LAI Guías Ciclo 1 2014 Feb 12

GUÍAS DE LABORATORIO:

ANÁLISIS INSTRUMENTAL

Valoraciones potenciométricas ácido-base: Estandarización de las soluciones y

aplicaciones………………………………………………………………………………...11

Determinación potenciométrica de cloruro en orina humana y suero fisiológico………...15

Determinación espectrofotométrica de Fe (II) en un producto farmacéutico: Curva de

error………………………………………………………………………………………...22

Demanda Química de Oxígeno (DQO) en una muestra de agua. Determinación

espectrofotométrica…………………………………………………………………...……27

Determinación de alcohol en una bebida alcohólica por refractometría…………………..31

Determinación de sacarosa en azúcar de mesa por polarimetría…………..… …………...36

Determinación de acetaminofén en tabletas farmacéuticas por espectrofotometría

ultravioleta…………………………………………………………………………….…...40

Determinación de cobre y zinc en cabello por espectrofotometría de absorción atómica....44

Determinación de simeticona en un medicamento por espectroscopía infrarroja………….48

Determinación de etanol en una bebida alcohólica por cromatografía de gases……….….52

Determinación de acetaminofén en tabletas por cromatografía líquida (HPLC)……….....56

Fluorescencia……………………………………………………………..…….………..…60

Anexos………………………………………………………………..…….………………62

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DESARROLLO DEL CURSO

La responsabilidad de las condiciones seguras de trabajo en el laboratorio recae sobre todos los

individuos que conforman el curso; sin embargo, la persona que tiene mayor responsabilidad es

la que está a cargo del curso por poseer mayor experiencia, preparación y destreza para el

desarrollo de las prácticas. El docente o Asistente de Docencia no es solamente responsable de

la enseñanza sino también de mantener el sitio de trabajo tan seguro como sea posible. A estas

personas se les debe reportar cualquier anomalía. Muchos de los accidentes que ocurren en un

laboratorio de química son ocasionados principalmente por dos razones: la falta de

conocimiento, ya sea personal o la de un compañero, acerca de la práctica que se realiza y la

negligencia para seguir las normas mínimas de seguridad. Los accidentes pueden originarse por

las siguientes razones:

Inadecuada manipulación de productos químicos corrosivos y venenosos.

Manipulación de material de vidrio roto.

Manejo de materiales que se encuentran a temperaturas elevadas.

Falta de prevención o mal uso del fuego proveniente de mecheros u originado por un

circuito eléctrico.

Para evitar accidentes durante su trabajo en el laboratorio, debe conocer y seguir las reglas de

seguridad, además de las recomendaciones hechas por los profesores o Asistentes de docencias

encargados del curso, para el buen funcionamiento de los laboratorios, tanto en su planta física

como en el desarrollo de las prácticas que allí se realizan. El usuario de un laboratorio debe

adquirir el hábito de pensar en los riesgos involucrados en el desarrollo experimental que planea

realizar.

1. GENERALIDADES

Las prácticas se desarrollan en grupo de dos o tres personas, máximo.

Los estudiantes deben portar su carné que los identifica como miembros de la Universidad

del Valle, y su carné del servicio médico y/o EPS al cual se encuentre afiliado.

Si algún estudiante padece de alguna enfermedad o condición que pueda generar

emergencias de atención médica (asma, epilepsia, embarazo, entre otras) es importante que

mencione su caso al profesor y la manera cómo se debe afrontar la emergencia si llegase a

suceder durante la práctica de laboratorio.

El estudiante debe tener claro los conceptos básicos teóricos relacionados con el tema de la

práctica de laboratorio.

Debe realizar un diagrama de flujo en su cuaderno antes del inicio de la práctica

correspondiente.

Debe mantener su cuaderno de laboratorio siempre para revisarse en cualquier momento

durante la práctica.

2

El profesor puede plantear cambios o trabajo adicional, los cuales se informaran previo a

la realización de la práctica.

La relación de prácticas, el tipo de informe y la evaluación, se encuentran en el programa del

curso, el cual es emitido por el Departamento de Química y presentado a los estudiantes por

el profesor al inicio del semestre. Los implementos de uso personal deben ser aportados por

cada estudiante en la medida que los requiera.

La asistencia a todas las prácticas del laboratorio es obligatoria; sólo es aceptada una excusa

certificada por el servicio médico de la Universidad, para considerar la repetición de las

prácticas ó alternativas de reemplazo.

Se exige puntualidad a todas las prácticas.

El laboratorio de química no es realmente un lugar peligroso, se requiere de prudencia

razonable y conocimientos básicos serios por parte del experimentador para mantener su

seguridad.

Los materiales y equipos serán solicitados por los estudiantes en el respectivo almacén, una

semana antes de realizarse la practica programada.

A cada grupo se le asigna un lugar de trabajo, el cual debe permanecer limpio y ordenado

durante y después de la práctica. De igual manera deben permanecer las zonas y elementos

de uso común: Salón de balanzas analíticas, cabinas de extracción de gases, tablero,

reactivos, soluciones y residuos, etc.

Debe tener presente las recomendaciones acerca de los riesgos y toxicidad de los reactivos

que manipula durante la práctica.

2. SEGURIDAD EN EL LABORATORIO

Mantenga consigo un documento actualizado que lo identifique como estudiante de la

Universidad del Valle, el cual será requerido en el caso de que sea necesario llevarlo a un

centro de asistencia médica. Además de su carné del servicio médico (EPS) donde se

encuentre afiliado.

En todo momento utilice bata de laboratorio completamente abotonada, no salga del

laboratorio con ella puesta ya que puede contaminar a sus compañeros. Vístase adecuada y

cómodamente el día de la práctica. Use pantalón largo y preferiblemente de algodón. No

lleve puestos anillos, aretes largos, collares y pulseras mientras está trabajando. Póngase

calzado con suela antideslizante, no utilice sandalias. Si su cabello es largo recójalo y

sujételo de manera que no se suelte con facilidad. Mantenga y lave su bata de laboratorio

aparte de la ropa que usa normalmente.

Es recomendable el uso de guantes cuando se trabaja con reactivos tóxicos o corrosivos.

Proteja siempre en forma adecuada sus ojos. El riesgo de una lesión grave en los ojos, obliga

a que todos (estudiantes, profesores y visitantes) en el laboratorio lleven siempre una

protección adecuada, desde que inicia hasta el final de la práctica. Mantenga puestas las

gafas de seguridad aún cuando usted no esté realizando algo peligroso, sus vecinos pueden

tener un accidente y afectarlo a usted. En el caso de que lleguen salpicaduras de reactivo a

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los ojos lave inmediatamente con abundante agua. Si solo un ojo es afectado, proteja el sano

durante el lavado. Abra bien los párpados y mueva el ojo en diferentes sentidos. Avise a su

instructor de inmediato y acuda al médico lo antes posible. Nunca use lentes de contacto en

el laboratorio, ya que las sustancias químicas pueden penetrar por capilaridad debajo de ellos

por lo que no será fácil enjuagarlos.

Al llegar al laboratorio, conozca donde se localiza la fuente de agua, la ducha, los

extinguidores y las salidas de emergencia. Aprenda a usarlos adecuadamente y no dude en

usar estos equipos si es necesario. Es importante retirar los seguros de las puertas que son

acceso a la salida de emergencia, al iniciar la práctica. Utilice la ducha de seguridad si su

ropa se incendia o si sobre ella se derrama gran cantidad de un reactivo peligroso. Quítese de

inmediato la prenda afectada, el pudor no cuenta en ese momento, sólo cuenta la rapidez con

la cual usted enfrente el problema.

Asegúrese de conocer los procedimientos de primeros auxilios y uso de los medicamentos ó

en su defecto conocer la persona encargada de esta actividad.

Nunca trabaje sólo sin supervisión en el laboratorio. No realice ningún experimento sin

previa autorización.

Mantenga su área de trabajo limpia, seca y ordenada. Siga cuidadosamente las instrucciones

para el ensamblaje de equipo y antes de ponerlo en funcionamiento haga que su instructor lo

revise. Mantenga libros y objetos personales retirados del sitio de trabajo, ellos pueden

interferir con su labor. Si usted salpica o riega un reactivo límpielo rápidamente. Provéase de

un trozo de tela para la limpieza de las áreas de trabajo.

