EFECTIVIDAD DEL QUITOSANO PARA LA QUELATACIÓN DE …

TECNOLÓGICO NACIONAL DE MÉXICO

Instituto Tecnológico de Torreón

TECNOLÓGICO NACIONAL DE MÉXICO

INSTITUTO TECNOLÓGICO DE TORREÓN

DIVISIÓN DE ESTUDIOS DE POSGRADO E INVESTIGACIÓN

PROGRAMA DE MAESTRÍA EN CIENCIAS EN SUELOS

EFECTIVIDAD DEL QUITOSANO PARA LA QUELATACIÓN

DE ARSÉNICO (As) DE DOS FLUVISOLES

PROVENIENTES DE LA COMARCA LAGUNERA DE

COAHUILA

Tesis que presenta:

KARLA JANETH MARTÍNEZ MACÍAS

Como requisito parcial para obtener el grado de:

MAESTRA EN CIENCIAS EN SUELOS

Director de tesis:

M.C. LETICIA ALFARO HERNÁNDEZ

Torreón, Coahuila, México.

Diciembre, 2018

ii

COMITÉ PARTICULAR DE TESIS

Tesis elaborada bajo la supervisión del comité particular de tesis, la cual ha sido

aprobada y aceptada como requisito parcial para obtener el grado de:

MAESTRO EN CIENCIAS EN SUELOS

COMITÉ PARTICULAR

DIRECTOR

M.C. LETICIA ALFARO HERNÁNDEZ

CO-DIRECTOR

DR. MIGUEL ÁNGEL SEGURA CASTRUITA

ASESOR

DR. JORGE ARNALDO OROZCO VIDAL

ASESOR

M.C. GUILLERMO HERNÁNDEZ ORDAZ

Torreón, Coahuila, México. Diciembre de 2018

iii

AGRADECIMIENTOS

Al Consejo Nacional De Ciencia y Tecnología

(CONACyT), por el apoyo financiero que me otorgó estos dos

años, ya que sin su ayuda no hubiera podido realizar mis

estudios de posgrado.

A mi comité de tesis, Dr. Miguel Ángel Segura Castruita,

Dr. Jorge Arnaldo Orozco Vidal, M.C. Guillermo Hernández

Ordaz y M.C. Leticia Alfaro Hernández; ya que gracias a ellos

pude estructurar y realizar el trabajo con el que hoy día me título,

además de enseñarme que puedo llegar hasta donde me lo

proponga.

A cada uno de los profesores que tuve en estos dos

años, por transmitirme sus conocimientos y brindarme su apoyo

cuando lo necesitaba.

A mis compañeros de clase, Dulce, Natividad, Jesús y

Guadalupe; por el apoyo, la convivencia, ya que cada una de las

aventuras vividas durante nuestro estudio de posgrado, siempre

quedarán como hermosos recuerdos en mi mente.

iv

DEDICATORIA

A Dios, por permitirme continuar mis estudios y ayudarme

a subir un peldaño más en el camino del conocimiento, por

cuidarme de todo mal, estar conmigo en todo momento y darme

fuerzas cuando siento que ya no puedo más.

A mi mamá, Sra. María Guadalupe Macias Carrillo, ya

que en cada una de las etapas de mi formación ha estado

siempre apoyándome y dándome ánimos para salir adelante.

A mis hermanos, Nelly y Carlos, y mis sobrinos Katia y

Santiago, ya que ellos siempre le han dado un toque de alegría a

mi vida y me apoyan cuando lo he necesitado.

A todas y cada una de estas personas que, siempre

estuvieron conmigo, que me apoyaron, ayudaron, que me

brindaron su amistad, cariño y comprensión, en estos dos años

de estudio, en especial para ti…

v

ÍNDICE DE CONTENIDO

COMITÉ PARTICULAR DE TESIS ........................................................................ ii

AGRADECIMIENTOS ........................................................................................... iii

DEDICATORIA ..................................................................................................... iv

ÍNDICE DE CONTENIDO ..................................................................................... v

ÍNDICE DE CUADROS ........................................................................................ vii

ÍNDICE DE FIGURAS ......................................................................................... viii

RESUMEN ............................................................................................................ ix

SUMMARY ........................................................................................................... x

I. INTRODUCCIÓN ........................................................................................... 1

1.1. Objetivo ...................................................................................................... 5

1.1.1. Objetivos particulares .............................................................................. 5

1.2. Hipótesis ..................................................................................................... 6

II. REVISIÓN DE LITERATURA ........................................................................ 7

2.1. El suelo ....................................................................................................... 7

2.2 Fases del suelo ........................................................................................... 9

2.2.1 El agua y la solución del suelo ............................................................... 10

2.3. Contaminación en el suelo ....................................................................... 12

2.4. Metales y metaloides ................................................................................ 13

2.4.1. Toxicidad por metales pesados ............................................................. 15

2.4.2 Arsénico.................................................................................................. 17

2.5. Estrés ambiental ....................................................................................... 23

2.5.1. Respuesta de las plantas al estrés provocado por As y otros metales .. 26

2.6. Remediación de suelos ............................................................................ 29

2.6.1. Extracción/ fitoextracción de metales pesados ...................................... 31

2.6.2. Quelación .............................................................................................. 33

vi

III. MATERIALES Y MÉTODOS ......................................................................... 38

3.1 Área de estudio ......................................................................................... 38

3.2 Origen del material experimental ............................................................... 39

3.2.1 Acondicionamiento del quitosano ........................................................... 43

3.2.2 Determinación de la cantidad de quitosano ............................................ 44

3.3 Diseño experimental .................................................................................. 46

3.4 Análisis Estadístico .................................................................................... 47

IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES ................................................................. 48

4.1 Efecto del quitosano .................................................................................. 49

V. CONCLUSIONES .......................................................................................... 54

VI. LITERATURA CITADA ................................................................................. 55

vii

ÍNDICE DE CUADROS

Página

Cuadro 1. Categoría de los diferentes elementos traza. 15

Cuadro 2. Niveles de toxicidad de diferentes elementos traza. 17

Cuadro 3. Concentración de arsénico en los minerales más

comunes.

18

Cuadro 4. Estructura, toxicidad y propiedades químicas de

algunas especies de As de importancia ambiental

20

Cuadro 5. Tipos de estrés en las plantas causados por

factores ambientales, fisiológicos y bioquímicos.

24

Cuadro 6. Clasificación taxonómica del Litopenaeus

vannamei.

36

Cuadro 7. Características físicas y químicas de los suelos de

estudio.

42

Cuadro 8. Diseño experimental aleatorizado. 46

Cuadro 9. Arsénico disponible en un Fluvisol eutri-háplico

(Fresno del Norte) después de agregar quitosano a

diferentes pH.

49

Cuadro 10. Arsénico disponible en un Fluvisol calci-arídico (La

Concha) después de agregar quitosano a diferentes

pH.

50

viii

ÍNDICE DE FIGURAS Página

Figura 1 Esquema de las fases del suelo. 9

Figura 2 Fases del intercambio entre la fase sólida y líquida

del suelo.

11

Figura 3. a) Especies de As (V) en función de pH. 21

Figura 3. b) Especies de As (III) en función del pH. 21

Figura 4. Diagrama Eh-pH de especies acuosas de As en el

sistema As-O2-H2O a 25 °C y 1 bar de presión total

22

Figura 5. Diagrama de las fases del estrés vegetal donde se

muestra cómo actúa la planta en cada una de estas

fases.

26

Figura 6. Rutas simplástica y apoplástica. 27

Figura 7. Representación de estrategias de fitorremediación. 31

Figura 8. Estructura química del quitosano. 34

Figura 9. Ciclo de producción de Litopenaeus vannamei. 37

Figura 10. Localización de los sitios de muestreo. 38

Figura 11. Ejido Fresno del Norte. Sitio de muestreo. 40

Figura 12. Ejido La Concha. Sitio de muestreo. 41

Figura 13. Quitosano en estado natural. 44

Figura 14. Concentración de As en el suelo Fresno. 51

Figura 15. Concentración de As en el suelo de La Concha. 51

Figura 16. Efectos principales de los tratamientos y los suelos

que se estudiaron en el As disponible.

