EVALUACIÓN DE LAS TÉCNICAS DE COLORACIÓN DE GRAM Y ...

“EVALUACIÓN DE LAS TÉCNICAS DE COLORACIÓN DE GRAM Y QUINACRINA PARA EL DIAGNOSTICO DE INFECCIÓN

ASOCIADA A CATETER VENOSO CENTRAL EN PACIENTES DEL INSTITUTO NACIONAL DE CANCEROLOGIA” - FASE PRELIMINAR

“EVALUACIÓN DE LAS TÉCNICAS DE COLORACIÓN DE GRAM Y QUINACRINA

PARA EL DIAGNÓSTICO DE INFECCIÓN ASOCIADA A CATETER VENOSO

CENTRAL EN PACIENTES DEL INSTITUTO NAC IONAL DE CANCEROLOGIA”

FASE PRELIMINAR

JEANNETH MARCELA GARCIA RODRÍGUEZ

Dr. CARLOS ALVAREZ Dra. CLAUDIA P. ARROYO

DIRECTOR CODIRECTORA

Dr. HUGO DIEZ

ASESOR

PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA FACULTAD DE CIENCIAS, BACTERIOLOGÍA

BOGOTA, D.C 2000



“EVALUACIÓN DE LAS TÉCNICAS DE COLORACIÓN DE GRAM Y QUINACRINA



FASE PRELIMINAR


TRABAJO DE GRADO Presentado como requisito parcial

para obtar el tÍtulo de

BACTERIÓLOGA

PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA

FACULTAD DE CIENCIAS, BACTERIOLOGÍA

BOGOTA, D.C 2000



“EVALUACION DE LAS TÉCNICAS DE COLORACIÓN DE GRAM Y QUINACRINA



FASE PRELIMINAR


AURA ROSA MANASCERO CARLOS CORREDOR Ph.D. DIR. DE CARRERA DECANO ACADEMICO BACTERIÓLOGA FACULTAD DE CIENCIA

PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA

FACULTAD DE CIENCIAS, BACTERIOLOGÍA

BOGOTA, D.C 2000



RESUMEN

Con el propósito de encontrar métodos diagnósticos rápidos y eficientes para la infección

bacteriana asociada a catéter (BAC) se diseño un modelo experimental que fuese qplicable a los

recursos actuales del Hospital y se pudiese utilizar como herramienta de trabajo para el

diagnóstico de BAC en pacientes oncológicos. Para tal fin se decidió estandarizar y evaluar las

coloraciones de GRAM y QUINACRINA frente a los métodos tradicionales de diagnóstico

como son los hemocultivos y los cultivos de catéter. El grupo experimental fue seleccionado a

partir de los pacientes que ingresaron al servicio entre Junio y Octubre del presente año, y se

seleccionaron 42 de ellos (62 casos) que presentaron sospecha clínica de BAC según los

criterios estipulados por la CDC-Atlanta. A cada uno de los pacientes se les tomó una muestra

de sangre proveniente del catéter central para analizar Bacteremia, un hemocultivo de sangre

periférica para descartar infecciones diferentes a catéter, y cultivos de punta y trayecto de

catéter (5 – 7 cms ). Los resultados obtenidos permitieron observar en las muestras de sangre

directa e catéter una positividad del 37% para la coloración de Gram y 50% para la coloración

de Quinacrina. Al comparar los resultados de las coloraciones con el crecimiento obtenido en

los métodos tradicionales de cultivo se obtuvo una sensibilidad del 92% - especificidad del 62%

para la coloración de Quinacrina y una sensibilidad del 50%- especificidad del 64% para la

coloración de Gram.

Los resultados obtenidos permiten replantear en la institución los protocolos clínicos para

manejo de catéteres, el uso e interpretación de los resultados microbiológicos de laboratorio , y

la sugerencia de usar la coloración de Quinacrina en aquellos casos donde se desee obtener un

resultado de urgencia clínica.



TABLA DE CONTENIDO

Pg

INTRODUCCIÓN

2.MARCO TEORICO 3

2.1 Cáncer 3

2.1.1 Epidemiología 4

2.2 Bacteremia 5

2.2.1 Bacteremia verdadera 5

2.3 Sepsis 5

2.3.1 Sepsis severa 5

2.3.2 Hipotensión inducida por sepsis 6

2.3.3 Síndrome de Disfunción Orgánica 6

2.3.4 Choque séptico 6

2.3.5 Choque séptico refractario 6


2.3.7 Fisiopatología 7

2.4 Cateterización venosa central 10

2.4.1 Cánulas intravenosas 10

2.4.2 Venas centrales 10

2.5 Infección asociada a catéter intravascular 11


2.5.2 Tipos de dispositivos intravasculares 13

2.5.2.1 Dispositivos usados en acceso vascular para períodos de corto tiempo 13

2.5.2.2 Dispositivos usados por períodos de tiempo corto 13

2.6 Etiología 13

2.7 Patogénesis 15

2.8 Definición y diagnóstico de IAC 20

2.8.1 Infección asociada a catéteres para períodos de corto tiempo 18

“EVALUACIÓN DE LAS TECNICAS DE COLORACIÓN DE GRAM Y QUINACRINA PARA EL DIAGNOSTICO DE INFECCIÓN ASOCIADA A CATETER VENOSO CENTRAL EN PACIENTES DEL INSTITUTO NACIONAL DE

CANCEROLOGIA - FASE PRELIMINAR.”

3

INTRODUCCIÓN

En la práctica médica y quirúrgica actual, cada vez es más frecuente el uso del cateterismo

venoso central (CVC) para apoyo nutricional, administración de fluidos, medicamentos,

monitoreo, etc (1,2) especialmente en pacientes de Unidades de Cuidado Intensivo (UCI) y

en pacientes sometidos a quimioterapia (3,4). Sin embargo, su uso está ligado a

complicaciones tan serias como trombosis e infección, las cuales son inherentes al

procedimiento, tiempo de duración y experiencia del personal en su manejo. (5)

Aunque existen normas y protocolos de bioseguridad claros y definidos para el manejo de

estos dispositivos, cada vez aumenta el número de casos de Bacteremia Asociada a Catéter

(BAC) considerándose como una importante causa de infección nosocomial, incluso en

países como Estados Unidos de América donde las cifras demuestran una incidencia del 4 –

14% (0.5 millones de episodios por año) con un alta mortalidad. (1)

La evaluación y diagnóstico de BAC no siempre es fácil ya que los pacientes que requieren

CVC generalmente tienen un alto riesgo de adquirir infecciones en otros sitios, siendo difícil

determinar si el catéter es el verdadero foco de infección sistémica. Los métodos

convencionales de confirmación de BAC generalmente requieren el retiro del catéter y un

tiempo prudencial para el crecimiento de los microorganismos. (6) Desafortunadamente una

vez se retira el catéter, sólo es posible confirmar el diagnóstico en un 15-25% (1), razón por

la cual se hace necesario crear métodos más sensibles, específicos y rápidos, que permitan

retener los catéteres por más tiempo, y que aminoren costos tanto para la institución como

para el paciente. Lo anterior permitiría el inic io de una terapia antibiótica adecuada o

búsqueda temprana de otro foco de infección. Recientemente se demostró que técnicas con

coloraciones especiales en muestras de sangre tomadas a través de catéter, tienen una alta

eficiencia en el diagnóstico de BAC incluso superior a los métodos usados actualmente de

rutina (cultivo semicuantitativo, cuantitativo) (3,7,8), métodos que en nuestro medio no han

sido implementados ni analizados.



4

2. MARCO TEORICO

2.1 CANCER

El cáncer es el resultado de procesos var iables de desarrollo y cuya etiología se debe a

múltiples factores. Se describen en su evolución tres etapas: la de iniciación, formación y de

progresión.

La etapa de iniciación está relacionada con cambios, más o menos permanentes, en el

fenotipo de algunas células, probablemente debido a variación en la composición del ADN o

en la reorganización de los genes.

Estos cambios pueden ser reproducidos por una diversidad de factores, ya sean químicos,

físicos, y/o infecciosos, que se traducen en alteraciones en las células, como consecuencia de

la exposición a estos agentes. Si estos cambios son seguidos por proliferación celular, ellos se

hacen más o menos permanentes en un número de células que fluctúan entre 1 x 105 o 1 x 106

con lo que se inicia el desarrollo del cáncer. La iniciación de éste proceso genera una célula

diferente con un nuevo fenotipo y un nuevo comportamiento.

La etapa de formación necesita que la exposición a los agentes agresivos continúe. Durante

ésta etapa, las células afectadas por estos agentes, crecen por proliferación local simulando

neoplasmas benignos. Se sabe que estos procesos son reversibles; pueden seguir dos

alternativas: regresar hasta constituirse en tejidos normales o seguir avanzando lentamente,

hasta transformarse en cáncer.

La etapa de progresión es autogenerada y puede ser regulada por la manipulación dietética o

por la acción de drogas o antibióticos. Esta etapa incluye dos secuencias diferentes: 1) La

evolución celular de la lesión precancerosa a la malignización y 2) la capacidad de la célula

una vez transformada en cáncer, de adquirir autonomía, de invadir y dar metástasis.



5

Estos cambios celulares, asociados a diferentes mecanismos relacionados al proceso

carcinogénico y al intervalo de tiempo que transcurre a la exposición a un cancerígeno y la

aparición del cáncer , viene a ser la limitación mayor para identificar los factores etiológicos

de ésta enfermedad. En cualquier parte del cuerpo pueden originarse grupos de células que

proliferen de forma anormal. De ellos , los que no pueden invadir los tejidos vecinos y

permanecen estrictamente localizados, reciben el nombre de TUMORES BENIGNOS, los

que se diseminan desde el lugar de origen y pueden alcanzar el torrente sanguíneo y el

sistema linfático, reciben el nombre de TUMORES MALIGNOS O CÁNCERES.

El cáncer puede originarse en células epiteliales (carcinomas), células mesenquimáticas

(sarcomas), y/o células hematopoyéticas (leucemias). El 80% de los cánceres que ocurren en

el hombre son carcinomas, algunos de ellos pueden desarrollarse con un grado de malignidad

bajo o alto (15a.)

Los distintos tipos de cáncer se clasifican principalmente por el órgano en que se han

originado y por la clase de células interesadas, y es por ello que se cuenta con un centenar de

variedades de la enfermedad. Tan elaborada clasificación carecería de interés general si no

fuese porque a cada variedad corresponde una causa diferente, como muestra el hecho de que

cambie su incidencia de forma autónoma cuando se induce una alteración en el ambiente.

(15b)

2.1.1 Epidemiología

El cáncer es una causa importante de morbilidad en los Estados Unidos. En 1996, la

American Cáncer Society y calculó que se diagnosticarían 1.359.150 casos de cáncer y que

554.740 personas fallecerían debido a un tumor maligno. El cáncer es responsable del 23.9%

de todos los fallecimientos que se producen en Estados Unidos y es superado sólo por la

cardiopatía como causa de mortalidad (33% de muertes). Por desgracia la mortalidad del

cáncer está aumentado al tiempo que disminuye la debida a cardiopatías, y se espera que

durante el próximo siglo el cáncer se convierta en la causa principal de muerte, como ocurre

en Japón(16a)



6

La mitad aproximadamente de todas las muertes por cáncer vienen provocadas por tumores

malignos localizados en tres órganos: el pulmón, el intestino grueso y la mama. No habrá,

consiguientemente, una reducción significativa en la gráfica de la mortalidad total por cáncer

mientras no se encuentre algún medio para curar o prevenir estos tres tipos de cáncer. Cada

uno de ellos puede ser considerado como una entidad discreta ( sin relación de continuidad

con los otros dos), porque la frecuencia de uno o varía con el cambio de los factores

ambientales, sin que por ello tengan que variar los demás.

2.2 Bacteremia

Es la presencia de bacterias viables en sangre.

2.2.1 Bacteremia verdadera

– Infección polimicrobiana, con los mismos microorganismos en más de un cultivo,

asociado con fiebre mayor a 38.3° C, escalofrío o hipotensión.

– Dada por Staphylococcus aureus, bacilos gram negativos y Candidas.

– Si los microorganismos se aíslan en 2 o más sitios diferentes se asocian con fiebre

mayor a 38.3° C, escalofrío o hipotensión.

2.3 Sepsis

Síndrome de respuesta inflamatoria sistémica (SRIS) que se presenta como resultado de una

infección. Se caracteriza por 2 o más de las siguientes condiciones:

- T° mayor a 38° C

- Frecuencia cardiaca mayor a 90/min

- Taquipnea

- Leucocitos mayor a 12.000/mm3 o menor a 4000/mm3 o bandas mayor al

10%



7

2.3.1 Sepsis severa

Sepsis asociada con disfunción de órganos, hipoperfusión o hipotensión, las cuales pueden

incluir, pero no necesariamente limitarse a acidosis láctica, oliguria o alteraciones agudas del

estado mental.

2.3.2 Hipotensión inducida por sepsis

Presión arterial sistólica < 90 mmHg ( o 40 mmHg inferior a la presión arterial basal del

paciente) en ausencia de otras razones de hipotensión.

2.3.3 Síndrome de disfunción orgánica múltiple (SDOM)

Presencia de alteraciones en la función de órganos de pacientes críticamente enfermos, de tal

manera que la hemostasis no puede mantenerse sin intervención médica

2.3.4 Choque séptico

Sepsis con hipotensión que persiste a pesar de una adecuada resucitación con líquidos,

asociada a anormalidades de perfusión tisular como acidosis láctica, oliguria o alteraciones

agudas del estado mental.

2.3.5 Choque séptico refractario

Se refiere al paciente en estado de choque durante más de una hora, y que no responde a la

administración de líquidos ni de fármacos de soporte cardiovascular. El consenso, además,

propuso eliminar el término “septicemia” por confuso y vago.


Los datos hacen referencia especialmente a la sepsis por gram negativos. No obstante, se

reconoce que la incidencia de la enfermedad ha aumentado significativamente en este siglo,

posiblemente como resultado del envejecimiento de la población, la mayor supervivencia de

pacientes con enfermedades crónicas y especialmente, debido al incremento dramático en el

número de casos de adquisición nosocomial, como fruto paradójico del desarrollo médico y

tecnológico.

De menos de 100 casos descritos antes de 1920, datos recientes del CDC (Centres for

Diseases Control and Prevention, Atlanta) ubican a la sepsis como la 13a causa de mortalidad



8

en los Estados Unidos, resaltan el aumento del 139% observado en su incidencia anual entre

1979 (73.6 casos/100.000) y 1987 (175.9/100.000) y calculan entre 5 y 10 billones de dólares

los gastos anuales para el cuidado de estos pacientes.

Una proporción de los casos de choque séptico son causados por bacilos gram negativos ,

especialmente E. Coli, Enterobacter spp, Klebsiella spp y Pseudomonas spp. No obstante, en

la última década han resurgido mundialmente las bacteremias por cocos gram positivos,

principalmente Staphylococcus aureus y coagulasa negativa y Streptococcus spp incluyendo

Enterococcus spp, los cuales constituyen hoy en día las primeras causas de bacteremia

nosocomial.

