Manual de Prácticas de Farmacología y Toxicología Veterinaria

REPÚBLICA BOLIVARIANA DE VENEZUELA

UNIVERSIDAD DEL ZULIA FACULTAD DE CIENCIAS VETERINARIAS

DEPARTAMENTO MORFOFISIOLOGÍA CÁTEDRA DE FARMACOLOGÍA Y TOXICOLOGÍA

Manual de Prácticas de Farmacología y Toxicología

Veterinaria

Cátedra de Farmacología y Toxicología. Manual de Prácticas de

Laboratorio 2012

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UNIVERSIDAD DEL ZULIA

FACULTAD DE CIENCIAS VETERINARIAS

CÁTEDRA DE FARMACOLOGÍA Y TOXICOLOGÍA

PRESENTACIÓN

El “Manual de Prácticas de Farmacología y Toxicología Veterinaria” que se presenta, surge como

una necesidad ante el cambio de estructura curricular que se dará a la carrera de “Ciencias

Veterinarias” de la Universidad del Zulia, producto de la implementación del nuevo “Diseño

Curricular” ó “Plan de Estudios”, que iniciará con un proceso de convalidación a partir del mes de

marzo del año 2012.

A la unidad curricular “Farmacología y Toxicología” le corresponden cambios importantes,

fundamentalmente consecuencia del número de horas asignadas tanto teóricas como prácticas:

de haber tenido 4 horas teóricas y 12 horas prácticas semanales distribuidas en una sección

teórica única y tres secciones prácticas, la nueva estructura curricular dispuso 3 horas teóricas y 4

horas prácticas semanales, distribuidas en una sección teórica única y dos secciones prácticas. La

necesidad de adecuación del contenido tanto teórico como práctico es evidente.

Debe destacarse que la nueva situación, lejos de constituirse en obstáculo, representa un gran

desafío para avanzar, desde los puntos de vista profesional, intelectual, docente, en la

investigación y en lo meramente humano. En lo concreto, muchos de los cambios que ahora

aparecerán escritos en éste “Manual de Prácticas de Farmacología y Toxicología Veterinaria” ya

venían desarrollándose. Por ejemplo, la práctica sobre “Sistema Nervioso Autónomo”, realizada en

caninos, donde se medían las variaciones de presión arterial mediante un obsoleto manómetro de

mercurio tras administración endovenosa de sustancias agonistas y antagonistas simpáticas y

parasimpáticas, dejo de realizarse hace ya varios años por el evidente riesgo para la salud humana

y conservación del medioambiente.


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De otra parte, deben mencionarse las tendencias encontradas sobre la realización de las prácticas

de Farmacología y Toxicología utilizando o no animales de experimentación. Aunque es un aspecto

con amplia y detallada legislación regulatoria en otros países, en nuestro país, es un punto de

discusión relativamente reciente de estudiantes y profesores, en cualquier caso, signo inequívoco

de que la sociedad venezolana desarrolla mayores niveles de reflexión y conciencia. Destaco

también que todo lo desarrollado en éste manual, que implique la utilización de animales de

experimentación y en función de los recursos materiales y humanos disponibles, intentará siempre

ajustarse al Código de Bioseguridad y Bioética (2008, tercera edición), el cual constituye la base de

la política sobre Bioética y Bioseguridad del Ministerio de Ciencia y Tecnología (MCT) y el Fondo

Nacional de Ciencia y Tecnología (FONACIT) de la República Bolivariana de Venezuela [1].

Como aclaratoria muy necesaria debe mencionarse que éste “Manual” dista mucho de ser algo

original, intentando fundamentalmente recoger diversos puntos de vista de otras guías o

manuales prácticos tanto de farmacología y toxicología humana o veterinaria, por supuesto no se

puede dejar de incluir la propia experiencia. También, cada vez que sea necesario las fuentes

referenciales serán citadas, pues esto por si solo es un acto formativo muy importante. Tampoco

el “Manual de Prácticas de Laboratorio de Farmacología y Toxicología” debe concebirse como algo

estático y acabado, lo que constituiría un grave error, al contrario la intención es motivar su

continua mejora, estando siempre en la disposición de recibir críticas constructivas.

La enseñanza práctica de la Farmacología (y evidentemente también de la Toxicología), ha

evolucionado según han ido cambiado los propios objetivos de las carreras. Aspectos como la

utilización masiva de animales de experimentación, la escasez de espacios adecuados para su

ejercicio, y la dificultad para acomodar sesiones prácticas de muchas horas, en programas de

estudios muy sobrecargados, que la mayoría de las veces van en detrimento del rendimiento

académico del estudiante, influyeron sobre estos cambios. En los últimos años, la ciencia de la

informática y videos explicativos han venido sustituyendo las “prácticas tradicionales” de

Farmacología o Toxicología; esto sin embargo, no justifica la desidia y la comodidad de muchos

docentes, de querer hacer pasar como prácticas, a “seminarios” más teóricos que prácticos, a fin


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de justificar el número de horas asignadas por los programas oficiales. Esto constituiría un fraude

[2].

Son necesarias también las siguientes reflexiones: ¿Constituye la visualización de un video una

práctica? ¿Entenderíamos como práctica de Obstetricia Veterinaria a un programa de simulación

de un parto por computadora? Tras lo dicho en el párrafo anterior, debe concluirse que son

alternativas de necesaria implementación. Sin embargo, las practicas “reales”, “tradicionales”, con

animales de experimentación o ya en el ejercicio clínico con la especie animal de que se trate, o

que impliquen el manejo por el estudiante de instrumentos de laboratorio y reactivos, tienen un

valor primordial en la formación del futuro profesional sanitario, básicamente porque enseñan

que las cosas no son en la realidad tan radicales, deterministas o exactas, como podría deducirse

de los libros de texto o del uso de programas de computación [2].

Por otra parte debemos reconocer si lo que vamos a desarrollar en el Laboratorio es una

demostración o una práctica; generalmente se llega a un resultado descorazonador: trate el lector

de impartir al menos 10 prácticas a grupos de 20 estudiantes, para que compruebe las dificultades

que encontrará, muchas veces hasta en las fechas para llevarlas a cabo. Trate de calcular el

número de animales de experimentación y su costo económico (y moral) para que entienda,

porque el número de prácticas se ha reducido y porque estas han progresivamente pasando a ser

demostraciones (demostrativas en nuestro léxico). Las demostraciones constituyen una alternativa

válida para algunas de estas prácticas, permitiendo sobre todo, realizar aquellas en las cuales

equipos y personal suficientes y adecuados son imprescindibles; sin embargo es muy importante

cuidar que tal “demostración” no se convierta en un “video en vivo” y que el estudiante

permanezca aislado de lo que está sucediendo en el laboratorio [2], cosa que puede ocurrir

inclusive con “prácticas en vivo”.

Los trabajos prácticos son útiles por lo que disciplinan y por lo que enseñan. No deben, por lo

tanto, hacerse mecánicamente y sin reflexión. Todo su valor está en la actividad mental y sensorial

del estudiante. El número de ejercicios que se realizan están desgraciadamente limitados por la

desproporción entre la cantidad de alumnos y los insuficientes recursos de que se dispone para la


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enseñanza. Los ejercicios de laboratorio deben dar adiestramiento, método y criterio, no solo

información. Deben suministrar un conocimiento claro sobre hechos reales y a la vez formar el

entendimiento, para que se sepa investigar y discernir los continuos problemas que se presentan

en la vida diaria del médico. Los experimentos que se realizarán a lo largo del curso, solo serán

bien comprendidos, si el estudiante estudió previamente el asunto que se va a investigar, de lo

contrario no entenderá lo que observe [3].

AL ESTUDIANTE

Otto Loewi, fisiólogo y farmacólogo alemán (1873-1961) defendió y demostró la teoría de que en

el Sistema Nervioso Parasimpático, la transmisión del impulso nervioso dependía de una sustancia

química: la acetilcolina. Esto dio origen al nacimiento de la teoría química de la transmisión del

impulso nervioso y de sustancias denominadas neurotransmisores. En su autobiografía escribió:

“Una noche me desperté con algunas ideas y las anoté en un pedazo de papel. Me quede dormido

otra vez. A las seis de la mañana recordé haber escrito algo que podía ser importante, pero no

logre descifrar lo que había escrito. A las tres de la madrugada del día siguiente volvió la idea.

Inmediatamente fui al laboratorio y realicé un experimento simple en corazón de rana. Necesitaba

comprobar una vez mas, que la hipótesis sobre la transmisión química del impulso nervioso que

había propuesto hace diecisiete años atrás, estaba correcta”.

La vocación no es un talento, es una búsqueda. Se elige un modo de ser y de hacer las cosas. Esto,

y asumir el estudio de una profesión es la misma cosa. Una carrera universitaria implica un plan de

formación profesional y en algunas de ellas, de investigación. Cuando ingresamos a una carrera

realizamos un recorrido de aprendizajes a través de un Plan de Estudios. Este plan no es “un

conjunto de materias que “hay que pasar”, sino que organiza los conocimientos, las habilidades y

las actitudes, que se espera vaya adquiriendo el estudiante. Es importante que lo conozcas, pues

es un tú “plan de trabajo” para los próximos años.


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La actitud de estudiar sólo para “pasar” evaluaciones, está asociada con el desinterés por algunos

temas que creemos no serán “necesarios”. Esto es un error. En un enfoque superficial, el interés

esta fijado en la evaluación: (“entonces uno tomaba apuntes de todo lo que se trataba en clase

[...] y después en la evaluación respondíamos con eso”). En un enfoque profundo, el interés está

centrado en relacionar lo aprendido con otros contenidos, debiendo quedar en el estudiante la

sensación de que le queda mucho por aprender. (Adaptado de Actividades de Iniciación a la vida

Universitaria. Módulo Problemática Universitaria y Sociedad. Universidad Nacional de Rio Cuarto.

Argentina. 28p.)

GERARDO ALBERTO ISEA FERNÁNDEZ

Profesor Titular

Cátedra de Farmacología y Toxicología

Facultad de Ciencias Veterinarias

Universidad del Zulia


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NORMAS GENERALES DE SEGURIDAD Y FUNCIONAMIENTO EN EL

LABORATORIO [4]

HABITOS PERSONALES:

1. Es obligatorio el uso de la bata, preferiblemente de color blanco y manga larga,

manteniéndola abotonada en todo momento.

2. No abandonar objetos personales en las mesas de trabajo.

3. No ingerir alimentos en el laboratorio.

4. No fumar en el laboratorio.

5. A las muchachas, preferible llevar recogidos los cabellos.

6. Lavarse las manos antes de abandonar el laboratorio.

7. No llevar pulseras o mangas anchas que puedan engancharse en los montajes.

8. Avisar si se padece de alguna alergia o condición patológica particular.

HABITOS DE TRABAJO:

1. No llenar los tubos de ensayo más de 2 -3 cm por debajo del borde.

2. Cualquier recipiente, no llenarlo por encima de la mitad de su capacidad.

3. El material de vidrio que deba ser calentado debe sujetarse con pinzas de madera, sin

dirigirlo ni a uno mismo, ni hacia los demás.

4. Utilizar en todo momento gradillas o soportes.

5. No llevar nunca tubos de ensayo u otro material de vidrio o productos en los bolsillos de la

bata.

6. Tomar los tubos de ensayo con los dedos, nunca con la mano.

7. Evitar inhalar los productos químicos. En caso necesario, hágalo atrayendo los vapores con

la mano hacia su nariz.


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8. No tocar con las manos ni probar los productos químicos.

9. No pipetear con la boca.

10. No reintegrar reactivos a su recipiente de origen para no contaminarlos.

11. No tomar reactivos en exceso.

12. Trabajar siempre sobre la mesa.

13. No dejar mecheros encendidos sin atender.

14. No acercar a la llama recipientes con disolventes orgánicos.

15. Utilice siempre la campana de extracción de gases cuando manipule reactivos o productos

que emitan vapores o gases.

