ANEXO IV

JACUMAR JUNTA NACIONAL ASESORA DE CULTIVOS MARINOS

PLANES NACIONALES DE CULTIVOS MARINOS

INFORME FINAL Anexo Informes CCAA

ASTURIAS

Título: OPTIMIZACIÓN DEL CULTIVO Y MANEJO DEL ERIZO DE MAR

Optimización 

del cultivo y 

manejo del 

erizo de mar Par s  acentrotus lividu

(Lamarck, 1816) 

     

Informe final Asturias

Se describen las actividades desarrolladas y los resultados obtenidos por el Centro de Experimentación Pesquera (CEP) de Castropol, durante el proyecto JACUMAR.

 

CONTENIDOS LÍNEA 1. CRIADERO. OPTIMIZACIÓN DEL PROCESO DE PRODUCCIÓN DE JUVENILES. 1.1. Actividad. Desove y fecundación. 1.1.1. Metodología 6 1.1.2. Resultados 6 1.2. Actividad. Cultivo larvario. 1.2.1. Experimento 1. Tanques de cultivo. 1.2.1.1. Metodología 8 1.2.1.2. Resultados 8 1.2.2. Experimento 2. Dieta microalgal. 1.2.2.1. Metodología 9 1.2.2.2. Resultados 10 1.2.3. Experimento 3. Densidad larvaria. 1.2.3.1. Metodología 11 1.2.3.2. Resultados 12 1.3. Actividad. Fijación-metamorfosis. 1.3.1. Experimento 1. Inductores de asentamiento larvario. 1.3.1.1. Metodología 13 1.3.1.2. Resultados 13 1.3.2. Experimento 2. Densidad de fijación. 1.3.2.1. Metodología 14 1.3.2.2. Resultados 14 1.3.3. Experimento 3. Alimentación larvaria e inductores. 1.3.3.1. Metodología 15 1.3.3.2. Resultados 16 1.4. Experimento anual. Criterios de calidad de las puestas y efecto en fases posteriores. 1.4.1. Desove y fecundación. 1.4.1.1. Metodología 18 1.4.1.2. Resultados 19 1.4.2. Cultivo larvario. 1.4.2.1. Metodología 20 1.4.2.2. Resultados 21

1.4.3. Fijación-Metamorfosis 1.4.3.1. Test de Competencia Larvaria.

1.4.3.1.1. Metodología 21 1.4.3.1.2. Resultados 21 1.4.4. Crecimiento post-larvario 1.4.4.1. Metodología 22 1.4.4.2. Resultados 22 1.5. Conclusiones Línea Criadero. 24 LÍNEA 2. PRE-ENGORDE–ENGORDE DE JUVENILES. 2.1. Actividad. Pre-engorde masivo de juveniles para repoblación. 2.2. Actividad. Desarrollo del cultivo de erizo en fase de engorde en tierra y mar. 2.2.1. Cultivo de erizo en fase de engorde en tierra

2.2.1.1. Metodología 27 a) Efecto de la densidad de cultivo 28

8

0

1

b) Efecto de la orientación de la estructura de engorde 28 2.2.1.2. Resultados 28 a) Efecto de la densidad de cultivo 2

b) Efecto de la orientación de la estructura de engorde 29 2.2.2. Cultivo de erizo en fase de engorde en mar

2.2.2.1. Metodología 30 a) Efecto de la densidad de cultivo 3

b) Efecto de la orientación de la estructura de engorde 31 2.2.2.2. Resultados 31 a) Efecto de la densidad de cultivo 3

b) Efecto de la orientación de la estructura de engorde 31 2.2.3. Conclusiones de actividad 32 2.3. Actividad. Diseño, fabricación y ensayo de piensos artificiales. 2.3.1. Metodología 33 2.3.2. Resultados 34 2.3.2. Conclusiones 35

LÍNEA 3. FINALIZACIÓN DEL PRODUCTO. 3.1. Actividad. Ensayo de piensos energéticos de mejora gonadal. 3.1.1. Metodología 36 3.1.2. Resultados 38 3.1.3. Conclusiones 40 3.2. Actividad. Evaluación de la composición nutritiva de las gónadas de erizo. 3.1.1. Metodología 40 3.1.2. Resultados 41 LÍNEA 4. REPOBLACIÓN CON JUVENILES DE ERIZO OBTENIDOS EN CRIADERO. 4.1. Actividad. Diseño de sistemas de marcaje y métodos de control. 4.1.1. Metodología 43 4.1.2. Resultados 44 Actividad. Seguimiento de las repoblaciones. 4.1.1. Metodología 45 a) Submareal 45 b) Intermareal 45 4.1.2. Resultados 46 a) Submareal 46 b) Intermareal 47 4.3. Conclusiones Línea Repoblación. 48 LÍNEA 8. DIVULGACIÓN Y TRANSFERENCIA DE RESULTADOS. 8.1. Actividad. Publicación y asistencia a congresos. 8.1.1. “Inductores de asentamiento del erizo de mar Paracentrotus lividus y efecto de la alimentación larvaria.”

8.1.1.1. Resumen 49 8.1.1.2. Poster 52

8.1.2. “Crecimiento somático de juveniles de erizo de mar alimentados con un pienso extrusionado frente a una dieta macroalgal.”

8.1.2.1. Resumen 53 8.1.2.2. Poster 56

8.1.3. “Metamorphosis, growth and survival of early juveniles of Paracentrotus lividus (Echinodermata, Echinoidea): Effects of larval diet and settlement inducers.”

8.1.3.1. Resumen 57 8.1.3.2. Poster 58

8.2. Actividad. Seminario de transferencia de resultados. 59 BIBLIOGRAFÍA CITADA 60

LÍNEA 1. CRIADERO. OPTIMIZACIÓN DEL PROCESO DE PRODUCCIÓN DE JUVENILES. El objetivo general de esta línea de actuación fue conseguir un protocolo o manual de producción de semilla del recurso erizo, con medidas y parámetros estandarizados. La elaboración de este documento técnico requiere de la optimización de cada una de las fases del proceso productivo de semilla de erizo que se dividen en: Desove y fecundación, Cultivo larvario y Fijación-metamorfosis. 1.1. Actividad. Desove y fecundación. Durante los años 2010 y 2011 se realizaron varias inducciones al desove en los meses de marzo a julio, para el desarrollo de los cultivos larvarios. La metodología desarrollada en esta etapa de producción fue siempre la misma por lo que se unificaron estos datos para establecer los criterios de calidad de las puestas dependiendo del mes de cultivo. La calidad de las puestas, de los gametos obtenidos, posteriormente de las larvas, e incluso de los juveniles va a depender a su vez de la calidad de los reproductores. A lo largo del 2012, se realizaron puestas trimestrales en las que se tuvo en cuenta todo el proceso de producción desde la gónada hasta el juvenil, por lo que estos datos no se exponen divididos en las distintas fases, sino que se muestran interrelacionados al final de esta línea.

1.1.1. Metodología. Se recolectaron erizos adultos de poblaciones naturales del intermareal o submareal y se trasladaron al laboratorio en el menor tiempo posible para evitar la desecación y el desove anticipado. Ya en el laboratorio, los ejemplares se lavaron para eliminar epibiontes y restos de materia orgánica, se midió el diámetro del caparazón con un calibre y se colocaron en recipientes separados de 250 mL para la recolección de los gametos. La inducción al desove se realizó mediante una inyección de cloruro potásico (KCl 0,5M) en la cavidad celómica del erizo a través de la membrana peristomial. La homogeneidad y tamaño de los ovocitos fue observada, y se seleccionaron las mejores puestas de las hembras. Se midió el diámetro y el número de los ovocitos desovados por hembra y se juntaron los desoves seleccionados en un vaso de 500mL donde tuvo lugar la fecundación. Se eligieron varios machos, para mantener la mayor variabilidad genética posible, y se comprobó la movilidad del esperma antes de realizar la fecundación con algunos mL de cada reproductor. Se comprobó la presencia de la membrana de fecundación y el matraz de 500mL con los huevos en división se trasvasó a cubos de fecundación con 10-50L de agua de mar donde permanecieron en una cámara isoterma a una temperatura ambiente de 18±1ºC durante 48 h con cambios parciales de agua, eliminación de los posos, y seguimiento de los estados de blástula y gástrula.

1.1.2. Resultados. El cloruro potásico inyectado en los erizos recolectados en los meses de marzo-julio de 2010-11 produjo el desove de los erizos.

La cantidad y calidad de estos desoves fue diferente entres las inducciones pero esto no pareció afectar a la fecundación, observándose la membrana de fecundación en los primeros minutos y siempre con porcentajes cercanos al 90%. Tabla I. Diámetro medio (µm±dt) de los ovocitos desovados en las diferentes inducciones.

marzo´10 abril´11 mayo´10 julio´11 Diámetro ovocitos ( µm) 97,0±0,9 110 ±0,9 107±0,6 96±0,5

Se utilizó el diámetro de los ovocitos como un criterio de calidad de las puestas en el que las mayores dimensiones aparecieron en la época de madurez gonadal. Los meses de abril y mayo presentaron los valores más altos (Tabla I) con tamaños medios superiores a las 100 µm. Por otro lado, el número de ovocitos desovados por hembra es muy variable entre inducciones y entre individuos, incluso en el estado de máxima madurez. Parece estar directamente relacionado con el tamaño de los ejemplares (Tabla II) más que con el estado de madurez gonadal. Tabla II. Número medio de ovocitos desovados por hembra (n=4) según el diámetro de su caparazón (mm).

45>55 mm 55>60 mm >60 mm Nº de ovocitos 1,3.106 ± 0,98 4,3.106 ± 2,6 12,9.106 ± 9,8

La época natural de reproducción del erizo en la costa asturiana es en los meses de abril-mayo, de manera que en primavera los ejemplares se encuentran en proceso de maduración. Después de la freza, las gónadas se encuentran desovadas parcialmente por lo que es posible realizar inducciones durante el verano aunque en este caso, la calidad del ovocito puede verse afectada. El tamaño de los ovocitos es válido como criterio de calidad de las puestas mientras que la cuantía del desove es independiente.

1.2. Actividad. Cultivo larvario. Con los desoves obtenidos se realizaron diversos experimentos larvarios para optimizar diferentes parámetros relativos a esta fase de cultivo. Los cultivos larvarios se iniciaron siempre a partir de larvas prisma con 48h de vida y las diferentes pruebas experimentales ensayaron el efecto sobre el cultivo de los siguientes factores:

• El tipo de tanque de cultivo. • La dieta larvaria. • La densidad óptima de cultivo.

En todas estas experiencias se llevó a cabo un seguimiento del desarrollo larvario y de la supervivencia al final del cultivo y se intentaron relacionar estos resultados con las distintas variables ensayadas.

1.2.1. Experimento 1. Tanques de cultivo. A las 48 horas tras la fecundación, larvas en estado prisma a una densidad de 1,5 larvas mL-1 se distribuyeron en cuatro tanques llenados de agua de mar filtrada hasta 1µm y tratada con luz U.V.

1.2.1.1. Metodología. El cultivo larvario se realizó en tanques de poliéster cilíndricos de base cónica de 200L de capacidad y en tanques de 50L con base plana en circuito cerrado y con suave aireación suministrada desde el fondo. La temperatura del agua de mar durante el cultivo larvario fue de 19,7±0,3ºC. Cada cuatro días, las larvas de los tanques fueron sifonadas hacia un tamiz, los tanques limpiados y rellenados con agua de mar filtrada y las larvas en los tamices devueltas a sus tanques correspondientes. La dieta mixta (20-60 células µL-1 según el número de brazos larvarios) formada por la diatomea Chaetoceros gracilis y los flagelados Isochrysis galbana y Tetraselmis suecica se suministró a las larvas durante la fase de crecimiento exponencial y se realizó a una frecuencia diaria. En el seguimiento del desarrollo larvario se realizaron, periódicamente, observaciones del estado de desarrollo larvario (prisma, cuatro brazos, seis brazos…), de la aparición del rudimento equiniano y una estimación de la supervivencia larvaria al final del cultivo. Cuando la mayoría de las larvas presentó el primordio equiniano se consideraron larvas competentes, aptas para la fijación, y se dio por finalizado el cultivo larvario.

1.2.1.2. Resultados. Se consideró adquirida la competencia larvaria entre los días 28-30 desde la fecundación en los dos tipos de tanques. La duración del cultivo se dilató con el fin de obtener el mayor porcentaje de larvas competentes en estado avanzado, lo que ocasionó dificultades en el mantenimiento de las larvas en suspensión y errores en los muestreos. Durante el cultivo, las larvas de los tanques de 50L de fondo plano mostraron una estructura más achatada y menor longitud larvaria que la presentada por las larvas de los tanques de base cónica de 200L. Esto provocó que las larvas descendiesen en la columna de agua en estadíos más tempranos ocasionando errores en los recuentos larvarios ya que las muestras se recogieron en la superficie de los tanques. Por tanto, los datos de supervivencia larvaria están sesgados, sobre todo en la experiencia en los tanques de 50L. Por otro lado, la falta de sincronía en el desarrollo larvario hizo que el recuento final de supervivencia se realizase únicamente sobre las larvas consideradas competentes. El desarrollo de los brazos larvarios y el día en que se alcanzó cada estado en los dos tipos de tanques se muestra en la Tabla III. El cultivo realizado en los tanques de 50 L parece tener un ligero retraso en el desarrollo larvario y una menor supervivencia, aunque estos resultados estén ligeramente sesgados debido al error en la recogida de muestras comentado.

