EVALUACION DE LAS CONDICIONES DE SECADO POR ASPERSION DE UN PRODUCTO A BASE DE LACTOSUERO Y PULPA DE...

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EVALUACION DE LAS CONDICIONES DE SECADO POR ASPERSION DE

UN PRODUCTO A BASE DE LACTOSUERO Y PULPA DE MANGO

VARIEDAD MAGDALENA RIVER (Mangífera indica) ADICIONADO CON

Bifidobacterium bifidum

FERNANDO ALONSO MENDOZA CORVIS

UNIVERSIDAD DE CÓRDOBA

FACULTAD DE INGENIERÍAS

PROGRAMA DE INGENIERÍA DE ALIMENTOS

Ciénaga de Oro, 2015

2

EVALUACION DE LAS CONDICIONES DE SECADO POR ASPERSION DE

UN PRODUCTO A BASE DE LACTOSUERO Y PULPA DE MANGO

VARIEDAD MAGDALENA RIVER (Mangífera indica) ADICIONADO CON

Bifidobacterium bifidum

FERNANDO ALONSO MENDOZA CORVIS

Tesis presentada en opción al Título Académico de Máster en Ciencias

Agroalimentarias con énfasis en Ciencias

DIRECTOR

MARGARITA ARETAGA MARQUEZ

OMAR PEREZ SIERRA

UNIVERSIDAD DE CÓRDOBA

FACULTAD DE INGENIERÍAS

PROGRAMA DE INGENIERÍA DE ALIMENTOS

Ciénaga de Oro, 2015

3

Los derechos sobre los textos y las imágenes incluidas en este trabajo son de exclusiva

responsabilidad del autor y no necesariamente reflejan el pensamiento de la

Universidad de Córdoba.

La responsabilidad ética, legal y científica de las ideas, conceptos y resultados del

proyecto será del autor.

Artículo 61, acuerdo N° 093 del 26 de noviembre de 2002 del Consejo Superior de la

Universidad de Córdoba.

4

Nota de aceptación

_______________________________

_______________________________

_______________________________

_______________________________

________________________________

Firma del jurado

________________________________

Firma del jurado

________________________________

Firma del jurado

5

A Dios por su infinita misericordia,

y a mi familia por su apoyo incondicional.

6

Agradecimientos…

A los docentes, tutores y compañeros de maestría, por su aporte y colaboración en el

desarrollo de esta investigación.

A Cindy, Gustavo, Carlos, German, por su ayuda

7

TABLA DE CONTENIDO

Página

1. INTRODUCCION ........................................................................................................... 21

2. ESTADO DEL ARTE...................................................................................................... 24

2.1 LACTOSUERO. .............................................................................................................. 24

2.1.1 Lactosuero dulce en polvo. .............................................................................................. 27

2.1.2 Bebidas a base de lactosuero. .......................................................................................... 28

2.2 MANGO (Mangífera indica). .......................................................................................... 29

2.3 Bifidobacterium bifidum................................................................................................... 30

2.4 ENCAPSULACIÓN. ....................................................................................................... 32

2.5 SECADO POR ASPERSIÓN. ........................................................................................ 34

2.6 ESTABILIDAD DE PRODUCTOS EN POLVO. ........................................................ 37

2.7 MALTODEXTRINA. ...................................................................................................... 38

3. OBJETIVOS .................................................................................................................... 40

3.1 OBJETIVO GENERAL. ................................................................................................. 40

3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS. ........................................................................................ 40

4. MATERIALES Y METODOS ....................................................................................... 41

8

4.1 SELECCIÓN DE LA MEJOR FORMULACIÓN DEL PRODUCTO LÍQUIDO

(ANTES DEL SECADO) DE ACUERDO A SU VALORACIÓN SENSORIAL. ............... 41

4.1.1 Caracterización del lactosuero. ...................................................................................... 41

4.1.2 Caracterización del mango variedad magdalena river (Mangífera indica). ............... 42

4.1.3 Adecuación del lactosuero. .............................................................................................. 43

4.1.4 Activación y adaptación del Bifidobacterium bifidum................................................... 43

4.1.5 Preparación del producto en fresco. .............................................................................. 44

4.1.6 Valoración sensorial de las formulaciones..................................................................... 45

4.2 CONDICIONES DE SECADO POR ASPERSIÓN DEL PRODUCTO A BASE DE

LACTOSUERO Y PULPA DE MANGO ADICIONADO CON B. bifidum. ....................... 46

4.2.1 Condiciones de secado por aspersión de la formulación. ............................................. 46

4.2.2 Variables a evaluar para la selección del mejor tratamiento. ..................................... 46

4.2.3 Selección de las mejores condiciones del proceso de secado por aspersión. ............... 50

4.3 CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA Y REOLÓGICA DEL PRODUCTO

OBTENIDO A LAS MEJORES CONDICIONES DE SECADO. ........................................ 50

4.3.1 Caracterización fisicoquímica de la formulación y del producto en polvo obtenido a

las mejores condiciones de secado. ........................................................................................... 50

4.3.2 Caracterización reológica de la formulación y del producto en polvo obtenido a las

mejores condiciones de secado. ................................................................................................. 51

4.4 ESTABILIDAD DEL PRODUCTO EN POLVO OBTENIDO A LAS MEJORES

CONDICIONES DE SECADO DURANTE EL ALMACENAMIENTO. ............................ 52

9

4.4.1 Evaluación de parámetros fisicoquímicos y microbiológicos durante el

almacenamiento.......................................................................................................................... 53

4.4.2 Valoración sensorial del producto en el tiempo. ........................................................... 56

5. RESULTADOS Y DISCUSION ..................................................................................... 57

5.1 SELECCIÓN DE LA MEJOR FORMULACIÓN DEL PRODUCTO LÍQUIDO

(ANTES DEL SECADO) DE ACUERDO A SU VALORACIÓN SENSORIAL. ............... 57

5.1.1 Caracterización del lactosuero. ...................................................................................... 57

5.1.2 Caracterización del mango variedad Magdalena river (Mangífera indica). .............. 59

5.1.3 Crecimiento del Bifidobacterium bifidum en lactosuero. .............................................. 61

5.1.4 Valoración sensorial de las formulaciones..................................................................... 63

5.2 SELECCIÓN DE LA MEJOR CONDICIÓN DE SECADO POR ASPERSIÓN DEL

PRODUCTO A BASE DE LACTOSUERO Y PULPA DE MANGO ADICIONADO CON

B. bifidum. ................................................................................................................................... 66

5.2.1 Evaluación de la actividad de agua (aw). ........................................................................ 71

5.2.2 Evaluación de la humedad. ............................................................................................. 74

5.2.3 Evaluación de la solubilidad. .......................................................................................... 76

5.2.4 Evaluación de la higroscopicidad. .................................................................................. 80

5.2.5 Tamaño de partícula........................................................................................................ 81

5.2.6 Evaluación del color. ....................................................................................................... 83

5.2.7 Evaluación de la vitamina C. .......................................................................................... 90

5.2.8 Evaluación de la supervivencia del Bifidobacterium bifidum. ...................................... 94

10

5.2.9 Evaluación del rendimiento y formación de depósito. .................................................. 97

5.2.10 Evaluación del ángulo de reposo. ................................................................................. 101

5.2.11 Selección de las mejores condiciones del proceso de secado por aspersión. ............. 104

5.3 Caracterización fisicoquímica y reológica de la formulación en estado líquido y del

producto en polvo obtenido. .................................................................................................... 107

5.3.1 Caracterización fisicoquímica de la formulación y del producto en polvo. .............. 107

5.3.2 Caracterización reológica. ............................................................................................ 110

5.4 Evaluación de la estabilidad del producto en polvo durante el almacenamiento. ... 114

5.4.1 Evaluación de parámetros fisicoquímicos. .................................................................. 114

5.4.1.1 Vitamina C. ....................................................................................................... 114

5.4.1.2 Actividad de agua. ............................................................................................ 122

5.4.1.3 Solubilidad. ....................................................................................................... 123

5.4.1.4 Color. ................................................................................................................. 124

5.4.2 Evaluación de parámetros microbiológicos. ................................................................ 129

5.4.2.1 Recuento de microorganismos contaminantes. ............................................. 129

5.4.2.2 Recuento de Bifidobacterium bifidum. ............................................................ 132

5.4.3 Valoración sensorial. ..................................................................................................... 136

6. CONCLUSIONES ......................................................................................................... 138

7. RECOMENDACIONES ............................................................................................... 140

8. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS ......................................................................... 141

9. ANEXOS .............................................................................. ¡Error! Marcador no definido.

11

LISTA DE TABLAS

Página

Tabla 1. Composición del lactosuero dulce y acido. .................................................................... 25

Tabla 2. Contenido en vitaminas del lactosuero. ......................................................................... 26

Tabla 3. Contenido nutricional del lactosuero dulce en polvo. .................................................... 27

Tabla 4. Composición porcentual de una bebida de lactosuero. .................................................. 28

Tabla 5. Composición nutricional del mango. ............................................................................. 31

Tabla 6. Formulaciones del producto a base de lactosuero y mango. .......................................... 45

Tabla 7. Condiciones de secado por aspersión............................................................................. 47

Tabla 8. Composición del lactosuero fresco de leche de vaca. .................................................... 57

Tabla 9. Composición del mango variedad Magdalena river. ..................................................... 59

Tabla 10. Crecimiento del Bifidobacterium bifidum en el lactosuero. ........................................ 61

Tabla 11. Resultado prueba de ordenación preferencia. .............................................................. 64

Tabla 12. Resultado Prueba de Friedman y Prueba de comparaciones múltiples (Matriz de las

comparaciones por pares) para la valoración sensorial de las formulaciones. ............................. 65

Tabla 13. Resultados de la actividad de agua, humedad y solubilidad, en los tratamientos del

secado por aspersión. ................................................................................................................... 67

Tabla 14. Resultados de la higroscopicidad, supervivencia del B. bifidum, recuperación de

vitamina C, rendimiento, formación de depósito y ángulo de reposo en los tratamientos del secado

por aspersión. ............................................................................................................................... 68

12

Tabla 15. Resultado de color, tamaño de partícula y ángulo de reposo de los tratamientos del

secado por aspersión. ................................................................................................................... 69

Tabla 16. Interacción de los factores con las variables respuesta. ............................................... 70

Tabla 17. Concentración de Vitamina C (mg/100 g) y Recuento de B. bifidum en el producto en

polvo obtenido. ............................................................................................................................ 93

Tabla 18. Restricciones realizadas para el proceso de selección de las mejores condiciones del

secado por aspersión del producto. ............................................................................................ 105

Tabla 19. Combinación de factores para la selección del mejor proceso de secado por aspersión.

................................................................................................................................................... 106

Tabla 20. Caracterización de la formulación en estado líquido. ................................................ 107

Tabla 21. Caracterización del producto en polvo obtenido. ....................................................... 108

Tabla 22. Parámetros reológicos y coeficientes de correlación de los modelos aplicados. ....... 111

TABLA 23. Contenido de vitamina C y aw en las muestras almacenadas a 4°C y 28°C. .......... 115

TABLA 24. Solubilidad y luminosidad de las muestras almacenadas a 4°C y 28°C. ............... 116

TABLA 25. Color (a* y b*) en las muestras almacenadas a 4°C y 28°C. ................................. 117

Tabla 26. Parámetros cinéticos y coeficiente de correlación (R2) para la vitamina C en el producto

almacenado durante 8 semanas. ................................................................................................. 119

Tabla 27. Tiempo de vida media (t ½) del ácido ascórbico en el producto almacenado a 4°C y 28°C.

................................................................................................................................................... 120

TABLA 28. Diferencia total en el color de las muestras almacenadas a 4°C y 28°C................ 126

Tabla 29. Parámetros cinéticos y coeficientes de correlación (R2) de L*, a* y b* de las muestras

almacenadas a 4°C y 28°C. ........................................................................................................ 127

TABLA 30. Ajustes de L*, a* y b* a un polinomio de segundo grado. .................................... 128

Tabla 31. Recuentos microbiológicos de las muestras almacenadas a 4°C. .............................. 130

Tabla 32.Recuentos microbiológicos de las muestras almacenadas a 28°C. ............................. 131

13

Tabla 33. Resultado test de Tukey del Log10(N) de Bifidobacterium bifidum en las muestras

almacenadas a 4°C y 28°C. ........................................................................................................ 132

Tabla 34. Valor de las constantes de inactivación del B. bifidum en las muestras almacenadas a

4°C y 28°C. ................................................................................................................................ 135

Tabla 35. Resultado test de media evaluación sensorial de las muestras almacenadas a 4° y 28°C.

................................................................................................................................................... 137

14

LISTA DE FIGURAS

Página

Figura 1. Crecimiento del Bifidobacterium bifidum en el tiempo. .............................................. 62

Figura 2. Crecimiento del B. bifidum vs Densidad Óptica (DO). ................................................ 62

Figura 3. Gráfica de superficie de respuesta de aw y humedad en función de las variables de

estudio. ......................................................................................................................................... 73

Figura 4. Gráfica de superficie de respuesta de solubilidad e higroscopicidad en función de las

variables de estudio. ..................................................................................................................... 77

Figura 5. Gráfica de superficie de respuesta de tamaño de partícula y L* en función de las variables

de estudio. .................................................................................................................................... 82

Figura 6. Gráfica de superficie de respuesta de a* y b* en función de las variables de estudio. . 84

Figura 7. Gráfica de superficie de respuesta de c* y h* en función de las variables de estudio. . 85

Figura 8. Gráfica de superficie de respuesta del porcentaje de recuperación de vitamina C y

supervivencia del B. bifidum. ...................................................................................................... 91

Figura 9. Gráfica de superficie de respuesta del rendimiento y porcentaje de formación de

depósito. ....................................................................................................................................... 98

Figura 10. Gráfica de superficie de respuesta del ángulo de reposo en función de las variables de

estudio. ....................................................................................................................................... 102

Figura 11. Log10S (t) del Bifidobacterium bifidum.................................................................... 133

15

RESUMEN

El mango de hilacha (var. Magdalena river) y el lactosuero son dos materias primas con

gran potencial para el desarrollo de nuevos productos debido a sus características

tecnológicas y nutricionales. El objetivo de esta investigación fue la evaluación de las

condiciones de secado por aspersión de un producto elaborado a partir de estas materias

primas adicionado con Bifidobacterium bifidum. Inicialmente se evaluó el crecimiento del

B. bifidum en el lactosuero, obteniendo concentraciones de 8,6x1011 ufc/mL a las 9 horas

de incubación, con una velocidad de crecimiento (μ) de 1,939 ufc/h y un tiempo de

generación (𝐺) de 0,358 h. Se desarrollaron cuatro formulaciones con 18%, 21%, 24% y

27% en pulpa de mango, con una concentración mínima de B. bifidum de 109 ufc/mL, las

cuales fueron sometidas a un proceso de valoración sensorial mediante prueba de

ordenación preferencia, con el objeto de determinar la de mayor preferencia por parte de

los consumidores. Para ello se realizaron ensayos con 50 catadores y los datos obtenidos

se analizaron mediante prueba de Friedman, resultando la formulación 3, con 69% de

lactosuero, 24% de pulpa de mango y 7% de azúcar, como la seleccionada.

La formulación seleccionada fue sometida a un proceso de secado, empleando un secador

por aspersión marca Vibrasec, controlando la temperatura de entrada del aire caliente entre

120°C – 160°C, temperatura del aire de salida entre 65°C – 74°C, velocidad de aspersión

entre 20.000 – 28.000 rpm y una concentración de maltodextrina entre 15% – 35%, para

16

un total de 22 tratamientos con cinco repeticiones del punto central. Para el análisis de los

resultados se empleó el software Desing expert 6.0. Todas las variables de respuesta

exhibieron diferencia significativa (p<0,05) con respecto a la concentración de

maltodextrina. En términos generales el incremento de la concentración de maltodextrina

(15 a 35%) y la temperatura de entrada del aire (120°C a 160°C) provocaron el aumento

del rendimiento, la solubilidad y la luminosidad, mientras que la actividad de agua,

humedad, cromaticidad a* y b* disminuyeron. Por otro lado, el aumento de la temperatura

de salida (65°C a 85°C) afecto significativamente la aw, humedad y cromaticidad b*, los

cuales disminuyeron, mientras provocó el incremento del rendimiento. Finalmente, el

aumento de la velocidad de aspersión disminuyó la humedad y la cromaticidad a* en el

producto en polvo. El porcentaje de recuperación de la vitamina C y el rendimiento

presentaron puntos de inflexión ubicados cerca de los puntos centrales de los tratamientos

realizados (maltodextrina 25%, temperatura de entrada de 140°C, temperatura de salida

de 71°C y velocidad de aspersión de 24.000 rpm) alcanzando a estas condiciones los

valores máximos para ambos parámetros, con 61,18% de recuperación de vitamina C y

76,47% en la supervivencia del B. bifidum (22,45 mg vitamina C/100 g y 7,8x1010 ucf/g

en el recuento de B. bifidum). Las mejores condiciones de secado obtenidas con el

software Desing expert fueron 27,5% de maltodextrina, 138,2°C de temperatura de

entrada, 69,6°C temperatura de salida y una velocidad de aspersión de 24908 rpm.

Al realizar la caracterización reológica de la formulación base para el secado y el producto

en polvo reconstituido hasta condiciones similares en sólidos, se evidencia que ambas

muestras se ajustaron al modelo de Herschel Bulkley con coeficientes de correlación de

99,84% y 99,29% respectivamente. El punto de fluencia (to), el índice de consistencia (k)

17

y el índice de comportamiento (n) fueron de 0,23 Pa, 1,68 Pa.sn y 0,82 para la formulación

antes del secado y de 0,12 Pa, 1,55 Pa.sn y 0,87 respectivamente, para el producto en polvo

rehidratado a la misma concentración de sólidos totales de la formulación antes del secado

(37,02%).

El seguimiento en la concentración de vitamina C, aw, solubilidad y el color del producto

en polvo exhiben diferencias significativas (p<0,05) con respecto a los factores tiempo y

temperatura de almacenamiento, presentando estas una tendencia a disminuir su valor a

través de las 8 semanas de almacenamiento. La concentración de vitamina C siguió una

cinética de degradación de primer orden, aumentando la constante de velocidad cinética

(K1) con el incremento de la temperatura de almacenamiento. El recuento de B. bifidum

disminuyó a través del tiempo de almacenamiento y entre las temperaturas de

conservación, siendo mayores los recuentos en las muestras almacenadas a 4°C. El

recuento de B. bifidum paso de 3,5x1010 ufc/gr en el tiempo cero a 7,8x106 ufc/g y 8,2x103

ufc/g al término de las 8 semanas de almacenamiento para las muestras a 4°C y 28°C,

respectivamente, siguiendo en ambos casos una cinética de inactivación ajustada al

modelo de Weibull. La valoración sensorial de las muestras exhibe una valoración de “Me

gusta” para ambos tratamientos al finalizar el seguimiento. El tiempo de vida media del

producto determinado fue de 8 y 3 semanas para las muestras a 4°C y 28°C,

respectivamente.

PALABRAS CLAVES: Mango de hilacha, microorganismos probióticos, parámetros

cinéticos, reología.

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ABSTRACT

The mango hilacha (var. magdalena river) and whey are two raw materials with great

potential for the development of new products due to their technological and nutritional

characteristics. The objective of this research focused on the evaluation of the conditions

of spray drying of a product made from these raw materials supplemented with

Bifidobacterium bifidum.

Initially growth of B. bifidum in the whey were evaluated, obtaining concentrations

8,6x1011 cfu/ml at 9 hours incubation, with a growth rate (μ) of 1.939 cfu/hr generation

time (𝐺) of 0.358 h. Four formulations were developed, with a minimum concentration of

B. bifidum of 109 cfu / ml, which were subjected to a sensory evaluation process by

preference test arrangement, in order to determine the most preferred by consumers. To

do this test with 50 tasters and the data obtained were performed were analyzed by

Friedman test, resulting formulation 3, with 69% whey, 24% mango pulp and 7% sugar,

as selected.

The selected formulation was subjected to a drying process using a spray dryer mark

Vibrasec, controlling the inlet temperature of the hot air of 120°C - 160°C, temperature of

the outlet air of 65°C - 74°C, spray rate between 20.000 – 28.000 rpm and maltodextrin

concentration between 15% - 35%, for a total of 22 treatments with five replicates of the

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center point. For the analysis of the results the Desing expert 6.0 software was used. All

response variables showed significant difference (p<0.05) relative to the concentration of

maltodextrin. In general increasing the concentration of maltodextrin (15 - 35%) and the

air inlet temperature (120°C to 160°C) resulted in increased yield, solubility and the

brightness and the decrease in activity of water, moisture, a* and b*. On the other hand,

increasing the inlet temperature (65°C to 85°C) significantly affected aw, humidity and

b*, which decreased, while increasing yield resulted. Finally, increasing the spray rate and

decreased moisture a* value in the powder. The percent recovery of vitamin C and showed

performance inflection points located near the center points of the treatments performed

(maltodextrin 25%, inlet temperature of 140°C, outlet temperature of 71°C and spray rate

of 24.000 rpm) to reach these conditions the maximum values for both parameters, with

61,18% recovery of vitamin C and 76,47% in the survival of B. bifidum (22,45 mg/100 g

vitamin C and 7,8x1010 cfu/g in the count of B. bifidum). The best drying conditions

obtained with the software expert Desing maltodextrin were 27,5%, 138,2°C inlet

temperature, 69,6°C outlet temperature and spray rate of 24.908 rpm.

When performing the rheological characterization of the product before and after drying,

it is evident that the two samples were adjusted to the Herschel-Bulkley model with

correlation coefficients of 99,84% and 99,32% respectively. Yield point (to), the

consistency index (k) and the behavior index (n) were 0,23 Pa, 1,68 Pa.sn and 0,82 the

formulation prior to drying and 0,17 Pa, 1,49 Pa.sn and 0,89 respectively for the powder

rehydrated to the same concentration of soluble solids of the formulation before drying

(37°Bx).

20

The monitoring of the powder exhibits us significant difference (p<0,05) and a tendency

to decrease in the concentration of vitamin C, aw, solubility and color of the product

through 8 weeks of storage and between holding temperatures (4°C and 28°C). The

concentration of vitamin C degradation kinetics followed first order kinetics increasing

rate constant (Ko) with increasing storage temperature. The half life was determined 36,62

and 11,29 weeks for samples at 4°C and 28°C, respectively. B. bifidum count decreased

over time in storage and between storage temperatures, with higher counts in the samples

stored at 4°C. B. bifidum count step 3,5x1010 cfu/g at time zero to 7,8x106 cfu/g and

8,2x103 cfu/g at the end of 8 weeks of storage for samples at 4°C and 28°C, respectively,

in both cases in kinetics model Weibull adjusted inactivation. Sensory evaluation of the

samples exhibits a rating of "Like" for both treatments at the end of follow-up. The half-

life the product was determined 8 and 3 weeks for samples at 4 ° C and 28°C, respectively.

KEYWORDS: Mango of hilacha, probiotic microorganisms, kinetic parameters,

rheology.

21

1. INTRODUCCION

El mango (Mangífera indica) es originario del sur de Asia y es una de las más conocidas

frutas tropicales, con más de 500 variedades (Ocampo 2006). El área de producción de

mango en Colombia en el 2012 ascendió a 21.690 hectáreas, con una producción de

257.449 toneladas, la cual en su mayoría se comercializó como producto fresco (Agronet

2014). Del total de la producción nacional, el 39% corresponde a la variedad del mango

de hilaza (Alvarado 2012). El mango además de ser un alimento, es fuente de compuestos

bioactivos con potencial actividad promotor de la salud, como ácido ascórbico y

dehidroascórbico, β-carotenos, polifenoles, fibra, terpenoides y antioxidantes minerales

(Ribeiro y Schieber 2010).

Por otro lado el suero es definido como el subproducto líquido obtenido tras la

precipitación y separación de la caseína de la leche durante la elaboración del queso y

constituye aproximadamente el 85% - 90% del volumen de la leche, cuyos componentes

principales son el calcio, la lactosa, sales minerales y proteínas (González 1996; Uribe

2001, Sánchez Et al., 2009). Entre las proteínas que se encuentran en el lactosuero

tenemos en mayor proporción la β-Lactoglobulina y α-Lactoalbúmina, además de

lactoferrina, lactoperoxidasa, inmunoglobulinas y glicomacropéptidos, las cuales

desempeñan un importante papel nutritivo como fuente balanceada de aminoácidos

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esenciales (Baro Et al., 2001; Ha y Zemel, 2003; Ibrahim Et al., 2005; Parra 2009),

además, de ser de alto valor biológico (por su contenido en triptófano, lisina, leucina, y

aminoácidos azufrados), tienen una calidad semejante a las del huevo y no presentan

deficiencia en ningún aminoácido y al parecer ejercen determinados efectos biológicos y

fisiológicos, in vivo, fortaleciendo la respuesta inmune, tanto humoral como celular (Baro

Et al., 2001; Parra 2009).

El lactosuero en nuestra región es utilizado para alimentación animal y en el peor de los

casos es vertido en cuerpos de agua y/o alcantarillado sin ningún tipo de tratamiento, lo

que conlleva un gran impacto ambiental, generando olores desagradables debido a su

proceso de descomposición y el desarrollo de microorganismos contaminantes del agua y

suelo, que potencialmente podrían generar enfermedades. La distribución de la producción

de lactosuero en el mundo durante el año 2012 fue: Europa 50,9%, América del Norte y

central 29,0%, Asia 7,3%, África 4,1%, Oceanía 3,2%, América del Sur 5,5%; lo que

equivale aproximadamente a 173 millones de m3 de lactosuero (FAOSTAT 2014). Según

Londoño (2006) cerca del 45% de la producción de lactosuero se desechan en ríos, lagos

y otros centros de aguas residuales, o en el suelo, lo que representa una pérdida

significativa de nutrientes ocasionando serios problemas de contaminación.

Aproximadamente el 55% de los nutrientes de la leche permanecen en el lactosuero, este

gran contenido de nutrientes genera aproximadamente 3,5 kg de demanda biológica de

oxigeno (DBO) y 6,8 kg de demanda química de oxigeno (DQO) por cada 100 kg de

lactosuero líquido, por lo que se considera que este es un potencial contaminante

ambiental (Muñi Et al., 2005; Parra Et al., 2009).

23

Según FEDEGAN (2014) la producción de leche en Colombia para el año 2013 fue de

6.530 millones de litros, de los cuales, aproximadamente un 18% (1.175 millones de litros)

se destinó a la producción de quesos, lo que quiere decir que la producción nacional de

lactosuero, correspondió a 998 millones de litros. En Córdoba se produjeron entre 654 y

941 toneladas de queso en los años 2.012 y 2.013 respectivamente (Agronet, 2014), lo que

genero aproximadamente 8 millones de litros de lactosuero en el último año, sobre los

cuales se desconoce su disposición final, y al no haber en la región tecnologías que

conlleve a su aprovechamiento, se convierte en un subproducto de difícil manejo.

El aprovechamiento del lactosuero y el mango de hilacha en la elaboración de un producto

en polvo, constituye para nuestra región una posible solución a problemas de diversa

índole que van desde la contaminación ambiental hasta el aprovechamiento de los

nutrientes que contienen estas materias primas. Además la adición de Bifidobacterium

bifidum podría aportar un beneficio adicional para los consumidores del producto, ya que

está relacionado con actividad antitumoral y la prevención de enfermedades del sistema

digestivo (Sato y Lino 2010; Depeint Et al., 2008).

