Manual Practico de Parasitologia_LUIS ADAN 2013

Universidad Nacional Autónoma de Nicaragua-León BAC 2013Manual práctico de parasitología

1. Uso, cuidado y manejo del microscopio, Medición de parásitos

Introducción

Una de las herramientas de un laboratorio de parasitología es un microscopio de luz. Este tipo de

microscopio recibe este nombre ya que permite el paso de luz no alterada a través de un sistema

de lentes de manera que produzca un campo brillante donde se puedan observar pequeños

objetos. Es un instrumento delicado y costoso, por lo tanto, su manejo requiere pericia y

conocimiento de la teoría. Esto último es especialmente para obtener resultados óptimos de las

observaciones microscópicas.

Partes de un microscopio

El microscopio de luz es un aparato óptico usado para amplificar y resolver detalles finos de un

objeto microscópico. Está compuesto de diferentes partes (figura 1):

1. Mecánica,

2. Óptica

3. Iluminación

1. Parte mecánica

Tubo: sostiene al ocular y al objetivo y los mantiene separados por la distancia de trabajo

correcta.

Brazo: continuación de la base o pie que permite movilizar al microscopio con la mano.

Platina: sostiene las preparaciones con la muestra colocadas sobre una perforación

central que deja pasar la luz que viene del condensador o del espejo.

Pinzas: sostienen a la lámina portaobjeto con firmeza sobre la platina

Revolver: pieza que sostiene los objetivos y que permite colocarlos alternativamente en

posición de trabajo.

Tornillo macrométrico: mueve la platina hacia arriba o hacia abajo, con rapidez para

acercar la preparación a la distancia de trabajo aproximada del objetivo. Se usa para hacer

el enfoque aproximado del objetivo.

Luis Adán Mairena Alvarado Página 1


Figura 1: Microscopio de luz y sus partes



Tornillo micrométrico: mueve muy lentamente la platina, hacia arriba o abajo,

permitiendo ajustar el enfoque con exactitud y seguridad. Está diseñado de modo que una

revolución de la perilla sube o baja la platina del microscopio en 0.2 mm. De este modo,

se pueden hacer mediciones de espesor con escala en la perilla graduada en micrómetros.

2. Parte óptica

Oculares: compuesto por lentes que multiplican el aumento del objetivo. Están ubicados

en la parte superior del tubo. Un buen ocular (10X) puede permitir un aumento total de

1000x.



Objetivos: se encuentran ubicados en la parte inferior del tubo, en el revólver.

Normalmente un microscopio dispone de cuatro objetivos: 4X, 10X, 40X y 100X,

independientes e intercambiables. Sus distancias de trabajo son: 15mm, 4mm, 0.5 mm y

0.1 mm respectivamente (figura 2).

Figura

2:

Objetivo y sus

partes

1. Parte

lumínica

Lámpara: se emplea una bujía que emite una luz con una longitud de onda determinada

provista por el fabricante del equipo, que funcionara adecuadamente en dependencia del

voltaje que usted utiliza en su laboratorio (110 w o 120 w).



Diafragma: este sirve para controlar el diámetro del haz de luz que indique en el plano

del objeto. Por medio de este puede ajustarse el campo luminoso en el objeto, de manera

que concuerde con el campo visual del microscopio. Al cerrar este diafragma hasta que

quede apenas más grande que en el campo de observación se disminuye la luz dispersa,

con lo que mejora la resolución y el contraste. En pocas palabras sirve para ajustar el

paso de luz de la lámpara al condensador en dependencia del objetivo que estemos

utilizando.

Condensador: es un sistema de lentes que sirve para enfocar en el objetivo el haz de luz

proveniente de la lámpara, formando para tal efecto un cono luminoso cuyo vértice se

sitúa en el plano del objeto. Los condensadores más comunes son los de tipo ABBE, que

no están corregidos de aberración cromática ni de esfericidad, pero son útiles para los

trabajos corrientes. Los condensadores de aplanaticos están corregidos de aberración

esférica y cromática pero son muy costosos. Los condensadores ordinarios de tipo

ABBE usualmente tienen una abertura numérica de 1.25 y pueden tener una lente

superior abatible que se aparta a un lado cuando se utilizan objetivos de poco aumento

(2X, 4X). otros condensadores tienen aberturas numéricas (AN) de hasta 1.40 y

funcionan con inmersión en agua o aceite.

La razón de que se use un condensador de 1.25 AN es que el objetivo de inmersión

(100X) tiene una AN de 1.25. Si se empleara un condensador de una AN menor no se

podría aprovechar toda la capacidad de resolución de este objetivo (figura 3).



Figura 3: características de objetivos comunes para microscopia en campo claro.

Conservación y cuidados del microscopio

El cuidado del microscopio consiste esencialmente en la limpieza. Los microscopios no se

desgastan y no sufren de desalineamientos ni desajustes mecánicos. Tampoco requieren de

engrase de sus cremalleras y cojinetes ya que vienen lubricados de por vida. El único

procedimiento es el cambio de la lámpara. Un microscopio mantenido limpio durara

eternamente.

1. El polvo y la humedad son los principales enemigos de su microscopio. Después de

usarlo cúbralo con una funda para protegerlo del polvo y guárdelo en un lugar fresco y

seco.

2. De vez en cuando puede limpiar el estativo con un paño de hilo o de gamuza. No emplee

como limpiadores solventes orgánicos como alcohol, éter, o thinner ya que podría

deteriorar la pintura de las pizas de plástico. Utilice mejor un paño humedecido con

detergente neutro.

3. Los componentes ópticos deben conservarse impecablemente limpios. El polvo

depositado en la superficie de los oculares debe quitarse con un paño muy suave o papel

lente humedecido con alcohol etílico.



4. Asegúrese de limpiar el aceite de los objetivos de inmersión inmediatamente después de

su uso. Utilice para esto papel lente para no rayar el lente. Si es necesaria una mayor

limpieza puede humedecer ligeramente el papel con bencina o xilol. Evite el exceso de

disolvente ya que este puede penetrar en el interior del lente y puede arruinarlo. Por

ningún motivo desarme los objetivos o los oculares para limpiarlos, ya que el conjunto

de lentes de un objetivo ha sido alineado y ajustado en fabrica con extrema precisión.