53

ix

RESUMEN

El objetivo de esta investigación fue evaluar la capacidad del quitosano (Q) [β-(1-

4) D-glucosamina y N-acetil-D-glucosamina] con pH ácido y neutro en la

disminución de la concentración de Arsénico (As) disponible en dos Aridisoles de

la Comarca Lagunera. A un Fluvisol eutri-háplico y un Fluvisol calci-arídico con

altos contenidos de As se le agregaron diferentes formas de Q (sin Q, Q sin tratar,

Q a pH 5.0 y Q a pH 7.0) mismos que constituyeron los tratamientos, con cuatro

repeticiones, por lo que se tuvieron 16 unidades experimentales por suelo, que se

distribuyeron en un diseño experimental completamente al azar. Cada unidad

experimental consistió de 500 g de suelo que se colocaron en una bolsa de

plástico, a la cual se le añadió un fertilizante fosfatado para aumentar la

disponibilidad del As y se dejó reposar por 24 horas. Al cumplirse el tiempo de

reposo, se agregaron a cada bolsa 0.063g de Q del tratamiento correspondiente y

su respectiva réplica, dejándolas en incubación durante 48 h a una temperatura

de 25 °C. A los suelos de tratamientos y réplicas se les determinó el contenido de

As disponible por el método de espectrofotometría de absorción atómica con

generación de hidruros. Los datos obtenidos se sometieron a un análisis de

varianza y una prueba de medias de Tukey (P≤0.05). Los resultados demostraron

que en ambos suelos, el Q pH 5 fue el que mayor cantidad de As disponible

adsorbió (640%). Lo que representa una alternativa de recuperación de suelos

contaminados con As.

Palabras clave: arseniatos, metaloides, contaminación, quitosan.o

x

SUMMARY

The objective of this investigation was to evaluate the capacity of chitosan (Q) [β-

(1→4)-D-glucosamine (deacetylated unit) and N-acetyl-D-glucosamine (acetylated

unit)] with acidic and neutral pH in the reduction of the concentration of Arsenic

(As) available in two Aridisoles of the Comarca Lagunera. To a Eutri-háplico

Fluvisol and to a calcid-arid Fluvisol with high contents of As were added different

forms of Q (without Q, without Q, Q at pH 5.0 and Q at pH 7.0) which constituted

the treatments with four repetitions, so that there were 16 experimental units per

soli, which were distributed in a completely randomized experimental design. Each

experimental unit consisted of 500 g of soil that were placed in a plastic bag, to

which a phosphate fertilizer was added to increase the availability of As and

allowed to stand for 24 hours. At the end of the resting time, 0.063g of Q of the

corresponding treatment and its respective replica were added to each bag, leaving

them in incubation for 48 h at a temperature of 25 °C. In each treatments and

replicas soils, the content of As available by the atomic absorption

spectrophotometry method with hydride generation was determined. The data

obtained were subjected to an analysis of variance and a means test of Tukey

(P≤0.05). The results showed that in both soils that the Q pH 5 had greater amount

of As available adsorbed (640%). What represents an alternative of recovery of

soils contaminated with As.

Index words: arsenates, metalloids, pollution, chitosan.

1

I. INTRODUCCIÓN

El suelo es un cuerpo natural tridimensional formado por la progresiva alteración

física y química de un material original o roca madre a lo largo del tiempo, bajo

unas condiciones climáticas y topográficas determinadas y sometido a la

actividad de organismos vivos (Ortíz-Silla, 2015). Después de su formación, su

equilibrio se puede romper debido al uso que se le dé, por lo que existe una

modificación negativa denominada contaminación (Galán y Romero, 2008;

Miralles, 2006), entre la que se encuentra la provocada por metaloides y metales

pesados, que son elementos químicos que presentan una densidad igual o

superior a 5 g cm-3 y que no pueden ser degradados o destruidos fácilmente de

forma natural o biológica ya que no tienen funciones metabólicas específicas

para los seres vivos (Navarro-Aviñó et al., 2007; Prieto et al., 2009).

Las concentraciones anormales de metales y metaloides en los suelos pueden

deberse básicamente a causas naturales o antropogénicas, (Carbonell-

Barrachina et al., 2007; Moreno-Jiménez, 2010; Hernández et al., 2013) y

representan un riesgo para la salud del hombre y los ecosistemas debido a su

2

toxicidad y tendencia a bioacumularse en diferentes cultivos (Navarro-Aviñó et al.,

2007; Prieto et al., 2009; Martí et al., 2011).

La Comarca Lagunera ubicada en el centro de México, es sin duda una de las

regiones más prósperas de México ya que se encuentra en los primeros sitios de

exportación de oro, plata, y materiales no ferrosos, y ocupa el primer lugar en la

producción de leche, carne de aves y forrajes (Cervantes y Franco, 2007; García-

Salazar y Mora-Flores, 2008; SAGARPA, 2010).

El desarrollo de estas actividades agropecuarias e industriales junto con el

material parental, que se se caracteriza por presentar contenidos de arsénico de

fácil disolución y transporte (Zavala-Martínez, 2012; Rivera, 2016), ha provocado

que desde 1963 se reporten elevadas concentraciones de arsénico en el suelo,

agua potable y agua subterránea en la Región Lagurera, teniendo 3.69 mg kg-1

de As edáfico en 2013, 0.12 mg L-1 en agua potable y hasta 0.718 mg L-1 en agua

subterránea en 2016 (Rangel et al., 2014; Armienta, 2016; Vargas-González et

al., 2016; Rodríguez et al., 2017).

I. Introducción

3

Actualmente se utilizan diferentes tecnologías para la remediación de suelos las

cuales se clasifican en tratamientos térmicos, físico-químicos y biológicos, dentro

del cual se encuentra el uso de quelatos (Cartaya et al., 2011). Un quelato es un

compuesto químico en el que una molécula orgánica rodea y se enlaza por varios

puntos a un ion metálico, de manera que lo protege de cualquier acción desde el

exterior evitando su hidrólisis y precipitación (Perea et al., 2010). Algunos de los

materiales quelatantes son los biopolímeros, compuestos de alto peso molecular,

entre los que se encuentra el quitosano, uno de los pocos polisacáridos catiónicos

naturales, soluble en medios ácidos o soluciones neutras, además de ser

extensivamente estudiado por ser biodegradable, biocompatible, hidrofílico, no

tóxico y anti-fúngico (Navarro et al., 2010; Cardona-Trujillo y Padilla-Quintero,

2012; Ravelo, 2012).

Montero-Álvarez et al. (2010) indicaron que el As en agua fue adsorbido por

quitosano en pH neutro y ácido. Sin embargo, existe escasa información acerca

de quelación de As con quitosano en el suelo. El suelo desde el punto de vista

físico, se considera como un sistema trifásico, formado de sólidos, líquidos y

gases; la parte líquida se conoce como solución del suelo (SS), integrada de agua

con diferentes iones que se encuentran disponibles dentro de los poros del suelo

(Brady y Weil, 2008). Por otra parte, la aplicación de fósforo en forma de

fertilizante, afecta la concentración de As en la solución del suelo e incrementa la

I. Introducción

4

disponibilidad de este elemento para las plantas (Wijnhoven et al., 2006). Al

considerar la efectividad del quitosano en la remoción de As en agua, y la

presencia de la SS, permite deducir que el quitosano podría adsorber As

disponible de la SS siempre y cuando el quitosano tuviera un pH ácido, debido a

las condiciones de alcalinidad de los suelos de la Comarca Lagunera. No

obstante, la información relacionada con éste tema es poca.

