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Tesis Doctoral

Efectos estructurales en elEfectos estructurales en eltransporte de materia durante eltransporte de materia durante el

secado de frutassecado de frutas

Nieto, Andrea Bibiana

2004

Tesis presentada para obtener el grado de Doctor en CienciasQuímicas de la Universidad de Buenos Aires

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Nieto, Andrea Bibiana. (2004). Efectos estructurales en el transporte de materia durante elsecado de frutas. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Universidad de Buenos Aires.http://hdl.handle.net/20.500.12110/tesis_n3758_Nieto

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Nieto, Andrea Bibiana. "Efectos estructurales en el transporte de materia durante el secado defrutas". Tesis de Doctor. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Universidad de BuenosAires. 2004. http://hdl.handle.net/20.500.12110/tesis_n3758_Nieto

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UNIVERSIDAD DE BUENOS AIRES

Efectos estructurales en el transporte demateria durante el secado de frutas

Andrea Bibiana Nieto

Tesis presentada para optar a1título de Doctorade la Universidad de Buenos Aires

Area Ciencias Químicas

Directora de Tesis: Dra. Stella Maris Alzamora

2004

3 7 S P,»

UNIVERSIDAD DE BUENOS AIRES

Stucture effectson mass transportduring fruit drying

Andrea Bibiana Nieto

Thesis

PhD of the Universidad de Buenos Aires

Area Chemistry

Director: PhD. Stella Maris Alzamora

2004

“EFECTOS ESTRUCTURALES EN EL TRANSPORTE DE MATERIADURANTE EL SECADO DE FRUTAS”

El secado comercial de fiutas involucra usualmente tratamientos de presecado(escaldado y deshidratación osmótica utilizando azúcares) dirigidos ya sea a mejorar lacalidad del producto final o a mejorar la cinética de secado.La literatura sobre el efecto de estos tratamientos en la velocidad de transporte dehumedad durante el secado convencional es aparentemente contradictoria. Ello puedeatn'buirse a la complejidad del proceso simultáneo de transferencia de calor y de masadurante el secado; a la gran variación en las propiedades fisicas y estructurales entrefrutas y vegetales y a la heterogeneidad estructural de los materiales biológicos. Lostejidos celulares son sistemas multifase y el agua puede migrar hacia fuera de las célulaspor tres caminos posibles: por transporte transmembrana, por transporte simplástico y/opor transporte apoplástico, siendo este último la vía preferida por especies pequeñascomo el agua. La impregnación con azúcares y el tratamiento térmico afectan, en mayoro menor grado de acuerdo a la severidad del proceso, la estructura del tejido vegetal,variando las caracteristicas de la matriz y alterándose en consecuencia sus propiedadesde transporte.

El objetivo general de esta tesis fiJe analizar el efecto de las característicasestructurales en el transporte de agua durante la deshidratación en corriente de aire defiutas, aportando al conocimiento de los fenómenos de transporte en tejidos biológicos.Específicamente, se estudió el efecto del escaldado y/o la impregnación con glucosa apresión atmosférica o bajo vacío en la cinética de secado de manzana.

La evolución de los valores de densidad aparente, y en consecuencia, de laporosidad, fiie correlacionada con las alteraciones micro y ultraestructurales sufridas porel tejido durante el tratamiento osmótico observadas en MO y ESEM.

Los pretratamientos de escaldado y/o de deshidratación con glucosa (a presiónatmosférica o bajo vacío) decrecieron significativamente la velocidad de secado encorriente de aire a 60 °C durante el primer periodo de velocidad de secado decrecientede placas de manzana. El análisis de los cambios histológicos y ultraestructurales pormicroscopía óptica y microscopía electrónica de transmisión indicó que los distintostratamientos no parecieron alterar las paredes celulares en forma severa (excepto en elescaldado). Pero hubo diferencias según el pretratamiento en la cantidad de glucosaincorporada, el encogimiento volumétrico, la ganancia de sólidos, la pérdida de agua yla pérdida de peso y la disrupción de las membranas celulares.

La conducta durante el secado de las manzanas frescas, escaldadas, osmotizadasy escaldadas-osmotizadas fue comparada y explicada en base a los fenómenos citados,los que modificarían en mayor o menor grado la resistencia del tejido al flujo de agua,ya sea aumentándola o disminuyríndola.

Palabras clave: cinética de secado, escaldado, deshidratación osmótica, microestructura,ultraestructura, manzana

“STRUCTURE EFFECTS ON MASS TRANSPORT DURING FRUIT DRYING”

Industrial drying of fruits usually involves predrying treatments (blanching, osmoticdehydration) to improve quality of final product and/or drying kinetics.The effects of these treatments on conventional drying rate reported in the literature areapparently not in agreement. This fact could be attributed to the high complexity of thesimultaneous mass and heat transfer drying process, the wide variation in physical andstructure properties among fruits and vegetables and the structural heterogeneity ofbiological materials. Cellular tissues are multiphase systems and water can flow out ofcells by three ways: the transmembrane transport; the symplastic transport or theapoplastic transport, this last being the preferred way for small species like water. Sugarimpregnation and thermal treatment change tissue structure, modifying matrixcharacteristics and consequently transport properties.

General objective of this thesis was to analyse the effect of structuralcharacteristics on water transport during air drying of fi'uits, contn'buting to theknowledge of mass transport phenomena in biological tissues. The effect of blanchingand/or glucose impregnation at atmospheric pressure or under vacuum on apple dryingkinetics was specifically studied.

During osmotic treatment, evolution of apparent density and porosity werecorrelated with the micro and ultrastructure modifications of the tissue as observed inLM and ESEM. Blanching and glucose osmotic dehydration significantly decreased airdrying rate of apple plates at 60°C during the first falling rate period. LM and METobservations indicated that treatments (excepting blanching) did not alter in a severeway the cell walls. But, according to treatment, there were differences in glucoseuptake, shrinkage, solids gain, water loss, weight loss and membranes disruption.Drying behaviours of fresh, blanched, osmotic dehydrated and blanched-osmoticdehydrated apples were compared and explained taking into account these phenomena,which would modify in different degree the tissue resistance to water flow, increasing ordecreasing it.

Key words: drying kinetics, blanching, osmotic dehydration, microstructure,ultrastructure, apple.

Agradecimientos

* A la Universidad de Buenos Aires, el Consejo Nacional de InvestigacionesCientíficas y Técnicas, La Unión Europea (Proyecto STD3) y el ProgramaIberoamericano de Ciencia y Tecnología para el Desarrollo (CYTED) por elaporte financiero brindado para la realización de esta tesis.

‘i Al Departamento de Industrias de la Facultad de Ciencias Exactas y Naturalesde la Universidad de Buenos Aires por permitir la realización del trabajo ensus instalaciones.

#A la Dra. Stella Maris Alzamora, directora de este trabajo, por brindarmeatención, dedicación y apoyo profesional e incentivanne en la tarea deinvestigación emprendida.

iA la Dra. María Agueda Castro por su invalorable aporte en los temasrelacionados con la morfología vegetal.

4*A mis compañeros del Departamento de Industrias

‘i A Refinerías de Maíz S.A. que proveyó la cerelose para la realización de estetrabajo

Andrea Bibiana Nieto

A mi familia

A mi esposo Daniel

A nuestro bebé Nicolás

Indice

1

2

b)

OBJ ETIVO

INTRODUCCION

2.1 Tecnologías de conservación de alimentos

2.2 Pretratamientos de tejidosdeshidratación en com'ente de aire

vegetales para su

2.2.1 Escaldado

2.2.2 Deshidratación-impregnación con solutos

2.3 Fenómenos de transferencia de masa durante ladeshidratación osmótica

2.4 Deshidratación de alimentos. Aplicación a frutas y vegetales

2.5 Isotermas de sorción de alimentos

2.6 Efectos del escaldado y la ‘ L" ‘ r Ücon solutos en la velocidad de secado de tejidos vegetales

2.7 Organización interna del cuerpo de la planta: células,tejidos y órganos

2.7.1 Sistemas de tejidos

2.7.2 La célula vegetal

2.8 La manzana

2.9 Examen microestructural de los alimentos

MATERIALES Y METODOS

3.1 Materia prima

3.2 Pretratamientos

3.2.1

3.2.2

Preparación general del material

Escaldado en vapor

3.2.3 Deshidratación - irnpregnación con azúcares

Indice

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3.3 Determinación del contenido de humedad

3.4 Determinación del contenido de sólidos solubles

3.5 Análisis de azúcares

3.6 Determinación de la actividad de agua

3.7 Determinación de la densidad aparente, la densidad sólido­líquido y la porosidad

3.8 Determinación de la cinética de impregnación con azúcares

3.8.1 Preparación del material

3.8.2 Cálculo de la reducción de peso, la pérdida de agua, laganancia neta de sólidos solubles y el cambio devolumen de las muestras

3.9 Determinación de las isotennas de sorción

3.10 Determinación de la cinética de secado

3.10.1 Descripción del equipo de secado

3.10.2 Preparación del material

3.10.3 Determinación de las curvas de secado

3.10.4 Medición del encogimiento de las placas

3.11 Análisis estadístico de los resultados

3.12 Técnicas microscópicas

3.12.1 Preparación del material para observación

3.12.2 Microscopía Óptica

3.12.3 Microscopía Electrónica de Transmisión

3.12.4 Microscopía Electrónica de Barrido Ambiental

RESULTADOS Y DISCUSION

4.1 Modificaciones macro, micro y uln'aestructurales del tejidode manzana durante la deshidratación osmótica ensoluciones acuosas de glucosa o sacarosa

4.1.1 Encogimiento, porosidad, densidad, pérdida de agua yganancia de sólidos solubles

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4.1.2

4.1.3

Caracterización micro y ultraestructural

Integración de resultados

4.2 Isotennas de sorción de manzana fresca y de manzanassometidasa pretratamientos de impregnación con glucosa

4.2.1

4.2.2

Aspecto general de las isotennas de sorción

Modelado matemático de las isotermas

4.3 Deshidratación en corriente de aire de manzana fi'esca y demanzana sometida a pretratamientos de escaldado y/oimpregnación con glucosa.

4.3.1

4.3.2

4.3.3

4.3.4

4.3.5

4.3.6

4.3.7

Aspecto general de las curvas de secado

Reproducíbilidad de las curvas y condiciones desecado

Tratamiento matemático de los datos de secado

4.3.3.1 Modelo

4.3.3.2 Análisis estadístico de los datos

Efecto de los pretratamientos en la cinética de secado

4.3.4.1 Efecto del escaldado

4.3.4.2 Efecto de la impregnación con glucosa

4.3.4.3 Efecto combinado del escaldado y laimpregnación con glucosa

Caracterización fisicoquímica de la manzana sometidaa diferentes pretratamientos

Caracterización estructural y ultraestmctural del tejidode manzana sometido a diferentes pretratamientos

4.3.6.1 Descripción de la fi'uta fresca

4.3.6.2 Efecto del escaldado

4.3.6.3 Efecto de la impregnación con glucosa

4.3.6.4 Efecto combinado del escaldado y laimpregnación con glucosa

Integración de resultados: algunas hipótesis sobre laconducta de secado de la manzana conpretratamientos

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Indice

5 CONCLUSIONES 150

6 ANEXO 154

7 BIBLIOGRAFIA 237

1

Objetivo

El conocimiento de los parámetros cinéticos de secado de frutas es

imprescindible para el diseño, operación y control de los secadores industriales.

El procesamiento comercial de frutas involucra usualmente tratamientos

de presecado dirigidos ya sea a mejorar la calidad del producto final o a mejorar

la cinética de secado. Los pretratamientos más populares son el escaldado y la

deshidratación osmótica utilizando azúcares. El primero inactiva enzimas

adversas a la calidad, provoca ruptura de membranas (lo que podría reducir los

tiempos de secado), remueve el aire intercelular y/o reduce la carga microbiana

inicial. Los pretratamientos osmóticos resultan en una deshidratación sustancial,

reportándose además que previenen el encogimiento excesivo del tejido durante

el secado y mejoran la rehidratación del material.

Diferentes investigadores han estudiado el efecto de estos tratamientos

previos sobre la velocidad de transporte de humedad durante el secado

convencional. La literatura al respecto es aparentemente contradictoria y la

influencia del escaldado y la deshidratación-impregnación con solutos en la

velocidad de secado es diferente dependiendo del tipo de tejido vegetal.

Esta disirnilitud puede atribuirse a la complejidad del proceso simultáneo

de transferencia de calor y de masa durante el secado y a la gran variación en las

propiedades fisicas y estructurales entre frutas y vegetales.

Varios mecanismos han sido propuestos para el transporte de humedad en

medios porosos, incluyendo difusión molecular, movimiento capilar, difusión

líquida a través de poros, flujo Knudsen, difusión de vapor en poros llenos de

aire y flujo hidrodinámico. Ninguno de ellos prevalece a lo largo de todo el

proceso de secado. Usualmente, una combinación en serie, en paralelo, y/o en

serie-paralelo de los mecanismos mencionados contribuye al flujo total. Las

contribuciones relativas de estos mecanismos dependen del producto, del tipo de

secado y también muestran dependencia con el tiempo de secado.

Otra complejidad adicional en la migración de agua en sistemas sólidos

porosos es la heterogeneidad estructural de los materiales biológicos. Los tejidos

celulares son sistemas multifase (i.e. vacuola, citoplasma, tonoplasto,

plasmalema, pared celular, espacios intercelulares) y el agua puede migrar hacia

fuera de las células por tres caminos posibles: por transporte transmembrana, por

transporte simplástico y/o por transporte apoplástíco, siendo este último la vía

preferida por especies pequeñas como el agua.

A causa de estos fenómenos tan complejos, el enfoque macroscópico

(también denominado “caja negra”) para cuantificar el transporte de agua durante

el primer pen’odo de velocidad de secado decreciente involucra comúnmente la

determinación de un coeficiente empírico, el coeficiente efectivo de difusión de

agua De; , que se obtiene aplicando la segunda ley de Fick para difusión de

especies en una fase. Este parámer toma en cuenta la porosidad interna y la

tortuosidad de la muestra pero también engloba la deformación de la matriz

vegetal, los cambios de volumen, la composición y la estructura del tejido, la

interacción agua —material y el transporte de agua multifase. Por lo tanto, el Def

es un parámetro empírico, determinado a partir de las curvas de secado, útil a los

fines de un diseño ingenieril pero sin significado fisico.

Los materiales biopoliméricos tales como distintas fi'utas, vegetales, etc.,

raramente exhiben un periodo de velocidad de secado constante sino que

generalmente muestran dos o más periodos de velocidad decreciente. A causa de

su simplicidad, las teorías basadas en el transporte por difusión han sido las más

populares para analizar los periodos decrecientes.

La impregnación con azúcares y el tratamiento térmico afectan, en mayor

o menor grado de acuerdo a la severidad del proceso, la estructura del tejido

vegetal, variando las caracteristicas de la matriz y alterándose en consecuencia

sus propiedades de transporte.

El valor del Def dependerá de la resultante entre distintos fenómenos

acaecidos por los pretratamientos: deterioro de pared celular, incorporación de

solutos, colapso celular, disrupción de membranas, y/o modificación

fisicoquímica de otros constituyentes.

La estructura del alimento es una variable del proceso que no se tiene en

cuenta usualmente en el diseño de ingeniería y en el análisis de la cinética de los

procesos. Pero para entender fenomenológicamente la cinética de secado y el

efecto de los pretratamientos se requiere, entre otros, un análisis microscópico

que permita evaluar los cambios micro y ultraestructurales producidos y su

influencia potencial en la velocidad de secado.

El objetivo general de este estudio fue analizar el efecto de las

características estructurales en el transporte de agua durante la deshidratación en

corriente de aire de frutas, aportando al conocimiento de los fenómenos de

transporte en tejidos biológicos.

El objetivo específico consistió en analizar el efecto del escaldado y/o la

impregnación con glucosa a presión atmosférica o bajo vacío en la cinética de

movimiento de agua durante el secado de manzana y clarificar el rol que juegan

las modificaciones de la estructura celular ocurridas por estos pretratarnientos

Para ello se siguieron las siguientes etapas:

1. Estudio de los cambios en las propiedades macroestructurales (porosidad,

densidad sólido-líquido, densidad aparente y porosidad), microestructurales y

ultraestructurales del tejido de manzana y de la cinética de pérdida de agua y

ganancia de sólidos durante el tratamiento osrnótico a presión atmosférica

hasta una actividad de agua de equilibrio (aw al ) 0,97 utilizando glucosa o

sacarosa como agente humectante

.N Evaluación de las características de las isoterrnas de adsorción y de

desorción de: manzana fresca; manzanas irnpregnadas con glucosa a presión

atmosférica hasta aw oq0,97 ó 0,93; manzanas irnpregnadas con glucosa con

aplicación de un pulso de vacío hasta a“. al 0,97. Aplicación de los modelos de

Brunauer-Emmet-Teller (BET) y Guggenheim-Anderson-de Bocr (GAB) para

describir las isoterrnas y cálculo de sus parámetros característicos

3. Estudio de la influencia en las curvas de secado de manzana de los

siguientes pretratamientos:

o escaldado en vapor saturado

o impregnación con glucosa a presión atmosférica hasta aw ,q 0,97; 0,95 y

0,93

o impregnación con glucosa mediante aplicación de un pulso de vacío hasta

aw eq0,97

o escaldado e impregnación con glucosa a presión atmosférica hasta aw oq

0,97; 0,95 y 0,93 o con aplicación de pulso de vacío hasta aweq0,97

Cálculo del coeficiente de difusión efectivo del agua (Def) mediante la

aplicación de la segunda Ley de Fick a las curvas experimentales de secado

Cuantificación de azúcares del tejido vegetal (glucosa, fructosa, sacarosa)

por cromatografía líquida de alta presión

Análisis del encogimiento de las muestras provocado por la aplicación de

los pretratamientos

Análisis microestructural y ultraestmctural del tejido vegetal fresco y

pretratado.

Integración de los resultados y formulación de hipótesis sobre la conducta

observada durante el secado en corriente de aire.

2

Introducción

2.1 Tecnologías de conservación de alimentos

La conservación de alimentos, desde el punto de vista microbiológico,

implica básicamente interferir con la homeostasis activa de las células vegetaüvas

y la homeostasis pasiva de las esporas bacterianas para inhibir su crecimiento,

acortar su sobrevivencia y/o causar su muerte (Gould, 1995).

Las principales tecnologías que son empleadas para preservar la calidad y

la inocuidad microbiológica de los alimentos incluyen (Gould, 1995):

l procedimientos que previenen o disminuyen el crecimiento

microbiano: utilización de bajas temperaturas (refrigeración y congelación),

reducción de la actividad de agua (aw), acidificación, fermentación,

empaquetamiento en atmósferas controladas o modificadas, adición de

conservadores, control microestructural en el caso de las emulsiones, etc.

2 procedimientos que inactivan a los microorganismos: aplicación de

calor (esterilización o pasteun'zación), de altas presiones hidrostáticas, de pulsos

eléctricos, de pulsos luminosos, de campos magnéticos, de ultrasonido, uso de

radiaciones ionizantes, adición de enzimas, etc.

3 procedimientos que previenen el acceso de microorganismos al

alimento: envasado aséptico de alimentos procesados térrnicarnente,

empaquetamiento.

A medida que se incrementa la severidad de las tecnologías de

procesamiento, la calidad sensorial de los alimentos usualmente disminuye.

Los alimentos de fácil almacenamiento, con vida útil satisfactoria, de alta

calidad textural y de buena apariencia, inocuos desde el punto quimico y

microbiológico, frescos o similares a los frescos, naturales y nutricionalmente

saludables, constituyen la tendencia actual del consumo. Se suma a ello una

mayor inclinación a comer fuera de los hogares y en locales de comidas rápidas.

Consecuentemente ha surgido un renovado interés en modificar las

metodologías tradicionales de conservación de alimentos y/o desarrollar nuevas

tecnologías, principalmente en el sentido de disminuir la severidad de las técnicas

más extremas, para lograr mayor calidad en los productos alimenticios y hacer

frente a los requerimientos actuales de los consumidores (Gould, 1995).

Asi, las tecnologías de conservación han sufrido un impacto debido a las

nuevas exigencias. Por un lado, está en franco desarrollo la industria de fi'utas y

vegetales mínimamente procesados para abastecer, entre otros, a los comedores

de los hoteles, restaurantes, comedores institucionales y, recientemente, se ha

incorporado la venta al por menor para el consumo en los hogares. Ejemplos de

estos procesos minimos (con adopción comercial o en investigación) incluyen

nuevas aplicaciones de la refrigeración y de atmósferas irrudifivadw’ ‘- ' “ ,

aplicación de factores fisicos “no térmicos” (altas presiones, pulsos eléctricos,

etc), y procesos sous vide.

Por otro lado, se ha tratado de optimizar técnicas convencionales de

conservación (deshidratación, congelación, esterilización) para obtener productos

con una calidad de excelencia a través de mejoras en el equipamiento, aplicación

de pretratamientos, utilización de factores coadyuvantes, etc.

Las técnicas nuevas o las técnicas tradicionales modificadas deben otorgar,

no sólo un mejoramiento prometido en cuanto a calidad, sino también igualar o

superar el nivel de inocuidad comparado con los procedimientos que ellas

reemplazan.

Entre los métodos tradicionales de conservación, el control de la actividad

de agua, aw, se ha usado para obtener productos de larga vida útil, ya sea

totalmente deshidratados o de humedad intermedia. Las tendencias actuales en

estas aplicaciones son obtener productos de muy alta calidad sensorial utilizando

los avances en el conocimiento de los fenómenos de sorción de agua y la

predicción de la aw, las reacciones fisico-químicas de deterioro, como así también

técnicas de secado más sofisticadas y/o controladas.

La aw de los alimentos puede ser modificada en los alimentos mediante tres

formas: a) el agua puede ser removida por procesos de deshidratación,

evaporación o concentración; b) pueden agregarse solutos mediante procesos de

8

Introducción

infusión seca o húmeda, y c) pueden combinarse las formas a) y b), es decir el

alimento se impregna-deshidrata con solutos (y otros aditivos) y luego se

deshidrata hasta el valor de awdeseado.

Diferentes autores han sugerido la realización de pretratamientos a los

alimentos sólidos para otorgarle mayor calidad al producto final y/o reducir el

contenido de agua a separar en el secador. Las modificaciones indeseables del

color y la apariencia pueden ser disminuidos por la aplicación de pretratamientos

apropiados, tales como: un tratamiento térmico para destruir enzimas y una

deshidratación previa por inmersión en soluciones concentradas de sal y/o

azúcares u otros solutos (Bonazzi y col., 1996).

Asi, el presecado de alimentos, especialmente de materiales vegetales,

mediante la irnpregnación con solutos, se utiliza no sólo para disminuir el tiempo

de secado posterior (generalmente en corriente de aire) sino para mejorar la

calidad del producto final (menor daño térmico, mejor calidad textura], mayor

retención de vitaminas, exaltación del "flavor" y la estabilización del color sin la

necesidad de agregar sulfitos, etc.) (Torreggiani y col., 1987).

2.2 Pretratamientos de tejidos vegetales para su deshidrataciónen corriente de aire

2.2.1 Escaldado

El escaldado como pretratamiento de los procesos de congelado,

deshidratación y esterilización de frutas y vegetales es usualmente llevado a cabo

para prevenir la formación de aromas y sabores desagradables y cambios de color

debido a reacciones enzimáticas durante el procesamiento y almacenamiento

posterior. En las tecnologías de procesamiento minimo, como por ejemplo las

tecnologias de barreras para obtener fi'utas mínimamente procesadas de alta

humedad, no sólo se aplica para inactivar enzimas sino para destruir o para dañar

por calor los microorganismos presentes (entre otros hongos y levaduras),

9

Introducción

reduciendo la carga microbiana inicial o sensibilizado a los organismos

sobrevivientes ante otros factores de estrés (Alzamora y col., 1995).

2.2.2 Desbidratación-impregnación con solutos.

La eliminación de agua de materiales biológicos sólidos con alto contenido

de agua (fi'utas y vegetales, carnes y pescado, queso) puede ser obtenida

contactando el alimento con una solución concentrada de solutos solubles, o bien

agregando directamente el soluto al alimento (Bonazzi y col., 1996).

La fuerza impulsora para la remoción de agua es el gradiente de potencial

químico entre el medio de inmersión y el fluido intracelular. Las membranas

celulares son parcialmente selectivas y permiten libremente el pasaje de

moléculas de agua, y en menor medida, la difusión de soluto hacia el interior del

alimento. Aunque cuantitativamente es despreciable, se observa también un tercer

tipo de mecanismo de transferencia de masa que involucra la salida de solutos

propios (azúcares, ácidos orgánicos, minerales y sales, etc.) a través de la

membrana, cambio composicional que puede resultar esencial para la calidad

organole'ptica y/o nutricional del producto.

Este proceso transmembrana de pérdida de agua y ganancia de solutos se

conoce como “deshidratación osmótica”. Actualmente, en el caso de tejidos“.1 L'J L "

vegetales, se utiliza también la expresión r ión por

inmersión en solutos y/o en sus soluciones concentradas”, para tener en cuenta

aquellos procesos en donde la membrana ha sido dañada y ya no regula el

transporte de agua y solutos, si bien ocurre una pérdida de agua y una ganancia

de solutos como resultado del tratamiento. Debe considerarse que los cambios en

el almacenamiento y/o los pretratamientos químicos o térmicos pueden modificar

la permeabilidad diferencial y la selectividad de las estructuras de membranas

(Torreggiani, 1995). En este trabajo se utilizarán ambas expresiones en forma

indistinta. Los procesos de transferencia de masa simultáneos que ocurren se

Introducción

esquematizan en la Figura 2.2-1.

Figura 2.2-1 Esquema de los procesos de transferencia de masa durante ladeshidratación - impregnación con solutos. Fuente: Bonazzi y col._,1996.

Mediante la selección de1(los) soluto(s) y de sus concentraciones y el

control de los parámetros del proceso es posible obtener diferentes

combinaciones de pérdida de agua y ganancia de sólidos, desde una remoción

sustancial de agua y sólo una pequeña incorporación de solutos hasta un proceso

de endulzado o salado, en el cual la penetración de soluto es significativa. A

través de esta incorporación selectiva en el alimento es posible en cierta forma

cambiar las propiedades nutricionales y funcionales logrando una formulación

específica del producto sin modificar mayormente su integridad.

Como la deshidratación-nnpregnación con solutos es un proceso de

transferencia de masa, la efectividad de la remoción de humedad y la

incorporación de sólidos depende de aquellos factores que. afecten la fuerza

impulsora y la(s) resistencia(s) al transporte.

El principal factor es la naturaleza del material vegetal, que puede ser

modificada también por posibles pretratamientos. Se observa una gran

variabilidad en la cantidad de azúcares y de agua intercambiadas entre frutas de

distintas especies y entre variedades de la misma especie. La variabilidad podría

ser debida a las diferencias en estructuras, compactabilidad del tejido, contenido

de sólidos y espacio intercelular, composición química a nivel molecular y de

macromoléculas, proporción de los distintos tipos de tejidos, madurez, etc.

El tipo de agente de impregnación utilizado, su peso molecular y/o carga

11

iórrica afectan fuertemente la cinética de remoción de agua, la ganancia de

sólidos, el contenido de agua en el equilibrio y el tiempo necesario para llegar a

este valor. Los agentes de impregnación más comúnmente utilizados son

sacarosa, glucosa y cloruro de sodio. Otros agentes ensayados por diferentes

investigadores son fructosa, maltodextrinas, jarabes de almidón hidrolizado,

sorbitol y glicerol (Lerici y col. 1985; Giangiacomo y col. 1987; Torreggiani y

col., 1987; Biswal y Le Maguer, 1989). Al incrementar la masa molecular de los

solutos se obtiene una disminución de la ganancia de sólidos y un incremento de

la pérdida de agua, favoreciendose la pérdida de peso y el proceso de

deshidratación. A bajo peso molecular de azúcares (por ej.: glucosa, fructosa,

sorbitol), se favorece su ingreso por la mayor velocidad de penetración de las

moléculas, ocurriendo entonces un enriquecimiento en sólidos también

importante. Para mejorar la cinética de ósmosis, Hawkes y Flink (1978)

estudiaron la posibilidad de utilizar mezclas de maltodextn'nas o lactosa con

sacarosa. Estos autores observaron también un efecto sinérgico entre la sal y el

azúcar al utilizar una mezcla binaria de sacarosa y cloruro de sodio (Islam y

Flink, 1982; Lenart y Flink, 1984).

Una alta concentración de la solución de impregnación favorece la

pérdida de agua más que la ganancia de sólidos. Se ha señalado que a bajas

concentraciones, la ganancia de sólidos en un ágar es mayor que la pérdida de

agua; cuando aumenta la concentración, los sólidos ganados alcanzan un

máximo, disminuyendo luego y llegando a ser mucho menores que la pérdida de

agua.

La velocidad de transferencia de masa se incrementa con la temperatura,

pero encima de 45 °C el pardeamiento enzimático y el deterioro del “flavor”

comienzan a tener lugar, y además se altera la permeabilidad de las membranas.

La pérdida de agua y la ganancia de sólidos dependen del tamaño (Lerici

y col., 1985) y la geometría de la pieza (Monsalve-González y col., 1993), de la

relación entre la fruta y el jarabe (Lenart y Flink, 1984) y del grado de

agitación del medio osmótico.

Introducción

En la ' ' ' ' ‘ " .'...,,. " con solutos por inmersión en0

soluciones concentradas a vacío, el proceso se realiza a presiones menores que

la atmosférica (Fito y Chiralt, 1995). La des/1idratación-impregnación por

inmersión en soluciones concentradas por pulsos de vacío es una modificación

de la realizada a vacío. Se aplica vacío durante cortos períodos de tiempo (por ej;

5 min) mientras que el producto está inmerso en la solución de impregnación.

Luego se restituye el sistema a la presión atmosférica y se continúa o no la

deshidratación osmótica a presión normal. De esta forma se induce un llenado

completo de los poros del alimento con la solución concentrada de soluto,

incrementándose el área interfacial sólido-líquido para la transferencia de masa.

En la Figura 2.2-2 se observa la fracción de un poro idealizado de tejido

vegetal ocupada por la solución de impregnación para experiencias realizadas a

presión atmosférica y con aplicación de pulso de vacío. Cuando la irnpregnación

se realiza a presión atmosférica, se produce una pequeña modificación en la

fracción gaseosa ocluida en el poro y las fuerzas capilares actúan como fuerza

impulsora para la penetración de la solución. En la impregnación a vacío sólo

permanece un pequeño porcentaje del volumen inicial de gas (el resto es

expulsado durante la etapa de vacío) dentro de ellos y la dramática penetración

del líquido en los poros se debe en este caso a una combinación de fuerzas

capilares y a la diferencia de presiones.

De esta forma los tratamientos con aplicación de vacío presentan mayor

velocidad de transferencia de masa comparados con la impregnación a presión

atmosférica a altos niveles de aw. Además, muestran en general mejores

propiedades sensoriales que las tratadas a la misma temperatura pero a presión

atmosférica y también presentan mayor estabilidad en relación a otras reacciones

de deterioro (por ej.: pardearniento y oxidación) (Shi y col., 1995).

La deshidratación-impregnación con solutos no es un factor de

preservación que permita per se lograr la estabilidad microbiológica del alimento.

En particular se podria reducir la aw hasta valores de 0,75 (aw correspondiente a

una solución saturada de NaCl), valor al que puede todavia existir crecimiento de

13

Introducción

hongos y levaduras y deterioro por reacciones enzimáticas y fisicoquímicas.

@ [:1estructura solución de gas ocluído

celular impregnación en el poro

Figura 2.2-2 Fracción gas-sólido en un poro ideal de tejido vegetal después de untratamiento de impregnación a presión atmosférica o por aplicación de pulso de vacío.

a: fruta fresca, b: fruta impregnada a presión atmosférica c: fruta impregnada con pulso. de vacío. Fuente: Fito y Chiralt, 1995.

Además, las altas concentraciones de NaCl u otro humectante para reducir

en forma apreciable la awprovocarían cambios sensoriales que harían a] alimento

no palatable. En general, la deshidratación osmótica se utiliza como

procesamiento complementario del secado, la congelación, la pasteurización, la

esterilización, el fritado y la adición de conservantes.

La razón de su utilización como pretratamiento está relacionada no sólo

con la modificación de la composición química de las frutas y vegetales a través

de la pérdida simultánea de agua y la incorporación de sólidos, sino que esta

transformación resulta interesante desde el punto de vista del mejoramiento de la

calidad. El efecto de formulación directa mejora las propiedades nutricionales,

sensoriales y funcionales o de estabilidad en el almacenamiento, a saber (Bonazzi

14

Introducción

y col.,

a)

b)

c)

d)

e)

g)

1996; Torregiani y Bertolo, 2001):

permite el agregado de solutos de interés nutricional o sensorial y de

componentes fisiológicamente activos

estabiliza los pigmentos durante el procesamiento y el subsecuente pen'odo

de almacenamiento

permite la incorporación de ingredientes y aditivos

limita o evita la introducción de SO; utilizado para disminuir reacciones de

pardeamiento y de oxidación.

la presencia del soluto introducido puede también mejorar la rehidratación

del alimento y tener un efecto protector sobre la estructura del tejido

natural durante el secado en corriente de aire, congelación o liofilización

posteriores, limitando el colapso y la disrupción celular.

permite el uso de temperaturas de operación moderadas y la remoción de

agua del producto sin cambio de fase, lo que puede ser interesante para

sistemas biológicos

se obtiene un producto más blando y dulce que la fruta secada

convencionalmente sin ningún tratamiento previo.

2.3 Fenómenos de transferencia de durante ladeshidratación osmótica

masa

En los últimos años la deshidratación osmótica ha recibido una

considerable atención como técnica de deshidratación debido a los bajos

requerimientos energéticos y a las bajas temperaturas empleadas durante el

proceso.

Hawkes y Flink (1978) han definido los parámetros cinéticos pérdida de

agua, ganancia de sólidos y pérdida de peso del alimento que representan

adecuadamente el proceso de deshidratación osmótica y permiten el análisis de la

Introducción

transferencia de masa. Estas expresiones han sido ampliamente utilizadas por

diferentes autores en la cuantificación del fenómeno.

Muchos de los procesos en alimentos involucran transferencia de masa y

de calor en sistemas multifase y tienen lugar modificaciones fisicas,

microestructurales y macroestructurales.

En particular cuando los alimentos son sólidos porosos, como muchas

frutas y vegetales, los mecanismos de transferencia de masa son dificiles de

explicar debido a la complejidad morfológica de los tejidos de las plantas.

Entonces, cuando se intenta describir este fenómeno se requiere el

conocimiento de las propiedades de transporte involucradas (por ej.: densidad,

porosidad) y sus cambios así como el encogirniento y otras modificaciones a

nivel celular (Krisna y Wesseling, 1997).

Diferentes autores han reportado datos de porosidad, densidad aparente,

densidad sólido-liquido y encogimiento dependientes del contenido de humedad

(Suzuki y col.,l976; Lozano y col.,l983; Marousis y Saravacos, 1990; Zogzas y

col., 1994; Wang y Brennan, 1995; Mc Minn y Magee, 1997; Donsí y col., 1996;

Karathanos y col., 1996). Muchos de ellos están relacionados con el proceso de

secado en corriente de aire, donde la reducción del volumen es debida

generalmente a la remoción del agua durante los primeros estadios de la

deshidratación.

Cuando los alimentos son deshidratados osmóticamente, el flujo de masa

en el sistema implica cambios en las propiedades estructurales y de transporte

(volumen, dimensiones, densidad, viscosidad, porosidad), los cuales afectan el

subsecuente flujo de masa. Muy pocos estudios han sido llevados a cabo durante

el proceso de deshidratación osmótica (Lazan'des y Mavroudis, 1996; Barat y col.

1998). Estos autores han encontrado que durante el proceso osmótico ocurren

cambios en el volumen y la porosidad que promueven la acción de fuerzas

impulsoras no difusivas, tales como gradientes de presión asociados a la

relajación del tejido celular deformado en relación al estrés estructural

almacenado en el sistema. Además, reportaron que la disminución de volumen

16

asociada no siempre tiene una relación lineal con el contenido de humedad y

depende de las caracteristicas de cada alimento, de las propiedades viscoelásticas

de los tejidos y por ende, de los cambios asociados a nivel estructural.