PREPARACION DE SOLUCIONES

1. Si requiere utilizar balanza analítica, asegúrese de que esté bien limpia.

2. Pese el reactivo sólido sobre papel de aluminio o directamente en un vaso de precipitado.

Disuélvalo en el vaso de precipitado. Verter la disolución en un matraz aforado y enrasar

con el disolvente correspondiente.

3. Limpiar bien las balanzas tras su utilización.

4. Los ácidos se añaden diluidos, y muy lentamente sobre las bases o el agua.

5. Los agentes oxidantes se añaden diluidos y muy lentamente sobre los agentes reductores,

y viceversa.

6. Dejar las botellas siempre cerradas con su tapa o tapón correspondiente.


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FINALIZACIÓN DEL EXPERIMENTO O DEMOSTRACION

1. Al finalizar una operación o reacción, recoger materiales, reactivos, equipos, etc., evitando

acumulaciones innecesarias y potencialmente peligrosas sobre la mesa.

2. Dejar el lugar de trabajo limpio cada día, al igual que el material de vidrio o quirúrgico, que

deberá ser lavado adecuadamente con agua y jabón para lavaplatos.

3. Asegúrese de desconectar equipos, cerrar llaves de agua, gases, apagar el aire

acondicionado, etc.

4. Asegúrese de eliminar correctamente los productos de desecho producidos. Viértalos en

los recipientes que el laboratorio dispone para ello.

Cátedra de Farmacología y Toxicología. Primera Práctica 2012

Formas Farmacéuticas. Muestras para análisis toxicológico. 9

UNIVERSIDAD DEL ZULIA

FACULTAD DE CIENCIAS VETERINARIAS

CÁTEDRA DE FARMACOLOGÍA Y TOXICOLOGÍA

PRACTICA No. 1

FORMAS FARMACÉUTICAS. USO DEL VADEMECUM FARMACOLÓGICO

ENVÍO Y RECIBO DE MUESTRAS PARA ANÁLISIS TOXICOLÓGICO

MARCHA ANALITICA EN URGENCIAS TOXICOLÓGICAS



PRIMERA PARTE: FORMAS FARMACÉUTICAS

INTRODUCCIÓN

Por forma farmacéutica se entiende el tipo de preparado farmacéutico que se elabora con la

finalidad de facilitar la administración de uno o más principios activos a un ser vivo. Tanto en el

diseño de la forma farmacéutica, como en la selección que el médico veterinario hace de ella

al momento de administrar un tratamiento farmacológico, debe considerarse al menos lo

siguiente: el tipo de paciente al cual se le va a administrar, el tipo de enfermedad que se va a

tratar, la localización de la patología, la vía de administración, el sitio de absorción y las

características físico-químicas del principio activo.

Aunque la competencia de elaboración de formas farmacéuticas corresponde a los

farmaceutas y químicos, otros profesionales del área de la salud que diariamente están en

contacto con los diferentes tipos de presentaciones farmacológicas, necesitan saber

diferenciarlas, tener nociones elementales de su proceso de fabricación, como influye en la

disposición orgánica del principio activo y en la respuesta terapéutica [5].

CLASIFCACIÓN DE LAS FORMAS FARMACÉUTICAS O MEDICAMENTOSAS

Tradicional [6] 1. Líquidas.

2. Sólidas.

3. Semi-sólidas.

4. Gaseosas.

Moderna [7] 1. Para administración oral.

2. Para administración parenteral.

3. Para administración tópica.

4. Para administración vía inhalatoria.

5. Para administración rectal y vaginal.



OBJETIVOS GENERALES DE LA PRÁCTICA

1. Reconocer las formas farmacéuticas más utilizadas en el ejercicio de la medicina

veterinaria, su vía de administración y algunas de sus ventajas y desventajas.

2. Conocer la terminología más importante relacionada con la presentación comercial de los

productos farmacológicos tales como: nombres químico, genérico y comercial, fecha de

elaboración y expiración, posología, uso, indicaciones, concentración, excipientes,

vehículo, vía de administración, c.s.p., entre otros.

3. Comprender la importancia y el uso correcto de un vademécum farmacológico.

OBJETIVOS ESPECIFICOS DE LA PRÁCTICA

1. Definir y describir las formas farmacéuticas más empleadas en medicina veterinaria, así

como las ventajas y desventajas de mayor importancia práctica.

2. Mencionar la vía o vías de administración de cada forma farmacéutica.

3. Explicar los términos más importantes que aparecen en el rótulo, frasco o caja del

producto.

ACTIVIDADES DEL PROFESOR

Proporcionará una visión general de la práctica, repasando brevemente los conceptos

expuestos en la clase teórica y explicando aquellos aspectos teóricos y/o prácticos de mayor

relevancia.



ACTIVIDADES DEL ESTUDIANTE

1. Los estudiantes se organizarán en grupos de tres como mínimo y cuatro como máximo.

2. Basándose en los conocimientos teóricos que debe poseer, procederá a reconocer cada

forma farmacéutica diferente disponible en el laboratorio. La cátedra proveerá el mayor

número posible de muestras.

3. Diferenciará los nombre químicos genéricos y comercial de por lo menos cinco

medicamentos diferentes asentando la información en el formato número uno.

4. Identificará y discutirá la importancia de conocer los principales términos que aparecen en

el rótulo frasco o caja del producto farmacéutico.

5. Citará dos o más productos con diferente nombre comercial pero igual nombre genérico.

Para ello utilizará el formato número dos.

6. Citará dos o más productos con igual nombre comercial y genérico que tengan dos o más

formas diferentes de presentación. La información recabada deberá asentarla en el

formato número tres.

7. Luego de realizar cada una de las actividades anteriormente señaladas y habiendo aclarado

las dudas que considere con el profesor, procederá a llenar el formato número cuatro con

por lo menos cinco productos farmacéuticos diferentes.

8. Para todas las actividades antes señaladas, el estudiante podrá hacer uso del Vademécum

Farmacológico, que proporcionará la Cátedra de Farmacología y Toxicología.



A fin de proporcionar al estudiante una orientación adicional para el buen desempeño en las

actividades antes mencionadas, se presenta a continuación información fundamental sobre

formas farmacéuticas y uso del vademécum farmacológico [7].

FORMAS FARMACEUTICAS. DEFINICIONES

A) Las formas farmacéuticas líquidas para administración oral pueden ser disoluciones,

emulsiones o suspensiones, que contienen uno o más principios activos en un vehículo

apropiado (acuoso, mucílagos o hidroalcohólico) y que están destinadas a ser ingeridas

tras dilución previa o sin ella. También pueden prepararse de forma extemporánea a

partir de polvos o granulados, con la adición de un vehículo apropiado, muchas veces

agua de chorro o agua destilada. Estas formas orales pueden contener muchas veces

contener vehículos o excipientes para conservación, estabilidad o el enmascaramiento del

sabor del medicamento (conservantes, antioxidantes, aromatizantes, solubilizantes, etc.).

SOLUCIÓN ORAL: son preparaciones acuosas con gran cantidad de azúcar (jarabe) o

hidroalcohólicas (elixir). Cada dosis de un envase multidosis se administra mediante un

instrumento apropiado que permita medir el volumen adecuado cada vez, y que puede ser

desde una cuchara, un cucharilla de 5 mL o sus múltiplos e incluso una jeringa.

SUSPENSIÓN ORAL: presenta un sedimento que es rápidamente dispersable mediante

agitación, dando como resultado una nueva suspensión lo suficientemente estable como

para permitir la administración de la dosis correcta.

SUSPENSIÓN EXTEMPORÁNEA: aquella que por su poca estabilidad, necesita ser

preparada al momento de comenzar su administración, generalmente añadiendo agua y

mezclando hasta homogeneización por simple agitación del frasco.

EMULSIÓN ORAL: puede presentar signos de separación de 2 fases pero se reconstituye

fácilmente mediante agitación. La emulsificación se logra con la inclusión de aceite-agua ó

agua – aceite.



B) Las formas farmacéuticas sólidas para administración oral que más se utilizan son los

comprimidos y las cápsulas, aunque existen otras como gránulos y liofilizados.

COMPRIMIDOS: son formas farmacéuticas sólidas de administración unitaria, obtenidos

mediante compresión de granulados o mezclas de polvos de uno o varios principios

activos, con la adición de diversos excipientes. La mayoría están destinados a la

administración por vía oral en forma entera (tabletas, cápsulas, grageas), otros pueden ser

masticados (tabletas masticables), otros se disuelven o dispersan en agua (tabletas

efervescentes), y otros están diseñados para que se disuelvan en la mucosa oral (pastillas).

Algunos comprimidos presentan ranuras en su superficie para facilitar su división y con ello

su dosificación.

Los comprimidos pueden ser: 1) no recubiertos (compresión única de polvos o granulados

medicamentosos); 2) comprimidos recubiertos con película, que puede ser de azúcar

(gragea) o de un polímero que se rompe al llegar al estómago y que sirve en ambos casos

para proteger al fármaco de la humedad y del aire, o enmascarar sabores u olores

desagradables, y 3) comprimidos con cubierta gastrorresistente, que protege el principio

activo del jugo gástrico y está destinado a que su principio o principios activos sean

liberados y absorbidos fundamentalmente en el intestino delgado. En muchos casos, la

película sirve para proteger la mucosa gástrica de la acción irritativa del medicamento;

nunca debe dividirse un comprimido que no presente ésta división, ya que no se garantiza

la administración de la dosis correcta.

CÁPSULAS: son formas farmacéuticas sólidas destinadas generalmente a la administración

oral. Están constituidas por un receptáculo o cubierta de gelatina que contiene en su

interior una determinada cantidad de principio o principios activos y excipientes. Las

cápsulas pueden ser duras o blandas dependiendo de su cubierta y contenido, pudiendo

tener forma y capacidad variables.



Las cápsulas de acuerdo a la estructura de su cubierta se clasifican en: 1) Duras,

constituidas por 2 partes cilíndricas prefabricadas, en las cuales uno de los extremos es

redondeado y está cerrado y el otro está abierto, ambas encajan una perfectamente

dentro de la otra. La parte de menor diámetro pero mayor longitud, actúa como

receptáculo, caja o cuerpo, donde se dosificará el producto medicamentoso; la de mayor

diámetro pero menor longitud constituye la tapa. 2) Blandas, formadas por una sola pieza,

se encuentran en su interior los principios activos en disolución en un medio

generalmente oleoso.

GRANULADOS: son agregados de partículas de polvos que incluyen principios activos,

azúcares y coadyuvantes diversos. Se presentan en forma de pequeños granos de tamaño

de grosor uniforme y de forma irregular. Cada dosis se puede preparar de forma

extemporánea en agua u otra bebida. Existen granulados efervescentes, gastrorresistentes

y de liberación prolongada; generalmente se presentan dosificados en sobres. Los

efervescentes (como las tabletas efervescentes), son diseñados para conseguir una rápida

dispersión en agua. Se preparan por compresión de principios activos junto con mezclas de

ácidos orgánicos (ácido cítrico) y un carbonato (bicarbonato de sodio). Cuando se coloca

en contacto con el agua, comienza la reacción química entre el bicarbonato y el ácido, con

producción de dióxido de carbono. La reacción es rápida, completándose en un minuto o

menos.

LIOFILIZADOS: son preparados farmacéuticos que se acondicionan en forma de dosis

unitarias liofilizándose a continuación; la liofilización es un proceso de conservación

mediante la eliminación de agua mediante desecación al vacío y a muy bajas

temperaturas. Son muy fácilmente dispersables en agua.

C) Las formas farmacéuticas para administración parenteral son preparados necesariamente

estériles y libres de agentes pirógenos, destinadas a su administración por inyección,

perfusión o implantación en el cuerpo del paciente, los distintos tipos son: preparaciones

inyectables, preparaciones inyectables para perfusión, preparaciones a diluir para uso

parenteral y los implantes.



