Universidad de La Salle Universidad de La Salle

Ciencia Unisalle Ciencia Unisalle

Ingeniería Ambiental y Sanitaria Facultad de Ingeniería

1-1-2006

Evaluación del efecto que tienen los EM (microrganismos Evaluación del efecto que tienen los EM (microrganismos

eficientes) en las micorrizas para la recuperación de suelos eficientes) en las micorrizas para la recuperación de suelos

intervenidos del área de Mondoñedo intervenidos del área de Mondoñedo

Gladys Andrea Torres Rendón Universidad de La Salle, Bogotá

Xiomara Silva Reyes Universidad de La Salle, Bogotá

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Citación recomendada Citación recomendada Torres Rendón, G. A., & Silva Reyes, X. (2006). Evaluación del efecto que tienen los EM (microrganismos eficientes) en las micorrizas para la recuperación de suelos intervenidos del área de Mondoñedo. Retrieved from https://ciencia.lasalle.edu.co/ing_ambiental_sanitaria/260

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EVALUACION DEL EFECTO QUE TIENEN LOS EM (MICROORGANISMOS EFICIENTES) EN LAS MICORRIZAS PARA LA RECUPERACION DE SUELOS

INTERVENIDOS DEL AREA DE MONDOÑEDO

GLADYS ANDREA TORRES RENDON XIOMARA SILVA REYES

UNIVERSIDAD DE LA SALLE FACULTAD DE INGENIERIA AMBIENTAL Y SANITARIA

AREA DE SUELOS BOGOTA D.C.

2006

1

EVALUACION DEL EFECTO QUE TIENEN LOS EM (MICROORGANISMOS EFICIENTES) EN LAS MICORRIZAS PARA LA RECUPERACION DE SUELOS

INTERVENIDOS DEL AREA DE MONDOÑEDO

GLADYS ANDREA TORRES RENDON XIOMARA SILVA REYES

Proyecto de Investigación para optar el título de Ingeniera Ambiental y Sanitaria

DIRECTOR: Ing. RICARDO CAMPOS

Ingeniero Agrónomo. Mcs Suelos. Mcs Fertilizantes y Medio Ambiente

UNIVERSIDAD DE LA SALLE FACULTAD DE INGENIERIA AMBIENTAL Y SANITARIA

AREA DE SUELOS BOGOTA D.C.

2006

2

NI LA UNIVERSIDAD, NI EL JURADO CALIFICADOR SON RESPONSABLES DE LAS IDEAS EXPUESTAS EN ESTE DOCUMENTO. Art. 95 Parágrafo 1 Reglamento estudiantil

3

NOTA DE ACEPTACION

_______________________________________ _______________________________________ _______________________________________

_____________________________________________ FIRMA DEL DIRECTOR

______________________________________________

FIRMA DEL JURADO

_____________________________________________

FIRMA DEL JURADO

Bogota, D.C Mayo de 2006

4

A Dios, por mostrarme el camino correcto A mi Padre, por todos los esfuerzos para llegar aquí A mi Madre, por enseñarme a alcanzar los sueños

A Nanos, por todo su apoyo y cariño A Nacha, por su ayuda siempre oportuna y sus consejos A Gualo, por su acompañamiento y respaldo A Natis, por su colaboración y su alegría A Alexander, por alentarme a conseguir mis metas, y ofrecerme todo su amor.

Gladys Andrea

5

A Dios, por permitirme culminar esta etapa A mi Padre, por enseñarme que hay que luchar para lograr los sueños

A mi Madre, por su cariño y apoyo A Yese, que aunque no pudo estar aquí, siempre está conmigo

A Tatis, por su compañía, alegría y entusiasmo A Giovanny, por su compañía y optimismo A amigos y compañeros, por su alegría y acompañamiento en está etapa

Xiomara

6

AGRADECIMIENTOS

Los autores expresan su agradecimiento a:

• Ing. Ricardo Campos, Director de tesis, por su tiempo, colaboración y dirección en

la investigación.

• Ing. Camilo Guaqueta, Decano de la Facultad de Ingeniería Ambiental y Sanitaria.

Universidad de la Salle, por su colaboración en todas las gestiones necesarias a

lo largo de la investigación.

• Ing. Yanneth Parra. Directora del laboratorio de Ingeniería Ambiental y Sanitaria.

Universidad de la Salle, por permitirnos emplear el laboratorio de ingeniería

ambiental y sanitaria

• Alexander Nieves, Analista del Laboratorio de Suelos de la Universidad Nacional

de Colombia, por su colaboración en revisión de resultados de los análisis de

fósforo.

• Ing. Carlos Andrés Bastidas. Universidad UDCA, por su guía y colaboración en la

práctica de tinción de raíces.

• Departamento de servicios generales de la Universidad de la Salle, por brindar su

colaboración y el préstamo de las instalaciones.

• Lic. Hoover Varón López. Auxiliar de laboratorio de Química y Biología, por toda su

colaboración, guía y acompañamiento en las prácticas realizadas.

• Carlos Rodríguez. Auxiliar de laboratorio de Ingeniería Ambiental y Sanitaria, por

su apoyo técnico y asesorías en la realización de los análisis.

• Ing. Astrid Maldonado, por la colaboración prestada en la Investigación.

• Ing. Julián correa, por su gran colaboración en la parte estadística de este trabajo

• Ing. Vilma Hernández Montaña, por su amable asesoría, buena disposición y

orientación en la investigación.

• A todas aquellas personas que de una u otra forma participaron en nuestra

investigación.

7

CONTENIDO

Pág.

INTRODUCCIÓN

OBJETIVOS

1. MARCO TEORICO

1.1 ZONA DE ESTUDIO 24

1.2 ACACIA JAPONESA 25

1.3 MICORRIZAS 26

1.3.1 Ectomicorrizas 27

1.3.2 Endomicorrizas 28

1.4 EM (MICROORGANISMOS EFICIENTES) 31

1.5 ABONOS ORGÁNICOS 32

1.5.1 Compost 32

1.5.2 Mulch 33

1.5.3 Gallinaza 33

1.6 PROPIEDADES QUÍMICAS DEL SUELO 34

1.6.1 pH 34

1.6.2 Nódulos 36

1.6.2.1 Rhizobium 38

1.6.3 Fósforo 38

1.7 TEJIDO VEGETAL 39

1.7.1 Calcio 39

8

1.7.2 Magnesio 40

1.7.3 Sodio 40

1.7.4 Potasio 40

1.7.5 Hierro 40

1.7.6 Cobre 40

1.7.7 Manganeso 41

2. METODOLOGÍAS 43

2.1 FASE DE INVERNADERO 43

2.1.1 Construcción y adecuación del invernadero 43

2.1.2 Diseño experimental 45

2.1.3 Análisis Estadístico 46

2.1.4 Siembra 48

2.1.5 Aplicación de Tratamientos 49

2.1.6 Riego 52

2.2 FASE DE LABORATORIO 52

3. RESULTADOS Y ANÁLISIS 54

3.1 INTERPRETACION Y RESULTADOS DE LOS ANALISIS DE SUELO 55

3.1.1 pH 55

3.1.2 Determinación de fósforo 57

3.2 INTERPRETACION Y RESULTADOS DE LOS ANALISIS

MICROBIOLOGICOS 59

9

3.2.1 Porcentaje de infección de micorrizas vesículo-arbusculares (MVA) 60

3.2.2 Número de arbusculos 62

3.2.3 Número de vesículas 63

3.2.4 Conteo de esporas a la mitad 65

3.2.5 Conteo de esporas al final 66

3.3 INTERPRETACION Y RESULTADOS DE LOS ANALISIS DE TEJIDO

VEGETAL 69

3.3.1 Calcio en tejido vegetal 69

3.3.2 Magnesio en tejido vegetal 73

3.3.3 Sodio en tejido vegetal 76

3.3.4 Potasio en tejido vegetal 79

3.3.5 Hierro en tejido vegetal 81

3.3.6 Cobre en tejido vegetal 84

3.3.7 Manganeso en tejido vegetal 86

3.4 INTERPRETACION Y RESULTADOS DE LOS ANALISIS MORFOLÓGICOS 90

3.5 CONTEO DE NÓDULOS 93

4. CONCLUSIONES 98

5. RECOMENDACIONES 101

BIBLIOGRAFÍA 102

ANEXOS 109

10

LISTA DE TABLAS Pág.

Tabla 1. Composición de abonos de origen animal 34

Tabla 2. pH y efectos en el suelo 35

Tabla 3. Efecto del pH sobre la disponibilidad de algunos elementos y procesos

del Suelo 36

Tabla 4. Concentraciones adecuadas de los elementos en las plantas 42

Tabla 5. Dosis a aplicar de abonos orgánicos en Kg/árbol 50

Tabla 6. Elementos requeridos por las plantas 50

Tabla 7. Dosis de EM aplicadas 51

Tabla 8. Análisis de laboratorio 52

Tabla 9. Análisis de varianza ANOVA para pH 55

Tabla 10. Prueba de comparación múltiple de Duncan para pH 56

Tabla 11. Análisis de varianza ANOVA para fósforo disponible 57

Tabla 12. Análisis de varianza ANOVA para % de Infección de micorrizas

vesículo-arbusculares (MVA) 60

Tabla 13. Prueba de comparación múltiple de Duncan para % de infección

de micorrizas vesículo-arbusculares (MVA) 60

Tabla 14. Análisis de varianza ANOVA para número de arbusculos por

tratamiento 62

Tabla 15. Análisis de varianza ANOVA para número de vesículas por

Tratamiento 64

Tabla 16. Análisis de varianza ANOVA para número de esporas en 100g

por tratamiento (a la mitad) 65

Tabla 17. Prueba de comparación múltiple de Duncan para número de esporas

en 100g por tratamiento (a la mitad) 65

Tabla 18. Análisis de varianza ANOVA para número de esporas en 100g

por tratamiento (final) 67

Tabla 19. Prueba de comparación múltiple de Duncan para número de esporas

en 100g por tratamiento (final) 68

11

Tabla 20. Análisis de varianza ANOVA para calcio en plantas de la 1ª siembra 70

Tabla 21. Prueba de comparación múltiple de Duncan para calcio en plantas

de la 1ª siembra 70

Tabla 22. Análisis de varianza ANOVA para calcio en plantas de la 2ª siembra 72

Tabla 23. Análisis de varianza ANOVA para magnesio en plantas de la 1ª

siembra 73

Tabla 24. Análisis de varianza ANOVA para magnesio en plantas de la 2ª

Siembra 75

Tabla 25. Análisis de varianza ANOVA para sodio en plantas de la 1ª siembra 76

Tabla 26. Análisis de varianza ANOVA para sodio en plantas de la 2ª siembra 77

Tabla 27. Análisis de varianza ANOVA para potasio en plantas de la 1ª siembra 79

Tabla 28. Análisis de varianza ANOVA para potasio en plantas de la 2ª siembra 80

Tabla 29. Análisis de varianza ANOVA para hierro en plantas de la 1ª siembra 82

Tabla 30. Análisis de varianza ANOVA para hierro en plantas de la 2ª siembra 83

Tabla 31. Análisis de varianza ANOVA para cobre en plantas de la 1ª siembra 83

Tabal 32. Análisis de varianza ANOVA para cobre en plantas de la 2ª siembra 85

Tabla 33. Análisis de varianza ANOVA para manganeso en plantas de la 1ª

Siembra 86

Tabla 34. Prueba de comparación múltiple de Duncan para manganeso en

plantas de la 1ª siembra 87

Tabla 35. Análisis de varianza ANOVA para manganeso en plantas de la 2ª

Siembra 89

12

LISTA DE FIGURAS

Pág.

Figura 1. Zona de estudio 24

Figura 2. Diferenciación de horizontes 25

Figura 3. Acacia Japonesa 25

Figura 4. Mecanismos de acción de las micorrizas 27

Figura 5. Ectomicorrizas 27

Figura 6. Endomicorrizas 28

Figura 7. Estructuras características de la micorriza arbuscular

a) Arbusculos b) Vesículas 29

Figura 8. Proceso de infección micorrícica arbuscular 31

Figura 9. Intervalos de pH para el crecimiento de los microorganismos del suelo 37

Figura 10. Invernadero construido en las instalaciones de la Universidad de

la Salle. Área de los pinos 44

Figura 11. Homogenización del horizonte mólico (A) 44

Figura 12. Homogenización del horizonte argílico (B) 44

Figura 13. Ubicación de los tratamientos al interior del invernadero 45

Figura 14. Diseño experimental 46

Figura 15. Estado radicular inicial

a) Plantas de la 1ª siembra b) Plantas de la 2ª siembra 48

Figura 16. Abonos orgánicos utilizados en la investigación 49

Figura 17. pH 55

Figura 18. Fósforo disponible 58

Figura 19. Estado radicular final. Plantas de la 1ª siembra 59

Figura 20. % de infección de micorrizas vesículo arbusculares (MVA) 62

Figura 21. Número de arbusculos por tratamiento 63

Figura 22. Número de vesículas por tratamiento 64

Figura 23. Número de esporas en 100g por tratamiento a la mitad 67

Figura 24. Número de esporas en 100g por tratamiento al final 69

13

Figura 25. Calcio en tejido vegetal. Plantas de la 1ª siembra 71

Figura 26. Calcio en tejido vegetal. Plantas de la 2ª siembra 73

Figura 27. Magnesio en tejido vegetal. Plantas de la 1ª siembra 74

Figura 28. Magnesio en tejido vegetal. Plantas de la 2ª siembra 76

Figura 29. Sodio en tejido vegetal. Plantas de la 1ª siembra 77

Figura 30. Sodio en tejido vegetal. Plantas de la 2ª siembra 78

Figura 31. Potasio en tejido vegetal. Plantas de la 1ª siembra 80

Figura 32. Potasio en tejido vegetal. Plantas de la 2ª siembra 81

Figura 33. Hierro en tejido vegetal. Plantas de la 1ª siembra 82

Figura 34. Hierro en tejido vegetal. Plantas de la 2ª siembra 84

Figura 35. Cobre en tejido vegetal. Plantas de la 1ª siembra 85

Figura 36. Cobre en tejido vegetal. Plantas de la 2ª siembra 86

Figura 37. Manganeso en tejido vegetal. Plantas de la 1ª siembra 88

Figura 38. Manganeso en tejido vegetal. Plantas de la 2ª siembra 89

Figura 39. Diámetros de tallos. Plantas 1ª y 2ª siembra 90

Figura 40. Numero de ramas. Plantas 1ª y 2ª siembra 91

Figura 41. Número de hojas. Plantas 1ª y 2ª Siembra 92

Figura 42. Número de nódulos al inicio. Plantas 1ª y 2ª siembra 94

Figura 43. Numero de nódulos al final. Plantas 1ª y 2ª siembra 94

Figura 44. Distribución de nódulos por efecto de la acción micorrícica 95

14

LISTA DE ANEXOS

Pág.

ANEXO A. Reporte de análisis de suelo No. 4517 104

ANEXO B. Composición de abonos orgánicos y EM 105

ANEXO C. Protocolos de laboratorio 108

ANEXO D. Resultados y cálculos - Análisis de suelo 114

ANEXO E. Resultados y cálculos - Análisis microbiológicos 116

ANEXO F. Resultados y cálculos - Análisis de tejido vegetal 118

ANEXO G. Materia orgánica 122

ANEXO H. Pruebas de comparación múltiple de Duncan y Dunnet 123

ANEXO I. Análisis de varianza ANOVA y pruebas de comparación múltiple de

Duncan y Dunnet para variables Morfológicas 141

ANEXO J. Registro de Temperatura 158

15

GLOSARIO

ALFISOL: Suelos forestales con alto contenido de bases, cantidades significativas

mayores de arcilla en el horizonte B que en el horizonte A. Se encuentran en regiones

templadas, tropicales y sub-tropicales.

ARBUSCULOS: Estructuras de corta vida cuya presencia es indicadora de la actividad

metabólica asociado al transporte de sustancias a través de la membrana, del suelo hacia

el huésped.

BACTERIAS ACIDO LÁCTICAS (Lactobacillus spp): Son bacterias que producen ácido

láctico a partir de azúcares y otros carbohidratos sintetizados por bacterias fototrópicas y

levaduras. El ácido láctico es un fuerte esterilizador, suprime microorganismos patógenos

e incrementa la rápida descomposición de materia orgánica.

BACTERIAS FOTOTROFICAS (Rhodopseudomonas spp): Son bacterias autótrofas que

sintetizan sustancias útiles a partir de secreciones de raíces, materia orgánica y gases

dañinos, usando la luz solar y el calor del suelo como fuentes de energía. Las sustancias

útiles desarrolladas por estas bacterias incluyen aminoácidos, ácidos nucleicos,

sustancias bioactivas y azúcares, todos los cuales promueven el crecimiento y desarrollo

de las plantas.

COMPOST: Abono orgánico que se obtiene por descomposición de residuos o desechos

de plantas, animales y otras materias orgánicas que son transformados en una masa

homogénea de estructura grumosa, rica en humus y en microorganismos a través de un

proceso de compostaje (fermentación controlada), este proceso es aeróbico, por lo tanto,

se realiza en presencia de aire, ya que la descomposición la realizan los microorganismos

como bacterias y hongos.

ECTOMICORRIZAS: Clases de micorrizas que están asociadas con especies forestales y

cuyo desarrollo se realiza afuera de las células radiculares. Las hifas de los hongos

16

envuelven las raíces de las plantas, penetran en el parénquima de la corteza, sin infectar

sus células.

ENDOMICORRIZAS: Clase de micorriza característica de los cultivos anuales y cuyo

desarrollo ocurre dentro de las células corticales de la raíz. Las hifas de los hongos

penetran en el tejido cortical de la raíz de la planta y provocan una infección progresiva de

las células de la corteza. Solo se pueden ver al microscopio.

ESPORAS: Tienen formas oval o globosa y presentan diferentes colores y tamaños, son

estructuras importantes en la reproducción del hongo y aseguran la supervivencia en el

suelo.

FERTILIZANTE QUÍMICO: Sustancia o mezcla química natural o sintética utilizada para

enriquecer el suelo y favorecer el crecimiento vegetal, deben presentarse en una forma

que la planta pueda absorber.

GALLINAZA: Material compuesto por las excretas de las gallinas, residuos de alimentos,

plumas, huevos rotos y material fibroso. Su composición química varía de acuerdo con la

cantidad de estos compuestos y el tipo de explotación, dependiendo si este estiércol viene

de gallinas ponedoras o de engorde.

HIFAS: Filamentos o tubulos de que se compone la estructura del hongo cuyo conjunto

constituye el micelio de los hongos. Pueden ser septadas o aseptadas.

LEVADURAS (Saccharomyces spp): Nombre genérico de ciertos hongos unicelulares, que

pertenencen al genero saccharomyces, de forma ovoidea, que se reproducen por

gemación o división. Suelen estar unidos entre sí en forma de cadena, y producen

enzimas capaces de descomponer diversos cuerpos orgánicos. Sintetizan sustancias

antimicrobiales y otras sustancias útiles para el crecimiento de las plantas, a partir de

aminoácidos y azúcares secretados por las bacterias fotosintéticas, la materia orgánica y

las raíces de las plantas, las sustancias bioactivas producidas por las levaduras como

17

hormonas y enzimas, promueven la división activa de células y raíces. Estas secreciones

también son sustratos útiles para las bacterias ácido lácticas y actinomicetos.

MICELIO: Conjunto de hifas unidas y entrelazadas que se originan a partir de esporas

germinadas, penetran a la raíz y dan inicio a la colonización

MICORRIZA: Asociación simbiótica que existe entre las raíces de las plantas y los

hongos, se presenta en el 80% de las plantas superiores las cuales son hospedadoras y

existen aproximadamente 150 especies de hongos micorricicos.

MICROORGANISMOS EFICIENTES (EM): Cultivo mixto de microorganismos benéficos

naturales, sin manipulación genética, obtenidos de ecosistemas naturales,

fisiológicamente compatibles unos con otros.

MULCH: Cubierta superficial del suelo de naturaleza orgánica o inorgánica que tiene un

efecto protector y además ayuda al establecimiento de la vegetación.

NÓDULOS: Engrosamiento o hinchazones de las raíces de algunas plantas habitadas por

bacterias simbióticas fijadoras de nitrógeno.

PRE-INFECCION: Actividad de los propágulos infectivos presentes en el suelo que

circunda la raíz.

PENETRACION: Formación de un “punto de entrada” que se caracteriza por el desarrollo

de un abultamiento o apresorio en el punto de contacto sobre la superficie de la raíz.

PROPAGULOS: Estructuras de reproducción o inóculos.

REPETICIONES: Unidades experimentales en bloques diferentes en las que se aplica el

mismo tratamiento.

18

RHIZOBIUM: Bacterias del suelo de la familia Rhizobium que inducen la formación de

nódulos en las raíces de las plantas, que comúnmente son denominados rizobios.

RIZOSFERA: Parte de la tierra que rodea las raíces de las plantas. Zona de interacción

entre las raíces de las plantas y los microorganismos del suelo. Normalmente ocupa entre

unos cuantos milímetros o algunos centímetros de la raíz. Esta región se caracteriza por

el aumento de la biomasa microbiana y de su actividad. La comunidad de la rizosfera

consiste en una microbiota (bacterias, hongos y algas), una micro y mesofauna

(protozoos, nematodos, insectos y ácaros).

SIMBIOSIS: Interdependencia de dos organismos de especies diferentes, cuando los

organismos obtienen un beneficio mutuo la relación recibe el nombre de mutualismo,

cuando un organismo satisface sus necesidades a costa de perjudicar a otro la relación

recibe el nombre de Parasitismo.

SUELO: Cubierta superficial de la mayoría de la superficie continental de la tierra. Es un

agregado de minerales no consolidados y de partículas orgánicas producidas por la

acción combinada del viento, el agua y los procesos de desintegración orgánica en la cual

las plantas fijan sus raíces y a partir de donde obtienen nutrientes y la humedad que

requieren para su desarrollo.

TRATAMIENTO: Procedimiento cuyo efecto se mide y se compara con otros.

UNIDAD EXPERIMENTAL: Unidad de material a la cual se le aplica un tratamiento.

VESÍCULAS: Estructuras ovaladas a esféricas, cuya función más probable es la de

almacenar los nutrientes.

19

RESUMEN

Debido a que el suelo forma parte fundamental de los procesos que se llevan a cabo en

los ecosistemas, son indispensables los estudios e investigaciones dirigidos a la

recuperación y sostenibilidad de suelos que han sufrido alteraciones naturales o

antrópicas. Esta investigación está dirigida a la recuperación de un suelo del sector de

Mondoñedo por medio de micorrizas vesículo arbusculares y EM (Microorganismos

Efectivos) en mezcla con algunos materiales orgánicos (compost, mulch, gallinaza) y

fertilizante químico. Para ello se empleó un diseño de bloques al azar con tres

repeticiones de 8 tratamientos para un total de 24 unidades experimentales. Los

tratamientos fueron conformados de la siguiente forma: T1(testigo), T2(EM), T3(compost +

EM), T4(mulch + EM), T5(gallinaza + EM), T6(fertilizante químico + EM), T7(compost +

mulch + gallinaza + EM), T8(compost + mulch + gallinaza + fertilizante químico + EM). Se

sembró Acacia Japonesa (Acacia Melanoxylon) porque soporta bien toda clase de

suelos aunque prefiere los ligeramente ácidos. Para la recuperación de este suelo se

utilizaron los hongos micorrícicos presentes en él cuantificando su porcentaje de

infección, número de esporas, número de nódulos y la relación existente entre los

recuperadores utilizados y las micorrizas y se determinó la acción que tienen sobre las

plantas en la absorción de algunos nutrientes (Ca, Mg, Na, K, Fe, Cu, Mn), así mismo, se

evaluó el pH y el fósforo disponible en el suelo y algunas variables morfológicas como

diámetro de tallos, número de ramas y número de hojas. Los datos obtenidos fueron

sometidos a un análisis de varianza ANOVA para determinar si existían diferencias

significativas entre los tratamientos y una prueba de comparación múltiple (Duncan) para

determinar como habían sido esas variaciones. Se determinó el tratamiento con más

porcentaje de infección micorricica, número de vesículas y arbusculos, el efecto de los EM

en las micorrizas, la concentración de Ca, Mg, Na, K, Fe, Cu y Mn en tejido vegetal,

concentración de fósforo disponible en el suelo, aumento de pH, número de nódulos en la

raíz y número de esporas en el suelo. De igual forma, se midió el diámetro de los tallos,

el número de ramas y hojas como variables morfológicas en las plantas.

PALABRAS CLAVES: Acacia japonesa, compost, EM, gallinaza, micorrizas, mulch

20

ABSTRACT

Due to the fact that the soil is a fundamental part of the processes that concerns with the

ecosystems, it is important that the studies and investigations are indispensable in the

recovery and support of the soils that have suffered natural or antropics alterations. This

investigation is directed to the recovery a soil of mondoñedo’s sector by means of

arbuscular mycorrhizal and EM (Effective Microorganisms) in mixture with some organics

materials (compost, mulch, gallinaza) and chemical fertilizer. For it, purpose blocks were

used at random by three repetitions of eight treatments for a total 24 experimental units.

The treatments were formed of the following ways: T1 (the first view); T2 (EM); T3

(compost + EM); T4 (mulch + EM); T5 (gallinaza +EM); T6 (chemical fertilizer + EM); T7

(compost + mulch + gallinaza + EM); T8 (compost + mulch + gallinaza + chemical fertilizer

+ EM). There was sowed Japanese acacia (Acacia Melanoxylon) because, in the zone is

being used for re-sowed, it supports well all kinds of soils, though it prefers lightly acids.