Parámetros tales como volumen de la muestra y dimensiones específicas y

parámetros estructurales tales como porosidad, densidad aparente, tamaño de

células, estado de la pared celular, tipo de tejido, etc., están muy relacionados

con el comportamiento del alimento en el proceso de transferencia de masa, pero

también con otros aspectos tales como propiedades físicas y sensoriales de los

alimentos.

No muchos estudios consideran la estructura de los alimentos en el

modelado del proceso, y generalmente los cambios en el volumen de la muestra

han sido explicados sólo en términos de la pérdida de agua a través del proceso.

Adambounou y col. (1983) explicaron las diferencias en la pérdida de agua y

ganancia de sólidos de vegetales tropicales durante la deshidratación osmótica en

términos de las diferencias estructurales.

2.4 Deshidratación de alimentos. Aplicación a frutas yvegetales

Tal como fue mencionado anteriormente, la conservación de alimentos por

deshidratación se basa en la reducción de la actividad de agua para inhibir del

desarrollo de microorganismos.

Aún con el desarrollo de nuevas técnicas de secado (al vacío, en

microondas, etc.), muchos vegetales seguirán siendo procesados por el método

tradicional de deshidratación en corriente de aire por ser ésta una operación

simple y económica.

Los principales problemas asociados con el secado en corriente de aire son

el encogimiento causado por el colapso celular debido a la pérdida de agua, las

pobres características de rehídratación del producto seco y los cambios

17

Introducción

desfavorables en el color, textura, “flavor” y valor nutritivo (Achanta y Okos,

1995)

A nivel microestructural, se han reportado distintos cambios asociados a la

operación de deshidratación, a saber (Alzamora y col., 1997):

- modificación de la cristalinidad de la pared celular, desorganización de las

microfibn'llas de celulosa y ruptura de la laminilla media

- pérdida de la funcionalidad del plasmalerna debido al estrés osmótico con

pérdida del turgor

- incapacidad del protoplasto para expandirse y recuperar su volumen original

- encogimiento del tejido

- ruptura de membranas y formación de vesículas durante la rehidratación

- gelatinización del almidón y fusión y redistribución de grasas.

Cuando el secado se realiza en corriente de aire bajo condiciones de

operación (temperatura, humedad relativa y velocidad del aire) constantes, se

distinguen generalmente dos fases: un pen'odo de velocidad constante y uno o

más períodos de velocidad decreciente. Los datos obtenidos durante la

deshidratación de un material se presentan en general representando gráficamente

el contenido de humedad promedio en base seca, E, o la velocidad de secado,

d—dt , en función del tiempo, t(Figura 2.4-1).

En el período de velocidad de secado constante el agua que se evapora de

la superficie del producto es agua libre, que es renovada rápidamente por el flujo

capilar de agua libre interna a través de los poros del material.

La resistencia a la transferencia de masa está controlada por la etapa de

difusión del vapor de agua desde la superficie del sólido húmedo hacia el seno

del aire a través de la película externa.

La superficie de la placa tiene un contenido de humedad tal que la presión

de vapor de agua en la superficie del alimento es igual a la presión de vapor del

agua pura (p = po) a la temperatura de bulbo húmedo (Tbh).

Introducción

- d_mc _ _ dt

B|

Figura 2.4-1 Representación de los períodos de secado de placas bajocondiciones de temperatura y humedad constantes. Fuente:Karel, 1975.

La velocidad de secado durante este período se mantiene constante

siempre que la relación entre los coeficientes de transferencia de calor y masa y

el área expuesta al medio no varíen durante el proceso.

Este período se extiende hasta que el contenido de humedad promedio de

la placa llega a un valor conocido como contenido de humedad crítica 071:). A

partir de este punto la migración del agua dentro del alimento es insuficiente para

saturar la superficie. ¡Los valores dc m—Cson característicos de cada alimento

pero además dependen de otros factores, tales como la relación de velocidad del

movimiento intemo/extemo del agua, el espesor de la pieza y las condiciones del

aire (temperatura de bulbo seco, Tbs;porcentaje de humedad relativa, % HR; y

velocidad del aire, v).

Saravacos y Charm (1962) determinaron IE; para diferentes frutas y

vegetales. La Tabla 2.4-1 muestra los valores obtenidos y las condiciones

experimentales de secado utilizadas.

Puede observarse que los valores de {11: son muy cercanos al contenido

de humedad inicial; por lo tanto en muchos alimentos este periodo no es

19

observado experimentalmente o es insignificante.

Tabla 2.4-1 Contenido de humedad critica ( m_c) de fi'utas y vegetales *

Alimento me

(gagua/.gmasaseca)papa placa de 3 mm de espesor ,manzana placa dc 0,5 x 0,5 x 0,25 pulgadas 6,0zanahoria placa dc 0,5 x 0,5 x 0,25 pulgadas 5,0ajo láminas de 3 mm de espesor 2,4cebolla láminas de 4 mm de espesor 6,0damasco mitades 7,7uva s/semilla una capa 4,8pera placadc 6 mmdcequsor 6,5

i * Condiciones de secado: velocidad del aire = TQ; 6lI-'65HI‘I’ICI;II-lRl¿rl3-lá%

Fuente: Saravacos y Chann, 1962.

El período de velocidad de secado constante es seguido por el primer

período de velocidad de secado decreciente. En este período, a diferencia del

anterior, la velocidad de secado disminuye a medida que la presión de vapor de la

humedad remanente en el producto se aproxima a la presión de vapor de

equilibrio con el aire circundante. El fenómeno que limita la velocidad de secado

es la transferencia de agua o de vapor desde el interior a la superficie del

producto.

Se postula que el primer período de velocidad de secado decreciente

finaliza cuando se alcanza el máximo contenido de humedad higroscópico

(presión de vapor del agua en el alimento igual a la presión de vapor del agua

pura) en el centro de la muestra, el cual marca la transición entre el agua ligada y

el agua libre en el alimento. A partir de este momento la velocidad de secado

disminuye aún más rápidamente, comenzando el segundo período de velocidad

de secado decreciente. Algunos autores atn'buyen este fenómeno a la difusión del

agua en estado de vapor.

Los materiales liigroscópicos, como son los alimentos, nunca se secan

hasta un contenido de humedad cero. Cuando el alimento húmedo es colocado en

20

contacto con el aire se alcanza eventualmente un equilibrio entre ambos. El

contenido de humedad alcanzado por el alimento bajo esas condiciones es

llamado contenido de humedad de equilibrio (me). Usualmente el contenido de

humedad de equilibrio disminuye con el aumento de temperatura y muchas veces

depende de cómo es modificado el contenido de humedad (si es de altas a bajas

hurnedades o viceversa). La diferencia entre ambas humedades de equilibrio se

denomina histéresis, fenómeno que se observa en productos muy higroscópicos y

que provoca diferencias en las curvas de sorción cuando se representa

gráficamente la rama de adsorción o la de desorción (Okos y col., 1992).

2.5 Isotermas de sorción de alimentos

La sorción de agua de los alimentos es un proceso donde las moléculas de

agua se combinan progresivamente y reversiblemente con los alimentos vía

quimisorción, adsorción física y condensación en multicapas.

Las isotermas de sorción relacionan el contenido de agua de equilibrio

(expresado como masa de agua por unidad de masa seca del material) en función

de la actividad de agua del alimento. En la Figura 2.5-1 se esquematiza una

isoterma de sorción dividida en tres zonas según el valor de la actividad de agua.

Cada una de estas zonas se ha asociado con una interacción diferente del agua

con los componentes no acuosos. También se puede observar el fenómeno de

histéresis que se produce en la determinación de la isoterrna de un producto y que

provoca relaciones diferentes entre el contenido de humedad y la awen adsorción

o en desorción. La histéresis parece ser un índice de que el alimento no está en un

verdadero equilibrio tennodinámico y también se han esbozado otras teorias para

explicarla, entre ellas fenómenos de hinchamiento, fenómenos capilares y

transiciones de fases. Sin embargo, no existe al respecto una explicación

definitiva (Femiema, 1996).

21

Introducción

g agua / g de masa seca

0.2 —

0.1 —

O

O 0.1 0.2 0.3 0.4 0.5 0.6 0.7 0.8 0.9 1.0

n/po

Figura 2.5-]: Esquema general de una isoterma de sorción de humedad de unalimento. (Adaptado dc Fcnncma, 1996).

La zona I de la isoterma, la cual abarca el intervalo de aw entre O y

aproximadamente 0,25, representa agua fuertemente ligada unida asociada por

interacciones agua-ión o agua-dipolo a sitios polares, siendo la misma dificil de

eliminar durante el secado y no se congela a -40°C. Este agua no actúa como

solvente y está en una cantidad pequeña como para considerar que tenga un

efecto plastificante en el sólido y de hecho se comporta como parte del sólido. El

límite entre la zona I y la zona II se ha asociado al contenido de humedad de

monocapa (mm)del alimento y representaría la fracción de agua que interactuaría

directamente con los grupos polares de la materia seca del alimento. La zona II de

la isoterma corresponde aproximadamente a niveles de aWentre 0,25 y 0,80. El

agua en estas zonas formaría capas adicionales alrededor de los gmpos polares e

interaccionaría con moléculas de agua vecinas y solutos a través de uniones

puente hidrógeno. Por ello se la ha llamado agua de multicapa. En este caso el

agua tiene también propiedades diferentes a las del agua pura, la mayor paite de

la misma no congela a -40°C. A medida que el contenido de agua aumenta en la

zona II, se empieza a producir una acción plastificante en los solutos,

disminuyendo sus temperaturas de transición vítrea y causando hinchamiento de

22

la matriz. Ello, acoplado con el comienzo de los fenómenos de disolución,

conduce a una aceleración de la velocidad de la mayoría de las reacciones. La

zona III de la isoterma corresponde a valores de aWmayores a 0,8. Esta fi'acción

de agua tiene propiedades más similares a las del agua de una solución diluida o

del agua pura. Se puede congelar, está disponible como solvente y es

suficientemente abundante como para pemrítir fácilmente la ocurrencia de

reacciones químicas de deterioro o el crecimiento microbiano. (Okos y col.,

1992)

La información derivada de las isotermas de sorción es utilizada en:

a) procesos de concentración y deshidratación, ya que la facilidad o la dificultad

de remoción de agua se encuentra relacionada con la presión de vapor relativa

b) formulación de alimentos mezcla así como el control de la transferencia de

humedad entre los diferentes ingredientes

c) determinar las propiedades de barrera a la humedad necesarias para un envase

d) determinar el contenido de humedad que reduciría el crecimiento de los

microorganismos de interés

e) predecir la estabilidad química, fisica y microbiológica de los alimentos en

función del contenido de agua.

Las isotermas revelan información de los mecanismos de sorción y las

interacciones de los biopolímeros de los alimentos con el agua. Los alimentos son

de composición química compleja y la predicción teórica de las isotermas para

todo el rango de actividad de agua no es posible, ya que las isotermas representan

la integración de las propiedades de sorción de sus componentes. Por lo tanto es

necesaria su determinación experimental.

En la bibliografia pueden encontrarse numerosos modelos matemáticos,

(más de 75 correlaciones) con dos o más parámetros, para describir las isotermas

de sorción de los alimentos Estos modelos son empíricos, semíempín'cos o

teóricos, por ejemplo: Oswin,l946; Henderson, 1952; Labuza, 1968; Mizrahi y

col., 1970; Iglesias y Chírife, 1976; Chirife e Iglesias, 1978; van den Berg y

Bruin, 1981; Iglesias y Chírife, 1982. Muchos otros modelos (Brunauer y

23

lntroducción

col.,1938; van der Berg y Bruin, 1981; Bradley, 1936; Halsey, 1948 y Kühn,

1964) son teóricos y están basados en alguna teoría de sorción.

El modelo de BET desarrollado por Brunauer, Emmet y Teller (1938) es

uno de los más aplicados debido a su base termodinámica. Estos autores

establecieron una clasificación de las isotcnnas de adsorción en base a la teoría

de Van der Waals de adsorción de gases sobre van'os sustratos sólidos y

clasificaron las curvas experimentales en cinco tipos generalizados de isotcrmas.

En general, los materiales biológicos presentan isoterrnas tipo ll (curva

sigmoidea) a excepción de alimentos ricos en componentes solubles, por ejemplo

azúcares, que presentan isotermas tipo lll (curva de forma de J). La ecuación

BET contiene sólo dos parámetros, es fácilmente linealizable y consecuentemente

es ampliamente utilizada para estimar la humedad de monocapa y los calores de

sorción. Pero esta ecuación es válida solamente en un rango de a“, entre 0,1 —0,5.

Otro de los modelos ampliamente utilizado para correlacionar el contenido

de humedad de equilibrio con la actividad de agua de diferentes productos es la

ecuación de GAB (Guggenheim-Anderson-de Boer). Esta ha sido recomendada

por el Proyecto Eur0peo COST 90 en Propiedades 7ísicas de Alimentos (Wolf y

col, 1984). Fundamentalmente, esta correlación representa un refinamiento del

modelo BET, ya que tiene en cuenta las propiedades interactivas de las moléculas

del componente adsorbido en multicapa con el adsorbente y no sólo las

interacciones de la monocapa como postula la teoría de BET. Este modelo

contiene tres constantes con significado fisico, dos de las cuales son dependientes

de la temperatura. Aunque la ecuación de GAB es fácilmente linealizable, Schár

y Rüegg (1985), encontraron que es más exacta la resolución no lineal, ya que la

primera resulta en grandes errores relativos medios entre los datos experimentales

y los predichos del contenido de humedad de equilibrio.

24

2.6 Efectos del escaldado y la deshidratación-impregnación consolutos en la velocidad de secado de tejidos vegetales

La irnpregnación con azúcares y el tratamiento térmico afectan, en mayor

o menor grado de acuerdo a la severidad del proceso, la estructura del tejido

vegetal, variando las características de la matn'z y alterándose en consecuencia

sus propiedades de transporte.

Diferentes investigadores han estudiado el efecto del escaldado y de la

deshidratación osmótica previos al secado convencional sobre la velocidad de

transporte de humedad. La influencia del escaldado y la deshidratación osmótica

en la cinética de secado es diferente, dependiendo de las propiedades fisico­

qui'micas y estructurales del tejido vegetal.

Saravacos y Chann (1962) encontraron que el escaldado en vapor de papas

no tenia un efecto significativo sobre la velocidad de secado cuando se

comparaba con la muestra control secada en corriente de aire.

Vaccarezza y Chirife (1975) reportaron que el escaldado en agua

incrementaba la velocidad de secado de remolacha azucarera debido a la pérdida

de sólidos solubles y a la alteración de la permeabilidad de las membranas

celulares. Sin embargo, en manzanas, Rotstein y Comish (1978) encontraron que

el fenómeno de secado no era controlado por la permeabilidad a través de la

membrana.

Mazza (1983) mostró que el escaldado en agua incrementaba

significativamente la velocidad de secado de cubos de zanahoria, atribuyendo

este comportamiento a cambios producidos en las propiedades fisicas del tejido,

la destrucción de las membranas por efecto del calor y la pérdida de sólidos

solubles.

Alzamora y Chirife (1980) encontraron que el escaldado, tanto en vapor

como en agua, disminuía la velocidad de secado de papa y atribuyeron el efecto a

cambios causados por la gelatinización del almidón. En palta, estos autores

25

mencionaron que el escaldado en vapor sólo tuvo un pequeño efecto sobre la

velocidad de secado y lo atribuyeron a la escasa pérdida de sólidos solubles al

medio, ya que la palta tiene baja concentración de sólidos y el tratamiento

térmico se realizó en vapor.

Vaccarezza y col. (1974) encontraron que el coeficiente de difusión

efectivo del agua (Def)en remolacha azucarera disminuía con el incremento del

contenido de sacarosa.

Uddin y Hawlader (1990) reportaron similares coeficientes de difusión del

agua en ananaes frescos y en 811311388osmotizados C011sacarosa.

Flink (1980) lralló similares velocidades de deshidratación para zanahorias

osmotizadas y no osmotizadas cuando las velocidades de secado eran expresadas

en función de los sólidos originales de la muestra, concluyendo que la

incorporación de sólidos en el proceso de ósmosis no resultaba en sí mismo en

una significativa disminución de la velocidad de secado, pero ellos no reportaron

valores de Defpara ambos tipos de placas de zanahoria.

Islam y Flink (1982) mostraron que el coeficiente de difusión del agua

durante el primer periodo de secado decreciente para placas de papa secadas a

temperatura de 52-68 °C disminur'a en el orden: no osmotizada > 60 %p/p

sacarosa > 45 % p/p sacarosa / 15 % p/p sal, concluyendo que la incorporación de

sal y/o azúcar incrementaba la resistencia interna al movimiento de humedad.

Karathanos y col. (1995) encontraron que el Def disminuía

significativamente para manzanas prelratadas con soluciones concentradas de

azúcar (por ej.: 45 % p/p) debido a la disminución de la porosidad y a otros

factores fisicoquímicos.

Sankat y col. (1996) reportaron que las velocidades de secado decrecían

cuando el contenido de azúcar se incrementaba en placas de bananas por

tratamiento osmótico.

Mazza (1983) observó que cuando la concentración de sacarosa usada para

26

la impregnación de cubos de zanahoria previamente escaldados se incrementaba

de 5 a 60 % p/p, la velocidad de transporte de humedad disminuía debido a la

depresión de la presión de vapor de agua en el producto por la disolución del

azúcar, a la mayor resistencia a la transferencia de calor y a la disminución de la

difusividad del vapor de agua dentro del producto causada por la cristalización de

la sacarosa durante el proceso de secado por aire.

Alvarez y col. (1995) encontraron que el escaldado incrementaba el Defen

frutillas pero la impregnación con glucosa después del escaldado no causaba un

efecto adicional. Los autores atribuyeron el comportamiento observado a las

modificaciones de la estructura celular que se producen por aplicación del calor

y/o la pérdida al medio de componentes solubles que contrarrestan la resistencia

al transporte de agua ofrecida por los sólidos incorporados.

Nieto y col (2001) reportaron que el escaldado disminuye la velocidad de

secado de mango debido al ligero incremento de la densidad por colapso del

tejido y a la alteración del contenido celular (gelatinización del almidón y

denaturalización de los mucílagos), cambios que pn'marían sobre la disrupción de

las membranas y la ligera alteración de la pared celular producidos por el

tratamiento térmico. Cuando analizaron el efecto de la deshidratación osmótica,

observaron que las paredes de mango impregnado con glucosa no se alteraban

apreciablemente, pero el encogimiento y la ganancia de glucosa durante la

impregnación incrementaron la resistencia a la transferencia de masa, tanto

mayor cuanto mayor fue el colapso y/o la cantidad de azúcar incorporada.

Por lo tanto, el reconocimiento del efecto importante de la estructura del

tejido y de las propiedades heterogéneas del mismo, como asimismo el

conocimiento de los cambios estructurales producidos por los tratamientos, son

esenciales para una mayor comprensión del fenómeno complejo del transporte de

masa en los tejidos vegetales.

Introducción

2.7 Organización interna del cuerpo de la planta: células,tejidos y órganos

2.7.1 Sistemas de tejidos

Las plantas con semillas tienen un cuerpo muy evolucionado con huellas

de una especialización estructural y funcional. Esta especialización se expresa en

la diferenciación de este cuerpo, externamente en órganos (raíz, tallo y hoja), e

internamente, en van'as categorías de células, tejidos y sistemas de tejidos (Esau,

1982)

En cuanto a la organización interna, el cuerpo de la planta está constituido

por unidades morfológicamente reconocibles o células, cada una de ellas denüo

de su propia pared celular y unida entre si por una sustancia intercelular

cementante. De esta forma, las células se agrupan formando tejidos y éstos se

distinguen unos de otros estructural y/o funcionalmente.

De acuerdo con Sachs (1875), para realizar una descripción ordenada de la

estructura de la planta es necesario establecer categorias o sistemas de tejidos.

Los principales sistemas de tejidos son: el dérmico, el vascular, el mecánico y el

fundamental.

El tejido dérmico comprende la epidermis y la peridermis.

La epidermis es un sistema de células variable en estructura y función que

constituye el recubrimiento del cuerpo pn'man'o de la planta. Está formada

generalmente por una sola capa de células. Muchas de las caracteristicas

estructurales de la epidermis pueden relacionarse con los papeles que desempeña

este tejido como capa de células en contacto con el ambiente externo de la planta.

La función de la epidermis es proteger los tejidos internos del medio ambiente

externo y ello sirve para la defensa contra daños mecánicos y el ataque de

microorganismos patógenos y/o deteriorativos, y está relacionada también con la

transpiración y la aireación. La peridermis sustituye a la epidermis

fundamentalmente en las partes de la planta que experimentan un aumento de

espesor de origen secundario (tallos y raíces) (Esau, 1982).

28

El sistema vascular contiene dos tipos de tejidos conductores: el xilema y

el floema. Son estructural y funcionalmente tejidos complejos que se extienden

sin intemipción por el cuerpo de la planta. El xilema tiene como función

principal la conducción del agua y los iones disueltos y el floema transporta los

productos orgánicos. Las principales células conductoras del xilema son las

traqueidas y los elementos de vaso y las delfloema son las células cn'bosas y los

elementos de los tubos cn'bosos. También forman parte de estos tejidos las

células parenquimáticas típicas, en las que se almacenan sustancias de reserva, y

fibras y esclereidas cuya función es dar fortaleza al cuerpo de la planta (Fahn,

1985)

El sistema mecánico de sostén comprende al colénquima y al

esclerénquima.

El colénquima en posición subepidémlica puede aparecer en tallos, hojas,

partes florales, fiutos y raíces. El tamaño y la forma de sus células son variables.

Las paredes primarias son no lígnificadas, flexibles, relativamente blandas y

desigualmente engrosadas.

Las ce’lulas del esclerénquima pueden formar masas continuas o

discontinuas en forma de pequeños grupos o individualmente entre otras células.

Las células del esclerénqujma tienen paredes secundarias más o menos n'gidas,

duras, que están generalmente lignificadas. Se distinguen dos tipos celulares:

esclereidas y fibras. Las esclereidas varían en forma desde poliédricas hasta

alargadas y pueden ser muy ramificadas. Las fibras generalmente son células

largas y angos'tas (Esau, 1982).

El sistema fundamental tiene como principal representante al tejido

parenquimático. Las células parenquimáticas pueden ser esféricas,

considerablemente alargadas o variadamente lobadas. Generalmente su tamaño

varía entre 50 y 500 pm. Dependiendo del arreglo espacial y tamaño relativo de

las células, el tejido tiene cantidades significativas (1-25 %) de espacios

intercelulares llenos de aire que tienen un impacto considerable en las

propiedades mecánicas (Jackman y Stanley, 1995).

29

Introducción

2.7.2 La célula vegetal

La célula es una masa de protoplasma limitada en el espacio por una

membrana celular. Considerando su grado de organización interna, se distinguen

dos tipos básicos de células: las procan'ontes y las eucariontes. La células

eucan'ontes características de plantas y animales, exceptuando las algas azules y

las bacterias, poseen un núcleo limitado por una membrana y otros orgánulos.

Las células procariontes carecen de endomembranas y de un núcleo verdadero.

Las células vegetales (Figura 2.7-1) tienen además una envoltura rígida,

la pared celular, depositada por fuera de la membrana plasmática.

Figura 2.7-1 Diagrama de una célula parenquimática vegetal.cl: cloroplasto; cw: pared celular; g: Golgi; is: espacio intercelular; n: núcleo; ml:

laminilla media; pl: plasmodesmo; pm: plasmalema; nu: nucleolo; vzvacuola; flechas:indican vías para el transporte del agua, simplástico, apoplástico y transmembrana.

Fuente: Gentileza de Ancíbor (1999).

El núcleo es, generalmente, más o menos esférico. Una envoltura nuclear

(carioteca) encierra la matriz nuclear (carioplasma) y uno o varios nucléolos. En

30

el carioplasma se encuentra la cromatina, un complejo formado por ácido

desoxim'bonucleico (ADN) y proteínas. En el momento de la división celular,

las fibras más gruesas de cromatina se empaquetan y adquieren la forma

característica de los cromosomas. Los nucléolos son muy densos, granulares y

fibrosos en su estructura; no están rodeados de una membrana limitante.

Contienen ARN y ADN, así como proteínas (Lehninger, 1988).

El citoplasma rodea al núcleo y es más complejo en organización

estructural.

Al examinar una célula con el microscopio electrónico se observa un

enorme desarrollo de membranas y el citoplasma se separa en dos fases, una

contenida dentro del sistema de membranas que da origen a las organelas

(reüculo endoplasmático, ribosomas, aparato de Golgi, mitocondrias,

microsomas, plástidos) y la otra situada por fuera, que constituye la matriz

citoplasmática propiamente dicha.

La matriz ciloplasmálica o citoplasma fundamental está formado por una

sustancia semilíquida, la cual está en estado de sol o en estado de gel, y cumple

la función de proveer un medio para el desarrollo de los procesos citoplasmáticos

(Jackman y Stanley, 1995). El componente mayoritario (85-90 %) es el agua y

contiene proteínas, lípidos y otras sustancias solubles en agua, es decir, no

ligadas a cuerpos estructurados (Fahn, 1985).

La vacuola es un componente importante del protoplasto de la célula

vegetal; una o varias vacuolas ocupan más del 90 % del volumen de casi todas las

células vegetales adultas. Contiene agua y una variedad de sustancias orgánicas e

inorgánicas, muchas de las cuales están presentes en estado disuelto (azúcares,

proteínas, ácidos orgánicos, fosfátidos, taninos, flavonoides y oxalato cálcico). El

tonoplasto que encierra a la vacuola tiene permeabilidad diferencial y está por lo

tanto relacionado con la regulación de los fenómenos osmóticos asociados con

las vacuolas, especialmente con el mantenimiento de la turgencia en la célula.

Con el crecimiento de las células, las vacuolas aumentan de tamaño y se

fusionan, constituyendo en muchas ocasiones una gran vacuola central que

31

Introducción

comprime al citoplasma contra la pared celular. Las vacuolas funcionan como

reguladoras del contenido de agua y de sustancias disueltas en la célula en

procesos tales como la regulación de la presión osmótica, el almacenamiento de

sustancias de reserva o la digestión. Hay evidencias de que las vacuolas

contienen enzimas digestivas capaces de disociar componentes citoplasmáticos y

metabolitos (Lehninger, 1988).

La membrana plasmática 0 plasmalema controla el transporte de agua y

de solutos y es sede ide numerosos procesos bioquímicos. Para explicar su

estructura, tiene actuahnente gran aceptación el modelo de mosaico fluido

propuesto por Singer y Nicolson (1972), en el que la membrana está constituida

por una bicapa fosfolipídica fluida con moléculas de proteínas globulares

penetrando por cada lado de la membrana o extendiéndose enteramente por ella

(Figura 2.7-2).

Figura 2.7-2 Dibujo esquemático tridimensional del modelo de mosaico fluido de lamembrana celular.

La doble capa de fosfolípidos consta de a) grupos de cabezas polarizadas e iónicas(estructuras circulares) de moléculas de fosfolípidos, y b) cadenas de ácidos grasos

(líneas onduladas). Los cuerpos de gran tamaño representan proteínasglobulares. Fuente: Lchningcr. [988.

Por fuera del plasmalema se encuentra la pared celular. La pared celular

de una célula parcnquimática cs en promedio delgada (0,1-10 um) pero fuerte.

32

Introducción

Su presencia restringe la distensión del protoplasto por la vacuola osmóticamente

activa y estabiliza el tamaño y la forma de la célula en la madurez. La pared

celular interviene en actividades tan importantes de los tejidos vegetales como

son la absorción, la transpiración, el transporte y la secreción.

Las paredes celulares de los vegetales contienen aproximadamente 65 %

de agua y 35 % de compuestos poliméricos (Tabla 2.7-2). El tipo de paredes

celulares determina la textura de un tejido.

La celulosa, polímero lineal de unidades de l,4’-B-D-glucosa, forma una

matriz insoluble en agua a partir de la cual se desarrolla la pared celular.

Tabla 2.7-2 Composición química de la pared celular

Polímero Solubilidad en agua ‘ Composicióncentesimal

PolisacáridosCelulosa insoluble 30Hemicelulosas

xiloglucano soluble 25xilano soluble 5

mezclas de glucanos soluble O?Pectinas

homogalacturonano soluble l 5rhamnogalacturonano I soluble 15rhamnogalacturonano II soluble 5

GlicoproteínasArabinogalactanos proteínas soluble variableExtensina soluble «5

solubilidad después de la extracción del polímero de la pared.b expresada como porcentaje en base seca. La pared primaria tiene w 65 %p/p

de agua. Fuente: Jackman y Stanley, l995.

El marco celulósico es un sistema de fibrillas de diferente magnitud; las

más grandes son visibles con un microscopio óptico y se llaman macrofribíllas.

Con un microscopio electrónico convencional estas fibrillas se resuelven en

microfibrillas de aproximadamente 100 Á. Con el aumento en el poder de

resolución de los microscopios electrónicos, se ven fibrillas más y más pequeñas

33

Introducción

que se describen como subunidades de la microfibrilla (Esau, 1982).

La celulosa tiene propiedades cristalinas a causa de la disposición

ordenada dentro de la microfibrilla. Dicha disposición está restringida a las partes

conocidas como micelas. Las cadenas de glucosa menos regularmente dispuestas

se encuentran entre las micelas y constituyen las regiones paracristalinas de la

microfibrilla. La estructura cristalina de la celulosa hace que la pared de la célula

sea anisótropa (Figura 2.7-3).

Este hidrato de carbono forma el marco interpenetrado por la matriz

constituida por los hidratos de carbono no celulósicos.

LAMINILLA MEDIAl

PARED PRIMARIA o

/\\' (W -._._ro"

/4 TÑDEASRÉÉPAS"CQC o"/: l¡rm/3%]

°\|/ on

MACROF IBRILLA

1;" o'í""5_=.

l Mlcnon- ‘ -ï' \ BRILLA ÍI n

I! II-" MOLECULA

"a"? DECELULOSA nAV

Figura 2.7-3 Estructura de la celulosa. Fuente:Esau, 1982.

Un modelo desarrollado recientemente para la pared celular primaria

(Carpita y Gibeaut, 1993) propone la existencia de tres dominios independientes

que interactúan entre sí para formar la estructura final (Figura 2.7-4). Las

hemicelulosas constituyen el principal componente de unión. Poseen muchas

34

Introducción

¿2/ . .«Más!» gi - . . ‘ .. v. . . l “É...” “with

P«. .wwjm a"RW‘MQ‘WÉWÏÏÉ-:. ¡"tu'Ï‘É' .'’ ' . Y “a 352/ y e ¿

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, ' - RGIcon cadenas .Xiloglucano _ amdo ’ . ¡t l d extensmapoligalacturonlco éera es e

arabmogalactanos

Figura 2.7-4 Representación de la pared celular primaria.Fuente: Carpita y Gibeaut, 1993.

ramificaciones de conformación lineal que conducen a la orientación de las

microfibrillas de celulosa ligándolas por uniones puente de hidrógeno.

Esto resulta en un dominio de hemícelulosa-celulosa, que representa el 50­

35

60 % del peso seco de la pared y el cual está embebido en un segundo dominio

constituido por sustancias pécticas, que constituyen el 30 % adicional de la masa

de la pared. El mecanismo más frecuente de enlace de las cadenas helicoidales de

homogalacturonano de pectina de-esterificada es por medio de puentes Ca2+para

formar las zonas de unión. Las macromoléculas de mmnngaln-L I

(RG I) representan una porción del polímero rica en arabinogalactanos a ambos

lados de la cadena e inten'umpen las uniones con iones calcio. Por lo tanto la

matriz péctica controla el tamaño del poro de la pared celular. El tamaño y la

frecuencia de las zonas de unión y el tamaño y conformación de las cadenas

laterales de RG pueden influir en la porosidad del gel de pectina. Un tercer

dominio estructural contiene unidades de extensina (glicoproteína n'ca en

hidroxiprolina), que forma enlaces cruzados covalentemente.

Conceptualmente existen tres planos de orientación de los dominios. El

arreglo de microfibrillas en el eje transversal, los xiloglucanos y pectinas en el

eje longitudinal y la extensina en el eje radial.

La organización ultraestructural de los compuestos polisacáridos de la

pared primaria le confieren propiedades que le permiten soportar las tensiones de

estrés y el crecimiento simultáneamente.

Las sustancias pécticas se hallan concentradas en la larninilla media, que

se encuentra entre las paredes celulares de dos células adyacentes y actúa como

sustancia cementante entre ellas. Es lábil al calor y en su ausencia las células de

las plantas se separan fácilmente (Jackman y Stanley, 1995).

Fisiológicamente existen tres posibles vías para el transporte del agua

hacia el exterior (Tyree, 1970), tal como está señalizado en la Figura 2.7-1. En la

primera, el agua nunca abandona el citoplasma, pero pasa de una célula hacia

otra vía los plasmodesmos (transporte simplástico). Fundándose en estudios con

microscopio electrónico, Robards (1971) ha sugerido que en los canales

intercelulares de los plasmodesmos, el plasmalema de las dos células colindantes

es continuo y su eje está ocupado por el desmotúbulo, que se interpreta como una

36

prolongación de las cisternas del RE situadas contra las aperturas de los

plasmodesmos. La matriz citoplasmática llena el resto del canal y de esta forma

los protoplasmas vivos forman una unidad o simplasto.

En una segunda via el agua entra y sale alternativamente de las células por

pasaje a través de la membrana plasmática o plasmalema (transporte

transmembrana). Finalmente, el transporte apoplástico transcurre a través de la

pared celular.

2.8 La manzana

Las manzanas (Malas sylvestris Mill.) y las peras (Pyrus commum's L.),

en términos de la producción mundial, constituyen una de las cuatIo a cinco

principales clases de frutas. El fruto, pomo, se origina de un ovario ínfero. La

parte extracarpelar, que constituye la porción comestible, es de origen

apendicular (formada por el tubo floral o hipanto) (Dennis, 1986).

El límite entre el tubo floral y el ovan'o incluye a los haces vasculares

dorsales de los carpelos y excluye a los haces vasculares asignados al tubo floral.

En el fruto maduro este límite está representado por una delgada capa de células

con disposición compacta.

El ovario consta de cinco carpelos soldados y la placentación es axial. Los

márgenes de los carpelos contiguos forman los tabiques y solo son distinguibles

en la porción central donde cada tabique está marginado y muestra los dos haces

vasculares ventrales de cada carpelo.

El fi'uto, desde afuera hacia adentro, consta de la piel 0 cáscara

relativamente resistente con ceras epicuticulares dispuestas en plaquetas

superpuestas, epidermis externa con una cutícula que incrementa su grosor

durante el crecimiento del fruto y tejido subepidérmico compacto de unas pocas

capas cuyas células tienen las paredes algo engrosadas. En las variedades de

manzanas rojas hay antocianinas en las células de la piel. Los plastos de la

37

Introducción

epidermis y del tejido subepidénnico acumulan ferritina. La masa de tejido

extracarpelar (porción comestible) está constituida por parénquima con notables

espacios intercelulares y por los haces vasculares del tubo floral.

La parte central del pomo constituye el pericarpo, que consta (le un

parénquima donde se localizan los haces vasculares dorsales y ventrales de los

carpelos, y un tejido cartilagínoso Constituido por esclereida, que recubre

interiormente los lóculos y constituye el endocarpo. En cada lóculo hay 2

semillas (Figura 2.8-1)

Hacecillodel sépalo

exocarpo mesocarpo

Borde externodel carpelo/

Hacecillodel pétan

Hacecilloscarpelares dorsales

Hacecillocarpelar ventral

Hacecillos que —conectan los dorsales

con los ventrales

endocai'po tubo floral o hipanto

Figura 2.8-1 Corte transversal de fruto maduro de Malus sy/vestris(Adaptado dc Fahn, 1985)

La manzana es un fruto climatérico; los niveles de etileno endógeno

permanecen bajos (< 0,1 ppm) hasta la madurez, luego aumentan dramáticamente

conduciendo a la maduración. Este proceso involucra un aumento en la velocidad

respiratoria, síntesis enzimática, ablandamiento de la pulpa, conversión de

almidón a azúcares, síntesis de volátiles, etc. La maduración puede ser inducida

por tratamiento con etileno o con quimicos liberadores de etileno o con

compuestos que estimulen la biosintesis de etileno. De la misma manera puede

ser demorada por remoción del etileno endógeno, o por inhibición de la

producción de etileno por químicos (Knee, 1993).