I. Introducción

5

1.1. Objetivo

Determinar la capacidad del quitosano con diferentes tratamientos para quelatar

As disponible en dos Fluvisoles de una región árida de Coahuila.

1.1.1. Objetivos particulares

Elaborar perlas de quitosano en pH de 5 y 7

Determinar y comparar la concentración de As disponible en dos Fluvisoles

de una región árida de Coahuila con diferentes tratamientos

I. Introducción

6

1.2. Hipótesis

El quitosano con pH ácido que se adiciona a Fluvisoles cultivados de una región

árida, reduce la concentración de As disponible en estos suelos.

I. Introducción

7

II. REVISIÓN DE LITERATURA

2.1. El suelo

El suelo es un cuerpo natural tridimensional, viviente y dinámico, formado por la

progresiva alteración física y química de un material original o roca madre a lo

largo del tiempo, es parte integral del ecosistema terrestre y microbiano, varía

gradualmente en el espacio geográf ico, formando complejos patrones por la

interrelación de múltiples factores ambientales y funciones naturales forzadas

(Segura-Castruita, 2014).

La formación del suelo es un largo proceso en el que intervienen el clima, los

seres vivos y la roca más superficial de la litosfera, en el cual la roca es

meteorizada para posteriormente fragmentarse y mezclarse con diferentes restos

orgánicos, lo cual con el paso del tiempo terminan por formar lo que comúnmente

se conoce como suelo (Silva-Arroyave y Correa-Restrepo, 2009).

8

Cotidianamente consideramos que el suelo es el lugar de soporte donde el

hombre construye sus moradas creando ciudades; en el caso del medio rural,

suponemos que es donde crecen las plantas y cohabitan los animales, pero este

concepto limita el uso y aprovechamiento que se le da al suelo, pues se le

considera únicamente como el límite inferior de la atmósfera y, por lo tanto, no se

toma en cuenta que también debe ser preservado para futuras generaciones

(Acosta, 2008).

El suelo es un recurso viviente, dinámico y no renovable, cuya condición y

funcionamiento es vital para la producción de alimentos, y para el mantenimiento

de la calidad ambiental local, regional y global (Cerón et al., 2005). Para

considerarse ideal, éste debe contener cuatro componentes en proporciones bien

definidas: material mineral (45%) que es producto de la meteorización del material

parental, materia orgánica (5%) que son los materiales orgánicos que caen en la

superficie, aire (25%), agua (25%) (Acosta, 2008).

El suelo desempeña funciones de gran importancia para el sustento de la vida en

este planeta, actúa como medio filtrante, amortiguador y transformador, es hábitat

de miles de organismos, el escenario donde ocurren los ciclos biogeoquímicos,

además es el medio donde se llevan a cabo la mayoría de las actividades

II. Revisión de literatura

9

humanas, sirviendo de soporte físico y de infraestructura para la agricultura,

actividades forestales, recreativas, y agropecuarias, además la socioeconómica

como vivienda, industria y carreteras (Volke et al., 2005).

2.2. Fases del suelo

Los suelos están conformados por tres fases: sólida, líquida y gaseosa (Sposito,

1981). La fase sólida está formada por las partículas minerales del suelo

(incluyendo la capa sólida adsorbida); la líquida por el agua (libre,

específicamente), aunque en el suelo pueden existir otros líquidos de menor

trascendencia y la fase gaseosa comprende sobre todo el aire, pero pueden estar

presentes otros gases (vapores sulfurosos, anhídrido carbónico…). Las fases

líquida y gaseosa del suelo suelen comprenderse en el volumen de vacíos (Vv),

mientras que la fase sólida constituye el volumen de sólidos (Vs) (Duque-Escobar

y Escobar-Potes, 2016).

Figura 1. Esquema de las fases del suelo. Fuente: Jordán, (2006).


10

2.2.1. El agua y la solución del suelo

Según la Real Academia Española, el agua (del latín aqua) es una “sustancia

líquida, inodora, insípida, en pequeña cantidad incolora y verdosa o azulada en

grandes masas, formada por la combinación de un átomo de oxígeno y dos de

hidrógeno que permiten establecer puentes de hidrógeno entre moléculas

adyacentes (Félez, 2009).

El agua posee propiedades únicas que la hacen esencial para la vida; es un

material flexible: un solvente extraordinario, un reactivo ideal en muchos procesos

metabólicos; tiene una gran capacidad calorífica y tiene la propiedad de

expandirse cuando se congela, además con su movimiento puede modelar el

paisaje y afectar el clima (Fernández, 2012).

Se ha estimado que existen alrededor de 1 400 millones de kilómetros cúbicos de

agua en el planeta, en donde los océanos dan cuenta de casi el 97.5% del agua

del planeta y únicamente un 2.5% es agua dulce localizados principalmente en

los ríos, lagos, glaciares, mantos de hielo y acuíferos (SEMARNAT, 2013). Los

glaciares, la nieve y el hielo de los cascos polares representan casi el 80% del

agua dulce, el agua subterránea 19% y el agua de superficie accesible


11

rápidamente sólo el 1%, que se encuentra principalmente en lagos (52%) y

humedales (38%) (Fernández, 2012).

La solución del suelo es el componente acuoso del suelo con una humedad

equivalente a la capacidad de campo; químicamente es una solución diluida de

electrolitos y compuestos orgánicos hidrosolubles y en equilibrio con algunos

componentes sólidos y gaseosos (Narváez-Ortiz et al., 2015; Zapata, 2002).

La Figura 2 muestra las distintas fases del intercambio continuo de iones entre las

fases sólida y líquida del suelo, y en función de su disponibilidad, los iones pueden

encontrarse formando parte de la capa difusa asociada a la superficie de las

arcillas o en disolución (Jordán, 2006).

Figura 2. Fases del intercabio entre la fase sólida y líquida del suelo.

Fuente: Jordán (2006).

La dinámica del agua en el suelo, y a través de la pendiente, juega un papel

fundamental en la disponibilidad de agua en el suelo y la distribución de los


12

nutrientes ya que define la tasa de ocurrencia de procesos microbiológicos y de

crecimiento vegetal, gobierna la transpiración, afecta la recarga de acuíferos

subterráneos y controla la escorrentía superficial, (Hincapié y Tobón, 2012).

2.3. Contaminación en el suelo

La presencia en los suelos de concentraciones nocivas de algunos elementos

químicos y compuestos es un tipo especial de degradación que se denomina

contaminación (Galán y Romero, 2008). En los últimos años se han podido

apreciar diversas fuentes de contaminación clasificadas como endógena y

exógena que, con el paso del tiempo, tienden a provocar la alteración del suelo.

La contaminación endógena se refiere a la contaminación natural, como la

recepción de contaminantes por lluvia ácida o erupciones volcánicas, y a la

contaminación que naturalmente sucede dentro de los suelos producida por

microorganimos o los minerales de las rocas, mientras que la contaminación

exógena se refiere a la provocada por la actividad antropogénica como la minería

y la agricultura (Balderas-Plata et al., 2003; Atilio, 2009).

Existen diversos contaminantes que afectan la fertilidad y estabilidad del suelo, y

destacan por su importancia los pesticidas, fertilizantes químicos, metales y

metaloides, entre otros que, llegan al suelo básicamente por actividades naturales


13

y antropogénicas como la industria, la minería y la fundición (Danza, 2001; Prieto

et al., 2009).

2.4. Metales y metaloides

El término de metal pesado se refiere a cualquier elemento químico metálico que

tiene una densidad alta (> 4.5 g cm-3) y puede ser tóxico o venenoso en

concentraciones, incluso, muy bajas. Los metales pesados, se encuentran

generalmente como componentes naturales de la corteza terrestre, en forma de

minerales, sales u otros compuestos (Prieto et al., 2009).

