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PROCEDIMIENTOS PARA LA TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS AL LABORATORIO.

Normas Generales:

Para la adecuada recolección, conservación y envío de muestras, es indispensable tener presente las

siguientes normas:

1. Toda muestra debe ser remitida con su historia clínica completa y perfectamente identificada.

2. Las muestras ideales se obtienen de animales vivos en distintos estadios de la enfermedad. Si es

necesaria la necropsia, ésta debe guardar un orden y metodología adecuadas; además, debe

realizarse al menor tiempo posible después de la muerte del animal (1 hora).

3. Las muestras para estudio bacteriológico deben tomarse antes de la administración de

medicamentos y empleando siempre material estéril.

4. Para evitar que la muestra se seque y lograr una adecuada conservación, en algunos casos es

necesario utilizar medios de transporte.

5. Para la recolección de cualquier otro tipo de muestra, utilizar material limpio y seco.

6. Los envases utilizados para el envío de muestras deben ser en lo posible irrompibles, herméticos

y de dimensiones adecuadas; el tiempo entre la obtención de la muestra y su llegada al

laboratorio no debería ser superior a 24 horas.

Identificación de las Muestras:

La identificación de las muestras es de primordial importancia para el laboratorio y deben estar

acompañadas de la siguiente información:

Nombre, dirección y teléfono (fax) del Médico Veterinario.

Nombre, dirección y teléfono (fax) del propietario.

Nombre de la explotación pecuaria.

Ubicación completa

Especie, raza, sexo y edad del animal.

Identificación o nombre del animal.

Número(#) de animales en la explotación.

Porcentaje de morbilidad y mortalidad.

Signos y síntomas.

Tiempo de evolución de la enfermedad.

Tratamiento efectuado.

Vacunas aplicadas (número y fecha).

En caso de necropsia, descripción de hallazgos macro.

Tipos de muestras, fecha y hora de la toma.

Sistema de conservación utilizado.

Observaciones.

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MANEJO DE MUESTRAS PARA BACTERIOLOGÍA

El éxito y valor final de examinar una muestra clínica en el laboratorio de bacteriología, depende

inicialmente del cuidado ejercido en la selección, recolección y envío de la muestra.

La muestra seleccionada debe ser la que sea más probable de contener el agente causal y se debe

hacer un esfuerzo para evitar su contaminación con organismos del medio ambiente.

Muestras para cultivo bacteriológico

Tejidos y órganos: En lo posible, su tamaño debe ser mínimo de 3 x 3 cm, colocadas en bolsas

individuales de polietileno u otros recipientes estériles. También es posible esterilizar los frascos o tubos

de ensayo, poniéndolos a hervir con sus tapas, por espacio de 30 minutos.

Porciones de intestino deben enviarse con los extremos atados o empacados individualmente.

Isopos: Son la forma preferida para enviar muestras de secreciones (nasal, faríngea, ocular, cutánea,

cervical, vaginal, etc.), exudados, contenido de abscesos, etc. introducidos en medio de transporte

adecuado (medios de transporte) y enviados en refrigeración.

Heces: Las muestras fecales deben ser recolectadas directamente del recto del animal para evitar

contaminación, puestas en un envase hermético y enviadas en refrigeración. Se debe evitar el envío de

excretas expuestas a medio ambiente.

En caso de animales grandes, la muestra puede ser enviada dentro del mismo guante plástico que se

utilice para su recolección.

Leche: Las muestras se deben recolectar asépticamente en envases estériles con tapa de rosca. Se

debe esperar resultados negativos si estas de toman durante el tratamiento. Las muestras se deber

refrigerar inmediatamente y enviadas al laboratorio lo antes posible.

Orina: Se utiliza un recipiente estéril; el sondeo vesical es la forma ideal para evitar la contaminación, en

su defecto, la micción espontánea es la técnica aconsejable. La muestra debe enviarse al laboratorio en

refrigeración.

Cerebro: Ponga la mitad del cerebro en una funda de polietileno y envíe al laboratorio en refrigeración.

Enfermedades que requieren consideraciones especiales:

Antrax (Carbón bacteridiano): Isopos con punta de algodón empapados con sangre de la lesión o de

sangre tomada de la vena superficial de la oreja son la muestra más aconsejada. En porcinos, los isopos

se aplicarán a los exudados y a la superficie del nódulo hemorrágico cortado. Se debe alertar al

laboratorio de la posibilidad de Antrax.