For the recovery of this soil was used the mycorrhizal fungi present in it quantifying its

percentage of infection, numbers of spores, numbers of nodules and the relationship

between the organics materials used and the mycorrhizal and determined the action that

they have on the plants in the absorption of some nutriments (Ca, Mg, Na, K, Fe, Cu, Mn).

In the same way, it was taken into account appraisement the pH and the available

phosphorus in the soil and some morphologics variables like diameter of stems, number of

branches and numbers of leaves. The obtained information was submitted to a variance

analysis ANOVA to determine if there significant differences between the treatments and a

multiple comparison test to determine how had they been. It determined the treatment

with much percentage of mycorrhizal infection, vesicular numbers, arbuscular numbers,

the effect of EM on the mycorrhizal, the absorption of Ca, Mg, Na, K, Fe, Cu, Mn in vegetal

weave, absorption of available phosphorus in the soil, the rise of pH, nodules numbers, on

the root and spores numbers in the soil. In the same way, it measured the diameter of

stems, number of branches and numbers of leaves like morphologic changes in the plants.

KEY WORDS: Japanese acacia, compost, EM, gallinaza, mycorrizal fungi, mulch.

21

INTRODUCCION

El presente trabajo se realizó con el fin de estudiar el efecto que tienen los EM

(microorganismos eficientes), la interacción de éstos con materiales orgánicos

(compost, mulch y gallinaza) y los fertilizantes químicos sobre las micorrizas a nivel de

invernadero.

Para el desarrollo de esta investigación, se escogió suelo de Mondoñedo (por sus

características erosivas, bajas concentraciones de elementos, choque de los vientos y

la intervención del hombre) y Acacia Japonesa o Acacia Melanoxylon, (puesto que

es una especie introducida que sobrevive en condiciones extremas de sequía,

suministro insuficiente de nutrientes, variaciones drásticas de temperatura, entre otros

y se está utilizando para reforestar la zona).

Una muestra de suelo se llevó a invernadero donde se montaron 24 Unidades

Experimentales distribuidas en 8 tratamientos (testigo; EM; compost + EM; mulch +

EM; gallinaza + EM; fertilizante químico + EM; compost + mulch + gallinaza + EM;

compost + mulch + gallinaza + fertilizante químico + EM) con 3 repeticiones cada uno

y una distribución aleatoria dentro del invernadero. Fue necesario realizar dos

siembras de plantas de Acacia Japonesa en periodos diferentes ya que las plantas de

la 1ª siembra no se adaptaron a las condiciones iniciales del invernadero, por lo tanto,

la 2ª siembra se realizó 38 días después. Se realizaron análisis de suelo (pH, fósforo

y esporas), análisis Microbiológicos (porcentaje de infección micorricica, número

vesículas y número de arbusculos), análisis de tejido vegetal (Ca, Mg, Na, K, Fe, Cu,

Mn) y características morfológicas (diámetro del tallo, número de nódulos, ramas y

hojas).

22

OBJETIVOS

OBJETIVO GENERAL Determinar el efecto que tienen los EM (microorganismos eficientes) sobre las micorrizas

de los suelos erosionados del área de Mondoñedo y su influencia en mezcla con otros

recuperadores de suelo.

OBJETIVOS ESPECIFICOS - Comprobar el tratamiento que promueve una mejor simbiosis micorriza-acacia.

- Establecer cuál es el tratamiento que tiene mayor porcentaje de infección de

micorricica.

- Determinar por análisis el número de esporas producidas por tratamiento aplicado.

- Calcular la concentración de elementos en el tejido vegetal.

- Definir la concentración de elementos nutricionales (Ca, Mg, Na, K, Fe, Cu, Mn)

que aportan los EM al suelo.

23

1. MARCO TEORICO

1.1 ZONA DE ESTUDIO El sector de Mondoñedo está localizado en el municipio de Mosquera en el departamento

de Cundinamarca, en la parte inferior del piedemonte, en relieve inclinado a ligeramente

inclinado con pendientes de 1 al 12%. El desarrollo del área de estudio está

estrechamente ligado con el origen y evolución de la cordillera Oriental. Predominan

rocas sedimentarias de ambiente marino y ambiente continental, provenientes de

depósitos aluviales, coluviales, glaciares y fluvioglaciares (cuaternario); posee sedimentos

epicontinentales con dominio de areniscas, lutitas negras, localmente calizas y limolitas.

Tiene una altura de 2700 m.s.n.m. con una temperatura de 14ºC, clima frío - seco1 con

una precipitación de 800 mm/año y humedad moderada.

Figura 1. Zona de Estudio

on suelos de reacción medianamente ácida a ligeramente básica, alta capacidad de

intercambio catiónico, mediana a alta saturación de bases, contenidos bajos de magnesio,

potasio, fósforo y medios a altos de calcio, la fertilidad es baja.

Los suelos presentan diferente grado de

evolución en concordancia con la

posición que ocupan, en la zona de

investigación predominan los alfisoles,

suelos de evolución moderada a alta

influenciados en algunos sectores por

cenizas volcánicas, muy profundos, bien

drenados y de texturas moderadamente

finas a moderadamente gruesas.Fuente: Las autoras

S

1 Según método de Thorntwaite. IGAC. Estudio General de Suelos y Zonificación de Tierras.

Departamento de Cundinamarca. Tomo I. Pág. 220.

24

Figura 2. Diferenciación de Horizontes

Estos suelos son muy susce s a la la formación

e cárcavas profundas.

n

nitrógeno atmosférico, en nitrato (NO3), asimila pecie de

árboles es nativa de Australia y se ha convertido en una especie introducida en el país

ptible erosión severa por lo cual se produce

d

1.2 ACACIA JAPONESA

Estos árboles se han propagado debido a que esta especie presenta unos nódulos

raíces que encierran las bacterias del genero Rhizobium capaces de transformar el

e las

ble para las plantas. Esta es

Género de árboles y arbustos de la familia

(mimosaceae).

Muchas de las especies son sensitivas

de las Mimosáceas

porque el tipo normal de hoja es la

bippinada (doblemente ramificada), se

repliegan y contraen como si estuvieran

marchitas como respuestas al más ligero

estímulo mecánico, químico o eléctrico. Fuente: Dorling Kindersley. 2003

Tienen una distribución de horizontes A Horizonte A:

(0-45 cm de profundidad), de color negro,

de textura franco arcillosa y estructura

te

36 cm

Horizonte B:

57cm

Epipedon

blocosa subangular moderadamen

desarrollada. El Horizonte B (45-100 cm),

es pardo amarillento oscuro, de textura

franco arenosa y estructura blocosa

subangular débilmente desarrollada.

Fuente: Las autoras

Mólico

Endopedón Argílico

Figura 3. Acacia Japonesa

25

porque soporta bien toda clase de suelos, aunque prefiere los ligeramente ácidos, se utiliza como ejemplar aislado o formando grupos para el control de la erosión, la

recuperación de terrenos secos o inestables, rompevientos, leña y madera. Además, son

recomendadas y empleadas en el fortalecimiento de los taludes que bordean las

carreteras del país.

1.3 MICORRIZAS

MICORRIZA2 significa literalmente “hongo de la raíz” y se refiere a la asociación

simbiótica que existe entre las raíces de las plantas y los hongos. El hongo coloniza la

ermitiendo aumentar el área de exploración de las raíces en el suelo

accediendo a una mayor zona de contacto, a la vez que incrementan la longevidad de las

ósforo a través de sus raíces, aumentan la tolerancia a las

enfermedades en las plantas compitiendo con microorganismos patógenos por el espacio

raíz de la planta p

raíces y le proporciona nutrientes, minerales y agua, que extrae del suelo por medio de su

red externa de hifas, mientras que la planta suministra al hongo sustratos energéticos y

carbohidratos que elabora a través de la fotosíntesis; se presenta en el 80% de las

plantas superiores las cuales son hospedadoras y existen aproximadamente 600 especies

de hongos micorrícicos.

Las micorrizas mejoran el crecimiento general de la planta al optimizar la adquisición de

fósforo (por absorción) y zinc, estimulan la fijación del nitrógeno en las plantas noduladas,

aumentando el flujo de f

en las raíces, contra el estrés hídrico y salinidad, la adquisición de nutrientes como cobre,

potasio, calcio, magnesio y azufre, efecto positivo sobre el desarrollo y distribución de

biomasa, producción de hormonas estimulantes o reguladoras de crecimiento vegetal,

mejoran el uso del agua, la tolerancia a la sequedad y contribuyen en la recuperación de

suelos por ser formadores de agregados, lo cual frena la erosión del terreno y la

desertificación.

2 Brock, Biología de Los Microorganismos. 1999. Pág. 590

26

Figura 4: Mecanismos de acción de las micorrizas.

Fuente: Guerrero Forero, Eduardo. 1996 Pág. 6

Las micorrizas se dividen en 2 clases generales:

1.3.1 n

asociadas con especies forestales y cuyo desarrollo

ifas

de los hongos envuelven las raíces de las plantas,

Ectomicorrizas: Son aquellas que está

se realiza afuera de las células radiculares. Las h

penetran intracelularmente en el parénquima de la

corteza, sin infectar sus células.

Fuente: Biotriton S.A3

onible en www.biotri-ton.cl/index.php?pagina=micorriza

Planta con Micorriza

Planta sin Micorriza

Figura 5. Ectomicorriza

3 Disp

27

Se pueden evidenciar a simple vista, se producen en coníferas de latitudes templadas,

suelen ser acidofílicas.

ulo-arbuscular (MVA) forma en las

corteza extremos de hifas ramificados, similares a un árbol llamados

arbusculos y vesículas como órganos de reserva.

e la actividad metabólica asociada al

transporte de sustancias a través de la membrana, que siempre terminan por ser

aparición de

ensanchamientos terminales en las hifas. Las infecciones micorrícicas formadas

4 Ibid.,

En ste proceso, la endomicorriza o micorriza vesíc

célu as de la

1.3.2 Endomicorrizas: Son aquellos característicos

de los cultivos anuales

e

l

Arbusculos: Son estructuras de corta vida (de algunos días hasta algunas

semanas) cuya presencia es indicadora d

digeridos por la planta hospedadora. En ocasiones su observación al microscopio

de luz se dificulta en particular cuando se trata de plantas de raicillas gruesas ricas

en colorantes y taninos. Estos arbusculos son los que aseguran una gran

superficie de contacto entre ambos simbiontes. La figura 7a muestra la estructura

característica de un arbusculo encontrado en la raíz de una planta.

Vesículas: Su aparición es posterior a la de los arbusculos, el micelio empieza a

acumular reservas de Carbono lo cuál se manifiesta mediante la

por hongos endomicorricicos no siempre producen vesículas, razón por la cuál,

y cuyo desarrollo ocurren

dentro de las células corticales de la raíz. Las hifas

de los hongos penetran en el tejido cortical de la raíz

de la planta y provocan una infección progresiva de

las células de la corteza. Solo se pueden ver al

microscopio. Fuente: Biotriton S.A4

Figura 6. Endomicorrizas

28

según Morton, éstas no pueden ser consideradas estructuras comunes a todos los

ongos formadores de micorrizas arbusculares3. La figura 7b muestra la

estructura característica de una vesícula.

Figura

b.) Fuente: Guerrero Forero, Eduardo. 1996

, esporas a

algunos casos, las forman en el interior de la raíz a

partir del micelio interno. Las esporas de resistencia pueden permanecer inalteradas en el

h

7. Estructuras características de la micorriza arbuscular

a.) Arbusculo Vesícula

Los hongos formadores de micorrizas arbusculares producen, normalmente

partir del micelio externo, y también en

suelo por mucho tiempo, mientras que las hifas del hongo se colapsan tras una

permanencia en suelo de 2 a 4 semanas si no encuentran una raíz hospedadora. La

colonización se produce en primera instancia por una identificación mutua planta-Hongo

en la rizosfera, en regiones próximas a las raíces nutricias. Está asociada a la actividad

de los propágulos infectivos presentes en el suelo, dichos propágulos pueden ser esporas

o micelios fúngicos, y ese segmento fúngico se encuentra vinculado a raicillas de plantas

3 Morton, J.B. Evolutionary relationships among arbuscular mycorrhizal fungi in the Endogonaceae.

Mycologia. 1990.

29

vivas o segmentos de raíz infectados. La germinación de las esporas requieren en

muchos casos del estimulo de exudados radicales (“triggers” sensu DANIELS, 1984)4. Un

tubo de germinación o una hifa micelial se elonga hasta entrar en apresorio o

abultamiento (formación de un “punto de entrada”) en el punto de contacto sobre la

superficie de la raíz. En tercer lugar se producen cambios morfológicos y estructurales

tanto en los tejidos colonizados por el hongo, como en la organización de la pared celular

de la planta, que conducen al establecimiento de una unidad de colonización que se

puede extender hasta 1 cm de distancia a partir del punto de penetración. Posteriormente

se procede a la integración fisiológica de ambos simbiontes (hongo-planta), y por último

se produce una alteración de las actividades enzimáticas, que se coordinan entre los

simbiontes para integrar sus procesos metabólicos5. La figura 8 ilustra el proceso de

infección micorricíca-arbuscular.

“Las micorrizas6 son consideradas en la actualidad a nivel mundial como biofertilizantes,

bioprotectores y biorreguladores para la mayoría de cultivos y ya hacen parte del manejo

integrado de suelos y de plagas, así como del manejo de los materiales micropropagados

on las propiedades físico-químicas del suelo y

variables climáticas; y factores bióticos, como el tipo de comunidad vegetal, condiciones

en el área de la biotecnología vegetal”.

El desarrollo de las micorrizas se puede ver afectado por el comportamiento de variables

ambientales: factores abióticos, que s

fisiológicas de la planta, interacciones con otros organismos del suelo y prácticas

antrópicas.

4 Daniels, B.A 1984. Ecology of VA mycorrhizal fungi. En: Va Mycorrhiza. Pág. 35 - 55 5 Azcón - Aguilar, C & . Barea , J.M. Investigación y Ciencia: Micorrizas. 1980. Pág 47. 6 Azcón – Aguilar, C. Cantos, M. Troncoso, A. Barea, J.M. Beneficial effect of arbuscular

mycorrhizas on acclimatization of micropropagated cassava plantlets. Scientia Horticulture 72: 63-

71

30

Figura 8. Proceso de Infección Micorrícico-Arbuscular

Penetración

Colonización

Esporulación del Hongo

Desarrollo del Micelio Externo

Intraradical

Fuente: La

.4 EM (Microorganismos Eficientes)

desarrollada en la década de los ochenta por el Doctor Teruo Higa,

en Okinagua, Japón. EM, es una

oorganismos eficaces), cultivo mixto de

desarrollo estos

s Autoras

1

La tecnología EM fue

profesor de horticultura de la Universidad de Ryukyus

abreviación de effective microorganisms (micr

microorganismos benéficos naturales, sin manipulación genética, presentes en

ecosistemas naturales, fisiológicamente compatibles unos con otros.

Los principales grupos de microorganismos en el EM son las bacterias ácido lácticas,

bacterias fototróficas, actinomicetos y levaduras las cuales toman sustancias generadas

por otros organismos basando en ello su funcionamiento y

microorganismos se encuentran en una solución líquida a un pH 3.5 lo cual evita la

reproducción de patógenos.

31

El uso de EM en la agricultura tiene muchos efectos benéficos. Dentro de los más

investigados y promovidos encontramos que promueve la germinación, crecimiento,

orecimiento, fructificación y maduración de las plantas cultivadas, realza la capacidad

que la aplicación de EM

ejora el suelo y cuando las condiciones de éste facilitan la propagación de los

bre la planta .

n aquellos productos que contienen materia orgánica, en forma utilizable para las

elementos para el crecimiento y desarrollo vegetal9.

s un proceso biológico aerobio, mediante el cual los microorganismos actúan sobre la

ma biodegradable (proceso de humificación) como restos de cosecha,

siduos orgánicos y estiércol animal, entre otros, bajo condiciones controladas y en

ausencia de suelo.

fl

fotosintética de las plantas, incrementa la eficiencia de la materia orgánica como

fertilizante, desarrolla resistencia de las plantas a plagas y enfermedades y mejora las

propiedades físicas, químicas y biológicas del suelo, entre otras.

Con los beneficios antes mencionados, la necesidad de usar EM disminuye con el tiempo

porque los microorganismos se propagan por sí solos, puesto

m

microorganismos, la aplicación de EM es requerida sólo ocasionalmente para mantener

las poblaciones7, requiere menores cantidades de materia orgánica, mejora la biota del

suelo, las propiedades físicas y elimina el uso de agroquímicos.

La aplicación de EM corresponde al 5% del riego; para materas se da en una proporción

1:1000 (1ml de EM a 1 litro de agua), con una aplicación directa so 8

1.5 ABONOS ORGANICOS So

plantas y aportan uno o más

1.5.1 Compost

E

teria rápidamente

re

7 Disponible en: www.uniminuto.edu/fing/em.htm 8 Entrevista con la Ing. Paula Rueda. Fundases 9 Técnico en Agricultura. Tomo I. 2002. Pág. 120.

32

El compost es un nutriente para el suelo que mejora la estructura y ayuda a reducir la

erosión y la absorción de agua, aumenta el contenido de macronutrientes (N, P, K) y

micronutrientes (Fe, Mn, Zn, Co, Se, I) mejora la actividad biológica. Se debe tener en

cuenta el tipo de residuo, la temperatura (35-55ºc), humedad (40-60%), pH (6 – 7.5),

esta trabajando, de

aturaleza orgánica o inorgánica que tiene un efecto protector y además ayuda al

establecimiento de la vegetación, suministra nutrimentos, aumenta la humedad del suelo,

isminuye la temperatura y aumenta drásticamente la actividad de lombrices que a su vez

s más rico en ácido fosfórico y cal que el vacuno

ebido a las altas concentraciones de elementos en las raciones que consumen y al bajo

porcentaje de humedad que contiene este estiércol.

Está constituida por celulosa, albuminoides, urea, ácido úrico y está unida a una gran

fuente de nitrógeno de los

n relación a los elementos mencionados anteriormente.

oxígeno, relación C/N equilibrada (25-35) y población microbiana10.

1.5.2 Mulch

Es un acolchado que se coloca en la superficie del área en la que se

n

d

mejoran la tasa de infiltración de agua.

1.5.3 Gallinaza

El estiércol de aves (gallinaza) es 5 vece

d

población microbial. El estiércol utilizado es de las gallinas ponedoras, pues a las de

engorde se le aplican antibióticos los cuales darán como resultado la eliminación de

microorganismos en sus heces. La gallinaza es la principal

abonos, igualmente aporta fósforo, potasio, calcio, magnesio, hierro, manganeso, zinc,

cobre y boro11.

La tabla 1 muestra la composición de algunos abonos de origen animal con respecto al %

de humedad y el aporte de nutrientes básicos demostrando que la gallinaza es el abono

más completo co

10 Disponible en: www.infoagro.com/abonos/compostaje.asp 11 Bongcam Vasquez, Elkin. Guía para Compostaje y manejo de Suelos. 2003. Pág 13 - 29

33

Tabla 1. Composición de abonos de origen animal

ANIMAL HUMEDAD N P K

% Kg/Ton

Ganado lechero 79 5.6 1.0 5.0

Ganado de engorde 80 7.0 2.0 4.5

Cerdos 75 5.0 1.4 3.8

Caballos 60 6.9 6.0 1.0

Ovejas 65 14.0 2.1 10.0

Gallinas 25 17.0 8.1 12.5 Fuente: 8

1.6 PROPIEDADES QUÍMICAS DEL SUELO

Están muy relacionadas con la fertilidad del suelo, los nutrimentos de las plantas están

frecuentemente retenidos como iones intercambiables y por consiguiente su persistencia

plantas depende de las reacciones de

tercambio. Entre las propiedades químicas del suelo se encuentran:

del mismo ya que

epende de éste la asimilación y disponibilidad de los macronutrientes y micronutrientes,

que in o en sus características químicas como físicas; tiene, además,

considerable impacto sobre la biota y microbiota edáfica. Se define como la relación

Oler, 196

en el suelo y su aprovechabilidad para las

in

1.6.1 pH

La reacción del suelo se refiere a las relaciones de acidez y basicidad

d

fluye tant

existente entre los contenidos de protones e iones OH-. La mayor parte de los suelos

tienen un pH situado entre 4 y 8.512. La tabla 2 ilustra los efectos en el suelo de acuerdo

con la escala de pH.

12 Broock, Microbiología del Suelo. Op. Cit., p 11

34

Tabla 2. pH y Efectos en el suelo

pH Efectos

Menor de 5.5 Fuerte a extremadamente ácido. Posible toxicidad del aluminio y del manganeso. Posibles deficiencias de fósforo, calcio, magnesio, nitrógeno y molibdeno.

5.5 – 5.9 Moderadamente ácido, baja solubilidad del fósforo, irregular disponibilidad de calcio y magnesio.

6.0 – 6.5 Ligeramente ácido. Condición adecuada para el crecimiento de la mayoría de los cultivos.

6.6 – 7.3 Casi Neutro o Neutro. Buena disponibilidad de calcio y magnesio. Moderada disponibilidad de fósforo y baja disponibilidad de micronutrientes.

7.4 – 8.0 Alcalino. Posible exceso de calcio, magnesio y carbonatos, baja solubilidad de fósforo y micronutrientes.

> 8.0 Muy Alcalino. Posible exceso de sodio intercambiable.

Fuente: ICA. Fertilización en diversos Cultiv

El pH depende de factores y procesos que giran en torno al desarrollo evolutivo del suelo

tales como: clima, material parental, naturaleza de los compuestos orgánicos, tiempo de

evolución, grado de eliminación de cationes ya sea por lavado o por extracción continua

or aluminio e

idrógeno), acumulación de sales y/o sodio intercambiable y aplicación de fertilizantes.

a mayor parte de los suelos son neutros y la gran mayoría de los microorganismos son

neutrófilos, parecen crecer mejor en torno a un pH 7 y esto lo reflejan las poblaciones de

microorganismos que han sido cuantificadas en suelos con distinto pH. Una acidez o

alcalinidad excesivas hacen del suelo un terreno inhóspito para el crecimiento de las

os. Quinta aproximación. 1992. p. 19

de plantas (como calcio, magnesio, sodio que son reemplazados p

h

Los nutrientes tienen la máxima solubilidad en un pH de 6 – 7, indicando el potencial

agrícola del suelo. La tabla 3 ilustra el efecto del pH sobre la disponibilidad de algunos

elementos y procesos del suelo.

L

35

plantas y microbios. En su mayoría, los microorganismos son metabolicamente

intolerantes a un pH bajo.

Tabla 3. Efecto del pH sobre la disponibilidad de algunos elementos procesos del suelo.

Elemento o Proceso pH de máxima disponibilidad

N 6 – 8

P 5.6 – 6.6

K y S > 6

Ca y Mg > 6.5

Fe < 6

Mn < 5.5

Cu y Zn 5 – 7

B 5 – 7 y > 9

Al < 5.5

Na > 8.5

Nitrificación 6 – 8

Desnitrificación 6 - 8

Fuente: Jaramillo, Daniel. 2002 p 352

Cabe clasificar los microorganismos en tres grupos basados en el pH en el que se

produce el crecimiento óptimo, acidófilos (que prefieren los ambientes ácidos), neutrófilos

(crecen mejor en ambientes con un pH neutro) y alcalófilos (amantes de los ambientes

alcalinos). La figura 9 muestra el intervalo de pH al cuál crecen ciertos microorganismos

donde se desarrollan mejor y la acción microbiana es optima.

1.6.2 Nódulos

Dalton y Mortenson 1972; Brill 1975, 1979, 1980; Bergensen 1978; Nutman 1978; Schmidt

1978; Dazzo 1982; Lynch 1982; Postgate 1982, 1992; Smith 1982, Campbell 1985;

Dillworth y Clen 1991; Evans Etal 1991 nos presentan la siguiente definición: “Consiste en

36

la invasión de las raíces de algunas plantas por bacterias fijadoras de nitrógeno, que

causan la formación de un crecimiento tumoral de la raíz denominado nódulo. Dentro del

ódulo, las bacterias fijadoras de nitrógeno convierten el nitrógeno atmosférico en

puesto que proporciona el nitrógeno necesario para el crecimiento de las

lantas y de las bacterias.”13

nte: Broock, Microbiología del Suelo Pág. 151.

proceso de nodulación es el resultado de una compleja secuencia de interacciones

re los rhizobium raíces (Sulheim 1984; Brewin 1991)14. Las condiciones del suelo

en un marcado efecto sobre los rhizobium, puesto que afectan tanto a la supervivencia

n

amoniaco, com

p

Figura 9. Intervalo de pH para el crecimiento de los microorganismos del suelo.

Fue

l

nt

en

E

e y las

ti

13 Bartan, Richard. M, Ronald. Ecología Microbiana y Microbiología Ambiental. 2002. Pág. 10614 Ibid., p 109

Acidófilos

Neutrófilos

Alcalófilos

2 3 4 5 6 7 8 9 10

pH

Ddensidad de Población relativa

37

como a la capacidad de infectar a los pelos radicales (Dixon 1969, Alexander 1985)15. Los

tolerar bajas temperaturas de hasta 5ºC y

e 40ºC, sensibles a pH bajos y no pueden establecer infecciones en suelos ácidos,

elo pueden presentar cambios morfológicos y

parecer como bacilos o formas cocoides flageladas, pueden crecer en medios de cultivo

complejos que les proporcionen requerimientos metabólicos (fuentes de carbón, fuentes

e nitrógeno, vitaminas y elementos minerales)16.

entos nutritivos minerales absorbidos

or las plantas (después del nitrógeno) y los microorganismos. Se trata de un

en el suelo bajo las

rmas orgánica y mineral, la fracción orgánica se encuentra en el humus y otros

materia pueden o no estar asociados con él. La fracción inorgánica o

ineral, se presenta en numerosas combinaciones con Fe, Al, Ca, P y otros elementos.

rhizobium son mesófilos, pero algunos pueden

d

concentraciones relativamente bajas de iones de nitrato y de nitrito también inhiben la

formación de los nódulos. Los nódulos presentan un color característico marrón-rojizo

debido a la presencia de hemoglobina.