PREPARACIONES INYECTABLES: son soluciones, suspensiones o emulsiones estériles; las

principales vías de administración son la intravenosa (IV), intramuscular (IM) y la

subcutánea (SC).

PREPARACIONES PARA PERFUSIÓN: son disoluciones o emulsiones estériles, libres de

pirógenos, pero además, isotónicas con la sangre y concebidas para ser administradas en

grandes volúmenes.

PREPARACIONES A DILUIR PARA USO PARENTERAL: son preparaciones inyectables

estériles, destinadas a su inyección o perfusión después de su dilución; antes de su

administración se diluyen hasta el volumen indicado en un líquido especificado.

IMPLANTES: Son preparaciones sólidas, estériles y de un tamaño y forma apropiados para

su implantación o colocación parenteral. Deben asegurar la liberación de las sustancias

activas incorporadas durante un largo período de tiempo. Los implantes son

acondicionados individualmente en recipientes estériles.

D) Las formas farmacéuticas para administración tópica pueden ser de naturaleza líquida,

semisólida o sólida. El objetivo de la administración de medicamentos a través de esta vía,

es obtener exclusivamente efectos localizados en la piel (epidermis y/o dermis) o

mucosas. Hay que tener en cuenta que en piel descamada o lesionada, donde existe

pérdida de los estratos epidérmicos superiores (lo cual ocurre por ejemplo quemaduras,

incisiones y otras lesiones traumáticas), la absorción de la mayoría de principios activos

puede estar notablemente incrementada, con el riesgo subsiguiente de que puedan llegar

a absorberse y realizar efectos sistémicos no deseados.

Dentro de éste grupo de formas farmacéuticas merecen particular mención los preparados

semisólidos: las preparaciones semisólidas para aplicación cutánea se formulan para

conseguir una liberación local o transdérmica de los principios activos, o para su acción

emoliente o protectora. Tienen un aspecto homogéneo. Se pueden distinguir distintas

preparaciones de aplicación cutánea, dependiendo de las características fisicoquímicas y

su consistencia más o menos blanda: pomada (de consistencia o extensibilidad



intermedia), crema (emulsión óleo-acuosa de consistencia más fluida), gel (fácilmente

extensible), ungüento (de reducida extensibilidad) y la pasta (con gran porcentaje de

contenidos sólidos).

Mención especial merecen también las preparaciones oftálmicas; son preparados estériles,

líquidas o semisólidas, destinadas a ser administradas sobre el globo ocular o en la

conjuntiva ocular. Los colirios son disoluciones o suspensiones estériles, de una o varias

sustancias medicamentosas en un vehículo acuoso u oleoso, destinadas a su instilación en

el saco conjuntival. Las pomadas oftálmicas son preparaciones semisólidas estériles

destinadas a su aplicación en el saco conjuntival o en el margen de los párpados. Se

utilizan en sustitución de las gotas cuando se desea prolongar el tiempo de contacto del

principio activo con el ojo.

E) FORMAS FARMACÉUTICAS PARA ADMINISTRACION RECTAL O VAGINAL.

SUPOSITORIOS: son formas farmacéuticas sólidas. Su forma, superficie, volumen y

consistencia facilitan su administración por vía rectal. Se administran en dosis unitarias, y

cada unidad puede contener una o varias sustancias medicamentosas. Deben disolverse o

fundirse en la cavidad rectal y el efecto que ejercen puede ser local o sistémico. Pueden

tener un efecto local, destinados a provocar la evacuación en casos de estreñimiento. La

glicerina que contienen deshidrata la mucosa y provoca su exudación, lo que favorece el

peristaltismo. También pueden tener un efecto sistémico, los supositorios que tienen esta

finalidad están concebidos para la absorción del fármaco que contiene, con paso de éste a

la circulación general y obtención de efectos sistémicos similares a los que se obtienen por

administración oral o parenteral.

OVULOS: son preparaciones de consistencia semisólida uni-dosis. Son de formas variables,

pero generalmente ovoides con un volumen y consistencia adaptados a la administración

por vía vaginal. Contienen uno o más principios activos dispersados o disueltos en una

base apropiada, que puede ser soluble o dispersable en agua o puede fundirse a la

temperatura del cuerpo.



EL VADEMECUM FARMACOLÓGICO

Un vademécum farmacológico, de medicamentos o terapéutico, es un libro en formato

electrónico o digital, o una base de datos, que permite disponer al Médico Veterinario

(también al Médico Cirujano, al Odontólogo, al Farmaceuta), contar con una

herramienta visual, de fácil uso diario, que lo oriente en la identificación de los

diferentes principios activos disponibles en el país, sus nombres genéricos o

comerciales, usos terapéuticos, efectos adversos, posología, indicaciones,

contraindicaciones e interacciones y formas de presentación de los diferentes

medicamentos de que se dispone en el territorio nacional.

El contenido de un vademécum puede estructurarse bajo diversas modalidades de

índices: 1) Un índice de contenido (generalmente al principio del libro), donde los

principios activos se agrupan bajo grupos farmacológicos con una utilidad terapéutica

determinada, por ejemplo, quimioterápicos antibacterianos, fármacos empleados

contra micosis externas, ectoparasiticidas, bacterinas, sueros y vacunas, fármacos

empleados en lesiones de piel, mucosas, músculos o articulaciones, etc., 2) Un índice

de principios activos o índice farmacológico, donde pueden ubicarse los productos

farmacéuticos o medicamentos de acuerdo a su nombre genérico, 3) Un índice de

productos, donde pueden ubicarse las especialidades farmacéuticas por su nombre

comercial y 4) Un índice de laboratorios, donde aparecen agrupadas las especialidades

farmacéuticas de acuerdo al laboratorio farmacéutico que las produce.

En un vademécum farmacológico se encuentra el prospecto de cada especialidad

farmacéutica. El prospecto de un medicamento (que también debe aparecer en el

empaque de la propia especialidad farmacéutica), constituye una breve descripción del

producto y que incluye generalmente su composición, presentación, indicaciones,

posología y vía de administración, especie de destino, modo de empleo,

contraindicaciones, efectos adversos y tiempo de retiro. Puede aparecer también

información general sobre su farmacodinamia, farmacocinética y residuos, esto último

si la especie de destino está destinada al consumo humano.



FORMATO 1

NOMBRE QUIMICO NOMBRE GENERICO NOMBRE COMERCIAL

FORMATO 2

NOMBRE GENÉRICO NOMBRE COMERCIAL



FORMATO 3

NOMBRE COMERCIAL Y GENÉRICO FORMAS DE PRESENTACIÓN

FORMATO 4

NOMBRE COMERCIAL Y GENÉRICO ASPECTOS RELEVANTES DEL PROSPECTO



SEGUNDA PARTE:

ENVÍO Y RECIBO DE MUESTRAS PARA ANÁLISIS TOXICOLÓGICO

La Toxicología Clínica es la parte de la Toxicología que estudia fundamentalmente la

prevención, diagnóstico y tratamiento del paciente intoxicado. Un Laboratorio de Toxicología

Clínica es un laboratorio o unidad de diagnóstico especializado, que requiere de recursos

humanos muy bien capacitados, pero también del equipamiento adecuado; de estos dos

factores depende fundamentalmente tanto la complejidad del laboratorio, como de los

servicios que éste pueda prestar [8].

El acto de tomar una muestra para su envío a análisis por un Laboratorio de Toxicología Clínica,

es de fundamental importancia para lograr, primero, una adecuada identificación de la

sustancia que se requiere sea investigada, y segundo, su cuantificación posterior. La muestra

analizada debe ser identificada con el nombre completo del paciente, el día y la hora de

recolección, así como con la naturaleza de la muestra (aunque sea evidente). Esto resulta

importante si gran número de pacientes han sido afectados en un accidente o cuando se

obtienen varias muestras de un mismo paciente.

CLASIFICACIÓN DE LAS MUESTRAS PARA ANALISIS TOXICOLOGICO

1. Biológicas: sangre, orina, vómitos, lavados estomacales, estomago, grasa, heces, saliva, leche, pelos, cerebro, riñón, huesos, hígado, lavado y raspado de dedos, airea alveolar, pulmón, etc.

2. No biológicas: restos de productos, envases, alimento concentrado pastos, aguas, etc. [6].

Previo al análisis, toda muestra biológica debe ser almacenada a 4 ºC y mantenidas a esa

temperatura durante 3 á 4 semanas, particularmente cuando se trate de situaciones que

requieran de futuros análisis. En los casos de implicaciones médico-legales, la muestra a

analizar debe ser almacenada a –20ºC hasta que la investigación haya concluido. La elección

de la muestra está estrechamente vinculada con la toxicodinámia del analito buscado,

mediante el conocimiento de su distribución, metabolismo y eliminación, se han diseñado



técnicas analíticas orientadas a la búsqueda de la sustancia-madre y/o de sus metabolitos para

su identificación y, si fuera necesario, su cuantificación.

La vinculación entre el caso clínico y el analista tiene mucho valor para los resultados del

análisis toxicológico, pues puede orientar de manera decisiva en la elección de la muestra, la

sustancia o sustancias a investigar en la misma, y el método y la técnica (instrumental) para su

identificación y/o su cuantificación. Así, con fines de orientar el análisis, antes de iniciarlo, es

importante conocer toda la información posible acerca del paciente: tiempo transcurrido

desde la exposición a la sustancia química, vía de exposición, tiempo de recolección de la

muestra, resultados de pruebas clínicas, sintomatología, sustancia o sustancias a las que ha

podido estar expuesto, entre otras, esto constituye la anamnesis [8].

MARCHA ANALITICA

Si la conveniente vinculación entre el veterinario clínico y el analista de laboratorio (que puede

ser también un médico veterinario) no es posible, el analista deberá partir de cero, casi a

ciegas, teniendo que recurrir a lo que se conoce como “Marcha Analítica”. Una “Marcha

Analítica” consiste en una secuencia de procesos químicos, que selectivamente van separando

las distintas especies o sustancias químicas presentes en una muestra, con la finalidad de

extraer un cierto elemento químico, eliminar impurezas (sustancias que pueden interferir con

la identificación o cuantificación de una determinada sustancia), facilitando la detección de la

sustancia deseada en una muestra [9]. Es importante recordar, que además de la muestra o

muestras que puedan tomarse del paciente o del cadáver, puede resultar importante recoger

todo material sospechoso (por ejemplo botellas u otros envases) encontrados con o cerca del

paciente o pacientes, conservándolos para el análisis en caso de necesidad, puesto que

pudieran estar relacionados con el episodio de la intoxicación [10].

Una “Marcha Analítica Toxicológica General” o de “Urgencias”, consiste en la realización de

pruebas toxicológicas sencillas, que tienen el objeto de poder descartar o confirmar grandes

grupos de tóxicos presentes en una muestra (por ejemplo alcaloides, solventes orgánicos,

tóxicos minerales, tóxicos volátiles arrastrables por el vapor de agua, etc.). Las tres muestras

fundamentales para un análisis toxicológico de urgencia son: sangre, orina y contenido gástrico

o gastrointestinal. [10].



SANGRE: debe tomarse en tubo de ensayo, al menos 10 mL, sin dejar cámara de aire. Puede

trabajarse con el suero; si se añade anticoagulante este debe ser heparina y debe ser advertido

al analista.

ORINA: deben colectarse al menos 50 mL, en un envase estéril, hermético y sin adicionar

conservantes; la muestra debe tomarse lo antes posible, antes de iniciar cualquier tratamiento

farmacológico.

CONTENIDO GASTRICO: como mínimo 20 mL, en un envase estéril, hermético y sin

conservantes. La muestra puede tomarse a partir del vómito, de un aspirado gástrico, o de un

primer lavado gástrico.