Puga et al. (2006) comentan que la distribución de los metales pesados en los

perfiles del suelo, así como su disponibilidad está controlada por parámetros

como propiedades intrínsecas del metal y por las características del suelo; ambos

pueden ser esenciales para aumentar o reducir la toxicidad de los metales. Los

metaloides o semimetales tienen propiedades que son intermedias entre los

metales y los no metales, pero generalmente se diferencian en que los metaloides

son semiconductores antes que conductores (UNAM, 2012).


14

La tabla periódica incluye unos 70 elementos metálicos y de ellos 59 son

considerados “metales pesados”, con peso atómico mayor que el hierro (Fe)

(55.85 g/mol). Con esta precisión se excluirán metales con pesos atómicos

menores que el del Fe y que con frecuencia pueden ser metales contaminantes

como el vanadio (V), manganeso (Mn) y cromo (Cr) y a otros que realmente no

son metales como el arsénico (As), flúor (F) y fósforo (P); por ello resulta mejor

hablar de contaminación por “elementos traza” (Galán y Romero, 2008).

Los elementos traza más abundantes en los suelos pueden clasificarse en cinco

categorías: cationes, metales negativos, oxidantes, halogenuros y

organocomplejos, esto de acuerdo con la forma química en que se encuentran en

las soluciones del suelo (Cuadro 1).

De todos los elementos traza encontrados en el suelo, hay 17 entre los que se

encuentra el arsénico, cadmio, cobre, plomo, entre otros, que se consideran como

muy tóxicos y a la vez fácilmente disponibles en muchos suelos en

concentraciones que sobrepasan los niveles de toxicidad (Galán y Romero,

2008).


15

Cuadro 1. Categoría de los diferentes elementos traza.

Categoría Elementos

Cationes Ag+, Cd+2, Co+2, Cr+3, Cu+2, Hg+2, Ni+2, Pb+2, Zn+2

Metales nativos Hg, V

Oxidantes AsO4-3, CrO4

-2, MnO-2, HSeO3-, SeO4

-2

Halogenuros F, Cl, Br, I

Organocomplejos Ag, As, Hg, Se, Te, Tl

Fuente: Galán y Romero (2008).

2.4.1. Toxicidad por metales pesados

Los metales pesados, en su calidad de contaminantes ambientales, tienen como

característica en común el producir toxicidad cuando sus concentraciones en

organismos vivos sobrepasan ciertos niveles críticos (Ochoa et al., 1992). La

peligrosidad de éstos es mayor al no ser química ni biológicamente degradables.

Una vez emitidos, pueden permanecer en el ambiente durante varios años;

además, su concentración en los seres vivos aumenta a medida que son ingeridos

por otros, por lo que la ingesta de plantas o animales contaminados puede

provocar síntomas de intoxicación y daños a la salud (Balderas-Plata et al., 2003)

por ejemplo, perturbación de la biosíntesis de hemoglobina y anemia, incremento


16

de la presión sanguínea, daño a los riñones, daño al cerebro, entre otros (Wright,

2003).

La acumulación de metales pesados como iones libres, pueden tener acción

directa sobre los seres vivos lo que ocurre a través del bloqueo de las actividades

biológicas, es decir, la inactivación enzimática por la formación de enlaces entre

el metal y los grupos –SH (sulfhidrilo) de las proteínas, causando daños

irreversibles en los diferentes organismos (Prieto et al., 2009), además el exceso

de éstos puede estimular la formación de especies reactivas de oxígeno,

resultando en estrés oxidativo (Vidal, 2009).

El Plomo (Pb), el Arsénico (As), el Cadmio (Cd), el Zinc (Zn) entre otros metales

pesados pueden ser absorbidos por las plantas (Rodríguez-Ortíz et al., 2006)

hasta concentrarse en sus tejidos a niveles tóxicos.


17

Cuadro 2. Niveles de toxicidad de diferentes elementos traza.

Elemento Rango normal Concentración Anormal - - - - - - - - - - - mg kg-1 - - - - - - - - - - - - - - - - -

As <5-40 hasta 2,500

Cd <1-2 hasta 30

Cu 2-60 hasta 2,000

Mo <1-5 10-100

Ni 2-100 hasta 8,000

Pb 10-150 >10,000

Se <1-2 hasta 500

Zn 25-200 >10,000

Fuente: Galán y Romero (2008).

2.4.2. Arsénico

El arsénico (As), un metaloide ampliamente distribuido en rocas, suelos, agua y

aire, es un contaminante ambiental tóxico y relativamente generalizado

(Hernández et al., 2013). El contenido de As en suelos es, por lo general, entre 5

y 10 mg kg-1 y es constituyente principal de más de 200 minerales, además se

encuentra en concentraciones variables formando parte de otros minerales como

se muestra en el Cuadro 3 (Bundschuh et al., 2008).


18

Cuadro 3. Concentración de arsénico en los minerales más comunes.

Mineral As mg kg-1 Mineral As mg kg-1

Sulfuros

Óxidos

Fosfato

Pirita

Pirrotina

Galena

Esfalerita

Calcopirita

Hematitas

Óxidos de Fe

Magnetita

Oxihidroxido

de Fe (III)

Apatita

100-77,000

5-100

5-10,000

5-17,000

10-5,000

Hasta 160

Hasta

2,000

2.7-41

Hasta

76,000

<1-1,000

Silicatos

Carbonato

Sulfatos

Cuarzo

Feldespato

Biotita

Anfibol

Calcita

Dolomita

Siderita

Yeso/

anhidrita

Barita

Jarosita

0.4-1.3

<0.1-2.1

1.4

1.1-2.3

1-8

<3

<3

<1-6

<1-12

34-1,000

Fuente: Lillo (2005).


19

Los suelos en muchas zonas del mundo, incluido México, han sido contaminados

con éste por las actividades mineras, la fundición de minerales, la quema de

carbón, el uso de pesticidas basados en As o el riego de cultivos con agua

contaminada (Drlicová et al., 2013).

La fitodisponibilidad o movilidad en suelo de las especies solubles, toxicidad y

biodisponibilidad del As son afectadas por la forma química que este presenta; en

general, las especies inorgánicas (arsenito, As (III) y arseniato, As (V)), se

consideran más tóxicas que las especies orgánicas (ácido dimetilarsínico DMA y

ácido monometilarsónico, MMA) (Rosas, 2015).

El arsenito es 70 veces más tóxico que las especies metiladas y 10 veces más

tóxico que el arseniato, el cual es poco soluble en agua y, por tanto, menos

biodisponible (Rangel et al., 2014). El estado de oxidación del arsénico, y por

tanto su movilidad, están controlados fundamentalmente por las condiciones de

óxido reducción y pH, de hecho, éste es un elemento singular entre los metaloides

pesados y elementos formadores de oxianiones por su sensibilidad a movilizarse

en diferentes valores de pH, por ejemplo, el As (V) no se encuentra disponible en

pH de 6.5 pero por encima y por debajo de este valor si, mientas que el As (III)

comienza a estar disponible a partir de un valor de pH 7, disminuye en pH 9 y


20

vuelve a estar disponible encima de éste como se muestra en las Figuras 3a y 3b

(Lillo, 2005).

Cuadro 4. Estructura, toxicidad y propiedades químicas de algunas especies de

As de importancia ambiental.

Especie de Estructura pK LD (g/Kg) Respuesta Genotoxicidad

Arsénico química genotóxica (µg/mL) in vitro (mm/L)

As (III)

As (V)

MMA

DMA

9.3

0.014,0.034

0.020,0.041

0.7-1.8,0.7

0.7-2.6,3.3

1-2

10-14

2,500-5,000

10,000

>300

>1,000

>3,000

>300

2.2

7.0

11.5

.

3.6

8.2

1.8

6.1

Fuente: Rosas (2015).