Calibración y medición de quiste, huevos y trofozitos de parásitos

Para medir los elementos presentes en el campo microscópico es necesario disponer de una

escala apropiada en el ocular del microscopio. Ahora bien antes de utilizar esa escala habrá que

calibrarla. Los micrómetros oculares son discos planos de vidrio que llevan grabada una escala

lineal dividida en 50 o 100 pequeñas divisiones. Estas divisiones tienen diferentes valores de

medición con arreglo al poder de resolución del objetivo utilizado. El valor de medición se

calcula utilizando un micrómetro de platina provisto de una escala calibrada en divisiones y

subdivisiones de 0.01 mm. Para calibrar el micrómetro ocular se procede del modo siguiente:

Figura 4: calibración de los oculares de un microscopio de luz



1. Retirar el ocular (de 10X o de otra graduación) del microscopio y desenroscar la lente

superior o inferior. Colocar la escala sobre el diafragma situado en el interior del

ocular, con el lado grabado contra la superficie inferior del lente. Volver a enroscar y

reinsertar el ocular en el microscopio.

2. Colocar el micrómetro de platina sobre la platina del microscopio y enfocar con el

objetivo de menor aumento en algún segmento de la escala con el ocular de 10X.

3. Ajustar el micrómetro de platina desplazando esta de manera que la línea 0 del

micrómetro ocular quede exactamente sobre la línea 0 del micrómetro de platina.

4. Sin mover el micrómetro de platina, encontrar otro punto en el extremo derecho en el

que coincidan con exactitud otra dos líneas. Este segundo par de líneas superpuestas

debe estar lo más alejado posible de la línea 0. La distancia dependerá del objetivo

utilizado.

5. Contar en el micrómetro ocular el número de divisiones entre la línea 0 y el punto

donde se superpone el segundo par de líneas. En la figura 4 adjunta, por ejemplo: este

número indicado por la línea de puntos, equivale a 33 unidades del ocular.

6. Contar luego el número de líneas divisorias de 0.1 mm entre la línea 0 y el segundo par

de líneas superpuestas en el micrómetro de platina; en la figura, este número, indicado

por la flecha, equivale a 0.22 mm.

7. Calcular la longitud representada por una unidad del ocular

33 unidades del ocular = 0.22 mm

1 unidad del ocular =0.2233

x10 mm = 0.066 mm = 6.6 um

Así pues, 1 unidad del ocular = 6.6 um para este objetivo (10X). Cada objetivo del

microscopio debe de calibrarse por separado.



Otra forma y un poco más sencilla de hacer los cálculos es mediante el siguiente ejemplo:

Mediciones

Objetivo A B formula factor

4 X 27 100 100 x 10 / 27 37.03

10X 68 100 100 x 10 / 68 14.70

40X 100 37 37 x 10 / 100 3.7

100X 98 14 14 X 10 / 98 1.4

Factor = B x10

A

Calibración

Con un frotis teñido con Whirtg o Giemsa, observar los eritrocitos con el micrómetro ocular

medir cuantas líneas mide un eritrocito, anotar la medición y multiplicar por el factor de

multiplicación del objetivo: Eritrocito: 4 unidades

Objetivo: 100X

Factor: 1.4


B: número de líneas contadas en el micrómetro del objetivoA: número de líneas en el micrómetro ocular 10: factor de conversión de mm a um

Medición = unidades x factorMedición = 4 x 1.4 = 5.6 = 6 um

Buena calibración


2. Preparación y fijación de muestras fecales y Examen General de Heces

Introducción

Las muestras fecales deben llevarse al laboratorio lo más pronto posible después de obtenidas,

pues los trofozitos pierden motilidad y las características morfológicas en pocas horas. La

putrefacción por multiplicación bacteriana, puede hacer que la muestra sea inadecuada después

de tiempo prolongado. Las muestras con más de un día de obtenidas, favorecen la incubación de

algunos huevos de helmintos, lo cual dificulta su reconocimiento. Si es indispensable conservar

la muestra para envió o examen posterior, se recomiendan los siguientes métodos.

Refrigeración: es el método más sencillo y práctico, cuando la conservación debe hacerse

por algunas horas o por un día. El frasco con la muestra debe colocarse en el refrigerador a

una temperatura de 4 oC, pero no en el congelador.

Preparaciones selladas en porta objetos: pueden hacerse con vaselina o barniz de uñas,

aplicados en los bordes del cubre objeto. Se obtienen preparaciones semi permanentes con el

método de la doble laminilla, que consiste en cubrir la muestra con una laminilla pequeña

sobre la cual se aplica bálsamo y una laminilla de mayor tamaño.

Formol o formalina: se mezcla una cantidad aproximada de 3 gr de heces fecales por cada

10 ml de formol o formalina diluidos al 5% o 10%. Este mantiene la muestra sin

descomposición, disminuye el mal olor y fija los parásitos para estudios posteriores. Con

este método se conservan bien los huevos de helmintos y los quistes de protozoos, no así las

larvas y trofozitos.



Reactivo de MIF (methiolate, iodo, formol): tiene doble utilidad, pues además de fijar los

parásitos, los colorea. Se prepara de la siguiente forma:

Se aconseja disolver primero el ioduro de potasio en

agua destilada y luego agregar los cristales de iodo, agitando lentamente hasta que se disuelva;

finalmente se filtra.

El MIF se prepara mezclando 2.35 ml de la solución madre con 0.15 ml de3 lugol fresco. Con la

mezcla se pueden hacer dos tipos de preparaciones:

Conservación en frasco o portaobjeto. Se toma 1 gr de heces frescas, se coloca en un

frasco de vidrio de boca ancha con tapón de rosca y se le agregan 10 ml de MIF; se

mezclan con un aplicador o palillo se las heces son formadas y se agitan si son liquidas.

Este material puede preservarse por un año o más.