Lea los rótulos de los reactivos cuidadosamente. El uso erróneo de sustancias químicas

puede causar serios accidentes. Evite contaminar los reactivos puros. Nunca devuelva el

exceso de reactivo a los frascos, tome sólo la cantidad que usted va a necesitar.

No transportar los reactivos de un lado a otro. En caso necesario agarre las botellas por la

base, nunca por la boca. Nunca ingiera los reactivos utilizados en la práctica.

Rotule correctamente los envases de las soluciones preparadas para la práctica y de los

desechos producidos. El rótulo debe contener: Nombre, Fórmula, Concentración, Fecha de

preparación y Persona responsable. Los desechos se deben tratar en un trabajo coordinado

con su instructor.

Cualquier experimento en el cual se puedan producir humos tóxicos o irritantes, deberá

realizarse dentro de una cabina extractora (revisar que su funcionamiento sea óptimo antes

de iniciar el procedimiento). Para probar el olor de una sustancia, coloque la boca del

recipiente alejada de su nariz y con su mano ventile un poco los vapores hacia su nariz. No

inhale profundamente, olfatee suavemente.

La mayoría de los productos químicos son tóxicos. Evite el contacto con la piel, ojos y

mucosas. Si ocurre salpicaduras en la piel elimínelas con un trozo de tela limpio y seco y

luego lave el área con abundante agua fría; en el caso de soluciones corrosivas la rapidez con

que usted actúe es factor importante para evitar daño en la piel. Debido al peligro de

absorción nunca use solventes orgánicos para retirar un reactivo químico que se derrame en

el cuerpo.

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Evite las chanzas, juegos, manifestaciones de cariño y visitas de sus amigos hasta que

termine la práctica de laboratorio. No permita bajo ningún motivo la presencia de niños en el

laboratorio.

Nunca ingiera comidas o bebidas, ni fume en el laboratorio. Lave sus manos antes y después

de la práctica. No almacene alimentos en los refrigeradores donde se guardan productos

químicos.

Las lesiones más frecuentes en un laboratorio son las cortaduras y quemaduras. Descarte el

material de vidrio que se ha resentido o quebrado y deposítelo en el lugar indicado para tal

propósito. Pula con fuego las puntas cortantes de tubos y varillas de vidrio. Nunca intente

forzar la entrada de un tubo de vidrio o un termómetro por un agujero. Asegúrese de lubricar

con glicerina o agua jabonosa. Proteja sus manos con una toalla o unos guantes mientras

inserta material de vidrio en un tapón. Nunca toque directamente las mallas de

calentamiento, material de vidrio, aros y materiales de laboratorio que previamente hayan

sido sometidos a calentamiento. Dejar el material caliente en un lugar apartado hasta que se

enfríe.

En caso de fuego sobre la ropa evite correr, trate de rodar por el piso. Si hay una ducha de

seguridad cerca, mantenga la persona bajo esta hasta que las llamas se extingan y los

posibles reactivos químicos se laven. No usar una manta ya que ésta no enfría y los focos de

llamas latentes pueden continuar.

Apagar todos los mecheros alrededor, retirar todos los reactivos y disolventes combustibles

cuando se presenten reactivos ardiendo. Si el fuego se presenta en un matraz o vaso de

precipitados se puede apagar cubriéndolo con vaso grande, o un vidrio reloj. Si es necesario,

utilizar un extintor seco apuntando directamente a la base de las llamas. Nunca utilizar agua.

En caso de incendio mayor dar la alarma y abandonar el recinto con calma.

En caso de quemaduras térmicas o químicas, enjuagar la zona quemada con agua fría

durante 15 minutos como mínimo. Retirar los reactivos con jabón suave y agua. No es

aconsejable el uso de reactivos neutralizantes, ungüentos, cremas o lociones, no obstante, en

caso de quemaduras térmicas menores puede aplicar una crema calmante.

Siempre utilice una pera de caucho, un macropipeteador o una jeringa para succionar o

extraer líquidos con una pipeta. Nunca utilice la boca, ni pruebe el reactivo.

Nunca agregue agua a un ácido concentrado. Diluya el ácido lentamente adicionándolo al

agua con agitación constante. Las bases deberán ser diluidas en forma análoga. Nunca

mezcle ácidos concentrados con bases concentradas sin tomar las precauciones del caso.

Recuerde que se produce una reacción fuertemente exotérmica.

Encienda los mecheros solo cuando va a utilizarlos. Previamente percátese que no se

encuentren líquidos inflamables cerca (Ejemplo: alcohol, acetona, éter de petróleo,

benceno), estos deberán encontrarse a una distancia prudencial. Nunca use mechero para

calentar este tipo de sustancias, utilice una manta de calentamiento eléctrica, una plancha o

baño de maría.

Cuando caliente un líquido en un tubo de ensayo, coloque la boca del tubo retirada y en

posición opuesta de usted y de sus vecinos, caliente en forma suave. Nunca caliente un

líquido en un recipiente completamente cerrado.

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No agregue residuos químicos a las canecas destinadas para residuos sólidos ordinarios. No

emplee los vertederos para eliminar desechos sólidos, como papel, pedazos de vidrio,

algodón, etc. Nunca arroje a los vertederos líquidos inflamables o volátiles, sustancias

corrosivas o compuestos que puedan producir vapores tóxicos ni precipitados.

Al finalizar la práctica de laboratorio, devuelva todo el equipo desarmado, limpio y seco. Revise

que las instalaciones hidráulicas y de gas estén cerradas. Equipos, cabinas de extracción y

extractores deben quedar apagados. El lugar de trabajo y las zonas comunes deben quedar

limpios y ordenados.

En la página del Departamento de Química http://quimica.univalle.edu.co encontrará el

manual de seguridad de los laboratorios donde se manejan sustancias químicas y las hojas de

seguridad de algunos reactivos. Adicionalmente, en los almacenes ubicados en los pisos 1, 2 y 3

del Departamento de Química se encuentran copias físicas de las fichas de seguridad de los

reactivos que se manejan en cada uno de ellos.

3. MANEJO DE MATERIALES

3.1 PESADAS

Al realizar una pesada recuerde:

No pesar nunca directamente sobre el platillo, sino sobre un vidrio reloj o recipiente de

vidrio limpio y seco.

Comprobar el cero en la balanza.

Después de la pesada dejar la balanza completamente limpia.

No dejar reactivos en la mesa de las balanzas.

3.2 FILTRACIÓN

Para filtrar a gravedad se opera tal como se muestra en la Figura 1, una vez colocado el papel en

el embudo debe humedecerse con el líquido de lavado, con el fin que la superficie externa del

papel se adhiera perfectamente a la pared interna del embudo.

Figura 1. Filtración a gravedad.

http://quimica.univalle.edu.co/

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Para filtrar al vacío con embudo Buchner (Figura 2) se tomará un círculo de papel filtro de igual

diámetro que el Buchner y se situara en el interior de este, el embudo se adhiere a un kitasato y

se conecta el tubo lateral del erlenmeyer al aparato productor de vacío, generalmente una trampa

de agua, al final de la filtración procure quitar el kitasato del erlenmeyer antes de cerrar el

sistema de vacío, sobre todo cuando se trata de una trampa de agua ya que la diferencia de

presiones hará que el agua pase impurificando la muestra o en el mejor de los casos diluyéndola.

Figura 2. Filtración al vacío

Generalmente la primera forma de filtrar, al ser más lenta, genera mayor dificulta al paso de

pequeñas partículas de sólido a través del filtro, por ello suele usarse en aquellos casos en donde

el precipitado es casi coloidal. La segunda forma es mucho más rápida y se utiliza generalmente

para separar los productos finales de las disoluciones que los contienen dejándolos un rato al

vacío para que se sequen.

3.3 MEDICIÓN Y TRASVASE DE LÍQUIDOS

3.3.1 Bureta: Se emplea para medir volúmenes con exactitud en titulaciones, por lo que es

necesario tomar algunas precauciones.

Nunca adicione líquidos calientes.