38

A medida que continúa la maduración, la clorofila se degrada tanto en la

cáscara como en la pulpa. El ablandamiento, el cambio de color de verde a

amarillo, la formación de ceras cuticulares y la síntesis de compuestos aromáticos

están asociados con el climaterio.

La separación de células ocurre durante el crecimiento de la manzana y

hasta aproximadamente un 25 % del volumen de la fruta madura está constituido

por eSpacios intercelulares llenos de aire. Las áreas de contacto célula-célula son

bajas, contribuyendo a la fragilidad de la célula y ello podn’a estar relacionado al

bajo contenido de calcio de la manzana. Las zonas de unión en la laminilla media

constituirían el sitio mayor de deposición de calcio. Los espacios intercelulares

tienden a formar canales radiales a través del hipanto y luego su volumen

continúa incrementándose durante el almacenamiento y maduración del fruto.

Este incremento en los espacios intercelulares en la manzana puede ser

responsable por la disminución de la firmeza de la pulpa durante el crecimiento,

además del ablandamiento propio relacionado con los cambios en la maduración.

Las manzanas se cosechan comercialmente antes de la maduración

comestible. Si bien existen varias investigaciones sobre los indicadores de

madurez no hay generalmente acuerdo sobre el mejor momento de la cosecha. Se

utilizan indistintamente como indicadores para el tiempo de cosecha la medición

del color, el contenido de azúcares, la firmeza de la pulpa y la tinción del

almidón con yodo. La cosecha manual sigue siendo todavía la preferida. En la

mayor parte de las áreas de producción de manzanas y peras, el grueso de la

cosecha se almacena durante varios meses. Las manzanas usualmente se

mantienen entre 0 a 4 °C. El almacenamiento a largo plazo de las manzanas

generalmente requiere atmósferas controladas (alta concentración de dióxido de

carbono o baja concentración de oxígeno o una combinación de ambas). Estas

condiciones generalmente se logran en un cuarto cerrado a través de la

respiración de la fruta o por pasaje de gases. Estas atmósferas retardan la

maduración de la fruta y la senescencia como así también el ataque de patógenos.

(Dennis, 1986, Knee, 1993)

39

Introducción

2.9 Examen microestructural de los alimentos

La microestructura juega un papel importante en los fenómenos físicos y

de transporte de los materiales biológicos (Aguilera y Lillford, 1997). En el

procesamiento de alimentos muchas respuestas se explican considerando a la

materia prima como un objeto heterogéneo cuyo arreglo es determinante para

plantear los modelos fisicos con apropiadas ecuaciones de transporte y

condiciones de contomo. Es frecuente que la composición química de los

órganos en particular o su arreglo arquitectónico sea relevante a los propósitos de

la ingenieria para entender sus propiedades e interpretar el comportamiento

mecánico, térmico o reológico de los biomateriales complejos.

Por ello, la microscopía está comenzando a ser una de las herramientas

más usada por la tecnología de alimentos. El valor de estas técnicas tiene un

carácter auxiliar y no pretende reemplazar las determinaciones instrumentales y

químicas.

Todos aquellos quienes tienen interés en describir, predecir y controlar el

comportamiento de los alimentos observan la importancia del conocimiento de la

forma en la cual los componentes están organizados. En un principio las células

eran consideradas sólo compartimientos que albergaban a las enzimas y a los

sustratos necesarios para el metabolismo y los alimentos como una matriz

homogénea de nutrientes químicos. Pero los alimentos, ya sea de origen animal o

vegetal, son altamente heterogéneos a nivel microestructural o ultraestructural

(Aguilera y Stanley, 1990).

La Figura 2.9-1 presenta los tamaños promedio de las microestructuras y

moléculas típicas y el nivel de resolución de las diferentes técnicas

microscópicas.

Cualquier examen de la estructura de un alimento comienza con el uso

inteligente del sentido humano. El cerebro tiene una asombrosa capacidad de

integrar estas respuestas y proveer una gran distribución de información (Aguilera

40

Introducción

y Stanley, 1990). El ojo humano tiene un poder de resolución de 100 um (0,]

mm); es decir, dos puntos que se encuentran separados entre sí por una distancia

menor a 0,1 mm se ven como uno solo (D’Ambrogio de Argüeso, 1986).

El-3

Ondas de radio

r----—4Límitedelojohumano——-> 's'5

<'— CélulasepitelialerE<— Hernan'es

lllllllllllllllllllllllllllr._ Bafleriu'l Nm

Visible|l-4l--------l

JlllllllulllLIlllllllllllllllllll

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Límitedelmicroscopioóptico ——¡->

Uluaviolen

_____|l---_

A ' ok'dorRavonyx ) J mm r3 >

.1 nm J Alornori A)

Limit:del micro-zopioelectrónico -—:’

Figura 2.9-l Ejemplos de elementos microestructurales, células y moléculas enr sistemas alimenticios. Fucntc: De Robertis y col., 1977.

La obtención de información puede ser ampliada a través de elementos

simples como las lupas de mano o los microscopios estereoscópicos (lupa). Con

éstas solo se observan superficies; permiten una visión tridimensional de los

objetos y la diferenciación de los colores. Su poder de resolución es de 3 um. Es

importante remarcar que una mayor magnificación no es garantía de mayor

información (Aguilera y Stanley, ¡990).

El desarrollo de componentes ópticos alrededor del 1600 permitió obtener

imágenes ampliadas utilizando lentes objetivas. En un principio la microscopía

óptica (MO) era empleada para la identificación de pequeñas cantidades de

material animal, vegetal o mineral presentes en una mezcla y por lo tanto se

4|

utilizaba para detectar la adulteración de los alimentos.

Con el advenimiento del siglo XX se produjeron grandes cambios en los

procedimientos empleados por los microscopistas y en los objetivos de las

investigaciones de los alimentos. Analíticamente, el progreso incluyó entre otros

temas nuevos procedimientos de tinción histológica, un mejoramiento de los

medios de inclusión y un mejor equipamiento óptico.

Actualmente, la microscopía óptica es una técnica ampliamente utilizada

para el estudio de la microestructura de los alimentos y con múltiples

aplicaciones en la Ingenieria y Procesamiento de Alimentos en todas sus

variantes (campo claro, campo oscuro, contraste de fase, polarización,

fluorescencia). El poder de resolución de un buen microscopio óptico es

aproximadamente igual a 0,2 pm.

La investigación básica con haces de electrones cerca del 1900 condujo a

una revolución en la forma como la microestructura fiie examinada.

El microscopio electrónico de transmisión (MET) es el único instrumento

que permite conocer directamente la ultraestructura biológica. Posee un poder de

resolución de 1,4 Á, mucho mayor que el MO.

Con gran expectativa también fue recibido a mediados de 1960 el

microscopio electrónico de bam'do (MEB). Con él se obtienen imágenes

tridimensionales. No es necesario cortar en secciones finas y pueden examinarse

detalles topográficos de superficies internas y externas según el tipo de corte.

En la Tabla 2.9-2 se resumen las diferencias de estos tres tipos de

microscopía.

Cada una de estas técnicas microscópicas posee su metodología propia de

preparación de muestra. En casi todos los casos, por distintos métodos y adición

de sustancias, se realiza a partir del corte del tejido la fijación química seguida

por una deshidratación y la inclusión en alguna sustancia que actúe como

soporte. Esto resulta en un bloque que contiene el material a partir del cual se

pueden cortar finas secciones. Luego son teñidas y montadas para su

observación.

42

Tabla 2.9-2 Comparación de microscopios

Criterio MO MET MEB

Fuente de energía lámpara de filamento de filamento deincandescencia (fotones) tungsteno (electrones) tungsteno (electrones)

Imagen dada por refracción de rayos dispersión de reflexiónluminosos electrones

Lentes vidrio/cuarzo electromagnéticas electromagnéticasTubo aire vacío vacío

Preparación de fácil dificil fácilmuestra

Resolución (nm) 200-500 0,2-1 3-4Magnificación (X) 10-1500 200-300000 20-100000

Obtención de ojo, pantalla, placa pantalla fluorescente, film........... ..._.f9t98r_á..fi..°a Placafotográfica

Fuentc: Aguilera y Stanley, 1990.

Una de las limitaciones principales de la MEB es el alto vacío (104 - 10'5

torr) requerido en la cámara de la muestra para poder detectar los electrones, que

puede ser no tolerado por los especimenes alimenticios. Además el secado

preparatorio puede producir colapso estructural. A mediados de los años 80

surgió la microscopía electrónica de barrido ambiental (ESEM) que supera estas

dificultades. El sistema opera a un vacío de 10'l - 20 torr en la cámara de muestra

y utiliza un detector de electrones que permite colectar los electrones secundarios

emitidos por la muestra irradiada mediante una cascada de gas ionizado, que

amplifica la señal de los electrones secundarios. El vapor de agua es el gas que

amplifica mejor la señal y es preferencialrnente conveniente pues la humedad

relativa de la cámara puede variarse cambiando la temperatura de la muestra o la

presión de vacío. Así, la ESEM permite examinar los alimentos, aún los sistemas

liquidos, en su estado natural, sin necesidad de deshidratar o metalizar la muestra

previamente, evitando los artefactos introducidos por una preparación preliminar.

(Aguilera y Stanley, 1990).

Es importante enfatizar que los investigadores deberían observar estos

instrumentos como complementarios y no como competitivos. La observación de

la misma estructura en diferentes microscopios es ampliamente ventajosa para

43

lntroducción

una mejor interpretación de los resultados. La obtención de información

estructural resulta de la habilidad del científico para interpretar adecuadamente

las imágenes microscópicas.

Dos tipos de datos pueden ser obtenidos a través del microscopio:

cualitativos y cuantitativos. Cualitativamente, el objetivo es la identificación de

estructuras y la influencia provocada en ellas por la aplicación de algún

tratamiento. Los artefactos, ya sean originados por las técnicas de preparación de

muestras o el instrumental (por ej.: a partir de la exposición del material

biológico a altas condiciones de vacío y a los haces de electrones), dificultan la

tarea de interpretación. Según Lewis (1986), la interpretación de las imágenes

que se obtienen por métodos microscópicos deben estar basadas en las siguientes

caracteristicas para evitar conclusiones erróneas:

* todas las interpretaciones deben tener en cuenta el proceso de preparación

de las muestras

* la interpretación debe estar basada sobre las diferencias existentes entre

una muestra control y otra procesada, cuando esto es posible

* se debe utilizar un número suficiente de preparaciones obtenidas

aleatoriamente a partir de muestras representativas para cada tratamiento y el

control.

* las observaciones por microscopía deben estar relacionadas con

observaciones químicas, fisicas o tecnológicas.

* las observaciones fundamentales deben ser chequeadas con más de una

técnica microscópica.

* se debe utilizar análisis estadístico cuando ello es posible.

44

3

Materialesy

Métodos

3.1 Materia prima

Se utilizaron manzanas (Malus sylvestris Mill , variedad Granny Smith)

adquiridas en el comercio.

Su contenido de humedad en estado fresco fue de 85 a 88 % p/p, su aw A­

0,99 y el contenido de azúcares «lO-12 °Bn'x.

3.2 Pretratamientos

3.2.1 Preparación general del material

Las manzanas fireron peladas y cortadas en rodajas longitudinales de

aproximadamente 0,4 cm de espesor con una cortadora manual o un tomo

industrial para ser sometidas a los pretratamientos que se explicarán en ítems

posteriores. Luego se cortaron con un molde cuadrado de 4 cm de lado.

3.2.2 Escaldado en vapor

Las placas de manzana fueron expuestas a vapor saturado durante un

minuto y luego se enfi'iaron en agua a 5 °C.

3.2.3 Deshidratación - impregnación con azúcares

Para la irnpregnación con glucosa o sacarosa a presión atmosférica, las

placas de manzana se sumergíeron en soluciones acuosas de glucosa preparadas a

partir de Cerelose (monohidrato de glucosa, grado alimenticio, Refinerías de

Maíz S.A., Argentina) de concentración 22,1 % p/p (aw = 0,97); 31,9 % p/p (aw =

0,95) ó 39,5 % p/p (aw = 0,93) o de sacarosa de concentración 34,6 % p/p (aw

0,97). El cálculo de la awse realizó a través de la ecuación de Nonish (1966):

46

Matcrialcs y Métodos

a“, =x1 exp (—KX22) (3.2.1)

donde: aw: actividad de agua de la soluciónx1: fracción molar de aguax3: fracción molar de solutoK: constante de Norrish

El valor de K utilizado fue para glucosa 2,25 y para sacarosa 6,47 (Chirife

y col., 1980).

Este tratamiento se realizó en un recipiente con agitación forzada a 25 °C

hasta que el contenido de sólidos y la humedad fueron aproximadamente

constantes (N 3 horas). Se utilizó una gran relación jarabe/fruta (2 30:1), para

minimizar el efecto de la dilución de la solución de inmersión por el agua

proveniente de la deshidratación de la fruta.

Para la impregnación con glucosa a vacío se utilizó el equipo que se

muestra en la Figura 3.2-1.

4/1- bomba de vacío2- válvula de mando3- vacuómetro4- agitador

5- piezas de fruta6- nivel de solución de impregnación7- desecador

Figura 3.2-1 Equipo utilizado para la deshidratación-impregnacióncon glucosa a vacío.

El mismo constaba de un desecador (en el cual se colocaba la solución de

impregnacíón en la que se sumergían las muestras a tratar), una bomba de vacío y

47

un medidor de vacío. La relación jarabe/fruta empleada fue 20:1. La convección

forzada se mantenía agitando la solución con un agitador magnético. En este caso

se utilizó una solución de irnpregnación de concentración 59,0 % p/p de glucosa

(aw = 0,84). Se aplicó un pulso de vacío a 60 mm Hg durante 10 min y luego se

rompió el vacío y se mantuvo a presión atmosférica durante 10 min. La aw final

(medida en la muestra homogeneizada) fue 0,97.

A los medios de irnpregnación se les agregó 1500 ppm de sorbato de

potasio (grado alimenticio, Saporiti S.A., Argentina) y 200 ppm de bisulfito de

sodio (grado alimenticio, Saporiti SA, Argentina) con el propósito de inhibir y/o

retardar el desarrollo microbiano y frenar las reacciones fisicoquimicas de

deterioro.

En todos los casos, luego de la impregnación, las placas fueron escurridas

a temperatura ambiente durante 15 min.

3.3 Determinación del contenido de humedad

El contenido de humedad de las placas de manzana fiie determinado

gravimétricamente en estufa de vacío a 65 °C utilizando perclorato de magnesio

(para análisis, Merck Química Argentina S.A.I.C., Argentina) como desecante.

La determinación procedió hasta peso constante determinado en una balanza

Precisa modelo 180 A (Suiza) (i- 0,0001).

Los valores obtenidos se expresaron como contenido de agua en gramos

por cada 100 gramos de muestra (M, g/ 100 g) o como contenido de agua en

gramos por gramo de masa seca (m, g/g ms).

Las determinaciones se realizaron por triplicado y se informa el valor

medio y la desviación estándar.

. Materiales y Métodos

3.4 Determinación del contenido de sólidos solubles

La concentración de sólidos solubles (SS) de la fracción líquida de las

muestras de fiuta y de las soluciones osmóticas se determinaron en un

refractómetro Atago modelo PR lOl (Japón). Los valores obtenidos se

expresaron como °Bn'x (i 0,1).

Las determinaciones se realizaron por triplicado y se informa el valor

medio y la desviación estándar.

3.5 Análisis de azúcares

Se cuantificó fiuctosa, glucosa y sacarosa por cromatografía líquida de alta

presión (HPLC) en manzana fresca, manzana escaldada y manzana sometida a los

distintos tratamientos de impregnación con glucosa. Las muestras se prepararon

de acuerdo con el procedimiento descripto en el ítem 3.2.

El análisis se llevó a cabo en una columna amino Alltech (USA) de

partículas de lO pm de diámetro instalada en un cromatógrafo equipado con un

dispensador de solventes Alcott modelo 760 (USA) y un inyector Rheodyne

modelo 7125 (USA).

Se utilizó un detector de índice de refracción Micromeritics modelo 77l

(USA) y los datos fueron adquiridos por un integrador Spectra-Physics modelo

SP 4290 (USA). La fase móvil utilizada fue una mezcla de acetonitrílo (grado

HPLC, Sintorgan S.A., Argentina) y agua deionizada en la proporción 75:25 v/v

y la velocidad de flujo 1,5 ml/min. La columna fue termostatizada a una

temperatura de 33 °C.

La extracción de los azúcares de la fruta y del medio de ósmosis se realizó

adaptando la técnica propuesta por Bui y Cooper (1987), quienes desarrollaron

un método de extracción de ácidos sórbico y benzoico en diferentes alimentos,

entre ellos frutas.

49

Se realizaron dos modificaciones de esta técnica en este trabajo: una se

refiere a la extracción de los azúcares y la otra a la concentración de los mismos,

que es mucho mayor que la de los ácidos mencionados anteriormente en las

fiutas. Se encontró la relación óptima de solventes de extracción así como la

cantidad adecuada de los mismos, dada la alta concentración de azúcares

presentes en la fruta impregnada. A continuación se describe la técnica aplicada

(Nieto y col., 1994).

Se diluyeron cinco gramos de la muestra con cinco gramos de agua

destilada. A cinco gramos de esta mezcla se la llevó a veintiún gramos de

solución con metanol (Merck Química Argentina S.A.I.C., Argentina). Se

centrifugó a 3000 rpm para decantar la pulpa presente, filtrando luego el

sobrenadante a través de papel de filtro. Una alícuota de esta solución se diluyó

convenientemente en fase móvil, filtrándose en un equipo de filtración

Nucleopore (USA) provisto de una membrana de nylon 66 con poros de 0,45 um

de diámetro (Sartorius AG, Alemania).

Se empleó como método de cuantificación una curva de calibración

externa basada en las relaciones área/masa de los azúcares. La concentración de

cada uno de los azúcares se calculó interpolando el área obtenida en la curva de

calibración. La calibración se realizó con soluciones de azúcares de

concentración conocida expresada como % p/p. Las mismas fueron preparadas

utilizando fase móvil y reactivos de calidad analítica: glucosa (Mallinckrodt

Chemical Words, USA), sacarosa y fiuctosa (Merck Química Argentina S.A.I.C.,

Argentina). Luego de preparados, los estándares se filtraron e inyectaron en el

equipo. Se observó una correlación lineal entre las áreas de los picos y la

concentración de azúcar presente en el rango estudiado. Se obtuvieron

coeficientes de correlación no menores a 0,999 para cada uno de los azúcares.

El proceso de extracción de azúcares de las muestras de manzanas se

realizó por duplicado y las determinaciones de azúcares en cada una de ellas se

efectuaron por triplicado. Los porcentajes de recuperación obtenidos para

fructosa, sacarosa y glucosa fueron 92, 93 y 95 % respectivamente. Se informa el

50

valor medio y la desviación estándar.

3.6 Determinación dela actividad de agua

Se realizó con un instrumento psicrométn'co Aqua Lab modelo CX-2

(Decagon, USA) (i 0,006 unidades de aw) basado en la detección del punto de

rocio, a una temperatura de 25 °C.

El equipo fue calibrado con soluciones salinas saturadas de aw conocida en

el rango de medición, de acuerdo al procedimiento seguido por Roa y Tapia de

Daza (1991). Para la preparación de las soluciones se utilizaron reactivos de

calidad analítica: cloruro de potasio (Anedra, Argentina), sulfato de potasio,

nitrato de potasio (Merck Quimica Argentina S.A.I.C., Argentina) y cloruro de

ban'o (Mallinckrodt Chemical Works, USA).

Los valores de las aw de dichas soluciones tomadas como referencia son

los indicados a continuación (Resnik y col., 1984):

Solución salina saturada 7...4.w,,.(25..°C)..KC] 0,843

BaClz 0,902KN03 0,926Kzso4 0,9747

Para la calibración del equipo en el rango de valores de awmayores a 0,98

se emplearon soluciones salinas no saturadas de cloruro de sodio (Mallinckrodt

Chemical Works, USA) (Chirife y Resnik, 1984). Los valores de aw de dichas

soluciones tomadas como referencia son los indicados a continuación.

NaCl 6 % p/v 0,963NaCl 5 % p/v 0,970NaCl 4 % p/v 0,976NaCl 3 % p/v 0,982NaCl 2 % p/v 0,988NaCl ,1 % p/v

51

Las determinaciones se realizaron por triplicado y se informa el valor

medio y la desviación estándar.

3.7 Determinación de la densidad aparente, la densidad sólido­líquido y la porosidad

La densidad aparente (pm) se determinó a partir de la masa y el volumen

correspondiente a un trozo de muestra.

El voltunen fue determinado en base a la medida directa por

desplazamiento volumétrico empleando un pícnómetro de sólidos y agua

destilada como líquido de referencia.

= 2 3.7.1

p“ PI+P2-P,/ ( )

donde:P¡: peso del pícnómetro lleno de agua (g)P2: peso del trozo de fruta (g)P3: peso del pícnómetro + trozo de fiuta + agua (g)pw:densidad del agua a la temperatura de trabajo (g/cm3)

La densidad sólido-líquido (ps4) fue determinada a partir de la masa y el

volumen de una muestra tn'turada y desaireada.

Para la obtención del puré a partir de un trozo de muestra se empleó un

homogeneizador Ultraturrax modelo T 25 (IKA Labortechnik, USA) y el aire que

permanecía ocluido se eliminó mediante el envasado al vacío en una bolsa

plástica. Se procedió luego al llenado del pícnómetro evitando la formación de

burbujas. Se utilizó agua destilada como líquido de referencia para determinar el

volumen del pícnómetro.

52

(3.7.2)_ P4 _Po

ps-l_(Pl pw

Po: peso del picnómetro vacio (g)P1: peso del picnómetro lleno de agua (g)P4: peso del picnómetro lleno de puré de fruta (g)pw:densidad del agua a la temperatura de trabajo (g/cm3)

Las determinaciones se realizaron por duplicado o triplicado y se informa

donde:

el valor medio y la desviación estándar.

La porosidad de la fruta (8, cm3/cm3)fue calculada a partir de la densidad

aparente promedio y de la densidad sólido-líquido promedio de la muestra

mediante la siguiente ecuación:

e:M (3_7_3)ps-l

3.8 Determinación de la cinética de impregnación con azúcares

3.8.1 Preparación del material

Las rodajas de manzana, de 4 x 4 x 0,4 cm, se identificaron, se pesaron y

luego se sometieron a los procesos de impregnación según lo explicado en el ítem

3.2.3. Para determinar la cinética de irnpregnación, se utilizaron las soluciones

22,1 % p/p de glucosa o 34,6 % p/p de sacarosa hasta alcanzar un nivel de

actividad de agua igual a 0,97 a 30 °C.

Las muestras fueron extraídas a determinados tiempos de ósmosis: 8; 16;

25; 35; 50; 65; 75; 95; llO; 125; 130; 150; 175; 200; 225; 250 y/o 350 minutos.

Las placas fueron removidas, escurridas durante 30 seg y secadas con

papel absorbente por ambas caras para eliminar el jarabe superficial y

posteriormente pesadas.

53

Como control, se consideró la muestra fresca cortada en forma de placa

pero sin inmersión.

Para cada tiempo se utilizaron 16 placas de manzana, las cuales se

emplearon para determinar el peso, el contenido de humedad, el contenido de

sólidos solubles, la actividad de agua, la densidad aparente y la densidad sólido­

líquido de la muestra (de acuerdo a lo explicado en los ítems 3.3, 3.4, 3.6 y 3.7).

A partir de estos datos se calculó la reducción de peso, la pérdida de agua,

la ganancia de sólidos solubles, el cambio de volumen y la porosidad.

3.8.2 Cálculo de la reducción de peso, la pérdida de agua,la ganancia neta de sólidos solubles y el cambio devolumen.

La reducción de peso (Ppe), la pérdida de agua (Pa) y la ganancia de

sólidos solubles (Gss) correspondientes a cada tiempo de ósmosis se refirieron al

peso inicial de la muestra empleada.

El contenido de agua de cada muestra (a) se calculó a partir del peso

individual (P) y el contenido de humedad promedio (M) determinado a cada

tiempo.

Del mismo modo, el contenido de sólidos solubles de cada muestra (s) se

calculó teniendo en cuenta el peso individual (P), la concentración de sólidos

solubles (SS) de la fracción líquida y el contenido de humedad promedio (M)

determinados a cada tiempo.

Los cálculos fueron realizados aplicando las siguientes ecuaciones:

Pt’PoPe=P Po

(3.8.1)

_ at ’30Po

Pa (3.8.2)

54

Gss=“PJ (3.8.3)0

donde:

Po: peso de la muestra a t=O (g)Pt: peso de la muestra a cada tiempode tratamiento(g)ao:peso de agua de la muestra a t=0 (g)a.: peso de agua de la muestra a cada tiempode tratamiento(g)sn: peso de los sólidos de la muestra a t=O (g)st: peso de los sólidos de la muestra a cada tiempo de tratamiento (g)

El volumen de cada placa (V) se calculó a partir del peso individual (P) y

el valor medio de la densidad aparente (pm) según lo explicado en el item 3.7. La

variación de volumen de cada muestra (AV) durante el tratamiento se estimó a

partir del cambio relativo referido al valor inicial mediante la siguiente expresión:

AV: l ° (3.8.4)

donde:Vo: volumen inicial de la muestra (cm3)Vi: volumen final de la muestra a cada tiempo de tratamiento (cm’).

Los cálculos se realizaron para cada una de las 16 placas utilizadas por

tiempo de ósmosis. Se informa el valor medio y la desviación estándar.

3.9 Determinación de las isotermas de sorción

Se determinaron las isotermas de sorción de muestras de manzana fresca y

de manzanas que fueron tratadas osmóticamente en soluciones acuosas de

glucosa de concentración 22,1 % p/p (aw = 0,97); 31,9 % p/p (aw = 0,95) ó 39,5

% p/p (aw= 0,93), preparadas de acuerdo al item 3.2.

La determinación de las isotermas de adsorción y de desorción de agua se

efectuó en condiciones estáticas (método estático gravimétrico).

55

Se colocaron aproximadamente 3 gramos de muestra en pesafiltros de 2

cm de diámetro y 2,5 cm de altura con boca esmerilada.

Las muestras para las isotermas de adsorción fueron congeladas con

nitrógeno líquido y luego liofilizadas en un equipo Stokes (USA), durante 48

horas.

Las muestras así preparadas se introdujeron por triplicado en los

desecadores, conteniendo cada uno una solución salina saturada para producir

una humedad relativa específica. Se utilizaron reactivos de calidad analítica:

cloruro de litio, acetato de potasio, cloruro de magnesio, carbonato de potasio,

bromuro de sodio (Merck Química Argentina S.A.I.C., Argentina), cloruro de

sodio, cloruro de potasio (Anedra, Argentina), cloruro de ban'o (Mallinckrodt

Chemical Works, USA) y sulfato de potasio (Merck Quimica Argentina S.A.I.C.,

Argentina), siendo las respectivas actividades de agua de las soluciones saturadas

a 30 °C las siguientes: 0,11; 0,22; 0,33; 0,42; 0,57; 0,75; 0,84; 0,90 y 0,97

(Greenspan, 1977).

Los desecadores se colocaron a 30 °C en una cámara que garantizaba un

control de temperatura con una precisión de i 0,1 °C.

Periódicamente las muestras se pesaban en la balanza mencionada en el

ítem 3.3, considerándose que se alcanzaba el equilibrio cuando se verificaba la

constancia del peso (i 0,005 gramos) (aproximadamente a los 50 días). Luego se

determinó el contenido de masa seca en estufa de vacío.

3.10 Determinación de la cinética de secado

3.10.1 Descripción del equipo de secado

El secado de las placas fue realizado en el equipo que se muestra en la

Figura 3.10-1. EL mismo constaba de un ventilador centn'fugo que irnpulsaba el

aire hacia una cámara de calentamiento con seis resistencias calefactoras

blindadas de 2 kw cada una. El flujo de aire fue regulado por medio de un

56

57

1-ventiladorcentrífugo5—portamuestra2-válvula6-cámaradesecado 3-cámaradecalentamientodelaire7—termómetros4-lechorelleno

Figura3.10-1Equipodesecado.Fuente:Tolaba,1989.

Materiales v Métodos

Materiales y Mc'todos

diafragma y la temperatura de entrada a la cámara mediante un termostato que

comandaba a una de las resistencias.

La cámara de secado consistía en un conducto vertical de sección circular

que estaba provisto de dos termómetros, uno de bulbo seco y otro de bulbo

húmedo. Ambas lecturas permitían determinar la humedad relativa del aire

utilizado en cada ensayo a partir de una carta psicrométn'ca. La velocidad del aire

se medía con un termoanemómetro de hilo caliente Wallac modelo GGA23S

(Finlandia).La muestra a tratar, sostenida por medio de un marco metálico, se

suspendía en el conducto, fluyendo el aire paralelamente a sus caras. El peso de

la misma se determinaba en una balanza analítica Stanton Instrument Unimatic

modelo CL41 (USA) con una precisión de i 0,0005 g.

3.10.2 Preparación del material

Se determinaron las curvas de secado de muestras de manzana frescas, de

muestras que fueron escaldadas y/o inmersas en soluciones acuosas de glucosa de

concentración 22,1 % p/p (aw= 0,97); 31,9 % p/p (aw = 0,95) y 39,5 % p/p (aw =

0,93) y de muestras que fueron impregnadas a vacío en soluciones acuosas de

glucosa de concentración 59 % p/p (aw= 0,84).

Las muestras de manzana frescas fueron cortadas en placas de 4 x 4 x 0,4

cm utilizando una cortadora manual y un molde cuadrado de 4 cm de lado. En el

caso de las muestras que se someterían a los distintos pretratamientos, se tuvo en

cuenta el encogimiento que podrían sufiir por la aplicación de los mismos. Se

cortaron inicialmente rodajas longitudinales con espesor ligeramente mayor a 0,4

cm de forma tal que, luego de aplicar el pretratamiento, su espesor se redujera a

0,4 cm. Las rodajas longitudinales una vez escaldadas y/o impregnadas en

glucosa, se cortaron empleando el molde cuadrado de 4 cm de lado. De esta

manera se obtenían placas de dimensiones similares a la de la manzana control.

Para disminuir el error del cálculo de los parámetros cinéticos de secado,

se seleccionaron para deshidratar aquellas placas en las que la desviación

58

estándar del valor medio del espesor medido en diez puntos de la misma fuera

menor que 0,03 cm y en las que a su vez la desviación estándar del valor medio

entre diferentes placas fuera también menor que 0,03 cm.

Este criterio de selección se aplicó a las placas de fruta fiesca y a las que

fueron sometidas a los pretratamientos.

El espesor fue aproximadamente igual o menor que la décima parte del

lado (condiciones semejantes a placa plana infinita para la transferencia de masa

y de calor) para que el secado tuviera lugar sólo por las dos caras mayores de la

placa. El espesor se determinó con un micrómetro Teclock (i 0,01 cm) (Japón).

3.10.3 Determinación de las curvas de secado

El método para obtener las curvas de secado consistió en seguir la

evolución del peso de una muestra en el tiempo. Para ello se sacaba de la cámara

de secado en el portamuestra, se pesaba rápidamente y se reponía en el conducto.

El tiempo transcurrido para esta operación no excedió en ningi'm caso los 30 s y a

su vez era descontado del tiempo de corrida. Se comprobó que este

procedimiento no alteraba la conducta de secado de las placas, ya que se obtenían

curvas semejantes para placas distintas pesadas a diferentes tiempos en iguales

condiciones de secado.

Se utilizó una temperatura de bulbo seco de 60,0 i 0,1 °C, siendo la

temperatura de bulbo húmedo de z 26,0 i 0,1 °C. La humedad relativa del aire de

secado fue de z 6 %.

Las curvas se determinaron a una alta velocidad de aire constante (N 16

m/s)en todaslas experienciasparaeliminaro la resistenciaexternaa

la pérdida de humedad (Vaccarezza y col., 1974). Se comprobó

experimentalmente que velocidades mayores a 16 m/s no variaban la velocidad

del secado en los periodos de velocidad de secado decreciente.

59

3.10.4 Medición del encogimíento de las placas

Para determinar el encogimiento volumétrico de las placas ocasionado por

la aplicación de los pretratamientos, las manzanas fueron peladas y cortadas en

rodajas longitudinales de 0,4 cm de espesor con un tomo industrial y con un

molde de 4 cm de lado para luego. ser sometidos a los pretratamientos según lo

descripto en el ítem 3.2.2 y/o en el ítem 3.2.3.

El estudio se realizó en diez placas de manzana para cada pretratamiento.

El volumen de cada placa (V¡)fue calculado a partir de las dimensiones

geométricas: área (a¡) y espesor (ei).

Para la determinación del área se marcó el contorno de la placa en hojas

de papel milimetrado, por duplicado. Se realizó una curva de calibración por

pesada de áreas conocidas. Se calculó el valor medio y la desviación estándar.

El espesor se tomó con un micrómetro Teclock, antes especificado, en diez

puntos para cada placa. Se calculó el valor medio.

Las medidas del espesor y del área fueron tomadas antes e inmediatamente

después de cada una de las etapas del proceso (escaldado y deshidratación­

irnpregnación con glucosa). Las placas estaban identificadas.

El porcentaje de encogimiento de cada placa, (encog%)¡ , se calculó de

acuerdo a la siguiente expresión:

encog(%)¡=Mnoo (3.10.1)V .0|

donde:vo¡:volumen inicial dela placa antes del pretratamiento (cma).v5:volumen inicial de la placa después del pretratamiento (cm’).í: número de muestra i= l, 2, 3,...., n.

El porcentaje de encogimiento correspondiente al pretratamiento aplicado

(ENCOG%) se calculó como:

i=n

ENCOG%= z encog(%)i/n (3.10.2)i=l

60

Materiales y Métodos

donde n es el número de muestras utilizadas. Se informa también la desviación

estándar.

3.11 Análisis estadístico de los resultados

Para determinar estadísticamente la existencia de diferencias significativas

entre los valores medios de los diferentes parámetros se realizó el Análisis de

Varianza (ANOVA) para un factor empleando un software estadístico

Statgraphics Plus for Windows 3.0 (Statistical Graphics Corp). l’ara determinar

cuales de los valores medios presentaban diferencias significativas con los

restantes, se utilizó el Test de Rangos Múltiples según el método de Tukey,

basado en la distribución de rangos estudentizados. En ambos casos se utilizó un

nivel de confianza del 95%.

El análisis estadístico realizado para regresiones lineales simples y

regresiones no lineales entre dos variables será analizado en las secciones

correspondientes.

3.12 Técnicas microscópicas

3.12.1 Preparación del material para observación

Para la observación con el Microscopio Optico (MO) y el Microscopio

Electrónico de Transmisión (MET), las muestras de manzana fresca (control) y

de manzana procesada (deshidratada osmóticamente o escaldada) fueron fijadas

inmediatamente después de realizado cada tratamiento y preparadas de acuerdo

con las técnicas convencionales que se describen a continuación (Aguilera y

Stanley, 1990; Sorrivas y Morales, 1983).

La visualización de la estructura verdadera del tejido es extremadamente

61

dificultosa debido a los artefactos introducidos en la preparación previa de los

especímenes para microscopía (Kaláb y col., 1995). Por ello, este estudio se

complementó con observaciones microscópicas realizadas en un Microscopio

Electrónico de Barrido Ambiental (ESEM), para las cuales no es necesaria la

preparación previa de las muestras.

Todos los estudios microscópicos fueron integrados para una ¡mejor

evaluación de las modificaciones estructurales de este material heterogéneo.

3.12.2 Microscopía Optica

Se cortaron secciones de las muestras de 1 mm3 y se fijaron en solución 3

% v/v de glutaraldehido en buffer 0,1 M de fosfato de potasio (pH 7,4) durante

dos horas a temperatura ambiente. A continuación, se lavaron con la solución

buffer y se postfijaron en una solución de 0504 en buffer 1,5 % p/v durante dos

horas a temperatura ambiente. Luego se deshidrataban en una serie de soluciones

sucesivas de concentración ascendente de acetona y se embebieron en resina

Spurr de baja viscosidad (Sorrivas y Morales, 1983).

Posteriormente se cortaron secciones ultrafmas de 1 um de espesor con

una cuchilla de vidrio utilizando un micrótomo Sorval MT2B Ultracut (USA).

Las secciones fueron coloreadas con una solución acuosa de permanganato de

potasio y/o azul de toluidina y examinadas en un microscopio marca Carl Zeiss

modelo Axioplan (Alemania) o en un microscopio Carl Zeiss modelo Phomi III

(Alemania).

