guia-bot 2013

UNIVERSIDAD NACIONAL FEDERICO VILLARREAL FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES Y MATEMATICA

ESCUELA PROFESIONAL DE BIOLOGÍA

Guía de Prácticas

BOTÁNICA I

Responsable:

Blgo. Mag. Giovana PatriciaVadillo Gálvez

Profesores de práctica:

Blgo. Karen del Carmen Ventura Zapata

Blgo. Jorge Luis López Bulnes

Lima, 2013

Guía actualizada a partir de La Rosa 2010 Vadillo y Ventura 2013

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INDICE

PRÁCTICA 1 CORTES HISTOLÓGICOS ................................................................................... 2

PRÁCTICA 2. COMPONENTES DE LA CÉLULA VEGETAL .................................................. 4

PRÁCTICA 3 CÉLULA VEGETAL: SUSTANCIAS ERGÁSTRICAS INCLUSIONES .......... 5

PRÁCTICA 4 CÉLULA VEGETAL: SUSTANCIAS ERGASTRICAS DE RESERVA ............ 7

PRÁCTICA 5 TEJIDO MERISTEMÁTICO ................................................................................. 9

PRÁCTICA 6 TEJIDO PARENQUIMÁTICO ........................................................................... 11

PRÁCTICA 7 TEJIDOS MECÁNICOS: COLENQUIMA Y ESCLERENQUIMA .................. 13

PRÁCTICA 8 TEJIDOS PROTECTORES ................................................................................. 14

PRÁCTICA 9 TEJIDOS CONDUCTORES ................................................................................ 16

PRÁCTICA 10 TEJIDO SECRETOR ........................................................................................... 18

PRÁCTICA 11 ESTRUCTURA INTERNA DE LA RAÍZ .......................................................... 19

PRÁCTICA 12 ESTRUCTURA INTERNA DEL TALLO .......................................................... 20

PRÁCTICA 13 ESTRUCTURA INTERNA DE LA HOJA ........................................................ 22


2

PRÁCTICA 1 CORTES HISTOLÓGICOS

El estudio anatómico y morfológico del material vegetal requiere de su conservación en buen

estado para su posterior análisis en el laboratorio. Se deben conservar las estructuras internas y

externas de manera que sufran las menores alteraciones posibles.

Cuando se va a estudiar la estructura interna se requieren cortes del material, los cuales

posteriormente pueden ser coloreados o teñidos. La preparación de los cortes se podrá hacer de

forma permanente o semipermanente. Se deben realizar registros de las observaciones bien sea

mediante fotos o dibujos.

En principio, con el material vegetal se pueden realizar cortes a mano (conocido como mano alzada

o mano libre) del material fresco, sin que hayan recibido ningún tratamiento previo, para ser

observados al microscopio de luz; sin embargo, a medida que se requieran más detalles

estructurales se deben utilizar técnicas y aparatos cada vez más complicados para la preparación de

las muestras, como el micrótomo.

OBJETIVOS:

1. Conocer y practicar los diferentes cortes anatómicos y familiarizarse con los términos.

2. Preparar material vegetal para su observación al microscopio óptico

MATERIALES

- Biológico: hojas tallos, raíces de cualquier especie vegetal.

- Hojas de afeitar ó bisturí

- Porta y cubre objetos,

- Pinzas de punta fina, estiletes

- Gotero

- Papel toalla

- Placas petri

PROCEDIMIENTO:

Cortes en Tallos y raíces. Los cortes anatómicos en este tipo de órganos pueden realizarse en

sentido transversal (en un plano perpendicular al eje mayor del órgano, figura a) o longitudinal (en

un plano paralelo al eje mayor del órgano) este último puede ser corte longitudinal radial (figura b)

o tangencial (figura c) dependiendo si incluye o no el eje de simetría. En caso de hojas o cualquier

estructura laminar se recomienda enrollarlo o doblarlo para darle mayor consistencia y facilite el

corte. Se recomienda el uso de hojas de afeitar nuevas,

A B C


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PROCEDIMIENTO

- La preparación del material vegetal consisten varios pasos entre ellos el corte y el montaje.

- Coloque agua en las placas petri, limpie el órgano a trabajar.

- Realice los diferentes cortes a mano libre como se ve en las figuras de cada uno de los

órganos, procure realizar varios cortes e inmediatamente colocarlos en agua. - Con ayuda de pinzas estilete o agujas saque el corte más fino y proceda al montaje - Para el montaje, coloque cuidadosamente la muestra sobre el cubreobjetos, agregando una

gota de agua, seguidamente coloque el cubreobjetos formando un ángulo y suelte

suavemente, procure evitar la formación de burbujas en el medio ya que estos distorsionan

la observación de la muestra. - Coloque la muestra preparada, en la platina del microscopio para su observación, con

anterioridad debe limpiar los lentes del revólver y los oculares del microscopio; la

observación de toda lámina debe iniciarse con el menor aumento, esquematice sus

observaciones. - Recuerde que cuando más delgada es la muestra podrá observar con mayor detalle las

estructuras en el microscopio con mayores aumentos.


