Biofertilizacion Del Pimiento Morron

I

UNIVERSIDAD VERACRUZANA

INGENIERO AGRONÓMO

TRABAJO DE EXPERIENCIA RECEPCIONAL

P R E S E N TA

FÁTIMA GRAJALES SARABIA

XALAPA DE ENRÍQUEZ, VERACRUZ JUNIO DE 2012

FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS

CAMPUS XALAPABIOFERTILIZACIÓN DE PLANTAS DE PIMIENTO

MORRÓN (Capsicum annuum L.) CONRIZOBACTERIAS DEL GÉNERO Pseudomonas EN

INVERNADERO

I


INGENIERO AGRONÓMO


P R E S E N TA






INVERNADERO

I


INGENIERO AGRONÓMO


P R E S E N TA






INVERNADERO

III

DEDICATORIAS

A mis padres

Conrado Grajales

García y Claudia

Leticia Sarabia

Jácome con respeto

y cariño, a ustedes

que fueron y serán

siempre mi ejemplo a

seguir, por la ayuda

incondicional para

cumplir una meta

más en mi vida.

A mi hermano

Conrado Grajales

Sarabia por tu

confianza, cariño y

apoyo a pesar de

todo.

A mis Ángeles +

Por su ejemplo,

protección,

motivación, esfuerzo

y cariño, guardados

en mi corazón. Dios

los guarde en su

santa gloria.

Feliz el hombre que soporta pacientemente la prueba, porque después de probado,

recibirá la corona de vida que el Señor prometió a los que lo aman. Santiago 1:12

Un árbol bueno no puede dar frutos malos como tampoco un árbol malo puede producir

frutos buenos. Todo árbol que no da buenos frutos se corta y se echa al fuego. Por lo

tanto, ustedes lo reconocerán por sus obras. Mateo 7:17-20

IV

AGRADECIMIENTOS

A Dios

Por permitirme dar un paso más, tan importante y exitoso en mi vida; guiando mis

pasos por el camino del bien, para ser una persona de bien.

A mis padres

A mi madre Claudia Leticia Sarabia Jácome por darme la ética, valor, amor,

compañía y motivación, por estar siempre en cualquier momento y lugar, durante

la duración de esta meta en mi vida, “Mi Carrera Profesional”. Gracias Mamita Te

Amo.

A mi padre Conrado Grajales García por darme el rigor, coraje, valor, cariño, amor

y motivación, por luchar a cada momento para que nunca faltara nada para lograr

esta meta, “Mi Carrera Profesional”. Gracias Papito Te Amo.

Al Dr. Roberto G. Chiquito Contreras

Con respeto, cariño y admiración. Por su valiosa colaboración, supervisión,

evaluación y revisión, pero sobre todo por el valioso tiempo brindado para la

realización de este proyecto tan importante en mi vida. Gracias.

Al Ing. Germán Bravo Peña

Por su valiosa participación, ayuda y apoyo en la cuestión práctica durante la

elaboración del diseño experimental de este proyecto. Gracias.

A la M.C. Doris G. Castillo Rocha

Por su enseñanza, apoyo, asesoría y revisión de este proyecto pero sobre todo

por su apoyo incondicional. Gracias.

A mis amigos

Que con su valiosa amistad y apoyo motivaron a mi persona a salir adelante y

cumplir este reto los quiero. Gracias. Karen, Claudia, Amayrani, Felipe, Daniel,

Jorge, etc.

V

CONTENIDODEDICATORIAS………………………………………………………………………….III

AGRADECIMIENTO……………………………………………………………………..IV

ÍNDICE DE CUADROS………………………………………………………………….IX

ÍNDICE DE FIGURAS……………………………………………………………………X

RESUMEN……………………………………...………………………………………..XV

I. INTRODUCCIÓN………………………………………………………………………..1

1.1. Objetivo general ........................................................................................ 3

1.2. Objetivos específicos ................................................................................ 3

1.3. Hipótesis ................................................................................................... 3

II. REVISIÓN DE LITERATURA……………………………………………………….4

2.1. Importancia del género Capsicum annuum L............................................ 4

2.2. Origen y domesticación del chile pimiento morrón.................................... 5

2.2.1. El cultivo de chile pimiento morrón en México ................................... 6

2.3. Descripción botánica................................................................................. 6

2.3.1. Morfología .......................................................................................... 6

2.3.2. Sistema radicular ............................................................................... 7

2.3.3. Tallo principal y ramas ....................................................................... 8

2.3.4. Hoja ................................................................................................... 9

2.3.5. Flor................................................................................................... 10

2.3.6. Fruto ................................................................................................ 11

2.3.7. Semilla ............................................................................................. 12

2.4. El género Capsicum ............................................................................ 13

2.4.7. Clasificación taxonómica ................................................................. 16

2.5. Requerimientos del cultivo del pimiento morrón (Capsicum annuum L.) 17

2.5.1. Temperatura y humedad relativa ..................................................... 17

VI

2.5.3. Suelo................................................................................................ 19

2.5.5. Salinidad .......................................................................................... 21

2.5.6. Nutrición del pimiento morrón .......................................................... 22

2.6. Valor nutricional ...................................................................................... 22

2.7. Grado de picor ........................................................................................ 23

2.8. Plagas y enfermedades de importancia económica en pimiento morrón 24

2.8.1. Plagas.............................................................................................. 24

2.8.2. Enfermedades.................................................................................. 28

2.9. Aprovechamiento de microorganismos benéficios en la agricultura ....... 33

2.9.1. Benéficios de las rizobacterias PGPR hacia las plantas.................. 33

2.9.2. Rizobacterias PGPR agentes promotores del crecimiento y control

biológico en plantas ....................................................................................... 35

2.9.3. El género Pseudomonas.................................................................. 36

III. MATERIALES Y MÉTODOS……………………………………………………38

3.1. Ubicación del área de trabajo ................................................................. 38

3.2. Material genético ................................................................................. 38

3.3. Acondicionamiento del invernadero ........................................................ 39

3.3.1. Análisis de suelo .............................................................................. 40

3.3.2. Preparación del invernadero ............................................................... 40

3.3.3. Preparación de las camas ............................................................... 41

3.4. Preparación de semillero para obtención de plántula ............................. 42

3.4.1. Tratamiento de las semillas ............................................................. 42

3.4.2. Preparación del sustrato utilizado para la germinación de semillas. 42

3.4.3. Llenado de charolas germinadoras.................................................. 43

3.4.4. Siembra en el semillero ................................................................... 44

3.4.5. Cuidados del semillero..................................................................... 44

VII

3.5. Trasplante de plántulas de pimiento morrón ........................................... 45

3.6. Inoculación de rizobacterias al sistema radical de plantas de pimiento

morrón ............................................................................................................... 46

3.7. Prácticas culturales efectuadas al cultivo de pimiento morrón................ 47

3.7.1. Riego ............................................................................................... 47

3.7.2. Esquema nutricional aplicado al cultivo de pimiento morrón ............... 47

3.7.3. Control de malezas .......................................................................... 48

3.7.4. Control de plagas y enfermedades .................................................. 48

3.7.5. Podas............................................................................................... 50

3.7.6. Instalación de guías tutores para soporte de las plantas ................. 51

3.7.7. Cosecha de frutos de pimiento morrón ............................................ 51

3.8. Diseño experimental ............................................................................... 52

3.9. Cuantificación de variables de estudio.................................................... 53

3.9.1. Altura de la planta ............................................................................ 53

3.9.2. Diámetro del tallo ............................................................................. 53

3.9.3. Peso fresco del tallo, follaje y raíz.................................................... 54

3.9.4. Peso fresco de la planta .................................................................. 54

3.9.5. Peso seco del tallo, follaje y raíz...................................................... 54

3.9.6. Peso seco de la planta..................................................................... 55

3.9.7. Peso del fruto................................................................................... 55

3.9.8. Diámetro del fruto ............................................................................ 56

3.9.9. Grados Brix ...................................................................................... 56

IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES……………………………………………..58

4.1. Respuesta de las plantas de pimiento morrón a la inoculación con

rizobacterias Pseudomonas putida .................................................................... 58

4.1.1. Altura de plantas de pimiento morrón .............................................. 58

VIII

4.1.2. Diámetro de tallo de plantas de pimiento morrón............................. 59

4.1.3. Peso fresco de tallo y follaje de plantas de pimiento morrón ........... 60

4.1.4. Peso fresco de raíz de plantas de pimiento morrón......................... 61

4.1.5. Peso fresco de planta ...................................................................... 62

4.1.6. Peso seco de tallo y follaje de plantas de pimiento morrón ............. 63

4.1.7. Peso seco de raíz de plantas de pimiento morrón ........................... 64

4.1.8. Peso seco de planta ........................................................................ 65

4.1.9. Cuantificación de diámetro de fruto ................................................. 66

4.1.10. Cuantificación de peso fresco del fruto ............................................ 67

4.1.11. Contenido de grados Brix en fruto de pimiento morrón.................... 68

4.1.12. Cuantificación de rendimiento total en fruto de pimiento morrón por

tratamiento ..................................................................................................... 69

V. CONCLUSIONES…………………………………………………………………..70

VI. RECOMENDACIONES………………………………………………………….71

VII. LITERATURA CITADA………………………………………………………….72

7.1. Páginas web ........................................................................................... 77

IX

ÍNDICE DE CUADROS Página

Cuadro 1. Municipios productores de chile verde en el Estado de

Veracruz…………………………………………………………... 5

Cuadro 2. Temperaturas requeridas para plantas de pimiento morrón

durante sus diferentes etapas fenológicas…………………………. 18

Cuadro 3. Valor nutricional en 100 g de pimiento fresco……………………… 23

Cuadro 4. Composición nutrimental suministrada al cultivo de pimiento

morrón………………………………………………………………….. 47

Cuadro 5. Tratamientos establecidos para evaluar su efecto en el desarrolloy rendimiento de pimiento morrón……………………………………. 51

X

ÍNDICE DE FIGURAS Página

Figura 1. Planta de chile pimiento morrón……………………………………..... 7

Figura 2. Raíz axonomorfa del chile pimiento morrón………………………….. 8

Figura 3. Tallos en forma de cruz con 2 ramificaciones………………………. 9

Figura 4. Hojas ovaladas y alargadas de una planta de chile pimiento

morrón…………………………………………………………………… 10

Figura 5. Flor hermafrodita del pimiento morrón………………………………... 11

Figura 6. Frutos fisiológicamente maduros en color verde y rojo……………... 12

Figura 7. Semillas extraídas de propio chile morrón de color amarillento……. 13

Figura 8. Daños causados por araña roja en la planta ……………………….. 24

Figura 9. Ubicación de la mosquita blanca en la planta chile…………………. 25

Figura 10. Pulgón…………………………………………………………………… 26

Figura 11. Trips trasmisores de virus……………………………………………… 26

Figura 12. Daños causados por nemátodos en raíz de chile pimiento morrón. 28

Figura 13. Daños causados por Oidiopsis en plantas de chile………………… 29

Figura 14. Daños causados por Damping off en plantas de chile…………….. 30

Figura 15. Daños causados por la roña o sarna bacteriana en fruto………….. 31

Figura 16. Daños causados por la podredumbre blanca bacteriana en

plantas de chile…………………………………………………………. 32

Figura 17. Ubicación de la Unidad de Capacitación para el Desarrollo Rural

(UNCADER), en Coatepec, Veracruz………………………………… 38

Figura 18. Facultad de Ciencias Agrícolas, Universidad Veracruzana,

Campus Xalapa………………………………………………………… 39

XI

Figura 19. Inóculo de las cepas rizobacterianas FCA-8Pp y FCA-56Pp de P.

putida……………………………………………………………………… 39

Figura 20. Invernadero tipo túnel utilizado para evaluar el potencial de

rizobacterias en el cultivo de pimiento morrón ………………………. 40

Figura 21. Aplicación de cal a las camas de invernadero.………………………. 41

Figura 22. Preparación de camas de siembra para pimiento morrón………….. 41

Figura 23. Perforación de las camas de siembra cada 0.50 m para la

incorporación de 200 g de lombricomposta…………………….. ……. 42

Figura 24. Incorporación de materia orgánica al orificio de cada planta………. 42

Figura 25. Aplicación de estimulador químico (Agrostim) para la germinación

de semillas de chile morrón de la variedad California Wonder…….. 42

Figura 26. Materiales para la desinfección de la mezcla de sustrato………….. 43

Figura 27. Mezcla de sustratos peat moss y lombricomposta (1:1)……………. 43

Figura 28. Desinfección del sustrato………………………………………………. 43

Figura 29. Charolas de polietileno con 200 cavidades utilizadas para la

siembra de semillas de pimiento morrón……………………………... 44

Figura 30. Siembra de semilla de pimiento morrón en charolas de polietileno.. 44

Figura 31. Cubrimiento de pimiento morrón con la mezcla de sustrato……….. 44

Figura 32. Brote de plántulas de pimiento morrón……………………………….. 45

Figura 33. Plántulas de pimiento morrón antes de trasplante………………….. 45

Figura 34. Aplicación de una mezcla de fungicidas para prevenir

enfermedades en raíces……………………………………………….. 46

Figura 35. Trasplante de plántula de chile pimiento morrón a suelo…………… 46

XII

Figura 36. Planta de pimiento morrón trasplantada a los 49 dds………………. 46

Figura 37. Inoculación de la planta de pimiento morrón con la cepa

bacteriana P. putida….…………………………………………………. 47

Figura 38. Eliminación de maleza presente en las camas de siembra……….... 48

Figura 39. Aplicación de insecticida, fungicida y extractos orgánicos para el

control de plagas y enfermedades……………………………………. 49

Figura 40. Trampas adhesivas de color amarillo para el monitoreo y control

de mosquita blanca.…………………………………………………….. 49

Figura 41. Poda de tipo holandesa en chile pimiento morrón.………………….. 50

Figura 42. Colocación de guías tutores de rafia en doble ramificación de las

plantas de pimiento morrón …………………………………………………….... 50

Figura 43. Cosecha manual de los frutos pimiento morrón…………………….. 51

Figura 44. Frutos de pimiento morrón cosechados con maduración fisiológica

en color rojo…………………………………………………………….. 51

Figura 45. Esquema del diseño experimental……………………………………. 52

Figura 46. Cuantificación de la variable altura de planta mediante un

flexómetro……………………………………………………………….. 52

Figura 47. Cuantificación del diámetro de tallo mediante un vernier……………... 53

Figura 48. Cuantificación de las variables peso fresco de tallo, follaje y raíz

por medio de una balanza digital……………………………………… 53

Figura 49. Muestra de plantas frescas puestas a secar en una estufa de

secado…………………………………………………………………… 54

Figura 50. Cuantificación de las variables peso seco de tallo, follaje y raíz

mediante una balanza granataria……………………………………54

XIII

Figura 51. Cuantificación de la variable peso fresco del fruto mediante una

balanza granataria ……………………………………………………… 55

Figura 52. Cuantificación de la variable diámetro del fruto mediante un vernier

digital…………………………………………………………………….. 55

Figura 53. Cuantificación de grados Brix por medio de refractómetro………... 56

Figura 54. Cuantificación de rendimiento total de frutos por medio de una

báscula tipo reloj ……………………………………………………….. 56

Figura 55. Determinación de altura de planta de pimiento morrón var.

“California Wonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. …... 57

Figura 56. Determinación de diámetro de tallo de plantas de pimiento morrón

var. “California Wonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida.. 58

Figura 57. Peso fresco de tallo y follaje de plantas de pimiento morrón var.

“California Wonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida…….. 59

Figura 58. Peso fresco de raiz de la planta de pimiento morron var.


Figura 59. Determinación de peso fresco de planta de pimiento morron var.