RECOLECCIÓN, TRANSPORTE Y ALMACENAMIENTO DE MUESTRAS:

Se debe tratar de cumplir siempre con las siguientes recomendaciones:

IDENTIFICACIÓN: las muestras enviadas para el análisis se deben etiquetar claramente, con el

nombre y señas del paciente, nombre del propietario, dirección, número de teléfono, hora,

lugar y fecha de la recolección, tipos de muestra, cantidad (volumen o peso), especie animal

entre los principales datos.

RECEPCIÓN: registrar la fecha y la hora de recepción de la muestra si no se ha obtenido en el

mismo lugar donde se realizará el análisis. Todas las muestras deben ser registradas con un

número único para su identificación. La mitad de la muestra debe ser empleada para realizar el

análisis y la otra mitad para contraexperticia (repetición de análisis en caso de requerimiento

legal). Al momento de la recepción es importante realizar el “examen físico” de la muestra,

que consiste en describir sus características organolépticas (color, olor, consistencia, y algunas

de fácil medición como el pH); éstas observaciones deben quedar registradas.

ALMACENAMIENTO: todas las muestras biológicas se deben almacenar al menos a 4oC antes y

después del análisis. Debe disponerse de un congelador cuando deban resguardarse por un

tiempo más o menos prolongado.



OBJETIVOS DE LA PRACTICA (SEGUNDA PARTE)

1. Relacionar al estudiante de toxicología con aquellas técnicas necesarias en la

identificación y caracterización de sustancias tóxicas.

2. Conocer normas de prevención y seguridad en el Laboratorio de toxicología

3. Aprender a elaborar una solicitud de análisis toxicológico.

MATERIALES Y SUMINISTROS

Tubos de ensayo, frascos de compota vacíos, tirro, papel de aluminio, rótulos, muestras de

orina, sangre, alimento y leche.

EVALUACIÓN DE LA ACTIVIDAD PRÁCTICA

1. Complete los formatos adjuntos correspondientes y preséntelos al profesor para su

evaluación.

2. Realice una revisión de información en libros, revistas, internet o cualquier otra fuente

de información, y presente esquemáticamente en hoja blanca, de cinco (5) sustancia

tóxicas o fármacos de de su elección, e identificándolos por su nombre genérico, lo

siguiente: muestra o muestras de elección para enviar a laboratorio de análisis

toxicológico, cantidad recomendada de la muestra, condiciones particulares para el

envío de la muestra de acuerdo al tóxico a analizar (que usted eligió), y signos clínicos

asociados a la intoxicación en una especie animal que usted escoja.

3. Las actividades anteriores deberán ser entregadas en un plazo no mayor a 5 días hábiles

(una semana).

4. La evaluación de estas actividades tendrán una valoración máxima de 10 puntos.

5. Los 10 puntos restantes serán evaluados en el “Examen Parcial Práctico”, que será

escrito, y se presentará junto el “Examen Parcial Teórico”.

6. La evaluación escrita “Examen Parcial Práctico”, como el “Examen Parcial Teórico” podrá

ser objeto de evaluaciones “Repetitivas” (considerando el número de estudiantes que

presentaron el examen y lo aprobaron) y de evaluaciones “Recuperativas”.

7. En caso de las evaluaciones “Repetitivas” o “Recuperativas”, el “Examen Parcial

Práctico” tendrá un valor máximo de 20 puntos.



REPUBLICA BOLIVARIANA DE VENEZUELA UNIVERSIDAD DEL ZULIA FACULTAD DE CIENCIAS VETERINAERIAS CATEDRA DE FARMACOLOGIA Y TOXICOLOGIA

SOLICITUD DE ANALAISIS TOXICOLÓGICO

NOMBRE DEL SOLICITANTE:

Dirección:

Teléfono:

PROCEDENCIA DE LA MUESTRA

DESCRIPCIÓN DEL ENVASE

MUESTRAS:

1. Fecha de Recepción:

2. Color:

3. Olor:

4. Volumen:

5. Peso:

ANALISIS SOLICITADO(S):

OBSERVACIONES:

___________________________

Firma del solicitante

Cátedra de Farmacología y Toxicología. Segunda Práctica 2012

Vías de administración y dosificación de medicamentos 26

PRACTICA No. 2

Vías de Administración y Dosificación de Medicamentos



INTRODUCCIÓN

El uso racional de medicamentos requiere que el Médico Veterinario cumpla con varios

aspectos inherentes a su formación: hacer un diagnóstico correcto, tener un buen

conocimiento de la enfermedad, saber realizar la selección del fármaco a administrar, y saber

diseñar una pauta de administración, todo, para intentar garantizar la máxima eficacia, con el

mínimo de riesgo para el paciente. En la pauta de administración se establece la dosis, el

intervalo entre dosis y la duración que debe tener el tratamiento para conseguir, en el tiempo

adecuado, el resultado más óptimo posible para el paciente. La pauta o posología de

tratamiento debe ser, en la medida de lo posible, individualizada. La cantidad de medicamento

que se administra al paciente se llama dosis; generalmente expresada en peso del principio

activo (gramos, miligramos, microgramos, etc.) por kilo o kilos de peso del paciente. Para

algunos fármacos, cuya actividad se mide por métodos biológicos, como la insulina o la

penicilina, la dosis se suele expresar en unidades internacionales (UI) [11].

DOSIS DE REFERENCIA

Es importante señalar que la dosis que se indica en el prospecto es sólo orientativa, y que debe

ser el médico quien decida la dosis correcta para cada caso individual, así como el tiempo de

duración del tratamiento, ya que existen una gran cantidad de variables que pueden influir en

la dosis necesaria para cada individuo y circunstancia [11].

El médico realiza la prescripción de un régimen posológico en relación al paciente y las dosis

habituales; estas dosis de referencia son las que se contemplan de manera teórica para cada

principio activo (y que aparecen en los libros de farmacología, medicina interna, terapéutica,

cirugía entre otros), según las consideraciones que se observan en los ensayos

farmacocinéticos y farmacodinámicos de cada molécula. En éstos se establece la correlación

entre la eficacia y la toxicidad de las diferentes concentraciones en plasma y se determinan las

dosis, teniendo en cuenta factores como la absorción, distribución y eliminación de los

fármacos. Los parámetros que se deben considerar son los siguientes: biodisponibilidad,

excreción urinaria, unión a proteínas plasmáticas, aclaramiento plasmático, volumen de

distribución, semivida plasmática de eliminación o vida media plasmática, concentraciones

eficaces y concentraciones tóxicas.



El tratamiento óptimo y el régimen de dosificación se establecen según los límites de

prescripción habituales del fármaco, los márgenes terapéuticos, las características del individuo

y la gravedad del cuadro clínico. Las dos principales características del paciente que el Médico

Veterinario debe considerar para individualizar la dosis de un medicamento a su paciente son el

peso y la edad [12]. Otras situaciones menos comunes pero que ameritan una revisión de la

dosis a administrar de un medicamento son por ejemplo, alteraciones en el funcionamiento

renal o hepático.

CÁLCULO DE LA DOSIS

Para que un medicamento alcance su efecto terapéutico en el paciente (sea eficaz), primero

que todo debe ser administrado en la cantidad suficiente, pues cantidades muy elevadas

pueden producir efectos tóxicos, y las insuficientes, efectos subterapéuticos. Se necesita de un

cálculo muy preciso de la dosis de un fármaco, generalmente cuando tienen un estrecho

margen de seguridad o deben ser administrados a pacientes con importantes deficiencias

orgánicas, principalmente, renal, hepática, cardiovascular o respiratoria. Para la mayoría de los

medicamentos es suficiente con: 1) Recordar que la dosis varía de manera importante según la

edad del paciente y 2) Saber como ajustar la dosis de acuerdo al peso del paciente [13]. Para

esto solo se necesita manejar procedimientos matemáticos muy sencillos.

Para ajustar la dosis según el peso del paciente el Médico Veterinario necesita conocer: 1) El

peso del paciente, 2) Reconocer los datos útiles presentes en el envase del medicamento, vale

decir concentración para las presentaciones líquidas y peso del principio activo para las

presentaciones sólidas, 3) Conocer la dosis o las dosis de referencia para la especia animal y 4)

Saber hacer una “Regla de Tres”.



MEDIDAS DE PESO Y DE VOLUMEN

El “Sistema Métrico Decimal” es el sistema internacional utilizado en nuestro país para la

expresión de medidas de longitud, volumen o peso. De acuerdo al tipo de medida y a la unidad

de medida de que se trate, éste sistema internacional, una serie de prefijos y abreviaturas de

identificación. En forma abreviada y para realizar operaciones de transformación de una unidad

a otra, suele expresarse como la potencia negativa o positiva de base 10, lo que indica que hay

que multiplicar el número de que se trate, por la potencia de base 10, agregando o

anteponiendo a dicho número tantos ceros como indique la potencia, si se trata de

submúltiplos, incluyendo el cero que corresponde a la unidad (el que va antes de la coma).

Para lo que a nosotros interesa, es decir, la dosificación, es necesario recordar lo siguiente:

La unidad de VOLÚMEN (o capacidad) es el LITRO

UNIDAD DE VOLUMEN ABREVIATURA MULTIPLICA POR PARA EXPRESAR EN LITROS

Hectolitro Hl 103 100 L

Decalitro dal 101 10 L

Litro L 1 L

Decilitro dL 10-1 0,1 L

Centilitro cL 10-2 0,01 L

Mililitro mL 10-3 0,001 L

Microlitro µL 10-6 0,000001 L

El Hectolitro y El Decalitro, son los 2 primeros múltiplos de la unidad Litro (hay más, pero tiene

objeto colocarlos para los fines que nos interesan). El Decilitro, Centilitro, Mililitro y Microlitro

son los primeros 4 submúltiplos de la unidad litro.



La unidad de PESO (o de masa) es el GRAMO

UNIDAD DE VOLUMEN ABREVIATURA MULTIPLICA POR PARA EXPRESAR EN GRAMOS

Kilogramo kg 103 1.000 g

Hectogramo hg 102 100 g

Decagramo dag 101 10 g

Gramo g 1 g

Decigramo dg 10-1 0,1 g

Centigramo cg 10-2 0,01 g

Miligramo mg 10-3 0,001 g

Microgramo µg 10-6 0,000001 g

El Decagramo, Hectogramo y Kilogramo, son los 3 primeros múltiplos del gramo. El Decigramo,

Centigramo, Miligramo y Microgramo, son los primeros 4 submúltiplos de la unidad gramo. Los

siguientes gráficos deben ayudar a comprender mejor como puede transformarse la expresión

de las unidades de medida de volumen o peso [14].



IMPORTANTE:

a) Para pasar de una unidad mayor a una menor se debe multiplicar. Por ejemplo para

transformar 2,5 mg en µg hay que multiplicar por 1.000 ó por 103.

b) Para pasar de una unidad menor a una mayor se debe dividir. Por ejemplo para transformar

2.500 mL en L hay que dividir entre 1.000 ó multiplicar por 10-3 (es lo mismo que dividir).

c) Algunas equivalencias de importancia práctica son: Una cucharadita equivalen

aproximadamente a 5 mL. Una cucharada equivale aproximadamente a 15 mL. Un mL

equivale aproximadamente a 20 gotas. Una onza son aproximadamente 30 mL. [12].

d) Los intervalos entre dosis pueden ser varios, los más utilizados son:

Cada 24 horas 1 vez al día. Por ejemplo 8 am cada día.

Cada 12 horas 2 veces al día 8 (bid). Por ejemplo 8 am y 8 pm.

Cada 8 horas 3 veces al día (tid). Por ejemplo 8 am, 4 pm. y 12 pm.

Cada 6 horas 4 veces al día (qid). Por ejemplo 12 am, 6 pm, 12 pm y 6 am.

Cada 4 horas 6 veces al día. Por ejemplo 8 am, 12 am, 4 pm, 8 pm, 12 pm y 4 am.

e) Las abreviaturas de intervalo entre dosis (bid, tid, qid) deberían ser utilizadas entre

profesionales, pero no para dar indicaciones al paciente.

d) Cuando la concentración de una presentación o especialidad farmacéutica líquida se

expresa en porcentaje, quiere decir que se ha diluido la cantidad de gramos que indica el

porcentaje en 100mL de solución. Por ejemplo; una suspensión que indica está al 8%, quiere

decir que existen 8g por cada 100 mL, lo que equivale a decir que hay 80mg/mL.