Una técnica usada para obtener productos en polvo es el secado por aspersión la cual es

usada tanto a nivel de investigación como industrial, sin embargo se requieren definir las

condiciones adecuadas para el desarrollo de los productos ya que las condiciones a las que

se da el proceso podrían generar una pérdida significativa de los compuestos nutritivos de

los alimentos, de allí que se haga necesaria la presente investigación para determinar las

condiciones óptimas de secado con el fin de disminuir el impacto de este método en las

características fisicoquímicas, organolépticas y nutritivas del producto a desarrollar.

24

2. ESTADO DEL ARTE.

2.1 LACTOSUERO.

El lactosuero es definido como “la sustancia líquida obtenida por separación del coágulo

de leche en la elaboración de queso”. Es un líquido translúcido amarillo verdoso obtenido

de la leche después de la precipitación de la caseína (Parra 2009; García Et al., 2013).

Existen varios tipos de lactosuero dependiendo principalmente de la eliminación de la

caseína, el primero denominado lactosuero dulce, está basado en la coagulación por la

renina a pH 6,5. El segundo llamado lactosuero ácido resulta del proceso de fermentación

o adición de ácidos orgánicos o ácidos minerales para coagular la caseína como en la

elaboración de quesos frescos (Parra 2009). En la Tabla 1 se puede detallar la composición

nutricional del lactosuero dulce y acido, observándose que el dulce tiene mayor lactosa y

mayor proteína respecto al ácido.

En cualquiera de los dos tipos de lactosuero obtenidos, se estima que por cada kg de queso

se producen 9 kg de lactosuero, esto representa cerca del 85-90% del volumen de la leche

y contiene aproximadamente el 55% de sus nutrientes (Liu Et al., 2005). Entre los más

25

Tabla 1. Composición del lactosuero dulce y acido.

Componente Lactosuero dulce (g/L) Lactosuero acido (g/L)

Sólidos totales 63,0 – 70,0 63,0 – 70,0

Lactosa 46,0 – 52,0 44,0 – 46,0

Proteína 6,0 – 10,0 6,0 – 8,0

Calcio 0,4 – 0,6 1,2 – 1,6

Fosfatos 1,0 – 3,0 2,0 – 4,5

Lactato 2,0 6,4

Cloruros 1,1 1,1

Fuente: Panesar Et al., 2007

abundantes de estos nutrientes están la lactosa (4,5-5% p/v), proteínas solubles (0,6-0,8%

p/v), lípidos (0,4-0,5% p/v) y sales minerales (8-10% de extracto seco) (Muñi Et al., 2005;

Londoño 2006; Panesar Et al., 2007). Presenta una cantidad rica de minerales donde

sobresale el potasio, seguido del calcio, fósforo, sodio y magnesio. Cuenta también con

vitaminas del grupo B (tiamina, ácido pantoténico, riboflavina, piridoxina, ácido

nicotínico, cobalamina) y ácido ascórbico (Parra 2009; Londoño Et al., 2008). En la Tabla

2 se registran los contenidos de vitaminas, su concentración y necesidades diarias,

encontrándose con que el ácido pantoténico presenta la mayor concentración con 3,4

mg/mL seguido de ácido ascórbico con 2,2 mg/mL.

26

Tabla 2. Contenido en vitaminas del lactosuero.

Componente Concentración (mg/mL) Necesidades diarias

(mg/mL)

Tiamina 0,38 1,50

Riboflavina 1,20 1,50

Acido nicotínico 0,85 10-20

Acido pantoténico 3,40 10

Piridoxina 0,42 1,500

Cobalamina 0,03 2,00

Ácido ascórbico 2,20 10-75

Fuente: Parra 2009; Linden Et al., 1996.

Las proteínas del lactosuero representan una rica y variada mezcla de proteínas secretadas

que poseen amplio rango de propiedades químicas, físicas y funcionales. Concretamente,

suponen alrededor del 20% de las proteínas de la leche de bovino, siendo su principal

componente la β-lactoglobulina (β-LG) con cerca de 10% y α-lactoalbúmina (α-LAC) con

4% de toda la proteína láctea, además, contiene otras proteínas como, lactoferrina,

lactoperoxidasa, inmunoglobulinas, y glicomacropéptidos (Parra 2009; Hinrichs Et al.,

2004; Baro Et al., 2001). La β-LG es secretada en leches de rumiantes con alta resistencia

a la digestión gástrica, lo que origina intolerancia y/o alergenicidad en seres humanos, sin

embargo, tratamientos industriales como esterilización, calentamiento o presión

hidrostática alta y la hidrólisis mejoran la digestibilidad de la β-LG presente en el

lactosuero (Parra 2009; Pescumma Et al., 2008).

Anandharamakrishnan Et al. (2008) Estudio la perdida de la solubilidad de la β-LG y α-

LAC durante el secado por atomización de proteínas del suero, con temperaturas de

27

entrada de 60 – 120°C, encontrando que la solubilidad de ambas no se ve afectada de

manera significativa a temperaturas de salida del aire entre 60 – 80°C, pero si se ve

fuertemente afectada a altas temperaturas de salida del aire caliente (100 – 120°C).

2.1.1 Lactosuero dulce en polvo.

Producto obtenido a través del secado del lactosuero líquido dulce, previamente

pasteurizado, sin adición alguna de conservantes, contiene todos los constituyentes del

lactosuero líquido dulce, en la misma proporción relativa, excepto la humedad

(Resolución 2997 de 2007). En la tabla 3 se relaciona el contenido nutricional del

lactosuero dulce en polvo.

Tabla 3. Contenido nutricional del lactosuero dulce en polvo.

Componente

Porcentaje m/m

Lactosuero dulce

normal

Min % Max

%

Lactosuero deslactosado

Min % Max

%

Proteína 10,0 15,0 16,0 24,0

Grasa 0,2 2,0 1,0 4,0

Lactosa 61 75 -* 60

Humedad 1,0 8,0 -* 5,0

Cenizas 7,0 14,0 11,0 27,0

Acidez -* 4,0 -* 4,0

Fuente: Resolución 2997 de 2007. *: Dato no reportado.

28

2.1.2 Bebidas a base de lactosuero.

Las bebidas o fórmulas lácteas son bebidas nutricionales análogas de leche, ideales para

programas gubernamentales, que se pueden elaborar a base de lactosueros no salados. El

contenido de proteína de las bebidas lácteas nutricionales debería ser el mismo de la leche,

30 g/L, pero su contenido de materia grasa puede variar dentro del rango entre 1 y 33 g/L,

como lo es en las leches descremadas, semidescremadas y enteras, siendo estas

consideraciones de diseño más bien un reflejo de los propósitos y las estrategias de dichos

programas (Endara 2002). La tabla 4 muestra los ingredientes y composición sugerida

para bebidas liquidas a base de lactosuero.

Tabla 4. Composición porcentual de una bebida de lactosuero.

Ingredientes Composición %1 Composición

%2

Composición %3

Lactosuero 50,00 23,46 82,13

Agua 42,35 --- ---

Azúcar 7,00 6 6,47

Saborizante 0,40 0,15 10

Ácido cítrico 0,20 --- ---

Sorbato de potasio 0,05 --- ---

Leche descremada --- 70,38 1,30

Carboximetil

celulosa

--- --- 0,10

Fuente: (1) Mena 2002; (2) Endara 2002; (3) Londoño Et al., 2008.

29

2.2 MANGO (Mangífera indica).

El mango es una fruta tropical obtenida del árbol del mismo nombre, árbol de la familia

de las Anacardiáceas. Tiene forma ovalada o esferoidal, con piel no comestible y color

variable entre amarillo, verdoso y rojo intenso. La pulpa es pegajosa de color amarillo-

anaranjado, y tiene un hueso duro y aplanado en su interior. Su tamaño varía entre 5-20

cm de longitud y 300-400 g de peso (Alcentral 2010).

Los frutos verdes son ricos en vitamina C y contienen una cantidad moderada de

provitamina A, mientras que los mangos maduros son fuente importante de provitamina

A (principalmente en forma de betacarotenos), siendo moderado su aporte de vitamina C.

Concretamente, un mango de 300 g de peso aporta el 70% de la cantidad diaria

recomendada de vitamina A , y con 37 mg por cada 100 g de porción comestible de

vitamina C, un mango de tamaño medio (300 g) cubre el 185% de las necesidades diarias

de esta vitamina. También es una fuente importante de vitamina E y folatos y aporta, en

menor medida, otras vitaminas como B2 y niacina. La vitamina A es esencial para el

mantenimiento de los tejidos epiteliales (piel y mucosas). Además, los betacarotenos y las

vitaminas C y E actúan como potentes antioxidantes que neutralizan los radicales libres,

moléculas responsables del envejecimiento de las células, que previenen el cáncer e

impiden la oxidación de las lipoproteínas LDL-colesterol, protegiendo así frente a la

arteriosclerosis (Alcentral 2010).

Entre los minerales del mango destacan el potasio y el magnesio, aunque también aportan

pequeñas cantidades de hierro, fósforo y calcio. El mango también contiene fibra soluble

30

(pectinas), ácidos orgánicos (cítrico y málico) y taninos. En su composición destaca

igualmente la presencia de una sustancia denominada mangiferina, que en animales de

experimentación parece ejercer una acción inmunomoduladora, antiviral y antitumoral

(Alcentral 2010). En la tabla 5 se muestra la composición nutricional del mango.

2.3 Bifidobacterium bifidum.

Las Bifidobacterium son microorganismos Gram-positivos habitantes normales en los

humanos, que han sido reconocidas como bacterias con propiedades probióticas,

mejorando la flora intestinal al competir con el crecimiento de microorganismos

indeseables en el colon e intestino delgado, ayudan a activar el sistema inmune humano,

estabilizar el sistema digestivo, alivio de la diarrea, previene infecciones en el intestino,

presenta actividad antitumoral, prevención del cáncer y mejora la utilización de la lactosa

en el intestino humano (Sato y Lino 2010; Depeint Et al., 2008, Rodríguez-Huezo 2007;

Sanz Et al., 2007).

Para tratar de mantener la viabilidad del B. bifidum en diversos tipos de productos se han

realizado investigaciones con diferentes tipos de encapsulantes. Rodríguez-Huezo Et al.,

(2007) evaluó la viabilidad del B. bifidum después del secado por atomización empleando

como agente microencapsulante aguamiel, encontrando que las mejores condiciones se

daban a una temperatura de entrada del aire caliente de 140°C, exhibiendo una población

de 1,26 x 108 ufc/g, inmediatamente después del secado; Al cabo de 5 semanas de

almacenamiento a 4°C la población del microorganismo se redujo a 6,0 x 106 ufc/g.

31

Tabla 5. Composición nutricional del mango.

Composición Cantidad

100 g 1

Valor diaria

de referencia

de nutrientes

Composición Cantidad

100 g 2

Valor diaria

de referencia

de nutrientes

Agua (g) 82 --- Vitaminas

Energía (kcal) 57 2000 Vitamina A 201 μg 5000 UI

Proteínas (g) 0,6 50 Carotenos (μg) 1300 ---

Carbohidratos (g) 12,5 300 Alfa-caroteno (μg) 37 ---

Lípidos (g) 0,45 65 Betacaroteno (μg) 1200 ---

Criptoxantina (μg) 49 ---

Fibra Vitamina E (mg) 1 20

Fibra total (g) 1,70 25 Vitamina B1 (mg) 0,045 1,5

Fibra soluble (g) 0,63 --- Vitamina B2 (mg) 0,05 1,7

Fibra insoluble

(g)

1,07 --- Niacina (mg) 0,7 20

Folatos (μg) 36 400

Minerales Vitamina C (mg) 37 60

Calcio (mg) 12 ---

Hierro (mg) 0,4 18 Ácidos orgánicos

Fosforo (mg) 13 1000 Ácido cítrico (mg) 264 ---

Yodo (μg) 1,6 150 Acido málico (mg) 74 ---

Magnesio (mg) 18 400 Acido oxálico

(mg)

36 ---

Zinc (mg) 0,118 15 Acido tartárico

(mg)

81 ---

Fuente: (1) Alcentral 2010 ajustada por Moreias Et al., 2001, Olmeida Et al., 2001, Souci

Et al., 2001 (2) Resolución 333 de 2011, Valores de referencia de nutrientes para niños de

4 años y adultos.

32

2.4 ENCAPSULACIÓN.

La encapsulación se puede definir como una técnica por la cual gotas líquidas, partículas

sólidas o gaseosas, son cubiertas con una película polimérica porosa conteniendo una

sustancia activa (Araneda y Valenzuela 2009; Parra 2011); esta membrana, barrera o

película está generalmente formada de componentes con cadenas para crear una red con

propiedades hidrofóbicas y/o hidrofílicas (Fuchs Et al., 2006; Parra 2011). Se utiliza de

igual manera el término de microencapsulación en la industria alimentaria, cuando se

encapsulan sustancias de bajo peso molecular o en pequeñas cantidades, aunque los dos

términos, encapsulación y microencapsulación, se emplean indistintamente (Yáñez Et al.,

2002; Parra 2011). López Et al. (2008) se refiere a micropartículas como aquellas que

tiene un tamaño del orden entre 1 a 250 μm, mientras que las nanopartículas tienen un

tamaño de 10 a 999 nm.

La estructura formada por el agente microencapsulante alrededor de la sustancia

microencapsulada (núcleo) es llamada pared, esta protege el núcleo contra el deterioro y

liberación bajo condiciones deseadas (Young Et al., 1993; Madene Et al., 2006, Parra

2011).

Respecto al área de alimentos, las aplicaciones de esta técnica se han ido incrementando

debido a la protección de los materiales encapsulados de factores como calor y humedad,

permitiendo mantener su estabilidad y viabilidad. Las microcápsulas, ayudan a que los

materiales alimenticios empleados resistan las condiciones de procesamiento y empacado

33

mejorando sabor, aroma, estabilidad, valor nutritivo y apariencia de sus productos (Yáñez

Et al., 2002; Montes Et al., 2007; Parra 2011).

El problema principal que se presenta a la hora de incorporar probióticos a cualquier

formulación, es la escasa resistencia de los microorganismos a los procesos tecnológicos

y a diferentes condiciones ambientales como el pH, el oxígeno o la temperatura. Por todo

esto, es necesario que los microorganismos se introduzcan protegidos por una barrera

física que evite su exposición a las condiciones adversas del entorno. Para ello, recurrimos

a las técnicas de microencapsulación, que es un proceso mediante el cual ciertos elementos

(microorganismos, sabores, vitaminas o aceites esenciales) son introducidos en una matriz

o sistema pared con el objetivo de impedir su pérdida, para protegerlos de la reacción con

otros compuestos presentes en el alimento o para impedir que sufran reacciones de

oxidación debido a la luz o al oxígeno (Martín Et al., 2009; Yánez Et al., 2002).

La microencapsulación protege a los materiales encapsulados de factores como el calor y

la humedad, permitiendo mantener su estabilidad y viabilidad, también se ha utilizado

para mejorar el sabor y la estabilidad de medicamentos y como barrera contra malos olores

y sabores. Ayuda, además, a que los materiales frágiles resistan las condiciones de

procesamiento y empacado mejorando sabor, aroma, estabilidad, valor nutritivo y

apariencia. Además la microencapsulación protege a los probióticos de los bacteriófagos

y de los ambientes adversos, como la congelación y las soluciones gástricas, y facilita la

manufacturación de productos fermentados, ya que, proporciona unas condiciones más

constantes (Martín Et al., 2009).

34

Existen diversos métodos para la producción de microcápsulas. En general, estos métodos

se pueden dividir en tres grupos (Martín Et al., 2009; Yánez Et al., 2002):

Procesos físicos: secado por aspersión.

Procesos químicos: polimerización interfacial e inclusión molecular.

Procesos fisicoquímicos: coacervación, liposomas y gelificación iónica.

2.5 SECADO POR ASPERSIÓN.

El principio del secado por aspersión es la producción de un polvo seco por medio de la

atomización de una dispersión o emulsión en una corriente de aire caliente en una cámara

de secado. El agua se evapora instantáneamente, permitiendo que el material activo

presente en la alimentación, quede atrapado dentro de una película de material

encapsulante, formándose partículas de geometría esférica, con aspecto de esferillas

huecas con un diámetro que puede estar entre los 20 µm y hasta los 200 µm (López 2010).

El aire caliente introducido alcanza una temperatura que oscila entre 100 y 200ºC, la

evaporación se produce instantáneamente y los polvos secos solo están expuestos a

temperaturas moderadas (típicamente entre 50 – 80°C), lo que evita la degradación del

producto, ya que a pesar del aporte de aire caliente, este sustrae calor por la vaporización

del disolvente (López 2010; Gharsallaoui Et al., 2007).

La microencapsulación por el método de secado por aspersión es el método más común

de encapsulación de ingredientes alimenticios, como ejemplos se tienen: vitaminas (C, E),

ácido fólico, aromas, orégano, citronela, aceite de cardamomo, bacterias probióticas,

35

lípidos, ácido linoléico, aceites vegetales; minerales como hierro; pigmentos de

antocianina y leche entre otros alimentos (Wandrey Et al., 2010; Parra 2011). Este método

es el más utilizado en la industria alimenticia ya que al momento de conservar los

nutrientes resulta ser una de las tecnología más económica (Young Et al., 1993; García Et

al., 2004; Murúa Et al., 2009; Parize Et al., 2008; Semyonov Et al., 2010; Parra 2011),

disponibilidad de equipamientos, costos de procesamiento bajo, buena estabilidad del

producto final y flexible (Favaro Et al., 2010, Parra 2011). La distribución del tamaño de

las partículas obtenidas por este método es, en general, menor de 100 μ (Martin Et al.,

2009).

En comparación con otros métodos, el secado por aspersión proporciona una eficiencia de

encapsulación relativamente alta. La mayor eficiencia de encapsulación que se alcanza

con el secado por aspersión, se encuentra entre 96 y 100%. Además de ser un método

rápido, continuo y relativamente sencillo con respecto a otros existentes, brinda

principalmente la posibilidad de ser escalado hasta nivel de producción (López y Gómez

2008).

Dentro de los parámetros más importantes a controlar durante el secado por aspersión se

encuentran: las temperaturas de entrada y salida del aire de secado, el flujo de alimentación

del producto a secar, el tiempo de residencia y el acondicionamiento de la materia prima

(García Et al., 2004; Parra 2011).

El proceso de secado por aspersión consiste en atomizar el material que se encuentra en

estado líquido, ya sea como solución o como dispersión, formándose finas gotas sobre una

36

corriente de gas calentado; cuando las pequeñas gotas del líquido entran en contacto con

el gas, que está a mayor temperatura, se produce una rápida evaporación del solvente

formándose una fina película del material de recubrimiento sobre el componente a

encapsular (Gharsallaoui Et al., 2007). En este método la sustancia a encapsular es

rodeada por una matriz protectora, que normalmente es un polímero como la goma acacia,

maltodextrina, almidón y carboximetilcelulosa (Gharsallaoui Et al., 2007; Parize Et al.,

2008; Parra 2011).

Esta técnica se puede aplicar a materiales hidrosolubles (Favaro Et al., 2010), aceites de

pescado fijado sobre una matriz sólida de carbohidratos (almidón modificado,

maltodextrina, ciclodextrina), pigmentos naturales, almidón como material de soporte

(Fuchs Et al., 2006), concentrado de células probióticas y leche en polvo (Heidebach Et

al., 2009). Para este último caso antes del secado por aspersión, la leche es usualmente

calentada, evaporada y homogenizada, disminuyendo el tamaño del glóbulo graso e

induciendo interacciones entre las proteínas y glóbulos grasos. Aunque varios tipos de

atomizadores son utilizados en el secado por aspersión, los atomizadores de presión de

boquilla y atomizadores de discos rotatorios son exclusivamente utilizados para el secado

de leche por aspersión (Ye Et al., 2007).

Guevara-Bretón Et al., (2009) realizaron una investigación que buscaba lograr la

optimización de la encapsulación de L. casei y L. reuteri con maltodextrina en un secador

por atomización, encontrando las mejores condiciones para una temperatura de 150°C,

con un flujo de la dispersión de 10 mL/min, para la cual obtuvieron una temperatura de

salida de 73 ± 2°C. Encontraron que la menor reducción de las células viables con

37

maltodextrina era al 25% (p/p) tanto para el L casei como para el L. reuteri, en

comparación con maltodextrina al 30% (p/p).

Cortés (2009) estudio la encapsulación del Lactobacillus casei mediante secado por

atomización utilizando aguamiel como agente encapsulante. Para ello empleo una

solución de agua miel y maltodextrina (AM-MD) al 20 y 25% a temperaturas entre 140 y

150°C con un flujo de dispersión de 5 a 20 mL/min, encontrando que la mayor

supervivencia de los microorganismos (1x108 ufc/mL) se dio a 140°C, 15 mL/min de flujo

de dispersión y 25% de la solución de AM-MD. Bajo estas condiciones, se lograron

temperaturas de salida de 66 ± 0,0°C, la cual se empleó como parámetro para elegir el

mejor tratamiento ya que se buscaba disminuir la inactivación de los Lactobacillus

encapsulados. Además determinó que la supervivencia de los éstos después de 21 días de

almacenamiento a temperatura ambiente en frascos de vidrio fue de 1,71x105 ufc/g (1,96

ciclos).

2.6 ESTABILIDAD DE PRODUCTOS EN POLVO.

Son muchas las variables que pueden afectar la estabilidad de los productos en polvo

durante el almacenamiento entre los que tenemos las condiciones del proceso de secado,

la temperatura de conservación, el material y las condiciones de empaque, incluyendo su

permeabilidad a gases y vapor de agua, constituyentes del producto como su humedad y

contenido en grasas. El tiempo de conservación de los productos en polvo puede variar

acorde al producto en polvo obtenido, Rodríguez-Huezo Et al., (2007) reportó la

38

estabilidad de un producto en polvo durante un periodo de 5 semanas a 4°C al mantener a

estas condiciones una viabilidad del Bifidobacterium bifidum de 6,0x1010 ufc g-1.

Goncalves Et al., (2014) logró la conservación de la yema de huevo secada por aspersión

por un periodo de 180 días al evitar la oxidación de los lípidos y conservación del color

adicionando ácido anacárdico. Por su parte Jiménez-Aguilar Et al. (2011) al evaluar la

estabilidad del arándano secado por aspersión como fuente de antocianinas almacenado a

4°C durante 4 semanas encontró una baja degradación en el contenido de fenoles (10%),

antocianinas (7%) y actividad antioxidante (15%).

2.7 MALTODEXTRINA.

La maltodextrina (MD) es un polisacárido con un peso molecular promedio de 1800 g/mol

(Pedroza Et al., 2000, Lopera Et al., 2009), no edulcorante, con un aporte nutricional de

4 Cal/g, obtenido de la hidrólisis parcial, ácida y/o enzimática del almidón de papa, arroz

o maíz. Ha sido reconocida por la FDA como sustancia GRAS (generally recognized as

safe). Su composición química consiste en unidades de D-glucosa unidas con enlaces α(1-

4) y con un bajo número de enlaces α-(1,6) en posición aleatoria (Avaltroni Et al., 2004,

Lopera Et al., 2009). Se caracteriza por tener entre 2 y 20 equivalentes de dextrosa (DE).

Se ha determinado que para microencapsulación son más efectivas las MD con 10-20

equivalentes de dextrosa. La aplicación de la MD en el proceso de encapsulación está

asociada a la baja viscosidad, a altos contenidos de sólidos, buena solubilidad, capacidad

de formar películas y bajo costo (Madene Et al., 2006; Lopera Et al., 2009).

39

Las maltodextrinas son solubles en agua y protegen el ingrediente encapsulado de la

oxidación y están disponibles en diferentes pesos moleculares que proporcionan diferentes

densidades de pared alrededor de los materiales sensibles (Ersus y Yurdagel 2007). Se

utilizan principalmente en los materiales que son difíciles de secar como los jugos de

frutas, aromas y edulcorante, para reducir la viscosidad y los problemas de aglomeración

durante el almacenamiento, con lo que mejora la estabilidad del producto (Gabas Et al.,

2007); son de baja higroscopicidad (Rodríguez-Hernández 2005), inodoras, incoloras y

además permiten la formación de polvos de libre flujo sin enmascarar el sabor original

(García Et al., 2004).

Entre los productos secados por aspersión con maltodextrinas tenemos: jugo de maracuyá

(temperatura de entrada de 155°C y MD 12% p/v) (Ramírez Et al., 2003), jugo de sandía

con MD 9DE (Quek Et al., 2007), jugo de mango con MD 20DE (Cano Et al., 2005, Rivas

2010).

40

3. OBJETIVOS

3.1 OBJETIVO GENERAL.

Evaluar las condiciones de secado por aspersión de un producto en polvo a base de

lactosuero y pulpa de mango variedad Magdalena river (Mangífera indica) adicionada con

Bifidobacterium bifidum.

3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS.

• Seleccionar la mejor formulación del producto líquido de acuerdo a su valoración

sensorial.

• Definir las mejores condiciones de secado por aspersión del producto a base de

lactosuero y pulpa de mango adicionado con Bifidobacterium bifidum.

• Evaluar las características fisicoquímicas y reológicas de la formulación

seleccionada antes y después del secado.

• Estudiar la estabilidad del producto en polvo almacenado a 4°C y temperatura

ambiente (28°C ± 2°C) durante dos meses.

41

4. MATERIALES Y METODOS

4.1 SELECCIÓN DE LA MEJOR FORMULACIÓN DEL PRODUCTO

LÍQUIDO (ANTES DEL SECADO) DE ACUERDO A SU VALORACIÓN

SENSORIAL.

Para llevar a cabo este objetivo se realizó caracterización de las materias primas (mango

y lactosuero), adaptación del Bifidobacterium bifidum, preparación de las formulaciones

y valoración sensorial de estas para definir la de mayor preferencia.

4.1.1 Caracterización del lactosuero.

Se empleó lactosuero fresco obtenido de la empresa Quesera Berástegui (Ciénaga de Oro

– Córdoba) al cual se le determinaron los siguientes parámetros:

Sólidos totales: método AOAC 925.105/90.

Sólidos solubles: método AOAC 932.12/90.

Proteína: método AOAC 920.05/90.

Materia Grasa: método AOAC 989.04/90.

42

Cenizas: método AOAC 945.05/90.

Lactosa: método AOAC 930.28/97.

Acidez: según método AOAC 947.05/90.

pH: método AOAC 981.12/90.

4.1.2 Caracterización del mango variedad magdalena river (Mangífera indica).

El mango variedad Magdalena river empleado se adquirió en el mercado local de Montería

(Córdoba –Colombia), con un grado de madurez seleccionado teniendo en cuenta la

Norma Técnica Colombiana 1266 (Icontec, 1994), al cual se le determinaron los siguientes

parámetros:

Sólidos totales: AOAC 920.151/00.


Humedad: método AOAC 934.06/90.


Fibra dietaría total: método AOAC 992.16/92.


Vitamina C: AOAC 967.21/90.


Acidez titulable: según método AOAC 942.15/10.

43

4.1.3 Adecuación del lactosuero.

El lactosuero se filtró y pasteurizó a 72°C por 20 segundos e inmediatamente enfrió y

mantuvo a 4°C hasta su uso (Vázquez y Rojas 2009).

