EVALUACIÓN DE DOS SISTEMAS DE MICROCOSMOS CON …

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1 EVALUACIÓN DE DOS SISTEMAS DE MICROCOSMOS CON MATERIAL LIGNOCELULÓSICO PARA LA BIOTRANSFORMACIÓN con Pleurotus ostreatus DE POLIETILENO DE BAJA DENSIDAD Oxo-DEGRADABLE (PEBD Oxo) PRETRATADO CON PLASMA DE OXÍGENO Estudiante: Alejandra Castillo Toro Director: Luis David Gómez Méndez, Microbiólogo. M.Sc, Ph.D. Laboratorio de Películas delgadas y nanofotónica Laboratorio de Microbiología Ambiental y suelos Pontificia Universidad Javeriana Bogotá-Colombia Codirectora: Aura Marina Pedroza Rodríguez, Bacterióloga. M.Sc, Ph.D. Laboratorio Microbiología Ambiental y suelos Pontificia Universidad Javeriana Bogotá-Colombia Asesor: Juan Felipe Mateus Maldonado, Microbiólogo Industrial. Laboratorio Microbiología Ambiental y suelos Laboratorio Interacción Suelo Planta Microorganismos Pontificia Universidad Javeriana Bogotá-Colombia Trabajo de Grado PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA FACULTAD DE CIENCIAS DEPARTAMENTO DE MICROBIOLOGÍA CARRERA DE MICROBIOLOGÍA INDUSTRIAL BOGOTA D.C. 24 DE MAYO DE 2020

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EVALUACIÓN DE DOS SISTEMAS DE MICROCOSMOS CON MATERIAL LIGNOCELULÓSICO PARA LA BIOTRANSFORMACIÓN con Pleurotus ostreatus DE
POLIETILENO DE BAJA DENSIDAD Oxo-DEGRADABLE (PEBD Oxo) PRETRATADO CON PLASMA DE OXÍGENO
Estudiante: Alejandra Castillo Toro
Laboratorio de Películas delgadas y nanofotónica Laboratorio de Microbiología Ambiental y suelos
Pontificia Universidad Javeriana Bogotá-Colombia
Pontificia Universidad Javeriana Bogotá-Colombia
Laboratorio Microbiología Ambiental y suelos Laboratorio Interacción Suelo Planta Microorganismos
Pontificia Universidad Javeriana Bogotá-Colombia
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EVALUACIÓN DE DOS SISTEMAS DE MICROCOSMOS CON MATERIAL LIGNOCELULÓSICO PARA LA BIOTRANSFORMACIÓN con Pleurotus ostreatus DE
POLIETILENO DE BAJA DENSIDAD Oxo-DEGRADABLE (PEBD Oxo) PRETRATADO CON PLASMA DE OXÍGENO
Alejandra Castillo Toro
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EVALUACIÓN DE DOS SISTEMAS DE MICROCOSMOS PARA LA BIOTRANSFORMACIÓN con Pleurotus ostreatus DE POLIETILENO DE BAJA DENSIDAD Oxo-DEGRADABLE (PEBD Oxo) PRETRATADO CON PLASMA DE OXÍGENO
Alejandra Castillo Toro
Director Co directora
Asesor Jurado
NOTA DE ADVERTENCIA
“La universidad no se hace responsable por los conceptos emitidos por sus
alumnos en sus trabajos de tesis. Solo velara porque no se publique nada
contrario al dogma y a la moral católica y porque las tesis no contengan ataques personales contra persona alguna, antes bien se vea en ellas el anhelo de buscar la
verdad y la justicia”.
Artículo 23 de la Resolución No 13 de Julio de 1996
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AGRADECIMIENTOS
A mi madre Diana Marcela Toro López por apoyarme, inspirarme y animarme en todo momento, sin su
esfuerzo, paciencia y amor mi crecimiento personal y profesional no hubiese sido posible.
A mi abuelo José Leonel Toro Echeverry Q.E.P.D por apoyarme, sus palabras de aliento, apoyo y amor
me llenaron de fuerzas para continuar, en honor a su memoria, gracias.
A Luis David Gómez Méndez por darme la oportunidad de realizar este bonito proyecto, por su guía, su
apoyo, por sus valiosos aportes en este trabajo y por su tiempo, por orientarme no sólo en este trabajo
sino a lo largo de mi formación académica, infinitas gracias.
A Aura Marina Rodríguez Pedroza por su dedicación, su constancia, su compromiso y su pasión, por su
paciencia, por sus valiosos aportes en este trabajo y por brindarme la oportunidad de trabajar y ser parte
del grupo de investigación de biotecnología ambiental y de suelos, infinitas gracias.
A Juan Felipe Mateus Maldonado por guiarme, apoyarme, animarme y acompañarme en todo momento.
A mis amigas Marcela Palacios y Jessica Moreno por su paciencia, su amistad y cariño.
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CONTENIDO
2 Índice de tablas ..............................................................................................................................................10
3 Tabla de abreviaturas ....................................................................................................................................11
6.3.1 Métodos físicos ................................................................................................................................19
6.3.3 Termo y fotodegradación ...............................................................................................................21
6.4.1 Biotransformación con P. ostreatus ................................................................................................22
6.4.1.1 Factores que influyen en la biotransformación, con P. ostreatus, de PEDB Oxo y de
material lignocelulósico ............................................................................................................................24
6.5.1 Luz .....................................................................................................................................................28
6.5.2 Aireación ...........................................................................................................................................28
6.7 Biochar como subproducto derivado de los sistemas de microcosmos ......................................30
7 Justificación y planteamiento del problema ..............................................................................................32
8 Objetivo general ............................................................................................................................................34
8.1 Objetivos específicos ...........................................................................................................................34
9.1.1 Hidrofobicidad .................................................................................................................................34
9.2 Descarga de plasma luminiscente de O2 como pretratamiento ....................................................35
9.3 Reactivación de Pleurotus ostreatus y propagación en medio de cultivo .........................................36
9.4 Biotransformación de láminas PEBD Oxo en sistema de microcosmos....................................37
9.4.1 Variables de respuesta asociadas a la biotransformación de la BLC en los dos sistemas de
microcosmos ..................................................................................................................................................38
9.4.2.1 Humedad .................................................................................................................................40
9.4.2.2 pH .............................................................................................................................................40
9.4.2.4 Determinación de dióxido de carbono (CO2) ....................................................................41
9.4.2.5 Fraccionamiento de carbono ................................................................................................41
9.4.2.7 Fraccionamiento de sustancias fúlvicas...............................................................................42
9.5 Producción y caracterización de biochar ..........................................................................................43
9.5.1 Producción de biochar ....................................................................................................................43
9.5.1.2 Determinación de la fracción o carbono volátiles (FV/CV) ...........................................43
9.5.1.3 Determinación del contenido de cenizas ............................................................................44
9.5.1.4 Determinación de carbono fijo ............................................................................................44
9.5.1.5 Determinación de rendimiento del biochar y rendimiento de carbono fijo .................44
9.6 Análisis estadístico ...............................................................................................................................45
10 Resultados y Discusión ................................................................................................................................45
10.1 Variables de respuesta asociadas a la biodegradación de PEBD Oxo .........................................46
10.1.1 Hidrofobicidad ...........................................................................................................................46
10.1.2 Rugosidad .....................................................................................................................................48
10.2 Variables de respuesta asociadas a la biotransformación de BLC ................................................50
8
10.2.1.1 Humedad .............................................................................................................................50
10.2.1.2 pH .........................................................................................................................................51
10.3 Producción y Caracterización de biochar .........................................................................................61
10.3.1 Biochar generado a partir de BLC/R derivadas de los sistemas de microcosmos. ..........61
11 Conclusiones ..................................................................................................................................................62
12 Recomendaciones ..........................................................................................................................................63
13 Bibliografía .....................................................................................................................................................63
Figura 2. Efecto del tratamiento con Plasma de O2..........................................................................................20
Figura 3. Reacción de fotooxidación de PEBD Oxo. ......................................................................................21
Figura 4. Proceso de adhesión micelial a la lámina de PEBD Oxo tratada con plasma de O2. .................23
Figura 5 Tipos de biorreactores para fermentación en sólido. ........................................................................29
Figura 6. Aplicaciones y propiedades benéficas de Biochar como enmendador de suelos agrícolas. .......32
Figura 7.Determinación del ángulo de contacto estático (SCA) .....................................................................35
Figura 8. Esquema de un aparato de plasma. .....................................................................................................36
Figura 9.Sistemas de microcosmos. .....................................................................................................................38
Figura 10. Preparación de BLC/R para producción de biochar. ....................................................................43
Figura 11. Determinación de SCA de láminas PEBD Oxo. ............................................................................46
Figura 12. Rugosidad de las láminas de PEBD Oxo mediante AFM. ...........................................................48
Figura 13. AFM de láminas de PEBD Oxo SMH y SMV. ..............................................................................49
Figura 14. Parámetros fisicoquímicos asociados a la biotransformación de BLC en SMH y SMV durante
135 días. ....................................................................................................................................................................51
Figura 15. Análisis enzimático en SMH y SMV durante 135 días. .................................................................54
Figura 16. UV-VIS espectro de SMH, SMV y Control. ..................................................................................59
Figura 17. Producto final Biochar. .......................................................................................................................61
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2 Índice de tablas
Tabla 1. Resumen análisis de parámetros asociados a la biodegradación de PEBD Oxo y la BLC tanto
en SMH como el SMV……………………………………………………………………………......54
Tabla 2. Propiedades espectrales de HA, en UV-Vis………………………………………………….57
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BLC …..................................................... Biomasa lignocelulósica
Lac …..................................................... Lacasas
MC …..................................................... Material Crudo
MnP …..................................................... Manganeso Peroxidasas
PEBD Oxo …..................................................... Polietileno de baja densidad oxodegradable
SCA …..................................................... Ángulo de contacto estático
SF …..................................................... Sustancias fúlvicas
SH …..................................................... Sustancias húmicas
UV-VIS …..................................................... Ultravioleta -Visible
La contaminación por plásticos es una problemática ambiental con enormes implicaciones para todas las
formas de vida en la tierra. Anualmente la humanidad genera millones de toneladas de residuos plásticos
que en la mayoría de los casos termina en rellenos sanitarios y en los ecosistemas marinos. Los plásticos
de un solo uso, como las bolsas plásticas, entre otros, están constituidos principalmente de polietileno de
baja densidad (PEBD), son producidos en grandes cantidades y son desechados casi al instante de ser
adquiridos, en consecuencia, los fabricantes adicionaron en el proceso de producción aditivos
prooxidantes, plásticos que ahora se comercializan como plásticos Oxodegradables (PEBD Oxo)
vendidos bajo la premisa de ser un producto biodegradable. Sin embargo, recientes investigaciones han
demostrado que los aditivos prooxidantes sólo catalizan la fragmentación del plástico bajo condiciones
de reacción específicas.
