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REPUBLICA BOLIVARIANA DE VENEZUELA UNIVERSIDAD DEL ZULIA

FACULTAD DE INGENIERÍA DIVISIÓN DE POSTGRADO

PROGRAMA DE POSTGRADO EN INGENIERÍA QUÍMICA

DETERMINACIÓN DE LAS CONSTANTES CINÉTICAS DEL SISTEMA DE LAGUNAS DE ESTABILIZACIÓN DE

LUZ

Trabajo de Grado presentado ante la Ilustre Universidad del Zulia para optar al grado Académico de

MAGÍSTER SCIENTIARUM EN INGENIERÍA QUÍMICA

Autor: ING. CARLA V. ZAMBRANO D. Tutor: Dra. Nibis Bracho

53

Maracaibo, Octubre 2007

APROBACIÓN

Este jurado aprueba el Trabajo de Grado titulado DETERMINACIÓN DE LAS CONSTANTES CINÉTICAS DEL SISTEMA DE LAGUNAS DE ESTABILIZACIÓN DE LUZ que la Ing. Carla V. Zambrano D., C.I.: 15.559.208 presenta ante el Consejo Técnico de la división de Postgrado de la Facultad de ingeniería en cumplimiento del Artículo 51, Parágrafo 51.6 de la Sección Segunda del Reglamento de Estudios para Graduados de la Universidad del Zulia, como requisito para optar al Grado Académico de

MAGISTER SCIENTIARUM EN INGENIERÍA QUÍMICA

___________________________

Coordinadora del Jurado Nibis Bracho

C.I. 5.170.332

___________________________ ___________________________ Edixón Gutiérrez Jorge Sánchez C.I.4.517.455 C.I. 4.517.428

_________________________________ Directora de la División de Postgrado

Gisela Páez

54

Ing. Zambrano D., Carla V. “DETERMINACIÓN DE LAS CONSTANTES CINÉTICAS DEL SISTEMA DE LAGUNAS DE ESTABILIZACIÓN DE LUZ”. Trabajo de Grado para optar al título de Magíster Scientiarum en Ingeniería Química. Universidad del Zulia. Programa de Ingeniería Química. Maracaibo, Tutor: Dra. Bracho, Nibis.

RESUMEN Esta investigación tiene como objetivos determinar la constante cinética de desaparición de los coliformes fecales (k) a escala real (lagunas de estabilización de la Universidad del Zulia) y a escala de laboratorio, así como determinar el tiempo de estabilización de la laguna facultativa A1, después de su completo llenado. Para hallar k a escala de laboratorio, se efectuaron seis experimentos por carga por duplicado para diferentes tiempos de exposición a la luz: 24h, 14h, 12h, 10h y ausencia de luz; mientras que a escala real, se realizó un experimento por carga dentro de la laguna de maduración A2, tomándose muestras por 5 días consecutivos en ambos casos y midiéndose en sitio el pH, oxígeno disuelto y temperatura. Las lagunas A1 y A2, se evaluaron durante su llenado en cuatro puntos internos, analizándose: pH, sólidos suspendidos totales, nitrógeno total, fósforo total, temperatura, coliformes fecales y clorofila (estos dos últimos solo en dos de los cuatro puntos). Adicionalmente se midieron en la laguna A1 demanda bioquímica de oxígeno (DBO5-20) y demanda química de oxígeno (DQO) total y soluble. A escala real k=7.66día-1 para un Tprom= 32.35°C y a escala de laboratorio k=3.37día-1 para T=25.60°C con una exposición a la luz de 12h (similar a la escala real), determinándose con ello el modelo para predecir la k y observándose la influencia de la temperatura. Para la condición de ausencia de luz y 12h de luz, se registró una remoción de 85.62% y 98.10%, respectivamente. La diferencia de 13.88% se le atribuye a la luz y el resto al tiempo de retención, donde ocurren los mecanismos de agotamiento de nutrientes y predacción. Se demostró que la laguna facultativa se estabilizó inmediatamente después de su llenado, alcanzándose una remoción de hasta 88.51% y 85.24% para DBO5-20 y DQO, respectivamente; bajo un patrón de flujo de mezcla completa. Palabras Claves: Constante Cinética, Lagunas de Estabilización, Remoción de Carga Orgánica, Coliformes Fecales.

55

Eng. Zambrano D., Carla V. “DETERMINATION OF THE KINETIC CONSTANTS OF THE SYSTEM OF LAGOONS OF STABILIZATION OF LUZ”. Work of Degree to choose to the title of Master Scientiarum in Chemical Engineering. University of Zulia. Program of Chemical Engineering. Maracaibo, Tutor: Dra. Bracho, Nibis.

ABSTRACT The main objectives of this research are focused on determined the kinetic disappearance constant of the fecael coliforms (k) on real scale (lagoons of stabilization of the University of Zulia) and lab scale also, as well as determine the stabilization time of the facultative lagoon A1, after it’s been the complete filling. To find the k, six batch by duplicate experiments on lab scale were made, for different times of exhibition to the light: 24h, 14h, 12h, 10h y 0h. While on real scale just one batch experiment was made on the maturation lagoon A2 taking samples by 5 consecutives days on both cases, and checking it self on site the pH, OD and temperature. The lagoons A1 and A2, were evaluated during their filling in four internal points, analyzing itself: pH, total suspended solids (SST), total nitrogen (N2), total phosphorus (P2), T, CF and chlorophyll (these two last one single in two of the four points). Additionally it was made in the A1 lagoon it demands total and soluble oxygen biochemistry (DBO5-20) and demands total and soluble oxygen chemistry (DQO) total and soluble. On real scale k was of 7.66día-1 for a Tprom= 32.35°C and on scale of laboratory k=3.37día-1 for T=25.60°C with a exhibition to the light of 12h (similar to the real scale), determining on that the model to predict k and being observed the influence of temperature. For the condition of absents of light and 12h of light, a removal of 85.62% and 98.10% was registered respectively. The difference of 13.88% attributes to the light and the rest to him to the time of retention, where the mechanisms of exhaustion of nutrients and predaccion happen. One demonstrated that the facultative lagoon immediately becomes stabilized after its filling, being reached a removal up to 88.51% and 85.24% after DBO5-20 and DQO, respectively under a pattern of flow of complete mixture. Key words: Kinetic constant, Lagoons of Stabilization, Removal of Laid-down Load, Coliformes Fecael.

56

DEDICATORIA

A Dios, por haberme dado la oportunidad de vivir y hacerme sentir lo

hermosa que es la vida. Una vez más me has demostrado que existes.

A papi y a mami, son mi mejor ejemplo. Cada día me demuestran que

luchando y esforzándose al máximo se puede conseguir todo cuanto se quiere

en esta vida. Los quiero mucho.

A mis hermanos, a los cuales les demuestro una vez más que con

empeño, esfuerzo y dedicación se pueden lograr las cosas. Todo cuanto se

propongan lo pueden hacer, solo es cuestión de querer.

A papi H., me has enseñado que con honestidad y constancia podemos

alcanzar nuestras metas. Mami E., con tu amor y cariño me has enseñado que

al dar sin esperar recibir, se puede ser muy feliz. Ata, tus palabras llenas de

ternura muchas veces me han hecho ver las cosas tal como son y me han

enseñado. Los quiero mucho.

A ti mivi, le agradezco a la vida que me haya permitido conocerte.

Gracias por haberme dado un motivo para seguir, por ser quien eres y ser parte

de mí, por enseñarme lo grande que es amar a quien te ama. Porque el amor

verdadero no se conoce por lo que se exige sino por lo que se ofrece. Te amo.

57

AGRADECIMIENTO

Le agradezco a todas y cada una de las personas que colaboraron para

realizar esta investigación. Muchas gracias.

58

TABLA DE CONTENIDO

Pág.

RESÚMEN 4

ABSTRACT 5

DEDICATORIA 6

AGRADECIMIENTO 7

TABLA DE CONTENIDO 8

INDICE DE TABLAS 10

INDICE DE FIGURAS 13

INTRODUCCIÓN 15

CAPÍTULO I. REVISIÓN BIBLIOGRAFÍCA 18

1.1. Antecedentes 18

1.2. Bases Teóricas 21

1.2.1. Lagunas de Estabilización 21

1.2.2. Clasificación de las Lagunas de Estabilización y sus

Procesos 23

1.2.2.1. Lagunas Facultativas 24

1.2.2.2. Lagunas de Maduración 27

1.2.3. Remoción de Patógenos 29

1.2.4. Factores que Influyen en la Remoción de Patógenos 34

CAPÍTULO II. MARCO METODOLÓGICO 37

2.1. Área en Estudio 37

2.2. Materiales y Métodos 39

2.2.1. Rutina del Monitoreo para el Trabajo de Campo 40

2.2.1.1. Descripción del Sistema 40

2.2.1.2. Metodología de Campo 41

2.2.1.2.1. Etapa A y B 42

2.2.1.2.1. Etapa C 44

2.2.2. Experimento por Carga 47

2.2.2.1. Escala Real 47

59

2.2.2.2. Escala de Laboratorio 49

CAPÍTULO III. RESULTADOS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS 52

3.1. Parámetros Fisicoquímicos Tomados en Sitio en las Etapas A

y B 52

3.1.1. Caudal (Q) 52

3.1.2. pH, Oxígeno Disuelto (OD) y Temperatura (T) 52

3.1.3. Remoción de Carga Orgánica. Demanda Bioquímica de

Oxígeno (DBO5-20) y Demanda Química de Oxígeno (DQO) 59

3.1.4. Sólidos Suspendidos Totales (SST) 61

3.1.5. Remoción de Nutrientes. Nitrógeno Total Kjeldahl (N) y

Fósforo Total (P) 63

3.2. Análisis Microbiológicos en las Etapas A y B 67

3.2.1. Clorofila 67

3.2.2. Constante Cinética de Desaparición de los Coliformes

Fecales (k) 67

3.3. Parámetros Fisicoquímicos y Microbiológicos Analizados en el

experimento por carga (escala real y de laboratorio) 70

3.3.1. pH, Oxigeno Disuelto (OD) y Temperatura (T) 70

3.3.2. Constante Cinética de Desaparición de los Coliformes

Fecales (k) 73

CAPÍTULO IV. CONCLUSIONES 83

CAPÍTULO V. RECOMENDACIONES 85

REFERENCIAS BIBLIOGRAFÍCAS 86

60

INDICE DE TABLAS

Tabla

Página

1 Eficiencia de Remoción de DBO5-20 y DQO en Sistemas Basados

en Lagunas de Estabilización 22

2 Eficiencia de Remoción de Patógenos y Parámetros

Convencionales para Varios Procesos 30

3

US-EPA/USAID. Normas para la Reutilización Agrícola de las

Aguas Residuales (Adaptadas de las Normas dadas para la

Reutilización del Agua1 (US-EPA/USAID, 1992))

31

4

Números bacterianos y virales del medio geométrico por 100ml en

aguas residuales crudas y los efluentes de cinco lagunas en la

serie de estabilización del noreste de Brasil a 26°C

32

5 Normas para el Uso Agrícola de las Aguas Residuales Tratadasa

(1) 33

6 Tiempo de Retención Promedio de las Lagunas 38

7 Parámetros medidos en sitio y su método de análisis 45

8 Métodos de análisis fisicoquímicos (APHA, 2000) 46

9 Métodos de análisis microbiológicos 47

10 pH en los puntos internos de la laguna facultativa (A1) y de la

laguna de maduración (A2) 53

11 Concentraciones de OD en los puntos internos de la laguna

facultativa (A1) y de la laguna de maduración (A2) 55

12 Temperaturas en los puntos internos de la laguna facultativa (A1) y

de la laguna de maduración (A2) 55

13 pH promedios a la entrada y salida de las lagunas facultativa (A1) y

de maduración (A2) 56

14 Concentraciones promedios de OD a la entrada y salida de las

lagunas facultativa (A1) y de maduración (A2) 56

15 Temperaturas promedios a la entrada y salida de las lagunas 56

61

facultativa (A1) y de maduración (A2)

16 Concentraciones de DBO5-20 y DBO5-20soluble en la laguna facultativa

(A1) en los puntos P1, P2, P3 y P4 59

17 Concentraciones de DQO y DQOsoluble en la laguna facultativa (A1)

en los puntos P1, P2, P3 y P4 60

18 Porcentaje de remoción de DBO5-20 de la laguna facultativa (A1)

después de su completo llenado 60

19 Porcentaje de remoción de DQO de la laguna facultativa (A1)

después de su completo llenado 61

20 Concentraciones de N en los puntos internos de la laguna


21 Concentraciones de P en los puntos internos de la laguna


22 Concentraciones de N y P a la entrada y salida de las lagunas

facultativa (A1) y de maduración (A2) 66

23 Concentración de clorofila en los puntos P1 y P4 de la laguna

facultativa (A1) 67

24 Concentración de coliformes fecales en la entrada de la laguna

facultativa (A1) 68

25 Concentración de coliformes fecales en los puntos internos P1 y P4

de la laguna facultativa (A1) 68

26 pH en el experimento por carga a escala real 70

27 pH en el experimento por carga a escala de laboratorio 71

28 Concentraciones de OD en el experimento por carga a escala real 71

29 Concentración de OD en el experimento por carga a escala de

laboratorio 72

30 Temperaturas en el experimento por carga a escala real 72

31 Temperaturas en el experimento por carga a escala de laboratorio 73

32 Concentración de coliformes fecales en el experimento por carga a

escala real para las 10:00a.m., 1:00p.m. y 3:00p.m. 74

33 Concentración de coliformes fecales en el experimento por carga a 76

62

escala de laboratorio para 24h, 14h, 12h, 10h y ausencia de luz.

