Fructosa Acido aspártico

2. Pardeamiento de papas fritas. Pelar tres papas, cortarlas en rodajas y/o en formas diferentes (triángulos, círculo y rectángulo); escaldarlas en agua a 100 °C, durante un minuto. Dividir las papas en los tres grupos de acuerdo a su forma, para identificar cada grupo. Colocar en remojo los grupos de la siguiente manera y durante una hora.

Grupo 1 En agua Triángulos

Grupo 2 Glucosa al 1% Círculos

Grupo 3 Sacarosa al 1% Rectángulos

Después de una hora, freír los tres grupos de papas, al mínimo tiempo y en la misma sartén . Separar los grupos y anotar las diferencias de coloración desarrolladas en iguales tiempos.

3.

Caramelización

Prepare 3 cápsulas de porcelana con las siguientes mezclas:

1 g de sacarosa y 5 ml de agua para humedecer 1 g de glucosa y 5 ml de agua para humedecer 1 g de fructosa y 5 ml de agua para humedecer

Caliente moderadamente hasta obtener caramelo, observando el orden en que se produce el fenómeno, y anote cambios de color y aroma en tiempos iguales. Al comenzar la fusión, al empezar el cambio de color y al finalizar, remueva con un agitador de vidrio; tome una muestra y disuélvala en 10 ml de agua y determine pH igualmente, presencia de azúcares reductores con Felhing.

Preguntas

1. Proponga la reacción de Maillard 2. Proponga la reacción de caramelización 3. Porque se produce el pardeamiento 4. Haga una evaluación critica de la práctica 5. Explique la reacción de pardeamiento de la vitamina C

PRACTICA # 9

PIGMENTOS LIPOSOLUBLES PROVITAMINAS

Carotenos en alimentos preparados

Las vitaminas son un factor importante en nuestros alimentos, pues desde el punto de vista biológico se come para vivir; pero los procedimientos tecnológicos han creado nuevos problemas, ya que los alimentos preparados industrialmente, muestran deficiencias en cuanto al contenido de estos nutrientes esenciales llamadas vitaminas. En los tratamientos a los alimentos se debe medir la cantidad final de los nutrientes al término del proceso, y balancear la necesidad dietética de acuerdo a lo ingesto diario recomendado por la OMS. La adición de nutrientes a los alimentos tiene diferentes objetivos; la definición de los términos relacionados con dicha adición es la siguientes: Recuperación: Adición para reponer el contenido nutritivo original Refuerzo : Adición de nutrientes en cantidades considerables, suficientes para que un alimento tenga un contenido superior al original. Enriquecimiento: Adición de cantidades determinadas de nutrientes, seleccionados según un estandar. Numerosos carotenoides de plantas y hongos presentan actividad de vitamina A y, al ser ingerido por los animales se transforman metabólicamente en vitaminas A. Dado que en la naturaleza los caarotenoides son predominantemente hidrocarburos no solubles en agua, se asocian con los lípidos.

OH Alcohol vitamina A

Objetivo Hacer una separación de los pigmentos liposolubles en alimentos crudos y procesados ricos en carotenos o provitamina A , mediante la cromatografía en a capa fina. Materia prima

12 g de pasta de tomate 30 g de salsa de tomate 12 g de ahuyama 2 tomates

1 paquete de crema de tomate Maggi 1 paquete de crema de camarones 1 huevo 1 onza de aceites de palma

Sistema de eluente

25 ml de mezcla de hexano-tolueno (4:1 por volumen) 25 ml de mezcla de Diclorometano- Metanol (24.1 por volumen)

Solventes para la extracción.

30 ml de acetona 5 ml de hexano

Materiales y equipos

2 Beaker de 100ml

1 parrilla eléctrica 1 Tubo de ensayo de Papel de filtro (100 x 150 mm) Tubos capilares

1 Pipeta de 1 ml 1 probeta de 25 ml

Teoria El tomate y los otros de esta práctica, contienen como pigmentos, sustancias de la familia de los carotenos (color naranja o rojo), que son extraídos con los solventes a utilizar. También de la de las xantofilas (de color amarillo) pigmentos muy poco solubles en estos reactivos. Las xantofilas son hidrocarburos susutituidos con funciones carbonilo, hidroxilo y óxido, lo cual les confiere a éstas un carácter más posible seprar las dos clases de familias. A su vez,los componentes de cada familia pueden separar las dos clases de familias. A su vez, los componentes de cada familia pueden separarse entre sí, si ellos difieren apreciablemente en su paolaridad. El princiupal pigmento del toamte es le Licopeno (de la familia de los carotenoides), pero que no posee acción vitamínica. Averigua por qué? Y consulta su estructura En placas de gel de sílice y con un solvente poco polar (ej. Hexano-benceno 4:1 por volumen), se eluirán los componentes menos polares de la pasta de tomate, mientras que los más polares permanecerán en el origen de aplicación. Estos necesitan para su elución de un solvente más polar (ej, Diclorometano-metanol 24:1 ). Procedimiento

Coloque aproximadamente 12 g de pasta de tomate o 10 g de otra materia prima en un tubo de ensayo. Agregue 10 ml de acetona, y caliente moderadamente con agitación en un baño de vapor.