Pierna negra (Carbón sintomático), Edema maligno: Se debe mandar una muestra de tejido afectado

fresco, ya que otra especie de Clostridium que no es causa activa de la enfermedad, invade los tejidos

rápidamente desde el intestino del animal muerto. Es de mucha ayuda si se incluyen con la muestra, 2

placas portaobjetos con frotis del área afectada.

Metritis equina contagiosa: Isopos tomados del cérvix, uretra, fosa clitorial de la yegua y fosa uretral de

los caballos deben ser enviados al laboratorio en medio de transporte (Bacteriológico no entérico).

Enterotoxemia clostridial: Algunos gramos de contenido intestinal fresco o un segmento de intestino

lesionado atado por sus extremos deben ser enviados al laboratorio en refrigeración.

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Paratuberculosis (Enfermedad de Johne's): Una muestra fecal se toma del recto del animal (2 gr

aprox.) para ser enviada al laboratorio. El tejido preferido para el diagnóstico de la enfermedad es la

unión ileocecal y los nódulos linfáticos de la zona. No se debe usar refrigeración ni preservantes químicos

durante el envío de la muestra fecal, sin embargo, las muestras de tejido deber ser congeladas o

refrigeradas para su envío.

Micoplasmosis: Los micoplasmas son sensibles a temperaturas cálidas, consecuentemente los líquidos

corporales y tejidos deben ser congelados inmediatamente después de recolectados y enviados al

laboratorio en estas condiciones. Isopos secos no tienen ninguna utilidad.

Disentería porcina: Unos 15 cm de colon (espiral) del animal deben ser recolectados, refrigerados y

mantenidos a 4oC durante su transporte al laboratorio.

Campilobacteriosis (Vibriosis): Las muestras (lavados prepuciales, contenido estomacal fetal y moco

cervical) se deben recolectar de manera aséptica y ser enviadas al laboratorio inmediatamente en

condiciones de refrigeración. Alternativamente, las muestras pueden ser congeladas con hielo seco y

enviadas al laboratorio.

En porcinos deben tomarse 20 cm de íleon lesionado y enviarse al laboratorio en refrigeración lo más

rápido posible. El agente causal puede ser visualizado tiñendo un raspado de mucosa con coloración

alcohol-ácido-resistente modificada.

Brucelosis: Placenta, contenido estomacal de fetos abortados, nódulos linfáticos mamarios y leche son

las muestras requeridas para el aislamiento de la Brucella. Las muestras deben enviarse al laboratorio en

refrigeración.

Cultivos Micóticos:

Micosis superficiales: Raspados cutáneos del borde de una lesión activa y pelo son las muestras

preferidas para el aislamiento de dermatofitos. Deben ser enviados al laboratorio en un tubo estéril

tapado con algodón, un vial o sobre de celofán. Los hongos saprofíticos frecuentemente proliferan si las

muestras son enviadas en medio de cultivo.

Micosis profundas: Las muestras (Tejidos y órganos) deben ser enviadas en condiciones semejantes a

las de bacteriología.

Muestras de alimentos: Granos forrajeros, balanceados o cama deben ser enviados en bolsas de papel

al laboratorio, si existe demora para su envío debe refrigerarse.

Hemocultivo: En la mayoría de infecciones, tres a cuatro muestras de sangre (2 a 5 ml) tomadas en un

período de 24 horas, deben enviarse tanto para cultivo aerobio como anaerobio. El 90% de los cultivos

positivos se obtendrán con este número; animales con infección severa y bajo quimioterapia pueden

requerir más muestras. Estas deben ser recolectadas en botellas con 50 ml de medio de cultivo; en

animales pequeños 20 ml son suficientes.

Si la sangre se coloca inmediatamente en medio de cultivo no debe usarse anticoagulante; en caso

contrario, el uso de SPS en más recomendable (no se recomienda el uso de citrato y oxalato). Una vez

recolectada la muestra, debe ser inoculada en la botella e incubada a 37oC. Nunca refrigere la muestra

una vez inoculada en la botella.