3.12.3 Microscopía Electrónica de Transmisión

A partir de las muestras embebidas en resina Spurr, se cortaron secciones

ultrafinas con una cuchilla de vidrio utilizando un micrótomo Sorval MTZB

Ultracut (USA). Se montaron sobre grillas de cobre. Se colorearon luego con

62

solución de acetato de uranilo 5 % p/p por 45 minutos, después con citrato de

sodio y nitrato de plomo (solución de Reynolds) y se examinaron con un

microscopio JEOL modelo JEM - 1200 ExII (Japón) a 80 kV.

3.12.4 Microscopía Electrónica de Barrido Ambiental

Las muestras de manzana fueron deshidratadas osmóticamente en el

momento previo a la observación microscópica. A partir de las placas se cortaron

trozos de fi'uta de 1,5 x 0,5 x 0,4 cm de lado, con cuchilla descartable.

Para los distintos tiempos de observación, las piezas fueron obtenidas de la

misma zona de las placas para considerar la existencia de perfiles de

concentración de azúcares y de agua en la misma.

La observación se realizó en un microscopio marca Phillips ElectIoscan

modelo 2010 (USA) o en un microscopio Phillips ESEM modelo XL30

(Holanda).

4

Resultadosy

Discusión

Resultados y Discusión

4.1 Modificaciones macro, micro y ultraestructurales del tejidode manzana durante la deshidratación osmótica ensoluciones acuosas de glucosa o de sacarosa.

4.1.1 Encogimiento, porosidad, densidad, pérdida deagua y ganancia de sólidos solubles.

Se determinó la variación del peso, el contenido de humedad, el contenido

de sólidos solubles, el volumen, la densidad aparente y la densidad sólido­

líquido durante la deshidratación osmótica de las muestras de manzanas inmersas

en las soluciones acuosas de glucosa 22,1 % p/p o de sacarosa 34,6 % p/p,

calculándose a partir de los mismos la pérdida de agua, el encogimiento, la

ganancia de sólidos solubles y la porosidad.

La Figura 4.1-1 y la Figura 4.1-2 muestran la evolución de los

parámetros reducción de peso (Ppe), pérdida de agua (Pa), ganancia de sólidos

solubles (Gss) y cambio de volumen (AV) durante el proceso osmótico cuando

las muestras fueron osmotizadas en las soluciones acuosas de glucosa 22,1 % p/p

o de sacarosa 34,6 % p/p respectivamente.

En ambos casos, las curvas indican una alta velocidad de deshidratación

dentro de las dos primeras horas del tratamiento osmótico. Posteriormente, el

descenso en el contenido de humedad fue menos pronunciado. La pérdida de

agua alcanzó un 28 % y un 30 % a los 240 min de ósmosis cuando la inmersión

se realizó en la solución de glucosa o de sacarosa respectivamente. La ganancia

de sólidos solubles se incrementó gradualmente en ambos casos. La reducción de

peso neto, que combina la pérdida de agua y la ganancia de sólidos solubles, fue

importante en primeros estadios del proceso, acorde con la rápida pérdida de

agua. Ambos tratamientos osmóticos resultaron en una disminución del volumen

de la muestra. Las diferencias en los valores finales de Pa, Ppe, y AV no fueron

significativas (p< 0,05) para las muestras deshidratadas en las soluciones de

glucosa o de sacarosa con la misma a“, (aw = 0,97).

Durante los primeros 100-170 min, los cambios de volumen mostraron un

comportamiento paralelo a la pérdida de agua. Luego la disminución en el

65

Ppe,Pa,Gss(g/g)0AV(cm3/cm3)

0,15" 0,10­ 0,05— 0’00lIIII1I1

050100150200250300350400

“0905"t -0,10— -0,15­ -0,20-h m -0,25­ -0,30"

Figura4.1-1Deshidrataciónosmóticademuestrasdemanzanasinmersasenlasoluciónacuosadeglucosa22,1%p/p.

(O):Gss,gananciadesólidossolubles;(x):Ppe,reduccióndepeso;(A):Pa,pérdidadeagua;(El):AV,cambiodevolumen.

66

Resultados v D' I¡scusion

Ppe,Pa,Gss(g/g)oAV(cms/cms)

0,10­ 0,05' 0,00nunI....

050100150200250300350400

-0,05—t(min) -0,10"\‘\.\ -0,15’\A\\Á\°//fi\\o/ -0,20­ -0,25­ -0,30‘M -0,35­

Figura4.1-2Deshidrataciónosmóticademuestrasdemanzanasinmersasenlasoluciónacuosadesacarosa34,6%p/p:(O):Gss,gananciadesólidossolubles;(0):Ppe,reduccióndepeso;(A):Pa,pérdidadeagua;(El):AV,cambiodevolumen.

67

Resultados y Discusión

volumen fue menor que la pérdida de humedad, alcanzándose una reducción final

de aproximadamente 27 %. Los datos de encogimiento para el tejido de manzana

se correlacionaron con la remoción de la humedad mediante un modelo lineal

simple (Figura 4.1-3), obteniéndose las siguientes expresiones para la ósmosis

con glucosa y sacarosa respectivamente:

AV: 1,11xPa+0,002 r2=0,98 (4.1.1)AV: l,l3xPa+0,01 r2=0,92 (4.1.2)

Un comportamiento similar ha sido también reportado por otros autores en

tejido de papa sometido a una deshidratación osmótica a 50 °C (Lazan'des y

Mavroudis, 1996). Sin embargo, en este trabajo los coeficientes de correlación

obtenidos fueron mucho menores, principalmente cuando se utilizó la solución de

sacarosa, a los reportados por Lazarides y Mavroudis (1996) para papa (r2 s

0,99), probablemente debido a que estos autores utilizaron una solución

concentradadejarabedemaíz,solutoquepermite la incorporacióndesólidos.

Diferentes autores han estudiado los cambios de porosidad, densidad

aparente, densidad sólido-líquido y volumen en función del contenido de

humedad en tejidos biológicos (Donsi y col., 1996; Karathanos y col, 1996;

Lozano y col, 1983; Marousis y Saravacos, 1990; McMinn y Magee, 1997;

Zogzas y col, 1994). Pero la mayoría de estos estudios se refieren a procesos de

secado en corriente de aire, donde la reducción de volumenes generalmente

proporcional al volumen de agua removida durante los primeros estadios del

secado. Cuando los cambios de volumen de las manzanas sujetas a la

impregnación con azúcares fueron comparados con los cambios de volumen de

manzanas secadas en aire (60 °C, 15 % humedad relativa) por Karathanos y col.

(1996), se encontró que, para el mismo valor de humedad, el porcentaje de

colapso fue mucho más severo en este último caso (AV s 44 % para muestras

secadas en corriente de aire versus AV _=_27 % para manzanas deshidratadas

osmóticamente para un contenido de humedad s 70 % p/p).

En la Figura 4.1-4 se presentan los valores de aw de las muestras en

68

DO

Resultados y Discusión

AV

l l 1 4| L l n nn"27"

.030 .025 o 0,10

—0,20 a

O° / 4125 —

¿Í o/ Q -0,30Pa

Figura 4.1-3 Cambio de volumen en fimción dela pérdida de agua de muestrasde manzana impregnadas a 30°C en solución acuosa de glucosa 22,1 % p/p ( ( O)

experimental; (————)predicha según ecuación 4.1.1); y en solución acuosa desacarosa 34,6 % p/p ((6) experimental; (—) predicha según ecuación 4.1.2).

0996 i i \ l \ l \ t

0 50 100 150 200 250 300 350 400

t (min)

Figura 4.1-4 Variación de la actividad de agua de tejido de manzana en fimción deltiempo de inmersión a 30 °C en la solución acuosa de glucosa 22,1 % p/p (O ) o de

sacarosa 34,6 % p/p (® ).

69

función del tiempo de impregnación. A partir de los 160 min de tratamiento con

glucosa o 200 min de tratamiento con sacarosa, el valor de aw de las muestras se

mantuvo aparentemente constante e igual a 0,97. Sin embargo, tal como se

muestra en la Figura 4.1-5, el equilibrio composicional se alcanzaría recién a los

250 min de tratamiento, tiempo a partir del cual los valores de humedad y de

contenido de sólidos solubles en la fase líquida se mantuvieron también

aproximadamente constantes. Este comportamiento indiearía que la

determinación de la aw de las muestras no es una medida adecuada para la

predicción del estado de equilibrio.

Las Figuras 4.1-6 y 4.1-7 muestran el comportamiento de las propiedades

fisicas densidad aparente (pm), densidad sólido-líquido (ps-¡)y porosidad (a) de

la muestra en función de el tiempo de irnpregnación para muestras de manzana

utilizando glucosa o sacarosa como agente hurnectante respectivamente.

La densidad sólido-líquido (p,.¡) se incrementó levemente a través del

proceso. En cambio, la evolución de la densidad aparente (pm) fue diferente. En

este último caso, a fin de corroborar la conducta fluctuante de este parámetro, se

realizaron diferentes experiencias en las que se emplearon distintos lotes de

fi'utas dando origen a dos series de datos para cada hurnectante empleado.

Durante los primeros estadios de la deshidratación osmótica en la solución

de glucosa (Figura 4.1-6), la densidad aparente presentó un valor máximo a los

50 min de inmersión (serie 2) o bien se incrementó hasta los 25 min mostrando

luego una conducta fluctuante con el tiempo de ósmosis (serie 1). La porosidad

total (e), calculada según la ecuación 3.7.3., fue aproximadamente un 23 % al

comienzo del proceso osmótico, presentando luego un valor mínimo cuando pm

presentó un valor máximo.

El comportamiento de la densidad aparente fue similar en general cuando

se utilizó sacarosa como hurnectante (Figura 4.1-7), si bien ocurrieron ligeras

diferencias en la evolución de este parámetro y en consecuencia, en la variación

de la porosidad. En este caso, durante los primeros estadios de la deshidratación,

pm presentó un máximo a los 25 min (serie l) o a los 50 min (serie 2) y luego

70

Resultados y Discusión

a)

SS (°Brix) M (g/100 g) ¡H30,0 — — 90,0

25,0 .

- 85,0

20,0 ­

l:

15,0 — — 80,0

10,0 —

- 75,0

5,0 —

0,0 , _ , 70,0

0 100 200 300 400

t (min)

b)

SS (°Brix) M (gllOOg)30.0 - -- 90,0

25,0 ­D

q -- 85,0

20,0 ­

15,0 - -- 80,0

A

10,0 ­

-- 75,0

5,0 ­

0,0 v v u 70,0

0 100 200 300 400

t (min)

Figura 4.1-5 Contenido de humedad (o ,O ) y contenido de sólidos solubles en faselíquida (A ,A ) de placas de manzana inmersas a 30 °C en: (a) solución acuosa de

glucosa 22,1 % p/p; (b) solución acuosa de sacarosa 34,6 % p/p.

71

30_8(cm3/cm3)Pm0Ps4(g/cm3) r1’20

WM“Náá-1,10

25hM’/—'\

P\a

A\yi-/\\//l\\./"\ .—1,00

20_ .\fiV

0 -0,90

-0,80

l0IIIlÍII050100150200250300350400

t(min)

Figura4.1-6Variacióndeladensidadsólido-líquidops4(A),ladensidadaparentepm(serie1:0,serie2:0)yla

porosidad8(D)deplacasdemanzanaduranteelprocesodeimpregnaciónensoluciónacuosadeglucosa22,1%p/p

Resultados y D'1¡scusíon

72

73

8(cm3/cm3)Pm093.1(2/0813)

30_d1,29 10IlIIIII050100150200250300350400

t(min)

Figura4.1-7Variacióndeladensidadsólidolíquidops4(A),ladensidadaparentepm(serie1:0 ,serie2:Ó),yla porosidade(El)deplacasdemanzanaduranteelprocesodeimpregnaciónensoluciónacuosadesacarosa34,6%p/p

Resultados y D'r1scusion

mostró un comportamiento fluctuante a medida que se incrementó el tiempo de

tratamiento. Hacia el final del proceso osmótico, aproximadamente a los 175

minutos, el valor de pm mostró otro incremento pronunciado. De acuerdo a los

valores de pmy ps_¡de la serie 1, se observó una disminución del valor de la

porosidad a aproximadamente 25 y 175 min. Luego de este periodo de tiempo, se

observó una recuperación en la porosidad de la muestra.

Estos resultados también sugieren una diferencia en la evolución de los

valores pm, psi y 8 entre las manzanas deshidratadas en soluciones de azúcares y

las deshidratadas en corriente de aire. Así, por ejemplo, Donsi y col. (1996) han

reportado que el valor de pm de manzanas secadas en convección natural o

forzada hasta el mismo rango de humedad de este estudio (humedad en base

húmeda 2 0,7) no varió apreciablemente. Karathanos y col. (1996) encontraron

que la pérdida de agua durante el secado en corriente de aire tuvo un efecto

significativo en el colapso de vegetales y el resultado final fue una relativa

independencia de la porosidad de la muestra con el contenido de humedad. Estos

autores confirmaron esta tendencia no sólo en los valores de plnen manzana sino

también en papas y zanahorias. Además reportaron que, durante la remoción de

humedad hasta s 2 kg de agua / kg masa seca, la densidad sólido-líquido no

variaba significativamente con el tiempo y sólo aumentaba en los últimos

estadios del secado. En consecuencia estos autores detemiinaron que la 8 de

tejidos de estas frutas y vegetales se incrementaba ligeramente al comienzo del

secado y luego mucho más rápido en los últimos estadios del secado. Dicho

desarrollo de la porosidad fue atribuido a la mayor viscosidad de la matriz del

tejido a medida que transcurría el proceso de secado y a la correspondiente

ausencia de colapso. Este comportamiento ha sido reportado también por otros

autores en tejidos vegetales (Lozano y col., 1983; Rotstein, 1986).

La determinación independiente de la densidad aparente de la muestra y la

densidad sólido-líquido en este trabajo ha permitido evidenciar un

comportamiento no lineal del tejido de manzana durante el tratamiento osmótico

en soluciones acuosas de glucosa o sacarosa de aw0,97.

74

4.1.2 Caracterización micro y ultraestructural

El comportamiento macroestructural descripto en el ítem anterior no es

sencillo de explicar.

Cuando Salvatori y Alzamora (2000) realizaron estudios microscópicos

del tejido de manzana durante la deshidratación e impregnación con glucosa

observaron que las paredes celulares se deformaban permaneciendo unidas al

plasmalema durante el encogimíento causado por la pérdida de agua de las

células. Pero luego de 200 min de ósmosis, se volvía a observar el arreglo

original de las células e incluso las mismas se mostraban más redondeadas que

las frescas. Las paredes celulares recuperaban su forma inicial más redondeada y

los espacios intercelulares se mostraban más parecidos a los del tejido sin

tratamiento. Las autoras encontraron también que la permeabilidad de la

membrana era un factor importante en el proceso, porque este comportamiento

no era observado cuando las muestras habían sido previamente escaldadas. El

colapso inicial del tejido y la recuperación posterior de la forma celular y de los

espacios intercelulares podn'an explicar, al menos parcialmente, las fluctuaciones

de los valores de la densidad aparente y de la porosidad de la muestra durante la

ósmosis.

Otros autores también observaron la recuperación de las células de tejidos

de frutas, pero sólo a muy largos periodos de tiempo, cuando el equilibrio

composicional entre la solución concentrada y la fruta ya había sido alcanzado

(Barat y col., 1998). Esta recuperación fue atribuida al flujo de la solución

osmótica hacia el interior del tejido debido a la relajación de la energía mecánica

acumulada en la estructura celular encogida y defonnada.

Para entender mejor este comportamiento, se realizaron estudios

microscópicos del tejido de manzana durante el proceso osmótico y se

observaron sus cambios microestructurales y ultraestructurales, los que se

presentan en la Láminas 4.1-l para la manzana fresca, en las Láminas 4.1-II y

4.1-Ill para la impregnación con glucosa y en la Lámina 4.1-IV para la

impregnación con sacarosa respectivamente.

75

Lámina 4.1-]: Caracteres estructurales del tejido parenquimático de manzanafresca en cone transversal. A: fotomicrografías en MO; B: fotomicrograflas enESEM.ei: espacio intercelular; v: vacuola

76

Lámina 4.1-ll: Caracteres estructurales del tejido parenquimático de manzana adiferentes tiempos de impregnación en la solución acuosa de glucosa 22,1 % p/pa 30 °C. Fotomicrografias en ESEM. A, fi'uta fresca; B-E, muestras sometidas adiferentes tiempos de impregnación: B, 25 min; C, 50 min; D, 125 min; E, 200mm.

78

200 mín"!Í,“

t

Lámina 4.1-III: Caracteres estructurales del tejido parenquirnátíco de manzana adiferentes tiempos de impregnación en solución acuosa de glucosa 22,1 % p/p a30 °C. A,C,E: fotomicrografias en MO; B,D,F: fotomicrografias en ESEM. A-B,fruta fresca; C-F: muestras sometidas a diferentes tiempos de impregnacíón; C­D, 50 min; E-F, 200 min.ei: espacio intercelular; v: vacuola; flecha: indica plasmólísis.

80

v i?

t= 0 mm r

Lámina 4.1-IV: Caracteres estructurales del tejido parenquimático de manzana adiferentes tiempos de impregnación en solución acuosa de sacarosa 34,6 % p/p a30 °C. A,C,E,G,I,K: fotomicrografias en MO; B,D,F,H,J,L: fotomicrografias enESEM. A-B, fi'uta fresca; C-L: muestras sometidas a diferentes tiempos deimpregnacíón; C-D, 25 min; E-F, 50 min; G-H, 125 min; I-J, 175 min; K-L, 250mm.ei: espacio intercelular; v: vacuola; flecha: indica plasmólisis.

82

Accv SpotMaqn net WDFxp I—'0 7 TC”15 0 kV 5 0 800% GSE 8 9

ACLV r Mung Du! WD Exp .L—Í 100urr.1-50 kV 0 ¡MSX (¡SF 6 9 3 7 TA)”3 7 Tn”

7‘

Accv 3pmMugn L'IulWD ¡pr +——l I00um¡sou/50 4m» csr 135 0 37Ton

>. ' K Ih -' V _ F ‘‘ I t“ 17)mm

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"/ ‘ / A H t: 2'0 min

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¡Übx (¡sr 'J U 0 I' lu”¡n V A, 3 .

>=V t­

100m \v . fi

Resultados y Discusión

En la Lámina 4.1-] se muestran las observaciones realizadas en el tejido

de manzana fresca, tanto con el microscopio electrónico de barrido ambiental

(ESEM) como con el microscopio óptico (MO). El tejido celular presentó

espacios intercelulares conspicuos y las células aparecían turgentes con una

estructura de la pared celular consistente. Las paredes celulares y la larninilla

media se observaron como una única región electrónicamente densa,

intensamente teñida con azul de toluidina. En algunas áreas pudo distinguirse la

laminilla media bien definida cementando células vecinas. Las células

presentaron una forma más o menos regular, siendo en general isodiamétn'cas. La

distribución de células y espacios intercelulares en el tejido fresco presentó un

patrón no homogéneo y anisotrópico. La vacuola central ocupaba la mayor parte

del volumen celular y el protoplasma aparecía como una línea delgada entre el

plasmalema y el tonoplasto.

La Lámina 4.1-II muestra las modificaciones ultraestmcturales del tejido

de manzana durante la inmersión en la solución acuosa 22,1 % p/p de glucosa,

observadas en ESEM. Las muestras tratadas durante 25 y 50 min mostraron un

colapso general del tejido y plegamiento de las paredes celulares (Lámina 4.1­

II: B, C). También se observó una importante reducción de los espacios

intercelulares, fenómeno que podn'a contribuir a la disminución de la porosidad y

al incremento del contacto célula-célula. A los 125 min de inmersión, las células

parecieron recuperar parcialmente su forma (Lámina 4.1-Il: D). Finalmente, a

los 200 minutos de tratamiento, el arreglo del tejido fue más similar al que

presentaba el tejido fresco (control). Las células se mostraban túrgidas y más

redondeadas que el control, ocurriendo también un incremento en el tamaño de

los espacios intercelulares (Lámina 4.1-lI: E).

La Lámina 4.1-Ill compara las imágenes obtenidas con MO y las

obtenidas con ESEM para tejidos de manzana impregnados con glucosa. A pesar

de los posibles artefactos técnicos que podrían ser introducidos durante la

preparación del espécimen para MO, ambos tipos de observaciones son

coincidentes. Luego de los 50 minutos de deshidratación osmótica en la solución

de glucosa, la estructura celular apareció claramente afectada por la plasmólisis

85

Resultados _vDiscusión

(Lámina 4.1-Ill: C).

Como se observa también en ESEM, hubo un encogimiento del tejido, una

reducción de los espacios intercelulares y plegamiento de las paredes. En algunas

células se notó ruptura de las membranas celulares. A los 200 minutos, las

células recuperaron turgencia y se redondearon (Lámina 4.1-Ill: F). El

plasmalema aparecía íntegro en muchas de las células, aunque se mantenía la

plasmólisis (Lámina 4.1-III: E). Las paredes celulares aparecieron enteras pero

con menor densidad de tinción y se incrementaron los espacios íntercelulares.

La Lámina 4.1-IV muestra las modificaciones ultraesu'ucturales del tejido

de manzana durante la inmersión en la solución acuosa de sacarosa 34,6 % p/p,

observadas en MO y en ESEM. El tejido presentó un comportamiento muy

similar al presentado durante la impregnación con glucosa. A los 50 min y a los

175 min de tratamiento, el tejido mostró un encogimiento importante, mientras

que a los 125 min y 250 min hubo una recuperación de los espacios intercelulares

y las células mostraron una forma más redondeada.

4.1.3 Integración de resultados

La evolución de los valores de pm y de 8 podría correlacionarse

claramente con las observaciones microscópicas. La conducta de estos

parámetros puede explicarse considerando las alteraciones estructurales

asociadas al proceso osmótico.

Durante la impregnación con glucosa, la densidad aparente de la muestra

mostró un máximo, aproximadamente a los 50 min de tratamiento (y en

consecuencia el valor de la- porosidad presentó un mínimo). En las

microfotografias correspondientes a dicho tiempo de inmersión, se observa que

las muestras sufrieron un colapso celular significativo y una reducción de los

espacios íntercelulares. A partir de este tiempo los cambios en la Ppe, la Pa y el

AV fueron menos pronunciados, siendo más importante la ganancia de sólidos

que provocó una leve disminución de la densidad aparente. Simultáneamente,

como se observa en ESEM a los 125 y 200 min (Lámina II: D,E) y en MO a los

86

200 min (Lámina lll: E), la forma irregular de las células altamente encogidas fue

cambiando hacia una forma más esférica. Hubo también un desarrollo de los

espacios intercelulares en concordancia con una mayor porosidad. En el caso de

la impregnación con sacarosa, los tejidos exhibieron un comportamiento similar.

La pm y la 8 durante la deshidratación osmótica en solución de sacarosa

mostraron valores máximos y minimos respectivamente a los 50 y 175 min de

tratamiento. Estos cambios macroestructurales se reflejaron también en las

microfotografías (Lámina IV: E,F,I,J).

Una interpretación posible para el comportamiento del tejido es considerar

que el proceso osmótico es un proceso de difusión de multicomponentes a través

de un medio poroso, en el cual cada especie tiene una fuerza impulsora que es

contrarrestada por fricciones debido a su movimiento relativo al medio

(Keurentjes y col., 1992). El agua fue transferida inicialmente a altas velocidades

hacia la solución osmótica. El importante flujo de agua saliendo de la célula y la

gran resistencia ofrecida por el tejido se opondrían a la penetración del soluto.

Pero cuando una suficiente cantidad de glucosa o sacarosa fueron incorporadas al

tejido, el flujo de agua se invirtió hacia el interior del mismo. A nivel celular,

cuando la célula acumuló más soluto, absorbió agua y se incrementó su turgor.

Por otra parte, la significativa recuperación del arreglo tridimensional del

tejido de manzana podría atribuirse a las caracteristicas reológicas de los tejidos

de frutas. Es bien conocido que las paredes celulares presentan un

comportamiento del tipo sólido viscoelástico, esto es, su tamaño y su forma son

restablecidas en mayor o menor grado cuando se remueve la fuerza aplicada en

una forma dependiente del tiempo (Pitt, 1992). Por ejemplo, a cortos tiempos del

proceso osmótico en una solución de glucosa o de sacarosa, la rápida pérdida de

agua resultó en una disminución del volumen celular inicialmente turgente y en

plegamiento y deformación de las paredes celulares. La deformación del lumen

celular y el encogimiento del tejido podn’an también provocar un cambio en el

volumen de la fase gaseosa causando una modificación de los espacios

intercelulares. A medida que el proceso osmótico avanza, se produciría una

relajación lenta del estrés de las paredes celulares y la forma de la células se

87

volvería más esférica, reduciéndose el exceso de energía libre asociado a la

matn'z comprimida. La relajación estructural de los tejidos de frutas y vegetales

ha sido también argumentada por Barat y col. (1998) para explicar la ganancia de

masa observada para tiempos grandes de inmersión de cilindros de manzana en

soluciones de sacarosa y en productos tales como duraznos enlatados en jarabe

estudiados por otros autores (Hughes y col., 1958; Adambounou y col., 1983).

Los mismos encontraron un periodo de encogimiento inicial a cortos tiempos de

tratamiento osmótico seguido de un periodo de hinchamiento para largos tiempos

de ósmosis. Aunque el equilibrio composicional había sido alcanzado por todos

los componentes antes del periodo de hinchamiento, el flujo de solución

osmótica hacia el tejido de fruto continuó ocurriendo debido a la relajación de la

energía mecánica acumulada en la estructura celular encogida deformada. Sin

embargo, estos autores no estudiaron el comportamiento estructural de las frutas

para periodos cortos de ósmosis.

Otro punto a tener en cuenta es el rol que las células vivas podrían tener

en la recuperación de la estructura. La estabilidad u homeostasis de la

composición y el volumen de los fluidos es esencial para la supervivencia de las

plantas. En particular, el balance de agua es mantenido por osmorregulación a

pesar de las grandes variaciones de incorporación y pérdida de agua que ocurren

bajo circunstancias normales. Cuando una célula vegetal se coloca en una

solución concentrada de azúcares o sal, el agua sale de la célula hasta que se

pierde el turgor y el protoplasto plasmolizado se aleja de la pared celular. Al

mismo tiempo, los solutos celulares que no pueden ser rápidamente

metabolizados se concentran progresivamente. Ambos fenómenos disminuyen el

potencial del agua de la célula. Cuando la concentración de solutos en la célula

no turgente es mayor que en el medio osmótico, el potencial del agua fuera de la

célula será mayor que el potencial del agua dentro de la célula y el agua ingresa a

la célula desde el exterior restaurando la presión de turgor y el protoplasto se

expande (Bray y col., 2000). Por lo tanto, este mecanismo homeostátíco podn'a

ser el responsable de la recuperación de las células. Pero el mantenimiento de la

homeostasis requiere de membranas funcionales (Staehelin y Newcomb, 2000).

88

Nieto y col. (2001 b) monitorearon la viabilidad de células de tejido de manzana

cuando se utilizó una solución de glucosa como agente osmótico en similares

condiciones operativas que las de este trabajo. La viabilidad de las células fue

ensayada por su habilidad de acumular fluoresceína debido a la ruptura

enzimática del diacetato de fluoresceina. Las células muertas no pueden romper

el éster y por lo tanto no fluorescen, indicando pérdida de r 4 ‘ "un ¡r'm

y de funcionalidad de la membrana. Estos autores encontraron que la

fluorescencia dísminuía desde los 0 a los 50 min de tratamiento osmótico,

indicando una reducción de la fracción de células viables. A los 75 min de

tratamiento, no se detectó más fluorescencia. Por lo tanto, si bien en las células

con plasmólisis en general se observaron membranas aparentemente íntegras, la

fimcionalidad de las membranas se había perdido. El grado al cual las células

fueron plasmolizadas podría ser letal (Bray y col., 2000). Las células no viables

continuan'an deshidratándose hasta llegar a equilibrio con la solución externa (es

decir, el potencial de agua en la célula sería igual al potencial de agua en la

solución). Acorde con lo expuesto, la osmoregulación no podria explicar la

recuperación de la forma celular excepto al comienzo del proceso osmótico.

4.2 Isotermas de sorción de manzana fresca y de manzanassometidas a pretratamientos de impregnación con glucosa

4.2.1 Aspecto general de las isotermas de sorción

El comportamiento típico de la manzana respecto de sus características de

adsorción y desorción se muestra en la Figura 4.2-1, en la que se representó el

contenido de humedad de equilibrio promedio en base seca, r_n_,en función de la

actividad de agua, aw, a 30 °C para el tejido sin pretratamientos.

Las isotermas mostraron las características de alimentos con altos

contenidos de azúcares solubles. A bajas actividades de agua, a medida

actividades de agua, a medida que se incrementa la aw, los productos sorben

89

90

3,0 2,5 2,0 1,5 1,0 0,5 0,0

ïiï(gagua/gms)0,0

0,10,2I 0,30,40,50,60,70,80,91,0

aw

Figura4.2-1Isotermasdesorcióndemanzanaa30°C.

(Q:adsorción;(El):deserción.

Resultados y Díscusíonr

pequeñas cantidades de agua y a valores de aw mayores de 0,8, el contenido de

humedad se incrementa bruscamente.

Un comportamiento similar fue observado por otros investigadores en

pasa de uva, grosella, higo, ciruela y damasco (Tsami y col., 1990); guava,

mango y ananá (Hubinguer y col., 1992); fi'utilla (Vidales y col., 1995); uva

(Vázquez y col, 1999) y en otras frutas (Iglesias y Chiiife, 1982; Maroulis y col,

1988)

A bajas actividades de agua la sorción es un fenómeno superficial que se

debe fundamentalmente a la presencia de los sitios activos de los polímeros

presentes en la fruta (polisacán'dos, pectinas y proteínas), mientras que a altas

actividades de agua el incremento de la sorción es debido a la disolución de los

azúcares (Hubinguer y col., 1992).

En la Figura 4.2-2 se observan también las isoterrnas de adsorción y

desorción a 25 °C de manzanas escaldadas, reportadas por López-Malo y col.

(1997). Las isotermas obtenidas por estos autores son muy similares a las

determinadas en este trabajo y la diferencia observada para valores de aw

mayores que 0,8 podn'a deberse a la ligera diferencia de temperatura y a la

concentración de monosacáridos presentes en la fruta. Los autores informaron un

contenido de azúcares reductores, expresados como porcentaje en base seca,

cercano al 50% mientras que en nuestro caso fue cercano al 67 %, y como fue

mencionado anteriormente, esta región de la isoterma se ve influenciada por la

disolución de los azúcares.

La Figura 4.2-3 y la Figura 4.2-4 muestran las isotennas de adsorción y

de desorción respectivamente de las manzanas sometidas a tratamientos de

impregnación en soluciones acuosas de glucosa de diferente concentración, según

lo indicado en el ítem 3.2, comparadas con el control (manzanas fi'escas). Al

finalizar el tratamiento, las muestras que fueron inmersas en solución acuosa de

glucosa 22,1 % p/p a presión atmosférica presentaron un contenido de sólidos

solubles igual a 22,7 °Brix; las muestras que fueron inmersas en solución acuosa

de glucosa 39,5 % p/p a presión atmosférica presentaron un contenido de sólidos

solubles igual a 36,6 °Brix y las muestras que fueron inrnersas en solución

91

I E

(gagua/gms)

0,0u

Figura4.2-2Isotermasdesorcióndemanzana.

(O):adsorcióna30°C(estetrabajo);(El):desorcióna30°C(estetrabajo);(0):adsorcióna25°C(López—Malo

ycol.,1997);(O):desorcióna25°C(López-Maloycol.,1997).

Resultados y D'

92

rIscusion

ín-(gagua/gms)

4,0— 3,5— 3,0­ 2,5­ 2,0H 1,5— 1,0« 0,5— 0,0"'wm

0,00,10,20,30,40,50,60,70,80,91,0

aw

Figura4.2-3Efectodelainmersiónensolucionesdeglucosaenlasisotermasdeadsorcióndemanzanaa30°C.

(a):control;(EJ):inmersaensoluciónacuosa22,1%p/pdeglucosa(presiónatmosférica);(A):inmersaensoluciónacuosa

39,5%p/pdeglucosa(presiónatmosférica).(X):inmersaensoluciónacuosa59,0%p/pdeglucosa(pulsodevacío).

Resultados v D’riscusion

94

En(gagua/gms)

4,0­ 3,5­ 3,0— 0,5—

0,00,10,20,3

Figura4.2-4Efectodelainmersiónensolucionesdeglucosaenlasisotermasdedesorcióndemanzanaa30°C.

(I):control;(0):inmersaensoluciónacuosa22,1%p/pdeglucosa(presiónatmosférica);(A):inmersaensoluciónacuosa

39,5%p/pdeglucosa(presiónatmosférica);(x):inmersaensoluciónacuosa59,0%p/pdeglucosa(pulsodevacío).

Resultados v Discusíonr

Resultados y Discusión

acuosa de glucosa 59,0 % p/p con aplicación de pulso de vacío presentaron un

contenido de sólidos solubles igual a 30 °Bn'x.

Se observa que, aunque las muestras tenían diferentes concentraciones de

sólidos solubles, presentaron igual comportamiento de sorción que la muestra

control, excepto a muy altas aw. Para valores de aw mayores a 0,84, las frutas

impregnadas sorbieron mayor humedad debido a la disolución de los azúcares,

tendiendo los contenidos de humedad de equilibrio de desorción a ser mayores a

mayor concentración de azúcares.

Este mismo comportamiento fue reportado por López-Malo y col. (1997)

al comparar las isotermas de adsorción y de desorción de manzana escaldada

(con un contenido de sólidos solubles de 12,5 °Bríx y un contenido de amícares

reductores del 50 % p/p en base seca) y las muestras osmotizadas en solución de

sacarosa y estabilizadas en un contenido de sólidos solubles de 25,2 °Bríx y un

contenido de azúcares reductores del 64 % p/p en base seca (Figura 4.2-5).

Belarbi y col. (2000) estudiaron las caracteristicas de desorción de ll

variedades de dátiles (contenido de azúcares totales s 70-90 % p/p en base seca)

y reportaron que cuando la aw fue mayor a 0,5, el contenido de humedad de

equilibrio se incrementó dramáticamente, auibuyendo este comportamiento a la

presencia de azúcares amorfos.

Otros autores (Maroulis y col, 1988), analizando el comportamiento

sorcional de pasas de uva, higos, ciruelas y damascos, encontraron que, en

coincidencia con la concentración de azúcares, las pasas adsorbieron la mayor

cantidad de humedad, seguidas por los higos, las ciruelas y los damascos. Sin

embargo, los datos de composición no fueron determinados por dichos autores en

la misma materia prima que usaron para determinar las isotermas sino que fueron

obtenidos de la bibliografia.

Es interesante comparar los resultados obtenidos en este trabajo con los

informados por Tsami y col. (1990) en el estudio de las isotermas de adsorción

de frutas deshidratadas, tales como pasas de uva, higos, ciruelas y damascos, y

los obtenidos por Vidales y col. (1995) en frutillas.

95

Resultados y Discusión

a)

E(gagua/ng)

“Nu. L

OEl

b)

¡Í(gagua/gms)

3,5 7

3,0 —

0,5 - 9

0,0 .2 .2 ¡e 9 9 90,0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 0,7 0,8 0,9 1,0

“w

Figura 4.2-5 Isotermas de sorción de manzana reportadas por López —Maloy 001.,(1997). a) adsorción, b) desorción. (o, o) manzana escaldada; ( n ,u )manzana

impregnada en solución acuosa de sacarosa 37,5 % p/p.

96

En la Tabla 4.2-1 se muestran los contenidos de azúcares de las frutas

mencionadas informados por los distintos autores.

Tabla 4.2-1 Contenido de azúcares totales de distintas frutas

Azúcares Referencia%p/p, base

seca

Pasas de uva 82,3 Tsami y col (1990)

Grosellas 79,5 Tsami y col (1990)

Higos 75,2 Tsami y col (1990)

Ciruelas 54,5 Tsami y col (1990)

Damascos 50,9 Tsami y col (1990)

Frutillas 56.2 Vidales y col. (1995)

Manzanas 87 este trabajo

En la Figura 4.2-6 se comparan la isoterma de adsorción de manzana

fi'esca obtenida en este trabajo con las isoterrnas de pasas de uva, grosellas, higos,

ciruelas y damascos obtenidas por Tsarni y col. (1990) y las de frutillas obtenidas

por Vidales y col. (1995). Las isoterrnas de todas las frutas analizadas tienen la

misma forma, hecho que no es sorprendente considerando la alta concentración

de azúcares de estas materias primas.