Figura 60. Peso seco de tallo y follaje de plantas de pimiento morron var.

“California Wonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida……. 62

Figura 61. Determinación de peso seco de raiz de la planta de pimiento

morron var. “California Wonder” biofertilizadas con rizobacterias P.

putida. …………………………………………………………………… 63

Figura 62. Peso seco de planta de pimiento morron var. “California Wonder”

biofertilizadas con rizobacterias P. putida. …………………………... 64

Figura 63. Determinación de diametro de fruto de la planta de pimiento

morron var. “California Wonder” biofertilizadas con rizobacterias P.

putida.. ……………………………………………………………….. 65

XIV

Figura 64. Peso fresco de fruto de pimiento morron var. “California Wonder”

obtenido de la planta biofertilizada con rizobacterias P. putida. …. 66

Figura 65. Concentracion de azucares en fruto pimiento morron var.

“California Wonder” obtenido de las plantas biofertilizadas con

rizobacterias P. putida………………………………………………….. 67

Figura 66. Determinación de rendimiernto total de fruto de la planta de

pimiento morrón var. “California Wonder” biofertilizadas con

rizobacterias P. putida. ………………………………………………… 68

XV

Biofertilización de plantas de pimiento morrón (Capsicum annuum L.) conrizobacterias del género Pseudomonas en invernadero

RESUMEN

La inoculación con rizobacterias promotoras del crecimiento vegetal (PGPR), y el control

biológico de prácticas agrícolas favorecen la producción, la sanidad vegetal y reducen el

uso de agroquímicos, son alternativas viables que pueden ser empleadas para la

solución de algunos problemas de la agricultura. Ciertas producciones agrícolas son

mayoritariamente a campo abierto, con altos costos, incidencia constante de plagas y

enfermedades, así como uso excesivo de fertilizantes químicos. Se evaluó el vigor y

rendimiento de plantas de pimiento morrón (Capsicum annuum L.) inoculadas con

rizobacterias del género Pseudomonas putida, en invernadero. Las plantas de pimiento

morrón de la variedad “California Wonder” se inocularon de forma individual y combinada

con las cepas rizobacterianas FCA-56 y FCA-8 de P. putida, inoculadas en el sistema

radical de la planta. Los tratamiento evaluados se distribuyeron en un diseño experimental

completamente al azar conformado por 4 tratamientos, con 4 repeticiones y 10 plantas por

repetición, los tratamientos llevaron una fertilización química al 75%. La biofertilización de

las plantas promovió el crecimiento de pimiento morrón. Además impactó favorablemente

en el rendimiento de producción, área foliar y en la calidad del fruto. Los resultado

obtenidos indican que el tratamiento inoculado con la cepa bacteriana FCA-56 mostró los

mejores resultados para el patrón en variables: altura, diámetro, peso fresco y peso seco

de la planta, y en el fruto su diámetro y peso fresco. Lo que demuestra que el

aprovechamiento de agentes biofertilizantes como rizobacterias del género Pseudomonas

representan una alternativa sustentable que promueve el crecimiento, desarrollo y

sanidad de las plantas, logrando así coadyuvar en la disminución del uso de productos

químicos como plaguicidas y fertilizantes químicos, sin afectar el vigor de las plantas.

Palabras claves: Inoculación, vigor, rendimiento, fertilización química, biofertilizante.

1

I. INTRODUCCIÓN

La producción de chile en México ocupa el segundo lugar a nivel mundial con

1, 941,560 t, siendo China el mayor productor con un volumen de 14, 520,301 t, seguidos por

Turquía, Indonesia, España, E.U.A., Egipto, Nigeria, entre otros (FAO, 2009). En México se

cultivan alrededor de 170 000 ha de chiles al año (Pozo et al., 2009 citado por Ramírez, 2005),

distribuidas en diferentes condiciones agroecológicas, desde el nivel del mar hasta los 2500

m.s.n.m. (Laborde y Pozo, 1984). A nivel nacional Sinaloa ocupa el primer lugar en producción

de chile, seguido por Baja California Sur, San Luis Potosí, Nayarit, Puebla y Veracruz. El estado

de Veracruz tiene una producción de 28,643 t en una superficie sembrada de 5,389 ha

(A.E.P.A., 2010).

México es centro de origen, diversidad y domesticación del chile (Capsicum spp.), con gran

variabilidad genética aun no explorada. De acuerdo con el IPGRI, 1983 (El Instituto

Internacional de Recursos Fitogenéticos), el género Capsicum cuanta con unas 22 especies

silvestres y 5 especies domesticadas (C, annuum, C. fructescens, C. pubescens, C. pendulum y

C. sirvensis). De ellas, C. annuum es la especie de mayor importancia económica en México y

en el mundo (Ibar y Juscafresa, 1997). Siendo el pimiento morrón una variedad muy importante

de esta especie, que se caracteriza por ser un chile de sabor dulce y por sus colores peculiares

de maduración como es el rojo, verde, naranja y amarillo. Tiene una gran demanda en el

mercado internacional por su uso gastronómico. Es un cultivo que requiere de una temperatura

media de 20° C, una humedad no tan alta, gran cantidad de luz y se puede cultivar en cualquier

tipo de suelo que tenga un buen drenaje, con presencia de arenas y materia orgánica (Nuez et

al., 2003).

En los últimos años la producción anticipada y totalmente fuera de estación en los cultivos

hortícolas, ha llevado a la aplicación de sistemas que confieran protección para cada cultivo

producido en campo abierto. Existe una diversidad de instalaciones de acuerdo a sus

características y complejidad de cada estructura, distinguiéndose en estas los túneles,

cajoneras o semilleros, e invernaderos, teniendo diferentes capacidades de control del ambiente

(Matallana y Montero, 1995).

2

Actualmente los agroecosistemas con manejos convencionales, el laboreo indiscriminado y el

uso de agroquímicos han ocasionado un empobrecimiento de las propiedades físicas y

químicas del suelo, el desarrollo de resistencia a plaguicidas con rápida multiplicación de

organismos plagas y graves pérdidas de la diversidad biológica (Toledo et al., 1991; Torres y

Trápaga, 1997).

Y es precisamente ahí donde el uso microorganismos como hongos micorrizógenos,

rizobacterias, actinomicetos, entre otros, han llegado a ocupar un lugar privilegiado (Álvarez y

Ferrera-Cerrato, 1994), pues el uso en gran escala de estos microorganismos traería grandes

beneficios al incorporarlos a nuestros sistemas de producción agrícola, puesto que son más

baratos que los agroquímicos, tienen efectos positivos en las plantas y no ejercen un impacto

ecológico perjudicial (Hernández et al., 2002). Es por ello que existe un gran interés por el uso

de biofertilizantes que permitan el incremento de la potencialidad de producción en los cultivos,

siendo uno de ellos las rizobacterias promotoras del crecimiento de las plantas, que además de

nutrirlas por un proceso natural, son regeneradoras del suelo, teniendo un uso práctico en su

aplicación y manejo. De tal forma que estas bacterias han sido aplicadas a semillas, tubérculos

o raíces, y al ser capaces de colonizar las raíces, estimulan el crecimiento y rendimiento de los

cultivos, mediante la producción de hormonas vegetales, fijación de nitrógeno atmosférico,

promoción de la disponibilidad de nutrimentos minerales y la supresión de organismos

patógenos vía antibióticos o por competencia de nutrientes (Azcón et al., 1991).

Las aplicaciones de estos microorganismos en una especie tan importante como lo es el chile,

pueden traer beneficios significativos tales como: mayor crecimiento, mayor resistencia a

patógenos, mayor vigor, los cuales se verían reflejados en una mayor producción y mejor

calidad, así como una menor pérdida económica para a el agricultor.

De acuerdo con los antecedentes expuestos, el aprovechamiento de los microorganismos

benéficos como lo son las rizobacterias representa para el esquema de la agricultura protegida

sustentable y prácticas agrícolas en general, un potencial ecológicamente viable, que permite

disminuir el uso de fertilizantes y plaguicidas. Por lo cual en el presente trabajo de investigación

se determinó el efecto de la inoculación individual y combinada con dos cepas rizobacterianas

de Pseudomonas putida como biofertilizantes, en un sistema de producción en invernadero

para mejorar el vigor y calidad de pimiento morrón (Capsicum annuum L.) de la variedad

“California Wonder”.

3

1.1. Objetivo generalEvaluar el vigor y rendimiento por plantas de pimiento morrón (Capsicum annuum L.) inoculadas

con rizobacterias (Pseudomonas: putida), en invernadero.

1.2. Objetivos específicosCuantificar el crecimiento y producción de plantas de pimiento morrón inoculadas con las cepas

FCA-8 y FCA-56 de Pseudomonas putida.

Determinar el potencial de las cepas FCA-8 y FCA-56 de Pseudomonas putida como

promotoras del crecimiento y producción en plantas de pimiento morrón mantenidas con un

nivel de fertilización química al 75%.

1.3. HipótesisLa biofertilización de plantas de pimiento morrón con rizobacterias P. putida mejorarán el vigor y

rendimiento en invernadero, producidas con 25 % menos de fertilizante químico.

4

II. REVISIÓN DE LITERATURA

2.1. Importancia del género Capsicum annuum L.El género Capsicum, proviene del náhuatl “Chilli”, su uso principal fue como saborizante,

excitante del apetito. Hoy en día el chile sigue siendo un producto esencial en la gastronomía

nacional, además de que se utiliza en otros campos como la medicina, en la industria de los

cosméticos, en la fabricación de fármacos, ritos y ceremonias. En los últimos años, el 60% de

los chiles poblanos utilizados para elaborar los chiles en nogada han sido importados de China,

el mayor productor de Capsicum en el mundo.El cultivo de pimiento Capsicum ha sido cultivado

en Centro y Sudamérica mucho antes de la llegada de Cristóbal Colón, específicamente en

Perú y Bolivia (Vela, 2009).

En los tiempos prehispánicos era una importante fuente de alimento y tributo, el chile ha

conservado su importancia hasta hoy en día proporcionando variedad y sabor a la dieta básica

alimenticia. El chile después del tomate y la papa es la solanácea más importante. El aumento

en la calidad de chiles producidos en el mundo ha sido el resultado del incremento en

productividad de esta hortaliza y de la mayor superficie destinada al cultivo de la misma, y es un

indicador de que el chile tiene cada vez mayor aceptación entre los consumidores de este

producto y sus derivados (Vela, 2009).

A nivel mundial dentro de los países productores de chiles se encuentra en primer lugar China

con una producción de 14, 520,301 t, y en segundo lugar México con una producción de

1, 941,560 t, seguido de Turquía, Indonesia, España, E.U.A., Egipto, Nigeria, entre otros (FAO,

2009).

En el 2009 México cultivó alrededor de 170,000 ha de chiles al año (Pozo et al., 2009 citado por

Ramírez, 2005), teniendo una producción de 1, 941,560 t (FAO, 2009).

Respecto a la producción en el estado de Veracruz se obtuvieron 28,643 t en una superficie

sembrada de 5,389 ha, cosechando 4,645 ha con un valor de producción de $263,370

(A.E.P.A., 2010). Teniendo como principales productores de chile verde, 14 de sus municipios

(Cuadro 1).

5

Cuadro 1. Municipios productores de chile verde en el Estado de Veracruz.

Chile verdeSuperficiesembrada (ha)

Playa VicenteUxpanapaCatemacoCazones de HerreraPapantlaJuan Rodríguez ClaraTantoyucaPuente NacionalTlalixcoyanActopanAlto Lucero deGutiérrez BarriosJosé AzuetaIsla

912

320

200

260

290

490

175

337

154

147

104

250

200

Fuente:( www.oeidrusveracruz.gob.mx).

2.2. Origen y domesticación del chile pimiento morrónEl pimiento es originario de la zona de Bolivia y Perú, donde además de Capsicum annuum L.

se cultivan al menos otras cuatro especies. Fue llevado al Viejo Mundo por Colón en su primer

viaje (1493). En el siglo XVI ya se había difundido su cultivo en España, desde donde se

distribuyo al resto de Europa y del mundo con la colaboración de los portugueses. Su

introducción en ese continente supuso un avance culinario, ya que vino a complementar e

incluso sustituir a otro condimento muy empleado como era la pimienta negra (Piper nigrum L.),

de gran importancia comercial entre Oriente y Occidente (www.infoagro.com).

El género Capsicum fue domesticado al menos dos veces, un tipo Capsicum annuum en México

y un tipo Capsicum chínense en la Amazonía. En Mesoamérica, y más concretamente en

México, el inicio de la domesticación de plantas esta registrado arqueológicamente en las

cuevas de Ocampo de la sierra de Tamaulipas, yacimientos del Valle de Tehuacán de Puebla, y

en la cueva Guila Naquitz de Oaxaca. Se constata ya aquí el cultivo de calabazas, chile y

6

amaranto. Los restos más antiguos de chile se han encontrado en Tehuacán, fechados entre

6500-5500 a.C. El chile es, por tanto, también una de las primeras plantas domesticadas en

Mesoamérica (Ibar y Juscafresa, 1997).

La domesticación condujo a modificar la planta y, especialmente, los frutos. El hombre

seleccionó y conservó una amplia diversidad de tipos por el color, tamaño, forma e intensidad

del sabor picante. Los tipos dulces también fueron conocidos precozmente (Nuez et al., 2003).

2.2.1. El cultivo de chile pimiento morrón en México

México es centro de origen, diversidad y domesticación del chile (Capsicum spp), con gran

variabilidad genética aun no explorada. De acuerdo con el IPGRI (1983), el género Capsicum

cuanta con unas 22 especies silvestres y 5 especies domesticas (Capsicum annuum,

Capsicum fructescens, Capsicum pubescens, Capsicum pendulum y Capsicum sirvensis), se

cultivan y/o comercializan en México. De ellas, Capsicum annuum es la especie de mayor

importancia económica en México y en el mundo.

En México se cultivan alrededor de 170,000 ha de chiles al año (Pozo et al., 1991) distribuidas

en diferentes condiciones agroecológicas, desde el nivel del mar en las costas del golfo de

México y del Pacífico, hasta los 2500 m.s.n.m. en la Mesa Central (Laborde y Pozo, 1984).

La superficie cosechada, volumen producido y el rendimiento promedio de chile han ido en

constante aumento durante los últimos 10 años. Siendo que para el año 2010 México tuvo una

producción de 2, 335,560 t, en una superficie sembrada de 148,759 ha (A. E. P.A., 2010).

2.3. Descripción botánica

2.3.1. MorfologíaEl pimiento se cultiva como planta herbácea anual, aunque puede rebrotar y producir frutos en

el segundo año de su siembra o plantación y es perenne en su estado silvestre. Con ciclo de

cultivo anual presenta un porte variable entre los 50 cm (en determinadas variables de cultivo al

aire libre) y más de 2 m en gran parte de los híbridos que se cultivan en invernadero (Villalobos,

1993).

7

Su aspecto es lampiño, de tallos erguidos y de crecimiento limitado, con altura y forma de

desarrollo muy variables en función del cultivar y de las condiciones de cultivo. Las hojas

enteras o bien con un largo peciolo o bien casi sésiles, tienen una forma entre lanceolada y

ovalada, con el borde entero o ligeramente sinuado en la base (Figura 1). Las flores suelen

nacer solitarias en cada nudo, con el pedúnculo torcido hacia abajo en la antesis. El cáliz, de

una sola pieza, está formado por sépalos verdes que persisten y se endurecen hasta madurar el

fruto. La corola es usualmente blanca lechosa, con la base de los pétalos formando un tubo

muy corto. El fruto es una baya hueca con la superficie lisa y brillante, de color; amarillo,

anaranjado, verde o rojo, y forma muy variable, y característicos del cultivar. En el interior de la

baya discurren 2 ó 4 tabiques incompletos a lo largo de la pared del fruto, uniéndose solo en la

base sobre la placenta, en esta región se insertan las semillas, aplastadas normalmente de 4 a

5 mm de diámetro, de color blanco amarillento (Nuez et al., 2003).