21

Figura 3. a) Especies de As (V) en función de pH, b) Especies de As (III) en función

del pH. Fuente: Lillo (2005).


22

Figura 4. Diagrama Eh-pH de especies acuosas de As en el sistema As-O2-H2O

(Oxido arsénico en solución acuosa) a 25°C y 1 bar de presión total.

Fuente: Lillo (2005).

La persistencia del arsénico está controlada por la capacidad de adsorción del

suelo y por las pérdidas que se puedan producir tanto por lavado o lixiviación

como por volatilización. La capacidad de adsorción de un suelo está afectada por

su textura, contenido en sesquióxidos y por la presencia de otros elementos que

puedan interferir en el proceso de adsorción (Carbonell-Barrachina et al., 2007).


23

2.5. Estrés ambiental

El estrés se identifica como una desviación significativa de las condiciones

óptimas para la vida que ocasiona cambios en todos los niveles funcionales de

los organismos, dicho de otra manera, es el conjunto de respuestas bioquímicas

o fisiológicas que definen un estado particular del organismo diferente al

observado bajo un rango de condiciones óptimas (Basurto et al., 2008).

El estrés ambiental representa una fuerte restricción para el aumento de la

productividad de los cultivos y el aprovechamiento de los recursos naturales; se

estima que solamente un 10% de la superficie de la tierra arable se encuentra

libre de algún tipo de estrés (Benavides-Mendoza et al., 2002). En el Cuadro 5 se

puede observar los diferentes factores que provocan un estrés en las plantas, en

donde podemos ver que el causado por metales y metaloides se encuentra

incluido dentro del estrés ambiental.


24

Cuadro 5. Tipos de estrés en las plantas causados por factores ambientales, fisiológicos y bioquímicos.

Fuente: Basurto et al. (2008).

Tipos de estrés

Ambiental

Fisiológico

Bioquímico

Estrés hídrico Por temperatura Por irradiación

Por radiación UV Por salinidad Estrés nutrimental

Por toxicidad de metales pesados

Estrés hormonal Respuestas estomáticas

Tasas de asimilación de CO2 Tasas de foto respiración

Cambios en las estructuras celulares

Por factores abióticos Por factores bióticos

Síntesis de polioles Genes de resistencia

Acumulación de metabolitos nitrogenados

Choque oxidativo

Absorción y compartimentalización de iones

Cambios en la permeabilidad del agua

Resistencia sistemática adquirida (SAR)

Resistencia sistemática inducida (RSI)

Plantas transgénicas con mayor resistencia al estrés oxidativo

Bases transgénicas resistentes a oxidación

Aumento del fenotipo resistente al estrés oxidativo


25

En las respuestas de los vegetales hacia el estrés pueden distinguirse cuatro

fases García-Vargas (2006) y Núñez et al., (2009) (Figura 5): 1) fase de

respuesta, 2) fase de restitución, 3) fase final y 4) fase de regeneración. En la fase

1 los vegetales responden con una disminución en una o varias funciones

fisiológicas por lo que su vitalidad disminuye, en la fase 2 la síntesis de proteínas

y metabolitos de estrés, los procesos de reparación y las adaptaciones, no solo

conducirán a una restitución de las funciones fisiológicas previas sino que también

inducirán a un endurecimiento de las plantas estableciendo nuevos estándares

fisiológicos, lo que significa un nuevo estadio óptimo fisiológico bajo las nuevas

condiciones ambientales.

La fase 3 aparece tras una situación de estrés a largo plazo o cuando hay una

sobrecarga de los mecanismos que permiten sobreponerse al estrés, lo que

provoca una pérdida progresiva de capacidades fisiológicas y vitalidad lo que

causa daños y finalmente la muerte celular. Por último en la fase 4, si

desaparecen los agentes estresantes, se definen nuevos estándares fisiológicos

que serán alcanzados por la planta (García-Vargas, 2006; Núñez et al., 2009).


26

Figura 5. Diagrama de las fases del estrés vegetal donde se muestra cómo actúa

la planta en cada una de estas fases. Modificado por Martínez-Macias (2017).

2.5.1. Respuesta de las plantas al estrés provocado por As y otros metales

Algunos metales como el Mn+2, el Fe+3, el Zn+2 o el Cu+2 son esenciales para el

desarrollo normal de las plantas ya que son componentes estructurales y/o

catalíticos de proteínas y enzimas. Algunos otros metales, como el Cr+3, V, Ti, Co

y Se, a pesar de no ser esenciales, son beneficiosos, sin embargo, la actividad

humana libera grandes cantidades de metales al suelo como Al+3, Cd+2, Hg+2, As+3

o Pb+2, que resultan ser tóxicas para las plantas (García-Vargas, 2006; Mejía,

2011).


27

Actualmente, se conoce poco sobre los mecanismos de absorción de los metales

pesados por las membranas vegetales, sin embargo, se sabe que por difusión,

flujo de masa e intercambio catiónico, los metales alcanzan fácilmente la raíz para

seguir la ruta apoplástica (por los espacios intracelulares) o la ruta simplástica (a

través del citoplasma de las células). Este órgano constituye la entrada principal

de metal pesado en plantas superiores (Mejía, 2011: (Zeiger y Taiz, 2006).

Figura 6. Rutas simplástica y apoplástica. Fuente: Zeiger y Taiz (2006).

Una vez en el interior de la raíz, y por tanto en el tejido vegetal, los metales causan

daños a través de distintos mecanismos: bloquean los grupos funcionales de

moléculas de importancia biológica, como enzimas, poli nucleótidos o sistemas

de transporte de iones; desplazan o sustituyen iones de metales esenciales de


28

biomoléculas y unidades celulares funcionales; desnaturalizan e inactivan

enzimas; rompen la integridad de membrana de células y orgánulos celulares y/o

promoviendo la generación de especies reactivas que causan estrés oxidativo

(Morón, 2013).

La absorción de metales por la planta aumenta al incrementarse la concentración

total de metales en suelos, luego de alcanzar un valor máximo o umbral, la planta

no responde a las concentraciones , cabe destacar que este umbral es diferente

para cada especie vegetal en función de sus estrategias para tolerar elevadas

concentraciones de metales en suelos (Cabezas et al., 2004).

Las plantas se encuentran expuestas al As presente tanto en el agua de riego

como en el suelo. Las formas inorgánicas son absorbidas a través de diferentes

transportadores y son transformadas y movilizadas a otros tejidos de la planta.

Varios estudios han reportado que el As afecta el crecimiento y la germinación de

las plantas, causa estrés oxidativo, disminuye la absorción de fósforo, produce

inhibición en la elongación radicular y enzimática , una disminución tanto en la

proliferación celular como en la producción de biomasa y destrucción de la

clorofila en él follaje; también se observa una disminución en el número de hojas,


29

diversos cambios morfológicos y alteración de la fotosíntesis (SAG, 2005;

Carbonell-Barrachina et al., 2007; Rodríguez et al., 2016).

Las respuestas provocadas por otros metales son, por ejemplo, la reducción en

la fotosíntesis, absorción de agua y absorción de nutrientes cuando existe un

exceso de Cadmio (Cd), la toxicidad por Zinc (Zn) causa clorosis en las hojas

jóvenes y puede dar lugar a deficiencias de Manganeso (Mn) y Cobre (Cu) en

brotes de plantas, el exceso de Cu en el suelo juega un papel citotóxico, induce

estrés y causa daños a las plantas además de generar estrés oxidativo y especies

de Oxígeno reactivo (ROS), altos niveles de Mercurio (Hg) pueden inducir

lesiones visibles y trastornos fisiológicos en las plantas mientras que los efectos

tóxicos del cromo (Cr) actúan sobre el crecimiento y desarrollo de la planta, entre

otros efectos que produce el exceso de metales en el suelo sobre la planta

(Yadav, 2010).