1.6.2.1 Rhizobium Son bacilos heterótrofos y aeróbicos capaces de formar nódulos en las raíces de las

leguminosas, con las cuales establece una asociación simbiótica para fijar el nitrógeno

atmosférico. Los rhizobium en el su

a

d

En general crecen en pH de 5 – 8, temperaturas entre 25ºC – 30ºC.

1.6.3 Fósforo

Es el segundo nutriente inorgánico entre los elem

p

componente esencial del ARN, el ADN y el ATP. Se encuentra

fo

les orgánicos que

m

Es indispensable en procesos donde hay transporte, almacenamiento y transformación de

energía; actúa también en la fotosíntesis, respiración, división y elongación celular,

15 Ibid., p 109 16 Ibid., p 111

38

estimula la formación temprana y el crecimiento de las raíces, interviene en la formación

de los órganos de reproducción de las plantas, es vital para la formación de semillas,

(Guerrero, 1991; Brokes, 1984).

Los microorganismos transforman el fósforo orgánico inasimilable en fósforo mineral

asimilable (mineralización); y, transforman el fósforo mineral en fósforo orgánico

(inmovilización). Este proceso se realiza cuando los microorganismos toman el fósforo

del suelo para formar sus propios cuerpos.

El contenido de P total en el suelo es relativamente pequeño. Lipman y Conybeare17,

1.7 TEJIDO VEGETAL

mente entre los diferentes

rganos de la planta: hojas, pecíolos, granos, tallos, raíces y la edad del tejido (por

ejempl as). Al interior de la planta podemos encontrar varios

lementos tales como:

a de hojas porque viran a color anormal (amarillas o manchas)18.

obtuvieron un promedio de 1.240 Kg/Ha, para el P total en los primeros 18 centímetros de

la superficie de tierra cultivable. Esta cifra representa el 0.064% en peso para el P,

asumiendo que la hectárea pesa 2.000.000 de Kilogramos.

El análisis de tejido Vegetal tiene la ventaja de medir el contenido total del nutrimento en

la planta y no solamente la fracción denominada “disponible” (como sucede en los análisis

de suelos). El contenido de elementos varía significativa

ó

o, hojas jóvenes o viej

e

1.7.1 Calcio: Todas las plantas necesitan Calcio para formar los tabiques de las células, a

los que da la consistencia y permeabilidad adecuada para la absorción nutritiva de las

raíces y circulación de la sabia. La carencia de Calcio disminuye el espesor de las

membranas celulares, lo que hace permeable las raíces a los elementos tóxicos, así

mismo producen la caíd

17 Lipman, J,G and A.B Conybeare. Preliminary note on the inventory and balance sheet of plant

nutriments in the United States. New Jersey. 1936, 607 p. 18 Ibíd., Pág. 113

39

1.7.2 Magnesio: Los suelos agrícolas se encuentran bien dotados de magnesio, pero

desaparece del primer horizonte por cambios iónicos con potasio y amonio, forma parte

de la clorofila de las plantas, interviene en la circulación del fósforo. La carencia de

magnesio produce clorosis y paralización de la fotosíntesis19. 1.7.3 Sodio: Se encuentra en todos los suelos y en todas las plantas, tiene una función

fisiológica semejante a la del potasio, interviene en la fotosíntesis y participa como

regulador del agua de transpiración, moviliza magnesio desprendiéndolo del complejo

arcilloso mediante un cambio iónico para hacerlo pasar al extracto acuoso del suelo

onde es absorbido por las plantas20.

suelos disminuye la absorción de calcio, magnesio

cobre; mientras que su escasez aumenta la asimilación de dichos elementos.21 La

1.7.6 Cobre: La mayoría de suelos contienen cobre pero escasea en los dotados de gran

cantidad de materia orgánica. Todas las plantas tienen cobre pero aún no se conoce su

función fisiológica, se cree que el cobre está relacionado con la fijación de nitrógeno. La

abundancia de nitrógeno, fósforo y potasio en el terreno frenan la absorción de cobre. La

d

1.7.4 Potasio: Es un elemento principal de la nutrición de las plantas, cuando existe

presencia de sodio en el suelo favorece la asimilación de potasio por las plantas. El

potasio presenta diferencia con el calcio, magnesio, cobre y otros elementos, de tal

manera que la riqueza potásica en los

y

carencia de potasio causa alteraciones en las plantas que se reflejan en su desarrollo y la

coloración.

1.7.5 Hierro: Dá el color al suelo (tonos rojos, amarillos y oscuros) debido a los

compuestos férricos, es necesario para la nutrición de los vegetales, constituye con la

clorofila un sistema oxido-reductor de tipo catalítico22.

rcía del Caz. Edafología y Fertilización Agrícola. Ed. Aedos. 1982. Pág. 110

19 Ibíd., Pág. 116 20 Ibíd., Pág. 112 21 Fernández y Ga22 Ibíd., Pág. 115

40

carencia de cobre se refleja en el amarilleo de las plantas que evoluciona al rojo con

diversos matices23. 1.7.7 Manganeso: Todos los suelos contienen manganeso, dominando en los de color

isbury25, la mayoría de las plantas son capaces de sintetizar todos los

lementos que necesitan con ayuda de la luz solar. Se ha demostrado que algunos

lécula o constituyente de la planta que es, en sí mismo,

sencial para ésta (como el nitrógeno en las proteínas o el magnesio en la clorofila, por

rojizo, su carencia se debe a la presencia de calcio que impide la asimilación de dicho

elemento. Es indispensable al desarrollo de las plantas porque interviene en la

fotosíntesis. La carencia de Mn se refleja en las hojas por estrías verdes-grises

distribuidas irregularmente24.

De acuerdo con Sal

e

elementos pueden considerarse esenciales o no esenciales para cualquier vegetal

(Epstein, 1972), teniendo en cuenta dos criterios principales: “En primer lugar, un

elemento es esencial si el vegetal no puede completar su ciclo de vida (esto es, formar

semillas) en ausencia de tal elemento. En segundo lugar, un elemento es esencial si

forma parte de cualquier mo

e

ejemplo)”. Aun cuando estos dos criterios tienen amplia aceptación, Daniel Arnon y Perry

Stout26 (1939) propusieron el uso de un tercer criterio: “Si un elemento es esencial, debe

actuar de manera directa en el interior de la planta sin influir en que algún otro elemento

sea más fácilmente disponible, ni antagonizar el efecto de algún otro”. Con base en las

investigaciones que se han realizado y los tres criterios mencionados, en la tabla 4 se

presentan algunos de los elementos que en la actualidad se consideran esenciales para

todas las plantas superiores, y que además fueron analizados en la investigación, así

como la forma disponible de éstos al vegetal y su concentración en el tejido seco.

23 Ibíd., Pág. 118

. Fisiología Vegetal. Pág. 131. tout, Perry. The essentiality of certain elements in minute quantity for plants with

24 Ibíd., Pág. 120 25 Salisbury, Frank26 Arnon, Daniel. S

special reference to copper. 1939

41

Tabla 4. Concentraciones adecuadas de los elementos en las plantas

Elemento Forma disponible al

vegetal

Concentración en tejido

seco (mg/Kg)

Cobre (Cu) Cu+ ; Cu2+ 6

Manganeso (Mn) Mn2+ 50

Hierro (Fe) Fe3+ ; Fe2+ 100

Magnesio (Mg) Mg2+ 2000

Calcio (Ca) Ca2+ 5000

Potasio (K) K+ 10000

Sodio (Na)* Na+ 1600 Fuente: Las Autoras. Modificada de: Salis iología Vegetal, Pá

* Tomad tic Criteria for Pla ils. Chapman, Homer. Pá 28

bury. Fis g. 132

o de: Diagnos nts and So g. 1

42

2. METODOLOGÍAS

Esta investigación esta dividida en dos fases: la primera a nivel de invernadero, la cual

tuvo una duración de 4 meses en donde se hizo un seguimiento del crecimiento y

desarrollo de las plantas y la segunda a nivel de laboratorio, donde se realizaron los

diferentes tipos de análisis a nivel químico y microbiológico.

2.1 FASE DE INVERNADERO Para la realización de esta investigación se realizó el montaje de un invernadero, en las

instalaciones de la Universidad de la Salle, sede Centro.

distancia de 50 cm del suelo,

ara ubicar los tratamientos. La figura 10 muestra el montaje del invernadero en las

en el área de los pinos.

versidad de la Salle donde se

omogenizaron y tamizaron (φ 1 pulg) para distribuir en 24 materas cada una con 1.5 Kg

sue les contenían 8 tratamientos

on 3 repeticiones cada uno. La figura 11 muestra la homogenización del horizonte mólico

2.1.1 Construcción y Adecuación del Invernadero

Se construyó un invernadero de 15 m2 aproximadamente, con ayuda de dos secciones de

andamio y plástico calibre 6 con una base horizontal a una

p

Instalaciones de la Universidad,

Las muestras de suelo fueron tomadas del sector de Mondoñedo correspondientes a los

estratos 1 (100 Kg) y 2 (100 Kg). Se llevaron a la Uni

h

de lo de cada estrato, ubicadas aleatoriamente, las cua

c

(A), la figura 12 la homogenización del horizonte argílico (B) y la figura 13 la ubicación de

los tratamientos al interior del invernadero.

43

Figura 10. Invernadero construido en las instalaciones de la Universidad de la Salle. Área

de los pinos

Fuente: Las autoras

Figura 11 Homogenización del horizonte mólico (A) Fuente: Las Autoras

Figura 12 Homogenización del horizonte argílico (B) Fuente: Las Autoras

44

Figura 13. Ubicación de los tratamientos al interior del invernadero.

Fuente: Las Autoras

2.1.2 Diseño experimental

El experimento se estableció con un diseño de bloques al azar

(figura14) con tres

repet n total de 24 unidades experimentales. Se empleó

una muestra inicial de suelo como testigo preliminar denominada tratamiento 1 con tres

repeticiones el cual fue sometido a las mismas condiciones ambientales de los demás

tratamientos, para lograr una comparación más acertada y significativa con respecto a las

características del suelo y vegetales después de realizar la experimentación. Los

tr

- Tratamiento 1: Testigo

- Tratamiento 3: Compost + EM

Las repeticiones por tratamiento se asignaron aleatoriamente para disminuir el error

experimental.

iciones de 8 tratamientos para u

atamientos evalua ntes: dos fueron los siguie

- Tratamiento 2: EM

- Tratamiento 4: Mulch + EM

- Tratamiento 5: Gallinaza + EM

- Tratamiento 6: Fertilización química + EM

- Tratamiento 7: Compost + mulch + gallinaza + EM

- Tratamiento 8: (Compost + mulch +gallinaza) + fertilizante químico + EM.

45

Figura 14. s

Los n analizados ante nális var ANOVA y la

prueba de comparación múltiple de Duncan, para aceptar o rechazar las hipótesis

planteadas.

Formulación de Hipótesis

- Hipótesis Nula: La recuperación de suelos erosionados con EM y en mezcla con

radores de suelo en cuanto a algunos Macroelementos y

Microelementos escenciales para las plantas (Ca, Mg, Na, K, Cu, Fe y Mn), ph y

orrizas Vesículo-arbusculares en la Acacia Japonesa

(Acacia Melanoxylon) es igual en todos los tratamientos.

Di eño Experimental.

Fuente: Las autoras

T8-24

T1-3

T2-5

T6-16

9

2.1.3 Análisis Estadístico

resultados obtenidos fuero medi el a is de ianza

otros recupe

hongos formadores de Mic

87654321 TTTTTTTTHo ========

- Hipótesis Alterna: La recuperación de suelos erosionados con EM y en mezcla

con otros recuperadores de suelo en cuanto a algunos Macroelementos y

nciales para las plantas (Ca, Mg, Na, K, Cu, Fe y Mn), ph y Microelementos esce

T7-1

T5-13

T5-15

T2-6

T1-2

T4-10

T3-8

T8-23

T6-17

T7-20

T1-1

T2-4

T5-14

T6-18

T3-9

T4-11

T7-21

T8-22

T3-

T4-12

7

46

hongos formadores de Micorrizas Vesículo-arbusculares en la Acacia Japonesa

(Acacia Melanoxylon) NO es igual en todos los tratamientos.

87654321 TTTTTTTTHa

≠≠≠≠≠≠≠=

: Este procedimiento genera un análisis de la varianza

Análisis de Varianza ANOVAentre los factores, utilizado para contrastar la hipótesis de que varias medias son iguales y

solo informa de si existen diferencias significativas entre ellas. Si el análisis de la varianza

no es

evidenc

estudio

nivel d

diferen razón por la cual se

rocede a realizar pruebas de comparación múltiple (por ejem lo, Duncan, Tukey,

unnet, entre otras), a fin de dilucidar entre que medias existen esas diferencias.

de la

arianza ha sido significativo (X < 0.05) y solo se procede a realizar alguna de las muchas

significativo (X > 0.05) no se puede rechazar la hipótesis nula, por lo tanto, no hay

ia de que existan diferencias entre las medias, con lo cual habrá concluido el

y no será necesario realizar alguna prueba de comparación múltiple27. Cuando el

e significancia arrojado por la prueba es menor de 0.05 indica que existen

cias significativas entre las medias pero no dice cuales son,

p p

D

Prueba de Comparación Múltiple de Duncan: Es un método que discrimina o separa

mas los factores con un nivel de confianza superior o igual a 1- α donde se contrasta la

variación significativa dentro de cada uno de los grupos de las medias muestrales que se

ordenan de forma creciente de magnitud y después se calculan las diferencias entre las

medias muestrales adyacentes. Si un conjunto no proporciona un resultado significativo

se concluye que la variabilidad de medias dentro de ese grupo es aleatoria y no se

procede a examinar los demás conjuntos con medias ordenadas adyacentes.

La prueba de comparación múltiple solo tiene sentido realizarla si el análisis

v

pruebas de comparación múltiple. Un planteamiento correcto es realizar una sola prueba

de comparación múltiple, ya que es manifiestamente incorrecto realizar varias y escoger

los resultados que más nos interesen.

27 Álvarez Cáceres, Rafael. Estadística Multivariable y no parametrica con SPSS, Pág. 16

47

2.1.4 Siembra

Durante el desarrollo de la investigación fue necesario realizar dos siembras. En la

rimera, se adquirieron 24 plantas de acacia japonesa traídas del sector de Mondoñedo el

n estuvo totalmente sellado lo cual producía altas

mperaturas al interior, acumulación de CO2 y deficiencia de O2, además, como la prueba

de riego se basó en la retención del suelo y no en las necesidades de las plantas, se

uedo presentar “estrés hídrico” por deficiencia o exceso de agua progresivo y prolongado

a) Plantas de la 1ª siembra. b) Plantas de la 2ª siembra

Teniendo en cuenta lo anterior, el 30 de Julio (38 días después) se realizó una segunda

características radiculares (figura 15b) y alturas similares.

p

día 22 de Junio de 2005, se realizó la siembra respectiva teniendo en cuenta una altura

similar en cada una de las plantas para cada tratamiento. Presentaron un avanzado

estado de marchitez debido, suponemos, a su pobre estado radicular (ver figura 15 a) que

les impedía fijarse y extenderse por el suelo, a la falta de aire corriente puesto que el

invernadero al inicio de la investigació

te

p

sobre la respuesta fisiológica de las plantas. (Paul J. Kramer, 1994)28.

Figura 15. Estado Radicular Inicial.

Fuente: Las Autoras

siembra de 24 plantas de acacia Japonesa traídas del sector de Mondoñedo, con

28 Kramer. Paul J. Fisiología Vegetal. 1994 Pág. 118

48

Estas unida es ex erime as

e la primera siembra. Además, el invernadero fue modificado en su

onstrucción para permitir el flujo de aire al interior y regular la temperatura.

morfológicas:

2.1.5 Aplicación de Tratamientos Abonos O

- Compost: Material traído del humedal Juan Amarillo, en Bogotá. ria vegetal parcialmente descompuesta, en donde el

agua de las precipitaciones queda retenida, retardando así la

posición de la materia orgánica.

- Gallinaza: Traída de Fusagasuga, Cundinamarca. Se encontraba en la

los microorganismos no había variado sus propiedades iniciales.

La figura 16 muestra los abonos orgánicos utilizados en la investigación.

plantas se sembraron en las d p ntales previamente establecid

junto a las plantas d

c

Tanto para las plantas de la primera siembra, como para las plantas de la segunda

siembra se tuvieron en cuenta las siguientes características

Diámetro del tallo

Número de ramas

Número de hojas

Éstas se medían cada 15 días. Así mismo, se realizó el conteo de nódulos al inicio y al

final de la investigación para cada una de las plantas.

rgánicos:

Los abonos utilizados para los tratamientos durante la investigación fueron denominados

así:

Acumulación de mate

descom

primera etapa de maduración donde la acción de degradación por parte de

- Mulch: Cobertura vegetal protectora de tipo orgánico formada por restos

vegetales como los residuos de poda, trozos de cortezas y hojas.

49

Figura 16.

Fue aplicado una libra de cada uno de los abonos, según el tratamiento, teniendo en

cuenta la tabla 5 de Muñoz Araque. La dosis se aplicó para árboles ornamentales

arbustivos.

Tab a licar de abonos orgá Kg/arbol

Abonos orgánicos utilizados en la investigación

Fuente: Las Autoras

c.) Gallinazaa.) Compost b.) Mulch

l 5: Dosis a ap nicos en

Baja Media Alta

Cacao, Plátano, Café 0.5 – 1.0 1.0 – 3.0 3.0 – 5.0 Tomate de árbol, manzana, badea, granadilla, maracuyá y mora.

1.0 – 2.0 2.0 – 4.0 4.0 – 6.0

Ornamentales Arbustivos 0.5 – 1.0 1.0 – 3.0 3.0 – 5.0 Ornamentales, otros 0.2 – 0.5 0.5 – 1.0 1.0 – 3.0

Fuente: Muños Araque.

Fertilizante químico:

Se aplicó de acuerdo con el análisis preliminar del suelo realizado en el laboratorio de

suelos de la Universidad Nacional (anexo A) y la tabla de requerimientos de nutrientes por

las plantas según la quinta Aproximación29. La dosis de los elementos requeridos en esta

vestig bla 6.

in ación se muestran en la ta

versos Cultivos. Quinta Aproximación. 1992. 29 ICA. Fertilización en Di

50

Tabla 6: Elementos requeridos por las plantas

Elemento Cantidad (g/planta)

Nitrógeno 30

Fósforo 30

Cobre 0.00029

Manganeso 0.0002

Zinc 0.0001

Boro 59

Fuente: Las Autoras

Se utilizó Klip Boro, el cual es un fertilizante de aplicación foliar y al suelo, polvo soluble

en agua, compuesto por Boro al 20.5% y, Ur-fo rtilizante de aplicación foliar o en

un sistema de fertiirrigación, polvo soluble compuesto por nitrógeno total 18%, nitrógeno

asimilable 44%, magnesio 0.18%, azufre total 0.10% y hierro 0.04%.

.

e acuerdo con lo anterior, la aplicación se realizó de la siguiente manera:

abla 7: Dosis de EM aplicadas

s 44, fe

ureico 18%, fósforo

EM

Según el proveedor, la cantidad de EM a aplicar en cada tratamiento para los materos

utilizados en la investigación (cuya área es de 288.5 cm2) correspondía al 5% del riego

D

T

Mes No. Aplicaciones Cantidad (ml)

1 3 90

2 2 60

3 1 30

Fuente: Las Autoras

La necesidad de usar EM disminuye con el tiempo porque los microorganismos se

propagan por sí solos.

51

2.1.6 Riego

l ahorro de agua y de energía sin reducir la producción, tratando de

ar una respuesta a cuando se debe regar y que cantidad de agua se debe aplicar en

ara determinar lo mencionado anteriormente, se tomaron dos materos, se ubicaron en

dos ba agregó 800 ml de agua con el fin de recoger en las bandejas la

antidad de agua que no fue retenida por el suelo que correspondió a 200 ml y se

ebido a que los EM mantenía condiciones de humedad en el suelo, y la materia 30

ría Ambiental y

anitaria y laboratorios de Química y Biología de la Universidad de la Salle, sede Centro y

Tiene por finalidad e

d

cada riego.

P

ndejas y se les

c

determinó aplicar 300 ml por matero diariamente. La frecuencia de riego fue de cada dos

días para un total de 600ml de agua por matero al inicio de la investigación.

D

orgánica, según Maldonado y Macana se iba recuperando con el paso del tiempo (ver

anexo H) fue necesario bajar el riego a 50 ml al final de la investigación.

Durante la etapa de invernadero se realizó un seguimiento a la temperatura al interior de

éste y se registraron las observaciones de cada tratamiento.

2.2 FASE DE LABORATORIO Las pruebas de laboratorio se realizaron en el laboratorio de Ingenie

S

en el laboratorio de suelos de la Facultad de Agronomía de la Universidad Nacional. Las

pruebas realizadas se consignan en la tabla 8.

30 Macana, Diana. Maldonado, Astrid. Determinación y Seguimiento a nivel de Invernadero del

Metabolismo y la Materia Orgánica de un suelo erosionado de la Localidad de Mondoñedo,

utilizando el Bioestimulante EM (Microorganismos Eficientes) como recuperador de Suelos.

52

TABLA 8: Análisis de Laboratorio

Análisis Tipo de Análisis Método Empleado Tipo de Valoración

pH Relación suelo agua Valoración 1:1 potenciométrica

SUELO

Fósforo disponible en el suelo

Método Bray II Valoración calorimétrica

TEJIDO VEGETAL

Determinación de Ca, Mn, Fe, Cu, Mg,

K y Na Calcinación a 475ºC.

Valoración por espectrofotometría

de absorción atómicaSeparación

de esporas y conteo Tamizaje y

centrifugación Conteo de esporas por estereoscopio

MICROBIOLOGICOS

micorricica microscopio a 10x. % de infección Proceso de tinción de raíz con azul de

tripano

Valoración con

Fuente oras

Preparación del suelo Se rompieron las partíc o, s se e

asó e 2m bolsa

lugar fresco y seco mientras n los a

os protocolos de Laboratorio para la realización de los análisis mencionados se

C de este documento.

: Las aut

ulas grandes de suel e homogenizó y xtendió al aire para

secarlo. El suelo se p por un tamiz d

se realizaba

m y se guardó en

nálisis.

s rotuladas en un

L

encuentran en el Anexo

53

3. RESULTADOS Y ANÁLISIS

ara el análisis de los resultados, se incluyeron los análisis de laboratorio, observaciones

e campo, asesorías con diferentes profesionales y el marco teórico.

continuación presentamos los resultados de las prácticas realizadas al inicio y al final de

la investigación con sus gráf respectivo de los mismos.

Para una mejor comprensión de éstos, se muestran los resultados obtenidos en el análisis

de varianza ANOVA y la prueba de comparación múltiple de Duncan. De igual forma, se

o es representativa

e los resultados obtenidos.

paración (Duncan) en este capitulo, sino que se presentará

n el anexo H en la variable que le corresponda. Así mismo, en el anexo H se presentará

la mitad de la

vestigación y al final de la misma.

P

d

A

icas, datos estadísticos y análisis

corrió la prueba de Dunnet, pero no será tenida en cuenta en el momento de analizar las

variables puesto que una comparación entre varias pruebas múltiples n

d

Para realizar el análisis de los datos obtenidos en cada una de las unidades

experimentales, que conforman los 8 tratamientos, se realizaron las gráficas con los datos

promedios correspondientes a cada variable seguido de la interpretación estadística de

las mismas y la explicación de cada una, teniendo en cuenta que cuando se rechace la

hipótesis alterna (significancias arrojadas por el ANOVA > 0.05) no se presentará el

resultado de la Prueba de Com

e

la prueba de comparación de Dunnet para todas las variables evaluadas.

Este capítulo se divide en cuatro partes: interpretación y resultados de los análisis de

suelo como ph, fósforo, porcentaje de infección micorricica (número de vesículas y

arbusculos) y conteo de esporas. Seguido de la interpretación y resultados de tejido

vegetal con las variables evaluadas para cada siembra, así como las variables

morfológicas estudiadas y finalmente, los análisis realizados a los abonos orgánicos.

Para algunos de estos análisis se realizaron pruebas al inicio o en

in

54

3.1. INTERPRETACIÓN Y RESULTADOS DE LOS ANÁLISIS DE SUELO

Para el análisis de los resultados de las variables químicas medidas en las unidades

experimentales que conforman los 8 tratamientos, las gráficas se realizaron con los datos

promedios obtenidos mostrando los valores óptimos para cada parámetro.

3.1.1. pH

La figur ecto a

la muestra inicial de suelo.

razón por

de

a 17 muestra el promedio de la variación de pH en los tratamientos con resp

Figura 17. pH

Fuente: Las Autoras

De acuerdo con el análisis de varianza ANOVA (Tabla 9) para pH, se rechaza la hipótesis

nula porque las diferencias entre los tratamientos son significativas (0.00< 0.05),

la cuál se realiza la prueba de comparación múltiple de Duncan para saber la variación

pH en los tratamientos.

pH

5,64 5,63

6,98

6,43

5,3

7,1 7,057,22

7,37

5

7

7,5

8

5,5

6

6,5Unidades

Inicial T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tratamientos

Inicial T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

CASI NEUTRO - NEUTRO

55

Tabla 9. Análisis de varianza ANOVA para pH

La

Prueba de comparación múltiple de Duncan para ph.