La problemática ambiental no sólo se da como consecuencia de la producción masiva de este material,
también, se da por la gestión irresponsable de los desechos plásticos y en especial aquellos fabricados con
PEBD Oxo. La gestión de los residuos incluye el tratamiento y la disposición adecuada de estos. Para
ello, se utiliza el tratamiento biológico de PEBD Oxo el cual consiste en emplear la habilidad de los
microorganismos de producir enzimas oxidativas que escinden la compleja estructura del plástico.
Pleurotus ostreatus es un hongo de podredumbre blanca (HPB) que se destaca frente a otros HPB debido a
que es capaz de producir un vasto complejo enzimático que oxida compuestos complejos que tienen en
su estructura enlaces C-C y anillos aromáticos, entre otros. Pese a que P. ostreatus es una alternativa
promisoria para la degradación del PEBD Oxo, este por sí sólo no puede asimilarlo debido a que el
PEBD Oxo es hidrofóbico, característica que dificulta la colonización de su superficie por parte de
cualquier microorganismo. Por ello, en este trabajo se realizó un pretratamiento a el PEBD Oxo con
plasma de O2 ya que el plasma, es capaz de modificar la superficie del PEBD Oxo volviéndolo hidrofílico
y con ello facilita la adherencia y colonización de P. ostreatus.
Por otra parte, las fermentaciones en sólido favorecen el crecimiento y la actividad enzimática de P.
ostreatus, debido a esto se emplearon sistemas de microcosmos que, además permiten controlar factores
que influyen sobre la efectividad de la fermentación. En una reciente investigación asociada a la
biodegradación de PEBD Oxo con P. ostreatus, se reportó la posibilidad de emplear un sistema de
microcosmos vertical (SMV) como tecnología para tratar PEBD Oxo. Sin embargo, el tratamiento
presentó problemas de humedad que dificultaron la biotransformación del PEBD Oxo, por ende, en este
trabajo se implementó un sistema de microcosmos horizontal (SMH) con el fin de controlar esta variable
y mejorar la biotransformación del PEBD Oxo. Además de modificar la geometría del sistema, para
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estimular el cometabolismo fúngico se adicionó biomasa lignocelulósica (BLC) compuesta de corteza de
pino, hidrolizado de levadura cervecera y papel como matriz para soportar el crecimiento de P. ostreatus.
Para determinar cuál de los sistemas (SMH y SMV) favoreció la biodegradación, tanto del PEBD Oxo
luego de ser sometido al plasma de O2 como de la BLC, después de someterlos al tratamiento biológico
durante 135 días, se evaluó la hidrofobicidad mediante la técnica de ángulo de contacto estático (SCA,
siglas en inglés) y la rugosidad mediante microscopía de fuerza atómica (AFM) del PEBD Oxo. Al
finalizar el tratamiento (día 135) se observó una disminución de la hidrofobicidad del 63.63% para las
láminas de PEBD Oxo contenidas en el SMH. En contraste el PEBD Oxo contenido en el SMV presentó
un porcentaje de disminución del 74%. Los resultados en estas dos variables de respuestas asociadas al
PEBD Oxo indican que la biodegradación del PEBD Oxo en ambos sistemas (SMH y SMV) es similar.
Por su parte la actividad enzimática Lacasa (Lac) (14599 ± 3520 U Kg-1), Manganeso peroxidasa (MnP)
(1962.4 ± 220.3 U Kg-1) y lignino peroxidasa (LiP) (10008 ± 2406 U Kg-1), fue significativamente mayor
en el SMH que, en el SMV, Lac (10314 ± 1190 U Kg-1), LiP (2868 ± 941 U Kg-1) y MnP (576 ± 30 U
Kg-1). Estos resultados sugieren que el SMH favorece la actividad de las enzimas ligninolíticas asociada a
la biodegradación de compuestos recalcitrantes como el PEBD Oxo y la lignina.
En cuanto a la biodegradación de la BLC, se determinó de manera semicuantitativa el grado de
polimerización y condensación de la mezcla lignocelulósica mediante la técnica de fraccionamiento de
carbono y el análisis de la relación E4/E6, los resultados indican que en ambos sistemas se llevan a cabo
procesos de humificación directa y que en SMH empiezan a darse procesos de humificación indirecta,
sin que esto implique maduración y condensación completa de la BLC. Finalmente, a partir de la BLC
residual (BLC/R) se fabricó, de manera responsable, un biochar clase III. Este trabajo se realizó bajo el
marco del aprovechamiento de residuos sólidos, la gestión de residuos sólidos recalcitrantes, mediante
co-tratamiento de residuos en sistemas de microcosmos, así como, la generación responsable de un
producto con valor comercial.
Existe una gran cantidad de productos contaminantes como bolsas, pitillos, envases y cubiertos, entre
otros. Dichos productos están hechos de diferentes clases de plásticos entre ellos el polietileno y
poliestireno, los cuales son maleables, baratos, universales, fáciles de adquirir y de producción masiva. La
mayoría de los productos plásticos son fabricados con polietileno (PE), el plástico más común y de mayor
demanda [Greyer et al., 2017]. Se estima que desde 1950 hasta el año 2015 se habían producido cerca de
8.3 mil millones de toneladas métricas de productos plásticos incluido el PE. Hasta el año 2015, 6.3 mil
millones de toneladas métricas se habían convertido en residuos, de esta cantidad el 12 % se habrían
incinerado, el 9 % reciclado y el 79 % restante depositado en rellenos sanitarios, cuerpos de agua y en
diversos ecosistemas naturales [Greyer et al., 2017]; en consecuencia, se ha dañado la integridad de los
ecosistemas naturales y de la capa de ozono, afectando todas las formas de vida, cambiando el
comportamiento, alimentación y supervivencia de muchas especies marinas y terrestres [Geyer et
al.,2017;Fauziah et al., 2015; Royer et al .,2018; Trotter et al .,2019]. De continuar con la misma
generación y gestión de residuos, se estima que para el año 2050 a nivel mundial, 12000 mil millones de
toneladas métricas de residuos plásticos estarán en rellenos sanitarios, cuerpos de agua y en los diversos
ecosistemas naturales [Greyer et al.,2017].
En Colombia en el año 2017 se produjeron 60 mil toneladas de bolsas plásticas marcadas, sin marcar y
de empaque al vacío; en el mismo año los colombianos compraron cerca de 482 mil toneladas de bolsas
plásticas [MASP et al., 2019], lo que quiere decir que 422 mil toneladas fueron importados al país para
suplir la demanda. En 2016, 268 mil toneladas de residuos sólidos fueron depositados en rellenos
sanitarios, celdas transitorias, cuerpos de agua y, parte de dichos residuos fueron quemados a cielo abierto
[MASP et al., 2019]; sin embargo, no existe una cifra precisa de la cantidad de toneladas de residuos
plásticos tipo (PE) que fueron depositados en los cuerpos de agua y en los rellenos sanitarios del país,
pese a esto, la acumulación acelerada de estos residuos no degradables ha generado problemas en el
tratamiento, control y descarte apropiado debido a que disminuye la capacidad de carga y la vida útil de
los rellenos sanitarios[MASP et al., 2019].
Para mitigar el impacto negativo del PE sobre el medio ambiente, se han desarrollado aditivos
prooxidantes que se adicionan durante la fabricación de este material con el fin de acelerar su proceso de
fragmentación y así su biodegradación [Chiellini.,2003]. Estos plásticos son conocidos como
Oxodegradables y se distribuyen a nivel mundial bajo el concepto comercial de ser un producto “amigable
con el ambiente”; por ende, también es común que los productos hechos con PE de baja densidad
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(PEBD), como las bolsas plásticas que se encuentran en los supermercados, se fabriquen con aditivos
prooxidantes (PEBD Oxo) [da Luz et al., 2013].
El PEBD Oxo es un polímero complejo, recalcitrante y difícil de degradar; sin embargo, en vista de la
problemática que genera su acumulación, existen diversas estrategias para degradarlo entre las que se
destacan la foto-degradación con luz UV, termo-degradación mediante pirólisis y la biodegradación
empleando microorganismos [Gómez-Méndez et al., 2018, Moreno-Bayona et al., 2019]. Hasta el
momento ninguna de las estrategias mencionadas por sí solas es capaz de reducir el PEBD Oxo a
compuestos sencillos no recalcitrantes, sin embargo, frente a la termo, foto y biodegradación de PEBD
Oxo, la biodegradación es la opción más económica y amigable con el medio ambiente; para que se lleve
a cabo, es necesario asegurar que las condiciones de crecimiento y propiedades bioquímicas del
microorganismo sean las adecuadas para biodegradar PEBD Oxo [Moreno-Bayona et al., 2019].