La zona que hay entre la llave y la boca de salida debe quedar completamente llena de

líquido. Asegúrese de que no haya burbujas de aire.

El enrase se hace tomando como indicador la parte baja del menisco.

Siempre se empieza a titular con la bureta llena.

El líquido debe caer lentamente para evitar que no quede parte pegado a las paredes.

3.3.2 Matraz: Solo mide el volumen dado por el aforo, debe tenerse en cuenta:

No se puede calentar ni adicionar líquidos calientes.

El enrase debe hacerse con sumo cuidado, procurando que la parte baja del menisco quede

en la señal que indica el matraz (aforo).

Prepare las disoluciones en un vaso de precipitados en menor cantidad que el volumen del

matraz, transfiera la solución al matraz lavando muy bien el vaso.

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Figura 3. Forma correcta de observar el aforo.

3.3.3 Pipetas: Son de dos clases, graduadas y volumétricas, ambas provistas de una jeringa o

embolo con la que se succiona el líquido, estas deben sostenerse de manera vertical al

sumergirse en el líquido. Sea cuidadoso en el manejo de éstas evitando transportarlas de un lado

a otro con líquido, nunca introduzca la misma pipeta en otro recipiente sin ser lavada,

contaminará de esta forma los reactivos. Puede transvasar a un vaso la cantidad que necesita y

llevarla a su lugar de trabajo, excepto en sustancias como ácidos y bases concentrados que

deben manejarse todo el tiempo en cabina de extracción.

3.3.4 Probeta: su uso es solo para medir volúmenes nunca prepare soluciones en ella.

4. CUADERNO DE LABORATORIO

Es esencial en cualquier trabajo experimental la elaboración de un cuaderno de laboratorio en el

que se vayan anotando las experiencias realizadas. Debe constituir un registro completo de todo

el trabajo práctico realizado, contener toda la información necesaria para que cualquier otra

persona sea capaz de reproducir el experimento exactamente de la misma forma en que lo ha

realizado el autor del cuaderno, incluyendo las operaciones llevadas a cabo, los hechos

observados y las conclusiones que se derivan de todo ello.

Las notas deben tomarse inmediatamente para no dejar nada a la memoria (que puede fallar). No

es recomendable tomar notas sueltas sobre los experimentos y escribir los detalles

posteriormente en el cuaderno.

Por tanto, el cuaderno de laboratorio es el diario de trabajo donde se describen las acciones

cotidianas de la experimentación, es totalmente personal, pero, a la vez, debe estar totalmente al

alcance de los compañeros de trabajo para su lectura y consulta. Además, ya sea cuando se está

trabajando en el laboratorio, en el campo o en la biblioteca, siempre se debe tener a la mano el

cuaderno de laboratorio personal. En el caso de realizar algún experimento en pareja, los datos

son comunes, pero no la redacción de los mismos.

Un cuaderno de laboratorio debe de tener una serie de detalles y componentes imprescindibles:

Fecha en la que se lleva a cabo el experimento.

Nombre de la persona que realiza el experimento.

Título del experimento.

Objetivo del experimento o reacción.

Esquema del montaje del aparato(s) a utilizar.

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Procedimiento experimental detallado.

Datos analíticos requeridos y obtenidos.

Observaciones generales del comportamiento químico y físico del proceso.

Encuadernación permanente (tapa dura no absorbente y hojas cosidas) con las hojas

numeradas, papel resistente al rasgado, sin color (blanco) ya sea rayado, cuadriculado o liso.

Debe utilizarse bolígrafo negro de tinta indeleble, nunca lápiz.

Nunca debe borrarse la información consignada. Si se cometen errores, deben tacharse

únicamente con una línea por encima, de forma que aún puedan leerse, y nunca debe

arrancarse una página.

Sólo se grapará hojas al cuaderno de laboratorio, cuando se trate de los datos y/o gráficas

suministrados por los equipos de laboratorio, por ejemplo un espectrofotómetro.

Debe escribirse lo que realmente se ha hecho en el experimento. No se trata de escribir lo

que dice la guía de la práctica que se debe hacer (para ello es suficiente con hacer referencia

a la página de la guía).

Al desarrollar los procedimientos, se debe escribir de forma concisa, clara, impersonal, y de

gramática correcta.

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ELABORADO POR:

MANEJO DE LA BALANZA ANALÍTICA

Y ANÁLISIS ESTADÍSTICO DE DATOS

APROBADO POR:

Departamento de Química

REVISADO POR:

Norberto Benítez

FECHA DE REVISIÓN: 2013

NORMA:

LQA -1

VERSIÓN:

02 UNIVERSIDAD DEL VALLE

DEPARTAMENTO DE QUÍMICA

LABORATORIO DE QUÍMICA ANALÍTICA

ELABORADO POR: Norberto Benítez, Ferney González y

Fernando Barona

REVISADO POR:

Norberto Benítez y Humberto Espinal

VALORACIONES POTENCIOMÉTRICAS ÁCIDO-BASE:

ESTANDARIZACIÓN Y APLICACIONES

APROBADO POR:



VERSIÓN:

02

NORMA:

LAI -002 UNIVERSIDAD DEL VALLE


LABORATORIO DE ANÁLISIS

INSTRUMENTAL

1. OBJETIVOS

Obtener información sobre la composición de una solución mediante la medición del

potencial electroquímico reversible entre dos electrodos.

Aplicar los conceptos básicos de potenciometría en la determinación de puntos finales en

valoraciones ácido-base mediante el uso de un potenciómetro.

Adquirir destreza en el manejo del potenciómetro, así como en la identificación y uso del

electrodo de vidrio como un electrodo de membrana.

2. INTRODUCCIÓN

La concentración de iones hidrógeno (actividad en términos reales) de una solución acuosa

puede determinarse midiendo la diferencia del potencial electroquímico entre un electrodo

indicador de vidrio y uno de referencia. El electrodo de vidrio es altamente selectivo a los iones

H+ y su respuesta está determinada por el intercambio catiónico en la superficie de la membrana,

como se muestra en el siguiente equilibrio:

Una valoración potenciométrica consiste en la medición del potencial de una celda

electroquímica en función del volumen de titulante adicionado. La celda electroquímica

galvánica para la determinación de pH básicamente consiste en un par de electrodos (electrodo

de trabajo o vidrio y electrodo de referencia) sumergidos en la solución a la cual se le quiere

medir el pH. En los instrumentos actuales ambos electrodos están acoplados en un solo

dispositivo denominado electrodo mixto. La representación gráfica de la variación del pH

respecto al volumen de la solución patrón (titulante) origina una curva sigmoidea a partir de la

cual es posible obtener el punto final de la titulación, necesario para la cuantificación del

analito. En el caso específico de las valoraciones ácido-base, la apariencia de la curva y

especialmente el potencial en el punto final depende de la fortaleza de disociación (Ka ó Kb) de

la especie conjugada que se haya generado y de su actividad (concentración aparente).

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3. EQUIPOS, MATERIALES Y REACTIVOS

Material Soporte universal (1)

Potenciómetro y soluciones amortiguadoras estándares Espátula pequeña (1)

Electrodo mixto (1) Frasco lavador (1)

Agitador magnético (1) Goteros (2)

Barra magnética cilíndrica y pequeña (1) Vidrio reloj o Pesasales (1)

Matraz volumétrico de 100.00 mL (3), 50.00 mL (1) Reactivos

Pipeta volumétrica de 5.00 mL (2) Ácido fosfórico

Vaso de 100 mL (4) Ácido clorhídrico

Bureta de 25.00 mL (1) Hidróxido de sodio

Pinza para bureta (1) Ftalato ácido de potasio

4. PROCEDIMIENTO

a) Partiendo de soluciones concentradas prepare 50 mL de HCl 10 mM y 50 mL de H3PO4 10

mM, y con el reactivo sólido prepare 500 mL de NaOH 10 mM.

b) Calibre el potenciómetro (pH-metro), según instrucciones del equipo y del profesor, lavando

al final el electrodo mixto con suficiente agua destilada.

c) Estandarice la solución de NaOH con ftalato ácido de potasio previamente secado (1 hora,

105 °C). Pese exactamente el patrón primario (cantidad suficiente para gastar cerca de 5 mL

del secundario) en un vaso de 100 mL, agregue cuidadosamente agua destilada (15 - 20 mL)

y un magneto e introduzca el electrodo de tal manera que el bulbo quede inmerso y que el

magneto no lo golpee.

d) Agite magnéticamente y registre el pH inicial.

e) Mantenga agitación suave y deje caer desde la bureta 0.4 mL de titulante, registre el pH.

