UNIDAD: IZTAPALAPA

DIVISION: CIENCIAS BIOLOGICAS Y DE LA SALUD

CARRERA: BIOLOGIA

MATERIA: SEMINARIO DE INVESTIGACIóN

TITULO: MICROPROPAGACION DE Beaucarnea gracilis Lem.

FECHA: 6 de marzo de 1998

ALUMNO: ERNESTINA DIAZ AUSTRIA

MATRICULA: 88339586

ASESOR: M. en Profesor lbitular "B" T.C. Depto de Biología

RESUMEN

NOMBRE: Díaz Austria Ernestina MATRICULA: 88339586 LICENCIATURA. Biología ASESOR: M. en C. Ma. Dolores Garcia Suárez.

Profesor Titular "B" Departamento de Biología.

Beaucarnea gracilis es una árbol suculento endémico de la zona semiárida de Valle de Zapotitlán, Puebla. Es una especie considerada en peligrode extinción; sus poblaciones naturales han disminuido debido principalmente al pastoreo por caprinos y al saqueo siendo muy escasos los ejemplares jóvenes. Sus hojas son utilizadas en la elaboración de canastos y atados, y como planta de ornato.

Se llevó acabo la genninación in vitro para la obtención de las plantulas con las se realizarón los explantes para la micropropagación, utilizando medio de cultivo básico Murashige Skoog, 3% de sacarosa y vitaminas en quince tratamientos con diferentes concentraciones de los siguientes reguladores: BAP, 2,4-D, NAA y como aditivo Agua de coco.

Los resultados muestran la obtención de callo, organogénesis directa e indirecta, llegandose a obtener plantas completas. en algunos de los medios. Se indica cuales son los meristemos más adecuados como fuente de explantes para realizar la micropropagación de esta especie, así como los medios más propicios para esta.

Beaucarnea gracilis es una especie que puede ser propagada fácilmente por métodos de germinación tradicionales y con el presente estudio se muestran algunas alternativas más para su propagación a nivel de cultivo de tejidos. Lo cual puede brindar una fuente de ingresos a los pobladores de la región de Zapotitlán Puebla.