Los factores de riesgo asociados al desarrollo de sepsis incluyen los tratamientos

inmunosupresores para cáncer, trasplantes y enfermedades inmunológica, procedimientos y

aparatos invasivos, traumas severos, quemaduras, obstrucciones anatómicas, las edades

extremas y cualquier enfermedad crónica que deteriore el sistema inmune, como diabetes,

cáncer, SIDA, etc.

La mortalidad global fluctúa entre 20 y 50%, de los cuales aproximadamente la mitad

mueren por causas directamente atribuibles a la infección. El porcentaje que muere es mayor

entre los pacientes que desarrollan shock y se acerca al 90% de aquellos en quienes éste se

asocia al SDOM. Bandemia >20% y la copresencia de candidemia han sido también

asociados a mayor mortalidad. (17 a)

2.3.7 Fisiopatología

El evento disparador dela cascada séptica es la liberación dela endotoxina o lipopolisacárido

(LPS) de la pared celular de las bacterias gram negativas, o de una sustancia comparable tal

como el ácido teicoico o peptidoglicanos de los gram positivos, o como ciertos polisacáridos,

enzimas extracelulares, exotoxinas u otros componentes estructurales de bacterias,

micobacterias, homgos, virus y protozoos.

De todas estas moléculas, la endotoxina es la más estudiada y la más potente conocida.

Esquemáticamente tiene tres partes, la más externa de las cuales, la cadena especifica O, es el

blanco de la respuesta inmune del hospedero. Está constituida por múltiples unidades de

oligosacáridos que se repiten constantemente, lo que le confiere una inmensa variabilidad

estructural que la hace única y característica de cada especie bacteriana. Los anticuerpos

dirigidos contra ella son altamente efectivos, pero son selectivos contra el serotipo específico



9

de la especie infectante, y por lo tanto no generan ningún tipo de protección cruzada contra

otros serotipos de la misma especie. Dos núcleos de oligosacáridos (externo e interno)

constituyen la parte media de la endotoxina, la cual conecta la cadena específica O al Lípido

A, componente más interno del LPS y principio tóxico de éste. Su estructura central es un

disacárido bifosforilado común a varias especies de gérmenes gram negativos, no

identificado hasta ahora en ningún otro componente y responsable de su actividad

biológica.periféricamente, seis cadenas de ácidos grasos saturados, sin actividad endotóxica,

envuelven y modulan la exposición de los determinantes antigénicos de dicha estructura

central. La disposición geométrica característica del lípido A es necesaria para que la

molécula pueda expresar todo su potencial endotóxico.

Una vez liberado, el LPS circulante, libre o unido a proteínas transportadoras del cuero,

interactúa con los macrófagos y monocitos del hospedero, a través de los receptores CD14

presentes en sus membranas celulares. El complejo así formado activa internamente los

mecanismos necesarios para la producción y liberación en sólo cuestión de minutos, de

numerosas citoquinas como el factor de necrosis tumoral (FNT), IL-1, IL-6, Factor activador

de plaquetas (FAP), interferón gamma y factores estimulantes de colonias de granulocitos y

macrófago y de granulocitos (GM-CSF y G-CSF), todos ellos mediadores que transmiten y

amplifican la señal microbiana a otras células y tejidos. Como resultado de la degradación del

LPS, el macrófago libera una sustancia semejante al lípido A pero con dos ácidos grasos

menos, lo que le confiere a la molécula resultante una potente actividad antagónica de la

respuesta inflamatoria (autorregulación de la cascada séptica).

Si la liberación de endotoxina y mediadores endógenos permanece localizada, la respuesta

inflamatoria es usualmente controlada. Si por el contrario, el LPS o las citoquinas han sido

liberados en exceso, o si los mecanismos controladores de la cascada séptica son

insuficientes, los efectos múltiples y frecuentemente superpuestos de unos y otros sobre

diferentes órganos y sistemas, explican todas las alteraciones fisiopatológicas que

caracterizan a los estados sépticos. Cada una de estas citoquinas afecta su propia producción

y la de otros mediadores, e interactúa, sinergística o antagónicamente, con una o varias de las

otras citoquinas.

En resumen, ocurre activación de las cascadas de la coagulación y de la fibrinolísis, lo cual

puede generar trombosis de la microcirculación con falla de órganos críticos, y en ocasiones,

sangrado simultáneo por consumo de factores. Por la presencia de una sustancia depresora



10

del miocardio, todavía no identificada plenamente, y de citoquinas como el FNT, el FAP,

leucotrienos C4, D4 y E4 e IL-2, se produce también disfunción miocárdica con dilatación

ventricular y disminución de la fracción de eyección ventricular izquierda.-

Se presenta además, alteraciones del tono y la permeabilidad vascular como consecuencia de

la activación de las vías directa e indirecta del complemento, dela producción de metabolitos

del ácido araquidónico derivados de los fosfolípidos de membrana (prostaglandinas,

tromboxanos y leucotrienos), y de la liberación de histamina, serotonina, bradikinina y

sustancias endoteliales como óxido nítrico (antes factor de relajación derivado del endotelio)

y endotelina-1. La fuga resultante de líquidos y solutos al especio intersticial genera

hipotensión, edemas, hipoproteinemia y más hipoperfusión. La endotoxina y casi todas las

citoquinas pueden generar daño endotelial directo. Pueden hacerlo además los productos

provenientes dela activación de las cascada del complemento, y los radicales tóxicos de

oxígeno y enzimas lisosomales generados por neutrófilos y plaquetas.

El endotelio pulmonar denudado e hiperpermeable juega un papel protagónico en el

desarrollo del síndrome del dificultad respiratoria del adulto (SDRA). En éste, el aumento de

la quimiotaxis, marginación y diapedesis de leucocitos pueden llevar a leucostasis y secuestro

de granulocitos dentro de la vasculatura pulmonar , lo que a su vez agrava el daño endotellial.

Aunque unos son más importantes que otros, ningún mediador es el responsable absoluto de

la patogénesis del Síndrome Séptico (SS). Este parece ser más bien el resultado de la

interacción a veces sinergística o a veces antagónica, pero siempre compleja, entre estos

mediadores.

El resultado final de todo el caos así generado es la presencia de hipótensión, hipoperfusión y

daño orgánico potencial. Si la respuesta inflamatoria no se limita y el cuerpo no logra

controlar por más tiempo lo que ha creado, sobrevendrá la falla de uno o de varios órganos y

sistemas y posteriormente la muerte.

2.4 Cateterización venosa central

El acceso venoso central puede ser obtenido por venodisección o por punción cutánea. De

acuerdo al uso que se le va a dar al catéter, su extremo distal puede tener varias

localizaciones:



11

Para administrar líquidos y fármacos por encima de la aurícula, para monitoreo

hemodinámico en la aurícula derecha. Los puntos anatómicos de referencia para calcular la

longitud del catéter a pasar de acuerdo a donde se quiera ubicar su punta son:

-unión esternoclavicular: vena subclavia

-manubrio esternal: vena braquiocefálica

-unión manubrio esternal: vena cava superior

-cinco centímetros por debajo del manubrio

2.4.1 Cánulas intravenosas

* Catéteres de poliuretano largos con guía metálica es su interior para inserción directa a

través de canulación (Drum). Los más usados tienen un diámetro de 1.7mm y 70cm de largo.

Se utilizan para lograr acceso venoso central a partir de una vena periférica, preferiblemente

de miembros superiores.

• Catéteres de poliuretano con guía metálica independiente para introducción con

técnica de Seldinger. Tienen de 20-30 cm de largo por 2.1mm de diámetro. Pueden

tener varias vías de administración.

2.4.2 Venas Centrales

Las venas centrales preferidas son en su orden: yugular interna, yugular externa y femoral

derecha. La obtención de una línea central a partir de vena periférica en miembro superior

(con Drum) o por yugular externa, es una excelente opción por su baja probabilidad de

complicaciones (114).

2.5 INFECCION ASOCIADA A CATETER INTRAVASCULAR

Los catéteres con frecuencia son indispensables en la practica médica, en especial en

pacientes con enfermedades críticas como el cáncer de tipo hematológico.. Las indicaciones

para su uso están justificadas por la presencia de malos accesos venosos periféricos,

necesidad repetida de realizar transfusiones y el uso de agentes quimioterapeúticos por vía



12

endovenosa (22) además de ser usados para administrar fluidos, medicamentos, productos

sanguíneos, nutrición parenteral y en el monitoreo hemodinámico.

Sin embargo el uso de dispositivos intravasculares algunas veces suele complicarse por la

variedad de infecciones locales y sistémicas (cuadro 1), incluyendo tromboflebitis séptica,

endocarditis, bacteremia, metástasis y diseminación hematógena a otros sitios del cuerpo

(osteomielitis, endoftalmitis, artritis). Las infecciones asociadas a catéter, , están asociadas

con un incremento de morbilidad del 10% y de mortalidad del 20%, hospitalización

prolongada (más de 7 días) y un incremento de los costos médicos, en USA este incremento

es de 1988U$ por hospitalizado. (16-20)

Tabla 1. Definiciones de infección asociada a catéter. (IAC)

§ Colonización de catéter.

Crecimiento > 15 UFC (unidades formadoras de colonias) en cultivo

semicuantitativo o > 103 en cultivo cuantitativo de un segmento de catéter proximal o

distal. Con ausencia de sintomatología clínica.

§ Infección extraluminal: Eritema, sensibilidad, induración o purulencia en un área de

2 cm alrededor del sitio de inserción del catéter.

§ Infección en pústula: Eritema y necrosis de la piel en la cavidad del dispositivo

implantado; exudado purulento en la pústula subcutánea contenida en la cavidad.

§ Infección del túnel: Eritema, sensibilidad e induración en el tejido, 2 cm alrededor

del sitio de inserción del catéter

§ Bacteremia asociada a catéter: Aislamiento de algún microorganismo (especie

idéntica, antibiograma) de un cultivo cuantit ativo o semicuantitativo de un segmento

de catéter y de sangre preferiblemente obtenida de vena periférica, de un paciente con

sintomatología clínica de bacteremia y sin otro foco aparente de infección. En

ausencia de confirmación por el laboratorio, la remoción del catéter en un paciente

con sospecha de Bacteremia y que presenta mejoría posterior a la remoción del

catéter, puede ser considerado una evidencia indirecta de BAC



13


La cateterización venosa central (CVC) es esencial para el manejo de pacientes médicos y

quirúrgicos y comparado con catéteres venosos periféricos pequeños o arteriales, los CVC

están asociados con una alta tasa de septicemia, la cual va en el rango del 4-14% (9,14) En

base a datos recientes se ha estimado que cerca de 5 millones de CVC son insertados

anualmente en USA y asumiendo sólo un 4% de tasa de septicemia, se puede esperar 0.5

millones de episodios en USA al año (3). Además entre 1-8% de todos los pacientes

cateterizados resultan con bacteremia involucrando a 25.000 pacientes hospitalizados en

Estados Unidos (12).

Se estima que anualmente se presentan 200.000 casos de bacteremia de tipo nosocomial

(23). Estas infecciones nosocomiales están más relacionadas con dispositivos intravasculares,

con una tasa sustancialmente más alta y que varía considerablemente de acuerdo al tamaño

del hospital, la unidad o el servicio, el tipo de dispositivo y la terapia para la que es usado.

Desde 1986 a 1990, el sistema de vigilancia nacional de infección nosocomial, en Unidades

de Cuidados Intensivos (UCI), informo datos de IAC, 2.1 a 30.2 por cada 1000 catéteres

centrales al día . (24)

La incidencia de un potencial factor de riesgo en infecciones por un dispositivo intravascular,

puede variar considerablemente con el tipo de dispositivo y la terapia para la que es usado;

esos factores pueden ser considerados cuando se ha seleccionado el uso del dispositivo.

2.5.2 Tipos de dispositivos intravasculares

2.5.2.1 Dispositivos usados en acceso vascular para periodos de corto tiempo:

Existen los siguientes dispositivos:

- Catéter venoso periférico corto

- Catéter arterial periférico

- Catéter en lineal media



14

- Catéter venoso central percutáneo

- Catéter arterial central.

2.5.2.2 Dispositivos usados por periodos de tiempo prolongado:

-Catéter venoso central en túnel: Estos son comúnmente utilizados para el acceso vascular

de pacientes que requieren una prolongada terapia (por ejemplo quimioterapia, terapia de

infusión en casa, hemodiálisis). En contraste con los CVCs percutáneos, esos catéteres tienen

una porción fuera de la piel. La migración de microorganismos dentro del tracto del catéter

puede estimular el crecimiento alrededor el tejido.

La condición de neutropenia ha mostrado ser un factor independiente de riesgo en IAC en

pacientes con cáncer (25).

2.6 ETIOLOGÍA

En las pasadas dos décadas, se ha marcado un cambio en la distribución del informe de

patógenos como causa de infección nosocomial (26,27). Desde el hallazgo en los 80’s de un

incremento en la proporción de IAC nosocomiall reportada por el grupo de vigilancia

nacional para la infección nosocomial por gram positivos más que por gram negativos. Este

incremento fue significativo en la pasada década por 4 patógenos: Estafilococos coagulasa

negativos, Candida sp, Enterococos y Staphylococcus aureus; variando su distribución de

acuerdo al tamaño del hospital y sus secciones..

Los estafilococos coagulasa negativos, particularmente Staphylococcus epidermidis, han

sido frecuentemente aislados en infecciones asociadas a catéter y se estima como causante del

28% de todas las infecciones nosocomiales en sangre desde 1986 hasta 1989(26-28). La BAC

por estafilococos coagulasa negativa se atribuye a diversos factores: a. Incremento en el uso de dispositivos protés icos (catéteres intravasculares) (29).

b. Improbable supervivencia de neonatos con bajo peso y el incremento en el uso de

fluidos lipídicos en esos pacientes (30).

c. Reconocimiento de estafilococos coagulasa negativo como verdaderos patógenos

nosocomiales (26).



15

.

Después de 1986, el Staphylococcus aureus fue el patógeno más frecuente reportado como

causa de infección nosocomial (16%) (28).Por su parte los enterococos provocaron el 8% de

infecciones nosocomiales desde 1986 hasta 1989 (28).Siendo más alarmante la emergencia

de enterococos resistente a vancomicina (ERV). Desde 1989 hasta 1993, 3.8% de los

enterococos aislados en sangre fueron EVR (31). Los factores de riesgo asociados a infección

nosocomial en sangre por EVR incluyen el uso de agentes antimicrobianos, colonización

gastrointestinal con ERV, enfermedades criticas (oncológicas o pacientes con trasplantes),

procedimientos quirúrgicos abdominales o cardíacos y hospitalización prolongada (32,33 Las

bacteremias por enterococos pueden provenir de flora endógena de los pacientes, por

transmisión nosocomial con EVR o por parte del personal de salud o por contaminación

alrededor de la superficie.

Los patógenos fúngicos representan un incremento en la proporción de infecciones

nosocomiales. Desde 1980 hasta 1990, la NNIS (National Nosocomial Infection

Surveillance) ha reportado un incremento en la tasa de fungemias (1.0 a 4.9% por cada

10.000 egresos hospitalarios) y un incremento dos veces mayor en la proporción de infección

por patógenos fúngicos (5.4% al 9.9%) (35).