Figura 1. Planta de pimiento morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).

2.3.2. Sistema radicularEn el pimiento consta de una raíz axonomorfa (raíz principal gruesa), de la que se ramifica un

conjunto de raíces laterales. La ramificación adopta al principio una forma de punta de flecha

triangular, con el ápice en el extremo del eje de crecimiento (Figura 2). Posteriormente se forma

una densa borla de raíces. El ápice de la raíces profundiza en el suelo hasta 30-60 cm, aunque

la distribución no es uniforme, con una mayor densidad en la parte superficial (Nuez et al.,

2003).

7



















2003).

7



















2003).

8

Figura 2. Raíz axonomorfa del pimiento morrón (www.eweb.unex.es).

El sistema radicular es pivotante y profundo (dependiendo de la profundidad y textura del

suelo), con numerosas raíces adventicias que horizontalmente pueden alcanzar una longitud

comprimida entre 50 cm y 1 m (www.infoagro.com).

El peso del sistema radical es solo de un 7 a un 17% del peso total de la planta, en función del

tipo varietal y de las condiciones del cultivo. En la plantas de pimiento jóvenes la proporción

relativa del sistema radical respecto a la biomasa total es mayor que en las adultas (Somos,

1984).

2.3.3. Tallo principal y ramasEn el desarrollo de los órganos y tejidos del pimiento pueden distinguirse tres fases: desarrollo

de la plántula hasta la primera ramificación, fase de rápido desarrollo de brotes y formación de

flores, fase de lento crecimiento y desarrollo de frutos (Nuez et al., 2003).

De crecimiento limitado y erecto. A partir de cierta altura se bifurcan los tallos emitiendo 2 o 3

ramificaciones dependiendo la variedad, (Figura 3) y continua ramificándose de forma

dicotómica hasta el final de su ciclo, por su parte, los tallos secundario se bifurcan después de

brotar varias hojas, y así sucesivamente (Infoagro, 2011).

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1984).








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1984).








9

Figura 3. Tallos en forma de cruz con 2 ramificaciones (Fotografía tomada por Grajales, F.,

2011).

De acuerdo a lo mencionado por Nuez et al., en el 2003, el tallo principal se desarrolla a partir

de la plúmula del embrión. Esta consta de un eje, el epícotilo, y presenta en el extremo superior

una región de intensa división celular, el meristemo apical. En esta región empiezan a

desarrollarse los primordios foliares. Por debajo del meristemo apical, desde el exterior hacia el

interior se encuentran, como en otras dicotiledóneas, la epidermis, el cortex caulinar y el cilindro

vascular

El tallo del pimiento desarrolla una gran masa de tejido secundario. El floema forma una

delgada banda continua, mientras que el xilema puede alcanzar un espesor de 0,5 cm o incluso

más. Este contiene mayor proporción de fibras que el xilema primario y no forma una banda

continua, sino que está atravesado por radios medulares. Hacia el centro del tallo el floema

interxilar forma un anillo discontinuo.

2.3.4. HojaLas hojas son ovaladas, lanceoladas, más o menos alargadas y acuminadas, enteras, de color

verde oscuro, de bordes enteros u ovalados y de peciolo corto (Ibar y Juscafresa ,1997).

Presenta un ápice muy pronunciado (acuminado) y poco aparente. El haz es glabro (liso y

suave al tacto) de color verde más o menos intenso (dependiendo de la variedad) y brillante. El

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2011).






vascular










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2011).






vascular










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nervio principal parte de la base de la hoja, como una prolongación de pecíolo, del mismo modo

que las nerviaciones secundarias que son pronunciadas y llegan casi al borde de la hoja

(Figura 4). La inserción de las hojas en el tallo tienen lugar de forma alterna y su tamaño es

variable en función de la variedad, existiendo cierta correlación entre el tamaño de la hoja adulta

y el peso medio del fruto (www.infoagro.com).

Figura 4. Hojas ovaladas y alargadas de una planta de pimiento morrón (Fotografía tomada por

Grajales, F., 2011).

El pimiento tiene hojas simples, formadas por el peciolo largo, que une la hoja con el tallo y la

lamina foliar o limbo. Ésta es de borde entero o apenas sinuado en la base. Los tejidos del

peciolo son semejantes a los del tallo. También las láminas foliares los mismos tejidos: el

dérmico, el vascular y el parenquimático (Nuez et al., 2003).

La función principal de la hoja es realizar la fotosíntesis, proceso mediante el cual la planta

capta energía de la luz solar y la transforma en energía química almacenada en los

carbohidratos. El pimiento pertenece al grupo de plantas que tiene un ciclo C3 en la fijación

metabólica del carbono (Zapata et al., 1991).

2.3.5. FlorLas flores aparecen solitarias en cada nudo del tallo, con inserción en las axilas de las hojas.

Son pequeñas y constan de una corola blanca (Figura 5). La polinización es autógama, aunque

puede presentarse un porcentaje de alogamia que no supera el 10% (www.infoagro.com).

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10



















11

Figura 5. Flor hermafrodita del pimiento morrón (http://piruletadcereza.blogspot.mx)

Las flores en el pimiento son hermafroditas, es decir en la misma flor se producen gametos

masculinos y femeninos. En las formas domesticadas de C. annuum las flores aparecen

solitarias en cada nudo. Normalmente una planta puede producir varios cientos de flores (Ibar y

Juscafresa, 1997).

Las flores están unidas al tallo por un pedúnculo o pedicelo de 10 a 20 mm de longitud, con 5 a

8 costillas. Cada flor está constituida por un eje receptáculo y apéndices foliares que

constituyen las partes florales. Tales como: cáliz, constituido por 5-8 sépalos, corola formada

por 5-8 pétalos, androceo por 5-8 estambres y gineceo por 2-4 carpelos. Esta estructura se

representa de manera abreviada por la formula floral típica de la familia Solanaceae (Nuez et

al., 2003).

2.3.6. FrutoLos frutos son bayas huecas y voluminosas semicartilaginosa y deprimida, de tamaño y forma

diferente según la variedad. Cada baya está constituida por un pericarpio grueso y jugoso con

un tejido placentario al que se une las semillas. En las formas comerciales su peso oscila entre

50-500 g con tamaño entre 5 y 20 cm de longitud y de 2 a 10 cm de diámetro. Están formados

por dos o tres carpelos, separados por tabiques incompletos que discurren a lo largo de la

pared del fruto y que, al no llegar al centro, hacen que el pimiento tenga una sola cavidad en su

interior (Ibar y Juscafresa, 1997; www.infoagro.com).

A lo largo de los tabiques, incompletos, carnosos y amarillentos, se insertan numerosas

semillas. La pared de fruto (el pericarpio), es decir; la parte consistente, no suele tener más de

5-7 mm de grosor. Se conocen más de cincuenta variedades o razas que, prácticamente, se

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Juscafresa, 1997).






al., 2003).











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Juscafresa, 1997).






al., 2003).











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pueden incluir en dos grandes grupos: dulces y picantes y, a su vez, subdivididos en otros

secundarios según la forma y tamaño del fruto (Ibar y Juscafresa, 1997; www.infoagro.com).

El cuerpo del fruto presenta una superficie suave, frecuentemente asurcada y con depresiones

o rugosidad transversal. La sección transversal puede se circular o poligonal. La sección

longitudinal presenta una gran variedad de formas, desde rectangulares, triangulares o

circulares a espirales e irregulares (Nuez et al., 2003).

En los frutos inmaduros, se puede observar considerables diferencias de color, desde colores

pálidos (blanco-amarillo, verde, claro amarillento) hasta colores oscuros (verde oscuro-

amarillento, verde, verde-azulado, verde-marrón). En el estado completamente maduro se

distinguen dos grupos principales: amarillo y rojos (Figura 6). En ciertas variedades también se

dan frutos de un intenso color violeta-marrón. En todos los casos, se encuentra una amplia

gama de tonalidades (Nuez et al., 2003; Ibar y Juscafresa, 1997).

Figura 6. Frutos fisiológicamente maduros en color verde y rojo (Fotografía tomada por


2.3.7. SemillaLa semilla del pimiento tiene forma aplastada hemidiscoidal, presenta el hilo, cicatriz que queda

en la zona del funículo al madurar y separarse la semilla de la placenta (Figura 7). La superficie

es relativamente lisa, sin aspectos pubescente. La mayoría de las semillas se sitúan en la

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región de la placenta central (Corazón). La mayoría de las especies cultivadas de Capsicum

tienen semillas de color amarillento, a excepción de las de C. pubescens que son muy oscuras

(Nuez et al., 2003).

Figura 7. Semillas de color amarillento extraídas de propio pimiento morrón

(www.infojardin.com).

2.4. El género CapsicumA finales del siglo XIX Nuez et al., en el 2003 afirma que habían sido descritas más de 90

especies dentro del género Capsicum. El gran número de especies fue debido al hecho de que

las descripciones estaban basadas fundamentalmente en especímenes de herbario, abundando

las descripciones de nuevas especies basadas exclusivamente en un sólo ejemplar herborizado

En tiempos más modernos hay que resaltar el trabajo de Hunziker, el cual en 1956 realizó la

que posiblemente sea la mejor sinopsis hecha del género. Hunziker considera que el género

está dividido en tres secciones, Tubocapsicum y Pseudoacnistus, con una sola especie cada

una, y Capsicum, que incluye 24 especies. Un análisis posterior considerando nuevos

descubrimientos sugiere que la sección Capsicum incluiría 22 especies silvestres y 3

variedades, así como 5 especies domesticas y 4 variedades relacionadas con estos taxones.

El género Capsicum comprende cinco especies utilizadas por el hombre, de las cuales las más

conocidas es la Capsicum annuum. De ella existen numerosas variedades y formas clónales y

comprende todos los tipos de pimiento, tanto dulces como picantes, cultivados en el mundo.

Las especies Capsicum fructescens, Capsicum pubescens, Capsicum pendulum y Capsicum

sirvensis son consideradas como exóticas. Se cultivan en diversos lugares del mundo,

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principalmente en América del Sur donde son conocidas por los nombres de ají y chile (Nuez et

al., 2003).

2.4.1. Generalidades de la especie C. fructescensEs llamado pimiento de Cayena, pimiento del Caribe, ají o pimiento de las Indias. Es originario

de Perú. Actualmente se cultiva en Estados Unidos, México, Antillas, centro y Sudamérica, para

su uso en la preparación de “salsa tabasco”; y en la India, Java y archipiélagos malayos se

emplea para preparar la salsa conocida por “cary, carry o curry”. También se cultiva en el África

Central (Senegal, Guinea, Madagascar, etc.). Para desarrollarse requiere más calor que el

Capsicum annuum, por lo que no se cultiva en los países templados (Nuez et al., 2003).

C. fructescens se caracteriza por ser un arbusto de hasta 1 metro de altura, vivaz de tallos y

hojas lampiños, flores blancas con anteras de color violeta. Produce frutos pequeños pimientos

de 1-3 cm de longitud y grosor sobre la base de 4-6 mm. Son alargados, algo hinchados en la

base, de un intenso color rojo y con semillas circulares, pequeñas y de color claro. Los frutos

presentan un sabor picante. Ejemplos de algunas variedades la especie Capsicum frutescens:

Tabasco, Malagueta (Dewitt y Bosland, 1996).

2.4.2. Generalidades de la especie C. pubescensPropio de las tierras altas de América del sur, donde está localizado su cultivo. Se trata de una

planta vivaz de un 1 m de altura con tallo y hojas pubescentes, flores con pétalos purpura cuyos

frutos son pequeños de sabor picante con semillas de color rojo.

Ejemplo una variedad la especie Capsicum pubescens: Rocoto (Nuez et al., 2003; Dewitt y

Bosland, 1996).

2.4.3. Generalidades de la especie C. pendulumEsta especie se encuentra localizada en Perú, Bolivia y Brasil. Se caracteriza por ser una planta

vivaz, lampiña, con flores de pétalos blancos y anteras amarillas. También produce pequeños

pimientos picantes, que se conocen con el nombre genérico de “chile” (Nuez et al., 2003).

2.4.4. Generalidades de la especie C. sirvensisSe cultiva principalmente en África y Asia. Se caracteriza por ser una planta lampiñada, vivaz

con flores reunidas en grupos de 3 a 5, de color blanco y anteras violetas. Son pequeños

pimientos picantes que se emplean también para obtener salsas (Nuez et al., 2003).

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2.4.5. Generalidades de la especie C. annuumComprende seis variedades de las cuales C. annuum var. grossum, C. annuum var. longum, C.

annuum var. acuminatum y C. annuum var. abveriatum, son productoras de los diversos y

numerosos tipos y clones de pimiento de consumo, tanto dulces como picantes; en contraste las

especies C. annuum var. cerasiforme y C. annuum var. fasciculatum presentan plantas con

frutos de tamaño pequeño y resistentes, debido a sus caracteristicas son comúnmente

empleadas en jardinería (Nuez et al., 2003).

Ejemplos de algunas variedades la especie Capsicum annuum: Pimiento Dulce (California o Bell

Pepper), Chile Serrano, Chile Jalapeño, Chile Ancho (Dewitt y Bosland, 1996).

A continuación se describen de forma general las características presentes en las variedades

pertenecientes a la especie C. annuum (Nuez et al., 2003).

a) C. annuum var. grossum

Plantas herbáceas de 60 cm de altura, poco ramificadas, con hojas grandes (7-12 mm) y

penduladas. Sus flores son de tamaño medio (12-20 mm) con el cáliz normalmente

abrazado a la base de los frutos. El fruto es de tamaño grande, puede ser erecto o

colgante. De coloración rojo, verde en la madurez y, cuando no están maduros, pueden

presentar diversas tonalidades de verde. La forma de los frutos es globosa-ovada,

suelen presentarse variaciones, desde largas y anchas hasta otras en las que la longitud

duplica a la anchura; la longitud puede sobrepasar los 12 cm. Los pimientos suelen ser

lobulados en el extremo opuesto al pedúnculo.

b) C. annuum var. longum

Plantas herbáceas de 70 cm de altura, poco ramificadas con hojas grandes de 10 cm de

longitud y 6 cm de anchura. Las flores son grandes con corola de color blanquecino de

20-30 mm de diámetro. Los frutos tienen el doble de longitud que de anchura, son de

forma prismática carnosos y de sabor dulce.

c) C. annuum var. acuminatum

Plantas de hasta 70 cm de altura y abundante follaje con flores medianas de 12-30 mm

de diámetro y cáliz abrazado al fruto; éste es largo, agudo, erecto o péndulo. La anchura

representa la décima parte de su longitud. Los pimientos son solitarios o en mazos de

dos o tres.

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d) C. annuum var. abveriatum

Plantas pequeñas con hojas ovaladas de 5-10 cm de longitud, cáliz sésil, corola grande

y abierta de 2-3 cm. El fruto es globoso-acorazonado, terminado en punta o ligeramente

alargado y de longitud superior a la anchura. La superficie es lisa asurcada y poco

rugosa.

f) C. annuum var. cerasiforme

Las plantas son pequeñas con hojas de 3-8 cm de forma ovalada u oblonga, corola

grande de 2 cm de diámetro. Los frutos son esféricos o ligeramente alargado (2-4 cm de

diámetro) liso o muy poco riguroso.

g) C. annuum var. fasciculatum

Tallos herbáceos y redondos con ramificaciones poco inmensas, hojas son de forma

lanceoladas elíptica, puntiagudas en ambos extremos. Frutos erectos de unos 7 cm de

longitud y 1 cm de grosor.