4.1.4 Activación y adaptación del Bifidobacterium bifidum.

El cultivo liofilizado de Bifidobacterium bifidum ATCC 11863, se rehidrató usando 1%

de inoculo en caldo MRS suplementado con 0,05% de L-cisteína, incubándolo a 37°C ±

2 durante 24 horas. El inoculo obtenido fue centrifugado a 3000 rpm durante 10 minutos

y fue resuspendido en agua estéril (Bustamante Et al., 2006; Rodríguez-Huezo Et al.,

2007).

El B. bifidum obtenido se inoculó en una relación del 10% (v/v) en lactosuero, incubándolo

a 37°C por 24 horas con el objetivo de lograr su adaptación, determinando la

concentración final del microorganismo en éste mediante recuento en agar MRS

(Vinderola Et al., 2009) y posteriormente se volvió a inocular en lactosuero a 37°C durante

8 horas o hasta alcanzar una concentración final mínimo de 109 ufc mL-1 (Vázquez y Rojas

2009). Para ello se realizó recuento en Agar MRS en condiciones de anaerobiosis y

determinación de densidad óptica (DO) con un espectrofotómetro a 660 nm (Bustamante

Et al., 2006).

Para determinar la velocidad especifica de crecimiento (µ) y el tiempo de generación (G),

se emplearon las ecuaciones 1 y 2 (Madigan Et al., 2004).

44

𝜇 = 2,303(Log10 N−Log10 No)

𝑇−𝑇𝑜 (Ecuación 1)

𝐺 = 2,303∗Log10 2

𝜇 (Ecuación 2)

Donde N corresponde a la población microbiana en el tiempo T, No a la población inicial

de microorganismos en el tiempo cero (To).

4.1.5 Preparación del producto en fresco.

El producto se preparó acorde a las formulaciones establecidas en la tabla 6. Para ello

previamente se inoculó el B bifidum en lactosuero acorde al procedimiento del ítem

anterior, calculando la cantidad necesaria de este para que el producto preparado tuviese

una concentración aproximada de 109 ufc mL-1. Los ingredientes fueron mezclados junto

con una fracción de lactosuero sin B bifidum, sometiéndose a calentamiento a 72°C por

20 segundos, enfriándose inmediatamente a 4°C y finalmente se le adicionó la cantidad

necesaria de inóculo para que cada tratamiento tuviese una concentración mínima de 109

del microrganismo.

45

Tabla 6. Formulaciones del producto a base de lactosuero y mango.

INGREDIENTES

FORMULACION

1 (%)

FORMULACION

2 (%)

FORMULACION

3 (%)

FORMULACION

4 (%)

Lactosuero

inoculado

75 72 69 66

Mango

18(1,3) 21 24 27

Azúcar (2,3)

7 7 7 7

Fuente: (1) Se tomó como base de partida lo establecido en la Resolución 3929 de 2013

(2) Según Mena 2002; Londoño Et al., 2008. (3) Resultados obtenidos en preensayos

realizados.

4.1.6 Valoración sensorial de las formulaciones.

La selección de la mejor formulación base de alimentación al secador se realizó mediante

prueba de ordenación preferencia. Los ensayos se efectuaron con 50 catadores no

entrenados (Meilgaard Et al., 1987) empleando el formato 1 (Anexo 1). Los resultados

fueron tabulados y analizados aplicando una prueba de Friedman, con un nivel de

significancia del 0,05% y un test de comparaciones múltiples, empleando el software

XLSTAT Pro 7.5, con el objetivo de determinar si existía diferencia significativa entre las

formulaciones y seleccionar la mayor preferencia por parte de los catadores. La

formulación de mayor preferencia seria la que se sometería posteriormente al proceso de

secado por aspersión.

46

4.2 CONDICIONES DE SECADO POR ASPERSIÓN DEL PRODUCTO A BASE

DE LACTOSUERO Y PULPA DE MANGO ADICIONADO CON B. bifidum.

4.2.1 Condiciones de secado por aspersión de la formulación.

La formulación seleccionada de acuerdo a la valoración sensorial se sometió a secado por

aspersión, empleando un secador por atomización marca Vibrasec modelo PASALAB 1.5,

controlando la temperatura de entrada del aire caliente entre 120°C – 160°C, temperatura

del aire de salida entre 65°C – 74°C, velocidad de aspersión entre 20.000 – 28.000 rpm y

una concentración de maltodextrina entre 15% – 35% (tabla 7), de acuerdo a preensayos

e investigaciones realizadas por Guevara-Bretón Et al. (2009), Cortes (2009),

Anandharamakrishnan Et al. (2008) y Rodríguez-Huezo Et al. (2007).

4.2.2 Variables a evaluar para la selección del mejor tratamiento.

4.2.2.1 Actividad de agua. La determinación de la actividad de agua (aw) se llevó a cabo

utilizando un equipo medidor de aw marca NOVASINA modelo LabMaster-aw a 25°C.

4.2.2.2 Humedad. El contenido de humedad de las muestras en polvo se determinó

empleando el método de la AOAC 20.013/90. Para ello se pesaron muestras por triplicado

y se secaron en estufa (Memmert), calentándose a 105°C durante 24 horas y luego se

pesaron en una balanza analítica hasta peso constante.

47

Tabla 7. Condiciones de secado por aspersión

N°

Tratamiento

%

Maltodextrina

Temperatura

de entrada °C

Velocidad de

aspersión rpm

Temperatura

de salida °C

1 25 160 24000 71

2 20 150 22000 74

3 25 140 24000 77

4 25 140 20000 71

5 35 140 24000 71

6 30 150 26000 68

7 25 140 24000 71

8 25 120 24000 71

9 25 140 24000 65

10 30 130 26000 74

11 25 140 28000 71

12 25 140 24000 71

13 25 140 24000 71

14 20 130 26000 68

15 30 150 22000 68

16 20 130 22000 68

17 30 130 22000 74

18 20 150 26000 74

19 25 140 24000 71

20 25 140 24000 71

21 15 140 24000 71

22 25 140 24000 71

48

4.2.2.3 Higroscopicidad. Para la determinación de la higroscopicidad se empleó el

método descrito por Caí y Corke (2000). Para ello se pesó aproximadamente 1 g de cada

muestra de polvo en cajas de Petri, colocándose a 25°C en un recipiente hermético de

vidrio lleno de solución saturada de cloruro de sodio. Las muestras se pesaron durante una

semana y se expresó como gramos de humedad por 100 g de sólidos.

4.2.2.4 Solubilidad. La solubilidad se determinó por el método descrito por Eastman y

Moore (1984), modificado por Cano Et al. (2005). Se pesó 1 g de muestra y se adicionaron

a 100 mL de agua destilada, agitando a alta velocidad durante 5 minutos. La solución se

colocó en tubos y se centrifugó a 3000 rpm durante 5 minutos. Una alícuota de 25 mL del

sobrenadante se transfirió a crisoles, previamente secados y tarados, secándose en estufa

a 105°C por 24 horas. El porcentaje de solubilidad se calculó por diferencia de peso.

4.2.2.5 Color. La medición del color (L*, a*, b*, C* y H*) se llevó a cabo en un

Colorímetro Color Flex EZ marca HunterLab utilizando un ángulo de observación de 10°

y un iluminante estándar D65.

4.2.2.6 Vitamina C. Se empleó el método de la AOAC 967.21/90. Para ello se usó una

solución de 2,6-diclorofenolindofenol a 400 ppm la cual se utilizó para titular

aproximadamente 5 g de cada una de las muestras, que habían sido previamente diluidas

en 20 mL de ácido oxálico 2%, hasta obtener un color rosa constante. Se tituló además 0,2

mL de una solución patrón de ácido ascórbico 0,2 % (p/v) y 0,2 mL de agua destilada

empleada como blanco. Los resultados se expresaron en mg de Vitamina C por 100 g de

muestra y en porcentaje de recuperación de vitamina C.

49

4.2.2.7 Recuento de Bifidobacterium bifidum. El recuento de B. bifidum se realizó por

triplicado en agar MRS incubándolo a 37°C durante 48 horas mediante siembra en

profundidad (Vinderola Et al., 2009; Vásquez y Rojas 2009)

4.2.2.8 Tamaño de partícula. Se empleó un microscopio óptico marca Optika

microscopes modelo B-500 ERGO con un sistema de adquisición de datos Optika Vision

Lite 2.0. El tamaño de partícula se determinó a partir del promedio de 50 partículas

tomadas al azar

4.2.2.9 Ángulo de reposo. El ángulo de reposo (αrep) se determinó mediante la

metodología de la ASTM (Standard Test Method for Measuring the Angle of Repose of

Free-Flowing Mold Powders) descrita por Rodas y Rousé (2010) y Gallo Et al. (2011).

Para ello se vertió el producto en polvo obtenido mediante secado por aspersión a través

de un embudo de diámetro interno (d) de 0,7 cm, situado a una altura fija (H:3,81 cm)

sobre una superficie horizontal plana de papel milimetrado, con la consecuente medición

del diámetro de la pila cónica formada (Da).

𝛼𝑟𝑒𝑝 = 𝑡𝑎𝑛−1 [2𝐻

(𝐷𝑎 − 𝑑)] (Ecuación 3)

4.2.2.10 Rendimiento. El rendimiento fue determinado mediante la relación porcentual

entre los sólidos del producto en polvo recuperado y los sólidos aportados en la

alimentación (Fazaeli Et al., 2012).

50

4.2.2.11 Formación de depósito. La formación de depósito se determinó mediante la

relación porcentual entre los sólidos del producto en polvo recuperado de las paredes de

la cámara de secado (adherida) y los sólidos aportados en la alimentación.

4.2.3 Selección de las mejores condiciones del proceso de secado por aspersión.

Para definir las mejores condiciones de secado por aspersión se empleó el software Design

Expert 6.0.1, teniendo en cuenta las restricciones establecidas en la tabla 17.

4.3 CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA Y REOLÓGICA DEL

PRODUCTO OBTENIDO A LAS MEJORES CONDICIONES DE SECADO.

Una vez definida las mejores condiciones de secado, se llevó a cabo este proceso con

dichos parámetros. El producto obtenido fue caracterizado fisicoquímica y

reológicamente.

4.3.1 Caracterización fisicoquímica de la formulación y del producto en polvo

obtenido a las mejores condiciones de secado.

Se determinaron los siguientes parámetros:

Sólidos totales: método AOAC 925.105/90.


51


Materia Grasa: método AOAC 989.04/90.


Lactosa: método AOAC 930.28/97.

Acidez: según método AOAC 947.05/90.


4.3.2 Caracterización reológica de la formulación y del producto en polvo obtenido

a las mejores condiciones de secado.

La caracterización reológica se realizó con un reómetro rotacional modelo TA

INSTRUMENTS, AR-G2, empleando una placa plana de acero de 40 mm. Los ensayos

se llevaron a cabo empleando una frecuencia entre 1 y 3 Hz a una temperatura de 25°C.

Para determinar los parámetros reológicos se emplearon los modelos de la Ley de

Potencia, Plástico de Bingham, modelo de Herschel-Bulkley y Casson, los cuales se

describen a continuación (Coca Et. al, 2014).

Ley de potencia: 𝜏 = 𝑘 ∗ �̇�𝑛 (Ecuación 4)

Modelo plástico de Bingham: 𝜏 = 𝜏𝑜 + 𝜇𝑝 ∗ �̇� (Ecuación 5)

Modelo Herschel-Bulkley: 𝜏 = 𝜏𝑜 + 𝐾 ∗ 𝛾𝑛 (Ecuación 6)

52

Modelo de Casson: 𝜏 = [𝜏𝑜1

2⁄ + (𝐾 ∗ �̇�)1

2⁄ ]2

(Ecuación 7)

Donde 𝜏 es el esfuerzo cortante o resistencia del fluido al movimiento deslizante de sus

capas cuando se aplica una fuerza en forma tangencial a su superficie laminar, 𝜏𝑜 es el

punto de fluencia o esfuerzo cortante mínimo requerido para que se dé la deformación del

fluido, 𝐾 es el índice de consistencia, es decir, una medida indirecta de la viscosidad, �̇� es

la velocidad de cizalla o diferencia entre las velocidades de dos capas divida la distancia

que las separa, 𝑛 es el índice de comportamiento o la desviación del comportamiento

reológico del fluido respecto a los fluidos newtonianos y 𝜇𝑝 es la viscosidad plástica. Los

ensayos se realizaron por triplicado escogiendo como modelo reológico aquel que

presentó el mayor coeficiente de correlación. El producto en polvo fue reconstituido con

agua hasta alcanzar los mismos Brix de la formulación antes del secado (37°Bx), con un

contenido de solidos totales de 37,02% ± 1,29%.

4.4 ESTABILIDAD DEL PRODUCTO EN POLVO OBTENIDO A LAS

MEJORES CONDICIONES DE SECADO DURANTE EL

ALMACENAMIENTO.

El producto en polvo obtenido fue empacado a condiciones atmosféricas en bolsas de

lámina metalizada de polipropileno orientado flexible marca ALICO, con barrera a

aromas, a la luz y gases. El almacenamiento se llevó a temperaturas de 4°C y 28°C durante

53

8 semanas, tiempo en el cual se le realizó un seguimiento fisicoquímico, microbiológico

y sensorial cada 8 días.

4.4.1 Evaluación de parámetros fisicoquímicos y microbiológicos durante el

almacenamiento.

Parámetros fisicoquímicos evaluados:

Actividad de agua. Equipo medidor de aw marca Novasina modelo LabMaster-aw

Solubilidad. Método descrito por Eastman y Moore (1984)

Vitamina C. Método AOAC 967.21 – 2,6 diclorofenol indofenol

Color. Colorímetro Color Flex EZ marca HunterLab.

Todos los tratamientos fueron realizados por triplicado. Los resultados se sometieron a

análisis de varianza (ANOVA) y test de separación de medias (Tukey) empleando el

software estadístico SAS 9.2 con un nivel de significancia del 0,05%.

Para conocer la cinética de degradación de la vitamina C, los datos obtenidos se

sometieron a un análisis de regresión utilizando los modelos de cinética de orden cero

(ecuación 8) y de primer orden (ecuación 9) (Liu Et al., 2014).

Cinética de orden cero: 𝐶 = 𝑐𝑜 + (−𝐾𝑜)𝑡 (Ecuación 8)

Cinética de primer orden: 𝐶 = 𝑐𝑜 𝑒𝑥𝑝(−𝐾1)𝑡 (Ecuación 9)

54

Donde C es la concentración de ácido ascórbico (mg/100 g) en el tiempo t, Co es la

concentración de ácido ascórbico en el tiempo cero, Ko y K1 son las constantes de

velocidad de la degradación del ácido ascórbico (mg/100 g *semana) y t es el tiempo de

almacenamiento (semanas).

Por otro lado, teniendo en cuenta el resultado de la cinética de degradación de la vitamina

C, se calculó el tiempo de vida media (t ½, en semanas) de ésta acorde a las ecuaciones 10

y 11 (Pulido y Beristaín 2010).

Cinética de orden cero: 𝑡12⁄ = 𝑐𝑜/2𝐾𝑜 (Ecuación 10)

Cinética de primer orden: 𝑡12⁄ = 𝐿𝑛 2/𝐾1 (Ecuación 11)

Para conocer la diferencia total en el color (ΔE) o cambio entre dos muestras, se utilizó la

ecuación de Hunter-Scotfield (ecuación 12) (Lui Et al., 2014).

∆𝐸 = [(𝐿𝑜∗ − 𝐿∗) + (𝑎𝑜

∗ − 𝑎∗) + (𝑏𝑜∗ − 𝑏∗)]1 2⁄ (Ecuación 12)

Además se determinó la cinética del color durante el almacenamiento de las muestras

conservadas a 4°C y 28°C empleando las ecuaciones 8 y 9.

55

Parámetros microbiológicos evaluados:

Recuento de Bifidobacterium bifidum en agar MRS según Vázquez y Rojas (2009).

Mesófilos en agar Plate count, según Resolución 3929 de 2013.

Coliformes totales en caldo Fluorocult LMX, según Resolución 2997 de 2007.

C. fecales en caldo Fluorocult LMX, según Resolución 2997 de 2007.

E. coli en caldo Fluorocult LMX, según Resolución 3929 de 2013.

Mohos y levaduras en agar OGY, según Resolución 2997 de 2007.

Estafilococo coagulasa (+), en agar Baird Parker, según Resolución 2997 de 2007.

Bacillus cereus en agar selectivo Bacillus cereus Mossel, según Resolución 2997.

Salmonella en agar BPLS, según Resolución 2997 de 2007.

Esporas Clostridium sulfito reductor en agar SPS, según Resolución 2997 (2007).

Para la selección de los parámetros microbiológicos a evaluar se tuvo en cuenta los

requisitos de la resolución 2997 de 2007, decreto 616 de 2006 y decreto 3929 de 2013,

seleccionándose el criterio más estricto exigido por estas normas (Anexo 3).

Para determinar la constante de inactivación microbiana del B. bifidum se empleó el

modelo Log-lineal y el modelo de Weibull (Coronel-Aguilera Et. al, 2009, Ávila-Sosa Et.

al, 2013).

Modelo Log-lineal: 𝐿𝑜𝑔10 (𝑁

𝑁0) = −𝑘𝑡 (Ecuación 13)

Modelo de Weibull: 𝐿𝑜𝑔10 𝑆(𝑡) = 𝐿𝑜𝑔10 (𝑁

𝑁0) = −𝑏𝑥𝑛 (Ecuación 14)

56

Donde N es el número de microorganismos en el tiempo t, No es el recuento inicial de

microrganismos, K y b corresponden a la constante de velocidad de inactivación

microbiana para el modelo correspondiente y n indica la forma en que los

microorganismos sobreviven.

4.4.2 Valoración sensorial del producto en el tiempo.

La valoración sensorial se realizó con 40 catadores no entrenados mediante prueba de

aceptación con escala hedónica de nueve puntos. Los datos obtenidos fueron analizados

con el programa estadísticos S.A.S. 9.2.

57

5. RESULTADOS Y DISCUSION

5.1 SELECCIÓN DE LA MEJOR FORMULACIÓN DEL PRODUCTO

LÍQUIDO (ANTES DEL SECADO) DE ACUERDO A SU VALORACIÓN

SENSORIAL.

5.1.1 Caracterización del lactosuero.

La caracterización fisicoquímica del lactosuero fresco de vaca se detalla en las tablas 8.

Tabla 8. Composición del lactosuero fresco de leche de vaca.

CARACTERISTICA

CANTIDAD

Sólidos totales (% p/p) 6,50 ± 0,14

Proteína (% p/p) 1,02 ± 0,16

Grasa (% p/p) 0,23 ± 0,02

Cenizas (% p/p) 0,95 ± 0,02

Lactosa (% p/p) 4,14 ± 0,18

Acidez (%Ac. Láctico v/v) 0,18 ± 0,01

Vitamina C (mg/100 g) 2,66 ± 0,05

pH 6,25 ± 0,03

Densidad (g/mL) 1,027 ± 0,01

58

Los sólidos totales corresponde a todos los constituyentes del lactosuero exceptuando el

agua, cuyo valor está acorde con los resultados descritos por Callejas Et al. (2012) de un

5,5% a 7,5% (p/p) y por Miranda Et al. (2009) de 6,410 ± 0,7% (p/p). En cuanto al

contenido en proteína, este es coherente con el reportado por Álvarez (2013) del 0,89% ±

0,12 (p/p) y por Callejas Et al. (2012) entre un 0,9 y 1,4% (p/p); porcentaje que está

constituido principalmente por β-Lactoglobulina y α-Lactoalbúmina (Parra 2009).

La β-Lactoglobulina, al pH de la leche, está formada por una sola cadena de 162

aminoácidos, con peso molecular de unos 18.400 Dalton y tamaños de partículas entre

2μm - 4μm. Estos dímeros se forman entre pH 7,5-5,2 (punto isoeléctrico de la β-LG). Por

encima de pH 7,5 y por debajo de pH 3,5, la β-Lactoglobulina está en forma de

monómeros, mientras que entre pH 5,2-3,5 se encuentra en forma de octámeros (Calvo

(1991); Jay (2002); Callejas Et al. (2012)).

El contenido en grasa, lactosa y cenizas encontrado concuerda con los descritos por

Callejas Et al. (2012) del 0%-5%, 4%-5% y 4%-6% (p/p) y por Souza Et al. (2008) de

0,49 ± 0,07%, 4,94 ± 0,47% y 0,57 ± 0,03% (p/p), respectivamente. El contenido en

cenizas está compuesto por sales minerales presentes en el lactosuero, donde sobresale el

potasio, seguido de calcio, fosforo, sodio y magnesio (Parra 2009). La composición de

minerales en el lactosuero varía notablemente en función del pH y la técnica de

coagulación empleada (Spreer 1991; Sepúlveda Et al., 2002), lo que puede explicar la

variación en los resultados.

59

La densidad del lactosuero se encuentra dentro del rango de 1,025 a 1,034 g/mL reportado

por Álvarez (2013), mientras que el valor del pH y la acidez determinada son coherentes

con los informados por Miranda Et al. (2009) de 6,62 y 0,08% (v/v), y Álvarez (2013) de

5,78-6,38 y 0,12%-0,39% (v/v), respectivamente.

5.1.2 Caracterización del mango variedad Magdalena river (Mangífera indica).

La caracterización fisicoquímica y del mango variedad Magdalena river se detalla en la

tabla 9.

Tabla 9. Composición del mango variedad Magdalena river.

CARACTERISTICA

CANTIDAD

Solidos totales (% p/p) 18,00 ± 0,17

Solidos solubles (°Brix) 16,00 ± 0,09

Humedad (% p/p) 82,00 ± 0,15

Proteína (% p/p) 0,70 ± 0,16

Grasa (% p/p) 0,40 ± 0,09

Fibra (% p/p) 1,50 ± 0,17

Cenizas (% p/p) 0,40 ± 0,12

Vitamina C (mg/100 g) 35,00 ± 0,09

pH 4,42 ± 0,53

Acidez (% p/p) 0,41 ± 0,08

60

El termino vitamina C comprende la suma de ácido ascórbico y ácido dehidroascórbico.

Al igual que otras frutas, el contenido en vitamina C en los mango difiere debido a las

variaciones del genotipo, los factores climáticos, las prácticas agrícolas y la fase de

maduración, presentándose una gran variación en el contenido de ácido ascórbico que va

desde 9,79 a 186 mg por 100 g de pulpa de mango (Ribeiro y Schieber 2010). Robles-

Sánchez Et al. (2013) reporta un contenido de vitamina C de 34 mg/100 g en pulpa de

mango Kent, valor que está acorde con el obtenido en la presente investigación, aunque

por debajo del valor reportado por Moreira Et al. (2001) de 37 mg/100 g.

Estudios sobre la pulpa de mango mostraron que una alta proporción de la fracción de

fibra se compone de pectina, al igual que la proveniente de la cáscara, la cual no se

hidroliza en los seres humanos por las enzimas digestivas endógenas pero es fermentada

por la microflora del colon (Ribeiro y Schieber 2010). En el mango variedad hilacha el

contenido en fibra fue de 1,5% (p/p) valor que está por encima del reportado por Sumaya-

Martinez Et al., (2012) de 0,8% (p/p) y por debajo del reportado por Moreira Et al. (2001)

de 1,7% (p/p), cuya variación puede deberse a la variedad de mango empleada.

El contenido en sólidos totales, grasa y cenizas fue del 18%, 0,4% y 0,4% (p/p)

respectivamente, valores que están por encima de los reportados por Ribeiro (2006) de

16,39%, 0,07 a 0,15% y 0,29 a 0,34% (p/p), respectivamente.

Liu Et al. (2013) reporta contenidos en sólidos solubles, pH y acidez en distintas

variedades de mando del orden de 13,4% a 17,9%, 3,95 a 5,58 y 0,14% a 0,76% (p/p)

respectivamente, mientras que Zuluaga Et al. (2010) reporta valores de 12,42%, 3,97 y

61

0,6% (p/p), datos que son coherentes con los encontrados en esta investigación los cuales

corresponden a 16%, 4,42 y 0,41% (p/p) respectivamente. Las variaciones en los datos se

deben a las variedades de mango y el estado de madurez de las muestras.

5.1.3 Crecimiento del Bifidobacterium bifidum en lactosuero.

El crecimiento del Bifidobacterium bifidum se detalla en la tabla 10.

Tabla 10. Crecimiento del Bifidobacterium bifidum en el lactosuero.

Parámetro

Tiempo (horas)

0 1 2 3 4 5

B. bifidum 2,28x104 6,72x104 6,72x105 3,06x106 5,57x106 7,84x107

D. O. 0,004 0,034 0,058 0,070 0,115 0,124

Parámetro

Tiempo (horas)

6 7 8 9 10 ----

B. bifidum 9,60x107 3,00x108 6,50x1010 8,60x1011 5,00x1011 ----

D. O. 0,135 0,141 0,147 0,156 0,169 ----

D.O.: Densidad Óptica

Como se observa en la tabla 10 y figura 1, el Bifidobacterium bifidum al cabo 9 horas de

crecimiento en lactosuero a 37°C alcanzó un recuento de 8,60x1011 ufc/mL, con una

velocidad de crecimiento (µ) de 1,939 ufc/h y un tiempo de generación (𝐺) de 0,358 h,

crecimiento que se considera satisfactorio con respecto a lo planteado en el numeral 3.1.4.,

alcanzando una densidad óptica de 0,156 a 660 nm, lo que nos sirvió como parámetro para

determinar el tiempo necesario para alcanzar un recuento mínimo de 109 ufc/mL en el

lactosuero (figura 2) y determinar así la cantidad necesaria de éste, de tal forma que los

62

tratamientos quedaran ajustados a la concentración mínima de B. bifidum. En promedio,

de acuerdo a la densidad óptica (D.O.) detectada se necesitaron entre 150 a 350 mL de

lactosuero inoculado, los cuales eran centrifugados a 3000 rpm por 10 minutos y el

precipitado disperso en cada tratamiento (tablas 6 y 7).

Figura 1. Crecimiento del Bifidobacterium bifidum en el tiempo.

Figura 2. Crecimiento del B. bifidum vs Densidad Óptica (DO).

R² = 0,9564

4

5

6

7

8

9

10

11

12

0 2 4 6 8 10

Log

10

B b

ifid

um

Tiempo (h)

CRECIMIENTO B bifidum vs TIEMPO

63

Rodríguez-Huezo Et al. (2007) reportó un crecimiento 2,81x108 ufc/mL de

Bifidobacterium bifidum al cabo de 8 horas de incubación en aguamiel. Similarmente

Vásquez y Rojas (2009) registraron recuentos mayores a 1x108 ufc/mL de B bifidum en

lactosuero de cabra incubado a 42°C por 8 horas, resultados estos que son congruentes

con los reportados en la presente investigación.

5.1.4 Valoración sensorial de las formulaciones.

En la tabla 11, se presentan los resultados obtenidos en la valoración sensorial de las

formulaciones preparadas (tabla 6); la calificación de 4 corresponde al tratamiento de

mayor preferencia.

Los resultados obtenidos de la prueba de Friedman y prueba de comparaciones múltiples

entre los tratamientos, se detallan en la tabla 12.