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Cultivos anaerobios: La muestra es obtenida aspirando con una jeringa sin introducir aire en ésta; el

contenido de la jeringa es entonces transferido a un frasco con medio de transporte anaerobio.

Condiciones clínicas que sugieren una infección por anaerobios:

Exudados mal olientes, infecciones profundas causadas por la penetración de una mucosa o piel, tejido

necrótico, gangrena o formación de una pseudomembrana, gas en el tejido o exudado, endocarditis con

hemocultivo negativo, infección asociada con una condición maligna u otra enfermedad que produce

destrucción de tejido y afecta la circulación, heridas causadas por mordedura, abscesos o infecciones

que no responden a terapia con gentamicina u otros aminoglucósidos, pleuritis séptica, neumonía por

aspiración, fracturas asociadas con trauma grave de tejidos, infecciones asociadas con cirugías del

sistema gastrointestinal, procesos sépticos como el piometra.

Muestras adecuadas para cultivo anaerobio:

Líquidos corporales normalmente estériles (pleural, peritoneal, LCR, bilis, líquido articular), muestras

quirúrgicas de lugares normalmente estériles, muestras de abscesos y aspirados de heridas profundas,

aspirados trans-traqueales, sangre recolectada apropiadamente.

Muestras no adecuadas para cultivo anaerobio:

Saliva, muestras cervicales o vaginales, heces, Exudados traqueales, nasotraqueales y faríngeos,

efluentes de ileostomía y colestomía, piel y exudados de heridas superficiales, muestras de orina excepto

las obtenidas por punción.

Análisis de agua: Una muestra de agua (50 ml aprox) sin preservativos debe ser enviada al laboratorio

en un frasco estéril en condiciones de refrigeración.

EMPAQUE Y SISTEMA DE ENVÍO DE MUESTRAS

Considerando que las muestras biológicas son potencialmente infecciosas, se recomienda el transporte

de manera adecuada y responsable, para lo cual se deben seguir las siguientes recomendaciones

mínimas:

Como medio ideal de conservación, se utiliza la refrigeración con hielo natural, hielo seco o gel

refrigerante en fundas herméticas.

La totalidad de las muestras recolectadas deben enviarse utilizando un sistema de empaque de doble

caja:

La caja interna, preferentemente debe ser de un material aislante de temperatura externa, siendo las más

recomendadas las cajas de espumaflex (icopor) por su bajo peso y fácil manipulación.

Las muestras deberán ser enviadas en recipientes individuales y bien identificadas. Entre cada funda,

frasco o recipiente se coloca un material que amortigüe los golpes, mantenga fija las muestras y absorba

humedad; puede usarse también espumaflex para este fin.

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La información básica que acompaña las muestras se envía debidamente protegida, dentro de un sobre y

en funda plástica, entre la caja interna y la externa.

La caja externa se cierra de tal manera que todas las esquinas y/o tapas queden selladas con cinta

adhesiva (aumente la resistencia de la caja y garantiza el aislamiento de las muestras).

Si las condiciones lo permiten, envolver la caja externa con papel de empaque, sellar con cinta adhesiva

y colocar con letra grande y clara: !Manéjese con cuidado, Material biológico refrigerado!.

Igualmente, pero de manera menos relevante anotar la dirección del laboratorio.

MEDIOS DE TRANSPORTE

AMIES: Muestras para estudios bacteriológicos de: heridas, exudados y secreciones, isopos en general (

garganta, conjuntiva, nariz, oido, etc.)

AMIES con Carbón: Secreciones vaginales, hisopos de cervix, uretra, fosa clitorial de yeguas, fosa

uretral de caballos.

CARY-BLAIR: Muestras para estudios bacteriológicos de heces.

Tioglicolato sódico: Muestras para búsqueda de bacterias anaerobias .(Clostridium), tejidos necróticos,

gangrena o pseudomembranas.

Formol al 10%: Para conservación de huevos de parásitos de muestras que tardan más de 2 horas en

llegar al laboratorio.

Formol al 10% amortiguado: Para muestras de órganos y tejidos para estudio patológico.