2.4.6. Pimientos dulcesVarían en su tamaño y forma pudiendo éstas variar desde los tipos aplanados (California) y

rectangulares (Lamuyo) hasta formas alargadas (Dulce Italiano). También presentan variación

en el color al momento de alcanzar su madurez. La cosecha se puede realizar en verde (estado

inmaduro) o en color rojo si se requiere consumir en su estado maduro. Actualmente existen

cultivares especiales que maduran en amarillo, naranja o púrpura (Dewitt y Bosland, 1996).

Entre las variedades que se encuentran agrupadas como con “pimiento dulce”, a continuación

se menciona algunas:

- De frutos más o menos alargados: Cornicabra, Marconi, Dulce Italiano.

- De fruto grueso y de sección redondeada, triangular o cuadrangular: Dulce grueso de

España, Morrón, California Wonder y los híbridos Lamuyo, Gedeón, Argos, Toledo,

Esterel, Bruyo, Pacific, etc. (Moroto, 1990).

2.4.7. Clasificación taxonómicaEl pimiento pertenece a la familia de Solanácea que incluye al tomate, papa y berenjena. Hay

cinco especies domesticadas de Capsicum (Dewitt y Bosland, 1996). Los pimientos morrón se

clasifican como:

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Se clasifica como:

Clase: Angiosperma Subclase: Dicotiledónea Súper orden: Simpetala Orden: Tubifloral Familia: Solanaceae Género: Capsicum Especie: annuum L.

2.5. Requerimientos del cultivo del pimiento morrón (Capsicum annuum L.)El pimiento se cultiva como planta herbácea anual, aunque puede rebrotar y producir frutos en

el segundo año de su siembra o plantación; en estado silvestre presenta habito perenne

(Villalobos, 1993).

El cultivo anual del pimiento morrón al aire libre se realiza desde los trópicos hasta

aproximadamente los 50° latitud N. El cultivo al aire libre, se prolonga desde la primavera hasta

la llegada de los primeros fríos, con recolecciones en verano y en cuanto a cultivo protegido, los

ciclos productivos se dan prácticamente todo el año (Moreno et al., 2004).

2.5.1. Temperatura y humedad relativaLa humedad relativa óptima se encuentra entre 50% y 70 %. En condiciones de baja humedad

relativa y temperatura muy elevada se produce la caída de flores como consecuencia de una

transpiración excesiva, debido a altas temperaturas de día, y de noche con pocas diferencias

entre ellas, bajo niveles de luz, estrés hídrico, crecimiento rápido del fruto o incidencia de plagas

y enfermedades. El cuajado de las primeras flores es la fase más crítica del cultivo. Solo

después del cuajado de los primeros frutos la planta tiende a equilibrar la vegetación y la

fructificación. Por lo tanto es conveniente no incorporar ningún abono nitrogenado hasta

después del primer cuajado (Moreno et al., 2004).

El pimiento es un cultivo de estación cálida y comparado con otras especies de solanáceas

necesita de temperaturas más altas que el tomate, y más bajas que la berenjena (IFA, 2006).

Las plantas de pimiento sometidas a temperaturas por debajo de 8-10° C, suelen no presentar

crecimiento vegetativo, lo que puede provocar endurecimiento y patrones que a su vez, pueden

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ocasionar un exceso de cuajado de frutos pequeños y de mala calidad. En contraste

temperaturas altas pueden mermar la calidad del fruto por perdida de tamaño y color más

deficiente, siendo también mayor la incidencia de la necrosis apical (Gil, 1992).

En el cuadro 2 se mencionan las temperaturas óptimas para cada etapa fenológica del cultivo.

Cuadro 2. Temperaturas requeridas para plantas de pimiento morrón durante sus diferentes

etapas fenológicas.

Fases de desarrollo Temperatura

Se hiela la planta

Detiene su crecimiento

1° C

8-10° C

GERMINACIÓN

Temperatura Mínima

Temperatura Óptima

Temperatura Máxima

7° C

19-28° C

40° C

DESARROLLO DEFICIENTE

Óptima Día

Óptima Noche

Máx. Y Mín.

20-25° C

16-18° C

15-31° C

FRUTOS PARTENOCÁRPIOS

(Temperatura de noche)

Oscilación máxima (Temperatura

día- Temperatura noche) para evitar

la caída de frutos pequeños

Fructificación y floración

Máx.

Mín.

Óptima. Día

Óptima noche

8° C

10-12° C

35° C

18° C

26-28° C

18-20° C

(Gil, 1992).

El correcto manejo de los factores climáticos, dentro de los cuales cabe destacar, temperatura

diurna y temperatura nocturna, humedad relativa y radiación luminosa son aspectos

fundamentales a considerar en un adecuado desarrollo vegetativo y generativo del cultivo del

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pimiento. Conocer sus valores óptimos y críticos además de sus relaciones facilitará un

apropiado manejo del cultivo (Zapata et al., 1991).

2.5.2. LuzLas plantas absorben radiación en sus celdas de clorofila de una longitud de onda que va desde

400-700 nm y lo usan como energía para la fotosíntesis (para transformar CO2 en azúcar). Esta

radiación es llamada RAF (Radiación Activa Fotosintética, expresado en J/s/m2). RAF

determina la cantidad de azúcar producida en las hojas durante la fotosíntesis. Mientras más

alta es la cantidad producida de azúcares, la planta puede soportar mayor carga de fruta, por lo

tanto, el rendimiento es mayor. RAF es responsable del 45-50 % de la radiación global (300-

1100 nm). Muchos sistemas de control computarizados en invernaderos usan mediciones de

radiación (Berrios et al, 2007).

El pimiento es una planta muy exigente en luminosidad, sobre todo en la etapa de floración

(Prieto et al., 2003). Si la intensidad de la radiación solar es demasiado alta, se pueden producir

frutos con presencia de rayas, quemaduras de los mismo, y coloración irregular a la madurez.

Un follaje abundante ayudará prevenir la quemadura del sol. La presencia de follaje abundante

y vigoroso ayudará a prevenir la los efectos de quemadura ocasionados por los rayos del sol.

Los niveles adecuados de potasio y calcio mantendrán turgente y fuerte a las células

provocando que estas sean más resistentes a la pérdida de agua y consecuentemente, también

a la quemadura del sol (Alpi y Tognoni, 2000).

El tiempo de desarrollo de las plantas de pimiento está influenciado directamente por el

fotoperiodo que por la intensidad de la luz. Variedades de día corto bajo un mismo régimen de

temperatura (25-35 °C) florecerán más temprano en condiciones de un fotoperiodo corto (por

ejemplo 10 horas) que bajo condiciones de un fotoperiodo largo (por ejemplo 16 horas)

(Bolaños, 2010).

2.5.3. SueloEl cultivo de pimiento morrón se adapta a numerosos tipos de suelo, siempre que estén bien

drenados, ya que es una planta muy sensible a la asfixia radicular. Por ello, los suelos

profundos, bien aireados, permeables y ricos en materia orgánica, son los que reúnen las

mejore cualidades para el óptimo crecimiento y desarrollo de las plantas (Davies et al., 2000 a).

20

Los suelos de consistencia media como los arenoso-limoso son ideales para el cultivo ya que

por presentar raíz pivotante profunda de hasta 70 cm requiere de suelos no compactos, ni

arcillosos para facilitar la penetración de la raíz. En suelos que retengan bastante la humedad

puede presentarse problemas en los cultivos con la consiguiente pérdida de plantas por asfixia

o por mayor desarrollo de enfermedades. Ya que el pimiento requiere abundante agua, es

preciso suministrarle copiosos riegos, pero procurando que el terreno no quede demasiado

mojado y se verifique un buen drenaje (Ibar y Juscafresa ,1997).

El pH ideal del suelo es de 6,0-6,5. A un pH > 6,5 los micronutrimentos metálicos fierro (Fe),

zinc (Zn), manganeso (Mn), cubre (Cu) boro (B) y fósforo (P) llegan a presentar una baja

disponibilidad para la absorción por parte de la planta. A un pH < 5,5 el fósforo (P) y molibdeno

(Mo) están menos disponibles para ser absorbidos por la planta. Es una planta exigente en

materia orgánica, agotando al suelo, por lo que, además de suministra dicha materia, es

conveniente no repetir la plantación hasta pasado de tres años (Ibar y Juscafresa ,1997).

2.5.4. AguaEl manejo apropiado del riego es esencial para asegurar un alto rendimiento y una alta calidad.

Al aire libre, el pimiento puede necesitar hasta 4.500 m3 ha-1 de agua, y en invernaderos hasta

8.000 m3 ha-1 (Berrios et al., 2007).

La fertirrigación diaria con cantidades pequeñas de nutrientes evitará el stress por sal

(salinidad) en la zona radicular o el agotamiento temprano de nutrientes (falta de nutrición),

como podría ser el caso si se llevaran aplicaciones semanales de fertilizantes (Fuentes, 2003).

La escasez de agua producirá un crecimiento reducido en general, y una absorción escasa de

calcio en particular, conduciendo al desequilibrio por deficiencia de calcio, mostrado en la fruta

necrosis apical. La floración es afectada negativamente ocasionando abscisión de flores (Katerji

et al., 1993). El estrés por falta de agua hasta las primeras etapas de crecimiento de la planta

reduce la cosecha en forma similar al estrés uniforme durante todo el ciclo del cultivo. El estrés

por escasez de agua afecta el crecimiento del pimiento, reduciendo el número de las hojas y el

área foliar, resultando en una menor transpiración (Abou - Hussein, 2006). La densidad de raíz

se reduce un 20 % bajo condiciones de estrés de escasez de agua, comparada con plantas

suficientemente regadas (De Lorenzi et al., 1993).

21

Por otro lado, el exceso de agua causará muerte de raíz debido a la condición anaeróbica que

presentará el suelo, también habrá retraso de la floración y desórdenes en la fructificación por

ejemplo partidura sobre la capa de cutícula del fruto (Berrios, 2007).

El agua de riego con un pH elevado generalmente contiene concentraciones considerables de

bicarbonatos y carbonatos, tanto de calcio como de magnesio. Se recomienda la acidificación

del agua para reducir el pH entre rangos de pH 5-6 antes que ésta llegue a la planta. Esta

cualidad mejorará la disponibilidad de ciertos nutrientes, tales como fosforo (P), fierro (Fe), zinc

(Zn), cobre (Cu), manganeso (Mn) y boro (B). Evitando la precipitación de sales insolubles que

podrían bloquear el sistema de riego particularmente el efectuado por goteo (Fuetes, 2003).

2.5.5. SalinidadLa salinidad, tanto del suelo como del agua de riego es un factor limitante para este cultivo,

considerando como moderadamente sensible (Ramírez, 2005).

Las plantas que crecen bajo condiciones salinas tropiezan con dos problemas: absorber el agua

del suelo con un potencial osmótico negativo y vivir con altas concentraciones de iones tóxicos

de sodio, carbonatos y cloruros. En condiciones salinas los iones de Na compiten con los de K,

por medio de un mecanismo de baja afinidad. Esto origina una deficiencia de este elemento

dentro de la planta, traduciéndose en un bajo número de frutos por planta. La presencia de Ca

es fundamental, sí hay suficiente Ca el sistema radicular prefiere al K, de manera que las

plantas aumentan sus niveles foliares de K y limitan el ingreso de Na (Salisbury y Cleon, 1994).

Medidas para evitar o reducir problemas de salinidad (Berrios, 2007):

Mejorar la capacidad de drenaje del suelo.

No usar fertilizantes granulados a la siembra.

Mejorar aguas de mala calidad, mezclándola con agua de buena calidad.

Seleccionar variedades tolerantes a la salinidad.

Usar una hilera simple de plantación con doble línea de riego por goteo.

Utilizar acolchado, mantillo o cubierta plástica.

Diseñar el sistema de riego con capacidad de sobre regar hasta un 35%.

22

2.5.6. Nutrición del pimiento morrónLa fertilización después del riego, es el principal factor limitante de la producción hortícola, y

tiene como objetivo fundamental la restitución al medio de cultivo de las cantidades de

nutrientes absorbidas por las plantas (Moreno et al., 2004).

El periodo de mayores necesidades de N, P y K se extienden desde aproximadamente diez días

después de la floración hasta justo antes de que el fruto comience a madurar. Las

concentraciones de N, P y K son mayores en las hojas, seguidas del fruto y del tallo. El orden

de estos dos últimos se invierte en los contenidos de Ca y Mg (Jiménez et al., 2001).

Los programas de fertirrigación, donde el agua de riego y los fertilizantes se aportan

conjuntamente, deben intentar restituir las cantidades extraídas por el cultivo en cada estado de

su desarrollo.

2.6. Valor nutricionalLa composición nutrimental puede variar ampliamente en productos hortícolas frescos, entre los

aspecto que influyen en el contenido nutrimental del fruto de pimiento están las características

genéticas, factores precosecha (fertilidad del suelo, temperaturas), madurez al corte y manejo

del producto después de la cosecha. La mayoría de las frutas y hortalizas juegan un papel

importante en la nutrición humana, especialmente como fuentes de vitaminas (C, A, B₆, tiamina,

niacina), minerales, fibra dietética y compuestos antioxidantes como los carotenoides

(Cuadro 3). En el pimiento morrón, se ha visto que los carotenoides totales aumentan cuando

los frutos son producidos en invernadero y que los frutos de color rojo contienen hasta un 50%

más azúcar que los chiles de color verde, así como también 10 veces más vitamina A. El

contenido de vitamina C o ácido ascórbico también es mayor en frutos de color rojo y amarillo

en comparación con los de color verde (Báez et al., 2005).

La coloración roja del pimiento se debe a la Capsantina, sustancia de naturaleza análoga a las

carotinas. Por otra parte, el sabor picante de los pimientos se debe a la Capsicina, una oleo-

resina que es soluble en alcohol y éter y que se encuentra en una proporción del 0.02% (Báez

et al., 2005).

23

Cuadro 3. Valor nutricional en 100 g de pimiento fresco.

Sustancias orgánicas Sales minerales Vitaminas

Calorías 25 cal/g

Agua 92.4 g

Proteínas 1.2 g

Grasas 0.2 g

Hidratos de carbono 5.7 g

Celulosa 1.4 g

Calcio 0.001 g

Fosforo 0.025 g

Hierro 0.0004 g

Sodio 0.0006 g

Potasio 0.170 g

Vitamina A 630 UI

Vitamina B1 0.00004 g

Vitamina B₂ 0.00007 g

Acido 0.0004 g

Vitamina C 0.120 g

(Ibar Y Juscafresa, 1997)

2.7. Grado de picorLos pimientos pueden ser clasificados por sus sabores en dulces o picantes (Berrios, 2007):

Pimiento dulce o bell pepper. El pimiento tipo bell pepper a veces es también llamado

pimiento “dulce” debido a su bajo nivel de capsaicina. La capsaicina es un alcaloide

presente en los frutos que produce una fuerte sensación de quemazón en el contacto

con los receptores del sentido en la lengua. El nivel de capsicina determina el picor o

agudeza del pimiento.

Pimiento picante o ají. Estos tipos de picantes a veces son llamados “chiles”. Nombre

genérico, dado a un rango de más de 200 variedades de pimientos picantes. Las formas

varían desde tamaños grandes tipo Anaheim o Anchos hasta tipos pequeños como

Jalapeños, Serranos o habaneros. Sus formas también son diversas desde los tipos

redondos hasta los alargados. El volumen de capsaicina también varía de medio a

extremadamente irritante.