Repita este procedimiento hasta antes del punto final.

f) Al aproximarse al punto final se observa un cambio brusco en el pH (recuerde que se busca

una curva sigmoidea), en esta región adicione cantidades menores de titulante (0.2 mL)

hasta que el pH no sufra cambios grandes y en este punto adicione alícuotas de 0.4 mL (unos

3 mL) registrando cada vez el pH.

g) Finalizada la valoración lave suficientemente el electrodo y sumérjalo en un vaso con agua

destilada hasta la siguiente titulación.

h) Valore 5.0 mL de la solución problema de HCl siguiendo las pautas de los ítems c) – f).

i) Valore 5.0 mL de la solución problema de H3PO4 siguiendo las pautas de los ítems c) – f).

Recuerde que no se observa sólo un punto final.

j) Aplique el procedimiento anterior a una muestra comercial de vinagre. Teniendo en cuenta

que la etiqueta reporta cerca de 4 % en CH3COOH, tome la alícuota necesaria para gastar

aproximadamente 5.00 mL del titulante.

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5. TRATAMIENTO DE DESECHOS

El tratamiento de los desechos de la práctica se realizará con la orientación del profesor de

laboratorio.

6. CÁLCULOS Y RESULTADOS

a) Para cada valoración haga un gráfico de pH vs. volumen de base añadido y a partir de estas

gráficas determine el punto final. En los casos en que este punto no sea evidente realice una

gráfica de la aproximación a la primera derivada. Emplee la aproximación a la segunda

derivada si sigue siendo difícil determinar dicho punto.

b) Determine la concentración de los analitos en las muestras.

c) De la manera más simple, a partir de las curvas de titulación obtenga los valores de pKa que

haya lugar y compárelos con los reportados en la literatura.

7. PREGUNTAS

a) El profesor de laboratorio asignará 2 o 3 preguntas relacionadas con la práctica.

b) ¿Qué ocurre en las valoraciones ordinarias cuando la concentración de los reaccionantes es

muy pequeña? ¿Será correcto en estos casos utilizar un indicador?

c) ¿Cuál es el indicador químico apropiado para una valoración de un ácido débil con una base

débil?

d) La valoración de ácidos muy débiles es difícil de realizar con el método aquí descrito. Sin

embargo, el uso de reactivos auxiliares puede aumentar en gran medida la exactitud del

análisis. El ácido borico (pK = 9.2) se puede titular con una base fuerte en presencia de un

reactivo auxiliar orgánico que posea al menos dos grupos hidroxilos, describa brevemente el

mecanismo de acción de un reactivo auxiliar en la titulación del ácido bórico.

8. BIBLIOGRAFÍA

RUBINSON, K. y RUBINSON, J. Análisis Instrumental. Madrid: Pearson Educación S.A,

2001.

SKOOG, D.A.; HOLLER, F.J. y CROUCH, S.R. Principios de Análisis Instrumental.

6ed.Mexico: McGraw-Hill, 2008.

WILLARD, H.; MERRIT, L.; DEAN, J. y SETLE, F. Métodos Instrumentales de Análisis.

México: Grupo Editorial Iberoamérica S.A., 1998.

HARRIS, D.C. Análisis químico cuantitativo. 6ed. Barcelona: Reverte SA, 2007.

CELESTE, M.; AZEVEDO, C. y CAVALEIRO, ANA M. V. Journal of Chemical Education

Fecha de publicación (Web): Marzo 28, 2012 (Laboratory Experiment)

DOI: 10.1021/ed200180j

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Fernando Barona

REVISADO POR:


DETERMINACIÓN POTENCIOMÉTRICA DE CLORURO

EN ORINA HUMANA Y SUERO FISIOLÓGICO

APROBADO POR:



VERSIÓN:

02

NORMA:

LAI -002

UNIVERSIDAD DEL VALLE



INSTRUMENTAL

1. OBJETIVOS

Fortalecer los conceptos adquiridos sobre mediciones potenciométricas aplicadas a las

valoraciones por precipitación.

Cuantificar cloruro en muestras reales (orina humana y suero fisiológico) mediante

titulaciones argentométricas y el uso de un electrodo ión selectivo.

Determinar experimentalmente el valor de la constante del producto de solubilidad (Kps) del

AgCl

Adquirir destreza en el manejo y cuidado del electrodo de ion selectivo de estado sólido.

2. INTRODUCCIÓN

Los métodos potenciométricos están basados en la medida de la diferencia de potencial de una

celda electroquímica constituida por dos electrodos sumergidos en una disolución y un

potenciómetro (un voltímetro en el presente experimento) como dispositivo de medida. El

electrodo que responde de forma directa o indirecta a la actividad del analito se denomina

indicador y el otro, cuyo potencial permanece prácticamente constante, se denomina de

referencia. Una correcta determinación del potencial electroquímico se debe realizar a una

corriente cero o extremadamente baja, por lo cual el potenciómetro debe poseer una resistencia

interna muy grande respecto a la resistencia de los otros componentes de la celda.

En un electrodo indicador de primera especie, un metal sumergido en una solución que contiene

sus iones, genera una diferencia de potencial eléctrico (E) en la interfase. La relación de este

potencial con la actividad de la especie (a Mn+

) se rige por la ecuación de Nernst,

para:

Un electrodo metálico (de segunda especie) puede dar respuesta a la actividad de un anión, si

este último forma un precipitado o un complejo estable con la especie oxidada del electrodo. Por

ejemplo, la plata puede servir como un electrodo de segunda especie para haluro y

pseudohaluro.

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El potencial de celda medido es la diferencia entre el potencial del electrodo indicador y el

electrodo de referencia de potencial conocido y constante. Es importante recordar que estos

potenciales son potenciales de electrodos (escritos como reducción).

Ecelda = Eind - Eref

Los métodos potenciométricos también se pueden aplicar de forma directa para la determinación

de un ion o de una molécula, comparando el potencial del electrodo indicador (electrodo

selectivo) en la disolución problema frente al obtenido cuando se sumerge en una o más

disoluciones estándar del analito. La buena selectividad del electrodo usado en la presente

práctica hace que no se requieran etapas previas de separación.

3. MATERIALES Y REACTIVOS

Material Cables caimán banana (1)

Potenciómetro (1) Lija No 150 (1)

Electrodo indicador de Ag (1) Espátula (1)

Electrodo de referencia, Ag/AgCl (1) Pesasales (1)

Electrodo selectivo para iones Cl- (1) Frasco lavador (1)

Agitador magnético (1) Gotero (1)

Barra magnética cilíndrica y pequeña (1) Escobillón (1) Pipeta volumétrica de 0.5 mL (1), 1.00 mL (3), 10.00 mL (1), 20.00 mL (1), 25.00 mL (1) Auxiliar de pipeteador (1)

Pipeta graduada de 10.0 mL (1) Reactivos

Vaso de 100 mL (4), 50 mL (4) Nitrato de sodio 5 M

Matraz volumétrico de 25.00 mL(1), 50.00 mL (1), 100.00 mL (2) Ácido nítrico

Bureta de 25.00 mL (1) Cloruro de sodio

Pinza para bureta (1) Carbonato de sodio

Soporte universal (1) Cloruro de potasio

4. PROCEDIMIENTO

4.1 MÉTODO ARGENTOMÉTRICO

4.1.1 Estandarización de la solución de AgNO3

a) Prepare, sin tanta exactitud, 50 mL de solución de AgNO3 0.1 M y con ella llene la bureta.

Al finalizar la práctica guarde la solución sobrante en un frasco ámbar proporcionado por el

instructor.

b) En un vaso de 100 mL pese exactamente NaCl analítico (previamente secado por una hora a

110 ºC) suficiente para gastar cerca de 5 mL del patrón secundario. Agregue exactamente

20.00 mL de agua desionizada.

c) Agregue una gota de HNO3 concentrado y 0.5 mL de NaNO3 5 M.

d) Si el electrodo de plata presenta óxido, púlalo con carbonato de calcio o con una lija No 150

y lávelo con agua destilada.