Observando el contenido de azúcares de cada fi'uta en la Tabla 4.2-1, se

puede explicar que, a altos valores de aw, la humedad de equilibrio sea mayor

para pasas de uva y manzanas que para higos y grosellas ya que contienen mayor

porcentaje de azúcares. Además, seria de esperar que fi'utillas, ciruelas y

damascos presentaran, para un cierto valor de‘ aw, un menor contenido de

humedad de equilibrio que pasas de uva y manzanas. Pero las ciruelas

presentaron un contenido de humedad de equilibrio similar a la de los higos y las

grosellas, fi-utasambas con mayor contenido de azúcares.

Desafortunadamente, Tsarni y col. (1990) informaron solamente el contenido

total de azúcares y no el contenido de monosacáridos, que tienen mayor

capacidad para reducir la aw. Debe tenerse en cuenta que los azúcares exhiben

97

98

1,2_ 0,4—

0,0

ls(gagua/gms)

,

y“,,.

¡z!1

IlílIw‘l0,50,60,70,80,91,0

aw

Figura4.2-6Isotermasdeadsorcióndemanzanafrescayotrasfrutascondiferentecontenidodeazúcaresa30°C.

(O):manzanafresca-estetrabajo;(A):pasadeuva,(X):higo,(El):ciruela,(O):grosellay(4‘):damasco-Tsamiycol.,1990;

(O):fi‘utillafresca—Vídalesycol.,(1995)

Resultados y D‘rscusionr

distintas propiedades de porción de agua (por ejemplo, la glucosa sorbe mayor

cantidad de agua que la sacarosa) debido a diferencias en la disponibilidad de

sitios de unión y en las energías de unión de las diferentes estructuras. Así

distintos perfiles de azúcares originarán diferentes respuestas de sorción.

En otro estudio, Hubinger y col (1992) analizaron las propiedades de

adsorción de guava, mango y ananá. A altos valores de aw, guava, con un 34 %

de azúcares en base seca, adsorbió la menor cantidad de humedad, mientras que

las isoterrnas para mango y ananá fueron prácticamente coincidentes, a pesar de

la diferencia en sus contenidos de azúcares (71 % y 63 % en base seca).

4.2.2 Modelado matemático de las isoterrnas

Los datos experimentales de las isotennas de adsorción y de desorción

fueron ajustados según la ecuación de Brunauer-Emmet-Teller (Brunauer y col.,

1938) y la ecuación de Guggenheim-Anderson-de Boer (van den Berg y Bruin,

1985).

La ecuación de Bnmauer-Emmet-Teller (BET), que relaciona el contenido

de humedad de equilibrio (m) con la actividad de agua de la muestra (aw), tiene la

siguiente expresión:

m,“B CB aw

m = (1-aw) [1+(CB - l)aw](4.2.1)

donde:m m” es el contenido de humedad de monocapa (g agua/ g ms)C B es una constante de energía relacionada a la diferencia entre el potencialquímico del agua en estado líquido y el del agua adsorbida en la primera capa

La ecuación de Guggenheim-Anderson-de Boer (GAB) puede expresarse

0011102

m_ m2 CGKaw(l-Kaw) [1+(CB—1)Kaw]

(4.2.2)

99

Rcsultados y Discusión

donde:m mGes el contenido de humedad de monocapa (g agua/g ms)CG es una constante de energía relacionada a la diferencia de potencial químico

del agua entre la adsorción monocapa y multicapaK : es una constante de energía relacionada a la diferencia de potencial químico

entre el agua líquida pura y la adsorbida en multicapa.

Los parámetros de las isoterrnas de BET y de GAB fueron obtenidos por

análisis de regresión no lineal, utilizando el método de estimación de Marquardt,

empleando un software estadístico Statgraphics Plus for Windows 3.0 (Statistical

Graphics Corp).

La bondad del ajuste se verificó mediante la realización de un análisis de

varianza (ANOVA) y se informa el coeficiente de determinación (12).

Para determinar la existencia de diferencias significativas de los datos

predichos entre dos curvas estimadas se realizó test estadístico basado en el

análisis de varianza de cuyo resultado se comparó con el parámetro F de Fisher

para un nivel de confianza del 95 % (Sokal y Rolf, 1969).

En las Tabla 4.2-2 y 4.2-3 se muestran los parámetros estimados con sus

respectivos intervalos de confianza y los coeficientes de regresión obtenidos

mediante la aplicación del modelo de BET a las isoterrnas de adsorción y de

desorción para la manzana control y las sometidas a diferentes pretratamientos

con glucosa. En las Tablas 4.2-4 y 4.2-5 se muestran los parámetros estimados

con sus respectivos intervalos de confianza y los coeficientes de regresión

obtenidos mediante la aplicación del modelo de GAB.

En concordancia con lo reportado por varios autores que compararon las

constantes de GAB y BET, los valores de monocapa predichos por el modelo de

GAB son ligeramente mayores a los predichos por el modelo de BET, mientras

que los valores de la constante de energía CGdel modelo GAB son menores a los

de la constantes CBdel modelo BET (Timmerman y col., 2001).

Los valores de la constante K fueron altos, coincidiendo con una subida

pronunciada de la isoterma a altos valores de aw. Además, fueron cercanos a l,

implicando que en este caso la ecuación de GAB coincidiría con la ecuación de

BET. De ambos modelos, la ecuación GAB resultó en un mejor ajuste que la

100

101

Tabla4.2-2ParámetrosdelaEcuacióndeBETobtenidosporregresiónnolinealaplicadaenelintervalo:

0,113SawS0,422paraisotermasdeadsorcióndemanzanasfrescaseimpregnadasensolucionesacuosasdeglucosa.

mmBiICCBiIC(maga/gms)

control0,09:t5.10'23i2MUESTRA inmersiónensoluciónacuosadeglucosa aw=0,97(presiónatmosférica)aw=0,93(presiónatmosférica)0,07:l:1.10'24i2 aw=o,34(pulsodevacío)_0,03i5.10'23:l:1 IC:Intervalodeconfianzaparaunaprobabilidaddel95%

O,10:l:510'24:t1

7 0,97 0,98 0,89 0,93

Tabla4.2-3ParámetrosdelaEcuacióndeBETobtenidosporregresiónnolinealaplicadaenelintervalo:

0,113saws0,422paraisoterrnasdedesorcióndemanzanasfrescaseimpregnadasensolucionesacuosasdeglucosa.

MUESTRAmmBiICCad:IC

r2

(gaguilgms)O,lOá:5.10'312

control inmersiónensoluciónacuosadeglucosa aw=0,97(presiónatmosférica)aw=o,93(presiónatmosférica)0,03:t5.10'24:l:2 aw=0,84(pulsodevacío)_0,08:l:6.10'23:tl IC:Intervalodeconfianzaparaunaprobabilidaddel95%

0,08i610’2su

0,98 0,92 0,88 0,97

102

Tabla4.2-4ParámetrosdelaEcuacióndeGABobtenidosporregresiónnolinealaplicadaenelintervalo:

0,113SawS0,973paraisotermasdeadsorcióndemanzanasfrescaseimpregnadasensolucionesacuosasdeglucosa.

MUESTRAmmoztICCGiICKiIC

(gams

1’

control0,116i5.10'1,8:i:0,60,988:t1.10'3 inmersiónensoluciónacuosadeglucosaaw=0,97(presiónatmosférica)0,118i510'32i10,993a:1.10'3 aw=0,93(presiónatmosférica)0,123a:1.10'31,3:t0,60,989:l:1.10'3 aw=0,84(pulsodevacio)0,117:14.10"1,9i0,50,999i1.10'3IC:Intervalodeconfianzaparaunaprobabilidaddel95%

0,9998 0,9997 0,99920,99995

Tabla4.2-5ParámetrosdelaEcuacióndeGABobtenidosporregresiónnolinealaplicadaenelintervalo:

0,113saws0,973paraisotermasdedesorcióndemanzanasfrescaseimpregnadasensolucionesacuosasdeglucosa.

MUESTRAmmGiICCGiICKiIC

r2

M,099i1.10‘43:20,993i3.10'3

control0 inmersiónensoluciónacuosadeglucosaaw=0,97(presiónatmosférica)0,103i110'33i20,995i1.10'3 aw=0,93(presiónatmosférica)0,113i2.10'31,7a:0,80,996i1.10'3 aw=0,84(pulsodevacío)0,119i4.10"31,6i0,40,992:l:1.10'3IC:Intervalodeconfianzaparaunaprobïilidaddel95%

0,9980,9997 0,9992

0,99995

Resultados y Discusión

Resultados y Discusión

ecuación BET a los datos, siendo los valores de r2 siempre mayores a 0,99. El

menor ajuste de la ecuación BET a los datos podría explicarse en base a la menor

cantidad y mayor dispersión de los datos experimentales en el rango de aw 0 —

0,50. En adición a esto, Timmerman y col. (2001) demostraron que los valores de

la ecuación de GAB representan mejor la realidad fisica, ya que sus constantes

son parámetros representativos de la adsorción multicapa y permiten representar

las isotermas en el rango de interés práctico en alimentos (i.e., 0,10 —0,90). En

sintonía con este concepto, el grupo del Proyecto Europeo COST 90 sobre

Propiedades Físicas de Alimentos ha recomendado la ecuación de GAB como la

ecuación fundamental para la caracterización de las propiedades de sorción en

alimentos (Wolf y col.J1985).

Teniendo en cuenta estas consideraciones, se decidió seleccionar la

ecuación de GAB para representar las isotermas de las manzanas. La Figura 4.2­

7 compara las isotermas experimentales de adsorción y de desorción obtenidas

para las manzanas control previamente impregnadas a presión atmosférica en

soluciones acuosas de glucosa de 22,1 % p/p (aw = 0,97) y de 39,5 % p/p (aw =

0,93) y para manzanas impregnadas con pulso de vacío en una solución acuosa

de glucosa de 59,0 % p/p (aW= 0,84) con las isotermas respectivas predichas por

la ecuación de GAB. Se observa el buen ajuste de la ecuación a los datos

experimentales.

Tal como se observa en la Tabla 4.2-6, los valores de humedad de

monocapa de la manzana fresca y de la manzana sometida a los distintos

pretratamientos encontrados en este trabajo están en el rango de los valores de

monocapa reportados en la bibliografia para distintas frutas. Asimismo, en la

mencionada tabla puede observarse que en general el valor de la constante K de

las distintas frutas estudiadas es similar a l.

A la temperatura de ensayo, no se observó en este trabajo el fenómeno de

histéresis, ni en la manzana control ni en las tratadas con glucosa. Se realizó

además un test estadístico basado en el análisis de varianza para identificar un

posible fenómeno de histéresis adsorción-desorción a 30° C. En ningún caso

existieron diferencias significativas entre las ramas de adsorción y de desorción.

103

Resultados y Discusión

a)

3,5 Jr

P:a ll F0,0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 0,7 0,8 0,9 1,0

b)

¡­V lv l l | I l l | l l

0,0 0, l 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 0,7 0,8 0,9 1,0

Figura 4.2-7 Isotermas de sorcíón de manzana fresca e impregnadas ensoluciones acuosas de glucosa a 30°C. a) manzana fresca, b) impregnada en

solución acuosa de glucosa 22,1 % p/p a presión atmosférica(O): adsorción, D): desorción; (-): adsorción predicha por ecuación de GAB;

(—-):desorción predicha por ecuación de GAB.

Resultados y Discusión

c)

d)

0,1

4,0a

3,5 -­

3,0 -­

Í“

Figura 4.2-7 Continuación Isotermas de sorción de manzana fresca eimpregnadas en soluciones acuosas de glucosa a 30°C. c) impregnada en soluciónacuosa de glucosa 39,5 % p/p (presión atmosférica), d) impregnada en solución

acuosa de glucosa 59,0 % p/p (pulso de vacío)‘(O): adsorción, CJ): desorción; (-—):adsorción predicha por ecuación de GAB;

(—-):deserción predicha por ecuación de GAB.

105

López-Malo y col. (1997) detectaron a 25 °C el fenómeno sólo en las isotermas

de las muestras de manzanas osmotjzadas.

Tabla 4.2-6 Valores de humedad de monocapa reportados en la bibliografia paravarias fijutas

Alimento m... T K Ecuación Referencia(E100 g ms) (°C)

pulpa de ananá 10,80 45 BET Iglesias y Chirife,liofilizado 1976

pulpa de ananá 7,27 25 0,98 GAB Vega-Mercado yliofilizado Barbosa-Cánovas,

1993.

manzana escaldada 7,55 25 1,03 GAB López-Malo y col.,(adsorción) 1997

manzana osmotizada 14,0 25 0,99 GAB López-Malo y 001,,(adsorción) l 997pasas de uva Sultana 7,7 25 1,09 GAB Saravacos y col.,

1986

M de uva Sultana 12,5 30 0,963 GAB Maroulisy col., 1988hi os 11,7 15-60 GAB Maroulis y col., 1988ciruelas 13,3 15-60 GAB Maroulis y col., 1988damascos 15,1 15-60 GAB Maroulis y col, 1988"fruta seca" 12,4 15-60 GAB Maroulis y col., 1988promediodátiles 6,7 - 10,5 25 s l GAB Belarbi y col., 2000(varias variedades)tomate 6,6 25 0,83 GAB Timerman y 001.,

2001

Similar comportamiento observaron Vázquez y col. (1999), quienes no

registraron fenómeno de histéresis en las isotermas de uva (var. Aledo) a 35 °C.

Por el contrario, Tsami y col (1990) encontraron que, para todas las frutas

analizadas y para temperaturas entre 15°C y 30°C, 1a histéresis fue significativa

para aw< O,5-0,6, mientras que dicho fenómeno no ocurrió a temperaturas y aw

mayores. No obstante, ellos aclararon que el fenómeno de histéresis es

notoriamente dificil de medir debido al gran número de factores que lo afectan,

tales como la temperatura, la composición, el tiempo de almacenamiento y el

núrnero previo de ciclos de adsorción-desorción, pretratamientos, etc. Wolf y

col. (1972) también reportaron histéresis en las isotermas de manzana hasta un

valor de aw de 0,65.

Resultados y Discusión

4.3 Deshidratación en corriente de aire de manzana fresca y demanzana sometida a pretratamientos de escaldado y/oimpregnación con glucosa.

4.3.1 Aspecto general de las curvas de secado

El comportamiento tipico del tejido de manzana durante el secado se muestra

en la Figura 4.3-], en la que se representaron los datos de humedad promedio en

base seca, m (g agua/g ms), en fimción del tiempo de secado a 60 °C para una placa

de manzana fresca de 0,37 cm de espesor inicial.

En las curvas de secado no se detectó la presencia de un período inicial de

velocidad de secado constante. Esta ausencia ha sido también reportada en

numerosos vegetales y frutas. Así, Rotstein y col. (1968) no encontraron período de

velocidad de secado constante en manzanas secadas en corriente aire. Igualmente

Chirife y Cachero (1970), Vaccarezza y Chirife (1975) y Alzamora y col. (1979) no

identificaron la existencia de esta etapa durante el secado de placas de tapioca,

remolacha azucarera y palta respectivamente. Alvarez y col. (1995) no observaron

período de velocidad de secado constante en el secado en corriente de aire de fiutillas

y tampoco Mazza (1983) al estudiar la conducta de secado de zanahorias.

Para estudiar el comportamiento durante el primer período de velocidad de

secado decreciente de los alimentos es habitual graficar los datos experimentales del

contenido de hmnedad en fimción del tiempo en coordenadas semilogan'tmicas. Este

tipo de representación está basado en la solución de la segunda Ley de Fick que se

discutirá en el punto siguiente.

En la Figura 4.3-2 se representaron los datos de la Figura 4.3-1 en

coordenadas semilogan’tmicas. Se observa, para distintos rangos de humedades, una

dependencia lineal entre el log m/mo y t, caracteristica de esta etapa. La curva de

secado presenta dos pendientes diferentes durante los primeros estadios del secado,

siendo en módulo el valor de la primer pendiente menor que el valor de la segunda

pendiente. Este comportamiento podn'a deberse a la existencia de control mixto para

.107

Resultados y Discusión

ñï (g agua/g ms)

Ó .......AAAAAA4AAAAAA0,0 i | | | l 1 1 Y

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90

tiempo (min)

Figura 4.3-1 Aspecto general de la curva de secado de manzana.(TM: 60°C, L0= 0,37 cm).

.1,s7 Ooooooog.,,."

.2,0 1 I I r I n I I n

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90

tiempo (min)

Figura 4.3-2 Curva de secado de manzana en coordenadas semílogarítmicas.(Tbs= OC,L0=

108

el transporte de humedad al comienzo del secado y/o al encogimiento y a efectos

térmicos en las placas con alto contenido inicial de humedad (Suárez y Viollaz, 1991;

Rovedo y col, 1995). La presencia de dos pendientes de características similares fiie

también detectada en manzanas por Alzamora (1980).

Las porciones iniciales rectas de la Figura 4.3-2 son seguidas

aproximadamente a los 50 min de secado por una curva cóncava hacia el eje de las

abscisas, la cual representa al segundo período de velocidad de secado decreciente.

Este comportamiento fiie observado también en placas de remolacha azucarera por

Vaccarezza y col. (1974), en mango por Nieto y col. (2001) y en numerosos tejidos

de fi'utas y vegetales.

4.3.2 Reproducibilidad de las curvas y condiciones desecado

Los ensayos de reproducibilidad se muestran en la Figura 4.3-3. Se

representaron los datos de humedad promedio sobre humedad inicial en base seca en

funCióndel tiempo sobre el espesor inicial al cuadrado (m/mo vs. t/Lo2 ) obtenidos

durante el secado de placas de 0,37 cm de espesor inicial. El parámetro L02 y el

parámetro mo se introdujeron con el propósito de poder comparar muestras con

pequeñas diferencias (máxN6%) en los espesores iniciales ó en el valor de su

humedad inicial (Alzamora, 1980).

Los ensayos fueron realizados en las siguientes condiciones experimentales:

Tbs:60 °C, Tbh:26 °C y velocidad del aire: 16 m/s.

Puede observarse una buena concordancia entre ambas curvas experimentales

de secado, sobre todo teniendo en cuenta la van'abilidad biológica de la fi'uta en lo

que respecta a zona del fruto y madurez.

1,2 0,8 0,6 0,4 0,2 0,0

m/mo

*Q

Q9xvo

DAQ

_ppfiflflggohogggngqnng0100200300400500600700

t/L02(min/cmz)

V110

Figura4.3-3Reproducibilidaddelascurvasdesecadodeplacasdemanzana(Tb,=60°C).

(A)L0=0,39cm;(O)L0=0,37cm.

Resultados y Discusión

Resultados y Discusión

Es conocido el efecto de la velocidad del aire, la Tbsy la Tbhen la cinética de

secado. A fin de poder observar la sola influencia de los pretratarnientos aplicados a

las muestras en el comportamiento durante el secado, se seleccionaron las

condiciones de operación antes mencionadas y se mantuvieron constantes en todas

las experiencias realizadas en esta tesis.

4.3.3 Tratamiento matemático de los datos de secado.

4.3.3.1 Modelo

El secado de placas de tejido de manzana se realizó a alta velocidad de aire

para trabajar en condiciones de resistencia externa despreciable a la transferencia de

masa, de forma tal de tener control interno.

En estas condiciones se postula que el primer período de velocidad de secado

decreciente está controlado por la resistencia interna a la transferencia de masa

Aunque la humedad y el sólido son dos fases independientes y no constituyen una

sola fase, a los fines de una aproximación ingenieril, los efectos de las propiedades

estructurales de los alimentos y las interacciones material-solvente son usualmente

agrupados en un coeficiente de difusión efectivo empírico (Der).Este parámer se

obtiene experimentalmente por aplicación de la segunda Ley de Fick para difusión de

especies en una simple capa teniendo en cuenta la porosidad interna, e, y la

tortuosidad, 1:,de la muestra (Dc¡= D “món e / T)(Achanta y Okos, 1995).

La deshidratación de alimentos en corriente de aire es un proceso de

transporte simultáneo de masa y calor y la predicción de los cambios del contenido

de humedad involucran'a la solución de ecuaciones diferenciales acopladas.

Vaccarezza y col. (1974, 1975) mostraron que la remolacha azucarera

deshidratada en corriente de aire a una Tbsde 81 °C incrementaba rápidamente su

temperatura al comienzo del secado, tendiendo a la temperatura de bulbo seco del

aire. Alzamora y col. (1979) observaron el mismo comportamiento en el secado de

palta a 58 °C, papa a 68 °C y manzana a 71 °C, concluyendo que los vegetales y las

frutas con alto contenido de humedad inicial incrementan rápidamente al comienzo

¡lll

del tratamiento su temperatura tendiendo este valor a la Tbs del aire. Además estos

autores encontraron que la temperatura interna de los vegetales durante el secado

puede considerarse uniforme debido al bajo número de Biot para transferencia de

calor, Bi = h l/ k (donde h: coeficiente pelicular de transferencia de calor; l:

dimensión característica, para este caso, por ejemplo: semiespesor de la placa; k:

conductividad térmica del tejido), usualmente encontrado en el secado convencional

por aire de alimentos. Teniendo en cuenta lo precitado y a los fines de establecer un

modelo simplificado, fue asumido un proceso isote'rmico. Los resultados

experimentales durante la fase inicial del período de velocidad decreciente se

analizaron través de la solución de la ecuación de Fick para difusión en estado no

estacionario, sin tener en cuenta los efectos de la transferencia de calor.

Debe aclararse en este punto que este análisis de los datos no pretende

significar que el transporte de agua en el interior del alimento se realice por un

mecanismo difusivo en dicho período, sino que simplemente se utiliza la ley de Fick

como herramienta matemática para la descripción del proceso.

La ecuación de difusión en estado transiente puede expresarse:

g = V(D Vc) (4.3.1)

siendo c la concentración de la especie que difunde, en nuestro caso agua, y D el

coeficiente de difusión.

En un medio isotrópico, con coeficiente de difirsión constante y flujo

unidireccional, la expresión queda reducida a:

— = —— (4.3.2)

Con las siguientes condiciones inicial y de contorno:

OSxSL c=co t=0

.112

X=0 C=CL t>0

x=L c=cL t>0

siendo: co= concentración de agua inicialcL= concentración de agua en la superficie de la placa.L = espesor de la placa.

la solución es (Crank, 1956):

co—cL 2n+l

°° 2 2

c-cL =l_iz z (4!“ exp[_ D(2n+21)n t]cos (2n+l)7rx (43.3)rc L Ln=0

Promediando la ecuación (4.3.3) en el espacio se obtiene la concentración

medía espacial, E, en fimcíón del tiempo:

_ ao exp (4.3.4)Co -CL 1:2 o (Zn +1)2 L2n:

Para espesor L constante, la concemración de agua es proporcional a la

humedad en base seca, m, y la ecuación (4.3.4) puede expresarse como:

m; _I_ex (4.3.5)2 2 p 2

mo ‘mL 1I o (2n+1) Ln:

Para valores de E-mL/mo -mL s 0,6, esta ecuación se reduce a la

expresión lineal:

— 2m - m L 8 rr Dlog———=log——

mo -mL 1:2 2,3 L2(4.3.6)

Cuando el secado se realiza en condiciones de control intemo a la

.113

Resultados y Discusión

transferencia de masa, puede suponerse que la superficie de la placa está en

equilibrio con el ambiente y por lo tanto la humedad en la superficie, mL,es igual a la

humedad de equilibrio con la humedad relativa del aire, rne .

Los contenidos de humedad de equilibrio, me, a las temperaturas de trabajo se

despreciaron en el análisis de los datos de secado, ya que sus valores son

relativamente bajos comparados con m ó rn0en el período considerado.

Las muestras se secaron a una Tbsde 60 °C y una TH,de 26 °C; por lo tanto,

según el diagrama psicrométrico (Perry, Chilton y Kirkpatn'ck, 1963), la humedad

relativa del aire de secado empleado fue 6 %.

Teniendo en cuenta los resultados obtenidos en el item 4.2.2 y utilizando la

ecuación de GAB, para aw 0,06 la humedad de equilibrio para la muestra fresca y

para las muestra impregnada a presión atmosférica en solución acuosa de glucosa

22,1 % p/p es de 0,02 g agua/g ms; para la muestra impregnada a presión atmosférica

en solución acuosa de glucosa 39,5 % p/p y para la muestra impregnada con

aplicación de pulso de vacío la humedad de equilibrio es igual a 0,01 g agua/g ms.

Dichos valores corresponden al equilibrio a una temperatura de 30°C. Debido al

efecto témiico en los fenómenos de sorción, los valores correspondientes a la

temperatura de secado (60°C) serán todavía menores.

4.3.3.2 Análisis estadistica de los datos

El cálculo del Def se realizó mediante regresión lineal de los datos

log m/mo en función del tiempo de acuerdo a la ecuación (4.3.6), donde el

coeficiente de difirsión D se consideró como el coeficiente efectivo de difiisión de

agua Der.

En todos los casos se efectuó un análisis de varianza (ANOVA) y se calculó

el coeficiente de determinación (r2) con el objeto de evaluar la significación de la

regresión.

Los errores de los parámetros cinéticos se expresaron en base a la desviación

estándar (Sokal y Rolf, 1969).

.114

Para detenninar la existencia de diferencias significativas entre los distintos

coeficientes de difusión se realizó un análisis de covan'anza (ANCOVA) para la

igualdad de pendientes, cuyo resultado se comparó con el parámer “F” para un

nivel de confianza del 95 % (Sokal y Rolf; 1969).

4.3.4 Efectos de los pretratamientos en la cinética de secado

4.3.4.1 Efecto del escaldadoLa Figura 4.3-4 muestra las curvas de deshidratación para manzana fresca

(control) y para manzana escaldada en vapor. Se representó gráficamente el

log 6/ mo en fimción de t/Lo2 .

La curva de secado de la muestra control presentó, como ya se mencionó en el

ítem 4.3.1, dos pendientes diferentes durante los primeros estadios del secado,

observándose para valores E/ mo < 0,6 la presencia de dos zonas lineales. Las

muestras que fueron escaldadas presentaron el mismo comportamiento pero se

produjo una reducción significativa de la velocidad de secado con respecto a la

exhibida por el control en la segunda zona lineal.

El coeficiente de difusión efectivo del agua para el primer periodo de

velocidad secado decreciente fue calculado a partir de las rectas experimentales que

se muestran en la Figura 4.3-4, acorde a la Ley de Fick (ecuación 4.3.6), por análisis

de regresión lineal según lo explicado en el ítem 4.3.3.2. Los coeficientes de

regresión fiieron 0,993 y 0,996 para la primera y la segunda pendiente de la curva de

secado de manzana fresca respectivamente y 0,9990 y 0,9992 para la fiuta escaldada.

Los valores de Defobtenidos se consignan en la Tabla 4.3-]. Se informa también el

contenido de humedad en base seca y el espesor de la placa previos a la

deshidratación en corriente de aire.

.115

0,0«v-0,2—0+ -0,4— —0,6— -0,3— -1,0— -1,2— -1,4­ -l,6— '198_ lJlllll_I

00700800t/L3(min/cmz)

Figura4.3-4Efectodelescaldadoenlascurvasdesecadodemanzanaa60°C.

(El)control(Lo=0,37cm);(+)escaldadaenvaporsaturadodurante1min(Lo=0,37cm).

.116

Resultados y Dpiscusion

Resultados y Discusión

Tabla 4.3-l Contenido de humedad y espesor de las placas de manzana antes de ladeshidratación en corriente de aire y valores de DJ.

Pretratamiento L0 :t o mo :l:o D¿:t o

(cm) (g agu_a/g ms) (6702/5)centro] 0,37 i 0,01 7,95 i 0,01 1,30 x 10" i 0,03 x 10" * a

2,28 x 10" i 0,02 x 10" ** c

IDescaldado 0,37io,01 8,74:b0,01 1,40x10'5i0,02x10'5*1,75x10'5i0,01x10's ** b

o: desviación estándar * primera pendiente *"'segunda pendienteLos datos seguidos de igual letra no presentan diferencias significativas.

4.3.4.2 Efecto de la impregnación con glucosaEl efecto de la inmersión previa en soluciones acuosas de glucosa en la

remoción de humedad de las placas de manzana se observa en la Figura 4.3-5 y en la

Figura 4.3-6.

La Figura 4.3-5 muestra las curvas de deshidratación (E en función de

t/Loz) para la manzana no tratada (control); para manzanas previamente

irnpregnadas a presión atmosférica en soluciones acuosas de glucosa 22,1 % p/p (aw

= 0,97); 31,9 % p/p (aw= 0,95) y 39,5 % p/p (aw= 0,93) y para manzana impregnada

con pulso de vacío en solución acuosa 59,0 % p/p de glucosa (aw= 0,84).

Tal como se observa en el gráfico, la deshidratación e impregnación a presión

atmosférica provocó una disminución del contenido de humedad inicial de las

muestras a medida que aumentó la concentración de glucosa en la solución de

impregnación. Cuando se incrementó la concentración de glucosa de 22,1 a 39,5 %

p/p, el contenido de humedad inicial en base seca de las placas de manzana

disminuyó de 4,21 a 1,81 g agua/g ms respectivamente. En el caso de la

impregnación al vacío se obtuvo una humedad inicial de 2,60 g agua/g ms. Para la

manzana sin prenatamientos (control), el contenido de humedad fue igual a 7,95

g agua/g mS­

El comportamiento durante el secado de las muestras inmersas en diferentes

soluciones de glucosa difin'ó marcadamente del observado para la muestra control. A

medida que se incrementó la concentración de glucosa de la solución de

.117

.118

9,0 8,0 7,0 6,0 5,0 4,0 3,0 2,0 0,0

Ïtï(gagua/gms)

D

U

Omga

8 Do °o

.,Wïfiifimmw¿»ww96.

0100200300400500600700

t/L02(min/cmz)

Figura4.3-5Efectodelainmersiónensolucionesacuosasdeglucosaenlascurvasdesecadodemanzanaa60°C.

(El)control;(o)inmersaensoluciónacuosa22,1%p/pdeglucosa(presiónatmosférica);(A)inmersaensoluciónacuosa31,9%p/pdeglucosa(presiónatmosférica);(x)inmersaensoluciónacuosa39,5%p/pdeglucosa(presiónatmosférica).

(O)inmersaensoluciónacuosa59,0%p/pdeglucosa(pulsodevacío).

Resultados v Dliscusíon

7119

_2,0lJlIlIl

0100200300400500600700

t/L02(min/cmz)

Figura4.3-6Efectodelainmersiónensolucionesacuosasdeglucosaenlascurvasdesecadodemanzanaa60°C.

(El)control;(o)inmersaensoluciónacuosa22,1%p/pdeglucosa(presiónatmosférica);(A)inmersaensoluciónacuosa31,9%p/pdeglucosa(presiónatmosférica);(x)inmersaensoluciónacuosa39,5%p/pdeglucosa(presiónatmosférica);

(0)inmersaensoluciónacuosa59,0%p/pdeglucosa(pulsodevacío);(———)datospredichossegúnecuación4.3.6.

Resultados y D'I

lSCLlSlOIl

impregnación disminuyó la velocidad de secado. En la Figura 4.3-6 se representó el

log m/mo en función de t/Lo2 . Se observó también en este caso la desaparición de

la primera pendiente al comienzo del secado. Se presentaron diferencias en las curvas

de secado cuando el pretratamiento se realizó en la solución de 22,1 % p/p de glucosa

a presión atmosférica y cuando se utilizó la solución de 59,0 % p/p de glucosa con

aplicación del pulso de vacío a pesar de haberse alcanzado en ambos casos igual a“;

El coeficiente de difusión efectivo del agua se calculó a partir de las rectas

experimentales que se muestran en la Figura 4.3-6. Los coeficientes de regresión

fueron 0,998 para la muestra impregnada hasta aw= 0,97; 0,994 para la muestra

impregnada hasta aw= 0,95 y 0,997 para la muestra impregnada hasta aw= 0,93 a

presión atmosférica y 0,9993 para la muestra impregnada hasta aw= 0,97 con

aplicación de un pulso de vacío.

En la Tabla 4.3-2 se consigna el contenido de humedad en base seca y el

espesor inicial previos a la deshidratación en coniente de aire y el valor de Def.

Tabla 4.3-2 Contenido de humedad y espesor de las placas de manzana antes de ladeshidratación en corriente de aire y valores de Def.

Pretratamiento Loi o mo :bo DJ :l:o

(cm) (g aya/g ms) (cmzls)control 0,37 a: 0,01 7,95 a: 0,01 1,30 x 10" :l:0,03 x 10" * a

2,28 x 10" ¿0,02 x 10" ** b

inmersión en solución

acuosa de glucosaaw=0,97 (presiónatmosférica) 0,36 i 0,01 4,21 i 0,01 1,05 x 10" i 0,01 x 10's ca..=0,95 (presiónatmosférica) 0,36 i 0,01 3,39 i 0,01 0,81 x 10" i 0,01 x 10‘5 daw=0,93 (prsión atmosférica) 0,37 i 0,01 1,81 i 0,01 0,62 x 10" i 0,01 x 10" eaw=0,84 (pulsode vacío) 0,36 a: 0,01 2,60 i 0,01 0,61 x 10'5i 0,01 x 10's e

o: desviación estándar. "'primera pendiente " segunda pendiente.Los datos seguidos dc igual letra no presentan diferencias significativas.

Los valores de Def en manzana disminuyeron cuando se incrementó la

concentración de la solución de irnpregnación en el caso del tratamiento a presión

atmosférica.

Los valores de Def encontrados en este estudio son del mismo orden de

.120

magnitud que los informados por Zogzas y col. (1996), los cuales están en un rango

de l,l x 10'5cmz/s a 6,4 x 10'5cmz/s a temperaturas entre 65 y 76 °C para manzanas

sin pretratamientos y en un rango de 0,25 x 10'5cmz/s a 2,2 x 10's cmz/s a 55 °C para

muestras de manzanas deshidratadas osmóticamente con un contenido de humedad

entre 0,01 a 5,50 g agua/g ms.

4.3.4.3 Efecto combinado del ascaldado y laimpregnación con ghlcosa.

El efecto del escaldado seguido por la inmersión en soluciones acuosas de

glucosa en la remoción de humedad de las placas de manzana a 60 °C se observa en

las Figuras 4.3-7 y 4.3-8.

La Figura 4.3-7 muestra las curvas de deshidratación ( E versus t/Lo2 ) para

manzana escaldada (control escaldado), para manzana escaldada e impregnada a

presión atmosférica en soluciones acuosas de glucosa 22,1 % p/p (aw= 0,97); 31,9 %

p/p (aw= 0,95) ó 39,5 % p/p (aw= 0,93).

El contenido de humedad inicial de la fiuta fresca escaldada fue 8,74 g agua/g

ms y después de tres horas de ósmosis a presión atmosférica este valor disminuyó a

4,03; 2,62 y 1,86 g agua/g ms por inmersión en las soluciones de irnpregnación de aw

= 0,97; aw = 0,95 ó aW= 0,93, reSpectivamente. Se observa, entonces que, al igual

que con las muestras sin escaldar, la humedad inicial disminuyó a medida que

aumentó la concentración de glucosa en la solución de impregnación para las placas

tratadas a presión atmosférica. Por otra parte, los contenidos de humedad de las

muestras tratadas térmicamente e impregnadas fueron bastante similares a las

impregnadas en condiciones similares pero sin tratamiento térmico previo.

En la Figura 4.3-8 se representó gráficamente el log m/mo en fiinción de

t/Loz. A medida que aumentó la concentración de la solución de impregnación

disminuyó la velocidad de secado. Al igual que en las muestras impregnadas sin

tratamiento térmico previo, se observó la desaparición de la primera pendiente en las

muestras tratadas. En la Tabla 4.3-3 se muestran el contenido de humedad inicial en

base seca y el espesor inicial de las muestras antes de la deshidratación en corriente

.121

.122

'nï(gagua/gms)

9,0 8,0 7,0 6,0 5,0 4,0 3,0 2,0 1,0 0,0

t/Lo2(min/cmz)

Figura4.3-7Efectocombinadodelescaldadoylainmersiónensolucionesacuosasdeglucosaapresiónatmosférica

enlascurvasdesecadodemanzanaa60°C.