La estructura genética, condiciones de crecimiento, la madurez al momento de la cosecha y

cualquier estrés que las plantas soporten, tiene un efecto directo sobre la pungencia. Muy poca

o mucha agua, temperaturas extremas, baja fertilidad de suelo u otras condiciones de estrés

pueden aumentar el volumen de la capsicina significativamente (Berrios, 2007).

24

2.8. Plagas y enfermedades de importancia económica en pimiento morrón

2.8.1. PlagasDe acuerdo al autor Nuez et al., 2003 y la pagina www.infoagro.com, clasifican las siguientes

plagas como las de mayor importancia económica en el cultivo de pimiento morrón, dando una

breve explicación de las principales características de cada una de ellas.

- Araña roja (Tetranychus urticae)

Se desarrolla en el envés de las hojas causando decoloraciones, manchas amarillentas que

pueden apreciarse en el haz como primeros síntomas (Figura 8). Con mayores poblaciones

se produce desecación o incluso defoliación. Los ataques más graves se producen en los

primeros estados fenológicos de la planta. Las temperaturas elevadas y la escasa humedad

relativa favorecen el desarrollo de la plaga. En leguminosas y sandía con niveles altos de

plaga pueden producirse daños en los frutos.

Figura 8. Daños causados por araña roja en la planta (Fotografía tomada por Grajales, F.,

2011).

- Araña blanca (Polyphagotarsonemus latus)

Esta plaga ataca principalmente al cultivo de pimiento, si bien se ha detectado ocasionalmente

en tomate, berenjena, leguminosas y pepino. Los primeros síntomas se aprecian como rizado

de los nervios en las hojas apicales y brotes, y curvaturas de las hojas más desarrolladas. En

ataques más avanzados se produce enanismo y una coloración verde intensa de las plantas.

Se distribuye por focos dentro del invernadero, aunque se dispersa rápidamente en épocas

calurosas y secas.

24













2011).







calurosas y secas.

24













2011).







calurosas y secas.

25

- Mosca blanca (Trialeurodes vaporariorum)

Las partes jóvenes de las plantas son colonizadas por los adultos, ubicando sus huevecillos en

el envés de las hojas. De éstas emergen las primeras larvas, que son móviles (Figura 9). Tras

fijarse en la planta pasan por tres estados larvarios y uno de pupa, éste último característico de

cada especie. Los daños directos (amarillamientos y debilitamiento de las plantas) son

ocasionados por larvas y adultos al alimentarse, absorbiendo la savia de las hojas. Los daños

indirectos son el manchando y depreciando los frutos y la dificultad del desarrollo normal de las

plantas. Ambos tipos de daños se convierten en importantes cuando los niveles de población

son altos. Otro daño indirecto es el que tiene lugar por la transmisión de virus. Trialeurodes

vaporariorun es transmisora del virus del amarillamiento en cucurbitáceas. Bemisia tabaci es

potencialmente transmisora de un mayor número de virus en cultivos hortícolas y en la

actualidad actúa como transmisora del virus del rizado amarillo de tomate (TYLCV), conocido

como “virus de la cuchara”.

Figura 9. Ubicación de la mosquita blanca en la planta chile (www.hydroenv.com.mx).

- Pulgón (Aphis gossypii)

Son las especies de pulgón (Figura 10) más comunes y abundantes en los invernaderos.

Presentan polimorfismo, con hembras aladas y ápteras de reproducción vivípara. Las formas

áptera del primero presentan sifones negros en el cuerpo verde o amarillento, mientras que las

de Myzus son completamente verdes (en ocasiones pardas o rosadas). Forman colonias y se

distribuyen en focos que se dispersan, principalmente en primavera y otoño, mediante las

hembras aladas.

25





















hembras aladas.

25





















hembras aladas.

26

Figura 10. Pulgón (http://plantas.facilisimo.com).

- Trips (Frankliniella occidentalis)

Los adultos colonizan los cultivos ubicando sus huevecillos dentro de los tejidos vegetales en

hojas, frutos y, preferentemente, en flores, donde se localizan los mayores niveles de población

de adultos y larvas nacidas de los huevecillos. Los daños se producen por larvas y adultos

durante su alimentación, la cual ocurre sobre todo en el envés de las hojas (Figura 11), dejando

un aspecto plateado en los órganos afectados que luego se necrosan. Estos síntomas pueden

apreciarse cuando afectan a frutos sobre todo en pimiento y cuando son muy extensos en

hojas. El daño indirecto es el que se revela con mayor importancia y se debe a la transmisión

del virus del bronceado del tomate (TSWV), que afecta a pimiento, tomate, berenjena y

leguminosas.

Figura 11. Trips trasmisores de virus (www.sinsemillasevilla.com).26











leguminosas.

Figura 11. Trips trasmisores de virus (www.sinsemillasevilla.com).26











leguminosas.

Figura 11. Trips trasmisores de virus (www.sinsemillasevilla.com).

27

- Orugas (Spodoptera exigua)

La principal diferencia entre especies en el estado larvario se aprecia en el número de falsas

patas abdominales (5 en Spodoptera y Heliothis y 2 en Autographa y Chrysodeixis), o en la

forma de desplazarse en Autographa y Chrysodeixis arqueando el cuerpo (orugas camello). La

presencia de sedas (“pelos” largos) en la superficie del cuerpo de la larva de Heliothis, o la

coloración marrón oscuro, sobre todo de patas y cabeza, en las orugas de Spodoptera litoralis,

también-las-diferencia-del-resto-de-la-especies.

La biología de estas especies es bastante similar, pasando por estados de huevo, 5-6 estados

larvarios y pupa. Los huevos son depositados en las hojas, preferentemente en el envés, con un

número elevado de especies del género Spodoptera, mientras que las demás lo hacen de forma

aislada. Los daños son causados por las larvas al alimentarse. En Spodoptera y Heliothis el

estado de pupa se realiza en el suelo y en Chrysodeixis chalcites y Autographa gamma, en las

hojas. Los adultos son polillas de hábitos nocturnos y crepusculares. Los daños pueden

clasificarse de la siguiente forma: daños ocasionados al follaje (Spodoptera y Chrysodeixis),

daños ocasionados a los frutos (Heliothis y Spodoptera) y daños ocasionados en los tallos

(Heliothis y Ostrinia) que pueden llegar a cegar las plantas.

- Cochinillas (Pseudococcus affinis Maskell)

Se trata de un insecto muy polífago y cosmopolita. En los invernaderos de pimientos suelen

tener varias generaciones, estando su máximo poblacional en verano. Las condiciones más

óptimas para su multiplicación y desarrollo son temperaturas entre 25-30º C y humedades

relativas elevadas. Las hembras depositan los huevos bajo los filamentos algodonosos que

cubren su cuerpo. Los huevos son elípticos, lisos y amarillos. Las larvas neonatas son amarillas

y poseen un par de pelos muy finos en el extremo posterior; una vez desarrolladas adquieren

un color grisáceo característico. Las pupas tienen una tonalidad rojiza y se protegen debajo de

un capullo filamentoso producido por las larvas. Los machos adultos tienen el cuerpo rojo, con

el abdomen ligeramente más claro y un par de alas grisáceas más largas que el cuerpo. La

infección puede tener lugar a partir de las malas hierbas presentes en los bordes interiores de

los invernaderos. La colonización de las plantas tiene lugar en sentido ascendente; siendo los

estratos medios los de mayor actividad y densidad poblacional. Los daños directos que

ocasionan van desde la inyección de saliva a la extracción de savia de la planta, los cuales

frenan el crecimiento y ocasionan deformaciones en los órganos en crecimiento.

28

- Nemátodos (Meloidogyne javanica, M. arenaria y M. incognita)

Afectan prácticamente a todos los cultivos hortícolas, produciendo los típicos nódulos en las

raíces que le dan el nombre común de “batatilla”. Penetran en las raíces desde el suelo. Las

hembras al ser fecundadas se llenan de huevos tomando un aspecto globoso dentro de las

raíces (Figura 12). Esto unido a la hipertrofia que producen en los tejidos de las mismas, da

lugar a la formación nódulos consecutivos en la raíz. Estos daños producen la obstrucción de

vasos e impiden la absorción por las raíces, traduciéndose en un menor desarrollo de la planta

y aparición de síntomas de marchitez en verde en las horas de más calor, clorosis y enanismo.

Se distribuyen por rodales o líneas y se transmiten con facilidad por el agua de riego, con el

calzado, con los aperos y con cualquier medio de transporte de tierra. Además, los nemátodos

interaccionan con otros organismos patógenos, bien de manera activa (como vectores de

virus), bien de manera pasiva facilitando la entrada de bacterias y hongos por las heridas que

han provocado (Infoagro, 2011).

Figura 12. Daños causados por nematodos en raíz de pimiento morrón (Fotografía tomada por


2.8.2. EnfermedadesLas enfermedades provocadas en el cultivo de pimiento son provocadas por microorganismos

nativos del suelo son consideradas como las de mayor importancia. Sin embargo, los agentes

causales de este tipo de enfermedades han sido asociados casi exclusivamente a hongos como

Phytophthora spp., Rhizoctonia spp., Fusarium spp. y otros menos comunes (Velásquez et al.,

2004). Con excepción de la presencia del nematodo formador de agallas (Meloidogyne spp)

poco se conoce acerca de la presencia de otros géneros fitoparásitos de nematodos (Velásquez

et al., 2005).

28






















et al., 2005).

28






















et al., 2005).

29

A continuación se describen algunas de estas enfermedades que alteran el cultivo del pimiento

morrón de acuerdo al autor Nuez et al., 2003 y la pagina www.infoagro.com:

-Oidiopsis (Leveillula taurica Lev. Arnaud)

La principal enfermedad que afecta el cultivo de pimiento es la pudrición de la raíz (Velásquez

et al., 2004), sin embargo, la cenicilla polvorienta (CP) provocada por el hongo endoparásito

Oidiopsis sp. (Estado perfecto: Leveillula taurica (Lév.) G. Arnaud) es la enfermedad foliar de

mayor impacto en la producción, ya que frecuentemente es necesario llevar acabo aspersiones

de fungicidas para impedir la defoliación del cultivo. La CP del pimiento es una enfermedad

relativamente nueva, en el centro y norte de México fue inicialmente reportada en 1999. Los

síntomas iniciales de la enfermedad aparecen en el follaje más viejo de la planta y

eventualmente pueden manifestarse en las hojas más jóvenes. Las características xerofíticas

de Oidiopsis sp, lo convierten en un patógeno de particular importancia en regiones áridas

donde los cultivos están sujetos a irrigación. La duración del periodo de incubación de este

patógeno es de 18 a 21 días sobre plantas de chile (Velásquez et al., 1999).

Es un hongo parásito de desarrollo semi-interno, cuyos conidióforos salen hacia el exterior a

través del estoma. Los síntomas que aparecen son manchas amarillas en el haz que se

necrosan por el centro, observándose un fieltro blanquecino por el envés(Figura 13). En caso

de una infección fuerte sobre la hoja, esta se seca y desprende. Las solanáceas silvestres

actúan como fuente de inóculo. Se desarrolla a 10-35º C con un óptimo de 26º C y una

humedad relativa del 70% (Nuez et al., 2003).

Figura 13. Daños causados por Oidiopsis en plantas de

pimiento morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011). 29






















pimiento morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011). 29






















pimiento morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).

30

-Podredumbre gris (Botryotinia fuckeliana de Bary Whetrel)

Parásito que ataca un amplio número de especies vegetales, afectando a todos los cultivos

hortícolas, puede llagar a comportarse como parásito y saprofito. En plántulas produce

Damping-off (Figura 14). En hojas y flores se producen lesiones pardas. En frutos tiene lugar

una podredumbre blanda (más o menos acuosa, según el tejido), en los que se observa el

micelio-gris-de-hongo.

Las principales fuentes de inoculo las constituyen las conidias presentes en restos vegetales,

que son dispersados por el viento, salpicaduras de lluvia, gotas de condensación en plástico y

agua de riego. La temperatura, humedad y fenología influyen en la enfermedad de forma

separada o conjunta. La humedad relativa óptima oscila alrededor del 95% y la temperatura

entre 17º C y 23º C. Los pétalos infectados y desprendidos actúan dispersando el hongo.

Figura 14. Daños causados por Damping off en plantas de pimiento morrón (Fotografía tomada

por Grajales, F., 2011).

30














30














31

-Podredumbre blanca (Sclerotinia sclerotiorum Lib de Bary)

Hongo polífago que ataca a la mayoría de las especies hortícolas. En plántulas produce

Damping-off (Figura 14). En planta produce una podredumbre blanda (no desprende mal olor)

acuosa al principio que posteriormente se seca más o menos según la suculencia de los tejidos

afectados, cubriéndose de un abundante micelio algodonoso blanco, observándose la

presencia de numerosos esclerocios, blancos al principio y negros más tarde. Los ataques al

tallo con frecuencia colapsan la planta, que muere con rapidez, observándose los esclerocios

en el interior del tallo. La enfermedad comienza a partir de esclerocios del suelo procedentes

de infecciones anteriores, que germinan en condiciones de humedad relativa alta y

temperaturas suaves, produciendo un número variable de apotecios. El apotecio cuando está

maduro descarga numerosas esporas, que afectan sobre todo a los pétalos. Cuando caen

sobre tallos, ramas u hojas producen la infección secundaria.

-Seca o tristeza (Phytophthora capsici Leonina)

Puede a tacar a la plántula y a la planta. El ataque puede ser distinto dependiendo de diversos

factores, como son las condiciones climáticas, cantidad de inóculo, variedad, suelo, estado

vegetativo de la planta, etc. La parte aérea manifiesta una marchitez irreversible (sin previo

amarillamiento). En las raíces se produce una podredumbre que se manifiesta con un

engrosamiento y chancro en la parte del cuello. Los síntomas pueden confundirse con la asfixia

radicular.

-Roña o sarna bacteriana (Xanthomonas campestris pv. vesicatoria)

En hojas aparecen manchas pequeñas, húmedas al principio que posteriormente se hacen

circulares e irregulares, con márgenes amarillos, translúcidas y centros pardos posteriormente

apergaminados. En el tallo se forman pústulas negras o pardas y elevadas. Los frutos se ven

afectados por manchas negras (Figura 15). Se transmite por semilla. Se dispersa por lluvias,

rocíos, viento, etc. Afecta sobre todo en zonas cálidas y húmedas.

32

Figura 15. Daños causados por la roña o sarna bacteriana en fruto (www.ces.ncsu.edu).

-Podredumbre blanda (Erwinia carotovora subsp. Carotovora Jones Bergey et al.)

Bacteria polífaga que ataca a la mayoría de las especies hortícolas. Penetra por heridas e

invade tejidos medulares, provocando generalmente podredumbres acuosas y blandas que

suelen desprender olor nauseabundo. Externamente en el tallo aparecen manchas negruzcas y

húmedas (Figura 16). En general la planta suele morir. En frutos también puede producir

podredumbres acuosas. Tiene gran capacidad saprofítica, por lo que puede sobrevivir en el

suelo, agua de riego y raíces de malas hierbas. Las condiciones favorables para el desarrollo

de la enfermedad son altas humedades relativas y temperaturas entre 25 y 35º C.

Figura 16. Daños causados por la podredumbre blanca bacteriana en plantas de pimirnot

morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).32











morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).32











morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).

33

2.9. Aprovechamiento de microorganismos benéficios en la agriculturaUna forma de eficientizar la producción agrícola, es a través del uso de microorganismos del

suelo, los cuales pueden mejorar las características físicas, químicas y biológicas del

agroecosistema. Con el uso de los microorganismos en la agricultura como los hongos

micorrízico arbusculares (HMA) y rizobacterias (PGPR), se mejoran las propiedades físicas del

suelo, el crecimiento de las plantas y el reciclado de nutrientes del suelo. Gracias a estos

microorganismos existe una mejor asimilación de nutrientes a través de la liberación del fósforo,

potasio, fijación biológica del nitrógeno, producción de hormonas vegetales, simbiosis con

hongos, bacterias y control biológico natural (Román et al., 2005).