LA REGLA DE TRES

La regla de tres, es una sencilla operación matemática que nos permite descubrir una dato a

partir de tres datos conocidos. Se aplica cada día en el ejercicio de la profesión, cuando

necesitamos ajustar la dosis de un medicamento en atención al peso del paciente. Veamos un

ejemplo, tomando como referencia las dosis que aparecen en la tabla que a manera de ejemplo

se presenta a continuación [13].

Ejemplo:

Un perro cuyo peso es de 27 kg, necesita se le administre furosemida. El Médico Veterinario

decide administrar una dosis de 4mg/kg. Dispone de una especialidad farmacéutica inyectable

cuya concentración es 20 mg/mL ó 2%. ¿Cómo empezamos?



TABLA DE DOSIFICACION PARA FARMACOS DE USO MOMÚN EN MEDICINA VETERINARIA [15]

NOMBRE GENERICO DOSIS EN BOVINOS DOSIS EN EQUINOS DOSIS EN CANINOS PRESENTACIÓN

Oxitetracidina 6-11 mg/kg IV, IM 10-20 mg/kg., 6h VO

10-20 mg/kg s.i.d. IV.

7,5-10 mg/kg c 12hIV. 20 mg/kg c 12h VO

Inyectable y suspension

Hemectina 200 pg/kg SC. 0,2 mg/kg PO. 200-300 pg/kg SC IM VO

Bovinos y caninos: inyectable. Equinos: Pasta

Furosemida 2,2-4,4 mg/kg c 12hIV 1-3 mg/kg b.i.d. IV. IM.

2-6 mg/kg c 8-12h IV, IM. SC.

Frasco Ampolla

Atropina 0,1-1,0 mg/kg IV. IM. SC.

0,01 - 0,1mg/kg IV.IM.SC.

0,02-0,04 mg/kg c 6-8h IV, IM. SC.

Inyectable

Edtaca Máximo 7,5 mg/kg/día IV

75 mg/kg/día en dosis divididas. IV. lenta

25 mg/kg c 6h SC durante 2-5 días

Inyectable

Dipirona 5 ml/50kg IM, IV, SC 5-22 mg/kg IV. IM. 28 mg/kgc8h/ V. IM. SC.

Inyectable

Cianocobalasmina

1.000 pg:3-5m/i s.i.d. por 5días 5.000 pg:2-4m/i s.i.d. por 5 días

1000 pg: 3-5 ml s.i.d. por 5 días. 5.000 pg:2-4 mi. S.i.d. por 5 días

20 g/ml: 2-5 ml/día/5 días. IM.

Inyectable

Amitraz Aspersión: 1L/700L de agua cada 21 días

No aplicable Aspersión: 10.6 mLc 7.5 L de agua, 3-6 trat. Tópicos c 14 días

Emulsión concentrada

Flunixin Meglumine 50 mg: 2ml/45kg IV IM

0,25-1,1 mg/kg IV. 1,1 mg/kg una vez IV. IM. SC.

Inyectable

Xilacina 0,05-0,33 mg/kg IM 0,2-1,1 mg/kg IV. 1,1 mg/kg IV 2,2, mg/kg IM

Inyectable

Pentobarbital 30 mg/kg IV 2-20 mg/kg IV. 25-30 mg/kg IV primero la mitad y el resto lentamente

Ampollas

Dexametasona 1-10 mg IV IM 0,02-0,2 mg/kg s.i.d. IV.

0,1-0,2 mg/kg c12-24h IV. IMIM.

Inyectable

Primero:

Determinamos, utilizando una “Regla de tres”, la cantidad de principio activo o medicamento

que se requiere según el peso del paciente. El razonamiento de la “Regla de tres” es el

siguiente: si para 1 kg de peso del paciente se necesitan 4 mg de furosemida (según la dosis),

para 27 kg (peso del paciente) ¿Cuántos mg se necesitarán?



Segundo:

Una vez obtenida la cantidad de mg de principio activo para ese paciente (según su peso),

necesitamos saber el volumen (mL) de la presentación farmacéutica líquida de furosemida

donde iran los 108 mg que se requieren y que necesitamos administrar al paciente, de acuerdo

a la concentración de la misma (por esto siempre debemos fijarnos en la concentración del

producto). Para ello planteamos otra “Regla de tres”, cuyo razonamiento es el siguiente: si en 1

mL de la especialidad farmacéutica inyectable hay 20 mg de furosemida (principio activo), 108

mg (cantidad que necesitamos para el paciente) ¿En cuántos mL estarán?

Entonces, necesitamos administrar 5,4 mL de una solución de furosemida al 2%, para dosificar

4 mg/kg al paciente de éste ejemplo.

OBJETIVOS DE LA PRÁCTICA

1. Explicar la diferente velocidad de absorción y distribución del azul de metileno

administrado por las vías de administración intramuscular e intraperitoneal.

2. Explicar la diferencia entre los tiempos de recuperación tras la inducción de la anestesia

con Tiopental y con Éter.

3. Explicar como se puede ajustar la dosis de un medicamento de acuerdo al peso

(dosificación).

4. Comprender la importancia de la correcta dosificación de medicamentos.




Animales de experimentación (ratas), equipo quirúrgico para disección, jeringas, cámara

anestésica, éter dietÍlico, tiopental sódico.

EXPERIMENTOS 1. COMPARACIÓN DE LA ABSORCIÓN DE AZUL DE METILENO TRAS ADMINISTRACIÓN

INTRAMUSCULAR E INTRAPERITONEAL.

Una rata es anestesiada en forma general con tiopental sódico (100 mg/kg) vía

intraperitoneal. Comprobada la pérdida del reflejo corneal, se procede a administrar azul

de metileno vía intramuscular y, tras incisión en la cavidad abdominal, también

administrar vía intraperitoneal (3 mL/kg). Aproximadamente 15 minutos después de la

administración del azul de metileno se procede a la disección del animal de

experimentación en los sitios de inyección. Observar la distribución en los tejidos

adyacentes y vasos sanguíneos y el tiempo de desaparición del colorante (lo que depende

de la velocidad su absorción). Realizar observaciones sucesivas cada 5 o 10 minutos

aproximadamente [15].

2. ADMINISTRACIÓN DE ANESTESISICOS GENERALES VIA INTRAPERITONEAL Y

RESPIRATORIA.

Se anestesiarán en forma general 2 ratas: una con tiopental sódico (100 mg/kg)

administrado vía intraperitoneal; y otra, en cámara anestésica (embudo de vidrio) con éter

dietílico. Considerando como signo de que el animal está anestesiado la pérdida del reflejo

corneal, compare los tiempos en que aparece el estado de anestesia general en cada caso.

Compare también el tiempo de recuperación. Explique lo observado [16].




1. Escriba sus observaciones, explicaciones y conclusiones, en relación a los experimentos

realizados y preséntelos al profesor para su evaluación (máximo 2 páginas, tamaño

carta).

2. Elabore un gráfico en pliego de cartulina, donde esquematice los procesos de absorción,

distribución, metabolismo y/o eliminación, seleccionando usted principio activo, forma

farmacéutica y vía de administración. Acompáñelo de pagina explicativa (máximo 1

pagina tamaño carta).

3. Las actividades anteriores deberán ser entregadas en un plazo no mayor a 5 días hábiles

(una semana).

4. La evaluación de estas actividades tendrán una valoración máxima de 10 puntos.






7. En caso de las evaluaciones “Repetitivas” o “Recuperativas”, el “Examen Parcial Práctico”

tendrá un valor máximo de 20 puntos.

Cátedra de Farmacología y Toxicología. Tercera Práctica 2012

Identificación y cuantificación de tóxicos 36

PRACTICA No. 3

IDENTIFICACIÓN Y CUANTIFICACIÓN DE TOXICOS EN

MUESTRAS BIOLÓGICAS Y NO BIOLÓGICAS



INTRODUCCIÓN

Para identificar una sustancia tóxica en una muestra biológica o no biológica, se dispone de

métodos, técnicas o pruebas de orientación (screening), que no requieren o muy poco, del

tratamiento de la muestra antes de iniciar el análisis; y de técnicas o pruebas analíticas de

confirmación o verificación, que si requieren de un adecuado tratamiento de la muestra

previo al análisis, con el objeto de aislar la sustancia de interés de otras denominadas

“interferentes” cuya presencia puede llevar a resultados no confiables [17]. Las principales

diferencias entre las pruebas de orientación y confirmación (en ocasiones también dentro

de cada grupo) radican en la especificidad y en la sensibilidad del método y/o técnica

empleado.

Antes de mencionar los procedimientos técnicos más sencillos y comúnmente utilizados en

toxicología analítica, debe señalarse, que un diagnóstico de intoxicación requiere en

muchas ocasiones, de los resultados que pueda arrojar un laboratorio clínico general, vale

decir, pruebas bioquímicas y hematológicas [18].

MÉTODOS INSTRUMENTALES EN TOXICOLOGÍA ANALÍTICA

PRUEBAS COLORIMÉTRICAS

Muchos fármacos y sustancias tóxicas, si están presentes en concentración suficiente en la

muestra, y en ausencia de otras sustancias que pudieran actuar como interferentes en el

análisis, dan colores característicos tras su combinación con reactivos apropiados. Algunas

pruebas colorimétricas son específicas para una determinada sustancia; sin embargo,

sustancias con iguales grupos funcionales pueden también dar una reacción “positiva”,

actuando como sustancia interferente en la prueba.

Por otra parte, la descripción del color observado puede resultar muy subjetiva. De

acuerdo a la concentración de la sustancia en la muestra, también pueden variar tanto el

color como su intensidad, o bien el color formado, ser muy inestable, desapareciendo en

ocasiones rápidamente [18].



La mayoría de éste tipo de pruebas requieren de pocos reactivos, y pueden ser

desarrolladas satisfactoriamente en tubos de ensayo, aunque también hacerse sobre

vidrios de reloj o cápsulas de porcelana esmaltada (preferiblemente no porosa),

empleándose generalmente como pruebas de orientación o screening o en una marcha

analítica general. Cuando se realiza una prueba colorimétrica, siempre debe hacerse al

mismo tiempo el análisis para comparación de:

a) Un blanco, muestra en la que se tiene la certeza de que no hay ningún tipo de

sustancia.

b) Una muestra positiva conocida, conteniendo una concentración conocida de la

sustancia bajo análisis.

ESPECTROFOTOMERIA DE LUZ VISIBLE Y ESPECTROFOTOMETRIA DE LUZ ULTRAVIOLETA

Un número considerable de métodos para la cuantificación de xenobióticos en muestras

biológicas y no biológicas emplean la espectrofotometría de luz ultravioleta (200-400 nm) o la

espectrofotometría de luz visible (400-800 nm). Al igual que con las pruebas colorimétricas, el

principal obstáculo técnico tanto con la espectrofotometría de luz ultravioleta como de luz

visible es la presencia de interferentes, es decir su poca especificidad, lo que muchas veces

obliga a largos y complicados procedimientos de extracción con solventes, a pesar de lo que,

no se logran resultados totalmente satisfactorios.

CROMATOGRAFÍA LIQUIDA O GASEOSA. ESPECTROMETRÍA DE MASAS Y DE ABSORCIÓN

ATÓMICA.

La identificación o detección inicial de una sustancia tóxica (que puede ser también un fármaco

o medicamento), debe ser confirmada siempre que sea posible por una segunda técnica

basada en un principio físico - químico diferente. La técnica de confirmación por excelencia es

la espectrometría de masas (MS, por sus siglas en inglés). Las técnicas instrumentales de

Cromatografía de Gases (GC) y la Cromatografía Líquida de Alta Resolución (HPLC), constituyen

también herramientas fundamentales para el análisis toxicológico orgánico, y deben contar

además, con los detectores idóneos para la identificación y cuantificación de los distintos tipos

de compuestos. La espectrometría de absorción atómica es la técnica de elección para el

análisis toxicológico inorgánico confirmatorio [17].