INTRODUCCION

Una de las características de las zonas áriclas y semiáridas, son las lluvias, las cuales se presentan en épocas de altas temperaturas con la consiguiente evaporación rápida del agua que cae. Igualmente nocivos son los aguaceros intensos que erosionan la superficie del suelo con poca penetración a la tierra. De esta forma las plantas que sobreviven a estos fenómenos climáticos deberán almacenar el agua para su subsistencia de la manera más eficiente. Las mejores adaptaciones resultan ser las xerófih, leiiosas, suculentas o herbáceas, las cuales varían a particularidades anatómicas y fisiológicas, características tales que conjuntan esos tipos de vegetación y las identifican como la vida de las zonas áridas y semiiridas. (Flores ,Mata 1971; Rzedowski, 1957 y 1968). Las plantas de las zonas áridas y semiáridas aparte de las consideraciones, sobre la retención del agua y temperatura pueden vivir en suelos aluviales, salinos y calizos, los cual hace de estas plantas una diversidad de tipos dependiendo de la morfología del terreno, sean estos espacios fiicos tan diferentes como cerros y laderas o llanuras y valles. Las suculentas varían espectacularmente en formas y tamaiIos. Si bien son similares a los cactus en el hecho de que tienen la facilidad de almacenar agua, en un abultado órgano de almacenamiento, su desarrollo puede ser bastante diferente. Las suculentas varían desde los que puede semejar una forma de cacto sin espinas hasta lo que parece ser una planta convencional pero que presenta hojas mucho mas carnosas. (March, 1988). Las especies de Beaucarnea son conocidas comunmente como "cola de pony", y son importantes en la industria de la agrícultua en Estados Unidos y Europa. En México no obstante estas especies nativas estan amenazadas (Anonymous 1994) ya que los individuos son colectados en diferentes edades, para el comercio. La transformación del habitat p o r actividades humanas y el pastoreo por cabras ha reducido el establecimiento y afectado la demográfia de la población atravéz de grandes áreas. (Cardel, et al. 1997). Una revisión sistematica de Beaucarnea (Nolinaceae). reconoce 10 especies de las cuales 9 se encuentran en México, y se consideran amenazadas o en peligro de extinción. (Anonymous 1994).; B. congesta L. Hemhndez., B. goldmanii Rose., B. gracilis L e n , B. hiriartiae L. Hemández., B. pliabilis: v a . pliabilis (Baker) Rose., B. pliabilis var. petenensis (Lundell) L. Hernández,, B. purpusii Rose, B. recurvata Lern, B. santamariana L. Hemández, y B. strictu Lem. B. pliabilis var. petenensis, se encuentra también en Guatemala y Belize y B. guatemalensis Rose, es enddmica de Guatemala (Hernández 1993). Todas las especies de Beaucarnea en MCxico presentan un rango de distribución relativamente corto, están distribuidas en montañas semiáridas y regiones secas tropicales, en el Noreste, Centro y Sureste de México. Y en el Norte de Centro America. Estas especies crecen en suelos con defiencia de nutrimentos, en suelos pobres y rocosos, de roca caliza y volcánica, sobre riscos o montañas con pendientes inclinadas. (Cardel, et. al. 1996). En el valle de Zapotitl&n, ubicado en la zona semiárida Poblano-Oaxaqueíía, se reconocen cuatro unidades fisonómicas: matorral espinoso, tetechera, cardonal e izotal (Zavala, 1982). Beaucarnea gracilis, es un &bol suculento de la zona semiárida de Tehuachn Puebla, y forma parte de la comunidad vegetal conocida como izotal, donde predomina, llega alcanzar alturas de 6 hasta 12 m., sus ramas son gruesas y su tronco característicamente se encuentra hinchado en la base con una circunferencia de 2 a 7 m, sus hojas son longitudinales

midiendo de 25 a 50 cm. de largo por 4 a 7 cm. de ancho, sus flores son peque& y blancas conformando inflorescencias (Trelease, 191 1). La especie es dioica, florece anualmente, su sistema reproductivo y de despliegue floral son típicos de un modo generalista de polinización. Esta especie sirve como fuente de alimento para aproximadamente 46 especies de insectos y como hospedero de muchas especies de epilitas como bromeliaceas.(Cardel et. al. 1997). Atrávez de su rango de distribución, muchas poblaciones de Beaucarnea se encuentran en estado crítico debido a la continua destrucción de su habitat ya sea por la agricultura, por el pastoreo de cabras o por la continua extración para propositos comerciales. Beaucarnea es una planta altamente apreciada como hornamental. Durante los pasados 20 años las s e d a s , plantulas y plantas maduras de varias poblaciones han sida sobrecolectadas (Hernández 1993) y vendida en México y otros países. Una planta madura llega a tener un costo de $600 a $700 dólares hera de México. Desafortunadamente las poblaciones nativas de esta especie son pequeñas y se encuentran localizadas en áreas ecologicamente restringidas. (Mason y Mason 1987). La Norma Oficial Mexicana 059 ECOL.94., ha considerado a esta especie como amenazada de extinción, por lo que los estudios de propagación son parte obligatoria para la conservación de este recurso natural y su adecuado manejo podría contribuir a aumentar los bajos ingresos de los pobladores de la región. El cultivo de tejidos es importante porque es básico para la investigación sobre los procesos bioquimicos y morfológicos de la diferenciación celular, para la aplicación y desarrollo de tecnologías; en la propagación clonar o en el mejoramiento genético de las plantas a partir de cultivos de embriones.(Roca, 1991). Gracias a estas técnicas podemos aumentar las poblaciones de especies de plantas que se encuentran amenazadas o en peligro de extinción y que además presentan lento crecimiento. Las monocotiledoneas han sido consideradas como material difícil de estudiar in vitro , Gauthered 1959, menciona que de 100 especies solo de 10 se pudieron tener respuesta al . cultivo de tejidos. Sin embargo los avances han sido magnificos y se ha obtenido una gran cantidad de monocotiledoneas que han sido exitosamente cultivadas, como por ejemplo miembros de las Fabaceae; avena, arroz, trigo, sorgo y una gran cantidad de pastos templados, así como miembros de Liliaceae, Iridiaceae y Amaryllidaceae, relacionados con la familia Nolinaceae. El objetivo de estos estudios es comparar el crecimiento in vitro y la regeneración entre especies y familias, además de ver si existe alguna relación entre el comportamiento in vitro y la tasa de propagación . (Hussey, 1975). Se han llevado acabo estudios de genninación in vifro, obteniendo un bajo porcentaje de germinación, aunque el método fue probado con otras especies de la misma familia mostrando posibilidades signikativas de que el método que se ha seguido para la propagación es el adecuado para la especie en cuestión (Padilla et al, 1992). Otros estudios in vitro se han llevado acabo utilizando Medio Hoogland, obtenieno un porcentaje de germinación in vitro al 100% (Garcia-Suárez, 1996). Aunque el problema radica, quizá no tanto en lograr la germinación de las semillas, sino en la sobreviviencia de las plantas en al campo, ya que el principal problema que se presenta es la deshidratación.