14

e) Arme las partes del sistema de titulación según la Figura 1. Introduzca los electrodos a la

solución (el bulbo debe estar sumergido) y déjelos allí hasta el final de la titulación.

Figura 1. Sistema de titulación. Bureta torcida!!!!

f) Agite magnéticamente la solución evitando que la barra golpee el electrodo y registre el

potencial inicial.

g) Mantenga la agitación y dispense 0.40 mL de titulante, registre el potencial. Continúe la

valoración hasta antes del punto final adicionando el mismo volumen. Después de cada

adición de AgNO3 espere a que el potencial se estabilice y registre su valor.

h) Al aproximarse al punto final se observa un cambio brusco en el potencial (recuerde que se

obtiene una curva sigmoidea), en esta región debe adicionar cantidades menores de titulante

(0.20 mL). Después del punto final el potencial es casi constante, en esta zona adicione

cantidades de 0.40 mL de AgNO3 (unos 3 mL) registrando cada vez el potencial.

i) Finalizada la valoración lave el electrodo con abundante agua destilada y sumérjalo en un

vaso con agua destilada hasta la siguiente titulación.

4.1.2 Determinación de cloruros en las muestras de orina humana y suero fisiológico

a) Tome 1.00 mL de la muestra de orina y adiciónelos en un vaso de 50 mL, agregue

exactamente 20.00 mL de agua desionizada y realice el procedimiento descrito en los ítems

c) ‒ i) de la sección anterior.

b) Tome 2.00 mL de la muestra de suero fisiológico y adiciónelos en un vaso de 50 mL,

agregue exactamente 20.00 mL de agua desionizada y realice el procedimiento descrito en

los ítems c) - i) de la sección anterior.

Bureta

Placa agitador

Magneto Voltímetro

Electrodo de plata (E.Ag.)

Electrodo de referencia

(E.R.)

Cable E.R. en com

Cable E.Ag. en voltaje

15

4.2 CUANTIFICACIÓN MEDIANTE ELECTRODO SELECTIVO DE IÓN (ESI)

4.2.1 Preparación de la curva de calibración

a) Prepare 100.00 mL de una solución 1000 ppm en Cl⁻. Con ésta prepare, en matraces de

25.00 mL, cinco soluciones en un rango entre 80 y 800 ppm.

b) Transfiera cada solución estándar a vasos de 50 mL y adicione 0.5 mL de NaNO3 5 M. Haga

lo mismo para 25.00 mL de la solución de 1000 ppm.

c) Sumerja el electrodo de referencia y el ESI en cada solución y mida los potenciales (conecte

las terminales al voltímetro según le indique el profesor) siguiendo un orden creciente en

concentración y esperando que la señal se estabilice. Lave los electrodos con agua

desionizada cada vez que cambie de solución.

4.2.2 Determinación de cloruros en las muestras de orina humana y suero fisiológico

a) Tome 1.00 mL de la muestra de orina, transfiérala a un matraz volumétrico de 25.00 mL y

enrase con agua desionizada. Tranvase a un vaso de 50.00 mL con 0.5 mL de NaNO3 5 M.

Proceda con la medición de acuerdo al ítem c) de la sección 4.3.1.

b) Tome 2.00 mL del suero fisiológico, transfieralo a un matraz volumétrico de 25.00 mL y

enrase con agua desionizada. Tranvase a un vaso de 50.00 mL con 0.5 mL de NaNO3 5 M.

Proceda con la medición de acuerdo al ítem c) de la sección 4.3.1.



laboratorio.


a) A partir de la curva de titulación de la estandarización determine la molaridad del AgNO3.

Mediante la linealización de la ecuación de Nernst y con los datos de la estandarización que

resulten adecuados obtenga el valor de la pKps del AgCl.

b) Para cada valoración argentométrica haga un gráfico de potencial (E) vs. volumen añadido de

AgNO3. De estos gráficos determine el punto final y calcule la concentración del analito en

cada muestra. En los casos en que el punto final no sea evidente hacer una gráfica de

aproximación a la primera derivada vs. el volumen medio del titulante. Emplee la

aproximación a la segunda derivada si sigue siendo difícil determinar el punto final.

c) Para la determinación del contenido de Cl⁻ mediante el uso de un electrodo selectivo de iones

realice la curva regular de calibración (potencial vs. pCl⁻) y calcule la concentración de Cl⁻ en las muestras.

16

7. PREGUNTAS

a) El profesor de laboratorio asignará 2 o 3 preguntas relacionadas con la práctica.

b) ¿Cuál es el propósito del NaNO3?

c) ¿Qué habría ocurrido en la determinación de cloruros, si la muestra de orina contuviera

bromuro en una cantidad superior a la normal? (relación Br/Cl en orina de una persona

adulta normal 1/2150).

d) Suponiendo que el resultado obtenido en la determinación de cloruro en orina es el valor

promedio de una muestra de 24 horas, estime cuántos miligramos de ión cloruro se excretan

por día, si el volumen medio de orina diario es de 1500 mL. Comparar este valor con el

consumo de cloruro de sodio recomendado en las dietas.

e) ¿Qué interferencias se podrían presentar en las determinaciones mediante el uso del

electrodo de ion selectivo de cloruros?

f) Lea cuidadosamente el artículo referenciado al final de la bibliografía (incluyendo la

información de soporte). ¿Por qué los potenciales de celda iniciales en las titulaciones

(Figuras 1A y 1B) son diferentes? Explique por qué en esos experimentos no se utiliza un

electrodo de referencia convencional.

8. BIBLIOGRAFÍA


2001.



STROBELl, H. y HEINEMAN, W. Chemical Instrumentation: A Systematic Approach. 3 ed.

New York: John Wiley & Sons, 1989.


México: Grupo Editorial Iberoamérica S.A., 1991.


MILLER, J Y MILLER, J. Estadística y quimiometría para química analítica. 4ed. Madrid:

Pearson educación, SA, 2002.

BERGER, M. Journal of Chemical Education, Fecha de Publicación (Web): Abril 20, 2012

(Communication) DOI: 10.1021/ed2005449

Poner la referencia actualizada….

17


Fernando Barona

REVISADO POR:


DETERMINACIÓN ESPECTROFOTOMÉTRICA DE Fe (II)

EN UN PRODUCTO FARMACÉUTICO. CURVA DE ERROR

APROBADO POR:



VERSIÓN:

02

NORMA:




INSTRUMENTAL

1. OBJETIVOS

Adquirir destreza en el manejo de un espectrofotómetro (rango visible) de haz simple y

obtener en forma manual el espectro de absorción del complejo Fe-(fenantrolina)3.

Determinar el rango de concentraciones del complejo Fe-(fenantrolina)3 en el cual el error es

mínimo, realizando una curva de error.

Cuantificar hierro en una muestra por espectrofotometría utilizando 1-10 fenantrolina como

agente complejante.

2. INTRODUCCIÓN

Cuando la radiación electromagnética atraviesa una solución que contiene una sustancia capaz

de absorberla, la potencia (P) de dicha radiación disminuye, este comportamiento se rige por la

ecuación.

Esta expresión se conoce como la “Ley de Lambert-Beer”, donde P0 corresponde a la potencia

incidente, es una constante característica de la especie absorbente (la cual depende de la

longitud de onda y de la naturaleza del medio), C es la concentración de dicha especie y b es la

distancia que recorre la radiación a través de la solución.

La transmitancia (T) se define como la razón P/P0 y la absorbancia (A) está relacionada

logarítmicamente con ella, por lo tanto:

Manteniendo constante b en un intervalo estrecho de longitudes de onda (con radiación

monocromática), esta relación lineal permite inferir sobre la concentración y el nivel de

absorción () de la sustancia en una solución problema a través de la medida de su absorbancia.

La precisión en las medidas espectrofotométricas depende de la concentración del absorbente y

por lo tanto no es recomendable la utilización de soluciones muy concentradas o muy diluidas,

18

ya que se presentan desviaciones de la linealidad. La incertidumbre de la concentración puede

obtenerse expresándola en términos de la transmitancia y derivando parcialmente (C/T); de

esta manera es posible determinar el rango de transmitancias asociado a las mínimas

incertidumbres relativas de la concentración (C/C).