Las especies de Candida, especialmente Candida albicans, explican más del 75% de todas

las infecciones fúngicas nosocomiales informadas por la NNIS durante este período. La

candidemia tradicionalmente se ha mostrado en forma elevada como flora endógena de los

pacientes (36,37) pero un reciente estudio epidemiológico, apoyado por el uso de tipificación

molecular, mostró que las infecciones exógenas por la administración de fluidos

contaminados, uso de equipo contaminado, infecciones cruzadas y las manos colonizadas del

personal que maneja los pacientes, también son importantes factores en el desarrollo de

candidemia en pacientes hospitalizados.

Por su parte las especies de Enterobacter, Acinetobacter, Serratia marcescens, o

Pseudomonas no aeruginosa, pueden aumentar la sospecha de una fuente común de

infección, bombas y soluciones de infusión contaminadas, además el predominio de

microorganismos gram negativos en infecciones asociadas a dispositivos de monitorización



16

puede ser debida a la recepción concomitante de antimicrobianos de amplio espectro en

pacientes con monitorización hemodinámica.(40-45)

2.7 PATOGENESIS

La patogénesis es multifactorial y compleja, pero los diferentes informes científicos han

mostrado que más infecciones asociadas a catéter, aparecen como resultado de la migración

de microorganismos de la piel en el sitio de inserción dentro de tracto cutáneo del catéter con

una eventual colonización de la punta del mismo (46,9). Esto sugiere también que, la

contaminación del centro del catéter es un importante factor de colonización iintraluminal de

los catéteres, particularmente en los de largo plazo (47-54).

“Raad et al” (54) por medio de microscopía óptica, demostraron que el foco de contaminación

del catéter, se debía a una cateterización prolongada ( >30 días), en donde la contaminación

de la piel se presentó en poco tiempo ( > 10 días). Aunque es mucho menos común que estos

dos mecanismos, la contaminación por vía hematógena de un foco distante o administración

de fluidos contaminados, también puede ser causa de una IAC. (51,55-58)

Otros determinantes importantes en la patogénesis de la IAC son: 1) el material del catéter,

2) las propiedades intrínsecas de los microorganismos infectantes. Estudios in vitro han

demostrado que los catéteres hechos de cloruro de polivinilo o polietileno, suelen ser menos

resistentes a la adherencia de los microorganismos que los catéteres hechos de teflón, silicona

o poliuretano (59-61). Algunos materiales de los catéteres también tienen irregularidades en

la superficie que pueden promover la adherencia de ciertas especies (estafilococos coagulasa

negativos SCN, Acinetobacter calcoaceticus, y Pseudomonas aeruginosa) (62,63).

Adicionalmente, ciertos materiales son más trombogénicos que otros, una característica que

también puede predisponer a la colonización e infección del catéter (64).

Las propiedades de adherencia de algunos microorganismos también son importantes en la

patogénesis de la IAC. Por ejemplo, el Staphylococcus aureus, puede adher ir sus proteínas

(sobre los catéteres (65,66) y los SCN, los más frecuentes agentes etiológicos de IAC; se



17

adhieren a la superficie de polímero más fácilmente que otros patógenos nosocomiales como

Escherichia coli (67).

Los SCN están entre las bacterias más frecuentemente aisladas en el laboratorio, y su

importancia se debe a el papel que juegan como patógenos oportunistas y a el incremento en

el uso de implementos médicos como catéteres intravasculares en pacientes

inmunocomprometidos (pacientes de cuidados intensivos, recién nacidos pretérminos y

pacientes con cáncer o transplantes). Los SCN son el mayor componente de la flora normal

del ecosistema cutáneo, incluyendo la piel y las membranas mucosas; donde tienen una

relación benigna con el huésped; sin embargo, si este sistema es lesionado, se presenta una

agresión del microorganismo al huésped y, dependiendo de su habilidad para alterar el

sistema interno y del grado de la respuesta inmune causará o no enfermedad.

.

La presencia de SCN en un hemocultivo dificulta la interpretación, debido a que, en la

mayoría de los casos, la presencia de este tipo de microorganismos se atribuye a

contaminación cutánea, aunque puede indicar infección cuando el paciente es portador de

dispositivos protésicos implantados o cuando sus mecanismos inmunes se encuentran

comprometidos.

El parámetro de hemocultivos seriados positivos con este agente pemite establecer el

diagnóstico de endocarditis cuando hay bacteremia persistente

La probabilidad aumenta si las cepas aisladas corresponden a S. epidermidis productor de

biofilm, aunque S. hominis, S. hemolyticus y S. simulans son responsables del 5 al 20% de las

Infecciones por SCN. (17a)

La infección por los SCN ocurre varios días o semanas después de una cirugía o

cateterizac ión, y en la mayoría de estos casos la introducción del agente etiológico toma lugar

durante la cirugía o inserción del catéter o durante una bacteremia de otro origen.

El proceso de infección está precedido por varios pasos: el primer paso implica la adhesión

de la bacteria al biomaterial; las cepas de S. epidermidis con una alta hidrofobicidad se

adhieren más fuertemente a los polímeros. La adhesión específica de S. epidermidis a las

superficies de catéteres puede ser mediada por una adhesina capsular que es un polisacárido,



18

que consiste en un polímero de galactosa arabinosa. La adhesión in vivo es probablemente

una situación muy compleja, ya que en ella interfieren las células de los tejidos y líquidos

corporales, los cuales quizás influyen en la adherencia.

El segundo paso en la infección involucra la producción del limo, como mecanismo de

defensa (actuando como barrera contra la fagocitosis y muerte por los leucocitos

polimorfonucleares) o haciéndolo menos susceptible a los agentes antimicrobianos después

del contacto con la pared celular del microorganismo. (70)

Otros estudios sugieren que las especies de Candidas, en presencia de fluidos con glucosa,

pueden producir un slime similar al bacteriano, explicando el incremento en la proporción de

infección en sangre por patógenos fúngicos entre los pacientes que recibían fluidos

parenterales. (71)

2.8 DEFINICIÓN Y DIAGNOSTICO DE IAC

Las definiciones usadas para el diagnóstico clínico pueden diferir si es para vigilancia o para

otros propósitos, pero en general en todas las definiciones es importante el hallazgo de los

cultivos

Los métodos de cultivo cuantitativo y semicuantitativo, han demostrado tener mayor

especificidad en la identificación de IAC que los cultivos tradicionales en caldo, donde un

pequeño inóculo de microorganismos puede resultar en un cultivo positivo del catéter

(72,73). El valor predictivo de esos métodos de cultivo puede variar de acuerdo al tipo de

localización del catéter, la metodología usada en el cultivo y el foco de colonización del

catéter (54).

2.8.1 Infección asociada a catéteres para periodos de corto tiempo

La técnica de laboratorio más usada para el diagnóstico de infección asociada a catéter es el

método de rotación descrito por Maki et al (6). En éste método, el cultivo es obtenido de un

segmento del catéter después de ser removido del paciente, el cual se rota sobre una

superficie de agar sangre y se determina el número de colonias bacterianas presentes después

de incubación. Un crecimiento mayor a 15 Unidades Formadoras de Colonias (UFC) de un



19

segmento proximal o distal del catéter, en el cultivo semicuantitativo en ausencia de signos

de inflamación en el sitio de inserción del catéter, es considerado como un indicador de

colonización del catéter.

Un crecimiento mayor a 15 UFC/mL en el cultivo semicuantitativo acompañado de signos de

inflamación (eritema, calor local, enrojecimiento, o sensibilidad) en el sitio de inserción del

catéter es indicador de infección local asociada a catéter. En ausencia de un cultivo

semicuantitativo, la infección asociada a catéter puede ser diagnóstica por el drenaje

purulento proveniente del sitio de punción del catéter.

Como un complemento del cultivo semicuantitativo o técnica de Maki, Cooper y Hopkins

(54) propusieron la coloración de gram directamente del catéter como método rápido en el

diagnóstico de IAC

La coloración de Naranja de acridina en sangre de catéter ha sido propuesta con una

modificación de la técnica de coloración de gram (74). Aunque es similar la coloración de

naranja de acridina a la de Gram, la única modificación es la utilización de fluorescencia para

la detección de los microorganismos clínicos. Este método evita muchos defectos técnicos

relacionados con la coloración de gram.

La técnica más sens ible para el diagnóstico de infección asociada a catéter es el cultivo

cuantitativo (cuadro 2). En éste, el segmento del catéter es colocado en caldo (75) o colocado

en caldo y sonicado (76,77) y un crecimiento de 103 UFC o más del catéter de un cultivo

cuantitativo acompañado de signos de inflamación en el sitio de inserción, es indicador de

IAC. La sonicación detecta microorganismos de la superficie interna y externa del catéter y

puede dar una gran sensibilidad en el diagnóstico de IAC, especialmente cuando está

asociada con catéteres arteriales o venosos centrales(77).

Todos los métodos de cultivo semicuantitativos y cuantitativos requieren la remoción del

catéter, pero el sitio de acceso venosos puede ser preservado al remover el catéter con guía e

insertando un nuevo catéter por dicha guía. Cuando el catéter es removido, los cultivos de

segmentos proximal y distal del catéter se obtienen usando el método semicuantitativo (78).

Si el catéter removido sobre la guía sugiere en el cultivo colonización o infección, se indica la

inserción de un nuevo catéter en un nuevo sitio (78,79,55).



20

Tabla N°2 Comparación de técnicas para el diagnóstico de IAC

METODOS

TÉCNICA DE MAKI O

CULTIVO SEMICUANTITATIVO

CUANTITATIVO

CEPILLADO

ENDOLUMINAL

CUALITATI VO GRAM-NARANJA DE

ACRIDINA

GRAM

Vs.Maki

SENSIBILIDAD

100%3,6

90-96.4%9

95%

87-99%13,3

100%133

ESPECIFICI-

DAD

55-100%3,6

90-100%9

84%

94-98%

96.9-99%

2.8.2 Infección asociada a catéter de duración prolongada (IAC-DP)

El uso de estos catéteres está asociado con una variedad de complicaciones y de infecciones

locales: en el túnel, fuera del sitio de inserción o infecciones en pústulas. Sin embargo, el

diagnóstico clínico de IAC que envuelve la porción intravascular del catéter, es

particularmente difícil, siendo muy importante el diagnóstico por el laboratorio. La utilidad

del método de rotación para el diagnóstico de IAC-DP, no ha sido evaluada, pero si se

recobran 15 UFC/mL de un cultivo semicuantitativo de un segmento de catéter, puede ser

diagnóstico de colonización del segmento intravascular. La infección en sangre resultante de

la colonización de un segmento intravascular también puede ser sospechosa si la

concentración de microorganismos es 10 veces más alta en el cultivo cuantitativo de sangre

obtenido a través del catéter, comparado con la concentración de microorganismos en sangre

obtenidos de vena periférica (80-82).

2.9 Estrategias de prevención en infecciones asociadas a catéter

El estricto lavado de manos y las técnicas asépticas son indispensables en la prevención de

IAC. Sin embargo, existen otras medidas que pueden conferir protección adicional y ser

consideradas estrategias de prevención. Estas medidas incluyen la selección de un apropiado

sitio de inserción del catéter y tipo de material del catéter, uso de barreras de precaución

durante la inserción, el reemplazo de los catéteres, administración de fluidos y medicamentos

en intervalos apropiados, cuidado apropiado del sitio de inserción del catéter y el uso de

filtros, soluciones de limpieza, antimicrobianas profilácticas, y nuevos dispositivos

intravasculares.



21

2.9.1 Sitio de inserción del catéter

Diferentes factores son determinantes en el sitio de inserción del catéter, incluyendo factores

específicos de cada paciente (catéteres preexistentes, malformaciones, lesiones previas....),

riesgos relativos de complicaciones mecánicas (hemorragias, pneumotórax) y los riesgos de

infección

Entre los catéteres venosos centrales insertados en vena subclavia, existe un riesgo más bajo

de infección que, los insertados en venas yugular o femoral (83-90). La inserción en vena

yugular interior posee mayor riesgo de infección porque existe mayor proximidad con

secreciones orofaringeas y porque éstos catéteres son difíciles de inmovilizar.

2.9.2 Tipo de material del catéter

La relación entre el material del catéter y la morbilidad por infección ha sido examinada en

estudios de catéteres venosos periféricos. La mayoría de los catéteres venosos periféricos en

Estados Unidos están hechos de Teflón o poliuretano, y esos catéteres están asociados con

más complicaciones infecciosas que los catéteres hechos de cloruro de polivinilo o

polietileno.(50,91,92) En un estudio prospectivo, los catéteres de Teflón y poliuretano, han

tenido una tasa de infección local de 5.4% y 6.9% respectivamente, pero los catéteres de

poliuretano están asociados con un bajo riesgo del 30% de flebitis en comparación con los

catéteres de Teflón. En contraste los catéteres de cloruro de polivinilo o polietileno han sido

asociados con tasas de infección en sangre del 0 al 5% (92-93).

2.9.3 Barreras de precaución durante la inserción del catéter

La cateterización venosa central tiene un significativo alto riesgo de infección, y el nivel de

barreras de precaución necesitadas en la prevención de la infección durante la inserción del

CVC están todavía en debate. Sin embargo, recientes estudios sugieren que la diferencia en el

riesgo de infección depende de la duración y las barreras de protección usadas durante la

inserción del catéter (94,95)

2.9.4 Cuidados en el sitio de inserción del catéter

*Cremas antisépticas cutáneas y antimicrobianas : La limpieza y antisepsia de la piel en el

sitio de inserción es considerada una de las más importantes medidas para la prevención de

la IAC, pero estudios comparativos de antisepsis cutánea han mostrado la eficacia y

disminución de la flora bacteriana en las manos del personal hospitalario (96,97).



22

La tintura de yodo también ha sido utilizada en hospitales como antiséptico antes de la

inserción del catéter, proporcionando eficacia en la reducción de la colonización del catéter.

Por otra parte, el uso de cremas polimicrobianas que no son fungicidas pueden incrementar

significativamente el incremento en la tasa de colonización del catéter por especies de

Candidas (98-100).

*Apósitos en el sitio de inserción: Los apósitos transparentes, semipermeables y de

poliuretano son los más comunes. Estos permiten la inspección visual continua del sitio de

inserción. Pero algunos estudios sugieren que su uso incrementa la colonización bacteriana

del catéter y el riesgo de una subsecuente IAC. (101-104)

*Catéteres cubiertos

Los catéteres cubiertos con sustancias antisépticas o antimicrobianas han mostrado la

reducción de adherencia bacteriana y formación de una película en ellos (105-107) pero la

utilidad de esos catéteres en la clínica sólo ha sido evaluada recientemente por.” Kamal et al”

(108) que conducen a estudio largo, prospectivo y aleatorio en pacientes quirúrgicos de la

UCI.

*Terapia personal intravenosa

La inserción y el mantenimiento de catéteres intravasculares por personal inexperto pueden

incrementar el riesgo de colonización del catéter (78) y de IAC, por ello, muchas

instituciones han establecido una terapia de infusión, reduciendo esto infecciones y costos

(109-110).