RECIPIENTES SEGÚN TIPO DE MUESTRAS PARA CULTIVO

Sangre: En botella de hemocultivo / en tubo estéril con anticoagulante (SPS)

Otros (LCR, articulares, pleurales, etc): En tubo estéril / en medio de cultivo (BHI Caldo) / en jeringa

estéril con aguja sellada (caucho o corcho)

Orina: Frasco estéril en refrigeración

Leche: Tubo estéril en refrigeración

Tejidos y órganos: Frasco estéril en refrigeración / solución estéril de glicerina al 50% en solución salina

Coprocultivos: Isopo de heces en recipiente (tubo) con medio de CARY-BLAIR.

TÉCNICAS PARA LA RECOLECCIÓN DE LECHE

Para Estudio Bacteriológico:

Lavar, enjuagar y secar la ubre,

Con una solución de alcohol al 70% desinfectarse las manos,

Con la misma solución y utilizando algodón desinfectar los pezones. Dejar secar (2 min),

Ordeñar recogiendo 3 ml aproximadamente, en un recipiente estéril sin tocar los bordes, tomando

proporcionalmente de todos los cuartos,

En casos de que la infección esté plenamente localizada en uno de los cuartos, o se requiera localizar el

cuarto afectado, siguiendo las mismas recomendaciones, tomar 2 a 3 ml de leche del cuarto afectado, o

de cada uno por separado,

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Identificar las muestras correctamente y mantenerlas refrigeradas hasta su llegada al laboratorio.

Para prueba de Ring-Test:

En un tubo de ensayo de 14x100mm con 0,5 ml de formalina al 10% tomar un volumen de 1 a 3 ml de

leche homogéneamente mezclada, de acuerdo con las siguiente indicación de Número de animales

ordeñados:

No. animales de 2 o más años Volumen de leche

< 200 1 ml

201 - 500 2 ml

501 - 900 3 ml

Si hay más de 900 cabezas, se recomienda dividir el rebaño en grupos menores para recoger la muestra.

Identificar la muestra correctamente y mantenerla refrigerada hasta su llegada al laboratorio.

Técnica de campo para mastitis (CMT):

La llamada prueba de California Mastitis Test (CMT), es un método de simple aplicación en el campo que

permite cuantificar la situación sanitaria del hato con respecto a la mastitis sub-clínica.

Reactivos:

Detergente aniónico + Azul de Bromocresol.

Procedimiento:

Lavar, enjuagar y secar la ubre,

Con una solución de alcohol al 70% desinfectarse las manos.

Con la misma solución y utilizando algodón desinfectar los pezones, dejar secar (2 min),

Extraer de cada cuarto 3 ml de leche aprox. depositándola en cada una de las copas de la paleta,

Añadir igual volumen de reactivo en cada una de las copas,

Mezclar durante 2 min. mediante una ligera rotación circular de la paleta mantenida en posición

horizontal.

Resultados:

Los resultados de la prueba que son aplicables a muestras individuales o muestras a granel de distintas

vacas, se interpretan de la siguiente manera:

Trazas Forma un ligero precipitado que se disuelve mezclándola

1+ Forma gel mucoso

2+ El gel es denso y floculento

3+ El gel es viscoso y pegajoso.

Interpretación:

- En los primeros chorros de leche procedentes de una sola vaca, una reacción 1+ se debe clasificar

como sospechosa, mientras que 2+ o más indican mastitis.

- Una reacción 1+ con leche a granel procedente de un rebaño, sugiere que por lo menos el 20% de las

vacas lactantes tienen mastitis, o que un gran porcentaje de ellas están cerca al final de su lactancia.

- Observaciones recientes sugieren que los resultados más seguros se obtienen cuando la prueba se

lleva a cabo con leche extraída 3-5 horas después del ordeño normal.

Las reacciones que se observan con la CMT con relación al número de células somáticas es como sigue:

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1+ 40.000 - 1'500.000 células/ml

2+ 1'500.000 - 5'000.000 células/ml

3+ > 5'000.000 células/ml.

TÉCNICA PARA RECOLECCIÓN DE HERIDAS ABIERTAS Y EXUDADOS

En heridas abiertas, lo mismo que en exudados y raspados de garganta, los isopos de algodón

previamente esterilizados, son los que ofrecen las mayores ventajas.

En casos de heridas y exudados en contacto con las partes muy sucias del animal, se debe previamente

lavar y secar la zona.