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PRÁCTICA 2. COMPONENTES DE LA CÉLULA VEGETAL

Las plantas son organismos multicelulares compuesto por millones de células con funciones

especializadas, al madurar estas células especializadas pueden diferenciarse entre sí en sus

estructuras. Recordemos además que cada célula es una unidad fisiológica estructural y anatómica

de los organismos.

Las células vegetales al igual que las células animales poseen las mismas características básicas de

las células eucariotas: el citoplasma, en donde se encuentra inmerso el núcleo, redondeado limitado

por la membrana nuclear o carioteca y en su interior se encuentra el material genético así como

proteínas y los nucleolos que son las “fábricas” de ribosomas; también están presentes algunas

organelas propias de los vegetales como son los plastidios, en general, y especialmente los

cloroplastos que son los encargados de realizar la fotosíntesis; otro componente importante es la

vacuola, las cuales pueden almacenar grandes cantidades de agua, llegando a ocupar casi la

totalidad del volumen celular.

Otra particularidad de la célula vegetal, y que la diferencia enormemente de la célula animal, es la

presencia de la pared celular o matriz extracelular, que representa una especie de exoesqueleto que

protege y le da sostén mecánico a la célula y a la par que sirve para mantener el balance con la

presión osmótica. Ésta comprende un retículo fibrilar de celulosa y una matriz gelatinosa que

contiene pectina y hemicelulosa.

OBJETIVO:

Dar a conocer los componentes que intervienen de manera activa en la vida de la célula vegetal

MATERIALES

- Biológicos: Catafilos de Allium cepa (cebolla), Hojas de Elodea sp, Tallos de

Opuntia ficus-indica (Tuna), Frutos de Capsicum frutescens (ají).

- Lugol

- Porta y cubreobjetos

- Hojas de afeitar nuevo

- Pinzas y goteros

- Papel lente

- Papel toalla

PROCEDIMIENTO:

- Montar los catafilos de Alliun cepa sobre el portaobjetos y añadir una gota de lugol, cubrir y

observar los núcleos y nucleólos, vacuola, pared celular primaria.

- Extraer una hoja de Elodea sp. y ponerla sobre el portaobjeto, añadir una gota de agua y

observar los cloroplastos. Si no se tiene la anterior muestra, hacer cortes finos del tallo de

Opuntia ficus-indica y observar los cloroplastos y las grandes vacuolas en el tejido acuífero

- Hacer cortes superficiales de la epidermis interna del fruto de Capsicum frutescens, montar

la muestra con agua y observar células con las paredes celulares muy grandes y diferenciar

la lamina media y pared celular secundaria y plasmodesmos.

- Esquematice y nomine sus observaciones, mencionando el total de aumentos.


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PRÁCTICA 3 CÉLULA VEGETAL: SUSTANCIAS ERGÁSTRICAS

INCLUSIONES

Son sustancias inertes hidrófobas que se encuentran en el citoplasma, entre ellos el más abundante

en los vegetales es el oxalato de calcio que se encuentra en forma de cristales.

Los cristales asumen muchas formas diferentes. Ellos aparecen como rafidios, paquetes de

agujillas; maclas, prismas rectangulares o piramidales; drusas, agregados esferoidales de cristales

prismáticos; arenilla cristalífera, cristales muy pequeños, usualmente en masa. La apariencia y

localización de los cristales puede ser específica y útil en la clasificación taxonómica.

Los cristales de carbonato de calcio son poco comunes en plantas superiores. Este compuesto está

muchas veces asociado con la pared celular en la forma de cistolitos. Estos cristales usualmente se

desarrollan en las vacuolas.

Se supone que la formación de los cristales es llevada a cabo por la célula como un artificio para

aislar ciertos desechos metabólicos, los cuales, si se acumularan en el citoplasma, podrían ser

tóxicos para la célula o tejido.

maclas

OBJETIVO:

Ubicar y diferenciar los cristales de oxalato y carbonato de Calcio en el interior de las células.

MATERIALES

- Bulbo de Allium sativum (ajo).

- peciolo de Begonia sp. (begonia), o

- cladodio de Opuntia ficus-indica (tuna)

- peciolo de Brugmansia arbórea (floripondio)

- hojas de Lemna sp., o

- tallo de Impatiens balsamina (balsamina),ó

- hojas de Sanseviera sp. (lengua de vaca)

- hojas de Ficus sp. (caucho)



- Pinzas de punta fina, estiletes, gotero, papel toalla, placas petri

[Escriba una cita del documento o

del resumen de un punto interesante.