*Soluciones, anticoagulantes y otros aditivos intravenosos

Algunas soluciones están designadas para la prevención de trombosis, más que la infección,

pero los depósitos de fibrina y trombina sobre los catéteres sirven de nidos de colonización

microbiana (64) La trombosis por catéteres puede ser una de los factores más importantes

asociados con IAC-DP (111,112). El uso de anticoagulantes, por ejemplo heparina, o agentes

trombolíticos pueden tener un papel importante en la prevención de la IAC.

Recientes estudios In Vitro sugieren que el crecimiento de SCN sobre catéteres puede ser

debido a la presencia de heparina. En contraste, el crecimiento de SCN en los catéteres puede



23

ser inhibido por EDTA, y se sugiere que puede disminuir la incidencia de Infección asociada

a catéter por SCN.

Tabla N° 3 Recomendaciones en la frecuencia de reemplazo de dispositivos intra

vasculares.

DISPOSITI

VO

REEMPLAZO Y

RELOCALIZACIÓN

DEL DISPOSITIVO

REEMPLAZO

DEL APOSITO

DEL CATETER

REEMPLAZO DE

ADMINISTRACIÓN

DE EQUIPOS

TIEMPO PARA

ADMINIS

TRAR FLUIDO

PARENTERAL

Catéter

Venoso

No reemplazar los

catéteres insertados

percutáneamente por

rotación y el uso de

guía en el sitio de

inserción. No se

recomienda el frecuente

reemplazo de catéteres,

dispositivos totalmente

implantables por la

necesidad de utilizar

posteriormente el mismo

acceso.

Se recomienda

el reemplazo

del apósito

cuando el

catéter es

cambiado o

cuando el

apósito se

humedece, se

afloja, se

ensucia o

cuando es

necesaria una

revisión en el

sitio de

inserción del

catéter.

Reemplazo de tubos

intravenosos, en

intervalos no mayores

a 72 horas. Reemplazo

de los tubos usados

para administrar

sangre, productos

sanguíneos o

emulsiones lipídicas

24 horas después de

haber iniciado la

infusión.

No se

recomiendan

por periodos

prolongados de

tiempo el uso de

fluidos

intravenosos

Incluyendo

nutrición

parenteral y

fluidos no

lipídicos.

Completar la

infusión de

fluidos lipídicos

(por ejemplo

soluciones 3 en

1) en 24 horas

después de

proporcionar el



24

Central

fluido.

Cuando las

emulsiones de

lípidos son

dadas solas,

completar la

infusión en 12

horas.

2.10 Endocarditis infecciosa (EI)

Es la más grave de las infecciones endovasculares. Compromete especialmente el

recubrimiento endocárdico de las válvulas cardíacas -usualmente con formación de

vegetaciones firmemente adheridas sobre ellas-, y de los defectos septales como las

comunicaciones interventriculares o cualquier otro sitio del endocardio mural. Las

infecciones del endotelio vascular de los cortocircuitos arteriovenosos, coartación o y ductus

arterial persistente (endarteritis), y las de los aneurismas e injertos vasculares producen

manifestaciones clínicas similares.

Tradicionalmente, la endocarditis se divide según la clínica en aguda y subaguda:

- Endocarditis infecciosa aguda: Se describe como una infección destructiva y tumultosa

habitualmente sobre una válvula cardiaca previamente normal, por un microorganismo

altamente virulento que en días o semanas ocasiona la muerte de más del 50% de los

pacientes. dichos gérmenes pueden ser: Staphylococcus aureus, Streptococcus pyógenes, S.

pneumoniae y Neisseria gonorrhoeae.

- Endocarditis infecciosa subaguda: el cambio de curso insidioso y compromiso de válvulas

alteradas, son usualmente debidas a microorganismos que como los Estreptococos viridans,

requieren de la protección brindada por las vegetaciones para poder sobrevivir a las defensas

del hospedero. En general, éstas producen menos focos metastásicos y toman de 6-12

semanas para ser letales.

2.10.1 Epidemiología y microbiología



25

La incidencia de la enfermedad es difícil de calcular debido a la falta de estandarización de

los -criterios diagnósticos, pero se sabe que la EI explica aproximadamente 0.75-1 de cada

1.000 admisiones por año en los hospitales de los Estados Unidos (rango: 0.16-5.4). La

distribución por sexos favorece levemente a los hombres y a medida que la comunidad es

más desarrollada, la enfermedad tiende a afectar a los más viejos, como consecuencia de: 1)

la menor incidencia de fiebre y cardiopatía reumática en estas poblaciones, principal causa de

EI en los países en desarrollo. 2) El número creciente de casos adquiridos dentro de los

hospitales, usualmente más en adultos que en niños, secundarios a los avances en la cirugía

cardiovascular y al uso frecuente de marcapasos y catéteres intravenosos para la

administración de medicamentos, alimentación parenteral, monitoreo hemodinámico y

hemodiálisis y 3) El mayor porcentaje de episodios en ancianos con cardiopatías

degenerativas.

La microbiología de la EI ha cambiado significativamente, pero todavía hoy los

estreptococos, en especial aquellos que normalmente habitan la cavidad oral como viridans

(S. sanguis, S. mutans, y S. milleri) y los del grupo D (S. bovis y S. equinus), causan algo más

de la mitad de los casos ocurridos en válvulas nativas. Ha sido clásica la observación de que

la EI por S. bovis afecta principalmente a personas mayores de 60 años, de las cuales

alrededor de una tercera parte tienen lesiones gastrointestinales malignas o premalignas,

especialmente de colon. No obstante, el gérmen que más ha aumentado en frecuencia en los

últimos años es S aureus, el cual explica ahora cerca del 30% de las EI, posiblemente como

resultado del incremento en el número de casos en drogadictos IV y en pacientes

hospitalizados.

Los enterococos explican menos del 10% de los episodios, usualmente provenientes de los

tractos gastrointestinales o genitourinario, mientras que el resto de los casos es producido por

agentes menos frecuentes como los del grupo HACEK ( Haemophilus, Actinobacillus,

Cardiobacterium, Eikenella y Kingella). S pneumoniae, enterobacterias, micobacterias,

Brucella spp, bacterias anaerobias y hongos.

La infecciones de las prótesis valvulares explica el 10-20% de los casos de EI, ocurre

usualmente en mayores de 60 años y afecta más las prótesis aórticas que las mitrales. Se

calcula que durante el primer año se infectan 1-4% de los pacientes sometidos a estos

procedimientos, luego 1% por año. Si la endocarditis ocurre dentro de los primeros 60 días



26

de la cirugía, se considera que la infección fue causada por contaminación de la válvula que

se instaló o bacteremia durante el procedimiento, y los estafilococos especialmente los

coagulasa-negativa, explican la mayoría de los casos. Los otros son debidos a S. aureus,

bacilos gram negativos y Candida spp. Si la infección es de origen tardío (después de 60

días), el origen puede ser el mismo que el de las endocarditis de válvulas nativas, o puede ser

también el de las infecciones postquirúrgicas tempranas, debido a un mayor período de

incubación.

2.10.2 Fisiopatología

La presencia de una infección endovascular generalmente requiere de tres eventos

secuenciales:

1) Alteración de la superficie endocárdica normal de tal forma que se facilite su colonización.

2) Adherencia de patógenos circulantes a dicha superficie modificada y 3) Formación de

vegetaciones macroscópicas.

Los traumas endocárdicos causados por flujos turbulentos o por cuerpos extraños como

catéteres y puntos de sutura dentro de éste, exponen el tejido subendotelial. El depósito

subsiguiente de fibrina y plaquetas origina en dichos sitios la formación de trombos estériles,

a los que se adhieren bacterias u otros patógenos en caso de que estén presentes en la sangre,

cualquiera que sea su origen. El conjunto así formado crece lentamente a medida que se

agregan por superposición más de estos elementos, dando origen a las vegetaciones

características de la EI. Se localizan específicamente sobre la superficie del lado del orificio

con más baja presión, debido a las propiedades hidrodinámicas peculiares de los flujos

turbulentos, o en el sitio donde una corriente impacta el endocardio frente a ella. Por lo tanto,

son más frecuentes en la superficie auricular de la válvula mitral insuficiente, en el lado

ventricular y las cuerdas tendinosas de la válvula aórtica regurgitante y en la superficie

ventricular derecha del agujero septal en las comunicaciones interventriculares.

La forma como se inicia el depósito de bacterias en el endocardio desnudo o en el trombo

estéril, ha sido motivo de extensa investigación. Hoy se sabe que ellas pueden ligarse al

subendotelio expuesto, a través de la unión a algunas proteínas de la matriz extracelular

(lámina y colágeno) o del plasma (fibrinógeno o fibronectina), las cuales les sirven de

receptores potenciales. O pueden agregarse a plaquetas previamente depositadas y ya



27

activadas, debido a que ellas liberan proteínas como la trombospondina, la cual es capaz de

ligarse directamente S. aureus.

Pero en el caso de pacientes sin defectos cardíacos previos, es necesaria la adherencia directa

del patógeno a la célula endotelial. En gérmenes como S. aureus esto pareciera ser posible

gracias entre otras cosas a la presencia de 1) Al menos cuatro proteínas, no claramente

demostradas en la superficie de la bacteria, con capacidad de ligarse a receptores

endoteliales. 2) Un receptor endotelial, de características no detalladas aún, para

estafilococos, 3) Al menos una molécula-puente, el fibrinógeno, al cual se pueden adherir

directamente tanto la célula endotelial como el S. aureus y 4) Es posible que citoquinas como

el factor de necrosis tumoral, liberadas durante procesos sépticos, faciliten la adhesión

microbiana a los endotelios. El depósito y la activación subsecuente de plaquetas circulantes,

dará origen a la vegetación, la cual protegerá a los gérmenes allí sumergidos de la acción de

los fagocitos, proteínas líticas del suero y antibióticos.

La existencia de bacteremia es esencial para el desarrollo de EI. En individuos sanos, ésta

puede ocurrir muy eventualmente como consecuencia de eventos cotidianos tan normales

como el cepillado de los dientes o el acto de defecar, pero es depurada rápidamente por las

proteínas del Complemento y el sistema reticuloendotelial, debido a que los inóculos son

pequeños y los gérmenes poco virulentos (17a).

2.11 Coloraciones

2.11.1 Coloración de Gram

La tinción de Gram, descubierta hace poco más de 100 años por Hans Christian Gram, se usa

con mucha frecuencia para exámen microscópico, directo de muestras y subcultivos. El

cristal violeta sirve como tinción primaria, uniéndose a la pared celular bacteriana después

del tratamiento con una solución débil de yodo, lo cual sirve como mordiente para unión del

colorante. Algunas especies bacteriana, debido a la naturaleza química de su pared celular,

tienen la capacidad de retener el cristal violeta aún después del tratamiento con un

decolorante orgánico, como la mezcla de partes iguales de alcohol etílico al 95% y acetona.



28

Las bacterias que retienen el colorante se ven azul/negro cuando se observan con el

microscopio y se denominan gram positivas. Ciertas bacterias pierden la tinción primario

con cristal violeta cuando son tratadas con el decolorante, quizá debido al alto contenido

lipídico de su pared celular. Estas bacterias decoloradas captan la contratinción con safranina

y se ven de color rojo cuando se observan con el microscopio y se denominan gram

negativas. Estas reacciones con la tinción de Gram, cuando se observan junto con los tipos

(cocos y bacilos) y disposiciones de células bacterianas, pueden usarse para efectuar

identificaciones presuntivas.

2.11.2 Coloración con Fluorocromo

Esta coloración tiñe bacterias mejor que las tinciones convencionales y permite la

evaluación de frotis con menor aumento porque los microorganismos se ven con más

facilidad.

Los fluorocromos pueden usarse directamente, aprovechando la propiedad que tienen algunos

de unirse a determinadas moléculas u orgánulos tales como colorantes de ácidos nucleicos.

Algunos de estos fluorocromos son las “Acridinas”, colorantes intermedios y precursores

antisépticos derivados del alquitrán de hulla.

2.11.2.1 Quinacrina

Es un derivado de acridina y es una tinción particularmente buena para la demostración de

bacterias en hemocultivo, LCR, exudado uretral u otros exudados donde pueden hallarse con

concentraciones relativamente bajas (104 UFC/ml) o donde están oscurecidas por un fuerte

fondo de Leucocitos polimorfonucleares u otros restos. Con un pH menor de 4, las bacterias y

células se tiñen de color verde brillante con un fondo oscuro o verde claro.



29

3. FORMULACION DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN

Una de las complicaciones de mayor frecuencia y gravedad clínica con el uso de catéter

venoso central (CVC) , son las infecciones asociadas a ellos, y los criterios clínicos no son

suficientes para establecer un verdadero diagnostico de infección, necesitando usualmente su

remoción o cambio para realizar el cultivo( semicuantitativo, cuantitativo) del mismo. Sin

embargo, las limitaciones de las técnicas cuantitativas de cultivo en el diagnostico, son

siempre retrospectivas y solo 15-25% de los CVC removidos son causa de una verdadera

infección (9).

Para evitar el retiro innecesario del CVC y los riesgos asociados con la reinserción de un

nuevo catéter en un nuevo sitio, se han realizado técnicas con coloraciones especiales en

muestras de sangre tomadas por catéter (3,7,8) Los resultados de estos estudios demuestran

una sensibilidad y especificidad, mayor que la técnica semicuantitativa de cultivo según

Maki, 1977 (96% vs. 55%)(1,3,4), mayor a la técnica cuantitativa de cepillado endoluminal

(90%) (7). Aunque estos estudios han sido realizados en población pediátrica y en población

adulta sometida a procedimientos quirúrgicos o de UCI, no se conoce aún el rendimiento de

estas técnicas en subgrupos especiales como pacientes oncológicos y especialmente

neutropénicos, donde el uso de catéteres es importante y el número de bacterias asociadas a

procesos infecciosos es mayor(3).



30

Siendo la sangre un fluido biológico estéril puede ambiguamente decirse que la coloración de

Gram es diagnóstica en este tipo de muestras ,y si bien no proporciona una identificación

directa del microorganismo si da una información preliminar del mismo permitiendo tomar

medidas preventivas y de tratamiento clínico adecuado. Sin embargo, en el caso de muestras

con concentraciones relativamente bajas o donde están oscurecidas por un fuerte fondo de

leucocitos polimorfo nucleares u otros restos, se necesita de coloraciones especiales que

permitan visualizar los microorganismos, como son las coloraciones con fluorocromos, tal

como es el caso de la coloración de Quinacrina. Estas técnicas tienen la ventaja de ser fáciles

de interpretar ( con poca cantidad de muestra), rápidas y económicas

4. OBJETIVOS

4.1 OBJETIVO GENERAL

Evaluar la técnica de Quinacrina y Gram en muestras sanguíneas como prueba rápida de

orientación diagnostica en infecciones asociadas a catéter venoso central en pacientes del

Instituto Nacional de Cancerología.

4.2 OBJETIVOS ESPECIFICOS

◊ Estandarizar la coloración de Quinacrina en muestras de sangre de catéter en

pacientes con sospecha de infección asociada a CVC.