En la tabla, se evidencia que el valor de Q (Valor observado) de 20,18 es mayor que Q

(Valor crítico) de 7,81 por lo que se rechaza la hipótesis nula de ausencia de diferencia

significativa entre las 4 muestras, es decir, que existe diferencia significativa entre las

formulaciones sometidas a valoración sensorial.

64

Tabla 11. Resultado prueba de ordenación preferencia.

CATADOR F1 F2 F3 F4 CATADOR F1 F2 F3 F4

1 2 3 4 1 25 2 1 3 4

2 2 3 4 1 26 1 2 4 3

3 4 2 3 1 27 4 1 3 2

4 2 1 4 3 28 3 1 2 4

5 2 1 4 3 29 4 2 3 1

6 4 2 3 1 30 3 4 1 2

7 2 1 4 3 31 3 2 1 4

8 1 2 4 3 32 3 2 1 4

9 4 2 3 1 33 4 2 3 1

10 1 2 4 3 34 1 3 4 2

11 4 3 2 1 35 1 2 4 3

12 3 1 4 2 36 3 2 4 1

13 4 2 3 1 37 1 2 4 3

14 4 1 2 3 38 4 3 1 2

15 3 2 4 1 39 2 4 3 1

15 3 1 4 2 40 2 3 4 1

16 2 1 4 3 41 2 4 3 1

17 4 2 3 1 42 2 3 4 1

18 3 1 2 4 43 1 3 4 2

19 2 1 4 3 44 4 1 3 2

20 1 2 3 4 45 2 4 3 1

21 3 1 4 2 46 3 4 2 1

22 4 2 3 1 47 3 4 1 2

23 2 3 4 1 48 2 4 3 1

24 1 2 3 1 49 3 2 1 4

25 2 3 4 1 50 2 1 3 4

* F1, F2, F3, F4: Formulaciones 1, 2, 3 y 4.

65

Tabla 12. Resultado Prueba de Friedman y Prueba de comparaciones múltiples (Matriz

de las comparaciones por pares) para la valoración sensorial de las formulaciones.

PRUEBA DE FRIEDMAN

Q (Valor observado) 20,182

Q (Valor crítico) 7,815

GDL 3

P-Value unilateral 0,000

Alpha 0,05

Al umbral de significación Alfa=0,050 se puede rechazar la hipótesis nula de ausencia

de diferencia entre las 4 muestras.

PRUEBA DE COMPARACIONES MULTIPLES

Tabla de grupos

Suma de rangos Grupos

FORMULA 4 103,5 A

FORMULA 2 110 A B

FORMULA 1 130,5 B

FORMULA 3 156 C

Matriz de comparaciones por pares (diferencia)

FORMULA 1 FORMULA 2 FORMULA 3 FORMULA 4

FORMULA 1

FORMULA 2 20,500 NS

FORMULA 3 25,500 S 46,000 S

FORMULA 4 27,000 S 6,500 NS 52,500 S 0,000

Valor crítico para la diferencia: 25,303

NS: Diferencia no significativa.

S: Diferencia significativa.

La prueba de comparaciones múltiples (matriz de comparaciones por pares) exhibe que

existe diferencia significativa de la formulación 1 con respecto a las formulaciones 3 y 4,

entre la formulación 2 y la formulación 3, y entre la formulación 3 y la formulación 4.

Observaciones realizadas por catadores informan que la formulación 1 presenta un sabor

66

muy simple por lo que preliminarmente se descarta de entre las de mayor preferencia por

parte de éstos. Igualmente, al no haber diferencia significativa entre la formulación 1 y la

formulación 2, también se descarta esta última de la selección.

La mayor y menor diferencia significativa se presenta entre las formulaciones 3 y la

formulación 4 y entre las formulaciones 1 y 3, respectivamente. De la formulación 4,

también se registraron observaciones que indicaban que esta no era de mucha preferencia

ya que presentaba una consistencia muy espesa. Por estas razones y lo expuesto

anteriormente, se seleccionó la formulación 3 como la de mayor preferencia por parte de

los catadores, la cual se sometió posteriormente al proceso de secado por aspersión según

los tratamientos detallados en la tabla 7.

5.2 SELECCIÓN DE LA MEJOR CONDICIÓN DE SECADO POR ASPERSIÓN

DEL PRODUCTO A BASE DE LACTOSUERO Y PULPA DE MANGO

ADICIONADO CON B. bifidum.

Los resultados de las variables de respuesta en función de las variables independientes

(porcentaje de maltodextrina (Factor A), temperatura de entrada del aire (Factor B),

velocidad de aspersión (Factor C) y temperatura de salida (Factor D)) se presenta en las

tabla 13, 14 y 15, mientras que la interacción de dichos factores se muestra en la Tabla 16.

Todas las variables de respuesta presentaron diferencias significativas (p>0,05) con

respecto al factor A.

67

Tabla 13. Resultados de la actividad de agua, humedad y solubilidad, en los tratamientos del secado por aspersión.

N° TTO MAL

%

T.E.

°C

VEL

rpm

T.S.

°C aw

Humedad

% Solubilidad %

1 25 160 24000 71 0,225 2,04 92,61

2 20 150 22000 74 0,267 4,08 92,21

3 25 140 24000 77 0,248 2,15 92,88

4 25 140 20000 71 0,291 5,31 91,51

5 35 140 24000 71 0,205 1,48 95,53

6 30 150 26000 68 0,221 1,79 92,07

7 25 140 24000 71 0,258 3,69 91,63

8 25 120 24000 71 0,284 5,26 87,56

9 25 140 24000 65 0,304 5,25 89,51

10 30 130 26000 74 0,240 3,38 89,65

11 25 140 28000 71 0,263 2,17 95,72

12 25 140 24000 71 0,269 3,79 93,44

13 25 140 24000 71 0,270 3,42 93,56

14 20 130 26000 68 0,368 5,53 89,09

15 30 150 22000 68 0,223 1,69 90,45

16 20 130 22000 68 0,280 5,49 87,88

17 30 130 22000 74 0,245 3,29 89,53

18 20 150 26000 74 0,266 3,91 90,18

19 25 140 24000 71 0,261 3,68 93,89

20 25 140 24000 71 0,258 3,41 93,21

21 15 140 24000 71 0,307 5,84 85,02

22 25 140 24000 71 0,259 3,65 93,41

%MAL: Porcentaje de maltodextrina.

T. E.: temperatura de entrada (C).

VEL: velocidad de aspersión (rpm).

T. S.: temperatura de salida (°C).

68

Tabla 14. Resultados de la higroscopicidad, supervivencia del B. bifidum, recuperación de vitamina C, rendimiento, formación de

depósito y ángulo de reposo en los tratamientos del secado por aspersión.

N° TTO Higroscopicidad

%

%Recuperación

B. bifidum

Recuperación

Vitamina C %

Rendimiento

%

% Formación

Deposito

Ángulo de

reposo

1 15,38 10,18 12,35 73,21 15,76 54,34

2 15,06 30,43 32,16 66,75 26,23 52,92

3 13,76 40,58 35,45 72,85 15,10 54,78

4 14,60 38,17 41,79 55,83 30,16 60,21

5 10,35 41,23 14,19 68,25 25,70 70,34

6 14,97 31,94 23,75 74,85 19,13 57,53

7 13,57 75,83 61,13 67,43 24,56 58,63

8 15,93 20,23 16,86 58,73 32,21 67,14

9 14,58 58,54 45,24 60,94 30,99 61,98

10 15,88 28,82 23,21 68,83 25,15 62,37

11 13,42 43,65 40,52 69,25 21,71 56,24

12 13,28 76,36 60,80 65,59 26,35 58,35

13 13,05 76,41 60,67 65,04 25,94 56,74

14 15,63 28,04 25,33 57,85 33,11 60,81

15 14,91 33,18 25,05 74,85 18,07 58,61

16 15,37 29,19 26,24 56,22 35,71 60,74

17 15,61 32,84 24,37 66,97 25,00 63,94

18 15,73 27,74 31,58 64,01 27,94 50,49

19 13,17 76,04 60,95 66,35 26,64 58,07

20 13,58 76,47 61,09 65,13 28,81 58,07

21 18,85 20,35 28,26 48,08 45,91 54,65

22 13,78 76,19 61,18 66,25 25,72 56,51

69

Tabla 15. Resultado de color, tamaño de partícula y ángulo de reposo de los tratamientos del secado por aspersión.

N° TTO

L * a* b* C* H* T.P.

1 95.05 0,21 24,82 24,82 89,52 0,23949

2 88.49 0,92 25,05 25,07 87,90 0,24831

3 91.08 0,65 22,14 22,15 88,32 0,23748

4 89.85 1,56 33,01 33,05 87,29 0,33857

5 92.07 0,43 20,42 20,42 88,79 0,27249

6 92.93 0,33 15,96 15,96 88,82 0,22989

7 89.19 0,95 29,03 29,05 88,13 0,23846

8 88.80 1,65 34,95 34,99 87,30 0,23491

9 95.21 1,01 32,85 32,87 88,24 0,23615

10 92.85 1,02 25,43 25,45 87,93 0,22675

11 92.31 0,51 26,75 26,75 88,91 0,13385

12 89.96 0,98 29,22 29,24 88,08 0,24126

13 88.93 1,01 30,35 30,37 88,09 0,23846

14 88.69 1,25 35,12 35,14 87,96 0,15684

15 92.68 0,31 15,56 15,56 88,86 0,31834

16 88.05 1,67 34,63 34,67 87,24 0,25287

17 92.79 1,05 25,72 25,74 87,66 0,30646

18 83.24 0,85 25,54 25,55 88,09 0,16522

19 88.33 1,12 31,56 31,58 87,97 0,24072

20 89.69 1,05 29,32 29,34 87,95 0,23472

21 86.32 1,25 34,02 34,04 87,90 0,17395

22 89.41 1,02 29,94 29,96 88,05 0,24105

T. P.: tamaño de partícula (mm).

70

Tabla 16. Interacción de los factores con las variables respuesta.

Factor aw Humedad Solubilida

d

Higroscopicida

d

Recup.

MO Vit C

Rendimient

o

F.

Depósito L * a* b* C* H* T.P.

Angulo

reposo

A S S S S S S S S S S S S S S S

B S S S NS NS NS S S S S S S S NS S

C NS S NS NS NS NS NS NS NS S NS NS S S NS

D S S NS NS S S S S NS NS S S NS NS S

A2 NS NS S S S S S S NS NS NS NS NS S S

B2 NS NS S S S S NS NS NS NS NS NS NS NS NS

C2 NS NS NS NS S S NS NS NS NS NS NS NS NS NS

D2 NS NS S NS S S NS NS S NS NS NS NS NS NS

AB NS S NS NS S S NS S NS NS NS NS NS NS NS

AC S NS NS NS NS NS NS NS NS NS NS NS NS NS NS

AD NS NS NS NS NS S NS NS S NS NS NS NS NS NS

BC NS NS NS NS NS NS NS NS NS NS NS NS NS NS NS

BD NS NS S S NS NS NS NS NS NS NS NS NS NS S

CD NS NS NS NS NS NS NS NS NS NS NS NS NS NS NS

R2 0,948

1

0,933

4 0,9189 0,9340

0,991

8

0,994

6 0,9145

0,967

7

0,913

1

0,949

5

0,914

8

0,915

0

0,925

2

0,992

7

0,968

4

Ajust

e S S S S S S S NS S S S S S S S

A: maltodextrina.

B: temperatura de entrada (°C).

C: velocidad de aspersión (rpm).

D: temperatura de salida (°C).

S: significativo a un nivel 5%.

N. S.: no significativo.

71

5.2.1 Evaluación de la actividad de agua (aw).

La figura 3 presenta los gráficos de superficie de respuesta de los resultados de actividad

de agua y humedad en función de las variables de estudio. La actividad de agua presentó

diferencia significativa (p>0,05) para los factores A, B y D, al igual que para la interacción

AC; mientras que las demás interacciones y factores cuadráticos no fueron significativos

(tabla 16). Como se observa en la figura 3, la aw disminuye en la medida que aumenta la

concentración de maltodextrina, temperatura de entrada del aire en el equipo de aspersión

y la temperatura de salida, presentando a las condiciones de 30% de maltodextrina a las

temperaturas de 150°C (temperatura de entrada) y 74°C (factor D), los valores más bajos

de aw (0,2133 y 0,2289, respectivamente). Sahin-Nadeem Et al. (2013) reportó que el

incremento en la temperatura de entrada del aire, disminuía el valor de aw y la humedad

del producto, sin embargo el aumento en la concentración de agentes encapsulante redujo

ligeramente el valor de la actividad de agua, pero de manera no significativa. Resultados

congruentes fueron reportados por Carrillo-Navas Et al. (2011); Fang y Bhandari (2012);

Fazaeli Et al. (2012); Bustos-Garza Et al. (2013).

La interacción AC muestra que en la medida que aumentan ambos factores

(%maltodextrina y velocidad de aspersión) disminuye la aw del producto obtenido,

exhibiendo para una relación AC de 30% maltodextrina y 26000 rpm, el valor más bajo

de la interacción (0,2282), además de una humedad de 2,250% y un tamaño de partícula

0,214 mm; mientras que a bajas concentraciones de maltodextrina la aw aumenta en la

medida que aumenta la velocidad de aspersión, presentando para el tratamiento con 20%

del factor A y 26.000 rpm valores elevados de ésta (0,3027), punto que coincide un tamaño

72

Figura 3. Gráfica de superficie de respuesta de aw y humedad en función de las variables de estudio.

73

Figura 3. Gráfica de superficie de respuesta de aw y humedad en función de las variables de estudio.

74

de partícula más pequeño (0,162 mm) y una humedad más elevada (4,305%). Esto nos

llevaría a predecir que a una elevada velocidad de aspersión (26.000 rpm) y temperatura

constante, el aumento en la concentración de maltodextrina conduce a la formación de

partículas más grandes, con mayor área de transferencia de calor y de masa, disminuyendo

la humedad del producto y su actividad de agua. El promedio de la actividad de agua en

los puntos centrales (A: 25%, B: 140°C, C: 24.000 y D: 71°C) fue de 0,263±0,005.

La actividad de agua es considerada como uno de los factores más importantes de calidad,

especialmente para el almacenamiento a largo plazo. Este parámetro está relacionado con

el contenido de humedad y es responsable de reacciones bioquímicas en productos

alimenticios (Quek Et al., 2007; Caliskan y Dirim 2013). Los valores de aw debajo de 0,6

se consideran por lo general microbiológicamente estables (Quek Et al., 2007; Caliskan y

Dirim 2013) y de 0,2 a 0,4 se asegura la estabilidad del producto frente a reacciones de

oscurecimiento e hidrolíticas, de oxidación de lípidos, auto-oxidación y actividad

enzimática (Marques Et al., 2007; Caliskan y Dirim 2013); bajo estas condiciones se

podría decir que el producto obtenido es estable frente a reacciones de oxidación y el

ataque de microrganismos, ya que exhibe valores extremos de aw de 0,2133 y 0,2289.

5.2.2 Evaluación de la humedad.

La humedad presentó diferencia significativa para los factores A, B, C y D al igual que

para la interacción AB a un nivel del 5%. Las demás interacciones y los efectos

cuadráticos de los factores no fueron significativos (tabla 16). La humedad del producto

disminuye en la medida que aumenta la concentración de maltodextrina, aumenta la

75

temperatura de entrada del aire, velocidad de aspersión y temperatura de salida del

producto. Al aumentar la concentración de maltodextrina de 20% a 30% la humedad del

producto varío de 4,70% a 2,52%. Mishra Et al. (2013) reportó similarmente que el

incremento en la concentración de maltodextrina disminuye significativamente la

humedad del producto en polvo obtenido a partir de jugo de grosella de amla (5,6% a 3,8%

con valores de 5 a 9% de maltodextrina). En un sistema de secado por aspersión, el

contenido de agua de la alimentación tiene un efecto sobre el contenido final de humedad

del polvo obtenido. La adición de maltodextrina a la alimentación antes del secado,

aumenta el contenido de solidos totales y reduce la cantidad de agua disponible para la

evaporación (Abadio Et al., 2004), lo que significa que los polvos con menor contenido

de humedad se podrían obtener mediante el aumento del porcentaje de maltodextrina

añadido (Quek Et al., 2007). Efectos similares fueron reportados por Krishnaiah Et al.

(2012), Fang y Bhandari (2012), Bustos-Garza Et al. (2013) y Pang Et al. (2014).

El aumento en las temperaturas de entrada (130°C a 150°C) y salida (68°C a 74°C) del

aire disminuye la humedad del producto de 4,41% a 2,80% y de 4,40% a 2,85%

respectivamente, lo cual evidencia que a medida que aumentan dichas temperaturas, se

incrementan las tasas de transferencia de masa y de calor. Durante el proceso de obtención

de guayaba en polvo mediante secado por aspersión, Patil Et al. (2014) encontró que el

aumento de la temperatura de entrada y la concentración de maltodextrina, disminuían

significativamente la humedad del producto obtenido. Caliskan y Dirim (2013) reportaron

resultados consistentes, en donde el aumento en las temperaturas de entrada y salida,

disminuía el contenido de humedad del producto debido a que las altas temperaturas de

operación conllevaban a elevados valores de transferencia de calor. Krishnaiah Et al.

76

(2012) también encontró que para el polvo del extracto de Morinda citrifolia obtenido

mediante secado por aspersión, la humedad disminuía con el aumento en las temperaturas

de entrada y salida del proceso, atribuyendo esto igualmente a unas mayores tasas de

transferencia de calor, proporcionando así una mayor fuerza impulsora para la

evaporación de la humedad. Resultados similares fueron descritos por Quek Et al. (2007);

Kha Et al. (2010); Jiménez-Aguilar Et al. (2011); Fazaeli Et al. (2012); Solval Et al.

(2012); Sahin-Nadeem Et al. (2013); Igual Et al. (2014). La interacción AB presenta los

valores más bajos de humedad (0,9285%) al emplear elevadas concentraciones de

maltodextrina (30%) con elevadas temperaturas de entrada del aire caliente (150°C),

mientras que el valor más alto (5,4712%) lo exhibe la interacción AD a bajas

concentraciones de maltodextrina (20%) y bajas temperaturas de salida (68°C). los puntos

centrales presentaron una humedad promedio de 3,608% ± 0,156%.

5.2.3 Evaluación de la solubilidad.

Este parámetro presentó diferencia significativa (p>0,05) con respecto a los factores A, B,

A2, B2, D2 y BD. La solubilidad del producto aumentó en la medida que se incrementaba

la concentración de maltodextrina (A) y la temperatura de entrada del aire caliente (B)

(figura 4). Esto puede deberse a la alta solubilidad de ésta, que al estar en mayor

concentración favorece la solubilidad del producto obtenido; este oligosacárido es de alta

solubilidad, por su gran número de grupos OH los cuales le permiten formar puentes de

hidrógeno con las moléculas de agua, hidratándose y formando moléculas esféricas al

mezclarse (López Et al., 2009 ).

77

Figura 4. Gráfica de superficie de respuesta de solubilidad e higroscopicidad en función de las variables de estudio.

78

Con respecto al factor B, una elevada temperatura de entrada del aire (150°C) propicia la

pérdida de humedad y por ende puede darse una rápida formación de la capa externa de

las partículas; mayores temperaturas en la superficie de la partícula incrementan a tasa

evaporativa, reduciendo la humedad, quedando los puntos activos (proteínas,

maltodextrina u otros) de la superficie más expuestos para la solvatación, pudiendo

mejorar la solubilidad. Además el rango de temperaturas de salida (65°C – 77°C), no

exhibió efecto significativo sobre la solubilidad del producto.

Estos resultados son congruentes con los reportados por Anandharamakrishnan Et al.

(2008) quien encontró que las proteínas del lactosuero no eran significativamente

afectadas a bajas temperaturas de salida (60°C – 80°C) y 161°C – 180°C en las

temperaturas de entrada, durante el estudio de pérdida de solubilidad de éstas mediante

secado por aspersión, rango que concuerda con las temperaturas usadas en la presente

investigación; mientras temperaturas de salida de 100°C a 120°C, combinado con

temperaturas de entradas de 202°C a 252°C, afectan fuertemente la solubilidad de las

proteínas del lactosuero, presentando la mayor pérdida de solubilidad la β-Lactoglobulina

(45,1%) en comparación con la α-Lactoalbúmina (22,8%). Son muchos los factores que

afectan la solubilidad, tales como las condiciones de procesamiento, la composición, pH,

densidad y tamaño de partícula; sin embargo un aumento no controlado de la temperatura

de proceso puede provocar el aumento en la desnaturalización de proteínas, lo que

disminuye su solubilidad (Mujumdar 2006).

En la interacción BD se observa que la solubilidad se ve favorecida en tratamientos

realizados a elevadas temperaturas de entrada (150°C) y elevadas temperaturas de salida

79

(74°C) alcanzando en estas condiciones la máxima solubilidad (96,062%); por su parte la

combinación de temperaturas de entrada y de salida con valores de 130°C (factor B) con

74°C (factor D) y de 150°C (factor B) con 68°C (factor D), tienen un efecto adverso sobre

la solubilidad, presentando a estas condiciones bajos niveles de ésta (88,872% y 89,771%,

respectivamente). Los factores C, D, C2 y demás interacciones de los factores,

exceptuando BD, fueron no significativos. El promedio de la solubilidad en los puntos

centrales fue de 93,191% ± 0,795%. Hernández (2010) obtuvo valores consistentes de

solubilidad (97,42%) para un producto a base uchuva secado por aspersión. Valores

similares fueron reportados por Moreira Et al. (2009); Bernard Et al. (2011).

Fazaeli Et al. (2012) reportó consecuentemente que el incremento en la temperatura de

entrada durante el secado por aspersión del jugo de mora negra, aumentaba la solubilidad

de estos. Sin embargo en contraposición, Sahin-Nadeem Et al. (2013) y Patil Et al. (2014)

encontraron que la solubilidad del polvo de salvia y de guayaba aumentaba al disminuir

los niveles del agente encapsulante, lo cual estos últimos atribuyeron a la presencia en

menor cantidad de residuos insolubles y la formación de muy pocos grumos como

resultado de la utilización en menor cantidad del agente encapsulante. Mientras que

Chegini y Ghobadian (2005) y Quek Et al. (2007) atribuyeron tal efecto a la formación de

una capa dura sobre la superficie de las partículas de polvo, lo que podría evitar la difusión

de las moléculas de agua a través de las partículas, disminuyendo en consecuencia la

humectabilidad de la partícula y la disolución del polvo.

80

5.2.4 Evaluación de la higroscopicidad.

La variación en la higroscopicidad por efecto de los tratamientos realizados se observa en

la figura 4, la cual presentó diferencia significativa (p>0,05) con respecto al factor A, las

interacciones cuadráticas A2, B2 y la interacción BD; los otros factores (B, C, D),

interacciones cuadráticas y demás interacciones no fueron significativas. Este parámetro

se ve fuertemente influenciado por el factor A, observándose que en la medida que

aumenta la concentración de maltodextrina en la formulación, disminuye el valor de la

higroscopicidad, alcanzando elevados valores (16,830%) con 20% del factor A y bajos

niveles de ésta a una concentración de 30% de maltodextrina (11,575%), lo cual favorece

las propiedades del producto ya que a menor higroscopicidad, menor capacidad de

absorción de humedad, ayudando a su conservación. Igual Et al. (2014) también encontró

que la higroscopicidad del polvo de lulo disminuía con el aumento en la concentración

tanto de maltodextrina como de goma arábiga, lo cual podría estar relacionado a la

naturaleza menos higroscópica de ambos componentes. Resultados similares fueron

reportados por Tonon Et al. (2008); Moreira Et al. (2009).

La interacción BD exhibe que en la medida que aumenta la temperatura de entrada y la

temperatura de salida, disminuye la higroscopicidad del producto obtenido, alcanzando

un valor de 11,93% para el tratamiento a 150°C de temperatura de entrada y 74°C en la

temperatura de salida. Mishra Et al. (2013) reportó que la concentración de maltodextrina

y la temperatura de entrada, tenían un efecto significativo en la higroscopicidad del polvo

de amla, la cual disminuyó tanto con el aumento en la concentración de maltodextrina

empleada para la encapsulación, como con el aumento en la temperatura de entrada del

81

proceso. Este mismo comportamiento fue reportado por Igual Et al. (2014). Sin embargo,

en contraposición Tonon Et al. (2008) encontró que los valores más bajos en la

higroscopicidad del producto se obtenían en la medida que se disminuían las temperaturas

del proceso; ante lo cual Mishra Et al. (2013) atribuyó el aumento en la higroscopicidad

del producto obtenido a altas temperaturas, a un elevado contenido en carbohidratos en la

fruta de amla. La velocidad de aspersión no evidenció efecto significativo en la

higroscopicidad de las muestras obtenidas. En los puntos centrales la higroscopicidad

alcanzó un valor promedio de 13,406% ± 0,28%.

5.2.5 Tamaño de partícula.

El tamaño de partícula (figura 5) presentó diferencia significativa (p>0,05) en función de

los factor A, C y A2 (tabla 16). Se evidencia que este parámetro aumenta (0,2110 mm a

0,2603 mm) en la medida que se incrementa la concentración de maltodextrina (20% a

30%). La disponibilidad de maltodextrina en el producto, aumenta la estructura del

granulo dando origen a partículas más grandes. Pang Et al. (2014) describe similarmente

el aumento en el tamaño de las partículas del extracto de Orthosiphon durante el secado

por aspersión, al aumentar la concentración de maltodextrina. Por su parte, Tonon Et al.

(2008) reportó que el aumento en la concentración de maltodextrina de 10% a 30%,

produjo partículas más grandes en el polvo de acai (13,27 µm a 21,35 µm) obtenido

mediante secado por aspersión, lo cual atribuyó al aumento exponencial en la viscosidad

del líquido de alimentación, lo que provoca a su vez gotas más grandes durante el proceso

de secado. Carneiro Et al. (2013) reportó una amplia distribución en el tamaño de

partículas, de 0,02 µm a 160 µm, producidas con maltodextrina y proteína de suero de

82

Figura 5. Gráfica de superficie de respuesta de tamaño de partícula y L* en función de las variables de estudio.

83

leche concentrada, lo cual atribuyó a una menor estabilidad de las emulsiones de piensos

producidas con estos agentes encapsulantes. Este rango del tamaño de partícula coincide

con los reportados en la presente investigación.

Por otro lado, el tamaño de partícula disminuyó (0,2862 mm a 0,1916 mm) al

incrementarse la velocidad de aspersión (22.000 rpm a 26.000 rpm). Esto se debe a que al

aumentar la velocidad de la rueda aspersora se forman gotas de menor tamaño, dando

origen por ende a partículas más pequeñas. Existen muchos factores que afectan el tamaño

de las partículas, entre ellos el flujo másico del líquido, su viscosidad, el contenido de

sólidos y la tensión superficial, pero ninguno de ellos tiene tanto efecto en dicha

característica como la velocidad de la rueda aspersora (Orna 2012). Los factores B, D, las

interacciones cuadráticas B2, C2, D2 y las interacciones entre factores no presentaron

diferencia significativa (p>0,05). El promedio del tamaño de partícula en los puntos

centrales fue de 0,239 mm ± 0,0025 mm.