Tabla III. Día de cultivo hasta el que se mantuvo el estado larvario de 4, 6 y 8 brazos en los dos tipos de tanques y supervivencia (%) al final del cultivo larvario.

4 brazos 6 brazos 8 brazos Supervivencia (%) T200L 5 12 28 55 T50L 8 16 28 25

La aparición más temprana del rudimento equiniano ocurrió el día 12 y sobre el día 20 ya alcanzó una longitud aproximada a la del tamaño del estómago, aunque no es hasta el día 28 de cultivo cuando se observó la estructura típica de una larva competente (Figura 1). Figura 1. Desarrollo larvario desde el estado de cuatro-seis brazos el día 5 de cultivo hasta la adquisición de competencia larvaria alcanzada el día 28.

En conclusión, se consideran los tanques de 50L de base plana adecuados para la experimentación larvaria por su mayor facilidad en las labores de limpieza y posibilidad de replicado pero teniendo en consideración y especial cuidado en la recogida de muestras según avanza el desarrollo larvario. Los tanques de 200L son óptimos para la producción a mayor escala. 1.2.2. Experimento 2. Dieta microalgal. Hasta el momento, la microalga aportada como monodieta durante el cultivo larvario que ha logrado mejores resultados ha sido Chaetoceros gracilis, pero en otros estudios (Liu et al., 2007) se han alcanzado resultados similares con la microalga Dunaliella tertiolecta. Por ello, en esta experiencia el objetivo fue comparar el desarrollo larvario conseguido por estas dos microalgas.

1.2.2.1. Metodología. Se utilizaron seis tanques de 50L llenados con agua de mar filtrada hasta 1µm y tratada con luz U.V. en circuito cerrado y con aireación suministrada desde el fondo. La temperatura del agua de mar durante el cultivo larvario fue de 20,8±0,9ºC; la salinidad de 33,7±0,3‰ y el oxígeno disuelto de 99,6±0,4%. Larvas en estado prisma a una densidad de 1,5 larvas mL-1 se distribuyeron en los tanques a las 48h tras la fecundación. El manejo realizado fue el mismo que en el experimento anterior. Cada cuatro-cinco días, las larvas de los tanques fueron sifonadas hacia un tamiz, los tanques limpiados y rellenados con agua de mar filtrada y las larvas en los tamices devueltas a sus tanques. Las especies de microalgas aportadas durante el cultivo fueron la diatomea Chaetoceros gracilis a una concentración óptima (20, 40 y 60 cél µL-1), conocida por soportar un desarrollo larvario

día 28día 5  día 12  día 20

adecuado, y la microalga Dunaliella tertiolecta suministrada a dos concentraciones diferentes: óptima (1,5, 4,5 y 7,5 cél µL-1) según el número de brazos larvarios desarrollados (Liu et al., 2007) y alta (10 cél µL-1) durante todo el cultivo. Las microalgas se suministraron a las larvas durante la fase de crecimiento exponencial y se realizó a una frecuencia diaria. Además, para comparar el estado de desarrollo obtenido por los tres tratamientos, se registró el estado de desarrollo larvario (prisma, cuatro brazos, seis brazos…), la longitud del brazo postoral, la anchura del estómago y el tamaño del rudimento equiniano. Cuando la mayoría de las larvas presentó el primordio equiniano se consideraron larvas competentes y se dio por finalizado el cultivo larvario.

1.2.2.2. Resultados. La microalga Dunaliella tertiolecta no consiguió un desarrollo adecuado de las larvas de erizo. La concentración óptima de D. tertiolecta suministrada según el número de brazos (Liu et al., 2007) no permitió un buen desarrollo larvario ni siquiera en las primeras etapas. El día 9 de cultivo estas larvas se encontraban todavía en estado de cuatro brazos larvarios, mientras que las equinopluteus de los otros dos tratamientos ya habían desarrollado seis brazos. Esta microalga aportada a una concentración alta (10 cél µL-1) consiguió alcanzar el estado de ocho brazos larvarios y la aparición del rudimento el día 13 de cultivo, pero tras esto también surgieron problemas y en las dos réplicas se registraron mortalidades totales. Solamente las larvas alimentadas con la microalga C. gracilis consiguieron completar el desarrollo larvario el día 18 de cultivo, con una supervivencia final del 85,5%. El diámetro de los estómagos registrado dio una idea del estado de alimentación en el que se encontraban las larvas de los tratamientos ensayados (Figura 2).

Figura 2. Anchura (µm) del estómago a lo largo del cultivo en los tres tratamientos: Chaetoceros gracilis (Chg), Dunaliella tertiolecta-densidad óptima (DuOp) y Dunaliella tertiolecta-densidad alta (DuAl).

El tratamiento de D. tertiolecta a una concentración óptima (Liu et al., 2007) no consiguió un buen desarrollo en esta experiencia. La cantidad de alimento aportado no parecía suficiente y aparte del desarrollo larvario ralentizado, los estómagos de estas larvas no se observaron llenos en comparación con los otros dos tratamientos.

El cultivo de D. tertiolecta a una alta concentración tuvo un desarrollo y un tamaño de los estómagos más parecido al del cultivo de C. gracilis, pero debido a la gran mortalidad se dio por finalizado a las dos semanas. Por su parte, las larvas alimentadas con C. gracilis fueron las que presentaron los mayores estómagos durante todo el desarrollo del cultivo (Figura 2). Hasta el momento la microalga Chaetoceros gracilis, ya sea aportada como monodieta o en una dieta mixta, es la especie que mejores resultados alcanza tanto en términos de acortamiento del cultivo como en supervivencia larvaria. 1.2.3. Experimento 3. Densidad larvaria. En los experimentos larvarios realizados con anterioridad se utilizó siempre la densidad larvaria de 1,5 larvas mL-1. Con la finalidad de conocer el efecto de la densidad larvaria sobre el desarrollo y supervivencia de los cultivos se ensayaron, en las mismas condiciones, tres densidades experimentales. Si la densidad larvaria por sí sola es capaz de ofrecer ventajas en la producción de juveniles, ésta sería una posible vía de optimización del proceso.

1.2.3.1. Metodología. Se utilizaron nueve tanques de 50L llenados con agua de mar filtrada hasta 1µm y tratada con luz U.V. en circuito cerrado y con aireación suministrada desde el fondo. La temperatura del agua de mar durante el cultivo larvario fue de 19,9±0,5ºC. Larvas en estado prisma a una densidad de 0,5, 1,0 y 1,5 larvas mL-1 se distribuyeron por triplicado en los tanques a las 48h tras la fecundación. El manejo realizado fue el mismo que en los experimentos anteriores. Cada cuatro-cinco días, las larvas de los tanques fueron sifonadas hacia un tamiz para realizar la limpieza y renovación total del agua de cultivo. La microalga aportada durante el cultivo fue la diatomea Chaetoceros gracilis a una concentración óptima según el estado de desarrollo y la densidad larvaria. Así los cultivos con una densidad de 0,5 larvas mL-1 recibieron 10, 20 y 30 cél µL-1; los de 1 larva mL-1 20, 40 y 60 cél µL-1 y la densidad mayor 30, 60 y 90 cél µL-1. De esta manera el número de diatomeas por larva fue el mismo en los tres cultivos. Para comparar el estado de desarrollo obtenido por los tres tratamientos, se registró el estado de desarrollo larvario (prisma, cuatro brazos, seis brazos…), la longitud del brazo postoral, la anchura del estómago y el tamaño del rudimento equiniano. Cuando la mayoría de las larvas presentó el primordio equiniano se consideraron larvas competentes y se dio por finalizado el cultivo larvario.

1.2.3.2. Resultados. La densidad de cultivo afectó al desarrollo larvario. A pesar de recibir cada densidad ensayada la misma proporción de alimento (número de diatomeas por larva) existieron diferencias entre los cultivos. Los parámetros larvarios registrados durante el desarrollo como la longitud larvaria y el tamaño de los estómagos no presentaron diferencias significativas, pero el porcentaje de larvas con rudimentos desarrollados y el tamaño de éstos fueron mayores en el cultivo de menor densidad (Tabla IV). Tabla IV. Longitud (µm±dt) larvaria, anchura (µm±dt) del estómago, longitud (µm±sd) del rudimento y supervivencia final (%) en las tres densidades ensayadas.

0,5 larvas mL-1 1,0 larvas mL-1 1,5 larvas mL-1

Long. larva (µm) día 5 581,8 ± 30,6 594,0 ± 33,7 578,4 ± 27,6 Estómago (µm) día 11 126,9 ± 33,6 124,2 ± 40,6 140,2 ± 43,9 Rudimento (µm) día 23 181,0 ± 49,0 148,4 ± 57,3 142,5 ± 55,0 Supervivencia (%) día 24 59,2 ± 3,1 38,6 ± 1,5 24,9 ± 3,4

También las supervivencias se vieron afectadas por la densidad larvaria ensayada. Al final del cultivo, la supervivencia en la densidad más baja (0,5 larvas mL-1) duplicaba la densidad mayor (1,5 larvas mL-1), un 59,2% frente a un 24,9% (Tabla IV). La optimización de los cultivos larvarios pasa por mejorar cada uno de los parámetros implicados, como la densidad de cultivo. Una densidad menor permitió obtener un mejor desarrollo y supervivencia larvaria, pero otra ventaja obtenida fue una mayor sincronización de los cultivos, lo cual es crucial en un sistema de producción. 1.3. Actividad. Fijación-metamorfosis. El cultivo larvario finaliza cuando un porcentaje elevado de las larvas alcanza el estado pre-metamórfico o competente, que se caracteriza por la aparición del “esbozo o rudimento equiniano”, siendo en ese momento cuando las larvas se pasan a los tanques de fijación para que realicen la metamorfosis. Se considera ésta la fase crítica en la producción de juveniles y la que precisa de un mayor esfuerzo para solventar los problemas que presenta. Se realizaron ensayos con distintos inductores de asentamiento y condiciones de manejo de cara a unificar un protocolo de trabajo para esta fase. Uno de los parámetros a determinar fue la densidad de larvas pre-metamórficas por superficie de fijación, para optimizar los rendimientos y posterior crecimiento de los juveniles. Por tanto, los factores ensayados en esta fase de cultivo fueron:

• Inductores de asentamiento larvario. • Densidad de fijación. • Alimentación larvaria e inductores de asentamiento.

1.3.1. Experimento 1. Inductores de asentamiento larvario. Para conocer el efecto de diferentes inductores de asentamiento larvario se realizó un experimento a pequeña escala con las larvas competentes obtenidas en mayo del 2011.

1.3.1.1. Metodología. Se inocularon 30 larvas competentes con treinta días de edad en 50mL de agua de mar filtrada (10 µm) y esterilizada (U.V.) contenidas en Placas Petri y se sometieron a diferentes inductores por triplicado. Los siete inductores ensayados fueron dos macroalgas (Corallina officinalis. y Enteromorpha intestinalis), un biofilm formado por diatomeas bentónicas; un baño de 15 minutos en una solución de KCl 100mM (Carpizo et al., 2002); la presencia de un juvenil conespecífico; y los inductores mixtos biofilm+juvenil y biofilm+KCl. Además, hubo un control triplicado sin inductor.

Las placas Petri se mantuvieron en una cámara isoterma (18±1ºC) con un fotoperiodo 12:12. El porcentaje de fijación de las larvas se registró a las 24 y 48 horas tras la exposición al inductor.

1.3.1.2. Resultados. A las 24 horas, el inductor en el que se observó mayor fijación larvaria fue la Corallina officinalis con un 26,6% de asentamiento (Figura 3). El resto de inductores se encontraron muy lejos de alcanzar esta cifra, siendo el inductor mixto formado por el biofilm de microalgas bentónicas más el juvenil de erizo el que obtuvo el siguiente mayor porcentaje de fijación con un 8,9%.

Figura 3. Porcentaje de fijación (%) en diferentes inductores de asentamiento. C: control, Co: C. officinalis, Bio+Juv: biofilm y juvenil, Ent: E. intestinalis, Bio: biofilm microalgas, KCl: baño de KCl, Juv: juvenil de erizo, Bio+KCl: biofilm y KCl.