Puede situar el cuadro de texto en

cualquier lugar del documento.

Utilice la ficha Herramientas de

cuadro de texto para cambiar el

formato del cuadro de texto de la

cita.]

[Escriba una cita del documento o

del resumen de un punto interesante.

Puede situar el cuadro de texto en

cualquier lugar del documento.

Utilice la ficha Herramientas de

cuadro de texto para cambiar el

formato del cuadro de texto de la

cita.]

Pedúnculo de celulosa

Cistolito

Litocisto


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PROCEDIMIENTO:

- Montar un catafilo de Allium sativum en agua y observar unos cristales poliédricos, formas

rectangulares muchas veces, aislados o en grupos, llamados MACLAS.

- Hacer cortes transversales del peciolo de Begonia sp. o del cladodio de Opuntia ficus-

indica; montar los cortes en una gota de agua; observar unos cristales con muchas salientes

agudas que asemeja a la rosa náutica, llamadas DRUSAS.

- Hacer cortes transversales del peciolo de Brugmancia arborea; montar en una gota de agua

y observar numerosos cristales pequeños en el interior de las células, llamados ARENILLA

CRISTALIFERA.

- Hacer cortes del tallo de Impatiens balsamina, o de la hoja de Sanseviera sp., u observar

directamente las hojas de Lemna sp. unos cristales en forma de agujas llamados RAFIDIOS.

- Hacer cortes transversales de la hoja de Ficus sp, hacer el montaje en agua y observar en la

hipodermis unas células de mayor tamaño (litocisto), las cuales contienen el cristal de

carbonato de calcio (cistolito), éste cristal está alrededor de un soporte (columela) de

naturaleza celulósica.

- Esquematice y nomine sus observaciones, mencionando el total de aumentos

PREGUNTA

- Agregue a las inclusiones de oxalato de Ca y carbonato de Ca una gota de HCl 1N a las

muestras, que ocurre? Escriba la reacción química e interprete


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PRÁCTICA 4 CÉLULA VEGETAL: SUSTANCIAS ERGASTRICAS DE

RESERVA

La glucosa, formada durante la fotosíntesis foliar, forma todos los glúcidos en las plantas. Circulan

de célula en célula bajo la forma de glucosa o sacarosa. La glucosa no alcanza jamás una

concentración elevada en la vacuola, debido a que es empleada en procesos metabólicos de la

célula, como la respiración celular o se transforma en almidón.

Sobre un leucoplasto alargado se ve aparecer una o más vesículas de almidón. A partir de un

leucoplasto circular, por lo general se forma un solo grano de almidón, pero de un leucoplasto

alargado se pueden formar varios gránulos o los llamados gránulos compuestos.

OBJETIVOS:

Observar y diferenciar los granos de almidón, reserva de inulina y proteínas de reserva presentes

en los diferentes órganos de las plantas.

MATERIALES

- Tubérculos de Solanum tuberosum (papa)

- Semillas de Zea mays (maíz)

- Semillas de Phaseolus vulgaris (frijol)

- Semillas de Oriza sativa (arroz)

- Raíz de Dahlia sp (dalia); o raíz de Polymnia sonchifolia (yacón)

- Semillas de Hordeum vulgare (cebada); o Triticum aestivum (trigo)

- Semillas de Ricinus communis (higuerilla)




Cristaloide

Globoide

Hilo

Estratificaciones


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PROCEDIMIENTO:

- Realizar cortes transversales del tubérculo de Solanum tuberosum; hacer el montaje con una

gota de agua; observar a menor aumento los granos de almidón en el interior de las células;

a mayor aumento, observar la forma del grano, el hilo y las estratificaciones; reconocer la

presencia de granos simples, semicompuestos y compuestos.

- Realizar raspados de las semillas de Zea mays, Phaseolus vulgaris y Oriza sativa; hacer el

montaje de cada una con una gota de agua; a mayor aumento, observar la forma del grano y

el hilo; reconocer la presencia de granos simples y compuestos.

- A cualquiera de los dos preparados anteriores agregar una gota de lugol y observar el viraje

de color.

- Trozar la raíz de Dahlia sp o de Polymnia sonchifolia, y ponerlos en alcohol 70º por lo

menos 24 horas antes de la práctica; hacer cortes finos y montarlos con una gota de lugol;

observar la presencia de los esferocristales de inulina, en forma de medias naranjas en el

interior de las células.

- Cortar transversalmente las semillas de Hordeum vulgare; agregar una gota de lugol y

diferenciar la capa de aleurona del tejido del endospermo.