34 Constante cinética de desaparición de los coliformes fecales (k)

para el experimento por carga a escala de laboratorio 77

35 Porcentaje de remoción por día de muestreo para el experimento

por carga a escala real 78

36 Porcentaje de remoción para el experimento por carga a escala de

laboratorio 78

37 Coeficientes de reducción bacteriana, k (día-1) 80

63

INDICE DE FIGURAS

Figura Página

1 Interacción de las bacterias y algas en las zonas aeróbicas y anaeróbicas en una laguna facultativa. 26

2 Fotografía aérea de las lagunas de estabilización de LUZ 37 3 Sistema de Estabilización de Aguas Residuales de LUZ 39 4 Dimensiones de las lagunas de estabilización de LUZ 40 5 Serie A de las lagunas de estabilización de LUZ 41

6 Entrada del Agua Cruda a la serie A de las lagunas de estabilización de LUZ 41

7 Laguna Facultativa A1 42 8 Laguna de Maduración A2 43 9 Corte longitudinal A-A en los puntos de monitoreo 43 10 Corte longitudinal B-B en los puntos de monitoreo 44 11 Reactor por carga 48 12 Reactor por carga lleno con agua de la alimentación 48

13 Toma de muestras del reactor por carga lleno con agua de la alimentación 49

14 Ensayos por duplicado 50 15 Reactores por carga con lámparas fluorescente 50 16 Reactores por carga forrados con bolsas negras 51 17 Toma de muestra de los reactores por carga 51 18 pH, OD y T en las laguna facultativa (A1) 58 19 pH, OD y T en las laguna de maduración (A2) 58

20 Concentración de SST en la laguna facultativa (A1) en los puntos P1, P2, P3 y P4

61

21 Concentración de SST en la laguna de maduración (A2) en los puntos P5, P6, P7 y P8.

62

22 Concentración de los coliformes fecales en los puntos internos P1 y P4 de la laguna facultativa (A1)

69

23 Concentración de los coliformes fecales para el experimento por carga a escala real 74

24 Concentración de los coliformes fecales para el experimento por carga a escala de laboratorio 77

64

INTRODUCCIÓN

En los países de América Latina los problemas de contaminación por

bacterias patógenas de origen fecal son los más agudos. Los agravantes son la

falta de tecnología para el control del problema y en muchos casos la falta de

recursos financieros para adquirirla, aplicarla o mantenerla. Las enfermedades

infecciosas transmitidas por el agua se asocian con la contaminación de la

misma por heces. De lo anterior resulta la importancia de llevar a cabo

proyectos de investigación y desarrollar tecnologías adecuadas para una rápida

identificación, así como estudios de calidad bacteriológica del agua para

prevenir las enfermedades de origen hídrico.

La importancia de las características del agua residual afluente al

proceso de depuración esta siendo investigada desde mediados de los años

1980, con el fin de determinar su idoneidad para obtener la calidad buscada en

el efluente y como exigencia para el control, la optimización y el desarrollo de

nuevos procesos de tratamientos. Marais (1983) y Randall (1992) indicaron que

es posible predecir de forma razonable las concentraciones de nitrógeno y de

fósforo en el efluente, si se consigue caracterizar suficientemente el agua

residual afluente. Janssen (1994) señaló que una composición adecuada del

agua residual, es un prerrequisito para el buen funcionamiento de un proceso

de eliminación biológica de nutrientes. Según Jenkins (1993), puede

considerarse que un agua residual contiene los nutrientes necesarios cuando

su relación DBO5/N/P es como mínimo 100/5/1.

El tratamiento convencional de aguas residuales urbanas tiene como

objetivo la biodegradación de la materia orgánica presente en el afluente, a

partir de un tratamiento preliminar de tipo físico y un proceso de depuración

biológico en el tratamiento secundario. En el tratamiento biológico o secundario

se produce la asimilación de la materia orgánica a partir de un proceso de

biofloculación y metabolización de nutrientes (nitrógeno y fósforo), en el que

65

interviene un cultivo microbiológico constituido principalmente por bacterias,

que se encuentran especificadas por parámetros operacionales (grado de

oxigenación, tiempo de retención, temperatura, etc.)

Dentro de este sistema, donde el oxígeno es el principal parámetro que

contribuye a la disminución de los residuos orgánicos, las bacterias son las

verdaderas responsables de la estabilización de la materia orgánica (Glaser,

1988). Los microorganismos favorecidos por el ambiente local se reproducen

pero disminuyen en sus poblaciones cuando cambian las características del

afluente, las condiciones ambientales y/o las operacionales. Probablemente,

existen distintos microorganismos que bajo condiciones adecuadas, pueden

oxidar cualquier sustancia que teóricamente puede ser oxidada (Gale, 1952).

De la misma forma, en los tratamientos biológicos se aprovecha la capacidad

colectiva de los microorganismos para degradar la amplia variedad de

materiales orgánicos (Stainer, 1996).

La eliminación de fósforo se consigue mediante la selección natural de

bacterias especializadas. En la zona anaeróbica se desarrollan bacterias

capaces de liberar ciertas cantidades de fósforo (15 a 30 mg/l) de la biomasa

(HRSD, 1991), a la vez se consume una porción de materia orgánica soluble

fácilmente biodegradable (Sedlak, 1991; Muyima, 1997). En la zona aeróbica

estas bacterias metabolizan los compuestos orgánicos almacenados durante la

fase anterior, utilizándolos como fuente de energía y de carbono para el

crecimiento celular y para la acumulación de polisfosfatos a partir de los

ortofosfatos disponibles en el líquido de mezcla.

La eliminación biológica del nitrógeno se consigue por dos procesos

sucesivos, la nitrificación y la desnitrificación. En la nitrificación, el amoniaco es

oxidado a nitritos y a nitratos en condiciones aeróbicas. Durante la

desnitrificación, y en condiciones anóxicas los nitratos y los nitritos son

utilizados por las bacterias heterótrofas facultativas como aceptores finales de

electrones para la respiración celular. El resultado final de estos procesos es la

66

producción de nitrógeno gas que se escapa a la atmósfera, así como el

consumo de carbono orgánico biodegradable (Aravinthan, 2000; Drysdale,

2000). El agua residual afluente debe contener suficiente carbono orgánico

para permitir la desnitrificación y establecer una población de bacterias capaz

de realizar la eliminación biológica del carbono (Brinch, 1994).

La finalidad de este proyecto, es aportar mejoras al tratamiento en

lagunas de estabilización del agua residual y determinar el valor de la

constante cinética bajo las condiciones ambientales de la región zuliana,

especificando los parámetros que influyen de forma directa en el tratamiento

óptimo del agua residual y a su vez proporcionar a los ingenieros herramientas

para mejorar la eficiencia de las lagunas de estabilización.

67

CAPÍTULO I MARCO TEÓRICO

1.1. ANTECEDENTES

Se han realizado estudios basados en los efectos de la temperatura y

radiación solar, así como otros que se enfocan en el decaimiento bacteriano.

Marais (1974), encontró que la temperatura es un factor importante en la

muerte de las bacterias, expresando la constante cinética con la ecuación 1.

( ) 2019.16.2 −= TTk (1)

Donde;

kT: Constante cinética de desaparición de las bacterias (día-1)

T: Temperatura (°C)

Chick´s (1910), determinó que la cinética de la remoción de las bacterias en

un reactor por carga, es de primer orden expresado con la ecuación 2.

)(*434.0

loglog 1010

if

fiT tt

NNk

−−

=

(2)

Donde;


Ni: Concentración inicial de microorganismos

Nf: Concentración final de microorganismos

tf: Tiempo de retención

68

Polprasert y colaboradores (1983), tomaron en cuenta la concentración de

las algas como una influencia importante en la remoción de bacterias. La

ecuación 3, expresa lo anterior.

( ) ( ) ( )OLcsTkTe 9994.00016.10281.16351.0= (3)

Donde,


T: Temperatura (°C)

Cs: Concentración de algas (mg/l)

OL: Tasa de carga COD (kg COD/ha.día)

De acuerdo a Sarikaya y Saatci (1987), la constante cinética de

desaparición de las bacterias está relacionada con la intensidad de la luz solar,

expresada con la ecuación 4.

( )IkT 012.0018.0 += (4)

Donde;


I: Intensidad de luz (cal/cm2/h)

Saqqar y Pescod (1992), estudiaron principalmente la influencia del pH y

la temperatura en la constante cinética de desaparición de las bacterias. Tal

influencia es expresada con la ecuación 5.

( ) ( )( ) ( )( )100629 lub2052

99784.015.102.15.0 −−− −= lesoT DBOpHTke (5)

69

Donde;


DBO5-20soluble: Demanda bioquímica de oxígeno soluble

Von Sperling (1999), incluyó en su modelo el tiempo de retención hidráulico

quedando expresada la constante cinética con la ecuación 6.

329.0877.0971.0 −−= tmHkT (6)

Donde;

kT: Constante de desaparición de las bacterias (día-1)

H: Profundidad de la laguna (m)

tm: Tiempo de retención

Pearson (1987), señalo que el incremento de la temperatura aumenta el

decaimiento bacterial debido a que se da un aumento en la actividad

metabólica. Gloyna (1971), reportó que los predadores se multiplican

rápidamente a temperaturas altas. Curtis (1992) y otros investigadores. Han

demostrado que a un pH>9 y concentraciones de oxigeno altas, la velocidad

del decaimiento bacteriano aumenta. Curtis (1992). Determinó un modelo de

remoción de coliformes fecales en función de la intensidad de luz, oxigeno

disuelto y la radiación solar.

Una investigación reciente fue la realizada por Bracho (2003), quien

demostró que los coliformes fecales son removidos por desinfección natural

(intensidad de luz), lo cual involucra reacciones físico-químicas y biológicas que

son dominadas por el comportamiento hidráulico de la laguna (tiempo de

retención). Ambas variables deben ser obtenidas para cada localidad con la

finalidad de optimizar el diseño.

70

1.2. BASES TEÓRICAS

1.2.1. Lagunas de Estabilización

Una laguna de estabilización es una estructura simple para embalsar

aguas residuales con el objeto de mejorar sus características sanitarias. Las

mismas son construidas de profundidad que puede variar entre 1m y 5m con

tiempos de retención relativamente grandes, que pueden ser de varios días

(Metcalf y Eddy, 1991; Mara y Pearson, 1998). Los parámetros más utilizados

para evaluar el comportamiento de las lagunas y la calidad de sus efluentes

son la demanda bioquímica de oxigeno (DBO), que caracteriza la carga

orgánica y el número más probable de coliformes fecales, que caracteriza la

contaminación microbiológica, el pH, la temperatura y el Oxigeno disuelto (OD).

También tiene importancia los sólidos totales sedimentables (SST), en

suspensión (SS) y disueltos (SSD) (Rolim ,2000).

Las lagunas anaeróbicas y las facultativas tienen como función remover

carga orgánica, lo cual puede variar entre 20 y 60% para las lagunas

anaeróbicas y entre 70 y 90% para las lagunas facultativas (Mara y Pearson,

1998). En la Tabla 1 se resumen los valores reportados por algunos autores.

71

Tabla 1. Eficiencia de remoción de DBO5-20 y DQO en sistemas basados en lagunas de estabilización

Sistema Tiempo

retención (días)

Temperatura (°C)

Remoción DQO

Remoción DBO5,20

Fuente

Laguna

Anaeróbica 1 – 5 – – (50 – 70%) Mara, 1976

Laguna

Anaeróbica

(Alsamra-Amman)

5 12 – 28 – (40 – 70%) Saggar y Pescod,

1994

Laguna Anaerobia

(Brasil) 2 - 6.8 23,6 - 26,3 – (68 – 83%) Silva, 1982

2 Anaeróbicas en

Paralelo +

Facultativa +

Maduración

(Tarija-Bolivia)

44 – – 74% Rojas C.J, 1995

Anaeróbica +

Facultativa + 2

Maduración

(Brasil)

4.9 28 – 40 62% 63% Melo y Araujo, 1995

Anaeróbica +

Facultativa + 3

Maduración

(Brasil)

– – 69% 88% Silva y Colab., 1987

1 Facultativa +

2Maduración

(Centro de

Investigación del

Agua; Maracaibo-

Venezuela)

20 29 – 32 84% 90% Trujillo y Colab.,

1995

Fuente: Cárdenas C. y colaboradores (2005)

72

Otro de los objetivos de las lagunas es reducir e inactivar organismos

patógenos presentes en líquidos residuales, disminuir la DBO o la demanda

química de oxigeno (DQO) del líquido y permitir el rehúso del líquido (Yánez,

1993). Cabe destacar que las lagunas de estabilización pueden reducir

considerablemente los agentes patógenos, lo que no se cumple con los

procedimientos de tratamiento normales salvo que se desinfecte el efluente

previamente (Mara y Pearson, 1998).