1. Realizar algunas pruebas colorimétricas cualitativas para la identificación de fármacos o

sustancias tóxicas.

2. Realizar una prueba colorimétrica cuantitativa para la identificación de un fármaco o

sustancia tóxica específica, en una muestra de orina.

MATERIALES E INSUMOS

1. Cilindros Graduados (10 y 25 mL), pipetas (1,2 y 5 mL), tubos de ensayo, vasos de

precipitado, embudos de separación, cápsulas de porcelana, papel de filtro, embudos.

2. Ácido clorhídrico concentrado, Sulfamato de amonío (solución acuosa 0,5%), Nitrito de

sodio (solución acuosa 0,1%), Naftiletilenodiamina (solución acuosa 0,5%), Nitrato de

cobalto (solución alcohólica 1%), Alcohol etílico (solución acuosa 5%), Sulfato de sodio,

Carbón vegetal, Ácido sulfúrico concentrado, Cloruro férrico (soluciones acuosas al 5% y

1%), Ácido perclórico (solución acuosa 20%), Ácido Nítrico (solución acuosa 50%), Ácido

sulfúrico (solución acuosa 50%), Reactivo F.P.N. (5 ml de solución de cloruro férrico al 5%

p/v. más 50 ml de solución acuosa de ácido perclórico al 20% p/v.) y Reactivo F.S. (0,2 ml

de solución acuosa de cloruro férrico al 5% y 9,0 ml de solución de ácido sulfúrico al 30%).

DETERMINACIONES ANALITICAS COLORIMÉTRICAS CUALITATIVAS [19]

1. BENZODIACEPINAS:

a. Metodología: A 10 ml de orina agregar 2 gotas de ácido clorhídrico concentrado.

Agitar. Adicionar 1 ml de solución de nitrito de sodio al 0,1%. Agitar y dejar en

reposo 5 minutos. Agregar 1 ml de solución de sulfamato de amonio al 0,5%.

Agitar y dejar en reposo 5 minutos. Añadir 1ml de solución. de clorhidrato de

naftiletilendiamina al 0,5%.

b. Reacción positiva: aparece color púrpura o violeta.

2. SULFAS (SULFAMETAZINA)

a. Metodología: Colocar una gota de orina sobre una tira de papel de filtro. Agregar

una gota de ácido clorhídrico concentrado.

b. Reacción positiva: aparece una coloración naranja.



3. DIPIRONA:

a. Metodología: Tome 2 ml de orina y añada gotas de ácido sulfúrico concentrado y 5

gotas de la solución de cloruro férrico al 1%

b. Reacción positiva: formación de un color rojo oscuro a pardo rojizo.

4. FENOTIACINAS:

Método 1.

a. Metodología: Añadir a 1 mL de orina 1 mL de reactivo de F.P.N.

b. Reacción positiva: formación de un color rosa de intensidad variable.

Método 2.

a. Metodología: Añadir a 1 mL de orina 1 mL de reactivo de F.S.

b. Reacción positiva: formación de un color variable que del rosado al azul – violeta.

DETERMINACIONES ANALÍTICAS COLORIMÉTRICAS CUANTITATIVAS

1. ANÁLISIS DIRECTO DE ÁCIDO SALICÍLICO EN ORINA

Loas salicilatos (acido acetilsalicílico) formas parte del grupo de antinflamatorios no

esteroideos (AINEs), que también tienen propiedades analgésicas y antipiréticas. Todos

derivan del ácido salicílico (acido simple 2-hidroxibenzóico). Las intoxicaciones agudas o

crónicas por sobredosificación ocurren con relativa frecuencia. Tiene buena solubilidad en

etanol y éter, y con hierro III en disolución acuosa forma un color rojizo característico a un pH

ácido entre 2 y 3 [4]. El ácido salicílico contiene en su molécula un grupo fenólico, por tal

motivo se utilizará para su identificación y cuantificación una reacción colorimétrica

denominada “Prueba del Cloruro Férrico”, cuyo “Límite de Detección” de de 2 mg L-1 (2

miligramos por litro o 2 ppm).



METODOLOGÍA:

Preparar los siguientes tubos de ensayo:

TUBO BLANCO TESTIGO A TESTIGO B TESTIGO B TESTIGO B TESTIGO B TESTIGO B TESTIGO B

ORINA BLANCO 2 mL

TESTIGO A 2 mL

TESTIGO B 2 mL

TESTIGO C 2 mL

TESTIGO D 2 mL

TESTIGO E 2 mL

PROBLEMA A 2 mL

PROBLEMA B 2 mL

REACTIVO 2 mL 2 mL 2 mL 2 mL 2 mL 2 mL 2 mL 2 mL

1. El tubo de orina blanco, debe contener orina que se garantice no tiene ninguna sustancia

extraña (xenobiótico) al organismo.

2. Los tubos testigo, contendrán orina “limpia” a la que se ha añadido una concentración

conocida de acido acetilsalicílico: testigo A 1 mg/mL; testigo B 2 mg/mL; testigo C 4

mg/mL; testigo D 8 mg/mL; testigo E 16 mg/mL.

3. Los tubos problema A y B contendrán orina con una concentración desconocida de ácido

acetilsalicílico, y que después de la adición de 2 mL del reactivo (solución acuosa de

Cloruro Férrico al 20%), serán comparados en la intensidad del color producido con los

tubos testigo o de calibrado para saber su concentración.

4. Puede hacerse una medición cuantitativa más exacta utilizando un espectrofotómetro de

luz visible.




1. Realice una revisión de información en libros, revistas, internet o cualquier otra fuente

de información, y presente esquemáticamente de una sustancia tóxica de su elección lo

siguiente: especie animal, sustancia tóxica a analizar, tipo de muestra, cantidad de

muestra, procedimiento para la obtención de la muestra, procesamiento de la muestra

para su análisis, técnica instrumental utilizada para la identificación y/o cuantificación de

la sustancia tóxica elegida.

2. La actividad anterior deberá ser entregada en un plazo no mayor a 5 días hábiles (una

semana).

3. La evaluación de esta actividad tendrá una valoración máxima de 10 puntos.








Cátedra de Farmacología y Toxicología. Cuarta Práctica 2012

Depresores del Sistema Nervioso Central. Curvas Dosis – Respuesta.

43

PRACTICA No. 4

DEPRESORES DEL SISTEMA NERVIOSO CENTRAL.

CURVAS DOSIS – RESPUESTA.



44

INTRODUCCIÓN

PRIMERA PARTE. CURVAS DOSIS - RESPUESTA

Las respuestas farmacológicas (farmacodinamia) pueden ser medidas numéricamente. Los

fármacos, pero también sustancias tóxicas, pueden ser caracterizados a fin de establecer una

valoración más precisa de sus efectos farmacológicos, terapéuticos o toxicológicos, excluyendo

factores subjetivos que dependen usualmente de la percepción del que efectúa la medición y

no de un valor numérico determinado [20].

La determinación de a curva dosis – respuesta de un principio activo, o de un medicamento o

sustancia tóxica, es una herramienta de estudio pre-clínica en toxicología, que permite

conocer y caracterizar los efectos de la sustancia en estudio. En la ordenada, eje Y o eje

vertical, se especifica la intensidad del efecto farmacológico hasta su máxima expresión

posible, y se relaciona con la dosis o el logaritmo de la dosis, que se coloca en el eje X, abscisa

o eje horizontal. En general, el incremento de la dosis produce un aumento proporcional de la

intensidad de la respuesta, hasta un punto límite denominado “efecto máximo” o “eficacia

máxima”; luego de alcanzado el efecto máximo el incremento de la dosis no va acompañado

de un incremento de los efectos farmacológicos. El aumento de la dosis luego de alcanzar el

efecto máximo, lleva a la aparición de los efectos tóxicos dosis – dependientes.

En una curva dosis-respuesta se pueden estudiar o caracterizar los siguientes e importantes

aspectos de una fármaco en estudio: a) Inclinación: expresa el grado de incremento de la

respuesta en relación al aumento de la dosis. La inclinación o pendiente muy vertical nos

indica que los efectos iniciales y los efectos máximos se pueden obtener con pequeñas

variaciones de las dosis, lo que incrementa el nivel de peligrosidad en el manejo clínico del

medicamento. Una inclinación cercana a la línea horizontal, indica que solo se obtendrán

variaciones importantes en el efecto farmacológico, si se incrementa significativamente la

dosis; será entonces un producto más seguro al momento de su dosificación.



45

b) Variabilidad: mientras más difícil sea obtener efectos idénticos o muy parecidos, con las

mismas dosis, aún en un mismo paciente en diferentes momentos, indicara la dificultad de

obtener efectos regulares tras la administración de un principio activo o medicamento bajo

estudio, incrementándose la inseguridad de su empleo terapéutico potencial. c) Potencia: la

potencia de la acción farmacológica está determinada por la cantidad de principio activo

expresada en gramos, miligramos o microgramos, para la obtención de un efecto determinado

o deseado; la potencia se relaciona con la afinidad de un fármaco por sus receptores. d)

Eficacia o efecto máximo: al cual ya nos hemos referido, se relaciona al concepto de actividad

intrínseca del principio activo.

DOSIS LETAL MEDIA (DL50). DOSIS EFECTIVA MEDIA (DE50) E ÍNDICE TERAPEUTICO (IT)

La toxicidad de un principio activo o medicamento, puede medirse con el conocimiento de la

dosis letal 50 (DL50), que es la dosis capaz de provocar la muerte del 50% de los animales de

laboratorio bajo experimentación. La dosis efectiva 50 (DE50) es por otra parte la dosis que

produce los efectos deseados o terapéuticos en el 50% de una población experimental. El

índice terapéutico, que se expresa como la diferencia o el cociente entre la DL50 y la DE50, es

una medida de seguridad en el manejo del fármaco en terapéutica clínica. Un índice

terapéutico amplio indica seguridad y manejo relativamente sencillo, lo contrario indica

peligrosidad. Por otra parte, el verdadero índice de seguridad, es una expresión que aspira a

conocer la seguridad de un fármaco en su manejo clínico, con mayor claridad que el índice

terapéutico y expresa la relación entre la primera dosis que es capaz de provocar la muerte de

un animal de experimentación (DL1 o DL1%, pues las poblaciones experimentales son

generalmente 100 ratas o ratones por cada dosis probada), y la dosis que es capaz de

provocar un 99% de los efectos deseados (DE99). La seguridad será mayor, mientras la DE99

este más alejada de la DL1.

Tradicionalmente las respuestas farmacológicas se clasifican en respuestas graduales o

cuantitativas y respuestas cuantales o del todo o nada. En el primer caso las respuestas

pueden ser medidas de manera precisa mediante un instrumento de medición (por ejemplo

temperatura corporal, presión arterial, frecuencia cardíaca o respiratoria), mientras que en el

segundo caso la respuesta se observa en su expresión máxima o no (por ejemplo el estado de

anestesia general, donde un conjunto de signos dan una aproximación al grado de depresión

del sistema nervioso central).



46

Es conveniente aclara que, muchas respuestas cuantales pueden ser transformadas en

graduales. La anestesia general es un ejemplo: podremos registrar cuantos animales se

anestesian o no, mueren o no, tras administrar a grupos diferentes, dosis diferentes de un

anestésico general, obtendremos una curva dosis-respuesta cuantal. En cambio, si registramos

el tiempo de inducción de la anestesia, obtendremos una curva dosis-respuesta gradual, por

supuesto, para los animales que se anestesiaron. Del uso de anestésicos inhalados nos

valdremos para mostrar esto en los siguientes experimentos.