Fuente: SPSS, 10

(96% con

condición de

Fuente: SPSS 10

prueba de Duncan, (Tabla 10) clasifica los tratamientos en tres grupos de la siguiente

manera:

- Grupo No. 1: T1; T2

- Grupo No. 2: T4

- Grupo No. 3: T3; T5; T6; T7; T8

Tabla 10.

La variación de pH de los tratamientos del grupo No. 1 fue más significativa

respecto a la variación de los demás) y más pareja, aunque mejoraron la

acidez del suelo, todavía se encuentran en un nivel donde la solubilidad de algunos

P H

D u n c a a

3 5 .6 2 6 63 5 .6 3 6 63 6 .4 3 0 03 6 .9 8 0 03 7 .0 4 6 63 7 .1 0 3 33 7 .2 3 3 33 7 .3 5 6 6

.9 6 1 .0 0 .1 7

T T2 1 4 3 6 5 7 8 S ig .

N 1 2 3S u b s e t fo r a lp h a =

M e a n s fo r g ro u p s in h o m o g e n e o u s s u b s e ts U s e s H a rm o n ic M e a n S a m p le S iz e a .

ANOVA

Ph_

10.28 7 1.46 17.36 .001.35 16 8.463E-

11.63 23

Between W ithin

S

Tota

um Squar df Mean F Sig.

56

elementos es baja y la disponibilidad irregular (moderadamente ácidos). Mientras que, los

tratamientos que hacen parte del grupo No. 2 y grupo No. 3, se encuentran en un rango

las diferencias entre los tratamientos no son

significativas (0.157 > 0.05), razón por la cuál no se realiza la prueba de comparación

múltipl

(Centro Nacional de

de fósforo

de ligeramente ácido (T4 Mulch + EM) a casi Neutro o Neutro (T3 Compost + EM; T5 Gallinaza + EM;

T6 Fertilizante Químico + EM; T7 Compost + Mulch + Gallinaza + EM; T8 Compost + Mulch + Gallinaza + Fertilizante

Químico + EM allí los nutrientes tienen la máxima solubilidad y el potencial agrícola del suelo

mejora produciendo, según Marín31, un mejor crecimiento de las plantas sin importar la

especie, esto se evidenció en la etapa de invernadero al realizar el seguimiento al

desarrollo y crecimiento de las plantas.

3.1.2. Determinación de fósforo

De acuerdo con el análisis de varianza ANOVA (Tabla 11) para fósforo disponible, se

rechaza la hipótesis alterna porque

e de Duncan.

Tabla 11. Análisis de varianza ANOVA para fósforo disponible

ANOVA

FOSFORO

4156,124 7 593,732 1,796 ,157

Fuente: SPSS, 10

De acuerdo con el Manual de Laboratorio de Suelos de CENICAFÉ32

Investigaciones de Café), el método Bray II utilizado para la determinación

disponible en suelos, es confiable para concentraciones menores a 140 ppm en suelos,

31 Marín, Gildardo. Fertilidad de suelos con énfasis en Suelos de Colombia. Pág. 33. 32 Carrillo Pachón, Ignacio Federico. Manual de Laboratorio de suelos. CENICAFÉ.

5287,923 16 330,4959444,047 23

Between GroupsWithin GroupsTotal

Sum ofSquares df

MeanSquare F Sig.

57

porque aparentemente entre más diluciones se realicen, mayor será el contenido de

fósforo en la muestra.

La alta concentración de fósforo disponible en los tratamientos, se debe, según Guerrero

Forero33 principalmente, a la acción de los microorganismos que descomponen la materia

orgánica y transforman el fósforo orgánico en fósforo inorgánico disponible, es decir, que

n cuanto al T6 Fertilizante Químico + EM, la concentración de fósforo disponible es alta porque

el fertilizante químico utilizado (Ur- foss) presenta un alto contenido de fósforo en su

son directamente proporcionales, a mayor % de materia orgánica en los suelos mayor

contenido de fósforo se encontrará. De acuerdo con el anexo G, los tratamientos con

mayor porcentaje de materia orgánica son T3 Compost + EM; T4 Mulch + EM; T5 Gallinaza + EM; T7

Compost + Mulch + Gallinaza + EM; T8 Compost + Mulch + Gallinaza + Fertilizante Químico + EM y según la figura

18 son los tratamientos con mayor concentración de fósforo disponible en el suelo.

Figura 18. Fósforo disponible

110 109> 140 > 140 > 140 > 140 >140 >140

0102030405060708090

100110120130140

ppm

T1 T2 T3 T T5 T6 T7 T8

Tr ientos

Determinación Fosforo Dis bleponi

150160

4

atam

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Fuente: Las Autoras

E

33 Guerrero Forero, Eduardo. Micorrizas Recurso Biológico del Suelo. Pág. 17

58

composición. De acuerdo con Cooper34, las micorrizas favorecen la absorción de iones

poco móviles del suelo, particularmente fosfatos, de acuerdo con lo anterior, el porcentaje

ión de micorrizas,

número de vesículas y arbusculos encontrados y las esporas presentes en el suelo. La

ev

siembras pero el estado radicular de las plantas de la 1ª siembra, tal como se muestra en

de infección micorricica que presentaron todos los tratamientos (figura 20), también

favorecieron las altas concentraciones de este elemento en el suelo.

3.2. INTERPRETACIÓN Y RESULTADOS DE LOS ANÁLISIS MICROBIOLÓGICOS

Dentro de los análisis microbiológicos se contemplan el % de infecc

aluación del porcentaje de infección, vesículas y arbusculos se debió realizar en las dos

la figura 19, impidió que el conteo se llevara a cabo, es decir, que solo se evaluaron las

raíces de las plantas de la 2ª siembra. Las gráficas se realizaron con los datos promedios

obtenidos de cada parámetro.

Figura 19. Estado radicular final. Plantas de la 1ª siembra.

Fuente: Las Autoras

34 Cooper, K:M. Physiology of VA mycorrhizal associations. 1984.

59

3.2.1. Porcentaje de Infección de micorrizas vesículo-arbusculares (MVA)

El análisis de varianza ANOVA (Tabla 12) para % de infección micorricica arroja una

signific os

n de micorrizas

esículo-arbusculares (MVA)

Fuente:

siguiente

upo No. 2: T2; T4; T5; T6; T8

Con u bserva que los tratamientos del grupo No. 2,

resentan un alto % de infección micorricica con respecto a los demás, teniendo en

el

ancia de 0.057, que es ligeramente mayor a 0.05, razón por la cuál decidim

rechazar la hipótesis nula y realizar la prueba de comparación múltiple de Duncan, para

conocer el comportamiento del % de infección micorricica en las plantas.

Tabla 12. Análisis de varianza ANOVA para porcentaje de infecció

v

ANOVA

% Infección

4509,33 7 644,19 2,550 ,0574042,66 16 252,668552,00 23

Between W ithin Total

Sum Square df

MeaSquar F Sig.

SPSS 10

La prueba de Duncan, (Tabla 13) clasifica los tratamientos en dos grupos de la

manera:

- Grupo No. 1: T1; T3; T7

- Gr

na significancia del 87%, se o

p

cuenta que la simbiosis en general es aceptable para todos los tratamientos puesto que

los valores superan el 40% de infección, esto debido a las altas temperaturas a las que se

encontraban las plantas en el invernadero (mayores a 30 ºC), las cuales conducen

generalmente a incrementos en la colonización de la raíz35. La formación de micorrizas

también depende del pH. Los suelos ácidos favorecen más el desarrollo de la simbiosis,

35 Daniels, B.A. Ecology of VA Mycorrhizal fungi. 1984.

60

que los suelos alcalinos, porque las micorrizas toleran la toxicidad de algunos

elementos36. Razón por la cuál en el T1Testigo, teniendo en cuenta sus condiciones de

acidez, la simbiosis se desarrolló en un 69.3%, pero en suelos con pH cercanos a la

neutralidad (6-7), (figura 16) la infección micorricica también se dió de buena forma, tal

como lo muestra la figura 20.

Tabla 13. Prueba de comparación múltiple de Duncan para porcentaje de infección de

icorrizas vesículo-arbusculares (MVA)

enta la capacidad de absorción de nutrientes de la raíz gracias a la

uperficie de contacto que proporcionan los arbusculos entre las micorrizas y la plantas

m

% IN F E C C IO N

D u n c a a

3 4 1 ,3 3 33 5 8 ,6 6 6 5 8 ,6 6 63 6 9 ,3 3 3 6 9 ,3 3 33 7 4 ,6 6 63 7 7 ,3 3 33 7 7 ,3 3 33 8 4 ,0 0 03 8 5 ,3 3 3

,0 5 6 ,0 8 7

M U E S T R3 ,0 07 ,0 01 ,0 04 ,0 02 ,0 08 ,0 06 ,0 05 ,0 0S ig .

N 1 2S u b s e t f o r a lp h a =

M e a n s f o r g r o u p s in h o m o g e n e o u s s u b s e t s a r e U s e s H a r m o n ic M e a n S a m p le S iz e = a .

Fuente: SPSS 10

La micorriza increm

s

permitiendo una mayor extensión de la raíz para explorar mucho mayor volumen de suelo

que la raíz sola, por consiguiente, algunos de los nutrientes analizados se encuentran en

mayores concentraciones en las plantas de los tratamientos que presentaron un

porcentaje alto de infección micorricica. En condiciones naturales los hongos micorricicos

arbusculares y rhizobium colonizan el sistema radicular casi simultáneamente y no existe

competición entre ellos37.

36 Ariness, J. Aspectos fisicoquímicos de la fijación y movilización biológica de nutrientes en el

corrizas. 1991.

ago

suelo y su incidencia en la formación y efectos de las mi37 Smith, S.E, Bowen, G.D. Soil temperature, mycorrhizal infection and nodulation of medic

truncula an Trifolium subterraneum. 1979.

61

La figura 20 muestra el porcentaje de infección de micorrizas vesículo-arbusculares (MVA)

por tratamiento.

Figura 20. % de infección de micorrizas vesículo- arbusculares (MVA)

para número de arbusculos por

tratamiento, se rechaza la hipótesis alterna porque las diferencias entre los tratamientos

69,377,3

41,3

74,685,3 84

58,6

77,3

0102030405060708090

100

% de Infección

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tratamientos

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Fuente: Las Autoras

3.2.2. Número de arbusculos

De acuerdo con el análisis de varianza ANOVA (Tabla 14)

no son significativas (0.20 > 0.05), razón por la cuál no se realiza la prueba de

comparación múltiple.

Tabla 14. Análisis de varianza ANOVA para número de arbusculos por tratamiento

ANOVA

Fuente: SPSS. 10

No.ARBUSCULOS

943.29 7 134.75 1.58 .201357.33 16 84.832300.62 23

Between W ithin Tota

Sum Squar df Mean F Sig.

62

Como los arbusculos aseguran una gran superficie de contacto entre ambos simbiontes38,

Figura 21. Número de arbusculos por tratamiento

3.2.3. Número de Vesículas

De acuerdo con el análisis de varianza ANOVA (Tabla 15) para número de vesículas, se

los tratamientos con mayor número de arbusculos, según la figura 21, son T5 Gallinaza + EM

y T6 Fertilizante Químico + EM, produciendo porcentajes de infección micorricicas más altos

(figura 20) entre tratamientos. Los arbusculos se encuentran en menor número que las

vesículas (figura 22), debido a que éstas son los órganos de reserva energética y los

arbusculos órganos de transporte, que con el paso del tiempo son absorbidos por la

planta hospedadora.

129,3

4,3

20,3

14,6

26

1115,3

0

5

10

15

20

25

30

No. Arbusculos

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tratamientos

No. De Arbusculos

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Fuente: Las Autoras

rechaza la hipótesis alterna porque las diferencias entre los tratamientos no son

significativas (0.71> 0.05), razón por la cuál no se realiza la prueba de comparación

múltiple.

38 Disponible en: www.fai.edu.ar/biologa/fungi/micorrizas

63

Tabla 15. Análisis de varianza ANOVA para número de vesículas por tratamiento

Fuente: SPSS, 10

ANO VA

No.VESICULAS

8065.62 7 1152.23 .64 .7128745.33 16 1796.5836810.95 23

Between W ith in Tota

Sum Squar df Mean F S ig.

De acuerdo con la figura 22, el T8 Compost + Mulch + Gallinaza + Fertilizante Químico + EM es el que

más número de vesículas posee, lo que se traduce en un % alto de infección micorricica.

Así mismo, el T3 Compost + EM, que es el que contiene menor número de vesículas que los

demás, presenta el menor porcentaje de infección micorricica (figura 20), lo cuál supone

que la infección micorricica esta ligada con el número de vesículas que contengan las

plantas.

Figura 22. Número de vesículas por tratamiento

Fuente: Las Autoras

27,3

46

14,628

4937,6

60,375,3

0102030405060708090

100

No. Vesiculas

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tratamientos

Número de Vesiculas

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

64

3.2.4 Conteo de esporas a la mitad

e Duncan para conocer el comportamiento del número de esporas presentes en

el suelo.

álisis de varianza ANOVA para número de esporas en 100g por tratamiento

uente: SPSS, 10

de Duncan (Tabla 17) clasifica los tratamientos en tres grupos de la siguiente

anera:

T8

- Grupo No. 3: T1; T4

De acuerdo con el análisis de varianza ANOVA (Tabla 16) para número de esporas (a la

mitad de la investigación), se rechaza la hipótesis nula porque las diferencias entre los

tratamientos son significativas (0.00 < 0.05), lo cual determina que le número de esporas

en los tratamientos es diferente. Razón por la cuál se realiza la prueba de comparación

múltiple d

Tabla 16. An

(a la mitad)

F

La prueba

m

- Grupo No. 1: T5; T6; T7

- Grupo No. 2: T2; T3;

Con una significancia del 76. 33%, los tratamientos del grupo No. 1 son los que presentan

menor número de esporas en el suelo, seguido de los tratamientos del grupo No. 2 y los

tratamientos del grupo No. 3, tal como lo muestra la figura 23. Según Saif y Khan39

ANO VA

ESPO RA_MITAD

8426095, 7 1203728, 13,17 ,0001462400, 16 91400,009888495, 23

Between W ith in Tota l

Sum Square df

MeaSquar F S ig.

39 Saif, S.R y Khan, A.G. The influence of seasons and stage of development of plant on Endogone

mycorrhyza of field-grown wheat. 1975

65

(1975), el número de esporas presentes en el suelo depende de la humedad que éste

contenga, es decir, a mayor humedad en el suelo menor número de esporas se

presentará porque las condiciones son adversas para que éstas germinen o se

desarrollen, ya que los tratamientos del grupo No. 1 (T5 Gallinaza + EM; T6 Fertilizante Químico +

EM; T7 Compost + Mulch + Gallinaza + EM), debido a su composición retenían el agua de riego, se

hacía evidente la disminución de esporas, comprobando lo dicho por los autores ya

citados, porque las unidades experimentales de dichos tratamientos siempre se

encontraban inundadas al momento de realizar el riego.

ración múltiple de Duncan para número de esporas en 100 g

uente: SPSS, 10

.2.5. Conteo de esporas al final

múltiple de Duncan para conocer el comportamiento del número

e esporas en el suelo.

Tabla 17. Prueba de compa

por tratamiento (a la mitad)

E S P O R A _ M IT A D

D u n c a a

3 2 8 3 ,3 3 33 3 6 0 ,0 0 03 3 6 3 ,3 3 33 1 0 4 6 ,6 6 63 1 2 4 0 ,0 0 03 1 3 2 3 ,3 3 3 1 3 2 3 ,3 3 33 1 8 0 3 ,3 3 33 1 8 2 3 ,3 3 3

,7 6 3 ,3 0 4 ,0 7 2

M U E S T R6 ,0 0 7 ,0 0 5 ,0 0 2 ,0 0 8 ,0 0 3 ,0 0 1 ,0 0 4 ,0 0 S ig .

N 1 2 3S u b s e t fo r a lp h a =

M e a n s fo r g ro u p s in h o m o g e n e o u s s u b s e ts a re U s e s H a rm o n ic M e a n S a m p le S iz e = . a

F

3

De acuerdo con el análisis de varianza ANOVA (tabla 18) para número de esporas, se

rechaza la hipótesis nula porque las diferencias entre los tratamientos son significativas

(0.00 < 0.05), lo cual determina que la variación del número de esporas en los

tratamientos al final de la investigación es diferente. Razón por la cuál se realiza la

prueba de comparación

d

66

Figura 23. Número de esporas en 100g por tratamiento (a la mitad)

Fuente: Las Autoras

180

105

132

182

36 28 36

128

020406080

100120140160180200

No. De Esporas

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tratamientos

No. De Esporas en 100 g por Tratamiento

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tabla 18. Análisis de varianza ANOVA para número de esporas en 100g por tratamiento

(final)

Fuente: SPSS 10

A N O V A

E S P O R A _F IN A L

7011729 , 7 1001675 , 11 ,85 ,0001351466 , 16 84466 ,668363195 , 23

B e tw een W ith in To ta l

S um S quare d f

M eaS quar F S ig .

La prueba de Duncan (Tabla 19) clasifica los tratamientos en cuatro grupos de la siguiente

manera:

- Grupo No. 1: T5; T6; T8 - Grupo No. 3: T2 - Grupo No. 2: T4; T7 - Grupo No. 4: T1; T3

67

Tabla 19. Prueba de comparación múltiple de Duncan para número de esporas en 100g

por tratamiento (final)

Fuente: SPSS, 10

E S P O R A _ F IN A L

D u n ca a

3 8 3 ,3 3 33 9 6 ,6 6 63 1 7 3 ,3 3 33 5 2 3 ,3 3 3 5 2 3 ,3 3 33 5 9 6 ,6 6 6 5 9 6 ,6 6 63 9 1 0 ,0 0 0 9 1 0 ,0 0 03 1 3 0 6 ,6 6 6 1 3 0 6 ,6 6 63 1 6 3 3 ,3 3 3

,0 6 7 ,1 4 1 ,1 1 4 ,1 8 8

M U E S TR6 ,0 0 5 ,0 0 8 ,0 0 4 ,0 0 7 ,0 0 2 ,0 0 3 ,0 0 1 ,0 0 S ig .

N 1 2 3 4 S u b se t fo r a lp h a =

M e a n s fo r g ro u p s in h o m o g e n e o u s su b se ts a re U se s H a rm o n ic M e a n S a m p le S ize = a .

Con una significancia del 18.8% los tratamientos del grupo No. 4 son los que presentan

mayor número de esporas en el suelo. De acuerdo con la figura 24, se observa que al

final de la investigación el número de esporas disminuyó considerablemente, en los

tratamientos exceptuando al T7 Compost + Mulch + Gallinaza + EM, que aumentó en un 60.4% el

número de esporas favoreciendo la reproducción de hongos formadores de micorriza.

Confirmando lo dicho por Saif y Khan anteriormente, con el paso del tiempo y el riego

periódico, además de la degradación de la materia orgánica, el número de esporas se

reduce porque mejoran las condiciones físicas del suelo permitiendo su germinación y/o

desarrollo mostrando una recuperación que se traduce en menos necesidades de agua,

de aplicación de abonos y fertilizantes y de medios, como las esporas, que garanticen la

supervivencia de los hongos formadores de micorrizas.

Figura 24. Número de esporas en 100g por tratamiento (al final)

Fuente: Las Autoras

163,3

91

130,6

52,3

9,6 8,3

59,6

17,3

020406080

100120140160180

No. De Esporas

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tratamientos

No. De Esporas en 100 g por Tratamiento

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

3.3. INTERPRETACIÓN Y RESULTADOS DE LOS ANÁLISIS DE TEJIDO VEGETAL

Se calcularon las concentraciones de calcio, magnesio, sodio, potasio, hierro, cobre,

manganeso en el tejido vegetal de las plantas de la 1ª siembra y plantas de la 2ª siembra.

Se utilizaron los resultados promedios de los tratamientos para elaborar las graficas, así

como los rangos óptimos de cada elemento.

3.3.1. Calcio en tejido vegetal

Plantas 1ª siembra

De acuerdo con el análisis de varianza ANOVA (Tabla 20) para calcio en plantas de la 1ª

siembra, se rechaza la hipótesis nula porque las diferencias entre los tratamientos son

significativas (0.024 < 0.05), lo cual determina que el contenido de calcio en cada planta

según su tratamiento es diferente. Razón por la cuál se realiza la prueba de comparación

múltiple de Duncan para conocer el comportamiento del calcio en las plantas.

Tabla 20. Análisis de varianza ANOVA para calcio en plantas 1ª siembra.

Fuente: SPSS, 10

de Duncan, (Tabla 21) clasifica los tratamientos en dos grupos de la siguiente

anera:

-

-

Tabla 21. Prueba de comparación múltiple de Duncan para calcio en plantas de la 1ª

siembra.

Gallinaza + EM; T8 Compost + Mulch + Gallinaza + Fertilizante Químico + EM al umbral de rango óptimo de

ANOVA

CA_1a SIEMBRA

32348626 7 4621232.284 3.258 .024

La prueba

m

Grupo No. 1: T1; T2; T3; T4; T6

Grupo No. 2: T5; T7; T8

Fuente: SPSS, 10

Con una significancia del 71%, los tratamientos del grupo No. 2 son los que poseen un

contenido de Calcio más alto y se acercan T7 Compost + Mulch + Gallinaza + EM o sobrepasan T5

22695041 16 1418440.09055043667 23

Between Groups Within Groups

Total

Sum ofSquares df Mean Square F Sig.

C A _ 1 a S IE M B R A

D u n ca n a

3 3 2 2 1 .9 0 33 3 2 7 0 .9 3 03 3 6 3 9 .7 2 03 3 6 5 4 .3 2 33 4 4 6 7 .7 2 33 4 9 1 4 .1 6 7 4 9 1 4 .1 6 73 5 1 2 6 .4 0 0 5 1 2 6 .4 0 0

T T O 4 6 1

N 1 2S u b se t fo r a l a = .0 5p h

3 6 8 8 7 .8 7 7

3 2 7 8 5 S ig . .1 0 2 .0 7 1M e a n s fo r g ro u p s in h o m o g e n e o u s su b se ts a re d isp la ye d .

U se s H a rm o n ic M e a n S a m p le S ize = 3 .0 0 0 .a .

concentración de calcio en tejido vegetal, ya que, según García Fernández40, la cantidad

de calcio se refleja en el grado de saturación de este elemento en la arcilla cuyo indicador

es el pH que cuando se acerca a la neutralidad, como sucede con los tratamientos

mencionados, la disponibilidad y absorción de calcio en las plantas es mayor. En cuanto

a los tratamientos del grupo No. 1, algunos T1 Testigo; T2 EM tienen un pH muy bajo, lo que

os tratamientos T3 Compost +

M; T4 Mulch + EM; T6 Fertilizante Químico + EM con un pH cercano a la neutralidad, según

hace que la disponibilidad de calcio sea deficiente; para los otr

E

Marín41, la cantidad de potasio absorbida por las plantas (Figura 30) inhibió la absorción

de Ca, permitiendo que la concentración de este elemento disminuyera. La figura 25

muestra la concentración de calcio en las plantas de la 1ª siembra

Figura 25. Calcio en tejido vegetal. Plantas de la 1ª siembra

3639,72

4467,72

3654,323221,9

6887,88

3270,93

4914,17 5126,4

0

1000

3000

4000

5000

6000

7000

mg/kg

2000

Fuente: Las Autoras

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tratamientos

Calcio en Tejido Vegetal

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

40 García Fernández, José. Edafología y Fertilización Agrícola. Pág. 97 41 Marín, Gildardo. La Fertilización de los Suelos de Colombia. Pág. 115

Plantas 2ª siembra

De cuerdo con el análisis de varianza ANOVA (Tabla 22) para calcio en plantas de la 2ª

siembra, se rechaza la hipótesis alterna porque las diferencias entre los tratamientos no

son significativas (0.100 > 0.05), razón por la cuál no se realiza prueba de comparación

múltiple.

de varianza ANOVA para calcio en plantas de la 2ª siembra

ron la concentración de calcio en tejido vegetal con

specto a los mismos tratamientos de la 1ª siembra, debido a que poseían una raíz más

bultada lo que permitía una mayor absorción del elemento, teniendo en cuenta que

lgunas diferencias entre concentraciones no son muy grandes; todas las plantas,

dependiente del pH en el que se encuentran absorbieron una concentración de calcio

decuada lo que significa que el elemento siempre estuvo disponible en el suelo y aunque

illento no contenían una

concentración excesiva de calcio.

a

Tabla 22. Análisis

Fuente: SPSS, 10 En la figura 26, podemos observar que algunos tratamientos (T1 Testigo; T3 Compost + EM; T4

Mulch + EM; T5 Gallinaza + EM; T6 Fertilizante Químico + EM; T8 Compost + Mulch + Gallinaza + Fertilizante Químico

+ EM) de la 2ª siembra aumenta

ANOVA

CA_2aSIEMBRA

1.13E+08 7 16095253.07 2.128 .100 1.21E+08 16 7565284.8912.34E+08 23

Between Groups W ithin Groups Total

Sum ofSquares df Mean Square F Sig.

re

a

a

in

a

las plantas de la 1ª siembra, mostraron un color amar

Figura 26. Calcio en tejido vegetal. Plantas de la 2ª siembra

o vegetal

en plantas de la

tratamientos no

son

Fuente: SPSS 10

Fuente

4444,831

3726,937

5155,302

788

: Las Autoras

3.3.2. Magnesio en tejid

Plantas 1ª siembra

De acuerdo con el análisis de varianza ANOVA (Tabla 23) para magnesio

1ª siembra, se rechaza la hipótesis alterna porque las diferencias entre los

significativas (0.145 > 0.05), razón por la cuál no se realiza ninguna prueba de

comparación múltiple.