Por otro lado, las lagunas presentan inconvenientes entre los cuales se

pueden mencionar los siguientes: hay pocos modelos matemáticos y

formulaciones de proyecto en comparación a la cantidad de experiencias

efectuadas, en nuestro país no se han desarrollado investigaciones para

obtener parámetros racionales de diseño, se requiere disponer de terrenos

aptos para la ejecución de la laguna, cuando el efluente contiene algas y en el

cuerpo receptor hay pocos nutrientes, las algas vegetan y tienen una pequeña

demanda de DBO que no es objetable; en cambio si no hay suficiente luz solar

se mueren y sedimentan produciendo demanda de oxigeno por respiración

endógena, entre otros.

Generalmente cuando la carga orgánica aplicada a las lagunas es baja

(<300Kg de DBO/ha/día) y la temperatura ambiental oscila entre 15 y 30°C

(siendo este el caso en estudio), en el estrato superior de las lagunas suelen

desarrollarse poblaciones de algas microscópicas que en presencia de luz

solar, producen grandes cantidades de oxigeno, haciendo que halla una alta

concentración de oxigeno disuelto. La parte inferior de la lagunas suele estar

en condiciones anaeróbicas. Por lo anteriormente descrito, es conveniente que

las lagunas trabajen bajo condiciones definidas, ya que el oxigeno es un tóxico

para las bacterias anaerobias que realizan el proceso de degradación de la

73

materia orgánica y la falta de oxigeno hace que las mismas desaparezcan y no

se realice el proceso.

1.2.2. Clasificación de las Lagunas de Estabilización y sus Procesos

Las lagunas de estabilización se clasifican en: aeróbicas, anaeróbicas,

facultativas, de maduración, aireadas facultativas, aireadas de mezcla completa

y de sedimentación. El sistema de estudio está formado por una laguna

facultativa y dos de maduración, las cuales se definen a continuación.

1.2.2.1. Lagunas Facultativas

Las lagunas facultativas pueden ser de dos tipos: lagunas

facultativas primarias que reciben aguas residuales crudas y lagunas

facultativas secundarias que reciben aguas sedimentadas de la etapa

primaria (usualmente el efluente de una laguna anaerobia). Las lagunas

facultativas son diseñadas para remoción de DBO5 con base en una

baja carga orgánica superficial que permita el desarrollo de una

población algal activa. De esta forma, las algas generan el oxígeno

requerido por las bacterias heterotróficas para remover la DBO5 soluble.

Una población saludable de algas le confiere un color verde oscuro a la

columna de agua.

Las lagunas facultativas pueden tornarse ocasionalmente rojas o

rosadas debido a la presencia de bacterias fotosintéticas púrpuras

oxidantes del sulfuro (Mara y Pearson, 1998). Este cambio en la

ecología de las lagunas facultativas ocurre debido a ligeras sobrecargas;

de esta forma, el cambio de coloración en las lagunas es un buen

74

indicador cualitativo del funcionamiento del proceso de degradación. La

concentración de algas en una laguna facultativa con funcionamiento

óptimo depende de la carga orgánica y de la temperatura, pero

frecuentemente se encuentra entre 500 a 2000 μg clorofila-a/l.

La actividad fotosintética de las algas ocasiona una variación

diurna de la concentración de oxígeno disuelto y los valores de pH.

Variables como la velocidad del viento tienen efectos importantes en el

comportamiento de la laguna facultativa, ya que se genera mezcla del

contenido de la laguna. Tal como lo señalan Mara, Alabaster, Pearson y

Mills; 1992, un buen grado de mezcla produce una distribución uniforme

de DBO5, oxígeno disuelto, bacterias y algas, y en consecuencia una

mejor estabilización del agua residual.

La oxidación en estas lagunas ocurre en una sola etapa:

(Reacción 1)

otrosNHPOOHbaccelNuevasOorgánicamateriaBacterias

++++→+ 3422 .. (R.1)

El oxígeno es producido por la fotosíntesis algal, la cual puede

ser expresada por: (Reacción 2)

LuzOOHcelulasNuevasOHCO

asA

2222

lg++→+ (R. 2)

Por otra parte, las bacterias fecales y patógenas son removidas

en este proceso debido al efecto de un ambiente hostil, afectando la

remoción factores tales como la temperatura, radiación solar y la

concentración algal.

75

En la Figura 1 se puede observar un esquema del proceso de

interacción de las bacterias y algas en las zonas aeróbicas y

anaeróbicas en una laguna facultativa, antes descrito.

Figura 1. Interacción de las bacterias y algas en las zonas aeróbicas y anaeróbicas en una laguna facultativa.

En el caso de las lagunas facultativas, existen diferentes

enfoques para su dimensionamiento. Yánez, 1993 recomienda el modelo

de flujo disperso. Sánchez y colaboradores (1999) determinaron

experimentalmente condiciones de flujo intermedias (disperso) entre flujo

76

pistón y mezcla completa en lagunas de estabilización. La ecuación que

rige a este tipo de flujo es la siguiente (Wehner y Wilhmen, 1956):

(Ecuación 7)

( ) ( ) da

da

d

eaea

aeCoCe

2222

21

11

4−

−−+= (7)

Donde;

Ce: Concentración del efluente.

Co: Concentración del afluente.

a: tdkt+1

kt: Constante cinética de desaparición de las bacterias.

t: Tiempo de retención.

d: Número de dispersión.

1.2.2.2. Lagunas de Maduración

Las lagunas de maduración son aquellas en donde las

condiciones aerobias se presentan en toda su extensión. Este tipo de

laguna fue concebida originalmente para reducir la población bacteriana;

sin embargo, estas lagunas pueden remover un porcentaje bajo de DBO

y otros contaminantes (Rivas, 1978; Mara y Pearson, 1998; Metcalf y

Eddy, 1999).

Las lagunas de maduración reciben el efluente de lagunas

facultativas y su tamaño y número depende de la calidad bacteriológica

requerida en el efluente final. Son unidades poco profundas (1.0-1.5 m) y

presentan menos estratificación vertical, al tiempo que exhiben una

buena oxigenación a través del día en todo su volumen (Metcalf y Eddy,

1999; Bitton, 2000; Rolim 2000). La población de algas es mucho más

77

diversa en las lagunas de maduración comparada con las lagunas

facultativas (Mara y Pearson, 1998).

Por lo tanto, la diversidad algal se incrementa de laguna en

laguna a lo largo de la serie (CEPIS, 1995).

Por otro lado, las lagunas de maduración sólo alcanzan una

pequeña remoción de DBO5, pero su contribución a la remoción de

nitrógeno y fósforo es más significativa. Mara, Alabaster, Pearson y

Mills, 1992, reportan una remoción de nitrógeno total del 80% en todo el

sistema de lagunas (laguna anaerobia + laguna facultativa + lagunas de

maduración), y de esta cifra el 95% corresponde a la remoción de

amonio. Es de resaltar que la mayoría del nitrógeno amoniacal se

remueve en las lagunas de maduración. Entre tanto, la remoción total de

fósforo en los sistemas de lagunas es baja, usualmente menos de 50%

(Mara, Alabaster, Pearson y Mills, 1992); (Mara y Pearson, 1998).

Las lagunas de maduración pueden ser diseñadas empleando

los modelos hidráulicos. En el paso se empleo con mucha frecuencia el

modelo de mezcla completa (Marais, 1974), cuya ecuación se define

como: (Ecuación 8)

ttkCoCe

θ+=

11 (8)

Donde;



kt: Constante cinética de desaparición de las bacterias

өt: Tiempo de retención.

78

Recientemente se han efectuado muchas investigaciones a

escala piloto y real, donde se ha demostrado que el patrón de flujo que

favorece la remoción de las bacterias corresponde al flujo pistón ó muy

cerca de él. Vorkas, 1999; LLoyd y colaboradores, 2002; Bracho, 2003;

Bracho y colaboradores, 2006 a, b; demostraron con evidencia

experimental a escala real que los coliformes fecales se reducen

sustancialmente al inducir el flujo pistón con bafles.

La ecuación de flujo pistón se define como: (Ecuación 9)

ttkeCoCe θ−= (9)

Donde;



kt: Constante cinética de desaparición de las bacterias.

өt: Tiempo de retención.

Bracho (2003) demostró experimentalmente que el patrón de

flujo varió en función de la geometría de la laguna y el caudal de

operación de la misma. Una misma laguna operada con diferente

caudal, puede variar de flujo disperso a mezcla completa. La importancia

de determinar el valor de la constante cinética de desaparición de las

bacterias (k) y el patrón de flujo permiten seleccionar el modelo

hidráulico para la evaluación de lagunas existentes (Villasmil y

colaboradores, 1999).

1.2.3. Remoción de Patógenos

79

En Tabla 2 presentado a continuación, se muestra un resumen de varios

procesos de tratamiento de aguas residuales en términos de remoción de

patógenos y los parámetros convencionales de DBO5-20 y SST.

Tabla 2. Eficiencia de remoción de patógenos y parámetros convencionales para varios procesos

Remoción % Remoción, Ciclos log104

Proceso DBO5 SS Virus Bacterias

Huevos de Helmintos

Quistes de

Protozoarios

Sedimentación Primaria 25-40 40-70 0-1 0-1 0-1 0-2

Lodos Activados1 55-95 55-95 1-2 0-2 0-1 1-2

Filtros Precoladores1 50-95 50-90 1-2 0-2 0-1 1-2

Desinfección con cloro ---- ---- 0-4 2-6 0-1 0-3

Lagunas en Series1 70-95 55-953 2-4 2-6

2-4

(100%)

2-4

(100%)

Fuente: Feachem et al., 1983; Mara et al., 1992; Yánez, 1992.

1. Precedidos y seguidos de sedimentación

2. Dependiendo del número de lagunas en serie, tiempo de retención hidráulica, y factores de diseño físico.

3. El efluente de lagunas puede contener altas concentraciones de SS en forma de algas.

4. 1 ciclo log10 = 90% remoción; 2 ciclos = 99%; 3 ciclos = 99.9%; etc. Las lagunas pueden remover 100% de los

huevos de helmintos y 100% de los quistes de protozoarios.

En la tabla anterior se puede observar que la laguna de estabilización es

la mejor opción para la remoción de patógenos: Las lagunas de estabilización

que están diseñadas y operadas apropiadamente tienen la mejor eficiencia en

la remoción de bacterias. Otros tipos de tratamiento requieren desinfección

química como un proceso terciario o lagunas de maduración. Sin embargo,

debe citarse que la eficiencia del tratamiento de las lagunas de estabilización

debe diseñarse en función al tipo de cultivo a regar. En la siguiente tabla se

80

pueden ver las especificaciones que debe tener el agua tratada para algunos

tipos de riego.

Tabla 3. US-EPA/USAID. Normas para la reutilización agrícola de las aguas

residuales (adaptadas de las normas dadas para la reutilización del agua1 (US-EPA/USAID, 1992))

Tipos de Rehúso Tratamiento Calidad del Agua

Tratada Monitoreo del Agua Tratada

Rehúso en la

Agricultura-

Cultivos de alimentos

que no son tratados

comercialmente.

Irrigación de la superficie

o uso de aerosol en

cualquier cultivo

alimenticio, incluyendo

alimentos crudos y

cosechas.

Secundario2

Filtración

Desinfección

= 10mg/l DBO

Colif. Fecales no

detectables/100ml3

1mg/l de Cl2

residual (min.)

DBO – Semanal

Coliformes Fecales

– Diario

Cl2 residual -

Continuamente

Rehúso en la

Agricultura-

Cultivos de alimentos

que no son tratados

comercialmente.

Irrigación superficial de

huertas y viñedos

Secundario2

Desinfección

= 30 mg/l DBO

= 30mg/l SS

= 200 Coliformes

Fecales/100ml4,5

1mg/l Cl2 residual

(min.)

DBO – Semanal

SS – Diariamente

Coliformes Fecales

– Diario

Cl2 residual –

Continuamente

Rehúso en la

Agricultura-

Cultivos alimenticios de

pastos para ordeñar

Secundario2

Desinfección

= 30 mg/l DBO

=30mg/l SS

DBO – Semanal

SS – Diariamente

81

animales =200 Coliformes

Fecales/100ml4,5

1mg/l Cl2 residual

(min)

Coliformes Fecales

– Diario

Cl2 residual –

Continuamente

Rehúso Urbano.

Todo tipo de irrigación

del paisaje (Ejemplos:

campos de golf,

parques, cementerios)

Secundario2

Filtración

Desinfección

= 10mg/l DBO

Colif. Fecales no

detectables/100ml3

1mg/l de Cl2

residual (min.)

DBO – Semanal

Coliformes Fecales

– Diario

Cl2 residual -

Continuamente Fuente: WHO. 1,989. Notas: 1. Estas normas se basan en la recuperación y reutilización del agua en prácticas en los E.E.U.U, y se dirigen

especialmente a los estados que no han desarrollado sus propias regulaciones o normas. Mientras que las

normas deben ser útiles en muchas áreas en las afueras, las condiciones locales de los E.E.U.U. pueden

limitar la aplicabilidad del las mismas en otros países.