En porta objeto se utiliza colocando una pequeña porción de materia fecal; esta

preparación se cubre con lámina para verla al microscopio o se sella para estudio

posterior.


Solución madre

Agua destilada 250 ml

Methiolate 1:100 200 ml

Formol

concentrado

25 ml

Glicerina 5 ml

Lugol (se prepara cada 3 semanas)

Cristales de iodo 1.5 gr

Ioduro de potasio 4.0 gr

Agua destilada 100 ml


Reactivo de PVA (Alcohol Polivinilico): es una resina que se presenta como un polvo

blanco, con los nombres comérciales de Elvanol o Gelvatol. Debidamente mezclado con un

fijador es buen preservante para trofozoitos y quistes, los cuales conservan su morfología

por mucho tiempo. Con este método es necesario hacer coloraciones para la identificacio9n

de los parásitos, como hematoxilina férrica o coloración tricromica. La preparación del

reactivo sé hacer de la siguiente manera:

Solución saturada de cloruro de mercurio

(Se obtiene mezclando 140 gr de la sustancia

en cristales, con 1,000 ml de agua destilada.

Se calienta y se mezcla; después de fría se

decanta y filtra)

62.5 ml

Alcohol etílico al 95 % 31.0 ml

Glicerina 1.5 ml

Ácido acético glacial 5.0 ml

Mezclar y luego agregar 5 gr de alcohol polivinilico calentando 75 oC, hasta que la suspensión se

aclare. Con ella se pueden hacer dos tipos de preparados:

Preparación en placa: se mezclan 3 gotas del fijador con un poco de materia fecal y se

deja secar. Esta preparación se puede guardar durante 2 meses para coloración posterior.

Conservación en frasco: mezclar una parte de heces con 3 partes del fijador y se conserva

tapado. De ahí se hacen las preparaciones microscópicas para colorear después de secas.

Si se gelifica el contenido del frasco puede licuarse por calentamiento a baño maría.



Examen General de Heces (EGH)

Este examen nos guía o más bien orienta cuando existe sospecha clínica de alguna enfermedad o

infección de orinen parasitario, en el cual se evalúan muchos aspectos, pero que principalmente

consta de tres partes (macroscópico, químico y microscópico), aunque en la mayoría de

laboratorios solamente se realiza el macroscópico y el microscópico.

Examen macroscópico

Este examen puede conducir al diagnóstico de muchas alteraciones patológicas del tracto

gastrointestinal, de origen funcional o infeccioso, tales como ictericia obstructiva, mala

absorción, obstrucción rectosigmoidal, neoplasma, colitis ulcerativa, sangrado del tracto

gastrointestinal, etc. Además este examen puede revelar la presencia de parásitos macroscópicos.

Por consiguiente, es esencial que al efectuar el EGH, se determinen plenamente las

características del aspecto macroscópico de estas de modo que sea posible interpretar su

significado clínico.

En el examen macroscópico de las heces se determinan las siguientes características:

consistencia, color, presencia de pus, mucus y sangre, así como también, la existencia de

algunos helmintos.

Consistencia: se evalúa en cuatro grados mediante los términos: duras, pastosas, blandas

y acuosas o diarreicas. Las heces de consistencia dura son producidas generalmente por

estreñimiento o constipación. Las evacuaciones copiosas, serosas, sin material fecal

observable sugieren una infección por cólera u otra gastroenteritis bacteriana. Las

distribución de las formas evolutivas de los protozoarios intestinales tiene relación con la

consistencia de las heces; de tal modo que las heces más liquidas contienen mayor cantidad

de trofozoitos, mientras que la solidas contienen mayor cantidad de quistes. La distribución

y de los huevos y larvas de los helmintos tiene menos relación con la consistencia de las

heces.



Color: el color normal de las heces se debe a la estercobilina, que es un producto de la

reducción de la bilirrubina. Este es modificado por la ingestión de ciertos alimentos,

fármacos o por alteraciones patológicas del tracto gastrointestinal. El color amarillo de las

heces de los niños alimentados con leche se debe a la excreción normal de bilirrubina. El

color verde que se observa algunas veces en las heces de los niños resulta de la bilirrubina

excretada o por la presencia de bacterias cromogénicas, en otros casos el color verde se

origina por ingestión de vegetales ricos en clorofila, o puede deberse a la presencia de

bilirrubina que ocurre en los pacientes que toman antibióticos. La heces de color arcilla y

de aspecto voluminoso y espumoso son características de la esteatorrea, la ingestión de

compuestos de bario para radiografías también producen heces de color arcilla. El sangrado

abundante (más de 50 ml) en las porciones superiores del tracto digestivo da a las heces un

color negro (melena) y una consistencia de brea. Este color también puede ser causado por

la ingestión de compuestos de bismuto, hierro o de carbón. El sangrado en las porciones

inferiores del tracto digestivo (colon descendente, recto y ano) confiere a las heces un color

rojo o produce estrías sanguinolentas. La ingestión de remolachas o de bromosulfaleina

también da a las heces un color rojo.

Olor: el olor característico de las heces se debe principalmente a la presencia de indol y

escatol. También puede estar presente acido butírico, sulfuro de hidrogeno y metano. La

intensidad del olor fecal depende de la actividad putrefactiva de las bacterias y la cantidad

de proteínas de carne. Un olor acido o rancio indica fermentación de carbohidratos que no

fueran digeridos o absorbidos, o ácidos grasos no adsorbidos. La diarrea severa de niños y

adultos producen un olor fétido o pútrido debido a la putrefacción de alimentos no

ingeridos. La degradación bacteriana de la proteína de la carne no absorbida llega al colon

produce un fuerte olor pútrido las ulceraciones extensas y las lesiones malignas del colon

descendente también producen un olor muy fétido.