Tabla 23. Análisis de varianza ANOVA para magnesio en plantas de la 1ª siembra

5,9427095,943

9340,423

3819,382

8814,787

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tratamient

Calcio en Tej Vegetalido

4000

700080009000

10000

50006000

mg/kg

20003000

01000

os

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

ANOVA

MG_1aSIEMBRA

2606511 7 372358.769 1.853 .145 3216020 16 201001.2655822532 23

Between Groups W ithin Groups Total

Sum ofSquares df Mean Square F Sig.

En la figura 27, podemos observar que todos los tratamientos se encuentran por debajo

del rango óptimo de concentración del elemento pero ninguno presenta deficiencia del

mismo. La concentración de magnesio en el tejido vegetal para los tratamientos T2 EM; T4

Mulch + EM; T6 Fertilizante Químico + EM y T8 Compost + Mulch + Gallinaza + Fertilizante Químico + EM; es

similar a la concentración de T1 Testigo; pero la concentración de T8 Compost + Mulch + Gallinaza +

Fertlizante Químico + EM; aumenta ligeramente porque contiene gallinaza en su composición. De

acuerdo con García Fernández42, la concentración de magnesio disminuye o se hace

magnesio en el T2 EM,

que a la vez es el tratamiento más ácido (5.63 Unidades) es menor que la concentración

Fuente: La

deficiente cuando el pH es ácido, razón por la cual el contenido de

en T1 Testigo. Los tratamientos T5 Gallinaza + EM y T7 Compost + Mulch + Gallinaza + EM aumentan la

concentración de magnesio porque el contenido de gallinaza eleva el pH haciendo más

soluble el elemento para las plantas

Figura 27. Magnesio en tejido vegetal. Plantas de la 1ª siembra

1058,97936,85

1192,901005,47

1569,15

1003,93

1460,171111,65

400

1200

1600

2000

2400

mg/kg

800

0T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

s Autoras

Tratamientos

Magnesio en Tejido Vegetal

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

42 García Fernández, José. Edafología y Fertilización Agrícola. Pág. 116

En general, la concentración de magnesio en el tejido vegetal fue menor que la

concentración de potasio porque la asimilación de este elemento inhibió la absorción de

magnesio en las plantas.

Plantas 2ª siembra

plantas de la

tratamientos no

múltiple.

s de varianza ANOVA para magnesio en plantas de la 2ª siembra

: SPSS, 10

r y extraer los

Los tratamientos se acercan más al nivel óptimo de absorción del nutriente, y aunque el

nutriente es más soluble a pH neutro, la asimilación de potasio (figura 32) creó una

relación de antagonismo con el magnesio, lo que produjo una absorción variable del

elemento en los tratamientos pero sin originar deficiencias en las plantas.

De acuerdo con el análisis de varianza ANOVA (tabla 24) para magnesio en

2ª siembra, se rechaza la hipótesis alterna porque las diferencias entre los

son significativas (0.084 > 0.05), razón por la cuál no se realiza prueba de comparación

Tabla 24. Análisi

Fuente

En la figura 28, podemos observar que, a diferencia de las plantas de la 1ª siembra, la

concentración de magnesio en las plantas de la 2ª siembra fue mayor porque, según

Salisbury43, las plantas nuevas tienen una notable capacidad de absorbe

nutrimentos móviles de las plantas más antiguas.

ANOVA

MG_2aSIEMBRA

6229856 7 889979.423 2.262 .084 6295952 16 393497.001

12525808 23

Between Groups Within Groups Total

Sum ofSquares df Mean Square F Sig.

43 Salisbury, Frank. Fisiología Vegetal. Pág. 141

o en tejido vegetal. Plantas de la 2ª siembra

Fuente

3.3.3. Sodio en tejido vegetal

Plantas 1ª siembra

Tabla 25. Análisis de varianza ANOVA para sodio en plantas de la 1ª siembra

Fuente : SPSS, 10

Figura 28. Magnesi

: Las Autoras

De acuerdo con el análisis de varianza ANOVA (Tabla 25) para Sodio en plantas de la 1ª

siembra, se rechaza la hipótesis alterna porque las diferencias entre los tratamientos no

son significativas (0.8 > 0.05), razón por la cuál no se realiza prueba de comparación

múltiple.

1021,442911,177

1175,004

1864,148

2129,17

1851,322

1375,012

2189,484

0

400

1600

2400

T1 T2 T3 T T5 T6 T7 T8

Magnesio en Tejido Vegetal

2000

800

1200mg/kg

4Tratamientos

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

ANOVA

NA_1aSIEMBRA

43019629 7 6145661.334 2.403 .08 40917314 16 2557332.14983936944 23

Between Groups Within Groups Total

Sum ofSquares df Mean Square F Sig.

En la figura 29, podemos observar, que el T5 Gallinaza + EM presenta una concentración alta

de sodio al igual que de magnesio (figura 27) lo cual reafirma la relación entre estos dos

tratamientos

mayores

Plantas 2ª Siembra

M,

y que se acercan a valores neutros de pH, hacen que el elemento esté más disponible,

presentando una máxima solubilización en esos rangos y la concentración absorbida por

elementos. La concentración de este elemento varía en algunos

dependiendo de las siembras, ya que las plantas de la 1ª siembra presentaron

concentraciones del elemento en el tejido vegetal.

Figura 29. Sodio en tejido vegetal. Plantas de la 1ª siembra

937,3891024,784

1251,584

1731,243

3418,318

735,597

1496,917

960,899

0

600

12001400160018002000

8001000mg/kg

200400

Fuente: Las Autoras

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tratamientos

Sodio en Tejido Vegetal

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

De acuerdo con el análisis de varianza ANOVA (tabla 26) para sodio en plantas de la 2ª

siembra, se rechaza la hipótesis alterna porque las diferencias entre los tratamientos no

son significativas (0.069 > 0.05), razón por la cuál no se realiza prueba de comparación

múltiple.

En la figura 30 podemos observar que los tratamientos que contienen fertilizante químico

en su composición T6 Fertilizante Químico + EM; T8 Compost + Mulch + Gallinaza + Fertilizante Químico + E

esas plantas es mucho mayor comparada con la concentración absorbida por las plantas

de los demás tratamientos. La absorción de sodio se encuentra muy ligada a la absorción

tratamiento,

Tabla 26.

Fuente: SPSS, 10

Figura 30. Sodio en tejido vegetal. Plantas de la 2ª siembra

de magnesio (figura 28), es decir, que una concentración alta de sodio en un

podrá corresponder a una concentración alta de magnesio para el mismo tratamiento.

Análisis de varianza ANOVA para sodio en plantas de la 2ª siembra

ANOVA

NA_2aSIEMBRA

43019629 7 6 334145661. 2.403 .069 40917314 16 2 149

Fuente: Las Autoras

557332.83936944 23

Between Groups W ithin Groups Total

Sum ofSquares df Mean Square F Sig.

663,969 647,391173,72

1381,69

2596,45

3304,172

2088,96

4762,78

0400

160020002400280032003600400044004800

mg/kg

Sodio en Teji o Vegetald

8001200

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tratamientos

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Según Peter Brownell44, las plantas que han tenido un crecimiento normal, podrán requerir

concentraciones pequeñas de sodio, y, teniendo en cuenta el número de hojas, el número

de ramas de las plantas de la 2ª siembra (figura 40) y el estado en el que se encontraban

al momento de sembrarlas, se puede confirmar la afirmación puesto que las

sio en Tejido Vegetal

la

tratamientos no

múltiple.

Tabla 27. Análisis de varianza ANOVA para potasio en plantas de la 1ª Siembra

a que la escasez de potasio que se presentó

aumentó la asimilación de calcio y magnesio (figura 25 y figura 27) con respecto a los

demás tratamientos, la riqueza potasica que se presentó disminuyó la asimilación de Ca y

concentraciones altas de sodio se presentaron en las plantas de la 1ª siembra que eran

las que más deterioradas estaban.

3.3.4. Pota

Plantas 1ª Siembra

De acuerdo con el análisis de varianza ANOVA (Tabla 27) para Potasio en plantas de

1ª siembra, se rechaza la hipótesis alterna porque las diferencias entre los

son significativas (0.008 > 0.05), razón por la cuál no se realiza prueba de comparación

Fuente: SPSS 10

La figura 31 muestra el comportamiento del potasio en los diferentes tratamientos para las

plantas de la 1ª siembra. El potasio presenta antagonismo con el calcio y el magnesio, lo

cuál se evidenció en el T5 Gallinaza + EM y

ANOVA

K_1aSIEMBRA

2.13E+08 7 30380022.31 2.292 .080 2.12E+08 16 13252790.584.25E+08 23

Between Groups Within Groups Total

Sum ofSquares df Mean Square F Sig.

44 Brownell, Peter F. Fisiología Vegetal. Pág. 133

Mg. Comparando la concentración de potasio entre las plantas de la 1ª siembra y las

Plantas 2ª Siembra

que la

fección micorricica facilita la asimilación de este elemento y según la teoría de la

plantas de la 2ª siembra, encontramos que las primeras, asimilaron una concentración

menor del elemento porque las raíces no penetraron en los espacios intersticiales del

suelo para absorber el elemento, además las raíces son atacadas con mayor facilidad por

organismos que descomponen las raíces.

Figura 31. Potasio en tejido vegetal. Plantas de la 1ª Siembra

7004,545800,65

7196,357183,26

1237,79

7714,91

14450

10855,04

0

4000

8000

10000

12000

14000

T1 T2 T3 T T5 T6 T7 T8

Potasio en Tejido Vegetal

6000mg/kg

2000

4

Fuente: Las Autoras

Tratamientos

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

De acuerdo con el análisis de varianza ANOVA (tabla 28) para potasio en plantas de la 2ª

siembra, se rechaza la hipótesis alterna porque las diferencias entre los tratamientos no

son significativas (0.33 > 0.05), razón por la cuál no se realiza prueba de comparación

múltiple.

La figura 32 muestra el comportamiento del potasio para las plantas de la 2ª siembra. La

concentración de potasio encontrada en estas plantas fue mucho mayor puesto

in

Trofobiosis45, la hace menos susceptible al ataque de patógenos. Aunque la asimilación

potasio absorbidas

(verde), lo que

de varianza ANOVA para potasio en plantas de la 2ª siembra

Fuente: Las Autoras

excesiva de potasio no es toxica para las plantas, su carencia produce problemas en la

coloración, entonces podemos suponer que las concentraciones de

por estas plantas fueron suficientes para mantener su coloración normal

indica que se activó el proceso de la fotosíntesis y la respiración de las plantas.

Tabla 28. Análisis

ANOVA

K_2aSIEMBRA

1.33E+09 7 190093047.8 1.239 .339 2.46E+09 16 153482305.73.79E+09 23

Between Groups W ithin Groups Total

Sum ofSquares df Mean Square F Sig.

Fuente: SPSS 10

Figura 32. Potasio en tejido vegetal. Plantas de la 2ª Siembra

45 Sánchez de Praguer, Marina. Endomicorrizas en Agroecosistemas Colombianos. Pág. 80 - 85

9661,2510404,81

13529,98

20105,1619827,85

13819,56

21060,75

35375,89

0

5000

10000

25000

30000

35000

15000

20000mg/kg

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tratamientos

Potasio en Tejido Vegetal

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

3.3.5. Hierro en tejido vegetal

Fuente: SPSS 10

or parte de los abonos orgánicos es mucho mayor (anexo B) y hace que la

oncentración en las Plantas aumente.

Plantas 2ª Siembra

De acuerdo con el análisis de varianza ANOVA (tabla 30) para hierro en plantas de la 2ª

siembra, se rechaza la hipótesis alterna porque las diferencias entre los tratamientos no

son significativas (0.373 > 0.05), razón por la cuál no se realiza prueba de comparación

múltiple.

Plantas 1ª siembra

De acuerdo con el análisis de varianza ANOVA (tabla 29) para hierro en plantas de la 1ª

siembra, se rechaza la hipótesis alterna porque las diferencias entre los tratamientos no

son significativas (0.371 > 0.05), razón por la cuál no se realiza prueba de comparación

múltiple.

Tabla 29. Análisis de varianza ANOVA para hierro en plantas de la 1ª siembra

ANOVA

FE_1aSIEMBRA

Según García y García46, casi todos los terrenos contienen hierro en cantidad suficiente

para la nutrición de las plantas, afirmación que se ratifica en la figura 33. La asimilación

de hierro en el T1 Testigo se encuentra muy cercana al rango óptimo, mientras que el aporte

de hierro p

c

46 García, José. García, Rafael. Edafología y Fertilización Agrícola. Pág. 110

573097.7 7 81871.105 1.172 .371 1117672 16 69854.5101690770 23

Between Groups

Sum ofSquares df

Within Groups Total

Mean Square F Sig.

Figura 33. Hierro en tejido vegetal. Plantas de la 1ª siembra

Tabla 30.

Fuente: SPSS 10

n suelos ácidos el aluminio soluble es más

bundante y restringe la absorción de hierro.

Análisis de varianza ANOVA para hierro en plantas de la 2ª siembra

En la figura 34 se observa que los tratamientos cercanos a la neutralidad asimilaron más

hierro que los demás tratamientos porque e

a

105,898

218,067157,23

373,377

477,335

164,175

289,817261,646

050

100150200250300350400450500

mg/kg

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tratamientos

Hierro en Tejido Vegetal

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

ANOVA

FE_2aSIEMBRA

3181297 7 454471.049 1.168 .373 6223418 16 388963.6539404716 23

Between Groups W ithin Groups

Fuente: Las Autoras

Total

Sum ofSquares df Mean Square F Sig.

Figura 34. Hierro en tejido vegetal. Plantas de la 2ª siembra

Fuente: Las Autoras

161,69 171,2294,969

1258,233

321,565

761,035

359,477

784,783

0100200300400500600700800900

1000110012001300

mg/kg

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tratamientos

Hierro en Tejido Vegetal

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

3.3.6. Cobre en Tejido Vegetal

Plantas 1ª Siembra

De acuerdo con el análisis de varianza ANOVA (tabla 31) para cobre en plantas de la 1ª

siembra, se rechaza la hipótesis alterna porque las diferencias entre los tratamientos no

son significativas (0.175 > 0.05), razón por la cuál no se realiza prueba de comparación

múltiple.

Tabla 31. Análisis de varianza ANOVA para cobre en plantas de la 1ª siembra

Fuente: SPSS 10

ANOVA

CU_1aSIEMBRA

846.662 7 120.952 1.719 .175 1125.693 16 70.3561972.355 23

Between Groups Within Groups Total

Sum ofSquares df Mean Square F Sig.

La figura 35 muestra la variación de cobre en los tratamientos para la 1ª siembra. La

concentración de cobre en las plantas es menor porque tiene como antagonista al potasio.

Las concentraciones de los Tratamientos T3 Compost + EM; T4 Mulch + EM y T5 Gallinaza + EM, se

debe a que los abonos orgánicos presentes en estos tratamientos aportan una

concentración de estos iones al suelo mientras que en los demás tratamientos, el aporte

realizado por los EM y el fertilizante químico no es tan significativo.

Figura 35. Cobre en tejido vegetal. Plantas de la 1ª Siembra

Fuente: Las Autoras

3,89 4,37

7,49

14,442

21,609

3,34

6,575

11,465

02468

10121416182022

mg/kg

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tratamientos

Cobre en Tejido Vegetal

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Plantas 2ª Siembra

De acuerdo con el análisis de varianza ANOVA (tabla 32) para cobre en plantas de la 2ª

siembra, se rechaza la hipótesis alterna porque las diferencias entre los tratamientos no

son significativas (0.106 > 0.05), razón por la cuál no se realiza prueba de comparación

múltiple.

Tabla 32. Análisis de varianza ANOVA para cobre en plantas de la 2ª siembra

Fuente: SPSS 10

ANOVA

CU_2aSIEMBRA

1293.649 7 184.807 2.087 .106 1416.633 16 88.5402710.282 23

Between Groups Within Groups Total

Sum ofSquares df Mean Square F Sig.

Al igual que con las plantas de la 1ª siembra, el cobre tuvo una relación con su

antagonista el potasio, se asimiló en mayor concentración en el T8 Compost + Mulch + Gallinaza +

Fertilizante Químico + EM porque este elemento es tomado más activamente por las hifas

formadas en los hongos vesículo-arbuscular y transportados a la planta hospedadora47.

La figura 36 muestra la variación de cobre en tejido vegetal.

Figura 36. Cobre en tejido vegetal. Plantas de la 2ª siembra

Fuente: Las Autoras

4,83

3,79

11,199,66

12,36

18,48

14,48

27,22

0369

12151821242730

mg/kg

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tratamientos

Cobre en Tejido Vegetal

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

47 Cooper, K:M. Physiology of VA mycorrhizal associations. 1984

3.3.7. Manganeso en Tejido Vegetal

Plantas 1ª Siembra

últiple de Duncan para conocer el comportamiento del manganeso en los tratamientos.

Tabla 33.

Fuente: SPSS 10

de Duncan, (Tabla 34) clasifica los tratamientos en tres grupos de la siguiente

anera:

T7

- Grupo No. 3: T5; T8

De acuerdo con el análisis de varianza ANOVA (tabla 33) para manganeso en plantas de

la 1ª siembra, se rechaza la hipótesis nula porque las diferencias entre los tratamientos

son significativas (0.019 < 0.05), razón por la cuál se realiza la prueba de comparación

m

Análisis de varianza ANOVA para manganeso en plantas de la 1ª siembra

ANOVA

MN_1aSIEMBRA

5533.929 7 790.561 3.448 .019 3668.602 16 229.2889202.531 23

Between Groups W ithin Groups Total

Sum ofSquares df Mean Square F Sig.

La prueba

m

- Grupo No. 1: T1; T2; T4;

- Grupo No. 2: T3; T6;

Con una significancia del 66%, los tratamientos del grupo No. 3 son los que poseen un

alto contenido de manganeso y superan casi en 20 mg/Kg el umbral de rango óptimo de

concentración de este nutriente en tejido vegetal, sin alcanzar un nivel toxico (200 ppm).

La concentración se debe a que la gallinaza aporta un alto contenido de este elemento en

aplicaciones individuales así como cuando se utiliza en mezcla con otros fertilizantes de

tipo químico u orgánico (T8 Com post + Mula + Gallinaza + Fertilizante Químico + EM), y aunque posee

grandes concentraciones de calcio (antagonista del manganeso) la asimilación de

manganeso fue superior a la esperada (rango óptimo). En los tratamientos del grupo No.

2, que tienen un pH ácido, donde el elemento es más disponible, se presentó una relación

de antagonismo ya que el calcio contenido en los abonos, fue absorbido por las plantas

n altas concentraciones, desplazando al manganeso.

rueba de comparación múltiple de Duncan para manganeso en plantas de la

1ª siembra

Fuente: SPSS 10

, no del todo, la asimilación de Mn y suministrar una

concentración adecuada.

e

Tabla 34. P

M N _ 1 a S IE M B R A

D u n c a n a

3 2 8 .2 8 3 3 33 2 8 .9 7 6 6 73 3 0 .4 4 3 3 33 3 7 .7 9 0 0 0 3 7 .7 9 0 0 03 4 0 .9 5 3 3 3 4 0 .9 5 3 3 33 4 2 .1 2 6 6 7 4 2 .1 2 6 6 73 6 4 .9 9 0 0 0 6 4 .9 9 0 0 03 7 0 .5 3 3 3 3

.3 3 1 .0 5 9 .6 6 0

T T O 1 4 2 3 6 7 5 8 S ig .

N 1 2 3S u b s e t fo r a lp h a = .0 5

M e a n s fo r g ro u p s in h o m o g e n e o u s s u b s e ts a re d is p la y e d .U s e s H a rm o n ic M e a n S a m p le S iz e = 3 .0 0 0 .a .

La figura 37 muestra las variaciones de manganeso en tejido vegetal. De acuerdo con

Chapman48 la mayoría de los tratamientos poseen una concentración adecuada (30 – 150

p.p.m) de Manganeso a excepción de T1 Testigo; T2 EM y T4 Mulch + EM, que muestran que el

calcio contenido en los suelos (T1 Testigo; T2 EM) y el aportado por el mulch (T4 Mulch + EM)

es suficiente para inhibir

48 Chapman H. Diagnostic Criteria For Plant and Soils.

Figura 37. Manganeso en tejido vegetal. Plantas de la 1ª Siembra

27,45 30,4537,79

28,98

74,91

40,95 42,12

70,53

0

10

20

30

40

50

60

70

mg/kg

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tratamientos

Manganeso en Tejido Vegetal

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Fuente: Las Autoras

Plantas 2ª Siembra

De acuerdo con el análisis de varianza ANOVA (tabla 35) para manganeso en plantas de

la 2ª siembra, se rechaza la hipótesis alterna porque las diferencias entre los tratamientos

no son significativas (0.328 > 0.05), razón por la cuál no se realiza prueba de comparación

múltiple.

Tabla 35. Análisis de varianza ANOVA para manganeso en plantas de la 2ª siembra

Fuente: SPSS 10

ANOVA

MN_2aSIEMBRA

7157.700 7 1022.529 1.263 .328 12958.689 16 809.91820116.389 23

Between Groups Within Groups Total

Sum ofSquares df Mean Square F Sig.

A diferencia de la primera siembra, además del T6 Fertilizante Químico + EM y T8 Com post + Mula +

Gallinaza + Fertilizante Químico + EM, en este caso, los T2 EM y T4 Mulch + EM también aumentaron la

concentración del elemento en el tejido vegetal porque las raíces de estas plantas tenían

una superficie de exploración mucho más amplia que las plantas de la 1ª siembra

absorbiendo más concentración de Mn, además porque éste es asimilado en mayor

concentración en tejidos jóvenes. Los abonos orgánicos y el fertilizante químico aportan

buenas concentraciones del nutriente al suelo, lo que se hace evidente en el T8 Compost +

Mulch + Gallinaza + Fertilizante Químico + EM, que es el más alto pero no implica que exista toxicidad

en las plantas de acuerdo con Chapman (Nivel Toxico > 200 ppm). La figura 38 muestra

la variación del manganeso en el tejido vegetal para plantas de la 2ª siembra.

Figura 38. Manganeso en tejido vegetal. Plantas de la 2ª Siembra

Fuente: Las Autoras

37,4

53,71

33,49

62,43

43,08

74,16

29,58

74,55

0

10

20

30

40

50

60

70

80

mg/kg

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tratamientos

Manganeso en Tejido Vegetal

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

3.4. INTERPRETACIÓN Y RESULTADOS DE ANÁLISIS MORFOLÓGICOS

A continuación se muestran las gráficas y datos obtenidos de las características

morfológicas de las plantas tenidas en cuenta durante la investigación, haciendo un

paralelo entre las plantas de la 1ª siembra y las plantas de la 2ª siembra.

Diámetro del tallo

a figura 36 muestra los diámetros de los tallos para las plantas de las 2 siembras.

Figura 39. Diámetro de Tallos. Plantas 1ª y 2ª Siembra.

Fuente: Las Autoras

primeras eran más grandes y las segundas

tenían un diámetro inicial más homogéneo.

L

4,52

2,83

3,97

2,44

3,52

2,13

2,782,28

2,37

2,03

3,58

2,07

4,02

1,66

3,67

1,85

0

1

2

3

4

5

Diametro

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tratamientos

Diametro del Tallo

Plantas 1a Siembra Plantas 2a Siembra

No se puede afirmar que las plantas alcanzaron un rango optimo o deficiente en cuanto al

diámetro de los tallos puesto que el tiempo que duró la investigación no fue suficiente

para que alcanzaran un estado de madurez en el cual se observara la influencia de los

tratamientos en el tallo, ya que estas plantas en su madurez son de tipo arbustivo y para

alcanzar esta condición se necesitan periodos de tiempo más largos que el utilizado en la

Investigación. Por el contrario, sí podemos afirmar que las condiciones en las que se

mantenían las siembras suministraban los elementos necesarios para que se diera el

crecimiento de las plantas, prueba de ello son las variaciones mostradas en los análisis

estadísticos (anexo I.) La diferencia de diámetros entre las plantas de la 1ª siembra y las

plantas de la 2ª siembra, se deben a que las

Número de ramas

ntos proporcionan

variaciones, por lo tanto no existe semejanza entre las dos siembras.

Figura 40. Número de ramas. Plantas 1ª y 2ª siembra.

Fuente: Las Autoras

Número de hojas

Las plantas de la 1ª siembra son las más grandes, pues son las que más número de

ramas y hojas poseen con respecto a las plantas de la 2ª siembra. Pero estadísticamente

no hay diferencias significativas (anexo I) para afirmar que los tratamie

7,38

3,87

5,29

4,27

6,71

5,535,96

4

5

3,27

8

4,4

8

2,87

9,579

0123456789

10

Número de Ramas

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tratamientos

Número de Ramas

Plantas 1a Siembra Plantas 2a Siembra

Así como en la figura 40, la figura 41 muestra que las plantas de la 2ª siembra poseen

menos hojas por ser las más pequeñas. El tratamiento que aparentemente impide el

crecimiento de las hojas es el T5 Gallinaza + EM para las dos siembras, aunque éste realice

un gran aporte de nutrientes esenciales para las plantas. Diferente es lo que sucede en el

T6 Fertilizante Químico + EM; T7 Compost + Mulch + Gallinaza + EM; y T8 Compost + Mulch + Gallinaza + Fertilizante

Quím o + EM, donde los nutrientes aportados le sirven más a las plantas de la 1ª siembra.

para el número de hojas (anexo I).

.5. Conteo de Nódulos

significativa del

arámetro medido en ninguna de las 2 siembras. La figura 42 muestra el número de

nódulos de las plantas de las dos siembras al inicio de la investigación.

ic

El análisis de varianza ANOVA no arroja significancias

Figura 41. Número de hojas. Plantas 1ª y 2ª siembra.