ZONA DE ESTUDIO El las semiUas utilizadas provienen del Valle de Zapotitlan, Puebla, que presenta una superficie de 86.74 km, se localiza dentro de las coordenadas 1890' de latitud Norte y 97'28' de longitud Oeste, en la región Poblano-Oaxaqueiia. Su elevación es de 1400 a 1600m, su clima seco con una precipitación anual de alrededor de 350 mm con lluvia principalmente en el verano, las temperaturas máximas pueden exceder de 40°C en el verano y las mínimas en el invierno cerca a los O"C, con una temperatura promedio anual entre los 18" a 22°C (Zavala, 1982).

CLASE:

SUBCLASE:

FAMILIA:

GÉNERO:

ESPECIE:

ANGIOSPERMAE

MONOCOTILEDONEAS

NOLINACEAE

Beaucarnea

gracilis

OBJETIVO GENERAL

Contribuir a la conservación de Beaucarnea gracilis Lem. una planta endémica del Valle de Tehuacan Puebla, considerada en peligro de extinción.

OBJETIVOS PARTICULARES

-Establecer las condiciones optimas in vitro para la germinación de semillas.

-Obtener plántulas por micropropagación a partir de diferentes hentes de explantes bajo diferentes tratamientos de concentraciones de fitorreguladores: auxinas y citocininas.

METODOLOGíA

La metodología se dividira en 2 apartados; A) preparación y siembra del material para la germinación y B) la preparación del téjido para los explantes.

A) PREPARACI~N Y SIEMBRA DEL MATERIAL PARA GERMINACI~N Para la preparación del medio de cultivo se utilizó 4.4 g/lt Medio Murashige y Skoog, 30 g de sacarosa, 6 g de agargel y una pizca de carbón activado, todo esto en un litro de agua destilada, previamente calentada. Una vez preparado el medio, se vacio en fiascos gerber, se esterilizo en el autoclave por 15 min. a 12 1°C y se almaceno a 4°C por aproximadamente 15 dias, para observar que no haya contaminación de los medios. Una vez hecho esto se procedio a la escarificación de las semillas las cuales se separaron en lotes de 30 semillas por fiasco (1 O fiascos). Para la escarificación se procedio hacer lo siguiente: l. Se colocaron las semillas en ácido SUWCO durante 1 o 2 min. aproximadamente. 2.Se lavaron con agua destilada para quitar el exceso de ácido. 3. Se colocaron en una solución de Cloro al 10% durante 5 min.