La importancia de las bacterias en la agricultura sustentable, está basada en función de unir a la

planta con el suelo, el servir como agentes de transporte nutrimental entre otros componentes,

teniendo un impacto en la conservación del suelo. La inoculación con rizobacterias promotoras

del crecimiento vegetal (PGPR), y el control biológico de prácticas agrícolas favorecen la

producción y son alternativas viables que pueden ser empleadas para la solución de algunos

problemas de la agricultura, teniendo una repercusión favorable en el ambiente. El desarrollo

vegetal puede incrementar por la utilización de elementos biológicos que actúen en forma

coordinada con la interface suelo-raíz, entre otros organismos rizosfericos como bacterias

(Azcón y Barea, 1996).

En la rizósfera se llevan a cabo importantes procesos, que definen el desarrollo y producción de

las plantas. Existe un flujo de compuestos producto de la fotosíntesis, que son exudados por la

raíz, en forma de carbohidratos, aminoácidos, vitaminas, enzimas y nucleótidos, lo que hace de

la rizósfera, una zona ideal para el establecimiento de una gran variedad de microorganismos

(Davies et al, 2000).

2.9.1. Benéficios de las rizobacterias PGPR hacia las plantasEl termino PGPR (Plant Growth Promoting Rhizobacteria [Rizobacterias Promotoras Del

Crecimiento Vegetal]), se conoce desde 1978 y se acepta para describir a las bacterias que

habitan en la rizósfera de las plantas y que pueden tener un efecto positivo sobre los cultivos

(Dileep y Dubet, 1992).

El efecto benéfico de las rizobacterias radica en diferentes mecanismos mediante las cuales

ellas ejercen su acción. Bashan y Levanony (1990), plantean que los cambios más marcados de

34

la inoculación ocurren en el sistema radical de las plantas, lo que conlleva posteriormente a un

incremento en la adquisición de sustancias nutritivas y agua (Kloepper et al., 1989).

Las bacterias rizosfericas son capaces de producir sustancias fisiológicamente activas como:

vitaminas, giberelinas citoquininas, ácido indol-acético en cantidades importantes; las cuales,

mediante su acción conjunta estimulan la germinación de la semilla, aceleran el desarrollo de

las plantas e incrementan el rendimiento de los cultivos (Fendrik et al., 1995; Martínez et al.

1997).

Ciertos géneros bacterianos, fundamentalmente los de vida libre, fijan el nitrógeno atmosférico

en proporciones considerables (Martínez y Dibut 1996).

Los géneros Azospirillum y Azotobacter producen polisacáridos extracelulares durante el

crecimiento y proliferación. Estos compuestos son efectivos en la formación de agregados del

suelo, lo que trae como consecuencia mejoras en el intercambio gaseoso y capacidad hídrica

de los suelos (Goendi et al., 1995).

Las rizobacterias promotoras del crecimiento son organismos asilados de la rizósfera de las

plantas, las cuales promueven su crecimiento, a través de la producción de metabólicos

secundarios, los cuales pueden ser utilizados como reguladores de crecimiento precursores de

estos, o indirectamente por la supresión de microorganismos fitopatógenos, debido a la

producción de antibióticos, sideróforos o a la inducción de mecanismos de resistencia sistémica,

éstos compuestos con alta afinidad por el Fe+3, que son elaborados por una gran variedad de

microorganismos, generalmente del género Pseudomonas. Estos metabolitos suprimen las

enfermedades a través del secuestro de Fe, convirtiéndolo en un factor limitante para el

crecimiento del patógeno en la rizósfera de los cultivos. Éste proceso es llevado a cabo por la

interacción planta-suelo-microorganismo (Miranda et al., 1998).

Aunque las propuestas están basadas en evidencias experimentales, son cuantitativamente

insuficientes para soportar el hecho de que alguno de los mecanismos sea sólo el responsable

de los cambios que se producen en el crecimiento de las plantas (Bashan, 1993).

Dentro del grupo de las PGPR, se incluyen varios géneros bacterianos. Se destacan entre ellos,

Anthrobacter, Bacillus, Enterobacter y Serratia (Kloepper et al., 1989). Azospirillum,

35

Pseudomonas y Azotobacter constituyeron candidatos ideales dentro de este grupo (Bashan,

1993).

2.9.2. Rizobacterias PGPR agentes promotores del crecimiento y controlbiológico en plantas

Ciertos microorganismos del suelo pueden incrementar la disponibilidad de los nutrientes para

las plantas, otros producen compuestos como vitaminas, hormonas o antibióticos que

contribuyen a la salud vegetal y a la obtención de altos rendimientos. El hombre con el

desarrollo tecnológico aplicó métodos microbiológicos para estudiar estos microorganismos y

utilizarlos posteriormente, bajo el nombre genérico de biofertilizantes, en las prácticas agrícolas

contemporáneas (Campagnoni, 1997).

Desde el punto de vista ecológico, la aplicación correcta de estos productos permite reducir el

uso de energía, la degradación del agroecosistemas y las pérdidas de nutrientes. En adición,

mantienen la capacidad productiva del sistema, preservan la biodiversidad y contribuyen con

una producción más estable y sostenida a largo plazo en equilibrio con el entorno (Mesa et al.,

1995).

Las bacterias también actúan como control biológico en el caso de algunos hongos patógenos

del suelo como Pythium, Phytophthora y Fusarim, entre otros (Dileep y Dubet, 1992).

Estos microorganismos tienen la peculiaridad de incrementar la capacidad de las plantas para

absorber nutrimentos como nitrógeno (Kapulnik et al., 1985), fósforo (Lifshitz et al., 1987) y

potasio (Williamson y Jones, 1973), favorecer la síntesis de antibióticos, producción de

sustancias promotoras de crecimiento, fitohormonas y sideróforos, así como la habilidad para

solubilizar fosfatos (Okon y Kapulnik, 1986).

Las PGPR son capaces de sobrevivir a la inoculación sobre semillas o suelo, multiplicándose en

la espermósfera como respuesta a los exudados de la raíz (por lo general ricos en

carbohidratos y aminoácidos) a la cual se unen y colonizan (Kloepper, 1993).

36

2.9.3. El género PseudomonasEl género Pseudomonas constituye uno de los principales grupos de rizobacterias con actividad

promotora de crecimiento vegetal. Pertenece a la familia Pseudomonadaceae y se divide en dos

grandes grupos que se determinan por la producción de pigmentos, encontrándose especies

fluorescentes y no fluorescentes que pueden resultar beneficiosas o patógenas para las plantas

o animales. Se destacan dentro de este género, las especies Pseudomonas fluorescens y

Pseudomonas cepacia (Hernández et al., 1997).

Entre sus mecanismos de acción se destacan el aumento de la toma de agua y nutrientes por la

planta, la producción de fitohormonas y el biocontrol de patógenos, por lo que es de gran

importancia el aislamiento y caracterización de cepas que estén incluidas en esta clasificación y

que puedan ser utilizadas como biofertilizantes en cultivos de interés agrícola (Hernández et

al., 1998; Fernández et al., 1998).

El género Pseudomonas, es capaz de producir auxinas durante su proceso metabólico. En un

estudio de caracterización de 29 cepas bacterianas, encontraron que ciertas cepas de

Pseudomonas cepacia, producían ácido-idol-acético (Hernández et al., 1998).

Las bacterias pertenecientes al grupo de las fluorescentes, tales como Pseudomonas

fluorescens y Pseudomonas putida, pueden colonizar un amplio rango de cultivos y son

antagonistas de varios patógenos que se encuentran asociados a las raíces de la plantas como

Fusarium, Phytophthora, Rhizoctonia y Sclerotium (Durkhead et al., 1995).

Pseudomonas fluorescens produce sideróforos del tipo catecol y Pseudomonas cepacia del tipo

hidroxamato. Ambas especies producen una gran variedad de metabolitos fitotóxicos y

siderófos con propiedades antibióticas contra hongos y bacterias Fitopatógenas (Fernández et

al., 1998).

a) Pseudomonas putida es capaz de sintetizar la enzima 1-aminociclopropano-1-

carboxilato desaminasa ACC. Esta enzima hidroliza el ACC precursor inmediato de la

biosíntesis del etileno en plantas, lo hidroliza a nivel rizósferico, provocando una

disminución en la concentración de ACC en plantas, que se traduce en una elongación

radicular. Además el etileno estimula la germinación, rompe la dormancia de semillas y

37

actúa sinérgicamente con otros microorganismos como bacterias fijadoras simbióticas

(De Freitas et al., 1993).

b) Pseudomonas fluorescens es una bacteria que posee la capacidad de distribuir la acción

de fitopatógenos a través de la producción de sideróforos y antibióticos que se puede

emplear en gran variedad de sustratos en su metabolismo carbonado. Se considera que

la inoculación de esta bacteria podría disminuir el empleo de los agroquímicos que se

emplean en la producción vegetal (Lemanceau, 1992).

Las Pseudomonas y las acinetobacter se distribuyen ampliamente en suelo y agua. Las

Pseudomonas son bacilos gramnegativos, dotados de motilidad y aerobios, algunos de los

cuales producen pigmentos hidrosolubles. Se distribuyen ampliamente en el suelo, agua,

plantas y animales (Hernández et al., 1997).

38

III. MATERIALES Y MÉTODOS

3.1. Ubicación del área de trabajoEl presente trabajo se realizó en dos partes: la primera en la dependencia UNCADER N° 2

(Unidad de Capacitación para el Desarrollo Rural) que se encuentra ubicada en la Calle

Tlanalapa s/n., Los Carriles. Coatepec Veracruz-Llave, México, en las coordenadas 19° 27´ de

longitud norte y 96° 57´ de longitud oeste, a una altura de 1230 msnm (Figura 17). La segunda

se realizó en los Laboratorios de Suelos y Química Agrícola de la Facultad de Ciencias

Agrícolas, Campus Xalapa de la Universidad Veracruzana, localizados en la ciudad de Xalapa,

Veracruz, México (Figura 18) (www.coatepec.gob.mx).

3.2. Material genéticoSe utilizaron semillas de pimiento morrón de la variedad “California Wonder” con maduración

fisiológica de color verde-rojo, caracterizados por pertenecer al grupo de chiles dulces, cualidad

que le permite tener alto impacto y demanda en el mercado.

Figura 17. Ubicación de la Unidad de

Capacitación para el Desarrollo Rural

(UNCADER), en Coatepec Veracruz

(earth.google.es).

Figura 18. Facultad de Ciencias

Agrícolas, Universidad Veracruzana,

Campus Xalapa (www.uv.mx)..

38















(earth.google.es).




38















(earth.google.es).




39

3.2.1. Obtención y propagación de cepas rizobacterianas

Las cepas rizobacterianas evaluadas fueron FCA-8, FCA-56 y Mix (combinación de las cepas

FCA-8 y FCA-56) (Figura 19), las cuales fueron proporcionadas por el Laboratorio de Química

Agrícola perteneciente a la Facultad de Ciencias Agrícolas Campus Xalapa de la Universidad

Veracruzana.

Figura 19. Inoculó de las cepas rizobacterianas FCA-8 y FCA-56 de P. putida (Fotografía

tomada por Grajales, F., 2011).

En condiciones asépticas de laboratorio mediante una campana de flujo laminar horizontal, las

cepas bacterianas fueron colocadas por separado en matraces Erlenmayer (de 125 mL en

volumen) previamente esterilizados, los cuales contenían 50 mL de medio de cultivo B de King.

Para la elaboración de este medio se requiere de: glicerol 0 mL L⁻¹, peptona de carne 15 Gl-1,

fosfato de potasio dibásico 1.5 g L⁻¹ y sulfato de magnesio (1 M) 1 mL L⁻¹ (Figura 14). Para

promover su crecimiento se mantuvieron en una estufa de incubación a temperatura de 28° C

durante 72 horas. Al finalizar del tiempo antes mencionado, se procedió a determinar el grado

de crecimiento mediante la turbidez de los cultivos con aspecto lechoso y coloración verde

limón fluorescente, el cual se determinó en un espectrofotómetro Génesis 10 UV Thermo

Spectronic a una longitud de onda de 660 nanómetros, estabilizando la concentración de las

cepas rizobacterianas en 109 células por mL.

3.3. Acondicionamiento del invernaderoEl invernadero utilizado fue el de tipo túnel (Figura 20) con una superficie de 400 m2, con

espacio útil de 5 camas (31 x 1.10 m) las cuales presentaron un sistema de riego por goteo

mediante cintillas de polietileno negro.

39





Veracruzana.

















39





Veracruzana.

















40

Figura 20. Invernadero tipo túnel utilizado para evaluar el potencial de rizobacterias en el cultivo

de pimiento morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).

3.3.1. Análisis de sueloSe extrajo una muestra de suelo localizado en el interior del invernadero donde se llevó a cabo

el experimento, ésta se tomó en forma de copa (Castellanos et al., 2000), realizando un total de

9 muestras, posteriormente se realizó una mezcla compuesta para obtener un sola muestra de

aproximadamente 2 kg. Con la muestra obtenida se realizaron pruebas físicas y químicas en el

Laboratorio de Suelos de la Facultad de Ciencias Agrícolas antes referida.

3.3.2. Preparación del invernaderoSe realizó una limpieza general del invernadero, eliminando los residuos del cultivo anterior y

algunas malezas existentes con un azadón y rastrillo de forma tradicional (Figura 20).

Se aplicó cal agrícola para anivelar el pH de 6.1 a 6.5, aplicando 400 gr m-² de producto,

expandiéndola y posteriormente incorporándola con un bieldo, y por último se dio un riego

pesado (Figura 21).

Figura 21. Aplicación de cal a las camas de invernadero (Fotografía tomada por Grajales, F.,

2011).

40












pesado (Figura 21).


2011).

40












pesado (Figura 21).


2011).

41

3.3.3. Preparación de las camasDurante el desarrollo de las plántulas, se elaboraron camas de siembra de 1.10 x 31 m, con una

profundidad de 0.30 m, las cuales se nivelaron (Figura 22).

Figura 22. Preparación de camas de siembra para pimiento morrón (Fotografía tomada por


Se marcó cada 0.50 m con un orificio donde posteriormente se trasplantaría la plántula de

pimiento morrón (Figura 23). Posteriormente con la finalidad de mejorar la fertilidad del suelo

presente en las camas, se incorporaron 200 g de lombricomposta mediante orificios perforados

a lo largo de las camas a una distancia de 0.5 m (Figura 24).

Figura 23. Perforación de las camas de

siembra cada 0.50 m para incorporación

de 200 g de lombricomposta (Fotografía


2011).

Figura 24. Incorporación de materia

orgánica al orificio de cada planta

(Fotografía tomada por Grajales, F.,

2011).

41













2011).




2011).

41













2011).




2011).

42

3.4. Preparación de semillero para obtención de plántula

3.4.1. Tratamiento de las semillasAntes de la germinación se les realizó un tratamiento a las semillas para su mayor y mejor

germinación, ya que aplicó un estimulador energizante para la etapa básica del crecimiento

vegetal y activa el aprovechamiento máximo de los fertilizantes. Se pusieron las semillas a

remojar en un frasco con agua durante 8 h, al cual se le agregó 1.25 ml L⁻¹ de un estimular a

base de L. Cisteína con ácidos fúlvicos, llamado Agrostim (Figura 25).

Figura 25. Aplicación de estimulador químico (Agrostim) para la germinación de semillas de

pimiento morrón de la variedad California Wonder (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).