En la biodegradación de PEBD Oxo, se emplean hongos de podredumbre blanca (HPB) debido a que
tienen la capacidad de formar redes de micelios y de producir exopolisacáridos que favorecen la
colonización del PEBD Oxo [Gómez-Méndez et al., 2018], además, producen una gran variedad de
enzimas extracelulares ligninolíticas estables e inespecíficas como Lacasas (EC. 1.10.3.2) (Lac),
Manganeso Peroxidasas (EC. 1.11.1.13) (MnP), Lignino Peroxidasas (EC. 1.11.1.14) (LiP), las cuales
actúan sobre diferentes residuos sólidos [Gómez-Méndez et al., 2018; Moreno-Bayona et al., 2019;
da Luz et al., 2014]. Adicionalmente, los subproductos derivados de la actividad metabólica de los HPB,
como el peróxido de hidrógeno, catalizan en presencia de hierro reacciones de óxido-reducción, dicho
proceso se denomina Fenton biológico [Zhu et al.,2016].
Entre los HPB productores de las enzimas mencionadas se destacan, Phanerochaete chrysosporium, Poliporus
versicolor, Pleurotus sajor caju y Pleurotus ostreatus, los cuales, además, han sido reportados como potenciales
degradadores de PE, PEBD, PEBD Oxo y PVC [da Luz et al., 2013; Gómez-Méndez et al., 2018; da
Luz et al.,2014; Moreno-Bayona et al.,2019; Klrbas et al.,1999]. Estudios más recientes han
mencionado la habilidad de Pleurotus ostreatus para biodegradar PE y PEBD Oxo, dicha habilidad está
relacionada además de producir ligninasas y celulasas, con su capacidad de producir un vasto complejo
enzimático que actúa sobre estos polímeros, a la actividad sinérgica entre las enzimas producidas y las
reacciones de fenton biológico [da Luz et al., 2013; Gómez-Méndez et al., 2018; Moreno-Bayona et
al., 2019; Krueger et al .,2017].
Para que el microorganismo produzca los metabolitos asociados a la biodegradación de PEBD Oxo, es
necesario controlar ciertos factores de cultivo como son: temperatura, humedad, pH y aireación; entre
otros. Dichos factores tienen un efecto directo en la actividad enzimática y, por ende, en la
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biodegradación del PEBD Oxo. Asimismo, es importante estimular y mejorar las condiciones de
crecimiento, en este sentido el cultivo sólido asemeja condiciones de cultivo naturales promoviendo el
crecimiento, la colonización, síntesis y secreción de enzimas [Ferreira da Silva et al.,2019; Sadiq et al.,
2019], además, la adición de mediadores redox estimulan la actividad enzimática de Lac sobre el PEBD
Oxo. Igualmente, la incorporación de sustratos orgánicos complejos como los residuos agroindustriales,
en cultivos de HPB, promueven la síntesis de enzimas lignocelulósicas, así como el crecimiento fúngico
[Sadiq et al., 2019].
En el cultivo de HPB es común el uso de residuos agroindustriales debido a que, favorecen el crecimiento,
la producción de enzimas de interés biotecnológico, proveen elementos nutricionales requeridos, son
económicos y, proveen la posibilidad de dales valor agregado a los residuos que se deriva de actividades
tales como el aserrío, la fabricación de cerveza y papel [Sadiq et al.,2019]; estos residuos, pueden ser
incorporados en modalidad de co-tratamiento tanto del PEBD Oxo y como de los residuos
agroindustriales [Gómez-Méndez et al.,2018; Moreno-Bayona et al.,2019].La combinación de
diversos sustratos y/o BLC favorece la eficiencia biológica de P. ostreatus y la co-biodegradación de
contaminantes mediante cometabolismo [Bellettini et al.,2016].
En este trabajo se evaluó la co-biodegradación de PEBD Oxo pretratado con plasma de O2 y de biomasa
lignocelulósica (BLC), mediante la actividad enzimática de P. ostreatus bajo condiciones controladas en
dos sistemas de microcosmos, con el fin de generar una alternativa que, promueva la biodegradación de
PEBD Oxo usando como cosustrato BLC como corteza de pino, hidrolizado cervecero y servilleta.
Además, en el marco de la gestión de residuos sólidos y del aprovechamiento de estos, se realizó la
formulación de un nuevo tipo de biochar que puede ser utilizado en la biorremediación de aguas
contaminadas, como enmendador de suelos y “biocarrier”, entre otros.
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6 Marco teórico
6.1 PEBD Oxo
Los plásticos son materiales sintéticos compuestos por largas cadenas de átomos de carbono con
morfología semicristalina [Peacocock.,2000]. Existen diversos tipos de plásticos clasificados de acuerdo
con sus propiedades fisicoquímicas. El PE es el plástico más popular en el mundo, se caracteriza por ser
un excelente aislante de conductividad, a bajas temperaturas mantiene su flexibilidad, no absorbe el agua,
es resistente a los químicos y se divide en grupos de acuerdo con su densidad: alta, baja y linear baja, la
cual depende del grado de cristalinidad; si aumenta la cristalinidad la densidad también aumenta [Billatos
et al.,1997].
El PEBD está constituido por cadenas alifáticas amorfas cortas, compuestos de enlaces C-C (figura 1),
es de baja cristalinidad, se caracteriza por ser un material flexible con bajo punto de fusión, su reología
no Newtoniana permite que al derretirse sea poco viscoso facilitando su maleabilidad, por ende, se emplea
en la fabricación de láminas usadas en el comercio principalmente como empaques de diversos productos
[Billatos et al., 1997; Rungswang et al.,2017 ] así como la fabricación de bolsas de uso cotidiano, entre
otros.
Fuente: [Sogancioglu et al.,2017]
Los objetos fabricados con este material están distribuidos a nivel mundial y al ser no degradable, su
acumulación es una problemática ambiental global debido al impacto negativo que este tiene sobre la
biodiversidad y la integridad de los ecosistemas. Una de las estrategias para evitar la acumulación de este
material es acelerar el proceso de degradación del plástico; para ello, se incorporan aditivos prooxidantes
durante su fabricación adjudicándoles el nombre de plásticos Oxodegradables.
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Los aditivos prooxidantes se dividen entre sales metálicas de transición y sistemas libres de metales de
transición [Subhas et al., 2019], los cuales actúan como iniciadores de la termo y fotodegradación de las
cadenas carbonadas del PE y en general de los polímeros derivados de los hidrocarburos [Chiellini.,
2003]. La reacción de los aditivos prooxidantes depende de la exposición de los plásticos al calor, a la luz
UV y al oxígeno, sin estos factores que estimulen la reacción, las características de los PEBD Oxo son
las mismas que los PEBD sin aditivos [Al-Salem et al., 2019; Subhas et al., 2019].
La degradación del PEBD con adición de metales de transición como el Fe, Co y Mn inicia cuando el
contaminante es expuesto al calor y a la luz UV formando hidroperóxidos que reaccionan con oxígeno
atmosférico y con los metales presentes en los aditivos generando como producto compuestos de bajo
peso molecular como ácidos carboxílicos, alcoholes y cetonas [da Luz et al., 2013]. La acción de los
aditivos en el plástico debilita sus propiedades térmicas y mecánicas favoreciendo el rompimiento y la
sensibilidad en la foto y termo oxidación del polímero [Nam et al., 2016]. Adicionalmente, genera grietas
y huecos en la superficie del plástico [da Luz et al., 2013]. Los aditivos prooxidantes no mineralizan el
PEBD, sólo favorecen la fragmentación [da Luz et al., 2013; Chiellini., 2003; Benítez et al., 2012;
Gutiérrez-Villareal et al., 2014; Gómez-Méndez et al., 2018; da Luz et al., 2014; Moreno-Bayona
et al., 2019], y liberación de algunos compuestos que, bajo condiciones específicas, pueden contribuir a
la degradación del plástico a compuestos asimilables por microorganismos [Ferreira da Silva et al.,
2019].
La degradación de este material por termo-foto-degradación genera la liberación de gases de efecto
invernadero tales como, metano (CH4) y etileno el cual favorece el incremento en la formación de ozono
troposférico y de monóxido de carbono; en condiciones naturales la liberación de estos gases se da debido
a los cambios estructurales generados durante la exposición del PEBD a los rayos UV derivados de la luz
solar [Royer et al.,2018]. Un factor agravante en la liberación de dichos gases es que se incrementa
cuando el PEBD está en pedazos; el estudio de Royer et al., (2018) indica que entre más pequeña sea la
morfología del PEBD más superficie de contacto parece haber entre los rayos UV y los hidroxilos del
PEBD que reaccionan generando CH4 y etileno; además los PEBD que terminan en rellenos sanitarios y
en el agua continúan liberando metano aún si no hay una exposición constante a la luz solar. Lo anterior
es relevante frente al PEBD Oxo ya que los aditivos prooxidantes del PEBD Oxo aceleran el proceso de
fragmentación del plástico, lo que puede incrementar y favorecer la liberación de dichos gases.