(+)escaldada;(El)control;(o)escaldadaeinmersaensoluciónacuosadeglucosa22,1%p/p;(A)escaldadaeinmersaen soluciónacuosadeglucosa31,9%p/p;(X)escaldadaeinmersaensoluciónacuosadeglucosa39,5%p/p.

Resultados v D'Ilscusíon

.123

t/L02(min/cmz)

Figura4.3-8:Efectocombinadodelescaldadoylainmersiónensolucionesacuosasdeglucosaapresiónatmosférica

enlascurvasdesecadodemanzanaa60°C:

(+)escaldada;(D)control;(o)escaldadaeinmersaensoluciónacuosadeglucosa22,1%p/p;(A)escaldadaeinmersaen

soluciónacuosadeglucosa31,9%p/p;(x)escaldadaeinmersaensoluciónacuosadeglucosa39,5%p/p;(—-)datos

predichossegúnecuación4.3.6.

Resultados y D';¡scusion

Resultados y Discusión

de aire y el valor de Der.

Los coeficientes de regresión fueron 0,994 para la muestra escaldada e

impregnada hasta aw= 0,97; 0,994 para la muestra escaldada e impregnada hasta aw=

0,95 y 0,994 para la muestra escaldada e impregnada hasta aw = 0,93 a presión

atmosférica.

Tabla 4.3-3 Contenido de humedad y espesor de las muestras de manzanas previo a ladeshidratación y valores de Der.

‘Pretratamiento Lo:1:o mo i o Dcrd:o(Cm) (8M (cmz/s)

1control 0,37 i 0,01 7,95 i 0,01 1,30 x 1o" :t 0,03 x 10" * a2,28 x 10" :t 0,02 x 10'5** b

iescaldado 0,37 d: 0,01 8,74 :t 0,01 1,40 x 10's :t:0,02 x 10's * a1,75 x 10510,01 x 10" ** c

«escaldado e inmersión en

solución acuosa de glucosaa..=o,97 (presiónatmosférica) 0,36 :L-0,01 4,03 :t 0,01 1,09 x 10" d: 0,02 x 10's da,=0,95 (presiónatmosférica) 0,36 d:0,02 2,62 :1:0,01 0,63 x 10" i 0,01 x 10'5a,=0,93 (presiónatmosférica) 0,37 :t 0,01 1,36 :l:0,01 0,55 x 10's :t 0,02 x 10" f

0

o: desviación estándar. “ primtzrapendiente ** segunda pendiente.Los datos seguidos de igual letra no presentan diferencias significativas.

A] igual que en las muestras sin tratamiento previo de escaldado, los valores

de De; disminuyeron a medida que se incrementó la concentración de glucosa de la

solución de ímpregnación.

En la Figura 4.3-9 se compararon gráficamente las curvas de secado para las

placas de manzana con y sin tratamiento térmico previo inmersas en la misma

solución de impregnación.

Cuando las placas fueron irnpregnadas en solución acuosa 22,1 % p/p de

glucosa a presión atmosférica, no se observaron diferencias en el primer periodo de

velocidad de secado decreciente (Figura 4.3-9, a) y los valores de De; no presentaron

diferencias significativas (Tablas 4.3-2 y 4.3-3). Sin embargo, al aumentar la

concentración de la solución acuosa de glucosa a 31,5 % ó 39,5 % p/p, se

presentaron diferencias en la conducta de secado entre las muestras con y sin

.124

Resultados y Discusión

a _) 0,0 n ¡og m/mo

0,2 —

0,4 ­ l-0,6 —

0,8 ­

4,0_ ‘M4,2 — .“Go un-l,4— M0000‘1,6 | l I I

o 200 400 600 8002 . 2

t / Lo (mm / cm )

(A) placa inmersa en solución acuosa de glucosa 22,1 % p/p(Q) placa cscaldada c inmersa en solución acuosa dc glucosa 22,1 % p/p

b)0,0 9 log m/mo

‘C

-0,2- 3.1%0,4 ­¿Jo-o..­

-0,6 — °o°""-._°°o° la...

“0,8' °°°°°° .5.- ...-..4,0 « °°

-1,2a °°°°°°-1,4 J

-l ,6 I l I I

o 200 400 600 800

t / L3 (min/ cmz)

(®) placa inmersa en solución acuosa de glucosa 31,9 % p/p(I) placa escaldada e inmersa en solución acuosa de glucosa 31,9 % p/p

c)0,0 ‘ log E/mo

0,2 —

0,4 ­

0,6 ­s “­0,8 ,”“.”4,0 —

-l,2 —

4,4 4

-l,6 . . . fi

0 200 45002 sint/ Lo (min/ cm )

(O) placa inmersa cn solución acuosa de glucosa 35,9 % p/p(I) placa escaldada e inmersa en solución acuosa de glucosa 35,9 % p/p

Figura 4.3-9 Comparación de las curvas de secado de muestrasimpregnadas con y sin tratamiento térmico previo.

.125

Resultados y Discusión

tratamiento térmico (Figura 4.3-9, b, c) y los valores de Def presentaron

diferencias significativas (Tablas 4.3-2 y 4.3-3).

4.3.5 Caracterización fisicoquímica de la manzanasometida a diferentes pretratamientos

En el proceso de deshidratación-impregnación con solutos se produce la

remoción de una parte del contenido de agua de las frutas al entrar en contacto

con la solución acuosa concentrada del agente de impregnación seleccionado y el

soluto de la solución de irnpregnación es absorbido por las piezas de fruta.

La cantidad y la velocidad de remoción de agua y/o la incorporación de

solutos depende de diferentes variables y parámetros de procesamiento (Ponting

y col, 1966; Farkas y Lazar, 1969; Hawkes y Flink, 1978; Magee y col., 1983;

Rahaman y Lamb, 1990; Biswal y Bozogmehr, 1992; Bolin y Huxsoll, 1993).

El resultado neto del proceso es, en general, la transferencia selectiva de

agua hacia el medio, ya que la cantidad de agua removida es mucho mayor que la

cantidad de sólidos solubles ganados, observándose generalmente una reducción

del peso de la fruta.

La deshidratación e impregnación con solutos es un proceso de

transferencia de masa dinámico entre el jarabe y la fi'uta, encontrándose que

existe además de la remoción de agua y el flujo de azúcares del jarabe hacia la

fi'uta, una migración de los azúcares originalmente presentes en la fi'uta hacia el

medio.

El intercambio de azúcares durante el proceso de impregnación resultó en

una modificación del perfil de los azúcares en el producto final.

La Tabla 4.3-4 muestra las concentraciones de glucosa, fructosa y

sacarosa determinadas por HPLC para manzana fresca (control) y para las placas

inmersas en diferentes soluciones acuosas de glucosa, con y sin tratamiento de

escaldado. Los datos están referidos a la masa de fi'uta al final del proceso. La aw

fue determinada experimentalmente y además fue calculada utilizando las

ecuaciones de Norrish y de Ross (Ross, 1975; Nonish, 1966), asumiendo que los

126

127

Tabla4.3-4Contenidodehumedad,deazúcaresyaw(calculadayexperimental)deplacasdemanzanaescaldadasy/o

impregnadasconglucosaapresiónatmosféricaoconpulsodevacío.

Pretratamiento

Fructosa

(%P/p)

Glucosa(%p/p)

Sacarosa

(°/oP/P)

M(%P/P)

(l)

(2)

control inmersiónensoluciónacuosade glucosa a“,=0,97(presiónatmosférica)aw=0,95(presiónatmosférica)aw=0,93(presiónatmosférica) escaldadoeinmersiónensolución acuosadeglucosa a“,=0,97(presiónatmosférica)a“,=0,95(presiónatmosférica)aw=0,93(presiónatmosférica) control inmersiónensoluciónacuosade glucosa aw=0,84(pulsodevacío)

5,6:t0,1 3,8:I:0,1 4,0:l:0,1 3,8i0,1 <0,3:l:0,1 <o,2i0,1 <0,3:l:0,1 7,2:t0,1 10i01

4,l:l:0,l

12,6:l:0,3 20,9:l:0,1 27,4:l:0,9 19,0:l:0,3 29,3:l:0,1 35,3:l:0,1 3,7:t0,l 16,5:t0,3

2,6i0,l 1,5:t0,1 2,4i0,1 1,3i0,2 <0,9i0,1 <0,5i0,1 <0,si0,1 2,5:t0,2 1,5:l:0,2

85,5:l:0,1 76,6d:0,1 68,6:l:0,1 60,2:l:0,1 75,5i0,2 67,7:I:0,3 61,3:I:0,5 84,5:l:0,1 71,6i0,l

0,987 0,977 0,961 0,945>0,973 >0,953 >0,938

0,935 0,966

0,99 0,96 0,94 0,93 0,96 0,94 0,93 0,99 0,97

(l)calculadautilizandolasecuacionesdeNorrishydeRoss. (2)medidaexperimentalmente(:1:0,01)

Resultados y Dniscusion

Resultados y Discusión

tres azúcares determinados eran los únicos solutos responsables de la reducción

de la aw.Puede observarse que el contenido de glucosa de las placas impregnadas

a presión atmosférica aumentó con el incremento de la concentración de glucosa

de la solución de impregnación. Se observa también la pérdida de azúcares

nativos: fructosa y sacarosa.

Las muestras escaldadas e impregnadas en soluciones de glucosa

exhibieron mayor incorporación de glucosa y mayor pérdida de azúcares nativos

que las muestras impregnadas sin tratamiento térmico previo.

Estos resultados concuerdan con lo observado por Giangiacomo y col.

(1987), quienes estudiaron la influencia del tipo y la concentración de azúcares

en la fruta y en el medio de impregnación en el intercambio de azúcares,

realizando la cuantificación separada de los azúcares naturalmente presentes en la

fi'uta y en el jarabe. Estos autores efectuaron la impregnación de cerezas y'A. Í

U­duraznos en un jarabe de en relación l:l,l:l,6.

Detectaron una marcada tendencia a la pérdida de glucosa y fi'uctosa en cerezas y

de fi'uctosa y sacarosa en duraznos, siempre y cuando la concentración en la fruta

fuese mayor que en el jarabe. Cuando irnpregnaron los damascos con sacarosa, a

las 6 horas del proceso, detectaron en el medio de impregnación pequeñas

concentraciones de fiuctosa y glucosa provenientes de la hidrólisis de la sacarosa

en el interior de la fi'uta.

La mayor pérdida de azúcares nativos de las muestras escaldadas puede

explicarse en base a la ruptura de las membranas celulares (tonoplasto y

plasmalema) del tejido por el tratamiento térmico, fenómeno que disminuye la

resistencia a la transferencia de masa de la fi'uctosa y de la sacarosa nativas,

presentes mayoritariamente en la vacuola, al medio externo (Sterling y

Chichester, 1959).

Cuando el tratamiento se realizó al vacío, el contenido de glucosa final fue

intermedio a los obtenidos empleando las soluciones de impregnación de aW0,93

y 0,95 y no se observó pérdida de fructosa al medio como en el caso de trabajar a

presión atmosférica. Se observa que la velocidad de transferencia de masa fue

mayor con el tratamiento en vacío, ya que se logró una aWfinal de 0,97 aplicando

128

Resultados y Discusión

Tabla 4.3-5 Contenido de humedad en base húmeda, pérdida de peso, pérdidade agua y aw de las muestras de manzana sometidas a diferentes pretratamientos

a presión atmosférica y con pulso de vacío.

Muestra M i Ppe ll Pa W aw

control 85,5a --- 0,99

escaldada ---- ---- --__

inmersa en solución acuosade glucosa de aw=0,97

sin escaldar 76,6 b -0,ll a -0,21 a 0,96escaldada 75,5 b -0,08 a -0, 19 a 0,96

inmersa en solución acuosade glucosa de aw=0,95

sin escaldar 68,6 c -0,26 b -0,4l b 0,94escaldada 67,7 c -0,10 a -0,29 c 0,94

inmersa en solución acuosade glucosa de aw=0,93

sin escaldar 60,2 d -0,29 b -0,50 d 0,93escaldada 61,3 d -0,l4 a -0,39 b 0,93

inmersa en solución acuosade glucosa de aw=0,84

sin escaldar 71,6 e -O,10 a -0,25 a 0,97

T concentración expresada en g por cada 100 g de fi'uta impregnadaparámetro expresado en g por cada l g de fruta fresca

Los datos fueron analizados por el Test de Tukey y aquellos seguidos de igual letra nopresentan diferencias significativas.

de menor concentración de glucosa no hubo un cambio significativo en el

contenido de glucosa o la pérdida de agua a lo largo de 25 horas de inmersión.

Dichos autores informaron una humedad inicial de la muestra de 85 % p/p y un

contenido de sólidos totales de 15 %. Por lo tanto, la fuerza impulsora entre la

fi'uta y el medio para la transferencia de agua y/o sólidos fue muy baja. Al

aumentar la concentración de la solución de glucosa al 45 % p/p, la humedad de

la muestra disminuyó del 85 al 76 % p/p. La Gss fue del 9 % p/p y la Pa del 47 %

p/p.

Las muestras escaldadas e impregnadas en soluciones acuosas de glucosa

mostraron menor pérdida de agua y una mayor ganancia de glucosa (Tabla 4.3-4)

130

Resultados y Discusión

un pulso de 10 minutos seguidos de lO minutos adicionales de inmersión a

presión atmosférica, frente a las 3 horas necesarias en un sistema de convección

forzada para alcanzar dicha aw en el tratamiento a presión atmosférica en una

solución acuosa de glucosa 22,1 % p/p. Este comportamiento fue observado por

Fito y Chiralt (1995) y Shi y col. (1995) cuando estudiaron las diferencias entre

la irnpregnación a presión atmosférica y la realizada con pulsos de vacío en

manzanas, fi'utillas, ananaes y damascos con sacarosa. Ellos atribuyeron este

fenómeno a la gran superficie interna actuante en la impregnación realizada con

pulsos de vacío, ya que los poros de las frutas son llenados con la solución

concentrada. También reportaron que, para una fi'uta específica, la ganancia de

sólidos fue muy similar en los tratamientos a presión atmosférica y al vacío.

Existe una buena concordancia entre los valores de aw medidos y

calculados, teniendo en cuenta las limitaciones impuestas por los errores

experimentales en la determinación de los azúcares y la existencia de otros

solutos no considerados que también contribuin’an a la reducción de la aw.

El transporte de agua puede caracterizarse a través de los parámetros

definidos por Hawkes y Flink (1978), tal como fue detallado en el ítem 3.8.2.

Para evaluar la transferencia de masa se analizó la Ppe y la Pa al final del

proceso.

En la Tabla 4.3-5 se presentan los valores de la pérdida de peso (Ppe) y la

pérdida de agua (Pa) de las muestras de manzana que fueron escaldadas y/o

inmersas en soluciones acuosas de glucosa de concentración 22,1 % p/p; 31,9 %

p/p ó 39,5 % p/p a presión atmosférica y de las muestras tratadas en soluciones

acuosas de glucosa de concentración 59,0 % p/p con pulso de vacío.

Respecto de la cantidad de agua perdida en el proceso de impregnación,

las muestras tratadas con la solución de 39,5 % p/p de glucosa perdieron mayor

cantidad de agua que las tratadas en la solución de 22,1 % p/p de glucosa.

Resultados similares fueron encontrados por Karathanos y col. (1995) al

impregnar cilindros de manzana Golden Delicius en soluciones acuosas de

glucosa 15, 30 y 45 % p/p. Encontraron que para el tratamiento con la solución

129

que aquellas muestras que no recibieron tratamiento térmico previo, alcanzando

en ambos casos similares valores de aw eq.

El cambio de volumen del tejido de manzana con respecto al volumen

inicial dependíó del prenatamiento, como puede observarse en la Tabla 4.3-6.

Tabla 4.3-6 Encogimiento del volumen de las placas de manzanasometidas a diferentes pretratamientos

Pretratamiento % de encogimientode volumen

control ..... __

escaldado 23 i- 5 a

inmersión en solución acuosa deglucosa (presión atmosférica)aw=0,97 24J_r5 aaw=0t95 44:t3 baw=0,93 4513 b

escaldado e inmersión en soluciónacuosa de glucosa (presiónatmosférica)aw= 0,97 23 i 2 aaw = 0,95 37 i 4 caw = 0,93 33 i 2 c

inmersión en solución acuosa deglucosa (pulso de vacío)aw = 0,84 38 :t 4 c

Los datos fueron analizados por el Test de Tukey y aquellosseguidos dc igual letra no presentan diferencias significativas.

Las muestras que fueron impregnadas al vacío presentaron encogimientos

mayores que las muestras impregnadas a la misma aw final pero tratadas a

presión atmosférica. Resultados similares fueron hallados por Fito y Chiralt

(1995) en el estudio llevado a cabo en manzanas. Ellos compararon los resultados

obtenidos en la impregnación de las muestras con sacarosa, siendo mayor el

encogimiento para las muestras tratadas con pulsos de vacío. Los autores lo

131

Resultados y Discusión

atribuyeron a que, si bien hay una deformación del tejido por la pérdida de agua

de las células, es también importante la pérdida de volumen por la deformación

de la matriz, principalmente debido a los efectos de los cambios de presión sobre

el tejido.

El encogimiento de las placas de manzana debido al escaldado fue

aproximadamente del 23 %. Valores similares fueron encontrados para las

muestras impregnadas con la solución acuosa 22,1 % p/p de glucosa (aw 0,97) a

presión atmosférica, con y sin tratamiento de escaldado. El mayor cambio en el

volumen se observó cuando las placas fueron sumergidas en la solución 31,9 o

39,5 % p/p de glucosa a presión atmosférica. En este caso se observaron

diferencias entre las muestras que tuvieron tratamiento de escaldado y las que no

fueron témlicamente tratadas, las que mostraron mayores cambios en el volumen.

4.3.6 Caracterización estructural y ultraestructural deltejido de manzana sometido a diferentespretratamientos

En las Láminas 4.3-I, 4.3-II y 4.3-III se muestran los cambios producidos

a nivel estructural en muestras de tejido de manzana sometidos a escaldado y/o

irnpregnación con glucosa a presión atmosférica o al vacío. Los tejidos fueron

examinados por estudios microscópicos a través del microscopio óptico (Lámina

4.3-l) y del microscopio electrónico de transmisión (Lámina 4.3-II y 4.3-lII).

4.3.6.1 Descripciónde lafi'uta fiescaEn el tejido fresco (Lámina 4.3-]: A), las células y los espacios

intercelulares se mostraron en un arreglo no homogéneo y anisotrópico. Esta

disposición está de acuerdo con las observaciones ya analizadas en el item 4.1.2 y

las realizadas por Reeve (1953) y Khan y Vincent (1990, 1993).

En la Lámina 4.3-ll: A, B se presentan las observaciones realizadas en

MET. Las paredes celulares se encontraron intactas y consistieron en material

fibrilar densamente empaquetado con alta densidad electrónica. La membrana

132

Lámina 4.3-]: Caracteres estructurales del tejido parenquimático de manzana a enfunción del tratamiento de impregnacíón en solución acuosa de glucosa hastaalcanzar un valor de aw 0,97 a 30 °C. Fotomicrografias en MO. A, fiuta fresca; B,muestras impregnadas a presión atmosférica; C-D, muestras impregnadas a vacío:C, aspecto general; D, detalle.ei: espacio intercelular; pl: plasmalema; flecha: indica plasmólisisEscala: A,B,C: 100 um; D: 50 um.

133

Lámina 4.3-II: Caracteres anatómicos ultraestmcuuales del tejido parenquimáficode manzana. Fotomicrograflas en MET. A-B, fruta fresca; C-E, muestras sometidasa escaldado en vapor saturado.Im: lamjnilla media; p: pared celular; c citoplasma; v: vacuola; ve: vesículasEscala: 1pm

135

Lámina 4.3-III: Caracteres anatómicos ultraestructurales del tejido parenquimátícode manzana a en función del tratamiento de impregnacíón en solución acuosa deglucosa hasta alcanzar un valor de aw 0,97 a 30 °C. Fotomicrografias en MET. A,fi'uta fresca; B-D: muestras escaldadas e impregnadas a presión atmosférica; E-F,muestras impregnadas a presión atmosférica; G-H, muestras impregnadas a vacío.Im: laminilla media; p: pared celular; c citoplasma; v: vacuolaEscala: A,C,D,E,F,G: l pm; B: 2 pm; H: 500 nm.

137

plasmática y el tonoplasto se observaron íntegras. En general el citoplasma se

hallaba en posición pan'etal contenido entre ambas. La laminilla media se

encontró bien definida cementando las paredes celulares de dos células

adyacentes aunque en algunas áreas del tejido fresco presentó una disolución

parcial.

4.3.6.2 Efecto del escaldadoEn la Lámina 4.3-II: C-E (fotomicrografías con MET) se observa la

estructura de las células parenquirnáticas de manzana sometidas al tratamiento de

escaldado.

El calentamiento del tejido resultó en la ruptura del tonoplasto y del

plasmalema Aunque la desorganización miofibn'lar fue obvia, las paredes celulares

mostraron una moderada densidad óptica sólo levemente menor a la de las

manzanas frescas. En muchas áreas las paredes celulares contenían estrías en las

cuales se observaban zonas de altas y bajas densidades electrónicas, como

consecuencia de la alteración de los componentes de la matriz de la pared celular

(hemicelulosas y pectinas) por efectos del calor.

No se observó la separación de paredes celulares adyacentes causadas por

la disolución de la laminilla media.

La abundante presencia de vesículas translúcidas y cuerpos irregulares

electrónicamente densos confirman las frecuentes interrupciones de las

membranas (tonoplasto y plasmalema) y la consecuente desorganización de los

contenidos citoplasmáticos.

4.3.6.3 Efecto de la impregnación con glucosaPara analizar el efecto de la impregnación con glucosa hasta un nivel de

a“, eq 0,97 a presión atmosférica o a vacío sin escaldado previo, se realizaron

también observaciones con MO (Lámina 4.3-l) y con MET (Lámina 4.3-III).

En MO, las muestras irnpregnadas a presión atmosférica (Lámina 4.3-I:

B) mantuvieron la organización celular de la fruta fresca (Lámina 4.3-I: A) con

células más redondeadas pero bien definidas. Las paredes celulares estaban

139

Resultados y Discusión

enteras y los espacios intercelulares claramente visibles eran irregulares a

triangulares. El plasmalema y el tonoplasto aparecieron intactos. El contenido

celular se observó plasmolizado separado de la pared celular y en posición

central.

En MET (Lámina 4.3-III: E-F), las muestras presentaron la pared celular

con una organización ultraestructural electrónicamente densa bastante similar al

control (Lámina 4.3-III: A). Las microfibrillas se dispusieron densamente

empaquetadas y se observó claramente la larninilla media.

Cuando la impregnación fue realizada a vacío, las observaciones en MO

(Lámina 4.3-I: C,D) mostraron a las células más redondeadas con algunos

espacios entre células pero el grado de contacto célula-célula no pareció

disminuir. En MET (Lámina 4.3-III: G,H) las paredes celulares aparecieron con

alta densidad óptica indicando un material densamente empaquetado.

4.3.6.4 Efecto combinado del escaldado y laimpregnación con glucosa

Las micrografias para muestras de tejido de manzana impregnado con

glucosa a aweq0,97 con escaldado previo se presentan en la Lámina 4.3-III.

Los tejidos observados con MET, Lámina 4.3-IlI: B-D, no presentaron

una gran alteración en la pared celular tal como fue notado en las células

escaldadas (Lámina 4.3-II: C-E). También indicaron paredes celulares

electrónicamente densas y un arreglo de microfibrillas y una matriz péctica muy

similar a la de la fruta fresca. Aunque las muestras tratadas térrnicarnente

mostraron ruptura de membranas con formación de vesículas, la densidad óptica

de las paredes celulares fue levemente mayor o al menos igual a la

correspondiente fruta no escaldada.

La respuesta estructural fue muy diferente a la exhibida por frutillas

después de escaldadas y/o irnpregnadas con glucosa, las cuales mostraron una

importante degradación de las paredes celulares debido a los pretratamientos con

una apreciable disminución de su densidad electrónica (Alvarez y col., 1995).

140

Resultados y Discusión

4.3.7 Integración de resultados: algunas hipótesis sobre laconducta de secado de la manzana conpretratamientos.

Como consecuencia de la aplicación de pretratarnientos en fi'utas y

vegetales, se producen modificaciones en los tejidos tratados, entre ellas,

encogimiento, cambios en la estructura y composición química (alteración de

macromoléculas, ganancia y/o pérdida de sólidos) y se puede afectar el transporte

de masa durante el secado dependiendo de la severidad de las mismas y su grado

de participación como resistencias al transporte.

Cuando se considera la influencia de los cambios estructurales internos en

el transporte de masa, se debe tener en cuenta las tres posibles vías del

movimiento de agua hacia adentro o afuera de las células. Ellas son el transporte

transmembrana (a través de la membrana), el transporte simplástico (a.través de

plasmodesmos) y el transporte apoplástico (a través de la pared celular), ya

mencionados en el ítem 2.7.2.

Tyree (1970) ha reportado que la vía preferida para el transporte de especies

pequeñas no iónicas como el agua es la pared celular y Molz y Ikenberry (1974)

han puntualizado que existe una cantidad considerable de evidencia experimental

de que las paredes celulares constituyen la vía más importante del movimiento del

agua a través del tejido. Rotstein y Cornish (1978) plantearon una expresión para

predecir el flujo de agua en el proceso de secado en manzanas considerando que la

permeabilidad de la membrana era la etapa controlante. El flujo predicho era

significativamente mayor que el obtenido experimentalmente, concluyendo

entonces que el fenómeno de secado no era controlado por la permeabilidad a

través de la membrana. Estos estudios pondrían de manifiesto la importancia de las

modificaciones de la pared celular del tejido de manzana en los procesos de

transporte.

A fin de poder esbozar una explicación parcial del comportamiento del

tejido de manzana durante el secado, resulta conveniente agrupar los datos

obtenidos. En la Tabla 4.3-7 se resume la información de las propiedades

fisicoquímicas evaluadas en las muestras de manzana fresca y en las muestras

141

Tabla4.3-7Resumendelaspropiedadesfisicoquímicasdela manzanasometidaadiferentespretratamientos.

PretratamientoEazúcaresawmoPaTPpeTDe;

GFSmedida

Control4,15,62,60,99795-———1,30x103:t0,03x10'“a

2,28x10":l:0,02x10"**b

escaldada238741,40x10":l:0,02x10"*a

1,75x10":t0,01x10"**c

inmersaensoluciónacuosadeglucosaaw=0,97(presiónatmosférica)2412,63,31,50,964,21—0,21-0,111,05x10":l:0,01x10"d a,..=0,95(presiónatmosférica)442094,02,40943,39-0,41-0,260,81x10":l:0,01x10'5

1

1e

aw=0,93(presiónatmosférica)4527,43,81,30,931,81-0,50-0,290,62x10”:t0,01x10'sf escaldadaeinmersaen soluciónacuosadeglucosaaw=0,97(presiónatmosférica)2319,0<0,3<o,90,964,03-o,19-0,081,09x10":t0,02x10"d aw=0,95(presiónatmosférica)3729,8<0,2<0,50,942,62-0,29-0,100,63x10":l:0,01x10"f aw=0,93(presiónatmosférica)3335,3<0,3<O,80,931,86-0,39—0,140,55x10"a:0,02x10"g Control3,77,2_2,50,99 inmersaensoluciónacuosadeglucosaaw=0,84(pulsodevacío)3816,57,01,5097260-0,25—o,100,61x10"i0,01x1o"f

17

E:encogimiento;G:concentracióndeglucosa(%p/p);F:concentracióndefmctosa(%p/p);S:concentracióndcsacarosa(%p/p);mo:humedadpromedioinicial antesdeladeshidrataciónencon-¡entedeaire(gagua/ gms);l parámetroexpresadoengporcadagdefi-utafresca(:I:0,1).Losvaloresseguidosdeigualletrano

>-presentandiferenciassignificativaschN

Resultados y Driscusion

Resultados y Discusión

sometidas a los pretratamientos de escaldado y/o J L“ ‘ l' Ü

con glucosa que pemriu'rá analizar el efecto de cada pretratarniento aplicado.

Efecto del escaldado

Diferentes autores observaron que el escaldado influye en la velocidad de

secado de fi'utas y vegetales de diferentes maneras: en algunos casos puede

aumentar, en otras disminuir o bien no modificar el coeficiente de difusión

efectivo del agua.

Alvarez y col. (1995) encontraron que el escaldado en vapor incrementaba

el Def en frutillas. Los estudios de microscopía electrónica revelaron que el

tratamiento con vapor producía disrupción de las membranas y degradación de la

laminilla media y de los polisacáridos hemicelulósicos presentes en la pared

celular, siendo la densidad óptica de las paredes celulares menor que la densidad

óptica de las paredes celulares de las frutillas frescas. Los autores explicaron, al

menos parcialmente, el comportamiento observado en el secado considerando las

alteraciones de la ultraestructura del tejido provocadas por la exposición al calor.

El escaldado aumentaría el Derdebido a la eliminación de la resistencia de las

membranas celulares y/o a la disminución de la resistencia de la pared celular al

flujo de agua.

Mazza (1983) observó que el escaldado en agua tenía una influencia

significativa en la velocidad de transporte de humedad en zanahorias. El autor

atribuyó el incremento de la velocidad a cambios en las propiedades fisicas del

tejido, a saber, la destrucción de membranas por calor, y a la pérdida de sólidos

solubles.

Un comportamiento similar fue reportado por Alzamora y Chirife (1980)

en remolacha azucarera, donde el escaldado incrementaba la velocidad de

transporte de humedad, siendo el efecto más notorio cuando el escaldado se

realizaba en agua. El comportamiento fue atribuido a la pérdida de sólidos

solubles. Sin embargo, observaron que en placas de papa el escaldado, ya sea en

vapor o en agua, disminuía la velocidad de secado y atribuyeron este efecto a

143

Resultados y Discusión

cambios causados por la gelatinización del almidón.

En el estudio que estos autores llevaron a cabo en palta, el escaldado en

vapor tuvo sólo una leve influencia. El contenido de aceite fue el factor más

influyente en la velocidad de secado, probablemente debido al carácter

hidrofóbico de la grasa que impone una resistencia al flujo de agua.

Estos resultados permiten concluir que, para poder explicar la influencia

del escaldado en la velocidad de secado, deben tenerse en cuenta varios

fenómenos que pueden producirse por la aplicación del calor, ya sea utilizando

vapor saturado o agua en ebullición (Alzamora y col., 1997):

a) variación en las propiedades fisicas de los tejidos, entre ellas

destrucción de la semipermeabilidad de las membranas celulares, y con ello

modificación de las pr0piedades osmóticas de las células y el turgor

b) alteraciones a nivel de microestructura de la pared: desintegración

parcial de la laminilla media con la consecuente separación de las paredes

celulares de células adyacentes; ruptura de las paredes primarias celulares debido

a la degradación de los polisacán'dos celulósicos y hemicelulósicos y cambios en

la cristalinidad de la celulosa; hinchamiento de las paredes primarias

c) cambios fisicoquímicos de los componentes citoplasmáticos como el

almidón y las proteínas

d) pérdida de sólidos solubles

e) desplazamiento del aire ocluido y colapso celular.

También, debe considerarse que el secado a altas temperaturas puede

modificar las características fisicas del vegetal, enmascarando el efecto del

escaldado.

En manzana, como se observa en MET, la etapa de calentamiento no

pareció modificar la resistencia de la pared celular al flujo de agua. Puede

suponerse que el leve efecto del escaldado sobre el Def se debería a un

incremento en la densidad de las manzanas por la leve contracción de los tejidos

(N 23 %). Además, si el valor de Def para la fruta fresca se corregía

considerando la disminución de la porosidad por el encogimiento de la muestra

escaldada, el valor de Defde 1afruta escaldada era similar al valor estimado

experimental.

Efecto de la ‘ L" ata." Z...,,.egnación con glucosa a presiónatmosférica

Islam y Flink (1982), al estudiar el secado en corriente de aire de placas de

papa de 7 mm de espesor a 65,5 °C, encontraron que el coeficiente de difusión

del agua era menor para las muestras impregnadas que para la muestra fresca

(por ej.: el valor de Defera de 8,72 10'lomZ/spara placas de papa fiesca y de 4,48

10'lom2/s para placas de papa irnpregnadas en una solución acuosa de sacarosa

60 % p/p), debido a la mayor resistencia al flujo ocasionado por la presencia de

azúcar. Igual efecto de los azúcares fue encontrado por Karathanos y col. (1995)

y Sankat y col. (1996) en manzanas y bananas, respectivamente.

Sin embargo, Alvarez y col. (1995) reportaron que el Def para frutillas

(var. Tioga) inmersas en una solución acuosa 51 % p/p de glucosa no presentaba

diferencias significativas con el valor correspondiente a la fruta fresca. En este

caso era de esperar que un incremento en la concentración de sólidos solubles

incrementase también la resistencia al transporte de humedad. Los autores

atribuyeron este comportamiento aparentemente anómalo a que, si bien se

producía un incremento de la resistencia interna al movimiento de humedad por

la incorporación de azúcares, existiría una reducción de la resistencia de la pared

celular debido a la probable degradación de polisacáiidos, así como pérdidas al

medio de pectinas y otros componentes solubles durante el paso de

impregnación.

En manzana, el valor de Def disminuyó en un 54 %, 65 %y un 73 % para

las muestras deshidratadas e impregnadas con glucosa a presión atmosférica a

aw 0,97; 0,95 y 0,93 respectivamente referidos a la manzana fresca

(Tabla 4.3-7).

Las muestras impregnadas a presión atmosférica a aw 0,97 mostraron

mayor concentración de azúcares y un cierto grado de encogimiento respecto de

145

la fruta fresca. En M0 y MET, las paredes celulares aparecían enteras, con una

leve degradación de las paredes celulares respecto de la fruta fresca y con

presencia de la laminilla media. Las membranas (plasmalema y tonoplasto) se

encontraban bastante intactas y era evidente la plasmólisis del citoplasma.

El valor de D4 disminuyó aún más cuando la aw cambió de 0,95 a 0,93

probablemente debido a un incremento de la ganancia de glucosa siendo el

encogimiento de las muestras muysimilar a ambos valores de aw

De acuerdo a este análisis, la disminución del De;cuando se incrementaba

la concentración de la solución de impregnación probablemente podria

explicarse por la mayor resistencia adicional ofrecida por los azúcares

incorporados y el mayor encogimientoprovocado por el pretratamiento, tanto

mayores cuanto mayorfue la reducción de aw.

Por otra parte, si se compara el comportamiento de la muestra sólo

escaldada y la muestra impregnada a aw 0,97, ambas presentaron el mismo

encogimiento.Pero la muestra impregnada mostró mayor integridad de la pared

celular y de las membranas y mayor incorporación de glucosa, fenómenos todos

que disminuirían la velocidad de secado.

Efecto combinado del escaldado y la J “J atac" 2......egnación conglucosa a presión atmosférica

Mazza (1983) estudió el efecto del escaldado en agua y la posten'or

inmersión en soluciones acuosas de sacarosa como pasos previos al secado en la

velocidad de movimiento de humedad durante la deshidratación de cubos de

zanahoria. Observó que cuando se incrementaba la concentración de la solución

de inmersión de 5 a 60 % p/p de sacarosa, el contenido de humedad de las

zanahorias disminuía de 9,0 a 3,6 kg agua/kg ms. Además la velocidad de

transporte de humedad disminuía sustancialmente. Este comportamiento lo

atn'buyó a dos causas: en primer lugar, la cristalización de la sacarosa durante el

proceso disminuía la difusívidad del vapor de agua y en segundo lugar, la presión

de vapor del agua en el producto disminuía debido a1 azúcar disuelto. Por lo

146

Resultados y Discusión

tanto, la diferencia de presión de vapor entre el aire de secado y el producto

decrecía resultando una menor velocidad de secado.

Alvarez y col. (1995), al estudiar el efecto de la aplicación de ambos

pretratamientos en frutillas, obtuvieron un resultado no totalmente coincidente

con el presentado por Mazza. Cuando estudiaron la influencia del sólo

tratamiento térmico, encontraron que éste incrementaba la velocidad de secado.