Deje sedimentar el sólido y decante cuidadosamente la solución a un erlenmeyer limpio de 50 ml Repita la digestión (5.1) veces más combinando los extractos de acetona en el

erlenmeyer. Aplique con un capilar, a 1 cm del borde inferior de las dos placas, aproximadamente unas

10 microgotas, de la fase de acetona; deje que se seque , y repita la aplicación otras vez (después de cada aplicación se debe secar la mancha para evitar un ampliamiento de ella).

Coloque las placas en la cámara con el eluente hexano-tolueno (4:1), teniendo cuidado que el solvente no llegue hasta el origen de la mancha. Permita que se desarrolle la placa

hasta que el frente del solvente esté a 1 cm del borde superior (aproximadamente 20-30 minutos). Retire entonces las placas y marque el frente del solvente.

Deje que las placas se sequen (se pueden colocar unos 2-3 minutos en la estufa a 80°C), e introduzca una de ellas en la cámara con el eluente DMC- metanol (24:1). Terminando el desarrollo, marque al frente del solvente.

Tratamineto de los datos

Haga en su cuaderno de laboratorio un diagrama de cada placa, que describa la posición de las bandas y sus respectivos colores.

Calcule los valores de RF para cada mancha en los dos sistemas eluentes. Diga cuáles manchas pueden ser carotenos y cuáles xantofilas. Explique. ¿Qué es RF? ¿Qué es cromatografía de capa delgada? De que depende el Rf?

Que es un eluente? Que es el frente? Que se diferencia en el cuadro de cromatografía?

PRACTICA # 10 PIGMENTOS HIDROSOLUBLES

ANTIOCIANINAS.

Son un grupo de pigmentos rojizos, azules, morados, solubles en agua, ampliamente difundidos en el reino vegetal. Numerosas frutas, vegetales y flores deben sus atractivos colores a este grupo de compuestos hidrosolubles. Todas las antocianinas son derivados del catión Flavilo básico. La estructura fundamental de las antiocianidinas, que son antocianinas sin el o los grupos Azúcar es:

Un pigmento antiociánico está compuesto por un aglicón (Antocianidina) unido a uno o más azúcares. Los azúcares encontrados hasta ahora son: glucosa, ramnnosa, galactosa, xilosa, arabinosa. La importancia de las antocianinas en los alimentos como colorantes, pues no se reportan mayores beneficios,conduce a métodos diferentes para su separación e identificación, los cuales se suelen basr en cromatografia de capa fina.

OH

OH

o

+HO

Objetivo Realizar la separación de los pigmentos hidrosolubles (ANTIOCIANINAS- ANTOCIANIDINAS) por métodos cromatográficos en capa fina. Materiales

Berenjenas Fresas

Repollo morado Repollo verde Cerezas Remolacha Moras

Uvas negras Uvas verdes Tomate de árbol Vino

Procedimiento Tomar 0.5g de muestra, colocarla en un tubo de ensayo, agregar 1 ml de HCl –Metanol (99 metanol + 1 HCl) y triturarlo con una varilla de vidrio hasta que el líquido esté fuertemente coloreado. Retire el líquido sobrenadante, concentre y utilícelo para la Cromatografía. ¿ Qué ocurre en este paso? Prepare la placa cromatográfica según instrucciones: Practica #9 Aplique sobre la placa, de 5 a 8 gotas para obtener una mancha vigorosa, espere que seque entre aplicación y aplicación. Se introduce la placa en la cubeta y se deja hasta que el eluente llegue casi al extremo de la placa. Eluente: n-butanol-Ac. Acetiglacial-Agua (60:15:25). Se retira la placa y se seca. Introduzca la placa en la cubeta para revelar, la cual está saturada con amoniaco puro. Observe el cambio de color y mida el Rf. Trabaje bajo campana de extracción.

Preguntas

Consulte la estructura de 3 antocianinas diferentes Cual es la estructura responsable del color de la mora Que estructura es la que asciende en la placa de cromatografía Para que se agrega HCl-Metanol