Además de los gases de efecto invernadero, los microplásticos de PEBD Oxo resultantes del proceso de
oxidación caen en los cuerpos de agua, allí, son consumidos por algunos animales marinos como el
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plancton y los peces; esto es grave ya que este material no aporta los requerimientos nutricionales
necesarios para su desarrollo [Fauziah et al.,2015] causándole la muerte por inanición, en consecuencia,
altera la cadena trófica. Así mismo, los microplásticos afectan la comunicación química de los organismos
debido a que los químicos asociados con la comunicación se adhieren en los microplásticos, lo que
conlleva a una interferencia en la comunicación y cambios en el comportamiento de las especies [Trotter
et al., 2019].
El efecto nocivo del PEBD Oxo sobre los ecosistemas es resultado de la inadecuada disposición de los
residuos plásticos luego de ser usados. En Colombia, como medida para mitigar y controlar el impacto
de estos residuos, se establece en la resolución 1407 de 2018 [MinAmbiente., 2018] la gestión ambiental
de los residuos de envases y empaques de papel, cartón, plástico, vidrios y metales, además de otras
determinaciones las cuales tiene por objeto responsabilizar tanto al productor, vendedor y consumidor,
además de impulsar la disminución en la generación de residuos y, aumentar la recuperación y tratamiento
de estos. Así mismo, de la mano de la resolución 1407 de 2018, el documento 3874 de la CONPES
[CONPES., 2016], destaca que el modelo lineal de compra, consumo y desecho ha generado problemas
en materia de disponibilidad de materias primas usadas en el proceso de producción y, un incremento en
la demanda de suelos necesarios para su disposición final; por ende, la gestión de residuos sólidos en el
marco de la economía circular responde a estas problemáticas y apoya la iniciativa nacional de disminuir
y tratar residuos sólidos agroindustriales y compuestos contaminantes como el plástico.
6.3 Mecanismos de degradación de PEBD Oxo
6.3.1 Métodos físicos
El deterioro del PEBD Oxo es más rápido que los PEBD sin aditivo, sin embargo, el acelerado proceso
de deterioro del PEBD Oxo consiste en la fragmentación del material y no involucra precisamente
mineralización u otro proceso de degradación completa. La degradación completa es difícil debido a que
el PEBD Oxo tiene una estructura química inerte que consiste en cadenas de enlaces carbono-carbono
no hidrolizables, su naturaleza macromolecular es grande y no pasa por la membrana porosa de los
microorganismos, además su complejidad incrementa la dificultad de recibir un ataque enzimático
[Krueger et al ., 2017]. Finalmente, una de las características físicas del PEBD Oxo es que es hidrofóbico
por lo que no es posible que los microorganismos puedan asimilarlo. Para solucionar ese problema existen
métodos físicos que disminuyen la hidrofobicidad del PEBD Oxo, como las descargas de plasma de O2
sobre las láminas del material [Gómez-Méndez et al., 2018; Moreno-Bayona et al., 2019].
20
6.3.2 Plasma de oxígeno (O2)
El plasma es un estado físico de alta conductividad eléctrica que en su mayoría tiene propiedades
mecánicas gaseosas a altas temperaturas [Hora., 2000], está compuesto de iones y electrones libres que
se mueven en todas las direcciones del espacio. El plasma, se diferencia de los gases convencionales
porque está compuesto exclusivamente de partículas eléctricamente neutras, además, la interacción entre
las partículas se da a distancia primero de forma atractiva y luego, antes del contacto, de manera repulsiva,
adicionalmente presentan un comportamiento colectivo cuando en el campo electromagnético hay una
perturbación que desplaza a una sola carga [Moisan et al., 2014].
El plasma se forma cuando un gas es sometido a calentamiento térmico, a iluminación por rayos X o UV,
o al bombardeo de partículas energéticas [Inan et al., 2011], además existen diversos tipos de plasma
que difieren tanto en la temperatura de formación como en la partícula energética; el plasma de oxígeno
es generado mediante la ionización del gas O2 en condiciones de vacío.
En la actualidad el plasma de O2 es utilizado para diversos fines, el más destacado se relaciona con la
modificación de las características moleculares de las superficies. En materiales y/o nanopartículas
conductoras o semi conductoras se utiliza para mejorar la conductividad y la actividad catalítica [Nam et
al., 2016; Kalygina et al., 2014], también se aplica sobre superficies poliméricas como el polietileno
tereftalato (Figura 2), con el objetivo de incrementar la hidrofilia, disminuir la estática y la presencia de
contaminantes como el quitosano, además se aplica para desinfectar superficies y membranas [Lv et al.,
2016]. Estudios más recientes sugieren utilizar el plasma de O2 como pretratamiento de polímeros como
el PE con el fin de debilitar su estructura y favorecer su degradación [Holc et al., 2018; Friedrich., 2012;
Gómez-Méndez et al.,2018].
Figura 2. Efecto del tratamiento con Plasma de O2
En láminas de polietileno tereftalato (PET) después de dos minutos de tratamiento, oxidación de la lámina de
PET como consecuencia de la exposición con plasma de O2 . Fuente: [Lv et al., 2016].
Los cambios en la hidrofobicidad de las superficies poliméricas se deben a la ruptura de los enlaces
carbono - carbono y a la formación de enlaces entre átomos de carbono y oxígeno [Holc et al., 2018]
(Fig. 2), adicionalmente, se forman poros que incrementan la rugosidad y comprometen la densidad del
21
PE favoreciendo la adherencia de algunos microorganismos [Gómez-Méndez et al., 2019; Moreno-
Bayona et al., 2019].
6.3.3 Termo y fotodegradación
El proceso de oxodegradación involucra la foto-degradación, este mecanismo consiste en la ruptura
homolítica de la parte poliolefínica de los enlaces C-C del PEBD Oxo en los puntos de ramificación,
debido a la acción directa de los rayos UV sobre el material se forman radicales libres [Raquez et al.,
2011] que pueden reaccionar con el oxígeno atmosférico dando lugar a la formación de hidroperóxidos,
peróxido, etc. La captación del oxígeno atmosférico es un paso esencial en la oxodegradación, en este
mecanismo los metales de transición presentes en los aditivos prooxidantes captan el O2 y extraen el
hidrógeno de los hidroperóxidos mediante la escisión intramolecular de los enlaces, como consecuencia,
se da la descomposición de los hidroperóxidos dando lugar a la formación de carbonilos e hidroxilos
(Figura 3) [Roy et al., 2009] que debilitan la estructura del PEBD Oxo, haciéndolo más frágil [Raquez
et al., 2011]. El debilitamiento en la estructura del PEBD Oxo favorece la fragmentación del material y
la acción enzimática de algunos microorganismos.
Figura 3. Reacción de fotooxidación de PEBD Oxo.
Fuente: [Raquez et al., 2010]
Cabe resaltar que además de los procesos de oxodegradación, el PEBD Oxo también podría ser sometido
a procesos de termo degradación como una alternativa para descomponer este contaminante. La termo
degradación o pirólisis es un método térmico (300º C -900° C) que fomenta la escisión de los enlaces
carbono - carbono, generando como resultado aceites con potencial para la producción de
biocombustibles y gases [Shahnaz.,2017]. Los productos de la pirólisis varían dependiendo de la
temperatura de reacción, presión, gases y tipo de catalizador que se esté aplicando [Park et al.,2002], sin
embargo, la pirólisis de materiales plásticos tiene varios retos, el más relevante tiene que ver con la
contención de los gases que se producen tales como el metano, etano y el propano que son gases
asociados al efecto invernadero, causante del calentamiento global. Una inadecuada contención de los
gases puede afectar la integridad del medio ambiente y causar daños irreparables; adicionalmente, el calor
22
necesario para realizar la pirólisis es enérgicamente más costoso que otros métodos asociados a la
degradación del plástico.
La degradación de PEBD Oxo por mecanismos químicos también involucra reacciones Fenton químicas
y biológicas, dichas reacciones hacen parte de procesos de oxidación avanzada en la que se genera
radicales hidroxilos; la química Fenton involucra procesos foto-catalíticos en presencia de radiación UV,
hierro y peróxido de hidrógeno, los cuales son frecuentemente usados para la degradación de
contaminantes orgánicos. El éxito de estas reacciones está condicionado a la concentración de hierro, así
como al valor del pH que se esté manejando [Ameta et al., 2013].
6.4 Métodos biológicos
tienen la capacidad de producir enzimas que catalizan reacciones de oxido-reducción promoviendo la
degradación del PEBD Oxo. Los HPB se destacan por tener la habilidad de producir enzimas oxidativas
que actúan sobre diversos sustratos que tienen en su estructura compuestos aromáticos, alifáticos y
fenólicos; entre estos se destaca P. ostreatus por producir polifenol oxidasas y peroxidasas que actúan sobre
las estructuras mencionadas, su actividad enzimática se extiende a compuestos que no poseen anillos
aromáticos [Gómez-Méndez et al., 2019] como es el caso del PEBD Oxo.
6.4.1 Biotransformación con P. ostreatus
Los HPB son basidiomicetes que comúnmente crecen sobre la madera; los hongos del género Pleurotus
son conocidos por formar cuerpos fructíferos comestibles con forma de “oreja”. P. ostreatus es el hongo
más cultivado y consumido en el mundo que se destaca por sus cualidades organolépticas y medicinales;
contiene varios metabolitos bioactivos como exopolisacáridos, esteroides y lectinas que son extraídos del
cuerpo fructífero, del micelio y de las secreciones extracelulares [Atli et al., 2019]; también, tiene la
capacidad de expresar diversas enzimas extracelulares con alta actividad sobre diferentes sustratos [Zhuo
et al.,2019]. Pertenecen al orden Agaricales, clase Basidiomycota, y a la subclase Hollobasidio mycetidae.