Presencia de sangre: el sangrado gastrointestinal puede ser agudo o crónico, masivo o

ligero, notorio u oculto y puede ocurrir en cualquier sitio desde las encías al ano. el

sangrado gastrointestinal en individuos sanos, o su intensificación en individuos con

lesiones gastrointestinales, puede ser causado por drogas, especialmente por los salicilatos,



esteroides, derivados de la rawolfia, idometacina y colchisina. Este efecto puede ocurrir

aun cuando la droga se administre por vía parenteral. La pérdida de más de 50 ml de sangre

en las porciones superiores del tracto gastrointestinal confiere a las heces un color rojo

oscuro o negro y una consistencia de brea o alquitrán. La persistencia de este aspecto de las

heces por 2 o 3 días sugiere la perdida por lo menos de 1000 ml de sangre. El de las

porciones inferiores del tracto digestivo produce un color rojo en las heces o la presencia de

estrías sanguinolentas. En estas heces la presencia de sangre debe confirmarse mediante

pruebas químicas apropiadas o microscopia para evitar cualquier confusión que resultara

por sustancia o drogas que dan un color rojo a las heces. La pérdida de pequeños

volúmenes de sangre no altera la apariencia general de las heces. A esta sangre se le llama

“sangre oculta” y se detecta por métodos químicos. La detección de sangre oculta es de

gran utilidad para descubrir o localizar precozmente procesos patológicos del tracto

digestivo. Esto es especialmente importante porque la mitad de los casos de cáncer

(excepto los de la piel) ocurren en el tracto digestivo y el diagnostico precoz y tratamiento

de los pacientes con cáncer de colon tiene un pronóstico favorable.

Mucus: la presencia de mucus reconocible en las heces no es normal y debe reportarse en

términos positivo o negativo. Un mucus gelatinoso y traslucido adherido a la superficie de

las heces sugiere una constipación espástica o colitis mucosa. El mucus sanguinolento

adherido a las heces sugiere la existencia de neoplasia o de procesos inflamatorios en el

canal rectal. En los pacientes con colitis ulcerativa, disentería bacilar, carcinoma y más

raramente diverticulitis aguda o tuberculosis intestinal, las heces suelen presentar mucus

asociado con pus y sangre, el los pacientes con adenoma velloso del colon, la cantidad de

mucus evacuado es copiosa alcanzando hasta 3 o 4 litros en 24 horas.

Pus: en pacientes con disentirá bacilar o colitis ulcerativa crónica frecuentemente se

encuentra abundante pus en las heces. Esto ocurre también en pacientes con abscesos o

fistulas que comunican con el recto sigmoideo o el ano. La pus que es observada en las

heces debe de confirmarse mediante el examen microscópico. En los pacientes con

gastroenteritis viral no se encuentra ningún exudado inflamatorio en las heces. Se reporta

como positivo o negativo.



Búsqueda de Helmintos: mediante una inspección macroscópica de las heces pueden

detectarse los helmintos macroscópicos tales como: áscaris, uncinarias, tricocéfalos,

proglotides y escólex de Taenia, etc. Con un palillo aplicador revise minuciosamente las

heces en busca de helmintos macroscópicos (larvas), si los encuentra extráigalos

cuidadosamente y deposítelas en un palto petri con solución salina para su identificación.

Cantidad y frecuencia: la cantidad de las heces y la frecuencia de evacuaciones dependen

de la dieta ingerida y la motilidad intestinal. Normalmente la cantidad de heces evacuada es

de 100 a 200 gr por día y la frecuencia es du una o dos evacuaciones diarias, sin embargo

muchos individuo sanos pueden tener una frecuencia de una defecación día de por medio o

tres a la semana. La diarrea puede definirse como un aumento en la frecuencia y del

contenido acuoso de las heces se ha establecido, como una regla clínica conveniente, que el

estado de diarrea se produce cuando el contenido acuoso de las heces es mayor de 200 ml

en un periodo de 24 horas. En términos generales la diarrea es causada por cualquier

condición que aumenta el contenido acuosa de las heces. Estas condiciones pueden

agruparse en dos categorías:

a. Diminución de la absorción de agua en el intestino delgado

b. Aumento se secreción de agua en el tracto intestinal

La disentería es un síndrome que se manifiesta sintomáticamente por un aumento de la

frecuencia de evacuaciones de pequeñas cantidades de heces mucosas y sanguinolentas,

caracterizadas por tenesmo, dolores abdominales y malestares generales.

Examen Químico

En esta parte del EGH se determinan aspectos como: pH, azucares reductores y sangre oculta

(test de Guayaco). Con el fin de tener un diagnóstico diferencial referente a las enfermedades

gastrointestinales.

pH: se mide con un papel indicador. Normalmente el pH es aproximadamente 7.0. en

diarreas por bacterias invasivas, generalmente es acido (menor de 6.0); en diarreas de

origen toxico, es neutro; en diarreas virales, siempre es acido. También acido (5.0 o



menor) en diarreas por intolerancia a la lactosa. La medida del pH no es válida en

pacientes que están tomando antibióticos orales. Esta prueba junto al estudio de la

reducción de los azucares tienen mayor valor en la enfermedad diarreica aguda en niños

menores de 5 años.

Azucares reductores: son detectados por el reactivo de Benedict o con tabletas de

Clinitest, ambos revelan la presencia de estos azucares sin diferenciarlos entre sí. La

glucosa fecal puede medirse con Diastix. Para las pruebas se emplea material fecal

liquida o diluida, si es necesario. En caso de que la reacción con Diastix sea negativa y la

reacción con Clinitest sea positiva hay una alta probabilidad de que la azúcar presente,

sea lactosa. Se ha encontrado que siempre hay presencia de glucosa y ausencia de lactosa

en diarreas de origen bacteriano toxico, mientras que lo contrario se encuentra en las

diarreas virales. En diarreas inespecíficas las dos pruebas son negativas y en las

bacterianas invasivas, los resultados son variables. La prueba de la lactosa positiva es

también útil en el diagnóstico de diarrea por deficiencia de la enzima disacaridasa, que se

presenta en niños alimentados al pecho, que no pueden desdoblar la lactosa, abundante en

leche materna.