Con un isopo estéril, raspar la zona afectada evitando el contacto con cualquier otra parte, introducir

dentro de un tubo estéril con 3 ml de medio de transporte no entérico, o a su vez utilizar culturetes para

su transporte.

Mezclar adecuadamente la muestra con el medio de transporte y romper el mango del isopo que ha

estado en contacto con las manos.

Tapar el tubo evitando contaminar su interior.

Identificar y enviar al laboratorio en refrigeración, si la muestra tardara más de 2 horas en llegar al

laboratorio.

TÉCNICAS PARA RECOLECCIÓN DE ABSCESOS, EDEMAS Y LÍQUIDO ARTICULAR

Para obtener este tipo de muestras, está indicada la punción con aguja fina.

Lavar, desinfectar y depilar el sitio de la punción.

Introducir la aguja en forma perpendicular a la zona de punción y a la profundidad necesaria de acuerdo

al caso. Recuerde utilizar material estéril.

Aspirar la muestra hasta obtener una cantidad suficiente (1 a 2 ml). Cuando la muestra no puede ser

aspirada por lo denso del material, se puede inyectar en el sitio, solución salina estéril.

Pasar la muestra a un tubo estéril o bien sellar la punta de la aguja con corcho o tapón de caucho.

Identificar y enviar al laboratorio en refrigeración si la muestra se tardara más de 2 horas en llegar al

laboratorio.

TÉCNICA PARA RECOLECCIÓN DE ORGANOS Y TEJIDOS

La recolección se realiza con asepsia y máximo una hora después de la muerte del animal.

Evitando tocar el lugar de la lesión a muestrear, cortar trozos de tejido u órgano afectado de un grosor no

menor de 3x3 cm.

Para evitar la contaminación y sangrado, sin tocar el sitio de la lesión, sellar la muestra flameándola

directamente o utilizando una espátula previamente flameada.

Depositar la muestra en un frasco estéril individual de boca ancha.

Identificar y enviar al laboratorio en refrigeración.

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TÉCNICA PARA RECOLECCIÓN DE EXUDADO PREPUCIAL

La obtención de este tipo de muestras es importante para el diagnóstico de las enfermedades infecciosas

que afectan el sistema reproductor del macho.

Depilar, lavar con agua y jabón toda el área externa, verificando que el orificio externo del prepucio se

mantenga seco.

Introducir una pipeta de plástico conectada a una jeringa que contenga 30 ml de solución salina estéril,

masajear de abajo hacia arriba por espacio de 5 a 15 minutos.

Atar el orificio externo del prepucio con una liga de caucho y aspirar el lavado al interior de la jeringa.

Pasar la muestra a un tubo estéril o bien sellar la jeringa con corcho o tapón de caucho.

Identificar y enviar al laboratorio en refrigeración si la muestra se tardara más de 2 horas en llegar al

laboratorio.

TÉCNICA PARA RECOLECCIÓN DE SEMEN

Cuando se sospecha de problemas de infertilidad en el macho es importante realizar un análisis de

semen.

Existen tres procedimientos para la obtención del semen: El uso del electroeyaculador, la estimulación de

órganos sexuales y la vagina artificial.

La estimulación manual de los órganos genitales, es la metodología recomendada para la obtención del

semen.

Este procedimiento se realiza mediante palpación rectal estimulando la próstata, las vesículas seminales

y la raíz del pene.

Los frascos o tubos utilizados para la recolección deben estar esterilizados y no contener ningún

preservante.

Las muestras se conservan en refrigeración y deben ser procesadas lo más pronto posible (2 horas).

TÉCNICA PARA RECOLECCIÓN DE FETO Y PLACENTA

La recolección de este tipo de muestras es importante en los casos de aborto, para investigación de

brucelosis, leptospirosis, listeriosis, vibriosis, etc.

Placenta:

El procedimiento es similar al utilizado para la recolección de órganos.

Utilizando guante protector, tomar porciones frescas que se encuentren dentro de la vagina.

Colocarlas en un frasco estéril de boca ancha.

Identificar y enviar al laboratorio en refrigeración.

Una muestra de sangre de la madre es útil, sobre todo si se sospecha de brucelosis o leptospirosis, para

las respectivas pruebas serológicas.

Feto:

Utilizando guante protector límpiese de suciedad, estiércol y paja.