◊ Establecer la sensibilidad y especificidad de la coloración de Quinacrina y Gram en

sangre con respecto al cultivo tradicional de catéter por la metodología de Maki.



31

◊ Determinar la proporción real de BAC en pacientes con sospecha clínica.

5. MATERIALES Y MÉTODOS

5.1 DISEÑO EXPERIMENTAL

Para evaluar el rendimiento de la coloración de Quinacrina en muestras sanguíneas

provenientes de CVC frente al cultivo tradicional de Catéter según la metodología de Maki,

se diseñó un modelo experimental en el cual se tomaron inicialmente 62 casos de pacientes

oncológicos que ingresaron al servicio de hospitalización del Instituto Nacional de

Cancerología durante los meses de Junio a Octubre y que clínicamente presentaron sospecha

de BAC. A cada uno de los pacientes se les tomó simultáneamente y de manera aséptica bajo

protocolos de Bioseguridad previamente establecidos las siguientes muestras:

a. Una muestra de sangre con EDTA ( proporción 1:10) proveniente del catéter para

realizar coloraciones de Gram y Quinacrina.

b. Dos hemocultivos. Uno del catéter para confirmar resultados de coloraciones y otro

de sangre periférica para obviar focos infecciosos diferentes a catéter.

c. Una punta y trayecto de catéter ( 5- 7 cms) para realizar cultivo bacteriano, hongos y

levaduras, y cultivo para Malassezia spp oportunista común en pacientes

oncológicos.

Los parámetros básicos para el modelo experimental son los siguientes:



32

5.2 GRUPO DE ESTUDIO

Para estimar la validez de la medida se seleccionó a un grupo de pacientes que no difirieron

sustancialmente de aquella población en la cual se aplicaron los resultados, escogiéndose para

ello todos aquellos pacientes que al ingresar al hospital necesitaron CVC, y presentaron

sospecha clínica de infección asociada CVC durante el periodo de su hospitalización. Por

tratarse de un estudio preliminar y de carácter descriptivo el tamaño de la muestra no se

calculo estadísticamente sino que se incluyeron en él, todos los pacientes que ingresaron

entre el mes de Junio a Octubre del 2000. Se excluyeron todos aquellos pacientes que

presentaron infecciones diferentes a CVC, que llegaron cateterizados, o que clínicamente

presentaron síndromes febriles previos al cateterismo.

5.3 ANÁLISIS TÉCNICO

Siguiendo las normas exigidas para la Garantía Total de Calidad por el Ministerio de salud

se trabajaron las siguientes técnicas:

◊ Técnica semicuantitativa de Maki - La punta y el trayecto de Catéter se rota 4

veces sobre un Agar Sangre (para Bacterias ) y Agar Sabhí( Para hongos ). Se

incuban a 37°C y 25°C respectivamente, determinándose el crecimiento de colonias

significativas(≥ 15UFC/ml) a las 48 horas de incubación. Si en este periodo no hay

crecimiento se prolonga la incubación por 5 días mas para descartar crecimiento de

hongos o levaduras de crecimiento lento.

◊ Identificación del microorganismo: Después de que el cultivo semicuantitativo ha

sido identificado como positivo, se aisla el germen para realizar la identificación con

las pruebas manuales correspondientes, utilizando paneles para Gram positivos y

para Gram negativos y el sistema de lectura semiautomatizado Walk Away

(MicroscanR ,Dade Behring International Inc, West Sacramento, USA CA 95691.)

◊ Hemocultivos - Simultáneamente se tomaron las muestras de sangre de catéter y

sangre periférica procesando los hemocultivos bajo el protocolo de la casa BACTEC

9120, (Becton Dickinson , Diagnostic Instrument Systems, Spark, MD; USA) e

identificación posterior del germen por MicroscanR . Los resultados del Hemocultivo

de sangre de catéter se correlacionaron con el cultivo de la punta y trayecto del

mismo.



33

Para la toma de sangre del catéter, fue realizada por el personal de enfermería lleva

con las adecuadas normas de asepsia y desinfección.

Para la toma de muestra de sangre periférica se lleva a cabo una

Óptima preparación de la piel.

◊ Coloraciones de Gram y Quinacrina - Se siguió la metodología estandarizada por

Peter Kite (3). Se tomó 1 ml de sangre del catéter en tubos con EDTA. De cada tubo

se tomaron 50 uL de sangre anticoagulada en tubos de Khan estériles que contienen 1

mL de formalina (10% v/v) solución salina (0,025 mol/L) y se mezcló por dos

minutos. Luego se agregaron 2 ml de solución salina (0,19mol/L) a cada tubo y se

centrífugo a 3500 rpm por 10 minutos. Se decanto el sobrenadante y el deposito

celular se homogenizo en vortex 5 seg., para posteriormente transferir a una cúpula

de la cito centrifuga: esta cúpula va unida a una placa que contiene la lámina en la

que va a quedar la muestra en un diámetro aproximado de 6-12mm de área. La capa

mononuclear (si los hay) y microorganismos quedan en las laminas. Una lámina se

coloreo para Gram con los colorantes tradicionales en tiempos estandarizados en el

laboratorio (Cristal Violeta 30 seg, lugol 1minuto y medio. Acetona 30 seg.,

safranina 30seg.) y otra con colorante quinacrina durante 10 minutos.

Para estandarizar la coloración de quinacrina, se tomaron 10 láminas: cinco controles

positivos con diferentes microorganismos (cocos y bacilos) y cinco láminas como

controles negativos.

Para examinar las láminas coloreadas con Gram,. se utilizó con microscopio

electrónico en objetivo de 100X con aceite de inmersión.

La lámina coloreada con Quinacrina se examino en microscopio de fluorescencia;

este equipo debe contener lámpara en arco con vapor de mercurio a 50W, filtro de Ι

2/3 con luz de excitación entre 450 y 490 nm, y se debe utilizar el condensador

totalmente abierto.

Cada muestra se examina con una magnificación de 100X (objetivo de 10/0.25),

cuando el material fluorescente se ubica , se localiza luego en magnificación de

1000X con aceite de inmersión (objetivo 100/1.25).

o Identificación de Malassezia spp: para su identificación se empleo el medio de

cultivo M3, el cual es suplementado con aceite de oliva por las características de la



34

Malassezia spp. En este medio se envía la punta del catéter, a la que se le inyecta

1cm de caldo sabhi para remover su contenido y promover el crecimiento de

Malassezia en el medio de cultivo.

5.4 METODOLOGÍA DE ANÁLISIS

◊ Para determinar la presencia de microorganismos por las Coloraciones de Gram y

Quinacrina se siguieron los protocolos técnicos, los cuales una vez estandarizados se

analizaron los resultados obtenidos por medio del programa EpiInfo 6.04 (Center for

Disease Control and Prevention, Atlanta CDC), presentándose dichos resultados en

% de positividad y por medio de gráficas en torta y tablas comparativas.

◊ Para establecer la sensibilidad y especificidad de las coloraciones se tomaron como

prueba tamiz el resultado del cultivo, y se aplico estadísticamente la metodología

propuesta por Duane,1990(11) donde establece que:

S = VP x 100 E = VN x 100

VP+FN VN+FP

◊ Donde,

§ S = sensibilidad

§ E = especificidad

§ VP = verdaderos positivos

§ VN = verdaderos negativo

§ FP = falsos positivos

§ FN = falsos negativos

o Los resultados obtenidos de la sensibilidad y especificidad se presentan en

tablas y Graficas comparativas.



35

o Para evaluar la proporción de BAC en pacientes con sospecha clínica se

observó el % de positividad tanto en coloraciones como cultivos.

v Se tuvieron en cuenta los criterios definidos por el Center for Disease Control and

Prevention, Atlanta- CDC.para definir una BAC:

*Cultivo semicuantitativo positivo (15UFC/mL)

*Al menos un hemocultivo positivo (central o periférico)

6. RESULTADOS

Selección del grupo experiemental: Para los pacientes del grupo experimental, se

seleccionaron 62 casos (42 pacientes) que ingresaron al servicio durante los meses de Junio a

Octubre y que presentaron clínicamente sintomatología de BAC. Como datos clínicos

relevantes en los pacientes, 42% presentaron fiebre en el momento de retirar el catéter, 29%

inflamación local, 4.8% pus en el sitio de inserción. Adic ionalmente se observó un 42% de

pacientes con leucopenia y 62% con neutrofília, siendo los más afectados los pacientes con

tumores sólidos 53.2% y problemas hematológicos 41.9%, y como dato adicional se observó

que la edad promedio era de 39 años. La mayoría de pacientes provenían de la UCI 40%,

cirugía 32%, medicina interma 28%. Respecto a las características de los catéteres analizados

el 77.7% era subclavial, el tiempo promedio de duración del CVC fue de 6.6 día. Las figuras

9 y 10 muestran los aspectos mencionados, sobre el tipo de catéter utilizado para el estudio

(poliuretano) y en su mayoría el uso del catéter subclavial.

Tal como se describió en el modelo experimental para determinar la presencia de

microorganismos se emplearon las técnicas de coloración de Gram, coloración de Quinacrina,

hemocultivo de catéter, hemocultivo periférico y cultivo semicuantitativo de punta de catéter.

En cumplimiento del primer objetivo se estandarizó la coloración de quinacrina bajo la

metodología descrita en las páginas 38,39 y cuyos resultados se ilustran en las figuras 12 al



36

17, donde se muestran controles negativos y resultados de cocos y bacilos para muestras

directas de sangre de catéter.

Estandarizadas las coloraciones se prosiguió a determinar la presencia de microorganismos

en las muestras de pacientes tanto por estas coloraciones como por los métodos de cultivo

tradicional y se encontró que los resultados fueron positivos para la coloración de Gram en

23 casos (37%), coloración de quinacrina en 31 casos (50%), cultivo semicuantitativo 23

casos (37%), hemocultivo de catéter central en 28 casos (41%) y hemocultivo periférico en 6

casos (9.67%). La figura 11 muestra el medio base de hemocultivo empleado y las figuras 18-

20 muestran diferentes cultivos positivos para puntas de catéter por la técnica de Maki, 1977.

Para analizar la sensibilidad y especificidad de las dos coloraciones mencionadas y comparar

los diferentes métodos se realizaron tablas comparativas de 2 x 2 en las cuales primero se

analizó individualmente a cada coloración con los diferentes métodos y después se hizo un

análisis combinado de las dos coloraciones con más de un método.

La coloración de Gram respecto al cultivo semicuantitativo (técnica de Maki) presentó

sensibilidad 48%, especificidad 66%, en tanto que en las mismas muestras la coloración de

Quinacrina presentó una sensibilidad del 78% y especificidad del 66%, y al cruzar las dos

coloraciones con respecto al cultivo se observó una sensibilidad 48% y especificidad del

74%. Los resultados numéricos se presentan en tablas (4,5,6) con sus respectivos valores

predictivos positivos y negativos, e igualmente se ilustra en las figuras 1 y 2, donde se puede

apreciar la mayor sensibilidad dada por la quinacrina.

Al realizar un análisis individual de las coloraciones respecto a los resultados generales de los

cultivos se observó que al comparar los resultados de las coloraciones con los resultados

conjuntos de dos cultivos (Maki + hemocultivo central), se obtuvo en el Gram respecto a

hemocultivo + cultivo semicuantitativo una sensibilidad del 50% y especificidad del 64%, en

tanto que la coloración de quinacrina aumento la sensibilidad del 92% pero su especificidad

fue del 62% y las dos coloraciones respecto a los dos cultivos mostraron una sensibilidad del

50% y especificidad del 71%. Los resultados se ilustran en las Tablas 7, 8, 9 con sus

respectivos valores por casos y valores predictivos, y en las figuras 3 y 4 donde se sigue

apreciando la alta sensibilidad de la Quinacrina.



37

Al comparar los resultados de las coloraciones con los resultados conjuntos de los tres

métodos de cultivos ( Maki + hemocultivo central + hemocultivo periférico), tanto el Gram

como la quinacrina dieron sensibilidades del 100% y especificidades entre el 50%-62%,

cuyos resultados se desglosan en las tablas 10, 11, 12 y las figuras 5 y 6.

Cumpliendo con el tercer objetivo, se miró la clínica del paciente y la positividad de las

pruebas de laboratorio para determinar BAC y teniendo presente como parámetros básicos

los dados por la CDC-Atlanta: un cuadro clínico característico, positividad en el cultivo

semicuantitativo y hemocultivo central, encontrándose 14 casos (23%) de pacientes con

BAC. De los casos identificados el 27.3% fue Staphylococcus epiderrmidis, el 19%

Staphylococcus aureus, y un 27.3% para otros microorganismos. Los resultados se ilustran en

la Tabla 13.

Los cultivos para Hongos y el M3 para Malassezia spp no mostraron resultados

significativos para el estudio (negativos) razón por la cual no se incluye ningún tipo de datos.

A manera ilustrativa se presenta un scanner fotográfico en las figuras 21 y 22.



38

TABLA N°4 CULTIVO SEMICUANTITATIVO Vs. COLORACIÓN DE

GRAM

SENSIBILIDAD: 48% ESPECIFICIDAD: 69%

VALOR PREDICTIVO (-): 69% VALOR PREDICTIVO (+): 48%

TABLA N° 5 CULTIVO SEMICUANTITATIVO Vs. COLORACIÓN DE

QUINACRINA


GRAM + - TOTAL + 11 12 23 - 12 27 39

TOTAL 23 39 62



39



TABLA N°6 CULTIVO SEMICUANTITATIVO Vs. COLORACIÓN DE

GRAM + QUINACRINA



TABLA N°7 CULTIVO SEMICUANTITATIVO + HEMOCULTIVO

CENTRAL Vs. COLORACIÓN DE GRAM


QUINACRINA + - TOTAL + 18 12 31 - 5 26 31

TOTAL 23 39 62


GRAM + QUINACRINA + - TOTAL

+ 11 10 21 - 12 29 41

TOTAL 23 39 62



40


VALOR PREDICTIVO (-): 81% VALOR PREDICTIVO (+): 29% *Solamente se tuvieron en cuenta como positivos, los casos en los que las dos técnicas fueran

positivas.