Se encuentran naturalmente en zonas montañosas, subtropicales y templadas [Siddqi et al., 2018], crecen
en casi todas las maderas duras y en lo subproductos de la madera como el aserrín, los residuos de papel,
lodos de pulpa y, en todas las pajas de cereales, en el maíz, en bagazos de caña de azúcar y en residuos de
café; entre otros [Suwanno et al., 2019].
P. ostreatus tienen la capacidad de producir enzimas oxidativas que permiten la degradación completa de
la madera; en este proceso actúan una gran variedad de enzimas peroxidasas y oxidasas extracelulares que
interactúan entre sí despolimerizando, mineralizando y degradando la lignina, además, secretan celulasas
23
y hemicelulosas que escinden los polisacáridos que conforman la pared celular vegetal [Zhu et al.,2016;
Cueva et al., 2017]. Su actividad metabólica, favorece la degradación de compuestos recalcitrantes como
la madera y, diferentes tipos de PE. La degradación de PEBD Oxo por P. ostreatus se lleva a cabo mediante
colonización, adhesión, secreción de enzimas y por Fenton biológico. La colonización de P. ostreatus,
sobre las láminas de PEBD Oxo previamente tratadas con plasma de O2 se debe a la producción, por
parte del hongo, de exopolisacáridos para la formación de biopelículas sobre el material [da Luz et al.,
2013; Moreno-Bayona et al., 2019]; Posteriormente, la adhesión a éste (Figura 4) se da como
consecuencia de las modificaciones en la carga superficial del PEBD Oxo generadas por la descarga de
plasma O2 y, la formación de grupos polares en la estructura del material que favorecen la formación de
puentes de hidrógeno entre el PEBD Oxo y la superficie de la pared fúngica [Gómez-Méndez et
al.,2018]. Luego, se lleva a cabo la liberación de enzimas asociadas a la degradación; los grupos de enzimas
más destacados producidos por P. ostreatus son las polifenol oxidasas, entre ellas Lacasas (Lac) y,
peroxidasas como Manganeso Peroxidasas (MnP) y Lignino Peroxidasas (LiP). Las ligninasas participan
en la degradación de PEBD Oxo oxidando sus estructuras amorfas alifáticas [Moreno-Bayona et al.,
2019; da Luz et al., 2014; Sel et al.,2015]. Adicionalmente, en presencia de mediadores redox aumenta
la secreción de enzimas tipo lacasas, también, frecuentemente asociadas con la oxidación de compuestos
contaminantes [Moreno-Bayona et al., 2019; Zhuo R et al 2017]. Simultáneamente la degradación
mediante Fenton biológico se da gracias a los productos intermediarios de la secreción de las enzimas
ligninolíticas, como el peróxido de hidrógeno y el Fe-2, los cuales oxidan la porción alifática del PEBD
Oxo generando un rompimiento del enlace C-C [Krueger et al.,2017].
Figura 4. Proceso de adhesión micelial a la lámina de PEBD Oxo tratada con plasma de O2.
Fuente: Propia.
Las enzimas ligninolíticas, celulasas, hemicelulosas, entre otras, producidas por P. ostreatus, son utilizadas
en la fabricación de pulpa de papel, en la biopolimerización de Jeans, en la fabricación de biocombustibles,
en el tratamiento de agua residual contaminada con colorantes [Zhuo et al.,2017; Haider et al.,2017] y
en la biodegradación de plásticos [da Luz et al., 2013; Gómez-Méndez et al., 2018; da Luz et al.,
2014; Moreno-Bayona et al., 2019]. Recientes aproximaciones enfocadas a la degradación de plásticos
demostraron la capacidad de P. ostreatus de generar halos de degradación sobre láminas PEBD Oxo de
color rojo en un cultivo sólido diseñado para la formación de cuerpos fructíferos [da Luz et al., 2013]
y, su habilidad colonizadora sobre PEBD Oxo [da Luz et al., 2014]. Se ha demostrado que bajo
condiciones controladas de crecimiento P. ostreatus puede biodegradar láminas de PEBD y PEBD Oxo
tratadas previamente con plasma de O2 [da Luz et al., 2014; Moreno-Bayona et al., 2019]; sin embargo,
la degradación completa de PEBD Oxo pretratado con plasma de O2 depende de los factores limitantes
de crecimiento que promueven la producción de enzimas asociadas a la biotransformación de este
contaminante [Moreno-Bayona et al., 2019].
6.4.1.1 Factores que influyen en la biotransformación, con P. ostreatus, de PEDB Oxo y de
material lignocelulósico
6.4.1.1.1 Naturaleza del sustrato
En la naturaleza P. ostreatus crece sobre los troncos de los árboles, en ambientes con baja actividad de
agua (aw) y con elevadas relaciones C/N. Debido a las condiciones naturales en las que crece, la
producción de enzimas por parte de P. ostreatus aumenta en fermentaciones sólidas [Sel et al.,2015]. El
término fermentación se refiere a toda aquella transformación de materia orgánica mediante la actividad
de enzimas producidas por microorganismos [Pearson et al.,2019]. Así mismo, la fermentación en sólido
es el crecimiento de microorganismos en materiales sólidos en ausencia de agua libre [Sel et al.,2015].
En este tipo de fermentaciones es común utilizar residuos agroindustriales sólidos debido a que,
promueven el crecimiento fúngico y la producción de una gran variedad enzimas; adicionalmente, son
económicos, disminuyen el riesgo de contaminación y problemas ambientales [Ferreira da Silva et
al.,2019].
La composición de los residuos agroindustriales tiene influencia directa sobre la actividad enzimática.
Como ejemplo, los residuos agroindustriales derivados de la actividad de aserrío están compuestos
mayoritariamente de lignina y en menor proporción de celulosa y hemicelulosa [Sel et al.,2015]. La
lignina tiende a atraer las enzimas celulíticas lo que genera una atracción no productiva que afecta el
rendimiento de las celulasas; en contraste, un alto porcentaje de lignina induce la producción de LiP
[Ferreira da Silva et al.,2019; Bellettini et al.,2016]; adicionalmente, los compuestos aromáticos de la
lignina estimulan la expresión de lacasas [Zhuo et al.,2017]. Además de la lignina, celulosa y
25
hemicelulosa, algunos residuos agroindustriales contienen iones de metales que pueden inducir la
actividad enzimática, pese a esto, los excesos de iones metálicos también pueden incurrir en un
detrimento en el crecimiento fúngico que resulta en una prolongada fase de latencia [Ferreira da Silva
et al.,2019], por lo tanto, la composición del sustrato debe estar en equilibrio con el fin de favorecer la
producción, secreción y actividad de las enzimas que se producen. En el cultivo de P. ostreatus, la adición
de residuos agroindustriales, como corteza de pino, hidrolizado de levadura cervecera y servilletas de
papel favorece la actividad enzimática ligninolítica asociada a la degradación de estos materiales y del
PEBD Oxo pretratado con plasma de O2 [Moreno-Bayona et al., 2019], a través de un proceso
denominado cometabolismo [da Luz et al.,2013]. La degradación y asimilación de ambas fuentes de
carbono no se da de forma simultánea. Generalmente en fermentaciones sólidas donde se induce el
cometabolismo, una de las fuentes de carbono suministrada es energéticamente más fácil de degradar. En
este caso, la degradación de estos residuos es parcialmente oxidada por la acción de las enzimas
ligninolíticas producidas por P. ostreatus, favoreciendo la producción de micelio y de enzimas ligninolíticas
que actúan también sobre el PEBD Oxo [Moreno-Bayona et al.,2019].
Así mismo, la mezcla de los residuos agroindustriales (BLC) posee una alta relación C/N por ello, para
garantizar el adecuado crecimiento de P. ostreatus se requiere que el sustrato posea una fuente de nitrógeno
adicional como, tartrato de amonio, hidrolizado de proteína, fosfato dibásico de amonio, entre otros
[Ferreira da Silva et al., 2019]. La adición de nitrógeno es fundamental para estimular la producción de
micelio e incrementar la producción enzimática [Bellettini et al.,2016]. Finalmente, la proporción de los
sustratos es importante para favorecer los procesos de fermentación, en este sentido, la relación entre
C/N es un factor relevante en el crecimiento y desarrollo fúngico.
6.4.1.1.2 Relación Carbono/Nitrógeno (C/N)
La relación C/N determina el crecimiento y la producción enzimática, una relación 10:1 indica un medio
rico en carbono que favorece la producción de enzimas ligninolíticas y pobre en nitrógeno, lo que inhibe
la producción de micelio [Bellettini et al.,2016]. Cuando se trata de materiales con alto contenido de
lignina la relación tiende a disminuir por debajo de 15, esto es indicio de maduración del material
[Moreno-Bayona et al., 2019]. La producción de biomasa y enzimas ligninolíticas por parte de P. ostreatus
en fermentaciones sólidas con cosustrato, tiende a variar de acuerdo con la relación C/N para que el
microorganismo produzca los metabolitos necesarios para la codegradación de los compuestos
recalcitrantes (PEBD Oxo) y BLC; la relación mínima de C/N es 10:1 y la máxima es 30:1, con óptima
producción de enzimas en una relación 20:1 [Economou et al.,2017]. Pese a que la relación C/N varía
de acuerdo con los sustratos que se adicionen, la relación mejora cuando se añaden al medio materiales
ricos en nitrógeno, como hidrolizados de nitrógeno o amonio [Cueva et al., 2017]. Además de la relación
26
C/N, el tiempo de fermentación tiene un efecto directo en la degradación de compuestos recalcitrantes.
En fermentaciones sólidas la tasa de degradación es baja por lo que requiere más tiempo (entre más
tiempo de cultivo mayor actividad enzimática); el tiempo en cultivos de P. ostreatus le toma más de 120
días a ese punto degradar el 50 % de los sustratos [Wan y Li., 2012]. Sin embargo, la degradación eficiente
de los cosustratos depende no solamente del tiempo y de la relación C/N, sino también de la humedad
del sustrato.