Fuente: Las Autoras

26,7327,8

28,228,4

36,1329,67

35,33

28,93 24,7318,07

39,73

23,27

49,27

14,53

61

20,13

0

10

20

30

40

50

60

70

Número de Hojas

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tratamientos

Número de Hojas

Plantas 1a Siembra Plantas 2a Siembra

3

Número de nódulos al Inicio

Las plantas de la 2ª siembra presentan mayor número de nódulos que las plantas de la 1ª

siembra, porque además de ser plantas más jóvenes, mostraban más desarrollo radicular

lo que permitía albergar más nódulos en las raíces principales y secundarias y porque

fueron las que presentaron un mayor % de Infección micorricica. De acuerdo con el

análisis estadístico realizado (anexo I), no se presenta variación

p

Conteo de nódulos al final

Comparando los datos obtenidos al inicio y final de la Investigación, se puede suponer

que en las plantas de la 1ª siembra la raíz se iba haciendo más débil perdiendo los

nódulos iniciales y por el contrario, la presencia de micorrizas vesículo-arbusculares en

las plantas de la 2ª siembra, hicieron que las raíces se expandieran y crecieran

haciéndolas más noduladas, pues se observó una disminución del número de nódulos en

la parte inferior de la raíz junto con un aumento notable de la biomasa de los mismos

producidos en la parte superior, como se muestra en la figura 44, ya que se ha puesto de

manifiesto que las micorrizas pueden alterar el modelo de distribución de los nódulos a lo

largo del sistema radical49. Independiente del pH al que se encontraban los tratamientos,

algunos disminuyeron o aumentaron el número de nódulos lo que hace pensar que alguno

de los componentes de los tratamientos influye directamente sobre la producción de

ódulos en las Plantas. La figura 43 muestra el número de nódulos de las plantas de las

T4 (Mulch + EM), T2 (EM), T8 (Compost + Mulch + Gallinaza +

ertilizante Químico + EM), T7 (Compost + Mulch + Gallinaza + EM), T1 (Testigo) y T3

ompost + EM).

n

dos siembras al inicio de la investigación.

Tomando en cuenta los resultados mostrados en este capítulo, cada tratamiento responde

de cierta manera a las variables estudiadas de tal forma que lo hace más apropiado como

recuperador de los suelos del sector de Mondoñedo. Teniendo en cuenta las respuestas

más cercanas a la neutralidad para ph, y la asimilación de elementos como Ca, Mg, Na,

K, Cu, Fe y Mn en las plantas con concentraciones aceptables, y a la mejor simbiosis

hongo-Acacia, el tratamiento que proporciona mejores resultados en conjunto de acuerdo

con las variables estudiadas es el T5 (Gallinaza + EM), seguido del T6 (Fertilizante

Químico + EM),

F

(C

49 Patterson, N.A, Chet, I, Kapulnik, Y. Effect of mycorrhizal inoculation on nodule initiation, activity

and contribution to legume productivity. 1990

Figura 42. Número de nódulos (al Inicio). Plantas 1ª y 2ª siembra

Figura 43. Número de nódulos (al final). Plantas 1ª y 2ª siembra

uente: Las Autoras

4

23

3

22

10

19

3

32

11

36

6

20

4

24

14

32

0

5

10

15

20

25

30

35

Número de Nódulos

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tratamientos

Conteo de Nódulos al Inicio

Plantas 1a Siembra Plantas 2a Siembra

F

1

7

56

6

66

2

43

35

2

19

3

10

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

Número de Nódulos

T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8

Tratamientos

Conteo de Nódulos al Final

Plantas 1a Siembra Plantas 2a Siembra

Fuente: Las Autoras

Figura 44. Distribución de nódulos por efecto de la acción micorricica.

Fuente: Las Autoras

Biomasa (Nódulos) parte Superior

Nódulos parte Inferior

La mezcla de Gallinaza con EM junto con Acacia Japonesa es el tratamiento más

apropiado para la recuperación de estos suelos porque incrementa en 1.8 unidades el ph

del suelo (es decir de 5.3 a 7.1) alcanzando valores cercanos a la neutralidad donde los

nutrientes alcanzan la máxima solubilidad proporcionando a las plantas las

concentraciones adecuadas de Ca, Mg, Na, K, Fe, Cu y Mn. Además, porque la gallinaza

realiza un aporte equilibrado de estos elementos, es decir, en mayores concentraciones

los elementos primarios y en menores cantidades los microelementos. Por contar con

mayor presencia de materia orgánica incrementa la concentración de fósforo que es

transformado de orgánico a inorgánico disponible. Presenta un menor número de esporas

porque el medio mantenía las condiciones necesarias para que éstas germinaran o se

desarrollarán, su porcentaje de infección micorricica es del 85.3%, siendo el tratamiento

con mejor simbiosis hongo-acacia, llevando a la planta a un mejor crecimiento y a

optimizar la adquisición de nutrientes. La asimilación de elementos como Mg y Mn se

mantuvo por debajo de los rango óptimos propuestos por Salisbury50, y elementos como

Ca, Na, K, Fe y Cu, aunque sobrepasan estos rangos, las concentraciones encontradas

no causan toxicidad a las plantas porque estos valores no se alejan en gran proporción

del rango óptimo de cada elemento. Y por último, el número de nódulos presentes en la

raíz aumentó al final de la investigación y su distribución cambió concentrándose en la

parte superior del sistema radicular. La figura 45 muestra las variables del tratamiento 5

con sus respectivos valores.

50 Salisbury, Fisiología Vegetal. Pág. 71

4. CONCLUSIONES

Los EM, en el T2 favorecen la simbisis Hongo-Acacia, incrementando la infección

en un 12% aproximadamente, teniendo en cuenta la infección que se presentó en

el testigo (T1). La acacia japonesa, favorece la simbiosis hongo-planta en las condiciones

naturales en las que se encuentra el suelo estudiado, reflejando una infección

micorricica del 69.3%.

Los tratamientos que presentan menor porcentaje de infección micorrícica son los

que en su composición poseen compost (T3 y T7) utilizado en la investigación.

El tratamiento que presenta mejor simbiosis hongo-acacia es la mezcla de

gallinaza con EM, reflejado en su alto porcentaje de infección micorricica (85.3%).

Los EM en mezcla con gallinaza y fertilizante químico como recuperadores de

suelo, incrementan la infección micorricica en un 10% aproximadamente, con

respecto al porcentaje de infección que se presenta en los EM.

La mezcla de el T8 presenta un % de infección alto, aparentemente porque el

fertilizante químico afecta a los microorganismos de los materiales orgánicos y no

a los EM.

Se presenta una disminución de esporas en cada tratamiento mientras aumenta la

concentración de elementos minerales, por las condiciones favorables (agua,

materia orgánica, ph, entre otros) para que éstas se desarrollen. La disponibilidad de elementos como el calcio, magnesio, potasio, sodio entre

otros, depende no solo de la saturación que presenten sino también de la acidez o

alcalinidad del suelo, pues cuando el valor de pH se encuentra cercano a la

neutralidad, estos elementos tienen la máxima solubilidad.

No se puede afirmar que la concentración de Ca, Mg, Na, K, Fe, Cu y Mn es tóxica

o deficiente, puesto que los rangos óptimos que propone Salisbury, no se

encuentran estandarizados.

Los EM y abonos orgánicos utilizados en la investigación, aportan al suelo

concentraciones apreciables de Ca, Mg, Na, K, Fe, Cu y Mn.

Se realizaron los análisis de tejido vegetal en las dos siembras para conocer la

variación de la concentración de los elementos en ellas. Teniendo en cuenta el

grado de marchitez de las plantas de la 1ª Siembra, éstas asimilaron mayores

concentraciones de Cu y Mn, que las plantas de la 2ª siembra, mientras que éstas

asimilaron mayores concentraciones de Ca, Mg, Na, K.

Para la determinación de fósforo el método es confiable hasta una concentración

de 140 ppm. Se observa que la mayoría de los tratamientos sobrepasan este

valor y no es posible asegurar la concentración exacta del elemento porque

aparentemente entre más dilución se realice mayor será el contenido de fósforo en

la muestra.

Se concluyó que los tratamientos que presentan mayor porcentaje de infección

micorricica son los que asimilan mayores concentraciones de fósforo.

De acuerdo con los resultados mostrados en la investigación se determinó que la

materia orgánica fue determinante en la concentración de fósforo en el suelo, pues

a mayor presencia de materia orgánica mayor fue la concentración de fósforo.

Se demostró que la acacia japonesa, a pesar de ser una especie introducida se

adaptó a las condiciones de temperatura (Anexo J) y riego proporcionados en el

invernadero respondiendo positivamente a los EM, abonos orgánicos y fertilizantes

químicos utilizados en la investigación.

La aplicación de los diferentes tratamientos no produjo alteraciones severas en el

pH lo cuál pudiera producir efectos en el crecimiento y en la asimilación de

nutrientes.

La distribución de los nódulos cambia en las plantas que presentan un porcentaje

alto de infección micorricica agrupándose en la parte superior de la raíz.

Los EM aportan concentraciones apreciables de Ca, Mg, Na, y K, mientras que las

concentraciones de Fe, Cu y Mn son más bajas, como se observa en el Anexo B.

5. RECOMENDACIONES

De la misma manera como se utilizó un testigo de suelo en condiciones naturales

de la zona para la investigación, deben emplearse testigos de los materiales

orgánicos para conocer su comportamiento sin la influencia de los EM. Caracterizar los EM, para determinar su influencia en la recuperación de suelo.

Utilizar otros tipos de cobertura vegetal para determinar si ésta tiene alguna

influencia en los EM.

Determinar la interacción de los EM con “compost” en un estado de degradación

más avanzado que el trabajado en la investigación.

Determinar la interacción de los EM con abonos orgánicos diferentes a la gallinaza

para determinar si se presenta competencia entre los microorganismos de estos

abonos.

Emplear especies que alcancen una etapa de madurez en un tiempo más corto

que el de la Acacia Japonesa, para determinar la influencia de los tratamientos en

la morfofisiología y producción.

Comprobar la efectividad de los tratamientos utilizados en esta investigación in situ

mediante la parcelación de un área de terreno en Mondoñedo.

Realizar mediciones de todas las variables estudiadas en diferentes etapas del

ciclo vegetativo para determinar en qué etapas se produjo variación y como fue

esa variación para los diferentes elementos.

Determinar microbiológicamente la presencia de los EM en el suelo en ciertos

periodos de tiempo, con el fin de analizar su propagación.

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ANEXOS

ANEXO A

REPORTE DE ANÁLISIS DE SUELO No, 4517

Fecha recibo: 28/04/2005 Solicitante: Jesús Alberto Lagos Finca: Desierto Zabrinsky Fecha entrega: 18/05/2005 Dirección: Vereda: Recibo: 445 Teléfono: 6926484 Municipio: Mosquera

RESULTADOS

Cationes intercambiables

Microelementos

CO

N

Ca K Mg Na Al

CIC

P

Cu Fe Mn Zn B

Ar

L

A

PH

% meq / 100 g mg / kg %

Textura

5.7 3.26 j 0.28 8.05 0.83 4.07 0.4 1 0 24. 1 6.7 0.58 763 8.37 2.77 0.22 30 22 \ 4 9 FArA

Los resultados de este reporte corresponden únicamente a las muestras analizadas en el laboratorio

MÉTODOS DE ANÁLISIS

pH: Relación suelo:agua (p/v) 1 :1 , valoración potenciométrica; CO (carbono orgánico): Método de Walkley-Black, valoración volumétrica; N: Estimado a partir del CO (factor empleado: 0.0862); Ca, K, Mg, Na: Extracción con acetato de amonio 1N pH 7, valoración por Absorción Atómica; Al, H (aluminio e hidrógeno de cambio): Extracción con KCI 1M, valoración volumétrica; CIC (capacidad de intercambio catiónico): Desplazamiento del NN* intercambiado con NaCI 1M, valoración volumétrica; P aprovechable: Método de Bray II, valoración colorimétrica; Cu, Fe, Mn, Zn: Extracción con DTPA, valoración por Absorción Atómica; B: Extracción con fosfato monobásico (Azometina-H), valoración colorimétrica; Arcilla (Ar), limo (L), arena (A): método de Bouyoucos, previa dispersión con hexametafosfato de sodio; Textura: Triángulo de clasificación textural del USDA

CONVENCIONES GENERALES DE REFERENCIA

Elemento Clima Alto Medio BajoN total (%)

Frió Medio Cálido

>0.50 >0.15 >0.20

0.25 - 0.50 0.15-0.25 0.10-0.20

<0.25 <0.15 <0.10

Elemento Alto Medio BajoP (mg/kg) K (rneq/100g) Ca (meq/100g) Mg (meq/100g)

>40 >0.35 >6 >2.5

20-40 0.15-0.35 3 - 6 1 .5-2.5

<20 <0 .15 , <3 < 1 . 5

G

RECUERDE: El plan de fertilización es más eficiente y productivo si Usted consulta con oí profesional de Asistencia Técnica de S'.i localidad.

Laboratorio de Aguas y Suelos. Facultad de Agronomía. Edificio 500 Cuarto Piso Conmutador 316 SOOO extensiones 19088 19097 19049 19110. Tclefax 316 5498

e-mail: { HYPEFU.INK "mailto:mclienaoto@unal.edu.co" }

MARTHA CECILIA HENAO Directora del Laboratorio

ALEXANDER NIEVES Analista

ANEXO B Composición de abonos orgánicos y EM

Composición de los EM

447,6

163,5 112

1018

10,3 0,795 0,855

0100200300400500600700800900

1000

mg/Kg

Ca Mg Na k Fe Cu Mn

Elemento

E.M

Ca Mg Na k Fe Cu Mn

Fuente: Las Autoras

Composición del compost

30110

4570623

25200

4997,5

27,55 670

0

5000

10000

15000

20000

25000

30000

35000

mg/Kg

Ca Mg Na k Fe Cu Mn

Elemento

Compost

Ca Mg Na k Fe Cu Mn

Fuente: Las Autoras

Composición del mulch

6590

232 259

3120

170,72 16,43 20,65

0

1000

2000

3000

4000

5000

6000

7000

mg/kg

Ca Mg Na k Fe Cu Mn

Elemento

Mulch

Ca Mg Na k Fe Cu Mn

Fuente: Las Autoras

Composición de la gallinaza

85750

83001335

34350

316 57,82 476,5

0

10000

20000

30000

40000

50000

60000

70000

80000

90000

mg/Kg

Ca Mg Na k Fe Cu Mn

Elemento

Gallinaza

Ca Mg Na k Fe Cu Mn

uente: Las Autoras

F

pH en abonos orgánicos

7,28

8,25

7

6,26,46,66,8

77,27,47,67,8

88,28,4

Unidades

Mulch Gallinaza Compost

Abonos

ph en Abonos Orgánicos

Fuente: Las Autoras

ANEXO C Protocolos de Laboratorio

1. Metodología para determinación de pH

METODOLOGÍA PARA DETERMINAR pH EN SUELOS51

Materiales y Equipos:

- Balanza electrónica - Vidrio de reloj - Espátula - Beaker de 100 ml - Probeta graduada - Agitador de vidrio - Cronometro - Potenciómetro

Procedimiento: - Pesar 20 g de suelo previamente secado y tamizado - Llevar la muestra a un beaker de 100 ml - Adicione 20 ml de agua destilada - Agite hasta obtener una mezcla homogénea por 1 minuto cada 10

minutos por un periodo de más de 30 minutos. - Realice la lectura de pH en cada una de las muestras utilizando el

potenciómetro. Nota: No olvide lavar el potenciómetro con agua destilada antes de introducirlo en cada

una de las muestras. Análisis realizado al Final de la Investigación incluyendo una muestra de suelo

inicial

2. Metodología para la determinación de fósforo disponible en suelos. Método

Bray II

DETERMINACIÓN DE FÓSFORO DISPONIBLE EN SUELOS MÉTODO BRAY II52

Materiales y Equipos:

- Balanza electrónica con aproximación a 0.01 g. - Espectofometro UV – visible y tubos colorimétricos - 2 vasos de precipitados de 100 ml - Frasco dosificador de 25 ml - Papel filtro - Pipeta aforada de 1ml y 5 ml - 2 pipetas aforadas de 2 ml - Pipeta graduada de 1 m

- Probeta de 100 ml

51 Tomado de: Manual de Procedimientos Hach para análisis de Suelos. Hach 52 Tomado de: Manual de Laboratorio de Suelos. Cenicafé. Ignacio Federico Carrillo Pachón

Metodología para la determinación de fósforo disponible en suelos. Método Bray II. Continuación.... Reactivos: - Floruro de amonio

- Ácido clorhídrico concentrado - Molibdato de amonio - Cloruro estanoso - Fosfato monobásico de potasio

- Ácido sulfúrico concentrado Soluciones: a. Solución extractora Bray II: Pese 1.11g de fluoruro de Amonio,

disuelva en 500ml de agua destilada, agregar 8.33ml de ácido clorhídrico concentrado y llevar a un litro con agua destilada.

b. Ácido Cloromolíbdico: Pese 15g de molibdato de amonio y disuélvalo en 300ml de agua destilada caliente a 50ºC. Enfríe y adicionar lentamente 291.7ml de ácido clorhídrico concentrado agitando constantemente. Deje enfriar y llevar a un litro con agua destilada. Prepare en campana extractora.

c. Solución Stock de Cloruro Estannoso: Disuelva 10g de cloruro estannoso en 25ml de ácido clorhídrico concentrado. Envase en frasco oscuro y guardar refrigerado. Prepare en campana extractora.

d. Solución diluida de cloruro estannoso: Diluya 0.5ml de solución stock de cloruro estannoso en 66ml de agua destilada. Prepare en el momento de hacer análisis.

e. Solución Patrón de Fósforo de 100 ppm: Pese 0.4394g de fosfato monobásico de potasio, previamente secado a 105ºC durante 2 horas. Disuelva en agua destilada, agregar 20ml de ácido sulfúrico concentrado y llevar a 1L con agua destilada.

f. Soluciones patrón de Fósforo de 1; 2.5 y 10 ppm: Tome 0ml, 20 ml, y 50ml de solución patrón de 100ppm y llevar a 100ml con solución extractora Bray II, en balones aforados.

Procedimiento: - Pese 2.85g de muestra tamizada (2mm) y agregar junto con 25ml de solución extractora Bray II a un vaso de precipitados de 100ml.

- Agite durante 40 segundos. - Filtre la suspensión inmediatamente a través de papel de filtro, en otro

vaso de precipitados. - En un tubo colorimétrico mida con pipeta aforada y en ese orden, 5ml

de agua destilada, 2ml del extracto, 2ml de ácido cloromolíbdico y 1ml de cloruro estannoso diluido.

- Proceda de la misma manera con los patrones de 0, 1, 2, 5, 10, 20 y 50 ppm y con un blanco de reactivos.

- Lea la absorbancia de los patrones, las muestras y el blanco en espectofotómetro U.V – visible, a una longitud de onda de 600nm, antes de que pasen 10 minutos después de agregar el cloruro estannoso.

Metodología para la determinación de fósforo disponible en suelos. Método Bray II. Continuación... Procedimiento: - Construya una curva de calibración donde se gráfica concentración

vs. Absorbancia. El coeficiente de correlación debe estar por encima de 0.99. Obtenga la ecuación de la recta y con esta calcular la concentración de fósforo en el extracto. (Solo se deben tener en cuenta los patrones cuya absorbancia este entre 0.1 y 0.9.

Nota: Si la absorbancia de la muestra es superior a la absorbancia del patrón de 50 ppm se debe hacer una dilución partiendo del extracto y desarrollar la coloración nuevamente con esta dilución.

Cálculos: 77.8××= DAP =P Concentración de fósforo en el suelo en mg/Kg. (ppm)

=A Concentración de fósforo en el extracto en mg/Kg. (ppm) =D Factor de dilución del extracto, si no se ha diluido es 1.

=77.8 Constante de disolución del suelo en la solución extractora en L/Kg.

Nota General: Válido hasta 140 ppm; si la lectura es mayor se reportará > 140 ppm. Análisis realizado al final de la Investigación.

3. Metodología para calcular el porcentaje de infección micorricica

METODOLOGÍA PARA LA DETERMINACIÓN DEL PORCENTAJE DE INFECCIÓN DE MICORRIZAS53

Materiales y Equipos:

- Vasos de precipitado de vidrio - Baño maría - Tubos de ensayo de vidrio - Laminas y laminillas

- Microscopio Reactivos: - Hidróxido de potasio al 10%

- Hipoclorito de sodio - Ácido clorhídrico al 10%

- Tinción de azul de tripano Procedimiento: - Recolecte las raíces y consérvelas en bolsas plásticas bajo

refrigeración - Separe las raíces del suelo y lávelas con agua corriente - Coloque las raíces en vasos de precipitado de vidrio y cúbralas con

hidróxido de potasio al 10 % - Lleve los vasos de precipitado con las raíces y el hidróxido de potasio

a baño maría a 70ºC durante 5 minutos a 1 hora dependiendo del grosor de la raíz

53 Tomado de: Endomicorrizas en Agroecosistemas Colombianos. Sánchez de Praguer. 1990

Metodología para calcular el porcentaje de infección micorricica. Continuación... Procedimiento: - Retire las raíces y lávelas nuevamente con agua corriente

- Si es necesario blanquear las raíces, cúbralas con hipoclorito de sodio durante el tiempo necesario. Aproximadamente 10 minutos.

- Lave nuevamente las raíces con agua corriente - En los vasos coloque las raíces y cúbralas con ácido clorhídrico

al 10% y luego llévelas a temperatura de 60ºC durante el mismo tiempo que el hidróxido de potasio.

- Lave las raíces con agua corriente - Coloque las raíces en tubos de ensayo y adicione el colorante,

déjelo actuar por 3 días a temperatura ambiente - Tome 5 trozos de raíces teñidas y colóquelos en paralelo en una

lámina - Realice lectura

Cálculos:

100.

inf.inf% ×=observadoscamposdeNo

ectadoscamposdeNoecciónde

4. Metodología para separación y conteo de esporas

METODOLOGÍA PARA SEPARACION Y RECUENTO DE ESPORAS EN SUELO54

Separación de Esporas Materiales y

Equipos: - 2 tamices de 300 µ y 53 µ. - Centrífuga - 1 Kg de azúcar - 1 embudo bunchen - Papel filtro- Cajas de petri

- Muestras de suelo Procedimiento: - Tomar 10g de suelo.

- Verter sobre 2 tamices de 300 µ y 53 µ.. - Lavar por varios minutos. - La fracción de suelo que no atravesó el tamiz de 53 µ se

coloca en un tuvo de centrifugación + solución de sacarosa (relación agua: sacarosa, 1:1) hasta completar 50ml.

- Agitar y centrifugar a 3500 revoluciones por minuto (rpm) durante 3 minutos.

- Retirar materia orgánica de la parte superior del tubo. - Verter nuevamente en tamiz de 53 µ y lavar con agua las

esporas. - Se recoge el residual de esporas con ayuda de un embudo a

un papel de filtro rayado. Colocar en caja de petri.

Fuente: Las Autoras

54 Tomado de: Aspectos básicos de la Investigación de la MVA. Sierverding. 1983.

Metodología para Conteo de Esporas. Continuación...

Conteo de Esporas Procedimiento:

- Contar con estereoscopio. - El número de esporas encontradas en 10g se lleva a

relación de 100g de suelo seco.

Cálculos: - El número de esporas encontradas en 10g se lleva a relación de 100 g de suelo seco.

Características de los Tamices:

1. Tamiz No. 270 Opening Micrometer 53 Opening Inches .0021 Marca: U.S.A Standar Testing Sieve 2. Tamiz No. 50 Opening Micrometer 300 Opening Inches .0016 Marca: U.S.A Standard Testing Sieve A.S.T.M E-11 Specification

Made in México Nota: Conteo realizado a la mitad y al final

5. Metodología para análisis de tejido vegetal

METODOLOGÍA PARA TEJIDO VEGETAL55

Materiales y Equipos:

- Embudos de vidrio - Papel filtro - Beakers - Crisoles - Espátula metálica - Vidrio de reloj - 1 pipeta de 5ml - 2 pipeta de 2ml - Balones aforados de 25ml - Muestras de tejido vegetal - Estufa - Molino - Balanza electrónica

- Espectrofotómetro de absorción atómica 55 Tomado de: Métodos Analíticos del Laboratorio de Suelos. Olarte, Luis. Pág. 610

Metodología para análisis de tejido vegetal. Continuación...

Reactivos: - Ácido clorhídrico Procedimiento:

- Seque la muestra fresca de tejido vegetal en la estufa a una temperatura de 60ºC durante 24 horas.

- Muela la muestra en el Molino - Pese 1g de muestra seca y molida - Coloque la muestra a una temperatura de 475ºC durante 5

horas. - Deje enfriar y adicione 4ml de ácido clorhídrico (1:1) - Evapore muy lentamente sin dejar secar la totalidad de la

muestra - Deje enfriar y adicione 2ml de ácido clorhídrico (1:1) - Filtre y lave el contenido con agua desionizada caliente - Lleve el filtrado a un volumen de 25ml en balón aforado con

agua destilada - Realice las Lecturas en el espectrofotómetro de absorción

atómica de los elementos calcio, sodio, potasio, magnesio, manganeso, hierro, cobre.