1. Construir una curva Dosis – respuesta gradual y una curva dosis – respuesta cuantal.

2. Explicar en relación a la curva dosis – respuesta gradual los siguientes conceptos:

inclinación o pendiente, variabilidad, potencia y efecto o eficacia máxima.

3. Determinar gráficamente la DE50, DL50 y margen de seguridad.

4. Observar los efectos de sinergismo y antagonismo sobre la acción de un anestésico general

fijo, por la administración previa de un tranquilizante o un estimulante cortical.

5. Explicar la diferente acción de 2 anestésicos generales inhalados, atendiendo a los

conceptos de solubilidad, concentración en el aire inspirado y metabolismo hepático.


Animales de experimentación (ratones), cámara anestésica, Tiopental sódico o Propofol, Éter y

Cloroformo, Xilacina o Clorpromazina, Doxopram o Aminofilina, guantes quirúrgicos no

estériles, jeringas de insulina, servilletas o papel de cocina.

EXPERIMENTOS

1. CONSTRUCCIÓN DE CURVA DOSIS – RESPUESTA GRADUAL Y CUANTAL.

Se constituirán 4 grupos de animales de experimentación (ratones), cada uno con 4

unidades experimentales, de peso entre 19-21 g, dentro de cada grupo pero también entre

grupos. A cada unidad experimental se procederá a administrar vía intraperitoneal

tiopental sódico, propofol o ketamina (según se disponga), de acuerdo a las dosis que se

muestran en la cuadro. Se registrará para cada unidad experimental el tiempo o período

de inducción de la anestesia general (cuando desaparezca el reflejo de enderezamiento).

Los datos obtenidos los utilizará para construir la curva dosis – respuesta gradual.



47

Además, en cada grupo se registraran también el número de unidades experimentales

anestesiadas y/o muertas, expresándose en ambos casos como porcentaje del total de

unidades de cada grupo. Los datos obtenidos los utilizará para construir la curva dosis –

respuesta cuantal. Utilice el siguiente cuadro para el registro de los datos obtenidos [21].

RESULTADOS

No.

ANIMAL DOSIS

TIEMPO DE INDUCCIÓN % ANESTESIADOS % MUERTOS

1

2

3

MESA No.1

4

50 mg/kg

1

2

3

MESA No.2

4

90 mg/kg

1

2

3

MESA No.3

4

180 mg/kg

1

2

3

MESA No.4

4

360 mg/kg



48

2. OBSERVACIÓN DE LOS EFECTOS DE SINERGISMO Y ANTAGONISMO

Tomar e identificar 3 ratones de peso uniforme, entre 19 a 21 g. Administrar vía

intraperitoneal, los fármacos y dosis que se presentan en el cuadro siguiente. Registrar el

tiempo de inducción de la anestesia general, tomando como signo clínico de referencia, la

pérdida del reflejo de enderezamiento. Anote los resultados en el cuadro. Explique lo

observado en base a los conceptos de sinergismo y antagonismo farmacológico [21].

RESULTADOS Unidad

Experimental Fármaco DOSIS

TIEMPO DE ANESTESIA (min)

1 Tiopental Sódico 10 mg/100 g.

2 Fenotiazina

+ Tiopental Sódico

1 mg/100 g.

1 mg/100 gr.

3 Doxopran

+ Tiopental Sódico

0,1 ml (dosis única)

10 mg/100 gr.

3. EFECTO DE LA CONCENTRACIÓN DE UN ANESTÉSICO INHALADO EN EL AIRE INSPIRADO.

Se tomarán e identificarán 10 unidades experimentales (ratones), de peso uniforme, entre

19 a 21 g. Se colocarán individualmente en la cámara anestésica cada vez, de acuerdo a la

dosis y anestésico inhalado utilizado. Saque la cola del ratón por el agujero posterior de la

cámara anestésica. Sujétela firmemente pero con cuidado de no producir. Cierre y

asegúrese de que la cámara anestésica está completamente sellada. Sujete firmemente la

tapa superior. Por el orificio presente en la parte inferior de la cámara, se colocara el

anestésico volátil, medido con una jeringa de insulina (según la dosis que corresponda).

Cierre el orificio con el tapón y ponga en marcha inmediatamente el cronómetro.



49

Observe los cambios que ocurren en los movimientos respiratorios del animal,

movimientos espontáneos y en el reflejo de enderezamiento. Anote el tiempo de tarda en

producirse la anestesia (período de inducción), tomando como referencia la cesación del

reflejo de enderezamiento. Retire el animal de la cámara después de observado los

resultados y anote el tiempo en el que el animal recobra la conciencia. Construya una

curva dosis respuesta para representar la acción del éter, y el cloroformo. Utilice las dosis

que aparecen en el cuadro siguiente, y registre en el mismo los resultados observados [16].

ETER DIETILICO CLOROFORMO

No. ANIMAL

DOSIS (ml)

TIEMPO ANESTESIA

TIEMPO RECUPERACION

No. ANIMAL

DOSIS (ml)

TIEMPO ANESTESIA

TIEMPO RECUPERACION

1 0,36

1 0,36

2 0,72

2 0,72

3 1,44

3 1,44

4 2,88

4 2,88

5 5,76

5 5,76


1. Grafique las curvas dosis – respuesta que correspondan. Para las curvas de dosis –

respuesta gradual considere los conceptos de inclinación o pendiente, efecto o eficacia

máxima, variabilidad y potencia. Para la curva de dosis – respuesta cuantal considere los

conceptos de dosis efectiva y dosis letal 50% y margen de seguridad e índice terapéutico.

Acompañe los anterior de una hoja explicativa (máximo 1 pagina tamaño carta).

2. Grafique los diferentes tipos de sinergismo y antagonismo. Acompáñelo de una hoja

explicativa (máximo 1 pagina tamaño carta).



50

3. Cuando realice la gráfica que corresponde al tercer experimento, considere además los

conceptos de solubilidad, concentración en el aire inspirado y de metabolismo hepático,

incluyéndolos en la hoja de explicación.


5. Los 10 puntos restantes serán evaluados en el “Examen Parcial Práctico”, que será escrito, y

se presentará junto el “Examen Parcial Teórico”.




7. En caso de las evaluaciones “Repetitivas” o “Recuperativas”, el “Examen Parcial Práctico”

tendrá un valor máximo de 20 puntos.

Cátedra de Farmacología y Toxicología. Quinta Práctica 2012

Estimulantes del Centro Respiratorio y Anticonvulsivantes

Anestésicos Locales

51

PRACTICA No. 5

ESTIMULANTES DEL SISTEMA NERVIOSO CENTRAL Y

ANTICONVULSIVANTES.

FÁRMACOS ANESTÉSICOS LOCALES.




52

INTRODUCCIÓN

Todos los fármacos depresores del Sistema Nervioso Central puede, potencialmente producir

depresión fatal del Centro Respiratorio, principal efecto adverso de éste grupo de fármacos.

Dentro de ellos sin embargo, y con respecto de éste efecto adverso, el margen de seguridad es

particularmente reducido en orden ascendente para tranquilizantes menores, tranquilizantes

mayores, hipnoanalgésicos y anestésicos generales fijos o inhalados. El uso conjunto de estos

grupos de fármacos para la anestesia general, debe hacerse solamente siguiendo un protocolo

anestésico, pues sus efectos sinérgicos pueden variar dependiendo de la especie animal, dosis

empleada de cada fármaco pero también entre individuos de una misma especie o raza y

condición general del paciente.

Ante la presentación de éste efecto adverso durante un acto quirúrgico o no, se dispone como

recurso farmacológico de la administración de fármacos estimulantes del centro respiratorio.

La opción no farmacológica es la resucitación cardio– pulmonar o respiración asistida. Como

sabemos, los fármacos estimulantes del sistema nervioso central de uso terapéutico (no

incluyamos aquí a las drogas, sustancias de abuso o delictivas), se clasifican en estimulantes de

tipo cortical, medular y bulbar (denominados también analépticos o estimulantes del centro

respiratorio).

Un fármaco anticonvulsivante es aquel que puede antagonizar las convulsiones, sea su origen

por exposición a sustancias tóxicas, por incremento de la temperatura corporal, patologías del

sistema nervioso central. Cualquier fármaco depresor del sistema nervioso central puede

servir como anticonvulsivante, solo que, aquellos depresores denominados específicamente

como anticonvulsivantes, administrados a su dosis terapéuticas, es difícil que produzcan en el

paciente un estado de sedación, hipnosis o anestesia general; ejemplos son el fenobarbital, el

diacepam y la difenihidantoína.

Finalmente, veremos en ésta práctica el uso de anestésicos locales y dos de sus formas de

administración más utilizadas: la tópica y por infiltración. Tras la colocación tópica, se podrá

discutir sobre la importancia del concepto de liposolubilidad, del porque se emplean

asociaciones de anestésicos locales junto a vasoconstrictores, sus ventajas y desventajas.




53


1. Comprender la utilidad terapéutica y limitaciones de los analépticos, en caso de depresión

del centro respiratorio por sobredosificación con anestésicos generales.

2. Diferenciar una convulsión tónica de una convulsión clónica.

3. Explicar las diferencias de fármacos anticonvulsivantes, con respecto a otros depresores

del sistema nervioso central.

4. Explicar la importancia del concepto de liposolubilidad para fármacos anestésicos locales.

5. Explicar los efectos farmacológicos obtenidos al combinar anestésicos locales con

sustancias vasoconstrictoras.

EXPERIMENTOS

1. INDUCCIÓN DE DEPRESIÓN DEL CENTRO RESPIRATORIO EN RATAS (REALIZACIÓN DE UNA

NEUMOGRAFÍA) POR ADMINISTRACIÓN DE ANESTÉSICOS GENERALES Y SU REVERSIÓN

POR FÁRMACOS ANALÉPTICOS.

Se tomará una rata adulta y se pesará. Administre vía intraperitoneal, Tiopental sódico,

Ketamina o Propofol, según se disponga, a la dosis de 6 mg/100 g de peso vivo (o 60

mg/kg). Tomando como signo clínico de referencia la pérdida o cesación del reflejo corneal,

observe cuando se produce el estado de anestesia general. Una vez que comprueba que la

rata está anestesiada realice una traqueotomía, mediante n corte transversal entre dos

anillos traqueales e introduzca la cánula plástica que está conectada al neumógrafo; todo el

sistema se mueve por el aire que inspira o espira el animal de experimentación.

Posteriormente, a través de la cánula o fosas nasales, coloque un algodón impregnado con

éter dietílico.

Observe como la frecuencia respiratoria comienza a incrementarse pero al mismo tiempo

haciéndose menos profunda. Luego disminuirá progresivamente también su frecuencia y de

una respiración torácica, pasará a ser una respiración abdominal. Finalmente llegará el paro

respiratorio. Enseguida, practique respiración artificial (a través de la sonda – cánula, con la

sonda, de forma suave insufle aire y presiones los pulmones. Comprueba si el corazón late.

Realice el mismo procedimiento con cloroformo. Deprima nuevamente el centro

respiratorio sin llegar a la totalidad. Administre vía intraperitoneal doxopram o aminofilina

a la dosis de 10 mg/kg (o 100 mg/100g). Anote sus observaciones [16, 22].




54

2. INDUCCIÓN DE CONVULSIONES CLÓNICAS Y TÓNICAS Y SU ANTAGONISMO CON

ANESTÉSICOS GENERALES O ANTICONVULSIVANTES.

Pese e identifique 4 ratones. Administre los fármacos y dosis que aparecen en el siguiente

cuadro. Complete en el mismo las observaciones que se requieren [22].

Doxopam (10 mg/kg); Tiopental (60 mg/kg); Fenobarbital (60 mg/kg); Estricnina (10 mg/kg)

3. ANESTESIA LOCAL SUPERFICIAL O TÓPICA

Coloque un conejo en una caja de contención. Compruebe la presencia de los reflejos

cornéales y palpebrales (puede hacerlo con un lápiz con punta roma, accediendo por la

comisura posterior del ojo). Observe también el diámetro de la pupila y la vascularidad de la

conjuntiva ocular.