CENTRAL Vs. COLORACIÓN DE QUINACRINA




CENTRAL Vs. COLORACIÓN DE GRAM + QUINACRINA

CULTIVO SEMICUANTITATIVO + HEMOCULTIVO CENTRAL

GRAM + - TOTAL + 7* 17 24 - 7 31 38

TOTAL 14 48 62



TOTAL 14 48 62



41




CENTRAL + HEMOCULTIVO PERIFÉRICO Vs. COLORACIÓN DE

GRAM


VALOR PREDICTIVO (-): 100% VALOR PREDICTIVO(+) : 4.3%

HEMOCULTIVO CENTRAL + CULTIVO SEMICUANTITATIVO

QUINACRINA + GRAM + - TOTAL

+ 7 14 21 - 7 34 41

TOTAL 14 48 62

CULTIVO SEMICUANTITATIVO + HEMOCULTIVO CENTRAL + HEMOCULTIVO

PERIFÉRICO

GRAM + - TOTAL

+ 1 23 24 - 0 38 38

TOTAL 1 61 62



42



QUINACRINA


VALOR PREDICTIVO (-): 100% VALOR PREDICTIVO (+): 3.2%



QUINACRINA + GRAM

CULTIVO SEMICUANTITATIVO + HEMOCULTIVO CENTRAL + HEMOCULTIVO PERIFÉRICO


TOTAL 1 61 62

HEMOCULTIVO CENTRAL + CULTIVO SEMICUANTITATIVO + HEMOCULTIVO

PERIFÉRICO


+ 1 20 21 - 0 41 41

TOTAL 1 61 62



43

SENSIBILIDAD : 100% ESPECIFICIDAD: 67%

VALOR PREDICTIVO (-): 100% VALOR PREDICTIVO (+) :4.7%

TABLA N°13 BAC DETECTADA CON COLORACIONES DE GRAM Y

QUINACRINA

GRAM +

QUINACRINA

PACIENTES CON

INFECCIÓN

PACIENTES SIN

INFECCION

TOTAL

POSITIVO 7 14 21

NEGATIVO 7 34 41

TOTAL 14 48 62



44

SENSIBILIDAD: 50% ESPECIFICIDAD: 71%-


RP POSITIVOS: 1.72 RP NEGATIVOS : 0.71

*Las razones de probabilidad indican que se pueden generar cambios pequeños en la

probabilidad postest de encontrar con las coloraciones verdaderos casos de BAC.


CENTRAL Vs. COLORACIÓN DE GRAM


GRAM + - TOTAL + 18* 6 24 - 18 20 38

TOTAL 36 26 62



45



* Alguna de las 2 técnicas era positiva y se considero como positivo.

TABLA N°15 CULTIVO SEMICUANTITATIVO+ HEMOCULTIVO

CENTRAL Vs. COLORACIÓN DE QUINACRINA


VALOR PREDICTIVO (-): 64% VALOR PREDICTIVO (+): 80% *Cuando Alguna de las dos técnicas era positiva, se tomaba como positivo.


CENTRAL Vs. COLORACIÓN DE GRAM + QUINACRINA


QUINACRINA + - TOTAL + 25* 6 31 - 11 20 31

TOTAL 36 26 62



46

SENSIBILIDAD:47% ESPECIFICIDAD:84%


*Cuando alguna de las dos técnicas era positiva, se tomaba como positivo.

FIGURA N°1 CULTIVO SEMICUANTITATIVO Vs. SENSIBILIDAD DE

COLORACIONES

HEMOCULTIVO CENTRAL + CULTIVO SEMICUANTITATIVO


+ 17* 4 21 - 19 22 41

TOTAL 36 26 62



47

FIGURA N°2 CULTIVO SEMICUANTITATIVO Vs. ESPECIFICIDAD DE

COLORACIONES


48%

78%

48%

0%

10%

20%

30%

40%

50%

60%

70%

80%

90%

1 2 3

Gram Quinacrina G + Q

SE

NS

IBIL

IDA

D



48

FIGURA N°3 CULTIVO SEMICUANTITATIVO + HEMOCULTIVO

CENTRAL Vs. SENSIBILIDAD DE COLORACIONES

66% 66%

74%

62%

64%

66%

68%

70%

72%

74%

ESPECIFICIDAD

1 2 3

Gram Quinacrina G+Q




49


CENTRAL Vs. ESPECIFICIDAD DE COLORACIONES

50%

92%

50%

0%

10%

20%

30%

40%

50%

60%

70%

80%

90%

100%

SENSIBILIDAD

1 2 3

Gram Quinacrina G+Q




50

64%62%

71%

56%

58%

60%

62%

64%

66%

68%

70%

72%

ESPECIFICIDAD

1 2 3

Gram Quinacrina G+Q




51


CENTRAL + HEMOCULTIVO PERIFÉRICO Vs. SENSIBILIDAD DE

COLORACIONES

100% 100% 100%

0%

10%

20%

30%

40%

50%

60%

70%

80%

90%

100%

SENSIBILIDAD

1 2 3

Gram Quinacrina G+ Q

CULTIVO SEMICUANTITATIVO + HEMOCULTIVO CENTRAL + HEMOCULTIVO PERIFERICO



52


CENTRAL + HEMOCULTIVO PERIFÉRICO Vs. ESPECIFICIDAD DE

COLORACIONES

62%51%

67%

0%

10%

20%

30%

40%

50%

60%

70%

ESPECIFICIDAD

1 2 3

Gram Quinacrina G+Q

CULTIVO SEMICUANTITATIVO + HEMOCULTIVO CENTRAL + HEMOCULTIVO PERIFERICO



53


CENTRAL Vs. SENSIBILIDAD DE COLORACIONES

50% 47%

69%

0%

10%

20%

30%

40%

50%

60%

70%

SENSIBILIDAD

1 2 3

Gram Quinacrina G+Q

CUTIVO SEMICUANTITATIVO + HEMOCULTIVO CENTRAL



54


CENTRAL Vs. ESPECIFICIDAD DE COLORACIONES

76%

84%

76%

72%

74%

76%

78%

80%

82%

84%

ESPECIFICIDAD

1 2 3

Gram Quinacrina G+Q




55

FIGURA N°9 PACIENTE CON CVC (SUBCLAVIO)

FIGURA N°10 PACIENTE CON CVC ( SUBCLAVIO)



56

FIGURA N°11 HEMOCULTIVOS CENTRAL Y PERIFÉRICO

FIGURA N°12 COLORACION DE QUINACRINA CONTROL

NEGATIVO



57

FIGURA N°13 COLORACION DE QUINACRINA. COCOS

FIGURA N° 14 COLORACION DE QUINACRINA. BACILOS



58

FIGURA N°15 COLORACION DE QUINACRINA . COCOS Y BACILOS

FIGURA N°16 COLORACION DE QUINACRINA. COCOS Y BACILOS



59

FIGURA N°17 COLORACION DE QUINACRINA. COCOS

FIGURA N°18 CULTIVO SEMICUANTITATIVO NEGATIVO (<15 UFC/Ml). S.

epidermidis



60

FIGURA N° 19 CULTIVO SEMICUANTITATIVO POSITIVO (>15UFC/Ml) . S.

epidermidis

FIGURA N°20 CULTIVO SEMICUANTITATIVO . COLONIZACION. S. epidermidis



61

FIGURA N°21 AGAR SABHI (PARA HONGOS)

FIGURA N°22 AGAR M3 (PARA Malassezia spp.)



62

7. DISCUSIÓN DE RESULTADOS

Los catéteres con frecuencia son indispensables en la práctica médica, especialmente en

pacientes con enfermedades clínicamente críticas como es el cáncer, y sobre todo del tipo

hematológico; pacientes de alta frecuencia en el Instituto Nacional de Cancerología- Bogotá

(INC). Las indicaciones para su uso están justificadas por la presencia de malos accesos

venosos periféricos, necesidad repetida de colocar líquidos parenterales, administrar

medicamentos, realizar transfusiones y en el monitoreo hemodinámico (22). El uso de estos

dispositivos suele complicarse por la variedad de infecciones locales y sistémicas que incluye

tromboflebitis séptica, bacteremia, osteomielitis, artritis y endocarditis entre otras. La

infecciones asociadas a catéter aumentan la morbilidad en un 10%, mortalidad en un 20%,

mayor tiempo de hospitalización y por ende los costos médicos (16-20). El problema clínico

se acentúa con los diagnósticos técnicos no confirmados y el uso indiscriminado de

antibióticos como medida profiláctica inicial, pues exponen innecesariamente a los pacientes

a riesgos asociados a una nueva reinserción de catéter, y el uso de terapia antibiótica de

amplio espectro, utilizada después de la remoción puede provocar resistencia antimicrobiana,

resistencia debida al uso de glicopéptidos y la selección de cepas resistentes de estafilococos

y enterococos.

El objetivo del estudio era realizar un análisis preliminar sobre BAC en un grupo de pacientes

del INC, dado que las características propias de la enfermedad hacen que nuestros pacientes

no sólo requieran el uso de estos dispositivos sino que tengan una mayor predisposición a

desarrollar infecciones por el uso de los mismos dada la baja de defensas inmunológicas que

adquieren durante el transcurso de la enfermedad.

En nuestro estudio se encontró que un 22% (14 casos) de los pacientes presentó clínicamente

BAC y el cultivo de catéter-Hemocultivo central fueron positivos, aislándose

microorganismos como Staphylococcus epidermidis, Staphylococcus aureus principalmente.

Estos datos coinciden con los reportados por la literatura mundial donde dichos

microorganismos son los principales contaminantes endo y exoluminales. La infección puede

darse por múltiples factores que parten desde la mala aplicación de las medidas de



63

Bioseguridad al manejar los catéteres, así como las migraciones de flora normal de piel y

anexos. En la colonización están involucradas no sólo las características patógenas del

microorganismo sino las características fisicoquímicas de los catéteres. Se sabe que las

asperezas , el tipo de material como el poliuretano o teflón facilitan el proceso infeccioso, el

tiempo de duración, el sitio de inserción (línea media, arterial, venoso), (92,93,114) y la

composición química e hidrofobicidad de los dispositivos médicos aumentan la colonización

bacteriana. Los mecanismos ya han sido estudiados por varios autores (112), igualmente se

ha propuesto que algunos microorganismos pueden metabolizar incluso materiales de los

catéteres plásticos en ausencia de otros nutrientes y los usan para mantener su crecimiento

sobre la superficie de biomateriales (113). La colonización se logra mediante una serie de

interacciones iniciales entre las bacterias y las superficie del catéter dada por interacciones

bioquímicas débiles como son las fuerzas de Van der Wall, interacciones hidrofíbicas y

puentes de hidrógeno. Interacciones reversibles que son reforzadas posteriormente por una

unión específica dada por la formación de exopolímeros bacterianos similares a los formados

en caries dental (114-115). El mayor peligro en la formación de población vegetativa

alrededor de los catéteres los da la respuesta inmune con daño de endotelio pues puede

degenerar en una endocarditis bacteriana (116,117).

Para el diagnóstico de colonización bacteriana y posterior BAC normalmente se utiliza el

cultivo del catéter (punta y trayecto) según la metodología de Maki, 1977, método que es de

baja utilización en el medio clínico dado que está sujeto a un alto grado de contaminación por

manipulación y que no hay técnicas directas de coloración estandarizadas para un diagnóstico

rápido. Igualmente se efectúan los hemocultivos extraídos directamente del catéter o sangre

venosa periférica en sospecha de bacteremia, los cuales presentan el inconveniente de baja

sensibilidad debido a la dilución del microorganismo en la sangre, y por mayor avance

tecnológico y automatización de la bacteriología los períodos de incubación y posterior

identificación del microorganismo aún siguen siendo largos. Debido a la alta

morbimortalidad de la enfermedad y el incremento de costos, el INC pretende buscar

métodos alternos de diagnóstico que sean más eficientes, rápidos y disminuyan los costos al

paciente, razón por la cual se analizó la especificidad y sensibilidad de la coloración de Gram

y Quinacrina respecto a estos métodos tradicionales.



64

Los resultados mostraron que a partir de las muestras de sangre tomadas directamente de

catéter para BAC se obtuvo una positividad del 37% para la coloración de Gram y 50% para

la coloración de quinacrina y los cultivos de punta de catéter y hemocultivos a través de

catéter mostraron una positividad del 37% y 41% respectivamente, datos que inicialmente

muestran un porcentaje mayor de microorganismos en muestras de sangre de CVC, aunque

no fue del 90%, por el tamaño poblacional y el tipo de estudio (fase preliminar), puede ser

indicado para los pacientes a los que realmente se les necesita remover el catéter con una

verdadera BAC, permitiendo proporcionar una terapia antimicrobiana rápida y ahorra tiempo,

además de disminuir costos.

Analizando los métodos entre si para determinar sensibilidad y especificidad de la coloración

de Gram y Quinacrina respecto a los métodos tradicionales se observó en todos ellos que la

coloración de Gram siempre obtuvo una sensibilidad que oscilaba entre el 48-50% y una

especificidad que oscilaba entre 64-66%, en tanto que la coloración de quinacrina mostró ser

altamente sensible 78-92% y regularmente específica 62-74%. Si bien estos resultados

muestran valores inferiores a las técnicas del cultivo semicuantitativo (sensibilidad 100%,

especificidad 55%), es importante aclarar que el porcentaje de positividad tanto para la

sensibilidad como especificidd es alto y clínicamente significativo, y aunque estas

coloraciones no reemplazan al cultivo semicuantitativo , el cual es esencial para la

identificación y susceptibilidad de los microorganismos aislados, puede ser de gran ayuda

para correlacionar la morfología de los microorganismos vistos con la coloración de

quinacrina y la identificación final con el cultivo, y además por los resultados de positividad

se sugiere que un gran número de nuestros pacientes se les pueda ir dando un tratamiento

específico y no de amplio espectro, e igualmente los resultados negativos tienen relevancia ya

que indica a un porcentaje de pacientes a los cuales se les puede ahorrar costos con cambios

innecesarios de catéter. Estos datos se corroboran ya que al calcular los valores predictivos

positivos y negativos para cada una de las comparaciones hechas se encuentra que las

técnicas altamente sensibles tienen un valor predictivo negativo muy alto, y las altamente

especificas tienen un valor predictivo positivo alto. Igualmente se muestra que los porcentajes

de sensibilidad de la coloración de quinacrina son elevados respecto a las otras técnicas, pero

su especificidad no es buena. Estos resultados tienen relevancia especial pues para el manejo



65

inicial de nuestros pacientes es mejor tener técnicas sensibles que detecten el

microorganismos a tiempo, y no la especificidad porque cualquier otro método termina

siendo dada por la identificación del microorganismo. Aunque la quinacrina necesita de

aparatos especiales como citocentrífuga y microscopio de fluorescencia, esta no es una

llimitante en nuestro instituto ya que posee la infraestructura y los elementos necesarios para

su procesamiento, y el objetivo es estandarizar metodologías alternas y eficientes con los

recursos existentes.

Estos resultados obtenidos concuerdan con lo reportado por otros trabjaos pues bien se sabe

que la coloración de Gram para estos microorganismos tiene una sensibilidad aproximada de

60000/mm3, en tanto que la quinacrina dado que usa una fuente de luz de mayor resolución –

UV, su sensibilidad es de 10000/mm3. Igualemente es sabido que las técnicas de cultivos

directos detectan entre 10-15 UFC/mL (118). La sensibilidad de la coloración de quinacrina

se debe a la metodología utilizada que parte de una lisis celular (eritrocitos) y el uso de

colorantes directos sobre el DNA bacteriano como son los fluorocromos.

Al combinar las coloraciones con una o más variables de cultivo se encontró que al ser

comparadas frente a la técnica estándar de Maki (6), la coloración de quinacrina posee mejor

sensibilidad (78%) que la coloración de Gram (48%), conservando igual especificidad (66%).

Y al dejar las dos coloraciones la sensibilidad es muy bja (48%) y la especificidad aumenta

(74%), demostrando éste resultado que no es necesaria la combinación de las dos

coloraciones, puesto que con hacer sólo la coloración de quinacrina se obtienen buenos

resultados con una valor predictivo positivo del 58% y un valor predictivo negativo del 83%.