- En la semilla de Ricinus communis, retirar la cubierta dura; hacer cortes finos o raspado de

la parte más blanda; agregar una gota de lugol y una de glicerina; reconocer en los gránulos

de aleurona: el globoide (fitina), el cristaloide (proteina) y la pseudo membrana que

envuelve a ambos.



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PRÁCTICA 5 TEJIDO MERISTEMÁTICO

La palabra meristema deriva de dos voces griegas meris = parte y stema = filamento. Los

meristemas son tejidos embrionales de rápida y continua división celular. Estas son de tamaño

pequeño en el momento de su formación, se alargan enseguida y luego se diferencian para dar lugar

al nacimiento de los diversos tejidos de la planta. Mantiene sus paredes celulares primarias poco

desarrolladas.

Los meristemas se dividen en:

meristemas primarios o apicales, en donde tiene lugar el crecimiento en longitud de los órganos y

corresponden a los puntos vegetativos de la planta.

Meristemas secundarios o cambiums, que determinan el crecimiento en espesor o grosor de los

tallos y raíces.

Cambium vascular

Xilema

Floema

OBJETIVO:

Diferenciar los tipos de meristemas, tanto primarios como secundarios

MATERIALES:

- Raíces de Allium cepa (cebolla)

- Ápice caulinar de Ricinus communis (higerilla)

- Rama joven de Sambucus peruvianus (sauco), o ramas de cualquier otro árbol


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PROCEDIMIENTO:

- Cortar el ápice radical de Allium cepa y ponerlo en un portaobjetos con una gota de carmín

acético. Calentar un poco. Cubrir con la laminilla y observar al microscopio. Diferenciar, de

afuera hacia adentro y por su diferente coloración, la protodermis, el periblema y el

pleroma.

- Cortar el ápice caulinar de higuerilla, separar las brácteas y primordios foliares que protegen

el meristema apical, y realizar la coloración con carmín acético de la misma forma que la

muestra anterior. Diferenciar, de afuera hacia adentro y por su diferente coloración, la

túnica y el corpus.

- Hacer cortes transversales de las ramas de Sambucus peruvianus. Agregar una gota de

safranina y observar al microscopio el meristema secundario (felógeno o cambium

suberógeno) que va a dar origen a la peridermis y se encuentra ubicado en la zona periférica

del tallo; también, observar el meristema secundario (cambium vascular) que va a dar

origen al xilema y al floema, por lo que se le ubica entre ambos.



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PRÁCTICA 6 TEJIDO PARENQUIMÁTICO

Este tejido tiene como principal función la nutrición de la planta. Las partes periféricas que tienen

acceso a la luz son clorofilianas y sirven para la fotosíntesis. Las regiones más profundas, sirven

para el almacenamiento de las reservas nutricias del vegetal.

Las células de los parénquimas son relativamente poco diferenciadas, en relación a las células de

los meristemos de donde provienen. Son además, células vivas, que no han perdido totalmente la

facultad de multiplicarse, lo cual hace que pueda recuperarse en determinadas condiciones y bajo

ciertas influencias. Su contenido celular se halla cruzado a menudo por numerosas vacuolas que

contienen o almacenan productos de su propio metabolismo. Sus plastidios son funcionales: unos

contienen clorofila, especialmente las regiones asimiladoras, y otros almidón o amiloplastos.

Parénquima acuifero Aerénquima

Parénquima de reserva

OBJETIVO:

Reconocer los distintos tipos de parénquima, los que se diferencian por la función que cumplen.

MATERIALES:

- cladodios de Opuntia ficus-indica (tuna)

- peciolo de Canna edulis (achira)

- tubérculo de Solanum tuberosum (papa)


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PROCEDIMIENTO:

- Realice cortes transversales del cladodio de la Opuntia ficus-indica, montar en agua.

Observe el parénquima clorofiliano (clorénquima), se diferencia fácilmente por la presencia

de cloroplastos; además, observar el parénquima acuífero, el cual se reconoce por que sus

células son más grandes, redondeadas y sin cloroplastos.

- Hacer cortes transversales del tubérculo de Solanum tuberosum, montar en agua. Observe el

parénquima de reserva, se diferencia fácilmente por la presencia de amiloplastos.

- Hacer cortes transversales del peciolo de Canna edulis, montar en agua. Observar el

parénquima aerífero (aerénquima), se diferencia fácilmente por la presencia de células con

ramificaciones lo que crea grandes espacios intercelulares donde se reserva aire.

Esquematizar y nominar sus observaciones.



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PRÁCTICA 7 TEJIDOS MECÁNICOS: COLENQUIMA Y ESCLERENQUIMA

Convencionalmente se denomina con el nombre de aparato de sostén a un grupo de tejidos cuyo rol

es contribuir a la solidez de la planta.