2.6. Remediación de suelos

Generalmente la recuperación de suelos mediante el uso de métodos

“tradicionales” es generalmente rápida pero al mismo tiempo cara (Bernal et al.,

2007). Estas metodologías pueden realizarse “in situ” (tratando el suelo en su

lugar) o “ex situ” (tratamiento del suelo fuera de su lugar). Por otro lado las


30

técnicas biológicas o de biorremediación, utilizan métodos y técnicas de procesos

naturales para acelerar estos procesos de recuperación de suelos y sedimentos

contaminados.

La fitorremediación de suelos contaminados, se basa en el uso conjunto de

plantas metalofitas (acumuladoras), y técnicas agronómicas para eliminar, retener

o disminuir la toxicidad de los contaminantes en el suelo (Ortega et al., 2010).

Este grupo de tecnologías que usan plantas para la remediación de suelos tienen

un gran número de ventajas, especialmente, la económica y el aspecto agradable;

no utilizan reactivos químicos peligrosos, entre otros. Estas fitotecnologías se

pueden aplicar tanto a contaminantes orgánicos como inorgánicos, presente en

sustrato sólido, liquido o en el aire; se distinguen diferentes técnicas de

remediación de suelos y son: fitoextracción, fitoestabilización, fitoinmovilización,

fitovolatilización, fitodegradación, rizofiltración (Carpena et al., 2007).


31

Figura 7. Representación de estrategias de fitorremediación.

Fuente: Favas et al., 2014.

2.6.1. Extracción/ fitoextracción de metales pesados

La capacidad de las plantas para bioacumular metales y otros posibles

contaminantes varía según la especie vegetal y la naturaleza de los


32

contaminantes (Mejía, 2011). El uso de especies de plantas que extraen el metal

del suelo por absorción vegetal, acumulándolo en su biomasa aérea, es conocido

como la fitoextracción.

Esta técnica se dividen en dos tipos: I).-Fitoextracción natural y II).- Fitoextracción

inducida. La fitoextracción natural por lo general se usa plantas

hiperacumuladoras; es decir que naturalmente absorben los metales de suelo sin

acción un compuesto químico (Kidd et al., 2007; Mitch, 2002; Ortiz et al., 2009).

La fitoextracción inducida se basa en la adicción al suelo de sustancias químicas

quelantes capaces de solubilizar los metales y provocar su absorción por las

plantas (Diez, 2009). Por lo general, se usa ácido etilendiaminotetraacético

(EDTA) para inducir la fitoextracción porque tiene una alta eficiencia en la

extracción de muchos metales. Aunque el EDTA es muy efectivo para inmovilizar

metales en el suelo; el EDTA y el complejo EDTA metal pesado puede ser tóxico

para la planta y los microorganismos sólidos y puede también persistir en el

ambiente y por su baja biodegradabilidad (Luo et al., 2005). Esta tecnología se

aplica principalmente con suelos contaminados con Cd, cobalto (Co), Cr, níquel

(Ni), Hg, Pb, Se, Zn (Alegría, 2013).


33

2.6.2. Quelación

A nivel citoplasmático, la quelación prima en el papel de la retención de metales

pesados, ya sea para direccionamiento o reserva, mediante el uso de péptidos o

proteínas que se encuentran al interior de la célula (Aguirre et al., 2011). La planta

utiliza este mecanismo de complejación en el interior de la célula para detoxificar

(amortiguar) los metales pesados, uniéndose a ellos para formar complejos,

quedando el metal inmerso en una interacción química electrónicamente

equilibrada (acomplejado); sin embargo éste se encuentra dentro del

metabolismo vegetal, debido a que no se ha eliminado del citoplasma celular y

por ello, sigue siendo potencialmente tóxico.

Los metales pesados muestran gran afinidad por determinados grupos

funcionales como principales ligandos, como grupos sulfhidrilo, radicales amino,

fosfato, carboxilo e hidroxilo. Los ligandos que utiliza son básicamente

aminoácidos y ácidos orgánicos, y más específicamente, dos clases de péptidos:

fitoquelatinas y metalotioneinas (Mejía, 2011).


34

2.5.1.1. Quitosano. El quitosano, también llamado chitosán (del griego χιτών

“coraza”), es un polisacárido lineal compuesto de cadenas distribuidas

aleatoriamente de β-(1-4) D-glucosamina (unidades desacetiladas) y N-acetil-D-

glucosamina (unidad acetilatada) que proviene fundamentalmente de la

desacetilación de los grupos acetamida de la quitina, que es un polímero natural

de amplia distribución en la naturaleza, presentes en los exoesqueletos de

artrópodos, zooplancton marinos, formando parte de la pared celular de algunas

familias de hongos y levaduras así como en las alas y cutículas de algunas

especies de insectos (Montero-Álvarez et al., 2010; Ravelo, 2012).

Figura 8. Estructura química del quitosano. Fuente: Ravelo (2012).

El quitosano es biodegradable, biocompatible y no tóxico, por lo que es una

sustancia ecológica. Dado que los grupos amino libres en el quitosano pueden


35

servir como sitios de unión de coordinación para metales, algunos informes en la

literatura han demostrado la alta interacción de quitosano con diversos iones

metálicos, lo cual es un mecanismo complejo que implica la quelación de estos

iones en soluciones cercanas a la neutra, el intercambio iónico y la adsorción

(Chiing-Chang y Ying-Chien, 2006; Montero-Álvarez et al., 2010).

Moreno et al., (2012) realizarón un análisis económico en el cual determinaron

que el uso del quitosano en la agricultura es una técnica efectiva y

económicamente viable ya que el Valor Actual Neto es positivo implicando la

obtención de ganancias por encima de la rentabilidad y la Tasa de Rentabilidad

Interna es mayor que la tasa de interés aplicada.

2.5.1.2. Camarón Blanco (Litopenaeus vannamei). El camarón blanco

pertenece a la familia Penaeidae, es una especie tropical con una distribución

natural que abarca desde la costa Este del Océano Pacífico y el Norte de México,

hasta el Norte de Perú; presenta cuerpo subcilíndrico, alargado, comprimido con

abdomen o cuerpo (pleón) mas largo que el cefalotórax o cabeza (cefalón y

pereión), esta recubierto exteriormente por un exoesqueleto o caparazón (cáscara

o tegumento quitinoso) y termina en una nadadera caudal constituida por un par

de urópodos y el telson o cola (Lara-Espinoza et al., 2012; Valdés, 2007).


36

Cuadro 6. Clasificación taxonómica del Litopenaeus vannamei.

Fuente: Pérez-Farante y Kensley (1997).

El camarón blanco se cultiva en México con una superficie abierta del 95% que

se encuentra en los estados de Sonora, Sinaloa y Nayarit (Anaya-Rosas y Bückle-

Ramírez, 2012). En la Figura 9 se muestra el ciclo de producción de Litopenaeus

vannamei (FAO, 2017):

Clasificación taxonómica

Phylum Arthropoda

Clase Malacostraca

Orden Decápoda

Suborden Dendobranchiata

Superfamilia Penaeoidea

Familia Penaeidae

Género Litopenaeus

Especie Vannamaí


37

Figura 9. Ciclo de producción de Litopenaeus vannamei. Fuente: FAO (2017).


38

III. MATERIALES Y MÉTODOS

3.1 Área de estudio

El trabajo de campo se realizó en dos municipios de la Comarca Lagunera de

Coahuila, y en las instalaciones del Instituto Tecnológico de Torreón (Figura 10)

durante los meses de enero a agosto 2018, que se encuentra en la carretera

Torreón – San Pedro km 7.5 ejido Ana; que se localiza entre los 25° 36’ 46.52’’ y

25° 77’ 26.06’’ N, y los 103° 22’ 27.95’’ y 103° 28’ 36.58’’ W.