3.4.2. Preparación del sustrato utilizado para la germinación de semillasLa mezcla de sustratos para la preparación de semilleros, se llevó a cabo mediante la

utilización de peat moss y lombricomposta debidamente cernidos (Figura 26), después se

realizó una mezcla homogéneas de estos a una concentración de 1:1 (Figura 27), y

posteriormente se aplicó una solución de formol 0.5% con la ayuda de una regadera para la

desinfección del sustrato dejándolo reposar totalmente cubierto con un plástico, por un

periodo de 48 h (Figura 28).

Una vez cumplido el periodo de reposo el sustrato fue destapado para su ventilación y

eliminar algún grado de toxicidad.

Figura 26. Materiales para la desinfección de la mezcla de sustrato (Fotografía tomada

por Grajales, F., 2011). 42


















por Grajales, F., 2011). 42



















43

3.4.3. Llenado de charolas germinadorasPara la siembra de las semillas de pimiento morrón se utilizaron charolas de polietileno de

200 cavidades, las cuales fueron llenadas con el compuesto antes indicado (Figura 29).

Posteriormente se coloco en cada cavidad 2 semillas a una profundidad de 2 cm, al finalizar

la siembra de semillas se les aplicó agua corriente hasta saturar. Los riegos se realizaron

cada tercer día, procurando evitar que el sustrato se desecara.

Figura 29. Charolas de polietileno con 200 cavidades utilizadas para la siembra de semillas de


Figura 27. Mezcla de sustratos peat

moss y lombricomposta (1:1)


2011).

Figura 28. Desinfección del sustrato


2011).

43











2011).



2011).

43











2011).



2011).

44

3.4.4. Siembra en el semilleroPosteriormente se procedió a realizar la siembra en las charolas de polietileno, primero se

desinfectaron al igual que el sustrato, después fueron llenadas con el sustrato, se dio un riego

pesado y por último se perforo e introdujo la semilla (Figura 30), tapándola con el mismo

sustrato (Figura 31).

Fueron puestas en un lugar a temperatura ambiente de entre 18-25 °C.

3.4.5. Cuidados del semilleroCuando las plántulas de pimiento morrón comenzaron a emerger en las charolas germinadoras,

éstas se ubicaron en un lugar con más luminosidad y se aplicaron riegos cada tercer día (Figura

32).

Debido a la presencia de un insecto llamado tijereta (dermáptero), fue necesario aplicar sobre

todas las charolas un insecticida denominado Thiodan (Endosulfan) 3 mL L⁻1, con la finalidad de

combatir al insecto, ya que su daño sobre las semillas era severo al alimentarse del embrión.

Se aplicó un fungicida preventivo a enfermedades como el Damping off, conocido como

pudrición del tallo. Se realizó una aplicación de Captam 5 g L⁻¹, a las charolas de germinación

con plántulas de pimiento morrón en forma de aspersión (Figura 33).

Figura 30. Siembra de semilla de

pimiento morrón en charolas de

polietileno (Fotografía tomada por


Figura 31. Cubrimiento de pimiento

morrón con la mezcla de sustrato


2011).

44








32).














2011).

44








32).














2011).

45

3.5. Trasplante de plántulas de pimiento morrónPrevio al trasplante las plántulas fueron sometidas a un tratamiento por inmersión (Figura 34) en

una solución de fungicidas (3 g L⁻¹ Captam y 0.5 g L⁻¹ de Ridomil bravo), con la finalidad de

prevenir enfermedades que suelen atacar el sistema radicular de las plantas cuando estas son

trasplantadas a suelo.

Las plántulas se trasplantaron a los 49 días después a la siembra (dds) de las semillas (Figura

35), con una altura promedio de 3.1 mm. La distancia de siembra en las camas fue con una

separación de surco de 0.60 m y entre ellas 0.50 m (Figura 36).

Figura 32. Brote de plántulas de

pimiento morrón (Fotografía


Figura 33. Plántulas de pimiento

morrón antes de trasplante

(Fotografía tomada por Grajales,

F., 2011).

Figura 34. Aplicación de una mezcla

de fungicidas para prevenir

enfermedades en raíces (Fotografía


Figura 35. Trasplante de plántula de

pimiento morrón a suelo (Fotografía

tomada por Grajales, F., 2011). 45














F., 2011).







tomada por Grajales, F., 2011). 45














F., 2011).








46

Figura 36. Planta de pimiento morrón trasplantada a los 49 dds (Fotografía tomada por


3.6. Inoculación de rizobacterias al sistema radical de plantas de pimiento morrónLas plantas fueron inoculadas a los 33 días posteriores al trasplante, las cepas FCA-56, FCA-8

y Mix (combinación de las cepas FCA-8 y FCA-56), presentaron una concentración de 109

células mL-1. El proceso de inoculación consistió en aplicar 3 mL de caldo bacteriano por planta,

directamente sobre raíces secundarias (Figura 37).

Figura 37. Inoculación de la planta de pimiento morrón con la cepa bacteriana P. putida

(Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).

46









46









47

3.7. Prácticas culturales efectuadas al cultivo de pimiento morrón

3.7.1. Riego

Se utilizó un sistema de riego por goteo, a base de una solución nutritiva para estudiar el

crecimiento, nutrición y producción de pimiento. La solución nutritiva se preparó con fertilizantes

comerciales. El número de riegos diarios varió entre 6 y 8 días.

3.7.2. Esquema nutricional aplicado al cultivo de pimiento morrónA todas la plantas se les suministró la misma solución nutritiva compuesta de fertilizantes

químicos comerciales a una concentración del 75% (Cuadro 4).

Cuadro 4. Composición nutrimental suministrada al cultivo de pimiento morrón.

Nombre comercial Fertilizante Cantidad por L*

Nitrato de calcio Ca(N03)2 1.074 g

Nitrato de magnesio Mg(NO3)4 0.712 g

Nitrato de potasio KNO3 0.288 g

Fosfato monopotásico KH2PO4 0.263 g

Micronutrientes Micronutrientes

Fierro (Fe), Manganeso (Mn),

Zinc (Zn), Boro (B), Y Cobre

(Cu).

0.100 g

* La concentración utilizada corresponde al 75 % de la dosis sugerida de fertilizantes químicos para el

cultivo de pimiento morrón

48

3.7.3. Control de malezasLas malezas se eliminaron de forma manual cada 20 días por medio de azadón en todas las

camas y orillas del invernadero (Figura 38).

Figura 38. Eliminación de maleza presente en las camas de siembra (Fotografía tomada por


3.7.4. Control de plagas y enfermedadesEl control de plagas y enfermedades se realizó con aplicaciones de productos químicos y

extractos vegetales (Figura 39), siendo estos últimos los que más se aplicaron, al respecto se

prepararon mezclas de: Neem (Azadirachta indica) con Rama tinaja (Trichilia havanensis), las

aplicaciones de productos químicos se implementaron cuando el avance de la plaga o

enfermedad resultó crítico para el cultivo, es decir cuando éste presentaba riesgo de una

expansión masiva del problema, los productos químicos utilizados fueron: Endosulfán,

Imidacloprid, Bifentrina, Captam, Cupravit, Ridomil bravo.

Para el caso de insectos como mosquita blanca, pulgón y arañita roja, se hicieron aplicaciones

de una mezcla a base de semilla de Neem y Rama tinaja, cada 6 días en concentración de 5

mL L⁻¹, de forma alternada en el periodo antes señalado, se aplicó una mezcla de ajo, cebolla,

chile y clavos por dos meses a una concentración de 4 y 5 mL L⁻¹. Con la finalidad de

monitorear y controlar la incidencia de insectos se establecieron trampas adhesivas de color

amarillo (Figura 40), las cuales atraen los insectos, principalmente mosquita blanca, las trampas

fueron colocadas cada 5 m en las orillas de las camas.

El control químico de mosquita blanca y pulgón se realizó con los agroquímicos Endosulfán 1.5

mL L⁻¹ e Imidacloprid 2 mL L⁻¹, realizando 5 aplicaciones aproximadamente en un periodo de

48





















48





















49

2.5 meses. Para arañita roja se aplicó en una sola ocasión un acaricida-insecticida “Talstar 100

E” (bifentrina) a una concentración de 2.3 mL L⁻¹.Respecto al control de enfermedades, éste se realizó mediante la aplicación de agroquímicos

específicos para botritis, Oidiopsis (cenicilla polvorienta) y Damping off (pudrición del tallo). Los

productos empleados fueron Captam 3 g L⁻¹, Cupravit 3 mL L⁻¹ y Ridomil bravo 0.5 g L⁻¹ cada

8-10 días por un periodo de 110.

Figura 39. Aplicación de insecticida, fungicida y extractos orgánicos para el control de plagas y

enfermedades (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).

Figura 40. Trampas adhesivas de color amarillo para el monitoreo y control de mosquita blanca


49










49










50

3.7.5. PodasSe realizo una poda tipo holandesa, es decir, a dos tallos. Esta se realizó a partir de que se

empezaron a diferenciar los puntos de crecimiento de la planta y se formaron los tallos. Se dejó

un fruto por entrenudo (el más grande, firme y mejor formado) y de 2 a 3 hojas para que se

surta mejor al fruto de nutrientes (las hojas más grandes). Esta poda se realizó normalmente

cada 20 días, dependiendo de las condiciones climáticas (Figura 41). (www.sakata.com.mx).

Figura 41. Poda de tipo holandesa en pimiento morrón (Fotografía tomada por Grajales, F.,

2011).

50







2011).

50







2011).

51

3.7.6. Instalación de guías tutores para soporte de las plantasDe acuerdo al sistema holandés donde entutoran dos o tres ramas principales que parten del

tallo principal, se colocó una guía tutor en cada uno de los tallos secundarios (2 ó 3 según la

poda), donde cada tallo va guiado por un hilo de rafia (Figura 42), que estaba sujeto a la base

del tallo principal hasta un tensor de alambre que se encuentra en la parte superior de la planta.

Figura 42. Colocación de guías tutores de rafia en doble ramificación de las plantas de pimiento


3.7.7. Cosecha de frutos de pimiento morrónSe realizó a los 85 días después del trasplante (ddt), los cortes se efectuaron cada 6-7 días

(Figura 43), dependiendo de la maduración fisiológica de los frutos, en total se obtuvieron 6

cortes. Las cosechas se llevaron a cabo cuando el fruto presentó color rojo vivo (Figura 44). Los

frutos fueron etiquetados de acuerdo al tratamiento correspondiente, con la finalidad de efectuar

las evaluaciones de peso y diámetro de frutos.

Figura 43. Cosecha manual de los frutos

pimiento morrón (Fotografía tomada por


Figura 44. Frutos de pimiento morrón

cosechados con maduración fisiológica en

color verde y rojo (Fotografía tomada por

Grajales, F., 2011).51





































52

3.8. Diseño experimentalCon la finalidad de evaluar el desarrollo y rendimiento de plantas de pimiento morrón,

inoculadas con cepas rizobacterianas de la especie Pseudomonas putida, el presente trabajo de

investigación fue establecido con un diseño experimental complemente al azar con 4

tratamientos (Cuadro 5) y 4 repeticiones con 10 plantas cada repetición como unidad

experimental (Figura 45). Con los datos obtenidos se procedió a realizar el análisis de varianza

y comparación de medias Tukey (p= 0.05) en el programa estadístico SAS para Windows ver.

9.0.

A continuación se describe cada uno de los tratamientos establecidos.

Cuadro 5. Tratamientos establecidos para evaluar su efecto en el desarrollo y rendimiento de

pimiento morrón.

N° Tratamiento

4 TESTIGO

3 MIX (combinación de las cepas FCA-8 y FCA-56)

2 FCA-56

1 FCA-8

En la Figura 45 se muestra un esquema de la ubicación de cada uno de los tratamientos dentro

del invernadero.

Figura 45. Esquema del diseño experimental

53

3.9. Cuantificación de variables de estudio

3.9.1. Altura de la plantaSe determinó tomando como referencia la base presente entre el tallo y la raíz hasta el ápice

apical de la planta, las lecturas se efectuaron con ayuda de un flexómetro (Figura 46) cuya

unidad de medida fue en cm.

Figura 46. Cuantificación de la variable altura de planta mediante un flexómetro (Fotografía


3.9.2. Diámetro del talloEl diámetro de tallo se consideró 5 cm por arriba de la base conformada por el tallo y raíz, la

lectura se realizó con un vernier manual cuya unidad de medida es el cm (Figura 47).

Figura 47. Cuantificación del diámetro de tallo mediante un vernier (Fotografía tomada por






















54

3.9.3. Peso fresco del tallo, follaje y raízEl peso de materia fresca de tallo, follaje y raíces, se realizó por separado, el tallo junto con el

follaje y las raíces únicamente, estos se colocaron sobre una balanza granataria digital cuya

unidad de medida fue el gramo (Figura 48).

Figura 48. Cuantificación de las variables peso fresco de tallo, follaje y raíz por medio de una

balanza digital (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).

3.9.4. Peso fresco de la plantaEl peso de materia fresca de planta, se realizó por separado, la parte aérea y raíz, se colocaron

sobre una balanza granataria digital cuya unidad de medida fue el gramo y posteriormente los

valores obtenidos por cada sección se sumó, obteniendo el total de materia fresca por planta

(Figura 48).

3.9.5. Peso seco del tallo, follaje y raízAl concluir la determinación del peso fresco, el tallo con el follaje y las raíces fueron colocados

en bolsas de papel, las cuales fueron colocadas en una estufa de secado (Precision Economy

Oven), a temperatura de 75° C durante 72 horas, hasta obtener un peso constante (Figura 49).

Al concluir el tiempo antes señalado, se cuantificó el peso seco mediante una balanza

granataria digital (Figura 50).

54









(Figura 48).






54









(Figura 48).






55

3.9.6. Peso seco de la planta

El peso de materia seca de planta, se realizó por separado, la parte aérea y raíz, se colocaron


valores obtenidos por cada sección se sumó, obteniendo el total de materia seca por planta

(Figura 50).

3.9.7. Peso del frutoEl peso de fruto se determinó por medio de una balanza garanataria monoplato de tres brazos

(OHAUS), considerando como unidad de medida el gramo (figura 51).

Figura 51. Cuantificación de la variable peso fresco del fruto mediante una balanza granataria


Figura 49. Muestra de plantas frescas

puestas a secar en una estufa de

secado (Fotografía tomada por Grajales,

F., 2011).

Figura 50. Cuantificación de las

variables peso seco de tallo, follaje y raíz

mediante una balanza granataria


2011).

55





(Figura 50).








F., 2011).





2011).

55





(Figura 50).








F., 2011).





2011).

56

3.9.8. Diámetro del frutoSe realizó por medio de un vernier digital (marca Starrett), para esta variable se tomó el fruto

por el pedúnculo de forma vertical y, en la parte media de éste se colocó el vernier y se

cuantificó su diámetro (Figura 52).

Figura 52. Cuantificación de la variable diámetro del fruto mediante un vernier digital (Fotografía


3.9.9. Grados BrixEl grado de azúcares presentes en el fruto de pimiento morrón, se determinó con ayuda de un

Refractómetro Portátil (marca Atago modelo 114684), para ello, fue necesario extraer un

segmento de la pulpa del fruto, el cual fue ligeramente molido con la finalidad de extraerle jugo,

del cual se tomo una gota para colocarla en el refractómetro y proceder a cuantificar el

porcentaje de azucares (Figura 53).

Figura 53. Cuantificación de grados Brix por medio de refractómetro (Fotografía tomada por


56













56













57

3.9.10. Rendimiento total de frutos

La determinación de rendimiento total de frutos en cada uno de los tratamientos se realizó por

medio de una báscula tipo reloj, considerando como unidad de medida el kilogramo (figura 54).