2. Los procesos secundarios del tratamiento incluyen procesos del fango activado, filtros de goteo,

contratistas de rotaciones biológicas y muchos sistemas de lagunas de la estabilización. El tratamiento

secundario debe producir un efluente en el cual el DBO y los SS no excedan 30mg/l.

3. El número de los organismos de coliformes fecales no debe exceder 14/100ml en ninguna muestra.

4. El número de los organismos de coliformes fecales no debe exceder 800/100ml en ninguna muestra.

5. Algunos de los sistemas de lagunas de estabilización pueden llegar a este límite del coliformes sin la

desinfección.

Las lagunas del Noreste de Brasil se encuentran constituidas por una

anaeróbica, una facultativa y tres de maduración observándose que se

requieren estas cinco lagunas para alcanzar una concentración en el efluente

de 7x103 FC/100ml.

Tabla 4. Números bacterianos y virales del medio geométrico por 100ml en aguas residuales crudas y los efluentes de cinco lagunas en la serie de

estabilización del noreste de Brasil a 26°C

Organismo Efluente* A F M1 M2 M3

Coliformes Fecales 2x107 4x106 8x105 2x105 3x104 7x103

Campylobacters 70 20 0.2 0 0 0

Salmoneras 20 8 0.1 0.002 0.01 0

Entero virus 100 60 10 4 0.5 0.09

82

Rota virus 8 2 0.7 0.3 0.1 0.03 Fuente: Oragui y Colaboradores, 1987

Tomado: WHO. 1,989.

Con los efluentes señalados en la tabla anterior, se pueden regar

cultivos tipo B y C, mostrándose las especificaciones en la Tabla 5.

Tabla 5. Normas para el uso agrícola de las aguas residuales tratadasa (1)

Categoría Condiciones

Rehúso Grupo

Expuesto

Nematodo Intestinalb (Promedio aritmético de huevos por litro)

Coliformes Fecales

(Promedio aritmético

por 100ml)c

Norma microbiológica

requerida alcanzada con el tratamiento

de aguas residuales

A

Irrigación de

las cosechas

probablemente

a ser

consumidas

crudas,

Trabajadores,

consumidor,

público

≤ 1 ≤ 1000

Una serie de

lagunas de

estabilización

fue diseñada

para alcanzar la

calidad

83

campos de

deportes,

parques

públicosd

microbiológica

indicada o el

tratamiento

equivalente

B

Irrigación de

las cosechas

de cereal,

industriales,

forrajes,

pastos y

árboles

Trabajadores ≤ 1

Ningún

estándar

recom.

La retención en

lagunas de

estabilización lo

acumula para 8-

10 días o el

retiro

equivalente del

helminto y

coliformes

fecales

C

Irrigación de

las cosechas

de la categoría

B, si no existe

la exposición

de

trabajadores y

público

Ninguno No aplicable No aplicable

Tratamiento

previo según los

requisitos de la

tecnología de la

irrigación, pero

no menos que

la

sedimentación

primaria

Fuente: WHO. 1,989.

Notas:

a. En casos específicos, los factores epidemiológicos, socioculturales y ambientales locales deben ser

considerados y modificar por consiguiente las normas.

b. Especies de Ascaris y trichuris y gusanos de arrastre.

c. Durante el período de la irrigación.

d. Una norma más rigurosa (≤ 200 coliformes fecales por 100ml) es apropiado para los céspedes

públicos, tales como céspedes del hotel, con los cuales el público puede estar en contacto directo.

e. En el caso de árboles frutales, la irrigación debe cesar dos semanas antes de que la fruta sea

cosechada, y ninguna fruta debe ser tomada de la tierra. La irrigación de regadera debe ser utilizada.

En la planta convencional (filtros percoladores) de Lidsey-Inglaterra se

alcanzó una concentración mínima en el efluente de 3.72x102 en una laguna

con bafles (Bracho y colaboradores, 2006), siendo aptos para regar cultivos

84

tipo A, sin necesidad de emplear cloración y sin utilizar tantas lagunas en serie

para alcanzar este objetivo.

1.2.4. Factores que Influyen en la Remoción de Patógenos.

La remoción de patógenos y de coliformes fecales, se debe a la acción

combinada de varios factores, que en conjunto crean unas condiciones muy

desfavorables para su supervivencia (Bowles y Colaboradores, 1979). Estos

factores pueden dividirse en las siguientes categorías: físicos, físico-químicos y

biológicos.

Entre los físicos, la temperatura y la sedimentación son los dos factores

más importantes (Gannon y Colaboradores, 1983). La sedimentación consiste

en la incorporación al fondo de la laguna de agregados de microorganismos,

debido a que su peso específico es mayor que el del agua. Una vez que se

produce su depósito en el fondo, estos agregados son atacados por bacterias

que se desarrollan en la capa de fango y finalmente desaparecen. Como ocurre

con todos los procesos biológicos, la temperatura es un factor muy importante

en la velocidad de desaparición de microorganismos patógenos. La velocidad

de eliminación de patógenos aumenta con la temperatura (Lantrip, 1983). Por

lo tanto, la eficacia en la reducción de patógenos es máxima durante los meses

de verano.

La salinidad del agua, pH, concentración de oxigeno disuelto e

intensidad de la luz solar son los factores físico-químicos más influyentes.

El tiempo de supervivencia de los microorganismos patógenos varía

inversamente con la salinidad del medio (Mitchell y Chamberlin, 1978). Puesto

que las lagunas de maduración son la última etapa del tratamiento, la

evaporación en estas lagunas y en las etapas anteriores determina un aumento

en la concentración de sales que resulta beneficioso desde este punto de vista.

Sin embargo, este aumento de salinidad puede ser perjudicial si el efluente va

85

a utilizarse en riegos. La eliminación de patógenos aumenta con el pH de

la laguna. La actividad del fitoplancton da lugar a un aumento del pH, mientras

que la actividad metabólica de las bacterias genera CO2 que provoca un

descenso en el pH. Puesto que en las lagunas de maduración la carga

orgánica es muy baja, se produce una generación muy escasa de CO2. Por

otra parte, la actividad fotosintética suele ser bastante elevada, por lo que

globalmente se suele apreciar un aumento de pH con respecto a las lagunas

facultativas, que se traduce en un medio más desfavorable para la

supervivencia de los microorganismos patógenos (Mitchell y Chamberlin,

1978). La presencia de oxigeno disuelto, y sobre todo el efecto de choque del

paso entre lagunas facultativas con concentraciones bajas o moderadas de

oxigeno a lagunas de maduración con concentraciones elevadas, da lugar a un

aumento en la velocidad de eliminación de patógenos (Kott, 1982).

Uno de los principales factores es la intensidad de la luz (Kapucinski y

Mitchell, 1981). La eliminación de patógenos es mucho más rápida en

presencia de luz, por lo que debe evitarse la construcción de lagunas de

maduración profundas en las que buena parte de la columna de agua se

encuentra en la oscuridad. Por la misma razón, la eliminación de patógenos es

mucho más eficaz en días despejados, especialmente al comienzo del verano,

cuando la duración del día es máxima.

Entre los factores bioquímicos implicados en la eliminación de

patógenos, están la concentración de nutrientes y la presencia de compuestos

tóxicos y predadores. La limitación en nutrientes es un factor muy importante,

no sólo por su efecto directo sobre la posibilidad de crecimiento de los

microorganismos patógenos, sino por la competencia con otros

microorganismos mejor adaptados que aquellos al medio (Mitchell y

Chamberlin, 1978; Dutka y Kwan, 1983). La escasa concentración de materia

orgánica en estas lagunas constituye un serio obstáculo para la supervivencia

de los microorganismos heterótrofos como los que se pretende eliminar en esta

etapa del tratamiento (bacterias, protozoos y hongos).

86

Las algas secretan sustancias tóxicas que afectan a los

microorganismos patógenos, algunas de ellas muy activas en presencia de la

luz (Mitchell y Chamberlin, 1978). La influencia de las algas en el decaimiento

bacteriano no es directa. El efecto más importante para las bacterias está

determinado por la relación de las algas y otros factores, especialmente el pH,

oxígeno disuelto y penetración de luz en las lagunas. Durante el día las algas

producen oxígeno y absorben CO2. Estos procesos metabólicos dependen de

la luz e incrementan los niveles de oxígeno disuelto y pH. Durante el día las

algas también producen biomasa y la concentración total de algas aumenta. El

incremento del número de algas también ocasiona mayor turbiedad, lo cual

tiene una influencia negativa para la penetración de la luz a través de la

columna de agua. (Universidad Pública de Navarra, 2.002)

La importancia de las algas también ha sido demostrada por Pearson y

colaboradores (1987). Ellos encontraron que dos lagunas bajo las mismas

condiciones, solo una con Daphnia se alimentaba con micro algas,

disminuyendo su concentración en la laguna. El efecto redujo el valor de pH

durante las horas del día e incrementó la penetración de la luz superficial, al

menos en los primeros 20 cm. El efluente de esta laguna contenía una

concentración significativamente más alta de coliformes fecales.

87

CAPÍTULO II MARCO METODOLOGÍCO

2.1. Área De Estudio

El sistema de estabilización de aguas residuales de la Universidad del

Zulia (LUZ), adyacente al núcleo Agropecuario y al modelo Hidráulico del lago

de Maracaibo entre las coordenadas 10º 41 12” de latitud norte y 71º 38 05” de

longitud oeste, ocupa una extensión de 1.8 ha, donde se tratan las aguas

servidas de algunos sectores del norte de la ciudad de Maracaibo. Este es un

sistema experimental de nueve lagunas de estabilización que adicionalmente

se encuentran funcionando en tres arreglos en paralelo, cada arreglo con tres

series de diferente diseño y operación (sistemas A, B y C), que se pueden

comunicar entre sí por medio de compuertas, de tal manera que el sistema

podría trabajar con las nueve lagunas en serie.

Figura 2. Fotografía aérea de las lagunas de estabilización de luz

88

Cada sistema está formado por una laguna facultativa y dos de

maduración o pulimento. La laguna facultativa del sistema A tiene una

profundidad de 2.80m mientras que la laguna facultativa del sistema C posee

una profundidad de 2.90m y las lagunas de maduración restantes presentan

una profundidad de 1.50m. La primera laguna de maduración del sistema A

posee una pantalla o bafle construido con tubos PVC. El sistema se nutre de

las aguas residuales provenientes del Colector “C” de Hidrólago sector norte de

la ciudad (Troncone, 1996). En las Tabla 6 se indican los tiempo de retención

promedio de los sistemas objeto de estudio (Bracho, 1997) y en la Figura 3 se

muestra el sistema de estabilización de aguas residuales de LUZ.

Tabla 6. Tiempo de retención promedio de las lagunas analizadas

Lagunas A1 A2

Caudal Q (m3/d) 475 475

Espejo de agua

A*(m2)

2010 1716

Área de Fondo (m2) 1363 1200

Tiempo de

Retención tr (d)

10 5

Volumen V (m3) 4865 2175

Fuente: Bracho y colaboradores (1997) Nota:

A* = Superficie Mojada; tr = Tiempo de retención hidráulico

89

Filtros de Antracita

Figura 3. Sistema de Estabilización de Aguas Residuales de LUZ

2.2. Materiales y Métodos

El trabajo fue desarrollado a escala de laboratorio y a escala real. La

investigación a escala real se desarrolló en las lagunas de estabilización del

Centro de Investigación del Agua (CIA).

La investigación a escala de laboratorio se desarrolló en el ICLAM con la

finalidad de determinar la incidencia del tiempo de exposición a la luz sobre la

desaparición de las bacterias.

C1

B1

A1 Retorno al colector C

A2 A3

B2 B3

C2 C3

A Fosa Recolectora

Bomba Hidráulica Laguna

Facultativa Laguna

Maduración Laguna

Maduración

Proveniente del colector C

Colector C

Cultivos experimentales

90

2.2.1. Rutina del Monitoreo para el Trabajo de Campo

2.2.1.1. Descripción del Sistema

El monitoreo se llevó a cabo en la serie A de las lagunas de

estabilización de LUZ. Esta serie de lagunas se encuentra constituida,

por una laguna facultativa y dos lagunas de maduración. Las

dimensiones de estas lagunas son: de 70m de largo y 30m de ancho

para la laguna facultativa y de 60m de largo y 26m de ancho, para las

lagunas de maduración.

Figura 4. Dimensiones de las lagunas de estabilización de LUZ

Para efecto de este proyecto, las lagunas serán identificadas

como laguna A1, para la laguna facultativa y como A2 y A3, para las

lagunas de maduración. (Solo se estudiaron las lagunas A1 y A2)

30m

Laguna Facultativa

26m

60m Laguna de Maduración

70m

91

Figura 5. Serie A de las lagunas de estabilización de LUZ

La serie cuenta con una válvula para controlar el caudal a la

entrada. También cuenta con un dispositivo para medir el caudal

(vertedero de 60º), tanto a la entrada como a la salida de la serie. Las

medidas de las alturas de agua en cada vertedero deben efectuarse de

forma manual, empleando una regla graduada.