En realidad todos los tejidos de la planta contribuyen a su solidez, como por ejemplo el tejido

parenquimático, que da solidez por el estado de turgencia en que se encuentran sus células. La

verdadera función de sostén de la planta se inicia con el espesamiento y la lignificación de las

paredes celulares.

Colénquima angular, laminar y lagunar

De esta manera tenemos dos tipos de tejidos mecánicos:

a) Colénquima: formado por células que continúan viviendo y cuya pared es enteramente

celulósica, pero engrosadas irregularmente. b) Esclerénquima: formado por células muertas y en las cuales la pared celular se ha lignificado

uniformemente.

c) Esquematice y nomine sus observaciones, mencionando el total de aumentos

OBJETIVO:

Diferenciar los tejidos colénquimáticos y esclerénquimáticos, por el engrosamiento de la pared celular.

MATERIALES:

- Tallo de Cucurbita pepo (zapallo), o tallo de Foeniculum vulgare (hinojo), Phaseolus vulgare y

tallo de Ricinus communis (higuerilla).

- Tallo de Populus sp. (álamo)

- Tallo de Sambucus peruvianus (sauco)

PROCEDIMIENTO:

- Hacer cortes transversales del tallo de zapallo, Foeniculum vulgare o Ricinus comuni, agregar

safranina. Observar justo debajo de la epidermis un grupo de células con engrosamientos en los

ángulos de sus paredes celulares (colénquima angular)

- Hacer cortes transversales del tallo de Populus sp, agregar safranina. Observar justo debajo de la

peridermis un grupo de células con engrosamientos de sus paredes celulares en la zonas que

colindan con espacios intercelulares (colénquima lagunar)

- Hacer cortes transversales del tallo de Sambucus peruvianus, agregar safranina. Observar justo

debajo de la peridermis un grupo de células con engrosamientos de sus paredes celulares

tangenciales al tallo, en forma laminar (colénquima laminar)

- En las muestras anteriores observar células con paredes celulares engrosadas homogeneamente, y

teñidas intensamente con safranina, son células del tejido esclerénquimático.



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PRÁCTICA 8 TEJIDOS PROTECTORES

Todos los organismos multicelulares poseen tejidos que aíslan y protegen al individuo del medio

externo, en plantas jóvenes y de crecimiento herbáceo se denomina epidermis, y en organismos

vegetales de mayor crecimiento como arbustos y árboles se desarrolla una estructura secundaria

denominada peridermis que en plantas con mucho mayor desarrollo y crecimiento forma varias

capas de peridermis que se compactan formando una capa denominada ritidoma. Tanto la epidermis

y la peridermis poseen además otras estructuras como tricomas, lenticelas, estomas, células

oclusivas e idioblastos.

** *Tricomas mixtos escamosos

* fotografía: K. Oviedo A., J. Uscamaita R., B. Samaniego M., R. Vicente C., L Toribio S.

**fotografías: C. Alberto A.; B França D.; F. Rodrigo G. B. Tricomas Foliares Em Tomateiro Com Teores Contrastantes Do Aleloquímico 2-Tridecanona

OBJETIVO:

Estudiar los tejidos protectores caracterizándolos y diferenciándolos


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MATERIALES:

- Hojas de Pelargonium hortorum (Geranio)

- Hojas de Iris florentina (lirio) ó cualquier monocotiledonea.

- Hojas de Althea rosea (malvarosa)

- Hojas de Urtica urens (ortiga)

- Hojas e Tillandsia sp.

- Ramas de Populus sp. (alamo)

- Corteza de tallo de un árbol

PROCEDIMIENTO:

Plantas monocotiledoneas:

- Realice cortes superficiales de la hoja de Iris florentina, realice el montaje con una gota de

agua. A menor aumento reconozca las células de contorno poligonal, sin espacios

intercelulares, sin cloroplastos. Entre ellas células ariñonadas con cloroplastos los estomas

- Realice cortes transversales de la hoja de Iris flrentina o Zea mays; distinga las células

rectangulares cuya pared externa se encuentra engrosada por la cutina o cutícula, reconozca

el aparato estomático (células oclusivas, ostiolo y cámara sub estomática

Plantas dicotiledóneas

- Realice cortes superficiales de la hoja de Pelargonium ortorum, realice el montaje con una

gota de agua. A menor aumento reconozca las células de contorno sinuoso, además observe

los diferentes tipos de tricomas pluricelulares.

- Realice corte superficial en la hoja de Urtica urens y observe el tricoma urticante unicelular

con base pluricelular, además de pelos cónicos.