Este resultado se corrobora al unir las técnicas de cultivo semicuantitativo y hemocultivo

central puesto que con la quinacrina se obtuvo una sensibilidad (92% Vs. 50%) mayor que la

coloración de Gram y una especificidad (62% Vs. 64%), con una diferencia muy baja.

Al asociar las 3 técnicas ya estandarizadas, hemocultivo central, periférico y cultivo

semicuantitativo, que son utilizados para establecer los criterios de BAC, la sensibilidad es

del 100%, lo cual sería ideal al utilizar una técnica, pero en este caso los apcientes a los que

se les tomó hemocultivo periférico fue sólo el 51% (32 casos, 27pacientes), puesto lque por el

tipo de pacientes el acceso a vena periférica es muy difícil. La coloración de quinacrina

presentó mejor sensibilidad que la coloración de Gram frente a la técnica de Maki, y una



66

sensibilidad igual a la de la coloración de Gram. Al tener en cuenta el criterio tomado para

una BAC, la coloración de Quinacrina presentó mejor sensibilidad frente al cultivo

semicuantitativo y al hemocultivo central.

Los resultados obtenidos permiten replantear en la Institución l os protocolos clínicos para

manejo de catéteres, el uso e interpretación de los resultdos microbiológicos de laboratorio, y

la sugerencia de usa la coloración de Quinacrina en aquellos casos clínicos que lo ameriten.



67

CONCLUSIONES Y SUGERENCIAS

1. Los pacientes del INC con sospecha clínica de IAC, tienen alta predisposición a

desarrollar BAC (23%), lo cual exige aplicar con más rigor las normas de

Bioseguridad en la manipulación de catéteres.

2. El género Staphylococcus es el contaminante nosocomial aislado con mayor

frecuencia a nivel de catéteres y se hace necesario averiguar su procedencia para

buscar medidas de prevención y control adecuadas para esta infección nosocomial.

3. Los cultivos de punta y trayecto de catéter siguen siendo la prueba tamiz para el

diagnóstico de BAC pero adolecen de la falta de estandarización de coloraciones

directas para reportes preliminares y los tiempos de incubación de los cultivos siguen

siendo prolongados y críticos para el manejo clínico e nuestros pacientes.

4. La coloración de quinacrina es una buena alternativa como prueba pronóstica precoz

para BAC y su manejo clínico.

5. Es necesario complementar el estudio incluyendo no sólo un mayor número de

pacientes sino analizando otras variables como el tipo de catéter, material del mismo

y terapia antimicrobiana proporcionada con anterioridad a la realización de los

cultivos y pruebas.

6. Como recomendación técnica se sugiere que en el momento de la toma de la muestra

de sangre del catéter, el primer centímetro debe adicionarse al tubo con

anticoagulante para realizar la técnica con coloraciones, puesto que es la muestra

donde más se pueden encontrar microorganismos. Una vez tomada la muestra con

anticoagulante, ésta debe procesarse en el menor tiempo posible, puesto que se

observaron mejores resultados y más nitidez con la coloración de quinacrina.



68

BIBLIOGRAFIA

1. Kite P, Dobbins BM, Wilcox MH, “et al”. Evaluation of a novel endoluminal brush

method for in situ diagnosis of catheter related sepsis. Journal of Clinical Pathology, 1997;

(50) :278-282.

2. Dennis G, maki M.D. Coob L. An Attachable Silver-Impregnated cuff for prevention of

infection with central venous catheters: A prospective randomized multicenter trial. The

American Journal of Medicine, 1988; 85(3) : 307-314.

3. Kite P, Dobbins BM, Wilcox MH, McMmahon JM. Rapid diagnosis of central venous

catheter related bloodstream infection without catheter removal. Lancet, 1999; 354 (9189) :

1504-1507.

4. Mermer LA. Prevention of intravascular Catheter rlated infections. Annals of Internal

Medicine, 2000; 132 : 391-402.

5. Cleri DJ, Corrado ML, Seligman SJ. Quantitative Culture of intravenous Catheters and

other intravascular inserts. The Journal of Infectious Disease, 1980; 141 (6) : 781-786.

6. Maki MD. A semiquantitative culture method for identifying intravenous catheter related

infection. The New England Journal of Medicine, 1977; 296 (23) : 11305-1133309.

7. Michel L, McMichan JC, Bachy JL. Microbial Colonization of Indewelling Central

Venous Catheters: Statistical Evaluation of Potential Contaminating Factors. The American

Journal of Surgery, 1979; 137(6) : 745-748.

8. Rushforth JA, Hoy CM, Kite P, Puntis JW. Rapid diagnosis of central venous catheter

sepsis. Lancet, 1993; 342 : 402-403.

9. Cooper GL, Hopkins CC. Rapid diagnosis or intravascular catheter associated infection

by direct Gram staining or catheter segments. The New England Journal of Medicine, 1985;

18 (312): 1142-1147.

10. Blot F, Schimidt E, Nitenberg G, “et al”. Earlier positivity of central venous versus

peripheral blood Culture is Highly predictive of catheter related sepsis. Journal of Clinical

Microbiology, 1998; 36 (1) : 105-109.

11. Naomi P, Grady 0, Philip S. “et al”. Pratice Guidelines for Evaluating New Fever in

Critically III Adult Patients. Clinical Infection Diseases, 1998; 26 : 1042-1059.



69

12. Mark A, Moyer MD, Larry D, Farley L. Comparative Culture Methods on 101

Intravenous Catheters. Archive of Internal Medicine, 1983; 143 : 66-69.

13. Zufferey J, Bernadette R, Francioli P, Bille J. Simple Method for Rapid Diagnosis of

Catheter Associated Infection by Direct Acridine Orange Staining of Catheter Tips. Journal

of Clinical Microbiology, 1988; 26 (2) : 175-177.

14. Issam I, Raad P, Gerald P, Bodey. Infectious Complications of Indwelling Vascular

Catheters. Clinical Infectious Disease, 1992; 15 : 1197-210.

14a. Arraztoa J, Orlandi L. Avances en oncología . Chile, Editorial Mediterráneo, Vol 8 (1),

1989.

14b. Santos E, Villanueva JR, Carnis J. El Cáncer: Scientific American. Barcelona. Editorial

Prensa cintífica; 1986.

15. Raucher HS, Hyatt AC, Barzilai A, “et al”. Quantitative blood cultures in the evaluation

of septicemia in children with Broviac catheters. The Journal of Pediatrics, 1984; 1104 (1) :

29-33.

15a. Harrison TR, Resnick WR, Wintrobe MM, ”et al”. Principios de Medicina Interna.

Bogotá Editorial Mc Graw Hill, 1998.

16.Smith RL, Meixler SM, Simberkoff MS. Excess mortality in critically ill patients whith

nosocomial bloodstream infections. Chest, 1991; 100: 164-167.

17. Martin Ma, Pfaller MA, Wenzel RP. Coagulase-negative staphyloccocal bacteremia.

Mortality and hospital stay. Annals of Internal Medicin, 1989; 110: 9-16.

17a. Velez HA, Borrero Jr, Restrepo JM, Rojas WM. Fundamentos de Medicina.

Enfermedades Infecciosas. Medellín, Colombia: Ediciones Rojo; 1998.

18. Haley RW, Shaberg DR. Von Allmen SD. McGowan JE Jr. Estimating the extra charges

and prolongation of hospitalization due to nosocomial infections: a comparison of methods.

Journal of Infection Disease, 1980; 141: 248-257.

19. Pittet D, Tarara D, Wenzel RP. Nosocomial bloodstream infection in critically ill

patients: excces length of stay , estra costs, and attributable mortal. JAMA, 1994; 271: 1598-

1601.

20. Arnow DG, Quimosing EM, Brech M. Consequences of intravascular catheter sepsis.

Clinical Infection Disease, 1993; 16: 778-784.

21. Boring CC, "et al". Cancér statistics, 1994; 44(7)

22.Willis RA. The spread of tumors in the Human body. London, Butterworth.& Co. 1952.



70

23. Maki DG. Infections due to infusion therapy. Hospital Infections. 3rd ed. Boston, Ma.

1992.

24. Jarvis WH, Fowards JR, Culver DH, “et al”. Nosocomial infection rates in adult and

pediatric intensive care units in the United States National Nosocomial Infections

Surveillance Sistem. American Journal of Medicine, 1991; 91(suppl 3B): 185S-191S.

25. Howell PB, Walter PE, Donowitz GR, Farr BM. Risk factors for infection of adult

patients with cancer who have tunneled central venous catheters. Cancer, 1995; 75: 1367-

1375.

26. Barnerjee SN, Emori TG, Culver DH, “et al”. Secular trends in nosocomial primary

bloodstream infection in the United Satates 1980-198.. National Nosocomial Infections

Surveillance System. American Journal of medicine, 1991; 91 (suppl 3B): 86S-89S.

27. Freer CV, Searcy MA, Landry SM, WenzelRP. Nosocomial bloodstream infection:

secular trends in a statewide surveillance program in Virginia. American Journal of

Infection Control, 1986; 7: 550-553.

28. Schaberg DR, Culver DH, Gaynes RP. Major trends in the microbial etiolo gy of

nosocomial infection. American Journal of Medicine, 1991; 91 (suppl 3B) : 72S-75S.

29. Dougherty SH. Pathobiology of infection in prosthetic devices. Revision of Infection

Disease, 1988; 10: 1102-1117.

30. Freeman J, Goldmann DA, Smith NE,”et al”.Association of intravenous lipid emulsion

and coagulase-negative staphylococcal bacteremia in neonatal intensive care units. New

England Journal of Medicine, 1990; 323: 301-308.

31. Center for Disease Control and Prevention. Nosocomial enterococci resistant

Enterococcus faecium in an vancomycin United States ,1989-1993. MMWR, 1993;42: 597-

599.

32. Karanfil LLV, Murphy M, Josephson A, “et al “. A Cluster of vancomycin -resistant

Enterococcus faecium in an intensive care unit. Infection Control Hospital Epidemiology,

1922; 13: 195-200.

33.Edmond MB, Ober JF, Weinbaum DL,”et al”. Vancomycin reistant Enterococcus faecium

bacteremia: risk factors for infection. Clinical Infection Disease, 1995; 20:1126-1123.

34. Livornese LL, Jr Dias S, Samuel C,”et al”.Hosital acquired infection with vancomycin-

resistant Enterococcus faecium transmitted by electronic thermometers. Annals of Internal

medicine, 1992;117:112-116.



71

35. Beck-Sagu CM, Jarvis WR.Secular trends in the epidemiology of nosocomial fungal

infections in the United States,1980-1990. Journal Infection Disease, 1993; 167:1247-1251.

36. Jollis RF, Pfaller MA, Wenzel RP, Doebbeling BN. Investigation of the sequence of

colonization and candidemia in neutropenic patients. Journal of clinical microbiology,

1994;32:975-980.

37. Cabezudo I, Hollins R, Huston B, Wenzel RP. The use of biotyping and DNA

fingerprinting in typing Candida albicans from hospitalized patients. Diagnosis

Microbiology Infection Disease, 1990; 13:481-489.

38. Moro ML, Maffei C, Manso E, Morace G, Polonelli L, Biavasco F. Nosocomial

outbreaks of systemic candidosis associated whith parenteral nutrition. Infection Control

Hospital Epidemiology, 1990;28: 2733-2738.

39. Sherertz RJ, Gledhill KS, Hampton KD,”et al”. Outbreak of Candida bloodstream

infections associated with retrograde medication administration in a neonatal intensive care

unit. Journal of Pediatric, 1992; 120:455-461.

40. Phillips I, Eykyn S, Curtis MA, Snell JJ. Pseudomonas cepacia (multivorans) septicemia

in an intensive care unit. Lancet, 1971;1:375-377.

41. Gahrn-hansen B, Alstrup P, Dessau R, “et al”. Outbreak of infection with Achromobacter

xylosoxidans from contaminated intravascular presure transducers. Journal Hospital

Infection, 1988;12:1-6.

42. Villarino ME, Jarvis WR, O´Hara C, Bresnahan J, Clark N. Epidemic of Serratia

marcescens bacteremia in a cardiac intensive care unit. Journal of clinical microbiology,

1989; 27:2433-2436.

43. Thomas A, Lalitha MK, Jesudason MV, John S. Transducer related Enterobacter

cloacae sepsis in post-operative cardiothoracic patients . Journal Hospital Infection 1993;

25:211-214.

44. Donowitz LG, Marsik FJ, Hoyt JW, Wenzel RP. Serratia marcescens bacteremia from

contaminated pressure transducer. JAMA, 1979; 242.1749-1751.

45. Beck-Sagu CM, Jarvis WR.. Epidemic bloodstream infections associated with pressure

transducers: a persisten problem. Infection Control Hospital Epidemiology, 1989; 10:54-59.

46. Sny dman DR, Pober BR, Murray SA, Gorbea HF, Majka JA, Perry LK. Predictive

value of surveillance skin cultures in total parenteral nutrition related infection. Prospective

epidemiologic study using semiquantitative cultures. Lancet, 1982:1385-1388.



72

47. Kelsey MC, Gosting M. A comparison of the morbidity associated with occlusive an non-

occlusive dressinfs applied to peripheral intravenous devices. Journal Hospital Infection,

1984; 5:313-321.

48. deCicco M, Chiaradia V, Veronesi A, “et al”. Source and route of microbial colonization

of parenteral nutrition catheters. Lancet, 1989; 2: 1258-1261.

49. Salzman Mb, Isenberg HD, Shapiro JF, Lipsitz PJ, RubinLG. A prospective study of the

catheter hub as the portal of entry for microorganisms causing catheter-related sepsis in

neonates. Journal of Infection Disease, 1993;167:487-490.

50. Linares J, Perez JL, Jaurrieta E, Lorente L. A randomized trial on the effect of tubing

changes on hub contamination and catheter sepsis durinf parenteral nutrition. Journal of

Parenter Enteral Nutrition, 1985;9:322-325.

51. Sitges-Serra A, Garau J, Perez JL, Martin R. Pathogenesis of catheter sepsis: a

prospective study with quantitative and semiquantitative cultures of catheter hub and

segments. Journal of clinical Microbiology 1985;21.357-360.

52. Capell S, Linares J, Sitges-Serra A,. Catheter sepsis due to coagulase-negative

staphylococci in patients on total parenteral nutrition. European Journal of Clinical

Microbiology Infection Disease 1986; 5:40-42.

53. Peters G, Locci R, Pulverer G. Adherence and growth of coagulase- negative

staphylococci on surfaces of intravenous catheters. Journal of Infection Disease, 1982;

146:479-482.

54. Raad I, Costerton W, Sabharwal U, “et al”. Ultrastuctural analysis of indwelling vascular

catheters: a quantitative relatinship between luminal colonizatiion and duration of

placement. Journal of Infection Disease, 1993;168:400-407.