Figura 10. Localización de los sitios de muestreo

39

El clima de la región es un Bw (h’) hw (e), que corresponde a un seco desértico

cálido con régimen de lluvias en verano y oscilación extrema (Rosales-Serrano et

al., 2015) con rangos de temperatura que van desde los 4° hasta más de 30 °C,

y precipitación media anual de 250 mm concentrada de junio a septiembre (INEGI,

2017). La flora está compuesta de matorral desértico con especies características

como mezquite, huizache, palmas y gobernadora; siendo la fauna de lagartijas,

liebres, coyotes y víboras (Ontiveros-Arzaga, 2010).

Las formaciones geológicas datan del Paleozoico al reciente aluvión cuaternario,

se compone tanto de depósitos sedimentarios (calizas, dolomitas, yeso, arenas

arcillosas y conglomerados) como de rocas ígneas (depósitos volcánicos y

granito) conteniendo entre 5 y 25 ppm de As (Mejía-González et al., 2014). Los

tipos de suelo que existen en la región son Xerosol, Fluvisol, Litosol, Yermosol y

Solonchak en donde el uso potencial de suelos es pecuario, agrícola y área

urbana (INEGI, 2009a; INEGI, 2009b).

3.2. Origen del material experimental

Las muestras de suelo superficial fueron colectadas en el ejido Fresno del Norte

(25°46'36.0"N 103°16'48.9"W) (Figura 11), ubicado en el municipio de Francisco

I. Madero y en el ejido la Concha (25°38'06.2"N 103°22'55.3"W) (Figura 12),

III. Materiales y métodos

40

municipio de Torreón Coahuila. Los suelos se clasificaron como un Fluvisol eutri-

háplico (Fresno del Norte) y Fluvisol calci-arídico (La Concha), y se seleccionaron

porque se reportaron con altos contenidos de arsénico disponible después de

agregarse un fertilizante fosfatado (3.69 y 4.88 mg kg-1 respectivamente)

(Hernández et al., 2013).

Figura 11. Ejido Fresno del Norte (Fluvisol eutri-háplico). Sitio de muestreo.


41

Figura 12. Ejido La Concha (Fluvisol calci-arídico). Sitio de muestreo.

Un total de 15 submuestras de suelo de la capa superficial de los sitios

mencionado fueron colectados, cada submuestra fue de aproximadamente 20 kg

de peso, para obtener una muestra compuesta, siguiendo las normas NMX-AA-

132-SCFI-2016 y NOM-021-SEMARNAT-2000 (SEMARNAT, 2002; NMX-AA-

132-SCFI-2016).

Al suelo de la muestra compuesta se le determinaron características físicas y

químicas como análisis mecánico de partículas, densidad aparente (Da),


42

constantes de humedad (capacidad de campo y punto de marchitamiento

permanente), capacidad de intercambio catiónico (CIC), materia orgánica (MO) P

disponible, As disponible, pH y conductividad eléctrica (CE) como se muestran en

los Cuadros 7 y 8; de acuerdo a los procedimientos de la Norma NOM-021-

SEMARNAT-2002 (SEMARNAT, 2002).

Cuadro 7. Características físicas y químicas de los suelos de estudio.

Característica Fluvisol eutri-háplico Fluvisol calci-arídico

Arena (%) 19.9 66.2

Limo (%) 58 13.4

Acilla (%) 22.1 20.4

Clase textural Franco limoso Franco arenoso

Da (g cm-3) 1.59 1.43

CC 22.1 18.3

MO (%) 1.28 2.00

CIC (cmol(+) kg-1) 16.33 18.5

pH 8.4 8.14

CE (dS m-1) 0.50 2.13

As (mg kg-1) 0.30 0.34


43

Una vez que se tuvieron los análisis se procedió a separar suelo de la muestra

compuesta en 16 bolsas de plástico para cada suelo, teniendo un total de 32

bolsas, donde se colocarón 500 g de suelo en cada una, posteriormente se

adicionaron 50 mL de una solución de fósforo a 200 ppm, con el fin de simular la

fertilización con fósforo y se dejaron en incubación durante 48 hrs a una

temperatura constante de 30 °C (Hernández et al., 2013).

3.2.1. Acondicionamiento del quitosano

El quitosano que se utilizó provenía del Laboratorio de Biopolímeros de la

Universidad Autónoma Metropolitana, el cual tiene un grado de desacetilización

del 87.2%, con forma de hojuelas de color beige (Figura 13) y que fue enviado por

la Dra. Keiko Shirai Matsumoto.

El acondicionamiento del quitosano, se realizó al disolver 4g de quitosano en 100

mL de solución de ácido acético al 1 M. Posteriormente se filtró y transfirió por

goteo sobre 500 mL de NaOH 1 M con una agitación moderada. La solución

alcalina resultante se agitó 12 horas con una plancha de agitación Heidolph

Unimax 1010 y finalmente el quitosano acondicionado en forma de perlas se

enjuagó varias veces con agua destilada hasta llegar a pH neutro, mientras que,

para llegar a pH 5, se agregó poco a poco H2SO4 al 0.5 M. Las perlas con el pH


44

deseado medido con el medidor de pH y temperatura pHep 4 de Hanna (HI

98127), se almacenaron en agua y para usarse se colocaron en una estufa

Memert modelo 100-800 a 105° C hasta peso constante para eliminar el agua

(Montero-Álvarez et al., 2010).

Figura 13. Quitosano en estado natural.

3.2.2. Determinación de la cantidad de quitosano

De acuerdo con Montero-Álvarez et al. (2010), una cantidad de 0.250 g de perlas

de quitosano se utilizaron para 500 mL de agua, con la cual se removió un 87.61%

de As. Para poder aplicarlo en el suelo, se recordo que la parte líquida del suelo


45

está representada por la solución del suelo, parte en la que se encuentran

cationes y aniones disponibles, si esto es así, entonces el As disponible se

encontrariá en esta parte del suelo; de tal manera que al obtener la cantidad de

solución de suelo que se podría encontrar en los suelo y con la referencia de la

cantidad de As disponible que se ha reportado en estos suelos después de

agragar un fertilizante fosfatado, se podría estimar la cantidad de quitosano que

se agregaría a los suelos.

Para lograr lo anterior, se estimó la porosidad de los suelo, con lo que se obtuvo

la cantidad de solución de suelo que podría llenar a los poros en 500 gr de suelo

que ya se encontraba en la incubadora. La cantidad de solución de suelo de los

suelos en estudio fue de 126 mL para el suelo del Fresno del Norte y 113 mL para

el suelo de la Concha.

Posteriormente se estableció una relación entre la cantidad de As removido en

agua y la cantidad de As que se pretendió remover. Debido a que, al momento de

agregar P la cantidad de As puede aumentar hasta 600% en el suelo de la Concha

y 200% en el suelo del Fresno del Norte; por lo tanto, para remover 1.5 mg Kg-1

de As ó 0.75 mg L-1 (el cual fue el inicial en ambos suelos) fue necesario agregar

0.063 g de perlas de quitosano.


46

Asimismo, a los suelos de tratamientos y réplicas se les determinó el contenido

de As disponible por el método de espectrofotometría de absorción atómica con

generación de hidruros (AAS-GH) en un equipo GBC modelo XplorAA.

3.3. Diseño experimental

Para conocer la influencia de la adición de quitosano con diferente pH en la

adsorción de As en ambos suelos, se aplicó el quitosano en diferentes cantidades

y formas, como se indica a continuación: el diseño exprimental que se utilizó para

ambos suelos fue un completamente aleatorio, donde el quitosano en diferentes

condiciones (sin quitosano, quitosano sin tratar, quitosano con pH 5 y quitosano

con pH 7) representaron los tratamientos; mismos que tuvieron 4 réplicas,

teniendo un total de 16 unidades experimentales para cada suelo.

Cuadro 8. Diseño experimental aleatorizado.