Sangre oculta: cuando la cantidad de sangre en materias fecales es muy pequeña y no se

observa macroscópicamente, puede detectarse mediante el uso de sustancias que

reaccionen con los derivados de la hemoglobina, la cual es de tipo peroxidasa, además

bencidina, guayaco, ortotoluidina, etc. Que con peróxido de hidrogeno producen una

reacción de color. Para mayor exactitud de las pruebas, se debe tener la precaución de no

ingerir carne roja durante los tres días previos al examen. La reacción de la bencidina se

hace aplicando un poco de materia fecal en un papel de filtro, agrando una cantidad muy

pequeña de polvo de bencidina, a lo cual se vierten unas gotas de ácido acético glacial y

de peróxido de hidrogeno al 3% la reacción positiva se evidencia por la aparición

inmediata de un color verde o azul. Para la prueba con guayaco, se prepara una solución

alcohólica de esta resina, la cual se utiliza en forma similar a la bencidina. La reacción

con tetra bencidina, utiliza reactivos comerciales en tabletas, como Hematest Bayer que

es más fácil de realizar. Las principales causas de error son: ingestión de carne cruda o



mal cocida y otros alimentos como hígado, chorizos, etc. presencia de peroxidasa por

ingestión de rábanos, coliflor y pepinos o por metabólicos de origen bacteriano, terpia

con hierro y vitamina C en cantidad mayor a 500 ml/día. Algunas partes de la materia

fecal pueden no contener sangre y dar prueba falsa negativa. La prueba no es específica

para hemoglobina humana, pues es positiva con hemoglobina de animales y con

sustancias que actúan como peroxidasa, en caso de hemorragia detectan 6 mg de Hb por

gramo de materia fecal, lo que equivale aproximadamente a 4 ml de sangre por 100 gr de

heces fecales.

Examen microscópico

Este se realiza con el objetivo de buscar las formas parasitarias en la muestra tantos quistes y

trofozoitos de protozoarios (flagelados y no flagelados) así como; huevos y larvas de

nematodos y cestodos.

A. Con solución fisiológica o salina al 0.85%: esta constituye el medio más adecuado para

todos los estadios de los parásitos intestinales. En este tipo de preparación los quistes y

trofozoitos de los protozoarios y los huevos y las larvas de helmintos, pueden ser

detectados con relativa facilidad, dependiendo de su cantidad en las heces.

B. Con solución de Lugol: aunque las diferentes formas parasitarias pueden ser identificados

con mucha facilidad con la técnica anterior, el uso de colorantes temporales ayuda mucho

en la identificación de los quistes de protozoarios, y huevos de nematodos y cestodos.

Siendo de más relevancia en la identificación de los primeros. La solución de lugol se usa

en principio para teñir estructuras de los mismos, por ejemplo; para teñir y determinar el

número de núcleos de los quistes, la solución también teñirá las masas de glucógeno de los

mismos. La concentración de la solución debe de ser adecuada, porque si se usa la

solución de lugol original, produce aglutinación de las partículas fecales pequeñas, lo que

dificulta el estudio microscópico y si la solución es débil, probablemente no haya una

buena tinción. Los núcleos de las formas tanto vegetativas como quísticas, son invisibles

en las preparaciones con solución salina. No obstante, esta solución no es satisfactoria

para colorear trofozoitos, porque distorsiona la morfología total del organismo.



Materiales:

Muestra de heces

Laminas portaobjeto de vidrio limpias (3” x 1”)

Laminas cubreobjetos de vidrio (22 x 22 mm)

Aplicadores de madera o palillos de dientes

Solución salina al 0.85%

Solución de lugol o solución de Dobell y O’Connor (diluida)

Técnica: coloque un gota de solución salina y otra de lugol sobre la lámina portaobjeto, con el

aplicador, tome una pequeña cantidad de heces (del tamaño de un grano de arroz) y con

movimientos circulares, suspenda una cantidad de heces y mezcle primero con la solución salina

y luego con el lugol, de forma que el preparado no quede muy espeso (deben verse caracteres

impresos a través de la preparación). Cubrir el porta objetos con el cubreobjetos y mirar al

microscopio.

Observación: con el objetivo de 10X examine el preparado, recorriendo toda el área de la

lámina, luego use el objetivo seco de mayor aumento (40X), para observación de detalles de los

elementos parasitarios y sobre todo para identificación de quistes y trofozoitos. Debe tenerse

cuidado especial para no confundir los huevos de los nematodos y cestodos, con detritos

animales y vegetales, células epiteliales, exudados celulares, glóbulos rojos, hongos y algas

microscópicas.

Ventajas:

Simplicidad de ejecución

Permite el diagnóstico preciso sin la necesidad de realizar otros métodos

Buena utilidad en el diagnóstico de protozoarios intestinales.

Desventajas:



Poca sensibilidad y especificidad debido a la carga parasitaria

Inestabilidad de los rayos solares de la solución de iodo



Figura 5: Procedimiento en el montaje del examen microscópico en el EGH



3. Generalidades sobre los principales parásitos intestinales

Los parásitos son organismos vivos; unos se ven a simple vista y otros necesitan de microscopio

para su observación. Éstos causan diferentes enfermedades, atacando diversos órganos y tejidos

del cuerpo, dependiendo el tipo de parásito. La mayoría de estos parásitos viven en los intestinos

y varían de tamaño; pero también pueden invadir otros órganos como hígado, corazón, cerebro.

Existen diversidades de parásitos, entre los más comunes tenemos:

Amebiasis (Entamoeba histolytica): los síntomas más frecuentes son: disentería,

fiebre, escalofríos y diarrea sanguinolenta o mucosidades; a veces sólo ocurre

malestar abdominal, leve diarrea con sangre y moco, alternándose con períodos de

estreñimiento. La transmisión es generalmente por agua contaminada con quistes

provenientes de material fecal.

Giardiasis (Giardia lambia): este parasito ataca más el intestino delgado superior.

Los síntomas más comunes son: cólicos, diarreas, timpanismo (soplado), pérdida de

peso, fatiga, caída del cabello, etc. Se adquieren generalmente por agua contaminada

y algunas veces por alimentos contaminados.