Cálculos: PlantaPesoLecturaDNutriente 25××

=

=D Factor de dilución del extracto, si no se ha diluido es 1. = ml a los que se lleva la muestra. 25

Nota: Calibrar y realizar la curva patrón del elemento a identificar antes de leer las muestras

Análisis realizado al final

ANEXO D Resultados y Cálculos – Análisis de Suelo

pH

Fecha: 30 de Noviembre de 2005

Tratamiento U. Experimental Ph1 5,602 5,723 5,594 5,535 5,676 5,687 7,038 6,889 7,0310 6,2711 6,7412 6,2813 7,8214 6,7915 6,7016 6,9517 7,0118 7,1819 6,8920 7,2721 7,5422 7,6123 7,424 7,06

5,307,288,257,00

InicialMulch

GallinazaCompost

Tratamiento No. 5

Tratamiento No. 6

Tratamiento No. 7

Tratamiento No. 8

Tratamiento No. 1

Tratamiento No. 2

Tratamiento No. 3

Tratamiento No. 4

Fósforo

U. Experimental As D [ A ] (ppm) [ P ] (ppm)1 0,566 1 22,28 1402 0,24 1 8,29 72,683 0,358 1 13,35 117,14 0,853 1 34,6 1405 0,223 1 7,56 66,286 0,37 1 13,87 121,617 0,367 20 13,74 > 1408 0,434 20 16,61 > 1409 0,383 20 14,42 > 140

10 0,094 20 2,02 > 14011 0,122 20 3,22 > 14012 0,067 20 0,86 > 14013 0,108 400 2,62 > 14014 0,140 400 4 > 14015 0,124 400 3,31 > 14016 0,252 400 8,8 > 14017 0,245 400 8,5 > 14018 0,208 400 6,91 > 14019 0,143 400 4,12 > 14020 0,148 400 4,34 > 14021 0,131 400 3,61 > 14022 0,288 400 10,35 > 14023 0,287 400 10,3 > 14024 0,395 400 14,94 > 140

Mulch 0,419 400 15,97 > 140Compost 0,016 400 1,33 > 140Gallinaza 0,261 400 9,19 > 140

P = A x D x 8.77 P = [ p ] en el suelo (ppm). A = [ A ] en el extracto (ppm) D = Factor de Dilución delExtracto 8.77 = K de dilución del suelo

[ ppm] Absorbancia (As)0 0,0521 0,0712 0,1285 0,176

10 0,26120 0,45650 1,238

Curva de Calibración de Fósforo

y = 0,0233x + 0,0469R2 = 0,9946

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

0 10 20 30 40 50 60

[ppm] Patrones

Abso

rban

cia

(As)

ANEXO E Resultados y Cálculos – Análisis Microbiológicos

Porcentaje de Infección Micorricica

No. Campos No. Campos No. De No. DeInfectados Observados Arbusculos Vesiculas

1 17 25 68 13 462 20 25 80 10 183 15 25 60 13 184 22 25 88 5 665 16 25 64 1 226 20 25 80 22 507 6 25 24 5 68 10 25 40 0 169 15 25 60 8 2210 20 25 80 16 3611 21 25 84 27 2112 15 25 60 18 2713 19 25 76 18 2614 24 25 96 3 4315 21 25 84 23 7816 22 25 88 20 4517 18 25 72 27 4718 23 25 92 31 2119 11 25 44 10 1620 18 25 72 9 14721 15 25 60 14 1822 11 25 44 3 1323 25 25 100 37 4324 22 25 88 6 170

% de InfecciónU. Experimental

100..% ×=

ObservadosCamposdeNoInfectadosCamposdeNoInfecciónde

Conteo de esporas - A la mitad - Al final

No. Esporas No. Esporasen 10 g en 100 g

1 189 18902 190 19003 162 16204 32 3205 99 9906 183 18307 107 10708 170 17009 120 120010 182 182011 191 191012 174 174013 35 35014 42 42015 32 32016 23 23017 31 31018 31 31019 35 35020 44 44021 29 29022 118 118023 132 132024 122 1220

U. Exp. No. Esporas No. Esporasen 10 g en 100 g

1 128 12802 203 20303 159 15904 137 13705 68 6806 68 6807 186 18608 100 10009 106 106010 79 79011 49 49012 29 29013 14 14014 8 8015 7 7016 12 12017 8 8018 5 5019 35 35020 54 54021 90 90022 19 19023 15 15024 18 180

U. Exp.

ANEXO F

Resultados y Cálculos – Análisis de tejido vegetal

Tratamiento Planta No. W Planta (g) Ca (mg/Kg) Prom. Ca Mg (mg/Kg) Prom. Mg Na (mg/Kg) Prom. Na1n 1,0078 4.433,42 1.181,78 916,602n 1,0012 4.939,07 1.214,54 577,813n 1 2.762 668 497,51v 1,0029 4.239,70 999,10 721,912v 1,0150 2.708,87 1.016,75 798,033v 1,0064 3.970,59 1.161,07 1.292,234n 1 3.492,5 753,5 875,505n 0,9875 3.769,62 922,03 654,186n 1,0085 3.918,69 1.058,01 412,494v 1 4.837,5 853,5 736,55v 1 4.471 937,5 1.026,06v 1,0024 4.094,67 1.019,55 1.311,857n 1,0061 5.575,99 999,53 705,708n 1,0019 3.651,56 1.056,99 939,729n 0,365 6.238,36 1.468,49 1.875,757v 0,6372 3.715,47 1.542,69 1.385,758v 1 3.777,5 900 1.421,59v 1 3.470 1.136 947,5

10n 0,3138 12.589,23 2.869,66 2.603,5711n 1,0060 4.483,60 1.202,78 833,0012n 1 6.585 1.520 708,510v 0,5550 3.542,34 1.281,98 943,2411v 0,8364 1.880,08 496,17 797,4712v 0,2980 4.243,29 1.238,26 3.453,0213n 0,389 4.854,76 1.402,31 2.275,0614n 0,462 11.212,12 2.900,43 3.273,8115n 0,525 5.220,95 2.084,76 2.240,4813v 0,525 9.096,19 1.173,81 2.335,7114v 0,420 7.421,43 2.263,10 6.032,7415v 0,815 4.146,01 1.270,55 1.886,5016n 0,350 6.825,71 1.384,29 3.645,7117n 0,365 11.298,63 2.368,49 2.765,7518n 0,2862 9.896,93 1.801,19 3.501,0516v 1 2.173,5 637 1.191,517v 1 3.434 1.176 89518v 1,0010 4205 1199 120

2.596,45

3.418,32

3.304,17

735,60

1.173,72

1.251,58

1.381,69

1.731,24

663,97

937,39

647,39

1.024,78

2.129,17

1.569,15

1.851,32

1.003,93

1.175,00

1.192,90

1.864,15

1.005,47

1.021,44

1.058,97

911,18

936,85

7.095,94

6.887,88

9.340,42

3.270,93

5.155,30

3.654,32

7.885,94

3.221,90

4.044,83

3.639,72

3.726,94

4.467,72

Tratamiento 1

Tratamiento 2

Tratamiento 3

Tratamiento 4

Tratamiento 5

Tratamiento 6

Tratamiento Planta No. W Planta (g) Ca (mg/Kg) Prom. Ca Mg (mg/Kg) Prom. Mg Na (mg/Kg) Prom. Na

19n 0,410 4.574,39 1.580,49 2.791,4620n 1 1.857,5 667,5 770,521n 0,366 5.025,96 1.877,05 2.704,9219v 1 6.265 2.545 1.174,0020v 1 4.499,5 782 2.043,7521v 1 3.978 1.053,5 1.273,022n 0,135 13.762,96 3.748,15 9.370,3723n 1,0062 5.968,00 1.120,55 1.426,6624n 0,403 6.713,40 1.699,75 3.491,3222v 1 5.430 1.126 76723v 1,0005 4.594,20 1.106,45 1.108,2024v 1 5.355 1.102,5 1.007,5

1 85.750 85.750 8.300 8.300 1.335 1.3351 30.110 30.110 4.570 4.570 623 6231 6.590 6.590 232 232 259 2595 447,6 447,6 163,5 163,5 112 112

Tratamiento 7

Tratamiento 8

GallinazaCompost

MulchE.M.

3.819,28

4.914,17

8.814,79

5.126,40

1.375,01

1.460,17

2.189,48

1.111,65

2.088,96

1.496,92

4.762,78

960,90

ratamiento Planta No. K (mg/Kg) Prom. K Fe (mg/Kg) Prom. Fe Cu (mg/Kg) Prom. Cu Mn (mg/Kg) Prom. Mn1n 12.475,19 10,57 4,89 30,312n 11.623,55 373,05 7,09 53,443n 4.885 101,45 2,5 28,451v 7.521,94 6,38 6,03 53,152v 6.188,42 115,59 0,32 24,563v 7.303,26 195,72 5,32 4,654n 11.337,5 199,35 2,35 52,435n 10.518,99 146,23 3,85 54,336n 9.357,96 168,02 5,18 54,394v 6.165 87,43 2,28 35,485v 5.805 56,5 4,38 30,486v 5.431,96 510,28 6,46 25,397n 8.609,98 253,21 7,48 30,298n 8.384,07 234,85 6,79 21,299n 23.595,89 396,85 19,32 48,907v 11.780,05 171,41 8,12 34,728v 5.029 200,65 11,9 51,19v 4.780 99,63 2,45 27,55

10n 31.070,75 3.044,93 18,48 77,0411n 11.294,73 193,27 5,47 28,9012n 17.950 537 5,03 81,3510v 8.612,61 246,26 11,08 38,9611v 4.615,02 686,87 7,83 10,9712v 8.322,15 187,00 24,41 37,0013n 16.998,72 293,77 13,05 28,3414n 19.913,42 447,02 14,07 75,8115n 22.571,43 223,91 9,95 25,1013v 990,48 903,81 45,48 78,1014v 1.833,33 338,87 11,19 96,8515v 889,57 189,33 8,16 49,7916n 15.714,29 288,29 10,64 30,9317n 13.095,89 1.561,64 19,73 141,2318n 12.648,50 433,18 25,07 50,3116v 3.230 122,43 3,05 27,5817v 14.650 145,93 3,3 5018v 5265 224,18 3,67 45,28

Tratamiento 1

Tratamiento 2

Tratamiento 3

Tratamiento 4

Tratamiento 5

Tratamiento 6

9.661,25

7.004,54

10.404,81

5.800,65

13.529,98

7.196,35

20.105,16

7.183,26

19.827,85

1.237,79

13.819,56

7.714,91

161,69

105,90

171,20

218,07

294,97

157,23

1.258,23

373,38

321,57

477,33

761,04

164,18

4,83

3,89

3,79

4,37

11,19

7,49

9,66

14,44

12,36

21,61

18,48

3,34

37,40

27,45

53,71

30,45

33,49

37,79

62,43

28,98

43,08

74,91

74,16

40,95

T

Tratamiento Planta No. K (mg/Kg) Prom. K Fe (mg/Kg) Prom. Fe Cu (mg/Kg) Prom. Cu Mn (mg/Kg) Prom. Mn19n 25.945,12 502,93 15,98 43,60 20n 10.256,3 176,19 7,1 14,6 21n 26.980,87

21.060,75399,32

359,48 20,36

14,48 30,60

29,58

19v 14.950 476 10,85 35,58 20v 9.350 223,9 4,7 49,85

Tratamiento 7

21v 19.050 14.450,00

169,55 289,82

4,18 6,58

40,95 42,13

22n 70.555,56 1.179,44 48,89 111,67 23n 15.503,88 598,29 4,92 68,80 24n 20.068,24

35.375,89576,61

784,78 27,85

27,22 43,80

74,75

22v 11.900 103,65 8,93 68,45 23v 7.265,12 425,79 11,92 52,60

Tratamiento 8

24v 13.400 10.855,04

255,5 261,65

13,6 11,46

90,6 70,53

Gallinaza 34.350 34.350 316 316 57,83 57,83 476,5 476,5 Compost 25.200 25.200 4.997,5 4.997,5 27,55 27,55 670 670

Mulch 3.120 3.120 170,73 170,725 16,43 16,43 20,65 20,65 E.M. 1.018 1.018 10,30 10,30 0,795 0,795 0,855 0,855

ANEXO G

Resultados de materia orgánica durante la investigación.

Muestra % M.O. a los 68 días

% M.O. a los 105 días

% M.O. total

.30% 7.86% 7.08%

.31% 7.05% 7.18%3 6.97% 11.29% 9.13%4 6.13% 7.46% 6.79%

.13% 7.86% 6.99%

.29% 7.05% 6.17%7 11.34% 11.29% 11.31%8 10.33% 12.49% 11.41%

31% 10.88% 9.09%1 47% 11.08% 9.28%12 5.96% 11.29% 8.62%1 .66% 19.95% 15.31%

32% 19.35% 14.33%.68% 23.78% 18.23%

16 4.95% 7.25% 6.10%3.61% 9.07% 6.34%

61% 6.25% 4.93%.68% 19.35% 16.01%

20 12.68% 19.95% 16.31%19.23% 24.18% 21.71%

.87% 16.12% 16.00%

.70% 15.92% 15.81%24 12.68% 33.05% 22.86%

Materia Orgánica

12

67

56

65

910

97.7.

.66% 15.52% 12.59%

1

3

5

109.12

141

171819

3.12

212223

1515

Maldonado, Astrid, 2006

Fuente: Macana, Diana.

ANEXO H

Pruebas de comparaciones múltiples. Duncan y Dunnet

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para pH.

Multiple

Dependent Variable: PHDunnett t (2- a

-1.000E- .2375 1.00 - .68441.3433 * .2375 .00 .6488 2.0378.7933 * .2375 .02 9.8851E- 1.4878

1.4666 * .2375 .00 .7721 2.16111.4100 * .2375 .00 .7155 2.10441.5966 * .2375 .00 .9021 2.29111.7200 * .2375 .00 1.0255 2.4144

(J) 1 1 1 1 1 1 1

(I) 2345678

MeaDifferen

(I- Std. Sig. Lower Upper 95% Confidence

The mean difference is significant at the *. Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other a.

Prueba de comparación múltiple de Duncan para fósforo disponible.

FOSFORO

Duncan a

3 109,29673 109,92673 140,00003 140,00003 140,00003 140,00003 140,00003 140,0000

,087

MUESTRA2,001,003,004,005,006,007,008,00Sig.

N 1

Subsetfor alpha

= .05

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.a.

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para fósforo disponible

de

Multiple Comparisons

Dependent Variable: FOSFORODunnett t (2-sided) a

-,6300 14,844 1,000 -44,0304 42,770430,0733 14,844 ,250 -13,3271 73,473830,0733 14,844 ,250 -13,3271 73,473830,0733 14,844 ,250 -13,3271 73,473830,0733 14,844 ,250 -13,3271 73,473830,0733 14,844 ,250 -13,3271 73,473830,0733 14,844 ,250 -13,3271 73,4738

(J) MUESTRA1,001,001,001,001,001,001,00

(I) MUESTRA2,003,004,005,006,007,008,00

MeanDifference

(I-J) Std. Error Sig.LowerBound

UpperBound

95% Confidence Interval

Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groups against it.a.

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para porcentaje de infección

micorrizas vesículo-arbusculares (MVA)

Multiple Comparisons

Dependent Variable: % INFECCIONDunnett t (2- a

8,000 12,97 ,983 - 45,947- 12,97 ,202 - 9,947

5,333 12,97 ,998 - 43,28116,000 12,97 ,708 - 53,94714,666 12,97 ,775 - 52,614

- 12,97 ,932 - 27,2818,000 12,97 ,983 - 45,947

(J) 1,00 1,00 1,00 1,00 1,00 1,00 1,00

(I) 2,00 3,00 4,00 5,00 6,00 7,00 8,00

MeaDifferenc

(I-J) Std. Sig.Lower Boun

UppeBoun

95% Confidence

Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groups a.

Prueba de comparación múltiple de Duncan Número de arbusculos.

No.ARBUSCULOS

Dunca a

3 4.33333 9.3333 9.33333 11.0000 11.00003 12.0000 12.00003 14.6666 14.66663 15.3333 15.33333 20.3333 20.33333 26.0000

.07 .06

TT3 2 7 1 5 8 4 6 Sig.

N 1 2Subset for alpha =

Means for groups in homogeneous subsets Uses Harmonic Mean Sample Size a.

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para Número de arbusculos.

Multiple

Dependent Variable: No.ARBUSCULOSDunnett t (2- a

- 7.5203 .99 - 19.3218- 7.5203 .84 - 14.32188.3333 7.5203 .78 - 30.32182.6666 7.5203 .99 - 24.6551

14.0000 7.5203 .32 - 35.9884- 7.5203 1.00 - 20.98843.3333 7.5203 .99 - 25.3218

(J) 1 1 1 1 1 1 1

(I) 2 3 4 5 6 7 8

MeaDifferen

(I- Std. Sig. Lower Upper 95% Confidence

Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other a.

Prueba de comparación múltiple de Duncan para Número de vesículas.

No.VESICULAS

Dunca a

3 14.66663 27.33333 28.00003 37.66663 46.00003 49.00003 60.33333 75.3333

.14

TT31462578Sig.

N 1

Subsfor

=

Means for groups in homogeneous subsets Uses Harmonic Mean Sample Size a.

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para Número de vesículas.

Multiple

Dependent Variable: No.VESICULASDunnett t (2- a

18.6666 34.6081 .99 - 119.8561- 34.6081 .99 - 88.5228

.6666 34.6081 1.00 - 101.856121.6666 34.6081 .98 - 122.856110.3333 34.6081 1.00 - 111.522833.0000 34.6081 .87 - 134.189448.0000 34.6081 .60 - 149.1894

(J) 1 1 1 1 1 1 1

(I) 2 3 4 5 6 7 8

MeaDifferen

(I- Std. Sig. Lower Upper 95% Confidence

Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other a.

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para Número de esporas en 100g por

100g por

tratamiento (a la mitad)

Multiple Comparisons

Dependent Variable: ESPORA_INICIALDunnett t (2- a

- * 246,84 ,038 - -- 246,84 ,285 - 241,746

20,000 246,84 1,000 - 741,746- * 246,84 ,000 - -- * 246,84 ,000 - -- * 246,84 ,000 - -- 246,84 ,163 - 158,413

(J) 1,00 1,00 1,00 1,00 1,00 1,00 1,00

(I) 2,00 3,00 4,00 5,00 6,00 7,00 8,00

MeaDifferenc

(I-J) Std. Sig.Lower Boun

UppeBoun

95% Confidence

The mean difference is significant at the .05*. Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groupsa.

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para Número de esporas en

tratamiento (al final)

Multiple Comparisons

Dependent Variable: ESPORA_FINALDunnett t (2- a

- * 237,30 ,039 - -- 237,30 ,612 - 367,165

- * 237,30 ,001 - -- * 237,30 ,000 - -- * 237,30 ,000 - -- * 237,30 ,003 - -- * 237,30 ,000 - -

(J) 1,00 1,00 1,00 1,00 1,00 1,00 1,00

(I) 2,00 3,00 4,00 5,00 6,00 7,00 8,00

MeaDifferenc

(I-J) Std. Sig.Lower Boun

UppeBoun

95% Confidence

The mean difference is significant at the .05*. Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groupsa.

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para calcio. Plantas de la 1ª siembra.

lantas de la 2ª siembra

Multiple Comparisons

Dependent Variable: CA_1ª SIEMBRADunnett t (2-sided) a

828.00333 972.43340 .921 -2015.26019 3671.2668514.60333 972.43340 1.000 -2828.66019 2857.86685

-417.81667 972.43340 .998 -3261.08019 2425.446853248.15667* 972.43340 .022 404.89315 6091.42019-368.79000 972.43340 .999 -3212.05352 2474.473521274.44667 972.43340 .656 -1568.81685 4117.710191486.68000 972.43340 .512 -1356.58352 4329.94352

(J) TTO 1 1 1 1 1 1 1

(I) TTO 2 3 4 5 6 7 8

MeanDifference

(I-J) Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound95% Confidence Interval

The mean difference is significant at the .05 level.*. Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groups against it.a.

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para calcio. P

CA_2aSIEMBRA

Duncana

3 3726.8533 3819.2833 4037.027 4037.0273 5320.957 5320.9573 7095.943 7095.9433 7885.943 7885.9433 8814.787 8814.7873 9340.423

.062 .050

TTO 2 7 1 3 5 4 8 6 Sig.

N 1 2Subset for alpha = .05

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.a.

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para calcio. Plantas de la 2ª siembra.

magnesio. Plantas de la 1ª

siembra

Multiple Comparisons

Dependent Variable: CA_2aSIEMBRADunnett t (2-sided) a

-310.17333 2245.779 1.000 -6876.52681 6256.180141283.93000 2245.779 .989 -5282.42348 7850.283483848.91667 2245.779 .400 -2717.43681 10415.270143058.91667 2245.779 .622 -3507.43681 9625.270145303.39667 2245.779 .142 -1262.95681 11869.75014-217.74333 2245.779 1.000 -6784.09681 6348.610144777.76000 2245.779 .212 -1788.59348 11344.11348

(J) TTO 1 1 1 1 1 1 1

(I) TTO 2 3 4 5 6 7 8

MeanDifference

(I-J) Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound95% Confidence Interval

Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groups against it.a.

Prueba de comparación múltiple de Duncan para

MG_1aSIEMBRA

Duncana

3 811.98333 936.93333 1005.470 1005.4703 1015.257 1015.2573 1058.973 1058.9733 1192.897 1192.8973 1569.153 1569.1533 1851.167

.085 .055

TTO 8 2 4 6 1 3 5 7 Sig.

N 1 2Subset for alpha = .05

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.a.

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para magnesio. Plantas de la 1ª

siembra

magnesio. Plantas de la 2ª

siembra

M ultip le C i

Dependent Variable : M G _1aSIEM BRADunnett t (2-sided) a

-122.04000 366.0613 1.000 -1192.35352 948.2735164133.92333 366.0613 .999 -936.3901831 1204.236850

-53.503333 366.0613 1.000 -1123.81685 1016.810183510.18000 366.0613 .600 -560.1335164 1580.493516

-43.716667 366.0613 1.000 -1114.03018 1026.596850792.19333 366.0613 .200 -278.1201831 1862.506850

-246.99000 366.0613 .973 -1317.30352 823.3235164

(J) TTO 1 1 1 1 1 1 1

(I) TTO 2 3 4 5 6 7 8

M eanDifference

(I-J) Std . Error S ig. Lower Bound Upper Bound95% Confidence In terval

Dunnett t-tests treat one group as a contro l, and compare a ll o ther groups against it

a .

Prueba de comparación múltiple de Duncan para

MG_2aSIEMBRA

Duncan a

3 911.09333 1013.8433 1021.6773 1175.0033 1375.013 1375.0133 1851.323 1851.3233 1997.480 1997.4803 2384.110

.078 .087

TTO2 5 1 3 7 6 4 8 Sig.

N 1 2Subset for alpha = .05

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.a.

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para magnesio. Plantas de la 2ª

siembra

Plantas de la 1ª

siembra

Multiple Comparisons

Dependent Variable: MG_2aSIEMBRADunnett t (2-sided) a

-110.58333 512.1829 1.000 -1608.13677 1386.970101153.32667 512.1829 1.000 -1344.22677 1650.880101975.80333 512.1829 .302 -521.7501012 2473.356768

-7.8333333 512.1829 1.000 -1505.38677 1489.720101829.64667 512.1829 .455 -667.9067678 2327.200101353.33667 512.1829 .970 -1144.21677 1850.8901011362.4333 512.1829 .083 -135.1201012 2859.986768

(J) TTO 1 1 1 1 1 1 1

(I) TTO 2 3 4 5 6 7 8

MeanDifference

(I-J) Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound95% Confidence Interval

Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groups against it.a.

Pruebas de comparación múltiples de Duncan para sodio.

NA_1aSIEMBRA

Duncana

3 911.09333 1013.8433 1021.6773 1175.0033 1375.013 1375.0133 1851.323 1851.3233 1997.480 1997.4803 2384.110

.078 .087

TTO25137648Sig.

N 1 2Subset for alpha = .05

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.a.

Prueba de Comparación Múltiple de Dunnet para sodio. Plantas de la 1ª Siembra

Multiple C i

Dependent Variable: NA_1aSIEMBRADunnett t (2-sided) a

87.3100000 813.9688 1.000 -2292.62451 2467.244505314.19333 813.9688 .999 -2065.74117 2694.127839793.85333 813.9688 .864 -1586.08117 3173.7878392480.9267 * 813.9688 .039 100.9921612 4860.861172181.68667 813.9688 1.000 -2198.24784 2561.621172559.52667 813.9688 .970 -1820.40784 2939.461172

23.5100000 813.9688 1.000 -2356.42451 2403.444505

(J) TTO 1 1 1 1 1 1 1

(I) TTO 2 3 4 5 6 7 8

MeanDifference

(I-J) Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound95% Confidence Interval

The mean difference is significant at the .05 level.*. Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groups against it.a.

Prueba de comparación múltiple de Duncan para sodio. Plantas de la 2ª siembra

NA_2aSIEMBRA

Duncan a

3 647.30333 664.15333 1167.6473 1381.6903 2088.877 2088.8773 2596.450 2596.4503 3304.170 3304.1703 4762.780

.090 .076

TTO2 1 3 4 7 5 6 8 Sig.

N 1 2Subset for alpha = .05

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.a.

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para sodio. Plantas de la 2ª siembra

Prueba de comparación múltiple de Duncan para potasio. Plantas de la 1ª siembra

Multiple Comparisons

Dependent Variable: NA_2aSIEMBRADunnett t (2-sided) a

-16.850000 1305.714 1.000 -3834.57976 3800.879759503.49333 1305.714 .999 -3314.23643 4321.223092717.53667 1305.714 .991 -3100.19309 4535.2664261932.2967 1305.714 .543 -1885.43309 5750.0264262640.0167 1305.714 .252 -1177.71309 6457.7464261424.7233 1305.714 .799 -2393.00643 5242.4530924098.6267 * 1305.714 .033 280.8969076 7916.356426

(J) TTO 1 1 1 1 1 1 1

(I) TTO 2 3 4 5 6 7 8

MeanDifference

(I-J) Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound95% Confidence Interval

The mean difference is significant at the .05 level.*. Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groups against it.a.