En las placas control, sin inductor, se produjo un asentamiento larvario del 2,2% a las 24 horas, lo que indica que las larvas se encontraban en un estado de desarrollo avanzado al asentarse en ausencia de un inductor. Además, este hecho quita importancia a los inductores que alcanzaron el mismo porcentaje de fijación que el control a las 24 horas. Figura 4. Eventos perimetamórficos. Larva planctónica en búsqueda de un sustrato (izquierda), transición estado planctónico-bentónico (centro) y juvenil bentónico (derecha).

A las 48 horas, todos los inductores aumentaron su porcentaje de fijación excepto el tratamiento control (Figura 3). C. officinalis seguía siendo el inductor más efectivo con un 30% de larvas metamorfoseadas seguido por el inductor formado por el biofilm de diatomeas y el juvenil (19%) y la macroalga E.

intestinalis (10%). El resto de inductores de asentamiento no alcanzaron el 10% de fijación en 48 horas. Estos resultados, con los porcentajes de fijación más altos registrados en las macroalgas recogidas del medio natural y el inductor biofilm+juvenil, apoyan las conclusiones obtenidas por otros autores (Dworjanyn & Pirozzi, 2008). Los biofilms formados sobre las algas en el medio natural forman una superficie adecuada para el asentamiento de las larvas; pero no sólo por el biofilm en sí, sino por el microhabitat formado junto con bacterias y la interacción que existe entre ellos. 1.3.2. Experimento 2. Densidad de fijación.

1.3.2.1. Metodología. Se inocularon larvas competentes procedentes del mismo cultivo en 50mL de agua de mar filtrada (10 µm) y esterilizada (U.V.) contenidas en Placas Petri. El fondo de cada placa está envejecido por un biofilm de diatomeas que actúa de inductor de asentamiento. Se ensayaron tres densidades por triplicado: 15, 30 y 45 larvas por placa. La superficie aproximada de la placa es de 60 cm2 de manera que las densidades de fijación ensayadas son 0,25, 0,5 y 0,75 larvas cm-2. Las placas Petri se mantuvieron en una cámara isoterma (18±1ºC) con un fotoperiodo 12:12. El porcentaje de fijación de las larvas se registró a las 24 y 48 horas tras la exposición al inductor.

1.3.2.2. Resultados. Las densidades ensayadas no presentaron diferencias en el asentamiento larvario a las 24 y 48 horas. En los tres casos, la fijación se aproxima al 60 y 70% a las 24 y 48h, respectivamente (Figura 5). Figura 5. Fijación (%) de larvas expuestas a tres densidades de fijación a las 24 y 48h (n=3).

Aunque la densidad larvaria no afectó en el momento de la fijación, sí podría tener implicaciones en estados posteriores cuando los juveniles comiencen a alimentarse y el biofilm de diatomeas actúe como limitante. De manera que la densidad larvaria no tiene implicaciones negativas en

este proceso o al menos las densidades ensayadas (0,25, 0,5 y 0,75 larvas cm-2) no fueron limitantes. 1.3.3. Experimento 3. Alimentación larvaria e inductores de asentamiento. Los diferentes porcentajes de fijación obtenidos para un mismo inductor de asentamiento en las experiencias anteriores indica la importancia de la historia de vida de la larva competente, es decir, el cultivo de procedencia. Para examinar la influencia de la alimentación y densidad larvaria sobre la capacidad de asentamiento del erizo de mar se expusieron larvas competentes de 18 días post-fertilización, procedentes de diferentes condiciones larvarias, a cuatro inductores de asentamiento.

1.3.3.1. Metodología. El experimento de fijación se llevó a cabo en Placas Petri esterilizadas de 90 mm de diámetro. En cada placa se inocularon 50mL de agua de mar filtrada (10 µm) y esterilizada (U.V.), 30 larvas competentes y un inductor de asentamiento larvario. Todas las larvas competentes utilizadas tenían 18 días de desarrollo larvario pero provenían de cultivos con diferentes condiciones. Larvas cultivadas a una densidad de 0,25 larva mL-1

alimentadas con la microalga Chaetoceros gracilis (Chg 0,25 larva mL-1) o Phaeodactylum tricornutum (Pt 0,25 larva mL-1) y larvas a una densidad de cultivo de 1,5 larva mL-1 alimentadas con Chaetoceros gracilis (Chg 1,5 larva mL-1). Los inductores ensayados fueron dos macroalgas, Corallina officinalis y Enteromorpha intestinalis, una biopelícula de diatomeas bentónicas y un inductor mixto compuesto por la biopelícula de diatomeas y la macroalga C. officinalis. Todos los tratamientos se realizaron por triplicado, incluido un control sin inductor. Las placas Petri se mantuvieron en una cámara isoterma (18±1ºC) con un fotoperiodo 12:12. El porcentaje de fijación de las larvas se registró a las 24, 48 y 72 horas tras la exposición al inductor.

1.3.3.2. Resultados. Los porcentajes de fijación obtenidos por las larvas procedentes de diferentes condiciones de cultivo reflejaron el estado de desarrollo en el que se encontraban.

Figura 6. Fijación (%) de larvas procedentes del cultivo -Chg 1,5 larvas mL-1- a las 24, 48 y 72h expuestas a cuatro inductores de asentamiento y un control sin inductor (n=3).

En los cultivos de mayor densidad (1,5 larva mL-1) la biopelícula de diatomeas bentónicas consiguió siempre los mayores porcentajes de fijación con un 20% a las 24 y 48 horas; y un máximo de 22,2% a las 72h (Figura 6). En este caso sorprende la baja inducción provocada por C.officinalis, siendo superada por E.intestinalis a las 48h. En este cultivo se observó una mayor asincronía en el desarrollo larvario que en los otros dos. Entre las larvas procedentes de cultivos a baja densidad (0,25 larva mL-1) las alimentadas con C. gracilis obtuvieron porcentajes de fijación superiores (Figura 8) a las alimentadas con P. tricornutum en todos los inductores ensayados (Figura 7), indicando que el día 18 de cultivo éstas larvas presentaban un desarrollo más avanzado. Las mayores tasas de asentamiento observadas por las larvas P. tricornutum a las 72h, ocurrieron en la biopelícula y en el doble inductor (Corallina y biopelícula) con valores del 29 y 30%, respectivamente (Figura 7). Por su parte, los inductores de asentamiento Corallina, biopelícula y su combinación, consiguen la metamorfosis y fijación de las larvas competentes C. gracilis con tasas superiores al 70% en 24h, al 80% en 48h y al 90% en 72h. Enteromorpha obtuvo los peores resultados (Figura 8). Figura 7. Fijación (%) de larvas provenientes del cultivo -Pt 0,25 larvas mL-1- a las 24, 48 y 72h expuestas a cuatro inductores de asentamiento y un control sin inductor (n=3).

Figura 8. Fijación (%) de larvas provenientes del cultivo -Chg 0,25 larvas mL-1- a las 24, 48 y 72h expuestas a cuatro inductores de asentamiento y un control sin inductor (n=3).

Entre los inductores ensayados con las larvas más desarrolladas (Chg 0,25), la biopelícula de diatomeas bentónicas sería el inductor seleccionado, por ser aparte de un magnífico inductor, un alimento apropiado en esta primera etapa del desarrollo. Por su parte, E.intestinalis serviría como alimentación temprana de los juveniles pero por sí sola no consigue inducir al asentamiento. En este último experimento de fijación quedó reflejada la importancia de la procedencia de las larvas competentes y la interrelación existente entre las diferentes fases de cultivo. 1.4. Experimento anual. Criterios de calidad de las puestas y efecto en las fases de

cultivo posteriores. En el erizo de mar, es posible obtener desoves y por tanto realizar cultivos larvarios a lo largo de todo el año, pero la calidad de las puestas, de los gametos obtenidos, posteriormente de las larvas, e incluso de los juveniles va a depender a su vez de la calidad de los reproductores. Por ello durante el 2012 se realizó, con una frecuencia trimestral, el cultivo larvario y el seguimiento de la post-larva y juvenil temprano aplicando la metodología de cultivo larvario y fijación que había obtenido mejores resultados. La finalidad de este estudio fue relacionar la condición gonadal de los reproductores y la época del año con la calidad de los desoves y establecer los periodos óptimos y rentables de producción. Durante los meses que se realizaron las inducciones, se evaluó el estado de maduración de las gónadas sobre una muestra de 30 ejemplares mediante el Índice Gonadosomático (IGS) que relaciona, en porcentaje, el peso húmedo gonadal y el peso húmedo total, para lo que se empleó la siguiente fórmula:

IGS (%) = (Pg / Pt)*100 (1) Donde Pg es el peso húmedo de las gónadas y Pt el peso húmedo total del erizo. 1.4.1. Desove y fecundación. Conseguir una calidad óptima de semilla va a depender, no sólo de las técnicas y alimentación empleadas, sino también de la calidad de los ovocitos obtenidos en las puestas.

1.4.1.1. Metodología. Se realizaron cuatro inducciones al desove en los meses de marzo, junio, septiembre y diciembre. La metodología desarrollada en esta etapa de producción fue siempre la misma. Se recolectaron erizos adultos de poblaciones naturales del intermareal y se trasladaron al laboratorio en el menor tiempo posible para evitar la desecación y el desove anticipado. Ya en el laboratorio, se colocaron en recipientes separados de 250mL para la recolección de los gametos. La inducción al desove se realizó mediante una inyección de cloruro potásico (KCl 0,5M) en la cavidad celómica del erizo a través de la membrana peristomial. Treinta minutos tras el comienzo del desove, se comprobó la homogeneidad y el tamaño de los ovocitos y se seleccionaron las dos mejores puestas de las hembras. Se midió el diámetro y el número de los ovocitos desovados por hembra y se juntaron los desoves seleccionados en un vaso de 500mL donde tuvo lugar la fecundación.

Se eligieron dos machos, para mantener la mayor variabilidad genética posible, y se comprobó la movilidad del esperma antes de realizar la fecundación con 1-2mL de cada reproductor. A los 15 minutos se comprobó la aparición de la membrana de fecundación y el matraz de 500mL con los huevos en división se trasvasó a cubos de fecundación de 50L donde permanecieron en una cámara isoterma a una temperatura ambiente de 18±1ºC durante 48h con cambios parciales de agua, eliminación de los posos, y seguimiento de los estados de blástula y gástrula.

1.4.1.2. Resultados. Los erizos adultos fueron recogidos el 07 de marzo, el 21 de junio, el 29 de septiembre y el 28 de diciembre de 2012 en el intermareal de la Punta de La Cruz. La inducción al desove se realizó mediante inyección de 2,0 mL de cloruro potásico. Las hembras se mantuvieron desovando durante 30 minutos en vasos de precipitado individuales antes de juntar y homogeneizar los ovocitos de dos hembras y realizar la fecundación con el esperma de dos machos. Quince minutos tras la fecundación se comprobó la eficacia de ésta y se midió el tamaño de los huevos resultantes. Tabla V. Número total y diámetro medio (µm±dt) de los ovocitos desovados y diámetro (µm±dt) de los huevos resultantes, en las cuatro inducciones realizadas.

Nº de ovocitos Diámetro ovocito (µm) Diámetro huevo (µm) MARZO 1,3.106 98,0±6,2 122,0±5,1 JUNIO 7,1.106 97,0±5,9 121,0±6,4 SEPTIEMBRE 1,0.106 84,0±4,9 112,0±4,3 DICIEMBRE 1,8.106 92,0±5,2 118,0±4,3

El número de ovocitos desovados por hembra en los 30 minutos de desove fue muy variable en todas las puestas realizadas. Así, el número total de ovocitos desovados por las dos hembras seleccionadas en el mes de junio fue el mayor registrado durante el año, a pesar de encontrarse fuera de la época de puesta natural. Por su parte, la calidad de los ovocitos y los huevos, medida en diámetro, fue ligeramente mayor en el mes de marzo, con un diámetro medio de 98,0 y 122 µm frente a los 97,0 y 121 µm alcanzadas por los ovocitos y los huevos obtenidos en el mes de junio. En septiembre se obtuvieron los valores más bajos del año en cuanto al diámetro del ovocito y del huevo.

1.4.2. Cultivo larvario. Como el objetivo de esta experiencia es comparar el desarrollo larvario de los desoves obtenidos en diferentes épocas del año se intentó que las condiciones del cultivo fueran lo más similares posibles. Con los desoves obtenidos en las cuatro inducciones realizadas en marzo, junio, septiembre y diciembre se llevaron a cabo sus respectivos cultivos larvarios siguiendo siempre el mismo protocolo de actuación. Se decidió utilizar la técnica de cultivo a baja densidad por los buenos resultados obtenidos y su facilidad de manejo.