Figura 6. Entrada del Agua Cruda a la serie A de las lagunas de

estabilización de LUZ 2.2.1.2. Metodología de Campo

El trabajo de campo se dividió en tres etapas: una etapa A,

referente al inicio de llenado de las lagunas; una etapa B, en la cual se

A1

A2

A3

Entrada Salida

Vertedero

Válvula de Control

92

estudiaron las lagunas después de su llenado y finalmente la etapa C,

en la cual se realizó el análisis de las variables fisicoquímicas y

microbiológicas. Cada una de las etapas se describe a continuación.

2.2.1.2.1. Etapas A y B

Las dos lagunas serán divididas en cuadriculas imaginarias,

de 23.3m x 10m para la laguna facultativa y de 20m x 8.6m para la

laguna de maduración. Los puntos de monitoreos corresponden a las

intersecciones de las líneas imaginarias, denominados P1, P2, P3 y P4

para la laguna facultativa A1 (Figura 4) y P5, P6, P7 y P8 para la laguna

de maduración A2 (Figura 4).

Figura 7. Laguna Facultativa A1

P1 P3

P2 P4

23.3m 23.3m 23.3m

10m

10m

10m

Salida Entrada

93

Figura 8. Laguna de Maduración A2

Las muestra para la laguna facultativa durante el llenado se

tomaron en dos tipos de envase, uno plástico con capacidad de un litro

(1l) para los ensayos de los parámetros fisicoquímicos y otro de vidrio

esterilizado para los análisis microbiológicos. La toma de muestra se

efectuó desde el fondo hasta la superficie a diferentes profundidades, tal

como se indica en la Figura 8.

P5 P7

P6 P8

20m 20m 20m

Salida

P1-1

P1-2 P3-2

P3-1

Entrada

8.6m

8.6m

8.6m

P3-3 P1-3

LagunaFacultativa A1

94

Figura 9. Corte longitudinal A-A en los puntos de monitoreo

El llenado de la serie se inicia con la laguna A1. Durante su

llenado, las muestras fueron captadas en las profundidades indicadas

anteriormente. Después que la laguna culmine su llenado, la toma de

muestra se efectuó en la entrada y la salida de la laguna, una vez por

semana.

Posteriormente se continúo con la captación de muestra en la

laguna A2, durante su llenado, aplicando el mismo criterio de la laguna

A1 (Figura 9).

Figura 10. Corte longitudinal B-B en los puntos de monitoreo

El caudal de operación de la serie, se estima en 5 l/s. El

tiempo de retención teórico se calcula en 10 días para la laguna

facultativa A1 y 5 días para la laguna de maduración A2.

2.2.1.2.2. Etapa C

Los análisis fisicoquímicos se realizaron en dos partes: los

tomados en sitio y los ensayos realizados en el laboratorio.

P5-1

P5-2 P7-2

P7-1

P5-3 P7-3

Laguna de Maduración A2

95

Los parámetros tomados en sitio fueron los siguientes:

- Caudal, Q (l/s)

- pH

- Oxigeno disuelto, OD (mg/l)

- Temperatura, T (°C)

La metodología empleada se enlista en la Tabla 7.

Tabla 7. Parámetros medidos en sitio y su método de análisis

Parámetro fisicoquímico

Método de análisis

Caudal (Q) Regla graduada

pH PHmetro marca

Corning modelo 12

Oxigeno Disuelto (OD) Equipos portátiles

marca YSI modelo 57

Temperatura (T) Equipos portátiles

marca YSI modelo 57

En los laboratorios se procedió a realizar los siguientes ensayos:

- Agua cruda (entrada a la laguna Facultativa): DBO5-20,

DQO, DBO5-20soluble, DQOsoluble y sólidos suspendidos

totales (SST).

- Puntos internos de la laguna facultativa A1: DBO5-20, DQO,

DBO5-20soluble, DQOsoluble, SST, OD, Ntotal-kjeldahl y Ptotal.

96

- Puntos internos de la laguna de maduración A2: SST, OD,

Ntotal-kjeldahl y Ptotal.

- Afluente y efluente de la laguna A1 y A2: DBO5-20, DQO,

DBO5-20soluble, DQOsoluble, estos cuatro solo en la laguna A1,

SS, Ntoatl-kjeldahl, Ptotal y OD.

Los parámetros fisicoquímicos se realizaron siguiendo la

metodología descrita en el método estándar, los cuales se presentan en

la Tabla 8.

Tabla 8. Métodos de análisis fisicoquímicos (APHA, 2000)

Parámetro Tipo de método Nº de método

Demanda química de oxigeno

(DQO), mg/l

Colorimétrico de reflujo

cerrado (Apha, 1999)

5220-D

Fósforo total, mg/l

Digestión con

Persulfato de Potasio y

el método

colorimétrico

Molibdovanadato

(Apha, 1999)

4500-P-C

Nitrógeno total kjeldahl, mg/l Semi-micro Kjeldahl 4500-NH3

Demanda bioquímica de

oxígeno (DBO), mg/l

Volumétrico. Dilución

con incubaciones a 5

días y a 20ºC

5210-B

Sólidos suspendidos

Totales(SST) Filtración -

97

Los análisis microbiológicos se realizaron en el laboratorio de

microbiología del Centro de Investigación del Agua de LUZ (CIA)

inmediatamente después de tomada cada muestra, los cuales fueron:

- Puntos internos de la laguna facultativa A1: constante

cinética de desaparición de los coliformes fecales (CF) y

clorofila. Estos análisis se realizaron solo en los puntos P1

y P4.

La metodología empleada para los análisis microbiológicos es la

descrita en la Tabla 9.

Tabla 9. Métodos de análisis microbiológicos

Parámetro Tipo de método

Clorofila Extracción con metanol al 90%

Cloriformes fecales (CF) Filtración por membrana

2.2.2. Experimento por carga

Este experimento se realizó a escala real y a escala de laboratorio, con

la finalidad de determinar la constaste cinética de desaparición de los

coliformes fecales.

2.2.2.1. Escala real

Este experimento consistió en un reactor por carga, conformado

por un container de setenta y cinco litros (75l) colocado sobre unos

flotadores dentro de la laguna de maduración A2 y amarrado al borde de

98

la laguna por una cuerda, a manera de conservar la temperatura y las

condiciones ambientales similares a la laguna.

Figura 11. Reactor por carga

Una vez colocado en el reactor dentro de la laguna de maduración

A2, fue llenado con agua de la alimentación de la misma.

Figura 12. Reactor por carga lleno con agua de la alimentación

Cuerda


Cuerda

Agua de la alimentación

Reactor por carga


Reactor por carga

99

Una vez llenado el reactor, se empezó a tomar muestras en un

envase de vidrio esterilizado y ensayadas inmediatamente en el

laboratorio, durante cinco (5) días consecutivos con una frecuencia de

tres (3) veces al día (8:00a.m. 11:00a.m. y 1:00p.m.), con la finalidad de

determinar la concentración de clorofila y coliformes fecales (se empleó

la metodología descrita en la etapa C del trabajo de campo), esta última

para obtener la curva de desaparición bacteriana.

Figura 13. Toma de muestras del reactor por carga lleno con agua de la

alimentación

2.2.2.2. Escala de laboratorio

Con este experimento se tratará de simular las variables

naturales, a la cual se encuentra expuesta el agua de la laguna de

maduración C2 de la serie C del sistema de lagunas de estabilización de

LUZ (se tomó agua de las lagunas de la serie C, porque las lagunas de

la serie A aún no estaban llenas, ya que se necesitaban ir evaluándolas

a medida que se iban llenando) en condiciones de laboratorio, con la

finalidad de determinar la constante cinética. Para ello se tomó un

Reactor por carga

Cuerda

Muestras

Agua de la alimentación


100

inóculo del agua residual de la laguna en estudio y se sometió a

diferentes condiciones de luz.

Para lo anterior se colocaron cinco (5) ensayos por duplicado.

Cada ensayo constó de un reactor por carga (envase de vidrio) llenado

con el agua de alimentación de la laguna de maduración C2.

Figura 14. Ensayos por duplicado

A cada reactor se le colocó iluminación artificial con la ayuda de

una lámpara fluorescente, la cual fue controlada automáticamente con

un regulador, a manera de establecer los períodos de exposición a la luz

de cada reactor (24h, 14h, 12h, 10h y ausencia de luz). La lámpara fue

ubicada en la parte superior de cada reactor.

Reactores por carga

Reactor 1 Reactor 2 Reactor 3 Reactor 4 Reactor 5

Reactores por carga

24h 14h 12h 10h Ausencia de luz

Regulador

101

Figura 15. Reactores por carga con lámparas fluorescente

Una vez colocadas las lámparas, se forraron los reactores con

bolsas negras para controlar la exposición de la luz, a la cual se

encontraron expuestas el agua en estudio.

Figura 16. Reactores por carga forrados con bolsas negras

Una vez puesto en marcha el experimento, se tomó una

muestra diaria de cada reactor por un período de seis (6) días

consecutivos, es decir un total de diez (10) muestras diarias. Las

muestras se tomaron en envases de vidrio esterilizados. Cada una de

las muestras debidamente identificadas, fueron analizadas

inmediatamente después de tomada, en los laboratorios del ICLAM.

Los análisis realizados fueron coliformes fecales, clorofila, pH, T y OD.

La metodología de laboratorio utilizada, fue la misma empleada en los

análisis realizados en la etapa C del trabajo de campo.

Reactores por carga

24h 14h 12h 10h Ausencia de Luz Regulador

102

Figura 17. Toma de muestra de los reactores por carga

Regulador

Reactores por carga

24h 14h 12h 10h Ausencia

de Luz

Muestras

103

CAPÍTULO III

RESULTADOS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS

3.1. Parámetros fisicoquímicos tomados en sitio en las etapas A y B 3.1.1. Caudal (Q)

El caudal medido para la laguna facultativa (A1) (flujo de entrada de agua

al sistema) osciló entre 3l/s y 5l/s, atribuyendo esto a las irregularidades de

operación ocurridas en las lagunas durante el desarrollo de este trabajo de

investigación, como es el caso de la falla sucedida en el bombeo de las

lagunas durante la semana del 20/11/06 al 24/11/06, lo cual produjo un retraso

en el llenado de la laguna facultativa (A1) incrementando el tiempo de retención

en la misma.

La operación del sistema de lagunas produjo alteraciones al momento de

evaluar el control de flujo en la entrada por la irregularidad antes descrita, por lo

que no fue posible determinar adecuadamente el tiempo de retención y por

ende asociar la influencia de esta variable sobre la remoción de los

compuestos monitoreados.

3.1.2. pH, oxígeno disuelto (OD) y temperatura (T)

El pH obtenido semanalmente en los puntos internos de cada una de las

lagunas, no presentaron gran diferencia entre si, pero al comparar el pH

promedio reportados en cada uno de ellos, se pudo observar que los de la

laguna de maduración (A2) están por encima de los de la laguna facultativa

(A1).

En la Tabla 10 se pueden observar el pH para cada laguna.

105

Tabla 10. pH en los puntos internos de la laguna facultativa (A1) y de la laguna de maduración (A2)

pH

Laguna Facultativa (A1) Laguna de Maduración (A2)

Muestreo P1 P2 P3 P4 Muestreo P5 P6 P7 P8

08/11/06 7.83 7.85 7.83 7.82 31/01/07 8.62 8.59 8.53 8.39

16/11/06 7.72 7.71 7.85 7.89 07/02/07 8.57 8.61 8.48 8.35

23/11/06 7.21 7.16 7.16 7.10 14/02/07 9.00 9.45 9.33 9.93

24/01/07 7.43 7.44 7.47 7.45 21/01/07 9.31 9.71 9.63 10.03

Promedio 7.55 7.54 7.58 7.57 Promedio 8.88 9.09 8.99 9.18

54

Desde el inicio del llenado de la laguna facultativa (A1) la concentración

de OD fueron cercanas a cero, indicando muy poca disponibilidad de oxigeno,

debido a que el tiempo transcurrido entre la descarga del afluente y la

captación de la muestra fue muy corto (1 semana). Por el contrario, en la

laguna de maduración (A2) los valores de OD se elevaron por encima de los

6mg/l. En la Tabla 11 se presentan los valores de OD para cada laguna.

Las temperaturas reportadas en las lagunas arrojaron diferencias, lo cual

se evidencia en la Tabla 12.

56

Tabla 11. Concentraciones de OD en los puntos internos de la laguna facultativa (A1) y de la laguna de maduración (A2)

Concentración de OD (mg/l)



08/11/06 0.30 0.28 0.26 0.30 31/01/07 4.6 6.0 5.8 6.8

16/11/06 0.35 0.30 0.46 0.46 07/02/07 6.0 7.2 7.4 7.9

23/11/06 0.42 0.32 0.50 0.50 14/02/07 6.8 7.4 7.6 8.2

24/01/07 0.48 0.48 0.54 0.54 21/01/07 7.3 7.9 8.0 8.6

Promedio (mg/l) 0.39 0.35 0.44 0.45 Promedio (mg/l) 6.18 7.13 7.20 7.88

Tabla 12. Temperaturas en los puntos internos de la laguna facultativa (A1) y de la laguna de maduración (A2)

Temperatura (°C)



08/11/06 36.0 36.3 36.2 36.2 31/01/07 29.0 28.8 28.4 28.6

16/11/06 35.2 34.7 35.0 34.2 07/02/07 26.8 27.2 26.8 27.7

23/11/06 30.7 30.6 30.6 30.5 14/02/07 26.2 26.4 26.1 26.2

24/01/07 27.4 27.6 27.9 27.5 21/01/07 25.8 26.1 25.9 26.0

Promedio (°C) 32.33 32.30 32.43 32.10 Promedio (°C) 26.95 27.13 26.80 27.13

56

Con respecto a las entradas y salidas de las lagunas A1 y A2, el pH, OD

muestran una disminución mientras que la temperatura evidencia un aumento,

tal como se muestran en las Tabla 13, Tabla 14 y Tabla 15.