Colóquese el feto completo en un recipiente adecuado (bolsa de polietileno)

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Envíese al laboratorio en refrigeración. Si se sospecha de infección micótica es importante incluir una

muestra de líquido abomasal, tomada de la misma forma como se recolectan abscesos o líquidos

articulares paro enviando la muestra sin refrigerar. Se debe además recoger una muestra mediante

raspado cutáneo del feto, como se describe a continuación:

Lavar la zona con agua y jabón.

Desinfectar con alcohol al 70%.

Dejar secar por 2 min. al ambiente.

Con una hoja de bisturí, o una placa portaobjetos, raspar la zona afectada.

Si hubieren pelos afectados, éstos también deben arrancarse desde su raíz, con la ayuda de pinzas.

Enviar la muestra al laboratorio (en caja de petri, sobres de papel o entre dos placas portaobjetos). Sin

refrigerar.

TÉCNICA PARA RECOLECCIÓN DE SECRECIÓN VAGINAL

Las infecciones uterinas (Piometra, Endometritis), así como las infecciones localizadas, se manifiestan

con la presencia de secreción.

Introducir en el canal vaginal un espéculo estéril.

Con un isopo estéril, realizar barrido del contenido o secreción vaginal.

Mezclar la muestra con el medio de transporte adecuado y romper el mango del isopo para eliminar la

parte que ha estado en contacto con la mano.

Identificar y enviar la muestra al laboratorio.

TÉCNICAS PARA RECOLECCIÓN DE MUESTRAS DE SANGRE

Para la colección de sangre debe tenerse en cuenta el sitio de punción y el calibre de la aguja a utilizar

para cada especie (punción y calibre).

Consideraciones generales para la toma de muestras de sangre:

Evitar colocar el visel de la aguja hacia abajo pues imposibilita el paso de sangre.

No usar agujas húmedas ya que se hemolizan los glóbulos rojos.

Evitar usar el anticoagulante en solución pues se diluye la sangre.

El no retirar la aguja de la jeringa antes de llenar el tubo donde se depositará la sangre, provoca la

ruptura de los glóbulos rojos (hemólisis).

El no mezclar en forma homogénea la sangre con el anticoagulante, ocasiona la formación de coágulos.

Para la extracción de sangre puede utilizarse el sistema de tubos al vacío (tipo vacutainer), que

presentan mayor facilidad de uso y garantía en cuanto a la asepsia y preservación de las muestras; este

sistema manejado en forma adecuada presenta un menor riesgo de hemólisis de las muestras, con

respecto al sistema de extracción con jeringa.

Para exámenes hematológicos (Conteo celular, hemoglobina, hematocrito, etc.):

Localizar la vena (ligar si es necesario).

Desinfectar con solución de alcohol al 70% (Savlón 1%).

Dejar secar la piel (2 min.)

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Evitando volver a tocar la zona, puncionar con aguja y jeringa estériles (punción y calibre).

Extraer 5 ml de sangre, retirar la aguja y pasarla a un tubo que contenga una solución anticoagulante de

EDTA. (o vacutainer tapa lila).

Mezclar invirtiendo y revirtiendo el tubo (5-7 veces) hasta homogenizar la sangre.

Si es posible realiza frotis por duplicado.

Identificar y enviar la muestra refrigerada (si el tiempo de llegada al laboratorio es mayor de 2 horas).

Frotis sanguíneo:

Identificar las placas portaobjetos, con el número de la muestra.

Mezcle la sangre invirtiendo y revirtiendo el tubo por 5 a 7 veces.

Colocar una pequeña gota de sangre (0.02 ml aprox.) en un extremo de la placa portaobjetos.

Con otra placa portaobjetos de bordes lisos(esmerilada) y formando un ángulo de 35 o extender la gota

en su borde y con un movimiento continuo hacia adelante realizar la extensión (frotis). Las esquinas de

esta placa deben estar cortadas, de manera que el borde que obra la extensión sea algo menor que le

ancho del portaobjeto en que se extiende la sangre.

Dejar secar al medio ambiente (2 min.) y guardar evitando que la superficie del frotis se deteriore.