Ascariasis (Ascaris lumbricoides): se conoce como lombriz intestinal. Produce

infección en el intestino delgado. Los síntomas son variados y a veces ausentes. Uno

de los signos es la expulsión de lombrices por el ano, la boca y a veces por la nariz,

cansancio, dolores abdominales, alteración del sueño, trastornos digestivos y

nutricionales. La transmisión es por la ingestión de huevos a través de agua y

alimentos contaminados con heces humanas, manos y uñas sucias.

Uncinariasis (Ancylostoma duodenalis y Necator americanus): es una enfermedad

crónica con síntomas vagos y variados, según el grado de anemia causado por la

succión de la sangre por estos gusanos.



Oxiuriasis (Entorobius vermicularis): es una infección benigna con síntomas leves o

no específicos. Puede causar prurito (picazón) anal, sueño, irritabilidad. la

transmisión es por los huevos infectantes que pueden ser de las manos a la boca del

mismo paciente o a huevos huéspedes o indirectamente a través de prendas de vestir,

ropa de cama, alimentos, etc.

Tricocéfalosis (Trichuris trichuria): es una enfermedad infecciosa del intestino

grueso. A menudo, la enfermedad no presenta síntomas; pero cuando la infección es

grave, produce heces sanguinolentas y diarrea, y en ocasiones puede dar prolapso

rectal. La transmisión es indirecta, no se transmite de una persona a otra sino a través

de la contaminación del suelo, agua y alimentos contaminados, los cuales, al ser

ingeridos por las personas, adquieren los huevos, los que se desarrollan en gusanos,

fijándose en las mucosas del ciego del colón ascendente. Por la noche producen

prurito perianal.

Teniasis (Taenia solium y Taenia saginata): estas producen la teniasis, que es una

infección intestinal causada por la forma adulta; también producen la cisticercosis, ya

sea la forma adulta o larvaria. Existen varias clases de Taenias, siendo las más

comunes: la Taenia solium, se adquiere al comer carne de cerdo mal cocida; los

síntomas son: nerviosismo, insomnio, anorexia, pérdida de peso y dolores

abdominales. Los huevos pueden adherirse al intestino delgado y posteriormente las

larvas pueden emigran a los tejidos donde se formaran los cisticercos. Las

consecuencias son graves cuando se alojan en ojos, corazón y cerebro. La Taenia

saginata, es producida por la carne de res, al ingerirla cruda o mal cocida. Los

síntomas son similares a los de la Taenia solium.



Lamina 1: huevos de nematodos o helmintos (Ascaris)



Lamina 2: huevos de nematodos (Ascaris, Trichuris, Uncinarias y larva de Strongyloides)



Lamina 3: huevos de otros helmintos (Schistosoma spp)



Lamina 4: huevos de otros helmintos y de cestodos (Taenia spp y Hymenolepis spp)



Lamina 5: Protozoos intestinales, amebas (Entamoeba spp)



Lamina 6: Amebas comensales



Lamina 7: Protozoarios intestinales flagelados (Giardia lamblia)



Lamina 8: Protozoos pocos frecuentes (Balantidiun coli) y artefactos



Lamina 9: Coccidios y microsporidios intestinales



Lamina 10: medidas de los huevos de cestodos y helmintos



Lamina 11: trofozoitos amebianos y sus principales características morfológicas



Lamina 12: trofozoitos flagelados y sus principales características morfológicas



Lamina 13: quistes amebianos y sus principales características morfológicas



Lamina 14: principales características generales de coccidios y microsporidios intestinales



Lamina 15: principales helmintos intestinales



Lamina 16: principales artefactos y detritos en un examen general de heces



4. Métodos de flotación y concentración para el diagnóstico parasitológico

Método de LARSH (método de concentración con sulfato de Zinc modificado, flotación)

Es una técnica simplificada de flotación en sulfato de zinc, que no requiere centrifugación. De

este modo el procedimiento requiere menos equipo de laboratorio y se efectúa con mayor

rapidez que le método de Faust modificado y se obtienen resultados satisfactorio. Mediante el

método de Larsh al igual que con el de Faust, se logran concentrar huevos y larvas de

helmintos y quistes de protozoarios. Sin embargo, no se obtienen huevos operculados ni

huevos de Schistosoma.

Materiales:

- Tapones o roscas de botellas plásticas de sodas limpias o estériles preferiblemente

- Laminas portaobjeto de vidrio limpias (3” x 1”)

- Laminas cubreobjetos de vidrio (22 x 22 mm)

- Palillos de madera

- Pipetas Pasteur con bulbo

- Solución de sulfato de Zinc de una densidad de 1.18 (331 gr de ZnSO4 en 1000 ml de

agua destilada)

- Solución de lugol o solución de Dobell y O’Connor (diluida)

Procedimiento:

1. Con la solución de sulfato de Zinc llene hasta la cuarta parte de su capacidad de la cajita

circular

2. Con un aplicador tome de la muestra de heces una porción del tamaño de un guisante y

homogenícelo bien en la cajita con sulfato de zinc, hasta obtener una suspensión fina.

Evite que se formen burbujas de aire. En caso de muestras diarreicas tomar un poco como

la pipeta Pasteur

3. Llene la cajita hasta cerca del borde con la solución de sulfato de Zinc.



4. Cubra cuidadosamente la boca de la cajita con el portaobjeto, el contacto de la superficie

de la suspensión y del portaobjeto debe de ser completo. No deben de haber burbujas de

aire ni debe de derramarse la suspensión.

5. Deje la preparación en reposos por 15 minutos.

6. Levante el portaobjetos rápidamente, en sentido vertical, sosteniéndolo siempre en

posición horizontal. De este modo se adhiere a la suspensión inferior una gota que

contiene los parásitos. A continuación invierta el portaobjeto rápidamente de manera que

no resbale la gota.

7. Agregar una gota de lugol a la preparación y cubrir con un cubreobjeto, luego examine la

preparación en el microscopio.

Ventajas: Son métodos utilizados cuando el EGH sale negativo, ya que aumenta la probabilidad de

un diagnostico positivo

Este método recobra la muestra libre de detritos, lo cual facilita en tiempo de examinar la lámina.