Tabla 13. pH promedios a la entrada y salida de las lagunas facultativa (A1) y de maduración (A2)

pH


Muestreo Entrada Salida Entrada Salida

Promedio(mg/l) 7.34 8.97 8.97 9.66

Tabla 14. Concentraciones promedios de OD a la entrada y salida de las lagunas facultativa (A1) y de maduración (A2)

OD (mg/l)



Promedio(mg/l) 0.47 6.21 6.21 11.17

Tabla 15. Temperaturas promedios a la entrada y salida de las lagunas facultativa (A1) y de maduración (A2)

T(°C)



Promedio (°C) 35.10 29.60 29.60 26.1

57

Los resultados de pH anteriormente expuestos tienen relación con lo

planteado por Colina y Mora (1997), quienes señalan que la tendencia del

aumento de pH en horas del día cuando hay disponibilidad de luz solar, puede

adjudicarse a la actividad fotosintética de las algas, para la cual necesitan el

CO2 presente en el medio. En el proceso de fotosíntesis las algas liberan

oxigeno en presencia de la luz solar, aumentando el pH y durante la noche se

desprende CO2 trayendo como consecuencia un descenso del pH. Por otra

parte, el aumento del OD en la laguna de maduración A2, es consecuencia de

la estabilización parcial de la materia orgánica por parte de los

microorganismos y de la actividad fotosintética de las algas, generando mayor

producción de oxigeno (Bracho y Colaboradores, 1997). Con respecto a la

temperatura, las diferencias observadas suelen ser producidas por el descenso

de este parámetro en los puntos internos de la laguna de maduración (A2),

debido a los procesos naturales a los que se encuentra sometido el afluente

una vez que entra al sistema de lagunas de estabilización. (Díaz y

Colaboradores, 1993)

Las concentraciones de OD fueron bajos, debido a que el monitoreo se

realizó a tempranas horas del día (8:00a.m. a 9:00p.m.) cuando había poca

intensidad de luz solar, lo que coincide con los valores reportados en la

investigación realizada en las lagunas en estudio por Bracho (1994). En la

Figura 18 y Figura 19, se presentan los comportamientos de estos parámetros

para cada laguna.

58

0.00

10.00

20.00

30.00

40.00

Entrada p1 p2 p3 p4 Salida

Puntos Monitoreados

pH, O

D y

T

pH (A1)

OD (A1)

T (A1)

Figura 18. pH, OD y T en las laguna facultativa (A1)

0.005.00

10.0015.00

20.0025.0030.00

Entrada p5 p6 p7 p8 Salida

Puntos Monitoreados

pH, O

D y

T

pH (A2)

OD (A2)

T (A2)

59

Figura 19. pH, OD y T en las laguna de maduración (A2) 3.1.3. Remoción de carga orgánica. Demanda bioquímica de oxígeno (DBO5-20) y demanda química de oxígeno (DQO)

La DBO5-20 para el agua cruda antes del llenado fue de 260mg/l. Una vez

puesto en marcha el llenado, se midió DBO5-20 solo en los puntos internos P1,

P2, P3 y P4 de la laguna facultativa A1. Dichas concentraciones se muestran en

la Tabla 16.

Tabla 16. Concentraciones de DBO5-20 y DBO5-20soluble en la laguna facultativa (A1) en los puntos P1, P2, P3 y P4

DBO5-20 (mg/l) DBO5-20soluble (mg/l)

Muestreo P1 P2 P3 P4 P1soluble P2soluble P3soluble P4soluble

08/11/06 193.33 160.00 196.66 163.33 - - - -

16/11/06 143.33 103.33 150.00 103.33 - - - -

23/11/06 133.33 96.67 143.33 100.00 58.99 47.00 56.98 47.67

24/01/07 110.00 93.33 103.33 93.33 36.42 31.28 37.33 30.66

En la tabla anterior, se puede observar que las concentraciones de DBO5-

20 en los puntos internos P1, P2, P3 y P4 fueron disminuyendo a medida que se

llenaba la laguna, notándose que dichas concentraciones en puntos paralelos

horizontalmente (P1 y P3; P2 y P4) resultaron similares. La DBO5-20soluble, se

analizó solo en las dos últimas semanas debido a que durante los primeros

monitoreos no hubo gran crecimiento de algas.

Con respecto a la DQO, la concentración en el agua cruda se reportó con

un valor de 458.77mg/l. Una vez puesto en marcha el llenado, se monitoreó la

laguna facultativa (A1) de igual forma que para la DBO5-20. Los valores

obtenidos se muestran en la Tabla 17.

60

Tabla 17. Concentraciones de DQO y DQOsoluble en la laguna facultativa (A1) en los puntos P1, P2, P3 y P4

DQO (mg/l) DQOsoluble (mg/l)

Muestreo P1 P2 P3 P4 P1soluble P2soluble P3soluble P4soluble

08/11/06 400.13 390.65 330.59 336.30 - - - -

16/11/06 344.37 351.37 304.95 308.54 - - - -

23/11/06 328.26 333.99 292.69 295.91 118.04 114.18 97.17 99.89

24/01/07 301.10 309.43 271.66 279.89 79.03 76.24 64.32 66.26

Al observar la tabla anterior, se encuentra que las concentraciones de

DQO se comportaron de igual forma que a DBO5-20, disminuyendo en los

puntos internos a medida que se llenaba la laguna. Sin embargo se puede

notar que al contrario de la DBO5-20, en los puntos paralelos verticalmente (P1 y

P2 y P3 y P4) la concentración de DQO fue similar. Para la DQOsoluble, se tomó

el mismo criterio que para la DBO5-20soluble.

En lagunas facultativas, la concentración de DBO5-20 y de DQO del

efluente se expresa como soluble. Lo anterior se debe, a que dentro de la

laguna ocurre un crecimiento masivo de algas, asociado a la función de la

fotosíntesis, que demandan carga orgánica (Mara, 1998). En virtud de ello, se

reporta en la Tabla 18 y Tabla 19 las concentraciones de DBO5-20 y DQO,

respectivamente con su porcentaje de remoción después del llenado de la

laguna facultativa (A1), a la entrada como total y a la salida como soluble, los

cuales fueron utilizados para calcular la eficiencia promedio de la laguna.

Tabla 18. Porcentaje de remoción de DBO5-20 de la laguna facultativa (A1)

después de su completo llenado

Muestreo DBO5-20entrada (mg/l) DBO 5-20salida (mg/l) % Remoción

24/01/07 206.67 40.31 80.50

31/01/07 203.33 34.28 83.14

61

07/02/07 203.33 29.65 85.41

14/02/07 210.00 24.12 88.51

Tabla 19. Porcentaje de remoción de DQO de la laguna facultativa (A1) después de su completo llenado

Muestreo DQOentrada (mg/l) DQOsalida (mg/l) % Remoción

24/01/07 646.15 180.00 72.14

31/01/07 696.47 126.67 81.81

07/02/07 694.81 123.33 82.24

14/02/07 654.85 96.67 85.24

Al evaluar los resultados presentados en las Tabla 18 y Tabla 19, se

obtuvo una remoción para DBO5-20 y DQO en la cuarta semana de 88.51% y

85.24%, respectivamente. Esto se debe al proceso natural de las lagunas,

donde gran parte de la materia orgánica ha sido transformada y estabilizada

por los microorganismos (Bertis y Ramírez, 2001).

3.1.4. Sólidos suspendidos totales (SST)

La concentración de SST para el agua cruda fue de 0.0088mg/l. El

comportamiento de los SST de la laguna facultativa (A1) y de maduración (A2),

se encuentran ilustrados en la figura 20 y 21, respectivamente.

62

0.000

0.002

0.004

0.006

0.008

0.010

1 8 16 24

Días

SST

(mg/

l)

P1

P2

P3

P4

Figura 20. Concentración de SST en la laguna facultativa (A1) en los

puntos P1, P2, P3 y P4

0.00000.00200.00400.00600.00800.01000.01200.01400.0160

1 8 16

Días

SS (m

g/l)

P5

P6

P7

P8

Figura 21. Concentración de SST en la laguna de maduración (A2) en los

puntos P5, P6, P7 y P8.

En la Figura 20 se puede observar que en el día 8 la concentración de

SST disminuyó debido a que el sistema de bombeo presentó fallas, lo que

produjo la sedimentación de los mismos. Sin embargo, no se demostraron

grandes variaciones en las concentraciones de SST en los puntos internos de

las lagunas facultativa (A1) y de maduración (A2), para ningún factor de estudio

63

como son valores promedio, horario del monitoreo y localización del muestreo,

tal comos se observó en las graficas anteriores.

Los resultados promedios obtenidos de SST a la entrada 0.01124mg/l y a

la salida 0.0079mg/l de la laguna facultativa (A1) coinciden con lo reportado por

Bracho y colaboradores (1997), quienes señalan que en las lagunas de

estabilización no se mide la remoción de sólidos, puesto que el mismo sistema

los aporta.

3.1.5. Remoción de nutrientes. Nitrógeno total kjeldahl (N) y fósforo total (P)

La concentración de N y P obtenidos en los puntos internos de la laguna

facultativa (A1) se mantuvieron por encima de los puntos internos de la laguna

de maduración (A2) para todos los muestreos. En las Tabla 20 y Tabla 21, se

pueden observar tales diferencias.

64

Tabla 20.Concentraciones de N en los puntos internos de la laguna facultativa (A1) y de la laguna de maduración (A2) Concentración de N (mg/l)



08/11/06 17.33 17.37 17.67 17.64 31/01/07 13.37 12.49 12.96 12.06

16/11/06 17.14 16.55 16.79 17.37 07/02/07 10.91 10.37 10.81 10.49

23/11/06 13.25 12.32 13.56 12.55 14/02/07 10.33 9.06 9.80 9.90

24/01/07 13.05 12.12 12.93 12.36 21/01/07 9.58 8.20 8.75 8.95

Promedio(mg/l) 15.1925 14.5900 15.2375 14.9800 Promedio(mg/l) 11.0475 10.0300 10.5800 10.3500 Tabla 21. Concentraciones de P en los puntos internos de la laguna facultativa (A1) y de la laguna de maduración (A2)

Concentración de P (mg/l)



08/11/06 4.44 3.26 3.50 3.60 31/01/07 5.88 4.95 5.66 5.76

16/11/06 3.31 2.86 3.00 2.96 07/02/07 3.22 3.19 3.10 3.40

23/11/06 2.32 2.04 2.33 1.65 14/02/07 2.09 1.50 1.79 2.14

24/01/07 1.76 1.71 1.65 1.46 21/01/07 1.18 0.90 1.10 1.04

Promedio(mg/l) 2.9575 2.4675 2.6200 2.4175 Promedio (mg/l) 3.0925 2.5225 2.9125 3.0850

65

En las tablas anteriores se puede observar como las concentraciones de

N y P son similares en todos los puntos internos monitoreados de las lagunas

A1 y A2, disminuyendo a medida que transcurría el llenado de cada una de

ellas.

La disminución de N y P reportados en la laguna de maduración (A2), se

debe a que tales elementos son los nutrientes que más consumen los

microorganismos para construir su material celular, lo cual coincide con lo

expresado por Bertis y Ramírez (2001).

Basado en lo anteriormente expuesto se puede concluir que la

disminución de la concentración de nitrógeno esta dada por los procesos de

nitrificación y desnitrificación, que ocurren en los procesos naturales de las

lagunas. En la nitrificación el amoniaco es oxidado a nitrito y este a su vez es

oxidado a nitrato, debido a dos fases en las cuales están involucradas bacterias

nitrificantes autótrofas, lo cual se resume en las siguientes reacciones.

Fase 1. Reducción de Energía. (Reacción 3)

OHHNOONH NITROSOMAS2224 2

23 ++⎯⎯⎯⎯ →⎯+ +− (R. 3)

Fase 2. Reducción de Energía. (Reacción 4)

−⎯⎯⎯⎯ →⎯+ 322 21 NOONO RNITROBACTE (R. 4)

Algunos parámetros como oxigeno disuelto, temperatura, concentración

de algas y pH tienen influencia sobre el proceso de nitrificación, tal como se

muestra en la reacción 5.

66

−− +⇔+ OHNHOHNH 423 (R. 5)

El desplazamiento que ocurre, hace que el Ion amonio se convierta en

amoniaco, el cual se pierde como gas y puede ocasionar la disminución de

nitrógeno. (Metcalf y Eddy, 1995; Nurdogan y Oswald, 1995)

En el proceso de desnitrificación el nitrato se convierte en gas nitrógeno y

otros productos gaseosos permitiendo la disminución de nitrógeno mediante la

siguiente ecuación. (Reacción 6)

)(2)(2)(23 eeg NONNONONO →→→→ −− (R. 6)

En el caso del fósforo, la reducción reportada puede basarse en que un

porcentaje de este elemento en las aguas residuales, corresponden a la parte

insoluble eliminada generalmente por sedimentación en las lagunas.