Los métodos espectrofotométricos se pueden aplicar con exactitud solo en concentraciones

limitadas, es necesario, por lo tanto, hacer especificaciones de los límites de aplicación para

cada determinación. Para los sistemas que cumplen la ley de Beer, el error relativo en la

concentración (C/C) se puede obtener de la ecuación:

En donde C es el cambio en la concentración C del reactivo absorbente. T es el error

fotométrico o error en las medidas por las limitaciones del instrumento y T es la transmitancia

de la sustancia absorbente. La gráfica del porcentaje de error vs. Transmitancia es lo que se

denomina curva de error o curva de Crawford, la cual es útil para establecer el intervalo de

absorbancias en el cual el error cometido en la determinación experimental es mínimo.

3. EQUIPOS, MATERIALES Y REACTIVOS

Materiales Embudo con caña (1)

Espectrofotómetro de haz simple (rango visible) (1) Espátula de acero inoxidable (2)

Estufa (1) Reactivos

Matraz volumétrico de 200.00 mL (2), 100.00 mL (2), 50.00 mL

(2), 25.00 mL (15)

Solución estándar de Fe 50 ppm

Pipeta volumétrica de 0.50 mL (1) , 1.00 mL (1), 2.00 mL (1),

3.00 mL (1), 4.00 mL (1), 5.00 mL (1)

Cloruro de hidroxilamina

Probeta de 25 mL (1) Acetato de sodio

Bureta de 25.00 mL (1), 50.00 mL (2) 1-10 fenantrolina monohidrato

Vidrio reloj (2) Etanol

Vaso de precipitados de 100 mL (2), HCl

4. PROCEDIMIENTO

4.1 PREPARACIÓN DE SOLUCIONES

a) Prepare 50.00 mL de una solución de 2.0 ppm de Fe a partir de una solución a 50 ppm.

b) Prepare 25.00 mL de una solución de cloruro de hidroxilamina 10% p/v.

c) Obtenga 200.00 mL de una solución 10% p/v de acetato de sodio.

d) Pese 50 mg de monohidrato de 1-10 fenantrolina, adicione 1 mL de etanol, diluya en 10 mL

de agua tibia, deje enfriar y enrase a 50.00 mL con agua destilada.

e) Prepare 200 mL de HCl al 1% v/v.

19

Nota: No desechar las cantidades sobrantes de soluciones de reactivos, éstas se envasan en

frascos previamente rotulados y se guardan para la próxima semana.

4.2 LONGITUD DE ONDA DE MÁXIMA ABSORCIÓN Y CURVA DE ERROR

a) A partir de las soluciones de 50 y 2.0 ppm de Fe, adicione los volúmenes necesarios en

matraces aforados de 25.00 mL para preparar soluciones con concentraciones de 0.04, 0.08,

0.16, 0.24, 0.40, 1.0, 2.0, 4.0, 8.0, 10.0 y 16.0 ppm. A cada matraz adicione 1.0 mL de

solución de cloruro de hidroxilamina, 2.5 mL de solución de 1-10 fenantrolina y 8.0 mL de

la solución de acetato de sodio. Enrase con agua destilada, agite y espere 15 minutos hasta

obtener la coloración rojiza. Prepare un blanco.

b) Con la solución de 2.0 ppm de Fe2+

preparada en el ítem inmediatamente anterior, realice un

barrido espectral entre 400 y 600 nm registrando la medida de absorbancia cada 20 nm

(tome lecturas cada 2 nm en el intervalo de 500 a 520 nm). Recuerde establecer el 0.00 de

absorbancia con el blanco antes de tomar la lectura a cada longitud de onda.

c) Ajuste el espectrofotómetro en la longitud de onda donde se obtuvo máxima absorbancia y

mida la absorbancia o el porcentaje de transmitancia para cada una de las soluciones

estándar, estableciéndose previamente el 100% de transmitancia (ó 0% de absorbancia) con

el blanco.

4.3 PREPARACIÓN DE LA MUESTRA

a) Suponiendo que utiliza una muestra de jarabe que contiene 200 mg de sulfato ferroso

heptahidratado por cada 4 mL, realice la dilución (o diluciones) necesaria para obtener 25.00

mL a una concentración cercana a 2 ppm en Fe. Tenga en cuenta que esta solución debe

contener 1.0 mL de solución de cloruro de hidroxilamina, 2.5 mL de solución de 1-10

fenantrolina y 8.0 mL de la solución de acetato de sodio. Siguiendo el orden estricto y las

consideraciones citadas en el ítem a) de la sección anterior.

NOTA IMPORTANTE: Obviamente si su jarabe presenta otra concentración debe modificar

su cálculo.

b) Mida la absorbancia de la solución problema preparada a la longitud de onda establecida

antes y ajustando el 0.00 de absorbancia con el blanco.



laboratorio.


a) Grafique el espectro de absorción del complejo Fe-(Fenantrolina)3 y determine la de

máxima absorción.

20

b) Suponiendo un error fotométrico constante de T = 0.05%, correspondiente al tipo

espectrofotómetro utilizado, construya la curva de error (C/C vs. %T).

c) Teniendo en cuenta el rango de concentraciones donde el error en las mediciones es mínimo,

obtenido en el paso anterior, grafique la curva de calibración. Aplique mínimos cuadrados y

exprese la ecuación de la recta de manera correcta.

d) Determine la concentración de Fe en la muestra de jarabe, expresada en mg de sulfato

ferroso por mL.

e) Con la pendiente de la curva de calibración y sabiendo que el camino óptico fue de 1 cm,

calcule la absortividad molar del complejo Fe-1,10 fenantrolina.

7. PREGUNTAS

Suponiendo un error fotométrico del 1%, demuestre matemáticamente que el error en la

medición de la transmitancia es mínimo cuando el valor es alrededor del 37%.

8. BIBLIOGRAFÍA


2001.



STROBELl, H. y HEINEMAN, W. Chemical Instrumentation : A Systematic Approach. 3 ed.

New York :John Wiley & Sons ,1989.


México : Grupo Editorial Iberoamérica S.A., 1991.






Normas de seguridad tomadas de "International Chemical Safety Cards" (ICSC) o “Fichas

Internacionales de Seguridad Química” (FISQ).

http://www.mtas.es/insht/ipcsnspn/Introducci.htm

http://www.cdc.gov/niosh/ipcs/icstart.html

http://www.mtas.es/insht/ipcsnspn/Introducci.htm

21


Fernando Barona

REVISADO POR:


DEMANDA QUÍMICA DE OXÍGENO (DQO) EN UNA MUESTRA DE AGUA.

DETERMINACIÓN ESPECTROFOTOMÉTRICA

APROBADO POR:



VERSIÓN:

02

NORMA:




INSTRUMENTAL

1. OBJETIVOS

Determinar la DQO en una muestra de agua residual.

Afianzar los conceptos adquiridos sobre espectrofotometría.

Adquirir destreza en la utilización del espectrofotómetro en el rango visible.

2. INTRODUCCIÓN

La demanda química de oxígeno (DQO) es una estimación de la materia oxidable presente en el

agua, se define como la equivalencia en oxígeno del contenido de materia en una muestra que es

susceptible a ser oxidada mediante un oxidante químico potente. Se expresa como mg O2/L, que

corresponde a la masa de oxígeno consumida por cada litro de la muestra.

La DQO puede determinarse mediante el calentamiento de la muestra en presencia de un

oxidante fuerte como el Cr2O72-

o MnO4- en medio ácido. Mediante este tratamiento se lleva a

cabo la oxidación de la materia tanto orgánica como inorgánica, sin embargo, en la mayoría de

los casos los componentes orgánicos predominan y son los de mayor interés.