Tanto las muestras escaldadas como las escaldadas con posterior inmersión en

soluciones acuosas de glucosa a 35 % p/p ó 51 % p/p tuvieron mayores valores

de De; respecto de la fi'uta fresca, siendo además estos similares para los tres

pretratamientos realizados. Es decir, la irnpregnación con glucosa después del

escaldado no causó un efecto adicional en el Def.El análisis microscópico reveló

que los tejidos escaldados e impregnados presentaron un daño ultraestructural de

las paredes celulares mucho más severo que el observado cuando las muestras

fueron sólo escaldadas (Vidales y col., 1994). Los autores atribuyeron el

comportamiento de las muestras durante el secado al balance de dos efectos

opuestos a) la incorporación de soluto que incrementaba la resistencia al

transporte de agua y b) la significativa reducción de la resistencia de la pared

celular debido a la degradación de polisacáridos y/o pérdida de material soluble

durante el paso de irnpregnación.

En manzana, las muestras impregnadas con glucosa a presión

atmosférica a a, 0,97 mostraron la misma concentración de azúcares totales con

un grado de colapso celular similar así como una leve degradación de las

paredes celulares para muestras escaldadas y no escaldadas. Este

comportamientofue reflejado en un valor de Defsimilar entre ambas y levemente

menor que el correspondiente al tejido sólo escaldado, el cual no presentó una

resistencia adicional debido a la incorporación de glucosa.

En el caso de las muestras escaldadas e impregnadas a valores de aw0,95

o 0,93, los valores de Defhallados fueron menores que los correspondientes a las

no escaldadas con la misma aw. Las muestras tratadas térmicamente tenian

concentraciones de glucosa levemente mayores que las muestras no tratadas

térmicamentepero presentaron un menor encogimiento.

147

Sterling y Chichester (1959), cuando estudiaron la distribución de glucosa

radiactiva en duraznos después de la cocción en un jarabe de glucosa al 30 %,

concluyeron que las concentraciones de azúcares en el lumen y en los espacios

intercelulares eran cercanas a la concentración del azúcar en el jarabe, pero había

una acumulación de azúcar en contra del gradiente en la pared celular. Los

autores atn'buyeron este fenómeno a la adsorción de los azúcares por la celulosa,

sustancias pécticas y otros polisacáridos de la pared celular.

Es probable que el escaldado exponga y/o produzca algunos grupos

reactivos disponibles para el enlace puente de hidrógeno, incrementando la

adsorción de la glucosa en las paredes celulares y el consecuente incremento de

la resistencia de la pared celular al flujo de agua.

Este supuesto incremento en la resistencia de la pared y la mayor

concentración de glucosa serian los responsables del valor menor de Del-a aw

0,95 y 0,93 de las muestras escaldadas respecto de las que no tuvieron

tratamiento térmico, a pesar del menor encogimiento.

Efecto de la deshidratación-impregnación con glucosa medianteaplicación de pulso de vacío

Cuando las placas de manzana fueron impregnadas al vacío con una

solución 59,0 % p/p de glucosa, mostraron un valor de De, similar a la

impregnada a presión atmosférica con una aw 0,93 y a la escaldada e

impregnada a presión atmosférica igual a 0,95, ambas con mayor concentración

de azúcares y con un encogimiento mayor o similar. Sin embargo, los valores de

la humedad y. la aw final fueron iguales que los obtenidos cuando la

impregnación se realizó con una solución 22,1 % p/p de glucosa a presión

atmosférica y a nivel de ultraestructura, no pudieron observarse diferencias

apreciables entre ambos tejidos.

La baja velocidad de secado de las manzanas impregnadas al vacío no

puede ser explicada solamente considerando la concentración de los azúcares y/o

el encogimiento de las células.

La manzana es fácilmente impregnada al vacío debido al tamaño y la

148

orientación de los espacios intercelulares. Cuando se aplica vacío ocurre una

deformación de la mam'z sólida (se incrementa el volumen) y una pérdida de

líquido nativo debido a la expansión del gas ocluido en los poros. Cuando se

restituye la presión atmosférica, las diferencias entre la presión interna y extema

producin'a una deformación de la matriz sólida al mismo tiempo que la solución

concentrada entra en los poros. (Fito, 1994; Fito y col., 1996). La mayor cantidad

de agua perdida por las placas tratadas al vacio podría resultar de la pérdida de

líquido nativo durante el paso de vacío y del mayor gradiente potencial de

transferencia de masa entre el interior de la célula y las paredes y los espacios

intercelulares ocupados con solución concentrada (59 °Bn'x).

Consecuentemenle, las células exhibieron un mayor encogimiento que las

impregnadas bajo presión atmosférica para alcanzar aw 0,97 (37 % vs 22 %).

Además, la solución concentrada se localizaría principalmente en los espacios

inlercelulares y en las paredes celulares, incrementando la resistencia alflujo de

agua.

Puede concluirse que los distintos cambios en la ultraestructura, la

microestructura y/o la composición de la manzana provocados por el escaldado y

el tratamiento osmótico pueden afectar la conducta de secado posterior de varias

formas. El encogimiento y la ganancia de glucosa en el paso de impregnación

incrementarían la resistencia global al transporte de agua., dependiendo la

magnitud del incremento del grado de colapso y de la incorporación y

distribución del azúcar. Por otra parte, la resistencia de la pared celular al flujo de

agua no se ven’ademasiado afectada por los tratamientos. El tratamiento térmico

afectaría levemente la resistencia de la pared pero provoca un cierto colapso del

tejido.

149

5

Conclusiones

ii Modificaciones macro, micro y ultraestructurales del tejido de

manzana durante la deshidratación osmótica en soluciones acuosas

de glucosa o sacarosa

o El estudio cinético durante la deshidratación osmótica en soluciones

acuosas de sacarosa y de glucosa indicó una alta velocidad de deshidratación

dentro de las dos primeras horas del tratamiento osmótico. No existieron

diferencias significativas en la pérdida de agua, la pérdida de peso y los

cambios de volumen entre ambos humectantes.

o La densidad sólido-líquido se incrementó levemente a través del proceso.

La densidad aparente mostró un comportamiento fluctuante durante el tiempo

de ósmosis. Este comportamiento fue observado para ambos humectantes.

o La evolución de los valores de densidad aparente, y en consecuencia, de la

porosidad, fue correlacionada con las alteraciones micro y ultraestructurales

sufridas por el tejido durante el tratamiento osmótico y observadas en MO y

ESEM. Los valores máximos detectados en la densidad aparente se

correspondieron con tejidos colapsados con espacios intercelulares muy

reducidos. Por el contrario, cuando la densidad aparente disminuyó, las

observaciones microscópicas indicaron una evolución de las formas

irregulares de las células hacia formas más esféricas y una recuperación de

espacios intercelulares, en concordancia con los mayores valores de la

porosidad.

Los cambios en las propiedades estructurales macroscópicas, la microestructura

y la ultraestructura podrían explicarse, al menos parcialmente, en términos de

procesos de difusión de multicomponentes durante la ósmosis como así también

por la relajación de las tensiones estructurales de las paredes celulares

comprimidas.

151

ii Isotermas de sorción de manzana fresca y de manzanas sometidas

a pretratamientos de impregnación con glucosa

o Las isotermas de manzana fresca y de manzanas deshidratadas e

impregnadas en soluciones acuosas de glucosa presentaron la forma

característica de productos con altos porcentajes de azúcares.

o No se observaron diferencias entre las isoterrnas de la manzana fresca y

las isotermas de las manzanas tratadas hasta s aw0,8 pero si a mayores valores

de aw debido a la disolución de mayor cantidad de azúcares en las frutas

impregnadas.

o La ecuación de GAB resultó un buen modelo para describir las isotermas

de adsorción y de desorción en un amplio rango de actividades de agua. Si

bien la constante K de dicha ecuación fue cercana a l, indicando que dicha

ecuación se reduce a la ecuación BET, los coeficientes de regresión de la

ecuación GAB fueron muy superiores a los de la ecuación de BET.

o Los valores del valor de monocapa fueron similares para las manzanas

frescas y para las tratadas, como así también estuvieron en el rango de los

valores reportados en la bibliografia para otras frutas.

«I Deshidratación en corriente de aire de manzana fresca y de

manzana sometida a pretratamientos de escaldado y/o impregnación

con glucosa.

Los pretratamientos de escaldado y/o de deshidratación con glucosa (a

presión atmosférica o bajo vacío) modificaron significativamente la velocidad de

secado en corriente de aire a 60 °C durante el pn'mer período de velocidad de

secado decreciente de placas de manzana..I L'J 4

o El escaldado y los procesos de con solutos

152

disminuyeron el coeficiente de difusión efectivo del agua (Def), calculado

mediante la aplicación de la segunda Ley de Fick suponiendo placa plana

infinita y condiciones isoténnicas.

o A presión atmosférica, a medida que se incrementó la concentración de la

solución de glucosa, la velocidad de transporte de humedad disminuyó

sustancialmente. El escaldado previo disminuyó ligeramente el De; en las

muestras impregnadas en solución de aw 0,95 o 0,93 pero no tuvo un efecto

adicional en las muestras impregnadas en solución de aw0,97.

o El tratamiento de impregnación a presión subatmosférica se tradujo en un

De; similar al obtenido para la manzana impregnada hasta una a“, final 0,93 a

presión atmosférica

o El análisis de los cambios histológicos y ultraestructurales por

microscopía óptica y microscopía electrónica de transmisión indicó que los

distintos tratamientos no parecieron alterar la densidad electrónica de las

paredes celulares en forma severa (excepto en el caso del escaldado). Pero

hubieron diferencias según el pretratamiento en la cantidad de glucosa

incorporada, la humedad, el encogimiento voluméuico, la ganancia de sólidos,

la pérdida de agua y la pérdida de peso.

La conducta durante el secado de las manzanas con los distintos muestras fue

comparada en base a una serie de fenómenos ocurridos durante los

pretratamientos, los que modificarían en mayor o menor grado la resistencia al

flujo de agua, ya sea aumentándola o disminuyéndola,a saber:

— la ganancia de glucosa

— el colapso de las muestras y la disminución de la porosidad efectiva

— la modificación de la permeabilidad de las membranas celulares y de la

ultraestructura depared

153

6

Anexo

Tablas de Datos

Anexo. Tablas de Datos

TABLA I Variación del peso de las muestras de manzana durante ladeshidratación osmótica en solución acuosa de glucosa 22,1 %p/p

tiempo de impregnación:N° muestra Po (d: 0,0001 g) P. (:1:0,0001 g)

WNIONMANN—

tiempo de impregnación:N° muestra Po (:t 0,0001 g)

WÑQMAMN'—

5,21975,16505,21895,23105,26015,55705,61755,58055,71485,44995,33475,55485,52364,99945,41325,2975

5,05005,40435,51705,70635,53125,38945,40356,01275,09675,51005,17235,36625,43955,44585,18035,4387

4,90174,87534,80494,90864,90075,29645,38255,18715,53495,20945,20845,24495,35154,76725,1 198

5,0896

Pt (:t 0,0001 g)

4,68805,15925,23205,39145,22695,08645,08775,74764,85725,27554,95705,08975,08595,07554,79715,0781

8 minutos

16 minutos

155

TABLA l Continuación

tiempo de impregnación:N° muestra Po (i 0,0001 g)

WNIQUu-AMNH

tiempo de impregwacián:

5,29214,83815,27665,13685,18295,30055,441 1

5,56825,13855,68515,69305,47905,23685,636

5,52515,2390

Pl (i 0,0001 g)

4,76914,29234,77554,65744,80904,79145,03744,99254,80695,30485,26725,07524,83695,23315,13264,9491

N° muestra P... (:t 0,0001 g) P. (:t 0,0001 g)

müO‘M-AWNH

5,28865,25265,21685,19565,37615,64635,01375,451 1

5,56365,61675,48205,89475,57645,37545,32745,0366

4,78174,82854,62134,72984,81665,21064,44764,85815,1 198

5,18005,00555,60305,21 14

4,99064,99554,6353

Anexo. Tablas dc Datos

25 minuíos

35 minutos

156

Anexo. Tablas dc Datos

TABLA I Continuación

tiempo de impregnación:N° muestra Po (:1:0,0001 g)

mQQM-ANN­

tiempode inpregnación:N° muestra Po (i 0,0001 g)

OOxlmvi-AWN—I

5,03195,28375,18995,43485,61485,50575,41925,03005,71685,42585,41585,45985,49515,00565,67855,4490

5,30695,34075,31445,35625,31245,74985,22555,29145,37685,69385,76845,21895,75265,39325,55505,7861

P. (:t 0,0001 g)

4,49124,77814,66874,79965,1 1244,79724,85704,34345,00244,94704,75235,00814,92064,56245,08794,9871

P. (:1:0,0001 g)

4,56824,67914,62944,52824,36894,77804,27424,45534,48664,84544,97364,36444,79454,50194,68405,1 1 18

50 minutos

65 minutos

157

TABLA I Continuación

tiempo de impregnación.‘

N° muestra P0 (d:0,0001 g) PI (:b0,0001 g)

WQQU‘Ath-I

tiempo a’eimpregnación:N° muestra PD (:t 0,0001 g) P1 (:t 0,0001 g)

WÑQMANNH

5,20074,96555,47935,67195,18155,36535,43905,32205,51655,71675,45635,31965,55065,69945,00835,2857

5,35485,55515,05245,20965,62305,40605,53715,63335,66965,45155,58795,61755,33335,48945,1 174

5,7227

4,57484,41874,85234,95744, 16074,32264,74954,64724,79014,91344,78434,67054,93095, 13044,44904,5942

4,59594,52904,37314,57864,82394,66804,56074,59214,56784,24764,45414,51374,17424,63613,95934,8710

80 minutos

95 minutos

Anexo. Tablas de Datos

TABLA I Continuación

tiempo de impregnacio’n:

N° muestra Po (i 0,0001 g) P. (d:0,0001 g)

WÑOMAwNv-I

tiempo de impregnación:N° muestra Po (:t 0,0001 g) P1 (d:0,0001 g)

WÑQMAWNH

5,41675,75115,21195,58115,40755,56485,31855,35075,281 1

5,13095,58585,09725,39035,39595,28205,8048

5,19785,62065,53175,09465,46235,43375,88954,89975,98095,93095,73335,67815,58535,65155,30785,6167

4,333 84,56434,29844,60424,5 1264,3 5 12

4, 121 7

4, 19054, 12064, 12564,37744,00014,39634,45604,39644,6055

4,52614,72104,83944,14984,00184,14795,07923,86245,25355,24284,44334,58534,50784,58364,24814,0687

110 minutos

125 minutos

159

TABLA I Continuación

tiempo de impregnación:N° muestra Po (i 0,0001 g) Pt (d:0,0001 g)

WNIQMAWNh-I

tiempo de impregnación:N° muestra Po (:1:0,0001 g) Pt (:t 0,0001 g)

5,06445,41105,19455,60895,31255,61505,03075,45735,15425,61365,48475,56245,52355,62125,59745,6814

5,25305,1 1975,19475,54805,84825,54895,40375,44765,42895,55865,34645,68935,31785,45865,48375,4099

4,22744,41304,36284,61554,28214,56404,06124,52684,52524,64864,41694,52704,52274,44534,33514,4010

4, 19234,22624, 1555

4,30734,87284,60134,44603,83673,91024,69984, 18034,62674,44004,59414,44054,5 188

Anexo. Tablas de Datos

150 minutos

175 minutos

160

TABLA I Continuación

tiempo de impreg71ación:N° muestra P0 (á: 0,0001 g) P1 (i 0,0001 g)

WÑONM-huNp.‘

tiempo de impreg71ación:N° muestra Po (:t 0,0001 g) P¡ (:t 0,000] g)

WÑQMAWNh‘

5,24454,93135,07795,13085,45005,32614,97975,65795,45715,27365,54975,26735,25915,50615,24965,8086

5,22425,45515,26984,40414,98225,15145,24125,59195,08025,60845,52215,54945,31275,45445,65645,6829

4,38603,51603,92693,54953,89824,16833,60264,31314,19294,22994,48954,42234,35854,52714,02344,7841

4,45274,58414,16243,52783,86933,97274,13024,12883,71924,18624,05704,15064,37874,39604,59364,4962

Anexo. Tablas dc Datos

200 minutos

225 minutos

161

Anexo. Tablas de Datos

TABLA I Continuación

tiempo de impregnación.‘

N° muestra Pn (:t 0,000] g) P. (:I:0,0001 g)

WQONM-thv­

tiempo de impregnación:N° muestra Po (:t 0,0001 g) P. (i 0,0001 g)

WÑQMANNH

5,13134,96905,07745,26945,51575,09655,72715,53715,57085,15905,38745,41045,51615,48385,60755,4179

5,31415,09165,03075,66285,37205,69555,29195,05155,17235,55325,71935,58605,18515,60235,41565,5258

3,85043,88583,91554,10324,11903,91224,82024,61114,41624,14344,05884,83514,57674,54084,36344,5908

4,36644,213 73,68544,62994, l 7884,26074, 14954,2242

250 minutos

350 minutos

162

Anexo. Tablas dc Datos

TABLA ll Densidad aparente (g/cm") de las muestras de manzanadurante la deshidratación osmática en solución acuosa de glucosa 22,1%p/p­

SERIE I

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

1

2

3

tiempo de impregnacio'n:N° muestra

1

2

3

tiempo de impregnacio'n:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnacián:N° muestra

l

2

3

pm(¿0,001) valor medio

0,830,81 0,82

0,82

p,11(¿0,001) valor medio

0,830,82 0,83

0,84

pm(io,00]) valor medio0,870,84 0,86

0,86

pm(10,001) valor medio

0,860,79 0,86

0,86

pm(¿0,001) valor medio

0,850,84 0,84

0,84

pm(¿0,001) valor medio

0,880,84 0,87

0,87

001,

0,01

0,01

0,04

0,01

O,02

0 minutos

8 minutos

16 minutos

25 minutos

35 minutos

50 minutos

163

TABLA II Continuación

tiempo de impregnacián.‘N° muestra

\

1

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempode impregnado":N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

pm(i0,001) valor medio

0,890,83

0,86

0,88

pm(10,001) valor medio

0,850,83

0,89

O87,

pm(:t0,001) valor medio

0,850,68 0,84

0,82

pm(¿0,001) valor medio

0,830,88 0,85

0,86

pm(¿0,001) valor medio

0,960,91

0,92

0,91

pm(¿0,001) valor medio

0,840,87

0,82

0841

0,03

0,03

0,03

0,02

0,03

0,03

Anexo. Tablas de Datos

65 minutos

80 minutos

95 minutos

110 minutos

125 minutos

150 minutos

164

Anexo. Tablas de Datos

TABLA ÏI Continuación

tiempo de impregnación:N° muestra pm(i0,001) valor medio

l 0,892 0,88 0,88

3 0,86

tiempo de impregnación:N° muestra pm(i0,001) valor medio

1 0,83

2 0,79 0,83

3 0,84

tiempo de impregnación:N° muestra pm(10,001) valor medio

1 0,84

2 0,91 0,84

3 0,84

tiempo de impregnación:N° muestra pm(i0,001) valor medio

l 0,81

2 0,87 0,82

3 0,83

tiempo de impregnacio’n:N° muestra pm(i0,001) valor medio

1 0,88

2 0,85 0,87

3 0,87

SERIE 2

tiempo de impregnación:

N° muestra pm(¿0,001) valor medio

1 0,83

2 0,84 0,833 0,82

175 minutos

0,01

200 minutos

0,03

225 minutos

0,04

250 minutos

0,03

350 minutos

002

0 minutos

0,01

165

Anexo. Tablas de Datos

TABLA II Continuación

tiempode impregnado":N° muestra pm(¿0,001) valor medio

1 0,83

2 0,86 0,853 0,87

tiempo de impregnación:N° muestra pln(i0,001) valor medio

l 0,86

2 0,89 0,87

3 0,87

tiempo a’eimpregnación:

N° muestra pm(¿0,001) valor medio

1 0,85

2 0,85 0,85

3 0,84

tiempo de impregnación:N° muestra pm(:t0,001) valor medio

1 0,89

2 0,90 0,88

3 0,84

25 minutos

50 minutos

125 minutos

200 minutos

166

Anexo. Tablas de Datos

TABLA Ill Densidad sólido-liquido (g/cm’) de las muestras de manzmtadurante la deshidratación osmo'tíca en solución acuosa de glucosa 22,1%p/p­

tiempo de impregnación: 0 minutosN° muestra ps_¡(5:0,001) valor medio o

1 1,053

2 1,056 1,057 0,0053 1,063

tiempo de impregnación: 8 minutosN° muestra ps_¡(:1:0,001) valor medio o

1 1,073

2 1,072 1,070 0,0043 1,066

tiempo de impregnación: 16 minutosN° muestra p,-¡(i0,001) valor medio o

1 1,079

2 1,081 1,080 0,002

tiempo de impregnación: 25 minutosN° muestra ps_¡(¿0,001) valor medio o

1 1,069

2 1,071 1,070 0,001

3 1,071

tiempo de impregnación: 35 minutosN° muestra ps_¡(:t0,001) valor medio o

1 1,077

2 1,071 1,074 0,0033 1,075

tiempo de impregnación: 50 minutosN° muestra p,_¡(i0,001) valor medio o

1 1,079

2 1,081 1,080 0,0013 1,081

167

Anexo. Tablas de Datos

TABLA III Continuación

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnacián:N° muestra

1

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

1

2

tiempo de impregnacio’n:N° muestra

l

2

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

tiempo de inpregnacio'n:N° muestra

1

2

tiempo de impregnación:

ps4(i0,001) valor medio

1,085

1,083

1,082

1,083

ps_¡(10,001) valor medio

1,091

1,088

1,091

1,090

ps_¡(¿0,001) valor medio

1,0921,092 1,092

ps_¡(21:0,001) valor medio

1,090

1,085 1,088

ps_¡(¿0,001) valor medio

1,099

1,099 1,099

ps_¡(10,001) valor medio

1, 100

1,100 1,100

N° muestra p,_,(i0,001) valor mediol

21,1031,106 1,105

0,001

0,002

0,002

0,004

0,001

0,001

0,002

65 minutos

80 minutos

95 minutos

110 minutos

125 minutos

150 minutos

175 minutos

168

Anexo. Tablas dc Datos

TABLA III Continuación

tiempo de impregnacio'n:N° muestra p,_¡(¿0,001) valor medio

1 1,108

2 1,104 1,106

tiempo de impregnación:N° muestra ps_¡(i0,001) valor medio

1 1,109

2 1,1 13 1,111

tiempo de impregnación:N° muestra ps_¡(¿0,001) valor medio

1 1,106

2 1,097 1,102

tiempo de impregnación:N° muestra ps_¡(¿0,001) valor medio

1 1,109

2 1,099 1,104

0,003

0,003

0,007

0,007

200 minutos

225 minutos

250 minutos

350 minutos

Anexo. Tablas dc Datos

TABLA IV

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnacio'n:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo a'e impregnacio'n:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregwación:N° muestra

1

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

aw(i 0,006)

0,994

0,9920,988

aw(:l: 0,006)

0,9860,9850,986

aw(:t 0,006)

0,9810,9820,989

¿Mi 0,006)

0,9820,9830,988

aw(i 0,006)

0,9850,9830,981

a“, (:I:0,006)

0,98 l0,9770,983

valor medio

0,99

valor medio

0,99

valor medio

0,98

valor medio

0,98

valor medio

0,98

valor medio

0,98

0,01

0,01

0,01

0,01

0,01

0,01

Actividad de agua de las muestras de manzana durante ladeshidratación osmo'ticaen solución acuosa de glucosa 22,1%p/p.

0 minutos

8 minutos

I 6 minutos

25 minutos

35 minutos

50 minutos

170

Anexo. Tablas de Datos

TABLA IV Continuación

tiempo de impregnacio'n.‘N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

1

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

1

2

3

aw(i 0,006)

0,983

0,9820,982

¿Mi 0,006)0,9760,9770,976

aw(:t 0,006)

0,9730,9760,974

aw (a: 0,006)

0,9760,9760,979

aw(:k 0,006)

0,9750,9740,977

a“,(:t 0,006)

0,9720,9740,972

valor medio

0,98

valor medio

0,98

valor medio

0,97

valor medio

098’

valor medio

0,98

valor medio

0,97

0,01

0,01

0,01

001

0,01

65 minutos

80 minutos

95 minutos

110 minutos

125 minutos

150 minutos

171

Anexo. Tablas de Datos

TABLA IV Continuación

tiempo de impregnación.‘N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

I

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

1

2

3

aw(i 0,006)

0,9720,9720,971

aw(i 0,006)

0,9710,9720,974

aw (:1:0,006)

0,9710,9700,972

¿Mi 0,006)0,9700,9710,972

aw (:1:0,006)

0,9700,9670,969

valor medio

0,97

valor medio

0,97

valor medio

0,97

valor medio

0,97

valor medio

0,97

0,01

0,01

0,01

175 minutos

200 minutos

225 minutos

250 minutos

350 minutos

172

Anexo. Tablas de Datos

TABLA V Contenido de humedad (g agua/100g) de las muestras demanzana durante la deshidratación osmo’ticaen solución acuosa de glucosa22,1% p/p.

tiempo de impregnacio’n:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnacián:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación.‘N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

23

M (:t 0,01)86,5586,6186,59

M (:t 0,01)84,5884,7184,68

M (:t 0,01)82,6082,6082,59

M (:t 0,01 )83,4083,4583,45

M(i 0,01)81,5881,5881,53

M (:1:0,01)

79,2379,3879,50

valor medio

86,58

valor medio

84,66

valor medio

82,60

valor medio

83,43

valor medio

81,57

valor medio

79,30

0,03

0,07

0,01

0,03

0,03

0,05

0 minutos

8 minutos

16 minutos

25 minutos

35 minutos

50 minutos

173

Anexo. Tablas de Datos

TABLA V Continuación

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnacián:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de inpregnacio’n:N° muestra

1

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

23

tiempode inpregnación:N° muestra

l

2

3

M (e: 0,01)79,6479,7979,85

M (a: 0,01)77,6077,7177,75

M (:t 0,01)77,6177,8777,97

M (:t 0,01)78,5878,6478,58

M (:t 0,01)76,4976,6476,52

M (:1:0,01 )

75,0675,1 1

75,07

valor medio

79,76

valor medio

77,69

valor medio

77,82

valor medio

78,60

valor medio

76,55

valor medio

75,08

005

008

0,04

0,08

0,04

65 minutos

80 minutos

95 minutos

110 minutos

125 minutos

150 minutos

174

TABLA V Continuación

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

1

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnacio’n:N° muestra

l

23

M (:1:0,01)75,0275,1975,19

M (:t 0,01)74,8274,8674,76

M (:t 0,01)73,5073,5473,51

M (:1:0,01)74,6974,8974,83

M (i 0,01)72,9973,0472,97

valor medio

75,13

valor medio

74,81

valor medio

73,52

valor medio

74,81

valor medio

73,00

0,10

0,05

002

0,01

0,04

Anexo. Tablas de Datos

l 75 minutos

200 minutos

225 minutos

250 minutos

350 minutos

175

Anexo. Tablas de Datos

TABLA VI Contenido de so'lidos solubles (°Brix) de las muestras demanzana durante la deshidratación osmótica en solución acuosa de glucosa22,1 %p/p.

tiempo de impregnación:N° muestra

1

2

3

tiempo de impregnacio'n:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación.‘N° muestra

1

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

1

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

1

2

3

tiempo de impregnacio'n:N° muestra

1

2

3

SS (:1:0,1)

10,6

11,4

13,4

SS (a: 0,1)

14,5

14,3

14,1

ss (:t 0,1)15,6

16,6

16,7

SS(:1: 0,1)

15,1

15,1

15,7

ss (:1:0,1)

17,5

16,7

17,1

SS (:1:0,1)

18,9

18,8

19,2

valor medio

11,8

valor medio

14,3

valor medio

16,3

valor medio

15,3

valor medio

17,1

valor medio

190I

0,2

0,6

O4

O4

0,2

0 minutos

8 minutos

16 minutos

25 minutos

35 mimitos

50 minutos

176

TABLA VI Continuación

tiempo a'e impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

1

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

1

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnacio'n:N° muestra

l

2

3

SS (:t 0,1)19,1

18,7

18,5

SS (:1:0,1)

19,9

20,1

19,7

SS (i 0,1)20,820,5

20,8

SS (i 0,1)20,719,6

20,3

ss (i 0,1)21,322,321,5

SS (:l: 0,1)

23,1

23,3

23,3

valor medio

18,8

valor medio

19,9

valor medio

20,7

valor medio

202’

valor medio

21,7

valor medio

23,2

0,3

0,2

02

0,5

05

0,1

65 minutos

80 minutos

95 minutos

110 minutos

125 minutos

150 minutos

177

Anexo. Tablas dc Datos

TABLA VI Continuación

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación.‘N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnacio'n:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnacio'n:N° muestra

l

2

3

SS (:l: 0,1)

24,3

23,723,4

ss (a:0,1)23,724,023,9

SS (:l: 0,1)

24,624,724,5

SS (:t 0,1)24,724,223,4

ss (:t 0,1)27,625,625,4

valor medio

23,8

valor medio

23,9

valor medio

24,6

valor medio

24, l

valor medio

26,2

05

0,1

0,1

0,6

175 minutos

200 minutos

225 minutos

250 minutos

350 minutos

178

Anexo. Tablas dc Datos

TABLA VII Variación delpeso de las muestras de manzana durante ladeshidratación osmo'ticaen solución acuosa de sacarosa 34,6 %p/p

tiempo de impregnación:N° muestra Po (:t 0,0001 g)

Item de Im re laCl II

N° muestra Po (:t 0,0001 g)

5,20005,38505,07925,30155,06925,67985,47195,67985,36335,66035,36055,53985,03985,35865,02455,5940

5,30725,33145,07655,51 13

5,32435,59095,28545,73815,25805,52555,81465,04555,27995,14054,92645,3445

P. (:i: 0,0001 g)5,04485,18294,82175,05134,83125,38665,36075,50205,21605,51255,19605,34294,83415,29744,71735,3805

P. (:1:0,0001 g)5,06605,13564,91705,29665,01735,46755,01265,63505,04295,34815,64934,78355,09904,86264,78885,1379

8 minutos

16 minutos

179

Anexo. Tablas de Datos

TABLA VII Continuación

tiempo de impregnación:N° muestra Po (:l:0,0001 g)

tiempo de impregnacio'n:N° muestra Po (:t 0,0001 g)

5,08995,34085,21425,69065,69165,32445,52205,74375,32025,59115,33005,21225,80185,53895,24144,9974

4,92065,31865,27575,51255,6680

Pt (:t 0,0001 g)

4,86145,18815,12775,46195,42985,09195,35255,61925,10355,35195,08785,07475,55915,32924,97374,8232

P. (:1:0,0001 g)

4,47874,91144,91315,16445,31785,51005,20075,53615,17874,88585,29265,15215,17134,86485,17804,6709

25 mimdos

35 minutos

Anexo. Tablas dc Datos

TABLA VII Continuación

tiempo de impregnación:N° muestra Po (:l:0,0001 g)

tiempo de impregnación:N° muestra P0 (:I:0,0001 g)

4,87545,08665,20775,29025,06425,41745,55285,42615,15575,19905,394

5,29734,6] 175,49804,84085,4263

5,08265,02815,29405,56775,43835,62164,96455,28225,23425,52355,47285,31 175,62585,23895,35065,3809

Pl (:t 0,0001 g)4,48824,70094,74704,90014,63874,93065,06284,99704,68244,65474,943 1

4,82064,01755,00484,32975,0775

P. (:t 0,0001 g)4,46864,65364,64525,27854,80245,00944,37664,69484,69694,93924,89504,64245,02014,59954,72164,5902

50 minutos

65 minutos

181

Anexo. Tablas dc Datos

TABLA VII Continuación

tiempo de impregnacián:N° muestra Po (d:0,0001 g)

tiempo de impregnación:N° muestra Po (á: 0,0001 g)

5,53905,15935,09085,18885,20125,26975,10285,34985,42125,28965,05995,51675,63045,14785,41875,5447

5,35494,97105,39075,42725,30205,11125,35785,14605,56505,61 1 1

5,29555,54985,33955,58095,37455,3904

P1 (:t 0,0001 g)4,95994,53944,53794,48944,58914,67284,52024,65304,81074,66054,34734,76634,91494,3483

P. (:1:0,0001 g)4,52404,18024,57844,70544,47004,28274,51084,26724,66304,61204,38124,60884,48304,67424,38854,3506

80 minutos

95 minutos

182

Anexo. Tablas de Datos

TABLA VII Continuación

tiempo de impregnación:N° muestra Po (i 0,0001 g)

tiempo de impregnación:N° muestra Pn (i 0,0001 g)

5,06815,27545,38285,86295,03925,59175,17505,35825,04305,29235,38135,20935,40355,42445,34415,6813

5,46495,54705,07825,65045,33315,37645,59755,77635,20085,41445,64195,56145,09005,31625,63655,0301

P. (:1:0,0001 g)

4,43774,72424,73195,23394,28914,75034,45844,67434,50784,36254,65514,42914,76344,64414,75814,9483

P. (:t 0,0001 g)4,53154,54024,251 1

4,621 1

4,43394,64684,45234,74534,26534,44924,59904,59834,31414,36784,55584,0635

110 minutos

125 minutos

183

Anexo. Tablas de Datos

TABLA VII Continuación

tiempo de impregnación:N° muestra Po (d:0,0001 g)

tiempo de impregnación:N° muestra Po (:1:0,0001 g)

4,97154,89864,85725,79605,35005,33665,69185,14855,41715,56985,26125,33835,48855,77465,32945,3480

5,01685,00165,39655,36685,47055,38845,22235,19615,69175,39595,32435,44375,29435,25745,40165,0959

P, (:l:0,0001 g)4,14764,14704,06794,89014,44074,44744,66534,38504,57234,59654,41054,58324,47654,84874,27854,3922

P1 (:1:0,0001 g)

4,18184,17164,51384,37334,57834,50064,35344,43164,67304,40254,39904,49454,34234,27374,24614,0726

150 minutos

175 minutos

Anexo. Tablas de Datos

TABLA VII Continuación

tiempo de impregnación:N° muestra Po (:I:0,0001 g)

tiempo de impregnación:N° muestra Po (:t 0,0001 g)

5,30035,26865,12175,48175,15095,45065,53665,71815,61845,35775,63595,72554,99125,58465,50515,1151

5,05805,04985,36375,61985,35915,31075,44265,31674,96685,52835,01025,33545,56605,45355,60255,3289

P. (:t 0,0001 g)4,35964,35734,3457

P1 (:1:0,0001 g)

4,10374,06034,38094,41 164,10714,08724,20544,20203,90994,20143,84154,18514,31954,19834,35874,1822

200 minutos

225 minutos

185

Anexo. Tablas dc Datos

TABLA VII Continuación

tiempo de impregnación:N° muestra P0 (i 0,0001 g)

tiempo de impregnación:N° muestra Pn (i 0,0001 g)

5,1 185

5,14905,29705,74945,35135,67475,31825,42395,72075,35715,46345,24485,59805,64055,64755,2906

5,37845,52904,83035,60155,26595,47135,80865,64305,51 12

5,42005,51345,25785,22015,101 1

5,11765,1494

Pl (:t 0,0001 g)

Pl (:i:0,0001 g)4,12094,60813,76964,43884,29354,03314,53954,30194,18134,11684,17374,03913,96434,03534,09363,9674

250 minutos

350 minutos

Anexo. Tablas dc Datos

TABLA VIII Densidad aparente (g/cm") de las mumtras de manzanadurante la deshidratación osmótica en solución acuosa de sacarosa 34,6 %p/p