5.2.6 Evaluación del color.

En la tabla 15 y figuras 5, 6, y 7, se observa el resultado de los parámetros L*, a*, b*, c*

y h* en función de los factores de estudio. La luminosidad (L*) de la muestra presentó

diferencia significativa (p>0,05) para los factores A, B, D2 y la interacción AD. En la

medida que aumenta la concentración de maltodextrina (A) y la temperatura de entrada

del aire (B), la luminosidad del producto aumenta, variando de 90,0 a 92,15 a

concentraciones de 20% - 30% de maltodextrina y temperatura de 150°C. Efecto similar

se presenta a una temperatura de 130°C. La maltodextrina es un polímero de color blanco

84

Figura 6. Gráfica de superficie de respuesta de a* y b* en función de las variables de estudio.

85

Figura 7. Gráfica de superficie de respuesta de c* y h* en función de las variables de estudio.

86

que por razones obvias al estar en mayor concentración en un producto aumenta el valor

de L*. El aumento en la temperatura de entrada (B) disminuye la humedad del producto

lo que se podría correlacionar igualmente con el aumento en el valor de L*, ya que al

disminuir la humedad se refleja mejor el espectro de la luz que incide sobre la superficie

de las partículas.

Caliskan y Dirim (2013) reportaron que el aumento tanto en la concentración de

maltodextrina como en las temperaturas de entrada y salida del proceso aumentan la

luminosidad (L*) del polvo de zumaque. Peng Et al. (2013) encontró que la luminosidad

del polvo de batata se incrementa significativamente con el aumento en la concentración

de maltodextrina durante el proceso de secado por atomización y por su parte,

Misra Et al. (2013) al analizar el polvo de amla obtenido mediante secado por

atomización, encontró que su luminosidad se veía significativamente afectada,

aumentando para una misma concentración de maltodextrina, en la medida que se

incrementaba la temperatura de entrada del proceso. Resultados consistentes fueron

reportados por Ahmed Et al. (2010) y Jiménez-Aguilar Et al. (2011).

Los factores C, D, las interacciones cuadráticas y las interacciones AB, AC, BC, BD, CD

no fueron significativas (p>0,05). El promedio de L* en los puntos centrales fue de 89,25

± 0,57.

87

La cromaticidad verde (-) roja (+) presentó diferencia significativa (p>0,05) para los

factores A, B y C, mientras que el factor D, las interacciones cuadráticas y las

interacciones de los factores no lo fueron. En la medida que aumenta la concentración de

maltodextrina (A), la temperatura de entrada del aire (B) y el factor C, disminuye el valor

del parámetro a*. El aumento en la concentración de maltodextrina disminuye la

proporción de sólidos aportados por el mango en el producto, lo que explicaría la

disminución de la tonalidad roja (a*) al reducir los niveles de pigmentos aportados por

éste. El aumento de la temperatura del aire de entrada (B) podría además afectar dichos

pigmentos, lo que explicaría la disminución de a* en la medida que aumenta el factor B.

Independiente a las diferencias estadísticas, los cambios observados en a* son mínimos

(0,21 a 1,67), por lo que no se considera crítica estas variaciones. El promedio de los

puntos centrales para el parámetro a* fue de 1,022 ± 0,05. Peng Et al. (2013) reportó que

los valores de a* y C* eran significativamente más bajos con la adición del agente

encapsulante, que sin éste. Similarmente, Quek Et al. (2007) evidenció que la adición de

maltodextrina en un 10% al jugo de sandía, disminuía el atractivo color rojo – naranja del

producto en polvo obtenido por aspersión.

La cromaticidad amarilla (+) azul (-) del producto (b*) exhibió diferencia significativa

(p>0,05) con respecto a los factores A, B y D; el factor C, las interacciones cuadráticas y

la interacciones de los factores no presentaron diferencia significativa (p>0,05). El valor

del parámetro b* disminuye en la medida que aumentan la concentración de maltodextrina

(A), la temperatura de entrada del aire (B) y la temperatura de salida (D). Este

comportamiento se puede deber a una disminución en proporción de pulpa de mango al

aumentar la concentración de maltodextrina, lo que conlleva a una disminución en la

88

cantidad de pigmentos (carotenos) presentes en el producto. Al aumentar el factor A de

20% a 30%, el valor de b* varia de 32,22 a 25,42 mientras que al incrementar el factor B,

de 130°C a 150°C, y el factor D de 68°C a 74°C, el valor de b* disminuye de 32,02 a

26,96 y 31,57 a 26,21 respectivamente. Por otro lado, altas temperaturas de entrada

(150°C) y altas temperaturas de salida (74°C) podrían tener un efecto degradativo sobre

los pigmentos, razón por la cual disminuye el valor de b*. La estructura química de los

carotenoides es muy susceptible a la destrucción por el calor y a la oxidación; además,

puede experimentar una isomerización durante el procesamiento térmico (Damodaran Et

al. 2008). Grabowski Et al. (2008) reportan similarmente un decrecimiento significativo

en el contenido de beta-carotenos en el polvo de batata obtenido mediante secado por

aspersión, causado por la isomerización de la molécula. Los carotenoides son fácilmente

isomerizados por el calor, los ácidos y la luz. En general, los carotenoides presentan una

configuración trans y cuando son sometidos al calentamiento, la molécula se puede

transformar a su configuración cis, típicamente en la posición 9, 13 y 15 de los átomos de

carbono. Además, los procesos de deshidratación pueden contribuir a la degradación

oxidativa debido a la exposición al oxígeno y un aumento en la relación masa: superficie

(Von Elbe y Wathesen 1996); aclarando, que dependiendo del tratamiento térmico, la

configuración trans de los beta-carotenos es más propensa a la isomerización que a la

degradación (Chandler y Schwartz 1998). Resultados consistentes son reportados por

Candela-Cadillo Et al. (2005); Solval Et al. (2012).

El promedio de los puntos centrales del parámetro b* fue de 29,903 ± 0,950. Similarmente,

Caliskan y Dirim (2013) encontraron que cuando se aumenta la concentración de

maltodextrina en el jugo de zumaque, y las temperaturas de entrada y salida, los valores

89

de a* y b* decrecen significativamente. Sahin-Nadeem Et al. (2013) reportaron que el

incremento en la concentración del material encapsulante, disminuía los valores de a* y

b*, mientras que incrementaba el valor del parámetro L*; sin embargo, en contraposición,

encontró que el aumento en la temperatura de proceso, aumentaba el valor de a* y

disminuía el valor de L*, lo cual lo atribuyó a reacciones de pardeamiento no enzimático

durante el secado por pulverización.

La saturación o croma C* presentó diferencia significativa (p>0,05) para los factores A,

B y D, mientras que el factor C, las interacciones cuadráticas y la interacción entre los

niveles no fue significativa (p>0,05). Se evidencia que en la medida que aumentan la

concentración de maltodextrina (20% a 30%) el valor de C* disminuye de 32,24 a 25,43

lo cual se debe a que la adición de maltodextrina reduce la intensidad del color, por lo que

al aumentar su concentración disminuye la saturación de las tonalidades de referencia.

Efecto similar presentan los factores B y D, observándose que en la medida que aumenta

la temperatura de entrada del aire (130°C a 150°C) y la temperatura de salida (68°C a

74°C), el parámetro C* disminuye de 32,05 a 26,96 y de 31,59 a 26,23. Esto se podría

explicar debido al efecto de las elevadas temperaturas sobre los carotenoides aportados

por la pulpa de mango, aumentando su degradación y por ende disminuyendo los valores

de a* y b*, cuyos parámetros hacen variar proporcionalmente el valor de C*. El promedio

de los puntos centrales de C* fue de 29,921 ± 0,951. , Caliskan y Dirim (2013) reportaron

consecuentemente, que el aumento en la concentración de maltodextrina, las temperaturas

de entrada y salida del proceso de secado, disminuía el valor de C*.

90

El tono h* exhibió diferencia significativa (p>0,05) con respecto a los factores A, B y C,

sin embargo los cambios en h* son pequeños, lo que no lo hace crítico. En la medida que

aumenta la concentración del factor A (20 a 30%) el tono h* aumenta de 87,86° a 88,31°.

Esto se puede explicar con la disminución de los parámetros a* y b* al aumentar la

concentración de maltodextrina, por lo que al ser el cociente de éstos inversamente

proporcional a h*, hace que este aumente. Por otro lado, el parámetro h* aumenta al

incrementarse la temperatura de proceso (130°C a 150°C) de 87,55° a 88,66°. Las altas

temperaturas de entrada del aire caliente tienen un efecto degradativo sobre la

pigmentación del producto, lo que hace que disminuya a* y b* aumentado el ángulo. Este

parámetro presentó un valor promedio en los puntos centrales de 88,044° ± 0,071°.

Similarmente, Misra Et al. (2013) encontró que el incremento en la temperatura de entrada

del proceso originaba el aumento en la pérdida del enrojecimiento de las muestras,

resultando bajos valores de a*/b* y elevados valores del ángulo tono, debido

probablemente a una rápida oxidación de los pigmentos. Congruentemente, Misra Et al.

(2013) reportó que en general, todos los atributos de color del polvo de amla fueron

significativamente afectados por la maltodextrina y la temperatura de entrada del proceso.

5.2.7 Evaluación de la vitamina C.

Los resultados del porcentaje de recuperación de vitamina C se evidencian en la tabla 14

y en la figura 8. Este parámetro presentó diferencia significativa (p>0,05) para los factores

A, D, las interacciones cuadráticas A2, B2, C2, D2 y las interacciones AB, AD (tabla 16).

El porcentaje de recuperación de vitamina C se ve influenciado por la concentración de

maltodextrina (MD) en la formulación, observándose que inicialmente ésta va

91

Figura 8. Gráfica de superficie de respuesta del porcentaje de recuperación de vitamina C y supervivencia del B. bifidum.

92

aumentando, pasando de 54,19% con 20% de MD a 65,17% con 25% de MD debido

posiblemente al incremento de su efecto encapsulante a estas concentraciones, para luego

decaer su valor a 47,15% con 30% de ésta. El mismo efecto se evidencia con la interacción

cuadrática de A, el factor D y demás interacciones significativas. Además se mejora dicho

efecto cuando las gotas de producto se exponen a temperaturas de entrada del aire

relativamente bajas (130°C a 140°C) y temperaturas de salida de 68°C a 71°C, ya que las

partículas se secan rápidamente formándose una capa protectora en la superficie de éstas,

lo cual favorece la conservación en general de los constituyentes nutricionales del

producto; sin embargo al incrementarse aún más la temperatura de entrada (140°C a

150°C) y de salida (71°C a 74°C), estas afectan significativamente la estabilidad de la

vitamina C, sobre todo las temperaturas de proceso, ya que esta vitamina se caracteriza

por ser termosensible y por ende disminuye su porcentaje de recuperación.

Efecto similar fue reportado por Hernández (2010) quien encontró que los mayores

porcentajes de recuperación se daban con el incremento del porcentaje de MD, velocidad

de aspersión, temperatura de entrada y temperatura del aire de salida, observándose puntos

de inflexión ubicados cerca los puntos centrales del experimento, 20000 RPM, 85ºC

(factor D) y 20 - 25% de maltodextrina, la cual por encima de estas concentraciones

debilita su efecto encapsulante y a bajas concentraciones no está en la cantidad suficiente

para encapsular la concentración de vitamina C de la suspensión. La vitamina C es atraída

por la maltodextrina debido a afinidad molecular, dado que poseen en común grupos OH

que permiten una alta interacción, ayudando a minimizar las pérdidas por efecto del

proceso (Dib Et al. 2003 y Dib Et al. 2000, citados por Hernández (2010).

93

La concentración más baja y alta se alcanzaron en los tratamientos 5 y 7 (tabla 17) con

valores de 2,703 mg/100 g (recuperación del 14,19%) y 22,55 mg/100 g de vitamina C

(recuperación del 61,13%), respectivamente, mientras que el mayor y menor rendimiento

de vitamina C se obtuvo en los tratamientos 1 (2,71 mg/100 g) y 22 (22,45 mg/100 g).

Tabla 17. Concentración de Vitamina C (mg/100 g) y Recuento de B. bifidum en el

producto en polvo obtenido.

N°

Tratamiento

Vitamina C

en el producto

en polvo

mg/100g

Recuento B.

bifidum ufc/g

antes del

secado

Recuento B.

bifidum ufc/g

después del

secado

Reducciones

Log10

B. bifidum

1 2,71 1,5x1011 1,5x1010 0,99

2 9,64 2,3x1010 7,0x109 0,52

3 7,38 3,1x1011 1,3x1011 0,39

4 11,35 1,5x1011 5,7x1010 0,42

5 2,70 2,2x1011 8,9x1010 0,38

6 4,00 6,2x1010 2,0x1010 0,50

7 22,55 2,4x1011 1,8x1011 0,12

8 4,35 9,0x109 1,8x109 0,69

9 11,09 7,5x1010 4,4x1010 0,23

10 4,54 1,3x1011 3,6x1010 0,54

11 12,48 1,8x1011 7,9x1010 0,36

12 21,60 5,5x1010 4,2x1010 0,12

13 18,88 3,0x1011 2,3x1011 0,12

14 8,76 2,1x1010 6,0x109 0,55

15 4,28 8,1x109 2,7x109 0,48

16 9,33 1,9x1010 5,4x109 0,53

17 4,90 7,5x1010 2,5x1010 0,48

18 9,87 4,5x1010 1,2x1010 0,56

19 14,76 2,0x1011 1,5x1011 0,12

20 15,07 1,0x1011 7,8x1010 0,12

21 10,22 8,5x1010 1,7x1010 0,69

22 22,45 2,1 x1010 1,6x1010 0,12

94

Los factores B, C y las interacciones AC, BC, BD y CD no fueron significativos (p>0,05).

El porcentaje de recuperación de vitamina C en los puntos centrales fue de 60,97% ±

0,202%, con un valor promedio de 19,218 mg/100 g. Patil Et al. (2014) reportaron

consistentemente un rango de recuperación de vitamina C entre 66,7% y 80,5% en el polvo

de guayaba, lo que dependía directamente de la temperatura de entrada del aire y de la

concentración de maltodextrina, los cuales al disminuir, favorecían la recuperación de

ésta. Grabowski Et al. (2008) al evaluar la producción de polvo de batata mediante secado

por aspersión, encontró diferencias significativas en el contenido de vitamina C, las cuales

atribuyó a cambios moleculares provocados por el secado. Consistentemente, Naddaf Et

al. (2012) reportó un porcentaje de recuperación de vitamina C partir del jugo de naranja

secado mediante aspersión del 51,66%, cuyo valor atribuye a la degradación de ésta

durante el tratamiento térmico. Valores congruentes fueron reportados por Hernández

(2010); Carrillo-Navas Et al. (2011).

5.2.8 Evaluación de la supervivencia del Bifidobacterium bifidum.

En la figura 8 y tabla 14 se observa el porcentaje de supervivencia del Bifidobacterium

bifidum tras el proceso de secado por aspersión. Se evidencia diferencia significativa

(p>0,05) en este parámetro con respecto a los factores A, D, las interacciones cuadráticas

de los factores y la interacción AB. La supervivencia del B. bifidum se ve afectada por la

concentración de maltodextrina en la formulación, observándose que inicialmente esta va

aumentando, pasando de 59,16% con 20% de maltodextrina a 76,36% con 25% del factor

A, para luego decaer su valor a 69,60% en el tratamiento con 30% de maltodextrina. El

mismo efecto se evidencia con la interacción cuadrática de A, el factor D y demás

95

interacciones significativas. En la medida que va aumentando la concentración de

maltodextrina (20% a 25%) va incrementándose el efecto encapsulante y por ende se

obtienen mayores porcentajes supervivencia del B. bifidum, además a estas condiciones la

exposición de las partículas a temperaturas de entrada del aire relativamente bajas (130°C

a 140°C) y temperaturas de salida de 68°C a 71°C, mejora dicho efecto, ya que las

partículas se secan rápidamente formándose una capa protectora su superficie, lo que

favorece la conservación en general de los constituyentes; sin embargo al incrementarse

aún más la concentración de maltodextrina (25% a 30%) al igual que la temperatura de

entrada (140°C a 150°C) y de salida (71°C a 74°C), estas dos últimas afectan

significativamente la supervivencia del B. bifidum, disminuyendo este parámetro a

31,94% y 33,16% en los tratamientos 6 y 15, respectivamente. En los tratamientos 8 y 13

se obtuvo el recuento más bajo y alto en el producto en polvo obtenido, con valores de

1,8x109 ufc g-1 y 2,3x1011 ufc g-1 de B. bifidum. Los factores B, C y las interacciones AC,

BC, BD y CD no fueron significativas (p>0,05). En los puntos centrales el porcentaje

supervivencia del B. bifidum fue de 76,21% ± 0,246% con un valor promedio de 1,2x1011

ufc g-1. Rodríguez-Huezo Et al. (2007) reportó similarmente que temperaturas de entrada

de 130°C provocaban una disminución significativa en la viabilidad celular del B. bifidum

debido a una combinación de factores como la formación de una matriz protectora frágil

provocada por un proceso de secado lento y la exposición a temperaturas de salida

relativamente altas, mientras que a 155°C se puede dar lugar a un proceso de secado más

rápido, que a su vez induce a la formación de fracturas en la matriz protectora, donde el

oxígeno puede difundirse y convertirse en tóxico para las células. Temperaturas de secado

moderadas (140°C) fueron consideradas como las más viables para la microencapsulación

de los microorganismos, con un recuento de 1,26x108 ufc g-1 inmediatamente después del

96

secado; esto debido a una configuración típica con hoyuelos en la matriz protectora que

la hacía bastante robusta frente a la fractura mecánica y difusión de solutos. Con una

temperatura de salida de 71°C (factor D) se obtuvieron los recuentos más elevados de B.

bifidum, del orden de 1011 ufc g-1, con un porcentaje de supervivencia del 76,21%, el cual

fue disminuyendo (manteniendo constante los demás factores en estudio) a medida que se

incrementaba dicha temperatura, reduciendo la supervivencia a un 40,58%. Resultados

congruentes fueron descritos por Ananta Et al. (2005), quien reportó un porcentaje de

supervivencia alrededor del 70% para el L. rhamnosus durante el secado por aspersión, a

una temperatura de salida de 70°C, disminuyendo este valor a un 60% y 10% cuando se

aumentó la temperatura de salida de 75°C a 100°C, respectivamente.

La reducción de la viabilidad del B. bifidum estuvo entre 0,99 log ufc g-1 y 0,12 log

ufc g-1 para los tratamientos a 160°C y 140°C. Resultados similares fueron descritos por

Golowczy Et al. (2011) para el L. plantarum, L. kefir 8321 y L. kefir 8348, quien reportó

disminuciones en la viabilidad de estos del orden de 0.11, 0.29 y 0,70 log ufc ml-1,

respectivamente, después del proceso de secado a 160°C de temperatura de entrada y 70°C

de temperatura de salida. Igualmente, Ying Et al. (2013) informó recuentos del L.

rhamnosus entre 8,3 y 8,8 log10 ufc g-1 posterior al proceso de secado, lo cual causó una

pérdida en la viabilidad de este probiótico de menos de 1 log10 ufc g-1. Por su parte Páez

Et al. (2012) halló una reducción en la supervivencia del Lactobacilli entre 0,16 y 0,95

log ufc ml-1 después de un proceso de secado por aspersión; todos estos resultados son

congruentes con los reportados en la presente investigación. Mientras Rajam Et al. (2012)

reporta valores superiores, del orden de 1,907 log10 ufc/ml, en la pérdida de viabilidad del

L. plantarum en un medio con proteína de suero durante el secado por aspersión a 135°C

97

de temperatura de entrada y 90°C en la temperatura de salida, lo cual lo atribuyó a las

condiciones de proceso.

5.2.9 Evaluación del rendimiento y formación de depósito.

El rendimiento del producto y la formación de depósito en la cámara de secado se observa

en la figura 9 y tabla 14. Este parámetro presentó diferencia significativa (p>0,05) para

los factores A, B, D y la interacción A2. Se evidencia que en la medida que aumenta la

concentración de maltodextrina, la temperatura de entrada y temperatura de salida, se

incrementa el rendimiento del producto. El factor A al pasar de 20% a 30%, incrementa

el rendimiento del producto de un 59,33% a 69,41%; esto se debe a que se va aumentando

la cantidad de sólidos en la formulación aportados por la maltodextrina, la cual provoca

además el incremento del tamaño de las partículas lo que hace que haya menos finos,

favoreciendo el rendimiento del producto; sin embargo la interacción A2 nos denota que

a elevadas concentraciones de maltodextrina sigue aumentando el rendimiento del

producto pero en menor proporción. Durante la optimización de las condiciones de secado

de la pulpa de lulo por Igual Et al. (2014) el aumento en la concentración de maltodextrina

y goma arábiga mejoró el rendimiento del producto, a pesar de encontrar un efecto

cuadrático negativo de estos solutos. Peng Et al. (2013) evidenció que el aumento en la

concentración de maltodextrina de un 20% a 30%, incrementaba significativamente el

rendimiento de la harina de batata morada, para posteriormente no presentar diferencia

significativa cuando se empleaba a una concentración del 40% como agente encapsulante.

Resultados similares fueron descritos por Fazaeli Et al. (2012), Fang y Bhandari (2012),

98

Figura 9. Gráfica de superficie de respuesta del rendimiento y porcentaje de formación de depósito.

99

Sahim Et al. (2013) y Bustos-Garza Et al. (2013). Por el contrario Tonon Et al. (2008)

encontró que el aumento en la concentración de maltodextrina tiene un efecto negativo en

el rendimiento del producto, probablemente debido a la viscosidad de la mezcla, que

aumento de manera exponencial con esta variable. Por su parte, Caliskan y Dirim (2013)

reportaron que al aumentar la concentración de maltodextrina en el proceso de secado, se

aumenta el rendimiento del producto ya que esta previene la adhesión de las partículas a

las paredes del secador. Pero además, que un aumento en la cantidad de agente

encapsulante después de un cierto intervalo no es eficaz en los rendimientos, pero si

aumenta el costo del proceso. Similarmente, Fang y Bhandari (2012) encontraron que el

aumento en la concentración de maltodextrina por encima de un 30% no tiene efecto

significativo en el incremento del rendimiento del producto obtenido, considerando esta

concentración como la cantidad necesaria para un proceso de secado exitoso de zumo de

baya.

Con respecto a los factores B y D, al aumentar las temperaturas de entrada (130°C a

150°C) y temperaturas de salida (68°C a 74°C) en los tratamientos, se disminuye la

humedad de las partículas, evitando que estas se adhieran a las paredes de la cámara de

secado, favoreciendo el rendimiento del proceso. Fazaeli Et al. (2012) y Tonon Et al.

(2008) reportaron un efecto similar positivo sobre el rendimiento del producto obtenido

al aumentar la temperatura de entrada del aire, atribuyendo esto a una mayor eficiencia en

la transferencia de masa y de calor y a la disminución de la probabilidad de que las

partículas golpeen las paredes de la cámara de secado cuando se utilizan temperaturas de

entrada elevadas. Sin embargo, Papadakis Et al., (2006) reporto que el aumento en la

temperatura de entrada del aire disminuyó el rendimiento del proceso de secado de jugo

100

de pasas, esto debido a problemas de adherencia, es decir que la temperatura de secado

estaba por encima de la temperatura vítrea de transición.

El rendimiento más bajo (48,08%) se obtuvo en el tratamiento 21 con 15% de

maltodextrina, mientras que el valor más elevado fue de 74,85% para el tratamiento 6 con

30% del factor A. La interacción AB exhibe por su parte que a temperaturas elevadas de

entrada del aire (150°C), en la medida que se aumenta la concentración de maltodextrina,

el incremento en el rendimiento es mayor (Δ: 15,35%), pasando de 60,68% (20% factor

A) a 76,03% (30% factor A); mientras que a una temperatura más baja (130°C), pese a

que presenta el mismo comportamiento de ir aumentando el rendimiento a medida que

aumenta la concentración de maltodextrina, este se da en una proporción menor (Δ:

4,83%). Esto se podría explicar igualmente por la disminución en la humedad en las

partículas a medida que se incrementa la temperatura de entrada del aire en el proceso de

secado. El rendimiento en los puntos centrales fue en promedio del 65,96% ± 0,901%.

El porcentaje de formación de depósito presentó diferencia significativa (p>0,05) para los

factores A, B, D, la interacción cuadrática D2 y la interacción entre factores AB. Se

observa que al aumentar la concentración de maltodextrina, la temperatura de entrada y

temperatura de salida del aire caliente, se reduce el porcentaje de formación de depósito

en la cámara de secado. Como se analizó anteriormente, el aumento de los factores A, B

y D, disminuye la humedad de las partículas, lo que hace que estas se adhieran en menor

proporción a las paredes de la cámara de secado, disminuyendo así la formación de

depósito dentro ésta. De estos tres factores, la temperatura de entrada del aire caliente es

el que presenta mayor incidencia en la formación de depósito, al pasar de 29,37% (130°C)

101

a 21,42% a la temperatura de 150°C. La menor proporción en la formación de depósito

(15,10%) se presentó en el tratamiento 3 con 25% del factor A, mientras que el valor más

elevado (45,91%) se obtuvo en el tratamiento 21 con 15% de maltodextrina. El valor

promedio en los puntos centrales del porcentaje de formación de depósito fue de 26,33%

± 1,407%.

5.2.10 Evaluación del ángulo de reposo.

El ángulo de reposo obtenido a partir del producto de los distintos tratamientos, se muestra

en la figura 10 y tabla 14. Se evidencia diferencia significativa (p>0,05) con respecto a los

factores A, B, D, la interacción A2 y la interacción entre factores BD (tabla 16). Con

respecto al factor A, se puede analizar que a medida que aumenta la concentración de

maltodextrina (20% a 30%) aumenta el ángulo de reposo de las partículas, pasando de

54.8° a 62,6°. Esto se debe a que con el aumento en la cantidad de maltodextrina se

incrementa el tamaño de las partículas, disminuyendo probablemente la cohesión entre

estas y por ende se obtiene un mayor ángulo de reposo. Peng Et al. (2013) reportó un valor

promedio de 51,36° del ángulo de reposo para tratamiento con 30% de maltodextrina

como agente encapsulante. Por otro lado, se observa que al aumentar la temperatura de

entrada (130°C a 150°C) y la temperatura de salida (68°C a 74°C) disminuye el ángulo de

reposo, pasado de 61,48° a 55,09° y de 59,50° a 55,89° respectivamente. Esto se debe a

que en la medida que aumentan estos dos factores (B y D) disminuye la humedad del

producto, con lo que disminuye igualmente el ángulo de reposo de las partículas. Se

evidencia que el mayor impacto de estos dos factores lo produce la temperatura de entrada

102

Figura 10. Gráfica de superficie de respuesta del ángulo de reposo en función de las variables de estudio.

103

con una disminución en el ángulo de reposo de 6,39°, alcanzando a su vez uno de los

valores más bajos.

La interacción BD exhibe un comportamiento similar, observándose que en la medida que

aumentan dichos factores, disminuye el ángulo de reposo del producto. La interacción nos

muestras que a una temperatura de 74°C (factor D) a medida que se incrementa la

temperatura de entrada (130°C a 150°C) disminuye el ángulo de reposo, pero a su vez este

presenta una menor variación en su valor (Δ: 3°), pasando de 57,9 a 54,9°. El tratamiento

18 presentó el valor más bajo de este parámetro (50,4°), mientras que el valor más elevado

se obtuvo en el tratamiento 5 (70,3°). En los puntos centrales el promedio del ángulo de

reposo fue de 65,9° ± 0,901°. El ángulo de reposo es un indicador útil de la fluidez de un

material influenciado por la altura de llenado y el flujo de material. Entre menor sea el

ángulo de reposo más fácil se deslizan las partículas. Este parámetro está influenciado por

el tamaño de partícula, forma, volumen, superficie, contenido de humedad y orientación

de las partículas que conforman la masa del producto en polvo. El ángulo de reposo varia

con el contenido de humedad que rodea a cada partícula y a los efectos de la tensión

superficial que predomina sobre los productos granulares (Ospina 2002). Gadelha Et al.