Con respecto a las concentraciones promedios obtenidos para el N y P a

la entrada y salida de las lagunas facultativa (A1) y de maduración (A2), los

mismos coinciden con lo reportado en el estudio de los puntos internos de

ambas lagunas, reflejando una disminución notoria en ambos compuestos. Lo

anterior se evidencia en la Tabla 22.

Tabla 22. Concentraciones de N y P a la entrada y salida de las lagunas facultativa (A1) y de maduración (A2)


Parámetro Entrada Salida Entrada Salida

Promedio P(ml/g) 7.9410 2.3620 2.3620 0.5300

Promedio N(mg/l) 18.6340 10.4940 10.4940 2.6960

67

3.2. Análisis microbiológicos en las etapas A y B

3.2.1. Clorofila

La concentración de clorofila obtenida para la entrada de la laguna A1

fue de 130.83mg/l. Para los puntos P1 y P4 de la laguna antes mencionada, se

reportaron las concentraciones de clorofila que se muestran en la Tabla 23.

Tabla 23. Concentración de clorofila en los puntos P1 y P4 de la laguna

facultativa (A1)

Clorofila (mg/l)

Muestreo P1 P4

08/11/2006 299.04 303.12

16/11/2006 138.84 156.23

23/11/2006 154.86 177.25

24/01/2007 212.14 232.53

Promedio (mg/l) 201.22 217.28

Se puede observar que la concentración de clorofila descendió en la

primera semana producto de problemas en el sistema de bombeo de la laguna,

produciéndose una disminución en el crecimiento de algas, lo que pudo

deberse al estancamiento del agua en tratamiento y por ende a la disminución

de oxigeno disuelto, lo que es vital para dicho crecimiento algal. Sin embargo,

en las siguientes semanas de monitoreo el crecimiento de algas fue

aumentando a medida que progresaba el llenado de la laguna facultativa A1.

3.2.2. Constante cinética de desaparición de los coliformes fecales (k)

68

La concentración de coliformes fecales (CF) en el agua cruda fue de

5.15E+06. Las concentraciones en la entrada y en los puntos internos P1 y P4

de la laguna facultativa (A1), se presentan en la Tabla 24 y Tabla 25,

respectivamente.

Tabla 24. Concentración de coliformes fecales en la entrada de la laguna

facultativa (A1)

Muestreo Concentración Log10

08/11/2006 4.15E+06 6.61804

16/11/2006 4.10E+06 6.61278

23/11/2006 4.00E+06 6.60205

24/01/2007 3.25E+06 6.51188

Tabla 25. Concentración de coliformes fecales en los puntos internos P1 y

P4 de la laguna facultativa (A1)

P1 P4

Muestreo Concentración Log10 Concentración Log10

08/11/2006 3.80E+06 6.57978 1.65E+05 5.21748

16/11/2006 4.20E+05 5.62324 1.05E+05 5.02118

23/11/2006 4.15E+05 5.61804 4.65E+04 4.66745

24/01/2007 4.00E+05 5.60205 4.35E+04 4.63848

En los países en desarrollo, como es el caso de Venezuela, el objetivo

prioritario del tratamiento de aguas residuales debe ser la remoción de

parásitos, bacterias y virus que ocasionan enfermedades endémicas, siendo la

mejor opción tecnológica para alcanzar tal objetivo las lagunas de

estabilización. (CEPIS, 1994). Al comparar los valores expuestos

anteriormente, se observaron diferencias entre la entrada y los puntos internos

(P1 y P4) de la laguna facultativa (A1), siendo los las concentraciones de

coliformes fecales en la entrada mayor que en los puntos internos,

69

disminuyendo dicha concentración en 1 ciclo de logaritmo en la primera etapa

del tratamiento. La FAO/OMS (1989), establece un nivel máximo de 103

coliformes fecales/100ml en aguas residuales. (Monge y colaboradores, 1996)

En la Figura 22, se puede observar que a medida que el punto

monitoreado se encuentra más alejado de la entrada, la concentración de

coliformes fecales disminuyó.

0

2

4

6

8

10

0 8 16 24 32

Días

Con

cent

raci

ones

(log

10)

CF en P1CF en P2

Lineal (CF en P1)Lineal (CF en P2)

Figura 22. Concentración de los coliformes fecales en los puntos internos

P1 y P4 de la laguna facultativa (A1)

El porcentaje de remoción de coliformes fecales durante el monitoreo de

la laguna facultativa (A1) se determinó mediante la ecuación 10, resultando

92.23% para el punto P1 y 96.16% para el punto P4, lo que señala que las

lagunas facultativas remueven gran cantidad de bacterias durante su llenado y

mientras más alejado se encuentre el punto monitoreado de la entrada, el

porcentaje de remoción aumenta.

100*)(Re%InicialiónConcentrac

FinaliónConcentracInicialiónConcentracmoción −= (10)

70

3.3. Parámetros fisicoquímicos y microbiológicos analizados en el experimento por carga (escala real y de laboratorio)

Durante el experimento por carga a escala real, los parámetros

fisicoquímicos y microbiológicos se evaluaron tres (3) veces al día por un

período de cinco (5) días consecutivos. A escala de laboratorio el monitoreo se

realizó una vez al día por un período de cinco (5) días consecutivos para los

parámetros microbiológicos y de seis (6) días consecutivos para los parámetros

fisicoquímicos, con la finalidad de obtener una mejor data.

3.3.1. pH, oxigeno disuelto (OD) y temperatura (T)

A escala real el pH inicial fue de 8.37. Durante el desarrollo del

experimento se reportaron los siguientes pH.

Tabla 26. pH en el experimento por carga a escala real

Hora

Muestreo 10:00a.m. 1:00p.m. 3:00p.m.

13/02/07 8.65 9.73 9.68

14/02/07 8.85 9.88 9.71

15/02/07 8.91 9.91 9.75

16/02/07 8.97 10.76 10.38

170/2/07 9.08 10.87 10.46

Promedio 8.89 10.23 10.00

Por otra parte, para el experimento por carga a escala de laboratorio el pH

inicial fue de 8.78. Una vez puesto en marcha el experimento se obtuvieron los

pH que se muestran en la Tabla 27.

71

Tabla 27. pH en el experimento por carga a escala de laboratorio

Tiempo de Exposición a la Luz

Muestreo 24h 14h 12h 10h Ausencia de Luz

08/12/05 8.29 8.28 8.39 7.95 7.77

09/12/05 8.77 8.59 8.02 8.39 7.80

10/12/05 8.98 8.44 8.23 8.56 7.97

11/12/05 8.85 8.43 8.29 8.01 7.72

12/12/05 8.60 8.40 8.32 8.19 7.82

13/12/05 8.64 8.00 8.40 8.33 7.92

Promedio 8.68 8.36 8.26 8.24 7.83

Con respecto al OD la concentración inicial fue de 0.9mg/l. Las

concentraciones obtenidas durante el experimento por carga a escala real se

muestran en la Tabla 28.

Tabla 28. Concentraciones de OD en el experimento por carga a escala

real

Hora

Muestreo 10:00a.m. 1:00p.m. 3:00p.m.

13/02/07 1.2 1.8 1.5

14/02/07 2.6 3.8 3.1

15/02/07 2.7 4.5 4.1

16/02/07 4.4 6.3 5.7

170/2/07 7.3 9.8 9.4

Promedio (mg/l) 3.64 5.24 4.76

Para el experimento por carga a escala de laboratorio la concentración

inicial de OD fue de 9.84mg/l. Los valores reportados para el OD durante el

monitoreo, se presentan en la Tabla 29.

72

Tabla 29. Concentración de OD en el experimento por carga a escala de laboratorio



08/12/05 7.98 6.15 6.55 4.60 0.74

09/12/05 13.70 11.27 11.11 9.86 1.58

10/12/05 13.13 9.13 7.43 9.91 3.27

11/12/05 11.53 7.65 8.83 5.28 1.89

12/12/05 9.55 8.50 7.91 6.66 2.23

13/12/05 9.15 6.68 3.38 7.50 1.94

Promedio (mg/l) 10.84 8.23 7.54 7.30 1.94

Al realizar el monitoreo de temperatura durante el experimento por carga a

escala real, el valor inicial fue igual a 28.6°C. En la Tabla 30 se pueden

observar los valores de temperatura, medidos durante el experimento.

Tabla 30. Temperaturas en el experimento por carga a escala real

Hora

Muestreo 10:00a.m. 1:00p.m. 3:00p.m.

13/02/07 29.20 34.10 33.20

14/02/07 30.00 34.40 33.40

15/02/07 29.00 34.20 33.50

16/02/07 28.68 34.70 34.20

170/2/07 27.54 34.90 34.30

Promedio (°C) 28.88 34.46 33.72

73

Para el experimento por carga a escala de laboratorio la temperatura inicial

fue de 30.6°C. Las temperaturas medidas durante el desarrollo del experimento

se presentan el la Tabla 31.

Tabla 31. Temperaturas en el experimento por carga a escala de laboratorio



08/12/05 25.47 24.93 23.50 22.19 21.47

09/12/05 25.09 24.75 28.44 23.22 22.38

10/12/05 24.64 23.73 22.65 21.92 21.37

11/12/05 24.45 24.50 23.77 23.27 22.63

12/12/05 28.39 28.33 28.35 27.99 26.95

13/12/05 27.01 27.96 26.91 26.40 20.82

Promedio (°C) 25.84 25.70 25.60 24.17 22.60

En los valores presentados anteriormente para el pH, OD se puede

observar que los mismos aumentaron a medida que pasaron los días

registrándose los valores más elevados a la 1:00p.m. para el caso del

experimento por carga a escala real, momento en el cual el agua analizada

estaba en presencia de la mayor intensidad de luz de sol durante el día;

mientras que para escala de laboratorio, los máximos valores se registraron

con condiciones de 24h de exposición a la luz. Por otro lado se pudo observar

que la temperatura disminuyó, lo que es producto de los procesos naturales a

los que se encuentra sometido el afluente una vez que entra al sistema de

lagunas.

3.3.2. Constante cinética de desaparición de los coliformes fecales (k)

74

Para el agua cruda el valor reportado en el experimento a escala real, para

la concentración inicial de coliformes fecales fue de 5.15E+06 (agua cruda).

Una vez culminado el experimento, las concentraciones obtenidas para las

distintas horas del día pautadas (10:00a.m., 1:00p.m. y 3:00p.m.) se presentan

en la Tabla 32.

Tabla 32. Concentración de coliformes fecales en el experimento por carga a escala real para las 10:00a.m., 1:00p.m. y 3:00p.m.

Hora: 10:00a.m. Hora: 1:00p.m. Hora: 3:00p.m.

Muestreo Concentración Log Concentración Log Concentración Log

13/02/2007 5.00E+05 5.69 1.40E+05 5.14 1.20E+05 5.07

14/02/2007 7.40E+04 4.86 7.20E+04 4.85 6.30E+04 4.79

15/02/2007 7.80E+03 3.89 7.20E+03 3.85 6.20E+03 3.79

16/02/2007 4.10E+03 3.61 3.50E+03 3.54 2.45E+03 3.38

En la tabla anterior se muestra como la concentración de los coliformes

fecales disminuye a medida que avanzaba el día, reportándose los niveles más

bajos a las 3:00p.m; logrando reducir la concentración en 2 ciclos de logaritmos

al finalizar el experimento. También se puede observar como la concentración

de los coliformes fecales tienden a estabilizarse en el último día de análisis.

En las Figura 23 se puede observar el comportamiento de la concentración

de coliformes fecales durante el experimento por carga a escala real.

75

0.0000

1.0000

2.0000

3.0000

4.0000

5.0000

6.0000

7.0000

8.0000

0 1 2 3 4 5 6

Días

Con

cent

raci

ón (l

og10

)

concentraciónde CF

Figura 23. Concentración de los coliformes fecales para el experimento

por carga a escala real

La Ley de Chick (1910) rige la remoción de bacterias en lagunas de

estabilización bajo flujo discontinuo (caso de las lagunas en estudio) (CEPIS,

1987); por lo que la determinación de la constante de remoción bacteriana se

realizó bajo estas condiciones. La ecuación que describe dicha ley es la

ecuación 2, con la cual se obtuvo una k=7.66día-1. Para lo anterior, se tomó

como la concentración inicial de coliformes fecales la reportada en el agua

cruda en el experimento por carga a escala real y como final la del último

monitoreo (3:00p.m.). Ver Tabla 32.

Para el caso del experimento por carga a escala de laboratorio la

concentración inicial de coliformes fecales fue de 1.67E+06. Los valores

obtenidos durante el desarrollo del experimento para la concentración de

coliformes fecales (24h, 14h, 12h, 10h y ausencia de luz) se muestran en la

Tabla 33.

76

Tabla 33. Concentración de coliformes fecales en el experimento por carga a escala de laboratorio para 24h, 14h, 12h,

10h y ausencia de luz.