6.4.1.1.3 Humedad
La humedad es un parámetro importante en fermentaciones sólidas, ya que de esta depende la
transferencia de oxígeno, la colonización del sustrato y la actividad de las enzimas producidas por parte
de P. ostreatus. En este sentido, el exceso de humedad interfiere en la transferencia de oxígeno debido a la
formación de agregados y a la colmatación del material favoreciendo el establecimiento de nichos
anoxigénicos, así como el crecimiento de microorganismos contaminantes [Bellettini et al., 2016]. Pese
a esto, se ha visto que una humedad hasta del 80 % puede ser favorable para el crecimiento micelial, sin
que esto necesariamente represente una alta actividad ligninolítica [Wang et al.,2012]. Por otro lado,
sustratos con baja humedad favorecen la rápida colonización de P. ostreatus sobre residuos lignocelulósicos
[Bellettini et al., 2016] pero limitan la solubilidad de los nutrientes y, por ende, su disponibilidad. Valores
por debajo de 60 % y mayores al 70 % perjudican el desarrollo fúngico, así como la producción de
enzimas [Yoon et al., 2014].
6.4.1.1.4 pH
Fuertes variaciones en el valor de pH pueden incurrir en la inhibición del crecimiento, así como la
inactivación de la actividad enzimática; en el caso de P. ostreatus, los valores de pH que se han reportado
para el cultivo micelial están en el rango entre 4.0 y 7.0 [Bellettini et al., 2016]. Adicionalmente, la carga
de los sustratos es un factor que contribuye a la adhesión celular; el PEBD Oxo posee una carga
superficial positiva que repele las proteínas de adhesión, presentes en la superficie de la pared celular de
los microorganismos, sin embargo, la oxidación del PEBD Oxo cambia la carga superficial favoreciendo
la interacción entre la pared celular y el PEBD Oxo [Gómez-Méndez et al., 2018].
6.4.1.1.5 Temperatura
La temperatura para el crecimiento de HPB varía de acuerdo con la especie que se esté cultivando, sin
embargo, los rangos oscilan entre 25º C y 37 C, Si el proceso de fermentación se lleva a temperaturas
superiores puede causar desnaturalización de las enzimas [Yoon et al., 2014]. En fermentaciones sólidas
la temperatura tiende a aumentar como resultado de la actividad enzimática del hongo, lo que incurre en
muerte e inhibición del crecimiento y metabolismo fúngico [Wang et al., 2012]. En cuanto a la
27
temperatura óptima de crecimiento de P. ostreatus oscila entre 25 C - 35 C [Yoon et al., 2014; Bellettini
et al., 2016].
6.4.1.1.6 Tipo de inóculo
La manera en que se inocula un sistema de fermentación sólido es fundamental en términos de tiempo
de cultivo y colonización de sustrato. La inoculación con suspensión de esporas es un método fácil, sin
embargo, el crecimiento micelial del hongo es prolongado y no es favorable en especies de Basidiomicetes
ya que no producen esporas [Wang et al.,2012]. Por otro lado, la adición de discos de micelio reduce el
tiempo de crecimiento, pero no es recomendable para consorcios fúngicos debido a los diferentes
tiempos de crecimiento; por su parte la suspensión de micelio, aunque requiere bastante tiempo para
producirse e involucra pasos de lavado y centrifugación, facilita su homogenización en el medio sólido y
favorece la colonización completa del sustrato [Yoon et al.,2014]. La colonización completa de los
sustratos favorece la adhesión y la penetración hifal, además, la red de micelio genera daños mecánicos
en los sustratos permitiendo el establecimiento de las hifas a través de la BLC, el establecimiento de un
entramado sobre los sustratos favorece e incrementa la biodegradación [Gómez-Méndez et al. 2018;
Schwarze F.,2007].
6.4.1.1.7 Mediadores redox
Los mediadores redox se adicionan a las fermentaciones sólidas para favorecer la producción y actividad
enzimática de P. ostreatus. Iones de magnesio (Mg), calcio (Ca), manganeso (Mn), zinc (Zn) y cobre (Cu)
son necesarios para el crecimiento, adicionalmente, actúan como cofactores en la producción y actividad
enzimática, el fósforo (P), el potasio (K) y el Mg también son fundamentales para promover su desarrollo
[Ferreira da Silva et al., 2019]. Asociado a la actividad LiP, los iones de hierro (Fe), Mn, Cu y P
favorecen la producción de radicales libres que promueven su producción, los iones de Cu aumentan la
actividad proteasa que le confiere estabilidad enzimática y, los iones de Mn y Ca aumentan la actividad
celulolítica [Ferreira da Silva et al., 2019]. Entre tanto, los niveles de transcripción génica de todas las
lacasas aumentan en presencia de iones de Cu y Mn [Zhuo et al.,2017]. El ABTS es un mediador redox,
es decir, un portador y movilizador de electrones entre los sustratos y las enzimas, de este modo los
electrones son capaces de llegar al sitio activo de las enzimas promoviendo la oxidación de los compuestos
recalcitrantes como el PEBD Oxo y la BLC [Gómez -Méndez et al.,2018; Moreno-Bayona.,2019].
6.5 Fermentación sólida como tecnología de transformación
Una de las características fundamentales de un cultivo en sólido, es la aparente ausencia de agua libre y la
implementación de BLC [Yoon et al., 2014]. Además, es posible estimular la actividad enzimática de
HPB y específicamente de P. ostreatus, adicionando un cosustrato al medio de tal forma que el
28
microorganismo pueda obtener la energía suficiente para su desarrollo, mediante la degradación de la
BLC y para la posterior producción de enzimas especializadas en escindir la estructura alifática del PEBD
Oxo [da Luz et al., 2014; da Luz et al., 2013; Moreno-Bayona et al., 2019]. Los procesos de co-
tratamiento son una ventaja de las fermentaciones sólidas, pues reduce tiempo y costos de operación, así
como permite explotar de manera sostenible los recursos [Suwanno et al., 2019]. Un ejemplo de co-
tratamiento es la biotransformación de BLC y de PEBD Oxo [Moreno-Bayona et al., 2019; da Luz et
al., 2013; Gómez-Méndez et al., 2019]. En los sistemas de fermentación en sólido es necesario tener
en cuenta factores que pueden afectar la biotransformación de los residuos como son:
6.5.1 Luz
La luz puede regular genes y extender ciertas vías de regulación que involucran el desarrollo y viabilidad
celular en fermentaciones sólidas. La presencia de luz en especies de Pleurotus estimula la liberación de
fenol oxidasas que oxidan fenoles y forma melanoides [Bellettini et al., 2016] y la producción de enzimas
extracelulares que están involucradas en la degradación de compuestos recalcitrantes [da Luz et al.,
2014].
6.5.2 Aireación
Debido a que muchas de las enzimas implicadas en procesos de degradación de contaminantes son de
tipo oxidativas, la disponibilidad del aire es fundamental [Wang et al., 2012], el flujo de aire además de
incrementar la actividad enzimática permite controlar el calor que se libera de la actividad metabólica,
disminuir la humedad del medio y ajustar la liberación de algunos metabolitos volátiles [Bellettini et al.,
2016].
6.5.3 Tamaño de partícula
En este tipo de cultivos las partículas pequeñas son ideales porque aumentan la superficie de contacto,
sin embargo, partículas demasiado pequeñas pueden comprimir el sustrato, interferir en la oxigenación y
aireación del sistema; en contraste, partículas grandes incrementan el espacio entre partículas y
promueven la transferencia de oxígeno [Bellettini et al., 2016], además obstaculizan la penetración al
interior de la biomasa celulósica, por parte del hongo [Wang et al., 2012].
6.5.4 Tipo de envase/biorreactor
Existen diversos tipos de fermentadores sólidos y su clasificación depende del tipo de sustrato que se
emplee, del microorganismo y de la escala. Los fermentadores sólidos rotatorios tipo tambor o con paletas
mezcladoras son utilizados para incrementar la homogeneidad de la mezcla y mejorar la transferencia de
oxígeno [Soccol et al., 2017]; una de las desventajas de este sistema es que es costoso en términos
29
energéticos. Por su parte, los fermentadores sólidos estáticos son utilizados tanto a escala de laboratorio
como a escala industrial. A escala de laboratorio, pueden ser frascos de vidrio dispuestos en forma de
columna o de bandeja y se emplea un sistema de aireación asistido [Soccol et al., 2017]. Los biorreactores
en forma de columna son sistemas cerrados que permiten evaluar el flujo de CO2 mediante respirometría
y mantener el sistema libre de contaminantes; el suministro de aire no es costoso y permite controlar
diversos factores del proceso. Sin embargo, uno de los problemas de este modelo es que el rendimiento
y eficacia del proceso en escala industrial cambia considerablemente frente a los procesos realizados a
escala de laboratorio (figura 5) [Soccol et al., 2017]. Los biorreactores tipo bandeja, se utilizan con
mayor frecuencia en la producción de cuerpos fructíferos de HPB, posee las mismas ventajas del sistema
vertical y, adicionalmente, permite fácilmente la transferencia de calor, aumenta la superficie de contacto
entre el oxígeno y la biomasa celular y, los resultados a escala de laboratorio pueden llevarse a escalas
superiores si el grosor de la matriz es equivalente a la implementada en el laboratorio [Khanahmadia et
al., 2018].
Figura 5 Tipos de biorreactores para fermentación en sólido.
(A) Biorreactor tipo Tray o bandeja, (B) Biorreactor tipo lecho empacado o cilíndrico [Fuente: Yoon et al., 2014].