SERIE l

tiempo de impregnacio'n: 0 minutos

N° muestra pm(i0,00]) valor medio o

l 0,83

2 0,82 0,81 0,023 0,79

tiempode impregnado": 8 minutos

N° muestra pm(i0,001) valor medio o

l 0,85

2 0,87 0,85 0,023 0,83

tiempo de impregnado": 16 minutos

N° muestra p,,J(i0,001) valor medio o

I 0,85

2 0,84 0,84 0,013 0,82

tiempo de impregnación: 25 minutos

N° muestra pm(¿0,001) valor medio o

l 0,84

2 0,88 0,87 0,023 0,88

tiempo de impregnación: 35 minutos

N° muestra pm(¿0,001) valor medio o

1 0,86

2 0,86 0,87 0,013 0,87

tiempo de impregnación: 50 minutos

N° muestra pm(:t0,001) valor medio o

l 0,852 0,8 l O,84 0, 023 0,86

187

TABLA VI" Continuación

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnacio'n:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

pm(:t0,001) valor medio

0,86

0,87 0,860, 86

pm(i0,001) valor medio

0,87

0,83 0,880,93

pm(i0,001) valor medio

0,87

0,850,86

0,86

pm(10,001) valor medio

0,87

0,860,88

0,87

pm(i0,001) valor medio

0,86

0,870,86

0,87

pm(i0,00]) valor medio0,89

0,87 0,870,86

000

005

0,01

0,01

0,00

0,02

Anexo. Tablas dc Datos

65 minutos

80 minutos

95 minutos

110 minutos

125 minutos

150 minutos

Anexo. Tablas de Datos

TABLA VIII Continuación

tiempo de impregnación:N° muestra

1

2

3

tiempo de impregnación.‘N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

SERIE 2

tiempo de impregnacián:N° muestra

l

2

3

pm(:k0,001) valor medio

0,90

0,91

0,880,90

pm(i0,001) valor medio

0,83

0,790,84

0,82

pm(i0,001) valor medio

0,84

0,86 0,860,89

pm(i0,001) valor medio

0,85

0,860,81

0,86

prn(¿0,001) valor medio

0,89

0,900,84

0,88

pm(5:0,001) valor medio

0,830,840,82

0,83

0,01

0,03

002

0,01

0,03

175 minutos

200 minutos

225 minutos

250 minutos

350 minutos

0 minutos

189

Anexo. Tablas de Datos

TABLA VIII Continuación

tiempo de impregnación: 25 minutos

N° muestra prn(:t0,001) valor medio o

l 0,83

2 0,86 0,85 0,023 0,87

tiempo de impregnación: 50 minutosN° muestra p"1(i0,001) valor medio o

l 0,86

2 0,89 0,87 0,023 0,87

tiempo de impregnacio'n.‘ 125 minutos

N° muestra p,11(:b0,001) valor medio o

1 0,85

2 0,85 0,85 0,013 0,84

tiempo de impregnacio’n: 175 minutos

N° muestra pm(:t0,001) valor medio o

l 0,89

2 0,90 0,88 0,033 0,84

tiempo de impregnacio'n: 200 minutosN° muestra pm(:k0,001) valor medio o

l 0,87

2 0,85 0,87 0,023 0,89

tiempo de impregnación: 250 minutosN° muestra pm(¿0,001) valor medio o

l 0,85

2 0,87 0,86 0,013 0,85

190

Anexo. Tablas dc Datos

TABLA 1x Densidad sólido-liquido(g/cm3)de las muestras de manzanadurante la deshidratación osmótica en solución acuosa de sacarosa 34,6 %p/p

tiempo de impregnación:N° muestra

1

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

1

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

1

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

1

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

1

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

1

2

3

ps-¡(i0,001) valor medio

1,062

1,059

1,061

1,061

ps4(i0,001) valor medio

1,075

1,076

1,073

1,074

p,_,(i0,001) valor medio

1,074

1,074

1,077

1,075

ps4(i0,001) valor medio

1,076

1,080

1,083

1,080

ps4(i0,001) valor medio1,075

1,074

1,079

1,076

pH (:t0,001) valor medio

1,087

1,096 1,091

0,002

0,002

0,002

0,004

0,003

0,006

0 minutos

8 minutos

16 minutos

25 minutos

35 minutos

50 minutos

191

TABLA IX Continuación

tiempo de impregnación:

N° muestra ps_¡(i0,001) valor medio

1 1,090

2 1,103 1,097

3 1,097

tiempo de impregnación:

N° muestra ps_¡(i0,001) valor medio

1 1,099

2 1,102 1,099

3 1,097

tiempo de impregnación:N° muestra ps_¡(i0,001) valor medio

1 1,094

2 1,092 1,095

3 1,098

tiempo de impregnación:N° muestra ps_¡(:t0,001) valor medio

1 1,101

2 1,108

3 1,093

1,101

tiempo de impregnación:N° muestra p“ (:t0,001) valor medio

l 1,095

2 1,203 1,106

3 1,019

tiempo de impregnación:N° muestra ps_¡(¿0,001) valor medio

1 1,099

2 1,113 1,105

3 1,102

0,007

0,002

0,003

0,003

0,092

0,007

Anexo. Tablas de Datos

65 minutos

80 minutos

95 minutos

110 minutos

125 minutos

150 minutos

192

TABLA 1X Continuación

tiempo de impregnación:

N° muestra ps_¡(¿0,001) valor medio

l 1,109

2 1,116 1,113

tiempo de impregnación:N° muestra ps_¡(10,001) valor medio

1 1,116

2 1,110 1,113

tiempo de impregnacio'n:N° muestra ps-¡(¿0,001) valor medio

l 1,112 1,112

2 1,113

tiempo de impregnación:

N° muestra ps_¡(¿0,001) valor medio

1 1,112

2 1,114 1,113

tiempo de impregnacio'n:

N° muestra ps_¡(i0,001) valor medio

1 1,115

2 1,120 1,117

0,005

0,005

0,001

0,001

0,004

Anexo. Tablas de Datos

175 minutos

200 minutos

225 minutos

250 minutos

350 minutos

193

Anexo. Tablas de Datos

TABLA X Actividad de agua de las muestras de manzana durante ladeshidratación osmo'ticaen solución acuosa de sacarosa 34,6%p/p

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

¿Mi 0,006)0,9900,9890,986

aw(:t 0,006)

0,9860,9890,989

aw (:1:0,006)

0,9850,984

0,985

a“, (:t 0,006)

0,9840,9830,984

aw(:t 0,006)

0,9840,9820,983

aw(:t 0,006)

0,9820,98 1

0,98 1

valor medio

0997

valor medio

0,99

valor medio

0,98

valor medio

0,98

valor medio

0,98

valor medio

0,98

0,01

0,01

0,01

0,0]

0,01

0,01

0 minutos

8 minutos

16 minutos

25 minutos

35 minutos

50 minutos

194

Anexo. Tablas dc Datos

TABLA X Continuación

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

1

2

3

aw(:h 0,006)

0,981

0,9800,980

aw (zi:0,006)

0,98 l0,9820,980

¿Mi 0,006)0,9770,9760,975

aw(:i: 0,006)

0,9770,9780,978

aw(:i: 0,006)

0,9750,9760,975

a“, (d: 0,006)

0,9770,9780,976

valor medio

0,98

valor medio

0,98

valor medio

0,98

valor medio

0,98

valor medio

0,98

valor medio

0,98

0,01

0,01

001

0,01

0,01

65 minutos

80 minutos

95 minutos

110 minutos

125 minutos

150 minutos

195

TABLA X Continuación

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

1

2

3

¿Mi 0,006)0,9750,9760,973

aw(:t 0,006)

0,971

0,9700,974

aw (:l:0,006)

0,9740,9760,977

aw(:i: 0,006)

0,9340,981

0,975

aw (:i: 0,006)

0,9710,9730,970

valor medio

0,97

valor medio

0,97

valor medio

0,98

valor medio

0,98

valor medio

0,97

0,01

0,0]

0,01

0,01

0,01

Anexo. Tablas de Datos

175 minutos

200 minutos

225 minutos

250 minutos

350 minutos

196

TABLA X]:

sacarosa 34,6 %p/p

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnacio'n:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación.‘N° muestra

1

2

M (:b0,01)85,7985,7035,31

M (:i:0,01)82,0082,2182,38

M(:I: 0,01)81,0631,11

31,03

M(i 0,01)31,1331,2081,26

M (:1:0,01)30,1530,2230,15

M (:l: 0,01 )

73,3473,43

valor medio

85,77

valor medio

82,20

valor medio

31,07

valor medio

31,2

valor medio

30,17

valor medio

78,38

0067

0,04

0,04

0,04

0,04

Anexo. Tablas dc Datos

Contenido de humedad (g agua/100g) de las muestras demanzana durante la deshidratación osmótica en solución acuosa de

0 minutos

8 minutos

16 minutos

25 minutos

35 minutos

50 minutos

197

Anexo. Tablas de Datos

TABLA XI

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

23

tiempo de impregnacián:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

Continuación

M (:t 0,01)76,6876,5876,57

M (:t 0,01 )76,9076,9376,87

M (:1:0,01)76,7376,6676,72

M (d: 0,01 )76,3276,2376,09

M (:1:0,01 )

76,3676,47

M (:I:0,01)74,1974,1774,34

valor medio

76,61

valor medio

76,90

valor medio

76,70

valor medio

76,21

valor medio

76,41

valor medio

74,23

0,06

003

0,04

0,12

0,05

0,09

80 minutos

95 minutos

I 10 mimitos

125 minutos

150 minutos

175 minutos

198

Anexo. Tablas de Datos

TABLA XI

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

23

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

Continuación

M (d: 0,01)73,1873,1773,08

M (:1:0,01)72,9273,0472,92

M (:t 0,01)72,5170,1770,16

M (:t 0,01)70,9971,1370,90

valor medio

73,14

valor medio

72,96

valor medio

70,94

valor medio

71,01

0,06

006

0,11

200 minutos

225 minutos

250 minutos

350 minutos

Anexo. Tablas de Datos

TABLA XI] Contenido de sólidos solubles (°Brix) de las muestras demanzana durante la deshidratación osmo'tica en solución acuosa desacarosa glucosa 34,6 %p/p

tiempo de impregnación: 0 minutosN° muestra SS (d:0,1) valor medio o

1 11,7

2 12,3 12,3 _O,6

3 12,9

tiempo de impregnación.‘ 8 minutosN° muestra SS (i 0,1) valor medio o

l 16,2

2 15,9 15,9 0,4

3 15,5

tiempo de impregnación: 16 minutosN° muestra SS (i 0,1) valor medio o

1 16,6

2 16,8 16,6 0,2

3 16,4

tiempo de impregnacio’n: 25 minutosN° muestra SS (i 0,1) valor medio o

1 16, 7

2 16,5 16,7 0,2

3 16, 8

tiempo de impregnacián: 35 minutosN° muestra SS (i 0,1) valor medio o

1 17,6

2 17,9 17,9 0,3

3 18,1

tiempo de impregnacio'n: 50 minutosN° muestra SS (:t 0,1) valor medio o

1 20,1

2 19,4 19,7 0,3

3 19,6

Anexo. Tablas dc Datos

TABLA XI Continuación

tiempo de impregnacián:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnación:N° muestra

l

2

3

tiempo de impregnacián:N° muestra

l

2

3

SS (:t 0,1)

24,1Mp24,6

SS (i 0,1)5A25,1

25,0

soonxpM3EJ

SS (i 0,1)25,525,426,3

SS (:l: 0,1)

26,826,526,7

valor medio

24,2

valor medio

25,2

valor medio

25,3

valor medio

us

valor medio

26,6

0,3

0,2

0,6

0,5

0,2

175 minutos

200 minutos

225 minutos

250 minutos

350 minutos

Anexo. 'l'ablns dc Datos

TABLA XII] Isoterma (lcsorcio'nde manzana fresca

[.s'olermade adsorción

Sal de referencia m (:h0,01) valor medio o

0,02

Li c1 (aw=0,l 1) 0,01 0,02 0,01

0,02

0,04

K Ac O (a w=0,22) 0,06 0,04 0,01

0,05

0,06

Mg C12(a w=0,33) 0,09 0,08 0,01

0,08

0,1 1

K2 C0J (a w=0,42) 0,10 0, 10 0,01

0,1 1

0,20

Na Br (a w=0,57) 0,20 0,20 0,010,20

0,33

Na Cl (a ,,=o,75) 0,39 0,39 0,010,39

0,6]

K Cl (a ,,=0,84) 0,6] 0,61 0,010,6]

1,01

Ba c12 (a w=0,90) 1,00 ¡,00 0,01

0,99

3,30

K2 so,1 (a w=0,97) 2,45 3,03 0,51

3,35

202

Ancxo. Tablas dc Datos

TABLA Xlll Continuación

Isolerma de desorción

Sal de referencia m (:l:0,01) valor medio o

0,03

Li Cl (a w=o,1 1) 0,03 0,03 0,01

0,03

0,05

K Ac o (a w=o,22) 0,05 0,05 0,010,04

0, lO

Mg C12(a w=0,33) 0,08 0,09 0,01

0,08

0,12

K2 co3 (a w=0,42) 0,10 o, 11 0,01

0,11

0,21

Na Br (a w=0,57) 0,20 0,21 0,01

0,21

0,38

Na Cl (a w=o,75) 0,41 0,39 0,01

0,40

0,64

K c1 (a ,,=0,84) 0,63 0,64 0,01

0,64

2,05

Ba CI2(a ,,=0,90) 2,18 0,87 0,01

2,49

2,69

K2 so4 (a w=0,97) 2,89 2,92 0,25

3,18

203

Ancxo. Tablas dc Datos

TABLA XIV Isoterma de sorción (lemanzana impregnada a presiónatmosférica en solución acuosa (leglucosa 22,1 %p/p

[solar/na de adsorción

Sal de referencia m (:t 0,01) valor medio o

0,03

Li c1 (a ,,=0,1 1) 0,03 0,03 0,01

0,03

0,04

K Ac o (a w=0,22) 0,04 0,04 0,01

0,04

0,10

Mg c12(a,,=0,33) 0,09 0,09 0,01

0,08

K2 C0J (a w=0,42) 0,10 0,10 0,01

0,12

0,22

Na Br (a ,,=0,57) 0,22 0,22 0,01

0,22

0,41

Na c1 (a w=0,75) 0,40 0,41 0,010,42

0,66

K Cl (a ,,=0,84) 0,65 0,66 0,010,67

1,05

Ba CI2 (a w=0,90) ¡,06 ¡,08 0,01

¡,12

3,49

K2 so4 (aw=0,97) 3,37 3,42 0,063,40

204

Anexo. Tablas dc Datos

TABLA XIV Continuación

[solerma de desorción

Sal de referencia m (:l:0,01) valor medio o

0,03

Li CI (a w=0,] l) 0,04 0,04 0,0]

0,05

0,05

K Ac o (a ,,=0,22) 0,05 0,05 0,010,05

0,09

Mg Clz (a w=0,33) 0,09 0,09 0,0]0,09

0,09

K2 c03 (a ,,=0,42) 0,10 0,1 1 0,01

0,13

0,20

Na Br (a w=0,57) 0,21 0,23 0,04

0,27

0,39

Na CI (a ,,=0,75) 0,40 0,40 0,010,40

0,64

K Cl (a w=0,84) 0,64 0,64 0,010,63

2,05

Ba CI2 (a w=0,90) 2,55 0.96 0,01

1,47

3,14

K2 SO4 (a w=0,97) 3,54 3,31 0,2]3,25

205

Anexo. Tablas dc Datos

TABLA XV Isoterma dc sorcíón (lemanzana impregnada a presiónatmoqfe’rícaen solución acuosa de glucosa 39,5 %p/p

¡solerma de adsorción

Sal de referencia m (i 0,01) valor medio o

0,03

Li Cl (a w=0,1 1) 0,02 0,02 0,01

0,02

0,06

K Ac O (a w=0,22) 0,04 0,04 0,01

0,04

0,03

Mg c12(a w=0,33) 0,09 0,08 0,01

0,09

0,14

K2C03 (a,,=0,42) 0,09 0,09 0,010,09

0,18

Na Br (a w=0,57) 0,15 0,]6 0,010,15

0,35

Na Cl (a w=0,75) 0,42 0,38 0,0l0,37

0,65

K c1 (a w=0,84) 0,66 0,65 0,010,66

1,08

Ba Cl2 (a w=0,90) 1,1 1 1,08 0,01

1,06

3,33

K2 S04 (a w=0,97) 3,38 3,29 0,0]

3,25

206

Ancxo. Tablas dc Datos

TABLA XV Continuación

[solerma de deserción

Sal de referencia m (:l:0,01) valor medio o

0,03

Li Cl (a w=0,l l) 0,04 0,04 0,01

0,04

0,04

K Ac o (a w=0,22) 0,04 0,04 0,01

0,04

0,08

Mg C12(a w=o,33) 0,08 0,08 0,01

0,09

0,09

K2 C03 (a w=0,42) 0,1 1 0,1 1 0,01

0,12

0,18

Na Br (a w=0,57) 0,17 0,18 0,0l0,20

0,39

Na c1 (aw=0,75) 0,37 0,38 0,010,39

0,63

K Cl (a w=0,84) 0,64 0,63 0,01

0,63

1,04

Ba CI2 (a w=0,90) 1,08 1,05 0,01

¡,03

3,60

K2 SO4 (aw=0,97) 3,36 3,41 0,0]3,45

207

Anexo. Tablas dc Datos

TABLA XVI Isatcrma (lesorcío'n (lemanzana impregnada con aplicacíól(lepulso (le vacío en solución acuosa (leglucosa 59,0 %p/p

[solerma de adsorción

Sal de referencia

Li c1(a,,=0,11)

K Ac o (a ,,=0,22)

Mg C12(a w=0,33)

K2 C03 (a w=0,42)

Na Br (a w=0,57)

Na Cl (a,,=0,75)

K Cl (a ,,=0,84)

Ba c12 (a ,,=0,90)

K2 804 (aw=0,97)

m (i 0,01) valor medio

0,03

0,03

0,03

0,04

0,04

0,04

0,090,09

0,09

0,10

0,10

0,10

0,19

0,21

0,20

0,400,400,39

0,65

0,660,66

1,09

1,07

1,01

3,363,43

3,37

0,03

004

0,09

0,10

0207

0,39

0,66

l,06

3,39

0'

0,01

0,0]

0,01

0,0]

0,0]

0,0]

0,01

0,0]

0,0]

TABLA XVI Continuación

[solerma de desorción

Sal de referencia

Li Cl (a,,=0,11)

K Ac o (a ,,=0,22)

Mg Cl; (a w=0,33)

K2co3 (a,,=0,42)

Na Br (aw=0,57)

Na Cl (a ,,=0,75)

K cr (a ,,=0,84)

Ba CI2(a,,=0,90)

K2 so4 (a ,,=0,97)

m (á: 0,0!) valor medio

0,05

0,04

0,05

0,05

0,04

0,05

0,08

0,08

0,08

0,10

0,10

0,07

0,190,19

0,20

0,390,400,40

0,64

0,640,64

1,06

¡,09

1,06

3,393,48

3,35

0,04

005

0,08

0,10

0,20

0,40

0,64

1,07

3,41

Anexo. Tablas dc Datos

0'

0,0!

00]

0,01

0,01

000,

0,0]

001,

0'017

0,0]

20?

211

TablaXVIIEncogimientodemuestrasdemanzanaimpregnadasensoluciónacuosadeglucosa22,1%p/p

Muestra123456789

,

espesor(:k0.01cm)0,410,400,390,410,370420,390,380,37

.._.aárea(á:0,1cm2)16,416,71717,116,916,717,4'16617,3

i

volumen(at0,1cm’)6,76,76,67,06,37,0676465

ï,I

espesor(i0.01cm)0,370,350,350,360,320,350320,320,31

3

'U

área(i0,1cmz)1515,415,315,614,514,514,7147149

,I

volumen(i0,1cm’)5,55,45,35,64,65,14,84,847

1

encog(%)18,819,319,019,5265267292254276 (volumen) ENCOG%(ide)24:t5 (volumen)

ai:antesdeimpregnardi:despuésdeimpregnar

0,38 173 66032

145 461

304

212

TablaXVIIIEncogimientodemuestrasdemanzanaescaldadaeimpregnadaensoluciónacuosadeglucosa22,1%p/p

Muestral2345678910espesor(:t0,01cm)0,410,390,39039037O40038040041038

7ii’i7’

(U

área(i0,lcm"’)16,916,816,617216917117117,017,317,0

i,i,

volumen(:1:0,1cm’)6,96,66,56,76,26,86,46,97,16,5 espesor(i0,01cm)0,360,350,340,34032035033035036033

i7

diárea(:t0,lcm2)14,414615115414715315315,214715,0

Ji’i7J9

volumen(:1:0,1cm’)5,25,15,25,34,75,35,15,35,35o

9

encog(%)[aí —di]25232022252121232524ENCOG%(:bde)[ai-di]23i2

(volumen) ai:antesdeimpregnardi:despuésdeimpregnar

Anexo. Tabla de Datos.

TABLAXIXEncogimientodemuestrasdemanzanaimpregnadaensoluciónacuosadeglucosa31,9%p/p

Muestra

espesor(i0.01cm) área(i0,1cm",)

a

volumen(:1:0,1cm’) espesor(d:0,01cm)

d.­área(:t0,1cm2) volumen(i0,1cm’) encog(%)

(volumen) ENCOG%(d:de) (volumen)

ai:antesdeimpregnar

04116,1 65 0,30

38 4144:1:3

0,29 12,8 38 44

041,

17,1 45

0,3916,5 64

,0,23 12,7 36 44

0407 69

0,2912,6 37 46

di:despuésdeimpregnar

0,4016,7

0,39 16,8 660,29 12,9

oo(ñ 42

0,39 168

7

650,29

37 43

0,43169

!

0,30 12,3 37 49

0,41168

Y

690,29

127 3,7 47

213

TABLAXXEncogimientodemuestrasdemanzanaescaldadaeimpregnadaensolución acuosadeglucosa31,9%p/p

Muestral2espesor(i0,01cm)

0,4480,467

aiárea(¿0.1cm"’)13174

1

volumen(:k0,1cm’)8,18,1

0,429

1681

7,2

0,480

168)

8,1

0,455

17,5 8,0

0,482

175,

8,4

0,412177

,7,3

0,44517,6 7,8

0,484

1743

8,4

100,408

174'I

7,1

espesor(i0,01cm)0,3670,384

diárea(io,1cm")14214,4

1

volumen(d:0,1cm’)5,25,5

0,353

142 5,0

0,384

1377

5,3

0,35012,9 4,5

0,369

137’

5,0

0,33613,9 4,7

0,34613,8 4,8

0,34613,9 4,8

0,34313,7 47

encog(%)[ai-di]35,431,9 ENCOG%(:tde)[ai-di]3734

(volumen)ai:antesdeimpregnar

304

i

349

7

di:despuésdeimpregnar

43,3

40,1

36,0

39,0

42,9

33,8

Anexo. Tabla dc Datos.

214

TABLAXXIEncogiminetodemuestrasdemanzanaimpregnadaensolución acuosadeglucosa39,5%p/p

Muestra123456espesor(i0,01cm)0,440,420460440,42041

’i5

aiárea(:t0.lcm"')17,2171169165165164

,

volumen(:l:0,1cm’)7,67,27,77,37,06,7

0,45 167 7,6

041J

161

7

6,6

043168

l7,3

043 16,7 71,

espesor(:t0,01cm)0,340,320,320,3102803o

diárea(io.lcm2)1311312512,81212,6

i1

volumen(:k0,1cm’)4,4424,04,03,43,8

0,30 12,2 3,7

03112,9 4,0

encog(%)42,142648,345551,443,2 (volumen) ENCOG%(:I:de)45:1:3 (volumen)

ai:antesdeimpregnardi:despuésdeimpregnar

44,4

44,4

44,4

Anexo. Tabla de Datos.

215

TABLAXXIIEncogimientodemuestrasdemanzanaescaldadaseimpregnadasensolución acuosadeglucosa31,9%p/p

Muestra

espesor(i0,01cm)

aiárea(i0,1cm’)

volumen(i0,1cm")

0,4216l 6,8

0,46169

i7,7

044,

166

3

7,3

0,46171 7,9

044166

,7,3

0,44 166 7,2

046177

I8,2

046171

,7,8

044 173

,7,6

0,41 171 7,0

espeSOr(:1:0,01cm)

'U

área(at0,1cm2) volumen(a:0,1cm’)

143

1

5,1

0,35 14,1 4,9

0,35 156 5,5

035143

’4,9

034132

1

4,4

0365,4

036 148

,5,3

036 13,9 5,0

033141

,4,7

encog(%)[ai-di]

32

ENCOG%(ide)[ai-di]

(volumen) ai:antesdeimpregnar

35

33

33:l:2

30

33

39

34

di:despuésdeimpregnar

34

32

Ancxo. Tabla dc Datos.

216

TABLAXXIIIEncogimientademuestrasdemanzanaimpregnadasensolución acuosa(leglucosa59%p/p

Muestra123456espesor(t0,01cm)0,430,420,400,41042042

aiárea(s:0.lcm1)175169174174177174

171

volumen(i0,1cm’)7,57,07,07,17,57,3

042> 177

,7,4

042I

178

3

7,4

042 17,9 7,5

O413 177

,72

espeSOr(:1:0,01cm)0,350,350,330,330,36034

I

diárea(i0,1cm"’)13o13912,912,914513,6

1I

volumen(:t0,1cm’)4,5484,24,25,24,7

0,35 13,9 4,9

033 12,9 4,3

034 13,6 4,6

034 13,1 4,5

encog(%)403l40403136 (volumen) ENCOG%(:I:de)37:1:4 (volumen)

ai:antesdeimpregnardi:despuésdeimpregnar

34

43

38

38

Ancxo. Tabla dc Datos.

TABLA XXIV Evolución del peso de la manzana fi'esca durante ladeshidratación en corriente de aire

tratamiento térmicoprevio: noconcentración de 1asolución de inzpregnación (% ¡ij0}: no se impregnópresiów’tienwo (mm[ig/min): ----- -­aweq: 0,99 i 0,01masa seca (g): 0,645 :t 0,005

humedad inicial (g agua/g ms): 7,95 :t 0,01espesor inicial (cm): 0,37 2|:0,01

tiempo masa de muestra(mín) (:t 0,001 g)

O 5,7672 5,2854 4,7896 4,3358 3,93410 3,58312 3,27114 2,90616 2,85718 2,53320 2,32822 2,14724 1,96326 1,80128 1,64630 1,50432 1,36834 1,25436 1,14638 1,05140 0,97242 0,91444 0,85946 0,82348 0,79550 0,77052 0,75554 0,74656 0,73958 0,73460 0,73 162 0,72864 0,72566 0,723

219

TABLA XXIV Continuación

tiempo masa de muestra(min) (:1;0,001 g)

68 0,72270 0,72172 0,71974 0,71876 0,71778 0,71680 0,715

TABLA XXV Evolución del peso de la manzana fresca durante ladeshidratación en corriente de aire

tratamiento térmicoprevio: noconcentración de la solución de impregnacio’n(%p/p): no se impregnópresión/tiempo (mmHg/min): ------­aweq: 0,99 i 0,01

masa seca (g): 0,71 1 :t 0,005humedad inicial (g agua/3;ms): 6,30 :t 0,01espesor inicial (cm): 0,39 d:0,01

tiempo masa de muestra(min) (:t 0,001 g)

0 5,1892 4,7954 4,4106 4,0718 3,76810 3,46512 3,20414 2,97616 2,74818 2,54420 2,366

22,5 2,13525 1,97727 1,82029 1,68131 1,55133 1,44035 1,32537 1,22239 1,134

41,5 1,04843,5 0,98445,5 0,92947,5 0,88849,5 0,85551,5 0,83553,5 0,81956 0,80858 0,79960 0,74762 0,69864 0,66966 0,646

221

TABLA XXVI Evolución delpeso dela manzanafresca escaldadadurante la deshidratación en corriente de aire

tratamiento térmico previo." sí

concentración de la solución a’eimpregnación (%p/p): no se impregnópresión/tiempo (mmHg/min):aw eq:

masa seca (g):humedad inicial (g agua/g ms):

tiempo(min)

u_\o\1muo

15

1719212325272931

33353739414345474951535557596163656769

0,99 :1:0,01

0,698 :i:0,005

8,74 :t 0,01

masa de muestra(:L0,001 g)

6,8056,0945,5935,1294,6874,2663,8903,5413,2282,9352,6662,4352,2172,0261,8511,6971,5531,4311,3251,2331,1511,0871,0310,9890,9500,9220,9010,8850,8670,8580,8500,8440,8390,8350,832

222

TABLA XXVI Continuación

tiempo masa de muestra(min) (d: 0,001 g)

71 0,82973 0,82675 0,82577 0,82279 0,82181 0,819

83,5 0,81786 0,815

88,5 0,81491 0,812

TABLA XXVII Evolución del peso de Ia ntauzana impregnada apresión atmosférica en solucio'n acuosa de glucosa 22,1 %p/p duranteIa deshidratación en corriente de aire

tratamiento térmicoprevio: noconcentración de la solución a’eimpregnación (%p/p): 22,1 i 0,1presiów’tiempo (mm¡{g/min): 760/ 180aweq! 0,97 i 0,01masa seca (g): 1,190 d:0,005humedad inicial (g agua/g ms): 4,21 :t 0,01espesor inicial (cm): 0,36 :1:0,01

tiempo masa de muestra(mín) (i 0,001 g)

0 6,2063 5,5655 5,1627 4,7599 4,40211 4,07013 3,80215 3,55717 3,35319 3,16221 2,90123 2,74325 2,70627 2,56429 2,44531 2,33533 2,23135 2,13137 2,04839 1,96341 1,89143 1,82745 1,76547 1,71549 1,66651 1,62853 1,59655 1,56457 1,54059 1,51961 1,50163 1,48665 1,46767 1,456

TABLA XXVII Continuación

tiempo masa de muestra(min) (:1:0,001 g)

69 1,44771 1,43973 1,43175 1,42477 1,42079 1,41581 1,410

83,5 1,40586 1,402

88,5 1,39791 1,393

TABLA XXVIII Evolución del peso de la manzana escaldada eimpregnada a presión atmosférica en solución acuosa de glucosa 22,1 %p/p durante la deshidratación en corriente de aire

tratamiento térmicoprevio: síconcentración de la solución de impregnación (% p/jv): 22,1 :1:0,1presión/tiempo (mmHgv’min): 760/ 180aweq! 0,97 i 0,01masa seca (g): 1,319 :t 0,005

lmmedaa’inicial (g agua/g ms): 4,03 :t 0,01espesor inicial (cm): 0,37 :1:0,01

tiempo masa de muestra(min) (:1:0,001 g)

o 6,6312 6,2204 5,8596 5,4418 4,95910 4,60512 4,26514 3,96416 3,69018 3,54220 3,25022 3,05124 2,80126 2,74828 2,61430 2,49732 2,39234 2,29836 2,22538 2, 15540 2,09242 2,03444 1,99046 1,94548 1,90850 1,87752 1,34254 1,81956 1,79658 1,77160 1,75362 1,73864 1,724

TABLA XXVIII Continuación

tiempo masa de muestra(min) (:t 0,001 g)

66 1,71168 1,69970 1,68872 1,68174 1,66876 1,65878 1,65280 1,646

82,5 1,63985 1,632

87,5 1,62690 1,620

TABLA XXIX Evolución del peso de Ia manzana impregnada a presiónatmosférica en solucio'n acuosa de glucosa 31,9 % p/p durante Ia deshidrataciónen con'iente de aire

tratamiento térmicoprevio: noconcentración de la solución de impregnación (%p/p): 31,9 i 0,1presión/tiempo (mmHgúnin): 760/ 180aweq: 0,95 i 0,01

masa seca (g): 1,441 :t 0,005

humedad inicial (g agua/g ms): 3,39 :1:0,01espesor inicial (cm): 0,36 :t 0,01

tiempo masa de muestra(min) (:1:0,001 g)

0 6,3352 5,8954 5,4776 5,0788 4,75010 4,45312 4,20614 3,97416 3,77618 3,59220 3,43122 3,27824 3,14526 3,01928 2,90530 2,80632 2,69634 2,61 1

36 2,52038 2,44740 2,37942 2,31744 2,25746 2,21048 2,15650 2,1 18

52 2,08254 2,04256 2,013

228

TABLA XXIX Continuación

tiempo masa de muestra(min) (i 0,001 s)

58 1,98960 1,95962 1,94064 1,92066 1,90568 1,89070 1,87772 1,86074 1,85076 1,84078 1,83230 Lszs

82,5 1,81685 1,808

87,5 1,80190 1,795

92,5 1,78995 1,784

TABLA XXX Evolución del peso (le la manzana escaldada e impregnada apresión atmosférica en solución acuosa de glucosa 31,9 % p/p durante Iadeshidratación en corriente de aire

tratamiento térmico pre vio: síconcentración de la solución de impregnación (%p/p): 31,9 d:0,1presión/tiempo (mmHgúnin): 760/ 180

aweq: 0,95 :t 0,01

masa seca (g): 2,055 i 0,005humedad inicial (g agua/g ms): 2,62 :l:0,01espesor inicial (cm): 0,37 :t 0,01

tiempo masa de muestra(min) (:1:0,001 g)

0 7,4423 6,8185 6,4277 6,0409 5,636l l 5,45013 5,17315 4,83717 4,75019 4,59421 4,44423 4,30825 4,18827 4,06629 3,97031 3,87633 3,78635 3,70437 3,63539 3,56541 3,50543 3,44945 3,40247 3,34649 3,30251 3,25853 3,22055 3,18757 3,14259 3,108

230

TABLA XXX Continuación

tiempo masa de muestra(mín) (:t 0,001 g)

61 3,07763 3,04965 3,02367 2,99969 2,97171 2,951

73 2,92975 2,91177 2,89379 2,8678] 2,852

83,5 2,83386 2,816

88,5 2,80091 2,779

93,5 2,76496 2,75 l

TABLA XXXI Evolución del peso de la manzana impregnada en soluciónacuosa de glucosa 39,5 %p/p a presión atmosférica durante la deshidratación encorriente de aire

tratamiento térmica previo: noconcentración de la solución de impregnación (%p/p): 39,5 :t 0,1presión/tiempo (mmHg/min): 760/ 180aweq: 0,93 i 0,01

masa seca (g): 2,483 i 0,005

humedad inicial (g agua/1gIm): 1,81 :t 0,01

tiempo masa de muestra(mín) (:t 0,001 g)

0 6,9662 6,5484 6,1756 5,8518 5,58010 5,35312 5,15114 4,97916 4,82818 4,68920 4,56022 4,44724 4,34526 4,24228 4,15030 4,06832 3,99034 3,92136 3,85438 3,79240 3,73642 3,67644 3,63146 3,58648 3,54050 3,50252 3,46054 3,43056 3,39958 3,36660 3,34062 3,31464 3,292

TABLA XXXI Continuación

tiempo masa de muestra(mín) (:t 0,001 g)

66 3,26568 3,24670 3,22872 3,21174 3,19676 3,17578 3,16280 3,149

82,5 3,13585 3,121

87,5 3,10990 3,099

92,5 3,08895 3,073

97,5 3,063100 3,054

TABLA XXXII Evolución delpeso dela manzana escaldada e impregnada ensolución acuosa de glucosa 39,5 % p/p a presio'n atmosférica durante ladeshidratación en corriente de aire

tratamiento térmico pre vio: síconcentración de la solución de impregnacio’n (%p/p): 39,5 i 0,1presión/tiempo (mmHgfinin): 760/ 180

awqu 0,93 :1:0,01

masa seca (g): 2,627 :1:0,005

Inanedad inicial (g agua/g ms): 1,86 :b0,01espesor inicial (cm): 0,38 i 0,01

tiempo masa de muestra(min) (:1:0,001 g)

0 7,5153 6,9445 6,5757 6,2729 5,904l l 5,76613 5,57215 5,41517 5,26319 5,1 1821 5,00623 4,88025 4,79227 4,68129 4,59931 4,52033 4,44535 4,38037 4,31939 4,25441 4,20443 4,14645 4,10347 4,05049 4,01051 3,96753 3,93255 3,89757 3,86059 3,83061 3,80063 3,767

TABLA XXXII Continuación

tiempo masa de muestra(min) (:1:0,001 g)

65 3,74067 3,71869 3,69671 3,668

73,5 3,65376 3,61978 3,60180 3,578

82,5 3,56085 3,542

87,5 3,52490 3,508

92,5 3,49295 3,470

97,5 3,458100 3,444

TABLA XXXIII Evolución del peso de la manzana impregnada en soluciónacuosa de glucosa 59,0 % p/p con aplicación de pulso de vacío, durante ladeshidratación en con'iente de aire

tratamiento térmico noprevio:concentración de la solución de impregnación (%p/fo): 59,0 :t 0,1

presióiv’lienwo (mmHgúnin): 60/10aweq: 0,97 :t 0,01

masa seca (g): 2,011 :t 0,005humedad inicial (g agua/g ms): 2,60 :t 0,01

espesor inicial (cm): 0,36 :¡z0,01

tiempo masa de muestra(min) (:t 0,001 g)

0 7,2413 6,7226 6,2329 5,83212 5,49715 5,20218 4,93621 4,70224 4,50227 4,31430 4,13533 3,98336 3,83739 3,71242 3,59245 3,48348 3,38251 3,28754 3,19657 3,1 1660 3,03663 2,97266 2,90969 2,845

72,5 2,79276 2,73479 2,69682 2,65485 2,62188 2,5939] 2,56595 2,52899 2,500

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