Desventajas: No se recomienda para recobrar huevos pesados como los de trematodos y cestodos.

La densidad de la solución encoje y deforma las larvas en poco tiempo.

Los trofozoitos se deforman o destruyen con la concentración

Este método es mejor para quistes de protozoarios, que para huevos y larvas de helmintos.

Método de WILLIS (método de flotación en salmuera, flotación)

El método de flotación en salmuera, es una técnica muy simple y eficaz para concentrar huevos

de helmintos, a excepción de los huevos pesados como los operculados y de Schistosoma. Esta

técnica resulta especialmente útil para concentrar huevos de Uncinarias. El método de Willis no

es adecuado para concentrar quistes de protozoarios puesto que estos se deforman

considerablemente.



Materiales:

- Tapones o roscas de botellas plásticas de sodas limpias o estériles preferiblemente




- Pipetas Pasteur con bulbo


- Solución saturada de cloruro de sodio

Procedimiento:

1. Con la solución saturada de cloruro de sodio, llene la cuarta parte del tapón o rosca

2. Con el aplicador tome de la muestra fecal una porción del tamaño de un guisante y

homogenícelo bien en la solución, hasta obtener una suspensión muy fina. Evite que se

formen burbujas.

3. Llene la cajita hasta cerca del borde con la solución saturada de cloruro de sodio.

4. Cubra cuidadosamente la boca de la cajita con el portaobjeto, el contacto de la superficie

de la suspensión y del portaobjeto debe de ser completo. No deben de haber burbujas de

aire ni debe de derramarse la suspensión.

5. Deje la preparación en reposos por 15 minutos.

6. Levante el portaobjetos rápidamente, en sentido vertical, sosteniéndolo siempre en

posición horizontal. De este modo se adhiere a la suspensión inferior una gota que

contiene los huevos de los helmintos (si los hay). A continuación invierta el portaobjeto

rápidamente de manera que no resbale la gota.

7. Agregar una gota de lugol a la preparación y cubrir con un cubreobjeto, luego examine la

preparación en el microscopio.

Ventajas: Son métodos utilizados cuando el EGH sale negativo, ya que aumenta la probabilidad de

un diagnostico positivo

Este método recobra la muestra libre de detritos, lo cual facilita en tiempo de examinar la lámina.



Desventajas: No se recomienda para recobrar huevos pesados como los de trematodos y cestodos.

La densidad de la solución encoje y deforma las larvas en poco tiempo.

Los trofozoitos se deforman o destruyen con la concentración

Método de Kato-Katz

Es un método de concentración cuantitativo que se utiliza para el análisis parasitológico de las

heces. Este método, ha demostrado ser eficiente en la detección de huevos de helmintos tales

como: Ascaris, Schistosoma, Uncinarias, Trichuris, Oxiuros, Strongyloides y Taenia.

Este tipo de método tiene como ventajas que puede prepararse sobre terreno, conservarse en

sajas para portaobjetos hasta ser examinadas, incluso, días o meses después, cuando son

conservadas a temperatura ambiente, en condiciones de laboratorio. Sin embargo este método

tiene una importante limitación cuando se trata de diagnosticar infección Uncinarias, ya que los

huevos de estos tienen una capa delicada y fina, por lo que pueden hacerse invisibles poco

tiempo después en ciertas condiciones de temperatura y humedad a causa del glicerol utilizado;

por ello, se recomienda que las láminas sean examinadas hasta un máximo de 4 horas después de

la preparación del frotis. El molde original de las láminas de Kato-Katz, está diseñado para

contener unos 42 gramos de heces, de forma que multiplicando el número de huevos contados

por 24, se obtiene el número total de huevos por gramo de heces (hpg).

Materiales:


- Espátulas de madera

- Telas de nylon (filtro)

- Placas perforadas

- Papel celofán con solución Kato-Katz (solución de glicerol y verde de malaquita)




- Papel toalla

Procedimiento:

1. Con ayuda del palillo tome una porción de la muestra (cantidad aproximada a un grano

de frijol) y colóquela sobre papel toalla.

2. Deposite sobre las heces la tela de nylon y comprímala con ayuda de la espátula, lo que

hará que parte de las heces pasen atraves de la red.

3. Use otro lado de la espátula para recoger las heces que pasaron por la red y deposítelo en

el orificio de la placa perforada, que deberá estar sobre una lámina portaobjetos, y

comprima el orificio de las heces hasta llenarlo.

4. Pasar el borde de la espátula sobre la placa perorada para retirar el exceso de heces.

Desechar la espátula y el filtro.

5. Levante la placa perforada inclinando inicialmente uno de los extremos de tal forma que

quede sobre el portaobjetos un cilindro de materia fecal. Desechar la lámina perforada.

6. Como una pinza tome un trozo de papel celofán impregnado en la solución de Kato-Katz

y coloque la sobre un pedacito de papel toalla para secar el exceso.

7. Ponga el pedacito de papel celofán sobre el cilindro de heces e invierta la preparación

sobré una superficie lisa (lo más adecuado es que sea de vidrio o azulejo) y haga presión

con un tapón de hule, de manera que el material se distribuya unifórmente entre la lámina

y el papel celofán.

8. Deslice suavemente el portaobjetos hacia un lado sujetando el papel celofán, de lo

contrario este puede desprenderse.

9. Coloque la preparación (con el celofán hacia arriba) sobre la mesa y deje reposar a

temperatura ambiente durante 60 minutos.

10. Pasado el tiempo de reposo, observe con lente de bajo poder y proceda al recuento,

multiplicando por 23 el número de huevos contados, que corresponderá al número de

huevos por gramo de heces

En el recuento pueden influir diversos factores, entre ellos:

Numero de parásitos: cuando mayor es el número de parásitos, menor será el de huevos

que producen las hembras.