(2009) congruentemente reportó que el aumento en la temperatura de entrada del proceso

de secado del extracto de orujo de acerola, disminuyo el ángulo de reposo del producto

obtenido. La disminución del ángulo de reposo debido al empleo de altas temperaturas de

proceso puede ser atribuido al menor contenido de humedad de los productos obtenidos,

ya que esta altera la fluidez de dichos productos (Fitzpatrick 2005). Según Scoville y

Pelleg (1981), esto es debido al aumento de puentes y fuerzas capilares que actúan entre

partículas. Resultados similares son fueron reportados por Moreira Et al. (2009).

104

5.2.11 Selección de las mejores condiciones del proceso de secado por aspersión.

Para seleccionar las mejores condiciones del proceso de secado se empezó por definir las

variables de mayor importancia, asignándoles una valoración de 5, como lo son: el

porcentaje de recuperación de vitamina C, el porcentaje de supervivencia del B. bifidum y

el rendimiento del producto, a las cuales se le colocó como meta alcanzar valores máximos

para cada uno de ellos y además emplear restricciones en las variables independientes

donde los parámetros de mayor importancia hayan dado mejores resultados (tabla 18).

Con respecto al porcentaje de maltodextrina, se asignó como objetivo usar la máxima

concentración, ya que esta favorece la recuperación de vitamina C, la supervivencia del

B. bifidum, el rendimiento y la solubilidad, además de disminuir la aw, higroscopicidad,

humedad y formación de depósito en la cámara de secado. Los parámetros como color,

tamaño de partícula y ángulo de reposo se mantuvieron en el rango.

Teniendo en cuenta las restricciones y mediante el empleo del software Design Expert

6.0.1 se obtuvieron 7 posibles soluciones (tabla 19), de las cuales la número 1 corresponde

a la seleccionada.

Las mejores condiciones del proceso se logran con una concentración del 27,5% de

maltodextrina, temperatura de entrada del aire caliente de 138,2 °C, temperatura de salida

de 69,6 °C y una velocidad de aspersión de 24.908 rpm. Bajo estas condiciones se obtiene

un 55,98% de recuperación de vitamina C, una supervivencia del B. bifidum del 75,95%,

y un rendimiento del 66,92% (tabla 19).

105

Tabla 18. Restricciones realizadas para el proceso de selección de las mejores condiciones

del secado por aspersión del producto.

PARAMETRO

Objetivo Límite

inferior

Límite

superior Importancia

% Maltodextrina Máximo 22,5 27,5 3

Temperatura aire entrada °C Mínimo 135 145 3

Velocidad aspersión RPM En el rango 22000 26000 3

Temperatura aire salida °C Mínimo 69,5 72,5 3

Aw Mínimo 0,205 0,368 3

% Solubilidad Máximo 85,02 95,72 3

% Higroscopicidad Mínimo 10,35 18,85 3

% Humedad Mínimo 1,48 5,84 3

L* En el rango 83,24 95,21 3

a* En el rango 0,21 1,67 3

b* En el rango 15,56 35,12 3

c* En el rango 15,56 35,14 3

h* En el rango 87,24 89,52 3

%Recuperación Vitamina C Máximo 12,35 61,18 5

Tamaño Partícula mm En el rango 0,134 0,339 3

Angulo de Reposo En el rango 50,49 70,34 3

% Supervivencia B. bifidum Máximo 10,18 76,47 5

% Rendimiento Máximo 48,08 74,85 5

% F. Ensuciamiento Mínimo 15,1 45,91 3

106

Tabla 19. Combinación de factores para la selección del mejor proceso de secado por aspersión.

N°

%

Maltode

xtrina

Temp

aire

entrada

°C

Velocida

d

aspersió

n RPM

Temp

aire

salida °C

aw

%

Solubilid

ad

%

Higrosco

picidad

%

Humeda

d

L* a* b* c* h*

%Recup

eración

Vit C

Tamaño

Partícula

mm

Ángulo

de

Reposo

%

Sobreviv

encia B.

bifidum

%

Rendimi

ento

% F.

Depósito

1*

27,50 138,2 24908 69,6 0,261 94,08 12,47 3,49 90,15 0,96 28,79 28,80 88,12 55,98 0,228 61,20 75,95 66,92 26,56

2

27,5 138,2 24913 69,5 0,261 94,06 12,47 3,52 90,17 0,96 28,82 28,83 88,12 55,93 0,228 61,26 75,94 66,85 26,64

3

27,5 137,4 25168 69,5 0,264 94,13 12,45 3,58 90,22 0,97 29,01 29,02 88,10 54,92 0,221 61,57 74,70 66,71 26,88

4

27,5 137,9 24875 70,1 0,258 94,14 12,47 3,41 90,00 0,96 28,78 28,80 88,11 56,11 0,229 61,04 75,87 67,09 26,25

5

27,5 139,0 24439 70,1 0,255 94,06 12,48 3,34 89,97 0,95 28,52 28,54 88,13 57,08 0,240 60,68 77,03 67,24 25,89

6

27,5 139,7 23019 69,5 0,257 93,12 12,70 3,69 89,72 1,04 28,86 28,88 87,97 56,22 0,274 61,20 74,92 65,48 27,00

7

27,5 138,6 23275 71,3 0,252 93,84 12,58 3,30 89,68 1,01 28,54 28,56 88,00 55,93 0,267 60,57 74,37 66,89 25,13

*: Tratamiento seleccionado.

107

5.3 Caracterización fisicoquímica y reológica de la formulación en estado líquido

y del producto en polvo obtenido.

5.3.1 Caracterización fisicoquímica de la formulación y del producto en polvo.

El resultado de la caracterización fisicoquímica del producto antes y después del secado

se detalla en las tablas 20 y 21 respectivamente.

Tabla 20. Caracterización de la formulación en estado líquido.

CARACTERISTICA CANTIDAD

Humedad (% p/p) 62,98 ± 1,45

Solidos totales (% p/p) 37,02 ± 1,29

Solidos solubles (°Brix) 37 ± 0,5

Proteína (% p/p) 1,09 ± 0,04

Grasa (% p/p) 0,47 ± 0,06

Cenizas (% p/p) 0,54 ± 0,04

Lactosa (% p/p)) 2,06 ± 0,11

Fibra (% p/p) 0,51 ± 0,12

Vitamina C (mg/100 g) 6,45 ± 0,36

Acidez (% Ácido Láctico p/v) 0,15 ± 0,01

pH 6,1 ± 0,26

108

Tabla 21. Caracterización del producto en polvo obtenido.

CARACTERISTICA CANTIDAD CARACTERISTICA CANTIDAD

Solidos totales (% p/p) 96,4 ± 1,30 aw 0,267 ± 0,03

Proteína (% p/p) 2,56 ± 0,09 Solubilidad (%) 93,05 ± 0,29

Grasa (% p/p) 1,17 ± 0,08 Humedad (%) 3,60 ± 0,13

Cenizas (% p/p) 1,24 ± 0,11 L* 89,55 ± 0,02

Lactosa (% p/p) 5,01 ± 0,44 a* 0,61 ± 0,005

Fibra (% p/p) 1,40 ± 0,15 b* 29,43 ± 0,001

Vitamina C (mg/100 g) 15,60 ± 0,65 Recup. Vit C (%) 58,15 ± 1,27

Acidez (% p/v) 0,191 ± 0,02 S. B. bifidum (%) 72,92 ± 0,82

pH 4,3 ± 0,20 Rendimiento (%) 65,03 ± 1,57

Hoy en día se elaboran gran cantidad de productos a base de lactosuero (Mónico Et al.,

2006; Londoño Et al., 2008; Carrera 2010; Cuellas y Wagner 2010; Villacís 2011), cuya

composición nutricional depende la calidad y tipo de lactosuero empleado (dulce o ácido),

clase y proporción de materias primas usadas para la elaboración del producto y tipo de

proceso a que sean sometidas (fermentación, pasteurización, refrigeración). Vela-

Gutiérrez Et al. (2012) reportó una bebida a base de lactosuero con un contenido de

proteína de 0,55%, valor que está por debajo del obtenido en el producto elaborado en esta

investigación, debido probablemente al proceso de fermentación a que fue sometida, la

cual exhibió además una acidez más elevada (0,33%) y un pH más bajo (4,0). Mientras

Coto y Flores (2011) reportaron valores de 0,67%, 0,49% y 0,17% de proteína, ceniza y

fibra, respectivamente para una bebida a base de lactosuero con maracuyá y de 1,23% y

0,31% de proteína y cenizas para una bebida de fresa con lactosuero. La proporción del

contenido en proteína en dichos trabajos estuvo por encima y por debajo de la encontrada

en esta investigación, evidenciando la influencia de las materias y el proceso de

109

elaboración en la proporción de nutrientes que contienen. Miranda Et al. (2007) y

Sepúlveda Et al. (2002) reportaron contenidos en sólidos totales (ST) de 17,21% y 19,20%

en bebidas elaboradas a partir de lactosuero, valores que están por debajo del contenido

en ST obtenidos en la presente investigación (37,02%), lo cual se debe principalmente a

la adición de pulpa de mango y maltodextrina. Al analizar la relación entre los sólidos

totales y los sólidos aportados por la maltodextrina y los demás componentes, obtenemos

que esta relación es del 74,2% de maltodextrina y 25,7% para los demás constituyentes,

entre ellos los sólidos del mango, suero y probióticos. Esta relación es elevada ya que se

requeriría que idealmente los sólidos aportados por los nutrientes fueran mayores a los

aportados por la maltodextrina, sin embargo en los procesos de deshidratación mediante

secado por aspersión se requiere el uso de elevados porcentajes de MD para que actúe

como agente encapsulante favoreciendo la protección de los nutrientes del producto y

evitar además la adhesión de las partículas sólidas a las paredes de la cámara de secado.

Al comparar los resultados de la tabla 19 y 21 observamos variaciones en los parámetros

analizados (aw, humedad, color, solubilidad, recuperación de vitamina C, sobrevivencia

Bb y rendimiento del producto). Las mayores diferencias se presentan en la solubilidad

(Δ: 1,03%), recuperación de vitamina C (Δ: 1,97%), sobrevivencia del B. bifidum (Δ:

3,03%) y rendimiento del producto (Δ: 1,89%). Esto se debe en parte a que los datos de la

tabla 19 corresponden a resultados teóricos obtenidos en base a los tratamientos realizados

(tabla 13, 14 y 15).

Al analizar los resultados de la tabla 20 y 21, observamos diferencias en los parámetros

estudiados, lo cual es racional debido a la eliminación de gran parte del contenido de agua

110

en el producto. Es así como se evidencia que el contenido de solidos totales (ST) pasó de

37,02% a un 96,4% en el producto en polvo. Con respecto al contenido en vitamina C, se

obtuvo un porcentaje de recuperación del 58,15% valor que está dentro de los rangos

encontrados en los tratamientos realizados. Este porcentaje de recuperación de vitamina

C obedece al efecto del proceso y al impacto de las condiciones térmicas sobre el producto.

El porcentaje de sobrevivencia del B. bifidum fue del 72,92% (0,14 reducciones Log10),

obteniendo un recuento de 3,5x1010 ufc/g inmediatamente después del proceso de secado.

5.3.2 Caracterización reológica.

Los datos obtenidos de las muestras analizadas con el reómetro se detallan en los anexos

20 y 21. El resultado de los parámetros reológicos y coeficientes de correlación derivados

a partir de los modelos reológicos empleados se relacionan en la tabla 22.

Para las muestras en estado líquido (antes del secado) y el producto en polvo rehidratado,

el modelo que más se ajustó fue el de Herschel Bulkley con un coeficiente de correlación

promedio de 99,84% y 99,29%, respectivamente. Por lo general los productos alimenticios

son de naturaleza reológica compleja y su viscosidad depende de la temperatura,

composición, esfuerzo, velocidad de corte, tiempo de aplicación del esfuerzo de corte,

condiciones de obtención y preparación de la muestra (Abu-Jdayil 2003; Gallego Et al.

2012). Acebedo Et al. (2012) reportó que el comportamiento reológico del lactosuero

costeño a diferentes concentraciones de sólidos totales muestra un comportamiento no

newtoniano y de adelgazamiento plástico, ajustándose muy bien al módelo de Herschel-

111

Tabla 22. Parámetros reológicos y coeficientes de correlación de los modelos aplicados.

FORMULACION CON 27,5% DE MALTODEXTRINA ANTES DEL SECADO

(37 Bx)

Modelos Coeficientes de Correlación

Parámetr

os*

Repeticiones Prom

R2 Prom

R2 Rep 1 Rep 2 Rep 3 Rep 1 Rep 2 Rep 3

Ley de Potencia

n 0,7195 0,7583 0,7569 0,7449 99,7232 99,6987 99,8779 99,7666

k 1,8512 2,0881 1,7829 1,9074

Plástico de Bingham

to 0,7915 0,7744 0,6673 0,7444 99,8512 99,3578 99,6310 99,6133

µp 1,1087 1,3577 1,1547 1,2070

Herschel Bulkley

to 0,7076 0,0000 0,0000 0,2359

99,8549 99,7706 99,9063 99,8439 k 1,1862 2,0881 1,7829 1,6857

n 0,9596 0,7583 0,7569 0,8249

Casson

to 0,2260 0,1909 0,1655 0,1941 99,8304 99,6174 99,8143 99,7540

µp 0,7999 1,0322 0,8761 0,9027

PRODUCTO EN POLVO REHIDRATADO CON 27,5% DE

MALTODEXTRINA (37 Bx)

Modelos Coeficientes de Correlación

Parámetr

os*

Repeticiones Prom

R2 Prom

R2 Rep 1 Rep 2 Rep 3 Rep 1 Rep 2 Rep 3

Ley de Potencia

n 0,7649 0,8513 0,8159 0,8107 98,5729 99,4686 98,7289 98,9235

k 1,7300 1,6661 1,7333 1,7098

Plástico de Bingham

to 0,3445 0,2026 0,2566 0,2679 98,6478 99,3359 98,2835 98,7558

µp 1,2726 1,3841 1,3765 1,3444

Herschel Bulkley

to 0,2222 0,0751 0,0768 0,1247

98,8293 99,7338 99,3249 99,2960 k 1,4522 1,5717 1,6375 1,5538

n 0,8897 0,8936 0,8564 0,8799

Casson

to 0,0950 0,0365 0,0566 0,0627 98,7237 99,6935 99,2833 99,2335

µp 0,9764 1,1804 1,1272 1,0946

*: to en Pa, K en Pa.sn

112

Bulkley con un coeficiente de correlación igual a 0,9988. Este modelo se ha usado para

describir el comportamiento reológico de gran variedad de productos alimenticios como

zumo de naranja con fibra (Siche Et al, 2012), salsas alimenticias (Gallego Et al., 2012),

producto a base de uchuva (Hernández 2010), mermelada de mango (Basu y Shivhare

2010).

El promedio del índice de comportamiento (n) de los fluidos fue de 0,8249 y 0,8799 para

las muestras antes y después del secado, respectivamente, indicando que tiene

características de un fluido pseudoplástico. El flujo no newtoniano y el adelgazamiento

tipo plástico en el suero, pueden ser explicados, dado que las moléculas poliméricas

dispersadas se hallan entrelazadas unas con otras y las partículas en suspensión ocupan

posiciones distribuidas al azar a causa del movimiento de agitación térmica de las mismas.

Cuando tiene lugar una agitación progresiva en el seno del sistema, las cadenas

poliméricas se desenredan y las partículas se alinean a lo largo de líneas de corriente. Todo

ello da lugar, en definitiva, a una disminución de la fricción interna y, por tanto, de la

viscosidad aparente del sistema (Acebedo Et al., 2012).

La media del punto de fluencia (to) y el índice de consistencia (k) fue de 0,2359 Pa y

1,6857 Pa.sn para la muestra antes del secado y de 0,1247 Pa y 1,5538 Pa.sn,

respectivamente, para la muestra en polvo rehidratada, evidenciándose la disminución de

ambos parámetros en la muestra después del proceso de secado, lo cual se puede deber a

un cambio estructural de las proteínas del lactosuero durante el proceso de secado. Según

Acebedo Et al. (2012) la presencia de las proteínas del lactosuero parcialmente

desmineralizado determina una mayor interacción y la formación de una estructura

113

tridimensional más densa y con mayor cuerpo, debido a que los grupos tioles de las

proteínas del lactosuero forman enlaces disulfuro fuertes con la caseína, en consecuencia

los esfuerzos de cizalla aumentan considerablemente, por lo que de haberse dado algún

cambio en dicha estructura, esto podría explicar la disminución de K y to.

Basu y Shivhare (2010) encontraron que los parámetros reológicos de la mermelada de

mango (68,5° Brix) ajustados al modelo de Herschel-Bulkley exhibía valores de 80,9 a

112 Pa, 62,44 a 141,55 Pa.sn y de 0,324 a 0,465 para to, K y n, respectivamente, valores

que están por encima de los reportados en esta investigación ya que la pulpa de mango fue

mezclada con lactosuero. La adición de proteínas de lactosuero en un producto derivado

a base de leche aumentó en el contenido de sólidos totales promoviendo el incremento del

coeficiente de consistencia y del umbral de fluencia mientras disminuye el índice de

comportamiento de flujo (Acebedo Et al. (2012). Riquelme Et al. (2000) encontró

diferencias en la viscosidad de lactosueros obtenidos por coagulación enzimática, lo cual

atribuyó a la presencia de elementos no orientados en la dirección del esfuerzo cortante,

los cuales podían ser agregados macromoleculares proteicos, como restos de caseína no

integrados en los coágulos (finos), así como también partículas no globulares asimétricas,

atribuibles en este caso a proteínas del lactosuero.

La viscosidad aparente de la formulación a 37° Brix antes del secado y en el producto

rehidratado fue de 0,4 Pa.s y 0,6 Pa.s respectivamente a un gradiente de velocidad de 1

Hz. Las variables fisicoquímicas como pH y acidez aumentaron en la condición de

rehidratación manteniendo la relación de solidos de la bebida original favoreciendo la

fluidez de este manifestándose también en la disminución de la magnitud de los

114

parámetros reológicos como el índice de consistencia (k) y esfuerzo de fluencia (to) y

aumento del índice de flujo (n).

5.4 Evaluación de la estabilidad del producto en polvo durante el almacenamiento.

5.4.1 Evaluación de parámetros fisicoquímicos.

El resultado de los parámetros fisicoquímicos del producto en polvo almacenado a

temperatura de 4°C y 28°C se detalla en las tablas 22 y 23.

5.4.1.1 Vitamina C.

En el anexo 23 se detalla el análisis de varianza del comportamiento de la vitamina C en

el producto almacenado a temperaturas de 4°C y 28°C. Como se observa, existen

diferencias significativas (p>0,05) de la vitamina C con respecto a los factores tiempo y

temperatura y no con respecto a las interacciones de los dos factores. El contenido de

vitamina C para cada una de las temperaturas de almacenamiento a través del tiempo

presentan una tendencia a disminuir con el tiempo de almacenamiento. En la tabla 23 se

evidencia el test de separación de medias resultante tanto para las distintas semanas de

almacenamiento como entre las temperaturas empleadas.

Para el tratamiento a 28°C, se evidencia que no existió diferencia significativa en la

concentración de vitamina C entre el tiempo 0 y la sexta semana de almacenamiento del

115

TABLA 23. Contenido de vitamina C y aw en las muestras almacenadas a 4°C y 28°C.

SEMANA

Vitamina C (mg/100 g)

aw

4°C 28°C 4°C 28°C

0 15,60 ± 1,22 A (a) 15,60 ± 1,22 A (a) 0,265 ± 0,003 A (a) 0,265 ± 0,005 E (a)

1 15,46 ±0,60 A (b) 15,06 ± 1,33 A B (b) 0,268 ± 0,006 A (b) 0,267 ± 0,007 E F (b)

2 15,15 ± 0,56 A (c) 14,21 ± 1,24 A B (c) 0,265 ± 0,004 A (c) 0,266 ± 0,001 E F (c)

3 15,07 ± 0,90 A (d) 13,58 ± 0,29 A B (d) 0,255 ± 0,002 B (d) 0,282 ± 0,004 G (e)

4 14,70 ± 0,72 A (e) 12,82 ± 0,71 A B (f) 0,263 ± 0,003 A B (j) 0,277 ± 0,004 F G (k)

5 14,50 ± 0,57 A (g) 12,57 ± 1,50 A B (g) 0,269 ± 0,003 A (l) 0,295 ± 0.003 H (m)

6 14,42 ± 1,66 A (h) 12,34 ± 1,22 A B (h) 0,291 ± 0,004 C D (n) 0,302 ± 0,002 H (o)

7 14,08 ± 2,72 A (j) 11,74 ± 0,58 B C (j) 0,283 ± 0,005 C (p) 0,327 ± 0,003 J (q)

8 13,94 ± 1,20 A (k) 8,80 ± 1,56 C (L) 0,297 ± 0,004 D (r) 0,323 ± 0,004 J (s)

* Las letras mayúsculas corresponden al test de separación de medias para una misma temperatura de almacenamiento. Las letras

minúsculas corresponden al test de separación de medias para una muestra a la misma semana de almacenamiento a diferentes

temperaturas.

116

TABLA 24. Solubilidad y luminosidad de las muestras almacenadas a 4°C y 28°C.

SEMANA

Solubilidad

L*

4°C 28°C 4°C 28°C

0 93,05 ± 0,29 A (a)

93,05 ± 0,29 D (a)

89,55 ± 0,02 A (a)

89,55 ± 0,02 G (a)

1 92,86 ± 0,36 A B (b)

92,45 ± 0,30 D E (b)

89,42 ± 0,13 A B (b)

89,42 ± 0,07 H (b)

2 92,35 ± 0,30 A B C (c)

92,05 ± 0,22 D E F (c)

89,37 ± 0,04 B C (c)

89,37 ± 0,04 H (d)

3 92,55 ± 0,95 A B C (d)

91,24 ± 0,49 F G (d)

89,24 ± 0,06 C (e)

89,24 ± 0,03 I (f)

4 91,82 ± 0,45 A B C (e)

91,58 ± 0,09 E F G(e)

89,07 ± 0,02 D (g)

89,07 ± 0,05 G (h)

5 91,86 ± 0,24 A B C (f)

91,17 ± 0,32 F G (g)

88,76 ± 0,02 E (j)

88,76 ± 0,05 J (k)

6 91,72 ± 0,22 B C (h)

90,62 ± 0,48 G (k)

88,75 ± 0,03 E (l)

88,75 ± 0,02 J (m)

7 91,25 ± 0,31 C (l)

90,85 ± 0,66 F G (m)

88,10 ± 0,04 F (n)

87,61 ± 0,04 K (o)

8 91,43 ± 0,56 C (n)

90,52 ± 0,58 G (o)

88,03 ± 0,03 F (p)

87,53 ± 0,03 K (q)



temperaturas.

117

TABLA 25. Color (a* y b*) en las muestras almacenadas a 4°C y 28°C.

SEMANA

a*

b*

4°C 28°C 4°C 28°C

0 0,61 ± 0,01

A (a) 0,61 ± 0,00 G (a)

29,43 ± 0,00 A (a)

29,43 ± 0,01 J (a)

1 0,58 ± 0,00

B (b) 0,57 ± 0,01 H (b)

29,10 ± 0,01 B (b)

28,64 ± 0,01 K (c)

2 0,53 ± 0,01

C (c) 0,42 ± 0,01 J (d)

28,16 ± 0,01 C (d)

27,55 ± 0,00 L (e)

3 0,50 ± 0,01

D (e) 0,26 ± 0,01 K L (f)

27,65 ± 0,01 D (f)

27,22 ± 0,00 M (g)

4 0,59 ± 0,01 A B (g) 0,35 ± 0,00

M (h) 27,01 ± 0,01

E (h) 27,86 ± 0,01

N (j)

5 0,36 ± 0,01 E (j) 0,30 ± 0,00

N (k) 26,43 ± 0,00

F (k) 24,58 ± 0,01

O (l)

6 0,42 ± 0,01

F (l) 0,27 ± 0,01 L O (m)

25,74 ± 0,00 G (m)

26,68 ± 0,01 P (n)

7 0,42 ± 0,01

F (n) 0,25 ± 0,01 K (o)

26,82 ± 0,01 H (o)

24,61 ± 0,01 O (p)

8 0,36 ± 0,01

E (p) 0,28 ± 0,00 O (q)

27,02 ± 0,01 E (q)

24,19 ± 0,01 Q (r)



temperaturas.

118

producto, variando la concentración de 15,60 mg/100 g a 12,34 mg/100 g de producto,

respectivamente, presentándose sin embargo diferencia entre la sexta y octava semana de

conservación. Los tratamientos a 4°C no presentaron diferencia significativa a través de

las 8 semanas, variando la concentración de vitamina C de 15,60 mg/100 g a 13,94

mg/100g, lo que evidencia una mayor estabilidad de la vitamina C a la temperatura de

4°C.

Al comparar las medias en la concentración de vitamina C para una misma semana a las

diferentes temperaturas de almacenamiento, se observa que no existió diferencia

significativa en la concentración de ésta entre las semanas 0 a 3 y 5 a 7, y solo las semanas

4 y 8 presentaron diferencia significativa en la concentración de vitamina C, siendo menor

en el tratamiento a 28°C. Estos resultados, nos exhiben cierta estabilidad de la vitamina C

en ambas condiciones de almacenamiento, exhibiendo mayor concentración en las

muestras almacenadas a 4°C. Resultados similares fueron reportados por Borrmann Et al.

(2013).

Al aplicar las ecuaciones 1 y 2 de reacciones de cero y primer orden, para tratar de conocer

la cinética de degradación de la vitamina C, se obtuvieron los parámetros cinéticos y

coeficientes de determinación para la vitamina C en el producto almacenado durante 8

semanas (tabla 26).

La vitamina C en las muestras almacenadas a 4°C exhibió una cinética de degradación de

primer orden con un coeficiente de determinación de 0,9898, mientras que en las muestras

almacenadas a 28°C presentó igualmente una reacción de primer orden solo dentro de las

119

primeras 7 semanas de conservación, ya que después de este tiempo los datos no se

ajustaron a los modelos evaluados, probablemente debido al efecto de otras variables

sobre la vitamina C como la presencia de microorganismos. Las constantes de velocidad

cinética dependen estrechamente de la temperatura de estudio. Un aumento en la

temperatura de almacenamiento implica un valor mayor en las constantes de velocidad de

degradación para cada uno de los modelos cinéticos estudiados.

Tabla 26. Parámetros cinéticos y coeficiente de determinación (R2) para la vitamina C en

el producto almacenado durante 8 semanas.

TEMPERATURA ORDEN CERO PRIMER ORDEN

Co * Ko ** R2 Co K1 ** R2

4 °C 15,622 0,2133 0,9897 15,637 0,014 0,9898

28 °C 15,419 0,5507 0,9722 15,481 0,041 0,9803

* Co en mg/100 g.