Fluvisol eutri-háplico Fluvisol calci-arídico

T1 R4 T2 R4 T3 R1 T2 R1 T4 R2 T4 R4 T2 R3 T1 R3





47

T1= Sin adición de quitosano con 4 réplicas

T2=Quitosano sin tratar 4 réplicas

T3= Quitosano con pH de 5 con 4 réplicas

T4= Quitosano con pH de 7 con 4 réplicas

3.4. Análisis Estadístico

El análisis estadístico se desarrolló con ayuda del software estadístico Minitab 17,

para la cual se realizó un análisis de varianza para determinar si la disminución

del As disponible en la solución del suelo fue igual en los tratamientos con Q, y

un análisis de efectos principales de la adición de quitosano en cada suelo

(Yescas et al., 2015); así como una prueba de separación de medias por Tukey

con P≤0.05 para cada suelo.


48

IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES

La concentración de As disponible en los suelos de estudio, antes de agregar el

fertilizante fosfatado, fue similar (0.30 mg kg-1) al reportado por Hernández et al.

(2013). En cambio, después de agregar el fertilizante fosfatado a los suelos se

presentaron diferencias entre ellos. En el suelo del Fresno el As disponible se

incrementó hasta 0.37 mg kg-1 (Cuadro 9), mientras que en el suelo de la Concha

el aumento fue de 0.49 mg kg-1 (Cuadro 10). Jaurixje et al. (2013) mencionan que

las diferentes actividades agrícolas modifican las características físico-químicas y

biológicas, como es el caso de la fertilización, aunque este comportamiento está

principalmente influenciado por las partículas minerales del suelo como arcillas,

carbonatos y óxidos de hierro presentes en los suelos. Los suelos de la región

Lagunera presentan diferentes concentraciones de arsénico e incluso tienen

diferente respuesta a la adición de fertilizantes fosfatados, lo cual se relacionó con

la presencia de carbonatos de calcio (Hernández et al., 2013).

49

4.1. Efecto del quitosano

El Q tuvo un efecto significativo (P≤0.05) en la concentración de As,

independientemente de la forma y característica química que se haya agregado,

ya que se detectó una disminución en la concentración del As disponible en

ambos suelos (Cuadros 10 y 11). El As disponible de los suelos en el tratamiento

3 (QpH5), tanto en el suelo del Fresno del Norte como en el suelo de la Concha,

presentó la menor concentración (0.05 mg kg-1 y 0.10 mg kg-1, respectivamente);

es decir, QpH5 adsorbió un 640.0% y un 390% del As disponible que se presentó

en los suelos después de fertilizar con fósforo y sin Q.

Cuadro 9. Arsénico disponible en un Fluvisol eutri-háplico (Fresno del Norte) después de agregar quitosano a diferentes pH.

Tmto Característica As disponible

mg kg-1

Cambio en concentración

%

1 Sin Q 0.37 d -

2 Q sin tratar 0.26 b 42.3

3 QpH5 0.05 a 640.0

4 QpH7 0.32 c 15.6

IV. Resultados y discusión

50

Cuadro 10. Arsénico disponible en un Fluvisol calci-arídico (La Concha) después

de agregar quitosano a diferentes pH.

Estos resultados se pueden deber al pH ácido del tratamiento QpH5, ya que a ese

pH los grupos amino libres en el Q actúan como sitios de unión de coordinación

para metales y metaloides, lo cual es un mecanismo complejo que implica la

quelación de estos iones en soluciones cercanas a la neutra, el intercambio iónico

y la adsorción (Chiing-Chang y Ying-Chien, 2006; Montero et al., 2010). En este

sentido, al considerar el pH de la solución del suelo (ligeramente alcalino (Cuadro

7), dónde se encontraban los iones arseniato y la presencia de un agente del Q

con pH ácido, el As disponible se adsorbió a este polisacárido, razón por la cual

disminuyo la concentración del ion en el suelo. Situación que no ocurrió en el resto

de los tratamientos, puesto que los tratamientos Q sin tratar y Q pH 7

(correspondientes a los tratamientos 2 y 4) la concentración del As disponible

podría considerarse intermedia (Figuras 14 y 15); que contrastaron con el

Tmto Característica As disponible

mg kg-1

Cambio en concentración

%

1 Sin Q 0.49 c -

2 Q sin tratar 0.31 b 58.0

3 QpH5 0.10 a 390.0

4 QpH7 0.31 b 58.0


51

tratamiento que no tuvo quitosano. Comportamiento que fue similar en ambos

suelos.

Figura 14. Concentración de As en el suelo Fresno

Figura 15. Concentración de As en el suelo de La Concha


52

El As disponible en los suelos fue diferente; no obstante, se observa que para

ambos suelos el tratamiento que obtuvo una menor concentración de As

disponible fue el tratamiento 3, correspondiente al QpH5 (Figura 16). Este

comportamiento se puede deber a que la fracción de grupos amino protonados

se incrementa a pH ácido, por lo que aumenta la afinidad por los aniones

arseniatos (Dambies et al. 2002), como lo reafirmó Wang et al. (2016) al reportar

que la eficiencia del quitosano se incrementa a un pH de 5.5.

El efecto diferencial del quitosano en cada uno de los suelos se debió

principalmente a las características físicas y químicas de los suelos, como lo

muestra la Figura de efectos principales, donde el suelo de la Concha presentó

una concentración promedio de As disponible (0.32 mg kg-1) mayor que 0.22 mg

kg-1 del suelo del Fresno del Norte. Este mismo análisis resalta el efecto de los

diferentes tratamientos de quitosano en los suelos, donde el As disponible en los

suelos con el tratamiento tres, como se ha mencionado anteriormente, presentó

la menor concentración de este metaloide en la solución del suelo.

Aunque es importante resaltar que la concentración de As disponible en el suelo

de la Concha (0.10 mg kg-1) fue mayor que el As disponible (0.05 mg kg-1) de

Fresno del Norte. De acuerdo con Hernández et al. (2013), el suelo de la concha


53

tiene una mayor cantidad de carbonatos de calcio y concluyeron que este

compuesto estaba relacionado con la presencia de As disponible en esos suelos

e incluso indicaron que la concentración de As disponible se incrementó alrededor

de un 600%. Si se recuerda que a los dos suelos se les agregó la misma cantidad

de quitosano, es probable que al suelo de la Concha se haya tenido que agregar

una mayor cantidad de este compuesto, (debido a que la concentración inicial de

As fue mayor en este suelo) ya que lo adicionado posiblemente no adsorbió una

la suficiente cantidad de este contaminante y por lo tanto no disminuyó el As

disponible; es decir, se tuvo que considerar la cantidad de As disponible después

de agregar el P para hacer la estimación del quitosano a agregar.

Figura 16. Efectos principales de los tratamientos y los suelos que se estudiaron

en el As disponible.


54

V. CONCLUSIONES

El quitosano tratado a un pH 5 (ácido) que se adicionó a un Fluviso eutri-háplico

y a un Fluvisol calci-arídico en una región árida de Coahuila, cultivados y

fertilizados con fósforo, redujo la concentración de As disponible de la solución

del suelo en un 640% y 390% respectivamente, siendo el tratamiento con mejor

resultado . Por lo tanto, el quitosano con pH ácido representa una alternativa para

la recuperación de suelos contaminados con As. No obstante, su eficacia estará

en función de la concentración del As disponible después de agregar fósforo como

fertilizante. Por lo anterior se sugiere realizar más investigación al respecto para

comprobar la efectividad de este material en la recuperación de otros suelos de

regiones áridas, comprobar la cantidad adecuada de quitosano a adicionar,

comparar otras combinaciones y/o tratamientos con quitosano; asimismo,

determinar la estabilidad de la quelación Q-As ante la degradación natural de éste,

y que no represente un contaminante potencial para los suelos recuperados.

55

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EFECTIVIDAD DEL QUITOSANO PARA LA QUELATACIÓN DE …

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