Figura 54. Cuantificación de rendimiento total de frutos por medio de una báscula tipo reloj


57






57






58

IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES

4.1. Respuesta de las plantas de pimiento morrón a la inoculación conrizobacterias Pseudomonas putida

Las plantas de pimiento morrón biofertilizadas con rizobacterias de la especie Pseudomonas

putida, mostraron una respuesta favorable en el crecimiento, desarrollo y rendimiento del cultivo

durante los 5 meses que se mantuvo en invernadero, tiempo correspondiente a su ciclo

fenológico. Respecto a los tratamientos evaluados, destacó el que presentó plantas

biofertilizadas, mismas que fueron fertilizadas químicamente con un 75% de la dosis

comúnmente empleada para este cultivo, a continuación se describen los resultados obtenidos

en cada variable de estudio.

4.1.1. Altura de plantas de pimiento morrónPara la variable altura de planta el análisis estadístico indicó la presencia de diferencias

estadísticas significativas (Figura 55). Resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-56 con

una altura de 87.68 cm, superando al testigo en un 11%. Sí bien las demás inoculaciones

lograron promover positivamente el crecimiento de plantas, éstas no alcanzaron a superar al

testigo, tal y como se muestra en la figura 55. Al respecto Bautista (2010), al evaluar el efecto

de rizobacterias del género Pseudomonas en plantas de pepino menciona que este tipo de

microorganismos sí lograron la promoción del crecimiento y desarrollo de manera favorable. Por

su parte Díaz (1998), menciona que la biofertilización de plantas de lechuga con rizobacterias

del género Pseudomonas logró estimular el crecimiento de plantas de forma favorable

destacando sobre el testigo de manera significativa.

Figura 55. Determinación de altura de planta de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras diferentes sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).

0

20

40

60

80

100

Testigo

Altu

ra d

e pl

anta

(cm

)

58





















Testigo FCA-8 FCA-56 Mix

a-b ba

a-b

Tratamientos

58





















59

4.1.2. Diámetro de tallo de plantas de pimiento morrónEn diámetro de tallo, el análisis estadístico indica la presencia de diferencias estadísticas

significativas (Figura 56). Resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-56 con un diámetro

de 1.54 cm, superando al testigo en un 5%. Si bien las demás inoculaciones lograron promover

positivamente el crecimiento de plantas, éstas no alcanzaron a superar al testigo, tal y como se

muestra en la figura 56. Diversos reportes realizados en portainjertos de Citrus volkameriana,

en el cual se evaluó el potencial de rizobacterias de género Pseudomonas, se encontró que

cepas bacterianas mostraron efectos favorables sobre la variable crecimiento y desarrollo

vegetativo de los citrus (Francisco, 2010). Al estudiar diferentes cepas de Pseudomonas en el

cultivo de pepino, los resultados evidenciaron una estimulación en el grosor de tallo, materia

seca, vitamina C, sólidos solubles, índice de madurez (Bautista, 2010).

Figura 56. Determinación de diámetro de tallo de plantas de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras diferentes sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).

0

0.3

0.6

0.9

1.2

1.5

1.8

Testigo

a-b

Diam

etro

de

tallo

(cm

)

59













a-b a-ba

b

Tratamientos

59












60

4.1.3. Peso fresco de tallo y follaje de plantas de pimiento morrónRespecto al peso fresco de tallo y follaje de plantas, el análisis estadístico indicó que no existen

diferencias estadísticas significativas (Figura 57). Sin embargo, el mejor tratamiento fue la cepa

FCA-56 al registrar un peso de 346. 25 g, superando al testigo en un 15%. Cabe resaltar que al

igual que las anteriores variables antes referidas, los demás tratamientos que implicaron

biofertilización, promovieron positivamente la ganancia de masa en las plantas en general.

Diversos repostes de investigación realizados en jitomate con rizobacterias del género

Pseudomonas, demuestran efectos favorables sobre la variable de peso fresco del follaje y

tallos (Fernández y Martínez, 2010).). Realizando estudios sobre rizobacterias del género

Pseudomonas en cultivos de pepino se comprobó que existe una estimulación en el crecimiento

vegetal obteniendo resultados favorables en el peso fresco de tallos y follaje (Bautista, 2010).

Figura 57. Peso fresco de tallo y follaje de plantas de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).

0

50

100

150

200

250

300

350

Testigo

Peso

fres

co d

e ta

llo y

folla

je (g

)

60













aa

a

a

Tratamientos

60












61

4.1.4. Peso fresco de raíz de plantas de pimiento morrónPara la variable peso fresco de raíz el análisis estadístico indica que no existen diferencias

estadísticas significativas (Figura 58). Resultando como mejores tratamientos las cepas FCA-56

y FCA-8 con un peso de 23.5 g, superando al testigo en un 27%. Si bien las demás

inoculaciones lograron promover positivamente por la ganancia de masa en la plantas, estas no

alcanzaron a superar al testigo, tal y como se muestra en la figura 58. Reportes realizados en

portainjerto de Citrus volkameriana, en los cuales se evaluó el potencial de rizobacterias de

género Pseudomonas, se encontró que cepas bacterianas mostraron efectos favorables sobre

la variable crecimiento y desarrollo vegetativo de los citrus (Francisco, 2010). Estudios

realizados sobre rizobacterias del género Pseudomonas en cultivos de pepino se comprueba

que existe una estimulación en el crecimiento vegetal obteniendo resultados favorables en el

peso fresco de raíz (Bautista, 2010).

Figura 58. Peso fresco de raíz de la planta de pimiento morrón var. “California Wonder”biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).

0

5

10

15

20

25

Testigo

a

Peso

Fre

sco

de R

aíz (

g)

61














a

a a

a

Tratamientos

61













62

4.1.5. Peso fresco de plantaPara la variable peso fresco de planta el análisis estadístico indica que no existen diferencias


un peso de 369.75 g, superando al testigo en un 15%. Si bien las demás inoculaciones lograron

promover positivamente la ganancia de masa en las plantas, éstas no alcanzaron a superar al

testigo, tal y como se muestra en la figura 59. Estudios realizados en inoculaciones en lechuga

con rizobacterias en dos tipos de suelo, donde mostraron diferencias significativas en peso

fresco y seco de la plantas (Díaz, 1998).

Figura 59. Determinación de peso fresco de planta de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).

0

50

100

150

200

250

300

350

400

TESTIGO

Peso

fres

co d

e la

pla

nta

(g)

62









TESTIGO FCA-8 FCA-56 MIX

aa

a

a

Tratamientos

62









63

4.1.6. Peso seco de tallo y follaje de plantas de pimiento morrónPara la variable peso seco de la parte aérea de la planta el análisis estadístico indidó que no

existen diferencias estadísticas significativas (Figura 60). Resultando como mejor tratamiento la

cepa FCA-56 con un peso de 51.1 g, superando al testigo en un 8%. Si bien las demás

inoculaciones lograron promover positivamente el crecimiento de plantas, éstas no alcanzaron a

superar al testigo, tal y como se muestra en la figura 60. Estudios realizados en jitomate

demostraron que las rizobacterias del género Pseudomonas tuvieron un efecto favorable en la

planta incrementando su producción de materia seca (Fernández y Martínez, 2010).). Así

mismo en los estudios realizados en pepino por Bautista en el 2010.

Figura 60. Peso seco de tallo y follaje de plantas de pimiento morrón var. “California Wonder”biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).

0

10

20

30

40

50

60

Testigo

a

Peso

seco

de

tallo

y fo

llaje

(g)

63











aa

a

a

Tratamientos

63










64

4.1.7. Peso seco de raíz de plantas de pimiento morrónPara la variable peso seco de raíz de la planta el análisis estadístico indica que no existen

diferencias estadísticas significativas (Figura 61). Resultando como mejor tratamiento la cepa

FCA-56 con un peso de 5.38 g, superando al testigo en un 34%, seguido por el tratamiento MIX

y FCA-8 con un incremento respecto al testigo de 13% y 1% respectivamente, como se muestra

en la figura 61. Reportes realizados en jitomate, en el cual se evaluó el potencial de

rizobacterias de género Pseudomonas, se encontró que cepas bacterianas mostraron efectos

favorables sobre la variable crecimiento y desarrollo vegetativo (Fernández y Martínez, 2010).

Estudios realizados sobre rizobacterias del género Pseudomonas en cultivos de pepino se

comprobó que existe una estimulación en el crecimiento vegetal obteniendo resultados

favorables en el peso seco de raíz (Bautista, 2010).

Figura 61. Determinación de peso seco de raiz de la planta de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).

0

1

2

3

4

5

6

Testigo

a

Peso

seco

de

raíz

(g)

64













a a

a

a

Tratamientos

64












65

4.1.8. Peso seco de plantaPara la variable peso seco de planta el análisis estadístico indica que no existen diferencias



promover positivamente el crecimiento de plantas, éstas no alcanzaron a superar al testigo, tal y

como se muestra en la figura 62. Estudios realizados en inoculaciones en lechuga con

rizobacterias en dos tipos de suelo, donde mostraron diferencias significativas en peso fresco y

seco de la plantas (Díaz, 1998).

Figura 62. Peso seco de planta de pimiento morrón var. “California Wonder” biofertilizadas conrizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no son significativamente diferentes deacuerdo a Tukey (P≤ 0.05).

0

10

20

30

40

50

60

TESTIGO

a

Peso

seco

de

la p

lant

a (g

)

65









TESTIGO FCA-8 FCA-56 MIX

aa

a

a

Tratamientos

65









66

4.1.9. Cuantificación de diámetro de frutoLa evaluación del diámetro de fruto de pimiento morrón indica que no existen diferencias

estadísticas significativas (Figura 63). En contraste, la prueba de medias Tukey, señala a la

cepa FCA-56 como el mejor tratamiento al promover el mayor diámetro (7.55 cm), superando al

testigo en un 12.89%, seguido por el tratamiento representado por la cepa FCA-8 con un

incremento respecto al testigo de 4%. Si bien el tratamiento MIX logró promover positivamente

el desarrollo de fruto, pero no alcanzó a superar al testigo, como se muestra en la figura 63.

Reportes realizados en jitomate, en el cual se estudió la inoculación de rizobacterias del género

Pseudomonas en el cultivo, mostraron efectos favorables sobre la variable diámetro de fruto

(Romero y Cruz, 2005 y Fernández y Martínez, 2010).

Figura 63. Determinación de diámetro de fruto de la planta de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).

12345678910

Testigo

a

Díam

etro

de

frut

o (c

m)

66












a aa

a

Tratamientos

66











67

4.1.10. Cuantificación de peso fresco del frutoPara la variable peso fresco del fruto el análisis estadístico indica que no existen diferencias


un peso de 178.33 g, superando al testigo en un 14%, seguido por el tratamiento FCA-8 con un

incremento respecto al testigo de 0.1%, como se muestra en la figura 64. Al estudiar diferentes

cepas de Pseudomonas en el cultivo de chile tipo Choleño bacillus, los resultados evidenciaron

una estimulación en el peso fresco del fruto (Alba, 2004). Estudios realizados en inoculaciones

de jitomate con rizobacterias del género Pseudomonas en donde mostraron diferencias

significativas en peso fresco de fruto (Romero-Cruz, 2005).

Figura 64. Peso fresco de fruto de pimiento morrón var. “California Wonder” obtenido de laplanta biofertilizada con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).

020406080100120140160180200

Testigo

Peso

Fre

sco

de F

ruto

(g)

67











a aa

a

Tratamientos

67










68

4.1.11. Contenido de grados Brix en fruto de pimiento morrónPara la variable grados Brix en fruto el análisis estadístico indicó que no existieron diferencias

estadísticas significativas (Figura 65). Resultando como mejor tratamiento la cepa MIX con un

contenido de azúcares de 7%, superando al testigo en un 8%, como se muestra en la figura 65.


comprobó que existió una estimulación en frutos obteniendo resultados favorables en la calidad

de ellos (Bautista, 2010). Los grados Brix (%), es una cualidad que permite conocer la

concentración de azúcares presente en el fruto, ésta cambiará considerablemente entre frutos

de distintas especies. Esta variable no sólo es importante como parte de los componentes

principales del fruto, sino que tiene un papel decisivo en el sabor (Hernández et al., 2002).

Figura 65. Concentracion de azúcares en fruto pimiento morrón var. “California Wonder”obtenido de las plantas biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letrasiguales no son significativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).

12345678910

Testigo

a

°Brix

(%)

68












aa a

a

Tratamientos

68











69

4.1.12. Cuantificación de rendimiento total en fruto de pimiento morrón portratamiento

Para el rendimiento total de frutos por tratamiento no se tuvieron diferencias significativas

(Figura 66), resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-56 con un peso de 8.5 kg promedio

por planta durante las 6 cosechas, superando al testigo en un 21%, como se muestra en la

figura 69. En este caso del rendimiento coincide con lo señalado por Díaz 1998, en donde

muchas Rizobacterias han sido aplicadas a raíces de diferentes especies vegetales,

demostrando ser capaces de colonizarlas y estimular el rendimiento de los cultivos, a través de

la producción de hormonas vegetales. Así como demuestra Alba 2004, en su estudio, realizado

con chile tipo Choleño bacillus con la aplicación de rizobacterias del género Pseudomonas que

estimularon al desarrollo vegetativo obteniendo un alto rendimiento de producción.

Figura 66. Determinación de rendimiernto total de fruto de la planta de pimiento morrón var.“California Wonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida.

0123456789

TESTIGO

Rend

imie

nto

Tota

l de

Frut

o (K

g)

69












TESTIGO FCA-8 FCA-56 MIXTratamientos

69












70

V. CONCLUSIONES

La biofertilización de plantas de pimiento morrón de forma individual y combinada de

tres cepas rizobacterianas de la especie P. putida, promovió el crecimiento y

desarrollo de éstas.

La cepa rizobacteriana FCA-56 promovió los mejores resultados en las variables de

estudio: altura de planta, diámetro de tallo, peso fresco y seco de planta así como en

diámetro y peso fresco de fruto.

El aprovechamiento de agentes biofertilizantes en general y de rizobacterias en lo

particular, representan una alternativa sustentable que promueve el crecimiento,

desarrollo y sanidad de las plantas, logrando así coadyuvar en la disminución en el

uso de productos químicos como plaguicidas y fertilizantes químicos, sin afectar el

vigor de las plantas, tal y como se menciona en diferentes investigaciones.

71

VI. RECOMENDACIONES La inoculación de las plantas de pimiento morrón se realizó a los 33 días después

del trasplante, situación que complicó el proceso de incorporación de las

rizobacterias sobre el sistema radicular de las plantas, por ello, la inoculación debe

ser efectuada al momento del trasplante debido a que en ese momento se tiene el

sistema radicular de las plantas de forma visible.

Durante el desarrollo del cultivo se suministro una fertilización química al 75%,

situación que permitió la obtención de resultados favorables, sin tener presencia de

deficiencias, por lo cual, sería oportuno realizar experimentos donde se contemple la

utilización de niveles más bajos de fertilizante químico.

La variedad “California Wonder” utilizada en este experimento demostró una

respuesta favorable a la inoculación de rizobacterias del género Pseudomonas, en

base a los resultados obtenidos, se sugieren experimentos donde se evalué el efecto

de las rizobacterias en materiales híbridos de pimiento morrón para mejorar la

calidad y rendimiento de fruto.

Además de las variables de estudio aquí presentadas, es de suma importancia

implementar otras variables que permitan un mayor análisis del comportamiento del

sistema radicular influenciado por la presencia de las rizobacterias Pseudomonas

putida.

72

VII. LITERATURA CITADAABOU, H. S.D., W.A. EL-TOHAMY, AND A.A. GHONAME. 2006. Improvement of pepper

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