1.4.2.1. Metodología. Se utilizaron cuatro tanques de 200L de capacidad con base cónica llenados con agua de mar filtrada hasta 1µm y tratada con luz U.V. en circuito cerrado y con aireación suministrada desde el fondo. A las 48h se distribuyeron larvas prisma a una densidad de 0,25 larvas mL-1. Esta

densidad tan baja es utilizada con el fin de no realizar cambios parciales ni totales del agua de los tanques, de manera que el agua de llenado inicial fue la misma durante todo el cultivo. Se aportó una monodieta a base de la diatomea Chaetoceros gracilis a una densidad de 30 cél µL-1 con una frecuencia diaria. La temperatura del agua de mar durante el cultivo larvario fue de 20,9±0,5, 20,7±0,4, 20,5±0,3 ºC y 20,5±0,5 ºC, y la salinidad de 35,0±0,4, 34,2±0,5, 35,2±0,5 y 35,9±0,65 ‰, en los meses de marzo, junio, septiembre y diciembre, respectivamente. Para comparar las diferencias obtenidas en las diferentes épocas de desarrollo gonadal se registró el estado de desarrollo larvario (prisma, cuatro brazos, seis brazos…), la longitud del brazo postoral, la anchura del estómago y el tamaño del rudimento equiniano de 15 larvas de cada tanque. Cuando alrededor del 75% de las larvas sometidas al Test de Competencia se metamorfoseó a las 24 horas se dio por finalizado el cultivo larvario y se estimó el número de larvas finales para conocer la supervivencia larvaria.

1.4.2.2. Resultados. Las larvas prisma, con 48 horas de vida, con las que se iniciaron los cultivos larvarios presentaban diferencias en cuanto al tamaño, teniendo una mayor longitud inicial las larvas obtenidas en diciembre y marzo que las larvas de junio y septiembre (Tabla VI). El día 5 de cultivo la longitud de las larvas de diciembre y marzo seguía siendo superior a las de las otras puestas, conservando la ventaja inicial. Otros parámetros morfológicos registrados como la anchura del estómago no mostraron diferencias tan significativas lo que indicó una condición alimentaria similar. Tabla VI. Longitud (µm±dt) larvaria, anchura (µm±dt) del estómago, longitud (µm±dt) del rudimento y supervivencia final (%) en los cuatro cultivos realizados.

MARZO JUNIO SEPTIEMBRE DICIEMBRE

Long.(µm) 48 horas 304,0 ± 36,1 250,4 ± 18,6 246,7 ± 16,5 352,7 ± 21,2 Long.(µm) día 5 649,7 ± 53,9 559,2 ± 38,1 532,9 ± 31,5 603,5 ± 39,9 Estóm. (µm) día 11 231,7 ± 34,9 225,5 ± 34,4 205,5 ± 43,6 213,0 ± 17,6 Rudim. (µm) día 17 388,5 ± 24,7 313,5 ± 52,9 216,3 ± 46,1 380,2 ± 35,0 Supervi (%) 17/20/26/20 92,3 ± 7,1 86,0 ± 13,9 76,1 ± 19,7 79,5 ± 14,9

En el desarrollo larvario se reflejaron mejor las diferencias entre las puestas. La aparición del rudimento equiniano en el 100% de las larvas muestreadas en los 4 tanques ocurrió el día 11 en los cultivos de marzo, junio y diciembre, retrasándose hasta el día 20 en las de septiembre. A los 17 días post-fertilización las larvas de marzo y diciembre presentaban rudimentos de mayor diámetro (Tabla VI) que las larvas obtenidas en junio y septiembre. En términos de supervivencia, cuanto más se acortó el cultivo larvario mejores resultados se obtuvieron (Tabla VI). 1.4.3. Fijación-Metamorfosis. Para que se realice la metamorfosis y fijación de las larvas es necesario determinar el momento idóneo de transferencia de las larvas a las estructuras de fijación. Para establecer el momento idóneo de transferencia de las larvas competentes desde los tanques tronco-cónicos, donde se

realizó el cultivo larvario, a los tanques con colectores, donde se realizará el cultivo de juveniles, se realizó el Test de Competencia Larvaria que cuantifica el porcentaje de fijación de las larvas, considerándose competentes cuando se obtiene una tasa ≥ del 75% en 24 h. 1.4.3.1. Test de Competencia Larvaria. El estado competente de las larvas se confirmó mediante el Test de Competencia a partir del día 16 de cultivo. A las 24 horas de realización del test, se comprobó el porcentaje de fijación de las larvas. Si la tasa de fijación de las larvas alcanzaba el 75% se consideraban competentes. En caso de no ser así se repitió el test a las 24 h de la lectura de los primeros resultados hasta alcanzar esa tasa de fijación u obtener porcentajes menores a test previos.

1.4.3.1.1. Metodología. El Test de Competencia Larvaria se llevó a cabo en Placas Petri esterilizadas de 90 mm de diámetro por triplicado para cada uno de los cuatro tanques de cultivo larvario. En cada placa se inocularon 50mL de agua de mar filtrada (10 µm) y esterilizada (U.V.), 30 larvas competentes y

un conocido inductor de asentamiento larvario, Corallina officinalis. El porcentaje de fijación de las larvas se registró a las 24h.

MARZO JUNIO SEPTIEMBRE DICIEMBRE DÍA 16 94,2 ± 4,5 65,0 ± 13,1 4,2 ± 4,9 39,7 ± 18,5 DÍA 18 70,0 ± 9,2 13,1 ± 6,3 80,3 ± 10,4 DÍA 20 30,0 ± 7,4 DÍA 22 34,7 ± 12,2 DÍA 24 30,8 ± 14,1

1.4.3.1.2. Resultados. Los porcentajes de fijación obtenidos por las larvas procedentes de diferentes épocas de cultivo reflejaron el estado de desarrollo en el que se encontraban. Tabla VII. Test de competencia larvaria. Porcentaje de fijación (%) de las larvas competentes a las 24 horas de la inducción en los meses de marzo, junio, septiembre y diciembre.

El cultivo del mes de marzo obtuvo el día 16 una tasa de fijación superior al 90%, mientras que los cultivos de los meses de junio y diciembre registraron su máxima fijación el día 18 con un 70 y 80%, respectivamente. El cultivo realizado en septiembre alcanzó sólo un 35% de fijación el día 22 post-fertilización. 1.4.4. Crecimiento post-larvario. Una vez que la larva competente se fija al sustrato y sufre la metamorfosis se denomina post-larva. En este estado permanece varios días reorganizando su digestivo y finaliza con el comienzo del estado juvenil. Para examinar la influencia de la condición gonadal de larvas cultivadas en las mismas condiciones se midió la talla y supervivencia de las post-larvas (72h) y de los juveniles (10 días).

1.4.4.1. Metodología. Tras registrar la tasa de metamorfosis a las 24 horas de la inducción a la fijación, las placas Petri se mantuvieron en una cámara isoterma 18±1ºC con un fotoperiodo 12:12 hasta las 72h post-metamorfosis.

A las 72h tras la inducción, se registró de nuevo el porcentaje de fijación y se midió el diámetro de 5 post-larvas por placa antes de anclar las Placas Petri al fondo de un tanque y mantenerlas sobre un biofilm en un sistema de circuito abierto. A los 10 días post-metamorfosis, los juveniles resultantes fueron contados y medidos.

1.4.4.2. Resultados. La talla y supervivencia de las post-larvas (72h) fue mayor en los meses de marzo y diciembre, meses en los que se obtuvo el mejor resultado en el Test de Competencia (Tabla VIII). En cuanto al tamaño de los juveniles, a los 10 días de la metamorfosis, siguen siendo los cultivos de marzo y diciembre los que presentan tallas mayores, y en cuanto a supervivencia juvenil el mes de diciembre destaca sobre el resto, alcanzando una supervivencia cercana al 100% (Tabla VIII). Tabla VIII. Diámetro (µm) y supervivencia (%) de las post-larvas (72h) y juveniles (10 días) procedentes de los diferentes cultivos larvarios.

POST-LARVA JUVENIL DIÁMETRO (µm) SUPERVIVENCIA (%) DIÁMETRO (µm) SUPERVIVENCIA (%) MARZO 463,3±22,8 98,3±3,0 512,1±28,5 67,5±11,7 JUNIO 364,2±33,9 76,1±8,5 405,4±61,0 43,9±8,8 SEPTIEMBRE 360,8±35,5 43,1±16,5 415,2±53,4 25,6±14,2 DICIEMBRE 442,1±30,4 98,1±2,6 497,1±26,9 98,6±1,4 Para obtener una visión más amplia de las diferencias en el desarrollo larvario y post-larvario entre los meses en los que se realizaron los cultivos, se comparó la talla de algunas de las fases (Figura 9) y la supervivencia obtenida en cada etapa de desarrollo (Figura 10). Comparando las tallas de las diferentes etapas del desarrollo se observó que aunque en la fase de ovocito y huevo las diferencias son mínimas, ya se observa una ventaja en tamaño en la larva prisma obtenida a las 48h, en los meses de marzo y diciembre (Figura 9). Esta ventaja se mantuvo en las fases posteriores hasta el juvenil (Figura 9). Las supervivencias obtenidas en las diferentes etapas son en general superiores en los meses de marzo y diciembre con respecto a junio y septiembre; y en el mes de junio con respecto a septiembre (Figura 10). Los cultivos larvarios obtuvieron tasas de supervivencia cercanas al 80% durante todo el año, encontrándose mayores diferencias en las etapas posteriores. Mientras que la metamorfosis y el estado de post-larva parece ser un cuello de botella en los meses de junio y septiembre, no lo es para el mes de marzo y diciembre que obtienen supervivencias superiores al 80% (Figura 10). Cabe destacar la supervivencia juvenil alcanzada en el mes de diciembre, suponiendo un avance importante en la optimización de la producción de juveniles.

Figura 9. Longitud (µm) alcanzada en cada etapa del desarrollo por los cultivos de marzo, junio y septiembre.

Figura 10. Supervivencia (%) alcanzada en cada etapa del desarrollo en los cultivos de marzo, junio, septiembre y diciembre.

Estos resultados muestran la importancia de la calidad de las puestas para la obtención de altas tasas de supervivencia en las fases posteriores: cultivo larvario, metamorfosis, post-larva y juvenil. Relacionando los datos obtenidos en los cultivos trimestrales con la condición gonadal de los reproductores (Figura 11) queda reflejada la trascendencia del estado de desarrollo de las gónadas sobre el éxito de los cultivos. Figura 11. Índice de Condición Gonadal (%) de los erizos (n=30) en los meses en los que se realizaron los cultivos.

Así, la calidad de las puestas y de las fases posteriores viene determinada por la condición gonadal de los erizos. Aunque la gónada parcialmente desovada del mes de junio permite obtener desoves de calidad, medida en diámetro del ovocito, los resultados en términos de supervivencia y talla son mejores en el mes de diciembre. Los peores resultados fueron alcanzados en el mes de septiembre, momento en que la gónada se encuentra en la fase de reposo y recuperación (Byrne, 1990). Los meses de diciembre a marzo se mostraron como los más óptimos para la realización de los cultivos, meses en los que la gónada se encuentra en proceso de maduración. 1.5. Conclusiones Línea Criadero. Optimización del proceso de producción de

juveniles. Para conseguir una optimización en el proceso de producción de juveniles los cultivos larvarios deben desarrollarse en los meses en los que la gónada se encuentre en fase de pre-madurez o madurez. Meses de diciembre a marzo en la costa asturiana. La microalga Chaetoceros gracilis ofrece los mejores resultados en términos de crecimiento y supervivencia larvaria, ya sea ofrecida como monodieta o dieta mixta, frente a otras microalgas ampliamente utilizadas como Phaeodactylum tricornutum y Dunaliella tertiolecta. La baja densidad larvaria permite una simplificación en el manejo de los cultivos, evitando los cambios de agua, y una mayor sincronización en el desarrollo de las larvas, pieza clave en la obtención de altas tasas de fijación. El momento óptimo de transferencia de las larvas competentes a los tanques de fijación debe ser establecido mediante el test de Competencia Larvaria, que nos permite conocer el porcentaje de larvas que completarán la metamorfosis y por tanto el número de larvas que debemos inocular. Los biofilms de diatomeas actúan como óptimos inductores de la fijación y sirven como alimento de los juveniles.

LÍNEA 2. PRE-ENGORDE–ENGORDE DE JUVENILES.

2.1. Actividad. Pre-engorde masivo de juveniles para repoblación. A partir del momento en que los erizos sufren la metamorfosis y se fijan al sustrato comienza el pre-engorde de juveniles, etapa que se prolongará hasta que alcancen un diámetro de caparazón de 10mm. Los experimentos de fijación se realizaron en Placas Petri para tener un mayor control y seguimiento de los eventos perimetamórficos, pero la fijación de las larvas competentes obtenidas se realizó de forma masiva en tanques de 1.000L de capacidad con unas estructuras que aumentan la superficie de fijación por medio de láminas onduladas de poliéster. El tanque y las estructuras poseían una biopelícula natural de diatomeas bentónicas que sirvió como inductora a la metamorfosis de las larvas así como para la alimentación de los juveniles. Según avanzó el crecimiento de los juveniles se aportaron macroalgas frescas. En esta escala de cultivo, el recuento total de las larvas fijadas se hace imposible y las estimaciones realizadas en las placas de poliéster suelen estar subestimadas ya que los erizos se fijan también en las paredes, el fondo del tanque y en las estructuras que soportan las placas onduladas.