55. Pettigrew RA, Lang SDR, Hydock DA, Parry BR, Bremner DA, Hill GL. Catheter

related sepsis in patients on intravenous nutrition: a prospective study of quantitative

catheter cultures and guide wire changes for suspected sepsis . Journal of surgical,

1985;72:52-55.

56. Maki DG, Anderson RL, Shullman JA. In use contamination of intravenous infusion

fluid. Application of Microbiology, 1974;28:778-784.

57. Maki DG, Martin WT. Nationwide epidemic of septicemia caused by contaminated

infusion products, IV: growth of microbial pathogens in fluids fon intravenous infection.

Journal of Infection Disease, 1975; 131:267-272.



73

58. Center of Disese Control. Nosocomial bacteremia associated with intravenous fluid

therapy. MMWR, 1971; 20:81-82.

59. Sheth <nk, Rose HD, Franson TR, Buckmire FL, Cooper JA,Sohnle PG. Colonization of

bacteria polyvinylchloride and Teflon catheters in hospitalized patients. Journal of Clinical

Microbiology, 1983; 18:1061-1603.

60. Hogt AH, Dankert J, Feijen J. Encapsulation, slime production, and surface

hydrophobicity of coagulase-negative staphylococci. FEMS Microbiology Lett, 1983;18:

211-215.

61. Ashkenazi S, Weiss E, Drucker MM. Bacterial adherence to intravenous catheter and

needles and its influence by cannula type and bacterial surface hydrophobicity. Journal

Laboratory of clinical Medical, 1986; 107: 136-140.

62. Peters G, Locci R, Pulverer G. Microbial colonization of prosthetic devices, II: sccanning

electron microscopy of naturally infected intravenous catheters.Zentralbl Bakteriology, 1981;

173: 293-299.

63. Locci R, Peters G, Pulverer G. Microbial colonization of prosthetic devices, I:

microtopographical characteristics of intravenous catheters as detected by scanning

microscopy. Zentralbl Bakteriol, 1981; 173: 285-292.

64. Soliman F, Garcia L, Still RM, “et al”. Etiology of catheter associated sepsis: correlation

with thrombogenicity . Archives Surgical 1995;12:1497-1502.

65. Vaudaux PE, Pittet D, Herman M, “et al”. Fibronectin , fibrinogen, and laminin act as

mediators of adherence of clinical staphylococcal isolates to foreiign material. Journal of

Infection Disease, 1988;158:693-701.

66. Vaudaux P, Suzuki R, Waldvogel FA, Morgenthaler JJ, Nydegger UE. Foreign body

infection: role of fibronectin as a ligand for the adherence of staphylococcus aureus. Journal

of Infection Disease, 111984;150:546-553.

67. Gristina AG. Biomaterial centered infection: microbial adhesion versus tissue

integration. Science, 1987; 237: 1588-1595.

68. Jonhson Gm, Lee DA, Regelman WE, Gray ED, Peters G, Quie PG. Interference with

granulocyte function by staphylococcus epidermidis slime. Infection Inmunology, 1986;

54:13-20.



74

69. Gray ED, Peters G, Verstegen M, Regelmann WE. Effect of extracellular slime substance

from Staphylococcus epidermidis on the human cellular inmune response. Lancet 1984;

1:365-367.

70. Farber BF, Kaplan MH, Clogston AG. Staphylococcus epidermidis extracted slime

inhibits the antimicrobial action of glycopeptide antibiotics. Journal of Infection Disease,

1990;161:37-40.

71. Branchini ML, Pfaller MA, Rhine Chalberg J, Frempong T, Isenberg HD. Genotypic

variation in slime production among blood and catheter isolates of Candida parasilopsis.

Journal of Clinical Microbiology 1994; 32:452-456.

72. Brun-Buisson C, Abrouk F, Legrand P, Huet Y, Larabi S, Rapin M. Diagnosis of central

venous catheter related sepsis. Critical level of quantitative tip cultures. Archives of Internal

Medicine, 1987; 147:873-877.

73. Maki DG, Weise CE, Sarafin HW. A semiquantitative culture method for identifying

intravenous catheter related infection. New England Journal of Medicine, 1977;296:1305-

1309.

74. Garner JS; Jarvis WR, Emori TG, Horan TC, Hughes JM. CDC definitions for

nosocomial infections, 1988. American Journal Infection Control 1988; 16: 128-140.

75. Cleri DJ, Corrado ML, Seligman SJ. Quantitative culture of intravenous catheters and

other intravascular inserts. Journal infection Disease, 1987; 141: 781-786.

76. Sherertz RJ, Raad II, Belani A, “et al”. Three year experience with sonicated vascular

catheter sultures in a clinical microbiology laboratory. Journal of Clinical Microbiology,

1990;28:76-82.

77. Raad II, Sabbagh MF, Rand KH, Sherertz RJ. Quantitative tip culture methods and the

diagnosis of central venous catheter related infections. Diagnosis of Microbiology Infection

Disease, 1992;15: 13-20.

78. Armstrong CW, Mayhall CG, Miller KB, “et al”. Prospective study of catheter

replacement an other risk factors for infection of hyperalimentatio n catheters. Journal of

Infection Disease, 1989; 159:310-319.

79. Raad I, Davis S, Becker M, “et al”. Low infection rate and long durability of nontunneled

silastic catheters. A safe cost effective alternative ofr long term venous acces. Archives of

Internal Medicine, 1993;153: 1791-1796.



75

80. Hyatt AC, Barzilai A. Quantitative blood cultures in the evaluation of septicemia in

children with Broviac Catheters. Journal of Pediatric,1984; 104: 29-33.

81. Flynn PM, Snenep JL, Stokes DC, Barrett FF. In situ management or confirmed central

venous catheter related bacteremia, Journal of Pediatric Infection Disease, 1987; 6:729-734.

82. Ruderman JW, Morgan MA, Klein AH. Quantiative cultures in the diagnosis of sepsis in

infants with umbilical Broviac catheters. Journal of Pediatric, 1988;112:748-751.

83. Richet H, Hubert B, Nitemberg G, “et al”. Prospective multicenter study of vascular

catheter related complications and risk factors for positive central-catheter cultures in

intensive care unit patients. Journal of Clinical Microbiology, 1990; 28:2520-2525.

84. Snydman DR, Gorbea HF, Pober BR, Majka JA, Murray SA, Perry SK. Predictive

value of surveillance skin cultures in total parenteral nutrition. Lancet, 1982; 2:1185-1188.

85. Gil RT, Kruse JA, Thill-Baharozian MC, Carlson RW. Triple vs single lumen central

catheter – related sepsis: a prospective study in critically ill population. Archives of internal

Medicine, 1989;149:1139-1143.

86. Sitzman V, Townsend TR, Siler MC, Bartlett JG. Septic and technical complications of

central venous catheterization . A prospective study of 200 consecutive patienst. Annals

Surgical,1985;202:766-770.

87. Grieves K, Peters B. A prospective, randomized study comparing transparent and dry

gauze dreesings for central venous catheters. Journal of Infection Disease, 1989;159:310-

319.

88. Pinilla JC, Ross DF, Martin T, Crump H. Study of the incidence of intravascular catheter

infection and associated septicemia in critically ill patients. Critical Care of Medical,

1983;11:21-25.

89.Senagore A, Waller JD, Bonnell BW, Bursch LR, Scholten DJ. Pulmonary artery

catheterización: a prospective study of internal yugular and subclavian approaches. Crital

Care of Medicina, 1987; 15:35-37.

90. Solomon SL, Alexander H, Eley JW, “et al”. Nosocomial fungemia in neonates

associated with intravascualr pressure monitoring devices. Pediatric Infection

Disease,1986;5:680-685.

91. Maki DG, Ringer M. Evaluation of dressing regimens for prevention of infection with

peripheral intravenous catheters. Gauze a transparent polyurethane dressing, and an

iodophor-transparent dressing. JAMA 1987; 258:2396-2403.



76

92. Maki DG, Ringer M. Risk factors for infusion related phlebitis with small peripheral

venous catheters. A randomized controlled trial. Annal of Internal Medicine, 1991; 114:845-

854.

93. Maki DG, Goldmann DA, Rhame FS. Infection control in intravenous therapy. Annal of

Internal Medicine, 1973;79:867-887.

94. Mermel LA, Mc Cormick RD, Sprinfman SR, Maki DG. The pathogenesis and

epidemiology of catheter related infection with pulmonary artery Swam-Ganz catheters: a

prospective study utilizing molecular sbtyping. American Journal of Medicine,

1991;91(supple B):197S-205S.

95. Raad II, Hohn DC, Gilbreath BJ, “et al”. Prevention of central venous catheter-related

infections by using maximal sterile barrier precautions during insertion. Infection Control

Hospital Epidemiology, 1994;15:227-230.

96. Babb JR, Davies JG, Lilly HA. Hand desinfection: a comparison of various agents

inlaboratory and desinfection of hands. Journal of Infection, 1988;11:226-43.

97. Roller W, Wewalka G. Povidone-iodine and chlorhexidine gluconate containing

detergents for desinfection of hands. Journal Hospital of Infection, 1980;1:149-158.

98. Zinner SH, Denny Brown BC, Braun P, BurkeJ, Toala P,Kass EH. Risk of infection with

indwelling intravenous catheters: effect of application of antibiotic oinmet to the site of

venous catheterization a controlled trial. Journal of Infection Disease, 1969;120:616-619

99. Maki DG, Band JD: A comparative study of polyantibiotic and iodophor oinment

inprevention of vascular catheter related infection. American Journal of Medicine,

1981;70:739-744.

100. Flower RH III, Schwenzer KJ, Kopel RF, Fish MJ, Tucker SI, Farr BM. Efficacy of an

attachable subcutaneous cuff for the prevention of intravascular catheter related infection. A

randomized, controlled trial, JAMA, 1989;261.

101.Craven DE, Lichtenberg A, Kunches LM “et al”. A randomized study comparing a

transparent polyurethane dressing to a dry gauze dressing for pheripheral intravenous catheter

sites. AmericanJournal of Infection Control, 1985;6:361-366.

102. Katich M, Band J. Local infection of the intravenous cannulae wound associated with

transparent dressings. Journal of Infection Disease,1985;151:971-971



77

103. Dickerson N, Horton P, Smith S,Rose RC III. Clinically significant central venous

catheter infections in a community hospital:association with type of dressing. Journal of

Infection Disease, 1989;160:720-721

104. Powell C, Regan C, Fabri PJ, Ruberg RL. Evaluation of Op Site catheter dressing for

parenteral nutrition: a prospective randomized study. Journal of Parenter Enteral Nutrition,

1982;6:43-46..

105. Mermel LA, Stolz SM, Maki DG. Surface antimicrobial actrivity of heparin bonded and

antiseptic impregnated vascular catheter. Journal of Infection Disease,1993;167:920-924.

106. Trooski SZ, Donetz AP, Harvey RA, Greco RS. Prevention of catheter sepsis by

antibiotic banding. Surgery , 1985; 97: 56-64.

107. Carruth WA, Byron MP, Solomon DD, “et al “. Subcutaneous, catheter related

inflammation in a rabbit model correlates with peripheral vein phlebitis in human

volunteers. Journal Biomedical Mater 1994; 28:259-269.

108. Kamal GD, Pfaller MA, Rempe LE, Jebson PJ. Reduced intravascular catéter infection

by antibiotic bonding. A prospective, randomized , controlled trial. JAMA 1991; 265:2364-

2368.

109. Nelson DB, Kien CL, Mohr B, Frank S, Davis SD. Dressing changes by specialized

personnel reduce infection rates in patients receiving central venous parenteral nutrition.

Journal Parenter Enteral Nutrition, 1986; 10:220-222.

110. Hershey CO, McLaren CE, Porter DK, Cohen DI. Intravenous therapy team and

peripheral venous catheter associated complications. A prospective control study . Archives

of Internal Medicine, 1984; 144:1191-1194.

111. Press OW, Ramsey PG, Larson EB, Fefer A, Hickman RO: Hickman catheter infections

in patients with malignancies. Medicine, 1984;63:189-200

112. Raad II, Luna M, Khalil SA, Costerton JW, Lam C, Bodey GP. The relationship

Between the thorombotic and infectious complications of central venous catheters. JAMA,

1994; 271(13): 1014- 1016

103. Dickerson N, Horton P, Smith S,Rose RC III. Clinically significant central venous

catheter infections in a community hospital:association with type of dressing. Journal of

Infection Disease, 1989;160:720-721



78

104. Powell C, Regan C, Fabri PJ, Ruberg RL. Evaluation of Op Site catheter dressing for

parenteral nutrition: a prospective randomized study. Journal of Parenter Enteral Nutrition,

1982;6:43-46..

105. Mermel LA, Stolz SM, Maki DG. Surface antimicrobial actrivity of heparin bonded and

antiseptic impregnated vascular catheter. Journal of Infection Disease,1993;167:920-924.

106. Trooski SZ, Donetz AP, Harvey RA, Greco RS. Prevention of catheter sepsis by

antibiotic banding. Surgery , 1985; 97: 56-64.

107. Carruth WA, Byron MP, Solomon DD, “et al “. Subcutaneous, catheter related

inflammation in a rabbit model correlates with peripheral vein phlebitis in human

volunteers. Journal Biomedical Mater 1994; 28:259-269.

108. Kamal GD, Pfaller MA, Rempe LE, Jebson PJ. Reduced intravascular catéter infection

by antibiotic bonding. A prospective, randomized , controlled trial. JAMA 1991; 265:2364-

2368.

109. Nelson DB, Kien CL, Mohr B, Frank S, Davis SD. Dressing changes by specialized

personnel reduce infection rates in patients receiving central venous parenteral nutrition.

Journal Parenter Enteral Nutrition, 1986; 10:220-222.

110. Hershey CO, McLaren CE, Porter DK, Cohen DI. Intravenous therapy team and

peripheral venous catheter associated complications. A prospective control study . Archives

of Internal Medicine, 1984; 144:1191-1194.

111. Press OW, Ramsey PG, Larson EB, Fefer A, Hickman RO: Hickman catheter infections

in patients with malignancies. Medicine, 1984;63:189-200

112. Raad II, Luna M, Khalil SA, Costerton JW, Lam C, Bodey GP. The relationship

Between the thorombotic and infectious complications of central venous catheters. JAMA,

1994; 271(13): 1014- 1016.

113. López G, Pascual G, Pererea E. Effect of plastic catéter material on bacterial adherence

and viability. Journal or medical microbiology, 1991; 34:349-353.

114. Ellen R, Lepine G, Nghiem P. In vitro, models that support adhesion specificity in

biofilms of oral bacteria. Adv Dent Res., 1997; 11(1):37-42.

115. Fernandez G, Manuel L. La endocarditis infecciosa 100 años después de Osler.

Microbial Clini. 1996; 11:373-383.

116. www. Asmusa.- org. Biofilm resources. Education- American society for microbiology,

Myo 1998.



79

117. Mattar S, Melo A. Significado de la coloración de Gram. Bacteriological Clinical,

CEJA, 1998.

EVALUACIÓN DE LAS TÉCNICAS DE COLORACIÓN DE GRAM Y ...

Documents

Transcript of EVALUACIÓN DE LAS TÉCNICAS DE COLORACIÓN DE GRAM Y ...