- Realice corte superficial en la hoja de Althea rosea y observe los tricomas pluricelulares de

forma estrellada t tricomas capitados simples

- corte superficial en la hoja de Tillandsia sp y observe los tricomas mixtos o escamosos

pluricelulares, donde la parte central formada por células vivas de color amarillo rodeada de

células muertas que se disponen radialmente

Peridermis, lenticelas y ritidoma

- Realice cortes transversales del tallo de Sambucus peruviano a nivel de las protuberancias, montar

con una gota de safrnina; identifique en la zona externa tres capas de células de la peridermis

diferentes: el suber o corcho, el cabium suberogeno o felógeno y la felodermis, de trecho en trecho

observe una protuberancias llamadas lenticelas

- Realice el corte transversales de la corteza del árbol y monte con una gota de agua, observe los

diferente estratos repetidos formando el ritidoma , formando por células muertas , células del

parénquima y fibras aisladas


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PRÁCTICA 9 TEJIDOS CONDUCTORES

Este tejido también es conocido como tejido compuesto debido a que está formado por varios

tejidos a la vez, como parénquima y esclerénquima.

Dos son los vasos diferenciados: gracias al primero, el xilema, la raíz puede enviar el agua y sales

que fueron absorbidas del suelo hacia el follaje, distribuyendo por todo el cuerpo de la planta. El

segundo, el floema, se encarga de transportar los productos del anabolismo vegetal, lo que se

conoce como savia elaborada, a todos los órganos de la planta, especialmente a los de reserva.

OBJETIVO:

Reconocer las elementos componentes del xilema y del floema; así como los tipos de haces

vasculares que se forman por la disposición del xilema y floema.

MATERIALES:

- Raquis o eje del fronde de helecho

- Tallo de Cucurbita pepo (zapallo),

- Talle de Ricinus communis (higuerilla)

- Rizoma de Iris florentina (lirio)

- Tallo de Zea mays (maíz)

- Madera de cualquier Gimnosperma

PROCEDIMIENTO:

- Realizar un corte longitudinal del tallo de Cucurbita pepo, teñir con safranina y observar;

reconocer el xilema, y diferenciar los tipos protoxilemáticos (espiralado, anillado) y

metaxilemáticos (reticular, escaleriforme) de acuerdo a la deposición de la lignina sobre sus

paredes.

- En el mismo corte, observar los vasos floemáticos, las placas cribosas de estos vasos, las

células acompañantes, parénquima floemático.

- Para observar los tipos de haces vasculares: primero, del tipo concéntrico; hacer cortes

transversales del raquis del fronde del helecho, agregar safranina y observar que el tejido

floemático rodea al xilemático (perifloemático o hadrocéntrico) y todo este conjunto

rodeado por la vaina amilífera.

- Realizar cortes transversales del rizoma de Iris florentina, agregar safranina y observar que

el tejido xilemático rodea al floemático (perixilemático o leptocéntrico).


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- Segundo, del tipo lateral; realizar cortes transversales del tallo de Zea mays, agregar

safranina y observar los haces vasculares dispersos, rodeados por esclerénquima y sin la

presencia de cambium, por lo que se les denomina haz vascular colateral cerrado.

- Hacer cortes transversales del tallo de Ricinus comunis, agregar safranina y observar la

presencia del cambium entre el xilema y floema, por lo que se les denomina haz colateral

abierto.

- Hacer cortes transversales del tallo de Cucurbita pepo, agregar safranina y observar la

presencia de dos tejidos floemáticos (a cada lado del xilema), también la presencia de

cambium entre el floema externo y el xilema, por lo que se les denomina haz bicolateral

abierto.

- Hacer un corte longitudinal de la madera de una Gimnosperma (puede ser un lápiz), agregar

agua y observar las traqueidas que se caracterizan por presentar las punteaduras rebordeadas

y en el interior de estas punteaduras, una membrana llamada torus.



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PRÁCTICA 10 TEJIDO SECRETOR

Las células que constituyen este tejido son siempre vivas, de pared celulósica, emparentadas

visiblemente con el parénquima y con la epidermis. Elaboran en el interior de su citoplasma los

productos característicos de su actividad: esencias, resinas, látex, etc.; por lo que predominaran los

dictiosomas en este tipo de células.

Existen varios tipos de estructuras secretoras, así tenemos las de secreción externa, como las

glándulas, pelos glandulares, nectarios, hidatodos, y las de secreción interna, como los espacios

lisígenos, espacios y canales esquizógenos, los canales resiniferos y los laticíferos articulados y no

articulados.

OBJETIVO:

Reconocer las características de los elementos integrantes del tejido de secreción interna

MATERIALES:

- hoja de Foeniculum vulgare (hinojo)

- hoja de Ruta graveolens (ruda)

- fruto de Citrus aurantium (naranja) u otro cítrico

- bulbo de Allium cepa (cebolla)

- hoja de Ficus elastica (caucho)

- hoja de Pinus sp (pino)

PROCEDIMIENTO:

- Realizar cortes transversales de la hoja de Foeniculum vulgare, Realizar el montaje con

safranina. Ubicar debajo del tejido colenquimático un espacio rodeado por células, es un

canal esquizógeno.