Por ello, se llevó a cabo un seguimiento a largo plazo que consistió en realizar el recuento de los juveniles que iban adquiriendo la talla de 10mm, extrayéndolos de los tanques de fijación y liberando la carga. En los tanques de fijación se inocularon generalmente entre 50.000-100.000 larvas competentes y al cabo de un año se extrajeron entre 3.000-5.000 juveniles de 10 mm de talla por tanque. 2.2. Actividad. Desarrollo del cultivo de erizo en fase de engorde en tierra y mar. Una vez que los erizos alcanzan la talla de 10-15 mm se denominan “subadultos” hasta que adquieren la madurez sexual (Grosjean et al., 1998). Dentro de una misma cohorte existe una gran heterogeneidad de tallas y la división de una cohorte hacia grupos de tallas homogéneas favorece el desarrollo de los ejemplares de menor tamaño, que tenían inhibido su crecimiento debido a la presencia de erizos mayores (Grosjean et al., 1996). Por ello, los erizos que iban alcanzando la talla de “subadultos” fueron extraídos de los tanques de fijación en los que convivían con ejemplares pertenecientes a la misma puesta. Estos erizos deben ser transferidos a unas estructuras que ofrezcan un medio más homogéneo en el que el alimento se encuentre al alcance de todos los erizos y la manipulación en las labores de limpieza esté facilitada. En el cultivo de erizos en tierra se utilizan sistemas horizontales como tanques o estructuras tipo tobogán (Grosjean et al., 1998), y más recientemente las cajas UrchinPlatter (McCarron et al., 2009), consideradas un sistema vertical. Éste último sistema permite un mayor aprovechamiento de la columna de agua permitiendo el acoplamiento de las cajas dispuestas verticalmente. Además presenta otras ventajas al permitir un mejor vaciado de los desechos sin afectar a las cajas contiguas mejorando la calidad del agua en su interior. Durante el año previo al comienzo del presente proyecto se realizó un ensayo preliminar en tierra para determinar la viabilidad de cajas de depuración apilables con paredes y fondos ranurados como estructuras de engorde. Las cajas resultaron ser una estructura idónea para el cultivo de subadultos de erizo en cuanto a las facilidades de manipulación y limpieza, obteniendo altas tasas de supervivencia. Con la finalidad de conocer la validez de esta estructura de engorde tanto en mar como en tierra y optimizar el sistema de cultivo en esta fase de crecimiento se estudiaron los siguientes factores en estos dos ambientes (mar/tierra):

• La densidad óptima de cultivo. • Orientación vertical/horizontal de la estructura de engorde. • El crecimiento somático de los individuos. • La tasa de supervivencia.

2.2.1. Desarrollo del cultivo de erizo en fase de engorde en tierra.

2.2.1.1. Metodología. Se utilizaron dos estructuras de engorde formadas por cajas apiladas y dispuestas en sentido horizontal o vertical y se testó la densidad óptima de cultivo. Los dos módulos, elevados 10cm del fondo para evitar la acumulación de desechos en las cajas, se colocaron en un tanque de

1000L con circuito abierto y aireación suministrada desde el fondo. Semanalmente se realizó una limpieza y renovación total del agua del tanque y se alimentó a los erizos ad libitum con la macroalga Saccorhiza sp., conservada en salazón. Los dos experimentos, densidad de cultivo y orientación de la estructura, comenzaron en abril del 2011 y su duración fue de ocho semanas. La temperatura media del agua del tanque fue de 17,60±0,79ºC. Al inicio y al final de los experimentos se determinó, con un calibre, el diámetro (±0,01mm) y el peso (±0,01g) de todos los ejemplares. Para la determinación de los crecimientos se calculó la tasa de Crecimiento Lineal (TCL) y la Ganancia en peso (GP) para lo que se emplearon las siguientes fórmulas: TCL = (Df - Di) / t (2) GP (%) = ((Wf – Wi)/Wi) x 100 (3) En donde, Di y Df son las diámetros de caparazón iniciales y finales respectivamente (aportados en µm y mm); t el tiempo (en días y mes); Wi el peso inicial y Wf el peso final (g). Al final del experimento se determinó la tasa de supervivencia (%) y el porcentaje (%) de erizos con lesiones, en el que caso de que las presentaran.

a) Efecto de la densidad de cultivo. En la experiencia de densidad de cultivo se utilizaron 1.440 juveniles de erizo repartidos en una estructura de engorde formada por cajas dispuestas verticalmente, en las que se aplicaron por duplicado las densidades de 160, 240 y 320 juveniles por compartimento. Cada compartimento tiene una base de 30x16cm y una altura de 40cm (Figura 12, izquierda). Con esta orientación los desechos originados en un compartimento no interfieren en los demás.

Figura 12. Dimensiones de las estructuras de engorde con orientación vertical (izquierda) y horizontal (derecha).

b) Efecto de la orientación de la estructura de engorde. Con la finalidad de comparar el crecimiento según la disposición de las cajas y determinar las posibles interferencias ocasionadas por los desechos entre compartimentos se utilizaron 640 juveniles de erizo repartidos en cajas dispuestas horizontalmente. Se utilizó la densidad menor (n=160) aplicada en el experimento simultáneo en dos compartimentos superpuestos por duplicado. Cada compartimento posee una base de 30x40cm y una altura de 16cm (Figura 12, derecha). Los erizos del nivel inferior (N1) reciben los desechos generados por los erizos del nivel superior (N2). Los resultados obtenidos con esta orientación horizontal fueron comparados con los obtenidos en la orientación vertical con la misma densidad de cultivo.

2.2.1.2. Resultados. a) Efecto de la densidad de cultivo

En el cultivo en tierra, la densidad ensayada afecta al crecimiento de los juveniles, obteniendo tasas inferiores según aumenta la densidad (Tabla IX). Tabla IX. Diámetro y peso inicial y final (mm y g ±dt) de los erizos cultivados en interior durante ocho semanas y Tasa de Crecimiento Lineal (TCL) (µm día-1; mm mes-1) y Ganancia en Peso (GP) (%) para los diferentes tratamientos. Erizos lesionados (%) y Supervivencia (%) al final del experimento.

N=160 N=240 N=320 Di (mm±dt) 17,12±1,13 17,64±1,31 17,35±1,26 Df (mm±dt) 18,24±1,25 18,61±1,52 18,27±1,55 TCL (µm día-1) 20,00 17,23 16,25 TCL (mm mes-1) 0,56 0,48 0,45 Pi (g±dt) 2,20±0,41 2,41±0,54 2,32±0,56 Pf (g±dt) 2,57±0,52 2,77±0,66 2,65±0,63 GP (%) 16,59 14,73 14,01 Lesiones (%) 0,63 2,08 8,59 Supervivencia (%) 99,7 98,3 95,7

En la Tabla IX se muestran en negrita las mejores tasas de crecimiento y supervivencia alcanzadas, que se correspondieron siempre con la densidad menor ensayada (N=160). La densidad mayor (N=320) presentó una aparición constante de juveniles lesionados debido al rozamiento que se traduce en un posible aumento de la mortalidad, por lo que se descartó esta densidad en el cultivo en mar.

b) Efecto de la disposición de la estructura de engorde En las cajas dispuestas horizontalmente se observó un mayor crecimiento en el nivel superior (N2) (Tabla X), probablemente debido a la acumulación de residuos en el fondo del tanque, que a pesar de la elevación de las cajas afecta a la calidad del agua, y perjudica el crecimiento de los erizos estabulados en el nivel inferior (N1). Tabla X. Diámetro y peso inicial y final (mm y g ±dt) de los erizos cultivados en interior durante ocho semanas y Tasa de Crecimiento Lineal (TCL) (µm día-1; mm mes-1) y Ganancia en Peso (GP) (%) para los diferentes tratamientos. Erizos lesionados (%) y Supervivencia (%) al final del experimento.

VERTICAL HORIZONTAL - N1 HORIZONTAL - N2 Di (mm±dt) 17,12±1,13 17,00±1,36 17,94±1,58 Df (mm±dt) 18,24±1,25 18,13±1,54 19,88±1,85 TCL (µm día-1) 20,00 20,27 34,64 TCL (mm mes-1) 0,56 0,57 0,97 Pi (g±dt) 2,20±0,41 2,06±0,54 2,75±0,73 Pf (g±dt) 2,57±0,52 2,62±0,68 3,31±0,63 GP (%) 16,59 27,18 20,73 Lesiones (%) 0,63 0,63 0,31 Supervivencia (%) 99,7 99,7 100,0 Comparando los resultados según la disposición horizontal-vertical de la estructura de engorde (Tabla X), las tasas de crecimiento son similares entre el compartimento vertical (20,00 µm día-1) y el horizontal del piso inferior (20,27 µm día-1); ambos en contacto con los residuos del fondo del tanque. En cambio, el compartimento horizontal superior (N2) consigue tasas considerablemente mayores (34,64 µm día-1) confirmando la importancia de la disposición y ubicación de los erizos en el tanque. Cabe destacar, en términos de ganancia en peso, la cifra alcanzada por los compartimentos horizontales del piso inferior, 27,18% frente al 16,59% alcanzado por los compartimentos verticales. De manera que las mejores tasas de crecimiento, ya sea en talla o peso, se consiguieron en la disposición horizontal. 2.2.2. Desarrollo del cultivo de erizo en fase de engorde en mar.

2.2.2.1. Metodología. En el cultivo en mar, se utilizaron 1.760 erizos procedentes de las experiencias de engorde en tierra. Se utilizaron de nuevo las dos estructuras de engorde (Figura 13) con la disposición horizontal y vertical para conocer los efectos sobre el crecimiento de los erizos en el cultivo en mar. Las dos estructuras se colgaron de un pantalán flotante ubicado en la zona exterior del Puerto de Figueras (Castropol). Una vez a la semana, las cajas fueron revisadas y los erizos alimentados con algas frescas recogidas del medio natural (Codium tomentosum, Saccorhiza sp., Ulva sp., Fucus sp., Ascophyllum nodosum…).

Figura 13. Estructura de engorde en mar (izquierda) sobre el pantalán y detalle de un compartimento con algas frescas (derecha).

El experimento comenzó en junio del 2011 y su duración fue de ocho semanas en las que la temperatura media de la ría fue de 18,41±0,71ºC. Al igual que en el cultivo en tierra, se registró el diámetro (±0,01mm) de todos los ejemplares al inicio y al final del experimento con el fin de determinar el crecimiento de los erizos mediante la tasa de Crecimiento Lineal (TCL), aportada en µm día-1 y mm mes-1 y la Ganancia en Peso (GP) aportada en porcentaje total.

a) Efecto de la densidad de cultivo Para esta experiencia se seleccionaron 800 ejemplares distribuidos en densidades de 160 y 240 juveniles por compartimento vertical, eliminando la densidad mayor (360) utilizada en tierra. Cada densidad poseía una réplica.

b) Efecto de la disposición de la estructura de engorde De nuevo, se utilizó la densidad menor (160) para comparar el crecimiento de las cajas apiladas horizontalmente y de las dispuestas verticalmente. En el cultivo en mar se utilizaron 940 ejemplares dispuestos por duplicado en tres niveles horizontales, desde el N1 (nivel inferior) al N3 (nivel superior), y 320 ejemplares dispuestos en la estructura vertical.

2.2.2.2. Resultados. a) Efecto de la densidad de cultivo

La densidad aplicada en el cultivo en el mar afectó de nuevo al crecimiento de los juveniles. Se redujo la tasa de crecimiento según aumentó el número de ejemplares, 38,06 µm día-1 en el tratamiento N=160 frente a las 31,52 µm día-1 conseguidas por la densidad N=240 (Tabla XI). Tabla XI. Diámetro y peso inicial y final (mm y g ±dt) de los erizos cultivados en interior durante ocho semanas y Tasa de Crecimiento Lineal (TCL) (µm día-1; mm mes-1) y Ganancia en Peso (GP) (%) para los diferentes tratamientos. Erizos lesionados (%) y Supervivencia (%) al final del experimento.