4. Se hicieron dos lavado con agua destilada. 5. Se dejaron las semillas en agua destilada hasta el momento de la siembra. Para llevar acabo la siembra se esteriliza el lugar de trabajo, cerca del mechero, se decantan las semillas, se vierten en cloro al lo%, durante un minuto, con agitación, se pasan al agua esterilizada y se enjuagan dos veces, se decanta y con la espátula se procede a colocar las semillas en los frascos con el medio tratando de que estas queden esparcidas tenninado esto se tapan tratando de cerrarlos con aire caliente. Al terminar esta etapa los fiascos se mantienen en un fotoperíodo de 8hrs luz, 16 hrs obscuridad y a una temperatura de (+,-) 29"C, hasta obtener las plantulas con las que se lleva acabo los explantes.

B) PREPARACION DEL TEJIDO PARA LOS EXPLANTES Para esta etapa además de los medios antes mencionados se utilizaron la plantulas obtenidas de las siembras, haciendose dos bioensayos; en el bioensayo 1 se utilkarón phtulas con una edad de 15 dias y en el bioensayo 2 las. plantulas tenian una edad de 35 dias. Para los dos bioensayos se hizo lo siguiente: a)Se cortarón las zonas meristemáticas; meristemos subapical, zona de tallo, meristemo intercalar y meristemo apical. b) Una vez seccionadas las plantas se colocan en los fiascos de cultivo a los cuales se adicionaron reguladores de crecimiento (2-4 D, NAA, BAP, agua de coco en diferentes concentraciones tabla 1). Los fiascos se dividieron en cuatro porciones, siguiendo l a s manecillas del reloj. Procurando hundir levemente el tdjido. Haciendose cuatro repeticiones por cada medio. c) Una vez llevado acabo la siembra de los explantes se mantienen en un fotoperíodo de 16/8h (ldobscuridad) y a una temperatura de 29°C (+,- lo)

RESULTADOS

Germinación: Se observó un porcentaje de germinación, del 100% en las semillas, con tratamiento de escarificación con ácid0 sulfürico, en medio de cultivo MS. Las plantas obtenidas que se utilizarón como fuente de explante, notando que la edad de dichas plantas es importante para el cultivo, siendo las plantas de 36 días las más favorables para la obtención de callos y organogénesis. Tabla 2.

Meristem0 SubáDicaI: El bioensayo 1 indica que para obtener resultados en esta región se requiere que las plantas in vitro de donde se obtuvo el tejido tengan una edad de 36 días apróximadamente, ya que las plantas con una menor edad, por lo menos para esta prueba, son difíciles para la obtención de organogénesis. Los medios más favorables donde se obtuvieron callos con una mayor talla son: 1 ,2 ,3 ,5 ,6,9 y 10. h i mismo en el bioensayo 2 se observa que el crecimiento del los callos se inicia mas prontamente que en el bioensayo 1, y los medios que contienen los callos con mayor talla son los mismos que en el bioensayo 1. Para ambos bioensayos los callos presentan las siguientes características; son callos con tendencia a oxidarse rápidamente, compactos y clorofilicos. En donde no se obtuvo respuesta fue en el medio 12 el cual no formo callo y solamente se oxido. El tejido obtenido en los medios 13 y 15 son callos que presentan brotes cloroflicos y alargados, algunas veces con tejido laxo y cremoso los cuales presentan un mayor tamaño con respecto de los anteriores, pero se encuentran en menor número por la perdida de algunas repeticiones de este medio. Ver Gráfica 1.