** Ko y K1 en mg/100 g *semana.

Los cambios en la calidad de los alimentos que generalmente se reportan en la literatura

usan modelos cinéticos de degradación de orden cero y de primer orden (Torres Et al.,

2011; Wang Et al., 2006; Lui Et al., 2014). Durante el estudio de la cinética de

degradación de la vitamina C en néctar de mango Lui Et al. (2014) reporto que esta seguía

una degradación de orden combinado. Sin embargo, otros investigadores encontraron que

la cinética de degradación era de primer orden en la pulpa de guayaba (Ordoñez Et al.,

2013), zumo de fresa (Cao Et al., 2012) y en el zumo de naranja (Torres Et al., 2011)

durante el almacenamiento a diferentes temperaturas.

120

Estudios llevados a cabo sobre la cinética de degradación de la vitamina C en diversos

alimentos, coinciden en que su degradación corresponde a una cinética de primer orden

(Pulido y Beristaín 2010). Nisha Et al. (2004) estudiaron las cinética de degradación de

del ácido ascórbico en amla, durante su cocción y demostraron que corresponden a

reacciones de primer orden, al igual que Uddin Et al. (2001) estudiaron la cinética de

reacción de vitamina C en el almacenamiento de Kiwi deshidratado y obtuvieron cinéticas

de degradación de primer orden, es decir la degradación de vitamina C dependía de la

concentración de ésta. Mientras que Pulido y Beristaín (2010) al estudiar la cinética de

degradación del ácido ascórbico encapsulado mediante secado por aspersión con

quitosano, encontró que este seguía una cinética de orden cero. Similarmente, Ordoñez y

Yoshioka (2012) al realizar la cinética de degradación térmica de la vitamina C en pulpa

de mango reportaron que seguía una cinética de orden cero.

Al aplicar las ecuaciones 3 y 4 se determinó el tiempo de vida media (t ½) del producto

(tabla 27) acorde al orden de reacción reportado en la tabla 26.

Tabla 27. Tiempo de vida media (t ½) del ácido ascórbico en el producto almacenado a

4°C y 28°C.

TEMPERATURA °C ORDEN DE REACCION TIEMPO DE VIDA

MEDIA t ½ (Semanas)

4 Primer orden 47,99

28 Primer orden 16,91

La vida media de una reacción (t ½) es el tiempo necesario para que la concentración de

un reactivo descienda a la mitad de su valor original. La vida media es una forma

121

conveniente de describir la rapidez con la que una reacción ocurre; una reacción rápida

tiene una vida media breve (Brown y col., 2004). En esta investigación se determinaron

tiempos de vida media para la vitamina C de 47,99 y 16,91 semanas para los productos

almacenados a 4°C y 28°C, corroborando que la temperatura de 4°C es la que ofrece

mayor estabilidad en la preservación de este parámetro en el producto. Sin embargo se

puede decir que esto solo se cumpliría si no existieran otros factores que pudieran

influenciar dicho parámetro posteriormente durante el tiempo de almacenamiento, como

es el caso de la actividad de agua, la cual varia en su contenido a través del tiempo de

almacenamiento del producto.

En el caso de la degradación de ácido ascórbico microencapsulado con quitosano, cuando

se trata de una reacción de orden cero la vida media depende directamente de la

concentración inicial de ácido ascórbico e inversamente de la constante de velocidad de

reacción, con un t ½ de 4,44 semanas del producto almacenado a una aw de 0,318 y 35°C

(Pulido y Beristaín 2010), observando además la disminución en el tiempo de vida media

en la medida que aumentaba la actividad de agua del producto. El incremento de la aw es

el producto de adsorción de agua, que hace que el polvo haya pasado de un estado amorfo

vítreo a un estado gomoso, donde la movilidad del agua contribuye a acelerar los procesos

de degradación y deterioro del producto, reduciendo la vida útil del producto. De manera

general, la temperatura y la aw juegan un papel importante en la retención de la vitamina

C. Factores como el envejecimiento del material vítreo (microcápsulas), la movilidad por

rotación de las partículas, la movilidad molecular del agua, la difusividad a través de la

porosidad en la estructura, así como la heterogeneidad en las características de los sistemas

122

microencapsulados, pueden explicar la aparición de reacciones químicas y la estabilidad

de las micropartículas (Slade y Levine 1991; Carrillo-Navas Et al., 2011).

5.4.1.2 Actividad de agua.

El resultado del comportamiento de la actividad de agua en el producto almacenado a 4°C

y 28°C se detalla en el anexo 24. Como se evidencia, existen diferencias significativas

(p>0,05) en la actividad de agua con respecto a los factores tiempo y temperatura y no

existe con respecto a las interacciones de los dos factores. Como se observa en la tabla 23,

la aw fue aumentando en ambas condiciones de almacenamiento (4°C y 28°C), siendo

mayor su valor en la octava semana para las muestras conservadas a 28°C. El incremento

en la actividad de agua puede deberse a la permeabilidad al vapor de agua por parte del

material de empaque y a la humedad relativa del ambiente de almacenamiento, la cual es

mayor a condiciones atmosféricas normales.

En términos generales, a una temperatura de 4°C, el valor de aw no presentó diferencia

significativa entre la semana 0 y la semana 5, aumentando significativamente de la sexta

a la octava semana de almacenamiento, mientras que a 28°C, este parámetro presentó

diferencia significativa desde la tercera semana, exhibiendo un incremento progresivo a

medida que transcurría el tiempo de conservación. Comportamiento similar fue descrito

por Hernández (2010) quien reportó el aumento en la aw de un producto en polvo a base

de uchuva con respecto a la temperatura y tiempo de almacenamiento. La ganancia de

vapor de agua depende de la permeabilidad que presenta el empaque de polietileno de baja

densidad y su interacción con la temperatura, debido a la variación de la humedad relativa

123

del aire que rodea el empaque, sumado a la higroscopicidad que ofrece el producto (Tonon

Et al., 2008). Al comparar las medias de aw para una misma semana de almacenamiento,

se observa que no hubo diferencia en su valor entre la semana 0 y la segunda semana; sin

embargo, a partir de la tercera semana de conservación este parámetro presenta diferencia

significativa para una misma semana de almacenamiento, siendo siempre mayor dicho

parámetro para las muestras mantenidas a 28°C. Efectos similares fueron descritos por

Carrillo-Navas Et al. (2010) quien informó del aumento en la aw por efecto del incremento

de la temperatura de almacenamiento del producto.

5.4.1.3 Solubilidad.

La solubilidad en las muestras almacenas a 4°C y 28°C presentó diferencias significativas

(p>0,05) con respecto a los factores tiempo y temperatura y no con respecto a las

interacciones de los dos factores (anexo 25). Se evidenció que la solubilidad de las

muestras fue disminuyendo de manera significativa a medida que transcurrían las semanas

de almacenamiento, sin embargo esta disminución fue sólo del 1,62% y 2,53% para las

muestras a 4°C y 28°C, respectivamente. Las muestras conservadas a 4°C no presentaron

diferencia significativa (tabla 24) en la solubilidad dentro de las primeras 5 semanas (Δ

1,19%) y ni entre las sexta y octava semana (Δ 0,29%); mientras que a 28°C, no hubo

diferencia significativa en la solubilidad dentro de las primeras dos semanas (Δ 1,00%),

con una pequeña variación (Δ 0,72%) entre la tercera y octava semana de almacenamiento.

Al comparar las medias de la solubilidad para una misma semana de conservación a

diferentes temperaturas solo hubo diferencia significativa a partir de la quinta semana. Lo

que demuestra una buena estabilidad de este parámetro en ambas condiciones de

124

almacenamiento, siendo mejor en las muestras conservadas a 4°C. Chandrapala Et al.

(2014) reporta similarmente una disminución en la solubilidad de polvos a base de

proteína de leche durante 60 días de almacenamiento.

5.4.1.4 Color.

El comportamiento de los parámetros L*, a* y b* de las muestras almacenadas a 4°C y

28°C durante 8 semanas se observa en las tablas 24 y 25. Se evidenció diferencias

significativas en la luminosidad, a* y b* con respecto a los factores tiempo y temperatura,

al igual que a la interacción de éstos (ANOVA anexos 26, 27 y 28). Pese a existir

diferencias significativas el cambio en la media de los parámetros L* y a* en ambas

condiciones de almacenamiento y para b* a 4°C, es mínimo, lo que indicaría que estas

variaciones no sería críticas en el producto. La cromaticidad amarilla (+) azul (-) a 28°C

presenta la mayor variación en su media lo que podría deberse a la degradación de los

pigmentos presentes en el producto aportados por la pulpa de mango, específicamente

carotenoides. Estos son los principales pigmentos que confieren el color amarillo y

contienen enlaces insaturados que pueden ser oxidados por el mismo mecanismo de

oxidación de lípidos, lo que resulta en una reducción de la coloración amarilla (Du y Ahn

2000).

El valor de L*, a* y b* fue disminuyendo en las muestras a ambas temperaturas de

conservación a medida que transcurría el tiempo de almacenamiento, siendo siempre el

valor de estos parámetros mayor en las muestras mantenidas a 4°C. Todas los tratamientos

presentaron diferencia significativa para los factores L*, a* y b* desde la primera semana

125

de almacenamiento, exceptuando el valor de L* durante la primera semana para las

muestras mantenidas a 4°C. Goncalves Et al. (2014) en su estudio sobre la estabilidad del

color de yema de huevo secada por aspersión reportó similarmente la disminución en de

los valores de L*, a* y b* durante el almacenamiento. Efectos similares fueron reportados

por Hernández (2010) quien reportó cambios significativos de estos parámetros en un

producto en polvo a base de uchuva almacenado a 4 y 20°C.

La disminución de la cromaticidad a y b en el tiempo y con la temperatura, refleja la

degradación de los pigmentos carotenoides, que hace que en el plano cromático a*b*, las

muestras tengan un desplazamiento hacia el interior del área de los grises, disminuyendo

la saturación o croma (C*) y disminuyendo la coordenada polar tono o matiz (H*) (Ruíz

Et al., 2005 citado por Hernández (2010)).

Al comparar las medias de estos factores para una misma semana de almacenamiento a

distintas temperaturas, se observa que no hubo diferencia significativa dentro de las

primeras dos semanas de conservación, exceptuando el valor de b* durante la segunda

semana.

Al aplicar la ecuación 5, encontramos que la diferencia total en el color (ΔE) al término

de las 8 semanas de almacenamiento fue de 2,860 para las muestras mantenidas a 4°C y

de 5,625 para las muestras almacenadas a 28°C (tabla 28).

126

TABLA 28. Diferencia total en el color de las muestras almacenadas a 4°C y 28°C.

SEMANA

Diferencia total en el color (ΔE)

4°C 28°C

0 0,000 ± 0,00

A (a) 0,000 ± 0,00

J (a)

1 0,374 ± 0,03

B (b) 0,825 ± 0,01

K (c)

2 1,285 ± 0,00

C (d) 1,913 ± 0,00

L (e)

3 1,810 ± 0,01

D (f) 2,299 ± 0,00

M (g)

4 2,467 ± 0,01

E (h) 1,592 ± 0,00

N (i)

5 3,112 ± 0,01

F (j) 4,999 ± 0,02

O (k)

6 3,781 ± 0,01

G (l) 2,978 ± 0,00

P (m)

7 2,990 ± 0,01

H (n) 5,208 ± 0,01

Q (o)

8 2,860 ± 0,03

I (p) 5,625 ± 0,01

R (q)

* Las letras mayúsculas corresponden al test de separación de medias para una misma

temperatura de almacenamiento. Las letras minúsculas corresponden al test de separación

de medias para una muestra a la misma semana de almacenamiento a diferentes

temperaturas.

Los mayores cambios en el color se dieron en las muestras almacenadas a 28°C, indicando

la influencia de esta en el cambio de los componentes del producto, específicamente en

los pigmentos, lo que sugiere una mayor estabilidad en el color del producto conservado

a 4°C.

La cinética del color durante el almacenamiento de las muestras conservadas a 4°C y 28°C

se detalla en la tabla 29.

127

Tabla 29. Parámetros cinéticos y coeficientes de correlación (R2) de L*, a* y b* de las

muestras almacenadas a 4°C y 28°C.

L*


Co K R2 Co K1 R2

4 °C 89,705 0,1958 0,9249 89,708 0,002 0,9239

28 °C 89,534 0,2196 0,9642 89,543 0,002 0,9542

a*


Co K R2 Co K1 R2

4 °C 0,5964 0,0281 0,9694 0,6112 0,061 0,9612

28 °C 0,6450 0,1200 0,9461 0,6783 0,286 0,9059

b*


Co K R2 Co K1 R2

4 °C 29,527 0,627 0,9942 29,565 0,023 0,994

28 °C 29,368 0,772 0,9647 29,375 0,027 0,9660

Como se observa en la tabla 29 la luminosidad a 4°C presentó un orden de reacción cero,

con un valor en la constante de velocidad de reacción (k) superior en las muestras

almacenadas a 28°C, indicando una mayor velocidad de disminución de L* a dichas

temperaturas, mientras que para la muestra almacenada a 28°C el valor de L* solo se

ajustó a un orden de reacción cero durante las tres primeras semanas de almacenamiento,

esto probablemente debido a la influencia de otros parámetros como la aw. El parámetro

a* similarmente se ajustó a un orden de reacción cero a 4°C durante todo el

almacenamiento, mientras que a 28°C solo presentó un buen coeficiente de correlación

hasta la tercera semana de evaluación.

128

El parámetro b* a 28°C describe una cinética de primer orden dentro de las primeras tres

semanas de conservación, mientras que para las muestras almacenadas a 4°C se obtuvo

una ajuste aceptable en el coeficiente de correlación durante las primeras seis semanas de

almacenamiento exhibiendo un orden de reacción cero. Evaluando los parámetros L*, a*

y b* mediante un ajuste polinómico de segundo orden, los coeficientes de correlación

mejoraron al evaluar las muestras a las temperaturas de trabajo durante las ocho semanas

de almacenamiento.

TABLA 30. Ajustes de L*, a* y b* a un polinomio de segundo grado.

TEMPERATURA L*

a b c R2

4°C 0,0208 0,0251 89,480 0,9631

28°C 0,0175 0,1173 89,520 0,9636

TEMPERATURA a*

4°C 0,0005 0,0328 0,606 0,9788

28°C 0,0007 0,1004 0,625 0,9758

TEMPERATURA b*

4°C 0,0880 1,0794 29,800 0,9106

28°C 0,0340 0,3183 29,017 0,9023

Cortés y Chiralt (2008), al evaluar la cinética del cambio de color en manzanas

deshidratada encontró que los modelos de orden 0 y 1 presentaron ajustes de regresión

aceptables para L* en ciertos tratamientos, sin embargo, en general, para la mayoría de

los parámetros de color, el modelo cinético de segundo orden presentó los mejores

coeficientes de regresión, con algunas excepciones.

129

5.4.2 Evaluación de parámetros microbiológicos.

El resultado del seguimiento microbiológico de las muestras almacenadas a 4°C y 28°C

se detalla en las tablas 31 y 32, respectivamente.

5.4.2.1 Recuento de microorganismos contaminantes.

Los recuentos de microorganismos mesófilos, coliformes totales, coliformes fecales,

mohos y levaduras, Estafilococo coagulasa positiva, Bacillus cereus, Salmonella y esporas

Clostridium sulfito reductoras se observan en la tabla 31 y 32. Como se evidencia no hubo

crecimiento de estos microorganismos y los parámetros reportados se encuentran por

debajo de las especificaciones técnicas reglamentarias (anexo 3), lo que implica el empleo

de materias primas de buena calidad y la implementación de buenas prácticas de

manufactura durante el proceso de elaboración, envasado y almacenamiento de las

muestras. Además, que el empaque utilizado para el envasado del producto sirvió como

barrera efectiva contra la potencial contaminación medio ambiental a la que se hubiesen

visto expuestas las muestras.

130

Tabla 31. Recuentos microbiológicos de las muestras almacenadas a 4°C.

SEMANA

TEMPERATURA DE ALMACENAMIENTO 4°C (UFC/g)

B. bifidum Mesófilos C. totales

NMP

C. fecales

NMP

Mohos y

Levaduras

Estafilococ

o coag. (+)

Bacillus

cereus Salmonella

Clostridiu

m

0 3,5 x1010 <10 <3 <3 <10 <100 <100 0 <10

1 8,6 x109 <10 <3 <3 <10 <100 <100 0 <10

2 5,2 x109 <10 <3 <3 <10 <100 <100 0 <10

3 7,2 x108 <10 <3 <3 <10 <100 <100 0 <10

4 7,2 x107 <10 <3 <3 <10 <100 <100 0 <10

5 4,5 x107 <10 <3 <3 <10 <100 <100 0 <10

6 2,1 x107 <10 <3 <3 <10 <100 <100 0 <10

7 1,5 x107 <10 <3 <3 <10 <100 <100 0 <10

8 7,8 x106 <10 <3 <3 <10 <100 <100 0 <10

131

Tabla 32.Recuentos microbiológicos de las muestras almacenadas a 28°C.

SEMA

NA

TEMPERATURA DE ALMACENAMIENTO 28°C (UFC/g)

B. bifidum Mesófilos C. totales

NMP

C. fecales

NMP

Mohos y

Levaduras

Estafilococ

o coag. (+)

Bacillus

cereus Salmonella

Clostridiu

m

0 3,5 x1010 <10 <3 <3 <10 <100 <100 0 <10

1 4,2 x108 <10 <3 <3 <10 <100 <100 0 <10

2 2,5 x107 <10 <3 <3 <10 <100 <100 0 <10

3 1,7 x107 <10 <3 <3 <10 <100 <100 0 <10

4 7,0 x105 <10 <3 <3 <10 <100 <100 0 <10

5 5,4 x105 <10 <3 <3 <10 <100 <100 0 <10

6 6,0 x104 <10 <3 <3 <10 <100 <100 0 <10

7 2,2 x104 <10 <3 <3 <10 <100 <100 0 <10

8 8,2 x103 <10 <3 <3 <10 <100 <100 0 <10

132

5.4.2.2 Recuento de Bifidobacterium bifidum.

El análisis de varianza (anexo 29) del Log10(N) del B. bifidum nos exhibe diferencia

significativa en las medias de los recuentos para los factores tiempo y temperatura, al igual

que para la interacción de estos dos.

Tabla 33. Resultado test de Tukey del Log10(N) de Bifidobacterium bifidum en las

muestras almacenadas a 4°C y 28°C.

SEMANA TEMPERATURA DE ALMACENAMIENTO

4°C 28°C

0 10,54 ± 0,13 A (a) 10,54 ± 0,02 G (a)

1 9,93 ± 0,03 B (b) 8,62 ± 0,15 H (c)

2 9,72 ± 0,02 B (d) 7,40 ± 0,17 J (e)

3 8,86 ± 0,08 C (f) 7,23 ± 0,10 J (g)

4 7,86 ± 0,09 D (h) 5,85 ± 0,15 K (i)

5 7,91 ± 0,08 D (j) 5,73 ± 0,08 K (k)

6 7,32 ± 0,04 E (m) 4,78 ± 0,08 L (n)

7 7,18 ± 0,09 E (o) 4,34 ± 0,02 M (p)

8 6,89 ± 0,08 F (q) 3,91 ± 0,06 N (r)



de medias para una muestra en la misma semana de almacenamiento a diferentes

temperaturas (test de Tukey anexos del 96 al 106).

La población del B. bifidum en ambos tratamientos exhibe una disminución progresiva en

su recuento, siendo siempre mayor en las muestras conservadas a 4°C (Figura 11).

133

Figura 11. Log10S (t) del Bifidobacterium bifidum.

En las muestras conservadas a 28°C el recuento de B. bifidum paso de 3,5x1010 ufc/g a

1,7x107 ufc/g al término de la tercera semana de conservación de las muestras,

disminuyendo finalmente a 8,2 x103 ufc/g al cabo de la octava semana, mientras que para

las muestras conservadas a 4°C los recuentos del orden de 107 ufc/g se mantuvieron hasta

la séptima semana de almacenamiento, para disminuir a 7,8x106 ufc/g en la octava

semana. Estos resultados son superiores a los obtenidos por Rodríguez-Huezo Et. al.,

(2007) quienes reportaron una viabilidad del B. bifidum de 6,0x106 ufc/g después de 5

semanas de almacenamiento en muestras aguamiel con prebiótico almacenadas a 4°C.

Para el Bifidobacterium animalis subsp lactis (BI-07), Lira Et. al, (2014) reporta una

viabilidad de 106 ufc/g al cabo de 90 días de almacenamiento para muestras secadas a

130°C con 10% de maltodextrina e igualmente de 106 ufc/g durante 60 días de

almacenamiento de muestras en polvo tratadas a 130°C con 20% de maltodextrina,

resultados que son congruentes con los encontrados en la presente investigación. Una baja

-7,0

-6,0

-5,0

-4,0

-3,0

-2,0

-1,0

0,0

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9

Log

10

S(t)

Semanas4°C E1 28°C E1

134

viabilidad de los microorganismos probióticos puede ser una consecuencia del estrés

oxidativo de las células causado por el proceso de secado en sí. La viabilidad de las células

probióticas durante el almacenamiento de productos secos se puede mejorar mediante el

control de la actividad de agua. El aumento en la actividad de agua durante el

almacenamiento pudo haber desempeñado un papel en la disminución de la viabilidad del

Bifidobacterium. Mantener niveles bajos de actividad de agua podría aumentar la

viabilidad de los probióticos, además de mejorar la fisiología microbiana y la

funcionalidad de estos microorganismos (Dianawati y Shah 2011).

Al comparar el tiempo de vida media de la vitamina C con el tiempo en el cual el recuento

de B. bifidum se mantienen dentro de 6 unidades logarítmicas, evidenciamos que la

supervivencia de éste se convierte en el parámetro limitante para definir el tiempo de vida

útil del producto. Por estas razones se evidencia que para las muestras almacenadas a 28°C

pese a que el t1/2 de la vitamina C es de 16,91 semanas el recuento de B. bifidum solo se

mantiene dentro de las seis unidades logarítmicas al término de la tercera semana de

conservación, tiempo que se consideraría como el tiempo de vida útil del producto

almacenado a 28°C, mientras que a 4°C dicho tiempo está alrededor de la octava semana

de conservación.

Los recuentos obtenidos del B. bifidum fueron modelados empleando un modelo Log-

lineal (ecuación 6) y el modelo de Weibull (ecuación 7) (tabla 34).

135

Tabla 34. Valor de las constantes de inactivación del B. bifidum en las muestras

almacenadas a 4°C y 28°C.

TEMPERATURA LOG-LINEAL MODELO WEIBULL

K R2 b n R2

4 °C 0,5130 0,9118 0,7256 0,8068 0,9440

28 °C 0,9415 0,7794 1,9304 0,5965 0,9804

Al comparar los coeficientes de correlación para el modelo Log-lineal y modelo de

Weibull, se evidencia que este último presenta un mayor ajuste tanto para el tratamiento

realizado a 4°C como a 28°C. La principal ventaja del modelo basado en la distribución

de Weibull es su simplicidad y su capacidad de modelar curvas de supervivencia lineales

y no lineales (Coronel-Aguilera Et. al, 2009).

Para ambos modelos, la constante de inactivación microbiana siempre es mayor con el

aumento de la temperatura, lo cual es acorde a lo exhibido en la tabla 34 y la figura 11.

Entre mayor sea el valor de b, la relación Log10S(t) será menor, indicando un

decrecimiento más rápido en la población microbiana. Cuando el parámetro n >1 indica

que los microorganismos sobrevivientes pueden volverse termosensibles a las condiciones

en las que se encuentren y por lo tanto no poder sobrevivir con el paso del tiempo (Coroller

Et. al, 2006; Van-Derlinden y Van-Impe, 2012; Van-Derlinden y Van-Impe, 2013; Ávila-

Sosa Et. al, 2013). Para este caso, los valores de n en ambos tratamientos fueron menores

de 1 (0,806 y 0,596 para los tratamientos a 4°C y 28°C, respectivamente), lo que indica

una mayor resistencias de los microorganismos sobrevivientes o tal vez una mayor

adaptación al medio y a la temperatura de almacenamiento (Ávila-Sosa Et. al, 2013).

136

5.4.3 Valoración sensorial.

El análisis estadístico de la valoración sensorial de las muestras almacenadas a 4°C y 28°C

se detalla en el anexo 30. El resultados nos evidencia que existe diferencia significativa

en las medias de la muestras a través del tiempo de almacenamiento como a las distintas

temperaturas de conservación empleadas, sin embargo al realizar el test de media,

observamos que solo hubo diferencia en la valoración sensorial durante la quinta semana

de almacenamiento para las muestras conservadas a 4°C y 28°C; para los demás

tratamientos no se evidenció diferencia significativa para una misma semana de

conservación (tabla 36).

Al analizar el resultado de la valoración sensorial para una misma semana de

almacenamiento, se evidencia que para las muestras conservadas a 4°C solo hubo

diferencia significativa a partir de la séptima semana, con un rango en la valoración entre

7,71 y 7,83 que corresponde a una calificación de “Me gusta”, y manteniéndose dentro de

las seis primeras semanas en un rango de valoración de “Me gusta mucho”. Resultados

similares fueron evidenciados en las muestras conservadas a 28°C, lo que demuestra la

aceptación del producto dentro del periodo de conservación.

137

Tabla 35. Resultado test de media evaluación sensorial de las muestras almacenadas a 4°

y 28°C.

SEMANA TEMPERATURA DE ALMACENAMIENTO

4°C 28°C

1 8,29 ± 0,49

A (a) 8,25 ± 0,19

A (a)

2 8,36 ± 0,48

A (b) 8,32 ± 0,21

A (b)

3 8,30 ± 0,37

A B (d) 8,16 ± 0,28

A (d)

4 8,28 ± 0,39

A B (e) 8,10 ± 0,32

A (e)

5 8,31 ± 0,44

A (f) 8,01 ± 0,35

A (g)

6 8,25 ± 0,34

A B (h) 8,04 ± 0,39

A (h)

7 7,71 ± 0,58

C (l) 7,66 ± 0,43

B (l)

8 7,83 ± 0,65

B C (k) 7,86 ± 0,47

B (k)



de medias para una muestra en la misma semana de almacenamiento a diferentes

temperaturas.

Los productos elaborados a base de lactosuero presentan hoy en día una gran acogida entre

los consumidores tanto por su sabor como beneficios nutricionales. Londoño Et al. (2008)

al realizar prueba de aceptabilidad de una bebida fermentada a base de lactosuero con L.

casei, reportaron que esta tuvo una calificación de “Me gusta” dentro de los 21 de

evaluación a que fue sometida. Por su parte, Vásquez y Rojas (2009) reportaron una buena

aceptación de una bebida a base de lactosuero con L. acidophilus durante 20 días de

seguimiento que fue sometido el producto. La elaboración de productos lácteos con

microorganismos probióticos ha generado una oportunidad para el desarrollo de bebidas

de lactosuero con buenas características (Lomas 2005) con gran variedad de sabor y

texturas (Hernández-Mendoza 2007).

138

6. CONCLUSIONES

La aplicación de la metodología de secado por aspersión resulta efectiva para contribuir a

disminuir el problema de manejo de lactosuero en la industria quesera, permitiendo la

generación de valor agregado a partir de una diversificación de productos seguros y con

características probióticas.