En el presente trabajo se utilizaron las dos configuraciones geométricas con algunas modificaciones que se
presentarán en metodología.
6.6 Aprovechamiento de residuos sólidos
La biomasa generada en procesos agroindustriales y madereros se transforma y se utiliza como materia
prima para diversos productos, dicho proceso es considerado un sistema de aprovechamiento de residuos
sólidos. Este sistema, en conjunto con las políticas de economía circular, buscan promover la utilización
de residuos sólidos [MinAmbiente., 2018; CONPES., 2016] tales como, corteza de pino, hidrolizado
cervecero y residuos de papel [Moreno-Bayona et al., 2019]. Para ello, la materia prima pasa por un
30
conversión biológica de residuos ricos en lignina se utilizan microorganismos como P. ostreatus [Suwanno
et al., 2019; Bellettini et al., 2016; Yoon et al., 2014; da Luz et al., 2014], porque tienen la capacidad
de degradar compuestos complejos como la lignina, celulosa y hemicelulosa en sus monómeros
constituyentes como para lignina alcohol p-cumarílico, alcohol coniferílico y alcohol sinápilico, estos a su
vez son degradados a compuestos aromáticos tales como vainillina y ácido ferúlico que actúan como
promotores de actividad enzimática de Lac [Zhuo et al., 2017]. Los compuestos aromáticos tienen un
gran contenido de carbono que al ser sometido a tratamientos térmicos se condensa y puede ser utilizado
para diversos fines [Moreno-Bayona et al., 2019; Gómez-Méndez et al., 2018].
El uso de BLC como sustrato para la biotransformación de PEBD Oxo, estimula el cometabolismo
fúngico, lo que incrementa la producción enzimática implicada en la biodegradación de compuestos
recalcitrantes. De esta manera, es posible no sólo darles valor agregado a los residuos agroindustriales
sino también, explotar al máximo los valores nutricionales de los residuos y la actividad fúngica, reducir
problemáticas ambientales y al mismo tiempo generar productos que pueden ser incorporados
nuevamente en la naturaleza [Suwanno et al., 2019; Moreno-Bayona et al., 2019; Gómez-Méndez et
al., 2018; Yamakawa et al., 2018].
6.7 Biochar como subproducto derivado de los sistemas de microcosmos
Biochar o biocarbón es un residuo orgánico rico en carbono, generado a partir de procesos térmicos
como la pirólisis. Su composición fisicoquímica es compleja y heterogénea ya que depende del residuo
que se utilice para producirlo, de la temperatura y de la duración de pirólisis; sin embargo, generalmente
está compuesto por una porción orgánica que tiene alto contenido de carbono condensado y una porción
inorgánica que contiene minerales como Ca, Mg y K, es poroso y tiene en su superficie algunos grupos
funcionales [Ok et al., 2016].
La producción de biochar mediante pirólisis involucra la descomposición termoquímica del material
orgánico a altas temperaturas en ausencia o bajas concentraciones de oxígeno [Weber et al.,2018]. Este
proceso empieza con el secado del material, luego, las partículas se calientan generando el
desprendimiento, en baja cantidad, de compuestos volátiles como dióxido de carbono (CO2), monóxido
de carbono (CO), metano (CH4) e hidrógeno (H2) y, algunos compuestos orgánicos condensables como
metanol (CH3OH) y ácido acético (CH3COOH); finalmente en la fase gaseosa, se llevan a cabo reacciones
de craqueo y polimerización. Así mismo, el proceso de pirólisis se clasifica de acuerdo con el tiempo en
que se lleve a cabo; el proceso lento consiste en tasas de calentamiento lentas a bajas temperaturas de este
31
proceso se genera carbón vegetal; por su parte el proceso rápido involucra tasas de calentamiento
acelerado a mediana temperatura favoreciendo la producción de aceites [Yang et al., 2017].
Son muchos los materiales que pueden ser utilizados para la producción de biochar, entre ellos: madera,
residuos de madera, lodos, lecho sanitario avícola, aguas residuales, cascarilla de arroz, borras de café,
entre otros [Siddiqui et al., 2016]. El uso de corteza de pino para la producción de biochar es una
alternativa que promueve la productividad, el reciclaje y la introducción de este producto en el sector
productivo [Barros et al., 2017]. Sin embargo, el biochar puede ser producido mezclando diversos
productos agroindustriales ricos en celulosa, hemicelulosa y lignina los cuáles presentan un alto contenido
de carbono y el rendimiento en su producción es mayor frente a otros sustratos no lignocelulósicos [Kua
et al., 2019; Barros et al., 2017]. Debido a la diversidad de componentes que reaccionan a diferentes
temperaturas, el proceso de pirólisis a 300 C para este tipo de residuos puede favorecer el rendimiento
en la producción de Biochar [Yang et al., 2017]. Así mismo, la temperatura de pirólisis en la que se da
mayores cambios de la materia prima está entre el rango de los 200 C - 400 C [Weber et al., 2018].
Pese a que las características de los biochar varían de acuerdo con su proceso de fabricación, los biochar
se caracterizan por poseer en su superficie grupos funcionales cargados negativamente lo que les confiere
la capacidad de intercambio iónico con cationes de Calcio (Ca+2), Magnesio (Mg +2), Potasio (K+), Sodio
(Na+) y Amonio (NH+4), por ende puede ser utilizado como enmendador de suelo [Weber et al ., 2018]
y como promotor en la producción de plántulas [Barros et al., 2017]. Así mismo, la porosidad del
material permite que pueda ser utilizado para captar moléculas de CO2 y de colorantes mediante
fenómenos de fisisorción y adsorción (Figura 6) [Kua et al., 2019; Weber et al ., 2018]; los canales
que se forman en el biochar por el proceso de pirólisis facilita la colonización de bacterias fosfato
solubilizadoras [Moreno-Bayona et al., 2019; Siddiqui et al., 2016], además la porosidad también
favorece que el material absorba agua y de esta manera también aumenta la retención de agua en el suelo
[MinAmbiente., 2018], la cual también se beneficia por la gran superficie de contacto entre el biochar
y el suelo [Cha et al., 2016].
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Figura 6. Aplicaciones y propiedades benéficas de Biochar como enmendador de suelos agrícolas.
Fuente: Modificada de [Kavita et al., 2018].
7 Justificación y planteamiento del problema
Según la Comisión de la Unión Europea existe la preocupación de que se incremente la dispersión y el
desecho inapropiado del PEBD Oxo como consecuencia de su venta bajo la premisa de ser una
alternativa sostenible para disminuir su acumulación en los ecosistemas naturales [Comisión Europea.,
2018]. Sin embargo, los aditivos no disminuyen este problema, por el contrario, al fomentar la
fragmentación del plástico Oxo se incrementa la formación de microplásticos y estos a su vez, en la
mayoría de los casos, terminan en los ecosistemas marinos [Fauziah et al., 2015]. Además, hasta el
momento no se ha desarrollado un método que permita contener, controlar y acelerar las condiciones de
biodegradación de los residuos de PEBD Oxo, adicionalmente, no hay un método que genere la
degradación completa del material, es decir que sea reducido a CO2, H2O y a compuestos inorgánicos
simples sin generar un impacto negativo en el medio ambiente.
Existen investigaciones enfocadas a generar alternativas ecológicas que promueven la degradación de
PEBD Oxo [da Luz et al., 2013; Gómez-Méndez et al., 2018; da Luz et al., 2014; Moreno-Bayona
et al., 2019]. Dichas investigaciones han resaltado la necesidad de aplicar sobre el plástico otros
tratamientos que favorezcan la biodegradación de este material [Gómez-Méndez et al., 2018; Moreno-
33
Bayona et al., 2019]. Para tal fin, el pretratamiento de láminas de PEBD Oxo con descargas de plasma
de Oxígeno es una alternativa viable, ya que genera una serie de modificaciones estructurales, que
aumentan la hidrofilia del PEBD Oxo favoreciendo el crecimiento y la colonización de los
microorganismos, así como la biotransformación del material [Gómez-Méndez et al., 2018; Moreno-
Bayona et al., 2019]. Las modificaciones en la estructura del PEBD Oxo, luego de ser tratado con plasma
de oxígeno, permiten que las moléculas que componen el PEBD Oxo interactúen con el medio,
favoreciendo procesos de degradación mediante Fenton biológico [Krueger et al.,2017].
Por otra parte, los sistemas de microcosmos ofrecen la oportunidad de controlar factores que influyen
sobre la efectividad de los procesos de fermentación en sólido; anteriores investigaciones han
implementado como tecnología de biodegradación sistemas de microcosmos [da Luz et al.,2013;
Moreno-Bayona et al., 2019]; recientemente, en una previa investigación sobre degradación de PEBD
Oxo con P. ostreatus, se implementó un sistema de microcosmos vertical (SMV); los resultados del estudio
indicaron que, luego de la descarga con plasma de oxígeno, el PEBD Oxo mantiene la hidrofilia adquirida
después de la descarga de plasma mejorando la colonización de Pleurotus ostreatus sobre la superficie del
material y, por ende, mejorando la biotransformación. Sin embargo, el porcentaje de humedad en el
microcosmos estuvo entre el 70 % y el 80 %, lo que pudo generar una disminución en la transferencia de
oxígeno en el sistema [Moreno-Bayona et al., 2019]. La alta humedad del sistema está asociada al diseño
del microcosmos vertical en donde la superficie de contacto con el oxígeno es limitada, por ende, cambiar
la forma del microcosmos a tipo bandeja, es decir a forma horizontal (SMH) podría aumentar la superficie
de contacto entre el hongo, la BLC y el plástico; además, podría fomentar el flujo de aire, disminuir el
porcentaje de humedad y mejorar, aún más, la biotransformación [Yoon et al., 2014]. Estos sistemas de
microcosmos se presentan como una alternativa para la gestión de residuos sólidos y para la disminución
de la contaminación con PEBD Oxo.