N=160 N=240 Di (mm±sd) 18,08±1,39 18,61±1,51 Df (mm±sd) 20,22±1,72 20,38±2,04 TCL (µm día-1) 38,06 31,52 TCL (mm mes-1) 1,06 0,88 Pi (g±sd) 2,36±0,52 2,56±0,63 Pf (g±sd) 3,33±0,90 3,55±1,13 GP (%) 41,31 38,40 Lesiones (%) 0,31 0,42 Supervivencia (%) 100,0 99,6 De nuevo, se resaltan en la Tabla XI las mejores tasas alcanzadas en el cultivo en mar, que se corresponden con la densidad menor ensayada (N=160).

a) Efecto de la disposición de la estructura de engorde En el cultivo en mar, con una alta renovación del agua en el interior de los compartimentos, los erizos estabulados no parecen verse afectados por la acumulación de residuos en la parte inferior de las estructuras de engorde, de manera que no se observó una reducción llamativa de las tasas de crecimiento en los niveles inferiores (N1 y N2) de las cajas dispuestas horizontalmente (Tabla XII). En cambio, se registró una menor tasa en el piso superior, que se

relacionó con la alta radiación de los meses experimentales (junio-agosto), que provocó un menor consumo de las algas suministradas por parte de los erizos de este nivel. Curiosamente, las mejores tasas de crecimiento en talla y peso se alcanzaron de nuevo en los compartimentos horizontales pero en niveles diferentes. Así, los erizos del nivel superior (N3) con crecimientos menores en talla registraron las mayores tasas de crecimiento en peso, como ocurría en el cultivo en tierra. Tabla XII. Diámetro y peso inicial y final (mm y g ±dt) de los erizos cultivados en interior durante ocho semanas y Tasa de Crecimiento Lineal (TCL) (µm día-1; mm mes-1) y Ganancia en Peso (GP) (%) para los diferentes tratamientos. Erizos lesionados (%) y Supervivencia (%) al final del experimento.

VERTICAL HORIZON - N1 HORIZON - N2 HORIZON - N3 Di (mm±sd) 18,08±1,39 19,03±2,00 18,78±1,64 18,88±1,63 Df (mm±sd) 20,22±1,72 21,27±2,43 21,18±2,19 20,86±2,32 TCL (µm día-1) 38,06 40,00 43,04 35,27 TCL (mm mes-1) 1,06 1,12 1,20 0,99 Pi (g±sd) 2,36±0,52 2,06±0,54 2,75±0,73 2,70±0,70 Pf (g±sd) 3,33±0,90 4,05±1,42 4,05±1,20 4,10±1,16 GP (%) 41,31 38,16 46,82 51,57 Lesiones (%) 0,31 0,00 0,00 0,00 Superviv. (%) 100,0 100,0 100,0 100,0

2.2.3. Conclusiones de la actividad “Desarrollo del cultivo de erizo en fase de engorde en

tierra y mar” Las cajas resultaron una estructura idónea para el cultivo de subadultos de erizo, tanto en tierra como en mar, en cuanto a las facilidades de manipulación y limpieza. Además, las cajas ofrecieron un medio homogéneo que favoreció la distribución equitativa del alimento. En cuanto a los datos obtenidos en la supervivencia de los erizos cultivados, fueron muy altos en los dos tipos de cajas, superiores al 95% en todos los casos, aunque algunos erizos presentaban lesiones por rozamiento. En el cultivo en tierra y en mar, la selección de una densidad adecuada de cultivo fue fundamental para optimizar el crecimiento de los subadultos de erizo. En los experimentos realizados se consiguió siempre un mayor crecimiento en la densidad N=160 para las dimensiones aportadas. La orientación de la estructura también afectó a la fase de engorde. En general, en los compartimentos verticales las tasas de crecimiento fueron menores y los erizos presentaron más daños causados por rozamiento. Entre los distintos niveles horizontales, en el cultivo en tierra el descenso en la calidad del agua parece ser el factor limitante del crecimiento en talla, mientras que en el cultivo en mar fue el aumento de la luminosidad. Por tanto, para optimizar el crecimiento en la fase de engorde en tierra y mar se deben considerar esos dos factores. Además de las tasas de crecimiento, la mayor estabilidad de las cajas en el agua, la distribución más homogénea del alimento en el compartimento y la disminución de los daños causados por rozamiento, posiciona a las estructuras de engorde con disposición horizontal, como las más adecuadas para optimizar el crecimiento de los juveniles de erizo.

2.3. Actividad. Diseño, fabricación y ensayo de piensos artificiales. En la línea 2 del proyecto se incluye el diseño, fabricación y ensayo de piensos artificiales. La actividad de Asturias en este apartado se centró en testar los piensos extrusionados elaborados por la Comunidad de Murcia en juveniles cultivados, como alimento alternativo al uso de las macroalgas que eviten la dependencia de éstas sobre todo en las épocas del año en que escasean.

2.3.1. Metodología. En la prueba de alimentación se utilizaron 160 juveniles de Paracentrotus lividus obtenidos mediante fertilización artificial en el Centro de Experimentación Pesquera, Castropol. Los ejemplares seleccionados para el experimento pertenecían a dos clases de talla; la clase 1 formada por 80 erizos con un diámetro medio inicial de 14,60±0,65mm y la clase 2 formada por otros 80 erizos con un diámetro de 21,11±4,31mm. Cada clase de talla se dividió al azar en cuatro grupos de 20 individuos que se colocaron en cestillos de 22x36cm con fondo y laterales de malla, que se dispusieron a su vez, en un tanque rectangular de 146L que forma parte de una estructura de crecimiento descrita por Grosjean et al. (1998) formada por tres tanques superpuestos. Los juveniles se mantuvieron en un sistema de recirculación, con un aporte al circuito de agua de mar filtrada (10 µm) de 36 L h-1 y expuestos a un fotoperiodo natural. El alimento suministrado a los erizos consistió en una dieta macroalgal formada por la laminaria Saccorhiza sp. aportada tras su descongelación, ya que en esa época del año el alga no se encontraba en el medio natural; y un pienso extrusionado, disponible durante todo el año. El pienso es cilíndrico, con un diámetro de 6mm y suministrado con una longitud aproximada de 20mm. Los porcentajes en parte seca de cada uno de sus componentes se reflejan en la Tabla XIII. El alimento fue aportado ad libitum cada 48-72 horas, retirando el sobrante para evitar la pérdida de calidad del alimento y del agua del circuito. Una vez a la semana, se suministró un peso conocido del pienso extrusionado a las dos clases de talla que se retiró a las 48 horas y se obtuvo su peso seco (48h a 70ºC). Se calculó un factor de conversión para conocer el peso seco del pienso el día 0 y obtener las tasas de consumo del alimento extrusionado por parte de los juveniles de las dos clases de talla.

Tabla XIII. Composición porcentual en parte seca de los ingredientes que constituyen el pienso extrusionado.

INGREDIENTES COMPOSICIÓN (%) CANTIDAD (g) Harinas vegetales terrestres (soja) 20 800 Harinas vegetales terrestres (trigo) 20 800 Harinas vegetales marinas (algas) 15 600 Harinas de origen animal (patexo) 15 600 Harinas de origen animal (pescado) 15 600 Almidones 3 120 Aceites de pescado 3 120 Aceites vegetales (girasol) 2 80 Colesterol 0,5 20 Fosfato dicálcico 1,5 60 Premix 1 40 Gelatina 4 160

El experimento comenzó en abril del 2011 y su duración fue de ocho semanas. Al inicio y al final del experimento se determinó, con un calibre, el diámetro (±0,01mm) del caparazón sin considerar las púas y el peso húmedo (±0,01g) de todos los individuos y se registró la mortalidad de los erizos. La temperatura, salinidad y oxígeno del agua también fueron registradas. Para la determinación de los crecimientos, y su comparación entre los obtenidos con la macroalga y el pienso, se calcularon la Tasa de Crecimiento Lineal (TCL) y la Ganancia en Peso (GP), para lo que se emplearon las siguientes fórmulas: TCL = (Df - Di) / t (2) GP (%) = ((Wf – Wi)/Wi) x 100 (3) En donde, Di y Df son las diámetros de caparazón iniciales y finales respectivamente; t el tiempo en días; Wi el peso inicial y Wf el peso final.

2.3.2. Resultados. Los juveniles de erizo de las dos clases de talla ensayadas aceptan el pienso extrusionado. En general, la tasa de consumo del pienso por erizo y día es superior en los erizos de talla 2 (Figura 14). Las tasas de crecimiento lineal (µm día-1) son superiores en los erizos alimentados con el pienso frente aquellos que lo están con la macroalga, independiente de la clase de talla. Presentan valores de crecimiento de 40,80 y 41,79 µm día-1 en la talla 1 y 2, respectivamente, frente a las 36,88 y 26,16 µm día-1 de las tallas 1 y 2 alimentadas con la macroalga (Tabla XIV).

Figura 14. Tasa de consumo del pienso extrusionado (mg) por erizo y día en las dos clases de talla de juveniles, a lo largo de las ocho semanas de experimento. El consumo medio del pienso a lo largo del experimento fue 3,9±1,4% del peso corporal en los erizos de talla pequeña y un 1,9±0,5% en los de talla mayor. Con respecto a la ganancia en peso (%), los valores obtenidos también son superiores en los erizos alimentados con pienso que en los alimentados con la macroalga y son mayores en los erizos de talla pequeña (T1) que en los de talla mayor (T2) (Tabla XIV). Tabla XIV. Valores medios y desviación standard del diámetro del caparazón (mm) y peso húmedo (g) al inicio y fin del experimento. Tasa de crecimiento lineal (TCL) (µm día-1) (mm mes-1) y ganancia en peso (%) para las dos tipos de dietas y clases de talla. Supervivencia (%) al final del experimento. ALGA CONGELADA PIENSO EXTRUSIONADO Talla 1 Talla 2 Talla 1 Talla 2 Diámetro caparazón inicio (mm) 14,48 ± 0,67 20,95 ± 0,78 14,72 ± 0,60 21,26 ± 4,48 Diámetro caparazón fin (mm) 16,55 ± 1,25 22,42 ± 1,61 17,00 ± 0,95 23,60 ± 1,24 TCL (µm día-1) 36,96 26,25 40,71 41,79 TCL (mm mes-1) 1,04 0,74 1,14 1,17 Peso húmedo inicio (g) Peso húmedo fin (g)

1,47 ± 0,25 2,25 ± 0,44

4,13 ± 0,49 4,88 ± 0,58

1,53 ± 0,21 2,56 ± 0,34

4,48 ± 0,59 6,04 ± 0,82

Ganancia en peso (%) 54,45 18,01 67,32 34,67 Supervivencia (%) 100 100 100 95 La temperatura media durante los dos meses que duró la experiencia fue de 18,2±0,53ºC y la salinidad media de 32,7±1,11‰. Los niveles de oxígeno registrados en el agua del circuito fueron siempre superiores al 92%. La supervivencia de todos los juveniles de erizo fue prácticamente del 100% (Tabla XIV). Sólo se registraron dos muertes, una en cada una de las réplicas de los erizos de talla 2 alimentados con pienso, y que fueron ocasionadas tras el daño sufrido durante el primer periodo de muestreo.

2.3.3. Conclusiones.

El pienso extrusionado ensayado es consumido por los juveniles de erizo en las dos clases de talla, el 4% de su peso corporal en los erizos de talla pequeña (14>15mm) y un 2% en los de talla mayor (20>21mm).

El crecimiento conseguido por el pienso es mayor que por el alga. Además el pienso consigue mantener la misma tasa de crecimiento en los erizos de talla grande que en los de talla pequeña. El uso del pienso se presenta como una alternativa optimizada del uso de macroalgas. LÍNEA 3. FINALIZACIÓN DEL PRODUCTO.

Dentro de la línea 3 descrita en el proyecto se recoge la “Elaboración de dietas energéticas de mejora de la condición, textura y color de las gónadas” en la que Asturias participa testando los piensos en erizos de talla comercial. También contribuyó en la evaluación de la calidad nutricional de las gónadas de erizo con la realización de muestreos estacionales y el envío de las muestras para su análisis bioquímico. 3.1. Actividad. Ensayo de piensos energéticos de mejora gonadal. El valor comercial del erizo de mar está dado por la calidad de sus gónadas, jugando un papel importante su tamaño, color y textura. La condición de la gónada varía a lo largo del año y entre las diferentes poblaciones naturales, existiendo bancos de erizo que presentan una baja condición y una decoloración gonadal, es decir, un bajo rendimiento comercial. Para obtener un producto de elevada calidad, las gónadas de erizo deben tener una condición alta, una textura firme y un color brillante amarillo-anaranjado. Hasta la fecha, gran parte de las investigaciones en este sentido se han centrado en la formulación de piensos con el propósito de optimizar la producción gonadal, influyendo tanto la fuente de proteína como la concentración y tipo de pigmentos empleados. No obstante, a pesar de que el uso de piensos formulados para distintas especies de erizo ha sido exitoso en cuanto a crecimiento gonadal y aceptabilidad, los resultados en cuanto a color o palatabilidad no han sido satisfactorios. El porcentaje de gónadas con color aceptable se ha correlacionado positivamente con la concentración de β-caroteno de origen dietario, sin embargo, los pigmentos que no se encuentran en su dieta habitual no parecen acumularse en las gónadas. En este estudio se pretende ensayar dietas energéticas de afinado que mejoren la condición, textura y color de las gónadas de los erizos previo a su comercialización. Estas dietas suministradas durante periodos cortos de tiempo posibilitarían la mejora de la calidad de aquellos erizos que debido a las zonas en las que se han desarrollado presentan una baja condición y no resulta económicamente rentable su comercialización. También sería posible la obtención de gónadas de valor comercial fuera de temporada.