Para estudio químico o serológico:

Tomar la muestra de sangre (10 a 15 ml) y pasarla a un tubo limpio, seco y sin anticoagulante (no utilizar

envases plásticos), teniendo cuidado de dejar deslizar la sangre lentamente por la pared del tubo,

retirando previamente la aguja.

Sin moverlo, dejar el tubo a temperatura ambiente en un ángulo de 30 ºC o hasta que se forme el coagulo

(30 min.).

Si no es posible separar el suero, identificar y llevar al laboratorio en un tiempo no mayor a 2 horas.

Si el tiempo de llegada al laboratorio fuere mayor de 2 horas, separar el suero de la siguiente manera:

Remover el coagulo utilizando el mango de un escobillón de algodón por el borde del tubo, hasta por lo

menos la mitad de la muestra obtenida.

Hacer girar el mango del escobillón de manera circular por el borde del tubo.

Centrifugar y separar el suero (2.500 rpm por 10 min.)

Pasar los sueros a tubos previamente identificados y enviar al laboratorio en refrigeración si la muestra se

tarda más de 2 horas en llegar al laboratorio.

Para estudio bacteriológico:

Tomar la muestra de sangre (5 a 10 ml) y colocarla en un tubo con anticoagulante; se prefiere el

polyanetosulfonato de sodio (SPS) al 0,05 - 0,25%. El oxalato, citrato y EDTA no se recomiendan por

inhibir el crecimiento de microorganismos(*)

Identificar y enviar al laboratorio.

(*) Si se posee botella de hemocultivo, recolectar la sangre directamente en esta. Todos los

procedimientos mencionados deben realizarse de manera aséptica y enviarse evitando contaminar la

muestra.

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Para pruebas de coagulación (TP,TTP):

Tomar 5 ml de sangre y pasarla a un tubo que contiene citrato como anticoagulante (vacutainer tapa

celeste).

Identificar y llevar la muestra al laboratorio inmediatamente.

CUADRO DE PUNCIÓN Y CALIBRE DE AGUJA

Especie Sitio de punción Calibre/Longitud (pulgadas)

EQUINO V. Yugular. 14-18 / 2.5-3.0

BOVINO V. Yugular, coxígea, 14-18 / 2.5-3.0

ventral o subcutánea, abdominal.

OVINO V. Yugular. 16-18 / 2.5-3.0

CAPRINO V. Yugular. 16-18 / 2.5-3.0

PORCINO V. Cava anterior, auricular externa. 19-21 / 1.5-4.0

AVE Cardíaca, V. Radial. 21-27 / 1.0

HAMSTER Cardíaca, Seno retroorbitario. 22-25 / 1.5

CANINO V. Cefálica. safena. 20-22 / 1.5

FELINO V. Cefálica, safena. 20-22 / 1.0

CONEJO Cardíaca, V. Yugular, auricular. 19-23 / 2.0

CUYES Cardíaca, seno retroorbitario. 22-25 / 2.5

TÉCNICAS PARA TOMA DE MUESTRAS DE TEJIDOS (HISTOPATOLOGÍA)

Al cortar, las muestras deben contener una parte del tejido afectado junto a otra de aspecto normal.

El grosor de la muestra depende del tejido, pero por lo general no debe ser mayor de 0.5 cm.

Colocar la muestra en un frasco que contenga formol al 10% amortiguado a un pH de 7.2 y en un

volumen no menor a 10 veces el tamaño de la muestra.

Los recipientes para las muestras deben ser de boca ancha para que puedan salir íntegras y fácilmente.

Las muestras para estudio histológico nunca deben congelarse.

TÉCNICAS PARA LA RECOLECCIÓN DE ORINA

Los análisis de orina son de gran ayuda para el diagnóstico, tanto de enfermedades generalizadas

(septicemias), como de enfermedades localizadas en el tracto genitourinario (pielonefritis, candidiasis,

tricomoniasis, etc)

Existen dos métodos utilizados para la recolección de orina:

Durante la micción espontánea:

Esta técnica es aplicable solamente para los machos (método de Beson).

Atar una bolsa, de hule o caucho, limpia y estéril si es para análisis bacteriológico, de manera que su

abertura coincida con el orificio uretral. El sistema cuenta con una correa mediante la cual se sujeta y

mantiene fijo.

Después de la micción, pasar la muestra a un recipiente limpio y estéril.