La gestión de residuos sólidos es una de las estrategias más importantes para mitigar y evitar más daño
en los ecosistemas naturales [CONPES., 2016]. En este sentido, el tratamiento controlado de PEBD
Oxo usando como cosustrato BLC en sistemas de microcosmos es una alternativa para la gestión de
dichos residuos, la producción de biochar a partir de la BLC resultante del co-tratamiento de PEBD Oxo
y los BLC es una forma de aprovechamiento de residuos sólidos [CONPES., 2016; Weia et al.,2020].
Con relación a lo anterior, este trabajo se realizó bajo el marco del aprovechamiento de residuos sólidos,
la gestión de residuos sólidos recalcitrantes, mediante co-tratamiento de residuos en sistemas de
microcosmos, así como, la generación responsable de un producto con valor comercial.
34
8 Objetivo general
Evaluar la biotransformación de PEBD Oxo, pretratado con plasma de oxígeno y de biomasa
lignocelulósica (BLC), para la producción de biochar, a través de dos sistemas de microcosmos
(horizontal y vertical) empleando Pleurotus ostreatus.
8.1 Objetivos específicos
1. Evaluar los cambios del PEBD Oxo y de la BLC después de tratamiento con Pleurotus ostreatus en los
dos sistemas de microcosmos (SMV y SMH).
2. Producir y caracterizar el biochar generado a partir de pirolisis rápida de BLC residual, sin plástico,
derivada de los dos sistemas de microcosmos luego del tratamiento con P. ostreatus.
9 Metodología
9.1 Caracterización de PEBD Oxo
A partir de láminas de PEBD Oxo de (3.0 ± 0.1) cm de largo y (1.0 ± 0.1) cm de ancho, se determinaron
las siguientes características:
9.1.1 Hidrofobicidad
Se determinó mediante la técnica del ángulo de contacto estático (SCA, por sus siglas en inglés), el método
consiste en la relación entre el equilibrio del líquido (gota de agua) sobre la superficie estática (lámina de
plástico) y la tensión superficial (aire)[Jiang et al., 2018]; para ello, se limpiaron con cuidado las láminas
para asegurar que no tuvieran algún residuo que pueda interferir en la prueba y posteriormente se
adicionaron 3 gotas de agua desionizada cada una de 50 µl sobre la superficie de la lámina; finalmente,
con ayuda de una video-cámara JVC™ GZ-EX355 Everio se tomaron las fotografías de cada lámina y
se determinaron los valores del SCA (Figura 7) a partir de las siguientes ecuaciones [Gómez-Méndez
et al., 2018; Moreno-Bayona et al., 2019].
= 2 − 2
Figura 7.Determinación del ángulo de contacto estático (SCA)
a: Radio de la gota, h: Altura de la gota, R: Diámetro de la gota, Fuente: [Sorrentino et al., 2007]
9.1.2 Rugosidad
Para la determinación de este parámetro se utilizó un microscopio de fuerza atómica (AFM por sus siglas
en inglés) marca Nanosurf ™ easyscan 2, en modo contacto. Los parámetros fueron: Size: 61.8 μm, Set
point: 20 nN; P-Gain: 1000; I-Gain: 100; D-Gain: 0, Se realizaron tres mediciones de rugosidad en
diferentes puntos de la misma lámina, se promediaron los valores y se determinó la desviación estándar.
[Gómez-Méndez et al., 2018; Moreno-Bayona et al., 2019].
9.2 Descarga de plasma luminiscente de O2 como pretratamiento
Una vez caracterizadas las láminas, éstas fueron sometidas a descargas de plasma de baja temperatura
(LTP, siglas en inglés) con gas O2 en una cámara cilíndrica tipo jarra de 18 cm de altura por 18 cm de
diámetro con electrodos de disco separados 5.6 cm entre sí y acoplados a una bomba turbo-molecular de
vacío (Pfeiffer Vacuum), Después de generar vacío en la cámara se realizó el tratamiento con plasma
empleando las condiciones reportadas por [Gómez-Méndez et al 2018; da Luz et al., 2014].
Sorrentino et al, (2007) realizaron un esquema del aparato de plasma que es semejante al aparato usado
en este trabajo (Figura 8).
36
Fuente: [Sorrentino et al. 2007]
9.3 Reactivación de Pleurotus ostreatus y propagación en medio de cultivo
La cepa de Pleurotus ostreatus se obtuvo del banco de microorganismos del Laboratorio de Microbiología
Ambiental y de Suelos de la Pontificia Universidad Javeriana sede Bogotá. Posteriormente, La
reactivación de la cepa se realizó en agar salvado suplementado con cloranfenicol (salvado de trigo marca
Toning 175 gL-1, glucosa 10 gL-1, extracto de levadura 2 gL-1, peptona 5 gL-1, MgSO4 7H2O 0.05 gL-1,
MnSO4 H2O 0.076 gL-1, KH2PO4 0.1 gL-1, cloranfenicol 0.1 gL-1, agar-agar 20 gL-1) en cajas de Petri de
60 x 15mm incubándolo a (28 ± 2)ºC durante 10 días[Moreno-Bayona et al., 2019]. Finalmente, se
realizó la propagación del hongo en cuatro Erlenmeyer de 1000 ml cada uno con 300 ml de caldo salvado
suplementado con cloranfenicol, cada Erlenmeyer se inoculó con 5 discos de agar colonizado tomado de
la periferia de la caja de Petri, posteriormente se incubó a 25° C en agitación constante a 130 rpm, durante
10 días en un agitador rotatorio-incubadora New Brunswick Scientific ™ Innova [Gómez-Méndez et
al., 2018; Moreno-Bayona et al., 2019]. Después de la incubación el cultivo se centrifugó a 9790 x g, en
una centrifuga Sorvall™ RC 6 plus, durante 10 minutos a (4±1)º C, la biomasa se lavó cinco veces en
condiciones de esterilidad para eliminar restos del medio de cultivo, las primeras cuatro veces con
solución salina al 0.85 % (m/v) y la última con solución de glucosa 0.625 gL-1 y cloruro de amonio 0.050
gL-1) [Moreno-Bayona et al., 2019].
37
9.4 Biotransformación de láminas PEBD Oxo en sistema de microcosmos
Para evaluar la biodegradación de las láminas de PEBD Oxo pretratadas con plasma de O2 empleando a
P. ostreatus, se utilizaron sistemas de microcosmos usando frascos de vidrio de 0.75 L colocados en dos
posiciones durante todo el experimento: unos se dispusieron de forma vertical o de columna (SMV)
(Figura 9B) y otros se colocaron horizontales o en forma de bandeja (SMH) (Figura 9A). A cada uno
de los recipientes se le adicionó, previamente esterilizados durante 60 minutos a (121±1)º C y 15 lbs de
presión, 24.0 ± 0.1 g de corteza de pino, 27.0 ± 0.1 g de servilletas de papel picadas y 9.0 ± 0.1 g de
levadura hidrolizada de cerveza, pesándolos en una balanza analítica Ohaus®; luego, los microcosmos
sin inocular, con la mezcla de BLC se esterilizaron durante tres ciclos de 60 minutos cada uno , a 121° C
y 15 libras de presión [Gómez-Méndez et al., 2018; Moreno-Bayona et al., 2019]. Posteriormente,
bajo condiciones estériles, se adicionaron 4 láminas de PEBD Oxo pretratadas, 3 mL de solución de
nutrientes traza (glucosa 0.625 gL-1, KH2PO4 2 gL-1, NH4Cl 0.05 gL-1, MgSO4 0.5 gL-1, CaCl2 0.1 gL-1,
CuSO4 1.5 gL-1, ABTS 0.05 gL-1) y 3 g de biomasa húmeda peletizada de P. ostreatus, según la metodología
reportada por Gómez-Méndez [Gómez-Méndez et al., 2018] y Moreno-Bayona [Moreno-Bayona et
al., 2019]. Las láminas de PEBD Oxo, el inóculo fúngico y la BLC se mezclaron manualmente con baja
lenguas estériles, en condiciones de esterilidad con el fin de homogenizar todos los materiales y garantizar
que las láminas de PEBD Oxo quedaran inmersas en la BLC y en contacto con P. ostreatus.
Posteriormente, cada unidad experimental se selló con un tampón de caucho con tres puertos para:
inyección de aire, suministro de nutrientes y captura de CO2 empleando una trampa con una solución de
NaOH 0.4 N. La aireación se suministró con un motor de pecera Xilong® AP-005 (110V-60Hz) con un
flujo intermitente de 135 Lmin-1 el cual fue suministrado tres veces por semana durante 1 hora; finalmente
se adicionaron, cada 15 días, 3 ml de solución de nutrientes traza [Gómez-Méndez et al., 2018; Moreno-
Bayona et al., 2019].
Se determinó, para las láminas PEBD Oxo, la hidrofobicidad y la rugosidad antes del tratamiento con
plasma de Oxígeno y al iniciar el tratamiento biológico en los microcosmos a los días 0, 75, 107 y 135.
38
Figura 9.Sistemas de microcosmos.
(A)Sistema de microcosmos horizontal (SMH) y (B) Sistema de microcosmos vertical (SMV). La mezcla llenante en
ambos sistemas se compone de corteza de Pinus Caribaea, hidrolizado de levadura, servilletas de papel, biomasa
fúngica y láminas PEBD O