3.1.1. Metodología. Erizos adultos de tamaño comercial (>55mm) fueron recogidos en junio del 2012 del submareal de la zona oeste de las Islas Pantorgas, Tapia, y mantenidos sin alimento durante 2 semanas previo al inicio del experimento. Ciento sesenta ejemplares, con un diámetro medio de 57,72±2,73mm y un peso húmedo de 74,59±14,13g fueron estabulados en 12 cestillos rectangulares en un sistema de toboganes. El sistema de estabulado está diseñado en circuito semi-cerrado con un aporte de agua a la estructura completa de aproximadamente 1 L min-1 y provisto de aireación. La temperatura del agua durante el experimento fue 19,9±0,7ºC y los niveles medios de oxígeno registrados en el agua del circuito fueron 92,4±2,6%.

Con el fin de conocer la condición gonadal de la que partían los ejemplares una muestra de 25 erizos fue pesada y diseccionada antes del inicio del experimento. En el experimento de alimentación, se utilizaron piensos elaborados por la Comunidad de Murcia mediante cocción-extrusión, procedimiento que asegura una completa gelatinización de los almidones y que garantiza una correcta aglomeración y estabilidad del pienso en el agua. Los cuatro piensos extrusionados ensayados, aportados en cilindros de 8mm de diámetro, se diferencian en el contenido en pigmentos. El pigmento utilizado es una oleorresina procedente del pimentón con diferentes grados de concentración. Se dispone de un pienso control al que no se le ha añadido el pigmento y 3 piensos con oleorresinas de diferente intensidad; OR-4000, OR-8000 y OR-10000. Cada 3 días se aporta el 4% del peso de los erizos en pienso asegurando que siempre haya alimento disponible. El alimento no ingerido y las heces fueron sifonados para evitar molestar a los ejemplares. Tabla XV. Composición porcentual (%) en parte seca de los ingredientes que constituyen los cuatro piensos extrusionados.

Ingredientes CONTROL OR-4000 OR-8000 OR-10000 Harina vegetal (soja) 20,0 20,0 20,0 20,0 Harina vegetal (trigo) 20,0 20,0 20,0 20,0 Harina vegetal (algas) 15,0 15,0 15,0 15,0 Harina animal (patexo) 15,0 15,0 15,0 15,0 Harina animal (pescado) 15,0 15,0 15,0 15,0 Almidones 3,0 3,0 3,0 3,0 Colesterol 0,5 0,5 0,5 0,5 Fosfato dicálcico 1,5 1,5 1,5 1,5 Premix 1,0 1,0 1,0 1,0 Aceite de pescado 3,0 3,0 3,0 3,0 Aceite vegetal (girasol) 2,0 1,5 1,5 1,5 Gelatina 4,0 4,0 4,0 4,0 Oleorresina OR-4000 0,0 0,5 0,0 0,0 Oleorresina OR-8000 0,0 0,0 0,5 0,0 Oleorresina OR-10000 0,0 0,0 0,0 0,5

La duración del experimento fue de 8 semanas, llevándose a cabo entre el 5 de julio y el 30 de agosto del 2012. A las 4 y 8 semanas del inicio del experimento la mitad de los ejemplares fueron medidos, y pesados antes de realizar su disección. Posteriormente, las gónadas se extrajeron y pesaron anotando también su coloración. Con los resultados obtenidos se calculó el índice gonadosomático (IGS) que relaciona, en porcentaje, el peso húmedo gonadal y el peso húmedo total, para lo que se empleó la siguiente fórmula:

IGS = (Pg / Pt)*100 (1) Donde IGS es el Índice Gonadosomático (%), Pg es el peso húmedo de las cinco gónadas y Pt el peso húmedo total del erizo. Este índice nos permitirá relacionar el estado de condición de las gónadas. La coloración gonadal fue determinada al final del experimento mediante el uso de una escala Pantone® y clasificada en base a un ranking de categorías desde menos a más aceptable con valores de 1 a 4:

1. Colores negro a castaño oscuro. 2. Colores crema y castaño claro. 3. Naranja claro y rojizo. 4. Naranja oscuro y coral.

3.1.2. Resultados. Los erizos de talla comercial aceptaron y consumieron los piensos extrusionados ensayados aunque no se encontraron diferencias significativas en la talla de los erizos entre la muestra inicial y la muestra obtenida después de 8 semanas (Tabla XVI). Tabla XVI. Diámetro (mm±dt) y peso húmedo (g±dt) de los erizos al inicio del experimento y tras 8 semanas de alimentación en los cuatro tratamientos.

INICIO FIN CONTROL OR-4000 OR-8000 OR-10000

Diámetro (mm) 57,72±2,73 57,61±2,23 57,71±2,75 57,67±3,02 57,81±2,22 Peso (g) 74,59±14,13 80,01±12,24 77,88±15,86 77,49±15,62 79,08±12,96

La supervivencia de los erizos fue prácticamente del 100%. Sólo se registró una muerte en una de las réplicas de los erizos alimentados con el pienso OR-4000, durante el primer periodo de muestreo.

Figura 15. Valores medios (±dt) del Índice Gonadal (%) durante las 8 semanas experimentales.

Durante las primeras 4 semanas de alimentación los erizos aumentaron más de un 4,5% su índice de condición, mientras que en las 4 semanas siguientes aumentaron casi un 7% esta condición (Figura 15). Los erizos partían de una condición gonadal de 1,72±0,54% y alcanzaron, tras 8 semanas de alimentación, una condición de 13,27±3,14%, correspondiéndose a un aumento del 1,4% semanal. El bajo índice gonadal del que partían los erizos se debió a que los ejemplares adultos fueron recogidos en el mes de junio, tras el desove natural de los erizos, y además, durante el periodo

de aclimatación los erizos sufrieron otro desove ocasionado por stress térmico. El Índice gonadal en el medio natural al inicio y al final del experimento descendió desde 6,60±2,57 a 5,95±1,46%. Con respecto a la coloración gonadal, a las 8 semanas del inicio del experimento se registraron 27 colores de la carta Pantone® (Figura 16) a los que se les asignó un valor entre 1-4 dependiendo del tramo de color al que pertenecían.

Figura 16. Determinación del color gonadal mediante escala Pantone a las 8 semanas.

El ranking de categorías (1-4) permitió establecer numéricamente la coloración gonadal conseguida por los diferentes piensos ensayados (Tabla XVII). La oleorresina contenida en el pienso extrusionado consigue mejorar el color de las gónadas, existiendo diferencias entre el tratamiento control y el resto de piensos. También se observó una leve mejora en la coloración según ascendemos en la concentración de la oleorresina de 4000 a 10000 con valores de color de 2,93 hasta 3,27. Tabla XVII. Valores medios (±dt) de coloración gonadal conseguida por los 4 piensos ensayados tras 8 semanas de experimento.

CONTROL OR-4000 OR-8000 OR-10000 COLOR GONADAL 1,93 ± 0,88 2,93 ± 1,03 3,07 ± 1,03 3,27 ± 0,96

Por otro lado, teniendo en cuenta el porcentaje de cada puntuación de color presentado por las gónadas, se observó un aumento de los valores 3 y 4 en los erizos alimentados con los piensos con oleorresina (Figura 17).

Figura 17. Porcentaje de gónadas en cada categoría de color tras 8 semanas de aplicación de las 4 dietas experimentales.

3.1.3. Conclusiones. El pienso consigue un desarrollo gonadal muy importante que se corresponde con un aumento del índice de condición del 1,4% semanal en los dos meses experimentales. Este crecimiento es mayor en las cuatro últimas semanas que en las previas. La oleorresina del pimentón aplicada en el pienso consigue mejorar el color gonadal y a mayor concentración de oleorresina mayor número de gónadas de color excelente (4). 3.2. Actividad. Evaluación de la composición nutritiva de las gónadas de erizo. El objetivo fue la evaluación de la composición nutritiva (macronutrientes, clases de lípidos, minerales y glucógeno) del erizo durante el desarrollo gonadal en distintas zonas geográficas: Murcia (Mediterráneo), Cádiz (Atlántico) y Asturias (Cantábrico).

3.1.1. Metodología. Las muestras se recogieron en las cuatro estaciones del año, una muestra por estación, y todos los ejemplares recolectados fueron adultos de tamaño comercial (>55 mm). Los erizos fueron medidos, pesados y anotada su coloración externa antes de realizar la disección. Posteriormente, las gónadas se extrajeron y pesaron anotando también su coloración. Con los resultados obtenidos se calculó el índice gonadosomático (IGS) que relaciona, en porcentaje, el peso húmedo gonadal y el peso húmedo total, para lo que se empleó la siguiente fórmula:

IGS = (Pg / Pt)*100 (1) Donde IGS es el Índice Gonadosomático (%), Pg es el peso húmedo de las cinco gónadas y Pt el peso húmedo total del erizo. Este índice nos permitirá relacionar el estado de condición de las gónadas, en la estación del año muestreada, con los resultados obtenidos en los análisis bioquímicos.

Para la posible comparación de los resultados obtenidos en las tres comunidades es preciso seguir un protocolo de actuación. Con la finalidad de realizar todas las analíticas deseadas lo más apropiado es trabajar con submuestras. Se prepararon 3 submuestras (A, B y C) por cada estación (Primavera, Verano, Otoño e Invierno), cada una de ellas compuesta por unos 80 g de gónadas. Las gónadas obtenidas se trituraron y homogeneizaron antes de ser envasadas al vacío, congeladas y enviadas debidamente etiquetadas a la Comunidad encargada (Murcia) de realizar los análisis bioquímicos de macronutrientes (Humedad, Grasa bruta, Minerales totales y Proteína bruta), clases de lípidos, minerales específicos y glucógeno.

3.1.2. Resultados. A lo largo del 2011 Asturias realizaron los cuatro muestreos correspondientes a las cuatro estaciones del año: invierno, primavera, verano y otoño, recogiéndose las muestras en los meses de enero, abril, agosto y noviembre, respectivamente. La población de erizo seleccionada se encuentra en la costa occidental asturiana en el concejo de Castropol. Los erizos fueron recogidos en la zona intermareal de La Punta de la Cruz y trasladados al laboratorio. Las medidas biométricas registradas fueron el diámetro y la altura (eje oral-aboral) del caparazón, ambas sin púas, y el peso húmedo total de los erizos. A continuación fueron diseccionados para extraerles las cinco gónadas y conocer su peso húmedo y el sexo de los ejemplares. Puesto que desde un punto de vista comercial las gónadas masculinas y femeninas no se diferencian se mezclaron conjuntamente para la preparación de las submuestras. Tabla XVIII. Datos biométricos e Índice Gonadosomático (IGS) de las submuestras (A, B, C) y del total de ejemplares recogidos en las cuatro estaciones (Invierno, Primavera, Verano, Otoño).

INVIERNO N PESO DIÁMETRO ALTURA GÓNADA IGS A 10 82,7±19,0 57,0±4,3 30,6±3,8 8,6±2,5 14,98±4,0 B 12 74,1±12,5 55,3±3,5 29,6±2,9 6,8±2,1 12,25±3,2 C 11 79,4±11,7 58,2±2,8 31,0±3,1 7,4±2,4 12,63±3,5

TOTAL 33 78,5±14,5 56,8±3,7 30,4±3,2 7,5±2,4 13,2±3,7

PRIMAVERA N PESO DIÁMETRO ALTURA GÓNADA IGS A 10 58,8±12,9 52,5±3,1 30,3±3,2 8,2±3,6 15,44±6,2 B 10 62,9±10,0 52,7±2,4 30,1±2,0 8,8±2,1 16,69±4,3 C 11 55,1±2,87 51,5±1,5 28,4±1,9 8,3±2,5 16,22±4,9

TOTAL 31 58,8±9,7 52,2±2,4 29,6±2,5 8,4±2,7 16,1±5,0

VERANO N PESO DIÁMETRO ALTURA GÓNADA IGS A 14 69,6±15,6 57,1±2,7 32,7±2,7 6,8±2,4 9,7±2,1 B 12 69,7±13,6 57,7±3,4 31,6±2,9 7,3±2,6 10,3±2,5 C 14 65,9±11,4 56,7±1,3 32,0±4,3 7,4±2,8 11,3±4,2

TOTAL 40 68,3±13,4 57,1±2,5 32,1±3,3 7,2±2,5 10,4±3,1

OTOÑO N PESO DIÁMETRO ALTURA GÓNADA IGS A 15 65,4±8,8 57,6±1,9 30,5±2,3 5,6±2,5 8,4±3,3 B 15 69,6±19,7 58,5±4,5 30,6±2,9 5,5±2,0 8,3±3,0 C 15 65,4±9,1 57,5±1,9 28,5±1,7 6,0±1,4 9,2±1,7

TOTAL 31 66,8±13,3 57,8±3,0 29,9±2,5 5,7±2,0 8,6±2,7

Figura 18. Evolución estacional del Índice Gonadosomático en la población estudiada.