Edad del parasito: las hembras jóvenes y las muy viejas producen menos huevos

Variaciones estacionales

Variaciones entre distintos días del peso de las heces producidas

Calidad de la muestra fecal, por ejemplo: si se trata de heces duras o muy liquidas

Ventajas:

Fácil ejecución

Elevada sensibilidad

Útil en el recuento de huevos de Shistoma. mansoni y en infecciones moderadas de

algunos helmintos.

Desventajas:

No es apropiado para examinar muestras diarreicas

Está contraindicado en la búsqueda de protozoarios intestinales y larvas se Strongyloides.

stercolaris, puesto que estos se hacen difíciles s de ver por la clarificación.



Figura 6: procedimientos del método de Kato-Katz

Método de Graham o prueba de la cinta adhesiva

Cuando existe sospecha clínica de una enterobiasis, la demostración de los huevecillos o

hembras adultas de Entorobius vermicularis, se realiza más frecuente mediante el método de

Graham, prueba en la que los gusanos se identifican por su pequeño tamaño (0.5 a 1 cm), su

color blanquecino y su aspecto filiforme, que lo diferencia de otros nematodos, proglotides de

cestodos, los cuales pueden encontrarse en la región perianal o en las deposiciones. Los huevos

atrapados en la cinta se caracterizan por ser translucidos con una cara plana y otra convexa, de 50

a 60 um en su diámetro mayor y contienen una larva en su interior. El EGH es de poco

rendimiento en la enterobiasis, dadas las características biológicas del parasito, por ello, se

calcula que solamente 1 de cada 5 o 10 infectados por este parasito presenta huevecillos en sus

heces.



Materiales:

- Cinta adhesiva o tape

- Baja-legua


Procedimiento:

1. Coloque un trozo de cinta adhesiva de 1 a 2 cm de ancho, con la superficie adherente

hacia arriba, en el extremo de un baja-lengua.

2. Efectúe repetidos contactos de la cinta, alrededor de la región perianal. Es conveniente

haces este procedimiento al despertar al paciente y antes del baño.

3. Adhiera la cinta a un portaobjeto limpio y desengrasado

4. Observe al microscopio con lente de bajo poder.

Figura 7: Método de Graham



Método de Ritchie (modificado)

Si la muestra de heces contiene pocos parásitos, es posible que no se detecten en un EHG, así

pues, siempre que sea posible, debe concentrarse la muestra. Los huevos y larvas de helmintos y

los quistes de protozoarios pueden recuperase por concentración. Pero los trofozoitos de

protozoos no se verán, ya que este procedimiento suele destruirlos. Por este motivo es

imprescindible el EGH como fase del estudio del estudio parasitológico. El procedimiento de

concentración. El procedimiento de concentración está indicado cuando el examen preliminar el

EGH resulta negativo a pesar de los síntomas clínicos que indiquen la infección por parásitos del

paciente, y para la detección de Schistosoma y Taenia.

Materiales:

- Centrifuga

- Tubos de centrifuga

- Embudos

- Pipeta pasteur

- Aplicadores

- Formalina al 10%

- Acetato de etilo (ether etílico)

- Solución salina




Procedimiento

1. En un tubo de centrifuga colocar 8 ml de formalina al 10% y agregar aproximadamente

1gr de heces frescas o 3 ml de heces preservadas.

2. Agitar vigorosamente y dejar en reposo por 30 minutos

3. Resuspender el sedimento y filtre a través de la gasa, recogiendo 7 ml del filtrado en un

tubo de centrifuga, si el volumen es menor completar con formalina al 10% (8 ml)

4. Añadir al líquido filtrado 3 ml de acetato de etilo (en su defecto ether etílico)

5. Agitar 30 segundos y centrifugar a 3,000 rpm durante 15 min



6. Separar con cuidado de las paredes del tubo la interface que aparezca

7. Desechar todo el sobrenadante y mantener inclinado el tubo con la ayuda de dos hisopos,

limpiar las paredes. Agregar al sedimento unas gotas de solución salina.

8. Con una pipeta pasteur. Tomar unas gotas del sedimento y observar en lente de bajo

poder. En caso de quistes adicionar una gota de lugol.

Tinciones especiales en parasitología

Tinción de Wright: el colorante se prepara triturando en un mortero 1 gr del polvo, al

cual se le agrega metanol, poco a poco, hasta llegar un volumen de 600 ml. Se filtra con

papel filtro y se deja 3 días en una incubadora a 37 oC u 8 días a temperatura ambiente. El

método de coloración consiste en cubrir el extendido con el colorante durante 3 min y

luego agregarle agua destilada a pH de 6.7 o 7 o agua amortiguadora durante 5 minutos.

Lavar con agua y dejarla secar. Luego observar en lente de 100X con aceite de inmersión

y contar por campos el número de células mononuleadas (azules) y polimorfonucleares

(rojas o violetas). Reportar número de células por campos observados.

Otras tinciones pero poco utilizadas en el diagnostico

- Hematoxilina férrica

- Cloración tricromica

- Coloración de Ziehl- Neelsen modificada para Cryptosporidium, Cyclospora e

Isospora(método de Kinyoun)



Referencias Bibliográficas

David B., Marcos R., Parasitosis humanas. 4ta ed. Pag 2-526, 2004

Universidad Nacional Autónoma de Nicaragua-león, Departamento de

microbiología y parasitología. Guía de laboratorios de parasitología intestinal para la

carrera de bioanalisis clínico 4to curso.

Nélida GS., Manual práctico de parasitología médica. 1raed. Buenos Aires Argentina:

Laboratorios Andromaco, 2002, 112 p; 23 x 17 cm.

Organización mundial de la salud (WHO). Métodos básicos de laboratorio en

parasitología médica. Pg. 1-76, 1992. Disponible en:

whqlibdoc.who.int/publications/9243544101_(part1).pdf

MINSA, WHO, Rotafolio de prevención de parásitos intestinales. Disponible en:

www.paho.org/nic/index.php?

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WHO, IRIS.Medios auxiliares para el diagnóstico de las parasitosis intestinales, versión

pdf. Disponible en: apps.who.int/iris/handle/10665/37331


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Manual Practico de Parasitologia_LUIS ADAN 2013

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