La determinación de DQO con Cr2O72-

se lleva a cabo calentando a reflujo la muestra con un

exceso conocido de K2Cr2O7 y H2SO4 durante dos horas. La materia reductora en la muestra se

oxida ocasionando la formación de Cr3+

, como se muestra en la siguiente ecuación:

En ocasiones suelen emplearse algunos compuestos aparte de los ya mencionados, para mejorar

la eficiencia del método, este es el caso de Ag2SO4 que actúa como catalizador para la oxidación

de ácidos y alcoholes de cadena recta y HgSO4, que actúa eliminando los iones Cl-, que son

fácilmente oxidados por el dicromato como se muestra en la siguiente ecuación:

22

Una vez concluida la digestión se puede determinar el contenido de Cr3+

por valoración o a

través de mediciones colorimétricas, para el último método, se construye una curva de

calibración de soluciones patrón de una sustancia reductora con DQO conocido, como ftalato

ácido de potasio.


Materiales Frasco lavador (1)

Placa digestora múltiple de DQO Goteros (2)

Espectrofotómetro en rango visible Vidrio reloj o pesasales (1)

Matraz volumétrico de 25.00 mL (3), 50.00 mL (1) Espátula pequeña (1)

Pipeta volumétrica de 5.00 mL (2), 3.00 mL (2) Reactivos

Vaso de precipitados de 100 mL (4) Ftalato ácido de potasio

Bureta de 10 mL (1) Ácido sulfúrico

Bureta de 25 mL (1) Dicromato de potasio

4. PROCEDIMIENTO

4.1 PREPARACIÓN DE SOLUCIONES

4.1.1 Solución catalizadora

En un vaso de precipitados de 100 mL prepare 40 mL de Ag2SO4 32 mM en ácido sulfúrico y

transvase a bureta.

4.1.2 Solución digestora

Prepare 30 mL de una solución que contenga K2Cr2O7 3.5 mM y HgSO4 0.11 M, para ello pese

las cantidades necesarias de K2Cr2O7 y HgSO4 en un vaso de 100 mL, adicione cuidadosamente

25 mL de agua destilada y 5 mL de H2SO4 concentrado, homogenice con una varilla de

agitación, deje enfriar y transvase a bureta.

4.1.3 Solución estándar de ftalato ácido de potasio (KC8H5O4)

Prepare 100.00 mL de una solución acuosa de KC8H5O4 4.2 mM. Recuerde que el ftalato ácido

de potasio debe ser previamente secado (1 hora, 105 °C).

4.1.4 Curva de calibración

Partiendo de la solución anterior y agua destilada prepare, en matraces de 25.00 mL, una curva

de calibración con mínimo 6 puntos entre 80 y 800 mgO2/L teniendo en cuenta la siguiente

relación:

6

23

4.2 DIGESTIÓN DE ESTÁNDARES Y MUESTRA

a) NOTA IMPORTANTE: Evite colocar cintas en los tubos digestores de vidrio (16 x 1 cm),

procure etiquetarlos con marcador y/o en las tapas y cerciórese que estas últimas posean el

respectivo empaque que permita un sellado hermético. En dichos tubos adicione 1.5 mL de la

solución digestora (bureta), 3,5 mL de la solución catalizadora (bureta) y 3.00 mL del estándar ó

la muestra ó el blanco (agua destilada).

b) Tape los tubos y agítelos cuidadosamente.

c) Introduzca los tubos en la placa digestora caliente (150 ± 2 oC) y digiera durante 2 horas.

d) Retire los tubos de la placa digestora y deje enfriar durante unos 10 min.

e) Agite manualmente las soluciones para homogenizar con el agua condensada en las paredes

del tubo.

f) Deje en reposo durante 30 min para continuar con el enfriamiento y permitir la sedimentación

de los sólidos suspendidos.

4.3 MEDICIÓN ESPECTROFOTOMÉTRICA

a) Si no ha usado un espectrofotómetro, solicitar asesoría al instructor

b) Mida la señal a 600 nm de cada una de las soluciones obtenidas después de la digestión,

ajustando el 0.00 de absorbancia con agua destilada. Realice las mediciones iniciando con el

blanco hasta el estándar de mayor DQO, realice un lavado de la celda con agua destilada entre

cada punto.

c) Para la medición de las muestras digeridas, lave con agua destilada la celda y realice la

medición de la absorbancia de manera similar que hizo para los estándares.


a) Haga un gráfico de Absorbancia vs. DQO en mg O2/L.

b) Determine la DQO en las muestras.

7. PREGUNTAS

El profesor de laboratorio asignará 2 o 3 preguntas relacionadas con la práctica.

8. BIBLIOGRAFÍA

24

A.S.T.M. Standard Test Methods for Chemical Oxygen Demand (Dichromate Oxygen Demand)

of Water Standards. 2006. D1252 – 06.



file:///F:/Para%20las%20introducciones/DQO.htm

http://books.google.com.co/books?id=30etGjzPXywC&pg=PA32&dq=DQO+%2B+tratamiento

+de+aguas+residualaes&hl=es&sa=X&ei=9tZwT53hE8Pq2QXwwMXxAQ&ved=0CC8Q6AE

wAA#v=onepage&q=DQO%20%2B%20tratamiento%20de%20aguas%20residualaes&f=false

http://books.google.com.co/books?id=30etGjzPXywC&pg=PA32&dq=DQO+%2B+tratamiento+de+aguas+residualaes&hl=es&sa=X&ei=9tZwT53hE8Pq2QXwwMXxAQ&ved=0CC8Q6AEwAA#v=onepage&q=DQO%20%2B%20tratamiento%20de%20aguas%20residualaes&f=false



25


Fernando Barona

REVISADO POR:


DETERMINACIÓN DE ETANOL EN UNA BEBIDA

ALCOHÓLICA POR REFRACTOMETRÍA

APROBADO POR:



VERSIÓN:

02

NORMA:




INSTRUMENTAL

1. OBJETIVOS

Fortalecer los conceptos y bases teóricas del fenómeno de refracción.

Establecer la utilidad de la medición del índice de refracción de una sustancia como

instrumento de análisis cualitativo y cuantitativo de la misma.

Determinar el nivel de alcohol etílico en una bebida alcohólica por refractometría, mediante

una curva regular de calibración y una curva de adición de estándar.

Establecer la presencia o ausencia de efectos de matriz en la determinación con la curva

regular de calibración.

2. INTRODUCCIÓN

La refracción es el cambio en la dirección de propagación de la luz cuando ésta pasa de un

medio a otro, como se muestra en la Figura 1:

Figura1. Refracción de la radiación.

El ángulo de incidencia (θ1) está relacionado con el ángulo de refracción (θ2) a través de la Ley

de Snell:

2

1

1

2

2

1

sen

sen

26

Donde 1 y 2 corresponden a la velocidad de la luz en el medio 1 y el medio 2,

respectivamente, y 1 y 2 los índices de refracción en ambos medios.

El índice de refracción de un medio determinado es la relación entre la velocidad de la luz en el

vacío (c) y la velocidad de la luz en el medio ():

Al realizar la medida de los ángulos en el vacío y considerando que el índice de refracción del

vacío es 1, se tiene:

Donde (2)vac corresponde al índice de refracción del medio 2 respecto al vacío, en términos

prácticos el índice de refracción se mide respecto al aire.

Al establecer un ángulo de incidencia de 90° (del haz de luz) se puede hacer en forma directa la

medición del índice de refracción del medio 2 (sen 1 = 1) simplemente midiendo el ángulo del

rayo refractado.

es función de la temperatura del material y de la longitud de onda de la luz, generalmente se

mide a 20°C y con λ = 589.3 nm (línea D de sodio).

El índice de refracción de una solución acuosa de etanol es directamente proporcional a la

concentración de éste. Dicha proporcionalidad es analíticamente útil para determinar la cantidad

de etanol presente en una muestra acuosa.


Materiales Picnómetro (1)

Refractómetro (1) Gotero (1)

Matraz volumétrico de 25.00 mL (13) Reactivos

Pipeta volumétricas de 0.50 mL (1), 1.00 mL (1), 2.00 mL (1), 3.00

mL (1), 4.00 mL (1), 5.00 mL (1), 10.00 mL (1) y 15.00 mL (1)

Alcohol etílico estándar

4. PROCEDIMIENTO

4.1 CURVA DE CALIBRACIÓN POR PATRÓN EXTERNO

a) Registre la pureza del alcohol etílico estándar y mida su densidad.

b) En 6 matraces de 25.00 mL prepare soluciones de etanol estándar entre 1.0 y 15.0 % (p/v)

enrasando con agua destilada. Considere para estos cálculos un 96% de pureza y una

densidad de 0.8 g/mL. NOTA IMPORTANTE: Para el informe esta pureza y densidad

deben afinarse, ítem a).