K_1aSIEMBRA

Duncan a

3 4209.2203 5800.6533 7183.2603 7256.0673 7714.913 7714.9133 9370.203 9370.2033 10805.48 10805.483 14450.00

.066 .052

TTO5 2 4 1 6 3 8 7 Sig.

N 1 2Subset for alpha = .05

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.a.

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para potasio. Plantas de la 1ª siembra

siembra

Multiple Comparisons

Dependent Variable: K_1aSIEMBRADunnett t (2-sided) a

-1455.4133 2972.405 .995 -10146.3239 7235.4972512114.1367 2972.405 .965 -6576.77392 10805.04725

-72.806667 2972.405 1.000 -8763.71725 8618.103917-3046.8467 2972.405 .838 -11737.7573 5644.063917458.84667 2972.405 1.000 -8232.06392 9149.7572517193.9333 2972.405 .128 -1496.97725 15884.843923549.4133 2972.405 .734 -5141.49725 12240.32392

(J) TTO 1 1 1 1 1 1 1

(I) TTO 2 3 4 5 6 7 8

MeanDifference

(I-J) Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound95% Confidence Interval

Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groups against it.a.

Prueba de comparación múltiple de Duncan para potasio. Plantas de la 2ª

K_2aSIEMBRA

Duncan a

3 10404.823 11120.733 13819.56 13819.563 16056.24 16056.243 19827.85 19827.853 20105.16 20105.163 21060.75 21060.753 35375.89

.363 .074

TTO21635478Sig.

N 1 2Subset for alpha = .05

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.a.

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para potasio. Plantas de la 2ª siembra

Multiple Comparisons

Dependent Variable: K_2aSIEMBRADunnett t (2-sided) a

-715.91667 10115.41 1.000 -30292.0075 28860.174184935.5033 10115.41 .995 -24640.5875 34511.594188984.4267 10115.41 .906 -20591.6642 38560.517518707.1200 10115.41 .917 -20868.9708 38283.210842698.8267 10115.41 1.000 -26877.2642 32274.917519940.0133 10115.41 .860 -19636.0775 39516.1041824255.160 10115.41 .133 -5320.93084 53831.25084

(J) TTO 1 1 1 1 1 1 1

(I) TTO 2 3 4 5 6 7 8

MeanDifference

(I-J) Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound95% Confidence Interval

Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groups against it.a.

Prueba de comparación múltiple de Duncan para hierro. Plantas de la 1ª siembra

FE_1aSIEMBRA

Duncan a

3 105.89673 157.23003 164.18003 261.64673 289.81673 373.37673 477.33673 575.9033

.073

TTO1 3 6 8 7 4 5 2 Sig.

N 1

Subsetfor alpha

= .05

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.a.

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para hierro. Plantas de la 1ª siembra

Multiple Comparisons

Dependent Variable: FE_1aSIEMBRADunnett t (2-sided) a

470.00667 215.8001 .195 -160.9635208 1100.97685451.3333333 215.8001 1.000 -579.6368542 682.3035208

267.48000 215.8001 .704 -363.4901875 898.4501875371.44000 215.8001 .396 -259.5301875 1002.410188

58.2833333 215.8001 1.000 -572.6868542 689.2535208183.92000 215.8001 .921 -447.0501875 814.8901875155.75000 215.8001 .962 -475.2201875 786.7201875

(J) TTO 1 1 1 1 1 1 1

(I) TTO 2345678

MeanDifference

(I-J) Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound95% Confidence Interval

Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groups against it.a.

Prueba de comparación múltiple de Duncan para hierro. Plantas de la 2ª siembra

FE_2aSIEMBRA

Duncan a

3 140.76673 161.69003 294.97003 321.56333 359.47673 761.03673 784.78003 1258.233

.071

TTO21357684Sig.

N 1

Subsetfor alpha

= .05

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.a.

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para hierro. Plantas de la 2ª siembra

Multiple Comparisons

Dependent Variable: FE_2aSIEMBRADunnett t (2-sided) a

-20.923333 509.2240 1.000 -1509.82537 1467.978705133.28000 509.2240 1.000 -1355.62204 1622.1820381096.5433 509.2240 .203 -392.3587048 2585.445371159.87333 509.2240 1.000 -1329.02870 1648.775371599.34667 509.2240 .745 -889.5553715 2088.248705197.78667 509.2240 .999 -1291.11537 1686.688705623.09000 509.2240 .715 -865.8120382 2111.992038

(J) TTO 1 1 1 1 1 1 1

(I) TTO 2 3 4 5 6 7 8

MeanDifference

(I-J) Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound95% Confidence Interval

Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groups against it.a.

Prueba de comparación múltiple de Duncan para cobre. Plantas de la 1ª siembra

CU_1aSIEMBRA

Duncan a

3 3.34000003 3.89000003 4.37333333 6.5766667 6.57666673 7.4900000 7.49000003 11.46667 11.466673 14.44000 14.440003 21.61000

.170 .064

TTO61273845Sig.

N 1 2Subset for alpha = .05

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.a.

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para cobre. Plantas de la 1ª siembra

Multiple Comparisons

Dependent Variable: CU_1aSIEMBRADunnett t (2-sided) a

.4833333 6.8486404 1.000 -19.5411632 20.50782993.6000000 6.8486404 .993 -16.4244965 23.6244965

10.5500000 6.8486404 .504 -9.4744965 30.574496517.7200000 6.8486404 .095 -2.3044965 37.7444965

-.5500000 6.8486404 1.000 -20.5744965 19.47449652.6866667 6.8486404 .999 -17.3378299 22.71116327.5766667 6.8486404 .790 -12.4478299 27.6011632

(J) TTO 1 1 1 1 1 1 1

(I) TTO 2 3 4 5 6 7 8

MeanDifference

(I-J) Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound95% Confidence Interval

Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groups against it

a.

Prueba de comparación múltiple de Duncan para cobre. Plantas de la 2ª siembra

CU_2aSIEMBRA

Duncan a

3 3.79000003 4.82666673 9.66000003 11.19667 11.196673 12.35667 12.356673 14.44667 14.446673 18.48000 18.480003 28.25667

.109 .061

TTO 2 1 4 3 5 7 6 8 Sig.

N 1 2Subset for alpha = .05

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.a.

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para cobre. Plantas de la 2ª siembra

ª

Multiple Comparisons

Dependent Variable: CU_2aSIEMBRADunnett t (2-sided) a

-1.0366667 7.6828622 1.000 -23.5003149 21.42698166.3700000 7.6828622 .929 -16.0936482 28.83364824.8333333 7.6828622 .981 -17.6303149 27.29698167.5300000 7.6828622 .862 -14.9336482 29.9936482

13.6533333 7.6828622 .366 -8.8103149 36.11698169.6200000 7.6828622 .696 -12.8436482 32.0836482

23.4300000 * 7.6828622 .039 .9663518 45.8936482

(J) TTO 1 1 1 1 1 1 1

(I) TTO 2 3 4 5 6 7 8

MeanDifference

(I-J) Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound95% Confidence Interval

The mean difference is significant at the .05 level.*. Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groups against it.a.

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para manganeso. Plantas de la 1

siembra

Multiple Comparisons

Dependent Variable: MN_1aSIEMBRADunnett t (2-sided) a

2.1600000 12.36359 1.000 -33.9894700 38.30947009.5066667 12.36359 .950 -26.6428033 45.6561366

.6933333 12.36359 1.000 -35.4561366 36.842803336.7066667 * 12.36359 .046 .5571967 72.856136612.6700000 12.36359 .838 -23.4794700 48.819470013.8433333 12.36359 .781 -22.3061366 49.992803342.2500000 * 12.36359 .019 6.1005300 78.3994700

(J) TTO 1 1 1 1 1 1 1

(I) TTO 2345678

MeanDifference

(I-J) Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound95% Confidence Interval

The mean difference is significant at the .05 level.*. Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groups against it.a.

Prueba de comparación múltiple de Duncan para Manganeso. Plantas de la 2ª

siembra

MN_2aSIEMBRA

Duncana

3 29.580003 33.490003 37.406673 43.083333 53.713333 67.400003 74.156673 74.75667

.106

TTO7 3 1 5 2 4 6 8 Sig.

N 1

Subsetfor alpha

= .05

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.a.

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para Manganeso. Plantas de la 2ª siembra

Multiple Comparisons

Dependent Variable: MN_2aSIEMBRADunnett t (2-sided) a

16.3066667 23.23672 .967 -51.6343678 84.2477012-3.9166667 23.23672 1.000 -71.8577012 64.024367829.9933333 23.23672 .670 -37.9477012 97.9343678

5.6766667 23.23672 1.000 -62.2643678 73.617701236.7500000 23.23672 .478 -31.1910345 104.6910345-7.8266667 23.23672 1.000 -75.7677012 60.114367837.3500000 23.23672 .463 -30.5910345 105.2910345

(J) TTO 1 1 1 1 1 1 1

(I) TTO 2 3 4 5 6 7 8

MeanDifference

(I-J) Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound95% Confidence Interval

Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groups against it.a.

ANEXO I

Anpara variables morfológicas

Análisis de varianza ANOVA para diámetro de tallo. Plantas de la 1ª siembra

Prueba de comparación múltiple de Duncan para diámetro de tallo. Plantas de la

1ª siembra

Prueba

álisis de varianza ANOVA y pruebas de comparación múltiple de Duncan y Dunet

ANOVA

DIAM_1aSIEMBRA

10.030 7 1.433 2.564 .056 8.942 16 .559

18.971 23

Between GWithin GTotal

Sum fSquare df Mean

SF Sig.

DIAM_1aSIEMBRA

Duncan a

3 2.373333 2.78333 2.783333 3.51667 3.51667 3.516673 3.58667 3.58667 3.586673 3.67000 3.67000 3.670003 3.97000 3.970003 4.02333 4.023333 4.52667

.072 .088 .158

TTO 5 4 3 6 8 2 7 1 Sig.

N 1 2 3Subset for alpha = .05

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.a.

de comparación múltiple de Dunnet para diámetro de tallo. Plantas de la

1ª siembra

Multiple Com parisons

Dependent Variable: D IAM_1aSIEMBRADunnett t (2-sided) a

-.55667 .61038 .895 -2.34134 1.22801 -1.01000 .61038 .434 -2.79468 .77468 -1.74333 .61038 .057 -3.52801 4.1342E-02 -2.15333 * .61038 .015 -3.93801 -.36866

-.94000 .61038 .504 -2.72468 .84468 -.50333 .61038 .931 -2.28801 1.28134 -.85667 .61038 .594 -2.64134 .92801

(J) TTO 1 1 1 1 1 1 1

(I) TTO 2 3 4 5 6 7 8

MeanDifference

(I-J) Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound 95% Confidence Interval

The mean difference is significant at the .05 level.*. Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groups against it.a.

Análisis de varianza ANOVA para diámetro de Tallo. Plantas de la 2ª siembra.

Prueba de

2ª siembra

ANOVA

DIAM_2aSIEMBRA

2.774 7 .396 2.806 .041 2.260 16 .1415.034 23

Between Groups Within Groups Total

Sum ofSquares df Mean Square F Sig.

comparación múltiple de Duncan para diámetro de tallo. Plantas de la

DIAM_2aSIEMBRA

Duncan a

3 1.660003 1.85000 1.850003 2.02333 2.023333 2.07333 2.073333 2.13333 2.133333 2.27667 2.27667 2.276673 2.44333 2.443333 2.83667

.091 .103 .102

TTO78563421Sig.

N 1 2 3Subset for alpha = .05

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.Uses Harmonic ize = 3.000.a. Mean Sample S

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para diámetro de tallo. Plantas de la

2ª siembra

Multiple Com risonspa

Dependent Variable: D IAM_2aSIEMBRADunnett t (2-sided) a

-.39333 .30685 .676 -1.29053 .50386 -.70333 .30685 .160 -1.60053 .19386 -.56000 .30685 .341 -1.45719 .33719 -.81333 .30685 .084 -1.71053 8.3861E-02 -.76333 .30685 .113 -1.66053 .13386

-1.17667 * .30685 .008 -2.07386 -.27947 -.98667 * .30685 .028 -1.88386 -8.94721E-02

(J) TTO 1 1 1 1 1 1 1

(I) TTO 2 3 4 5 6 7 8

MeanDifference

(I-J) Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound 95% Confidence Interval

The mean difference is significant at the .05 level.*. Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groups against it.a.

Análisis de varianza ANOVA para número de ramas. Plantas de la 1ª siembra

ANOVA

RAMA_1aSIEMBRA

50.613 7 7.230 .829 .578 139.490 16 8.718190.103 23

Between Groups Within Groups Total

Sum ofSquares df Mean Square F Sig.

Prueba de comparación múltiple de Duncan para número de ramas. Plantas de la

1ª siembra

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para número de ramas. Plantas de la

1ª siembra

RAMA_1aSIEMBRA

Duncan a

3 5.000003 5.283333 5.953333 6.716673 7.380003 8.000003 8.000003 9.57000

.114

TTO5 2 4 3 1 6 7 8 Sig.

N 1

Subsetfor alpha

= .05

Means for groups in homogeneous subsets are displayeUses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.a.

Multiple Comparisons

Dependent Variable: RAMA_1aSIEMBRADunnett t (2-sided) a

-2.09667 2.41083 .914 -9.14560 4.95227 -.66333 2.41083 1.000 -7.71227 6.38560

-1.42667 2.41083 .986 -8.47560 5.62227 -2.38000 2.41083 .858 -9.42893 4.66893

.62000 2.41083 1.000 -6.42893 7.66893

.62000 2.41083 1.000 -6.42893 7.66893 2.19000 2.41083 .897 -4.85893 9.23893

(J) TTO 1 1 1 1 1 1 1

(I) TTO 2 3 4 5 6 7 8

MeanDifference

(I-J) Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound 95% Confidence Interval

Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groups against it.a.

Análisis de varianza ANOVA para número de ramas. Plantas de la 2ª siembra.

ANOVA

RAMA_2aSIEMBRA

13.252 7 1.893 .842 .569 35.973 16 2.24849.225 23

Between Groups Within Groups Total

Sum ofSquares df Mean Square F Sig.

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para número de ramas. Plantas de la

2ª siembra

Prueba de comparación múltiple de Duncan para número de ramas. Plantas de la

2ª siembra

RAMA_2aSIEMBRA

Duncan a

3 2.866673 3.266673 3.866673 4.000003 4.000003 4.266673 4.400003 5.53333

.073

TTO75148263Sig.

N 1

Subsetfor alpha

= .05

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.a.

Multiple Comparisons

Dependent Variable: RAMA_2aSIEMBRADunnett t (2-sided) a

.40000 1.22429 1.000 -3.17966 3.97966 1.66667 1.22429 .622 -1.91299 5.24633

.13333 1.22429 1.000 -3.44633 3.71299 -.60000 1.22429 .995 -4.17966 2.97966 .53333 1.22429 .998 -3.04633 4.11299

-1.00000 1.22429 .934 -4.57966 2.57966 .13333 1.22429 1.000 -3.44633 3.71299

(J) TTO 1 1 1 1 1 1 1

MeanDifference

(I-J) Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound(I) TTO 2 3 4 5 6 7 8

95% Confidence Interval

Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groups against it

a.

Análisis de varianza ANOVA para número de hojas. Plantas de la 1ª siembra

Prueba de Duncan para número de hojas. Plantas de la

ANOVA

HOJA_1aSIEMBRA

3202.478 7 457.497 1.752 .167 4177.600 16 261.1007380.078 23

Between Groups Within Groups Total

Sum ofSquares df Mean Square F Sig.

comparación múltiple de

1ª siembra

HOJA_1aSIEMBRA

Duncan a

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para número de hojas. Plantas de la

1ª siembra

3 24.733333 26.733333 28.200003 35.33333 35.333333 36.13333 36.133333 39.73333 39.733333 49.26667 49.266673 61.00000

.119 .097

TTO 5 1 2 4 3 6 7 8 Sig.

N 1 2Subset for al = .05pha

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.a.

Multiple C i

Dependent Variable: HOJA_1aSIEMBRADunnett t (2-sided) a

1.46667 13.19343 1.000 -37.10914 40.04248 9.40000 13.19343 .965 -29.17581 47.97581 8.60000 13.19343 .977 -29.97581 47.17581

-2.00000 13.19343 1.000 -40.57581 36.57581 13.00000 13.19343 .859 -25.57581 51.57581 22.53333 13.19343 .404 -16.04248 61.10914 34.26667 13.19343 .093 -4.30914 72.84248

(J) TTO 1 1 1 1 1 1 1

(I) TTO 2 3 4 5 6 7 8

MeanDifference

(I-J) Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound 95% Confidence Interval

Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groups against it.a.

Análisis de varianza ANOVA para número de hojas. Plantas de la 2ª siembra.

Duncan para número de hojas. Plantas de la

2ª siembra

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para número de hojas. Plantas de la

2ª siembra

ANOVA

HOJA_2aSIEMBRA

691.140 7 98.734 1.340 .295 1179.200 16 73.7001870.340 23

Between Groups Within Groups Total

Sum ofSquares df Mean Square F Sig.

Prueba de comparación múltiple de

HOJA_2aSIEMBRA

Duncan a

3 14.533333 18.066673 20.133333 23.266673 27.800003 28.400003 28.933333 29.66667

.075

TTO75861243Sig.

N 1

Subsetfor alpha

= .05

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.a.

Multiple Comparisons

Dependent Variable: HOJA_2aSIEMBRADunnett t (2-sided) a

.60000 7.00952 1.000 -19.89488 21.09488 1.86667 7.00952 1.000 -18.62821 22.36155 1.13333 7.00952 1.000 -19.36155 21.62821

-9.73333 7.00952 .604 -30.22821 10.76155 -4.53333 7.00952 .978 -25.02821 15.96155

-13.26667 7.00952 .308 -33.76155 7.22821 -7.66667 7.00952 .797 -28.16155 12.82821

(J) TTO 1 1 1 1 1 1 1

(I) TTO 2 3 4 5 6 7 8

MeanDifference

(I-J) Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound 95% Confidence Interval

Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other groups against it.a.

Análisis de varianza ANOVA para número de nódulos al inicio. Plantas de la 1ª

Siembra

ANOVA

NODULO_INICIO_1aSIEMBRA

364.29 7 52.04 .72 .651156.66 16 72.291520.95 23

Between W ithin Tota

Sum Squar df Mean F Sig.

Prueba de

Plantas de la 1ª Siembra

comparación múltiple de Duncan para número de nódulos al Inicio.

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para número de nódulos al inicio.

Plantas de la 1ª siembra

NODULO_INICIO_1a SIEM BRA aDunca

3 2.66663 3.33333 4.33333 4.33333 6.00003 10.00003 11.00003 14.0000

.16

TT2 4 1 7 6 3 5 8 Sig.

N 1

Subsfor

=

Means for groups in hom ogeneous subsets Uses Harmonic Mean Sam ple Size a.

M ultiple

Dependent Variab le: NODULO_INICIO_1aSIEM BRADunnett t (2- a

- 6.9422 1.00 - 18.63145.6666 6.9422 .93 - 25.9647

- 6.9422 1.00 - 19.29816.6666 6.9422 .87 - 26.96471.6666 6.9422 1.00 - 21.9647.0000 6.9422 1.00 - 20.2981

9.6666 6.9422 .60 - 29.9647

(J) 1 1 1 1 1 1 1

(I) 2 3 4 5 6 7 8

MeaDifferen

(I- S td. S ig. Lower Upper 95% Confidence

Dunnett t-tests treat one group as a contro l, and com pare a ll other a.

Análisis de varianza ANOVA para número de nódulos al final. Plantas de la 1ª

Siembra. ANOVA

NODULO_FINAL_1aSIEMBRA

39.16 7 5.59 .61 .74146.66 16 9.16185.83 23

Between W ithin Tota

Sum Squar df Mean F Sig.

Prueba de comparación múltiple de Duncan para número de nódulos al final.

Plantas de la 1ª Siembra.

N O D U L O _ F IN AL _ 1 a S IE M B R A

D u n c a a

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para número de nódulos al final.

Plantas de la 1ª siembra

3 .0 0 0 03 .0 0 0 03 .3 3 3 33 1 .0 0 0 03 1 .6 6 6 63 1 .6 6 6 63 3 .0 0 0 03 3 .6 6 6 6

.2 0

T T23615784S ig .

N 1

S u b sfo r

=

M e a n s fo r g ro u p s in h o m o g e n e o u s su b s e ts U s e s H a rm o n ic M e a n S a m p le S ize a .

Multiple

Dependent Variable: NODULO_FINAL_1aSIEM BRAa Dunnett t (2-

- 2.4720 .99 - 6.2279- 2.4720 .99 - 6.22792.6666 2.4720 .80 - 9.8946.6666 2.4720 1.00 - 7.8946- 2.4720 1.00 - 6.5613.6666 2.4720 1.00 - 7.8946

2.0000 2.4720 .93 - 9.2279

(J) 1 1 1 1 1 1 1

(I) 2 3 4 5 6 7 8

MeaDifferen

(I- Std. Sig. Lower Upper 95% Confidence

Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other a.

Análisis de varianza ANOVA para número de nódulos al Inicio. Plantas de la 2ª

Prueba de

Siembra.

comparación múltiple de Duncan para número de nódulos al Inicio.

ANOV

NODULO_INICIO_2aSIEMBRA

827.33 7 118.19 .71 .662640.66 16 165.043468.00 23

Between W ithin Tota

Sum Squar df Mean F Sig.

Plantas de la 2ª Siembra

NODULO_INICIO_2aSIEMBRA

Dunca a

3 19.33333 20.00003 21.66663 23.33333 24.00003 32.00003 32.00003 35.6666

.18

TT36217485Sig.

N 1

Subsfor

=

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para número de nódulos al inicio.

Plantas de la 2ª Siembra

Means for groups in homogeneous subsets Uses Harmonic Mean Sample Size a.

M ultip le

D ependent Variab le : NO DULO _IN IC IO _2aS IEM BRAD unnett t (2- a

- 10.4894 1.00 - 29.0029- 10.4894 .99 - 26.66968.6666 10.4894 .93 - 39.3362

12.3333 10.4894 .74 - 43.0029- 10.4894 1.00 - 27.3362

.6666 10.4894 1.00 - 31.33628.6666 10.4894 .93 - 39.3362

(J) 1 1 1 1 1 1 1

(I) 2 3 4 5 6 7 8

M eaD ifferen

(I- S td . S ig . Lower Upper 95% C onfidence

D unnett t-tests treat one group as a contro l, and com pare a ll o ther a .

e varianza ANOVA para número de nódulos al final. Plantas de la 2ª

al final.

Análisis d

siembra.

ANOV

NODULO_FINAL_2aSIEM BRA

11350.50 7 1621.50 1.89 .1313704.00 16 856.5025054.50 23

Prueba de comparación múltiple de Duncan para número de nódulos

Plantas de la 2ª siembra

Prueba de comparación múltiple de Dunnet para número de nódulos al final.

Plantas de la 2ª Siembra.

Between W ithin Tota

Sum Squar df Mean F Sig.

NODULO_FINAL_2aSIEMBRA

Dunca a

3 6.33333 6.66663 10.3333 10.33333 19.0000 19.00003 34.6666 34.66663 42.6666 42.66663 56.3333 56.33333 66.0000

.08 .05

TT3 1 8 7 6 5 2 4 Sig.

N 1 2Subset for alpha =

Means for groups in homogeneous subsets Uses Harmonic Mean Sample Size a.

Multiple

Dependent Variable: NODULO_FINAL_2aSIEM BRADunnett t (2- a

49.6666 23.8956 .23 - 119.5341- 23.8956 1.00 - 69.5341

59.3333 23.8956 .11 - 129.200836.0000 23.8956 .52 - 105.867528.0000 23.8956 .74 - 97.867512.3333 23.8956 .99 - 82.20083.6666 23.8956 1.00 - 73.5341

(J) 1 1 1 1 1 1 1

(I) 2 3 4 5 6 7 8

MeaDifferen

(I- Std. Sig. Lower Upper 95% Confidence

Dunnett t-tests treat one group as a control, and compare all other a.

ANEXO J

Registro de temperatura

Fecha T. Máx. acum. T. Máx. Actual T. Min. Acum. T. Min. Actual

03/08/05 28° 21° 28° 27° 04/08/05 ° ° °42 3 121° 30 05/08/05 39° 20° 11° 22° 06/08/05 37° 26° 12° 36° 08/08/05 45° 31° 10° 32° 10/08/05 35° 14° 11° 16° 12/08/05 30° 18° 10° 22° 16/08/05 34° 22° 24° 11° 17/08/05 30° 30° 12° 31° 19/08/05 30° 15° 9° 16° 20/08/05 30° 16° 9° 17° 22/08/05 33° 11° 9° 18° 24/08/05 30° 21° 10° 21° 26/08/05 32° 19° 10° 24° 29/08/05 31° 17° 11° 22° 30/08/05 32° 19° 13° 23° 31/08/05 27° 12° 13° 17° 02/09/05 28° 18° 10° 19° 05/09/05 30° 18° 13° 21° 07/09/05 37° 12° 11° 18° 08/09/05 29° 16° 11° 17° 09/09/05 30° 24° 16° 25° 12/09/05 32° 19° 10° 20° 14/09/05 31° 24° 9° 25° 16/09/05 19° 14° 15° 18° 19/09/05 20° 14° 13° 18° 20/09/05 24° 11° 11° 16° 21/09/05 31° 12° 9° 13° 22/09/05 27° 31° 27° 11° 23/09/05 28° 18° 11° 18° 26/09/05 27° 14° 8° 15° 28/09/05 30° 30° 29° 11° 30/09/05 34° 20° 10° 21° 03/10/05 30° 16° 9° 21°