Zona de Tallo: Se obtuvieron callos en este tejido en todos los medios probados, los resultados más evidentes heron, en los medios 1, 2, 4, IO, 7, 13, 15. En el bioensayo 1 se observa que el crecimiento es lento pero constante llegándose a obtener plantas completas como en los medios; 2 y 10. El medio 1 presentó una mejor respuesta a la formación de organogénesis directa, (plantas completas s in formación de raíz) y producción de callos de mayor talla que en los otros medios, sin embargo estos tendieron a oxidarse rápidamente sin un posterior desarrollo, a diferencia de lo ocurrido en los medios 2 y 4 donde el crecimento h e constante y donde se produjo la formación de organogénesis; en algunos casos la organogénesis forma plantas completas como en el medio 2 y otras veces a partir de callo forma plantas solamente con tallo y hojas como en el medio 4 donde la talla de dichos individuos llega a ser hasta de 14 cm. Esta sección de tejido es una porción aparentemente apta para realizar la micropropagación ya que de los 15 medios probados, se llegaron a obtener plantas de una talla que varía de 3.5 a 5 cm. en su mayoría sin la formación de raíz como en los medios 8, 7 y6. En los medíos de este tejido se produjeron callos con las siguientes características: de tejido laxo, cremoso, no translúcidos, como en los medios 5, 4 y 2. Los medios optimos para la formación de callo fberón; 7, 13 y 14, donde las dimenciones de los callos llega hacer de hasta 1 cm. de largo por 0.5 de diámetro, sin llegar a la diferenciación celular y producir organogénesis. En el bioensayo 2 observamos que el crecimiento en un principio es más rápido que el bioensayol, pero va disminuyendo conforme pasa el tiempo, asi mismo la producción de

plantas en este es menor que en el bioensayo 1, los medios que produjeron plantas son: 1,6, 4 y 7 estos sin la formación de raíz y apartir de callo. Se formarón callos cloroflicos en los medios 9, 3, 13, 15, 1, 4 y 7. Los callos productores de organogénesis de raíz, sin la aparición de tallo y hojas fberon en los medios: 1, 5 , 13 y 15. En general para los dos bioensayos se observa que esta sección de téjido es aparentemente apta para realizar la micropropagación ya que desde los quince dias apartir de la siembra se obtuvo respuesta en todos los medios. Ver tabla 3. (Gráfica 2.)

Meristemo Intercalar: Esta zona meristematica al igual que la zona de tallo parece ser óptima para la formación de organogénesis, ya que en todos los medios se obtuvo respuesta. En el bioensayo 1 se observa que el crecimiento es rápido en un principio y se mantiene para algunos medios como en los medios 4,7 y 9. Y en otros disminuye como en los medios 2, 8 y 15. So obtuvo formación de organogénesis de tallo y hoja a partir de callo en los medios12, 1, 4 y 7 sin posterior desarrollo. Los medios optimos para la formación de callo son: 1, 2, 7, 8, 1 O, 13 y 15. Para el bioensayo 2 obtenemos un crecimiento un poco mas constante que en el bioensayo 1, pero se desarrollan plantas completas como en el medio 2, y formación optima de callo en los medios 1, 4, 7, 8 12, 13 y 15. Este meristem0 al igual que el subapical y el apical tienden a oxidarse rápidamente. Gráfica 3.

Meristemo ADical: Este meristemo no es muy apto para la formación de organogénesis ya que solo se logro la formación de callo. Para el bioensayo 1 se observa un crecimiento rápido para algunos medios que f o m ó n callo con un volumen mayor como el 4, 7 , y 14. Mientras que otros como los medios 1, 2, 3 5 , 6, 8 y 10 el crecimiento es mas lento y el tamaiio del callo también es menor, siendo estos compactos. En el bioensayo 2 se presenta organogénesis de raíz, sin la formación de otro órgano en los siguientes medios: 1, 2, 14 y 5. Aqui los callos de mayor tamaiio se presentan en los medios 3, 7, 10 y 14. Los callos con l a s siguientes características; de tejido laxo y clorofilicos se obtuvieron en los medios 3, 5, 9, 6 y 15. Evidenciándose estos resultados después de 36 dias. Esta zona meristematica presentan una tendencia a oxidarse en un períoso de 25 a 30 dias. (Foto 8).Gráfica 4.

Con respecto a los diferentes tratamientos empleados se concluye que: El medio 1 dió una buena respuesta en todos los meristemo, formando organogénesis directa en el meristemo intercalar y formación solamente de raíz en el meristemo ápical. El problema que presenta este méristemo es que se oxida en un lapso de tiempo de 20 dias.