El mayor Índice Gonadosomático (16,1±5,0) fue alcanzado en el muestreo de primavera realizado el 19 de abril del 2011, coincidiendo con la época de puesta natural de esta población de erizo. En verano el índice cae tras el desove primaveral (10,4±3,1) pero sin alcanzar el mínimo que fue registrado en el mes de noviembre, en el muestreo de otoño (8,6±2,7). En el muestreo de invierno, realizado el 20 de enero, los ejemplares de la población estudiada presentaban un índice de condición de 13,2±3,65 (Tabla XVIII y Figura 18).

LÍNEA 4. REPOBLACIÓN CON JUVENILES DE ERIZO OBTENIDOS EN CRIADERO. En los últimos años se viene produciendo un declive general de las pesquerías de muchas especies de interés comercial. El erizo de mar no es ajeno a esta problemática que se pone de manifiesto en los descensos de las capturas en la mayoría de los países productores debido a la sobreexplotación de sus poblaciones. En este caso, la acuicultura se presenta como una alternativa para satisfacer la creciente demanda de producto y como una opción para reparar los daños provocados en el medio. Uno de los objetivos del proyecto es la producción intensiva de juveniles en criadero destinados a la repoblación para aumentar la producción y el valor de los ecosistemas acuáticos y restablecer las poblaciones sobreexplotadas y en peligro. Para abordar este objetivo fue necesario disponer de juveniles con un tamaño entre 10-30mm de diámetro y de un equipo de marcaje que posibilite el seguimiento de las repoblaciones. 4.1. Actividad. Diseño de sistemas de marcaje y métodos de control. Para poder discernir entre los juveniles repoblados de la población natural y realizar un seguimiento de las repoblaciones se requiere de la utilización de una técnica de marcaje. La marca empleada debe perdurar en el tiempo y no suponer un reclamo para los depredadores, siendo una marca interna la más adecuada en este experimento.

4.1.1. Metodología. El equipo de marcaje (Northwest Marine Technology) utilizado en el estudio inyecta un alambre magnético de 2,2 mm de longitud a través de la membrana peristomial del erizo que es localizado posteriormente mediante un detector (Figura 19). Estudios previos demostraron que esta técnica de marcaje no afecta al crecimiento de los juveniles y debe ser aplicada a ejemplares con un diámetro de caparazón ≥15 mm para obtener tasas de retención del 80%.

Figura 19. Marcaje por inyección de los juveniles (izquierda) y comprobación del éxito de marcaje (derecha).

A lo largo del proyecto se realizaron varias sesiones de marcaje de erizos destinados a repoblar bancos dañados o desaparecidos. La retención de la marca se comprobó en los días inmediatamente anteriores a la liberación de los juveniles por lo que varía entre sesiones.

En junio de 2011 se marcó un primer lote de 400 juveniles con una talla óptima de marcaje y posteriormente otro lote de 200 juveniles. A los 60 y 20 días se comprobó el porcentaje de retención de la marca por parte de los juveniles del primer y segundo lote, respectivamente. Durante el 2012, se realizaron también dos sesiones de marcaje en julio y septiembre y se comprobó la retención de la marca 40 días tras su implantación.

4.1.2. Resultados. Independientemente del número de días transcurridos (20-60 días) desde el marcaje de los juveniles hasta la detección de la marca interna, se obtuvieron porcentajes de retención superiores al 70% en las cuatro sesiones de marcaje (Tabla XIX). Tabla XIX. Erizos marcados y retención de la marca (%) tras 40 días en las dos sesiones de marcaje.

SESIÓN 1 SESIÓN 2 SESIÓN 3 SESIÓN 4 Erizos marcados 400 200 989 204 Tiempo retención (días) 60 20 40 40 Erizos con marca 298 143 714 175 Retención marca (%) 74,50 71,50 73,27 83,45

Además, en algunos casos el tamaño de los erizos era muy variable, no alcanzando siempre la talla óptima de marcaje (≥15 mm). El marcaje de ejemplares menores de un año, con tallas de 10-15 mm, explica la menor tasa de retención obtenida (73,27%).

Considerando las cuatro sesiones de marcaje se obtuvo una media de retención de la marca de 75,68% a los cuarenta días de media del proceso de marcado. Estos datos confirman las conclusiones obtenidas en experiencias anteriores en las que se alcanzaban porcentajes de retención del 60% en juveniles <15mm y porcentajes superiores al 80% en erizos ≥15mm. Se confirma que la técnica de marcaje es válida y eficaz en el marcaje de cientos de juveniles.

4.2. Actividad. Seguimiento de las repoblaciones. La evaluación del estado del recurso en nuestras costas llevado a cabo durante el Plan Jacumar 2006-2008 ha permitido conocer la situación de los bancos naturales y la catalogación de las zonas de repoblación (Álvarez, 2006, 2007). El estudio abordó la revisión cartográfica de 15 bancos de erizo de la zona occidental y 20 bancos correspondientes a la zona oriental y realizó un análisis comparativo con la situación de esos bancos en el año 1991 (de la Hoz et al., 1991). De entre los 15 bancos revisados en el 2006 en la zona occidental, 5 se consideraron desaparecidos por presentar únicamente pequeñas localizaciones de presencia de erizo. Las zonas seleccionadas deben poseer características importantes para el éxito de la liberación de los juveniles como la facilidad de acceso a las zonas repobladas, el sustrato favorable para el asentamiento de los juveniles y la proximidad a la localidad donde se obtuvieron los erizos de cultivo. Durante los años 2010-12 se realizaron repoblaciones con juveniles de erizo de mar obtenidos en criadero en bancos submareales e intermareales de la costa asturiana. Las primeras de ellas se realizaron con un elevado número de juveniles con la finalidad de recuperar bancos dañados o desaparecidos, mientras que la repoblación en el intermareal tuvo como objetivo el seguimiento del éxito de las repoblaciones.

4.2.1. Metodología. a) Submareal

Tras el estudio de las zonas susceptibles de ser repobladas y que reunieran las características deseadas en cuanto a accesibilidad y cercanía al centro se seleccionaron los bancos del S del Islote Orrio, del O del exterior del Puerto de Tapia y del SE del Bajo de las Agudas, Luarca. El estudio comparativo 1991-2006 de estos tres bancos mostró una total desaparición de la biomasa explotable registrada en 1991 (Tabla XX). Tabla XX. Estudio comparativo 1991-2006 de la superficie (m2), cobertura (%) y biomasa explotable (Kg) de los bancos de erizo del S del Islote Orrio, Tapia, del O del exterior del Puerto de Tapia y del SE del Bajo de las Agudas, Luarca.

SUR DEL ISLOTE ORRIO, TAPIA Superficie (m2) Cobertura (%) Biomasa explotable (Kg) 1991 10800 45 39502 2006 0 0 0

OESTE DEL EXTERIOR DEL PUERTO DE TAPIA, TAPIA Superficie (m2) Cobertura (%) Biomasa explotable (Kg) 1991 7940 65-80 21475 2006 0 0 0

SURESTE DEL BAJO DE LAS AGUDAS, LUARCA Superficie (m2) Cobertura (%) Biomasa explotable (Kg)

1991 6100 25 6641 2006 0 0 0

En la zona Sur del Islote Orrio y el Sureste del Bajo de Las Agudas se realizaron liberaciones a gran escala mientras que la zona exterior del Puerto de Tapia se utilizó como zona control. Para acometer las repoblaciones a gran escala en los bancos de erizo desaparecidos se seleccionaron juveniles obtenidos en criadero pertenecientes a diferentes cohortes que presentaban una talla entre 10-30mm. Para realizar el seguimiento de las repoblaciones se liberaron en la zona control zona control juveniles marcados a los que se les determinó, con un calibre, el diámetro (±0,01mm) del caparazón.

b) Intermareal Debido al difícil seguimiento del éxito de las repoblaciones en el submareal y de la dificultad y dependencia del estado de la mar para realizarlo, se optó por llevar a cabo una liberación de ejemplares marcados en el intermareal de la zona Este de la Isla del Faro, Tapia, próxima a bancos submareales desaparecidos. El 14 de noviembre de 2012 se liberaron en el intermareal de la zona Este de la Isla del Faro de Tapia 540 juveniles marcados. La liberación se realizó en nueve zonas del intermareal con una superficie de 0,25 m2 cada una en la que se liberaron 60 erizos pertenecientes a tres clases de talla: pequeña (P) 15>20 mm, mediana (M) 20>25 mm y grande (G) 30>35 mm. El diámetro y peso medio de los juveniles de las tres clases de talla se muestra en la Tabla XXI. Tabla XXI. Número de erizos, diámetro (mm±dt) y peso medio (g±dt) de las tres clases de talla: pequeña (P) 15>20 mm, mediana (M) 20>25 mm y grande (G) 30>35 mm.

TALLA P TALLA M TALLA G Número de erizos 180 180 180 Diámetro (mm) 18,53±1,06 23,41±1,31 33,70±1,56 Peso (g) 2,66±0,42 5,26±0,96 15,11±2,42

4.2.2. Resultados. a) Submareal

Durante el periodo 2010-2012 se liberaron 15.534 juveniles de erizo obtenidos en el criadero del Centro de Experimentación Pesquera (Castropol) repartidos en tres bancos de la costa asturiana que habían mermado su biomasa explotable hasta su práctica desaparición (Tabla XXII).

Tabla XXII. Número de juveniles de erizo liberados en cada uno de los tres bancos submareales con poblaciones mermadas.

S ISLOTE ORRIO O PUERTO TAPIA SE BAJO DE LAS AGUDAS Nº de erizos 8.938 926 5.670

TAPIA DE CASARIEGO 

O PUERTO DE TAPIA

S DEL ISLOTE ORRIO

Figura 20. Bancos Oeste del Puerto exterior de Tapia y Sur del Islote Orrio, Tapia.

En los años 2010 y 2011, las zonas seleccionadas para llevar a cabo la liberación de los juveniles de erizo fueron el Oeste exterior del Puerto y Sur del Islote Orrio en Tapia (Figura 20). En la zona Sur del Islote Orrio se realizaron dos liberaciones a gran escala de 4.888 y 4.050 juveniles de erizo con tallas comprendidas entre 10-30mm en 2010 y 2011, respectivamente.

BAJO DE LAS AGUDAS 

LUARCA 

Figura 21. Banco de erizo submareal del Bajo de las Agudas, Luarca.

Por su parte, la zona Oeste del Puerto de Tapia se utilizó como zona control para el seguimiento de las dos repoblaciones. En esta zona se liberaron en zonas balizadas 486 y 440 juveniles marcados con tallas medias de 22,3±1,7 y 20,0±1,0 mm, respectivamente. Una semana tras la primera liberación se realizó una inmersión en la zona control y se retiraron doce esqueletos de erizo y tres estrellas de mar, una de ellas con un erizo en la cara oral. En la segunda liberación se hizo un seguimiento a los 3 meses sin éxito. En el 2012 se liberó en el Bajo de las Agudas, Luarca (Figura 21), 5.670 juveniles de erizo con tallas comprendidas entre los 10-30 mm que se correspondían con una biomasa total de 17,760 Kg. A pesar de la falta de éxito en el seguimiento de las liberaciones de erizo en el submareal se continuó con las repoblaciones, siendo el objetivo último aumentar la producción y el valor de bancos de erizo desaparecidos en el litoral asturiano

b) Intermareal El 13 de diciembre, un mes tras la liberación de los juveniles en el intermareal y coincidiendo con el siguiente ciclo de mareas vivas, se realizó una inspección de tres zonas pertenecientes a cada una de las clases de talla en la zona más alta de la marea (Figura 22). En las zonas P y G no se recuperaron ejemplares marcados, mientras que en la zona M (20>25 mm) se recuperaron juveniles marcados con una talla media de 23,99±2,56 mm que representaron un 5% de asentamiento.

Figura 22. Este de la Isla del Faro, Tapia. Zona intermareal de liberación de juveniles con una de las réplicas de cada clase de talla. Detalle del momento de la repoblación.

En los próximos ciclos de mareas vivas se tiene previsto realizar muestreos en la zona intermareal para comprobar la capacidad de asentamiento de los juveniles y el éxito de la repoblación. 4.3. Conclusiones Línea Repoblación con juveniles de erizo obtenidos en criadero. El procedimiento de marcaje utilizado (Northwest Marine Technology) es rápido y de fácil aplicación y consigue tasas de retención superiores al 70%. El transporte realizado por carretera y en zodiac hasta los lugares de repoblación se dilató unos 30 minutos y no pareció afectar a los juveniles que no presentaron ninguna mortalidad y se mostraron activos una vez sumergidos en el agua. El seguimiento de los juveniles repoblados en el medio natural es extremadamente complicado y los primeros momentos tras la liberación parecen ser cruciales para el éxito del asentamiento. Las estrellas de mar se presentan como el principal depredador de los erizos.