24h 14h 12h 10h 0h

Muestreo Concentración LOG Concentración LOG Concentración LOG Concentración LOG Concentración LOG

09/12/05 2,03E+06 6,30749604 1,25E+06 6,09691001 3,07E+06 6,48671378 4,50E+06 6,65321251 1,46E+06 6,16435286

10/12/05 1,80E+05 5,25527251 1,44E+05 5,15836249

Error en las muestras

tomadas 3.30E+05 5.51851394 2,50E+05 5,39794001

11/12/05 8,50E+04 4,92941893 5,15E+04 4,71180723 9,30E+04 4,96848295 2,00E+05 5,3010300 2,40E+05 5,38021124

12/12/05 4,10E+04 4,61278386 5,00E+04 4,6989700 5,75E+04 4,75966784 8,60E+04 4,93449845 2,10E+05 5.32201243

13/12/05 1,03E+04 4,01283722 1,90E+04 4,2787536


tomadas


tomadas


tomadas

77

En la Figura 24 se muestra la disminución de la concentración de los

coliformes fecales a medida que pasaron los días.

0

2

4

6

8

0 1 2 3 4 5 6

Días

Con

cent

raci

ones

(Log

10)

24hr14hr12hr10hrAusencia de luzLineal (Ausencia de luz)Lineal (14hr)Lineal (12hr)Lineal (10hr)Lineal (24hr)

Figura 24. Concentración de los coliformes fecales para el experimento por carga a escala de laboratorio

Mediante la Ley de Chick (1910) (ecuación 2), se determinó la constante

cinética de desaparición de los coliformes fecales.

Tabla 34. Constante cinética de desaparición de los coliformes fecales (k)

para el experimento por carga a escala de laboratorio

Constantes (día-1)

k24h 5.09

k14h 4.48

k12h 3.37

k10h 2.97

kausencia de luz 2.07

Al comparar las constantes cinética de desaparición de los coliformes fecales

para el experimento por carga a escala real y de laboratorio, se puede observar

que bajo condiciones reales se obtuvieron mejores resultados debido a que la

78

intensidad de la luz solar fue mucho mayor a la de la luz artificial empleada en el

experimento a escala de laboratorio, por otra parte la temperatura registrada en

cada caso fue diferente, a escala real fue un promedio de 32.35oC y a escala

piloto la máxima temperatura promedio fue de 25.60oC. Sin embargo a escala

piloto, se observó que a medida que el tiempo de exposición a la luz disminuía la

constante de desaparición también disminuía.

Una vez obtenidas las concentraciones para ambos casos se pudo determinar

el porcentaje de remoción para cada uno de ellos, mediante la ecuación 10. En la

Tabla 35 y Tabla 36 se presentan los valores obtenidos.

Tabla 35. Porcentaje de remoción por día de muestreo para el experimento por carga a escala real

Muestreo %Remoción

13/02/07 76.00

14/02/07 14.86

15/02/07 20.51

16/02/07 40.24

Cabe destacar que el porcentaje de remoción desde el inicio del experimento

por carga a escala real hasta el final del mismo fue de 99.95%.

Tabla 36. Porcentaje de remoción para el experimento por carga a escala de laboratorio

Horas luz %Remoción

24 99.50

14 98.50

12 98.10

10 98.10

Ausencia de luz 85.62

79

Basándose en los valores antes expuestos, se puede decir que el tiempo de

la exposición a la luz durante el tratamiento de agua residual, tiene una gran

influencia en la remoción de bacterias; demostrándose que al aumentar el tiempo

de exposición a la luz al máximo el porcentaje de remoción aumenta

considerablemente. Esta herramienta puede servir de soporte para aumentar ó

disminuir el tiempo de retención de la laguna, de acuerdo a las horas de intensa

luz disponible durante el día. Por ejemplo, en el mes de diciembre los días de luz

son más cortos, para lo cual se requiere mayor tiempo de residencia que para los

meses julio-agosto.

Con las constantes cinéticas de desaparición de las bacterias obtenidas a

determinadas temperaturas, durante el experimento por carga a escala de

laboratorio, se realizó un ajuste de la ecuación de Arrhenius obteniendo la

siguiente expresión. (Ecuación 12)

TT ediak

27.2145.3

−−= (12)

Donde,

El factor pre-exponencial k0=3.45día-1 y 27.2−=−RTEa . Con R=8.314J/mol.K,

se obtiene una energía de activación (Ea) igual a 18.87J/mol.

De igual forma se hizo un ajuste de la ecuación propuesta por Slanetz/Marais

(1970), obteniéndose una expresión para predecir la constante cinética de

desaparición de las bacterias bajo las condiciones climáticas de nuestra región.

(Ecuación 13)

)20()27.1(09.1 −= T

Tk (13)

Según las ecuaciones presentadas en la Tabla 37, la ecuación 13 se ajusta al

modelo de IMTA (1981).

80

Tabla 37. Coeficientes de reducción bacteriana, k (día-1)

Temperatura Ecuación/Autor

Ecuaciones 15°C 20°C 25°C 30°C

Slanetz/Marais (1970) Kb=2.6(1.19)T-20 1.090 2.600 6.205 14.806

IMTA (1981) Kb=1.2(1.19)T-20 0.599 0.840 1.178 1.652 Arceivala (1992) Kb=0.623(1.04)T-20 0.503 1.200 2.864** 6.834**

Yánez (1992) Kb=0.84(1.07)T-20 0.784 1.100 1.543 2.164

Sáenz (1993) Kb=1.1(1.07)T-20 0.512 0.623 0.758 0.922

A continuación se presenta un resumen de lo ocurrido en el sistema de

lagunas durante el monitoreo realizado.

Durante el llenado de la laguna facultativa A1, se observó que la remoción

de carga orgánica fue aumentando a medida que pasaron las semanas de estudio,

reportando un 88.51% para DBO5-20 y 85.24% para DQO. En los puntos internos

de esta laguna, el comportamiento de estos dos parámetros fue similar en puntos

paralelos. Con respecto a la DQO, se observó que la disminución de la misma

resultó mayor en los puntos más alejados de la entrada. Lo anterior puede

adjudicarse a que en los puntos más cercanos a la entrada, se presentaba una

constante mezcla con el agua cruda en el momento en que la misma entraba al

sistema.

El comportamiento de los SST durante el monitoreo de la laguna facultativa

(A1), reportó una pequeña disminución en cuanto a la entrada y salida, mientras

que en los puntos internos se pudo observar que la concentración de SST en la

segunda semana del monitoreo disminuyó considerablemente, debido a que el

sistema de bombeo estuvo parado la segunda semana de su etapa de llenado, por

lo que los SST pudieron haberse depositado en el fondo disminuyendo su

concentración, lo que indica que la remoción de los mismos en las lagunas de

estabilización son aportados por el sistema.

81

La remoción de nutrientes (nitrógeno y fósforo) fue evidente en la laguna,

siendo las concentraciones para ambos similares en los puntos internos

monitoreados. Pero al comparar las concentraciones de entrada y salida, se pudo

observar que hubo una remoción de nitrógeno y fósforo en la laguna A1 de 43.69%

y 70.26%, respectivamente.

Los parámetros tomados en sitio, pH, OD y T, fueron monitoreados a

tempranas horas de la mañana (8:00a.m. a 9:00a.m.), por lo que se obtuvieron

concentraciones bajas para el OD, coincidiendo con los reportados por Bracho

(1994), quien monitoreó estos parámetros cada 2 a 4 horas en las lagunas de

estabilización del CIA. Sin embargo, se pudo observar que a medida que el pH y el

OD aumentaban la temperatura disminuía.

La concentración de los coliformes fecales fue monitoreada en los puntos

P1 y P4 de la laguna facultativa (A1), observándose una disminución de 1 ciclo de

logaritmo en el punto P1 y de 2 ciclos logarítmicos en el punto P4 con respecto a la

concentración del agua cruda, esto pudo deberse a que este ultimo punto se

encontraba más alejado de la entrada y se creó un espacio muerto debido a la

acción del viento, por lo que el agua en tratamiento se quedaba más tiempo

retenida en ese punto provocando una mayor eficiencia en la remoción de

coliformes fecales. Lo anteriormente expuesto, evidencia que las lagunas

facultativas aportan una gran remoción de coliformes fecales.

Al analizar el comportamiento de la clorofila, la misma fue aumentando a

medida que se llenaba la laguna A1, lo que ayudó a la remoción de coliformes

fecales ya que el OD aumentaba producto de la actividad fotosintética de las

algas. En el punto P4 se observó un aumento en la concentración de clorofila con

respecto al punto P1, lo que pudo deberse a las causas que justifican una mayor

remoción de coliformes fecales en el punto P4.

82

Una vez completado el llenado de la laguna A1, se observó el

comportamiento de la laguna A2, en la cual se evidenció un aumento en la

concentración de SST, OD y pH por el crecimiento de algas; así como una mayor

remoción de nutrientes (74.30% para N y 77.57% para P), esto aunado a que en

una laguna de maduración la población algal es más diversa comparada con la

laguna facultativa y la actividad algal en sinergia con la fotosíntesis, son los

responsables de los principales mecanismos de remoción de nutrientes. (Curtis,

1994).

Con respecto a los experimentos por carga a escala real y de laboratorio, se

reportaron los máximos pH, temperatura y OD en el momento en el cual se

registraba la mayor intensidad de luz (1:00p.m. para el caso real y 24h para el

caso de laboratorio). Durante el caso de laboratorio los valores registrados para

estos parámetros aumentaron y disminuyeron, debido a inconvenientes

presentados en el control de la exposición a la luz; ya que el día 11/12/05 y

12/12/05 el equipo se encontraba apagado en el momento de la toma de muestra.

Sin embargo, en los valores promedios se pudo notar como dichos parámetros

disminuían a medida que el tiempo de la exposición a la luz era menor. En cuanto

a la concentración de coliformes fecales, se pudo observar como este indicador

está directamente relacionado con los parámetros antes mencionados, ya que la

remoción de coliformes fecales fue mayor cuando la exposición a la luz estaba al

máximo. La constante cinética de desaparición obtenida para el experimento a

escala real fue igual a 7.66día-1 a una temperatura promedio durante el día de

32.35oC y a escala de laboratorio a una temperatura promedio de 25.60oC y 12

horas de luz solar (tiempo similar de exposición de luz a escala real) fue de

3.37día-1. Con lo anterior, se observa que la constante cinética de desaparición de

las bacterias es directamente proporcional a la exposición de luz y a la

temperatura, expresando el modelo para predecir dicha constante cinética con la

ecuación 13. Es importante indicar que no se registró la intensidad de luz, por no

disponer de los instrumentos para ello, pero la intensidad del sol fue mayor a la

intensidad de la luz artificial empleada en el laboratorio.

83

CAPÍTULO IV CONCLUSIONES

1. La ecuación hallada para predecir la constante cinética de desaparición de

coliformes fecales, bajo las condiciones climáticas de la Región Zuliana,

quedó expresada con la ecuación 13.

2. En el experimento por carga a escala de laboratorio, se demostró que para

un mismo tiempo de retención, temperatura similar y diferentes tiempos de

exposición a la luz, la constante cinética de desaparición de las bacterias

(k) es directamente proporcional a este último parámetro.

3. El aporte de remoción de coliformes fecales entre 24h de exposición a la luz

y ausencia de luz, en el experimento por carga a escala de laboratorio fue

de 13.88%, lo que indica que el 85.62% de remoción de coliformes fecales;

corresponde al tiempo de retención donde ocurre los procesos de

agotamiento de los nutrientes y por consecuencia las bacterias se comen

unas a otras.

4. Al analizar el comportamiento de los parámetros fisicoquímicos en los

puntos internos de las lagunas en estudio, se observó una concentración

casi homogénea coincidiendo con la definición de mezcla completa,

reportándose es las lagunas una remoción de coliformes fecales de 95.70%

promedio.

5. El flujo en el reactor por carga, utilizado para la realización del experimento

por carga a escala real, puede considerarse equivalente a flujo pistón;

presentándose una remoción de coliformes fecales de 99.95%.

6. La diferencia de remoción de coliformes fecales entre condiciones de flujo

de mezcla completa y flujo pistón, apunta a que bajo condiciones de flujo

pistón la remoción de coliformes fecales es favorecida.

84

7. Las lagunas estudiadas se fueron estabilizando durante su llenado, ya que

durante el mismo el agua se va tratando y al descargar se obtiene una

remoción de 80.50% y 72.14% para la DBO5-20 y DQO respectivamente,

mejorando cada semana hasta alcanzar en la cuarta semana una remoción

de 88.51% para la DBO5-20 y 85.24% para la DQO, soluble en ambos casos.

85

CAPÍTULO V RECOMENDACIONES

1. Se recomienda que para futuros proyectos de diseño de lagunas en nuestra

región, se prediga la constante cinética de desaparición de las bacterias (k)

con el modelo obtenido durante la investigación realizada (ecuación 13).

2. Conforme a los resultados obtenidos en la investigación, se recomienda

colocar la salida de la laguna facultativa (A1) cercana al punto indicado

como P4, ya que en esa zona se obtuvo una mayor eficiencia en la

remoción de patógenos con respecto al punto P1, ambos monitoreados en

la laguna antes mencionada.

86

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