Ahora, coloque en el saco conjuntival de un ojo 2 gotas de una solución al 2% de Clorhidrato

de Procaína, manteniendo la solución anestésica local por aproximadamente 1 minuto. Al

mismo tiempo, siga el mismo procedimiento en el otro ojo, pero colocando una solución al 1%

de lidocaína. Compruebe la presencia o no del reflejo corneal aproximadamente cada 30

segundos, anote el tiempo de desaparición del reflejo. Observe si se producen cambios en el

diámetro pupilar o en la vascularización de la conjuntiva ocular. Anote sus resultados y

conclusiones en el siguiente cuadro [23].

Tipo de

Convulsiones Ratón

Nº Fármaco (s) Incoordinación

Clónicas Tónicas

Muerte

1 Doxopram

2 Estricnina

3 Estricnina + Fenobarbital

4 Estricnina + Tiopental sódico




55

EFECTO PROCAINA LIDOCAINA

Presencia del reflejo corneal

Diámetro pupilar

Vascularización de la conjuntiva

CONCLUSIONES

4. ANESTESIA LOCAL POR INFILTRACIÓN

Tome un acure o un conejo según se disponga. Depile en la región abdominal los hipocondrios

derecho e izquierdo. Compruebe mediante estímulo físico con una aguja o mediante estímulo

eléctrico la presencia de reflejo cutáneo. Seguido, inyecte en el hipocondrio izquierdo, con una

jeringa para administración de insulina, 0,2 mL de solución fisiológica. En el hipocondrio

derecho y con otra jeringa, inyecte 0,2 mL de una solución de procaína al 0,5%. Luego,

aproximadamente cada 30 segundos, compruebe la presencia o no del estímulo cutáneo.

Tome el tiempo que tarda en desaparecer completamente la respuesta al estímulo doloroso.

Anoté sus observaciones, resultados y conclusiones en el siguiente cuadro [23].

TRATAMIENTO TIEMPO DE DESAPARICIÓN DE LA RESPUESTA

SOLUCION FISIOLOGICA

SOLUCION DE PROCAÍNA 0,5%

CONCLUSIONES




56


1. Esquematice las condiciones del paciente que, antes o durante una intervención

quirúrgica bajo anestesia general, pueden llevar al mismo a un cuadro de depresión del

centro respiratorio. Acompañe lo anterior de una hoja explicativa (máximo 1 pagina

tamaño carta).

2. Ejemplifique mediante dibujos, las cuatro principales formas de administración de los

anestésicos locales, seleccionando ejemplos concretos en la especie doméstica de su

elección. Acompáñelo de una hoja explicativa (máximo 1 pagina tamaño carta).

3. Complete con los datos obtenidos los cuadros de los experimentos que correspondan.









Cátedra de Farmacología y Toxicología. Sexta Práctica 2012

Intoxicación por rodenticidas anticoagulantes

Necropsia

57

PRACTICA No. 6

INTOXICACIÓN POR RODENTICIDAS ANTICOAGULANTES

REALIZACIÓN DE NECROPSIA



Necropsia

58

INTRODUCCIÓN

La principal fuente de exposición a anticoagulantes en medicina veterinaria la constituyen los

cebos rodenticidas, de los cuales existe gran variedad en el mercado. La mayoría de los

anticoagulantes cumarínicos se absorben en el perro de manera completa aunque lenta en el

intestino delgado; la vida media plasmática en ésta especie es de 24 horas aproximadamente,

necesitándose de 2 a 4 días para la eliminación total del tóxico. Todos los derivados

cumarínicos inhiben la NADH-epóxido reductasa, agotando las reservas de vitamina K activa. Si

el hígado es proveído de niveles adecuados de vitamina K1 durante la exposición a rodenticidas

anticoagulantes, la síntesis de los factores de coagulación II, VII, IX y X, continúa normalmente,

por lo que los síntomas de intoxicación no se presentan o lo hacen de forma leve.

Los primeros síntomas de la intoxicación (hemorragias) se presentan de 2 a 5 días después de

la exposición a niveles tóxicos de rodenticidas anticoagulantes, cuando se produce la depleción

de los factores de coagulación dependientes de la vitamina K. El diagnóstico se realiza en base

a la historia clínica o anamnesis (utilización reciente de cebos rodenticidas anticoagulantes,

tiempo transcurrido con síntomas hemorrágicos, y por supuesto hemorragias generalizadas).

Las pruebas de laboratorio clínico para evaluar la coagulación sanguínea son también de ayuda

diagnóstica. A la necropsia se observan hemorragias generalizadas especialmente en cavidad

torácica (hemorragias pulmonares, mediastínicas y/o pericárdicas), mesenterios y tracto

gastrointestinal. El corazón puede estar flácido y el hígado friable, ambos órganos con signos

hemorrágicos.

Los animales intoxicados deben manejarse muy cuidadosamente para no provocar

hemorragias durante su manipulación. Se mencionan 3 objetivos fundamentales del

tratamiento: 1) Corregir la hipovolemia, 2) Corregir la coagulopatía y 3) Recuperar el

funcionamiento de los órganos afectados por la extravasación de sangre (puede ser necesaria

por ejemplo una toracocentesis). Puede ser necesaria la transfusión de sangre. En cuadros de

intoxicación leves a moderados la administración de vitamina K1 puede ser tratamiento

antidótico de elección, sin necesidad de recurrir a transfundir sangre [24].



Necropsia

59

METODOLOGÍA PARA REALIZAR UNA NECROPSIA

Una necropsia constituye un conjunto de operaciones que se realizan en el cadáver, que

permiten la evaluación morfológica de los órganos y tejidos para el estudio de la lesión, de la

enfermedad o proceso patológico, el establecimiento de un diagnóstico presuntivo y de una

conducta diagnóstica. La metodología para la realización de una necropsia puede dividirse en:

1. Preparativos para la necropsia.

La necropsia debe realizarse lo antes posible después de la muerte, particularmente en

países como el nuestro donde la temperatura ambiental es elevada. Constituye una regla

en medicina veterinaria, que todo animal sometido a necropsia constituye una fuente de

infección para los animales y el hombre, por tanto deben tomarse todas las medidas de

bioseguridad necesarias (no fumar, no ingerir alimentos, utilizar elementos protectores

como bata, mascarilla, guantes, botas altas de goma). El instrumental debe ser el

apropiado, y debe esterilizarse antes y después de realizada la necropsia.

2. Exploración del hábito externo.

Después de analizada cuidadosamente la anamnesis debemos pasar a explorar el hábito

externo, que está compuesto por: la piel, pelo (o plumas), mucosas visibles, aberturas

corporales, condición corporal (conformación anatómica del cadáver como un todo).

Observar detalladamente el color, tamaño, presencia de algún tipo de nodulación o

exudado sobre piel, y otras estructuras como orejas, párpados, mucosas ocular y oral.

Observar las proporciones y formas de las diferentes partes del cuerpo(por ejemplo

tamaño y forma de las articulaciones).

3. Desollado o decolado.

Comienza con una incisión a lo largo de la cavidad abdominal, sin penetrar la cavidad.

Luego sigue la separación de la piel, principalmente mediante tracción manual. La

separación de la piel permitirá evaluar mejor ésta estructura, así como del tejido

subcutáneo y musculatura (vasos sanguíneos, congestión, hemorragias). Podrá

evidenciarse también posibles traumatismos.



Necropsia

60

4. Apertura de las cavidades corporales y extracción de los órganos.

Para realizar la primera incisión, que se realiza en la cavidad abdominal, se recomienda

palpar el cartílago xifoide, incidir hasta romper el peritoneo, y continuar

longitudinalmente hacia atrás hasta la región pélvica. Luego de una inspección in situ, los

primeros órganos que deben extraerse son el hígado y el bazo, teniendo cuidado de no

cortar la vesícula biliar. La extracción del aparato digestivo debe intentar hacerse en su

conjunto; su apertura debería hacerse fuera de la cavidad. Los riñones deben ser

inspeccionados en el sitio. Luego puede procederse a la apertura de la cavidad torácica,

cortando a lo largo de la línea media. Los pulmones pueden ser extraídos cortando

transversalmente sobre la bifurcación traqueal.

Finalmente, el examen macroscópico de la necropsia corresponde al médico veterinario, quien

debe realizarla en su unidad de producción, o en su defecto al patólogo cuando se envían

cadáveres u órganos a los laboratorios de diagnóstico. Por examen macroscópico se conoce el

estudio descriptivo y detallado de los órganos y tejidos del cadáver, siempre siguiendo un

orden determinado para no omitir los hallazgos de algún órgano o sistema en particular [25].


1. Explicar la sintomatología observada en la intoxicación por rodenticidas anticoagulantes.

2. Explicar el efecto antídoto de la vitamina K1 frente a la intoxicación por rodenticidas

anticoagulantes.

3. Aprender, en sus aspectos fundamentales, como debe hacerse una necropsia.

4. Aprender, en sus aspectos fundamentales, como está estructurado y como debe

redactarse un informe de investigación.



Necropsia

61

EXPERIMENTO

Se tomarán 2 ratas adultas de aproximadamente 200 a 300 g de peso, colocándose,

separadamente en jaulas de contención. Las jaulas deben estar identificadas con una ficha en

su parte delantera donde se indique: fecha de inicio del experimento, nombres completos de

los integrantes del grupo de trabajo, peso diario del animal, consumo diario de alimento y

consumo diario de agua. La unidad experimental No 1 recibirá, cebo raticida + alimento

concentrado + agua de bebida, la unidad experimental No 2 recibirá cebo raticida + alimento

concentrado + agua de bebida + vitamina K1. En todos los casos se dosificara en base al peso

diario del animal, siguiendo lo indicado en el siguiente cuadro. El antídoto se administrará vía

intraperitoneal mediante jeringa de insulina y se dosificará a razón de 6 mg/kg. El agua se

suministrará mediante bebedero de vidrio y el alimento y cebo raticida en recipiente dentro de

la jaula.

Al finalizar el experimento, a ambas unidades experimentales se les aplicará eutanasia

mediante administración de cloroformo hasta producir paro respiratorio para, posteriormente

realizar la necropsia, enfatizando en los hallazgos las diferencias observadas entre uno y otro

animal (sin y con administración de antídoto). Si uno de los animales muere antes del cuarto

día de tratamiento, la necropsia se realizará lo más pronto posible. Tras realizar el experimento

y recabar los datos en el formato que se anexa, se procederá a realizar el informe de

investigación [26].


1. Elabore el informe de investigación y entréguelo al profesor.











Necropsia

62

FECHA RATA PESO

(g) TOXICO

(5% P.V.) ALIMENTO (5% P.V.)

AGUA (12% P.V.

VIT. K1 (4mg/kg)

SINTOMAS Y NECROPSIA

1

Colocado:

Consumo

Colocado:

Consumo

Colocado:

Consumo

Día 1

2

Colocado:

Consumo

Colocado:

Consumo

Colocado:

Consumo

Colocado:

1

Colocado:

Consumo

Colocado:

Consumo

Colocado:

Consumo

Día 2

2

Colocado:

Consumo

Colocado:

Consumo

Colocado:

Consumo

Colocado:

1

Colocado:

Consumo

Colocado:

Consumo

Colocado:

Consumo

Día 3

2

Colocado:

Consumo

Colocado:

Consumo

Colocado:

Consumo

Colocado:

1

Colocado:

Consumo

Colocado:

Consumo

Colocado:

Consumo

Día 4

2

Colocado:

Consumo

Colocado:

Consumo

Colocado:

Consumo

Colocado:



Necropsia

63

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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Nacional de Ciencia, Tecnología e Innovación. Código de Bioseguridad y Bioética. Tercera

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Manual de Prácticas de Farmacología y Toxicología Veterinaria

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