El medio 2 es óptimo para la obtención de callos en todos los tejidos, así como para organogénesis tanto directa como indirecta en la zona de tallo y meristemo intercalar. Podríamos decir que este medio seria el adecuado para la micropropagación evitando la contaminación de los medios.

El medio 3 este medio solamente es ápto para la formación de callo en todos los medios, sin un posterior desarrollo de estos.

El medio 4 es un excelente tratamiento para la obtención de organogénesis de tallo y hojas sin formación de raíz a partir de callo. Lla respuesta que se obtuvo en este mediohe buena.

El medio 5 produjo organogénesis directa, y formación de callos sin un desarrollo posterior.

El medio 6 es un buen formador de callo y algunas veces en la organogénesis de tallo y hoja en la zona de tallo pero tiende a oxidar los tejidos.

Los medios 7 y 8 son buenos formadores de callo y organogésis indirecta sin formación de raíz.

El medio 9 solamente es apto para la forrnación de callo, pero oxida los téjidos.

El medio 10 formo callo y organogénesis directa , el medio 11 solamente formo callos pequeños y compactos sin un posterior desarrollo.

El medio 12 sólo h e útil para organogénesis en la zona de tallo, en la zona intercalar y apical solo se dio la formación de callo.

El medio 14 forma solamente callo con formación de raíz sin ninguún desarrollo posterior

Los medios 13 y 15 dan una buena respuesta a la formación de callos, en todos las zonas meristematicas, sobresaliendo los del meristemo intercalar. Ver tabla 4.

Los medios con 2,4-D y agua de coco forman solamente callos en los meristemos subapical, intercalar y apical. Los medios con 2,4-D y BAP en son buenos formadores de callos y ocacionalmente forman organogénesís. Los medios con NAA y BAP dan una mejor respuesta para la formación de organogénesis, en todos los meristemos a excepción del meristemo subapical. Ver tabla 4.

CONCLUSIONES

Para obtener una germinación al 100% las semillas deben s&ir un proceso de escarificación. Debe tomarse en cuenta para la realización de la micropropagación de Beaucarnea gracilis, dos puntos importantes: la edad de la planta utilizada en la obtención de los explantes y el tipo de tejido a utilizar. Observándose que las plantas con una edad de 36 días son óptimas para la obtención de callos en todos los tratamientos.

Con respecto al tipo de tejido utilizado tenemos lo siguiente: a) Tanto el meristemo apical como el subapical no son tejidos aptos para la formación de organogénesis, ya que solo formarón callos que en su mayoría son compactos y pequeños, con tendencia a oxidarse rápidamente. b) Los tejidos que han resultado ser aptos para la formación de callos y de organogénesis son del meristemo intercalar y la zona de Tallo, siendo está última la que ha dado mejor respuesta en todos los tratamientos desde los quince dias, a partir de la siembra, formando tanto callo, como organogénesis completa (tallo, raíz y hoja).

El medio 4 resulto ser un buen tratamiento para la formación de callo y organogénesis indirecta sin desarrollo de raíz al igual que el medio 7 . El medio 1 y el medio dan una buena respuesta para la formación de organogénesis tanto directa como indirecta, pero en el caso del medios 2 esta es completa (tallo, hoja y raíz). El medio 15 que solo tiene 2,4-D da una buena respuesta a la formación y desarrollo de callo ya que estos son de mayor talla que los de otros medios.

No encontramos una fórmula para la formación de brotes multiples, ni formación de muchas plantulas a partir de un meristemo o callo.

Beaucarnea gracilis Lem Es una especie que puede ser propagada fácilmente por métodos de germinación tradicionales y con el presente estudio se muestran algunas alternativas más para su propagación a nivel de cultivo de tejidos. Lo cual puede brindar una hente de ingresos a los pobladores de la región de Zapotitlán, Puebla.