2

1

2

sen

senvac

vac

27


a) Si hay alto contenido de gas en la muestra desgasifique una porción suficiente mediante

agitación (con ultrasonido o agitador magnético) para el desarrollo de toda la práctica.

b) Según el contenido de etanol que reporta la muestra problema, tome la alícuota pertinente

para preparar 25.00 mL de una solución cuya concentración esté cercana al centroide de la

curva de calibración.

4.3 CURVA DE ADICIÓN ESTÁNDAR

Según la etiqueta de la muestra problema, adicione la alícuota que corresponda (ver tabla) en

cada uno de los 6 matraces de 25.00 mL. Posteriormente, agregue 0.00, 0.50, 1.00, 2.00, 3.00 y

4.00 mL de etanol estándar a cada matraz y enrase con agua destilada.

% etanol (etiqueta) ~ 40 ~ 30 ~ 10 ~ 5

Cantidad (mL) 2 3 10 15

4.4. MEDICIÓN DEL ÍNDICE DE REFRACCIÓN

Por triplicado y alternándose la lectura con los miembros de su grupo, mida el índice de

refracción de cada una de las soluciones preparadas y del agua destilada. La medición no se

debe limitar a la simple observación de la escala, cada estudiante tiene que ubicar la imagen y

registrar su lectura.



laboratorio.


a) Según la dilución realizada, la densidad experimental y la pureza del etanol estándar, calcule

la concentración de etanol (% p/v o g/mL) de cada solución patrón y elabore en la misma

gráfica las curvas de calibración (índice de refracción promedio vs. concentración), tanto la

de patrón externo como la de adición de estándar, mostrando para cada punto las barras de

error.

Nota: Incluya el punto obtenido para el agua destilada en la curva regular de calibración y

ubique el eje de la abscisa en este valor.

b) Exprese de manera correcta las ecuaciones que definen cada recta mediante el método de

mínimos cuadrados.

c) Determine la concentración de etanol en la muestra problema (% p/v) a través de cada

método de calibración. Tenga en cuenta que al intercepto de la curva de adición de estándar

debe restarle el índice de refracción del agua antes de hacer la extrapolación.

28

d) Determine estadísticamente si existe evidencia de efectos de matriz.

e) Calcule el LDC (límite de cuantificación) del método.

7. PREGUNTAS

¿?

8. BIBLIOGRAFÍA


2001.



STROBELl, H. y HEINEMAN, W. Chemical Instrumentation : A Systematic Approach. 3 ed.







SERWAY, A; JEWETT, J. Física; 6 ed. México: Thomson Learning; 1995; V1.

GREEN, M.; NETTEY, H. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis, 43 (2007)

105–110.

29


Fernando Barona

REVISADO POR:


DETERMINACIÓN DE SACAROSA EN AZÚCAR DE MESA POR POLARIMETRÍA

APROBADO POR:



VERSIÓN:

02

NORMA:




INSTRUMENTAL

1. OBJETIVOS

Afianzar los conocimientos sobre las propiedades de la luz polarizada y su interacción sobre

algunas sustancias.

Determinar la rotación específica de la sacarosa mediante una curva estándar.

Medir el porcentaje de sacarosa en una muestra de azúcar impuro.

2. INTRODUCCIÓN

Las ondas electromagnéticas están compuestas por campos eléctricos y magnéticos que oscilan

perpendicularmente entre sí, en un número infinito de planos en la dirección de propagación. Sin

embargo, cuando la radiación atraviesa ciertos materiales, sus ciclos de oscilación quedan

restringidos a un solo plano; las substancias ópticamente activas poseen la capacidad de rotar el

plano de la luz polarizada gracias a que son disimétricas. La sacarosa, específicamente el

enantiómero (+), desempeña funciones vitales en los sistemas biológicos, y la rotación del plano

de la luz polarizada (α) es directamente proporcional a la concentración en solución (C) y al

camino óptico (b):

A determinada temperatura (t) y longitud de onda () se tiene la constante de proporcionalidad

denominada rotación específica, la cual es una característica única de la sustancia:

El polarímetro es ampliamente empleado como un sacarímetro en el análisis del azúcar. La

mayoría de las muestras de azúcar sin refinar contienen otras sustancias ópticamente activas

aparte de la sacarosa, cuando se calienta la sacarosa con ácido o con una enzima invertasa, es

invertida para formar una molécula de glucosa y otra de fructuosa. La rotación específica de la

sacarosa medida a 20 °C y a 589.3 nm (línea D del sodio) es de -66.5°, al hidrolizarse en medio

ácido, por ejemplo, produce cantidades equivalentes de glucosa y fructuosa con una inversión

del ángulo de rotación. Como la fructuosa posee una rotación específica de -93.0° y la glucosa

de +52.5°, la rotación específica de la sacarosa hidrolizada varía de 66.5 a (-93.0 +52.5) / 2 = -

20.2oC en la inversión.

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Materiales Espátula (1)

Polarímetro (1) Frasco lavador (1)

Vaso de precipitados de 50 mL (7)

Matraz volumétrico de 25.00 mL (7) Reactivos

Varilla de agitación (1) Sacarosa estándar

4. PROCEDIMIENTO

4.1 CURVA DE CALIBRACIÓN POR PATRON EXTERNO

En matraces de 25.00 mL prepare 6 soluciones de sacarosa estándar en agua destilada, entre 4.0

y 20.0% (p/v). Cada masa tomada del estándar déjela en los vasos de precipitados y disuelva

justo antes de realizar cada lectura (enrase con agua de lavado del vaso) con el fin de evitar

que el analito se hidrolice.


Según el contenido de sacarosa que reporta la muestra de azúcar blanca, tome la alícuota

pertinente para preparar 25.00 mL de una solución cuya concentración esté cercana al centroide

de la curva de calibración.

4.3 MEDICIÓN DEL ÁNGULO DE ROTACIÓN

a) Antes de usar el equipo calíbrelo llenando el tubo de 200 mm con agua destilada y cerciórese

que la lectura sea cero.

b) Por triplicado y alternándose la lectura con los miembros de su grupo, mida los grados de

rotación de cada una de las soluciones preparadas y del agua destilada. Para tal efecto, purgue

la celda polarimétrica con la solución que va a contener, descarte esta solución de purga y

llene la celda.

La medición no se debe limitar a la simple observación de la escala, cada estudiante tiene que

ubicar la imagen y registrar su lectura.



laboratorio.


a) Según la masa y la pureza de la sacarosa estándar, calcule la concentración de sacarosa (%

p/v) de cada solución patrón y elabore la curva de calibración (rotación observada promedio

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vs. concentración), mostrando para cada punto las barras de error. Exprese de manera

correcta la ecuación que define la recta.

b) Determine el porcentaje de sacarosa en la muestra.

c) Utilice la ecuación de la recta para obtener la rotación específica de la sacarosa ([α]) y

compárela con el valor reportado en la literatura.

d) Calcule el límite de cuantificación (LDC) del método.

7. PREGUNTAS

a) En el artículo referenciado al final de la bibliografía se hace un estudio de los perfiles de

estabilidad y actividad luego de la hidrólisis de la sacarosa mediante dos métodos: un ensayo

enzimático y un procedimiento directo polarimétrico. Describa cómo se utiliza la

polarimetría para hacer el seguimiento de la actividad de la sacarasa (invertasa) sobre la

sacarosa. ¿Cuál cree usted es la importancia que puede tener este método en el control del

trastorno denominado Malabsorción Congénita de Sacarosa?

8. BIBLIOGRAFÍA


2001.



STROBELl, H. y HEINEMAN, W. Chemical Instrumentation: A Systematic Approach. 3 ed.




HARRIS, D.C. Análisis químico cuantitativo . 6ed. Barcelona: Reverte SA, 2007.



LAI Guías Ciclo 1 2014 Feb 12

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