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Identificar y enviar al laboratorio inmediatamente en condiciones de refrigeración.

En caso de pequeñas especies (perros y gatos):

Ejercer presión sobre la vejiga urinaria.

recoger por lo menos 15 ml de orina en un recipiente estéril.

Identificar y enviar al laboratorio en refrigeración.

Sondeo Vesical:

Es método recomendado para obtener muestras de mayor pureza aplicable principalmente en hembras

de la mayoría de las especies.

Para evitar infecciones post-muestreo, debe sondearse al animal sin causarle dolor por acción traumática.

Todo el proceso debe realizarse en condiciones de esterilidad.

La técnica de una persona capacitada en el manejo del animal.

TÉCNICAS PARA LA RECOLECCIÓN DE MUESTRAS DE ECTOPARÁSITOS

Garrapatas:

Se toma el cuerpo de la garrapata con los dedos índice y pulgar procurando llevar la uña del pulgar hasta

el aparato de fijación de la garrapata.

Ejercer ligeras presiones y pequeños movimientos en todos los sentidos hasta que la garrapata se

desprenda (se puede utilizar una pinza de disección).

Colocar las garrapatas recolectadas en un frasco con alcohol al 70%.

Rotular y enviar al laboratorio para su identificación.

Para prueba de resistencia a acaricidas:

Tomar entre 20 a 50 garrapatas adultas de diferentes animales en la hacienda.

Sellar bien el envase, rotular y enviar al laboratorio.

Es indispensables no haber aplicado acaricidas en las 3 semanas previas a la toma de la muestra.

Acaros:

Método del portaobjeto:

Utilizando una gasa embebida en glicerina y sostenida por una pinza, limpiar la zona, separando las

costras poco adheridas y las escamas que se encuentren sobre o al rededor de la lesión que se va a

investigar.

Colocar una gota de glicerina o aceite mineral sobre un portaobjeto.

Hecer un doblez en la piel del animal a nivel del área sospechosa.

Con la hoja de un bisturí raspar la parte superior del doblez varias veces hasta lograr algo de sangrado

en la zona.

Transferir el material raspado a la gota de aceite o glicerina colocada sobre el portaobjeto.

Colocar una laminilla (cubreobjeto) sobre el material a observar, y enviar al laboratorio.

Tomar en cuenta que los raspados deben hacerse cerca de los bordes de las lesiones activas, evitando

incluir costras secas, pelos o lana.

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TÉCNICAS PARA LA RECOLECCIÓN DE MUESTRAS PARA VIROLOGÍA

El diagnóstico de las enfermedades virales en términos generales, puede requerir de suero, exudados

(enfermedades vesiculares) y tejidos con el fin de llevar a cabo pruebas serológicas, aislamiento del virus

y estudios estructurales.

Las muestras deben ser frescas, tomadas con asepsia, de preferencia durante el período agudo de la

enfermedad y no debe añadírseles fijadores o antisépticos. Si se demora su llegada al laboratorio, se

deben enviar refrigeradas o congeladas.

Cuando se sospeche de una enfermedad viral, el diagnóstico serológico se comprueba tomando dos

muestras de los mismos animales (sueros pareados) durante el período agudo del brote y tres semanas

después. El resultado positivo(+) con una sola muestra de suero tiene un valor diagnóstico muy limitado.

Muestras de tejidos para el diagnóstico de algunas enfermedades por el método de

inmunofluorescencia directa:

De acuerdo con el diagnóstico presuntivo se pueden tomar muestras de diferentes órganos (con tamaño

no mayor de 3x3 cm) y enviarlos al laboratorio en fundas plásticas identificadas y congeladas:

Enfermedad Muestra requerida

Bovinos

Rinotraqueítis Infecciosa Bovina (IBR) Tráquea, pulmón, Fetal: pulmón,

hígado, riñón y placenta.

Diarrea Viral Bovina (BVD) Pulmón, ganglio linfático, bazo,

abomaso. Fetal: Pulmón, riñón,

hígado y placenta.

Parainfluenza-3 (PI3) Pulmón.

Virus Corona Intestino grueso, colon espiral.

Parvovirus bovino (BPV) Intestino.

Virus Sincitial Respiratorio Bovino (BRSV) Pulmón, tráquea.