- Realizar cortes superficiales de la hoja de Ruta graveolens, Realizar el montaje con agua.

Observar unos espacios limitados por células y llenos de una sustancia amarillenta, son

cavidades esquizógenas.

- Realizar cortes superficiales del epicarpio del fruto de Citrus aurantium, Realizar montaje

con agua. Observar unos espacios rodeados por células lisadas y en su interior pequeñas

gotas de aceites esenciales, son cavidades lisígenas.

- Realizar cortes longitudinales de la catáfila del bulbo de Allium cepa, Realizar el montaje

con agua. Observar unos canales formado por varias células y con látex de color oscuro en

su interior, es un laticífero articulado.

- Hacer cortes longitudinales del peciolo de la hoja de Ficus elastica, hacer montaje con agua.

Observar dentro del tejido parenquimático unas células muy alargadas con látex en su

interior, son laticíferos no articulados.

- Hacer cortes transversales de la hoja del pino, hacer montaje con agua. Observar en el

mesófilo de la hoja unas células que rodean un espacio y presentan una coloración marrón.



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PRÁCTICA 11 ESTRUCTURA INTERNA DE LA RAÍZ

La estructura primaria de las raíces se caracteriza por la gran homogeneidad anatómica que

presentan los dos grupos de Angiospermas. Esto debido a que en el suelo no ocurre cambios tan

radicales como los que ocurren en la zona aérea. Aunque sí se puede diferenciarlos si se tiene en

cuenta el número de paquetes de haces vasculares (arcas) que presenta cada grupo, así tenemos que

las dicotiledoneas presentaran entre 2 a 7 arcas, pero las monocotiledoneas presentaran más de 10.

Otra característica de este tipo de estructura es que el xilema y floema primarios se alternan uno al

lado del otro; otro rasgo característico es también la presencia de la endodermis, que tiene su

principal función en el paso del agua y sales minerales hacia el xilema, y del periciclo, que por ser

un meristema remanente origina las raíces secundarias.

En la estructura secundaria, que se presenta tanto en dicotiledoneas como en Gimnospermas, se

distingue la actividad del cambium vascular y del felógeno, guardando una relación estrecha con la

estructura secundaria de los tallos, llegando a presentar, como los tallos de los árboles, anillos de

crecimiento y ritidoma.

OBJETIVO:

Reconocer las diferencias que existen entre la estructura primaria y secundaria de las raíces de

monocotiledóneas y dicotiledóneas.

MATERIALES:

- Raíces de Iris florentina (lirio) u otra monocotiledónea

- Raíces de Medicago sativa (alfalfa) u otra dicotiledónea

PROCEDIMIENTO:

- Hacer cortes transversales de la raíz de Iris florentina; agregar safranina. Observar al

microscopio rizodermis, parénquima cortical, endodermis que se caracteriza por presentar

las bandas de caspary, periciclo, xilema y floema en disposición radial, y el parénquima

medular que puede estar esclerosado o no.

- Hacer cortes transversales de la raíz de alfalfa; agregar safranina. Observar al microscopio

peridermis, parénquima cortical, floema secundario, cambium vascular, xilema secundario,

radios medulares, parénquima medular.



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PRÁCTICA 12 ESTRUCTURA INTERNA DEL TALLO

Al igual que en la raíz, se pueden distinguir dos estructuras:

La estructura primaria, que es la que se encuentra en los tallos más jóvenes, tales como los que se

desarrollan a partir del embrión. Esta estructura persiste indefinidamente sin mayores alteraciones

en numerosas plantas: pteridofitas actuales, monocotiledoneas y muchas dicotiledoneas herbáceas.

La estructura secundaria, esta estructura se superpone a la primaria, cuando la planta alcanza un

estado de desarrollo mayor. Este es el caso de numerosas pteridofitas fósiles, de todas las

gimnospermas y de numerosas dicotiledoneas leñosas.

OBJETIVO:

Reconocer y diferenciar los distintos tipos de tejidos que se presentan tanto en la estructura

primaria como secundaria de los tallos.

MATERIALES:

- Tallo de maíz (Zea mays) o cualquier otra gramínea

- Tallo de alfalfa (Medicago sativa) o cualquier otra dicotiledónea herbácea

- Rama de álamo (Populus sp.) o cualquier rama de árbol

PROCEDIMIENTO:

- Hacer cortes transversales del tallo de maíz, agregar safranina y observar al microscopio.

Observar el tejido epidérmico, debajo un parénquima lignificado, luego parénquima de

relleno y entre este parénquima los haces vasculares.