La adición de maltodextrina a la formulación en un 27,5% favoreció la recuperación de

vitamina C, sobrevivencia del Bifidobacterium bifidum y el rendimiento, evidenciándose

su efecto protector sobre los constituyentes del producto.

El porcentaje de recuperación de la vitamina C y el rendimiento presentaron puntos de

inflexión ubicados cerca de los puntos centrales de los tratamientos realizados

(maltodextrina 25%, temperatura de entrada de 140°C, temperatura de salida de 71°C y

velocidad de aspersión de 24.000 rpm) alcanzando a estas condiciones los valores

máximos para ambos parámetros, con 61,18% de recuperación de vitamina C y 76,47%

en la supervivencia del B. bifidum (22,45 mg/100 g vitamina C y 7,8x1010 ucf/g en el

recuento de B. bifidum).

139

Las mejores condiciones de secado obtenidas fueron con 27,5% de maltodextrina,

138,2°C de temperatura de entrada, 69,6°C temperatura de salida y una velocidad de

aspersión de 24908 rpm.

El tiempo de vida media del producto a una temperatura de 4°C es de 8 semanas, mientras

que a una temperatura de 28°C este se reduce a tres semanas, tomando como parámetro

limitante para definirlo la supervivencia del Bifidobacterium bifidum.

140

7. RECOMENDACIONES

a) Emplear otros tipos de agentes encapsulantes para evaluar su efecto sobre las

propiedades fisicoquímicas, mecánicas y nutritivas del producto, y definir así el mejor

agente para el proceso de secado.

b) Someter el Bifidobacterium bifidum microencapsulado a las condiciones de esta

investigación en medios gastrointestinales simulados, con el fin de determinar la su

supervivencia ante la exposición a jugos gástricos.

c) Evaluar el proceso de secado de diferentes formulaciones a base de frutas con

lactosuero con el fin de diversificar la disponibilidad de sabores a los consumidores del

producto.

141

8. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS

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9. ANEXOS

Anexo 1. Formato Prueba de Ordenación Preferencia.

PRUEBA DE ORDENACION PREFERENCIA

Nombre: _________________________________________ Fecha: ______________

Sexo: ______________________ Edad: ______________________

Por favor pruebe las muestras de la izquierda a la derecha. Ordénelas de acuerdo a su

preferencia, colocando el número 4 a la más preferida y 1 a la menos preferida, en frente

del código de la muestra correspondiente. Enjuague la boca después de la degustación

de cada muestra y espere 30 segundos.

Código muestra Orden de preferencia

Comentarios: _________________________________________________________

____________________________________________________________________

169

Anexo 2. Resultado Prueba de Friedman para P. de Ordenación Preferencia.

XLSTAT 7.5.2 - Comparación de k muestras apareadas (Friedman...)

Datos: libro = Libro1 / hoja = Hoja1 / rango = $B$2:$E$51 / 50 filas y 4 columnas

Ningún dato omitido detectado

Nivel de significación: 0,05

Pruebas de comparaciones múltiples: no utilizar el ajuste de Bonferroni para el nivel de significación global

Prueba de Friedman:

Nota: Se calculó del Q de Friedman teniendo en cuenta los empatados

Q (valor observado) 20,182

Q (valor crítico) 7,815

GDL 3

p-value unilateral 0,000

Alpha 0,05

El Q de Friedman se distribuye como un Chi-cuadrado

Conclusión:

Al umbral de significación Alfa=0,050 se puede rechazar la hipótesis nula de ausencia de diferencia entre las 4 muestras.

Dicho de otro modo, la diferencia entre las muestras es significativa.

Pruebas de comparaciones múltiples:

Valor crítico para la diferencia: 25,303

Tabla de grupos:

Suma de los rangos Grupos

FORMULA 4 103,5 A

FORMULA 2 110 A B

FORMULA 1 130,5 B

FORMULA 3 156 C

170

Matriz de las comparaciones por pares (diferencia):


FORMULA 1

FORMULA 2 20,500

FORMULA 3 25,500 46,000

FORMULA 4 27,000 6,500 52,500 0,000

Valor crítico para la diferencia 25,303

Matriz de las comparaciones por pares (conclusión):


FORMULA 1

FORMULA 2 NS

FORMULA 3 × ×

FORMULA 4 × NS ×

Nota: NS = diferencia no significativa, × = diferencia significativa.

171

Anexo 3. Selección parámetros microbiológicos para evaluación del producto a base

de pulpa de mango y lactosuero.

PARAMETRO

Res. 2997 1 Dec. 616 2 Res. 3929 3 PARAMETRO

SELECCIONADO

Mesófilos ufc/g 1000 40000 500 500

C. totales NMP/g < 3 < 3 --- < 3

C. fecales NMP/g < 3 < 3 --- < 3

E. coli ufc/g --- --- < 10 < 10

Mohos y levaduras ufc/g 100 --- 100 100

Estafilococo coag.(+) ufc/g < 100 --- --- < 100

Bacillus cereus ufc/g 100 --- --- 100

Salmonella ufc/g 0 --- --- 0

Clostridium S. R. ufc/g 100 --- --- 100

1: Resolución 2997 de 2007. Requisitos microbiológicos generales para lactosueros.

2: Decreto 616 de 2006. Características microbiológicas de la leche pasteurizada.

3: Decreto 3929 de 2013. Requisitos microbiológicos de los néctares de frutas.

---: No aplica.

172

Anexo 4. Formato evaluación sensorial en el tiempo de almacenamiento.

PRUEBA DE ACEPTACIÓN CON ESCALA HEDONICA

Nombre: ____________________________________ Sexo: ____ Edad: ____ Fecha: ________ Se está realizando una investigación de prueba de aceptación con una escala hedónica de 9 puntos. Evalúe la muestra usando la escala de abajo para evaluar si le gusta o disgusta el producto. Entre muestra y muestra no olvide tomar agua y esperar un tiempo prudencial.

1. Me gusta muchísimo

2. Me gusta mucho

3. Me gusta

4. Me gusta ligeramente

5. Ni me gusta ni me disgusta

6. Me disgusta ligeramente

7. Me disgusta

8. Me disgusta mucho

9. Me disgusta muchísimo

N° Muestra Calificación

Comentario: ______________________________________________________________________________ ______________________________________________________________________________

Gracias!

173

Anexo 5. Resultado ANOVA. Actividad de agua.

174

Anexo 6. Resultado ANOVA. Porcentaje de Humedad

175

Anexo 7. Resultado ANOVA. Porcentaje de Solubilidad

176

Anexo 8. Resultado ANOVA. Higroscopicidad.

177

Anexo 9. Resultado ANOVA. Valor L*

178

Anexo 10. Resultado ANOVA. Valor a*

179

Anexo 11. Resultado ANOVA. Valor b*

180

Anexo 12. Resultado ANOVA. Valor C*

181

Anexo 13. Resultado ANOVA. Valor h*

182

Anexo 14. Resultado ANOVA. Recuperación vitamina C (mg/100 g muestra)

183

Anexo 15. Resultado ANOVA. Tamaño de partícula

184

Anexo 16. Resultado ANOVA. Supervivencia del Bifidobacterium bifidum

185

Anexo 17. Resultado ANOVA. Rendimiento.

186

Anexo 18. Resultado ANOVA. Formación de Depósito.

187

Anexo 19. Resultado ANOVA. Ángulo de reposo (°).

188

Anexo 20. Tabla de datos rampa de velocidad de la formulación antes del secado

(37°Bx).

Ang. freque

ncy

Temperature

Time Osc.

stress Strain Delta G' G''

Ang. frequency

Conversion

rad/s °C s Pa 0 Degrees Pa Pa rad/s rev/s

REPETICION 1

6,28 25 6,422 0,9936 0,3672 46,27 1,917 2,004 6,283 0,99997

7,91 25 12,938 0,9965 0,2267 46,4 2,139 2,246 7,910 1,25892

9,96 25 19,594 0,9981 0,1367 45,58 2,565 2,618 9,958 1,58486

12,54 25 26,032 0,9990 0,0818 45,38 3,045 3,085 12,540 1,99580

15,78 25 33,000 0,9994 0,0491 46,11 3,548 3,688 15,780 2,51147

18,85 25 39,938 0,9996 0,0336 44,46 4,120 4,043 18,850 3,00007

REPETICION 2

6,28 25 6,485 0,9932 0,3583 46,85 2,096 2,236 6,283 0,99997

7,91 25 13,032 0,9960 0,2312 46,07 2,416 2,509 7,910 1,25892

9,96 25 19,782 0,9978 0,1415 44,61 2,963 2,922 9,958 1,58486

12,54 25 26,172 0,9988 0,0847 43,75 3,586 3,434 12,540 1,99580

15,78 25 33,125 0,9993 0,0507 43,56 4,257 4,047 15,780 2,51147

18,85 25 40,000 0,9996 0,0342 44,62 4,740 4,678 18,850 3,00007

REPETICION 3

6,28 25 6,468 0,9940 0,3543 48,50 1,786 2,019 6,283 0,99997

7,91 25 12,953 0,9966 0,2230 47,74 2,081 2,291 7,910 1,25892

9,96 25 19,656 0,9981 0,1358 46,64 2,536 2,685 9,958 1,58486

12,54 25 26,078 0,9989 0,0817 46,02 3,059 3,171 12,540 1,99580

15,78 25 33,015 0,9994 0,0491 46,45 3,566 3,751 15,780 2,51147

18,85 25 39,890 0,9996 0,0335 45,66 4,083 4,178 18,850 3,00007

189

Anexo 21. Tabla de datos rampa de velocidad del producto rehidratado (37°Bx).

Ang. frequen

cy

Temperature

Time Osc.

stress Strain Delta G' G''

Ang. frequency

Conversion

rad/s °C s Pa 0 Degrees Pa Pa rad/s rev/s

REPETICION 1

0,628 25 20,45 0,9983 0,871 52,35 0,713 0,925 0,628 0,099997

0,791 25 37,39 0,9972 1,031 60,26 0,494 0,864 0,791 0,125892

0,996 25 51,00 0,9965 1,014 62,71 0,469 0,909 0,996 0,158486

1,254 25 62,06 0,9958 0,945 62,77 0,509 0,990 1,254 0,199580

1,578 25 71,08 0,9951 0,872 61,93 0,580 1,088 1,578 0,251147

1,987 25 78,42 0,9942 0,807 60,81 0,669 1,197 1,987 0,316241

2,501 25 84,44 0,9931 0,742 59,80 0,772 1,326 2,501 0,398047

3,149 25 91,33 0,9921 0,673 58,61 0,899 1,473 3,149 0,501179

3,964 25 97,09 0,9916 0,586 56,67 1,081 1,643 3,964 0,630890

4,991 25 103,06 0,9922 0,477 53,71 1,329 1,810 4,991 0,794342

6,283 25 110,05 0,9943 0,350 49,53 1,683 1,973 6,283 0,999971

7,910 25 116,53 0,9966 0,228 45,40 2,103 2,132 7,910 1,258916

9,958 25 123,20 0,9983 0,139 42,38 2,567 2,342 9,958 1,584865

12,540 25 129,64 0,9991 0,083 40,89 3,052 2,643 12,540 1,995803

15,780 25 136,58 0,9995 0,049 40,06 3,557 2,991 15,780 2,511465

18,850 25 143,48 0,9997 0,033 41,83 3,904 3,494 18,850 3,000071

REPETICION 2

0,628 25 20,44 0,9976 1,120 60,63 0,445 0,791 0,628 0,099997

0,791 25 37,36 0,9966 1,202 65,00 0,360 0,772 0,791 0,125892

0,996 25 50,98 0,9960 1,134 65,80 0,374 0,833 0,996 0,158486

1,254 25 62,05 0,9953 1,032 65,03 0,430 0,923 1,254 0,199580

1,578 25 71,05 0,9946 0,938 63,76 0,505 1,025 1,578 0,251147

1,987 25 78,36 0,9937 0,855 62,40 0,597 1,141 1,987 0,316241

2,501 25 84,42 0,9928 0,775 61,16 0,703 1,277 2,501 0,398047

3,149 25 91,39 0,9918 0,693 59,80 0,831 1,427 3,149 0,501179

3,964 25 97,17 0,9916 0,593 57,71 1,014 1,604 3,964 0,630890

4,991 25 103,19 0,9924 0,475 54,56 1,271 1,786 4,991 0,794342

6,283 25 110,20 0,9944 0,346 50,29 1,639 1,973 6,283 0,999971

7,910 25 116,72 0,9966 0,227 45,96 2,095 2,166 7,910 1,258916

9,958 25 123,38 0,9982 0,139 42,49 2,598 2,379 9,958 1,584865

12,540 25 129,81 0,9991 0,083 40,65 3,105 2,666 12,540 1,995803

15,780 25 136,75 0,9995 0,050 40,70 3,639 3,130 15,780 2,511465

190

18,850 25 143,63 0,9997 0,034 39,18 4,159 3,389 18,850 3,000071

REPETICION 3

0,628 25 20,44 0,9978 1,040 59,97 0,489 0,846 0,628 0,099997

0,791 25 37,42 0,9969 1,122 64,70 0,390 0,825 0,791 0,125892

0,996 25 51,05 0,9962 1,059 65,67 0,402 0,889 0,996 0,158486

1,254 25 62,09 0,9957 0,962 64,84 0,463 0,986 1,254 0,199580

1,578 25 71,16 0,9950 0,872 63,40 0,549 1,097 1,578 0,251147

1,987 25 78,47 0,9942 0,797 61,97 0,648 1,217 1,987 0,316241

2,501 25 84,52 0,9932 0,727 60,68 0,762 1,356 2,501 0,398047

3,149 25 91,50 0,9923 0,656 59,32 0,897 1,511 3,149 0,501179

3,964 25 97,28 0,9918 0,571 57,39 1,081 1,690 3,964 0,630890

4,991 25 103,25 0,9923 0,466 54,42 1,339 1,872 4,991 0,794342

6,283 25 110,25 0,9942 0,344 50,40 1,698 2,052 6,283 0,999971

7,910 25 116,77 0,9965 0,228 46,05 2,142 2,223 7,910 1,258916

9,958 25 123,50 0,9982 0,140 42,44 2,645 2,419 9,958 1,584865

12,540 25 129,95 0,9991 0,083 40,42 3,173 2,703 12,540 1,995803

15,780 25 136,88 0,9995 0,050 39,28 3,730 3,051 15,780 2,511465

18,850 25 143,78 0,9997 0,034 40,74 4,107 3,538 18,850 3,000071

191

Anexo 23. Resultado ANOVA del comportamiento de la vitamina C (mg/100g) para las

muestras almacenadas a 4°C y 28°C durante 8 semanas.

Procedimiento GLM

Información de nivel de clase

Clase Niveles Valores

TEMP 2 4 28

TIEMPO 9 0 1 2 3 4 5 6 7 8

Número de observaciones leídas 54

Número de observaciones usadas 54

Procedimiento GLM

Variable dependiente: VITC

Suma de Cuadrado de

Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F

Modelo 17 149.8729648 8.8160568 5.69 <.0001

Error 36 55.8237333 1.5506593

Total corregido 53 205.6966981

R-cuadrado Coef Var Raíz MSE VITC Media

0.972861 8.978164 1.245255 13.86981

Cuadrado de

Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F

TEMP 1 43.61409074 43.61409074 28.13 <.0001

TIEMPO 8 79.92738148 9.99092269 6.44 <.0001

TEMP*TIEMPO 8 26.33149259 3.29143657 2.12 0.0590

Cuadrado de

Fuente DF Tipo III SS la media F-Valor Pr > F

TEMP 1 43.61409074 43.61409074 28.13 <.0001

TIEMPO 8 79.92738148 9.99092269 6.44 <.0001

TEMP*TIEMPO 8 26.33149259 3.29143657 2.12 0.0590

192

Procedimiento GLM

Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para VITC

NOTA: Este test controla el índice de error experimentwise de tipo I, pero normalmente

tiene un

índice de error de tipo II más elevado que REGWQ.

Alpha 0.05

Error Degrees of Freedom 36

Error de cuadrado medio 1.550659

Valor crítico del rango estudentizado 2.86816

Diferencia significativa mínima 0.6874

Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.

Tukey Agrupamiento Media N TEMP

A 14.7685 27 4

B 12.9711 27 28

Procedimiento GLM

Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para VITC


tiene un


Alpha 0.05






Tukey Agrupamiento Media N TIEMPO

A 15.6000 6 0

A

B A 15.2600 6 1

B A

B A 14.6783 6 2

B A

B A 14.3267 6 3

B A

B A 13.7617 6 4

B A

B A C 13.5400 6 5

B A C

B A C 13.3800 6 6

B C

B C 12.9133 6 7

C

C 11.3683 6 8

193

Anexo 24. Resultado ANOVA del comportamiento de la actividad de agua en las

muestras almacenadas a 4°C y 28°C durante 8 semanas.

Procedimiento GLM



TEMP 2 4 28

TIEMPO 9 0 1 2 3 4 5 6 7 8



Procedimiento GLM

Variable dependiente: AW

Suma de Cuadrado de


Modelo 17 0.02218733 0.00130514 96.68 <.0001

Error 36 0.00048600 0.00001350


R-cuadrado Coef Var Raíz MSE AW Media

0.978565 1.307040 0.003674 0.281111

Cuadrado de


TEMP 1 0.00365067 0.00365067 270.42 <.0001

TIEMPO 8 0.01568333 0.00196042 145.22 <.0001

TEMP*TIEMPO 8 0.00285333 0.00035667 26.42 <.0001

Cuadrado de


TEMP 1 0.00365067 0.00365067 270.42 <.0001

TIEMPO 8 0.01568333 0.00196042 145.22 <.0001

TEMP*TIEMPO 8 0.00285333 0.00035667 26.42 <.0001

Procedimiento GLM

Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para AW


tiene un


194

Alpha 0.05







A 0.289333 27 28

B 0.272889 27 4

Procedimiento GLM

Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para AW


tiene un


Alpha 0.05







A 0.310000 6 8

A

A 0.305000 6 7

B 0.296500 6 6

C 0.282000 6 5

D 0.270000 6 4

D

D 0.268500 6 3

D

D 0.267500 6 1

D

D 0.265500 6 2

D

D 0.265000 6 0

195

Anexo 25. Resultado ANOVA de la solubilidad delas muestras almacenadas a 4°C y

28°C durante 8 semanas.

Procedimiento GLM



TEMP 2 4 28

TIEMPO 9 0 1 2 3 4 5 6 7 8



Procedimiento GLM

Variable dependiente: SOLUBILIDAD

Suma de Cuadrado de


Modelo 17 32.19588333 1.89387549 9.65 <.0001

Error 36 7.06346667 0.19620741


R-cuadrado Coef Var Raíz MSE SOLUBILIDAD Media

0.820082 0.482511 0.442953 91.80167

Cuadrado de


TEMP 1 4.78231296 4.78231296 24.37 <.0001

TIEMPO 8 25.12630000 3.14078750 16.01 <.0001

TEMP*TIEMPO 8 2.28727037 0.28590880 1.46 0.2073

Cuadrado de


TEMP 1 4.78231296 4.78231296 24.37 <.0001

TIEMPO 8 25.12630000 3.14078750 16.01 <.0001

TEMP*TIEMPO 8 2.28727037 0.28590880 1.46 0.2073

Procedimiento GLM

Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para SOLUBILIDAD


tiene un

196


Alpha 0.05







A 92.0993 27 4

B 91.5041 27 28

Procedimiento GLM



tiene un


Alpha 0.05







A 93.0500 6 0

A

B A 92.6533 6 1

B

B C 92.2017 6 2

B C

B C D 91.8967 6 3

C D

E C D 91.7017 6 4

E C D

E C D 91.5133 6 5

E D

E D 91.1700 6 6

E

E 91.0500 6 7

E

E 90.9783 6 8

197

Anexo 26. Resultado ANOVA del comportamiento de L* en las muestras almacenadas

a 4°C y 28°C durante 8 semanas.

Procedimiento GLM



TEMP 2 4 28

TIEMPO 9 0 1 2 3 4 5 6 7 8



Procedimiento GLM

Variable dependiente: L

Suma de Cuadrado de


Modelo 17 22.64117037 1.33183355 546.08 <.0001

Error 36 0.08780000 0.00243889


R-cuadrado Coef Var Raíz MSE L Media

0.996137 0.055595 0.049385 88.83074

Cuadrado de


TEMP 1 0.44826667 0.44826667 183.80 <.0001

TIEMPO 8 21.12993704 2.64124213 1082.97 <.0001

TEMP*TIEMPO 8 1.06296667 0.13287083 54.48 <.0001

Cuadrado de


TEMP 1 0.44826667 0.44826667 183.80 <.0001

TIEMPO 8 21.12993704 2.64124213 1082.97 <.0001

TEMP*TIEMPO 8 1.06296667 0.13287083 54.48 <.0001

198

Procedimiento GLM

Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para L


tiene un


Alpha 0.05







A 88.92185 27 4

B 88.73963 27 28

Procedimiento GLM

Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para L


tiene un


Alpha 0.05







A 89.55000 6 0

B 89.37167 6 1

B

B 89.31000 6 2

B

B 89.30167 6 4

C 89.13000 6 3

D 88.60500 6 6

D

D 88.57167 6 5

E 87.85500 6 7

E

E 87.78167 6 8

199

Anexo 27. Resultado ANOVA de a* en las muestras almacenadas a 4°C y 28°C durante

8 semanas.

Procedimiento GLM



TEMP 2 4 28

TIEMPO 9 0 1 2 3 4 5 6 7 8



Procedimiento GLM

Variable dependiente: SOLUBILIDAD

Suma de Cuadrado de


Modelo 17 0.86603704 0.05094336 833.62 <.0001

Error 36 0.00220000 0.00006111


R-cuadrado Coef Var Raíz MSE SOLUBILIDAD Media

0.997466 1.829018 0.007817 0.427407

Cuadrado de


TEMP 1 0.18491852 0.18491852 3025.94 <.0001

TIEMPO 8 0.58883704 0.07360463 1204.44 <.0001

TEMP*TIEMPO 8 0.09228148 0.01153519 188.76 <.0001

Cuadrado de


TEMP 1 0.18491852 0.18491852 3025.94 <.0001

TIEMPO 8 0.58883704 0.07360463 1204.44 <.0001

TEMP*TIEMPO 8 0.09228148 0.01153519 188.76 <.0001

Procedimiento GLM



tiene un

200


Alpha 0.05







A 0.485926 27 4

B 0.368889 27 28

Procedimiento GLM



tiene un


Alpha 0.05







A 0.611667 6 0

B 0.575000 6 1

C 0.476667 6 2

C

C 0.470000 6 4

D 0.381667 6 3

E 0.346667 6 6

E

F E 0.333333 6 7

F

F 0.331667 6 5

F

F 0.320000 6 8

201

Anexo 28. Resultado ANOVA de b* en las muestras almacenadas a 4°C y 28°C durante

8 semanas.

Procedimiento GLM



TEMP 2 4 28

TIEMPO 9 0 1 2 3 4 5 6 7 8



Procedimiento GLM

Variable dependiente: COLORB

Suma de Cuadrado de


Modelo 17 129.1155870 7.5950345 91140.4 <.0001

Error 36 0.0030000 0.0000833


R-cuadrado Coef Var Raíz MSE COLORB Media

0.999977 0.033663 0.009129 27.11759

Cuadrado de


TEMP 1 7.2673352 7.2673352 87208.0 <.0001

TIEMPO 8 101.0421037 12.6302630 151563 <.0001

TEMP*TIEMPO 8 20.8061481 2.6007685 31209.2 <.0001

Cuadrado de


TEMP 1 7.2673352 7.2673352 87208.0 <.0001

TIEMPO 8 101.0421037 12.6302630 151563 <.0001

TEMP*TIEMPO 8 20.8061481 2.6007685 31209.2 <.0001

Procedimiento GLM

Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para COLORB


tiene un

202


Alpha 0.05







A 27.484444 27 4

B 26.750741 27 28

Procedimiento GLM

Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para COLORB


tiene un


Alpha 0.05







A 29.430000 6 0

B 28.870000 6 1

C 27.853333 6 2

D 27.435000 6 3

D

D 27.435000 6 4

E 26.210000 6 6

F 25.715000 6 7

G 25.605000 6 8

H 25.505000 6 5

203

Anexo 29. Resultado ANOVA del Log10(N) del Bifidobacterium bifidum de las muestras

almacenas a 4°C y 28°C durante 8 semanas.

Procedimiento GLM



TEMP 2 4 28

TIEMPO 9 0 1 2 3 4 5 6 7 8



Procedimiento GLM

Variable dependiente: LOG10MICRO

Suma de Cuadrado de


Modelo 17 208.4636167 12.2625657 1436.71 <.0001

Error 36 0.3072667 0.0085352


R-cuadrado Coef Var Raíz MSE LOG10MICRO Media

0.998528 1.235200 0.092386 7.479444

Cuadrado de


TEMP 1 52.8264463 52.8264463 6189.26 <.0001

TIEMPO 8 145.6127000 18.2015875 2132.54 <.0001

TEMP*TIEMPO 8 10.0244704 1.2530588 146.81 <.0001

Cuadrado de


TEMP 1 52.8264463 52.8264463 6189.26 <.0001

TIEMPO 8 145.6127000 18.2015875 2132.54 <.0001

TEMP*TIEMPO 8 10.0244704 1.2530588 146.81 <.0001

Procedimiento GLM

Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para LOG10MICRO


tiene un

204


Alpha 0.05







A 8.46852 27 4

B 6.49037 27 28

Procedimiento GLM

Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para LOG10MICRO


tiene un


Alpha 0.05







A 10.54667 6 0

B 9.28000 6 1

C 8.55833 6 2

D 8.04333 6 3

E 6.85000 6 4

E

E 6.82333 6 5

F 6.04833 6 6

G 5.76333 6 7

H 5.40167 6 8

205

Anexo 30. Resultado SAS valoración sensorial de las muestras almacenas a 4°C y 28°C

durante 8 semanas.

Procedimiento GLM



TEMP 2 4 28

TIEMPO 8 1 2 3 4 5 6 7 8



Procedimiento GLM

Variable dependiente: SENSORY

Suma de Cuadrado de


Modelo 15 30.0609375 2.0040625 6.67 <.0001

Error 624 187.4250000 0.3003606


Cuadrado de


TEMP 1 1.50156250 1.50156250 5.00 0.0257

TIEMPO 7 27.74843750 3.96406250 13.20 <.0001

TEMP*TIEMPO 7 0.81093750 0.11584821 0.39 0.9109

Cuadrado de


TEMP 1 1.50156250 1.50156250 5.00 0.0257

TIEMPO 7 27.74843750 3.96406250 13.20 <.0001

TEMP*TIEMPO 7 0.81093750 0.11584821 0.39 0.9109

Procedimiento GLM

Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para SENSORY


tiene un


Alpha 0.05





206



A 8.19375 320 4

B 8.09688 320 28

Procedimiento GLM

Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para SENSORY


tiene un


Alpha 0.05







A 8.40000 80 2

A

A 8.28750 80 5

A

A 8.25000 80 1

A

A 8.21250 80 3

A

A 8.20000 80 6

A

A 8.18750 80 4

B 7.91250 80 8

B

B 7.71250 80 7

EVALUACION DE LAS CONDICIONES DE SECADO POR ASPERSION DE UN PRODUCTO A BASE DE LACTOSUERO Y PULPA DE...

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