TABLA 1. TABLA DE MEDIO DE CULTIVO INDICANDO LOS REGULADORES DE CRECIMIENTO QUE SE EMPLEARON PARA LA MICROPROPAGACION DE Beaucurnea gracilis Lem.

No. de medio BAP NAA 1

1 .o 1 .o 5 1 .o 0.5 4 0.5 5.0 3 0.5 1 .o 2 0.5 0.5

No. de medio

1 .o 1 .o 8 0.5 0.5 7 0.2 0.2 6

agua de coco 2,4 D -

No. de medio BAP 2,4 D 9

1 .o 0.2 12 0.5 1 .o 11 0.5 0.5 10 0.5 0.2

13

0.2 15 1 .o 1 .o 14 1 .o 0.5

"-"

TABLA 2. FORMACION DE CALLO A PARTIR DE LOS TEJIDOS SEGUN TRATAMIENTO APLICADO

Las siglas corresponden a diferentes tejidos: M= meristemo apical, I-meristem0 intercalar. T=zona de tallo, S'meristemo subapical

TABLA 3. FORMACION DE CALLO Y/O ORGANOGENESIS DESPUES DE 15 DIAS DE TRATAMIENTO

Las siglas corresponden a: C=callo, OD= organogénesis directa, OC=organogénesis apartk de callo

X" = apartir de meristemo intercalar X = apartir de zona de tallo

MEDIO MAP1 M. INTER 2. TALLO M.SUBAP1 2,4-D COCO 6 callo Callo Orghdirecta callo 0.2 - 75 ml 7

callo Callo 0rg.indirecta Callo 1.0 - 75 ml 8 callo Callo Orghdirecta Callo 0.5 - 75 ml

GRAFICA l. Producción de callos a partir de meristemo subapical. en 15 tratamientos.

G W I C A 2. Producción de callos y organogénesis obtenidos de la zona de tallo

GRAFICA 3. Producción de callos y organogénesis a partir del meristemo intercalar.

GRAFICA 4. Producción de callos provenientes de meristemo apical.

MERISTE4.XLS

CRECIMIENTO DEL MERISTEM0 SUBAPICAL 2 , 1

Crecimiento (mm3)

VOLUMEN1

VOLUMEN2

.UMEN1 14 15

Pagina 2

MERISTE4.XLS

1

CRECIMIENTO DE LA REGION DEL TALLO 1

CRECIMIENTO DE LA REGION DEL TALLO 2

Crecimiento (mm3)

1 VOLUMEN? !

14 15

VOLUMEN2

I I

J I

ILUMENl

P6gina 3

MERISTE4.XLS

CRECIMIENTO DEL MERISTEM0 INTERCALAR 1

CRECIMIENTO (mm3)

CRECIMIENTO DEL MERISTEM0 INTERCALAR 2

PAgina 5

MERISTE4.XLS

CRECIMIENTO DEL MERISTEM0 APICAL 1

UMEN2 MEN1

CRECIMIENTO DEL MERISTEM0 APICAL 2

-1 1

I

I CRECIMIENTO I

I (mm3) I

I OLUMENl

I

PAgina 6

RECOMENDACIONES

Una de las precauciones que se debe de tener en cuenta al realizar la siembra tanto de semillas como de tejidos es tener cuidado sobre la esterilización del material a utilizar. Para evitar la contaminación por hongos. Al igual se recomienda utilizar tapaboca y recogerse totalmente el cabello (en caso de traerlo largo) para evitar la contaminación por bacterias.

Otra observación con respecto a la siembra de tejidos es que al momento de llevarla acabo se debe cerrar inmediatamente los frascos con aire caliente para evitar la introducción de agentes contaminantes.

Referente a los medios de cultivo que se van a utilizar es recomendable que sean medios que fuerón preparados unos 20 o 30 dias antes, ya que los medios con un tiempo mayor (después de 3 o 4 meses) repercuten de alguna manera sobre todo para la germinación.

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