- Hacer cortes transversales del tallo de alfalfa, agregar safranina y observar al microscopio.

Observar el tejido epidérmico, en los ángulos del tallo colénquima, luego parénquima


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cortical clorofiliano, luego floema primario, procambium y xilema primario, y por último

parénquima medular.

- Hacer cortes transversales de la rama de álamo, agregar safranina y observar al

microscopio. Observar la peridermis, debajo el tejido colenquimático, luego parénquima

cortical y dentro de este tejido fibras esclerenquimáticas de floema primario, luego el

floema secundario, el cambium y el xilema primario, debajo el xilema primario y el

parénquima medular.



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PRÁCTICA 13 ESTRUCTURA INTERNA DE LA HOJA

La hoja, expansión lateral del tallo, presenta continuidad de tejidos con el eje de donde procede. La

epidermis continúa a la del tallo, presentando todos sus caracteres. El paréquima cortical del tallo

se prolonga en la hoja y constituye el parénquima general. Finalmente los haces vasculares del

tallo, emiten a nivel de los nudos, las ramas destinadas a servir a la hoja, de modo que estos haces

atraviesan la corteza, penetran el peciolo y luego se multiplican para originar la nervadura

principal, cuyas ramificaciones en el limbo de la hoja constituyen las nervaduras secundarias,

terciarias, etc.

OBJETIVO: Reconocer y diferenciar los tejidos que forman el mesófilo de las hojas.

MATERIALES:

- Hojas de Saccharun officinarum (caña de azúcar) u otra gramínea

- Hojas de Schefflera sp (cheflera.) u otra dicotiledónea

- Hojas de Crassula sp.

PROCEDIMIENTO:

- Hacer cortes transversales de la hoja de caña de Saccharun officinarum, agregar lugol y

observar al microscopio. Observar las epidermis del haz que de trecho en trecho presenta

unas células más grandes llamadas “células bulliformes”, el mesófilo formado por

parénquima clorofiliano en donde no se observan diferencias entre las células de este tejido

(morfología equifacial), observar la distribución de los haces vasculares, observe que el

xilema está hacia el haz y el floema hacia el envés y ambos rodeados por una fila de células

llamadas células de la vaina envolvente que se van a teñir de azul con el lugol, esta

característica es propia de las plantas con fotosíntesis C4.

- Hacer cortes transversales de la hoja de Schefflera sp, agregar lugol y observar al

microscopio. Observar las células epidémicas, el mesófilo divido en dos partes, una con las

células parenquimáticas alargadas con pocos espacios intercelulares y ubicadas hacia el haz

llamada parénquima en empalizada, la otra con células redondeadas con grandes espacios

intercelulares ubicadas hacia el envés llamada parénquima esponjoso (morfología bifacial).


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Con el lugol todo el mesófilo se va a teñir de azul, esta característica es propia de las plantas

con fotosíntesis C3.

- Hacer cortes transversales de la hoja de Crassula, agregar lugol y observar al microscopio.

Observar las epidermis, un mesófilo en donde no hay diferencias entre sus células

(morfología isofacial). Con el lugol se teñirá de azul de acuerdo a la hora en que se colectó,

si fue en la mañana dará coloración azul y si fue en la noche no reaccionará con el lugol,

esto característico de plantas con fotosíntesis MAC.



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REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICA

- GONZÁLEZ ANA MARÍA. 2001- 2008 Morfología de Plantas Vasculares Facultad de

Ciencias Agrarias, Sgto. Cabral 2131 Universidad Nacional del Nordeste, Corrientes,

Argentina. http://www.biologia.edu.ar/plantas/planta2.htm

- LA ROSA, RAFAEL 2010. Manual de prácticas de laboratorio de Botánica General.

UNFV. Facultad de ciencias Naturales y Matemáticas. Departamento de Biología.

- MARTINEZ, JUAN LUIS, 2006. Técnicas de Microscopía Electrónica, Curso Internacional

Teórico Práctico. Universidad de Oviedo España. Universidad Nacional Mayor de San

Marcos.

- PEREZ TUESTA, ELEUCY; MILLAN SALAZAR, BETTY; IPARRAGUIRRE LEON,

DOMINGO; COX RAMOS, ESTHER. 1997. Guía de Prácticas del Curso de Botánica

General. UNMSM. Facultad de Ciencias Biológicas, Departamento de Botánica.

- TORMO MOLINA RAFAEL. Ediciones Hipertextuales de Botánica. Universidad de

Extremadura. España. http://www.unex.es/botanica/LHB/index.htm

- ROMAN, PALOMA. 2008. Ámbito científico Biología. Tema 2: Tejidos Vegetales.

http://actbiologia.blogspot.com/2008/10/tema2-los-tejidos.html

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